Embed Size (px)
Citation preview
i
UNIVERSITÉ DE SHERBROOKE Faculté de génie
Département de génie chimique et de génie biotechnologique Spécialité : génie chimique
PRODUCTION DE BIODIESEL À PARTIR D'UNE HUILE MODÈLE DE MICROALGUES PAR VOIE DE CATALYSE
ENZYMATIQUE HÉTÉROGÈNE
Mémoire de maîtrise Spécialité : génie chimique
María del Pilar Rodríguez
Jurys: Michèle Heitz (Directrice) Nathalie Faucheux (Codirectrice) Peter Jones (Rapporteur)
Ryszard Brzezinski (Evaluateur externe)
Sherbrooke (Québec) Canada Mars 2014
ii
À ma mère pour m’avoir encouragée tout au long de ma vie à chercher l’excellence. À mon père, un bon exemple de ténacité. À ma petite princesse qui est mon inspiration et le plus grand amour de ma vie.
iii
RÉSUMÉ Le biodiesel, considéré comme une solution pour remplacer le pétrodiesel est un sujet de recherche mondial.Un des principaux problèmes associés au développement industriel du biodiesel est la source de matière première ainsi que le procédé de transformation. Ainsi, la présente étude a pour but de trouver une source de matière première durable pour la production industrielle de biodiesel et de déterminer le procédé de transformation de la matière première, le plus approprié, ainsi que les meilleures conditions opératoires. Durant la première étape de ce projet, une source de matière première durable a été sélectionnée : les microalgues. Le procédé de transformation étudié est la transestérification enzymatique. L’huile d’olive, huile ayant une composition en acides gras similaires à celle de l’huile de la microalgue Chlorella protothecoides, a été choisie pour effectuer les réactions. Pendant la deuxième étape, le procédé de standardisation de la réaction (bioréacteur de 5 mL) consistait àfaire varier : le type de catalyseur (lipases de Candida antarctica (Novozym® 435) et de Thermomyces lanuginosus (TL I150)), la concentration du catalyseur (7 à 14 % m/mhuile), la température de réaction (25 à 50 °C) et le ratio molaire alcool:huile (3:1 à 4:1) ; la vitesse d’agitation étant de 150 rpm pour toutes les réactions. Des techniques d’optimisation telle que la preincubation de l’enzyme ont été également essayées. Le rendement en esters alkyliques de la réaction de transestérification enzymatique de l’huile en fonction du temps est la variable de contrôle pour toutes les réactions. La standardisation des variables du procédé a été faite en fonction de la réduction du temps de réaction et du rendement en esters alkyliques.Un rendement élevé en esters alkyliques de 92 % (m/m) a été obtenu sous les conditions opératoires suivantes : une concentration de catalyseur (TL I150) de 7 % (m/mhuile), une température de réaction de 25 °C, un ratio molaire alcool:huile de 3:1 et un temps de réaction de 4 h ; la lipase a été preincubée pendant 6 h avant la réaction de transestérification. Le temps de réaction, un des paramètres importants lors du procédé de standardisation des variables, a été réduit de 24 à 4 h. Un autre paramètre significatif de la réaction est la température : une température de 25 °C, a été utilisée; cette température de réaction est faible et rend le procédé au niveau industriel plus attrayant. Mots clés : Biodiesel, microalgues, transestérification, lipase Novozym® 435, Thermomyces lanuginosus.
iv
REMERCIEMENTS Premièrement, j’aimerais remercier tous ceux qui ont contribué tout au long de mon projet de maîtrise. À tout le département de génie chimique et biotechnologique pour leurs contributions : Michel, Nathalie, France, Sylvie, Louise, Valérie, Isabelle et Stéphane. À mes collègues du laboratoire BIOCOM : Marc et Mostafa, merci à tous. Spécialement à une personne qui m’a appris beaucoup et qui m’a encouragée à donner le maximum dans chaque étape, pour toute ta patience et ta générosité, merci Michèle Heitz. À toute ma famille qui m’a supporté et encouragé à compléter avec succès ce laborieux projet de vie. A Edwin Rodriguez pour tout le support pendant ces 2 ans, merci Edwin.
v
TABLE DES MATIÈRES
CHAPITRE 1 INTRODUCTION…………………………….. 1
1.1.- Mise en contexte et problématique…………………….….. 1
1.2.- Définition du projet de recherche…………………………. 2
1.3.- Objectifs………………………………………………………. 2
1.4.- Contributions originales……………………………………... 3
1.5.- Plan……………………………………………………………... 3
CHAPITRE 2 ÉTAT DE L’ART………………………………. 5
2.1 Avant-propos……………………………………………………. 5
2.2. Résumé………………………………………………………….. 6
2.3. Introduction…………………………………………………….. 7
2.4. Le biodiesel…………………………………………………….. 8
2.4.1. Concepts de base………………………………………….……. 8
2.4.2. La consommation mondiale et les politiques de production du biodiesel……………………………………………………….……….
9
2.4.3. Les matières végétales, matières premières pour la production de biodiesel……………………………………………………….……….
12
2.4.4. Les microalgues, matière première alternative…………… 16
2.5 Procédés de transestérification des lipides pour la produc-tion de biodiesel………………………………………………..
19
2.5.1. Transestérification par catalyse basique…………………... 19
2.5.2. Transestérification par catalyse acide……………………… 22
2.5.3. Transestérification par catalyse enzymatique……………… 24
2.6. Les variables de la réaction de transestérification enzyma-tique……………………………………………………………
29
2.6.1. Le catalyseur……………………………………………….. 29
2.6.2. L’alcool et le ratio molaire alcool : huile de la réaction de transestérification enzymatique………………………………………….
37
2.6.3. Le solvant dans la réaction de transestérification enzyma-tique……………….…………………………………………………......
39
2.6.4. La température de la réaction de transestérification enzy-matique…………………………………………………………………...
40
2.6.5. Le pH de la réaction de transestérification enzymatique…. 41
2.6.6. La quantité d’eau dans la réaction de transestérification en-zymatique………………………………………………………………...
42
vi
2.7. Optimisation de la transestérification enzymatique………. 42
2.7.1. Contrôle de la quantité d’alcool dans le milieu réactionnel 43
2.7.2. Preincubation de l’enzyme……………………………….. 43
2.8. Conclusion………………………………………………………. 44
2.9. Remerciements…………………………………………………. 46
CHAPITRE 3 RÉSULTATS………………………………….. 47
3.1. Avant-propos…………………………………………………… 47
3.2. Abstract………………………………………………………….. 48
3.3. Introduction................................................................................... 49
3.4. Materials and methods................................................................ 51
3.4.1 Materials............................................................................... 51
3.4.2. Assay of lipase activity........................................................ 51
3.4.3. Analytical method................................................................ 51
3.4.4. Experimental setup.............................................................. 52
3.4.5. Enzymatic transesterification reaction................................. 52
3.5. Results and discussion................................................................ 52
3.5.1. Catalyst type influence......................................................... 52
3.5.2. Influence of temperature...................................................... 54
3.5.3. Lipase preincubation influence............................................ 56
3.5.4. Methanol/oil molar ratio influence...................................... 58
3.6. Conclusion..................................................................................... 59
3.7. Acknowledgements……………………………………………. 60
CHAPITRE 4 CONCLUSION GÉNÉRALE……………... 61
LISTE DE RÉFÉRENCES………………………………………. 62
vii
LISTE DE FIGURES Figure 2.1 : Relation entre la viscosité des huiles végétales et du biodiesel…..…… 14
Figure 2.2 : Procède de transestérification basique………………………….….….. 22
Figure 2.3 : Production de biodiesel par transestérification acide………………….. 24
Figure 2.4 : Procédé de transestérification enzymatique hétérogène……………….. 25
Figure 2.5 : Lipases utilisées dans la production de biodiesel………………..….…. 30
Figure 2.6 : Alcools utilisés dans la production de biodiesel………………….…… 38
Figure 2.7 : Solvants utilisés dans la production de biodiesel..…………………….. 40
Figure 3.1: Catalyst type influence on FAME yield as a function of reaction time... 54
Figure 3.2: Temperature influence on FAME yield as a function of reaction time.... 55
Figure 3.3: Lipase preincubation influence on FAME yield as a function of reac-
tion time……………………………………………………………………………..
57
Figure 3.4: MeOH/oil molar ratio influence on FAME yield as a function of reac-
tion time……………………………………………………………………………..
59
viii
LISTE DE TABLEAUX Tableau 2.1 : Propriétés physico-chimiques de biodiesels produits à partir de diverses
matières premières…………………………….………………………………………..
9
Tableau 2.2 : Pays producteurs et lois sur l’utilisation de biodiesel dans les mélanges 11
Tableau 2.3 : Production mondiale du biodiesel………………………………………. 12
Tableau 2.4 : Rendement et prix des matières premières utilisées lors de la production
de biodiesel …………………………………………………………………………….
13
Tableau 2.5 : Principales matières végétales et leurs teneurs en acides gras………….. 14
Tableau 2.6 : Microalgues avec une teneur élevée en lipides…………………………. 17
Tableau 2.7 : Propriétés physico-chimiques du biodiesel issu de la microalgue Chlo-
rella protothecoides……………………………………………………………………
18
Tableau 2.8 : Transestérification en milieu basique de diverses huiles……………….. 20
Tableau 2.9 : Transestérification en milieu acide de diverses huiles………………...... 23
Tableau 2.10 : Comparaison des divers procédés de transestérification………………. 26
Tableau 2.11 : Transestérification enzymatique homogène de diverses huiles………... 28
Tableau 2.12 : Transestérification enzymatique hétérogène de diverses huiles…….…. 31-34
Tableau 2.13 : Caractéristiques de certaines lipases immobilisées testées pour la pro-
duction de biodiesel……………………………………………………………….........
37
Table 3.1: Concentrations of Novozym® 435 and TL I150 for enzymatic transesteri-
fication.............................................................................................................................
53
1
CHAPITRE 1 INTRODUCTION
1.1 Mise en contexte et problématique
La recherche de combustibles alternatifs pour remplacer les combustibles dérivés du
pétrole est actuellement un sujet très étudié. Les biocombustibles tels que le biodiesel et
le bioéthanol sont considérés comme une alternative appropriée aux combustibles
traditionnels. La 1ère génération de biocombustibles utilise des matières végétales
comestibles comme matière première. Mais l’utilisation de matières végétales
comestibles pose un problème de concurrence entre l’industrie alimentaire et l’industrie
des biocombustibles. À partir de cette réalité, les producteurs de biocombustibles ont vu
la nécessité de trouver d’autres sources de matières premières. Ainsi, la 2ème génération de
biodiesel est produite à partir des matières végétales non comestibles telles que le
jatropha et le ricin [1]. Ces matières premières peuvent produire de bonnes quantités
d’huile, mais elles sont coûteuses et utilisent les zones de plantation disponibles pour les
matières végétales comestibles. Une autre alternative est l'utilisation des microalgues [2].
Ce sont des algues microscopiques qui peuvent être cultivées : elles utilisent la lumière
solaire et le dioxyde de carbone (CO2) ou d’autres sources de carbone comme source
d’énergie pour leur reproduction et leur croissance [3]. Certaines microalgues peuvent
produire au plus 17 fois plus d’huile par hectare de culture que les matières végétales [4].
La production de biocombustibles à partir d’huile de microalgues est un procédé qui
présente plusieurs avantages écologiques tels que l’utilisation de matières premières non
comestibles et la consommation du CO2, gaz à effet de serre.
Il existe peu d’information sur la production de biodiesel à partir d’huile de microalgues
et sur la qualité du biodiesel produit à partir de celles-ci. Par contre, il existe beaucoup
d’informations sur la production de biodiesel à partir de matières végétales, le procédé de
transformation classique pour la transformation de l’huile végétale en biodiesel étant la
transestérification basique. Cependant, ce procédé de transformation d’huile en biodiesel
ne peut être utilisé pour transformer de l’huile de microalgues, en raison de la teneur
élevée en acides gras libres de cette dernière [2]. Il est donc nécessaire d’étudier le
2
procédé de production de biodiesel à partir de l’huile de microalgues et d’optimiser les
paramètres de la réaction de transformation du procédé. La réaction la plus appropriée
pour la transformation de l’huile de microalgues en biodiesel est la transestérification
enzymatique, qui permet de transformer des huiles à teneur élevée en acides gras libres et
de séparer ainsi plus facilement le produit final. Par ailleurs, ce procédé est moins
polluant que le procédé chimique.
1.2 Définition du projet de recherche
Ce projet traite de l’étude des paramètres de la réaction de transestérification
enzymatique d’huile de microalgues lors de la production de biodiesel en utilisant
certaines techniques d’optimisation. Il existe beaucoup d’espèces de microalgues, mais
toutes les microalgues ne sont pas appropriées pour la production de biodiesel, puisque
les différentes espèces de microalgues contiennent des huiles ayant différents types
d’acides gras [5]. Par ailleurs, beaucoup de microalgues ont une grande quantité d’acides
gras polyinsaturés, ce qui n’est pas approprié pour la production de biodiesel. Dans ce
projet, la microalgue Chlorella protothecoides a été sélectionnée pour la production de
biodiesel en raison de sa capacité à produire une huile permettant d’obtenir un biodiesel
avec des caractéristiques physico-chimiques appropriées [2]. Une enzyme (catalyseur)
sera sélectionnée parmi les plus testées pour la production de biodiesel. La sélection du
catalyseur sera réalisée en utilisant de l’huile d’olive, car l’huile de microalgue Chlorella
protothecoides a une composition en acides gras similaire à celle de l’huile d’olive.
1.3 Objectifs
Le principal objectif de ce projet est de trouver une enzyme appropriée pour la production
de biodiesel et de standardiser les principaux paramètres de la réaction de production
enzymatique du biodiesel. Pour ce faire, les paramètres tels que la température, le type et
la concentration de l’enzyme ainsi que le ratio molaire alcool:huile seront testés afin
d’étudier leur influence sur le rendement en esters alkyliques de la réaction.
3
Objectifs spécifiques Optimiser les paramètres de la réaction de transestérification enzymatique
d’huile d’olive, en présence de la lipase Novozym® 435 (Candida antarctica) et
de la lipase de Thermomyces lanuginosus immobilisée sur Immobead 150 (TL
I150)
Évaluer des techniques d’optimisation sur la réaction de transestérification
enzymatique d’huile d’olive.
Évaluer les paramètres optimisés de la réaction de transestérification
enzymatique pour la production de biodiesel.
1.4 Contributions originales
La production de biodiesel en utilisant la transestérification basique est un procédé très
étudié et employé au niveau industriel, cependant il n’est pas environnementalement
acceptable. Des procédés plus écologiques tels que la production enzymatique de
biodiesel sont à l’étude de par le monde actuellement. À notre connaissance, aucun projet
de recherche portant sur la production enzymatique de biodiesel en utilisant la lipase TL
I150 n’a été publié. Dans le cadre de ce projet des paramètres de la réaction de
transestérification tels que : le temps de la réaction, la lipase utilisée et le rendement de la
réactionont également été standardisés. Ces paramètres peuvent contribuer à la recherche
et le développement de la production de biodiesel afin de favoriser une réduction du coût
au niveau industriel du procédé.
1.5 Plan
L’optimisation des paramètres de la réaction de transestérification enzymatique de l’huile
d’olive permettra de connaître l’influence de tous les paramètres sur les conditions de la
réaction et sur le biodiesel produit, ainsi que l’influence d’un paramètre sur un autre
4
paramètre. Les paramètres optimisés de la réaction de transestérification de l’huile
d’olive ne peuvent pas être utilisés directement dans la réaction de transestérification de
l’huile de microalgues, mais serviront de guide.
La sélection de l’enzyme dépendra de facteurs tels que la température de réaction, la
concentration de catalyseur, la résistance de l’enzyme à la désactivation et le rendement
en esters de la réaction. Pour la sélection de l’enzyme, une analyse des résultats de plus
de 50 articles portant sur la transestérification enzymatique d’huile végétale a été
effectuée, ce qui a permis d’établir un intervalle de valeur des paramètres réactionnels
pour chaque enzyme testée.
À partir de cette information, certaines enzymes ont été sélectionnées et ont été testées
pour la production de biodiesel à partir d’huile d’olive. Une fois l’enzyme sélectionnée,
les paramètres de la réaction ont été optimisés afin de réduire la concentration d’enzyme,
la température, le temps de réaction et la quantité de solvant utilisé. Le principal défi du
procédé est de réduire le coût, principalement celui de l’enzyme, la concentration de
celle-ci étant un paramètre important lors de l’optimisation de la réaction.
Lors de l’optimisation des paramètres de la réaction, certaines techniques qui ont déjà été
employées dans le cadre de la transformation d’huile végétale en biodiesel avec de bons
résultats seront utilisées. Ces techniques d’optimisation ont permis de réduire la
concentration du catalyseur et le temps de réaction, ce qui rend la transestérification
enzymatique attrayante.
5
CHAPITRE 2 ÉTAT DE L’ART PREMIER ARTICLE 2.1 Avant-propos Auteurs et affiliations : M. Rodriguez : étudiante à la maîtrise, Université de Sherbrooke, Faculté de génie, Département de génie chimique et biotechnologique M. Heitz : professeure, Université de Sherbrooke, Faculté de génie, Département de génie chimique et biotechnologique N. Faucheux : professeure, Université de Sherbrooke, Faculté de génie, Département de génie chimique et biotechnologique R. Brzezinski : professeur, Université de Sherbrooke, Faculté des sciences, Département de biologie Date de soumission : Cet article a été soumis à l’automme 2013. Revue : Environmental Technology Titre français : Biodiesel : matières premières et procédés de transestérification. Une synthèse. Contribution au document : Cet article présente une synthèse sur les procédés de transestérification et sur les matières premières utilisées pour la production de biodiesel. Il s’agit d’un résumé sur l’état de l’art de la production de biodiesel de nos jours. Une analyse sur la production mondiale de biodiesel et sur les principaux pays producteurs de biodiesel a été également faite. Cette synthèse permet de se positionner par rapport aux tendances au niveau mondial quant aux matières premières et aux procédés de production de biodiesel les plus utilisés. Lestendances au niveau de la recherche et du développement ainsi que l’avenir des microalgues comme matière première pour la production de biodiesel ont également été analysés. Par ailleurs, les résultats de plus de 50 travaux de transestérification enzymatique ont été utilisés afin d’analyser les conditions opératoires de la réaction de transestérification en fonction de l’enzyme et de l’accepteur alkylique et des autres conditions opératoires. Cette dernière analyse a été la base dedépart du travail expérimental réalisé sur la production de biodiesel.
6
2.2. Résumé
Le biodiesel est considéré comme une alternative écologique de remplacement du diesel
en raison de ses nombreux avantages, telles sa biodégradabilité et sa non-toxicité. La
production de biodiesel au niveau mondial est faible et ne répond pas aux besoins de la
société. Par conséquent, des politiques de production de biodiesel ont été implémentées
par divers pays.
Cet article aborde la problématique des matières végétales comme matières premières
pour la production de biodiesel et explore entre autres l’avenue des microalgues comme
alternative. Les différentes technologies de conversion des lipides en biodiesel sont
également décrites et comparées.
La transestérification par voie enzymatique serait la plus appropriée, lors de l’utilisation
d’huiles extraites de microalgues car ces dernières ont une teneur élevée en acides gras
libres. L’optimisation du procédé enzymatique dépend de paramètres clés tels que le
catalyseur, la température, le temps de réaction et le ratio molaire alcool : huile.
Mots clés
Biodiesel, microalgues, transestérification enzymatique, paramètres opératoires,
Novozym® 435.
7
2.3. Introduction Les combustibles dérivés du pétrole ne constituent pas une source énergétique à long
terme. En effet, les réserves de pétrole peuvent s’épuiser d’ici 2054 [6]. Ainsi, les
biocombustibles tels que le biodiesel et le bioéthanol sont des alternatives de
remplacement des pétrocombustibles. La 1ère génération de biocombustibles utilise des
matières végétales comestibles pour la production de biodiesel. Cependant, cette
approche pose un problème de concurrence entre l’industrie alimentaire et celle des
biocombustibles. En effet, aux États-Unis pour produire la quantité d’huile nécessaire à la
production de biocombustibles répondant à 50 % de la demande en carburant dans le
secteur des transports, 24 % des zones totales de plantation disponibles du pays devraient
être consacrés à la culture de palme (matière végétale ayant la plus grande productivité en
huile parmi toutes les matières végétales 2400 L huile/ha), [7], ce qui nuirait à l’industrie
alimentaire [8]. Par conséquent, les biocombustibles de 1ère génération ne représentent
pas une solution à long terme face aux problèmes d’épuisement du pétrole.Il est donc
nécessaire d’envisager d’autres sources de matières premières pour produire du biodiesel.
Une 1ère alternative est l’utilisation de matières végétales non comestibles telles que le
jatropha ou le ricin, qui ont des rendements élevés en huile, 1300 Lhuile/ha et 380-978
Lhuile/ha respectivement [7, 9]. Cependant, ces matières végétales non comestibles sont
coûteuses et utilisent des zones de plantation qui pourraient être consacrées à des
matières végétales comestibles. Une 2ème alternative est l’utilisation de microalgues,
algues microscopiques, pouvant être cultivées en présence de lumière solaire et de
dioxyde de carbone (CO2), puissant gaz à effet de serre (GES) et n’utilisant pas de terres
arables. Les microalgues peuvent produire jusqu’à 17 fois plus d’huile/ha de culture que
les matières végétales [10].
Le procédé de transformation chimique le plus approprié pour la production de biodiesel
à partir d’huile de microalgues est la transestérification enzymatique, car elle permet de
transformer en esters alkyliques les huiles (esters carboxyliques) ayant une teneur élevée
en acides gras libres (AGL) (>0.5 mg d’hydroxyde de potassium (KOH)/ghuile) sans
aucune formation de savon. La teneur en AGL des microalgues peut atteindre 9
mgKOH/ghuile [2]. La transestérification enzymatique présente plusieurs avantages par
rapport à la transestérification basique ou acide tels que : séparation plus facile des
8
produits et sous-produits, absence de savon, catalyseur non toxique et faibles
températures de réaction. Cependant les conditions opératoires doivent encore être
optimisées pour une application industrielle. Les techniques d’optimisation telles que le
prétraitement de l’enzyme (préincubation avec les substrats, esters alkyliques ou
cosolvants) préalablement à la réaction et le contrôle de la concentration d’alcool dans le
milieu réactionnel permettent d’obtenir des rendements élevés en esters alkyliques (94 -
99 % m/m) tout en réduisant le temps de réaction (3.5 - 7 h) [11, 12].
2.4. Le biodiesel
2.4.1. Concepts de base Le biodiesel est un biocombustible biodégradable et une alternative écologique au diesel
[13]. Le biodiesel est produit par transformation d’huiles d’origine végétale, animale ou
usée en esters alkyliques. Il permet de réduire les émissions de CO2 atmosphérique,
puisque théoriquement la matière végétale utilisée pour produire du biodiesel, consomme
(par photosynthèse) du CO2 durant sa croissance. Par ailleurs, l’utilisation du biodiesel
dans les moteurs peut réduire également les émissions de dioxyde d’azote (NO2) [14].
La qualité de biodiesel (Tableau 2.1) dépend de la matière première et du procédé de
production utilisés. Par conséquent, un des principaux défis lors de la production de
biodiesel consiste à améliorer ses caractéristiques physico-chimiques, à diminuer sa
viscosité et son point de trouble et à augmenter son indice de cétane. Par exemple, la
viscosité du biodiesel produit à partir de matières premières telles que les huiles de colza,
de soja, de tournesol et d’olive entre autres, varie de 2.83 à 5.12 cSt [15], tandis que la
viscosité du pétrodiesel est d’environ 3.0 cSt [16]. Le pouvoir calorifique du pétrodiesel,
compris entre 42.5 et 45 MJ/kg, est supérieur à celui du biodiesel [17, 18], qui varie entre
35 et 42 MJ/kg [19, 15].
9
Tableau 2.1 : Propriétés physico-chimiques de biodiesels produits à partir de diverses matières premières.
Source Masse
volumique (g/L)
Viscosité (cSt)
(40°C)
Pouvoir calorifique
(MJ/kg)
Point éclair (°C)
Point de trouble (°C)
Point d’écoulement
(°C) Références
Huile de palme 880 5.7 34 164 13 ____ [19]
Huile de soja 885 4.1 40 69 -2 -3 [88]
Huile de colza 882 4.5 37 170 -4 -12 [88]
Huile de tournesol 860 4.6 34 183 1 ____ [19]
Huile de microalguesChlorella protothecoides
864 5.2 41 115 -12 -11 [2]
2.4.2. La consommation m ondiale et les politiques de pr oduction du
biodiesel La demande énergétique mondiale est grande et croît annuellement [6]. La majeure partie
de l’énergie consommée au niveau mondial provient du pétrole et de ses dérivés. Ainsi,
en 2009, la consommation mondiale de pétrole était évaluée à 82 millions de barils par
jour et les réserves mondiales étaient estimées à 1400 milliards de barils. Si la
consommation de pétrole restait stable, il était prévu que ce dernier disparaisse vers 2054
[6]. Néanmoins, la demande mondiale en énergie pourrait augmenter de 35 % entre 2005
et 2030 [20]. Par ailleurs, l’augmentation du prix du pétrodiesel et la pollution engendrée
par ce dernier stimulent la recherche et le développement d’autres sources de
remplacement du combustible fossile. Par conséquent, le développement de sources
d’énergie alternative pour remplacer les pétrocombustibles est indispensable. C’est la
raison qui a poussé certains pays (Allemagne, Argentine, Brésil, États-Unis, etc.), à
assigner des fonds pour la recherche et le développement de projets destinés à trouver des
combustibles renouvelables, ainsi qu’à créer des lois pour favoriser l’utilisation de ces
derniers [21, 22]. Les recherches ont comme principal objectif d’améliorer le procédé de
production du biodiesel afin, entre autres, de réduire son coût. En 2009, la production
mondiale de biodiesel était de 14 millions de tonnes [23] soit une hausse de 600 % par
rapport à 2008. Afin d’établir des règles d’utilisation du biodiesel et du diesel, les
gouvernements ont mis en place des règlements (Tableau 2.2), le principal objectif étant
10
de réduire la quantité d’émissions polluantes causées par les combustibles fossiles tels
que le monoxyde de carbone (CO) et le dioxyde de soufre (SO2). Ainsi, les mélanges
biodiesel et pétrodiesel contenant entre 1 (B1) et 100 (B100) % (v/v) de biodiesel (B5 et
B20 étant les plus utilisés (Tableau 2.2)) permettent de réduire ces émissions. Au cours
des dernières années, l'Allemagne, les États-Unis et la France étaient les principaux pays
producteurs de biodiesel au monde. Cependant, l'Allemagne devenue leader en termes de
production et de consommation de biodiesel en Europe a réduit sa production de 10 % en
2009 en raison de la matière première utilisée [24]. En effet, la plupart des pays utilisent
un mélange de matières végétales pour la production du biodiesel, mais l’Allemagne n’en
utilise qu’une seule (colza) [25] créant ainsi une concurrence entre les industries
agroalimentaires et celles des biocombustibles. D’autre part, certains pays latino-
américains ont augmenté leur production en biodiesel. Par exemple, la capacité de
production en biodiesel de l’Argentine a augmenté entre 2007 et 2011. Ainsi l’Argentine,
qui avait la 8ème position au niveau du classement mondial en 2007, occupait la 3ème
position en 2011 [26], sa capacité de production en biodiesel étant la plus grande au
monde en 2012 [27].
11
Tableau 2.2 : Pays producteurs et lois sur l’utilisation du biodiesel dans les mélanges.
Pays Organisme promoteur
Lois ou initiatives législatives Références
Union européenne
Directive du parlement européen
Directive 2009/28/CE relative à la promotion de l’utilisation de l’énergie produite à partir de sources renouvelables et en modifiant les directives 2001/77/CE et 2003/30/CE L’U.E. établit l'exigence d'une partie minimale de 10 % (v/v) debiocarburants dansl’essence et gazole destinés au transport.Cet objectif doit être réalisé d’ici à 2020 par tous les États membres.
[21]
États-Unis U.S. Navy
Nouvelle politique d’US. Département de la marine. La marine et les véhicules diesel non tactiques doivent fonctionner avec un mélange de biodiesel 20 % (v/v) (B20) le 1er juin 2005.
[89]
Brésil Présidence de la République
Loi n°11 097, de 13 janvier 2005. « Prévoir l’introduction de biodiesel dans le modèle énergétique brésilien, en modifiant les lois 9.478du 6 août 1997, 9.847 du 26 octobre 1999 et 10.636du 30 décembre 2002 et d'autres mesures ». Pour les combustibles vendus au consommateur, la valeur minimale établie de biodiesel dans les mélanges est de 5 % (v/v).
[90]
Argentine Sénat et Chambre des représentants
Loi 26.093. « Le régime de réglementation et de promotion de la production et l'utilisation des biocarburants durables ». Tous les combustibles de type "diesel " doivent avoir un minimum de 5 % (v/v) de biodiesel, à partir de mai 2006.
[22]
Canada Gouvernement fédéral
Gazette du Canada partie 1. Présence de carburant renouvelable 5 % (v/v) dans l’essence, le diesel ou autres carburants liquides à base de pétrole, à partir de 2010 et au plus tard en 2012.
[91]
12
2.4.3. Les matièr es végétales, matièr es premières pour la pr oduction de
biodiesel Les pays producteurs de biodiesel au niveau mondial utilisent diverses matières
premières en fonction de leur prix et de leur disponibilité (Tableau 2.3). Les principales
matières premières utilisées pour la production de biodiesel sont les huiles végétales et
usées et les graisses animales.
Tableau 2.3. Production mondiale du biodiesel
Pays Matière première la plus utilisée
Production en 2009 (millions de tonnes)
Capacité de production en 2010 (millions de tonnes)
Références
Union européenne
Colza; tournesol; huiles usées
9.1 23 [92]
États-Unis Soja 1.8 7.2 [93]
Espagne Tournesol 0.9 4.1 [92]
Brésil Soja; palme; coton;
ricin 1.4 3.4 [92, 94]
Argentine Soja; microalgues 1.2 2.4 [95]
Les matières premières les plus utilisées au niveau mondial sont d’origine végétale : soja,
colza, palme et tournesol (Tableau 2.4). Le prix du biodiesel dépend de la matière
première utilisée et de son rendement en huile (Lhuile/ha), le coût de la matière première
pouvant atteindre 78 % du coût total de production du biodiesel [8]. L’utilisation des
matières végétales lors de la production du biodiesel peut entraîner un
désapprovisionnement ou une augmentation des prix des produits alimentaires, et créer
ainsi un problème de famine dans les pays les moins développés [28]. Chaque huile
extraite de la matière végétale possède une composition caractéristique en acides gras
influençant les propriétés physico-chimiques du biodiesel telles que la viscosité, la masse
volumique, le point éclair et le pouvoir calorifique, déterminant ainsi sa qualité [29].
13
Tableau 2.4 : Rendement et prix des matières premières utilisées lors de la production du biodiesel
Matière végétale Pays producteurs de biodiesel
Rendement en huile (L/ha.)
Prix en 2008-2009
($US/tonne) Références
Soja Argentine, Brésil, États-Unis, Russie
400 617 [25, 7, 96]
Colza Allemagne, Finlande, France, Italie, Royaume-Uni, Russie, Suisse
1100 800 [25, 7, 98]
Palme Brésil, Indonésie, Malaisie, Thaïlande
2400 879 [25, 7, 97]
Tournesol Espagne, France, Russie 690 1140 [25, 7, 99]
Jatropha Chine, Inde, Indonésie, Philippines, Thaïlande
1300 810 [7, 100]
Canola Canada 1330 770 [25, 101, 97]
Ricin Brésil 380-978 1050 [9, 102] Noix de coco
Philippines, Thaïlande 1993-3987 780 [103, 104]
La Figure 2.1 présente une relation entre la viscosité des huiles végétales et du biodiesel.
Les huiles végétales ont une viscosité comprise entre 23 et 53 cSt tandis que la viscosité
du biodiesel varie entre 2.83 et 5.12 cSt [15]. Ainsi, la viscosité du biodiesel est 85 %
plus faible que celle de l’huile utilisée pour sa production [15]. D’autres propriétés
comme les indices d’acide, d’iode et le point de fusion doivent être également
considérées lors de la sélection des matières premières afin d’obtenir un biodiesel de
qualité [13]. La plupart des huiles végétales sont riches en acides oléique (C18:1),
linoléique (C18:2), palmitique (C16:0) et linolénique (C18:3) [30].
14
Figure 2.1 : Relation entre la viscosité des huiles végétales et du biodiesel
La teneur en acides gras (AG) et le ratio entre la quantité d’acides gras saturés (AGS) et
insaturés (AGI) est caractéristique de chaque huile (Tableau 2.5) et influence le procédé
de production du biodiesel. En fait, la transestérification des AG avec un degré
d’insaturation élevé est plus rapide que celle des AG ayant un degré d’insaturation plus
faible [31].
Tableau 2.5 : Principales matières végétales et leurs teneurs en acides gras.
Huile végétale C16:0
Acide palmitique
C18:0 Acide
stéarique
C18:1 Acide
oléique
C18:2 Acide
linoléique
Ratio AGS/ AGI Référence
Palme 45.5 4.1 39 10 51/48 [31] Soja 12.6 6.9 35 45 20/80 [30] Tournesol 7.7 4 29 58 12/87 [105] Colza 6.8 2.3 69 14 9/83 [30] Microalgue (Chlorella protothecoides)
8 3.2 71 15 11/89 [4, 106]
En outre, plus le degré d’insaturation est élevé, plus la température de transestérification
est faible : par exemple la température optimale de transestérification de l’huile d’olive
(75 % (m/m) C18:1) en présence de méthanol (MeOH) est de 45 °C, tandis que la
température optimale de transestérification de l’huile de palme (45 % (m/m) C16:0) est de
65 °C [31]. Les esters alkyliques produits à partir d’AG saturés présentent des points de
0
10
20
30
40
50
60
2,50 3,00 3,50 4,00 4,50 5,00 5,50
Viscosité de l'huile
(cSt)
Viscosité du biodiesel (cSt)
2.5 3.0 3.5 4.0 4.5 5.0 5.5
15
trouble et d’écoulement plus élevés que ceux des esters alkyliques produits à partir d’AG
insaturés, ce qui n’est pas souhaitable pour l’utilisation du biodiesel dans des pays froids.
Par exemple, le point de congélation normal du méthyl-stéarate (synthétisé à partir de
l’acide stéarique C18:0) est de 39 °C, tandis que celui du méthyl-oléate synthétisé à partir
de l’acide oléique (C18:1)) est de -20 °C [29]. Bien que les AG polyinsaturés aient une
faible température de transestérification et une transformation rapide en esters alkyliques,
ils ont un faible indice de cétane (par exemple, le méthyl-stéarate a un indice de cétane de
87, tandis que celui du méthyl-linoléate est de 42). La combinaison « longueur de la
chaîne de carbone » (18 carbones) et « degré d’insaturation » (1 degré) de l’acide oléique
(C18:1) semble la combinaison la plus appropriée pour la production de biodiesel [29].
Comme mentionné ci-dessus, l’utilisation de matières végétales pour la production de
biodiesel peut entraîner des problématiques à caractère agroalimentaire. Afin de contrer
ces problèmes, les producteurs de biodiesel concentrent leur attention sur l’utilisation
d’autres matières premières telles que les matières végétales non comestibles ou les
microalgues. Les matières végétales non comestibles comme le ricin, le jatropha, la
mangue de mer et la Pongamia pinnata [32] sont utilisées présentement dans plusieurs
pays. Le ricin ayant une teneur élevée en huile (53 % (m/m)), une croissance rapide et
une résistance à la sécheresse, est utilisé au Brésil pour produire du biodiesel (Tableau
2.3) [1]. Cependant, le ricin n’est pas une matière première attrayante étant donné son
prix (1050 $US/tonne), le plus élevé parmi toutes les matières végétales [9]. Le jatropha
est une autre matière première utilisée en Asie. L’Inde est le principal producteur d’huile
de jatropha [33]. De plus, le jatropha a non seulement un rendement élevé en huile (1890
Lhuile/ha) [33], mais également une teneur élevée en acides oléique (C18:1) (41 % (m/m))
et linoléique (C18:2) (34 % (m/m)) [34]. Par conséquent, les matières végétales non
comestibles sont une alternative intéressante pour remplacer les matières végétales
comestibles, mais la problématique de la disponibilité des terrains agricoles demeure.
Aux États-Unis, en considérant le rendement en huile de palme, le plus élevé parmi toutes
les matières végétales (2400 Lhuile/ha) [7], 24 % des terrains disponibles devraient être
consacrés à sa culture pour produire 50 % de la demande en biodiesel pour le transport
[8]. Ainsi, comestibles ou non, les matières végétales ne représentent pas une solution
réaliste pour la production de biodiesel à long terme [8].
16
2.4.4. Les microalgues, matière première alternative Les microalgues, sont considérées comme une matière première plus appropriée pour la
production de biodiesel. Les microalgues sont des algues microscopiques ayant une
teneur élevée en triacylglycérols (57 % (m/m), [35], pouvant être transformés en esters
alkyliques (biodiesel). Il existe une grande variété d’espèces de microalgues, mais leur
diversité quant à leur composition en AG rend certaines espèces inappropriées pour la
production de biodiesel [35]. Certaines microalgues sont utilisées dans les industries
pharmaceutiques ou cosmétiques, en raison du type de lipides tels que la β-carotène ou
les vitamines du groupe B [36]. De plus, divers composés chimiques tels que des
pigments, antioxydants ou polysaccharides peuvent être extraits des microalgues [37]. Par
ailleurs, le taux de croissance des microalgues varie largement d'une espèce à l'autre (0.2
à 3700 mghuile/Lculture.j) [38]. Pour la production de biodiesel, les microalgues doivent
contenir de grandes quantités d’AG (> 40 % (m/m)), appropriés pour leur transformation
en biodiesel [8]. Par exemple, les microalgues riches en AG polyinsaturés (C18:3) donnent
un biodiesel ayant un faible indice de cétane. Les conditions de culture peuvent modifier
la quantité de biomasse et de lipides, mais la proportion d’AG est déterminée par l’espèce
de microalgues (Tableau 2.6). Certaines microalgues, ayant des teneurs en huiles
similaires, ont une productivité en huile différente, cette dernière dépendant de 2
facteurs : la teneur en huile de l’espèce et la capacité des microalgues à croître [38].
17
Tableau 2.6 : Microalgues avec une teneur élevée en lipides
Microalgue Type de culture
Teneur en huile
(%m/m)
Productivité en huile
(mghuile/L culture.j)
Teneur en acides gras (%m/m)
Références C16:0 C16:1 C18:0 C18:1 C18:2 Autres
Chlorella protothecoides
Hétérotrophe 48 4037 8 0.3 3.2 71 15 2.6
[4, 106]
Botryococcus braunii
Autotrophe 36 48 22 0 5 48 7.5 18 [107]
Chaetoceros calcitrans
Autotrophe 40 17 13 12 3.5 3.5 1 68 [5, 108]
Chaetoceros muelleri
Autotrophe 39 22 15 25 1 3 2.5 54
[5, 108]
Skeletonema sp. Autotrophe 31 49 12 4.1 0.2 0.7 1.1 82
[108, 109]
Selon Cheng et al. 2011 [38], sur 30 espèces de microalgues testées, la productivité en
huile des microalgues peut varier en raison de multiples paramètres tels que l’espèce, le
type de culture, le bioréacteur, le type et la concentration des nutriments dans le système
de culture. Par exemple, la teneur en huile de Botryococcus braunii (36 % (m/m)) est
semblable à celle de Chaetoceros calcitrans (40 % (m/m)), mais la productivité en huile
de cette dernière (17 mghuile/Lculture.j) est 3 fois moins élevée que celle de Botryococcus
braunii (48 mghuile/Lculture.j) (Tableau 2.6). Un autre facteur à considérer lors de la
production de biodiesel est la composition des microalgues en AG. Par exemple, les
microalgues Chaetoceros calcitrans et Chaetoceros muelleri ont des teneurs respectives
en huile de 39 et 31 % (m/m), et une teneur en acide eicosapentaénoïque (EPA, C20:5,
oméga 3) élevée (>14 % (m/m)) [35], ce qui induit un faible indice de cétane. Quant à la
Chlorella protothecoides, elle a une teneur élevée en acide oléique (C18:1) (environ de
70 % (m/m)), ce qui la rend intéressante pour la production de biodiesel. Cette dernière
donne un biodiesel ayant une viscosité de 5.2 cSt (40 °C), et un pouvoir calorifique de 41
MJ kg-1 [2]. La productivité en huile de la Chlorella protothecoides (4037 mghuile/Lculture.j,
culture hétérotrophique) est élevée par rapport aux autres microalgues tels que la
Chaetoceros calcitrans ou la Chaetoceros muelleri (Tableau 2.6). De plus, elle peut être
18
cultivée en hétérotrophie, autotrophie ou mixotrophie [35, 39] et peut utiliser plusieurs
sources de carbone autres que le glucose (hydrolysat de manioc, canne à sucre, glycérol,
etc.), lors d’une culture en hétérotrophie, ce qui permet de diminuer les coûts de la culture
[40, 3, 41, 39].
La production de biodiesel à partir de microalgues présente plusieurs avantages par
rapport à sa production à partir de matières végétales :
1. La culture des microalgues est flexible; les microalgues peuvent être cultivées
dans divers habitats tels que les eaux marines ou les eaux douces, sous différentes
conditions opératoires : température, pH et nutriments. Les microalgues peuvent
également être cultivées dans des eaux usées en présence de CO2, et ainsi être
utilisées lors d’un procédé de traitement des eaux [37].
2. La teneur en huile des microalgues peut atteindre 57 % (m/m) sous certaines
conditions de culture [35]. Par comparaison, le soja a un rendement en huile
d’environ 18 % (m/m) [42], tandis que celui du colza est de 46 % (m/m) [43].
3. Les microalgues prolifèrent rapidement. En effet, la microalgue Chlorella
protothecoides peut fournir 10 g de biomasse/Lculture..j [4]. Par contre, la culture du
soja peut atteindre 90 jours (rendement en huile de soja 400 Lhuile/ha [7].
De plus, la culture des microalgues n’utilise pas de terrain agricole, ce qui rend
ces dernières attrayantes lors de la production de biodiesel [4].
4. Le rendement en huile des microalgues est élevé. La culture en hétérotrophie de
Chlorella protothecoides à l'échelle pilote donne un rendement en huile de 70000
Lhuile/ha [4], 17 fois plus élevé que celui de l’huile de palme (2400 Lhuile/ha) [7].
Toutes ces caractéristiques font que les microalgues sont particulièrement
intéressantes pour remplacer les matières végétales lors de la production de
biodiesel. De plus, l’huile de microalgues donne un biodiesel ayant un pouvoir
calorifique élevé (41 MJ/kg), un point d’écoulement faible (-11°C) et un point
éclair élevé (115°C) (Tableau 2.7).
19
Tableau 2.7 : Propriétés physico-chimiques du biodiesel issu de la microalgue Chlorella protothecoides
Microalgue Masse
volumique (g/L)
Viscosité
cSt (40°C)
Pouvoir calorifique
(MJ/kg)
Point éclair
(°C)
Point de trouble
(°C)
Point d’écoulement
(°C) Références
Chlorella protothecoides 864 5.2 41 115 -12 -11 [2]
Il existe un engouement mondial dans le développement d’un procédé de production de
biodiesel à partir d’huile de microalgues au niveau industriel. En 2010, l’industrie
argentine Oil Fox S.A. a ainsi inauguré une usine de production de biodiesel à partir d’un
mélange de soja (90 %) et de microalgues (10 %) [44]. Dans un avenir proche, la
compagnie prévoit utiliser uniquement les microalgues comme matière première [44].
2.5 P rocédés de trans estérification d es lipides pour la
production de biodiesel
2.5.1. Transestérification par catalyse basique La catalyse basique par voie homogène ou hétérogène est le procédé de production de
biodiesel le plus utilisé. La catalyse homogène est préférable à la catalyse hétérogène, en
raison du coût du catalyseur et du temps de réaction, plus court [45, 46, 47]. Le principal
avantage de la transestérification basique par rapport à la catalyse acide ou enzymatique
est le temps de réaction, la transestérification basique étant une réaction rapide (0.5 à 9h)
(Tableau 2.8). Par exemple, la transestérification d’huile usée en présence de MeOH et de
l’hydroxyde de sodium (NaOH) pour un temps de réaction de 0.5 h donne un rendement
en esters méthyliques de 85 % (m/m) [48]. Par ailleurs, les catalyseurs tels le NaOH et
KOH ont un faible coût (Tableau 2.8). Même si le ratio molaire stœchiométrique alcool :
triglycéride est de 3:1, la réaction de transestérification basique utilise un excès d’alcool
et le ratio molaire alcool : huile peut varier entre 5:1 à 30:1 [49, 50].
L’alcool le plus utilisé est le MeOH; cependant, d’autres alcools plus dispendieux
(éthanol, n-butanol, etc.) sont également employés [45]. Généralement, la température de
20
transestérification basique est celle de la température d’ébullition normale de l’alcool
(65°C pour le MeOH). Le rendement en esters alkyliques lors de la transestérification
basique est élevé (généralement supérieur à 90 %) (Tableau 2.8).
Tableau 2.8 : Transestérification en milieu basique de diverses huiles
Catalyseur basique Huile Alcool Ratio molaire alcool:huile
Conditions opératoires
Conversion d'AG (% )
Rendements en esters
alkyliques (% m/m)
Références
Tournesol Méthanol 6: 1 60°C; 2h 97 [110]
Huile de friture
Méthanol 7.5 : 1 70°C; 0.5h 85 [48]
Huile de friture
Méthanol 6 : 1 65°C; 1.5 h 77 [111]
Mahua (Madhuca
indica )Méthanol 6 : 1 60°C; 2h 92 [112]
Suif Méthanol 2 – 10 : 1 >98°C; 0.5h 90 [113]
Huile de friture
Méthanol 6 : 1 65°C; 2 h 94 [111]
Pongamia pinnata
Méthanol 10:01 60°C; 1.5h 92 [114]
Karanja Méthanol 06:01 65°C; 2h 98 [115]
Colza Méthanol 06:01 65°C; 2h 95-96 [116]
KF/Al2O3 (Fluorure de potassium
sur oxyde d'aluminium)
Palme Méthanol 12:01 65°C; 3h 90 [117]
KF/Eu2 O (Fluorure de potassium sur oxyde d'europium)
Colza Méthanol 12:01 65°C; 1h 92 [118]
KI/Al2O3
(Iodure de potassium sur oxyde
d'aluminium)
Ca (OCH2CH3) (Éthoxyde de
calcium)Soja Éthanol 12:01 75°C; 3h 92 [120]
KF/ZnO (Fluorure de potassium sur
oxyde de zinc)Palme Méthanol 11.4 : 1 65°C; 9.7h 89 [121]
K2CO3 (Carbonate de potassium)
Tournesol Méthanol 12:01 50°C; 7.5h 100 [51]
NaCO3 (Carbonate de sodium)
Tournesol Méthanol 12:01 50°C; 7.5h 92 [51]
Na3PO4 (Phosphate
de sodium)Tournesol Méthanol 12:01 50°C; 9h 90 [51]
CaO(Oxyde de calcium)
KNO3
(Nitrate de potassium)
[119]
NaOH (Hydroxyde de
sodium)
Soja Méthanol 15:01 60°C; 7h 87
[119]
Tournesol Méthanol 12:01 50°C; 11.5h 97 [51]
KOH (Hydroxyde de
potassium)
Soja Méthanol 15:01 65°C; 8h 96
21
Par exemple, lors de la transestérification de l’huile de tournesol en présence de MeOH et
de carbonate de potassium (K2CO3), le rendement en esters alkyliques peut atteindre
100 % [51]. Le principal inconvénient de la transestérification basique est la formation de
savon. Lors de la réaction de transestérification basique, la quantité de savon varie en
fonction de la teneur en AGL de l’huile, du type de catalyseur et de la température de
réaction [46]. Par exemple, NaOH tend à induire une formation de savon plus élevée que
celle obtenue avec KOH. Ainsi, si l’huile a une teneur en AGL supérieure à 0.5
mgKOH/ghuile, elle doit être prétraitée avant la transestérification basique, afin de retirer les
AGL et éviter ainsi la formation de savon [52]. La catalyse basique n’est pas appropriée
pour la transformation en biodiesel d’huile de microalgues étant donné l’indice acide de
ces dernières (environ 9 mgKOH/ghuile) [2]. Le savon formé lors de la transestérification
basique (formation d’une émulsion au cours du lavage à l’eau du biodiesel) consomme le
catalyseur et empêche la séparation des esters alkyliques et du glycérol (sous-produit de
la transestérification des huiles) [52, 53].
Ainsi, lors de la transestérification basique, si l’huile utilisée est riche en AGL, une étape
de désacidification de l’huile est requise soit par l’utilisation d’alcools [54] soit par
extraction liquide-liquide des AGL [55]. Cependant, ce traitement augmente les coûts de
production du biodiesel.
Après la réaction de transestérification basique, il est nécessaire de refroidir le mélange
réactionnel afin de séparer le glycérol du biodiesel (Figure 2.2). Le biodiesel est ensuite
purifié par distillation, lavage et neutralisation, pour éliminer les réactifs résiduels et le
glycérol.
2.5.2Le m
de la
d’alc
La ré
l’ordr
transe
forma
en A
transf
étape
2. Transesmécanisme de
a transestérif
ool étant req
éaction de t
re de 95 à 9
estérification
ation de sav
AGL (76 mg
formées en
es (acido-bas
Huile
Figure 2.2
térificatioe la réaction
fication basi
quis.
transestérific
99 % (m/m)
n des huiles
on. Les huil
gKOH/ghuile et
biodiesel p
sique).
Neutralisation
A(Liq
2 : Procède d
on par catan de transesté
ique, chaque
cation acide
(Tableau 2.
s ayant une
es usées et l
9 mgKOH/gh
par transesté
n
Eau
Acide quide)
de transesté
alyse acideérification p
e étape du p
e donne un
.9). Son prin
teneur élevé
les huiles de
huile respecti
érification ac
Transestérificbasique
Séparation
Distillation sou
Lavage
Neutralisati
Biodiesel
Distillation sou
Séparation
érification b
e ar catalyse a
procédé étan
rendement
ncipal avant
ée en AGL
microalgue
ivement) [5
cide ou par
cation
n
us vide
ion
l
(
us vide
n
basique
acide est sim
nt réversible
en esters a
tage est qu’e
(> 0.5 mgKO
es ayant une
6, 2] peuve
r transestérif
AlcoolBase
(catalyse
Glycérol
Alcool
Base (catalyseur solid
Alcool
Glycérol Savon
2
milaire à celu
e et un excè
alkyliques d
elle permet l
OH/ghuile) san
teneur élevé
ent ainsi êtr
fication en
l
ur)
de)
22
ui
ès
de
la
ns
ée
re
2
23
Tableau 2.9 : Transestérification en milieu acide de diverses huiles
Catalyseur acide Huile Alcool
Ratio molaire
alcool:huile
Conditions opératoires
Conversion d’AG (%)
Rendements en esters
alkyliques (% m/m)
Références
H2SO4
Jatropha MeOH 166 : 1 60°C; 24h 99 [58]
Soja MeOH 9 : 1 100°C; 12h 98 [59]
Chlorella pyrenoidosa
MeOH 164 : 1 110°C; 2h 95 [57]
Huiles usées MeOH 16 : 1 95°C; 10h 93 [56]
S–ZrO2 Soja MeOH 20 : 1 120°C; 1h 98 [122]
ZnO Pongamia pinnata
MeOH 10 : 1 120°C; 24h 83 [114]
La transestérification acide d’huiles usées en présence de MeOH et d’acide sulfurique
(H2SO4) donne un rendement en esters méthyliques de 93 % (m/m) (température de
95°C, temps de réaction de 10h et ratio molaire alcool : huile de 16:1) [56]. Lors de la
transestérification acide de Chlorella pyrenoidosa en présence de MeOH et d’H2SO4,
95 % (m/m) de l’huile est transformée en biodiesel (température de 90 °C, temps de
réaction de 2 h et ratio molaire alcool : huile de 165:1 [57].
La transestérification acide requiert un excès d’alcool plus élevé que celui utilisé lors de
la réaction en milieu basique, les ratios molaires alcool : huile de la transestérification
basique et acide variant respectivement entre 5:1 et 30:1 (basique) et entre 9:1 et 166:1
(acide) (Tableaux 2.8 et 2.9). Il est à noter que l’excès d’alcool ne favorise pas la
récupération du glycérol. Un autre inconvénient du procédé acide est la température
(généralement comprise entre 60 et 120 °C), plus élevée que celle requise lors de la
transestérification basique (environ de 65 °C) (Tableau 2.9). En transestérification acide,
des quantités importantes d’alcool sont nécessaires afin d’utiliser les températures les
plus faibles possible. Par exemple, la température de transestérification de l’huile de
jatropha en présence d’H2SO4 est faible (60°C), mais l’excès d’alcool est élevé (ratio
mola
soja,
(100
comm
Aprè
raison
sépar
produ
de la
réacti
2.5.3Aucu
[60].
transf
réacti
MeO
[61, 6
enzym
ire alcool : h
le ratio m
°C) [59]. C
me le H2SO4
s la réaction
n de la tem
ration de l’al
uit final est
avage ne son
ion acide (Fi
Figure
3. Transesune formatio
Ainsi, la ca
formation d
ion de trans
H, l’éthanol
62]. En raiso
matique hét
huile de 166
olaire alcoo
Ce procédé e
(le plus util
n de transesté
mpérature éle
lcool et final
plus simple
nt pas néces
igure 2.3).
e 2.3 : Prod
térificatioon de savon
atalyse enzym
’huile de mi
sestérificatio
l ou le butan
on du coût é
érogène (en
Huile
Eau
6:1) [58]. D
ol : huile es
est rarement
lisé) sont cor
érification ac
evée de la r
lement le bio
comparativ
ssaires, car i
uction de bi
on par catan n’est cons
matique est p
icroalgues en
on enzymati
nol. Le cataly
levé des lipa
nzyme immo
TransestéAc
Refroidi
Distil
Biod
Sépar
De même, lo
st faible (9:
t utilisé au n
rrosifs [10].
cide, une éta
réaction. Un
odiesel est s
ement à la t
il n’y a pas
iodiesel par
alyse enzystatée lors d
plus appropr
n biodiesel e
ique requier
yseur peut ê
ases (triacylg
obilisée) est
érification cide
issement
llation
diesel
ration
ors de la tra
:1), mais la
niveau indu
ape de refroi
ne distillatio
séparé du gly
transestérific
s formation
r transestéri
ymatique de la transés
riée que la c
en raison de
rt un accept
être une enzy
glycérol acy
t préférable
AlA
(cata
Alcool
Glycé
ansestérificat
a températur
striel, puisq
idissement e
n subséquen
ycérol. La pu
cation basiqu
de savon au
ification aci
stérification
catalyse chim
e leur teneur
teur alkyliqu
yme libre ou
yl-hydrolases
à la cataly
lcool Acide alyseur)
érol
2
tion acide d
re est élevé
que les acide
est requise, e
nte permet l
urification d
ue, les étape
u cours de l
ide
enzymatiqu
mique pour l
r en AGL. L
ue tel que l
u immobilisé
s), la réactio
se homogèn
24
du
ée
es
en
la
du
es
la
ue
la
La
le
ée
on
ne
(enzy
64]. U
sépar
n’a p
transe
C'est
transe
est de
yme libre), é
Un des prin
ration et de p
pas besoin
estérification
Figure
un procédé
estérification
e 15 à 40 %
E
étant donné
cipaux avan
purification
de cycles d
n enzymatiq
2.4 : Procéd
peu énergiv
n. Le Tablea
moins élevé
Enzyme Huile
Alcool Solvant
la réutilisati
ntages de la
du biodiese
de lavage ré
ue hétérogèn
dé de transe
vore et plus
au 2.10 mont
ée que celle d
TransestéEnzym
Sépar
Biod
Distil
ion possible
transestérifi
el, car le bio
épétitif. La
ne le plus uti
estérification
environnem
tre que la tem
de la réaction
rification matique
ration
iesel
lation
des enzyme
ication enzy
odiesel produ
Figure 2.4
ilisé.
n enzymatiq
mental que le
mpérature de
n basique.
AlSo
Filtrati
Lava
Enzyréutili
es immobilis
ymatique est
uit à partir d
présente le
que hétérog
es procédés
e la réaction
lcool lvant
ion
age
yme isable
So
2
sées [63, 60
la facilité d
de ce procéd
e procédé d
gène
chimiques d
n enzymatiqu
Glycérol
olvant
25
0,
de
dé
de
de
ue
26
Tableau 2.10 : Comparaison des divers procédés de transestérification
Caractéristique du procédé
Transestérification Basique
Transestérification Acide
Transestérification Enzymatique
Rendement en esters alkyliques
Rendement élevé (> 94%)
Rendement élevé (> 94%)
Rendement élevé (> 90%)
Température Température de
réaction modérée (50 - 70 °C)
Températures de réaction élevées
(60 - 120 °C)
Températures de réaction faibles
(30 - 60 °C) Ratio alcool : huile
Excès d'alcool : ratio molaire (6-12:1)
Excès d'alcool élevé, ratio molaire (10-166:1)
Excès d'alcool, ratio stœchiométrique (3-4:1)
Temps de réaction
Rapide (4 h en moyenne)
Lente (12 h en moyenne)
Lente (28 h en moyenne)
Catalyseur
Catalyseur peu coûteux; faible
quantité de catalyseur (1% m/m en moyenne)
Catalyseur peu coûteux; faible quantité de
catalyseur (1% m/m en moyenne)
Quantité modérée de catalyseur (8 % m/m en
moyenne); désactivation du catalyseur à cause de
l'alcool; catalyseur coûteux
Consommation d'énergie
Grande; le produit requiert un lavage
avec de l'eau chaude
Grande; températures de réaction élevées
Conditions de réaction modérées
Récupération des produits
Difficile; plusieurs étapes de purification
Facile; le produit ne requiert pas de lavage
Facile; le produit ne requiert pas de lavage
Impact sur l'environnement
Utilisation de grande quantité d'eau pour
laver
Le procédé est corrosif; le catalyseur acide est
polluant
Écologique; aucune étape de lavage avec nécessaire
Autres Formation de savon Transformation d’acides
gras libres sans formation de savon
Transformation d’acides gras libres sans formation
de savon
De plus, les enzymes, contrairement aux catalyseurs basiques et acides, ne sont pas des
substances polluantes [65]. Cependant, la transestérification enzymatique présente
certains inconvénients tels que la dénaturation des enzymes en présence d’alcools à
chaîne courte (exemple : MeOH, accepteur alkylique le plus utilisé lors de la production
de biodiesel (Tableaux 2.11 et 2.12)). En raison de la capacité du MeOH à dénaturer le
catalyseur, le procédé de transestérification enzymatique nécessite la présence d’un
cosolvant comme le t-butanol ou le n-hexane [66, 4]. La présence de ces solvants
augmente la solubilité du MeOH dans le milieu réactionnel, diminuant ainsi la
dénaturation de l’enzyme; cependant l’utilisation de ces solvants rend le procédé plus
27
coûteux. Néanmoins, certaines enzymes, résistantes à la dénaturation, telles que celles
produites par Candida antarctica ou Candida s.p 99-125 peuvent être utilisées en
présence de MeOH seul. Lors de la transestérification d’huile de colza en présence de
MeOH et en absence de cosolvant, la lipase produite à partir de Candida antarctica a
permis d’obtenir un rendement en esters méthyliques de 91 % (m/m) [63]. Une autre
solution pour éviter l’utilisation de cosolvants est l’emploi d’accepteurs alkyliques à
longue chaîne tels que le 1-butanol, le 2-butanol, l’isobutanol ou le propanol [62]. La
solubilité des alcools à longue chaîne tels que le propanol et le butanol dans les huiles
(substrats hydrophobes) est plus élevée que celles des alcools à chaîne courte comme le
MeOH ou l’éthanol. Des rendements en esters alkyliques proches de 100 % (m/m)
peuvent être obtenus en présence d’alcools à longue chaîne et en absence de cosolvants
[62], mais ces accepteurs alkyliques sont plus onéreux.
28
Lip
ase
Hui
leA
lcoo
lR
atio
mol
aire
A
lcoo
l:hu
ile
Sol
vant
(% v
/vh
uil
e )
Qua
ntit
é de
ca
taly
seur
(%
m/m
huil
e )
Eau
(% m
/mh
uil
e )C
ondi
tion
s op
érat
oire
s
Con
vers
ion
des
AG
(%)
Ren
dem
ent
en e
ster
s al
kyl
ique
s
(%m
/m)
Réf
éren
ces
Olé
ine
Mét
han
ol
3 : 1
Pro
pan
ol
100.
3p
H=
7; 5
0°C
; 25
h90
[80]
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 48
h;
200
rpm
99[6
1]
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 3h
98[1
23]
Pse
udom
onas
fl
uore
scen
s 26
-2.
So
jaM
éth
ano
l3
: 1_
__
__
35
40°C
; 20
0 rp
m;
72h
84[1
24]
Can
dida
rug
osa
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 24
h;
200
rpm
98[6
1]
Can
dida
rug
osa
1C
olz
a2-
Éth
yl-
1-h
exan
ol
3 : 1
__
__
_3.
33
pH
=7;
37°
C;
24h
99
Can
dida
rug
osa
2C
olz
a2-
Éth
yl-
1-h
exan
ol
3 : 1
__
__
_3.
33
pH
=7;
37°
C;
24h
99
Can
dida
rug
osa
3C
olz
a2-
Éth
yl-
1-h
exan
ol
3 : 1
__
__
_3.
33
pH
=7;
37°
C;
24h
99
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 24
h97
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 48
h;
200
rpm
97
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 48
h;
200
rpm
87
Co
lza
2-É
thy
l-1-
hex
ano
l3
: 1_
__
__
3.3
3p
H=
7; 3
7°C
; 24
h94
[123
]
R. m
iehe
i (R
ML
) et
P. c
yclo
pium
(MD
L)
So
jaM
éth
ano
l4
: 1_
__
__
RM
L (
188U
) et
M
DL
(8
8.2U
)/g
hu
ile34
pH
=7;
30°
C;
180
rpm
; 24
h10
0[8
4]
Rhi
zopu
s sp
.C
olz
a2-
Éth
yl-
1-h
exan
ol
3 : 1
__
__
_3.
33
pH
=7;
37°
C;
24h
100
[123
]
Rhi
zopu
s or
yzae
So
jaM
éth
ano
l3
: 1_
__
__
1710
pH
=3,
5;35
°C;
150
rpm
; 70
h90
[83]
Asp
ergi
llus
nig
erC
olz
a2-
Éth
yl-
1-h
exan
ol
3 : 1
__
__
_3.
33
pH
=7;
37°
C;
24h
41[1
23]
Pan
créa
tiqu
e C
oto
nM
éth
ano
l15
:1t-
bu
tan
ol
(75%
)0.
55
pH
=7;
37°
C;
180
rpm
; 4h
72[6
7]
Tab
leau
2.1
1 :
Tra
nses
téri
ficat
ion
enzy
mat
ique
hom
ogèn
e de
div
erse
s hu
iles
Pse
udom
onas
fl
uore
scen
s
C. v
isco
sum
Rhi
zom
ucor
mie
hei
[123
]
[61]
29
2.6. L es vari ables de la réac tion de tran sestérification
enzymatique
2.6.1. Le catalyseur La sélection de l’enzyme est cruciale. Les lipases (enzymes du groupe des hydrolases)
soient libres ou immobilisées, sont spécialisées dans la transformation des lipides en
esters et en glycérol. Les enzymes libres présentent une activité élevée par rapport aux
enzymes immobilisées : par exemple, la lipase produite à partir de Thermomyces
lanuginosus, lorsqu’elle est libre, a une activité d’environ 100000 U/g, tandis qu’une fois
immobilisée (sur Immobead 150), elle présente une activité de 3000 U/g (U est la
quantité d'enzyme (g) libérant 1 μmol/min d'acide butyrique à pH 7.5 et à 40 °C).
L’immobilisation induit des changements de l’activité enzymatique, selon la source de
l’enzyme, le type de support utilisé et la méthode d’immobilisation. De plus,
l’immobilisation limite le contact entre l’enzyme et les substrats. Par conséquent, les
enzymes libres permettent d’obtenir un rendement en esters alkyliques élevé,
généralement supérieur à 97 % (m/m) (Tableau 2.11). Les enzymes libres doivent être
dissoutes dans un milieu aqueux pendant la réaction de transestérification, car elles
hydrolysent les liaisons esters dans l’interface triglycérides-eau [67]. La facilité de
récupération des enzymes immobilisées implique que les enzymes libres sont moins
attrayantes au niveau industriel que les enzymes immobilisées [68]. L’immobilisation
d’enzymes présente plusieurs avantages quant à leurs applications industrielles, tels
l’augmentation de la stabilité enzymatique et la possibilité de réutiliser l’enzyme [63, 64].
Cependant, l’immobilisation des enzymes augmente le coût du procédé.
La lipase la plus utilisée lors de la production de biodiesel (Figure 2.5), la Novozym®
435 (Candida antarctica), est en général immobilisée par adsorption sur la surface d’une
résine acrylique. C’est une lipase couramment employée au niveau industriel, en raison
de sa régio-sélectivité non spécifique et de son activité (10000 U/g), une des plus élevées
de toutes les lipases utilisées lors de la production de biodiesel.
La N
de 9
transe
de l’a
modé
Cepe
rende
miehe
testée
oléiqu
Figu
Novozym® 4
92 % (m/m
estérification
activité de l
érée en prés
ndant, en pr
ement en est
ei), Pseudom
es lors de l
ue) et de but
R. m1
Candida 8%
A. o
ure 2.5 : Lip
435 permet d
m)). La qu
n des huiles
’enzyme. La
sence d’alco
résence de b
ters alkyliqu
monas cepa
a production
tanol, à une
miehei10%
sp.
oryzae.8%
P. fluorescen8%
pases utilisé
d’obtenir un
uantité d’e
est modéré
a Novozym®
ools à chaîn
butanol, la li
ues. Par exem
cia (2 espèc
n de biodie
température
P. cepacia13%
nsAutre7%
ées dans la p
rendement
enzyme No
e (>4 % men
® 435 prése
ne courte te
ipase Novoz
mple, les lip
ces PS-D et
sel à partir
de 40 °C.
es%
production d
en esters mé
ovozym® 43
nzyme/mhuile) (
ente une rési
ls que le M
zym® 435 p
pases Lipozy
t PS-C), et
de trioléine
No
Lipo
de biodiesel
éthyliques é
35 nécessai
(Tableau 2.1
istance à la
MeOH ou l’
peut conduir
yme RMIM
Novozym®
e (triglycéri
ovozym® 43535%
ozyme TL IM11%
3
l
élevé (enviro
ire pour l
12), en raiso
désactivatio
éthanol [12
re à un faibl
(Rhizomuco
® 435 ont ét
ide de l'acid
30
on
la
on
on
2].
le
or
té
de
31
Lip
ase
Hui
leA
lcoo
l
Rat
io
mol
aire
A
lcoo
l:hu
ile
Sol
vant
(%
v/vh
uil
e )
Qua
ntit
é de
ca
taly
seur
(%m
/mhu
ile )
Eau
(%
m
/mh
uil
e )
Con
diti
ons
opér
atoi
res
Con
vers
ion
des
AG
(%)
Ren
dem
ent
en e
ster
s al
kyl
ique
s
(%m
/m)
Réf
éren
ces
Hu
ile d
e ca
nar
dM
éth
ano
l 4
: 1t-
bu
tan
ol
(40%
)15
__
__
40°C
; 20
h90
[73]
To
urn
eso
lB
uta
no
l4
: 1t-
bu
tan
ol
(100
%)
22_
__
_60
°C;
48h
96[6
9]
Co
ton
Mét
han
ol
4 : 1
__
__
30_
__
_50
°C;
700
rpm
; 7h
92[1
25]
Hu
ile
com
esti
ble
Mét
han
ol
(3
éta
pes
) 3
: 1_
__
_4
__
__
30°C
; 13
0 rp
m;
34h
97[6
0]
Tri
olé
ine
Bu
tan
ol
3 : 1
__
__
1.5
__
__
40°C
; 50
h40
[62]
Pal
me
Mét
han
ol
/Acé
tate
de
mét
hy
le
12 :
1_
__
_30
__
__
50°C
; 25
0 rp
m;
8 h
95[1
26]
Co
ton
Mét
han
ol
6 : 1
t-b
uta
no
l (3
2.5%
)1.
7_
__
_50
°C;
24h
97[7
4]
Oliv
eM
éth
ano
l8
:1H
exan
e (4
00)
5.5
__
__
60°C
; 1
00 r
pm
; 32
h
93[1
27]
So
jaM
éth
ano
l3
: 1_
__
_4
0.2
30°C
; 15
0 rp
m;
30h
97[1
2]
So
jaA
céta
te d
e m
éth
yle
12 :
1_
__
_30
__
__
40°C
; 15
0 rp
m;
10h
92[7
8]
To
urn
eso
lM
éth
ano
l3
: 1_
__
_4
__
__
40°C
; 40
0 rp
m;
17h
95[1
11]
Hui
les
usag
ées
Mét
han
ol
(3
éta
pes
) 3
: 1_
__
_4
__
__
30°C
; 13
0 rp
m;
50h
90[8
6]
To
urn
eso
l2-
pro
pan
ol
4 : 1
__
__
10_
__
_50
°C;
150
rpm
; 8h
90[1
28]
Co
lza
Mét
han
ol
3 : 1
__
__
14_
__
_30
°C;
130
rpm
; 24
h91
[63]
Pal
me
Mét
han
ol
4 : 1
t-b
uta
no
l (1
0%)
20_
__
_45
°C;
24h
87[6
6]
So
jaA
céta
te d
e m
éth
yle
12 :
1_
__
_30
__
__
40°C
; 15
0 rp
m;
14h
92[7
9]
Co
lza/
So
jaM
éth
ano
l
(3 é
tap
es)
3 : 1
__
__
4_
__
_30
°C;
48h
; 13
0 rp
m98
[87]
Tab
leau
2.1
2 :
Tra
nses
téri
ficat
ion
enzy
mat
ique
hét
érog
ène
de d
iver
ses
huile
s
Nov
ozym
® 4
35
(C
. ant
arct
ica
)
32
Lipa
seH
uile
Alc
ool
Rat
io
mol
aire
A
lcoo
l:hu
ile
Solv
ant
(%
v/
vhui
le)
Qua
ntité
de
cata
lyse
ur
(%
m/m
huil
e )
Eau
(%
m
/mhu
ile )
Con
ditio
ns
opér
atoi
res
Con
vers
ion
des
AG
(%)
Ren
dem
ent
en e
ster
s al
kyliq
ues
(%
m/m
)
Réf
éren
ces
Riz
bru
n (r
affin
é)M
étha
nol
3.6
: 1__
__5
____
50°C
; 150
rpm
; 7h
99[1
1]
Soja
Mét
hano
l3
: 1__
__4
____
30°C
; 150
rpm
; 3.5
h97
[12]
Riz
bru
n (8
5% A
GL)
Mét
hano
l3.
6 : 1
____
5__
__50
°C; 1
50 rp
m; 6
h96
[11]
Soja
(d
égom
mé )
Mét
hano
l3
: 1__
__4
____
30°C
; 130
rpm
; 48h
94[1
29]
Col
zaM
étha
nol
4 : 1
t-bu
tano
l (1
00%
)3%
de
TL
IM e
t 1
% d
e 43
5__
__35
°C
; 130
rpm
; 12
h95
[70]
Tou
rnes
olM
étha
nol
24 :
1__
__ T
L IM
/Nov
o 43
5 =
2/1
(m/m
)__
__20
MPa
; 40°
C; 3
0s99
[130
]
Mél
ange
d'
acid
es g
ras
(60%
de
AG
L)
Mét
hano
l 3.
9 : 1
t-bu
tano
l (9
5%)
3% d
e T
L IM
et
2 %
Nov
o 43
5__
__40
°C; 1
50 rp
m; 2
5h97
[64]
Nov
ozym
® 4
35 e
t Li
pozy
me
TL IM
(T
. lan
ugin
osa
)
Aci
de
oléi
que
Mét
hano
l 4
: 1t-
buta
nol
(100
%)
3% d
e T
L IM
et
1 %
Nov
o 43
5__
__35
°C
; 130
rpm
; 5 h
75[7
0]
Trio
léin
eB
utan
ol3
: 1__
__1.
5__
__40
°C; 5
h10
0
Trio
léin
eIs
o-bu
tano
l3
: 1__
__1.
5__
__40
°C; 3
h10
0
Trio
léin
eB
utan
ol3
: 1__
__1.
5__
__40
°C; 5
h10
0
Trio
léin
ePr
opan
ol3
: 1__
__1.
5__
__40
°C; 5
h10
0
Trio
léin
eÉt
hano
l3
: 1__
__1.
5__
__40
°C; 7
h92
Trio
léin
eM
étha
nol
3 : 1
____
1.5
____
40°C
; 30h
42
Trio
léin
e2-
buta
nol
3 : 1
____
1.5
____
40°C
; 30h
82
Nov
ozym
® 4
35 e
t Li
pozy
me
TL IM
( T
. lan
ugin
osa)
Pseu
dom
onas
ce
pace
a (P
S-D
)
Nov
ozym
® 4
35
(C
. ant
arct
ica
) in
cubé
e
Tabl
eau
2.12
: T
rans
esté
rific
atio
n en
zym
atiq
ue h
étér
ogèn
e de
div
erse
s hui
les (
suite
)
[62]
33
Lipa
seH
uile
Alc
ool
Rat
io
mol
aire
A
lcoo
l:hu
ile
Solv
ant
(%
v/
vhui
le)
Qua
ntité
de
cata
lyse
ur
(%
m/m
huil
e )
Eau
(%
m
/mh
uile
)
Con
ditio
ns
opér
atoi
res
Con
vers
ion
des
AG
(%)
Ren
dem
ent
en e
ster
s al
kyliq
ues
(%
m/m
)
Réf
éren
ces
Pseu
dom
onas
ce
pace
a (P
S-C
)T
rio
léin
eB
uta
no
l3
: 1_
__
_1.
5_
__
_40
°C;
48h
100
[62]
Pseu
dom
onas
ce
paci
aT
ou
rnes
ol
Éth
ano
l3
: 1_
__
_2
__
__
40°C
; 40
0 rp
m ;
30h
54[7
1]
Lip
ase
AK
(P
. flu
ores
cens
) et
Lipa
se A
Y
(C. r
ugos
a)
Pal
me
Éth
ano
l3
: 1_
__
_7.
5% L
ipas
e A
Y
et 2
.5%
Lip
ase
AK
245
°C;
8h67
[131
]
Pseu
dom
onas
flu
ores
cens
O
léin
eM
éth
ano
l3
: 1_
__
_10
0.3
50°C
; 10
h10
0[8
0]
Pal
me
Mét
han
ol
4 : 1
t-B
uta
no
l (1
0%)
20_
__
_45
°C;
24h
32
Pal
me
Éth
ano
l4
: 1t-
Bu
tan
ol
(10%
)20
__
__
45°C
; 24
h90
Nov
ozym
388
im
mob
ilisé
e
(A
. ory
zae)
Co
lza
Mét
han
ol
(3
éta
pes
) 4
: 1_
__
_20
__
__
pH
=6;
40°
C;
24h
85[7
7]
Lipo
zym
e TL
-10
0L im
mob
ilisé
e (A
. ory
zae)
Co
lza
Mét
han
ol
(3
éta
pes
) 4
: 1_
__
_20
__
__
pH
=6;
40°
C;
24h
92[7
7]
So
jaM
éth
ano
l
(3 é
tap
es)
4 : 1
__
__
30_
__
_50
°C;
150
rpm
; 14
h90
[76]
To
urn
eso
lÉ
than
ol
3 : 1
__
__
2_
__
_40
°C;
400
rpm
; 3
0h44
[71]
Rhi
zopu
s or
yzae
(R
OL)
et C
andi
da
rugo
sa (C
RL)
So
jaM
éth
ano
l 1.
5 : 1
__
__
20 %
(R
OL
et
CR
L 1
:1)
1013
0 b
ar
(Su
per
crit
iqu
e);
45°C
; 25
0 rp
m;
3h99
[132
]
PCM
C
( T
. lan
ugin
osa
par
Asp
ergi
llus
sp. r
ecom
bina
nt)
Lipo
zym
e TL
IM
(T. l
anug
inos
a)
[66]
Tabl
eau
2.12
: T
rans
esté
rific
atio
n en
zym
atiq
ue h
étér
ogèn
e de
div
erse
s hui
les
(sui
te)
34
Lipa
seH
uile
Alc
ool
Rat
io
mol
aire
A
lcoo
l:hu
ile
Solv
ant
(%
v/
vhui
le)
Qua
ntité
de
cata
lyse
ur
(%
m/m
huil
e )
Eau
(%
m
/mhu
ile )
Con
ditio
ns
opér
atoi
res
Con
vers
ion
des
AG
(%)
Ren
dem
ent
en e
ster
s al
kyliq
ues
(%
m/m
)
Réf
éren
ces
Riz
bru
n (r
affin
é)M
étha
nol
3.6
: 1H
exan
e (1
8)5
____
50°C
; 150
rpm
; 7h
74[1
1]
Riz
bru
n (8
5% A
GL)
Mét
hano
l3.
6 : 1
Hex
ane
(18)
5__
__50
°C; 1
50 rp
m; 6
h92
[11]
Lipo
zym
e R
MIM
(R
. mie
hei)
Trio
léin
eB
utan
ol3
: 1__
__1.
5__
__40
°C; 2
5h10
0[6
2]
Lipo
zym
e 62
350
(M. m
iehe
i)T
ourn
esol
Étha
nol
3 : 1
____
4__
__40
°C; 4
00 rp
m; 2
0h72
[71]
Chl
orel
la p
.M
étha
nol
3 : 1
____
7510
pH=7
; 38°
C; 1
2h98
[72]
Chl
orel
la p
.M
étha
nol
3 : 1
____
3010
pH=7
; 38°
C; 1
2h; 1
80
rpm
98[4
]
Hui
les
usée
s M
étha
nol
(3
éta
pes)
3
: 1n-
héxa
ne
100
1040
°C; 3
0h92
[85]
Riz
Mét
hano
l
(2 é
tape
s)
4 : 1
n-hé
xane
20
2040
°C; 1
70 rp
m; 1
2h87
[75]
Can
dida
sp.
99–1
25
Lipo
zym
e IM
60
(R
. mie
hei)
incu
bée
Tabl
eau
2.12
: T
rans
esté
rific
atio
n en
zym
atiq
ue h
étér
ogèn
e de
div
erse
s hui
les (
suite
)
35
Le rendement en esters butyliques était de 40 % (m/m) en utilisant la Novozym® 435,
tandis qu’il était de 100 % (m/m) avec les 3 autres lipases [62]. En outre, le rendement en
esters alkyliques lors de la transestérification de l’huile de tournesol en présence de
butanol peut atteindre 96 % (m/m) avec la Novozym® 435; cependant afin d’obtenir un
rendement élevé, la réaction requiert 100 % (v/v) de t-butanol (cosolvant) et une quantité
d’enzyme élevée, 22 % menzyme/mhuile ; de plus un temps de réaction de 48 h est requis
[69]. Li et al. [70] ont étudié l’effet de la combinaison de lipases sur le rendement de la
réaction de transestérification de diverses huiles et alcools, et ont démontré qu’une
combinaison de lipases permet d’augmenter le rendement en esters alkyliques par
opposition à l’utilisation d’une seule lipase. Par exemple, la lipase Lipozyme TL IM
(Thermomyces lanuginosa) et la lipase Novozym® 435 ont été combinées lors de la
transestérification d’huile de colza en présence de MeOH. Le rendement en esters
méthyliques de la réaction est de 85 % (m/m) en utilisant la Lipozyme TL IM (4 %
menzyme/mhuile) et de 90 % (m/m) en utilisant la Novozym® 435 (4% menzyme/mhuile ),
tandis que la combinaison de 1% mNovozym® 435/mhuile et de 3 % mLipozyme TL IM/mhuile
conduit à un rendement en esters méthyliques de 95 % (m/m), sous les mêmes conditions
opératoires [70]. La lipase Novozym® 435 est plus coûteuse que la Lipozyme TL IM, ce
qui signifie que la combinaison de ces lipases permet non seulement d'augmenter le
rendement en esters méthyliques, mais également de diminuer le coût d’opération.
Cependant, l’activité de la Lipozyme TL IM (T. lanuginosus) (3000 U/g) est faible par
rapport à celle de la Novozym® 435 (10000 U/g). De plus, la Lipozyme TL IM est très
sensible à la présence de MeOH, ainsi l’utilisation d’un cosolvant pendant la réaction est
habituellement nécessaire [70, 64]. Néanmoins, l’utilisation de cosolvant peut être évitée
en employant l’éthanol comme accepteur alkylique [62]. La lipase produite à partir de
Pseudomonas cepacia présente une sensibilité élevée aux alcools à chaîne courte tels que
le MeOH ou l’éthanol. Ainsi, la transestérification d’huile de tournesol en présence
d'éthanol en utilisant cette lipase conduit à un rendement en esters éthyliques faible (54 %
m/m) (temps de réaction de 30 h, température de 40°C) [71]. De même, la réaction de
transestérification de la trioléine catalysée par une lipase produite à partir de la
Pseudomonas cepacia en présence de MeOH conduit à un rendement en esters
méthyliques de 42 % (m/m) (temps de réaction de 30 h, température de 40 °C) [62]. Peu
36
de travaux portent sur l’utilisation d’enzymes produites à partir de la Candida rugosa, la
Rhizomucor miehei et la Candida sp. 99-125. La lipase de Candida sp. 99-125
(30 % menzyme/mhuile) a été testée lors de la production de biodiesel à partir d’huile de
microalgues (Chlorella protothecoides) en présence de MeOH (ratio molaire
alcool : huile de 3:1), d’eau (10 % m/m) et d'hexane comme cosolvant (pH de 7.0,
température de 38 °C et temps de réaction de 12 h). Le rendement en esters méthyliques
était de 98 % (m/m) [4]. L’huile de la microalgue Chlorella protothecoides a été utilisée
pour la production de biodiesel en présence d’une enzyme produite à partir de la Candida
sp. et en absence de cosolvant sous les conditions opératoires suivantes:
75 % menzyme/mhuile, ratio molaire alcool : huile de 3:1 et 10 % m/m d’eau; le rendement
en esters méthyliques était de 98 % (m/m) [72]. Une quantité d’enzyme élevée rend le
procédé commercialement non rentable à cause du coût des enzymes.
Le tableau 2.13 présente les paramètres opératoires des trois lipases les plus utilisées lors
de la production de biodiesel.
37
Tableau 2.13 : Caractéristiques de certaines lipases immobilisées testées pour la production de biodiesel
Caractéristiques C. antarctica T. lanuginosus P. cepacia
Régio-sélectivité Non spécifique Positions 1 et 3 ___
Résistance à la désactivation Modérée Modérée Faible
Activité (U/g) 10000 225 ___
Combinaison T. lanuginosa C. antarctica A.
oryzae. ___
Huiles testées
Colza, gras de canard, palme, riz,
soja, tournesol, trioléine
Palme riz, soja, tournesol, trioléine,
Tournesol, trioléine
Température (°C) 30 - 40 30 - 50 40
Quantité d’enzyme optimale (% m/m) 4 - 5 4 - 20 1,5
Ratio molaire alcool : huile 3 - 4:1 4:1 3:1
Rendement moyen en esters alkyliques
(%) 92 91 96
Temps de réaction moyen (h) 13 22 3 - 48
Particularités Faible rendement en
esters alkyliques; présence de butanol
Production élevée de biodiesel à partir
d’AGL
Rendement en esters alkyliques élevé avec des alcools à chaîne
longue
2.6.2. L ’alcool et le ratio molair e alcool : huile de la réaction de
transestérification enzymatique L’alcool est le 2ème paramètre d’importance à considérer lors de la transestérification
enzymatique. Les alcools utilisés sont le MeOH, l’éthanol, le propanol, le 2-propanol, le
1-butanol, le 2-butanol, l’isobutanol et le 2-éthyl-1-hexanol (Tableaux 2.11 et 2.12). La
sélection de l’alcool dépend du type de lipase, certaines enzymes étant plus sensibles à la
présence d'alcools à chaîne courte comme le MeOH ou l’éthanol. Ainsi, la désactivation
causée par les accepteurs alkyliques à chaîne courte peut non seulement diminuer le
rende
d’alc
physi
esters
inféri
d'autr
alcoo
en rai
Un ra
pour
mola
prése
[73, 7
diatom
(temp
1.5%
rende
tandi
alkyl
Certa
ement en est
ools utilisé
ico-chimique
s alkyliques
ieurs à ceux
res facteurs,
ols les plus e
ison de sa di
Fig
atio molaire
les réactio
ire alcool : h
ence de MeO
74, 66, 70, 6
mées se dé
pérature de
% menzyme/mhu
ement en es
s qu’en prés
iques est de
ains auteurs
ters alkyliqu
pour la pr
es du biodie
s, éthyliques
des esters m
tels que le
employés lor
isponibilité e
gure 2.6 : Al
e stœchiomé
ns de trans
huile est stœ
OH dans le
64, 11]. La li
ésactive en
40 °C; conc
uile, ratio mo
sters méthyli
sence d’alcoo
100 % (m/m
préfèrent co
Éthanol15%
ues, mais au
roduction du
sel et les par
s ou butyliq
méthyliques
coût et la p
rs de la produ
et de son pri
lcools utilisé
étrique alcoo
sestérificatio
œchiométriqu
milieu réac
ipase PS-D (
présence de
centration d
olaire alcool
iques de 42
ols tels que
m), pour un t
ontrôler la qu
Butanol12%
ussi augmen
u biodiesel
ramètres de
ques ont des
[29]. La sél
pureté de l'a
uction de bio
x.
és dans la pr
ol : huile de
on enzymati
ue, la dénatu
ctionnel, il e
(Pseudomon
e MeOH. L
du catalyseu
: huile de 3
2 % (m/m),
le butanol o
temps de réa
uantité d’alc
nter le temps
influence é
la réaction d
s points de
lection de l’
alcool [65]. L
odiesel, le M
roduction d
e 3:1 est gé
ique. Cepen
uration de l’
est nécessair
nas cepacia)
La transestér
ur PS-D (P
:1), en prése
avec un tem
ou le propano
action de 5 h
cool dans le
Méthano67%
Acétate de méthyle
6%
s de la réac
également l
de transestér
trouble et
’alcool dépen
La Figure 2
MeOH étant
de biodiesel
énéralement
ndant, mêm
’enzyme est
re d’utiliser
) immobilisé
rification de
Pseudomonas
ence de MeO
mps de réac
ol, le rendem
[62].
milieu réact
ol
3
ction. Le typ
les propriété
rification. Le
d’écoulemen
nd égalemen
.6 montre le
le plus utilis
recommand
me si le rati
t possible. E
un cosolvan
ée sur terre d
e la trioléin
s cepacia) d
OH donne u
ction de 30 h
ment en ester
tionnel (ajou
38
pe
és
es
nt
nt
es
sé
dé
io
En
nt
de
ne
de
un
h,
rs
ut
39
progressif d’alcool), afin d’éviter les faibles rendements en esters alkyliques dus à un
excès de MeOH [75, 76, 77]. La Novozym® 435 (Candida antarctica) a été testée lors de
la transestérification d’huile de soja en présence d’acétate de méthyle (accepteur
alkylique). Aucun effet négatif de l’acétate de méthyle sur l’activité enzymatique n’a été
noté (rendement en esters méthyliques de 92 % m/m) [78]. Afin d’obtenir un rendement
en esters élevé, certains auteurs préfèrent utiliser une quantité élevée d’enzyme pour
contrer la présence d’un excès d’alcool [66, 76, 78, 79]. Ainsi, le procédé de
transestérification de l’huile de palme en présence d’acétate de méthyle (ratio molaire
alcool : huile, 12 : 1) et de Novozym® 435 donne un rendement supérieur à 92 % (m/m)
(temps de réaction inférieur à 14 h et quantité d'enzyme de 30 % menzyme/mhuile) [79].
La lipase de Thermomyces lanuginosus produite avec Aspergillus sp. et immobilisée sous
forme de PCMC (protein-coated microcrystals) présente une sensibilité élevée à la
présence de MeOH dans le milieu réactionnel. Elle a été testée lors de la
transestérification d’huile de palme en présence de 2 accepteurs alkyliques (MeOH et
éthanol), sous les conditions suivantes : 20 % (menzyme/mhuile), ratio molaire alcool : huile
de 4:1, 10 % m/m de t-butanol (cosolvant), température de 45 °C, temps de réaction de
24 h. Le rendement en esters alkyliques en présence de MeOH est faible (32 % m/m),
tandis qu’en présence d’éthanol, il est élevé (90 % m/m) [66].
2.6.3. Le solvant dans la réaction de transestérification enzymatique Les solvants organiques sont utilisés lors de la transestérification enzymatique afin
d’augmenter la solubilité des substrats hydrophiles comme les alcools dans des substrats
hydrophobes comme les huiles végétales. Les alcools à chaîne courte (substrats polaires)
présentent une faible miscibilité dans des huiles végétales (substrats non polaires), par
rapport aux alcools à chaîne longue [62]. La majorité des réactions de transestérification
enzymatique en présence d’alcools à chaîne longue n’utilisent pas de solvants (Tableaux
2.11 et 2.12). Il est à noter que la quantité de solvant dépend de la sensibilité de l’enzyme
à la concentration de l’alcool dans le milieu réactionnel. La plupart des enzymes sont
également sensibles à la présence de glycérol. Le glycérol désactive le catalyseur et les
rendements en esters alkyliques sont faibles [69]. Les solvants peuvent aider à éviter la
désactivation causée par le glycérol dans le milieu réactionnel. Raita et al. [66] ont étudié
l’effe
de M
lanug
forme
butan
absen
opéra
L’hui
ou de
biodi
D'aut
produ
transe
(ratio
0,5 %
le t-b
conve
l’utili
2.6.4Les e
réacti
et du t-butan
MeOH : ratio
ginosus prod
e de PCMC
nol, le rende
nce de cosolv
atoires [66].
ile végétale
e faible pola
iesel par voie
Figu
tres solvants
uction de
estérification
o molaire alc
% m/mhuile), l
butanol par
ersion des
isation de l’a
4. La tempenzymes éta
ion de tran
ol sur le rend
molaire alc
duite de faç
, températur
ement en es
vant, le rend
étant un sub
arité. Le t-bu
e enzymatiqu
ure 2.7 : Sol
s tels que le
biodiesel à
n enzymatiq
cool : huile d
la conversion
rapport à u
triglycéride
acétonitrile (
pérature dant sensibles
sestérificatio
Hexa38%
1‐Diox
6
dement de la
cool : huile d
çon recombin
re de 45 ºC
sters méthyl
dement est in
bstrat non po
utanol et l'he
ue (Figure 2
lvants utilis
e toluène et
à partir d’
que homogè
de 15:1, tem
n des triglyc
une réaction
es est supé
(<1 % m/m)
de la réactis à la tempé
on enzymat
ane%
‐4 xane%
a transestérif
de 4:1 et 20
nante avec
et temps de
liques obten
nférieur à 70
olaire, le sol
exane sont l
2.7).
sés dans la p
t l’acétonitri
’huile de
ène de l’hui
mpérature de
cérides (72 %
n en absenc
rieure en a
dans le mili
ion de tranérature, ce p
ique [80, 6
fication d’hu
% (m/m) de
Aspergillus
e réaction de
nu est de 90
0 % (m/m) so
lvant doit êtr
les plus utili
production d
ile ont été é
coton. Par
ile de coton
37 °C et co
%) est 2.6 fo
e de solvan
absence de
ieu réactionn
nsestérificparamètre jo
67]. La tem
t‐butano56%
uile de palm
e lipase de T
sp. et imm
e 24 h. En p
0 % (m/m),
ous les mêm
re un solvan
isés lors la p
de biodiesel
également t
exemple,
n en présenc
oncentration
ois plus élevé
nt (25 %). C
solvant pa
nel [67].
cation enzue un rôle c
mpérature op
ol
4
me en présenc
Thermomyce
mobilisée sou
présence de
tandis qu’e
mes condition
nt non polair
production d
l
testés pour l
lors de l
ce de MeOH
d’enzyme d
ée en utilisan
Cependant l
ar rapport
ymatiqueclé lors de l
ptimale de l
40
ce
es
us
t-
en
ns
re
de
la
la
H
de
nt
la
à
la
la
41
réaction de transestérification enzymatique est un paramètre spécifique à chaque enzyme.
Une température faible ou élevée peut causer un changement du site actif de l’enzyme, et
induire une diminution du rendement en esters. La réaction de transestérification
enzymatique est réalisée à une température plus faible que celle de la transestérification
chimique (basique ou acide) [45]. En général, la plage de température optimale de la
transestérification enzymatique se situe entre 30 et 50 °C. Lors de la transestérification
enzymatique d’huile de coton en présence de MeOH avec une enzyme pancréatique
(enzyme libre), la température optimale était faible, 37 °C et la conversion d’AG était de
75 % [67]. La température de la réaction de transestérification enzymatique est influencée
également par la forme (immobilisée ou libre) de l’enzyme employée. Les réactions de
transestérification utilisant des enzymes libres présentent des températures de réaction
plus faibles (30 – 50 °C, Tableau 2.11), tandis qu’en présence d’enzymes immobilisées, la
température de transestérification est généralement plus élevée (35 – 60 °C, Tableau
2.12). Lors de la transestérification enzymatique d’huile d’olive en présence de MeOH et
de la Novozym® 435, la température optimale de réaction était de 60 °C (une
augmentation du rendement en esters méthyliques est obtenue entre 30 et 60 °C, mais
entre 60 et 70 °C le rendement diminue) [81]. Ainsi, les enzymes immobilisées présentent
une meilleure stabilité à des températures élevées que les enzymes libres.
2.6.5. Le pH de la réaction de transestérification enzymatique Les variations de pH lors de la transestérification enzymatique peuvent causer des
changements sur les acides aminés chargés des enzymes et affecter ainsi l’activité
enzymatique [82]. Les enzymes hydrolysent les triglycérides dans un faible intervalle de
pH, un pH neutre étant recommandé (Tableau 2.11). La valeur du pH est généralement
obtenue de façon expérimentale et peut changer en fonction des substrats, de la
température et du type d’enzymes. Pour les enzymes commerciales, la valeur de l’activité
enzymatique est donnée par le fournisseur en fonction des substrats et du pH optimal qui
peut être acide ou basique. Les enzymes immobilisées d’Aspergillus oryzae catalysent
des réactions de transestérification de lipides dans une gamme de pH légèrement acide
(pH : 6.0) [77]. La transestérification d’huile de colza en présence de MeOH et de
42
l’enzyme de Rhizopus oryzae donne un rendement maximal en esters méthyliques de
90 % (m/m), à un pH de 3.5 [83].
2.6.6. La quantité d’eau dans la réaction de transestérification
enzymatique Lors de la transestérification enzymatique homogène, la quantité d'eau est un facteur
important à considérer. Les enzymes libres hydrolysant les triglycérides dans l’interface
substrat-eau, l’activité enzymatique dépend de la concentration d’eau dans le milieu
réactionnel. La valeur optimale de la quantité d’eau est fonction des conditions
opératoires et varie entre 0.3 et 34 % (meau/mhuile) (Tableau 2.11). Par exemple, la
transestérification d’oléine en présence de MeOH en utilisant la lipase extraite de
Pseudomonas fluorescens atteint une conversion d’oléine maximale de 90 %
(température de 50 °C; pH=7, temps de réaction 25 h) en présence de 0.3 % (meau/mhuile)
d’eau [80], tandis que la transestérification d’huile de colza en présence de MeOH et d’un
mélange de lipases issues de Rhizomucor miehei et Penicillium cyclopium (pH=7;
température de 30 °C; temps de réaction 24 h) nécessite 34 % (meau/mhuile) d’eau [84]. Les
enzymes immobilisées n’ont généralement pas besoin d’eau (Tableau 2.12). Cependant,
dans certains cas, l’addition d’une petite quantité d'eau à la réaction enzymatique
hétérogène peut augmenter la production d’esters alkyliques. Lors de la
transestérification d’huiles (huiles de microalgues, de riz et usées) en présence de MeOH
et de l’enzymeimmobilisée issue de Candida sp., une quantité d’eau variant entre 10 et
20% (meau/mhuile) permet d’obtenir des rendements en esters méthyliques élevés de
87 à 98% (m/m) [72, 4, 85, 75].
2.7. Optimisation de la transestérification enzymatique Dans le but de réduire le temps de réaction et d’éviter ainsi la désactivation du catalyseur
causée par la présence d’alcool dans le milieu réactionnel, certaines techniques
d’optimisation ont été utilisées dernièrement.
43
2.7.1. Contrôle de la quantité d’alcool dans le milieu réactionnel L’addition d’alcool de manière progressive est une technique très employée au cours des
dernières années, pour les alcools à chaîne courte comme le MeOH. Celle-ci permet de
maintenir une faible concentration d’alcool évitant ainsi la désactivation de l’enzyme
(l’utilisation d’un solvant n’est donc pas nécessaire). Cette technique requiert la
détermination du temps et de la quantité d’alcool optimale [85, 75]. Divers auteurs
mentionnent que l’ajout progressif d’alcool pendant la réaction modifie le rendement en
esters. Par exemple, lors de la transestérification d’huiles usées en présence de MeOH, en
utilisant un débit de 3.9 mL/h d’alcool, le rendement en esters méthyliques est élevé
(90% m/m), tandis que si l’alcool est ajouté à débit de 22.3 mL/h, le rendement en esters
méthyliques est de 69 % [86]. Étant donné que cette technique peut également aider à
éviter la désactivation du catalyseur, la quantité d’enzyme utilisée est en général faible
[60, 86]. Lors de la transestérification d’huile végétale en présence de MeOH et de la
Novozym® 435, le contrôle de la quantité d’alcool permet de réduire la quantité de lipase
jusqu’à une valeur minimale de 4 % m/m pour un rendement en esters supérieur à 90 %
(m/m) [60,86, 87].
2.7.2. Préincubation de l’enzyme Une autre technique est la pré-incubation de l’enzyme avant le début de la réaction. Cette
technique améliore le rendement en esters et diminue le temps de réaction. L’enzyme
peut être preincubée dans une solution qui contient un solvant, un ester alkylique, le
substrat ou une combinaison. La technique consiste à prétraiter l’enzyme tout en évitant
la désactivation causée par l’accepteur alkylique. La préincubation de l’enzyme
Novozym® 435 pendant 0.5 h dans de l’oléate de méthyle puis 12 h dans le substrat
(huile de soja) avant la réaction de transestérification, permet d’obtenir un rendement en
esters méthyliques de 97 % (m/m) (concentration de lipase de 4 % m/m, temps de
réaction de 3.5 h, absence de solvant). Sans préincubation préalable de la Novozym®
435, un temps de 30 h est requis pour atteindre un rendement en esters méthyliques de
97 % (m/m) sous les mêmes conditions opératoires [12]. Le principal avantage de la
préincubation est l’augmentation de la vitesse initiale de la réaction. La préincubation de
44
la Novozym® 435 augmente la vitesse initiale de la réaction de 37 % par rapport à
l’absence de preincubation. En combinant les techniques de contrôle de la quantité
d’alcool et de préincubation de l’enzyme, il est possible de réduire le temps de réaction et
d’augmenter le rendement en esters allyliques [7, 8]. Un temps de réaction court (6 h) a
été utilisé avec la lipase Novozym® 435 préincubée 1h dans un cosolvant (t-butanol) puis
dans un substrat (huile de riz). Le MeOH a été ajouté par étapes. Le rendement en esters
méthyliques était de 96 % (m/m) pour une concentration de catalyseur de 5 % (m
catalyseur/mhuile) [11].
2.8. Conclusion
Le prix du pétrole, le niveau de contamination environnementale mondiale et
l’épuisement du pétrole d’ici le milieu du XXIème siècle exigent de trouver d’autres
sources d’énergie alternative. Le biodiesel pourrait substituer en partie le pétrodiesel. Le
biodiesel a des caractéristiques physico-chimiques similaires à celles du pétrodiesel, mais
est moins polluant. Le biodiesel est biodégradable et a une teneur en composés soufrés
inférieure à celle du pétrodiesel et un point éclair élevé (environ 130 °C). Certains pays
ont commencé à implémenter des lois pour la production et la consommation de
biodiesel. L’Argentine, le Brésil, le Canada, les États-Unis et l’Union Européenne ont
établi que le mélange biodiesel/pétrodiesel dans les véhicules de moteur doit être compris
entre 5 et 20 % (v/v, biodiesel/pétrodiesel). Cependant, les matières premières actuelles
utilisées pour la production de biodiesel ne sont pas une alternative écologique et viable à
long terme. En général, le biodiesel est produit à partir d’huiles extraites de matières
végétales telles que le colza, le soja et le palme, ce qui crée un problème de concurrence
entre les industries agroalimentaires et des biocombustibles. De plus, il existe des lois
dans les pays producteurs de biocombustibles règlementant la proportion des zones de
plantation pouvant être utilisées pour la production d’aliments et de biocombustibles. Ces
lois limitent la production de biodiesel à partir de matières végétales à grande échelle.
Les microalgues sont une bonne alternative pour remplacer les matières végétales, car
elles n’utilisent pas de zones de plantation. De plus, elles peuvent utiliser la lumière et le
45
CO2 comme source d’alimentation pour leur reproduction et leur croissance, ce qui les
rend attrayantes d’un point de vue écologique. Les microalgues produisent en général
entre 8 à 24 fois plus de quantité d’huile/ha que les matières végétales. Cependant, toutes
les microalgues ne sont pas appropriées pour la production de biodiesel. Les microalgues
Chaetoceros calcitrans et Skeletonema sp. ont des teneurs élevées en huile (39 et
31 % m/m respectivement), mais ont également une teneur en acide icosapentaénoïque
(C20:5) élevée ce qui peut induire un faible indice de cétane. Par contre, la Chlorella
protothecoides a une teneur élevée en acide oléique (environ de 70 % m/m), ce qui la
rend très attrayante pour la production de biodiesel. Un autre avantage des microalgues
est la diversité des cultures et des nutriments qui peuvent être utilisés pendant leur
croissance et reproduction. La culture hétérotrophe des microalgues représente la
meilleure option pour la production d’huile à grande échelle. Par exemple, 10 ghuile/L.j
peuvent être obtenus à partir de la culture en hétérotrophie de la microalgue Chlorella
protothecoides.
La transestérification enzymatique est le procédé de transformation chimique le plus
approprié pour l’huile de microalgues, en raison de sa teneur élevée en AGL (9
mgKOH/ghuile). Ce procédé permet de transformer les AGL sans formation de savon. Les
enzymes les plus utilisées dans la production de biodiesel sont immobilisées ce qui
permet de les réutiliser plusieurs fois et de faciliter la séparation du biodiesel du glycérol.
Les enzymes étant coûteuses, leur quantité est un paramètre important à optimiser. Les
enzymes les plus utilisées dans la production de biodiesel sont la Novozym® 435
(Candida antarctica), la Lipozyme TL IM (Thermomyces lanuginosus) et celle produite à
partir de la Pseudomonas cepacia. Ces enzymes permettent d’obtenir un rendement en
esters alkyliques élevé (> 91 % m/m). La plupart des enzymes sont sensibles à la
présence d’alcools dans le milieu réactionnel. Cependant, la lipase de Candida antarctica
présente une résistance à la désactivation causée par le MeOH. Un paramètre important
de la réaction est le ratio molaire alcool : huile, la valeur de celui-ci variant de 3 à 4:1
(tandis que celui de la transestérification basique est situé entre 6 et 12:1). Le MeOH est
l’alcool le plus utilisé, principalement pour son coût. L’utilisation d’alcools à chaîne
courte tels le MeOH ou l’éthanol peuvent causer la désactivation de l’enzyme. Ainsi
l’utilisation d’un autre solvant s’avère parfois nécessaire, tel que le t-butanol en raison de
46
sa polarité. La quantité de solvant varie entre 10 et 400 % (vsolvant/vhuile) et dépend des
conditions opératoires et du type de substrats utilisés. La température de la réaction de
transestérification enzymatique se situe entre 30 et 60 °C. Le pH et la quantité d’eau sont
des paramètres dépendant du type d’enzyme. La plupart des enzymes immobilisées
fonctionnent en absence d’eau, tandis que la présence d’eau est importante pour les
enzymes libres. Les techniques d’optimisation telles que le contrôle de la quantité
d’alcool et la préincubation de l’enzyme peuvent réduire le temps de la réaction de
transestérification enzymatique et augmenter le rendement en esters alkyliques. Ainsi ces
techniques d’optimisation peuvent être efficaces pour réduire les coûts de production du
biodiesel à grande échelle.
2.9. Remerciements
Michèle Heitz remercie le Fonds de Recherche de la Nature et des Technologies du
Québec (FQRNT) pour son soutien financier au projet intitulé ‘Phytodiesel: une nouvelle
énergie verte pour le Québec’.
47
CHAPITRE 3 RÉSULTATS DEUXIÈME ARTICLE 3.1. Avant-propos Auteurs et affiliations :
M. Rodriguez : étudiante à la maîtrise, Université de Sherbrooke, Faculté de génie, Département de génie chimique et biotechnologique
M. Heitz : professeure, Université de Sherbrooke, Faculté de génie, Département de génie chimique et biotechnologique
N. Faucheux : professeure, Université de Sherbrooke, Faculté de génie, Département de génie chimique et biotechnologique
R. Brzezinski : professeur, Université de Sherbrooke, Faculté des sciences, Département de biologie
Date de soumission : Cet article sera soumis en été 2014. Revue : Á definir Titre :
Production enzymatique de biodiesel à partir d’huile d’olive et deméthanol en utilisant la lipase Thermomyces lanuginosus immobilisée sur Immobead 150: Standardisation des variables du procédé.
« Enzymatic biodiesel production from olive oil and methanol using lipase from Thermomyces lanuginosus immobilized on Immobead 150: standardization of process variables »
Contribution au document : Cet article présente les résultats de la recherche dans le cadre de cette maîtrise. Il contribue à ce projet en exposant les paramètres de la réaction de transestérification enzymatique lors de la production de biodiesel. Il présente une étude comparative entre deux catalyseurs (Novozym® 435 et TL-I150), ainsi que les résultats du procédé de standardisation des paramètres de la réaction. Les paramètres standardisés ont été établis sur la base d’analyses des résultats obtenus au laboratoire.
48
3.2. Abstract
La production de biodiesel (esters alkyliques) par transestérification enzymatique d’huile
d’olive en présence de la lipase TL-I150 de Thermomyces lanuginosus et de méthanol
(MeOH) a été étudiée. Le procédé de standardisation des paramètres de la réaction de
transestérification enzymatique de l’huile d’olive comprend des paramètres tels que : le
type et la concentration de l’enzyme, la température de réaction et le ratio
molairealcool:huile. La lipase TL-I150 a été sélectionnée et comparée avec la Novozym®
435 produite à partir de Candida antarctica. Le rendement en esters méthyliques (FAME)
en fonction du temps de réaction a été suivi en utilisant la chromatographie en phase
gazeuse. La préincubation de l’enzyme dans le substrat (huile d’olive) a été employée.
Un rendement en esters méthyliques de 93 % (m/m) a été obtenu en 4 h de reaction
(temps de preincubation de 6 h, température de 25 °C, agitation de 150 rpm, ratio molaire
méthanol:huile de 3:1 et concentration de l’enzyme (TL-I150) de 7 % (m/mhuile)).
Lemilieu réactionnel étaitexempt de solvants organiques.
The enzymatic production of biodiesel (alkyl-esters) by transesterification of olive oil in
the presence oflipase TL-I150 from Thermomyces lanuginosus and methanol (MeOH)
was studied. The performance of process parameters of enzymatic transesterification
reaction for olive oil including type and concentration of enzyme, reaction temperature
and MeOH/oil molar ratio was examined. Lipase TL-I150 was selected and compared
with more often used Novozym® 435 from Candida antarctica. The yield of fatty acid
methyl-esters (FAME) was monitored as a function of time by gas chromatography. The
preincubation of enzyme in substrate (olive oil) was employed. Maximum FAME yield of
93 (% w/w) was obtained after 4 h of reaction, enzyme preincubationtime of 6 h,
temperature of 25 °C, agitation of 150 rpm, MeOH/oil molar ratio of 3:1and enzyme (TL-
I150) concentration of 7 % (w/woil).The medium reaction was free of organic solvent.
49
3.3. Introduction Production of biodiesel has recently gained interest due to the following factors: a) the
decrease level of the fossil oil reserves, b) the augmentation of fuels oils consumption
and c) the increasing level of greenhouse gases emissions. Biodiesel (alkyl esters),
produced from fatty acids (carboxylic acids) is an ecological, non-toxic and
biodegradable alternative to replace diesel fuel without contributing to the increasing
level of greenhouse gases emissions. Nowadays countries like Argentina, Brazil, Canada,
Germany and the United States have established laws to promote the use of biodiesel and
diesel blend mixtures such as B5 (5% V/V of biodiesel) or B20 (20% V/V of biodiesel)
which are currently produced and consumed in the above mentioned countries [22, 90,
91, 21, 89]. Industrial production of biodiesel is subject to two important factors, the
provision of raw material (edible or inedible plants and waste oils) and the transformation
process of raw materials in biodiesel. Raw material for biodiesel production (first
generation of biodiesel) is usually edible vegetable crops (soybean, rapeseed and palm)
[132, 63, 131], while the second generation biodiesel is produced from inedible vegetable
crops (Jatropha, castorbean) [58]. Microalgae biodiesel is considered as a third generation
biodiesel [38]. The chemical process to transform triglycerides into biodiesel is called
transesterification. It consists of reacting triglycerides with an alcohol, where
triglycerides are turned into diglycerides, monoglycerides and glycerol consecutively
[133]. The most common process for transformation of oils into biodiesel is basic
transesterification, that usually uses catalysts like sodium hydroxide (NaOH) and
potassium hydroxide (KOH) [45]. The basic transesterificationprovides good results in
terms of yields of alkyl-esters and reaction conditions, one of the most important
advantages is the short reaction time (about 2 h) [116, 115]. However, it is important to
highlight that basic transesterificationis not suitable for raw materials with high acid
value (>0.5 mgKOH/goil) like microalgae and waste oils. Due to the presence of free fatty
acids (FFA), unwanted soap a byproduct is formed which makes difficult the final
separation of products [47].
New biochemical ways to produce biodiesel, like enzymatic transesterification, has
recently received much attention [65]. The transesterificationof vegetables oils with high
levels of FFA is possible without soap formation. In addition the product separation is
50
easy and the power consumption is low [65]. Furthermore the catalyst of the reaction is
an enzyme from group of hydrolases, a lipase, which is more environmentally friendly in
comparisonto basic and acid catalysts. However enzymes are costly catalysts and their
applications in industrial scale are therefore expensive [47]. In order to reduce cost,
immobilized catalysts are used; the immobilized enzymes can be used in discontinuous as
well as in continuous reactors [80, 10]. Other technical problems are attached to
enzymatic process; from a kinetic point of view, enzymatic transesterification reaction is
slower than the basic transesterification. Enzymatic transesterification has reaction times
of 20, 24 or even 48 h [66, 71, 68]. On the other hand, the lipase, can be deactivated by
the presence of an immiscible hydrophobic substrate (alcohol) and the byproducts of
reaction (glycerol) [69]. Thereby, solventslike n-hexane [127] and t-butanol [74] can be
used, alcohol and glycerol being soluble in those solvents [69]. One of the most important
parameters in biodiesel production from enzymatic transesterificationis the selection of
catalyst (lipase). The Novozym® 435 (from C. antarctica immobilized on acrylic resin)
is the most used lipase for biodiesel production [134]. High yields of alkyl-esters (> 95 %
w/w) were reported with Novozym® 435 [69, 126]. Another lipase from T. lanuginosus
immobilized on Immobead 150 (TL-I150) is rarely used for biodiesel production even if
it is less expensive than Novozym® 435 [45]. The main objective of the present study is
thereforeto compare Novozym® 435 and TL-I150 in order to determine the optimal
operating conditions for enzymatic transesterification of lipids from olive oil (olive oil
has asimilar oil composition to microalgae Chlorella protothecoides) oil to minimize cost
of biodiesel production. Four parameters were tested: 1) type and concentration of lipase;
2) preincubation time of lipase; 3) temperatureand 4) MeOH/oil molar ratio.
51
3.4. Materials and methods 3.4.1 Materials Lipase from C. antarctica immobilized on acrylic resin (Novozym® 435, 10000 U g-1)
and lipase TL-I150 (3000 U g-1) were purchased from Sigma Aldrich. Standard mixtures
of FAMEs, p-nitrophenyl palmitate (pNPP), arabicgum, Triton X-100 solution, Tris-HCl
50 mM were purchased from Sigma Aldrich. Olive oil was 100 % pure extra virgin
(Selection). MeOH, NaOH, butanol, propane-2-ol and hexane were of analytical grade
from Sigma Aldrich.
3.4.2. Assay of lipase activity Lipasesactivity (Novozym® 435 and TL-I150) was measured using p-nitrophenyl
palmitate (pNPP) as substrate [135]. Solution 1 contains 450 mL of buffer solution (Tris-
HCl 50 mM, pH 8.0), Triton X-100 (20 mL) and gum arabic (0.5 g). Solution 2 contains
pNPP dissolved in propane-2-ol. Solution 3 was prepared by adding dropwise 1 mL of
solution 1 to 9 mL of solution 2. The reaction mixture was prepared by adding 900 µL of
the solution 3 and 100 µL of the diluted enzyme and then was preincubated at 25 °C.
After 30 min of preincubation, 200 µL of the mixture were added to 3 mL of NaOH
solution (0.5 M). The p-nitrophenol liberated was measured by absorbance at 410 nm
with a UV-VIS spectrophotometer Ultrospect 2100 Pro (GE Healthcare Life Science).
One enzymatic unit was defined as 1 µmol of p-nitrophenol liberated per minute per mg
of enzyme under experimental conditions.
3.4.3. Analytical method The transformation of fatty acids into alkyl esters was monitored using a G1800A
Hewlet-Packard gas chromatograph, equipped with an electron ionization detector. A HP-
Innowax (PEG) 30 m column, with an inner diameter of 0.25 mm and a film thickness of
0.5 mm was employed for FAME analysis. The column temperature was set at 230 °C.
The mobile phase was Helium. The composition in fatty acidsof olive oil was determined
and the acid value (free fatty acid index) was calculated (according to the AOCS
methods). FAMEs chosen for the analysis of yield reactionwere: C16:0, methyl palmitate,
52
C18:0, methyl stearate, C18:1, methyl oleate and C18:2, methyl linoleate [136].
The FAME yield was calculated according to the following equation
% / % /
∗ 100 % /
The theoretical FAME yield was calculated according to composition in fatty acids of
olive oil and real FAME yield was calculated according to the FAME chromatographic
detection in samples.
3.4.4. Experimental setup The transesterification reaction was performed in a batch reactor. The 15 mL reactor
consistedof a glass vial provided with a screw cap silicone-seal. The glass vial was
immersed in a temperature controlled bath (AC100-240 OMRON). A magnetic stirring
system for agitation was used (Thermo-scientific BUS152). Mixture reaction of about
5 mL was used for all assays.
3.4.5. Enzymatic transesterification reaction In order to carry out experiments, 5 mL of olive oil was put into the glass vial. MeOH
was added to the system reaction, the temperature was stabilized and the lipase was
added. The types of catalyst were lipase Novozym® 435 (10000 U g-1) and lipase TL-
I150 (3000 U g-1). The concentration of enzyme, calculated as a function of mass
substrate (olive oil), was varied between 7 and 14 % (w/woil). The agitation rate was 150
rpm for all reactions. The molar ratios of MeOH/oil were 3:1 and 4:1. Temperature was
varied between 25 and 50 °C and the time of reaction was of 24 h. The biodiesel
production was monitored by extracting 4 samples (25 µL) of the reaction mixture. All
reactions were performed at least in triplicate.
3.5. Results and discussion 3.5.1. Catalyst type influence In enzymatic transesterification, immobilized enzymes are preferable to free enzymes due
to their resistance to deactivation caused by short chains alcohols (MeOH, ethanol) and
the sub-products of reaction (glycerol) and their capacity to be reused [63, 64]. Lipase
53
Novozym® 435 is a lipase usually employed for enzymatic transesterification in
biodiesel production [137]. In this study, enzymatic transesterification of olive oil in the
presence of MeOH and Novozym® 435 was optimized in order to compare its
performance with the lipase TL-I150. The optimized process based on Novozym® 435 as
catalyst resulted in a maximum FAME yield of 91 % (w/w) with a reaction time of 24 h,
atemperature of 40 °C, an agitation of 150 rpm, a MeOH/oil molar ratio of 3:1 and an
enzyme concentration of 14 % (w/woil) (data not shown). Temperature and agitation
issued from the optimized process based on Novozym® 435 were chosen for the
enzymatic transesterification of a combination of non-selective lipases Novozym® 435
and TL-I150. Works on the reaction of enzymatic transesterification of vegetal oil in
presence of MeOH (molar ratios of 4 – 24:1) and a combination of Novozym® 435 and
T. lanuginosus were reported [64, 130, 70]. From an economical point of view, high
concentration of catalysts is not recommended. Thus, for this study, a moderate
concentration of catalyst (7 % w/woil) was chosen. Combination (Table 3.1) of both
enzymes from 0 to 7 % (w/woil) was used in order to compare the influence of the 2
lipases concentration on the FAME yield.
Table 3.1: Concentrations of Novozym® 435 and TL I150 for enzymatic transesterification.
Lipase Combination 1
(%w/woil)
Combination 2
(%w/woil)
Combination 3
(%w/woil)
Combination 4
(%w/woil)
Combination 5
(%w/woil)
Novozym® 435 7 5 3.5 2 0
TL I150 0 2 3.5 5 7
The FAME yield was monitored at 2, 4, 8, 12 and 24 h of reaction time. Figure 3.1
presents the percentage of FAME yield obtained for all combinations as a function of the
reaction time. The highest FAME yield (81 % w/w) was obtained with TL-I150 used
alone (combination 5). Moreover, no combination of both lipases was better than using
just the TL-I150 alone.
54
Figure 3.1: Catalyst type influence on FAME yield as a function of reaction time.
Conditions: 40°C, 150 rpm, MeOH/oil molar ratio = 3:1, enzyme concentration of
7 % (w/woil).
Figure 3.1 also shows that increasing concentration of lipase TL-I150 from 0 to
7 % (w/woil) gives an increase in FAME yield.The increase of concentration of TL-I150
in the combination of both enzymes increases the FAME yield.After 8 h of reaction time,
using Novozym® 435 alone (combination 1), FAME yield was 28 % (w/w) while it was
of 75 % (w/w) using TL-I150 alone (combination 5). The TL-I150 gives both high FAME
yield and a good benefit to cost ratio because it is less expensive than Novozym® 435.
Consequently, lipase TL-I150 was used for future reactions. The yield of FAME
increased with the reaction time up to 10-15 h then remained stable for all the enzyme
combination.
3.5.2. Influence of temperature The enzymes (free or immobilized) are very sensitive to the temperature of reaction
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25 30
Yield of FA
ME (%
w/w
)
Reaction time (h)
Combination 1
Combination 2
Combination 3
Combination 4
Combination 5
55
[67].It is crucial to establish the optimum temperature value for the enzymatic
transesterification because at an optimal temperature, enzymes exhibit maximum activity
[67, 81]. In enzymatic transesterification, the optimal temperature could increase
transesterification rate and FAME yield. Optimal temperature depends on factors like: the
type of enzymes, substrates and operational conditions. Usually the increasing of
temperature produces a denaturation of the enzymes [67]. High temperatures could
produce conformational changes in active site of enzymes. However, immobilization
increases the thermal stability of enzymes [80].
The temperature effect on the enzymatic transesterification reaction was examined in the
range varying between 25 to 50 °C. The experiments were conducted under the following
conditions: agitation 150 rpm, MeOH/oil molar ratio of 3:1 and a concentration of
enzyme TL-I150 of 7 % (w/woil). The FAME yield as a function of reaction time for 4
temperatures is shown on Figure 3.2.
Figure 3.2: Temperature influence on FAME yield as a function of reaction time.
Conditions: 150 rpm, MeOH/oil molar ratio = 3:1, enzyme concentration (TL I150) of
7 % (w/woil).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15 20 25 30
Yield of FA
ME (%
w/w
)
Reaction time (h)
T= 25°C
T= 30°C
T= 40°C
T= 50°C
56
Maximum FAME yield of 91 % (w/w) was achieved after 8 h at 25 °C. The temperature
had an influence on the lipase activity of TL-I150. Increasing temperature from 25 to
50 °Cresulted in a decrease of FAME yield (36 % w/w). Nevertheless, the lipase seems to
be thermally stable from 25 to 40 °C, but the transesterification rate reaches a maximum
at approximately 25 °C. For reaction times varying between 0 and 8 h, the enzyme TL-
I150 showed a good stability and demonstrated a high FAME yield at ambient
temperature (25 °C), which is good from an economical point of view.
3.5.3. Lipase preincubation influence In order to increase enzymatic transesterification reaction performance, the technique of
enzyme preincubation was assessed. The enzyme is preincubated in a solution containing
a cosolvent, an alkyl ester, the substrate or a combination of them, while avoiding the
deactivation caused by the alkyl acceptor. If the enzyme is preincubated with a solvent a
washing process is required, while if the substrate is employed no washing step is used.
The enzyme preincubation allows a better contact between substrate and the active site of
enzyme. Thus when the complex enzyme-substrate makes contact with MeOH, the initial
transesterification rate is higher [11]. Besides, the preincubation technique decreases the
deactivation effect resulting from the presence of the alcohol. Early works on the
enzymatic transesterification reaction of vegetal oil in presence of MeOH using a
preincubated enzyme process (Novozym® 435) were reported, the enzyme preincubation
causes an increase on the transesterification reaction rate [11, 12]. In the present study,
the enzyme TL-I150 was preincubated in olive oil during 2, 4 and 6 h, in order to
evaluate the influence of preincubation time on the FAME yield; the preincubation
temperature was 25 °C, the agitation was 150 rpm and the concentration of enzyme was
7 % (w/woil). The influence of the preincubation time on the evolution of FAME yield is
shown in Figure 3.3.
57
Figure 3.3: Lipase preincubation influence on FAME yield as a function of reaction time.
Reaction conditions: 25 °C, 150 rpm, enzyme concentration (TL I150) of 7 % (w/woil),
MeOH/oil molar ratio = 3:1.
The preincubation of enzyme with substrate produces a significant increase in the
substrate conversion rate. After 0.5 hours, the preincubated enzyme produces a FAME
yield at least 2.4 times higher than the non-preincubated enzyme. In fact, the FAME yield
(82% w/w) obtained for non-preincubated enzyme in 4 h is reached by preincubated
enzyme in less than 2 h of reaction time. However, preincubation prevents the
inactivation of the enzyme due to the presence of glycerol and MeOH into the active site
of the enzyme. When the enzyme was preincubated during 2, 4 and 6 h, FAME yields of
90, 92 and 93 (% w/w) respectively were achieved. The preincubation times (2, 4, or 6 h)
give similar results in terms of FAME yield (89 ± 3 % w/w) superior to the FAME yield
obtained without enzyme preincubation.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5
Yield of methyl esters (%
w/w
)
Reaction time (h)
Without preincubation
2h of preincubation
4h of preincubation
6h of preincubation
58
3.5.4. Methanol/oil molar ratio influence The alcohol plays a critical role in the enzymatic transesterification because most of
enzymes are very sensitive to the presence of alkyl acceptors like MeOH or ethanol.
Short chain alkyl acceptors like MeOH or ethanol are the strongest denaturing agents but
they are also the most used alcohols in enzymatic transesterification reaction for biodiesel
production because of price and availability [137]. The stoichiometric ratio of the
transesterification reaction is 3 moles of alcohol for 1 mole of oil (triglycerides)[115].
3 → 3
Usually when a MeOH/oil molar ratio higher than stoichiometric ratio is used,
deactivation of the catalyst takes place. However, some enzymes are resistant to the
presence of alcohol, thus excess of alcohol can be employed in enzymatic
transesterification reaction [125]. An excess of alcohol could increase the FAME yield.
High FAME yields were reported in previous studies on the reaction of enzymatic
transesterification of vegetal oil in presence of Novozym® 435 and an excess of MeOH
[74, 125].
In the present study, MeOH/oil molar ratio of 3:1 and 4:1 were used in order to evaluate
the enzyme resistance to the presence of an excess of MeOH, agitation was 150 rpm, the
concentration of enzyme was 7 % (w/woil) and temperature was 25 °C. Figure 3.4 shows
the influence of MeOH/oil molar ratio on the FAME yield, the medium reaction being
free of organic solvent.
The enzyme TL-I150 is sensitive to the presence of an excess of MeOH (Figure 3.4). At a
reaction time of 4 h, when the MeOH/oil molar ratio of 4:1 (27 % w/w) was used, the
FAME yield was 3 times lower compared to the stoichiometric MeOH/oil molar ratio of
3:1 (82 % w/w). From a kinetic point of view, the reaction with an excess of alcohol is
slower and the FAME yield is lower. Consequently, MeOH/oil molar ratio of 5:1 was not
assessed.
59
Figure 3.4 : MeOH/oil molar ratio influence on FAME yield as a function of reaction
time. Conditions: 25 °C, 150 rpm, enzyme concentration (TL I150) of 7 % (w/woil).
3.6. Conclusion Enzymatic transesterification of olive oil in the presence of MeOH and two non-selective
lipases: Novozym® 435 and TL-I150 was performed in order to compare lipases and
standardize the process. The most important conclusions are:
1) In the comparative study of both lipases, TL-I150 proved to be more efficient in
terms of transesterification of fatty acids and FAME yield compared with
Novozym® 435, 48 and 81 (% w/w), respectively, under the same operating
conditions.
2) Optimal temperature of transesterification of olive oil in the presence of MeOH
and TL-I150 is 25°C; this means that enzymatic production of biodiesel using TL-
I150 is not expensive in terms of energy supply.
3) Preincubation technique is very effective to reduce reaction time and to increase
FAME yield. At a reaction time of 30 min withthe enzyme TL-I150 preincubated
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 1 2 3 4 5
Yield of methyl esters (%
w/w
)
Reaction time (h)
MeOH/oil molar ratio = 3:1
MeOH/oil molar ratio = 4:1
60
during 2, 4 or 6 h, FAME yield increases at least 2.4 times compared with the
non-preincubated enzyme.
4) As a result of the standardization process of the enzymatic transesterification of
olive oil in presence of MeOH and TL-I150, reaction time was reduced from 24 to
4 h compared to the literature data.
5) In thestandardization process, a FAME yield of 92 % (w/w) was achieved after
4 h of reaction, enzyme preincubation time of 6 h, temperature of 25°C, agitation
of 150 rpm, MeOH/oil molar ratio of 3:1and enzyme (TL-I150) concentration of
7 % (w/woil); the medium reaction beingfree of organic solvent.
6) Enzymatic production of biodiesel using TL-I150 is very encouraging for
commercial application because ofa short reaction time (about 4 h), a low
concentration of enzyme (7% w/woil) and a high FAME yield (92 % w/w).
3.7. Acknowledgements Michèle Heitz would like to acknowledge the « Fonds de Recherche du Québec -Nature
et Technologies (FQRNT) » for its financial support to theproject entitled Phytodiesel:
une nouvelle énergie verte pour le Québec.
61
CHAPITRE 4 CONCLUSION GÉNÉRALE
Dans cette étude, 2 enzymes ont été testées et comparées lors de la production de
biodiesel à partir d’huile d’olive et des conditions d’opérations standardisées pour le
procédé de transestérification enzymatique ont été établies. La lipase Immobead 150 a
permis d’obtenir un rendement élevé en esters méthyliques lors de la production de
biodiesel à partir de l’huile d’olive en présence de méthanol. La température de réaction
(25°C) est également très attrayante d’un point de vue énergétique. Un autre paramètre
important est le temps de réaction (4 h). Généralement, les réactions de transestérification
d’huiles lors de la production de biodiesel sont longues (entre 24 et 48 h). En utilisant des
techniques d’optimisation telle que la préincubation de l’enzyme dans le substrat, un
rendement en esters alkyliques de 92 % (m/m) a été obtenu en seulement 4 h de réaction
à partir d’huile d’olive. Le milieu réactionnel était exempt de solvants organiques, ce qui
rend le procédé plus écologique. Étant donné que la production de biodiesel à partir
d’huiles de microalgues au niveau industriel est encore un sujet de recherche et que la
composition en acides gras de l’huile d’olive est similaire à celle de l’huile de microalgue
Chlorella protothecoides, ce travail apporte des informations essentielles pour toute
recherche portant sur la production de biodiesel à partir d’huiles issues de la microalgue
Chlorella protothecoides.
62
LISTE DE RÉFÉRENCES
1. Gui, M.M., Lee, K.T., Bhatia, S., (2008). Feasibility of edible oil vs. non-edible oil vs. waste edible oil as biodiesel feedstock. Energy, volume 33, n° 1, p. 1646-1653.
2. Miao, X., Wu, Q., (2006). Biodiesel production from heterotrophic microalgal oil. Bioresource Technology, volume 97, n° 6, p. 841-846.
3. Cheng, Y., Lu, Y., Gao, C., Wu, Q., (2009). Alga-based biodiesel production and optimization using sugar cane as the feedstock. Energy and Fuels, volume 23, n° 8, p. 4166-4173.
4. Xiong, W, Li, X., Xiang, J., Wu, Q., (2008). High-density fermentation of micro-alga Chlorella protothecoides in bioreactor for microbio-diesel production. Ap-plied Microbiology and Biotechnology, volume 78, n° 1, p. 29-36.
5. Ehteshami, F., Christianus, A., Rameshi, H., Harmin, S.A., Saad, C.R., (2011). Proximate and fatty acid composition of the gonads of wild versus hatchery-conditioned Pinctada margaritifera broodstock. Aquaculture Nutrition, volume 17, n° 3, p. e675-e682.
6. Nationmaster. (2009). Oil Consumption.Million tonnes (most recent) by coun-try.Energy Statistic.http://www.nationmaster.com/graph/ene_oil_con-energy-oil-consumption. [page consultée le6 mai 2011].
7. Fairless, D., (2007). Biofuel: the little shrub that could--maybe. Nature, volume
449, n° 7163, p. 652-655.
8. Chisti, Y., (2007). Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances, volume 25, n° 3, p. 294-306.
9. Jatropha World. (2011). Castor bean - a fuel source for the future.Jatropha World.www.jatrophabiodiesel.org/castor/index.php [page consultée le 5 mai 2011].
10. Robles-Medina, A., González-Moreno, P.A., Esteban-Cerdán, L., Molina-Grima, E., (2009). Biocatalysis: Towards ever greener biodiesel production. Biotechnolo-gy Advances, volume 27, n° 4, p. 398-408.
11. Lai, C., Zullaikah, S., Vali, S.R., Ju, Y., (2005). Lipase-catalyzed production of
biodiesel from rice bran oil. Journal of Chemical Technology and Biotechnology, volume 80, n° 3, p. 331-337.
12. Samukawa, T., Kaieda, M., Matsumoto, T., Ban, K., Kondo, A., Shimada, Y., No-
da, H., Fukuda, H., (2000). Pretreatment of immobilized Candida antarctica li-
63
pase for biodiesel fuel production from plant oil. Journal of Bioscience and Bio-engineering, volume 90, n° 2, p. 180-183.
13. Nikiema, J., Heitz, M. (2008). Biodiesel. I. Characteristics, assets and limitations -
A synthesis, Canadian Journal of Civil Engineering, volume 35, n° 1, p. 95-106.
14. Sahoo, P. K., Das, L.M., Babu, M.K.G., Naik, S.N., (2007). Biodiesel develop-ment from high acid value polanga seed oil and performance evaluation in a CI engine. Fuel, volume 86, n° 3, p. 448-454.
15. Demirbas, A., (2008). Relationships derived from physical properties of vegetable
oil and biodiesel fuels. Fuel, volume 87, n° 8-9, p. 1743-1748.
16. Pereira, R.G., Oliveira, C.D., Oliveira, J.L., Oliveira, P.C.P., Fellows, C.E., Piam-ba, O.E., (2007). Exhaust emissions and electric energy generation in a stationary engine using blends of diesel and soybean biodiesel. Renewable Energy, volume 32, n° 14, p. 2453-2460.
17. Qi, D.H., Chen, H., Geng, L.M., Bian, Y.Z., Ren, X.C., (2010). Performance and
combustion characteristics of biodiesel-diesel-methanol blend fuelled engine. Ap-plied Energy, volume 87, n° 5, p. 1679-1686.
18. Kulkarni, M.G., Dalai, A.K., Bakhshi, N.N., (2007). Transesterification of canola
oil in mixed methanol/ethanol system and use of esters as lubricity additive. Bio-resource Technology, volume 98, n° 1, p. 2027-2033.
19. Srivastava, A., Prasad, R., (2000). Triglycerides-based diesel fuels. Renewable &
Sustainable Energy Reviews, volume 4, n° 2, p. 111-133.
20. Exxonmovil (2010). Annual report 2010, Taking on the world’s toughest energy challenges Exxon movil. http://corporate.exxonmobil.com/search?search=Taking%20on%20the%20world%u2019s%20toughest%20energy%20challenges%20 [page consultée le5 mai 2012].
21. Eur-Lex. (2009). Directive 2009/28/cedu parlement européen et du conseil du 23 avril 2009 relative à la promotion de l’utilisation de l’énergie produite à partir de sources renouvelables et modifiantes puis abrogeant les directives 2001/77/CE et 2003/30/CE. Official Journal of the European Union. www.eur/lex.europa.eu/LexUriServ_exUriServ.do?uri=OJ:L:2009_140:0016:0062:fr:PDF [page consultée le 6 mai 2011]
22. Nextfuel. (2006). Argentina's congress, Loi 26.093. Regimen de regulacion y promocion para la producción y uso sustentable de biocombustibles. Nextfuel, Portal news and information on renewable energy. www.biodiesel.com.ar/legislacion-sobre-biodiesel [page consultée le 5 mai 2011]
64
23. Biodiesel Magazine. (2010). Global biodiesel production and market report Sep-tember 01, 2010. Biodiesel Magazine www.biodieselmagazine.com/articles/4447-global-biodiesel-production-and-market-report [page consultée le 7 mai 2011]
24. Ng, J., Ng, H.K., Gan, S. (2010). Recent trends in policies, socioeconomy and fu-ture directions of the biodiesel industry. Clean Technologies and Environmental Policy, volume 12, n° 3, p. 213-238.
25. Lin, L., Cunshan, Z., Vittayapadung, S., Xiangqian, S., Mingdong, D., (2011).
Opportunities and challenges for biodiesel fuel. Applied Energy, volume 88, n° 4, p.1020-1031.
26. Biodiesel Magazine. (2011). US, Argentina surge in world biodiesel production
rankings. Biodiesel Magazine. http://www.biodieselmagazine.com/articles/8254/us-argentina-surge-in-world-biodiesel-production-rankings [page consultée le mai 2013]
27. Tomei, J. et Upham, P. (2011). Argentine clustering of soy biodiesel production: The role of international networks and the global soy oil and meal markets. Open Geography Journa, n° 4, p. 45-54.
28. Johnston, M. et Holloway, T. (2007). A global comparison of national biodiesel
production potentials, Environmental Science and Technology, volume 41, n° 23, p. 7967-7973.
29. Knothe, G., (2005). Dependence of biodiesel fuel properties on the structure of
fatty acid esters. Fuel Processing Technology, volume 86, n° 10, p. 1059-1070.
30. Vlad, E., Bildea, C.S., Pleşu, V., Marton, G., Bozga, G., (2010). Process design of biodiesel production from rapeseed oil. Chemical Engineering Transactions, n° 21, p.1267-1272.
31. Pinzi, S., Gandía, L.M., Arzamendi, G., Ruiz, J.J., Dorado, M.P., (2011). Influ-
ence of vegetable oils fatty acid composition on reaction temperature and glycer-ides conversion to biodiesel during transesterification. Bioresource Technology, volume 102, n° 2, p. 1044-1050.
32. Siddiqui, M., Kumar, A., Farooqui, A., Kesari, K., Arif, J. (2011). Biodiesel pro-
duction from crude oil of jatropha curcas and Pongamia pinnata by transesterifi-cation process. International Journal of Oil, Gas and Coal Technology, volume 4, n° 2, p. 192-206.
33. Pc, (2003). Report of the Committee on the Development of Bio-fuel. Planning
Commission.Planning commission, Government of India, New Delhi. http://planningcommission.gov.in/reports/genrep/cmtt_bio.pdf [page consultée lemai 2011]
65
34. Khani, M., Awang, R.M., Omar, D., Rahmani, M., Rezazadeh, S., (2011).Tropical medicinal plant extracts against rice weevil, Sitophilus oryzae L. Journal of Me-dicinal Plant Research,volume 5, n° 2, p. 259-265.
35. Miao, X., Wu, Q., (2004). High yield bio-oil production from fast pyrolysis by metabolic controlling of Chlorella protothecoides. Journal of Biotechnology, vol-ume 110, n° 1, p. 85-93.
36. Huang, J.J., Cheung, P.C., (2011). +UVA treatment increases the degree of unsatu-
ration in microalgal fatty acids and total carotenoid content in Nitzschia closteri-um (Bacillariophyceae) and Isochrysis zhangjiangensis (Chrysophyceae). Food Chemistry, volume 129, n° 3, p. 783-791.
37. Mata T., Martins A., Caetano N., (2010).Microalgae for biodiesel production and
other applications: A review. Renewable and Sustainable Energy Reviews, n° 14, p. 217–232.
38. Chen, C., Yeh, K., Aisyah, R., Lee, D., Chang, J. (2011). Cultivation, photobiore-
actor design and harvesting of microalgae for biodiesel production: A critical re-view. Bioresource Technology, volume 102, n° 1, p. 71-81.
39. Heredia-Arroyo, T., Wei, W., Hu, B. (2010). Oil accumulation via heterotro-phic/mixotrophic Chlorella protothecoides. Applied Biochemistry and Biotech-nology, volume 162, n° 7, p. 1978-1995.
40. Lu, Y., Zhai, Y., Liu, M., Wu, Q., (2010). Biodiesel production from algal oil us-
ing cassava (Manihot esculenta crantz) as feedstock. Journal of Applied Phycolo-gy, volume 22, n° 5, p. 573-578.
41. Cheng, Y., Zhou, W., Gao, C., Lan, K., Gao, Y., Wu, Q., (2009). Biodiesel produc-
tion from Jerusalem artichoke (Helianthus Tuberosus L.) tuber by heterotrophic microalgae Chlorella protothecoides. Journal of Chemical Technology and Bio-technology, volume 84, n° 5, p. 777-781.
42. Soyinfo C., (2007). History of Soybean Crushing: Soy Oil and Soybean Meal - Part 1. Soyinfo Center.www.soyinfocenter.com/HSS/soybean-crushing1.php [page consultée leJuin 2011]
43. Zhao, J., Becker, H.C., Zhang, D., Zhang, Y., Ecke, W., (2006). Conditional QTL mapping of oil content in rapeseed with respect to protein content and traits relat-ed to plant development and grain yield. Theoretical and Applied Genetics, vol-ume113, n° 1, p. 33-38
44. Nextfuel. (2010). Oil Fox S.A. Fox opened its plant in biodiesel from algae. Nextfuel. http://biodiesel.com.ar/3966/oil-fox-s-a-inauguro-su-planta-de-biodiesel-a-partir-de-algas [page consultée le 7 Juin 2011]
66
45. Andrade, J.E., Pérez, A., Sebastian, P.J., Eapen, D. (2011). A review of bio-diesel production processes. Biomass and Bioenergy, volume 19, n° 3, p. 1008-1020.
46. Leung, D.Y.C., Wu, X., Leung, M.K.H., (2010). A review on biodiesel production
using catalyzed transesterification. Applied Energy, volume 87, n° 4, p. 1083-1095.
47. Koh, M.Y., Mohd. Ghazi, T.I., (2011). A review of biodiesel production from
Jatropha curcas L. oil. Renewable and Sustainable Energy Reviews,volume 15, n° 5, p. 2240-2251
48. Leung, D.Y.C., Guo, Y., (2006). Transesterification of neat and used frying oil:
Optimization for biodiesel production. Fuel Processing Technology, volume 87, n° 10, p. 883-890.
49. Kumar Tiwari, A., Kumar, A., Raheman, H., (2007). Biodiesel production from
jatropha oil (Jatropha curcas) with high free fatty acids: An optimized process. Biomass and Bioenergy, volume 31, n° 8, p. 569-575.
50. Narasimharao, K., Brown, D.R., Lee, A.F., Newman, A.D., Siril, P.F., Tavener,
S.J., Wilson, K., (2007). Structure-activity relations in Cs-doped heteropolyacid catalysts for biodiesel production. Journal of Catalysis, volume 248, n° 2, p. 226-234.
51. Arzamendi, G., Arguiñarena, E., Campo, I., Zabala, S., Gandía, L. M. (2008). Al-
kaline and alkaline-earth metals compounds as catalysts for the methanolysis of sunflower oil. Catalysis Today, volume 133-135, n° 1-4, p. 305-313.
52. Vicente, G., Martínez, M., Aracil, J., (2004). Integrated biodiesel production: A
comparison of different homogeneous catalysts systems. Bioresource Technolo-gy, volume 92, n° 3, p. 297-305.
53. Huang, G., Chen, F., Wei, D., Zhang, X., Chen, G., (2010). Biodiesel production
by microalgal biotechnology. Applied Energy, volume 87, n° 1, p. 38-46.
54. Turkay, S., Civelekoglu, H., (1991). Deacidification of sulfur olive oil. I. Single-stage liquid-liquid extraction of miscella with ethyl alcohol. Journal of the Ameri-can Oil Chemists Society, volume 68, n° 2, p. 83-86.
55. Pina, C.G., Meirelles, A.J.A., (2000). Deacidification of corn oil by solvent ex-
traction in a perforated rotating disc column. JAOCS, Journal of the American Oil Chemists' Society, volume 77, n° 5, p. 553-559.
56. Wang, Y., Ou, S., Liu, P., Xue, F., Tang, S., (2006). Comparison of two different processes to synthesize biodiesel by waste cooking oil. Journal of Molecular Ca-talysis A: Chemical, volume 252, n° 1-2, p. 107-112.
67
57. Miao, X., Li, P., Li, R., Zhong, J., (2011). In situ biodiesel production from fast-
growing and high oil content Chlorella pyrenoidosa in rice straw hydrolysate. Journal of Biomedicine and Biotechnology, 2011.
58. Shuit, S.H., Lee, K.T., Kamaruddin, A.H., Yusup, S., (2009). Reactive extraction
and in situ esterification of jatropha curcas L. seeds for the production of bio-diesel. Fuel, volume 89, n° 2, p. 527-530.
59. Goff, M.J., Bauer, N.S., Lopes, S., Sutterlin, W.R., Suppes, G.J., (2004). Acid-
catalyzed alcoholysis of soybean oil. JAOCS, Journal of the American Oil Chem-ists' Society, volume 81, n° 4, p. 415-420.
60. Shimada, Y., Watanabe, Y., Sugihara, A., Tominaga, Y., (2002). Enzymatic alco-
holysis for biodiesel fuel production and application of the reaction to oil pro-cessing. Journal of Molecular Catalysis - B Enzymatic,volume17, n° 3-5, p. 133-142.
61. Linko, Y., Lämsä, M., Wu, X., Uosukainen, E., Seppälä, J., Linko, P., (1998). Bio-
degradable products by lipase biocatalysis. Journal of Biotechnology, volume66, n° 1, p. 41-50.
62. Salis, A., Pinna, M., Monduzzi, M., Solinas, V., (2005). Biodiesel production from
triolein and short chain alcohols through biocatalysis. Journal of Biotechnology, volume119, n° 3, p. 291-299.
63. Watanabe, Y., Pinsirodom, P., Nagao, T., Yamauchi, A., Kobayashi, T., Nishida,
Y., Takagi, Y., Shimada, Y., (2007). Conversion of acid oil by-produced in vegeta-ble oil refining to biodiesel fuel by immobilized Candida antarctica lipase. Jour-nal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, volume 44, n° 3-4, p. 99-105.
64. Wang, L., Du, W., Liu, D., Li, L., Dai, N., (2006). Lipase-catalyzed biodiesel pro-
duction from soybean oil deodorizer distillate with absorbent present in t-butanol system. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, volume 43, n° 1-4, p. 29-32.
65. Szczesna Antczak, M., Kubiak, A., Antczak, T., Bielecki, S., (2009). Enzymatic
biodiesel synthesis - Key factors affecting efficiency of the process. Renewable Energy, volume 34, n° 5, p. 1185-1194.
66. Raita, M., Champreda, V., Laosiripojana, N., (2010). Biocatalytic ethanolysis of
palm oil for biodiesel production using microcrystalline lipase in tert-butanol sys-tem. Process Biochemistry, volume 45, n° 6, p. 829-834.
68
67. Chattopadhyay, S., Karemore, A., Das, S., Deysarkar, A., Sen, R. (2011). Biocata-lytic production of biodiesel from cottonseed oil: Standardization of process pa-rameters and comparison of fuel characteristics. Applied Energy, volume 88, n° 4, p. 1251-1256.
68. Hama, S., Yamaji, H., Fukumizu, T., Numata, T., Tamalampudi, S., Kondo, A., Noda, H., Fukuda, H., (2007). Biodiesel-fuel production in a packed-bed reactor using lipase-producing Rhizopus oryzae cells immobilized within biomass support particles. Biochemical Engineering Journal, volume 34, n° 3, p. 273-278.
69. Séverac, E., Galy, O., Turon, F., Monsan, P., Marty, A., (2011). Continuous lipase-catalyzed production of esters from crude high-oleic sunflower oil. Bioresource Technology, volume 102, n° 8, p. 4954-4961.
70. Li, L., Du, W., Liu, D., Wang, L., Li, Z., (2006). Lipase-catalyzed transesterifica-
tion of rapeseed oils for biodiesel production with a novel organic solvent as the reaction medium. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, volume 43, n° 1-4, p. 58-62.
71. Encinar, J.M., González, J.F., Martínez, G., Román, S. (2010). Biodiesel by en-
zymatic transesterification of sunflower oil with ethanol, Journal of Biobased Ma-terials and Bioenergy, volume 4, n° 1, p. 87-94.
72. Li, X., Xu, H., Wu, Q. (2007). Large-scale biodiesel production from microalga
Chlorella protothecoides through heterotrophic cultivation in bioreactors. Bio-technology and Bioengineering, volume 98, n° 4, p. 764-771.
73. Liu, Y., Yan, Y., Xu, L., Duan, X., Tan, H. Zhang, X., (2010). Enzymatic trans-
esterification for biodiesel production from waste baked duck oil. International Conference on Mechanic Automation and Control Engineering, MACE2010, p. 3990-3993.
74. Royon, D., Daz, M., Ellenrieder, G., Locatelli, S., (2007). Enzymatic production
of biodiesel from cotton seed oil using t-butanol as a solvent. Bioresource Tech-nology, volume 98, n° 3, p. 648-653.
75. Li, Z., Deng, L., Lu, J., Guo, X., Yang, Z., Tan, T., (2010). Enzymatic synthesis of
fatty acid methyl esters from crude rice bran oil with immobilized Candida sp. 99-125. Chinese Journal of Chemical Engineering, volume 18, n° 5, p. 870-875.
76. Du, W., Xu, Y., Liu, D., (2003). Lipase-catalysed transesterification of soya bean oil for biodiesel production during continuous batch operation. Biotechnology and Applied Biochemistry, volume 38, n° 2, p. 103-106.
69
77. Yücel, Y., Demir, C., Dizge, N., Keskinler, B., (2011). Lipase immobilization and production of fatty acid methyl esters from canola oil using immobilized lipase. Biomass and Bioenergy, volume 35, n° 4, p. 1496-1501.
78. Xu, Y., Du, W., Liu, D., Zeng, J., (2003). A novel enzymatic route for biodiesel
production from renewable oils in a solvent-free medium. Biotechnology Let-ters, volume 25, n° 15, p. 1239-1241.
79. Du, W., Xu, Y., Liu, D., Zeng, J., (2004). Comparative study on lipase-catalyzed
transformation of soybean oil for biodiesel production with different acyl accep-tors. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, volume 30, n° 3-4, p. 125-129.
80. Iso, M., Chen, B., Eguchi, M., Kudo, T., Shrestha, S., (2001). Production of bio-
diesel fuel from triglycerides and alcohol using immobilized lipase. Journal of Molecular Catalysis - B Enzymatic, volume 16, n° 1, p. 53-58.
81. Sanchez, F., Vasudevan, P.T., (2006). Enzyme catalyzed production of biodiesel
from olive oil. Applied Biochemistry and Biotechnology,volume135, n° 1, p. 1-14
82. Shuler M., Kargi F. (2002). Bioprocess EngineeringPrentice-Hall, Inc. Basic con-cepts Second Edition, p. 285.
83. Kaieda, M., Samukawa, T., Matsumoto, T., Ban, K., Kondo, A., Shimada, Y., No-da, H., Nomoto, F., Ohtsuka, K., Izumoto, E., Fukuda, H., (1999). Biodiesel fuel production from plant oil catalyzed by Rhizopus oryzae lipase in a water-containing system without an organic solvent. Journal of Bioscience and Bioengi-neering, volume 88, n° 6, p. 627-631.
84. Guan, F., Peng, P., Wang, G., Yin, T., Peng, Q., Huang, J., Guan, G., Li, Y., (2010). Combination of two lipases more efficiently catalyzes methanolysis of soybean oil for biodiesel production in aqueous medium. Process Biochemistry, volume 45, n° 10, p. 1677-1682.
85. Nie, K., Xie, F., Wang, F., Tan, T., (2006). Lipase catalyzed methanolysis to pro-duce biodiesel: Optimization of the biodiesel production. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, volume 43, n° 1-4, p. 142-147.
86. Watanabe, Y., Shimada, Y., Sugihara, A., Tominaga, Y., (2001). Enzymatic con-version of waste edible oil to biodiesel fuel in a fixed-bed bioreactor. JAOCS, Journal of the American Oil Chemists' Society, volume 78, n° 7, p. 703-707.
87. Shimada, Y., Watanabe, Y., Samukawa, T., Sugihara, A., Noda, H., Fukuda, H., Tominaga, Y., (1999). Conversion of vegetable oil to biodiesel using immobilized Candida antarctica lipase. JAOCS, Journal of the American Oil Chemists' Socie-ty, volume 76, n° 7, p. 789-793.
70
88. Ramadhas, A.S., Jayaraj, S., Muraleedharan, C., (2005). Biodiesel production from high FFA rubber seed oil. Fuel,volume84, n° 4, p. 335-340
89. NBB. (2005). U.S. Navy Calls for Broad Use of Biodiesel at Navy and Marine Facilities New B20 Policy Will Lead to Greater Use of Domestically Produced Alternative Fuel.National Biodiesel Board. www.soygold.com/news-20050317_navy_policy.pdf[page consultée le 10 mai 2011].
90. Biodiesel Magazine. (2005). Brésil: Presidência da República Casa Civil Sub-chefia para Assuntos Jurídicos LEI No 11.097, DE 13 DE JANEIRO DE 2005.National Program for Biodiesel Production and use Standards and Legisla-tion on Biodiesel.Biodiesel Magazine.www.biodiesel.gov.br/docs-lei11097_13jan2005.pdf[page consultée le 10 mai 2011]
91. Environement Canada (2006). Règlement fédéral sur les carburants renouvelables
principaux éléments et prochaine étape. Government of Canada, Ottawa. http://www.ec.gc.ca/lcpe/cepa-documents/consultations/cr_rf-presentation_elements_etapes-fra.pdf [page consultée le 10 mai 2011]
92. Jaocs. (2011). Oils and fats in the market place. Biodiesel. Journal of the ameri-can oil chemists’s society. www.lipidlibrary.aocs.org-market-biodiesel.htm [page consultée le 10mai 2011]
93. Eia. (2009). Monthly biodiesel production report December 2009.Energy Infor-mation Administration, Department of Energy. http://www.eia.gov/biofuels/biodiesel/production/ [page consultée le 8 mai 2011]
94. Renewable Energy Magazine. (2009). Brazil Ups Mandatory Biodiesel Blend to 5% in 2010. Renewable energy world. http://www.renewableenergyworld.com/rea/news/article/2009/10/brazil-ups-mandatory-biodiesel-blend-to-5-in-2010 [page consultée lemai 2011]
95. Cader.(2011). Fourth quarter 2010 report, State of the Argentine biodiesel indus-try. Camara Argentina de Energías Renovables.http://www.plateforme-biocarburants.ch/medias/index.php?geo=4&id=283 [page consultée le 7mai 2011]
96. Biodiesel Magazine. (2011). Gov't agencies project even higher prices for diesel, soy oil.Biodiesel Magazine.www.biodieselmagazine.com/articles-7695/govt-agencies-project-even-higher-prices-for-diesel-soy-oil [page consultée le 10 mai 2011]
97. Biodiesel Magazine. (2008). Continued Strength in Oil Prices. Biodiesel Maga-zine.www.biodieselmagazine.com/articles/2881/continued-strength-in-oil-prices [page consultée le 3 juin 2011]
71
98. Biodiesel Magazine. (2009). Winds of change: German biodiesel industry faces challenges. Biodiesel Magazine.www.biodieselmagazine.com/articles-3534/winds-of-change-german-biodiesel-industry-faces-challenges [page consul-tée le 5 mai 2011]
99. Indexmundi, (2009). Commodity Price Indices Sunflower oil monthly price. Bio-diesel Magazine http://www.indexmundi.com/commodities/?commodity=sunflower-oil [page con-sultée le 3 juin 2011]
100. Biodiesel Magazine. (2010). Mission triples jatropha oil sales to power co.Biodiesel Magazine http://www.biodieselmagazine.com/articles/4612/mission-triples-jatropha-oil-sales-to-power-co. [page consultée le 10 mai 2011]
101. Biodiesel Magazine. (2007). Budding Opportunities in Canola.Biodiesel Maga-zine.www.biodieselmagazine.com/articles/1431/budding-opportunities-in-canola [page consultée le 5 mai 2011]
102. Castoroil. (2010). Preview of comprehensive castor oil report 2010. Casto-roil.www.castoroil.in/downloads/castor_oil_report_preview-ebook.pdf [page con-sultée le 7 mai 2011]
103. Fao. (1999). Modern coconut management, palm cultivation and products. Food and Agriculture Organization of the United Nations. http://ecoport.org/ep?SearchType=earticleView&earticleId=127&page=1268 [page consultée le 7 mai 2012]
104. Indexmundi, (2009). Commodity Price Indices Coconut oil monthly price. In-dexmundi.http://www.indexmundi.com/commodities/?commodity=coconut-oil [page consultée le 20 juin 2011]
105. Yazdi, Z.K., Alemzadeh, I., (2011). Improvement of palm oil and sunflower oil blends by enzymatic interesterification. International Journal of Food Science and Technology, volume 46, n° 5, p. 1093-1099.
106. Day, A.G., Brinkmann, D., Franklin, S., Espina, K., Rudenko, G., Roberts, A., Howse, K.S., (2009). Safety evaluation of a high-lipid algal biomass from Chlo-rella protothecoides. Regulatory Toxicology and Pharmacology, volume 55, n° 2, p. 166-180.
107. Sydney, E.B., Da Silva, T.E., Tokarski, A., Novak, A.C., De Carvalho, J.C., Woiciecohwski, A.L., Larroche, C., Soccol, C.R., (2010). Screening of microalgae with potential for biodiesel production and nutrient removal from treated domestic sewage. Applied Energy, volume 88, n° 10, p. 3291-3294.
72
108. Rodolfi, L., Zittelli, G.C., Bassi, N., Padovani, G., Biondi, N., Bonini, G., Tredi-ci, M.R., (2009). Microalgae for oil: Strain selection, induction of lipid synthesis and outdoor mass cultivation in a low-cost photobioreactor. Biotechnology and Bioengineering, volume 102, n° 1, p. 100-112.
109. Martínez-Fernández, E., Acosta-Salmón, H., Southgate, P.C., (2006). The nutri-tional value of seven species of tropical microalgae for black-lip pearl oyster (Pinctada margaritifera, L.) larvae. Aquaculture, volume 257, n° 1-4, p. 491-503.
110. Rashid, U., Anwar, F., Moser, B.R., Ashraf, S., (2008). Production of sunflower oil methyl esters by optimized alkali-catalyzed methanolysis. Biomass and Bioen-ergy, volume 32, n° 12, p. 1202-1205.
111. Encinar, J.M., González, J.F., Rodríguez-Reinares, A., (2005). Biodiesel from used frying oil. Variables affecting the yields and characteristics of the biodiesel. Industrial and Engineering Chemistry Research,volume44, n° 15, p. 5491-5499
112. Puhan, S., Vedaraman, N., Ram, B.V.B., Sankarnarayanan, G., Jeychandran, K., (2005). Mahua oil (Madhuca Indica seed oil) methyl ester as biodiesel-preparation and emission characteristics. Biomass and Bioenergy, volume 28, n° 1, p. 87-93.
113. Muniyappa, P.R., Brammer, S.C., Noureddini, H., (1996). Improved conversion of plant oils and animal fats into biodiesel and co-product. Bioresource Technolo-gy, volume 56, n° 1, p. 19-24.
114. Karmee, S.K., Chadha, A., (2005). Preparation of biodiesel from crude oil of Pongamia pinnata. Bioresource Technology, volume 96, n° 13, p. 1425-1429.
115. Meher, L.C., Dharmagadda, V.S.S., Naik, S.N., (2006). Optimization of alkali-catalyzed transesterification of Pongamia pinnata oil for production of biodiesel. Bioresource Technology, volume 97, n° 12, p. 1392-1397.
116. Rashid, U., Anwar, F., (2008). Production of biodiesel through optimized alka-line-catalyzed transesterification of rapeseed oil. Fuel, volume 87, n° 3, p. 265-273.
117. Bo, X., Guomin, X., Lingfeng, C., Ruiping, W., Lijing, G. (2007). Transesterifi-cation of palm oil with methanol to biodiesel over a KF/Al2O3 heterogeneous base catalyst. Energy and Fuels,volume 21, n° 6, p. 3109-3112
118. Sun, H., Hu, K., Lou, H., Zheng, X., (2008). Biodiesel production from trans-esterification of rapeseed oil using KF/Eu2O3 as a catalyst. Energy and Fuels, volume 22, n° 4, p. 2756-2760.
73
119. Xie, W., Peng, H., Chen, L., (2006). Transesterification of soybean oil catalyzed by potassium loaded on alumina as a solid-base catalyst. Applied Catalysis A: General, volume 300, n° 1, p. 67-74.
120. Liu, X., Piao, X., Wang, Y., Zhu, S., (2008). Calcium ethoxide as a solid base catalyst for the transesterification of soybean oil to biodiesel. Energy and Fuels, volume 22, n° 2, p. 1313-1317.
121. Hameed, B.H., Lai, L.F., Chin, L.H., (2009). Production of biodiesel from palm oil (Elaeis guineensis) using heterogeneous catalyst: An optimized process. Fuel Processing Technology, volume 90, n° 4, p. 606-610.
122. Garcia, C.M., Teixeira, S., Marciniuk, L.L., Schuchardt, U., (2008). Transesteri-fication of soybean oil catalyzed by sulfated zirconia. Bioresource Technology, volume 99, n° 14, p. 6608-6613.
123. Wu, X.Y., Jääskeläinen, S., Linko, Y., (1996). An investigation of crude lipases for hydrolysis, esterification, and transesterification. Enzyme and Microbial Tech-nology, volume 19, n° 3, p. 226-231.
124. Yang, J., Zhang, B., Yan, Y., (2009).Cloning and expression of Pseudomonas fluorescens 26-2 lipase gene in Pichia pastoris and characterizing for transesteri-fication. Applied Biochemistry and Biotechnology, volume 159, n° 2, p. 355-365.
125. Köse, O., Tüter, M., Aksoy, H.A., (2002). Immobilized Candida antarctica li-pase-catalyzed alcoholysis of cotton seed oil in a solvent-free medium. Biore-source Technology, volume 83, n° 2, p. 125-129.
126. Talukder, M.M.R., Das, P., Fang, T.S., Wu, J.C., (2011). Enhanced enzymatic transesterification of palm oil to biodiesel. Biochemical Engineering Journal, volume 55, n° 2, p. 119-122.
127. Coggon, R., Vasudevan, P.T., Sanchez, F., (2007). Enzymatic transesterification of olive oil and its precursors. Biocatalysis and Biotransformation, volume 25, n°2-4, p. 135-143.
128. Modi, M.K., Reddy, J.R.C., Rao, B.V.S.K., Prasad, R.B.N., (2006). Lipase-mediated transformation of vegetable oils into biodiesel using propan-2-ol as acyl acceptor. Biotechnology Letters, volume 28, n°9, p. 637-640.
129. Watanabe, Y., Shimada, Y., Sugihara, A., Tominaga, Y. (2002). Conversion of degummed soybean oil to biodiesel fuel with immobilized Candida antarctica li-pase. Journal of Molecular Catalysis - B Enzymatic,volume17, n° 3-5, p. 151-155.
130. Rodrigues, A.R., Paiva, A., Da Silva, M.G., Simões, P., Barreiros, S. (2011). Continuous enzymatic production of biodiesel from virgin and waste sunflower
74
oil in supercritical carbon dioxide. Journal of Supercritical Fluids, volume 56, n° 3, p. 259-264.
131. Tongboriboon, K., Cheirsilp, B., H-Kittikun, A., (2010). Mixed lipases for effi-cient enzymatic synthesis of biodiesel from used palm oil and ethanol in a sol-vent-free system. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, volume 67, n° 1-2, p. 52-59.
132. Lee, J.H., Kim, S.B., Kang, S.W., Song, Y.S., Park, C., Han, S.O., Kim, S.W., (2011). Biodiesel production by a mixture of Candida rugosa and Rhizopus ory-zae lipases using a supercritical carbon dioxide process. Bioresource Technology, volume 102, n° 2, p. 2105-2108.
133. De Castro, E., Granhen, C.R., Itsuo, C., Rogério, M., Igarashi-Mafra, L. (2013). Adsorption of glycerol, monoglycerides and diglycerides present in biodiesel pro-duced from soybean oil. Environmental Technology (United Kingdom).
134. Nikiema, J., Heitz, M. (2008). Biodiesel. II. Production - A synthesis. Canadian Journal of Civil Engineering, volume 35, n°. 1, p. 107-117.
135. Vorderwulbecke, T., Kieslich, K., Erdmann, H. (1992). Comparison of lipases by different assays. Enzyme and Microbial Technology, volume 14, n° 8, p. 631-639.
136. Wawrzyniak, R., Wasiak, W., Fra̧ckowiak, M. (2005). Determination of methyl esters in diesel oils by gas chromatography - Validation of the method. Chemical Papers, volume 59, n° 6 B, p. 449-452.
137. Jegannathan, K.R., Abang, S., Poncelet, D., Chan, E.S., Ravindra, P. (2008). Production of biodiesel using immobilized lipase - A critical review. Critical re-views in biotechnology, volume 28, n° 4, p. 253-264.
