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1
INTRODUCTION
Les parasitoses intestinales touchent surtout l’enfant et exposent ce dernier
à une morbidité et une mortalité très élevées. Le diagnostic de ces parasitoses
exige donc un examen parasitologique des selles bien codifié aussi bien sur le
plan technique que sur le choix de la méthodologie appliquée.
Selon la nomenclature des actes de biologie médicale, un examen
parasitologique des selles doit comprendre un examen direct plus deux
techniques d’enrichissement, une standard concentrant toutes les formes
parasitaires (forme végétative ; kyste ; œuf et larve) et l’autre spécifique pour la
concentration des œufs. Le recours à d’autres techniques de concentrations
comme celles utilisées en cas des ankylostomose ne sera justifié que par la
présence des signes cliniques et épidémiologiques évoquant ce type de
parasitose.
Le but de ce travail, est de réaliser une étude prospective dans le domaine
du diagnostic des parasites intestinaux chez l’enfant hospitalisé à l’hôpital
d’enfants de Rabat et de comparer les différentes techniques d’enrichissement
ayant servi pour ce type de diagnostic afin de tirer des conclusions qu’en au
choix de la technique la plus rentable et la plus efficace.
2
HISTORIQUE [1]
La véritable révolution de la coprologie parasitaire est sans doute liée à la
construction du premier microscope par le naturaliste hollandais
LEUWENHOEK. Ainsi, et parallèlement aux progrès acquis dans le domaine de
la microbiologie, la coprologie se développa par la découverte successive des
différents œufs et kystes de parasites.
C’est sous l’impulsion de grands cliniciens, comme à Paris, LETULLE et à
Lyon, GARIN, que l’examen des selles devient enfin une pratique courante.
Seul l’examen direct était alors pratiqué. Les possibilités très limitées de ce
procédé firent rapidement recherche des techniques de meilleure efficacité.
Le but était de rassembler sous la lamelle, le plus grand nombre de
parasites possible tout en la débarrassant des résidus alimentaires non digérés.
L’idée de l’enrichissement était alors née.
La première technique qui apparut a été mise en œuvre en Amérique par
STILLES, elle ne constituait en fait qu’une application particulière des
techniques de concentration jusqu’alors utilisées en micrographie générale.
La multiplicité des techniques apparues dans les années suivantes et sans
doute liée aux programmes de lutte contre l’Ankylostomiase entrepris à ce
moment au sud de l’Union sous l’égide de la fondation Rockefeller.
En Europe, la première publication revient à TELEMANN en 1908. Sa
méthode consistait à triturer la selle avec un mélange à volumes égaux d’acide
chlorhydrique et d’éther puis à centrifuger l’emulsion.Originale par son
mécanisme, cette méthode a néanmoins été l’objet de nombreuses critiques.
3
Les nombreuses techniques apparues dans les années suivantes se sont
données pour objectif de pallier aux nombreux inconvénients de l’acide
chlorhydrique :
-MIYAGAWA en 1913 : usage de Hcl à 50%.
-LANGERON en 1925 : usage de Hcl à 50%.
-ROBIN en 1925 : Hcl à 25%.
-LOUGHLIN et STOLL en 1916 : Hcl à 25%.
-CARLES et BARTHELEMY en 1916 : acide citrique à 12%.
-RODENHUIS en 1921 : acide acétique à 6,6%.
-DERIVAS en 1928 : acide acétique à 5%.
-THEBAULT en 1930 : acide trichloracétique à 1%.
Les années suivantes ont vu la naissance de nombreuses autres techniques
qui sont, pour la plupart, dérivées de la fameuse méthode de TELEMANN.
Ces dernières décennies, on a assisté à une tendance nouvelle avec les
travaux de MANSOER et LARMANN (1959), de RITCHIE et collaborateurs
(1960), qui essayent de dégager l’influence d’un certain nombre de facteurs sur
la concentration parasitaire.
En 1962, BAILENGER émet la théorie diphasique. Il énonce : le principe
responsable de la concentration parasitaire réalisée par la méthode de
TELEMANN et par celles qui en dérivent, réside dans la mise en présence de
deux phases non miscibles, l’une aqueuse, l’autre éthérée qui permettent la
réalisation d’un coefficient de partage dont la valeur est conditionnée pour
chaque élément fécal par sa balance hydrophile-lipophile.
4
PREMIERE PARTIE :
RAPPEL DE LA PHYSIOLOGIE DE LA
DIGESTION
5
INTRODUCTION :
Pour bien interpréter un examen macro ou microscopique des selles, il faut
comprendre les mécanismes complexes de la digestion qui permettent l’équilibre
du milieu intestinal.
Il est aussi nécessaire de bien intégrer la notion que l’intérieur du tube
digestif est en continuité avec le milieu extérieur et que, par conséquent,la
muqueuse digestive est en continuité avec la peau et sert,comme la peau,de lieu
d’échanges entre l’organisme et le monde qui nous entoure.
Ainsi donc un parasito-coprologiste devra exercer son métier en ayant
suffisamment de notions médico-physiologiques pour réorienter éventuellement
le malade qui lui aura été confié vers d’autres explorations cliniques.
I- DIGESTION ET ABSORPTION DES GLUCIDES [2]
:
Les glucides représentent environ 50 % de la ration calorique quotidienne
de l’adulte (200 à 300 g/j), essentiellement sous forme d’amidon (55 à 65 %) et
de saccharose (20 à 30 %), auxquels s’ajoutent d’autres disaccharides (lactose,
maltose) et des quantités faibles de monosaccharides (fructose, glucose).
L’amidon et les disaccharides peuvent être hydrolysés dans l’intestin grêle et
absorbés ensuite par l’entérocyte sous forme de monosaccharides. D’autres
structures glucidiques, présentes dans les produits végétaux, telles que la
cellulose (polymère de glucose avec liaisons b1-4), les hémicelluloses
(arabinose, xylose, mannose), les matières pectiques (polymère d’acide
galacturonique), ne peuvent pas être hydrolysées dans l’intestin grêle et sont
dégradées dans le côlon par des enzymes de la flore bactérienne.
6
L’hydrolyse de l’amidon débute dans l’estomac sous l’effet de l’amylase
salivaire qui devient inactive en pH acide. Elle se poursuit au niveau du
duodénum et du jéjunum proximal grâce à l’amylase pancréatique.
II-DIGESTION ET ABSORPTION DES PROTIDES[2]
:
Comme pour les glucides, l’assimilation des protides nécessite une
digestion préalable des protéines dans la lumière intestinale, aboutissant à des
produits de petite taille absorbables par l’entérocyte. La ration quotidienne de
protéines alimentaires varie de 70 à 100 g chez l’adulte. Les protéines
endogènes correspondent aux enzymes et aux glycoprotéines des sécrétions
salivaires, gastriques, pancréatiques, intestinales et biliaires (35 g/j), ou
proviennent de la desquamation cellulaire intestinale (30 g/j). Cette source
endogène représente 30 à 60 % de la masse protéique qui entre dans la lumière
intestinale. La perte protéique fécale étant de 9 à 12 g/j de protéines, on peut
considérer que 85 à 90 % des protéines intraluminales sont absorbées dans
l’intestin grêle.
III-DIGESTION ET ABSORPTION DES LIPIDES [2]
:
Les lipides correspondent à environ 50 % de la ration calorique (160 g/j) et
les triglycérides représentent 90 % des calories lipidiques.
Les phospholipides, composés essentiellement de phosphatidylcholine, sont
surtout d’origine biliaire (10 à 20 g/j entrant dans l’intestin grêle) ou proviennent
de l’alimentation (1 à 2 g/j). Le cholestérol provient de la bile (1 à 2 g/j) ou est
d’origine alimentaire (0,5 à 1 g/j). Le reste des lipides intraluminaux, d’origine
7
endogène, correspond aux sels biliaires (30 g/j), aux cellules desquamées et aux
bactéries détruites (12 à 16 g/j de lipides membranaires).
Le caractère hydrophobe des molécules lipidiques nécessite leur
transformation physicochimique en plusieurs étapes avant qu’elles soient
soumises à l’action des enzymes hydrophiles dans la lumière intestinale et dans
la bordure en brosse.
8
DEUXIEME PARATIE : LES PARASITES
INTESTINAUX
9
I-les protozoaires intestinaux :
A .Les amibes :
L'intestin de l'Homme peut héberger diverses espèces d'amibes. Certaines
sont de simples commensales, non pathogènes. D'autres, comme Dientamoeba
fragilis ont été parfois rendues responsables de troubles intestinaux mineurs.
Une seule espèce : Entamoeba histolytica, possède, du fait de son action
nécrosante sur les cellules, un pouvoir pathogène certain et est seule responsable
de l'affection connue sous le nom d'amibiase (OMS 1968)
1-Amibe pathogène : Entamoeba histolytica [3, 4, 5, 6, 7]
L’amibiase est une protozoose due à Entamoeba histolytica. Primitivement
intestinale, elle migre secondairement dans divers organes, notamment le foie.
Elle regroupe des formes asymptomatiques : Amibiase infestation qui est la plus
fréquente et des formes symptomatiques intestinales ou extra-intestinales :
Amibiase maladie.
1-1.Epidémiologie :
L’amibiase est une maladie cosmopolite et l’OMS estime à 10 la
population mondiale infectée, avec une prédilection pour les zones tropicales.
Maladie liée au péril fécal et donc en relation stricte avec une mauvaise hygiène
fécale. Elle est le plus souvent bénigne mais peut être grave voire mortelle.
10
Parasite :
C’est un protozoaire rhizopode. On distingue trois formes morphologiques :
deux formes végétatives mobiles et une forme kystique immobile :
-Formes végétatives : la forme histolytica mesure 12 à 40 μm qui est
hématophage et la forme minuta est plus petite mesurant 10 à 20 μm de diamètre
qui n’est jamais hématophage. Le noyau, bien visible après coloration, possède
un caryosome central et une chromatine périphériquefine et régulièrement
disposée. Le cytoplasme, hyalin en périphérie, finement granuleux au centre,
contient des vacuoles digestives. Dans la forme histolytica, ces vacuoles peuvent
contenir des hématies.
-Forme kystique : le kyste est arrondi mesurant 12 à 16 μm de diamètre
entouré d’une double coque et peut contenir un ou plusieurs corps chromatoïde
ou sidérophiles. Les kystes jeunes contiennent un, deux ou trois noyaux alors
que les kystes matures contiennent quatre noyaux.
Cycle évolutif : figure 1
Seul l’Homme est réservoire de parasites. L’infestation est due aux formes
de résistance du parasite : les kystes, éliminés dans les matières fécales.
a- Cycle non pathogène :
Ingéré avec l'eau ou la nourriture souillée, le kyste infestant à quatre
noyaux perd, au niveau de l'intestin grêle, la coque qui le protégeait et qui est
lysée par les enzymes digestives. Une division nucléaire donne naissance à huit
amibes, ou amoebules, qui se transforment au niveau du côlon en formes
végétatives, ou trophozoïtes, non pathogènes, appelées formes minuta. Leur
habitat est la lumière intestinale où elles se comportent comme de simples
11
commensaux pour l'Homme chez lequel elles vivent en association avec les
bactéries du tractus digestif dont le rôle apparaît comme capital pour la
persistance de l'infestation.
Ce cycle, au cours duquel à aucun moment il n'y a attaque de la muqueuse
intestinale, est celui qui se déroule chez les malades en période de rémission et
chez les porteurs sains dont le rôle est capital dans la dissémination du parasite.
Figure 1 : cycle d’Entamoeba histolytica. [3]
12
b- Acquisition du pouvoir pathogène :
Sous l’influence de facteurs divers tenant à l’hôte et au parasite, la forme
végétative minuta grossit et se transforme en forme histolytica hématophage qui
pénètre dans la sous muqueuse colique, y exerce son action nécrotique
entraînant des ulcérations de la paroi colique qui se surinfectent rapidement. De
là elles peuvent même essaimer par voie sanguine dans d’autres organes foie
notamment et y continuer à exercer leur action destructrice. Très vivaces, ces
formes histolytica se multiplient activement mais sont incapables de s’enkyster.
Pour se faire elles doivent revenir à la forme minuta.
Il existe des souches non pathogènes de Entamoeba histolytica qui seraient
en fait l’espèce Entamoeba dispar Brumpt (1925). Ces deux espèces d’amibes
sont morphologiquement identiques mais présentant des différences génétiques
et des particularités biologiques.
1-2.Symptomatologie clinique :
Amibiase intestinale :
a-Amibiase intestinale aigue ou dysenterie amibienne :
Cette forme rare, en zone tempérée, où elle ne s'observe guère que chez les
voyageurs, sévit avec une fréquence variable dans les pays tropicaux d'endémie.
Elle est liée à la présence dans la paroi colique des formes histolytica qui y
creusent des ulcérations plus étendues en profondeur qu'en surface, réalisant le
classique aspect d'abcès « en bouton de chemise ». D'apparition souvent brutale
le syndrome dysentérique typique associe :
13
-des selles nombreuses (10 à 15 par jour), qui deviennent rapidement
afécales, faites uniquement de glaires et de sang : c'est le « crachat rectal » ;
-des épreintes, douleurs coliques traçantes, suivant le cadre colique du
caecum au sigmoïde, se terminant par une impérieuse envie d'aller à la selle ;
-du ténesme, contracture douloureuse du sphincter anal.
b- Amoebome :
Très rare, l'amoebome est une tumeur inflammatoire du côlon, se
développant parfois longtemps après une amibiase aiguë, mais aussi de façon
inaugurale.
c- Colite chronique post-amibienne :
C'est l'ensemble des manifestations séquellaires consécutives à des crises
répétées d'amibiase aiguë qui apparaît à la longue et persiste alors que bien
souvent les amibes ont disparu, ce qui explique la difficulté d'attribuer à la
parasitose la responsabilité des troubles.
Amibiase extra-intestinale :
Elle apparaît comme une complication de l'amibiase intestinale avec
essaimage des formes histolytica en divers points de l'organisme.
14
1-3.Diagnostic :
Diagnostic d’une amibiase intestinale :
a-Examen parasitologique des selles (EPS) :
On prélève la partie glairo-sanglante des selles si elle existe ou un petit
caillot de sang en cas de dysenterie amibienne. Cet examen se fait sur des selles
fraîchement émises qui permet de visualiser des formes végétatives mobiles et
ou des kystes. La présence d’hématies dans une forme végétative signe
pratiquement le diagnostic de la dysenterie amibienne.
Il existe plusieurs méthodes de coloration permettant l’identification
d’Entamoeba histolytica tel que le lugol à 2%.
Des techniques de concentration sont parfois utiles pour la mise en
évidence des kystes du parasite. Les plus employées sont celles de Bailenger et
de Ritchie modifiée.
b-Détection des antigènes amibiens :
Les selles des malades renferment les substances résultant de la lyse des
amibes. Les protéines libérées peuvent être détectées par des techniques
immunologiques, notamment par ELISA.
Des disques de matériel poreux ou des plaques à microtitration sont
imprégnés d'IgG anti-Entamoeba histolytica monoclonal ou polyclonal, obtenu à
partir de sérums de lapin hyperimmun. Au contact de selles de malade, ils fixent
15
les antigènes correspondant et le complexe Ag-Ac est révélé par une réaction
colorée.
c-Culture des selles :
Elle se fait sur des milieux spéciaux : milieu diphasique de Dobell. Après
une incubation de trois jours à 37C des matières fécales fraîches, on trouve dans
le fond du tube des trophozoïtes en grand nombre.
Diagnostic d’une amibiase extra-intestinale :
Le diagnostic, en particulier hépatique est essentiellement sérologique. La
recherche de l’amibe dans le liquide de ponction des abcès est presque toujours
négative.
Dans les formes tissulaires, l’examen parasitologique des selles n’est pas
un élément déterminant, sa négativité n’élimine pas le diagnostic et sa positivité
n’en étant pas garante.
2-Les amibes non pathogènes [8, 9]
:
a.Entamoeba coli :
Elle est cosmopolite et l’une des amibes les plus fréquement observées
dans les fèces.
Trophozoïte : mesure 20 à 30 μm. Ectoplasme et endoplasme sont
différenciés et dans ce dernier, il existe des granulations grossières et de
16
grosses vacuoles bourrées d’inclusions. Le noyau à chromatine périphérique
épaisse et irrégulière présente un caryosome assez gros et souvent excentré.
Kyste : mesure 18 à 20 μm, il est arrondi ou ovalaire. Le nombre de
noyaux varie selon le degré de maturation du kyste allant de un à huit
noyaux.
b.Entamoeba hartmanni :
Trophozoïte : de petite taille mesurant 3 à 8 μm, le cytoplasme
renferme de nombreuses vacuoles alimentaires. Le noyau invisible à l’état
frais mais visible après colorarion et il apparaît petit avec une structure
comparable à celle d’Entamoeba coli.
Kyste : mesure 3 à 10 μm de diamètre, sphériques ou ovalaire,
réfringents, contenant un à quatre noyaux.
c.Pseudolimax butschlii :
Cette petite amibe peut être hébergée par le singe et l’homme. L’hôte
habituel reste le porc.
Trophozoïte : mesure environ 10 μm et le noyau est formé d’un grand
caryosome irrégulier invisible à l’état frais.
Kyste : mesure 8 à 15 μm contenant un seul noyau, le cytoplasme
contient une vacuole iodophile qui se colore en brun au lugol.
17
d.Endolimax nana :
Trophozoïte : mesure 5 à 8 μm et le noyau invisible à l’état frais
montre après coloration un gros caryosome central ou excentré. Le
cytoplasme contient de nombreuses petites vacuoles.
Kyste : mesure 3 à 7 μm de forme arrondie ou ovalaire. Le kyste mur
contient quatre noyaux regroupés par deux aux extrémités.
e.Dientamoeba fragilis :
Elle n’est plus considérée comme une amibe, malgré son nom, mais comme
un flagellé.
Trophozoïte : de petite taille mesurant 10 à 12 μm, elle présente un ou
deux noyaux reliés entre eux par un filament chromatique. Le noyau est petit
avec un caryosome central et irrégulier.
Kyste : pratiquement inconnu.
B- Les flagellés :
L’homme héberge de nombreux flagellés intestinaux mais seul Giardia
intestinalis est pathogène, d’autres qui sont Trichomonas intestinalis,
Chilomastix mesnili, Enteromonas homonis et Enbadomonas intestinalis sont
habituellement peu ou pas pathogènes. Ces derniers se développent dans le
colon, alors que Giardia se développe au niveau de l’intestin grêle.
18
Le diagnostic différentielle entre les flagellés intestinaux se fait sur
plusieurs critères : mobilité des trophozoïtes, nombre de flagelles, taille, aspect
et contenu des formes végétatives et ou kystiques.
1. Giardia intestinalis [8, 9, 10, 11,12, 13, 14]
:
Bien que les hommes aient souffert de giardiose à Giardia duodenalis
depuis des millénaires, il a fallu attendre l’invention du microscope pour que ce
parasite soit observé pour la première fois par Anton Van Leeuwenhoek et
encore environ deux siècles pour qu’il soit décrit de façon précise par Lambl en
1859.
1-1.Epidémiologie :
La giardiose est la protozoose intestinale la plus répandue dans le monde.
G. duodenalis est un parasite ubiquitaire, des régions tempérées et tropicales,
dont la prévalence varie en fonction de l’âge et du niveau socio-économique des
populations. Ainsi, la prévalence chez l’adulte varie de 2 à 7,5 % dans les pays
industrialisés à 12 à 30 % dans les pays en voie de développement.
Au Maroc, la fréquence de ce parasite chez les enfants en milieu scolaire
peut atteindre 10%.
Parasite :
Giardia existe sous deux formes : végétative et kystique.
-Forme végétative : le trophozoïte est piriforme, de face, il ressemble à
un cerf-volant de 10 à 20 μm de long sur 6 à 10 μm de large. Il est facile de
distinguer deux noyaux à l’état frais. De profil, le trophozoite présente un aspect
19
en cuillère du à la dépression de la face ventrale, prolongée par une extrémité
effilée et les flagelles. Quatre paires de flagelles sont responsables des
mouvements caractéristiques dits en chute de feuille.
-Forme kystique : les kystes sont ovoïdes ou elliptique, mesurant 10 à
13 μm de long sur 8 à 9 μm de large. Ils possèdent deux ou quatre noyaux et
renferment des flagelles groupés en un faisceau réfringent dans l’axe
longitudinal du kyste, leur donnant un aspect caractéristique de pseudocloison
en microscope optique.
Cycle évolutif : figure 2
Le cycle de Giardia comporte deux stades : le trophozoïte et le kyste.
L’infection d’un nouvel hôte débute par l’ingestion de kystes viables, suivie de
leur dékystement sous l’effet du pH gastrique puis d’une remontée du pH en
présence de protéases (trypsine ou chymotrypsine). Ceci correspond à des
réponses coordonnées au niveau structural et moléculaire. Ainsi, des variations
au niveau de la nature et de la quantité des transcrits sont mises en évidence
durant les deux étapes correspondant aux conditions gastriques et intestinales.
Au niveau biochimique, de nombreuses enzymes sont mises en jeu lors du
dékystement, en particulier les phosphatases acides, la calmoduline ou la
protéine kinase A. La paroi du kyste est lysée, libérant un excyzoïte (élément
comportant quatre noyaux tétraploïdes (4×4N) dans le duodénum.
L’excyzoïte subit alors deux divisions binaires séparées par une division
nucléaire ce qui aboutit à quatre trophozoïtes haploïdes (2×2N chacun).
20
La forme végétative ou trophozoïte vit dans la partie supérieure de
l’intestin grêle (duodénum et début du jéjunum). Elle n’est éliminée dans les
selles de l’hôte contaminé qu’au cours d’épisodes de diarrhée profuse.
Figure 2 : Cycle de Giardia intestinalis. [14]
21
1-2-Symptomatologie clinique
Les manifestations cliniques de la giardiose humaine sont polymorphes. Le
portage asymptomatique est la forme la plus commune de l’infestation aussi
bien chez l’enfant que chez l’adulte. Les symptômes d’une giardiose aigue
apparaissent entre 3 et 20 jours après la contamination et durent souvent 2 à 4
semaines.
Il s’agit d’une diarrhée qui peut être aqueuse mais se présente plus souvent
sous la forme de selles pâteuses et grisseuses avec stéatorrhée. Nausées et
douleurs abdominales accompagnant fréquemment les épisodes diarrhéiques.
Lorsqu’elle évolue sur un mode chronique, la giardiose est souvent responsable
d’un syndrome de malabsorption qui peut s’avérer sévère, particulièrement chez
l’enfant, avec cassure de la courbe du poids. Elle occasionne alors une perte de
poids qui peut atteindre 10 à 20 du poids corporel habituel ou idéal.
1-3-Diagnostic :
L’examen parasitologique des selles :
L’examen parasitologique des selles permet une identification facile du
parasite le plus souvent sous sa forme kystique, à l’examen direct ou après
concentration par les techniques biphasiques classiques (MIF, Ritchie,
Bailenger...). Du fait de l’existence de périodes muettes sans émission de kystes,
il est indispensable de pratiquer l’examen à trois reprises et à plusieurs jours
d’intervalle si une technique d’amplification génique n’est pas utilisée.
22
Tubage duodénal et entérotest :
En cas de négativité répétée des examens parasitologiques des selles, on
peut pratiquer un tubage duodénal, ou mieux un entérotest qui consiste à une
ingestion d’une capsule contenant un fils, dont on fixe une extrémité sur la joue,
et que l’on retire au bout de deux heures. Le contenu de la capsule est ensuite
mis entre lame et lamelle pour mettre en évidence les formes végétatives.
Biopsie duodénale :
Elle permet de mettre en évidence les parasites accolés à la surface de
l’épithélium intestinal, présentant une atrophie villositaire dans les formes
sévères.
2- Autres flagellés intestinaux [8, 9, 13, 14]
:
Ce sont des parasites du colon dont la pathogénicité de certains est toujours
discutée.
a-Trichomonas intestinal :
Ce flagellé est parasite du coecum et du côlon.
Trophozoïte : très mobile, en forme d’amande, mesure 10 à 15 μm de
long sur 7 à 10 μm de large. Il possède trois à cinque flagelles libres, en
position antérieure, et un flagelle accolé au corps cellulaire. Le noyau et le
cytoplasme qui sert à la capture des proies sont situés à l’extrémité antérieure
du corps.
Pas de forme kystique.
23
b-Chilomastix mesnilii :
C’est un parasite cosmopolite observé le plus souvent dans les selles des
enfants.
Trophozoïte : mesure 14 à 20 μm de long sur 5 à 6 μm de large et n’est
observé que dans les selles liquide. Il est également piriforme, très mobile, avec
des mouvements en tire-bouchon ou en culbute. L’extrémité antérieure qui
contient un noyau volumineux est arrondie, alors que l’extrémité postérieure est
plus effilée et légèrement arquée.
Kyste : mesure 8 μm de long sur 5 à 7 μm de large, piriforme, prolongé
dans sa partie la plus rétrécie par un petit mamelon caractéristique, qui permet
d’établir facilement le diagnostic.
c-Embadomonas intestinalis :
Trophozoïte : très petit flagellé mobile n’excédent pas 10 μm. Il possède
deux flagelles antérieurs libres. Le corps cellulaire ne présente pas de sillon de
torsion.
Kyste : piriforme et réfringent, mesure moins de 6 μm.
d-Enteromonas hominis :
Trophozoïte : très petit flagellé mobile de forme arrondie et qui mesure 5
à 8 μm de long sur 6 à 7 μm de large.
Kyste : plus ou moins ovalaire, réfringent, ressemble à celui de Giardia,
mais il mesure moins de 8 μm et ne contient pas de débris flagellaires internes.
24
C-Les coccidies [15, 16, 17, 18, 19, 20] :
Les coccidies sont des protozoaires à développement intracellulaire
obligatoire. Cryptosporidium spp. Cyclospora spp. et Isospora belli sont les
trois coccidioses responsables d’infections digestives à type le plus souvent de
diarrhée aiguë bénigne chez l’immunocompétent, et de diarrhées chroniques
pouvant menacer le pronostic vital chez l’immunodéprimé.
1-Cryptosporidiose :
Cryptosporidium est un protozoaire connu depuis le début du siècle et
responsable de diarrhées chez le veau. Mesurant 3 μm, il est situé dans la
bordure en brosse des entérocytes. La contamination s’effectue par voie orale. Il
a été mis en évidence chez le sujet immunodéprimé présentant des diarrhées.
Chez le sujet immunocompétent, cette affection provoque une
gastroentérite avec des nausées, des vomissements et des douleurs abdominales.
Le diagnostic doit être systématiquement évoqué devant un sujet
immunodéprimé et présentant une diarrhée importante, sans étiologie retrouvée,
évoluant vers une malnutrition. Il est alors nécessaire de pratiquer un frottis de
selles, coloré au Ziehl-Neelsen modifié, pour mettre en évidence les
cryptosporidies. Par biopsie duodénojéjunale, on retrouve ces parasites accolés à
la bordure en brosse des entérocytes.
25
2-Isosporose :
Parasitose intestinale due à Isospora belli, elle est largement répandue en
zone tropicale. L’homme se contamine en ingérant des oocystes sporulés
transmis par l’intermédiaire d’aliments ou d’eau contaminés par des matières
fécales. L’oocyste libère des sporozoïtes qui se multiplient dans les cellules
épithéliales de l’intestin pour donner de nouveaux oocystes éliminés avec les
selles. Une maturation de 2 à 3 jours dans le milieu extérieur est nécessaire pour
aboutir aux oocystes sporulés infectants. Le principal motif de consultation chez
l’immunocompétent est la présence d’une diarrhée aiguë (liquide, parfois
muqueuse) associée à des douleurs abdominales pouvant s’accompagner de
fièvre, de nausée et de vomissements. Chez l’immunodéprimé et en particulier
pour les patients infectés par le VIH, le tableau clinique peut être extrêmement
sévère, avec une diarrhée chronique entraînant une déshydratation importante et
un syndrome de malabsorption.
3-Microsporidiose :
Les microsporidies, petits parasites de 1 à 2 μm, ont été retrouvés
principalement chez les sujets atteints de sida, mais aussi chez les voyageurs en
zone tropicale. Le mode d’infestation demeure encore inconnu.
Les patients infestés présentent une diarrhée avec des épigastralgies et des
douleurs abdominales. Le diagnostic est basé sur la recherche des parasites dans
les selles, les urines, le lavage bronchioloalvéolaire, avec la coloration de Weber
au trichrome, et par fluorescence (Uvitex).
26
D-Blastocystis homonis [8, 21, 22, 23] :
Blastocystis hominis est un protozoaire cosmopolite qui vit au niveau du
colon. Considéré au départ comme un champignon, actuellement il est classé
parmi les protozoaires.
1-Epidémiologie :
En général, les études réalisées dans les pays indutrialisés signalent une
prévalence globale approximative de 1,5% à 10% de Blastocystis hominis. La
distribution géographique de ce parasite semble universelle, les infections étant
plus répandues dans les régions tropicales et subtropicales ainsi que dans les
pays en voie de développement. Il est plus fréquent chez le sujet entre 25 à 45
ans et rarement retrouvé chez l’enfant de moins de 5 ans.
Parasite :
Le parasite est un petit protozoaire se multiplie très probablement par
division binaire et se présente au cours de son cycle sous plusieurs formes :
-La forme vacuolée : est la plus fréquemment observée en culture
polyxénique. Elle mesure 8 à 10 μm de diamètre, la vacuole est unique, le
cytoplasme et les noyaux souvent multiples sont refoulés à la périphérie.
-La forme granuleuse : de taille variable est sphérique et remplie de
granules situés dans le cytoplasme.
-La forme amiboïde : présente un noyau à chromatine condensée, une
vacuole centrale et de grandes mitochondries. Sa surface est hérissée de longs
filaments. Elle est peut mobile et se divise activement.
27
-La forme kystique : est arrondie, mesure 3 à 10 μm avec un cytoplasme
condensé et plusieurs vacuoles.
Cycle évolutif :
Le cycle épidémiologique n’est pas encore élucidé. Cependant,
certaines hypothèses et constatations ont été rapportées :
-La forme vacuolée se transformerait en forme granuleuse lorsque les
conditions deviennent défavorables.
-La forme amiboïde serait la forme de multiplication.
-Les kystes à paroi fine seraient la forme de multiplication.
-Les kystes à paroi épaisse seraient les agents de transmission du parasite,
laquelle transmission se ferait par voie oro-fécale par l’intermédiare d’une
eau de boisson contaminée.
2-Pouvoir pathogène et symptomatologie clinique :
Blastocystis hominis est un protozoaire parasite dont l’importance en tant
que cause de maladies gastro-intestinales est controversée.
Certains auteurs l’incriminent autant qu’agent causal de diarrhée et de
douleurs abdominales, d’autres pensent qu’il causait rarement des symptômes
cliniques, le troisième groupe pense qu’il s’agit d’un agent pathogène se type
opportuniste.
Actuellement, ce parasite doit être considéré comme non pathogène,
cependant seule une persistance de troubles digestifs associée à la présence du
28
parasite en l’absence de tout autre agent potentiellement pathogène peut faire
incriminer ce parasite.
3-Diagnostic :
Il repose sur la mise en évidence du parasite dans les selles fraîchement
émise, les techniques d’enrichissement entraînant souvent sa lyse et la technique
recommandée est celle de Ritchie. La coloration au lugol permet de confirmer le
caractère non iodophile de la vacuole.
La culture de ce parasite s’effectue dans un milieu à protozoaire, en
anaérobiose à 37C à pH neutre, en présence de germes fécaux. Le temps de
pousse est de 24 à 48 heures.
29
II- Helminthes intestinaux :
A-Nématodes :
1-Enterobius vermicularis [8,24,25,26]
:
L’oxyurose est due à un parasite connu depuis l’Antiquité, appartenant à la
famille des némathelminthes, Enterobius vermicularis. C’est une maladie
cosmopolite extrêmement fréquente, favorisée par la vie en collectivité, qui
atteint surtout les enfants, mais tous les âges peuvent être concernés. Du fait de
leur cycle strictement intraluminal intestinal, les oxyures entraînent
essentiellement des symptômes digestifs, dont le principal est le prurit anal.
1-1.Epidémiologie :
L’oxyurose est une maladie très largement répandue sur toute la planète.
Elle représente l’helminthiase la plus fréquente en Europe et aux États-Unis.
On estime à plus d’un milliard le nombre de personnes infectées dans le
monde, toutes classes sociales confondues.
Sa fréquence chez les enfants en milieu scolaire marocain est de 25%.
Parasite :
-Adulte : Vers ronds et blancs de petite taille, ils possèdent à leur extrémité
antérieure un renflement cuticulaire vésiculeux strié, une bouche entourée de
trois lèvres capables de se rétracter dans le corps assurant une fixation solide à la
muqueuse intestinale, et deux crêtes longitudinales latérales permettant une
identification facile de ces parasites sur les coupes anatomopathologiques.
30
Le male mesure 0,9 à 3,8 μm de long, son extrémité postérieure est
recourbée et porte un spicule copulateur.
La femelle, ovipare, mesure 9 à 13 μm de long, son extrémité postérieure
est effilée et translucide, la vulve est ventrale et débouche au tiers antérieur.
-œuf :
Les oeufs sont lisses, à parois épaisses, oblongues, asymétriques, avec une
face plus convexe que l’autre en coupe transversale et un pôle plus aigu d’où
sortira la larve. Ils mesurent 50 à 60 μm de long et 30 à 32 μm de large.
Cycle évolutif : figure 3
Après ingestion, les oeufs éclosent dans l’estomac et le duodénum et
donnent naissance à une larve rhabditoïde. En deux mues dans l’intestin grêle,
les larves deviennent adultes.
Après l’accouplement dans la région iléocæcale, les mâles restent sur place,
ou meurent et sont expulsés dans les selles, tandis que les femelles vont migrer
le long du côlon. Elles progressent de 12 à 14 cm par heure. Lorsque l’utérus est
rempli d’oeufs, les femelles gravides traversent l’anus, essentiellement la nuit, et
viennent pondre au niveau de la marge anale entre 4 000 et 17 000 oeufs (10 000
en moyenne), en une vingtaine de minutes. Après la ponte, les femelles meurent
et sont éliminées.
Au moment de la ponte, les oeufs renferment des embryons gyriniformes,
immatures et non infectants. La durée moyenne du cycle est de 3 semaines.
Il existe quatre modes de transmission reconnus :
31
Ŕ la transmission directe de l’anus à la bouche par l’intermédiaire des ongles
des doigts, favorisée par le prurit. Cette auto-infestation, fréquente chez l’enfant,
explique les atteintes massives et répétées ;
Ŕ la transmission indirecte par l’intermédiaire des objets ou aliments
contaminés par des oeufs viables qui y ont été déposés par des doigts souillés ;
Ŕ l’inhalation, puis l’ingestion d’oeufs embryonnés en suspension dans les
poussières. Ce mode de transmission est favorisé par la présence des oeufs dans
la literie, les vêtements, et sur les objets domestiques usuels souillés ;
Ŕ la rétro-infection, au cours de laquelle, après éclosion au niveau de la
marge anale, la larve rejoint par voie rétrograde le rectum puis le cæcum où elle
devient adulte. Ce dernier mode de transmission reste cependant très
controversé. Un cas de transmission périnatale a été décrit dans la littérature.
Figure 3 : Cycle biologique d’Enterobius vermicularis. [24]
32
1-2.Symptomatologie clinique :
Le symptôme principal et le plus constant est le prurit anal. Il est présent
chez environ 30 % des patients, maximal le soir et la nuit, la chaleur du lit
provoquant une grande activité des oxyures. Les autres troubles intestinaux sont
moins caractéristiques : des douleurs abdominales non systématisées et de
diarrhée.
Les oxyures peuvent aussi être responsables de manifestations nerveuses :
insomnies, irritabilité et cauchemars.
Les oxyures peuvent aussi être responsables de complications : appendicite
et vulvite chez la fillette.
1-3.Diagnostic :
-Diagnostic de présomption : il est souvent clinique basé sur le prurit anal.
-Diagnostic parasitologique direct :
Examen de référence, il permet la mise en évidence de vers adultes ou
d’oeufs d’oxyures caractéristiques.
La recherche des oeufs d’oxyures reste cependant le meilleur examen
diagnostique. Ces oeufs doivent être recherchés au niveau de la marge anale, de
préférence le matin au réveil et avant toute toilette locale, par la méthode du
scotch-test de Graham.
L’examen parasitologique des selles est peu rentable (5 à 10 %) même chez
les personnes hébergeant un grand nombre d’adultes dans leur tube digestif, les
33
femelles ne pondant leurs oeufs qu’au niveau de la marge anale où ils
s’accumulent entre les plis.
2-Ascaris lumbricoides [27, 28, 29, 30, 31]
:
L’ascaridiose est une parasitose due à la présence et au développement
chez l’homme d’un ver rond, l’ascaris. Dans le monde, un individu sur quatre
héberge ce parasite.
2-1.Epidémiologie :
L’ascaridiose est une affection cosmopolite qui sévit essentiellement sur le
mode endémique dans toutes les régions du tiers-monde. Elle touche environ un
quart de la population mondiale. Sa prévalence reste élevée au niveau de toutes
les tranches d’âge, de l’enfant à l’adulte, dans les zones pauvres suburbaines et
les régions rurales tropicales, atteignant parfois jusqu’à 70 à 80% de la
population. Cette prévalence est de 85 % dans certaines régions du Bangladesh.
Parasite :
-Adulte : C’est un ver rond de grande taille. Les mâles mesurent de 12 à 30
cm de long sur 2 à 4 mm de diamètre, leur extrémité postérieure recourbée en
crosse est munie de deux spicules copulateurs. Les femelles atteignent 20 à 35
cm de long sur 3 à 6 mm de diamètre. Le ver vivant est de couleur rosée, le ver
mort de couleur blanc opaque.
Les vers adultes vivent approximativement de 6 à 18 mois. Leur habitat
naturel est l’intestin grêle, et plus précisément le jéjunum dans ses parties
moyenne et proximale. Les ascaris ne possèdent pas d’appareil de fixation sur la
34
muqueuse intestinale. Ils vivent en anaérobie dans la lumière intestinale et
ingèrent les particules alimentaires.
-Œuf : l’œuf typique d’Ascaris est ovoïde mesurant 70 μm de long sur 50 μm
de large et possédant deux enveloppes, l’une externe, brune et mamelonnée et
l’autre interne et lisse. Cet œuf est fécondé mais non embryonné à l’émission.
Les œufs non fécondés sont difficiles à identifier et posent un problème au
niveau du diagnostic.
Cycle évolutif : figure 4
Le cycle évolutif d’Ascaris lumbricoides est un cycle direct sans hôte
intermédiaire, il est dit monoxène. Les femelles fécondées pondent des oeufs qui
sont éliminés dans le milieu extérieur avec les selles du sujet parasité. Les oeufs
sont résistants au froid, à la dessiccation et à divers agents. Ils effectuent leur
maturation dans un environnement humide avec des températures comprises
entre 28 ° et 32 °C. Cette maturation aboutit à la formation d’une larve : œuf
« embryonné » en 2 à 3 semaines.
Ces oeufs embryonnés peuvent rester dans cet état pendant 2 à 6 ans.
Quand ils sont ingérés par l’hôte définitif avec de l’eau de boisson, des légumes
ou des aliments souillés, la coque de l’oeuf est dissoute par les sucs digestifs. La
larve libérée traverse la paroi intestinale grâce à des enzymes protéolytiques,
gagne le foie par la veine porte, puis le coeur droit, l’artère et les capillaires
pulmonaires en 3 à 4 jours. Une semaine plus tard, elle franchit la paroi
alvéolocapillaire et passe dans l’arbre trachéobronchique en remontant les
bronchioles, les bronches et la trachée. Durant les 15 jours de son étape
pulmonaire, elle a mué en larve de troisième ou de quatrième stade puis
35
parvenue au carrefour aérodigestif, une toux réflexe la fait déglutir dans le tube
digestif. La larve arrive au niveau de l’intestin grêle en passant par l’œsophage
et l’estomac et en résistant à l’action des sucs digestifs, où elle subit une
dernière mue qui la transforme en ver adulte. Six à 8 semaines plus tard, les vers
sont sexuellement matures et les femelles commencent à pondre. Ce cycle dure
entre 60 et 90 jours.
Figure 4 : Cycle évolutif d’Ascaris lumbricoides. [28]
1. Adultes dans le grêle ;
2. Œufs disséminés dans la nature avec les selles ;
3. Œufs embryonnés dans le milieu extérieur ;
4. Œufs avalés avec les aliments ;
5. Larves : paroi intestinale, foie par le système porte,
poumon, carrefour aérodigestif ;
6. Larves dégluties, devenant adultes dans le grêle.
36
2-2.Symptomatologie clinique :
L’ascaridiose asymptomatique est la forme la plus fréquente qui correspond
à une infestation modérée. Son diagnostic est posé lors de la découverte fortuite
d’oeufs dans les selles, ou lors du rejet spontané de vers adultes par l’anus.
L’ascaridiose maladie ces symptômes cliniques, quand ils sont présents,
correspondent à deux phases successives : la phase d’invasion qui exprime le
stade de migration larvaire et la phase d’état contemporaine du stade adulte.
- phase d’invasion :
Les réactions inflammatoires de type immunoallergique déclenchées au
niveau du foie et des poumons dominent le tableau, mais leur expression
clinique est inconstante. Le passage pulmonaire des larves est susceptible
d’entraîner une réaction infiltrative responsable d’un syndrome de Loeffler. Il
apparaît 3 à 16 jours après l’ingestion d’oeufs d’ascaris et se manifeste par des
accès de toux sèche, une légère dyspnée et de rares expectorations muqueuses
dans lesquelles on retrouve des polynucléaires éosinophiles et des cristaux de
Charcot-Leyden.
-phase d’état :
Les symptômes sont directement liés à la présence des vers adultes dans
l’intestin. Les troubles gastro-intestinaux constituent les manifestations les plus
fréquentes et les plus évocatrices. Il est peut-être noté chez les enfants avec un
retentissement nutritionnel d’importance variable un syndrome de
malabsorption. Il y’a aussi des signes généraux et neurologiques ou également
des signes allergiques.
37
-les complications :
- Occlusion intestinale.
-Péritonite ascaridienne.
-Ascaridiose appendiculaire.
-Ascaridiose hépatobiliaire et pancréatique.
2-3.Diagnostic :
Diagnostic de présomption :
-Hémogramme : il montre une hyperleucocytose, variant entre 10 000 et 20
000 leucocytes/mm3, avec hyperéosinophilie (10 à 60 % des leucocytes) au
stade de migration larvaire s’amplifiant jusqu’à la troisième semaine.
-Examen parasitologique des selles : il est négatif à la phase d’invasion
-Réactions immunologiques : l’immunofluorescence indirecte, double
diffusion en gélose, l’hémagglutination passive et western blot.
-Examens parasitologiques des selles :
Si l’infestation est massive l’examen direct des selles fraîches entre lame et
lamelle suffit pour poser le diagnostic d’ascaridiose. En cas de faible infestation,
le recours aux techniques de concentration est souvent utile : c’est la méthode de
flottation de Willis, les méthodes diphasiques de Ritchie, la méthode de
Bailenger ou methionate iode formol (MIF) concentration, la méthode combinée
de Junod et la technique d’éclaircissement de Kato.
La mise en évidence des oeufs permet un diagnostic de certitude, mais il
faut savoir répéter les examens de selles à quelques jours d’intervalle pour
couvrir les périodes d’élimination négatives. Donc un examen de selles négatif
n’élimine pas le diagnostic d’ascaridiose.
38
3-Trichuris trichiura [32, 33, 34]
:
3-1.Epidémiologie :
La trichocéphalose est une parasitose cosmopolite, affectant
approximativement 1049 millions d’individus à travers le monde avec une
prévalence pouvant atteindre 95 % chez les enfants dans certaines régions où les
accès aux structures de soins et d’éducation sont très limités ; elle s’y associe
généralement avec de la malnutrition et des anémies sévères.
Parasite :
-Adulte : Vers ronds et de couleur blanche, mesurant 30 à 45 mm de long
pour le mâle et 35 à 50 mm de long pour la femelle, les trichocéphales sont
constitués de deux parties très distinctes. L’extrémité antérieure, filiforme,
mesure 20 à 30 mm de long et 100 à 180 μm de diamètre ; elle contient
l’oesophage, entouré du stichosome (constitué d’une rangée de cellules
glandulaires régulièrement alignées s’ouvrant dans l’oesophage, les stichocytes),
et en position ventrale, une bande bacillaire large, composée de grandes cellules
en colonne à fonction probablement excrétoire, s’ouvrant à travers la cuticule.
Leur cavité buccale ressemble à une fente étroite (5 à 6 μm) et contient un petit
stylet. Leur partie postérieure, plus large, mesure 10 à 15 mm de long et 400 à
700 μm de diamètre, elle contient l’intestin et les organes reproducteurs.
-Œufs : ont une forme tout à fait caractéristique, de couleur jaune-orangé, ils
sont ovoïdes, mesurant 50 à 65 fois 23 à 30 μm,possèdent une coque épaisse
brune et un bouchon nuqueux à chaque extrémité, leur donnant un aspect en
citron. Ils ne sont pas embryonnés dans les matières fécales fraîchement émises.
39
Cycle évolutif : Il est direct, monoxène (sans hôte intermédiaire).
Les oeufs, éliminés avec les selles du sujet parasité, ne sont pas infestants,
car non embryonnés à la ponte. Dans le milieu extérieur, selon les conditions
d’humidité et de température, le développement embryonnaire jusqu’au stade
larvaire infestant L2 intraovulaire, nécessite de 2 à 6 semaines, voire plus, il est
inhibé par le rayonnement solaire et la dessication. Les oeufs résistent au gel ;
ils restent viables et infestants durant 1 à 5 ans.
L’infestation se fait exclusivement par ingestion des œufs embryonnés :
consommation de fruits et de légumes mal lavés ou d’eau contaminés par des
matières fécales.
L’action successive des liquides gastrique et pancréatique est nécessaire à
l’éclosion des oeufs. Si les premiers stades du développement larvaire n’ont pas
été décrits chez l’être humain, on sait en revanche qu’il n’y a pas de migration
viscérale.
Quant à l’existence éventuelle d’une phase de pénétration transitoire des
premiers stades larvaires dans la muqueuse de l’intestin grêle, elle est
controversée. Après la troisième mue, les nématodes deviennent adultes au
niveau du cæcum, leur partie antérieure enfouie dans l’épithélium et creusent un
canal sinueux qui soulève la surface de la muqueuse. La durée exacte du
développement, depuis la contamination orale jusqu’à la première ponte est
estimée de 40 à 60 jours.
40
3-2.Symtomatologie clinique :
-Formes classique :
Quand les vers sont devenus adultes, bien implantés dans la muqueuse
cæcale, la sévérité de la maladie et les perturbations nutritionnelles sont
directement proportionnelles avec le nombre de parasites hébergés par le patient.
Dans les pauci-infestations, estimées à moins de 100 vers, les patients sont
habituellement asymptomatiques ou présentent de très discrets troubles du
transit ainsi que de vagues douleurs abdominales diffuses ou localisées au
niveau de la fosse iliaque droite.
Quand le parasitisme est plus fort, entre 100 et 200 vers en moyenne, chez
6 à 10 % des enfants, la diarrhée chronique, le retard de croissance, de même
que la géophagie, sont manifestes.
Quand les vers sont en grand nombre, plus de 200, l’infestation est dite
massive et ressemble à un véritable syndrome dysentérique avec diarrhées
glairosanguinolentes, coliques abdominales bien localisées ou au contraire assez
diffuses avec ténesme et ballonnements ; s’y associent souvent un prolapsus
rectal, de la géophagie et une anémie clinique et biologique ; un retard de
croissance, un retard mental, un hippocratisme digital ne sont pas rares et les
associations avec d’autres helminthoses, une amoebose voire même une
shigellose sont tout à fait courantes. Dans ces cas de fortes infestations,
l’absentéisme scolaire est fréquent.
-Formes cliniques :
-forme gastrique : Un cas d’inflammation éosinophilique du tractus
intestinal avec ascite associée à une trichocéphalose gastrique a été rapportée.
41
-formes intestinales : Un syndrome pseudoappendiculaire a été décrit, de
même qu’une invagination iléocolique, une obstruction cœcale, un cas de
rectorragies, et une obstruction colique avec perforation.
-formes cutanées : Les cas de trichocéphaloses avec éruptions
érythématopapuleuses prurigineuses généralisées, crises urticariennes et lésions
eczématiformes sont rares.
3-3.Diagnostic :
Diagnostic parasitologique :
-Mise en évidence des œufs : l’abondance de la ponte des vers femelles et
l’excellente efficacité des techniques de concentration standards utilisées en
routine (méthodes de flottation comme celle de Willis ou méthodes diphasiques
comme celles de Bailenger ou de Ritchie) font que les oeufs sont aisément
détectés en période d’état de la maladie par la pratique de l’examen
parasitologique des selles.
-Mise en évidence des vers adultes : après un traitement antihelminthique, il
est possible de mettre en évidence dans les selles les vers adultes éliminés ;
ceux-ci sont, en effet, expulsés du 2e au 6e jour suivant la première prise
médicamenteuse, avec un maximum au 4e jour. Ceci constitue la meilleure
façon de mesurer la charge parasitaire.
Diagnostic sérologique :
L’efficacité du diagnostic parasitologique des oeufs dans les selles fait que
le diagnostic immunologique de la trichocéphalose n’a aucun intérêt. De plus, à
ce jour, aucun antigène spécifique n’a été commercialisé et aucune technique
42
sérologique n’est particulièrement recommandée pour effectuer le diagnostic
indirect de cette parasitose.
4-Ankylostome [8, 35, 36]
:
L’ankylostomiase est une helminthiase digestive cosmopolite, due à deux
nématodes, Ancylostoma duodenale et Necator americanus. Survenant dans tous
les pays chauds et humides, elle affecte près du quart de la population mondiale.
4-1.Epidémiologie :
L’ankylostomiase est une parasitose cosmopolite dont les aspects
épidémiologiques varient selon le niveau socioéconomique et sanitaire des pays.
Les infections avec Necator americanus s’observent de façon
prédominante entre les tropiques du Cancer et du Capricorne
La distribution géographique de Ancylostoma duodenale (« ankylostome de
l’Ancien Monde ») qui recouvre les aires africaine, indienne et chinoise de
Necator americanus, s’observe également de façon largement prédominante, et
parfois même exclusive, en Europe méridionale, dans les régions nord de l’Inde,
de la Chine et de l’Afrique du Nord.
Au Maroc, on retrouve les ankylostomes essentiellement dans les
plantation de jasmin : Tifelte, Khemissat, Tiddes et dans les mines de khouribga
et de Jrada.
Parasite :
-Adulte : les vers cylindriques, de couleur blanc nacré ou rosé (après un
repas sanguin), sont parfois difficiles à distinguer macroscopiquement entre eux,
les vers de N. americanus étant à peine plus minces et plus courts que ceux d’A.
43
duodenale. La longueur des vers mâles est d’environ 7 à 9mm, celle des vers
femelles entre 9 et 11 mm.
-Œufs : non embryonnés, ellipsoïdes, ont une longueur moyenne de 70 μm
et une largeur de 40 μm. À largeur égale, ils sont donc sensiblement plus longs
que ceux d’A. duodenale qui mesurent, dans les mêmes conditions d’examen, 60
μm sur 40 μm.
-Larves : à température ambiante, l’embryon se forme en 24 heures, puis
perce la coque de l’œuf libérant une larve rhabditoide L1, à double renflement
oesophagien. Subit une première mue, devenant une larve strongyloide L2 avec
un seul renflement oesophagien terminal. Ce n’est cependant qu’au stade suivant
L3 que la larve grandit et devient infestante.
Cycle évolutif : figure 5
Dès l’émission des œufs dans le milieu extérieur, et lorsque les conditions
Physico-chimiques sont favorables, les oeufs non embryonnés se segmentent en
blastomères.
À température ambiante, l’embryon se forme en 24 heures, puis perce la
coque de l’oeuf libérant une larve rhabditoïde (L1), elle se transforme en larve
strongyloїde L2, puis en larve strongyloїdes enkystées L3.ces larves possèdent
un géotropisme négatif,un histotropisme et un thermotropisme positif. Elle
pénètre activement à travers la peau, passe dans la circulation sanguine et arrive
au niveau des poumons. Elle mue au stade L4 puis passe dans l’arbre trachéo-
bronchique vers la trachée et le carrefour aéro-digestif. Le parasite est dégluti et
passe dans l’œsophage puis le duodénum.
44
Figure 5 : Cycle parasitaire de Necator americanus et Ancylostoma
duodenale. [35]
4-2.Symptomatologie clinique :
Les signes cliniques varient avec les phases du développement du parasite
et la densité de l’infection.
Phase d’infestation :
La pénétration transcutanée des larves infestantes (L3) va entraîner, en 24
heures, l’apparition d’un érythème maculoprurigineux, disparaissant en quelques
jours.
45
Phase d’invasion pulmonaire, pharyngée et laryngotrachéale :
Ce transit des larves peut s’accompagner d’une irritation des voies
aériennes supérieures (« catarrhe des gourmes ») telle que toux quinteuse,
dysphagie avec sialorrhée, voix rauque, prurit nasal, crachats hémoptoïques,
dyspnée asthmatiforme…, sans que l’on puisse parler réellement de syndrome
de Löffler.
Phase d’état intestinale :
Les manifestations digestives et anémiques observées au cours de cette
phase sont liées, d’une part à l’atteinte de la muqueuse duodénojéjunale par les
vers adultes, d’autre part aux conséquences de la spoliation sanguine engendrée
par l’érosion des muqueuses.
4-3.Diagnostic :
Examens biologiques d’orientation :
-Numération-formule sanguine : l’anémie est toujours présente mais parfois
discrète et longtemps normocytaire, normochrome, normosidérémique et peu
régénérative dans les infestations débutantes ou modérées.
Une hyperleucocytose est fréquente, débutant progressivement 1 à 2
semaines après l’infestation. Cette leucocytose est modérée (10 à 20 G/L),
parfois plus importante pouvant atteindre jusqu’à 40 G/L.
Diagnostic indirect immunologique : des anticorps sériques des
différentes classes (IgG, IgM, IgA, IgE) apparaissent au cours de l’infection, et
peuvent être détectés par immunofluorescence indirecte, enzyme-linked
immunosorbent assay (Elisa) ou immunoblot.
Diagnostic direct parasitologique :
46
Le diagnostic de certitude de l’ankylostomiase repose sur la mise en
évidence de l’agent pathogène sous l’une de ses formes évolutives.
-Mise en évidence des œufs : l’examen parasitologique des selles permet de
retrouver et d’identifier facilement les oeufs dès le faible grossissement
microscopique.
Les selles examinées doivent être fraîchement émises (délai de 3 heures
maximum) sinon la segmentation des blastomères se poursuit tant que la selle
n’est pas fixée.
Un résultat négatif n’écarte pas le diagnostic, notamment au cours de la
phase d’invasion ou bien au cours des phases d’hypobiose d’Ancylostoma
duodenale : il doit faire répéter l’analyse parasitologique des selles.
-Concentration parasitare : en cas d’infestation modérée, différentes
méthodes de concentration sont parfois nécessaires : méthode par
sédimentation (Faust, Jahnes…), par flottaison (Willis, Janeckso-Urbanyl…),
méthode diphasique (Bailanger, Ritchie…) ou méthode d’éclaircissement
(Kato), cette dernière étant la méthode de choix pour les enquêtes de terrain.
-Numération des œufs : elle permet de préciser le nombre de vers adultes
hébergés par le malade, d’évaluer la charge parasitaire et de la corréler avec
l’intensité de l’anémie.
-Coproculture parasitaire : étude des larves : le diagnostic d’espèce avec
certitude. Différentes techniques ont été rapportées : culture sur milieu gélosé
(technique de Mollet et Derr), culture sur buvard en boîte de Pétri ou en tube,
culture de Brumpt modifiée par Sang.
47
-Recherche des vers adultes : le diagnostic d’espèce est réalisé d’après les
caractères morphologiques des vers adultes récoltés dans les selles émises 48
heures après un traitement antihelminthique à action paralysante.
5-Strongyloides stercoralis [37,38]
:
L’anguillulose ou strongyloïdose est une parasitose intestinale due à un
petit nématode remarquable par sa biologie, Strongyloides stercoralis, et parfois
Strongyloides fuelleborni.
5-1.Epidémiologie :
L’anguillulose est un mal cosmopolite. Elle est extrêmement fréquente en
Afrique Noire, aux Antilles françaises, en Amérique Centrale et du Sud, en Asie
du SUD-EST où nombre de vétérans américains de la guerre d’Indochine furent
contaminés.
Parasite :
Il existe trois formes de développement de S. stercoralis : adulte, larve
rhabditoïde et larve strongyloïde infestante. La femelle parthénogénétique adulte
de S. stercoralis est filariforme, mesure 2 à 3 mm de long sur 50 μm de
diamètre. Elle vit dans la muqueuse du duodénum et du jéjunum chez l’homme,
mais aussi chez d’autres primates (le chien, le chat et le renard). La forme de S.
stercoralis qui parasite le chien et le chat est morphologiquement et
physiologiquement semblable à celle qui parasite l’homme. Les larves sont
incapables de survivre en dessous de 8 °C et au-delà de 40 °C.
48
Cycle évolutif : figure 6
Le cycle évolutif est unique et complexe, se déroulant chez l’homme et
dans le milieu extérieur. Après avoir franchi les téguments, la larve strongyloïde
infestante (L3), présente dans le milieu extérieur, décrit le même cycle
biologique interne que l’ascaris et l’ankylostome avec successivement migration
sanguine dans le cœur droit puis vers le poumon (capillaires pulmonaires puis
alvéoles) où elle change de direction et remonte jusqu’au carrefour aérodigestif
par les bronches et la trachée. Elle est alors déglutie.
Après avoir franchi le pylore, et au terme de deux autres mues, elle devient
une femelle parthénogénétique (autoreproduction de l’espèce en l’absence de
mâle à partir d’un oeuf non fécondé : on ne retrouve pas de mâle dans le cycle)
qui va s’enfouir dans la muqueuse duodénale et commencer à pondre 1 mois
après l’infestation une cinquantaine d’oeufs par jour. De cet oeuf éclot, in situ,
une larve rhabditoïde de première génération (LR1). La clé du cycle réside dans
cette larve non infestante qui migre dans la lumière intestinale selon trois
possibilités.
49
Figure 6 : Cycle évolutif de l’anguillulose. [38]
FP : femelle parthénogénétique ;
L1-L2 : larves rhabditoïdes ;
L3 : larve strongyloïde.
50
5-2.Symptomatologie clinique :
La pénétration transcutanée peut provoquer un prurit. Plus tard, un sillon
cutané érythémateux, prurigineux et mobile de plusieurs millimètres par heure
est assez caractéristique. La phase pulmonaire est fugace : toux, hémoptysie. Les
troubles digestifs, les plus fréquents, ne sont significatif : nausée, vomissent et
diarrhée.
5-3.Diagnostic :
Classiquement, l’hémogramme montre une hyperéosinophilie oscillante. Le
diagnostic est affirmé par l’examen parasitologique des selles, avec technique
spéciale de recherche des anguillules : méthode d’extraction de Baermann,
mettant en évidence les larves de 300 μm de long. Le sérodiagnostic n’est pas
une technique de routine.
B- Plathelminthes :
1-Cestodes :
Les cestodes correspondent à des vers plats segmentés (de kestos en grec
signifiant ruban), appartenant à la famille des Plathelminthes, parasites de
nombreuses espèces animales dont l’homme, et sont responsables de
manifestations pathologiques multiples.
51
a.Taenia saginata [39, 40, 41, 42]
:
Le taeniasis est une maladie due à la présence dans le tube digestif de
l’homme du taeniasis saginata qui est un cestode de grande taille et dont la
spécificité humaine est marquée.
a-1.Epidémiologie :
L’incidence et la prévalence de ce parasite sont en relation avec les
conditions locales d’habitat et la consommation de viande de boeuf mal cuite ou
crue. C’est un parasite cosmopolite, avec des régions de haute endémicité
comme l’Amérique latine, l’Afrique, le Moyen- Orient et l’Asie centrale ; dans
certains échantillons de population d’Afrique de l’Est, la prévalence dépasse
50 %.
Parasite : le Tænia saginata est un ver plat, segmenté, de 4 à 12 m de
long, de couleur blanche. À son extrémité antérieure se situe le scolex mesurant
1 à 2 mm de diamètre, avec quatre ventouses sans rostre ni crochets lui
permettant la fixation à la muqueuse de l’intestin grêle. Ce scolex se prolonge
par un cou de courte taille (de 3 à 7 mm) à partir duquel les segments croissent
et se différencient. On retrouve par la suite un long strobile, composé d’une
chaîne de 1 000 à 2 000 segments ou proglottis, allant de 1 mm à 1 à 2 cm pour
les plus mûrs, en cours de maturité sexuelle, matures ou gravides.
-Œufs : ces oeufs sont sphériques, de 30 à 40 μm, entourés d’une paroi
à double coque : la coque externe, hyaline, et la coque interne, marron,
épaisse et striée, renfermant l’embryon d’où son nom d’embryophore. Entre
les deux se trouve un espace rempli de granulations réfringentes.
-Larve cysticerque : elle a une forme ovoïde de couleur blanchâtre,
voire rosée lorsqu’elle est colorée par la myoglobine et rouge en lumière de
52
Wood. Sa composition est faite d’un tissu interne fibromusculaire avec des
corpuscules calcaires entouré d’une enveloppe externe fibrocollagène. Elle
contient un scolex avec quatre ventouses.
Cycle évolutif : figure 7
Les oeufs matures émis dans le milieu extérieur sont ingurgités par l’animal
(bovidés). L’embryon, débarrassé de sa coque dans le tube digestif, pénètre la
muqueuse intestinale et gagne les muscles striés (parfois le foie, le poumon ou
l’encéphale) où il s’enkyste et donne une larve cysticerque infestante en 2 à 3
mois.
L’homme se contamine en consommant de la viande de bœuf
insuffisamment cuite ou crue. La larve devient active, le scolex s’évagine après
digestion de son enveloppe et s’attache à la muqueuse jéjunale à environ 40 à
50 cm en dessous de l’angle duodéno jéjunal. Elle devient alors un parasite
adulte en 10 à 12 semaines.
53
Figure 7 : Cycle biologique de Tænia saginata. [39]
a-2.Symptomatologie clinique :
La plupart des patients parasités sont asymptomatiques, avec parfois la
découverte de proglottis dans les sous-vêtements. Cependant, on peut retrouver
de nombreuses plaintes aspécifiques comme une sensation de plénitude rectale
et de reptation autour de l’anus lors de l’émission de proglottis, des nausées, de
vagues douleurs épigastriques ou périombilicales. Certains autres symptômes
sont attribués à la présence du parasite comme une anorexie (ou au contraire une
54
augmentation de l’appétit), une perte de poids, des céphalées, des convulsions
(surtout chez l’enfant) et des manifestations allergiques diverses (prurit,
urticaire, autres atteintes cutanées, voire oedème de Quincke), mais ils peuvent
être dus à la présence concomitante d’un autre parasite ou à une autre
pathologie.
a-3.Diagnostic :
Diagnostic de présomption : on peut noter une hyperéosinophilie
modérée (de 5 à 15 % en valeur absolue) chez 5 à 45 % des patients et de
façon plus rare des taux plus importants, jusqu’à 5 000 éosinophiles/mm3.
Diagnostic direct :
-Identification des anneaux qui sont le plus souvent apportés par le patient.
-Recherche des œufs par scotch-test.
-Identification des œufs dans les selles est exceptionnelle mais nénmoins
possible.
b-Hymenolepis nana [39,43]
:
L’hymenolepiose est une parasitose due à un cestode du genre
Hymenolepis qui comporte deux espèces : Hymenolepis nana et
Hymenolepis diminuta, seule Hymenolepis nana est considérée pathogène pour
l’homme.
b-1.Epidémiologie :
Il s’agit du plus commun des cestodes après le Tænia saginata. Il a une
distribution cosmopolite, mais sa prévalence est importante dans les pays chauds
et arides.
55
Parasite :
Il s’agit du plus petit cestode du tube digestif, avec une taille de 40 mm de
long pour 1 mm de large. Son scolex possède quatre ventouses et un rostre
rétractable, armé d’une seule couronne de 20 à 30 crochets. Le cou est long et
mince, et le corps est constitué de 200 proglottis environ, plus larges que longs.
Les pores génitaux sont en position latérale et toujours du même côté. Chaque
segment mature contient trois testicules et un utérus bilobé. Les segments
gravides se désagrègent puis, avant de se détacher du strobile, libèrent les oeufs
de 30 à 47 μm de diamètre que l’on retrouve dans les selles.
Cycle évolutif : figure 8
-Cycle direct : le plus fréquent, est un cycle dit monoxène puisqu’il passe par
un seul hôte. En effet, l’homme hébergeant la forme adulte dans son intestin
grêle va libérer dans le milieu extérieur de nombreux oeufs dont la transmission
se fait directement d’homme à homme par contact orofécal en cas d’hygiène
défaillante. L’oeuf ainsi ingéré est directement infestant et libère, dans le
duodénum, l’embryon hexacanthe qui lui-même va donner une larve
cysticercoïde ; après 5 à 6 jours dans le jéjunum, elle se détache de la muqueuse,
le scolex s’évagine et elle se transforme en forme adulte en 20 à 30 jours dans
l’intestin grêle. Les oeufs sont ensuite émis dans les selles régulièrement.
-Cycle indirect : hétéroxène, passe quant à lui par un hôte intermédiaire, un
insecte : ver de farine ou Tenebrio molitor ; blattes ; puces ou Xenopsylla
cheopis, Ctenocephalus canis, Pulex irritans). L’oeuf est ingéré par cet insecte
et va éclore dans la cavité générale où l’embryon hexacanthe va se transformer
en larve cysticercoïde. L’homme se contamine en ingérant accidentellement un
insecte dans la farine mal cuite.
56
Figure 8 : Cycle biologique d’Hymenolepis nana. [39]
b-2.Symptomatologie clinique :
La plupart des infections sont asymptomatiques, en relation avec une
infestation légère ou modérée. Les facteurs influençant le nombre de parasites au
sein de l’homme sont l’immunité et l’alimentation. En général, l’infection
disparaît spontanément à l’adolescence et est rare chez l’adulte sain. La
symptomatologie dépend du nombre de parasites présents.
57
En effet, des études ont montré qu’un patient ayant une densité d’oeufs
dans les selles supérieure à 15 000 par gramme a invariablement des douleurs
abdominales, une diarrhée, une perte de poids, une irritabilité ou une anorexie.
D’autres plaintes peuvent être décrites, comme une irritabilité, un urticaire, un
prurit (nasal ou anal), voire des crises convulsives (souvent attribuées
directement à cette infection mais probablement liées à une pathologie
concomitante.
b-3.Diagnostic :
Il se fait par l’examen parasitologique des selles avec identification des
œufs d’Hymenolepis nana dont l’aspect est caractéristique. Les proglottis ne
sont pas retrouvés puisqu’ils se désagrègent au sein de l’hôte. Il faut savoir
répéter le recueil d’échantillons de selles à examiner et y ajouter des techniques
de concentration en raison du caractère variable du nombre et de la fréquence
d’émission des œufs par ce ver.
2-Trématodes [8, 44]
:
a-Douves intestinales :
Plusieurs douves appartenant à divers familles peuvent se retrouver dans
l’intestin de l’homme. Les trois espèces fréquemment rencontrées sont
Fasciolopsis buski ou grande douve de l’intestin, Metagonimus yokogawai et
Heterophyes heterophyes. Ces affections sévissent essentiellement dans les pays
tropicaux notamment en Asie.
Le cycle évolutif de la parasitose fait intervenir successivement deux hôtes
intermédiaires, un mollusque d’eau douce ou d’eau saumâtre et un végétal d’eau
douce pour Fasciolopsis buski et des poissons pour les autres espèces.
58
La symptomatologie de ces distomatoses est essentiellement digestive,avec
l’apparition d’oedèmes terminaux,en l’absence de traitement.
Les œufs de Fasciolopsis buski mesurent 120/70 μm et permettent de porter
le diagnostic quand ils sont retrouvés dans les selles.
b-Schistosomes :
Les schistosomes sont des helminthes très répandues dans les pays
tropicaux et font parties des endémies parasitaires majeurs.
Schistosoma mansoni : responsable de la bilharziose intestinale ;
Schistosoma haematobium : responsable de la bilharziose urinaire qui est
la seule espèce qui existe au Maroc ;
Schistosoma intercalatum : responsable de la bilharziose rectale ;
Schistosoma japonicum et Schistosoma mekongi : responsable de la
bilharziose artérioveineuse.
L’enfant s’infeste en se baignant dans l’eau douce. Après la pénétration
transcutanée, les schistosomes migrent dans le foie puis, selon l’espèce, gagnent
les veines de l’intestin ou la vessie. Les œufs sont émis par les selles ou les
urines, 2 mois après l’infestation.
La phase d’infestation est marquée par un prurit. L’invasion, le plus
souvent muette, est parfois marquée par des troubles neurologiques et de la
fièvre. Mais plus souvent, ces stades sont asymptomatiques. Au bout de
plusieurs mois, apparaissent des troubles digestifs ou urinaires.
Le diagnostic n’est affirmé que par la découverte des œufs dans les selles
ou les urines. La rectoscopie montre une muqueuse inflammatoire avec des
lésions granulomateuses. La biopsie de muqueuse rectale retrouve toutes les
espèces de schistosomes.
59
Troisième partie :
Examen parasitologique des selles et
techniques copro-parasitologiques
60
I- L’examen parasitologique des selles :
Introduction [45, 46]
:
La méthode de diagnostic la plus spécifique pour les parasitoses
intestinales est la mise en évidence du parasite au niveau des selles sous forme
d’oeufs, de larves ou même d’adultes.
Le diagnostic biologique des parasitoses intestinales repose en premier lieu
sur l’EPS. Cet examen a pour but de rechercher des éléments indicateurs d’une
infection parasitaire (adultes, larves ou oeufs d’helminthes, kystes/formes
végétatives de protozoaires, cristaux de Charcot-Leyden...). Cependant, il faut
noter que, à l’instar des bactéries, tous les helminthes ou tous les protozoaires
présents dans les selles ne sont pas des pathogènes. Certaines espèces sont
commensales du tube digestif (Entamoeba coli, Endolimax nana, Entamoeba
hartmanni ...) ou oeufs en simple « transit » (oeufs cuits contenus dans des
aliments, exemple : pâté de foie...).
1- Indications et méthodes de prescription d’un EPS [47, 49, 50, 51, 52, 53, 54, 55,
56, 57, 58, 59, 60] :
• Il peut être utile de prescrire un EPS dans les situations cliniques
suivantes :
- diarrhée aiguë persistant plus de 3 jours malgré un traitement symptomatique,
avec recherche de Giardia,
- diarrhée persistante (2 semaines) ou chronique (> 4 semaines),
- douleurs abdominales,
- autres troubles digestifs (anorexie, boulimie, nausées, dyspepsie, ténesme,
prurit anal),
61
- hyperéosinophilie.
La distinction entre malade n’ayant jamais quitté la Francemétropolitaine,
malade natif ou ayant séjourné dans une région à risque (régions tropicales et
intertropicales à hygiène précaire) et malade immunodéprimé est fondamentale
pour orienter les recherches.
• Chez un malade ayant des signes cliniques d’orientation et n’ayant jamais
quitté la France métropolitaine, il convient de prescrire un EPS standard. Si
celui-ci est négatif, il convient de prescrire deux EPS (soit 3 au total) à 2-3 jours
d’intervalle. En cas d’hyperéosinophilie (> 500/mm3) et si les 3 EPS sont
négatifs, il convient de vérifier sa persistance 15 jours plus tard :
- si l’hyperéosinophilie persiste, évoquer une helminthiase en phase d’invasion
(à ce stade, il est normal que l’EPS ne détecte pas de forme parasitaire, le
parasite non adulte n’ayant pas commencé à émettre d’oeufs ou de larves) ou
une infection en phase d’état. Dans ces deux cas, on peut proposer de répéter les
3 EPS 3 à 4 semaines plus tard et de compléter le bilan, en fonction du contexte,
par des sérologies parasitaires (trichinose, anisakiase).
- si l’hyperéosinophilie a diminué ou disparu, on peut en rester là dans un
premier temps et reconsidérer la situation en fonction de l’évolution.
En présence d’un prurit anal, il convient de rechercher des oeufs d’helminthes
au mieux sur la marge de l’anus (Scotch-test) ou par EPS; chez l’adulte, le prurit
anal ayant le plus souvent une autre cause, un traitement d’épreuve ne doit pas
être pratiqué.
• Chez un malade ayant des signes cliniques d’orientation, natif ou ayant
séjourné dans une région à risque, il convient de prescrire un EPS standard. En
cas de diarrhée glairo-sanglante, il convient de prescrire un EPS standard avec
62
recherche de formes végétatives d’Entamoeba histolytica (éventuellement à
partir d’un écouvillonnage rectal réalisé en rectoscopie).
Dans cette situation où une amibiase est suspectée, il est fondamental
d’émettre les selles sur place au laboratoire. Si le premier EPS est négatif, il
convient de prescrire deux EPS (soit 3 au total) à 2-3 jours d’intervalles. Si les 3
EPS sont négatifs et si les symptômes persistent, notamment s’il s’agit d’une
diarrhée, il convient de demander alors des recherches spécifiques
(cryptosporidies, microsporidies, Cyclospora, Isospora belli).
En cas d’hyperéosinophilie (> 500/mm3), il convient de prescrire un EPS
standard et une recherche de larves d’anguillules (méthode de Baermann). Si le
premier EPS est négatif, il convient de prescrire deux EPS (soit 3 au total), à 2-3
jours d’intervalles. Si les 3 EPS sont négatifs, il convient de vérifier la
persistance de l’hyperéosinophilie 15 jours plus tard :
- si l’hyperéosinophilie persiste, évoquer une helminthiase en phase d’invasion
ou une infection prolongée. Dans ces deux cas, on peut proposer de répéter les 3
EPS 3 à 4 semaines plus tard et de compléter le bilan, en fonction du contexte,
par des sérologies parasitaires (bilharziose, distomatose).
- si l’hyperéosinophilie a diminué ou disparu, on peut en rester là dans un
premier temps et reconsidérer la situation en fonction de l’évolution.
En présence d’un prurit anal, il convient de rechercher des œufs
d’helminthes au mieux sur la marge de l’anus (Scotch-test) ou par EPS; chez
l’adulte, le prurit anal ayant le plus souvent une autre cause, un traitement
d’épreuve ne doit pas être pratiqué.
• Chez un malade immunodéprimé, les recherches sont identiques aux
situations précédentes. Il convient de prescrire un EPS standard. Si celui-ci est
63
négatif, il convient de prescrire deux EPS (soit 3 au total) à 2-3 jours
d’intervalles ;
- en cas de séropositivité pour le VIH et si la numération des CD4 est < 200/μL,
il convient de demander en plus une recherche de cryptosporidies et de
microsporidies;
- en cas de traitement immunosuppresseur (chimiothérapie, corticoïdes à forte
dose...) réalisé chez des sujets ayant voyagé dans des zones à risque (zones
tropicales et intertropicales, chaudes et humides), il convient de demander
également une recherche de larves d’anguillules (méthode de Baermann)
sachant que, même en cas de négativité, un traitement de l’anguillulose pourra
être proposé.
• Chez un malade ayant eu un EPS positif, il convient de contrôler la
disparition des parasites 2 à 6 semaines après le traitement.
Dans cette situation, il convient de pratiquer :
- un seul EPS et, si celui-ci revient positif, de retraiter le malade ;
- deux EPS supplémentaires (3 au total) à quelques jours d’intervalles si le
premier EPS de contrôle revient négatif.
Chez le malade immunodéprimé ayant un taux de CD4 < 200/μL, des EPS
doivent être régulièrement effectués pour s’assurer de l’efficacité du traitement
éventuel et de l’absence de réinfestation.
2-Constituants d’un EPS [45, 47, 52, 53, 54]
:
Selon la Nomenclature des actes de biologie médicale, un EPS comprend :
-Un examen macroscopique des selles peut orienter les recherches. On
appréciera la consistance des selles, leur couleur, la présence de sang ou de
mucus. Ainsi, une selle en « bouse » fera rechercher une giardiase ; les œufs
64
d’helminthes seront recherchés sur des selles pâteuses, les protozoaires sur des
selles liquides. La présence de sang orientera vers un germe invasif (exemple :
amibes). Les adultes d’oxyures, d’ascaris ou les anneaux de tænia peuvent être
mis en évidence à l’oeil nu.
-Un examen microscopique : l’examen microscopique est le temps essentiel de
l’analyse. Il permet de dépister les oeufs et larves d’helminthes, les kystes et
formes végétatives d’amibes et de flagellés, les oocystes de coccidies et les
spores de microsporidies. Les cristaux de Charcot-Leyden sont dus à la
destruction des polynucléaires éosinophiles du tube digestif. Il n’existe pas de
parallélisme entre eux et l’éosinophilie sanguine. Leur constatation doit inciter à
rechercher une helminthiase, mais ils peuvent également se rencontrer au cours
de protozooses (amibiase, isosporose).
L’examen microscopique comporte obligatoirement un examen direct des
selles fraîches et un examen après enrichissement, dont l’objectif est de
concentrer les parasites trop rares pour être décelés à l’examen direct. La
technique idéale qui concentrerait tous les parasites n’existe pas ; il convient
donc d’utiliser obligatoirement deux types de techniques de concentration
laissées au choix du biologiste. Ces techniques particulières nécessitent un délai
de 1 à 3 jours pour l’obtention du résultat. Par contre, l’examen direct peut
apporter un résultat dans l’heure qui suit la réception du prélèvement.
Lorsque l’on suspecte une parasitose particulière et en cas
d’immunodépression, la recherche doit être orientée par le contexte clinique ou
mieux une prescription précisant spécifiquement le ou les parasites recherchés,
ce qui nécessite des conditions particulières ou des techniques spéciales :
recherche de formes végétatives mobiles d’Entamoeba histolytica sur selles
fraichement émises (moins de 2 heures) ; méthode de Baermann pour rechercher
65
les larves d’helminthes (anguillules), coloration de Henricksen et Poblenz
(Ziehl-Neelsen modifié) pour rechercher des oocystes de cryptosporidies, celle
de Weber et Van Gool pour rechercher des spores de microsporidies ; enfin le
Scotch-Test de Graham pour rechercher des oeufs d’oxyures.
3-Optimisation de l’examen parasitologique des selles [45]
:
Afin d’optimiser cet examen, un certain nombre de données doivent être
connues.
-L’élimination des oeufs et des kystes peut être variable d’un jour à l’autre
(période dite « négative ») ; il est donc recommandé de réaliser trois EPS
recueillis à quelques jours d’intervalle, sur une période de 8 jours, avant de
conclure à la négativité de l’examen.
-Une coopération clinicobiologique est indispensable afin d’adapter au mieux
les techniques utilisées. Le praticien doit communiquer au laboratoire les
données épidémiologiques (origine du patient, éventuels voyages réalisés), les
données cliniques (antécédents, symptomatologie, immunodépression...), les
données paracliniques (numération-formule sanguine, syndrome
inflammatoire...) et préciser son orientationdiagnostique.
- l’interrogatoire en est le premier élément. L’origine géographique du patient
(ou lieu de séjour) ainsi que les dates et durées de séjour seront notées. Les
séjours parfois anciens doivent être considérés (la longévité de certaines espèces
de schistosome atteint 20 ans). Le mode de vie des patients doit être connu et,
notamment, les activités professionnelles pouvant favoriser le contact avec des
parasites (agriculteurs, mineurs). Les antécédents, particulièrement ceux
concernant le tractus digestif doivent être également consignés ;
66
- la connaissance du terrain immunitaire est également capitale, les
immunodéprimés pouvant présenter des parasitoses opportunistes, rares et/ou
asymptomatiques chez l’immunocompétent.
4-Conseils aux patients pour le recueil des selles [45, 46]
:
Un régime pauvre en résidus prescrit au patient quelques jours avant
l’examen permet d’améliorer la qualité de l’examen macroscopique. Les autres
« préparations », notamment les purges, ne présentent aucun intérêt et peuvent
parfois aggraver la symptomatologie de la parasitose. Trois prélèvements de
selles seront réalisés sur une période de 10 jours afin d’éviter une période d’ «
élimination négative » du parasite (période sans ponte). Les selles examinées
doivent être fraîchement émises (délai de 3 heures au maximum).
Dans les cas où une oxyurose est suspectée, les oeufs seront au mieux mis
en évidence par un scotch test (application d’une bande adhésive de cellophane
au niveau de la marge anale), donc il faut :
• Recueillir les selles dans un récipient propre et hermétique (pot fourni en
pharmacie)
• Aucune préparation des patients n’est recommandée avant l’EPS. Cependant, il
est indispensable d’éviter quelques jours avant l’examen d’utiliser des laxatifs
huileux, du sulfate de fer ou du charbon qui rendent la lecture microscopique
très difficile. Toutefois, lorsqu’il existe une constipation, il est conseillé de
prescrire un régime à faibles résidus 3 jours auparavant.
• Il est préférable d’émettre les selles au laboratoire car certains parasites sont
fragiles (formes végétatives d’Entamoeba histolytica) ; en cas d’impossibilité,
les apporter dans un délai inférieur à 3 heures après l’émission (ne pas les
conserver au froid)
67
• Le prélèvement doit être en quantité suffisante, sinon il peut conduire à des
résultats faussement négatifs
• Le scotch test de Graham doit être réalisé le matin, avant la toilette et avant
tout défécation.
5-Intérêt de répétition d’un EPS [45, 54, 58, 59, 60]
:
L’examen parasitologique des selles doit se pratiquer trois à quatre jours
après l’arrêt de certaines substances médicamenteuses qui pourraient gêner son
interprétation (huile de paraffine, charbon, laxatifs, mucilages, baryte) ; il est
souhaitable que les selles soient émises dans un récipient prévu à cet effet, que
l’on peut se procurer dans toutes les pharmacies. Puisque certaines formes de
parasites sont fragiles (trophozoïtes), l’idéal est de procéder à l’exonération des
selles au laboratoire. Si ce n’est pas le cas, il convient de transmettre le
prélèvement au laboratoire dans les plus brefs délais (< 1 heure).
L’élimination fécale des formes parasitaires (kystes, oeufs, larves...) est
discontinue. Ceci signifie qu’un EPS isolé négatif n’exclut pas l’absence de
parasite. Lorsque les EPS mettent en évidence une forme parasitaire, celle-ci est
retrouvée dès le premier examen dans 58 à 76 % des cas ; lorsque ce premier
EPS est négatif, la réalisation d’un deuxième EPS permet de mettre en évidence
une forme parasitaire dans 16 à 21 % des cas ; lorsque les 2 premiers EPS sont
négatifs, un troisième EPS met en évidence une forme parasitaire dans 8 à 21 %
des cas.
De ce fait, un EPS négatif isolé n’a pas de valeur. Compte tenu de ces
données, le médecin doit prescrire un EPS ; si cet examen est positif, il n’en
prescrit pas d’autres ; s’il est négatif, il prescrit deux autres EPS en ayant prévu
sur l’ordonnance destinée au biologiste les 2 possibilités afin d’éviter au malade
68
de reconsulter. Il est préférable de répéter l’examen avec un intervalle de 2-3
jours plutôt que sur 2 jours consécutifs. Cette stratégie pragmatique a l’avantage
de pouvoir se contenter d’un seul EPS s’il est positif, mais peut cependant
conduire à sous-estimer un polyparasitisme.
L’EPS n’est pas contributif dans les situations suivantes :
- lors de la période dite muette, qui sépare le contage et l’élimination
fécale des formes parasitaires (quelques jours pour les protozoaires, 3 à 12
semaines pour certains helminthes) ;
- lorsqu’il s’agit d’un parasite d’origine animale en impasse parasitaire
chez l’homme ne pouvant pas atteindre le stade adulte (syndrome de larva
migrans, anisakiase), lorsqu’il s’agit d’un parasite mâle incapable de pondre
des œufs (ascaridiose) ou d’un parasite au stade immature souvent en
migration larvaire dans les tissus et donc trop jeune pour émettre des oeufs ou
des larves ; et bien sûr lorsque le parasite (ses oeufs ou ses kystes) n’est pas
éliminé par voie intestinale (par exemple, oeufs de Schistosoma haematobium
éliminés dans les urines).
L’EPS peut ne pas être contributif au cours de l’oxyurose (quelquefois
aussi avec les oeufs de ténia) où les oeufs se retrouvent volontiers au niveau de
la marge anale.
6-Interprétation de l’EPS [47, 49, 54]
:
Les principaux parasites susceptibles d’être trouvés dans les selles et dont
la pathogénicité est démontrée chez l’homme sont rapportés dans le tableau III.
Entamoeba histolytica minuta (forme végétative ou kyste) doit toujours être
traitée car il s’agit de la forme de dissémination de la maladie et elle peut à tout
69
moment, sous l’influence de facteurs locaux ou généraux peu connus, évoluer en
forme hématophage agressive, Entamoeba histolytica histolytica.
Les protozoaires digestifs habituellement considérés comme non
pathogènes et susceptibles d’être trouvés dans les selles sont rapportés dans le
tableau IV. Leur présence dans les selles témoigne de l’ingestion d’aliments
souillés par des matières fécales.
En cas de persistance d’une symptomatologie clinique sans autre cause
retrouvée que Dientamoeba fragilis ou Blastocystis hominis, un traitement
d’épreuve peut être proposé.
7-Particularités de prescription de l’EPS [46]
:
La mise en évidence de cryptosporidies, de microsporidies et la recherche
de larves d’anguillules par la technique de Baermann ne font pas partie de l’EPS
standard. Si le contexte n’est pas précisé, elles doivent faire l’objet d’une
prescription spécifique. Concernant le diagnostic d’amoebose, il est à noter que
seule la visualisation microscopique de formes végétatives hématophages
permet de conclure à l’espèce Entamoeba histolytica. Lorsque seuls des kystes
ou des formes végétatives non hématophages sont mis en évidence, le compte
rendu biologique est « Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar » puisqu’il
n’est pas possible de discriminer ces deux espèces. D’autres techniques doivent
être mises en œuvre (technique enzyme linked immunosorbent assay, biologie
moléculaire) afin de distinguer l’espèce pathogène, nécessitant une prise en
charge thérapeutique, de l’espèce non pathogène.
70
8-Examens associés [62]
:
-Hémogramme : parmi les divers examens paracliniques, l’hémogramme est le
plus important, il permet de déceler une anémie et /ou une hyperéosinophilie et
donc d’évoquer certaines parasitoses.
-Vitesse de sédimentation : la vitesse de sédimentation est le reflet d’un
syndrome inflammatoire. Elle est particulièrement utile en cas d’abcès amibiens
ou de destructions tissulaires d’origine parasitaire.
-Bilans biochimiques divers : la destruction du tissu hépatique, notamment par
des migrations de larves de parasites, peut se traduire biologiquement par
élévation de certaines diastases.
-Examen radiologique et apparentés : la vision de vers dans le duodénum par
examen radiologique est classique.
L’échographie et la scintigraphie apportent également des informations
précieuses sur les atteintes hépatiques.
Pour le côlon, la radiographie et la coloscopie peuvent objectiver des
lésions amibiennes ou permettre de repérer certains vers.
II- Techniques copro-parasitologiques [61 , 62]
:
A- Examen microscopique standard :
Examen direct en solution salée isotonique :
L’examen direct est le temps majeur de l’examen coproparasitologique.
Les petites particules de matière fécale seront diluées sur lame dans une goutte
de soluté NaCl à 9%.
Examen microscopique en solution de Lugol double : Les mêmes
dilutions seront effectuées dans une solution de Lugol double.
71
La dilution en eau distillée : Elle peut être d’un certains secours
lorsqu’une grande abondance de Blastocystis ou de formes végétatives
d’autres protozoaires rend difficile le repérage des kystes éventuels.
B- Examen microscopique direct après colorations spéciales :
Les colorations spéciales sont effectuées pour préciser la morphologie d’un
protozoaire observé et par conséquent pour affiner le diagnostic.
Colorations en tubes
-Au Mérthiolate Iode Formol, c’est la technique de Sapero, Lawless et
Strome.
-Coloration au cristal violet de Bailenger.
Coloration sur lame
-Coloration à l’hématoxyline ferrique.
-Coloration à l’APV-Trichrome.
-Coloration au noir chlorazole de Kohn.
-Coloration de Ziehl-Neelsen pour la recherche de cryptosporidies.
C- Concentration parasitaire :
On appelle concentrations les techniques par lesquelles on essaie, à partir
de la grande quantité de matières fécales recueillies, d’obtenir dans un faible
volume les œufs, larves, kystes voire formes végétatives fixées de parasites par
élimination des résidus de la digestion.
72
L’intérêt de l’enrichissement coprologique est à l’origine de la mise au
point d’un très grand nombre de méthodes que leur principe permet de classer en
trois groupes :
-Méthodes physico-chimiques ;
-Méthodes par éclaircissement ;
-Méthodes biologiques.
1-Concentration physico-chimiques
Toutes les méthodes de concentration font intervenir des forces physiques
et des phénomènes chimiques, seules les varient techniques qui permettent de
distinguer différents types de concentration :
a. Concentration par sédimentation :
Principe : dilution des selles dans un liquide de densité intermédiaire
entre les parasites qui se déposent, les particules alimentaires non
digérées et les cadavres microbiens qui surnagent ou restent en
suspension.
Avantages :
-Partir d’une masse volumineuse des selles ;
-Simplicité et matériel rudimentaire.
Inconvénients : techniques longues, nécessitant de nombreuses
manipulations.
Indications : Schistosoma intercalatum, Schistosoma japonicum,
Schistosoma mansoni.
Contre-indications : Protozoaires.
Méthodes :
-Méthode de Faust et Ingalls : solution aqueuse à 0,5% de glycérine.
73
-Méthode de Jahnes et Hodges.
b. Concentration par centrifugation :
Principe : celui de l’enrichissement par sédimentation, avec la
différence d’un dépôt accéléré par centrifugation.
Inconvénients : manipulations nombreuses.
Indications : Schistosomes.
Méthodes :
-Méthode de Baroody et Most : eau ordinaire à 40°C
c. Concentration par flottation :
Principe : effectuer une dilution fécale avec un liquide plus dense que
les éléments parasitaires qui surnagent. Leur concentration dans un
film superficiel est conditionnée par leur densité inférieure à celle du
réactif ainsi que par une prédominance de leur lipophilie.
Avantages : simplicité, matériel rudimentaire et possibilité d’examen
en série.
Contre-indications :
-Selles riches en lipides ou huiles minérales ;
-Larve : elles sont altérées et méconnaissables ;
-Kystes de Protozoaires : ils subissent une distorsion qui gêne leur
identification
Méthodes :
-Méthode de Fulleborn : solution saturée de NaCl à 25%.
-Méthode de Willis : solution de NaCl à 25%.
-Méthode de Janeckso et Urbany : solution d’iodomercurate de K.
-Méthode de Faust : solution aqueuse de sulfate de Zinc à 33%.
74
d. Concentration diphasique :
Principe : c’est la mise en présence de deux phases non miscibles-l’une
aqueuse, l’autre lipophile-qui crée, pour chacune des particules
fécales,un coefficient de partage leur permettant de s’orienter en
fonction de leur équilibre hydrophile-lipophile.
Avantage : simplicité et rapidité.
Inconvénients : partir d’un faible volume de selles, ce qui peut
conduire à des résultats faussement négatifs dans les spécimens où la
répartition des parasites est inégale.
Contre-indications : il n’existe pas de contre-indication formelle,
cependant, ces procédés sont en général peu efficace pour
l’enrichissement des œufs d’Ascaris.
Méthodes : parmi eux :
-Méthode de Bailenger : tampon acéto-acétique à pH 5.
-Méthode de Blagg, Schoegel, Mansour et Khalaf : concentration au
Merthiolate ou Thiomersal-Iode-Formol.
-Méthode de Ritchie : solution aqueuse à 10% de formol
commercial.
-Méthode de Ritchie modifiée par Allen et Ridley : solution
commerciale de formol en dilution à 10%.
2- Concentration par éclaircissement :
Principe : confectionner un frottis épais que l’on éclaircit
progressivement par la glycérine ou par le polyéthylène-glycol.
Indications : tous les œufs et notamment Schistosoma mansoni,
coccidies.
75
Contre-indications : Protozoaires, larves.
Méthodes :
-Méthode de Kato et Miura : solution de glycérine-vert de malachite
dans laquelle sont immergées des lamelles de cellophane.
3-Concentration biologique
Principe : repose sur les propriétés biologiques des éléments
parasitaires.
Méthodes :
-Méthode de Baermann et Brug.
-Méthode de Baerman et Lee.
76
Tableau III : Principaux parasites pathogènes pouvant être trouvés dans les
selles. [54]
77
78
PARTIE PRATIQUE
79
OBJECTIF :
Afin de comparer la valeur diagnostique de trois techniques de
concentration parasitaires : Ritchie, Bailenger et Willis, entre elles et vis-à-vis
de l’examen direct, de déterminer leurs ordres d’efficacité, dégager leurs mérites
et leurs inconvénients et prévoir, lorsqu’elles existent, leurs indications ou leurs
contre-indications, nous avons réalisé une étude prospective sur trois mois et
demi (du 15 juillet au 1 novembre 2007), qui a intéressé 218 enfants âgés de
moins de 15 ans hospitalisés à l’Hôpital d’Enfants de Rabat.
MATERIEL ET METHODES :
1-Choix de l’échantillon et des techniques :
a- Choix de l’échantillon :
Il s’agit d’une étude prospective intéressant l’ensemble des enfants âgés de
moins de quinze ans et qui sont hospitalisés à l’Hôpital d’Enfants de Rabat.
Ce travail a intéressé un échantillon de 218 enfants qui ont bénéficié de
l’examen parasitologique des selles, en plus de trois techniques de concentration
qui permettent le diagnostic de la majorité des parasitoses digestives.
b- Choix des techniques :
Cette étude comparative oppose, entre elles et vis-à-vis de l’examen direct,
les trois techniques de concentration suivantes :
-Technique de BAILENGER
-Technique de RITCHIE modifiée par ALLEN et RIDLEY.
80
-Technique de WILLIS.
Notre choix des techniques citées est soutenu par les raisons suivantes :
-Le caractère usuel de ces techniques qui sont les plus rencontrées aussi bien
dans les laboratoires hospitaliers que dans le secteur privé ;
-Opposées à d’autres techniques, ces méthodes ont prouvé de manière
incontestable leur supériorité ;
-L’absence d’études, du moins à notre connaissance, opposant ces trois
techniques.
2-Conduite de notre étude :
a- Phase préliminaire :
Nous avons contacté les chefs des services de l’Hôpital, auxquels nous
avons expliqué le but de notre travail et son importance pour avoir accès aux
différents services.
Nous nous sommes procurés, en nombre suffisant, de flacons secs,
propres, avec couvercles.
Nous avons aussi établi des fiches d’enquête réunissant les données
concernant chaque enfant :
-Nom et prénom
-Age et sexe
-Numéro d’entrée
-Service
-Motif d’hospitalisation
-Examen parasitologique des selles : couleur, consistance, examen direct,
concentration avec Ritchie, Bailenger et Willis.
81
b. Prélèvement et collecte des selles :
Cette étude s’est déroulée dans les cinque services de l’Hôpital (P I, P II, P
III, P IV et chirurgie pédiatrique) et on passait chaque jour dans un service et le
jour qui suive on change de service pour passer au suivant.
On a remis pour chaque enfant hospitalisé un flacon propre, sec et
numéroté afin de prélever un échantillon de selles le lendemain matin et puis on
remplissait la fiche d’exploitation.
Dans les jours précédant l’examen, une recommandation est faite au
malade d’exclure de sa nourriture toute substance susceptible de surcharger la
masse fécale avec en conséquence une plus grande dispersion des parasites.
Aussi doit-il :
-suivre un régime à faibles résidus cellulosiques ;
-s’abstenir des médicaments à base de charbon, de bismuth, d’alumine, de
magnésie ou de barium ;
-éviter toute administration orale ou rectale de laxatifs huileux ou
mucilagineux.
3-Techniques parasitologiques utilisées :
a. Examen macroscopique :
On notera la couleur et la consistance, ainsi que la présence éventuelle de
sang, de mucosité et de pus.
Sur des selles moulées ou pâteuses, on s’attachera particulièrement à la
recherche des œufs d’helminthes et des kystes de protozoaires. Sur des selles
molles ou diarrhéiques ou muco-sanguinolentes, on doit rechercher avant tout
les formes végétatives des protozoaires. En outre l’examen macroscopique
82
permet de déceler certains parasites tels que : anneaux de Taenia, douves
adultes, oxyures et ascaris.
b. Examen microscopique :
C’est le temps essentiel de l’analyse coprologique permettant seul de
dépister les œufs ou larves d’helminthes, les trophozoïtes ou les kystes de
protozoaires.
b-1.Examen direct :
b-1-1.Examen à l’état frais :
C’est le procédé le plus simple et le seul qui permet d’observer vivantes les
formes végétatives des protozoaires.
Réactif :
NaCl………………………………..9 g
Eau distillée………………………..1000 ml
Matériel :
-Lames porte objet.
-Lamelles.
-Microscope optique.
Méthode :
On prélève à l’aide d’une baguette une petite parcelle des selles piquées en
plusieurs endroits de la masse fécale. On délaye ensuite dans une goutte d’eau
physiologique et on recouvre d’une lamelle.
La préparation doit être assez mince pour permettre une observation aisée.
Elle doit être examinée en entier, de manière systématique afin d’être sûr de tout
explorer. L’exploration de la préparation se fait au faible grossissement (objectif
83
x 10) et le diagnostic des éléments parasitaires repérés se fait au fort
grossissement (objectif x 40).
b-1-2.Examen après coloration au Lugol :
Pratiquer un second examen direct, pour un éventuel diagnostic différentiel
entre les amibes, en ajoutant cette fois une goutte de Lugol à 2%.
Réactif :
Iode…………………………………..1 g
Iodure de potassium………………….2 g
Eau distillée…………………………..100 ml
Matériel :
-Lames porte objet.
-Lamelles.
-Microscope optique.
Méthode :
On prélève à l’aide d’une baguette une petite parcelle des selles piquées en
plusieurs endroits de la masse fécale. On délaye ensuite dans une goutte de
Lugol à 2 %.
Cette solution de Lugol fait apparaître la morphologie interne des
protozoaires et de leurs kystes.
b-2.Techniques de concentration :
Le but de la concentration est de réunir dans un faible volume, le plus
grand nombre d’éléments parasitaires possibles. Pour ce faire, elle doit séparer
les parasites des constituants fécaux sans intérêt parasitologique. Ce tri n’est
84
possible qu’en mettant à profit les propriétés physico-chimiques caractéristiques
de ce que l’on cherche à retenir et de ce que l’on veut éliminer.
b-2-1.Prélèvement pour concentration :
Il est nécessaire de prélever les fragments de selles à différents endroits car
les parasites peuvent être répartis irrégulièrement dans la matière fécale.
b-2-2.Homogénéisation et filtration :
Les selles sont triturées dans un verre à pied avec une petite quantité du
liquide diluant qui varie selon la technique choisie.
Pour éliminer les particules alimentaires non fragmentées, le diluat obtenu
est filtré à travers une passoire à mailles de 1 mm environ et recueilli dans un
autre verre à pied.
Après une minute, le filtrat sera transversé lentement dans un autre verre.
Ces quelques secondes de sédimentation permettent aux petits éléments lourds
de descendre dans le fond du verre à pieds.
b-2-3.Méthode de Bailenger :
Elle fait partie des méthodes dites diphasiques, elles-mêmes faisant partie
du groupe des techniques physico-chimiques. Pour Bailenger, trois mécanismes
sont à la base de la concentration par ces méthodes :
-La mise en présence de deux phases non miscibles, l’une aqueuse, l’autre
lipophile créant pour chacune des particules fécales un coefficient de partage
leur permettant de s’orienter en fonction de leur équilibre hydrophile-lipophile ;
-L’action dissolvante des réactifs vis-à-vis de certains constituants de la selle ;
-La densité des éléments parasitaire supérieures à celle du liquide de dilution.
85
Réactifs :
-Tampon acéto-acétique à pH5 :
-Acétate de sodium cristallisé…………………..15ml
-Acide acétique…………………………….......3,6 ml
-Eau distillée……………………………q.s.p 1000 ml
Ajuster à pH 5 avec l’acide acétique ou la soude diluée.
-Ether éthylique
Méthode :
Les selles sont diluées dans environ 10 fois leur volume d’une solution
acéto-acétique à pH 5 de façon à obtenir une suspension homogène.
Après avoir réalisé les étapes déjà citées (prélèvement, homogénéisation et
filtration), le filtrat est versé dans un tube à centrifuger en le remplissant à
moitié ou aux deux tiers. On ajoute de l’éther en laissant un espace vide au
dessus de la couche éthérée pour permettre une bonne agitation.
Le tube bouché à la main protégée d’un gant, est alors agité énergiquement
pendant au moins trente secondes à une minute. La suspension éthéro-liquide
obtenue est centrifugée à une vitesse lente de l’ordre de 1500 tours/ minute
pendant trois minutes.
Après centrifugation, les constituants de la suspension sont répartis en
quatre couches :
-Couche superficielle d’éther colorée par les corps éthéro-solubles ;
-Couche épaisse et adhérant aux parois du tube, contenant les résidus
lipophiles ;
86
-Couche de solution aqueuse de dilution colorée par les corps
hydrosolubles ;
-Culot devant contenir les parasites et qui doit être aussi petit que
possible voire presque indiscernable à l’œil nu.
La couche des résidus lipophiles est décollée à l’aide d’une baguette de
verre, puis on retourne le tube pour se débarrasser de son contenu, l’ouverture de
tube toujours dirigée vers le bas, on essuie ses parois, et enfin on retourne le
tube, le culot sera prélevé à l’aide d’une pipette Pasteur.
Avantages :
Elle est beaucoup plus fiable dans la recherche des kystes et des œufs se
concentrant bien dans un pH aux environ de 5 (giardia, amibes, trichocéphale,
ankylostome).
Inconvénients :
Ne permet pas la rechercher des œufs de schistosome.
b-2-4.Méthode de Ritchie :
Elle fait également partie des techniques diphasiques et nécessite les
mêmes précautions que celles préconisées pour la technique de Bailenger.
Réactif :
Solution de formol à 10 %.
Méthode :
-Délayer la selle dans la solution de formol à 10 % ;
-Tamiser et laisser sédimenter pendant quelques secondes ;
-Emulsionner le surnageant avec un égal volume d’éther ;
-Centrifuger à 1500 tours/min pendant 3 minutes ;
87
-Examiner le culot entre lame et lamelle.
Avantages :
Cette méthode peut être utilisée sur les selles formolées donc sur des selles
collectées pour enquêtes épidémiologiques. Elle concentre bien les œufs
d’ascaris et de schistosome.
Inconvénients :
Le culot souvent volumineux est de lecture difficile.
b-2-5.Méthode de Willis :
Appartient aux groupes de méthodes physiques de flottation, ces méthodes
reposent sur le principe que les œufs ont une coque qui les protège pendant un
certain temps de la pénétration de liquides plus denses, une dilution avec ces
liquides aura tendance à les laisser flotter en surface tandis que les résidus plus
lourds ou ceux qui s’imprègnent rapidement descendent dans le fond des
récipients.
Réactif :
Solution aqueuse de chlorure de sodium (25 g dans 1000 ml).
Méthode :
Après avoir réalisé les étapes déjà citées, la suspension obtenue est versée
dans un tube jusqu’à la limite supérieur, c’est-à-dire jusqu’à formation d’un
léger bombement du liquide au dessus du bord. On place alors soigneusement
une lamelle qui doit recouvrir tout le tube sans bulles d’air. 45 minutes plus tard,
on retire la lamelle, on la dépose sur une lame et on lit au microscope.
88
Avantages :
Dans les enquêtes épidémiologiques, cette technique présente l’avantage de
la simplicité d’exécution, de la rapidité et d’un faible prix de revient. Elle
concentre bien les œufs d’ankylostomidés et d’hyménolépis.
Inconvénients :
La solution de chlorure de sodium pénètre assez facilement dans les œufs et
il ne faut pas dépasser le temps prescrit dans le déroulement de la technique.
89
RESULTATS :
I-L’EXAMEN PARASITOLOGIQUE DES SELLES
A- Prévalence parasitaire :
a- Selon le groupe de parasite :
Tableau 1 : Incidence des différents parasites retrouvés chez 218 enfants.
Parasite
Nombre
de
parasites
Index
parasitaire
spécifique
(%)
Pourcentage du
parasite par rapport
au total des parasites
(%)
AM
IBE
S
Entamœba
histolytica
11 5,10 13,9
Endolimax nana 9 4,1 11,4
Entamœba
hartmanni
2 0,9 2,5
Total 22 10,1 27,8
FL
AG
EL
LE
S Giardia
intestinalis
20 9,2 25,3
Chilomastix
mesnili
2 0,9 2,5
Total 22 10,1 27,8
Blastocystis hominis 32 14,7 40,5
Total des protozoaires 76 34,9 96,2
HE
LM
INT
HE
S
Enterobius
vermicularis
1 0,46 1,26
Ascaris
lumbricoides
1 0,46 1,26
Hymenolepis nana 1 0,46 1,26
Total des
helminthes
3 1,4 3,8
Total des parasites 79 36,3 100
90
P OUR C E NT AG E DE S P R OT OZ OAIR E S E T DE S
HE L MINT HE S
96,20%
3,80%
P R O T O Z O AIR E S
HE L MINT HE S
Les protozoaires :
Ils ont été observés chez 34,9% des enfants examinés et représentent
96,2% des parasites retrouvés.
91
10,10% 10,10%
14,70%
Amibes Flagellés Blastocystis hominis
P révalenc e des protozoaires
Les amibes :
La prévalence des amibes est de 10,1% et ils représentent 27,8% de
l’ensemble des parasites retrouvés.
Ce graphique présente la répartition des différentes espèces d’amibes :
5,10%4,10%
0,90%
E ntamœba
his tolytica
E ndolimax nana E ntamoeba
hartmanni
P révalenc e des amibes
92
Entamoeba histolytica est détecté chez 5,1% des enfants examinés.
Les flagellés :
La prévalence des flagellés est de 10,1 et représentent 27,8% des parasites
rencontrés. Ce graphique présente la répartition des différentes espèces
d’amibes :
9,20%
0,90%
Giardia intestinalis Chilomastix mesnili
P révalenc e des F lag ellés
Blastocystis hominis :
C’est le parasite qui arrive au premier rang avec une prévalence de 14,7%.
Il représente 40,5% des parasites retrouvés.
Les helminthes:
Les vers infestent 1,4% des enfants examinés et représentent 3,8% de
l’ensemble des parasites rencontrés.
93
0,46% 0,46% 0,46%
E nte robius
v e rmic ularis
As c aris
lumric oide s
Hyme nole pis nana
P révalenc e des Helminthes
b- Selon la pathogénécité du parasite :
P ourc entag e des paras ites pathog ènes , non pathog ène et du
B las toc ys tis
16,40%
40,5%
43,10%
non pathogènes
B lastocystishominis
pathogènes
Parasites non pathogènes :
La prévalence des parasites non pathogènes est de 5,9%. Ils représentent
16,4% de la totalité de ceux rencontrés.
94
Ces parasites sont représentés par les amibes non pathogènes (E.hartmanni,
Endolimax nana) et Chilomastix mesnili.
Parasites pathogènes :
La prévalence de ces parasites est de 15,7%. Ces parasites représentent
43,1% de la totalité de ceux rencontrés.
Blastocystis hominis :
La prévalence de ce parasite est de 14,7% et ce parasite représente 40,5%
de la totalité de ceux rencontrés.
B- Etude du polyparasitisme :
1. Indice du polyparasitisme : IPP
Le polyparasitisme est la coexistence chez la même personne de deux ou
plusieurs parasites. Il est exprimé par l’indice de polyparasitisme qui est égal à
la différence entre l’index parasitaire corrigé (IPC) et l’index parasitaire simple
(IPS). Cette différence sera d’autant plus grande que la fréquence de sujets
polyparasités est plus importante.
95
2. Etude quantitative :
Sur 218 selles examinées nous avons obtenu 14 selles polyparasitées soit
6,42% des enfants examinés. Ces cas de polyparasitisme se répartissent comme
suit :
13 protozooses pures
1 infestation mixte (protozoose + helminthiase)
96
Tableau 2 : Les associations parasitaires.
Nombre
de
parasites
associés
Protozooses pures Infestations mixtes Total
Nombre
de cas
Prévalence
(%)
Nombre
de cas
Prévalence
(%)
Nombre
de cas
Prévalence
(%)
2 09 4,2 01 0,5 10 4,7
3 03 1,4 0 0 03 1,4
4 01 0,5 0 0 01 0,5
Total 13 6,1 01 0,5 14 6,6
97
C- Répartition selon le sexe des patients :
Le sex-ratio est de 1,3.
Tableau 3 : Parasitisme selon le sexe :
Garçon Fille
Nombre d’enfants
examinés
104 114
Nombre d’enfants
parasités
33 27
Prévalence parasitaire
(%)
31,7 23,7
Prévalence du
polyparasitisme (%)
07,7 05,3
98
31,70%
23,70%
G arç ons F illes
P révalenc e paras itaire s elon le s exe
99
Tableau 3 : Répartition des espèces parasitaires rencontrées selon le sexe.
Parasite
Garçons Filles
nombre Pourcentage
(%)
Nombre Pourcentage
(%)
AM
IBE
S
Entamœba
histolytica
6 5,8% 5 4,4%
Endolimax
nana
7 6,7% 2 1,7%
Entamœba
hartmanni
1 1% 1 0,9%
Total 14 13,5% 8 7%
FL
AG
EL
LE
S Giardia
intestinalis
12 11.5% 08 7%
Chilomastix
mesnili
0 0 2 1,7%
Total 12 11,5% 10 8,7%
Blastocystis
hominis
17 16,3% 15 13,1%
Total des
protozoaires
43 41,3% 33 28,8%
HE
LM
INT
HE
S
Enterobius
vermicularis
0 0 1 0,9%
Ascaris
lumbricoides
1 1% 0 0
Hymenolepis
nana
0 0 1 0,9%
Total des
helminthes
1 1% 2 1,8%
Total des
parasites
44 42,3% 35 30,6
100
5,80%
6,70%
1%
4,40%
1,70%
0,90%
G arç ons F illes
R épartition des Amibes s elon le s exe
E ntamœbahis tolytica
E ndolimaxnana
E ntamœbahartmanni
11,50%
0%
7%
1,70%
G arç ons F illes
R épartition des F lag ellés s elon le s exe
G iardiaintestinalis
C hilomastixmesnili
101
41,30%
28,80%
G arç ons F illes
Répartition de Blastocystis hominis selon le
sexe
0%
1%
0%
0,90%
0%
0,90%
G arç ons F illes
R épartition des Helminthes s elon le s exe
E nterobiusvermicularisAscarislumbricoidesHymenolepis nana
102
D- Répartition selon l’âge :
Tableau 4 : Prévalence du parasitisme selon l’âge.
Tranche d’âge 0-4 ans 5-9 ans 10-15 ans >15 ans
Nombre
d’enfants
examinés
61 34 40 8
Nombre
d’enfants
parasités
11 9 19 3
Prévalence
parasitaire (%) 18 26,5 47,5 37,5
Prévalence du
polyparasitisme
(%)
18,2 33,3 15,8 0
18%
26,50%
47,50%
37,50%
< 4 ans 05-09 ans 10-15 ans >15 ans
P révalenc e paras itaire s elon l'âg e
103
Tableau 5 : Nombre des espèces parasitaires selon l’âge.
Tranche
d’âge
0-4 Ans 5-9 Ans 10-15 Ans >15 Ans
AM
IBE
S
Entamœba
histolytica
3 0 0 2
Endolimax
nana
0 3 4 0
Entamœba
hartmanni
0 1 0 0
Total 3 4 4 2
FL
AG
EL
LE
S Giardia
intestinalis
4 4 6 0
Chilomastix
mesnili
0 0 1 0
Total 4 4 6 0
Blastocystis
hominis
6 5 8 1
Total des
protozoaires
13 13 18 3
HE
LM
INT
HE
S
Enterobius
vermicularis
0 0 0 0
Ascaris
lumbricoides
0 0 1 0
Hymenolepis
nana
0 0 1 0
Total des
helminthes
0 0 2 0
Total des
parasites
13 13 20 3
104
II- DONNEES COMPARATIVES DE TROIS TECHNIQUES DE
CONCENTRATION EN COPROLOGIE PARASITAIRE :
Tableau 6 : Résultats comparés des quatre techniques copro-parasitaires.
Parasite Nombre
de cas
étudiés
Examen
direct
Bailenger Ritchie Willis
*
**
*
**
*
**
*
**
Giardia
lamblia
18 88 24 100 60 100 48 5 1
Chilomastix
mesnilii
2 50 2 0 0 100 2 0 0
Blastocystis
hominis
26 96 18 42 12 46 18 23 4
Entamœba
histolytica
11 100 18 9 2 9 2 0 0
Endolimax
nana
9 78 18 100 42 78 36 11 3
Ascaris
lumbricoides
1 100 2 0 0 0 0 0 0
Hymenolepis
nana
1 100 5 100 1 100 4 100 11
Enterobius
vermicularis
1 100 5 0 0 0 0 100 15
* : pourcentage de cas diagnostiqués.
105
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
Tableau 7 : Comparaison des techniques diphasiques.
a. recherche de Protozoaires
PROTOZOAIRES
Giardia
intestinalis
Blastocystis
hominis
Entamoeba
histolytica
Endolimax
nana
Chilomqstix
mesnili
R * 100 46 9 98 100
** 48 18 2 36 2
B * 100 42 9 100 0
** 60 12 2 42 0
b. recherche d’helminthes
HELMINTHES
Ascaris
lumbricoides
Hymenolepis
nana
Enterobius
vermicularis
R * 0 100 0
** 0 4 0
B * 0 100 0
** 0 1 0
* : pourcentage de cas diagnostiqués.
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
R= Ritchie.
B= Bailenger.
106
Tableau 8 : Comparaison des concentrations parasitaires selon la technique de
Willis.
a. les Protozoaires
b. les helminthes
* : pourcentage
de cas diagnostiqués.
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
W= Willis.
PROTOZOAIRES
Giardia
intestinalis
Blastocystis
hominis
Entamoeba
histolytica
Endolimax
nana
Chilomastix
mesnili
W * 5 23 0 11 0
** 1 4 0 3 0
HELMINTHES
Hymenolepis
nana
Enterobius
vermicularis
Asacris
lumricoides
W * 100 100 100
** 11 15 3
107
Tableau 9 : Sensibilité des techniques de concentration dans la recherche des
protozoaires pathogènes.
Parasite Nombre
de cas
étudiés
Examen
direct
Bailenger Ritchie Willis
*
**
*
**
*
**
*
**
Giardia
lamblia
18 88 24 100 60 100 48 5,5 1
Entamœba
histolytica
11 100 18 9 2 9 2 0 0
* : pourcentage de cas diagnostiqués.
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
Tableau 10 : Sensibilité des techniques de concentration dans la recherche de
Blastocystis hominis.
Parasite Nombre
de cas
étudiés
Examen
direct
Bailenger Ritchie Willis
*
**
*
**
*
**
*
**
Blastocystis
hominis
26 96 18 42 12 46 18 23 4
* : pourcentage de cas diagnostiqués.
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
108
Tableau 11 : Sensibilité des techniques de concentration dans la recherche des
protozoaires non pathogènes stricts.
Parasite Nombre
de cas
étudiés
Examen
direct
Bailenger Ritchie Willis
*
**
*
**
*
**
*
**
Chilomastix
mesnilii
2 50 2 0 0 100 2 0 0
Endolimax
nana
9 88 18 100 42 98 36 11 3
* : pourcentage de cas diagnostiqués.
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
109
Tableau 12 : Sensibilité des techniques de concentration dans la recherche des
helminthes.
Parasite Nombre
de cas
étudiés
Examen
direct
Bailenger Ritchie Willis
*
**
*
**
*
**
*
**
Ascaris
lumbricoides
1 100 2 0 0 0 0 100 3
Hymenolepis
nana
1 100 5 100 1 100 4 100 11
Enterobius
vermicularis
1 100 5 0 0 0 0 100 15
* : pourcentage de cas diagnostiqués.
** : nombre moyen d’éléments parasitaires par cas diagnostiqué.
110
Tableau 13 : Comparaison du nombre et du pourcentage d’examens positifs
selon la technique de concentration utilisée chez les patients ayant des selles
diarrhéiques.
Parasites
n ═ nombre
de cas
Nombre et pourcentage d’examens positifs
Examen
direct
Ritchie Bailenger Willis
S
EL
LE
S D
IAR
RH
EIQ
UE
S
Entamœba
histolytica
n═ 8
8 1 0 0
100% 12% 0% 0%
Endolimax
nana
n═ 2
2 1 2 0
100% 50% 100% 0%
Blastocystis
hominis
N═ 10
10 3 2 1
100% 30% 20% 10%
Chilomastix
mesnilii
N═ 1
0 1 0 0
0% 100% 0% 0%
Giardia
intestinalis
N═ 5
5 5 5 1
100% 100% 100% 20%
111
Tableau 14 : Comparaison du nombre et du pourcentage d’examens positifs
selon la technique de concentration utilisée chez les patients ayant des selles non
diarrhéiques.
Parasites
n ═ nombre
de cas
Nombre et pourcentage d’examens positifs
Examen
direct
Ritchie Bailenger Willis
SE
LL
ES
N
ON
D
IAR
RH
EIQ
UE
S
Entamœba
histolytica
n═ 3
3 1 2 0
100% 33% 66% 0%
Endolimax
nana
n═ 7
5 6 8 0
71% 85% 100% 0%
Blastocystis
hominis
n═ 16
15 9 9 5
94% 56% 56% 31%
Chilomastix
mesnili
n═ 1
1 1 0 0
100% 100% 0% 0%
Giardia
intestinalis
n═ 13
11 13 13 0
84% 100% 100% 0%
Enterobius
vermicularis
n═ 1
1 0 0 1
100% 0% 0% 100%
Ascaris
lumbricoides
n═ 1
1 0 0 0
100% 0% 0% 0%
Hymenolepis
nana
n═ 1
1 1 1 1
100% 100% 100% 100%
112
Tableau 15 : Rentabilité de chaque technique dans la recherche de chaque
élément parasitaire.
1 2 3 4
Giardia
lamblia
BAILENGER RITCHIE EXAMEN
DIRECT
WILLIS
Chilomastix
mesnili
RITCHIE EXAMEN
DIRECT
Blastocystis
hominis
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Entamœba
histolytica
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE
BAILENGER
Endolimax
nana
BAILENGER RITCHIE EXAMEN
DIRECT
WILLIS
Ascaris
lumbricoides
EXAMEN
DIRECT
Hymenolepis
nana
WILLIS EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER
Enterobius
vermicularis
WILLIS EXAMEN
DIRECT
113
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Examen
direct
Ritchie Willis
Entamoeba histolytica
Endolimax nana
Blastocystis hominis
Chilomastix mesnili
Giardia intestinalis
Graphique représentant le pourcentage d’examens positifs selon les
techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles
diarrhéiques.
114
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Examen
direct
Ritchie Bailenger Willis
Entamoeba
histolyticaEndolimax nana
Blastocystis hominis
Chilomastix mesnili
Giardia intestinalis
Enterobius
vermicularisAscaris lumricoides
Hymenolepis nana
Graphique représentant le pourcentage d’examens positifs selon les
techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles non
diarrhéiques.
115
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Entamoeba histolytica
Giardia intestinalis
Graphique représentant le pourcentage de protozoaires pathogènes selon les
techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles
diarrhéiques.
116
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Entamoeba histolytica
Giardia intestinalis
Graphique représentant le pourcentage de protozoaires pathogènes selon les
techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles non
diarrhéiques
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Endolimax nana
Chilomastix mesnili
Graphique représentant le pourcentage de protozoaires non pathogènes selon
les techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles
diarrhéiques.
117
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Endolimax nana
Chilomastix mesnili
Graphique représentant le pourcentage des protozoaires non pathogènes selon
les techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles non
diarrhéiques.
118
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Blastocystis hominis
Blastocystis hominis
Graphique représentant le pourcentage de Blastocystis hominis selon les
techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles
diarrhéiques.
119
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Blastocystis hominis
Blastocystis hominis
Graphique représentant le pourcentage de Blastocystis hominis selon les
techniques de concentration utilisées chez les patients ayant des selles non
diarrhéiques.
120
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
EXAMEN
DIRECT
RITCHIE BAILENGER WILLIS
Enterobius vermicularis
Ascaris lumricoides
Hymenolepis nana
Graphique représentant le pourcentage des helminthes selon les techniques
de concentration utilisées chez les patients ayant des selles non diarrhéiques.
121
DISCUSSION :
De cette étude, il ressort que 27,5% des enfants ayant subit un examen
parasitologique des selles hébergent au moins un parasite intestinal soit un
enfant sur quatre. Ce taux reste très diminué comparé à ceux rapportés par
Faye au Sénégal, Diouf toujours au Sénégal et Adou-bryn en côte d’Ivoire qui
sont de 36,7%, 31,3% et 38,9% respectivement [63, 64, 65]
. Par contre, ce taux de
prévalence globale est comparable à celui rapporté par Ayadi en Tunisie qui est
de 25,09% [94]
. Ouaaba en 1993 révèle une prévalence de 23,4% chez l’enfant,
de moins de 15 ans, hospitalisé à l’Hôpital d’enfants de Rabat [67]
.
Dans d’autres études, le taux de prévalence est encore plus élevé que le
notre : 46,5% est trouvé par Dianou chez 1142 enfants âgés de 0 à 16 ans au
Burkina Faso, 57,06% est trouvé par Aokbi chez des enfants d’âge scolaire à
Tifelt, et toujours au Maroc, Tligui chez l’enfant scolarisé à Tiflete et Tchich à
Kénitra ont trouvé un taux de 85,8% et de 57,1% respectivement [68, 69, 70, 71]
.
Parmi les enfants infectés par différents parasites, nous avons noté une
légère prédominance du sexe masculin (la prévalence parasitaire était de 31,7%
pour les garçons alors que pour les filles elle était de 23,7%. Adou-bryn a noté
aussi cette prédominance [65]
. Des études similaires ont montré que le
parasitisme touche aussi bien les filles que les garçons, sans différence
significative entre les deux groupes [63, 66, 68, 71, 72]
.
Le parasitisme se produit dès le jeune âge de 0 à 4 ans où il est de 18%.
Puis il augmente atteignant un maximum entre 10 et 15 ans. Nous avons
122
constaté que l’importance de l’infestation augmente avec l’âge. La même
constatation est faite par d’autres auteurs [64, 66 ,73]
.
Le parasitisme intestinal de l’enfant dans cette étude est dominé par les
protozoaires, parasites des mains sales, du péril fécal et de l’alimentation
souillée, qui représentent 96,2% du total des parasites détectés. Cette
observation rejoint celles faites par d’autres auteurs [63, 65, 67, 69, 71, 74]
. Les
protozoaires non pathogènes reflet d’un niveau d’hygiène défectueux et du
contact continu avec le péril fécal, ont une prévalence de 6%.
Endolimax nana reste le protozoaire non pathogène le plus isolé avec une
prévalence de 4,1% suivi par Entamoeba hartmanni (0,9%) et Chilomastix
mesnili (0,9%). Adou-Bryn, pour Endolimax nana rapporte un taux très proche
de celui que nous avons trouvé dans cette étude (4,8%) [65]
. Aokbi et Tligui ont
trouvé 5,8% pour Endolimax nana [69, 70]
.
Ayadi a trouvé 2,74% pour E.nana [66]]
. Ni Chilomastix mesnili, ni
Entamoeba hartmanni n’ont été rencontrés par Adou-Bryn et Fay [63, 65]
. Dans
cette série C.mesnili représente une prévalence de 0,9% qui représente presque
la moitié des taux trouvés par Aokbi et Tchiche pour ce parasite.
Giardia intestinalis et Entamoeba histolytica occupent respectivement la
première et la deuxième place parmi les protozoaires pathogènes avec un taux de
14,3%, certaines études réalisées montrent des taux similaires avec 11,8-28,8%
et 25,8% [69,75]
.
123
Giardia intestinalis est le protozoaire pathogène le plus fréquent dans cette
étude avec une prévalence de 9,2%. L’incidence trouvée est loin de celui trouvée
dans l’étude de Tchich et de khallel qui est de 23% [71, 76]
. Tandis que dans
d’autres travaux, cette incidence se situe entre 1% et 16% [65, 68 ,71 ,77]
. La
Giardiose prédomine chez les enfants, essentiellement ceux vivant en
collectivités, ceci s’explique par une forte exposition au péril fécal en bas âge, et
probablement aussi par une plus grande sensibilité au parasite dans cette tranche
d’âge.
Entamoeba histolytica occupe la deuxième place parmi les protozoaires
pathogènes, sa fréquence était de 5,1%. Cette fréquence est semblable à celle
trouvée par Ouaaba (5,3%) lors d’une étude semblable faite en 1993 à l’Hôpital
d’enfants de Rabat [67]
. D’autres études [63, 65 ,66 ,74 ,78]
n’ont pas trouvé ce
parasite ou sa présence était très faible.
Blastocystis hominis est le premier protozoaire isolé chez la population
étudiée, sa prévalence est de 14,7%. Une étude réalisée au Venezuela dans une
école primaire à Bolivar city sur les 169 selles examinées, 32 contenaient
Blastocystis hominis soit une prévalence de 18,93% et une autre étude réalisée à
Tifelt sur 170 écoliers à montré une prévalence de 22,4% [69]
. Tchich a signalé
un taux de 32% auprès de l’écolier à Kénitra [71]
. Par contre Tligui, Chabaa et
Junod ont rapporté toujours chez l’enfant des prévalence avoisinants de 13%.
Adou-Bryn n’ont pas recensé de Blastocystis hominis dans leurs séries [64, 65]
. A
l’heure actuelle, il est prudent de considérer Blastocystis hominis comme agent
pathogène potentiel. De toute évidence ne pas noter la présence de ce parasite
dans les selles est une faute. Il s’agit d’un protozoaire colique témoin d’une
124
alimentation souillée. Il ne doit pas entrer dans le cadre manichéen pathogène-
non pathogène, mais être susceptible de participer activement à un syndrome
diarrhéique.
La prévalence des helminthes n’était que de 1,4% bien que les parasites à
transmission orale étaient les plus fréquents chez l’enfant [65, 67, 69 ,71 ,75]
. Ils
représentent 3,8% du total des parasites retrouvés. La prévalence d’Enterobius
vermicularis est de 0,46%, mais la fréquence de ce parasite reste sous estimée
car le scotch-test reste l’outil majeur pour le diagnostic positif.
Ascaris lumbricoides est retrouvé avec une prévalence de 0,46%. La
prévalence retrouvée est inférieure de celle des autres auteurs et se situe entre
0,7 et 2% [8 ,63 ,67 ,75]
. D’autres études ont signalé des fréquences plus élevées
avec 6,75%, 14,5% et 20,5% [64 ,71]
. Tandis que d’autres n’ont pas trouvé ce
parasite. L’importance de l’endémie varie en fonction de la densité humaine, de
l’importance des activités agricoles, du niveau d’hygiène générale, enfin des
conditions climatiques.
Hymenolepis nana est retrouvé avec une prévalence de 0,46%. La
prévalence retrouvée est comparable à celle retrouvée par Adou-Bryn (ne
dépasse pas 1%). Tligui a trouvé une prévalence de 2,3% un taux qui est
supérieur de la notre.
Sur l’ensemble des échantillons de selles examinés, 6,6% sont
polyparasités. Le biparasitisme prédomine avec une prévalence de 4,7%.
125
La prévalence des associations parasitaires faites, soit de protozoaires
(6,1%) soit de protozoaires et helminthes (0,5%), n’est pas aussi importante que
celle relevée par d’autres travaux : 5 et 95% [79]
ou encore 37% et 44% [80]
.
La méthode proposéé par Bailenger tient compte de l’importance du pH,
elle est beaucoup plus fiable dans la recherche des kystes et des œufs se
concentrant bien dans un pH aux environ de 5 (Giardia, amibes, trichocéphale,
ankylostomes). Pour les œufs de schistosome une autre technique est nécessaire
[62].
La technique de Ritchie peut être utilisée sur des selles formolées, elle
concentre bien les œufs d’ascaris et de schistosome selon Jean-Jacques Rousset.
Cependant le culot souvent volumineux est de lecture difficile [62]
.
Selon Bailenger, les techniques diphasiques ne présentant pas de contre-
indications formelles et sont en général peu efficaces pour l’enrichissement des
œufs d’ascaris [61]
.
Dans les enquêtes épidémiologiques, la technique de Willis présente
l’avantage de la simplicité d’exécution, de la rapidité et d’un faible prix de
revient. Elle concentre bien les œufs d’ankylostomidés et d’hyménolipidés. La
solution de chlorure de sodium pénètre assez facilement dans les œufs et il ne
faut pas dépasser le temps prescrit dans le déroulement de la technique. En
pratique, 10 à 15 minutes de flottaison suffisent au lieu des 45 minutes
préconisées par l’auteur [61, 62]
.
Dans cette étude les résultats obtenus pour la concentration de Giardia
intestinalis par les méthodes diphasiques sont meilleurs par rapport à ceux de
126
l’examen direct. En tenant compte du premier critère de comparaison
﴾pourcentage de cas diagnostiqués﴿, la rentabilité apportée par ces deux
techniques comparées à l’examen direct est la même ﴾12%﴿, mais le nombre
moyen d’éléments parasitaires dénombrés par cas place la technique de
Bailenger en première position et la technique de Ritchie en seconde position.
Ceci s’accorde avec la constatation de Jean-Jacques Rousset [61]
. L’échec de la
technique de flottaison ﴾toujours par rapport à l’examen direct﴿ est de 83%.
Pour Chilomastix mesnili, les résultats obtenus par la technique de Ritchie
sont supérieurs à ceux de l’examen direct avec un gain de sensibilité de 50%.
L’échec de la technique de Bailenger et de Willis est de 50% ﴾toujours par
rapport à l’examen direct﴿ et de 100% pour la technique de Ritchie.
Comparés à l’examen direct et en ne tenant compte uq uq pourcentage de
cas diagnostiqués ,les échecs des techniques diphasiques pour la recherche de
Blastocystis hominis et d’Entamoeba histolytica sont respectivement de 54% et
de 91% pour Bailenger et de 50% et 91% pour Ritchie, alors que la technique de
Willis présente un échec de 73%et de 100% dans la recherche respective de
Blastocystis hominis et d’ Entamoeba histolytica. Ces résultats vont à l’encontre
de ce qui est rapporté par Jean-Jacques Rousset [61]
.
Pour Endolimax nana, les résultats obtenus par les méthodes diphasiques
sont meilleurs ou comparables à ceux de l’examen direct. En considérant le
pourcentage de cas diagnostiqués, la technique de Bailenger a augmenté de
22% la sensiblité de l’examen parasitologique des selles. Le degré de
concentration parasitaire place cette méthode devant celle de Ritchie. L’échec de
la technique de flottaison par rapport à l’examen direct est de 66%.
127
Les œufs d’Ascais lumricoides ne sont retrouvés que par l’examen direct,
cette constatation rejoint les directives de nombreuses publications soulignant la
nécessité de l’examen direct dans la recherche des œufs d’Ascaris et contre
indiquant les méthodes physico-chimiques [61,62,81]
.
Les œufs d’Hymenolepis nana sont constamment présents quelle que soit la
technique utilisée mais le nombre moyen d’œufs sur lame penche en faveur de la
technique de Willis, ce qui est superposable à ce qui est rapporté par Jean-
Jacques Rousset [61]
.
Seuls l’examen direct et la technique de Willis ont mis en évidence la
présence d’œufs d’Enterobius vermicularis, la méthode de flottaison permettant
de les mieux concentrer. L’examen parasitologique des selles est peu rentable (5
à 10 %) même chez les personnes hébergeant un grand nombre d’adultes dans
leur tube digestif [24]
.
Dans les selles diarrhéiques, la Giardias est toujours diagnostiquée à
l’examen direct et aux techniques diphasiques. La méthode de Willis ne montre
le parasite que dans 20% des cas. Concernant les selles non diarrhéiques, il est
retrouvé à 100% dans les techniques diphasiques et à seulement 84% à l’examen
direct. La technique de Willis n’a pas pu mettre en évidence sa présence de ce
parasite. Ceci montre que l’examen direct peut laisser passer inaperçu le Giardia
dans 16% des cas des selles non diarrhéiques. Ceci est peut-être dû à une plus
grande abondance d’éléments parasitaires dans les selles diarrhéiques ce qui
faciliterait alors la mise en évidence du parasite par l’examen direct et d’une
façon moindre par la technique de Willis.
Pour Entamoeba histolytica les techniques de concentration restent en
défaut par rapport à l’examen direct aussi bien en ce qui concerne les selles
128
diarrhéiques que non diarrhéiques. Ceci est également valable pour Blastocystis
homoinis. A noter que celui-ci a été retrouvé par la méthode de Bailenger dans
un seul cas où l’examen direct d’une selle non diarrhéique a été négatif.
Concernant les selles diarrhéiques, la présence d’Endolimax nana, a été
mise en évidence dans 100% des cas avec l’examen direct, et dans 50% des cas
avec la méthode de Ritchie ; alors que dans les selles non diarrhéiques, l’examen
direct a laissé passer inaperçu le parasite dans 29% des cas, et la méthode de
Ritchie l’a retrouvé dans 85% des cas.
Les différences d’efficacité entre ces trois types de techniques de
principes différents ne peuvent être que constatées sans aucune justification
évidente.
Les différences d’efficacité entre les deux techniques diphasiques sont par
contre interprétables. Nous nous basons en particulier sur les travaux de
BAILENGER et ceux de RITCHIE pour expliquer les raisons de ces différences
[82, 83].
De nombreux paramètres peuvent agir sur l’un et/ou l’autre de ces
facteurs et donc sur l’efficacité de la concentration parasitaire. Parmi ces
paramètres : le pH, les ions participant à la constitution des réactifs et les
substances superficiellement actives.
Dans le cas particulier de notre étude, seul le facteur pH a une importance
réelle. Le pH intervient en modifiant la dissociation électrolytique des
groupements à la surface des éléments parasitaires, il fait varier la balance
hydrophile-lipophile et agit ainsi sur la concentration.
Dans notre étude, le pH des deux techniques diphasiques testées est situé à
la valeur 5 pour la méthode de BAILENGER, c’est-à-dire dans la zone de pH
optimale et au voisinage de 3, soit à la limite de cette zone, dans la technique de
129
RITCHIE. Ces valeurs de pH ainsi situées expliquent bien les résultats de notre
expérimentation.
La supériorité de la technique de BAILENGER serait en grande partie liée
à son pH.
Les résultats aberrants fournis par la concentration des kystes
d’Entamoeba histolytica par les méthodes diphasiques, sont sans doute liés au
fait que ces kystes sont très influencés par la variation du facteur de pH. Par
contre les kystes de Giardia et d’Endolimax nana sont très peu influencés par ce
facteur.
Pour Blastocystis hominis il est mal concentré, ceci est dû à sa fragilité qui
le rend moins résistant à l’eau et à la centrifugation.
Les résultats auxquels nous avons abouti et qui s’expliquent en majeur
partie par l’action du pH sur la concentration parasitaire sont en faveur de la
technique acéto-acétique à pH 5. Bien que ne permettant pas le dépistage à
100% de toutes les infections parasitaires, cette technique est comparativement
la plus satisfaisante. Les gains qu’elle apporte par rapport à l’examen direct se
situent entre 12% et 22%.
Les gains apportés par la technique de RITCHIE sont du même ordre mais
le nombre moyen d’éléments parasitaires dénombrés par cas, la place en seconde
position.
Enfin, la technique de WILLIS est très en défaut même par rapport à
l’examen direct, sauf pour le diagnostic des œufs d’Enterobius vermicularis et
d’Hymenolepis nana.
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CONCLUSION
Cette étude ne fait que confirmer l’intérêt de l’examen parasitologique des
selles dans le diagnostic des parasitoses digestives. Cet intérêt est encore majoré
quand cette analyse est associée à une ou à plusieurs techniques de
concentration parasitaire. Il nous paraît donc hautement souhaitable de voir tous
les biologistes pratiquer ces techniques de concentration et de choisir parmi
celles-ci les méthodes qui ont fait leurs preuves et qui offrent une sécurité
maximale.
L’analyse des résultats obtenus, nous permet de tirer deux types de
conclusions :
-Insuffisance de l’examen direct qui laisse passer inaperçu, un grand nombre
de parasitoses digestives sans qu’il soit pour autant inutile puisque son
association à certaines techniques notamment diphasiques pourrait offrir une
sécurité presque totale.
-Efficacité inégale des différentes techniques qui sont pour la plupart très
étroitement liées à un élément parasitaire ou à une gamme de parasites.
Il nous paraît aussi souhaitable de voir tous les médecins prescrire des
examens parasitologiques des selles même pour les malades ne présentant pas de
troubles digestifs apparents. Nous pensons enfin, qu’une telle mesure serait,
seule, capable de répondre au principe de Godard : « intégrer l’analyse des selles
dans un examen clinique autant que la prise du pouls et de la température ou la
palpation de l’abdomen ».