Dessins de Van N’GUYEN-ANH

In Dictionnaire de Parasitologie de P.BOUREE

Cycle biologique d’Entamoeba histolytica

COPROLOGIE

Diagnostic parasitologique

Intérêt:

Diagnostic individuel

Enquête épidémiologique

Difficultés et limites

(Diagnostic d’orientation)

Diagnostic parasitologique

Milieux biologiques

Selles (coprologie) Kopros

Urines

Sang

Autres

Peau, LBA, MO, Muscles….

Ectoparasites

Gandhi, activiste indépendantiste indien, estimait que le développement

des sanitaires était un objectif plus important que l'indépendance.

Parmi tous les périls, le moindre n’est pas le fécal

En Afrique, la moitié des lits d'hôpital sont occupés par des patients souffrant de maladies véhiculées par les matières fécales.Compte rendu

L'accès aux toilettes, enjeu mondial de développement

LE MONDE | 28.10.08 | 15h05  •  Mis à jour le 28.10.08 | 15h05

Pour réduire la pauvreté dans le monde et améliorer la santé des déshérités, la méthode la plus simple est de construire des toilettes. C'est la conclusion à laquelle est parvenu le Réseau international sur l'eau, l'environnement et la santé (Inweh), branche canadienne de l'Université des Nations unies. Dans un rapport rendu public le 20 octobre, ce groupe de réflexion recommande aux gouvernements une approche plus coordonnée et intégrée des questions d'approvisionnement en eau potable et d'accès à des sanitaires fonctionnels.Les chiffres font frémir : environ 2,5 milliards de personnes - plus d'un tiers de l'humanité - utilisent des latrines qui n'offrent pas de garantie contre le développement de maladies liées aux matières fécales. Et 1,2 milliard n'ont d'autre ressource que de déféquer dans la nature, selon des données collectées par l'Organisation mondiale de la santé et l'Unicef. Ces personnes passent une demi-heure en moyenne chaque jour à faire la queue dans des installations publiques ou pour trouver un endroit isolé. Soit deux jours ouvrés par mois.L'impact sanitaire est considérable. Les maladies diarrhéiques tuent 1,8 million de personnes chaque année. On estime que 88 % de ces affections ont pour origine un manque d'hygiène et d'accès à des sanitaires sûrs. Les enfants, dont 5 000 meurent chaque jour, paient le plus lourd tribut.En Afrique subsaharienne, la moitié des lits d'hôpital sont occupés par des patients souffrant de maladies véhiculées par les matières fécales. Dans le monde, 200 millions de tonnes d'excréments humains finissent dans des rivières chaque année, contaminant les eaux de surface, voire les nappes phréatiques, avec leur lot de bactéries, virus et autres parasites.

Cet enjeu sanitaire figure rarement au premier plan de l'agenda international. "La question reste taboue, reconnaît Zafar Adeel, directeur de l'Inweh. Les politiques hésitent à aborder ces problèmes dans leurs discours. Ce n'est

pas "poli"." Les Nations unies ont surmonté cette aversion. 2008 a été déclarée année mondiale de l'assainissement. Et le développement des toilettes était l'un des objectifs du millénaire, définis en 2000 : diminuer par deux le nombre de personnes n'ayant pas accès à des sanitaires d'ici à 2015.En Occident, "les systèmes de distribution d'eau sont souvent anciens. Seront-ils capables d'encaisser des événements climatiques extrêmes qui accompagneront le réchauffement de la planète ?, s'interroge-t-il. Il faut s'en soucier. Et le plus tôt sera le mieux."

Selles

Parasites recherchés : kystes, œufs, larves, adultes

Prélèvement

Mesure des éléments parasitaires

Techniques de concentration

et techniques particulières

COPROLOGIE

Entamoeba coli

Entamoebahistolytica

Entamoeba hartmanni

Endolimax Giardia Chilomastix Iodamoeba

Douve de Chine Petite Douve segmentée embryonnée

Bothriocéphale Taenia Hymenolepis nana

Hymenolepis diminuta

Ascaris typique atypique

Trichocéphale Oxyure Ankylostome Dipylidium

Grande Douve

Schistosomaintercalatum

Schistosoma mansoni

Schistosoma japonicum

Diagnostic coprologique

100µm

50µm

10µm

50µm

Grande Douve

Schistosomaintercalatum

Schistosoma mansoni

Schistosoma japonicum

Trichocéphale Ascaris Dipylidium Oxyure Ankylostome

Douve de Chine Petite Douve Bothriocéphale Taenia Hymenolepis nana

Hymenolepis diminuta

Entamoeba coli

Entamoebahistolytica

Entamoeba hartmanni

Endolimax Giardia Chilomastix Iodamoeba

dysenterie amibienne

Prélèvement

Micromètre oculaire

Etalonnage du Microscope

Mesure des éléments parasitaires

Micromètre objet

Micromètre oculaire

         Remplacer l’oculaire normal par l’oculaire micrométrique.    Disposer sur la platine du microscope le micromètre-objet.       Etablir la mise au point des 2 échelles et faire coïncider les « O » des deux échelles.         On repère une division du micromètre oculaire qui se superpose exactement à une• division du micromètre-objet ; ces deux divisions doivent être recherchées le

plus loin possible du « O », de façon à obtenir une meilleure précision. • On peut ainsi en déduire la longueur de chaque division du micromètre oculaire.• Effectuer l’opération pour les deux objectifs x 10 et x 40.

Etalonnage du MicroscopeDéterminer la longueur couverte en m par une division du micromètre oculaire

Exemple : 18 divisions du micromètre oculaire couvrent 300 m  1 division couvre donc 16,66 m 

Micromètre oculaire

Méthode diphasique: acéto-acétique / éther

Techniques de concentration

Méthode par flottation : réactif iodo-mercurique

Méthode diphasique: acéto-acétique / éther

1- Dilution homogène selles + acéto-acétique

- Pré dilution : 1 goutte pour examen direct- Poursuivre la dilution- Laisser sédimenter 10 à 30 sec les gros débris

2- Émulsionner : oblitérer l’orifice avec le pouce et agiter vivement dilution fécale + éther

éther

dilution fécale

Examen Direct

émulsion

3- Centrifuger 3 min à 2500 trs/min : 4 couches se superposent

Phase éthéréeDébrisPhase aqueuse

Culot d’enrichissement : PARASITES

4- Isolement du culot de centrifugation - Décoller l’anneau de débris avec les mors d’une pince

- Eliminer d’un geste sec les 2 phases liquides et l’anneau- Remettre rapidement le tube à l’horizontale Passer un tampon de coton sur les parois internes du tube - Agiter le tube pour remettre en suspension et prélever à la pipette Pasteur

Méthode par flottation : réactif iodo-mercurique

Technique de JANECKSO et URBANYI modifiée

1- Dilution homogène Selles + Eau distillée

2 - Tamiser

3 - Centrifuger 2 à 3 min à 3000 trs/min Eliminer la phase aqueuse Diluer le culot avec le réactif iodomercurique

4 - Centrifuger 2 min à 2000 trs/min Prélever 4 à 5 gouttes du film superficiel

avec une anse métallique

Technique de KATO et MIURA

(éclaircissement par la glycérine)

NUMERATION DES ŒUFS Cette technique permet d’apprécier l’intensité d’une infestation (Ankylostomes),

de juger de l’efficacité d’une thérapeutique

Frottis épais de KATO et MIURA

Principe : technique de décoloration des selles qui permet de distinguer les œufs de parasites dans une préparation des selles rendue translucide.

- Glycérine 100 ml- Eau distillée 100 ml- Solution de vert malachite à 3 % 1 ml

Bandes de cellophane adhésive de 20 x 30 mm immergées dans la solution de glycérine pendant 24 heures.

Technique: Sur une lame porte-objet, déposer 50 mg de selles, recouvrir par une des bandes de cellophane imprégnée, presser à l’aide d’un bouchon de caoutchouc pour répartir régulièrement la selle; laisser éclaircir une heure à température ambiante. Examiner rapidement car un sur-éclaircissement risquerait de faire passer inaperçu certains œufs (Ankylostomes, Schistosomes). Les résultats sont rendus en nombre d’œufs par gramme de selles.

sol humide t°> 25°

oeuflarve

larve strongyloïde infestante

techniques particulières

Coproculture Strongles et Ankylostomes

Selles Eau

Méthode en boite de Pétri

Lames + papier filtre

Incubation 25 à 28 °C

Ajouter de l’eau chaque jour

Strongles : larve rhabditoide 2 jours larve strongyloide

Ankylostomes :œuf 24 heures larve rhabditoide 6 jours larve strongyloide

!!! Larves strongyloides infestantes par voie transcutanée

sol humide t° > 20

larve rhabditoïdelarve strongyloïde infestante

Strongyloides stercoralis

Méthode de BAERMANN et LEE

concentration des larves des Strongles

techniques particulières

Méthode de BAERMANN et LEE

Méthode biologique de concentration des larves des Strongles

Les larves se collectent dans la pipette en 2 à 3 heures . Soutirer 10 ml de liquide; centrifuger lentement; examiner le culot.

selles tamis + gaze

eau tiède

raccord caoutchouc + pince

pipette

larve strongyloïde

Scotch test

Enterobius vermicularis

Taenia saginata

Culture d’amibes

Etalement de selles

Sérum de cheval coagulé

Sérum de RINGER

Sérum de cheval coagulé

Etalement de selles

multiplication en 24 à 48 heures à 37°C

Prélèvement

Examen d’une préparation microscopique

Recherche et identification d’œufs d’Helminthes et de kystes de Protozoaires

Examen systématique entre lame et lamelle de la préparation selon le schéma suivant

1 – parcourir la lamelle à l’objectif x 10; chaque élément intéressant est observé puis mesuré à l' objectif x 40

les œufs d’Helminthes sont ainsi identifiés.

l’identification des kystes de Protozoaires s’effectue ensuite à l’objectif x 100 à immersion; elle peut être facilitée par la coloration des structures nucléaires par la coloration Violet cristal – Fuchsine basique .

PROTOZOAIRES

Taille Pseudopodes Mobilité Cytoplasme Noyaux

Entamoeba coli

20 à 30µm Courts, larges,lents.

Plusieurs à la fois.

+ Endoplasme grossièrement

granuleux.

Grosses vacuoles bourréesd’inclusions.

Visibles à l’état frais.

Chromatine irrégulière.

Caryosome épais, en général excentré

Entamoeba histolytica

12 à 25µm

jusqu’à 40

Longs, hyalins.

Un seul à la fois.

++++ Endoplasme finement granuleux. Vacuoles petites et peu visibles. Hématies

Difficiles à voir à l’état frais.Chromatine régulière. Caryosome central et punctiforme.

Entamoeba histolytica / dispar

12 à 15 µm

jusqu’à 25

Effilés, hyalins, rapides

+++ Endoplasme finement granuleux.

Ectoplasme hyalin et transparent.

Difficiles à voir à l’état frais.Chromatine régulière. Caryosome central et punctiforme.

Entamoeba hartmanni

4 à 10µm Allongés, hyalins.

++ Ectoplasme et endoplasme peu distincts.

Petites vacuoles.

Difficile à voir à l’état frais.Chromatine épaisse en amas. Caryosome de grande taille, en général central.

Endolimax nanus

8 à 10 µm

jusqu’à 15

Arrondis, en boule, clairs.

+ Ectoplasme et endoplasme peu distincts.

Petites vacuoles.

Non visibles à l’état frais. Caryosome de grande taille, ovalaire, excentré.

Iodamoeba butschlii

8 à 15 µm Longs, en doigt de gant, réfringents.

+ Endoplasme et ectoplasme peu différenciés.

Vacuoles +++

Inclusions +++

Non visible si vivante; visible si morte.

Gras caryosome central, arrondi, entouré de granules.

FORMES VEGETATIVES D’AMIBES

Taille Forme Cytoplasme Cristalloïdes Noyaux

Entamoeba coli

15 à 20 µm Arrondie

Ovalaire

Clair, hyalin,

réfringent

Vacuoles +

Difficiles

à voir

Forme d’aiguille

1 à 8

Chromatine irrégulière

Caryosome épais et excentré

Entamoeba histolytica

dispar

12 à 14 µm Arrondie Granuleux

Vacuoles ++

Présence irrégulière,

Forme de saucisse

1 à 4

Chromatine régulière

Caryosome central et punctiforme

Entamoeba hartmanni

3 à 10µm Arrondie Vacuoles +++ Présence irrégulière,

Trapus,

Forme de saucisse

1 à 4

Chromatine épaaisse

Caryosome de grande taille

Endolimax nanus

8 à 10 µm Ovoïde

Rectangulaire

Hyalin Néant 1 à 4

Caryosome en tâche

Iodamoeba butschlii

8 à 15 µm Polymorphe 1 vacuole

iodophile

Néant 1 à 4

Caryosome de grande taille entouré d’un halo claur

KYSTES D’AMIBES

Entamoeba coliEntamoeba

histolytica

Entamoeba hartmani

Endolimax nanus

Giardia intestinalisChilomastix mesnilii

Iodamoeba butsclii

Rhizopodes

Flagellés

Autres PROTOZOAIRES parasites de l’appareil digestif

Rhizopodes: - Amibes

Coccidies: Cryptosporidies

coloration d’Henriksen PohlenzCyclospora

Isospora belli Sarcocystis hominis

( Microsporidies )

coloration de Weber

- Blastocystis hominis

Coloration des Cryptosporidies Technique

d’HENRIKSEN et POHLENZ

- Etaler sur une lame une goutte de selles liquides ou de culot de concentration- Fixer au Méthanol 5 mn puis sécher- Colorer par la Fuchsine phéniquée 1 heure- Rincer à l’eau du robinet- Différencier par H2SO4 à 2% 10 à 20 secondes- Rincer à l’eau du robinet- Contre-colorer au Vert de Malachite à 5% 5 mn - Rincer à l’eau du robinet puis sécher- Lecture à l’objectif x 100

Les Cryptosporidies prennent une teinte qui varie du rose pâle au rouge vermillon ,alors que les levures se colorent en vert.

Cryptosporidium sp

Cryptosporidium sp

Isospora belli

HELMINTHES

Schistosomaintercalatum

Schistosoma mansoni

Schistosoma japonicum

Trématodes (schistosomes)

Douve de Chine Clonorchis sinensis

Petite Douve Dicrocoelium dendriticum ( segmentée ) ( embryonnée)

Grande Douve Fasciola hépatica

Trématodes (douves)

Bothriocéphale Diphyllobothrium latum

Ténia Taenia saginata, T. solium

Hymenolepis nana

Hymenolepis diminuta

Cestodes

Ver entier : 2 à 10 m

Segment mûr éliminé isolément

Taenia saginata

CruditésMains sales

Eau

Nématodes

typique atypique

TrichocéphaleTrichuris trichiura

OxyureEnterobius vermicularis

AnkylostomeAncylostoma duodenale

Necator americanus

Dipylidium caninum

AscarisAscaris lumbricoides

Nématodes

Ascaris lumbricoïdes

3 à 5 cmfemelle mâle

Trichuris trichiura

Artéfacts

SPORES VEGETALESPouvant être confondues avec des kystes ou des œufs

SPORES VEGETALES Pouvant être confondues avec les œufs d’Ascaris

Pollen d’artichaut

SPORES de CHAMPIGNONSPouvant être confondues avec des kystes ou des œufs

Spore de morille

Spores de truffe

Spores de bolet de pin

CRISTAUX

Charcot Leyden Acides gras

Oxalate de calcium

ARTEFACTS DIVERS

Spire vaisseau du bois

Œuf d’acarienCellules palissadiques de légumineuses

Cellule à amidon Poil végétal

CHAMPIGNONS

levures

arthrospores

Autres prélèvements

Urines

- Schistosoma haematobium 150µm

- éperon terminal court dans l’axe de l’œuf - pôle opposé à l’éperon arrondi

(parfois présents dans les selles indépendamment de toute souillure par les urines)

- Trichomonas vaginalis

Prélèvement vaginal

- Trichomonas vaginalis

30µm

forme végétative

Tubage gastroduodénal - Giardia intestinalis (forme végétative) - Strongyloïdes stercoralis (larves)- Douves hépatobiliaires (œufs)- Schistosoma japonicum (œufs)

LBA ou crachats - Paragonimus westermani (œufs)

- 100 µm- opercule aplati rompant le contour ovoïde

- Scolex invaginés lors de la rupture d’un kyste hydatique pulmonaire

- Strongyloïdes stercoralis (larves)

Muscle- larves de Trichinella spiralis

Coloration des Microsporidies

Technique de WEBER

- Réaliser un frottis très mince sur 1 cm2 avec 10 l de selle liquide, sécher- Fixer au Méthanol 5 mn puis sécher- Colorer au WEBER 90 mn- Décolorer dans l’alcool acétique 10 secondes- Rincer rapidement dans l’alcool à 90°- Déshydrater successivement 1 mn par alcool 95°, alcool absolu, xylène- Montage au Depex

Microsporidies

Microsporidies

L B A : Pneumocystis carinii

L B A : Pneumocystis carinii