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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
FACULTE DES SCIENCES
DEPARTEMENT D’ENTOMOLOGIE
UNITE ENTOMOLOGIE MEDICALE, DIRECTION DE LUTTE
CONTRE LE PALUDISME
Domaine : Sciences et Technologie
Mention : E-CES (Entomologie – Cultures, Elevages et Santé)
Mémoire de recherche pour l’obtention du
Diplôme de Master II GDINS (Gestion Durable des Insectes utiles et Nuisibles)
Sensibilité d’Anopheles arabiensis (Diptères - Anophelinae) en
milieu urbain, péri-urbain et extra-urbain d’Antananarivo
face au DDT, Bendiocarb, Propoxur et Fenitrothion
Présenté publiquement le, 31 Mars 2016 à 10 heure
Par :
RAZANARIVONY Honenantsoa Dimbiniaina
Devant les membres du jury :
Président : Docteur RAZAFINDRANAIVO Victor
« Maitre de Conférences »
Examinateur : Docteur RANDRIANARISOA Ernest
« Maitre de Conférences »
Rapporteur : Docteur RAZAFINDRALEVA Herisolo Andrianiaina
« Maitre de Conférences »
Année universitaire : 2014 - 2015
i
REMERCIEMENTS
Ce mémoire a été réalisé grâce aux conseils et aux soutiens de nombreuses
personnes à qui nous voudrions exprimer ici notre gratitude. Alors nos vifs remerciements
et notre profonde reconnaissance s’adressent à :
Professeur Marson RAHERIMANDIMBY, Doyen à la Faculté des Sciences de
l’Université d’Antananarivo qui m’a donné l’autorisation de soutenir ce mémoire.
Docteur RAMAROSANDRATANA Benjamin, l’ancien Directeur de la
DIRECTION DE LUTTE CONTRE LE PALUDISME à Androhibe pour m’avoir accepté
comme stagiaire dans son Institut, il n’aurait jamais vu le jour que sans votre autorisation.
Docteur RAZAFINDRANAIVO Victor, Maître de conférences à la Faculté des
Sciences de l’Université d’Antananarivo, qui nous a fait l’honneur de présider ce jury
malgré ses multiples occupations.
Docteur RANDRIANARISOA Ernest, Maître de conférences à la Faculté des
Sciences de l’Université d’Antananarivo et Chef du Département d’Entomologie qui a bien
voulu examiner ce travail.
Docteur RAZAFINDRALEVA Herisolo Andrianiaina, Maître de conférences à la
Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, qui est le Rapporteur de ce travail,
merci pour son appréciable encadrement, ses encouragements et ses précieuses directives
lors des différents travaux.
Professeur RAFARASOA Lala Sahondra, qui est la Responsable de notre parcours
GDINS (Gestion Durable des Insectes Utiles et Nuisibles), Membre du Conseil
Scientifique de la Faculté des Sciences et aussi la Responsable du laboratoire
d’Entomologie médicale au Département d’Entomologie Ankatso.
Madame RAKOTOSON Raharimanga, Chef de la division Entomologie/DLP,
dont je tiens à remercier de tout mon cœur pour m’avoir accepté comme stagiaire dans
son unité, et qui m’a permis grâce à la pertinence de ses remarques d’approfondir mon
travail et aussi sans qui je n’aurai jamais pu connaitre sa merveilleuse équipe dont j’ai tant
appris à m’y accommoder.
Docteur RANAIVO Louise Henriette, dont je tiens à remercier pour m’avoir
accepté comme stagiaire dans son service (SLAB).
Docteur RASAMIMANANA Heriniana Honoré, merci pour sa confiance, son aide,
ses conseils et pour son soutien précieux durant le stage.
ii
Merci également à Monsieur RATOVONJARA Maxime, Technicien en
Entomologie dans le Centre pour tous les travaux que l’on a fait ensemble, pour son aide
précieuse et surtout ses conseils, pour m’avoir accompagnée tout au long de mon stage.
Merci à tous les membres de l’Unité Entomologie Médicale du DLP et ses
collaborateurs avec qui cela a toujours été un plaisir de venir travailler.
A tous les personnels de notre département, administratifs et enseignants.
Un grand merci à mes parents et à mon frère dont le soutien a compté plus que tout,
pour ses durs sacrifices surtout sur les aides financières, les conseils, les encouragements
qu’ils ont montrés même si ça a été long pour eux.
Je remercie avec gratitude, la famille RAJONHSON pour son hébergement lors de la
sortie sur terrain à Nandihizana Carion (Villa Soadihy).
Aux gens dans les divers sites d’études, les Présidents des Fokontany, les
quartiers mobiles qui m’ont facilités les divers contacts ; vous avez toujours répondus
présent quand j’en avais besoin, merci également pour l’accueille.
Que tous ceux qui ont participés de loin ou de près soient vivement remerciés.
iii
TABLE DES MATIERES
Remerciements…………………………………………………………………… ..... ……..i
Table des matières………………………………… .. ……………………………………..iii
Liste des abreviations…………………… .. …………………………………………….…vi
Glossaire ……………………………… .. ………………………………………………...vii
Liste des figures ………………………… .. ………………………………………………..x
I. INTRODUCTION .............................................................................................................. 1
II. REVUE DE LA LITTERATURE ..................................................................................... 3
1. Paludisme dans le monde et à Madagascar ..................................................................... 3
2. Les parasites .................................................................................................................... 4
2.1. Cycle épidémiologique du Plasmodium .................................................... 4
3. Paludisme sur les hautes terres centrale de Madagascar ................................................. 6
4. Vecteurs du paludisme à Madagascar ............................................................................. 6
4.1. Complexe gambiae .................................................................................... 7
4.2. Anopheles arabiensis ................................................................................. 7
4.2.1. Caractéristiques morphologiques .................................................. 7
4.2.2. Distribution et comportenment ..................................................... 9
4.2.3. Cycle biologique ........................................................................... 9
4.2.4. Compétence et capacité vectorielle ............................................. 10
5. Lutte anti paludique ....................................................................................................... 11
5.1. Prophylaxie humaine et contrôl des parasites ............................................. 11
5.2.1. Médicaments anti paludéens .......................................................... 11
5.1.2. Chimioprophylaxie ........................................................................ 12
6. Contrôle des vecteurs .................................................................................................... 12
6.1. Lutte contre les anophèles au stade larvaire ............................................ 12
6.2. Lutte contre les anophèles au stade adulte .............................................. 13
7. Mécanismes de résistance des vecteurs aux insecticides .............................................. 13
7.1. Les mécanismes de la résistance physiologique ..................................... 13
7.2. Les mécanismes de la résistance biochimique ........................................ 14
7.3. Les mécanismes de la résistance comportementale ................................ 14
iv
III. MATERIELS ET METHODES .................................................................................... 15
1. Sites d’investigation .................................................................................................... 15
2. Suivi et collecte des moustiques sur terrain ............................................................... 16
2.1. Chasse nocturne ........................................................................................ 16
2.1.1. Captures directes sur appats humains ...................................... 17
2.1.2. Capture dans les moustiquaires pièges avec appâts humains ... 17
2.1.3. Capture dans les moustiquaires pièges avec appâts animal ..... 17
2.1.5. Capture à l’aide des pièges lumineux CDC .............................. 18
2.2. Chasse matinale ......................................................................................... 19
2.2.1. Capture avec de l’aspirateur à bouche ...................................... 19
3. Identification des espèces des moustiques adultes capturés et selection d'An. arabiensis
.................................................................................................................................................. 20
4. Transport des adultes collectés et conservation sur terrain ........................................... 20
5. Elevage des souches d’An. arabiensis en insectarium .................................................. 21
5.1. Insectarium ................................................................................................. 21
5.2. Mise en cage ............................................................................................... 21
5.3. Nourrissage des imagos .............................................................................. 21
5.4. Mise en ponte, collecte et préparation des oeufs ........................................ 22
5.5. Mise en éclosion dans les bacs ................................................................... 23
5.6. Emérgence des adultes et selection des moustiques pour les tests ............. 23
6. Tests de sensibilité ......................................................................................................... 24
6.1. Les insecticides disponibles utilisés ........................................................... 24
6.2.1. Tests de sensibilité des souches d'Anopheles arabiensis…………24
6.2.1.1. Tests de susceptibilité ....................................................... 24
6.2.1.2. Kits OMS .......................................................................... 24
6.2.2.3. Conduite des tests ............................................................. 25
6.2.2. Critères de validation des tests ........................................................ 26
7. Analyses des données ...................................................................................................... 27
7.1. Densité anopheliennes mensuelles dans les différents sites de collecte ...... 27
7.2. Détermination des TKD50 et TKD95 ......................................................... 27
7.3. Détermination du taux de mortalité ............................................................. 28
IV. RESULTATS ET INTERPRETATIONS ...................................................................... 29
1. Densités mensuelles des Anophèles dans les différentes zones ...................................... 30
v
2. Sensibilités d' An. arabiensis aux insecticides utilisés .................................................... 30
2.1. Situation de la sensibilité d’An. arabiensis issu d’élevage ...................... 30
2.1.1. TKD50 et TKD95 de la génération F1 d’An. arabiensis au DDT
4% ..................................................................................................................... 30
2.1.2. Mortalité observé de la génération F1 d’An. arabiensis .............. 31
2.2. Situation réelle de la sensibilité d’An. arabiensis à l’état sauvage et sa
comparaison avec la génération F1 .............................................................................. 32
2.2.1. Les TKD 50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage par rapport à
la génération F1 ................................................................................................ 32
2.2.2. Les TKD 95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage
après 60 minutes d’exposition .......................................................................... 33
2.2.3. Comparaison de l'état de sensibilité d’An. arabiensis sauvages et
d’élevages ......................................................................................................... 34
V. DISCUSSIONS ................................................................................................................ 36
VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVES .......................................................................... 40
BIBLIOGRAPHIE et WEBOGRAPHIE
vii
LISTE DES ABRÉVIATIONS
CDC : Center for Disease Control
CM : Chasse Matinale
CN : Chasse Nocturne
DDT : Dichloro-Diphényl-Trichloroéthane
DLP : Direction de Lutte contre le Paludisme
Fig : Figure
h : heure
HTC : Haute Terre Centrale
IPM : Institut Pasteur de Madagascar
KD : Knock Down (Effet de Choc)
Kdr : Knock Down resistance
Km : Kilomètre
m : mettre
MID : Moustiquaires à Imprégnation Durable
min : minute
MO : Mortalité Observé
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
OPID : Opération de Pulvérisation Intra domiciliaire
PID : Pulvérisations Intradomiciliaires à effet rémanent
Rg : Rendement global
RPC : Résistance Probable à Confirmer
Te : Le taux d’éclosion
Tem : Taux d'émergence
TKD : Temps de Knock Down
WHO : World Health Organization
viii
GLOSSAIRE
Agent infectieux: c’est un agent biologique responsable d'une maladie infectieuse,
majoritairement des microorganismes comme les bactéries. Certains ne sont pas des
organismes (les prions), d'autres ne sont pas microscopiques (les vers parasites).
Anthropophile: se dit des animaux ou des plantes qui vivent dans un milieu habité ou
fréquenté par l’homme.
Autochtone: en biologie, il désigne le caractère local d'une espèce (animale, végétale,
fongique…) en d’autre terme équivalente à « indigène
».
Biotope : aire géographique de dimensions variables offrant des conditions constantes ou
cycliques aux espèces.
Cycle sporogonique: partie du cycle biologique du parasite du paludisme qui se déroule à
l’intérieur du moustique. Il commence quand le moustique prélève du sang d’un hôte humain
(ou autre vertébré) infecté. A l’intérieur de l’estomac du moustique, les stades sexués du
parasite (gamétocytes) se transforment en gamètes mâles et femelles, qui s’accouplent pour
former un œuf (ookinète) qui va se fixer sur la paroi cellulaire de l’estomac. L’ookinète se
transforme en oocyste dans la face externe de la paroi stomacale. A l’intérieur de l’oocyste, un
processus de division cellulaire (méiose) produit des sporozoïtes. L’oocyste éclate alors et
libère les sporozoïtes qui vont envahir les glandes salivaires. Une fois dans les glandes
salivaires, les sporozoïtes seront transmis à un hôte humain au cours du prochain repas de
sang du moustique.
Cytogénétique : étude de la structure et de la fonction des chromosomes (structures
héréditaires portant les gènes qui déterminent le sexe et les caractéristiques d’un organisme).
Quand la cytogénétique est appliquée à l’identification et à l’étude des rapports entre des
espèces biologiques, on l’appelle cytotaxonomie.
Ecosystème : unité fondamentale d’étude écologique, formée par l’association d’une
communauté d’espèces vivantes (biocénose) et d’un environnement physique (biotope) en
constante interaction.
Endophilie : se dit des insectes adultes hématophages qui vivent après leur repas sanguin
essentiellement dans les habitations.
Entomologie : est la science consacrée à l’étude des insectes. Les moustiques en font partie.
Entomopathogène: agent qui peut provoquer une maladie chez les insectes.
viii
Epidémiologie : étude de la distribution, des profils et des déterminants des phénomènes liés
à la santé des populations, et la façon dont elle est appliquée à la lutte contre les maladies et
les problèmes de santé.
Exophile : se dit des insectes adultes hématophages qui vivent après leur repas sanguin hors
de l'organisme piqué (par opposition à l'insecte zoophile) ou en dehors des habitations.
Facteurs biotiques : en écologie, ils représentent l'ensemble des interactions du vivant sur le
vivant dans un écosystème. Opposables aux facteurs abiotiques, qui constituent une partie des
facteurs écologiques de cet écosystème. Il s'agit des ressources alimentaires, des relations
trophiques de prédation, coopération, compétition, parasitisme, etc…On distingue deux
catégories de facteur biotique qui sont déterminées par les types de relations entre êtres
vivants : les relations intraspécifiques et les relations interspécifiques.
Gamétogenèse: formation des gamètes.
Gîte larvaire : est un lieu de ponte des moustiques.
Hématophage : un être vivant qui se nourrit de sang.
Hôte: organisme vivant qui héberge un parasite.
Insecticide : une substance active ou une préparation ayant la propriété de tuer les insectes.
Les actions se font au stade larvaire et/ou adulte.
Imago : se dit d’un insecte au stade adulte après la mue imaginale.
Imagocide : désigne une substance utilisée pour la destruction d’insectes adultes.
Immunité : ensemble des mécanismes de défense d’un organisme vivant contre les agents
étrangers (antigènes), notamment infectieux ; étant d’un organisme protégé, par ces
mécanismes, contre une maladie donnée
Cycle gonotrophique: est la période entre deux repas de sang chez les moustiques femelles.
Lutte anti vectorielle : Dans son acception la plus large, elle désigne la lutte et la protection
contre les arthropodes hématophages (insectes et acariens), vecteurs d’agents pathogènes à
l’homme et aux vertébrés, et leur surveillance. Elle inclut la lutte contre les insectes nuisant
quand ces derniers sont des vecteurs potentiels ou lorsque la nuisance devient un problème de
santé publique ou vétérinaire.
Morphologie : fait référence à la taille, la forme et la structure d’organismes ou aux parties
du corps qui les constituent. Le terme anatomieest souvent utilisé à la place de morphologie,
du fait qu’elle étudie l’organisation et de la structure d’organismes.
Microsporidies: une division de champignonsparasites intracellulaires obligatoires,
appartenant au règne des Fungi. Il semblerait qu'ils soient génétiquement très proches des
ix
Eumycètes dont ils dérivent peut-être par adaptation au parasitisme et qui peuvent perturber le
développement des larves de moustiques.
Nymphe : forme que prend la larve après la dernière mue.
Protozoaire: être vivant unicellulaire, dépourvu de chlorophylle et se multipliant par mitose
ou par reproduction sexuée.
Sensibilité des vecteurs: aptitude des moustiques ou autres insectes vectrice d’une maladie à
réagir à des excitations externes ou internes (insecticides).
Sporozoïte : étape du cycle de vie du parasite du paludisme chez le moustique qui est capable
de produire une infection chez les hôtes humains (ou autres vertébrés). C’est donc le stade du
parasite du paludisme qui est infectant pour l’homme. Les sporozoïtes se trouvent dans les
glandes salivaires du moustique. La paroi cellulaire externe du sporozoïte est couverte d’une
protéine spécifique. Cette protéine est celle que l’on recherche en laboratoire pour déterminer
si un moustique est infectant (s’il est capable de transmettre le parasite du paludisme au
moment de la piqûre) ou non.
Vecteur: se dit d’un organisme (insectes) qui transmet un agent infectieux.
Zoophile: être vivant qui adopte une préférence pour les animaux.
x
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Situation mondiale du paludisme ............................................................................................. .. 3
Figure 2 : Présentation générale du cycle épidémiologique pour l’évolution du parasite Plasmodium ... .. 5
Figure 3 : Répartition des différentes espèces du complexe gambiae en Afrique .................................... .. 7
Figure 4 : Anopheles arabiensis (Aile, palpes et pattes) .......................................................................... . .8
Figure 5 : Cycle de développement d’An. arabiensis ............................................................................... 10
Figure 6 : Représentation graphiques de cinq sites d’étude .................................................................... 15
Figure 7 : Capture sur volontaire .............................................................................................................. 17
Figure 8 : Moustiquaire piège avec appât humain ................................................................................... 17
Figure 9 : Moustiquaire piège avec appât animal .................................................................................... 18
Figure 10 : Piège lumineuse ....................................................................................................................... 19
Figure 11 : Aspirateur et gobelets en carton pour capturer les moustiques ................................................ 19
Figure 12 : Captures des moustiques au repos dans un puit ....................................................................... 20
Figure 13 : Gites naturels ............................................................................................................................ 20
Figure 14 : Chasse matinale dans un étable ............................................................................................... 20
Figure 15 : Capture des moustiques adultes dans une ferme(CM) ............................................................. 20
Figure 16 : Mise en cage des moustiques pour l’élevage ........................................................................... 21
Figure 17 : Versement des œufs sur le vide et Rinçage .............................................................................. 22
Figure 18 : Chambre modifiée attachée au vide ........................................................................................ 22
Figure 19 : Rinçage et mise en éclosion dans un bac ................................................................................. 23
Figure 20 : Elevage des larves .................................................................................................................... 23
Figure 21 : Elevage en insectarium ............................................................................................................ 24
Figure 22 : Mise en place des moustiques femelles dans le tube d’observation ........................................ 25
Figure 23 : Mise en place du papier imprégné dans le tube d’exposition .................................................. 25
Figure 24 : Transfert des moustiques dans le tube d’exposition ............................................................... 26
Figure 25 : Exposition pendant 1 heure et contrôle du KD ................................................................... 26
Figure 26 : Prélèvement des résultats après 24 heures dans le tube d’exposition ...................................... 26
Figure 27 : Fluctuation de la densité mensuelle des Anophèles capturés ................................................... 29
Figure 28 : KD après 60 minutes d’An. arabiensis F1 au DDT 4% .......................................................... 31
Figure 29 : Le taux de mortalité (%) d’An. arabiensis F1 après 24 heures ................................................ 32
Figure 30 : Les TKD50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage ............................................ 33
Figure 31 : Les TKD95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage ............................................ 34
Figure 32 : Etat de sensibilité d’An. arabiensis sauvages et d’élevages face aux DDT, bendiocarb,
Propoxur et fenitrothion. ......... ................................................................................................................35
I. INTRODUCTION
Le paludisme figure parmi les principaux problèmes de santé publique dans le monde et
reste une importante cause de décès et de maladie dans la plupart des régions tropicales. La
maladie est reconnue être endémique dans 106 pays. En effet, l’OMS a estimé qu’il affecte
entre 300 et 500 millions de personnes dans le monde, avec 90% en Afrique
subsaharienne en 2003. En plus, le paludisme engendre des contraintes multisectorielles
sévères diverses au développement économique et constitue un important facteur
d’appauvrissement dans la plupart des pays où il y est prévalent. Parallèlement, les problèmes
économiques de ces pays limitent leurs ressources dans la mise en place de moyens de
prévention et de traitements efficaces dus à l’hétérogénéité de l’épidémiologie de la maladie
qui impose des stratégies différentes suivant les variations des écosystèmes locaux.
Madagascar se localise dans la région où la transmission du paludisme est persistante.
Actuellement, la majorité de la population malgache sont sous la menace de cette maladie. Il
représente la huitième cause de morbidité dans les centres de santé Publique. Sa transmission
met en jeu trois principaux acteurs notamment: le parasite Plasmodium: l’agent infectieux
pour l’homme, Anopheles qui est le principal vecteur et l’homme qui lui sert d’hôte définitif.
Le contrôle de la transmission du paludisme fait face à de nouvelles contraintes au cours
des dernières décennies avec l’apparition et la propagation de zones de résistance du parasite
aux antipaludiques et des vecteurs aux insecticides conventionnels utilisés (Moussa, 2008).
Ces situations limitent ainsi les méthodes disponibles applicables tant du point de vue
prophylactique que dans le contrôle vectoriel.
Les réservoirs du parasite restent la cible très important dans la maitrise de la
transmission de cette maladie. Actuellement, les Anophèles comptent parmi les plus
redoutables ennemis de l’espèce humaine. Ce genre Anopheles comprend environ 400 espèces
dont une soixantaine sont reconnues vectrices des maladies humaines (Bruce-Chwatt et al.,
1985).Ces vecteurs ont leurs propres biologies mais aussi par des compétences variées à
l’infection par les Plasmodiums. A Madagascar, 29 espèces d’Anopheles ont été identifiées,
dont le complexe Anopheles gambiae sl. qui figure parmi les vecteurs majeurs du
Plasmodium. An. arabiensis est l’un des principaux vecteurs du paludisme reconnus sur les
Hautes Terres Centrales.
Plusieurs méthodes peuvent être mises en œuvre dans la lutte anti vectorielle de cette
maladie. Leur efficacité repose sur la pratique et l’économie du pays cible. Actuellement, les
piliers de la lutte anti vectorielle se constituent de deux interventions: les pulvérisations intra
2
domiciliaires (PID) à effet rémanent et les moustiquaires à imprégnation durable (MID).
En effet, ces méthodes s'offrent à la fois comme préventives, peu onéreuses et se présentent
comme les plus efficaces dans la réduction du contact entre l'hôte et le vecteur. Chaque année
la synergie des PIDs et des MIDs utilisés en combinaison ou indépendamment permettent la
protection des milliers de décès infantiles de moins de cinq ans dans des nombreux pays de
l’Afrique y compris Madagascar (OMS, 2012). Ces méthodes se reposent sur l'utilisation
d'insecticides chimiques dans leurs constituants. Les plus utilisés et ayant obtenu des
qualifications du fait de leur innocuité évaluée appartiennent essentiellement à quatre classes
majeures d’insecticides à savoir : les organochlorés, les organophosphorés, les pyrethrinoïdes
et les carbamates (WHO, 2012). Mais la situation de la résistance des anophèles vecteurs face
aux insecticides varie d’une zone à l’autre, d’où la nécessité de savoir le statut de sensibilité
des vecteurs. En effet, les tests de sensibilité réalisés dans plusieurs régions de Madagascar et
aussi dans les Hautes Terres Malgaches ont montrés que la sensibilité d’An. gambiae sl. vis-à-
vis du DDT est en régression (Rakotondraibe et al., 2000; Ratovonjato et al., 2003).
Le contrôle en milieu urbain reste toujours un défi dans la lutte anti vectorielle du faite
de son aspect déjà complexe mais surtout avec ces variations de niveau de sensibilité des
différents vecteurs vis-à-vis des insecticides disponibles testés. Plusieurs facteurs
interviennent dans cette difficulté de contrôle en zones urbaines comme les facteurs
intrinsèques relatifs aux agglomérations, le comportement des vecteurs, circulation du parasite
et aussi la résistance parasitaire aux médicaments antipaludiques dans ces zones. D’où, la
compréhension de ces mécanismes est primordiale pour remédier aux différents échecs et
surtout pour aboutir à des moyens efficaces de lutte contre ce fléau. Il serait donc
indispensable d'acquérir une connaissance approfondie de la biologie et de l'écologie des
populations vectrices mais surtout de leur niveau de sensibilité vis-à-vis des insecticides
disponibles afin d’élaborer un programme de contrôle et de lutte efficace et à long terme.
L’objectif général de ce travail de recherche est de faire un suivi entomologique
sommaire, préliminaire et exhaustif qui assistera à l'élaboration de stratégies adéquates et
adaptés à une épidémie urbaine du paludisme. L'étude s'est donc axée sur: l’évaluation de la
densité anophèlienne de la zone urbaine de la région d’Analamanga et ses alentours,
l’évaluation de la sensibilité des moustiques vecteurs du paludisme dans ces zones et la
comparaison de l’état de sensibilité d’Anopheles arabiensis sauvage et de la génération F1
issue de l’élevage.
3
II. REVUE DE LA LITTERATURE
1. Le paludisme dans le monde et à Madagascar
Pour les anglophones, malaria est le terme désignant le paludisme. Malaria dérive du
mot « mal'aria
» qui veut dire mauvaise aire, alors que le terme paludisme du français vient
du latin «
palud »ayant pour sens marécage. La maladie est due au Plasmodium transmis par
la piqûre d’Anophèles femelle (du grec «A
» privatif et
« Opheles
» utile, autrement dit insecte
dénué d’utilité), provoquant des fièvres intermittentes chez l'homme.
La découverte de cette maladie en 1880 par Alphonse Laveran a été l’un des tournants
dans sa lutte. Cette découverte a été suivie par l’identification de son vecteur par Ronald Ross
en 1897 et de son cycle de développement complet chez l’homme et son vecteur (Fig. 2).
Le paludisme est encore la maladie mondiale la plus importante considérée comme une
priorité pour l'OMS tant par ses ravages directs que par ses conséquences socio-économiques
dues à une improductivité aboutissant progressivement à une sous-alimentation et au sous-
développement. Avec 300 à 500 millions de malades et 1,5 à 2,7 millions de décès recensés
annuellement (OMS, 2003), le paludisme demeure ainsi la parasitose tropicale la plus
importante. La figure suivante (Fig. 1) nous montre la situation mondiale du paludisme selon
les statuts épidemiologiques des pays et son endémicité dans les pays tropicaux.
Figure1 : Situation mondiale du paludisme (Source: UCSF, 2010)
Par exemple, sur le continent Africain, le plus touché, 80% des cas sont enregistrés en
Afrique subsaharienne. Affectant majoritairement les enfants de moins de cinq ans et les
4
femmes enceintes et constitue la première cause de mortalité de ces derniers avec plus d’un
million de décès infantiles par an (OMS, 2003).
A Madagascar, le cas le plus spectaculaire a été enregistré en 1895 avec un désastre
sanitaire majeur. Actuellement, cette maladie est surtout connue dans les régions côtières,
toute fois des cas épidémiques ont pu être enregistrés sur les Hautes Terres Centrales de
Madagascar connu sous le nom de « Bemangovitra
».
2. Les parasites
L’étude étiologique sur le paludisme montre qu’il existe 4 espèces plasmodiales,
parasites de l’homme: Pl. falciparum, Pl. malariae, Pl. ovale et Pl. vivax (Alphonse Laveran,
1880). Ce sont des protozoaires intracellulaires dont la multiplication est asexuée chez
l’homme et sexuée chez les Anophèles femelles vectrices. Parmi les quatre espèces
plasmodiales citées ci-dessus, Pl. falciparum est la seule espèce capable de provoquer un
paludisme grave souvent mortel. Les autres espèces se développent d’avantage dans le sang
périphérique et donne des formes moins graves.
2.1. Le cycle épidémiologique du Plasmodium
Le cycle épidémiologique du Plasmodium passe obligatoirement par les trois principaux
acteurs du paludisme :
- Cycle parasitaire chez l’anophèle femelle :
Lors d’un repas sanguin sur un individu porteur de gamétocytes. Les gamétocytes mâles
et femelles s’échappent rapidement de leur enveloppe érythrocytaire en se transformant
respectivement en micro-gamètes et en macro-gamètes. La rencontre des gamètes formés
pendant la gamétogenèse aboutit à la formation d’un zygote dans la demi-heure suivant la
piqûre. Le zygote se transforme en ookinète allongé et mobile puis en oocyste. Ce dernier
formera plusieurs sporoblastes, dans lesquels se formeront également des milliers de
sporozoïtes. Ces sporozoïtes perforeront la coque de l’oocyste avant de passer dans
l’hémolymphe pour arriver au niveau de glandes salivaires prêtes à être transmises au
prochain individu cible, c’est à ce niveau que les moustiques sont devenus infestantes.
- Cycle parasitaire chez l’homme :
Deux cycles sont observés chez l’hôte, dont le cycle exo-érythrocytaire et le Cycle
érythrocytaire.
La phase exo-érythrocytaire désigne le sporozoïte et le stade hépatique. Les sporozoïtes
mobiles se concentrent dans les glandes salivaires des anophèles vectrices, ils sont émis à
l’hôte lors d’une piqûre pendant le repas sanguin. Une fois injectés à l’homme, les sporozoïtes
atteignent le foie, où ils pénètrent dans les hépatocytes. Ils se transforment en trophozoïtes qui
5
est entouré d’une membrane plasmique appelé : le plasmalemme. Pendant une période de
réplication intense des trophozoïtes, il y aura formation de plusieurs milliers de mérozoïtes
hépatiques qui vont s’éclater dans la circulation sanguine.
C’est pendant la phase érythrocytaire que se manifeste la maladie. Après leur libération
dans la circulation, les mérozoïtes hépatiques vont rapidement envahir les érythrocytes et
initier le stade sanguin. Une fois entré, le mérozoïte va se transformer en anneau. A ce stade,
le trophozoite, apparaissent des grains de pigment dans le cytoplasme, qui résultent de la
dégradation de l’hémoglobine en hémozoïne. Ce trophozoïte forme un schizonte mature après
mitoses et qui éclate en rompant la membrane du globule rouge pour libérer les plasmodiums.
Ces derniers peuvent ensuite envahir d’autres érythrocytes et le cycle recommence.
Figure 2 : Présentation générale du cycle épidémiologique pour l’évolution du parasite
Plasmodium (Source: WHO/CDC/CPE/SMT/ Partie I ; 2002)
6
3. Le paludisme à Madagascar
Selon les zones de transmission, deux profils épidémiologiques du paludisme se distinguent:
- Une zone à paludisme stable, c'est-à-dire à transmission pérenne dans les zones
côtières. Dans ces zones, la population adulte a niveau d'immunisation naturelle acquise du
fait de la répétitivité des piqures infectante et du quasi permanent exposition au parasite.
Cependant, les enfants de moins de 5 ans et les femmes enceintes qui sont plus vulnérables.
- Une zone à paludisme instable, c'est-à-dire à transmission saisonnière prévaut sur les
hautes terres et dans la région australe du sud subdésertique. L’immunité acquise est faible, si
bien que toute la population reste «à risque
» et les épidémies peuvent survenir avec un fort
taux de mortalité. Son incidence peut atteindre son apogée habituellement après la saison des
pluies.
Géographiquement, sur les HTC, les vagues épidémiques ont eu pour foyers des
localités situées en proximité des marges Ouest et Nord des HTC ou dans les zones où le
paludisme est stable sur les marges de 800 à 1.000 m d’altitude, zones qui présentent pour sa
plupart de l’année des températures compatibles (25 à 30°c) avec la transmission de la
maladie. La transmission épidémique s’étend ensuite dans la zone à paludisme instable à
haute altitude (plus de 1.500m), où les températures sont généralement non compatibles avec
le cycle du paludisme et la transmission se limite ainsi durant la saison chaude et pluvieuse de
Novembre à Juin.
4. Les vecteurs du paludisme à Madagascar
Les vecteurs du paludisme sont des Diptères groupés dans le sous-ordre des
Nématocères et à la famille des CULICIDAE. Plus de 3450 espèces de moustiques sont
regroupée dans cette famille qui est divisée en trois sous familles suivante:
TOXORHYNCHITINAE, ANOPHELINAE et CULICINAE (Bruce-Chwatt et al., 1985).
Parmi ces sous familles, celle des ANOPHELINAE est regroupée dans 3 genres : Bironella,
Chagasia et Anopheles. Ce dernier regroupe 400 espèces, Les Anophèles sont les plus
importants sur le plan médical et surtout pour leur rôle dans la transmission du paludisme.
A Madagascar, seules quelques espèces d’anophèles participent à la transmission du
Plasmodium. Généralement, ce sont des espèces à durée de vie relativement longue, avec
un niveau d’anthropophile significatif. Quatre espèces Anophéliennes sont les principales
vectrices du paludisme dans la grande île : le complexe gambiae, An. funestus, An.
coustani et An. mascariensis. La présence à Madagascar de ces trois premiers vecteurs
est connue être liée au flux migratoire et peuplement de la grande île. Tandis qu’An.
mascariensis est endémique.
7
4.1. Le complexe gambiae
Les complexes d’espèces regroupent des espèces jumelles non différentiables à l’aide
de critères morphologiques connus quel que soit leur stade. Mêmes au sein d’un complexe,
des différences plus ou moins sensibles sont trouvés dans les comportements mais aussi dans
les aptitudes à transmettre la maladie. La taxonomie divise ce complexe d’espèces en sept
espèces morphologiquement identiques, ce sont : An. gambiae ss (Giles, 1902), An. arabiensis
(Patton, 1904), An. melas (Théobald, 1903), An .merus (Doenitz, 1902), An. bwambae
(White,1985), An. quadriannulatus A. (Théobald,1911) et An. quadriannulatus B.
(Hunt,1998). Elles sont identiques du point de vue morphologique mais différent sur le plan
génétique, biologique et comportemental.
An. melas, An. merus, An. bwambae, An. quadriannulatus A. et An. quadriannulatus
B., ont un rôle nul ou faible dans l’épidémiologie de la transmission du paludisme,
contrairement aux An. gambiae ss. et An. arabiensis.
Figure 3: Répartition des différentes espèces du complexe gambiae en Afrique (Coluzzi et al.,
2002)
4.2. Caractéristiques morphologiques
Les palpes lisses et à trois bandes pâles (Fig. 4, B et C). L’apicale, large, recouvre le
cinquième article et l’apex du quatrième. La médiane est étroite et n’atteint pas la moitié de
l’apicale, elle recouvre l’apex du troisième article et la base du quatrième. La basale est égale
8
à la médiane ; elle recouvre l’apex du deuxième article. Le thorax est brun clair ou gris. Les
écailles médianes sont de couleur crème et sont effilées et de largeur moyenne. Les ailes sont
à taches pâles jaunes ou crème (Figure 4, A) ; l’ensemble de l’aile est pâle avec une
interruption claire à la nervure 2. Les taches costales sont étendues. L’ornementation de l’aile
est variable. La frange alaire est tachée de pâle aux points d’aboutissement des quatre
dernières nervures. Les fémurs, les tibias et le premier article des tarses sont plus ou moins
tachetés (Figure 4, D, E et F), mais rarement annelés. L’apex des tibias présente une bande
étroite claire. Aux tarses antérieurs et moyens, l’apex du premier et du quatrième article,
l’apex et la base du deuxième et du troisième article portent une étroite bande pâle. Les tarses
postérieurs sont semblables, mais les taches claires manquent parfois aux deuxième et
troisième articles. Le cinquième est complètement sombre. L’abdomen est brun clair. Il est
couvert de soies et le huitième tergite porte parfois des écailles qui débordent sur le septième
(Grejbine, 1966).
A : Aile; B : palpe du mâle ; C : palpe de la femelle
D : Patte antérieure ; E : patte moyenne ; F : patte postérieure
Figure 4: Anopheles arabiensis
9
4.2.1. Anopheles arabiensis
C’est une espèce dont le développement larvaire est dulçaquicole. Il est concentré dans
les régions de savane sèche de faible pluviométrie avec une altitude inférieure à 1000 m
(Coluzzi et al., 1979). Cette distribution est expliquée par l’adaptation de l’espèce aux milieux
de vie sèche ou arides. An. arabiensis ne colonise pas les habitats forestiers humides, mais sa
présence dans les zones de forêt humide de l’Afrique de l’Ouest est due au transport passif et
à une adaptation secondaire à un milieu modifié par l’homme en zone de savane (Coluzzi et
al.,1979). Les œufs et les larves d’An. arabiensis ne supportent la dessiccation que pendant
quelques heures (Ramsdale et Fontaine, 1970 a et b). Les gîtes larvaires sont plus adaptés aux
régions rizicoles. L’espèce est zoophile mais son comportement trophique dépend de la
disponibilité de l’hôte présent. En effet, An. arabiensis pourra avoir un taux d’anthropophilie
élevée ce qui traduit un important contact entre homme et vecteur, c’est ainsi que sa
capacité vectorielle au paludisme est très élevé.
4.2.2. Cycle biologique
La reproduction d’Anopheles nécessite un repas de sang pour le développement
folliculienne et ovarienne. Le cycle gonotrophique est observable à partir de l’engorgement
pour le nouvel hôte qui va durer de 42 à 72 heures en moyenne. Les femelles gravides
pondent isolement ses œufs à la surface des mares. Au bout de 1 à 2 jours, des larves
aquatiques sortent de ces œufs. La première mue apparait pour donner des larves du
deuxième stade (0,5mm). Et la larve du troisième stade avec une longueur d’environ 1 cm
apparait après la deuxième mue. A la quatrième mue larvaire fait suite une nymphe ou pupe
à avant corps globuleux, prolongé par un abdomen en forme de virgule. Cette nymphe respire
par une paire de petits cornets creux : les cornes ou trompettes respiratoires, mais elle ne se
nourrit pas. Les nymphes nagent par saccades au moyen de flexions abdominales, elles se
déplacent en frappant l’eau avec leurs nageoires caudales. La durée du stade larvaire est
variable selon les conditions de température du milieu, mais en générale elle est de 15 jours à
3 semaines. La nymphe après l’émergence donne un adulte ailé qui, après un accouplement et
un repas sanguin, pond et le cycle recommence. La plupart des Anopheles ne s’éloignent
guère de leur lieu de naissance ; mais parfois ils se laissent entraîner par les vents ou
transporter à grande distance en automobile, en bateau ou en avion. Les mâles meurent
rapidement après l’accouplement tandis que les femelles vivent un mois au maximum. Seules
les femelles piquent ; les albumines du sang conditionnent la ponte. Quant aux mâles, ils sont
végétariens (Doucet, 1949).
10
Figure 5 : Cycle de développement d’An. arabiensis (Image auteur)
4.2.3. La compétence et capacité vectorielle
La compétence vectorielle est la proportion des piqûres d’anophèles infectés réellement
infectant c'est-à-dire les vecteurs infectés capable d’être infectant et transmettre l’agent
infectieux à l’hôte. Elle aboutit au dégrée de coadaptation du couple vecteur- agent infectieux
dans un écosystème donné. Elle est donc spécifique pour un couple Plasmodium/moustique
donné. Ainsi, An. arabiensis peut être permissif pour une espèce de Plasmodium et réfractaire
pour une autre (Rajaonarivelo et al., 2004).
La Capacité Vectorielle d’une population de vecteurs est le nombre d’inoculations
attendues, par jour à partir d’un cas humain infecté, en contact avec une population
anophélienne. Elle mesure le potentiel de transmission de paludisme. Son calcul est basé sur
la formule de Garretjone, dérivée des travaux de Macdonald:
m.a = densité des femelles agressives capturées au cours de chaque séance de capture
nocturne, exprimée en nombre de piqûres par homme et par nuit.
a = fréquence journalière de piqûres humaine (nombre de repas/femelle/jour)
p= taux quotidiens de survie estimés à partir des taux de parité
n= de la durée du cycle sporogonique du parasite
11
Cette formule permet de prendre en compte tous les paramètres impliqués dans
l’aptitude des anophèles à être infectés et à transmettre le paludisme. Les résultats d’indice de
capacité vectorielle sont donc basés sur les résultats des analyses de repas de sang faits par
les anophèles femelles, dans le cadre de l'évaluation du risque sanitaire lié à l'importation de
souches plasmodiales, il existe un risque de transmission du paludisme lorsque la valeur de
l'indice de capacité vectorielle est supérieure ou égale à 1 ; avec An. arabiensis sur la HTC, ils
varient de zéro à 1,74 et n'atteint le seuil que pendant la saison des pluies c'est-à-dire du
Novembre au Mars (Rabarison et al., 2000). Les facteurs influençant ces deux paramètres
sont : la présence des hommes infectés, infectants et la susceptibilité ; la présence du vecteur
avec le degré d’anthropophilie, la densité et l’infectivité et aussi les conditions écologiques
adéquates.
5. Lutte antipaludique
L’élaboration des stratégies de lutte est basée sur des études entomologiques et
épidémiologiques. En effet le contrôle de la transmission du paludisme repose sur 2 principes.
Ces deux principes ciblent les différents acteurs dans le cycle de transmission du parasite, ce
sont :
- La prophylaxie humaine et le control des parasites
- Le control vectoriel
5.1. La prophylaxie humaine et le control des parasites
5.1.1. Les médicaments anti paludéens
L’utilisation des médicaments anti paludiques c’est l’une des bases du contrôle du
paludisme. Mais si le paludisme persiste c’est que l’efficacité de ces traitements n’est pas
optimale. Il y a donc une pharmaco -résistance aux médicaments antipaludiques accessibles et
largement utilisés dans le monde. Ce qui rend ces médicaments inefficaces et entraine une
augmentation considérable des taux de morbidité et de mortalité dû au paludisme. Le
nouveau traitement utilisable en ce moment est les combinaisons thérapeutiques à base
d’Artémisinine destiné à remplacer les anciens médicaments (WHO, 2006). Mais ces
médicaments restent peu accessibles dans certains pays (Mutabingwa, 2005). Et les
médicaments efficaces existants actuellement ne dureront pas très longtemps car les parasites
possèdent une grande aptitude à développer une résistance aux médicaments (Afonso et al.,
2006).
12
5.1.2. La chimioprophylaxie
A nos jours, aucun vaccin contre le paludisme n’est efficace. Par conséquent, seul la
chimio prophylaxie est utilisée pour les gens dans les pays concernés. Ils suivent un
traitement préventif intermittent, basé sur l’administration de médicaments curatifs. Et les
problèmes rencontrés rejoignent ceux que l’on a évoqué pour les médicaments curatifs
(Pacqué, 2004).
6. Le control des vecteurs
La lutte anti vectorielle a été développée suite à la découverte de Ross sur le rôle des
anophèles sur la transmission du paludisme. Elle constitue une importante composante de la
stratégie mondiale de lutte contre le paludisme de l’Organisation Mondiale de la Santé. Elle
demeure le moyen le plus efficace pour prévenir la transmission du paludisme. Elle est basée
sur des mesures visant à réduire le contact homme-vecteurs et à réduire la densité des
moustiques au stade infectant. Si ces mesures sont mises en place correctement, la
transmission du parasite est réduite, ainsi que le nombre de cas de paludisme. En effet, la lutte
contre les vecteurs du paludisme repose essentiellement sur l’élimination des larves et la lutte
contre les imagos.
6.1. La lutte contre les anophèles au stade larvaire
Cette méthode est axée sur la destruction des gîtes larvaires par élimination directe des
populations d’anophèle au stade larvaire.
- Méthodes physiques : Elle consiste à la réduction des sources de gîtes par
assèchements, drainages, aménagements agricoles, assainissement de l’environnement et la
limitation des gîtes péri domestiques fabriquées par l’homme.
- Méthodes chimiques : Le Vert de paris fut le premier larvicide qui a montré son
efficacité contre les Anophèles au Brésil, en Egypte et aux Indes où il a été utilisé sous forme
de pastilles (16,8 kg/ha) ou en poudre (840 g de matière active/ha) (Barber et al.,1921 ;
Shousha 1949 ; Soper et al.,1947 ; Vittal et al., 1981). Après la seconde guerre mondiale, le
D.D.T. a été utilisé (224 g/ha) mais son utilisation fut abandonnée par suite de son
accumulation dans les chaînes alimentaires (Harrison, 1978). Le fénithrotion (224 - 336 g/ha)
et le pyrimiphos - méthyl (18 à 80 g de matière active/ha) ont été utilisés contre les larves
d’Anophèles dans la région de Moscou et d’Anopheles saccharovi dans les régions
méridionales de la Russie (PNUE URSS, 1982). Le larvicide le plus utilisé est le téméphos
avec une rémanence de 16 jours. Il est utilisable contre An. arabiensis en milieu rural avec
une dose de 50 g/ha.
13
- Lutte biologique: Des insecticides d’origine bactérienne, Bacillus thurigiensis ont été
très efficace contre les larves d’Anophèles mais avec une courte rémanence (Hougard et al.,
1983 ; Ravoahangimalala et al.,1994). Il y a aussi les poissons larvivores comme : Gambusia
affinis et Oreochromis sp.
6.2. Lutte contre les anophèles au stade adulte
- Méthodes physiques: Ces méthodes proposent la protection individuelle et familiale
par la réduction du contact homme - vecteur. A cet effet, des substances répulsives ont été
utilisées, qui sont d’origine naturelle (citronnelle, eucalyptus) ou de synthèse (diméthyl -
phtalate, diethyltoluamide). Ces produits ont été employés en imprégnation sur des vêtements
ou en étalement direct sur la peau. Actuellement, la protection des individus repose sur
l’utilisation de moustiquaires imprégnées de pyréthrinoïdes de synthèse, perméthrine et
deltaméthrine (Rozendaal et al., 1989).
- Méthodes chimiques: Les insecticides à effet rémanent ont été principalement utilisés
pour la lutte anti vectorielle depuis 1939, année de la découverte des propriétés insecticides
du D.D.T. par Muller. Le D.D.T. fut remplacé par d’autres produits mais il s’avère encore être
efficace dans certains pays où la résistance n’a pas été encore observée, comme sur les hautes
terres de Madagascar (Rabarison et al.,1997). Le D.D.T., a été remplacer par les carbamates
tels que le propoxur et le bendiocarb; les pyréthrinoïdes tels que la perméthrine, la
deltaméthrine (Mouchet, 1980) et les organophosphorés tels que le malathion (2g/m2) (Najera
et al.,1967 ; Rawlings et al.,1983), le fénothrion (Smith et Hockins 1963 ; Fontaine et
al.,1978), le pyrimiphos - méthyl (Rishikesh et al.,1977).
7. Les mécanismes de résistance des vecteurs aux insecticides
Par définition, c’est la capacité d’une population d’insectes à tolérer des doses
d'insecticides qui seraient létales pour la majorité des individus dans une population normale
de la même espèce (OMS, 2004 b). Chez les insectes, plusieurs types de mécanismes de
résistance peuvent être observé et répartis en trois types principaux: les modifications
physiologiques, biochimiques et comportementales.
7.1. Les mécanismes de la résistance physiologique
Ce mécanisme de résistance se manifeste par une diminution de la pénétration ou par
une augmentation de l'excrétion des insecticides (Haubruge et al., 1998). Elle touche
principalement les organes et les tissus. En effet, pour atteindre leurs cibles moléculaires, les
insecticides pénètrent à l'intérieur des insectes en traversant soit au niveau de la cuticule, soit
par les parois du tube digestif. Ceci se fait avec une vitesse variable selon la toxicité des
14
molécules et aussi de l'espèce. Si la cinétique de pénétration est suffisamment lente,
l'insecticide pourra être dégradé par les systèmes de détoxication et aura peu d'effet sur
l'insecte (Haubruge et al., 1998).
7.2. Les mécanismes de la résistance biochimique
Ce mécanisme consiste en une augmentation de l'activité enzymatique des systèmes de
détoxication et en une diminution de l'affinité des sites d'action vis-à-vis des insecticides
(Haubruge et al., 1998). La détoxication des insecticides chez les insectes se traduit le plus
souvent par une perte de l'activité des produits avec un développement du phénomène de
résistance. Quatre types d'enzymes participent à ce processus: les cytochromes P450, les
glutathion-S-transférases(GST), les hydrolases (estérases) et les oxydases. En plus, il y a aussi
la modification des cibles car la plupart des insecticides de synthèse agissent sur le système
nerveux de l’insecte et ses afférents, par conséquent leur inaptitude à agir sur celui-ci
conduirait à la résistance.
7.3. Les mécanismes de la résistance comportementale
La résistance comportementale des vecteurs c’est l’aptitude des moustiques à éloigner
ou éviter le contact avec les produits toxiques. Pour éviter le contact avec l’insecticide ils
adaptent des catégories de mécanismes comportementaux suivants : la résistance associée à la
mobilité de l'insecte et la résistance associée à l'immobilité de l'insecte. Dans ces deux
mécanismes, l'insecte peut se déplacer pour fuir l’environnement où il y a des substances
toxiques mais aussi de réduire ses activités locomotrices. L'irritabilité du DDT des Anophèles
entraînent un comportement de fuite ou d'évitement, de sorte que les vecteurs ont tendance à
quitter les maisons traitées avant d'avoir absorbé la dose létale (Darri et et al., 2002).
15
III. MATERIELS ET METHODES
1. Sites d’investigation
Les zones d’études sont situées dans la partie Sud-Est de la région Analamanga. Ces
zones possèdent quatre saisons annuelles, bien définies par leurs caractéristiques particulières.
Du point de vue administratif, cette région englobe la presque totalité de l’ex-province de
Tananarive et une partie de l‘ex-province de Fianarantsoa. (Randriamanantena, 1985). La
région des Hauts-Plateaux se situe entre les latitudes de 18° à 21° 30’ et les longitudes est de
46°15’ à 47°45’ (Lacan, 1953). Quelques quartiers qui se répartissent dans différents
arrondissements ont été prospectés: Ankatso, Androhibe, Ambohipo, Andoharanofotsy et
Nandihizana Carion.
Figure 6 : Représentation graphiques des cinq sites d’étude (Photo : Auteur)
Les sites ont été choisis avec une distance au moins de 4 km entre chaque site de
capture afin que les spécimens collectés proviennent des biotopes différents pour avoir des
résultats fiables pendant toutes les recherches.
Selon l’appartenance de ces cinq sites d’études, ils ont été regroupés en trois zones :
- La zone urbaine : Ambohipo et Ankatso, ce sont des zones urbanisés, situés à 1200
m d’altitude et se trouvent toujours dans la partie sud Est de la capitale. Ils font parties du 2ème
arrondissement de la commune urbaine d’Antananarivo. En général, ils présentent des rizières
16
qui, dans sa partie supérieure, sont bordées par des champs de maniocs et de légumes. Les
riziculteurs y pratiquent également la riziculture inondée et les autres cultures maraîchères.
- La zone péri-urbaine : deux sites localisés à la périphérie de la capitale ont été choisis :
Androhibe et Andoharanofotsy, ce sont des zones moyennement urbanisés avec une altitude
environ 1275 m. Ils sont bordés par des champs de légumes, des cressonnières et des rizières.
Les agriculteurs de ce site pratiquent la riziculture inondée.
- La zone extra-urbaine : trois Fonkotany ont été prospectés à Nandihizana Carion, ils
sont situés à 1382 m d'altitude et se trouve à 36 km de la route nationale II à l’est
d’Antananarivo dans le district de Manjakandriana. Les agriculteurs de ce site pratiquent aussi
la riziculture inondée, une fois par an. Une méthode de rotation des cultures s’est obtenue
selon la saison. Tels que pendant la saison pluvieuse, ils ont cultivés du riz (repiquage de
septembre à octobre, récolte d’avril à mai) ; pendant la saison froide et sèche de mai à juillet,
ils ont faits de la culture de cresson et des légumes dans les rizières. Tandis que les autres
rizières non cultivées sont recouvertes par des plantes aquatiques.
2. Suivi et collecte des moustiques sur terrain
Cette étude a été effectuée du mois d’octobre 2014 jusqu’à la fin du mois de février
2015. Dans chaque site d’études, les captures ont été effectuées dans différents gîtes de repos
que ce soit le matin ou le soir. Parmi ces gîtes, les étables, les écuries, les porcheries et les
poulaillers ont été prospectés. Par ailleurs, les talus et les troncs d’arbres constituaient aussi
des gîtes résiduels d’Anopheles ainsi que les gites larvaires. Des séries de méthodes ont été
mises en place pour le suivi des densités des vecteurs dans les différents sites. Et la méthode
de suivi ci-dessous a été appuyée par d’autres méthodes de collecte afin de relever le
pourcentage de moustiques capturés nécessaires aux différents tests de sensibilité aux
insecticides et aux élevages.
2.1. Chasse nocturne
2.1.1. Captures directes sur appâts humains
Les moustiques femelles agressifs nocturnes ont été capturés soit à l’intérieur soit à
l’extérieur des habitations servant de dortoirs aux habitants de chaque site d’étude. Ces
captures se sont déroulées de 18 heures à 6 heures du matin où sont placés des hommes
volontaires servis en même temps comme appâts et se relaient un par un tous les deux heures.
Ils ont vérifié en permanence la présence possible de moustiques venant se gorger sur ses
jambes mises à nues jusqu’aux genoux à l’aide d’une tube à hémolyse et de la torche.
17
Figure 7: Capture sur volontaire (Photo : auteur)
2.1.2. Capture dans les moustiquaires pièges avec appât humain
Deux moustiquaires sont disposées l’une dans l’autre dans une chambre à coucher pour
éviter les risques à la personne servie comme appât. La première moustiquaire a été fixée
autour du lit de camp pour protéger la personne qui a servi comme appât. Le bas de la
deuxième moustiquaire est tendu et fixé à des piquets de manière à rester à 30 cm du sol. Au
coucher du soleil, entrer dans le piège, s’allonger sur le lit et régler le réveil pour qu’il sonne
après une heure de la mise en piège. Et lorsque le réveil sonne, tous les moustiques piégés
sont récoltés.
Figure 8: Moustiquaire piège avec appât humain (Photo : Auteur)
2.1.3. Capture à l’aide de moustiquaire piège avec appât animal
La moustiquaire piège (Fig.9) est un peu semblable à celle avec un appât humain. Cette
méthode est utilisée à l’extérieur et une moustiquaire piège avec un animal (Zébu) comme
appât placée près de l’endroit où l’animal passe habituellement la nuit. Placer l’animal dans le
piège au coucher du soleil vers 17 heures. La vache doit être convenablement attachée pour
éviter qu’il ne se libère et n’endommage la moustiquaire ou ne se blesse. La cage est
18
recouverte d’une moustiquaire qui laisse un passage de quelques centimètres au dessus du
niveau du sol servant de porte d’entrée aux moustiques attirés par les odeurs de l’animal
appât. Les moustiques, une fois attirés dans la cage, vont se gorger sur l’animal. Elles sont
capturées sur la voile et la séance de capture se fait toutes les trois heures avec un aspirateur à
bouche.
Figure 9 : Moustiquaire piège avec appât animal (Photo : Auteur)
2.1.4. Captures à l’aide de pièges lumineux «CDC Miniature light trap
»
Le piège lumineux CDC (Fig.10) est formé d’une cellule constituée d’un cylindre en
plastique dans lequel se trouve un moteur portant à ses extrémités une hélice et une ampoule
électrique. Le moteur est alimenté par une batterie fournissant un courant continu. L’extrémité
inférieure du cylindre est reliée à un filet moustiquaire à l’intérieur duquel pend un sac
plombé. L’extrémité supérieure est recouverte d’un grillage qui empêche l’entrée d’insectes
de grande taille pouvant être des prédateurs de moustiques. Les sources lumineuses peuvent
être blanche ou à ultra-violet, attirant les moustiques qui sont aspirés par un ventilateur vers
une boîte de réception. Les CDC sont placés :
- à l’intérieur des maisons où les dormeurs sont sous moustiquaires non
imprégnées,
- à l’extérieur des maisons près des parcs à zébus ou en bordure de gîtes larvaires.
De ce fait, la lumière et les odeurs dégagées, combinées au gaz carbonique produit par
les animaux, attirent les moustiques qui sont piégés par le ventilateur qui les aspire à
l’intérieur du filet.
19
Figure 10 : Piège lumineux CDC (Photo : Auteur)
2.2. Chasse matinale
2.2.1. Capture avec de l’aspirateur à bouche
Il suffit d’aspirer tous simplement les moustiques avec un tuyau (Fig.11 A) muni d’un
gobelet en carton qui sert à recevoir les moustiques capturés. Chaque gobelet comporte les
mentions suivantes : l’heure, la date, le lieu de capture, le type de gîte et le nom du captureur.
La limite maximale du nombre des moustiques dans chaque gobelet est de 25 pour éviter les
chocs entre eux. Cette méthode de capture a été choisie pour faciliter les captures, et aussi
pour avoir des moustiques intacts afin de ne pas rendre difficile l’identification de l’espèce
collectée. Les moustiques capturés le matin sont gardés à l'obscurité à une température et
une humidité convenables. Un morceau de coton est trempé dans une solution à 5-8% de
sucre et déposé sur le treillis moustiquaire du gobelet. Et les gobelets (Fig.11 B) contenant
des moustiques sont mis en position verticale dans la glacière.
Figure 11: A. Aspirateur à bouche; B. Gobelet en carton (Photo : auteur)
Cette technique de captures est effectuée intensivement pour obtenir le maximum des
moustiques sauvage à tester. Les chasses sont faites dans des étables, dans des gites naturels
ou artificiels comme les puits, dans des maisons en construction et non habitées là où les
moustiques se reposent. Les moustiques capturés à l’aide d’un aspirateur sont mis dans une
glacière pour garder quelques temps avant le transport.
20
1.Captureur,2.Gite résiduel,3. Aspirateur à bouche
Figure 12: Captures des
moustiques au repos dans un
puits (Photo : auteur)
Figure 13: Gites naturels
(Photo : auteur)
Figure 14 : Chasse matinale dans
un étable (Photo : auteur)
1. Captureurs, 2.Aspirateur à bouche, 3.Torche
Figure 15: Capture des moustiques adultes dans une ferme (CM) (Photo : auteur)
3. Identification des espèces de moustiques adultes capturés et sélection d’An.
arabiensis
L’identification morphologique est utilisée avec les moustiques collectés pour faire les
triages. Sous la loupe binoculaire, le spécimen vivant dans chaque tube à hémolyse a été
déterminé un à un en se servant de la clé de détermination des Anophelinae malgaches
(Grjebine, 1966) dont la lecture aboutit à la découverte du nom de l’espèce d’Anopheles
(Annexe III). Une partie d’An. arabiensis adultes collectés ont été testés directement sur
terrain après identification et d’autres sont transportés jusqu’au laboratoire pour l’élevage.
4. Le transport des adultes collectés et conservation sur le terrain
Certaines précautions ont été prises pour les maintenir en bonne forme dans les
gobelets si les moustiques devront séjourner quelques temps sur le terrain et être gardés
vivants pendant le transport: des morceaux de coton sont trempés dans une solution à 5-8 %
21
de sucre, exprimer l’excès de solution sucrée et placer le coton sur le treillis moustiquaire des
gobelets, ensuite placer les gobelets contenant les moustiques doivent être en position
verticale dans la mallette isotherme et enfin pour éviter les chocs pendant le transport, des
matériaux de remplissage comme les journaux ont été placés dans les gobelets.
5. Elevage des souches d’An. arabiensis en insectarium
La réalisation de notre objectif spécifique qui est l’évaluation et la comparaison de
l’état de la sensibilité d’Anopheles arabiensis sauvage et de la génération F1 aux insecticides
ne peut s’obtenir que par leur élevage en insectarium après sélections des souches.
5.1. Insectarium
L’élevage des moustiques a été effectué au Laboratoire du DLP à Androhibe
Antananarivo. Au DLP l’insectarium est composé de deux grandes pièces, l’une pour
l’élevage des anophèles adultes et l’autre pour l’élevage des différents stades préimaginaux.
Chaque pièce possède un thermohygromètre, permettant d’enregistrer la température et
l’humidité relative des pièces qui est maintenu à 27°c et à 70%. Dans la pièce spécialisée
pour les stades préimaginaux la photopériode est maintenue jusqu’au soir grâce à l’une des
côtés du mur en vitre épais.
5.2. Mise en cage
Les souches d’An. arabiensis maintenue en élevage a été rapportée des différents
endroits. Les femelles et mâles adultes ont été gardés ensemble dans une cage de 30 cm de
côté et l’une des faces comporte une ouverture pourvue d’un manchon par lequel le
manipulateur a effectué les diverses manipulations.
1.Etiquette, 2. Pondoirs,3. Drap noir
Figure 16 : Mise en cage des moustiques pour l’élevage (Photo : auteur)
5.3. Nourrissage des imagos
Les mâles ont été nourris avec du coton imbibé de jus sucré 5% suspendu avec un fil à
l’intérieur de la cage d’élevage. Un lapin rasé sur la partie ventrale a été systématiquement
22
offert comme repas de sang aux femelles adultes quelques jours après leur émergence et leur
accouplement; leur engorgement a été effectués pendant trois heures et est effectué tous les
trois jours.
5.4. Mise en ponte, collecte et préparation des œufs
Les œufs ont été pondus sur du papier Whatman dans des ovitraps. Le nettoyage des
œufs pondus à l’eau de Javel (1%) était l’étape suivant 24 heures après la mise en place des
pondoirs. Beaucoup de laboratoires ont découvert que le nettoyage de la surface des œufs
avec de l’eau de Javel était une procédure habituelle utile pour minimiser le développement
des microsporidies. La méthode suivante décrit une méthode pour « stériliser la surface des
œufs » et permet à des œufs concentrés sur un disque de papier filtre le transport ou le
stockage pendant quelques jours.
Les adultes ont été enlevés de la surface avec des forceps et avec un appareil de
filtration (Un entonnoir de Buchner est une option, mais faire attention de nettoyer
soigneusement s’il est utilisé pour plusieurs stocks car il y aura une « fuite » tout autour du
bord du papier). Des papiers filtres de forme arrondie centré sur la plate-forme avec le vide
appliqué. Avec de l'eau stérile la surface du papier a été mouiller et assurer toujours que le
papier filtre est tenu solidement par le vide. Ensuite, nous avons versé lentement eau/œufs au
centre du disque afin que les œufs ne se répandent pas en dehors de la dépression et le vide
est enlevé après.
Ajouter la solution d'eau de Javel dans toute la dépression et tremper les œufs jusqu'à
1minute 30 secondes. Les œufs couverts de l’eau de Javel fixé sur le papier doivent être rincés
deux fois avec de l’eau jusqu'à ce qu’assez d'eau reste en surface pour garder les œufs
humides sans leur permettre de « fuir » sur les côtés du papier. Les œufs peuvent être stockés
typiquement dans un récipient humide sur du papier filtre jusqu'à 24 heures avant de les
lâcher pour l’éclosion.
1. Eau de Javel, 2. Papier filtre, 3. Pissette, 4. Entonnoir de Buchner, 5. Œufs
Figure 17 : Versement des œufs sur le vide et
Rinçage
Figure 18 : Chambre modifiée attachée
au vide
23
1. Bac, 2. Papier filtre, 3. Pissette
Figure 19: Rinçage et mise en éclosion dans un bac
5.5. Mise en éclosion dans les bacs
Les œufs ont été mis dans des bacs d’eau pour éclosion qui contient déjà de levure à
une concentration finale de 0,02% (300 ml d'eau et 3 ml d’une 2% p/v de solution de levure).
Elle est diluée dans une faible quantité d’eau et versée dans les bacs en proportion variable
suivant leur nombre et le stade larvaire. Les larves ont été nourries avec de la croquette des
chats mixé en poudre riche en protéines et en substances minérales. Pour 100 larves de stade
I et II, 20 mg de poudre sont donnés par 24 heures, alors que 50 mg sont nécessaires pour les
deux derniers stades avant la mue nymphale. Les pupes ont été recueillies dans des cuvettes et
placées dans des cages en attendant leur émergence. Les bacs sont clairement étiquetés avec
le nom de la souche et la date de l'éclosion.
Figure 20: élevage des larves (Photo : auteur)
5.6. Emergence des adultes et sélection des moustiques pour les tests
A l’émergence, les femelles nullipares âgées de 3 à 12 jours ont été séparées de
l’ensemble des adultes. Elles sont destinées directement au test. Alors que les autres restants
sont servis de souches parentales de l’espèce pour les futures générations. Il est à noter que
les tulles des cages et les bacs d’élevage sont systématiquement lavés et désinfectés après
chaque cycle d’élevage.
24
1. Chauffage, 2. Cuvette (eau), 3. Thérmohygromètre, 4. Drap noir, 5. Cage, 6.Support,
7.Etiquette
Figure 21 : Elevage en insectarium (Photo : auteur)
6. Tests de sensibilité
6.1. Les insecticides disponibles utilisés
Dans cette étude, quatre types d’insecticides appartenant à 3 familles différentes
(Organochlorés, Organophosphorés et Carbamates) fournis par l’OMS ont été utilisé :
- Les organochlorés: Le DDT 4%
- Les organophosphorés : Le fenitrothion 1%
- Les carbamates: Le bendiocarb 0.1%
et
le propoxur 0.1 %
6.2. Tests de susceptibilité des moustiques adultes
Deux séries de tests ont été effectuées, l’une sur les moustiques femelles sauvages issus
des collectes sur terrain et l’autre sur les générations F1 obtenus quelques jours après
l’émergence.
La méthode OMS standard consiste à mesurer le taux de mortalité observé (MO) des
femelles d’anophèles d’une espèce connue, exposées dans des tubes spéciaux, à des papiers
filtres imprégnés avec une concentration létale d’un insecticide dissous dans de l’huile
minérale. La plupart des tests de sensibilité ont été effectués au laboratoire du DLP Androhibe
pour les sites près de la Capitale, tandis que pour les zones aux alentours sont effectués
directement sur terrain selon le protocole standard de l’OMS.
6.2.1. Tests de sensibilité des souches d'Anopheles arabiensis
6.2.1.1. Le kit OMS
Dix tubes cylindriques en plastique transparent sont utilisés dont 5 tubes d’observation
marqués en vert et 5 tubes d’exposition marqués en rouge y compris les tubes témoins.
25
Chaque tube d'observation et d'exposition mesure 125 mm de long et 45 mm de diamètre.
Des papiers de contrôle de couleur blanche sont placés dans les tubes d’observation tandis
que dans les tubes d’exposition il y a des papiers filtres imprégnés d'insecticide qui mesure
15x12 cm tous les deux. Ces papiers sont retenus contre la paroi par un anneau d'argent dans
les tubes d’observations tandis que chaque tube d'exposition est pourvu de papier imprégné
d'insecticide retenu également contre la paroi par un anneau de cuivre. Chaque tube comporte
1 manchon fileté aux 2 extrémités, traversé perpendiculairement à leur axe d’une plaque
coulissante percée d’un orifice de 20 mm de diamètre. Chaque kit comporte également un
dispositif aspirateur à bouche servant à transférer les moustiques dans les tubes
d’observation.
6.2.1.2. La conduite des tests
- Mise au repos :
Des groupes de 20 à 25 moustiques femelles ont été introduits dans chaque tubes OMS
tapissées de papier filtre sans insecticides.
Figure 22: Mise en place des moustiques femelles dans le tube d’observation (Photo : auteur)
- Exposition :
Et après une heure de repos, les spécimens ont été enlevés et ont été transférés dans les
tubes d'exposition tapissés de papiers imprégnés d'insecticide (ou de papier contrôle pour les
témoins).
L'exposition dure 60 minutes au cours desquelles le nombre de moustique qui tombe
sous l'effet de choc « Knock Down» (KD) de l'insecticide est noté à intervalle de 5, 10, 15,
20, 25, 30, 40, 50 et 60 minutes. Les TKD sont obtenus à partir de la lecture de courbes de
régression du pourcentage de moustiques choqués en fonction du temps (5, 10, 15, 20, 25,
30,40, 50 et 60 minutes) sur des papiers semi logarithmiques. L'analyse des TKD apporte
plus d'information sur l'apparition précoce de la résistance. L'augmentation des TKD peut se
26
traduire par une apparition de résistance précoce, alors que l’apparition de la résistance seule
le taux de mortalité après 24 heures peut le déterminer (Bobanga., 2009).
Figure 24: Transfert des moustiques Figure 25: Exposition pendant 1 heure et
dans le tube d’exposition (Photo : auteur) contrôle du KD (Photo : auteur)
- Observation :
Apres 60 minutes d'exposition, les moustiques ont été retransférées dans les tubes
d'observation. Ainsi, ils ont reçu une solution de sucre sur un bout de coton hydrophile dans
la salle d’élevage. Les tests se sont déroulés à la température entre 23 à 27°c et à 70 - 80%
d’humidité relative. Les résultats sont obtenus après 24 heures dans des conditions optimales
d’exposition. A la fin de cette période les moustiques incapables de se déplacer sont comptés
comme morts (Chandre et al., 1999).
Figure 26: Prélèvement des résultats après 24 heures dans le tube d’exposition (Photo : auteur)
6.2.2. Les critères de validation des tests
A la lumière de nouvelles connaissances et du besoin de l'action prompte de parer la
diffusion de la résistance parmi dirigez les populations, conseils sur interpréter les résultats
27
de l'OMS que l'essai biologique a été mis à jour. Selon l’OMS en 2013 les recommandations
courantes sont comme suit:
- Une mortalité observée dans la gamme 98 Ŕ100% indique la sensibilité
- Une mortalité de moins que 98% est suggestive de l'existence de la résistance et
davantage de recherche est nécessaire
- si la mortalité observée (corrigée au besoin) est entre 90% et 97%, la présence des
gènes résistants dans la population de vecteur doivent être confirmés. La confirmation de la
résistance peut être obtenue en réalisant les essais additionnels d'essai biologique avec le
même insecticide sur la même chose population ou sur la progéniture de tout et de moustiques
de survie ou en conduisant des analyses moléculaires pour les mécanismes connus de
résistance.
Les critères ci-dessus sont recommandés parce qu'une survie 2% plus grande qu'au diagnostic
la concentration est considérée peu susceptible d'être due à la chance seule, à condition que
toutes les conditions d'essai récapitulé ci-dessous soient réunies (OMS, 2013).
7. Analyse des données
7.1. Densité anopheliennes mensuelles dans les différents sites de collecte
Le suivi et les variations mensuelles de la densité anophèlienne capturés dans
les différents sites donnés ont été analysés par ANOVA avec Xlstat 7.0 sous Excel. Quand les
décalages entre les valeurs obtenues ont été supérieurs au seuil, une transformation
logarithmique (Log10) est nécessaire pour les traitements des données. En plus, l’évaluation
de la fiabilité des interprétations a aussi été réalisée par étude de l’écart type.
7.2. Détermination des TKD50 et TKD95
Les résultats obtenus après les comptages des nombres des moustiques tombés sous
l'effet de choc sont dressés dans des courbes de régressions sur des papiers semi
logarithmiques. Et la lecture des courbes de régressions du pourcentage de moustiques
choqués en fonction du temps aboutit à l’obtention des TKD. Ces derniers sont analysés
statistiquement par XlStat 7.0 sous Excel. Des analyses univariées sont effectuées pour trier
les différences entre les TKD obtenus avec la génération F1 provenant des diverses zones
d’études après la période d’exposition. Et pour la comparaison des TKD entre les souches
sauvages et la génération F1, les données ont été analysées en utilisant le test apparié de
Student.
28
7.3. Détermination du taux de mortalité
Si la mortalité dans les lots témoins au bout de 24 heures d’observation est inférieure
à 5 % le test a été pris en compte. Quand la mortalité des témoins était comprise entre 5 % et
20 %, les mortalités étaient corrigées selon la formule d'Abbot ; mais si elle dépasse le 20 %,
l’expérience est non validée et le test est à refaire.
Formule d’Abbott (OMS, 2002):
Avec : E : est la mortalité observée chez les moustiques exposés et exprimée en %
C : est la mortalité chez les moustiques contrôles exprimée en %.
Les analyses de ces résultats ont été posées sur deux hypothèses :
Dans la première hypothèse, la comparaison de la sensibilité d’An. arabiensis sauvage
et la génération F1 obtenue pendant les élevages est nécessaire. Tous simplement, pour
évaluer le niveau de sensibilité de cette espèces pour chaque insecticide. Sans contre dire les
données normalisées par l’OMS indique que les tests de sensibilité doivent se faire avec la
génération F1. Ceci est donc pris comme une mesure de référence au cas où les élevages sur
terrain sont impossibles.
Et dans la deuxième hypothèse, les moustiques capturés dans les diverses zones
d’études sont considérés dans des biotopes différentes, nous voulons savoir donc si la
différence entre la résistance d’une même espèce collecté dans les cinq sites est significative
ou pas.
Après la détermination du taux de mortalité observé (MO) et la comparaison des résultats
obtenus, toutes les données ont été analysées encore statistiquement par le Paired t- test à
l’aide d’un logiciel appelé XlStat 2007 sous Excel.
29
IV. RESULTATS ET INTERPRETATIONS
1. La densité mensuelle des Anophèles dans les différentes zones
Parmi les méthodes de collectes faites sur terrain, les moustiquaires pièges avec appâts
animaux fournissent en général plus de moustiques que les captures directes sur animaux ;
mais pour les moustiquaires avec appâts humains, c’est le contraire. C’est la raison pour
laquelle les collectes nocturnes de moustiques sont faites classiquement par capture directe
sur des volontaires à l’intérieur ou à l’extérieur et par moustiquaires pièges avec appât animal
à l’extérieur.
En tout, 9 chasses matinales ont été faites à Ankatso dans des parcs à bœufs entre octobre et
décembre 2014 ; 5 chasses matinales à Androhibe dans une ferme et dans des puits du 29
décembre jusqu’au 24 janvier, 5 chasses matinales à Ambohipo du 08 novembre à 06 janvier
2015 dans un étable, 3 chasses matinales à Andoharanofotsy du 12 au 20 janvier 2015 dans
des parcs à bœufs et des puits et enfin à NandihizanaCarion 5 chasses matinales ont été faites
et 2 chasses nocturne dans trois Fonkotany différents pendant le mois de février.
Au total, 13.512 moustiques du genre Anopheles ont été collectés sur terrain dans les 5 sites
d’études. Leur dénombrement est obtenu dans l’annexe I. Quatre espèces d’Anophèles ont été
collectées dont Anopheles arabiensis, Anopheles coustani, Anopheles squamosus et
Anopheles mascariensis ce qui affirme la diversité de la faune anophélienne dans ces sites. En
comparant les résultats des captures de vecteurs lors des chasses matinales et les chasses
nocturnes, la prédominance d’An. arabiensis montre une zoophilie assez forte dans les zones
d’études.
La densité maximale est observée avec An. arabiensis pendant le mois de décembre.
L’histogramme ci-dessous (Fig.27) indique une abondance d’An. arabiensis qui prend le
premier rang avec 92.93% des Anophèles capturés. Cette espèce est toujours présente dans
tous les sites étudiés. Ce qui pourra rendre la capacité vectorielle d’An. arabiensis très élevé,
ainsi l’espèce est classé dans la première catégorie durant la période d’étude. Puis, il y a
Anopheles coustani, avec 6.68% des vecteurs collectés et la densité ne varie pas pendant le
mois de novembre jusqu’au février alors qu’elle est faible en octobre. Elle est considérée
comme vecteur secondaire dans le milieu urbain mais aussi un bon réservoir des
Plasmodiums. En troisième rang et avec un pourcentage de 0.29%, Anopheles squamosus qui
est classé au troisième catégorie et ne font que la moindre trace quel que soit la période
d’étude dans les trois zones prospectées. Enfin, An. mascariensis qui présente une valeur nul
pendant les quatre premiers mois d’’études mais elle augmente à partir du mois de février et
30
ne se trouve que dans les milieux extra-urbains. L’analyse statistique de la densité
anophèlienne obtenu, avec l’effectif total N=13.512 a montré qu’il n’existe pas une
différence significative entre les moyennes du nombre des moustiques recensés
mensuellement dans les divers zones (F= 1.162; p= 0,956). La densité mensuelle de chaque
espèce est donc non significative ; mais en tenant compte des valeurs de la densité
anophèlienne d’une même espèce collectée par rapport aux autres, il existe une différence
significative entre les groupes (F= 0.279 et p= 0.840). Les analyses des différences entre les
groupes d’après le test du Fisher (LSD) avec un intervalle de confiance à 95 % sont
représentées dans l’annexe II.
Figure 27 : Fluctuation de la densité mensuelle des Anophèles capturés
2. Sensibilité d’An. arabiensis aux insecticides utilisés
Au total 74 tests ont été effectués pendant cette étude dont 47 tests pour les sauvages et
27 pour les générations F1 d’An. arabiensis élevé en insectarium. Les tests ont été réalisés sur
11.100 moustiques femelles (N=11.100) et avec deux répétitions pour chaque insecticide. Les
résultats du test à taux de mortalité inférieure à 90% sont exclus des résultats. Ceci peut être
dû aux erreurs lors de la manipulation ou même pendant le temps d’exposition.
2.1. La situation de la sensibilité d’An. arabiensis issu d’élevage
2.1.1. TKD50 et TKD95 de la génération F1 d’An. arabiensis au DDT 4%
Les tests de sensibilité ont permis de déterminer les temps de Knock Down (KD50 et
KD95). Le temps donné par le KD montre la sensibilité des moustiques testés aux
31
insecticides à l’état de choc. En projetant vers l’abscisse le pourcentage des moustiques tombé
en état de choc au DDT à 50% et 95% dans les courbes de régression (Annexe IV.2); les
résultats montrent que le TKD 50 d’An. arabiensis d’élevage avec les souches venant du
milieu urbaine est de 40 minutes et le TKD 95 est de 77 minutes. Avec les générations F1
venant de la zone péri-urbaine le TKD50 est de 38 minutes et le TKD95 est à 69 minutes.
Enfin pour les souches venant du milieu extra-urbain étudié le TKD50 est de 40 minutes et le
TKD95 est de 75 minutes. La moyenne de l’effet de choc de cet insecticide sur An. arabiensis
à la première génération est presque égale quel que soit les souches d’origine.
Statistiquement, ils sont plus rapides et ne se diffèrent que dans deux catégories a et b ; la
différence entre la moyenne des TKD au DDT 4% d’An. arabiensis F1 n’est pas significative
(F= 1,500 ; p=0,509).
Figure 28: KD après 60 minutes d’An. arabiensis F1 au DDT 4%
2.1.2. Mortalité observé de la génération F1 d’An. arabiensis
Dans tous les tests effectués, un taux de mortalité des témoins inférieur à 5% ont été
relevé, d’où tous les tests sont valides et aucune correction n’est faite. Tous les résultats
obtenus avec les souches provenant des trois zones sont enregistrés dans le tableau annexe
VI.2. Avec la génération venant de la zone urbain, la mortalité observée après 24 heures
d’observation: 95% de cette génération F1 d’An. arabiensis testée au DDT, 98% testée au
bendiocarb, 99% testée au propoxur et 99% au fenitrothion ont été tuées. Elle présente alors
une bonne sensibilité au bendiocarb, au propoxur et au fenitrothion avec une MO supérieure
ou égale à 98%; mais fortement résistante au DDT. Avec les souches provenant de la zone
32
péri-urbaine, respectivement les résultats est de 97% avec le DDT; 99% au bendiocarb ;
100% au fenitrothion et 100% au propoxur. An. arabiensis étaient sensible au bendiocarb, et
surtout au fenitrothion et au propoxur avec ce taux de mortalité égale à 100%; mais présente
une résistante à suspecter au DDT. Sur les souches venant du milieu extra-urbain, les femelles
âgées de 3 à 5 jours testées présentent une faible sensibilité au DDT et au fenitrothion avec
un taux de mortalité égale à 96%. Mais ce résultat suggère encore une confirmation. Ceci est
totalement différent aux deux autres insecticides (le bendiocarb et le propoxur) qui présente
un taux de mortalité élevé égale à 98%.
La figure suivante montre donc le taux de mortalité d’An. arabiensis de la première
génération traitées aux 4 insecticides au laboratoire. En générale, une forte résistance au DDT
4% a été enregistré, mais ils montrent une bonne sensibilité bendiocarb 0.1%, au propoxur
0.1% et au fenitrothion 1% sauf le cas des souches obtenus dans la zone extra-urbain étudiés
qui reste encore à confirmer.
Figure 29: Taux de mortalité (%) d’An. arabiensis F1 après 24 heures
2.2. La situation réelle de la sensibilité d’An. arabiensis à l’état sauvage et sa comparaison
avec la génération F1
2.2.1. Les TKD 50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage par rapport à la génération F1
La comparaison des TKD au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage est
représentée dans l’annexe IV.1. En moyenne le TKD 50 d’An. arabiensis sauvage vis-à-vis
du DDT est de 43 min alors que pour la génération F1, elle est sensiblement égale à 40 min. Il
existe alors un décalage de 3 minutes entre l’effet de choc des moustiques sauvages provenant
du milieu urbain et la génération F1 testée à partir des souches urbaines, ces derniers ont été
vite observés par rapport à ceux de l’état sauvage.
33
En comparant les résultats obtenus à partir des spécimens venant de la zone péri urbain,
ils montrent que la moyenne du TKD 50 sur An. arabiensis sauvage est de 39 min contre 38
min avec la génération F1. Avec An. arabiensis collectés en zone extra-urbain, le TKD50 est
vite observé après 31 min chez les sauvages, alors que chez les moustiques d’élevage il
demande beaucoup de temps après 40 min d’exposition. Ici, les TKD 50 ne se diffèrent que
dans trois catégories a, b et c. D’après les analyses statistiques avec le paired t-test, la
différence entre la moyenne des TKD50 observé n’est pas significative dans les deux
échantillons (t= 2,776 et p=0,667).
Figure 30 : Les TKD50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage.
2.2.2. Les TKD 95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage après 60
minutes d’exposition
En ce qui concerne le TKD95 d’An. arabiensis sauvage provenant de la zone urbaine
vis-à-vis de cet insecticide, il est environ 95 min contre 77 min d’exposition à la génération
F1. An. arabiensis sauvage a une TKD95 très long en milieu urbain par rapport à ceux qui
sont élevés dans l’insectarium. Dans les zones périurbaines les temps nécessaires afin que les
95% des moustiques testés soient en Knock down est de 70 min contre 69 min chez les
moustiques d’élevage. La différence de temps entre les deux échantillons est donc juste une
minute. Tandis que le décalage est encore bien mis en évidence sur le TKD 95 avec 15
minutes de différence dans la zone extra-urbaine. L’effet de choc du DDT 4% sur An.
arabiensis sauvage venant de cette zone est vite observé par rapport aux autres. La population
d’An. arabiensis du milieu urbain est donc la plus résistante à l’état de choc par rapport aux
deux autres milieux. Ainsi, l’allongement du TKD en milieu urbain s’explique par une baisse
34
de sensibilité d’An. arabiensis vis-à-vis de cet insecticide. Ceci ne fait que démontrer une
baisse significative de l’effet de choc qui pourrait être interprétée comme un début de
résistance de cette espèce anophèlienne au DDT. Statistiquement avec le paired t-test, la
différence entre la moyenne des TKD95 observé n’est pas significative dans les deux
échantillons (t= 4,303 et p=0,353).
Figure 31:Comparaison des TKD95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage.
2.2.3. Comparaison de l’état de sensibilité d’An. arabiensis sauvages
et d’élevages
Les moyennes des résultats de MO obtenus sont représentées dans l’annexe VI. Dans le
milieu urbain, les résultats des tests de sensibilité avec An. arabiensis sauvages montrent que
96% testée au DDT, 97% testée au bendiocarb, 97% de testée au propoxur et 99% testée au
fenitrothion ont été tuées après la période d’observation qui dure 24 heures. Ainsi, cette
espèce a une bonne sensibilité au fenitrothion ; tandis qu’elle suggère une résistance au DDT,
et une faible résistance au bendiocarb, au propoxur d’où cette résistance sera à confirmer.
Dans la zone péri-urbaine, parmi les quatre insecticides utilisés dans cette zone, seulement
au DDT 4% que cette espèce vectrice présente une forte résistance, avec un taux de 93%.Cette
espèce était donc sensible au bendiocarb, au propoxur et au fenitrothion.
Pendant les tests des moustiques sauvages effectués sur terrain dans la zone extra-
urbaine, les résulta°9ts montrent que 96% de l’espèce An. arabiensis testée au DDT, 97%
testée au Bendiocarb, 100% de l’espèce testée au propoxur et 98% de l’espèce testée au
fenitrothion ont été tuées après 24 heures d’observation. En effet, An. arabiensis de cette
35
zone était encore sensible au propoxur et au fenitrothion, mais suggère une résistance
probable au DDT et une existence d’une résistance suggestive au bendiocarb.
Voici une courbe montrant la comparaison des taux de mortalité (%) après 24 heures
d’An. arabiensis dans les diverses zones.
Figure 32 : Etat de sensibilité d’An. arabiensis sauvages et d’élevages face aux DDT,
bendiocarb, Propoxur et fenitrothion.
Le taux de mortalité d’An. arabiensis que ce soit sauvage ou d’élevage dans les zones -
étudiés est très intéressant avec le propoxur et le fenitrothion. En effet, les moustiques
femelles testés présentent une forte sensibilité vis-à-vis de ces deux insecticides avec un taux
supérieur ou égale à 98%. Avec le propoxur et le fenitrothion, aucune différence significative
n’est observable entre An. arabiensis à l’état sauvage et F1 respectivement (t=2.776 et p=
0.768) et (t=2.770 et p=0.561). Les pourcentages de mortalité obtenus avec le bendiocarb
varient de 97% à 98% entre An. arabiensis sauvages et d’élevage. L’analyse statistique avec
le paired t-test a montré que la différence entre les moyennes de la sensibilité de ces deux
échantillons n'est pas significativement différente sur cet insecticide (t= 2.776 et p= 0.795).
Le taux de mortalité enregistré de ces espèces testées au DDT varie de 93 à 96% dans les
deux cas. En général, ces résultats traduisent une résistance probable à confirmer de ce
vecteur avec cet insecticide, mais il y a des cas où ils sont fortement résistants.
Statistiquement, la différence entre les moyennes de sensibilité d’An. arabiensis
sauvage et d’élevage aux DDT 4% utilisés n'est pas significativement différente (t= 2.776 et
p= 0.101). En plus, l’obtention de l’effet Knock Down très long avec cet insecticide confirme
relativement ce résultat.
36
V. DISCUSSION
1. Variation mensuelle de la densité anophelienne
Dans les quatre sites de collectes, quatre espèces d'anophèles ont été identifiées pendant
les différentes chasses : An. arabiensis, An. coustani, An. squamosus, An. mascariensis. An.
arabiensis semble être l’espèce la plus prépondérante en terme de masse dans l’ensemble de
localité. Ils apparaissent dès le début de la saison des pluies (début Novembre) pour atteindre
la densité maximale seulement après deux mois. Cette population commence a décliné avec la
diminution des précipitations et probablement l’assèchement de certain gites. Parallèlement,
An. mascariensis est prévalent et uniquement dans la zone extra-urbaine. La présence d’An.
squamosus et An. coustani a été également signalée dans les trois zones avec une densité
moindre par rapport aux An. arabiensis. Dans certaines zones, les espèces d’Anophèles
identifiés adaptent une vie sympatrique surtout dans la zone extra urbaine. Ce rassemblement
est dû à des causes variées. Evidement, les facteurs climatiques (chaleur, humidité, vents)
peuvent entraîner le groupement des individus d’une même espèce ou des espèces différents
dans les lieux favorables, soit pour s’y tenir, soit pour y pondre. La variation de la densité
vectorielle est aussi étroitement liée avec l’écologie du milieu, aux facteurs bioclimatiques et
surtout avec les facteurs trophiques des vecteurs. En plus, les facteurs biotiques sont ceux liés
à l'action d'un vivant sur un autre vivant surtout aux relations interspécifiques. La majorité des
cas, les gites résiduels prospectés se trouvent au près des rizières ou des eaux stagnante, ceux
qui favorisent la forte densité des moustiques néonates. Nous confirmons donc l’étude
écologique du complexe gambiae effectués par Randrianarisoa en 1996 qui indique que la
destruction des couvertures végétales et la déforestation ne cesse de favoriser l’implantation
des zones ouvertes, ensoleillées où s’implantent des gîtes favorables.
D’une manière explicative, la densité très élevé d’Anophèles arabiensis semble justifie
la transmission du paludisme qui est apparue sous forme d’épidémie dans la périphérie de la
HTC en février 2015. En effet, des apparitions tardives d’épidémie péri urbaine semblent
concordent exactement avec l’évolution d’Anophèles arabiensis dans ces zones. Pendant les
périodes post collectes, il semble que nos investigation effectués aurait pu indiqués une
situation pré épidémiques pendant ce moment. Ce qui a été confirmé ultérieurement par
Midi Madagascar paru le lundi 11 mai 2015 affirme que : « Depuis le mois de janvier 2015,
des cas autochtones de paludisme ont été identifiés à Analamanga, notamment à
Atsimondrano et à Ambohidratrimo». Parallèlement, il ne faut pas oublier l’importance d’An.
mascariensis a partir du mois de février qui aurai pu également indiqué une épidémie.
37
2. L’état de sensibilité d’An. arabiensis face aux quatre insecticides
Parmi les quatre insecticides utilisés, seulement avec le DDT 4% que nous pouvons
étudier les temps de Knock Down TKD50 et TKD95 lors de cette recherche. Avec cet
insecticide, l’effet de choc sur An. arabiensis demande beaucoup de temps. Et l’état de
sensibilité de cette espèce dans les trois zones enregistré est très faible. Cet allongement des
TKD peut s’expliquer par la durée de persistance de DDT utilisés lors de la pulvérisation
que ce soit en agriculture ou dans la santé publique. L'augmentation importante de l'utilisation
d'insecticides dans la lutte anti vectorielle au cours de la dernière décennie sur les HTC a eu
pour conséquence d'accroître la résistance des vecteurs du paludisme en raison de la pression
sélective exercée sur les gènes de la résistance. Celle-ci a été déjà signalée par Rabarison et
Coll. en 1998. Et la baisse de la résistance d’An. arabiensis au DDT a déjà été mentionnée
dans les études réalisées dans plusieurs districts des HTC de Madagascar après la campagne
de pulvérisation de DDT de 1993 à 1997. En effet, l’utilisation abusive des pesticides à usage
agricole aux alentours de la ville aurait pu favoriser la modification de cette espèce vis-à-vis
de ces substances chimiques. La faible résistance d’An. arabiensis en zone extra urbaine
semble être due également à la pulvérisation des insecticides dans les trois Fonkotany
prospectés et aussi sur l’usage des autres insecticides sur les cultures maraichères. Si non, à la
détoxification naturelle des insecticides par des enzymes ou à une mutation de la cible de
l’insecticide. Pour être efficaces alors, les stratégies locales doivent être adaptées au type de
résistance rencontrée. Mais aussi, il faut que le vecteur ciblé soit effectivement sensible à ces
produits dans les conditions d’utilisation sur le terrain.
Les statuts sont très sensibles avec les trois autres insecticides, ils varient de 98 à 100% dans
les trois zones d’études. Ces résultats traduisent ainsi une bonne sensibilité de ce vecteur vis-
à-vis de ces insecticides. Quelques résultats avec le bendiocarb restent à confirmer dans la
zone extra-urbaine et semble être dû aux erreurs lors de la manipulation ou peut être même un
signe de début de la résistance. Ceci est confirmé par une étude menée par le DLP en 2010
sur An. funestus à Ankijabe affirme ses résultats au bendiocarb 0,1%. Nous avons constaté
également qu’au fur et à mesure qu’on s’éloigne de la zone urbaine, An. arabiensis devient
de plus en plus sensible avec les différents insecticides utilisés. En effet, les gènes de
résistance se sont développés rapidement parmi les populations vectorielles dans de vastes
zones. En plus, la différence du niveau de sensibilité d’An. arabiensis dans la zone péri-
urbaine par rapport aux deux autres peut s’expliquer, tous simplement parce que c’est une
zone Tampon entre les deux milieux.
38
Voilà quelque raisons qui explique cette phénomène, la population dans cette zone tampon
utilise des insecticides mais à faible taux. Alors que dans la zone urbaine, l’utilisation sans
contrôle des insecticides rien que pour leurs conforts et l’utilisation abusive et sans contrôle
d’insecticides en usage agricole et en santé publique dans le milieu extra-urbain favorise ce
phénomène. Selon les données disponibles, la résistance pourrait évoluer rapidement,
survenant à une faible fréquence pendant de nombreuses années, sans être détectée, puis
augmentent brusquement à des niveaux très élevés, à un stade où il est moins probable, voire
impossible, d’inverser la tendance (WHO,2012). Ainsi, les résidus des insecticides employés
lors des pulvérisations dans la capitale existent encore mais le taux est faible à la périphérie.
Alors que cette pression a un impact sur les mécanismes évolutifs permettant aux insectes de
s'adapter aux modifications de leur environnement.
Les analyses statistiques sont toujours nécessaires sur comme telles études, avec la
comparaison de la sensibilité d’An. arabiensis sauvage et de la génération F1, la différence
n’est pas significative pour tous les insecticides utilisés. Puis, l'observation globale des
pourcentages de mortalité dans les trois zones d’études montre une bonne sensibilité sauf sur
le DDT. Dans le cas général, les résultats obtenus avec la génération F1 sont pris comme
référence selon le protocole standard de l’OMS. Les résultats issus des deux hypothèses
proposés présentent des similarités, mais ceux trouvés dans la première hypothèse, sont bien
mis en évidence et bien vérifié. Les tests directs de sensibilités sur terrain permettent donc
dans certains cas d’évaluer le niveau de sensibilité des populations locales bien que la
méthode standard de l’OMS reste la plus approprié.
Comme, les méthodes de lutte anti-vectorielle font face au développement incessant de
l’évolution de la résistance des moustiques et des agents infectieux vis-à-vis des traitements
employés. L’évolution de la résistance aux insecticides est très préoccupante. La connaissance
de l’évolution de cette résistance des vecteurs, permettent d'intervenir de toute urgence et avec
une approche plus objective, avant qu’elle ne se stabilise dans les populations vectorielles
dans la zone urbaine et péri urbaine. L’évaluation du niveau de sensibilité des vecteurs du
paludisme sur divers insecticides reste donc primordiale et nécessaire pour pouvoir contrôler
cette résistance. Mais aussi pour savoir quels insecticides sont utilisables et à quels moments
lors d’une intervention. Il faut élaborer dès maintenant une autre stratégie comme le
remplacement aux traitements intra domiciliaires car la résistance aux insecticides est un
phénomène très grave dans la mesure lutte contre les maladies vectorielles. Comme le
préconise l’OMS, la surveillance de la sensibilité des vecteurs du paludisme doit être
considérée comme une condition primordiale de la réussite de la lutte anti vectorielle.
39
L’ensemble de ces résultats constitue une base solide et logique pour l’orientation du
choix des insecticides imagocides couramment utilisés lors des éventuelles prochaines
campagnes de lutte que ce soit préventive ou curative. Car si aucune action n’est élaborée,
mais aussi si la résistance aux insecticides aboutit à un échec généralisé, les conséquences
pour la santé publique seront catastrophiques et une grande partie des progrès enregistrés pour
réduire le fardeau du paludisme pourraient être réduits.
40
VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVES
Ce travail a été réalisé grâce au partenariat entre le Département d’Entomologie de
l’université d’Antananarivo et la Direction de Lutte contre le Paludisme à Androhibe. Il nous
a permis de tirer certains nombres de conclusions.
Concernant la composition et la densité anophélienne, elle varie donc selon le lieu de
capture et les méthodes de capture utilisés. L’étude de cette fluctuation est l’un des objectifs
principaux de cette recherche. Quatre espèces vectrices du paludisme ont été identifiées
parmi les moustiques collectés. An. arabiensis présente un fort pourcentage dans les zones
d’études prospectés. Il a été donc présent dans tous les lieux de capture et d'autres sont
propres à certains gîtes. En effet, leur probabilité de rencontre est élevée et leur pouvoir de
dispersion est considérable. Les captures effectués concluant que l’investigation écologique
des gîtes larvaires a permis de dégager une liste d’indices utilisable pour localiser les
populations dans une optique de contrôle.
Cette étude a encore pour but de fournir des données sur la sensibilité d’An. arabiensis
dans le milieu urbain, péri-urbain et extra-urbain de la capitale de Madagascar. Les tests de
sensibilité ont permis de déterminer les TKD50 et TKD95 du DDT testés. Ils sont connus
comme un indicateur pour la détection précoce d’une baisse de sensibilité d’une population
vectrice. An. arabiensis étaient fortement résistants au DDT 4%, alors qu’au bendiocarb,
propoxur et au fenitrothion où elles étaient encore sensible.
Les analyses statistiques ont donnés des résultats fiables et efficaces pour évaluer la densité
anophèlienne et le niveau de sa sensibilité.
La seule façon de prévenir le paludisme est de ne pas recevoir de piqûres d'anophèles
infectés. Dans les trois zones d’étudiés, il n'existe aucune localité qui pourra être sûr et certain
de l'absence de cette transmission. En plus, la résistance des vecteurs aux insecticides ne cesse
de s’accroître de jour en jour. Il s’avère alors nécessaire d’effectuer périodiquement des tests
de sensibilité des vecteurs du paludisme aux insecticides lancés par l’OMS. Toutefois, avant
de prendre une position alarmiste, il faut déterminer l’extension spatiale de la résistance en
zone rurale et étudier dans quelle mesure cette résistance nuit au bon fonctionnement des
moustiquaires imprégnées. Une autre recommandation est alors nécessaire comme la
diminution de la pression des insecticides employés surtout dans la zone urbaine. En plus, la
modification saisonnière, l'anthropophagie et l’endophilie sont des facteurs conditionnant
l’amplitude de la transmission du paludisme et garantissent une forte interaction homme-
41
vecteurs; c’est pourquoi le suivi entomologique préliminaire et exhaustive est très important
pour prévenir et ou lutter contre la malaria.
Les études entomologiques présentées dans ce mémoire permettent d’apporter des
moyens de luttes anti-vectorielles. Il présente également un intérêt pratique majeur en matière
de lutte, car la lutte contre cette maladie apparaît donc comme une contribution au
développement et à la réduction de la pauvreté à Madagascar et dans presque tous les pays
tropicaux. Des comportements et des pratiques préventives peuvent significativement réduire
ce risque. De plus, le thème évoqué dans ce mémoire est un sujet d’actualité car de nos jours,
Madagascar lutte encore contre ce fléau. Un programme de suivi de la sensibilité et des études
des mécanismes de résistance des vecteurs du paludisme aux insecticides doit être mis en
place pour disposer, non seulement, des données fiables mais surtout, d'avoir un outil d'aide à
la décision dans le cadre de la stratégie nationale de lutte anti vectorielle. En d’autre terme, la
connaissance du niveau de sensibilité des vecteurs du paludisme est donc un paramètre
entomologique pour évaluer un risque épidémique dans une zone. Ainsi une surveillance
entomologique régulière est toujours nécessaire pour contrôler cette maladie parasitaire.
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ANNEXE
ANNEXE I : Résultats des captures d’Anophèles dans les 5 sites d’études
Sites Espèces CM CN Totales
Ankatso
An. arabiensis 5162 5162
An. coustani 135 135
An. squamosus 11 11
Ambohipo An. arabiensis 1575 1575
An. coustani 05 05
An. squamosus 02 02
Androhibe An. arabiensis 2061 2061
An. coustani 537 537
An. squamosus 03 03
Andoharanofotsy An. arabiensis 1688 1688
NandihizanaCarion An. arabiensis 1500 571 2071
An. coustani 10 216 226
An. squamosus 23 01 24
An. mascariensis 06 06 12
13.512
ANNEXE II : Les analyses des différences entre les groupes d’après le test du Fisher (LSD)
avec un intervalle de confiance à 95 %
Modalités Différence
Différence
réduite
Valeur
critique Pr. >Diff Significatif
Janvier ~ Octobre 0,557 0,757 2,056 0,456 Non
Janvier ~ Février 0,065 0,098 2,056 0,923 Non
Janvier ~ Décembre 0,064 0,124 2,056 0,902 Non
Janvier ~ Novembre 0,009 0,016 2,056 0,988 Non
Novembre ~ Octobre 0,548 0,712 2,056 0,483 Non
Novembre ~ Février 0,056 0,079 2,056 0,937 Non
Novembre ~ Décembre 0,055 0,097 2,056 0,923 Non
Décembre ~ Octobre 0,493 0,689 2,056 0,497 Non
Décembre ~ Février 0,001 0,002 2,056 0,999 Non
Février ~ Octobre 0,492 0,592 2,056 0,559 Non
ANNEXE III : La clef de détermination des anophelinae malgaches, GRJEBINE, 1966.
[GRJEBINE A. ; 1966 ; 11]
Dans cette clef, le terme d’Anopheles gambiae est utilisé pour tout le complexe gambiae. Il y
manque les espèces connues seulement à l’état larvaire : An. Grenieri Grjebine, An. arnoulti
Grjebine, An. courdurieri Grjebine.
1. Aile avec au moins 4 taches pâles sur la costa et la nervure 1, tache apicale incluse (moitié
basale de la costa pas entièrement sombre) ............................................................................... 5
Aile avec au plus 3 taches claires sur la costa, tache apicale incluse, moitié basale de la costa
entièrement sombre .................................................................................................................... 2
2. Segments 4-5 du tarse postérieur entièrement clairs ............................................................. 3
Segments 4-5 du tarse postérieur, au moins partiellement sombres .......................................... 4
3. Tibia postérieur avec tache apicale claire au moins quatre fois plus longue que large ;
premier segment du tarse avec anneau clair basal presque aussi long que l’anneau du tibia ......
................................................................................................................................. An. coustani
Tibia postérieur avec seulement une tache apicale ronde ; premier segment du tarse
généralement foncé à sa base, parfois quelques écailles claires ........................ An. tenebrosus
4. Segment 4 du tarse postérieur partiellement clair ; tibia moyen et postérieur avec bande
apicale claire .................................................................................................... An. fuscicolor
Segment 4 du tarse postérieur entièrement sombre ; tibia moyen et postérieur sans bande
apicale claire ; frange alaire sans tache claire à l’apex de 5.2 .......... An. fuscicolor soalalaensis
5. Segments abdominaux avec touffes latérales d’écailles saillantes sur segments 2-7 ............ 6
Segments abdominaux sans touffes latérales d’écailles ............................................................ 7
6. Segment 5 du tarse postérieur généralement clair ; champ alaire largement clair ...................
.............................................................................................................................. An. pharoensis
Segment 5 du tarse postérieur entièrement noir ; champ alaire largement sombre, avec des
taches claires d’écailles blanches ......................................................................... An.squamosus
7. Pattes non tachetées de pâles mais pouvant avoir des anneaux ou des segments entièrement
pâles……………………………………………………………………………………………8
Pattes tachetées de pâles .......................................................................................................... 16
8. Segments 4 et 5 des tarses postérieurs entièrement pâles ...................................... An. rufipes
Segments 4 et 5 des tarses postérieurs au moins partiellement sombres ................................... 9
9. Troisième zone sombre principale de la nervure 1 interrompue par une tache pâle ............ 10
Troisième zone sombre principale de la nervure 1 entière (ou absente, mais alors elle manque
aussi sur la Costa) .................................................................................................................... 11
10. Une tache pâle préapicale sur le fémur postérieur, articles 1-4 des tarses sombres ..............
.............................................................................................................................. An. brunnipes
Pas de tache pâle préapicale sur le fémur postérieur, articles 1-4 des tarses avec anneaux pâles
........................................................................................................................... An. mascarensis
11. Fémurs antérieurs et médians avec une tache ou anneau pâle préapical ........................... 12
Fémurs antérieurs sans tache ou anneau pâle préapical .......................................................... 15
12. Palpes hérissés sur toute leur longueur, troisième zone sombre principale de la costa, bien
moins longue que les zones pâles qui l’encadrent, parfois absente ....................................... 18
Palpes lisses, sauf à leur extrême base, troisième zone sombre principale de la costa, bien
plus longue que les zones pâles qui l’encadrent ..................................................... An. griveaudi
13. Palpes avec trois anneaux pâles ; partie apicale pâle très longue, couvrant entièrement le
dernier article du palpe et presque la moitié de l’avant dernier ............................... ..An. notleyi
Palpes avec quatre anneaux pâles ; apex court, le dernier article du palpe comportant un
anneau sombre .......................................................................................................................... 14
14. Segments 3-4 du tarse moyen entièrement sombres ............................................. An. lacani
Segments 3-4 du tarse moyen avec anneau pâle apical ......................................... An. roubaudi
15. Nervure 6 presque entièrement sombre, palpes avec les 2 anneaux pâles apicaux étroits,
articles 1 à 4 des tarses postérieurs sombres .......................................................... An. funestus
Nervure 6 presque entièrement pâle, palpes avec les anneaux pâles apicaux larges, articles 1 à
4 des tarses postérieurs avec anneau apical pâle ................................................... An. flavicosta
16. Segments 4 et 5 du tarse postérieur entièrement clairs ...................................................... 17
Segments 4 et 5 du tarse postérieur partiellement ou entièrement sombres ....................... 18
17. Palpes généralement parsemés de quelques taches claires ; segment 3 du tarse postérieur
entièrement clair .............................................................................................. An. Maculipalpis
Palpes jamais tachetées, seulement 2 derniers segments du tarse postérieur entièrement clairs
............................................................................................................................ An. pretoriensis
18. Aile avec une tache claire sur la troisième aire principale de la nervure 1, parfois
fusionnée avec la tache subcostale ; tache claire (supplémentaire) présente sur la frange alaire
entre extrémités de 5.2 et 6 ............................................................................. complexe gambiae
Ailes sans de telles taches ....................................................................................................... 19
19. Palpes avec 3 bandes claires, apex des palpes sombres, ou avec au plus 3 écailles claires à
l’apex; segment 2 du tarse postérieur non tacheté ...................................................... An. grassei
Palpes avec 4 bandes claires (apex clair) ................................................................................ 20
20. Aile avec la deuxième aire principale sombre de la costa et la première nervure
interrompue par une large tache claire, segment 2 du tarse postérieur tacheté ; longueur de
l’aile : 4mm .................................................................................................................. An. ranci
Aile avec la deuxième aire principale sobre non interrompue sur la costa, mais seulement sur
première nervure par une bande claire étroite .......................................................................... 21
21. Segment 1 du tarse postérieur non tacheté ; sternites abdominaux avec des écailles claires,
espèce de grande taille, aile 4 à 4,2mm ....................................................................... An. milloti
Segment 1 du tarse postérieur tacheté ...................................................................................... 22
22. Palpes non hérissés à l’apex, bande claire de l’apex du palpe aussi longue que la bande
sombre qui précède .................................................................................................. An. pauliani
Palpes hérissés à l’apex, la bande apicale claire plus large que les autres ................ An. radama
ANNEXE IV :
1. Effet KD du DDT sur An. arabiensis sauvage dans les divers sites
2. Evolution de l’effet KD du DDT 4% sur An. arabiensis d’élevage
ANNEXE V : Le KD50 et KD95 du DDT sur An. arabiensis
1. Le KD50 et KD95 du DDT sur An. arabiensis sauvages
KD avec le DDT Milieu urbain Milieu péri-urbain Milieu extra-urbain
DDT 4% Ankatso Ambohipo Androhibe Andoharanofotsy Nandihizana Carion
KD50 (min) 50 36 47 31 31
KD95 (min) 110 80 80 61 60
2. Le KD50 et KD95 du DDT sur An. Arabiensis F1
DDT 4% Milieu urbain Milieu péri-urbain Milieu extra-urbain
Souche d’Ankatso-Ambohipo Androhibe Andoharanofotsy NandihizanaCarion
KD50 (min) 40 39 37 40
KD95 (min) 77 62 75 75
ANNEXE VI : Résumé des tests de sensibilité d’Anophèles sauvages dans les 5 sites
d’études
1. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Ankatso
Insecticides/ ANKATSO
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 00 81 00 100 00 92 00 11
Morts après 24h 02 96 00 98 02 98 00 99
Taux mortalité
(%)
04% 96% 0% 98% 04% 98% 00% 99%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
2. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Androhibe
Insecticides/ANDROHIBE
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 00 69 00 98 00 100 00 04
Morts après 24h 00 93 01 100 02 99 00 04
Taux mortalité
(%)
0% 93% 01% 100% 02% 99% 00% 100%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
3. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Ambohipo
Insecticides /AMBOHIPO
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 0 0 0 90 0 95 00 03
Morts après 24h 1 85 0 96 0 96 00 99
Taux mortalité
(%)
2% 96% 0% 96% 0% 96% 00% 99%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
4. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Andoharanofotsy
Insecticides / ANDOHARANOFOTSY
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 0 95 00 92 00 100 0 24
Morts après 24h 01 94 00 98 00 100 0 99
Taux mortalité
(%)
02% 94% 00% 98% 00% 100% 0% 99%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
5. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Nandihizana Carion
Insecticides/ Nandihizana Carion
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 0 96 0 91 0 99 0 32
Morts après 24h 0 96 0 97 0 100 01 98
Taux mortalité
(%)
0% 96% 0% 97% 0% 100% 02% 98%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
ANNEXE VI : Résumé des tests de sensibilité d’Anophèles d’élevage (F1)
1. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche Ankatso-
Ambohipo
Insecticides/F1
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 20 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 01 85 0 78 0 100 0 33
Morts après 24h 01 95 0 98 0 99 0 99
Taux mortalité
(%)
4% 95% 0% 98% 0% 99% 0% 99%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
2. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche Androhibe
Insecticides/F1
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100
KD après 1h 0 95 0 88 0 100 0 34
Morts après 24h 0 97 0 99 0 100 0 100
Taux mortalité
(%)
0% 97% 0% 99% 0% 100% 0% 100%
Mortalité corrigée
(%)
- - - - - - - -
3. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche
Andoharanofotsy
Insecticides / F1
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 20 100 50 100 20 100 20 100
KD après 1h 0 86 0 89 0 100 01 32
Morts après
24h
0 96 0 98 0 100 01 99
Taux mortalité
(%)
0% 96% 0% 98% 0% 100% 4% 99%
Mortalité
corrigée (%)
- - - - - - - -
4. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche Nandihizana
Carion
Insecticides/ F1
DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%
Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total
Nombre testé 20 100 50 100 20 100 20 100
KD après 1h 0 70 0 89 0 95 01 32
Morts après
24h
0 96 0 98 0 98 01 96
Taux
mortalité (%)
0% 96% 0% 98% 0% 98% 4% 96%
Mortalité
corrigée (%)
- - - - - - - -
Titre: «Sensibilité d’Anopheles arabiensis (Diptères - Anophelinae) en milieu urbain, péri-urbain
et extra-urbain d’Antananarivo face au DDT, Bendiocarb, Propoxur et Fenitrothion»
Résumé :
Le paludisme reste une importante cause de décès et de maladie dans la plupart des régions tropicales du monde,
où il est endémique dans 106 pays. A Madagascar, les cas de paludisme se sont accrus dans les hautes terres
centrales autrefois indemnes à la faveur de l'extension de la culture du riz. Les objectifs de cette étude étaient
d’évaluer la densité anophèlienne sur différentes zones de la HTC et le niveau de sensibilité d’An. arabiensis aux
insecticides chimiques suivant: DDT 4%, Bendiocarb 01%, Propoxur 1% et le Fenitrothion 0.1%. L’étude se
déroule pendant le mois d’octobre 2014 jusqu’au février 2015. Des captures de moustiques vecteurs de cette
maladie ont été effectuées dans les zones urbaines, péri urbaines et extra urbaines de la capitale. Quatre espèces
d’anophèles ont été trouvés, dont deux sont des vecteurs potentiels : An. arabiensis sont toujours présents dans
tous les zones étudiés et An. mascariensis ne se trouve qu'en péripherie tandis qu' An. coustani et An. squamosus
ne font que la moindre trace. Des élevages et des tests de sensibilités ont été effectués directement sur terrain et
aussi au laboratoire du DLP. An. arabiensis était résistant au DDT et rarement au Bendiocarb, mais sensible au
Propoxur et Fenitrothion. Différentes hypothèses doivent encore être testées et cela permettra ensuite d’identifier
les facteurs impliqués à cette résistance pour éviter le contact entre homme-vecteur. D’une manière générale, ce
travail souligne l’importance d’An. arabiensis dans la transmission du paludisme afin de permettre la mise en
place de nouvelles stratégies de lutte et contribuer à une meilleure gestion de la résistance des vecteurs du
paludisme en zone urbaine.
Mots clés : Paludisme, Maladies vectorielles, Lutte vectorielle, comparative, Transmission, Vecteur, Knock
Down, Mortalité observé, Sensibilité, Insecticides, Anopheles arabiensis, Antananarivo.
Remerciements : DLP, Département d’Entomologie Université d’Antananarivo Ankatso
Abstract:
Malaria remains the major cause of death and disease in the majority of the tropical areas worldwide, and it is
endemic in 106 countries. In Madagascar, malaria is prossessively evolving in the central highlands formerly
was with the extension of the culture of rice. The aim of this study was to perform a preliminary served of the
density variation of the Anopheles species in the different areas of the HTC and to assess the level of the
sensitivity of An. Arabiensis to common insecticides such us: DDT 4%, Bendiocarb 01%, Propoxur 1% and
Fenitrothion 0.1%; between conducted from October 2014 to February 2015. Malaria vectors mosquitoes were
collected in different zones urban areas, peri urban and extra urban of the capital Antananarivo. Four species of
anopheles are prevalent in these different areas, of which An. arabiensis are always present in all the areas and
An. mascariensis is only in periphery, wihle An. coustani and An. squamosus make only the least trace. Breeding
and tests of sensitivities carried out directly on ground and also at the laboratory of the DLP. Without should An.
arabiensis with resistant to the DDT and with progressif apparing resistant to Bendiocarb, whill contrast An.
Arabiensis still have a high sensitive to Propoxur and Fenitrothion. Further analysis will be needed it to confirm
the resistance mecanisme of this insecticide to provent the contact between man-vector. Actually, the importance
of An. arabiensis in the transmission of malaria in order to allow the installation of new strategies of fight and to
contribute to a better management of the resistance of the vectors in urban zone is needed.
Keywords:
Malaria, vectorial Diseases, Fight vectorial, comparative, Transmission, Vector, Knock Down, Mortality
observed, Sensitivity, Insecticides, Anopheles arabiensis, Antananarivo.
Acknowledgments: DLP, Département d’Entomologie Université d’Antananarivo Ankatso
Rapporteur : RAZAFINDRALEVA HerisoloAndrianiaina / [email protected]
Impétrant: RAZANARIVONY HonenantsoaDimbiniaina
Email : [email protected] / Tel: +261330325507 / +261346413909