VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2014 - Thèse n°

ETUDE DE PARASITOSES PAR COPROSCOPIE AU SAFARI DE PEAUGRES.

THESEPrésentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)et soutenue publiquement le 10 juillet 2014pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

GARAPIN, BénédicteNée le 10 Janvier 1990

à St Céré (46)

2

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT

3

4

REMERCIEMENTS

À Monsieur le professeur Philippe VANHEMS, Professeur de l'Université Claude Bernard de Lyon,

Pour m'avoir fait l'honneur de présider mon jury de thèse,Sincères remerciements.

À Monsieur le Docteur Lionel ZENNERDe VetAgro Sup, Campus vétérinaire de Lyon

Pour ses conseils et son aide à la réalisation de cette thèseSincères remerciements.

À Monsieur le Docteur Michel PEPIN De VetAgro Sup, Campus vétérinaire de Lyon

Pour avoir accepté de participer à mon jury de thèseSincères remerciements.

A Madame Marie-Thérèse POIREL, Technicienne au service de parasitologie de VetAgro Sup, Campus vétérinaire de Lyon,

Pour sa patience, son aide et sa grande disponibilité,Sincères remerciements.

Au Docteur Baptiste CHENET,Vétérinaire au Safari de Peaugres

Pour sa disponibilité, son enseignement, ses conseils et son aide précieuse tout au long de ce travail

Sincères remerciements.

Au Docteur Christelle VITAUD,Directrice du Safari de Peaugres

Pour avoir proposé ce travail Sincères remerciements

Aux soigneurs du Safari de PeaugresPour leur participation à la réalisation de cette étude

Sincères remerciements

5

A mes parents, Pour votre soutien sans lequel je ne serais pas là aujourd'hui.Pour vos encouragements tout au long de mon parcours.Pour m'avoir permis d'accomplir ce rêve.

A mes grands parents,Pour votre écoute et votre présence.Pour vos encouragements sans limite.

A ma sœur,Pour tes conseils et pour ces petits week-ends de repos salutaires.

A mes amis, au groupe 6, à mon ancienne, à ma poulotte, Pour tous ces bons moments, les sorties, les fous rires,.... j'espère qu'on ne se perdra pas de vue.

Au Dr Wedlarski, au Dr Popelin -Wedlarski, au Dr Moigno, au Dr Kohl, au Dr Bourgeois, au Dr Chai, au Dr Chaduc et aux soigneurs du Bioparc de Doué-la-Fontaine, du Pal, de la Ménagerie du Jardin des Plantes et de Touroparc,Merci à tous pour votre accueil, votre enseignement et les expériences merveilleuses vécues grâce à vous.

6

TABLE DES MATIÈRESLISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT..............................................................3REMERCIEMENTS...................................................................................................................5LISTE DES ABREVIATIONS.................................................................................................12INTRODUCTION....................................................................................................................13PREMIÈRE PARTIE: ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE DU PARASITISME EN FAUNE SAUVAGE CAPTIVE..............................................................................................................15

I. Parasitisme en faune sauvage captive.............................................................................15 1) Bibliographie sur le parasitisme par espèce.............................................................15

a. Généralités............................................................................................................15 b. Parasitisme par espèce.........................................................................................16

2) Présentation de quelques parasites en particulier.....................................................19 a. Eimeria sp............................................................................................................19 b. Isospora sp...........................................................................................................21 c. Giardia sp.............................................................................................................24 d. Toxocara sp..........................................................................................................27 e. Toxascaris sp........................................................................................................32 f. Trichuris sp...........................................................................................................34 g. Capillaria sp........................................................................................................37 h. Nematodirus sp....................................................................................................40 i. Les strongles.........................................................................................................42

3) Le risque zoonosique................................................................................................44 a. Généralités sur les zoonoses ................................................................................44 b. Zoonose due à Giardia sp....................................................................................45 c. Zoonose due à Toxocara canis.............................................................................46 d. Zoonose due à Toxocara cati...............................................................................48 e. Zoonose due à Trichuris sp..................................................................................48 f. Question du potentiel zoonosique de Capillaria sp..............................................49 g. Question du potentiel zoonosique de Toxascaris leonina....................................49

4) Influence de la captivité sur le parasitisme et différences avec l'état sauvage..........49 II. Facteurs de risque et points de contrôle du parasitisme en parc zoologique.................51

1) Rôle de la faune sauvage autochtone........................................................................51 2) Rôle des chiens des visiteurs.....................................................................................53 3) Rôle des soigneurs.....................................................................................................53 4) Rôle des transferts d'animaux....................................................................................54 5) Les enclos polyspécifiques........................................................................................54 6) Rôle de la maintenance..............................................................................................55 7) Points de contrôle du parasitisme et prophylaxie sanitaire......................................56

a. Les enclos.............................................................................................................57 b. Soins aux animaux et hygiène..............................................................................58 c. Les soigneurs........................................................................................................59 d. La faune sauvage autochtone...............................................................................59 e. Les chiens des visiteurs........................................................................................59 f. Les transferts d'animaux.......................................................................................60 g. La recherche d'éléments parasitaires....................................................................60 h. Conclusion...........................................................................................................61

8) Éléments de la directive 92/65 dite « directive balai ».............................................61 III. Traitement médical des parasitoses en faune sauvage captive......................................62

7

1) Présentation du principe d'allométrie........................................................................62 a. Principe................................................................................................................63 b. Méthodes d'extrapolation.....................................................................................64 c. Facteurs à prendre en compte...............................................................................66 d. Intérêt de l'approche allométrique........................................................................68 e. Limites de l'extrapolation.....................................................................................68 f. Application pratique.............................................................................................69 g. Conclusion...........................................................................................................69

2) Législation sur l'acquisition et l'utilisation des antiparasitaires en parc zoologique70 3) Bibliographie sur les traitements antiparasitaires des espèces sauvages captives...71 4) Difficultés liées au traitement antiparasitaire des animaux de zoo..........................73 5) Les résistances aux antiparasitaires..........................................................................75

a. Introduction.........................................................................................................75 b. Historique............................................................................................................75 c. Facteurs influant sur l'émergence des résistances...............................................76 d. Détection des résistances....................................................................................78 e. Propositions d'éléments de prévention................................................................79 f. Limites d'action....................................................................................................80

DEUXIÈME PARTIE: EXEMPLE DU SAFARI DE PEAUGRES.........................................81 I. Présentation du parc........................................................................................................81

1) Structure et organisation du parc..............................................................................81 a. Description des enclos du parc pédestre.............................................................81 b. L'alimentation.....................................................................................................82 c. La gestion des déchets.........................................................................................82 d. Entretien des locaux............................................................................................82

2) Espèces présentées...................................................................................................83 3) L'organisation des soigneurs....................................................................................83

II. Gestion générale du parasitisme dans le parc................................................................84 1) Facteurs de risque et points de contrôle dans le parc................................................84 2) Dépistage du parasitisme dans le parc.......................................................................86 3) Prophylaxie sanitaire.................................................................................................87 4) Prophylaxie médicale................................................................................................88

a. Calendrier des vermifugations............................................................................88 b. Molécules et choix des posologies utilisées........................................................89 c. Limites et difficultés des traitements..................................................................89

TROISIÈME PARTIE: ÉTUDE EXPÉRIMENTALE..............................................................91 I. Présentation et objectifs..................................................................................................91

1) Présentation et choix des espèces étudiées...............................................................91 2) Objectifs...................................................................................................................92

II. Matériels et méthodes....................................................................................................92 1) Organisation des séries de coproscopies..................................................................92

a. Première série: octobre 2012, janvier et février 2013..........................................92 b. Deuxième série: août 2013...................................................................................93 c. Coproscopies sur la faune sauvage autochtone et les chiens des visiteurs..........93

2) Première série: octobre 2012, janvier et février 2013...............................................93 a. Organisation des prélèvements et des analyses....................................................93 b. Méthode...............................................................................................................94

i. Analyse macroscopique......................................................................................94 ii. Analyse microscopique.....................................................................................94 iii. Identification des éléments parasitaires...........................................................94

3) Deuxième série: août 2013.......................................................................................95

8

a. Organisation des prélèvements.............................................................................95 b. Méthode...............................................................................................................96

i. Analyse macroscopique......................................................................................96 ii. Analyse microscopique.....................................................................................96

4) Questionnaire sur les modalités de réalisation de coproscopies en parc zoologique français.............................................................................................................................96

III. Résultats.......................................................................................................................97 1) Présentation des résultats des coproscopies.............................................................97

a. Première série: octobre 2012, janvier et février 2013.........................................97 b. Deuxième série: août 2013................................................................................101 c. Coproscopies sur la faune sauvage autochtone et les chiens des visiteurs.......102

2) Présentation des résultats des questionnaires..........................................................102 a. Circonstances de la réalisation d'une coproscopie.............................................102 b. Techniques utilisées...........................................................................................103 c. Méthode de prélèvement....................................................................................103 d. Recours à un laboratoire extérieur ....................................................................103 e. Cas particulier de Giardia sp..............................................................................104

IV. Discussion....................................................................................................................104 1) Choix de la technique et de la solution de coproscopie..........................................104 2) Limites du protocole et difficultés rencontrées.......................................................105

a. Limites de la technique utilisée..........................................................................105 b. Difficultés rencontrées lors des coproscopies....................................................106

3) Analyse des résultats...............................................................................................107 a. Première série.....................................................................................................107 b. Deuxième série...................................................................................................109 c. Remarques sur les deux séries............................................................................110 d. Coproscopies sur la faune sauvage et les chiens des visiteurs...........................111

4) Analyse des résultats de l'enquête...........................................................................112 5) Objectifs et organisation des vermifugations en parc zoologique..........................113

a. Les objectifs de la vermifugation en parc zoologique.......................................113 b. Organisation des vermifugations en zoo...........................................................114

CONCLUSION.......................................................................................................................117BIBLIOGRAPHIE..................................................................................................................118ANNEXES..............................................................................................................................135

Annexe 1: LISTE DES ESPECES ETUDIEES............................................................136Annexe 2: PARASITES PAR ESPECE.........................................................................139Annexe 3: RESISTANCE DES ELEMENTS PARASITAIRES DANS L'ENVIRONNEMENT ET FACTEURS INFLUENÇANTS.......................................145Annexe 4: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR CARNIVORES.............146Annexe 5: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR HERBIVORES..............150Annexe 6: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR MAMMIFERES MARINS.......................................................................................................................................155Annexe 7: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR OISEAUX.....................156Annexe 8: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR PRIMATES....................162Annexe 9: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR RONGEURS, LAGOMORPHES ET CHIROPTERES:......................................................................169Annexe 10: EXEMPLE DE FICHE DE POSTE...........................................................171 Annexe 11: PROGRAMME DE COPROSCOPIES ET VERMIFUGATIONS DU SAFARI DE PEAUGRES.............................................................................................173 Annexe 12: SPECIALITES ANTIPARASITAIRES UTILISEES DANS LE PARC...174Annexe 13: REPARTITION DES ESPECES PAR SECTEUR.....................................176

9

Annexe 14: TABLEAU EXPLICATIF DES PLANS....................................................177Annexe 15: PLANS DU PARC.....................................................................................180Annexe 16: CALENDRIER DES PRELEVEMENTS..................................................184Annexe 17: QUESTIONNAIRE ..................................................................................184Annexe 18: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES CARNIVORES.....................................................................................................187Annexe 19: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES ARTIODACTYLES ET DES PERISSODACTYLES..........................................189Annexe 20: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES OISEAUX.............................................................................................................191Annexe 21: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES PRIMATES...........................................................................................................192

10

INDEX DES ILLUSTRATIONSFigure 1: Cycle d'Eimeria sp.....................................................................................................20Figure 2: Cycle d'Isospora sp. ..................................................................................................22Figure 3: Cycle de Giardia sp. .................................................................................................25Figure 4: Cycle de Toxocara canis ...........................................................................................30Figure 5: Cycle de Toxocara cati .............................................................................................30Figure 6: Cycle de Toxascaris sp..............................................................................................33Figure 7: Cycle de Trichuris vulpis ..........................................................................................35Figure 8: Cycle de Capillaria aerophila ..................................................................................38Figure 9: Cycle de Nematodirus battus ....................................................................................40

INDEX DES TABLESTableau I: Résultats de la première série...................................................................................98Tableau II: Résultats de la deuxième série..............................................................................101Tableau III: Résultats des coproscopies sur la faune sauvage et les chiens des visiteurs.......102

11

LISTE DES ABREVIATIONS

BID: bis in die: deux fois par jourcm: centimètreCRI: continuous rate infusion: perfusion continue.ELISA: Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay.g: grammeh: heureIM: intra-musculaireIV: intra-veineuxj: jourkg: kilogrammeL1, L2,L3,L4: larves de stades respectivement 1,2,3,4.mL: millilitremm: millimètrePAP: parc à piedPCR: Polymérase Chain Reaction.PO: per os: par voie oralePV: parc voitureQID: quater in die: quatre fois par jourSC: sous-cutanéSID: semel in die: une fois par jourTID: ter in die: trois fois par jourµm: micromètre

12

INTRODUCTION

L'exercice vétérinaire en parc zoologique présente plusieurs particularités. Bien évidemment, la pratique de la médecine et de la chirurgie sur des espèces animales non domestiques captives, souvent exotiques, en est une. S'ajoute à cela l'importance de son rôle dans la prévention de l'apparition de pathologies. En effet, répondre aux besoins alimentaires, environnementaux et comportementaux des animaux est primordial pour assurer leur bonne santé et rendre possible la reproduction en captivité lorsque celle-ci est souhaitée. L'objectif premier est donc d'éviter l'apparition de maladies par la maîtrise de différents points zootechniques. Le rôle du vétérinaire dans la bonne gestion du zoo et dans l'établissement de mesures de prophylaxie efficaces passe avant celui de thérapeute.

Parmi les différents points nécessitant une surveillance constante se trouve le parasitisme. Ses conséquences cliniques peuvent parfois être sévères, voire causer la mortalité d'individus d'espèces souvent précieuses et rares. De plus, le risque zoonosique et le frein qu'il peut représenter pour les échanges d'animaux entre parcs sont à considérer sérieusement. La gestion de ce risque ne doit pas être négligée et constitue une problématique omniprésente en parc zoologique.

Nous avons voulu nous intéresser à la gestion du parasitisme en zoo. Plus particulièrement, notre objectif est de présenter différentes espèces de parasites identifiables par coproscopie par flottation sur diverses espèces animales. Avec ce recensement nous voulons aussi présenter des photographies et mesures des éléments parasitaires trouvés afin de fournir une base de données pour aider à leur identification. Nous espérons que ces résultats aideront à étoffer la bibliographie sur le parasitisme en parc zoologique. Notre travail permet aussi d'explorer et de présenter un exemple de gestion parasitaire sanitaire et médicale au sein d'un zoo, ses limites et ses enjeux.

Tout d'abord, dans notre étude bibliographique, nous nous sommes interrogées sur les différents parasites que nous pouvions trouver dans un parc zoologique et sur le risque zoonosique représenté par certains d'entre eux. Nous présenterons aussi différents facteurs de risque et points de contrôle du parasitisme en zoo. Nous exposerons divers traitements médicaux trouvés dans la littérature, leurs limites et les difficultés inhérentes à leur utilisation sur des espèces sauvages captives. Nous évoquerons aussi le principe d'allométrie ainsi que la question de l'émergence des résistances aux antiparasitaires qui est une problématique pouvant concerner les parcs zoologiques. Dans un second temps nous présenterons le lieu de notre étude, le Safari de Peaugres et son organisation pour assurer le contrôle du parasitisme sur son parc pédestre. Enfin nous aborderons les modalités de la réalisation de notre travail et ses résultats. Nous donnerons également les conclusions de l'analyse d'un questionnaire que nous avons envoyé à des parcs zoologiques français concernant leur méthode de coproscopie et ses applications.

13

14

PREMIÈRE PARTIE: ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE DU PARASITISME EN

FAUNE SAUVAGE CAPTIVE

Bien qu'il nous soit impossible de dresser une liste complète des différents parasites susceptibles d'atteindre les espèces du zoo qui ont fait l'objet de notre étude, nous avons tout de même souhaité présenter certains d'entre eux. Nous exposerons aussi différents facteurs de risque et points de contrôle du parasitisme dans ce type de structure. Enfin nous aborderons le sujet des traitements antiparasitaires appliqués à des espèces animales sauvages captives.

I. Parasitisme en faune sauvage captive

Après avoir donné une liste non exhaustive des parasites pouvant affecter les espèces animales que nous avons étudiées, nous présenterons avec plus de précisions quelques parasites que nous avons pu mettre en évidence par coproscopie au Safari de Peaugres. Nous évoquerons le risque zoonosique de certains d'entre eux. Enfin nous développerons la question de l'impact de la captivité sur le parasitisme d'une espèce sauvage, exotique ou non.

1) Bibliographie sur le parasitisme par espèce

a. Généralités

Il existe une grande diversité de parasites possibles pour chaque espèce hôte. Ceux-ci évoluent conjointement et coexistent dans un écosystème équilibré.

Nous remarquons également que certaines parasitoses sont propres à certaines régions du monde, tandis que d'autres sont cosmopolites. Cela dépend entre autres des conditions requises pour que le cycle ait lieu (climat, nécessité d'un ou de plusieurs hôtes intermédiaires, spectre d'hôtes plus ou moins large...). Le parasitisme d'un animal appartenant à une espèce donnée pourra donc être de nature différente selon la région géographique où il se trouve. Ainsi, il nous faut considérer que les parasites trouvés sur un animal appartenant à une espèce exotique donnée ne seront pas les mêmes selon que l'individu est dans son « pays d'origine » ou non. Un exemple est celui des cas d'infestation par Dirofilaria immitis qui peut toucher différentes espèces de carnivores. Chez le chien, cette parasitose n'est détectée que dans certaines régions du monde dont le climat permet le développement de moustiques qui sont hôtes intermédiaires (CASTRIC C., 2002). D'après FOWLER M. et MILLER E. (2007) Spiculopteragia peruviana et Graphinema aucheniae sont des parasites des camélidés qu'on ne retrouverait qu'en Amérique du Sud.

TAYLOR M. et al (2007) soulignent aussi la variation du parasitisme selon le groupe

15

d'âge: par exemple, pour les chevaux domestiques adultes, on trouverait des grands et petits strongles, Anoplocephala sp., Gasterophilus sp., Oxyuris equi, alors que les chevaux de moins de 18 mois seraient plutôt porteurs de Parascaris equorum. Les jeunes de moins de 6 mois seraient plus sujets à une infestation par Enterobius sp. et Strongyloides westeri. Un autre exemple est donné dans DELAHAY R. et al (2009), celui des antilopes saïgas (Saiga tatarica) de 2 et 3 ans fortement infestées par Nematodirus gazellae tandis que les individus plus âgés ne sont que peu touchés par ce parasite. Nous ne distinguerons pas les classes d'âges lors de la présentation du parasitisme par espèce, ces données étant très souvent absentes dans la bibliographie.

Le statut physiologique influe également sur le parasitisme d'un animal: chez les animaux de rente, l'excrétion d'éléments parasitaires est augmentée chez les femelles en péri-partum, ce qui favorise la contamination du milieu et la dissémination des parasites. C'est le cas des brebis pour lesquelles il y a une augmentation de l'excrétion fécale des œufs de strongles à cette période (MAGE C., 2008).

Les besoins biologiques et environnementaux diffèrent selon les espèces de parasites, ce qui explique que le parasitisme peut varier selon les saisons: ainsi, sur des ovins, on trouvera Nematodirus battus en début de pâture, Teladorsagia sp. en milieu et Trichostrongylus sp. en fin de saison (TAYLOR M. et al, 2007). De même, une étude sur la prévalence et la charge parasitaire de primates de pays tropicaux a montré une augmentation de ces paramètres à la saison de pluies (RASAMBAINARIVO F. et JUNGE E., 2010). Cela peut s'expliquer en partie par le fait que certains parasites exigent des conditions environnementales précises pour leur développement ou leur survie, en particulier si leur cycle leur impose une étape dans le milieu extérieur. Température, humidité, nature des sols et exposition aux ultra-violets sont autant de facteurs pouvant influer sur leur cycle.

On peut également se demander si le mode de vie de certaines espèces ne peut pas favoriser leur parasitisme par rapport à d'autres. TAHAS S. et DIAKOU A. (2013) évoquent la possibilité que la vie en terrier et en groupe favorise la transmission de parasites. Le cas des animaux coprophages est aussi intéressant dans le sens où l'on peut supposer que le cycle oro-fécal d'un parasite se fera de façon plus évidente que sur une espèce non coprophage.

Un point important est celui du développement, possible ou non, d'une immunité contre le parasite qui influera beaucoup sur le choix et la méthode de gestion de l'infestation des animaux par ce dernier.

La géographie, le climat, l'âge et le statut physiologique des espèces hôtes ainsi que leur environnement de vie et bien sûr le spectre des parasites pouvant les infester conditionnent la faune parasitaire que l'on peut trouver dans un parc zoologique.

b. Parasitisme par espèce

Dans le tableau en annexe 2, nous présentons différents endoparasites susceptibles d'être rencontrés chez les espèces sur lesquelles nous avons effectué des coproscopies, toutes régions du monde confondues. Cette liste non exhaustive a pour but de mettre en évidence d'une part la diversité de la faune parasitaire pouvant affecter une espèce donnée, d'autre part la diversité du spectre d'hôtes de certains helminthes ou protozoaires. De plus, nous voyons que pour beaucoup d'espèces sauvages, exotiques ou non, la bibliographie concernant leur parasitisme et ses conséquences cliniques est plus ou moins documentée et est souvent incomplète. Les données sont fréquemment non spécifiques: les parasites sont présentés comme pouvant affecter une famille d'espèces et il peut être difficile d'obtenir des informations sur le parasitisme de l'une d'entre elles précisément. Ceci est un point gênant car deux espèces d'une même famille peuvent abriter le même parasite avec des conséquences très différentes, allant du portage asymptomatique à une clinique grave. FOWLER M (1993)

16

cite l'exemple de Parelaphostrongylus tenuis, nématodose cérébrospinale asymptomatique chez le cerf de Virginie (Odocoileus virginianus) mais pathogène chez le caribou (Rangifer tarandus) et l'élan (Alces alces).

Nous soulignerons que l'étude du parasitisme de la faune sauvage captive a un intérêt pour l'évaluation du risque d'apparition de maladie au sein des populations animales sauvages mais aussi chez le bétail, chez les animaux domestiques ou chez l'homme, tous étant plus ou moins interdépendants selon le concept « One Health » évoqué par TAHAS S. et DIAKOU A. (2013).

CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A (2001) présentent quelques données intéressantes sur le parasitisme interne de certains groupes d'espèces en particulier. Il nous a semblé intéressant de retranscrire ici ces informations.

En ce qui concerne les primates, les trématodoses sont rares, et leur clinique peut être variée: des cholangites chroniques ont été observées chez des capucins à front blanc (Cebus albifrons) atteints par Athesmia foxi, des troubles intestinaux chez des macaques rhésus (Macaca mulatta) touchés par Gastrodiscoides hominis, ou encore des troubles urinaires chez des hamadryas (Papio hamadryas) et des cercopithèques (Cercopithecus sp.) suite à une infestation par Schistosoma haematobium.

Parmi les cestodes les plus communs rencontrés chez les primates on note Bertiella sp., Moniezia sp., Raillietina sp. et Hymenolepis sp.. Ils ont en général peu d'impact clinique en comparaison avec ce qui se passe pour l'homme chez qui Hymenolepis sp. peut causer des diarrhées catarrhales par exemple.

Pour ce qui est des nématodoses, les strongyloidoses ont une forte prévalence chez tous les primates. On peut trouver Strongyloides fuelleborni fréquemment, ou S.stercoralis qui peut être mortel chez les orang-outangs (Pongo pygmaeus) et qui est une zoonose possiblement mais rarement létale chez l'homme. On trouve aussi Oesophagostomum apistomum et Trichuris trichiura, ce dernier étant commun chez les primates anthropoïdes, les macaques rhésus et les babouins, et est potentiellement dangereux. Oxyuris sp. et Enterobius sp. sont également très communs chez les primates. Physaloptera sp. peut être dangereux car il peut créer des perforations gastriques, cela a déjà été rapporté chez des atèles (Ateles sp.). Des infestations hépatiques persistantes par Capillaria hepatica chez des langurs se sont révélées mortelles. Le diagnostic ante-mortem de cette parasitose est impossible et il n'existe pas de traitement ce qui la rend d'autant plus grave.

Prosthenorchis elegans est un acanthocéphale qui peut être mortel chez les callithricidés et dont le cycle requiert une blatte comme hôte intermédiaire. Cette dernière étant impossible à éradiquer, il semble difficile de contrôler cette parasitose une fois les individus contaminés.

Des amibiases gastriques, giardioses, hexamitoses, trichomonoses et cryptosporidioses sont des protozooses déjà rapportées chez les primates qui peuvent avoir des conséquences cliniques importantes (FOWLER M. et MILLER E., 2011). Plus particulièrement, Balantidium coli peut avoir un impact sévère sur les grands primates alors que des cercopithèques sont souvent porteurs asymptomatiques.

Les artiodactyles et périssodactyles sont deux ordres qui regroupent une très grande variété d'espèces. Les nématodoses intestinales sont un problème commun et parfois sévère sur les individus sauvages maintenus en captivité, particulièrement sur des prés avec une forte densité d'animaux. En Europe, Trichuris sp., Toxocara vitulorum et de nombreuses espèces de strongles gastro-intestinaux sont rencontrés chez les artiodactyles. Le genre Trichuris sp. est très commun chez les camélidés et peut avoir un impact clinique non négligeable avec une mortalité possible.

17

Les trématodes les plus courants appartiennent aux genres Fasciola et Dicrocoelium. Des représentants de la famille des Paramphistomidés peuvent aussi être rencontrés.

Les cestodes les plus trouvés sont Moniezia sp. sur les artiodactyles et Anoplocephala sp. chez les équidés.

Parmi les protozoaires, les coccidies des genres Eimeria et, à moindre mesure, Isospora, sont très répandues. Chez les ruminants de zoo, elles sont souvent la cause de diarrhées chez les jeunes et des cas de mortalité ont été répertoriés. Cryptospridium sp. est aussi très répandu et peut toucher une grande variété d'espèces animales. En général, cet agent ne cause de diarrhée qu'en association avec un autre pathogène (TAYLOR M. et al, 2007). Cependant, il n'existe pas de traitement efficace contre ce parasite dont certaines espèces sont agents de zoonose. Le genre Giardia semble peu diagnostiqué mais suscite de plus en plus l'intérêt des parcs zoologiques européens.

Les strongles gastro-intestinaux chez des artiodactyles et périssodactyles sauvages captifs peuvent avoir une forte morbidité et des cas de mortalité sont possibles. Ils sont un problème récurrent en parc zoologique et nécessitent l'établissement de mesures de contrôle pour gérer la contamination de l'environnement et des animaux.

D'après JACKSON S. (2007), les macropodes peuvent être touchés par des trématodes, des cestodes et des nématodes. Ils peuvent supporter des charges parasitaires modérément importantes sans présenter de symptômes, cependant ils sont très sensibles à Strongyloides sp. dont le diagnostic est souvent difficile par coproscopie car la clinique apparaît avant que les œufs ne soient émis dans les selles. Des cas de mortalité chez des wallabies dus à Echinococcus granulosus ont été répertoriés, à la fois sur des individus captifs et sauvages. Ils sont aussi très sensibles à l'infestation par Toxoplasma gondii qui peut être mortelle (ALERTE V., 2008).

L'ordre des carnivores peut abriter des parasites d'importance zoonosique majeure que sont les échinocoques: Echinococcus multilocularis et E. granulosus. E. granulosus compte parmi ses hôtes définitifs le loup, le chacal, la hyène, le renard et le chien et parmi ses hôtes intermédiaires potentiels le mouton, le porc, le cheval, la chèvre, les camélidés et des bovins dont le bœuf, le buffle et le yak. On remarque une grande variété d'hôtes pour ce parasite. En ce qui concerne E. multilocularis les hôtes définitifs répertoriés sont le chien, le chat et le renard roux, les petits rongeurs jouant le rôle d'hôte intermédiaire. La présence de ces parasites en parc zoologique pourrait donc être très problématique étant donné leur large spectre d'hôtes et leur caractère zoonosique majeur et grave (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro/).

Ankylostoma sp. est décrit comme étant à l'origine d'infestation massive voire mortelle chez des jeunes carnivores en captivité. Toxocara sp. et Toxascaris sp. sont considérés comme problématiques par FOWLER M. et MILLER E. (2003) chez les félidés captifs.

Chez les otaries, les cestodes peuvent créer des troubles intestinaux sévères: diarrhée, obstruction, volvulus,... Les pinnipèdes en général peuvent abriter des anisakidés et des ankylostomatinés pouvant causer des gastro-entérites hémorragiques, une anémie, des ulcères digestifs, une sténose du pylore voire une péritonite. Des infestations avec des nématodes pulmonaires sont aussi possibles et créent des troubles respiratoires.

Chez les oiseaux en captivité, Syngamus trachea et Cyathostoma sp. peuvent être à l'origine de fortes mortalités et toucher un certain nombre d'espèces différentes, de même pour Ascaris sp. et Capillaria sp.. D'après GURLER A. et al (2010), les parasites appartenant à ce dernier genre sont très communs chez tous les types d'oiseaux.

18

2) Présentation de quelques parasites en particulier

Nous allons présenter avec plus de précisions quelques espèces parasitaires correspondant à celles mises en évidence par coproscopie au Safari de Peaugres.

a. Eimeria sp.

Taxonomie

Ce protozoaire du phylum Apicomplexa et de la sous-classe des Coccidia appartient à l'ordre des Eucoccidia, au sous-ordre des Eimeriorina, à la famille des Eimeriidae et au genre Eimeria.

Morphologie

Les oocystes sont sporulés avec 4 sporocystes renfermant chacun 2 sporozoïtes. Ils mesurent entre 10µm x14µm et 35µm x 50µm selon l'espèce. Les schizozoïtes ne présentent ni cil ni flagelle mais ont un complexe apical qui permet la pénétration dans la cellule hôte (TAYLOR M. et al, 2007).

Épidémiologie

Les parasites de cette famille se trouvent chez de très nombreuses espèces de mammifères et d'oiseaux, domestiques ou non. On peut citer comme exemples d'espèces hôtes les bovins, les ovins, les caprins, le cheval, le lapin, le porc, mais aussi le nandou, le wallaby,… On compte plus de mille espèces d'eimeria répertoriées, pour la majorité spécifiques. La contamination est saisonnière ou non selon l'espèce d'eimeria. C'est un parasite cosmopolite d’importance médicale et économique chez les oiseaux, les ruminants et les lapins d'élevage. Les jeunes ou les individus immunodéprimés sont les plus touchés (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Les oocystes sont très résistants et peuvent persister longtemps dans le milieu extérieur (1 an à 4°C) ce qui est à relier avec l'aspect endémique de l'infestation. Ils sont peu sensibles aux agents chimiques mais peuvent être détruits par un traitement thermique (30 minutes à 60°C).

Cycle

Le cycle est monoxène (fig.1). Ces parasites se développent dans les cellules épithéliales des organes creux (intestins, canaux biliaires, tubes urinifères). La contamination de l'hôte se fait par ingestion d'oocystes sporulés. Une fois dans l'intestin des sporozoïtes sont libérés et donnent des schizozoïtes issus de la reproduction asexuée. La reproduction sexuée ou gamétogonie repose sur la transformation des schizozoïtes en microgamète mâle et macrogamète femelle qui s'unissent pour former un oocyste non sporulé. Schizogonie et gamétogonie se déroulent dans les cellules épithéliales de l'hôte.

La phase exogène est la phase de sporulation ou sporogonie au cours de laquelle se forment les sporozoïtes; elle se déroule en 48 heures dans des conditions idéales.La période prépatente est de 2 à 3 semaines (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

19

Figure 1: Cycle de Eimeria sp. (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

Pathogénicité

Le parasite a une action traumatique (lyse des cellules) et favorise les infections bactériennes. Les stades pathogènes sont les schizontes (schizozoites) et les gamontes (gamètes). Chez les bovins, en phase aiguë (E. zuernii pour les bovins), cette coccidiose provoque une diarrhée plus ou moins hémorragique et fibrineuse (rectocolite hémorragique) accompagnée de ténesme et d'épreintes, et d'une hyperthermie à 40-41°C. Une forme chronique (E. bovis pour les bovins) est aussi possible avec une diarrhée légère, un amaigrissement et des retards de croissance chez les jeunes. Pour E. alabamensis (chez les bovins), on observe une diarrhée très liquide et profuse, souvent sans hyperthermie et rarement mortelle. Une forme nerveuse a aussi été décrite avec nystagmus, opisthotonos, pédalage, décubitus latéral. La forme clinique et la localisation des lésions dues à une infestation par Eimeria sp. chez un hôte donné varient donc beaucoup selon l'espèce et la souche du protozoaire responsable. La charge infestante et le statut parasitaire de l'hôte sont aussi des facteurs impactant sur la sévérité de la clinique. De plus, chez les bovins, les individus touchés sont en grande majorité des jeunes, la clinique étant favorisée par un stress (sevrage, mise en lot, surpopulation). L'âge, le statut physiologique et immunitaire de l'hôte influent aussi sur l'impact clinique de cette parasitose (TAYLOR M. et al, 2007).

Diagnostic

La suspicion est épidémiologique et clinique. Le diagnostic se fait par coproscopie par flottation, le problème étant que la clinique peut apparaître pendant la période prépatente alors

20

que les oocystes ne sont pas encore excrétés. L'utilisation d'une méthode PCR peut permettre l'identification de l'espèce.

Traitement

Le traitement symptomatique des animaux malades doit être associé au traitement antiparasitaire de tout le groupe et à des mesures hygiéniques strictes. Des cas d'Eimeria sp. résistantes à certaines molécules auraient été décrits.Voici des exemples de posologies.Bovins (BOURGOIN G., 2011):

• Sulfadiméthoxine: 40mg/kg/jour PO pendant 10 jours.• Sulfadimérazine: 135mg/kg/jour PO pendant 3 à 5 jours.• Decoquinate: 0,5mg/kg PO en une fois.• Amprolium: 10mg/kg/jour PO pendant 5 jours (hors AMM).

Oiseaux de cage et de volière (ANDRE J-P, 2005):• Sulfadiméthoxine-pyriméthamine: solution à 30mg/mL et 10mg/mL respectivement:

80 gouttes de solution par litre d'eau de boisson pendant 5 jours.• Toltrazuril: 7mg/kg PO pendant 2 jours.

Pronostic

Il est très variable, l'infestation pouvant être cause d'un portage asymptomatique tout comme de cas de mortalité. Le pronostic dépendra surtout de la sévérité de l'infestation et de la clinique ainsi que de la réponse aux traitements mis en place.

Prophylaxie

La prophylaxie sanitaire est essentielle. Elle repose sur le nettoyage des locaux avec de la vapeur d'eau sous pression, si possible de l'eau bouillante associée à un oocide, sur l'assèchement des zones humides et la pratique d'un vide sanitaire. Il faut éviter le confinement, limiter la surpopulation et le stress des animaux et contrôler la température et l’humidité des locaux. Les nouveaux entrants doivent être dépistés et traités au besoin avant leur introduction (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

La prophylaxie médicale se base sur l'isolement et le traitement des malades. Sulfadiméthoxine, toltrazuril ou diclazuril peuvent être administrés en prévention chez les ruminants en contact avec un individu malade. Il existe des vaccins vivants pour les volailles, très utilisés en élevage et efficaces (http://www.avicampus.fr).

b. Isospora sp.

Taxonomie

Ce protozoaire du phylum Apicomplexa et de la sous-classe des Coccidia appartient à l'ordre des Eucoccidia, au sous-ordre des Eimeriorina, à la famille des Eimeriidae et au genre Isospora.

Morphologie

Les oocystes contiennent deux sporocystes contenant chacun 4 sporozoïtes. Ils mesurent de 15µm x 20µm à 40µm x 50µm selon l'espèce, la moyenne se trouvant autour de 20µm x 25µm (TAYLOR M. et al, 2007). Tout comme pour Eimeria sp., le germe infectieux

21

est doté d'un complexe apical.

Épidémiologie

La spécificité d'hôte varie selon l'espèce d'isospora. Ce parasite a été trouvé chez des porcs, des chiens, des chats et des oiseaux. Il a aussi été trouvé en parc zoologique chez des lions d'Afrique (BJORK K et al, 2000), des suricates (CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A., 2001),...Ce sont des parasites cosmopolites et endémiques, surtout présents dans les collectivités. Ils touchent particulièrement les jeunes, les individus immunodéprimés ou soumis à un stress. Les oocystes sont très résistants dans l'environnement.

Exemples d'espèces:• Chien: I. canis, I. ohionensis, I. neorivolta, I. burrowsi.• Chat: I. felis, I. rivolta.• Porc: I. suis.• Oiseaux: I. canaria (passériformes), I. psittaculae (psittacidés).

(TAYLOR M. et al, 2007)

Cycle

Le cycle est monoxène (fig. 2). L'hôte se contamine en ingérant des kystes ou un hôte paraténique porteur (rongeur). Les sporozoïtes libérés colonisent l'intestin grêle distal. Suite aux processus de schizogonie et gamétogonie, il y a émission d'oocystes non sporulés dans les fèces. La sporulation prend entre 24 et 48 heures dans des conditions optimales. L'hôte

22

Figure 2: Cycle d'Isospora sp. (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

paraténique pourrait s'intercaler dans le cycle d'Isospora canis en ingérant des oocystes sporulés. Le rongeur véhiculerait alors de grands sporozoïtes exentéraux, encapsulés appelés des unizoïtes qui contamineraient l'hôte définitif par la suite (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro ).

La période prépatente varie de 6 à 10 jours selon l'espèce, et de 5 à 9 jours si l'infestation se fait par ingestion d'un hôte paraténique. La période d'excrétion des oocystes peut durer de 10 à 35 jours selon l'espèce.

Pathogénicité

Ce parasite affecte l'épithélium de l'intestin grêle, et parfois du cæcum et du colon. La détérioration des villosités par lyse des entérocytes entraine une diarrhée par malabsorption, mucoïde puis hémorragique, particulièrement chez les jeunes animaux ou chez les individus immunodéprimés. Une déshydratation, un amaigrissement et des retards de croissance sont aussi observés. Isospora cause des symptômes seul ou en association avec d'autres entéropathogènes. Des surinfections bactériennes et, plus rarement, des troubles nerveux sont possibles. La sévérité de la clinique dépend de la dose ingérée, de l'espèce parasitaire, de l'âge et du statut immunitaire de l'hôte. La maladie est souvent auto-résolutive et ne devient grave que pour des individus immunodéprimés, jeunes ou mal nourris. Une immunité efficace, persistante et spécifique de l'espèce d'isospora qui a infesté l'animal se met en place après la maladie (TAYLOR M. et al, 2007).

Diagnostic

La suspicion clinique (diarrhée chez un jeune animal en collectivité ou chez un individu stressé) doit être confirmée par coproscopie par flottation. Il arrive cependant que les symptômes s'expriment avant qu'il n'y ait excrétion d'oocystes. De plus, comme pour Eimeria sp., la coproscopie ne permet pas de déterminer l'espèce parasite. Celle-ci peut être déterminée par PCR.

Traitement

Le traitement antiparasitaire doit être associé à un traitement symptomatique et à la mise en place de mesures d'hygiène. Exemples de posologies:Carnivores domestiques (CALLAIT M., 2012):

• Sulfaguanidine: 25mg/kg PO deux fois par jour pendant 7 jours.• Triméthoprime + sulfaméthoxypyridazine: 30mg/kg/jour PO pendant 6 jours.• Diclazuril: 2,5mg/kg PO en une prise, hors AMM.

Oiseaux de cage et de volière:• Sulfadiméthoxine-pyriméthamine (ANDRE J-P, 2005): solution à 30mg/mL et

10mg/mL respectivement: 80 gouttes de solution par litre d'eau de boisson pendant 5 jours.

• Toltrazuril: 7mg/kg PO pendant 2 jours.

Pronostic

De même que pour Eimeria sp., les infestations à Isospora sp. sont de pronostic variable selon l'âge et le statut immunitaire de l'espèce hôte, l'espèce parasite et sa virulence, l'existence ou non d'affection concomitante, et selon la réponse au traitement.

23

Prophylaxie

La prophylaxie sanitaire est globalement la même que pour Eimeria sp.: hygiène de l'environnement, nettoyage périodique des sols à la vapeur d'eau sous pression en association avec des substances oocides, mise en place de vides sanitaires... S'ajoute à cela la lutte contre les rongeurs pouvant faire office d'hôte paraténique. La mise en quarantaine, le dépistage et le traitement au besoin des nouveaux entrants et des porteurs sains sont aussi essentiels (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

La prophylaxie médicale consiste en l'administration des traitements précédemment cités une semaine avant la période à risque; cela est réalisable en élevage mais difficilement en zoo.

c. Giardia sp.

Taxonomie

Les parasites du genre Giardia appartiennent à l’embranchement des Protozoaires, au sous-embranchement des Sarcomastigophora, au phylum des Mastigophora, à l’ordre des Diplomonadida, à la famille des Hexamitidés.

Ce genre comprend différentes espèces: G. agilis chez les amphibiens, G. muris chez les rongeurs, G. duodenalis chez de nombreux mammifères (dont les ruminants, les carnivores et l’homme), G. psittaci et G. ardae chez les oiseaux. On notera que, dans la littérature, les dénominations G. duodenalis, G. lamblia et G. intestinalis sont équivalentes. L'espèce G. duodenalis se subdivise en différents génotypes appelés assemblages. Ceux-ci sont notés de A à G d'après CACCIO S. et RYAN U. (2008). Les assemblages A et B sont communs à l'homme et à l'animal (rongeurs, ruminants et carnivores domestiques, chevaux, primates, ...) les assemblages C et D ont été identifiés chez le chien, le chat, le coyote et le loup gris. L'assemblage E a été trouvé chez des bovins, des ovins, des caprins, des suidés et des buffles d'eau. L'assemblage F a été mis en évidence chez le chat et le G chez le rat. Des sous-assemblages A1, A2, B3 et B4 sont à l'étude (HERZOG S., 2002).

Morphologie

Le trophozoïte mesure 9-21 μm x 5-15 μm. Il a la forme d'une demie poire et présente un disque adhésif ventral appelé cuillère qui lui permet de se fixer à la muqueuse du duodénum. Il possède également deux noyaux et 4 paires de flagelles dont une postérieure.

Le kyste est ovalaire et entouré d'une paroi chitineuse. Il mesure 9-14 μm x 7-10 μm en moyenne. Il présente 2 à 4 noyaux et des reliquats de flagelles en forme de S groupés en un faisceau réfringent dans l'axe longitudinal.Tailles des kystes:

• homme: 8-12µm x 7-10µm; • carnivores: 10µm x 7µm; • bovins et petits ruminants: 12-15µm x 7-9µm; • chevaux: 12-16µm x 8-9µm.

(EUZEBY J., 1986)

Épidémiologie

Ce parasite peut affecter une grande variété d'hôtes comme cela a été évoqué précédemment: des amphibiens, des oiseaux et des mammifères dont l'homme. Les prévalences sont variables selon l'espèce parasite, l'espèce hôte et le lieu géographique ou le

24

pays (VILLENEUVE A., 2003). Par exemple en France chez le chien la prévalence varie de 6,5 à 33% et chez le chat de 4 à 14%. On trouve ce parasite sur tout le globe. Les cas de maladie sont plus souvent observés sur des collectivités que chez des animaux isolés. Son incidence serait en augmentation et il existe beaucoup de porteurs sains qui entretiennent la contamination du milieu. La maladie touche surtout les jeunes individus (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

L'impact médical et économique peut être important: par exemple, des prévalences élevées ont déjà été répertoriées dans des élevages de perroquets avec des pertes importantes (PANIGRAHY et al.,1978).

L'incidence serait plus élevée en automne et en hiver par rapport au printemps et à l'été (VILLENEUVE A., 2003). La coprophagie, la consommation d'eau contaminée et la prédation peuvent faciliter l'infection, ainsi que la vie en collectivité (TAHAS S. et DIAKOU A., 2013) ou une forte densité de population. L'excrétion de kystes est majorée chez les femelles en péri-partum.

La durée d'excrétion des kystes est très variable (30 à 230 jours). 90% des chiens infestés ont moins d'un an et 70% moins de 6 mois (VILLENEUVE A., 2003).

Les kystes sont sensibles à l'alternance gel-dégel et aux fortes températures, leur survie, favorisée par l'humidité, est longue dans l'environnement (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Cycle

Le cycle est monoxène (fig. 3). L'hôte se contamine en ingérant des kystes présents dans l'environnement, puis ces kystes libèrent chacun deux trophozoïtes qui se multiplient dans l'intestin grêle (duodénum et jéjunum) (EUZEBY J., 1986). Ceux-ci adhèrent à la

25

Figure 3: Cycle de Giardia sp. (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

muqueuse intestinale par leur disque adhésif et perturbent sa capacité d'absorption. Ils sont chymivores. La reproduction est asexuée par fission binaire. Les trophozoïtes donnent des kystes qui sont émis dans l'environnement. Ils se forment environ 7 jours après la contamination. Ils peuvent être excrétés de façon continue ou intermittente, et sont infestants dès leur émission. La période prépatente varie selon les espèces. On compte entre 6 et 8 jours chez le chien (TAYLOR M. et al, 2007).

Pathogénicité

Chez le chien affecté par Giardia duodenalis, on note une diarrhée modérée à sévère, graisseuse et malodorante. Déshydratation, perte de poids, léthargie et anorexie sont possibles et correspondent à un syndrome de malabsorption. En général l'appétit est conservé et l'hyperthermie est absente (CALLAIT M., 2012).

L'apparition de signes cliniques est favorisée par la parturition, une maladie concomitante, le stress, la malnutrition, l'absence de prise de colostrum, l'alimentation (caractère favorisant de la richesse en hydrates de carbone et défavorisant de la richesse en protéines), la virulence de la souche, le nombre de kystes ingérés, le jeune âge de l'hôte, son statut immunitaire (VILLENEUVE A., 2003),...

On ne rapporte pas d'immunité contre la giardiose. Ceci pourrait s'expliquer en partie par le fait que le parasite est capable de variation antigénique dans ses protéines de surface. Un même animal peut donc présenter la maladie plusieurs fois (GAYET D., 2004). Cette parasitose a souvent un caractère chronique.

Remarque: Il n'y aurait pas de relation entre la clinique et le nombre de kystes excrétés (VILLENEUVE A., 2003).

Diagnostic

La suspicion clinique doit être confirmée par des examens complémentaires. La recherche de trophozoïtes sur frottis fécal avec coloration à l'hématoxyline ferrique est possible mais peu sensible (EUZEBY J., 1986). La recherche de kystes par coproscopie par flottation au sulfate de zinc à 33% avec coloration au lugol est un bon moyen de détection. Cependant, l'émission des kystes n'est pas constante, il faut donc réaliser trois prélèvements sur trois jours consécutifs pour avoir une bonne sensibilité de la coproscopie. La réalisation de coproscopies par sédimentation est possible mais moins sensible. Les tests ELISA sur fèces donnent de bons résultats. Des méthodes PCR sont aussi disponibles.

Traitement

Voici quelques exemples de posologies:• Fenbendazole: 50mg/kg/j pendant 3 à 7 jours deux fois à 10 jours d'intervalle sur le

chien (VILLENEUVE A., 2003).• Métronidazole: 12,5mg/kg BID pendant 5 jours pour le chien, 5mg/kg BID pendant 5

jours pour le chat, 250mg TID pendant 5 à 7 jours chez l'homme adulte, 5mg/kg TID pendant 10 jours pour le cheval (VILLENEUVE A., 2003), 20-30mg/kg deux fois par jour PO pendant 7 à 10 jours sur les oiseaux de cage et de volière (ANDRE J-P, 2005).L'efficacité est de 67% pour le chien contre 92% chez l'homme. La toxicité est possible mais rare (anorexie, vomissement, ataxie). Cette molécule est tératogène.

• Dimétridazole: 50mg/kg SID pendant 5 jours pour des veaux.

Remarque: il existerait des souches résistantes au métronidazole (HERZOG S., 2002)

26

Pronostic

Les récidives sont fréquentes, particulièrement en collectivité car l'environnement est impossible à « désinfecter » parfaitement et la réponse au traitement est plus ou moins bonne selon les individus et la gravité de leur infestation. Le pronostic vital n'est en général pas mis en jeu lors de giardiose seule, en revanche le caractère zoonosique et possiblement chronique de cette parasitose la rend problématique.

Prophylaxie

La prophylaxie sanitaire repose sur des mesures de désinfection et d'hygiène avec nettoyage régulier des sols, gamelles et cages. Le lavage des aliments et le traitement de l'eau de consommation aux ultra-violets peuvent être indiqués. La mise en place de mesures visant la diminution du stress et la prévention des autres maladies l'est également. Les fèces doivent être enlevées tous les jours et les zones humides asséchées. Les désinfectants contenant des ammoniums quaternaires détruisent les kystes en moins d'une minute à 4°C. Les produits à base de phénol le font en 5 à 20 minutes. La désinfection doit se faire après nettoyage pour éviter la désactivation du désinfectant par de la matière organique (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Il faut aussi dépister les animaux, particulièrement ceux en contact avec des individus à risque ou sensibles, et isoler longtemps les positifs jusqu'à preuve de l'efficacité du traitement instauré. L'efficacité d'un traitement se vérifie par une coproscopie un jour après l'arrêt du traitement antiparasitaire. Il est recommandé de respecter le principe de séparation des espèces, certaines espèces de giardia pouvant avoir un spectre d'hôtes large (VILLENEUVE A., 2003).

La prophylaxie médicale par le traitement d'animaux exposés, en contact avec un individu excréteur malade ou non, est possible. Un vaccin est utilisé aux États-Unis: GiardiaVax ND, mais ses résultats et les raisons pouvant justifier son utilisation sont discutés (DECOCK C., 2002) (ANDERSON K. et al, 2004).

d. Toxocara sp.

Pour présenter ce genre de parasite, nous nous appuierons beaucoup sur la description de Toxocara canis et de T. cati, qui sont très probablement les espèces trouvées chez les carnivores au Safari de Peaugres. Nous ne décrirons pas Toxocara vitulorum, aucun représentant des Ascaridida n'ayant été trouvé chez les ruminants du zoo.

Taxonomie

Ce genre de parasite appartient à l'embranchement des Némathelminthes, à la classe des Nématodes, à l'ordre des Ascaridida et à la famille des Toxocaridés.

Morphologie

Les adultes Toxocara canis sont blancs et ronds en coupe transversale. La femelle mesure jusqu'à 18 cm et le mâle jusqu'à 10 cm de long. Le mâle a son extrémité postérieure recourbée, ce qu'on ne trouve pas chez la femelle. Les femelles sont très prolifiques: on compte 100 000 œufs émis par femelle par jour (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro). Les

27

vers adultes de Toxocara cati mesurent 6 cm de long pour les mâles et 12 cm pour les femelles, pour un diamètre de 2 mm (TAYLOR M. et al, 2007).

Les œufs sont ronds avec une paroi épaisse striée sur la surface. Ils mesurent 75 à 85 µm de diamètre en moyenne et l'embryon n'est formé que d'une seule cellule au moment de la ponte.Tailles des œufs:T. canis: 76,3-93,5µm x 61,2-78µmT. cati: 67,3-82,5µm x 53,4-68µm

L'examen de l'aspect de la surface de l'œuf pourrait permettre de différencier T. canis de T. cati. De plus les dimensions donnent une indication, même si elles peuvent se recouper. Ce dernier point est discutable: d'après UGA et al (2000), la différenciation des œufs de T. canis et de T. cati serait impossible par évaluation de la différence de taille.

Épidémiologie

T. canis et T. cati sont cosmopolites et touchent surtout les jeunes individus. T. canis est bien plus fréquent que Toxascaris sp. chez le chien. Les canidés domestiques et sauvages (chiens, renards, loups....) sont les hôtes définitifs de T. canis. Les renards roux sont considérés comme un réservoir sauvage en Europe (SAEGERMAN C. et al, 2006). T. cati touche fréquemment les chats mais aussi d'autres félins tels que les tigres, cougars et lynx (CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A ., 2001).

Plusieurs hôtes paraténiques sont possibles pour ces deux espèces: oiseaux, lapins, porcs, renards, rongeurs, moutons, veaux, coléoptères, cafards, lombrics.... Ceux-ci se contaminent en ingérant des œufs embryonnés. Le développement du parasite s'arrête au stade larvaire 2 chez l'hôte paraténique. On remarquera que, chez les souris infectées, un changement de comportement se produit: elles sont moins actives et ont moins tendance à se cacher, ce qui favorise la prédation et donc la contamination de l'hôte définitif. Les larves de T. canis survivent plus de 2 ans dans les tissus du rat, du lapin, du cobaye ou de la souris, au moins 3 mois chez des poulets et des pigeons, et plusieurs semaines dans des carcasses de souris congelées (VILLENEUVE A., 2003), (TAYLOR M. et al, 2007).

En élevage canin, les chiots sont les principales sources de contamination de l'environnement par leur prévalence d'infestation élevée, les charges parasitaires élevées et le grand nombre d'œufs expulsé dans les fèces (VILLENEUVE A., 2003).

Cycle: exemple de Toxocara canis (fig. 4)

On note différents modes de contamination (CALLAIT M., 2011):-Contamination anténatale in utero par des L2 en migration chez la mère. Ce mode de contamination fait qu'il est possible de retrouver des toxocaras adultes chez le chiot dès l'âge de 8 jours. -Ingestion de L2 via le colostrum ou le lait.-Ingestion d'œufs larvés L2. -Ingestion d'un hôte paraténique accumulant les L2 (rongeurs, lombrics).

Les œufs émis par l'hôte définitif sont non embryonnés. Dans des conditions optimales, c'est-à-dire à une température comprise entre 25 et 30° et une humidité entre 85 et 95%, la larve se développe dans l'œuf et devient infestante en 9 à15 jours. Cette maturation peut durer jusqu'à 5 semaines à des températures plus basses (un minimum de 15°C est requis pour avoir une maturation de l'œuf). Cela peut varier selon le type de sol et les conditions climatiques. Le stade infestant une fois atteint, l'œuf peut résister 2 ans dans le milieu

28

extérieur dans des conditions favorables (ceci est valable pour T. canis et T. cati) (VILLENEUVE A., 2003), (TAYLOR M. et al, 2007).

Lors d'une contamination par ingestion d'œufs larvés, ceux-ci se fixent à la muqueuse duodénale entre 2 et 4 heures après avoir été avalés. La larve (L2 ou L3 selon les publications) est libérée et pénètre la muqueuse intestinale puis migre via les vaisseaux lymphatiques vers les nœuds lymphatiques mésentériques et atteint le foie par la circulation porte après 24 heures. Dans les 12 heures, les larves passent dans la veine cave, atteignent le cœur puis passent pour une partie dans l'artère pulmonaire et vont dans les poumons, tandis que d'autres vont se disséminer via la circulation sanguine et s'enkyster dans différents organes. Les larves arrivent ensuite dans les alvéoles et la trachée entre 7 et 9 jours après infestation. Ces larves sont expectorées et avalées, elles reviennent dans le tube digestif entre 7 et 15 jours après infestation. La mue en L4 a lieu entre les bronchioles et le passage dans l'estomac, les mues en L5 puis en adulte ont lieu dans l'intestin grêle. Les adultes sont chymivores. On parle de cycle splanchnique long. La période prépatente est de 4 à 5 semaines chez des chiots, et de 40 à 56 jours chez des individus plus âgés. La forme adulte survit 4 mois dans son hôte (SCHNIEDER T. et al, 2010).

Les larves peuvent migrer et s'enkyster dans différents organes, les plus touchés étant les muscles squelettiques, les reins, le foie et le système nerveux central. Quant à l'adulte, il se trouve en général dans l'intestin grêle, particulièrement dans le tiers proximal, mais aussi dans l'estomac, le colon, le conduit cholédoque et le canal pancréatique (TAYLOR M. et al, 2007).

En ce qui concerne la contamination des chiots in utero, les larves enkystées chez la mère sont « réactivées » pendant la gestation. Le passage des larves de la mère au fœtus à travers le placenta est possible à partir de son 42èmeème jour de développement. Elles se logent dans le foie du fœtus et reprendront leur migration somatique à la naissance. Les larves survivraient jusqu'à 10 ans dans les tissus et une faible proportion peut se réactiver à chaque gestation et infecter plusieurs portées successives (VILLENEUVE A., 2003). L'éradication est donc impossible, d'autant plus que les traitements sont peu efficaces sur les larves enkystées. On notera que le léchage des chiots par la mère favorise la recontamination de la mère.

Pour ce qui est de la contamination des chiots par voie trans-mammaire, les larves sont émises dans le lait dans les 5 semaines post-partum. Cette voie de transmission est bien moins fréquente que la voie transplacentaire. Chez les chiots de moins de 5 semaines il y a un cycle splanchnique long. Si la contamination par cette voie se fait après 5 semaines d'âge, il y a un cycle splanchnique court (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro) (TAYLOR M. et al, 2007).

Lors de l'infestation par ingestion d'un hôte paraténique, il n'y a pas de migration et le développement se fait directement dans l'intestin. La période prépatente est de 34 à 48 jours selon la littérature (SCHNIEDER T. et al, 2011).

Une durée de survie du parasite de 5 ans a été vue chez des macaques (VILLENEUVE, 2003). Les larves enkystées dans une souris survivent au moins 16 semaines.

29

Pour Toxocara cati, le cycle est similaire (fig. 5), hormis le fait qu'il n'y a pas de transmission placentaire. La période prépatente est d'environ 6 semaines.

30

Figure 4: Cycle de Toxocara canis (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

Figure 5: Cycle de Toxocara cati (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

Pathogénicité

Les adultes parasités le sont en général avec une faible charge et sont asymptomatiques. En revanche chez les chiots, le nombre de parasites est plus grand et la mort est possible par occlusion plus ou moins compliquée par une perforation intestinale et une péritonite. Le parasite a une action spoliatrice (parasite chymivore) et inflammatoire au niveau du tube digestif. L'expression clinique se manifeste généralement par un amaigrissement, une déshydratation, un poil piqué, une diarrhée mucoïde à hémorragique ou de la constipation, des vomissements, une dilatation abdominale et possiblement des quintes de toux (en lien avec la migration pulmonaire), une dyspnée et du jetage (CALLAIT M., 2012). Des retards de croissance chez les jeunes, des vomissements et une anémie sont possibles. Les premiers symptômes peuvent apparaître dès 24 à 72 heures après la contamination. L'enkystement dans le foie, les poumons, le système nerveux central et les yeux peut aussi être à l'origine de symptômes (larva migrans) (SCHNIEDER T. et al, 2010).

Remarques:• Le chat peut être infesté par Toxocara canis et peut montrer un syndrome de larva

migrans viscérale avec formation de granulomes éosinophiliques dans les poumons, les reins et le cœur (VILLENEUVE A., 2003).

• Des troubles nerveux ont été observés chez des souris infestées expérimentalement de façon massive, les symptômes étant dus aux très nombreuses larves enkystées dans le cerveau et le cervelet (VILLENEUVE A., 2003).

• L'infestation expérimentale de singes a montré une forte invasion du tissu nerveux avec des troubles nerveux graves et une éosinophilie (TOMIMURA ET AL., 1976).

• L'infestation expérimentale de porcs a également montré une atteinte nerveuse en parallèle d'une migration somatique généralisée.

Diagnostic

Le diagnostic est direct lorsque le parasite est vomi, ou peut être fait par coproscopie par flottation. Une prise de sang peut révéler une anémie, une éosinophilie et une augmentation des enzymes hépatiques. Des sérologies sont possibles pour le diagnostic de larva migrans chez l'homme.

Traitement

De nombreux traitements sont répertoriés, voici quelques exemples pour le traitement des carnivores domestiques (CALLAIT M., 2012):

• Pyrantel: 20mg/kg PO en une prise chez le chat et 5 mg/kg PO en une prise chez le chien.

• Fenbendazole: 50mg/kg/jour PO pendant 3 jours pour le chien et le chat.• Nitroscanate: 50mg/kg PO en une prise chez le chien.• Pipérazine: (ascarifuge) 100mg/kg/jour PO pendant 3 jours pour le chien et le chat.

Pronostic

Il est bon chez l'adulte car il est généralement capable d'expulser une grande partie des parasites et développe peu de symptômes. Il est plus sévère chez le jeune, particulièrement lors d'infestation massive (occlusion et rupture intestinale possibles).

31

Prophylaxie

La prophylaxie sanitaire repose sur plusieurs points: la lutte contre les hôtes paraténiques (illusoire), la destruction des œufs par lavage des sols à la vapeur sous pression, l'hygiène de l'environnement (ramassage des selles,....), l'isolement et la vermifugation des nouveaux entrants.

La prophylaxie médicale intéresse surtout les femelles reproductrices pour lesquelles il est possible d'utiliser des benzimidazoles pendant trois jours avant la mise à la reproduction (destruction possible des larves enkystées) pour limiter l'infestation ultérieure in utero, puis pendant 1 mois débutant 15 jours avant le part (l'utilisation des benzimidazoles sur une période d'un mois n'est pas sans risque). Le traitement des animaux porteurs, adultes et jeunes, est aussi important. Il est recommandé de traiter les jeunes carnivores domestiques tous les mois jusqu'à 6 mois puis tous les 3 mois (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

e. Toxascaris sp.

Nous allons nous appuyer sur l'exemple de Toxascaris leonina:

Taxonomie

Ce parasite appartient à l'embranchement des Némathelminthes, à la classe des Nématodes, à l'ordre des Ascaridida et à la famille des Ascarididés.

Morphologie

L’adulte est blanchâtre et mesure de 2 à 10 cm de long, on compte en moyenne 7 cm pour les mâles et 10 cm pour les femelles. Les œufs sont clairs et ont une coque lisse épaisse avec un aspect feuilleté. Ils contiennent une petite cellule claire qui n’occupe pas tout l’espace. Ils mesurent 85µm x75μm et sont légèrement ellipsoïdes (TAYLOR M. et al, 2007).

Épidémiologie

Les hôtes sont le chien, le chat (plus rare) et d'autres carnivores (renard). La transmission transplacentaire ou par le lait n'étant pas possible pour ce parasite, les jeunes de moins de 6 semaines d'âge ne sont pas infestés. Ce parasite est cosmopolite et peu fréquent (comparé à Toxocara canis ou T. cati). Les rongeurs et oiseaux sont des hôtes paraténiques potentiels (ils se contaminent en ingérant un œuf larvé L2 et hébergent ensuite le parasite au stade L3) (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Cycle

Le cycle est monoxène (fig. 6). Il est dit « splanchnique court ». La phase exogène dure 3 jours dans des conditions optimales. Des œufs non larvés sont émis dans le milieu extérieur par un hôte parasité et se développent en œufs larvés (présence d’une larve L1 puis L2). L'hôte se contamine par ingestion de l'œuf larvé L2 ou par ingestion de rongeurs porteurs. La phase endogène débute alors. La larve 2 est libérée dans l'intestin grêle, elle migre dans la paroi du duodénum où elle mue en L3 puis L4 qui se transforme en stade larvaire 5 qui retourne dans la lumière et devient un adulte qui pourra donner des œufs à son tour. Les adultes se trouvent dans l'intestin grêle et sont chymivores. Les femelles sont très prolifiques. La période prépatente est de 8 semaines chez le chien et 13 semaines chez le chat.

32

Il n'y a pas de transmission transplacentaire, ni par le lait (CALLAIT M., 2012). Les œufs deviennent infestants 3 à 6 jours après leur émission.

Pathogénicité

Le pouvoir pathogène de ce parasite est faible, sauf chez les jeunes massivement parasités et en mauvais état général. Il a une action spoliatrice et irritative au niveau de l'intestin grêle. Les cas cliniques provoqués par Toxascaris sp. seul sont rares, les symptômes apparaissant plutôt lors d'une double infestation avec Toxocara sp.. Abdominomégalie, amaigrissement, déshydratation et diarrhée sont observables en cas d'infestation modérée à forte. L'obstruction et la perforation intestinales avec péritonite sont possibles dans des cas de forte infestation (TAYLOR M. et al, 2007).

Diagnostic

Il se fait par coproscopie par flottation ou par sédimentation, les œufs sont facilement reconnaissables.

Traitement

Plusieurs molécules sont efficaces, voici quelques exemples de posologies (CALLAIT M., 2012).

• Pyrantel: 20mg/kg PO en une prise chez le chat et 5 mg/kg PO en une prise chez le chien.

• Fenbendazole: 50mg/kg/jour PO pendant 3 jours pour le chien et le chat.• Mebendazole: 7-25mg/kg PO 2 fois par jour pendant 2 jours chez le chien.• Pipérazine (ascarifuge): 100mg/kg/jour PO pendant 3 jours pour le chien et le chat.

33

Figure 6: Cycle de Toxascaris sp.(CALLAIT M., 2012)

Pronostic

Il est sombre seulement en cas d'infestation massive et d'occlusion ou d'effraction de la paroi digestive. Dans la majorité des cas, le portage est asymptomatique. La réponse au traitement est souvent bonne.

Prophylaxie

Les mesures de prophylaxie sanitaire sont globalement les même que pour Toxocara sp. et reposent sur une hygiène stricte pour éviter la contamination de l'individu et de son environnement (ramassage des fèces, lavage des sols avec de la vapeur à haute pression,....). La lutte contre les hôtes paraténiques est indiquée en principe mais difficilement réalisable en pratique. Le dépistage et la vermifugation avant introduction d'un nouvel animal dans un élevage sont intéressants. La vermifugation mensuelle des chiots à partir d'un mois d'âge jusqu'à 6 mois puis tous les 3 mois est recommandée (CALLAIT M., 2012).

f. Trichuris sp.

Taxonomie

Ce parasite appartient à l'embranchement des Némathelminthes, à la classe des Nématodes, à l'ordre des Trichinellida, à la famille des Trichuridés et à la sous-famille des Trichurinae. Il en existe entre 60 et 70 espèces (ANDERSON R. et al, 2000).

Morphologie

La partie antérieure (schistosome) de l'adulte est longue, étroite, effilée et en forme de fouet. La partie postérieure est plus large. La « tête » se fixe à la muqueuse du cæcum ou du colon, la « queue » est libre dans la lumière du tube digestif.

Les œufs sont en forme de citron avec une paroi fine et lisse et deux opercules bombés, un à chaque pôle. Leur dimension peut parfois permettre de différencier certaines espèces de trichures (TAYLOR M. et al, 2007):T. vulpis: 66-83 µm x 24-38µm.T. trichuria: 50-54µm x 22-24µm.

Épidémiologie

On compte des hôtes très variés parmi les mammifères: primates, porcs, moutons, chèvres, rongeurs, lagomorphes, antilopes africaines, opossums, félins, renards, cervidés,…. Ce parasite est cosmopolite mais on le trouve surtout en région tropicale. Il est plus rare dans les régions nordiques ou froides. Les œufs peuvent survivre 3 à 4 ans dans le milieu extérieur, les trichuroses peuvent donc revêtir un aspect endémique (TAYLOR M. et al, 2007).

Cycle

Le cycle de ce parasite est monoxène (fig. 7). Les œufs émis dans les selles d'un hôte contaminé deviennent larvés et infestants 2 à 3 semaines en moyenne après leur émission dans l'environnement dans des conditions optimales de température et d'humidité (25 jours à 19-

34

25°C contre 10 jours entre 33 et 38°C). L'hôte se contamine en ingérant des œufs larvés contenant une larve de stade 3. Après ingestion la larve 3 est libérée dans le tube digestif (intestin grêle) et migre jusqu'au côlon. Elle se loge dans la muqueuse et mute en larve de stades 4 puis 5 et enfin en adulte. Ces derniers sont hématophages. La période prépatente est d'environ 3 mois (70-107 jours). (ANDERSON R., 2000). Il n'y a pas de migration extra-intestinale, sauf accident.

Il n'existe pas de donnée précise fiable sur la longévité du parasite adulte dans son hôte.

Pathogénicité

L'infestation est souvent asymptomatique. Le parasite a une action traumatique et inoculatrice de germes. La clinique repose sur un abattement, des douleurs abdominales et une déshydratation en lien avec une diarrhée aqueuse et une hémochésie secondaire à une colite hémorragique et à une inflammation diphtérique de la muqueuse caecale. Une anémie est possible par action spoliatrice des adultes hématophages, elle est fréquemment observée en cas d'infestation massive. De plus les enzymes protéolytiques sécrétées lors du repas du parasite peuvent avoir une action toxique ou être à l'origine d'un phénomène d'hypersensibilité (TAYLOR M. et al, 2007), (TRAVERSA D., 2011) .

Diagnostic

Il repose sur la suspicion clinique à confirmer par une coproscopie. La réitération de l'examen est parfois nécessaire.

Traitement

Voici quelques exemples de posologies utilisables (CALLAIT M., 2012), (http://www.ircp.

35

Figure 7: Cycle de Trichuris vulpis (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

anmv.anses.fr):• Fébantel: 15mg/kg en une prise PO chez le chien.• Oxfendazole: 11,3mg/kg une fois par jour pendant 3 jours PO chez le chien.• Milbemycine: 1mg/kg en une prise PO chez le chien.• Ivermectine: 0,2mg/kg en une prise PO chez les ovins.

Pronostic

Le pronostic varie de bénin à sévère selon la charge parasitaire et l'impact clinique.

Prophylaxie

Les œufs étant très résistants, il est difficile d'envisager leur destruction dans le milieu extérieur. Néanmoins, le suivi de règles d'hygiène appliquées, telles que le retrait quotidien des matières fécales ou le passage des sols à la vapeur sous pression, peut permettre de limiter la contamination de l'environnement. L'humidité favorisant la résistance des œufs dans le milieu extérieur, il est aussi indiqué d'assécher les zones humides.

En zone saine, il est recommandé de dépister tout animal et de le traiter en conséquence avant son introduction. Le traitement des animaux porteurs est aussi un élément de prophylaxie qui vise à limiter ou empêcher la contamination de l'environnement. Une fois le milieu contaminé, il est difficile d'éviter l'infestation de l'animal à son contact. Une vermifugation bisannuelle des sujets à risque est recommandée (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Remarques sur certaines espèces (TAYLOR M. et al, 2007):• Trichuris vulpis:

L'hôte définitif est le chien, le renard roux (Vulpes vulpes) ou le putois (Mustela putorius) et il affecte des individus de tous âges. La période prépatente est de 70 à 107 jours. La longévité du parasite dans l'hôte n'excèderait pas 5 mois.

• Trichuris skrjabini:On trouve ce parasite chez les camélidés, les ovins, les caprins, les cervidés et les gazelles. Chez les ovins, la période prépatente est estimée à 45 jours environ, avec une durée de vie du parasite comprise entre 125 et 180 jours (ANDERSON R., 2000). Des pics d'infestation ont été décrits entre mars et mai et entre septembre et octobre au Daguestan.

• Trichuris trichiura:Cette espèce touche l'homme et les primates. C'est la seconde infestation parasitaire la plus commune dans les tropiques. Ce parasite est cosmopolite. Il est décrit chez le macaque japonais (Macaca fuscata) et le babouin de Guinée (Papio papio). Les œufs sont différentiables morphologiquement de ceux de Trichuris suis. Ils deviennent embryonnés en 3,5 semaines à 26°C mais ne restent infestants que 4,5 semaines à cette température. Des temps de maturation des œufs ont été établis pour des températures données: de 14 jours à 37°C à 120 jours à 20°C. La période prépatente chez l'homme est de 2 à 3 mois. La durée de vie du parasite est estimée chez l'homme à 1 ou 2 ans, mais il n'existe pas de donnée précise à ce sujet.

• Trichuris suis:On les trouve chez les porcins de 2 à 4 mois d'âge principalement. L'adulte survit dans son hôte environ 5 mois et la période prépatente est de 6 à 8 semaines.

36

g. Capillaria sp.

Plus de 250 espèces du genre Capillaria ont été répertoriées avec une impressionnante variété d'hôtes: poissons, amphibiens, reptiles, oiseaux et mammifères. Leur localisation est aussi très variable: elles peuvent toucher l'arbre respiratoire, le tractus digestif ou le tractus urinaire (JOHN H. et CROSS T., 1992).

Lors de notre étude nous avons trouvé des œufs de Capillaria sp. chez des primates (Colobus guereza) et chez des carnivores (Lynx lynx carpathicus et Suricata suricatta). Capillaria hepatica a été trouvé chez des primates, cependant les œufs ne peuvent pas être trouvés par coproscopie car ils sont pondus et enkystés dans le foie (STIDWORTHY M. et al, 2009) .

Nous n'avons pas trouvé dans la bibliographie les espèces de Capillaria sp. autres pouvant affecter les primates; cependant, l'homme peut être affecté par C. hepatica, C. aerophila, C. plica et C. philippiensis (JOHN H. et CROSS T., 1992). Or l'hôte ne peut être infesté par ce dernier parasite que via la consommation de poisson cru, ce qui n'entre pas dans le régime alimentaire des colobes du parc.

En supposant que les colobes soient sensibles aux mêmes espèces de capillaria que l'homme et en supposant que les lynx et les suricates soient sensibles aux même espèces que nos carnivores domestiques, nous pouvons penser que C. aerophila et C. plica sont les espèces que nous avons trouvées lors de notre étude. Néanmoins il est impossible de le confirmer. Nous pouvons souligner que les œufs de C. plica sont excrétés dans l'urine, mais la contamination des selles par celle-ci pourrait expliquer qu'on en trouve par coproscopie.

Nous choisissons donc de présenter ici C. aerophila et nous présenterons brièvement quelques données sur C. plica.

• Capillaria aerophila

Taxonomie

Ce parasite appartient à l'embranchement des Némathelminthes, à la classe des Nématodes, à l'ordre des Trichinellida et à la famille des Capillariidés.

Morphologie

Les adultes sont blancs, de très petit diamètre (moins de 100 μm) avec une partie postérieure plus longue et plus large que la partie antérieure. Les femelles mesurent environ 32 mm et les mâles 25 mm. Les œufs mesurent 60-75 μm sur 35-40 μm et leur coque est finement granuleuse. Ils sont en forme de citron avec des parois peu bombées et des bouchons polaires peu saillants. Le contenu est jaunâtre avec une seule cellule au moment de l’émission (TAYLOR M. et al, 2007).

Épidémiologie

On le trouve chez le chien, le renard, le chat, l'homme, les mustélidés. Il est cosmopolite et rare en France. De nombreux cas sont symptomatiques (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Cycle

Le cycle est monoxène (fig. 8). La contamination se fait par ingestion des œufs larvés infestants ou d'un hôte paraténique porteur (lombric). Les larves sont libérées dans la lumière

37

intestinale puis migrent vers le cœur droit, puis les poumons et remontent l’arbre aérifère jusqu’à la trachée. Les adultes se trouvent dans les grosses bronches, la trachée, et parfois dans les cavités nasales et les sinus. Ils se nourrissent du mucus. Leur position superficielle les rend difficilement atteignables par les antiparasitaires. Les œufs sont déposés dans l'arbre aérifère, expectorés et avalés puis émis dans l'environnement via les selles. Ils deviennent infestants après 5 semaines et résistent longtemps dans le milieu extérieur. L'humidité favorise leur survie. La période prépatente varie autour de 4 semaines (TAYLOR M. et al, 2007).

Pathogénicité

Cette parasitose est souvent asymptomatique, bien que des complications infectieuses soient possibles. L'action irritative sur les voies respiratoires engendre une inflammation et une hypersécrétion de mucus. L'hôte développe alors une rhinotrachéite et/ou une bronchite qui s'expriment par de la toux, des éternuements, du jetage, voire de la dyspnée lors d'atteinte grave. En l'absence de surinfection il n'y a pas d'hyperthermie et la toux est sèche et quinteuse. Des bronchoconstrictions et de l'emphysème sont possibles, de même que l'apparition d'une bronchopneumonie ou d'abcès pulmonaires qui peuvent être fatals particulièrement chez le jeune (CALLAIT M., 2012).

Diagnostic

Il repose sur la coproscopie. Un lavage broncho-alvéolaire peut aussi être intéressant.

38

Figure 8: Cycle de Capillaria aerophila (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro)

Traitement

Le traitement spécifique est mal défini, il n'y a pas d'étude précise. On peut citer (CALLAIT M., 2012):

• Lévamisole: 7,5mg/kg une fois par jour pendant 2 jours 2 fois à 15 jours d'intervalle. • Fenbendazole: 50 mg/kg/j PO une fois par jour pendant 1 à 2 semaines chez le chien.• Fenbendazole: 20mg/kg/jour pendant 5 jours pour le traitement des capillarioses chez

les primates d'après CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A. (2001), cependant les auteurs ne précisent pas quelle espèce de capillaria est visée.La mise en place d'un traitement symptomatique et d'un traitement antibiotique pour

éviter les surinfections est recommandée.

Pronostic

Il varie selon la charge parasitaire et l'importance des surinfections bactériennes. Il est souvent bon lors d'infestation modérée avec une légère inflammation catarrhale. Il est très réservé en cas de bronchopneumonie sévère.

Prophylaxie

Il faudrait éviter qu'il y ait ingestion des hôtes paraténiques, ce qui est irréalisable en pratique. Il est recommandé de respecter des règles d'hygiène telles que le ramassage des fèces dans l'environnement, le nettoyage des gamelles,.... L'assèchement des zones humides est indiqué pour défavoriser la survie des œufs. La décontamination par l'utilisation de vapeur chaude sous pression semble efficace si elle est renouvelée régulièrement. Le dépistage et le traitement des animaux porteurs sains et le respect des conditions d'hygiène élémentaires sont la base de la prophylaxie (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Si les animaux sont porteurs, il faut les traiter tous les mois jusqu'à négativation des coproscopies.

• Capillaria plica

Les adultes sont blancs et filamenteux. Les femelles font 3 à 6 cm de long contre 1,3 à 3 cm pour les mâles. Les œufs mesurent 63-68µm x 24-27µm et leur forme est proche de ce qui a été décrit pour C. aerophila (TAYLOR M. et al, 2007).

Capillaria plica touche le chien, le renard et plus rarement le chat. C'est un parasite cosmopolite.

Le cycle requiert l'intervention d'un lombric comme hôte intermédiaire. Ce dernier ingère les œufs émis dans les urines de l'hôte et le parasite se développe jusqu'au stade larvaire 3 en 30 jours. Puis le carnivore l'ingère et le parasite se développe, les adultes se situant dans la vessie et, plus rarement dans les cavités pyéliques. La période prépatente est de 8 semaines (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

Il est peu pathogène mais peut néanmoins causer des cystites avec surinfections bactériennes. On observe alors entre autres une pollakiurie et possiblement une hématurie.

Le diagnostic se fait par identification des œufs dans l'urine.Le fenbendazole à 50mg/kg/jour PO pendant trois jours est un traitement efficace.

39

h. Nematodirus sp.

Taxonomie

Ce parasite appartient à la classe des Nématodes, à l'ordre des Strongylida, à la superfamille des Trichostrongyloidea et à la famille des Molinéidés.

Morphologie

Les adultes sont fins. Les mâles mesurent de 10 à 16 mm et les femelles de 15 à 25mm de long. Les œufs sont de grande taille 152-182µm x 67-77µm. Ils sont différentiables des œufs des autres strongles de par leur grande taille égale à deux fois celle d'un œuf de trichostrongle classique. Ils ont une forme d'ellipse régulière et contiennent 2 à 8 blastomères volumineux (TAYLOR M. et al, 2007).

Épidémiologie

La plupart des espèces de nematodirus sont cosmopolites. Les hôtes définitifs sont les bovins, ovins, caprins, et d'autres ruminants. Les adultes ont un faible rôle réservoir, se sont surtout les jeunes infestés qui sont responsables de la contamination de l'environnement.

Cycle

Les œufs sont émis dans les fèces et se développent en œuf larvé (larve de stade 3) dans l'environnement. Leur éclosion nécessite une période de froid puis de redoux avec des températures supérieures à 10°C, ce qui explique qu'on puisse avoir, soit un seul pic d'éclosion au printemps, soit un au printemps et un en automne. Les larves 3 sont ingérées et

40

Figure 9: Cycle de Nematodirus battus (HERBEUVAL A., 2002)

pénètrent la muqueuse de l'intestin grêle, où elle mue en larve de stade 4 en 4 jours puis en larve de stade 5, 8 à 10 jours plus tard. Le parasite retourne alors dans la lumière de l'intestin et évolue en adulte. La période prépatente est de 2 à 3 semaines selon l'espèce de nematodirus (fig. 9) (TAYLOR M. et al, 2007).

Pathogénicité

Une infestation faible à modérée est souvent asymptomatique (on observe rarement une clinique lors d'une infestation à Nematodirus sp. seule). Dans des cas plus sévères, une diarrhée secondaire à l'entérite et une déshydratation peuvent être observées. Le parasite provoque en effet des érosions de la muqueuse intestinale ainsi qu'une atrophie des villosités. La clinique se rencontre surtout chez des animaux jeunes, et peut être très sévère lors d'une infestation à N. battus qui peut entraîner une forte mortalité si aucun traitement n'est mis en place (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011), (BOURGOIN G., 2011).

Une association avec une coccidiose est possible.

Remarques (TAYLOR M. et al, 2007):• Le pic d'éclosion qui a lieu au printemps n'est pas forcément corrélé avec un pic de

clinique: en effet si l'éclosion a lieu trop tôt, les jeunes non sevrés, ne broutant pas, ne se contamineront pas à la pâture. A l'inverse si l'éclosion a lieu trop tard, les jeunes ont un système immunitaire suffisamment mature pour repousser l'infestation ou, tout du moins, pour éviter le développement de symptômes.

• Les agneaux deviennent « résistants » à N. battus à partir de 3 à 6 mois d'âge.

Diagnostic

La clinique peut se manifester pendant la période prépatente, ce qui fait de la coproscopie un outil diagnostic tardif. L'examen des formes adultes lors d'une autopsie est aussi possible.

Traitement

Il fait intervenir le lévamisole, les avermectines, la milbemycine ou les benzimidazoles. La réponse au traitement est généralement bonne. Les stades larvaires 4 et 5 ne sont toutefois pas accessibles à toutes les molécules antiparasitaires.Exemples (HERBEUVAL A., 2002):

• Ivermectine: 0,2mg/kg SC en une prise pour N. battus sur des ovins.• Lévamisole: 7,5mg/kg en une prise PO ou en sous-cutané pour la même indication.• Fenbendazole: 8,5mg/kg pour les antilopes et hippotragues (CHOWDHURY N. et

ALONSO AGUIRRE A., 2001).Les résistances aux antihelminthiques sont rares pour Nematodirus sp..

Pronostic

Il dépend du degré d'infestation, de l'impact clinique et de la réponse au traitement.

Prophylaxie

Les éclosions n'ayant lieu qu'au printemps et possiblement à l'automne, les prophylaxies sanitaire et médicale peuvent être ciblées. La mise en place d'une rotation de pâture peut être d'un grand intérêt. En effet, éviter de faire paître des groupes de jeunes

41

successifs (agneaux) sur les mêmes pâtures au printemps peut permettre de diminuer le taux d'infestation.

En ce qui concerne la prophylaxie médicale, deux à trois traitements préventifs (sans attendre l'apparition d'une clinique) à 3 semaines d'intervalle en mai et juin sont recommandés dans les élevages ovins menacés par N. battus (TAYLOR M. et al, 2007).

Quelques espèces de Nematodirus (TAYLOR M. et al, 2007):

• N. helvetianus: Cette espèce touche principalement les veaux et est cosmopolite et peu pathogène,

excepté en cas d'infestation massive.

• N. battus:On trouve cette espèce surtout chez les ovins et les caprins, rarement chez les veaux.

Les œufs ont la particularité d'être bruns, tandis que ceux des autres espèces de nematodirus sont clairs. La période prépatente est de 15 jours. On le trouve en Grande Bretagne, en Norvège, aux Pays-Bas et au Canada.

• N. filicollis:On le trouve chez les ovins, caprins, bovins et les cervidés. L'éclosion se fait 2 à 3

mois après émission des œufs. Il est cosmopolite mais on le trouve surtout dans des zones tempérées. Il est moins pathogène que N. battus.

• N. spathiger:On le trouve chez des ovins, caprins, bovins et d'autres ruminants. Les œufs éclosent 3

à 4 semaines après leur émission. Il est cosmopolite et moins pathogène que N. battus.

• N. mauritanicus est un parasite du chameau (Camelus bactrianus).

• N. lamae On le trouve chez l'alpaga (Vicugna pacos), le lama (Lama glama) et la vigogne

(Vicugna vicugna). Il n'existerait qu'en Amérique du Sud et il n'a pas de pathogénicité rapportée.

N. spathiger, N. helvetianus et N. abnormalis ont pour hôtes principaux les ovins et les caprins mais peuvent être trouvés chez les camélidés.

i. Les strongles

Il en existe une grande variété d'espèces dont les œufs ne sont généralement pas différenciables par coproscopie. Seuls les œufs de Nematodirus sp. sont reconnaissables. Nous avons trouvé des œufs de strongles dans les selles de plusieurs espèces lors de notre étude. Nous allons présenter quelques généralités sur les parasites de cet ordre.

Ils appartiennent à la classe des Nématodes et à l'ordre des Strongylida. Ils se divisent en quatre super-familles: les Ankylostomatoidea (Ankylostoma sp. Uncinaria sp.), les Strongyloidea (Strongylus sp., Cyathostomum sp., Syngamus sp.), les Trichostrongyloidea (Ostertagia sp., Haemonchus sp.) et les Métastrongyloidea (Aelurostrongylus sp., Angiostrongylus sp.).

42

Morphologie

Les adultes mesurent de 4 mm à 10 cm et leurs œufs sont ellipsoïdes à ovoïdes avec une coque mince et ils contiennent une morula. Leur taille varie de 40µm x 60µm (Ankylostoma sp.) à 110µm x 230µm (Nematodirus sp.) (TAYLOR M. et al, 2007), (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Épidémiologie

Les animaux jeunes ou immunodéprimés sont les plus sensibles. Certains strongles sont soumis à une saisonnalité qui varie selon l'espèce parasite et les conditions climatiques. Les œufs et larves 3 résistent plusieurs semaines à plusieurs mois dans le milieu extérieur, leur développement et leur survie sont favorisés par des températures douces et par l'humidité (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

Cycle

Ces parasites affectent le tractus digestif, vasculaire ou respiratoire de l'hôte. Leurs cycles sont monoxène ou dixène et peuvent faire intervenir un hôte paraténique. La contamination passe en général par l'ingestion de larves de stade 3 ou d'un hôte paraténique porteur. On peut citer l'exemple de Bunostomum sp. qui contamine les ruminants par voie transcutanée et non par voie orale.

Les hôtes se contaminent par ingestion de larves au stade 3 ou de l'hôte paraténique porteur. Ces larves transitent par le tube digestif et se fixent selon les genres et les espèces dans différentes portions du tractus vasculaire ou respiratoire. Les larves poursuivent leur développement jusqu'au stade 5 qui précède l'état adulte qui, par reproduction sexuée, donne des œufs émis dans le milieu via les fèces. Pour certaines espèces comme Ostertagia sp., l'hypobiose de certains stades larvaires est possible. La période prépatente varie de 3 à 8 semaines. Les œufs se développent en trois semaines à deux mois dans le milieu extérieur pour devenir infestants (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro) (BOURGOIN G., 2011).

Pathogénie

Le portage asymptomatique est fréquent chez les animaux adultes en bonne santé. La sévérité et les types de symptômes varient avec l'espèce parasite. On peut observer abattement, anorexie, amaigrissement, déshydratation, diarrhée, vomissements,.... pour les parasites digestifs. On remarque de la toux, de la dyspnée et des signes d'insuffisance cardiaque pour une infestation par des espèces de la super famille des métastrongyloidea.

Diagnostic, pronostic et traitement

La méthode diagnostique peut faire appel à une coproscopie simple ou de Baermann, à une sérologie, une PCR,.... cela varie avec l'espèce parasite recherchée. Il en est de même pour le pronostic et l'efficacité du traitement. Généralement des infestations massives sur des jeunes sont de mauvais pronostic, malgré un arsenal thérapeutique développé et souvent efficace.

Prophylaxie

Elle est à adapter au parasite et à l'espèce hôte. Pour ce qui est de la prophylaxie

43

sanitaire, les rotations de pâtures, la constitution de lots homogènes, la diminution de la densité animale, la bonne gestion de l'alimentation et des autres paramètres zootechniques ainsi que la séparation des espèces sont des points importants en élevage (ruminants ou monogastriques). Il en est de même pour la réalisation de vides sanitaires avec des protocoles de nettoyage-désinfection efficaces et pour la mise en place de quarantaines avant l'entrée d'un nouvel individu dans le troupeau (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro), (ELSHEIKHA H. et KHAN N.,2011).

La prophylaxie médicale doit être adaptée au cas par cas et les traitements doivent être choisis en fonction des parasites visés. Il ne faut pas utiliser les antiparasitaires de manière déraisonnable sous peine de voir émerger des résistances.

3) Le risque zoonosique

Une zoonose est une infection ou infestation naturellement et directement transmissible des animaux à l’homme et vice-versa d'après la définition de l'Organisation Mondiale de la Santé (OMS).

Le risque zoonosique représenté par certains parasites est à considérer, en particulier concernant les soigneurs. Les règles d'hygiène strictes établies en parc zoologique permettent de prévenir ce risque. Dans la majorité des cas, ce dernier ne concerne que des enfants, des personnes âgées ou immunodéprimées et non des adultes immunocompétents. Il existe toutefois des exceptions comme l'échinococcose qui peut toucher toute tranche d'âge.

On peut citer en exemple les larva migrans viscérale ou oculaire à Toxocara canis qui font suite à l'ingestion accidentelle d'œufs embryonnés. Très peu de larves sont nécessaires à l'apparition d'une maladie (RODDIE G., 2008). De même, d'après EUZEBY J. (1986), 50 kystes de Giardia sp. suffisent à contaminer un homme et, malgré le fait qu'on suppose qu'une immunité cellulaire relative soit mise en place après le premier contact, les réinfestations sont possibles.

D'après CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A. (2001), parmi les helminthoses zoonosiques, les trématodoses sont les plus fréquentes et les infestations par des nématodes ou cestodes sont plus accidentelles et plus rares. D'après ces mêmes auteurs les zoonoses dues à des helminthes sont souvent subcliniques mais certaines peuvent faire des maladies graves: schistosomiase, angiostrongylose, filariose, échinococcose. Beaucoup d'animaux sont réservoirs, il est donc difficile d'établir des programmes de contrôle efficaces pour certaines parasitoses zoonosiques.

Nous allons présenter des éléments concernant les zoonoses causées par certains parasites. Les genres choisis correspondent aux résultats de nos coproscopies.

a. Généralités sur les zoonoses

Nous allons présenter une liste non exhaustive d'espèces parasites zoonosiques (VILLENEUVE A., 2003). Ceci nous permet tout d'abord de constater la diversité et le grand nombre de parasites impliqués, mais aussi de comprendre qu'il existe différentes voies de contamination. Ce dernier point est important à considérer car le risque zoonosique est à moduler en fonction du mode de contamination de l'homme. Ainsi, dans notre étude, nous ne considérerons pas le risque impliquant l'ingestion de la viande de l'hôte par exemple, mais nous prendrons en compte les parasites dont les œufs émis dans l'environnement sont les éléments infestants.

44

• Zoonoses dues à des protozoaires:Balantidium coli, Cryptosporidium sp., Giardia sp., Sarcocystis sp., Toxoplasma sp..

• Zoonoses dues à des trématodes:Dicrocoelium sp., Fasciola sp., Paragonimus sp., Schistosoma sp..

• Zoonoses dues à des Cestodes:Dipylidium sp., Echinococcus granulosus, E. multilocularis, Hymenolepis nana, H. diminuta, Spirometra mansonoides, Taenia saginata, Taenia solium.

• Zoonoses due à des nématodes: Ankylostoma caninum, A. duodenale, Ascaris suum, A. lumbricoides, Baylisascaris columnanis, B. procyonis, B. transfuga, Dioctophyma renale, Dipetalonema sp., Dirofilaria immitis, D. striata, D. tenuis, D. ursi, Eustrongyloides sp., Strongyloides stercoralis, Toxascaris leonina, Toxocara canis, T. cati, Trichuris sp..

Remarque: on peut trouver Ankylostoma duodenale chez des primates, Dirofilaria striata chez le lynx, Dirofilaria ursi chez l'ours et Dipetalonema sp. chez le porc-épic et le castor (VILLENEUVE A., 2003).

b. Zoonose due à Giardia sp.

La giardiose est classée comme zoonose par l'OMS depuis 1979.Elle est surtout diagnostiquée chez des enfants qui fréquentent des garderies. La

contamination se fait par ingestion d'au moins une dizaine de kystes et fait suite à des mesures d'hygiène insuffisantes ou l'absorption d'eau contaminée la plupart du temps, ce dernier cas pouvant être cause d'épidémie. Le contact avec une personne ou un animal infecté et l'ingestion d'aliments souillés sont aussi décrits comme voies d'infestation. Le spectre d'hôtes de ce parasite étant très large (une cinquantaine d'espèces animales d'après VILLENEUVE A., 2003), de nombreuses espèces peuvent être suspectées comme origine de la contamination: rongeurs sauvages, bétail, mammifères marins, moineaux, hérons, carnivores domestiques,.... Les chiens de moins de 6 mois et ceux maintenus en groupe (chenil, refuge) seraient les plus touchés par cette parasitose et constitueraient la principale source animale de contamination pour l'homme. Les porteurs sont souvent asymptomatiques, ce qui ne facilite pas la détection des animaux atteints.

Chez l'homme, la clinique se divise en trois phases: latente, aiguë, chronique. La première se manifeste par des nausées, de l'anorexie et de la fatigue ainsi que des crampes abdominales, puis une diarrhée aqueuse malodorante, des flatulences et une distension abdominale avec possiblement une malabsorption et un amaigrissement apparaissent. Enfin, après quelques semaines à plusieurs mois, la phase chronique se met en place avec des périodes brèves et récurrentes de diarrhée, flatulences et abdominomégalie. L'infection dure en moyenne 4 semaines mais elle peut durer plus longtemps, le portage asymptomatique étant possible. Les enfants de moins de 3 ans et les adultes entre 20 et 40 ans sont les plus fréquemment infectés (VILLENEUVE A., 2003) (AUBRY P., 11/2013).

On remarque que, bien que l'infection humaine ayant pour source des kystes émis par des chiots soit possible, d'après VILLENEUVE A. (2003), seule une dizaine de cas humains ont été recensés comme probablement infectés par un animal de compagnie, ce qui est peu en comparaison de la forte prévalence et du fort taux d'excrétion que l'on peut trouver chez des chiots, particulièrement en élevage. Ceci peut nous laisser penser que la contamination d'un soigneur en parc zoologique par des kystes émis par un animal est peu probable, d'autant plus

45

grâce aux mesures d'hygiène prises dans le cadre de leur travail.

La transmission de l'animal à l'homme, et son importance par rapport à la transmission interhumaine, reste sujette à débat. Il a été prouvé que le parasite isolé chez l'homme peut être transmis à des espèces animales: castors (ERLANDSEN S., 1988), cochon d'Inde, ratons laveurs, rats, antilopes, chiens (HEWLETT et al., 1982) (VILLENEUVE A., 2003),.... ces espèces peuvent donc jouer le rôle de réservoir et participent à l'entretien du cycle du parasite.

De plus l'infection humaine volontaire à partir de parasites isolés chez des rongeurs est possible et a été prouvée ( MAJEWSKA A., 1994).

Même si des cas humains ayant pour source une contamination d'origine animale ont été recensés, notamment à partir d'animaux domestiques et en particulier des chiens, la transmission d'animal à homme semble rare (VILLENEUVE A., 2003).

La spécificité des différentes espèces de giardia et des assemblages reste encore mal connue. Leur détermination est donc intéressante afin de les relier à un spectre d'hôtes plus ou moins large, et donc d'avoir une idée des espèces potentiellement porteuses, cliniques ou asymptomatiques, et excrétrices. De plus, il peut être difficile de différencier une contamination d'animal à homme d'une contamination simultanée de l'animal et de l'homme à la même source (eau de boisson contenant des kystes par exemple).« L'homme et la principale source d'infection pour l'homme et les animaux ne sont qu'un source additionnelle » (VILLENEUVE A., 2003) et les règles d'hygiène élémentaires permettent de se prémunir de l'infection.

Le risque zoonosique, tant par la sévérité souvent très modérée de la clinique chez l'homme que par l'apparente faible probabilité de transmission, reste à relativiser. Toutefois, il faut considérer que les kystes sont très résistants dans l'environnement et que le traitement est difficile. De plus les désinfectants usuels sont pour la plupart inefficaces (à l'exception de ceux à base d'ammonium quaternaire) (EUZEBY J., 1986).

La suspicion épidémiologique et clinique devra être confirmée par coproscopie ou par un test ELISA sur les selles (SNAP Giardia ND). Il est aussi possible d'examiner le liquide duodénal, ou d'utiliser des techniques d'immunofluorescence, de PCR ou de dosage des IgG. (AUBRY P., 2013).

Le traitement chez l'homme repose sur l'utilisation de métronidazole à 15-25 mg/kg/j pendant 5 à 10 jours ou de tinidazole à 25-50 mg/kg en prise unique chez l’enfant et 2 g chez l’adulte. En cas d'échec du traitement (résistance possible) on peut utiliser l'albendazole à 400 mg/j pendant 5 jours, plus ou moins en association avec le métronidazole (AUBRY P., 11/2013).

La prophylaxie passe par le respect des règles d'hygiène élémentaires et par le traitement des personnes et des animaux malades. L'hygiène des mains et l'éducation sanitaire sont nécessaires pour rompre le cycle oro-fécal.

c. Zoonose due à Toxocara canis

Les enfants de moins de 4 ans sont les plus touchés. Le climat chaud et doux favoriserait le développement du parasite. La résistance des œufs dans l'environnement, qui peut aller jusqu'à plusieurs années dans des conditions optimales, et la multiplicité des modes de transmission, sont des facteurs qui augmentent le risque d'exposition.

46

L'infestation de l'homme se fait par ingestion d'œuf infestant ou plus rarement d'une larve tissulaire (ingestion d'abats crus d'agneau, de lapin, de poulet, de porc, de veau) (OVERGAAUW P. et VAN KNAPEN F., 2013). Le pica et la géophagie sont les principaux modes d'infestation chez l'enfant. L'ingestion d'aliments contaminés mal lavés ou contaminés par des mouches est aussi possible. Selon les publications, le chien joue un rôle plus ou moins important dans la contamination de l'homme.

Il faut un nombre d'œufs ingérés assez élevé pour provoquer un problème de santé. La plupart des larves sont enkystées dans le foie et détruites en quelques mois. La clinique chez l'homme est donc relativement peu fréquente, variée et non spécifique. Elle est due à la migration des larves ou à une réaction immunitaire exagérée. Tous les organes peuvent être atteints par les larves mais le foie, le système nerveux central et les muscles, dont le myocarde, sont les sites principaux de larva migrans.

On différencie trois types de syndromes: larva migrans viscérale, larva migrans oculaire et le syndrome de toxocarose cachée (« covert toxocarosis »). L'apparition de tel ou tel syndrome dépend du nombre d'œufs ingérés, de la localisation des larves et de la réponse du système immunitaire de l'hôte (VILLENEUVE A., 2003).

Dans le premier cas, une centaine d'œufs suffisent à contaminer un individu. Des symptômes en lien avec une atteinte respiratoire (toux chronique, asthme), cardiaque, musculaire, rénale, hépatique (hépatomégalie), nerveuse (convulsions, encéphalite, méningite), sont possibles. Des signes digestifs comme des douleurs abdominales, une anorexie, des nausées, des vomissements et de la diarrhée ne sont pas rares et sont souvent observés en parallèle d'un amaigrissement. Il en est de même pour les signes cutanés (ulcères, urticaire allergique) toutefois moins fréquents. L'hyperthermie est possible mais non systématique, de même que l'anémie et la splénomégalie. Les symptômes nerveux sont variés et plus souvent rapportés chez l'adulte que chez l'enfant, il n'y a pas de syndrome neurologique particulier à cette infestation.

En ce qui concerne la larva migrans oculaire, elle est plus rarement observée quoique souvent grave. La larve pénètre dans l'œil via le nerf optique ou l'artère ophtalmique et la clinique dépend de la localisation de la larve dans le globe oculaire, de son action directe, ou de la réaction immunitaire de l'hôte. La guérison spontanée avec cicatrisation des lésions comme la cécité ou la nécessité d'une énucléation sont possibles.

Le syndrome de toxocarose cachée correspond à une infestation dont la clinique n'est pas spécifique et ne correspond pas aux deux premiers syndromes décrits. Elle serait due ici à la réaction d'un organe à la stimulation continuelle du système immunitaire par les antigènes parasitaires et cette réaction est très variable. On observe de la toux, une hépatomégalie, des troubles du sommeil, des maux de tête, des douleurs abdominales, de l'urticaire ou d'autres manifestations allergiques. Un syndrome néphrotique dû à une atteinte glomérulaire en lien avec un dépôt de complexes antigène-anticorps a été rapporté (SHETTY A. et AVILES D., 1999).

La numération formule d'un individu atteint montre en général une leucocytose et une éosinophilie. Des tests immunologiques et la sérologie existent pour aider au diagnostic d'une larva migrans (OVERGAAUW P. et VAN KNAPEN F., 2013), et peuvent même permettre de différencier une infestation à T. canis d'une infestation à T. cati.. Radiographie et échographie peuvent aider à visualiser des nodules parasitaires d'une certaine taille, néanmoins ils ne donnent pas l'étiologie. Des biopsies de nodules cutanés lorsqu'ils sont présents peuvent s'avérer utiles.

Le traitement chez l'homme peut faire appel aux benzimidazoles qui ont une efficacité partielle sur les larves et qui passent la barrière hémato-méningée (cas de larves enkystées dans le système nerveux central). Le traitement n'est pas nécessaire en l'absence de clinique

47

ou d'hyperéosinophilie. Il n'est pas sans risque car la destruction des larves entraine une libération massive d'antigènes qui peut être à l'origine d'une crise allergique aiguë. Exemples de traitements: albendazole à 20mg/kg/j pendant 3 semaines, mébendazole à 25mg/kg/j pendant 2 à 3 semaines (VILLENEUVE A., 2003).

Remarque: La présence de parasites adultes chez l'homme n'a été rapportée que dans de très rares cas (BISSERU et al., 1966), (WISEMAN R. et LOVEL T., 1969).

La prophylaxie passe par un programme de vermifugation strict en particulier chez le jeune animal. Le ramassage et l'élimination des fèces sont aussi un point important pour limiter la contamination de l'environnement. L'hygiène et en particulier le lavage des mains, est indispensable pour éviter la contamination. D'autres mesures telles que la protection des potagers, aires de jeu et bac à sable (pour éviter que les animaux viennent y déféquer) sont recommandées dans le cadre de la contamination de l'enfant par les carnivores domestiques (VILLENEUVE A., 2003). Retourner la terre pour enfouir les œufs et ainsi éviter leur contact est possible. Paecilomyces lilacinus est un champignon qui est capable de détruire des œufs de nématodes et qui pourrait être utilisé comme agent de lutte biologique mais cela est encore discuté (ESSER R. et EL-GHOLL N., 1993), (BASUALDO J. et al, 2000).

Bien que peu de cas soient recensés, il faut retenir que cette zoonose peut être mortelle chez les enfants. MIKHAEL et al. (1974) décrivent le cas d'un enfant de 18 mois atteint de larva migrans présentant une hyperthermie, un jetage puis une ataxie, des tremblements, des épisodes de status epilepticus, une splénomégalie et une hépatomégalie. L'enfant est décédé suite à l'infestation.

d. Zoonose due à Toxocara cati

Nous soulignerons que les données de la littérature sur les infestations humaines à T. cati sont rares en comparaison des cas de zoonose à T. canis.

Tout comme ces derniers, l'infestation à T. cati peut être bénigne ou asymptomatique comme gravissime chez l'homme, et en particulier chez l'enfant. Les chatons sont décrits comme étant la principale source de contamination de l'environnement. En ce qui concerne les cas de larva migrans qui ont été rapportés chez l'homme, les données sur la prévalence de celles-ci et leur incidence varient là aussi beaucoup d'une étude à l'autre (VILLENEUVE A., 2003).

La contamination passe par l'ingestion d'œufs ou, moins fréquemment, de larves tissulaires. Entre autres, ce parasite est responsable de larva migrans oculaire et d'affections hépatiques consécutives à une larva migrans viscérale. De rares cas accidentels de parasitisme par des vers adultes ont été répertoriés chez l'homme (WISEMAN R. et LOVEL T., 1969) et chez des enfants de 1 à 7 ans (EBERHARD M. et ALFANO E., 1998).

Le diagnostic repose essentiellement sur la sérologie. Nous n'avons pas trouvé dans la bibliographie de traitement expérimenté ou connu pour les cas de larva migrans humains à Toxocara cati, la plupart des cas étant attribués à T. canis.

Les facteurs de risque et la prophylaxie sont globalement les mêmes que pour T. canis (hygiène, traitement des animaux porteurs, ramassage et élimination des fèces,...).

e. Zoonose due à Trichuris sp.

Il existe de multiples espèces de trichures dont certaines sont des agents de zoonoses

48

comme Trichuris vulpis (parasite du chien, du chat et du renard) et T. suis (parasite du porc) (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro).

L'homme se contamine en ingérant les œufs. L'infestation est souvent asymptomatique et il est difficile d'identifier chez l'homme une contamination d'origine animale. En effet il existe une espèce propre à l'homme, Trichuris trichiura. De plus, le porc peut être réservoir de cette espèce de trichure. L'infestation de l'homme par T. vulpis est rare (VILLENEUVE A., 2003).

L'expression clinique est peu fréquente et repose sur des douleurs abdominales, une diarrhée, de la fatigue et une dysorexie. Des cas d'anémie, d'appendicite et de prolapsus rectal ont déjà été observés (VILLENEUVE A., 2003).

Le diagnostic se fait par coproscopie ou examen d'un liquide de lavement rectal.Un traitement existe chez l'homme et repose sur l'administration de 100mg (par adulte)

de mébendazole PO deux fois par jour pendant 3 jours (AUBRY P., 2013).La prophylaxie repose sur les règles d'hygiène de base et sur le traitement des animaux

porteurs.

Dans une étude au jardin zoologique de Samsun en Turquie, GURLER A. et al. (2010) montrent que des Trichuris trichiura ont été trouvés chez un babouin; cette espèce étant zoonosique, elle peut constituer un danger potentiel pour les soigneurs si les règles d'hygiène ne sont pas respectées (MUNENE E. et al, 1998).

f. Question du potentiel zoonosique de Capillaria sp.

Dans un rapport de l'Organisation Mondiale de la Santé sur les zoonoses parasitaires datant de 1979, le pouvoir zoonosique de C. hepatica et C. philippinensis est évoqué. Cependant, dans le premier cas, l'homme se contamine en ingérant des œufs qui ont été libérés dans l'environnement suite à la mort d'un animal porteur dont la décomposition du foie a libéré les œufs dans le milieu, dans le second cas la contamination implique l'ingestion de poisson cru. La contamination d'un soigneur par un de ces parasites au cours de son exercice professionnel est donc improbable (VILLENEUVE A., 2003).

Nous savons que l'homme est sensible à C. plica et C. aerophila, qui peuvent avoir pour hôte différentes espèces animales, et dont les œufs sont émis dans les urines et les selles respectivement et pourraient éventuellement infester l'homme si des mesures d'hygiène n'étaient pas respectées. C. aerophila provoquerait de la toux, une broncho-pneumonie asthmatiforme et une hémoptysie chez l'homme (MOULINIER C., 2003) (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro). Nous n'avons pas trouvé plus d'informations à ce sujet dans la bibliographie.

g. Question du potentiel zoonosique de Toxascaris leonina

Toxascaris leonina serait un agent de zoonose très rare. Des cas d'infestation digestive par des parasites adultes chez l'homme auraient été observés (http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro). Il n'existerait pas de cas de larva migrans rapporté. Nous n'avons pas trouvé plus d'informations à ce sujet.

4) Influence de la captivité sur le parasitisme etdifférences avec l'état sauvage

Les conditions de vie en captivité sont parfois très différentes des conditions de vie

49

sauvage pour une espèce animale non domestique. Plusieurs facteurs interviennent.Tout d'abord, l'environnement est très différent, et bien que l'on tente de maîtriser les

paramètres zootechniques, cela n'est pas toujours suffisant. Ainsi, les individus n'expriment pas au mieux leurs besoins comportementaux ce qui peut être à l'origine d'un stress. S'ajoute à cela le fait que les enclos sont bien souvent de trop petite taille, et bien que la captivité protège des prédateurs et limite la recherche d'aliment, le « confinement » peut aussi être source d'ennui et de stress car il n'y a pas de fuite possible. Il favorise également l'accumulation d'éléments parasitaires dans l'environnement, les infestations et les réinfestations par ces derniers (BANDIN A., 2004). Dans les troupeaux, il arrive que la densité animale soit trop forte, ce qui aggrave entre autres les compétitions pour l'alimentation ou la reproduction. La captivité pourrait permettre le « nettoyage » des enclos (ramassage des fèces) ou les rotations de pâtures mais cela est rarement effectué en parc zoologique. Cela joue également sur les interactions sociales qui peuvent être modifiées. Toute source de stress influe sur le statut immunitaire de l'hôte et donc sur sa santé, en particulier sur sa sensibilité aux infestations parasitaires.

En parc zoologique, il est fréquent que des individus solitaires à l'état sauvage soient présentés en groupes, comme les tigres par exemple. Ceci est un autre facteur pouvant contribuer aux différences de parasitisme observées entre des individus sauvages et captifs, notamment parce que la vie en collectivité augmente le risque d'exposition à des parasites (ELSHEIKHA H., et KHAN N., 2011).

De plus, l'alimentation n'est pas toujours aussi adaptée et aussi variée qu'à l'état sauvage ce qui, là encore, peut avoir des répercussions négatives sur la santé de l'individu. Un autre point est que les aliments peuvent être contaminés. Par exemple, un rapace nourri avec une proie porteuse de Trichomonas sp. pourra s'infester (COOPER J., 2002). Autre exemple, de la viande crue peut porter des larves de cestodes ou des kystes de Toxoplasma gondii contaminants pour les carnivores. Cependant ce dernier cas est peu probable car la viande est souvent congelée, et l'hygiène pour la préparation des aliments en parc zoologique ainsi que l'importation de denrées saines permettent de prévenir ce risque. Parce que le régime alimentaire d'un animal sauvage est en partie différent de celui d'un animal captif, l'exposition à certains parasites varie. Ainsi, Paragonimus westermani sera observé chez des carnivores sauvages asiatiques mais sera rarement trouvé en parc zoologique car la contamination se fait par ingestion de crustacés porteurs de métacercaires, or ceux-ci sont ne sont généralement pas employés dans l'élaboration des rations des animaux de zoo (CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A., 2001).

Le cas des enclos hébergeant plusieurs individus d'espèces différentes sera développé plus loin, néanmoins nous soulignons que cela peut favoriser le parasitisme, comme cela peut aider à « nettoyer les enclos ». Dans le premier cas, un parasite normalement hôte d'une espèce donnée pourra infester un individu d'une autre espèce, habituellement non exposée à ce parasite, si celle-ci y est sensible. Le risque est d'autant plus grand lorsque des espèces issues d'écosystèmes différents sont dans un enclos commun: un individu peut alors être exposé à des parasites qui lui sont inconnus, de nouveaux cas de parasitisme peuvent ainsi apparaître avec des conséquences cliniques potentiellement graves. Un exemple est cité par BANDIN A. (2004) d'une girafe (Giraffa camelopardalis) contaminée par Camelostrongylus mentulatus dans un zoo japonais, la source supposée étant un dromadaire (Camelus dromedarius), un oryx algazelle (Oryx dammah), ou un gnou bleu (Connochaetes taurinus). Le même problème se pose lorsqu'une espèce est transférée dans un écosystème nouveau avec une faune parasitaire nouvelle, ce qui se produit lors de transferts internationaux d'animaux entre parcs zoologiques.

Inversement, il est suggéré dans certaines sources bibliographiques de faire pâturer des chevaux ou des ovins (CALMEJANE A., 2003) sur des prés qui hébergeaient des bovins, afin que les œufs soient absorbés par cet hôte qui est une impasse et soient « inactivés ». La

50

question du mélange d'espèces au sein d'un enclos est donc à considérer différemment selon les espèces mises en contact et la faune parasitaire impliquée.

On peut supposer qu'à l'état sauvage il existe une sélection naturelle des animaux les moins sensibles aux infestations parasitaires. En revanche, en parc zoologique, la consanguinité peut parfois être forte ce qui ne permet pas cette sélection. Cependant, les individus sauvages ne bénéficient pas de mesures de prophylaxie antiparasitaire sanitaire et médicale contrairement à leurs congénères captifs.

Lorsqu'une espèce sauvage est détenue dans un parc zoologique dans un pays où le climat est différent de celui de son pays d'origine, cela va influer sur son parasitisme. En effet, un parasite habituellement rencontré sur cette espèce à l'état sauvage ne pourra peut-être pas se développer si les conditions climatiques ne permettent pas le déroulement de la phase exogène ou si le ou les hôtes intermédiaires nécessaires au cycle sont absents. Il en est de même si la transmission du parasite exige un vecteur. Par exemple, VILLENEUVE A. (2003) décrit l'absence de toxocarose dans l'hémisphère nord au-dessus de la soixantième parallèle. MATERN B. (1990) décrit que l'infestation du loup à crinière (Chrysocyon brachyurus) par Dioctophyma renale est fréquente sur les individus sauvages, mais rare en zoo sur les animaux nés en captivité. On peut penser que cela est dû au fait que la contamination se fait par ingestion de l'hôte intermédiaire porteur, un poisson, qui est absent des rations alimentaires des loups de parcs zoologiques.

II. Facteurs de risque et points de contrôle du parasitisme en parc zoologique

Nous allons présenter différents facteurs de risque pouvant influer sur le parasitisme des animaux au sein d'un parc zoologique. Ces éléments vont par exemple favoriser leur infestation ou encore la persistance d'une parasitose chez un individu. Nous évoquerons aussi quelques points de contrôle importants pour la gestion de ce parasitisme.

1) Rôle de la faune sauvage autochtone

La faune sauvage autochtone regroupe des représentants de différentes classes animales: oiseaux, amphibiens, reptiles, insectes et mammifères. On pensera aux rongeurs, lapins sauvages, chats errants, renards, mais aussi moineaux, pigeons, …. Tous sont de potentiels réservoirs et vecteurs de parasites auxquels les pensionnaires d'un parc zoologique peuvent être sensibles.

Dans l'article publié par TAHAS S. et DIAKOU A. (2013), il est décrit que les rongeurs, lagomorphes et autres animaux sauvages représentent un risque de transmission de Giardia sp. aux animaux d'un zoo et à l'homme. Ils peuvent jouer le rôle de réservoir et entretiennent le niveau de contamination des enclos en abritant le parasite. Cependant, il est aussi évoqué dans cet article qu'ils sont des indicateurs du niveau de contamination dans leur habitat et donc du niveau de contamination potentiel des espèces qui partagent ce même environnement. En effet, les individus de la faune sauvage peuvent s'infester via les fèces des animaux du parc, mais aussi du bétail pâturant dans la région par exemple. La faune sauvage autochtone peut donc avoir un rôle de sentinelle.

Toujours dans le cadre du risque de transmission de Giardia sp. depuis la faune

51

sauvage autochtone aux espèces d'un zoo, les castors (Castor sp.) restent infectés tout au long de l'année quel que soit leur âge d'après MONZINGO D. et HIBLER C. (1987). Il paraît donc impossible de contrôler le réservoir représenté par la faune sauvage qui peut contribuer à un entretien permanent de la contamination de l'environnement et de l'eau, s'ils hébergent un parasite auquel les individus du zoo sont sensibles. Autre exemple, les renards roux (Vulpes vulpes crucigera) peuvent être porteurs de Toxocara canis et donc contaminer différents milieux ou entretenir une contamination existante (SAEGERMAN C. et al, 2006).

Les hérissons (Erinaceus europaeus) sont décrits comme hôtes possibles de Capillaria aerophila: ils sont donc un réservoir et une source de contamination possible pour certaines espèces du zoo. Il en est de même pour les renards roux (Vulpes vulpes crucigera) qui peuvent abriter Capillaria aerophila, Toxocara canis, Toxascaris leonina, Echinococcus granulosus, E. multilocularis et d'autres parasites qui ont pour hôtes potentiels différents carnivores sauvages détenus en zoo (MULLINEAUX E. et al, 2003).

Les mouches peuvent aussi transmettre Giardia sp. d'après CONN D. et al (2007). Un isolement des animaux sensibles serait donc inefficace pour empêcher totalement une contamination. Dans cette situation, les transmissions par les insectes semblent exceptionnelles, mais dans le cas où l'insecte est un vecteur obligatoire du parasite, (Culex sp. pour Dirofilaria immitis), il est souvent difficile de s'en prémunir en parc zoologique.

Les oiseaux sauvages peuvent eux aussi constituer une menace. FOWLER M., et MILLER E. (2011) présentent Trichomonas sp. comme un parasite commun chez les columbiformes comme le pigeon, mais qui peut faire des cliniques graves chez les passériformes et les psittacidés. La contamination se fait du jeune à l'adulte par l'absorption du lait de jabot, mais aussi par ingestion d'eau ou d'aliment contaminé, ou de proies porteuses pour les rapaces. Les volières abritant diverses espèces de perroquets sont communes en zoo et laissent souvent pénétrer certains oiseaux sauvages qui sont de potentiels vecteurs de parasites.

ATKINSON C. et al (2009) évoquent aussi Trichomonas gallinae comme étant un parasite commun chez les columbiformes. Le pigeon biset (Columba livia) est un de ses hôtes principaux. Il a été décrit porteur dans une trentaine de pays sur les 5 continents. Ce parasite touche aussi 18 autres espèces de columbiformes, 26 de falconiformes et 9 de strigiformes, son spectre d'hôtes est donc très large. Des cas, expérimentaux ou non, ont aussi été décrits chez des psittacidés, des passériformes, des galliformes, des gruiformes et des ansériformes. Or les auteurs décrivent que ce parasite, pouvant être transmis par le pigeon peut, par exemple, provoquer chez la perruche calopsitte (Nymphicus hollandicus) des symptômes graves voire des cas de mortalité. On comprend donc que la faune sauvage autochtone peut transmettre aux animaux d'un parc zoologique des parasites dont certains peuvent avoir un impact clinique grave.

A l'occasion d'un stage, nous avons réalisé une coproscopie sur les selles d'une pipistrelle trouvée morte dans un parc zoologique. Nous y avons trouvé des coccidies et ce que nous avons supposé être des kystes de Giardia sp. (la confirmation par une coloration au lugol n'a pas pu être réalisée). Nous avons là encore un individu appartenant à la faune sauvage autochtone qui peut être vecteur et réservoir d'un parasite.

Ces différents exemples nous montrent qu'une grande variété de parasites peut être abritée et possiblement transmise par des animaux sauvages autochtones aux individus d'un zoo. Il est illusoire de vouloir maîtriser cette source de manière absolue. Néanmoins, la lutte contre les rongeurs ou la protection des volières sont des exemples de mesures qui peuvent être indiquées, particulièrement dans des cas d'épidémies parasitaires à l'impact clinique grave. Le caractère illusoire du contrôle du parasitisme de la faune sauvage autochtone n'implique pas que l'établissement de certains points de prophylaxie soit inutile.

Le rôle de sentinelle de ces animaux doit être considéré et la recherche d'éléments

52

parasitaires lors de l'autopsie de cadavres d'animaux sauvages trouvés au sein d'un parc peut être intéressante.

2) Rôle des chiens des visiteurs

Certains parcs zoologiques en France autorisent l'accès aux chiens des visiteurs. Or nous savons que certains parasites sont communs au chien et à certains animaux de zoo, particulièrement à des carnivores. On peut citer l'exemple de Toxocara canis, parasite du chien (Canis lupus familiaris) mais aussi de la hyène tachetée (Crocuta crocuta), du lion (Panthera leo), du lycaon (Lycaon pictus) et du loup gris (Canis lupus). Idem pour Toxascaris leonina que l'on peut rencontrer chez le guépard (Acinonyx jubatus) ou le lynx (Lynx lynx). Neospora caninum peut avoir l'otarie comme hôte définitif, néanmoins la transmission suggère l'ingestion d'abats contaminés. Un dernier exemple est celui de Giardia sp. dont le spectre d'hôte peut être très large selon l'espèce et l'assemblage (voir annexe 2).

A l'exception de Neospora caninum, tous ces parasites ont leurs formes infestantes émises dans les selles de l'hôte qui peuvent souiller l'environnement, et l'animal se contamine en les ingérant. Les chiens qui défèquent à proximité des enclos peuvent donc déposer des œufs qui, par ruissellement lors de pluies, ou par transport par un vecteur mécanique (insecte, rongeur sauvage, chaussures d'un soigneur,...), peuvent souiller l'environnement des pensionnaires du zoo alors exposés à la contamination. Le problème est que, une fois le parasite introduit, il est quasiment impossible de l'éradiquer la majorité du temps, ce qui est d'autant plus problématique lorsque son impact clinique est grave.

Nous n'avons pas trouvé de cas dans la bibliographie de transmission avérée de parasites d'un chien de visiteur à un animal du zoo, néanmoins nous ne pouvons pas exclure cette hypothèse. De plus FOWLER M. et MILLER E. (2003) précisent que les nématodes intestinaux des chiens domestiques peuvent pour la plupart être trouvés chez les canidés sauvages, particulièrement sur ceux maintenus en captivité.

Remarque: On peut penser que la présence de chiens peut être à l'origine d'un stress chez certaines espèces captives, ce qui peut influer négativement sur leur immunité.

3) Rôle des soigneurs

On peut supposer que les soigneurs peuvent avoir un rôle dans l'introduction et surtout dans la dissémination de parasites au sein d'un zoo. D'après VILLENEUVE A. (2003), la transmission des kystes de Giardia sp. peut se faire de façon indirecte par le transport de matières fécales collées aux bottes. Les vêtements et le matériel des soigneurs peuvent être vecteurs d'éléments parasitaires d'un enclos à l'autre, en particulier les outils servant à ramasser les déchets et les matières fécales. De plus, les soigneurs ayant des animaux domestiques pourraient introduire des parasites dans le parc via leurs chaussures personnelles par exemple, mais cela reste peu probable étant donné qu'ils disposent d'une tenue de travail complète réservée à l'exercice de leurs fonctions dans le parc.

Nous n'avons pas trouvé dans la bibliographie de cas où un soigneur aurait disséminé passivement un parasite dans plusieurs enclos. Nous pouvons citer l'exemple d'une situation qui s'est produite au Safari de Peaugres: à la suite de l'introduction d'un lynx parasité massivement par Giardia sp., des guépards de l'enclos voisin ont eux aussi développé la parasitose. Aucun test génétique n'a été fait pour identifier l'espèce ou l'assemblage de Giardia sp. chez ces animaux, nous ne pouvons donc pas prouver qu'il y a eu contamination de l'un à l'autre, néanmoins nous pouvons le suspecter. La question se pose alors de savoir si

53

des kystes de Giardia sp. ont été transmis passivement par des petits mammifères ou par ruissellement d'eau contaminée, ou si les soigneurs gérant ce secteur ont joué le rôle de vecteur.

Nous expliquerons plus loin comment limiter ces risques.

Les soigneurs ont aussi un rôle dans la lutte antiparasitaire. En effet, ce sont eux qui détectent les animaux malades et avertissent le vétérinaire. Ils observent les changements d'appétit et de comportement, ou d'autres signes comme une apathie, des vomissements,... en revanche, un amaigrissement, à moins d'apparaître rapidement, sera plus difficile à détecter. Ils ont donc un rôle primordial dans la surveillance de l'état de santé des animaux. Parce qu'ils gèrent l'entretien des parcs et des enclos, leur nettoyage et leur désinfection, ils participent également à la prophylaxie sanitaire.

Nous verrons les points de contrôle concernant leur activité par la suite.

4) Rôle des transferts d'animaux

FOWLER M. (1993) met en exergue le fait que les transferts d'animaux ne sont pas sans danger et que le transport d'un individu d'un parc à un autre peut être à l'origine de l'introduction d'un parasite qui peut contaminer voire rendre malade les animaux qui seront en contact avec le nouvel arrivant. La capture et le transport en eux-mêmes sont à l'origine d'un stress et donc d'une diminution de l'immunité qui peut favoriser l'apparition de symptômes. De plus l'animal transféré peut être exposé, dans son nouvel environnement, à des parasites contre lesquels il n'a pas de résistance, d'immunité.

Dans cet ouvrage, l'exemple de Fascioloides magna est donné. Ce parasite a été introduit en Italie via son hôte le cerf élaphe (Cervus elaphus) depuis l'Amérique du Nord. L'infestation est asymptomatique chez le cerf élaphe mais peut être mortelle chez les chèvres et moutons domestiques (migrations parasitaires et destruction du foie). Le parasite s'est répandu dans toute l'Europe. Les conséquences de l'introduction d'un nouvel animal peuvent donc dépasser les limites du zoo.

Cet exemple illustre bien le fait que chaque écosystème abrite une faune parasitaire donnée en équilibre avec ses hôtes. Un individu transféré dans un nouvel écosystème sera exposé à des parasites différents dans des conditions environnementales différentes. Plusieurs situations sont alors possibles: l'individu introduit est porteur d'un parasite qui ne peut effectuer son cycle dans ce nouveau milieu, le parasite disparaît alors et l'individu n'y sera plus soumis. Il se peut aussi que le parasite s'adapte au nouvel environnement, dans ce cas, il subsistera. Enfin il peut aussi élargir son spectre d'hôtes et contaminer d'autres espèces en ayant des conséquences cliniques plus ou moins graves, l'apparition d'une épidémie parasitaire étant possible.

Ces cas de figures sont à considérer sérieusement lors du transfert d'animaux entre deux parcs, particulièrement lors d'un échange international.

Nous développerons plus loin quelques points de prophylaxie intéressant ce domaine.

5) Les enclos polyspécifiques

La cohabitation de plusieurs espèces animales au sein d'un même enclos est très courante en parc zoologique. Néanmoins cela peut avoir des conséquences sur le parasitisme de ces animaux.

D'après TAHAS S. et DIAKOU A. (2013), les enclos polyspécifiques favorisent les

54

agressions inter-espèces et sont une source de stress ce qui peut causer l'apparition d'une clinique lors d'infestation parasitaire. De plus, la mise en contact « artificielle » d'espèces qui ne se rencontrent pas à l'état sauvage et qui ne partagent pas naturellement le même écosystème peut favoriser un « élargissement du spectre » de certains parasites et l'apparition de nouvelles maladies parasitaires chez une espèce donnée, jusque-là non exposée à ce parasite.

GOOSSENS E et al (2006) évoquent aussi cette tendance des zoos à avoir de grands enclos abritant différentes espèces et posent la question du rôle favorisant ou non que cela peut avoir sur le parasitisme.

D'après FOWLER M. et MILLER E. (2011), de nombreux parasites ont plusieurs hôtes différents, le risque de parasitisme serait donc augmenté lors de mélanges d'espèces. Sur des enclos polyspécifiques de primates, des cas de giardiose, hexamitiases, amibiases, trichomonoses et cryptosporidiose, parfois problématiques, ont été rapportés.

Autre exemple, les cercopithèques sont souvent porteurs asymptomatiques de Balantidium coli qui peut avoir d'importantes conséquences cliniques sur les grands singes. On comprend alors que le mélange de deux espèces appartenant à ces deux groupes puisse être problématique. Les nématodes, trématodes et cestodes doivent être recherchés dans les enclos polyspécifiques car beaucoup d'entre eux passeraient les barrières spécifiques selon la même référence bibliographique.

Celle-ci évoque aussi le cas des ânes porteurs asymptomatiques de Dictyocaulus arnfieldi qui peuvent être transmis aux chevaux (Equus caballus) plus sensibles et plus susceptibles de développer des symptômes respiratoires. Les auteurs recommandent aussi de ne pas mettre en contact le mouflon canadien (Ovis canadensis) avec des petits ruminants domestiques car il peut attraper des Protostrongylus sp. portés par ces derniers et développer une pneumonie sévère.

Cette même référence recommande fortement des mesures préventives lorsque différentes espèces d'oiseaux cohabitent, des problèmes étant souvent observés chez certaines d'entre elles pour Capillaria sp. et Syngamus trachea.

Cependant la cohabitation de différentes espèces animales n'est pas toujours négative. Au contraire le pâturage mixte peut être recommandé pour réduire les infestations parasitaires: les parasites spécifiques ingérés par un hôte qui leur est une impasse épidémiologique ne peuvent se développer dans cet hôte, ils sont détruits et donc éliminés de l'environnement. HOSTE H. et al (2003) et CALMEJANE A. (2003) développent ce concept du pâturage mixte bovins-équins ou bovins-petits ruminants, les espèces pouvant paître simultanément ou successivement sur un espace. Cette méthode n'est bien sûr pas valable pour les parasites dont le spectre d'hôtes inclut les bovins et les chevaux ou les bovins et les petits ruminants respectivement.

Faire cohabiter différentes espèces sur une parcelle n'est donc pas anodin et nécessite d'envisager toutes les conséquences que cela peut avoir avant de mettre en place ce type d'enclos.

6) Rôle de la maintenance

D'après TAHAS S. et DIAKOU A. (2013), la maintenance et l'hygiène appliquées ont un lien avec les infestations par Giardia sp. et Trichuris sp.. Différents facteurs sont impliqués d'après les auteurs: la nature du sol, la densité des animaux, le mode de distribution de la nourriture (nourriture distribuée au sol ou dans des gamelles), le mélange des classes d'âge et des espèces. On peut supposer que tous ces facteurs peuvent jouer sur la quantité d'éléments

55

infestants émis, leur viabilité et la dynamique de la transmission du parasite.DELGADO E. (2003) présente la dissémination de Cryptosporidium sp. à différentes

espèces de ruminants du zoo de Lisbonne via des ustensiles souillés et contaminés, l'eau de pluie et l'eau de lavage des box.

La conception et l'entretien des locaux, ainsi que l'organisation des soins aux animaux au sens large sont très importants pour la gestion du parasitisme. Nous pouvons énumérer plusieurs éléments qui doivent être considérés (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

Les paramètres à prendre en compte sont, pour ce qui est de la conception des enclos:• leur superficie.• la nature des sols et des surfaces (facilité de nettoyage, favorise ou non la survie

d'éléments parasitaires).• la possibilité de ramasser les fèces, de nettoyer et de désinfecter les surfaces.• l'existence ou non d'un système de drainage de l'humidité des sols.• l'espace et l'aménagement (ils doivent répondre aux besoins de l'espèce).• le mode de distribution de l'alimentation (au sol ou en hauteur, utilisation ou non de

gamelles) et l'hygiène des contenants alimentaires.

Pour ce qui est des paramètres concernant l'entretien des enclos et les soins aux animaux nous pouvons citer:

• la provenance et le mode de préparation des aliments.• le respect du régime alimentaire de chaque espèce.• le mode de distribution de l'aliment (compétition possible ou non, accès à la nourriture

pour tous les individus).• la fréquence et la méthode des nettoyages et des désinfections des enclos et des

contenants alimentaires.• les produits et ustensiles utilisés.• l'état et l'hygiène des outils d'entretien.• l'organisation du travail des soigneurs: sont-ce les mêmes personnes qui s'occupent de

secteurs donnés ou y a-t-il une rotation des employés sur différents secteurs?

Comme nous allons le voir dans la partie suivante, ces points sont primordiaux car ils déterminent l'hygiène au sein du parc et influent directement sur l'état de santé des animaux. Leur maîtrise est primordiale pour l'établissement d'une prophylaxie sanitaire efficace.

7) Points de contrôle du parasitisme et prophylaxie sanitaire

La prophylaxie sanitaire se définit comme l'ensemble des méthodes ne faisant pas intervenir de traitement médical qui permettent de prévenir, limiter le développement ou de faire disparaître un agent pathogène ou une maladie. Elle n'est pas toujours aisée à mettre en place et, dans la majorité des cas, elle ne suffit pas à elle seule pour assurer une prophylaxie efficace.

Elle doit tenir compte de la résistance des éléments parasitaires infestants dans l'environnement ainsi que des facteurs naturels (lumière, humidité,....) et artificiels (désinfectants) qui peuvent influencer leur résistance. Elle veille à ne pas favoriser les formes libres des parasites ni leur transmission pour éviter une augmentation de la charge parasitaire et donc le risque de maladie.

56

En annexe 3, nous vous présentons les durées de survie de certains éléments parasitaires dans le milieu extérieur ainsi que quelques facteurs favorisant leur résistance ou leur destruction. On remarque tout d'abord que la bibliographie est pauvre à ce sujet et les données sont souvent peu précises, parfois même contradictoires (la sensibilité des kystes de Giardia sp. à l'eau de javel est discutée par exemple). S'ajoute à cela le fait qu'il existe peu de moyens physiques et chimiques efficaces pour détruire ces éléments qui, pour la plupart, peuvent rester viables une à plusieurs années dans le milieu extérieur. On comprend donc pourquoi les mesures de prophylaxie sanitaire sont importantes, particulièrement celles visant à éviter l'introduction de nouveaux parasites car, une fois introduits, nombre d'entre eux semblent impossibles à éradiquer comme l'illustre l'annexe 3.

Le contrôle du parasitisme exige de connaître l'identité et le cycle du parasite ainsi que ses caractéristiques biologiques, ce qui n'est pas toujours évident. Il existe cependant des points de contrôle du parasitisme global au sein d'un parc sur lesquels se base la prophylaxie sanitaire. Ces paramètres d'apparence très généraux sont essentiels pour prévenir ou gérer au mieux les infestations parasitaires car ils sont à la base de l'hygiène dans un zoo et de la bonne santé des animaux.

Nous allons donner des exemples de points de contrôle concernant différents paramètres. Plusieurs d'entre eux sont mentionnés dans la note de service du Ministère de l'agriculture du 17 juillet 2012 en rapport avec la directive « balai » dont nous parlerons dans la partie suivante.

a. Les enclos

La maîtrise des caractéristiques des enclos et pâtures est un point essentiel. En effet, ceux-ci ne doivent pas favoriser, dans la mesure du possible, la survie, la multiplication et la transmission de parasites. Un exemple est la présence de zones humides dans des pâtures hébergeant des espèces sensibles à Fasciola hepatica: celles-ci doivent être asséchées ou clôturées afin que les animaux n'y aient pas accès et ne puissent se contaminer ou se réinfester (BOURGOIN G., 2011). De plus, leur conception doit satisfaire les besoins biologiques et comportementaux des animaux pour assurer leur bonne santé et leur bien-être.

Une stratégie de contrôle du parasitisme repose sur la rotation de pâture qui consiste à déplacer les animaux selon « leur taux de contamination » et la sensibilité des hôtes. Par exemple, pour des jeunes individus plus sensibles et plus susceptibles de développer des symptômes cliniques pouvant être graves, on préfèrera limiter leur exposition à des parasites en favorisant leur hébergement dans des prés peu contaminés.

Dans le même ordre d'idée, ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011) présentent une méthode intéressante pour limiter la charge parasitaire des animaux: la « treat and move strategy ». Cela consiste à traiter les animaux et à les transférer dans une pâture saine. Ceci permettrait d'éliminer les parasites tout en évitant de contaminer des pâtures « vierges ». Le point négatif de cette technique est que, si des parasites survivent, ceux-ci sont probablement résistants au traitement administré, et la nouvelle pâture qui était saine sera alors contaminée par des parasites insensibles à la molécule utilisée.

D'après GOOSSENS E. et al (2006), les pâtures sont de bons réservoirs pour les parasites dont les éléments de résistance peuvent survivre longtemps dans le milieu extérieur. Une forte densité des individus favorise d'autant plus la contamination de l'enclos, l'élimination quotidienne des fèces étant la grande majorité du temps impossible. Cependant la rotation de pâture est difficile à réaliser en zoo à cause du manque d'espace disponible mais aussi par la difficulté, le stress et les risques que suppose le transfert de ses animaux.

Cette même référence propose aussi de limiter le temps de pâture en automne et en

57

hiver, voire même de garder les animaux, particulièrement les herbivores, en intérieur durant cette période et de ne redonner l'accès aux prés qu'à partir du printemps. Ceci n'est pas réalisable en parc zoologique, les enclos intérieurs n'étant souvent pas conçus pour un hébergement permanent l'hiver. De plus, les animaux doivent être visibles par les visiteurs.

L'aménagement des enclos avec un espace en sable ou en pierre permettrait de limiter la contamination de l'enclos extérieur d'après GOOSSENS E. et al (2006) et paraît plus réalisable.

On distingue donc plusieurs points théoriques intéressants pour le contrôle du parasitisme en relation avec la conception des enclos.

• La nature des sols ne doit pas favoriser la survie et l'accumulation d'éléments parasitaires.

• Les enclos intérieurs, au minimum, doivent être conçus de manière à pouvoir subir un nettoyage (savon et brossage manuel, nettoyeurs à jet vapeur,...) et une désinfection efficace, et les sols doivent permettre le drainage des eaux de lavage.

• La superficie et l'aménagement de l'enclos doivent répondre aux besoins biologiques et comportementaux des individus (éviter la surpopulation et les autres sources de stress).

• Dans la mesure du possible, l'enclos doit permettre d'éviter au maximum les contacts avec la faune sauvage autochtone. Par exemple, les volières ne devraient pas permettre l'entrée d'oiseaux sauvages.

• L'alimentation doit être distribuée en hauteur ou dans des contenants propres pour éviter l'absorption d'éléments parasitaires présents au sol, ou la contamination de l'aliment par les fèces des animaux.

• Les contenants alimentaires doivent être nettoyés et désinfectés régulièrement; ils ne doivent pas pouvoir être souillés par les fèces des animaux du parc ou de la faune sauvage autochtone dans la mesure du possible. Par exemple, on peut proposer de couvrir les gamelles dans les volières pour éviter que les oiseaux de la volière ne défèquent sur la nourriture.

Ces mesures sont des points généraux. Des recommandations plus spécifiques existent selon le type d'enclos et l'espèce qu'il abrite. Par exemple HARCOURT-BROWN N. et CHITTY J. (2005) proposent d'héberger les oiseaux dans des volières suspendues, sans contact avec le sol (qui est une source de contamination potentielle), et couvertes, pour éviter que les fèces d'oiseaux sauvages ne tombent dans la cage.

b. Soins aux animaux et hygiène

En ce qui concerne les soins aux animaux et l'entretien des enclos:• La provenance et le mode de préparation des aliments ne doivent pas permettre la

contamination des animaux par des éléments parasitaires. Par exemple on peut conseiller d'éviter les viandes non congelées possiblement porteuses de larves de cestodes, de veiller à une bonne hygiène lors de la préparation des aliments,...

• Le régime alimentaire de chaque espèce doit être strictement respecté pour assurer la bonne santé des animaux.

• Le mode de distribution de l'aliment doit permettre l'accès à la nourriture pour tous les individus et éviter tant que possible la compétition alimentaire.

• Les nettoyages et désinfections des enclos et des contenants alimentaires doivent être efficaces et réguliers. Leur fréquence doit être adaptée pour chaque espèce afin

58

d'assurer un bon niveau d'hygiène.• Les eaux de lavages doivent être récupérées et traitées. Les fèces et déchets

alimentaires doivent être éliminés.• Les locaux de stockage des déchets doivent être préservés des rongeurs et oiseaux

sauvages.• Les ustensiles utilisés pour les nettoyages et les désinfections doivent être propres, en

bon état et attribués à un enclos donné. Ce matériel ne doit pas transiter d'un enclos à l'autre pour éviter le transport d'éléments parasitaires (FOWLER M. et MILLER E., 2011).

• Les produits d'entretien utilisés doivent être efficaces sur les agents visés.• D'après DUVAL J. (1994), des amendements ajoutés au sol peuvent aider à limiter le

développement de parasites. Par exemple le chlorure de sodium est approprié contre les larves d'ankylostomatidae tels que Bunostomum sp. (NUNNERY. J., 1953). Le chaulage et l'acidification avec du sulfate de cuivre sont utilisables contre les limnées qui transmettent Fasciola sp.. Le sulfate de cuivre agirait sur Dictyocaulus sp.(MACKENZIE D., 1967). Le retournement seul de la terre pourrait permettre d'enfouir les éléments parasitaires pour diminuer le risque de contamination des animaux.

c. Les soigneurs

Pour ce qui est des soigneurs:• Les soigneurs doivent, si possible, être affectés à un seul secteur donné, là aussi pour

limiter leur potentiel rôle de vecteur mécanique de pathogènes.• Ils doivent respecter les règles élémentaires d'hygiène.• Ils doivent disposer d'un vestiaire et avoir des vêtements et chaussures maintenus

propres et réservés à leur exercice dans le parc, pour éviter les transferts de pathogènes entre le parc et leur domicile par exemple.

• L'usage de pédiluves à l'entrée des enclos peut être intéressant pour permettre un nettoyage et une désinfection relative de leurs chaussures.

• Leur emploi du temps doit permettre un temps minimum d'observation des animaux afin que tout problème clinique soit repéré le plus tôt possible.

d. La faune sauvage autochtone

Le rôle de réservoir et de vecteur de parasites de la faune sauvage autochtone ne peut être maîtrisé totalement. Cependant un plan de lutte contre les insectes et les rongeurs doit être mis en place selon la directive « balai » (Note de service DGAL/SDSPA/N2012-8152), qui précise aussi que les enclos doivent permettre d'éviter au maximum les contacts entre les individus du zoo et ces animaux ainsi qu'avec les oiseaux sauvages. De plus, ils ne doivent pas avoir accès aux réserves de nourriture (risque de contamination).

e. Les chiens des visiteurs

Autoriser l'accès au parc des animaux des visiteurs est un risque que certains zoos acceptent de prendre. La conception d'aires réservées à la défécation des chiens et la mise à disposition du nécessaire au ramassage de leurs fèces sont alors des points essentiels pour maintenir un certain niveau d'hygiène dans les allées et pour limiter la contamination de

59

l'environnement. Cependant ces mesures sont loin d'avoir une efficacité absolue. De plus, la présence de chiens pourrait être une source non négligeable de stress pour certains animaux. Refuser l'accès au chien dans les parcs zoologiques semble être la meilleure mesure préventive à appliquer.

f. Les transferts d'animaux

Nous avons vu que les transferts d'animaux sont un risque non négligeable d'introduction de parasites, ce risque concernant les animaux du zoo, mais aussi la faune sauvage autochtone et l'homme.

Il est recommandé de faire faire des recherches parasitaires avant le départ des animaux avec traitement au besoin et contrôle de son efficacité. Celles-ci doivent être orientées, adaptées à la provenance de l'animal et aux parasitoses dont il peut être porteur. Ceci doit être effectué sur le lieu d'origine de l'animal avant son introduction dans le parc. Le nouvel arrivant devra alors être placé en quarantaine.

La quarantaine est un élément clé de la prophylaxie sanitaire. ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011) proposent un exemple de processus de quarantaine pour les ruminants et recommandent un isolement des nouveaux arrivants avant introduction dans un local isolé bétonné ayant subi un vide sanitaire avec un jeûne de 24 heures de l'individu et une triple vermifugation avec une association de moxidectine, lévamisole et albendazole. Ils recommandent aussi une coproscopie quantitative avant le traitement et 14 jours après. L'introduction dans le troupeau se fait après 14 jours d'isolement sous réserve d'une coproscopie post-traitement négative.

Ce type de protocole strict peut permettre d'éviter l'introduction de nouveaux parasites mais peut être difficile à réaliser en zoo, particulièrement s'il n'existe pas d'enclos d'isolement adapté. Dans l'exemple, la mise en place d'un jeûne et la vermifugation systématique des entrants est discutable et la recherche par coproscopie seule peut être insuffisante. De plus le comptage des œufs de parasites n'est pas utile, car le taux d'excrétion ne reflète pas la charge parasitaire. En revanche, l'isolement de l'arrivant dans un enclos prévu à cet effet et pouvant subir un vide sanitaire est intéressant. Il ne faut pas oublier que le transfert et l'isolement sont des situations de stress intense pour les animaux (particulièrement les espèces grégaires) mais aussi pour le groupe d'accueil lorsque l'individu est introduit dans un troupeau. L'état général des animaux sera donc à bien surveiller dans les semaines suivant l'introduction. Ceci est d'autant plus vrai que l'individu entrant peut être exposé à de nouveaux parasites dans son milieu, il faut donc faire en sorte que son environnement de destination soit le moins contaminé possible. Traiter le groupe d'accueil, s'il est porteur de parasites, quelques jours avant l'arrivée d'un nouvel individu peut aussi être un point intéressant.

Remarques:Pour ce qui est des enclos polyspécifiques, le choix des espèces qu'ils comportent doit

être mûrement réfléchi et le risque parasitaire évalué avant leur création.La séparation des classes d'âge dans les groupes est un point important en élevage

mais difficile à mettre en place en zoo.

g. La recherche d'éléments parasitaires

Dans la continuité de ceci, la rechercher régulière d'éléments parasitaires par les diverses techniques disponibles est un point clé permettant de connaître la faune parasitaire au sein du parc et sa prévalence, de déterminer son impact clinique, de suivre son évolution,

60

d'adapter et de vérifier l'efficacité des traitements mis en place. Cela conditionne certaines autres mesures de prophylaxies, sanitaire mais aussi médicale, qui seront adaptées aux parasites visés.

FAGIOLINI M. et al (2010) présentent une partie du plan de gestion parasitaire du jardin zoologique de Pistoia en Italie. Ils effectuent des coproscopies de routine mensuelles et adaptent leurs traitements aux résultats. Ils font aussi des coproscopies de contrôle dans les semaines après le traitement. Les enclos permettent un nettoyage quotidien efficace. Le parasitisme est beaucoup moins important d'après l'article dans ce zoo qu'au Safari de Fasano qui effectue des traitements à l'aveugle deux fois par an, qui ne fait pas de coproscopie de routine et dont les enclos ne peuvent être nettoyés correctement. Ceci nous montre l'importance de la prophylaxie sanitaire et l'insuffisance de la prophylaxie médicale seule pour prévenir l'infestation des animaux par des parasites ou par d'autres pathogènes.

h. Conclusion

Ces éléments sont des points clés pour préserver la santé des animaux, du personnel du zoo et des visiteurs.

Il faut toutefois garder à l'esprit que leur maîtrise n'est pas toujours possible en pratique. Par exemple, FAGIOLINI M. et al (2010) présentent le ramassage des fèces comme une mesure de contrôle majeure des strongles gastro-intestinaux dans un zoo, cependant il est difficile de récupérer la totalité des fèces dans des enclos qui peuvent atteindre plusieurs hectares dans certains cas. Cela ne sera donc pas toujours applicable.

La mise en place des mesures de prophylaxie n'est pas toujours simple et de nombreux obstacles s'opposent à leur application pratique. Cette dernière ne sera donc jamais parfaitement exécutée, ce qui ne signifie pas qu'il n'y aura aucune efficacité. Ces mesures doivent prendre en compte le cycle (monoxène ou dixène, hypobiose possible ou non) et l'épidémiologie des différents parasites visés ainsi que leur impact sur la santé des animaux, des employés du zoo et des visiteurs.

Nous soulignons enfin qu'une grande partie des points de contrôle ne vise pas précisément la prévention des infestations parasitaires mais le maintien d'un état de bonne santé général des animaux du parc, ce qui est l'objectif premier. La maîtrise des paramètres zootechniques est donc nécessaire avant de chercher à élaborer des mesures de prophylaxie plus précises.

8) Éléments de la directive 92/65 dite « directive balai »

En juillet 2012 est parue une note de service du Ministère de l'Agriculture, de l'Agro-alimentaire et de la Forêt correspondant à la directive 92/65 du Conseil Européen, ou « directive balai ». Plusieurs éléments de prophylaxie à appliquer en zoo y sont précisés (Note de service DGAL/SDSPA/N2012-8152).

Nous notons par exemple que les caractéristiques des locaux et des procédures de quarantaine inhérentes au transfert d'un animal y sont précisément décrites. Pour l'introduction d'un animal venant d'un établissement non agréé, une épreuve au début et une en fin de quarantaine pour rechercher des endoparasites et ectoparasites sont demandées. La méthode de diagnostic et le traitement doivent être adaptés à l'espèce animale et au parasite.

Le vétérinaire doit contrôler régulièrement l'état de santé des animaux, établir « la prophylaxie de chaque espèce détenue », « assurer ou fait assurer par un personnel compétent les soins aux animaux » et « mettre en place un plan annuel de surveillance des maladies, y

61

compris des zoonoses ». Un plan de prévention de ces maladies doit aussi être établi. Il a le statut de vétérinaire sanitaire de l'établissement, et le dossier sanitaire du parc doit comprendre entre autres les parasitoses apparues, la méthode de leur diagnostic et leur traitement.

L'observation des animaux au moins une fois par jour est prévue par le texte, ainsi que l'établissement « d'un plan de prélèvements en vue de recherches parasitologiques et de déparasitage des animaux. ». Il est aussi précisé que « l'examen parasitologique des échantillons fécaux (échantillons d'individu ou de groupe, selon le système de logement) doit être réalisé de manière régulière. Tous les groupes de mammifères, d'oiseaux et de reptiles doivent être vérifiés au moins une fois par an. La fréquence de l'examen doit être liée à la prédominance des parasites. » (Note de service DGAL/SDSPA/N2012-8152 (17/07/2012); LECU A.).

Ce texte énonce donc de nombreuses mesures visant à l'harmonisation et à l'amélioration du statut sanitaire des établissements zoologiques au sein de l'Union Européenne.

Remarques: Des mesures d'hygiène générale y sont aussi décrites.Les passages entre guillemets sont extraits de la note de service.

III. Traitement médical des parasitoses en faune sauvage captive

Nous commencerons par développer le principe d'allométrie, c'est-à-dire ce qui concerne l'extrapolation de posologies d'une espèce à une autre. Nous aborderons aussi la question de la législation qui régit l'utilisation des antiparasitaires en parc zoologique. Par la suite nous présenterons un ensemble de posologies de molécules utilisables sur un certain panel d'espèces sauvages captives, exotiques ou non. Nous terminerons en évoquant les difficultés inhérentes au traitement des animaux d'un zoo et la question de l'émergence de résistances à certaines molécules antiparasitaires.

1) Présentation du principe d'allométrie

BURKHOLDER T. et al (2004) étudient la concentration plasmatique d'ivermectine suite à une injection sous-cutanée et son évolution. Cet article montre que la concentration d'ivermectine reste élevée plus longtemps dans le plasma d'un bovin que dans celui d'un lama (Lama glama) suit à une injection d'une dose de 0,2mg/kg. Une concentration plasmatique de 3 ng/mL a été mesurée chez le lama 5 jours après l'injection contre 31,7ng/mL à 4 jours post-traitement chez des bovins. Bien que l'ivermectine soit efficace à faible dose, les auteurs recommandent donc une posologie de 0,4 à 0,6mg/kg en injection sous-cutanée chez le lama. Des essais ont déjà été pratiqués avec ces posologies sans qu'il n'y ait eu d'effet délétère observé.

Il est aussi précisé dans cette étude que la marge thérapeutique de l'ivermectine est très large: chez les ovins, l'administration de 10 fois la dose recommandée ne provoque pas d'effet secondaire, les signes de toxicité étant constatés pour un surdosage supérieur ou égal 20 fois

62

cette dose (http://www.ircp.anmv.anses.fr). Cependant la dose toxique n'est pas connue chez le lama.

Les auteurs remarquent aussi que le métabolisme de l'ivermectine chez le lama n'est pas connu.

Cet article nous permet de mettre en avant plusieurs points problématiques dans l'extrapolation inter-espèces des posologies:

• La méconnaissance du métabolisme d'une molécule pour certaines espèces.• La question de la marge thérapeutique et de la toxicité de certaines molécules qui

varient selon l'espèce traitée.• Les variations pharmacocinétiques d'une molécule selon l'espèce à qui elle est

administrée, souvent difficilement prévisibles.

a. Principe

En médecine vétérinaire, le praticien peut être amené à utiliser des médicaments de médecine humaine, ou des médicaments vétérinaires n'ayant pas d'AMM pour l'espèce à traiter selon le principe de la cascade. L'efficacité du traitement qu'il emploie se base sur le choix du principe actif, sur sa formulation, mais aussi sur le schéma posologique: quelle dose donner et à quel intervalle de temps? L'utilisation de traitements antiparasitaires doit permettre d'atteindre une dose efficace sans provoquer d'effet adverse. Le dossier d'AMM comporte l'étude pharmacocinétique et pharmacodynamique permettant de déterminer la dose optimale pour une espèce donnée et une indication donnée, mais ce dernier n'est renseigné que pour les espèces cibles. Le schéma posologique adéquat devra alors être déterminé par le vétérinaire lors d'une utilisation hors AMM (BOUSQUET-MELOU A., 1995).

Au cours du développement d'un médicament humain, des études et essais sont effectués sur des animaux de laboratoire ayant reçu la spécialité et les renseignements obtenus concernant la pharmacocinétique et la pharmacodynamie du produit font ensuite l'objet d'une analyse: un modèle physiologique est élaboré pour une espèce de laboratoire puis extrapolé à l'homme.

Cette situation est un exemple d'extrapolation interspécifique de schéma posologique, or, c'est à ce principe que fait appel l'utilisation hors AMM des certaines molécules vétérinaires. Plus particulièrement, ce concept nous intéresse dans le cadre de la détermination des posologies à appliquer lors de l'utilisation d'antiparasitaires hors AMM sur des espèces sauvages captives, exotiques ou non.

Lorsque la cinétique d'un produit est déterminée par des processus physiques en lien avec son élimination, principalement par les débits sanguins (rénal, hépatique,....) pour lesquels il existe des relations allométriques établies pour différentes espèces de mammifères, l'approche allométrique permettrait d'appréhender les variations interspécifiques. D'après RIVIERE J. (2011), si la clairance dépend surtout du flux sanguin hépatique, l'approche allométrique est utilisable, ce qui n'est pas le cas lorsque la clairance repose surtout sur le métabolisme et l'expression d'enzymes et de certains facteurs génétiques, ce qui peut varier beaucoup selon l'espèce. La biodisponibilité des molécules connaîtra donc des variations dans ce cas.

En revanche l'approche allométrique ne permet pas de prédire les variations interspécifiques concernant le taux de fixation aux protéines plasmatiques et tissulaires (en lien avec la distribution de la molécule), ni les différentes voies métaboliques de l'espèce ou les vitesses des processus enzymatiques, ce qui limite la performance de cette méthode d'extrapolation.

63

En effet, pour obtenir le schéma posologique optimal, il faut étudier la pharmacocinétique, donc l'évolution des concentrations plasmatiques, et les effets de la molécule en fonction du temps. Or l'étude de la pharmacocinétique via un modèle physiologique suppose de connaître les mécanismes d'absorption, de distribution, de métabolisme et d'excrétion, données qui sont très mal connues pour les espèces exotiques.

L'approche allométrique fait donc appel à des modèles dont les valeurs sont fournies par la littérature ou déterminées par des expérimentations in vitro ou in vivo. Cependant l'étude des paramètres pharmacocinétiques (clairance rénale, hépatique, totale, volume de distribution du principe actif, profil cinétique, temps de demi-vie plasmatique) chez les animaux de laboratoire (4 ou 5 espèces différentes), dont les valeurs sont ensuite extrapolées à l'homme, fait appel à des données qui ne sont pas documentées pour les espèces exotiques. En effet l'allométrie sert surtout à estimer la première dose à administrer à l'homme (appelée dose d'essai) lors de l'étude d'un médicament. Ce principe est donc difficile à appliquer en faune sauvage car il n'existe pas autant de données que pour les animaux de laboratoire (BOUSQUET-MELOU A., 1995).

Remarque: en règle générale les animaux plus grands que l'espèce de référence nécessitent une dose plus faible (en mg/kg) et les espèces plus petites une dose plus forte.

Nous allons présenter quelques-uns de ces différents modèles:

b. Méthodes d'extrapolation

Il existe différentes relations allométriques établies par différents chercheurs pour différents paramètres (fréquence cardiaque, respiratoire, durée de gestation, longévité,....). De manière générale, une des techniques d'extrapolation des valeurs des paramètres de structure dans un modèle physiologique revient à indexer ces paramètres par rapport à une puissance du poids Y=a x Pb où Y est le paramètre, a le coefficient allométrique, P le poids vif et b l'exposant allométrique estimé par une relation allométrique. Quand cette relation n'existe pas, il est possible d'indexer ces paramètres par rapport à la surface corporelle ou au poids métabolique, c'est-à-dire donner respectivement la valeur 0,66 ou 0,75 à b. L'utilisation de P0,66 est plus courante dans les extrapolations intraspécifiques (pédiatrie par exemple), et celle de P0,75 dans les extrapolations interspécifiques (BOUSQUET-MELOU A., 1995).

• On peut utiliser l'équation suivante: dose (espèce A)=dose (espèce B) x (PB/PA)b. Elle est employée pour déterminer la dose maximale tolérée ou la dose létale dans l'étude de la toxicité aiguë d'un composé mais il est envisageable d'utiliser cette équation pour extrapoler la dose efficace d'une espèce à l'autre.

• Il est possible selon BOUSQUET-MELOU A. (1995) d'étudier la cinétique et la clairance de la molécule sur différentes espèces animales de manière expérimentale puis d'extrapoler à l'espèce cible en utilisant la dose la plus faible trouvée. Le principe rappelle un peu l'équation précédente hormis le fait qu'ici plusieurs espèces sont utilisées comme référence.

• Le modèle PBPK (physiologically based pharmacokinetic) ou modélisation pharmacocinétique à base physiologique, peut être utilisé pour estimer la clairance d'une molécule. Les tissus de l'organisme étudié sont représentés comme une série de compartiments et les données physiologiques (poids des organes impliqués dans la

64

distribution et leur flux sanguin, métabolisme et excrétion de la molécule) sont utilisées pour créer une description mathématique du mode de diffusion d'un médicament particulier dans une espèce particulière. Le taux de distribution de la molécule est déterminé par le flux sanguin, le transport et/ou le taux de diffusion vers les cellules cibles. Les caractéristiques physico-chimiques de la molécule (poids moléculaire, coefficient de partage, nombre d'accepteurs de liaison hydrogène) aident à extrapoler sa clairance. Le modèle est ensuite validé et affiné par des tests expérimentaux. Une fois qu'il permet de faire des prédictions exactes chez cette espèce, il peut être utilisé pour prédire la pharmacocinétique du médicament chez une autre espèce en saisissant les données physiologiques de celle-ci (CENDRA C., 2012).

Remarque: La Food Animal Residue Avoidance Databank (FARAD) compile des résultats d'expériences pharmacocinétiques avec différentes molécules pour évaluer comment l'allométrie pourrait être utilisée pour extrapoler leur pharmacocinétique. Cependant cela porte surtout sur des antibiotiques utilisés pour traiter des animaux de rente et non sur des antiparasitaires (CENDRA C., 2012).

• Il est aussi possible d'utiliser des modèles établis sur une étude de population. Cela est fait sur l'espèce bovine mais n'est pas envisageable pour les espèces exotiques dont la population captive est trop peu nombreuse et trop hétérogène pour permettre de telles études (RIVIERE J., 2011).

• La Food and Drug Administration FDA aux USA propose une méthode d'extrapolation de dose sans effet toxique NOAEL (No Observed Adverse Effect Level), de l'animal à l'homme: l'approche « dose par facteur ». Elle donne la dose maximale de sécurité recommandée qui est dérivée d'une NOAEL chez l'espèce la plus sensible par échelle allométrique en utilisant l'exposant 0,67 puis en divisant le résultat par un facteur de sécurité de 10 (facteur arbitraire). Cette approche montre une bonne sécurité mais elle suppose que la pharmacocinétique et la pharmacodynamie de la molécule dans les deux espèces soient similaires (CENDRA C., 2012). .

• L'approche « moléculaire similaire » est utilisée pour deux molécules de même classe avec une pharmacocinétique et une pharmacodynamie similaires. La formule est:

Dose (X)/ NOAEL (X) = Dose (A) /NOAEL (A)

Une division par un facteur de sécurité de 10 est ensuite appliquée au résultat (CENDRA C., 2012).

• L'extrapolation allométrique peut être basée sur l'obtention des valeurs du Taux Métabolique Basal TMB exprimé en KCal qui reflète la consommation énergétique minimale pour vivre.

TMB=K x M0,75

où K est une constante qui tient compte de la température corporelle moyenne des différents groupes de vertébrés regroupés en taxons, M est la masse corporelle en kg, 0,75 est un coefficient qui n'a pas de sens physiologique propre.K est spécifique d'un taxon et est basé sur la température corporelle moyenne.Valeurs de K:- oiseaux passériformes: 129 - oiseaux non passériformes: 78

65

- mammifères placentaires: 70- mammifères marsupiaux: 49

A partir de la comparaison du TMB d'une espèce modèle (pour laquelle le dosage du médicament est connu) avec le TMB d'une espèce cible, on pourra obtenir la dose pour cette espèce cible.

Dose totale cible (mg)= dose totale référence(mg) x TMB cible / TMB référence

Exemple: calcul de la dose de pyrantel pour un tigre de 200kg:Dose de pyrantel recommandée pour un chat: 20 mg/kgDose totale de pyrantel pour un chat de 5kg: 100mgTMB tigre = 70 x 2000,75 = 3723TMB chat = 70 x 5 0,75 = 234Dose totale de pyrantel pour un tigre= 100 x 3723/234= 1591mgDose de pyrantel calculée pour un tigre= 1591/200= 8mg/kg

Cette dernière méthode semble être la plus simple à mettre en œuvre lors de la recherche d'une posologie dans le cadre de l'exercice de la médecine vétérinaire en parc zoologique, les autres approches faisant appel à des données qui ne sont pas toujours disponibles. Les techniques reposant sur l'étude mathématique et expérimentale du profil pharmacocinétique sont utilisables dans le cadre de l'étude d'un médicament à destination humaine mais ne sont pas applicables en pratique vétérinaire, entre autres parce que ce sont des démarches longues et coûteuses (CENDRA C., 2012).

c. Facteurs à prendre en compte

Il existe de nombreux facteurs pouvant influer sur l'extrapolation qu'il faut considérer:

• La classe d'âge est à prendre en compte lors d'extrapolation. En effet les nouveau-nés et les jeunes en croissance ont un métabolisme différent de celui des adultes, en grande partie à cause de l'immaturité de leur foie et de son équipement enzymatique. Les secteurs hydriques sont aussi en proportions différentes, ce qui implique une distribution des médicaments différente. Ceci engendre des variations de la pharmacocinétique d'une spécialité selon la classe d'âge qui sont difficiles à prévoir, or en parc zoologique il y a souvent un mélange des classes d'âges ce qui complique la détermination et l'administration d'une dose efficace non toxique (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

• Le sexe et le statut physiologique (gestation, lactation) sont aussi des facteurs de variation des paramètres physiologiques. Ils sont difficiles à prendre en compte lors d'extrapolation.

• Il faut prendre garde aux maladies pouvant interférer avec l'efficacité et l'élimination des produits et donc entraîner des surdosages et des cas de toxicité: c'est l'exemple des pathologies responsables d'insuffisance rénale ou d'insuffisance hépatique. La même réflexion est valable pour les interactions médicamenteuses possibles avec des traitements déjà en cours sur l'animal.

• Les caractéristiques physico-chimiques de la molécule ont leur importance. Le volume

66

de distribution varie beaucoup selon que la molécule est lipophile, qu'elle s'accumule dans un tissu particulier ou qu'elle reste dans le fluide extracellulaire. On peut citer l'exemple des barbituriques qui s'accumulent dans les tissus graisseux. La présence ou non d'un tissu d'accumulation pour la molécule de façon plus ou moins importante joue aussi un rôle. Une molécule donnée pourra donc avoir un volume de distribution différent pour des espèces distinctes.

• Le taux de fixation aux protéines est aussi une source de biais car on ne peut pas le « prédire ». Par exemple les porcs, les rongeurs, les carnivores sont déficients en SBG (sex-hormon binding globulin) ce qui n'est pas le cas de l'homme, des primates, des lapins, des chèvres, des bovins et des ovins. Or, la liaison aux protéines influe sur la clairance, le volume de distribution, la fraction libre active et donc sur le métabolisme de la testostérone en dihydrotestostérone et en œstradiol. Cette différence de métabolisme ne peut pas être prédite sur la base d'une analyse allométrique (RIVIERE J., 2011). En ce qui concerne les molécules administrées PO, cela influe sur l'effet de premier passage et donc sur le métabolisme. Néanmoins il est possible de contourner le problème en ne considérant que la fraction libre de la molécule.

• Les variations du volume du tube digestif et de ses caractéristiques selon l'espèce, lors de la comparaison d'animaux ruminants et non ruminants par exemple, est à considérer. Cela est surtout valable pour les spécialités administrées PO. En effet l'absorption des médicaments peut varier selon le pH des compartiments du tube digestif, le débit sanguin à leur niveau, le temps de transit et le métabolisme de premier passage (BOUSQUET-MELOU A., 1995). Cependant nous n'avons pas trouvé de données plus précises à ce sujet dans la bibliographie.

• Si la molécule subit un cycle entéro-hépatique, cela peut être source de variation de la pharmacocinétique selon l'espèce.

• La réabsorption tubulaire rénale est sensible au pH urinaire, et joue sur la clairance des acides et bases faibles. On aura donc des variations de ce processus avec l'espèce. En général le pH urinaire des carnivores est acide et le pH urinaire des herbivores est basique. Selon l'espèce et son alimentation (qui influence le pH urinaire), il a été évoqué par BOUSQUET-MELOU A. (1995) que les acides organiques faibles d'un pKa compris entre 3 et 7 aurait un temps de demi-vie diminué quand l'urine est alcaline, le contraire serait vrai pour les bases faibles.

• Les différences de métabolisme sont à considérer: défaut de glucuronoconjugaison chez le chat, défaut d'acétylation chez le chien, acétylation très efficace chez le rat. Il existe aussi des variations de cytochrome P450 (variations de spécificité de substrat selon l'espèce) (RIVIERE J., 2011).

• Des différences inter-espèces dans l'élimination des molécules existent aussi. Par exemple, le taux d'excrétion biliaire est faible pour l'homme, les primates, le cochon d'Inde et le lapin, à l'inverse des souris, rats et chiens. Ceci est dû au fait que l'excrétion biliaire est dépendante de plusieurs transporteurs dont l'activité et la régulation varient selon l'espèce. L'excrétion rénale varie également et dépend de la filtration glomérulaire et du nombre de néphrons qui suivent tous deux une échelle allométrique. L'extrapolation allométrique est donc utilisable pour les médicaments à

67

excrétion rénale (en considérant l'influence du pH urinaire) et difficilement utilisable pour les médicaments à excrétion biliaire ou mixte (CENDRA C., 2012).

d. Intérêt de l'approche allométrique

D'après CENDRA C. (2012), lors de l'extrapolation de la posologie d'un vermifuge d'un chat à un grand félin, il est possible d'utiliser la formule Dose Totale (cible)= Dose Totale (référence) x TMB cible/TMB référence. Cette formule donne une dose inférieure à celle obtenue par approche linéaire ce qui peut permettre d'éviter un surdosage possiblement toxique, même si on peut se demander si la dose obtenue est efficace. Il peut alors être intéressant de faire des coproscopies de contrôle après le traitement. Cela permet aussi d'économiser des produits.

e. Limites de l'extrapolation

D'après RIVIERE J. (2011), il y a deux sources d'erreur dans l'extrapolation inter-espèces:

• les variations des profils pharmacocinétiques selon les espèces (distribution, métabolisme, excrétion) avec des caractéristiques propres à certaines espèces qu'il faut prendre en compte.

• les variations de la réponse pharmacodynamique (variation de récepteurs,...). Ce point est la plus grande source de biais.

Par exemple, si la molécule altère la physiologie (fonction rénale ou hépatique) dans une espèce et pas dans l'autre, la relation allométrique Y=a x Pb ne pourra pas être employée. De même si dans une espèce la dose efficace cause des concentrations qui saturent les processus d'élimination, on aura une pharmacocinétique non linéaire ce qui rend l'allométrie impossible. C'est ce qui se passe quand la capacité métabolique d'une voie est limitée (exemple de la glucuronoconjugaison chez le chat) ce qui empêche une analyse allométrique efficace.

De manière générale, il existe une grande hétérogénéité dans les réactions métaboliques selon les espèces. Par exemple, le chien présente un déficit pour les acétylations, le porc pour la liaison à des groupements sulfates et le chat pour la glucuronoconjugaison. Si la molécule étudiée est métabolisée par une de ces voies, l'extrapolation devient problématique, sauf si ces réactions n'affectent pas le profil concentration-temps du principe actif (RIVIERE J., 2011).

Ainsi, des cas de toxicité de certaines molécules chez certaines espèces sont imprévisibles et sont découverts sur le terrain. On peut citer l'exemple de l'utilisation de tilétamine et de zolazépam en association (Zoletil ND) chez des tigres (Panthera tigris) et des lions d'Afrique (Panthera leo), qui peut provoquer des troubles nerveux graves voire la mort de l'individu, alors que ce n'est pas décrit chez les autres félidés (WEST G. et al., 2007).

Le taux de fixation aux protéines plasmatiques varie selon les espèces et est une source de biais dans l'approche allométrique, mais cet obstacle peut parfois être contourné en considérant la fraction libre de la molécule.

Un autre obstacle à l'extrapolation allométrique inter-espèces est la présence d'organes chez une espèce donnée dans lesquels la molécule peut se concentrer, être séquestrée, puis éliminée. C'est l'exemple du rumen, ou celui du cæcum chez les équidés. On peut supposer que cela entraîne des variations de l'absorption d'un principe actif donné selon les espèces traitées, variations qui sont difficilement prévisibles.

68

BOUSQUET-MELOU A. (1995) dit que le cas de l'espèce bovine illustre une limite de l'approche allométrique en pharmacocinétique car les études cinétiques sont ciblées sur certaines populations d'animaux particulières (une race et une classe d'âge données) et donc les données disponibles ne sont pas assez exhaustives. On comprend alors que le problème soit encore plus grand en faune sauvage et que les données physiologiques, pharmacocinétiques et pharmacodynamiques qui seraient utiles à l'extrapolation sont souvent inexistantes.

De plus, la galénique est parfois un obstacle à l'utilisation d'une molécule lorsqu'elle n'est pas adaptée au format de l'espèce (trop grand volume à injecter ou trop grande quantité de comprimés à administrer à une espèce de grande taille pour respecter la posologie).

f. Application pratique

L'approche allométrique peut permettre d'estimer la cinétique d'un principe actif avec plus ou moins de succès, il est donc plus sûr de comparer les résultats obtenus avec des données expérimentales.

Si on a des données fiables sur différentes espèces de masses variées et que la molécule a une pharmacocinétique relativement simple et linéaire, l'approche allométrique est possible. L'utilisation d'une spécialité pharmaceutique chez une espèce qui n'est pas citée dans l'AMM à la posologie recommandée par l'AMM peut être dangereuse car cela ne tient pas compte des variations interspécifiques et peut conduire à des échecs thérapeutiques ou à des accidents de surdosage. De plus, lorsque les molécules qu'on voudrait utiliser ont été étudiées seulement chez des familles animales différentes de celle de l'espèce cible, il devient difficile d'extrapoler efficacement. Or il est irréalisable en pratique (et financièrement) d'effectuer des études pharmacodynamiques et pharmacocinétiques sur toutes les espèces exotiques. Il faut alors se référer aux données empiriques de la littérature et à l'expérience des confrères.

En général, il semble que les extrapolations allométriques ne soient donc pas utilisées en pratique dans les parcs zoologiques. Les molécules et spécialités à utiliser, leur posologie et les cas de toxicité se transmettent de bouche à oreille et lors de conférences ou de forums. Nous verrons plus loin ce que cela implique dans le choix des molécules antiparasitaires.

g. Conclusion

L'approche allométrique est un outil d'évaluation des variations inter-spécifiques des paramètres pharmacocinétiques qui nécessite une amélioration de sa méthodologie pour faire progresser les capacités de prévision des schémas posologiques. Les techniques d'extrapolation des posologies, fondées sur l'analyse allométrique des données biologiques, sont variées et plus ou moins complexes et fiables. Les résultats peuvent présenter de grandes variations d'un modèle à l'autre selon le laboratoire et sa méthode analytique, et des erreurs dans les extrapolations sont possibles.

D'après CENDRA C. (2012), il est difficile de faire une extrapolation allométrique simple sur les médicaments ayant une ou plusieurs des caractéristiques suivantes:

• fort taux de liaison aux protéines (sauf si on ne considère que la fraction libre).• métabolisme important.• excrétion biliaire significative.• médicament dont les cibles présentent des différences inter-espèces dans l'expression,

l'affinité ou la distribution.

69

Mieux on connaît les caractéristiques pharmacocinétiques et pharmacodynamiques de la molécule, mieux on peut la modéliser et extrapoler. L'approche optimale fait appel à la technique PBPK si les paramètres et données nécessaires sont connus. Cependant, le problème majeur des extrapolations inter-espèces est le manque d'études pharmacocinétiques et de données (nécessaires aux modèles) pour les analyses. L'extrapolation basée sur la formule utilisant le TMB semble plus accessible et ne nécessite de connaître que la masse de l'animal, celle de l'espèce de référence et la dose thérapeutique dans cette dernière espèce.

Il y a des grandes variations des molécules utilisées d'un parc à l'autre, des posologies, des plans thérapeutiques ainsi que des méthodes de prophylaxies sanitaire et médicale. La difficulté de déterminer des posologies sûres et justes renforce l'importance de la communication des doses efficaces et toxiques sur telle ou telle espèce entre les praticiens exerçant en parc zoologique. Ces derniers ont souvent recours à l'utilisation de données empiriques (ouvrages, articles, bouche à oreille) et semblent peu utiliser l'approche allométrique qui est parfois impossible à mettre en œuvre. C'est le cas par exemple lorsque l'espèce à traiter est phylogénétiquement très éloignée de l'espèce de référence.

Il serait possible d'utiliser plusieurs approches différentes et de comparer leurs résultats, mais c'est un travail long et fastidieux dont le résultat peut ne pas être fiable.

On peut se demander si la réalisation d'essais cliniques avec une dose de base basse et sécuritaire et des tests permettant d'évaluer l'efficacité du traitement ne serait pas une approche pratique intéressante à mettre en œuvre.

2) Législation sur l'acquisition et l'utilisation desantiparasitaires en parc zoologique

Selon l'arrêt Riaucourt du Conseil d'État du 24/01/2007, l'exercice de la pharmacie vétérinaire en France par les vétérinaires de zoos est soumis à un règlement qui ne concerne pas leurs collègues en exercice libéral. En effet, cet arrêt stipule que l’achat et la revente des médicaments vétérinaires par les organismes qui salarient des vétérinaires sont interdits.

Cela concerne:• les médicaments sur prescription « hors plan sanitaire d’élevage » des groupements

agréés,• les médicaments pour les haras, les dispensaires des associations de protection

animale, les parcs zoologiques et toutes les autres structures non libérales.

La Direction Générale de l'Alimentation propose trois solutions pour pallier cette interdiction (GUILLEMOT P. et VANDAËLE E., 2009):

• soit la constitution de sociétés d’exercice libéral de vétérinaires, par ailleurs salariés du groupement et exerçant dans le cadre du plan sanitaire d’élevage, sociétés séparées physiquement, administrativement et juridiquement du groupement,

• soit la signature d’une convention avec des vétérinaires libéraux existants,• soit la délivrance par une pharmacie d’officine d’une prescription du vétérinaire

salarié. C'est cette solution qui est choisie par les vétérinaires de parc zoologique.

Remarque: En parc zoologique, l'utilisation des médicaments vétérinaires est soumise au principe de la cascade (article L5143-4 du Code de la Santé Publique). En effet, excepté pour certains animaux domestiques présents sur le parc, les spécialités utilisées n'ont pas d'AMM pour les espèces à traiter. En général, un médicament autorisé pour une autre espèce mais pour

70

la même indication thérapeutique est utilisé. Plus rarement, les parasites visés ne sont pas cités comme appartenant au spectre d'action de la molécule (utilisation pour une indication thérapeutique différente de celle de l'AMM). Il arrive aussi que le vétérinaire ait recours à un médicament autorisé pour l'usage humain, comme un vermifuge pour enfant appétant pour traiter des primates par exemple. Le recours à des préparations magistrales est aussi possible.

3) Bibliographie sur les traitements antiparasitaires des espèces sauvages captives

Nous allons évoquer quelques généralités sur ce thème et nous allons présenter en annexe des exemples de posologies pour des espèces et des molécules diverses et variées issues de notre recherche bibliographique.

L'activité du vétérinaire de zoo repose plus sur la prévention que sur le traitement des affections, ce qui comprend les contrôles sanitaires, les quarantaines, la prophylaxie antiparasitaire sanitaire et médicale,... Les vermifugations, qu'elles soient préventives ou curatives, participent au respect des standards minimums définis lors du conseil de l'EAZA (European Association of Zoos and Aquaria) du 19/19/2008 pour l'accueil et les soins des animaux de zoo et aquarium, parmi lesquels on trouve l'assurance du bien-être, de la santé et de l'hygiène des animaux (EAZA, 2008).

Les traitements antiparasitaires peuvent être utilisés, par exemple, dans le cas d'une parasitose clinique chez un individu ou chez un groupe d'animaux, ou dans le cadre d'un programme de prophylaxie médicale. Celle-ci est inévitable en parc zoologique. En effet, il est impossible de reproduire parfaitement en captivité « l'environnement naturel » des animaux ce qui implique indirectement une plus grande sensibilité aux parasitoses des individus en captivité. De plus, la prévention des parasitoses cliniques ne peut se faire par la gestion des conditions environnementales seules (CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A., 2001).

Selon le parasite visé, le but du traitement pourra être son éradication, son contrôle ou la réduction de sa population. Cela dépend de son impact clinique ou du risque zoonosique qu'il représente. Il faut cependant garder à l'esprit que dans un écosystème équilibré, il existe une cohabitation entre parasite et hôte avec une évolution conjointe qui ne se fait ni au détriment ni au bénéfice de l'un ou de l'autre. La gestion du parasitisme ne passe donc pas toujours par le traitement de celui-ci, et le maintien d'une charge parasitaire faible peut s'avérer bénéfique dans certains cas (cela dépend du parasite).

Dans le cadre des vermifugations, il est préférable d'utiliser des molécules avec une grande marge de sécurité. Le fenbendazole est très utilisé en zoo, il a un large spectre et peut être utilisé chez les femelles gestantes. L'ivermectine est aussi fréquemment employée (efficacité à faible dose, spectre large, marge de sécurité plus faible) d'après la littérature (BANDIN A., 2004), la posologie est souvent donnée à 0,2mg/kg et ce quelle que soit l'espèce. Or des études commencent à montrer que des doses plus fortes seraient nécessaires pour certaines d'entre elles. BURKHOLDER T et al (2004) conseillent d'administrer 0,4 à 0,6mg/kg d'ivermectine en sous-cutané pour un lama (Lama glama). Les coproscopies de contrôle après traitement ont un grand intérêt, d'autant plus que les posologies appliquées sont souvent empiriques.

D'après GOOSSENS E et al (2006), l'ivermectine et le fenbendazole sont très utilisés

71

chez les ruminants sauvages car ils ont une marge thérapeutique relativement grande et sont administrables par voie orale.

Les vermifugations sur coproscopie positive restent préférables à une vermifugation à l'aveugle car elles permettent une économie de produits et défavorisent l'apparition de résistances.

Il n'existe pas de protocole de référence pour la prophylaxie médicale du parasitisme chez des espèces sauvages captives en parc zoologique.

GOOSSENS E et al (2006) présentent l'évaluation de trois programmes de prophylaxie antiparasitaire sur des ruminants sauvages captifs sur 3 années consécutives. L'étude est réalisée sur des oryx d'Arabie (Oryx leucoryx), des oryx algazelles (Oryx dammah) des moutons de Soay (Ovis aries) et des bouquetins des Alpes (Capra ibex).

Le premier protocole repose sur la vermifugation des troupeaux en avril et juillet avec du fenbendazole à 7,5mg/kg PO pendant 3 jours. Les coproscopies ont montré peu d'œufs de parasites d'avril à septembre, puis une augmentation du nombre d'animaux parasités. Le second protocole consiste à traiter les animaux avec la même posologie 3 fois avec 3 semaines d'intervalle à chaque fois sur avril et mai: 4 troupeaux ont montré un nombre d'œufs quasi nul toute l'année, 3 troupeaux avaient une excrétion élevée à partir d'août (dont les oryx et les moutons). Le dernier protocole teste l'ivermectine à 0,2mg/kg PO 3 jours 3 fois à 5 semaines d'intervalle (mars, avril et juin): des taux d'œufs bas ont été trouvés chez tous les troupeaux sauf chez les oryx d'Arabie et oryx algazelles qui ont eu un nombre d'œufs élevés à partir d'octobre.

Plusieurs données manquent dans cet article: la composition des troupeaux, leur environnement (des changements de pâtures sont-ils effectués?), les parasites trouvés chez les différentes espèces... Les conditions climatiques sur les trois années d'étude ont peut-être aussi beaucoup changé ce qui peut avoir une influence sur les résultats. De plus, la méthode de coproscopie n'est pas décrite et il est difficile de savoir si les comptages d'œufs sont interprétables, le taux d'excrétion n'étant pas représentatif de la charge parasitaire. Enfin, le mode et le succès d'administration des vermifuges ne sont pas décrits. Nous regrettons aussi que les essais étudiés consistent à traiter seulement au printemps ou en été et non en automne. L'étude d'un protocole de vermifugation « à l'année » aurait été intéressante.

Cependant, cet article semble montrer que la réponse au traitement (efficacité immédiatement après le traitement et dans le temps) varie entre autres selon la molécule, l'espèce hôte et le groupe d'individus. Chaque protocole doit donc être adapté à ces facteurs et au taux de contamination des pâtures qui influe sur la vitesse de recontamination des animaux.

On remarque aussi que, malgré des traitements effectués en été, une recrudescence du parasitisme semble avoir souvent lieu à l'automne. La réalisation de recherches parasitaires et l'adaptation du traitement en conséquence peuvent être intéressantes à cette saison.

GOOSSENS E et al (2006) suggèrent aussi de faire des traitements supplémentaires en période de « stress » durant lesquelles les animaux sont plus sensibles, plus susceptibles de développer des symptômes et d'excréter plus d'éléments parasitaires, et par conséquent d'augmenter la contamination des pâtures. On peut citer en exemple la saison des mises bas, les mises en contact et les captures.

GURLER A. et al (2010) présentent les protocoles de vermifugation utilisés au jardin zoologique de Samsun en Turquie. Ils effectuent une vermifugation des carnivores tous les 3 mois indépendamment de la saison. Cependant, les coproscopies effectuées en mars, juin, septembre et décembre montrent 42,9% de coproscopies positives en automne, 14,3% en hiver et seulement 6,7% au printemps. Aucune coproscopie faite en juin n'est revenue

72

positive. Ceci montre l'importance de réaliser des coproscopies fréquemment et d'adapter le traitement en conséquence. Dans ce cas, et si on exclut l'hypothèse qu'il s'agit de faux négatifs, la vermifugation de juin aurait peut-être pu être évitée, ce qui aurait permis d'économiser des produits et aurait limité leur impact sur l'apparition de résistances.

Les équidés et ruminants sont traités au début du printemps et au début de l'automne seulement, alors que 46,2% à 57,7% des coproscopies reviennent positives selon les saisons. On a donc un « bruit parasitaire » constant et assez important tout au long de l'année (qui permet peut-être d'entretenir un certain niveau d'immunité). On peut se demander si des traitements plus fréquents ne seraient pas nécessaires pour diminuer cette charge parasitaire globale, ceci dépendant de l'impact clinique de ce parasitisme. Si ce dernier est nul et que les vermifugations bisannuelles suffisent à « stabiliser » la charge parasitaire, on peut considérer que le plan est adapté.

La clinique est un élément primordial à considérer en parallèle des résultats coproscopiques pour établir les protocoles de vermifugation. On peut par ailleurs se demander pourquoi dans cet exemple on a une telle prévalence de parasitisme même peu de temps après les traitements (molécules et posologies inadaptées? Problèmes d'administration?).

Les autres animaux n'ont pas de plan de traitement antihelminthique particulier; cela comprend les primates, les ansériformes, les galliformes, les columbiformes, les gruiformes, les struthioniformes et les diprotodontia (kangourou par exemple). Il est pourtant décrit que ces espèces sont aussi parasitées (de 0 à 51,9% des coproscopies positives).

Il n'existe pas de consensus sur les programmes de vermifugation chez les ruminants de zoo à la différence des ruminants d'élevage pour lesquels il y a des recommandations communes, probablement car l'épidémiologie des infestations parasitaires est mieux connue.

Cette absence de consensus pourrait s'expliquer par le fait qu'il existe de grandes différences dans les caractéristiques de structure et de fonctionnement (enclos, hygiène, alimentation,....) selon les parcs zoologiques. Le parasitisme des troupeaux (espèce parasite, taux d'infestation,....) varie également beaucoup d'un zoo à l'autre. On peut penser qu'il n'y a pas d'uniformisation possible, le programme de contrôle du parasitisme devant être adapté à l'espèce hôte, à l'individu ou au groupe, au parasite visé, au contexte épidémiologique et environnemental,...

Nous précisons également que la gestion du parasitisme ne peut se baser uniquement sur les traitements dont les résultats peuvent parfois être incertains et dont l'emploi favorise l'apparition de résistances.

Dans les annexes 4 à 9, nous présentons différentes posologies pour des espèces variées trouvées dans la littérature. Les espèces correspondent à celles étudiées lors de notre thèse ou à des espèces phylogénétiquement proches en général. La plupart des doses sont données pour des familles voire des ordres d'espèces. Certaines dénominations de groupes d'espèces sont peu précises (exemple: « jeunes carnivores ») mais nous nous en sommes tenues à ce qui était donné dans la bibliographie. Les parasites ciblés sont donnés quand ils étaient mentionnés. Nous notons que la plupart des posologies sont données dans la bibliographie sans justification scientifique de leur efficacité.

4) Difficultés liées au traitement antiparasitaire desanimaux de zoo

Plusieurs problèmes se posent lorsque l'on veut vermifuger les animaux d'un parc zoologique.

Tout d'abord, le poids n'est que très rarement mesuré précisément, la grande majorité

73

des posologies sont calculées sur une estimation de la masse de l'individu.Ce point est d'autant plus problématique lors du traitement d'un groupe comprenant

des individus de poids, d'âges voire de statuts physiologiques différents (femelles gestantes ou en lactation dans le troupeau).

La distribution du vermifuge dans l'alimentation est aussi une limite. La première raison est que beaucoup d'animaux trient ou refusent de manger l'aliment imprégné du produit. Ceci est particulièrement vrai pour les primates. De plus, dans un groupe, la compétition alimentaire peut conduire à des surdosages pour les dominants qui ingèrent plus d'aliment et à des sous-dosages pour les dominés. Il est très difficile d'évaluer la quantité de vermifuge absorbée par un animal lors d'un traitement administré via la nourriture à un groupe dont les individus ne peuvent être séparés, et donc de savoir si la vermifugation sera efficace.

Le choix des molécules est aussi limité. En effet, en raison des risques de surdosages, il est important de choisir des composés à grande marge thérapeutique dans le cadre des traitements oraux et dont la galénique est adaptée. Ce dernier point peut s'avérer très problématique pour des espèces pesant plusieurs tonnes, ou au contraire pour des individus de très petit gabarit.

Un autre problème est le manque de données sur les posologies à appliquer pour le traitement d'un parasite précis sur une espèce exotique, la bibliographie étant souvent incomplète. Il arrive que le nom de la molécule soit donné sans posologie ou que la posologie soit incomplètement décrite (durée du traitement souvent manquante); quant au spectre d'action, il est rarement précisé. CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A. (2001) décrivent que le traitement contre Fascioloides magna chez un cerf de Virginie (Odocoileus virginianus) avec du triclabendazole à une posologie de 11mg/kg pendant 7 jours donne de bons résultats tandis que chez un wapiti (Cervus canadensis), il faut traiter avec 50 à 60 mg/kg pour obtenir une efficacité. De même un traitement avec du bithionol à 30mg/kg une à deux fois par jour sera efficace pour traiter les trématodoses du daim (Dama dama) mais pas pour celles du mouflon de Corse (Ovis ammon musimon). On en conclut donc que l'efficacité d'un traitement antiparasitaire sur deux espèces, appartenant pourtant au même ordre, n'est pas la même et que l'extrapolation d'une posologie d'une espèce à une autre n'aboutit pas toujours à un résultat satisfaisant.

Un autre exemple est celui de l'infestation du mouflon par Muellerius sp., Nematodirus sp. ou Oesophagostomum sp. qui doit être traitée avec 0,6mg/kg d'ivermectine (SC) alors que la posologie « standard » est de 0,2mg/kg pour les ovins et caprins domestiques (CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A., 2001). Ceci peut en partie s'expliquer par la différence de biodisponibilité d'une molécule antihelminthique selon l'espèce (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011). Celle-ci est par exemple plus faible chez la chèvre que chez le mouton pour certains antiparasitaires comme le lévamisole ou les benzimidazoles, ce qui nécessite de donner à un caprin une dose plus forte que celle d'un ovin.

Il est donc difficile de connaître la posologie efficace pour une espèce sauvage. La toxicité possible des molécules antiparasitaires utilisées est aussi à considérer.

Le manque de données bibliographiques pour une posologie peut être en partie pallié par le recours à l'approche allométrique.

Remarque: Les animaux restant dans la majorité des cas sur le même enclos, la toxicité des traitements antiparasitaires pour l'environnement doit être considérée.

74

5) Les résistances aux antiparasitaires

a. Introduction

D'après ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011), la résistance aux antihelminthiques se définit comme un changement génétique héritable dans une population de parasites qui produit une altération de la sensibilité aux produits chimiques de cette population. Cette définition est valable pour les antiparasitaires au sens large.

RIOU M. (2009) définit quatre types de résistance:• La résistance simple qui ne concerne qu'un seul antiparasitaire.• La résistance de famille qui engage plusieurs molécules de la même famille avec le

même mode d'action.• La résistance croisée qui inclut des molécules qui ont la même cible mais qui sont de

familles différentes.• La résistance multiple, pour des antiparasitaires de familles et de cibles différentes.

Les allèles de résistance existent déjà dans la population parasitaire. Les parasites porteurs restent rares sauf s'ils gagnent un avantage de survie sur le reste de la population par l'emploi d'antiparasitaires auxquels ils ne sont pas sensibles. Les vermifugations révèlent la résistance, elles ne la créent pas.

L'amplification des allèles de résistance dans une population de parasites est un processus lent et progressif qui requiert une pression de sélection sur de nombreuses générations pendant plusieurs années avant que la fréquence des allèles n'atteigne un niveau dans la population qui puisse être détecté par expérimentation. Une amplification encore plus grande est nécessaire avant que la résistance ait des répercussions cliniques sous forme d'échecs prophylactiques ou thérapeutiques. L'évolution est donc d'abord lente et indétectable, puis rapide. Sans programme de surveillance, la détection de résistances sera tardive, quand cette dernière sera clinique et très répandue.

b. Historique

D'après GUERRE P. (2006), les benzimidazoles ont été découverts dans les années 1950. Parmi les premières résistances rapportées on note celle au thiabendazole sur Haemonchus contortus détectée pour la première fois en 1964, elle a aussi été décrite pour des cyathostomes, Ostertagia circumcincta et Trichostrongylus colubriformis. Dès les années 1970, la résistance aux benzimidazoles de différentes espèces de nématodes touchant les ovins et les chevaux est considérée comme commune, cosmopolite et répandue. Idem dans les années 1980 avec l'introduction des imidazothiazoles, tétrahydropyrimidines, avermectines et milbemycine, les premiers parasites multi-résistants ont aussi été décrits pour la première fois à cette époque. Ces derniers ont une forte prévalence aujourd'hui et sont cosmopolites. Cela concerne surtout H. contortus, O. circumcincta et T. colubriformis pour des résistances aux 3 classes d'antiparasitaire citées comme majeures par ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011): avermectines, benzimidazoles et imidazothiazole. Des cas de résistance aux avermectines et à la milbemycine ont été mis en évidence dans des populations de Parascaris equorum. Des cas de résistance à ces mêmes molécules émergent chez des cyathostomes. Il n'y aurait plus de famille d'antiparasitaire qui puisse être un choix sûr pour le contrôle des nématodes des chevaux (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

75

Récemment des études menées en Allemagne, en Italie, en Suède, en Australie et en Grande Bretagne ont montré de hauts niveaux de résistance aux benzimidazoles (de 38 à 85% selon les cheptels) et une résistance au pyrantel basse à modérée (0-30%), aucune résistance à l'ivermectine n'a été trouvée. En revanche, aux États-Unis, un haut niveau de résistance au pyrantel a été trouvé, sans doute en lien avec l'utilisation d'aliments médicamenteux en contenant de faibles doses. On a donc des variations des cas de résistances selon la localisation géographique et les habitudes et accès aux traitements antiparasitaires. Par exemple, les résistances aux avermectines et à la milbemycine chez des Cooperia sp. sont répandues et sont problématiques en Nouvelle Zélande (92% des fermes avec des cas de résistance à l'ivermectine) et en Amérique du Sud (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

Aux États-Unis, les résistances de cyathostomes à 2 des 3 classes majeures d'antiparasitaires sont considérées comme fréquentes. La moxidectine et l'ivermectine restent efficaces contre ces parasites mais ne le sont souvent pas sur Parascaris equorum. Des Cooperia sp. résistants aux avermectines et à la milbemycine sont fréquemment rencontrés aux États-Unis (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

Les résistances aux antihelminthiques ne sont pas décrites dans la faune sauvage d'après CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A. (2001), cependant ce phénomène est très répandu parmi des nématodes affectant des animaux de rente. Ainsi, on peut penser que le risque d'apparition de résistances chez les parasites touchant ces espèces est loin d'être négligeable, d'autant plus en ce qui concerne les ruminants et équidés sauvages qui peuvent être affectés par des parasites touchant le bétail ou les équidés domestiques. Pour cela on peut se demander si la faune sauvage captive est plus menacée par ce phénomène. En effet, des ruminants et équidés domestiques sont souvent présentés en parc. De plus les herbivores du parc peuvent être nourris avec des fourrages fauchés dans des prés extérieurs au zoo possiblement contaminés suite au pâturage de troupeaux d'élevage. Le risque de contamination par des parasites déjà résistants est-il alors plus grand que pour des espèces sauvages non captives?

c. Facteurs influant sur l'émergence des résistances

De nombreux facteurs influenceraient le taux de développement de résistances (TAYLOR M. et al, 2007).

Certains sont liés au parasite:• la fécondité des femelles.• le type de cycle (direct ou indirect).• la durée de vie des adultes et de survie des stades libres dans l'environnement.• le niveau de diversité génétique.• le mode de transmission du caractère de résistance et le nombre de gènes impliqués.• la fréquence des allèles de résistance dans la population avant la première utilisation

de la molécule antiparasitaire.• la proportion de la population de parasites sous pression de sélection due à l'usage

d'antiparasitaires.• la pathogénicité du parasite a une influence indirecte: plus un parasite est pathogène et

plus on essaiera de l'éliminer, donc plus il sera exposé aux traitements.

D'autres facteurs sont liés à l'hôte:• son niveau d'immunité innée et acquise.

76

• les caractéristiques comportementales affectant le taux d'exposition au parasite (interactions sociales par exemple, caecotrophie,...).

• les différences de la pharmacocinétique de la molécule selon l'espèce hôte. Si elles ne sont pas connues, les traitements peuvent être sous-dosés et favoriser l'émergence de résistances.

D'autres encore sont liés aux traitements:• leur fréquence.• leur mode d'administration (qui influe sur la pharmacocinétique et la

pharmacodynamie).• la demi-vie de la molécule et sa persistance dans l'environnement.• la qualité du médicament (non périmé).

On ne connaît pas l'importance relative de ces facteurs les uns par rapport aux autres, d'autant plus que celle-ci varie selon l'hôte et la relation hôte-parasite. Il a été remarqué que, pour des nématodes communs aux bovins, aux ovins et aux caprins, les résistances sont plus lentes à évoluer chez les bovins que chez les petits ruminants. On peut donc penser que des facteurs autres que la génétique du parasite interviennent dans la dynamique du processus de sélection des résistances. La conduite d'élevage pour les animaux de rente a sans doute également une influence.

Certains facteurs sont reconnus comme favorisant l'émergence de résistances:Facteurs liés au parasite:

• un cycle court.• un fort taux de reproduction.• des taux rapides d'évolution des séquences génétiques.• un haut niveau de variabilité génétique sur une grande partie de la population.

Facteurs liés au traitement:• des traitements trop fréquents qui diminuent la population de refugia (représenté par

les parasites non exposés aux antiparasitaires) et qui exercent une pression de sélection continue.

• les sous-dosages, liés à une sous-estimation du poids ou intentionnels afin de diminuer les coûts. La méconnaissance de la dose efficace pour traiter une parasitose chez une espèce exotique donnée peut aussi être à l'origine d'un sous-dosage par ignorance de la dose efficace nécessaire.

• le traitement simultané de tous les animaux du troupeau: dans un groupe, on considère que 20 à 30 % des individus portent 80% des parasites, et que la majorité des animaux ont une faible charge parasitaire. D'après ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011) le traitement du groupe entier aurait donc peu d'intérêt et diminuerait la population de parasite refugia qu'ils portent. Cela est discutable: en effet, le traitement limite la charge parasitaire, l'excrétion et donc la contamination des pâtures et des congénères. Si tout le groupe est traité, seuls des éléments résistants seront émis ensuite par l'animal selon ces auteurs, toutefois, il y aura peu d'émission d'éléments parasitaires viables si le traitement est bien conduit. De plus, les larves enkystées non atteintes par les traitements demeurent une source de refugia.

• le traitement quand il y a peu de refugia dans les pâtures, c'est-à-dire dans les périodes très froides ou très chaudes ou trop sèches où il y a peu de stades libres des parasites. La majorité de la population parasitaire serait alors portée par les hôtes et donc une plus grande partie serait exposée au traitement, ce qui favorise en un sens l'émergence de résistance d'après ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011), mais cela permet aussi

77

d'éliminer une plus grande partie de la population parasitaire si le traitement est effectué avec succès. Dans cette même source bibliographique, une hypothèse similaire est émise pour l'utilisation trop fréquente de molécules larvicides telles que la moxidectine ou le fenbendazole.

Le but est d'éviter ou de retarder le développement des résistances. Pour cela, il faut réduire la fréquence des traitements au minimum nécessaire et utiliser la bonne dose adaptée à la masse et à l'espèce. Plusieurs difficultés se présentent alors:

• difficulté d'évaluer le poids avec précision.• difficulté de connaître la posologie efficace sur une espèce donnée (lacunes dans la

bibliographie, posologies souvent arbitraires, ou même posologie que celle utilisée pour des animaux domestiques sans preuve d'efficacité,....).

• difficulté d'administrer la bonne dose si le traitement est mélangé à la nourriture: tri par les animaux, ingestion partielle,....

• difficulté de traiter tous les individus avec la dose correspondant à leur poids dans le cas d'un traitement sur un groupe administré via l'aliment.

Remarque: les « déplacements » de l'hôte (transferts d'animaux par exemple) auraient aussi un rôle dans la dissémination des gènes de résistance (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

Certaines résistances se développeraient plus ou moins vite selon l'hôte et le parasite sans qu'on puisse l'expliquer ou le prédire. Différents facteurs joueraient sur ce phénomène: la biologie et l'épidémiologie du parasite, la dynamique de la relation hôte-parasite, la pharmacocinétique des molécules,...

d. Détection des résistances

ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011) présentent le « fecal egg count reduction test » ou FECRT comme un des meilleurs moyens de détection de résistances. Des tests in vitro comme le « larval development assay » ou LDA sont aussi possibles, mais il n'existerait pas de méthode standardisée et validée. De plus, cette dernière technique nécessite le recours à un laboratoire.

La technique LDA a été utilisée pour étudier le développement de résistances aux benzimidazoles, au lévamisole, à l'ivermectine et à la moxidectine, ce pour différentes concentrations de produits sur des populations parasitaires données. Les œufs de nématodes sont placés dans un milieu de croissance avec une certaine concentration d'antiparasitaire et on cherche à déterminer la concentration requise pour bloquer le développement larvaire. La sensibilité relative de la population parasitaire est quantifiée par une valeur LC50 (Lethal Concentration) correspondant à la dose permettant d'inhiber le développement de 50% des œufs. Cette méthode aurait néanmoins des limites: les résistances aux avermectines et à la milbémycine ne pourraient pas être mesurées par LDA sur Ostertagia circumcincta.. L'auteur ne donne toutefois pas d'explication à cette affirmation (STOREY B. et HOWELL S., 2012).

Le FECRT ne permet d'étudier qu'une seule concentration d'un antihelminthique. Le WAAVP (World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology), recommande le FECRT. Le comptage des œufs se fait par la méthode de Mac Master 10 à 14 jours après le traitement. Le calcul se fait de la façon suivante:

78

FECR%=100 (1-(Xt/Xc))

où Xt est le groupe traité, Xc est le groupe témoin non traité, X étant une moyenne arithmétique des comptages d'œufs.

Une diminution du FEC de 95% ou plus révèle une sensibilité du parasite au traitement, une diminution comprise entre 90% et 95% fait suspecter une résistance de bas niveau, une diminution inférieure à 90% démontre une résistance.

Si l'hôte héberge plusieurs espèces de parasites différentes, cela nécessite de les identifier pour connaître leur sensibilité propre. Or ceci n'est pas facile à réaliser concrètement, en particulier pour les œufs de strongles. En effet, la coproscopie seule ne permet pas de différencier les espèces de strongles par simple observation de leurs œufs pour la majorité des espèces.

Cette méthode du FECRT est standardisée pour les ovins et caprins mais pas pour les bovins ni pour les chevaux.

Une autre mesure est celle du temps de réapparition des œufs dans les selles après un traitement antiparasitaire efficace sur un individu, aussi appelé « Egg Reappearance Period » ou ERP. La diminution de l'ERP peut être un des premiers signes d'apparition de résistance. Cependant elle peut aussi être due au réveil, après un traitement, de larves de stade 4 en hypobiose qui deviennent adultes et entretiennent la production d'œufs. Il faut donc interpréter les résultats de cette mesure avec précautions.

Le même biais pourrait être possible pour le FECRT.

Il semble difficile d'appliquer ces deux dernières méthodes en parc car le nombre d'individus appartenant à une espèce donnée est souvent faible et il est rare d'avoir des troupeaux comptant suffisamment d'animaux pour que cette méthode soit « statistiquement valable ».

De plus, ces techniques ne concernent que les helminthes dont les œufs peuvent être observés ou récupérés.

Remarque: Nous n'avons pas trouvé de bibliographie concernant les résistances des parasites protozoaires et arthropodes ni sur leur mode de détection. Nous avons seulement lu une description de résistance de Plasmodium falciparum à la chloroquine (SIDHU A. et al, 2002). D'autres exemples existent (Leishmanias sp., Toxoplasma gondii) mais tous sont rapportés en médecine humaine et non vétérinaire. NARI A. et HANSEN J. (1999) citent des cas de résistances pour des tiques, des agents de gale, des diptères et des poux, mais les molécules concernées ne sont pas précisées.

e. Propositions d'éléments de prévention

Pour ne pas favoriser l'émergence de résistances, il est recommandé de changer de famille de molécule antiparasitaire régulièrement. D'après ELSHEIKHA H. et KHAN N. (2011), des fréquences élevées de traitements antiparasitaires sont directement liées à l'apparition de résistances aux antihelminthiques. L'auteur propose alors un traitement sélectif des animaux avec une charge parasitaire significative et avec des conséquences cliniques uniquement.

De plus, il est nécessaire de contrôler les animaux avant leur introduction pour détecter les porteurs de parasites potentiellement résistants.

Des tests sont également réalisables pour rechercher ces parasites résistants.

79

Un autre point important est de maintenir une population dite « refugia ». Ce terme désigne l'ensemble des parasites qui ne sont pas exposés à l'antiparasitaire au moment du traitement: ce sont les stades libres (œufs, L1 et L2 dans certains cas,....), les stades enkystés, les parasites portés par des animaux non traités.... Ce refugia n'est pas soumis à la pression de sélection des antiparasitaires. Préserver une certaine proportion de parasites issus de ce refugia permet de ralentir l'apparition de résistances (ceci a été confirmé par des études expérimentales sur des moutons et par des modèles informatiques). En effet, cela permet de maintenir des allèles de sensibilité dans la population parasitaire. De plus les parasites sensibles exercent une pression, ils sont en compétition avec les parasites résistants et limitent leur développement. Or, pour préserver au maximum ce refugia, il faudrait ne jamais traiter ce qui, en pratique, n'est pas acceptable. Il faut donc raisonner les traitements et établir des programmes de contrôle concrètement réalisables et efficaces.

Remarque: le refugia peut comporter des parasites portant la résistance, mais ceux-ci n'étant pas exposés à l'antiparasitaire, leur développement n'est pas favorisé.

Il ne faut pas oublier l'importance majeure de la prophylaxie sanitaire qui permet de limiter au maximum le recours aux traitements antiparasitaires: la bonne gestion du parc, la qualité de l'alimentation, une faible densité des animaux, la mise en place de quarantaine voire de rotations de pâtures,....

D'après CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A. (2001), l'apparition de résistances est d'autant plus à surveiller chez des animaux qui restent sur la même parcelle sans possibilité de rotation de pâtures ni d'élimination des fèces. La même vigilance doit être appliquée lorsque la fréquence des traitements est élevée et qu'il n'y a pas de rotation des classes d'antihelminthiques de faite.

La découverte de nouveaux antiparasitaires avec de nouveaux modes d'action aiderait à pallier le problème momentanément, mais il y a peu de recherches faites dans ce sens, entre autre en raison du coût élevé de celles-ci.

FOWLER M. et MILLER E. (2011) évoquent l'utilisation de champignons nématophages comme Duddingtonia flagrans dans les pâtures et celle de plantes riches en tanins dans la ration comme mesures de « lutte antiparasitaire biologique ». Cela pourrait constituer une alternative intéressante, néanmoins l'efficacité de ces mesures en pratique reste à prouver.

f. Limites d'action

Un retour à la sensibilité d'une population parasitaire est difficile et suggère une utilisation discontinue des antiparasitaires avec des molécules de familles différentes. Ce type de réversion a déjà été observé mais est de courte durée et disparaît dès que l'antiparasitaire impliqué est réintroduit, la population résistante ne disparaissant jamais totalement. La décroissance mesurable de la population résistante ou la réversion sont extrêmement rares ce qui rend le problème des résistances encore plus important car il n'y aurait pas de retour en arrière possible une fois qu'elles sont apparues (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011).

La gestion et la prévention des résistances sont de plus en plus importantes à considérer, d'autant plus que celles-ci constituent un problème grandissant en élevage qui a peut-être déjà atteint certains parcs zoologiques.

80

DEUXIÈME PARTIE: EXEMPLE DU SAFARI DE PEAUGRES

Dans cette partie, nous allons présenter le cadre de notre étude: le Safari de Peaugres. Nous développerons aussi en exemple la prophylaxie sanitaire et médicale appliquée dans ce parc zoologique pour la gestion du parasitisme des animaux.

I. Présentation du parc

Nous allons expliquer des points généraux sur la structure du parc et son fonctionnement.

1) Structure et organisation du parc

Le Safari de Peaugres est un zoo situé sur le domaine de Montanet en Ardèche dans la région Rhône-Alpes. C'est un parc privé qui est sous la gestion du groupe Thoiry. Sa superficie est de 80 hectares. Le parc se divise en un circuit visité en voiture et une partie pédestre (annexe 15). Le circuit voiture présente 4 zones différentes regroupant diverses espèces originaires d'un même continent qui cohabitent dans un espace commun. En ce qui concerne la partie pédestre, la plupart des enclos n'abritent qu'une seule espèce, seuls certains d'entre eux sont mixtes. Cette partie est indépendante du circuit voiture et est accessible aux chiens des visiteurs.

Par la suite, nous décrirons seulement ce qui concerne le parc pédestre qui a été le cadre de notre étude.

En annexes 14 et 15, nous vous présentons le plan du parc pédestre et la répartition des différentes espèces dans les enclos.

a. Description des enclos du parc pédestre

La majorité des animaux ne change pas d'emplacement, seuls les guépards, répartis sur 11 enclos, sont déplacés dans l'année selon les mises en contact voulues pour la reproduction. Chaque enclos comporte un bâtiment dans lequel les animaux sont, pour certains, rentrés la nuit, et un parcours extérieur. Les rapaces (vautours fauves, Gyps fulvus, chouettes Harfang, Bubo scandiacus), les daims (Dama dama), et quelques autres espèces, ont seulement un enclos extérieur.

Les enclos intérieurs ont pour la plupart un sol bétonné ou carrelé. Ils sont souvent peu lumineux. Les abris de certains herbivores ont un sol en terre battue.

81

b. L'alimentation

Un secteur particulier est réservé à la préparation des rations des animaux. Seules celles des carnivores et de certains oiseaux sont préparées directement par les soigneurs dans une autre partie du parc. La plupart de la viande est reçue et conservée congelée (poulet, bœuf). Des lapins sont également gardés en clapier dans le parc et abattus sur place pour nourrir les guépards. Ces derniers reçoivent aussi de la chèvre fraîche et des poulets « prêts à cuire ».

Les fruits et légumes sont achetés à différents producteurs et fournisseurs de l'industrie agro-alimentaire. Ils sont stockés dans une salle frigorifique.

Les fourrages sont achetés à des agriculteurs locaux et sont stockés dans des silos couverts ouverts dans l'enceinte du parc.

Le nombre et la composition des repas varient bien sûr selon l'espèce. L'aliment est distribué dans des écuelles nettoyées quotidiennement pour certaines espèces, ou déposé au sol comme pour les carnivores. Les fourrages sont distribués dans les râteliers.

c. La gestion des déchets

Tous les déchets biologiques sont mis dans une fosse à fumier dans un silo non couvert situé dans l'enceinte du parc mais à l'extérieur du parc pédestre à distance des enclos. Un plan d'épandage est établi en accord avec des agriculteurs locaux et permet l'évacuation du fumier au besoin.

Pour ce qui est des eaux de lavage, les enclos sont équipés d'un système d'égout qui aboutit à une station d'épuration végétale.

d. Entretien des locaux

Les fèces sont ramassées dans les parcours extérieurs et dans les bâtiments tous les jours. Cependant, certains enclos très vastes, comme celui des chevaux et des chameaux ou celui des lémuriens, ne permettent pas ce ramassage quotidien.

Les restes d'aliments sont retirés tous les jours et les gamelles et auges sont nettoyées quotidiennement. Les bâtiments intérieurs sont lavés avec du Major C100 (ND) qui est un détergent autorisé pour le nettoyage de surfaces en contact avec des denrées alimentaires. Il est à base d'ammonium quaternaire. Les nettoyages sont faits tous les jours. Après chacun d'entre eux le sol est rincé, raclé et les eaux sales évacuées. On notera qu'il est difficile dans certains bâtiments de nettoyer les agrès (branches et cordes chez les primates par exemple). De plus, malgré les raclages, certains sols restent humides. Les enclos intérieurs sont désinfectés avec un produit appelé Agrigerm 2000 (ND) qui contient du glyoxal, du glutaraldéhyde et du formaldéhyde; il est bactéricide, virucide et fongicide. Les désinfections ont lieu une fois tous les quinze jours; les soigneurs sont alors tenus de porter des équipements de protection: gants, masques et lunettes.

Un pédiluve contenant de l'eau est présent à l'entrée du bâtiment des otaries. Il ne permet pas de désinfection des chaussures des soigneurs mais aide à leur nettoyage. C'est le seul cas où un pédiluve est utilisé dans le parc.

Remarque: les deux produits cités sont autorisés en agriculture biologique, néanmoins on peut se poser des questions quant à leur toxicité pour l'environnement et pour l'homme, particulièrement en ce qui concerne l'Agrigerm 2000 (ND) qui contient du formol. Il est prévu que ce produit soit changé très prochainement.

82

2) Espèces présentées

Le parc compte plus de 700 animaux d'environ 120 espèces des cinq continents comprenant mammifères, oiseaux, reptiles, amphibiens et insectes. Une vingtaine de ces espèces est présentée sur le circuit voiture.

La liste des espèces du parc que nous avons étudiées est présentée en annexe 1. Cela comprend tous les animaux du parc pédestre, excepté les reptiles qui sont isolés dans le vivarium. Les tortues de Floride (Trachemys scripta elegans) et les tortues hargneuses (Chelydra serpentina) font exception et sont situées dans un bassin près du château du parc mais nous n’avons pas pu les prélever. Il en est de même pour les tortues d'Hermann (Testudo hermanni) et grecques (Testudo graeca) placées dans l’enclos des perruches et diamants mandarins. Les animaux qui n'ont pas pu être prélevés sont nommés en italique dans l'annexe 1.

Nous avons précisé des éléments de la classification de manière non exhaustive dans cette annexe. Toutes les espèces présentées appartiennent au règne animal, à l'embranchement des chordés et au sous-embranchement des vertébrés.

Nous soulignons qu'entre les deux temps de notre étude, les hyènes ainsi qu'un couple d'autruches ont été transférés du circuit voiture au parc pédestre.

11 enclos font cohabiter plusieurs espèces différentes; voici les groupes:•mara (Dolichotis patagonum) - capybara (Hydrochaeris hydrochaeris) - tapir (Tapirus terrestris)-nandou (Rhea americana).•kangourou (Macropus rufus) - émeu (Dromaius novaehollandiae).•wallaby (Macropus rufogriseus) – émeu (Dromaius novaehollandiae).•perruche ondulée (Melopsittacus undulatus) - perruche calopsitte (Nymphicus hollandicus) - tortue d'Hermann (Testudo hermanni) - tortue grecque (Testudo graeca) - diamant mandarin (Taeniopygia guttata).•ara militaire (Ara militaris) - ara bleu et jaune (Ara ararauna) - gris d'Afrique (Psittacus erithacus).•cheval de Przewalski (Equus caballus przewalski) - chameau de Bactriane (Camelus bactrianus).•tamarin lion (Leontopithecus rosalia) - ouistiti pygmée (Callithrix pygmaea).•saki à face blanche (Pithecia pithecia) - ouistiti pygmée (Callithrix pygmaea) (2 enclos).•oie (Anser anser) - âne gris (Equus asinus) - chèvre naine (Capra hircus).•maki catta (Lemur catta) - vari roux (Varecia rubra).

3) L'organisation des soigneurs

Les animaux sont regroupés en secteurs dont la liste est présentée en annexe 13. Sur une journée, un soigneur a un secteur attribué et est chargé de l'entretien des enclos et du nourrissage des animaux. Le secteur « otarie » est le seul où ils travaillent en binôme une partie de la journée qui est consacrée à un entraînement médical (pour les otaries).

On compte 20 soigneurs en saison touristique et 15 hors saison, pour 6 secteurs sur le parc pédestre. Chaque soigneur est formé pour travailler sur 2 ou 3 secteurs différents et leur répartition change au cours des semaines.

Pour chaque secteur il existe une fiche de poste (annexe 10) précise qui détaille rigoureusement les tâches à réaliser chronologiquement, le planning de nettoyage et de désinfection ainsi que différentes règles d'hygiène et de sécurité. Les secteurs peuvent varier plusieurs fois au cours de l'année et le contenu des fiches de poste est régulièrement réexaminé et adapté.

Les horaires des soins varient selon la saison et les heures d'ouverture du parc au cours de

83

l'année pour adapter le planning des soigneurs aux temps de visite.Ils possèdent un vestiaire comportant une salle d'eau et un réfectoire; les vêtements et

chaussures sont fournis par le parc et ne quittent pas son enceinte pour des raisons d'hygiène.En plus de leur rôle pour l'entretien des enclos, pour le nourrissage des animaux et parfois

pour l'entraînement médical, les soigneurs ont une fonction très importante dans la détection des maladies. L'observation des animaux fait partie de leur métier et ils sont les premiers à donner l'alerte en cas de problème. Ils participent également à l'administration des traitements et au suivi clinique des animaux en soin ou lors de situations particulières: surveillance lors de mise en contact suite à l'introduction d'un nouvel individu, saisons d'accouplements (détection des saillies), péri-partum des femelles,...

II. Gestion générale du parasitisme dans le parc

1) Facteurs de risque et points de contrôle dans le parc

Nous allons reprendre les différents facteurs de risque que nous avons identifiés dans la première partie et énumérer ceux que l'on a détectés au Safari de Peaugres.

Pour commencer, la faune sauvage autochtone est bien entendu présente sur le parc et très variée. Les espèces les plus remarquées lors de notre étude sont les suivantes: petits rongeurs dont des souris, rats et écureuils, des lapins de garenne, de très nombreux pigeons, des moineaux, des canards colverts, des buses et milans, des hérons cendrés et des chats harets. Bien sûr cette liste n'est pas exhaustive. Nous avons retrouvé des fèces de lapins, rongeurs et oiseaux sauvages dans plusieurs enclos. Le risque de transmission de parasites et leur entretien par la faune sauvage est donc présent.

Un paon bleu (Pavo cristatus) circule librement dans le parc et peut pénétrer dans certains enclos. Il peut être réservoir voire vecteur de parasites.

Comme nous l'avons déjà signalé, le zoo est ouvert aux chiens des visiteurs qui peuvent eux aussi introduire des parasites dans l'enceinte du parc.

En ce qui concerne les soigneurs, plusieurs points concernant l'organisation de leur travail sont à risque. Le fait que les soigneurs travaillent sur plusieurs secteurs différents peut favoriser la contamination d'un plus grand nombre d'enclos s'ils sont involontairement vecteurs d'un parasite. Attribuer un soigneur à un unique secteur donné diminuerait peut-être ce risque.

La majorité du temps, ils sont aussi chargés d'administrer les vermifuges aux animaux via la nourriture. Il arrive que des erreurs de dosage soient faites ou que les produits ne soient pas suffisamment mélangés à la ration et donc qu'ils soient triés par les animaux. Cela constitue également un facteur de risque. Néanmoins, le vétérinaire donne des consignes précises orales et écrites pour la réalisation des vermifugations. Les soigneurs doivent également lui rapporter si le traitement a bien été pris ou non. Ces mesures réduisent le risque évoqué.

Les tâches sur les différents secteurs sont parfois longues et le temps attribué n'est pas toujours suffisant pour que les soigneurs puissent observer les animaux. Il arrive alors que certains malades ne soient signalés qu'à un stade clinique avancé. Le manque d'observation des animaux ne favorise pas directement leur contamination, mais il implique un traitement plus tardif ce qui augmente le risque de dissémination d'une parasitose.

84

Pour ce qui est des introductions de nouveaux animaux, elles représentent toujours un risque qui est variable suivant les mesures de prophylaxie inhérentes aux transferts. Nous notons que la recherche d'infestation parasitaire avant l'arrivée d'un animal ne se fait en général que par coproscopie par flottation, sans demande de coloration particulière, ce qui ne permet de détecter que certains parasites. Dirofilaria immitis par exemple ne pourra pas être détecté par cette méthode. De plus les coproscopies sont généralement effectuées sur un seul prélèvement, et non sur des échantillons de selles pris sur plusieurs jours, ce qui en diminue la sensibilité.

Il n'existe pas d'enclos de quarantaine spécifique, mais il y a toujours des enclos libres prêts à accueillir les nouveaux arrivants qui doivent être isolés. Cependant, cela est rarement effectué et le non-respect d'une procédure de quarantaine de façon systématique est un facteur de risque majeur. Le Safari de Peaugres dispose d'un agrément sanitaire, la quarantaine n’est donc pas obligatoire si un animal provient d’un établissement lui aussi agréé, ce qui est souvent le cas. Néanmoins, l'isolement des nouveaux arrivants et la recherche de parasitoses ainsi que leur traitement si elles sont détectées, nous semblent être des mesures intéressantes à appliquer pour toutes les entrées d'animaux, quelle que soit leur origine.

Il existe aussi des transferts d'animaux internes au parc. Les guépards sont régulièrement déplacés d'un enclos à l'autre pour stimuler la reproduction. Ceci peut favoriser la dissémination de parasites, d'autant plus qu'ils ne sont pas vermifugés avant ces déplacements. Cependant, ils sont traités avec des antiparasitaires toutes les 6 semaines ce qui limite ce risque.

Nous avons vu qu'il existe un certain nombre d'enclos polyspécifiques regroupant 2 à 4 espèces différentes, de même ordre ou non. Cela peut favoriser le parasitisme, mais on peut aussi se demander si leur cohabitation ne permettrait pas une diminution de la contamination de la pâture par des parasites, comme dans le cas des pâturages mixtes utilisés en prophylaxie en élevage (CALMEJANE A., 2003).

L'examen de la structure des enclos et de l'organisation de leur entretien nous a révélé plusieurs facteurs de risque. Tout d'abord, ils n'empêchent pas, pour la plupart, l'entrée d'animaux sauvages qui peuvent introduire des parasites. De plus, les fèces sont ramassées moins fréquemment dans certaines pâtures, sans doute à cause de leur grande surface qui rend leur « nettoyage » difficile. Cependant ce dernier point est à relativiser car les excréments sont éliminés de ces enclos-ci une fois par semaine (ce qui est une fréquence très acceptable).

Dans de rares cas, certains enclos ont une trop forte densité animale ce qui est un autre facteur de risque (enclos des daims, Dama dama, et des lamas, Lama glama).

Le parc étant situé à flanc de colline, les eaux sont naturellement drainées; il existe toutefois des enclos où le drainage est insuffisant et où l'humidité s'accumule, mais là encore ces cas sont rares.

Le même problème se remarque cette fois sur un certain nombre d'enclos intérieurs qui restent très humides et permettent parfois des collections d'eau. Beaucoup d'entre eux sont aussi sombres. Ces points favorisent la survie de certains éléments parasitaires dans le milieu extérieur (voir annexe 3). Enfin, le sol des abris de quelques espèces herbivores est en terre battue ce qui rend leur nettoyage plus difficile que ceux pourvus d'un sol en béton.

L'aliment ne semble pas être un facteur de risque majeur. Deux points sont tout de même à préciser. Le premier est que les lapins servant à nourrir les carnivores sont issus d'élevages et arrivent vivants sur le parc. Ceci peut permettre l'introduction de parasites et leur dissémination, d'autant plus qu'ils étaient logés dans le bâtiment de « la singerie » pendant notre étude, bâtiment qui est un lieu de passage pour beaucoup de soigneurs. Ce dernier point a été corrigé récemment. Les lapins sont désormais dans un enclos isolé. Le second point est que les fourrages achetés à des

85

agriculteurs locaux peuvent provenir de parcelles sur lesquels des animaux auraient pu pâturer. On peut se demander s'il est possible que ces fourrages soient contaminés par des éléments parasitaires et qu'ils puissent permettre l'infestation des animaux du parc.

Le ramassage des fèces et les nettoyages ont lieu quotidiennement. Les désinfections sont faites toutes les semaines ou tous les quinze jours selon les cas. Cependant, quelques loges intérieures ne subissent pas tous ces traitements. C'est l'exemple de celles des oryx d'Arabie (Oryx leucoryx) et de celles des girafes (Giraffa camelopardalis rothschildi) pour lesquelles les excréments sont ramassés sans qu'il y ait un nettoyage au savon ensuite de façon systématique.

Un autre problème que nous avons remarqué est que le fumier est stocké dans une fosse ouverte, ce qui permet la contamination d'animaux de la faune sauvage autochtone par exemple, animaux qui peuvent ensuite jouer le rôle de vecteur.

De plus, le même matériel de nettoyage sert parfois pour plusieurs enclos différents et n'est pas nettoyé entre chaque utilisation, ce qui peut permettre la transmission d'éléments parasitaires.

Nous pouvons faire une remarque concernant la pratique des autopsies sur le parc qui pourrait exposer le vétérinaire à un risque d'infestation parasitaire éventuel. Cependant ce risque est quasiment nul étant donné que des mesures d'hygiène strictes sont respectées: port de gants à usage unique, d'un tablier ou d'une blouse et de bottes dont l'usage est réservé aux autopsies. Celles-ci ont lieu dans un local qui leur est dédié situé à l'extérieur du parc pédestre et les carcasses d'animaux sont conservées dans une chambre froide verrouillée et enlevées par l'équarrisseur.

2) Dépistage du parasitisme dans le parc

Des recherches de routine de parasitoses n'étaient pas effectuées dans le parc pendant le temps de notre étude mais elles ont été mises en place depuis. Des coproscopies par flottation sont maintenant effectuées deux fois par an sur l'ensemble du parc, à des saisons variables selon les groupes d'animaux. Elles sont aussi faites dès qu'une infestation parasitaire est suspectée, ou avant le départ d'un animal pour un autre zoo.

Les prélèvements, sont analysés au Safari de Peaugres par le vétérinaire ou envoyés en laboratoire selon les cas.

Le vétérinaire peut faire des analyses de selles sur le parc. Il utilise des kits Ovassay (ND) pour faire des coproscopies par flottation avec une solution de sulfate de magnésium de densité 1,18. Un seul prélèvement est analysé, mais les coproscopies sont répétées une à deux fois en cas de résultat négatif malgré une clinique très évocatrice. Il dispose de lugol pour colorer les kystes de Giardia sp. et d'une cellule de Mac Master pour effectuer des comptages d'éléments parasitaires.

Il réalise aussi à l'occasion des coproscopies de Baermann.Une suspicion de giardiose amène parfois à l'utilisation de tests par immunochromatographie

sur bandelette (Speed Giardia ND).

Pour certains transferts d'animaux, les parcs receveurs demandent souvent un résultat d'analyse de laboratoire. En général, le vétérinaire fait alors appel à un laboratoire d'analyses médicales humaines situé à proximité et qui a l'habitude de faire des recherches parasitaires sur les animaux du parc. Dans le cas d'une forte suspicion de parasitose avec des coproscopies faites sur le parc négatives, des prélèvements sont envoyés en école vétérinaire ou en laboratoire vétérinaire. Cela arrive également lorsque des larves détectées par coproscopie de Baermann ou des parasites trouvés lors d'une autopsie par exemple, ne peuvent être identifiés par le vétérinaire.

86

3) Prophylaxie sanitaire

Nous avons vu qu'il existait un certain nombre de facteurs pouvant favoriser l'infestation des animaux du zoo par des parasites. Plusieurs points de prophylaxie sanitaire ont été mis en place par le vétérinaire pour réduire au maximum le risque de contamination et de développement de parasitoses cliniques.

D'un point de vue général, les enclos sont globalement d'une superficie satisfaisante et des aménagements sont mis en place pour enrichir au mieux l'environnement des animaux.

L'alimentation est étroitement surveillée. La totalité des rations est régulièrement réexaminée et adaptée. La viande arrive pour une partie congelée, l'autre partie est issue de l'abattage de lapins provenant d'élevages, ou est constituée de carcasses de chèvres ou de poulets « prêts à cuire » achetés par le zoo. Les fruits et légumes sont lavés avant utilisation. Les fourrages sont distribués en hauteur, ce qui limite la contamination des animaux par des éléments parasitaires du sol lorsqu'ils se nourrissent. On précisera que leur qualité est toutefois variable selon les saisons et leur provenance. Les aliments sont pour la plupart donnés dans des contenants propres dont le nombre est suffisant en général pour éviter ou tout du moins limiter la compétition alimentaire dans les groupes. La nourriture des carnivores en revanche est distribuée au sol, sur terre battue ou sur dalle bétonnée selon les cas.

En ce qui concerne la faune sauvage autochtone, un plan de lutte contre les rongeurs et les pigeons est mis en place au sein du parc pour éviter leur pullulation. Les lapins font également l'objet de captures plus ou moins fréquemment dans l'année selon leur effectif. De plus, les chats harets sont capturés, stérilisés avant d'être relâchés pour éviter une surpopulation. Cela a permis de sédentariser des chats sur l'enceinte du zoo et donc d'y limiter la venue et la circulation d'autres félins.

Pour les chiens des visiteurs, des aires sont réservées pour qu'ils puissent faire leurs besoins et le nécessaire est mis à disposition des propriétaires pour qu'ils ramassent et jettent les déjections. Cela n'empêche malheureusement pas les défécations dans les allées du zoo.

Plusieurs règles concernant le travail des soigneurs permettent d'assurer un certain niveau d'hygiène, ce qui est un élément clé de la prophylaxie sanitaire. Tout d'abord, leurs vêtements et chaussures sont réservés à leur travail, et une douche est à disposition dans les vestiaires situés à l'extérieur du parc à pied. De plus, il leur est interdit de fumer ou de manger au cours du service, ce qui diminue le risque d'infestation par voie orale par des agents de zoonose parasitaire par exemple.

Des règles d'hygiène sont également rappelées aux visiteurs dans le parc, particulièrement près des enclos où le contact avec les animaux est possible (enclos des chèvres par exemple). Des sanitaires sont à leur disposition pour permettre le respect de ces consignes (lavage des mains par exemple).

La mise en place de nettoyages quotidiens des abris intérieurs et des contenants alimentaires ainsi que leur désinfection régulière et fréquente, suivis du raclage des sols pour évacuer les eaux sales sont des points importants. Il en est de même pour le ramassage des fèces et déchets alimentaires effectué dans la grande majorité des enclos intérieurs et extérieurs. Ceux-ci sont éliminés dans une fosse à fumier ouverte située à l'extérieur de l'enceinte du parc pédestre. Toutes ces règles d'hygiène sont précisées clairement dans les fiches de poste des soigneurs.

87

Un pédiluve est aussi utilisé à l'entrée du bâtiment des otaries. Il ne contient que de l'eau et ne permet donc pas une désinfection des chaussures des soigneurs, mais il en assure un nettoyage relatif avant toute entrée dans le bâtiment.

Pour ce qui est de l'acquisition de nouveaux individus, une coproscopie par flottation et une vermifugation en conséquence sont demandées systématiquement par le vétérinaire avant l'arrivée d'un animal. D'autres tests permettant la recherche de parasites (coproscopie de Baermann, sérologie, PCR) ne sont pas demandés. Le transfert n'a lieu qu'en cas de résultat négatif et il arrive que, même dans cette situation, un traitement antiparasitaire soit demandé avant le transport par précaution. Quand une quarantaine est mise en place, sa durée varie selon l'état de santé de l'animal et elle ne prend fin que lorsque les résultats des tests demandés (parasitologiques, sérologiques,....) le permettent. Comme nous l'avons déjà vu, il n'existe pas de local de quarantaine vrai mais sa construction est prévue et différents enclos autorisent actuellement l'isolement des nouveaux arrivants.

La majorité de ces différentes mesures a pour but d'assurer de manière générale des conditions favorables à la bonne santé et au bien-être des animaux du parc, pour que la captivité influe le moins négativement possible sur leur niveau d'immunité. D'autres permettent plus précisément une prophylaxie sanitaire contre les infestations parasitaires. Celle-ci est un élément essentiel qui ne doit pas être négligé et qui va de pair avec la prophylaxie médicale.

4) Prophylaxie médicale

Nous allons présenter dans cette partie les traits généraux de la prophylaxie médicale antiparasitaire mise en place au Safari de Peaugres.

a. Calendrier des vermifugations

Le parc a choisi de traiter les espèces du zoo périodiquement au cours de l'année à intervalles réguliers sans coproscopie préalable systématique car les parasites présents sont connus du vétérinaire.

Globalement, les animaux sont traités par groupes: les herbivores reçoivent un antiparasitaire à la même période, puis on a le traitement de tous les primates à une autre période,.... Les différents lots sont traités en moyenne deux fois par an. Certaines espèces font l'objet de traitements plus fréquents, tels que les guépards qui sont vermifugés toutes les six semaines à cause de leur grande sensibilité aux parasitoses digestives. L'analyse des vermifugations effectuées entre 2012 et début 2013 nous a montré que certaines espèces comme les chouettes harfang (Bubo scandiacus) et les vautours fauves (Gyps fulvus) ne subissaient pas de vermifugation systématique et n'avaient pas été traitées pendant tout le temps de notre étude.

A cela s'ajoute les traitements « ponctuels »: un antiparasitaire est toujours administré sur les individus anesthésiés ou capturés pour soins ou pour d'autres motifs. Les traitements lors de parasitose clinique avérée ou suite à une coproscopie positive sur un individu s'ajoutent aux vermifugations prophylactiques.

L'organisation des vermifugations a été modifiée depuis la fin de notre étude. Nous présentons en annexe 11 le nouveau plan de surveillance prévoyant des coproscopies deux fois par an sur l'ensemble du parc à pied (et du parc voiture), à des saisons différentes selon le groupe d'espèces. Une partie des vermifugations est adaptée en fonction des résultats des coproscopies, en revanche, deux épisodes de vermifugations par an se font toujours sans analyse préalable (excepté

88

pour les reptiles).

b. Molécules et choix des posologies utilisées

Durant notre étude, quatre molécules antiparasitaires différentes ont été majoritairement utilisées sur les animaux du parc à pied: le fenbendazole, le flubendazole, le pyrantel et l'ivermectine. La première a un spectre d'action large, une grande marge thérapeutique et peut être utilisée sur des femelles gestantes et en lactation. Le pyrantel a l'avantage d'être très peu absorbé et de rester localisé au niveau du tube digestif, de plus, aucun effet embryotoxique ou tératogène n'a été prouvé selon l'AMM. Le flubendazole est aussi très peu absorbé et son spectre d'action est large, en revanche son utilisation est déconseillée sur les femelles gestantes ou en lactation. Enfin, l'ivermectine ne doit pas être utilisée sur des femelles en fin de gestation et la marge thérapeutique est plus étroite, cependant le spectre large et son action sur les ectoparasites la rendent très intéressante (http://www.ircp.anmv.anses.fr.) (http://agence-prd.ansm.sante.fr).

Le fenbendazole est la molécule la plus utilisée dans le parc, l'ivermectine est quant à elle quasi systématiquement injectée à tout animal lors d'une capture ou d'une tranquillisation.

D'autres molécules comme la milbémycine oxime, le mébendazole et le praziquantel ont été utilisées pendant le temps de notre étude, mais dans de très rares occasions. Toutes ont des marges de sécurité relativement grandes. Les deux premières ont un spectre large visant des nématodes, et des acariens pour la milbémycine. La dernière vise les plathelminthes. Le mébendazole peut être embryotoxique et tératogène (http://www.ircp.anmv.anses.fr.). Le diclazuril est le seul anticoccidien qui a été employé pendant notre étude. Le vétérinaire n'y a eu recours qu'une seule fois pour traiter des cas de coccidiose sur les chèvres naines.

Quelques caractéristiques des molécules les plus fréquemment utilisées dans le parc sont présentées dans l'annexe 12. Elles sont issues des résumés des caractéristiques des produits.

Remarque: Le vétérinaire choisit souvent une molécule peu absorbée au niveau digestif comme le pyrantel pour traiter les parasitoses digestives chez de jeunes individus au lieu d'une molécule à passage systémique, ce pour limiter les risques de toxicité liés aux surdosages éventuels.

Les posologies utilisées sont issues de la littérature pour la plupart, ou de communications personnelles. Dans certains cas, des dosages correspondant à une espèce proche de celle à traiter sont utilisés, comme par exemple lors de l'utilisation d'une posologie chat pour un traitement sur un tigre. L'approche allométrique n'est pas employée.

On remarque que toutes les molécules utilisées sont éliminées dans les sept jours en moyenne après administration (annexe 12), il n'y a donc pas de rémanence et l'efficacité est par conséquent ponctuelle. Le spectre d'action est évoqué plus ou moins précisément dans les résumés des caractéristiques des produits qui précisent que le Telmin pâte (ND) et le Panacur pâte (ND) ne doivent pas être administrés avec la nourriture, or c'est par le biais de l'aliment qu'ils sont distribués aux animaux du parc. On peut se demander si leur action est alors optimale.

Il arrive que des coproscopies soient effectuées après un traitement pour évaluer son efficacité. Cette pratique était occasionnelle pendant le temps de notre étude, actuellement elle est quasi-systématique.

c. Limites et difficultés des traitements

L'administration des vermifuges se fait la majeure partie du temps via la nourriture et ce sont les soigneurs qui préparent l'aliment avec le traitement selon une ordonnance précise rédigée par le

89

vétérinaire. Il peut arriver qu'il y ait des erreurs dans la dose donnée, ou que le produit ne soit pas assez mélangé à la nourriture pour permettre l'absorption de toute la quantité requise, mais cela reste rare. De plus, les soigneurs doivent rapporter au vétérinaire si le traitement a bien été pris ou non ce qui permet un bon suivi des vermifugations.

Nous retrouvons les limites évoquées au III.4 de la première partie. Il arrive que certains animaux soient pesés lors d'anesthésie, les poids recueillis servent alors de référence pour l'espèce, mais la majorité du temps il doit être estimé. La bibliographie peut aider pour conforter cette approximation.

Le tri par les animaux qui refusent les aliments imprégnés de traitement est une chose fréquente, particulièrement chez les primates. Parfois, l'utilisation de denrées appréciées par les individus avec un goût fort capable de masquer celui du vermifuge peut aider à contourner cette difficulté (utilisation de miel, de sirops ou de bananes pour faire absorber un traitement à un primate).

Le traitement efficace d'un groupe avec des animaux d'âges, de poids, de statuts physiologiques différents est difficile, d'autant plus s'il existe une compétition alimentaire. Malheureusement, la seule façon de contourner cette difficulté serait de séparer les individus pour administrer le traitement individuellement mais ceci est irréalisable en pratique et serait très stressant pour les animaux. Le risque de sous-dosage ne peut être évité lorsque l'antiparasitaire est donné dans l'aliment, ce qui rend les coproscopies de contrôle après traitement d'autant plus intéressantes. Des molécules à grande marge thérapeutique (risque de surdosages) et inoffensives pour les femelles gestantes ou en lactation sont utilisées. Ceci limite le choix en composés antiparasitaires.

Pour les espèces de très grand ou de très petit gabarit, la galénique est souvent inadaptée, ce qui limite d'autant plus le choix de la spécialité et rend difficile l'alternance de différentes molécules antiparasitaires au cours des traitements.

Nous avons déjà cité plus haut les difficultés inhérentes aux manques de données dans la bibliographie sur les posologies applicables aux espèces d'un parc zoologiques, elles s'appliquent aussi ici.

Remarque: La toxicité potentielle de certains de ces produits pour l'environnement doit aussi être surveillée. Par exemple, l'ivermectine est toxique pour les poissons. La contamination d'un point d'eau par des résidus, suite au traitement d'un troupeau, peut être très néfaste.

90

TROISIÈME PARTIE: ÉTUDE EXPÉRIMENTALE

Nous allons développer dans cette partie les objectifs, la méthode de réalisation et les résultats de notre étude expérimentale ainsi que les conclusions que nous avons pu en tirer. Nous donnerons les réponses d'un questionnaire envoyé à des parcs zoologiques français concernant les modalités de réalisation des coproscopies dans leur établissement. Nous discuterons enfin des objectifs et de l'organisation des vermifugations en parc animalier.

I. Présentation et objectifs

1) Présentation et choix des espèces étudiées

Le point de départ de notre travail a été l'apparition d'une épidémie de giardiose en 2011 consécutive à l'introduction d'un lynx contaminé et concernant trois espèces du parc. À l'origine nous devions étudier l'épidémiologie de la maladie dans le zoo, et rechercher le parasite sur les autres espèces du parc pédestre, en recensant les divers éléments parasitaires rencontrés dans les coproscopies. Cependant, le traitement instauré avant notre arrivée sur le terrain s'est avéré efficace, et nous n'avons plus trouvé Giardia sp. chez les espèces qui avaient été malades.

Nous avons donc réorienté le sujet en décidant de réaliser des coproscopies par flottation sur l'ensemble du parc pédestre pour effectuer un bilan coproscopique sur diverses espèces de mammifères et d'oiseaux afin de recenser une partie de la faune parasitaire « autochtone ».

L'étude se limite au parc pédestre pour restreindre le nombre d'espèces à étudier et d'analyses à réaliser. Il est indépendant géographiquement du « parc voiture » et les secteurs de ces deux parties du zoo sont distincts. Nous avons également exclu les reptiles de nos recherches, la majorité d'entre eux étant isolés dans le vivarium du zoo. Certains animaux n'ont pas pu être prélevés (ils sont nommés en italique sur le tableau récapitulatif des espèces étudiées en annexe 1), comme les loups d'Europe dont l'enclos ne permet pas la récolte de selles. Les résultats de nos coproscopies sur les animaux du zoo sont regroupés en deux séries présentées plus loin.

Nous avons également profité d'un stage au Safari de Peaugres pour réaliser des coproscopies sur les chiens des visiteurs et sur la faune sauvage autochtone dont les résultats sont présentés à part.

Enfin, notre travail nous a amené à nous interroger sur les modalités de réalisation des coproscopies dans les autres parcs zoologiques français, ce qui a motivé l'envoi d'un questionnaire pour une enquête auprès de ces zoo.

91

2) Objectifs

Différents objectifs sont visés ici. Tout d'abord, nous avons voulu identifier une partie des parasites internes présents chez une certaine variété d'espèces animales d'un parc zoologique. Nous avons aussi souhaité proposer des photographies et mesures des éléments parasitaires trouvés par coproscopie par flottation pour aider à leur reconnaissance et faciliter leur identification sur le terrain, d'autant plus que cette méthode semble très utilisée en zoo. Nous avons également effectué des coproscopies sur la faune sauvage autochtone et sur les chiens des visiteurs pour apprécier le risque qu'ils représentent. Au cours de notre étude, nous avons utilisé deux techniques de flottation sensiblement différentes, l'une étant celle employée au laboratoire de parasitologie de l'École Vétérinaire de Lyon, l'autre étant celle utilisée par le vétérinaire au Safari de Peaugres. Ceci a eu pour but d'évaluer ces deux techniques.

Nous avons également voulu discuter des traitements effectués par le vétérinaire du Safari de Peaugres et exposer les résultats d'une enquête sur les modalités de réalisation des coproscopies dans des parc zoologiques français.

II. Matériels et méthodes

1) Organisation des séries de coproscopies

a. Première série: octobre 2012, janvier et février 2013

Un premier groupe de 10 coproscopies pour recherche de Giardia sp. a été effectué le 11/10/2012 sur des prélèvements réalisés les 8, 9 et 10/10/2012. Cela avait pour but de confirmer ou d'infirmer la présence de Giardia sp. chez les espèces malades en 2011: guépards (Acinonyx jubatus), lynx (Lynx lynx carpathicus) et otaries (Zalophus californianus).

Un second groupe a été effectué en deux parties sur janvier et février 2013. Le but était la recherche de kystes de Giardia sp. mais également le recensement des différents parasites internes identifiables par coproscopie par flottation qui infestaient les espèces du parc pédestre. Aucun critère clinique d’infestation parasitaire n’a été observé, seule la description de l'aspect des fèces a été prise en compte.

La série de janvier a été prélevée les 26, 27 et 28/01/13 et a été analysée les 29 et 30/01/2013. Ces 7 coproscopies concernaient les aras, gris d'Afrique et amazones des volières, dont les analyses, initialement prévues pour février, ont été avancées en raison de maladies observées et du souhait du vétérinaire de vermifuger préventivement les animaux le plus rapidement possible. Les colobes et saïmiris ont également été testés selon les souhaits du vétérinaire qui suspectait des parasitoses sur ces espèces.

La série de février concerne la quasi-totalité des animaux du parc pédestre. Les prélèvements ont été réalisés du 15/02/13 au 26/02/13 et les analyses ont été faites entre le 18/02/13 et le 28/02/13. 99 coproscopies ont été effectuées au total. Tous les prélèvements de la série de février ont été organisés de telle sorte que toutes les coproscopies soient effectuées dans un laps de temps de deux semaines. La période des prélèvements a été choisie pour qu'elle soit éloignée au maximum de la dernière période de vermifugation « de routine ». Les vermifugations les plus récentes dataient du 18 décembre 2012, à l'exception de celles des flamants du Chili datant du 31/01/13 et des aras datant du 28/01/13. Des tableaux ont été distribués aux soigneurs chargés de récolter les selles pour qu'ils détaillent les prélèvements faits et non faits pour un jour donné. En annexe 16, nous présentons le calendrier des prélèvements. Nous avons fait en sorte que les groupes

92

d'espèces à prélever correspondent aux secteurs afin de faciliter le travail des soigneurs.

b. Deuxième série: août 2013

Une seconde série de coproscopies a été réalisée à l'occasion d'un stage au Safari de Peaugres. Les prélèvements ont été effectués par nos soins et concernent là aussi la quasi-totalité des animaux du parc pédestre. On compte deux espèces nouvelles par rapport à la première série: des autruches (Struthio camelus) et des hyènes tachetées (Crocuta crocuta). Les selles ont été collectées du 5/08/2013 au 21/08/2013 et analysées du 7/08/2013 au 23/08/2013 au parc avec le matériel et la méthode utilisés dans ce dernier, afin d'évaluer les avantages et les inconvénients de la technique employée. Les vermifugations les plus récentes dataient du 1/07/2013 et concernaient des guépards. Nous n'avons malheureusement pas pu choisir une période plus éloignée des derniers traitements antiparasitaires de routine pour cette série.

c. Coproscopies sur la faune sauvage autochtone et les chiens des visiteurs

Les dates de ces prélèvements et de ces analyses correspondent à celles de la deuxième série car ces coproscopies ont elles aussi été faites à l'occasion de notre stage au Safari de Peaugres en août 2013. Les selles des chiens des visiteurs ont été collectées dans les allées du parc pédestre, et celles de la faune sauvage autochtone ont été récoltées dans des enclos ou à proximité. Bien sûr, il n'a pas été possible d'effectuer 3 prélèvements sur 3 jours consécutifs dans ce cas, la sensibilité de nos analyses n'est donc que moyenne. De plus, le nombre d'échantillons prélevés reste limité, néanmoins, il nous a paru intéressant de présenter ces résultats pour apprécier, au moins en partie, le risque que ces animaux peuvent représenter.

2) Première série: octobre 2012, janvier et février 2013

a. Organisation des prélèvements et des analyses

Les fèces analysées sont issues de prélèvements effectués par les soigneurs selon un protocole donné. Ils ont été faits à l'aide de gants à usage unique dans les loges bétonnées afin de limiter la contamination des prélèvements par le sol, à chaque fois que cela a été possible. Pour la même raison, il a été demandé aux soigneurs de ne pas prélever les parties en contact avec le sol (quand cela était réalisable). La conservation des prélèvements, contenus dans des gants plastiques fermés, s'est faite par réfrigération à 4°C et l'analyse a été réalisée dans les 5 jours au maximum après le prélèvement. Quand cela était possible des prélèvements individuels ont été effectués, dans le cas contraire l'analyse a été faite sur un prélèvement de groupe, avec parfois mélange d'espèces. C'est le cas par exemple de la grande volière où les selles des différents perroquets n'ont pu être différenciées. Dans tous les cas il a été demandé de faire un prélèvement par jour pendant 3 jours consécutifs. Chaque analyse a été réalisée sur un mélange de ces trois prélèvements. Ceci avait pour objectif d'augmenter la sensibilité de la coproscopie. En effet, l'émission d'éléments parasitaires dans les fèces peut être intermittente ce qui rend parfois la détection de parasites problématique, comme cela est évoqué par FOWLER M. et MILLER E. (2003) pour la rechercher de Physaloptera sp. dans les selles de primates. La multiplication des prélèvements permet de pallier en partie ce problème.

93

Les analyses ont été réalisées au laboratoire de parasitologie de l'École Nationale Vétérinaire de Lyon.

b. Méthode

Elle se décompose en plusieurs étapes:

i. Analyse macroscopique

La première étape est l'observation de l'aspect des selles: consistance, couleur,.... Puis les prélèvements effectués pour un même individu ou lot sur 3 jours consécutifs sont mélangés, ce qui permet, au cours de l'homogénéisation, de rechercher tout élément parasitaire macroscopiquement visible: ver adulte, segment de cestode,...

ii. Analyse microscopique

Toutes les coproscopies semi-quantitatives ont été réalisées au laboratoire de parasitologie de l'École Vétérinaire de Lyon. La méthode d’extraction utilisée est la technique de flottation de Janeckso-Urbanyi : le principe repose sur l'utilisation d'un soluté de densité supérieure à celle des éléments parasitaires. Ces derniers remontent à la surface et se collent sur une lamelle disposée sur le tube

Description de la méthode:

1. Peser 5g de selles dans un verre à pied.2. Ajouter 20 mL de sulfate de zinc (ZnSO4) de densité 1,36.3. Bien mélanger avec un agitateur.4. Filtrer à l'aide d'une passoire métallique recouverte d'une compresse.5. Récupérer le filtrat.6. Dans un petit tube à essai de 15mL, verser le filtrat jusqu’à former un ménisque.7. Déposer une lamelle sur le dessus du tube. Éviter d'emprisonner des bulles d'air.8. Centrifuger à 2800 tours par minute pendant 5 minutes.9. Récupérer la lamelle et la déposer sur une lame.10. L'observation au microscope se fait à l’objectif x 10 pour rechercher les oocystes de

coccidies, les œufs et les larves d’helminthes et à l’objectif x 40 pour rechercher les kystes de Giardia sp..

Les éléments parasitaires observés ont été photographiés et mesurés quand cela a été possible. Leur nombre a été évalué de la façon suivante:P = présence: moins de 10 éléments parasitaires observés sur la lame.x = entre 10 et 100 éléments.xx = entre 100 et 200 éléments.xxx = entre 200 et 300 éléments.xxxx = plus de 300 éléments.

iii. Identification des éléments parasitaires

L'identification des éléments parasitaires s'est faite à l'aide de clés diagnostiques reposant sur

94

l'observation de la forme, de la taille (mesure avec un oculaire micrométrique), de la couleur et de la réfringence de ceux-ci. Pour les œufs d'helminthes, l'aspect de leur contenu et les caractéristiques de leur coque ont aussi été pris en compte. Nous nous sommes également aidées des données recueillies par bibliographie et de l'Atlas de coproscopie BEUGNET F., POLLACK B., DANG H. (2004).

Les kystes de Giardia sp. ont été identifiés d'abord sans coloration, puis par utilisation de lugol pour confirmer (ou infirmer si erreur d'observation) l'hypothèse de la présence de ces kystes, et ceci pour chaque lame.

Les coccidies trouvées ont été classées comme appartenant au genre Eimeria sp. ou au genre Isospora sp. dès que cela a été possible, c'est-à-dire dès lors que les oocystes étaient sporulés (4 sporocystes pour Eimeria sp., 2 sporocystes pour Isospora sp.). En revanche, la diagnose d'espèce n'a pas été faite car elle est difficile à réaliser sur simple observation et mesure. De plus la bibliographie concernant les espèces de coccidies touchant la faune sauvage captive et les clés d'identification permettant de les reconnaître reste limitée.

Pour ce qui est des œufs d'helminthes, la famille ou le genre a été identifié dès que cela a été possible à l'aide des données bibliographiques concernant les parasites d'espèces domestiques et sauvages. Cependant l'espèce n'a pu être déterminée. Plus particulièrement, les œufs de strongles n'ont pas pu être identifiés avec précision. On notera que la bibliographie portant sur des images de coproscopies visant la mise en évidence de parasites d'espèces exotiques ou sauvages reste succincte, particulièrement pour certaines espèces.

Nous avons photographié et mesuré les éléments parasitaires trouvés à chaque fois que cela a été possible. Nous avons également bénéficié de l'aide d'une technicienne en parasitologie et d'un professeur de parasitologie pour la diagnose de certains d'entre eux.

Remarque: les ouvrages suivants proposent des photographies d'éléments parasitaires qui peuvent aider à leur identification lors de la réalisation d'une coproscopie sur un mammifère ou un oiseau:

• HEIDENREICH M. (1997); Birds of Prey Medicine and Management, Wiley, 284p.• CHITTY J., LIERZ M. (2008) BSAVA Manual of raptors, pigeons and passerine birds.

Wiley, 352p• RITCHIE B., HARRISON G., HARRISON J. (1994) Avian medicine: principles and

application. Wingers publishing inc., 1384p.• HENNACHE A., OTTAVIANI M.(2006) Monographie des faisans, volume 2, WPA France.• TAYLOR M., COOP R., WALL R. (2013) Veterinary parasitology. (Third edition),

Blackwell publishing, 600p.

3) Deuxième série: août 2013

a. Organisation des prélèvements

Les prélèvements ont été effectués par nos soins à l'aide de gants à usage unique sur 2 à 3 jours (selon les possibilités) consécutifs, en évitant au maximum les contaminations par le sol. La conservation des selles s'est faite par réfrigération à une température de 4°C, la coproscopie étant réalisée dans les 6 jours sur mélange des 2 ou 3 prélèvements. Les détails de la méthode de prélèvement sont similaires à ceux de la première série.

Les coproscopies sur les selles des chiens des visiteurs trouvées dans le parc, ainsi que sur celles d'animaux appartenant à la faune sauvage autochtone (lapins, oiseaux,....) ont été faites avec cette méthode également. Là encore les prélèvements sont collectés dans des gants à usage unique, réfrigérés pour leur conservation et analysés dans les 5 jours.

95

Ces coproscopies ont été effectuées au Safari de Peaugres avec le matériel du parc.

b. Méthode

i. Analyse macroscopique

Elle a été effectuée de la même façon que pour la première série.

ii. Analyse microscopique

Toutes les coproscopies semi-quantitatives, faisant appel là aussi à une technique de flottation, ont été réalisées au parc à l'aide de kits Ovassay ND. Le soluté utilisé est une solution de sulfate de zinc de densité 1,18.

Description de la méthode:

1. Homogénéiser les prélèvements contenus dans les gants en les malaxant puis les mélanger dans des gobelets à usage unique avec une petite spatule à usage unique.

2. Déposer un échantillon de fèces dans le kit (1 à 2g environ, les échantillons n'ont pas été pesés).

3. Ajouter quelques millilitres de sulfate de zinc de densité 1,18.4. Mélanger.5. Déposer le filtre.6. Compléter le contenant avec du sulfate de zinc jusqu'à former un ménisque.7. Déposer une lamelle sur le dessus du dispositif. Éviter d'emprisonner des bulles d'air.8. Attendre 1 heure.9. Déposer la lamelle sur une lame.10. L'observation au microscope se fait à l’objectif x 10 pour rechercher les oocystes de

coccidies , les œufs et les larves d’helminthes et à l’objectif x 40 pour rechercher les kystes de Giardia sp.

Les remarques sur l'identification des parasites faites pour la première série sont également valables pour la seconde série. Cependant, les éléments parasitaires mis en évidence n'ont pas pu être photographiés ni mesurés, et nous n'avons pas pu bénéficier de l'aide de la technicienne en parasitologie qui nous avait assistée pour la première série. Le nombre des éléments parasitaires a été évalué de la même manière que ce qui est décrit précédemment. Une coloration au lugol a été effectuée dès que des kystes de Giardia sp. étaient observés afin de confirmer (ou d'infirmer si erreur d'observation) le diagnostic. Quand la lame obtenue était trop chargée ou non lisible pour d'autres raisons, la préparation était refaite.

4) Questionnaire sur les modalités de réalisation de coproscopies en parc zoologique français

Pour avoir plus d'informations sur la gestion du parasitisme en parc zoologique en France, nous avons envoyé à 42 parcs un questionnaire dont le modèle se trouve en annexe 17. Nous avons pu en retirer des informations sur les modalités de réalisation des coproscopies dans ces zoos. Nous les avons aussi interrogés sur leur recherche de kystes de Giardia sp. lors de ces examens. Enfin

96

nous avons voulu savoir s'ils avaient diagnostiqué des cas de giardiose dans les 5 dernières années. Nous ne pouvons pas tirer de conclusions statistiquement significatives de ces réponses, néanmoins certaines d'entre elles nous ont paru intéressantes. Nous présenterons les résultats plus loin.

III. Résultats

1) Présentation des résultats des coproscopies

Certaines analyses ont pu être effectuées par individu, d'autres ont été faites par groupe d'animaux, d'autres encore n'ont pas été réalisables (prélèvement impossible dans l'enclos des loups d'Europe par exemple). Seuls les résultats des coproscopies positives sont présentés.

On peut déjà préciser plusieurs éléments: • Les coccidies trouvées sur les carnivores non sporulées sur la lame de coproscopie peuvent

être des parasites propres aux carnivores, mais aussi, pour les guépards, des Eimeria sp. issues des lapins utilisés pour les nourrir. C'est un exemple de faux-parasitisme par prédation. Cette situation est possible pour d'autres parasites comme Giardia sp..

• Les œufs de strongles trouvés dans les prélèvements ne peuvent malheureusement pas être identifiés, excepté ceux de Nematodirus sp. par leur morphologie particulière.

• Les espèces parasitaires n'ont pu être déterminées par simple observation, seuls les genres seront mentionnés.

• Il est possible que les œufs de strongles trouvés dans les prélèvements soient issus d'une contamination de ces derniers par le sol, particulièrement quand ils sont présents en très faible quantité sur la lame. Cependant, il n'y a pas de lien entre la quantité d'œufs sur la lame et le niveau d'infestation et aucun outil ne nous permet d'écarter l'hypothèse d'une parasitose dans ces cas.

• Les loups d'Europe n'ont pu être prélevés pour aucune série en raison de la configuration de leur enclos qui est entièrement extérieur et non prévu pour un accès quotidien des soigneurs.

a. Première série: octobre 2012, janvier et février 2013

Les résultats sont présentés dans le tableau I. Nous présentons dans les annexes 18 à 21 des photographies des éléments parasitaires trouvés par espèce hôte ainsi que leur taille.

97

98

Février

Espèce/individu/groupe Éléments parasitaires trouvés Nombre d'élémentsCarnivores

Femelle guépard (Sun) PCoccidies non sporulées PCoccidies non sporulées

x

Mâle guépard (Rasta) PMâle serval Coccidies non sporulées P

Mâle lynx Coccidies non sporulées x

PPx P

PSuricates P

Loup à crinière mâle PLycaons Coccidies non sporulées

Toxocara sp.Femelle guépard (Rafia)

Femelle guépard (Tamika) et 5 jeunes

xx

Toxocara sp. xxxx

Mâle guépard (Jucar) Coccidies dont certaines sporulées avec 2 sporocystes: Isospora sp.

Toxocara sp.

Toxocara sp.Capillaria sp.

Lion Barago Toxascaris sp.Lionne Masaï Toxascaris sp. Lion Skippy Toxascaris sp. xxx

Femelle tigre Laïka Toxascaris sp. xxxMâle tigre Altai Toxocara sp.

Capillaria sp.Toxocara sp.

xx

Tableau I: Résultats de la première série

Octobre

Espèce/individu/groupe Éléments parasitaires trouvés Nombre d'élémentsMâle lynx Coccidies non sporulées P

Femelle lynx Coccidies non sporuléesGuépard (Raphia) Coccidies non sporulées P

x

Janvier

Espèce/individu/groupe Éléments parasitaires trouvés Nombre d'éléments

x x x x

Amazones à front bleuP

xxxx

Saimiris (groupe) Oeufs de strongle

Saimiris (groupe) Giardia sp. xxxColobes (groupe

reproducteur)Capillaria sp.

Oeufs de strongleColobes (groupe des mâles

castrés)Capillaria sp.

Oeufs de strongleOeufs de strongle

Giardia sp. xx Chevaux de Przewalski

(analyse faite par le vétérinaire au parc)

Oeufs de strongle xxxx

99

Février

Espèce/individu/groupe Éléments parasitaires trouvés Nombre d'élémentsPrimates

Tamarins empereursCoccidies non sporulées P

Larves de nématodes PAtèles de Geoffroy

x

x x

x x

OiseauxOies P

Coccidies non sporulées P

Amazones à front bleu P

P

x P

HerbivoresPorcs épics x

P

Lapins

Baudets x Ânes x

PRoussettes x

Chèvres naines Coccidies non sporulées PMoutons Coccidies non sporulées P

Coccidies non sporulées PLamas Coccidies non sporulées P

Chameaux

x P

Coccidies non sporulées x x

Potamochères x

Tamarins lions et ouistitis pygmées Giardia sp. xx

Saki à face blanche et ouistitis pygmées Giardia sp. xx

Tamarins pinchés Giardia sp. xxxGiardia sp. xxx

Saimiris (groupe) Giardia sp. xxxx

Giardia sp. xxxMandrills (groupe

reproducteur) Giardia sp. xx

Mandrill mâle castré Milou Giardia sp.

Colobes (groupe reproducteur)

Giardia sp., Oeufs de strongle

Capillaria sp. xx

Colobes (groupe des mâles castrés)

Giardia sp.Oeufs de strongle

Capillaria sp. xx

Oeufs de stronglePerruches ondulées,

perruches calopsittes, diamants mandarins

Giardia sp. Aras araraunas, aras

militaires, gris d'Afrique Giardia sp.

Chouette Harfang (groupe reproducteur)

Eimeria sp.Oeufs de strongle

Giardia sp. Maras Giardia sp.

Eimeria sp., xxxOeufs de strongle larvés et non larvés. xx

Oeufs de strongleOeufs de strongle

Chevaux de Przewalski Oeufs de strongleOeufs larvés de nématodes

Oryx d'arabie

Trichuris sp.,Nematodirus sp.

Oeufs de strongleGiardia sp.

• Série d'octobre: 10 prélèvements ont été analysés incluant 4 espèces différentes: guépard (Acinonyx jubatus), saïmiri à tête noire (Saimiri boliviensis), otarie de Californie (Zalophus californianus), lynx des Carpates (Lynx lynx carpathicus). 60% ont été faits sur 3 jours, 20% sur 2 jours et 20% sur 1 jour. Sur les 10 analyses effectuées, 4 se sont révélées positives et une lame présentait des éléments qui n'ont pas pu être identifiés (possiblement non parasitaires). Sur les 9 guépards adultes présents sur le parc, seuls 6 ont pu être prélevés. Nous avons trouvé sur 1 guépard et 2 lynx des coccidies non sporulées, celles-ci ne peuvent donc pas être identifiées comme Eimeria sp. ou Isospora sp.. Cependant, des cas de faux parasitisme par prédation sur ces espèces ont déjà été décrits dans le parc, les coccidies étant des Eimeria sp. issues des lapins servant à l'alimentation des guépards ou de lapins sauvages capturés par les carnivores du zoo.

• Série de janvier: en raison de pathologies observées chez les aras nobles (Diopsittaca nobilis), les coproscopies sur les psittacidés du parc ont été avancées, pour que le vétérinaire puisse vermifuger ces animaux plus tôt que prévu. Pour cette dernière raison, des coproscopies sur colobes (Colobus guereza) et saïmiris ont également été faites à cette période. Parmi les analyses réalisées sur les 7 groupes d'animaux, 5 se sont révélées positives, 3 présentaient un polyparasitisme. 100% des coproscopies ont été faites sur 3 prélèvements par groupe, on a donc une très bonne sensibilité sur cette série.

• Série de février: 99 coproscopies ont été réalisées. 41% des analyses ont pu être faites à partir de 3 prélèvements, 34% sur 2 prélèvements, 25% sur un seul prélèvement. Des coproscopies individuelles ont été faites pour 11 des 67 espèces étudiées: nandou (Rhea americana), girafe (Giraffa camelopardalis rothschildi), bongo (Tragelaphus eurycerus), cochon (Sus scrofa), serval (Leptailurus serval), tigre (Panthera tigris), lynx (Lynx lynx carpathicus), guépard (Acinonyx jubatus), lion (Panthera leo), panthère des neiges (Uncia uncia), loup à crinière (Chrysocyon brachyurus). Cela a été permis, soit parce qu'il n'existe qu'un individu de cette espèce au sein du parc, soit parce que les loges permettent de séparer les animaux, et donc les prélèvements. On précisera que, même en effectuant des prélèvements sur 3 jours, 1 lion et 1 guépard n'ont pas pu être testés (car ne déféquant pas à l'intérieur). Dans la majorité des cas, les analyses ont donc été faites sur des groupes d'animaux, or, même si plusieurs prélèvements sont effectués pour un même groupe, la totalité des individus n'est pas représentée dans les analyses. Nous avons trouvé des éléments parasitaires sur 43 coproscopies qui concernent 39 espèces et 8 lames montraient un polyparasitisme sur 7 espèces. Sur 12 lames des éléments n'ont pu être identifiés et 4 lames sont douteuses pour Giardia sp. sans qu'il ait été possible de trancher malgré une coloration au lugol.

Nous précisons aussi que des kystes de Giardia sp. ont été trouvés chez 16 espèces différentes dont 2 espèces de rongeurs, 1 espèce de suidé, 1 espèce d'oiseau et chez 9 des 12 espèces de primates présentes dans le parc. Nous en avons aussi trouvé sur une coproscopie de groupe comprenant 3 espèces de psittacidés (ara ararauna, ara militaire, gris d'Afrique).

Il est important de souligner le fait que, même si nous avons toujours eu recours à la coloration au lugol pour confirmer la diagnose de kystes de Giardia sp., et que nous avons bénéficié de l'aide de la technicienne du laboratoire de parasitologie, nous ne pouvons donner un résultat fiable à 100%. En effet, la reconnaissance des kystes de Giardia sp. est parfois difficile, particulièrement si les kystes sont en petit nombre. De plus, leur morphologie et leur taille peuvent varier. Enfin nous avons trouvé très peu de bibliographie sur la description des kystes chez des espèces exotiques, bien que ce parasite soit décrit chez

100

nombre d'entre elles. TAHAS S. et DIAKOU A. (2013) montrent une photographie de lame présentant des kystes de Giardia sp. trouvés chez des maras (Dolichotis patagonum), cependant leur taille n'est pas donnée.

b. Deuxième série: août 2013

Les résultats sont présentés dans le tableau II. 90 coproscopies ont été réalisées sur 66 espèces, comprenant les hyènes tachetées (Crocuta crocuta) et les autruches (Struthio camelus) introduites après février 2013 sur le parc pédestre. Les selles des pélicans gris (Pelecanus rufescens) et blancs (Pelecanus onocrotalus) et des suricates (Suricata suricatta) n'ont pu être récupérées. En ce qui concerne les analyses individuelles, 2 guépards (Acinonyx jubatus), 1 lion (Panthera leo) et 1 tigre (Panthera tigris) n'ont pas pu être prélevés. 1% des analyses ont été faites sur 3 prélèvements, 81% des analyses ont été faites sur 2 prélèvements, 18% des analyses ont été faites sur un seul prélèvement. 17 lames étaient positives, ce qui concerne 19 espèces différentes. 6 lames étaient douteuses pour Giardia sp., nous les avons comptées comme négatives, le diagnostic ne pouvant être confirmé par des mesures ou par l'aide d'une personne expérimentée. Une lame montrait des éléments que nous n'avons pas pu identifier.

101

Tableau II: Résultats de la deuxième série

Espèce/individu/groupe Éléments parasitaires trouvés

Carnivores

Groupe des lions x Coccidies non sporulées P

P5 jeunes guépards P

Loutres

Pandas

Primates Strongles P

Mandrills (groupe et mâle castré) PP

Oiseaux

Larve de nématode P

Amazones haut

Flamants du Chili

Grand duc Larve de nématode PHerbivores

Chameaux Strongles xP

Chevaux StronglesÂnes Strongles P

Lapins Larves de nématodes xP

Août

Nombre d'éléments

Toxascaris sp,

Mâle tigre Altai Toxascaris sp.Toxocara sp.Giardia sp. xxx

Larves de nématodes de tailles variables (3 types différents

identifiés)xxx

Maki cattaGiardia sp.

Colobes (groupe des mâles castrés) Capillaria sp.

Aras araraunas, aras militaires, gris d'Afrique

Giardia sp. xx Larves de nématodes de tailles

variables (3 types différents identifiés)

xxx

Trichuris sp.xx

Maras Giardia sp.

c. Coproscopies sur la faune sauvage autochtone et les chiens des visiteurs

Les résultats des coproscopies positives sont présentés dans le tableau III.

Nous avons analysés 8 échantillons de selles des chiens des visiteurs prélevés dans le parc pédestre. Contre toute attente, aucune de ces coproscopies ne s'est révélée positive. Idem en ce qui concerne le prélèvement fait sur un chat haret du parc. 5 prélèvements de selles de lapins sauvages ont été faits à différents endroits du parc et tous étaient positifs: ont été trouvés des œufs des strongles, des oocystes d'Eimeria sp., des coccidies non sporulées et 2 types de larves différents qui n'ont pu être identifiés. Nous avons réalisé 3 coproscopies de petit rongeur (souris ou musaraigne probablement) dont 1 positive montrant des coccidies non sporulées. 2 coproscopies d'oiseaux d'espèces inconnues, dont les prélèvements ont été faits dans ou à proximité des volières du zoo, étaient toutes deux positives à Isospora sp. et l'une des deux présentait aussi des coccidies non sporulées. Enfin 5 coproscopies ont été faites sur des selles de carnivores sauvages (probablement des renards) et une sur des selles de loir, toutes négatives.

2) Présentation des résultats des questionnaires

11 parcs sur les 42 interrogés ont répondu à notre questionnaire. Nous allons présenter les résultats obtenus.

102

Tableau III: Résultats des coproscopies sur la faune sauvage et les chiens des visiteurs

Faune sauvage autochtone et chiens des visiteurs (août 2013)

Espèce/individu/groupe Oeuf/kyste de parasite

Petit rongeur 1 P

Lapin 1 xx

Eimeria sp. x Lapin 2 Strongles P Lapin 3 Larves de strongles P Lapin 4 Larves de strongles P

Lapin 5 x

Oiseau 1 xx

Isospora sp. xx Oiseau 2 Isospora sp. P

Canards x

Nombre d'éléments

Coccidies non sporulées

Strongles (œufs et larves)

Larves de strongles (2 types différents) Coccidies non

sporulées

Larves de strongles (3 types différents)

a. Circonstances de la réalisation d'une coproscopie

Contrairement à ce que nous imaginions, tous les parcs interrogés n'effectuent pas des coproscopies de routine, seuls 82% d'entre eux y ont recours. 72% font des coproscopies de contrôle après traitement pour évaluer l'efficacité des mesures mises en œuvre. 82% de ces zoos demandent une coproscopie avant l'arrivée d'un animal.

b. Techniques utilisées

Nous avons obtenu les chiffres suivants:• 64% des zoos interrogés font des étalements frais.• 27% utilisent une technique de sédimentation.• 100% ont recours à une technique de flottation.• 36% utilisent la méthode de Baermann.

On remarque que les solutés utilisés pour les coproscopies sont extrêmement variés d'un parc à l'autre:

• 45% utilisent du sulfate de zinc de densité 1,18.• 18% du sulfate de magnésium de densité 1,28.• 27% utilisent une solution d'eau salée de densité 1,18.• 9% du nitrate de sodium de densité 1,22. • 9% utilisent une solution sucrée saturée de densité 1,27.

c. Méthode de prélèvement

Seuls 36% des parcs effectuent des prélèvements sur 3 jours consécutifs. De plus, cela n'est fait en général que lorsque la première coproscopie est négative et que la suspicion de parasitisme est très forte. 9% font des prélèvements sur 2 jours consécutifs et 73% n'analysent qu'un seul prélèvement.

d. Recours à un laboratoire extérieur

Les vétérinaires de zoo font parfois appel à un laboratoire extérieur pour des coproscopies. Différentes circonstances nous ont été citées:

• Doute sur plusieurs résultats négatifs lors de symptômes cliniques évocateurs d'une parasitose.

• Besoin d'une confirmation de diagnostic.• Pré-transfert ou arrivée de nouveaux individus.• Période de quarantaine.• Résultat de laboratoire exigé par le zoo de destination avant un transfert.• Grands primates pour recherche ou suivi d'agents zoonosiques.• Analyse (annuelle ou bisannuelle) pour des « espèces sensibles ».• Recherche de parasites particuliers (nécessité de coloration spéciale pour leur mise en

évidence par exemple): Cryptosporidium sp., Giardia sp.,....• Pour avoir des résultats plus « fiables » (méthode de laboratoire plus sensible).• Quand les éléments trouvés par coproscopie au zoo sont difficiles à identifier ou quand le

103

vétérinaire n'est pas habitué à reconnaître les parasites affectant une espèce donnée.

Les demandes pour recherche parasitaire sur selles à un laboratoire ne reposent pas que sur les coproscopies, d'autres analyses peuvent être souhaitées:

• Coproculture.• Identification de larves.• Recherche PCR sur échantillons de selles.

36% des zoos interrogés font appel à un laboratoire humain, 73% à un laboratoire vétérinaire et 27% à une école vétérinaire.

e. Cas particulier de Giardia sp.

Seulement 55% des parcs recherchent des kystes de Giardia sp. lors d'une coproscopie et 45% utilisent du lugol pour mettre les kystes en évidence.

2 des 11 parcs interrogés ont diagnostiqué un ou plusieurs cas de giardiose dans les 5 années précédant l'envoi du questionnaire.

IV. Discussion

Nous avons identifié une partie de la faune parasitaire affectant les animaux du parc pédestre du Safari de Peaugres. Les deux techniques de flottation utilisées sont sensiblement différentes, l'une étant celle employée au laboratoire de parasitologie de l'École Nationale Vétérinaire de Lyon, l'autre étant celle utilisée par le vétérinaire au Safari de Peaugres. Cela nous a permis de comparer ces deux techniques et d'évaluer leurs limites communes et propres. Nous avons pu également nous rendre compte des difficultés inhérentes à la réalisation de telles analyses.

L'étude des résultats de nos coproscopies sur les animaux du zoo et des traitements antiparasitaires effectués par le vétérinaire du parc nous ont permis de réfléchir, entre autres, sur les vermifugations appliquées au Safari de Peaugres.

Enfin, notre enquête révèle des données intéressantes sur les modalités de réalisation des coproscopies dans des parcs zoologiques français.

Au cours de notre travail, nous avons été amenées à nous interroger sur les objectifs et l'organisation des vermifugations en zoo, réflexions que nous souhaitons présenter ici.

1) Choix de la technique et de la solution de coproscopie

Nous avons choisi d'utiliser une technique de flottation pour nos coproscopies, d'une part car elle permet le mise en évidence d'une grande variété d'éléments parasitaires, d'autre part car elle est non invasive et très employée en médecine vétérinaire et en parc zoologique. C'est une technique facile, économique et rapide comparée à la méthode de sédimentation, plus fastidieuse. La méthode de Baermann répond également à ces critères mais elle cible surtout les larves parasitaires, l'éventail d'investigation est donc plus réduit.

Par les questionnaires que nous avons envoyés (présentés plus loin), nous remarquons qu'une grande variété de solutions de flottation est utilisée en parc zoologique. Nous avons choisi de travailler avec une solution de sulfate de zinc de densité 1,36 lors de la première série pour les

104

raisons suivantes (RICHARD F., 2012):• Tout d'abord, elle permet une bonne détection des œufs de trématodes, tout comme

l'iodomercurate de potassium, ce que ne permettent pas les solutions de NaCl de densité 1,20, de saccharose de densité 1,26 et de sulfate de magnésium de densité 1,27.

• La sensibilité de détection des œufs de strongles est équivalente à celle des autres solutions citées.

• La sensibilité de détection des oocystes d'Eimeria sp. est inférieure à celle des solutions de saccharose ou de NaCl mais est tout de même bonne. On peut supposer qu'il en est de même pour les oocystes d'Isospora sp.. De plus la solution de NaCl a le gros inconvénient de cristalliser très rapidement sous la lamelle.Pour ces raisons, le sulfate de zinc semble être le soluté de choix. Il permet en effet une

bonne détection de tous les éléments parasitaires, dont les œufs de trématodes.Le sulfate de zinc pourrait faire des lames difficiles à lire car il favoriserait la présence de

nombreux débris d'après RICHARD F., 2012. Une étape de filtration efficace lors de la réalisation de la coproscopie et l'étalement du prélèvement une fois traité (si le dépôt est trop épais sous la lamelle après flottation) permettent de pallier efficacement ce problème.

La présence de bulles serait plus fréquemment observée avec le sulfate de magnésium ou de zinc qu'avec les autres solutions, ce qui peut beaucoup gêner la lecture. Il peut alors être nécessaire de réitérer l'opération pour obtenir une lame de coproscopie lisible.

D'après RICHARD F. (2012), on trouve moins de débris et de bulles pour une solution de sulfate de zinc de densité 1,44 mais les coccidies sont mieux détectées avec une solution de densité 1,36.

Le sulfate de zinc est peu coûteux (1,26€ pour 20 mL) et peu toxique pour l'environnement comparé au iodomercurate de potassium.

Les inconvénients cités nous ont semblé mineurs en comparaison des multiples avantages de cette solution.

2) Limites du protocole et difficultés rencontrées

a. Limites de la technique utilisée

Nous avons réalisé des coproscopies par flottation. Par cette méthode, nous ne pouvons bien sûr pas rechercher tous les parasites. Premièrement, nous recherchons des parasites internes et non les parasites externes. De plus, cette technique ne permet pas de détecter les larves de parasites tels que Dictyocaulus sp. ou Angiostrongylus sp. qui pourraient être identifiées par une coproscopie de Baermann. Enfin, certains parasites, autres que Giardia sp., dont la détection nécessite une coloration particulière ne sont pas recherchés ici. On peut citer l'exemple des cryptosporidies dont la recherche est facilitée par l'utilisation de saccharose lors de la préparation de la lame. Nous pouvons ajouter à cela le fait que notre expérience en matière d'identification d'éléments parasitaires reste limitée. Nous avons fait appel à l'aide d'une technicienne du laboratoire de parasitologie de l'École Vétérinaire de Lyon ainsi qu'à un de ces professeurs pour la première série. Malgré cela, de rares éléments n'ont pas pu être identifiés ce qui représente une limite pour notre étude.

Nous rappelons qu'une coproscopie négative ne signifie pas qu'il y a absence de parasite. Il faut aussi se méfier, dans le cas de résultats positifs, des contaminations des prélèvements par les helminthes présents dans le sol par exemple, ou des cas de faux parasitisme par prédation. C'est l'exemple des oocystes d'Eimeria sp. trouvés dans les selles des guépards, correspondant aux parasites portés par les lapins servant à les nourrir. Le faux parasitisme par coprophagie est aussi possible.

105

On peut de plus se demander si, pour une même technique, la sensibilité est la même pour des espèces émettant des quantités de fèces très différentes. Par exemple, aurons-nous la même sensibilité avec un prélèvement de 5g de fèces d'un saïmiri qu'avec un prélèvement de 5g de fèces sur une girafe? Dans ce dernier cas, le prélèvement est-il aussi « représentatif » et la coproscopie sera-t-elle aussi sensible que dans le premier cas? S'ajoute à cela le fait qu'il est souvent difficile de recueillir une quantité suffisante de selles pour les très petites espèces, particulièrement si elles ont accès à l'extérieur.

Nous pouvons souligner le fait que, dans un groupe, on considère que 20% des individus portent 80% des parasites (ELSHEIKHA H. et KHAN N., 2011), et les coproscopies de groupe ne permettent pas de détecter ces individus.

b. Difficultés rencontrées lors des coproscopies

Nous avons rencontré plusieurs difficultés au cours de nos analyses. Tout d'abord, certains prélèvements n'ont pu être étudiés car l'identification inscrite sur le gant était illisible. Cela a concerné 3 prélèvements sur la série de février. Il est arrivé que 2 coproscopies soient faites au lieu d'une lorsque les 3 prélèvements d'une série n'étaient pas récupérés en même temps au parc, ceci n'affectant en rien la fiabilité des résultats. Un point plus problématique est qu'il n'a pas toujours été possible d'obtenir trois prélèvements pour chaque individu ou chaque groupe, ce qui affecte la sensibilité de certaines analyses. Dans de rares cas, nous n'avons même eu aucun prélèvement (par exemple pour un des guépards qui ne défèque jamais dans sa loge).

Exceptionnellement, la lame était peu lisible à cause de la présence de nombreuses bulles, ou bien d'un dépôt trop épais. Lorsque la qualité de lecture en était trop affectée, la préparation était refaite. Enfin, en ce qui concerne la coproscopie sur selles de suricates (Suricata suricatta), il n'y avait que 2g de prélèvement au lieu des 5g nécessaires.

Nous précisons aussi que, bien que la majorité des prélèvements aient été effectués dans les loges bétonnées et régulièrement nettoyées, dans certains cas, les selles ont été ramassées dans les enclos extérieurs, ce qui favorise une contamination du prélèvement par le sol. C'est le cas des lynx (Lynx lynx carpathicus) qui ont un abri avec un sol en terre battue. Nous avons tenu compte de ce point lors des analyses.

De plus, il est arrivé que des prélèvements aient été faits plus tard que prévu, suite à des oublis, mais cela n'a fait que retarder certaines analyses sans les annuler.

En ce qui concerne la deuxième série, nous devons souligner que le liquide de flottation était moins dense que celui utilisé lors de la première, ce qui diminue significativement la probabilité de détecter par cette méthode des éléments parasitaires lourds comme les œufs de grande douve. Nous avons remarqué que les lames étaient généralement plus chargées que celles préparées avec la méthode de la série précédente, nous avions donc une moins bonne qualité de lecture.

Un élément important a été l'impossibilité de prendre des mesures et des photographies pour nous aider à l'identification. À cela s'ajoute le fait qu'il n'était pas non plus possible de demander à une technicienne qualifiée une confirmation de diagnose comme lors de la première série.

Divers solutés de flottation existent et ont tous leurs avantages et inconvénients. Le matériel disponible pour effectuer des coproscopies, et sa qualité, varient beaucoup d'un zoo à l'autre. Nous avons pu constater une meilleure qualité de lecture et probablement une meilleure sensibilité de la première méthode utilisée qui exige, nous devons le souligner, plus de matériel et de temps. Ainsi,

106

bien que les kits employés pour la deuxième série semblent offrir de moins bons résultats, ils demeurent un outil intéressant et d'usage simple, économique et rapide.

3) Analyse des résultats

Lors de nos analyses, aucun animal ne présentait de symptômes cliniques évoquant une parasitose massive. Des diarrhées modérées ont été observées de façon ponctuelle chez deux guépards (Acinonyx jubatus), certains atèles (Ateles geoffroyi) et mandrills (Mandrillus sphinx) et chez un chameau (Camelus bactrianus), mais sans autre symptôme associé. Ces diarrhées sont dues, dans certains cas, à d'autres pathologies concomitantes comme une gastrite chronique chez un des guépards dont les coproscopies sont négatives.

a. Première série

• Série d'octobre: Chez les membres des 4 espèces étudiées, aucun traitement antiparasitaire n'a été administré dans les 5 à 8 derniers mois. Malgré cela, on trouve globalement peu de parasites par les coproscopies. Les traitements ont été administrés à des posologies qui recoupent les données bibliographiques que nous avons trouvées.

• Série de janvier: nous avons détecté la présence de kystes de Giardia sp. chez les amazones à front bleu (Amazona aestiva), mais pas chez les autres psittacidés qui sont placés dans des enclos différents. Ce même parasite a été trouvé chez les saïmiris (Saimiri boliviensis), dépistés pendant la série d'octobre où nous n'en avions pas détecté: soit la contamination a eu lieu entre temps, soit le parasite était déjà présent mais n'a pas été trouvé. Nous avons trouvé une infestation par des Capillaria sp. et par des strongles chez les deux groupes de colobes (Colobus guereza) qui n'ont pas été vermifugés depuis 6 mois. Ceux-ci ne partagent pas les mêmes enclos intérieurs, néanmoins, des contacts sont possibles à travers la grille qui sépare les 2 loges, et la rigole d'évacuation ainsi que les parties extérieures sont communes, ce qui peut expliquer la similitude des résultats des deux groupes.Une infestation par des strongles a été trouvée chez les chevaux de Przewalski (Equus caballus przewalskii) malgré une vermifugation datant de moins de 6 semaines avec du fenbendazole à des doses respectant l'AMM de la spécialité équine Panacur pâte ND, soit 7,5mg/kg. Le traitement a été donné pendant 3 jours consécutifs. On peut suspecter alors soit une recontamination via la pâture, soit un réveil de larves en hypobiose, soit une inefficacité du traitement ou un échec de son administration. On précise au passage que, d'après notre bibliographie, la posologie recommandée pour les chevaux sauvages serait de 7,5 à 10mg/kg SID 5 jours (CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A., 2001), soit une durée et une dose supérieure à celles de l'AMM du produit équin. Ceci pourrait peut-être expliquer un échec du traitement.

• Série de février: des individus et groupes de 12 espèces différentes, parmi celles étudiées, n'ont pas été vermifugés depuis au moins un an, tandis que d'autres groupes, comme celui des guépards, subissent une vermifugation systématique toutes les 6 semaines.Nous remarquons que, malgré un traitement au fenbendazole datant de 6 semaines, certaines lames de guépards sont revenues positives pour Toxocara sp. On peut penser qu'il y a eu une

107

recontamination à partir d'un enclos, ou que le dernier traitement n'a pas été efficace. Cette dernière hypothèse est plausible, étant donné que la posologie appliquée de 22,5mg/kg SID PO pendant 2 jours, est inférieure à celle que nous avons trouvée dans la littérature: 50mg/kg SID PO pendant 5 jours (FOWLER M et MILLER E., 1999). De même, nous avons de nouveau trouvé des œufs de strongles chez les chevaux de Przewalski malgré une vermifugation effectuée quinze jours auparavant. On peut supposer là encore un échec dans l'administration du traitement ou un réveil d'hypobiose de larves parasitaires.Si nous comptons les traitements antiparasitaires appliqués par espèce, nous avons 51 traitements réalisés avec une posologie et une molécule donnée. Sur ces 51 traitements, 43 posologies sont en accord avec ce que nous avons trouvé dans la littérature, 8 sont plus basses que nos données, 6 ne correspondent pas à ce qui était visé par le vétérinaire. Pour 4 cas (2 individus et 2 groupes, correspondant à 4 espèces différentes), nous savons qu'il y a eu vermifugation mais nous n'avons pas pu retrouver la posologie dans le registre de soins.Les individus de 12 espèces n'ont pas été vermifugés dans l'année précédant les analyses d'après ce registre.Il est très important de préciser que notre bibliographie est loin d'être complète et qu'il est très difficile de trouver des posologies d'antiparasitaires spécifiques à une espèce donnée et visant un parasite précis car de telles données et les études permettant de les prouver sont rares voire inexistantes.

En étudiant les posologies appliquées et en faisant nos recherches, nous avons pu constater la difficulté de trouver des doses de vermifuge pour une espèce exotique. Pour une molécule antiparasitaire donnée, 12 fois seulement nous avons trouvé une posologie pour l'espèce donnée précisément, 24 fois la posologie était donnée pour la famille ou une espèce de la même famille de l'espèce d'intérêt, et 10 fois pour l'ordre auquel elle appartient ou pour une espèce du même ordre.5 fois nous nous sommes fiées à des données correspondant à des « clades », c'est à dire à des groupes d'espèces n'appartenant pas forcément à la même famille mais étant du même ordre (exemples: rapaces, pinnipèdes, singes du nouveau monde) .

En ce qui concerne le spectre d'action des molécules chez ces espèces, nous avons remarqué qu'il est rarement ou incomplètement précisé dans la littérature. Pourtant la posologie ne sera pas toujours la même selon le parasite visé. Par exemple, d'après UNWIN S. et al (2009), il faudra donner 20mg/kg de praziquantel en une fois à un primate pour détruire des cestodes mais 40mg/kg pour des trématodes.

A cause de ce manque de données, des molécules à large spectre sont donc utilisées pour les vermifugations de routine, tandis que le traitement peut être plus ciblé lors du diagnostic d'une parasitose donnée sur un individu ou un groupe d'individu.

De plus, étant donné que, excepté pour les guépards (Acinonyx jubatus), il y a 6 mois d'écart entre 2 vermifugations, même une posologie efficace sur le parasite visé n'empêcherait pas la recontamination par des formes de résistance présentes dans le milieu extérieur. Dans notre étude, une coproscopie positive ne signifie donc pas que le traitement précédent a été inefficace.

Nous avons pu remarquer que, dans la littérature, la posologie recommandée du pyrantel pour les carnivores est de 25-60mg/kg en une fois (FOWLER M., 1993). Ce dosage serait donc applicable pour un tigre (Panthera tigris). Or la dose recommandée pour le chat (Felis silvestris catus) est de 20 mg/kg en une fois. Selon le principe d'allométrie, la dose pour un félin de plus grande taille qu'un chat devrait être plus petite pour le même spectre d'action. Le calcul par approche allométrique fait à la partie III1 donne une posologie de 8mg/kg de pyrantel pour un tigre.

La même posologie de 25-60mg/kg est valable pour les canidés d'après FOWLER M. (1993), dont les lycaons (Lycaon pictus), alors que la posologie pour le chien (Canis lupus

108

familiaris) de même gabarit est de 5mg/kg: on a 2 doses très différentes.Nous notons aussi que dans la bibliographie, les posologies recommandées ont rarement leur

efficacité démontrée par une étude et peuvent beaucoup varier selon la source. Par exemple, pour un lama, GEURDENA T. et VAN HEMELRIJKB K. (2005) préconisent une injection sous-cutanée de 0,2mg/kg d'ivermectine alors que BURKHOLDER T et al (2004) recommandent 0,6mg/kg.

Il faut donc toujours considérer les données de la bibliographie avec un regard critique. Par exemple, l'ivermectine pour les équidés est recommandée à 200mg/kg, au lieu de 200µg/kg, par FOWLER M. et MILLER E. (2003) (ce qui est peut-être une erreur de frappe).

La réalisation d'une coproscopie dans les jours suivant l'administration d'un traitement antiparasitaire pourrait aider à évaluer l'efficacité de ce dernier.

Nous avons remarqué que sur l'année 2012, globalement toutes les espèces étaient vermifugées 2 fois par an à 6 mois d'intervalle, pour la plupart sans coproscopie préalable. Seuls les guépards sont vermifugés toutes les 6 à 8 semaines systématiquement, car cette espèce serait très sensible aux parasitoses digestives d'après le vétérinaire du zoo. En 2012 (seule année complète pour laquelle nous avons les données des vermifugations), 13 espèces n'ont reçu aucune vermifugation dont 10 espèces d'oiseaux pour lesquelles nous n'avons pas trouvé de cas de maladie parasitaire identifiée dans les registres de soins du parc.

Le protocole général de vermifugation du parc ne viserait donc pas à éradiquer les parasites présents mais à contrôler la charge parasitaire et à éviter des manifestations cliniques, tout en préservant un bruit de fond parasitaire qui pourrait maintenir un certain niveau d'immunité. Cela n'est pas valable pour les parasites ayant des conséquences cliniques sévères; dans ce cas, l'éradication est visée.

b. Deuxième série

Les séries de février et d'août ne peuvent pas être comparées en matière de chiffres et de résultats, en grande partie à cause du fait que les techniques employées et les densités des solutés diffèrent. Néanmoins, nous avons pu tirer quelques informations de la mise en parallèle de ces deux études.

Sur les 64 espèces testées en février et en août, nous avons retrouvé dans les analyses d'août les mêmes parasites qu'en février chez 9 espèces et 7 espèces présentaient 1 nouveau parasite en août qui n'avait pas été trouvé en février. Ce dernier chiffre est à relativiser: nous avons considéré comme « nouveau parasite » les larves trouvées sur 5 des 6 lames concernées, or il est possible que ces larves soient issues d'une contamination du prélèvement. Les œufs de Toxascaris sp. trouvés chez un mâle tigre n'avaient pas été identifiés en février. Parmi ces 9 espèces, 4 n'avaient pas été vermifugées depuis 6 mois, 3 depuis 5 mois, 1 depuis 2 mois et 1 n'avait jamais été vermifugée. Or les parasites trouvés étaient: Toxocara sp., Toxascaris sp., Giardia sp., Capillaria sp., strongles (sur équidés) et Trichuris sp.. Ceux-ci ont tous une période prépatente inférieure à la durée qui sépare leur identification du dernier traitement antiparasitaire. Il est donc difficile de savoir si le traitement administré a été efficace ou non, car il est possible que les animaux se soient recontaminés depuis le traitement à partir d'éléments infestants présents dans le milieu extérieur.

Nous avons analysé les vermifugations les plus récentes faites sur ces espèces: pour 10 groupes le traitement a été fait sans que la dose soit précisée dans le registre de soins. 7 groupes n'ont pas reçu de vermifugation depuis au moins 18 mois. 8 groupes et un individu d'espèces différentes n'ont pas été vermifugés depuis la dernière série de coproscopies en février 2013. 57

109

espèces ont été traitées au moins une fois entre février et août 2013 (il n'y a pas de comparaison possible des résultats des 2 séries de coproscopies car celles-ci ont été faites avec des méthodes différentes et à des saisons différentes, cependant nous avons préféré préciser ce dernier élément).

En analysant les posologies des traitements appliqués nous avons noté que 31 d'entre elles correspondent à ce que nous avons trouvé dans la littérature, 12 sont inférieures à nos données et 8 sont supérieures. Pour 2 groupes, la dose administrée correspond à la littérature mais la durée de traitement est trop courte. Pour 2 espèces la posologie appliquée est décrite mais la dose est inférieure à celle nécessaire pour éliminer le parasite visé (Giardia sp. chez les maras et capybaras).Nous ne pouvons pas donner le nombre de posologies qui ne correspondent pas à ce qui était visé par le vétérinaire car nous n'en avons pas discuté avec lui pour cette série.

Tous ces chiffres sont à relativiser car, nous le rappelons, nous avons utilisé pour référence nos données bibliographiques qui ne sont pas exhaustives.

Nous voyons que le nombre de sous-dosages par rapport à ces données, n'est pas négligeable, ce qui peut favoriser l'apparition de résistances.

Des surdosages conséquents ont été notés pour 5 espèces de psittacidés. Par exemple, des amazones à front bleu ont reçu 220mg/kg de fenbendazole au lieu de 20 à 50mg/kg (CARPENTER J., 2012). Il est toutefois possible que la dose marquée dans le cahier des soins soit erronée et qu'il n'y ait pas eu de surdosage.

En mars 2013 nous avons noté l'utilisation d'une nouvelle spécialité pour la vermifugation des primates: le Fluvermal ND (flubendazole). Ce médicament de médecine humaine a une posologie très « souple » (même dose pour un enfant et pour un adulte d'après la notice) et une grande marge thérapeutique. L'avantage de ces spécialités humaines prévues pour les enfants est le caractère appétant du médicament qui peut parfois éviter le tri par les animaux.

Pour 20 espèces, les deux dernières vermifugations ont été faites avec la même molécule et pour 10 espèces, les deux dernières vermifugations mettent en jeu des molécules différentes mais de la même famille (exemple : fenbendazole-albendazole pour les primates). Ceci peut aussi favoriser les résistances et rendre alors ces molécules inutilisables. Nous remarquons néanmoins que, en ce qui concerne les guépards qui sont traités toutes les 6 à 8 semaines, il y a une bonne alternance de molécules antiparasitaires appartenant à des familles différentes, ce qui est un bon point étant donnée la fréquence des traitements.

Il est facile de constater qu'il n'y a pas d'alternance des molécules, mais il faut garder à l'esprit que changer de molécule signifie trouver la posologie adaptée, qui n'est pas toujours disponible dans la bibliographie, et trouver une galénique qui permette l'administration à l'espèce ciblée, ce qui peut être compliqué pour les espèces de très petit ou de très grand gabarit.

c. Remarques sur les deux séries

Dans les différentes séries de coproscopies effectuées (octobre 2012, février et août 2013), nous n'avons pas trouvé de kystes de Giardia sp. chez les guépards (Acinonyx jubatus), les lynx (Lynx lynx carpathicus) et les otaries (Zalophus californianus). Pourtant, ces individus avaient présenté une giardiose clinique (diarrhée) en juillet 2011. Ils avaient alors été traités avec du fenbendazole PO à 50mg/kg pendant 7 jours, deux fois à 15 jours d'intervalle. Bien qu'une coproscopie négative ne puisse pas permettre de conclure à une absence de parasite, il est probable que le traitement instauré ait été efficace.

En ce qui concerne les enclos polyspécifiques, nous avons mis en évidence la présence de kystes de Giardia sp. chez des maras (Dolichotis patagonum), que nous n'avons pas trouvés chez

110

les tapirs (Tapirus terrestris), ni chez les capybaras (Hydrochoerus hydrochaeris) ou le nandou (Rhea americana) qui partagent le même enclos. On peut se demander alors si cet assemblage de Giardia sp. est spécifique des maras, ou si les autres espèces sont aussi infestées sans que nous ayons pu le mettre en évidence. Nous avons trouvé des œufs de strongles dans les selles des chameaux et chevaux qui sont dans le même enclos, il nous est toutefois impossible de dire s'il s'agit de la même espèce de strongle chez les deux espèces hôtes.

Nous n'avons pas trouvé d'œufs de trématodes ou de cestodes, or pour la majorité des parasites de ces classes on a un cycle hétéroxène qui exige la présence d'un ou de plusieurs hôtes intermédiaires. On peut se demander si ce critère défavorise la présence de ce type de parasite, le cycle hétéroxène nécessitant l'intervention de plusieurs hôtes différents, en comparaison avec un cycle monoxène qui permet une contamination directe à partir d'éléments parasitaires présents dans le milieu.

Nous avons voulu comparer nos résultats avec ceux présentés dans la thèse de BANDIN A. (2004). Des coproscopies par flottation avec une solution d'iodomercurate de densité 1,44 ont été effectuées à Peaugres en 2003 pour cette étude qui a révélé la présence de coccidies, de strongles et de Toxocara vitulorum chez les wallabies (Macropus rufogriseus), la présence de Toxocara cati et de Toxascaris leonina chez les lions (Panthera leo) et la présence de Paramphistomum sp., Dicrocoelium sp., strongles, Capillaria sp., Trichuris sp. chez les girafes (Giraffa camelopardalis rothschildi). Les coproscopies effectuées sur les selles des suricates (Suricata suricatta) étaient toutes négatives.

Nous n'avons pas trouvé une telle variété de parasites chez ces mêmes espèces lors de notre travail. Nos coproscopies sur les wallabies étaient négatives, de même que celles faites sur les girafes. En revanche nous avons nous aussi trouvé des œufs de Toxascaris leonina dans les selles des lions, mais pas d'œuf de Toxocara cati. Des œufs de Capillaria sp. ont été trouvés sur des coproscopies de suricates, mais il est possible que le prélèvement ait été contaminé (2 œufs seulement sur la lame).

Bien que la technique de coproscopie que nous avons utilisée diffère peu de celle employée lors de cette thèse, nous n'avons pas employé le même soluté de flottation et nous n'avons fait que deux séries de coproscopies contre sept dans cette référence. Nous pouvons donc seulement conclure à une persistance du parasitisme des lions par Toxascaris leonina malgré les traitements mis en œuvre. En revanche, nous ne pouvons pas affirmer que les parasites trouvés chez les wallabies et les girafes en 2004 ont aujourd'hui disparu car, nous le rappelons, une coproscopie négative n'est pas synonyme d'absence de parasite. Ces données doivent être interprétées avec une certaine réserve car, depuis 2004, les caractéristiques des enclos, les contacts avec d'autres espèces et les individus eux-mêmes ont pu changer.

d. Coproscopies sur la faune sauvage et les chiens des visiteurs

Malgré le fait que nous n'ayons pas trouvé d'éléments parasitaires dans les selles des chiens des visiteurs analysées, nous ne pouvons exclure le fait qu'ils puissent introduire des parasites pouvant contaminer les individus du parc, particulièrement les canidés. La même conclusion est valable pour les carnivores « sauvages » (chats, renards,...) errant sur le parc dont les coproscopies étaient négatives. Nous avons vu que les lapins sauvages du parc sont porteurs de strongles et d'Eimeria sp. dont nous n'avons pas pu identifier les espèces; nous ne pouvons donc pas affirmer que ces parasites peuvent contaminer certains individus du parc, mais nous ne pouvons pas l'exclure. Nous pouvons penser que cette population peut servir de vecteur et de réservoir pour des parasites qui pourraient infester les animaux du zoo. La même réflexion est valable pour les petits rongeurs et les oiseaux sauvages dont les selles prélevées à l'intérieur même des enclos, ont révélé

111

la présence de coccidies.

4) Analyse des résultats de l'enquête

Nous avons remarqué grâce aux réponses à notre questionnaire que tous les parcs interrogés n'effectuent pas de coproscopies de routine. Réaliser des coproscopies uniquement sur suspicion clinique permet une économie de temps conséquente. En effet, la réalisation de ces analyses de routine pour toutes les espèces d'un parc zoologique représente un « budget temps » important. Cependant, cela peut aussi permettre une détection précoce de parasites avant que la charge ne devienne pathogène. De plus, cela apporte une connaissance de « la faune parasitaire » présente dans le parc par espèce.

72% font des coproscopies de contrôle après traitement pour évaluer leur efficacité. Nous pouvons alors supposer que les vétérinaires de ces zoos réadaptent ces traitements si nécessaire jusqu'à obtenir une bonne efficacité, ce qui pourrait limiter les sous-dosages et l'apparition de résistances.

De plus, 8 parcs sur 10 demandent une coproscopie avant l'arrivée d'un animal ce qui est un élément de prophylaxie important et peut permettre d'éviter ou de limiter l'introduction de parasites.

Les techniques utilisées quant à elles sont variées et changent avec le parc. Certains zoos en associent plusieurs pour analyser un même prélèvement. Par exemple, des vétérinaires utilisent à la fois des coproscopies par flottation et la technique de Baermann systématiquement.

Diverses méthodes d'analyse de selles sont employées. Parmi elles, la coproscopie par flottation est la plus usitée.

5 solutés différents ont été mentionnés, le plus utilisé étant le sulfate de zinc de densité 1,18. D'après RICHARD F. (2012), et comme nous l'avons évoqué précédemment, le choix de la solution conditionne la sensibilité du résultat de la coproscopie, ceci en fonction des éléments recherchés. Il aurait été intéressant de savoir sur quelles bases les vétérinaires choisissaient ce soluté.

Pour ce qui est des méthodes de collecte des échantillons de selles, seuls 36% des parcs effectuent des prélèvements sur 3 jours consécutifs, et ce de manière non systématique pour la majorité d'entre eux. La plupart des vétérinaires de zoos n'en demandent qu'un. Or nous savons que la multiplication des prélèvements améliore la sensibilité de la coproscopie. Il nous semblerait donc intéressant d'augmenter le nombre d'échantillons de selles analysés, que ce soit lors de coproscopies de routine ou lors d'une recherche de parasitose en cas de suspicion clinique. Ceci permettrait de diminuer le nombre de faux négatifs. Cependant, l'organisation de prélèvements sur 3 jours est parfois compliquée, ce qui peut expliquer que ce ne soit fait que dans certains cas particuliers.

Il arrive que les vétérinaires de zoos fassent appel à un laboratoire extérieur pour des coproscopies pour diverses raisons. Or, lors de nos stages, nous avons pu constater que tous les parcs n'étaient pas toujours bien équipés pour faire ces analyses ce qui, avec le manque d'habitude de lecture de coproscopies, est un motif pouvant inciter à avoir recours à un laboratoire. Le choix de ce dernier dépend de l'élément recherché et donc de l'équipement et de la compétence de la structure médicale. Les laboratoires vétérinaires semblent être les plus sollicités.

Les réponses concernant la détection de Giardia sp. montrent que ce parasite est peu recherché en routine. Ceci pourrait s'expliquer par le fait que la reconnaissance des kystes est souvent délicate sur une coproscopie simple et qu'il est parfois difficile d'obtenir un résultat fiable, particulièrement sans aide de la coloration au lugol. Le recours à des tests ELISA ou à une PCR est parfois nécessaire. Nous pouvons alors supposer que la prévalence de ce parasite est sous-évaluée

112

en parc zoologique, malgré son caractère zoonosique.

Nous avons vu qu'il existe un grand nombre de situations pour lesquelles les parcs zoologiques français ont recours à une analyse coproscopique. Les méthodes de prélèvement et les techniques semblent varier beaucoup selon les zoos, de même que les raisons motivant ce type d'analyse.

5) Objectifs et organisation des vermifugations en parc zoologique

a. Les objectifs de la vermifugation en parc zoologique

En ce qui concerne les plans de prophylaxie médicale antiparasitaire utilisés en parc zoologique, nous devons nous placer dans l'optique de la gestion d'un zoo qui est différente de celle d'un élevage, ou d'un animal appartenant à un particulier. L'objectif est de maintenir des animaux en bonne santé, et parfois de permettre leur reproduction. Il n'est pas question de productivité comme pour un élevage de bovins laitiers par exemple, où une charge parasitaire trop grande sur des animaux, pourtant asymptomatiques, peut influer négativement sur la production, ce qui doit être corrigé afin d'optimiser cette dernière.

Pour ce qui est des animaux de compagnie, là encore la question est différente. Bien que l'objectif soit là aussi de maintenir l'animal an bonne santé, la vermifugation bisannuelle ou trimestrielle recommandée, et le traitement mensuel des ectoparasites conseillé, sont plus facilement applicables. Ils font appel à des spécialités et à des posologies adaptées dont l'efficacité est documentée. De plus, le contact rapproché de l'animal avec ses propriétaires et possiblement avec des enfants incite à traiter pour prévenir le risque zoonosique de certains parasites.

Nous remarquons que l'absence totale de parasite n'est pas toujours bénéfique. Une charge parasitaire modérée et contrôlée permet parfois de maintenir un niveau d'immunité que l'on ne trouve pas chez des individus naïfs qui sont alors très sensibles et plus susceptibles de développer une forme clinique plus ou moins grave. Cela est décrit pour certains parasites comme les strongles intestinaux de type Ostertagia sp. ou Haemonchus sp. pour lesquels la présence du parasite en faible effectif diminuerait la ponte parasitaire, ralentirait le développement des larves et limiterait la colonisation par de nouveaux parasites (BOURGOIN G., 2011). Cette immunité locale ne perdure qu'en cas de contacts fréquents avec ces strongles. Dans ce cas, l'éradication du parasite n'est pas l'objectif. Ce raisonnement peut être applicable en parc zoologique pour certaines espèces de parasites si leur impact clinique est faible et si cette immunité relative est possible, d'autant plus que nous ne sommes pas dans un cadre productiviste.

Parmi les parasites que nous avons trouvés, aucun n'est un agent de zoonose grave et, durant la période de notre étude, deux cas de mortalité dus à des parasitoses ont été répertoriés: un cas de trichurose chez un chameau de Bactriane et un cas de coccidiose chez une jeune chèvre naine. Il ne semble pas justifié de viser l'éradication totale de ces parasites. Les vermifugations effectuées auraient pour but de contrôler la population parasitaire du parc, et une surveillance clinique accrue pourrait permettre d'éviter des cas de mortalité sur des animaux malades détectés trop tardivement. De plus il semble impossible d'éliminer les éléments parasitaires présents dans l'environnement dont la majorité peuvent survivre un à deux ans dans le milieu extérieur. L'éradication totale d'un parasite paraît donc illusoire dans une grande partie des cas.

Nos coproscopies ont révélé la présence d'une certaine variété de parasites sur un nombre relativement important d'individus lors de la première série. Néanmoins, les cas cliniques restent

113

rares. La présence d'une population parasitaire modérément importante au sein d'un parc n'est donc pas problématique par essence, elle doit être considérée en parallèle de l'impact clinique sur les animaux du zoo et de leur potentiel zoonosique. La surveillance et le contrôle de cette population correspondent à la situation la plus fréquente en parc. Ils doivent être rigoureux, d'autant plus en période de stress ou lors de maladie concomitante, car une infestation parasitaire asymptomatique peut devenir clinique dans ce contexte.

En revanche, lorsque le parasite cause des symptômes graves, voire des cas de mortalité, son éradication devient l'objectif. Il en est de même s'il s'agit d'un agent de zoonose grave. Le traitement médical est alors couplé à la recherche et au contrôle de la source de contamination, ainsi qu'à d'autres mesures de prophylaxie permettant entre autres de limiter l'extension de l'infestation. Ceci n'est heureusement pas le cas général en zoo.

Un troisième cas est celui de parasites présents mais dont l'impact clinique est trop faible pour que des traitements soient requis. On peut citer en exemple les pulicoses sur les grands félins, non traitées « en routine ».

Enfin, une dernière situation met en scène un parasite pour lequel il n'existe pas de traitement réellement efficace, ou lorsque le traitement n'est pas réalisable. C'est l'exemple de la cryptosporidiose, pour laquelle la prophylaxie sanitaire est un point de contrôle clé.

Dans tous les cas, l'impact sur l'environnement et sur la faune sauvage autochtone ainsi que le coût des vermifugations et, plus généralement, des mesures de prophylaxie requises doivent aussi être considérés. L'hôte, le parasite et l'environnement constituent un système dynamique et complexe. Leurs interactions varient selon les espèces (hôte et parasite) et l'écosystème, elles doivent être investiguées au cas par cas pour adapter au mieux les mesures de gestion du parasitisme.

b. Organisation des vermifugations en zoo

Nous avons remarqué en étudiant les différentes vermifugations effectuées sur les espèces du parc que la fréquence des traitements varie beaucoup selon l'espèce. En effet, certaines d'entre elles n'ont pas été traitées dans les 18 derniers mois tandis que d'autres le sont régulièrement toutes les 6 semaines. Il est possible que certaines espèces soient considérées comme plus sensibles que d'autres, ce qui expliquerait une surveillance parasitaire accrue pour ces individus et des traitements plus rapprochés. Néanmoins des traitements trop fréquents favorisent l'émergence de résistances qui seraient difficiles à contourner une fois apparues.

La réalisation de coproscopies (flottation mais aussi sédimentation ou méthode de Baermann) régulières avant l'administration du vermifuge pourrait autoriser l'espacement des traitements pour ces individus en cas de résultat négatif. La recherche de parasites par d'autres méthodes, comme des PCR sur selles par exemple, est aussi possible et permettrait d'étendre le champ d'investigation et la sensibilité de détection. Cependant le coût de telles analyses est un frein à leur emploi en routine, elles ne sont donc en général utilisées que dans des situations particulières. La fréquence des examens et le besoin d'appliquer ou non des traitements de routine sont à déterminer au cas par cas, selon les animaux concernés et les parasites impliqués.

On peut aussi supposer que l'administration parfois difficile de certains traitements peut expliquer leur fréquence plus faible pour certaines espèces. De plus, pour des individus n'ayant pas reçu de traitement depuis plus d'un an, nous n'avons pas trouvé de parasites lors de nos analyses et aucun cas de maladie n'a été constaté pendant la durée de nos travaux. Toutefois, cela ne signifie

114

pas qu'il faille négliger la surveillance parasitaire et clinique de ces animaux et la réalisation de coproscopies une à deux fois par an au minimum sur la totalité des individus du parc nous semble intéressante. En effet, cela permet de connaître la « faune parasitaire » locale par espèce et de pouvoir orienter le choix des molécules et des posologies. La décision de traiter ou non dépend en grande partie de l'impact clinique de la parasitose.

Au Safari de Peaugres, il est d'ailleurs prévu la réalisation de coproscopies régulières, plus ou moins fréquemment selon la sensibilité estimée des espèces aux maladies parasitaires internes, pour éviter les vermifugations systématiques à l'aveugle autant que possible. Cela permettrait d'adapter les traitements, de les cibler, de diminuer leur fréquence et donc d'économiser des médicaments et d'éviter de favoriser l'apparition de résistances. Cela rendrait aussi possible la détection d'éventuelles « périodes critiques » où les charges parasitaires sont plus importantes par exemple. La réalisation de coproscopies après un traitement pour évaluer son efficacité est aussi un point très intéressant. Pour ces avantages, ce type de protocole de prophylaxie devrait, d'après nous, être favorisé, mais nous devons prendre en compte le « budget temps » non négligeable que cela représente. Cela nécessite également un équipement matériel et une certaine expérience de lecture de coproscopies. Il semblerait que, pour ces raisons, les vermifugations systématiques à l'aveugle soient encore la règle en parc zoologique.

Le suivi des traitements effectués a aussi toute son importance. Pour notre étude nous avons pris en compte les données inscrites dans le registre de soins ainsi que les ordonnances éditées. Il arrive que la dose administrée n'y soit pas précisée. Il en est de même pour la voie et le succès d'administration. Ce dernier doit être précisé, particulièrement en cas de tri par les animaux des médicaments à administration orale (cas des primates principalement, mais aussi d'autres espèces). Ces manques dans les données constituent un biais pour notre étude. Ces informations sont importantes, particulièrement la posologie administrée si on a un cas d'échec du traitement ou de toxicité. Elles le sont aussi en cas de réussite du traitement, attestée par une coproscopie de contrôle après vermifugation, car cela permet de connaître un traitement efficace et sûr qui pourra être répété. Enfin le suivi des traitements déjà administrés est essentiel pour permettre l'alternance des molécules utilisées qui limite l'émergence de résistances.

Nous précisons qu'il ne faut pas négliger l'importance de la prophylaxie sanitaire car une prophylaxie médicale seule ne peut permettre une gestion efficace du parasitisme. De plus, il n'existe pas de « plan de prophylaxie médicale et sanitaire type » car celui-ci doit être adapté au cas par cas et réajusté régulièrement. En effet chaque zoo a une structure et une organisation propre. Les préoccupations liées au parasitisme varient aussi d'un parc à l'autre. Certains auront des infestations graves et persistantes sur une espèce donnée que n'auront pas d'autres zoos détenant la même espèce. Bien qu'il existe des recommandations communes, chaque parc doit établir son plan de prophylaxie propre, évaluer son efficacité et le réadapter régulièrement si nécessaire. Les cycles et les caractéristiques biologiques des différentes espèces de parasites impliquées doivent être connus pour adapter ce plan en conséquence. Comme nous l'avons vu, il existe beaucoup de facteurs de risque favorisant le parasitisme et certains ne peuvent être contrôlés. L'administration de traitements antiparasitaires à des animaux de zoo a aussi de nombreuses limites. Ainsi, le plan de prophylaxie ne peut avoir une efficacité parfaite, mais sa mise en place rigoureuse peut permettre d'assurer un certain contrôle du parasitisme au sein d'un zoo et d'en modérer les conséquences délétères. Ceci ne peut se faire évidemment sans un suivi clinique minutieux des animaux et une bonne gestion zootechnique assurant leur santé.

115

116

CONCLUSION117

BIBLIOGRAPHIE

Nous allons présenter la bibliographie en trois parties. Dans la première nous citons les publications utilisées, dans la seconde les sites internet auxquels nous avons eu recours, enfin nous donnons une liste de documents internes à des réseaux de parcs zoologiques et de cours auxquels nous nous sommes référés.

Publications:

ACOSTA L., LEÓN-QUINTO T., BORNAY-LLINARESA F., SIMÓNC M., ESTEBAND J. (2011)Helminth parasites in faecal samples from the endangered Iberian lynx (Lynx pardinus)Veterinary Parasitology 179,175–179

ALERTE V. (2008)Prevalence de Toxoplasma gondii sur les animaux d'un parc zoologique (Amneville) : séroprevalence et isolement du parasite.Thèse de doctorat vétérinaire, Université Paul Sabatier, Toulouse, 130p.

ANDERSON K., BROOKS A, MORRISON A., REID-SMITH R., MARTIN S., BENN D., PEREGRINE A. (2004)Impact of giardia vaccination on asymptomatic giardia infections in dogs at a research facility.The Canadian Veterinary Journal, 45, (11), 924-930

ANDERSON R. (2000)Nematode parasites of vertebrates. Their development and transmission, 2ème édition.CABI, New York, 650p

ANDERSON R., CHABAUD A., WILLMOTT S. (2009)Keys to the nematode parasites of vertebrates archival volume, première éditionCABI, Londres, 480p

ANDRE J-P. (2005)Guide pratique des maladies des oiseaux de cage et de volière. Éditions Med'Com, Paris, 256p

ANTUNES R., SIMÕES D., NAKAMURA A., MEIRELES M. (2008) Natural Infection with Cryptosporidium galli in Canaries (Serinus canaria), in a Cockatiel (Nymphicus hollandicus), and in Lesser Seed-Finches (Oryzoborus angolensis) from Brazil.Avian Diseases, 52,(4),702-705.

APERY S. (2012)La capillariose hépatique dans quatre parcs zoologiques en France. Thèse de doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine, Créteil, 104p.

ATKINSON C., THOMAS N., HUNTER D. (2009)Parasitic Diseases of Wild Birds Wiley-Blackwell, Iowa, 598p

118

BANDIN A. (2004)Étude comparative de l'infestation parasitaire de cinq espèces mammifères en parc animalier. Thèse de doctorat vétérinaire, Université Claude Bernard, Lyon, 144p

BARTOSIK J., GÓRSKI P. (2010) The intestinal parasites of the selected mammal species, living in zoological gardens and wild animal parks.Roczniki Naukowe Polskiego Towarzystwa Zootechnicznego, 6,(3),143-150

BASUALDO J., CLARMELA M., SARMIENTO P., MINVIELLE M. (2000)Biological activity of Paecilomyces genus against Toxocara canis eggs.Parasitology research 86, 854-859

BEAVER P. (1962)Toxocarosis (visceral larva migrans) in relation to tropical eosinophilia. Bulletin de la Société de Pathologie Exotique 55, 555-576

BERTELSEN F., MEYLAND-SMITH F., WILLESEN J., JEFFERIES R., MORGAN E., MONRAD J. (2010) Diversity and prevalence of metastrongyloid nematodes infecting the red panda (Ailurus fulgens) in European zoos.Veterinary Parasitology, 172, 299-304

BEUGNET F., POLLACK B., DANG H. (2004)Atlas de coproscopieEditions Kalianxis, 277p

BISSERU B., WOODRUFF A., HUTCHINSON R. (1966)Infection with adult Toxocara canisBritish Medical Journal, 1,(5503), 1583-1584.

BJORK K, AVERBECK G, STROMBERG B (2000)Parasites and parasite stages of free-ranging wild lions (Panthera leo) of northern TanzaniaJournal of Zoo and Wildlife Medicine 31,(1), 56-61

BORAY J., CHARLES J., VAUGHAN J. (1997)Fasciola hepatica infection in farmed emus (Dromaius novaehollandiae).Australian Veterinary Journal 75,(11), 811-813.

BORJI H., EMAMI M., MALEKI M., RAZMI G., KAZEMI MEHRJERDI H., MOGHADDAS E. (2012)Alveolar Echinococcosis Infection in a Monkey (Ateles geoffroyi) in Mashhad, Iran.Iran Journal Public Health, 41,(2),111–116.

BOURNE D. (2009)Review of diseases in snow leopards (Uncia uncia).Proceedings of the International Conference on Diseases of zoo and wild animals p.169-180

119

BOUSQUET-MELOU A. (1995)Extrapolations de posologies, approche allométrique. Thèse de doctorat vétérinaire, Université, Paul Sabatier, Toulouse, 123p.

BURKHOLDER T., JENSEN J., CHEN H., JUNKINS K., CHATFIELD J., BOOTHE D.(2004)Plasma evaluation for ivermectin in llamas (Lama glama) after standard subcutaneous dosing.Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 35,(3), 395-396.

CACCIO S., RYAN U. (2008) Molecular epidemiology of giardiasis.Molecular & Biochemical Parasitology 160,(2), 75–80.

CAFRUNE M. , MARI´R., RIGALT F., ROMERO S., AGUIRRE D. (2009)Lamanema chavezi (Nematoda: Molineidae): Epidemiological data of the infection in South American camelids of Northwest Argentina Veterinary Parasitology 166, 321–325.

CALMEJANE A. (2003)Intérêt du pâturage mixte entre ovins et bovins dans la gestion du parasitisme digestif en agriculture biologique.Thèse de doctorat vétérinaire, Université Paul Sabatier, Toulouse, 91p.

CARPENTER J. (2012)Exotic animal formulary, 4ème édition.Elsevier Saunders, St Louis, 744p.

CASTRIC C. (2002)Mise au point sur le diagnostic et le traitement de la dirofilariose cardiopulmonaire et de l’angiostrongylose caninesThèse de doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine, Créteil, 86p.

CENDRA C. (2012)Extrapolation des doses inter-espèces : exemple des antiparasitaires digestifs utilisés chez les felidés sauvages.Thèse de doctorat en pharmacie, Université Paris-sud, Faculté de Pharmacie de Chatenay-malabry, 121p.

CHAMPION M. (2007)Le cacatoès rosalbin, Eolophus roseicapillus, en captivité. Biologie, maintien en captivité, élevage, pathologie principale. Thèse de doctorat vétérinaire, Université Paul Sabatier, Toulouse, 235p.

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A. (2001)Helminths of wildlife. CABI, 672p.

120

CONN D., WEAVER J., TAMANG L., GRACZYK T. (2007)Synanthropic flies as vectors of cryptosporidium and giardia among livestock and wildlife in a multispecies agricultural complex.Vector-born and zoonotic diseases 7, 643-651.

COOPER J. (2002)Birds of prey: health and disease. 3ème édition.Blackwell science, Oxford, 384p.

CRANFIELD M., GRACZYK T., BEALL F., IALEGGIO D., SHAW M., SKJOLDAGER M. (1994) Subclinical avian malaria infections in African black-footed penguins (Spheniscus demersus) and induction of parasite recrudescence. Journal of Wildlife Diseases, 30,(3),372-6.

DA SILVA A., CACCIÒ S., WILLIAMS C., WON K., NACEA E., WHITTIER C., PIENIAZEK N., EBERHARD M. (2003)Molecular and morphologic characterization of a Cryptosporidium genotype identified in lemurs Veterinary Parasitology 111,(4),297–307.

DECOCK C. (2002)Essai de traitement de la giardiose canine par le fébantel, le fenbendazole, l'oxfendazole et le métronidazole.Thèse de doctorat vétérinaire, Université Paul Sabatier, Toulouse, 82p

DEEM S., EMMONS L. (2005)Exposure of free-ranging maned wolves (Chrysocyon brachyurus) to infectious and parasitic disease agents in the Noël kempff mercado national park, Bolivia.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 36,(2), 192-197.

DELAHAY R., SMITH G., HUTCHINGS M. (2009)Management of disease in wild mammals. Springer, Berlin, 300p.

DELGADO E., FONSECA I., FAZENDEIRO I., MATOS O., ANTUNES F., CUNHA M. (2003)Cryptosporidium sp. in ruminants at the Lisbon zoo.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 34,(4), 352-356.

DEPAOLIA A., JOHNSEN D. (1978)Fatal Strongyloidiasis in Gibbons (Hylobates lar)Veterinary Pathology 15, 31-39.

DIERAUF L., GULLARD F. (2001)Handbook of marine mammal medicine, 2ème édition.CRC, Londres, 1120p.

EBERHARD M., ALFANO E. (1998)Adult Toxocara cati infections in U.S. children: report of four cases.The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 59,(3), 404–406.

121

ELSHEIKHA H., KHAN N. (2011)Essentials of Veterinary ParasitologyCaister Academic Press, Norfolk, 232p.

EPE C., KINGS M., STOYE M., BOER M. (2001)The prevalence and transmission to exotic equids (Equus quagga antiquorum, Equus przewalskii, Equus africanus) of intestinal nematodes in contaminated pasture in two wild animal parks.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 32,(2),209-216.

ERLANDSEN S., SHERLOCK L., JANUSCHKA M., SCHUPP D., SCHAEFER F., JAKUBOWSKI W., BEMRICK W. (1988)Cross-species transmission of Giardia sp.: inoculation of beavers and muskrats with cysts of human, beaver, mouse, and muskrat origin.Applied and Environmental Microbiology, 54,(11),2777-85.

ESSER R., EL-GHOLL N. (1993)Paecilomyces lilacinus, a fungus that parasitizes nematode eggs.Nematology circular n°203.

EUZEBY J. (1986)Protozoologie médicale comparée, Volume I.Collection Fondation Mérieux, Lyon, 463 p.

FAGIOLINI M., LIA R., LARICCHIUTA P., CAVICCHIO P., MANNELLA R., CAFARCHIA C., OTRANTO D., FINOTELLO R., PERRUCCI S. (2010)Gastrointestinal parasites in mammals of two italian zoological gardens.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 41,(4),662-670.

FAGUNDES T., ALVES SOLEIRO C., DE MENEZES R. (2012)The occurrence of Codiostomum struthionis in ostriches (Struthio camelus) of different ages and during the dry and rainy seasons at two farms in the State of Rio de Janeiro, Brazil.Veterinary Parasitology 183, 269– 273.

FAYER R., PHILLIPS L., ANDERSON B., BUSH M. (1991)Chronic cryptosporidiosis in a Bactrian camel (Camelus bactrianus)Journal of Zoo and Wildlife Medicine , 22, 228-232.

FOWLER M. (1986)Zoo and wild animal medicine, 2ème édition.W.B. Saunders Company, Philadelphia, 992p.

FOWLER M. (1993)Zoo and wild animal medicine current therapy, 3ème édition.Elsevier-Health Sciences Division, 644p.

FOWLER M. (1998)Medicine and Surgery of South American Camelids: llama, alpaca, vicuña, guanaco, 2ème édition.Iowa State Press (Blackwell Company), Ames, 549p.

122

FOWLER M., MILLER E. (1999) Zoo and wild animal medicine current therapy, 4ème édition.Elsevier Health Sciences, 747p.

FOWLER M., MILLER E. (2003)Zoo and wild animal medicine. 5ème édition.W.B. Saunders, 992p

FOWLER M., MILLER E. (2007) Zoo and wild animal medicine current therapy. 6ème édition.Saunders Elsevier, St Louis, 512p

FOWLER M., MILLER E. (2011) Fowler's zoo and wild animal medicine Current therapy, volume 7.Saunders Elsevier , St Louis, 688p

FOX J., GREINER E., BAIN P., JONES R. (1996)Malaria in a captive Emu (Dromaius novaehollandiae) from Florida.Avian Diseases, 40,(2),477-479.

GAYET D. (2004)Comparaison de la coproscopie et de l’immunodétection pour le diagnostic de la giardiose du chien.Thèse de doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine, Créteil, 84p.

GEURDENA T., VAN HEMELRIJKB K. (2005)Ivermectin treatment against gastrointestinal nematodes in New World camelids in Belgium.Small Ruminant Research, 58, (1), 71-73.

GILBERT T., WOODFINE T. (2003)The biology, husbandry and conservation of scimitar-horned oryx (Oryx dammah) Marwell Preservation Trust, Winchester, 102p.

GILLESPIE T., CHAPMAN C., GREINER E. (2005)Effects of logging on gastrointestinal parasite infections and infection risk in African primates.Journal of applied ecology, 42,(4),699-707.

GOOSSENS E., VERCRUYSSE J., VERCAMMEN F., DORNY P. (2006) Evaluation of three strategic parasite control programs in captive wild ruminants.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 37,(1), 20-26

GUILLEMOT P.,VANDAËLE E.(2009)L’arrêt Riaucourt et ses effets. Bulletin de l'Académie Vétérinaire de France Tome 162, (2),171-180.

GURLER A., BEYHAN Y., ACICI M., BOLUKBAS C., UMUR S. (2010) Helminths of mammals and birds at the Samsun zoological garden, Turkey.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 41,(2), 218-223.

123

HARAOUI M. (2012)Les parasites digestifs du tigre (Panthera tigris) : résultats d’une enquête coproscopique réalisée sur des animaux sauvages et captifs.Thèse de doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine, Créteil, 126p.

HARCOURT-BROWN N., CHITTY J. (2005)Manual of psittacine birds. 2ème édition. British Small Animal Veterinary Association, Gloucester, 336p.

HARRISON T., MOORMAN J., BOLIN S., GROSJEAN N., LIM A., FITZGERALD S. (2007)Toxoplasma Gondii in an African Crested Porcupine (Hystrix cristata).Journal of veterinary diagnostic investigation, 19,(2),191-194.

HERBEUVAL A. (2002)Nematodirus battus: nématode parasite du tube digestif chez les ovins, étude bibliographique.Thèse de doctorat vétérinaire, Université Paul Sabatier, Toulouse, 83p.

HERZOG S. (2002)Étude épidémiologique de la giardiose en élevage canin. Essai de traitement au fenbendazole. Thèse de doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine, Créteil, 104p.

HEWLETT E., ANDREWS J., RUFFIER J., SCHAEBERG F. (1982)Experimental infection of mongrel dogs with Giardia lamblia cysts and cultured trophozoites. The Journal of Infectious Diseases 145,(1),89-93.

HOCKEY P., DEAN W., RYAN P. (2005)Roberts Birds of Southern Africa, 7ème édition.Trustees of the John Voelcker Bird Book Fund, Cape Town (South Africa), 1296p.

HOSSEINI S., MESHGI B., ESLAMI A., BOKAI S., SOBHANI M. , EBRAHIMISAMANI R. (2009)Prevalence and biodiversity of helminth parasites in donkeys (Equus asinus) in Iran.International Journal of Veterinary Research 3,(2),95-99.

HOSTE H., GUITARD J., PONS J. (2003)Pâturage mixte entre ovins et bovins : intérêt dans la gestion des strongyloses gastro-intestinales.Alter agri, (61), 20-22.

HUCHZERMEYER F., PENRITH M., ELKAN P. (2001)Multifactorial mortality in bongos and other wild ungulates in the north of the Congo Republic Onderstepoort Journal of Veterinary Research, 68, 263-269.

HUGOT J. (1982)Sur le genre Wellcomia (Oxyuridae, Nematoda), parasite de rongeurs archaïques.Bulletin du Museum national d'Histoire Naturelle, 4,(4), 25-48.

JACKSON S. (2007)Australian mammals: biology and captive management.CSIRO, 548p.

124

JENSZ K., AND FINLEY L. (2011)Species profile for Colobus guereza. Latitude 42 Environmental Consultants Pty Ltd. Hobart, Tasmania.

JOHN H., CROSS T. (1992) Intestinal Capillariasis. Clinical microbiology reviews 5,(2),120-129.

JUSTINE J., FERTE H. (1989)Capillaria bovis (Nematoda, Capillariinae) parasite du Mouflon, du Daim et du Chevreuil en France. Liste des hôtes dans le Monde.Bulletin du Muséum national d'Histoire naturelle de Paris, 4ème série, 11, (1), p79-96.

LAN J., FUY I., YANG Z., ZHANG Z., WANG C., LUO L., LIU L., GU X., WANG S., PENG X., YANG G. (2012)Treatment and prevention of natural heartworm (Dirofilaria immitis) infections in red pandas (Ailurus fulgens) with selamectin and ivermectin.Parasitology International 61,(2), 372–374.

LYONS E., MELIN S., DELONG R., ORR A., GULLAND F., TOLLIVER S. (2001)Current prevalence of adult Uncinaria sp. In northern fur seal (Callorhinus ursinus) and California sea lion (Zalophus californianus) pups on San Miguel Island, California, with notes on the biology of these hookworms.Veterinary Parasitology 97,(4), 309–318. MACKENZIE D. (1967)Goat husbandry. Faber and Faber, Londres, 95p.

MAGE C., ALVINERIE M. (2008)Parasites des moutons. Prévention, diagnostic, traitement. 2ème édition.Édition France agricole, Paris, 113p.

MAJEWSKA A. (1994) Successful experimental infections of a human volunteer and Mongolian gerbils with giardia of animal origin. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene 88, (3),360-362.

MALDONADO-LÓPEZ S, MALDONADO-LÓPEZ Y, GÓMEZ-TAGLE C, CUEVAS-REYES P, STONER K. (2014)Patterns of infection by intestinal parasites in sympatric howler monkey (Alouatta palliata) and spider monkey (Ateles geoffroyi) populations in a tropical dry forest in Costa Rica.Primates. Mars 2014.

MARTINEAU G., MORVAN H. (2010)Maladies d'élevage des porcs.Éditions France Agricole, Paris, 601p.

125

MARTINEZ-DIAZ R., MARTELLA M., NAVARRO J., PONCE-GORDO F. (2013)Gastrointestinal parasites in greater rheas (Rhea americana) and lesser rheas (Rhea pennata) from Argentina. Veterinary Parasitology 194,(1),75-78.

MELFI V., POYSER F. (2007)Trichuris Burdens in Zoo-Housed Colobus guerezaInternational Journal of Primatology 28, 1449-1456.

MERINO S., PEIRCE M., FERNÁNDEZ M., LANZAROT P. (2002)Redescription of Babesia moshkovskii (Schurenkova) from the griffon vulture Gyps fulvus.Journal of Natural History. 36,1635-1638.

MIKHAEL N., MONTPETIT V., ORIZAGA M., ROWSELL H., RICHARD M. (1974)Toxocara canis infestation with encephalitis. The Canadian Journal of neurological Sciences, 1, 114-120. MONZINGO D., HIBLER C. (1987)Prevalence of Giardia sp. in a beaver colony and the resulting environmental contamination.Journal of Wildlife Diseases, 23,(4), 576-585.

MOULINIER C. (2003)Parasitologie et mycologie médicale, éléments de morphologie et de biologie. Éditions Médicales Internationales, Lavoisier, 796p.

MUNENE E., OTSYULA M., MBAABU D., MUTAHI W., MURIUKI S., MUCHEMI G. (1998)Helminth and protozoan gastrointestinal tract parasite in captive and wild-trapped African non-human primates. Veterinary Parasitology.78,(3), 195-201.

MUKHERJEE G., STRANDBERG J., POYNTON S. (2000)Cestodiasis with intestinal diverticulosis in a lesser flamingo (Phoeniconaias minor).Journal of Zoo and Wildlife Medicine 31,(1), 96-99.

MULLINEAUX E., BEST D., COOPER J. (2003)Manual of wildlife casualties.British Small Animal Veterinary Association, Gloucester, 250p.

MURATA K., YANAI T., AGATSUMA T., UNI S. (2003)Dirofilaria immitis infection of a snow leopard (Uncia uncia) in a Japanese zoo with mitochondrial DNA analysis.The Journal of Veterinary Medical Science, 65,(8), 945-947.

NARI A., HANSEN J. (1999)Resistance des ecto- et endoparasites : solutions actuelles et futures.Conférence OIE 1999, 1-11.

Note de service DGAL/SDSPA/N2012-8152 (17/07/2012)MINISTERE DE L'AGRICULTURE, DE L'AGRO-ALIMENTAIRE ET DE LA FORET, 45p.

126

NUNNERY. J (1953) The control of internal parasites by the application of chemicals to the soil. Auburn Veterinarian, Alabama, 10,(1),48-51.

O'CALLAGHAN M., DAVIES M., ANDREWS R. (2000)Species of Raillietina Fuhrmann, 1920 (Cestoda: Davaineidae) from the emu, Dromaius novaehollandiae.Transactions of the Royal Society of South Australia Incorporated, 124, 105-116.

OKERMAN L. (1988)Diseases of domestic rabbits.Blackwell, Oxford, 113p.

OLIVAL K., STINER E., PERKINS S. (2007) Detection of Hepatocystis sp. in Southeast Asian Flying Foxes (Pteropodidae) using microscopic and molecular methods.Journal of Parasitology, 93,(6), 1538-1540.

OVERGAAUW P., VAN KNAPEN F. (2013) Veterinary and public health aspects of Toxocara sp.Veterinary Parasitology 193, 398-403.

PADILLA M., DOWLER R. (1994)Tapirus terrestris.Mammalian species n°481, 1-8.

PANIGRAHY B., ELISSALDE G., GRUMBLES C., HALL F. (1978)Giardia infection in parakeets. Avian Diseases 22, 815-818.

PARSONS J. (1987)Ascarid infections of cats and dogs.Veterinary Clinics of North America [Small Animal Practice] 17,(6),1307-1339.

PLOYART S. (2007) Pathologie du guépard (Acinonyx jubatus) : étude bibliographique et analyse des données du parc zoologique de la Palmyre de 1989 à 2005. Thèse de doctorat vétérinaire, Faculté de Médecine, Créteil, 149p.

PONCE-GORDO F., CASTRO A., HERRERA S., GARCÍA DURÁN B., MARTÍNEZ-DÍAZ R. (2002) Parasites from farmed ostriches (Struthio camelus) and rheas (Rhea americana) in Europe.Veterinary Parasitology 107, 137-160.

QUINTON J. (2003) Nouveaux animaux de compagnie: petits mammifères. Masson, Paris, 222p.

127

RASAMBAINARIVO F., JUNGE E. (2010)A 12-month survey of gastrointestinal helminth infections of lemurs kept in two zoos in Madagascar.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 41,(4), 638-642.

RICHARD F. (2012)Comparaison de différents liquides de flottation en coproscopie des ruminants.Thèse de doctorat vétérinaire, université Claude Bernard, Lyon, 109p.

RITCHIE B., HARRISON G., HARRISON L. (1994)Avian medicine: principles and application.Wingers publishing Incorporation, Lake Worth, 1384p.

RIVIERE J. (2011)Comparative Pharmacokinetics: Principles, techniques and applications, 2ème édition. Wiley-Blackwell, 443p.

RODDIE G., STAFFORD P., HOLLAND C., WOLFE A. (2008)Contamination of dog hair with eggs of Toxocara canis.Veterinary Parasitology 152, 85–93.

ROONEY B., BURKHARD M., GREINER E., ZENG Q., JOHNSON J. (2001) Intestinal and blood parasites in amazon parrots destined for relocation in Guatemala.Journal of Zoo and Wildlife Medicine 32,(1), 71-73.

SAEGERMAN C., DE BLANDER H., HANOSSET R., BERKVENS D., LOSSON B., BROCHIER B. (2006)Évaluation des risques liés à la présence d’Echinococcus multilocularis et de Toxocara canis dans la population vulpine en région bruxelloise.Épidémiologie et santé animale, 2006, 50, 97-104.

SCHNIEDER T., LAABS E., WELZ C. (2011)Larval development of Toxocara canis in dogs.Veterinary Parasitology, 175, 193-206.

SEDLAK K., BARTOVA E. (2006)Seroprevalences of antibodies to Neospora caninum and Toxoplasma gondii in zoo animals.Veterinary Parasitology 136, 223–231.

SETCHELL J., BEDJABAGA I., GOOSSENS B., REED P., WICKINGS E., KNAPP L. (2007)Parasite prevalence, abundance and diversity in a semi-free-ranging colony of Mandrillus sphinx.International Journal of Primatology, 28, (6), 1345.

SHETTY A., AVILES D. (1999)Nephrotic syndrome associated with Toxocara canis infectionAnnals of Tropical paediatrics, 19, (3), 297-300.

SIDHU A., VERDIER-PINARD D., FIDOCK D. (2002)Chloroquine resistance in Plasmodium falciparum malaria parasites conferred by pfcrt mutations.Science. 298, (5591), 210-3.

128

SPENCER J., HIGGINBOTHAM M., BLAGBURN B. (2003)Seroprevalence of Neospora caninum and Toxoplasma gondii in captive and free-ranging nondomestic felids in the united states.Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 34,(3), 246-249.

STIDWORTHY MF., LEWIS JC., MASTERS NJ., BOARDMAN SI., HOPPER JS., DE LINAN FJ., REDROBE SP., SAYERS G. (2009)Capillaria hepatica in primates in zoological collections in the British Isles. Veterinary Record,164,(2),66.

TAHAS S., DIAKOU A. (2013)Persistent Giardia spp. and Trichuris spp. infection in maras (Dolichotis patagonum) at a zoo in Greece.Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 44,(2), 389-394.

TAYLOR M., COOP R., WALL R. (2007)Veterinary parasitology, 3ème édition.Blackwell, Oxford, 600p.

TOFT J., EBERHARD M. (1998)Nonhuman primates in biomedical research. Volume 2: Diseases. Chapitre 3 Parasitic diseases.Elsevier, 111-205.

TOMIMURA T, YOKOTA M, TAKIGUCH H. (1976)Experimental larva migrans in monkeys. Clinical, haematological, biochemical, and gross pathological observation on monkeys inoculated with embryonated eggs of the dog ascarid, Toxocara canis. Nippon Juigaku Zasshi, 38, 533–548.

TRAVERSA D. (2011) Are we paying too much attention to cardio-pulmonary nematodes and neglecting old-fashioned worms like Trichuris vulpis? Parasites and Vectors, 4, (32).

TULLY T., SHANE S. (1996)Husbandry practices as related to infectious and parasitic diseases of farmed ratites.Revue scientifique et technique de l'Office International des Épizooties, 15 (1), 73-89.

UGA S., MATSUO J., KIMURA D., RAI S., KOSHINO Y., IGARASHI K. (2000) Differentiation of Toxocara canis and T. cati eggs by light and scanning electron microscopy. Veterinary Parasitology, 92, 287–294. VAN KNAPEN F., FRANCHIMONT F., OTTER G. (1988)Steam sterilization of sandpits infected with toxocara eggs.British Medical Journal 1, (6174), 1320.

VILLENEUVE A. (2003)Les zoonoses parasitaires. L'infection chez les animaux et chez l'Homme. Les presses de l'Université de Montréal, 506p.

129

WARREN M., BENNETT G., SANDOSHAM A., COATNEY G. (1965)Plasmodium eylesi sp. nov., a tertian malaria parasite from the white-handed gibbon, Hylobates lar.Annals of Tropical Medicine and Parasitology, 59,(4),500-508.

WARREN M., COATNEY G., SKINNER J. (1966)Plasmodium jefferyi sp. n. from Hylobates lar in Malaya.The Journal of parasitology, 52,(1), 9-13.

WEBER M., JUNGE R. (2001)Identification and treatment of Moniliformis clatki (Acanthocephala) in cotton-topped tamarins (Saguinus oedipus)Journal of Zoo and Wildlife Medicine 31,(4), 503-507.

WEST G., HEARD D., CAULKETT N. (2007)Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia.Blackwell, Iowa, p.718.

WISEMAN R., LOVEL T. (1969)Human infection with adult Toxocara cati.British Medical Journal, 3,(5668),454-455.

Sites internet

AUBRY P. (page consultée le 12 février 2014)Giardiose et syndrome de malabsorption intestinale. Actualités 2013,Texte mis à jour le 02/10/2013 [en ligne]Adresse URL: http://medecinetropicale.free.fr/cours/giardiase.pdf

AUBRY P. (page consultée le 17 mars 2014)Parasitoses digestives dues a des nématodes Actualités 2013, mise à jour le 08/11/2013 [en ligne]Adresse URL: http://medecinetropicale.free.fr/cours/nematode.pdf

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Ivomec [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Ivomec ovin injectable. [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Milbemax comprimés pour chiens [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

130

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Panacur 250 chien. [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Panacur 10% [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Panacur pâte. [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Strongid chat pâte orale [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Strongid chevaux pâte orale [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANMV (page consultée le 18 avril 2014)Index des médicaments vétérinaires autorisés en France. Résumé des caractéristiques du produit. Telmin pâte [en ligne]Adresse URL: http://www.ircp.anmv.anses.fr

ANSM (page consultée le 18 avril 2014)Résumé des caractéristiques du produit. Fluvermal comprimé. [en ligne]Adresse URL: http://agence-prd.ansm.sante.fr

BELANGER D., LEBOEUF A., VILLENEUVE A., COCKBURN A. (Page consultée le 24 mars 2014).Les publications du Centre d'expertise en production ovine du Québec: Gestion intégrée du parasitisme gastro-intestinal chez le mouton (2007).[en ligne]Adresse URL: http://www.cepoq.com/admin/useruploads/files/guide_parasitisme_projetfmv_cepoq.pdf

Centre National de la Recherche Scientifique (Page consultée le 24 novembre 2013) Zoonoses, les maladies animales transmissibles à l'Homme, maladies d'origine parasitaire, trichurose [en ligne]Adresse URL: ethique.ipbs.fr/trichurose.pdf

CORRAND L., GUERIN J. (Page consultée le 20 juin 2014)Les coccidioses aviaires [en ligne]Adresse URL: http://www.avicampus.fr

131

DUVAL J. (1994) (Page consultée le 23 mars 2014)Ecological agriculture projects. Moyens de lutte contre les parasites internes chez les ruminants [en ligne]Adresse URL: http://eap.mcgill.ca/agrobio/ab370-04.htm

GRUBICH N. (page consultée le 2 mars 2014)Animal Diversity Web, Pithecia pithecia Guianan saki [en ligne]Adresse URL: http://animaldiversity.ummz.umich.edu/accounts/Pithecia_pithecia/

GUERRE P. (2006) (Page consultée le 11 décembre 2013)Cours de pharmacie-toxicologie de Philippe GUERRE [en ligne]Adresse URL:http://pharmtox.free.fr/pharmacie/antiparasitaires/Benzimidazoles/page_01.htm

Laboratoire de Parasitologie de Vetagro Sup (Page consultée le 25 février 2014)Coproscopie parasitaire [en ligne] Adresse URL: http://www2.vetagro-sup.fr/etu/copro/

LECU A. (Page consultée le 12 mars 2014)Cadres réglementaires de l'exercice vétérinaire en zoo [en ligne]Adresse URL: www.academie-veterinaire-defrance.org/fileadmin/user.../Lecu.pdf

MILLER F., BARKER I., WILLIAMSON J., TAPSCOTT B. (Page consultée le 2 avril 2014)Étude des maladies et parasites des cervidés d'élevage [en ligne]Adresse URL: http://www.omafra.gov.on.ca/french/livestock/alternat/facts/info_diseases.htm#parasite

RIOU M. (Page consultée le 12 février 2014)Mécanismes de résistance aux antiparasitaires,Site de l'université catholique de Louvain, faculté de pharmacie et de sciences biomédicales [en ligne]Adresse URL: http://www.farm.ucl.ac.be/FARM2510/2008-2009/Riou/FARM2510-Riou-antiparasitaires-fev09-BW-1dia.pdf

STOREY B., HOWELL S. (2012)DrenchRite® Larval Development Assay: for the laboratory detection of anthelmintic (dewormer) resistance.American Consortium for Small Ruminant Parasite Control [en ligne]Adresse URL: http://www.acsrpc.org/index.html

UNWIN S., CRESS D., COLIN C., BAILEY W., BOARDMAN W. (2009) (consulté le 25 janvier 2014)Primate Veterinary Healthcare Manual, 2ème édition.Pan African Sanctuary Alliance.Adresse URL: http://wildpro.twycrosszoo.org

Zoo de Twycross (Page consultée le 22 Octobre 2013)Chemicals [en ligne]Adresse URL: http://wildpro.twycrosszoo.org/Lists_Chemicals/Chemicals.htm

132

Documents internes à des réseaux de parcs zoologiques et documents non publiés

BAIRRÃO RUIVO E. (2010)EAZA Husbandry Guidelines for Callitrichidae.

BOURGOIN G. (2011)Maladies parasitaires gastro-intestinales des ruminants.Cours de maladies parasitaires des ruminants, 3ème année, VetAgro Sup.

BROWN C., KING C. (2005)Flamingo husbandry guidelines

CALLAIT M. (2012)Maladies parasitaires cardio-respiratoires des carnivores domestiques.Cours de maladies parasitaires des carnivores domestiques, 3ème année, VetAgro Sup.

CALLAIT M. (2012)Maladies parasitaires gastro-intestinales des carnivores domestiques.Cours de maladies parasitaires des carnivores domestiques, 3ème année, VetAgro Sup.

COCKS L., (2002)Husbandry manual for the silvery gibbon (Hylobates moloch)

EAZA (2008)Minimum Standards for the Accommodation and Care of Animals in Zoos and Aquaria, 21 p.

FASCIONE N. (1995) Fruit bat husbandry manual, EAZA Bat Taxon advisory

KRELEKAMP C. (2004)Husbandry guidelines, Eurasian lynx (Lynx lynx sp.).

MATERN B. (1990)Guidelines for keeping the maned wolf (Chrysocyon brachyurus).

MEIJER G. (2008)Husbandry guidelines for eared seals (Otariidae).

MELISSEN A., (2000)Husbandry guidelines, Eurasian otter (Lutra lutra).

VERBERKMOES W., VERBERKMOES H. (2009)African wild dog (Lycaon pictus)- EEP Husbandry guidelines.

VERMEER J. (2006)Husbandry guidelines for Squirrel monkey (Saimiri sp.)

133

134

ANNEXES

135

Annexe 1: LISTE DES ESPECES ETUDIEES

136

137

138

Annexe 2: PARASITES PAR ESPECE

139

Nom latin Nom français Référence

Autruche

Nandou

oie cendrée

Manchot du Cap

Flamant du Chili

Cigogne blanche

Pélican

Vautour fauve

Endoparasites

Struthio camelus

Heterakis sp.; Codiostomum struthionis; Leucocytozoon struthionis; Histomonas meleagridis; Ascaridia

struthionis; Dicheilonema spicutarum; Libyostrongylus douglassii; Paronchocerca struthionis; Houttynia

struthionis; Philophtalmus gralli

ATKINSON C. Et al (2009); GURLER A.

et al (2010); FAGUNDES T. Et al

(2012); FOWLER M., (1993)

Rhea americana

Balantidium coli-like; Entamoeba sp.; Fasciola hepatica; Deletrocephalus sp.; Cryptosporidium sp., Eimeria sp.;

Balantidium sp.; Endolimax sp.; Trichomonas sp.; Giardia sp.; Pleuromonas sp.; Ascaridia struthionis; Capillaria

sp.; Chapmania tauricollis; Dicheilonema filiforme; Houttynia struthionis; Deletrocephalus dimidiatus

MARTINEZ-DIAZ R et al (2013);

Ponce-Gordo F. Et al (2002); FOWLER

M., (1993)

Dromaius novaehollandiae Emeu

Baylisascaris sp; Chandlerella quiscali; Fasciola hepatica; Raillietina beveridgei; Raillietina chiltoni;

Raillietina dromaius; Plasmodium sp.; Dromaestrongylus bicuspis

O'CALLAGHAN M. Et al (2000); FOX

J. (1996); TULLY T.et SHANE S.

(1996); BORAY J et al (1997);FOWLER

M. (1993)

Gallus gallus « Brahma » poule Brahma

Sarcocystis sp.; Ascaridia galli; Capillaria sp.; Syngamus trachea; Raillietina sp.; Eimeria tenella; Heterakis

gallinarum; Tetrameres sp. FOWLER M. et MILLER E. (2003)

Anser anser Leucocytozoon simondi; Eimeria anseris; Eimeria truncata; Cryptosporidium sp.; Amidostomum sp.

Spheniscus demersus

Plasmodium elongatum; Plasmodium relictum; Tetrabothrius lutzi; Tetrabothrius eudyptidis;

Contracaecum variegatum; Plasmodium relictum; Babesia peircei;

CRANFIELD M. et al (1994);HOCKEY

P. et al (2005)

Phoenicopterus chilensis

Amabilia sp.;Cladogynia sp.; Sobolevicanthus sp. (=Phoenicolepis sp.); Gynandrotaenia sp.; Tetrameres

americana; Tetrameres coccinea; Dendritobilharzia sp.; Sarcocystis sp; Plasmodium sp.

FOWLER M. et MILLER E.

(2003);BROWN C., KING C. (2005)Phoenicopterus

roseusFlamant rose

d'Afrique

Amabilia sp.;Cladogynia sp.; Sobolevicanthus sp. (=Phoenicolepis sp.) ; Gynandrotaenia sp.; Tetrameres americana; Tetrameres coccinea; Dendritobilharzia sp.;

Sarcocystis sp; Plasmodium sp.

Ciconia ciconiaLeucocytozoon leboeufi; Eimeria spp.; Contracaecum sp.; Mesaulus grandis; Paroncocerca ciconarum; Phagicoloa

longus; Pergosomum sp.; Giardia ardae;

FOWLER M. et MILLER E. (2003); ATKINSON C. et al

(2009)

Pelecanus sp.Contracaecum sp.; Leucocytozoon vandenbrandeni;

Eimeria sp., Phagicola longa, Mesostephanus appendiculatoides.

RITCHIE B. Et al (1994); ATKINSON

C. et al (2009); FOWLER M. et

MILLER E. (2003)

Gyps fulvus Babesia moshkovskii MERINO S et al (2002)

140

Gris d'Afrique

Ara militaire

Perruche ondulée

Diamant mandarin

Grand duc européen

Harfang des neiges

Kangourou roux

Psittacus erithacus Railletina, Davainea sp.; Cotugnia sp.;

RITCHIE B. et al (1994);

ANDRE J-P. (2005)

Ara ararauna Ara ararauna Capillaria sp; Davainea sp.; Cotugnia sp.; Raillietina sp.ANDRE J-P.

(2005)Ara chloroptera Ara chloroptère Capillaria sp; Davainea sp.; Cotugnia sp.; Raillietina sp.Ara militaris Capillaria sp; Davainea sp.; Cotugnia sp.; Raillietina sp.

Amazona aestiva Amazone à front bleu coccidies; Giardia sp.; Capillaria sp.; Eimeria sp.

ROONEY B. et al (2001);

RITCHIE B. et al (1994)

Melopsittacus undulatus Capillaria sp; Giardia sp.; Hexamita sp.; coccidies ANDRE J-P.

(2005)

Nymphicus hollandicus Perruche calopsitte Giardia sp.; Hexamita sp.; Cryptosporidium sp.;

Sarcocystis sp.

FOWLER M., (1993);

ANDRE J-P. (2005)

Taeniopygia guttata Capillaria sp; Cochlosoma; Serratospiculum sp.; Diplotriaena sp.

FOWLER M. et MILLER E.

(2003); ANDRE J-P.

(2005)Bubo bubo Leucocytozoon danilewskyi; Trichomonas sp. FOWLER M.

et MILLER E. (2003);

ATKINSON C.et al (2009)

Bubo scandiacus Leucocytozoon danilewskyi; Sarcocystis sp.; Trichomonas sp.

Macropus rufogriseus Wallaby de Bennett

Wallaby bicolore: Echinococcus granulosus; Progamotaenia ewersi, P.festiva, P.macropodis.; Cloacina

annulata, C.wallabiae; Labiostrongylus clelandi; Macropostrongyloides baylisi; Rugopharynx australis; Macropoxyuris sp.; Marsupostrongylus dorrigoensis,

M.wallabiae; Strongyloides; Echinococcus granulosus; Eimeria sp.

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001); JACKSON S.

(2007)

Macropus rufus

Progamotaenia festiva, P.ruficola; Triplotaenia undosa; Zoniolaimus cobbi, Z.setifera; Cloacina hydriformis,

C.expansa, C.macropodis; Filarinema flagrifer, F.australis; Labiostrongylus longispicularis;

Rugopharynx australis; Macropostrongyloides baylisi, M.yamagutii.Strongyloides; Echinococcus granulosus,

Eimeria sp.

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001); JACKSON S.

(2007); FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

Lemur catta Maki cattaCryptosporidium sp., Trichuris lemuris; Giardia sp.; Strongyloides sp.; Gongylonema sp.; Trichuris sp.;

Enterobius sp.;Physaloptera sp.

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

Varecia rubra Maki vari rouxCryptosporidium sp.; Giardia sp.; Strongyloides sp.;

Gongylonema sp.; Trichuris sp.; Enterobius sp.; Physaloptera sp.

FOWLER M. et MILLER E. (2003); DA

SILVA A et al (2003)

141

Mandrill

Callithrix pygmaea

Ouistiti pygmée

Schistosoma mansoni; Strongyloides sp.; Prostenorchis elegans; Capillaria hepatica; Gongylonema pulchrum;

Entamoeba histolytic;, Cryptosporidium sp.; Trichospirura leptostoma.; Molineus vexillarius;

Filaroides sp.; Physaloptera dilatata.

CHOWDHURY N.(2001);BAIRRÃO RUIVO

E. (2010); TOFT J., EBERHARD M. (1998)

Leontopithecus rosalia

Tamarin lion doré

Schistosoma mansoni; Pterygodermatites nycticebi; Strongyloides sp., Prostenorchis elegans; Capillaria

hepatica; Gongylonema pulchrum; Entamoeba histolytica; Cryptosporidium sp.; Trichospirura

leptostoma.

CHOWDHURY N.(2001); FOWLER M.,

(1993);BAIRRÃO RUIVO E. (2010); TOFT J.,

EBERHARD M. (1998)

Saguinus imperator

Tamarin empereur

Schistosoma mansoni; Strongyloides sp., Prostenorchis elegans, Capillaria hepatica, Gongylonema pulchrum,

Entamoeba histolytica, Cryptosporidium sp., Trichospirura leptostoma.

CHOWDHURY N.(2001);BAIRRÃO RUIVO

E. (2010); TOFT J., EBERHARD M. (1998)

Saguinus oedipus

Tamarin pinché

Schistosoma mansoni, Moniliformis clarki, Cryptosporidium sp.; Strongyloides sp., Prostenorchis elegans, Capillaria hepatica, Gongylonema pulchrum,

Entamoeba histolytica, Cryptosporidium sp., Trichospirura leptostoma.

CHOWDHURY N.(2001);WEBER M., JUNGE R. (2001);

BAIRRÃO RUIVO E. (2010); TOFT J.,

EBERHARD M. (1998)

Saimiri boliviensis

Saimiri à tête noire

Schistosoma haematobium, S.intercalatum, S.mansoni. Nématodes: Spirura spp.; Trichuris trichiura; Giardia

lamblia; Sarcocystis sp.; Toxoplasma gondii; ; Hymenolepis sp.; Prosthenorchis elegans; Strongyloides

stercolaris, Strongyloides cebus, Gongylonema sp.; Molineus elegans, M.torulosus; Dipetalonema gracile;

Tetrapetalonema panamensis; Filaroides sp.; Capillaria hepatica

CHOWDHURY N.(2001) ;VERMEER J.,

(2006);TOFT J., EBERHARD M.

(1998);ethique.ipbs.fr/trichurose.pdf ;

Pithecia pitheciaSaki à face

blanchePterygodermatites nycticebi, Dirofilaria immitis

http://animaldiversity.ummz.umich.edu/accounts/Pithecia_pithecia/

Ateles geoffroyi Atèle de Geoffroy

Echinococcus multilocularis; Controrchis sp., Trypanoxyuris sp., Strongyloides sp. (Strongyloides

cebus), Capillaria hepatica

BORJI H. et al (2012); MALDONADO-LÓPEZ .

et al (2014);TOFT J., EBERHARD M. (1998)

Mandrillus sphinx

(Entamoeba coli, E. histolytica/dispar complex, and Endolimax nana), (Balantidium coli), Trichuris

Mammomonogamus, Ankylostoma duodenale, Necator americanus; Echinococcus granulosus.

SETCHELL J. et al (2007); TOFT J., EBERHARD M.

(1998)

Colobus guereza Colobe Guereza

Trichuris sp.;Trichuris trichiura; Cyclospora colobi; Oesophagostomum sp.; Strongyloides fulleborni; Dicrocoelium sp.; Entamoeba coli; Entamoeba

histolytica

MELFI V., POYSER F., (2007); JENSZ K.,

FINLEY L., (2011);GILLESPIE T. et al

(2005)

Hylobates larGibbon à

mains blanches

Trichuris trichiura; Plasmodium eylesi; Plasmodium jefferyi, Plasmodium hylobati; Plasmodium Youngi;

Strongyloides stercolaris: (Hylobates moloch: Giardia intestinalis, Strongyloides stercolaris, Enterobius sp.,

Hymenolepis nana.)

COCKS L., (2002); ethique.ipbs.fr/trichurose.pdf ; WARREN M et al

(1965); WARREN M et al (1966); DEPAOLIA A.,

JOHNSEN D. (1978);TOFT J.,

EBERHARD M. (1998)

142

Porc épic à crête

Lapin de garenne

Roussette géante

Guépard

Serval

Hystrix cristata Toxoplasma gondii, Wellcomia roussilloni, Archeostrongylus italicus

HARRISON T et al(2007); HUGOT J.

(1982); ANDERSON R. et al (2009)

Dolichotis patagonum Mara Besnoitia spp. ; Graphidioides affinis, Trichostrongylus

retortaeformis, Wellcomia dolichotis

TAHAS S., DIAKOU A.

(2013)

Hydrochaeris hydrochaeris Capybara

Monoecocestus hagmanni, M.hydrochoeri, M.macrobursatum; Nématodes: Habronema clarki,

Trichostrongylus axei

CHOWDHURY N.(2001)

Oryctolagus cuniculus

Passalurus ambiguus, Eimeria magna, Eimeria piriformis, Eimeria intestinalis; Cryptosporidium sp.; Giardia sp.;

Encephalitozoon cuniculi; Fasciola hepatica; Cysticercus pisiformis; Trichostrongylus retortaeformis; Graphidium

strigosum; Baylisascaris sp.

FOWLER M. et MILLER E.

(2003); QUINTON J. (2003);OKER

MAN L. (1988)

Pteropus giganteus Toxocara pteropodis; Capillaria sp.; Hepatocystis sp.

FOWLER M. et MILLER E. (2003);FASCI

ONE N. (1995);OLIVAL K et al (2007)

Acinonyx jubatus

Toxascaris leonina; Toxocara cati; Ancylostoma tubaeforme, A.paraduodenale, A.caninum; A.braziliense;

Taenia hydatigena, T.acinomyxi, T.hlosei.; Neospora caninum; Toxoplasma gondii

CHOWDHURY N.(2001);

SEDLAK K., BARTOVA E.

(2006)

Leptailurus serval

Joyeuxiella chyzeri, J.fuhrmanni, J.pasqualei; Mesocestoides sp., Ancylostoma paraduodenale,

A.braziliense; Physaloptera praeputalis, Spirocerca lupi, Toxocara cati; Vogeloides servalis; Diphyllobothrium

decipiens, D.theileri.; Toxoplasma gondii

CHOWDHURY N.(2001); SEDLAK K.,

BARTOVA E. (2006)

Lynx lynx carpathicus Lynx des Carpathes

Trématode: Alaria sp.; Cestode: Taenia krabbei, T.multiceps, T.pisiformis, T.laticollis, Cylicospirura

felineus, C. subaquealis, Physaloptera praeputialis, , Toxascaris leonina, Toxocara cati, Troglostrongylus

wilsoni, Oncicola canis; neospora caninum; Toxoplasma gondii; Hymenolepis. Taenia polyacantha; Ancylostoma

tubaeforme, Capillaria sp; Mesocestoides litteratus; Joyeuxiella pasqualei

CHOWDHURY N.(2001);

SEDLAK K., BARTOVA E.

(2006); ACOSTA L et

al (2011);KRELE

KAMP C. (2004)

143

Lion d'Afrique

Tigre

Panthère des neiges

Suricate

Hyène tachetée

Loup à crinière

Lycaon

Otarie de Californie

Panthera leo

Dipylidium sp.; Echinococcus granulosus E.felidis; Taenia bubesi, T.hydatigena, T.taeniaformis; Ancylostoma tubaeforme, A.paraduodenale; Ollulanus tricuspis;

Toxocara canis, T.cati; Physaloptera mlayensis, P.praeputialis.; Mesocestoides sp. Toxascaris leonina;

Toxoplasma gondii; Isospora felis; Isospora rivolta; Giardia sp.

CHOWDHURY N. (2001);

GURLER A et al (2010); SEDLAK K., BARTOVA E. (2006); BJORK K

et al (2000)

Panthera tigris

Toxocara cati; Toxascaris leonina; Dirofilaria immitis; Toxoplasma gondii; Ancylostoma sp. Uncinaria sp.;

Taenia crassiceps, Taenia ovis, Taenia saginata; Taenia hydatigena; Paragonimus westermanni; Giardia sp.

CHOWDHURY N. (2001);

SEDLAK K., BARTOVA E.

(2006);HARAOUI M. (2012)

Uncia uncia Toxascaris leonina; Dirofilaria immitis; Toxoplasma sp.; Toxocara cati; Aelurostrongylus abstrusus; Giardia sp

CHOWDHURY N. (2001);

MURATA K et al (2003);BOURNE

D (2009)

Suricata suricatta Pseudandrya suricattae; Ascaris suricattae; Dipetalonema setariosum; Oxynema suricattae; Vigisospirura whitei

CHOWDHURY N. (2001)

Crocuta crocuta

Dipylidium sp.; Echinococcus granulosus; Taenia crocutae, T. hyaenae, T.serialis; Ancylostoma braziliense, A.caninum, A.duodenale; Toxocara canis; Uncinaria sp.;

Diphyllobothrium sp.; Sparganum sp; Dipetalonema dracunculoides.

FOWLER M. et MILLER E.

(2003);CHOWDHURY N. (2001)

Chrysocyon brachyurus

Spirocerca lupi; Neospora caninum; Toxoplasma gondii; Dirofilaria immitis; Toxocara canis; Dipylidium caninum;

Taenia sp.,;Echinococcus granulosus; Trichuris sp.; Ancylostoma caninum; Uncinaria sp.; Physaloptera sp.; Dioctophyma renale; Capillaria aerophila; Isospora sp.

CHOWDHURY N. (2001;)

SEDLAK K., BARTOVA E.

(2006);FOWLER M. et MILLER E. (2003); DEEM S.,

EMMONS L. (2005)

Lycaon pictus

Dipylidium caninum; Echinococcus granulosus, E. longimanubrius; Taenia pisiformis, T.lycaontis, T.brauni; Toxascaris leonina; Toxocara canis; Diphyllobothrium pretoriensis; Toxoplasma gondii; Trichuris sp.; Giardia

sp.

CHOWDHURY N. (2001);

SEDLAK K., BARTOVA E.

(2006); VERBERKMOES

W., VERBERKMOES

H. (2009)

Zalophus californianus

Dyphyllobothrium spp.; Neospora caninum; Dirofilaria immitis; Uncinaria lucasi, Uncinaria hamiltoni;

Sarcocystis spp.; Giardia sp.; Contracaecum corderoi; Pricetrema sp.; Corynosoma sp.; Otostrongylus

circumlitus.; Zalophotrema hepaticum; Sarcocystis sp.; Parafilaroides sp.

CHOWDHURY N. (2001);

FOWLER M., MILLER E.

(2007); LYONS E et al (2001);

DIERAUF L., GULLARD F.,

(2001); MEIJER G. (2008)

144

Panda roux

Âne

Potamochère CHOWDHURY N. (2001)

Porc

Lama

Dama dama Daim

Aonyx cinerea Loutre cendrée

Crenosoma sp.; Dyoctophyma renale; Dibothriocephalus latus. (Loutre d'Europe: Metorchis bilis=M.albidus.; Dirofilaria immitis; Isthmiophora melis; Opisthorchis

felineus; Eustrongylus gigas; Eryhelmis sp.; Molineus sp.; Angiostrongylus vasorum.)

CHOWDHURY N. (2001); MELISSEN A.,

(2000);MULLINEAUX E et al (2003)

Ailurus fulgensOgmocotyle indicar; Toxascaris transfuga; Dirofilaria

immitis; Toxoplasma gondii; Crenosoma sp.; Angiostrongylus vasorum

CHOWDHURY N. (2001); LAN J et al

(2012); SEDLAK K., BARTOVA E. (2006); BERTELSEN.F et al

(2010)

Equus asinus

Cyathostomum spp.; Strongylus equinus, Strongylus vulgaris, Strongylus edentatus; Cyathostomum sp.; Parascaris equorum; Oxyuris equi; Anoplocephala

perfoliata; Fasciola hepatica.

HOSSEINI S et al (2009); GURLER A et al (2010)

Equus caballus przewalski

Cheval de Przewalski

Parascaris equorum; Cyathostomum sp., Strongyloides westeri; Trichostrongylus axei EPE C et al (2001)

Tapirus terrestris

Tapir terrestre

Probsmayria tapiri; Balantidium coli; Buisonella tapiri; Neomurshidia monostichia; Physocephalus nitidulans;

Probstmayria tapiri; Naegleria fowleri;Fasciola hepatica. Strongyloides sp.; Capillaria hepatica.

CHOWDHURY N. (2001); PADILLA M., DOWLER R.(1994);

FOWLER M.,MILLER E. (2003);FOWLER M.

(1993)

Potamochoerus porcus

Ascaris lumbricoides, Gastrodiscus aegyptiacus, Cysticercus tenuicolis, Echinococcus sp., Diplogaster

parasiticus; Globocephalus longemucronatus, G.versteri, G.hispidum; Oesophagostomum aethiopicum; Rhabditis

sp.; Setaria congolensis, S.castroi.

Sus scrofa

Hyostrongylus rubidus; Ascaris suum; Oesophagostomum dentatum, O.quadrispinulatum; Isospora suis, Trichinella

spiralis; Trichuris suis, Trichostrongylus axei, Strongyloides sp.; Taenia solium.

FOWLER M. et MILLER E. (2003); MARTINEAU G., MORVAN H. (2010)

Camelus bactrianus

Chameau de Bactriane

Trichuris globulosa, T.lani; Trichuris spp.; Cryptosporidium sp.; Dicrocoelium lanceolatum,

Camelostrongylus mentulatus; Nematodirus helvetianus;Haemonchus longistipes; Dictyocaulus viviparus, D.filaria; Oesophagostomum venulosum;

Chabertia ovina; Eimeria bactriani; Balantidium coli

CHOWDHURY N. (2001); GURLER A. Et al (2010); FAYER R et al (1991);FOWLER M.,

MILLER E. (2003)

Lama glama

Bunostomum sp.; Camelostrongylus mentulatus; Nematodirus lamae; Ostertagia marshalli;

Spiculopteragia peruvianus; Trichostrongylus longispicularis; Trichuris sp.;Parelaphostrongylus tenuis;

Lamanema chavezi.

CHOWDHURY N. (2001); BURKHOLDER T et al (2004); CAFRUNE

M et al (2009)

Trichuris spp.; Capillaria bovis; Ostertagia sp. ; Trichostrongylus sp.; Paraelaphostrongylus tenuis;

Dictyocaulus sp.

GURLER A Et al (2010); JUSTINE J., FERTE H.,

(1989);http://www.omafra.gov.on.ca/french/livestock/alternat/facts/info_d

iseases.htm#parasite

Annexe 3: RESISTANCE DES ELEMENTS PARASITAIRES DANS L'ENVIRONNEMENT ET FACTEURS INFLUENÇANTS

145

Parasite Survie dans l'environnement Référence Facteurs influençant la survie de l'élément parasitaire

Trichuris sp.  Les oeufs survivent « quelques » années.

TRAVERSA D. (2011)

Trichuris vulpisLes oeufs larvés deviennent infestants 8 jours à plusieurs mois après émission et le restent plusieurs années.

Résistance à des températures négatives. Survie des oeufs favorisée par l'ombre et l'humidité. Sensibilité modérée à la dessiccation. Détruit à la vapeur chaude sous pression.

http://www2.vetagro-

sup.fr/etu/copro

Toxocara sp.Les oeufs deviennent infestants un à plusieurs mois après leur émission et restent viables au moins un an dans des circonstances favorables.

Influence du type de sol, de l'humidité, de la température sur la maturation des oeufs. Humidité optimale: 85-95%. Température optimale: 25-30°C

OVERGAAUW P., VAN

KNAPEN F. (2013);

SCHNIEDER T et al (2011)

Toxocara canis

Survie des oeufs plusieurs mois à des températures très froides, plusieurs années dans des conditions favorables. Survie jusqu'à 10 ans dans les tissus d'une chienne avec transmission mère-foetus possible pendant tout ce temps. Survie possible un mois à -12°C.

Destruction par la dessication, les ultra-violets, une température inférieure à -15°C, de la vapeur sous pression, par Paecilomyces lilacinus. Absence de désinfectant efficace pour les détruire.

VILLENEUVE A. (2003);

PARSONS J (1987); VAN

KNAPEN F et al (1988);

BASUALDO J et al (2000)

Toxocara cati Persistance des oeufs dans le sol plusieurs mois à plusieurs années.

Absence de désinfectant efficace sur les oeufs. Sensibilité à la dessication et aux ultra-violets. Destruction après quelques secondes d'exposition à l'eau bouillante.

VILLENEUVE A. (2003)

Toxascaris leonina

L'oeuf infestant survit 2 ans dans des conditions favorables

Incubation de l'oeuf uniquement entre 15 et 30°C. Détruits à la vapeur sous pression.

http://www2.vetagro-sup.fr

Capillaria aerophila

Survie favorisée par l'humidité. Destruction par la vapeur sous pression.

http://www2.vetagro-sup.fr

Nematodirus sp. Survie des oeufs 2 ans ou plus dans le milieu extérieur.

Résiste bien au froid. Nécessite une période de froid puis de redoux pour éclore.

MAGE (2008)

Giardia sp.Les kystes sont tués en moins de 4 jours à 37°C mais ils peuvent survivre dans l'eau à 4°C pendant 3 mois.

Sensibilité à la dessiccation, aux températures supérieures à 50°C et inférieures à -20°C, au gel prolongé, au phénol, aux ammonium quaternaires et au crésol. Résistance au permanganate de potassium. Sensibilité à l'eau de Javel discutée.

VILLENEUVE A. (2003); EUZEBY

J. (1986); http://www2.vet

agro-sup.fr

Eimeria sp.

Résistance des oocystes à l'eau de Javel et au froid. Sensibilité à la dessiccation. Destruction par la vapeur d'eau sous pression et par une solution d'ammonium quaternaire à 10%.

http://www2.vet

agro-sup.fr

Isospora sp. Sensibilité à la vapeur d'eau sous pression.

http://www2.vetagro-sup.fr

Annexe 4: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR CARNIVORES

146

Molécule Posologie Parasites visés Remarque Références

100mg/kg PO

0,4mg/kg SC

15mg/kg/j 2j Peu toxique

5-15mg/kg 3j PO

50mg/kg 14j

50mg/kg 14j

Espèce/ groupe d'espèces

carnivores: canidae, felidae,

ursidae, hyaenidae, viverridae,

procyonidae, mustelidae

pipérazine Ascaridés, Oxyuris sp

A faire tous les mois si le cas est chronique. Cette

molécule est toxique pour les

guépards et possiblement

toxique pour les lions.

FOWLER M., (1986)

lévamisole

11mg/kg PO ou SC

Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp., Oxyuris sp.,

nématodes pulmonaires

A refaire jusqu'à avoir une

coproscopie négative. Toxique

à double dose

FOWLER M., (1986); FOWLER

M., (1993)

8mg/kg PO 3 doses à 16h d'intervalle

Aelurostrongylus abstrusus FOWLER M., (1993)

ivermectine

Aelurostrongylus abstrusus FOWLER M., (1993)

0,3mg/kg 1 fois SC ou PO à

répéter toutes les 8 semaines

Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp. nématodes

pulmonaires

Coproscopie négative 6

semaines après le traitement sur des

panthères des neiges

FOWLER M., (1993)

mébendazole

Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp., Trichuris sp.,

Taenia sp.

FOWLER M., (1986)

Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp., Trichuris sp.,

Taenia sp.

FOWLER M., (1993)

fenbendazole Trématodes pulmonaires:

Paragonimus westermani, P.kellicotti FOWLER M.,

(1993);CHOWDHURY N., ALONSO

AGUIRRE A. (2001)

fenbendazole/ fébantel

50mg/kg/j 3j PO

Taenia sp., ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp.,

Trichuris sp., Taenia sp., nématodes pulmonaires

albendazoleTrématodes pulmonaires:

Paragonimus westermani, P.kellicotti

FOWLER M., (1993)

147

50-100mg/kg PO

5mg/kg SC ou PO

25mg/kg/j 3j PO

coccidies

15mg/kg/j PO 2j

10-60mg/kg PO

150mg/kg PO

50mg/kg PO 10j coccidies

200mg/kg PO 5j

carnivores: canidae, felidae,

ursidae, hyaenidae, viverridae,

procyonidae, mustelidae

thiabendazole Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp.

Peut être toxique pour les félins

FOWLER M., (1986)

praziquantel

Taenia sp., Echinococcus granulosus, E.multilocularis

FOWLER M., (1993);CHOWDHURY

N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

Trématodes pulmonaires: Paragonimus westermani,

P.kellicotti

Sulfamérazine + pyriméthamine

30mg/kg aux 6h+ 1mg/kg PO aux 24h, le tout pendant 14j

Toxoplasma gondii FOWLER M., (1993)

sulfadiméthoxine 50mg/kg PO ou en parentéral 7j

FOWLER M., (1986)

dichlorvos Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp., Trichuris sp.

diéthylcarbamazine Ascaridés, Oxyuris sp.

A refaire tant que la coproscopie est positive. Choisir la

plus petite dose pour les félins.

niclosamide Taenia sp.

A refaire tant que la coproscopie est

positive. Faible toxicité.

FOWLER M., (1986);

FOWLER M., (1993);CHOWDHURY

N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

nitrofurazone

FOWLER M., (1986)

glycobiarsol Trichuris sp. Déconseillé pour les félins

disophénol7,5mg/kg SC 2 fois

à 3 semaines d'intervalle.

Ancylostoma sp., Uncinaria sp.

pyrantel pamoate 25-60mg/kg 1 fois PO

Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp.

Coproscopie négative 4

semaines après le traitement sur des

panthères des neiges

FOWLER M., (1993)

148

20mg/kg 5j

150mg/kg PO 1 fois

50mg/kg/j 3j PO

0,2mg/kg PO 1 fois Nématodes

50mg/kg 5j PO Coccidies

15mg/kg 2j PO

50mg/kg 3-5j PO

10mg/kg PO ou SC

15-30mg/kg 3-5j PO

Protozoaires

50mg/kg 10j PO Coccidies

Coccidies

« jeunes carnivores »

mébendazole Ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp.

FOWLER M., (1986)

niclosamide Taenia sp. Traitement à

répéter si nécessaire

canidae

fenbendazole

Taenia sp., ascaridés, Ancylostoma sp., Uncinaria sp.,

Trichuris sp., Taenia sp., nématodes pulmonaires

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

milbémycine oxyme 0,5-0,99mg/kg PO 1 fois par mois Ancylostoma sp., Uncinaria sp.

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

ivermectine FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

mustelidae

amproliumFOWLER M. et MILLER E.

(2003)

dichlorvosFOWLER M. et MILLER E.

(2003)

fenbendazole FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

ivermectine

0,2-0,5mg/kg SC ou PO toutes les 2

semaines jusqu'à coproscopie

négative

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

lévamisole Toxique à haute dose

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

mébendazoleFOWLER M. et MILLER E.

(2003)

métronidazole 15-20mg/kg BID 2 semaines PO

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

nitrofurazoneFOWLER M. et MILLER E.

(2003)

praziquantel

5-20mg/kg 2 fois à 2 semaines

d'intervalle PO ou SC

Cestodes, trématodesFOWLER M. et MILLER E.

(2003)

sulfadiméthoxine 30-50mg/kg SID ou BID PO

FOWLER M. et MILLER E.

(2003)

149

15mg/kg 2 j

10mg/kg 1-3 j

10mg/kg PO 1 fois

7,5mg/kg SC

guépards

5mg/kg

11,3mg/kg 3j

50-100 mg/kg/j 5j

50mg/kg PO SID 5j

0,2-0,4mg/kg 1 fois

15mg/kg Nématodes

14,5-30mg/kg

7,5mg/kg

50mg/kg

lynx lynx 400mg/animal/j 5 j

loup gris

0,2mg/kg SC

En prophylaxie

20mg/kg BID IM

6mg/kg

« félins exotiques »

mébendazole Toxocara cati, Toxascaris leonina, Ancylostoma sp.

CHOWDHURY N. (2001)

fébantel Toxocara cati, Toxascaris leonina, Ancylostoma sp.

CHOWDHURY N. (2001)tétramisole Toxocara cati, Toxascaris leonina,

Ancylostoma sp.

lévamisole Toxocara cati, Toxascaris leonina, Ancylostoma sp.

Injection douloureuse

praziquantel Cestodes (Ancylostoma sp, Toxocara cati, Toxascaris leonina )

Toxicité neurologique?

PLOYART S. (2007);FOWLER M et MILLER E.

(1999)

oxfendazole Cestodes PLOYART S. (2007)

mébendazole Ankylostoma sp.,Toxocara cati, Toxascaris leonina

50mg/kg sur des jeunes de moins de 2kg, 100mg/kg sur des jeunes de

plus de 2kg.

FOWLER M et MILLER E. (1999)

fenbendazole Aonchotheca putorii, Ollulanus

tricuspis, Physaloptera sp, Spirocerca lupi.

FOWLER M et MILLER E. (1999)

ivermectine

200µg/kg SC ou IM

Nématodes (Ankylostoma sp., Toxocara cati, Toxascaris leonina ) PLOYART S.

(2007) ;FOWLER M et MILLER E.

(1999) ;CHOWDHURY N. (2001)

Aonchotheca putorii, Ollulanus tricuspis, Physaloptera sp,

Spirocerca lupi.

pyrantel PLOYART S. (2007)

pyrantel pamoate Ankylostoma sp., Toxocara cati, Toxascaris leonina

FOWLER M et MILLER E. (1999)

lévamisole Tématodes PLOYART S. (2007)

niclosamide Taenia sp., Dipylidium caninumFOWLER M et

MILLER E. (1999)métronidazole 5-10mg/kg PO BID à QID

mébendazole Trichostrongylus sp.

CHOWDHURY N. et ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

ivermectine

Ancylostoma caninum, Toxocara canis

CHOWDHURY N. (2001)

0,05mg/kg 1 fois par mois

Ancylostoma caninum, Uncinaria sp. Dirofilaria immitis

CHOWDHURY N. (2001)

loutre de mer

sulfadiazine triméthoprime

Utilisé sur des jeunes

FOWLER M., (1993)

praziquantel Trématodes CHOWDHURY N. (2001)

Annexe 5: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR HERBIVORES

150

Molécule Posologie Parasites visés Remarque Références

équidés

50 mg/kg

8,8mg/kg

12mg/kg

8,mg/kg

200µg/kg

80-100mg/kg

10mg/kg 5-20mg/kg5mg/kg 0,2mg/kg

44mg/kg PO

9mg/kg PO

100mg/kg PO

0,2mg/kg PO

10mg/kg PO

Espèce/ groupe

d'espèces

thiabendazole Strongyloidea (peu efficace sur les ascarididés) FOWLER

M., (1986)mébendazole Strongyloidea (peu efficace sur les

ascarididés)

triclabendazole Trématodes CHOWDHURY N.(2001)

lévamisole Strongyloidea (peu efficace sur les ascarididés)

FOWLER M., (1986)

ivermectine Habronema sp.FOWLER

M., MILLER E. (2003)

niclosamide Anoplocephala sp.

CHOWDHURY N.(2001)équidés

sauvages

fenbendazole 7,5-10mg/kg 5 jours

mébendazole 2,5-7mg/kg 5 jours

oxfendazolepyrantel lévamisole ivermectine

tapiridae

thiabendazole

Cestodes, Strongyloidea, Ascaridia sp., Capillaria sp. , ankyolsotmatinés,

Balantidium sp., Giardia sp.

Efficace. Utiliser les spécialités

équines et bovines

FOWLER M., (1986)

50-60mg/kg 2 fois à 2-3 semaines

d'intervalle

Cestodes, Strongyloidea, Ascaridia sp., Capillaria sp. (Capillaria hepatica), Ankyolsotmatinés, Balantidium sp., Giardia sp. ,

Brachyclonus indicus

FOWLER M., (1993)

mébendazole

8,8mg/kg PO 2 fois à 2-3 semaines

d'intervalle

Cestodes, Strongyloidea, Ascaridia sp., Capillaria sp. (Capillaria hepatica), Ankyolsotmatinés, Balantidium sp., Giardia sp. ,

Brachyclonus indicus FOWLER M., (1986)

tétramisole

Cestodes, Strongyloidea, Ascaridia sp., Capillaria sp. (Capillaria hepatica), Ankyolsotmatinés, Balantidium sp., Giardia sp. ,

Brachyclonus indicus

chlorsalicylamide Cestodes(Paranoplocephala sp. ) FOWLER M., (1993)

ivermectine

Cestodes, Strongyloidea, Ascaridia sp., Capillaria sp. (Capillaria hepatica), Ankyolsotmatinés, Balantidium sp., Giardia sp. ,

Brachyclonus indicus FOWLER M., (1993)

lévamisole

Cestodes, Strongyloidea, Ascaridia sp., Capillaria sp. (Capillaria hepatica), Ankyolsotmatinés, Balantidium sp., Giardia sp. ,

Brachyclonus indicus

151

herbivores

5mg/kg SC10mg/kg SC3mg/kg SC

25mg/kg

10-15mg/kg

10mg/kg/j 5j

50mg/kg/j 10j

closantel Fasciola hepatica

CHOWDHURY N. (2001)

nitroxinil Fasciola hepatica

rafoxanideFasciola hepatica

7,5-10mg/kg PO Fasciola hepatica

triclabendazole 10mg/kg PO 2j Fasciola hepatica, Dicrocoelium dendriticum

artiodactyles

thiabendazole 50-

100mg/kg/j 3 à 5j

Haemonchus, Ostertagia, Tichostrongylus sp., Oesophagostomum, Ascarops sp.,

Physocephalus sp., Hyostrongylus sp., Ascaris sp., Nematodirus sp., Cooperia sp.,

Bunostomum sp., Chabertia sp., Strongyloides sp.

FOWLER M., (1986)

mébendazole 10-15mg/kg/j PO 2j

Haemonchus, Ostertagia, Tichostrongylus sp., Oesophagostomum, Ascarops sp.,

Physocephalus sp., Hyostrongylus sp., Ascaris sp., Nematodirus sp., Cooperia sp.,

Bunostomum sp., Chabertia sp., Strongyloides sp.

lévamisole 8-10mg/kg PO

Haemonchus, Ostertagia, Tichostrongylus sp., Oesophagostomum, Ascarops sp.,

Physocephalus sp., Hyostrongylus sp., Ascaris sp., Nematodirus sp., Cooperia sp.,

Bunostomum sp., Chabertia sp., Strongyloides sp.

dichlorvos

8-10mg/kg/j PO 2 à 5j

Haemonchus, Ostertagia, Tichostrongylus sp., Trichuris sp., Oesophagostomum sp.

Attention aux surdosages:

traiter individuellement, pas par

lot d'animaux.Haemonchus sp., Ascarops sp., Physocephalus

sp., Hyostrongylus sp., Ascaris sp., Nematodirus sp., Trichuris sp., Cooperia sp.,

Bunostomum sp., Ostertagia sp., Tichostrongylus sp., Oesophagostomum sp.,

Chabertia sp., Strongyloides sp.

Risque de toxicité

30mg/kg PO en une fois Trichuris sp.

niclosamide 50-75mg/kg PO

Cestodes (Moniezia sp., Thysanosoma sp., Echinococcus sp., Taenia sp .)

tétramisole Dictyocaulus sp., Pneumostrongylus sp., Protostrongylus sp., Parelaphostrongylus sp.

amprolium Eimeria sp.

sulfadiméthoxine/ sulfaméthazine Eimeria sp., Toxoplasma sp.

sulfapyrazine/ sulfadiazine

50mg/kg/j 10j Toxoplasma sp.

152

5mg/kg Strongles adultes

35mg/kg

7,5mg/kg

0,3mg/kg

10-15mg/kg

66mg/kg PO

22mg/kg PO

5-8mg/kg PO18mg/kg PO

0,7mg/kg 7j

ovins 3,75mg/kg

8,5mg/kg

0,4mg/kg

Coccidies

artiodactyles (suidae)

fébantel

CHOWDHURY N. (2001)

fenbendazole Metastrongylus sp. , nématodes pulmonaires et intestinaux

Moins efficace sur les porcins

sauvages que sur le porc domestique

lévamisole Metastrongylus sp. , nématodes pulmonaires et intestinaux

Moins efficace sur les porcins

sauvages que sur le porc domestique

ivermectine Metastrongylus sp.

camélidés triclabendazole10mg/kg PO 2j à répéter si

nécessaire

Fasciola hepatica, Dicrocoelium dendriticum

CHOWDHURY N. (2001)

camélidés d'Amérique

du Sud

clorsulon7mg/kg PO 2 fois à 45-60j d'intervalle.

Fasciola hepatica, F.gigantea

FOWLER M., (1998)praziquantel

2,5-10mg/kg PO ou en parentéral

Moniezia expansa, M.benedeni

fenbendazole

Moniezia expansa, M.benedeni

10mg/kg 1-3j PO Moniezia sp. CHOWDHURY

N. (2001)

thiabendazole

FOWLER M., (1998)

mébendazole

ivermectine 0,2mg/kg PO ou SC

lévamisole pyrantel pamoate

lama et alpaga ivermectine 0,2mg/kg SC1

fois Trichostrongylus sp.,

Oesophagostomum sp.

GEURDENA T., VAN

HEMELRIJKB K. (2005)

petits ruminants fenbendazole Trichostrongylus sp.

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

praziquantel Moniezia expansaantilopes,

hippotragues et caprins

fenbendazole Trichostrongylus sp., Trichuris sp., Strongyloides sp., Nematodirus sp..

cervidae

fenbendazole 15mg/kg 7 jours Nématodes gastro-intestinaux

ivermectineFOWLER M.,

MILLER E. (2007)

cervidae et tragulidae

diclazuril Même dose que les pour ruminants FOWLER M.,

MILLER E. (2003)

triclabendazoleMême dose que les pour ruminants

Trématodes

153

44mg/kg

5mg/kg IM SID 5j

200ug/kg SC Tiques

25mg/kg PO 3j

150mg/kg

20mg/kg 5 j

25mg/kg 2 j Nématodes

Nématodes

macropodes Peu efficace

Peu efficace.

0,2mg/kg

7,5mg/kg

5mg/kg Strongles adultes

7,5mg/kg

marsupiaux et

monotrèmes

thiabendazole Trichostrongylus sp FOWLER M., (1986)

sulfadoxine trimethoprime

Theileria sp. (T.ornithorhynchi), Trypanosoma sp. (T.binneyi) FOWLER M.,

(1993)ivermectine

toltrazuril Coccidies (Eimeria wilcanniensis, E.arundeli, Isospora boughtoni )

Traitement peu efficace

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

marsupiaux

niclosamide Fasciola sp., Echinostoma sp., Paramphistomum sp.

CHOWDHURY N. (2001)

mébendazole Fasciola sp., Echinostoma sp., Paramphistomum sp.

mébendazole

ivermectine 0,2mg/kg PO ou SC

ivermectine 200ug/kg PO , SC ou topique Plathelminthes et nemathelminthes

JACKSON S. (2007)

moxidectine 200-500ug/kg PO, SC ou topique

toltrazuril 25mg/kg PO SID 3j

clindamycine 11mg/kg BID PO ou IM 30j ou plus Toxoplasma sp.

atovaquone 50-100mg/kg/j au moins 30j Toxoplasma sp.

trimethoprime sulfadiazine

Respectivement 8mg/kg et

40mg/kg IM BID 7j

Eimeria sp.

ruminants et équins

ivermectine FOWLER M., MILLER E.

(2007)lévamisole

fébantel CHOWDHURY N. (2001)

fenbendazole FOWLER M.,

MILLER E. (2007)

154

0,2-1mg/kg

yak 5mg/kg 3jbuffle 5-10mg/kg

gazelle SC 0,2mg/kg

0,4mg/kg SC

mouflon 0,6mg/kg SC

Peu efficace

Efficace

lama

Nématodes Sûr et efficace

Nématodes

chameau 10mg/kg Nématodes pulmonaires

dromadaire 7,5mg/kg Strongles adultes

ovins sauvages ivermectine FOWLER M.,

(1993)fébantel Trichuris sp.

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

fébantel Toxocarose intestinale

ivermectineOstertagia sp., Cooperia sp.,

Trichostrongylus sp., Trichuris sp., Nematodirus sp., Strongyloides sp.

Meilleure efficacité que

le mebendazole

cerf élaphe ivermectineOstertagia sp.

Meilleure efficacité que

le fenbendazole

0,5mg/kg en topique Dictyocaulus sp.

ivermectine Muellerius sp., Nematodirus sp., Oesophagostomum sp.

bison américain ivermectine 0,5mg/kg en

pour on Ostertagia sp.

oryx d'arabie

fenbendazole 7,5mg/kg 3j PO

Trichostrongylus sp., Camelostrongylus sp. GOOSSENS E.

et al (2006)

ivermectine

0,2mg/kg PO 3j

Trichostrongylus sp., Camelostrongylus sp.

0,2mg/kg SC 1 fois

Camelostrongylus mentulatus, Trichostrongylus sp, Trichuris

cervicaprae, Nematodirus spathiger

Il est conseillé de faire ce

traitement une fois par an

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

ivermectine

0,2mg/kg PO ou SC

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)0,2mg/kg SC toutes les 3 semaines

Parelaphostrongylus tenuis En prévention BURKHOLDER

T. et al (2004)0,4-0,6mg/kg SC 1 fois

mebendazole 5-10mg/kg 1-3 j CHOWDHURY

N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)fébantel

Seulement en cas de faible infestation.

fébantel

Annexe 6: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR MAMMIFERES MARINS

155

Molécule Posologie Parasites visés Remarque Références

50 mg/kg 4j

10mg/kg 3j

0,1mg/kg PO ou SC

Nématodes pulmonaires

10mg/kg 2j

3,3mg/kg

10mg/kg 1 fois

Espèce/ groupe

d'espèces

mammifères marins

bithionol et praziquantel

bithionol 20mg/kg PO puis praziquantel 1 mg/kg 2 j après puis

de nouveau praziquantel 1mg/kg

12 j plus tard.

Nasitrema sp. CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

praziquantel 10mg/kg 2 fois à 14 j d'intervalle.

Trématodose autre que Nasitrema sp. et

Zalophotrema hepaticum

pinnipèdes

niclosamide 160mg/kg 2 fois à 10j d'intervalle Cestodes

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

fenbendazole

Ankylostoma sp. DELAHAY R et al (2009)

Ankylostoma sp. sur éléphant de mer et lion de mer

Grande marge de sécurité du fenbendazole

sur les mammifères

marins

DELAHAY R et al (2009);

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

ivermectine

200ug/kg 2 fois à 10j d'intervalle

Ankylostoma sp. sur éléphant de mer et lion de mer

DELAHAY R et al (2009)

Uncinaria sp. CHOWDHURY N. (2001)0,2mg/kg PO tous les

14 joursSurdosage

mortel

praziquantel

Cestodes (sur éléphant de mer et lion de mer);

Diphyllobothriidae et Tetrabothriidae

DELAHAY R et al (2009)

(phosphate de ) levamisole

11mg/kg IM 1 fois par j pdt 5j

Parafilaroides decorus (larves et adultes)

FAGIOLINI M. et al (2010)thiacetarsamide 0,44mg/kg IV lente 2

fois à 24h d'intervalle Dirofilaria immitis

diéthylcarbamazine Dirofilaria immitisEn prévention

d'une réinfestation

dichlorvos Nématodes gastro-intestinaux

Contre-indiqué en cas

de constipation, obstruction intestinale,

hépatopathie ou

cardiopathie.

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

Annexe 7: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR OISEAUX

156

Molécule Posologie Parasites visés Remarque Références

rapaces

25 mg/kg PO 3-5j

Filaires

Espèce/ groupe

d'espèces

ivermectine

0,2-0,4mg/kg SC 1 fois

CARPENTER J. (2012)

0,2mg/kg diluée à 1/9 dans du Ringer

Lactate IM

Capillariinae (Eucoleus dispar, Capillaria contorta)

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

0,2-1mg/kg 2 fois à 10-14j d'intervalle

SC

Capillaria sp. (C.contorta, C.tenuissimus, Eucoleus dispar),

Contracaecum sp. (Porrocaecum sp), Cyathostoma sp., Horvorkonema sp.,

Serratospiculoides sp.

Possible toxicité

neurologique à forte dose

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

moxidectine 0,2mg/kg PO 1 ou plusieurs fois Capillaria sp.

mebendazole 50mg/kg PO 2 fois à 12j d'intervalle.

Cyathostoma (C.americanum, C.brodskii, C.lari), Hovorkonema

variegatum, Syngamus trachea CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)fenbendazole ou flubendazole

Porrocaecum angusticolle, Ascaridia sp., Serratospiculum (S.amaculata,

S.seurati), autres nématodes et trématodes.

fenbendazole

20-25mg/kg/j 5j, à refaire 10j après,

PO

Capillaria (C.contorta, C.tenuissimus, Eucoleus dispar),

Trichinella pseudospiralis, Cyrnea sp., Habronema sp., Microtetrameres

sp.

Ne pas utiliser sur un

oiseau déshydraté ni sur un Urubu à tête rouge.

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

10-50mg/kg PO 2 fois à 14j

d'intervalle Nématodes, Trématodes

CARPENTER J. (2012)

20mg/kg PO SID 10-14j

20-25mg/kg PO SID 5j Capillaria sp.

20-50mg/kg SID 3j (à répéter à 3

semaines)

100mg/kg PO 2 fois à 10-14j d'intervalle Capillaria sp. et spirures.

157

rapaces

50 mg/kg PO ou SC Peu toxique

10mg/kg

5-10 mg/kg PO 2j

125 mg/kg PO

10-20mg/kg PO 2j

thiabendazole100mg/kg PO 2 fois à 12j d'intervalle ou 500mg/kg/j PO 7j

Cyathostoma sp. (C.americanum, C.brodskii, C.lari), Hovorkonema variegatum, Syngamus trachea,

Serratospiculum sp. (S.amaculata, S.seurati)

CHOWDHURY N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

praziquantel

Strigea sp., Neodiplostomum sp.,Metorchis sp., Nematostrigea serpens, Cladotaenia globifera,

Mesocestoides sp., Anomotaenia sp., Matabelea sp., Lingula sp., Idiogenes sp., Choanotaenia sp., Hymenolepis sp., Oligorchis sp., Paracladotaenia

sp., Raillietina sp.

10-50mg/kg PO 2 fois à 7-10j

d'intervalle, traiter tous les j pendant

5-14j pour les douves.

Cladotaenia sp. (C.globifera), Paruterina sp., trématodes FOWLER M.,

MILLER E. (2003)

rafoxanide trématodes

clazuril Eimeria sp., Sarcocystis sp.,Caryospora sp.

Traitement sûr et efficace CHOWDHURY

N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

toltrazuril

25mg/kg 1 fois/semaine PO 3

semaineCaryospora sp.

7-12mg/kg/j 2j PO, à refaire 2 semaines

plus tard Coccidies dont Caryospora sp.

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

7-10mg/kg/j 2j à refaire 2 semaines

plus tard Caryospora sp.

25mg/kg 3 fois à 1 semaine

d'intervalle Caryospora sp.

niclosamide

Cladotaenia globifera, Mesocestoides sp., Anomotaenia sp., Matabelea sp., Lingula sp., Idiogenes sp., Choanotaenia sp., Hymenolepis sp., Oligorchis sp., Paracladotaenia

sp., Raillietina sp.

Possibles vomissements CHOWDHURY

N., ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

lévamisolePorrocaecum angusticolle, Ascaridia

sp., Serratospiculum sp. (S.amaculata, S.seurati)

158

50-100mg/kg

50mg/kg

15mg/kg

15-25mg/kg

130mg/kg

streptomycine

66mg/kg PO

Coccidies

5-15mg/kg/j PO 5j Nématodes

Nématodes

20-50mg/kg 1 fois PO Index thérapeutique bas

Nématodes

Coccidies

33mg/kg PO SID 3j

ratites

pipérazine Ascaridia sp.

FOWLER M., (1986)

thiabendazole Parasites de l'ordre des Strongylida

mebendazole Parasites de l'ordre des Strongylida

fenbendazole Houttynia struthionis

FOWLER M., (1993)

resorantel Houttynia struthionis

ivermectine 200µg/kg toutes les 4 semaines

Baylisascaris sp. Procyonis sp.,

Chandlurella quiscali

Prévention de la migration de larves

dans le système nerveux central.

métronidazole 1,25g/L d'eau de boisson pendant 7-10j

Histomonas sp. (H. maleagridis)

galliformes

1,25-3,75mg/4L dans l'eau de boisson 5-10j

puis 1mg/L 5j. FOWLER M.,

(1986)

ansériformes

amproliumSolution à 9,6%: 0,5mL/L d'eau de boisson, PO 5j

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

fenbendazole

ivermectine 0,2mg/kg PO, SC ou IM 1 fois

lévamisole Nématodes, trématodes

praziquantel 10-20 mg/kg SC ou IM 2 fois à 10j d'intervalle Cestodes

praziquantel 10mg/kg/j PO, SC ou IM 14j Trématodes

pyrantel pamoate 7mg/kg PO 2 fois à 14j d'intervalle

sulfadiazine triméthoprime

60mg/kg PO BID 3j puis arrêt 3j puis refaire

le traitement 3j

passériformes, psittacidés,

rapacesfenbendazole Microfilaires, trématodes CARPENTER

J. (2012)

159

100mg/kg PO BID 7j

Coccidies

20-30mg/kg PO SID ½ dose chez les jeunes

psittacidés et passereaux

fenbendazole 5-20mg/kg/j PO 3-5j ou

120mg/L d'eau de boisson SID 5j

Ascaridia sp., Capillaria sp., Syngamus sp.,

Trématodes

A éviter en période de mue. Possible toxicité pour les loris, possibles troubles

nerveux chez les canaris et petits exotiques.

ANDRE J-P. (2005)

mébendazole20-25mg/kg PO 5j

(psittacidés): 10mg/kg PO BID 5j (passereaux)

Ascaridia sp., Capillaria sp., Trématodes

Ne pas administrer en période de reproduction.

Occlusion possible par des nématodes morts.

thiabendazole

300mg/kg PO 2 fois à 15j d'intervalle

(Ascaridia sp.); 100mg/kg PO SID 7-10j

(Syngamus sp.)

Ascaridia sp., Syngamus sp.

lévamisole

15-20mg/kg PO 2 fois à 15j d'intervalle ou 100-

200mg/L d'eau de boisson 2 fois à 15j

d'intervalle ( passereaux)

Ascaridia sp., Capillaria sp., microfilaires.

Toxique en cas de surdosage (vomissements, troubles nerveux). Ne pas

donner aux oiseaux affaiblis, aux loris. Diminuer

les doses pour les perruches australiennes.

pyrantel 4-5mg/kg PO 2 fois à 15j d'intervalle

Ascaridia sp., Capillaria sp.

ivermectine 200µg/kg SC 2 à 3 fois à 15j d'intervalle.

Ascaridia sp, Syngamus sp., acarioses respiratoires,

gales.

paromomycine Cryptosporidium sp.

pipérazine 100-200mg/kg PO 2 fois à 15j d'intervalle

Ascaridia sp., Capillaria sp.

A ne pas utiliser en période de reproduction

praziquantel

15mg/kg PO 2 fois à 15j d'intervalle; 8-10mg/kg

IM 2 fois à 15j d'intervalle.

Taenia sp., Trématodes

tétramisole+ niclosamide

comprimé de 26,7mg+62,5mg: 1 à 1,5 comprimé/kg PO 2 fois

à 15j d'intervalle

Ascaridia sp., Capillaria sp., Taenia sp.

toltrazuril

7mg/kg PO 2j; 100-150mg/L d'eau de

boisson 2j par semaine pendant 4 semaines

(passereaux)

ronidazole8-10mg/kg PO 7-10j;

400-500mg/L d'eau de boisson 7j (passereaux)

Hexamita sp., Giardia sp., Trichomonas sp., Cochlosoma sp.

carnidazole Hexamita sp., Giardia sp.,

Trichomonas sp., Cochlosoma sp.

dimétridazole

100-250mg/L d'eau de boisson 4-7j (80-

100mg/L pour passereaux)

Hexamita sp., Giardia sp., Trichomonas sp., Cochlosoma sp.

A éviter chez les loris. Troubles nerveux possibles

chez les passereaux, les perruches ondulées et

calopsittes.

métronidazole

20-30mg/kg PO BID 7-10j; 100-200mg/L d'eau

de boisson (passereaux)

Hexamita sp., Giardia sp., Trichomonas sp., Cochlosoma sp.

A éviter chez les petits exotiques

sulfadimethoxine pyriméthamine

30mg+10mg par mL: donner 80 gouttes/L

d'eau de boisson, 5j(coccidiose), 6-10j

(lankesterellose)

Coccidies, Lankesterella sp., Toxoplasma sp.

160

15mg/kg PO SID 5j

20-50mg/kg PO 1 fois

0,2-0,4mg/kg SC 1 fois

0,2mg/kg PO, IM, SC

15mg/kg BID IM 10j

250mg/kg BID PO 14j

Nématodes

33mg/kg SID 3j PO

20mg/kg SID 5j

20mg/kg PO 1 fois

psittacidés fenbendazoleCARPENTER

J. (2012)

Ascaridia sp. : 2 traitements à 10j

d'intervalle pour les trématodes; 3j pour des microfilaires ; 5j pour

Capillaria sp.

passériformes

fenbendazole 0,4mg/kg pour Capillaria sp.

metronidazole 50mg/kg PO SID ou BID WLER M.,

MILLER E. (2003)sulfamide-

triméthoprime10-100mg/kg PO, IM,

SC, BID

sphénisciformes

ivermectine

WLER M., MILLER E.

(2003)

praziquantel10-20mg/kg PO, IM, SC

2 fois à 10-14j d'intervalle

fenbendazole 50mg/kg PO, IM, SC 1 fois ou répété

sulfamide-triméthoprime

144mg/kg SID IM ou SC environ 10j

amikacine Surveiller l'état d'hydratation

flucytosine

« oiseaux exotiques » fenbendazole

50-100mg/kg PO 2 fois à 10j d'intervalle http://wildpro.

twycrosszoo.org Microfilaires et trématodes

Capillaria sp.

« oiseaux d'eau » fenbendazole Cestodes, nématodes acanthocéphales.

CARPENTER J. (2012)

161

20mg/kg PO

autruche

10mg/kg PO BID 5j Coccidies

15mg/kg

15mg/kg PO

15mg/kg PO

0,2mg/kg

perdrix

faisan12mg/kg PO 1 fois

poule 1,5-3,9mg/kg PO SID 3j

pigeon domestique

ivermectine 0,2mg/kg 2 fois à 7-10j d'intervalle IM ou PO

Ascaridia columbae, Capillaria obsignata, Tetrameres crami,

Dispharynx nasuta, Ornithostrongylus quadriradiatus,

Syngamus trachea

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

fenbendazole http://wildpro.twycrosszoo.org

pamoate de pyrantel

20-25mg/kg 2 fois à 7-10j d'intervalle PO

Ascaridia columbae, Capillaria obsignata, Ornithostrongylus

quadriradiatus, Syngamus trachea

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

lévamisole 25-50mg/kg 2 fois à 7-10j d'intervalle PO

Ascaridia columbae, Capillaria obsignata, Tetrameres crami,

Dispharynx nasuta, Ornithostrongylus quadriradiatus,

Syngamus trachea

toltrazuril1mL/L d'eau de

boisson 2j ou 0,1mL pour 100g 1 fois PO

Eimeria sp., Isospora sp., Toxoplasma gondii, Hexamita

columbae, Trichomonas gallinae

métronidazole 10-20mg/kg SID 4j IM ou PO

triméthoprime et sulfamethoxazole FOWLER M.,

(1993)

fenbendazole

Libyostrongylus douglassii Libyostrongylus douglassii,

cestodesCARPENTER J.

(2012)Houttuynia struthionis,

Libyostrongylus douglassii

RITCHIE B et al (1994)lévamisole

30mg/kg (tous les mois pour les jeunes, 4 fois

par an pour les adultes)Libyostrongylus douglassii

ivermectine Libyostrongylus douglassii

fenbendazole 7-10mg/kg PO répartis sur 14j Trichostrongylus tenuis

http://wildpro.twycrosszoo.org

fenbendazole

Syngamus sp., Heterakis sp. , Ascaridia sp.

24mg/kg PO répartis sur 3j Capillaria sp.

fenbendazole CARPENTER J. (2012)

Annexe 8: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR PRIMATES

162

Molécule Posologie Parasites visés Remarque Références

primates

100mg/kg

15mg/kg BID 14j

15mg/kg SID 2j

10-20mg/kg BID 3-5j

20mg/kg PO BID 5j22mg/kg/j PO 3j

25mg/kg PO SID 3j

40mg/kg 3j

Espèce/ groupe

d'espèces

thiabendazole

50-100mg/kg PO 1-2 ou 5j

Strongyloides sp ., Oxyuridae (Trypanoxyuris sp.,

Enterobius sp. ) TOFT J., EBERHARD

M. (1998)100mg/kg PO 1 fois ou 50mg/kg/j PO 2j, à répéter 14j plus tard.

Oesophagostomum sp.

Strongyloides sp., Oesophagostomum sp, autres

nématodes 

FOWLER M., (1986)

100mg/kg tous les 3 mois Strongyloides stercolaris

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)albendazole

Filariopsis sp.

Ivermectine, fenbendazole, thiabendazole, mebendazole et pyrantel sont

inefficaces sur ce parasite.

10mg/kg PO 2 fois à 2 semaines d'intervalle.

UNWIN S. et al (2009)

mébendazole

Trichuris sp. FOWLER M., (1986)

15mg/kg PO 2j ou 3mg/kg PO 10j

Ankylostoma duodenale, Necator americanus

TOFT J., EBERHARD

M. (1998)

Trichuris trichiura , a répéter toutes les 2 semaines pour le traitement de Oxyuris sp. , et

Enterobius sp.

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

13,3mg/kg PO TID 3-5j, à répéter 14j plus

tard.Oesophagostomum sp. TOFT J.,

EBERHARD M. (1998)Trichuris trichiura

Strongyloides sp.

Nematodes UNWIN S. et al (2009)

25mg/kg 7j puis 7j de pause puis 7j à

50mg/kg puis 7j de pause puis 25mg/kg

7j

Strongyloides stercolaris

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)Pterygodermatites sp.

TOFT J., EBERHARD

M. (1998)

100mg PO pour grands singes

adultes, 10mg/kg pour les jeunes et les

petites espèces

Oxyuridae ( Trypanoxyuris sp., Enterobius sp. )

163

20mg/kg 5 j

20mg/kg 5 j

50mg/kg 1-3j

50mg/kg SID 14j

27-50mg/kg BID 5j

160mg/kg

100mg/kg

80mg/kg

100mg/kg Efficace

25mg/kg TID 2j

40mg/kg 1 fois

0,5µg/kg/j SC 3j

0,4mg/kg PO 7j

primates

fenbendazole

Bertiella sp. CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

Oesophagostomum sp., Trichuris sp., Capillaria sp., Physaloptera

sp.

Nematodes UNWIN S. Et al (2009)

Filaroides sp CARPENTER J. (2012)

flubendazole Trichuris trichiura

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001),13

niclosamide

Cestodes (Hymenolepis nana) Efficacité variable

FOWLER M., (1986)

Hymenolepis nana CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)Bertiella sp.

pipérazine Enterobius vermicularis FOWLER M., (1986)

praziquantel5-15mg/kg toutes les 2

semaines pendant plusieurs semaines 

Hymenolepis nana CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

praziquantel

Paragonimus sp., Schistosoma mansoni, Watsonius watsoni,

Gastrodiscoides hominis, Watsonius watsoni.

Schistosoma mansoni 40mg/kg PO, IM, SC 1

fois Trématodes

UNWIN S. et al (2009)

15-20mg/kg PO,IM,SC 1 fois Cestodes

40mg/kg PO, IM, SC 1 fois Trématodes

15-20mg/kg PO,IM,SC 1 fois Cestodes

ivermectine

0,2mg/kg IM 2 fois à 3 semaines d'intervalle

Strongyloides sp., Ankylostoma duodenale, Necator americanus

TOFT J., EBERHARD

M. (1998)Pterygodermatites sp.

0,2-0,4mg/kg IM, SC ou PO plusieurs fois avec 14j d'intervalle entre chaque traitement

Strongyloides stercolaris

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

0.2-0.4mg/kg 2 fois à 3 semaines d'intervalle. Nematodes et gales UNWIN S. et

al (2009)

Trichuris trichiura

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)0,2mg/kg PO, SC, IM 2 fois à 14j d'intervalle

CARPENTER J. (2012)

164

0,2mg/kg PO 7j

0,2mg/kg IM ou PO Nématodes

10-20mg/kg PO 3j

10-20mg/kg/j PO 3j Nématodes

50mg/kg

50mg/kg PO Nématodes

10mg/kg PO Nématodes

2,5mg/kg PO 14j

2,5mg/kg/j PO 14j

5-10mg/kg/j PO 3j Nématodes

25mg/kg BID 7j

25mg/kg/j PO 7j Protozoaires

15mg/kg PO BID 7j Protozoaires

12,5mg/kg BID 5j

prosimiens

ivermectine

0,2mg/kg PO ou SC 1 fois

Strongylus sp., Strongyloides sp., Gongylonema sp. ,

ascarididés.

à répéter 10-14j plus tard si l'infestation

persiste

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

Physaloptera sp. CARPENTER J. (2012)

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

mébendazole

Strongylus sp., Strongyloides sp., Gongylonema sp. ,

ascarididés.

à répéter 10-14j plus tard si l'infestation

persiste

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

thiabendazole

Strongylus sp., Strongyloides sp., Gongylonema sp. ,

ascarididés.

à répéter 10-14j plus tard si l'infestation

persiste

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

FOWLER M., MILLER E.

(2003)albendazole

lévamisole

Physaloptera sp.FOWLER M.,

MILLER E. (1999)

Physaloptera sp.FOWLER M.,

MILLER E. (2003)

pyrantel

5-10mg/kg PO pdt 3jStrongylus sp., Strongyloides

sp., Gongylonema sp., ascarididés.

à répéter 10-14j plus tard si l'infestation

persiste

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

métronidazole

Entamoeba sp., Trichomonas sp., Giardia sp., Balantidium

sp.

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

FOWLER M., MILLER E.

(2003)paromomycine Entamoeba sp., Trichomonas

sp., Giardia sp., Balantidium sp.

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

165

primates

10mg/kg PO ou SC 2-3j

10mg/kg 3j

10mg/kg 3j PO

100mg/kg, PO 1 fois

11mg/kg PO SID 1-3j

11mg/kg PO 1 fois

10mg/kg SID 2j

10mg/kg PO SID 1-2j

25-100mg/kg, PO 1 fois

15mg/kg SID 5-6j

12.5-25mg/kg BID10mg/kg PO BID 3-5j Protozoaires

30-50mg/kg PO BID 10j Protozoaires30-50mg/kg 5-10j.

10-17mg/kg TID 10j

30-50mg/kg PO SID 3-5 j

1500mg/kg/j IV en CRI

20mg/kg PO TID 5-10j

tétracycline 15mg/kg PO QID 14 j

30mg/kg PO QID 14 j

0.3mg/kg PO SID 14j

lévamisole

7,5mg/kg SC 2 fois à 14j d'intervalle

Ancylostoma duodenale, Necator americanus, Trichuris trichiura

TOFT J., EBERHARD

M. (1998)

Strongyloides sp.

10mg/kg SC ou PO 1 fois, à répéter à 14j. Oesophagostomum sp.

Physaloptera sp.

Physaloptera sp.

CHOWDHURY N.,

ALONSO AGUIRRE A.

(2001)

niclosamide Cestodes

UNWIN S. et al (2009); TOFT J.,

EBERHARD M. (1998)

pamoate de pyrantel Nematodes UNWIN S. et

al (2009)

pyrantelStrongyloides sp., Oxyuridae

(Trypanoxyuris sp., Enterobius sp.)

TOFT J., EBERHARD

M. (1998)

pyriméthamine 2mg/kg PO SID 3j puis 1mg/kg 4 semaines Toxoplasma sp. UNWIN S. et

al (2009)

dichlorvos Trichuris sp. FOWLER M., (1986)

dichlorvosTOFT J.,

EBERHARD M. (1998)

bunamidine Cestodes

UNWIN S. et al

(2009),TOFT J.,

EBERHARD M. (1998)

aminosidine Entamoeba sp., Giardia sp., Trichomonias sp.

UNWIN S. et al (2009)

paromomycine 12.5-15mg/kg PO BID 3-10j

Balantidium coli et Entamoeba histolytica

clindamycine Toxoplasma sp.furazolidone

métronidazole Giardia sp. TOFT J., EBERHARD

M. (1998) Amibes, Balantidium coli

tinidazole Giardia sp., Balantidium coli, Entamoeba hitolytica

UNWIN S. et al (2009)

oxytétracycline Balantidium coli

doxycycline Balantidium Coli

Balantidium Coli

triméthoprime /Sulphamide Pneumocystis carinii

chloroquine10mg/kg PO,IM 1 fois puis 5mg/kg 6 plus tard

puis 5mg/kg/j 2j

A utiliser avec de la primaquine pour le traitement de la malaria

(Plasmodium sp .)primaquine Plasmodium sp.

166

30-50mg/kg BID 10j

100mg/kg/j

2mg/kg/j 3j

50mg/kg/j 2j

15mg/kg/j 3j

50mg/kg 14j25mg/kg BID 5j

10mg/kg

200µg/kg

11mg/kg 1 fois

6-20mg/kg/j 6-15j

15-20mg/kg 1fois

40mg/kg 1 fois 500mg/kg

primates du nouveau monde

métronidazole

17,5-25mg/kg BID 10j

Giardia sp., Entamoeba histolytica, Trichomonas sp.,

Pentatrichomonas sp., Chilomastix sp.

FOWLER M., (1993)

Balantidium coli

doxycycline 5mg/kg BID le 1er j puis 2,5mg/kg/j Balantidium coli

paromomycine 12,5-15mg/kg BID 5-10j Entamoeba hystolitica

sulfaméthoxine 50mg/kg/j le premier j puis 25mg/kg/j Isospora sp.

sulfadiazine Toxoplasma gondii

clindamycine 12,5-25mg/kg BID PO Toxoplasma gondii

FOWLER M., (1993);

FOWLER M., (1986)

pyriméthamine Toxoplasma gondii

FOWLER M., (1993)

thiabendazole Strongyloides cebus, Necator americanus

mebendazole

Strongyloides cebus, Necator americanus,

Pterygodermatitis nycticebi, Trichuris trichuria

fenbendazole Filaroides sp.albendazole Filaroides sp.

lévamisoleStrongyloides cebus,

Filaroides sp., Trichuris trichiura

ivermectine

Strongyloides cebus, Necator americanus, Molineus

torulosa, Molineus vexillarius, Molineus elegans,

Trichospirura leptostoma, Pterygodermatitis nycticebi

pyrantel pamoate Strongyloides cebus, Necator americanus, Enterobius sp.

diéthylcarbamazine Dipetalonema sp.

FOWLER M., (1993)praziquantel

Matheovataenia sp., Atriotaenia megastoma

Schistosoma mansoniniclosamide Bertiella sp.

167

15mg/kg PO 1 fois

24mg/kg PO BID 1j

25mg/kg/j PO 5j40mg/kg/j PO 7j

20mg/kg/j PO 14j

10-15mg/kg/j PO 2-3j Nématodes digestifs

11mg/kg PO 1 fois

primates autres que prosimiens

et grands singes

métronidazole

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

triméthoprime et sulfadiazine

15-50mg/kg PO SID à BID, 1j

triméthoprime et sulfaméthoxazole

primates autres que grands

singes

albendazole Filaroides sp.

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

mébendazole Strongyloides sp.

fenbendazole

Strongyloides sp., Filaroides sp.

25mg/kg PO 2 fois à 7j d'intervalle Ancylostoma sp.

iodoquinol 10-13,3mg/kg TID 20j PO Entamoeba histolytica

lévamisole5mg/kg PO 2 fois à 3

semaines d'intervalle

Strongyloides sp., Filaroides sp., Trichuris sp.

dichlorvos

praziquantel 15-20-40 mg/kg PO ou IM Cestodes , Schistosoma sp.

pyrantel pamoate Enterobius vermicularis

168

grands singes

50mg/kg 1-3j Nématodes

11mg/kg 1 fois

Protozoaires

5mg/kg QID 7j

15mg/kg PO 3j

70mg/kg 3j

40-60mg/kg PO 5j

200-250µg/kg SC

50mg/kg PO SID 3j

4-5mg/kg PO 6j

chimpanzé

thiabendazole 50-100mg/kg SID 1-5j PO Nématodes gastro-intestinaux FOWLER M.,

MILLER E. (2003)mébendazole 22-40mg/kg SID 3j

PO Nématodes gastro-intestinaux

fenbendazole

10-100mg/kg SID 3-14j PO Nématodes gastro-intestinaux

FOWLER M., MILLER E.

(2003); http://wildpro.twycrosszoo.

orghttp://wildpro.twycrosszoo.

org

ivermectine

0,2mg/kg 2 fois à 3 semaines

d'intervalle PO ou SC

Nématodes gastro-intestinaux

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

pyrantel pamoate Nématodes gastro-intestinaux

praziquantel

15-20mg/kg 1fois PO ou IM Cestodes

40mg/kg 1 fois PO ou IM Trématodes

lévamisole 10mg/kg SID 2-3j PO ou SC Nématodes gastro-intestinaux

hydrochloride de quinacrine

2mg/kg TID PO 7j, maximum 300mg/j Giardia lamblia FOWLER M.,

(1993)

métronidazole 30-50mg/kg SID 5-10j PO

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

furazolidone Giardia lamblia FOWLER M., (1993)

callitrichidés

mébendazole

Spirures entériques et pancréatiques

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

Spirures oraux

100mg/kg 1 semaine sur 2

Prosthenorchis elegans (acanthocéphale)

A coupler à une chirurgie pour

retirer les parasites dans le tube digestif

fenbendazole Spirures entériques et pancréatiques

ivermectine Spirures entériques et pancréatiques

lémuriformesfenbendazole CARPENTER

J. (2012)ivermectine 0,3mg/kg PO tous les 7j 4 fois Gongylonema sp.

tamarin pinche albendazole

50mg/kg BID 16j PO répété toutes les 2 semaines 4 fois en

tout

Moniliformis clatki (acanthocephala)

WEBER M., JUNGE R.

(2001) 100mg/kg SID 3j PO répété toutes les 2 semaines 4 fois en

tout

Moniliformis clatki (acanthocephala)

saki à face blanche lévamisole spirures oraux

FOWLER M., MILLER E.

(1999)

fenbendazole50mg/kg/j PO 3j 2 fois à 3 semaines

d' intervallePantroglodytes sp.

http://wildpro.twycrosszoo.

org

Annexe 9: POSOLOGIES D'ANTIPARASITAIRES POUR RONGEURS, LAGOMORPHES ET CHIROPTERES:

169

Molécule Posologie Parasites visés Remarque Références

10-20mg/kg SID 5j Helminthes

50mg/kg PO SID 5j

50mg/kg BID 2j

100mg/kg PO SID 5j Nématodes

Nématodes

Coccidies

0,5mg/kg SC6-15mg/kg spot-on

Coccidies

rongeurs

200-400mg/kg Nématodes100mg/kg Nématodes

100mg/kg PO

400ug/kg PO

20-100mg/kg PO5-50mg/kg SC

Espèce/ groupe d'espèces

lagomorphes, myomorphes, caviomorphes

fenbendazole

QUINTON J. (2003)

Giardia sp.

mébendazole Nématodes, cestodes

thiabendazole

pyrantel 5-10mg/kg PO 2 fois à 15j d'intervalle

niclosamide 100-200mg/kg PO SID 7j à renouveler Cestodes

toltrazuril 50ppm dans l'eau de boisson 5j

ivermectine sélamectine

sulfadiméthoxine 30-100mg/kg PO BID 5-8j

piperazine FOWLER M., (1986)trichlorfon

niclosamide Cestodes

FOWLER M., (1986);

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

ivermectine 200-500ug/kg PO ou SC

FOWLER M., MILLER E.

(2003)moxidectine

fenbendazole 20-50mg/kg PO SID

5j Giardia sp. CARPENTER J. (2012)

FOWLER M., MILLER E.

(2003)

praziquantel

amprolium0,5mL de solution à 9,6% dans 500mL

d'eau de boisson 10j

sulfaméthazine 1g/L d'eau de boisson 5j

lagomorphes pipérazine 500-750mg/kg PO

SID 2j Ascaridida QUINTON J. (2003)

praziquantel 5-10mg/kg PO SC 1 fois tous les 10j Cestodes

170

lapin

50-100mg/kg PO

Coccidies

Coccidies

chiroptères

400ug/kg IM

50-100mg/kg PO

20mg/kg IM ou PO

200-400µg/kg PO Nématodes

Nématodes

7,5-15mg/kg IM, PO

75-100mg/kg PO Protozoaires

thiabendazole Strongylida et ascaridida

FOWLER M.,

MILLER E. (2003)

fenbendazole 5-10mg/kg PO 2 fois à

2 semaines d'intervalle

Strongylida et ascaridida

praziquantel5-10mg/kg PO, SC ou

IM 2 fois à 10j d'intervalle

Cestodes, trématodes

sulfadiméthoxine

50mg/kg PO 1 fois puis 25mg/kg/j 10-20j

amprolium solution à 9,6%: 1mL/L d'eau de

boisson 10j

myomorphes

pipérazine100-300mg/kg PO SC

7j, arrêt 7j, puis renouveler

Ascaridida

QUINTON J. (2003)

praziquantel

30mg/kg PO SC 1 fois tous les 15j en 3

traitements renouvelables

Cestodes

ivermectine Nématodes (Toxocara pteropodis )

FOWLER M.,

MILLER E. (1999)fenbendazole

Nématodes (Toxocara pteropodis )

praziquantel Trématodes

FOWLER M.,

MILLER E. (2003)

pteropodidae

ivermectine PO, IM ou SC pour les ectoparasites

FASCIONE N. (1995)

fenbendazole 75-100mg/kg PO 2 fois à 10j d'intervalle

praziquantel CestodesPeu efficace à forte

dose (50mg/kg) sur les trématodes.

métronidazole

Annexe 10: EXEMPLE DE FICHE DE POSTEFICHE DE POSTE DES PRIMATESPériode jaune( 8h30/13h 15h/17h30 )

8h30 : _ Prendre la radio au château et enregistrer le message d’alarme._ Prise de connaissance des informations contenues dans le cahier._ Prise des clés à la ferme et aller dans la cuisine des primates._ Préparation de la pâtée._ Donner le premier repas aux mandrills (pommes/carottes) à jeter sur l’île ; et les

enfermer dehors si beau temps (appeler un responsable si nécessaire).

8h45 : Saïmiris_ Faire la distribution de la pâtée ; en profiter pour les compter, regarder si tout est

normal. La clôture extérieure est testée par le soigneur des carnivores qui vous informe par radio ( si le voltage est trop bas, prévenir un responsable après avoir essayé de trouver l’anomalie).

_ Nettoyage de la maison et des vitres.

9h30 : _ Retour à la cuisine._ Distribution de la pâtée (aux colobes, aux empereurs, ouistiti à pinceaux/tamarins

lions mâles, à la volière mixte, aux pinchés et au saïmiri mâle) et les yaourts/croquettes/pâtée aux atèles.

• Ouistiti pinceaux/tamarins lions mâles: _ Nettoyage de la maison (cf. procédure de nettoyage).

• Saïmiri mâle _ Nettoyage de la maison (cf. procédure de nettoyage).

• Ouistitis pygmées et tamarins lion (couple) _ Nettoyage de la maison (cf. procédure de nettoyage).

• Tamarins pinchés _ Nettoyage de la maison (cf. procédure de nettoyage).

• Colobes _ Nettoyage de la maison (cf. procédure de nettoyage)

• Atèles et volière mixte _ Nettoyage de la maison (cf. procédure de nettoyage)

NB: Après chaque désinfection on vide les paniers au niveau des bouches d'évacuation pour éviter le passage de fruits et légumes dans la fosse septique

13h: Fin de la matinée

15h : Cuisine:_ Couper les légumes/fruits/complément pour le deuxième repas des primates._Nettoyage des vitres de la maison des mandrills et répartition de la nourriture.

Le nettoyage à la machine à pression se fera tous les vendredis avec la personne prévue.

171

16h : repas des mandrills : les faire rentrer et les compter.

16h20 :Distribution du deuxième repas des primates (fermer les animaux dans leur maison ou laisser en libre accès selon la saison)

17h20:_ Nettoyage de la cuisine._ Remplir le cahier avec les informations de la journée._ Fermer la cuisine et déposer les clés en bas à la ferme._ Appeler un responsable pour signaler son départ et indiquer si tout est normal sur le

secteur._ Reposer la radio au château.

Temps nécessaire pour les différentes tâches de nettoyage sur le secteur des primates

Lieu Temps nécessaire pour le nettoyage classique

Temps nécessaire lorsqu’il y a désinfection

Box de nuits des mandrills

1 heure 1h30min

Grande cage et petite cage des mandrills

1heure/1h30min 2 heures

Colobes 40 min ¾ heure(pour 1 côté)Tamarin empereur 10min 30minOuistitis pygmés et

tamarins lions10min 30min

Volière mixte 10min 30 min Atèles 20min 40min

Sas atèles 10min 30minPinchès 10min 30minSaïmiris 3/4heure 1 heure

Planning des désinfections:Lundi : ColobesMardi : Saïmiris du haut Mercredi : Volière mixteJeudi : AtèleVendredi : MandrillSamedi : Tamarin lion (1 semaine sur 2) ;

Pinchés (1 semaine sur 2) Dimanche : Pinceaux, empereurs

N.B. la désinfection de la maison du mâle saïmiri se fera une fois par mois.

172

Annexe 11: PROGRAMME DE COPROSCOPIES ET VERMIFUGATIONS DU SAFARI DE PEAUGRES

173

* à adapter selon les espèces

janvier février mars avril mai juin

primates

oiseaux

reptiles

juillet août septembre octobre novembre décembre

primates

oiseaux

reptiles

Programme de contrôles coproscopiques et des vermifugations systématiques

** coproscopies effectuées par un laboratoire

vermifugation fenbendazole

coproscopie parasitaire**

vermifugation ivermectine

vermifugation*

coproscopie parasitaire**

vermifugation ivermectine

herbivores pap et pv

vermifugation fenbendazole

coproscopie parasitaire** vermifugation ivermectine

carnivores pap et pv**

vermifugation fenbendazole

coproscopie parasitaire**

vermifugation ivermectine

coproscopie parasitaire**

vermifugation avermectines

vermifugation flubendazole

coproscopie parasitaire

vermifugation praziquantel

vermifugation*coproscopie parasitaire

vermifugation*

herbivores pap et pv

vermifugation mebendazole

coproscopie parasitaire

vermifugation praziquantel

carnivores pap et pv**

vermifugation mebendazole

coproscopie parasitaire

vermifugation praziquantel

coproscopie parasitaire

vermifugation*

Annexe 12: SPECIALITES ANTIPARASITAIRES UTILISEES DANS LE PARC( http://www.ircp.anmv.anses.fr)

174

Spécialité Spectre d'action Posologie Remarque

Chien

Cheval

Espèce cible

Rémanence/ demi-vie/délai d'attente

Panacur ND comprimé

(fenbendazole)

Toxocara canis, Toxascaris leonina, Ankylostoma caninum, Uncinaria

stenocephala,Trichuris vulpis, Taenia sp. Nématodes gastro-

intestinaux, nématodes pulmonaires, cestodes.

50 mg /kg/j 3 j consécutifs.

Métabolisme hépatique.

Élimination par les fèces (> 90%) l'urine et le lait.

Panacur ND pâte

(fenbendazole)

La demi-vie du fenbendazole dans le sérum après

administration orale à la dose recommandée est de 10h. Temps d'attente viande: 8j.

Dictyocaulus arnfieldi. Adultes et larves L4 de:

Strongylus sp, Parascaris equorum, Oxyurus equi,

Cyathostomum sp., Cylicocyclus sp.,

Strongyloides westeri.

7,5 mg/ kg PO 1 fois. 50 mg/kg PO

1 fois pour lesinfestations

graves à Strongyloides westeri chez le

poulain.Administration

PO, en l'absence de toute

nourriture.

Panacur 10% ND

(fenbendazole)

Bovin et cheval

Chez les bovins à 7,5mg/kg,

le temps de demi-vie d'élimination est de l'ordre de 36h. Temps d'attente viande

(bovin et chevaux):8j.

Haemonchus sp.,Ostertagia

sp., Trichostrongylus sp., Cooperia onchophora,

Nematodirus helvetianus, Bunostomum phlebotomum, Strongyloides papillosus,

Oesophagostomum radiatum; larves enkystées d'Haemonchus et

d'Ostertagia sp.. Adultes et larves L4 de Dictyocaulus viviparus, Strongylus sp.,

Parascaris equorum, Oxyurus equi, Cyathostomum

sp., Cylicocyclus sp., Strongyloides westeri, Dictyocaulus arnfieldi.

Bovin et cheval: 7,5mg/kg 1 fois PO. Infestations

graves à Strongyloides westeri chez le

poulain : 50 mg/kg en 1 fois PO .

175

Homme

Cheval

Cheval

Chat

Bovin

Fluvermal ND (flubendazole)

Élimination en 3 jours. Faible absorption digestive.

Oxyurose, ascaridose, trichocéphalose, ankylostomose.

Oxyurose sur un adulte ou un

enfant: 100 mg en prise unique.

renouvelée à 15-20 j. Autres

nématodoses (ascaridose,

trichocéphalose, ankylostomose): 100 mg BID 3j.

Potentiellement embryotoxique et

tératogène, absence de

donnée sur le passage dans le lait. Élimination

fécale.

Telmin pâte ND (mébendazole)

Temps d'attente viande et abats: 14j.

Adultes et L4 de: Strongylus sp., Parascaris equorum,

Oxyurus equi, Cyathostomum sp., Cylicocyclus sp..

Nématodes et cestodes.

8 mg/kg en une fois, en l'absence

de toute nourriture,

Réduit les fonctions de

l'appareil reproducteur

mâle. Embryotoxique et

tératogène.

Strongid ND (pyrantel)

Pyrantel per os absorbé à 10% et rapidement métabolisé

et excrété. Temps d'attente viande et abats 0j.

Strongylus sp, Parascaris equorum, Oxyurus equi,

Cyathostomum sp, Cylicocyclus sp. adultes

6,6 mg/kg 1 fois PO. S'administre en l'absence de

toute nourriture, Excrétion urinaire.

Strongid ND (pyrantel)

Pyrantel per os absorbé à 10% et rapidement

métabolisé et excrété.

Toxocara cati, Toxascaris leonina, Ancylostoma

tubeaformae. Nématodes gastro-intestinaux.

20 mg/kg PO, peut être mélangé à  la

nourriture.

Ivomec (ivermectine)

Concentrations moyennes maximales: 26 ng/ml

d'ivermectine et 2,8 µg/ml de clorsulon atteintes après 35 h pour l'ivermectine et 9h pour

le clorsulon. Demie-vie d'élimination: 5,5j

Adultes et larves L4 de : Ostertagia ostertagi, O.

lyrata, Haemonchus placei, Trichostrongylus axei,

Trichostrongylus colubriformis, Cooperia oncophora, Cooperia punctata, Cooperia

pectinata, Bunostomum phlebotomum,

Oesophagostomum radiatum, Strongyloïdes papillosus (adultes), Nematodirus helvetianus (adultes),

Nematodirus spathiger (adultes), Dictyocaulus

viviparus, Fasciola hepatica (adultes).

200 µg/kg d'ivermectine et 2

mg/kg de clorsulon

Toxicité aiguë avec signes

neurologiques à 40 fois la dose

thérapeutique SC sur un bovin.

Toxicité pour les tortues

terrestres, aquatiques, les

poissons et potentiellement pour tout animal

aquatique.

Annexe 13: REPARTITION DES ESPECES PAR SECTEUR

176

Herbivores Carnivores Primates Serre Otaries LacGuépards Atèles Grenouilles Manchots Cigognes

Autruches Lapins ferme Insectes Otaries Flamants d’AfriqueBaudets Lions Mandrills Lézards Perroquets Flamants du Chili

Loups à crinière Ouistiti à pinceau Roussettes GibbonsLoups d’Europe Ouistitis pygmées Perruches Tortues de Floride Grands ducs

Chameaux Lycaons Saïmiris Porcs-épics Tortues hargneuses HarfangsChevaux Lynx Sakis LoutresChèvres Panthères Tamarins empereurs Serpents Pandas

Serval Tamarins lions Vautours fauvesCochon Suricates Tortue Trionyx PélicansDaims Tigres Tortues Hermann

Tortues grecquesGirafes

KangourousLamasLapins

MoutonsNandous

Oies

PotamochèresPoulesTapirsVaches

Wallabies

AnesColobes

Bongos Makis cattasCapybaras

Varis roux

Cobe Tortues sulcattasTamarins pinchés

Emeus

Maras

Oryx

Annexe 14: TABLEAU EXPLICATIF DES PLANS

177

Nom vulgaire Numéro d'enclos Remarques

chouette harfang 2 1(-1) 1(-2) 7

2 2 14' 14

flamant du Chili 1 3(-1) 56

flamant d'Afrique 1 3(-2) 18

1 4 5panda roux 1 5 2

amazone à front bleu 1 6(-1) séparées des aras 6

1 6(-1) séparés des amazones 2

1 6(-2)1

ara bleu et jaune 7ara militaire 5

1 7 4

tapir

1 8

424

nandou 1cigogne 1 9 7

loup à crinière 2 10 31 11 7

manchot 1 13 56otarie 1 14 4

1 15 4autruche 1 15' 3

wallaby 1 16(-1) Cohabitation avec un émeu 13

kangourou roux 1 16(-2) 3

émeu 2 16(-1) 16(-2) 3

vautour fauve 1 17 5

saki à face blanche 1 18(-1) 2

atèle de Geoffroy 1 18(-2) 3

Nombre d'enclos

Effectifs en Mars 2013

pélicans gris, blanc et hybride

bongo

ara chloroptèregris du gabon

cheval de Przewalski Cohabitation avec des chameaux de Bactriane

capybaramara

girafe de Rotschild

oryx d'arabie

Cohabitation avec deux émeus

Cohabite avec des wallaby en 16(-1) et avec des

kangourous roux en 16(-2)

Cohabitation avec des ouistitis pygmées

178

ouistiti pygmée 3 18(-1); 18(-3); 25 8

tamarin empereur 1 18(-4) 5

2 18(-5) 18(-6) 12

mandrill 1 18(-7) 111 19 10

guépard 3 sites 10

lama 1 21(-1) 9lapin 1 21(-2) ?

1 21(-3) 8

2 21(-3) 7 5

chèvre naine 1 21(-4) 31âne 1 21(-5) 4oie 2

1 21(-6) 11

1 21(-7) 2porc basque 1 21(-8) 1

poule 1 21(-9) 2

1 22 334

porc épic 1 23 2suricate 1 24 7

tamarin lion 1 25 5

serval 1 26 1lynx 1 27 2

lycaon 1 29 4panthère des neiges 1 28 2

hyène tachetée 1 28' 4

Cohabitation avec un saki à face blanche en 18(-1);

cohabitation en 18(-3) avec un saki à face blanche en

août; avec des tamarins lions en 25

colobe

saimiri

20(-1)=6 enclos; 20(-2) =2enclos; 20(-3)=3enclos

mouton de Walachy Cohabitation avec un chameau

chameau de Bactriane

Cohabitation avec des moutons de wallachy en

21(-3) et avec des chevaux de Przewalski en 7

vache vosgiennevache highlandbaudet du poitou

maki cattavari roux

Cohabitation avec des ouistitis pygmées

179

lycaon 1 29 4lion 2 30 4tigre 2 31(-1); 31(-2) 5

loup d'Europe 1 32 91 33 7

daim 1 34 34hibou grand duc 1 35 2

loutre 1 36 7potamochère 1 37 3

gibbon 1 38 2perruche ondulée

1 39

213

diamant mandarin 9tortue d'Hermann 5

tortue grecque 3

roussette 1 21

tamarin pinche

perruche calopsitte

Dans le château en février 2013. dans le

vivarium en août 2013.

Annexe 15: PLANS DU PARC

180

Figure 10: Plan du parc (communication personnelle)

Figure 11: Plan du parc pédestre.

181

Figure 12: Carnivores

Figure 13: Oiseaux et herbivores

182

Figure 14: Château

Figure 15: Lémuriens, vivarium et miniferme

183

Figure 17: Détail de la singerie

Figure 18: Détail de la miniferme

Figure 16: Singes et macropodes

Annexe 16: CALENDRIER DES PRELEVEMENTS

Les espèces entre parenthèses correspondent aux prélèvements « groupés »Idéalement les prélèvements se font sur trois jours consécutifs et sont conservés au frais jusqu'aux analyses.

Vendredi 15, Samedi 16, Dimanche 17 février: secteur herbivore sauf la miniferme: potamochères, émeus, kangourous, (chevaux+chameaux), bongos, girafes, daims, oryx, (tapir+capybara+mara), nandou, wallaby.

Dimanche 17 , Lundi 18, Mardi 19 février:secteur carnivore: guépards, lions, tigres, serval, panthères des neiges, lycaons, loups, maki catta, vari roux.

Mardi 19, Mercredi 20, Jeudi 21 février:secteur primate: mandrills, colobes, saimiris, tamarins empereurs, tamarins pinchés, (tamarins lions+ ouistitis pygmés), ouistitis pygmés, (Saki à face blanche et ouistitis pygmés), atèles, (ouistiti pygmé et ouistiti à pinceaux noirs).

Vendredi 22, Samedi 23, Dimanche 24 février:secteur oiseaux: otaries, manchots, gibbons, loups à crinière, flamants rose d'Afrique, vautours, chouettes harfang, grands ducs, cigognes, pélicans, flamants du Chili, lapins, saimiri, Yuri (tigre), Miracis (lionne), Barago (lion), Masai (lionne).

Dimanche 24, Lundi 25, Mardi 26 février:Vivarium+ miniferme: porcs épics, suricates, pandas roux, loutres, aras chloroptères, aras volières, (amazones+ aras nobles), amazones, roussettes, moutons, chèvres, ânes, baudets, lamas, vaches, porcs.

184

Annexe 17: QUESTIONNAIRE

Madame, Monsieur,Dans le cadre de ma thèse portant sur l'étude des parasitoses au Safari de Peaugres, je

m'intéresse aux cas de giardiose détectés dans ce parc. Afin d'acquérir plus d'informations sur la détection et les traitements utilisés contre cette maladie dans les zoos français, je sollicite votre participation et vous joins ce questionnaire.En vous remerciant par avance pour votre aide,Cordialement

Bénédicte Garapin étudiante 5A Vetagro-sup

Première partie : méthodes coproscopiques utilisées

1/ Dans quels cas effectuez-vous des coproscopies ?- Contrôle« de routine »? Oui Non

Si oui, à quelle fréquence et sur quels groupes d’animaux (ex : carnivores tous les 3 mois…) ?      

- Lors de symptômes évocateurs d'une parasitose détectable par coproscopie ? Oui Non - Après avoir effectué un traitement antiparasitaire pour évaluer son efficacité ? Oui

Non - Introduction d’un animal ? Oui Non- Autre      

2/ Quelle technique de coproscopie utilisez-vous ?Etalement frais Sédimentation Flottation Baermann Autre      

3/ Pour les techniques d’enrichissement, quel est le soluté utilisé ?(nature ? densité?....)      Si un kit commercial est utilisé, lequel est-ce ?      

4/ Combien d’échantillons de selles analysez-vous par animal/groupe d'animaux à chaque analyse ?      

Les prélèvements sont-ils effectués sur plusieurs jours ? Oui Non Si oui, combien de jours ?       Jours consécutifs ? Oui Non

5/ Faites-vous appel à un laboratoire pour certaines coproscopies ? Oui Non Si oui, dans quelles circonstances (introduction ou départ d'un animal, suivi clinique,

confirmation d'un de vos résultats de coproscopies, analyses particulières....) ?      Quel type de laboratoire ?

Laboratoire d’analyse médicale humaine Laboratoire de diagnostic vétérinaire ENV

Remarques diverses sur cette partie :      

185

Deuxième partie : état des lieux de la giardiose dans votre parc

6/ Lors d'une coproscopie, recherchez-vous des kystes de giardia ? Oui Non Si oui, utilisez-vous une coloration au lugol ? Oui Non

7/ Des cas de giardiose ont-ils déjà été détectés dans votre parc durant les cinq dernières années ? Oui Non

Si oui, sur quelles espèces ?      

8/ Quel a été le moyen diagnostic ? Etalement frais Coproscopie par sédimentation Coproscopie par flottation Test Speedgiardia Test Snap giardia Autre technique      

9/ Les cas de giardiose étaient-ils cliniques ou asymptomatiques ?Si cliniques, quels étaient les symptômes observés ?      

10/ Caractéristiques des sujets atteints :Espèce Jeune Subadulte Adulte Gériatrique Si pathologie

concomitante: à préciser

Individu nouvellement

introduit?            Oui Non             Oui Non             Oui Non

11/ Quel(s) traitement(s) a (ont) été(s) mis en place ? Molécules Spécialité Posologie Durée Espèce

                                                                                       

12/ Avez-vous constaté une efficacité clinique ? Oui Non

13/ L’environnement a-t-il été traité ? Oui Non Si oui, par quelles méthodes ?      

14/ Une coproscopie de contrôle a-t-elle été effectuée après le traitement pour vérification de son efficacité ? Oui Non

15/ Y a-t-il eu des cas de récidives ? Oui Non

16/ Avez-vous observé une contagion à d'autres animaux ? Oui Non Si oui, s’agissait-il de :

Congénères Animaux ayant séjourné dans le même enclos Animaux d’enclos voisins Animaux dépendant du même secteur d’un soigneur

186

Annexe 18: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES CARNIVORES

187

Figure 22: Toxascaris sp. 66µm x 54µm sur un lion (Panthera leo).

Figure 20: Toxascaris sp. 80µm x 70µm sur un tigre (Panthera tigris).

Figure 23: Toxascaris sp. 73µm x 60µm sur un lion (Panthera leo).

Figure 24: Toxascaris sp. 80µm x 62µm sur un lion (Panthera leo).

Figure 21: Toxascaris sp. sur un tigre (Panthera tigris).

Figure 19: Toxocara sp. 79µm x 62µm sur un tigre (Panthera tigris).

188

Figure 28: Isospora sp. 20µm sur un guépard (Acinonyx jubatus).

Figure 29: Toxocara sp. 83µm sur un loup à crinière (Chrysocyon brachyurus).

Figure 26: Toxocara sp. 60µm sur un guépard (Acinonyx jubatus).

Figure 27: Toxocara sp. 75µm x 60µm sur un guépard (Acinonyx jubatus).

Figure 31: Exemple de parasitisme par prédation: Cyniclomyces guttulatus et Eimeria sp. trouvés dans les selles d'un guépard.

Figure 30: Capillaria sp. 29µm x 62µm sur un suricate (suricata suricatta).

Figure 25: Capillaria sp. 40µm x 20µm sur un lynx (Lynx lynx carpathicus).

Annexe 19: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES ARTIODACTYLES ET DES PERISSODACTYLES

189

Figure 32: Strongle 95µm x 45µm sur un âne (Equus asinus).

Figure 33: Strongle 90µm x 41µm sur un baudet du Poitou (Equus asinus).

Figure 34: Nematodirus sp. 180µm x 90µm sur un chameau de Bactriane (Camelus bactrianus). Figure 35: Trichuris sp. 68µm x

30µm sur un chameau de bactriane (Camelus bactrianus)

Figure 36: Coccidie 25µm x 15µm sur un chameau de Bactriane (Camelus bactrianus).

Figure 37: Coccidie 20µm x 25µm sur une chèvre naine (Capra hircus)

Figure 38: Coccidie 20µm x 25µm sur un lama (Lama glama).

190

Figure 39: Eimeria sp. 29µm x 20µm sur un lapin (Oryctolagus cuniculus).

Figure 40: strongles: 70µm x 33µm et 108µm x 58µm sur un lapin (Oryctolagus cuniculus).

Figure 41: œufs de strongles larvé et non larvé 50µm x 33µm sur un lapin (Oryctolagus cuniculus).

Figure 42: Coccidie 20µm x 16µm sur un mouton de Wallachy (Ovis aries).

Annexe 20: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES OISEAUX

191

Figure 43: Œuf de strongle larvé 40µm x 60µm sur une amazone à front bleu (Amazona aestiva).

Figure 44: Coccidie 20µm sur un hibou grand duc (Bubo bubo).

Figure 46: Strongle 68µm x 43µm sur une chouette Harfang (Bubo scandiacus).

Figure 45: Eimeria sp. sur une chouette Harfang (Bubo scandiacus).

Figure 47: Œuf de strongle larvé 58µm x 29µm sur une oie (Anser anser).

Annexe 21: PHOTOGRAPHIES D'ÉLÉMENTS PARASITAIRES TROUVÉS SUR DES PRIMATES

192

Figure 48: 91µm x 40µm. Strongle sur un colobe (Colobus guereza).

Figure 49: 66µm x 29µm. Capillaria sp. sur un colobe (Colobus guereza).

Figure 51: kyste de Giardia sp. sur un colobe (Colobus guereza).

Figure 52: kyste de Giardia sp. sur un atèle (Ateles Geoffroyi)

Figure 53: kyste de Giardia sp. sur un atèle (coloration au lugol).

Figure 50: Strongle 80µm x 40µm et Capillaria sp. 60µm x 30µm sur un colobe (Colobus guereza).

193

Figure 54: kyste de Giardia sp. sur un mandrill (Mandrillus sphinx).

Figure 55: kyste de Giardia sp. sur un mandrill (coloration au lugol).

Figure 58: Coccidie sur un saimiri (Saimiri boliviensis).

Figure 59: kystes de Giardia sp. sur un saimiri (Saimiri boliviensi) colorés au lugol.

Figure 60: kyste de Giardia sp. sur un saimiri (coloration au lugol).

Figure 57: Strongle (83µm de long) sur un saimiri (Saimiri boliviensis).

Figure 56: 4µm Kystes de Giardia sp. sur un saimiri (Saimiri boliviensis).

194

Figure 61: kyste de Giardia sp. (8µm) sur un tamarin empereur (Saguinus imperator).

Figure 62: kystes de Giardia sp. (8µm) sur un tamarin empereur (Saguinus imperator) colorés au lugol.

Figure 63: kystes de Giardia sp. (8µm) sur un tamarin pinché (Saguinus pinché).

Figure 64: Kystes de Giardia sp. sur un tamarin pinché (Saguinus pinche) colorés au lugol.

NOM PRENOM : GARAPIN Bénédicte

TITRE : ÉTUDE DE PARASITOSES PAR COPROSCOPIE AU SAFARI DE PEAUGRES

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 10 juillet 2014

RESUME: Le parasitisme et sa gestion sont une préoccupation majeure en parc zoologique. Notre

travail recense les parasites trouvés par coproscopie par flottation sur des mammifères et des oiseaux du Safari de Peaugres. Il évoque aussi le caractère zoonosique de certains d'entre eux. Divers facteurs de risque peuvent favoriser l'introduction de parasites et l'infestation des animaux. Selon la directive 92/65 (directive « balai »), un plan de prophylaxie sanitaire et médicale doit être établi en conséquence et adapté au cas par cas. Cependant, l'acquisition et l'utilisation de molécules antiparasitaires en zoo présentent des limites, et la menace de l'émergence de résistances à ces produits doit être considérée. Notre enquête sur les modalités de réalisation de coproscopies en parc zoologique français nous a permis de constater que la méthode de flottation semble être la plus utilisée pour les recherches de parasites dans ce milieu. Toutefois, la reconnaissance des éléments parasitaires trouvés dans les selles d'animaux sauvages captifs, exotiques ou non, n'est pas toujours facile, en grande partie à cause du manque de description de ceux-ci dans la bibliographie.

MOTS CLES :- Coproscopie - Captivité- Prophylaxie - Parasitisme- Parc zoologique

JURY :Président : Monsieur le Professeur Philippe VANHEMS

1er Assesseur : Monsieur le Professeur Lionel ZENNER

2ème Assesseur : Monsieur le Professeur Michel PEPIN

DATE DE SOUTENANCE : 10 juillet 2014

ADRESSE DE L’AUTEUR :

574 rue des Salvandous46 400 ST LAURENT LES TOURS