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Guide d’ulisaon des milieux Préparation, utilisation et stockage

Guide d'utilisation des milieux

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Page 1: Guide d'utilisation des milieux

Guide d’utilisation des milieux Préparation, utilisation et stockage

Page 2: Guide d'utilisation des milieux

2 www.biokar-diagnostics.fr

GPMC_VF052015Mai 2015

Page 3: Guide d'utilisation des milieux

La technique de préparation spécifique à chaque milieu doit être respectée de manière à conserver les qualités du produit. Avant toute utilisation, les fiches techniques et fiches de données de sécurité des milieux doivent être préalablement consultées. Ces documents sont directement accessibles sur notre site internet.

SOMMAIRE Utilisation des milieux déshydratés Réception et conservation des milieux déshydratés .............................................................................................. page 4Etapes de préparation des milieux déshydratés

1 - Dissolution .................................................................................................................................................... page 52 - Stérilisation ................................................................................................................................................... page 63 - Préparation et addition des suppléments ...................................................................................................... page 74 - Mesure et ajustement du pH ......................................................................................................................... page 7

Répartition des milieux 1 - Préparation en boîtes de Petri ....................................................................................................................... page 82 - Préparation des géloses inclinées en tubes ................................................................................................... page 9

Conservation des milieux préparés ......................................................................................................................... page 9

Utilisation des milieux prêts-à-l’emploi Fusion des milieux prêts-à-liquéfier (en flacons ou en tubes) ................................................................................ page 10Désaération/Régénération des milieux de culture ................................................................................................ page 10Préparation des milieux complets ......................................................................................................................... page 11Conservation des milieux ...................................................................................................................................... page 11

Modes d’ensemencement Ensemencement des milieux liquides ................................................................................................................... page 12Ensemencement des milieux gélosés I - Technique de recherche

1 - Isolement en surface en boîtes de Petri ....................................................................................................... page 132 - Isolement en surface sur gélose inclinée en tubes ....................................................................................... page 13

II - Technique de dénombrement 1 - Inclusion en profondeur en boîtes de Petri .................................................................................................. page 142 - Inclusion en profondeur en tubes ................................................................................................................ page 143 - Etalement en surface ................................................................................................................................... page 154 - Filtration sur membrane .............................................................................................................................. page 15

Précautions d’utilisation Décontamination et destruction des milieux après usage ..................................................................................... page 16 Prévention du risque chimique .............................................................................................................................. page 17Principales anomalies pouvant être rencontrées lors de la préparation, du stockage et de l’utilisation des milieux de culture déshydratés ......................................................................................... pages 18-19

Etiquetage Réglementation CLP .............................................................................................................................................. page 20Informations étiquette .......................................................................................................................................... page 21

Références bibliographiques ................................................................................................................................. page 22

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Page 4: Guide d'utilisation des milieux

Réception et conservation des milieux déshydratés

Dès la réception du milieu de culture :

1 - Consigner le milieu avec la date de réception.

2 - Conserver le milieu en suivant les recommandations données sur l’étiquette. Généralement la température de conservation est comprise entre 2 °C et 30 °C mais certains milieux peuvent nécessiter une conservation en chambre froide à une température comprise entre 2 °C et 8 °C. De manière générale, les milieux de culture sont hygroscopiques, sensibles à la chaleur, à la lumière et aux moisissures. Conserver les à l’abri de la lumière, de l’humidité et de toute source de chaleur telle que l’autoclave, l’incubateur...

1 - Vérifier la date de péremption.

2 - Noter la date d’ouverture du produit.

3 - Contrôler l’aspect du milieu. Ne pas utiliser le milieu si la poudre présente un aspect non habituel (changement de texture ou de couleur).

4 - Après usage s’assurer que le contenant est correctement fermé et le remettre dans l’espace de stockage qui lui est dédié.

Dans les conditions optimales de stockage, les milieux déshydratés maintenus dans leur emballage d’origine se conservent de 3 à 5 ans.

Lors de la première ouverture du produit :

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UTILISATION DES MILIEUX DÉSHYDRATÉS

Page 5: Guide d'utilisation des milieux

1 - Dissolution

1 - Peser la quantité appropriée de milieu en prenant soin de mettre en place les équipements de protection individuelle (EPI) indiqués dans les fiches de données de sécurité.

2 - Ajouter progressivement le volume d’eau nécessaire à la reconstitution (indiqué sur l’étiquette et la fiche technique).

Si l’on souhaite une dissolution plus rapide, préchauffer l’eau de reconstitution à environ 50 °C (sauf indication contraire de la fiche technique).

3 - Agiter lentement et régulièrement pour solubiliser les composants et répartir la gélose de façon homogène.

4 - Porter à ébullition (sans les surchauffer) les milieux contenant de l’agar avant de répartir en tubes ou en flacons. La dissolution complète de la gélose est obtenue lorsque la solution visqueuse ne contient plus aucune particule d’agar s’accrochant aux parois du récipient. Dans le cas des milieux présentant normalement des précipités, homogénéiser la suspension obtenue avant de répartir. Pour les milieux liquides, on obtient des solutions limpides sans avoir besoin de chauffer avant d’autoclaver. Sauf dans le cas de certains bouillons tels que le bouillon sélénite cystine qui nécessite un court chauffage (se référer à la fiche technique et à l’étiquette).

5 - Répartir le volume de milieu requis en flacons ou en tubes selon l’utilisation.

Etapes de préparation des milieux déshydratés

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UTILISATION DES

MILIEUX DÉSHYDRATÉS

Page 6: Guide d'utilisation des milieux

2 - Stérilisation

1 - D’une manière générale, les milieux de culture répartis en flacons ou en tubes sont stérilisés par autoclavage à 121 °C ± 3 °C pendant 15 minutes. Pour information, le cycle de stérilisation doit être adapté aux volumes supérieurs à 1000 mL.

Après autoclavage, il est important de refroidir le milieu rapidement de manière à empêcher toute surchauffe. Porter des lunettes et des gants de protection contre la chaleur pour sortir le milieu de l’autoclave. Risque de brûlure sévère.

2 - Laisser reposer sur une surface thermorésistante à température ambiante pendant un court instant (2 minutes par exemple) *.

3 - Refroidir le milieu en surfusion dans un bain d’eau thermostaté à une température comprise entre 44 °C et 47 °C *.

* Respecter les étapes de refroidissement pour éviter tout choc thermique. Risques d’explosion et de fissure du verre.

Les flacons et les tubes ainsi préparés sont stérilisés pendant une durée et à une température spécifiques à chaque milieu de culture. Par ailleurs, certains milieux ne nécessitent pas d’autoclavage. Les particularités propres à chaque milieu sont notifiées dans la fiche technique et sur l’étiquette.

Après l’étape de stérilisation, le milieu doit être manipulé dans des conditions aseptiques afin de le protéger contre les contaminations extérieures.

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UTILISATION DES MILIEUX DÉSHYDRATÉS

Page 7: Guide d'utilisation des milieux

1 - Les suppléments lyophilisés sont préalablement reconstitués en y ajoutant aseptiquement le volume requis d’eau distillée stérile ou de diluant (se référer à la fiche technique).

Pour certains suppléments tels que le plasma de lapin lyophilisé, utiliser une eau distillée stérile à 44-47 °C.

2 - Agiter le flacon plusieurs fois de façon à assurer une complète dissolution, tout en évitant la formation de mousse.

3 - Ajouter les suppléments dans un milieu ramené à une température comprise entre 44 °C et 47 °C (sauf indication contraire du fabricant).

4 - Homogénéiser l’ensemble par retournements successifs du récipient.

1 - Mesurer le pH à l’aide d’un pH-mètre à une température de 25 °C.

2 - Si nécessaire, ajuster le pH. L’ajustement est généralement effectué avec une solution stérile d’hydroxyde de sodium à 40 g/L (c(NaOH) 1 mol/L) ou avec une solution stérile d’acide chlorhydrique à 36,5 g/L (c(HCl) 1 mol/L).

4 - Mesure et ajustement du pH

3 - Préparation et addition des suppléments

Les milieux sont ajustés au pH d’utilisation déterminé pour le milieu complet (avec supplément) prêt à l’ensemencement, après autoclavage et refroidissement à la température de 25 °C (NF EN ISO 11133 : 07-2014). Respecter précisément les consignes de préparation du milieu pour éviter toute variation du pH.

Certains milieux doivent être complétés par l’ajout de supplément sélectif ou de supplément d’enrichissement. Ces suppléments peuvent être sous forme lyophilisée ou sous forme prête-à-l’emploi en format liquide ou en comprimé.

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UTILISATION DES

MILIEUX DÉSHYDRATÉS

Page 8: Guide d'utilisation des milieux

1 - Préparation en boîtes de Petri

1 - Couler le milieu de culture gélosé en surfusion dans les boîtes de Petri de façon à obtenir une épaisseur de 3 mm pour les boîtes d’un diamètre de 90 mm et 5 mm pour les boîtes d’un diamètre de 55 mm (soit 18 mL à 20 mL de gélose).Si les boîtes sont stockées ou incubées au-delà de 48 heures ou bien si la température d’incubation est supérieure à 40 °C, une quantité plus importante de milieu est nécessaire.

Couler le milieu à une température comprise entre 44 °C et 47 °C, afin d’éviter la formation de gouttelettes d’eau de condensation dans les couvercles.

2 - Laisser refroidir et solidifier le milieu gélosé en plaçant les boîtes avec les couvercles en place sur une surface fraîche et horizontale ou sous une hotte à flux laminaire.

Les milieux ainsi préparés sont répartis en tubes, en boîtes de Petri ou tout autre conditionnement approprié au protocole à suivre. Après répartition dans les contenants appropriés et refroidissement, les milieux de culture liquides peuvent être directement ensemencés ou conservés. Les milieux de culture gélosés nécessitent une solidification avant utilisation.

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Répartition des milieux

UTILISATION DES MILIEUX DÉSHYDRATÉS

Page 9: Guide d'utilisation des milieux

La durée de conservation des milieux préparés en laboratoire est donnée dans les fiches techniques à titre indicatif (généralement entre 2 et 4 semaines pour les boîtes de Petri et entre 3 et 6 mois pour les tubes). Elle est obtenue dans les conditions standards du laboratoire et doit faire l’objet d’une validation interne par l’utilisateur.

Conserver les milieux préparés en laboratoire dans des conditions empêchant la modification de leur composition : à l’abri de la lumière, de la dessiccation et si nécessaire dans un réfrigérateur à 2-8 °C.

Conservation des milieux préparés

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2 - Préparation des géloses inclinées en tubes

1 - Après répartition du milieu en tubes et autoclavage, incliner les tubes de manière à obtenir une pente oblique et un culot de 3 cm (si l’on procède à un ensemencement par piqûre dans le culot).

2 - Laisser refroidir et solidifier à température ambiante.

UTILISATION DES

MILIEUX DÉSHYDRATÉS

Page 10: Guide d'utilisation des milieux

Fusion des milieux prêts-à-liquéfier (en flacons et en tubes)

Chauffer le milieu de culture dans l’eau bouillante ou sous un courant de vapeur pendant 15 minutes, avec les bouchons légèrement dévissés. Après chauffage, les bouchons doivent être revissés et les milieux refroidis rapidement à la température d’utilisation.

Respecter les consignes décrites dans le paragraphe précédent.

Désaération/Régénération des milieux de culture

Avant l’utilisation, il est recommandé de désaérer certains milieux (notamment pour les cultures anaérobies) et de régénérer les milieux ayant déjà été autoclavés pendant une durée minimale afin de maintenir leur qualité.

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1 - Desserrer légèrement le bouchon des flacons ou des tubes avant de chauffer afin de permettre l’échange de pression.

2 - Faire fondre le milieu en le plaçant dans un bain-marie à 50 °C avant de monter en température à 95 °C. Retirer le milieu dés lors qu’il est fondu afin d’éviter de le surchauffer.

Porter des lunettes et des gants de protection contre la chaleur. Risque de brûlure sévère.

3 - Laisser reposer sur une surface thermorésistante à température ambiante pendant un court instant (2 minutes par exemple) *.

4 - Refroidir le milieu en surfusion dans un bain d’eau thermostaté à une température comprise entre 44 °C et 47 °C *.

* Respecter les étapes de refroidissement pour éviter tout choc thermique. Risques d’explosion et de fissure du verre.

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95 °C 44-47 °C

UTILISATION DES MILIEUX PRÊTS-À-L’EMPLOI

Page 11: Guide d'utilisation des milieux

1 - Pour la conservation des milieux prêts-à-l’emploi, suivre les indications données sur l’étiquette et la fiche technique du produit concernant les conditions de stockage et la durée de péremption.

2 - Pour les milieux préparés en laboratoire, la durée de conservation est donnée dans les fiches techniques à titre indicatif (généralement entre 2 et 4 semaines pour les boîtes de Petri et entre 3 et 6 mois pour les tubes). Elle est obtenue dans les conditions standards du laboratoire et doit faire l’objet d’une validation interne par l’utilisateur.

Conserver les milieux préparés en laboratoire dans des conditions empêchant la modification de leur composition : à l’abri de la lumière, de la dessiccation et si nécessaire dans un réfrigérateur à 2-8 °C.

Conservation des milieux

Préparation des milieux complets

1 - Ajouter si nécessaire, le ou les supplément(s) au milieu et mélanger avec précaution.

2 - Vérifier le pH du milieu complet.

3 - Répartir selon le protocole utilisé : - les milieux gélosés en boîtes de Petri ou en tubes, - les milieux liquides en tubes, en flacons ou en sachets pour malaxeur.

A partir du milieu liquide ou du milieu gélosé reliquéfié :

Pour plus de détails concernant ces étapes, se référer aux pages 7 et 8 : «Préparation des milieux de culture déshydratés - addition des suppléments» ; «mesure et ajustement des suppléments» et «répartition des milieux».

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UTILISATION DES MILIEUX

PRÊTS-À-L’EMPLOI

Page 12: Guide d'utilisation des milieux

Avant utilisation :

1 - Laisser les milieux de culture revenir à la température ambiante.

2 - Identifier les produits utilisés (nom du milieu, échantillon, dilution...).

Ensemencement des milieux gélosés

Pour un ensemencement en surface d’un milieu de culture solide, les boîtes de Petri sont préalablement séchées.

Placer les boîtes de Petri de préférence sans leur couvercle, surface de la gélose tournée vers le bas, dans une étuve réglée à une température comprise entre 25 °C et 50 °C ou sous une hotte à flux d’air laminaire, jusqu’à disparition des gouttelettes à la surface du milieu.

Ne pas dessécher le milieu.!

Ensemencement des milieux liquides

1 - Inoculer un volume de milieu avec la quantité appropriée d’échantillon.

Si des cloches de Durham sont utilisées, éliminer les bulles d’oxygène par retournement.

2 - Desserrer légèrement le bouchon du contenant et incuber dans les conditions appropriées au protocole à suivre.

3 - Examiner la croissance microbienne.

Les milieux de culture liquides sont utilisés pour les étapes d’enrichissement et les tests de stérilité.

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MODES D’ENSEMENCEMENT

Page 13: Guide d'utilisation des milieux

2 - Isolement en surface sur gélose inclinée en tube

1 - A l’aide d’une anse (calibrée de 10 µL) prélever l’échantillon à ensemencer (colonie isolée, culture bactérienne, suspension-mère...).

2 - Ensemencer par des zigzags ascendants, en prenant soin de ne pas abîmer la gélose. Pour les géloses avec culot, effectuer d’abord une piqûre centrale puis un isolement en surface.

3 - Incuber dans les conditions appropriées au protocole à suivre.

4 - Examiner les colonies isolées.

1 - Isolement en surface en boîtes de Petri

1 - Dans des conditions aseptiques, déposer une goutte de la suspension (10 µL à titre indicatif). Etaler à l’aide d’une anse à la surface du milieu selon la méthode d’isolement choisie.

2 - Incuber les boîtes de Petri couvercle vers le bas dans les conditions appropriées.

3 - Examiner les colonies isolées.

L’ensemencement par isolement est utilisé pour séparer les colonies les unes des autres afin d’obtenir des cultures pures à partir d’un microorganisme ou d’une flore mixte :

I - Techniques de recherche

L’ensemencement en surface en tubes est utilisé pour observer les aspects caractéristiques des colonies. L’usage des tubes de gélose inclinée avec culot permet d’observer les caractéristiques en anaérobiose.

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MODES

D’ENSEMENCEMENT

Page 14: Guide d'utilisation des milieux

II - Techniques de dénombrement

1 - Inclusion en profondeur en boîtes de Petri

1 - Dans des conditions aseptiques, déposer 1 mL de la suspension mère et de ses dilutions si nécessaire au fond d’une boîte de Petri vide.

2 - Ajouter 15 mL à 20 mL de milieu gélosé maintenu à une température comprise entre 44 °C et 47 °C.

3 - Mélanger l’échantillon et le milieu de culture par rotation de la boîte de Petri.

4 - Laisser solidifier en plaçant les boîtes avec les couvercles en place sur une surface fraîche et horizontale.

5 - Si nécessaire, ajouter 5 mL de milieu en double couche et laisser solidifier.

6 - Incuber les boîtes de Petri, couvercle vers le bas, dans les conditions appropriées.

7 - Compter les colonies et définir le nombre de microorganismes dans la suspension mère.

L’ensemencement en profondeur est utilisé pour la dénombrement des microorganismes pour certains types d’échantillons. Cette méthode permet la croissance et la formation de colonies plus petites. L’ensemencement en profondeur est généralement effectué en boîtes de Petri :

L’ensemencement en profondeur peut également être effectué dans un milieu gélosé en tube :

1- Après reliquéfaction et refroidissement à 44-47 °C du milieu, introduire 1 mL (ou autre volume selon le protocole utilisé) de la suspension mère et de ses dilutions si nécessaire.

2 - Mélanger l’échantillon et le milieu de culture par retournement.

3 - Laisser solidifier.

4 - Incuber les tubes dans les conditions appropriées.

5 - Compter les colonies et définir le nombre de microorganismes dans la suspension mère.

2 - Inclusion en profondeur en tubes

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MODES D’ENSEMENCEMENT

Page 15: Guide d'utilisation des milieux

4 - Filtration sur membrane

La méthode par filtration sur membrane est utilisée pour analyser les grands volumes d’échantillons liquides tels que les divers échantillons d’eau et autres boissons :

1 - Dans des conditions aseptiques, filtrer un volume d’échantillon à travers une membrane qui retient les microorganismes recherchés (d’un seuil de rétention nominale d’environ 0,45 µm de diamètre).

2 - A l’aide d’une pince stérile, déposer la membrane à la surface du milieu en veillant à ne pas former de bulle d’air entre la membrane et le milieu. La membrane doit être déposer face contaminée (quadrillée) vers le haut.Pour les microorganismes anaérobies, la membrane peut être également placée face contaminée vers le bas dans une boîte de Petri vide puis recouverte de milieu liquéfié.

3 - Compter les colonies et définir le nombre de microorganismes dans la suspension mère.

3 - Etalement en surface

1 - Dans des conditions aseptiques, déposer 0,1 mL (à titre indicatif) de la suspension mère et de ses dilutions décimales si nécessaire à la surface d’une boîte de Petri.

2 - Etaler à l’aide d’un étaleur ou d’une anse jusqu’à absorption totale de la suspension.

3 - Incuber les boîtes de Petri dans les conditions appropriées.

4 - Compter les colonies et définir le nombre de microorganismes dans la suspension mère.

L’ensemencement par étalement est utilisé pour la numération des microorganismes :

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MODES

D’ENSEMENCEMENT

Page 16: Guide d'utilisation des milieux

Une fois utilisés, les milieux de culture sont susceptibles de contenir un très grand nombre de microorganismes potentiellement dangereux. En conséquence, les milieux contaminés doivent être détruits par des méthodes rigoureuses et sûres.

Avant de procéder au nettoyage de la verrerie ou de l’évacuation des déchets, il est nécessaire de détruire les milieux au moyen d’un traitement thermique approprié. La destruction des cultures en boîtes de Petri, tubes ou flacons se pratiquera par autoclavage pendant une heure effective à la température de 121 °C au minimum, dans des sacs plastiques au point de fusion élevé ou bien par incinération.

Pour l’élimination des déchets, on se reportera à la législation en vigueur dans chaque pays.

Décontamination et destruction des milieux après usage

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PRÉCAUTIONS D’UTILISATION

Page 17: Guide d'utilisation des milieux

La grande majorité des produits ne présentent pas de risque particulier en dehors des risques liés à l’utilisation des poudres. Pour éviter l’inhalation des fines particules qui peut entraîner une irritation de l’appareil respiratoire, il est recommandé de porter un masque de protection adapté à cet usage.

Il existe cependant quelques produits qui contiennent des substances toxiques. Ceux-ci doivent être manipulés avec un soin particulier.

Avant tout usage, il est nécessaire de prendre connaissance des mesures décrites dans les fiches de données de sécurité qui sont disponibles pour tous les produits commercialisés.

Dans tous les cas, il est impératif de mettre en place les équipements de protection individuelle (EPI) nécessaires.

Bonnes pratiques pour faire face au risque chimique :

- Effectuer l’inventaire de tous les produits

- Consulter et analyser les FDS de chaque produit

- Identifier les incompatibilités entre les produits chimiques

- Afficher les risques dans les zones de stockage (consulter le site internet de l’INRS)

- Assurer une ventilation des locaux

- Stocker une quantité minimum aux postes de travail

- Porter les EPI adaptés aux risques lors de la manipulation

- Informer et former le personnel concerné

Prévention du risque chimique

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PRÉCAUTIONS

D’UTILISATION

Page 18: Guide d'utilisation des milieux

Anomalies rencontrées Points de vérification

Formation d’amas du milieu de culture déshydraté

Trop forte humidité environnante Récipient laissé ouvert trop longtempsRécipient mal referméDate de péremption dépassée

pH incorrect Récipient conservé dans des conditions défavorablesDate de péremption dépasséeErreur de peséeEau de reconstitution mal contrôléeVaisselle (fioles ou tubes) mal lavée ou mal rincéeMilieu surchauffé ou refondu plusieurs foisAutoclave mal réglé

TurbiditéPrécipitation

Date de péremption dépasséeErreur de pesée Vaisselle (fioles ou tubes) mal lavée ou mal rincéeEau incorrectement déminéraliséepH incorrectHomogénéisation incomplèteSurchauffe à la préparation ou à l’autoclavageEvaporation excessive d’eau au cours de la préparation ou du stockage

Modifications de couleur Milieu déshydraté détérioré Date de péremption dépasséeErreur de peséepH incorrectHomogénéisation incomplèteSurchauffe à la préparation ou à l’autoclaveEvaporation excessive d’eau au cours de la préparation ou du stockage

Force de gel anormale Milieu déshydraté détérioré Date de péremption dépasséeErreur de peséepH incorrectHomogénéisation incomplèteMilieu surchauffé ou refondu plusieurs fois (particulièrement dans le cas des milieux acides) Autoclave mal réglé

Principales anomalies pouvant être rencontrées lors de la préparation, du stockage et de l’utilisation des milieux de culture déshydratés

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PRÉCAUTIONS D’UTILISATION

Page 19: Guide d'utilisation des milieux

Anomalies rencontrées Points de vérification

Milieu préparé montrant des contaminations

Milieu déshydraté détérioré Date de péremption dépasséeDéfaut de stérilisationRecontamination des tubes ou des flacons après autoclavageBoîtes de Petri contaminées

Perte des propriétés du milieu (productivité, sélectivité)

Milieu déshydraté détérioré Date de péremption dépasséeVaisselle mal rincée, pouvant contenir des résidus toxiques (détergents, antiseptiques, autres inhibiteurs)Eau de reconstitution incorrectement déminéraliséepH incorrectAdditifs mal dosésMilieu surchauffé ou refondu plusieurs foisAutoclave mal régléTempérature de coulage trop élevéeMilieu inoculé avec une quantité d’échantillon inadéquateBoîtes de Petri mal séchéesMauvaises conditions d’incubation

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PRÉCAUTIONS

D’UTILISATION

Page 20: Guide d'utilisation des milieux

Dangers physiques

Comburant Inflammable Explosif Gaz sous pression

Dangers pour la santé

Toxique Danger respiratoire, CMR*, Toxique

Irritant, Sensibilisant, Toxique

Dangers physiques et pour la santé

Corrosif pour les métaux, Corrosif pour la peau/yeux

La notification du danger et des précautions est composée de : - Pictogramme de signalisation du danger - Mention d’avertissement qui indique le niveau de danger ("DANGER" ou "ATTENTION") - Mention de danger (phrase H)- Conseil de prudence (phrase P)

Le règlement européen CLP (CE n° 1272/2008 du 16 décembre 2008) issu des recommandations du Système Général Harmonisé (SGH) de classification et d’étiquetage des produits chimiques instaure de nouvelles règles pour améliorer la protection de la santé humaine et de l’environnement grâce à un système de communication des dangers harmonisé à l’échelle internationale. Les risques liés à l’usage de produits classés dangereux (mélange ou substance) sont décrits dans les fiches de données de sécurité (FDS) et sur les étiquettes.

Pictogrammes de signalisation : Pour plus d’informations, consulter le règlement CE n° 1272/2008 du 16 décembre 2008.

Réglementation CLP (Classification, Labelling, Packaging)

Dangers pour l’environnement

Toxique

* Cancérigène, Mutagène, Re-protoxique

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ETIQUETAGE

Page 21: Guide d'utilisation des milieux

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ETIQUETAGE

: Référence du produit

: Fabricant

: Numéro de lot

: Utiliser jusqu’au

: Limites de température

: Conserver à l’abri de la lumière

: Garder au sec

: Usage in vitro

: Consulter les instructions d’utilisation

Table des symboles

Informations étiquette

Page 22: Guide d'utilisation des milieux

1 - NF EN ISO 11133. Juillet 2014. Microbiologie des aliments, aliments pour animaux et des eaux - Préparation, production, stockage et essais de performance des milieux de culture.

2 - NF EN ISO 7218/A1. Octobre 2013. Microbiologie des aliments - Exigences générales et recommandations - Amendement 1.

3 - NF EN ISO 6887-1. Septembre 1999. Microbiologie des aliments - Préparation des échantillons, de la suspension mère et des dilutions décimales en vue de l’examen microbiologique - Partie 1 : règles générales pour la préparation de la suspension mère et des dilutions décimales.

4 - NF T 90-461. Juillet 2001. Qualité de l’eau - Microbiologie - Contrôle qualité des milieux de culture. Modifié par l’amendement A1 en juin 2005 et l’amendement A2 en Mai 2007.

5 - Corry JEL, Curtis GDW and Baird RM (eds) 2012, Handbook of Culture Media for Food and Water Microbiology. 3rd edition. Royal Society of Chemistry, UK.

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RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES

Page 23: Guide d'utilisation des milieux

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Page 24: Guide d'utilisation des milieux

BIOKAR Diagnostics Rue des Quarante Mines

ZAC de Ther - Allonne - B.P. 10245 60002 Beauvais Cedex

Tél : + 33 (0)3 44 14 33 33 www.biokar-diagnostics.fr