Analyse des lipides · 2020. 1. 30. · Analyse des lipides - Extraction. Paramètres physico-chimiques. Constituants majeurs 10/09/2015 Véronique OLLIVIER Ingénieure de laboratoire,

ARTICLETECHNIQUES DE L’INGÉNIEURL’expertise technique et scientifique de référenceTechniques

de l'Ingénieur

p2645Spectrométrie de masse - Principe et appareillage

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Guy BOUCHOUX Professeur à l’université Paris XI (Orsay), École Polytechnique, DCMR, Palaiseau

Michel SABLIER Chargé de recherches au CNRS, École Polytechnique, DCMR, Palaiseau

Guy BOUCHOUX Professeur à l’université Paris XI (Orsay), École Polytechnique, DCMR, Palaiseau

Michel SABLIER Chargé de recherches au CNRS, École Polytechnique, DCMR, Palaiseau

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p3325 Analyse des lipides - Extraction. Paramètresphysico-chimiques. Constituants majeurs

10/09/2015

Véronique OLLIVIER Ingénieure de laboratoire, Responsable de la section d'analyse des corps gras végétaux Servicecommun des laboratoires auprès de la DGCCRF et de la DGDDI, Laboratoire de Marseille, France

Denis OLLIVIER Directeur de laboratoire, Responsable d'Unité Service commun des laboratoires auprès de laDGCCRF et de la DGDDI, Laboratoire de Marseille, France

Jacques ARTAUD Professeur émérite Aix-Marseille Université. LISA, EA4672, Équipe METICA, Marseille, France

Analyse des macromolécules biologiques

Techniques d'analyse Mesures - Analyses

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Analyse des lipides

Extraction. Paramètres physico-chimiques.

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par Véronique OLLIVIERIngénieure de laboratoireResponsable de la section d’analyse des corps gras végétauxService commun des laboratoires auprès de la DGCCRF et de la DGDDI, Laboratoirede Marseille, France

Denis OLLIVIERDirecteur de laboratoireResponsable d’UnitéService commun des laboratoires auprès de la DGCCRF et de la DGDDI, Laboratoirede Marseille, France

et Jacques ARTAUDProfesseur émériteAix-Marseille Université. LISA, EA4672, Équipe METICA, Marseille, France

es lipides, utilisés comme corps gras alimentaires ou industriels, sontconstitués d’un ensemble hétérogène de familles chimiques comportant

des triglycérides (triacylglycérols), des diglycérides, des monoglycérides, desphospholipides, des acides gras libres, des stérols, des esters de stérols, desalcools, des pigments (caroténoïdes, chlorophylles), des tocophérols, deshydrocarbures...

Les lipides biologiques comportent des triglycérides, des acides gras etdes phospholipides mais aussi des lipides complexes tels que lesphosphoglycérides, les sphingolipides, les glycolipides et les polycétides.

Les corps gras sont appelés « Huile » lorsqu’ils sont liquides à la températureambiante et « Graisse », suivie de l’indication animale ou végétale selon l’ori-gine de l’extraction, lorsqu’ils sont solides (concrets) à la température de 15 oC(cf. réglementation en vigueur). Cet état physique différent provient de leurcomposition en acides gras. Les huiles sont plus riches en acides gras insa-turés que les graisses.

Les lipides sont une famille de composés essentiels à la vie au même titreque les glucides et les protides. Ils ont un rôle essentiel comme :

– constituants de la membrane cellulaire ;

1. Extraction et dosage de la matière grasse ..................................... P 3 325v2 - 2

2. Détermination des caractéristiques physiques............................. — 3

3. Détermination des indices de base .................................................. — 5

4. Détermination des constituants majeurs ....................................... — 6

5. Différents référentiels de normes..................................................... — 22

6. Conclusion ............................................................................................... — 22

7. Glossaire et sigles ................................................................................. — 22

Pour en savoir plus ........................................................................................ Doc. P 3 325v2

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– éléments nutritionnels ;– réserve d’énergie ;– isolant thermique...


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ANALYSE DES LIPIDES _______________________________________________________________________________________________________________

1 g de corps gras fournit 9 kcal ou 37,6 kJ.

Les termes de corps gras ou de matières grasses sont plutôt réservés aux tri-glycérides et désignent les huiles et graisses présentes dans les produitsalimentaires.

En fait, les corps gras sont un mélange complexe de lipides qui se classenten deux grands domaines :

– les composés saponifiables (90 à 98 %) réagissant avec un réactif alcalin(NaOH, KOH...) ;

– les composés insaponifiables (2 à 10 %) ne réagissant pas avec un réactifalcalin.

Cet article concerne principalement la fraction saponifiable. Il traite del’extraction et du dosage des lipides issus :

– des matrices végétales ou animales ;– des produits transformés de l’industrie agroalimentaire ;– des produits cosmétiques ou industriels.

Il décrit les paramètres physico-chimiques caractérisant les matières grasseset leurs dosages. Il donne les méthodes de détermination des composésmajeurs. Dans une majorité de cas, les normes associées aux déterminationsanalytiques sont citées.

La fraction insaponifiable fait l’objet de l’article [P 3 327].

Un glossaire et un tableau de sigles sont donnés en fin d’article.

Comme il est d’usage dans la profession, les pourcentages indiqués, sont,sauf précision contraire, massiques.

1. Extraction et dosagede la matière grasse

L’extraction des corps gras a le plus souvent un double objectif :– le dosage de la matière grasse ;– l’analyse de la matière grasse extraite.

Elle doit donc être totale et ne pas modifier la nature de lamatière grasse.

1.1 Méthodes gravimétriques

1.1.1 Extraction directe par solvant

Dans certains cas pour les produits humides, il est nécessaired’éliminer préalablement à l’extraction la phase aqueuse soit pardessiccation à l’étuve, soit par séchage sur sulfate de sodiumanhydre Na2SO4 .

Les solvants le plus souvent utilisés sont :– l’éther diéthylique ;– l’hexane ;– les mélanges chloroforme-méthanol 2-1 v/v (réactif de

Folch [1], réactif de Bligh et Dyer [2]) ;– le chloroforme-isopropanol 3-2 v/v ;– le dichlorométhane-méthanol 2-1 v/v.

Il est important de préciser la méthode utilisée car les différents

mélange de sulfate de sodium anhydre et de terre de diatomées(CELITE® 545).

Différentes méthodes, en fonction de la matrice, peuvent êtreutilisées.

Exemples

Graines oléagineuses. Détermination de la teneur en huile(méthode de référence) NF EN ISO 659 : extraction directe à l’hexaneou à l’éther de pétrole.

Beurre, émulsion d’huiles alimentaires et matières grasses tar-tinables. Détermination de la teneur en matière grasse (méthode deréférence) ISO 17189 : extraction directe par épuisement à l’éther depétrole (coupe 30 à 60 oC) ou n-hexane.

Extraction de la matière grasse en vue de sa caractérisationNF V 03-030 (méthode générale d’extraction de la matière grassetotale à partir d’un produit alimentaire élaboré) : extraction avec lemélange n-hexane-isopropanol 3-2 v/v puis purification de l’extrait surcolonne de CELITE® 545. Cette méthode n’altère pas la matièregrasse.

Viande et produits à base de viande. Détermination de la matièregrasse libre NF V 04-403 : séchage sur sulfate de sodium anhydre(Na2SO4) puis extraction par éther de pétrole.

Il existe de nombreuses méthodes normalisées suivant lanature de la matrice. L’utilisateur doit rechercher les méthodesnormalisées adaptées à la matrice à traiter. Les méthodes

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solvants n’ont pas le même pouvoir extracteur, en particulierenvers les phospholipides. Dans le cas de l’analyse qualitative,l’extrait est ensuite purifié sur une colonne constituée d’un

citées en exemples sont données à titre indicatif (voir normesAFNOR, ISO, méthodes officielles prises par arrêté ou parrèglement...).



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1.1.2 Extraction après traitement chimique

Le traitement chimique est le plus souvent une hydrolyse desti-née à libérer des lipides liés à des protéines, des glucides et àmodifier les structures peptidiques et glucidiques. L’hydrolysat estextrait par un solvant qui est ensuite éliminé.

Dans tous les cas, les méthodes avec traitement chimique nepermettent pas une étude correcte de la composition et de la qua-lité de la matière grasse obtenue.

Le type d’extraction est fonction de la matrice utilisée.

1.2 Méthodes physiques

1.2.1 Résonance magnétique nucléaire RMN basse résolution

La RMN basse résolution est basée sur la mesure, par spectro-métrie de résonance magnétique nucléaire à basse résolution et àonde pulsée, de la teneur en composés liquides contenant del’hydrogène. Méthode rapide et non destructrice, la RMN nécessitede connaître la nature de la matière grasse car l’appareil doit êtreétalonné avec un corps gras identique à celui que l’on veut doser.Elle ne peut s’appliquer à des composés contenant des corps grasinconnus.

1.2.2 Infrarouge IR

L’analyse de la matière grasse dans les produits laitiers parinfrarouge fait l’objet de deux normes :

– la norme NF ISO 9622 (Lait et produits laitiers fluides – Lignedirectrice pour l’application de la spectrométrie dans le moyeninfrarouge) pour l’analyse quantitative de la composition du lait etdes produits laitiers liquides. Elle est applicable à l’analyse du laitde vache, chèvre, brebis, bufflonne... ;

– la norme NF ISO 21543 (Produits laitiers – Ligne directrice pourl’application de la spectrométrie dans le proche infrarouge) pour ladétermination de la teneur en matières solides totales, en matières

humidité, en matières grasses, en matières sèches non grasses eten sel dans le beurre. C’est une méthode basée sur le principe queles différents constituants des produits alimentaires présentent desspectres d’absorption caractéristiques dans le proche infrarouge,mais se chevauchant. Les auteurs ont montré que l’on peuts’affranchir de la superposition des pics de chaque composé enréalisant des mesures à six longueurs d’onde différentes. Un traite-ment mathématique des spectres conduit à un système de troiséquations. Il est alors possible de déterminer à la fois l’humidité,les protéines et les matières grasses. Comme pour la RMN, il estnécessaire d’étalonner l’appareil afin de déterminer les constantesspécifiques de chaque constituant pour chaque type de produit àanalyser.

2. Déterminationdes caractéristiques physiques

2.1 Masse volumique – DensitéLa détermination de la masse volumique est réalisée à l’aide

d’un pycnomètre selon la méthode normalisée NF EN ISO 6883(Corps gras d’origines animale et végétale – Détermination de lamasse volumique conventionnelle (poids du litre dans l’air)). Onpeut exprimer la masse volumique absolue (dans le vide) maiscomme cette détermination est généralement utilisée pour trans-former une masse d’huile en volume, on préfère utiliser le poidsdu litre d’huile dans l’air. Les méthodes font référence à la massevolumique de l’eau, masse volumique différente selon la méthodeISO ou la méthode UICPA (tableau 1).

Il est possible aussi d’utiliser un densimètre électronique, dontle fonctionnement est basé sur le maintien en oscillation d’un tubeen U (volume environ 1 ml) rempli de liquide dont la mesure de lafréquence résultante est directement proportionnelle à la massevolumique du liquide à mesurer. Cette méthode vient d’être nor-malisée, en 2015, par la norme NF ISO 18301 (Corps gras d’ori-gines animale et végétale – Détermination de la masse volumiqueconventionnelle (poids du litre dans l’air) – Méthode du tube en Uoscillant).

2.2 Indice de réfractionL’indice de réfraction des huiles varie en fonction de leur insatu-

ration. Le mesurage est normalisé par la méthode ISO 6320 (Corpsgras d’origines animale et végétale. Détermination de l’indice deréfraction). Il est réalisé à 20 oC pour les huiles fluides et à 40 oCpour les graisses. L’indice de réfraction est mesuré à l’aide deréfractomètres, type Abbe, thermostatés. Il est lié à la température(0,00035 par degré au voisinage de 20 oC) (tableau 1).

2.3 CouleurLes méthodes permettant de déterminer la couleur des corps

gras sont nombreuses. Les plus utilisées comparent visuellementla couleur de l’échantillon à des étalons conventionnels :

– méthode Lovibond® (Corps gras d’origines animale et végé-tale. Détermination de la couleur Lovibond NF ISO 15305 et Corpsgras d’origines animale et végétale. Détermination de la couleurLovibond, méthode automatique NF ISO 27608) ;

– méthode FAC qui consiste à « encadrer » la couleur entre 2 des29 verres proposés ;

Exemples

Lait. Détermination de la teneur en matière grasse :– NF V 04-215 méthode par extraction éthérochlorhydrique, hydro-

lyse par HCl 12 M ;– NF EN ISO 1211 méthode gravimétrique (méthode de référence),

hydrolyse NH4OH-C2H5OH.Viande et produits à base de viande. Détermination de la matière

grasse totale : NF V 04-402, hydrolyse par HCl 4 M à 100 oC.Produits diététique et de régime. Arrêté du 8 septembre 1977

relatif aux méthodes officielles d’analyses.Savons. Détermination en alcali total et en matières grasses

totales : NF T60-304 et ISO 685.

Exemple

Graines oléagineuses. Détermination de la teneur en huileméthodes par spectrométrie de résonance magnétique nucléaire àbasse résolution : NF-V-03-907.

Cette norme a été remplacée par la norme NF EN ISO 10565(graines oléagineuses : Détermination simultanée de la teneur enhuile et en eau – Méthode par spectrométrie par résonance magné-tique nucléaire pulsée). La RMN pulsée permet de distinguer les pro-tons de l’eau des protons de l’huile en s’affranchissant du séchage del’échantillon.

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grasses et en protéines dans le fromage, de la teneur en humidité,en protéines et en lactose dans le lait en poudre, dans le lactosé-rum concentré et dans la poudre de bas beurre, et la teneur en

– méthode Gardner qui consiste à « encadrer » la couleur entre 2des 18 verres proposée (Standard test method for color oftransparent liquid : Gardner color scale – ASTM D 1544).



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Tableau 1 – Indices physiques des principaux corps gras [6] [7]Corps gras X

(oC)Densité relative Viscosité a X oC

(mPa·s)Indice de réfraction

Amande 20 0,911 à 0,917 66 à 76 1,417 à 1,72

Arachide 20 0,912 à 0,920 68 à 82 1,460 à 1,474

Argan 20 0,906 à 0,919 – 1,463 à 1,472

Carthame 20 0,910 à 0,927 52 à 75 1,470 à 1,478

Coco 40 0,908 à 0,921 17 à 20 1,448 à 1,450

Coton 20 0,917 à 0,926 65 à 69 1,470 à 1,473

Colza 20 0,910 à 0,920 72 à 97 1,472 à 1,473

Maïs 20 0,917 à 0,925 55 à 66 1,474 à 1,477

Noisette 20 0,912 à 0,915 66 à 76 1,470 à 1,471

Noix 20 0,924 à 0,926 – 1,475 à 1,476

Lin 20 0,928 à 0,933 42 à 47 1,479 à 1,484

Olive 20 0,910 à 0,916 75 à 79 1,4677 à 1,4707

Palme 50 0,891 à 0,899 25 à 31 1,454 à 1,456

Palmiste 40 0,899 à 0,914 17 à 20 1,448 à 1,452

Pépin de raisin 20 0,920 à 0,926 53 à 58 1,467 à 1,477

Ricin 20 0,955 à 0,968 950 à 1 100 1,476 à 1,481

Saindoux 60 0,876 à 0,877 17 à 20 1,450 à 1,451

Sésame 20 0,915 à 0,924 64 à 67 1,474 à 1,477

Soja 20 0,919 à 0,925 53 à 58 1,466 à 1,477

Suif 80 0,875 à 0,877 19 à 20 (à 60 oC) 1,450 à 1,451 (à 60 oC)

Tournesol 20 0,918 à 0,923 51 à 57 1,461 à 1,468

Tournesol oléique 20 0,909 à 0,915 – 1,467 à 1,476

d x20 nDx

densité relative d’un corps à X oC par rapport à l’eau à 20 oC. indice de réfraction à X oC par rapport à la longueur d’onde de la raie D du sodium (589 nm).

d x20nD

x

Il existe des appareils « comparateur de couleur » commercialiséspar Lovibond Tintometer Ltd et accessibles notamment auprès desfournisseurs de matériels scientifiques permettant de déterminer lacouleur avec une plus grande fiabilité par rapport à des méthodesnon automatiques.

2.4 ViscositéIl n’existe pas de méthode particulière pour mesurer la viscosité

des corps gras. On utilise les méthodes par écoulement employéespour les produits pétroliers (détermination pour le point d’écoule-ment des produits pétroliers ISO 3016).

La viscosité diminue en fonction de l’insaturation des chaînesgrasses ainsi qu’avec la température. Elle augmente avec l’oxyda-tion en raison de la formation de produits de polymérisation.

Pour la plupart des corps gras, elle est comprise entre 50 et80 mPa·s à 20 oC et décroît jusqu’à 6 à 8 mPa·s à 100 oC, excep-tion faite pour l’huile de ricin (tableau 1).

2.5 Point de fusionLa norme ISO 6321 (Corps gras d’origines animale et végétale –

méthodes. Il consiste à mesurer la température à laquelle unecolonne de corps gras, dans un tube capillaire immergé dans l’eau,commence à se déplacer lorsque l’on augmente la température. Ladifférence entre les deux méthodes intervient au niveau de la prépa-ration de l’échantillon. En annexe de la norme, une méthode particu-lière est décrite pour la préparation d’échantillons d’huile de palme.

2.6 Point de fumée – Point d’éclair

On utilise l’appareil de Cleveland pour réaliser cette mesure.

Le point de fumée, dont la détermination est très imprécise,est la température à laquelle le corps gras, chauffé dans desconditions précises, se décompose et se dénature en émettantdes fumées de façon continue.

Le point d’éclair est la température à laquelle se produit, enprésence d’une flamme, l’inflammation nette des vapeurs del’échantillon.

Copyright © – Techniques de l’Ingénieur – Tous droits réservésP 3 325v2 – 4

Détermination du point de fusion en tube capillaire ouvert) décritdeux méthodes qui se différencient selon le polymorphisme descorps gras. Le principe de la mesure est le même pour les deux

On utilise l’appareil de Pensky-Martens pour cette détermination(détermination du point d’éclair avec la méthode Pensky-Martensen vase clos NF ISO 15267).



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Point de fumée et point d’éclair varient considérablement enfonction de l’acidité libre de l’échantillon.

Le point d’éclair est utilisé pour évaluer la teneur en hexane rési-duaire des corps gras, en particulier lors du transport (supérieur à250 oC). La teneur en hexane résiduaire peut être désormais déter-minée par chromatographie en phase gazeuse selon les normes :

– Corps gras d’origines animale et végétale. Dosage de l’hexanetechnique résiduel NF EN ISO 9832 pour les fortes teneurs (10 à1500 ppm) dans les huiles brutes ;

– Corps gras d’origine animale et végétale. Détermination desfaibles teneurs en hexane technique résiduel NF T 60-257 pour lesfaibles teneurs (< 10 ppm) dans les huiles raffinées.

2.7 Teneur en solide

La teneur en solide d’une phase grasse constitue un élémentimportant pour la connaissance des propriétés rhéologiques d’unegraisse.

Cette teneur en solide peut être approchée de différentesmanières, aucune méthode ne donnant de résultat absolu.

Dilatométrie (UICPA 2-141) : détermination d’un volume depoids connu de graisse à diverses températures au-dessous de60 oC. Après fusion à 60 oC, le corps gras est porté à 0 oC pendant90 min puis 30 min à 10 oC, puis de 5 oC en 5 oC jusqu’à 60 oC.Pour chaque température, le volume est mesuré et la dilatation cal-culée en ml/kg.

Calorimétrie : mesure de la quantité de chaleur qu’il faut fournirà chaque instant à un mélange de triglycérides pour élever sa tem-pérature (de 0,5 à 2 oC par minute).

Résonance magnétique nucléaire à onde continue (UICPA2-150).

Résonance magnétique nucléaire pulsée (Corps gras d’originesanimale et végétale. Détermination de la teneur en corps grassolides par résonance magnétique nucléaire (RMN) pulsée –NF EN ISO 8292-1, méthode directe). Après une impulsion deradiofréquence à 90o, les signaux de décroissance de la magnéti-sation des protons dans les phases solide et liquide sont mesurésà deux temps différents. La teneur en corps gras solide est alorscalculée.

Résonance magnétique nucléaire pulsée (Corps gras d’originesanimale et végétale. Détermination de la teneur en corps grassolides par résonance magnétique nucléaire (RMN) pulsée –NF EN ISO 8292-2, méthode indirecte). Après une impulsion deradiofréquence à 90o, le signal de décroissance de la magnétisa-tion des protons dans la phase liquide uniquement est mesuré. Lateneur en corps gras solide est calculée en référence à un échan-tillon étalon constitué uniquement de corps gras liquides.

Ces méthodes par RMN nécessitent un traitement préalable del’échantillon dans des conditions parfaitement définies.

D’autres méthodes peuvent permettre une approche de la teneuren solide, notamment la méthode suivante :

– Corps gras d’origines animale et végétale – Détermination dutitre – NF ISO 935. Méthode de préparation des acides gras inso-lubles dans l’eau des corps gras d’origines animale et végétale etde détermination de leur point de solidification, appelé conven-tionnellement titre des corps gras. La méthode n’est pas applicableaux corps gras dont le titre est inférieur à 30 oC. Le titre c’est latempérature observée lors du refroidissement sous agitationcontinue des acides gras liquides, pour laquelle se produit un

3. Détermination des indices de base

3.1 Indice de saponification

Cet indice est déterminé suivant la norme NF ISO 3657 (Corpsgras d’origines animale et végétale – Détermination de l’indice desaponification).

Il est nécessaire d’opérer :– en phase homogène ;– à température élevée en présence d’un excès d’une solution

éthanolique d’hydroxyde de potassium.

Cet excès est ensuite dosé en retour, ce qui permet de détermi-ner la quantité d’hydroxyde de potassium consommée.

L’indice de saponification rend compte de la longueur deschaînes hydrocarbonées des acides gras (tableau 2).

L’indice de saponification IS est la quantité d’hydroxyde depotassium, exprimée en milligrammes, nécessaire pour saponifier1 g de corps gras.

Tableau 2 – Indicesde saponification et d’iode [6] [7]

Corps gras Indicede saponification Indice d’iode

Amande 189 à 196 92 à 106

Arachide 188 à 196 85 à 110

Argan 189 à 199 91 à 110

Coco 250 à 264 6 à 9

Coton 189 à 198 103 à 115

Colza 170 à 193 100 à 117

Maïs 187 à 195 103 à 128

Noisette 190 à 195 82 à 95

Noix 189 à 198 135 à 151

Lin 189 à 196 170 à 204

Olive 184 à 196 75 à 94

Palme 195 à 205 22 à 61

Palmiste 242 à 254 16 à 23

Pépin de raisin 188 à 194 130 à 138

Ricin 140 à 160 175 à 187

Saindoux 192 à 197 58 à 65

Sésame 187 à 195 104 à 120

Soja 188 à 195 125 à 128


palier temporaire au cours de la chute de température, ou, s’il y aune augmentation de température, la température maximaleatteinte.

Suif 192 à 198 42 à 51

Tournesol 188 à 193 120 à 134



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L’indice de saponification peut être évalué à partir de l’analysechromatographique en phase gazeuse des esters méthyliques desacides gras en tenant compte des masses molaires moléculairesdes différents acides gras ou esters méthyliques des acides gras(NF ISO 3657, annexe B).

3.2 Indice d’iode

Il est déterminé suivant la norme NF ISO 3961 (Corps gras d’ori-gines animale et végétale. Détermination de l’indice d’iode).

En présence d’un large excès d’halogénure d’iode (Réactif deWijs, commercial), l’iode se fixe sur les doubles liaisons des acidesgras insaturés.

L’iode non consommé est ensuite dosé en retour par le thiosulfatede sodium.

L’indice d’iode rend compte de l’insaturation des chaînesgrasses (tableau 2).

Il existe d’autres méthodes non reprises dans la normeNF ISO 3961 qui utilisent des halogénures mixtes ou halogénures :

– méthode de Hanus (monobromure d’iode) ;– méthode au brome.

L’indice d’iode peut être évalué à partir de l’analyse chromato-graphique en phase gazeuse des esters méthyliques des acidesgras en tenant compte des masses molaires moléculaires des dif-férents acides gras ou esters méthyliques des acides gras(NF ISO 3961, annexe A).

3.3 Indice d’hydroxyle

Il ne s’applique qu’à des corps gras contenant des acides grashydroxylés (acide ricinoléique de l’huile de ricin), des alcools pri-maires ou des monoglycérides.

Il est déterminé suivant la norme NF T 60-213 (Corps gras d’ori-gines animale et végétale. Détermination de l’indice d’hydroxyle).

L’anhydride acétique dans la pyridine acétyle à chaud les fonc-tions alcool libres. L’excès d’anhydride acétique est transformé enacide acétique par addition d’eau. L’acide acétique formé est ensuitedosé par de l’hydroxyde de potassium en solution dans l’éthanol.

3.4 Indice d’anisidine

Il est mesuré à partir de 1 g d’échantillon dans 100 ml de2,2,4-triméthyl pentane (isooctane).

Il correspond à 100 fois l’augmentation d’absorbance d’une solu-tion d’essai mesurée à une longueur d’onde de 350 nm dans unecuve de 10 mm après réaction à la p-anisidine dans les conditionsspécifiées dans la norme ISO 6885 (Corps gras d’origines animaleet végétale. Détermination de l’indice d’anisidine).

3.5 Détérioration de l’indice de blanchiment et teneur en carotènes

La méthode normalisée NF EN ISO 17932 (Huile de palme –Détermination de la détérioration de l’indice de blanchiment(DOBI) et de la teneur en carotènes) permet la détermination de ladétérioration de l’indice de blanchiment de l’huile de palme bruteet de la teneur en carotène de l’huile de palme brute ou blanchie etde leur fraction par spectrophotométrie dans le domaine de l’ultra-violet et du visible.

La teneur en β-carotènes est déterminée par mesurage del’absorbance à 446 nm d’une solution d’échantillon dans le2,2,4-triméthyl pentane (isooctane).

4. Déterminationdes constituants majeurs

Les triglycérides IG représentent 90 à 98 % de la fraction lipidi-que des corps gras.

Les triglycérides (I) sont des triesters d’acides gras (II) et du gly-cérol (III) (glycérine) (propane 1,2,3-triol) (figure 1).

Le glycérol (III) est un trialcool qui, estérifié par les acides gras,conduit aux mono, di et triglycérides. Il représente environ 10 % enpoids des triglycérides.

L’indice d’iode II est le nombre de grammes d’iode fixé par100 g de corps gras.

L’indice d’hydroxyle IH est la quantité d’hydroxyde de potas-sium exprimée en milligrammes nécessaire pour neutraliserl’acide acétique en excès après acétylation de 1 g de corps gras.

L’indice d’anisidine IA correspond à la détermination de laquantité d’aldéhyde (aldéhydes α- et β-insaturés) présents dansles corps gras d’origines animale et végétale.

L’indice de blanchiment DOBI est le rapport de l’absorbancede la prise d’essai à 446 nm par rapport à l’absorbance à269 nm pour un trajet optique de 10 mm.

1(α)CH2—O—C—R1

3(α′)CH2—O—C—R3

R2—C—O—2(β)C—H

O

O

O

CH2—OH

CH2—OH

CH—OH

R—COOH

Acides gras (II)

Nombre de carbone

Triglycérides (I) Glycérol (III)


Figure 1 – Formules des triglycérides, des acides gras et du glycérol

3 � R � 29



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4.1 Acides gras

4.1.1 Définition – Nomenclatures

Il existe trois types de nomenclatures des acides gras : ∆, n, ωNomenclature . C’est la nomenclature internationale (UICPA).

On désigne le nombre d’atomes de carbone de la chaîne carbonéesuivi du nombre de doubles liaisons puis du symbole ∆ avec enexposant le numéro du ou des premiers atomes de carbone por-teurs de la ou des doubles liaisons rencontrées à partir du carbonecarboxylique pris comme origine (carbone 1).

Nomenclatures n et . Ces nomenclatures consistent à donnerle nombre d’atomes de carbone de la chaîne carbonée suivi dunombre de doubles liaisons présent dans la chaîne avec la positionde cette double liaison à partir du groupement méthyle terminal(nomenclature ω ou n).

Les principaux acides gras et leurs nomenclatures sont donnésdans le tableau 3.

Les acides gras sont les constituants majoritaires des trigly-cérides. La connaissance des compositions qualitative et quantita-tive en acides gras permet souvent d’identifier un corps gras. Lesacides gras peuvent être analysés sous forme libre mais générale-ment les acides gras sont transformés en composés volatils avantune analyse en chromatographie en phase gazeuse (CPG). Lesdérivés les plus utilisés sont les esters méthyliques.

4.1.2 Préparation des esters méthyliquesdes acides gras (EMAG)

Les méthodes d’estérification sont nombreuses. Le choix s’effec-tue en fonction des acides gras à analyser : présence d’acides graslibres, d’acides gras à chaîne courte, d’acides gras à fonctionalcools ou acides...

La plupart des méthodes d’estérification se réalisent en présenced’un excès d’alcool. Il est possible d’utiliser les alcools éthylique,propylique, isopropylique ou encore butylique, de façon à formerdes esters ayant des températures d’ébullition plus élevées.

L’alcool le plus généralement utilisé étant le méthanol, on parled’analyse d’esters méthyliques d’acides gras.

Les techniques de préparation des esters méthyliques sont rela-tivement nombreuses. Quatre méthodes sont décrites dans lanorme NF EN ISO 12966-2 (Corps gras d’origines animale etvégétale : chromatographie en phase gazeuse des esters méthy-liques d’acides gras – Partie 2 : préparation des esters méthyliquesdes acides gras).

1 – Méthode de transméthylation rapide à températureambiante en conditions alcalines (potasse méthanolique 2 M)applicable :

– aux échantillons dont l’acidité libre est inférieure ou égale à0,5 % (recommandée) ;

– aux huiles d’olive vierges dont l’acidité est de l’ordre de 3 % ;– aux corps gras comportant des triglycérides possédant des

acides gras à chaîne courte ;– aux corps gras comportant des triglycérides possédant des

acides gras trans (E).

2 – Méthode générale de transméthylation/méthylation à chaud.Le réactif alcalin (hydroxyde de sodium méthanolique 0,2 M)entraîne la transméthylation des esters glycériques en estersméthyliques d’acides gras, les acides gras libres sont convertis ensavon. Le catalyseur acide (acide sulfurique méthanolique 1 M)convertit les savons en esters méthyliques des acides gras. Cetteméthode exclut les matières grasses laurique et les matièresgrasses à chaîne courte.

3 – Méthode de transméthylation par le méthanol à l’aide d’uncatalyseur (acide de Lewis) (trifluorure de bore (BF3)/méthanol).Dans une première étape, les triglycérides sont transméthylés parcatalyse alcaline (hydroxyde de sodium méthanolique 0,5 M) pourformer des esters méthyliques. Les acides gras libres, éventuel-lement présents, sont convertis en savons. Dans la seconde étape,les savons sont convertis par catalyse acide en esters méthyliquespar réaction avec un complexe trifluorure de bore/méthanol 12 à15 %.

4 – Méthode de transméthylation par catalyse acide des glycé-rides (acide sulfurique méthanolique). Le réactif de méthylationacide entraîne la transméthylation des esters glycériques en estersméthyliques d’acide gras. Le réactif de méthylation convertit égale-ment les acides gras libres en esters méthyliques d’acide gras.

Les acides gras AG (II) sont des acides monocarboxyliquescomportant au moins quatre atomes de carbone, à chaînelinéaire (ultramajoritaire dans les huiles végétales alimentaires)ou ramifiée (huiles et graisses d’origine animales) comportantun nombre pair ou impair d’atomes de carbone. Ils peuventêtre saturés, mono-insaturés ou poly-insaturés. Les doublesliaisons ont une stéréochimie Z (cis) majoritairement dans lescorps gras. De petites quantités d’acides gras, dont la stéréo-chimie des doubles liaisons est E (trans), sont présentes dansles huiles et corps gras animaux ainsi que dans les huiles etcorps gras raffinés. Les chaînes carbonées polyinsaturées ontgénéralement une structure malonique (méthylène intercaléentre les doubles liaisons).

Ainsi, l’acide linoléique (figure 2) s’écrit 18:2∆9,12.

Ainsi, l’acide linoléique (figure 2), s’écrit 18:2ω6 ou 18:2n-6, ce quisignifie que l’acide linoléique possède 18 atomes de carbone, deuxdoubles liaisons qui se situent entre les 6-7e et 9-10e atomes decarbone (structure malonique), comptés à partir du groupementméthyle terminal de la chaîne carbonée.

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�

CH3—(CH2)4—CH CH—CH2—CH CH—(CH2)7—COOH1

118

186 9

912

Nomenclature Dénomination

18:2∆9,12

18:2ω6

18:2n–6

ω

∆

n


Figure 2 – Différentes nomenclatures des acides gras : cas de l’acide linoléique



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Tableau 3 – Nomenclatures des acides gras

Nom communde l’acide

Symboles Nom chimiquede l’acide

Nomenclature Nomenclature Nomenclature n

butyrique Bu butanoïque 4:0 4:0 4:0

caproïque Ca hexanoïque 6:0 6:0 6:0

caprylique Cy octanoïque 8:0 8:0 8:0

caprique C décanoïque 10:0 10:0 10:0

laurique La dodécanoïque 12:0 12:0 12:0

myristique M tétradécanoïque 14:0 14:0 14:0

myristoléïque My tétradécèn-9(c)-oïque 14:1∆9 14:1ω5 14:1n-5

pentadécylique Pe pentadécanoïque 15:0 15:0 15:0

pentadécènoïque Pen pentadécèn-9(c)-oïque 15:1∆9 15:1ω6 15:1n-6

palmitique P hexadécanoïque 16:0 16:0 16:0

hypogéique H hexadécène-7-oïque 16:1∆7 16:1ω9 16:1n-9

palmitoléique Po hexadécène-9-oïque 16:1∆9 16:1ω7 16:1n-7

margarique Ma heptadécanoïque 17:0 17:0 17:0

margaroléique Mo heptadécène-9-oïque 17:1∆9 17:1ω8 17:1n-8

stéarique S octadécanoïque 18:0 18:0 18:0

oléique O octadécène-9-oïque 18:1∆9 18:1ω9 18:1n-9

vaccénique (Z) V (Z)-octadécène-11(c)-oïque 18:1∆11 18:1ω7 18:1n-7

vaccénique (E) Ve (E)-octadécène-11(t)-oïque 18:1∆11 18:1ω7 18:1n-7

ricinoléique R hydroxy-12 octadécène- 9-oïque 18:1∆9,OH12 18:1ω9,OH7 18:1(n-9),OH(n-7)

linoléique L octadécène-9,12-dioïque 18:2∆9,12 18:2ω6 18:2n-6

γ linolénique Lg octadécène-6,9,12-trioïque 18:3∆6,9,12 18:3ω6 18:3n-6

linolénique Ln (ALA) octadécène-9,12,15-trioïque 18:3∆9,12,15 18:3ω3 18:3n-3

arachidique Ar eicosanoïque 20:0 20:0 20:0

gondoïque Go eicosène-9-oïque 20:1∆9 20:1ω11 20:1n-11

gadoléïque Ga eicosène-11-oïque 20:1∆11 20:1ω9 20:1n-9

arachidonique A eicosatétraène- 5,8,11,14-oïque 20:4∆5,8,11,14 20:4ω6 20:4n-6

eicosapenténoïque EPA eicosapentène- 5,8,11,14,17-oïque 20:5∆5,8,11,14,17 20:5ω3 20:5n-3

béhénique Be docosanoïque 22:0 22:0 22:0

cétoléïque Ce docosène-9-oïque 22:1∆9 22:1ω13 22:1n-13

érucique E docosène-13-oïque 22:1∆13 22:1ω9 22:1n-9

docosapenténoïque DPA docosapentène- 4,7,10,13,16-oïque 22:5∆4,7,10,13,16 22:5ω6 22:5n-6

docosahexénoïque DHA docosahexène-4,7,10,13,16,19-oïque 22:6∆4,7,10,13,16,19 22:6ω3 22:6n-3

� �


lignocérique Lg tétracosanoïque 24:0 24:0 24:0

nervonique N tétracosène-15-oïque 24:1∆15 24:1ω9 24:1n-9



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Les méthodes 2 et 3 ne sont pas applicables aux acides graspossédant des groupements : cétone, époxy, hydroxyle, hydrope-roxy, cyclopropyl, cyclopropényl, acétylénique qui peuvent êtrepartiellement ou totalement décomposés.

Une autre méthode normalisée de préparation des esters méthy-liques d’acides gras utilise l’hydroxyde de triméthyl sulfonium :ISO 12966-3 [Corps gras d’origines animale et végétale : Chroma-tographie en phase gazeuse des esters méthyliques d’acides gras –Partie 3 : préparation des esters méthyliques à l’aide d’hydroxydede triméthyl sulfonium (TMSH)].

D’autres méthodes de préparation des esters méthyliquesd’acides gras ont été décrites parmi lesquelles la transméthylationdes triglycérides avec le méthylate de sodium ou la méthylationdes acides gras avec le diazométhane. Dans les deux cas, la prépa-ration et l’utilisation de ces deux réactifs doivent être faites avecles précautions d’usage.

Il existe aussi des microméthodes (méthode de Christopherson àfroid) permettant de préparer très rapidement des esters méthy-liques sur des quantités très faibles.

À ces méthodes, il convient d’ajouter les méthodes permettantde modifier certaines fonctions dans le cas d’acides gras à fonc-tions secondaires (tels que l’acide ricinoléique à fonction alcool) :

– par acétylation en présence d’anhydride acétique, fluoroacé-tique, fluorobutyrique ;

– par formation d’éthers : formation de triméthylsilyléthers enprésence de dérivés silylants.

4.1.3 Analyse des esters d’acides graset des acides gras par CPG

L’analyse par chromatographie phase gazeuse CPG des estersméthyliques d’acides gras (EMAG) présents dans les corps grasd’origines animale et végétale est réalisée suivant la méthodeNF EN ISO 5508 (Corps gras d’origines animale et végétale. Ana-lyse par chromatographie en phase gazeuse des esters méthy-liques d’acides gras). Prochainement, cette norme sera remplacéepar la norme ISO 12966-4 en cours de publication (Corps grasd’origines animale et végétale. Détermination des esters méthyli-que d’acide gras – Partie 4 : méthode par chromatographie capil-laire en phase gazeuse.)

L’analyse des esters méthyliques d’acides gras présents danscertains biocarburants est normalisée NF EN 14331 (Produitspétroliers liquides – Séparation et caractérisation des estersméthyliques d’acides gras (EMAG) dans les distillats moyens). Laméthode comprend deux étapes :

– la séparation de la fraction EMAG du mélange distillat moyenpar chromatographie liquide d’absorption à pression atmos-phérique sur microcolonne de silice ;

– la caractérisation par CPG.

Il est possible d’analyser les acides gras sans dérivatisation enutilisant une colonne de type FFAP (Free Fatty Acid Phtalate ),méthode essentiellement utilisée pour doser les acides gras courts(4 à 6 atomes de carbone). Le détecteur principalement utilisé pourl’analyse des acides gras est le détecteur à ionisation de flamme(FID).

Les conditions chromatographiques sont propres à chaque typede colonne. On peut travailler en température isotherme ou bienen programmation de température ou de débit de gaz vecteur.

Les colonnes les plus utilisées sont constituées de tubes desilice de 25 à 60 m de longueur, de 0,25 à 0,32 mm de diamètre,avec une épaisseur de phase stationnaire de 0,25 µm, moyenne-ment polaire ou polaire : polyéthylène glycol (Carbowax 20 M),polysiloxane substitués (CP Wax – Innowax – Supelcowax) avecjusqu’à environ 80 % de groupements cyano (polyproxylcyanosili-

bone et pour un même nombre d’atomes de carbone, la rétentionaugmente en fonction du nombre de doubles liaisons et de leurposition sur la chaîne grasse, les doubles liaisons polaires étantplus retenues (figure 3a). Les acides gras iso et ante iso ont desrétentions inférieures aux acides gras linéaires de même nombred’atomes de carbone.

Sur des phases apolaires, les EMAG se séparent en fonction deleur masse molaire. Les acides gras insaturés sont élués avantleurs homologues saturés de même nombre d’atomes de carbone.(figure 3b). On observe, ici, des acides gras courts qui sont carac-téristiques de la présence d’une adultération.

Sur des phases très polaires (BPX 70, par exemple), les acidesgras dont les doubles liaisons sont en configuration cis (Z) seséparent de ceux qui sont en configuration trans (E). Le dosagedes acides gras sous forme d’esters méthyliques peut être réaliséselon la norme NF ISO 15304 (Corps gras d’origines animale etvégétale – Détermination de la teneur en isomères trans d’acidesgras de corps gras d’origine végétale – Méthode par chromatogra-phie en phase gazeuse) (figure 3c). Cette phase stationnaire per-met la séparation des acides gras polyinsaturés d’une huile depoisson (figure 3d ) et de quantifier les acides gras ω3 et ω6 (selonla norme XP T60 750 (Méthode d’essai sous forme pré-normative –Corps gras d’origines animale et végétale – Détermination de lateneur en acides gras ω3 et ω6).

Il existe également une méthode par spectrométrie infrarougepour doser les acides gras trans (Z) sous forme d’esters méthyli-ques (teneur massique ) NF ISO 13884 (Corps gras d’originesanimale et végétale – Détermination par spectrométrie infrarougedes isomères trans isolés). Elle consiste à mesurer l’absorbance à970 cm–1 et de comparer à une gamme étalon obtenue avec dessolutions de trans-octadénoate de méthyle (élaïdate de méthyle).

L’analyse qualitative demande la mise en œuvre d’un ensemblede techniques et méthodes plus ou moins élaborées en fonction dela connaissance que l’analyste possède de l’échantillon à analyser.Elle est basée [3] [4] sur :

– la détermination des grandeurs chromatographiques : tempsou distance de rétention (loi de James et Martin : isotherme ; loi deVan den Dool et Kratz : programmation de température) ;

– l’utilisation d’indices : indices de Kovats, longueur équivalentede chaîne (LEC), temps de rétention relatif (TRR) ;

– l’utilisation de détecteurs spécifiques (détecteur de masse, cap-ture d’électrons, thermoionique...) ;

– la formation de dérivés spécifiques (diméthyl disulfure(DMDS)...) ;

– l’analyse de corps gras ou d’huiles de compositions connues(bibliographie) ; corps gras issus d’essais d’aptitude par exempleauprès du Bureau interprofessionnel d’études analytiques : BIPEA ;matériaux de référence (certifiés) permettant de faire à la fois lesanalyses qualitatives et quantitatives.

L’analyse quantitative est réalisée selon :– la méthode de normalisation interne sans tenir compte des fac-

teurs massiques de réponse (les acides gras sont exprimés enpourcentage d’aires) ;

– la méthode de normalisation interne corrigée (les coefficientsde réponse sont calculés par rapport à la réponse d’un acide grasde référence) et les différents acides gras sont exprimés en pour-centage de mélange ;

– la méthode d’étalonnage externe est utilisable si on dispose duou des composés à analyser (étalons) et d’un passeur automatique

Le développé des symboles des acides gras et leur nomen-clature des figures 3 sont donnés dans le tableau 3.

� %5


cone de type BPX 70, CP-Sil 88 ou encore SP 2330...) (tableau 4).D’une façon générale, sur phase polaire, le temps de rétention

des EMAG augmente en fonction de leur nombre d’atomes de car-

(validé pour le dosage des composés) ;– la méthode d’étalonnage interne (utilisation d’un étalon) si l’on

désire des valeurs pondérales.



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Tableau 4 – Différentes phases stationnaires utilisées pour l’analyse des lipides

Phases stationnaires(noms commerciaux)

Composés analysés Composition du filmde phase stationnaire

Polarités Températures d’utilisation (oC)

HP-1ms, DB-1ms, HP-1, DB-1 BP-1, SPB-1, CP-Sil 5, Rtx-1, OV-1, SE-30, 007-1, ZB-1

Amines, hydrocarbures,pesticides, diphényles, poly chlorés, phénols, composés soufrés, parfums et arômes

Diméthylpolysiloxane (100 %) Apolaire – 60 à 325-350

HP-5ms, DB-5, HP-5 SPB-5, XTI-5, Mtx-5, CP-Sil 8CB, SE-54, Rtx-5, BPX-5, MDN-5, Rtx-5ms, BP-5, ZB-5

Semi-volatils, alcaloïdes,drogues, esters méthyliques d’acides gras, composés semi-volatils, halogènes,pesticides, herbicides

Phényle (5 %)Diméthylpolysiloxane (95 %)

Apolaire – 60 à 325-350

DB-5ms Rtx-5ms, PTE-5, CP-Sil 8 CB Low Bleed MS, BPX-5, AT-5ms, ZB-5ms

Semi-volatils, alcaloïdes,substances pharmaco-logiquement actives, esters méthyliques d’acides gras, composés halogènes,pesticides, herbicides

Phényle (5 %)Diméthylarylène siloxane (95 %)

Apolaire – 60 à 325-350

DB-1301 Rtx-1301, PE-1301 Aroclors, alcools, pesticides, COV

Cyanopropylphényle (6 %)Diméthylpolysiloxane (94 %)

Moyenne – 20 à 280-300

DB-35, HP-35 Rtx-35, SPB-35, AT-35, Sup-Herb, MDN-35, BPX-35

Pesticides méthode EPA CLP, aroclors, produits pharma-ceutiques, substances toxiques


Moyenne 40 à 300-320

DB-35ms Rtx-35, SPB-35, AT-35, Sup-Herb, MDN-35, BPX-35

Pesticides méthode EPA CLP, aroclors, produits pharmaceu-tiques, substances toxiques

Phényle (35 %)Diméthylarylene siloxane (65 %)


DB-1701, DB-1701P SPB-1701, CP-Sil 19 CB, Rtx-1701, CB-1701, OV-1701, 007-1701, BPX-10

Pesticides, herbicides, sucres TMS, aroclors


Moyenne – 20 à 280-300

HP-50+ ; DB-17 Rtx-50, CP-Sil 19 CB, BPX-50, SP-2250

Drogues, glycols, pesticides, stéroïdes



DB-17ms HP-50+, Rtx-50, 007-17, SP-2250, SPB-50, BPX-50, SPB-17, AT-50

Drogues, glycols, pesticides, stéroïdes

Phényle (50 %)Diméthylarylène siloxane (50 %)


RTX 65TG, Rxi 17, DB 17HT, CB TAP

Triglycérides, acidesrésiniques, acides gras libres

Phényl (50 à 65 %)Méthylpolysiloxane(35 à 50 %)

Moyenne Jusqu’à 370

DB-200 Rtx-200 Solvants résiduels, pesticides, herbicides, phénols...

Trifluoropropyle (35 %)Diméthylpolysiloxane (65 %)

Polaire 30 à 300-320

DB-225ms, DB-225/ SP-2330, CP-Sil 43 CB, OV-225, Rtx-225,

Esters méthyliques d’acides gras, acétates d’alditol,


Polaire 40 à 220-240

BP-225, 007-225 stérols neutres

COV : composés organiques volatils ; CLP : Contrat Lab Programm ; EPA : Environmental Protection Agency

lisés pour obtenir plus de détails [5] [6] [7] [8] [9]. Certains corpsgras peuvent présenter une grande diversité de composition, maisavec toujours certains éléments caractéristiques (cas des huiles depoissons dans lesquelles la matière grasse varie avec l’espèce etl’époque de l’année, mais toujours caractérisée par la présence desacides gras EPA (20:5ω3) et DHA (22:5ω6)) (figure 3d ). Lescompositions en acides gras des tableaux 5 et 6 sont issues du

Cas particulier : le dosage de l’acide butyrique doit être obli-gatoirement réalisé par étalonnage interne (acide valérique)soit sous forme acide (colonne FFAP) soit sous forme d’EMAG(§ 4.1.2).


Les compositions en acides gras des corps gras sont assez bienconnues, malgré les variations d’espèces, de variétés et d’originesgéographiques. Il suffit de se reporter à quelques ouvrages spécia-

Manuel des corps gras [6], des normes Codex [7], de la normemarocaine pour l’Argan [8], du Répertoire général des aliments [9]et de données internes du SCL [10].



Par

uti

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men

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été

dél

ivré

po

ur

le c

om

pte

de

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98 -

ed

itio

ns

ti //

nc

AU

TE

UR

S //

195

.25.

183.

153




La

M MaMoH

Pc

P S

O +

L +

Ln

GaAr

Be Lg

squalène

P

Ma

S

O L

Ln

V

E

E acide gras trans

C20:1

C20:2w6 C22:2w6Ar BeC18:

3 E

C18:

2 EE

Lg

3c R

605

8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34

P

Po

Ma Mo

Temps (min)

Temps (min)

Temps

Temps

H

SV

O L

LnAr

Ga Be Lg

squa

lèneInte

nsité

(mV)

Inte

nsi

té (

mV

)

Inte

nsité

Inte

nsité

101520253035404550556065

4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 420,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0,45

0,50

C12 C1

5

C17

C19

C20 C20:

1ω7

C20:

1ω9

C22:

1ω9

C22:

4ω6

C22:

5ω6

C22:

5ω3

C22:

6ω3

C20:

5ω3

C20:

2ω6

C20:

4ω6

C20:

3ω6

C20:

3ω3

C20:

4ω-3

+ C

22:1

ω11

C18:

2ω6

C18:

3ω6

C18:

3ω3

C18:

4ω3

C18:

2ω4

C18

C18:

1

C16:

1

C17:

1

C14:

1

C16:

2

C16:

3

C16:

4

C22C14 C16 C24C22: n1

a EMAG d’une huile d’olive vierge sur colonne polaire DB Wax(L = 60 m, ∅int. = 0,25 mm, epfilm = 0,25 µm)

b EMAG d’une huile d’olive vierge avec 10 % de grigon raffiné et10 % d’oléine de palme sur colonne apolaire méthylpolysiloxaneavec 5 % diphényl (L = 60 m, ∅int. = 0,25 mm, epfilm = 0,1 µm)

c

d

EMAG d’un mélange d’huile de colza érucique et d’huile de ricinsur colonne BPX 70 (L = 60 m, ∅int. = 0,25 mm, epfilm = 0,25 µm)

EMAG d’une huile de poisson sur colonne BPX70(L = 60 m, ∅int.. = 0,25 mm, epfilm = 0,25 µm)

C24:1


Figure 3 – Analyse d’esters méthyliques d’acides gras (EMAG) d’huiles ou de mélanges d’huiles par CPG

Le développé des symboles des acides gras et leur nomenclature sont généralement donnés dans le tableau 3.



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.25.

183.

153




Tableau 5 – Compositions en acides gras des principales huiles végétales et graisses animales

Acides gras

Ara

chid

e [7

]

Bab

assu

[7]

Co

co [

7]

Co

ton

[7]

Pép

ins

de

rais

in [

7]

Maï

s [7

]

Mo

uta

rde

[7]

Pal

me

[7]

Pal

mis

te [

7]

Olé

ine

de

pal

me

[7]

Su

per

olé

ine

de

pal

me

[7]

Sté

arin

ed

e p

alm

e [7

]

Co

lza

[7]

Co

lza

[7]

(à f

able

ten

eur

en a

cid

e ér

uci

qu

e)

Cat

har

me

[7]

Cat

har

me

[7]

(à f

ort

e te

neu

ren

aci

de

olé

iqu

e)

C6:0

C8:0 2,6 à 7,34,6 à 10,0

2,4 à 6,2

C10:0 1,2 à 7,65,0 à 8,0

2,6 à 5,0

C12:0 40,0 à 55,045,1 à 53,2

45,0 à 55,0

0,1 à 0,5

0,1 à 0,5

0,1 à 0,5

C14:0 11,0 à 27,016,8 à 21,0

0,6 à 1,0

0,5 à 2,0

14,0 à 18,0

0,5 à 1,5

0,5 à 1,5

0,5 à 1,5

C16:0 8,0 à 14,05,2 à 11,0

7,5 à 10,2

21,4 à 26,4

5,5 à 11,0

8,6 à 16,5

0,5 à 4,5

39,3 à 47,5

6,5 à 10,0

38,0 à 43,5

30,0 à 39,0

30,0 à 39,0

1,5 à 6,0

2,5 à 7,0

5,3 à 8,0

3,6 à 6,0

C17:0

C17:1

C18:0 1,0 à 4,51,8 à 7,4

2,0 à 4,0

2,1 à 3,3

3,0 à 6,5

0,5 à 2,0

3,5 à 6,0

1,0 à 3,0

3,5 à 5,0

2,8 à 4,5

2,8 à 4,5

0,5 à 3,1

0,8 à 3,0

1,9 à 2,9

1,5 à 2,4

C18:1* 35,0 à 699,0 à 20,0

5,0 à 10,0

14,7 à 21,7

12,0 à 28,0

20,0 à 42,2

8,0 à 23,0

36,0 à 44,0

12,0 à 19,0

39,8 à 46,0

43,0 à 49,5

43 à 49,5

8,0 à 60,0

51,0 à 70,0

8,4 à 21,3

70,0 à 83,7

C18:2 12,0 à 43,01,4 à 6,6

1,0 à 2,5

46,7 à 58,2

58,0 à 78,0

34,0 à 65,6

10,0 à 24,0

9,0 à 12,0

1,0 à 3,5

10,0 à 13,5

10,5 à 15,0

10,5 à 15,0

11,0 à 23,0

15,0 à 30,0

67,8 à 83,2

9,0 à 19,9

C18:3 6,0 à 18,00,2 à 1,0

0,2 à 1,0

5,0 à 13,0

5,0 à 14,0

C20:0 1,0 à 2,00,2 à 0,5

0,3 à 1,0

0,2 à 1,2

0,2 à 0,4

0,3 à 0,6

C20:1 0,7 à 1,70,2 à 0,6

5,0 à 13,0

3,0 à 15,0

0,1 à 4,3

0,1 à 0,3

0,1 à 0,5

C20:2

C22:0 1,5 à 4,50,2 à 2,5

C22:1 22,0 à 50,02,0 à 60,0

C22:2

C24:0 0,5 à 2,5

0,5 à

� ,0 7 � ,0 8

� ,0 1 � ,0 2 � ,0 3 � ,0 5 � ,0 2

� ,0 1 � ,0 3 � ,0 3 � ,10 � ,0 2 � ,0 2 � ,0 2 � ,0 2

CC1166 ::11** � ,0 2 � ,1 2 � ,1 2 � ,0 5 � ,0 5 � ,0 6 � ,0 2 � ,0 6 � ,0 5 � ,0 5 � ,3 0 � ,0 6 � ,0 2 � ,0 2

� ,0 1 � ,0 1 � ,0 2 � ,0 1 � ,0 2 � ,0 2 � ,0 1 � ,0 1 � ,0 1 � ,0 3 � ,0 1 � ,0 1

� ,0 1 � ,0 1 � ,0 1 � ,0 1 � ,0 1 � ,0 1 � ,0 3 � ,0 1 � ,0 1

� ,3 3

� ,0 3 � ,0 2 � ,0 4 � ,10 � ,2 0 � ,0 5 � ,0 2 � ,0 6 � ,0 1 � ,1 2

� ,0 2 � ,10 � ,15 � ,10 � ,0 2 � ,0 6 � ,0 4 � ,0 4 � ,3 0

� ,0 2 � ,0 1 � ,0 4 � ,0 4 � ,0 2 � ,0 4 � ,0 2 � ,0 2

� ,0 1 � ,0 1 � ,10 � ,10 � ,0 1

� ,0 6 � ,0 5 � ,0 5 � ,0 2 � ,0 2 � ,0 2 � ,0 2 � ,0 2 � ,2 0 � ,0 6 � ,10 � ,0 4

� ,0 3 � ,0 3 � ,0 3 � ,0 3 � ,2 0 � ,18 � ,0 3

� ,0 1 � ,10 � ,2 0 � ,0 1

� ,0 1 � ,0 4 � ,0 5 � ,0 5 � ,2 0 � ,0 3 � ,0 2 � ,0 3


C24:1 2,5

* Σ (ω9 + ω7) si ω7 non détaillé si ω7 donné, alors ω9 seul.

� ,0 3 � ,3 0 � ,0 4 � ,0 2 � ,0 3



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UR

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.25.

183.

153




Tableau 6 (suite du tableau 5) – Compositions en acides gras des principales huiles végétaleset graisses animales

Acides gras

Sés

ame

[7]

So

ja [

7]

To

urn

eso

l [7]

To

urn

eso

l [7]

(à f

ort

e te

neu

ren

aci

de

olé

iqu

e)T

ou

rnes

ol [

7](à

ten

eur

mo

yen

ne

en a

cid

e o

léiq

ue)

Lard

(p

orc

) [7

]

Su

if (

bœ

uf

mo

uto

n)

[7]

No

iset

te [

9]

No

iset

tes

(n =

16)

[10

]

Arg

an [

7]

No

ix [

6]

No

ix (

Fran

cen

= 9

4) [

10]

Am

and

e [9

]

Ab

rico

t [9

]

No

ix m

acad

amia

(n

= 3

)[1

0]

Oliv

e Fr

ance

(n =

1 5

13)

[14]

C6:0

C8:0 < 0,5 < 0,5

C10:0

C12:0 0,08 à 0,10

C14:0 1,0 à 2,52,0 à 6,0 < 0,1 < 0,1

0,03 à 0,04

0 à 0,1 tr

0,70 à 0,72 tr

C14 iso < 0,1 < 0,3

C14:1 < 0,2 0,5 à 1,5

C15:0 < 0,2 0,2 à 1,0

C15:0 iso < 0,1

C15:0 ante iso < 0,1


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TE

UR

S //

195

.25.

183.

153




C18:0 4,5 à 6,72,0 à 5,4

2,7 à 6,5

2,9 à 6,2

2,1 à 5,0

8,0 à 22,0

15,0 à 30,0

1,2 à 2,3

1,44 à 3,27

4,3 à 7,2

1,0 à 3,0

1,7 à 3

1,1 à 2,5 1,9

3,11 à 3,20

1,05 à 6,11

C18:1* 34,4 à 45,517 à 30

14,0 à 39,4

75 à 90,7

43,1 à 71,8

35,0 à 55,0

30,0 à 45,0

66,5 à 82,5

67,7 à 83,88

43,0 à 49,1

14,0 à 21,0

14,43 à

23,51

65,9 à 68,9 62,6

54,58 à

57,40

58,81 à

85,67

1,02 à 1,64

0,77 à 1,07 3,76

C18:2 36,9 à 47,948,0 à 59,0

48,3 à 74,0

2,1 à 17

18,7 à 45,3

4,0 à 12,0

1,0 à 6,0

8,3 à 25,1

6,7 à 22,70

29,3 à 36,0

54,0 à 65,0

54,5 à 63,21

21,9 à 24,5 28,5

1,86 à 2,60

2,04 à 21,8

C18:3 0,2 à 1,04,5 à 11,0 < 1,5 < 1,5

0,1 à 0,6

0,07 à 0,20 < 0,3

9,0 à 15,0

9,89 à 14,98

0,1 à 0,4 0,1

0,17 à 0,30

0,33 à 1,42

C20:0 0,3 à 0,70,1 à 0,6

0,1 à 0,5

0,2 à 0,5

0,2 à 0,4 < 1,0 < 0,5

0,1 à 0,2

0,1 à 0,17 < 0,5 < 0,3

0,083 à 0,11 0,1 0,1

2,48 à 2,60

0,21 à 0,58

C20:1 0,1 à 0,50,2 à 0,3 < 1,5 < 0,5

0,1 à 0,2

0,13 à 0,20 < 0,5 < 0,3

0,17 à 0,22 0,1 0,1

2,30 à 2,48

0,13 à 0,53

C20:2 < 1,0 < 0,1 0,01 à 0,070,1 à 0,2

C20:4 < 1,0 < 0,5

C22:0 0,3 à 1,50,5 à 1,6

0,6 à 1,1 < 0,1 < 0,1 < 0,2 < 0,05

0,74 à 0,80

0,03 à 0,21

C22:1 < 0,5 0,20 à 0,25

C22:2 < 0,05

C24:0 0,3 à 0,40,30 à 0,33

0,01 à 0,11

Tableau 6 (suite du tableau 5) – Compositions en acides gras des principales huiles végétaleset graisses animales (suite)

Acides gras

Sés

ame

[7]

So

ja [

7]

To

urn

eso

l [7]

To

urn

eso

l [7]

(à f

ort

e te

neu

ren

aci

de

olé

iqu

e)T

ou

rnes

ol [

7](à

ten

eur

mo

yen

ne

en a

cid

e o

léiq

ue)

Lard

(p

orc

) [7

]

Su

if (

bœ

uf

mo

uto

n)

[7]

No

iset

te [

9]

No

iset

tes

(n =

16)

[10

]

Arg

an [

7]

No

ix [

6]

No

ix (

Fran

cen

= 9

4) [

10]

Am

and

e [9

]

Ab

rico

t [9

]

No

ix m

acad

amia

(n

= 3

)[1

0]

Oliv

e Fr

ance

(n =

1 5

13)

[14]

C18:1 7�

� ,0 3 � ,0 3 � ,0 5

� ,0 3 � ,0 5 � ,0 3

� ,0 1

� ,11 � ,0 7 � ,0 2 � ,0 06 � ,0 2

� ,0 3 � ,0 3 � ,0 3

� ,0 3 � ,0 09

� ,0 3 � ,0 5 � ,0 5 � ,0 5


* Σ (ω9 + ω7) si ω7 non détaillé si ω7 donné, alors ω9 seul ; tr : traces ; n nombre d’échantillons.iso et ante iso : groupement méthyle de la chaîne en α ou β du groupement méthyle de la chaîne principale.



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4.2 Triglycérides, diglycérideset monoglycérides

4.2.1 Définition – Caractérisation

Les triglycérides (ou triacylglycérols) sont des triesters prove-nant de l’estérification d’un trialcool, le glycérol (ou glycérine) pardes acides gras (figure 1).

La diversité des acides gras, rencontrés dans les mondes animalet végétal, et susceptibles d’estérifier le glycérol, génère un grandnombre de combinaisons conduisant à des mélanges complexesde triglycérides. L’acylation des fonctions alcools primaires (posi-tions 1 et 3) par des chaînes grasses différentes crée un centreasymétrique au niveau de l’atome de carbone (position 2) (I).L’acylation des trois fonctions alcools du glycérol ne se fait pas auhasard mais de façon préférentielle sur certaines positions. Ainsi,la position 2 est préférentiellement acylée par des acides gras insa-turés (acides oléique, linoléique et linolénique) de telle sorte que laprésence d’acide gras saturés dans cette position est très faible.

La connaissance des compositions triglycéridiques des huiles etgraisses est essentielle pour leur caractérisation. Ainsi, unecomposition similaire en acides gras pour deux corps gras d’ori-gine botanique différente peut conduire à une composition dis-semblable en triglycérides.

Les principaux triglycérides sont désignés à partir des abrévia-tions des acides gras qui les constituent (tableau 6). Ils sont carac-

Les corps gras sont constitués ultra majoritairement de tri-glycérides (ou triacylglycérol) (I) (90 à 98 %) et d’environ 2 à10 % de composés mineurs. Dans les huiles et graisses, les tri-glycérides (I) sont accompagnés de petites quantités de digly-cérides (ou diacylglycérols) (IV, V) et monoglycérides (oumonoacylglycérols) (VI, VII) (figure 4).

Tableau 7 – Nomenclature des triglycéridesPics Triglycérides NC ECN

1 LnLnLn

54

362 LLnLn

3 LLLn

404 OLnLn

5 PLnLn 52

6 LLL54

427 OLLn

8 PLLn 52

9 LOL54

4410 OOLn

11 PLL52

12 POLn

13 LOO + PLn P 54/52

46

14 PoOO 52

15 PLO + SLL 52/54

16 PoOP50

17 PLP

18 OOO54

4819 SOL

20 POO 52

21 POP 50

22 SOO 5450

23 POS 52

24 POA

térisés par leur nombre de carbone NC qui est la somme desnombres de carbone des chaînes grasses fixées sur le glycérol(tableau 7).

5452

25 SOS

26 SSS 54

R2—C—O—2(β)C—H

1(α)CH2—O—C—R1

O

3(α′)CH2—O—C—R3

O

O

3CH2—OH

1CH2—O—C—R1

O

R2—C—O—2C—H

O

1CH2—O—C—R1

O

HO—2C—H

3CH2—OH 3CH2—OH

1CH2—OH

R2—C—O—2C—H

O

3CH2—O—C—R3

O

1CH2—O—C—R1

O

HO—2C—H

Triglycéride (I) Diglycéride-1,2 (IV) Diglycéride-1,3 (V)

Monoglycéride-1 (VI) Monoglycéride-2 (VII)


Figure 4 – Formules des triglycérides, diglycérides et monoglycérides



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0975

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nc

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TE

UR

S //

195

.25.

183.

153




Ils sont aussi caractérisés par le nombre de partition NP ouEquivalent Carbon number ECN qui est calculé en faisant la diffé-rence entre le nombre de carbone d’un triglycéride (NC) et deuxfois le nombre de doubles liaisons n de ce triglycéride :

L’acylation du glycérol par des acides gras différents conduit àdes isomères.

Les chaînes grasses sont indiquées dans l’ordre de numérota-tion des carbones du glycérol si l’isomère est parfaitement défini.Autrement, les chaînes sont citées en fonction de leur nombre decarbone et de leur insaturation croissants (par exemple, POL). Deplus, lorsque les positions 1 et 3 du glycérol sont acylées par deschaînes grasses différentes, le carbone 2 devient asymétrique, cequi génère des énantiomères (isomères optiques).

4.2.2 Analyse par chromatographie en phase gazeuse CPG

Les triglycérides peuvent être analysés en CPG en utilisant descolonnes courtes (≈ 5 m de longueur, 0,32 mm de diamètre, 0,1 µmd’épaisseur de film) imprégnées de phases stationnaires apolaires(méthyl silicone) ou peu polaires (méthylphénylsilicone). Les trigly-cérides sont élués en fonction de leur nombre de carbone (NC) etregroupés par nombre pair d’atomes de carbone (figures 5a et5b). Chaque pic correspond à une enveloppe réunissant unensemble de composés ayant le même nombre d’atomes de car-bone, quelle que soit leur insaturation. De plus, ce type de colonnepermet la séparation des diglycérides et des triglycérides selon lesnormes UICPA 2-323 (Détermination des triglycérides par CPG) etISO/CD 17383 (Détermination de la composition des triglycéridesdes graisses et huiles – Détermination par chromatographie enphase gazeuse capillaire).

■ La norme NF EN ISO 17678 (Lait et produits laitiers – Détermina-tion de la pureté des matières grasses laitières par analyse chro-matographique des triglycérides) (méthode de référence) traite dela détection de matières grasses animales telles que le suif debœuf et le lard dans les matières grasses laitières.

■ La norme COI/T.20/Doc No 32 (Détermination de la compositionen triglycérides et composition et contenu en diacylglycérols parchromatographie en phase gazeuse capillaire dans les huiles végé-tales) a pour objet la détection d’huiles végétales dans les huilesd’olive. Avec cette méthode, il est aussi possible de déterminernotamment la concentration en diglycérides par CPG comme c’estle cas avec la norme NF EN ISO 29822 (Corps gras d’origine végé-tale – Diacylglycérols isomériques – Détermination des teneursrelatives en 1,2- et 1,3-diacylglycérides). Dans cette dernièreméthode, les 1,2- et 1,3-diacylglycérols sont séparés des triacylgly-cérols sur colonne de silice après élution par un mélange de sol-vant isooctane/éther diisopropylique (85/15 v/v). Les 1,2- et1,3-diacylglycérols sont extraits par de l’éther diéthylique, silylés et

des différents triglycérides de chaque enveloppe. L’élution est réali-sée en programmation de température (340 à 370 oC). Certainescolonnes actuelles peuvent être stables jusqu’à 450 oC, ce qui permetd’améliorer la résolution et de diminuer le temps d’analyse. Un injec-teur de type on column (injection à basse température) doit être uti-lisé afin de limiter la discrimination entre les différentes classes decomposés en vue d’améliorer la répétabilité de l’analyse quantitative.

La figure 5c montre une séparation des triglycérides d’une huilede palme sur une colonne de 30 m. La figure 5d illustre dans lesmêmes conditions les triglycérides d’une huile de noix de coco etla figure 5e montre la séparation des triglycérides d’une huile denoix de coco adultérée par de petites quantités d’huile de palme.

■ L’analyse par CPG des triglycérides est également utilisée pourla recherche de matières grasses végétales dans le beurre decacao selon la norme NF EN ISO 23275-1 (Corps gras d’originesanimale et végétale – Équivalent au beurre de cacao dans le beurrede cacao et dans le chocolat de ménage. Partie 1 : déterminationde la présence d’équivalent aux beurre de cacao). La quantificationdes équivalents au beurre de cacao est déterminée selon la normeNF EN ISO 23275-2 (Corps gras d’origines animale et végétale –Équivalent au beurre de cacao dans le beurre de cacao et dans lechocolat de ménage. Partie 2).

4.2.3 Analyse par chromatographie phase liquide CPL

L’analyse des triglycérides par CPL s’est développée postérieure-ment à l’analyse des acides gras avec l’apparition et le développe-ment de la chromatographie liquide haute pression (CLHP). Lesphases utilisées sont des phases apolaires de type silice grefféespar des chaînes octadécyl (C18) de granulométrie 3 à 5 µm. Lessilices sphériques non désactivées (non end-caped ) donnent lesmeilleurs résultats. L’éluant de référence est le mélange de sol-vants acétone-acétonitrile 50-50 v/v.

L’analyse des triacylglycérols par CPL a été normalisée (méthodede référence) en 1987 par l’UIPAC 2-324 (Détermination de lacomposition en triglycérides dans les huiles végétales par chroma-tographie en phase liquide en fonction du nombre de partition (NP))et a fait l’objet d’une réglementation européenne concernant l’ana-lyse de l’huile d’olive en 1997 (no 2472/97). Le principe général decette technique est d’utiliser une phase stationnaire à polarité dephase inversée hydrophobe (type RP-18, par exemple Super-sphère® 100, 250-4,6 mm ; Société Merck Darmstadt ) avec commephase mobile un mélange acétone-acétonitrile.

En 1981, Schulte [11] a montré l’intérêt d’utiliser du propionitrilecomme éluant pour l’analyse des triglycérides. Fiebig [12] a pour-suivi cette étude jusqu’en 1985 mais après ces premiers essais,l’utilisation de ce solvant a été abandonnée en raison de la pré-sence d’impuretés qui nécessitait une purification au laboratoire,obligeant à manipuler un produit dont la toxicité n’est pas à négli-ger. Depuis quelque temps, ce solvant est disponible au niveaucommercial dans une qualité analytique. L’analyse des triglycé-rides avec le propionitrile comme phase mobile en chromatogra-phie liquide en utilisant un gradient de débit et une détectionréfractométrique fait maintenant l’objet d’une méthode de réfé-rence pour l’huile d’olive dans le règlement de 1991 modifié. L’uti-lisation du propionitrile [13] comme solvant d’élution permetd’optimiser la séparation des triglycérides par rapport à laméthode normalisée, notamment pour des triglycérides dont lesECN sont de 44, 46 et 48 avec les paires critiquesLOO + LnPP/PoOO, PLO+SLL/PoOP+SPoL+SOLn+SPoPo, SOL/POO(figures 6a et b). Ce solvant conduit à une analyse plus fine dont

Exemples : OOO : trioléine (NC = 3 × 18 = 54), POS : Palmito-1,Oléo-2, Stéarine-3 (NC = 16 + 2 × 18 = 52), POP : Dipalmito-1,3Oléine-2 (NC = 2 × 16 + 18 = 50).

Exemples

SSS (tristéarine) : NP = 18 × 3 – (2 × 0) = 54OOO (trioléine) : NP = 18 × 3 – (2 × 3) = 48LLL (trilinoléine) : NP = 18 × 3 – (2 × 6) = 42

Exemple : pour le dioléyllinoléine, deux isomères sont possibles :OOL ou OLO.

NP NC n= − 2

La nomenclature des triglycérides de chaque pic desfigures 5 est donnée dans le tableau 7.


analysés par CPG.

L’augmentation de la longueur des colonnes (25 à 30 m) et de lapolarité de la phase stationnaire (RTX-75 TG) permet la séparation

les résultats devront être pris en considération pour réviser lesvaleurs admises des compositions triglycéridiques des huilesvégétales. De plus, le propionitrile présente l’avantage par rapport



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.25.

183.

153




au mélange acétone/acétonitrile, de conduire à une meilleure sta- ligner que les corps gras très saturés sont difficiles à solubiliser

Figure 5 – Analyse des triglycérides d’huiles ou de mélanges d’huiles par CPG

3

2 4

3

2

A

A

4

9

10

10

13

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Temps

Inte

nsi

téIn

ten

sité

Inte

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téIn

ten

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Inte

nsi

téTemps

Temps

Temps

La nomenclature des triglycérides de chaque pic est donnée dans le tableau 7.

21

13

11

11

12

12

12 13

20191816

16a15

14

mélange d’huile de noix de coco adultérée par de l’huile de palme. colonne Rtx-65 TG,L : 30 m, ∅int. : 0,25 mm, epfilm : 0,1 µm1 : C30, 2 : C32, 3 : C34, 4 : C36, 5 : C38, 6 : C40, 7 : C42,8 : C44, 9 : C46, 10 : C48, 11 : C50, 12 : C52, 13 : C54, 14 : POP,15 : PLP, 16a : POS, 16 : POO, 17 PLO, 18 : PLL, 19a SOS, 19 : OOO, 20 : LOO.

huile de noix de coco.colonne Rtx-65 TG,L : 30 m, ∅int. : 0,25 mm, epfilm : 0,1 µm1 : C30, 2 : C32, 3 : C34, 4 : C36, 5 : C38, 6 : C40, 7 : C42,8 : C44, 9 : C46, 10 : C48, 11 : C50, 12 : C52, 13 : C54, 14 : POP,15 : PLP, 16a : POS, 16 : POO, 17 PLO, 18 : PLL, 19a SOS, 19 : OOO, 20 : LOO.

huile d’olive vierge.colonne diméthylpolysiloxane-5 % diphényl,L : 5 m, ∅int. : 0,25 mm, epfilm : 0,1 µmA : diglycérides, 2 : C32 dipalmitine (El),3 : 1,2 et 1,3 C34, 4 : 1,2 et 1,3 C36, 9 : C46, 10 : C48,11 : C5

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Analyse des lipides · 2020. 1. 30. · Analyse des lipides - Extraction. Paramètres physico-chimiques. Constituants majeurs 10/09/2015 Véronique OLLIVIER Ingénieure de laboratoire,