REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET LA

RECHERCHE SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE ABOU BEKR BELKAID –TLEMCEN

Faculté des Sciences

Département de chimie

LABORATOIRE DE CHIMIE ORGANIQUE SUBSTANCES NATURELLES ET ANALYSES

-COSNA-

Mémoire

En vue de l’obtention du diplôme de

Master en Chimie

Option : Chimie Bio-Organique &

Thérapeutique

Thème

Détermination des indices de l’huile et les polyphénols de l’huile des

graines de figues de barbarie

Soutenu publiquement le 10 juin 2015 devant le jury composé de :

Latifa NEGADI Pr Présidente de jury

Joseph KAJIMA MULENGI Pr Examinateur

Bachir MOSTEFA KARA Pr Examinateur

Djamel BENDIABDELLAH MAA Examinateur

Abdelmoumin MEZRAI Dr Examinateur

Wassila DRICI MCA Examinatrice

Wafaa LEMERINI MAA Examinatrice

Assia KENICHE Dr Examinatrice

Zoheir ARRAR MCA Encadreur

Présenté par : Mr Mohammed Abdelkarim TALEB BENDIAB

Année Universitaire : 2014/2015

I

REMERCIEMENTS

Avant toute chose, je remercie Dieu, Le Tout Puissant, pour m’avoir

donné la santé, le courage et la volonté pour achever ce travail.

Ce travail n’aurait pas vu le jour sans le soutien financier de la DGRSDT que

je tiens vivement à remercier.

Ce travail a été réalisé au Laboratoire de Chimie Organique, Substances

Naturelles et Analyses (COSNA) de la Faculté des Sciences, Département de Chimie,

de l’Université de Tlemcen sous la direction de Monsieur Zoheir ARRAR, à qui je lui

adresse ma profonde gratitude pour les conseils éclairés et les encouragements qu’il

n’a cessé de me prodiguer tout au long de ce travail.

Mes Vifs remerciements vont tout naturellement à Monsieur Joseph KAJIMA

MULENGI, Professeur à L’université de Tlemcen et directeur du laboratoire COSNA,

celui qui m’a permis d’approfondir un des vastes domaines de la Science. Vous m’avez

appris à poser les bonnes questions et y répondre avec le maximum de rigueur. Vos

qualités scientifiques et humaines, votre écoute, votre patience, votre optimisme et

votre extraordinaire force de travail font de vous un exemple dont j'espère pouvoir

suivre dans ma carrière.

De même que je tiens à remercier vivement les membres du jury :

Melle

Latifa NEGADI, qui m’a honoré en assurant la présidence.

Mrs : Bachir MOSTEFA KARA ; Djamel BENDIABDELLAH ;

Abdelmoumin MEZRAI et Mmes

: Wassila DRICI ; Wafaa SEBA ; Assia

KENICHE, d’avoir accepté d’être parmi les membres du jury et de consacrer

un temps précieux pour examiner ce mémoire.

II

Aussi, Mes remerciements vont à tous

Les enseignants de département de chimie qui ont assuré mon cursus

universitaire jusqu’au Master;

Les étudiants du Laboratoire COSNA pour leur présence, encouragement et

leur amitié; en particulier Melle

Farah BENATTIA qui m’a aidé à réaliser la partie

pratique étape par étape et Mr Hassan BENARIBA, Ingénieur de laboratoire, pour

son soutien généreux durant toute l’année.

Je remercie également Mrs Choukri BEGHDAD, Mustapha AINED TABET et

Mme

Nouria BABA AHMED pour les précieux conseils et les encouragements qu'ils

m'ont prodigués durant la réalisation de ce travail.

Pour finir, mes remerciements vont à tous ceux qui ont contribué de près ou de

loin à la confection de ce mémoire aussi qu’à toutes les personnes qui prendront la

peine de lire cet humble document.

MERCI

III

DEDICACE

Je dédie ce mémoire

À

La mémoire de ma chère tante Nafissa dont je prie Dieu Tout Puissant pour que son

âme repose en paix.

À

Mes Très Chers PARENTS qui tiennent une place exceptionnelle dans mon

cœur, et qu’ils trouvent ici toute ma gratitude pour leur soutien tout le long de mes

études. Vous resterez la plus enrichissante école de ma vie dont je ne cesse

d’apprendre tous les jours avec vous. Que ce travail soit dédié à eux en témoignage de

ma profonde affection et tendresse.

À

Mes Sœurs Kamila, Samira, Wassila

Mes beaux-frères Hami & Hafid

Mes Neveux Iyad, Racim, Mokhtar

Ma nièce Lilya

À

Mes cousins, cousines et Toute ma famille

À

Tous mes amis en particulier mes frères Nidal & Mourad

Mes sentiments les plus sincères d’amitié s’adressent à mes collègues de la promo

Imene, Rihab, Nadjiya, Wassila, Amine, Hadi,… pour leur présence, leur soutien

moral et tous les moments inoubliables que nous avons passés ensemble.

A tous ceux qui me sont chers

IV

Liste des abréviations

AG : Acide Gras

AGE : Acide Gras Essentiel

CAM : Crassulacean Acid Metabolism

CPG : Chromatographie en Phase Gazeuse

EAG : Equivalent d’Acide Gallique

EQ : Equivalent de Quercétine

J.C : Jésus-Christ

MS : Matière Sèche

Liste des unités

cm : centimètre

g : gramme

ha : hectare

M : mol/l

mg : Milligramme

mn : Minute

% : Pourcentage

°C : Degré Celsius

V

Liste des figures

Figure 1 : Distribution géographique du figuier de barbarie………………………………..…….7

Figure 2 : Répartition du figuier de barbarie en Algérie……………………………………….….8

Figure 3 : Le figuier de barbarie : a) la plante, b) les cladodes, c) les fleurs, d) le fruit……….…9

Figure 4 : Différentes particules d’Opuntia ficus-indica……………………..………………..…10

Figure 5 : Structure chimique du Catéchol…………………………………………………….....17

Figure 6 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxybenzoïques…………...18

Figure 7 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxycinnamique…………...18

Figure 8 : Structure chimique de l’Esculétine……………………………………………………18

Figure 9 : Structure chimique de base des Stilbènes…………………………………………..…18

Figure 10 : Structure chimique de base des flavonoïdes………………………………………....19

Figure 11 : Structures chimiques de différents types des flavonoïdes…………………………..19

Figure 12 : Structure chimique du Pinorésinol…………………………………………………...19

Figure 13 : Structure chimique d’une lignine………………………………………………….…20

Figure 14 : Structures chimiques de quelques tanins…………………………………………….20

Figure 15 : Déséquilibre de la balance entre antioxydants et pro-oxydants…………………..….23

Figure 16 : Poudre des graines de figue de barbarie……………………………………………...25

Figure 17 : Montage d’un extracteur de Soxhlet………………………………………………....26

Figure 18 : Photo de l’appareil Rotavapor………………………………………………………..27

Figure 19 : Photo d’un montage de macération…………………………………………………..27

Figure 20 : Classes d’acides gras………………………………………………………………....35

Figure 21 : Photo d’un montage Soxhlet…………………………………………………………38

Figure 22 : Photo de l’huile des graines de figue de barbarie………………………………...….38

Figure 23 : Photo d’un dosage acido-basique…………………………………………………....39

Figure 24 : Photo d’un bain marie bouillant…………………………………………………...…39

Figure 25 : Photo de la solution avant l’incubation………………………………………………40

Figure 26 : Photo de la solution après dosage……………………………………………………40

VI

Figure 27 : Les différentes étapes de détermination d’indice d’iode………………………….…41

Figure 28 : Photo de réfractomètre utilisé…………………………………………………..……41

Figure 29 : Courbe d’étalonnage de l’acide gallique……………………………………………..45

Figure 30 : Courbe d’étalonnage de Quercetine……………………………………………..…...47

Figure 31 : Chromatogramme des esters méthyliques d’acides gras de l’huile de figue…….....51

Liste des schémas

Schéma 1 : Réaction de neutralisation acido-basique………………………………………….....28

Schéma 2 : Réaction de saponification des Triacylglycérols………………………………….…29

Schéma 3 : Réaction d'addition électrophile d'un dihalogène sur un alcène………………......…31

VII

Liste des tableaux

Tableau 1 : Composition de la figue de barbarie ‘Opuntia ficus-indica’……………………......11

Tableau 2 : Domaine d’utilisation des différents composants de l’Opuntia ficus-indica.……….12

Tableau 3: Les acides gras essentiels dans l’huile des graines de figue de barbarie................…..13

Tableau 4 : Les stérols contenant dans l’huile des graines de figue de barbarie …………......….14

Tableau 5 : Composition chimique des graines de figue de barbarie ………………………...….15

Tableau 6 : Les principales classes des composés phénoliques …………………………............17

Tableau 7 : Activités biologiques des composés phénoliques …………………………………..21

Tableau 8 : Les indices de saponification des principaux corps gras………………………...…..39

Tableau 9 : Les indices d’ester de certaines huiles végétales………………………………….…40

Tableau 10 : Rendements des extraits en changeant le mode d’extraction………………..……..42

Tableau 11 : Rendements des extraits en variant le pourcentage de solvant………………….…43

Tableau 12 : Rendements des extraits en variant le temps d’extraction………………………....43

Tableau 13 : Rendements des extraits en changeant le solvant………………………………..…44

Tableau 14 : La teneur en polyphénols totaux de différents extraits……………………………..45

Tableau 15 : La teneur en flavonoïdes totaux de différents extraits …………………………….47

Tableau 16 : Temps de rétention des esters méthyliques étalons………………………………...50

VIII

Sommaire

Introduction générale

Introduction générale………………………...…………………………………………..…….2

Partie bibliographique

Chapitre I : Etude botanique d’Opuntia ficus-indica

I.1. Histoire et usages traditionnels …………………………………..……………………….5

I.2. Nomenclature ………………………………………………………………………...…...6

I.3. Répartition ………………………………………………………………………..........….7

I.4. Biologie du figuier de barbarie ……………………………………………………………8

I.5. Exigences écologiques du figuier de barbarie ……………………………………………..9

I.6. Composition chimique des Cladodes, fruits, mucilages, peau et graines…………………10

I.7. Utilisation …………………………………………………………………...……………..11

Chapitre II : L’Huile des graines de figue de barbarie

II.1. Généralités sur les huiles……………………………………………………………..…13

II.2. Composition chimique de l’huile des graines de figue de barbarie ………………....…13

II.3. Utilisation de l’huile des graines de figue de barbarie ………………………….……...15

Chapitre III : Les polyphénols, Structures et Activités

III.1. Introduction ………………………………………………………………………...….16

III.2. Les composés phénoliques …………………………………………………………….16

III.3. Intérêts biologiques des polyphénols ………………………………………………….20

III.4. Activité antioxydante …………………………………………………………………..21

III.5. Le stress oxydatif…………………………………………………………………...…..22

Partie expérimentale

Chapitre I : Matériel et méthodes

I.1. Matériel végétal (Méthode d’obtention des graines de figue de barbarie)………….…25

I.2. Méthodes d’extraction des huiles …………………………………………………..…..25

a. Extraction par SOXHLET …………………………………....25

b. Macération………………………………………………….…27

I.3. Propriétés chimique et physique de l’huile…………………………….……………….28

IX

a- Indice d’acide……………………………………………..…..28

b- Indice de saponification……………………………………....29

c- Indice d'estérification……………………………………...…..30

d-Indice de peroxyde…………………………………………….30

e- Indice d’iode………………………………………………......31

f- Indice de réfraction ……………………………………………32

g- Densité…………………………………………………............32

I.4. Quantification des composés phénoliques…………………………………………...…33

I.4.1. Dosage des polyphénols totaux…………………….......….33

I.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux………………………...…..34

I.5. Analyse des acides gras …………………………………………………………………35

Chapitre II : Résultats et discussion

II.1. Extraction Soxhlet…………………………………………………………………...….38

II.2. Propriétés chimique et physique de l’huile………………………………………….....38

a-Indice d’acide…………………………………………….…39

b-Indice de saponification…………………………………….39

c-Indice d'estérification…………………………………….…40

d-Indice de peroxyde………………………………………….40

e-Indice d’iode………………………………………………...41

f-Indice de réfraction ………………………………………....41

g-Densité ……………………………………………………...42

II.3. Rendements des extractions …………………………………………………………....42

II.4. Quantification des composés phénoliques……………………………………………..44

II.4.1. Dosage des polyphénols totaux……………………..….44

II.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux…………………………47

II.5.Méthode d’identification des acides gras ……………………………………………..…48

Conclusion Générale Conclusion Générale………………………………………………………………………………52

Références bibliographiques

Références bibliographiques ....................................................................................................54

X

« Le Nopal est un don de Dieu.

C’est l’une des plantes

les plus utiles que la nature

ait offerte aux hommes.

Elle pousse toute seule,

dans les régions les plus arides.

Elle ne coûte rien.

Elle est la providence des pauvres

qu’elle soigne et nourrit.

Son tronc est amusant,

sa fleur est belle, son fruit exquis.

Sa racine n’épuise pas le sol mais l’enrichit.

C’est l’une des rares plantes

qui donne à la terre d’avantage

qu’elle ne lui prend.

Mais le Nopal se mérite.

Il ne se donne pas à l’impatient,

à l’inconscient, à l’impie, au méchant.

Il se donne à celui qui a la foi, au juste,

et à celui qui l’aime. »

JOSÉ DE ACOSTA

(1539-1600)

1

Introduction Générale

2

Un grand nombre de plantes, aromatiques, médicinales, des plantes épices et autres,

possèdent des propriétés biologiques très intéressantes, qui trouvent application dans divers

domaines à savoir en médecine, pharmacie, cosmétologie et agriculture.

Le continent africain est un des continents doté d'une biodiversité la plus riche dans le

monde, avec une avalanche de beaucoup de plantes utilisées comme herbes, aliments naturels

et pour des buts thérapeutiques. C'est en grande partie dû à la géographie vaste englobant une

masse de terre approximativement de 216. 634.000 hectares de secteurs forestiers fermés. Plus

de 5.000 substances naturelles différentes ont été identifiées et beaucoup d'entre elles se sont

avérées utiles dans la médecine traditionnelle pour la prophylaxie et le traitement des

maladies. Malgré la nature hétérogène du continent, il y a eu peu d’efforts consacrés au

développement des agents chimio thérapeutiques et prophylactiques de ces plantes. [1]

Depuis la plus haute antiquité, les hommes se sont soignés avec les plantes qu'ils avaient à

leur disposition. Qu'est-ce qui les a guidés à employer une plante plutôt qu'une autre : Le

hasard ? La religion ? La superstition ? L'expérience, certainement. Plusieurs théoriciens ont

entrepris d'expliquer l'action des plantes sur l'organisme. [2]

A côté de ces plantes médicinales, les fruits et légumes forment une autre ressource

phytogénétique qui ne cesse de susciter l’intérêt de la communauté scientifique. Ces dernières

années, la consommation des aliments d’origine végétale constitue un enjeu de santé

publique. Ce phénomène social est certainement lié à la prise de conscience quant à la relation

de cause à effet entre la qualité des aliments et la santé.

En effet, beaucoup d’études ont démontré qu’une alimentation riche en aliments d’origine

végétale réduit considérablement plusieurs maladies comme les accidents cardiovasculaires et

certains types de cancer. Les propriétés préventives des aliments d’origine végétale sont dues

à la présence de vitamines C, E et A, et des composés phénoliques qui sont des molécules

dotées d’un pouvoir antioxydant. [3]

De par sa situation géographique, l’Algérie bénéficie d’une flore très diversifiée par des

espèces appartenant à différents éléments géographiques. [4] Dans cette flore diversifiée, se

trouve le figuier de barbarie, objet de notre étude.

3

Nopal est le nom aztèque de cet arbre, se trouve dans les régions arides et semi-arides du

Mexique. Il a été introduit en Afrique du Nord vers le 16ème siècle. Il est utilisé pour la

production de fourrage et surtout pour la production de fruits exotiques qui sont

commercialisés à travers le monde. C’est une plante riche, originale et très utile. Sa sobriété et

son incroyable vitalité lui permettent, de prospérer jusque dans des contrées désertiques

souvent inhospitalières où il offre à l’homme et aux animaux domestiques ses vertus

nourricières et thérapeutiques. On en compte plus de 400 espèces et d’innombrables variétés.

D'autre part, on note que l'huile végétale des graines de figue de barbarie présente un taux

élevé d'acides gras polyinsaturés, près de 50 %, par rapport aux autres huiles végétales comme

l’huile d’Argan. La richesse particulière de la figue de barbarie en oligo-éléments, acides

aminés et flavonoïdes fait de ce cactus l’une des plantes les plus intéressantes pour protéger

les cellules et la peau, régénérer les organes et lutter contre le vieillissement.

La recherche médicale moderne redécouvre avec un intérêt grandissant la plante et ses

propriétés. Elle étudie les molécules actives qui la composent et lui permettent de lutter

efficacement contre quelques-unes des affections les plus graves de notre temps : l’angoisse,

l’artériosclérose, le cholestérol, le diabète, l’obésité, la spasmophilie, le stress. [5]

Ce thème a été choisi pour enrichir encore plus la littérature scientifique car peu de travail

a été effectué sur les figues de barbarie (variété algérienne) dans le domaine de la recherche

scientifique. De plus, il est connu par ses bienfaits dans le traitement traditionnel des

maladies. Notre but dans ce travail est d’utiliser une substance naturelle à moindre coût et

dont l’usage à un objectif d’ordre thérapeutique et cosmétologique.

Notre travail sera donc divisé en deux parties, la première consiste à la recherche

bibliographique ensuite la deuxième partie englobe le travail expérimental réaliser et nous

terminerons par une conclusion générale.

4

Partie Bibliographique

5

Chapitre I : Etude botanique d’Opuntia ficus-indica

L’Opuntia ficus-indica ou figuier de barbarie, est une plante de type CAM qui

présente des adaptations physiologiques et morphologiques, lui permettant de résister aux

conditions difficiles des régions arides et semi arides. Elle est actuellement intégrée dans les

stratégies de lutte contre la désertification dans différents pays. [6]

En effet, c'est une plante dont toutes les parties peuvent être consommées : les tiges

(ou cladodes) et les fruits. En plus de leur apport nutritionnel dû à leur richesse en sucres,

vitamines et minéraux et leur apport en substances bioactives -fibres, polyphénols et

pigments- les cladodes ont un potentiel médicinal intéressant. Il est reconnu à cette plante un

effet antioxydant, anti ulcère, diurétique, anti inflammatoire et cicatrisant. Un effet

hypoglycémique et hypocholestérolémiant a été également observé. [7]

I.1. Histoire et usages traditionnels

Le nopal, plus communément appelé "Figuier de Barbarie", est un cactus originaire du

Mexique. Après avoir été découvert au 16è siècle par les espagnols, le nopal a été implanté en

Europe, sur le pourtour méditerranéen. On le retrouve également en Afrique du Sud, sur l'île

de la Réunion, ou encore en Inde et en Australie. Les usages de cette plante sont multiples:

Tout d'abord, le figuier de barbarie est cultivé principalement pour la production de ses fruits.

En effet ces derniers sont comestibles, et naturellement riches en vitamine C. Ils sont donc

largement utilisés dans l'alimentation humaine au Mexique. On connait également son utilité

industrielle, comme colorant naturel, et comme anticorrosif.

On retrouve de plus, l'huile de figue de barbarie dans de nombreux cosmétiques au

Mexique. En effet celle-ci aurait des propriétés anti-oxydantes et agirait sur le ralentissement

du vieillissement cutané.

Enfin, le nopal est très utilisé dans la médecine traditionnelle au Mexique. Il est connu

pour ses vertus cicatrisantes. La poudre de la raquette est utilisée pour limiter l'absorption des

graisses. Certains praticiens au Mexique l'utiliseraient actuellement dans le traitement

antidiabétique, comme hypoglycémiant. Chez les Indiens d’Amérique, le Nopal appartient

depuis toujours aux plantes médicinales les plus utilisées. Pour les populations

précolombiennes, il est une plante sacrée, au même titre que l’Agave, le Chocolat, le Maïs, le

Cereus et le Peyotl (deux autres cactus).

6

I.2. Nomenclature

La classification systématique ayant été initiée en Suède, par Carl Von Linné, les

premiers scientifiques font néanmoins référence à des espèces européennes, comme le

terme « cactus » qui vient du grec « kaktos », désignant le chardon. De même, ficus indica

signifie clairement la figue des indes. Le terme Opuntia a probablement un rapport aux

« Opuntes », ou « Opunces » peuple de la Grèce antique, de la région de Béotie. [8]

I.2.1. Noms commun

En français : Figuier d’inde, Figuier de barbarie, Nopal, Cactus raquette, Oponce, Figuier du

chrétien.

En Anglais : Prickly- pear cacti, Cactus pear, Indian-fig prickly-pear, Nopal, Cactus flower.

I.2.2. Classification : [9]

Règne : Végétal

Embranchement : Phanérogames

Sous-embranchement : Angiospermes

Classe : Dicotylédones

Sous-classe : Dialypétales

Ordre : Caryophyllacées

Famille : Cactacée

Genre : Opuntia

Espèce : Opuntia ficus-indica

Le genre Opuntia est le plus important et le plus répandu de la famille des cactacées. Il

comprend environ 300 espèces réparties en quatre sous‐genres, dont trois sont plus connues :

Brasiliopuntia : tronc non articulé, articles cylindriques et aplatis.

Cylindropuntia : articles cylindriques portant des épines.

Platyopuntia : articles aplatis en raquettes, feuilles petites, épines non gainées.

7

L’Opuntia ficus‐indica, plus connue sous le nom de figuier de barbarie, appartient au

dernier sous genre. [10]

I.3. Répartition

Le genre Opuntia, originaire du Mexique comme on l’a vu, figure d’ailleurs sur

l’emblème du drapeau mexicain. Sa distribution géographique est très large : Mexique, Sicile,

Chili, Brésil, Turquie, Corée, Argentine et Afrique du Nord (Figure 1). Il a été introduit

d’abord en Espagne et plus tard au 16e siècle au Nord et au Sud de l’Afrique. Il s’est diffusé

rapidement dans le bassin méditerranéen et s’y est naturalisé au point de devenir un élément

caractéristique du paysage [11]. Il est par essence développé sur la partie Ouest de la

Méditerranée : Sud de l’Espagne, le Portugal, et l’Afrique du Nord (Tunisie, Algérie et

Maroc) [12]. A titre d’exemple, la superficie cultivée dans la région du WANA (Ouest d’Asie

et le Nord-africain) est d’environ 900.000 ha [13].

Dans certains pays tels que l’Italie, l’Espagne ou le Mexique; la culture du cactus est

pratiquée de façon intensive et moderne avec des programmes de recherche-développement

pour la production du fruit ou de fourrage et même pour des usages industriels. En revanche,

en Australie et en Afrique du Sud, ce végétal, en particulier la variété asperme est considérée

comme une mauvaise herbe à cause de la facilité avec laquelle, elle se propage. [14]

Figure 1 : Distribution géographique du figuier de Barbarie [18]

8

Zone de répartition du

figuier de barbarie

En Algérie, les plantations du figuier de barbarie sont réparties dans les hauts plateaux,

à Batna, Biskra et Bordj-bou-Arrérij, Constantine, sur les hauts plateaux Algérois à 550

mètres, aux environs de Mascara, M’sila à 750 mètres, Laghouat et même à 1100 mètres Ain-

Sefra (Figure 2). [15]

A l’exception des montagnes et des zones sahariennes, la culture algérienne du cactus

est largement représentée dans le paysage rural en plantation plus au moins régulières, autour

des villages, en haies limitant les parcelles de culture ou de vergers. La culture de cactus se

trouve parfaitement intégrée dans le système d’exploitation traditionnel. [16]

I.4. Biologie du figuier de barbarie

Le figuier de barbarie est une plante robuste qui peut mesurer jusqu’à 5 mètres de

hauteur (Figure 3.a), avec un tronc épais et ligneux. Ses articles aplatis en forme de raquettes

(cladodes) (Figure 3.b) de couleur vert mat, ayant une longueur de 30 à 50 cm et une largeur

de 15 à 30 cm, sont couverts de petites aréoles, d’épines et de glochides blancs. Ses fleurs,

marginales sur le sommet des cladodes, de couleur jaune et deviennent rougeâtres à

l’approche de la sénescence de la plante (Figure 3.c). Ses fruits sont des baies charnues

ovoïdes ou piriformes pourvues d’épines (Figure 3.d). Ils sont généralement verdâtres ou

jaunes à maturité. La pulpe est toujours juteuse, de couleur jaune‐oranger, rouge ou pourpre,

parsemée de nombreuses petites graines. [17]

Figure 2 : Répartition du figuier de barbarie en Algérie [12]

9

Figure 3 : Le figuier de barbarie : a) la plante, b) les cladodes, c) les fleurs, d) le fruit

Traditionnellement, le figuier de Barbarie est multiplié végétativement par bouturage

de raquettes. Les jeunes plantes peuvent entrer en floraison à partir de la 2ème

ou de la 3ème

année. La durée et la période du cycle annuel dépendent de la variété et de la zone

géographique. [18]

I.5. Exigences écologiques du figuier de barbarie

I.5.1. Facteurs édapho‐climatiques

Le figuier de barbarie possède une grande adaptation aux conditions les plus hostiles

(aridité du climat, salinité des sols, terrains de faible potentiel agricole). Son extension est

limitée surtout par les basses températures hivernales, son seuil de tolérance étant de ‐10°C.

Le cactus s’accommode mal des sols hydromorphes et asphyxiants. Les sols préférés sont les

sols légers, sablonneux‐limoneux. Il s’agit de sols légèrement pauvres en matière organique

(0,1‐1,8 %), ayant des pH légèrement acides (5,1‐6,7). Pour plusieurs espèces Opuntia le pH

du sol est un facteur limitant, mais l’Opuntia ficus‐indica est rencontré même sur des sols

calcaires. [19]

10

I.5.2. Facteurs biotiques

De nombreux parasites et maladies sont rencontrés dans le cactus : [20]

La rouille (Phillostica opuntiae): se manifeste par de petites taches de couleur jaune‐

rouille, circulaires, pouvant s’étendre en plaques irrégulières d’un blanc sale ou

cendré. Ce sont surtout les cladodes de deux ans qui, une fois attaquées, n’émettent

que peu de cladodes, et finissent par se dessécher. Maladie des zones humides, elle est

efficacement combattue par des traitements à base de cuivre et l’ablation des raquettes

parasitées.

Le mildiou des cactus (Phytophtora cactorum Schr., P. omnivera De Bary): les

symptômes de la maladie se présentent sous forme de cloques soulevant l’épiderme,

d’état chlorotique prononcé et de taches brunâtres qui envahissent les fruits et les

raquettes.

La cératite (Ceratitis capitata Weid): une mouche méditerranéenne des fruits qui peut

occasionner des dégâts importants dans les plantations mal entretenues.

Les cochenilles : bien que généralement polyphages, certaines espèces de cochenilles

sont des parasites spécifiques et inféodées à l’espèce Opuntia.

I.6. Composition chimique des cladodes, fruits, mucilages, peau et graines

Il est à signaler que les différentes particules d’Opuntia ficus-indica : Cladode, fruit,…

(Figure 4) contiennent essentiellement une grande quantité d’eau et sont riches en minéraux

tels que le calcium, magnésium, potassium et cuivre mais elles ont une faible teneur en

phosphore. Elles sont également une excellente source de protéines, y compris les acides

aminés essentiels, en particulier la proline et la sérine. [21 ; 22]

Fruit Aspect général et coupe Graine

Figure 4 : Différentes particules d’Opuntia ficus-indica

11

Ce fruit se distingue par une teneur très élevée en fibres (une valeur parmi les plus

élevées pour un fruit frais). Il s’agit en très grande majorité de fibres insolubles (cellulose,

hémicellulose, lignine), formant en particulier la trame de graines présentes dans la pulpe,

tandis que la peau contient essentiellement du glucose et elle est riche en cellulose. Le

mucilage est composé d’arabinose, de galactose, de rhamnose, de xylose et d’acide

galacturonique à des teneurs variables. [18]

Les graines qui sont l’objet de notre travail sont riches en sels minéraux et acides

aminés soufrés et elles sont caractérisées par une grande teneur en acide glucuronique, huile

brute, protéine, fibre brute ; cendres et glucides. [23]

Tableau 1 : Composition de la figue de barbarie ‘Opuntia ficus-indica’ [18]

Constituants Fruit (%) Pulpe et graines (%) Pulpe sans graines (%)

Eau 80.0 84.5 83.6

Protéine 1.0 1.3 0.8

Lipides totaux 0.7 1.3 0.3

Glucides

disponibles 14.8 8.0 10.8

Fibres brutes 2.3 4.4 3.6

I.7. Utilisation

L’Opuntia ficus-indica s’est naturalisé et prospère dans le monde entier. Selon les pays, il

est utilisé dans divers domaines tel que : le domaine de l’industrie, l’alimentation, ou bien

encore dans le domaine pharmaceutique, cosmétologique, médicinal, environnemental, … Le

tableau suivant (Tableau 2) englobe les intérêts les plus utilisés.

Tableau 2 : Domaine d’utilisation des différents composants de l’Opuntia ficus-indica

12

Composants de la

plante

Intérêt

Cladodes

Fleurs

Fruits

Alimentaire

- Préparation de conserve de légumes ;

- Les jeunes cladodes appelées ‘Napolitos’

au Mexique sont considérées comme un

légume traditionnel car elles sont tendres et

fibreuses, elles sont consommées à l’état

frais ou après cuisson. [24]

- En Sicile, le thé préparé avec des fleurs

d’Opuntia ficus-indica, et est utilisé

comme un traitement contre les maux des

reins. [27]

- Fruits frais juteux type poire, oranges ;

- Utilisés pour la production : Jus

concentrés, boissons alcoolisées,

confiture, bonbons, source de vitamine C

avec un apport énergétique important.

[28]

Médicinal

- Ont un rôle hypoglycémiant et

hypocholestérolémiant [25] ;

- Le suc extrait par pression à partir des

cladodes est conseillé pour le traitement du

foie, des rhumatismes et des maladies du

rein [26].

- Astringentes et réduisent les saignements

- Soigne les troubles de l’appareil digestif

tels que les diarrhées, colites et irritations

intestinales chroniques ;

- Traite les affections de la prostate ;

- Utilisées comme des substances

antidiurétiques.

- Utiles pour réparer : le diabète, niveau

élevé de cholestérolémie, inflammation

et obésité [29] ;

- Le mucilage joue un rôle prédominant

dans la mise en réserve du Ca2+ [30].

Cosmétique

- La figue de barbarie est utilisée en Mexique pour la fabrication de champoing, d’assouplissant de cheveux, de savon, de crème et de

lait hydratant pour le visage ainsi que les graines sont écrasées pour en extraire une crème pour la peau [31] ;

- Les pouvoirs de cette huile dépasseraient ceux de l’huile d’argan, hydratante, nourrissante et adoucissante. Elle possède, entre autres,

65% d’acides gras polyinsaturés (nourrissants) contre 33% pour l’argan, ainsi qu’un taux de vitamine E (anti oxydante) supérieur à

100mg/100g contre 65mg pour l’argan [32].

13

Chapitre II : L’huile des graines de figue de barbarie

II.1. Généralités sur les huiles

Les premières preuves de fabrication et d'utilisation des huiles datent de l'an 3000

avant J.C. Les huiles semblent donc avoir accompagné la civilisation humaine depuis ses

premières genèses. Les égyptiens puis les grecs et les romains ont employé diverses matières

premières végétales ainsi que les produits qui en découlent, notamment les huiles. Ces

utilisations concernaient différents domaines : médecine, rites religieux, coutumes païennes,

alimentation,... [33]. Par définition, une huile végétale est un corps gras extrait d'une plante,

c'est-à-dire une plante dont les graines, noix ou fruits contiennent des lipides [34]. En d’autres

termes, il s’agit d’un liquide concentré ayant un caractère visqueux, très complexe et

hydrophobe, obtenu par différentes méthodes d’extraction.

Parmi les principaux constituants de l’huile sont les triglycérides ou lipides, les Vitamines

(E, A, B, C,), les polyphénols, des phytostérols qui sont l’équivalent du cholestérol du monde

animal; les acides aminés, des oligoéléments : cuivre, zinc, manganèse...

II.2. Composition chimique de l’huile des graines de figue de barbarie

L’huile, qui est obtenue à partir des graines des figues de barbarie, appartient à la

catégorie des huiles « polyinsaturées » comme la plupart des huiles végétales. Elle est

composée de 65% d’acides gras essentiels, principalement, l’acide linoléique, alpha-

linolénique, et l’acide arachidonique accompagnés de l’acide palmitique, stéarique et oléique

(Tableau 3). Parmi ces acides, l’acide linoléique est le majoritaire (de 56,1 à 77%). Les stérols

dans cette huile sont composés de β-sitostérol qui est le marqueur stérol, suivi par le

campestérol et le stigmastérol (Tableau 4). [24]

Tableau 3: Les acides gras essentiels dans l’huile des graines de figue de barbarie

Acide gras Nom

systématique Structure

Acide

linoléique

Acide (9Z,12Z)-

octadéca-9, 12-

diénoïque

14

alpha-

linolénique

acide

(9Z,12Z,15Z)-

octadéca-

9,12,15-

triénoïque

acide

arachidoniq

ue

acide

5Z,8Z,11Z,14Z-

éicosatétraènoiq

ue

Acide

palmitique

acide

hexadécanoïque

Acide

stéarique

acide

octadécanoïque

Acide

oléique

Acide cis-

octadéc-9-

énoïque

Tableau 4 : Les stérols contenant dans l’huile des graines de figue de barbarie

stérols Nom systématique structure

β-sitostérol

17-(5-éthyl-6-méthylheptan-

2-yl)-10,13-diméthyl-

2,3,4,7,8,9,11,12,14,15,16,17-

dodécahydro-1H-

cyclopenta[a]phénanthrén-3-

ol

Campestérol

(3S,8S,9S,10R,13R,14S,17R)

-17-[(2R,5R)-5,6-

diméthylheptan-2-yl]-10,13-

diméthyl-

2,3,4,7,8,9,11,12,14,15,16,17-

dodécahydro-1H-

cyclopenta[a]phénanthrène-3-ol

15

Stigmastérol

(3S,8S,9S,10R,13R,14S,17R)

-17-

[(E,2R,5S)-5-éthyl-6-

méthylhept-3-én-2-yl]-10,13-

diméthyl-

2,3,4,7,8,9,11,12,14,15,16,17-

dodécahydro-1H-

cyclopenta[a]phénanthrén-3-ol

Une analyse élémentaire à partir des graines entières des figues de barbarie a été

menée à déterminer la composition chimique, le tableau ci-dessous regroupent les résultats

obtenus : [35]

Tableau 5 : Composition chimique des graines de figue de barbarie [35]

II.3. Utilisation de l’huile des graines de figue de barbarie

La graine peut être utilisée dans une vaste gamme de produits fabriqués à la maison, ou

dans des petites entreprises et même à l’échelle industrielle comme les confitures, gélatines,

sirops et comme huile de table à cause de sa teneur élevée en acides gras polyinsaturés [36].

L’huile obtenue à partir des graines de ce fruit peut être utilisée comme antioxydant.

Son activité anti oxydante renforce ses propriétés protectrices anti-pollution et anti-stress

solaire. Elle peut être utilisée de plus par l’industrie cosmétique, car elle a une exceptionnelle

richesse en acides gras essentiels dont l’acide linoléique, qui est idéal pour les peaux

desséchées car il favorise la reconstitution des lipides de la peau et il limite les pertes

hydriques tout en favorisant la fluidité membranaire. L’huile de figue de barbarie ralentit

donc le vieillissement cutané, antiride naturel, elle est cicatrisante, nourrissante,

raffermissante et hydratante [37].

Constituants Pourcentage

Eau 5-6 %

Huile 7-8.5 %

Minéraux (cendre) 1.3 %

Lignine 18%

Protéine 11-12%

Cellulose 30%

16

Chapitre III : Les Polyphénols, Structures et Activités

III.1. Introduction

Une des originalités majeures des végétaux réside dans leur capacité à produire des

substances naturelles très diversifiées. En effet, à côté des métabolites primaires classiques

(glucides, protides et lipides), les végétaux accumulent fréquemment des métabolites dits

« secondaires » dont la fonction physiologique n’est pas toujours évidente mais qui représente

une source importante de molécules utilisables par l’homme dans des domaines aussi

différents que la pharmacologie ou l’agroalimentaire. Les métabolites secondaires

appartiennent à des groupes chimiques très variés tels les alcaloïdes, les terpènes, les

composés phénoliques,… [38 ; 39]

III.2. Les composés phénoliques

Ces composés ont tous en commun la présence d’un ou de plusieurs cycles

benzéniques portant une ou plusieurs fonctions hydroxyles. La structure des composés

phénoliques varie depuis les molécules simples (acides phénoliques) vers les molécules les

plus hautement polymérisées (tanins condensés), avec plus de 8000 structures phénoliques

identifiées. [40]

Les polyphénols peuvent constituer des signaux de reconnaissance entre les plantes, ou

bien lui permettent de résister aux diverses agressions vis-à-vis des organismes pathogènes.

Ils participent de manière très efficace à la tolérance des végétaux à des stress variés, donc ces

composés jouent un rôle essentiel dans l'équilibre et l’adaptation de la plante au sein de son

milieu naturel. D'un point de vue thérapeutique, ces molécules constituent la base des

principes actifs que l'on trouve dans les plantes médicinales. [38]

Le tableau suivant regroupe les principales classes des composés phénoliques.

17

Tableau 6 : Les principales classes des composés phénoliques [41]

Squelette

carboné Classe Exemple Origine (exemple)

C6 Phénols simple Catéchol

C6-C3

Acides phénoliques

Acides

hydroxybenzoïques p-Hydroxybenzoïques Epices, fraise

Acides

hydroxycinnamique

Acide caféique, acide

férulique

Pomme de

terre,pomme

Coumarines Scopolétine, esculétine Citrus

C6-C2-

C6 Stilbènes Resvératrol Vigne

C6-C3-

C6

Flavonoïdes

Flavonols Kamphérol, quercétine

Fruits, légumes,

fleurs

Anthocyanes Cyanidine, pélargonidine

Fleurs, fruits rouges

Flavanols Catéchine, épicatéchine Pomme, raisin

Flavanones Naringénine Citrus

Isoflavonols Daidzéine Soja

(C6-C3)2 Lignanes Pinorésinol Pin

(C6-

C3)n Lignines Bois, noyau de fruits

(C15)n

Tanins

Tannins

hydrolysables Raisin rouge, kaki

Tannins condensés

Quelque structure des polyphénols :

Phénol simple

Figure 5 : Structure chimique du Catéchol

18

Acides phénoliques

Acides hydroxybenzoïques

Figure 6 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxybenzoïques

Acides hydroxycinnamique

Figure 7 : Structures chimiques de quelques exemples d’acides hydroxycinnamique

Coumarines

Figure 8 : Structure chimique de l’Esculétine

Stilbènes

Figure 9 : Structure chimique de base des Stilbènes

HO

HO

HO

O

OH

acide gallique

HO

O

HO

acide salicylique

O

HO

Acide benzoïque

O

HO

acide cinnamique

OH

OH

O

HO

acide cafféique

O

Me

HO

O

OH

acide férulique

R1

R2

R3

R'2

R'3

R'1

19

Flavonoïdes

Figure 10 : Structure chimique de base des flavonoïdes

Figure 11 : Structures chimiques de différents types des flavonoïdes

Lignanes

Figure 12 : Structure chimique du Pinorésinol

O

1

2

2'

3'

4'

5'

6'

3

45

6

7

8

A C

B

20

Lignines

Figure 13 : Structure chimique d’une lignine

Tanins

Figure 14 : Structures chimiques de quelques tanins

III.3. Intérêts biologiques des polyphénols

Les polyphénols présentent plusieurs activités telles que l’activité antioxydante,

antivirale, anti-inflammatoire et anticancéreuse,… Ces activités sont attribuées en partie à la

capacité de ces composés à réduire les radicaux libres mais aussi à leur affinité pour une

grande variété de protéines dont certains enzymes et récepteurs.

Les différentes activités biologiques sont résumées dans le tableau ci-dessous :

21

Tableau 7 : Activités biologiques des composés phénoliques [42]

Polyphénols Activités

Acides Phénoliques

Antibactériennes

Antifongiques

Antioxydantes

Coumarines Vasoprotectrices et antioedémateuses

Flavonoïdes

Anti tumorales

Anti carcinogènes

Anti-inflammatoires

Hypotenseurs et diurétiques

Antioxydantes

Anthocyanes Protectrices capillaro-veineux

Proanthocyanidines

Effets stabilisants sur le collagène

Antioxydantes

Antitumorales

Antifongiques

Anti-inflammatoires

Tannins Antioxydantes

De nos jours, les propriétés antioxydantes ou anti-inflammatoires des polyphénols

participent à la prévention de diverses pathologies impliquant le stress oxydant et le

vieillissement cellulaire, les maladies cardiovasculaires ou dégénératives, l’ostéoporose. [38 ;

43 ; 44 ; 45]

III.4. Activité antioxydante

Il existe un intérêt croissant vis-à-vis la chimie des radicaux libres. Ce n’est pas

seulement dû à leur rôle dans des phénomènes aigus tels que le traumatisme ou l’ischémie,

mais aussi à leur implication dans de nombreuses pathologies chroniques associées au

vieillissement tels que le cancer, les maladies cardiovasculaires et inflammatoires et la

dégénérescence du système immunitaire. [46]

22

Les antioxydants

Un antioxydant est défini comme étant toute substance qui peut retarder ou empêcher

l’oxydation [47], ce sont des composés qui réagissent avec les radicaux libres et les rendent

ainsi inoffensifs [48].

D'un point de vue chimique, un antioxydant n'est qu'un composé réducteur ; il va donc

pouvoir réagir avec un oxydant pour le neutraliser.

Les antioxydants naturels

Plusieurs substances peuvent agir en tant qu'un antioxydant in vivo. Elles incluent le

bêta carotène, l'albumine, l'acide urique, les œstrogènes, les polyamines, les flavonoïdes,

l'acide ascorbique, les composés phénoliques, la vitamine E…etc [49]

Parmi les antioxydants naturels, les composés phénoliques, et plus particulièrement les

acides phénoliques et les flavonoïdes, suscitent un intérêt grandissant. Ce sont des composés,

naturels, qui permettent de ralentir le phénomène d’oxydation qui favorise le vieillissement

cellulaire en interrompant le passage du stress oxydatif et interceptant le « message » de

l’apoptose (mort cellulaire programmé). [38]

Les différents constituants végétaux de notre ration alimentaire quotidienne sont

généralement riches en polyphénols à forte activité antioxydante et selon les habitudes

alimentaires, nous pouvons en ingérer 100 mg par jour. Cela est particulièrement vrai dans les

régimes dits « méditerranéens » où la consommation de fruits, de légumes, céréales et huiles

est importante. [50]

III.5. Le stress oxydatif

Le stress oxydatif est défini comme étant un déséquilibre entre la génération des

espèces réactives de l’oxygène et la capacité du corps à neutraliser et à réparer les dommages

oxydatifs. [51]

Ce déséquilibre peut avoir diverses origines, telle que l’exposition aux radiations

ionisantes (exposition importante au soleil, radioactivité artificielle ou naturelle), la pollution,

le contact avec certains pesticides et solvants, la consommation de tabac et d’alcool, la prise

de certains médicaments, la pratique du sport intensif … [52 ; 53]

23

Figure 15 : Déséquilibre de la balance entre antioxydants et pro-oxydants

Dans les circonstances normales, on dit que la balance antioxydants / pro-oxydants est

en équilibre. Si ce n'est pas le cas, et on a une surproduction énorme des radicaux, cela

implique une pro-oxydation qui provoque le «stress oxydant». [54]

Les radicaux libres

Un radical libre est défini comme toute molécule possédant un ou plusieurs électrons

non appariés [55]. Les radicaux libres peuvent être considérés comme des déchets du

métabolisme cellulaire. Ce sont des atomes et des molécules dotés d'une forte énergie et qui,

avant d'être neutralisés détruisent ce qu'ils rencontrent. Ils sont produits dans toutes les

cellules de l'organisme tout à fait normalement. L'organisme sait cependant se défendre contre

eux, grâce aux enzymes antioxydantes contenues dans nos cellules. Ces enzymes sont aidées

dans leur action antiradicalaire par la vitamine E, C,… [56]

Différents types des radicaux libres

Parmi toutes les espèces réactives oxygénées (ERO), on peut citer les radicaux

primaires à savoir : l’anion superoxyde (O2•-), le radical hydroxyle (•OH), le monoxyde

d'azote (NO•), le radical peroxyle (ROO•) et le radical alkoxyle (RO•). Les autres radicaux,

dits secondaires tels que l’oxygène singulet O2, le peroxyde d’hydrogène (H2O2) et le

nitroperoxyde (ONOOH), se forment par réaction de ces radicaux primaires sur les composés

biochimiques de la cellule. [57]

Conséquences du stress oxydatif

Le principal danger des radicaux libres vient des dommages qu’ils peuvent provoquer

lorsqu’ils réagissent avec des composants cellulaires importants, tels que l’ADN, les lipides,

les protéines…etc. Cette oxydation provoque des dommages sur tout l’organisme et

accélérant le vieillissement (maladies cardiovasculaires et neuro-dégénératives, cancer,

diabète…). [58]

Antioxydants

Pro-oxydants

24

Partie Expérimentale

25

Chapitre I : Matériel et méthodes

I.1. Matériel végétal (Méthode d’obtention des graines de figue de barbarie)

Afin d’obtenir les graines, nous avons épluché le fruit pour récupérer la pulpe, laquelle

est parsemée de plusieurs petites graines qui sont empilées de façon assez régulière. La

cohésion entre les graines est assurée par le mucilage et les fibres contenus dans la pulpe. Afin

d’isoler ces graines, nous avons mixé la pulpe pendant cinq minutes. Après, les graines sont

facilement séparées du jus. Nous avons lavé les graines obtenues avec l’eau et les enveloppés

dans un papier absorbant pendant quelques heures, à l’abri de la lumière en changeant le

papier filtre à chaque mouillage du papier. [11]

Les graines ainsi récupérées doivent être très dures,

de forme plate, plus au moins réniformes ou

lenticulaires. Elles vont être broyées en utilisant un

mixeur pour avoir une poudre.

I.2. Méthodes d’extraction des huiles

L’obtention des huiles à partir des substances naturelles se fait par différentes

techniques d’extraction, qui consistent à retirer une ou plusieurs espèces chimiques d’un

milieu solide ou liquide. Le procédé de l’extraction repose sur les différences de solubilité des

composés d’un mélange dans un solvant.

Il existe plusieurs techniques d’extraction, parmi ces dernières nous pouvons mentionner

les deux types utilisés lors de la partie expérimentation pour une extraction solide-liquide.

a. Extraction par SOXHLET

L’extraction par Soxhlet est une méthode simple et convenable permettant de répéter

infiniment le cycle d’extraction avec un solvant frais jusqu'à épuisement complet du soluté

dans la matière première. [59]

Le schéma d’un appareil Soxhlet est représenté sur la figure 17, il est composé d'une

colonne en verre, dans laquelle est placée une cartouche en papier-filtre épais, d’une matière

Figure 16 : Poudre des graines de figue de barbarie

26

pénétrable pour le solvant, d'un tube siphon et d'un tube de distillation. Dans le montage,

l'extracteur est placé sur un ballon contenant le solvant d'extraction. Le ballon est chauffé afin

de pouvoir faire bouillir son contenu. La cartouche contenant le solide à extraire est insérée

dans l'extracteur, au-dessus duquel est placé un réfrigérant servant à liquéfier les vapeurs du

solvant.

Figure 17 : Montage d’un extracteur de Soxhlet

Mode opératoire

Lors de cette manipulation, les étapes suivantes sont à distinguer :

- Pesons une masse de poudre puis remplir la cartouche, fermons avec un bouchon ensuite

plaçons la cartouche dans la colonne en verre et remplissons le ballon avec le solvant ;

- Mettons en marche le chauffe ballon ;

- Ouvrons le robinet d’eau passant dans le réfrigérant;

- Le solvant est porté à ébullition, les vapeurs de solvant se condensent dans le réfrigérant ;

- Les gouttelettes de solvant s’écoulent dans le récipient du Soxhlet et entrent en contact avec

la poudre ;

- Quand le solvant condensé atteint son plus haut niveau, il retourne par le siphon ;

- La condensation se poursuit jusqu’à épuisement de la matière végétale.

1. Agitateur magnétique

2. Ballon à col rodé

3. Retour de distillation (tube d'adduction)

4. Colonne en verre

5. Cartouche en papier-filtre

6. Haut du siphon

7. Sortie du siphon

8. Adaptateur d'expansion

9. Condensateur (réfrigérant)

10. Entrée de l'eau de refroidissement

11. Sortie de l'eau de refroidissement

27

La séparation du solvant de l’extrait est faite à l’aide d’un rotavapor. Dans cet appareil, on

réalise une évaporation sous vide en utilisant une

trompe à eau. Pendant l’évaporation, le ballon est

mis en rotation et plongé dans un bain d’huile de

silicone chauffé. L’appareil est muni d’un réfrigérant

avec un ballon-collecteur de condensat. La rotation

du ballon crée une surface d’échange plus grande et

renouvelée permettant donc d’effectuer une

évaporation rapide (Figure 18).

Figure 18 : Photo de l’appareil Rotavapor

Calcul du rendement

Le rendement en huile est défini comme étant le rapport entre la masse d’huile obtenue

et la masse de la matière végétale sèche.

100

Où m : Masse en gramme de l’huile obtenue.

m0 : Masse de la matière végétale sèche.

b. Macération

La macération est un procédé discontinu qui consiste à laisser tremper le solide dans

un solvant à température ambiante, pour en extraire les constituants solubles; après filtration,

le résidu peut être remis dans le récipient d’extraction avec une nouvelle potion de solvant.

Au besoin, le processus est répété plusieurs fois mais il n’est pas toujours efficace. La quantité

de solvant nécessaire est environ dix à vingt fois la masse de l’échantillon traité. [60]

Mode opératoire

- Nous mettons une masse de poudre des graines de figue de

barbarie dans un erlenmeyer que nous remplissons avec un

volume de solvant (un mélange de solvant).

- L’échantillon est laissé se macérer pendant quelques heures à

température ambiante avec une agitation.

Figure 19 : Photo d’un montage de macération

28

- A la fin, la solution va subir une filtration sous vide afin d'obtenir une solution limpide et

une évaporation pour avoir un extrait.

Calcul du rendement

Le rendement est défini comme étant le rapport entre la masse d’extrait obtenu et la

masse de la matière végétale sèche (poudre).

100

Où m : Masse en gramme de l’extrait obtenu.

m0 : Masse de la matière végétale sèche.

I.3. Propriétés chimiques et physiques de l’huile : [61]

Le calcul de ces indices permet de faire quelques estimations sur les masses

moléculaires moyennes des acides gras et des triglycérides déterminés par l’indice de

saponification, sur le nombre des insaturations par la mesure de l’indice d’iode et sur la teneur

en acides gras libres par la détermination de l’indice d’acide et également déterminer la teneur

de l’huile en matières insaponifiables et quelques caractéristiques physiques telles que l’indice

de réfraction et la densité.

a- Indice d’acide

C’est la masse de potasse, exprimée en milligramme, nécessaire pour

neutraliser l’acidité libre contenue dans un gramme de corps gras.

Principe

Le principe de la détermination de l’acidité d’une huile consiste en un dosage acido-

basique correspondant à la neutralisation dont le schéma réactionnel est le suivant :

R-COOH + KOH RCOOK + H2O

(Acide gras) (Base) (Savon) (Eau)

Mode opératoire

L’acidité est déterminée par la méthode titrimétrique en utilisant une solution

d’hydroxyde de potassium éthanolique.

Schéma 1 : Réaction de neutralisation acido-basique

29

CH2OCOR1 R1COOK CH2OH

CHOCOR2 + 3 KOH R2COOK + CHOH

CH2OCOR3 R3COOK CH2OH

Dans un erlenmeyer, nous avons pesé une masse environ 0,4 g d’huile et versé

successivement 10 ml d’éthanol (96%), 10 ml de cyclohexane et 2 gouttes de

phénolphtaléine (1g 100 ml d’éthanol). Nous avons agité avec un agitateur magnétique

jusqu’à dissolution; ensuite nous avons réalisé un dosage avec une solution de potasse

alcoolique à 0,01 M jusqu’à l’apparition d’une coloration rose persistante.

Expression des résultats

Le calcul de cette valeur est comme suit :

IA=

avec mb= C.V.M

mh: masse de l’huile ; mb: masse du potasse ;

C: concentration du KOH ; V: volume de KOH au point équivalent ; M: masse molaire du KOH.

b- Indice de saponification

Il correspond à la masse de potasse en mg nécessaire pour neutraliser les acides gras

libres et pour saponifier les acides gras combinés dans un gramme de corps gras.

Principe

Triacylglycérol sels d’acide gras glycerol

Schéma 2 : Réaction de saponification des Triacylglycérols

Mode opératoire

Les corps gras étant insolubles dans l'eau, il faut les dissoudre dans un solvant organique

approprié. Nous avons commencé par peser une masse connue et voisine de 4 g dans un

bécher. Nous avons ajouté 100 ml de solvant constitué de 50 ml d'éthanol et 50 ml de

cyclohexane et agité pour dissoudre le corps gras. Dans un bécher, nous avons introduit 10 ml

de cette solution puis ajouté 25 ml de potasse alcoolique de concentration 0,5 mol/l et mis au

bain marie bouillant pendant 45 à 60 minutes.

30

Nous avons ensuite ajouté 2 à 3 gouttes de phénolphtaléine et dosé l'excès de potasse par

l'acide chlorhydrique à une concentration de 0,5 mol/L en agitant jusqu'à la disparition de la

coloration de la phénolphtaléine. Nous avons effectué dans les mêmes conditions un essai à

blanc.

Expression des résultats

IS= ( )

VT : volume à blanc ; VE : volume de l’échantillon ;

CHCl : concentration de HCl ; MKOH : masse molaire du KOH ; mh : masse de l’huile.

c- Indice d'estérification

C'est la quantité en mg de KOH nécessaire pour saponifier 1 g d'huile dépourvue d'acide gras

IE = IS – IA

IE : Indice d'estérification

IS : Indice de saponification

IA : Indice d’acide

d- Indice de peroxyde

L’indice de peroxyde d’un corps gras est le nombre de milliéquivalent d’oxygène

contenu dans un kilogramme de produit qui permet d’oxyder l’iodure de potassium avec

libération d’iode. [62]

Principe

Ce principe repose sur le traitement du corps gras en solution dans de l’acide acétique et

du chloroforme par une solution d’iodure de potassium, suivi d’un titrage de l’iode libéré par

une solution titrée de thiosulfate de sodium.

Mode opératoire

Dans un erlenmeyer de 100 ml, nous avons fait passer de l’azote pur et sec pendant

environ 10 minutes et fermé l’erlenmeyer immédiatement. Ensuite, nous avons pesé

exactement 2 g du corps gras, ajouté 25 ml d’un mélange de 10 ml de chloroforme et de 15 ml

d’acide acétique privé d’oxygène; et dissous le tout en agitant. Après dissolution, nous avons

ajouté 1 ml d’iodure de potassium, agité et abandonné au placard 5minutes puis ajouté

rapidement environ 75 ml d’eau pour arrêter la réaction.

31

Nous avons ajouté l’indicateur et titré immédiatement avec le thiosulfate de sodium

jusqu’à disparition de la coloration violette. Nous avons aussi effectué un essai à blanc.

Expression des résultats

Ip= 5(VE-Vb)

VE : volume de l’échantillon

Vb : volume à blanc

e- Indice d’iode

L’indice d’iode est la masse de diode (I2) exprimée en gramme capable de se fixer sur

les insaturations des acides gras de 100g de matière grasse. [63]

Principe

Expérimentalement, nous pouvons déterminer l'indice d'iode par la méthode de Wijs ;

ce réactif s'additionne quantitativement sur les insaturations selon la réaction :

R-CH=CH-R’ + ICl R-CHI-CHCl-R’

Schéma 3 : Réaction d'addition électrophile d'un dihalogène sur un alcène

Le réactif de Wijs qui n'est pas fixé sur les doubles liaisons, c'est-à-dire en

excès, est détruit lors de l'addition d'une solution d'iodure de potassium pour former le

diode. Le I2 formé est alors titré par une solution de concentration connue de

thiosulfate de sodium.

Mode opératoire

Dans un erlenmeyer, nous avons introduit une masse d’huile environ 0,15 g,

puis ajouté dans l’ordre : 25 ml de cyclohexane, 10 ml de réactif de WIJS 0,1 M (ICl

dans l’acide acétique).

Le mélange obtenu est bouché, agité et placé à l’obscurité pendant 45 minutes.

Nous avons ajouté 100 ml d’eau distillée et 15 ml d’iodure de potassium et agité à

l’obscurité pendant quelques minutes. Ensuite, nous avons titré avec le thiosulfate de

sodium (0,1 M) jusqu’à ce que la coloration devienne pâle, ajouté 1 ml d’empois

d’amidon et continué le dosage jusqu’à ce que la coloration bleue disparaisse. Nous

avons effectué dans les mêmes conditions un essai à blanc.

32

Expression des résultats

II = ( )

Cso4 : concentration de thiosulfate ; VE1 : volume à blanc ; VE2 : volume de l’échantillon ;

MI2 : masse molaire d’I2 ; m : masse exacte d’huile.

f- Indice de réfraction : [64]

La mesure de l’indice de réfraction consiste à déterminer le rapport entre le sinus de

l’angle d’incidence et le sinus de l’angle de réfraction d’un rayon lumineux de longueur

d’onde déterminée passant de l’air dans l’huile à une température constante (souvent 20°C),

en utilisant un réfractomètre par lecture directe.

Principe

Le réfractomètre est conçu pour donner par lecture directe l’indice de réfraction et ceci

après l’avoir étalonné par l’eau distillée à la même température.

Mode opératoire

Nous avons dirigé le réfractomètre vers la lumière, ouvert et orienté convenablement

le volet d’éclairage de l’échelle des indices. Nous avons réglé le tirage des oculaires pour

avoir une vision nette du réticule et de l’échelle de lecture, relevé le prisme mobile d’éclairage

et nettoyé soigneusement les deux faces. Nous avons déposé 2 à 3 gouttes de liquide à l’aide

d’une pipette sur la face horizontale du prisme de référence et rabattre doucement le prisme

mobile. En regardant dans l’oculaire, nous avons agi sur le bouton moleté de droite de façon à

amener dans le champ de vision la limite de séparation des deux zones (claire et obscure).

Nous avons agi sur le bouton moleté de gauche pour rendre nette cette ligne de séparation et

ajusté cette ligne à l’intersection du réticule par action sur le bouton moleté de droite. En

regardant dans l’oculaire, nous avons lu la valeur de l’indice de réfraction ηDT °C

.

g- Densité : [64]

La densité consiste à déterminer le rapport de la masse d’un volume donné d’huile et

la masse d’un volume égal d’eau distillée à la même température.

Généralement, la mesure de la densité est déterminée à l’aide d’un pycnomètre.

33

I.4. Quantification des composés phénoliques

Les métabolites secondaires constituent une large gamme de molécules végétales, dont

leur nature chimique et teneur sont extrêmement variables d’une espèce à une autre. Cette

analyse permet d’avoir une estimation sur la teneur en phénols de chaque échantillon.

I.4.1. Dosage des polyphénols totaux

Principe

Plusieurs méthodes analytiques peuvent être utilisées pour la quantification des

phénols totaux. L’analyse par le réactif de Folin Ciocalteu est la plus utilisée. Ce réactif

est constitué par un mélange d’acide phosphotungstique (H3PW12O40) et

phosphomolibdique (H3PMo12O40), il est réduit par les phénols en un mélange d’oxydes

bleus de tungstène (W8O23) et de molybdène (Mo8O23). Cette coloration bleue dont

l’intensité est proportionnelle aux taux de composés phénoliques présents dans le milieu

donne un maximum d’absorption à 760 nm. [65]

Mode opératoire

Nous mettons 0,5 ml de chaque extrait dans des tubes à essais, ajoutons 1,5 ml

de réactif de Folin-Ciocalteu 10 fois dilué dans H2O distillée (1ml de Folin dans 9ml

d’eau); agitons vigoureusement puis laissons pendant 5 minutes d’incubation avant

d’ajouter 1,5 ml de carbonate de sodium à 6 %. Après 1 heure d’incubation à

température ambiante et à l’abri de la lumière, nous avons lu les absorbances à partir

du spectrophotomètre UV-visible à 760 nm, toutes les mesures sont répétées 3 fois.

[66]

La courbe d’étalonnage est effectuée par l’acide gallique à des différentes

concentrations, en suivant les mêmes étapes du dosage. Le blanc est représenté en

remplaçant le volume d’acide gallique par l’eau distillée additionné du Folin-Ciocalteu et

de carbonate de sodium.

Expression des résultats : [11]

La quantité des polyphénols totaux contenus dans les extraits est calculée en se

référant à la courbe d’étalonnage obtenue et en utilisant l’équation suivante :

34

T=

T : Teneur en polyphénols (mg équivalent acide gallique / g de matière sèche) ;

C : Concentration d’extrait équivalente à l’acide gallique (mg/ml) ;

m : Masse de la matière sèche (g) ;

V : Volume de l’extrait (ml).

I.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux

L’estimation de la teneur en flavonoïdes totaux contenus dans des extraits est

réalisable en utilisant la méthode de Bahorun. [67]

Principe : [65]

Les flavonoïdes possèdent un groupement hydroxyle (OH) libre, en position 5 qui est

susceptible de donner avec le groupement CO, un complexe coloré avec le chlorure

d’aluminium. Les flavonoïdes forment des complexes jaunâtres par chélation des métaux

(fer et aluminium). Ceci traduit le fait que le métal (Al) perd deux électrons pour s’unir à

deux atomes d'oxygène de la molécule phénolique agissant comme donneur d’électrons.

Mode opératoire

Au début, nous avons mis 1 ml de chaque extrait dans un tube à essai; puis

ajouté 1 ml de solution méthanolique de chlorure d’aluminium à 2 % ; nous avons

laissé incuber 10 min à température ambiante puis avons lu les absorbances à partir du

spectrophotomètre UV-visible à 430 nm. Nous avons effectué la même opération pour

la quercétine à différentes concentrations en introduisant 1 ml de ces dernières dans

une série de tubes et ajout de 1 ml d’AlCl3.

Le blanc est représenté par 1 ml d’eau additionné à AlCl3, toutes les opérations

sont réalisées en triplicata.

Expression des résultats : [11]

Les concentrations des flavonoïdes contenus dans les extraits sont calculées en

se référant à la courbe d’étalonnage obtenue en utilisant la quercétine comme standard,

et l’équation suivante :

35

T’=

T’: Teneur en flavonoïdes (mg équivalent en quercétine / 100 g de matière sèche) ;

C : Concentration d’extrait équivalente en quercétine (mg/ml) ;

m : Masse de la matière sèche (g) ;

V : Volume de l’extrait (ml).

I.5. Analyse des acides gras

Les corps gras naturels sont constitués essentiellement par des triglycérides, triesters

d’acides gras et du glycérol accompagnés en petites quantités de diglycérides, de

monoglycérides, et de phospholipides. Dans cette partie, nous nous intéresserons à déterminer

la composition de l’huile des graines de figues de barbarie en acides gras.

I.5.1. Revue de la littérature

Les acides gras (AG) n’existent pratiquement pas à l’état libre dans les cellules et les

tissus, mais combinés sous forme d’esters. Ce sont des acides organiques à longue chaîne,

généralement à nombre pair d’atomes de carbone, possédant une seule fonction carboxylique

et une chaîne carbonée (queue), leurs propriétés d’insolubilité dans l’eau et leur consistance

graisseuse ou huileuse.

Ces acides gras, généralement non ramifiés, diffèrent entre eux par la longueur de leur

chaîne, la présence, le nombre et la position de leurs doubles liaisons. Nous observons une

prédominance très marquée des acides de 16 à 18 atomes de carbone dans le règne végétal. La

double liaison, lorsqu’ elle existe, est plus généralement de configuration cis. La plupart des

organismes vivants sont capables de synthétiser des AG mono-insaturés par désaturation des

AG saturés correspondants. [68]

On distingue 3 classes qui se différencient par leur degré d'insaturation : les acides gras

saturés, mono insaturés et polyinsaturés.

Figure 20 : Classes d’acides gras

36

Les AG poly-insaturés sont intéressants sur le plan nutritionnel. Certains d’entre eux

jouent un rôle vital dans la cellule, d’où leur dénomination d’acides gras essentiels (AGE) : il

s’agit des acides linoléiques (série n-6) et -linolénique (série n-3) et arachidonique et de leurs

dérivés supérieurs. Ces AGE doivent être apportés par l’alimentation car ils ne sont pas

synthétisés par l’organisme humain; un manque de ces acides gras essentiels chez les jeunes

entraîne un retard de croissance et des troubles cutanés [69]. Ceci explique l’intérêt croissant

des AGE en pharmacologie et en agroalimentaire.

I.5.2. Méthode d’analyse des acides gras

Les acides gras étant les constituants essentiels des triglycérides, c'est par leur connaissance

que l'analyste peut déterminer les caractéristiques d'identité des corps gras selon:

la présence ou non de certains acides gras.

les proportions des acides gras entre eux.

Les acides gras ne sont généralement analysés qu’après leur transformation en leurs

esters méthyliques, qui sont plus volatils. Les méthodes d'estérification sont nombreuses. Le

choix s'effectuera en fonction des acides gras à analyser : présence d'acides gras libres,

d'acides gras à chaîne courte, acides gras à fonction alcools ou acides.

La plupart des méthodes d'estérification se réalise en présence d'un excès d’alcool. Il

est possible d'utiliser l'alcool méthylique, éthylique, propylique, isopropylique, ou encore

butylique, de façon à former des esters ayant des températures d'ébullition moins élevées.

L'alcool le plus généralement utilisé étant le méthanol, on parle des esters méthyliques

d'acides gras.

I.5.3. Transformation des acides gras en esters méthyliques : [70]

L’estérification par le méthanol est faite en transformant les triesters du glycérol qui

constituent le corps gras en des monoesters du méthanol ayant des points d'ébullition moins

élevés. On cite les deux méthodes les plus utilisées :

Estérification par le méthanol en présence de trifluorure de bore

L’estérification est réalisée en ajoutant par le haut de réfrigérant 25ml d’une solution

méthanolique à 20 % de fluorure de bore BF3 dans un ballon contenant déjà une masse de 1g

d’huile.

37

Le mélange est maintenu encore à reflux pendant 2 minutes. Après refroidissement, on

ajoute un volume d’eau égal au volume de solution méthanolique de trifluorure de bore.

Après décantation, les esters méthyliques sont récupérés par une extraction liquide-

liquide en utilisant l’hexane (3 fois 20 ml d’hexane). La phase organique est lavée plusieurs

fois par de l’eau distillée jusqu’à la neutralisation. Après, nous avons procédé à un séchage

sur sulfate de sodium anhydre, le solvant est filtré puis évaporé sous pression réduite.

Estérification par le méthanol en présence d’un acide fort

Au début, nous pesons 5g d’acide gras dans un ballon de 100 ml puis ajoutons 50 ml

de méthanol sulfurique (Méthanol contenant environ 1 % en volume d’acide sulfurique

obtenu en ajoutant lentement et en agitant l’acide sulfurique dans le méthanol) ; ensuite,

portons à ébullition sous réfrigérant à reflux pendant 25 mn. L’extraction des esters est faite

par le chloroforme ou l’hexane, comme il a été indiqué précédemment.

Les esters méthyliques d'acides gras ainsi obtenus sont repris dans l’hexane et

conservés au réfrigérateur jusqu’à leur analyse par chromatographie en phase gazeuse (CPG).

38

Chapitre II : Résultats et discussion

II.1. Extraction Soxhlet

L’extraction a été réalisée avec un volume de 380 ml de cyclohexane

pendant 6 heures sur une masse de 42 g de poudre des graines de figue de

barbarie (récolté dans la région de Relizane). A la fin de l’extraction, le solvant

est évaporé dans un évaporateur rotatif sous vide.

L’huile obtenue de masse 2,53 g est de couleur jaune et

d’odeur caractéristique, elle est récupérée dans un flacon, bien

fermé et conservé dans un congélateur à une température de

-18 °C.

Le rendement en huile est défini comme étant le rapport entre la masse d’huile obtenue et la

masse de la matière végétale sèche.

R= 6,02 %

On remarque l’obtention d’un rendement faible et c’est pour cette raison que c’est l’huile la

plus chèrement vendue. On a besoin d’une grande quantité de graines pour pouvoir extraire un

volume remarquable d’huile.

II.2. Propriétés chimiques et physiques de l’huile

Les huiles occupent une place considérable sur les marchés de la pharmacie, de

l’industrie cosmétique ainsi que dans de nombreux secteurs de l’industrie agroalimentaire.

Pour le contrôle de leur qualité, on prescrit la détermination d’un certain nombre de

constantes physiques : densité et indice de réfraction, ainsi qu’une étude chimique qui

concerne la détermination des indices : d’acide, de peroxyde, d’iode, de saponification et

d’estérification.

Figure 21 : Photo d’un montage Soxhlet Figure 22 : Photo de l’huile des

graines de figue de barbarie

39

a) Indice d’acide

Pour déterminer l’indice d’acide, nous avons procédé à un dosage

d’une solution contenant l’huile, le cyclohexane et l’éthanol par du KOH

jusqu’à l’apparition d’une coloration rose persistance [71].

La valeur obtenue pour l’indice d’acide de notre huile est 2,66 mg

KOH/g. Plus cet indice est élevé, plus le taux d’acides libres est important.

Une bonne huile possède un faible taux d’acidité qui contribue à lui donner

une forte stabilité face à l’oxydation.

b) Indice de saponification

Pour déterminer l’indice de saponification, nous avons fait réagir une solution

d’huile avec un excès de KOH qui est dosé par la suite avec du HCl. L’indice de

saponification nous informe sur la longueur de la chaîne carbonée des

acides gras qui constituent les triglycérides (fraction majoritaire d’un

corps gras) ; il est d’autant plus élevé que la chaine des acides gras est

courte.

La détermination de l’indice de saponification de notre huile a

donné la valeur égale à 113,1 mg KOH/g d'huile ; en comparant avec

d’autres huiles, on a obtenu une valeur plus ou moins inférieur à celles

trouvées dans le tableau, cela montre que notre huile contient des acides

gras de moyenne et de longue chaîne hydrocarbonées.

Tableau 8 : Les indices de saponification des principaux corps gras [72]

Corps gras L’huile de

colza

L’huile

d’olive

L’huile de

tournesol

L’huile de

soja

Graisse de

palme

Indice de

saponification (mg

KOH/g d’huile)

168-181 185-196 188-193 188-195 195-205

Figure 23 : Photo d’un dosage

acido-basique

Figure 24 : Photo d’un bain

marie bouillant

40

c) Indice d'estérification

Des deux indices précédents nous pourrons déduire l’indice d’ester de cette

huile qui est égale à 110,44 mg KOH/g. L’indice d’ester est normalement élevé,

puisqu’il indique la teneur en triglycérides. [71]

Le tableau suivant représente les valeurs des indices d’ester de certaines huiles

végétales étudiées en bibliographie.

Tableau 9 : Les indices d’ester de certaines huiles végétales

Corps gras Huile d’Argania

spinosa Huile d’Olive

Huile d’Aloysia

triphylla

Indice d’ester (mg KOH/g) 192,45 180 84,15

Référence bibliographique [73] [74] [75]

Nous avons constaté que notre huile se trouve entre l’huile d’Olive et celle

d’Aloysia triphylla. Cet indice est utilisé pour évaluer la masse molaire moyenne des

esters présents et déduire donc la longueur moyenne des chaines des acides gras. Notre

résultat vient de confirmer le résultat obtenu à partir de l’indice de saponification qui

nous montre que les acides gras que renferme notre huile sont de longues chaines.

d) Indice de peroxyde

L’indice de peroxyde est un critère de qualité, il permet de voir l’état d’oxydation

des huiles et de contrôler les premières étapes de l’altération oxydative. [76]

Pour déterminer cet indice, nous avons

traité la solution de l’huile par l’iodure de

potassium ; l’iode libéré est titré ensuite avec le

thiosulfate de sodium.

La valeur obtenue pour l’indice de peroxyde de notre huile est 1,5 meq

d’O2/kg, cette valeur est inférieure à 10 ce qui montre que l’huile obtenue n’a pas été

trop altérée par l’oxydation.

Figure 25 : Photo de la solution avant

l’incubation

Figure 26 : Photo de la solution après

dosage

41

e) Indice d’iode

Pour déterminer cet indice, nous avons préparé une solution d’huile dans le

cyclohexane et le réactif de Wijs (ICl dans l’acide acétique). Après un certain moment

d’agitation, nous avons ajouté l’eau distillée et l’iodure de potassium, ensuite nous

avons procédé au dosage avec du thiosulfate de sodium.

Cet indice détermine le degré d’insaturation des acides gras d’une huile. Pour

notre huile, nous avons obtenu la valeur de 145,1 g I2/100 g d'huile. Cette valeur est

élevée, ce qui nous indique que notre huile contient surtout des acides gras insaturés.

f) Indice de réfraction

L’indice de réfraction est particulièrement utile car il nous renseigne sur l’état

de dégradation d’une huile. En effet, la présence d’acides gras libres abaisse fortement

l’indice de réfraction [71]. La mesure de l’indice de réfraction a été faite à une

température de 22,7 °C avec un réfractomètre par lecture directe.

La valeur lue est la suivante : ηD 22,7 c

= 1,4705

Figure 27 : Les différentes étapes de détermination d’indice d’iode

Figure 28 : Photo de réfractomètre utilisé

42

g) Densité

C’est une grandeur physique qui caractérise les corps liquides par unité de volume.

Elle permet le contrôle de la pureté de l’huile extraite. Sa mesure à donner la valeur de 0,877.

Cette valeur est proche des valeurs des huiles pures trouvées dans la littérature, donc on peut

conclure que notre huile est pure.

II.3. Rendements des extractions

Afin d’optimiser le rendement, nous avons procédé à plusieurs essais d’extractions en

changeant à chaque fois un paramètre et en utilisant les modes opératoires des deux

extractions décrits dans le chapitre « Matériel et Méthodes ».

II.3.1. Changement du mode d’extraction

Tableau 10 : Rendements des extraits en changeant le mode d’extraction

N° Mode

d’extraction

Masse

de

poudre

Solvant Temps

d’extraction

Masse de

l’extrait

obtenu

Rendement

1 Soxhlet 8 g 50% EtOH + 50%

Eau 6 h 0,24 g 3%

2 Macération 8 g 50%EtOH + 50%

Eau 6 h 0,19 g 2,37%

L’extraction par macération de la poudre des graines d’Opuntia ficus-indica dans un

mélange de solvant (EtOH, Eau) a permis d’obtenir un résidu d’extrait sec de couleur jaune

avec un rendement de 2,37 % (m/m) ; en comparant avec l’extraction faite par Soxhlet dans

les mêmes conditions, nous avons obtenus 3%. Pour cela nous pouvons conclure que

l’extraction à chaud est meilleure que celle à froid.

43

II.3.2. Changement de pourcentage de solvant

Tableau 11 : Rendements des extraits en variant le pourcentage de solvant

N° Mode

d’extraction

Masse

de

poudre

Solvant Temps

d’extraction

Masse de

l’extrait

obtenu

Rendement

3 Macération 2 g 100% EtOH 2 h 0,13 g 6,5%

4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%

Eau 2 h 0,22 g 11%

5 Macération 2 g 70% EtOH + 30%

Eau 2 h 0,16 g 8%

6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 2 h 0,20 g 10%

7 Macération 2 g 100% Eau 2 h 0,10 g 5 %

Vu les rendements obtenus lors de l’utilisation soit d’un alcool (extrait 3) soit

de l’eau (extrait 7) comme solvant, l’éthanol a donné un rendement légèrement

supérieur à celui de l’eau.

Aussi, en faisant varier le pourcentage de solvant, la valeur la plus élevée est

obtenue par le mélange (80% EtOH + 20% Eau) avec un pourcentage de 11%. Pour

50% d’éthanol nous avons obtenu une valeur de 10% et la valeur la plus basse était

pour le mélange (70% EtOH + 30% Eau) avec un rendement de 8%.

De cela nous pouvons dire que :

- Le solvant hydro alcoolique est meilleur.

- les meilleurs pourcentages de solvant sont 80 et 50% d’EtOH, c’est possible

de choisir celui de 50% d’éthanol puisqu’on a eu pratiquement le même rendement.

II.3.3. Changement de temps d’extraction

Tableau 12 : Rendements des extraits en variant le temps d’extraction

N° Mode

d’extraction

Masse

de

poudre

Solvant Temps

d’extraction

Masse de

l’extrait

obtenu

Rendement

8 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 1h 0,04 g 2 %

44

6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 2 h 0,20 g 10%

9 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 4 h 0,21 g 10,5%

Dans cette partie, nous avons procédé à un changement du temps d’extraction

en gardant les autres paramètres constants. La valeur la plus élevée était pour 4 heures

d’extraction ; mais en dépassant les 2 heures d’extraction il n’y’a pas eu un grand

changement dans le rendement ; donc pour 2 h d’extraction, c’est largement suffisant

pour avoir un rendement appréciable.

II.3.4. Changement de solvant

Tableau 13 : Rendements des extraits en changeant le solvant

N° Mode

d’extraction

Masse

de

poudre

Solvant Temps

d’extraction

Masse de

l’extrait

obtenu

Rendement

4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%

Eau 2 h 0,22 g 11%

10 Macération 2 g 80% MeOH + 20%

Eau 2 h 0,19 g 9,5%

Dans la dernière étape, nous avons changé carrément le solvant, en utilisant le

méthanol au lieu de l’éthanol. Nous avons obtenu un rendement supérieur lors de

l’utilisation de l’éthanol avec un rendement de 11 % en comparaison avec celui du

méthanol qui est 9,5 %.

II.4. Quantification des composés phénoliques

Cette analyse nous a permis d’avoir une estimation sur la teneur en phénols de

l’échantillon. Après avoir pesé les extraits secs, on les dissout dans 100 ml d’eau distillée et

c’est à partir de cette solution qu’on va prélever pour réaliser le dosage.

II.4.1. Dosage des polyphénols totaux

La quantité des composés phénoliques totaux dans les extraits a été déterminée par

spectrophotométrie selon la procédure de Folin-Ciocalteu et calculée en équivalent d’acide

45

gallique. La courbe d’étalonnage est effectuée par l’acide gallique à différentes

concentrations.

La courbe montre une linéarité de l’absorbance en fonction des concentrations. A

partir de l’équation de la courbe d’étalonnage (y = 18,696x ; R2

= 0.99) et en utilisant

l’absorbance de chaque extrait (à 760 nm) nous avons pu déterminer la concentration

équivalente à l’acide gallique de chaque extrait. En remplaçant ces valeurs de concentrations

obtenues dans la formule de calcul des polyphénols, nous aurons la quantité des polyphénols

correspondante à chaque extrait (Tableau 14).

Tableau 14 : La teneur en polyphénols totaux de différents extraits

N° Mode

d’extraction

Masse

de

poudre

Solvant Temps

d’extraction

Teneur en polyphénols

(mg EAG / 100 g de MS)

1 Soxhlet 8 g 50% EtOH + 50%

Eau 6 h 68,20

2 Macération 8 g 50%EtOH + 50%

Eau 6 h 47,40

3 Macération 2 g 100% EtOH 2 h 68,46

4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%

Eau 2 h 95,21

5 Macération 2 g 70% EtOH + 30%

Eau 2 h 85,31

y = 18,696x R² = 0,9935

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 0,05 0,1 0,15

Concentration de l'acide gallique (mg/ml)

Ab

sorb

ance

à 7

60

nm

Figure 29 : Courbe d’étalonnage de l’acide gallique

46

6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 2 h 113,39

7 Macération 2 g 100% Eau 2 h 14,98

8 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 1 h 85,58

9 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 4 h 117,67

10 Macération 2 g 80% MeOH +

20% Eau 2 h 107,78

EAG : Equivalent d’Acide Gallique

MS : Matière Sèche

En premier lieu, il paraît clairement qu’une extraction à chaud (extrait 1) permet

d’avoir un taux de polyphénols totaux plus élevé qu’une macération à froid.

Si on compare la teneur obtenue à partir de l’éthanol (extrait 3) et l’eau (extrait 7), on

remarque que pour l’éthanol on a une quantité presque 5 fois plus grande que celle d’eau.

En changeant les proportions de solvant hydro alcoolique, la valeur la plus élevé

obtenue est celle de l’extrait 6 (50% EtOH + 50% d’Eau) avec une teneur de 113,39 mg

équivalent d’acide gallique /100 g de matière sèche. Pour les deux autres extraits (80% et 70

% d’EtOH), nous avons obtenu une bonne teneur pour l’extrait 4 (80% EtOH + 20% Eau)

avec 95,21 mg EAG / 100 g de MS.

Cette étape consiste à déterminer la quantité des composés phénoliques en faisant

varier le temps d’extraction. La teneur la plus élevée est celle de l’extrait 9 (4 heures) et la

plus basse se situe dans l’extrait 8 (1 heure) ; donc en augmentant le temps d’extraction de 1h

à 2h, nous avons eu une teneur plus importante ; mais entre 2h et 4h il n’y’a pas eu un grand

changement. Il est donc inutile de prolonger le temps d’extraction au-delà de 2h, ce qui nous

donne une économie énergétique.

Le dernier cas, c’est en changeant l’éthanol par le méthanol ; on a eu pratiquement la

même quantité de polyphénols, donc il est préférable de travailler avec le solvant le moins

coûteux.

47

II.4.2. Dosage des flavonoïdes totaux

Pour le dosage des flavonoïdes, nous avons soumis les solutions préparées aux

analyses par spectrophotomètre UV-Visible, et déterminer la teneur des flavonoïdes d’extrait

en utilisant les mêmes procédures que pour la détermination des polyphénols totaux.

La courbe montre une linéarité de l’absorbance en fonction des concentrations. On

calcule la teneur à partir de l’équation de la courbe d’étalonnage (y = 18,067x ; R2

=0.98) et

en utilisant la formule de calcul des flavonoïdes. Les résultats de nos échantillons sont donnés

dans le tableau ci-dessous.

Tableau 15 : La teneur en flavonoïdes totaux de différents extraits

N° Mode

d’extraction

Masse

de

poudre

Solvant Temps

d’extraction

Teneur en flavonoïdes

(mg EQ/100g de MS)

1 Soxhlet 8 g 50% EtOH + 50%

Eau 6 h 7,89

2 Macération 8 g 50% EtOH + 50%

Eau 6 h 5,05

3 Macération 2 g 100% EtOH 2 h 30,44

4 Macération 2 g 80% EtOH + 20%

Eau 2 h 30,44

5 Macération 2 g 70% EtOH + 30%

Eau 2 h 22,42

y = 18,067x R² = 0,98

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

0 0,02 0,04 0,06 0,08

Concentration de Quercétine (mg/ml)

Ab

sorb

ance

à 4

30

nm

Figure 30 : Courbe d’étalonnage de Quercetine

48

6 Macération 2 g 50% EtOH + 50%

Eau 2 h 29,89

7 Macération 2 g 100% Eau 2 h 9,69

8 Macération 2 g 50% EtOH +

50% Eau 1 h 8,86

9 Macération 2 g 50% EtOH +

50% Eau 4 h 13,28

10 Macération 2 g 80% MeOH + 20%

Eau 2 h 25,18

EQ : Equivalent de Quercétine

A partir des teneurs en flavonoïdes de chaque extrait, nous pouvons dire que tout ce

qui a été dit pour les polyphénols est valable pour les flavonoïdes, puisque les flavonoïdes est

une classe des polyphénols.

L’obtention d’une teneur élevée lors de l’extraction à chaud en comparant avec celle

de la macération à froid, ainsi que la teneur en flavonoïdes de l’extrait éthanolique est plus

importante que dans le cas d’extraits aqueux.

Les extraits 4 et 6 donnent une bonne teneur lors de changement de proportion du

solvant hydro alcoolique.

Lorsqu’on change le temps d’extraction, nous avons la meilleure teneur dans le cas de

2 heures d’extraction ; et lors du changement de l’éthanol par le méthanol, on a une légère

différence, ce qui nous oriente à travailler avec le solvant le moins cher.

II.5.Méthode d’identification des acides gras

L’analyse par Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG); permet l’individualisation

des constituants et leur quantification. L’identification est ensuite réalisée par comparaison

des temps de rétention obtenus à partir de chromatogramme avec les temps de rétention des

étalons. [77]

Les analyses ont été réalisées à l’aide d’un chromatographe de type GC 17-A

(SHIMADZU) avec un détecteur à ionisation de flamme (FID), selon les conditions

suivantes :

49

Gaz vecteur : N2 (Azote)

Type de colonne : colonne capillaire type TR-CN100

Structure de la colonne utilisée : Poly (bicyanopropyl) siloxane

Température maximum de la colonne : 220°c

Température de l’injecteur : 250°c

Température du détecteur : 280°c

Longueur : 30m

Diamètre intérieur : 0,25 mm

Epaisseur du film : 0,20μm

Vitesse du gaz vecteur : 34cm/sec

Débit total du gaz vecteur : 25mL/min

Débit du gaz vecteur dans la colonne : 1,5 mL/min

Mode d’injection : Split

Rapport split : 14 :1

Débit du gaz dans le split : 20mL/min

Débit de la purge : 3mL/min

Fuite du septum : 2mL/min

Pression : 600 kPa

La programmation de la température est faite comme suit :

210°c

10min

4°c/min

40°c

4min

Temps totale de l’analyse : 60 min

50

Tableau 16 : Temps de rétention des esters méthyliques étalons

N° Ester d’acide Temps de rétention ‘TR’

minute

1 Butyrique (C4) 03,58

2 Hexanoïque (C6) 08,12

3 Heptanoïque (C7) 13,33

4 Octanoïque (C8) 14,09

5 Nonanoïque (C9) 17,01

6 Décanoïque (C10) 19,61

7 Laurique (C12) 24,47

8 Tridécanoïque (C13) 26,76

9 Palmitique (C16) 28,09

10 Tétradécanoïque (C14) 29,12

11 Pentadécanoïque (C15) 30,91

12 Heptadécanoïque (C17) 35,45

13 Oléique (C18 :1) 37,86

14 Linoléique (C18 :2) 38,46

15 Stéarique (C18 :0) 38,72

16 Arachidique (C20 :0) 42,33

17 Heneicosanoique (C21) 45,29

Le chromatogramme ci-dessous représenté est le résultat d’une huile estérifiée par le

méthanol en présence de trifluorure de bore ‘BF3’.

51

L’analyse de l’huile des graines de figue de barbarie par chromatographie en phase

gazeuse nous a permis d’observer que notre huile contient les acides gras habituellement

rencontrés dans les huiles végétales, comme les acides : palmitique, stéarique, oléique -qui est

l’acide gras le plus répandu dans les lipides végétaux- et linoléique.

Nous pouvons dire que le chromatogramme obtenu est conforme à ce qui a été dit dans

la partie bibliographique, c’est-à-dire par la présence des acides gras polyinsaturés tels que

l’acide linoléique.

Aussi, en comparant les pics obtenus selon la longueur, nous avons trouvé que les

deux acides majoritaires sont l’acide laurique et l’acide oléique.

Figure 31 : Chromatogramme des esters méthyliques d’acides gras de l’huile de figue de barbarie

Solvant

C9

C12

C13 C16

C17

C18 :1

C18 :2

C18 :0 C20 :4

52

Conclusion Générale

53

Après une étude bibliographique sur le côté botanique du Nopal (Opuntia ficus-

indica ) ainsi que sur l’état de l’art en matière d’extraction d’huile à partir de plantes, notre

travail expérimental a porté sur :

- La détermination de tous les indices qui ne révèle aucune toxicité particulière de notre

huile ;

- L’optimisation du mode d’extraction et surtout celle des solvants d’extraction et du

temps d’extraction (efficacité vs économie) ;

- La détermination des teneurs en polyphénols avec différents modes d’extraction en

faisant varier les solvants et les temps d’extraction ;

- La détermination des teneurs en flavonoïdes avec modification de ces mêmes

paramètres ;

- L’estérification des acides gras présents dans l’huile de graines de figues de barbarie

ainsi que leur analyse par chromatographie en phase gazeuse.

Il apparait, à partir des résultats obtenus et dans un premier temps, que cette huile ne

présente pas de danger quant à son utilisation.

Ces résultats ne sauraient être concluants et satisfaisants qu’à partir du moment où une

identification stricte (CPG, CPG/SM, etc..) des composés la constituant est faite.

Nous suggérons alors, comme suite logique à ce travail cette identification ainsi

qu’une série de tests biologiques afin de déterminer tous les bienfaits de cette plante.

54

Références Bibliographiques

55

1. E.O. Farombi. African indigenous plants with chemotherapeutic potentials and

biotechnological approach to the production of bioactive prophylactic agents. African

Journal of Biotechnology. 2 (12), 662-671. 2003.

2. P. Iserin, M. Masson, J-P Restellini. Encyclopédie des Plantes Médicinales, Larousse,

2001.

3. C. Guo, J. Yang, Y. Li, J. Xu, Y. Jiang, Antioxydant activities of peel pulp, and see

fractions of common fuits as determined by FRAP assay. Nutr. Res, 23, 1719-1726.

2003.

4. Document, INFRA/FAO. Deuxième rapport national sur l’état des ressources.

Phytogénétiques, 92p. 2006.

5. M. Schweizer, Docteur nopal le médecin du bon dieu, 5-6. 1997.

6. R. Kartez, Le livre de Paris hachette imprimé en Italie par G.GANA. Nature. 1996.

7. E. M. Galati, M. T. Monforte, N. Miceli1, M. R. Mondello, M. F. Taviano, M. Galluzzo

and M. M. Tripodo, Opuntia ficus indica (L.) Mill. Mucilages. 2007.

8. M.A. Anaya-Perez, History of the use of Opuntia as forage in Mexico. In C. Mondragon-

Jacobo and S. Perez-Gonzalez (Eds), Cactus (Opuntia spp) as forage. FAO plant

production and protection, p.169. 2001.

9. R S. Wallace et A.C Gileson. Evolution and systematic. Biology and Uses ; P.S.Nobel Ed,

pp 1-21. 1997.

10. M. Arba, Les opuntias à fruits comestibles .Dans 2ème

journée nationale sur la culture du

cactus. El Kelaa Des Sraghna-Maroc. 2000.

11. S. Oumiloud. Contribution à l’étude phytochimique des extraits des graines et de

l’huile de figuier de barbarie de la région de Tlemcen .Mémoire de master : Biochimie

appliquée. Université de Tlemcen, Algérie. 2012.

12. M. Arba, Le cactus, Opuntia, une espèce fruitière et fourragère pour une agriculture

durable au Maroc. Symposium International «Agriculture durable en région

Mediterranéenne (AGDUMED)», Rabat, Maroc, 14-16 mai 2009.

13. A. Nefzaoui, & H. Bensalem, In: M. Mulas, & G. Mulas. Potentialités d'utilisation

stratégique des plantes des genres Atriplex et Opuntia dans la lutte contre la

désertification. Short and Medium-Term Priority Environnemental Action Programme

(SMAP). Université des études de SASSAR. 112 p. 2004.

14. M. Mulas, & G. Mulas, Potentialités d'utilisation stratégique des plantes des genres

Atriplex et Opuntia dans la lutte contre la désertification. Short and Medium-Term

Priority Environnemental Action Programme (SMAP). Université des études de

SASSAR, 112 p. 2004.

56

15. A. Piédallu. Le figuier de barbarie sans épines (Opuntia Ficus-indica Miller var. Inermis

Weber) en Algérie, pp 128-145. 1990.

16. M. Arba, A. Elaich, B. Sarti, L.L. Belbahri, A. Boubekraoui, A. Zemmouri et H. Sbaa.

Valorisation du figuier de barbarie en élevage. Bull. Mens.Inf.et de liaison du

PNTTA., 68,1-4. 2000.

17. B.C Sutton, I.P Ting ; R. Sutton ; Plant Physiol., 1981,68(3), 784-787. 1981.

18. Y. HABIBI. Contribution à l’étude morphologique, ultra structurale et chimique de la

figue de barbarie. Faculté des sciences Semlalia – Marrakech et Université Joseph

Fourier – Grenoble I sciences & geographie. 2004.

19. A. Nerd, A. Karadi, Y. Mizhari, Plant soil, 137 (2), 201-207.1991.

20. G.Z. Helmuth, Granata, G.Insect Pests and Diseases. Dans Cacti Biology and Uses ; P.S.

Nobel Ed ; pp.235-254.1997.

21. A. Piga. Cactus pear, a fruit of nutraceutical and functional importance. J. Prof. Assoc.

Cactus. Dev., 6, 9-22. 2004.

22. F.C. Stintzing et R. Carle. Cactus stems (Opuntia spp) : Areview on their chemistry,

technology, and uses. Mol. Nutr. Food. Res., 49, 175-194. 2005.

23. Y. Habibi, M. Mahrouz et M.R. Vignon. An arabinogalactam from the skin of

Opuntia ficus indica, prickly pear fruits. Carbohydrates research, 339(6), 1201-

1205.2004.

24. E. Pimienta-Brrios. Ciencia, 1993, 44(3) ,339-350. 1993.

25. M. Boujanh. L’utilisation du cactus dans l’alimentation : Actes de la deuxième

journée nationale sur la culture du cactus ; El Kalaa des sraghna, 30 Mais 1988. 2000.

26. Cardenas Medellin, S. Serna Saldivar et J. Velazco dela Garza. Efecto de la ingestion de

nopal crudo y cocido (Opuntia ficus-indica) en el crecimiento y perfil de colesterol

total, lipoproteina y glucosa en sangre de ratas, Archivos Latinoamericanos de

Nutricion, 48, 316-323. 1998.

27. E.H Park ; J.H Kahng ; H.L.K.H Sang ; K.H. Shin. An anti-inflammatory principle

frome cactus. Fitoterapia, 72(3), 288-290. 2001.

28. MADRPM. La culture de cactus ; situation actuelle et perspectives de son

développement. MADRPM DVP Rabat. 1998.

29. E. M. Galati, M.M. Tripodo, A. Aquino et M.R. Mondello. Biological effects of

opuntia ficus indica (L) Mill (Cactaceae) waste matter. Notel : Diuretic activity.

Journal of Ethnopharmacology, 79, 17-21. 2001.

57

30. S. Trachtenberg et A.M. Mayer. Biophysical proprieties of Opuntia ficus indica

mucilage. Phytochemestry, 21(12), 2835-2843. 1982.

31. MADRPM. La culture de cactus ; situation actuelle et perspectives de son

développement. MADRPM DVP Rabat. 1998.

32. R.N Barbagallo et G. Spagna. Inde ALIMENT. Enz. Microb. Technol. 38(383),

815-817. 1999.

33. K.H.C. Baser and G. Buchbauer, Handbook of essential oils: Science, Technology, and.

Ed. Taylor and Francis Group, LLC. United States of America. 994p. 2010.

34. ‘Les Huiles Végétales c'est Malin’. Julien Kaibeck ; Broché ; 224 p, Ed. LEDUC.S.2013.

35. J.C. Vaughan. Seed anayomy and feed microscopy. Research in plant anatomy.

P 61-62.1970.

36. D. Butera, L. Tesoriere, F. D.I Gaudio, A. Bongiorno, M. Allergra, A.M. Pintaudi, M.A

Betancourt-Dominguez, T. Hernandez-Pérez, P. Garcia-Saucedo, A. Cruz-Hernandez

et O. Paredes-Lopez. Physico-chemical changes in cladodes (napolitos) from

cultivated and wild cacti (Opuntia). Plant. Foods. Hum. Nutr. 61, 115-119. 2006.

37. El Mannoubi, S. Barrek, T. Skanji, H. Zarrouk. Etude de la composition de la

fraction volatile des graines du figuier de barbarie (Opuntia ficus-indica). Journal de

la Société Chimique de Tunisie, 10,61-67. 2008.

38. J.J. Macheix, A. Fleriet et A. Christian. Les composés phénoliques des végetaux: un

exemple de métabolite secondaire d'importance économique. PPTUR Lausane. 2005.

39. A. Maarouf. Dictionnaire botanique Pp 129. 2000.

40. I. N. E. S. Urquiaga and Leighton F. E. D. E. Plant Polyphenol Antioxidants and

Oxidative Stress. Biol. Res. 33: 55-64. 2000.

41. J.J. Macheix, A. Fleuriet, P. Sarni-Manchado. Les Polyphénols en agroalimentaire,

Lavoisier, 1-28. 2006.

42. Z. Mohammedi. Etude du pourvoir antimicrobien et antioxydant des huiles essentielles

et flavonoïdes de quelques plantes de la région de Tlemcen. Thèse de Magister.

Tlemcen.2005.

43. J. Wang, G. Mazza. Effect of Anthcyanins and other phenolic compounds on the

production of Tumor Necrosis Factors α in LPS/IFN-y-Activated

RAW.264.7.Macrophages.J.Agric.Food.Chem.50.4183-4189. 2002.

44. P. Sarni-Manchado ; V. Cheynier. Les polyphénols en agroalimentaire, Tec et Doc

Lavoisier-Paris. 2006.

58

45. F. Visioli, A. Romani, N. Mulinacci, S. Zarini, D. Conte, F. Vincieri, et C. Galli,

Antioxidants and other biological activities of olive mill waste waters. J.Agric.Food

Chem, 47, Pp. 3397-3401. 1999.

46. E. Guinebert, P. Durand, M. Prost, R. Grinand and R. Bernigault. Mesure de la résistance

aux radicaux libres. Sixièmes Journées de la Recherche Avicole; 554-558. 2005.

47. B. BOYD, C. Ford, C. Koepke Michael, K. Gary, E. Horn, S. McAnalley et B.

McAnalley. Etude pilote ouverte de l’effet antioxydant d’Ambrotose AOTM sur des

personnes en bonne santé. GlycoScience & Nutrition. 4 (6), 7p. 2003.

48. G. Vansant. Radicaux libres et antioxydants : principes de base. Symposium

«Antioxydants et alimentation ». Institut Danone. 2004.

49. K.P. Svoboda et J.B. Hampson. Bioactivity of essential oils of selected temperate

aromatic plants: antibacterial, antioxidant, anti-inflammatory and other related

pharmacological activities. Plant Biology Department, SAC Auchincruive, Ayr,

Scotland, UK., KA6 5HW. 1999.

50. P. Besançon. Effets bénéfiques pour la santé des fruits et des légumes. Alimentation

méditerranéenne et santé : actualité et perspectives. Monpellier. John libbey.

p 99- 108. 2000.

51. B. Boyd, C. Ford, M.C. Koepke, K. Gary, E. Horn, S. McAnalley and B. McAnalley.

Etude pilote ouverte de l’effet antioxydant d’Ambrotose sur des personnes en

bonne santé. Glycoscience & Nutrition. 4 (6): 7. 2003.

52. J. Poirier. L’indispensable pour vivre en santé, Edition Merlin, p 72. 2004.

53. J. Médart. Manuel pratique de nutrition: L'alimentation préventive et curative.

Editions De Boeck Supérieur, p 49. 2009.

54. A. Favier. Le stress oxydant. Intérêt conceptuel et expérimental dans la

compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique. L’actualité

chimique. 108- 115. 2003.

55. B. Jacques et R. André. Biochimie métabolique Ed ellipses .Paris. p: 217-219-220-223-

225. 2004.

56. M. HADI. La Quercétine et ses dérivés: molécules à caractère pro-oxydant ou

capteurs de radicaux libres; études et applications thérapeutiques. Pharmaco chimie.

Thèse de Doctorat. Université Louis Pasteur. 155p. 2004.

57. A. Favier. Le stress oxydant. Intérêt conceptuel et expérimental dans la

compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique. L’actualité

chimique, 108-115. 2003.

58. C. BOUBEKRI. Etude de l’activité antioxydante des polyphénols extraits de Solanum

melongena par des techniques. Thèse de doctorat. 2014.

59

59. L. Wang, C. L. Waller, Recent advances in extraction of nutraceuticals from

plants,Trends in Food Science & Technology, 17, 300 – 312. 2006.

60. A. Haouchi, Extraction des corps gras de la Malvasylvenstris, Université Abou Bekr

Belkaid, Tlemcen. 1999.

61. A. KADARI. Etude exploratoire des acides gras polyinsaturés des aiguilles de Pin.

Mémoire master, chimie bio-organique et thérapeutique. Université de Tlemcen. 2012.

62. N. Nia, Suivi et comparaison des paramètres physico-chimiques de l'huile de soja

raffinée chimiquement et enzymatiquement, produites par Cevital, Université

Abderrahmane Mira, Béjaîa. 2008.

63. M. Faye, Nouveau procédé de fractionnement de la graine de Neem (Azadirachta indica

A.Jussi) senegalais : production d’un bio-pesticide d’huile de tourteau, institut

national de polytechnique de Toulouse : sciences des agro ressources. 2010.

64. W. Bouazzaoui. Etude exploratoire des acides gras des pépins de melon. Mémoire master,

chimie bio-organique et thérapeutique. Université de Tlemcen. 2012.

65. J. Ribéreau-Gayon, M. Peynaud, P. Ribéreau-Gayon and P. Sudraud. Sciences et

techniques du vin. Tome 1, analyse et contrôle des vins. Ed. Dunod, Paris,

p. 671. 1972.

66. A. HARRAR, Magister Biochimie et physiologie expérimentale, Activités antioxydante et

antimicrobienne d’extraits de Rhamnus alaternus L. Faculté des sciences de la nature

et de la vie, Sétif. 2012.

67. T. Bahorun, B. Gressier, F. Trotin, C. Brunet, T. Dine, M. Luyckx, J. Vasseur, M. Cazin,

J. C. Cazin and M. Pinkas. Oxygen species scavenging activity of phenolic

extracts from hawthorn fresh plant organs and pharmaceutical preparations.

Arznei. Forschung. 46: 1086-1089. 1996.

68. J.L. Guingnard, Abrégé de Phytochimie, Ed .Masson, Paris, 25-29. 1985.

69. Helme, J.P., Chirouze, J., "Les Acides Gras Polyinsaturés a Longue chaîne, Application

en Cosmétologie", Association Française de Cosmétologie, Symposium Bordeaux.

107. 1984.

70. J.P. WOLF. Manuel d'analyse des corps gras, Ed. Azoulay, Paris. 1968.

71. D. Bereau. Huiles et fractions insaponifiables de huit espèces de palmiers amazoniens.

Thèse Doctorat. Institut National Polytechnique de Toulouse. Sciences des agro

ressources.France. 2001.

72. ISO NF3657- corps gras d’origine animale – végétale- Détermination de l’indice de

saponification (indice de classement : TGO-206) J.O n° 290 du 16 Décembre 2003.

Texte n° 118 paru au Jor F/LD. pp 21429.

60

73. D. Khaldi. Etude chimique et nutritive d’Argania Spinosa. Thèse de Magister. Université

de Tlemcen. 2007.

74. A. Bouchefra et T. Idoui. Effet nutritionnel de l’huile d’olive vierge « variété Sigoise » sur

les performances de croissance, les lipides plasmatiques et la flore endogène du rat

Wistar. Laboratoire de Biotechnologie, Environnement et Santé, Université de Jijel.

Algérie. 26(7), 1-7. 2012.

75. K. Toudert, K. Bellanteur, N. Haddad, T. Ouazzoug et A. Kellouche. Extraction et

caractérisation de l’huile essentielle d’Aloysia triphylla. Evaluation in vitro de son

effet sur la croissance de certains agents pathogènes de l’homme, pp1-14. 2004.

76. H. Chimi, Conservations comparées de l’huile d’argan et de l’huile d’olive. Cahiers

Agricultures vol, 14, n° 5, septembre-octobre. 467-471. 2005.

77. P. Julien. Caractérisation des huiles essentielles par CPG/Ir, CPG/SM-(IE et IC) et RMN

du carbone-13 de cistus albidus et de deux asteraceae endémiques de corse:

eupatorium cannabinum subsp. corsicum et doronicum corsicum .Doctorat.

Université de Corse. 2005.

61

Résumé

Le figuier de barbarie « Opuntia ficus-indica », est une plante originaire du Mexique qui s’adapte bien

aux climats arides et semi-arides comme celui de l’Algérie. Différentes parties de cette plante ont été

étudiées (raquettes, fruits, fleurs) mais peu de travaux ont été consacrés aux graines et leur huile. C’est

dans ce contexte que s’inscrit notre travail.

Cette étude a permis l’analyse physico-chimique de notre huile par la détermination de tous les

indices. De même, qu’elle a permis une optimisation du mode et du temps d’extraction, la

détermination des teneurs en polyphénols totaux et flavonoïdes et enfin, l’estérification des acides gras

présents dans l’huile de graines de figues de barbarie ainsi que leur analyse par chromatographie en

phase gazeuse.

Mots clés

Opuntia ficus-indica, figuier de barbarie, graines, huile, polyphénols, indices, acides gras.

Summary

The prickly pear « Opuntia ficus indica » is a plant native to Mexico and is well suited to arid and

semi-arid climates such as in Algeria. Different parts of this plant were studied (snowshoeing, fruits,

flowers) but little work has been devoted to seed and its oil. It is in this context that our work fits.

This study allowed physico-chemical analysis of our oil by determining all the clues. It also allowed

an optimization of method and time of extraction, the determination of content of total polyphenols

and flavonoids and finally, the esterification of fatty acids in oil seed of prickly pears and their

analysis by gas chromatography.

Keywords

Opuntia ficus-indica, prickly pear, seed, oil, polyphenols, clues, fatty acids.

ملخص

قذ. انجشائز يثم انقاحهت شب انقاحهت اناخت انظزف يع جذ بشكم خكف ان انكظك نبزبزا انخ باث عد أصم

.عها خك انظاق ذا ف. سخا انبذر عه انعم ي انقهم حكزض حى نك ،انباث ذا ي يخخهفت أجشاء دراطت حى

، انزدد بخحظ طحج أضا. ؤشزاثان كم ححذذ خلال ي نشخا انكائت انفشائت نماانخحب بانقاو انذراطت ذطحج

انشج انظخخهصت ي بذر ف انجدة انذت الأحاض أطخزة أخزا، انفلافذ، انبنفن انحخ انكه ححذذ

.انغاست انكزياحغزافا باطخعال اححهه نبزبزا انخ

المفتاحية لكلمات ا

.انذت الأحاض ، يؤشزاث ، بنفل ، سج ،بذر ، نبزبزا انخ ،فكص اذكاابخا