~vidence en faveur de la presence du 3-dimethylsulfoniopropionate chez une large gamme d9Angiospermes

L. Paquet, P.J. Lafontaine, H.S. Saini, F. James et A.D. Hanson

Rksum6 : Le 3-dimCthylsulfoniopropionate (DMSP), un composC aux propriCtCs osmoprotectrices, est le prCcurseur biogCnique du gaz dimCthylsulfure (DMS) qui constitue une part importante des Cmissions sulfureuses dans l'atmosphbre. Quoique l'accumulation du DMSP chez les algues marines soit bien documentke, celui-ci n'a CtC dCtectC jusqu'i present que dans quatre genres d'Angiospermes (l'un appartenant aux Asteraceae et les trois autres aux Poaceae) a des niveaux variant de 5 i 30 pmol g-I de masse fraiche (m.f.). Nous avons recherchk la prCsence de DMSP dans les feuilles de 177 espbces d'Angiospermes issues de 90 familles de 55 ordres. La proctdure de dCtection reposait sur une mCthode indirecte qui tire parti de la dtgradation du DMSP en acide acrylique et en DMS sous I'action de NaOH froid, le DMS Ctant alors analysC par chromatographie en phase gazeuse. La limite de detection se situait 1 0,01 pmol g-' m.f. Ving-neuf espbces (issues de 22 familles de 22 ordres) contenaient une quantitt faible ( 5 1 pmol g- ' m.f.) mais dttectable de DMSP. Les rCsultats dlexpCriences in vivo a l'aide de traceurs radioactifs montraient que des espbces d'Asteraceae, de Poaceae et de Rosaceae, chez lesquelles le DMSP a CtC dttectC, Ctaient capables de le synthttiser i partir de la mCthionine via la S-mCthylmtthionine. De plus, cette voie de biosynthbse pourrait Ctre prCsente chez certaines espkces dlAsteraceae qui ne montrent pas de niveaux dCtectables de DMSP. Prises ensemble, ces donnCes suggbrent que la capacitC de synthbe du DMSP pourrait &re largement rCpandue chez les Angiospermes.

Mots clPs : 3-dimCthylsulfoniopropionate, S-mCthylmtthionine, dimCthylsulfure.

Abstract: 3-Dimethylsulfoniopropionate (DMSP) is an osmoprotectant compound that serves as the biogenic precursor of dimethyl sulfide (DMS), an important atmospheric sulfur gas. DMSP is known to be accumulated by many marine algae but has been little studied in higher plants; it has previously been identified in only four angiosperm genera (one genus from the Asteraceae and three from the Poaceae), at levels of about 5 to 30 pmol g-I fresh weight. Leaves of 177 species of angiosperms representing 90 families from 55 orders were screened for DMSP. An indirect assay was used in which DMSP treated with a cold NaOH solution released acrylic acid and DMS, the latter being analyzed by gas chromatography. The detection limit was 0.01 pmol g-I fresh weight. Twenty-nine species (from 22 families and 22 orders) had detectable levels of DMSP, all fairly low ( 5 1 pmol g-I fresh weight). In vivo radiotracer labeling results indicated that species from the Asteraceae, Poaceae, and Rosaceae containing DMSP synthesize it from methionine via S-methylmethionine, and that this pathway may be present at a low level in species of Asteraceae that do not accumulate detectable amounts of DMSP. Taken together, these data imply that the capacity for DMSP production is widespread among Angiosperms.

Key words: 3-dimethylsulfonioproprionate, S-methylmethionine, dimethyl sulfide.

R e ~ u le 28 fCvrier 1995.

L. Paquetl, P.J. Lafontainez, H.S. Saini, F. James3 et A.D. Hanson3. Institut de recherche en biologie vCgCtale, UniversitC de MontrCal, 4101, rue Sherbrooke est, MontrCal, QC H1X 2B2, Canada.

1. Auteur correspondant; adresse actuelle : DCpartement de biochimie, UniversitC de MontrCal, C. P. 6128, succursale Centre-ville, MontrCal, QC H3C 357, Canada.

2. Adresse actuelle : DCpartement de phytologie, Pavillon Paul-Comtois, UniversitC Laval, Sainte-Foy , QC G1K 7P4, Canada.

3. Adresse actuelle : Horticultural Sciences Department, University of Florida, Gainesville, FL 3261 1-0690, Etats-Unis.

Introduction

La contribution du gaz dimethylsulfure (DMS) aux emissions de soufre d'origine biologique dans l'atmosphbre a ete estimee h environ 50 x 1012 g par an, ce qui correspond h la moitie de ces Cmissions. Par comparaison, les activites humaines sont responsables de l'tmission d'environ 100 x 1012 g par an de SO2 dans l'atmosphbre (Andreae et Raemdonck 1983; Aneja et Cooper 1989). La source marine majeure de DMS est le 3-dim~thylsulfoniopropionate (DMSP), un compose aux proprietts osmoprotectrices (Somero 1992) qu'accumu- lent plusieurs algues micro- et macro-scopiques (Blunden et Gordon 1986).

Les sources terrestres d'emissions de DMS recenskes jusqu'h present impliquent les plantes superieures (Rennen-

Can. J. Bot. 73: 1889- 1896 (1995). Printed in Canada / Irnprimt au Canada

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berg 1991; Schroder 1993). Pourtant, chez elles, la presence de DMSP n'a CtC signalCe en quantitk significative que dans quatre genres de deux familles. Chez les Asteraceae, le genre Wollastonia (le Wollastonia biflora, une espkce accumula- trice de DMSP, Ctait nagukre classCe dans les genres Wedelia ou Melanthera, Storey et al. 1993; Hanson et al. 1994) et chez les Poaceae, les genres Spartina (Larher et al. 1977; Dacey et al. 1987) et Saccharum (Paquet et al. 1994), ainsi qu'un genre apparent6 a ce dernier, Narenga (Paquet et al. 1994), affichent une quantitC de DMSP variant de 5 30 pmol g- de masse fraiche (m.f.) de feuilles. Chez ces plantes, comme chez les algues, le DMSP pourrait participer a l'ajustement osmotique cellulaire (Storey et al. 1993). Hormis le DMSP, on ne connait chez les plantes supCrieures qu'un autre prkcurseur du DMS : la S-methylmCthionine (SMM), un acide amink non protkique (Giovanelli et al. 1980; Mudd et Datko 1990) dont on n'a pas relevC de con- centration supCrieure i 7 pmol g-' m.f. (bourgeon apical du chou) (Larina et Gessler 1994).

Afin de dktecter la presence Cventuelle du DMSP chez d'autres plantes, nous avons test6 les feuilles de 177 espkces d'Angiospermes appartenant ii la collection du Jardin bota- nique de MontrCal (QuCbec, Canada). En raison de la forte accumulation de DMSP connue chez le Wollastonia b@lora, Asteraceae, nous nous sommes intCressCs plus particulikre- ment h cette famille. Les rtsultats de cette enquete suggkrent la presence du DMSP en faible concentration chez environ 16% de l'ensemble des espkces analysCs. D'autres donnCes concernant la famille des Poaceae et surtout le genre Saccha- rum, sont parues dans un article prCcCdent (Paquet et al. 1994).

En complCment de cette Ctude, nous avons tirC parti des espkces les plus riches en DMSP dont nous disposions pour tenter d'Clucider la voie de biosynthkse de ce produit chez les plantes. Pour ttablir leur capacitC i synthCtiser le DMSP partir d'un prtcurseur connu chez le W biflora, la SMM (Hanson et al. 1994), nous avons choisi, dans deux familles diffkrentes, deux espkces parmi les plus riches de notre Cchantillonnage, et les avons soumises ii des tests de mar- quage radioactif la [35SjSMM in vivo. Nous avons Cgale- ment vCrifiC si la conversion de SMM en DMSP existe chez certaines espkces oh le DMSP n'avait pas CtC dCtectC.

Materiel et methodes

Materiel vCgCtal Les espkces CtudiCs sont CnumCrCes au tableau 1. Ces plantes ont CtC rCcoltCes entre mai et septembre (1992- 1994), au Jardin botanique de la Ville de MontrCal. Dans tous les cas, une ou plusieurs feuilles parvenues B maturitC (non ~Cnescentes) et saines furent rCcoltCes et conservCes B 4°C pour une ptriode ne dCpassant pas 1 h. Les conditions de croissance Ctaient les suivantes : (i) une serre ?A temptrature contr61Ce (23°C le jour, 19°C la nuit), fertilisation prodigute au besoin, pour les espkces tropicales ainsi que pour cinq espbces mentionnCes aux tableaux 5 et 6, soit le Triticum aestivum, le Spinacia oleracea, le Brassica oleracea, le Taraxacum oficinale et le Wollastonia biflora et (ii) les zones extCrieures du Jardin botanique pour les autres espbces.

Dosage du DMSP par chromatographie en phase gazeuse (CPG)

Le dosage du DMSP a CtC effectuk selon la mCthode dCcrite par Paquet et al. (1994) et brikvement rCsumCe ici. Cette prockdure reposait sur la rCaction de dCgradation du DMSP en DMS et en acide acrylique sous l'action de NaOH con- centrC (White 1982; Reed 1983) :

DMSP DMS

Acide acrylique

Le DMS ainsi dCgagC fut mesurC par CPG. Des disques foliaires (6 mm de diamktre, environ 100 mg m.f.) furent rCalisCs a l'emporte-pikce et pesCs. Les disques furent introduits dans une fiole de 4 mL (Supelco, Oakville, Canada) avec 1 mL de NaOH 17% (m/v) et la fiole fut scellCe rapidement avec un bouchon muni d'un septum B double face de Teflon. Aprks que la rCaction se soit pour- suivie de 1,5 a 4 h tempkrature de la pikce sur un agitateur rotatif i 130 cycles min-l, une partie de la phase gazeuse (0,5 mL) fut prClevCe pour analyse par CPG (Paquet et al. 1994). Des calibrations 5 l'aide de DMSP authentique (Paquet et al. 1994) ont dCmontrC que, dans ces conditions, la rCponse du dCtecteur Ctait quasi linCaire pour une quantitC de DMSP par fiole allant de 0,005 2 2 pmol. L'Cmission de DMS, issue du traitement des tissus vtgttaux avec le NaOH, Ctait complkte aprbs 1,5 h. Dans les memes conditions expC- rimentales, le DMS issu de 1 pmol de SMM ne comptait que pour 0,05% du DMS Cmis par 1 pmol de DMSP.

PrCcurseurs radioactifs La L-[U-14C]mCthionine (93 MBq pmol-l) et la [35S]mCthio- nine (44 GBq pmol-l) ont CtC fournies par NEN-DuPont (Mississauga, Canada). La L-[~~S]SMM avait CtC prCparCe 2 partir de [35SjmCthionine (ajustCe B une activitC spCcifique d'environ 2 MBq pmol-I) selon la mCthode de Toennies et Kolb (1945) (modifiCe pour microprCparation). La SMM fut ensuite purifiCe par chromatographie sur couche mince (CCM) sur des plaques de plastique couvertes d'une pellicule de 0,25 mm d'un gel de silice. Le solvant appliquC Ctait cons- tituC d'un melange de mCthano1, dlacCtone et d'HC1 con- centrt (90 : 10 : 4, v/v/v) (systkme CCM 1).

Incubation de disques foliaires avec les precurseurs radioactifs

Les prCcurseurs radioactifs L-[U-14C]mCthionine ou L-[~~S]- SMM ont CtC fournis B des lots de neuf disques (1 1 mm de diamkre) de feuilles parvenues aux trois quarts de leur dCveloppement maximal et saines (masses du lot variant de 100 B 250 mg selon les espkces). Les disques furent tailladCs de huit Cgratignures radiales superficielles sur leur surface abaxiale et celle-ci fut placee en contact avec 0,5 mL de la solution de prCcurseur (pH de 5 3 ) imbibCe dans des disques de papier Whatman no 1 (4,25 cm de diamktre) placCs dans des boites de Petri de 6 cm. Les disques foliaires furent ensuite incubes pendant 6 ou 8 h sur un agitateur rotatif (100

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Tableau 1. Contenu en DMSP de diverses espkces provenant de 90 familles, rCcoltCes au Jardin botanique de MontrCal. -u ru

Class A : DMSP <0,01 pmol g-' m.f., 148 espkes 2 Abroma augusta (L.) Willd. Achillea sibirica Ledeb. Adenophora ornata Diels Aechmea calyculata (E. Morr.) Bak. AIIamanda schotrii Pohl. AIIium cernuum Roth. Aloe ciliaris Haw. Amaranrhus caudatus L. Amphiblemma cymosum (Schrad. & J.C. Wendl.) Naud Anaphalis margariracea (L.) Benth. & Hook. Antennaria munda Fern. Anthurium amoenum Kunth. Arachis hypogaea L. Aralia racemosa L. Arisaema draconrium (L.) Schon. Aristolochia jimbriala Cham. Anabotrys hexapetalus (L.f.) Bhand. Aster divaricatus L. Astrantia major L. Atalantia ceylanica Oliver Baliospermum millare Blume Barleria cristata L. Begonia maculata Raddi Boehmeria biloba Wedd. Brassica oleracea L. Brillantaisia lamium Benth. Brunfelsia paucifora (Cham. & Schldl.) Benth Exirnia Calarhea veitchiana Hook. Calophyllum brasiliense Cambess. Carahmine diphylla (Michx) Alph. Wood. Catha edulis (Vahl) Forssk. ex Endl. Centaurea dealbata Willd. Chenopodium album L. Chenopodium quinoa Willd: Chorisia insignis Kunth. Chrysogonum virginianum L. Cirsium yezoense (Maxim.) Makino Cissus sicyoides L. Citharexylum ellipticum Moc. & Sesse ex D. Don Citronella mucronata (Ruiz & Pav.) D. Don. Clerodendrum thomsoniae Ba1f.f. Clerodendrum wallichii Merrill Clyrostoma callistigioides Bur & Schurn.

Coccoloba uvijera (L.) L. Colocasia esculenta (L.) Schon. Combretum microphyllum Klotzsh. Cordia leucosebestena Griseb. Coreopsis lanceolata L. Crinodendron patagua Molina Cryprocarya alba (Mol.) Looser Cryprosregia grandifora R.Br. C t e ~ n t h e serosa (Roscoe) Eichl. Cuphea microperala HBK Dorstenia convexa De Wildemen Echinops sphaerocephalus L. Eriophyllum lanatum (Pursh) Forbes Erythrina crista-galli L. Eucommia ulmoides Oliv. Eupatorium macularun~ L. Ficus sagittata Vahl . Fittonia gigantea Linden ex Andrt Frminus pennsylvanica Marsh. Gaillardia X grandifora Van Houne Galium triforum Michx. Gypsophila paniculala L. Hedera helix L. Helianthus annuus L. Helianthus sp. Heliconia aurantiaca Ghiesbr. ex Lern. Heliopsis helianthoides (L.) Sweet Hippeastrum puniceum (Lam.) Urban. Hoffmannia ghiesbreghtii (Lem.) Hernsl Hoya australis R.Br. ex Traill. Iris pseudacorus L. Ischroma gesnerioides Miers. Jasminum sambac (L.) Ait. Juglans nigra L. Kadsura japonica (L.) Dunal. Loctuca sativa L. Loctuca serriola L. Leea coccinea Planch. non Bojer. Luzula nivea (L.) DC Lysimachia punctata L. Lythrum salicaria L. Malpighia coccigera L. Malus pumila Mill.

Mandevilla splendens (H0ok.f.) Woodson 2 Manilkara zapota (L.) Royen '2 Matthaea calophylla Perk. Maytenus boaria Molina. Mitriostigma millare Hochst Mukdenia rossii Koidz Murraya paniculata (L.) Jack. Nepenthes gracilis Korth. Nicotiana tabacum L. Nuphar variegarum Engelm. Ocimum gratissimum L. OIea europaea L. Pavonia spinifex (L.) Cav. Petiveria alliaceae L. Phellodendron sachalinense (F. Schmidt) Sarg. Philodendron gurrijerun Kunth. Pilea involucrara (Sims) Urban. Pilosella aurantiaca (L.) F.W. Schultz & Schultz-Bip. Piper belle L. Pittosporum tobira Ait. Plectranthus fruticosus L'Htrit. Plumbago zeylanica L. Pogostemon heyneanus Benth. Polygonum alpinum All. Pongamia pinnata (L.) Pierre ex Merrill P r e m ~ esculenta Roxb. Pseuderanthemum rericulatum (H0ok.f.) Radlk. Psidium littorale var. Longipes ( 0 . Berg) McVaugh Punica granatum L. Quercus rubra L. Quercus suber L. Quisqualis indica L. Ribes x koehneanum Jancz. Rudbeckia rriloba L. Salix sp. Sambucus nigra L. Sanicula gregaria Bicknell Schaueria favicoma (Lindl.) N.E. Br. Schinus rerebinthijolius Raddi Scirpus fuviarilis (Torr.) Gray Selenicereus anthonyanus (Alexander) D. Hunt Silphium perfoliaturn L. Silphium trifoliatum L.

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1892 Can. J . Bot. Vol. 73, 1995

cycles min-') sous lampes fluorescentes (150 pmol m-2 s-1 de quanta (rayonnement photosynthttiquement utilisable)) a 28 f 3°C. Ptriodiquement, de l'eau Ctait ajoutte pour rem- placer les pertes dues B l'tvaporation. Aprbs l'incubation, les disques furent lavts pendant 30 min dans 5 mL d'une solu- tion de prtcurseur non radioactif pour tliminer le prtcurseur radioactif non absorb6 qui pouvait adhtrer au tissu.

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Extraction et purification de mktabolites par chromatographie d'Cchange d'ions

Les mtthodes utilides, rtsumtes ici, ont t t t essentiellement les mCmes que celles dtcrites par Hanson et al. (1994). Les disques furent soumis a une extraction dans un mtlange de methanol, de chloroforme et d'eau (Hanson et Gage 1991); pour amtliorer la rtcuptration, des doses de 0,5 2 1 pmol de DMSP et de SMM non radioactifs ont t t t ajouttes h l'extrait, sauf dans le cas de l'exptrience dtcrite au tableau 4. La stparation des constituants de la phase aqueuse ainsi obtenue fut effectute sur des colonnes tchangeuses d'ions (1 mL, sauf mention contraire) superpostes dans l'ordre suivant : pour I'exptrience dtcrite au tableau 3, un mtlange de Dowex 1 (OH-) : Bio-Rex 70 (H+) (2 : 1, v/v, 1,5 mL) + Dowex 50 (H+); pour l'exptrience dtcrite au tableau 4, Bio-Rex 70 (H+) + Dowex 1 (OH-) -+ Dowex 50 (H+); pour les expt- riences dtcrites aux tableaux 5 et 6, Dowex 1 (OH-) +

Bio-Rex 70 (H+) -+ Dowex 50 (H+). La SMM radioactive prtsente dans l'tluat de la colonne Bio-Rex 70 fut analyste h l'aide du systkme CCM 1 dtcrit plus haut ou du systkme suivant : plaques de 0 , l mm de cellulose dtvelopptes dans un solvant constitut de n-butanol, d'acide acttique et d'eau (60 : 20 : 20, v/v/v) (systbme CCM 2). Le DMSP radioactif, issu de l'tluat de la colonne Dowex 50, fut analyst h l'aide du systkme CCM 1 ou par tlectrophorkse sur couche mince rtaliste sur des plaques de 0, l mm de cellulose avec de l'acide formique 1,5 M h 6"C, pendant 20 min i 1,8 kV. Cette dernikre proctdure ttait ntcessaire pour stparer le DMSP du 4-dimtthylsulfonio-2-hydroxybutyrate, un mtta- bolite possible de la SMM, issu lui aussi de l'tlution de la colonne Dowex 50 et qui comigrait avec le DMSP dans le systkme CCM 1. Les marqueurs de SMM et de DMSP authentiques furent rtvtlts au rtactif de Dragendorff. La rtcuptration maximale de la SMM et du DMSP qu'on pouvait esptrer la suite de ces proctdures fut tvalute par l'ajout d'un standard interne de [35S]SMM ou de [35S]DMSP a des disques foliaires non incubts et soumis en parallble aux mCmes proc6dures d'extraction et de stparation que les tchantillons provenant de disques foliaires incubts. Les valeurs de rtcuptration ainsi obtenues ont servi ?I cor- riger, afin de tenir compte des pertes, les calculs des rtsultats obtenus avec les tchantillons incubts.

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E Resultats DCtection et dosage du contenu en DMSP par CPG La dttermination de la concentration en DMSP a Ctt effec- tute sur du tissu foliaire frais chez toutes les plantes dtsi- gntes au tableau 1. L'utilisation de tissu frais a t t t retenue pour la raison suivante : chez deux espkces connues pour accumuler le DMSP, le W bif2ora et le Saccharum ofi- cinarum, le stchage des feuilles h 70°C pendant 20 h causait jusqu'h 30% de pertes dans la teneur en DMSP (donntes non prtsenttes).

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Paquet et al.

Quoique le DMS puisse provenir de l'autre composC dimCthyl sulfonium connu chez les plantes, la SMM, les arguments suivants suggbrent que celle-ci n'est pas B l'origine du DMS detect6 ici : nous avons Ctabli un coeffi- cient de 0,0005 pour le DMS Cmis par 1 pmol de SMM par rapport au DMS Cmis par la mCme quantitC de DMSP sous nos conditions. Notre seuil de detection du DMSP se situait B 0,01 pmol g-I. Ceci signifie qu'il aurait fallu 20 pmol g-I de SMM (0,Ol pmo1/0,0005) pour qu'on puisse la dCtecter. Or, la quantitC de SMM mesurCe jusqu'i prCsent chez les plantes n'a jamais excCdC 7 pmol g-I (Larina et Gessler 1994) et se situe habituellement dans la gamme de 0,05 B 0,3 pmol g-I (Bezzubov et Gessler 1992; Hanson et Kende 1976; Hanson et al. 1994; Hattula et Granroth 1974).

Le tableau 1 indique les teneurs en DMSP des 177 espbces testkes. Aucune n'a present6 plus de 1 pmol g-I. Par com- paraison, dans des conditions de culture exemptes de stress hydrique, avec fertilisation et i tempCrature modCrCe, le S. oficinarum et le W bijlora accumulent respectivement jusqu'i 6 et 12 pmol g-I (Paquet et al. 1994; Hanson et al. 1994). Les plantes qui contenaient des quantitCs dktectables de DMSP (16,4% de l'ensemble) provenaient de 22 familles representant 22 ordres d'Angiospermes. Le fait de regrouper les plantes testCes par familles n'a pas permis de mettre en evidence une corrklation entre la prCsence du DMSP et leur taxonomie.

I Toutefois, la forte accumulation de DMSP chez le I W biflora nous a incitCs B orienter davantage nos recherches I vers les Asteraceae, et plus particulibrement vers la sous-tribu

de ce genre, soit les Ecliptinae, appartenant B la tribu Helian- theae (Robinson 1981). Une concentration de DMSP sup6 rieure B 0,01 pmol g-I n'a CtC dCtectCe que chez une des Ecliptinae, llHeliopsis helianthoides ssp. scabra (tableau 2). L'Asteraceae presentant la concentration de DMSP la plus Clevte, le Ratibida pinnata (0,4 pmol g-I), fait partie de la tribu Helianthae (sous-tribu Rudbeckiinae, proche des Eclip- tinae). Le tableau 2 fait Cgalement apparaitre que la rtparti- tion de la quantitC du DMSP chez les Asteraceae est comparable B celle retrouvCe chez l'ensemble des 177 espbces testCes. Sur 30 Asteraceae testies, 25 prksentaient moins de 0,01 pmol ggl et les autres se situaient dans la gamme de 0,01 B 1 pmol gel.

Metabolisme de precurseurs radioactifs Nous avons prCcCdemment dCmontrC que la SMM est un intermidiaire dans la voie de biosynthbse du DMSP chez le W biflora (Hanson et al. 1994). Afin de vCrifier s'il en est de mCme chez les espbces identifiCes ici comrne accumula- trices de DMSP, des traceurs radioactifs furent utilids. Trois espbces furent comparCes au W biflora (Asteraceae) : le R. pinnata (Asteraceae), Filipendula vulgaris (Rosaceae) et le S. oficinarum (Poaceae), pour estimer leur capacitC B syn- thttiser du [35S]DMSP B partir de [35S]SMM. Toutes ces espbces Ctaient capables de synthCtiser un produit radioactif qui comigrait avec le DMSP (tableau 3). Afin de nous assurer que la SMM est un composC nature1 chez ces espbces, nous leur avons fourni des doses de [l4C]mCthionine. Une quan- tit6 significative de [I4C]SMM fut rCcupCrCe dans les trois cas (tableau 4). Le fait que cette expCrience n'ait permis de rCcupCrer que peu de I4C dans le DMSP peut s'expliquer par la dilution de la [I4C]SMM par la SMM endogbne.

Les espbces pour lesquelles le DMSP n'a pu &tre dCtectC

Tableau 2. Repartition du DMSP chez les Asteraceae.

DMSP <O,Ol pmol g-' m.f. Achillea sibirica Ledeb. Anaphalis margaritacea (L.) Benth. & Hook. Antennaria munda Fern. Aster divaricatus L. Centaurea dealbata Willd. Chtysogonum virginianum L. ** Cirsium yezoense (Maxim.) Makino Coreopsis lanceolata L.* Echinops sphaerocephalus L. Eriophyllum lanatum (Pursh) Forbes* Eupatorium maculatum L. Gaillardia x grandiflora Van Houtte* Helianthus annuus L. * Helianthus sp.* Heliopsis helianthoides (L.) Sweet** Lactuca sativa L. Lactuca serriola L. Pilosella aurantiaca (L.) F.W. Schultz & Schultz-Bip Rudbeckia triloba L. * Silphium perfoliatum L.** Silphium trifoliatum L.** Sonchus arvensis L. Tararacum oficinale L. Tussilago farfara L. Verbesina alternifolia (L.) Britt. ex C. Mohr**

DSMP = 0,Ol-0,l pmol g-' m.f. Heliopsis helianthoides ssp. scabra (Dunal) T.R. Fisher Inula magnifica Lipsky

DMSP = 0,l-1,O pmol g-' m.f. Anthemis tinctoria L. Ratibida pinnata (Vent.) Barnhart* Vernonia crinita Raf.

Nota : Les espkces suivies d'un astirisque appartiennent B la tribu Helianthae; celles suivies d'un double astirisque B la sous-tribu Ecliptinae.

(<0,01 pmol g- I) ont-elles neanmoins la capacitC de con- vertir la SMM exogbne en DMSP? Pour rCpondre B cette question, trois espbces d'Asteraceae furent testCes ainsi que quatre espbces d'autres familles. Outre le W biflora, inclus dans 1'expCrience i titre de contr6le biologique positif, seules deux des Asteraceae (le 2: oficinale et le Lactuca sativa) ont transform6 la [35S]SMM en quantitCs ditectables de [35S]DMSP (tableau 5). I1 convient de souligner qu'on ne peut pas exclure que l'apparition de [35S]DMSP soit due a la flore microbienne. Cette CventualitC parait ntanmoins peu probable Ctant donnC qu'une synthbse de DMSP n'a jamais CtC signalCe, B notre connaissance, chez les bactCries. D'autre part, ces sept espbces ont converti la [35S]mtthionine en [35S]SMM (tableau 6).

Discussion

Nos rCsultats fournissent une preuve indirecte de la prCsence du DMSP B bas niveaux (< 1 pmol g-I m.f.) chez une gamme d'Angiospermes croissant en conditions favorables. I1 se pourrait que les niveaux de DMSP soient plus ClevCs

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Tableau 3. Conversion de la [35S]SMM en [35S]DMSP par des disques foliaires d'espbces contenant du DMSP et provenant de trois familles.

Contenu endogtne en Absorption de la [35S]DMSP Esp2ce Famille DMSP (pmol g- ' m.f.) [35S]SMM (kBq)* ( B d t

Wollastonia bi'ora Asteraceae 12 56 28,90 Saccharurn oficinarurn Poaceae 4 3 8 5,90 Filipendula vulgaris Rosaceae 0,3 55 0,44 Ratibida pinnata Asteraceae 0,4 49 0,20

Nota : Des lots de neuf disques foliaires furent rnis en pr6sence de [ 3 5 ~ ] ~ ~ ~ (57 + 5 kBq, 83 nrnol) pendant 6 h puis lav6s pendant 30 rnin avec de la SMM (0,2 rnM) avant I'extraction. Les r6sultats sont corrig6s en fonction du pourcentage de r6cuptration d'un standard interne de DMSP. L'incorporation du 3 5 ~ dans le DMSP fut analys6e a I'aide du systbrne CCM 1. Cette exp6rience fut rCpCt6e pour une incubation d'une durCe de 4 h et les r6sultats furent conforrnes.

*Estirn6e d'aprts la quantit6 de 3 5 ~ rtcup6r6e dans le milieu. t~ourrait inclure le [35~]dirn6thylsulfoniohydroxybutyrate.

Tableau 4. Conversion de la [14C]mCthionine en [I4C]SMM par des disques foliaires d'espbces contenant du DMSP et provenant de trois familles.

[I4C]SMM Absorption de la

Espbce Famille ['4C]mCthionine (kBq)* (kBq) %

Saccharurn oficinarurn Poaceae 12,65 9,51 75 Filipendula vulgaris Rosaceae 7,33 4,22 58 Ratibida pinnata Asteraceae 5,81 1 3 9 27

Nota : Des lots de neuf disques foliaires furent rnis en prisence de [~- '~C]m~thionine (approxirnativernent 33 kBq, 3.5 nrnol) pendant 8 h puis lav6s avec de la mithionine (0,s rnM) pendant 30 rnin avant l'extraction. Les r6sultats sont corrig6s en fonction du pourcentage de r6cupCration d'un standard interne de SMM. La [ ' 4 ~ ] ~ ~ ~ fut analysee a I'aide du systtrne CMM 1. Le Saccharurn oficinarurn, en plus de la [ 1 4 ~ ] ~ ~ ~ , a produit 0.4 kBq de [ 1 4 ~ ] ~ ~ ~ ~ , alors que les autres espbces en ont produit des quantit6s <0,1 kE3q.

*Estirn6e d'aprbs la quantitC de I4C pr6sent dans la phase aqueuse de I'extrait au rn6thanol- chloroforrne -eau.

t~ourcentage de [ ' 4 ~ ] ~ ~ ~ par rapport au I4C absorbe.

Tableau 5. Conversion de la [35S]SMM en ["SIDMSP par des disques foliaires de Wollastonia bij7ora et de sept espbces contenant moins d e 0,01 pmol g-' m.f. de DMSP.

Absorption de la [35S]DMSP Espkce Famille [%]SMM (kBq)* (kBq)

Wollastonia bi'ora Asteraceae Tararacurn oficinale Asteraceae Lactuca sativa Asteraceae Helianthus annuus Asteraceae Arachis hypogaea Fabaceae Brassica oleracea Brassicaceae Spinacia oleracea Chenopodiaceae 35,3 <0,10 Triticurn aestivurnt Poaceae 33,l <0,10

Nota : Des lots de neuf disques foliaires furent mis en pr6sence de [ 3 5 ~ ] ~ ~ ~ (37 kBq, 83 nrnol) pendant 6 h puis lav6s 30 rnin avec de la SMM (0,l mM) avant I'extraction. Les r6sultats sont corrig6s en fonction du pourcentage de r6cupCration d'un standard interne de DMSP. L'incorporation du 3 5 ~ dans le DMSP fut analyste B I'aide du systtme CCM 1 et par Clectrophorbse.

*EstimCe d'aprts la quantitC de 3 5 ~ rCcupCrCe dans le milieu. t~onnue pour contenir <0,01 pnol g-' m.f. de DMSP (Paquet et al. 1994).

sous d'autres conditions, cornrne c'est le cas chez le CI/: biflora algues marines (par exernple, White 1982; Reed 1983; Kars- et le Spartina alternijora oh la salinitC, le stress hydrique ou ten et al. 1994), sont issues d'une analyse par CPG du DMS la dkficience en azote peuvent provoquer cet effet (Dacey Crnanant de tissus trait& au NaOH froid. Cette rnesure et al. 1987; Storey et al. 1993; Hanson et al. 1994). Nos indirecte ne perrnet pas d'exclure que (i) le DMS dkgagC donnCes, cornrne la plupart de celles publikes concernant les puisse provenir d'un cornposC dirnCthy1 sulfoniurn inconnu

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Paquet et al.

Tableau 6 . Conversion d e la [35S]mCthionine e n [35S]SMM par des disques foliaires d e Wollastonia bif2ora e t d e sept espkces contenant moins d e 0,01 pmol g-I m.f. d e DMSP.

Espkce Absorption d e la [35S]SMM

Famille [35S]mtthionine (kBq)* ( B q )

Wollastonia biflora Asteraceae Taraxacurn oficinale Asteraceae Lactuca sativa Asteraceae 30,3 7,5 Helianthus annuus Asteraceae 26,3 9,6 Arachis hypogaea Fabaceae 31,2 5,7 Brassica oleracea Brassicaceae 29,s 8,O Spinacia oleracea Chenopodiaceae 29,7 4,3 Triticurn aestivurnt Poaceae 28,5 8,7

Nota : Des lots de neuf disques foliaires furent mis en prtsence de [35~]mithionine (37 kBq, 83 nmol) pendant 6 h puis laves avec de la rntthionine (0.1 mM) avant I'extraction. Les risultats sont corrigis en fonction du pourcentage de rkcuptration d'un standard interne de SMM. La [ 3 5 ~ ] ~ ~ ~ fut analyste i l'aide des systtmes CCM 1 et CCM 2. La production de [ 3 5 ~ ] ~ ~ ~ ~ par le Wollastonia biflora fut de 13,2 kBq, et de moins de 0,04 kBq pour les autres esptces.

*EstimCe d'aprks la quantiti de 3 5 ~ rtcuptrte dans le milieu. tConnue pour contenir <0,01 pmol g- l m.f. de DMSP (Paquet et al. 1994).

(autre que le DMSP et la SMM) ou que (ii) le traitement alca- lin puisse dtgager d'autres composts volatils dont le temps de rttention serait identique i celui du DMS. Cependant, ces interprttations paraissent peu probables dans les cas du R. pinnata et du F. vulgaris car ces espkces semblaient con- vertir la [35S]SMM en [35S]DMSP (tableau 3). Quoi qu'il en soit, pour d'autres espkces, la presence tventuelle de produits dimtthyl sulfonium inconnus meriterait des investi- gations plus pousstes.

Cette ttude n'a pas permis de rtvtler une corrtlation entre la prtsence de DMSP et la taxonomie. Au contraire, comme les donntes indiquant que de faibles quantitts de DMSP apparaissent chez une diversitt de Poaceae (Paquet et al. 1994), elle suggkre que le DMSP, loin d'&tre confint i quel- ques genres de Poaceae et d'Asteraceae, se rtpartit d'une faqon continue chez ces familles et les autres Angiospermes.

Bien qu'il soit Ctabli que les algues (Greene 1962; Pokorny et al. 1970) et les Angiospermes (Hanson et al. 1994) synthttisent le DMSP B partir de la mtthionine, les ttapes de cette biosynthkse n'ont Ctt ttudites jusqu'i prCsent que chez le W biflora, Asteraceae (Hanson et al. 1994). Chez cette espkce, la mtthionine est d'abord mtthylte en SMM, premier intermtdiaire biosynthttique du DMSP (Hanson et al. 1994). Nos rtsultats suggkrent qu'il en est de m&me pour les Poaceae et les Rosaceae. En effet, les espkces pour lesquelles la prtsence de DMSP a t t t dttectte ont t t t capables de convertir la mtthionine radioactive en SMM (tableau 4) et tgalement la SMM radioactive en DMSP (tableau 3). Bien que la quantitt de [35S]SMM fournie aux disques foliaires puisse avoir t t t limitante, sa conversion en [35S]DMSP par le W bgora, le S. oficinarum, le F. vul- garis et le R. pinnata est approximativement proportionnelle i leur contenu respectif en DMSP endogkne. Par contre, les conversions compartes de mCthionine radioactive en SMM (ou SMM plus DMSP) sont assez semblables. En const- quence, l'accumulation de DMSP chez ces plantes pourrait &tre rtgie par leur capacitC B transformer la SMM en DMSP plut6t que par leur capacitt i produire la SMM. En outre, les rtsultats qui montrent que la SMM est un produit majeur de la transformation de la mtthionine chez toutes les espkces

examintes renforcent les donntes indiquant que la SMM est un compost universellement prtsent chez les spermatophytes (Giovanelli et al. 1980; Mudd et Datko 1990 et leurs citations).

De faqon surprenante, deux des Asteraceae qui ne pos- stdaient pas de quantitt detectable de DMSP ont pu, elles aussi, transformer une petite partie de la SMM fournie en DMSP (tableau 5) . Elles ont aussi montrt leur capacitt i transformer la mtthionine fournie en SMM. I1 est possible que ces espkces produisent du DMSP en faible quantitt, qui serait dCgradt par la suite. I1 est tgalernent possible que leur contenu endogkne en SMM soit inaccessible pour les enzymes de la biosynthkse du DMSP. Quelle qu'en soit l'explication, ce resultat renforce l'hypothkse que la voie de biosynthkse du DMSP n'est pas confinte aux espkces qui accumulent de fortes quantitts de ce produit.

Jusqu'i present, le seul composC connu comme prtcur- seur des tmissions de DMS par la plupart des Angiospermes ttait la SMM (Giovanelli et al. 1980; Rennenberg 1991). Notre ttude non exhaustive suggkre qu'environ 16% des Angiospermes ttudites contiennent du DMSP et que ce com- post pourrait donc &tre i l'origine d'une partie des tmissions de DMS obsemtes au-dessus des continents (Guenther et al. 1989; Rennenberg 1991). Chez les algues marines et les bac- ttries, on connait l'existence d'enzymes posstdant une acti- vitt lyase capable de cliver le DMSP en DMS et en acrylate (Kiene 1993). A notre connaissance, on n'a pas rechercht la prtsence d'une telle activitt chez les Angiosperrnes. A la lumikre de nos rCsultats, on peut considtrer ]'inter& d'une telle recherche.

Remerciements

Nous tenons i remercier le professeur Luc Brouillet qui a mis 2 notre disposition ses connaissances taxonomiques des Asteraceae et Edith Morin, botaniste en chef au Jardin bota- nique, pour son aide prtcieuse dans l'identification des plantes. Nous remercions aussi les horticulteurs du Jardin pour leur bienveillante collaboration. Cette recherche a t t t rendue possible griice B une bourse du Conseil de recherches

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