EVALUATION DU NIVEAU DE LA POLLUTION BACTERIOLOGIQUE … · 2015. 5. 5. · (Paracentrotus lividus ) du site des Genêts. Figure 35 : Etude comparative des différents germes dans

République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Université d’Oran Es Sénia

Faculté des Sciences Département de Biologie

Laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale

Mémoire de Magister

Spécialité: Sciences de l’Environnement

Option: Biologie et pollution marines

Présenté par : Mr. SOUIDI Hichem

Soutenu devant la commission d’examination :

O. KHEROUA Professeur, Univ. Oran, Es Sénia Président M. KIHEL Professeur, Univ. Oran, Es Sénia Examinateur B. GUESSAS Maître de Conférence, Univ. Oran, Es Sénia Examinateur Z. BOUTIBA Professeur, Univ. Oran, Es Sénia Encadreur A. BOUTIBA Chargée de cours, Univ. Oran, Es Sénia Co-Encadreur

2007/2008

EVALUATION DU NIVEAU DE LA POLLUTION BACTERIOLOGIQU E CHEZ UN ECHINODERME L’OURSIN Paracentrotus lividus (Lamarck, 1816) DANS LA COTE ORANAISE ORIENTALE

Remerciements

Je remercie Dieu très clément et sa sainte mésiricorde de m’avoir aidé à

réalisé ce modeste travail qui a été réaliser sous la direction de Mr le Professeur

Z.BOUTIBA, Directeur du Laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale

(LRSE) du Département de Biologie, Faculté des Sciences de l’Université d’Oran Es-

Sénia.

Je suis heureux de pouvoir lui présenter le témoignage très sincère de ma

gratitude d’avoir accepter de m’intégrer dans son équipe de recherche, ainsi que de

m’avoir fait bénéficier de son enseignement et de ses conseils éclairés, aussi d’avoir

été patient et compréhensif avec nous durant les deux ans d’enseignement.

Je ne remercierais jamais assez mon co-promoteur Madame A. BOUTIBA,

chargée de cours au sein du Département de Biologie, Faculté des Sciences,

Université d’Oran Es-Sénia, pour son suivi, son aide inestimable, sa clairvoyance en

la matière, ainsi que son soutien moral durant la réalisation de ce travail. Veuillez

acceptez mes sincères remerciements.

Il est pour moi, un grand honneur que le professeur Monsieur O. KHEROUA,

responsable du laboratoire de Nutrition et de Sécurité alimentaire du département de

Biologie, ait consacré de son temps pour présider le jury de mon mémoire. Qu’il

accepte tous mes remerciements.

Je tiens à remercier vivement Monsieur le Professeur M. KIHEL , directeur du

laboratoire de Microbiologie alimentaire du département de Biologie d’avoir accepté

d’être examinateur de ce travail. Qu’il accepte tous mes remerciements.

Tous mes sincères remerciements à Monsieur B. GUESSAS, Docteur à

l’Université d’Oran, Faculté des Sciences Es-Sénia, pour s’être intéressé à mon

travail et pour avoir accepter pour sa part de l’examiner en siégeant au sein de ce

jury. Qu’il me soit permis de lui exprimer ma sincère gratitude.

Je tiens à exprimer mes sincères remerciements à Madame GHZIEL,

responsable du laboratoire d’hygiène d’Oran pour avoir bien voulu m’accueillir au

sein de son établissement, Je remercie vivement l’équipe du laboratoire d’hygiène

d’Oran, et surtout Madame Samia qui m’a beaucoup aidée pour l’élaboration de ce

travail.

Mes remerciements s’adressent aussi à tout le personnel du laboratoire Réseau

de Surveillance Environnementale du Département de Biologie Université d’Oran Es

Sénia; Maîtres assistants, Chargés de cours, chercheurs, techniciennes, et toute ma

promotion de Magister; Benkhedda, Mustapha, Yacine, Amina et Zohra, leur

disponibilité avec un esprit d’amitié et de sympathie.

Je n’oublierai pas de remercier tous mes amis, et plus particulièrement Fethi et

Nadjib qui m’ont aidé de prés ou de loin, et pour leur soutien moral.

J’exprime également mes sincères remerciements à ma femme pour son soutien

et son aide ainsi qu’à ma belle famille ; Carlo, Vilma, Federico, Francesca, Nonna.

Enfin, mes plus humbles remerciements vont pour ma famille et particulièrement

ma mère pour tout ce qu’elle a fait pour moi, depuis toujours. Je tiens à exprimer

toute ma reconnaissance à mon grand frére Kader qui m’a toujours aidé et encouragé,

Je le remercie du fond du cœur. A mes frères et sœurs, A mes neveux et nièces.

Recevez ici l’un des plus précieux cadeaux que je puisse vous offrir. Car c’est

grâce à vous que je suis arrivé là où je suis.

Résumé

RESUME

La mer est a été toujours considérée comme le réceptacle universel de toutes les

formes de pollution, générées par les activités humaines. Les déversements des eaux usées

vers le milieu marin sans traitement préalable et le nombre important des estivants, ont

entraîné systématiquement une pollution bactérienne au niveau du littoral. Ainsi, il se crée un

déséquilibre écologique et des manifestations pathogènes et des épidémies.

C’est dans cette optique que s’inscrit ce travail, qui consiste à évaluer la présence et

l’impact de la contamination bactériologique dans l’eau de mer de la côte oranaise à l’aide

d’une espèce largement distribuée sur le littoral et couramment utilisée comme bioindicateur,

l’oursin Paracentrotus lividus. Deux sites ont été ciblés sur la côte oranaise est (Ain Defla et

les Genêts), dans une durée qui s’est étalée sur six mois (de décembre jusqu’à juin 2008) à

raison d’un prélèvement par mois.

Les analyses bactériologiques ont mis en évidence la présence de germes bactériens

qui témoigne de l’existence d’une pollution bactérienne importante, d’origine fécale, signalée

au niveau de la chair de l’oursin du site des Genêts. En revanche, les teneurs les moins élevées

sont enregistrées durant les mois d’échantillonnage au niveau du site d’Ain Defla (site de

référence).

Par ailleurs, l’étude statistique nous a permis de révéler l’existence de corrélation entre

les différents germes bactériens recherchés.

Mots clés : Oursin commun, Paracentrotus lividus, contamination bactériologique, Coliformes totaux, Streptocoques fécaux, germes pathogènes, eau de mer, Côte oranaise.

Résumé

ABSTRACT

The sea has always been considered as the universal receptacle of the main pollution

existing and generated by human activities. The overflow of used waters toward the marina

field without any treatment beside the many people as summer visitors has unbalanced

ecological and pathogenic evidence and many épidemias.

With this in mind that this is work, which is to assess the presence and impact of

bacterial contamination in of oran’s coast seawater with a species widely distributed on the

coast, and commonly used as a bioindicator, the sea urchin Paracentrotus lividus. Two sites

were targeted on the oran’s east coast : « Ain Defla » (Kristel Est), and « Les Genêts », in a

period of six months (from December until June 2008) at the rate of one sample per month.

The bacteriological analysis indicates the presence of bacterial germs, that evidence of

a significant bacterial pollution of faecal origin, reported at the flesh of the sea urchin of

Genêts. However, the lowest levels are recorded during the months of sampling at Ain Defla

(reference site).

In addition, the statistical study has to revealed us the existence of correlation between

the different germs.

Key words: Common urchin, Paracentrotus lividus, bacteriological contamination, total

coliforms, faecal streptococci, pathogens, seawater, Oran’s coast.

Résumé

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وه�ان �� . ��ء - � ا�� - �ا�##�"! ا� �ا�� - Streptocoques fécaux

LISTE DES ABREVIATIONS

INRA : Institut National de la Recherche Agronomique.

HAP : Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques.

CT : Coliformes totaux.

CF : Coliformes fécaux.

SF : Streptocoques fécaux.

FAMT : Flore aérobie mésophile totale.

DM : Dilution mère.

NPP : Nombre le plus probable.

BCPL : Bouillon lactosé au pourpre de bromocrésol.

VBL : Bouillon lactosé bilié au vert brillant.

D / C : Double concentration.

S / C : Simple concentration.

M.A.T.E.T : Ministère de l'Aménagement au Territoire, de l'Environnement et du Tourisme.

IFREMER : Institut Français de Recherche pour l'Exploitation de la Mer.

pH : Potentiel d’hydrogène.

T° : Température.

T 90 : Temps nécessaire à une réduction de 90% des dénombrements de bactéries. PNUE : Programme des Nations Unies pour l'environnement

OMS : Organisation mondiale de la santé.

ONM : Office National de Météorologie d’Oran.

Liste des Figures

Figure 1 : Origine de la pollution des océans (d’après National Géographic, 2002). Figure 2 : Sources des principaux polluants des milieux aquatiques.

Figure 3 : Transfert et bioaccumulation de la dioxine dans une chaîne alimentaire Figure 4 : Pollution par les hydrocarbures dans le port d’Arzew. Figure 5 : Chaîne alimentaire ou trophique. Figure 6 : Autoépuration de l'eau de mer.

Figure 7 : Présentation de la Méditerranée.

Figure 8 : Circulation hydrologique en Méditerranée occidentale.

Figure 9 : Position d’Oran dans la Méditerranée.

Figure 10 : Normales des températures de la ville d’Oran. Figure 11 : Normales des précipitations de la ville d’Oran.

Figure 12 : Zone écologiquement fragile de la Méditerranée.

Figure 13 : Zone d’étude au niveau du site « les Genêts ».

Figure 14 : La zone d'étude au niveau du site d'Ain El Defla (Kristel).

Figure 15 : Localisation des sites d’échantillonnages.

Figure 16 : Oursin commun Paracentrotus lividus.

Figure 17 : Organes internes de l’oursin Paracentrotus lividus.

Figure 18 : Gonades males et femelles de l’oursin Paracentrotus lividus.

Figure 19 : Fiche d’échantillonnage.

Figure 20 : Pesée de la chair de l’oursin.

Figure 21 : Agitateur « Stomatcher ».

Figure 22 : Différentes étapes à réaliser pour le dénombrement des coliformes dans l’eau de

mer.

Figure 23 : Différentes étapes à établir pour le dénombrement des coliformes dans les

oursins.

Figure 24 : Différentes étapes à réaliser pour le dénombrement des Streptocoques fécaux.

Figure 25 : Principe de recherche de Staphylococcus aureus.

Figure 26 : Principe de recherche des Salmonelles.

Figure 27 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du

site de Ain Defla (NPP/100ml d’eau de mer).

Figure 28 : Dénombrement mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du

site des Genêts. (NPP/100ml d’eau de mer).


site du Ain Defla.


site des Genêts.

Figure 31 : Concentrations bactériennes mensuelles chez les oursins (Paracentrotus lividus)

du site de Ain Defla (NPP/100g de chair).

Figure 32 : Concentrations bactériennes mensuelles chez les oursins (Paracentrotus lividus)

du site des Genêts (NPP/100g de chair).

Figure 33 : Dénombrement mensuels des indicateurs de contamination chez les oursins

(Paracentrotus lividus) du site du Ain Defla.

Figure 34 : Dénombrement mensuels des indicateurs de contamination chez les oursins

(Paracentrotus lividus) du site des Genêts.

Figure 35 : Etude comparative des différents germes dans l’eau de mer des deux sites durant

les six mois d’études.

Figure 36 : Etude comparative des différents germes dans la chair de l’oursin.

(Paracentrotus lividus) des deux sites durant les six mois d’études.

Figure 37 : Corrélation entre les coliformes totaux et les coliformes fécaux de l’eau de mer

des deux sites.

Figure 38 : Corrélation entre les coliformes fécaux et les streptocoques fécaux de l’eau de

mer des deux sites.

Figure 39 : Corrélation entre les coliformes totaux et les coliformes fécaux dans la chair de

Paracentrotus lividus des deux sites.

Figure 40 : Corrélation entre les coliformes fécaux et les streptocoques fécaux dans la chair

de Paracentrotus lividus des deux sites.

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Types et nombres de microorganismes présents dans les eaux usées

domestiques non traitées.

Tableau 2 : Estimations du T90 en milieu marin

Tableau 3 : Qualité requise des eaux de baignade.

Tableau 4 : Capacité des stations d'assainissement des eaux usées urbaines en Algérie

Tableau 5 : Capacité des stations de traitement des eaux usées industrielles en Algérie

Tableau 6 : Données hydrologiques de la région oranaise.

Tableau 7 : Données climatiques de la région oranaise.

Tableau 8 : Climatologie de la ville d’Oran.

Table des matières

Table des matières Pages

INTRODUCTION .............................................................................................1

PARTIE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUES SUR LES PROBLEMES DE LA

POLLUTION MARINE

I. Pollution de l’écosystème marin ..................................................................................... 3

1.1. Définition de la pollution de l’eau de mer................................................................ 3

1.2. Origine de la pollution marine ................................................................................. 3

1.3. Cheminement des polluants dans le milieu marin.................................................... 5

1.4. Différentes types de pollution .................................................................................. 6

1.4.1. Pollution physique........................................................................................... 6

1.4.1.1. Pollution thermique ............................................................................... 6

1.4.1.2. Pollution nucléaire................................................................................. 7

1.4.2. Pollution chimique .......................................................................................... 8

1.4.2.1. Pollution par les hydrocarbures............................................................. 8

1.4.2.2. Pollution par les organochlorés............................................................. 10

1.4.2.3. Pollution par les métaux lourds. ............................................................ 10

1.4.3. Pollution biologique ....................................................................................... 11

1.4.3.1. Pollution organique ............................................................................... 11

1.4.3.2. Pollution par les contaminants bactériens ............................................. 11

1.4.3.3. Pollution par des espèces marines étrangères au milieu……………….12

1.5. Phénomènes naturels .............................................................................................. 13

II. Milieu marin méditerranéen .......................................................................................... 13

1. Ecosystème marin ....................................................................................................... 13

1.1. Biocénose .............................................................................................................. 13

1.2. Biotope .................................................................................................................. 13

1.3. Environnement .................................................................................................... 13

2. Chaînes et réseaux alimentaires .................................................................................. 14

3. Conséquence de la pollution du milieu marin............................................................. 15

3.1. Conséquences sanitaires....................................................................................... 15

3.2. Conséquences écologiques................................................................................... 16

3.3. Conséquences esthétiques .................................................................................... 16

3.4. Conséquences économiques................................................................................. 16

Table des matières

4. Bactériologie marine ..................................................................................................... 16

4.1 Origine de la pollution microbienne....................................................................... 17

4.2. Principaux germes incriminés dans le milieu marin ............................................. 18

4.2.1. Entérobactéries en milieu marin.................................................................... 18

4.3. Transfert des bactéries jusqu’au littoral ................................................................ 25

4.4. Pouvoir auto-épurateur de l’eau de mer ............................................................... 25

4.5. Moyens de résistance et de survie des bactéries ................................................... 27

4.5.1. Sporulation et enkystement ........................................................................... 27

4.5.2. Fixation des bactéries .................................................................................... 28

4.6. Distribution des micro-organismes dans les milieux aquatiques .......................... 28

5. Impact de la pollution microbienne................................................................................ 28

5.1. Contamination de l'eau ............................................................................................. 29

5.2. Contamination du sédiment...................................................................................... 29

5.3. Contamination de la faune........................................................................................ 29

6. Risques liés à la contamination ...................................................................................... 30

6.1. Risques liés à la baignade......................................................................................... 30

6.2. Risques liés à la consommation de fruits de mer ..................................................... 30

7. Situation du traitement des eaux usées en Algérie......................................................... 30

CARACTERISTIQUES DE LA ZONE D’ETUDE

1. Présentation de la Méditerranée ..................................................................................... 32

2. Hydrodynamisme .......................................................................................................... 33

2.1. Masses d’eaux de surface......................................................................................... 33

2.2. Masses d’eaux levantines Intermédiaires - L.I.W .................................................... 34

2.3. Masses d’eau Profonde ............................................................................................ 34

3. Salinité ........................................................................................................................... 36

4. Température ................................................................................................................... 36

5. Mouvement des eaux marines ....................................................................................... 36

6. Houles ............................................................................................................................ 36

7. Côte algérienne............................................................................................................... 37

7.1. Fonctionnement de l’écosystème marin côtier........................................................ 37

7.2. Circulation des eaux et hydrologie dans le bassin algérien..................................... 37

8. Etat du milieu et du littoral en Algérie........................................................................... 37

9. Caractéristiques du littoral oranais ................................................................................. 38

Table des matières

9.1. Situation géographique............................................................................................ 38

10. Sources de pollution ..................................................................................................... 43

11. Choix des sites de prélèvements .................................................................................. 45

BIOLOGIE DE L’ESPECE

1. Données générales sur les Echinodermes....................................................................... 49

2. Choix et intérêt des espèces ........................................................................................... 49

3. Systématique .................................................................................................................. 50

4. Biologie et anatomie....................................................................................................... 52

4.1. Morphologie externe ............................................................................................... 52

4.2. Anatomie ................................................................................................................. 52

4.3. Nutrition .................................................................................................................. 53

4.4. Reproduction ........................................................................................................... 53

4.5. Ecologie................................................................................................................... 54

4.5.1. Répartition biogéographique ............................................................................ 54

5. Rôle de Paracentrotus lividus dans les écosystèmes benthiques de Méditerranée........ 54

6. Prédateurs de l'oursin Paracentrotus lividus................................................................. 55

7. Déplacement et migration .............................................................................................. 55

8. Relation oursin-substrat.................................................................................................. 55

9. Production mondiale ...................................................................................................... 56

PARTIE II : MATERIEL ET METHODE

1. Prélèvement, transport et conservation des échantillons................................................ 57

1.1. Prélèvement .............................................................................................................. 57

1.2. Transport .................................................................................................................. 57

1.3. Conservation des échantillons.................................................................................. 57

1.4. Lieu de réalisation des analyses ............................................................................... 58

1.5. Objectif de l'analyse bactériologique ....................................................................... 58

2. Echantillonnage ............................................................................................................. 58

2.1. Eau de mer................................................................................................................ 60

2.1.1. Points d'échantillonnages ................................................................................. 60

2.1.2 Mode et la méthode de prélèvement ................................................................ 60

2.2. Oursin Paracentrotus lividus.................................................................................. 61

2.2.1. Préparation des échantillons (homogénat des Oursins).................................... 61

3. Analyse bactériologique................................................................................................. 61

Table des matières

3.1. Recherche et dénombrement des germes aérobies mésophiles totaux.................... 62

3.2. Recherche et le dénombrement des coliformes ...................................................... 63

3.2.1. Coliformes totaux ........................................................................................... 63

3.2.2. Coliformes fécaux ........................................................................................... 66

3.3. Dénombrement des Streptocoques fécaux .............................................................. 69

3.4. Recherche de Salmonella ....................................................................................... 72

3.5. Recherche de Staphylococcus aureus..................................................................... 77

PARTIE III : RESULTATS ET DISCUSSION

I. Résultats..................................................................................................................79

1. Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans l’eau de mer

du site Ain-Defla ......................................................................................................... 83

2. Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans l’eau de mer

du site des Genêts ......................................................................................................... 83

3. Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans la chair de

Paracentrotus lividus du site Ain-Defla ..................................................................... 88

4. Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans la chair de

Paracentrotus lividus du site Ain-Defla ..................................................................... 88

5. Etude comparative des différents germes dans l’eau de mer et la chair de

Paracentrotus lividus des deux sites ........................................................................... 91

6. Etude de corrélation entre les germes tests dans l’eau de mer des deux sites................ 91

7. Etude de corrélation entre les germes tests dans la chair de

Paracentrotus lividus des deux sites ............................................................................ 93

II. Discussion……………………………………………………………………………...94

CONCLUSION ................................................................................................................. 99

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...........................................................................102

ANNEXES

INTRODUCTION

Introduction

1

On a mis beaucoup de temps pour se convaincre que la pollution est le fait de

l’homme. Les usages et les mœurs acquis par le passé et même par le présent, sont à l’origine

de la pollution de notre environnement, car comment expliquer que pendant longtemps

certaines pollutions ont pu s’accroître sans qu’aucune alarme ne soit donnée ?

La pollution est une conséquence et une rançon des progrès techniques de l’humanité

et de la concentration de ses activités.

La pollution de l’écosystème marin est devenu un des problèmes majeurs posés par

l’environnement. Les facteurs qui en sont responsables ne cessent de s’accroître et de le

déséquilibrer, surtout par l’action de l’homme. Le problème de cette pollution s’aggrave à

l’heure actuelle et constitue un danger pour la santé publique, en raison de l’accroissement

démographique et du développement technologique des villes, plus marquée sur les zones

littorales.

L’état du littoral est fortement conditionné par la qualité de ses eaux. Les pollutions

chroniques du milieu marin sont à 90% liées à des apports d’origine terrestre (pollutions

telluriques), les autres apports 10%, d’origine maritime, sont liés aux trafics marchands ou de

plaisance et aux éventuel naufrages et accidents sur les cargaisons (FOIN, 2000).

Le bassin méditerranéen occidental offre un relief relativement simple communicant

avec l’océan atlantique par le détroit de Gibraltar. Ce goulot d’étranglement rend les échanges

difficiles avec l’océan. Il est donc facile de concevoir que la pollution dans cette mer pourrait

prendre des proportions considérables et avoir des effets catastrophiques sur la santé humaine

entraînant ainsi des maladies microbiennes comme des dermatoses, des vaginites, des

épidémies de fièvres typhoïdiques, du choléra, etc… (Kherraz, 2004).

La façade maritime algérienne s’étend sur 1200 kilomètres ; elle se caractérise par la

diversité remarquable de son milieu physique et naturel ainsi que la variété de ces ressources

naturelles. Cette côte recèle de grandes plaines et plateau littoral, et les reliefs plus au moins

élevés où s’inscrivent des échancrures, assez larges parfois pour former de larges baies et

golfes et où se sont implantés les principales villes et sites portuaires du pays. Une multitude

de belles plages parsèment le littoral, en se prolongeant à travers les replats des principales

zones d’embouchures des oueds qui se jettent dans la Méditerranée, s’adossent à des falaises

ou se nichent dans l’escarpement rocheux, pour former de belles criques (Kherraz, 2004).

La côte oranaise s’étend sur 180 kilomètres de long avec une population qui avoisine

le 1.5 millions. Elle est, comme le reste de la côte algérienne, sujette à de nombreuses sources

Introduction

2

de pollutions. L’importance de volume d’eaux usées rejeté directement et sans traitement

préalable dans la mer, est une conséquence de la forte population qui abrite également les

grands pôles industriels. La vulnérabilité de la côte oranaise est due essentiellement à la

fragilité de la Méditerranée. (BOUTIBA & al, 2003).

C’est pourquoi la qualité bactériologique des eaux marines au niveau du littoral doit

faire l’objet d’une surveillance constante.

Cette surveillance est une partie importante de la protection de l’environnement et

c’est dans ce sens que plusieurs travaux ont été réalisés le long de la côte occidentale

algérienne, afin d’avoir une idée sur l’état de santé des eau littorales oranaises. Parmi ces

nombreux travaux, on peut citer ceux de Boutiba et al (1996) ; Bouderbala (1997) ; Taleb

(1997) ; Dermeche (1998) ; Ait Tayeb (2001) ; Bourbaine (2001) ; Sahnouni (2004) ; Kherraz

(2004) ; Habbar (2005) ; Terbeche (2006).

C’est dans ce cadre que s’inscrit notre présente étude qui a pour but d’évaluer la

qualité bactériologique des eaux de la côte oranaise et plus précisément la plage de Ain

Defla, et le site des Genêts, par l’intermédiaire d’un matériel biologique, utilisé comme

bioindicateur, l’oursin commun, Paracentrotus lividus (lamarck, 1816), en dénombrant les

Coliformes totaux, Coliformes fécaux, Streptocoques fécaux, ainsi que la recherche de

certains germes pathogènes (Salmonella, et Staphylococcus aureus), afin d’évaluer la qualité

du milieu marin.

L’exposé de cette étude s’articule en trois parties, organisées comme suit :

La première partie : est consacrée à une synthèse bibliographique sur les problèmes de la

pollution marine et la contamination bactérienne, à la présentation de la zone d’étude et à la

description du matériel biologique, l’oursin Paracentrotus lividus (lamarck 1816) ;

La seconde partie : expose les techniques d’analyses et d’échantillonnages ;

La troisième partie : comporte les résultats obtenus dans cette étude et leurs interprétations

statistiques.

Enfin, on terminera ce travail par une conclusion générale et on tentera d’avancer

certaines recommandations.

REVUE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LES PROBLEMES DE LA POLLUTION

MARINE

Revue bibliographique sur les problèmes de la pollution marine

3

1. La pollution de l'écosystème marin

1.1. Définition de la pollution de l'eau de mer

On peut définir la pollution comme une modification défavorable du milieu naturel qui

apparaît en totalité ou en partie comme un sous-produit de l'action humaine, au travers

d'effets directs ou indirects altérant les critères de répartition des flux d'énergie, des niveaux

de radiation, de la constitution physico-chimique du milieu naturel et de l'abondance des

espèces vivantes (Gaujous, 1995).

La pollution de l'eau est une altération qui rend son utilisation dangereuse et (ou)

perturbe l'écosystème aquatique. Elle peut concerner les eaux superficielles (rivières, plans

d'eau) et/ou les eaux souterraines (Coulet, 2005).

La pollution marine a été définie par le GESAMP (Groupe Mixte d’Experts chargé

d’étudier les Aspects Scientifiques de la Protection de l’environnement Marin) comme étant :

« l’introduction par l’homme, directement ou indirectement, de substances ou d’énergie dans

l’environnement marin pouvant entraîner des effets délétères, tels que dommage aux

ressources biologiques, danger pour la santé humaine, entraves aux activités maritimes, y

compris les pêcheries, détérioration des qualité de l’eau de mer pour son utilisation et

réduction des possibilités dans le domaine des loisirs .» GESAMP (1989).

1.2. Origine de la pollution marine :

Une grande partie des polluants rejetés dans l’environnement à travers des rejets

urbains, industriels et agricoles parviennent au milieu marin directement par émissaires,

déballastages, forages off-shore ou indirectement par ruissellement, par des apports fluviaux

et par l’atmosphère .

Localement, ces apports peuvent modifier la qualité du milieu, empêcher ou freiner le

développement de certaines activités telles l’aquaculture, tourisme, etc. (Bousquet, 2003).


4

Selon l’origine des substances polluantes, nous distinguons :

Figure 1 : Origine de la pollution des océans (d’après National Géographic, 2002)

Les polluants de l'environnement sont d'origine et de nature très diverses et n'ont pas

tous le même impact sur le milieu marin.

Les activités humaines sont à l'origine de l'émission d'une grande variété de polluants

dont la plupart se retrouve finalement dans le milieu marin. En dehors de points de rejets

clairement identifiés (pollution ponctuelle), il existe une pollution issue d'une multitude de

petites sources ou de la dispersion à grande échelle de certaines substances (pollution diffuse).


5

Figure 2: Sources des principaux polluants des milieux aquatiques (INRA, 2004).

Selon leur nature et leur origine, les polluants peuvent concerner des zones

géographiques réduites (pollution locale) ou être transportés dans l'eau ou l'atmosphère et

contaminer l'ensemble de la planète (pollution globale). La très grande majorité des polluants

est entraînée par ruissellement et drainage dans les cours d'eaux et par infiltration dans les

nappes souterraines. Lorsqu'ils sont disséminés par le vent, les polluants retombent

inévitablement avec les eaux de pluies, parfois à de grandes distances de leur point d'émission

(INRA, 2004).

1.3. Cheminement des polluants dans le milieu marin

Dans le milieu marin, les polluants peuvent suivre différents trajets, plus ou moins

longs. Certains polluants sont dégradés très rapidement par des réactions chimiques, sous

l'effet de la lumière, ou encore grâce à l'intervention de microorganismes (biodégradation).

D'autres polluants, dits persistants, contaminent durablement le milieu marin, soit en

restant dans l'eau et surtout dans les sédiments, soit en passant dans les organismes vivants et,

dans certains cas, en s'accumulant dans les chaînes alimentaires (bioaccumulation).

La capacité d'autoépuration de l’écosystème marin dépend de sa structure physique, de

sa composition biologique (nombre d'espèces présentes) et de son fonctionnement (INRA,

2004).


6

Figure 3: Transfert et bioaccumulation de la dioxine dans une chaîne alimentaire (INRA, 2004)

1.4. Différentes types de pollution

1.4.1. La pollution physique

On parle de pollution physique lorsque le milieu marin est modifié dans sa structure

physique par divers facteurs. Il peut s’agir d’un rejet d’eau douce qui fera baisser la salinité

d’un lieu (par une centrale hydroélectrique), d’un rejet d’eau réchauffée ou refroidie ( par une

centrale électrique ou usine de regazéification de gaz liquide), d’un rejet liquide ou solide de

substances modifiant la turbidité du milieu (boue, limon, macro-déchets….), d’une source de

radioactivité (Gis, 1996 ; Gravez & Bernard, 2006) .

1.4.1.1. Pollution thermique

La majorité des usines est implantée d'une manière volontaire sur le littoral ou sur les

bassins versants littoraux, ce type d'installation est à l'origine d'apports notables en eaux

résiduaires au milieu marin (Equinoxe, 1990).

La pollution thermique est engendrée par les usines utilisant un circuit d'eau de mer

pour le refroidissement de certaines installations (centrales thermiques, nucléaires,

raffineries). Les eaux rejetées des usines ont une température de l'ordre de 70 -80°C qui

s'abaisse à 40 - 45°C en contact avec les eaux de rivière, entraînant ainsi un réchauffement de

l'eau, par exemple, les ports d'Oran et d'Arzew à vocation industrielle et commerciale, de part


7

leur important trafic maritime, représentent également une source de pollution non

négligeable (Bouderbala, 1997).

Quand la température augmente, la concentration en oxygène dans l'eau diminue ; ceci

se traduit par la disparition d'espèces exigeantes en oxygène, un développement bactérien

apparaît conduisant à des maladies chez les poissons. (Martinez, 1998).

Les organismes aquatiques sont très sensibles aux variations thermiques brutales en

zone littorale :

• Elle les rend infiniment plus sensible aux toxines, aux virus, bactéries et aux parasites

de toute sorte ;

• Elle les soumit à des besoins très grands en oxygène ;

• Elle fait monter le taux de leur métabolisme, ce qui provoque une stimulation de

l’appétit, une accélération de leur croissance et précipite de ce fait leur maturation ;

• Elle contribue aussi au phénomène de migration, un brusque flux d’eau chaude dans

un estuaire peut faire croire aux espèces locales qu’il est temps de gagner les lieux

d’estivation (Cousteau, 1981).

Par contre si elle est contrôlée, cette pollution pourrait parfois avoir des effets

extrêmement bénéfiques sur l’environnement :

Dans l’Orégon (U.S.A), l’eau chaude d’un centre industriel près de Springfield, est

vaporisée dans des serres pour arroser des orchidées tropicales.

L’eau chaude, additionnée à un régime approprié, stimule la croissance de l’esturgeon

(il atteint l’âge adulte en 4 ans eu lieu de 17 ans) (Cousteau, 1981).

1.4.1.2. Pollution nucléaire

Cette pollution revêt une importance particulière en raison de la demande croissante

en énergie et de développement attendu dans la construction des centrales nucléaires et des

usines de traitement des combustibles irradiés.

La présence des éléments radioactifs dans le milieu aquatique a un impact direct sur

ses organismes qui se traduit par un dérèglement de leur comportement (perte de cheveux,

malformation des bébés pour la femme enceinte), ainsi que sur la santé humaine surtout lors

de l'exposition à des quantités élevées (Larousse Médical, 2003).


8

Aujourd’hui avec l’évolution industriel et le développement de nouvelles techniques,

il est apparu une catégorie de sous–produits, classés en trois catégories : effluents gazeux ;

effluents liquides et résidus solides (Nabi & Aouragh, 1992).

Une fois en mer, l'irradiation va se faire soit de l'eau vers l'être vivant, soit du sédiment

contaminé vers l'être vivant. On note une irradiation externe où les sédiments radioactifs

contaminent le poisson par voie cutanée. On distingue aussi une autre contamination interne

résultant soit d'une absorption cutanée, branchiale ou digestive, soit d'une ingestion de

nourriture contaminée (Amiard-Triquet et Amiard, 1980).

1.4.2. La pollution chimique

La pollution chimique est due au déversement de substances chimiques telles que les

hydrocarbures, les détergents, les biocides (pesticides), métaux lourds, Elle constitue une

véritable menace pour la santé. En effet, les réserves en eau souterraine indispensable à notre

existence sont particulièrement sensibles à ce type de pollution qui les rend impropres à toute

consommation (Gis Posidonie, 1996).

L'industrialisation au XX éme siècle a eu pour conséquence, le rejet dans les eaux, des

quantités de sels de plus en plus importantes (Angelier, 2001).

De nombreuses substances de synthèse issues du génie humain ont la capacité des sous

produits (métabolites) encore plus dangereux comme les dioxines.

Ainsi, l’océan mondial est systématiquement pollué par des substances toxiques,

même dans ses régions les plus reculées. A titre d’exemple les morues de la mer baltique

présentent des teneurs record en Polychlorobiphényles (P.C.B) (Vincent, 2006).

1.4.2.1. Pollution par les hydrocarbures

Les hydrocarbures sont des corps combustibles et brûlent en donnant du C02 et de la

vapeur d'eau et sont les plus abondants dans les produits pétroliers où ils représentent 60 à 97

%. Leurs molécules comportent uniquement des atomes de carbone et d'hydrogène (Gerard,

1977).

Plus d'une centaine d’Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP) ont été

découverts dans la nature, seulement 16 ont été sélectionnés comme polluants prioritaires

(Wise et al, 1993 ; Lacheheb, 2002). A noter que les hydrocarbures à 3 noyaux sont la cause

essentielle de l'impact écotoxicologique des pollutions pétrolières sur les écosystèmes

aquatiques (Marchand, 1999).


9

Qu’elle que soit l’origine des hydrocarbures, ils pressentent un danger sérieux dans la

pollution de la mer et la survit des organismes marins (Lacaze, 1993).

Un grand nombre de spécialistes estiment la pollution par les hydrocarbures en

Méditerranée à environ 500.000 tonnes par an, ce qui représente pour cette mer presque

fermée, un minimum de 18% de la pollution mondiale par les hydrocarbures (Chebli, 1980).

La pollution par les hydrocarbures est généralement visible; accidentelle et massive;

elle ne nécessite pas de moyens analytiques, l'observation aérienne suffit seulement pour

identifier la nature du déversement.

La majorité des pétroliers pénètrent en mer de manière relativement discrète, la

pollution qui en résulte nous offre une image repoussante par les aspects de pellicules

d’hydrocarbures flottant sur l’eau, résidus goudronneux et la présence d’animaux morts

(Marchand, 2001 ; Bouras et al, 2007b).

Le rejet de ces substances dans la mer s’accompagne d’une réduction du taux

d’oxygène de l’eau et une diminution de la viscosité (Kvestak et al, 1994 ; Perez et al, 2001).

Notons également que les composés organochlorés contaminant la biomasse marine

même dans les zones les plus reculées. La flore et la faune marine les plus contaminées se

rencontrent dans les zones littorales des pays les plus industrialisés (Rouane, 2007).

Les hydrocarbures que l'on retrouve dans les pétroles bruts (la base de notre

consommation énergétique est estimée à environ 86 millions de tonnes/an) et les produits

raffinés sont utilisés comme carburants (essences, kérosènes, fuels domestiques, fuels lourds,

etc.) et produits de base de la synthèse organique industrielle. Les hydrocarbures aromatiques

polycycliques (HAP), qui résultent de la combustion incomplète des produits pétroliers, sont

les plus préoccupants pour les milieux aquatiques. (IFREMER, 2006).

Figure 4 : Pollution par les hydrocarbures dans le port d’Arzew (Hebbar, 2005).


10

La pollution par les hydrocarbures (H.A.P) constitue l'essentiel des pollutions

pélagiques qui fait suite aux rejets d'hydrocarbures effectués par les navires, traduite par des

plages souillées, des Oiseaux englués et des Mollusques bivalves immangeables. Les

hydrocarbures fluides qui s'étalent facilement, peuvent être dispersés entièrement au bout de

quelques jours. A l'opposé, les hydrocarbures visqueux forment des nappes épaisses et

peuvent persister pendant des jours (Ansell et al. 2001).

1.4.2.2. Pollution par les organochlorés

Les organochlorés sont des substances chimiques utilisées aussi bien en agriculture

qu'en industrie pour la lutte contre les ravageurs des récoltes et certaines maladies de

l'homme et du bétail, parmi lesquels, on peut citer :

Les insecticides qui sont utilisés pour détruire les insectes vecteurs de maladies et

limiter les dégâts et par fois sont utilisés pour pêcher les poissons tels que la roténone

(d'origine végétale) utilisée pour la pêche du poisson. En effet, cette substance chimique agit

sur le système respiratoire des poissons, en les paralysant et en les obligeant à remonter en

surface.

La consommation du poisson pêché de cette manière ne représente aucun danger pour

l'homme, du fait que la roténone n'est active que par voie sanguine (Hebbar, 2005).

La présence des pesticides dans le milieu marin a des effets sur les organismes

aquatiques

• Les effets létaux traduits par de graves troubles physiologiques ou par la mort;

• Les effets sublétaux manifestés par des perturbations du métabolisme des organismes

marins.

Pour l'homme, il existe un risque d'une toxicité aiguë suite à l'ingestion de grandes

quantités des résidus de pesticides et d'une toxicité chronique dans le cas de faibles

concentrations. Cette toxicité se traduit par des manifestations hépatiques, des manifestations

endocriniennes (stérilité), une embryo-toxicité, et des effets cancérigènes (Hebbar, 2005).

1.4.2 .3. Pollution par les métaux lourds

Les oligo-éléments sont toujours présents dans l'eau à une quantité très faible. Leur

présence est indispensable au développement des êtres vivants, leur absence entraîne des

carences. A plus forte concentration, ils deviennent toxiques. Ces éléments sont soumis à des

normes en eau potable, en rejets industriels, pour les boues d'épuration valorisables en


11

agriculture (Gaujous, 1995).

Dés leur arrivée dans l'eau de mer, les métaux traversent les masses d'eau et vont être

capturés et accumulés par les espèces marines selon différentes voies (respiratoires par

exemple). Ce transfert est assuré par l'action métabolique des microorganismes (Benguedda et

Rahal, 1993).

1.4.3. La pollution biologique :

Cette pollution peut résulter du rejet dans les eaux continentales ou littorales d’une

grande variété de substances organiques fermentescible d’origines diverses (effluents urbains,

matières fécales, industries, élevages,…) et se traduit par une forte contamination

bactériologique. Elle soulève, dans bien des cas, de redoutables problèmes d’hygiène

publique : qualité des eaux potables, salubrité des plages, qui ne sont pas limitées aux seuls

pays du tiers monde. Cette extension incessante de la pollution microbiologie des eaux

continentales et littorales a pour conséquence une recrudescence d’affections pathogènes

(colibacilles, hépatites, virus entériques…) (Vincent, 2006).

1.4.3.1. Pollution organique

Il peut s'agir d'une pollution par les microorganismes provenant des égouts ou par

l'introduction d'une espèce marine dans une zone où elle est normalement absente par

exemple la caulerpe : Caulerpa taxifolia.

Les maladies transmises par les fruits de mer sont provoquées par des bactéries, des

virus, des champignons et des parasites. Les vecteurs les plus communs de ces maladies par

ordre d'importance décroissant sont les Poissons, les Mollusques, les Crustacés et les

Mammifères marins. A savoir que Eschérichia coli est utilisée comme bioindicateur de

pollution sans oublier Salmonella et Staphylococcus qui sont nocives pour l'homme (Hebbar,

2005).

1.4.3.2. Pollution par les contaminants bactériens

Dans le milieu marin, les bactéries servent de nourriture à de nombreux organismes

marins, favorisent la fixation d'algues ou de larves sur certains substrats et permettent

également la dégradation de certains

polluants. Ces contaminants bactériens peuvent être véhiculés à l'homme par les produits de la

pêche notamment les Mollusques bivalves (Bouchriti, 2003).


12

Les polluants biologiques sont les matières organiques mortes et les microorganismes

pathogènes. Cette pollution est due aux bactéries, champignons et virus (pollution

microbienne). Les eaux d’égouts contiennent une multitude d’organismes vivants apportés par

les excréments d’origine humaine ou animale. On note dans cette pollution la présence de

nombreuses bactéries : Staphylococcus, Streptococcus, Eschrechia coli,…etc. La principale

source de cette pollution se trouve être les eaux usées d’origine urbaine riche en matière

fécale (Kherraz, 2003 ; Kallouche, 2006).

La contamination biologique par les microorganismes peut causer de graves maladies :

typhoïde, choléra, poliomyélite, amibiase et certaines hépatites et de nombreuses parasitoses

endémiques, le paludisme, l'onchocercose, la bilharziose, la fièvre jaune qui ont des ravages

dans les milieux tropicaux humides car les Insectes vecteurs prolifèrent dans les biotopes

privilégiés qui sont les rivières, les marées et les marigots (Bouziani, 2000).

Tableau 1 : Types et nombres de microorganismes présents dans les eaux usées

domestiques non traitées (d'après Godfree, 1997).

Microorganismes Concentration

(nombre/ml)

Coliformes totaux 10 5 – 10 6

Coliformes fécaux 10 4 – 10 5

Streptocoques fécaux 10 3 – 10 4

Salmonelles 10 0 – 10 2

Entérovirus 10 1 – 10 2

1.4.3.3. Pollution par des espèces marines étrangères au milieu

La pollution peut être engendrée par l'introduction d'une espèce marine dans une zone

où elle est normalement absente (espèce invasive) et dans laquelle elle a un impact non

négligeable par exemple Caulerpa taxifolia.

En mai 1988, il y a eu un développement anarchique de l'algue Chrysochromulina

polypepsi le long des côtes scandinaves, les poissons et les élevages de saumons étaient


13

asphyxiés, car les algues empêchaient tout l'oxygène de rentrer dans l'eau de mer. Les huîtres

comme tous les Mollusques bivalves jouent un rôle important dans la filtration de l'eau mais

la présence excessive d'algues rend leur tâche plus difficile et beaucoup plus lente. De plus,

quand les algues sont trop abondantes, les huîtres meurent et se décomposent, favorisant la

croissance des bactéries en libérant de l'oxygène (Bouchriti, 2003).

1.5. Phénomènes naturels

Certains auteurs considèrent que divers phénomènes naturels sont aussi à l’origine de

pollution (irruption volcanique, épanchement sous-marin d’hydrocarbures, le contact avec des

filons géologique (métaux, arsenic), une source thermominérale…) (Bremont et Perrodon,

2005).

II. Le milieu marin méditerranéen

1. Ecosystème marin

Le milieu marin pris au sens large est une mosaïque de biocénoses, c'est à dire de

communautés vivantes (ou biotiques) intégrées à leur environnement.

1.1. Biocénose

Ensemble des organismes végétaux et animaux qui évoluent en harmonie dans le

même milieu. (Boutiba, 2004).

1.2. Biotope

Habitat ou milieu ou évolue un ensemble d’organismes structurés en communauté.

(Boutiba, 2004).

L'homme a été conduit à étudier «les conditions d'existence des êtres vivants et les

interactions de toutes natures qui existent entre ces êtres vivants et le milieu» ; c'est là, la

définition de l'écologie selon Dajoz (Nardo Vicente, 2001).

1.3. Environnement

Ensemble des conditions naturelles qui interagissent sur les organismes vivants.

(Boutiba, 2004).

Le milieu marin peut être considéré comme un ensemble d'écosystèmes fonctionnels

ou alors comme un écosystème unique. La source de l'énergie nécessaire au

fonctionnement de l'écosystème (biocénoses+biotopes) est le soleil. (Nardo Vicente, 2001).

L'Homme a compris progressivement que les modifications des conditions climatiques,


14

les variations brutales de certains facteurs physiques, chimiques ou biotiques consécutifs à

des aménagements abusifs, à des activités polluantes, sont préjudiciables au bon

fonctionnement de l'écosystème marin (Nardo Vicente, 2001).

2. Chaînes et réseaux alimentaires

Ensemble de végétaux, animaux et matières organiques figurées et dissoutes, liés entre

eux par des processus alimentaires dans un écosystème. (Boutiba, 2004).

Les organismes sont liés entre eux, dépendent les uns des autres pour leur nourriture.

Ils constituent des chaînes alimentaires ou trophiques souvent très ramifiées formant de

véritables réseaux.

La destruction partielle ou totale, consécutive à la pollution, d'un maillon de ces

ensembles entraîne-t-elle des perturbations de l’écosystème (Nardo Vicente, 2001).

Figure 5: La chaîne trophique (Coulet, 2005)

Il existe un flux d'éléments chimiques et d'énergie qu'on peut essayer de

représenter schématiquement en essayant de rendre compte des relations entre êtres

vivant, substrats et leur environnement.

L'écosystème est une unité naturelle et fonctionnelle formée des organismes

(biocénose) et des facteurs de l’environnement (biotope) d’une aire spécifique. (Boutiba,

2004). C’est un système thermodynamique ouvert, puisqu'en effet il y a des fuites de

matière donc d'énergie, suite à la sédimentation et au recyclage biogéologique de la

matière, mais aussi suite à des prélèvements humains (pêche et aquaculture). Les


15

polluants chimiques traversent l'écosystème et sont transférés d'un niveau trophique au

niveau suivant et font peser une menace sur l'écosystème et à terme sur l'Homme.

(Nardo Vicente, 2001).

3. Conséquences de la pollution du milieu marin

L'impact de la pollution dépend de l'état de santé de la personne, de la concentration

des polluants, de la durée d'exposition, et de l'importance des efforts physiques réalisés. Ces

quatre facteurs sont très importants dans l'évaluation précise de risques sanitaires liés à la

pollution chez un individu. (Khelil, 2007).

Le risque d'affection microbienne ou virale est réel. Citons par exemple, l'hépatite

virale, les dermatoses «balnéaires » et les affections Oto- Rhino- Laryngologiques (Misch,

1993).

Il est à noter que les niveaux de pollution marine augmentent de jour en jour dans les

zones côtières ; ceci a eu pour effet direct une baisse de ressources halieutiques et une

augmentation inquiétante du nombre de plages interdites à la baignade (M.A.T.E, 2002).

Les conséquences de la pollution peuvent être classées en cinq catégories principales :

3.1. Conséquences sanitaires

Ces états sanitaires ont trait à la santé d'une population humaine. Elles peuvent être

liées à l'ingestion d'eau, de poissons ou à un simple contact avec le milieu aquatique. Elles

peuvent aussi intervenir à travers des phénomènes complexes (intoxication au mercure, à

MINAMATA au Japon) (Gaujous, 1995).

Les personnes qui se baignent dans les eaux polluées par les déversements d'égouts

sont souvent atteintes de troubles gastro-intestinaux (diarrhées), d'otites, d'infections des yeux

et de la peau et de troubles respiratoires. (Bourahla et Diffalah, 2007).

• Les fruits de mer notamment les mollusques filtreurs (moules et les huîtres) sont de

plus en plus dangereux pour la consommation humaine et ont un goût de moins en moins

désagréable. (Bourahla et Diffalah, 2007).

• Les fruits de mer contaminés par le mercure ont été cause de plus de 2000 cas

d'intoxication et de la mort de 53 personnes au japon (Minamata). (Bourahla et Diffalah,

2007).

Les épidémies de choléra et d'hépatite virale fréquentes parmi les populations vivant


16

sur les côtes et font à chaque fois de nombreux morts (dues à la consommation de mollusques

crus contaminés par des virus) (Hebbar, 2005).

3.2. Conséquences écologiques

Ce sont des conséquences qui ont trait à la dégradation du milieu biologique. Elles se

mesurent par comparaison de l'état initial du milieu avec son état pollué. Elles sont à

considérer au travers de la réduction des potentialités d'exploitation du milieu (pêche,

aquaculture, tourisme ... etc.) à court et à long terme (Gaujous, 1995).

3.3. Conséquences esthétiques

Elles perturbent l'image d'un milieu ; par exemple des bouteilles plastiques, du

goudron ou hydrocarbures rejetés sur une plage (Gaujous, 1995).

3.4. Conséquences économiques

Les pertes des revenus du tourisme, tant national qu'étranger, dues à la pollution des

eaux littorales et à la dégradation des aménités côtières sont importantes et potentiellement

catastrophiques pour certaines économies locales, nationales et régionales.

Outre leur incidence sur la santé humaine, les épidémies dues à la pollution des eaux

littorales et des produits marins représentent un grave revers pour les économies des régions

touchées par exemple l'épidémie du choléra en Italie en 1973. (Hebbar, 2005).

Les pertes économiques pour les pêcheries commerciales de certaines régions où la

pêche et la culture marines ont dues être limitées ou abandonnées pour des raisons de santé

publique ou encore les stocks de poissons se sont réduites par suite de la destruction des

habitats ou des frayères. (Hebbar, 2005).

La baisse de la qualité et la réduction des quantités des produits halieutiques des pays

en développement (Hebbar, 2005).

4. Bactériologie marine

Les bactéries sont souvent considérées comme des agents nuisibles car on connaît,

uniquement les bactéries pathogènes pour l’homme. Mais bien au contraire, il existe des

bactéries qui jouent un rôle essentiel dans le fonctionnement des cycles de la matière, car elles

assurent à elles seules le recyclage de la grande partie de la matière organique (Lebaron et

Nicolas, 2002).

Elles étaient ignorées car il n'y avait pas des méthodes fiables de quantification, mais,


17

les développements technologiques réalisés dans les années 1970 – 1980 ont permis de mieux

les détecter. Ces bactéries de l’écosystème marin, se multiplient par fois très vite et leur

production (nombre de bactéries produites par unité de temps et de volume) peut représenter

jusqu’à 50% de la production primaire (nombre d’organisme photosynthétiques produits).

(Terbeche, 2006)

La quasi-constance du nombre des bactéries dans toutes les mers du monde s’explique

par le fait que les bactéries sont rapidement consommées par des organismes brouteurs (les

nanoflagellés et petits ciliés) (Lebaron et Nicolas, 2002).

4.1. Origine de la pollution microbienne

Ce sont des bactéries (Salmonella, Staphylocoques, vibrions dont celui du choléra),

virus (virus de l’hépatite, entérovirus), champignons (Candida, Torula), Protozoaires, oeufs

de parasites (Ascaris, Ténia) qui sont à l’origine de la contamination microbienne. Les

bactéries sont des hôtes de l'Homme et d'autres mammifères (leptospires de l'urine des rats).

(Bonnefont et al, 1990).

Ils accompagnent des microorganismes plus communs, non pathogènes, qui sont de

bons indicateurs de la pollution fécale (Coliformes fécaux, Streptocoques fécaux). La durée

de survie de ces germes est variable en eau de mer, de quelques heures à plusieurs mois; elle

est prolongée dans les eaux riches en matière organique et en particules minérales fines

(argiles), et à température élevée (rejets thermiques des centrales nucléaires). Des souches

résistantes peuvent survivre dans les sédiments fins riches en matière organique (vases

d'estuaire...) (Bonnefont et al, 1990).

La contamination a lieu par contact direct avec des eaux polluées (baignades) et par

consommation de produits de la mer infectés. Le contact avec l'eau polluée produit des

affections cutanéo-muqueuses diverses (rhino-pharyngites, oculaires, otites, dermatoses...)

(Pillet et al, 1987).

Les Invertébrés marins, comme les Mollusques et les Echinodermes (oursins), qui

filtrent une grande quantité d'eau polluée, retiennent et concentrent en particulier les bactéries

et les virus d'un facteur de 10 à 100. Les moules et les huîtres peuvent être infectées par des

Salmonelles (typhoïde), le virus de l'hépatite infectieuse, de l'herpès, le vibrion du choléra

(Ait Tayeb, 2001).

Les sources de pollution bactérienne sont nombreuses, et les germes proviennent

généralement de :


18

• Rejets urbains : ces germes sont issus de l'épuration domestique et industrielle ;

lorsque certaines stations négligent de les traiter ; lorsqu'il n'y a pas d'assainissement, que les

réseaux sont défaillants, ou lorsque la capacité d'assainissement est dépassée, en période

estivale notamment par exemple, la capacité totale des installations d'épuration déjà réalisées

en Algérie représente environ 18.3% du besoin national (Bentir, 1996) ;

• Effluents agricoles : les bactéries présentes dans les excréments animaux survivent

dans les lisiers et, après épandage, l'action conjuguée du ruissellement et de l'érosion leur fait

tout naturellement suivre le même chemin que l'azote excédentaire en direction des cours

d'eaux. (Kherraz, 2004)

4.2. Principaux germes incriminés dans la pollution du milieu marin

Parmi les principaux germes incriminés dans la pollution du milieu marin, il existe des

bactéries natives ou indigènes et celles apportées par la pollution.

4.2.1. Entérobactéries en milieu marin

Les Entérobactéries sont naturellement présentes dans notre organisme. Rejetées dans

les eaux usées, elles arrivent jusqu’à la mer par les déversoirs d’eaux usées ou les rejets

d’égouts.

Parmi les Entérobactéries, sont regroupées deux divisions (Dellarras, 2003) :

Les Gracilicutes (bactéries gram-), classe des Proteobacteriae, famille des

Enterobacteriaceae : 33 genres concernés, dont : Escherichia, Klebsiellea, Protea, Yersinia,

Erwinia, Shigella, Citrobacter, Enterobacter, Salmonella, Moellerella... La famille des

Pseudomonadaceae est également présente, comprenant le genre Pseudomonas, ou encore la

famille des Vibrionaceae, comprenant le genre Vibrio.

Les Firmicutes (bactéries gram+), sous-domaine des Firmicutes à % G+C faible, classe des

Clostridiae, familles des Clostridiaceae, regroupant le genre Clostridium, et famille des

Streptococcaeceae, regroupant les genres Streptococcus, Enterococcus, Lactococcus,

Pediococcus ...

Lorsqu’elles sont rejetées dans le milieu marin, ces bactéries vont subir un stress

important, leur survie dépendant alors de leur adaptation aux contraintes abiotiques et

biotiques de ce nouveau milieu. (Dellarras, 2003)

Dans de nombreuses études, il a été prouvé que la capacité des Entérobactéries à

survivre en milieu marin dépendait aussi de leur cheminement précédant : en effet, qu’elles


19

proviennent d’une canalisation d’eau usée ou de déchets d’un bateau, par exemple, leurs

capacités de survie ne seront pas les mêmes (Rozen & Belkin, 2001).

Cette variation de résistance est due à l’existence ou non d’une période de pré-

adaptation dans un milieu intermédiaire. Il est possible d’adapter une Entérobactérie en la

cultivant d’abord en milieu riche salé, augmentant sa viabilité lorsqu’elle est repiquée en eau

de mer. Cependant, le traitement varie en efficacité selon les bactéries : Shigella dysenteriae,

par exemple, y est sensible, tandis que cette méthode n’aura aucun effet sur Staphylococcus

aureus (Rozen & Belkin, 2001).

a) Escherichia

Il existe plusieurs espèces d'Escherichia, la plus importante est Escherichia coli. C'est

un hôte normal de l'intestin de l'homme et des animaux qui est très abondant dans les matières

fécales (Guiraud, 1998). Chez l'homme, il existe 4 types d'E-coli qui sont à l'origine de

maladies gastrointestinales (Mehlman, 1984) :

•E-coli enteropathogène (EPEC) est associé à des diarrhées infantiles,

• E-coli enterotoxinogène (ECET) cause une maladie gastro-intestinale chez les adultes ainsi

que chez les enfants et produit des toxines thermostables et thermolabiles,

• E-coli enteroinvasive (EIEC) cause des diarrhées similaires à celles causées par shigella,

• E-coli verotoxinogène (ETEC) est toxique pour les cultures cellulaires.

b) Citrobacter

Citrobacter est une Entérobactérie que l'on retrouve dans l'environnement naturel (sol,

eau), ainsi que dans les intestins des êtres humains et des animaux. Il s'agit d'un contaminant

très courant, qui n'est qu'exceptionnellement enterotoxique (gastro-entérites infantiles,

crampes abdominales, vomissements). C. freundii, C. diversus et C. amalonactius sont trois

espèces considérées comme des agents pathogènes opportunistes que l'on rencontre à

l'occasion dans les infections urinaires et la septicémie (Guiraud, 1998).

c) Yersinia

Le genre Yersinia est constitué d'un groupe de bacilles à gram négatif, anaérobies

facultatifs et qui partage un certain nombre de caractères morphologiques, biochimiques et

sérologiques avec les autres genres de la famille des Enterobacteriaceae (Karib et al., 1994).

Y. enterocolitica et les espèces apparentées sont des micro-organismes psychrophiles


20

et ont été isolés à partir des Mollusques (moules, huîtres), de Poissons, de Crustacés et d'eau.

Les sérotypes à partir des échantillons de l'environnement sont généralement dénués de toute

pathogénicité.

Ils provoquent une maladie appelée la Yersiniose. Les symptômes sont souvent

accompagnés par une fièvre, des maux de tête et de diarrhées (Pedro et Boris, 1989).

d) Proteus – Providencia

Les Proteus sont des bactéries saprophytes très répandues dans le sol et dans les eaux ;

elles ne sont pas très fréquentes dans l'intestin de l’homme. Les Proteus et Providencia ne

sont pas également entero-pathogènes : cependant certaines souches possèdent des toxines

(Proteus mirabilis : une hémolyse et une neurotoxine ; Proteus morganii : une hémolyse) et

sont responsables de troubles gastro-intestinaux (diarrhées, nausées, vomissements, crampes

abdominales, etc...). Ces cas (rares) sont dus à Proteus vulgaris, P.mirabilis, P.morganii,

Providencia alcalifaciens et P.stuartii, à partir de produits animaux ayant subi une

contamination fécale (Rodier, 1996).

e) Schigella

Schigella est une bactérie en forme de bâtonnet qui ne constitue pas de spores. Elle est

aéro-anaéorbie facultative. C’est l’agent causal d’une infection alimentaire appelée

« shigellose » ou dysenterie bacillaire. Elles sont transmises par l'eau et par les aliments crus

de pH neutre. La forme la plus grave est la dysenterie bacillaire due à Schigella dysenterie 1.

Cette souche a des propriétés invasives et libère une enterotoxine protéique cytotoxique,

appelée toxine « shiga », qui est active sur l'épithélium intestinal, ce qui provoque une

diarrhée sanguinolente (syndrome dysentériforme) avec des troubles associés (douleurs,

céphalées). Cette espèce possède aussi une endotoxine neurotoxique qui est libérée à la lyse

des bactéries. La dose infectante peut être faible (10 à 100 bactéries) et l'incubation est courte

de 6 heures à 2 jours (Guiraud, 1998).

f) Salmonella

Les espèces du genre Salmonella appartiennent à la tribu des Salmonellae et à la

famille des Enterobacteriaceae. Le genre Salmonella est l'un des plus importants de cette

famille. Ce genre comprend des bactéries asporulées, gram négatifs, aéroanaérobies

facultatives, généralement mobiles grâce à des cils péritriches et parfois immobiles (S.

pullorum, S. gallinarum) (Galaf et Ghannam, 2003).


21

Le genre Salmonella est subdivisé en 4 sous-genres :

• Sous genre I: Il est le plus important car il contient la majorité des espèces pathogènes pour

l'homme et l'animal.

• Sous genre II : Il contient des sérotypes communément trouvés chez les Reptiles et rarement

chez l'homme.

• Sous genre III : Il contient le groupe Arizona.

• Sous genre IV : II contient les sérotypes rares de Salmonella.

La présence des Salmonelles dans l’eau et dans les fruits de mer indique une

contamination fécale directe ou indirecte à partir des déchets de l’homme et des animaux.

C’est la raison pour laquelle, dans beaucoup de réglementations, on exige la recherche de

Salmonella pour évaluer et déterminer la salubrité des Mollusques destinés à la consommation

humaine.

La principale source de Salmonelles est constituée par les malades qui libèrent jusqu’à

un milliard de salmonelles par gramme de matière fécale et les porteurs apparemment sains,

ne présentant pas de symptômes cliniques mais continuent à excréter des Salmonelles pendant

des mois, voir des années (Brisou, 1968).

g) Aeromonas

Les espèces d'Aeromonas font partie de la flore aquatique naturelle et sont présentes

dans toutes les eaux de surface, douces ou marines, et leur nombre augmente pendant les mois

les plus chauds de l'année. En clinique, les isolements de ces microbes révèlent la même

distribution saisonnière. Ils peuvent se trouver en quantité importante dans les habitats pollués

ou non et leur densité varie de < 1 à 1000 cellules par ml. Les eaux usées en contiennent aussi

parfois en forte concentration (106-108 cellules par ml). Il est établi que Aeromonas joue un

rôle dans plusieurs maladies humaines, dont la gastroentérite. Des cas d'infection, des plaies

ont été décrites chez des sujets en bonne santé après fréquentation d'eaux de baignade, ainsi

que des cas de pneumonie après ingestion d'eau contaminée (OMS, 2004).

h) Vibrio

Le genre Vibrio regroupe des espèces saprophytes des eaux et quelques espèces très

pathogènes transmises par l'eau ou les produits en contact avec l'eau. Les espèces saprophytes

ou parasites des poissons sont souvent appelées globalement « vibrions des eaux ». Les

espèces pathogènes pour l'homme sont essentiellement Vibrio cholerea, Vibrio


22

parahaemolyticus et Vibrio vulnificus (Farmer et al, 1987).

•Vibrio cholerea : C’est l’espèce la plus connue du genre Vibrio. Elle ne se trouve pas à l’état

naturel dans l’eau propre, mais est introduite par les eaux usées non traitées.

Une classification basée sur les antigènes somatiques O de nature glucido-lipido-protéique

spécifiques à V. cholerae a permis de distinguer V.cholerae O1 et V.cholerae non O1. Alors

que les facteurs antigéniques H, de nature protéique, sont communs à tous les vibrions (Pilet

et al, 1979).

- V.cholerae O1 responsables de Choléra, ils sont très abondants dans le milieu aquatique

naturel et ils sont également responsables de gastro-entérites humaines dues aux sérotypes

non O1. Il existe 2 sous type de V. cholerae O1 connus sous les noms de Ogawa et Inaba.

- V.cholerae non O1 responsables de gastro-entérites et ils sont également des bactéries

autochtones des milieux aquatiques. Ils sont appelés Vibrio non agglutinants NAG ou Vibrio

non cholérigènes (VNC).

Ces germes contaminent l'eau, les coquillages et les poissons ou les divers autres

produits consommés crus. Ils sont robustes et peuvent survivre longtemps dans la nature. Le

cholera est une toxi-infection intestinale se manifestant par des douleurs abdominales, des

vomissements et surtout par une intense diarrhée (aqueuse et « riziforme ») débouchant sur

une déshydratation sévère. La dose infectante est de 105 à 10 bactéries (Guiraud, 1998).

•Vibrio parahaemolyticus : C'est une bactérie native du milieu main. Il a été identifié pour la

première fois comme un entéro-pathogène humain en 1951 au Japon par Fujino et al, chez des

victimes d'une toxi-infection alimentaire consécutive à l'ingestion de sardine de type « Shirasu

» contaminée par ce germe (Watkins et Cabelli, 1985). V.parahaemolyticus contamine

habituellement les Poissons, les Crustacés et les Mollusques dans leur environnement. Il est

habituellement isolé des produits de la pêche.

• Vibrio vulnificus : C'est un Vibrio halophile qui ressemble à V. parahaemolyticus mais qui

ne fermente pas le lactose. Cette bactérie a été isolée à partir des cultures de sang de malades

souffrant d'une immunodépression ou atteints de maladies hépatiques. Cette espèce se trouve

dans le milieu marin, sa présence dans l'eau et les fruits de mer est liée à la température. Elle

est normalement isolée pendant l'été et à partir des zones à faible salinité.

Les infections à V. vulnificus peuvent causer la fièvre, la nausée et crampe abdominale 24 à

48 heures après ingestion (Halow et al, 1996).


23

i) Streptococcus

Ils sont définis comme étant des cocci sphériques légèrement ovales, gram positifs. Ils

se disposent le plus souvent en diplocoques ou en chaînettes, se développent le mieux à 37°C

et ils possèdent le caractère homoférmentaire avec production de l’acide lactique sans gaz

(Manuel de Bergey, 1984).

Sous la dénomination générale de « streptocoques fécaux », il faut entendre l'ensemble

des streptocoques possédant la substance antigénique caractéristique du groupe D de

Lancefield, c'est-à-dire : Streptococcus faecalis, Streptococcus faecium, Streptococcus

durans, Streptococcus bovis, Streptococcus equinus (Champlat et Larpent, 1994).

Ces streptocoques du groupe D sont généralement pris globalement en compte comme

des témoins de contamination fécale, car tous ont un habitat fécal. Ce sont donc des germes

test de contamination fécale, mais ils ne sont qu'exceptionnellement pathogènes : ce sont des

pathogènes opportunistes avec une dose infectante forte de 108 à 1010 (Guiraud, 1998).

j) Staphylococcus

Ces bactéries appartiennent à la famille de Micrococcaceae. (Manuel de Bergey,

1984). Ce sont des cocci à grams positifs arrangés en paires, en tétrades ou en grappes. Ils

sont immobiles, aérobies ou anaérobies facultatifs, asporulés (OMS, 1995).

Ils sont très répandus dans la nature et présentent des capacités importantes de

développement et de résistance : ils sont souvent thermorésistants, halophiles, parfois

psychrophiles, peu exigeants du point de vue nutritif. L'intoxication est caractérisée par une

période d'incubation de courte durée (1 à 6 heures) puis par des symptômes variés : nausées,

vomissements, douleurs abdominales, diarrhées, céphalées, chute de tension artérielle,

quelques fois fièvre. Le nombre de germes nécessaire pour qu'il y ait danger d'intoxication est

de l'ordre de 105 à 106 germes/g. La quantité de toxine dangereuse pour l'homme variant de

0,1 à l0µg/kg (Guiraud, 1998).

Les produits de la mer comestibles peuvent être contaminés par les staphylocoques,

soit par l’intermédiaire de manipulateurs infectés soit par l’environnement. Fréquemment, la

contamination est due à un individu atteint d’une infection aux mains, d’un rhume ou d’un

mal de gorge (FAO, 1996).

L'espèce S. aureus revêt plus d'intérêt quant à la pollution des eaux littorales et des

fruits de mer. Deux autres espèces (S. epidermidis et S. saprophyticus) sont assez


24

fréquemment rencontrées dans l'eau, mais leur pouvoir pathogène est moins important.

(Seddik, 2008)

S. aureus donne des colonies noires dans le milieu Chapman. C’est un germe

mésophile avec une température de croissance minimum de 10°C, mais des températures plus

élevées sont nécessaires à la production des toxines. Elle possède l’aptitude d’élaborer des

entérotoxines (six types distincts : A, B, C1, C2, D, E) qui provoquent des intoxications

alimentaires causant des vomissements, des nausées et des diarrhées (FAO, 1996). Les

symptômes ne durent généralement pas plus de 24 heures, mais dans les cas graves, la

déshydratation peut conduire au choc ou collapsus. (FAO, 1996).

k) Clostridium

Le genre Clostridium représente un intérêt particulier dans la pollution de l’eau et des

fruits de mer. Il est capable de sporuler, souvent très toxinogène et très résistant. Les espèces

les plus importantes dans ce genre sont : C. botulinum et C. perfringens.

Les Clostridiums sulfito-réducteurs sont souvent considérés comme des témoins de

pollution fécale. La forme spore, beaucoup plus résistante que les formes végétatives des

coliformes fécaux et des streptocoques fécaux, permettrait ainsi de déceler une pollution

fécale ancienne. Sans débattre de l'intérêt réel d'une telle indication concernant la date de la

pollution, il faut cependant considérer que si les Clostridiums sulfito-réducteurs peuvent

certes être des germes fécaux, ce sont également des germes telluriques et que de ce fait,

aucune spécificité d'origine fécale ne peut être attribuée à leur mise en évidence (Sahnouni,

2003).

Dans telle optique d'interprétation, il y a intérêt à ne rechercher que les espèces les

plus susceptibles d'être d'origine fécale : c'est le cas en particulier de Clostridium botulinum

responsable de graves intoxications souvent mortelles (Rodier, 1996). Clostridium

perfringens qui est plus résistant que les autres indicateurs, mais il est difficile de le détecter

dans l'eau de mer. Il peut contaminer les coquillages stockés dans de mauvaises conditions

(Tengueu, 1996).

l) Pseudomonas

Ces germes appartiennent à la famille des Pseudomonaceae. Ce sont des bacilles gram

négatifs, aérobies, asporulées, très mobiles par un ou plusieurs flagelles polaires. Il s'agit de

bactéries pathogènes ou d'altération, parfois même redoutables et mortelles (Brisou et Denis,

1978).


25

Pseudomonas aeruginosa est une espèce principale qui revêt d'une importance dans la

pollution microbienne du milieu marin. Elle est occasionnellement éliminée par les intestins et

les urines. Sa présence dans l'eau est associée aux activités humaines, et on le trouve dans

environ 10% des matières fécales normales et fréquemment dans les eaux usées où ses

concentrations peuvent atteindre 106/100 ml. Elle provoque des infections des oreilles, des

yeux, des brûlures et des voies urinaires, ainsi que l'entérite (OMS, 1995).

4.3. Transfert des bactéries jusqu'au littoral

Les germes charriés par les cours d'eau, atteignent le littoral sous l'influence de

différents paramètres :

• Pluviométries : bien que des études aient montré que la quantité de micro-organisme

présents dans les eaux augmente avec le taux de précipitation, on n'a pu établir de loi simple

pour relier formellement ces deux paramètres (Bourabaine, 2001)

- Basses eaux : elles véhiculent des pollutions ponctuelles, qui se dégradent de manière

généralement rapide dans les retenues.

- Hautes eaux : c'est l'intervention du phénomène de lessivage des bassins versants qui se

matérialise par une pollution diffuse des cours d'eaux et du littoral.

• La distance de la source de contamination à l'estuaire.

• La configuration du cours d'eau, la présence de barrage ou de retenues : un barrage en

bon état peut jouer un rôle épurateur et diluer la contamination bactérienne.

• Les houles et les marées : elles influencent la contamination bactérienne en remettant

en suspension les germes contenus dans les sédiments des baies (Bourabaine, 2001)

4.4. Le pouvoir auto-épurateur de l'eau de mer

L'eau de mer riche en espèces animales et végétales transforme et élimine

naturellement (en totalité ou en partie) les polluants auxquels elle sert d'exutoire. Grâce aux

phénomènes de filtration et d'oxydation, combinés à l'action des organismes (bactéries,

insectes, plantes,...) vivant dans le milieu aquatique, la mer assure le maintien de la qualité de

son eau et préserve l'équilibre de son écosystème (Eau France, 2003).

Si le niveau de pollution n'atteint pas un seuil critique, l'eau est capable de s'auto-

épurer, c'est à dire d'éliminer progressivement les agents polluants. Quant aux germes

pathogènes, il est universellement admis qu'un très grand nombre meurt rapidement au


26

contact de l'eau de mer. (Coulet, 2005).

Le phénomène de l'autoépuration peut cependant être moins efficace lorsque le milieu

aquatique est victime d'une pollution excessive, ou lorsque la diversité du milieu est dégradée

(exemple : travaux de canalisation). Ces perturbations peuvent provoquer la disparition,

partielle ou totale, des organismes décomposeurs. Par ailleurs, l'épuration naturelle est

impossible en cas de présence de substances non dégradables (exemple : le sel, certains

plastiques, certaines molécules chimiques particulièrement stables,...) ou de substances

toxiques inhibant le phénomène d'épuration lui-même (Coulet, 2005).

Figure 6 : L'autoépuration de l'eau de mer (Coulet, 2005)

Les bactéries, champignons et virus, en arrivant sur le littoral, vont être plus ou moins

dilués selon les conditions hydrodynamiques rencontrées. Une partie importante de ces micro-

organismes est associée à des particules minérales ou organiques en suspension. Ils vont

sédimenter et se retrouver sur les fonds vaseux plus propices à leur survie. Ils pourront être

éventuellement remis en suspension lors des marées, des tempêtes ou des opérations de

dragage (ou de désenvasement des zones portuaires), et éventuellement contaminer les

coquillages à proximité. Les eaux marines constituent un milieu défavorable pour ces

bactéries, champignons et virus. Ils vont subir les conditions stressantes de cet environnement

: la salinité, la lumière solaire, l'effet de la prédation et de la température. Les bactéries vont,

de plus, être sensibles à la compétition avec les bactéries naturellement présentes dans ce

milieu et le manque de nutriment (IFREMER, 2003).

Les virus se comportent dans les eaux marines comme des particules inertes. Les


27

bactéries, quand à elles, peuvent avoir quelques activités métaboliques et tenter de s'adapter à

ces conditions défavorables. Toutefois, elles vont évoluer plus ou moins rapidement vers un

stade viable non cultivable, c'est à dire qu'elles ne seront plus détectées par les techniques

d'analyse de routine mais pourront éventuellement conserver une activité pathogène

(IFREMER, 2003).

Le devenir des micro-organismes d'origine fécale dans le milieu marin est

généralement évalué par le T90, soit le temps nécessaire pour que 90 % d'entre eux ne soient

plus détectés par une technique classique. Ce paramètre permet ainsi de comparer leur

décroissance dans des sites très différents. Il va varier, de façon sensible, selon l'espèce et

l'état du micro-organisme et selon les conditions environnementales rencontrées. La lumière

solaire est souvent un des facteurs ayant le plus d'impact sur cette décroissance (IFREMER,

2003).

Tableau 2: Estimations du T90 en milieu marin (IFREMER, 2003)

Température Bactéries Virus

6°C 2-5 jours 10-30 jours

20°C 5-35 heures 10-12 jours

4.5. Moyens de résistance et de survie des bactéries :

Les micro-organismes sont exposés à toutes sortes d'agressions inhérentes au

fonctionnement de la chaîne alimentaire et de l'auto-épuration. D'autres agressions

proviennent des écosystèmes extérieurs : inactivation bactérienne par les ultra-violets solaires,

toxicité exogène due à la pollution, facteurs limitants, etc... (Haslay et Leclerc, 1993).

Pour palier ces risques, ces microorganismes disposent de moyens de survie ou de

résistance. La survie implique un état de « dormance » métabolique, ou arrêt momentané des

activités de développement et de reproduction. La résistance s'effectue par des mécanismes

qui permettent la poursuite de l'activité métabolique du microorganisme (Haslay et Leclerc,

1993).

4.5.1. Sporulation et enkystement

La sporulation et l'enkystement se traduisent toujours par un très fort épaississement

de la paroi cellulaire, ou par une multiplication d'enveloppes successives concentriques. Le

résultat en est une résistance accrue aux agressions extérieures : température


28

(thermorésistance élevée des spores bactériennes), ultraviolets, toxiques (désinfectants utilisés

au cours du traitement de l'eau, en particulier) (Kherraz, 2004).

4.5.2. La fixation des bactéries

C'est un processus qui modifie profondément le métabolisme de la bactérie, par

rapport à l'état de plancton. La population bactérienne réellement libre dans les eaux, ne

représente qu'une partie extrêmement faible de la population totale : 0.02 à 0.04% (Leclerc et

al. 1977).

L’immense majorité des bactéries se trouve : soit sous forme d'agrégats sur des

particules en suspension inertes (minérales ou organiques), ou vivantes (algues) ; soit fixée

sur des supports immergés (plantes aquatiques, troncs et branches d'arbres, pierres, etc.), ou

sur le fond, en surface

du sédiment ou dans la profondeur de celui-ci (Haslay et Leclerc, 1993).

4.6. Distribution des micro-organismes dans les milieux aquatiques :

Pour un écosystème aquatique donné, la distribution des microorganismes varie selon

la profondeur mais, en règle générale, les plus grandes populations microbiennes sont

observées à l'interface air/eau et à l'interface eau /sol et, dans ce dernier cas, surtout dans la

boue et les limons (Regnault, 1990).

L'interface air/eau abrite principalement le plancton (organismes flotteurs au gré des

courants) ; il s'oppose à celui du necton (organismes nageurs). Les bactéries, les

Cyanobactéries, les Protozoaires, les algues, les organismes végétaux et les animaux de petite

taille forment le plancton. Ils vivent à la surface de l'eau, dans la zone euphotique, qui s'étend

sur 100m de profondeur (CNRS, 1984).

L'interface eau/sol formant le benthos est une zone peuplée de microorganismes,

particulièrement de bactéries, car les boues et les limons sont particulièrement riche en

matières organiques et en organismes animaux et végétaux morts (Regnault, 1990).

5. Impact de la pollution microbienne.

Il existe dans le milieu marin deux types de conséquences. Tout d'abord les

conséquences directes qui sont visibles à la surface de l'eau (les marées noires). Et les

conséquences indirectes lorsqu'on ingère des produits de la mer et lorsqu'on se baigne.

La pollution peut avoir des conséquences à long terme sur le milieu marin, cela


29

dépend de son origine. La pollution biologique est vite résorbée, quant à la pollution

chimique, elle ne peut disparaître sans l'intervention de l'homme (Moufok, 2005).

5.1. Contamination de l'eau.

La qualité de l'eau de baignade présente un facteur de santé mais est devenue

également un élément important de développement touristique. La finalité du contrôle est non

seulement d'intervenir immédiatement en cours de saison pour interdire en cas de pollution

mais d'en diagnostiquer les causes afin d'engager les actions d'assainissement ou de gestion

municipale préventive (IFREMER, 2004).

5.2. Contamination du sédiment.

Elle est fonction des conditions hydrodynamiques, et les dépôts de particules chargées

en bactéries pourront avoir lieu dans les zones peu profondes, abritées des courants et du

clapot, et lorsque les temps de résidence seront suffisamment longs, la flore contaminante va

subir des évolutions et des remaniements dus aux conditions d'environnement et aux

compétitions de flore (Sahnouni, 2003).

5.3. Contamination de la faune.

Les Invertébrés marins, comme les bivalves et les oursins, qui filtrent une grande

quantité d'eau polluée, retiennent et concentrent en particulier les bactéries et les virus d'un

facteur de 10 à 100 Les moules et les huîtres peuvent être infectées par des Salmonelles

(typhoïde), le virus de l'hépatite infectieuse, le Vibrion du choléra (Moufok, 2005).

Les essais sublétaux les plus récents mettent, en évidence des effets toxiques pour le

phytoplancton et le développement de certaines larves de Crustacés, à des concentrations

comprises entre 0,05 et 1,2 µg/l (Cossa et Lassus, 1989). Des synthèses récentes sur

l'écotoxicité des métaux en milieu marin ont permis de compléter cette approche (Amiard-

triquet, 1989).

Les hydrocarbures aromatiques (benzène, toluène...) sont des poisons violents pour

tous les organismes. Pour les Poissons, la dose toxique à 5 ppm pour le naphtalène et

l'anthracène. Les HAP comme le benzo-pyrène sont cancérigènes à très faible dose (Jacquet,

2000).

En outre, de nombreuses espèces, animales et végétales, en réponse au changement

climatique ont modifié leur territoire et leurs rythmes biologiques. En voici quelques

exemples :


30

En Algérie ; l'aigle royal est en voie de disparition ; le phoque moine a disparu sur les

côtes algériennes (Boutiba, 2004).

6. Risques liés à la contamination

6.1. Les risques liés à la baignade

L'établissement de la liaison entre baignade et impact sanitaire était une notion

intuitive qui n'a été démontrée que récemment. Pire encore, quelques études mal conduites

jusqu'en 1975 laissent croire que les risques liés à la baignade étaient nuls (Larbaigt, 1989).

La contamination a lieu par contact direct avec des eaux polluées (baignades) qui

produit des affections cutanéo-muqueuses diverses (rhino-pharyngites, oculaires, otites,

dermatoses,...)

Tableau 3:Qualité requise des eaux de baignade. Décret exécutif n° 93164

(Journal officiel n°46 du 14/07/1993 Algérie).

Paramètres Valeurs guides Valeurs impératives

Coliformes totaux /100ml 500 10.000 Coliformes fécaux /100m1 1000 20.000 Streptocoques fécaux /100ml 100 - Salmonelles - - Entérovirus PFU /100m1 - - Vibrion cholériques /450m1 - -

6.2. Les risques liés à la consommation de fruits de mer.

Les germes présents dans l'eau de mer s'accumulent dans les coquillages filtreurs ;

l'accumulation dépend de la nature des germes et de l'état physiologique des Mollusques

(Drouot et Klingler, 1986).

Selon Poggi (1991), les consommateurs de coquillages sont trois fois plus exposés que

les autres aux maladies entériques. La consommation de tels coquillages était à l'origine de

nombreux cas de gastro-entérites et hépatites comme l'ont montré les enquêtes

épidémiologiques (Moufok, 2005).

7. Situation du traitement des eaux usées en Algérie

Avant 1962, la majorité de la population algérienne se cantonnait dans les campagnes,

et vivait en parfaite harmonie avec l’environnement. Ces vingt dernières années, il y a eu un

bouleversement dans le mode de vie de cette population, ceci est dû à une importante invasion


31

et migration vers le littoral «où la densité est de plus de 500 habs / km2 sur cette frange

côtière (Taleb et Boutiba, 1996).

L'Algérie a connu, ces dernières décennies, un grand nombre d'exploitations

industrielles et qui sont à l'origine d'une pollution de différentes natures (eaux de teinte, eaux

de refroidissement des installations pétrochimiques, déchets solides, déchets d'ordre

chimique,...). Ces polluants sont drainés à la mer par les cours d'eau qui constituent des

collecteurs de matières polluantes comme certains métaux lourds (Cd, Pb, Zn, Hg, Cu,.. .}

(Bouderbala, 1997).

L'enquête initiée par le bureau « génie et environnement » sur la situation du

traitement des eaux usées en milieux urbains en Algérie a permis de recenser 46 stations de

traitement pour 51 000000 d’habitants, dont 14 sont fonctionnelles avec un taux de couverture

de 6,3% des besoins nationaux (Ghodbani, 2001).

La capacité totale des installations des stations d'épuration déjà à réalisées en Algérie

représente environ 18,3% du besoin national (Bentir, 1996).

Tableau 4 : Capacité des stations d'assainissement des eaux usées

urbaines en Algérie (Ghodbani, 2001).

Etat de la station nombre Capacité théorique / habitant Taux %

En activité 14 907500 6,35

A l'arrêt 32 1718333 12

En cours de mise en

service

18 2521500 18

En projet 11 1 9144277 63,7

Totale 175 142 91610 100

Tableau 5 : Capacité des stations de traitement des eaux usées

industrielles en Algérie (Ghodbani, 2001).

Etat de la station nombre Capacité théorique / habitant Taux %

En activité 42 57600 66,25

A l'arrêt 15 16040 18,75

En cours de mise en

service

09 4565 5,33

En projet 19 742 8,67

Totale 85 85625 100

CARACTERISTIQUE DE LA ZONE D’ETUDE

Caractéristiques de la zone d’étude

32

1. Présentation de la Méditerranée

La Méditerranée est située entre 30° et 44° Nord, exceptée la mer Adriatique qui

atteint 46° Nord. C’est une mer presque fermée qui communique avec l’océan atlantique par

le détroit de Gibraltar, large de 14Km et profonde de 286 m ; elle est en relation avec la Mer

noire par les Dardanelles et le Detroit du Bosphore (Borsali, 2007).

Traditionnellement, elle comporte deux régions ou Bassins, le bassin occidental et le

Bassin oriental.

Actuellement la Méditerranée est divisée en trois bassins.

• Le bassin Algéro- provençal et tyrrhénien, situé à l’Ouest.

• Le bassin Adriatico-Ionien, formé par la Mer adriatique et la Mer Ionien, situé au

Centre.

• Le bassin Egé-levantin constitué par la mer Egée et le bassin du levant à l’Est.

Chaque bassin est subdivisé en plusieurs régions ; chacune d’elles est caractérisée par son

propre climat, son hydrologie et par diverses autres influences qui s’y ajoutent (Terbeche,

2007).

Figure 7 : Présentation de la Méditerranée (Google Maps, 2008).

La Méditerranée est une mer qui appartient à la zone aride des océans, c'est-à-dire que

les précipitations et les apports de bassins versants ne suffisent pas à compenser les pertes


33

dues à l’évaporation. Des échanges avec la mer Noire et surtout avec l’Atlantique permettent

de combler ce déficit. L’étroitesse des passages reliant la Méditerranée et la mer Noire, ainsi

que leur faible profondeur, limitent considérablement les échanges. L’apport principal est dû à

l’Atlantique (Boutiba et al., 2003). Les échanges se font à l’aide d’un double courant :

• un courant sortant situé entre 150 et 300m de profondeur (Méditerranée Atlantique)

• un courant entrant qui se situe entre la surface et une profondeur de 150m.

2-Hydrodynamisme

La circulation générale de la mer méditerranée est soumise sous l’influence de

plusieurs courants, jets et méandres. Ainsi que des tourbillons qui sont des courants

circulaires fermés ou quasi fermé à de différents diamètres (Lascartos, 1998)

Les masses d’eau du bassin occidental sont bien spécifiques, 83% d’eau d’origine

Atlantique passe par le détroit de Gibraltar et 27% provient des apports des grands fleuves

(Borsali, 2007).

Les travaux de Millot (1985-1987) ont signalés l’existence de trois masses d’eau qui

se superposent :

2-1. Masses d’eau de surface

C’est une couche superficielle d’une épaisseur de 50 à 200m, dont l’origine est l’eau

atlantique pénètrent par le détroit de Gibraltar quittant les côtes espagnoles pour rejoindre les

côtes algériennes (Boutiba, 1992), où il prend le nom de « Courant algérien » (Millot, 1985),

et dont les propriété physique évoluent au fur et à mesure de son parcours cyclonique dans le

bassin, de 36.18 P.S.U à Gibraltar, la salinité est croissante pour atteindre 38.04 P.S.U à

Gibraltar, la salinité est croissante pour atteindre 38.04 p.s.u au large de Nice. La quantité de

ce flux est estimé à environ 1 S.V (s verdrup = 1 million de m3/seconde) (Borsali, 2007).

Ce courrant coule le long des côtes, mais dès 1-2 E°, son caractères instable se

manifeste en forment un puissant Gyre anticyclonique : des anticyclones jusqu’aux côtes

françaises et espagnoles où il prend la dénomination du courant liguro–provençal (Lascartos,

1998).

Ces masses d’eau provoquent des résurgences d’eaux côtières ou upwelling, qui

quittent la côte vers le bassin algérien qui devient alors réservoir d’eau atlantique et

reviennent parfois vers la côte pour interagir avec le courant (Taupier-Letage et Millot, 1988).


34

2-2- Masses d’eau Levantines Intermédiaire - L.I.W

C’est une couche intermédiaire relativement chaude, 14.22C° à son origine et de

salinité très élevée 38.74 p.s.u au détroit de Sicile. Elle s’écoule par ce dernier et remonte le

long des côtes de Sardaigne, ainsi cette eau se refroidie et s’adoucit au fur et à mesure de son

parcours vers le Nord 38.55 p.s.u et 13.4C°, où elle occupe normalement le strate de 200m à

500m de profondeurs, cette couche se trouve riche en sels nutritifs (Terbeche, 2007).

D’après Millot (1987), les poches de L.I.W rencontrée dans le bassin algérien ont sans

doute été entraînées, là depuis les côtes de Sardaigne par les tourbillons de moyenne échelle ;

Il n’existe pas de circulation propre d’est en ouest de l’eau intermédiaire dans le bassin

algérien. (Taupier-Letage et Millot, 1988).

2-3- Masses d’eau profonde

Elle se forme en hiver, dans le Nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin

liguro–provençal) ; elle résulte des plongées d’eau superficielle et intermédiaires refroidies

sous l’action des phénomènes atmosphériques (vents mistrals et tramontanes) qui sévissent

pendant la saison d’hiver. C’est l’augmentation de sa densité qui lui permet de plonger et

d’occuper ainsi les fond (Millot, 1987).

Les eaux présentent une homogénéisation extrême dans tous le bassin méditerranéen

riche en sels nutritifs, assez salèes 38,40‰, de température 12.7 C° et de densité 29.11. Cette

couche occupe la totalité du volume restant : au-delà de 500m dans le bassin occidental et de

700m dans le bassin oriental (Taupier- Letage et Millot, 1988).


35

a). Circulation de l’eau modifiée d’origine atlantique b). Circulation de l’eau levantine intermédiaire c). Circulation de l’eau méditerranéenne profonde

Figure 8: Circulation hydrologique en Méditerranée occidentale (Millot, 1993).


36

3 - Salinité

La Méditerranée est connue, pour être un bassin de concentration où l’évaporation

excède les apports fluviaux et les précipitations, est responsable d’une baisse de niveau de la

mer estimée à 1 m par an, ce qui implique une mer à bilan négatif (Boutiba, 1992).

Ce déficit est compensé par un flux entrant d’eau atlantique par le détroit de Gibraltar,

plus légère et plus mobile ayant une salinité de 36,2% (Benzohra., 1993). Les données de

Millot (1985) ont montré d’importantes variations de la salinité entre les différentes masses

d’eau qui se superposent, mais selon Berenger (1955), elle augmente du détroit de Gibraltar

au bassin oriental.

4- Température

La température de l’eau de surface est liée étroitement à la température atmosphérique,

et varie en fonction des raisons vue qu’elle résulte des mouvements antagonistes, les uns

d’échauffement, d’autres de refroidissement. Les eaux de la Méditerranée sont relativement

chaudes, selon Berenger (1955) au dessus des 400 m, la température ne décroît plus et reste

inchangée 12,5 C°. A partir de ce niveau de profondeur la Méditerranée se retrouve être un

véritable réservoir de chaleur (Pagney, 1994).

5- Mouvement des eaux marines

Le courant à l’origine entre par le détroit de Gibraltar et longe le bassin occidental

formant un circuit complet : des côtes algériennes, il continue le long de la côte Nord de Sicile

pour remonter vers le Nord Ouest en suivant les côtes italiennes, se dirige ensuite vers l’ouest

dans le golfe de Gêne pour finir vers le Sud Ouest sur les côtes espagnoles (Borsali, 2007).

A ce mouvement d’eau d’importants impacts sur la distribution de nombreux

organismes marin vue sa grande richesse en sels nutritifs (Borsali, 2007).

6- Les Houles

Les houles existent au large et au niveau des côtes agissent parfois jusqu’à 200 m de

profondeur. En Méditerranée la houle est de petite d’amplitude, cependant parfois très

violente dans certains cas extrêmes. Elle peut atteindre 9 mètres (1934 dans le port d’Alger)

ou encore 14 mètres afin de dévaster le littoral (1931, sur la côte de Bizerte).

Leclaire (1972) a étudié les effets des houles le long du littoral algérien, et arriva à

caractériser le régime saisonnier de ces houles avec deux directions principales :

• Une direction W.N.W (300°) dont 80% se produisent pendant l’été et durent en


37

moyenne de 8 à 10 secondes.

• Une direction N.N.E (20 – 40 °) dont la majorité se produit pendant l’hiver.

7. La côte algérienne

7.1. Le fonctionnement de l'écosystème marin côtier

Ce système est tributaire de l'influence et de l'interaction de deux milieux différents :

le milieu marin du large et le continent. Le long des côtes algériennes, la circulation de l'eau

atlantique (Courant algérien) laisse une empreinte indélébile dans les eaux du littoral. Elle

induit une dynamique côtière assez caractéristique qui assure le renouvellement des eaux des

baies et contribue à la détermination incontestable des niveaux de fertilité trophique (Grimes

et al, 2004).

Quant au milieu continental, son influence dépend de la quantité et de la qualité de ces

rapports. Celles-ci sont elles-mêmes en relation avec les conditions naturelles et anthropiques

des bassins versants de la frange littoral-biodiversité marine et littorale algérienne (Grimes et

al, 2004).

7.2. Circulation des eaux et hydrologie dans le bassin algérien

L'écosystème marin constitue un milieu très complexe : le réservoir aqueux est, en

particulier, un des compartiments les plus difficiles à étudier en raison des fréquentes et

surtout aléatoires fluctuations de ses caractéristiques (Grimes et al, 2004).

Ces études se compliquent davantage lorsque d'autres agents externes viennent

perturber le milieu marin côtier ; ces agents externes sont par exemple les apports

continentaux. Ces apports, souvent excessifs, modifient profondément la composition

physico-chimique des eaux côtières. L'impact de ces apports externes est particulièrement

prononcé lorsque les conditions naturelles (courantologie, ouverture sur la pleine mer) ne sont

pas suffisantes à la dilution et à la dispersion des produits d'origine continentale (Grimes et al,

2004).

8. Etat du milieu et du littoral d’Algérie

En Algérie, la majorité de la population est installée sur le littoral, long d'environ 1200

km; la quasi-totalité des activités socio-économiques est concentrée également sur la frange

côtière ou se localisent les grandes agglomérations urbaines : Alger, Oran et Annaba, ainsi

que les grand pôles industriels : Arzew, Bédjaïa et Skikda (Bentis et Bouziani, 2006).

Le réseau hydrographique aboutissant à la mer compte environ 31 Oueds, dont les plus


38

important sont les Oueds Cheliff, Soummam, El Harrach, Mazafran, Sebaou, Isser, Seybouse,

Tafna, El Kébir, El Mellah, El Hamiz et Saf Saf. Ce réseau alimente le milieu marin en

apports terrigènes. Ces Oueds constituent des collecteurs de tous les polluants issus des

activités humaines, notamment agricoles et industrielles, et se jettent en mer (Bentis et

Bouziani, 2006).

La frange côtière algérienne subit directement l'influence d'une pression

démographique sans cesse croissante, une concentration industrielle importante, un trafic

maritime et des activités portuaires intenses (Grimes et al, 2004).

A tout cela s'ajoute l'apport des bassins versants des plus importants cours d'eau,

drainent vers la mer les eaux usées engendrées par les activités humaines terrestres. Ces

activités engendrent des sources de pollution (Grimes et al, 2004).

9. Caractéristiques du littoral oranais

La ville d'Oran deuxième ville d'Algérie, est située parmi les 120 principales villes

côtières du bassin méditerranéen. Sa façade maritime occupe une portion de 1/3 du littoral

algérien. Elle représente un assez grand bassin, largement ouvert vers la Méditerranée, et offre

un spectacle très diversifié, vu coté mer, d'une côte basse, sablonneuse, rectiligne et

monotone, des secteurs rocheux et des côtes à falaises (Bouras & Boutiba, 2006).

Le climat de la région d'Oran est de type méditerranéen, chaud en été (35°C maximum)

et doux en hiver (9°C minimum), avec une saison sèche très marquée entre le mi-juin et la mi-

septembre, ces conditions sont dues à l'alternance de brise de mer fraîche et humide et de

brise de terre chaude et sèches (O.N.M, 2005).

9.1. Situation géographique

Le littoral oranais est situé dans la partie Nord occidentale de l'Algérie. Il désigne le

territoire compris entre les marais de la Macta à l'Est, les dépressions de la grande Sebkha

d'Oran et les salines d'Arzew au Sud et la Méditerranée au Nord et à l'Ouest (Gourinard,

1954).

Il s'allonge sur une centaine de kilomètres et présente une largeur moyenne de 20 à 25

km. De la pointe de Mers El Kébir à celle de Fort Lamoune et, sur 7 km, une belle rade

s'insère entre deux reliefs rocheux du littoral oranais, le Djebel Santon, au Nord, et le pic de

l'Aïdour, à l'Est (Gourinard, 1954).

Le littoral oranais est caractérisé par un plateau continental réduit (Boutiba, 1992).


39

Les côtes sont caractérisées d’importantes plages ouvertes, mais elles sont, en grande partie,

constituée par des reliefs rocheux. Le littoral oranais est bordé de falaises qui sont localisés

notamment au Cap Falcon (Boutiba, 2007).

Tableau 6 : Données hydrologiques de la région oranaise. (Belhouari, 2008)

Phénomène

Caractéristiques

Mouvement des masses d’eau de surface (Modified Atlantic

Water : MAW)

Nommé courant algérien, l’épaisseur : 50 à 200m. L’origine

est l’eau atlantique pénétrant par le détroit de Gibraltar (Boutiba, 1992).

Mouvement des masse d’eau intermédiaire (Leavatine

Intermediate Water : LIW)

Occupe la strate de 200 à 500 m de profondeur, entraînée au

bassin algérien depuis les côtes de Sardaigne par les tourbillons de moyenne échelle (Millot, 1985)

Mouvement des masse d’eau profonde ((Mediterranean Deep

Water : MDW)

Au-delà de 500 m dans le bassin occidental et de 700m au bassin oriental. Se forme en hiver, dans le nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin liguro-provençal) ; elle résulte des plongées d’eau superficielle et intermédiaires refroidies sous l’action des phénomènes atmosphériques

(Millot, 1985).

Propagation des houles

Deux directions principales (Leclaire, 1972) :

Première direction : W.MW. (300°) dont 80% se produisent pendant l’été et durent en moyenne de 8 à 10 secondes Deuxième direction N.N.E (20-40°) dont la majorité se

produit pendant l’hiver.

Variation de la salinité

37 % à 20m ; 36,42% entre 20 et 50m ; 36,8 % entre 50 et

100m (Millot, 1985).

Figure 9 : Position d’Oran dans la Méditerranée (Google Maps, 2007).

C

ara

ctéristiqu

es d

e la

zone d

’ét

ude

40


41

Tableau 7 : Données climatiques de la région oranaise. (Belhouari, 2008)

Paramètres

Caractéristiques

Pluviométrie

L’une des plus faibles de l’Algérie du Nord, varie entre 350 et 400 mm, et peut ne pas dépasser 200 à 250 mm en certaines années sèches. Plus de 60% du total annuel est enregistré pendant la seule saison hivernale (O.N.M, 2008).

Vents

Les vents généraux soufflent depuis le mois d'octobre jusqu'au mois de mai, dans la direction du nord-ouest ; après le mois de mars, cependant, ils varient tantôt du nord à l'ouest. Ces variations sont de courtes durées. Pendant l'été, leur action est subordonnée aux causes locales. Il existe par ailleurs des vents chauds (Sirocco) provenant du Sud et Sud-Ouest, ce sont des vents chauds et secs de 09 à 16 jours par an (Ghodbani, 2001).

Température atmosphérique

En été : la température maximale est 35°C. En hiver : la température minimale est 9°C (O.N.M, 2005 in Terbeche, 2007).

Température de l’eau de surface

Selon Météo Algérie (2008) : Le printemps : elle atteint 17 à 18°C au mois de mai. L’été : elle se situe entre 25 et 26°C au mois d'août. L’automne : en novembre, la température de l'eau de mer est retombée aux alentours des 18 et 19°C. L’hiver : elle se situe autour de 14°C.


42

Tableau 8 : Climatologie de la ville d’Oran (ONM, 2008).

Temperature moyenne oC

Mois

Minimum

Maximum

Précipitation

moyenne totale en

(mm)

Nombre de jours

moyen de

précipitation

Janvier 5.1 16.6 43.6 8.7

Février 6.5 17.7 44.4 8.5

Mars 8.1 19.7 35 7.1

Avril 10 21.5 29.6 7.2

Mai 13.2 23.9 27.2 6.9

Juin 16.9 27.7 3.8 2

Juillet 19.4 30.5 1.8 1.3

Août 20.1 31.6 2.7 1.8

Septembre 17.7 29 13.2 3.6

Octobre 14 25.2 55.5 6.6

Novembre 9.5 20.6 55.5 8.4

Les informations climatologiques sont calculées à partir d'une moyenne sur 30 ans de

1976- 2005. Le nombre de jours moyen de précipitation = nombre de jours moyen avec au

moins 1 mm de précipitation. La précipitation inclue la pluie et la neige.

Figure 10 : Normales des températures de la ville d’Oran (ONM, 2008).


43

Figure 11 : Normales des précipitations de la ville d’Oran (ONM, 2008).

10. Sources de pollution

La frange littorale algérienne subit une grande pression et agression par les activités

humaines liées aux industriels des villes côtières, Oran, Arzew, Ghazaouet, …; et des grandes

agglomérations urbaines qui génèrent une pollution intense caractérisée par les rejets d’eaux

usées. Tous ces déchets se déversent directement dans le milieu marin entraînant des effets

nuisibles en détériorant la qualité de l’eau de mer, provoquant de grands dommages aux

ressources biologiques qui induisent un réel danger pour la santé humaine, Cette pollution des

eaux marines, dans certaines zones atteint un état critique où il est temps de se pencher, de

prendre les mesures nécessaires (Terbeche, 2007).

A Oran, comme dans la majorité des villes côtières, la mer constitue un milieu

privilégié des eaux usées urbaines et industrielles en l’absence quasi-totale de stations

d’épuration (Bentir, 1996).

Plus de 90 millions de mètres cubes d'eaux usées se déversent annuellement sur les

côtes du littoral d'Oran. Un constat accablant qui renseigne sur l'étendue des dégâts causés par

cette situation sur l'écosystème marin et les réserves halieutiques. Avec un volume régulier de

plus de 7 millions m3 par mois d'eaux usées, c'est tout le littoral qui est menacé de pollution

aggravée et de dégradation écologique marine irréversible (Article de la Tribune, 2003).

Ces chiffres ne cessent d’augmenter suite a la forte pression humaine infligée le long

du littoral, avec environ 1.5 millions d’oranais qui résident en permanence sur la côte et prés

de dix fois plus en été avec l’arrivée des vacances. On note de jour en jour, la réduction

catastrophique de la frange côtière de la corniche oranaise. Déjà entre les Andalouse et Ain El


44

Turck en passant par Cap Falcon, des milieux d’un grand intérêt écologique, sont totalement

transformés ou entièrement détruits par la réalisation d’ouvrages littoraux et complexes

touristiques (Boutiba et al, 2003).

Par ailleurs, Oran, est cité parmi les 120 principales villes côtières du bassin

méditerranéen, qui sont dépourvues de systèmes d’épuration efficace. Ses égouts, où aboutit

la majeure partie des déchets industriels, rejettent à la mer détergents et autres produits

chimiques d’origine ménagère et/ou industrielle. Parmi ces produits, beaucoup sont très

toxiques et inhibent la croissance et la reproduction des organismes marins. A cela s’ajoutent

les déchets solides dont on peut trouver des amoncellements variés jusque sur les plages les

plus éloignées (Maddagh, Cap Blanc, Ain El Turk à l’ouest, Ain El Franine, Kristel à l’est)

(Boutiba et al, 2003).

Toutes ces menaces sont encore plus graves, si l’on considère le fait, trop souvent

occulté ou sous-estimé, que la Méditerranée est une mer pratiquement fermée, dont le rythme

de renouvellement de ses eaux est de l’ordre de 80 ans. Cela signifie que toute cette durée doit

s’écouler pour qu’une goutte d’eau polluée doit être remplacée par une goutte d’eau pure )

(Boutiba et al, 2003).

En outre, le littoral ouest algérien regroupe quatre grands ports : Oran, Arzew,

Ghazaout et Mostaganem ; ce qui lui confère un trafic maritime important (58000 navires / an

passent le long de cette frange transportent 500000 tonnes d’hydrocarbures et 400000 tonnes

de produits chimiques (Taleb et Boutiba, 1996).

D’autre part, et à des fins purement stratégiques, les grands complexes industriels sont

implantés sur les régions littorales à agriculture intensive induisant des dommages de l’espace

envahi (entrepôts, aires de stockage etc.…) (Saada, 1997). Ainsi, le littoral ouest algérien

n’échappe pas à cette règle qui le sélectionne parmi les zones écologiquement fragiles en

Méditerranée (Fig.12).

On peut déjà incriminer deux types de pollution au niveau de la région d’Oran :

• La première étant domestique mais pas des moindres. Sogreah (1998), évalue les eaux usées

domestiques à 69704 m³/jour dont 45% exclusive à la ville d’Oran, ces eaux atteignent la mer

sans traitement préalable dû à l’inexistence de stations d’épuration.

• La seconde est typiquement industrielle, due au fait des rejets de divers produits pour la

plupart dangereux sans traitement spécifique induisant un dysfonctionnement de l’écosystème

marin (Bouderbala, 1997).


45

La baie d’Oran qui est en parfaite continuité avec le Golfe d’Arzew au large duquel

sillonnent les bateaux de commerce et grands méthaniers chargés de pétrole et de substances

extrêmement toxiques lui confère un statut fragile menacée par un danger réel et permanent

de pollution accidentelle (Boutiba et al, 1996).

Figure 12: Zone écologiquement fragile de la Méditerranée (World Bank, 2000)

11. Choix des sites de prélèvements

Préserver ou restaurer la qualité bactériologique des eaux littorales impose la

connaissance des concentrations bactériennes rejetées en mer, notamment à proximité des

agglomérations. Ce milieu côtier étant lui même fortement convoité pour divers usages, il

importe donc de connaître les circonstances dans lesquelles l'Homme pourrait être contaminé

par des bactéries présentes dans l'eau de mer.

Dans le cadre de notre étude, notre choix s'est porté sur deux sites de prélèvements

localisés sur la cote Est oranaise.


46

� Le premier site « Les Genêts »

Les Genêts représente le deuxième important réceptacle des effluents de la ville, après

le site de Fort Lamoune. Il se situe du côté est du port d'Oran, à environ 2000 m à vol

d'oiseau. Il est dominé par la roche, se trouve en bas d'une falaise et s'étend sur une distance

d'environ 2000m.

Notre zone d'étude se trouve au pied de plusieurs émissaires (Fig.13).

Figure 13 : La zone d’étude au niveau du site les Genêts (Oran Est).

� Le deuxième site « Ain Defla »

Le deuxième site Ain Defla est doté d'une façade maritime exposée vers le Sud-Est,

donnant à ce site une belle position géographique La zone d'étude au niveau de ce site se

trouve à quelques centaines de mètres au Nord d'un petit village appelé Kristel. Sa situation

géographique a été référenciée à l'aide d'un GPS (Garmin) : N 35°50.478 W 00°29.066, ce

village côtier a bien préservé sa nature sauvage.


47

Kristel bénéficie de l'avantage d'être située dans une baie protégée par les cap Ferrat et

cap Carbon des vents violents provenant surtout de l'Est et du Nord. Les données satellitaires

témoignent que le site est caractérisé par des courants à faible intensité, provenant de

l'atlantique alimentant la Méditerranée.

Figure 14 : La zone d'étude au niveau du site d'Ain El Defla (Kristel)

Figure 15 : Localisation des sites d’échantillonnages (Google Maps 2007).

C

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ude

48

BIOLOGIE DE L’ESPECE

Biologie de l’espèce

49

1. Données générales sur les Echinodermes

Les Echinodermes, animaux exclusivement marins, abondants, présentent une grande

diversité et constituent un phylum important et fort ancien. Les Echinodermes vivant

actuellement (Crinoïdes, Holothuries, Etoile de mer, Ophiures, Oursins) ont été précédés par

beaucoup d’autres représentants, aujourd’hui fossiles ; des classes entières qui avaient connu

leur apogée au début de l’aire primaire sont totalement éteintes. Le terme « Echinodermes »,

crée par Klein (1734), s'applique plus particulièrement à la classe des Oursins. De nombreux

naturalistes ont étudié les Echinodermes au XVIIIe siècle et dans la moitié du XIXe. Les

recherches de J. Muller (1840- 1850) marquent l'aurore des travaux réellement scientifiques

(Encyclopédie Universalis, 2004).

Les Echinodermes sont des Métazoaires rangés dans les coelomates (animaux

possédant un coelome, ou cavité générale), les deutérostomiens (bouche, néo-formation bien

différente du blastopore qui donnera l’anus), les épineuriens (système nerveux placé

dorsalement au-dessus du tube digestif) (Encyclopédie Universalis, 2004).

Cet embranchement contient 23 classes: 17 ont disparu et ne sont connues qu'à l'état

fossiles, 5 se répartissent les 6500 espèces actuelles (Riva, 1988).

CLASSES Espèces type Nombre d'espèces dans le Monde

Nombre d'espèces en Méditerranée

HOLOTHURIDES Concombre de mer ou bêche de mer

1100 36

ASTERIDES Etoile de mer 1800 35 OPHIURIDES Ophiure 2000 21 CRINOIDES Lys de mer

Comatule 700 2

ECHINIDES Oursin violet Echinocardium

900 22

2. Choix et intérêt des espèces

L’intérêt et le choix des espèces animales comme espèces bioindicatrices reposent

aussi bien sur leur validation dans des programmes internationaux de surveillance de

l’environnement marin que sur leurs disponibilités au niveau de notre zone d’étude.

Les oursins sont des Echinodermes sans bras, enfermés dans un test généralement

rigide, parmi elle l’oursin Paracentrotus lividus (Lamarck, 1816), L’oursin comestible est une

espèce atlantico-méditerranéenne qui habite généralement les fonds marins entre 0 et 30

mètres de profondeur (Mortensen, 1927), et plus particulièrement les peuplements photophiles


50

sur substrats rocheux (Kempe, 1962 ; Peres et Picard, 1964), et l'herbier à Posidonia oceanica

(Régis, 1978a; Boudouresque, Nedelec et al, 1980).

Ces oursins ont fait l'objet d'un grand nombre de travaux, en particulier pour

Paracentrotus lividus. Ils portent sur la biologie, l'éthologie et la dynamique des populations

(Allin, 1975; Regis, 1978a; Balasteros, 1981; Hariy1elin et al, 1981 ; Verlaque, 1984; Dance,

1985; Delmas et Régis, 1985; Le Direac'h, 1985; Semroud et Kada, 1987; Azzolina, 1988;

Delmas, 1989; Byrne, 1990; San Martin, 1995).

• L’oursin comestible Paracentrotus lividus

Au niveau écologique, les Echinodermes occupent le statut d’herbivores par

excellence dans la chaîne trophique. Quelques espèces ont un rôle clef dans le système, et sont

sensibles aux changements du milieu. Ces organismes sont aussi de bons indicateurs de la

stabilité du système, et leur présence est synonyme de milieu aquatique sain (Verlaque, 1987).

Les oursins, et particulièrement Paracentrotus lividus, sont considérés comme les

herbivores les plus importants de Méditerranée, parce que des densités élevées provoquent des

phénomènes de surpâturage (Kempe, 1962 ; Nedelec, 1982 ; Verlaque, 1987). De plus, ils

sont consommés par des Poissons ou d'autres espèces carnivores, une forte densité de

Poissons pourrait maintenir les populations d’oursins dans des densités moyennes. Ainsi, les

Echinodermes pourraient servir d’indicateurs des changements provoqués par les espèces

introduites au niveau de toute la chaîne trophique, et ils pourraient signaler par leur absence

totale une perturbation du milieu aquatique. En plus de l'intérêt des propriétés écologiques, ce

groupe zoologique présente des avantages méthodologiques remarquables. Les Echinodermes

permettent un échantillonnage in situ relativement facile, bon marché, rapide, non destructif et

fiable, puisqu'ils sont bien visibles, faciles à identifier, peu mobiles et sont suffisamment

abondants pour pouvoir les tester statistiquement (Verlaque, 1987).

3. Systématique

� Les oursins

Les oursins ou Echinides apparaissent il y a 450 millions d'années et vont coloniser

toutes les mers du globe. Les oursins irréguliers dotés d'une symétrie bilatérale masquant la

symétrie pentaradiée, sont plus tardifs que les oursins réguliers que l'on observe à partir du

jurassique, il y a 180 millions d'années. Environ 900 espèces qui vivent de nos jours se

rencontrent dans les environnements les plus variés, de l'équateur aux pôles. Même si

quelques espèces arrivent à subsister dans les grandes profondeurs, la plupart des oursins se


51

développent dans les eaux chaudes ou tempérées, proches de la surface (Mottet, 1976).

� Caractéristiques

Les oursins possèdent un pôle distal au centre duquel s'ouvre la bouche, et un pôle

apical au centre duquel s'ouvre l'anus. Par l'axe reliant ces deux pôles, passent cinq plans, qui

tous partagent l'animal en deux parties égales. Ces cinq plans déterminent dix secteurs : cinq

zones portant des podia, ou pieds ambulacraires (éléments caractéristiques des Echinodermes,

qui permettent aux oursins de se déplacer lentement sur le fond), alternent avec cinq zones

sans podia. La coquille, appelée test, est solide ; elle est composée de grandes plaques

calcaires imbriquées les unes dans les autres et elle est ornée de piquants mobiles (Allain,

1973).

La forme de test est variable : Subsphérique, subconique, cordiforme, aplatie ou

discoïdale (Koehler, 1927).

� Position systématique

D'après Mortensen (1927) et Tortenese (1965) ; in Benghali (2006) et selon Fisher

(1987), la position systématique de l'espèce est comme suit:

Embranchement Echinodermata = Echinodermes Classe Echinoidea = Echinides Sous classe Regularia = Oursins réguliers Ordre Echinoida = Echinoides Famille Echinidae = Echinidés Genre Paracentrotus Espèce lividus

Figure 16 : Oursin commun Paracentrotus


52

4. Biologie et anatomie

4.1. Morphologie externe

Corps légèrement déprimé, membrane peristoméale avec un petit nombre de plaques

éparses ; incisions péristoméales peu marquées ; un seul tubercule et un seul piquant primaire

sur chaque plaque ambulacraire et interambulacraire ; tubercules et piquants secondaire bien

développés sur les plaques interambulacraire ; plaques ambulacraires à cinq paires

exceptionnellement quatre ou six. Piquants robustes et pointus ; mâchoires de pédicellaires

globuleux munies de dents latérales et d'une seule glande, pédoncule sans glandes;

pédicellaires tridactyles a mors longs et étroites, au bord crênelé, la coloration des piquants et

violets verts, olives, rougeâtres au bruns; test nu vert, à périprocte violet (Allain, 1972b).

4.2. Anatomie

Ils peuvent se déplacer préférentiellement la nuit, grâce à des pieds à ventouse ou

pieds ambulacraires, sur des distances allant jusqu'à 3 mètres. Les plaques ambulacraires du

squelette interne de l'oursin sont percées de 2 rangées de pores qui permettent le passage des 2

canaux qui relient le pied locomoteur à une vésicule interne. Une plaque squelettique calcaire

particulière, la plaque madréporique qui se trouve sur la face supérieure ou dorsale et qui est

criblée de trous, permet l'entrée et la sortie de l'eau de mer rendant les pieds ambulacraires

flasques ou turgides par modification de la pression interne (Benghali, 2006).

Figure 17 : Organes internes de l’oursin Paracentrotus lividus (Benghali, 2006).


53

4.3. Nutrition

L’oursin est un consommateur macrophage herbivore brouteur (mangeur de grosses

particules d'origine végétale) qui possède une armature buccale puissante (5 mâchoires et 5

dents constituant la lanterne d'Aristote) (cf.Fig.17), il se nourrit surtout d'algues, de posidonies

et de petites proies capturées à l'aide de pédicellaires (Benghali, 2006).

Cet oursin est capable d'éliminer des peuplements denses de végétaux dressés

(Verlaque, 1984), il broute n'importe quoi y compris la roche (Torunski, 1979; Martinnell,

1981 ; Schneider, 1983 ; Verlaque et Nedelec, 1983).

D'après Regis (1978 ; 1986), il a la faculté d'absorber à travers les piquants et le test

les matières organiques dissoutes et particulaires (sestonologie) ; et les cadavres des poissons

rejetés au fond (Verlaque, 1987), donc Paracentrotus lividus utilise Comme source d'énergies

le matériel dissout dans l'eau récoltée grâce à la microstructure de ses piquants (Regis, 1981).

Sa respiration s'effectue par toute la peau, les pieds ambulacraires et 5 petites

branchies situées autour de la bouche (Benghali, 2006).

4.4. Reproduction

L'oursin est un ovipare à sexes séparés (gonochoriques), la libération des cellules

mâles et des cellules femelles a lieu dans l'eau; la fécondation (union des gamètes) est donc

externe.

Chez tous les Echinodermes, l'œuf petit, pauvre en vitellus (réserves) se segmente,

donne une larve ciliée nageuse et pélagique à symétrie bilatérale la dipleurula, excepté chez

les Crinoïdes et certaines Holothuries (larve en tonnelet) (Verlaque, 1987).

Le développement des organes reproducteurs chez P. lividus est influencé par la

profondeur, la température hivernale (Byrne, 1990) la qualité et l'abondance de la nourriture

(Crapp et Willis, 1975 ; Regis, 1979 ; San Martin, 1990).

L'action conjointe de tous ces facteurs fait que les pontes peuvent ne pas intervenir à la

même période, d'une année à l'autre, pour un même site ou d'un site à l'autre (Byrne, 1990).

Chez l'oursin la larve plutéus, après métamorphose donne un jeune oursin qui vit sur le

fond. La reproduction s'effectue toute l'année mais elle est optimale de septembre à mars

(Tifour et Bahoussi, 2005).

Les mâles possèdent 5 glandes génitales jaunâtres qui sécrètent une laitance blanche, alors

que les femelles ont une laitance rougeâtre (Benghali, 2006).


54

Figure 18 : Gonades mâles et femelles de l’oursin Paracentrotus lividus

(Benghali, 2006).

4.5 Écologie

4.5.1. Répartition biogéographique

Paracentrotus lividus est une espèce Atlantico-Méditerranéenne ; son aire de

répartition s'étend en Atlantique, les côtes de l’Islande jusqu’au Maroc et englobe toute la

Méditerranée. Il est retrouvé surtout dans l'étage infralittoral de 0 à 30m de profondeur

(Mortensen, 1927), où il fréquente les niveaux supérieurs (0 à 15m), et plus rarement jusqu'à

80m (Nedlec et Verlaque, 1983).

Libre, grégaire, il vit en peuplements denses, formant des oursiniéres dans des cavités

creusées par des mouvements de rotation dans les rochers éclairés de l'étage infralittoral en

mode calme: c'est un animal benthique foreur. Incapable de supporter une sécheresse

prolongée, il est toujours immergé. En effet sa peau qui recouvre le test est sans protection. Il

peut supporter une agitation hydrodynamique non négligeable (mode semi battu) (Benghali,

2006).

5. Le rôle de Paracentrotus lividus dans les écosystèmes benthiques de Méditerranée

Paracentrotus lividus (Lamarck 1816) est un animal brouteur, à régime généraliste,

mais essentiellement herbivore dans la nature; sur substrat rocheux, il se nourrit surtout

d'algues; lorsqu'il vit dans l'herbier à Posidonia oceanica, il se nourrit des feuilles de

posidonies et de leurs épibiontes (Verlaque, 1987).

L'importance de sa ration alimentaire et la sélectivité de son alimentation font de

Paracentrotus lividus un facteur déterminant de l'abondance et de la répartition des algues

(Verlaque, 1987).


55

6. Les prédateurs de l'oursin

Les prédateurs des oursins constituant un facteur de contrôle des populations, leur rôle

n'est pas à négliger dans une étude de dynamique. Ces prédateurs sont variés, sur la côte

atlantique, ils sont principalement représentés par les Crustacés décapodes et l'étoile de mer

Marthasterias glacialis (Savy, 1987).

En Méditerranée, l'essentiel de la prédation de P. lividus est attribué aux Poissons

Labridae et Sparidae, mais aussi à l’étoile de mer : M. glacialis (Savy, 1987).

On peut distinguer trois principales techniques de prédation :

• consommation de l'oursin en entier, test et piquants compris (Labridae, Spariade,

Crustacé : Palinnurus vulgarus).

• consommation des parties molles après cassure du test (Crustacés, décapodes : Cancer pagurus, Portunus puber).

• consommation des partes molles sans cassure du test (Astérides : Marthasterias

glacialis).

7. Déplacement et migration

Les mouvements des oursins sont très lents, mais leurs permettent d'aller rechercher

leur nourriture, avec une meilleur position vis-à-vis des conditions de leur environnement.

Ces mouvements sont le résultat de la combinaison des mouvements élémentaires des podias

(extension et raccourcissement), sur lesquels l'oursin se hale (Tifour et Bahoussi, 2005).

Les piquants de la face inférieure servent aussi au cours des déplacements. Chaque

piquant est articulé sur le test par l'intermédiaire d'un tubercule rond et de muscles rayonnants

tout autour de la base du piquant, par la contraction de ces muscles. De ce fait, le mouvement

de chaque piquant qui peut être transmis à l'animal dans certains cas. Les oursins peuvent se

déplacer passivement. Ils cessent d'adhérer au substrat et se laissent entraîner par les courants

en roulant sur l'extrémité de leurs piquants (Khoury, 1987 ; Fernandez, 1996).

8. Relation oursin-substrat

Chaque oursin régulier adhère au support sur lequel il se trouve grâce à un système

complexe appelé « appareil ambulacraire ». Les pieds ambulacraires sont formés d'un tube

souple terminé par une petite ventouse pouvant adhérer sur des surfaces variées, mais

obligatoirement rigide et propre. Il est évident que ce dispositif anatomique est très important

pour l'oursin, il doit donc être respecté dans son intégrité. La destruction des podias est


56

synonyme de diminution de l'efficacité des mécanismes de fixation, d'alimentation, mais aussi

correspond à des blessures par où pourront pénétrer divers éléments étrangers tels que des

germes pathogènes (Fernandez, 1996).

9. Production mondiale

Dans les annuaires statistique de la F.A.O (1994), en ce qui concerne la Méditerranée,

la pêche de ces Echinodermes se fait a des quantités trop faibles, vu que certain pays ne

figurent pas dans ces annuaires et sachant, par ailleurs, que les oursins ont maintenant leur

propre rubrique dans les statistiques des pêches maritime (F.A.O, 1994).

En 1983, l'oursin entre dans la catégorie des « produits de luxe » en France, et en 1985

i1 occupe la 20éme place en valeur pondérale (0.83 %) et la 23ème place en valeur

économique (0.90 %) sur une liste de 33 espèces (Campillo et al., 1986).

D'après les annuaires de la F.A.O (1994), les Etats Unis se situent en première place dans la

production mondiale d'oursins pour les années 1991 et 1992 avec, respectivement 32700 et

29800 tonnes (San Martin, 1995).

MATERIEL ET METHODES

Matériel et méthodes

57

1. Prélèvement, transport et conservation des échantillons

Un examen bactériologique ne peut être valablement interprété que s'il est effectué sur

un échantillon correctement prélevé dans un récipient stérilisé, selon un mode opératoire au

laboratoire et analysé sans délai ou après une courte durée de conservation dans des

conditions satisfaisantes (Rodier, 1997).

1.1. Prélèvement

L'étape d'échantillonnage influence directement la qualité des résultats analytiques

obtenus. Des précautions élémentaires doivent être prises pour obtenir un échantillon

représentatif afin de minimiser les risques associés à la contamination de l'échantillon par le

préleveur et de permettre le maintien de l'intégrité des échantillons. Les échantillons peuvent

être contaminés par un manque de soins dans l'application des techniques d'échantillonnage.

Ainsi, il incombe au préleveur de s'assurer de la qualité du prélèvement, de la conservation et

du transport adéquat des échantillons avant qu'ils ne soient soumis à un laboratoire (C. E. A.

E, 2006).

1.2. Transport

Emballer soigneusement les échantillons pour éviter les bris ou déversements et

utiliser des contenants d'expédition identifiés et adéquats pour le transport des échantillons.

S'assurer d'utiliser un service de transport fiable afin de maintenir les échantillons en bon état

à l'intérieur des délais analytiques prescrits (C. E. A. E, 2006).

1.3. Conservation des échantillons

Tous les échantillons doivent être conservés à environ 4°C, ou être maintenus dans un

environnement d'environ 4°C entre le moment du prélèvement et la réception au laboratoire

(utiliser des glacières et des agents réfrigérants ou de la glace). Les glacières utilisées doivent

être propres et réservées si possible à l'analyse de l'eau de baignade (C. E. A. E, 2006).

La conservation et le transport sont sous la responsabilité du préleveur et il est

essentiel de travailler en étroite collaboration avec le laboratoire (C. E. A. E, 2006).

Finalement, la prise d'échantillons servant à l'analyse microbiologique doit être faite

en portant une attention très particulière à la contamination par les mains, même si le

préleveur s'est nettoyé les mains au préalable. En effet, s'il faut prélever plus d'un échantillon,

il faut toujours recueillir en premier lieu celui qui est destiné à l'analyse microbiologique et

poursuivre avec celui destiné à l'analyse chimique afin d'éviter de plonger un récipient pour


58

l'analyse microbiologique dans une eau contaminée prélevée (C. E. A. E, 2006).

1.4. Lieux de réalisation des analyses

Les analyses microbiologiques de l'eau de mer et des échantillons d’oursins ont été

effectuées au niveau de laboratoire d'hygiène (Pasteur) de la wilaya d’Oran.

1.5. Objectif de l'analyse bactériologique

L'objectif de l'analyse bactériologique d'une eau n'est pas d'effectuer un inventaire de

toutes les espèces présentes, mais de rechercher soit celles qui sont susceptibles d'être

pathogènes, soit celles qui les accompagnent et qui sont en plus nombre, en particulier dans

l'intestin de l'homme et sont par leur présence indicatrices d'une contamination fécale, a donc

des maladies associées au péril fécal (Bourahla et Diffalah, 2007).

L'analyse bactériologique de l'eau de mer est importante à deux points de vue :

• Celui du chimiste où il est intéressant de connaître la composition chimique exacte de

l'eau de mer ;

• Celui de l'hygiéniste où il est intéressant de connaître la qualité de l'eau de mer, en

particulier, l'eau de baignade qui doit obéir à des critères bien définis.

La recherche des espèces pathogènes tels que les Salmonelles conduit à la

connaissance des zones de pollution dangereuses d'une part; et permet d'évaluer la valeur du

traitement d'une station d`épuration d'eaux d'égouts dont l'effluent (tels les voisinages de

plages de baignade) doit pouvoir être débarrassé de tout germe pathogène avant son rejet dans

le milieu naturel, d'autre part (Mouffok, 2001).

2. Echantillonnage

Lors de chaque voyage, les conditions d’échantillonnage devaient être enregistrées sur

une fiche d’échantillonnage (cf. Fig 19).


59

Référence station

Site : Code :

Coordonnées Latitude : Longitude :

Etat du temps

Ensoleillé Peu nuageux � Très nuageux � Pluvieux �

Type de nuage : Précipitations :

Direction du vent : Vitesse du vent :

Etat de la mer Très calme Calme � Peu agitée � Agitée � Très agitée �

Houle

Direction : Hauteur : Période :

Courants

Direction : Vitesse :

Paramètres physico-

chimiques & biologiques Température (°) : pH :

Salinité (‰) : O2 dissous (mg/l ; %) :

Turbidité (NTU) :

bio

log

iqu

es

Références de

l’échantillon Nature : Espèce :

Date du prélèvement : Heure du prélèvement :

Profondeur (hauteur d’eau) : Nature du substrat :

Autres :

Informations complémentaires : Mission effectuée par :

Figure 19 : Fiche d’échantillonnage.

Laboratoire de Recherche : RESEAU DE SURVEILLANCE ENVIRONNEMENTALE (LRSE) Département de Biologie, Faculté des Sciences, Université d’Oran Es-Senia, Oran (Algérie)

Responsable : Pr. Z. BOUTIBA Tel/Fax : 041-51-19-31


60

2.1. Eau de mer

Les principaux aspects dont il faut tenir compte pour obtenir un échantillon d'eau

représentatif sont les suivants (OMS. 1995) :

• La sélection du point convenable pour l'échantillonnage;

• Le strict respect des procédures d'échantillonnage;

• L'identification complète de l'échantillon;

• La conservation de l'échantillon;

• Le transport de l'échantillon vers le laboratoire.

2.1.1 Point d'échantillonnage

Les méthodes de références pour l'étude de la pollution marine préparées par le PNUE

(1975), la directive 76/160 de la CEE (1976), et d'autres guides régionaux de surveillance

comme le REMPAC (1985) recommandent que les échantillons soient prélevés à 20 à 30 cm

en dessous du niveau de l'eau.

2.1.2 Modes et méthodes de prélèvement

Nous avons utilisé la méthode la plus simple qui consiste à tenir la bouteille stérile

prés de sa base, de l'introduire sous la surface de l'eau et de retirer son bouchon afin de

pouvoir la remplir d'eau à la profondeur désirée. La bouteille est poussée doucement dans

l'eau pendant le remplissage pour éviter toute contamination de la main. Une fois la bouteille

pleine, elle est fermée immédiatement, conservée à l'abri de la lumière et de la chaleur

(Khelil, 2007).

Les bactéries se fixent par adsorption aux particules et aux parois internes de la

bouteille d'échantillon. Un espace suffisant doit donc être laissé dans la bouteille d'échantillon

lors du prélèvement afin de permettre le mélange avant l'analyse. I1 est recommandé d'obtenir

un échantillon d'un volume de 1000 ml. La bouteille à été convenablement identifier,

conservée à l'abri de la lumière et de la chaleur de préférence dans une glacière (température

proche de 4°C pendant le transport). Les échantillons sont analysés dans les deux heures qui

suivent leur réception au laboratoire afin d'assurer la qualité et la validité des résultats (Khelil,

2007).

Une fois le prélèvement effectué, il est important de la diriger le plus rapidement

possible au laboratoire, normalement en moins de 4 heures (Khelil, 2007).


61

2.2 Oursin

2.2.1 Préparation des échantillons (homogénat d’oursins)

Peser deux fois 25 g de chair et liquide intervalvaire dans une boîte de Pétri avec une

balance à précision (cf. Fig. 20).

Introduire aseptiquement les 25 g de chair plus le liquide intervalvaire des oursins à

analyser dans un sachet stérile de type stomatcher contenant au préalable 225 ml de diluant

soit le TSE (Tryptone Sel Eau) (Mouffok, 2001).

Figure 20 : Pesée de la chair de l’oursin Figure 21 : Agitateur « Stomatcher »

Cette suspension constitue la dilution mère (DM) qui correspond donc à la dilution

1/10.

Introduire ensuite aseptiquement à l'aide d'une pipette en verre graduée et stérile, 1 ml

de la DM dans un tube à vis contenant au préalable 9 ml du même diluant; cette dilution est

alors au 1/100 et de la même façon introduire 1 ml de la dilution 1/100 dans un tube à vis

contenant au préalable 9 ml du même diluant, pour obtenir la dilution 1/1000.

En général, on prélève deux fois 25 grammes:

• Les premiers serviront à l'analyse bactériologique courante;

• Les seconds serviront à la recherche de Salmonelles.

3. Analyses bactériologiques

Les analyses bactériologiques de ce travail ont consisté à la recherche de germes-tests

et pathogènes suivants:

• Germes aérobies mésophiles totaux (G.A.M.T) ;


62

• Coliformes totaux ;

• Coliformes fécaux ;

• Streptocoques fécaux;

• Staphylococcus aureus ;

• Salmonella.

La technique du NPP (nombre le plus probable) en milieu liquide fait appel à deux tests

consécutifs à savoir :

• Le test de présomption: réservé à la recherche des Coliformes totaux.

• Le test de confirmation: appelé encore test de Mac Kenzie est réservé à la recherche

des Coliformes fécaux à partir des réactions positives du test de présomption.

3.1. Recherche et dénombrement des germes aérobies mésophiles totaux (GAMT)

A partir des dilutions décimales allant de 1 / 1 00 000 à 1/10 voire 1, porter

aseptiquement 1 ml dans une boite de pétri vide préparée à cet usage et numérotée.

Compléter ensuite avec environ 20 ml de gélose PCA ou TDYM fondue puis refroidie

à 45 + ou - 1°C: le choix des milieux dépend de la nature des denrées à analyser. On utilise

généralement la gélose PCA pour les laits et produits laitiers et la gélose TDYM pour les

autres denrées.

Faire ensuite des mouvements circulaires en forme de « 8 » pour permettre à

l'inoculum de se mélanger à la gélose utilisée.

Laisser solidifier sur paillasse, puis rajouter une deuxième fine couche de la même

gélose ou de gélose blanche. Cette double couche à un rôle protecteur contre les

contaminations diverses.

• Incubation

Les boites seront incubées couvercle en bas à 30°C pendant 72 heures avec:

- Première lecture à 24 heures, deuxième lecture à 48 heures, et troisième lecture là 72 heures.

• Lecture

Les colonies de G A M T se présentent sous forme lenticulaire en masse.


63

• Dénombrement

Il s'agit de compter toutes les colonies ayant poussé sur les boîtes en tenant compte des

facteurs suivants :

- ne dénombrer que les boîtes contenant entre 15 et 300 colonies,

- multiplier toujours le nombre trouvé par l'inverse de sa dilution,

- faire ensuite la moyenne arithmétique des colonies entre les différentes dilutions.

3.2. Recherche et dénombrement des Coliformes

3.2.1. Coliformes totaux

Le terme Coliforme correspond à des organismes en bâtonnets, non sporogénes, à

coloration de Gram négatif, oxydase négative, aérobies ou facultativement anaérobies,

capables de croître en présence de sels biliaires ou d'autres agents de surface possédant des

activités inhibitrices de croissance similaires, et capables de fermenter le lactose avec

production d'acide et d'aldéhyde en 48 heures, à des températures de 35° à 37 ° (Rodier,

1996).

� Principe

Les Coliformes totaux sont utilisés depuis très longtemps comme indicateurs de la

qualité microbienne de l'eau parce qu'ils peuvent être indirectement associés à une pollution

d'origine fécale. Les principaux genres inclus dans le groupe sont:

Citrobacter, Enterobacter, Escherichia, Klabsiella et Serratia. La presque totalité de

espèces sont non pathogènes et ne représentent pas de risque direct pour la santé (OMS 2000)

à l'exception de certaines souches d'Escherichia coli (E.coli) ainsi que de rares bactéries

pathogènes opportunistes (OMS 2000).

� Mode opératoire

La technique du NPP (nombre le plus probable) en milieu liquide fait appel à deux

tests consécutifs à savoir :

- Le test de présomption : réservé à la recherche des coliformes totaux.

- Le test de confirmation: appelé encore test de Mac Kenzie est réservé à la recherche des

Coliformes fécaux à partir des réactions positives du test de présomption.


64

� Test présomptif

Ce test est effectué en utilisant le bouillon lactosé au pourpre de bromocrésol (bouillon

BCPL) pour l'analyse de l'eau et le bouillon lactosé bilié au vert brillant (bouillon VBL) pour

l'analyse des oursins, tous les tubes sont munis de cloches de Durham pour déceler le

dégagement éventuel de gaz dans le milieu (plus de 1/1 0 du volume de la cloche).

a) Eau de mer

En utilisant des pipettes stériles, on ensemence:

� 1 flacon de 50 ml de bouillon BCPI., à double concentration (D/C), avec 50 ml d'eau

de mer.

� 5 tubes de 10 ml de bouillon BCPL à double concentration (D/C), avec 10 ml d'eau de

mer.

� 5 tubes de 10 ml de bouillon BCPL à simple concentration (S/C) avec 1 ml d'eau de

mer.

� 5 tubes de 10 ml de bouillon BCPL à simple concentration (S/C) avec 0,1 ml d'eau de

mer.

• Incubation

L’incubation se fait à 37°C pendant 48 heures.

• Lecture

Sont considérés comme positifs, les tubes présentant à la fois :

- Un dégagement gazeux (supérieur au 1/10 de la cloche).

- Un trouble microbien accompagné d'un virage du milieu au jaune.

Ces deux caractères étant témoins de la fermentation du lactose présent dans le milieu.

Noter le nombre de tubes positifs dans chaque série et reporter aux tables de NPP pour

obtenir le nombre de Coliformes totaux présents dans 100m1 de l'eau de mer.


65

Echantillon d’eau de mer

(1) Test présomptif Inoculation de 5 tubes de (BCPL) avec 10 ml d’eau

Inoculation de 5 tubes de (BCPL) avec 1ml d’eau

Inoculation de 5 tubes de (BCPL) avec 0,1ml d’eau

Bouillon lactose à double concentration

Bouillon lactose à simple concentration

Bouillon lactose à simple concentration

Absence de gaz

Résultat Positif

Virage de couleur et

Présence de gaz

(2) Test confirmatif

Incubation 24h à 44°C

Résultat positif présence de coliformes fécaux

Présence de gaz et virage de la couleur

Résultat négatif pas de Coliforme fécaux

Absence de gaz

Figure 22 : Différentes étapes à réaliser pour le dénombrement des Coliformes dans l’eau de mer

Ensemencement d’une boucle d’anse sur milieu Schubert

Après 48 heures d’incubation à 37°C


66

b) Homogénat des oursins

Préparer dans un portoir une série de tubes contenant le milieu sélectif VBL (bouillon

lactosé bilié au vert brillant) à raison de trois tubes par dilution.

A partir des dilutions décimales 1/1000 à 1/1 0 voire 1, porter aseptiquement 1 ml dans

chacun des trois tubes correspondant à une dilution donnée.

Chassez le gaz présent éventuellement dans les cloches de Durham et bien mélanger le

milieu et l' inoculum.

• Incubation : l'incubation se fait à 37°C pendant 24 à 48 heures.

• Lecture : sont considérés comme positifs les tubes présentant à la fois :

- Un dégagement gazeux (supérieur au 1/10 de la hauteur de la cloche).

- Un trouble microbien accompagné d'un virage du milieu au jaune (ce qui constitue le témoin

de la fermentation du lactose dans les conditions opératoires décrites.

La lecture finale se fait selon les prescriptions de la table de Mac Grady qui se trouve

en annexe.

3.2.2. Recherche des Coliformes fécaux (test confirmatif)

Les Coliformes fécaux ou Coliformes thermotolérants, sont un sous-groupe des

Coliformes totaux capables de fermenter le lactose à une température de lactose à une

température de 44,5°C.

L’espèce la plus fréquemment associée à ce groupe bactérien est Escherichia coli

(E.coli) et, dans une moindre mesure, certaines espèces des genres Citrobacter, Enterobacter

et Klabsiella. La bactérie E.coli représente toutefois 80 à90 % des Coliformes thermotolérants

détectés. Bien que la présence de Coliformes fécaux témoigne habituellement d’une

contamination d’origine fécale. Plusieurs Coliformes fécaux ne sont pas d’origine fécale,

provenant plutôt d’eaux enrichies en matières organiques tels les effluents industriels du

secteur des pâtes et papier, ou de la transformation alimentaire (OMS, 2000). C’est pourquoi,

il serait plus approprié d’utiliser le terme générique Coliformes thermotolérants plutôt que

celui de Coliformes fécaux. L’intérêt de la détection de ces Coliformes, à titre d’organismes

indicateurs, réside dans le fait que leur survie dans l’environnement est généralement

proportionnelle au degré de pollution produite par les matières fécales.


67

a) Eau de mer

A partir de chaque tube positif de bouillon lactosé (BCPL) pour la recherche des

Coliformes fécaux, nous avons ensemencé 2 à 3 gouttes dans un milieu de Schubert muni

d'une cloche de Durham, les placer dans une étuve à 44°C pendant 24 heures. Les tubes qui

présentent un trouble bactérien et un dégagement de gaz dans la cloche de Durham confirment

la présence de Coliformes fécaux.

Les tubes positifs de bouillon de Schubert, additionnés au réactif de KOVACS,

donnant un anneau rouge cerise témoignent de la production d'indole, donc de la présence

d'Escherichia coli.

Noter le nombre de tubes positifs dans chaque série et reporter aux tables de NPP pour

obtenir le nombre de Coliformes fécaux présent dans 100 ml de l'échantillon.


Les tubes de VBL trouvés positifs lors du dénombrement des Coliformes totaux feront

l'objet d'un repiquage à l'aide d'une pipette pasteur dans à la fois:

- Un autre tube de VBL muni d'une cloche et ;

- Un tube d'eau peptonée exempte d'indole.

Chasser le gaz présent éventuellement dans les cloches de Durham et bien mélanger le

milieu et l' inoculum.

• L'incubation se fait à 44°C pendant 24 heures. Sont considérés comme positifs, les

tubes présentant à la fois :

- Un dégagement gazeux dans les tubes de VBL ;

- Un anneau rouge en surface, témoin de production d'indole par Escherichia coli après

adjonction de 2 à 3 gouttes du réactif du Kovacs dans le tube d'eau peptoné exempte d'indole.

• Lecture : la lecture finale s'effectue également selon les prescriptions de la table de

Mac Grady en tenant compte du fait que Escherichia coli est à la fois producteur de gaz et

d'indole à 44°C.


68

Homogénat des Patelles DM (10-1)

9 ml d’eau physiologique

1 ml 1 ml

10-3 10-2

Inoculation de3 tubes de VBL avec 1 ml de la dilution mère (DM)

Inoculation de3 tubes de VBL avec 1 ml de

la dilution 10-2

Inoculation de3 tubes de VBL avec 1 ml de

la dilution 10-3


Virage de couleur et présence de gaz

Résultat Positif

(1) Test présomptif


Ensemencement d’une boucle d’anse sur les

milieux

Incubation 24 heures à 44°C

Trouble et anneau rouge en surface après addition de 6 gouttes de réactif de

Kovacs

Virage de couleur et présence de gaz

Résultat Positif présence de coliformes fécaux

Absence de gaz

Figure 23 : Différentes étapes à établir pour le dénombrement des Coliformes dans les oursins.


69

3.3. Le dénombrement des Streptocoques fécaux

Les Streptocoques fécaux sont des cocci Gram positif groupés typiquement en

chaînettes plus au moins longues. Ce sont des germes anaérobies facultatifs, généralement

micro aérophiles et très exigeants au point de vue nutritionnel. Ils se développent bien à 37°C.

Ce sont des hôtes normaux de l'intestin de l'homme et des animaux à sang chaud (Rodier,

1996).

� Principe

Le dénombrement des Streptocoques fécaux présumés est rarement effectué

indépendamment des dénombrements des Coliformes totaux et Coliformes fécaux présumés.

leur recherche associée à celle des Coliformes fécaux, constitue un bon indice de

contamination fécale. Ils témoignent d'une contamination d'origine fécale ancienne tandis que

les Coliformes fécaux témoignent d'une contamination d'origine fécale récente. Les

Streptocoques fécaux possèdent la substance (acide teichoique) antigénique caractéristique du

groupe D de LANCEFIELD ; c'est-à-dire essentiellement : Enterococcus faecalis,

Enterococcus faecium, Eterococcus durans, Streptococcus bovis (Rodier, 1996).


La recherche des Streptocoques fécaux ou Streptocoques du groupe «D», se fait en

milieu liquide par la technique du nombre le plus probable (NPP).

Cette technique fait appel à deux tests consécutivement à savoir :

� Le test de présomption : qui se réalise sur milieu de Rothe.

� Le test de confirmation: qui se fait sur milieu Eva Lytski.

� Le test de présomption

a) Eau de mer

La recherche se fait en bouillon à l'azide de sodium (bouillon de Rothe). En utilisant

des pipettes stériles, on ensemence:

� 1 flacon de 50 ml de bouillon Rothe, à double concentration (D/C), avec 50 ml d'eau de

mer.

� 5 tubes de 10 ml de bouillon Rothe à double concentration (D/C), avec 10 ml d'eau de

mer.

� 5 tubes de 10 ml de bouillon Rothe à simple concentration (S/C) avec 1 ml d'eau de mer.

� 5 tubes de 10 ml de bouillon Rothe à simple concentration (S/C) avec 0,1 ml d'eau de mer.


70

On incube les tubes à 37°C et les examiner après 48 heures. Les tubes présentant un

trouble microbien pendant cette phase sont présumés contenir un Streptocoque fécal et sont

soumis au test confirmatif.


Préparer dans un portoir une série de tubes contenant le milieu sélectif de Roth SIC à

raison de trois tubes par dilution.

A partir de la dilution décimale 1/1000 à 1/10 voire 1, porter aseptiquement 1 ml dans

chacun des trois tubes correspondant à une dilution donnée. Bien mélanger l'inoculum dans le

milieu.

• Incubation : l'incubation se fait à 37°C pendant 24 heures.

• Lecture : sont considérés comme positifs, les tubes présentant un trouble microbien.

Aucun dénombrement ne se fait à ce stade, les tubes positifs feront l'objet d'un

repiquage.

• Test de confirmation

a) Eau de mer

Après agitation des tubes positifs, prélever de chacun successivement quelques gouttes

avec pipette pasteur, et les reporter dans des tubes de Litsky à l'éthyl violet et azide de

sodium. Après incubation à 37°C pendant 24 heures, tous les tubes présentant une culture et

un jaunissement seront considérés comme positifs. On note généralement la présence dans le

fond des tubes d'une pastille blanche.

Noter le nombre de tubes positifs dans chaque série et se reporter aux tables de NPP

pour connaître le nombre de Streptocoques fécaux présent dans 100 ml de l'échantillon.


Chaque tube de Rothe positif fera donc l'objet d'un repiquage à l'aide d'une anse

bouclée sur tube contenant le milieu Eva Lytski.

Bien mélanger l'inoculum dans le milieu. Incuber à 37°C pendant 24 heures.

Sont considérés comme positifs les tubes d'Eva présentant à la fois :

� Un trouble microbien.

� Une pastille blanchâtre.

� Le nombre de Streptocoques fécaux est exprimé par le NPP selon la table de Mac

Grady.


71


(1) Test présomptif

Inoculation de 5 tubes de Rothe avec 1 ml d’eau

Inoculation de 5 tubes de Rothe avec 0.1ml d’eau

Inoculation de 5 tubes de Rothe avec 10ml d’eau

Rothe à double concentration

Rothe à simple concentration


Rothe à simple concentration

Résultat Positif

Présence de trouble bactérien


Incubation 24h à 37°C

Résultat positif Présence de streptocoques fécaux déterminé le NPP

Présence de trouble bactérien Pas de changement

Figure 24 : Différentes étapes à réaliser pour le dénombrement des Streptocoques fécaux

Ensemencement d’une boucle d’anse sur milieu Litsky


72

3.4. Recherche de Salmonella

Les Salmonelles appartiennent à la famille des Enterobacteriaceae, se présentent sous

la forme de bâtonnets gram négatifs, lactose négatif et oxydase négatif mais catalase positif.

Les Salmonelles vivent dans les excréments, l'air humide, les eaux d'égouts et les eaux

superficielles.

a) Eau de mer

La recherche de Salmonella comporte plusieurs étapes: (cf. Fig. 25)

• Enrichissement: On prend 2 flacons de milieu liquide de SFB (sélénite de sodium)

à double concentration et on ensemence chacun des flacons avec 100 ml d'eau de mer à

analysé puis les incuber à 37°C pendant 24 heures.

• L'isolement: Deux séries d'isolement de chaque flacon SFB chacune sur deux boîtes

de deux milieux différents gélose Salmonelle-Shigella et gélose Héktoen ces boîtes sont

incubés à 37°C pendant 24 à 48 heures.

• Lecture: sur gélose Héktoen :

- Des colonies jaune saumon: E.coli, Citrobacter, Klebsiella, Enterobacter, Serratia et

Arizona;

- Des colonies jaunes saumon à centre noir: Citrobacter freundi, Proteus vulgaris;

- Des colonies bleues ou vertes à centre noir: Proteus mirabilis et Salmonella;

- Des colonies bleuâtres ou vertes: Shigella et Salmonella à H2S négatif. / Des petites colonies

bleu brunâtre avec un centre noir: Pseudomonas putrefaciens ;

- Des colonies jaune rosé: Vibrion cholérique.

Sur gélose Salmonella-Schigella

- Des colonies rouges: Enterobacter, Klebsiella et autres Coliformes tels que E.coli ;

- Des colonies incolores à centre noir: Salmonella à H2S positif, Proteus vulgaris et Proteus

mirabilis ;

- Des colonies incolores transparentes: Salmonella à H2S négatif, Schigella et Serrtia

- Des colonies à centre orangé: Proteus rettgeri, Providencia ;

- Des colonies rouges à centre noir: Citrobacter freundii, Arizona (Rodier, 1996).


73

• Identification biochimique: Toutes les colonies caractéristiques feront l'objet d'une

identification biochimique qui se déroule comme suit :

• Coloration de Gram : Gram (-) apparaissent en rouge.

• Ensemencement d'un tube TSI : Prélever au fil droit une colonie à partir de la gélose

d'isolement. Ensemencer la surface du milieu de TSI par une série, et le culot par une piqûre

centrale. Incuber à 24°C. Le culot du milieu de TSI doit être jaune (fermentation du glucose)

et la pente rouge (absence de fermentation du lactose ou du saccharose). Un noircissement

partiel ou total (gênant parfois les lectures tardives) témoigne de formation d'hydrogène

sulfuré; l'apparition de bulles dans le culot montre la formation de gaz à partir du glucose.

• Recherche de l'oxydase qui doit être négative. Réaliser à partir des cultures

précédentes une suspension épaisse dans 0,5 ml d'eau physiologique en tube à hémolyse.

Introduire un disque « OX ». Une coloration rose se manifeste en quelques minutes en cas de

réaction positive.

• Recherche de la galactosidase elle doit être négative. Même principe que pour la

recherche de l'oxydase sauf d'on doit introduire un disque imprégné d'orthonitrophényl B-D-

galactosidase (O.N.P.G). Incuber à 37°C pendant 20 minutes à 24 heures. Une réaction

positive se traduit par l'apparition d'une coloration jaune correspondant à l'hydrolyse de

l'O.N.P.G. donnant de l'orthonitrophénol et du galactose.

• Recherche de l'uréase, du tryptophane désaminase (TDA) et de l'indole

Le milieu urée indole Fergusson permet d'étudier simultanément ces trois caractères.

1- Ce milieu liquide est réparti en tubes à hémolyse et ensemencé à partir d'une culture sur

milieu de TSI. Après incubation à 37°C pendant 24 heures, l'alcalisation du milieu qui vire au

rouge traduit la présence d'une uréase.

2- La présence de tryptophane désaminase se recherche en ajoutant à quelques gouttes du

milieu de Fergusson une goutte de perchlorure de fer 1/3. La désamination se traduit par une

coloration rouge brun;

3- La présence d'indole se recherche en ajoutant au milieu de Fergusson 5 à 6 gouttes de

réactif d'Erlich-Kovacs : la formation d'un anneau rouge témoigne la présence d'indole.


74

• Recherche de l'ornithine décarboxylase (ODC), lysine décarboxylase (LDC), et

l'arginine dihydrolase (ADD)

Ensemencer avec la culture pure à étudier le milieu de Müller à l'ornithine, à la lysine,

à l'arginine et la base du milieu servant de témoin. Introduire 1 ml d'huile de paraffine stérile

pour réaliser une anaérobiose relative. Incuber à 37°C pendant 24 heures (il est préférable que

l'incubation dure jusqu'à 4 jours). La réaction est positive lorsqu'il y a alcalinisation et virage

au violet de l'indicateur de pH alors que le milieu témoin demeure jaune.

• Recherche de la mobilité

Ensemencer le milieu « manitol-mobilité » en pure centrale. Incuber à 37°C pendant 24

heures. Si elles sont mobiles, les bactéries diffusent à partir de la ligne d'ensemencement. La

dégradation du manitol aboutit à la formation d'acide acétique et acide formique et se traduit

par un virage au jaune.

• Recherche de l'utilisation du citrate

Elle est testée par culture sur les milieux gélosé au citrate de Simmons inclinés

contenant un indicateur coloré (bleu de bromothymol). Ce milieu est ensemencé en stries et

incubé à 37°C. Toute multiplication cellulaire implique l'utilisation du citrate (la seule source

de carbone). Cette croissance s'accompagne fréquemment d'une alcalinisation qui se traduit

par le virage au bleu de l'indicateur.

• Réaction RM-VP (rouge de méthyle et Voges-Proskauer) : un tube du milieu de

Clarks et Lubs est ensemencé, incubé à 37°C durant 24-48 heures et effectuer:

1- La réaction au rouge de méthyle : Prélever 1 ml du milieu incubé, ajouter 2 gouttes d'une

solution de rouge de méthyle à 0,5% dans l'alcool à 60°. Une teinte rouge correspond à une

réaction positive, une teinte jaune à une réaction négative.

2- Recherche de l'acétoïne : Ajouter à l ml du milieu incubé (Clarks et Lubs) 0,5 d'une

solution de alpha naphtol à 6% et l ml de solution d'hydroxyde de sodium à 16% dans l'eau

distillée; agiter énergiquement, l'acétoïne entraîne l'apparition au bout de 10 minutes une

coloration rose.

• Recherche de transformation de la phénylalanine en acide phénylpyruvique

(APP) Introduire dans un tube à hémolyse, 4 gouttes de la solution de L-phénylalanine à 0,5

% et 4 gouttes de solution tampon. Réaliser dans ce mélange une suspension épaisse d'une

culture sur gélose nutritive. Agiter 10 minutes au moyen d'un agitateur mécanique. Ajouter


75

une goutte de perchlorure de fer 1/3. Une réaction positive se traduit par une coloration verte.

• Identification antigénique

Cette dernière repose sur l'agglutination sur lame de verre, à partir des mêmes colonies

pure repiquée sur gélose nutritive, à l'aide des sérums de groupes d'abord OMA, OMB.


Comme convenu dans la méthode de préparation de 1 'homogénat des oursins, la

recherche des Salmonelles nécessite une prise d'essai à part.

� Jour 1 : Pré-enrichissement

Prélever 25 g de produit à analyser dans un sachet stérile de type Stomacher contenant

225 ml d'eau peptonée tamponnée.

Broyer cette suspension dans un broyeur de type Stomacher (Fig. 21), la transporter

dans un flacon stérile puis l'incuber à 37°C pendant 18 heures.

� Jour 2 : Enrichissement

L'enrichissement doit s'effectuer sur un milieu sélectif (milieu de Sélénite SFB-

Cystéine) à partir du milieu de pré-enrichissement puis incubation à 37°C pendant 24 heures.

� Jour 3 : Isolement

A partir du bouillon d'enrichissement, effectuer des isolements sur deux milieux

différents. Incuber toutes les boites isolées à 37°C pendant 24 heures.

� Lecture : La Salmonelle se présente, en général, de la façon suivante:

- Colonies roses entourées d'une zone rouge sur gélose Salmonelle-Shigella.

- Colonie le plus souvent grise bleue à centre noir sur gélose Héktoen.

� Identification : Chaque colonie dont l'aspect est douteux ou suspecte doit être soumis

à une confirmation par la microscopie photonique en réalisant la coloration de Gram, d'une

part et par l'identification biochimique, d'autre part. La confirmation par l'identification

sérologique.


76


Incubation 37°C pendant 24 h

Gélose Hectoen + additif Hectoen

Incubation 37° C pendant 48h

Gélose SS + additif SS

(1) Enrichissement

Colonies suspectes

SFB (DC) + additif SFB

(2) Isolement

Tests biochimiques + testes sérologiques

Figure 25 : Principe de recherche des Salmonelles


77

3.5. La recherche de Staphylococcus aureus

Les Staphylococcus aureus sont des bactéries Gram positives, non mobiles, aérobies,

aérobies facultatifs. Elles se présentent sous forme de sphère d’un diamètre de 0.5 - 1µ, et

elles sont coagulase et catalase positives et résistent au sel et à plusieurs facteurs bactéricides

(OMS/PNUD, 1995).

� Principe

Selon la disponibilité des milieux de culture, trois techniques différentes sont

recommandées pour la recherche de Staphylococcus aureus à savoir :

� Méthode de Baird Parker.

� Méthode d’enrichissement sur milieu Giolitti Cantonii.

� Méthode d’enrichissement sur milieu de chapman.

La méthode utilisée est celle d’enrichissement au milieu de Giolitti Cantonii ; la

sélectivité de ce milieu est particulièrement élevée. Les conditions de croissance sont

optimales pour les Staphylocoques alors que la flore d'accompagnement est presque inhibée.


-Préparation du milieu d’enrichissement

Au moment de l’emploi, ouvrir aseptiquement le flacon contenant le milieu Giolitti

Cantonii pour y ajouter 15ml d’une solution de tellurite de potassium. Mélanger

soigneusement. Le milieu est alors prêt à l’emploi. Ensemencement

-Homogénat des oursins

-Ensemencement

A partir des dilutions décimales retenues, porter aseptiquement 1ml par dilution dans

un tube à vis stérile.

Ajouter par la suite environ 15ml du milieu d’enrichissement comme l’indique le

schéma. Bien mélanger le milieu et l’inoculum.

� Incubation : l’incubation se fait à 37°C pendant 24 à 48 heures.

� Lecture : seront considérés comme positifs, les tubes ayant virés au noir.

Pour s’assurer qu’il s’agit d’un développement de Staphylococcus aureus ; ces tubes

feront l’objet d’un isolement sur gélose Chapman préalablement fondue, coulée en boites de

pétri et bien séchées.


78

Les boites de Chapman ainsi ensemencées seront incubées à leur tour à 37°C pendant

24 à 48 heures.

Après ce délai, repérer les colonies suspectes à savoir les colonies de taille moyenne,

lisses, brillantes, pigmentées en jaune et pourvues d’une catalase et d’une coagulase.

Enrichissement

Giolitti et Cantonii + Téllurite de potassium

Une couche de paraphine

Incubation à 37 ° C pd 18 à 24 H

Isolement

Pas de changement Noircissement

Echantillon de l’eau de mer

Incubation 37°C/ 48

Confirmation de pathogénicité

Figure 26 : Principe de recherche de Staphylococcus aureus

RESULTATS ET DISCUSSION

Résultats et discussion

79

I. Résultats

Le principal danger de pollution bactériologique auquel peut être exposé l’eau de mer

est celui d’une contamination récente par le déversement direct des eaux usées riche en

matière fécale.

L’analyse bactériologique normale d’une eau de mer consisterait logiquement à

rechercher les germes pathogènes qu’elle pourrait contenir. Les techniques nécessaires pour la

réalisation de ce type d’analyses sont trop longues, difficiles à réaliser et trop onéreuses pour

de simple analyses de routine. On préfère généralement rechercher les germes fécaux. Ces

derniers, comme les germes pathogènes, sont éliminés par les matières fécales (eaux usées).

De ce fait, leur mise en évidence dans l’eau permet d’estimer la possibilité de la présence de

germes pathogènes.

C’est dans ce cadre que nous avons élaboré notre travail qui consiste à tester l’efficacité

d’un Echinoderme : l’oursin Paracentrotus lividus pour évaluer le degré de la contamination

bactérienne de l’eau de mer. Pour cela, on a effectué une étude comparative entre deux sites,

un qui est pollué et l’autre impacté, au niveau du littoral orientale oranais, pendant une

période de six mois, (du mois de décembre au mois de juin 2008), à raison d’un prélèvement

par mois.

Les histogrammes ci-après récapitulent les niveaux de concentrations des germes de

contaminations fécale : les coliformes totaux, les coliformes fécaux, les streptocoques fécaux,

les germes aérobies mésophiles totaux, ainsi que les germes pathogènes : Salmonella, et

Staphylococcus aureus, recherchés dans l’eau de mer et au niveau d’échantillons d’organes

d’oursins communs vivant au niveau de deux sites les Genêts et Ain-Defla.


80

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

FMAT CT CF SF STAPH SALM

0

20

40

60

80

100

120

140


Décembre Janvier

0

20

40

60

80

100

120

140

160


0

50

100

150

200

250


Février Avril

0

50

100

150

200

250


0

50

100

150

200

250

300


Mai Juin

Figure 27 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du site d’Ain-Defla (NPP/100ml d’eau de mer).

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l T ° 18.7 / pH 8.1

Germes

T ° 16.1 / pH 7.9

Germes

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

T ° 15.5 / pH 8.1

T ° 19.9 / pH 7.9

T ° 17.3 / pH 8.2

T ° 23.1 / pH 7.8

Germes Germes

Germes Germes


81

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000


0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000


Décembre Janvier

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

10000


0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000


Février Avril

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000


0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

18000


Mai Juin Figure 28 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de

mer du site des Genêts. (NPP/100ml d’eau de mer).

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml T ° 18.4 / pH 8

Germes

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l

T ° 15.6 / pH 7.8

T ° 20.1 / pH 7.8

Germes

Germes

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml T ° 16 / pH 8.2

Germes

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

T ° 19.3 / pH 8.1

T ° 23.8 / pH 7.9

Germes

Germes


82

0

50

100

150

200

250

300

Déc Jan Fév Avr Mai Jui

FMAT

CT

CF

SF

STAPH

SALM

Figure 29 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du site d’Ain-Defla.

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000


FMAT

CT

CF

SF

STAPH

SALM

Figure 30 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du site des Genêts.

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l

Mois

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l

Mois


83

1- Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du site

Ain-Defla :

En premier lieu, on observe l’absence totale dans des échantillons d’eau de mer du site

Ain Defla des bactéries pathogènes telles que les Staphylococcus aureus et les salmonella,

par contre la présence des germes d’origine fécale tels que les Coliformes totaux, les

Coliformes fécaux et les Streptocoques fécaux dans ce site (cf. fig.29).

A partir de ces résultats, on note que les concentrations bactériennes fluctuent pour le

même type de germes recherchés durant la période d’analyse (cf. fig.29).

La flore totale aérobie, encore appelée flore aérobie mésophile, est l’ensemble des

microorganismes capables de se multiplier en présence d’oxygène à une température située

entre 25° et 40 °C. Cette microflore peut comprendre des microorganismes pathogènes pour

l’Homme (Terbeche, 2007).

Dans nos échantillons, le taux des germes aérobies mésophiles varie au cours des mois

de prélèvement entre 95 et 260 germes /100ml (cf. fig.29).

En ce qui concerne le dénombrement des Coliformes totaux, les résultats obtenus

montrent des variations entre 45 et 150 germes /100ml (cf. fig.29).

Pour les Coliformes fécaux, Les résultats de dénombrements révèlent leur présence au

niveau de trois prélèvements, aux mois d’avril, mai et juin entre 6 et 14 germes/100ml. Par

contre les résultats étaient négatifs au niveau des autres mois d’échantillonnage (décembre,

janvier et février) (cf. fig.29).

Pour ce qui est des Streptocoques fécaux, on relève que les concentrations des germes

tests fluctuent durant la période d’analyse, avec un taux qui varie entre 35 et 95 germes

/100ml (cf. fig.29).

2- Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans l’eau de mer du

site des Genêts :

Au niveau de ce secteur côtier, nous avons observé des concentrations importantes des

différents germes de contamination bactérienne : les germes aérobies, Coliformes totaux et

Streptocoques fécaux représentent les groupes bactériens les plus répandus (cf. fig.30).

Concernant les concentrations des germes aérobies mésophiles enregistrés dans ce site,

celles-ci fluctuent entre des valeurs allant de 8000 à 15800 germes/100ml (cf. fig.30).


84

Les Coliformes totaux représentent le groupe bactérien le plus commun, et leur taux

varie durant les 06 mois de prélèvement de 1600germes/100ml au mois de février à 7400

germes/100ml au mois de juin (cf. fig.30).

Pour les concentrations contaminantes en Coliformes thermotolérants (fécaux), elles

sont nettement inférieures si on venait à les comparer à celles des Coliformes totaux. Dans

nos échantillons, le taux des Coliformes fécaux enregistrés varie au cours des mois

d’échantillonnage entre 350 et 650 germes/100ml (cf. fig.30).

En revanche, les Streptocoques fécaux ont été trouvés d’une façon constante, et à des

concentrations supérieures à celle des coliformes fécaux, le maximum étant de 1650

germes/100ml enregistré le mois de juin (cf. fig.30).

Les résultats du dénombrement des germes pathogènes révèlent la présence des

Staphylococcus aureus durant les six mois d’étude. La recherche des Salmonella, révèle sa

présente seulement dans les trois derniers mois d’analyse (avril, mai et juin), comme le

montre si bien la (cf. fig.30).


85

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90


0

20

40

60

80

100

120


Décembre Janvier

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90


0

20

40

60

80

100

120

140

160


Février Avril

0

20

40

60

80

100

120

140


0

50

100

150

200

250


Mai Juin

Figure 31 : Concentrations bactériennes mensuelles dans les oursins Paracentrotus lividus du site d’Ain-Defla (NPP/100g de chair).

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 g

Germes

T ° 18.7 / pH 8.1

Germes

Germes

Germes

Germes

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

T ° 16.1 / pH 7.9

T °17.3 / pH 8.2

T ° 23.1 / pH 7.8

T ° 15.5 / pH 8.1

T ° 19.9 / pH 7.9

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 g

Germes


86

0

200

400

600

800

1000

1200


0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

1000


Décembre Janvier

0

200

400

600

800

1000

1200

1400


0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600


Février Avril

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600


0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800


Mai Juin

Figure 32 : Concentrations bactériennes mensuelles dans les oursins Paracentrotus lividus du site des Genêts (NPP/100g de chair).

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 g

T ° 16 / pH 8.2 T ° 18.4 / pH 8

T ° 15.6 / pH 7.8

T ° 20.1 / pH 7.8 T ° 23.8 / pH 7.9

T ° 19.3 / pH 8.1

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 g

Germes

Germes

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 g

Germes

Germes

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

Germes Germes


87

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200


FMAT

CT

CF

SF

STAPH

SALM

Figure 33 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans les oursins Paracentrotus lividus du site d’Ain-Defla.

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800


FMAT

CT

CF

SF

STAPH

SALM

Figure 34 : Dénombrements mensuels des indicateurs de contamination dans les

oursins Paracentrotus lividus du site des Genêts

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

Mois

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

Mois


88

3- Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans la chair des oursins

Paracentrotus lividus du site d’Ain-Defla

La figure 33 montre que les concentrations bactériennes enregistrées à partir de

l’analyse bactériologique de la chair d’oursins prélevés du site Ain-Defla fluctuent pour les

groupes bactériens recherchés, avec un faible taux de Coliformes fécaux et Streptocoques

fécaux et l’absence totale des germes pathogènes durant tout la période d’analyse.

Les germes aérobies mésophiles totaux fluctuent entre 80 et 195 germes par 100 g de

chair.

Pour les concentrations en Coliformes totaux enregistrés à partir de la chair d’oursins,

celle-ci fluctuent entre des valeurs 30 et 85 germes /100g de chair.

Les résultats de dénombrements des Coliformes fécaux révèlent leur présence avec un

faible taux variant entre 2 et 8 germes /100g.

Pour ce qui est des Streptocoques fécaux, les valeurs obtenues sont supérieures à celle

des Coliformes fécaux, et atteignent un maximum en juin, avec un taux de 50 germes /100g.

4- Dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans la chair d’oursins

Paracentrotus lividus du site des Genêts

Le dénombrement mensuel des indicateurs de contamination dans la chair d’oursins

révèle des concentrations importantes en différents germes (cf.fig.34).

Les germes aérobie mésophiles totaux varies de 950 à 1610 germes/100g de chair.

Les Coliformes totaux représente le groupe bactérien le plus répandu, ce taux varie

aux cours des différents mois de prélèvement de 300germes/100g au mois de janvier à 1100

germes/100g de chair au mois de juin (cf.fig.34).

Concernant Les Coliformes fécaux leurs concentrations varient entre un taux de 90

germes /100ml de chair enregistré le mois de janvier et 185 germes /100ml de chair le mois de

juin (cf.fig.34).

Pour les Streptocoques fécaux, ils sont présents dans tous les prélèvements du mois de

décembre au mois de juin avec un taux qui varie entre 100 et 450 germes/100g de chair.

Pour les germes pathogènes, nous notons l’absence totale des Salmonella durant toute

la durée expérimentale, par contre des Staphylococcus aureus est présent durant les quatre

derniers mois avec un taux très faible (cf.fig.34).


89

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

18000


Ain Defla

Genêts

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000


Ain Defla

Genêts

0

100

200

300

400

500

600

700


Ain Def la

Genêts

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800


Ain Defla

Genêts

0

50

100

150

200

250


Ain Defla

Genêts

Figure 35 : Etude comparative des différents germes dans l’eau de mer des deux sites durant les six mois d’études.

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

Mois

FAMT

Mois

Coliformes totaux

Coliformes fécaux Streptocoques fécaux

Staphylococcus aureus fécaux

Mois Mois

Mois

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml

Nom

bre

de g

erm

es /1

00 m

l

N

ombr

e de

ger

mes

/100

ml


90

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800


Ain Defla

Genêts

0

200

400

600

800

1000

1200


Ain Defla

Genêts

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200


Ain Defla

Genêts

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500


Ain Defla

Genêts

0

2

4

6

8

10

12

14


Ain Defla

Genêts

Figure 36 : Etude comparative des différents germes dans la chair de l’oursin Paracentrotus lividus des deux sites durant les six mois d’études.

Mois

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

FAMT Coliformes totaux

Coliformes fécaux

Staphylococcus aureus fécaux

Mois

Mois

Mois

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

N

ombr

e de

ger

mes

/100

g

Mois

Streptocoques fécaux


91

5. Etude comparative des différents germes dans l’eau de mer et la chair de l’oursin

Paracentrotus lividus des deux sites

Les figures 35 et 36 permettent de comparer les concentrations des différents germes

analysés durant la période d’analyse dans l’eau de mer et la chair d’oursins communs.

Si nous observons l’allure des courbes des différents germes dans l’eau de mer au

niveau des deux sites, nous remarquons, en premier lieu, que la concentration bactérienne des

différents indicateurs de contamination de l’eau de mer du site les Genêts est très importante

si elle est comparée à celle de l’eau de mer du site Ain Defla.

La présence massive des germes aérobies mésophiles totaux, les Coliformes totaux et

les Streptocoques fécaux dans le site des Genêts indique une forte contamination bactérienne

d’origine fécale jouant le rôle d’un signal d’alarme de déstabilisation du milieu marin ; ce qui

attire l’attention sur les risques sanitaires que peuvent rencontrer faunes et la flores au niveau

de ce site côtier.

Les résultats de l'analyse des différents germes dans la chair de P. lividus des deux

sites durant la période d’échantillonnage montrent que la contamination bactérienne de

l’oursin dans le site des Genêts est nettement supérieure par rapport à celle accumulée dans le

site Ain-Defla.

6. Etude de corrélation entre les germes tests dans l’eau de mer des deux sites

Ain Defla et les Genêts

La corrélation entre les germes-tests, dans les deux sites, a été analysée statistiquement

par l’utilisation du calcul du coefficient de corrélation. C’est un paramètre statistique qui

mesure l’intensité de la linéarité et le sens de la relation entre deux variables quantitatives x et

y.

Les coefficients de corrélation obtenus pour les deux types de relation :

• Coliformes totaux / Coliformes fécaux.

• Coliformes fécaux / Streptocoques fécaux.


92

y = 0,0894x + 62,853R2 = 0,809

0

100

200

300

400

500

600

700

800

0 2000 4000 6000 8000

y = 2,6769x + 62,193R2 = 0,9317

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

2000

0 200 400 600 800

Coliformes totaux (ufc /100ml)

Coliformes fécaux (ufc /100ml)

S

trep

toco

ques

féca

ux (

ufc

/100

ml)

Col

iform

es fé

caux

(uf

c /1

00 m

l)

Figure 37 : Corrélation entre les Coliformes totaux et les Coliformes fécaux de l’eau

de mer des deux sites.

Figure 38 : Corrélation entre les Coliformes fécaux et les Streptocoques fécaux de

l’eau de mer des deux sites.


93

7. Etude de corrélation entre les germes tests dans la chair de Paracentrotus lividus des

deux sites Ain Defla et les Genêts

y = 0,1798x + 1,777R2 = 0,9396

0

50

100

150

200

250

0 500 1000 1500

y = 2,0692x + 12,728R2 = 0,8776

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

0 50 100 150 200

Col

iform

es fé

caux

(uf

c /1

00 m

l)

Str

epto

coqu

es fé

caux

(uf

c /1

00 m

l)

Coliformes totaux (ufc /100ml)

Coliformes fécaux (ufc /100ml)

Figure 39 : Corrélation entre les Coliformes totaux et les Coliformes fécaux dans la

chair de Paracentrotus lividus des deux sites.

Figure 40 : Corrélation entre les Coliformes fécaux et les Streptocoques fécaux dans la

chair de Paracentrotus lividus des deux sites.


94

L’étude des corrélations entre germes tests (CT / CF et CF / SF) a été réalisée pour

tous les prélèvements de l’eau de mer et la chair d’oursins communs pour les deux sites : Ain

Defla et les Genêts.

Les traitements statistiques ont donné les résultats suivants :

Les coefficients de corrélation entre CT / CF et CF / SF enregistrés pour l’eau de mer

prélevée des deux sites sont respectivement r = 0.80 et r = 0.93 (Figs. 37 et 38). Ces

résultats sont en faveur d’une corrélation très significative.

Selon les figures 39 et 40, Les coefficients de corrélation sont hautement significatifs

pour la chair de Paracentrotus lividus des deux sites (r = 0.93 pour les CT / CF et r = 087

pour les CF / SF).

II- Discussion :

L’eau de mer, comme tout autre milieu aquatique, est un environnement vivant soumis

à des conditions variables (température, pH, courants, ensoleillement, etc…) et

potentiellement, à des rejets liés aux activités anthropiques.

A Oran, comme dans la majorité des villes côtières, la mer constitue un exutoire

privilégié en l’absence quasi-totale de stations d’épuration des eaux usées urbaines et

industrielles.

Plusieurs émissaires des eaux usées (urbaines et industrielles) issues de

l’agglomération oranaise sont installés le long du site des Genêts à l’Est du port, et qui

reçoivent tous les affluents domestiques, les ruissellements pluviaux et affluents d’activité

industrielle (artisanales) de la région est de la ville d’Oran (le quartier de Seddikia et le centre

ville).

Nos inspections du lieu révèlent que le débit est considérable. Et le déversement de

quelques émissaires est périodique alors que pour d’autres rejets, il est continuel, le nombre

d’émissaires comptés dans la zones d’étude est de 06, et sont tous actifs, ce qui révèle que les

eaux usées déversées dans le site n’a pas était minimisé durant les dernières années.

L’éloignement du site d’Ain-Defla des pressions démographiques, des exploitations

agricoles et en absence d’activités industrielles à sa proximité, et le fort hydrodynamisme le

caractérisant, font de ce site marin une zone de référence.

Pour l’évaluation de la qualité des eaux de mer et du niveau de la contamination

bactérienne chez l’Echinoderme Paracentrotus lividus du littoral oriental oranais, l’accent est


95

mis traditionnellement sur la pollution bactériologique engendrée essentiellement par les

rejets d’eaux usées domestiques. La surveillance porte ainsi sur les germes indicateurs de

contamination fécale (Coliformes, Streptocoques). Ces contaminations peuvent, en effet,

disséminer des germes pathogènes (causes de maladies) dont la détection directe dans l’eau de

mer est difficile.

Les bactéries sont rejetées en mer sous différentes formes, libres, adsorbées sur du

matériel organique ou minéral, alors qu’il est généralement admis que le temps de survie

d’une bactérie libre est moins long (T90=2 heures) que celui d’une bactérie fixée

(T90=14jours) qui sur son support, trouve les nutriments nécessaires à son métabolisme. Pour

cela, on peut voir les différentes fluctuations des concentrations trouvées durant les six mois

d’étude (Terbeche, 2006).

Cette adhésion bactérienne au niveau des particules en suspension est plus importante

en période hivernale (post estivale) où les phénomènes climatiques et hydroclimatiques jouent

un rôle important tel que les phénomènes de houles (Rodier, 1997).

Dans notre étude, les résultats obtenus montrent que le dénombrement de la flore

bactérienne fluctue pour l’ensemble des échantillons prélevés durant les six mois d’étude.

La stabilité des valeurs relevées au niveau de notre espèce indicatrice Paracentrotus

lividus et l’évolution du nombre de bactéries qui suit celle de la population bactérienne du site

Ain Defla où elle évolue peut être un bon signe de bonne santé du milieu. Et on peut rajouter

que le dénombrement ne dépasse pas les normes guides requises pour les eaux de mer (cf.

tableau 3).

Il n’existe pas d’indicateurs spécifiques d’un type de pollution autre que celui

d’origine fécale, susceptible de contenir également des pathogènes, telle que la pollution

urinaire, la pollution par des suppurations cutanées. En pratique d’ailleurs : l’intérêt

d’indicateurs de ce type serait limité. Toutefois, il peut être fait état d’un type d’indicateurs

beaucoup plus général, vis-à-vis de toute pollution microbiologique : c’est le dénombrement

des germes aérobies totaux (Rodier, 1997).

Une grande différence observée dans le site des Genêts par rapport au site d’Ain Defla

de l’ensemble des groupes bactériens tels que les Coliformes, les Streptocoques fécaux, avec

un taux de pollution microbienne important. Notons ainsi la présence des germes pathogènes

dans nos échantillons telles que les Salmonella et les Staphylococcus aureus.

Les teneurs en Coliformes totaux dans le site des Genêts sont largement supérieures à


96

celles enregistrées pour le site d’Ain Defla, Ce groupe bactérien est capable de survivre à des

températures élevées (Leclerc et al ; 1983). Ces bactéries peuvent exister en abondance dans

les matières fécales de l’homme, mais certaines sont des hôtes habituels des sols et des eaux.

En premier lieu, leur dénombrement peut souvent être une première étape de la mise en

évidence de bactéries d’origine fécale, car elles résistent bien dans le milieu extérieur et

peuvent être témoin d’une contamination plus ou moins ancienne. Elles peuvent être aussi

témoins d’une contamination par des Coliformes d’origine non fécale, provenant de

l’environnement et démontrant de mauvaises conditions d’hygiènes. (Bonnefoy et al., 2002).

Les Coliformes fécaux et Streptocoques fécaux, hôte habituels des intestins de

l’homme sont des germes témoins de contamination fécale, leur présence dans une eau de mer

est l’indication formelle d’une contamination récente (Seddik, 2008).

La présence de Salmonella au niveau de site des Genêts attire l’attention sur les

risques qui pèsent sur la santé publique, puisque certaines espèces comme Salmonella typhi

sont responsables de la typhoïde, et également d’intoxications accompagnées de

vomissements et de diarrhées (Sartory, 1980).

L’utilisation de l’oursin Paracentrotus lividus comme bioindicateur de contamination

bactérienne a révélé une détection des germes pathogènes dans la chair de ces Oursins : des

germes aérobies, des Coliformes totaux, des Coliformes fécaux, et Streptocoques fécaux et

même qu’il a été signalé la présence de quelques germes pathogènes au niveau du site des

Genêts.

Ces concentrations des germes au sein de l’organisme de l’oursin traduit celle des

germes dans l’eau de mer. L’Echinoderme est en contact perpétuel avec l’eau de mer, ce qui

permet de conclure que l’accumulation de la pollution bactérienne dans la chair de l’espèce

augmente en fonction de la concentration des germes dans l’eau de mer.

Les résultats de l’analyse bactériologique de l’eau de mer du site Ain-Defla durant la

période qui s’étale du mois de décembre jusqu’au mois de juin, ont révélés que la

concentration des germes-tests Coliformes totaux, Coliformes fécaux et Streptocoques fécaux

ne dépasse jamais les normes. Il est, par conséquent important de noter l’absence quasi totale

des germes pathogènes dans ce site.

Les faibles concentrations en terme fécale s’explique par le fait que l’emplacement de

ce site est loin de tout agglomération urbaine et industrielle, et par sa position géographique

très éloignée de toute forme de pollution anthropique d’une part, et par la période qui est


97

caractérisée par une baisse notable de la température et des fortes précipitations, d’autre part

durant la période de notre échantillonnage.

Un autre facteur environnemental très important à signaler est la salinité ; en effet, les

bactéries lorsqu’elles sont déversées en eau de mer, sont soumises à un choc osmotique

immédiat. Ainsi stressées, les entérobactéries gram- sont capables d’entrer en dormance

(Ghoul et al, 1990). Cet état viable, mais non cultivable, est un moyen de survivre au choc

osmotique, dans l’attente de meilleures conditions pour le réveil bactérien.

Le pH, traduisant la concentration en ions hydrogène, est indicatif de l’acidité ou de

l’alcalinité de l’eau. Le pH de l’eau de mer, relativement constant, est naturellement basique,

tournant autour de 8.2 ; il peut varier énormément dans une flaque d’eau selon sa teneur en

gaz carbonique (CO2). Si la flaque d’eau abrite beaucoup de petits organismes

(microorganismes, Crustacés, Mollusques, Echinodermes, petits Poissons, etc…), leur

respiration produit du CO2 et le pH devient acide (<7). S’il existe aussi des algues dans les

flaques d’eau, celles-ci vont, à la lumière du jour, consommer du CO2 pour leur photosynthèse

et permettre une remontée du pH (> 8). Ces valeurs pouvant changer suivant la température,

la salinité, la pression et les actions photosynthétiques et respiratoires des micro-organismes).

Par exemple, E. Coli est favorisée par un environnement plutôt acide lorsqu’elle est cultivée

en milieu marin ou salé. Le pH marin représente donc un facteur limitant de croissance

bactérienne.

Les travaux de Bourabaine (2001) sur la Sardina pilchardus, Ait Tayeb (2002) sur la

moule Mytilus galloprovincialis, Terbeche (2006) sur la Crevette rouge Aristeus antennatus,

Khelil (2007) sur la moule Mytilus galloprovincialis, Seddik (2008) sur la Patella caerulea,

rapportent que les taux les plus élevées de bactéries dans les tissus de ces espèces marines

étaient recensés durant les mois les plus chaud de l’année.

En général, l’évolution du nombre de bactéries dans la chair de l’organisme marin

semble suivre celle de la population bactérienne du milieu où ils évoluent (Elliot, 1946 ;

Bourgois et al 1988).

D’une manière globale, nos données montrent que la qualité de l’eau de mer passe de

mauvaise du site des Genêts a bonne au site d’Ain Defla. En effet, les CT et CF sont des

bactéries fortement inhibées par l’eau de mer, ceci grâce à de nombreux facteurs physico-

chimiques et biologiques (Bonnefont et al ; 1990).


98

L’ensemble de ces trois facteurs constitue l’auto-épuration de la mer qui, en grande

partie, s’effectue par le rayonnement solaire. En effet, il suffit de quelques heures

d’exposition pour qu’une suspension bactérienne en eau de mer ne puisse plus être cultivable,

en plus du brassage des eaux, l’activité des houles, courants et vagues, la basse température et

la pression hydrostatique élevées qui inhibent les activités métaboliques des bactéries

(Deming, 1986 ; Schneider et al ; 1991).

D’après les résultats obtenus dans cette étude du coefficient de corrélation de l’eau de

mer et de la chair de Paracentrotus lividus pour les deux sites, nous pouvons dire que les

germes-tests sont bien corrélés entre eux de façon très significative.

Enfin, les résultats de notre travail sur les deux sites les Genêts et Ain-Defla durant les

six mois d’étude montrent une forte pollution au niveau du premier site et qui a tendance à

augmenter avec la température et l’accroissement de la pression humaine particulièrement

importante en mois de juin, et que l’accumulation de la pollution bactérienne dans la chair de

l’oursin augmente en fonction de la concentration des germes dans l’eau de mer.

Pour le site d’Ain Defla, considéré comme zone de référence, les résultats confirment

que leurs eaux marines sont de très bonne qualité, et par conséquent l’organisme marin, ici

l’oursin Paracentrotus lividus est en bonne santé.

CONCLUSION

Conclusion

99

Depuis toujours, la mer a été le réceptacle universel de différentes formes de pollution,

le drainage des eaux usées non traitées vers la mer entraîne systématiquement une pollution

bactérienne au niveau de celle-ci, cela modifie négativement l’équilibre naturel de l’eau (pH),

change de qualité de sels nutritifs dans l’eau (nitrates, phosphates) et peut donc poser de

graves problèmes pour l’environnement.

Le principal danger de pollution bactériologique auquel est exposée l’eau de mer est

celui d’une contamination récente par des eaux d’égouts riches en matières fécales. De ce fait,

les rejets d’eaux usées non traitées polluent le littoral à proximité des agglomérations côtières

oranaises ; ce qui a, notamment, pour effet de diminuer la teneur en oxygène de l’eau,

d’accroître la turbidité de diminuer la croissance des bactéries et des algues et d’aggraver la

pollution par les microorganismes (Boutiba & al, 2003).

L’Homme, consommateur final des produits marins et occupant le dernier maillon de

la chaîne alimentaire peut à n’importe quel moment, en être victime (Reilly, 1991).

Tous ces problèmes résultent de la création par l’homme de déchets qu’il ne cherche

pas à détruire ou ne sait pas recycler, tandis que population et pollution croissent de façons

ininterrompues. Le pouvoir auto-épurateur du milieu naturel suit une évolution inverse en

fonction du temps, vers sa saturation sinon vers sa neutralisation complète (Ramad, 1982).

L’objectif de la présente étude est basé sur l’évaluation de la présence et l’impact des

contaminants bactériens dans les eaux côtières oranaises à l’aide notamment d’une espèce

largement distribuée sur le littoral et couramment utilisée comme bioindicateur, l’oursin

Paracentrotus lividus, prélevé au niveau de la côte orientale oranaise, un échantillonnage

mensuel, réalisé pendant six mois (de décembre à juin 2008).

A l’issue de notre travail de recherche, les résultats obtenus ne laissent aucun doute

quand à la réalité de la pollution bactériologique du littoral oranais.

En ce qui concerne l’analyse bactériologique, l’utilisation de ces oursins comme

bioindicateurs de contamination bactérienne d’origine fécale, ainsi que la détection des

germes pathogènes, a montré que la recherche sur la chair de ces oursins conduit à une

présence des germes aérobies à 30°C, des Coliformes totaux et les Streptocoques fécaux à des

concentrations qui ne dépassent pas les normes pour le site d’Ain Defla avec une

concentration minimale d’E. coli, et une absence totale des germes pathogènes tels que les

Salmonella et Staphylococcus aureus.

En revanche, les résultats relevés au niveau du site des Genêts, en plus les

concentrations importantes des germes tests pour l’ensemble des échantillons, on a noté que

les germes pathogènes Salmonelles et Staphylococcus aureus ont été décelés au cours de

Conclusion

100

cette étude. Ceci qui nous confirme que cet organisme marin est un bon bioindicateur de

pollution bactérienne.

La santé des baigneurs et des consommateurs d’oursin qui fréquentent ces lieux est

aussi menacée. En effet, la baignade dans ce site est interdite, mais au cours de notre étude,

nous avons constaté la présence des baigneurs à plusieurs reprises. Il est impératif de réagir

pour respecter l'interdiction de la baignade dans ce site.

Nous basant sur ces résultats, nous pouvons juger l’état de nos plages et dire qu’il est

catastrophique et d’avancer que le site le plus pollué est le site des Genêts.

Ce constat s’avère tout à fait logique étant donné que le site se trouve à proximité de

nombreux émissaires d’eaux usées sans cela gênerait personne.

Par ailleurs, il nous a été possible de suivre la variation du taux bactérien au cours des

six mois d’étude, et ainsi de noter que les concentrations microbiennes les plus élevées sont

celles enregistrées durant le mois de juin ; et l’espèce bactérienne la plus commune est : les

Coliformes totaux.

Après cette douloureuse description de l'état des eaux de notre littoral oranais, je me

pose une question: dans quel état seront les mers pour les générations futures? Une chose est

sûre, si on veut préserver une vie diversifiée sur notre vieille planète, il faut dès aujourd'hui

changer de mode de vie car l’homme, apprenti sorcier, est en train de dégrader de façon

irréversible son environnement marin. Etant donné leur immensité, les mers et les océans sont

considérés comme des égouts sans fin... La cote d'alerte a été atteinte. De plus, du fait de

l'énorme augmentation de sa population, l'espèce humaine a besoin de toujours plus de terre et

de nourriture. Elle doit cependant apprendre à préserver les biotopes continentaux et marins,

dont elle dépend, ainsi que l'immense réserve de nourriture potentielle qu’est la mer. Si

l'homme détruit et empoisonne les eaux, à la longue, c'est lui-même qu'il détruit et

empoisonne. Le désert avancera et la mer ne sera bientôt plus en capacité de fournir la

richesse qu'elle lui a si généreusement donnée pendant des siècles, sans jamais avoir reçu, en

échange, le respect auquel elle a le droit.

C’est pourquoi, il est urgent que des travaux d’assainissements doivent être engagés et

il est important de s’attaquer aux problèmes de diverses façons :

• Assurer et maintenir la surveillance de la côte pendant toute l’année pour éviter les

incidents de pollution et prendre en charge l’intervention rapide en cas de catastrophe.

• Adopter des méthodes adéquates de collecte, de traitement et d’élimination des eaux

usées.

Conclusion

101

• L’installation des stations d’épurations au niveau de chaque point de déversement

qui reçoit une grande quantité des eaux usées.

• Prendre des mesures pour empêcher la contamination par les eaux de ruissellement

provenant de terrains agricoles.

• Adopter une politique axée sur la protection de l’environnement afin d’assurer un

développent durable.

• Sensibiliser le grand public aux problèmes environnementaux pouvant affecter la

santé de l’homme et de la flore et de la faune.

La propreté des plages et du littoral, et la qualité microbiologique des eaux de mers

représentent, actuellement, un enjeu majeur en termes non seulement de santé publique mais

aussi d’environnement et constituent, de ce fait, l’objet d’une attention particulière.

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ANNEXES

Annexes

Tables de Mac Grady

2 tubes par dilution 3 tubes par dilution

Nombre caractéristique

Nombre de cellules


Nombre de cellules


Nombre de cellules


Nombre de cellules

000 001 010 011 020 100 101 110 111 120 121 200 201 210 211 212 220 221 222

0.0 0.5 0.5 0.9 0.9 0.6 1.2 1.3 2.0 2.0 3.0 2.5 5.0 6.0 13.0 20.0 25.0 70.0 110.0

000 001 010 011 020 100 101 102 110 111 120 121 130 200

0.0 0.3 0.3 0.6 0.6 0.4 0.7 1.1 0.7 1.1 1.1 1.5 1.6 0.9

201 202 210 211 212 220 221 222 223 230 231 232 300 301

1.4 2.0 1.5 2.0 3.0 2.0 3.0 3.5 4.0 3.0 3.5 4.0 2.5 4.0

302 310 311 312 313 320 321 322 323 330 331 332 333

6.5 4.5 7.5 11.5 16.0 9.5 15.0 20.0 30.0 25.0 45.0 110.0 140.0

5 tubes par dilution


Nombre de cellules


Nombre de cellules


Nombre de cellules


Nombre de cellules

000 001 002 010 011 012 020 021 030 100 101 102 103 110 111 112 120 121 122 130 131 140 200 201 202

0.0 0.2 0.4 0.2 0.4 0.6 0.4 0.6 0.6 0.2 0.4 0.6 0.8 0.4 0.6 0.8 0.6 0.8 1.0 0.8 1.0 1.1 0.5 0.7 0.9

203 210 211 212 220 221 222 230 231 240 300 301 302 310 311 312 313 320 321 322 330 331 340 341 350

1.2 0.7 0.9 1.2 0.9 1.2 1.4 1.2 1.4 1.4 0.8 1.1 1.4 1.1 1.4 1.7 2.0 1.4 1.7 2.0 1.7 2.0 2.0 2.5 2.5

400 401 402 403 410 411 412 420 421 422 430 431 432 440 441 450 451 500 501 502 503 504 510 511 512

1.3 1.7 2.0 2.5 1.7 2.0 2.5 2.0 2.5 3.0 2.5 3.0 4.0 3.5 4.0 4.0 5.0 2.5 3.0 4.0 6.0 7.5 3.5 4.5 6.0

513 520 521 522 523 524 525 530 531 532 533 534 535 540 541 542 543 544 545 550 551 552 553 554 555

8.5 5.0 7.0 9.5 12.0 15.0 17.5 8.0 11.0 14.0 17.5 20.0 25.0 13.0 17.0 25.0 30.0 35.0 45.0 25.0 35.0 60.0 90.0 160.0 180.0