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Rapport de stage
Synthèse de composés permettant l’étude de systèmes de libération de
médicaments guidée par imagerie dans les tissus profonds
Anis HALLI
Sous la Responsabilité de : Pr. Hamid DHIMANE Dr. Peter I. DALKO
UMR 8601, Paris DESCARTES Laboratoire de Chimie et Biochimie Pharmacologiques et Toxicologiques
Année universitaire : 2013-2014 Master 1 de Chimie dirigée vers les Sciences du vivant Période: 24/03/2014-23/05/2014
Remerciements
Ce stage a été réalisé avec le concours d’une bourse de l’Imageries du Vivant (IDV) de USPC,
2014.
J’ai eu l’opportunité d’effectuer mon stage au sein du laboratoire de Chimie et Biochimie Pharmacologiques et Toxicologiques de l’Université Paris Descartes dirigé par le Dr. Francine ACHER. Je tiens donc à la remercier de m’avoir accueilli au sein de l’UMR. J’adresse également mes remerciements au professeur Hamid DHIMANE pour m’avoir accueilli au sein de son équipe. Je souhaitais remercier le Dr. Peter DALKO d’avoir pris de son temps pour m’expliquer en détail le projet qui m’était confié, mais également de m’avoir encadré et conseillé lors de ma présentation orale du projet au cours de ma première semaine de stage
Je tiens également à remercier tout particulièrement Petra DUNKEL, pour ses conseils avisés et pour l’aide qu’elle m’a apportée tout au long de mon stage, et particulièrement lors de mes premières manipulations. Je remercie également tous les membres de l’équipe du laboratoire pour leur accueil chaleureux et leur bonne humeur qui m’ont permis d’effectuer mon stage dans les meilleures conditions possibles.
Sommaire
Abréviations ............................................................................................................................................ 5
Introduction ............................................................................................................................................. 7
I. Présentation du projet ...................................................................................................................... 9
1. Première génération de composés photoactivables ..................................................................... 9
2. Seconde génération de composés photoactivables .................................................................... 10
II. Discussion de mes travaux ............................................................................................................ 14
1. Première séquence réactionnelle ............................................................................................... 14
a. Schéma général de la séquence ............................................................................................. 14
b. Détail de la séquence ............................................................................................................. 14
2. Seconde séquence réactionnelle ............................................................................................... 17
a. Schéma général de la séquence ............................................................................................. 17
b. Détail de la séquence ............................................................................................................. 17
3. Utilisation de ces molécules ...................................................................................................... 20
III. Partie expérimentale .................................................................................................................. 22
1. Première Séquence .................................................................................................................... 22
a. Synthèse de la pyridin-2-ylmethanol [2] ............................................................................... 22
b. Synthèse de l’anhydride (oxepane-2,7-dione) [3] ................................................................. 22
c. Synthèse de la 6-oxo-6-(pyridin-2-ylmethoxy)hexanoic acid [4] .......................................... 23
d. Synthèse de la pyridin-2-ylmethyl 6-chloro-6-oxohexanoate [5] .......................................... 24
e. Synthèse de la pyridin-2-ylmethyl 6,6-bis(bis((trimethylsilyl)oxy)phosphoryl)-6-((trimethylsilyl)oxy)hexanoate [6] ................................................................................................ 24
f. Synthèse de la (1-hydroxy-6-oxo-6-(pyridin-2-ylmethoxy)hexane-1,1-diyl)diphosphonic acid [7] .......................................................................................................................................... 25
g. Synthèse de la 2-(((6-hydroxy-6,6-diphosphonohexanoyl)oxy)methyl)-1-methylpyridin-1-ium [8] ........................................................................................................................................... 25
2. Séquence 2 ................................................................................................................................ 27
a. Synthèse de la 1-(pyridin-2-yl)ethanol [11] .......................................................................... 27
b. Synthèse de la 6-oxo-6-(1-(pyridin-2-yl)ethoxy)hexanoic acid [12] ..................................... 27
c. Synthèse de la 1-(pyridin-2-yl)ethyl 6-chloro-6-oxohexanoate [13] ..................................... 28
d. Synthèse de la 1-(pyridin-2-yl)ethyl 6,6-bis(bis((trimethylsilyl)oxy)phosphoryl)-6-((trimethylsilyl)oxy)hexanoate [14] .............................................................................................. 29
e. Synthèse de la 2-(1-((6,6-bis(bis((trimethylsilyl)oxy)phosphoryl)-6-((trimethylsilyl)oxy)hexanoyl)oxy)ethyl)-1-methylpyridin-1-ium [15] ........................................ 29
Conclusion ............................................................................................................................................ 31
Bibliographie ......................................................................................................................................... 32
Abréviations
AcOEt : acétate d’éthyle °C : degrés celsius CCM : chromatographie sur couche mince CDCl3 : chloroforme deutéré (COCl)2 : chlorure d’oxalyle DMAP: 4-diméthylaminopyridine DMF: Diméthylformamide DMSO : diméthylsulfoxyde Eq : Équivalent Et2O : diéthyl éther g : gramme(s) h : heure(s) HPLC : high pressure liquid chromatography (chromatographie liquide à haute pression) HRMS : high-resolution mass spectrum (spectrométrie de masse de haute résolution) IRM : imagerie par résonnance magnétique MeCN : acétonitrile MeI : iodométhane MeMgBr : bromure de méthyle magnésium mg : milligramme(s) min : minute(s) ml : millilitre Na2CO3 : carbonate de sodium Na2SO4 : sulfate de sodium
NaBH4 : borohydrure de sodium NaCl : chlorure de sodium NEt3 : triéthylamine NH4Cl : chlorure d’ammonium P(OTMS)3 : phosphate de triméthylsilyle Rf : rapport frontal Rdt: Rendement RMN: Résonance magnétique nucléaire SOCl2 : chlorure de thionyle Quant.: quantitatif TA: Température ambiante THF: Tétrahydrofuranne TMS : triméthylsilyle
Introduction
Au cours de mon stage j’ai été amené à réaliser la synthèse de composés photoactivables
destinés à être utilisés pour la fonctionnalisation de nanoparticules d’or ou d’oxyde de fer.
L’idée générale étant de greffer à la surface de ces nanoparticules différents types de
composés organiques, y compris des substances pharmacologiques sous forme inactive (c’est-
à-dire des pro-drogues) puis de les libérer de manière contrôlée et à un endroit précis de
l’organisme et ce, en effectuant un suivi par bio-imagerie (cf. figure 1).1
Figure 1 - Libération contrôlée d’un médicament dans l’organisme
De premiers édifices photoactivables avaient déjà démontrés leur efficacité en bio-imagerie
IRM et optique. Ces derniers utilisaient une source de rayon X ou Gamma permettant à la
molécule possédant une activité masquée de devenir active (cf. figure 2).1
Figure 2 – Principe de la photoactivation
N
N
N
NO
O O O
O
O
NO
OHGd3+
O
N O
N
R
O
N
N
N
NO
O O O
O
O
NO
OGd3+
O
N
HO
N
R
O
OH
+
X-ray or !
ET
pH 7.4
H2O
Cependant du fait de diverses limitations, une seconde génération a vu le jour et c’est sur cette
dernière qu’il m’a été proposé de travailler.
Dans une première partie nous ferons donc un point sur la première génération, ses avantages
et ses inconvénients, de manière à mieux comprendre le cheminement ayant mené à
l’élaboration de la seconde.
Dans une seconde partie nous nous attarderons sur les molécules que j’ai été amené à
synthétiser, leur fixation à la surface des nanoparticules et les divers tests devant être
effectués.
Ce n’est donc que dans une troisième et dernière partie que nous verrons en détail les protocoles que j’ai suivi pour la synthèse des composés.
I. Présentation du projet
1. Première génération de composés photoactivables
Les nano-médicaments sont des substances introduites dans le corps humain de manière
systémique, puisqu’elles sont injectées par voie intraveineuse et rejoignent ainsi la circulation
générale avant de s’accumuler dans les cellules des tissus cibles.
Concernant la première génération, l’accumulation locale est suivie par des moyens
d’imagerie médicale grâce à la présence d’un complexe de gadolinium (un agent de contraste
utilisé en IRM).
Il est donc évident que ce suivi par imagerie leur confère un rôle d’outil de diagnostique, mais
ils possèdent également un second rôle puisque ces agents exogènes ont également une visée
thérapeutique. C’est ce double rôle qui leur a valu le terme anglo-saxon de « nano
theranostics ». En effet, après leur accumulation ciblée dans un tissu, les nano-médicaments,
comprenant un complexe de gadolinium auquel est greffé un motif quinoléine, lui-même lié
de manière covalente à la molécule d’intérêt, sont irradiés par rayons X ou γ. Cette action
permet la libération de la molécule qui devient alors active dans l’organisme.
L’avantage de l’utilisation de ce type de système de libération réside dans le fait qu’il permet
à la fois de réaliser un diagnostique et de proposer des traitements personnalisés.
Ces premiers édifices photoactivables ont déjà démontrés leur efficacité en bio-imagerie IRM
et optique, malgré quelques limitations liées notamment à la présence du complexe de
gadolinium. En effet, cet agent de contraste possède un temps de biodisponibilité court, ce qui
affecte le temps de présence du nano-médicament dans l’organisme. Ceci induit une
fragmentation, c’est-à-dire une libération de la molécule d’intérêt, non totale et ce en dépit de
l’utilisation de doses de rayons X supérieures aux normes imposées par les agences sanitaires.
Cette utilisation massive implique de nombreux risques pour l’organisme et incarne ainsi la
troisième difficulté majeure liée à l’usage de la première génération
Il a donc parut nécessaire d’améliorer cette technique; et c’est pourquoi une seconde
génération de composés photoactivables a vu le jour.
2. Seconde génération de composés photoactivables
Celle-ci fait appel à l’utilisation de nanoparticules d’or ou d’oxyde de fer, d’où le nom de
« nanoparticules théranostiques ».
Il est à noter que deux méthodes sont à l’étude. La première consiste à greffer à la surface de
ces nanoparticules différents types de composés organiques, comme le montre le schéma ci-
dessous (cf. figure 3).
Figure 3 – Nanoparticule fonctionnalisée par diverses molécules.
La deuxième méthode consiste en l’incorporation de molécules d’intérêt ainsi que de
nanoparticules, qui permettront un suivi par bio-imagerie, à l’intérieur de vésicules
synthétiques appelées polymersomes.
Les polymersomes sont en fait des sphères creuses et très robustes constituées d’une bicouche
de molécules amphiphiles synthétiques dont l’épaisseur peut être modulée. Du fait de leur
robustesse et de leur stabilité, les polymersomes sont utilisés comme nano-transporteurs de
médicaments destinés à être libérés dans les tissus malades.
Cependant, cet avantage représente également la limitation de cette méthode, le défit actuel
étant de trouver un moyen d’ouvrir ces capsules, trop rigides, à l’intérieur de l’organisme.
Les avantages sont en revanche plus nombreux. En effet, leur capacité à délivrer les
médicaments de façon délibérée en milieu intra- ou extracellulaire, implique une diminution
de la dose à administrer, et par conséquent, de la toxicité des molécules en question.
Cela en fait alors une méthode de choix pour la délivrance de substances pouvant avoir des
effets néfastes vis-à-vis des cellules saines de l’organisme, telles que les agents cytotoxiques
utilisés pour le traitement du cancer.
De plus, il s’agit d’une méthode compatible avec l’instrumentation d’imagerie médicale
actuellement disponible en milieu hospitalier.
Enfin, le dernier avantage que nous pouvons citer, est directement lié à la composition du
polymersome puisque, comme expliqué précédemment, il s’agit d’une vésicule constituée de
molécules amphiphiles, qui peut donc transporter aussi bien des molécules hydrophobes -à
l’intérieur même de la membrane- que des molécules hydrophiles -dans la vésicule-.
Ceci permet donc l’administration de médicaments de nature variée afin d’accroitre la qualité
du traitement. (cf. figure 4).
Figure 4 –Incorporation de molécules hydrophobes (à gauche) et hydrophiles (à droite) dans le polymersome
Concernant l’ouverture des polymersomes en milieu biologique, plusieurs solutions sont
envisageables.
La présence de stimulis internes tels qu’une variation de pH, une activité enzymatique ou une
différence de potentiel redox, pourrait en effet permettre une libération des substances
contenues dans cette vésicule.
S’ajoute à cela, la possibilité d’utiliser des stimulations d’origine extérieure, comme une
variation locale de température, l’utilisation d’ultrasons, de lumière ou de champs
magnétiques2.
Mais toutes ces techniques ont leurs avantages et surtout leurs inconvénients, notamment
celles basées sur l’utilisation de stimulis internes puisque ces derniers peuvent échapper à
notre contrôle.
C’est pourquoi l’équipe a préféré s’intéresser à une nouvelle méthode, non décrite à ce jour
dans la littérature, qui consiste en l’utilisation de rayons X. Ces derniers se révèlent être en
effet particulièrement prometteurs puisqu’il s’agit de rayons très pénétrants pouvant traverser
tous types de molécules organiques et pouvant donc ouvrir la vésicule synthétique dans les
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tissus les plus profonds. L’ouverture de la vésicule peut permise par la présence d’un motif
photoactivable, de type quinoléine, au niveau même de la membrane du polymersome (cf.
figure 5).
Lors de l’irradiation, la paroi se rompt et le contenu est alors déversé dans l’organisme.
Figure 5 –Motif photoactivable (en rouge) entrant dans la composition du polymersome
Il est d’autre part intéressant de noter que les appareils nécessaires étant dors et déjà
implantés en milieu hospitalier, il ne sera pas nécessaire de rénover le matériel pour pouvoir
prodiguer des soins via la méthode des polymersomes.
Pour ce qui est de l’utilisation de ces vésicules en imagerie, elle est permise par la présence
des nanoparticules que l’on peut incorporer soit dans la paroi de la sphère, soit dans sa cavité.
Cela permet d’améliorer l’efficacité de l’irradiation puisque les électrons ne peuvent pas
s’échapper du polymersome sans heurter la paroi. Dès lors qu’une lacune est créée au sein de
la membrane, les composés contenus à l’intérieur de la cavité peuvent alors s’en échapper et,
du fait de la pression osmotique, la vésicule peut aussi être amenée à imploser.
La deuxième génération de composés photoactivables a été conçue pour être utilisée dans le
traitement du cancer. Il paraît donc important de nous intéresser aux moyens par lesquels ces
édifices s’accumulent sélectivement au niveau des tissus tumoraux.
Deux stratégies sont utilisées. La première, dite adressage passif, se base sur la perméabilité
du réseau de vascularisation à proximité des tissus cancéreux. Une fois la barrière sanguine
franchie, les nanoparticules sont irradiées, et les substances médicamenteuses greffées à leur
surface libérées dans la matrice extracellulaire puis se diffusent dans l’ensemble du tissu.
N
N
O
OO
N
O
NH
OHN
O OH
H
O
O
OH
n
m
(PTMC-gamma-PGA)
Le second moyen d’adressage, plus sélectif, est dit actif car dû à la présence de ligands greffés
à la surface des nanoparticules. Ces ligands permettent une reconnaissance spécifique des
récepteurs portés à la surface des cellules tumorales (cf. figure 6) 3,4.
Figure 6 –Stratégies d’adressage des nanoparticules.
II. Discussion de mes travaux
1. Première séquence réactionnelle a. Schéma général de la séquence
La séquence que nous avons réalisée se déroule en six étapes détaillées ci-dessous :
b. Détail de la séquence
La synthèse commence avec une réduction de la fonction aldéhyde de 1 (pyridine-2-
carboxaldéhyde) par NaBH4 en utilisant de l’éthanol comme solvant. On a alors obtenu le
produit 2 avec un rendement de 88,4%
Nous avons en parallèle réalisé la synthèse d’un anhydride à partir de l’acide adipique. Cette
réaction a été faite dans un mélange 1 pour 1 de dichlorométhane et de dioxane à une
température de 95 °C. Le produit souhaité (3) a été obtenu avec un rendement de 93%.
C’est à partir des deux produits obtenus dans les étapes précédences (le 2 et le 3) que nous
avons pu réaliser une estérification de manière à obtenir le produit 4 avec un rendement de
62%.
Notre séquence s’est poursuivie par une transformation de la fonction acide carboxylique du produit 4 en chlorure d’acyle nous permettant d’obtenir le produit 5.
A partir du produit 5, nous avons réalisé la réaction d’Arbuzov présentant cette fois un
rendement quantitatif pour le produit 6.
La cinquième étape de notre séquence ne nous a pas permis d’obtenir le produit souhaité. En
effet avec les réactifs introduits nous pensions obtenir le produit N-méthylé mais du fait de la
faible solubilité de notre produit dans le dioxane et de la présence de traces d’eau nous avons
réalisé une hydrolyse et ainsi obtenu le produit 7 avec un rendement quantitatif.
Ce n’est qu’en modifiant les conditions expérimentales (en changeant notamment de solvant
et ce pour le problème de solubilité évoqué ci-dessus) que nous avons pu obtenir le produit 8
souhaité, là encore avec un rendement quantitatif.
Ce produit final (8), obtenu avec un rendement global de 55,16 %, a ensuite été utilisé pour la
fonctionnalisation des nanoparticules.
2. Seconde séquence réactionnelle a. Schéma général de la séquence
Nous avons réalisé en parallèle une seconde séquence comportant un alcool secondaire à la
place de l’alcool primaire du composé 2. Du fait de ce changement la synthèse a due être
partiellement modifiée (l’alcool secondaire étant moins réactif que l’alcool primaire) comme
décrit ci-dessous :
NO
NOH
MeMgBr
THF , 5 h , TARDT 98,3 %
O
O
O
, DMAP , NEt3
Dioxane, 90 °C , 4 hRDT 76 %
NO
OOH
O
(COCl)2DMF cat
CH2Cl2T.A2 h
NO
OCl
OP(OTMS)3
CH2Cl2, T.A , Over NightRDT : 67,4 %
NO
OOTMS
P(OTMS)2
(TMSO)2P
O
O
MeIDMF , 80 °C , 3hRDT quant.
N O
OOTMS
P(OTMS)2
(TMSO)2P
O
O
10 11
3
12
1314
15
b. Détail de la séquence
De manière à obtenir un alcool secondaire, nous avons, pour la première étape de cette
seconde séquence, utilisé MeMgBr et réalisé une addition sur le carbonyle. Nous avons ainsi
obtenu le produit 11 avec un rendement de 98,3 %
Nous avons en parallèle réalisé la synthèse de l’anhydride à partir de l’acide adipique comme
décrit précédemment pour la première séquence.
C’est à partir des deux produits obtenus dans les étapes précédentes (le 11 et le 3) que nous
avons pu réaliser une estérification de manière à obtenir le produit 12 avec un rendement de
76%. Contrairement à la séquence précédente, et du fait de la faible réactivité de l’alcool
secondaire évoqué plus haut, nous avons cette fois dû chauffer le milieu réactionnel pour
réaliser l’ésterification.
Notre séquence c’est poursuivie, avec une transformation de la fonction acide carboxylique du produit 12 en chlorure d’acyle nous permettant d’obtenir le produit 13.
Nous avons par la suite réalisé la même réaction d’Arbuzov avec un rendement de 67,4 %
pour le produit 14.
Nous avons poursuivi cette séquence avec une N-méthylation par MeI dans du DMF et ainsi
obtenu le produit 15 souhaité avec un rendement quantitatif.
Ce produit final (15) a donc été obtenu avec un rendement global de 50,35 %, et a ensuite été
fonctionnalisé.
3. Utilisation de ces molécules
Comme il l’a été expliqué précédemment, la synthèse de molécules test n’était que le
commencement du projet et non pas une fin en soit.
En effet il faut ensuite fonctionnaliser les nanoparticules avec nos molécules, ou les
incorporer séparément à l’intérieur des polymersomes, avant de réaliser un suivi par bio-
imagerie.
La plupart de ces opérations seront effectuées dans divers laboratoires. En effet, la bonne
marche de notre projet repose sur la création de partenariats solides dans des domaines variés.
Toute la partie attenante au domaine de la chimie des polymères à été traitée au sein de
l’ENSCBP-Université de Bordeaux dans le Laboratoire de Chimie des Polymères
Organiques (LCPO), UMR CNRS 5629 par le professeur S. Lecommandoux
Pour ce qui est de la préparation des nanoparticules elle s’est faite dans deux laboratoires.
La préparation des nanoparticules d’or s’est déroulée au Laboratoire Physique et Etude des
Matériaux ESPCI-CNRS-UPMC au sein de l’UMR8213 par T. Pons et N. Lequeux.
La préparation de nanoparticules d’oxyde de fer a, quant à elle, été réalisée au sein de l’UMR
CNRS 7244 Groupe Nanomatériaux par L. Motte, Y. Lalatonne et E. Guénin
Pour ce qui est de la fonctionnalisation des nanoparticules, nous l’avons réalisée dans notre
laboratoire.
Etant donné qu’il n’existait pas de protocole préétabli, nous avons procédé de la manière
suivante : dans un premier temps, nous avons ajouté nos molécules dans le tube contenant les
nanoparticules diluées. Dans un second temps nous avons agité à température ambiante de
manière à mettre les nanoparticules au contact de nos molécules, avant de réaliser divers
lavages.
Pour réaliser les lavages nous avons collé un aimant contre la paroi, les nanoparticules
(fonctionnalisées avec nos molécules) se sont alors agglutinées sur la paroi au contact de
l’aimant nous permettant ainsi de prélever le solvant et d’ajouter de l’eau, et ce trois fois de
suite.
Le suivi par bioimagerie ainsi que les tests biologiques seront quant à eux réalisés
ultérieurement par l’Unité de Pharmacologie Chimique et Génétique, et d’Imagerie à Paris
Descartes ainsi qu’à Chimie-Paristech par B.-T. Doan, M. Bureau, J. Seguin et D. Scherman
Enfin, tout ce qui concerne le domaine de la radiologie et de la photophysique photonique
sera traité par le Service de Radiologie, HEGP, Paris, sous la direction de I. Fitton, C.-A.
Cuenod, O. Clément ainsi qu’à SOLEIL, Saclay, par D. Vantelon.
III. Partie expérimentale
1. Première Séquence a. Synthèse de la pyridin-2-ylmethanol [2]
Après avoir ajouté la 2-pyridinecarboxaldéhyde (1 g,9,34.10-3 mol, 1 eq) à 20 ml d’éthanol,
on ajoute NaBH4 (à 0 °C) en excès (0,424 g, 11,21.10-3 mol, 1,2 eq). On laisse ensuite agiter
durant 30 min avant de réaliser le traitement de la réaction. Pour ce faire, on évapore l’éthanol
sous pression réduite avant d’ajouter 50 ml d’eau et de réaliser 3 lavages avec trois fois 50 ml
de dichlorométhane. On réalise alors le lavage de la phase organique obtenue à l’aide de deux
fois 50 ml d’une solution saturée en NaCl. On sèche cette phase organique sur Na2SO4 avant
de filtrer et d’évaporer le solvant sous pression réduite.
Le produit 2 est obtenu sous la forme d’un liquide jaune avec un rendement de 88,4 % (m =
0,9 g).
CCM : solvant d’élution CH/AcOEt (4/1) , Rf du produit : 0,095.
RMN :
b. Synthèse de l’anhydride (oxepane-2,7-dione) [3]
L’acide adipique 9 (1 g ; 6,84.10-3 mol ; 1 eq) est tout d’abord dissout dans un mélange de
dioxane et de dichlorométhane 1/1 (15 ml de chaque) avant d’ajouter la solution obtenue à un
mélange de Na2CO3 (0,715 g ; 6,84.10-3 mol ; 1 eq) et de SOCl2 (0,8138 g ; 6,84.10-3 mol ; 1
eq). On place ensuite le tout sous atmosphère d’argon et on laisse agiter au reflux à 95 °C
pendant 4 h.
On réalise ensuite le traitement de la réaction de la manière suivante : on laisse d’abord
refroidir le milieu réactionnel à température ambiante avant de filtrer et de laver le filtrat à
l’aide de dichlorométhane. On évapore ensuite le solvant sous pression réduite et on obtient le
produit souhaité (3) avec un rendement de 93% (0,9056 g) sous la forme d’une poudre
blanche.
RMN : 1H RMN (250 MHz, DMSO) : 1,50 (ddd, 2J=3,9 Hz, 3J= 6,8Hz, 4H), 2,20 (ddd, 2J=1,9Hz, 3J=4,4 Hz, 4H)
c. Synthèse de la 6-oxo-6-(pyridin-2-ylmethoxy)hexanoic acid [4]
On introduit tout d’abord 2 (0,2851 g ; 2,62.10-3 mol ; 1 eq) dans un ballon dans lequel on
ajoute MeCN (2 ml) ainsi que 3 (0,5018 g ; 3,92.10-3 mol ; 1,5 eq).
On ajoute enfin la DMAP (quantité catalytique) ainsi que NEt3 (0,4 g ; 3,92.10-3 mol ; 1,5
eq) et on agite à température ambiante pendant une nuit.
Pour le traitement de la réaction, on commence par une évaporation du solvant sous pression
réduite. On obtient ainsi un liquide jaune qu’il convient de purifier sur silice avec comme
éluant un mélange contenant du dichlorométhane et du méthanol (95/5). Il suffit ensuite
d’évaporer les fractions contenant le produit.
On obtient ainsi 0,3878 g d’une huile jaune (produit 4, rendement de 62,42 %)
CCM : solvant d’élution DCM/MeOH (95/5) ; Rf du produit : 0,36
RMN :
d. Synthèse de la pyridin-2-ylmethyl 6-chloro-6-oxohexanoate [5]
On ajoute 4 (0,3378 g ; 1,42.10-3 mol ; 1 eq) à 3,4 ml de dichlorométhane anhydre sous
atmosphère d’argon.
A cette solution est ensuite ajouté (COCl)2 (0,2158 g ; 1,7.10-3 mol ; 1,2 eq) à 0 °C.
On introduit enfin une quantité catalytique de DMF avant de laisser agiter 2 h à température
ambiante.
Pour le traitement nous nous sommes contentés d’évaporer le solvant. Nous obtenons ainsi le
produit 5 (produit non isolé servant uniquement d’intermédiaire réactionnel).
e. Synthèse de la pyridin-2-ylmethyl 6,6-bis(bis((trimethylsilyl)oxy)phosphoryl)-6-((trimethylsilyl)oxy)hexanoate [6]
On fait réagir la moitié de la solution obtenue lors de la synthèse de 5 préalablement dilué
dans 1 ml de dichlorométhane anhydre avec P(OTMS)3 (0,4239 g ; 1,42.10-3 mol ; 2 eq).
On laisse agiter à température ambiante durant une nuit.
On évapore ensuite le solvant sous pression réduite et on obtient ainsi le produit souhaité (6)
sous la forme d’une pâte visqueuse de couleur brune avec un rendement quantitatif.
CCM : solvant d’élution Dichlorométhane/Méthanol (98/2) ; Rf du produit : 0
RMN :
f. Synthèse de la (1-hydroxy-6-oxo-6-(pyridin-2-ylmethoxy)hexane-1,1-diyl)diphosphonic acid [7]
On introduit tout d’abord 6 (0,528 g ; 0,81.10-3 mol ; 1eq) dans un tube scellé. On ajoute
ensuite 1,5 ml de dioxane ainsi que MeI (0,5039 g ; 3,55.10-3 mol ; 5 eq) puis on laisse agiter
3h à 80 °C.
Comme expliqué plus haut nous n’avons pas obtenu le produit N-méthylé escompté mais bien
le produit 7 avec un rendement quantitatif.
RMN :
g. Synthèse de la 2-(((6-hydroxy-6,6-diphosphonohexanoyl)oxy)methyl)-1-methylpyridin-1-ium [8]
On introduit 7 (0,477 g ; 0,71.10-3 mol ; 1eq) dans un tube scellé. On ajoute ensuite 1,5 ml de
DMF ainsi que MeI (0,5039 g ; 3,55.10-3 mol ; 5 eq) puis on laisse agiter 3h à 80 °C.
Pour le traitement nous avons tout d’abord laissé refroidir le milieu réactionnel à température
ambiante avant de transférer le contenu du tube scellé dans un ballon et d’évaporer le solvant
sous pression réduite. Nous avons alors obtenu un liquide marron que l’on a lavé avec Et2O.
Nous avons ensuite retiré Et2O à l’aide d’une pipette Pasteur et évaporer le reste de solvant
sous pression réduite.
Le produit 8 est obtenu sous la forme d’une huile brune avec un rendement quantitatif (m =
0,433 g)
RMN :
2. Séquence 2 a. Synthèse de la 1-(pyridin-2-yl)ethanol [11]
Après avoir introduit 30 ml de THF dans un ballon sous athmosphère d’argon on ajoute la 2-
pyridinecarboxaldéhyde (1 g ; 9,34.10-3 mol ; 1 eq). On ajoute MeMgBr en excès (3,34 g ;
28.10-3 mol ; 3 eq) à 0 °C.
On laisse ensuite agiter durant 5h avant de réaliser le traitement de la réaction. Pour ce faire
on quench la réaction avec quelques gouttes de NH4Cl (on constate alors l’apparition d’une
pâte orange). On ajoute alors de l’eau (40 ml) et AcOEt (40 ml).
On ajoute ensuite du NH4Cl en agitant jusqu'à dissolution complète de la pâte orange.
On conserve la phase organique avant de laver la phase aqueuse avec 2 fois 30 ml d’AcOEt.
On sèche cette phase organique sur Na2SO4 avant de filtrer et d’évaporer le solvant sous
pression réduite.
Le produit 11 est obtenu sous la forme d’une huile brune avec un rendement de 98,3 % (m =
1,13 g).
CCM : solvant d’élution CH/AcOEt (4/1) , Rf du produit : 0,05.
RMN :
RMN 1H (250 MHz, CDCl3) : 8,55 (d, J=5 ,1 Hz, 1H) ; 7,71 (td, J=7.6 Hz , 1.9Hz, 1H) ; 7,3
(d, J= 7,2 Hz, 1H) ; 7,21 (dd, J=7.2 , 5.1 Hz , 1H) ; 4,91(dd, J = 6.5, 13.2 Hz , 1H) 1 ,52 (d, J=
6,7 Hz , 3H)
RMN 13C ( 500 MHz, CDCl3) : 163.05, 148.16, 136.79, 122.23, 119.81, 68.83, 24.29
b. Synthèse de la 6-oxo-6-(1-(pyridin-2-yl)ethoxy)hexanoic acid [12]
On introduit tout d’abord 11 (0,3 g ; 2,44.10-3 mol ; 1 eq) dans un ballon dans lequel on
ajoute 2 ml de dioxane ainsi que l’anhydride 3 (0,47 g ; 3,66.10-3 mol ; 1,5 eq).
On ajoute enfin la DMAP (quantité catalytique) ainsi que NEt3 (0,37 g ; 3,66.10-3 mol ; 1,5
eq) et on agite à 90°C pendant 4 h au reflux.
Pour le traitement de la réaction, on commence par une évaporation du solvant sous pression
réduite. On obtient ainsi une huile brune qu’il convient de purifier sur silice avec comme
éluant un mélange contenant du dichlorométhane et du méthanol (95/5). Il suffit ensuite
d’évaporer les fractions contenant le produit.
On obtient ainsi 0,47 g d’une huile brune (produit 12, rendement de 76 %)
RMN :
RMN 1H (250 MHz, CDCl3) : 8,64 (d, J= 4.6) ; 7,67 (td, J=7.9,1.9 Hz) ; 7,3 (d, J=7.6 Hz) ;
5,94 (dd, J= 6.4,13.3 Hz) ; 5, 3 (s) ; 1,98 (s) ; 1,62 (d , J = 6.6 Hz) ; 1,6 (d, J=6.6 Hz), 1 ,73(t ,
J=3.5 Hz)
c. Synthèse de la 1-(pyridin-2-yl)ethyl 6-chloro-6-oxohexanoate [13]
On ajoute 12 (0,15 g ; 0,6.10-3 mol ; 1 eq) à 1,5 ml de dichlorométhane anhydre sous
atmosphère d’argon.
A cette solution est ensuite ajouté (COCl)2 (0,09 g ; 0,72.10-3 mol ; 1,2 eq) à 0 °C.
On introduit enfin une quantité catalytique de DMF avant de laisser agiter 2 h à température
ambiante.
Pour le traitement nous nous sommes contentés d’évaporer le solvant. Nous obtenons ainsi le
produit 13 (produit non isolé servant uniquement d’intermédiaire réactionnel).
d. Synthèse de la 1-(pyridin-2-yl)ethyl 6,6-bis(bis((trimethylsilyl)oxy)phosphoryl)-6-((trimethylsilyl)oxy)hexanoate [14]
On ajoute 1 ml de dichlorométhane anhydre dans le ballon contenant 13 ainsi que P(OTMS)3
(0,36 g ; 1,2.10-3 mol ; 2 eq).
On laisse agiter à température ambiante durant une nuit.
On évapore ensuite le solvant sous pression réduite et on obtient ainsi le produit souhaité (14)
sous la forme d’une huile de couleur brune avec un rendement de 67,4 % (0,36 g).
RMN :
e. Synthèse de la 2-(1-((6,6-bis(bis((trimethylsilyl)oxy)phosphoryl)-6-((trimethylsilyl)oxy)hexanoyl)oxy)ethyl)-1-methylpyridin-1-ium [15]
On introduit tout d’abord 14 (0,36 g ; 0,4.10-3 mol ; 1eq) dans un tube scellé. On ajoute
ensuite 1 ml de DMF ainsi que MeI en excès (0,28 g ; 2.10-3 mol ; 5 eq) puis on laisse agiter
3h à 80 °C.
Pour le traitement nous avons tout d’abord plongé le milieu réactionnel dans de la glace avant
de transférer le contenu du tube scellé dans un ballon et d’évaporer le solvant sous pression
réduite.
Le produit 15 est obtenu sous la forme d’une huile visqueuse marron avec un rendement
quantitatif (m = 0,42 g)
RMN :
Conclusion J’ai réalisé au cours de mon stage la synthèse de deux composés. Nous avons étudié ici leur
structure ainsi que les différentes étapes de leurs synthèse : réduction (ou addition sur un
carbonyle), estérification de l’alcool obtenu, chloration suivie de la réaction d’Arbuzov, N-
méthylation et enfin déprotection.
Il est intéressant de noter que la réalisation de ces diverses étapes n’a posé aucun problème
majeur et que l’analyse par RMN nous a permis de confirmer l’obtention des produis
souhaités, produits obtenus pour la plupart avec des rendements quantitatifs.
Ces résultats ne font qu’augmenter notre souhait de voir ce projet aboutir.
Néanmoins, de nombreux tests restent encore à effectuer notamment ceux permettant de
vérifier l’efficacité du suivi par bio imagerie ainsi que ceux validant l’efficacité de la
libération.
Bibliographie
1 : Petit, M.; Bort, G.; Doan, B.-‐T.; Sicard, C.; Ogden, D.; Scherman, D.; Ferroud, C.; Dalko, P. I. Angew. Chem. Int. Ed. 2011, 50, 9708 –9711
2: H. De Oliveira, J. Thevenot, S. Lecommandoux, WIREs Nanomed Nanobiotechnol 2012, 4:525–546
3: Nanotechnology in therapeutics: a focus on nanoparticles as a drug delivery system 10.2217/NNM.12.87 © 2012
4: Magnetic nanovectors for drug delivery Jim Klostergaarda, Charles E. Seeney Nanomedicine. 2012
