Contribution à l’étude de la vertu thérapeutique des ... · La deuxième partie décrit les matériels et les méthodes d’extraction et dosage des polyphénols totaux et des

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté Des Sciences De La Nature Et De La Vie

Département Des Sciences Biologiques

Mémoire En vue de l’obtention du diplôme de

MASTER ACADEMIQUE

Domaine : Sciences de la Nature et de la Vie

Filière : Biologie

Spécialité : Biochimie appliquée

Présenté par : BENSACI Sabrina

KHADIR Akila

Thème

Soutenu publiquement

Le: 30/05/ 2016

Devant le jury

Année universitaire : 2015-2016

Melle HAMMOUDI R. (MCB) Président UKM Ouargla

Mme SAYAH Z. (MAA) Examinateur UKM Ouargla

Melle HADJADJ S. (MAA) Encadreur UKM Ouargla

Contribution à l’étude de la vertu thérapeutique des extraits de

quelques plantes utilisées dans la médecine populaire de la région

de Ouargla.

Remerciements

Avant tout, nous remercions ALLAH tout puissant de nous avoir

donné la force, la bonne santé et le courage pour suivre nos études.

Nous tenons à exprimer nos plus vifs remerciements à notre promoteur Melle HADJADJ Soumia, Maître assistante classe A à l’université KASDI MERBAH Ouargla, pour sa disponibilité, sa précieuse aide et de nos avoir accordé sa confiance et nos guidé dans notre travail tout au long de ces mois, nous lui exprimons nos reconnaissances les plus sincères.

Nous vifs remerciements vont également à :

Melle HAMMOUDI Roukia, Maître de conférence classe B à

l’université KASDI MERBAH Ouargla, d'avoir assuré la présidence

du jury, nous lui témoigner nos gratitudes.

Mme SAYAH Zineb, Maître assistante classe A à l’université

KASDI MERBAH Ouargla, pour l’intérêt qu’elle a portée à notre

travail en acceptant de faire partie de ce jury et de l’enrichir par ses

propositions.

A tous les enseignants des Départements des Sciences Biologiques

et des Sciences Agronomiques.

A tout le personnel des laboratoires des Départements des Sciences

Biologiques et des Sciences Agronomiques et le personnel du laboratoire

de Bioressources Sahariennes.

A tous ceux et celles qui ont contribué de près ou de loin à la

réalisation de ce travail.

Liste des abréviations

RHM : Extrait méthanolique des plantes Rhus tripartitus.

RHE : Extrait éthanolique des plantes Rhus tripartitus.

RTM : Extrait méthanolique des plantes Ruta tuberculata.

RTE : Extrait éthanolique des plantes Ruta tuberculata.

LGM : Extrait méthanolique des plantes Limoniastrum guyonianum.

LGE : Extrait éthanolique des plantes Limoniastrum guyonianum.

Liste des tableaux

Numéro Titre Page

I Principaux acides hydroxybenzoïques 06

II Principaux acides hydroxycinnamiques 06

III Principales classes des flavonoïdes 08

IV Principaux types des coumarines 09

V Différentes souches bactériennes utilisées pour le test antibactérien 18

VI Rendement, aspect et couleur des extraits phénoliques des plantes

étudiées. 28

VII Diamètres des zones d’inhibitions en (mm) et concentration minimale

inhibitrice (mg/ml) obtenues avec les extraits des espèces étudiées. 33

Liste des figures

Numéro Titre Page

01 Structure générale des flavonoïdes 07

02

Les trois principaux monolignols qui donnent naissance à la

lignine 1 alcool p-coumarylique ; 2 alcool coniférylique ; 3

alcool sinapylique

10

03 Structure d'une lignine 11

04 Isoprène 13

05 Carte géographique représentative des régions d'études 18

06 Principe de la réduction du réactif de Folin-Cioecalteu 20

07 Etapes du dosage des polyphénols totaux 21

08 Etapes du dosage des flavonoïdes 22

09 Réaction de réduction du DPPH 23

10 Réaction de réduction d’ABTS 24

11 Principe du test d’évaluation de l’activité antibactérienne 25

12 Teneurs en polyphénols totaux des extraits de plantes étudiées 29

13 Teneurs en flavonoïdes des extraits de plantes étudiées 30

14 Activité antioxydante totale des extraits de plantes étudiées. 31

15 Activité antiradicalaire des extraits des plantes étudiées. 32

Liste des photos

Numéro Titre Page

01 Limoniastrum guyonianum 14

02 Rhus tripartitus 15

03 Ruta tuberculata 16

Table des matières

Remerciements

Liste des abréviations

Liste des tableaux

Liste des figures

Liste des photos

Introduction 02

Chapitre I : Synthèse bibliographique

I.1.- Généralités sur les métabolismes secondaires 05

I.1.1.- Composés phénoliques 05

I.1.1.1.- Classification des composés phénoliques 05

I.1.1.1.1.- Formes simples 05

I.1.1.1.1.1.- Acides phénoliques 05

I.1.1.1.1.1.1.- Acides hydroxybenzoïques 05

I.1.1.1.1.1.2.- Acides hydroxycinnamiques 06

I.1.1.1.1.2.- Flavonoïdes 06

I.1.1.1.1.3.- Coumarines 09

I.1.1.1.1.4.- Stilbènes 09

I.1.1.1.2.- Formes condensées 09

I.1.1.1.2.1.- Tanins 09

I.1.1.1.2.2.- Lignines 10

I.1.1.2.- Activités biologiques des composés phénoliques 11

I.1.2.- Alcaloïdes 12

I.1.2.1.- Classification des alcaloïdes 12

I.1.2.2.- Activités biologiques des alcaloïdes 12

I.1.3.- Terpènes 13

I.1.3.1.- Classification des terpènes 13

I.1.3.2.- Activités biologiques des terpènes 13

I.2.- Généralités sur les plantes étudiées 14

I.2.1.- Limoniastrum guyonianum 14

I.2.1.1.- Description botanique 14

I.2.1.2.- Classification systématique 14

I.2.1.3.- Utilisations dans la médecine traditionnelle 14

I.2.2.-Rhus tripartitus 15




I.2.3.-Ruta tuberculata 16




Chapitre II : Matériel et méthodes

II.1.- Matériel biologique 18

II.1.1.- Matériel végétal 18

II.1.2.- Souches bactériennes 18

II.2.- Méthodologie de travail 19

II.2.1.- Technique de séchage 19

II.2.2.- Extraction des composés phénoliques 19

II.2.3.- Détermination des rendements d’extraction 19

II.2.4- Analyses phytochimiques 20

II.2.4.1.- Dosage des composés phénoliques 20

II.2.4.1.1.- Dosage des polyphénols totaux 20

II.2.4.1.2.- Dosage des flavonoïdes 21

II.2.5.- Activités biologiques 22

II.2.5.1.- Activité antioxydante 22

II.2.5.1.1.-Activité antioxydante par méthode de phosphomolybdate 22

II.2.5.1.2.- Activité anti-radicalaire 23

II.2.5.1.2.1.- Test de DPPH 23

II.2.5.1.2.2.- Test d’ABTS 24

II.2.5.2.- Activité antibactérienne 24

II.2.5.2.1.- Technique de diffusion en milieu gélosé 25

II.2.5.2.1.1.- Principe 25

II.2.5.2.2.- Préparation des extraits 25

II.2.5.2.3.- Préparation de l’inoculum 25

Chapitre III : Résultats et discussion

III.1.- Rendement d’extraction en composés phénoliques 28

III.2.- Analyse phytochimique 29

III.2.1.- Teneurs en polyphénols totaux 29

III.2.2.- Teneurs en flavonoïdes 30

III.3.- Résultats d’évaluation des activités biologiques 30

III.3.1.- Activité antioxydante 31

III.3.1.1.- Activité antioxydante totale 31

III.3.1.2.- Activité antiradicalaire 32

III.3.2.- Activité antibactérienne 33

III.4.- Discussion 34

Conclusion 39

Références bibliographiques 42

Annexes I

Introduction

Introduction

2

Durant des siècles et même des millénaires, nos ancêtres ont utilisé les plantes pour

soulager leurs douleurs, guérir leurs maux et panser leurs blessures. De génération en

génération, ils ont transmis leurs savoirs et leurs expériences simples en s’efforçant quand ils

le pouvaient de les consigner par écrit (BENKHNIGUE et al., 2011).

L’usage thérapeutique des plantes médicinales est très présent dans certains pays du

monde, notamment celle des pays en voie de développement où plus de 80 % de la population

ont recourt presque exclusivement à la médecine traditionnelle pour ses besoins de santé

primaire, du fait de son incapacité à accéder, voire bénéficier des vertus de la médecine

moderne (RATES, 2001 ; KHADHRI, 2013).

Aujourd’hui, le savoir des praticiens traditionnels est de moins en moins transmis et

tend à disparaître. C’est pour cela que l’ethnobotanique et l’ethnopharmacologie, emploient à

recenser partout dans le monde, des plantes réputées actives, de préciser leurs propriétés et de

valider leurs usages (KALLA, 2012). Les propriétés médicinales des plantes sont dues à des

produits chimiques qu’elles synthétisent, des métabolites primaires qui sont indispensables à

leur existence, ceux-ci englobent des protéines, des lipides et des hydrates de carbone qui

servent à la subsistance et à la reproduction. De plus, elles synthétisent une gamme

extraordinaire d’autres composés appelés métabolites secondaires qu’ils sont utilisés par

l’homme dans son arsenal thérapeutique, il s’agit des principes actifs connue par leurs divers

activités biologiques (SMALL et CATLING, 2000).

Ces plantes médicinales devenues par la suite une source principale de découverte de

nouveaux principes actifs, occupent une position primordiale dans le domaine de la recherche

de nouveaux médicaments. Actuellement, plus de 50% de ces derniers sont d’origine

naturelle. Paradoxalement, le règne végétal qui englobe environ 500000 espèces n’a été que

partiellement étudiées sur les plans chimique et pharmacologique (HABA, 2008).

L'Algérie par sa position biogéographique offre une très grande diversité écologique et

floristique, estimé à plus de 3000 espèces appartenant à plusieurs familles botaniques, dont

15% endémiques reste très peu explorées sur le plan phytochimique comme sur le plan

pharmacologique (LAROUI, 2007).

Le Sahara, le plus vaste et le plus chaud des déserts du monde, possède dans sa partie

Nord, le Sahara septentrional, dispose d’une biodiversité floristique exceptionnelle, constituée

de plus de 500 espèces (MAIRE, 1933 ; OZENDA, 1991), dont il est dénombré 162 espèces

Introduction

3

endémiques dans le Sahara septentrional seul et à laquelle s’ajoute une tradition séculaire de

pharmacopée traditionnelle. Plusieurs espèces sont connues pour leurs propriétés

thérapeutiques remarquables (QUEZEL, 1978).

L’état de la flore spontanée dans cette zone ainsi que les relations entre l’homme et les

espèces végétales, méritent une attention particulière. C’est dans ce contexte et dans le cadre

de la valorisation des plantes spontanées à caractères médicinales développe par notre

laboratoire, Protection des Ecosystèmes en zones arides et semi-arides, l'objectif principal de

l'étude consiste, à la valorisation de la flore spontanée médicinale de la région Est du Sahara

septentrional Algérien et la mis en évidence des activités biologiques afin de tester leur vertus

préventifs et curatifs.

Le document est structuré en deux parties :

La première partie consacrée aux rappels bibliographiques sur les métabolites

secondaires et leurs activités biologiques, suivi d’une description botanique, classification

systématique et l’utilisation traditionnel des plantes sélectionnées pour la présente étude.

La deuxième partie décrit les matériels et les méthodes d’extraction et dosage des

polyphénols totaux et des flavonoïdes, l’évaluation de leurs activités antioxydantes et

antibactériennes et présentation des résultats obtenus et leurs discussions.

Enfin nous achèverons ce travail par une conclusion générale qui résume l'ensemble

des résultats obtenus.

Chapitre I Synthèse bibliographique


5

I.1.- Généralités sur les métabolismes secondaires

Une plante médicinale est une plante utilisée pour ses propriétés thérapeutiques. Cela

signifie qu’au moins une de ses parties (feuille, tige, racine, etc.) peut être employée dans le

but de soigner divers maux. Leur efficacité relève de leurs composés, très nombreux et très

variés en fonction des espèces, qui sont autant de principes actifs différents (CHRISTOPHE

et CHADOULI, 2012). Ils appartiennent à trois grandes catégories de métabolites

secondaires à savoir :

Des composés phénoliques

Des terpènes

Des alcaloïdes (ZHU et al., 2007).

I.1.1.- Composés phénoliques

Les composés phénoliques forment une grande famille de composés chimiques très

divers (plus de 8000 composés connus) depuis les simples acides phénoliques jusqu’aux

grands polymères complexes par exemple les tannins, lignane, lignines (HOPKINS, 2003).

Ils ont tous en commun la présence d’un ou de plusieurs cycles benzéniques portant une ou

plusieurs fonction hydroxyles (PASCALE et VERONIQUE, 2006).

Les composés phénoliques participent à la coloration des organes végétaux et jouent à

ce titre-là un rôle important dans l’interaction de la plante avec son environnement biologique

soit le rôle des signaux de reconnaissance entre les plantes (MACHEIX et al., 2005 ;

COLLIN et CROUZET, 2011). Chez l'homme, ces molécules traces jouent un rôle

important en agissant directement sur la qualité nutritionnelle des fruits et légumes et leur

impact sur la santé des consommateurs (effet antioxydant, effet protecteur contre l'apparition

de certains cancers...) (MACHEIX et al., 2005).

I.1.1.1.- Classification des composés phénoliques

I.1.1.1.1.- Formes simples

I.1.1.1.1.1.- Acides phénoliques

I.1.1.1.1.1.1.- Acides hydroxybenzoïques

Les acides hydroxybenzoïques dérivent de l'acide benzoïque, ont une structure

générale de base de type (C6-C1) et existent souvent sous forme d'esters ou de glycosides

(Tableau I) (COLLIN et CROUZET, 2011).


6

Tableau I: Principaux acides hydroxybenzoïques (SARNI-MANCHADO et CHEYNIER,

2006).

Structure R1 R2 R3 R4 Acides phénoliques

H H H H Acide benzoïque

H H OH H Acide p-hydroxybenzoïque

H OH OH H Acide protocatechique

H OCH3 OH H Acide vanillique

H OH OH OH Acide gallique

H OCH3 OH OCH3 Acide syringique

OH H H H Acide salicylique

OH H H OH Acide gentisique

I.1.1.1.1.1.2.- Acides hydroxycinnamiques

Les acides hydroxycinnamiques dérivent de l'acide cinnamique, ont une structure

générale de base de type (C6-C3) et existent souvent sous forme combinée avec des molécules

organiques. Les degrés d'hydroxylation et de méthylation du cycle benzénique, conduisent à

une réactivité chimique importante de ces molécules (Tableau II) (COLLIN et CROUZET,

2011).

Tableau II: Principaux acides hydroxycinnamiques (SARNI-MANCHADO et

CHEYNIER, 2006 ; COLLIN et CROUZET, 2011).

Structure R1 R2 R3 Acides phénoliques

H H H Acide cinnamique

H OH H Acide p-coumarique

OH OH H Acide caféique

OCH3 OH H Acide férulique

OCH3 OH OCH3 Acide sinapique

I.1.1.1.1.2.- Flavonoïdes

Les flavonoïdes, au sens strict sont des pigments quasiment universels des végétaux

qui sont en partie responsables de la coloration des fleurs, des fruits et parfois des feuilles. On

les trouve dissous dans la vacuole des cellules à l'état d'hétérosides ou comme constituants de

plastes particuliers (GUIGNARD, 1996).


7

Les flavonoïdes ont une structure de base avec quinze atomes de carbones (C6-C3-C6) (figure

01), constituent de deux cycles benzéniques (A et B) reliés par un hétérocycle, le noyau

pyrane (C) en formant une structure de type diphényle propane dont des groupements

hydroxyles, oxygènes, méthyles, ou des sucres peuvent être attachés sur les noyaux de cette

molécule (BROWN, 1980 ; HELLER et FORKMANN, 1993 ; NARAYANA et al., 2001 ;

MALESEV et KUNTIC, 2007). Les principales classes des flavonoïdes et leurs structures

chimiques sont représentes dans le tableau (III).

Figure 01: Structure générale des flavonoïdes (COLLIN et CROUZET, 2011).


8

Tableau III: Principales classes des flavonoïdes (NARAYANA et al., 2001; ERDMAN et

al., 2007).

Classes Structures chimiques R3' R4' R5' Exemples

Flavones

H OH H Apigénine

OH OH H Lutéoline

OH OCH3 H Diosmétine

Flavonols

H OH H Kaempférol

OH OH H Quercétine

OH OH OH Myrecétine

Flavanols

OH OH H Catéchine

Flavanones

H OH H Naringénine

OH OH H Eriodictyol

Anthocyanidines

H OH H Pelargonidine

OH OH H Cyanidine

OH OH OH Delphénidine

Isoflavones

R5 R7 R4' Exemples

OH OH OH Genisteine

H O-Glu OH Daidezine


9

I.1.1.1.1.3.- Coumarines

Les coumarines dérivent des acides hydroxycinnamiques par cyclisation interne de la

chaîne latérale et certaines formes complexes (Tableau IV) (COLLIN et CROUZET, 2011).

Tableau IV : Principaux types des coumarines (MACHEIX et al., 2005).

Structure R6 R6 R6 Acides

phénoliques

H OH H Umbelliférol

OH OH H Aescultol

OCH3 OH H Scopolétol

OCH3 OH OH Fraxétol

H OH OH Daphnétol

I.1.1.1.1.4.- Stilbènes

Les stilbènes dérivent des acides hydroxycinnamiques (COLLIN et CROUZET,

2011), se trouvent en petites quantités dans l'alimentation humaine, parmi ces composés on

trouve le resvératrol qui est un anticancéreux présent dans certaines plantes médicinales

(MACHEIX et al., 2005).

I.1.1.1.2.- Formes condensées

Ces composés résultent généralement de la condensation de certaines des formes simples.

I.1.1.1.2.1.- Tanins

Les tanins sont des composés phénoliques ayant des poids moléculaires compris entre

500 et 3000 et qui en plus de propriétés classiques des phénols précipitent les alcaloïdes et les

protéines (RIBEREAU-GAYON, 1968). On distingue deux grands groupes des tanins,

différant à la fois par leur réactivité chimique et par leur composition, les tanins hydrolysables

et les tanins condensés (COLLIN et CROUZET, 2011).

Les tanins hydrolysables peuvent être dégradés par hydrolyse chimique (alcaline ou

acide) ou enzymatique on libère une partie phénolique (acide gallique) et partie non

phénolique (glucose, acide quinique).

Les tanins condensés sont des oligomères ou des polymères de flavanes 3-ol,

contrairement aux tanins hydrolysables, ils sont résistants à l’hydrolyse et seules des attaques

chimiques fortes permettent de les dégrader (HOPKINS, 2003).


10

I.1.1.1.2.2.- Lignines

Les lignines constituent 15 à 35 % du bois des angiospermes et des gymnospermes. En

raison de leur caractère hydrophobe marqué les lignines s’accumulent au niveau des parois

des cellules. Elles sont présentes au niveau des vaisseaux conduisant la sève brute et sont

responsables de la rigidité des fibres végétales (COLLIN et CROUZET, 2011). Les unités

de base du polymère lignine qui résultent de la polymérisation des trois monolignols, alcool

p-coumarylique, alcool coniférylique et alcool sinapylique (Figure 02), sont les unités p-

hydroxyphényl (H), guaïacyl (G) et siryngyl (S). La complexité des lignines provient de

l’association des trois monolignols par différentes liaisons chimiques sans caractère ordonné

ni répétitif pour former un polymère amorphe et hydrophobe (Figure 03) (WERTZ, 2010).

Figure 02 : Les trois principaux monolignols qui donnent naissance à la lignine

1 alcool p-coumarylique ; 2 alcool coniférylique ; 3 alcool sinapylique (WERTZ, 2010)


11

Figure 03 : Structure d'une lignine (WERTZ, 2010).

I.1.1.2.- Activités biologiques des composés phénoliques

Généralement les composés phénoliques utilisés contre les bactéries et les fongiques,

ils sont appelés composés antibactériens et antifongiques comme acides phénols (cinnamiques

et benzoïques) (HOPKINS, 2003). Les polyphénols notamment les flavonoïdes et les tannins

sont reconnus par leur toxicité vis- à -vis des microorganismes. Le mécanisme de toxicité peut

être lié à l'inhibition des enzymes hydrolytiques (les protéases et les carbohydrolases) ou

d'autres interactions pour inactiver les adhesines microbiennes, les protéines de transport et de

l'enveloppe cellulaire (COWAN, 1999), aussi les composés phénoliques (acides phénols,

flavonoïdes et tannins) ont une grande affinité pour les ions divalents de métaux lourds

initiateurs d’oxydation. Ils sont, de plus, capables de capturer des radicaux libres. Ils ont donc

un rôle antioxydant et antiradicalaire. Certains flavonoïdes inhibent la synthèse des

prostaglandines. Cette action leur confère une activité anti-inflammatoire, ils seront donc

particulièrement appréciés pour une action préventive contre le vieillissement de la peau

(MARTINI, 2011). Les tannins provoquent une réaction générale avec toutes les protéines

(MILLER et RICKLEFS, 2005).


12

I.1.2.- Alcaloïdes

Le terme alcaloïdes a été introduit par W. Meisner au début du XIXe siècle pour

désigner des substances naturelles réagissant comme des bases, comme des alcalis (de l’arabe

al kaly, la soude et du grec eidos, l’aspect) (BRUNETON, 2009).Ils forment une très vaste

famille de molécules renfermant toujours au moins un atome d’azote, généralement inclus

dans un hétérocycle (GUILIAUME et al., 1999). Dans les végétaux, les alcaloïdes sont

dissous dans le suc vacuolaire sous forme de sels organiques ou à l’état de combinaisons

insolubles avec les tanins (GAZENGEL et ORECCHIONIE, 2013).

I.1.2.1.- Classification des alcaloïdes

On distingue trois classes des alcaloïdes,

Vrais alcaloïdes : sont des substances avec de structure souvent complexe, l’atome

d’azote est inclue dans un hétérocycle et ils sont biosynthétiquement formés à partir d’un

acide aminé (tyrosine, tryptophane, ornithine ou arginine et lysine) (HOPKINS, 2003 ;

BRUNETON, 2009).

Pseudo-alcaloïdes : sont des métabolites présentant les caractéristiques des vrais

alcaloïdes, excepté leur origine biosynthétique, qui sont dérivés dans la majorité d’isoprénoïde

et du métabolisme de l’acétate (BRUNETON, 2009).

Proto-alcaloïdes : sont des amines simples dont l’azote n’est pas inclue dans un système

hétérocyclique, ont une réaction basique et sont élaborés in vivo à partir des acides aminés

(BRUNETON, 2009).

I.1.2.2.- Activités biologiques des alcaloïdes

Les alcaloïdes présentent des propriétés pharmacologiques marquées, ils ont de

nombreuses utilisations en thérapeutique, notamment au niveau du système nerveux central et

du système cardiovasculaire (YINYANG et al., 2014). De nombreux travaux ont d’ailleurs

montrés l’intérêt des alcaloïdes dans l’activité antiplasmodiale, antispasmodique,

anticancérale, antimycobacterial. Leurs effets laxatif et anti- rhumatismal, antalgique et

analgésique ont aussi été révélés (SANTHOSH et SURIYANARAYANAN, 2014 ;

YINYANG et al., 2014). Ces nombreuses activités conduisent à une utilisation importante

des drogues à alcaloïdes, soit sous forme de préparations galéniques, soit, le plus souvent,


13

pour l’extraction des alcaloïdes qu’elles renferment, ces alcaloïdes étant utilisés eux-mêmes

ou servant de matière première d’hémi synthèse (GAZENGEL et ORECCHIONI, 2013).

I.1.3.- Terpènes

Les terpènes sont des hydrocarbures de formule moléculaire de base C10H16 dérivent

formellement de la polyaddition de deux ou plusieurs molécules d’isoprène C5H8(Figure04)

(DELPHINE, 2004 ; SORLOT, 2009).

Figure 04: Isoprène (LERAY, 2010).

I.1.3.1.- Classification des terpènes

On connait plus de 33000 composés terpéniques, Selon le nombre de répétitions de

l’unité de base isoprène on distingue les hémi-tèrpènes en C5, les monotèrpènes en C10, les

sesquiterpènes C15, les diterpènes en C20, les sesterpènes en C25, les triterpènes en C30, les

carotènes en C40 et les polyterpènes en Cn (WILLIAM, 2003 ; SANTELLI, 2012 ;

GAZENGEL et ORECCHIONI, 2013).

I.1.3.2.- Activités biologiques des terpènes

Les terpènes sont des substances jouent un rôle important dans les plantes, participent

à leur protection contre les agressions des champignons et autre bactéries. Ils sont

omniprésents dans le monde végétal et donc dans les parfums (LEPOITTEVIN, 2002), c’est

l’origine d’odeur (camphre, menthol, citronnelle) parmi ces substances, on trouve aussi des

pigments comme le carotène, qui donne leur couleur au beurre, aux carottes et aux feuilles

d’automne. Une partie de la molécule de chlorophylle est également formée par un terpène, le

phytol (ASDRUBAL, 2014).

Les terpènes molécules très odorantes et bactéricides (SUTY, 2015), nombre d’entre eux

possèdent des propriétés anti-ecchymose, calmant et antiseptiques, d’où divers emplois dont

l’embaumement qui est resté dans les termes baume et balsamique (LERAY, 2010).


14

I.2.- Généralités sur les plantes étudiées

I.2.1.- Limoniastrum guyonianum

I.2.1.1.- Description botanique

Arbuste buissonnant, appartient à la famille des Plombaginaceaes, atteignant 1 mètre

de hauteur, grisâtre, à tiges très rameuses. Feuilles entières, allongées, étroites et épaisses,

portant des concrétions calcaires. Fleurs rose pourpre, en si grand nombre, au point qu’elles

couvrent entièrement la plante, elle dégage à la surface des feuilles une légère substance

huileuse, d’où son nom arabe « Zaita ». Elle porte des galles très nombreuses, qui ont deux

origines, des galles des jeunes tiges de l’année, volumineuses et contenant la nymphe d’un

tinéidé (Eocusguyonella) et des galles plus petites, sur les grosses branches, suite à la piqure

d’un insecte (Scléroses pulverosella) (OZENDA, 1991 ; CHEHMA, 2006 ; HAMIDI,

2012). Commun dans tout le Sahara septentrional Algérien et Tunisien, plus rare au Sahara

occidental et central, atteint le Tademaït et le Fezzan au sud, manque dans le Sud marocain

(OZENDA, 1991). .

I.2.1.2.- Classification systématique

Règne : Végétal

Embranchement: Spermatophytes

Sous Embranchement: Angiospermes

Classe: Dicotylédones, Magnoliopsida

Ordre : Plombaginales

Famille: Plombaginaceae

Genre: Limoniastrum

Espèce : Limoniastrum guyonianum

Photo 01 :Limoniastrum guyonianum

(BENSACI et KHADIR, 2015)

Noms vernaculaires : « Zeita » et « Zita » (OZENDA, 1991 ; HAMIDI, 2012 ;

DOBIGNARD et CHATELAIN, 2013 ; LEFAHAL, 2014).

I.2.1.3.- Utilisations dans la médecine traditionnelle

Dans le Sud tunisien les feuilles, les branches et les galles de L. guyonianum sont

indiquées en tant que remède antidysentérique et dépuratif (CHEHMA, 2006 ; CHEHMA et

DJEBAR, 2008 ; LEFAHAL, 2014). Dans le Sud algérien, la décoction et la poudre des

feuilles de cette espèce sont utilisées dans la médecine populaire comme un remède contre des

maladies dermique, métabolique et respiratoire (HADJADJ et al., 2015).


15

I.2.2.-Rhus tripartitus


Communément appelés sumacs en France ou simmecks par les Libanais. Le nom

générique Rhus était en usage chez les Grecs et les Romains (OZENDA, 1991). R. tripartitus

appartient à la famille des Anacardiaceaes, est un arbuste très rameux et très épineux à leur

extrémité, à feuilles de couleur glauque à trois folioles en triangle fortement dentées à leur

sommet, ressemblant à des feuilles d'Aubépine et les fleurs de couleur blanc jaunâtre

apparaissent en inflorescences en grappe, les fruits sont des drupes de couleur rouge devenant

noir bleuâtre à la maturité, de 3 à 5 mm de diamètre (OZENDA, 1983 ; OZENDA, 1991 ;

COUPLAN, 2012). C’est une espèce très abondante en Afrique du nord, notamment dans les

steppes des zones désertiques, arides et semi-arides. Elle existe également en Sicile et dans les

steppes de l’Asie occidentale. En Tunisie, le sumac remonte du sud vers le nord jusqu’à

Kessera et Zaghouan (SAAD, 2013).


Règne: Plantae

Sous-règne: Tracheobionta

Division: Magnoliophyta

Classe: Magnoliopsida

Sous-classe: Rosidae

Ordre: Sapindales

Famille: Anacardiaceae

Genre: Rhus

Espèce: Rhus tripartitus

Photo 02: Rhus tripartitus


Nom vernaculaire: Djedari (JUERGEN et al., 1998, ZAAFOURI et CHAIEBE 1999 ;

BOUALLALA et CHEHMA, 2014).


En Iran, le sumac en poudre est souvent proposé sur la table avec les brochettes de viande

hachée et le riz afin que chacun en saupoudre sur son assiette à sa convenance. Le sumac en

poudre entre parfois au Liban surtout dans la composition du za`atar, un mélange d'herbes et

d'épices (thym, sésame…). En Amérique du Nord, les baies du sumac de virginie (Rhus

typhina) ou du sumac à bois glabre sont parfois utilisées pour faire un genre de limonade, la

« sumacade » ou « limonade indienne » (HAMMAMIL et al., 2011).

http://fr.wikipedia.org/wiki/Zahtar

http://fr.wikipedia.org/wiki/Sumac_de_Virginie

http://fr.wikipedia.org/wiki/Sumac_%C3%A0_bois_glabre


16

I.2.3.-Ruta tuberculata


Le nom latin « Ruta » viendrait du grec « Rute » qui serait dérivé de « Ruo », sauver,

le nom populaire de cette rue est « herbe de grâce » allusion à ses propriétés médicinales.

C’est une plante herbacée de 20 à 50 cm de hauteur, à tiges très rameuses dans sa partie

supérieure. Feuilles petites lancéolées, larges de 0,5- 0,7 mm et très allongées enroulées en

dessous par leurs bords, pourvues de grosses glandes tuberculeuses saillantes. La face

supérieure des feuilles ainsi que la tige sont couvertes de pustules sécrétant une essence

extrêmement malodorante. Petites fleurs jaunâtre, en corymbe au sommet de la tige. On la

trouve dans tout le bassin méditerranéen et en Asie occidentale et centrale. Commun dans tout

le Sahara septentrional, dans les dépressions sablonneuses, jusqu'au Tademaït au sud, semble

absent ou très rare dans le Sahara central et méridional (QUEZEL, 1963 ; OZENDA, 1991 ;

CHEHMA, 2006 ; PAQUEREAU, 2013).


Règne : Plantae

Sous règne : Tracheobionta (plantes vasculaires)

Division : Magnoliophyta (plantes à fleurs)

Classe : Magnoliopsida

Sous classe : Rosidae

Ordre : Sapindales

Famille : Rutaceae

Genre :Ruta

Espèce : Ruta tuberculataL.

Photo 03:Ruta tuberculata


Nom vernaculaire: Faijel (ATTOU, 2011).


Les feuilles, les tiges et les inflorescences de Rue sont utilisées en décoction, en

cataplasme et en pommade contre les piqures de scorpions, dans le traitement des spasmes

digestifs, des algies articulaires et des accouchements difficiles (MAIZA et al., 1993 ; OULD

EL HADJ et al., 2003 ; CHEHMA et DJEBAR, 2008).

Chapitre II Matériel et méthodes


18

II.1.-Matériels biologiques

II.1.1.- Matériel végétal

Le matériel végétal utilisé dans le présent travail, comporte les parties aériennes des

plantes sélectionnées. L. guyanianum a été récoltée de daïra de Touggourt à 160 Km de la

Willaya de Ouargla. Alors que R. tripartitus et R. tuberculata ont été récoltées de daïra de

Metlili à 45 Km de la Wilaya de Ghardaïa (figure05).

Concernant la période d’échantillonnage, le printemps Mars-Avril (2015) est retenu

car c'est la saison où le développement et la diversité floristique sont au maximum.

Figure05 : Carte géographique représentative des régions d'études (BELLAOUEUR, 2008) II.1.2.- Souches bactériennes

Les bactéries qui ont fait l’objet de notre étude sont représentées dans le tableau ci-

dessous.

Tableau V: Différentes souches bactériennes utilisées pour le test antibactérien.

Souche Forme Gram

Staphylococcus aureus ATCC 25923 Cocci Positif

Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 Bacille Négatif

Enterococcus feacalis ATCC 29212 Cocci Positif

sEnterobacter cloacae ATCC 13047 Coccobacille Négatif


19

II.2.- Méthodologie de travail

II.2.1.- Technique de séchage

Après la récolte, le matériel végétal est débarrassé des débris. Pour s’assurer de la

bonne conservation des échantillons, un séchage à l’air libre et à l’obscurité pendant une

dizaine de jours a été réalisé. Elles sont, ensuite, broyées par un broyeur électrique de type

SM100 Comfort.

Après broyage, la poudre des plantes a été conservée dans des flacons hermétique en

verre afin de garder leur couleur, goût et principalement leur effet thérapeutique, elle a été

stockée soigneusement dans un endroit sec jusqu’à leur analyse.

II.2.2.- Extraction des composés phénoliques

La préparation d’un extrait de plante présente un nombre variable des étapes selon

l’objectif suivi. Dans le présent travail, nous avons ciblé les métabolites secondaires

(essentiellement les composés phénoliques). Des extraits hydro-alcooliques sont préparés par

macération de 15 g de poudre végétale dans 75 ml de méthanol à 70% ou d’éthanol à 70%

pendant 24 heures. Les extraits hydro-alcooliques sont récupérés dans un premier temps après

filtration du mélange à travers le papier filtre Wattman numéro 1.

Les résidus obtenus sont repris pour une deuxième et troisième fois d’extraction avec le même

volume d’un même mélange hydro-alcoolique. Les trois filtrats sont réunis et concentrés sous

pression réduite dans un rota-vapeur à 40°C. Les extraits secs obtenus ont été ensuite

conservés au réfrigérateur à 4 °C jusqu’à leurs utilisations.

II.2.3.- Détermination des rendements d’extraction

Le rendement d’extraction a été estimé par rapport au poids de l’extrait brut et de la

masse de matière végétale sèche. Il est exprimé en pourcentage et calculé selon la formule

suivante :

𝐑𝐄(%) =PBE − PBV

PP× 100

RE : rendement d’extraction en pourcentage.

PBE : poids des boites pleins après séchage (contient l’extrait brut) en gramme.

PBV : poids des boites vides en gramme.

PP : poids des plantes sèches en gramme.


20

II.2.4.- Analyses phytochimiques

II.2.4.1.- Dosage des composés phénoliques

II.2.4.1.1.- Dosage des polyphénols totaux

La détermination de la teneur en polyphénols totaux de différents extraits a été réalisée

selon la méthode décrite par SINGLETON et ROSS (1965) avec le réactif Folin-Ciocalteu.

En milieu basique, l'ensemble des composés phénoliques sont oxydés par le réactif de Folin-

Ciocalteau, ce dernier est constitué par un mélange d'acide phosphotungstique (H3PM12O40) et

d'acide phosphomolybdique (H3PW12O40) qui est réduit, lors de l’oxydation des phénols, en

mélange d'oxydes bleus detungstène (W8O23) et de molybdène (Mo8O23) (Figure 06). La

coloration bleue produite, présente un maximum d'absorption à 765 nm dont l'intensité est

proportionnelle à la quantité de polyphénols présents dans l'échantillon, les étapes de dosage

des polyphénols totaux représente dans (Figure 07).

Figure 06: Réaction de la réduction du réactif Folin-Ciocalteu (Singleton et Rossi, 1965).

Les résultats obtenus sont exprimés en milligramme équivalent d’acide gallique par

gramme de matière sèche (mg EAG/ g de MS) en utilisant l’équation de la régression linéaire

de courbe d’étalonnage tracée avec l’acide gallique (Annexe 01).


21

Figure 07 : Etapes du dosage des polyphénols totaux.

II.2.4.1.2.- Dosage des flavonoïdes

La teneur en flavonoïdes totaux des différents extraits a été déterminée selon une

méthode colorimétrique au trichlorure d’aluminium AlCl3 décrite par QUETTIER-DELEU

et al (2000) (Figure 08). En présence de trichlorure d'aluminium, les flavonoïdes sont

capables de former un complexe acide stable de couleur jaunâtre, grâce à la présence des

groupements orthodihydroxylés sur les noyaux A ou B et les groupements hydroxyles libres

en position C3 et C5 ou le groupement cétonique en position C4, Ce complexe peut être dosé

par spectrophotométrie UV-visible à 430 nm.

Les résultats obtenus sont exprimés en milligramme équivalent de rutine par gramme

matière sèche (mg ER/g MS) en utilisant l’équation de la régression linéaire de courbe

d’étalonnage de la rutine (Annexe 02).

100 μl de chaque extrait de plante (dans le méthanol à 70%)

Incubation pendant 2h à l’obscurité et à température ambiante

Mesurer l'absorbance à 765 nm

1,5 ml de carbonate de sodium (Na2CO3à 20%)

1 ml eau distillée

0,5 ml de réactif Folin-Ciocalteu à 1/10


22

Figure 08 : Etapes de dosage des flavonoïdes.

II.2.5.-Activités biologiques

II.2.5.1.- Activité antioxydante

Trois méthodes sont utilisées pour l’évaluation de l’activité antioxydante de nos

extraits, à savoir la réduction de phosphomolybdate, le piégeage des radicaux DPPH et ABTS.

II.2.5.1.1.- Test de phosphomolybdate

L’activité antioxydante totale des différents extraits, est évaluée par la méthode de

réduction de phosphomolybdate (Mo+6

) au (Mo+5

) par les antioxydants selon la méthode de

PRIETO et al (1999). Cette réduction se matérialise par la formation d’un complexe verdâtre

(phosphate /Mo) à un pH acide.

400 μl d'extrait sont mises dans un tube à essai et mélangées avec 4 ml du réactif composé de

H2SO4 (0,6M), deNa3PO4 (28 mM) et de molybdate d’ammonium (4 mM). Les tubes sont ensuite

agités et placés au bain marie pendant 60 minutes à 95°C. L’absorbance de la solution préparée

est mesurée à 695 nm contre un blanc préparé de la même manière (sans extrait).

Les résultats obtenus sont exprimés en milligramme équivalent d’acide ascorbique par

milligramme d’extrait (mg EAC /g de MS) en utilisant l’équation de la régression linéaire de la

courbe d’étalonnage de l’acide ascorbique (Annexe 03).

1.5 ml de chaque extrait de plante

1,5 ml d'AlCl3 à 2% dans le méthanol

Incubation pendant 10 min à Tº ambiante

Mesurer l'absorbance à 430 nm


23

II.2.5.1.2- Activité anti-radicalaire

II.2.5.1.2.1.- Test de DPPH

Pour étudier l’activité anti-radicalaire des différents extraits, nous avons opté pour la

méthode qui utilise le DPPH• (2,2-diphenyl-1-picryl-hydrazyl) comme un radical stable de

couleur violette absorbe à 515 nm. Cette mesure a été réalisée selon la méthode décrite par

BRAND-WILLIAMS et al (1995). La réduction d’une solution alcoolique de l’espèce

radicalaire stable DPPH• en présence d’un antioxydant donneur d’hydrogène (AH) aboutit à la

formation d’une forme non-radicalaire, le DPPHH (Figure 09). Cette réduction est suivie par

la mesure de la diminution de son absorbance à 515 nm en présence d’un antioxydant.

Figure 09 : Réaction de réduction du DPPH (TALBI et al., 2015)

0,1 ml d’extrait de différentes concentrations sont additionnés à 2,9 ml d’une solution

de DPPH (60 µM) préparé dans le méthanol. Le mélange réactionnel a été secoué

immédiatement, puis il est maintenu à l’obscurité pendant 30 minutes à une température

ambiante pour que la réaction s’accomplisse. L’absorbance du milieu réactionnel a été

mesurée à 515 nm contre le méthanol.

Cette activité est exprimée en IC50, qui correspond à une réduction de 50% de l'activité du

DPPH• dans le milieu réactionnel. Les pourcentages d’inhibition sont détermine selon

l’équation suivante :

% d’inhibition = ((B - A) / B) × 100

B : absorbance de 0,1 ml de méthanol + 2,9 ml d’une solution de DPPH.

A : absorbance de l’échantillon + DPPH•.

La capacité antioxydante d'un composé est d'autant plus élevée que son IC50 est petite.


24

II.2.5.1.2.2.- Test d’ABTS

Le radical cation ABTS°+ (l’acide 2,2’-azinobis (3-éthylbenzothiazoline-6-

sulfonique)) est stable sous sa forme libre. L’addition d’un antioxydant à une solution de ce

radical cation entraîne sa réduction et une diminution de l’absorbance (Figure 10). Cette

diminution dépend de la quantité des antioxydants présents dans le milieu (MANSOUR et

al., 2011).

Figure 10 : Réaction de réduction d’ABTS (Marc et al., 2004).

Le cation ABTS°+ est généré en mélangeant 8 mM de sel ABTS avec 3 mM de

persulfate de potassium dans 25 ml d'eau distillée suivi d’une incubation 16h à température

ambiante. La solution radicalaire ABTS°+ est diluée pour obtenir une absorbance de 0.7 unité

+/- 0.22 à 734 nm.

0.1ml d’extrait de différentes concentrations sont ajoutés à 2,9 ml de la solution

radicalaire ABTS°+. Le mélange est incubé à l’abri de la lumière pendant 10 min.

L’absorbance du milieu réactionnel a été mesurée à 734 nm contre le méthanol. La capacité

antiradicalaire IC50 a été déterminée en utilisant la même équation précédemment utilisées

pour la méthode du DPPH.

II.2.5.2.- Activité antibactérienne

L'activité antibactérienne a été analysée par la méthode de diffusion sur disque

contre quatre bactéries pathogènes pour l'homme.


25

II.2.5.2.1.- Technique de diffusion en milieu gélosé

Le milieu de culture (MULLER HINTON) à été fondus dans un bain marie à 95°C,

puis coulé (devant le bec benzène) dans les boîtes de pétri de 90 mm de diamètre à raison de

15 ml par boite. Les boites ont été déposées sur la paillasse pour se refroidir et solidifier.

II.2.5.2.1.1.- Principe

Le principe d’évaluation de l’activité antimicrobienne des extraits consiste à réaliser une

culture microbienne sur milieu solide, en présence de disques imbibés des extraits de

concentration différente. Si les extraits ont une activité anti-microbienne, on observera une

zone d’inhibition autour du disque. Le diamètre de cette zone d’inhibition est proportionnel à

l’efficacité de l’activité antimicrobienne de l’échantillon (FATTOUCH et al., 2007).

Figure 11 : Principe d’évaluation de l’activité antimicrobienne (FATTOUCH et al., 2007).

II.2.5.2.2.- Préparation des extraits

Les solutions des extraits sont préparées dans le dimethylsulfoxide (DMSO), de

concentration 10 mg/ml. Les dilutions sont préparées de façon à obtenir des

concentrations1/2, 1/4, 1/8 et 1/16à partir de la solution mère 10 mg/ml.

II.2.5.2.3.- Préparation de l’inoculum

A partir d’une culture jeune de 18 à 24 h, on prélève à l’aide d’une anse de platine

deux à trois colonies pures et bien isolées, qu’on dépose dans 10 ml d’eau physiologique

stérile.

L’ensemencement se fait par inondation de façon à recouvrir entièrement la surface

gélosée, l’excès est ré-aspiré. Les boîtes ainsi ensemencées sont mises à sécher 15 min à


26

37°C. Ainsi des disques, de papier filtre Wattman numéro 3 de 5 mm de diamètre, sont

imprégnés chacun avec 10 μl des extraits à tester. Les disques chargés de principes actifs avec

des différentes concentrations sont déposés à l’aide d’une pince stérile à la surface du milieu

gélosé. Ils doivent être parfaitement appliqués à plat sans glissement en appuyant légèrement

sur la surface du milieu.

Les boîtes sont incubées 24 heures à 37°C. Après 24 heures d’incubation, on mesure le

diamètre de la zone d’inhibition qui entoure chaque disque et déterminé CMI (la

concentration minimale inhibitrice).

Des témoins négatifs (disques imprègnes par la solution DMSO) ont été testés. Tous

les essais ont été répétés trois fois

Chapitre III Résultats et discussion


28

Les dosages effectués sur les extraits de plantes R. tuberculata, R. tripartitus et L.

guyonianum ont pour objectif la détermination des contenus en métabolites secondaires et

l’évaluation des activités biologiques de ces espèces.

III.1.- Rendement d’extraction en composés phénoliques

L'extraction des composés phénoliques s'est faite par macération au méthanol à 70% et

l’éthanol à 70%. Les résultats sont consignés dans le tableau VI :

Tableau VI : Rendement, aspect et couleur des extraits phénoliques des plantes étudiées.

Plantes Extrait Aspect Couleur Rendement (%)

R. tripartitus

Ethanol Pâteux Marron foncé 23,78

Méthanol Pâteux Marron foncé 24,65

R. tuberculata

Ethanol Pâteux Vert 24,31

Méthanol Pâteux Vert foncé 23,38

L. guyonianum

Ethanol Pâteux Marron clair 15,89

Méthanol Pâteux Marron clair 17,35

Les extraits obtenus présentent un aspect pâteux de couleur verte ou marron. Le

rendement d’extraction a été déterminé par rapport au poids du matériel végétal sec rendu en

poudre, les résultats ont été exprimés en pourcentage. Les données obtenues montrent que les

rendements en extraits bruts sont variés selon l’espèce et selon le solvant d’extraction.

L’extrait hydrométhanolique de la partie aérienne de R. tripartitus (24,65%) et celui

d’hydroéthanolique de R. tuberculata (24,31%) présentent les rendements les plus élevés alors

que, l'extrait hydroéthanolique de L. guyonianum a enregistré le pourcentage le moins

important (15,89%).

Concernant les solvants, nous constatons que les pourcentages en extraits hydro-

alcooliques des plantes R. tripartitus et R. tuberculata sont presque identiques chez les deux

espèces. Cependant, chez L. guyonianum le méthanol est relativement le plus efficace pour

extraire les composes phénoliques avec un pourcentage 17,35% en comparaison avec

l’éthanol 15,89%.


29

III.2.- Analyse phytochimique

Afin de caractériser quantitativement les extraits préparés à partir des parties aériennes

des plantes étudiées, un dosage des polyphénols totaux et des flavonoïdes a été effectué.

III.2.1.- Teneurs en polyphénols totaux

Les teneurs en polyphénols totaux des extraites hydro-alcooliques issus des espèces

sélectionnées sont illustrées dans la figure 12.

Figure 12: Teneurs en polyphénols totaux des extraits de plantes étudiées.

Les teneurs en ces composés varient entre 66 ± 14 et 753 ± 35 mg EGA/g de MS. Des

taux élevés sont notés dans les extraits hydrométhanolique et hydroéthanolique de R.

tripartitus avec 506 ± 30 et 753 ± 35 mg EGA/g de MS respectivement, suivent de ceux

mentionnés chez R. tuberculata 230 ± 23 et 217 ± 13 mg EGA/g de MS, respectivement et en

dernier ceux de L. guyonianum, sont les plus faibles 84 ± 4 et 66 ± 14 mg EGA/g de MS,

respectivement.

Il faut noter que les teneurs en polyphénols totaux des extraits hydrométhanoliques

sont plus importantes que ceux hydroéthanoliques chez ces deux dernières espèces.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

RHM RHE RTM RTE LGM LGE

Ten

eu

rs e

n p

oly

ph

én

ole

s to

tau

x e

n m

g EA

G/

g d

e M

S


30

III.2.2.- Teneurs en flavonoïdes

Les teneurs en flavonoïdes des extraites hydro-alcooliques issus des espèces

sélectionnées sont présenté dans les histogrammes de la figure 13.

Figure 13: Teneurs en flavonoïdes des extraits de plantes étudiées.

Les teneurs en flavonoïdes des extraits des plantes étudiées varient entre 25 ± 2,04 mg

et 96 ± 6,42 ER/g de MS. Des teneurs maximales sont enregistrées dans les extraits

hydrométhanolique et hydroéthanolique de R. tripartitus avec 73 ± 0,95 et 96 ± 6,42 mg ER/g

de MS successivement, ensuite vient ceux de R. tuberculata avec des teneurs presque

similaires pour les deux solvants 59 ± 1,88 et 57 ± 2,30 mg ER/g de MS, en cet ordre. Celles

mentionnées chez L. guyonianum sont les moins intéressantes, avec des concentrations très

proches 27 ± 0,95 et 25 ± 2,04mg ER /g de MS, respectivement.

III.3.- Résultats d’évaluation des activités biologiques

Dans le présent travail, les activités antioxydante et antibactérienne des extraits des

plantes étudiées sont estimées afin de valoriser ces trois plantes investiguées et de valider

leurs usages traditionnels.

0

20

40

60

80

100

120


Ten

eu

rs e

n f

lavo

no

ide

s e

n m

g ER

/g d

e

MS


31

III.3.1.- Activité antioxydante

III.3.1.1.- Activité antioxydante totale

Les résultats d’évaluation de l’activité antioxydante totale des extraits de plantes

étudiées sont illustrés dans la figure 14.

Figure 14 : Activité antioxydante totale des extraits de plantes étudiées.

Les valeurs obtenues se situent entre 3 ± 0,29 et 26 ± 0,71 mg EAC /g de MS.

Les résultats de l’activité antioxydante totale ont la même tendance que les composes

phénoliques. R. tripartitus, avec des taux maximums en composés phénoliques ont des

pouvoirs réducteurs les plus importants 20 ± 1,33 et 26 ± 0,71 mg EAC/g de MS pour le

méthanol et l’éthanol à 70%, suivie de ceux de R. tuberculata 8 ± 0,76 et 7 ± 0,63 mg EAC /g

de MS et L. guyonianum 4 ± 0,11 et 3 ± 0,29 mg EAC /g de MS, successivement.

0

5

10

15

20

25

30


Act

ivit

é a

nti

oxy

dan

te t

ota

le e

n m

g EA

C/g

de

MS


32

III.3.1.2.- Activité antiradicalaire

L’activité antiradicalaire des extraits des plantes investiguées vis-à-vis des radicaux

DPPH et ABTS a été évaluée spectrophotométriquement en suivant la réduction de ces

radicaux. Les résultats obtenus exprimés en termes de concentration inhibitrice de 50% (IC

50), ils sont présentés dans la figure 15.

Figure 15: Activité antiradicalaire des extraits de plantes étudiées.

Les extraits hydro-alcooliques de plante R. tripartitus montrent une capacité très

puissante à piéger le radical DPPH avec une concentration moyenne IC50 de l’ordre de 9,4 ±

0,1 µg/ml. Par contre, ceux de plante L. guyonianum sont les plus efficaces pour piéger le

radical cation ABTS avec une concentration moyenne IC50 égale de 2,2 ± 0,0 µg/ml. Les

extraits de plante R. tuberculata restent les moins actifs avec des IC50 de l’ordre de (225 ±

6,0 et 212 ± 0,3 µg/ml) et (8 ± 0,2 et 7 ± 0,1 µg/ml) concernant les extraits méthanoliques et

d’éthanoliques à 70% contre DPPH et ABTS, respectivement.

0

20

40

60

80

100

120

140

160


IC 5

0 e

n µ

g/m

l

DPPH

ABTS


33

III.3.2.- Activité antibactérienne

L’activité antibactérienne des extraits des plantes sélectionnées (R. tripartitus, L.

guyonianum et R. tuberculata) a été évaluée par la méthode de diffusion en milieu solide

Muller Hinton Agar. La lecture des résultats sur boite se fait grâce à l’observation des halos

d'inhibitions autour des disques. L'estimation de la zone d’inhibition permet la caractérisation

de la sensibilité ou de la résistance des souches aux extraits.

Tableau VII : Diamètres des zones d’inhibitions en (mm) et concentration minimale

inhibitrice (mg/ml) obtenues avec les extraits des espèces étudiées.

Diamètres des zones d’inhibition

R. tripartitus R. tuberculata L. guyonianum

Souches

bactériennes

mg/ml Méthanol Ethanol Méthanol Ethanol Méthanol Ethanol

Staphylococcus

aureus ATCC

2523

10 7,67 ±0,58 7,33 ±0,58 6,50±0,71 7,50 ±0,71 6,33±0,58 6,00±0,00

5 7 ± 0,00 7 ± 0,00 NP 7,50 ±0,71 NP NP

2,5 NP NP NP NP NP NP



Pseudomonas

aeruginosa

ATCC 27853

10 NP NP 9,67 ±2,08 7,00 ±0,00 NP NP

5 NP NP NP 6,67 ±0,29 NP NP

2,5 NP NP NP 6,33 ±0,29 NP NP



Enterococcus

feacalis

ATCC 29212

10 13,00±0,71 8,00±0,00 8,00±0,00 6,83±0,29 NP NP

5 10,00±0,71 8,00±0,71 6,75±0,35 6,33±0,58 NP NP

2,5 9,00±1,41 7,50±0,00 NP NP NP NP

1,25 9,00±1,41 NP NP NP NP NP

0,625 8,00±0,71 NP NP NP NP NP

Enterobacter

cloacae ATCC

13047

10 11,00±5,66 8,00±0,73 7,00± 0,00 6,33±0,58 7,50±0,71 7,50±2,12

5 9,50±2,12 7,50 ±0,71 NP NP 6,50±0,71 7,00±0,00

2,5 9,50±0,71 NP NP NP NP NP

1,25 7,50±0,71 NP NP NP NP NP


NP : n’est pas activite.

Les données de ce test révèlent que la souche pathogène Enterococcus feacalis apparait

la plus sensible aux extraits testés, avec des zones d’inhibitions varient entre 6.33 à 13 mm,

ces mêmes extraits développent des zones d’inhibition relativement faibles vis-à-vis

d’Enterobacter cloacae et de Pseudomonas aeruginosa dont les diamètres des zones

d’inhibition varient entre (6.5 à 11 mm) et (6.33 à 9.67 mm), respectivement. Staphylococcus

aureus est la plus résistante avec des diamètres d’inhibition varient de 6 à 7,67 mm, estimés

pour les extraits de plantes R. tuberculata.

Concernant l’efficacité des extraits, ceux de R. tripartitus sont les plus actifs avec des CMI

varient entre 0.625 à 5 mg/ml suivent par ceux de R. tuberculata montrent des effets positifs


34

contre toutes les souches testées et qui présentent des CMI comprises entre 2.5 à 10 mg/ml. L.

guyonianum est la moins active avec des CMI égaux de 5 mg/ml pour Staphylococcus aureus

et 10 mg/ml pour Enterobacter cloacae.

III.4.- Discussion

Au vu des résultats obtenus, Il apparaît que les rendements d’extractions varient

considérablement entre les espèces végétales et pour la même espèce végétale en fonction du

solvant utilisé pour l’extraction. Les meilleurs rendements d’extraction en polyphénols, sont

enregistrés pour les espèces R. tripartitus et R. tuberculata, les pourcentages allant de 23 à

24%. Les plus faibles valeurs en rendements des extractions notées pour L. guyonianum qui

sont respectivement de15 et 17 %, pour l’éthanol à 70% et le méthanol à 70%.

Des travaux similaires ont rapporté la variabilité existante dans les valeurs des

rendements d’extractions en composés phénoliques en fonction de l’espèce végétale ainsi

qu’en fonction du solvant utilisé pour l’extraction. KOSAR et al (2007), notent que pour le

même solvant organique (le méthanol à 70%), le rendement d’extraction des fruits de R.

tripartitus est de l’ordre de 29,77%.Dans ses travaux sur la partie aérienne de R. graveolens

IVANOVA et al (2005), rapportent un rendement de 14,5% pour l’extrait méthanolique.

Egalement, CHABBI (2008), dans ses travaux sur les feuilles, les fleurs et les racines de L.

feei (Girard) Batt., rapporte que pour la même procédure d’extraction, macération au l’éthanol

à 80 %, les rendements en extraits bruts sont de l’ordre de (8,25%, 19,09% et 6,68%),

respectivement.

Il faut note que, ces rendements sont d’autant plus élevés dans les extraits méthanoliques que

ceux éthanoliques. Ceci a été confirmé par SUN et al (2007), qui ont montrés que le méthanol

reste le solvant le mieux choisi pour extraire les antioxydants d’une plante.

L’évolution du contenu en composés phénoliques des plantes étudiées, nous a permis

de déduire que la concentration en ces métabolites varie d’une espèce végétale à l’autre et

pour la même espèce végétale en fonction du solvant utilisé pour l’extraction. Des taux élevés

sont notés dans les extraits hydrométhanolique et hydroéthanolique de l’espèce R. tripartitus

506 ± 30 et 753 ± 35 mg EGA/g de MS, respectivement suivent de ceux mentionnés chez R.

tuberculata 230 ± 23 et 217 ± 13 mg EGA/g de MS, respectivement et en dernier ceux de L.

guyonianum, sont les plus faibles 84 ± 4 et 66 ± 14 mg EGA/g de MS, respectivement. WU et

al (2013), signalent des teneurs en polyphénols totaux de 81.6 ± 0.3mg EGA/g de MS, dans

l’extrait éthanolique des fruits de R. hirta, elles sont nettement inférieures à nos résultats. Les


35

teneurs trouvées par KIM et al (2010), dans l’extrait éthanolique à 80% de R. verniciflua 597

± 5mg GAE/g MS semblent relativement proche de celles de R. tripartitus.

DJERIDANE et al (2006) notent que, les extraits hydrométhanolique à 80% des parties

aériennes de R. montana et de R. graveolans renferment des concentrations en polyphénols de

03,13 et 4,18 mg EAG/g de MS, respectivement. Ces concentrations sont faibles

comparativement aux celles notées chez R. tuberculata. En outre, TRABELSI et al (2013),

ont montré la variation des teneurs en polyphénols dans les feuilles de L. monopetalum en

fonction de la polarité du solvant d’extraction. Ces quantités allant de 1 à 15,85 mg EAG /g

de MS, respectivement pour les extraits éthanolique et méthanolique.

La quantification du contenu en flavonoïdes par la méthode de trichlorure

d’aluminium, nous mène à conclure que, les teneurs en flavonoïdes varient entre 25 ± 10,07 et

96 ± 6,42 mg ER /g de MS. Les résultats obtenus, montrent que les extraits éthanolique et

méthanolique des parties aériennes de R. tripartitus sont les plus riches en flavonoïdes, avec

96 ± 6,42 et 73 ± 0,95 mg ER /g de MS, respectivement. Donc, elles sont moins supérieurs

aux celles de R. verniciflua 201 ± 1mg EQ/g (KIM et al., 2010). Les teneurs en flavonoïdes

des parties aériennes de plantes R. tuberculata, sont presque identiques dans les extraits

méthanoliques 59 ± 1,88 mg ER /g de MS et dans ceux éthanoliques 57 ± 2,30 mg ER /g de

MS. Ils sont inférieurs aux celles trouvées dans l’extrait méthanolique à 80% de R. graveolans

0,2 ± 0,03 mg EC/g de MS (DJERIDANE, 2006).Pour les extraits méthanolique et

éthanolique de L. guyonianum, les teneurs en flavonoïdes sont de 27 ± 0,95 et 25 ± 10,07 mg

ER /g de MS, successivement. TRABELSI et al (2013), notent des taux en flavonoïdes dans

les extraits hydro-acétoniques à 80% des plantes L. monopetalum et L. guyonianum 6,22et

8,36 mg équivalent de catéchine/g de MS, respectivement, ils sont faibles comparativement

aux ceux des parties aériennes de L. guyonianum.

L’augmentation du contenu en composés phénoliques dans les plantes étudiées,

d’origine saharienne peut être liée aux conditions de stress climatiques (les températures

élevées, l’exposition au soleil, la sécheresse, la salinité…) (RAI et CARPINELLA, 2006),

qui stimulent la biosynthèse des métabolites secondaires tels que les polyphénols. En effet, la

teneur phénolique d'une plante dépend d'un certain nombre de facteurs intrinsèques

(génétiques) et extrinsèques (conditions climatiques, les pratiques culturelles, la maturité à la

récolte et les conditions de stockage) (FALLEH et al., 2008).

La mise en évidence du pouvoir antioxydant de nos plantes a été réalisée par trois tests

chimiques (réduction de phosphomolybdate, piégeage des radicaux libres DPPH et ABTS).


36

Les résultats d’évaluation de l’activité antioxydante totale montrent que, les valeurs obtenus

se situent entre 26 ± 0,71 et 3 ± 0,29 mg EAC /g de MS, des activités puissantes sont

enregistrées chez R. tripartitus26 ± 0,71 mg EAC/g de MS et des faibles pouvoirs réducteurs

sont estimés chez L. guyonianum3 ± 0,29 mg EAC /g de MS.

L’estimation de l’activité antiradicalaire des différents extraits par les tests de DPPH et

d’ABTS indiquent que tous les extraits présentent des activités antiradicalaires différentes.

Les concentrations IC50 les plus faibles sont signalées dans les extraits de R. tripartitus à

raison de 9,38 µg/ml pour le test de DPPH et de L. guyonianum à raison de 2,20 µg/ml pour le

test d’ABTS. Les extraits de plantes R. tuberculata restent les moins actifs avec des IC50 de

l’ordre de 225± 6,0 et 212± 0,3 µg/ml et 8 ± 0,2 et 7 ± 0,1 µg/ml concernant les extraits

méthanoliques et d’éthanoliquescontre DPPH et ABTS, respectivement.

TLILI et al (2014) montrent que les extraits méthanoliques des fruits de R. tripartitum

récoltées dans les régions de Ain Jalloula et de Dkhila dans la Tunisie ont révélés des

IC50contre le DPPH égalent de 105,33 ± 6,11 et 33,5 µg/ml, successivement. Demême

KSOURI et al (2008), trouvent que les feuilles de L. guyonianum ont montrés des IC50 pour

piéger le DPPH égalent de 107 µg/ml pour l’extrait éthanolique et 45µg/ml pour l’extrait

méthanolique.

Les valeurs élevées en polyphénols indiquent des activités antioxydantes importantes.

En effet, les composés phénoliques et plus particulièrement les flavonoïdes sont reconnus

comme des substances potentiellement antioxydantes ayant la capacité de piéger les espèces

radicalaires et les formes réactives de l’oxygène. L’effet scavenger des flavonoïdes (FLOH)

est attribué à leur faible potentiel redox qui les rend thermodynamiquement capable de réduire

les radicaux libres (R•) par transfert d’électron ou d’atome d’hydrogène à partir des

groupements hydroxyle (JAVANOVIC et al., 1994).

Les données de l'activité antibactérienne montrent que, l’activité antibactérienne est

fonction de l’espèce végétale ainsi que les souches bactériennes étudiées.

Les résultats de ce test révèlent que Enterococcus feacalis est la plus sensible aux extraits

testés, avec des zones d’inhibitions varient entre 6,33 à 13 mm et que Staphylococcus aureus

est la plus résistante avec des diamètres d’inhibition varient de 6 à 7,67 mm. Ainsi que les

extraits de R. tripartitus sont les plus actifs avec des CMI varient entre 0,625 à 5 mg/ml

suivent par ceux de R. tuberculata avec un spectre d’action large et qui présentent des CMI

comprises entre 2,5 à 10 mg/ml. L. guyonianum est la moins active avec des CMI égaux de 5

mg/ml pour Staphylococcus aureus et 10 mg/ml pour Enterobacter cloacae.


37

L’étude de l’activité antibactérienne de l’extrait éthanolique à 80% de R. verniciflua et

ses quatre composés purs, fustine, acide gallique, 3',4',7-trihydroxyflavone et fisetine contre

Staphylococus aureus KCTC 1916 par KIM et al (2010), donnent des CMI égaux de 250,

1000, 63 et supérieure à 1000 µg/ml, respectivement. Ils semblent être des inhibiteurs

puissants comparativement aux ceux issus de R. tripartitus.

L'étude réalisée par IVANOVA et al (2005), montre que l’extrait méthanolique et ses

fractions éther de pétrole et acétate d’éthyle de la partie aérienne de R. gravelons ont un effet

inhibiteur vis-à-vis de Staphylococcus aureus avec des diamètres d’inhibitions estimés de 23

mm. Ce qui en concordance avec nos résultats trouvés pour l’espèce Rutacée.

Nos résultats semblent plus proche de ceux de TRABELSI et al (2010), qui ont constaté une

activité inhibitrice des extraits hydroacétoniques à 80% des feuilles de L. monpetalum (100

mg/ml) vis-à-vis des bactéries Staphylococcus epidermidis 106510 (7,3 mm), Staphylococcus

aureus ATCC 25923 (8,7 mm) et Pseudomonas aeruginosa ATCC27853 (16 mm).

On peut expliquer ces résultats par la différence de la composition entre les différents

extraits, l’alcool permettant une meilleure extraction de composés moins polaires comme des

dérivés terpéniques et certains flavonoïdes. CHABOT et al (1992), rapporte que les

composés les moins polaires comme les flavonoïdes manquant le groupement hydroxyle sur

leur cycle B sont plus actifs vis-à-vis des microorganismes que ceux portant le groupe OH.

D’autre part, MORI et al (1987), ont trouvé que les flavonoïdes trihydroxylés 3’,4’,5’ sur le

cycle B et substitués 3-OH sont nécessaires pour l’activité antimicrobienne.

L'activité antibactérienne des flavonoïdes peut être expliquée par le mécanisme de

toxicité vis-à-vis des microorganismes qui se fait soit par des interactions non spécifiques

telles que l'établissement des ponts hydrogènes avec les protéines des parois cellulaires ou les

enzymes, inhibition du métabolisme bactérien, la séquestration de substances nécessaires à la

croissance des bactéries (KAROU et al., 2005). Pour cela nous pouvons conclure que

l’activité antimicrobienne des extraits dépend non seulement des composés phénoliques mais,

aussi de la présence de différents métabolites secondaires.

Les composés phénoliques sont produits par les plantes en réponse à certains

bioagresseurs (bactérie, insecte…). Par conséquent, l’efficacité de ces substances évaluées in

vitro montré une action inhibitrice sur certains microorganismes.

Conclusion

Conclusion

39

La phytothérapie, proposant des remèdes naturels, est bien acceptée par l’organisme.

De nos jours, elle connaît un renouveau exceptionnel en occident du fait des effets

secondaires induits par les médicaments inquiétant les utilisateurs qui font alors appel à une

médecine plus douce. La découverte de ressources naturelles du règne végétal reste capitale

pour la mise au point de nouveaux remèdes thérapeutique.

Le présent travail s’est porté sur L. guyanianum, R. tripartitus et R. tuberculata, espèces

végétales très connues pour ses vertus thérapeutiques variées. Il a permis de mettre en

évidence à travers une analyse phytochimique, la richesse de ces plantes en composés

phénoliques.

La détermination du rendement en extraits bruts a montré que les rendements

d’extractions varient considérablement entre les espèces végétales et pour la même espèce

végétale en fonction du solvant utilisé pour l’extraction. Les meilleurs résultats sont

enregistrés chez R. tripartitus et R. tuberculata avec des pourcentages allant de 23 à 24 %.

Tandis que, les plus faibles sont notés chez L. guyonianum avec 15 et 17 %, respectivement

pour les extraits éthanolique à 70% et méthanolique à 70%.

Il est signaler que, ces rendements sont d’autant plus élevés dans les extraits méthanoliques

que ceux éthanoliques.

La quantification en polyphénols totaux et en flavonoïdes des différents extraits nous a

permis de déduire que les plantes testées constituent une source prometteuse des composés

phénoliques. Les teneurs en polyphénols totaux de nos extraits évaluées par la méthode de

Folin-Ciocalteu sont comprises entre 66 ± 14 et 753 ± 35 mg EGA/g de MS. Celles des

flavonoïdes estimées par la méthode de trichlorure d’aluminium sont variées entre 25 ± 2,04

et 96 ± 6,42 mg ER /g de MS. R. tripartitus présente les quantités les plus importantes par

rapport aux deux autres espèces R. tuberculata et L. guyanianum.

L’étude de l’activité antioxydante totale de nos extraits par la méthode de réduction de

phosphomolybdate a montré que, les valeurs obtenues se situent entre 3 ± 0,29 et 326 ± 0,71

mg EAC /g de MS. L’estimation du pouvoir antiradicalaire par les tests de DPPH et d’ABTS

a révélé que les extraits hydroalcooliques de plantes R. tripartitus sont dotés une capacité très

puissante à piéger le radical DPPH avec IC50 en moyenne d’ordre de 9,38 µg/ml, et ceux de

L. guyonianum sont les plus efficaces pour piéger le radical cation ABTS avec une IC50 en

moyenne d’ordre de 2,20 µg/ml.

L’étude du pouvoir antibactérien des extraits bruts issus des plantes sélectionnées par

la méthode de diffusion en milieu gélosé a permis de conclure que, nos extraits sont

relativement actifs sur les souches bactériennes testées. Enterococcus feacalisest la plus

Conclusion

40

sensible aux extraits testés avec des diamètres d'inhibition varient entre 6,33 à 13 mm. R.

tripartitus sont les plus actifs avec des CMI situent entre 0,625 à 5 mg/ml.

Ces espèces R. tripartitus, R. tuberculata et L. guyonianum sont riches en métabolites

secondaires, une exploitation de leurs propriétés antioxydante et antimicrobienne implique

une recherche plus poussée de ses principes actifs.

Un travail complémentaire s’impose en vue d’identifier les différentes molécules en

particulier les composés phénoliques présents dans les extraits bruts et les purifier en utilisant

diverses techniques chromatographiques notamment la chromatographie liquide à haute

performance

(HPLC) et des méthodes spectrales pour l’élucidation structurale.

Evaluer et tester les différentes molécules isolées in vivo sur différents modèles biologique en

vue de les utiliser à des fins thérapeutiques.

Références bibliographiques


42

ASDRUBAL M., 2014. Les molécules du vivant. Educagri, Paris, 34 p.

ATTOU A., 2011. Contribution à l’étude phytochimique et activités biologiques des extraits

de la plante Ruta chalepensis (Fidjel) de la région d’Ain Témouchent. Mémoire de magister

en biologie, Université Abou Bekr Belkaid, Tlemcen, 93 p.

BELLAOUEUR A. A., 2008. Etude hydrogéologique des eaux souterraines de la région de

Ouargla soumise à la remontée des eaux de la nappe phréatique et perspectives de solutions

palliatives (Sahara Nord-Est Septentrional-Algérie). Mémoire de Magister en sciences de la

terre, Université El-Hadj Lakhdar, Batna, 174 p.

BENKHNIGUE O., ZIDANE L., FADLI M., ELYACOUBI H., ROCHDI A., DOUIRA

A., 2011. Etude ethnobotanique des plantes médicinales dans la région de Mechraâ Bel Ksiri

(Région du Gharb du Maroc). Acta Bot. Barc, 53 : 191-216.

BOUALLALA M., CHEHMA A., 2014. Biodiversité et phytogéographie des écosystèmes

sahariens de la région de taghit (Bechar). Algerian journal of arid environement, 4(1):39-44.

BRAND-WILLIAMS W., CUVELIER M. E., BERSETC., 1995. Use of a free radical

method to evaluate antioxidant activity. Lebensm.-Wiss. U. Technol, 28: 25-30.

BROWN J. P., 1980. A review of the genetic effects of naturally occurring flavonoids,

anthraquinones and related compounds. Mutat Res, 75: 243–77.

BRUNETON J., 2009. Pharmacognosie, phytochimie, plantes médicinales. 4ème

édition.

Lavoisier Tec et Doc., Paris, 1240 p.

CHAABI M., BEGHIDJA N., BENAYACHE S., LOBSTEIN A., 2008. Activity-guided

isolation of antioxidant principles from Limoniastrum feei (Girard) Blatt. Z. Naturfo. C., 63:

801-807.

CHABOT S., BEL-RHLID R., CHÊNEVERT R., PICHÉ Y., 1992. Hyphal growth

promotion in vitro of the VA mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita Becker et Hall, by the

activity of structurally specific flavonoid compounds under CO2-enriched conditions. New

Phytol., 122: 461-467.

CHEHMA A., 2006. Catalogue des plantes spontanées du Sahara septentrional algérien. Dar

Elhouda Ain M’Lila, Université Kasdi Merbeh, Ouargla, p 106.


43

CHEHMA A., DJEBAR M. R., 2008. Les espèces médicinales spontanées du Sahara

septentrional algérien : distribution spatio-temporelle et étude ethnobotanique. Revue

Synthèse, 17 : 36-45.

CHRISTOPHE J. T., CHADOULI S. M., 2012. Les plantes aromatiques et médicinales,

p19.

COLLIN S., CROUZET J., 2011. Polyphénols et procédés. En France par EMP. S.S.A.,

Paris, p 5.

COUPLAN F., 2012. Les plantes et leurs noms. 6ème

édition. Qua, Paris, 218 p.

COWAN M. M., 1999. Plant products as antimicrobial agents. Clin, Microbiol, Rev, 12: 564-

582.

DELPHINE D., 2004. Chimie 5e/6e Scienses de base. boeck et Larciers, A., Bruxelles, 272p.

DJERIDANE A., YOUSFI M., NADJEMI B., BOUTASSOUNA D., STOKER P.,

VIDAL N., 2006. Antioxydant activity of some Algerian medicinal plants extracts containing

phenolic compounds. Food Chemistry, 97: 654-660.

DOBIGNARD A., CHATELAIN C., 2013. Limoniastrum guyonianum Boiss. Index

synonymique et bibliographique de la flore d'Afrique du Nord, 2 : 734-736.

EMERENCIANO V. P., BARBOSA K. O., SCOTTI M. T., FERRIRO M. J. P., 2007.

Self organisating maps in chemotaxonomic studies of Asteraceae: a classification of tribes

using flavonoid data. J. of brazilian chemical society, 18(5): 891-899.

ERDMAN J., BALENTINE J. D., ARAB L., BEECHER G., DWYER J. T., FOLTS J.,

HARNLY., HOLLMAN J. P., L –KEEN C., MAZZA G., MESSINA M., SCALBERT

A., VITA J., WILLIAMSON G., BURROWES J., 2007. Flavonoids and heart health:

Proceeding of the ILSI North America flavonoids workshop, Washington. J. of Nutrition, 137

(3):718-737.

FALLEH H., KSOURI R., CHAIEB K., KARRAY-BOURAOUI N., TRABELSI N.,

BOULAABA M., ABDELLY C., 2008. Phenolic composition of Cynara cardunculus L.

organs, and their biological activities C. R. Biologies, 331: 372-379.

FATTOUCH S., CABONI P., CORENEOV., TUBERESSO C., ANGIONI A., DESSI S.,

MARZOUKI N., CABRAS P., 2007. Antimicrobial activity of Tunisian quince (Cydonia

Oblonga miller) pulp and peel phenolic extracts, j. Agric. Food Chem., 55: 963-969.


44

GAZENGEL J. M., ORECCHIONI A. M., 2013. Le préparateur en pharmacie. 2ème

édition, Lavoisier, Paris, 1762p.

GUIGNARD J. L., 1996. Abrégé de biochimie végétale. Masson, Paris, 160 p.

GUILIAUME J., KAUSHIK S., BERGOT P., METAILLER R., 1999. Nutrition et

alimentation des poissons et crustacés. Tnra et Ifremer, Paris, p 372.

HABA H., 2008. Etude phytochimique de deux Euphorbiaceae sahariennes : Euphorbia

guyonianaboiss et Reut. et Euphorbia retusa forssk. Thèse de doctorat, Université, Hadj

lakhdar Batna, p 01.

HADJADJ S., BAYOUSSEF Z., OULD EL HADJ-KHELIL A., BEGGAT H.,

BOUHAFS Z., BOUKAKA Y., KHALDI I. A., MIMOUNI S., SAYAH F., TEY M.,

2015. Ethnobotanical study and phytochemical screening of six medicinal plants used in

traditional médicine in the Northeastern Sahara of Algeria (area of Ouargla). J. of Medicinal

Plants Research, 9 (41): 1049-1059.

HAMIDI A., 2012. Etude phytochimique et activité biologique de la plante Limoniastrum

guyonianium. Mémoire de magistère en chimie organique, Université kasdi Merbah de

Ouargla, 86 p.

HAMMAMI S., NGUIR A., SAIDANA D., CHERIAA J., MIGHRI Z., 2011. Chemical

analysis and antimicrobial effects of essential oil from Limoniastrum guyonianum growing in

Tunisia. J. of Medicinal Plants Research, 5 (12): 2540-2545.

HELLER W., FORKMANN G., 1993. Biosynthesis of flavonoids. In: Harborne, J.B., 1986.

the Flavonoids: Advances in Research since. Chapman et Hall, London, p 499–535.

HOPKINS W. G., 2003. Physiologie végétale. Traduction de la 2e

édition, par Serge

Rambour Révision scientifique de Charles-Marie Evrard, Américain p 267-283.

IVANOVA A., MIKHOVA B., NAJDENSKI H., TSVETKOVA I., KOSTOVA I., 2005.

Antimicrobial and cytotoxic activity of Ruta graveolens. Fitoterapia, 76: 344–347.

JAVANOVIC S.V., STEENKEN S., TOSIC M., MARJANOVIC B., SIMIC M. J., 1994.

Flavonoids as antioxidants. J. of the American Chemical Society, 116: 4846-4851.

JUÈRGEN S., ANDREA P., GUÈNTER A., 1998. 3α, 20-dihydroxy-3β, 25-epoxylupane, a

triterpene from rhus typhina. Phytochemistry, 7 (49): 2049- 051.


45

KALLA A., 2012. Etude et valorisation des principes actifs de quelques plantes du Sud

algérien :Pituranthos scoparius, Rantherium adpressum et Traganum nudatum. Thèse de

doctorat en phytochimie, Université Mentouri, Constantine, 137 p.

KAROU D., DICKO M. H., SIMPORE J., YAMEOGO S., SANON S., TRAORE A. S.,

2005. Activités antioxydantes et antibactériennes des polyphénols extraits de plantes

medicinales de la pharmacopée traditionnelle du Burkina Faso. Maitrise des procédés en vue

d'améliorer la qualité des aliments, utilisation des OGM, analyse des risques en

agroalimentaire, Ouagadougou, p 8-11.

KHADHRI A., 2013. Composés phénoliques et activités antioxydantes de deux extraits de

chardon a glu: Atractylis gummifera. Revue Soc. Sci. Nat. de Tunisie, 39 : 44-52.

KIM J. S., KWON Y. S., CHUN W. J., KIM T. Y., SUN J., YU C. Y., KIM M. J., 2010.

Rhus verniciflua Stokes flavonoid extracts have anti-oxidant, antimicrobial and a-glucosidase

inhibitory effect. J. Food Chemistry, 120: 539–543.

KOSAR M., BOZAN B., TEMELLI F., BASER K. H. C., 2007. Antioxidant activity and

phenolic composition of sumac (Rhus coriaria L.) extracts. Food Chemistry, 103: 952–959.

KSOURI R., MEGDICHE W., FALLEH H., TRABELSI N., BOULAABA M., SMAOUI

A., ABDELLY C., 2008. Influence of biological, environmental and technical factors on

phenolic content and antioxidant activities of Tunisian halophytes. C. R. Biologies, 331: 865–

873.

LARAOUI H., 2007. Etude phytochimique de l’extrait chloroformique de Bupleurum

atlanticum. Mémoire de magister en chimie organique, Université El-hadj Lakhdar, Batna, p

2.

LEFAHAL M., 2014. Etude phytochimique, biologique et activité anticorrosion de trois

plantes médicinales Algériennes appartenant aux familles Plumbaginaceae, Tamaricaceae et

Apiaceae. Thèse de doctorat en chimie organique, Université de Constantine1, 172 p.

LEPOITTEVIN J.P., 2002. Progrés en Dermato-Allergie. john libbey, Paris, 210 p.

LERAY C., 2010. Les lipides dans le monde vivant. Lavoisier, paris, p 85.

MACHEIX J. J., FLEURIET A., ALLEMAND J. C., 2005. Les composés phénoliques des

végétaux : un exemple de métabolites secondaires d'importance économique. Presses

Polytechnologiques et Universitaires romandes, p 4-216.


46

MAIRE R., 1933. Etudes sur la flore et la végétation du Sahara central. Mémoire de la

société d'histoire naturelle de l'Afrique du nord. Mission du Hoggar II, Alger, 361 p.

MAIZA K., BRAC DE LA PERIERE R.A., HAMMICHE V., 1993. Pharmacopée

traditionnelle saharienne : Sahara septentrional. Actes du 2e Colloque Européen

d’Ethnophmacologie et de la 11e Conférence internationale d’Ethnomédecine, Heidelberg,

169-171.

MALEŠEV D., KUNTIĆ V., 2007. Investigation of metal-flavonoid chelates and the

determination of flavonoids via metal-flavonoid complexing reactions. J. of the

Serbianchemical society, 72(10): 921-939.

MANSOUR H. B., YATOUJI S., MBAREK S., HOUAS I., DELAI A., DRIDI D., 2011.

Correlation between antibutyryl cholinesterasic and antioxidant activities of three aqueous

extracts from Tunisian Rhus pentaphyllum. Annals of Clinical Microbiology and

Antimicrobials, 10: 32.

MARC F., DAVIN A., BENBRAHIM L., FERRAND C., FRITCH P., 2004. Méthodes

d’évaluation du potentiel antioxydant dans les aliments. Médecine Science, 20: 458-463.

MARTINI M.C., 2011. Introduction à la dermopharmacie et à la cosmétologie. 3eme

édition,

Lavoisier, Paris, p 316.

MILLER L., RICKLEFS R., 2005. Ecologie de boeck et larcier. Bruxelles, paris, 807p.

MORI A., NISHINO C., ENOKI N., TAWATA S., 1987. Antibacterial activity and mode

of action of plant flavonoid sagainst Proteus vulgaris and Staphylococcus aureus.

Phytochemistry, 26: 2231-2234.

NARAYANA K. R., REDDY M. S., CHALUVADI M. R., KRISHNA D. R., 2001.

Bioflavonoids classification, pharmacological, biochemical effects and therapeutic potential.

Indian J. of pharmacology, 33:2-16.

OULD EL HADJ M. D., HADJ-MAHAMMED M., ZABEIROU H., 2003. Place des

plantes spontanées dans la médicine traditionnelle de la régionde Ouargla (Sahara

septentrional est). Courrier du Savoir, 03 : 47-51.

OZENDA P., 1983. Flore du Sahara septentrional. CNRS, Paris, p 486.

OZENDA P., 1991. Flore et végétation du Sahara. 3éme

édition augmentée, CNRS, Paris,

662p.

PAQUEREAU J., 2013. Au jardin des plantes de la bible. IDF, Paris, 408 p.


47

PASCALE S. M., VERONIQUE C., 2006. Les polyphénols en agroalimentaire en France.

Quetcy, Paris, 2p.

PRIETO P., PINEDA M., AGUILAR M., 1999. Spectrophotometric quantitation of

antioxidant capacity through the formation of a phosphomolybdenum complex: Specific

application to the determination of vitamin E. Analytical, Biochem., 296:337–341.

QUETTIER-DELEU C., GRESSIER B., VASSEUR J., DINE T.,

BRUNETC., LUYCKX M., CAZIN M., CAZIN J. C., BAILLEUL F., TROTIN F., 2000.

Phenolic compounds and antioxidant activities of buckweat (Fagopyrum esculentum Moench)

hulls and flour. J. of Ethnopharmacology, 72, 35-42.

QUEZEL P., 1978. Peuplement végétal des hautes montagnes de l'Afrique du nord.

Encyclopédie biogéographique et écologique. Ed. Paul Lechevalier, Paris, 463 p.

QUEZEL P., SANTA S., 1963. Nouvelle flore de l'Algérie et des régions désertiques

méridionales. CNRS, Paris, 1170 p.

RAI M., CARPINELLA M. C., 2006. Naturally Occurring Bioactive Compounds. Advances

in phytomedicine series, 3, 515 p.

RATES S. M. K., 2001. Plants as source of drug. J. toxicon, 39: 603-613.

RIBEREAU-GAYON P., 1968. Composés phénoliques des végétaux. Dunod, Paris, 254 p

SAAD H., 2013. Développement de bio-compistes à base de fibre végétales et de colles

écologiques. Thèse de doctorat en chimie, Université de Pau et des pays de l’Adour, 321 p.

SANTELLI M., 2012. Chimie bioorganique. Lavoisier SAS, Paris, p 299.

SANTHOSH R. S., SURIYANARAYANAN B., 2014.Plants: A Source for New

Antimycobacterial Drugs. Georg Thieme Verlag KG, India, 80: 9–21.

SARNI-MANCHADO P., CHEYNIER V., 2006. Les polyphénols en agroalimentaire.

France quety, Lavoisier, Paris, p 2- 10.

SINGLETON V. L., ROSSI J. A., 1965. Indice de Folin. polyphenols totaux. J. Eol. Vitic.,

16: 144-158.

SMALL E., CATLING P. M., 2000. Les cultures médicinales canadiennes .1ière

édition,

Presses scientifiques du CNRC, Ottawa (Ontario), Canada, 281 p.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Gressier%20B%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Vasseur%20J%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Dine%20T%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Brunet%20C%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Luyckx%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cazin%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cazin%20JC%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Bailleul%20F%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Trotin%20F%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=10967451


48

SORLOT F. X., 2009. Les huiles essentielles propriété et utilisation de l’aromathérapie.

Lanore, Paris, p 41.

SUN T., POWERS J. R., TANG J., 2007. Evaluation of the antioxidant activity of asparagus

broccoli and theirjuices. Food Chem., 105: 101-106.

SUTY L., 2015. Les végétaux les relations avec leur environnement. Qua, Paris, p 34.

TALBI H., BOUMAZA A., EL-MOSTAFA K., TALBI J., HILALI A., 2015. Evaluation

of antioxidant activity and physico-chemical composition of methanolic and aqueous extracts

of Nigellasativa L., Mater. Environ. Sci., 6 (4) : 1111-1117.

TLILI N., MEJRI H., YAHIA Y., SAADAOUI E., REJEB S., KHALDI A., NASRI N.,

2014. Phytochemicals and antioxidantactivities of Rhustripartitum (Ucria) fruits depending on

locality and different stages of maturity. Food Chemistry, 160: 98–103.

TRABELSI N., MEGDICHE W., KSOURI R., FALLEH H., OUESLATI S.,

SOUMAYA B., HAJLAOUI H., ABDELLY C., 2010. Solvent effects on phenolic contents

and biological activities of the halophyte Limoniastrum monopetalum leaves. J. LWT - Food

Science and Technology, 43: 632–639.

TRABELSI N., WAFFO P., SNOUSSI T. M., RIADH KSOUR I., JEAN MICHEL M.,

SMAOUI A., CHEDLY A., 2013. Variability of phenolic composition and biological

activities of two Tunisian halophyte species from contrasted regions. J. of Acta Physiol Plant,

35: 749-761.

WERTZ J. L. 2010. La Lignine. ValBiom, Gembloux Agro-Bio Tech etFARR-Wal– Avecle

soutien dela Région Wallonne, 23.

YINYANG J., MPONDO M. E., TCHATAT M., NDJIB R C., MVOGO OTTOU P B.,

DIBONG SD., 2014. Les plantes à alcaloïdes utilisées par les populations de la ville de

Douala (Cameroun). J. of Applied Biosciences ,78:6600 – 6619.

ZAAFOURI M. S., CHAIEBE M., 1999. Arbres et arbustes de la Tunisie méridionale

menacés de disparition. Acta Botanica Gallica, 146 (4): 361-373.

ZHU Y., BENNY K. H T., BOON-HUAT B., CHANG-HONG L., 2007. Natural products:

Essential Resources for Human Survival. World Scientific, 454 p.

Annexes

Annexes

Annexe 01: Courbe d’étalonnage d’acide gallique.

Annexe 02: Courbe d’étalonnage de la rutine.

Annexe 03 :Courbe d’étalonnage d’acide ascorbique.

Contribution à l’étude de la vertu thérapeutique de quelques plantes utilisées dans la médecine populaire de la

région de Ouargla.

Résumé : La présente étude est une contribution à la valorisation de quelques plantes médicinales du Sahara septentrional

algérien. Des extraits éthanoliques et méthanoliques sont préparés à partir des parties aériennes de R. tripartitus, R.

tuberculata et L. guyonianum. Les rendements sont de l’ordre de 23 et 24 %, respectivement chez les deux premières

espèces et de 15 et 17 %, respectivement pour L. guyonianum. Les teneurs en phénols totaux et en flavonoïdes de nos

extraits sont déterminés par colorimétrie, les résultats obtenus sont comprises entre (66 ± 14 et 753 ± 35 mg EGA/g de

MS) et (25 ± 2,04 et 96 ± 6,42 mg ER/g de MS), respectivement. L’évaluation de l’activité antioxydante est effectuée par

le test de réduction de phosphomolybdate et les tests de piégeage des radicaux de DPPH et d’ABTS. Les données de

l’activité antioxydante totale se situent entre 3 ± 0,29 et 26 ± 0,71 mg EAC/g de MS. Les extraits de R. tripartitus et de L.

guyonianum sont successivement les plus puissants pour piéger le DPPH et l’ABTS avec IC50 en moyenne de 9,38 et de

2,20µg/ml. Le pouvoir antibactérien de nos extraits est testé par la méthode de diffusion en milieu gélosé. Les résultats

montrent qu’Enterococcus feacalis est la plus sensible aux extraits testés avec des diamètres d'inhibition varient entre 6,33

à 13 mm, R. tripartitus sont les plus actifs avec des CMI situent entre 0,625 à 5 mg/ml.

Mots clés : Sahara septentrional, plantes médicinales, composés phénoliques, activité antioxydante, pouvoir antibactérien.

Contribution to the study of the therapeutic virtue of some plants used in popular medicine in the region of

Ouargla.

Abstract: The present study is a contribution to the enhancement of some medicinal plants of the northern Sahara Algeria.

Of methanols and ethanols extracts were prepared from aerial parts of R. tripartitus, R. tuberculata and L. guyonianum.

The yields are in the order of 23 and 24 %, respectively in the first two species and 15 and 17%, respectively for L.

guyonianum. The levels of total phenols and flavonoids of our extracts are determined by colorimetry, The results obtained

are ranged between (66 ± 14 and 753 ± 35 mg EGA/g of MS) and (25 ± 2,04 and 96 ± 6,42 mg ER/g of MS), respectively.

The evaluation of the antioxidant activity is carried out by the test of reduction of phosphomolybdate and the tests of

trapping of radicals DPPH and ABTS. The total antioxidant activity are varied between 3 ± 0,29 and 26 ± 0,71 mg EAC/g

of MS. The extracts of R. tripartitus and L. guyonianum are successively more powerful to trap the DPPH and ABTS with

IC50 in average of 9,38 and of 2,20 μg/ml. The power of antibacterial of our extracts is tested by the method of

dissemination in agar medium. The results show that qu’ Enterococcus feacalisis the most sensitive to the extracts tested

with diameters of inhibition vary between 6,33 to 13 mm, R. tripartitus are most active with CMI located between 0,625 to

5 mg/ml.

Key words: Northern Sahara, medicinal plants, phenolic compounds, antioxidant activity, antibacterial power.

. ورقلة منطقةيالشعبي ف الطب في تستخذم التيبعض النباتات ل دراسة مزايا العالج فيمساهمة

انمستخهصاث االثاونت انمثاونت مه انجشء انائ إعذادتم . تعذ ذي انذراست مسامت ف تعشش بعض انىباتاث انطبت مه شمال انصذزاء انجشائزت: ملخصال

بانمائت عهى انتان نصىفه 24 23 انمزدد انمتذصم عه بقمت .(L. guyonianum) انشتت R. tuberculata)) انفجم (R. tripartitus),نهجذاري

انىتائج انمتذصم عها , نهبنفىل انفالفوذ نمستخهصاتىا تذذد بانفذص انهوانجمانتانكمت . انشتتانتان عىذ بانمائت عهى 17 15 األواع مه األنه

غ مه / مهػ مكاف نذمض انغته 6,42 ± 96 2,04 ± 25) (غ مه انمستخهص/ مهػ مكاف نذمض انغانك35 ± 753 14 ± 66)تتزاح مابه

وتائج . DPPH ABTSانجذرت ل انكسخ تقم وشاط مضاداث األكسذة انمىفذة عه طزق إرجاع انفسفمنبذاث اختباراثإن. عهى انتان (انمستخهص

(R. tripartitus) نجذاري اانمستخهصاث . (غ مه انمستخهص/ مهػ مكاف نذمض االسكربك26 0,71 ± ( 0,29 ± 3 وشاط مضاداث األكسذة تتزاح به

لخال نم ثبارنمكا داثمضا فاعهت رختباا .مم/ مهػ2,20 9,38 تقذر ب IC50 بذثDPPH ABTS لإرجاعم األكثز ( L. guyonianum) انشتت

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. مم/ مهػ5 0,625ن مابCMI ألكثز فعانت مع نجذاري ا .مم13 6,33 مابه

. مضاداث انبكتزاانصذزاء انشمانت، انىباتاث انطبت،انمزكباث انفىنت، انىشاط انمضادة نألكسذة، : لمفتاحيةكلمات اال

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Contribution à l’étude de la vertu thérapeutique des ... · La deuxième partie décrit les matériels et les méthodes d’extraction et dosage des polyphénols totaux et des