Présenté le 17 Février 2017

Par : RANDRIAMANANJARA Hajanirina Nathanaëlla

Maître ès Sciences

Devant la commission d’examen composée de :

Président : Professeur ANDRIANARISOA Blandine

Rapporteur : Docteur RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe

Examinateur : Docteur RANDRIANIERENANA Ando Lalaniaina

: Docteur TSIRINIRINDRAVO Herisetra Lalaina

DYNAMIQUE DE LA POPULATION

MICROBIENNE DES SOLS DE

CULTURE DE HARICOT LABOURES

ET NON LABOURES

Remerciement

REMERCIEMENT

Mes premières pensées vont à DIEU tout puissant pour l’aide qu’il m’a apporté durant

la réalisation de ce travail.

Le présent travail est le fruit d’une collaboration étroite entre:

- Le Laboratoire de Biotechnologie-Microbiologie de la Mention Biochimie

Fondamentale et Appliquée de la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo;

- Le Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement du CNRE (Centre National de

Recherche sur l’Environnement).

Je remercie vivement Monsieur le Doyen de la Faculté des Sciences de l’Université

d’Antananarivo RAHERIMANDIMBY Marson et Madame la Responsable de la Mention

Biochimie Fondamentale et Appliquée de la Faculté des Sciences, de m’avoir permise présenter

de soutenir ce mémoire de fin d’étude pour l’obtention du diplôme de Master.

J’exprime mes vifs remerciements à Madame le Professeur REJO-FIENENA Félicité,

Directeur au Centre National de Recherche sur l’Environnement (CNRE) et le Docteur

RASOLOMAMPIANINA Rado, Chef du Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement

(LME) du Centre National de Recherche et de l’Environnement (CNRE).

Je tiens à remercier Monsieur le Docteur/HDR RAMANANKIERANA Heriniaina,

Chef du Département « Ecosystèmes terrestres » du Centre National de Recherche sur

l’Environnement (CNRE) de m’avoir accueilli chaleureusement au sein de son département.

Je remercie profondément Monsieur le Docteur RAKOTOARIMANGA Nirina

Christophe, Chercheur au sein du Centre National de Recherches sur l’Environnement

(CNRE), mon encadreur pour avoir dirigé ce travail et pour l’intérêt constant qu’il a porté à ce

sujet de recherche. Je souhaiterais leur témoigner ici ma sincère reconnaissance pour tous les

conseils et les remarques objectives qu’il a apporté. Merci pour votre disponibilité et vos

précieux conseils.

Je continuerai par la suite avec Madame le Professeur ANDRIANARISOA Blandine,

qui, malgré ses nombreuses responsabilités, nous fait l’honneur de présider le jury de ce

mémoire.

Remerciement

Tous mes sincères remerciements à Madame le Docteur RANDRIANIERENANA Ando

Lalaniaina et à Monsieur le Docteur TSIRINIRINDRAVO Herisetra Lalaina qui ont

aimablement accepté de juger nos travaux et donner leurs aimables conseils et critiques durant

les périodes de rédaction de ce mémoire et cela, malgré leurs immenses responsabilités.

Je n’oublie pas l’équipe du l’unité 2 (Microbiologie en milieu naturel) du LME d’avoir

amicalement partagé leur savoir faire et expériences avec moi. Votre solidarité, vos ambitions et

votre efficacité ont permis de donner un grand intérêt à ma recherche. Merci pour tout, et que

vous réussissiez dans tout ce que vous faites !

Je profite de l’occasion pour remercier mes amis qui étaient toujours là pour moi.

Je tiens à exprimer mon éternelle gratitude à mes parents pour m’avoir toujours

soutenue moralement et spirituellement, et aidé en donnant tout les moyens nécessaires pour

que je réussisse mes études. Que Dieu tout puissant soit avec vous tout le temps et vous bénisse.

Une immense gratitude envers mon oncle et ma tante, mes frères et sœurs ainsi que

toute ma famille et mes amis pour leur enthousiasme, leur patience et surtout leur soutien

morale.

Merci à tous ceux qui de près ou de loin m’ont aidé dans la réalisation de ce mémoire.

Que la grâce de Dieu soit avec vous!

« Matokia an’ i JEHOVAH amin’ny fonao rehetra fa aza

miankina amin’ny fahalalanao; Maneke Azy amin’ny

alehanao rehetra, fa Izy handamina ny làlanao.»

Ohabolana 3 : 5-6

Table des matières

TABLE DE MATIERES

GLOSSAIRE……………………………………………………….....i

LISTE DES TABLEAUX………………………………………...…iii

LISTE DES FIGURES………..…………………………………….iv

LISTE DES ABREVIATIONS………..………….…………………v

INTRODUCTION GENERALE ........................................................... 1

Chapitre I: SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I Le haricot ................................................................................................................. 3

Origine et description: ........................................................................................................ 3

II Le sol ....................................................................................................................... 4

II.1 Définition: ................................................................................................................ 4

II.2 Le sol labouré: ......................................................................................................... 5

II.3 Le sol non labouré et le semis direct: ...................................................................... 6

III La rhizosphère ......................................................................................................... 8

III.1 Définition: ................................................................................................................ 8

III.2 Les microorganismes rhizosphériques et leur fonctionnement: .............................. 9

a. Les bactéries ........................................................................................................... 10

b. Les champignons ................................................................................................... 11

c. Autres microorganismes ........................................................................................ 11

IV Les activités enzymatiques du sol rhizospherique................................................. 11

IV.1 Les oxydoréductases (déshydrogénases, catalases, laccases) ................................ 12

IV.2 Les activités phosphatasiques ou hydrolases (cellulases, phosphatases) .......... 13

Table des matières

IV.3 Les enzymes hydrolysant le diacétate de fluorescéine (estérases, protéases,

lipases) .......................................................................................................................................... 13

Chapitre II: MATERIELS ET METHODES

I Matériels : .............................................................................................................. 15

a. Le haricot ............................................................................................................... 15

b. Les sols ................................................................................................................... 15

II Méthodes: .............................................................................................................. 15

II.1 Dénombrement des microorganismes du sol: ........................................................ 15

II.1.1 Préparation et dilution du sol ...................................................................... 16

II.1.2 Ensemencement et étalement de la suspension du sol ................................ 16

i. Dénombrement de Rhizobium: ....................................................................... 16

ii. Dénombrement de Azotobacter: ..................................................................... 17

iii. Dénombrement de la flore totale cultivable du sol: ....................................... 17

iv. Dénombrement de spores de champignons mycorhiziens: ............................ 18

II.1.3 Mode de calcul des colonies microbiennes ................................................. 18

II.2 Activité microbienne du sol: ......................................................................................... 19

II.2.1 Activité microbienne totale du sol mesuré par l’hydrolyse de la Fluorescéine

Di Acétate (FDA): ......................................................................................................... 19

i Préparation de la solution tampon de potassium phosphate: .............................. 19

ii Préparation du substrat: ...................................................................................... 19

iii Mesure de l’activité microbienne totale du sol .................................................. 19

iv Calcul du produit d’analyse : ............................................................................. 21

II.2.2 Activité de phosphate acide microbien du sol : .............................................. 22

i Préparation de tampon Mc Ilvain : ..................................................................... 22

ii Préparation du substrat et des réactifs : .............................................................. 22

Table des matières

iii Dosage du produit d’hydrolyse .......................................................................... 23

iv Calcul du produit d’hydrolyse : .......................................................................... 24

II.3 Analyse statistique des données : ........................................................................... 24

Chapitre III: RESULTATS

III.1 Les microorganismes du sol .................................................................................. 25

III.2 Les spores de champignons mychoriziens ............................................................ 26

III.3 Activité microbienne du sol : ................................................................................ 30

III.3.1 Activité microbienne totale du sol mesurée par l’hydrolyse de la Fluorescéine Di

Acétate (FDA) ................................................................................................................... 30

III.3.2 Activité de phosphate acide microbien du sol : ..................................................... 31

Chapitre IV: DISCUSSION

CONCLUSION ET PERSPECTIVES ................................................. 35

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................. 36

ANNEXES ............................................................................................ 46

Glossaire

i

GLOSSAIRE

Abiotique : se dit d’un milieu qui ne permet pas la vie, ou d’un facteur qui ne concerne

pas directement la vie.

Arénacé : pour dire le sol qui a la forme ou ma propriété du sable. Se dit aussi un

terrain riche en éléments siliceux, sans plus de cohérence que le sable.

Autotrophes : se dit des organismes qui peuvent synthétiser des substances organiques à

partir du CO2, de l’eau et des sels minéraux.

Biomasse : c’est la masse totale des organismes vivants mesurée dans une population.

Biotiques : désignent ce qui est en rapport avec la vie et les êtres vivants ou ce qui leur

appartient.

Copolymère : se dit d’un composé formé de macromolécule qui renferme des motifs

monomères de plusieurs sortes.

Couche arable: se dit d’une terre qui peut être labourée ou cultivée.

Eucaryotes : ce sont les domaines regroupant tous les organismes unicellulaires ou

pluricellulaires, qui se caractérisent par la présence d’un noyau et généralement de

mitochondries dans leur cellule.

Facteurs abiotiques: ils représentent l’ensemble des interactions du vivant sur le vivant dans

un écosystème. Il s’agit des ressources alimentaires, des relations trophiques de

prédation, compétition, parasitisme, etc.

Hétérotrophe: se dit d’un être vivant qui ne peut assurer sa nutrition carbonée qu’aux dépens

de composés organiques déjà élaborés qu’il prélèvera sur des matériaux inertes ou

sur des hôtes vivants.

Exsudat : le résultat d’une sorte de ruissellement à partir des organismes (végétaux ou

animaux).

Glossaire

ii

La laccase : appartient à une famille d’enzymes ayant pour cofacteur du cuivre. C’est une

oxydase que l’on retrouve dans de nombreuses plantes, champignons et

microorganismes.

Mycorhize : Association entre un champignon et la racine d’une plante ou des structures

symbiotiques associant les cellules racinaires et les organes végétatifs des

champignons.

Pyoverdines : Pigments hydrosolubles jaune vert qui fluorescent sous rayonnement

ultraviolet (UV) à 230nm.

Résilience écologique : c’est la capacité d’un écosystème, d’un habitat, d’une population ou

d’une espèce à retrouver un fonctionnement et un développement normal après avoir

subi une perturbation importante.

Sidérophore : Molécule (une chromopeptide) capable de complexer le fer (littéralement:

porte– fer).

Sol fertile : sol vivant riche en ver de terre, champignons et bactéries, qui contribuent au

recyclage de la matière organique et maintiennent une bonne porosité.

Liste des tableaux

iii

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Composition de chaque échantillon pour la mesure de l’hydrolyse de la

FDA...........................................................................................................................................20

Tableau 2 : Composition de la gamme étalon préparée à partir d’une solution standard de

fluorescéine………………………………………………………………………………….. 21

Tableau 3 : Composition de chaque échantillon pour la mesure des activités

phosphatasiques…………………………………………………………………………….. .23

Tableau 4 : Les microorganismes fonctionnels quantifiés dans les différents types de sol

rhizospheriques ………………………………………………………………………...…….25

Tableau 5 : Nombre des spores suivant la taille sur les différents types de sol

rhizospheriques……………………………………………………………………..……...…26

Tableau 6 : Nombre des spores dominantes suivant la taille sur les différents types de sol

rhizosphérique ………………………………………………………………….…………..27

Tableau 7 : Nombre des spores dominantes suivant la couleur et la taille sur chaque type

de sol rhizosphérique ………………....………………………………....………………......29

Tableau 8 : Quantité de Fluorescéine produite pour chaque traitement …………………30

Tableau 9 : Activités des phosphatases acides selon les types de sol …………………...31

Liste des figures

iv

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Haricot commun……………………………………………………………...4

Figure 2 : Le sol………………………………………………………………………....5

Figure 3 : Sol labouré et non labouré…………………………………………………....7

Figure 4 : La rhizosphère………………………………………………………………...8

Figure 5 : Interaction de rhizosphère avec ces trois constituants………………………..9

Liste des abréviations

v

LISTE DES ABREVIATIONS

ACP: Analyse en Composante Principale

ANOVA: Analyse of variance

AS: sol labouré

CaCl2: Chlorure de calcium

CO2: Dioxyde da carbone

DO: Densité Optique

FAO: Food and Agriculture Organization

FDA: Fluorescéine Di Acétate

Gram (-): Gram négative

H2O: Eau

HCl: Chlorure d’hydrogène

INVAM: INternational Collection of

Vesicular Arbuscular Mycorrhizal Fungi

K2HPO4: Hydrogénophosphate de

potassium

KH2PO4: Phosphate de potassium

monobasique

LME: Laboratoire de Microbiologie de

l’Environnement

N2: Azote

Na2HPO4: Hydrogénophosphate de

Sodium

NaOH: Hydroxyde de Sodium

PGPR: Plant Growth Promoting

Rhizobacteria

pH: potentiel d’hydrogène

PIM: Potentiel Infectieux Mycorhizogène

p-NPP: para-NitroPhénylPhosphate

PO4-2:

Phosphate

SPAD: Species Prediction and Diversity

Estimation

SS: sol non labouré

ST: sol témoin

TSA: Tryptic Soy Agar

UFC/g: Unité Formant Colonie par

gramme

UFC: Unité Formant Colonie

UV: Ultra Violet

YEMA: Yeast Extract Mannitol Agar

INTRODUCTION

GENERALE

Introduction générale

1

INTRODUCTION GENERALE

Face aux problèmes dus à une carence alimentaire et à la désertification des terres,

l’augmentation des rendements en agriculture et la gestion de la fertilité du sol deviennent un

enjeu majeur dans le monde. Dans le cas de Madagascar, il s’est avéré que la majorité des

terres cultivées s’appauvrit en éléments nutritifs (Mamonjy Madagascar, 2004) conduisant à

une forte diminution de leur productivité. Or, 80 % de la population malagasy vivent dans le

secteur de l’agriculture. De ce fait, la gestion de la fertilité du sol devient une nécessité

absolue pour les agriculteurs malagasy.

Généralement, les plantes, pour leur croissance et pour assurer une meilleure

production ont besoin des éléments nutritifs majeurs comme l’azote, le phosphore et le

potassium (Tyler et Olsson, 2001 ; Graham et Stangoulis, 2003 ; Morgan et Connolly, 2013).

Naturellement, le sol héberge la plupart de ces éléments nutritifs avec des teneurs variables

suivant le type de sol (Marschner et al., 2003; Jones et al., 2004). A part ces éléments

nutritifs, le sol abrite également des microorganismes qui sont impliqués dans la croissance et

la protection des plantes contre les agents biologiques et les différentes maladies (El-yazeid et

al., 2007). La fertilité d’un sol se base alors sur un équilibre entre ses propriétés physique,

chimique et biologique. La présence et la forte activité de microorganismes sont souvent

considérées comme des indices d’une bonne fertilité du sol (Patra et al., 2008). Dans ce sens,

l’importance de certains groupes de microorganismes tels que les champignons mycorhiziens,

les bactéries fixatrices d’azote et les Plant Growth Promoting Rhizobacteria (PGPR) est

mieux connue (Allen, 1992; Garbaye, 1991 ; Smith et Read, 1997 ; Ramanankierana et al.,

2006; Smith et Read, 2008; Sanon, 2009). Normalement, ce sont les systèmes culturaux ou les

changements des modes de gestion des terres qui modifient la teneur totale en matière

organique et en microorganismes dans un sol (Islam et al., 2000; Pulleman et al., 2000).

Les effets néfastes du travail du sol sur la durabilité de la productivité des sols de

culture ne font que confirmer l’importance de la valorisation des ressources naturellement

présentes dans le sol, particulièrement les microorganismes bénéfiques pour le développement

des plantes. En effet, le travail du sol pourrait influencer négativement la présence et la

fonction de ces microorganismes bénéfiques (Vian et al.; 2009).

Introduction générale

2

Dans le cas du fokontany d’Ankorabe commune Ranomafàna Est, Région Atsinanana, les

paysans pratiquent des cultures sur brulis (Tavy) et après une culture de riz, le sol est laissé

sans culture pendant quelques années. Certains paysans ont commencé à pratiquer des

cultures maraichères sur ces sols abandonnés mais souvent sans labour (travail du sol) comme

le cas de leur culture de riz pluvial.

Notre travail a alors comme objectif principal de comparer la structure et le

fonctionnement des microorganismes du sol labouré et du sol non labouré destinés à la culture

du haricot.

Les objectifs secondaires sont de:

­ Dénombrer la biomasse des microorganismes rhizosphériques des haricots;

­ Evaluer les activités microbiennes du sol.

Les travaux réalisés sont présentés dans ce document en trois parties: synthèse

bibliographique des connaissances actuelles sur les axes de recherche développés dans ce

projet, les matériels et les méthodes et enfin les résultats. Ces trois parties sont précédées par

une introduction générale et suivies par la discussion des résultats obtenus. A la fin du

document, la conclusion et les perspectives sont présentées.

Le présent travail a bénéficié des apports matériels, techniques et scientifiques du

Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement (LME) du Centre National de Recherches

sur l’Environnement (CNRE) et a été réalisé dans le cadre de son programme de recherche en

collaboration avec le Laboratoire de Biotechnologie-Microbiologie de la Mention Biochimie

Fondamentale et Appliquée de la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo.

SYNTHESE

BIBLIOGRAPHIQUE

Synthèses bibliographiques

3

Chapitre I: SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I Le haricot

Origine et description:

Originaire d’Amérique Latine et centrale, le haricot, connu sous le nom scientifique de

Phaseolus vulgaris, figure parmi les légumineuses alimentaires, qui ont été domestiquées

depuis plus de 8 000 ans (Gepts et Debouck, 1991) et occupe une place importante dans le

système agricole de presque tous les pays tropicaux (Kaplan, 1981 ; Gepts, 1990). Le haricot

se multiplie par semis sur un terrain labouré durant l'hiver et après un passage de motoculteur

au printemps. Le haricot est en outre sensible aux carences en divers oligo-éléments,

notamment cuivre, molybdène, manganèse, zinc, et peu tolérant à la salinité (Jean Le Bohec,

1980.). Le pH idéal se situe entre 6 à 6,8 (Nicolas et al., 1992.). Le haricot a la capacité de

fixer biologiquement l’azote atmosphérique grâce à une symbiose qu’il développe

naturellement avec des bactéries du genre Rhizobium. Ces bactéries sont abritées au niveau

des nodosités racinaires (Piniero et al., 1988 ; Laguerre et al., 1993 ; Eardly et al., 1995).

Grâce à cette symbiose, le haricot peut croître normalement sur des sols pauvres sans ajout

d’engrais azotés coûteux et potentiellement polluants (AFIS science, 2008).

La position systématique du haricot est la suivante:

Règne : Végétal

Embranchement : Spermaphytes

Sous embranchement : Angiospermes

Classe : Dicotylédones

Ordre : Fabales

Famille : Fabacées

Genre : Phaseolus

Espèce : Phaseolus vulgaris (Hogan, 2013)

Nom vernaculaire en français : Haricot

Nom vernaculaire en Malgache : Tsaramaso

Synthèses bibliographiques

4

Le haricot est la troisième culture vivrière après le riz et le manioc à Madagascar. Sa

culture est pratiquée essentiellement sur les Hautes Terres, le Sud-ouest et le Nord-Ouest de la

Grande Île. Par sa richesse en protéines, le haricot fournit les acides aminés essentiels et

indispensables à l’homme. Notons qu’il joue également un rôle important dans la lutte contre

la malnutrition chronique dans la région du Sud-est de Madagascar (FOFIFA/ECABREN,

2013).

Haricot Fleur de haricot

Figure 1 : Haricot commun

Source :https://fr.wikipedia.org/w/index.phptitle=Haricot&oldid=122761709

II Le sol

II.1 Définition:

Le sol est considéré comme l’épiderme vivant et vital de la terre. Par ailleurs, il joue des

rôles majeurs dans la dynamique des matières indispensables aux activités humaines. Le sol

n’est pas simplement le support dans lequel les plantes s’enracinent et puisent les éléments

nutritifs indispensables à leur développement mais c’est un fantastique réservoir de

microorganismes (champignons et bactéries), en termes de diversité et de densité (Roose,

2014). C’est aussi un support de vie, source de matière organique et un système écologique

dynamique (Gobat et al., 2003).

Synthèses bibliographiques

5

Puisque le sol contient des microorganismes et des éléments nutritifs nécessaires pour la

flore et la faune, il a une vocation principale de production agricole et sylvicole et assure le

développement de la végétation naturelle, constituant alors un support de la biodiversité.

Notons aussi qu’après les océans, le sol est le deuxième réservoir de carbone.

Figure 2 : Le sol

Source : Essai Beaujolais - J-Y Cahurel – ITV

Du point de vue cultural, la préparation du sol tient une place importante car il constitue

un système écologique dans lequel cohabitent les racines des végétaux, les animaux et les

microorganismes, et à l'intérieur duquel se déroulent simultanément des phénomènes de

dégradation et de synthèse (Jean-Pierre, 2006). La préparation de sol est réalisée par deux

techniques contradictoires : Le travail de sol dont le labour, et le semis direct sans travailler

énormément la terre mais laisser le travail pour la faune et la flore du sol.

II.2 Le sol labouré:

Le labour est une pratique agricole ancestrale, dont l’objectif principal est de créer une

structure du sol favorable à la germination des graines et au développement des racines

(Köller, 2003). La charrue moderne créée en 1784, est utilisée pour retourner le sol, avant de

l'ensemencer ou de le planter (Lal et al., 2007). Le labour permet de contrôler le

développement des adventices, d’enfouir les résidus de culture et de fragmenter la structure

du sol avant l’implantation des cultures. Cette technique a permis d’augmenter la productivité

des cultures mais elle reste une technique consommatrice de temps, de main d’œuvre, de

puissance tractrice et d’énergie (Monnier, 1994).

Synthèses bibliographiques

6

Le travail du sol modifie la répartition des résidus de culture et la structure du sol

affectant par conséquent la présence des microorganismes du sol (nombre, structure génétique

des populations) ainsi que les fonctions qu’ils assurent comme la minéralisation de la matière

organique (Vian et al.; 2009, Nicolas et Arvalis, 2016)

II.3 Le sol non labouré et le semis direct.

La pratique de « zéro labour » est de travailler le sol sans retournement (sans labour) sur

tout ou une partie des parcelles de l'exploitation, avec pour objectif à priori l'abandon définitif

de la charrue. Le non-labour n'est pas une technique occasionnelle sur la parcelle mais est

pratiquée de façon continue dans le temps sur toutes les cultures de la rotation. Les effets

positifs du non-labour sur le sol ne sont perceptibles qu'au bout de quelques années (Bernard

et al., Christian et al., 2007). L’absence de travail du sol a également une influence sur la

diversité des champignons et des bactéries.

Le non-labour permet une augmentation de la biomasse microbienne. Avec l’agriculture

sans labour, la biomasse microbienne est généralement gagnante. Malgré tout cela, le non

labour ait de problèmes. Il peut ainsi s'avérer nécessaire dans le sol non labouré de recourir à

des herbicides en cas d'infestation massive d'adventice, en particulier durant la phase de

transition entre l’agriculture traditionnelle et l’agriculture sans labour (FAO).La pratique du

non labour pour l’agriculteur a des bonnes raisons : améliorer la valeur agronomique du sol,

gagner du temps, réduire les charges de la mécanisation et préserver l’environnement en

préservant le patrimoine du sol (Bernard, 2007).

Synthèses bibliographiques

7

Figure 3 : Sol labouré et non labouré

Source : Service communication de la chambre d’agriculture et territoire, janvier 2015

Le semis direct correspond à une démarche de simplification des pratiques très avancée.

La préparation du sol et le semis sont réalisés en un seul passage avec un outil dit « de semis

direct ». Le travail du sol est limité au rang de semis et reste très superficiel (quelques cm); il

est réalisé par les éléments semeurs du semoir et par des dispositifs destinés à favoriser la

qualité du lit de semences (Jean, 2006). Pour le semis direct, aucun travail du sol n’est

effectué après récolte. L’avantage du semis direct ou simplifié est: économique, rapide et

agronomiquement plus intéressant. Ces techniques semblent pouvoir être adaptées à

l'ensemble des types de sol. Sur les sols dégradés, les rendements peuvent fréquemment

doubler et permettre une résistance à la sécheresse et une résilience écologique

particulièrement perfectionnée et sont toujours particulièrement perfectionnés (Lucien et al.,

1999) Le semis direct a également un effet positif sur l’abondance microbienne: la biomasse

totale a augmenté de même que les densités bactérienne et fongique. La structure génétique

des communautés bactériennes du sol est-elle aussi affectée par les pratiques culturales

(CIRAD, 2012) ?

Synthèses bibliographiques

8

III La rhizosphère

III.1 Définition:

La rhizosphère, terme employé pour la première fois en 1904, correspond à la zone du

sol soumise à l’influence des racines vivantes. La rhizosphère est la zone de rencontre entre le

minérale et le biologique. Elle est formée de trois types de constituants en interactions

permanentes: la racine, le sol et les microorganismes ou microflore du sol (Guckert, 2009).

Les racines excrètent des substances (acides aminés, facteurs de croissance) qui favorisent le

développement des bactéries. Ayant un faible pouvoir de synthèse, les micro-organismes

réagissent les uns sur les autres, soit pour favoriser le développement d’autres espèces (action

synergique), soit pour empêcher ce développement (action antagoniste). A proximité de la

rhizosphère, les microorganismes sont stimulés par la fixation d'azote atmosphérique et les

apports de carbone et d'énergie d'origine végétale et par les composés sécrétés par les racines

(CLARCK, 1969). Les bactéries de la rhizosphère ont des besoins nutritionnels bien différents

de celles qui vivent en sols ouverts (Atlas et Bartha, 1987). Dans cette partie du sol s’exerce

l’influence spécifique des racines sur la microflore tellurique (Campbell et al, 1990; Westover

et al, 1997). De ce fait, en comparaison du sol non rhizosphérique (sol hors de l’influence de

la racine), la rhizosphère représente, par ses caractéristiques, un environnement plus riche et

dynamique (Lynch et Wipps, 1990).

Figure 4: La rhizosphère

Source: http//www.revue bio.fr/catégorie/ vie du sol

Synthèses bibliographiques

9

Figure 5: Interaction de rhizosphère avec ses trois constituants (sol,

microorganismes, racines)

Source: Armand G., INRA, 2009

III.2 Les microorganismes rhizospheriques et leur fonctionnement:

Les microorganismes du sol rhizospheriques sont connus pour jouer des rôles

essentiels dans des processus écologiques différents (Garbaye, 1991). Plus particulièrement,

les phénomènes soit d’inhibition soit de stimulation régissant la structure des communautés

microbiennes de cet habitat sont basés sur plusieurs mécanismes dont la sécrétion d’enzymes

hydrolytiques, la production d’acides organiques ou de sidérophores et la production

d’antibiotiques ou de composés toxiques (Hoffmann et al, 1951).

Les bactéries, les champignons et les actinomycètes sont classés parmi les

microorganismes favorisés par l’effet rhizosphérique.

Synthèses bibliographiques

10

a. Les bactéries

En général, les bactéries sont des Procaryotes unicellulaires, hétérotrophes de formes

très diverses avec une taille pouvant varier entre 0,3 et 3 µm (Hawksworth et Mound, 1991).

Les bactéries constituent les microorganismes les plus nombreux dans la rhizosphère (Morel,

1996). Leur densité varie de 1010

à 1011

bactéries par gramme de sol (Horner-Devine et al.,

2003). On peut y trouver des bactéries hétérotrophes qui participent à la dégradation des

matières organiques du sol que des bactéries autotrophes comme les bactéries nitrifiantes et

sulfo- oxydantes, les ferrobactéries, les bactéries hydrogéno- oxydantes qui sont capables

d’utiliser le CO2 et les carbonates comme sources de carbone. Ces bactéries peuvent produire

également des substances organiques dans le sol.

On peut noter aussi la présence et la propriété des bactéries favorisant en général la

croissance des plantes. Ce sont des rhizobactéries favorisant la croissance des plantes ou Plant

Growth Promoting Rhizobacteria ou PGPR. Différents microorganismes du sol ont des effets

vitaux sur le fonctionnement du sol car certains des microorganismes sont impliquées dans

différentes activités biologiques pour la mobilisation des nutriments en vue d’augmenter la

production agricole (Chandler et al., 2008). Les genres Pseudomonas, Azospirillum,

Burkholderia, Bacillus, Enterobacter, Rhizobium, Serratia, Arthrobacter, Acinetobacter sont

parmi les PGPR (Rodriguéz et Fraga, 1999), et ils sont très compétitifs pour la colonisation de

la rhizosphère. Les PGPR représentent entre 2% à 5% de l’ensemble de la communauté

rhizobactérienne. Ce sont des bactéries du sol libres ou symbiotiques dont certaines ont la

capacité d’envahir les tissus vivants de plantes et de causer des infections asymptomatiques

ou inapparentes (Sturz et Nowak, 2000).

En général, les PGPR promeuvent directement la croissance de plantes en leur

facilitant l’acquisition des éléments indispensables à leur croissance (Gupta et al., 2000) ou

indirectement, en diminuant les effets inhibiteurs d’un grand nombre et divers

phytophatogènes sur la croissance et le développement des plantes (Glick, 2012).

Synthèses bibliographiques

11

b. Les champignons

Les champignons, du groupe des Eucaryotes sont des microorganismes très répandus

dans le sol. Au niveau de la rhizosphère, sa densité est généralement estimée à 104

à 105 par

gramme de sol (Morel, 1996). Les champignons, que ce soit les champignons inférieurs

(Zygomycètes) ou les champignons supérieurs (Ascomycètes et Basidiomycètes) se

présentent généralement sous forme d’hyphes et/ou de spores germés ou non dans le sol. Ces

champignons interviennent dans la dégradation de substance comme la lignine. Au niveau de

la rhizosphère, les champignons les plus abondants sont les champignons mycorhiziens.

c. Autres microorganismes

D’autres groupes de microorganismes du sol peuvent être trouvés dans la rhizosphère,

cependant, ces microorganismes sont moins nombreux. C’est le cas des algues qui sont des

microorganismes unicellulaires regroupés en colonies ou filaments. Leur densité est comprise

entre 10 4

et 10 5par gramme de sol. Ces algues sont constituées par les cyanophycées (algues

bleu vert) et les chlorophycées (algues vertes). Leur principal rôle est la fixation de CO2 et de

N2. La fixation de CO2 peut atteindre jusqu’à 39 mg/m2/heure (Morel, 1996).Outre les algues,

la microfaune du sol, représentée essentiellement par les nématodes, peut être trouvée dans la

rhizosphère. Ces derniers constituent souvent des pestes des racines des plantes (Morel,

1996). Duponnois et al. en 2002 ont pu isoler et identifier trois genres de nématodes

phytoparasites au niveau de la rhizosphère d’Acacia mangium à savoir Helicotylenchus,

Pratylenchus, Scutellonema(S. cavenessi.).

On peut trouver aussi les protozoaires qui sont peu nombreux, leur densité est de

l’ordre de 103par gramme de sol.

IV Les activités enzymatiques du sol rhizospheriques :

Les déterminations quantitatives de nombreuses activités enzymatiques du sol peuvent

être effectuées à partir d’échantillons de sol. La présence et l’activité des êtres vivants dans le

sol se traduisent par la synthèse d’enzymes de toutes sortes, localisées à l’intérieur des

Synthèses bibliographiques

12

cellules (intracellulaires) ou à l’extérieur des cellules (extracellulaires), adsorbées sur les

parois des microbes ou sur les minéraux argileux, ou encore formant des copolymères avec

des substances humiques (Burns, 1982).

Les mesures d’activités enzymatiques sont utilisées depuis un demi-siècle pour évaluer

la "fertilité" des sols (Hoffmann et Seegerer, 1951). Ces activités enzymatiques ont été

utilisées ultérieurement pour étudier le fonctionnement biologique des sols après certains

traitements tels que l’inoculation ou la fertilisation. Les enzymes du sol sont souvent classées

dans différents groupes selon leur origine, le fonctionnement et le type de substrat.

IV.1 Les oxydoréductases (déshydrogénases, catalases,

laccases)

Il s’agit d’enzymes de type “ respiratoire ”, dont la plus courante est la

déshydrogénase. La mesure est parfois incluse dans des tests écotoxicologiques (Rossel et

Tarradellas, 1991) pour une estimation rapide de l'activité biologique globale du sol.

Toutefois, les résultats sont assez variables en fonction des conditions opératoires. L’activité

des catalases est parfois déterminée à partir d’échantillons de sol. La mesure consiste à

enregistrer la formation d’oxygène gazeux lors de la décomposition du peroxyde d’hydrogène

(eau oxygénée). Cependant, des réactions abiotiques sont fréquentes et peuvent sérieusement

biaiser les résultats (activité physico chimique des oxydes de manganèse). Les polyphénols-

oxydases interviennent dans les processus d'humification à travers la dégradation de la

lignine. Cette famille d'enzymes comprend également les laccases.

Synthèses bibliographiques

13

IV.2 Les activités phosphatasiques ou hydrolases

(cellulases, phosphatases)

La plupart des enzymes du sol appartiennent à ce groupe et les activités qui s’y

rattachent correspondent fréquemment à des transformations d’intérêt agronomique. Les

cellulases sont en lien avec la dégradation des résidus de récolte, de nature essentiellement

ligno-cellulosique. L’activité phosphatasique est corrélée positivement avec la teneur en

matière organique du sol. Elle semble très sensible au stockage prolongé même à basse

température. Les phosphatases sont à la fois endo- et exo-cellulaires. Elles sont localisées soit

dans les cellules vivantes microbiennes ou végétales, adsorbées sur les fragments des parois

cellulaires ou soit associées à des composés abiotiques du sol (argiles et composés humiques).

On peut ainsi supposer que plusieurs processus sont à l'origine de la perte importante de

l’activité phosphatasique au cours du temps de stockage : la mort des cellules racinaires

libérant des phosphatases ainsi facilement dénaturées, une plus grande sensibilité au stress de

l'enzyme à l’état exo-cellulaire, une protection relative des liaisons argile- et acide humique-

enzyme (Brohon et al, 1999·).

Les phosphatases acides (phosphomonoesterases) sont des exo-enzymes hydrolytiques,

qui libèrent le phosphore inorganique d'une gamme des substrats tels que le phosphate

d'inositol, polyphosphates et sucres phosphorylés (Tibbett et al., 1998).

IV.3 Les enzymes hydrolysant le diacétate de fluorescéine

(estérases, protéases, lipases)

L'utilisation des esters de fluorescéine pour une mesure d'activité enzymatique a été

effectuée pour la première fois par Guilbault et Kramer (1964) où un procédé simple a été décrit

pour l'analyse de l'activité de lipase en présence d'autres estérases. Ce n'était qu'en 1980 que

l'utilisation des esters de fluorescéine pour la mesure d'activité microbienne a été appliquée aux

échantillons environnementaux. Swisher et Carroll (1980) ont démontré que la quantité de

fluorescéine produite par l'hydrolyse du diacétate de fluorescéine (FDA) était directement

proportionnelle à la population microbienne accroissant sur le feuillage de sapin de Douglas et

depuis, une méthode normalisée a été développée. Cette méthode a été, par la suite, adaptée par

Schnürer et Rosswall (1982) pour déterminer l'activité microbienne totale dans la civière de sol

et de paille suite à sa capacité à hydrolyser le FDA.

Synthèses bibliographiques

14

La méthode consistant à mesurer l’hydrolyse de la FDA (Schnürer et Rosswall, 1982)

fait intervenir plusieurs groupes d’enzymes différentes. Le diacétate de fluorescéine étant en

effet hydrolysé par des lipases, des protéases, des estérases ou d’autres enzymes. Cette

activité enzymatique connaît actuellement un vif intérêt et est très utilisée pour mesurer

l’activité enzymatique globale de la population microbienne du sol.

L'hydrolyse de diacétate de fluorescéine (FDA) est largement acceptée comme une

méthode précise et simple pour mesurer l'activité microbienne totale dans une gamme

d’échantillons environnementaux, y compris des sols. Le diacétate sans couleur de fluorescéine est

hydrolysé par des enzymes libres et/ou attachées dans les membranes, libérant ainsi un produit

final fluorescent qui absorbe fortement dans la longueur d’onde 490 nanomètres. La méthode

courante pour mesurer l'hydrolyse de la FDA dans les sols est souvent limitée par certains

facteurs. L'hydrolyse de la FDA est très basse dans les sols arénacés et argileux.

L'avantage de cette méthode est dû à sa mise en œuvre simple et rapide et à sa qualité

acceptée pour évaluer l'activité microbienne totale. C’est pourquoi, cette méthode est actuellement

applicable sur différents types de sol aussi bien tempéré que tropical.

MATERIELS

ET

METHODES

Matériels et Méthodes

15

Chapitre II: MATERIELS ET METHODES

I Matériels :

a. Le haricot :

Le haricot (Phaseolus vulgaris) a été utilisé comme plante d’étude, la semence est

fournie par le centre de recherche FOFIFA.

b. Les sols :

Un sol du champ de culture de riz pluvial abandonné pendant 2 ans du Fokontany

d’Ankorabe, commune Ranomafana Est, région Atsinanana a été l’objet de l’étude. Ce terrain

a été divisé en trois parcelles :

- parcelle sans culture mais les différents végétaux qui se développent pendant ces deux

années sont enlevés;

- parcelle où la culture de haricot est appliquée directement après avoir enlevé les

différents végétaux;

- parcelle labourée avant d’appliquer la culture de haricot.

Pendant les trois mois de culture, les mauvaises herbes sont enlevées régulièrement pour

toutes les trois parcelles (dont la parcelle sans culture).

Après trois mois de culture, trois types de sols sont alors prélevés: sol sur la parcelle sans

culture, sol rhizosphérique sur la culture sans travail du sol (labour) et sol rhizosphérique de la

culture avec labour.

II Méthodes:

II.1 Dénombrement des microorganismes du sol:

Le dénombrement de microorganismes telluriques a fait l’objet de nombreux travaux

exposés dans les traités de microbiologie. Il y a plusieurs techniques pour dénombrer les

microorganismes colonisateurs de la rhizosphère (Kloepper et Beauchamp, 1992), mais le

dénombrement sur gélose sélective demeure la technique la plus fréquemment employée.

Matériels et Méthodes

16

Dans cette étude, Rhizobium, Azotobacter et la flore totale cultivable dans le sol ont été mises

en évidence par la technique de suspension-dilution en cascade et par étalement sur milieu de

culture solide spécifique.

II.1.1 Préparation et dilution du sol :

Le sol a été laissé sécher pendant 24heures à la température ambiante. Pour chaque

échantillon de sol, 5g ont été mélangés dans 45 ml d’eau distillée stérile. La suspension du sol

ainsi obtenue est homogénéisée sur un agitateur magnétique pendant 15 minutes et cela

correspond à la dilution 10⁻¹. Puis après agitation au vortex, 100μl de la dilution 10⁻¹ ont été

prélevés puis mélangés avec 900μl d’eau distillée stérilisée et ce qui correspond à une dilution

10⁻². Les dilutions en cascade ainsi commencées ont été continuées jusqu'à l’obtention de la

dilution 10⁻⁴.

II.1.2 Ensemencement et étalement de la suspension du sol :

Les milieux de culture solide appropriée aux différents microorganismes à énumérer

ont été ensemencés avec 100µl de chaque solution du sol diluée. Trois répétions ont été

effectuées pour chaque dilution.

i. Dénombrement de Rhizobium:

Le dénombrement de Rhizobium a été réalisé par la culture microbienne sur un milieu

solide spécifique YEMA. La composition de ce milieu est donnée dans l’annexe 1.

Cent microlitres de la dilution 10-², 10⁻³ et 10

-4 ont été étalés sur des boîtes de Pétri

contenant ce milieu préalablement stérilisé (121°C, 20 min). Le dénombrement des colonies a

été réalisé après 48h d’incubation dans une étuve à 30°C. Les colonies de Rhizobium sont

connues par leurs couleurs blanchâtres, rosées ou orangées (Vincent, 1970).

Matériels et Méthodes

17

ii. Dénombrement de Azotobacter:

Le milieu de culture solide «Ashby’s Mannitol Agar» est utilisé couramment pour le

dénombrement de Azotobacter. Ce milieu contient le mannitol comme source de carbone et

l’azote atmosphérique comme source d’azote (Subba Rao, 1977). La composition de ce milieu

de culture est donnée dans l’annexe 1.

Le protocole est identique à celui utilisé sur le dénombrement de Rhizobium. En

revanche, le milieu utilisé est le milieu Ashby’s Mannitol Agar (Annexe 1). En effet, la

lecture a été faite après 7 jours d’incubation dans une étuve à 30°C. Sur ce milieu de culture,

les colonies d’Azotobacter sont connues par des aspects et des couleurs différents, des tailles

variables. Ils peuvent être visqueux ou rugueux, lisses ou granuleux ; les colonies peuvent être

brillantes, transparentes ou de couleur blanche, grisâtre, crèmes ou marron; certaines sont

ovales, d’autres de formes irrégulières atteignant des dimensions allant de 2mm à 5mm de

diamètre.

iii. Flore totale cultivable du sol:

La flore totale cultivable du sol regroupe les microorganismes susceptibles de se

développer sur un milieu de culture contenant dans la plupart des cas des éléments nutritifs

essentiels. Le dénombrement de ces microorganismes a été effectué sur milieu TSA (Tryptic

Soy Agar). Cent microgrammes de la solution diluée du sol ont été également étalés sur des

boites de Pétri contenant préalablement du milieu TSA stérile. Trois répétitions ont été

effectuées pour chaque dilution. Les boites ensemencées ont été incubées à l’obscurité dans

une étuve à 30°C. La lecture a été faite toutes les 24h pendant 3 jours successifs après

incubation de 24h, et toutes les colonies formées ont été dénombrées.

La composition du milieu TSA est donnée dans l’annexe 1.

Matériels et Méthodes

18

iv. Dénombrement de spores de champignons mycorhiziens:

L’évaluation de la densité des spores dans le sol sera la méthode appliquée pour la

détermination de la dynamique de la communauté de champignons mycorhiziens de chaque

sol (Plenchette et al., 1989).

Les spores de champignons ont été extraites selon les différentes étapes décrites par

Sieverding (1991).

100g de sol ont été pesés et mélangés avec de l’eau de robinet dans un erlenmeyer. Ce

mélange sol-eau a été par la suite agité et filtré à travers des séries de tamisage humide avec

des tamis de mailles de 200µm, 100µm, 80µm et 50µm.

Le contenu de chaque tamis a été recueilli dans un flacon contenant un peu d’eau

distillée et soumis à une première centrifugation à 5000 tours/mn pendant 5mn. A l’issue de

cette première centrifugation, le surnageant a été éliminé. Puis une deuxième centrifugation

pendant 3 mn à 1000 tours en présence d’un gradient de saccharose 60% (60 :100) a été

réalisée.

Les spores restées en suspension dans le surnageant ont été récupérées par filtration à

travers un filtre millipore sur du papier Wattman N°1. L’observation a été effectuée sous

loupe binoculaire (grossissement X 40) et le nombre de spores a été quantifié.

II.1.3 Mode de calcul des colonies microbiennes :

Le nombre des colonies présentes dans les boites est exprimé en Unité Formant Colonie

(UFC). Le comptage se fait macroscopiquement en pointant les colonies formées avec un

marqueur et en tenant compte des caractéristiques des colonies sur son milieu approprié.

Seules les boites ayant 30 à 300 UFC sont retenues. Le nombre d’Unité Formant Colonie est

déterminé selon la formule:

Matériels et Méthodes

19

II.2 Activité microbienne du sol:

II.2.1 Activité microbienne totale du sol mesuré par l’hydrolyse de la

FDA:

L’activité microbienne globale dans les échantillons du sol est déterminée par sa

capacité à hydrolyser la FDA ou Fluorescéine Di Acétate (Sigma, Aldrich Chemie, France).

Schuner et Rosswall en 1982 ont montré que la FDA utilisé comme substrat est hydrolysée

par la plupart des microorganismes du sol en donnant comme produit de l’hydrolyse la

fluorescéine.

i Préparation de la solution tampon de potassium phosphate:

Une quantité de 8,7g de K2HPO4 (Riedel –De HaeEn.cie .ltd.Analar de sigma Aldrich)

et de 1,3g de KH2P04 (Merck, BDH Analar) ont été dissout dans 800ml d’eau déminéralisée.

Le pH a été ajusté à 7,6 avec du NaOH. Ensuite, la solution a été complété à 1L avec

de l’eau déminéralisée stérile puis stocké dans le réfrigérateur à +4°C.

ii Préparation du substrat:

Le substrat est la Fluorescéine Di Acétate ou FDA: réf : F7378 Sigma. Le substrat de

la réaction d’hydrolyse est constitué par une solution de 1mg/ml de FDA préparée avec

l’acétone. 10mg de FDA en poudre ont été dissoutes dans 10ml d’acétone (acétone 100%).

Après agitation, le mélange a été conservé à -20°C à l’obscurité (le flacon qui contient la

solution a été recouvert par du papier aluminium).

iii Mesure de l’activité microbienne totale du sol :

Quatre pesées de 1g du sol préalablement tamisé sur filtre de 2mm de maille ont été

effectuées dont le premier sert de témoin enzyme (TE) «sans le substrat» et les trois autres

constituent les essais (E) de l’échantillon de manière à obtenir trois répétitions pour chaque

Matériels et Méthodes

20

type de sol. Le témoin substrat (TS) ne contient pas de sol. Cette quantité de l’échantillon peut

varier selon la nature du sol et les matériels utilisés.

Quinze millilitre de solution tampon phosphate (pH=7, 6) ont été versés dans chaque

tube et la réaction d’hydrolyse a été démarrée par l’ajout de 200µl du substrat (solution de

FDA) dans les trois tubes pour essai et le témoin substrat tandis que le témoin enzyme reçoit

la même quantité mais de l’eau déminéralisée. Après 1h d’incubation sous une température de

30°C et sous agitation, la réaction est arrêtée par le mélange de 0,5ml de solution avec 0,5ml

d’acétone dans un eppendorf. Les solutions ainsi obtenues ont été centrifugées pendant 5min à

10.000 tours/min puis 1ml du surnageant a été prélevé pour la lecture de la densité optique

dans un spectrophotomètre à 490nm de longueur d’onde. Avant la lecture de la densité

optique des échantillons, la mise à zéro de la valeur au niveau du spectrophotomètre est

effectuée avec une solution standard à 0µl/ml de fluorescéine. La lecture de la densité optique

des échantillons se fait dans l’ordre: témoin substrat, témoin enzyme et les trois essais de

l’échantillon.

Tableau 1: Composition de chaque échantillon pour la mesure de l’hydrolyse de la

FDA:

Echantillons

Réactifs

TS TE E1 E2 E3

Tampon Phosphate (ml) 15 15 15 15 15

FDA (µl) 200 _ 200 200 200

Sol (g) _ 1 1 1 1

Eau déminéralisée (µl) _ 200 _ _ _

TE: témoin enzyme ;

TS: témoin substrat

E1, E2, E3: Les trois essais d’hydrolyse

Matériels et Méthodes

21

iv Calcul du produit d’analyse :

Le produit de l’hydrolyse est constitué par la fluorescéine. La détermination de la

quantité de ce produit nécessite l’étalonnage d’une solution standard de fluorescéine. Etant

donné qu’à chaque valeur de DO de cette solution standard correspond une valeur exacte de

quantité de fluorescéine, l’équation de la courbe de tendance des valeurs de cette gamme

étalon permet de calculer les valeurs exactes des produits d’hydrolyse dans chaque

échantillon.

Tableau 2: Composition de la gamme étalon préparée à partir d’une solution

standard de fluorescéine

N° Tube

Réactifs

0 1 2 3 4 5

Tampon phosphate (µl) 1000 990 980 970 960 950

Acétone (µl) 1000 990 980 970 960 950

Solution standard de fluorescéine (µl) 0 10 20 30 40 50

La gamme étalon est établie à partir d’une solution standard de fluorescéine préparée

préalablement à partir de fluorescéine en poudre (F7505 SIGMA) et d’acétone à une

concentration de 1 mg/ml. La dilution étant effectuée à l’aide de l’acétone pour les autres

concentrations. Les tubes contenant les mélanges doivent être bien bouchés avant de les

vortexer, puis la lecture de leur densité optique au spectrophotomètre à la longueur d’onde

490 nm.

Matériels et Méthodes

22

II.2.2 Activité de phosphate acide microbien du sol :

Les phosphatases acides prédominent dans les sols à pH < 6 et l’activité des

monoestérases est beaucoup plus élevée que celle des diestérases(Eivazi et Tabatabai 1977).

Aussi n’avons-nous mesuré dans cette étude que l’activité des phosphomonoestérases à pH

6,5 (phosphatases “acides”) selon la méthode de Tabatabai (1982).

i Préparation de tampon Mc Ilvain :

Le tampon Mc Ilvain ou Citrate Phosphate Buffer est un mélange de la solution A qui

contient 19,21g d’acide citrique dans 1000ml d’eau déminéralisée et la solution B qui contient

53,65g de Na2HPO4 ,7H2Oou 71,7g de Na2HPO4, 12H2O dans 1000ml d’eau déminéralisée.

Le pH du tampon Mc Ilvain varie suivant les quantités des solutions A et B (voir annexe 4).

Pour 50ml de tampon Mc Ilvain à pH=7 par exemple, on additionne 6,5ml de la

solution A avec 43,6ml de la solution B. Cette solution à pH=7 est communément appelée

« solution stock ». Une solution tampon contenant 200ml de solution stock et 500ml d’eau

déminéralisée est préalablement préparée. Chaque solution tampon est par la suite complétée

à 1litre avec de l’eau distillée et le pH est ajusté avec du HCl pour l’hydrolyse en milieu acide

et avec du NaOH pour l’hydrolyse en milieu alcalin.

ii Préparation du substrat et des réactifs :

Une solution de p-Nitrophényl Phosphate (ou p-NPP) à 5mM a été utilisée comme

substrat de la réaction d’hydrolyse. Cette solution a été préparée à partir du produit en pastille

de p-NPP (Réf. 104-0 Sigma Phosphate Substrate). Ainsi pour 10ml de cette solution p-NPP à

5mM, 100mg de ce p-NPP en pastille ont été dissous dans 10ml d’eau déminéralisée. La

solution ainsi préparée est conservée à l’obscurité (flacon fumé ou tube enveloppé dans du

papier aluminium) et sous congélation à -20°C. Sans congélation, la solution est utilisable

seulement pendant environ 24h après sa préparation.

Outre le substrat, deux autres réactifs ont été également utilisés à savoir la solution de

CaCl2 à 0,5M et la solution de NaOH à 0,5M. Ces deux solutions sont préparées

Matériels et Méthodes

23

respectivement en dissolvant 73,5g de CaCl2, 2H2O dans 1l d’eau déminéralisée et 20g de

soude (NaOH) dans 1l d’eau déminéralisée. Les deux solutions sont conservables à la

température ambiante du laboratoire.

iii Dosage du produit d’hydrolyse :

Deux témoins à savoir le témoin substrat (TS) et témoin enzyme (TE) ainsi que trois

essais (E1, E2, E3), ont été préparés selon le tableau 3. Les solutions dans chaque tube ont été

bien mélangées en agitant doucement à l’aide du vortex puis incubées pendant une heure dans

une étuve réglée à 37°C toujours sous agitation. En sortant les tubes de l’étuve, la réaction

d’hydrolyse a été arrêtée en ajoutant dans un premier temps 100µl de la solution CaCl2 dans

chaque tube suivi d’une agitation pour compléter la réaction puis 400µl de NaOH.

Tableau 3 : Composition de chaque échantillon pour la mesure des activités

phosphatasiques

Echantillons

Réactifs

TS TE E1 E2 E3

Tampon Phosphate (µl) 400 400 400 400 400

p-NPP (µl) 100 _

100 100 100

Sol (g) _ 100 100 100 100

Eau déminéralisée (µl) _ 100 _ _ _

La lecture de la densité optique se fait à la longueur d’onde 400nm en prenant comme

référence un témoin blanc H2O. La lecture a été toujours effectuée en commençant par les

témoins puis par les essais.

Matériels et Méthodes

24

iv Calcul du produit d’hydrolyse :

La quantité des produits de dégradation du phosphate en milieu acide est exprimée en

µg de p-Nitrophénol produit par gramme de sol sec par heure (µg de p-Nitrophénol/g de sol

sec/ heure).

II.3 Analyse statistique des données :

Les données obtenues ont été traitées par analyse de variance (ANOVA). L’objectif de

cette méthode d’analyse est de rechercher le traitement qui a un effet significatif à un risque

ou à un seuil de probabilité donné, le test de Newman-Keuls a été utilisé pour distinguer les

groupes de moyenne statistiquement homogène. Dans notre cas, le logiciel XLSTAT 2008 a

été utilisé pour les analyses de variance.

RESULTATS

Résultats

25

Chapitre III: RESULTATS

III.1 Les microorganismes du sol

Le tableau 4 représente les résultats du dénombrement de trois différents groupes

fonctionnels de microorganismes rhizospheriques à partir de trois sols rhizospheriques

différents : sol témoin, sol non labouré et sol labouré.

Tableau 4: Les microorganismes fonctionnels quantifiés dans les différents types de sol

rhizospheriques :

Type du sol

Rhizobium

(X 10³ UFC/g)

Azotobacter

(X 10³ UFC/g)

Microflore totale

cultivable

(X 10³ UFC/g)

ST 3,08 (a)* 33 (a) 196,22 (a)

SS 2,63 (a) 16,48 (c) 223,55 (a)

AS 2,88 (a) 25,71 (b) 99,55 (b)

(*) : Les valeurs d’une même ligne suivies de même lettre ne présentent pas de différence

significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0,05. ST: Sol témoin; SS: Sol non

labouré; AS: Sol labouré.

Les résultats montrent que les nombres de colonie de Rhizobium des trois sols, à savoir

sol témoin (ST), sol non labouré (SS) et sol labouré (AS), ne présentent pas de différence

significative par comparaison entre eux (Tableau n°4).

Par contre, les nombres de colonie de Azotobacter des trois sols, sont significativement

différents entre eux (Tableau n°4). Les colonies d’Azotobacter du sol témoin (ST) sont plus

nombreuses avec 33.10³ UFC/g de sol sec suivies par celles du sol labouré avec 25,71.10³

UFC/g de sol sec (Tableau n°4). Le nombre de colonies de Azotobacter du sol non labouré est

le plus faible avec 16,48.10³ UFC/g de sol sec (Tableau n°4).

Le nombre de colonies de microflore totale cultivable du sol labouré (99,55.10³ UFC/g

de sol sec) est significativement faible par rapport à ceux du sol témoin (196,22.10³ UFC/g de

Résultats

26

sol sec) et du sol non labouré (223,55.10³ UFC/g de sol sec) (Tableau n°4). Entre les nombres

de colonie de la microflore totale cultivable du sol témoin et du sol non labouré, aucune

différence significative n’a été enregistrée d’après le tableau 4

III.2 Les spores de champignons mychoriziens :

Le dénombrement des spores endomycorhiziennes dans les trois types de sols a permis

de décrire la structure de la communauté de champignons mycorhiziens de ces sols. Les

résultats sont donnés dans les tableaux 5, 6 et 7.

Tableau 5: Nombre des spores suivant la taille sur les différents types de sol

rhizospheriques :

Type de

sols

Nombre des spores suivant la taille

Nombre total de

spore

[50-80[µm [80-100[µm [100-200[µm >200 µm

ST 428,66(b) 399,33(a)* 213,33(a) 81,66(b) 1123 (a)

SS 358(b) 392,66(a) 177,66(a) 129,33(a) 1057,65 (a)

AS 576,66(a) 450(a) 117,33(a) 91(b) 1235 (a)

(*) : Les valeurs d’une même ligne suivies de même lettre ne présentent pas de différence

significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0,05. ST : Sol témoin ; SS : Sol

non labouré ; AS : Sol labouré.

Aucune différence significative n’a été enregistrée entre les nombres totaux des spores

extraites des trois types de sol (Tableau 5).

En général, les résultats montrent que les spores de tailles différentes (50 µm, 80 µm,

100 µm, et 200 µm) sont observées dans tous les trois types de sol. En détaillant le nombre de

spores de chaque type de sol, suivant leur taille, il est constaté que le sol labouré AS présente

un nombre significativement élevé de spores de taille entre 50 µm et 80 µm par rapport aux

Résultats

27

deux autres sols, témoin ST et non labouré SS (Tableau 5). Entre ces deux derniers, aucune

différence significative n’est observée pour les nombres de spores de taille entre 50 µm et 80

µm (Tableau 5). Aucune différence significative n’est enregistrée entre les nombres de spores

de taille entre 80 µm et 100 µm pour les trois types de sol. De même pour les nombres de

spores de taille entre 100 µm et 200 µm (Tableau 5). Par rapport à ceux des deux autres sols

(sol témoin ST) et sol labouré AS), le nombre de spores de taille supérieur à 200 µm est

significativement élevé dans le sol non labouré (SS) (Tableau 5).

Tableau 6: Nombre des spores dominantes suivant la taille sur les différents types de

sol rhizospheriques :

Taille (µm) Type de sol

ST SS AS

[50-80[ 428,66 (a)* 358 (a) 576,66(a)

[80-100[ 399,33(a) 392,66(a) 450(b)

[100-200[ 213,33(b) 177,66 (b) 117,33(c)

>200 81,66(c) 129,330 (b) 91(c)

(*) : Les valeurs d’une même ligne suivies de même lettre ne présentent pas de différence

significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0,05. ST : Sol témoin ; SS : Sol

non labouré ; AS : Sol labouré

Pour chaque type de sol, les spores de tailles entre 50 µm et 80 µm et entre 80 µm et

100 µm sont significativement abondantes par rapport à celles de tailles entre 100 µm et 200

µm et de tailles supérieures à 200 µm (Tableau 6). En effet, pour les sols témoin ST et sans

labour SS, aucune différence significative n’est observée entre les nombres de spores de

tailles entre 50 µm et 80 µm et entre 80 µm et 100 µm. Pourtant les nombres de ces spores

sont significativement élevés par rapport à ceux des spores de tailles entre 100 µm et 200 µm

de tailles supérieures à 200 µm (Tableau 6). Entre les nombres de spores de tailles entre 100

µm et 200 µm et de tailles supérieures à 200 µm, il n’y a pas de différence significative. Dans

le cas du sol labouré, les spores de taille entre 50 µm et 80 µm sont significativement

nombreuses, suivies des spores de taille entre 80 µm et 100 µm (Tableau 6). La différence est

Résultats

28

significative entre les nombres de ces spores de deux tailles différentes (Tableau 6). Aucune

différence significative n’est enregistrée entre les nombres de spores de tailles entre 100 µm et

200 µm et de tailles supérieures à 200 µm (Tableau 6).

Résultats

29

Tableau7 : Nombre des spores dominant suivant la couleur et la taille sur chaque

type de sol rhizospheriques:

Type de

sol Taille (µm) Couleur

Noire Marron Blanche Jaune Brune

ST [50-80[ 261,66(a)* 125,33(b) 15(c) 17(c) 9,66(c)

[80-100[ 220,66(a) 130,33(b) 23,66(c) 12,66(c) 12(c)

[100-200[ 126 (a) 68 (b) 11,66(c) 6(c) 1,66(c)

>200 52,33(a) 17,66(b) 6,33(c) 3,33(c) 3,33(c)

SS [50-80[ 218,33(a) 121,33(b) 8,33(c) 9,66(c) 0,33(c)

[80-100[ 243(a) 123(b) 14,33(c) 8,33(c) 3,99(c)

[100-200[ 114,66(a) 32(b) 25,66(c) 5(c) 0,333(c)

>200 72(a) 42,33(b) 8,33(c) 6,66(c) 0(c)

AS [50-80[ 357,33(a) 175,33(b) 13,33(c) 21,33(c) 9,33(c)

[80-100[ 287,66(a) 133,33(b) 6,33(c) 8,99(c) 13,66(c)

[100-200[ 81(a) 17,66(b) 12,33(c) 6,33(c) 0(c)

>200 48,66(a) 29(b) 7(c) 3(c) 3,33(c)

(*) : Les valeurs d’une même ligne suivies de même lettre ne présentent pas de différence

significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0,05. ST : Sol témoin ; SS : Sol

non labouré ; AS : Sol labouré

Résultats

30

Lors de l’observation de la couleur des spores endomycorhiziennes (tableau 7), 5

couleurs différentes ont été trouvées. Ces 5 couleurs sont retrouvées sur les spores de

différentes tailles: 50 µm, 80 µm, 100 µm, et 200 µm de chaque type de sol (Tableau 7). Les

spores de couleur noire sont les plus abondantes pour toutes les différentes tailles et aussi

pour tous les types de sol (tableau 7). Après cette couleur noire, c’est la couleur marron qui

domine pour toutes les spores de différentes tailles (Tableau 7). La différence est significative

entre le nombre des spores de couleur noire et celui des spores de couleur marron (Tableau 7).

III.3 Activité microbienne du sol :

III.3.1 Activité microbienne totale du sol mesurée par l’hydrolyse de la FDA :

L’activité microbienne globale du sol est évaluée par la quantité de fluorescéine

produite par l’hydrolyse de FDA. Les rsultats sont résumés dans le tableau 8.

Tableau 8 : Quantité de Fluorescéine produite pour chaque traitement

Type du sol Quantité de fluorescéine en µg/H/g de sol

ST 161,63 (a)*

SS 156,54 (a)

AS 169,17 (a)

(*) : Les valeurs d’une même ligne suivies de même lettre ne présentent pas de différence

significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0,05. ST : Sol témoin ; SS : Sol

non labouré ; AS : Sol labouré

Aucune différence significative n’est observée entre les quantités de fluorescéine

produite par les trois types de sol (Tableau 8).

Résultats

31

III.3.2 Activité de phosphate acide microbien du sol :

Tableau 9 : Activités des phosphatases acides selon les types de sol :

Type du sol Quantité de p-NPP en µg/g/H du sol

ST 283,67 (a)*

SS 388,19 (b)

AS 374,22 (b)

(*) : Les traitements suivis par la même lettre (a ou b) ne sont pas significativement différentes

selon le test de Newman-Keuls p < 0,05. ST : Sol témoin ; SS : Sol non labouré ; AS : Sol labouré

Les activités phosphatasiques du sol non labouré et du sol labouré sont

significativement intenses par rapport à celles du sol témoin (Tableau 9). Il n’y a pas de

différence significative entre les activités phosphatasiques du sol non labouré et du sol

labouré.

DISCUSSION

Discussion

32

Chapitre IV: DISCUSSION

L’objectif principal de cette étude était de comparer la structure et le fonctionnement

de la communauté microbienne rhizosphérique des sols labourés avec ceux des sols non

labourés. Trois types de sol ont été utilisés à savoir le sol à jachère pendant deux ans

considéré comme le sol témoin, le sol non labouré et le sol labouré.

Dans la première partie de l’étude, le dénombrement des microorganismes

rhizospheriques du sol dont Rhizobia, Azotobacter, les microflores totales et les spores

mychoriziennes ont été effectués. Des études ont présenté des changements dans la biomasse

microbienne du sol suite au travail du sol, (Hoffmann et al., 1997 ; Hu et al., 1997 ; Ritz et

al., 1997 ; 1997). Drijber et al. (2000) et Ibekwe et al. (2002) ont découvert qu'un sol labouré

présente une structure microbienne différente de celle d'un sol non travaillé. Ils ont découvert

aussi que la diversité génétique des microorganismes est plus importante en non labour. Nos

résultats ont montré que dans le cas de la biomasse de la microflore totale cultivable, le

nombre de colonies des microorganismes du sol rhizospheriques de la parcelle non labourée

est significativement élevé par rapport à celui de la parcelle labourée. Pourtant, les résultats

sur l’activité enzymatique globale (hydrolyse de FDA) ont révélé qu’aucune différence

significative n’a été enregistrée entre la microflore du sol rhizospheriques des parcelles

labouré et celle de non labouré. Ces résultats suggèrent qu’il y a des différences entre les

compositions de la microflore rhizospheriques des parcelles labourée et non labourée.

Pour le cas de Rhizobium et Azotobacter, certains auteurs ont exposé que la

communauté des bactéries nitrifiantes est plus diversifiée dans les sols non labourés (Ibekwe

et al., 2002). Nous n’avons pas pu mettre en évidence la diversité de la communauté

bactérienne mais nous avons déterminé la biomasse bactérienne exprimée par le nombre de

colonies développées sur les milieux de culture. Nos résultats montrent que le nombre de

colonies de Azotobacter du sol rhizospheriques de la parcelle labourée est significativement

élevé par rapport à celui de la parcelle non labourée. Cela pourrait être expliqué par la

mobilité et la propriété aérobie de Azotobacter. En effet, le labour du sol favorise le

développement des bactéries aérobies, et les sols non travaillés sont dominés par les bactéries

anaérobies (Feng et al., 2003 ; Spedding et al., 2004). Etant une légumineuse, le haricot

établit une association symbiotique avec Rhizobia et son développement favorise la

prolifération des Rhizobia (Eardly et al., 1995). Nous n’avons enregistré aucune différence

Discussion

33

significative entre les nombres de colonies de Rhizobium du sol rhizospheriques des parcelles

labourées et non labourée. Cela suggère que le labour ne perturbe pas le développement des

Rhizobia. Pourtant, certains auteurs ont montré que pour le développement d’une

communauté microbienne, l’effet de la rhizosphère à travers l’exsudation racinaire est plus

important que celui du labour (Drijber et al., 2000; Spedding et al., 2004).

Le mode de travail du sol conduit peu à peu à la diminution des populations de

champignons, en réduisant les taux de matière organique comme principale source d’énergie

pour ces micro-organismes. D’après Jansa et al. (2002), le travail du sol peut créer un

changement dans la structure des communautés de champignons mycorhiziennes. Ce

changement est caractérisé par l’élimination de certaines familles avec des spores de grande

taille comme les Acaulosparaceae et les Gigasporaceae, qui sont souvent plus abondantes

dans les communautés non perturbées (Daniell et al., 2001), et par la dominance des

Glomerales caractérisés par des spores de petite taille dans les sols perturbés (Daniell et al.,

2001; Jansa et al., 2003; Oehl et al., 2003; Troeh et Loynachan 2003; Sjoberg et al., 2004;

Leake et al., 2004; Mathimaran et al., 2005). Nos résultats corroborent ceux de ces auteurs

susmentionnés. En effet, lors de notre travail nous avons trouvé que les spores

endomycorhiziennes de petite taille ([50-80[µm de diamètre) sont significativement

abondantes dans le sol rhizospheriques de la parcelle labourée par rapport à celles de la

parcelle non labourée tandis que le nombre de spores de grande taille (+ 200 µm de diamètre)

est significativement plus élevé dans le sol rhizosphérique de la parcelle non labourée par

rapport à celui de la parcelle labourée. Il est à noter que nos résultats montrent que pour

chaque type de sol, les spores de petite taille ([50-100[µm de diamètre) sont significativement

abondantes par rapport aux autres. En comparant l’abondance des spores du sol de parcelle

témoin avec celle des parcelles labourée et non labourée, il est révélé que : les spores

endomycorhiziennes de petite taille ([50-80[µm de diamètre) sont dominantes dans le sol

labouré et celles de grande taille (+ 200 µm de diamètre) sont abondantes dans le sol non

labouré. Cela suggère le développement de certains groupes de champignon endomycorhizien

selon le mode de pratique culturale.

Discussion

34

La deuxième partie de notre étude se concentre sur l’évaluation des activités

microbiennes des microorganismes dans le sol.

Par ce travail, au niveau du fonctionnement des microorganismes du sol, les activités

de plusieurs types d’enzymes impliquées dans l’hydrolyse de la FDA sont significativement

comparables entre le sol labouré et le sol non labouré. Pourtant, Kandeler et al. (1990) ont

affirmé que le travail du sol a un impact sur l’activité enzymatique suite au changement dans

la qualité et la quantité des résidus de culture. Plusieurs auteurs montrent une augmentation de

la respiration du sol et du changement au niveau des activités enzymatiques comme la

phosphatase après le travail effectué sur un sol de culture (Dick, 1984; Piovanelli et al., 1998,

Carpenter-Boggs et al., 2003), mais d’après Dilly et al.(2003); Maurer-Troxler et al.(2006),

ce changement d’activité microbienne n’est pas systématique, et d’après Guy et al. (2008),

l’activité phosphatasique acide varie en fonction du temps plutôt qu’en fonction des

traitements du sol. Nos résultats montrent que comparées avec celle du sol témoin sans

culture de haricot, les activités phosphatasiques des sols labouré et non labouré sont

significativement intenses. Cela pourrait s’expliquer par le fait que selon les espèces de

plante, la sécrétion d’exsudats racinaires dans le sol permet de sélectionner les

microorganismes bénéfiques pour leur développement, en d’autres termes, les exsudats

racinaires régulent la composition de la microflore rhizosphérique (Walker et al., 2003 ;

Berendsen et al., 2012).

CONCLUSION

ET

PERSPECTIVES

Conclusion et perspectives

35

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

Visant à comparer la dynamique microbienne du sol de culture de haricot sans labour

avec celle du sol avec labour, ce travail a permis de montrer que la biomasse totale de la

microflore rhizosphérique est influencée par le labour entraînant des changements au niveau

de la structure de la communauté microbienne tellurique. Cela est très distingué pour la

communauté fongique mycorhizienne. Le système de travail de sol n’affecte pas les activités

enzymatiques de la microflore tellurique mais il semble que cela dépend beaucoup de l’espèce

de la végétation sur le sol. En effet, la biomasse de la microflore totale cultivable du sol

labouré est significativement inférieure à celle du sol non labouré et les intensités des activités

enzymatiques de la microflore telluriques, dont l’activité phosphatasique, sont semblables

pour les deux types de sol. Il en résulte également de ce travail que :

- La communauté de Rhizobium n’a pas été affectée par le labour pour la culture de

haricot

- Le développement de la communauté de Azotobacter est favorisé par le labour.

Ainsi, pour le cas de la culture de haricot, en général, la communauté de la microflore

tellurique à activités bénéfiques n’est pas perturbée par le labour sauf pour le cas des

champignons endomycorhiziens. Pourtant, cette étude a été réalisée pendant une courte

période et il sera donc nécessaire de :

- Suivre de près l’évolution temporelle de cette dynamique microbienne tellurique

- Déterminer la variation saisonnière au niveau de la communauté microbienne

tellurique

- Etudier les influences de ces pratiques agricoles sur le rendement de la culture

REFERENCES

BIBLIOGRAPHIQUES

Références bibliographiques

36

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

AFIS science, 7 janvier 2008, Dans le cadre du projet européen AQUARHIZ1, les chercheurs

de l’INRA, en collaboration avec l’Université de Frankfort et le Centre international

pour l’agriculture tropicale.

Alban R., 15 Aout 2014, Les microorganismes du sol, Symbiotech e.i.r.l, Solution

biologiques pour le sol et la plante, pp 52.

Allen M.F., 1992, Mycorrhizal functioning, Integrative plant-fungal process, Chapman and

Hall, New York, Fertility of Soils 25, 182-188.

Atlas R.M., Bartha R., 1987, Microbial Ecology : Fundamentals and Applications, Third

edition, Benjamin/ Cummings Publishing Company, Redwood City, Canada, 563

pages.

Batra L., Manaa, 1997, Deshydrogenase activity and microbial biomass in salt affected soil

of semi-arid and arid region, Arid soil research and rehabilitation, Edition Taylor et

Francis, N°11, pp 265-303.

Berendsen R.L, Pieterse C.M.J., Bakker P., 2012, The rhizosphere microbiome and plant

health, Trends in Plant Science, 17, 478–486.

Bernard H. (CH. AGRI. 31), Antoine D. et Yves F. (CH. AGRI. 81), Christian L.

(CRAMP), Daniel C., Gilles E. (ARVALIS), Vincent L. (CETIOM), Aout 2007,

Document réalisé par le Groupe Régional Non-labour de Midi-Pyrénées - Chambres

d’Agriculture de Midi-Pyrénées, Arvalis-Institut du Végétal, CETIOM, ACTA,

Association des Agriculteurs d’Auradé, avec le concours financier du Conseil

Régional Midi-Pyrénées et du CasDAR.

Brohon B et al, Avril 1999, Qualification of soils through microbial activities measurements:

Influence of the storage period on INT-reductase, phosphatase and respiration,

Chemosphere 38(9), 1973-1984

Références bibliographiques

37

Burns R.G., 1982, Enzyme activity in soil: location and a possible role in microbial ecology,

Soil Biology and Biochemistry, 14, 423-428.

Campbell R. and Greaves M.P., 1990, Anatomy and community strure of the rhizosphere,

Lynch J.M., The rhizosphere: p11-34. (Wiley series in Ecological and applied

Microbiology).

Carpenter B.L., Stahl P.D., Lindstrom M.J. and Schumacher T.E., 2003, Roldan et al.

2005, Green et al. 2007, Soil microbial properties under permanent grass

conventional tillage and no-till management in South Dakota, Soil and Tillage

Research, 71, 15-23.

Chandler D., Davidson G., Grant W.P., Greaves J., Tatchell G.M., 2008, Microbial

biopesticides for integrated crop management: an assessment of environmental and

regulatory sustainability, Trends Food Science Technology, 19, 275-283.

CIRAD, Aout 2012, Le semis direct sur couverture végétale une solution pour améliorer les

sols des savanes du Laos.

Daniell T.J., Husband R, Fitter A.H., Young J.P.W., 2001, Molecular diversity of

arbuscular mycorrhizal fungi colonising arable crops, FEMS Microbiology Ecology,

36, 203–209.

Dick W.A., 1984, Influence of long-term tillage and crop rotation combinations on soil

enzyme activities, Soil Science Society of America Journal, 48:3, 569-574.

Dilly O.H., Blume, Munch J.C., 2003, Soil microbial activities in Luvisols and Anthrosols

during 9years of region-typical tillage and fertilisation practices in northern

Germany, Biogeochemistry, 65, 319-339.

Drijber R.A., Doran J.W., Parkhurst A.M., et Lyon D.J., 2000, Changes in soil microbial

community structure with tillage under long-term wheat-fallow management, Soil

Biology & Biochemistry, 32.

Duponnois R., Founoune H., Lesueur D., 2002, Influence of the controlled dual

ectomycorrhizal and rhizobal symbiosis on the growth of Acacia mangium

Références bibliographiques

38

provenances, the indigenous symbiotic microflora and the structure of plant parasitic

nematode communities, Dakar Senegal, Geoderma 109, 85– 102.

Eardly B.D., Wang F S., Whittam T.S., Selander, R K., l995, Species limits in Rhizobium

populations that nodulate the common bean (Phaseolus vulgaris L.), Applied and

Environnement Microbiology, 61, 507-512.

Eivazi F., Tabatabai M.A., 1977, Phosphatases in soils, Soil Biology and Biochemistry, 9,

167-172.

El-Yazeid A.A., Abou-Aly H.A., Moussa S.A.M., 2007, Enhancing growth productivity and

quality of squash plants using phosphate dissolving microorganisms (biophosphor)

combined with boron foliar spray, In Research Journal Agriculture Biology Sciences,

3(4), 274-286.

FAO (Organisation des Nations-Unies pour l’Alimentation) et l’Agriculture Viale delle

Terme di Caracalla – 00100, 2003, Rome, Italie,

www.fao.org/ag/ags/AGSE/Main.htm.

Feng Y., Motta A.C., Reeves D.W., Burmester C.H., Santen E., J.A. Obsome, 2003, Soil

microbial communities under conventional-till and no-till continuous cotton systems,

Soil Biology & Biochemistry, 35, 167.

FOFIFA/ECABREN, 2003: Contribution à la lutte contre l’anémie et la malnutrition.

Disponible sur http://agir.avec.madagascar.over-blog.com/article-fofifa-ecabren-

contribution-a-la-lutte-contre-l-anemie-et-la-malnutrition-115970759.html.

FOFIFA/URP - SCRiD, CRRME, BP 30, Ambohitsilaozana Station Alaotra, Madagascar -

nasoanjaka@yahoo.fr, C. Razafindrakoto Raeliarisoa, H.L. Rakotoarisoa, A.

Razafindrakotomamonjy).

Garbaye J., 1991, Biological interactions in the mycorrhizosphere, Experiential, 47, 370-375.

Gepts P., 1990, Biochemical evidence bearing on the domestication of Phaseolus (Fabaceae)

bean, Economic Botany, 44, 28-38.

Références bibliographiques

39

Gepts P., Debouck D.G., 1991, Origin domestication and evolution of the common bean

Phaseolus vulgaris, Voysest O, Van Schoonhoven A (eds.), Common beans:

Research for crop improvement. CAB, Oxon, UK, 7-53.

Glick B.R., 2012, Plants Growth-Promoting Bacteria: Mechanisms and Applications,

Hindawi Publishing Corporation, Scientifica.

Gobat J.M., Aragno M., Matthey W., 2003, Le sol vivant: bases de pédologie – biologie

des sols, Presses Polytechniques et Universitaires Romandes, 519 pages.

Graham R.D., Stangoulis J.C.R., 2003, Trace Element Uptake and Distribution in Plants, In

America Society for Nutritional Sciences, 133, 1502 – 1503.

Groupe Régional Non-labour de Midi-Pyrénées., Aout 2007, Chambres d’Agriculture de

Midi-Pyrénées, Arvalis-Institut du Végétal, CETIOM, ACTA, Association des

Agriculteurs d’Auradé -, avec le concours financier du Conseil Régional Midi-

Pyrénées et du CasDAR.

Guckert, 2009, La rhizosphère interface sol-plante, ENSAIA INPL.

Guilbault G.G., Kramer D.N., 1964, Fluorometric determination of lipase, acylase, alpha-

and gamma-chymotrypsin and inhibitors of these enzymes, Anal. Chem. 36: 409 –

412.

Gupta A., Gopal M., Tilak K.V., 2000, Mechanism of plant growth promotion by

rhizobacteria, Indian of Experimental Biology, 38, 856-862.

Guy M., Adrien N., 2008, Evaluation des effets à long terme du semis direct et du labour sur

les propriétés du sol et les rendements des cultures, Rapport de recherche IRDA,

48pages.

Hawksworth D.L., Mound, 1991, Biodiversity data base: the crucial significance of

collections, In Hawksworth D.L., (Eds) The biodiversity of microorganisms and

invertebrates: its role in sustainable agriculture, CAB International, Wallington, UK.

17 – 29.

Références bibliographiques

40

Hoffmann C., Platte H., Lickfett T., Koch H.J., 1997, Microbial biomass and N

mineralization in relation to N supply of sugar beet under reduced tillage, Zeitschrift

für Pflanzenernährung und Bodenkunde, 160, 187-193.

Hoffmann E., Seegerer A., 1951, Soil enzymes as factors of fertility, Naturwissenschaften,

38, 141-142.

Hogan C. M., 2013, Phaseolus vulgaris, Species 2000 & IT IS Catalogue of Life. [En ligne:

Disponible sur http://eol.org/pages/645324/overview].

Horner-Devine M.C., Leibold M.A., Smith V.H., Bohannan B.J.M., 2003, Bacterial

diversity patterns along a gradient of primary productivity, Ecology Letters, 6, 613-

622.

Hu S., Van Bruggen A.H.C., 1997, Microbial dynamics associated with multiphasic.

Ibekwe A.M., Kennedy A.C., Frohne P.S., Papiernik S.K., Yang C-H., D.E. Crowley.

2002, Microbial diversity along a transect of agronomic zones, FEMS Microbiology

Ecology, 39, 183-191.

Islam K.R., Weil R.R., 2000, Land use effects on soil quality into tropical forest ecosystem

of Bangladesh, Agriculture. Ecosystems Environement 79, 9-16.

Jansa J., Mozafar A., Kuhn G., Anken T., Ruh R., Sanders I., Frossard E., 2003, Soil

tillage affects the community structure of mycorrhizal fungi in maize roots, Ecology

Application, 13, 1164-1176.

Jean Le Bohec, 1980, Le mangetout et le flageolet, culture pour la transformation,

coordination CTIFL.

Jean M., Juin 2006, Les mauvaises herbes en techniques de non-labour en Midi-Pyrénées -

Bilan 2001-2005 ACTA.

Jean-Pierre P., Mars 2006, Sols et Développement durable, 4D L’encyclopédie du

développement durable, N°1, 2.

Références bibliographiques

41

Jones D.L. et al., 2004, Influx and efflux of amino acids from Zea mays L. roots and their

implication for N nutrition and the rhizosphere, Plant and Soil, 37-43.

Kandeler E.D., Tscherko, Spiegel H., 1990, Long-term monitoring of microbial biomass, N

mineralisation and enzyme activities of a Chernozem under different tillage

management, Biology Fertilization Soils, 28, 343 -351.

Kaplan L., 1981, What is the origin of the common bean, Eton. Botany, 19, 358-368.

Kloepper J.W., BeauchampC.J., 1992, Issues related to measuring colonization of plant

roots by bacteria, Canadian Journal of Microbiology, 38, 1219-1232.

Köller K., 2003, Techniques of Soil Tillage. In: E. Titi (Editor), Soil Tillage in

Agroecosystems, CRC Press LLC, Boca Raton

Laguerre G., Fernandez M.P., Edel V., Normand P., Amarger N., 1993, Genomic

heterogeneity among French Rhizobium strains isolated from Phaseolus vulgaris L.,

In International journal of Systematic Bacteriology, 43, 761-767.

Lal R., Reicosky D.C., Hanson J.D., 2007, Evolution of the plow over 10,000 years and the

rationale for no-till farming, Soil Tillage Res., 93(1), 1-12.

Le haricot in Histoire et amélioration de cinquante plantes cultivées, 2006, INRA

éditions, 335.

Leake, J., Johnson D., Donnelly D., Muckle G., Boddy L., Read D., 2004, Networks of

power and influence: the role of mycorrhizal mycelium in controlling plant

communities and agroecosystem functioning, Canadian Journal of Botany, 82, 1016-

1045.

Lucien S. (Cirad), Bourguignon C. (LAMS) , Quillet J.C. (agriculteur), expérience suivie en

1999-2000 par le CIRAD au Maroc de semis direct.

Lynch J.M., Whipps J.M., 1990, Substrate flow in the rhizosphere, Plant and Soil 129, 1–10.

Mamonjy- Madagascar, 2004, Disponible sur http://aidermadagascar.over-blog.com/article-

agro-%C3%A9cologie-%C3%A0-madagascar-53745914.html

Références bibliographiques

42

MarschnerP., Fu Q.L., Rngel Z., 2003, Manganese availability and microbial populations in

the rhizosphere of wheat genotypes differing in tolerance to Mn deficiency, In

Journal of Plant Nutritional and Soil Science, 166, 712 -718.

Mathimaran N., Ruh, R., Vullioud P., Frossard E., Jansa J., 2005, Glomus intraradices

dominates arbuscular mycorrhizal communities in a heavy textured agricultural soil,

Mycorrhiza, 16, 61-66

Maurer-Troxel C., Chervet A., Ramseier L., Sturny W.G., Oberholzer H.-R., 2006.

Biologie du sol après 10ans de semis direct ou de labour, Revue suisse Agric., 38,

89-94.

Monnier G., 1994, Introduction à la simplification du travail du sol, p. 5-9, et In G. Monnier,

et al., 16 mai 1991, eds. Simplification du travail du sol, INRA (Les Colloques n° 65,

ed, Paris).

Morel R., 1996, Les sols cultivés, 2è edition, Lavoisier, Paris.

Morgan J.B., Connolly, E.L., 2013, Plants-Soil Interactions, Nutrient Uptake, Nature

Education Knowledge, 4 (8), 2.

Nicolas B., Arvalis, 21 janvier 2016, Institut du végétal, Travail du sol : des effets sur les

populations de micro-organismes.

Nicolas T. et al., 1992, Station de recherches Agriculture Canada, Saint-Jean-sur-Richelieu,.

agr.Ph.D.nitrogen dynamics as affected by long-term tillage and nitrogen

fertilization. Biology

Oehl F ., Sieverding E., Ineichen K., Mader P., Boller T., Wiemken A., 2003, Impact of

land use intensity on the species diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in

agroecosystems of central Europe, Applied Enviromental Microbiology, 69, 2816-

2824.

Patra A.K., Le Roux X., Grayston S.J., Loiseau P., Louault F., 2008, Unraveling the

effects of management regime and plant species on soil organic carbon and microbial

phospholipid fatty acid profiles in grassland soils, In Bioresource Technology, 234,

3545-3551.

Références bibliographiques

43

Piniero D, Martinez E, Selander R.K., 1988, Genetic diversity and relationships among

isolates of Rhizobium leguminous arum biovar phaseoli, Applied and Environmental

Microbiology, 54, 2825-2832.

Piovanelli, C., Brandi C., Simonini S., Batistoni E., 2006, Tillage choices affect

biochemical properties in the soil profile, Soil Tillage Res., 90, 84-92.

Plenchette C., 1989, Les endomycorhizes à vésicules et arbuscules (VA), Un potentiel à

exploiter en agriculture, Phytoprotection, 63, 86-108.

Pulleman M.M., Bouma J., Essen E.A., Meijles E.W., 2000, Soil organic mattercontent as a

function of different land uses history, Soil Science. Society. American. Journal., 64,

689-693.

Ramanakierana N., Rakotoarimanga N., Thioulouse J., Kisa M., Randrianjohany E.,

Ramaroson L., Duponnois R., 2006, The Ectomycorrhizosphere effect influences

functional diversity of soil microflora, In International Journal of Soil Sciences, 1, 8-

19.

Ritz K., Wheatley R.E., Griffiths B.S., 1997, Effects of animal manure application and crop

plants upon size and activity of soil microbial biomass under organically grown

spring barley, Biology and Fertility of soils, 24, 372-377.

Rodriguéz H., Fraga R., 1999, Phosphate Solubilizing Bacteria and their role in plant growth

promotion, Biotechnology Advances, 17, 319-339.

Rossel D., Tarradellas J., 1991, Dehydrogenase activity of soil microflora: significance in

ecotoxicological tests, Environ. Toxicol. Water Qual., 6, 17-33.

Sanon A.A., 2009, Le concept de niche écologique associé à la co-existence des espèces

végétales: mise en évidence du rôle de la symbiose mycorhizienne et de sa

microflore associée dans la structuration de la strate herbacée en milieu tropical,

Doctorat de l’Université Henri Poincaré, Nancy I., Géosciences, 228 pages.

Schnurer J., Rosswall T., 1982, Fluorescein diacetate hydrolysis as a measure of total

microbial activity in soil and litter, Appl. Environ. Microbiol., 43, 1256-1261.

Références bibliographiques

44

Sieverding E., 1991, Vesicular-Arbuscular Mycorrhiza Management in Tropical

Agrosystems. Deutsche, Gesellsschaft fur Technische Zusammenarbeit (GTZ)

GmbH, Federal Republic of Germany, 371 pages.

Sjoberg J., Persson P., Martensson A., Mattsson A., Adholeya A., Alstrom S., 2004,

Occurrence of Glomeromycota spores and some arbuscular mycorrhizal species in

arable fields in Sweden, Acta Agriculturae Scandinavica Section B, Soil and Plant

Science, 54, 202-212

Smith S.E., Read D.J., 1997, Mycorrhizal symbiosis, Academic press, 2ème

edition, London,

605 pages.

Smith S.E., Read D.J., 2008, Mycorrhizal symbiosis, 3ème edition, Academic press Ltd,

Cambridge, UK, 787 pages.

Somers E., Vanderleyden J., Srinivasan M., 2004, Rhizosphere bacterial signaling: a love

parade beneath our feet, Critical Review of Microbiology, 30, 205-240.

Spedding T.A., Hamel C., Mehuys G.R., Madramootoo C.A., 2004, Soil microbial

dynamics in maize-growing soil under different tillage and residue management

systems, Soil Biology & Biochemistry, 36, 499-512.

Sturz A.V., Nowak J., 2000, Endophytic communities of rhizobacteria and the strategies

required to create yield enhancing with grasses: genetic, biochemical and ecological

aspects, FEMS Microbiology Reviews, 24, 487-506.

Subba R., 1977, Soil Microorganisms and Plant Growth, Oxford and IBH Publishing Co.,

India.

Swisher R., Carroll G. C., 1980, Fluorescein diacétate hydrolysis as an estimator of

microbial biomass on coniferous needle surfaces, Microb. Ecol., 6, 217-226.

Tabatabai M.A., 1982, Soil Enzymes, In Weaver, R.W., Angle, J.S., Bottomlry, P.S. (Eds.),

Methods of Soil Analysis, Parrt 2- Microbiological and Biochemical Properties.

Références bibliographiques

45

Tibbett M., Grantham K., Sanders F.E., Cairney J.W.G., 1998, Induction of cold active

phosphomonoesterase activity at low temperature in psychrotrophic ectomycorrhizal

Hebeloma spp., Mycol Res 102, 1533–1539.

Troeh Z.I., Loynachan T.E., 2003, Endomycorrhizal fungal survival in continuous corn,

soybean, and fallow, Agronomy Journal, 95, 224-230

Tyler G., Olsson T., 2001, Plant uptake of major and minor mineral elements as potassium

sources in ectomycorrhizal and non-mycorrhizal Pinus sylvestris seedlings,

Mycorrhiza, 9, 25-32.

Vian J.F., Peigné J., Chaussod R., Roger-Estrade J., Reçu: avril 2009; Accepté: septembre

2009, Effets du mode de travail du sol sur les microorganismes à l’échelle du profil

cultural, Étude et Gestion des Sols, Volume 16, 3/4, 355-364.

Vincent J.M., 1970, A manual for the practical study of the root nodule bacteria, IBP

handbook n°15, Blackwell Sci. Publ. Oxford, 164pages.

Walker T.S., Bais H.P., Grotewold E., Vivanco J.M., 2003, Root exudation and

rhizosphere biology, Plant Physiology, 132, 44–51.

Westover K.M., Kennedy A.C., Kelleys S.E., 1997, Patterns of rhizosphere microbial

community structure associated with co-occuring plant species, Journ of Ecol., 85,

863-873.

http://invam.caf.wvu.edu/fungi/taxonomy/speciesID.htm

http://www.cours-en-ligne.tk/

http://www.agrimaroc.ma/interet-des-associations-cereales-legumineuses

http//www.revue bio.fr/categories / vie du sol/ rhizosphère / importance numérique et

caractère des microorganisms de la rhizosphère.

www.fao.org/ag/ags/AGSE/Main.htm

ANNEXES

Annexes

46

ANNEXES Annexe 1 : Composition et préparation du milieu de culture

Ashby’s Mannitol Agar :

TSA (Tryptic Soy Agar):

Composition du milieu TSA préfabriqué

Réactifs g/l g/500ml

Peptone de caséine 15 7,5

Peptone de soja 5 2,5

Chlorure de sodium 5 2,5

Agar 15 7,5

Eau distillée 1 0,5

pH 7,3 7,3

Composition milieu Ashby’s Mannitol Agar

Réactifs g/l g/500ml

Mannitol 20 10

Phosphate di-Potassique 0,2 0,1

Sulfate de Magnésium 0,2 0,1

Chlorure de sodium 0,2 0,1

Sulfate de potassium ou MnSO4 0,1 0,05

Agar 15 7,5

pH 7,4 7,4

Annexes

47

YEMA :

Composition du milieu YEMA

Réactifs g/l

Mannitol 10

Glutamate de sodium 0,5

K2HPO4 0,5

Sulfate de magnesium 7H2O 0,1

NaCl 0,05

CaCl2,2H2O 0,04

Extrait de levure 1

Agar 10

Eau distillée 1000

Ph 6,8

Annexe 2 : Les mélanges des deux solutions A et B avec les pH correspondants

A(X) B(Y) pH

44,6 5,4 2,6

42,2 7,8 2,8

39,8 10,2 3

37,7 12,3 3,2

35,9 14,1 3,4

33,9 16,1 3,6

32,3 17,7 3,8

30,7 19,3 4

29,4 20,6 4,2

27,8 22,2 4,4

26,7 23,3 4,6

25,2 24,8 4,8

24,3 25,7 5

23,3 26,7 5,2

22,2 27,8 5,4

21 29 5,6

19,7 30,3 5,8

17,9 32,1 6

16,9 33,1 6,2

15,4 34,6 6,4

13,6 36,4 6,6

9,1 40,9 6,8

6,5 43,6 7

Pour 50ml de tampon Mc Ilvain à pH=7 par exemple, on additionne 6,5ml de la

solution A avec 43,6ml de la solution B. Cette solution à pH=7 est communément appelée

« solution stock ».

Annexes

48

Annexe 3 : Méthode de calcul des activités enzymatiques

Cette méthode est applicable à toutes les mesures de l’hydrolyse de FDA et les

activités phosphatasiques de n’importe quel sol.

1. Hydrolyse de FDA

Le FDA ou Fluorescéine Diacétate est un de substrat de plusieurs groupes d’enzymes

présent dans le sol tels les protéases, les lipases, les estérases et autres enzymes. L'activité de

ces enzymes a comme conséquence d’hydrolyser le FDA sans couleur en fluorescéine de

couleur vert jaunâtre. L’intensité de cette couleur indique la quantité des molécules de FDA

hydrolysée et l’activité globale de l’enzyme dans l’échantillon du sol. La quantification de

l’activité enzymatique est exécutée en évaluant l’intensité de la formation de couleur en

utilisant la spectrophotométrie de longueur d’onde 490 nanomètre. La quantité de produit

d’analyse (Fluorescéine) est déterminée en utilisant un étalonnage d’une solution standard de

fluorescéine.

Résultat de lecture de DO à 490 nm : (DO lu)

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

TE 0,08 0,095 0,065 0,107 0,102 0,081 0,074 0,111 0,101

E1 0,171 0,257 0,173 0,3 0,227 0,248 0,277 0,328 0,289

E2 0,175 0,219 0,305 0,193 0,347 0,25 0,218 0,185 0,428

E3 0,367 0,285 0,22 0,175 0,299 0,254 0,157 0,312 0,23

TS=0.034

Calcul du DO réel selon la formule DOr = DO lu – (TE+TS)

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

E1 0,057 0,128 0,074 0,159 0,091 0,133 0,169 0,183 0,154

E2 0,061 0,09 0,206 0,052 0,211 0,135 0,11 0,045 0,293

E3 0,253 0,156 0,121 0,034 0,163 0,139 0,049 0,167 0,095

Annexes

49

Calcul de l’activité enzymatique A en utilisant la courbe de la gamme étalon

Résultat de lecture de DO de la gamme étalon à 490nm

Fluorescence (µg) 0 1 2 3 4 5

DO à 490nm 0,019 0,05 0,064 0,084 0,098 0,118

D’après la courbe de la gamme étalon on en déduit une équation y=0,0188x + 0,0251

avec y = DO réel et x = A

Donc, A= (Dor + 0,0251) / 0,0188 ; A correspond à la quantité de fluorescéine

produite (en µg).

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

A1 1,648 5,425 2,553 7,074 3,457 5,691 7,606 8,351 6,808

A2 1,861 3,404 9,574 1,382 9,84 5,797 4,468 1,101 14,202

A3 12,057 6,914 5,053 0,425 7,287 6,01 1,223 7,5 3,67

Enlèvement de dilution

0,5ml du volume total (15ml) a été prélevé pour la lecture de DO qui a donné les

valeurs de A. Ainsi 0,5ml donne A (µg) et 15ml donne F= quantité de fluorescéine dans 1g du

sol.

y = 0,0188x + 0,0251 0

0,05

0,1

0,15

0 1 2 3 4 5 6

DO à 490nm

DO à 490nm

Log. (DO à 490nm)

Linéaire (DO à 490nm)

Annexes

50

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

F1 49,44 162,75 76,59 212,22 103,71 170,73 228,18 125,265 204,24

F2 55,83 102,12 287,22 41,46 295,2 173,91 134,04 33,03 426,06

F3 361,71 207,42 151,59 12,75 218,61 180,3 36,69 225 110,1

2. Activité phosphatasique

Le phosphore est un macroélément nécessaire à la croissance des plantes. Il est présent

dans le sol sous la forme de phosphates et la concentration de phosphore dans le sol forestier

est en général très faible. Des enzymes (phosphatases) localisées soit dans les cellules

microbiennes et végétales soit exo cellulaire, rendent disponible le phosphore par la plante.

Ces enzymes se présentent sous deux formes dans le sol: les phosphatases alcalines, les

phosphatases acides selon le pH de sol. La quantité des produits (p-Nitrophenol) d’hydrolyse

par ces enzymes dans le sol a été mesurée à l’aide de spectrophotométrique de longueur

d’onde 400nm. On a pris comme exemple de calcul le phosphatase acide.

Résultat de lecture de DO à 400nm : (DO lu)

To1 To2 To3 SSL1 SSL2 SSL3 SAL1 SAL2 SAL3

TE 0,93 0,863 0,897 0,593 0,653 0,488 0,998 0,559 0,56

E1 2,782 1,969 2,871 2,855 2,766 2,837 2,95 2,843 2,894

E2 2,826 2,649 2,826 2,863 2,86 2,829 2,982 2,644 2,972

E3 2,87 2,838 2,922 2,936 2,833 2,857 2,988 2,88 2,904

TS = 0,64

Annexes

51

Calcul du DO réel selon la formule DOr = DO lu – (TE+TS)

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

E1 1,212 0,466 1,334 1,622 1,473 1,709 1,312 1,644 1,694

E2 1,256 1,146 1,289 1,63 1,567 1,701 1,344 1,445 1,772

E3 1,3 1,335 1,385 1,703 1,54 1,729 1,35 1,681 1,904

Calcul de la quantité de p-Nitrophenol (en µg) pour chaque DOr

Pour cela 10µg de p-Nitrophenol correspond à une DO r de 0,420

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

E1 28,857 11,095 31,761 38,619 35,071 40,69 31,238 39,142 40,333

E2 29,904 27,285 30,69 38,809 37,309 40,5 32 34,404 42,19

E3 30,952 31,785 32,976 40,547 36,666 41,166 32,142 40,023 45,333

Ces valeurs obtenues sont les quantités de p-Nitrophenol contenues dans la quantité

du sol mélangé dans les réactifs. Cette quantité du sol est variable suivant leur type et pour

cette expérience elle est de 20mg. La quantité du produit par gramme du sol est récapitulée

dans le tableau suivant.

TS1 TS2 TS3 SS1 SS2 SS3 AS1 AS2 AS3

E1 288,57 110,95 317,61 386,19 350,71 406,9 312,38 391,42 403,33

E2 299,04 272,85 306,9 388,09 373,09 405 320 344,04 421,9

E3 309,52 317,85 329,76 405,47 366,66 411,66 321,42 400,23 453,33

Annexes

52

Annexe 5 : Nombre des microorganismes fonctionnels observés sur les différents types de

sol :

Azotobacter Rhizobium Microflores totales

10⁻² 10⁻³ 10⁻⁴ 10⁻² 10⁻³ 10⁻⁴ 10⁻² 10⁻³ 10⁻⁴

TS1 416 168 17 102 71 19 797 367 72

TS1 446 177 27 169 69 22 709 432 58

TS1 329 184 25 175 77 15 1231 349 105

TS2 395 191 24 125 52 24 1342 685 136

TS2 520 129 27 172 49 19 1231 537 74

TS2 445 113 21 148 70 17 1369 392 44

TS3 552 185 18 176 64 37 1764 932 114

TS3 452 144 17 181 79 20 1561 718 135

TS3 786 194 22 139 72 25 1478 354 145

SS1 324 93 23 162 87 22 749 537 75

SS1 310 83 25 98 72 17 603 509 69

SS1 363 121 39 156 96 16 533 924 155

SS2 322 93 19 143 91 21 1122 166 160

SS2 296 75 16 131 89 15 874 151 225

SS2 223 86 20 152 79 19 992 186 176

SS3 310 72 13 108 71 31 853 583 42

SS3 303 68 8 112 58 29 720 275 39

SS3 232 51 9 125 83 934 677 207 65

AS1 396 152 24 129 52 12 229 49 89

AS1 357 113 23 169 48 19 313 76 38

AS1 445 99 42 158 55 8 277 31 63

AS2 360 153 22 115 58 16 323 167 37

AS2 410 112 19 162 64 9 938 70 22

AS2 336 128 24 130 69 13 825 154 50

AS3 456 85 25 171 68 15 911 348 48

AS3 617 116 24 159 54 22 585 319 39

AS3 444 199 22 103 71 17 699 205 62

Annexe 6 : Caractéristique et comparaison de Rhizobium et de Azotobacter

Name: RANDRIAMANANJARA

First name: Hajanirina Nathanaëlla

E-mail: jenahlienjaras@gmail.com

Title: Dynamics of the microbial population of plowed and non-plowed bean growing

soils

ABSTRACT

In the fokontany of Ankorabe, East Ranomafàna commune, Atsinanana Region, some

farmers practice vegetable crops on abandoned rain-fed rice growing soils. The cultivation is

carried out without tillage. The soils harbor microorganisms that interact with each other and

with plants for the good development of plants.

The objective of this work is to compare the structure and functioning of microbial

communities in plowed and non-plowed soil.

Soil samples are taken from tilled and unowned bean crop plots and phosphatase

activities, endomycorrhizal spore densities and microbial biomasses of these soils are

determined and then compared.

The results showed that the biomass of the total cultivable microflora of the plowed

soil is significantly lower than the unplowed soil and the intensities of the phosphatase

activities are similar within the two types of soil. The Rhizobium community was not affected

by plowing while the development of the Azotobacter community was favored by plowing.

Plowed soils are dominated by endomycorrhizal fungi with smaller spores, unlike non-tilled

soils where large fungal spores are significantly abundant.

Thus, the difference between the structures of the fungal community of plowed and

unowned soils is very remarkable.

Key words: plowed soil, untreated soil, beans, rhizospheric microorganisms, microbial

activity.

Advisor: RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe

Nom : RANDRIAMANANJARA

Prénom : Hajanirina Nathanaëlla

E-mail : jenahlienjaras@gmail.com

Titre : Dynamique de la population microbienne des sols de culture de haricot labouré

et non labouré

RESUME

Dans le fokontany d’Ankorabe commune Ranomafàna Est, Région Atsinanana, certains

paysans pratiquent des cultures maraichères sur des sols de culture de riz pluvial abandonnés.

La culture est réalisée sans travail de sol. Les sols abritent des microorganismes qui

interagissent entre eux même et avec les plantes pour le bon développement des végétaux.

L’objectif de ce travail est de comparer les structures et les fonctionnements des

communautés microbiennes des sols de culture de haricot labouré et non labouré.

Des échantillons des sols sont prélevées sur des parcelles de cultures de haricot labourés et

non labourés et les activités phosphatasiques, les densités de spores endomycorhiziennes et

les biomasses microbiennes de ces sols sont déterminés puis comparés.

Les résultats ont montré que la biomasse de la microflore totale cultivable du sol labouré

est significativement inférieure à celle du sol non labouré et les intensités des activités

phosphatasiques, sont semblables pour les deux types de sol. La communauté de Rhizobium

n’a pas été affectée par le labour tandis que le développement de la communauté

d’Azotobacter est favorisé par le labour. Les sols labourés sont dominés par les champignons

endomycorhiziens avec des spores de petite taille contrairement aux sols non labourés où les

spores fongiques de grande taille sont significativement abondantes.

Ainsi, la différence entre les structures de la communauté fongique des sols labourés et

non labourés est très remarquable.

Mots clés : sol labouré, sol non labouré, haricot, microorganisme rhizosphérique,

activité microbienne.

Encadreur : RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe