Les fongémies : clinique et diagnostic

D. Toubas

Laboratoire de Parasitologie-Mycologie

CHU Reims

Introduction

Fongémies dominées par candidémies Surviennent en raison de facteurs favorisants Amélioration du pronostic si traitement précoce → Importance de la précocité du diagnostic de la connaissance de : - l’épidémiologie locale - les facteurs de risque - les profils de résistance

Candida : 4° rang parmi les agents responsables de septicémies nosocomiales aux USA En Europe : candidémies représentent près de 10% des septicémies en USI

Augmentation de l’incidence des candidémies :

- accroissement de la population exposée

- amélioration du diagnostic (ponctions guidées par l’imagerie,…)

Fongémies : Quels patients ?

Notion de terrain à risque : fondamentale

- Immunodéprimés : Neutropéniques Immunosuppresseurs (transplantés, maladies de système, …) Corticothérapie, SIDA Plus rarement : déficits immunitaires congénitaux (granulomatose septique chronique, déficit en Card 9…)

- Chirurgie (digestive, urologique,…)

- Matériel étranger (cathéter, sondes,…)

Terrain génétique : rôle probablement important dans le risque de développer une infection fongique invasive

Le terrain conditionne l’agent

L’agent peut différer selon le terrain

- Chirurgie digestive : Candida

- Cathéter : Levuroses (Candida, Malassezia, Rhodotorula)

C. parapsilosis, C. albicans (biofilms)

- Neutropénique : Candida, Cryptococcus,Trichosporon,

Malassezia, Rhodotorula, Fusarium,…

- Patient VIH + : Cryptococcus, Histoplasma (séjour en zone

endémie), Penicillium marneffei (Asie), …

Biotope de Candida

Schématiquement : C. albicans : Homme (saprophyte des muqueuses

digestive et vaginale), normalement absent de la peau saine

Autres espèces : biotope plus large (peau, muqueuses mais également présentes dans la nature)

Quelques particularités : Ex : C. parapsilosis : fréquemment isolé de la peau saine (colonise les cathéters) C. glabrata : saprophyte du TD, plus fréquent chez les sujets âgés

Candidémies : généralement origine endogène

Colonisation

Invasion

Dissémination

Chronicité

Différentes étapes de la candidose

(Poulain D., 2003)

Incidence des candidémies

Toubas, RFL, 2012

Pays/ Ville Nombre de cas Taux p.1000

admissions

Taux

p. 10 000

patient-jours

Taux p.

100 000

habitants

Danemark 2820 0,41 - 8,6

Espagne 529 - - -

Espagne 1357 0,92 - -

France 156 0,29 0,35 -

Ile de France 3482 - - 10

Italie 348 1,73 - -

Royaume Uni

163 0,18 0,30 -

Suisse 774 - 0,50 -

Europe

(7 pays) 2089 0,20-0,38 0,30-0,44 -

USA 1980 0,46 - -

Iowa 254 - - 6

Connecticut et

Baltimore 1143 - 1,5 10

Am. du Nord 2019 - - -

Brésil 712 2,49 3,7 -

Bitar, BEH avril 2013

Incidence des mycoses invasives en France métropolitaine (données PMSI 2001 – 2010)

** p 100 000 personnes/an N = Nombre de cas,

Candidémie : Infection fongique invasive la plus fréquente

Incidence des candidémies en France (PMSI 2001-2010)

Evolution sur 10 ans

Augmentation des candidémies

Augmentation de 7.8% /an (augmentation principalement de diabétiques, ins.rénal chron.)

Bitar, BEH, 2013

Candidémies : Mortalité globale élevée

Pays/ Ville Période Nombre de cas

Mortalité

globale

à 30 j (%)

Espagne Janvier1991-

Décembre2008 529 32

Ile de France Oct 2002-Février 2012 3482 38

Italie Janvier 2008-Décembre

2010 348 43,5

Royaume Uni Septembre 1997-

Décembre 1999 163 26,4

Europe

(7 pays)

Septembre 1997-

Décembre1999 2089 37,9

USA 1995-2002 1980 39,2 Iowa

(USA)

Janvier 2004-Décembre

2007 108 33

Am. du Nord

(USA et

Canada)

Juillet 2004-Mars 2008 2019 35,2

Brésil Mars2003-

Décembre2004 712 54

• C. albicans : environ 50 % • C. parapsilosis et C. glabrata : entre 10 et 20 % • C. tropicalis : autour de 10 % • C. krusei entre 1 et 5 % • C. kefyr, C. guilliermondii : entre 1 et 5 % • Autres espèces « rares » < 1 %

Importantes variations selon les pays Ex : C. parapsilosis : 1 à 30 %

Prédominance de C. albicans Emergence des espèces non albicans

Candidémies : Les espèces

Répartition des espèces de Candida : variable selon la géographie

Pays/Ville

Nbre

candidémies

C. albicans

(%)

C. glabrata

(%)

C. parapsilosis

(%)

C. tropicalis

(%)

C. krusei

(%)

International (32

pays) 6082 55,9 16,2 13,1 9,6 2,5,

Europe (7 pays) 2089 56,4 13,6 13,3 7,2 1,9

Danemark 2820* 57 21 4 5 4

Barcelone 529 48 11 18 14 4

Espagne 1357** 44,66 11,47 29,5 8,21 1,96

France* 46 50 28,3 6,5 10,9 2,2

Italie 348 48,9 9,5 28,4 6,6 2,6

Grande-Bretagne 163 64,7 16,2 7,4 4,4 2,9

Suisse 1137 66 15 1 9 2

USA 1890 53,8 18,8 11,4 11,1 2,4

Iowa 108 47 29 12 6 -

* Enquête ColBVH 2004 , Eloy, Pathol Biol 2006)

Antifongiques prescrits dans les 30 j qui précèdent la fongémie dans 232 candidémies sur 2441 candidémies (10 %)

- Si fluconazole : prévalence de C. albicans diminuée, augmentation de C. glabrata et C. krusei

- Si caspofungine : prévalence de C. albicans diminuée, augmentation de C. parapsilosis, C. krusei et C. glabrata

Espèces : Influence du traitement antifongique

Lortholary, AAC, 2011

C. glabrata

C. krusei

C. krusei

C. glabrata

C. glabrata

C. krusei

C. parapsilosis

Etude Amarcand : Sensibilité au fluconazole Comparaison entre patients exposés ou non

Leroy O, CCM, 2009, 37, 1612-1618

Candidémie : Aspects cliniques

Clinique peu spécifique

Souvent, absence d’éléments évocateurs :

Hyperthermie malgré l'antibiothérapie

Patient neutropénique : localisations cutanées

biopsie

Chercher la porte d'entrée, les localisations viscérales

Candidémies : Portes entrée

Urinaires pyelonéphrite sur uropathie, lithiase, après geste

endoscopique

Autre matériel étranger prothèse valvulaire, vasculaire, …

Digestives après chirurgie, péritonite , ….

Cathéter C. parapsilosis et C. albicans

Localisations secondaires : rétine, endocarde

Endocardites à Candida

- sur prothèse valvulaire, valvulopathie, cathéter central, toxicomane IV - souvent graves (végétations volumineuses)

Diagnostic difficile Echographie cardiaque

Choriorétinites à Candida

Fond d'oeil +++ : une semaine après le

début du traitement

lésions floconneuses, blanchâtres

Généralement pas de localisations respiratoires

Ignorer les isolements à partir de localisations bronchiques :

simple colonisation (réa) ou contamination par flore buccale

- SAUF chez le neutropénique : localisation parenchyme pulmonaire

Selon le terrain

Toxicomane (Héroïnomane) : devenues rares Diverses localisations : - pilaires (cuir chevelu et barbe) - osseuses (spondylodiscite, sternale) - endocarditique - rétinienne

Origine : mal déterminée (endogène : flore digestive ?)

Réanimation néonatale : Grand prématuré Attention si cas groupés : rechercher une origine exogène (Candida parapsilosis )

Candidose hépato-splénique : Terrain : Hémopathies En sortie d’aplasie, sd de reconstitution immunitaire Imagerie évocatrice Diagnostic difficile (hémocultures souvent négatives culture biopsie hépatique généralement négative)

Diagnostic biologique : Mycologique direct

1. Les hémocultures

2.Autres prélèvements :

- orientés en fonction de la clinique - pratiqués dans le cadre du bilan (recherche PE, localisations secondaires) urines, liquides de ponction, biopsies,…

Quels prélèvements ?

Hémocultures

• Progrès techniques : évolution des automates (monitoring continu) • Flacons bien remplis : au moins 8 ml • Continuer à prélever des hémocultures jusqu’à leur négativation 14 j de traitement après la dernière hémoculture positive

• Milieux : Intérêt des milieux mycologiques (ex : Bactec Mycosis®) Certains systèmes standards sont de performance proche (BactAlert®)

• Durée incubation : Recommandations au moins 5 j Certaines espèces : pousse lente (C. glabrata)

• Sensibilité des hémocultures : serait d’environ 50% selon données obtenues après autopsie Candidémie fugace, très peu de levures Si antifongiques, sensibilité diminue (BactecMycosis)

• Importance de la mise en culture des cathéters

Hémocultures : Les recommandations de l’ESCMID

Cuenca-Estrella, Clin. Microbiol. Infect., 2012

Etapes du diagnostic direct d’une candidémie Hémoculture

examen direct (état frais, Gram, fluorescence)

Culture (24 à 48 h)

Levures et filaments mycéliens

Identification par auxanogramme + PCB (24 à 48h)

CMI (24 à 48 h)

Milieu chromogène : id. de C. albicans

(dubliniensis/africana)

C. non albicans

Identification rapide pour C. glabrata (tréhalase) C. krusei (latex)

Identification par spectrométrie

de masse

Diagnostic biologique : Mycologique direct

Examen direct sur flacon d’hémoculture Etat frais, Frottis (GRAM, fluorescence (ex Calcofluor), Gomori-Grocott, PAS,…)

Blastoconidies, parfois associées à des filaments mycéliens (Candida) C. glabrata : pas de pseudofilamentation

Parfois éléments orientant vers autres levuroses que Candida : arthro et blastoconidies (Trichosporon) arthroconidies (Geotrichum)

Mise en culture isolement et identification

Milieux : - gélose de Sabouraud - milieu chromogène : identification de C. albicans et très utile si association d’espèces

Température d’incubation : si possible, une boite à 28°C et une à 37°C certaines espèces poussent mal à 37°C : Ex : C. guilliermondii / C. famata

Obtention de colonies à identifier en 24 H à 48 H

Diagnostic biologique : Mycologique direct

Milieux chromogènes

Mais limites des milieux chromogènes :

Candida palmioleophila

Plusieurs milieux commercialisés (CHROMagar, CAN2,…) Permet d’identifier : Candida albicans /dubliniensis (ne peuvent être différentiées sur ces milieux) Latex dubliniensis

Si colonies non albicans, poursuivre l’identification Technique conventionnelle : Auxanogramme + morphologie (PCB, RAT)

Trichosporon asahii

Septicémies polymicrobiennes

Association de 2, voire 3 levures : dans environ 5% des hémocultures C. albicans + C. glabrata C. albicans + C. tropicalis C. albicans + C. parapsilosis

Intérêt des milieux chromogènes Association fongémie + bactériémie : Etude multicentrique EPIC II (septicémies en réanimation)

1265 services : Bactériémie chez 38,4 % des 99 patients candidémiques

Bactéries + Levures dans 13,2 % des 529 candidémies (Ortega M, J Hosp Infect 2011)

Probablement sous-estimé si milieu hémocultures sans antibiotiques (pousse plus rapide des colonies bactériennes)

Identification espèces

Difficultés de séparer certaines espèces par ces techniques conventionnelles : C. albicans et C. dubliniensis C. inconspicua et C. norvegensis C. guilliermondii et C. famata

Techniques moléculaires Identification par séquençage Régions ITS et/ou D1/D2 Ont permis d’individualiser de nouvelles espèces : C. nivariensis : proche de C. glabrata, blanc sur ChromAgar Tréhalase neg (RTT neg) C. parapsilosis : complexe de 3 espèces : C. parapsilosis, C. orthopsilosis et C. metapsilosis

Techniques phénotypiques spectrométrie de masse de type MALDI-TOF

Spectrométrie de masse de type MALDI-TOF

Principe : désorption et ionisation → Faisceau laser envoyé sur cible (matrice absorbe l’énergie) → Vaporisation et ionisation de l’échantillon → Ions accélérés et séparés dans une colonne de vide au sein d’un champ électrique → Détection

→ Obtention d’un spectre de masse (pics selon m/z) : comparé à une banque de spectres

Courcol, RFL, 2009

Spectrométrie de masse de type MALDI-TOF

Avantages : - rapidité - très performante pour l’identification des levures

Est de plus en plus utilisée

Inconvénients : - Cout de l’appareil - Espèces rares : pas ou peu représentées dans la banque de spectres , base doit être évolutive

Perspectives : - Identification à partir du flacon d’hémoculture positif - Typage - Sensibilité aux antifongiques : détermination de la concentration minimale induisant un changement de profil

Techniques de référence 1- Standards USA (CLSI*)

• M27-A3 (2008)

• M44-A1 : technique de diffusion d’antifongiques (disques) sur gélose Mueller-

Hinton : validé pour fluco et vorico)

2- Standards européens EUCAST**

modifications de M27-A (inoculum, milieu, lecture)

Longues, non réalisées en routine

Détermination des CMI

Autres techniques

Etest® Avantages : simple, bonne corrélation avec les techniques standardiséesA2 modifiée Inconvénients : cout, nécessite une expertise pour la lecture

fluconazole microcolonies avec azolés

C. albicans : 0.38µg/ml

caspofongine : phénomène de Eagle

C. tropicalis 0.094 µg/ml

E – test : difficultés d’interprétation

Fluconazole (48h) > 256 µg/ml

Voriconazole (48h) = 0.75 µg/ml

C. norvegensis

Attention aux espèces rares : résistances plus fréquentes

Autres tests commercialisés

Autres tests non validés Fungitest®: 2 concentrations d’antifongiques :

indicateur colorimétrique virage du bleu au rose)

Attention aux techniques non validées : Importantes discordances selon les techniques de référence

Sensititre® YeastOne™ validé par rapport aux techniques de ref

CMI : valeurs seuils selon le CLSI (µg/mL)

Fluconazole

C. albicans, C. parapsilosis, C. tropicalis : S ≤ 2 SDD : 4 R ≥ 8

C. glabrata : SDD ≤ 32 R ≥ 64

Voriconazole

C. albicans, C. parapsilosis, C. tropicalis :

S ≤ 0.125 I : 0.25 – 0.5 R ≥ 1

Echinocandines Caspofungine et Anidulafungine :

C. albicans, C. tropicalis, C. krusei : S ≤0,25 SDD : 0,5 R ≥ 1

C. glabrata : S ≤0,12 SDD : 0,25 R ≥ 0,5

C. parapsilosis : S ≤2 SDD : 4 R ≥ 8

Micafungine :

C. albicans, C. tropicalis : S ≤0,25 SDD : 0,5 R ≥ 1

C. glabrata : S ≤0,06 SDD : 0,12 R ≥0,25

C. parapsilosis : S ≤2 SDD : 4 R ≥ 8

Etest validé (techniques NCCLS/CLSI)

Quelques discordances entre CLSI et Etest :

Certains isolats sensibles de C. glabrata et C. krusei : seraient considérés intermédiaires ou résistants si on utilises les breakpoints du CLSI

Diagnostic immunologique des candidoses invasives

Le prélèvement : sérum

Recherche d’anticorps circulants anti Candida

Recherche d’antigènes circulants de Candida

Co-électrosynérèse ELISA

Mannane (paroi de Candida)

(1,3)--D Glucanes (paroi fongique)

Exemples :

Détection d’antigènes circulants de Candida

• Platelia®: test immunoenzymatique (mannane circulant)

Sensibilité variable selon les espèces:

- positif avec C. albicans, C. glabrata, C. tropicalis,

C. guilliermondii, C. lusitaniae, C. famata

- serait négatif pour C. krusei et C. parapsilosis

Limites • Sensibilité variable selon les études (43%, Eloy, 2002)

• Fugacité de l’antigénémie

ICC rapidement éliminés répéter les recherches

• Faux positifs (perfusion de solutés contenant de l’amidon)

• Réalisation délicate, coût élevé

• Complémentaire de la détection d’anticorps

Détection antigènes mannanes et anticorps anti-mannanes (Platelia® Candida, BioRad)

Ag Ac Les 2 associés

sensibilité 40 53 80

spécificité 98 94 93

VPP 85 72 78

VPN 84 87 93

Sendid, JCM, 1999

Cinétique de la mannanémie et des anticorps anti-mannane

Ag Ac

Hémoc +

Détection d’antigènes circulants : 1-3 D glucanes

Polysaccharide présent dans la paroi des champignons

Kit commercialisé ( Fungitell®) seuil : positif si > 0.8 pmol/mL

Intérêt : très bonne sensibilité

(sauf Cryptococcus et zygomycoses)

Limites • N’indique pas le champignon en cause

Positif dans aspergillose, pneumocystose

• Coût élevé (appareillage spécifique, kit conçu pour les séries)

• Spécificité médiocre Nombreuses causes de faux positifs

Nombreux Faux positifs Infections bactériennes

En réanimation

Antibiothérapie

Dialyse sur membrane de cellulose, Compresses

Nombreuses difficultés qui seront résolues par les progrès

techniques : extraction difficile, très peu d’éléments fongiques

circulants, …

Sensibilité : fonction de

- nature de l’échantillon

sérum serait > sang total : moins d’inhibiteurs, extraction plus

simple, détection ADN libre

- méthode d’extraction

- séquence cible : gènes multi-copies

- technique de révélation des amplicons : suffisamment sensible

Diagnostic biologique moléculaire

Détection d’ADN fongiques circulants par PCR

Sensibilité de la PCR : détecte 1 UFC dans 2.5 mL (PCR complétée par l’identification moléculaire) PCR > D glucane PCR + D glucane > Hemocultures Nguyen MH, CID 2013

55 cand. Inv. = (33 cand. Prof) + (17 hemoc pos) + (5 hemoc pos et cand. prof)

Associer les techniques : PCR + hémocultures Pb du cout, faisabilité, très peu de kits commercialisés

Nguyen MH, CID 2013

Systèmes commercialisés

- SeptiFast LighCycler ®, Roche :

pas assez de données

- PNA FISH AdvanDx (hybridation in situ de sonde) : sur

Hémoc positive, identification en quelques heures par fluorescence

de C. albicans, C. glabrata,… (Shepard, JCM, 2008)

Selon ECIL 3 : aucune recommandation de la PCR en raison de

l’absence de standardisation et de validation clinique

Détection d’ADN fongiques circulants par PCR

PlexID

-combine une PCR et une analyse des amplicons par

spectrométrie de masse

- Permet la détection d’un très grand nombre de micro

organismes dans des échantillons complexes, en 6-8 H

-Très haut débit

- Étude de la sensibilité aux anti-infectieux

Diagnostic biologique des candidémies Recommandations de l’ESCMID

Cuenca-Estrella, Clin. Microbiol. Infect., 2012

*Level : quality of evidence (I à III)

Specimen Test Recommandation Level of

evidence*

blood Blood culture Essential investigation NA

serum Mannan/antimannan Recommended II

serum B-D glucan Recommended II

serum Other antibodies No recommendation No data

serum Septifast PCR kit No recommendation No data

serum In-house PCR No recommendation No data

Danemark France US (cancer

centre)

Artemis study

1997-2007

Fungaemia isolates

(total) 3982 3668 3382 NA

Rare yeasts other

than Candida 44 (1.1%) 188 (5.1%) 94 (2.8 %) 11.240

Cryptococcus

neoformans 13 (29.5 %) 137 (72.8%) NA 3.512 (31.2%)

Geotrichum spp. 2 (4.5 %) 19 (10.1 %) 2 (5 %) NA

Rhodotorula spp. 4 (9.1%) 5 (2.7%) 21 (51%) 462 (4.1%)

Saccharomyces spp 22 (50.0%) 14 (7.4%) 8 (20%) 1.321 (11.8%)

Trichosporon spp 2 (4.5%) 11 (5.9%) 8 (20%) 1.196 (10.6%)

Fongémies à levures rares

Arendrup MA, CMI 2014

Septicémies à Cryptococcus

Dues à des levures Basidiomycète du genre Cryptococcus 2 espèces pathogènes C. neoformans et C. gattii C. neoformans (ubiquitaire) : 2 variétés : variété neoformans (sérotype D) variété grubii (sérotype A) + C. gattii : régions tropicales et subtropicales

Terrain Immunodéprimé (immunité cellulaire) : SIDA,

Corticothérapie, hémopathies (LLC, lymphomes), diabète,

transplantés, immunossuppresseurs (anti TNF a)

parfois aucun facteur favorisant retrouvé

Clinique : variable, pas de point d’appel, méningoencéphalite localisations cutanées ou muqueuses

Surveillance de la cryptococcose en France

(données du CNRMA – rapport 2011)

Actuellement, autant de

VIH – que +

Au laboratoire

Aspect levures : rondes, capsule (encre de Chine) pas toujours visible sur hémocultures

Detection antigène Cryptococcus (Sérum, LCR) latex, ELISA, Immunochromatographie simple, sensible, simple et rapide

Culture : peut être longue, 30 et 37°C Milieu de Sabouraud (éviter milieux chromogènes) Colonies d’aspect crème ocre, coulant

Uréase +, Galerie : Phénoloxydase + Résistant aux échinocandines

Septicémies à Trichosporon

• Basidiomycètes

• Terrain : neutropénique, exposé à des formes sévères plus rarement chirurgie digestive, cathéters, chimiothérapie

• Principales espèces responsables de septicémies : T. asahii, T. mucoides, T. inkin

• Pronostic péjoratif : mortalité dépassant 80% en hématologie

• Septicémie peut se compliquer de localisations cutanées (maculopapules érythémateuses), hépatiques chroniques (neutropénique), choriorétinite

Trichosporon peut être responsable de faux positif du test de

détection d’antigènes circulants de Cryptococcus

Traitement : voriconazole résistant aux candines et au fluconazole

Au laboratoire

• Colonies : aspect macroscopique variable selon espèce

• Examen microscopique : sur PCB - pseudomycelium, arthroconidies et blastoconidies - croissance à 37°C - auxanogramme : identification pas toujours fiable

Intérêt de l’identification moléculaire (séquençage région IGS) Maldi-Tof selon la banque de spectres

Hyphes se désarticulant, libérant des arthrospores cubiques

T. asahii

Septicémies à Saprochaete

Deux espèces responsables de fongémies : S. capitatae et S. clavata Récemment cas groupés de septicémies à S. clavata en France en hématologie (LAM) ; habitat inconnu (G. candidum espèce fréquemment isolée : saprophyte du TD, généralement non pathogène)

• Était appelé Geotrichum, Ascomycète

• Facteurs favorisants proches de ceux des infections à Trichosporon (hémopathies, corticothérapie, antibiothérapie,…)

• Infections disséminées chez l’immunodéprimé (essentiellement patient neutropénique)

• Fongémies parfois associées à des localisations viscérales (pulmonaires, rénales, cérébrales)

• Pronostic sévère (mortalité de 60 à 80%)

Au laboratoire : S. capitatae

• Colonies glabres ou légèrement duveteuses, mates ou brillantes, blanches à crème

• Microscopie : filaments, blastoconidies et arthroconidies

• PCB : longs filaments avec ramifications à angle aigu, aspect « pénicillé »; artrhoconidies le long des filaments, blastoconidies à l’extrémité des filaments, à forme tronquée, à extrémité arrondie, formant des cicatrices sur des zones géniculées ou en rachis

Ne pas confondre avec C. krusei Recherche de galactomannane aspergillaire circulant : positive (réaction croisée) ; intérêt diagnostique

• Identification - Macroscopie : colonies planes, lisses, humides, blanches à revers crème - Microscopie : filaments abondants, ramifiés (angle à 45°C), extrémités des filaments à paroi épaisse et à aspect arrondi - Identification difficile BM, MALDI-TOF

Au laboratoire : S. clavatae

Résistant au fluconazole, aux candines TTT : voriconazole

Milieu chromogène (CAN2)

Septicémies à Malassezia

Basidiomycète Levures lipophiles, saprophytes communs de la peau chez l’homme, agent fréquent de dermatite Genre : Bourgeonnement unipolaire, Uréase +, Réaction + au bleu de diazonium (DBB) Plusieurs espèces : furfur, pachydermatis (non lipodépendante), globosa, sympodialis,….

Septicémies : surtout chez nouveaux-nés porteurs de cathéters et recevant des perfusions riches en lipides , pronostic favorable Diagnostic difficile : ne pousse pas ou mal sur les milieux usuels (Milieu de Dixon modifié, milieu à l’huile d’olive) Identification : BM, MALDI-TOF

Traitement : retrait du cathéter et de l’arrêt de la perfusion de lipides; Habituellement sensible aux azolés

Au laboratoire

Diagnostic difficile : ne pousse pas ou mal sur les milieux usuels (Milieu de Dixon modifié (tween), milieu à l’huile d’olive)

Y penser devant des petites blastospores rondes ou ovales de 2 à 5 µ Levures en bouteilles (bourgeon à base large) - Filaments courts, épais, parfois incurvés

Identification : BM, Maldi-Tof

M. furfur M.pachydermatis M.globosa

Levurémies à Saccharomyces

• Levure ubiquitaire du genre Saccharomyces arrondies, cylindriques ou ellipsoïdales

• Saccharomyces cerevisiae commensal du TD (contamination par alimentation), fréquemment responsable de colonisation en hématologie lors de l’hospitalisation (origine exogène) (Salonen, 2000)

• Infections non limitées à l’immunodéprimé

• 1 à 3.6% des fongémies

• Fongémies à Saccharomyces boulardii : nombre croissant Peuvent compliquer un traitement oral par probiotiques chez des immunodéprimés

(Enache-Angoulvant, 2005)

Facteurs favorisants : cathéter, antibiothérapie

Evolution favorable : 68.7%

72 fongémies :

dont 37 dues à S. boulardii (51.3% des fongémies)

- 32 après traitement probiotique

- 5 autres cas : origine nosocomiale probable

(contamination du cathéter)

Meilleur pronostic (plus d’immunocompétents)

(73.8 % vs 55.5 %) ; aucun cas d’atteinte d’organe

Revue de 92 cas d’infections invasives à Saccharomyces

Fongémies à Rhodotorula

• Levure basidiomycète Plusieurs espèces (R. glutinis, R. mucilaginosa, R. minuta,…)

• Ubiquitaire, isolée d’aliments (produits laitiers, fromages) et de l’environnement

• Homme : commensal (peau, ongles, muqueuses digestives et génitales)

• Septicémies exceptionnelles (0.5 à 2.3 % des fongémies)

- PE : cathéter +++, dialyse péritonéale

- Patients immunodéprimés

• Mortalité globale : jusqu’à 15%

• parfois asymptomatiques

• Revue de 88 cas de fongémie sur cathéter (Tuon, 2007)

(75 % R. mucilaginosa, 6 % R. glutinis)

Identification du genre

- Levures sphériques ou ellipsoïdales, à bourgeonnement multilatéral - Possède un pigment caroténoïde (colonies jaune à rouge) - Cicatrice de bourgeonnement étroite - Pas de pseudofilamentation (ou très rudimentaire)

A ne pas confondre avec le genre Cryptococcus Rhodotorula : pigment de la colonie beaucoup plus intense , inositol neg

Rhodotorula mucilaginosa

Résistant au fluconazole et aux candines Si isolement : savoir discuter une possible contamination

Septicémies à Fusarium

Fusarium : Champignon filamenteux ubiquitaire, émergent

Terrain : Hémopathies malignes, neutropéniques, transplantés

d’organe

Localisations cutanées (85 %), pulmonaires

Hémocultures positives dans 40 % des fusarioses invasives

Culture sur Sabouraud à 37 °C

Plusieurs espèces pathogènes (F. solani, F. oxysporum)

Identification : morphologique, moléculaire , spectrométrie

Pronostic péjoratif; TTT voriconazole

Jossi, Int. J Inf. Dis, 2010 Fusarium solani Macro et microconidies

Les candidémies sont les infections fongiques invasives les plus fréquentes Ne pas méconnaitre les autres levurémies Hémoculture : reste le gold standard, même si sa sensibilité peut être mise en défaut Tests alternatifs à la culture récemment proposés : détection d’antigènes, d’anticorps, de métabolites ou d’acides nucléiques La commercialisation de kits de détection de l’ADN fongique permettra d’améliorer la documentation des infections fongiques invasives En permettant de traiter précocement, ces outils contribueront à améliorer le pronostic

En conclusion,