Série : Mémoire - bu.umc.edu.dz · 1 République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique Université Mentouri

1

République Algérienne Démocratique et Populaire

Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique Université Mentouri de Constantine

Département des Sciences de la Nature et de la Vie Laboratoire de Génétique, Biochimie et Biotechnologies végétales

N° d’ordre : 087 / May / 2005

Série : 006 / Nat / 2005

Mémoire

En vue de l’obtention du Diplôme de Magister en Biotechnologie Végétale.

Thème

Présenté par : MELLE KECHID MAYA

Jury :

Présidente : Pr. N. KHALFALLAH Prof. Université Mentouri. Constantine

Promoteur : Pr. A. DJEKOUN Prof. Université Mentouri. Constantine

Examinateurs : Dr. N. YKHLEF M.C. Université Mentouri. Constantine

Dr. Y. KARA M.C. Université Mentouri. Constantine

Année Universitaire : 2004 - 2005

Physiologie et Biotechnologie de la Microtubérisation de la Pomme de Terre

Solanum tuberosum. L

2

Dédicace A mon père

A ma mère

A mon frère et ma sœur

A ma grand-mère

A mon oncle Nacereddine

Et

A toute ma famille

Remerciements

3

Je tiens à remercier Mr A.Djekoun pour m’avoir consacrer le temps

nécessaire à la réalisation de ce travail ainsi pour sa gentillesse, ses

encouragements et ses précieux conseils.

Je tiens à remercier également :

Mme N.Khalfallah qui m’a fait le plaisir de présider ce jury, qu’elle

trouve ici mon profond respect.

Melle N. YKHLEF pour ses encouragements et ses conseils, ainsi pour

sa simplicité et sa sympathie et surtout d’avoir accepter de juger ce travail.

Mr Y.Kara d’avoir lui aussi accepter de juger mon travail, qu’il trouve

ici l’expression de ma reconnaissance.

Mr N. Belbekri pour ses encouragements ainsi pour la compréhension

dont il m’a fait preuve tout au long de la réalisation de ce mémoire.

Je remercie également toute personne m’a aidé de loin ou de près affin de

réaliser ce travail.

MAYA KECHID

Sommaire

4

LISTE DES ANNEXES ...........................................................................................6

LISTE DES FIGURES ET DES SCHEMAS............................................................7

LISTE DES TABLEAUX.........................................................................................8

LISTES DES PLANCHES ....................................................................................10

LISTE DES ABREVIATIONS ...............................................................................11

INTRODUCTION ..................................................................................................13

Chapitre I : Revue bibliographique

1- GENERALITES ................................................................................................17 1-1- HISTORIQUE .............................................................................................17 1-2- TAXONOMIE ET ORIGINE GÉNÉTIQUE ..................................................17 1-3- BOTANIQUE ..............................................................................................19

1-3-1- Système aérien.....................................................................................19 1-3-2- Système souterrain...............................................................................20 1-3-3- Structure du tubercule ..........................................................................20

1-3-3-1- structure externe ............................................................................20 1-3-3-2- structure interne .............................................................................21

1-4- CYCLE DE REPRODUCTION ET PHYSIOLOGIE.....................................21 1-4-1- Cycle sexué..........................................................................................21 1-4-2- Cycle végétatif ......................................................................................22

1-4-2-1- dormance .......................................................................................22 1-4-2-2- germination.....................................................................................22 1-4-2-3- tubérisation.....................................................................................23

1-5- MALADIES .................................................................................................25 1-6- VALEUR NUTRITIONNELLE .....................................................................26 1-7- ECONOMIE DE LA POMME DE TERRE ...................................................27

1-7-1- Production mondiale de la pomme de terre..........................................27 1-7-2- Production de pomme de terre en Algérie ............................................28

2- BIOTECHNOLOGIE ET AMELIORATION DE LA POMME DE TERRE..........30 2-1- MULTIPLICATION CONFORME ................................................................30

2-1-1- Micropropagation..................................................................................30 2-1-2- Microtubérisation ..................................................................................31

2-1-2-1- facteurs influençant la microtubérisation ........................................31 2-1-2-1-1- facteurs extrinsèques ...............................................................31 2-1-2-1-2- facteurs intrinsèques ................................................................34

2-1-2-2- dormance .......................................................................................34 2-1-2-3- avantages.......................................................................................35 2-1-2-4- inconvénients .................................................................................35

2-1-3- Culture de méristème ...........................................................................36 2-1-4- Embryogenèse somatique....................................................................36 2-1-5- Conservation ........................................................................................37

5

2-2- MULTIPLICATION NON CONFORME .......................................................37 2-2-1- Haplométhodes ....................................................................................37 2-2-2- Variation somaclonale ..........................................................................38

2-3- TRANSFORMATIONS GÉNÉTIQUES .......................................................38 2-3-1- Hybridation interspécifique ...................................................................38 2-3-2- Culture et fusion de protoplastes..........................................................39

2-3-2-1- culture de protoplastes ...................................................................39 2-3-2-2- fusion de protoplastes ....................................................................39

2-3-3- Transfert des gènes..............................................................................40 2-4 - BIOTECHNOLOGIE DANS LE SCHEMA DE SELECTION DE LA POMME DE TERRE.........................................................................................................40

Chapitre II : Matériel et Méthodes

1- MATERIEL VEGETAL......................................................................................44

2- MATERIEL NECESSAIRE ...............................................................................47

3- MILIEU DE CULTURE......................................................................................48

3-1- SOLUTION MÈRE......................................................................................49 3-2-COMPOSITION DU MILEU DE CULTURE .................................................49

3-2-1- Milieu de micropropagation...................................................................49 3-2-2- Milieu de microtubérisation...................................................................50

4- STERILISATION ..............................................................................................50 4-1- STÉRILISATION DU MILIEU DE CULTURE..............................................50 4-2- STÉRILISATION DES INSTRUMENTS DE TRAVAIL................................51 4-3- SOLUTIONS STÉRILISANTES ..................................................................51

4-3-1- Hypochlorite de sodium........................................................................51 4-3-2- Alcool....................................................................................................51 4-3-3- Solution antioxydante ...........................................................................52

5- CULTURE PROPREMENT DITE .....................................................................52

5-1- ZONE DU TRAVAIL....................................................................................52 5-2- REPIQUAGE ..............................................................................................53

5-2-1- Micropropagation..................................................................................53 5-2-2- Microtubérisation ..................................................................................53

5-3- CONDITIONS ENVIRONNEMENTALES....................................................54 5-3-1- Micropropagation..................................................................................54 5-3-2- Microtubérisation ..................................................................................54

6- ANALYSE STATISTIQUE................................................................................55

Chapitre III : Résultats et Discussion

1- MICROPROPAGATION ...................................................................................57

6

1-1- TAUX DE CONTAMINATION ET DE REPRISE.........................................57 1-2- NOMBRE DE FEUILLES............................................................................57 1-3- LONGUEUR DE LA TIGE (cm) ..................................................................58 1-4- ETUDES DES CORRÉLATIONS ...............................................................59

2- MICROTUBERISATION...................................................................................63

2-1- RHIZOGÉNÈSE .........................................................................................65 2-1-1- Nombre de racines ...............................................................................65 2-1-2- Longueur des racines (cm)...................................................................71 2-1-3- Poids des racines (mg).........................................................................76

2-2- CAULOGÉNÈSE ........................................................................................81 2-2-1- Longueur de la tige (cm).......................................................................81 2-2-2- Nombre de nœuds................................................................................86

2-3- MICROTUBERCULES................................................................................91 2-3-1- Positions et formes ...............................................................................91 2-3-2- Aspect morphologique..........................................................................91 2-3-3- Nombre de microtubercules par vitroplant ............................................95 2-3-4- Diamètre (mm)......................................................................................99 2-3-5- Poids (mg) ..........................................................................................104 2-3-6- Vitesse de microtubérisation...............................................................109 2-3-7- Pourcentage de microtubérisation......................................................114

2-4- ETUDE DES CORRÉLATIONS................................................................117 DISCUSSION GENERALE.................................................................................121

CONCLUSION ET PERSPECTIVES..................................................................128

REFERENCES ...................................................................................................131

ANNEXES...........................................................................................................146

RESUME.............................................................................................................154

Liste des annexes

7

Annexe 1 : Evolution de la longueur moyenne de la tige (cm) et du nombre moyen

de feuilles par plant en fonction du temps et des variétés.

Annexe 2 : Nombre moyen de racines en fonction de la variété, du milieu et de la

photopériode.

Annexe 3 : Longueur moyenne des racines (cm) en fonction de la variété, du

milieu et de la photopériode.

Annexe 4 : Poids moyen des racines (mg) en fonction de la variété, du milieu et

de la photopériode.

Annexe 5 : Longueur moyenne de la tige (cm) en fonction de la variété, du milieu

et de la photopériode.

Annexe 6 : Nombre moyen de noeuds en fonction de la variété, du milieu et de la

photopériode.

Annexe 7 : Nombre moyen de microtubercules par vitroplant en fonction de la

variété, du milieu et de la photopériode.

Annexe 8 : Diamètre des microtubercules (mg) en fonction de la variété, du milieu


Annexe 9 : Poids des microtubercules (mg) en fonction de la variété, du milieu et


Annexe 10 : Durée du développement des microtubercules (semaines) en

fonction de la variété, du milieu et de la photopériode.

Annexe 11 : Pourcentage de microtubérisation en fonction de la variété, du milieu


Annexe 12 : Type de régulateurs de croissance et leur solubilité.

Liste des figures et des schémas

8

Figure 1 : Origine des espèces cultivées de pomme de terre (Solanum

sp)………………………………………………………………………………….page 19.

Figure 2 : Le cycle végétatif de la pomme de terre…………………….……page 24.

Figure 3 : Micropropagation et microtubérisation de la pomme de terre par culture

in vitro…………………………………………………………………………..…page 42.

Figure 4 : Evolution de la longueur moyenne de la tige et du nombre moyen de

feuilles par plant en fonction du temps et des variétés………………………page 60.

Figure 5 : Nombre de racines en fonction du milieu, de la photopériode et de la

variété…………………………………………………………………………..…page 65.

Figure 6 : Longueur des racines en fonction du milieu, de la photopériode et de la

variété……………………………………………………………………………..page 71.

Figure 7 : Poids des racines en fonction du milieu, de la photopériode et de la

variété…………………………………………………………………………..…page 76.

Figure 8 : Longueur de la tige en fonction du milieu, de la photopériode et de la

variété…………………………………………………………………………..…page 81.

Figure 9 : Nombre de nœuds en fonction du milieu, de la photopériode et de la

variété…………………………………………………………………………..…page 86.

Figure 10 : Nombre de microtubercules par vitroplant en fonction du milieu, de la

photopériode et de la variété……………………………………………………page 95.

Figure 11 : Diamètre des microtubercules en fonction du milieu, de la

photopériode et de la variété……………………………………………………page 99.

Figure 12 : Poids des microtubercules en fonction du milieu, de la photopériode et

de la variété……………………………………………………………………..page 104.

Figure 13 : Durée de microtubérisation en fonction du milieu, de la photopériode

et de la variété………………………………………………………………..…page 109.

Figure 14 : Pourcentage de microtubérisation en fonction du milieu, de la

photopériode et de la variété………………………………………………….page 114.

Schéma 1 : Protocole du travail…………………………………………….…page 55.

Liste des tableaux

9

Tableau 1 : Les principales maladies de la pomme de terre………...page 25 et 26.

Tableau 2 : Les constituants minéraux de la pomme de terre pour 100 g de

pomme de terre à l’eau………………………………………………………….page 27.

Tableau 3 : Les constituants organiques de la pomme de terre pour 100 g de

pomme de terre à l’eau……………………………………………………….…page 28.

Tableau 4 : Les principaux producteurs de pomme de terre au

monde………………………………………………………………………..……page 29.

Tableau 5 : La production de pomme de terre en Algérie…………………..page 45.

Tableau 6 : Les caractéristiques des variétés…………………………page 45 et 46.

Tableau 7 : Composition du milieu MS………………………………………..page 48. Tableau 8 : Analyse de la variance du nombre de feuilles en fonction de la variété

(V) et du temps (T) ………………………………………………………………page 58.

Tableau 9 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le nombre de feuilles en

fonction de la variété………………………………………………………….…page 58.


fonction du temps…………………………………………………………..……page 58.

Tableau 11 : Analyse de la variance de la longueur de la tige en fonction de la

variété (V) et du temps (T) ………………………………………………..……page 59.

Tableau 12 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur la longueur de la tige en

fonction de la variété………………………………………………………….…page 59.


fonction du temps………………………………………………………………..page 59.

Tableau 14 : Matrice des corrélations totales entre les différents paramètres de la

micropropagation……………………………………………………………...…page 60.

Tableau 15 : Analyse de la variance du nombre de racines en fonction de la

variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P) …………………………page 69.

Tableau 16 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le nombre de racines en

fonction de la variété, du milieu et de la photopériode………………………page 70.

Tableau 17 : Analyse de la variance de la longueur des racines en fonction de la


Tableau 18 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur la longueur des racines en


10

Tableau 19 : Analyse de la variance du poids des racines en fonction de la variété

(V), du milieu (M) et de la photopériode (P) ……………………………….…page 79.

Tableau 20 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le poids des racines en






Tableau 23 : Analyse de la variance du nombre de noeuds en fonction de la


Tableau 24 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le nombre de nœuds en


Tableau 25 : Analyse de la variance du nombre de microtubercules par vitroplant

en fonction de la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P) ..……page 98.

Tableau 26 : Analyse de la variance du diamètre des microtubercules en fonction

de la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P) ………………....page 103.

Tableau 27 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le diamètre des

microtubercules en fonction de la variété, du milieu et de la

photopériode………………………………………………………………....…page 104.

Tableau 28 : Analyse de la variance du poids des microtubercules en fonction de

la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P) …………………….page 108.

Tableau 29 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le poids des microtubercules

en fonction de la variété, du milieu et de la photopériode …………………page 109.

Tableau 30 : Analyse de la variance de la vitesse de microtubérisation en fonction

de la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P) …………………page 113.

Tableau 31 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur la vitesse de

microtubérisation en fonction de la variété, du milieu et de la

photopériode…………………………………………………………………....page 114.


microtubérisation……………………………………………………............…page 118.

Listes des Planches

11

Planche 1 : Développement des microboutures des cinq variétés de la première

génération (micropropagation) sur le milieu MS……………………………...page 62.

Planche 2 : Formation de cal. A : dans la partie basale en présence du BAP, B :

dans la partie basale et sur toute la surface de la tige. ……………………..page 64.

Planche 3 : Formation des racines. A : sur la tige ; B, C, D : selon le milieu

utilisé……………………………………………………………………………....page 68.

Planche 4 : Différentes positions des microtubercules. A : basale, B : axillaire,

C : apicale………………………………………………………………………...page 92. Planche 5 : Différentes formes de renflement………………………………..page 93.

Planche 6 : production des microtubercules selon différents traitements...page 94.

Planche 7 : production des microtubercules à l’obscurité totale………….page 118.

Planche 8 : production des microtubercules à une photopériode de 08

heures…………………………………………………………………………...page 119.

Planche 9 : production des microtubercules à une photopériode de 16

heures…………………………………………………………………….……..page 120.

Liste des abréviations

12

A : Atlas.

ABA : Acide Abscissique.

BA : Benzyladénine.

BAP : 6- benzyl-aminopurine.

CCC : Chlorure de 2- Chloroéthyl-triméthyl-ammonium.

D : Désirée.

DDL : degrés de liberté.

GH : Groupes homogènes.

H : heure.

K : Kondor.

KIN : Kinétine.

PPDS : la plus petite différence significative.

S : Spunta.

SCE : somme des carrés des écarts.

T : Timate.

13

Introduction.

Introduction

14

La pomme de terre Solanum tuberosum .L appartient à la famille des

Solanacées originaires des pays andins, connue à l’échelle mondiale par sa

grande consommation est classée en deuxième position après les céréales.

En plus de son importance dans l’alimentation, la pomme de terre est aussi

utilisée par voies biotechnologiques dans la production des vaccins contre le

diabète et l’hépatite (ARAKAWA et al., 1999).

La production de pomme de terre en Algérie ne satisfait pas les besoins du

consommateur, ce qui fait de nous un pays dépendant de l’étranger surtout en

matière de semence ; les statistiques de l’union européenne (2002) nous indiquent

que l’Algérie dépense 64 millions d’euros à l’UE pour la semence de pomme de

terre. Ces semences importées ne présentent pas souvent les qualités requises et

leur génotype n’est pas toujours conforme à nos conditions édaphoclimatiques. De

même la semence peut présenter quelques contaminations vu que celle-ci est très

connue par sa sensibilité à de nombreuses infections qui lui sont transmises à

chaque génération par le tubercule et pour lequel aucune lutte chimique n’est

possible.

Pour faire face à ces problèmes, plusieurs pays ont introduit les techniques

de micropropagation et de microtubérisation dans l’industrie de production de

semences, ces techniques restent encore peu utilisées en Algérie. Dans ce cadre,

il était intéressant d’étudier la microtubérisation afin de produire des

microtubercules (vitrotubercules), ceux-ci peuvent être considérés comme la

semence du future en raison de leur grande utilité pour l’agriculture : c’est leur

petite taille qui fait leur avantage de sorte qu’on peut les conserver pour une

longue durée jusqu’au moment de leur utilisation, on peut aussi les transporter

d’une région à l’autre et sans aucune difficulté et les produire à n’importe quelle

époque de l’année.

La microtubérisation de la pomme de terre, a fait l’objet de plusieurs

travaux. Ces travaux ont visé les facteurs commandant le processus de

microtubérisation. Le saccharose et les régulateurs de croissance semblent

stimuler ce processus (VREUGDENHIL, 1998 ; BANFALVI et al., 1997) soit qu’ils

15

sont seuls ou en interaction avec d’autres paramètres : tels que la température

(AKITA et TAKAYAMA, 1994b ; GOPAL et al., 1998), la photopériode

(SEABROOK et al., 1993 ; PRUSKI et al., 2001), l’intensité lumineuse (GOPAL et

al., 1997,1998), la nutrition azotée (ZARABEÏTA et al., 1997) ou la quantité de

potassium dans le milieu de culture (NAIK et SARKAR, 1998) . Comme la

composition du milieu de culture le génotype a aussi influencé la microtubérisation

(TÁBÓRI et al., 1999 ; COLEMAN et COLEMAN, 2000), il en est de même pour

l’âge physiologique du tubercule ( VILLAFRANCA et al., 1998) et la position de

l’explant (CHARLES et al., 1995). Cependant, les recherches récentes ont

introduit une nouvelle technique de microtubérisation, cette technique utilise le

bioreacteur comme nouveau producteur de microtubercules et dont le milieu est

liquide (YU et al., 2000 ; XUAN CHUN PIAO et al., 2003). Les microtubercules

produits ont été utilisé pour la production de minitubercules et de ce fait les

introduire dans le programme de production de semence (LOMMEN, 1995 ; KIM

et al., 1999 ; STRUIK et WIERSEMA, 1999b).

Aussi, le travail que nous avons proposé s’inscrit dans le but d’apporter une

meilleure connaissance de la physiologie de la microtubérisation, d’améliorer l’état

sanitaire des semences et d’obtenir des microtubercules de meilleure grosseur,

dans un temps plus court, il nous permet aussi de les améliorer du point de vue

qualitatif et quantitatif et de ce fait les introduire dans le schéma de production de

semences dans l’industrie agricole. Afin de réaliser ces objectifs : notre travail

s’est attelé à étudier la microtubérisation en utilisant les techniques de cultures in

vitro et en se basant sur l’effet du génotype, du milieu de culture et de la

photopériode.

Pour mener à bien notre étude, on a utilisé cinq variétés de pomme de

terre, à savoir Atlas, Désirée, Kondor, Spunta et Timate. Celles-ci vont être

cultivées pour deux générations : la première concerne la micropropagation qui a

pour but l’obtention des vitroplants sains ainsi qu’un nombre suffisant de

microboutures et la seconde, c’est la microtubérisation pour produire des

microtubercules.

16

Chapitre I Revue Bibliographique.

17

1- Généralités

1-1- HISTORIQUE

La pomme de terre existe depuis plus de 8 000 ans. D'après les recherches

réalisées, l'Amérique du Sud serait la terre natale de ce légume.

Au XVIème siècle, à la recherche de trésors et du pays d'El Dorado, les

conquistadors espagnols ont découvert la pomme de terre dans les potages des

indigènes. Dès lors, le précieux légume entrepris son périple vers l’Europe

(ANONYME, 2000a). Il passe en Italie et en Espagne à la fin du XVIème siècle,

s’introduit en Angleterre, puis gagne l’Irlande. Dès le milieu du XVIIème siècle, il est

connu en Allemagne et de là, se propage vers l’est, suivant les colonies

allemandes qui s’enfoncent dans les pays slaves et vers l’ouest, pays de

Montbéliard, Franche-Comté et Alsace (POITRINEAU ALBEL, 2001). Au début du XVIIIème siècle, la plante fut introduite en Amérique du Nord

(ANONYME, 2004a). En Algérie, la pomme de terre a probablement, été introduite une première

fois au XVIème siècle par les Maures andalous qui ont propagé les autres cultures

dans la région : tomate, poivron, maïs, tabac… puis, elle est tombée dans l’oubli

n’ayant pas suscité d’intérêt.

Dans la deuxième moitié du XIXème siècle, les colons vont la cultiver pour

leur usage, car les algériens y sont réticents malgré les disettes successives.

C’est la dernière grande famine des années 30/40 qui viendra à bout de cette

opposition (MEZIANE, 1991).

1-2- TAXONOMIE ET ORIGINE GÉNÉTIQUE

La pomme de terre (Solanum tuberosum L.) appartient à la famille des

solanacées. Le genre solanum groupe environ 2000 espèces dont plus de 200

sont tubéreuses (HAWKES, 1990).

18

Ces dernières sont regroupées dans la section Petota. L’ensemble de ces

espèces forme un groupe ayant un nombre chromosomique de base 12 et allant

du niveau diploïde au niveau hexaploïde.

Les zones d’origine et de diversification s’étendent tout au long de la

Cordillère des Andes du Sud du Chili jusqu’au Nord du Mexique. Les zones les

plus riches en espèces sont le Centre des Andes (Pérou, Bolivie. Equateur) et le

Centre du Mexique. L’habitat s’étage de 0 à 4000 m et regroupe des zones de

type arbustif et prairial.

Les différentes espèces cultivées et leurs relations phylogéniques sont

présentées dans la figure 1 dont laquelle HAWKES, 1981 in ROSS (1986)

propose une hypothèse qui donne à S. tuberosum une nature allotétraploïde issue

d’un amphidiploïde entre S. sparsipilum et S. stenotomum. Mais, d’autres auteurs

pensent qu’il s’agit d’un autotétraploïdes compte tenu de son comportement

cytogénétique. IWANGA et PELOQUIN (1982) expliquent que l’espèce serait

apparue grâce à la présence de diplogamètes chez les ancêtres.

GOTTSCHALK (1984) démontre par des analyses des chromosomes au

pachytène la nature autotétraploïde et pense que S. stenotomum ou une espèce

non connue (disparue ?) est l’ancêtre de la pomme de terre cultivée. HOSAKA

(1986) étaye cette hypothèse par l’analyse des ADN chloroplastiques.

On peut ainsi considérer S. tuberosum comme un allotétraploïde

segmentaire ayant une hérédité tétrasomique pour la plupart de ses caractères

(HOWARD, 1970). L’espèce cultivée actuellement hors d’Amérique du Sud serait

une sous-espèce, S. tuberosum ssp .andigena, par sélection au fil des siècles

pour l’adaptation aux jours longs (ROUSSELLE et al., 1992) .

19

Goniocalyx (2x) Phureja (2x)

Sparsipilum (2x)* Stenotomun (2x) Megistacrolobum (2x)*

Ajanhuiri (2x)

Tuberosum

subsp.andigena (4x) Acaule (4x)*

Tuberosum

subsp tuberosum (4x) Chaucha (2x)

Juzepczukii (3x)

Curtilobum (5x)

* : espèce sauvage

Figure 1 : Origine des espèces cultivées de pomme de terre (Solanum sp ).

(D’après HAWKES, 1981 in ROSS ,1986).

1-3- BOTANIQUE

La pomme de terre est une plante vivace qui se propage par multiplication

végétative et qui est cultivée comme une espèce annuelle (ROUSSELLE et al.,

1992).

La plante comporte à la fois des tiges aériennes et des tiges souterraines

(DARPOUX et DEBELLEY, 1967).

1-3-1- Système aérien

Chaque plante est composée d’une ou plusieurs tiges herbacées de port

20

plus ou moins dressé et portant des feuilles composées (ROUSSELLE et al.,

1992), Comme les tiges et les feuilles, le fruit contient une quantité significative de

solanine, un alcaloïde toxique caractéristique du genre (ENCARTA, 2004). Les inflorescences sont des cymes axillaires, (ROUSSELLE et al., 1992),

les fleurs sont autogames : ne contiennent pas de nectar, elles sont donc peu

visitées par les insectes et la fécondation croisée est presque inexistante dans la

nature.

Aussi les fleurs sont souvent mâles stériles. La production de fruits est

généralement rare parfois nulle. On connaît des variétés de pomme de terre qui

fleurissent abondamment mais qui ne fructifient pas (DAPROUX et DEBELLEY,

1967 ;SOLTNER, 1988).

1-3-2- Système souterrain

Le système souterrain représente la partie la plus intéressante de la plante

puisqu’on y trouve les tubercules qui confèrent à la pomme de terre sa valeur

alimentaire. L’appareil souterrain comprend le tubercule mère desséché et des

tiges souterraines ou stolons (BERNHARDS, 1998).

1-3-3- Structure du tubercule

1-3-3-1- structure externe

On peut voir un bourgeon terminal à l’extrémité apicale du tubercule appelé

« couronne », à l’autre extrémité qualifiée de « talon », on trouve le point

d‘attacher du stolon : « l’ombilic ». Régulièrement disposées tout au long du

tubercule, des dépressions en coup d’ongle sont : « les yeux », surtout fréquents

dans la région de la couronne (BERNHARDS, 1998).

21

1-3-3-2- structure interne

Sur la coupe longitudinale d’un tubercule arrivé à maturité, on observe de

l’extérieur vers l’intérieur tout d’abord :

• Le périderme, connu plus communément sous le nom de la peau. La peau

du tubercule mûr devient ferme et à peu près imperméable aux produits

chimiques, gazeux et liquides. Elle est aussi une bonne protection contre

les micro-organismes et la perte d’eau. Les lenticelles assurent la

communication entre l’extérieur et l’intérieur du tubercule et jouent un rôle

essentiel dans la respiration de cet organe.

• L’examen au microscope optique montre que les cellules des parenchymes

périvasculaires sont petites et contiennent de très petits grains d’amidon.

Les cellules du parenchyme cortical sont plus grandes et renferment

beaucoup plus de grains d’amidon, de moindre taille que dans la moelle.

• Le tissu de revêtement : le periderme est la région du tubercule la plus

pauvre en grains d’amidon. La zone périmédullaire présente les plus gros

grains d’amidon (BERNHARDS, 1998).

1-4- CYCLE DE REPRODUCTION ET PHYSIOLOGIE

1-4-1- Cycle sexué

Le fruit est une baie sphérique ou ovoïde de 1 à 3 centimètres de diamètre,

il contient généralement plusieurs dizaines de graines (BERNHARDS, 1998), et

peut contenir jusqu’à 200 graines (ROUSSELLE et al .,1992). La pomme de terre est très peu reproduite par graines dans la pratique

agricole, cependant la graine est l’outil de création variétale. La germination est épigée et les cotylédons sont portés au-dessus du sol

par le développement de l’hypocotyle. En conditions favorables, quand la jeune

plante a seulement quelques centimètres de hauteur, les stolons commencent à

se développer d’abord au niveau des cotylédons puis aux aisselles situées au-

22

dessus, et s’enfoncent dans le sol pour donner des tubercules (BERNHARDS,

1998).

1-4-2- Cycle végétatif

Le tubercule n’est pas seulement un organe de réserve, c’est aussi un

organe qui sert à la multiplication végétative. Cette dernière se déroule en trois

étapes :

• La dormance

• La germination

• La tubérisation

1-4-2-1- dormance

Après la récolte, la plupart des variétés de pommes de terre traversent une

période où le tubercule ne germe pas, quelles que soient les conditions de

température, d’éclairage et d’humidité. Il s’agit de la période de dormance, et sa

durée dépend beaucoup de la variété et des conditions d’entreposage, et surtout

de la température. Pour hâter la germination, on peut traiter chimiquement les

tubercules de semence ou les exposer alternativement à des températures

élevées et basses (ANONYME, 2003).

1-4-2-2- germination

Au cours du stockage, une évolution interne du tubercule conduit d’abord à

un seul germe qui se développe lentement et dans ce cas c’est toujours le germe

issu du bourgeon terminal qui inhibe les autres bourgeons : ce phénomène est la

dominance apicale. Puis un petit nombre de germes à croissance rapide se

développent. Ensuite un nombre de plus en plus élevé de germes démarrent,

traduisant une perte progressive de la dominance apicale. Ils s’allongent

lentement, se ramifient, deviennent filiformes et finalement tubérisent.

(BERNHARDS, 1998).

23

1-4-2-3- tubérisation

Le tubercule est la justification économique de la culture de pomme de terre

puisqu’il constitue la partie alimentaire de la plante et en même temps, son organe

de propagation le plus fréquent.

Ce phénomène de tubérisation commence d’abord par un arrêt d’élongation

des stolons après une période de croissance. La tubérisation est réalisée dès que

le diamètre des ébauches est le double de celui des stolons qui les portent. Outre

les processus de multiplication cellulaire, le grossissement des ébauches de

tubercules s’effectue par accumulation dans les tissus des substances de réserve

synthétisées par le feuillage. Ce grossissement ralentit puis s’arrête au cours de la

sénescence du feuillage (BERNHARDS, 1998).

Quelques facteurs influençant la tubérisation

• L’âge physiologique du tubercule mère : le tubercule qui est planté au stade

de dominance apicale donne un plant qui a très peu de tiges principales,

comme le nombre de tubercules est en grande partie déterminé par le

nombre de tiges, on peut prévoir un faible taux de tubercules.

• L’exposition des tubercules à une température élevée avant la germination

du bourgeon apical favorise la germination multiple de tous les yeux

(ANONYME, 2003).

• Les jours courts, ou plus précisément l’obscurité de longue durée,

favorisent une induction précoce de la tubérisation.

• La température influence la tubérisation et ce sont les températures

fraîches qui lui sont le plus favorables.

• La température optimale pour la photosynthèse est de 20°C chez la pomme

de terre.

• Les besoins en eau varient au cours du cycle végétatif : ils sont surtout

importants au moment de l’initiation des tubercules (BERNHARDS, 1998).

24

Figure 2 : Le cycle végétatif de la pomme de terre (ANONYME, 1998b).

25

1-5- MALADIES Tableau 1 : Les principales maladies de la pomme de terre (BERNHARDS, 1998).

Maladie La cause Symptômes

Mildiou de la

pomme de terre

Phytophtora infestans. Ce

champignon se transmet

par le vent.

-Brunissement de la base des tiges

ou de portions de tiges et de

pétioles.

-Tâches jaunâtres devenant brunes

sur les feuilles de la base.

Virus X

Virus X. Ce virus se

transmet par frottement.

Décoloration bénigne en forme de

mosaïque légère entre les nervures.

Virus M Virus M. Le vecteur de

cette maladie sont les

pucerons.

-Faible décoloration des nervures,

folioles apicales.

-Légère coloration rougeâtre des

feuilles terminales.

-Une ondulation des bords et la

formation de tâches en mosaïque.

Tâches de

rouille.

Virus du rattle. Une coupe des tubercules montre

des tissus morts sous forme de

tâches rouge-brun.

Cœur noir et

coeur creux.

Bactéries de pourriture

apparaît à cause du :

- manque d’O2 .

- Le brusque passage de

période sèche à période

humide et vice-versa.

-Les tissus de tubercules montrent

une surface de tissus noirs.

-Excès de fumures azotées.

26

Rhizoctone

brune.

Rhizoctonia. Maladie

fongique

Attaques sévères sur les tiges et les

stolons et enroulement des feuilles.

Bactéries

pathogènes du

genre Erwinia.

Bactéries pathogènes du

genre Erwinia, cette

bactérie se transmet par la

pluie, l’eau d’irrigation et

les insectes.

La jambe noire (des nécroses de la

base des tiges.)

Nématodes Globodera rostochiensis et

Globodera pallida.

-Mauvaise croissance du végétal.

-Nanisme.

Puceron vert du

pécher.

Puceron vert du pécher. Déformation du limbe.

PLRV (potato

leafroll virus.)

Virus d’enroulement de la

pomme de terre causé par

l’accumulation d’amidon

qui rend les feuilles dures

et craquantes.

-Enroulement des feuilles.

-Le nanisme de la plante.

1-6- VALEUR NUTRITIONNELLE

Dans sa présentation la plus simple, la pomme de terre apporte des

principes nutritifs qui en font un produit presque indispensable à notre

alimentation, et la base du régime alimentaire de plusieurs groupes culturels. Sa

valeur calorique est modeste, s'établissant entre 80 et 90 kcals (334 à 376 kj) pour

100 g de pommes de terre. Et elle est composée de 78 % d'eau ainsi que de 22 %

de matière sèche (ANONYME, 2000b).

Le taux des composés minéraux et organiques pour 100 g de pomme de

terre à l’eau est présenté dans le tableau 2 et 3.

27

Tableau 2 : Les constituants minéraux de la pomme de terre pour 100 g de

pomme de terre à l’eau (ANONYME, 2001a).

Calcium 10 mg

Phosphore 50 mg

Magnésium 25 mg

Potassium 450 mg

Tableau 3 : Les constituants organiques de la pomme de terre pour 100 g de

pomme de terre à l’eau (ANONYME, 2000b).

Protéine 2000 mg (1/10 de matière sèche)

Amidon 15000 à 16000 mg (4/5 de matière sèche)

Sucres 500 mg

Lipides 100 mg

Vitamine B : Comme tous les aliments faisant partie des féculents, la pomme de

terre apporte des quantités notables en vitamines du groupe B.

Vitamine C : De 5 mg à 10 mg. La teneur en vitamine C dépend de la maturité de

la pomme de terre. Plus on la conserve longtemps, plus sa vitamine C diminue

(ANONYME, 2001a). Fibres : La pomme de terre en apporte environ 2 g par ration de 100 g, ce qui

équivaut à 15 % des besoins quotidiens de fibres. Ce pourcentage peut se situer

entre 20 et 25 % si la peau est consommée (ANONYME, 2000b).

1-7- ECONOMIE DE LA POMME DE TERRE

1-7-1- Production mondiale de la pomme de terre

La pomme de terre (Solanum tuberosum) est une récolte végétale

d’importance économique dans le monde entier. Les cultivateurs produisent

environ 325 millions de tonnes de pomme terres annuellement (livre du monde,

28

2000), alors que la production était de 100 millions de tonnes dans les années 90

et de 30 millions de tonnes dans les années 60.

Durant ces dix dernières années, la production a augmenté annuellement

de 4,5% en moyenne, alors que celle de la superficie de plantation a augmenté de

2,4% (CIP, 1998).

Dans le monde de la nutrition, la pomme de terre occupe la quatrième place

après le blé, le riz et le maïs (CIP 1995).

Les principaux producteurs de pomme de terre au monde sont présentés

dans le tableau 4.

Tableau 4 : Les principaux producteurs de pomme de terre au monde (FAO,

1998) (Organisation des Nations unies pour l'alimentation et l'agriculture)

Producteurs Production en 1998 (million de

tonnes)

Production mondiale 290,2

Chine 47,8

Russie 31,3

Pologne 25,9

Etats-Unis 21,4

Inde 19,2

Ukraine 17,5

Allemagne 12,1

1-7-2- Production de pomme de terre en Algérie

La pomme de terre est l’un des produits les plus importants pour

l’alimentation de la population algérienne : elle occupe la deuxième place après le

blé.

La production en Algérie est en évolution (tableau 5), en 2003, on a noté

des niveaux de production jamais atteints par le passé : 18 799 180 quintaux avec

un rendement de 212 qx / ha.

29

Ain Defla est classée première ville productrice de pomme de terre au niveau

national avec un taux de 14%.

L’Algérie avec l’Egypte, l’Afrique du sud et le Maroc fournissent 80% de la

production de pomme de terre en Afrique (CIP1, 1999). Ce pourcentage reste

insuffisant car la production Algérienne ne couvre pas la demande du

consommateur.

La semence en Algérie reste toujours un problème à résoudre. Les

statistiques de l’union européenne (2002) classe l’Algérie comme premier pays

importateur des produits agricoles de l’UE (à partir des douze états partenaires

sud méditerranéen) avec un volume de 1,206 milliard d’euros. Parmi ces

importations, on note 64 millions d’euros pour la semence de pomme de terre.

Tableau 5 : La production de pomme de terre en Algérie (Statistique de pomme

de terre, 2004 : Direction des Services Agricoles de la wilaya de Constantine).

Années Production en quintaux

1990 8 085 410

1991 10 773 480

1992 11 575 250

1993 10 652 210

1994 7 159 360

1995 12 000 000

1996 11 500 000

1997 9 475 180

1998 11 000 000

1999 9 962 680

2000 12 076 900

2001 9 672 320

2002 761 800

2003 18 799 180

1 : CIP : Centre International de la Pomme de terre (Pérou).

30

2- Biotechnologie et Amélioration de la Pomme de Terre

La pomme de terre est une plante modèle pour l’application des cultures in

vitro et de toutes les techniques qui en découlent. Elles peuvent être regroupées

en trois grandes catégories :

2-1- MULTIPLICATION CONFORME

Il s’agit d’un mode de multiplication conduisant à des individus pourvus du

même stock d’information héréditaire que la plante dont ils sont issus (NOZERAN

et BANCILHON, 1972).

2-1-1- Micropropagation

La micropropagation consiste en une prolifération des bourgeons axillaires

préexistants sur l’explant mère. Ceci offre une grande garantie de conformité

génétique et une bonne stabilité des caractères au cours des repiquages

successifs (ZRYD et al., 1988).

Elle est ainsi employée pour la production de pomme de terre de semence

et pour la collection et la distribution du germoplasme dans le monde entier. A

cette fin, des vitroplants indemnes de virus sont utilisés comme produit de départ.

Les méthodes de propagation employées ont pour but de produire un grand

nombre de vitroplants en un temps court (DODDS, 1989).

En outre, l’analyse moléculaire des vitroplants propagés a prouvé que la

micropropagation donne des vitroplants génétiquement stables (POTTER et

JONES, 1991).

Les vitroplants de pomme de terre n’exigent pas d’hormones exogènes

pour s’enraciner. En fait ils peuvent être propagés sur un milieu simple

(VINTERHALTER et autres, 1997).

31

2-1-2- Microtubérisation

Une autre approche pour la micropropagation de pomme de terre : c’est

l’induction des vitrotubercules. Ces derniers sont des tubercules de petite taille (4

à 12 mm), encore appelés microtubercules, produits en conditions stériles au

laboratoire à partir de microboutures.

Ces tubercules sont obtenus en plaçant les microboutures en conditions

inductrices de tubérisation : modification du milieu de culture, éclairage diminué,

températures plus basses. Les bourgeons forment alors des stolons évoluant en

microtubercules au bout de 2 à 3 mois (LE HINGRAT , 1994).

2-1-2-1- facteurs influençant la microtubérisation

La microtubérisation est un processus physiologique complexe réglé par

deux facteurs : intrinsèques et extrinsèques.

2-1-2-1-1- facteurs extrinsèques

1- photopériode : Lumière et obscurité agissent conjointement par leur

durée et leur période d’exposition. Cependant une meilleure tubérisation est

observée quand les boutures sont mises sous des longues photopériodes (16/8 h ;

j/n) pour la micropropagation et sous des courtes photopériodes (8/16 h ; j/n) ou

une obscurité totale pour la microtubérisation (SEABROOK et al., 1993).

2- lumière : Les lumières basses (6 à 12 µmol m-2 s-1) associées à des

courtes photopériodes augmentent le nombre des yeux des microtubercules

(GOPAL et al., 1997,1998).

3- température : Selon LECLERC et al (1994) ; AKITA et

TAKAYAMA (1994b). Des faibles températures de (15 à 20°c) stimulent la

microtubérisation et une température de 25°c combinée à une concentration de

8% de saccharose donne un meilleur taux de tubérisation (LEVY et al., 1993).

32

4- potassium : Le potassium n’a aucun effet inhibiteur sur le nombre de

microtubercules ; par contre il a un effet stimulateur sur la masse et la taille de

microtubercules et cela quand le milieu MS contient 40 ml de potassium (NAIK et

SARKAR , 1998).

5- rapport nitrogène / carbone : Une faible provision de nitrogène induit la

formation des tubercules en augmentant le rapport carbone/nitrogène

(SATTELMACHER et MARSHNER, 1978), ce qui est de même pour les

microtubercules de sorte que les faibles concentrations de nitrogène et de nitrate

d’ammonium sont utilisées pour améliorer leur induction et leur croissance

(ZERRABEITIA et al., 1997 ; SARKAR et NAIK, 1998).

On doit noter que le nitrate d’ammonium est parmi les composants majeurs du

milieu MS.

6- saccharose : Le saccharose est très essentiel dans la culture in vitro de

pomme de terre pour son effet sur la synthèse de l’amidon qui est influencée par :

• Le haut potentiel osmotique dû à l’excès du saccharose (KHURI et

MOORBY, 1995),

• Et son action enzymatique vu que le saccharose invertase a un effet direct

sur la formation des tubercules (ROSS et al., 1994).

Le saccharose est aussi utilisé comme source d’énergie et sa haute concentration

a un rôle dans la formation des microtubercules (STRUIK et WIERSEMA, 1999a),

ce qui correspond avec les résultats de BHOJWANI (2001) où une meilleure

tubérisation est observée avec une concentration de 8%.

7- nombre de noeuds par bouture : Dans la micropropagation, les

segments uninodaux sont utilisés pour augmenter le nombre de vitroplants et par

conséquent celui de microtubercules. Par contre l’utilisation des segments

plurinodaux (6 à 10 nœuds par tige) apparaît plus efficace pour la

microtubérisation. En effet on observe que ces derniers tubérisent plus rapidement

et produisent des microtubercules volumineux par rapport à ceux d’uninodaux

(DONNELLY et al, 2003).

33

8- type de milieu : Le taux de tubérisation diffère selon que le milieu soit

solide ou liquide. Dans l’étude de XUAN CHUN PIAO et al (2003) ils ont obtenu

des meilleurs résultats avec l’utilisation de bioreacteur ; l’utilisation de ce dernier

n’a pas seulement donné un grand nombre de microtubercules par vitroplant mais

elle a aussi donné une taille et un poids très considérable par rapport à celui du

milieu solide. De même un milieu solide à base de gélirite (2g/l) donne de

meilleurs résultats qu’un milieu solide à base de gélose (6g/l) (NOWAK et

ASIEDU, 1992).

9- facteurs de croissance : a- gibbérellines : Acide gibbérellique retarde la formation des tubercules et

stimule l’élongation des stolons (VREUGDENHIL et STRUIK, 1989).

OKAZAWA (1967) a observé que le niveau de cette hormone diminue juste avant

la tubérisation.

b-cytokinines : Les cytokinines exogènes stimulent le processus de

microtubérisation (LIAN et al., 1998) et à leur tête la BAP (DONNELLY et al,

2003).

Selon LIAN et al (1998) des meilleurs résultats ont été obtenu en présence de

BAP et de CCC. En outre PALMER et SMITH (1969) ont montré que les

Cytokinines tel que la Kinétine et la BA stimulent la formation des tubercules.

c- auxines : OBATA et al (1979) ont observé un niveau d’auxines très

élevé dans les pointes des stolons pendant les premiers temps de formation des

tubercules et il diminue quand les tubercules grandissent.

d- acide abscissique : KRAUS et MARSCHNER (1998) ont suggéré que

l’ABA peut inhiber l’effet de gibbérelline.

e- éthylène : L’éthylène inhibe l’élongation du stolon (VREUGDENHIL et

STRUIK, 1989) et produit des tubercules morphologiquement incomplets et qui ne

34

contiennent pas d’amidon (CATCHPOLE et HILLMAN, 1969). Cependant les

traitements avec l’éthylène exogène sont utilisés pour stimuler la germination des

microtubercules en stade de dormance (SUTTLE, 1998).

f- acide jasmonique : Dans des études récentes de (PRUSKI et al., 2002),

l’utilisation de l’acide jasmonique à une concentration de moins de 5µm donnent

un meilleur développement de racines et des tiges.

2-1-2-1-2- facteurs intrinsèques

1- position de l’explant : Une meilleure tubérisation est observée chez les

bourgeons de la partie basale, par comparaison aux bourgeons apicaux

(CHARLES et al., 1995).

2- âge physiologique du tubercule mère : L’âge physiologique du

tubercule mère peut avoir un effet sur la production des microtubercules, cela

correspond avec les conclusions de VILLAFRANCA et al (1998) ; VREUGDENHIL

et al (1998) où ils ont obtenu un taux de microtubercules très élevé et une

croissance très rapide lorsque le tubercule mère est vieux.

3- génotype : Les microtubercules se différencient selon leur taille, leur âge

physiologique et leur durée de dormance ; ce qui explique que la microtubérisation

est en fonction du génotype (TÁBÓRI et al., 1999 ; COLEMAN et COLEMAN,

2000).

2-1-2-2- dormance

La dormance des microtubercules impose un délai supplémentaire de 6

mois. Elle dépend principalement de la variété, et le plus simple est d’utiliser la

levée naturelle de dormance, car les traitements utilisés jusqu'à maintenant n’ont

pas donné un résultat sans effet secondaire par exemple selon RANALLI (1997) ;

STRUIK et WIERSEMA (1999b) : la rindine brûle les microtubercules à cause de

35

leur petite taille et l’acide gibbérellique risque de provoquer un allongement

excessif en cas de surdosage.

2-1-2-3- avantages

La production de vitrotubercules pouvait se substituer à la méthode actuelle

du microbouturage avec les avantages suivants :

• Possibilité de les stoker au froid pendant une longue durée et de cette

façon la conservation des génotypes et réaliser ainsi des plantations

déphasées soit sous abris ou en plein champ.

• Possibilité de pouvoir les planter mécaniquement en plein champ (semoir

de précision à pois chiche), et possibilité d’enrobage (régulateurs de

croissance, engrais et produits phytosanitaires) (OULD RAMOUL, 1997).

• Facilité de leur transport d’une région ou d’un pays à l’autre,

particulièrement les pays souvent très éloignés demandeurs de plants de

très haute qualité.

• Production d’un tel matériel exigeant moins de moyens matériels en

infrastructures donc en principe moins onéreuse.

• Production et disponibilité des microtubercules à n’importe quelle époque

de l’année.

• Ils peuvent être directement semés dans le sol.

• Problème de transmission de maladies écarté (en partie) vu que cette

technique permet l’amélioration de l’état sanitaire du matériel végétal utilisé.

• Les microtubercules présentent l’avantage de pouvoir être fabriqués à

contre saison par rapport aux boutures.

2-1-2-4- inconvénients

Cette technique présente cependant, certaines limites, à savoir :

• La petite taille et l’origine du tubercule confèrent à ce dernier une fragilité et

une sensibilité accrues aux attaques extérieures.

• La levée de dormance est assez lente et irrégulière.

36

• Le ratio « nombre de microtubercules / nombre de boutures » est

relativement faible et mérite d’être augmenté.

• L’exigence d’une main d’œuvre qualifiée pour les repiquages axéniques et

pour la récolte (DEZA, 1991).

2-1-3- Culture de méristème

Certains phytopathogènes comme les nématodes, les champignons, les

bactéries et les virus peuvent être transmis vers les plants sains à partir de ceux

infectés. Cependant, il a été observé que cette contamination des cellules

végétales ne touche pas le tissu méristématique. Celui-ci est indemne de

maladies, de cela les chercheurs ont développé la culture in vitro de méristème

(GRIFFITHS et al., 1990). Ce dernier est un petit organe composé de cellules

méristématiques à division rapide ; il constitue le matériel idéal de départ étant

donné que le méristème se développe d’une manière génétiquement stable et

réduit le niveau d’infection virale (ESPINOSA et al., 1992), comme il peut être

utilisé dans des conditions appropriées pour l’élimination complète des

pathogènes surtout si il est associé à la thermothérapie (GRIFFITHS et al., 1990).

2-1-4- Embryogenèse somatique

Un apport important de la technique des cultures in vitro à la biologie a

montré que des cellules somatiques pouvaient produire des structures

comparables à des embryons, méritant l’appellation d’embryons somatiques

(MARGARA , 1989). Ces embryons peuvent se développer à partir des cellules à

2n chromosomes issues de feuilles, racines ou tige (BOCCON-GIBOD et

JALOUZOT, 1989).

Cependant l’embryogenèse somatique est rarement utilisée chez la pomme

de terre (SEABROOK et DOUGLASS, 2000), et son utilisation est localisée surtout

pour la production de semences synthétiques (REDENBAUGH, 1993 ; GRAY et

al., 1995).

37

2-1-5- Conservation

La conservation est l’un des avantages de la culture in vitro. Cette

technique nous a permis de conserver le matériel végétal pour une longue durée

jusqu’au moment de son utilisation. Ce matériel peut être des cellules, des

protoplastes, des cals, des vitroplants et des vitrotubercules.

La conservation des vitroplants et des vitrotubercules peut se faire dans un

milieu de conservation contenant le mannitol à une température de 4 à 6°C et à

une photopériode de 16 heures / jour (DODDS et al., 1991).

Parmi les techniques de conservation : la cryoconservation. Cette technique

représente la conservation du matériel vivant à très basse température.

Généralement, elle consiste à stocker le matériel végétal dans l’azote

liquide (-196°C) ou dans les vapeurs d’azote (-150°C). A cette température toutes

les activités physico-chimiques des cellules sont interrompues (DUSSERT et al.,

2002)

2-2- MULTIPLICATION NON CONFORME

Ce procédé utilise un matériel végétal peu régulé et le place en conditions

déstabilisants les signaux ; on voit alors apparaître une variabilité importante

(DEMARLY, 1985).

2-2-1- Haplométhodes

Ces techniques ne démarrent pas des cellules somatiques mais de cellules

gamétiques (KASHA et KO, 1970 ; KELLER et AMSTRONG, 1979 ; DE BUYSER,

1980 in DEMERLY , 1985).Ce sont des cultures d’anthères(Androgenèse) ou de

microspores, ou de sacs embryonnaires ou ovaires(Gynogenèse). Ces processus

permettent d’obtenir des lignées pures, en passant par l’haploïdisation puis le

dédoublement (DEMARLY, 1985).

Chez la pomme de terre, espèce tétraploïde, l’utilisation des plantes

haploïdes, donc diploïdes, que l’on appellera dihaploïdes (HD) est fondamentale à

cause de l’importance de sa variabilité génétique, et de la facilité des croisements

38

interspécifiques, car la plus part des pommes de terres sauvages sont diploïdes

(BOCCON-GIBOD et JALOUZOT, 1989).

2-2-2- Variation somaclonale

LARKIN et SCOWCROFT (1981) ont montré, à l’issue d’un travail de

recherche, qu’il pouvait être très intéressant d’exploiter la variabilité génétique

induite par certaines cultures in vitro, dans le but de création variétale. Ils

s’appuyaient sur quelques exemples modèles comme celui de la pomme de terre

et de la canne à sucre où ils ont contribué à faire adopter le terme de variation

somaclonale, désignant toute variation génétique induite par le seul fait de cultiver

des tissus, des cellules, ou des organes qui ont pour objectif l’établissement de

cellules dédifférenciées sous des conditions de cultures in vitro définies

(WENZEL, 1994). SNYDER et BELKNAP (1993) ; ont observé que les plantes de pomme de terre

régénérées présentent un faible niveau de variation somaclonale comparée avec

celles dérivées des protoplastes.

2-3- TRANSFORMATIONS GÉNÉTIQUES

2-3-1- Hybridation interspécifique

Diverse solutions (fécondation in vitro en cas d’incompatibilité de pollen

étranger et de la fleur femelle à féconder, sauvetage d’embryon in vitro en cas

d’avortement après fécondation in situ) impliquant l’utilisation de la culture in vitro,

rendent possible des hybridations entre des espèces réputées incompatibles en

conditions naturelles (REYNOIRD et VIDALIE, 1989 ).

Chez la pomme de terre des plantes hybrides entre Solanum tuberosum et

S. brevidens ont été obtenues à l’Université de Wisconsin (U.S.A.) par

HELGESON et al (1988). Le but était de transférer chez la pomme de terre la

résistance au virus de l’enroulement des feuilles à partir d’une espèce sauvage :

39

S. brevidens. La résistance a effectivement été transférée chez les hybrides, et

curieusement une nouvelle variabilité s’est exprimée par l’apparition de

résistances à d’autres maladies.

2-3-2- Culture et fusion de protoplastes

2-3-2-1- culture de protoplastes

Les biologistes ont constaté, au cours des manipulations cellulaires, que

l’on pouvait obtenir des agrégations entre des cellules débarrassées de leurs

parois pecto-cellulosiques appelées protoplastes (DEMARLY et SIBI, 1996).

La technique de culture de protoplastes est très fortement inductrice de

variabilité ; cela a été bien étudié et montré chez la pomme de terre ( SHEPARD,

1982 ; KARP et al., 1982 ). Les variations portent souvent sur le nombre de

chromosomes.

2-3-2-2- fusion de protoplastes

La fusion de deux ou de plusieurs protoplastes aboutit à l’addition totale de

trois compartiments hériditaires : nucléaire, mitochondrial et chloroplastique. Cette

addition accroît le niveau de ploïdie (GLEBA et al., 1980 ; MELCHERS et al., 1978

in DEMERLY, 1985).

Chez la pomme de terre, la fusion de protoplastes est d’autant plus justifiée

car la majeure partie des clones diploïdes est stérile. Par rapport à la sélection

traditionnelle, cette nouvelle méthode présente deux avantages considérables :

• On peut travailler sur un nombre de chromosomes diminué de moitié.

• On peut rassembler, en peu de temps, au sein d’un même individu

tétraploïde un ensemble de plusieurs caractères intéressants (ce qui est

quasiment improbable en sélection traditionnelle) (BOCCON-GIBOD et

JALOUZOT, 1989).

40

2-3-3- Transfert des gènes

Le développement des connaissances sur le code génétique et la

régulation de son expression, ont permis d’ouvrir une extension très importante du

Génie Génétique. Ainsi il est possible maintenant d’extraire, après repérage, un

gène de l’ensemble du domaine vivant et le transférer sur les chromosomes de la

plante qui le transmettra à ses descendants au même titre que ses propres gènes

(DEMARLY et SIBI, 1996). De telles plantes sont dites : Plantes transgéniques ou

OGM (Organismes Génétiquement Modifiés). Certaines variétés de pommes de terre sauvages exsudent une substance

liquide, qui se transforme en un sirop épais et piège les insectes et les pucerons.

De cela des essais d’introduction du gène responsable de cette substance chez la

pomme de terre cultivée, ont été réalisés à l’Université Américaine de Cornell

(MOINET, 1990). D’après COLEMAN et al (2001) ; les microtubercules servent comme une

base pour la production des plantes transgéniques et pour la visualisation de

l’expression de différents gènes. Leur utilisation dans ce domaine a trouvé une

large application comme méthode de transformation génétique.

2-4 - BIOTECHNOLOGIE DANS LE SCHEMA DE SELECTION DE LA POMME DE TERRE

Beaucoup de techniques de biotechnologies qui s’appliquaient avant sur les

Pétunia et le Tabac ont été réalisées sur la pomme de terre avec succès. En

effet, l’arrivée des biotechnologies rend un grand service à la sélection chez la

pomme de terre qui présentait auparavant des difficultés de manipulations

génétiques (KUMAR, 1994). Chez la pomme de terre, où les principales variétés commercialisées sont

tétraploïdes, les nouvelles méthodes de création variétale sont caractérisées par

un grand travail de sélection sur du matériel diploïde (obtenu par croisement :

Solanum tuberosum et Solanum phureja). A ce niveau diploïde, on peut aussi

réaliser une introduction de gène d’origine sauvage (exemple : gène de résistance

41

aux maladies) par croisement, car la plupart des espèces sauvages du genre

Solanum sont diploïdes.

On peut ainsi fixer des caractères intéressants par la culture d’anthères

puis combiner par croisement plusieurs caractères agronomiques favorables au

sein d’hybrides diploïdes. Enfin la fusion de protoplastes, étape clé du schéma de

sélection, le termine et permet l’addition des génomes nucléaires qui rassemblent

donc deux jeux de caractères agronomiques favorables (BOCCON GIBOD et

JALOUZOT, 1989).

42

Figure 3 : Micropropagation et microtubérisation de la pomme de terre par

culture in vitro (HAЇCOUR, 2002 ; AMBROISE, 2002).

43

Chapitre II Matériel et Méthodes.

44

Notre expérimentation s’est déroulée au laboratoire de Génétique,

Biochimie et Biotechnologies Végétales du département de Biologie de l’Université

Mentouri de Constantine.

1- Matériel Végétal

Le matériel végétal de départ nous a été fourni sous forme de tubercules

sains par la Direction des Services Agricoles de Constantine. Ces tubercules sont

constitués de cinq variétés à savoir : Atlas, Désirée, Kondor, Spunta et Timate.

Une description plus détaillée des variétés est présentée dans le tableau 6.

Les tubercules qui nous ont été fournis étaient au stade de dormance, c’est pour

cette raison qu’on les a mis à l’obscurité totale et à une température de 23 à 25°C

pour déclencher la germination, qui dure au moins deux mois ou plus (cela

dépend de la variété : Génotype).

45

Tableau 6 : Les caractéristiques des variétés. (ANONYME,1998a)

Variétés Caractéristiques

Atlas Désirée Kondor

Origine génétique Spunta X José Urgenta X

Depesche

61333 X Wilja

Obtenteur(s) : UNICOPA et STE

CLAUSE - (FRANCE)

Z.P.C. - (PAYS

BAS)

J.P.G. KÖNST

- AGRICO -

(PAYS-BAS)

Maturité Moyenne à demi-

tardive

Moyenne à demi-

tardive

Demi-précoce

Tubercule Oblong, assez

régulier, peau jaune,

chair jaune pâle.

Oblong, assez

régulier, peau

rouge, chair

jaune.

Oblong long, peau

rouge assez régulière,

chair jaune pâle.

Calibrage Proportion de gros

tubercules : très forte.

Proportion de

gros tubercules :

forte.

Repos végétatif Assez long. Très long.

Qualité culinaire Assez bonne tenue à

la cuisson, groupe

culinaire B-C,

noircissement après

cuisson moyen,

coloration à la friture :

R.A.S.

Assez bonne

tenue à la

cuisson, groupe

culinaire B-C,

noircissement

après cuisson :

nul, moyenne à

assez bonne

coloration à la

friture.

Aptitude à la conservation Moyenne. Bonne.

Teneur en matière sèche Moyenne. Assez élevée.

46

Tableau 6 suite : Les caractéristiques des variétés. (ANONYME,1998a) .

Variétés Caractéristiques

Spunta Timate

Origine génètique Béa X U.S.D.A. 96-56 Elvira X SPV AM 66.42

Obtenteur(s) J. OLDENBURGER -

(PAYS BAS)

M. Tulner en T. de Vries –

(PAYS-BAS)

Maturité Demi précoce Précoce

Tubercule Oblong allongé,

régulier, peau jaune,

chair jaune.

Oblong long, peau jaune et

lisse, chair jaune pâle.

Calibrage Proportion de gros

tubercules : très forte.

Repos végétatif Moyen.

Qualité culinaire Bonne tenue à la

cuisson, groupe

culinaire B, très léger

noircissement après

cuisson, coloration à la

friture : R.A.S.

Aptitude à la conservation Assez faible.

Teneur en matière sèche Très faible.

47

2- Matériel Nécessaire Pour le bon déroulement de l’expérimentation ; il est nécessaire de se

procurer le matériel suivant : - L’étuve

- La hotte

- L’autoclave - Plaque chauffante

- Balance de précision

- Appareil de PH mètre

- Solution de NaOH et HCl (1 fois normale)

- Pipettes graduées de 10 ml et 25 ml

- Béchers de 25 ml, 50 ml, 100 ml, 250 ml, 500 ml et 1000 ml

- Fioles de 100 ml, 250 ml, 500 ml et 1000 ml

- Erlènes de 200 ml

- Boîtes de Pétri en verre ou en plastiques stériles

- Un agitateur et un barau magnétique

- Des tubes en verre de 25 x 75 mm et de 25 x 150 mm

- Des bocaux en verre autoclavables

- Du coton hydrophile

- Papier filtre

- Parafilm

- Papier aluminium

- Grandes pinces en acier

- Spatules

- Scalpels et bistouris

- Boite pour rangement et stérilisation des outils

- Lampe à alcool

- Pissettes

- 2 Becs benzènes

- Filtre micropore à 0,2 µm

- Appareil de filtration

- Alcool 75° et 95°

48

- Hypochlorite de calcium ou hypochlorite de sodium

- Eau distillée

3- Milieu de Culture

Le milieu de culture de base utilisé pour nos expérimentations est celui de

MS (Murashige et Scoog, 1962) dont la composition figure dans le tableau 7.

Tableau 7 : Composition du milieu MS (Murashige et Scoog, 1962).

Constituants Solution mère « 1L » (mg/l) Concentration finale (mg/l)

Macro-éléments

NH4NO3

KNO3

CaCl2 – 2 H2O

MgSO4 – 7 H2O

KH2PO4

33 000

38 000

6 600

7 400

3 400

1 650

1 900

440

370

170

Micro-éléments MnSO4 – H2O

ZnSO4 – 7 H2O

H3BO3

KI

Na2MoO4 – 2 H2O

CuSO4 – 5 H2O

CoCl2 – 6 H2O

2 230

660

620

63

25

2,5

2,5

22,3

6,6

6,2

0,83

0,25

0,025

0,025

Fer Na2EDTA

FeSO4 – 7 H2O

3 730

2 780

37,3

27,8

Acides aminés et Vitamines

Glycine

Acide nicotinique

Pyridoxine – HCl

Thiamine – HCl

Myo – inositol

20 mg pour 100 ml

5 mg pour 100 ml

5 mg pour 100 ml

5 mg pour 100 ml

2

0,5

0,5

0,5

100

50 ml

10 ml

10 ml

10 ml

49

3-1- SOLUTION MÈRE

Les solutions mères de macro-éléments, micro-éléments, fer et vitamines

sont préparées comme vu dans le tableau 7, aux concentrations voulues pour

constituer un stock pour la préparation du milieu nutritif.

Lors de la préparation des solutions mères, les différents éléments sont

apportés dans l’ordre décroissant de leur concentration afin d’éviter tout risque de

précipitation. Ensuite toute les solutions mères sont étiquetées, puis conservées

au froid (4°C) et à l’abri de la lumière.

3-2-COMPOSITION DU MILEU DE CULTURE

3-2-1- Milieu de micropropagation

Le milieu de culture est préparé dans un bécher de 1 litre en agitation

continue contenant 500 ml d’eau distillée, ensuite on ajoute dans l’ordre les

éléments suivants :

• 50 ml de macro-éléments.

• 10 ml de micro-éléments.

• 10 ml de fer.

• 10 ml d’acides aminés et vitamines.

• 100 mg de myo-inositol.

Le PH du milieu est ajusté à 5,7 ± 0,1 avec du NaOH (base) ou HCl (acide),

tout en agitant la solution.

Le milieu est ensuite complété avec de l’eau distillée à 1 litre à l’aide d’une fiole,

puis on le dépose sur une plaque chauffante en agitation continue et on rajoute 30

g/l de saccharose ensuite 8 g/l d’agar (pour solidifier le milieu de culture), le tout

est ensuite porté à ébullition jusqu'à dissolution de toutes les particules d’agar.

Enfin, le milieu ainsi préparé est transféré dans des tubes de 25 x 75 mm, à raison

de 10 ml par tube. Ensuite, les tubes sont hermétiquement fermés avec du coton

et du papier aluminium.

50

3-2-2- Milieu de microtubérisation

La composition du milieu de microtubérisation est identique à celle du

milieu de micropropagation à l’exception du saccharose dont la concentration sera

de 80 g/l au lieu de 30 g/l. Les tubes (25 x 150 mm) et les bocaux contiennent

respectivement 10 ml et 50 ml.

Au cours de cette partie d’expérimentation, on étudie l’influence de trois

types de milieu MS sur la microtubérisation. Ces trois milieux utilisés sont :

• Milieu MS sans régulateurs de croissance.

• Milieu MS avec 5 mg/l de BAP (6-benzylaminopurine).

• Milieu MS avec 2 mg/l de Kinétine.

Les régulateurs de croissance utilisés au cours de cette expérimentation

sont des Cytokinines. Ces Cytokinines sont peu solubles dans l’eau et doivent être

préalablement dissoutes dans quelques gouttes de NaOH 1N. Elles sont

dégradées par la lumière et doivent être conservées au réfrigérateur et à

l’obscurité. Cependant elles sont stables en solutions aqueuses et à la chaleur

(autoclave).

4- Stérilisation

La réussite de la culture in vitro repose en grande partie sur les conditions

strictes d’asepsie.

4-1- STÉRILISATION DU MILIEU DE CULTURE

Après la préparation des milieux de cultures de micropropagation ou de

microtubérisation, les tubes et les bocaux contenants les milieux de culture seront

stérilisés par autoclavage à 120°C pendant 20 minutes.

En raison de leur sensibilité à la chaleur, les vitamines peuvent être

ajoutées en conditions aseptiques, au reste du milieu MS autoclavé, et cela après

leur stérilisation à l’aide de filtre micropore.

51

Cependant, concernant les vitamines du milieu MS après leur

décomposition à l’autoclave, il a été observé que leurs produits de dégradation

sont aussi actifs sur la croissance que les vitamines elles même (BOCCON-

GIBOD et JALOUZOT, 1989).

4-2- STÉRILISATION DES INSTRUMENTS DE TRAVAIL

Avant chaque manipulation il faut que tout le matériel de travail soit stérilisé

par étuvage à une température de 170°C à 200°C pendant au moins deux heures.

Ce matériel comporte des boites de pétri comprenant du papier buvard, des

pinces de 20 à 25 cm, des scalpels, des béchers de 50 ml et des erlènes. Tous

ces instruments seront couverts de papier journal avant leur mise en étuve et ne

seront découverts, que sous la hotte, au moment de leur utilisation.

Quant au matériel en plastique et en nylon, on le stérilise sous la hotte avec

de l’eau de javel (12°) et de l’éthanol (99°).

4-3- SOLUTIONS STÉRILISANTES

Comme le milieu de culture et les instruments de travail, le matériel végétal

doit aussi être stérilisé, mais sa stérilisation ne peut pas se faire par étuvage ou

autoclavage parce que ceux-ci l’endommagent ; de ce fait la stérilisation du

matériel végétal est réalisée à l’aide de solutions stérilisantes suivantes :

4-3-1- Hypochlorite de sodium

Pour la stérilisation du tissu végétal, il faut diluer l’eau de javel (12°) à une

concentration de (0,5°) pour ne pas l’endommager. La préparation de cette

solution est réalisée juste au moment de son utilisation.

4-3-2- Alcool

Pour la stérilisation du matériel végétal, on utilise l’éthanol à 70° et pour

celle des instruments l’éthanol à 99°.

52

4-3-3- Solution antioxydante

Afin d’éviter le brunissement du tissu végétal à cause des composés

phénoliques sécrétés, on utilise une solution antioxydante.

Pour la préparation de 500 ml de cette solution : on dissout 50 mg d’acide

ascorbique et 75 mg d’acide citrique dans 500 ml d’eau distillée. Cette solution

doit être stérilisée sous la hotte par ultrafiltration.

5- Culture proprement dite

5-1- ZONE DU TRAVAIL

Pour réussir la culture in vitro il est nécessaire de respecter les conditions

d’asepsie totale, de ce fait toutes les manipulations seront réalisées sous hotte à

flux d’air laminaire stérile, avec cependant quelques précautions à respecter, à

savoir :

• Allumage de la hotte, au moins une demi heure avant chaque manipulation.

• Nettoyage de la hotte et de son entourage avec de l’eau de javel (12°), puis

avec de l’éthanol (99°), sans oublier de vaporiser à l’alcool tous les

instruments nécessaires au travail pendant toute la durée des

manipulations.

• Allumage des becs benzènes un quart d’heure avant chaque manipulation

et durant toute la durée du repiquage.

• Les instruments de travail (scalpels et pinces) qui sont ainsi stérilisés par

étuvage, sont trempés dans l’éthanol 99° puis flambés et reposés sur un

support métallique stérile. (il faut toujours doubler les instruments de travail,

pour permettre le refroidissement de l’un tandis que l’autre est en usage.).

53

5-2- REPIQUAGE


Après la germination des tubercules, on attend que les germes atteignent

au moins 3 cm, pour commencer les manipulations.

Avant les repiquages il faut stériliser les explants, ces derniers sont des

germes du tubercules de pomme de terre fragmentés en plusieurs fractions de 8

mm à 1 cm, et dont chacun contient un bourgeon.

La stérilisation de ces explants est réalisée sous la hotte selon le protocole

suivant :

• Tremper les explants dans une solution antioxydante pendant 5 minutes.

• Ensuite, dans une solution d’éthanol à 70° pendant 30 secondes.

• Puis, dans une solution d’hypochlorite de sodium à 0,5° pendant 10 à 20

minutes.

• Enfin, laver les explants dans l’eau distillée stérile trois fois pour une durée

de 5 minutes pour chacun.

Après la phase de stérilisation on passe à celle de repiquage. On repique

aseptiquement sur un milieu nutritif (un explant par tube). Les tubes sont ensuite fermés avec des bouchons en plastique stérilisés avec

l’eau de javel (12°).


Après 5 à 7 semaines de culture, chaque vitroplant est retiré du tube à

l’aide d’une pince stérile et déposé sur une boite de pétri comprenant du papier

buvard stérile, puis fragmenté en autant de tronçons que de nœuds (en éliminant

cependant le bourgeon apical et basal). Les tronçons sont ensuite repiqués sur le

milieu MS à raison d’une bouture par tube ou 4 à 6 boutures par bocal.

54

5-3- CONDITIONS ENVIRONNEMENTALES


Pour la micropropagation, on utilise des tubes de 25 x 75 mm, Ces tubes sont

placés dans la chambre de culture, dont les conditions de culture sont les

suivantes :

• Photopériode : 16 heures de lumière / 8 heures d’obscurité.

• Température : 25 ± 1°C.


Les tubes et les bocaux utilisés sont ainsi placés dans la chambre de culture. Au cours de cette partie d’expérimentation, on a réalisé trois traitements de

photopériodes pour chaque type de milieu MS et un seul traitement de

température.

• Température : 20 ± 1°C.

• Photopériode : Pour la photopériode on a trois traitements :

T1 : 16 heures de lumière / 8 heures d’obscurité.

T2 : 8 heures de lumière / 16 heures d’obscurité.

T3 : 0 heure de lumière (obscurité totale).

55

Schéma 1 : Protocole du travail.

6- Analyse statistique

L’analyse statistique a porté sur la comparaison des différents traitements à

l’aide d’une analyse de variance (ANOVA) à un seuil de 5%, suivie d’une

comparaison des moyennes (Test de Newman et Keuls ou PPDS) et cela dans le

cas où l’interaction entre les trois facteurs (Variété x Milieu x Photopériode) est

significative. Cette analyse est portée sur l’ensemble des paramètres mesurés lors

de la micropropagation et la microtubérisation.

Cette analyse est effectuée à l’aide du logiciel STATITCF (Version 4). Les

résultats obtenus sont ensuite représentés sous forme de graphiques en fonction

des variétés, des milieux et des photopériodes et cela à l’aide du logiciel EXCEL.

MS MS+BAP MS+KIN

56

Chapitre III Résultats et Discussion.

57

1- Micropropagation

Dans cette première partie d’expérimentation on a utilisé deux facteurs qui

sont : variété et temps.

La durée optimale du développement de microboutures de différentes

variétés est entre 4 à 7 semaines selon la variété (planche 1).

1-1- TAUX DE CONTAMINATION ET DE REPRISE

En raison que les microboutures de la première génération sont obtenues à

partir des tubercules, la contamination était un peu élevée de sorte qu’on a noté

un taux d’infection de 17%, 2%, 2%, 27% et 12% respectivement pour Atlas,

Désirée, Kondor, Spunta et Timate. Ces fréquences élevées sont dues aux

tubercules qui peuvent avoir des infections au niveau du tissu végétal et que la

stérilisation ne suffit pas pour les enlever. Ces infections sont dues ainsi à

l’addition des vitamines aux milieux après autoclavage et cela à cause de

l’appareil de filtration qui ne présente pas toutes les conditions d’asepsie totale.

En ce qui concerne le taux de reprise on a noté les pourcentages suivants :

90%, 95%, 85%, 85% et 90% respectivement pour Atlas, Désirée, Kondor, Spunta

et Timate.

Ainsi, on a remarqué la formation de cal chez toutes les variétés avec des

fréquences faibles et cela sans la présence des régulateurs de croissance.

1-2- NOMBRE DE FEUILLES

L’analyse de la variance montre des effets très hautement significatifs pour

l’effet variété et temps, par contre l’interaction de ces deux facteurs n’a aucune

incidence significative sur le nombre de feuilles (tableau 8).

Le test de la ppds révèle que les variétés se repartissent en trois groupes

homogènes (tableau 9), alors que le temps en quatre groupes et chaque groupe

constitue une semaine (tableau 10) et cela signifie que le nombre de feuilles est

en fonction du temps (figure 4).

58

Tableau 8 : Analyse de la variance du nombre de feuilles en fonction de la variété

(V) et du temps (T).

S.C.E DDL Carrés moyens Test F Variance du Facteur (V) 119.31 4 29.83 6.94 **** Variance du Facteur (T) 1919.89 3 639.96 148.99 **** Variance Factorielle (V x T) 84.03 12 7.00 1.63 ns Variance Résiduelle 1632.25 380 4.30 Variance Totale 3755.48 399 9.41 **** : très hautement significatif ; ns : non significatif. Tableau 9 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le nombre de feuilles en

fonction de la variété.

Variété Moyennes GH Désirée 5,75 A Spunta 5 B Timate 4,84 B Kondor 4,79 B Atlas 4,04 C


fonction du temps.

Semaines Moyennes GH S4 7,98 A S3 5,71 B S2 3,7 C S1 2,14 D

1-3- LONGUEUR DE LA TIGE (cm)

L’analyse de la variance révèle des effets très hautement significatifs pour

l’effet variété, temps et l’effet d’interaction entre ces deux facteurs (tableau 11).

Le test de la ppds dénote quatre groupes homogènes pour la variété

(tableau 12) et quatre groupes homogènes pour le temps (tableau 13), ce qui

signifie aussi que la longueur de la tige est en fonction du temps (figure 4).

59


variété (V) et du temps (T).

S.C.E DDL Carrés moyens Test F Variance du Facteur (V) 120.84 4 30.21 37.08 **** Variance du Facteur (T) 873.25 3 291.08 567.23 **** Variance Factorielle (V x T) 50.31 12 4.19 5.15 **** Variance Résiduelle 309.64 380 0.81 Variance Totale 1354.05 399 3.39 **** : très hautement significatif. Tableau 12 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur la longueur de la tige en

fonction de la variété.

Variété Moyennes GH Désirée 3,25 A Spunta 3,15 A Timate 2,8 B Atlas 2,36 C

Kondor 1,76 D


fonction du temps.

Semaines Moyennes GH S4 4,79 A S3 3,18 B S2 1,82 C S1 0,87 D

1-4- ETUDES DES CORRÉLATIONS

Les paramètres étudiés dans cette matrice (tableau 14) ont révélé une

corrélation très hautement significative entre le nombre de feuilles et la longueur

de la tige (0.908), de même la longueur de la tige et le nombre de feuilles sont

hautement corrélés avec le temps (respectivement 0.798 ; 0.713). Cependant la

variété ne présente aucune corrélation avec les autres paramètres.

60


micropropagation. Var : variété, Tem : temps, Rép : répétition, LT : longueur de la

tige, NF : nombre de feuilles.

Var Tem LT NF Var 1.000 Tem 0.000 1.000 LT 0.061 0.798 1.000 NF 0.039 0.713 0.908 1.000

Atlas

0

2

4

6

8

1 2 3 4

Temps (semaines)

Nom

bre

moy

en

de fe

uille

s

012345

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)

NFLT

Désirée

02468

1012

1 2 3 4

Temps (semaines)

Nom

bre

moy

en

de fe

uille

s

0

2

4

6

8

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)

NF

LT

Figure 4 : Evolution de la longueur moyenne de la tige et du nombre moyen de

feuilles par plant en fonction du temps et des variétés. A : Atlas, B : Désirée, C :

Kondor, D : Spunta, E : Timate.

-A-

-B-

61

Kondor

02468

10

1 2 3 4Temps (semaines)

Nom

bre

moy

en

de fe

uille

s

01

23

4

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)

NFLT

Spunta

02468

10


Nom

bre

moy

en

de fe

uille

s

0123456

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)

NF

LT

Timate

0

2

4

6

8


Nom

bre

moy

en

de fe

uille

s

0123456

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)

NFLT

Figure 4 (suite).

-D-

-C-

-E-

62

PLANCHE 1 : Développement des microboutures des cinq variétés de la première

génération (micropropagation) sur le milieu MS.

63

2- Microtubérisation

Durant la deuxième partie de notre travail, nous avons utilisé les vitroplants

de la première génération (micropropagation), dans le but d’étudier l’effet de trois

facteurs qui sont :

• Variétés dont Atlas (A); Désirée (D); Kondor (K); Spunta (S) et Timate (T).

• Milieu dont le milieu MS sans régulateurs de croissance : (MS) ; le milieu

MS plus 5 mg/l de BAP : (MS+BAP) et le milieu MS plus 2 mg/l de

Kinétine : (MS+KIN).

• Et enfin la photopériode (obscurité totale : (0 h) ; 8 heures : (8 h) ; 16

heures : (16 h)), ce qui fait neuf traitements pour chaque variété.

En ce qui concerne le taux de contamination, il est nul (0%) en raison de

l’utilisation de microboutures issues des vitroplants sains.

Au cours de cette partie, on a noté ainsi la formation des cals selon que le

milieu contienne des régulateurs de croissances ou non (planche 2 B) et de même

on a remarqué la formation de cal dans la partie basale de la tige chez certains

traitements qui contiennent la BAP (planche 2 A), ceci confirme les résultats de

CESTY BORDA YEPEZ et al (2001).

En outre, on a observé une meilleure tubérisation dans les bocaux qui

contiennent plusieurs microboutures que dans les tubes.

64

- A -

- B -

PLANCHE 2 : Formation de cal. A : dans la partie basale en présence du BAP, B :

dans la partie basale et sur toute la surface de la tige.

65

2-1- RHIZOGÉNÈSE

La BAP et la Kinétine ont présenté les plus faibles taux de rhizogénèse. On

a remarqué ainsi que les racines ne se sont pas seulement formées au niveau de

la partie basale de la plante, mais aussi sur la tige de certains vitroplants (planche

3 A).

2-1-1- Nombre de racines

Le nombre de racines le plus élevé est obtenu dans le milieu MS (planche 3

B) avec une grande fréquence à 16 heures de photopériode pour Atlas, Kondor et

Timate et à 8 heures pour Désirée et Spunta. Cependant il est faible dans les

milieux qui contiennent la BAP ou la Kinétine avec une légère supériorité chez les

traitements à Kinétine et à 16 heures de photopériode (planches 3 C, 3 D). Ceci

est observé chez toutes les variétés sauf Atlas où on observe le même effet soit

avec la BAP soit avec la Kinétine (figure 5), ce qui correspond avec les résultats

de CESTY BORDA YEPEZ et al (2001) où ils ont trouvé que la Kinétine induise

plus de racines que la BAP.

02468

1012141618

0h 8h 16h 0h 8h 16h 0h 8h 16h 0h 8h 16h 0h 8h 16h

Atlas Désirée Kondor Spunta Timate

Variété (x) Photopériode

Nom

bre

moy

en d

e ra

cine

s

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 5 : Nombre de racines en fonction du milieu, de la photopériode et de la

variété. A : toutes les variétés, B : Atlas, C : Désirée, D : Kondor, E : Spunta, F :

Timate

-A-

66

0

5

10

15

20

Nom

bre

moy

en d

e ra

cine

s

MS MS+BAP MS+KINMilieu

Atlas0h8h16h

0

2

4

6

8

Nom

bre

moy

en d

e ra

cine

s


Désirée0h8h16h

Figure 5 (suite) : Nombre de racines en fonction du milieu, de la photopériode et

de la variété. A : toutes les variétés, B : Atlas, C : Désirée, D : Kondor, E : Spunta,

F : Timate

-B-

-C-

67

02468

1012

Nom

bre

moy

en

de ra

cine

s


Kondor0h8h16h

0

5

10

15

Nom

bre

moy

en

de ra

cine

s


Spunta0h8h16h

0

5

10

15

Nom

bre

moy

en

de ra

cine

s


Timate0h8h16h

Figure 5 (suite).

-D-

-E-

-F-

68

- A - - B -

- C - - D -

PLANCHE 3 : Formation des racines. A : sur la tige ; B, C, D : selon le milieu

utilisé.

69

L’analyse de la variance indique des effets variété, milieu et photopériode

très hautement significatifs selon que l’effet soit indépendant ou en interaction

avec les autres effets sauf pour l’interaction variété x photopériode où on observe

un effet faiblement significatif (tableau 15), ce qui signifie que le nombre de

racines est en fonction du milieu et de la photopériode et c’est : le milieu qui en a

plus d’influence que la photopériode (tableau 15).

Tableau 15 : Analyse de la variance du nombre de racines en fonction de la

variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P).

S.C.E DDL Carrés moyens

Test F

Variance du Facteur (V) 585.37 4 146.34 21.86 **** Variance du Facteur (M) 6666.75 2 3333.37 497.99 **** Variance du Facteur (P) 551.56 2 275.78 41.20 **** Variance Factorielle (V x M) 479.43 8 59.93 8.95 **** Variance Factorielle (V x P) 107.37 8 13.42 2.01 * Variance Factorielle (M x P) 326.39 4 81.60 12.19 **** Variance Factorielle (V x M x P) 325.99 16 20.37 3.04 **** Variance Résiduelle 2704.25 405 6.69 Variance Totale 11747.12 449 26.22 **** : très hautement significatif ; * : faiblement significatif.

Le test de la ppds montre la présence de dix groupes homogènes. Les

traitements de la BAP, de la Kinétine et à l’obscurité totale constituent un seul

groupe pour toutes les variétés, à l’exception de la Timate avec le traitement de la

Kinétine, ce groupe englobe aussi tous les traitements photopériodiques du milieu

MS à BAP et ceci pour les variétés Désirée et Spunta, de même les photopériodes

de 16 heures avec le milieu MS à Kinétine constituent un seul groupe pour toutes

les variétés sauf pour la Timate (tableau 16).

70

Tableau 16 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le nombre de racines en


Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 7,3 EF

8 h 11,6 BCD 16 h 17,1 A MS+BAP 0 h 0,5 H 8 h 0,7 H 16 h 1,78 GH MS+KIN 0 h 1,1 H 8 h 1,5 GH 16 h 1,5 GH

Désirée MS 0 h 3,1 GH 8 h 7 EF 16 h 5,3 FG MS+BAP 0 h 0,1 H 8 h 0,2 H 16 h 0,4 H MS+KIN 0 h 0,3 H 8 h 0,5 H 16 h 1,9 GH

Kondor MS 0 h 6,5 EF 8 h 6,7 EF 16 h 11,2 BCD MS+BAP 0 h 0,3 H 8 h 2,1 GH 16 h 0,2 H MS+KIN 0 h 0,5 H 8 h 0,9 H 16 h 1,8 GH

Spunta MS 0 h 6,5 EF 8 h 12,7 BC 16 h 12,3 BCD MS+BAP 0 h 0,7 H 8 h 0,6 H

16 h 1,3 H MS+KIN 0 h 0,8 H 8 h 0,7 H 16 h 2,4 GH

Timate MS 0 h 9,3 DE 8 h 10,1 CD 16 h 14,1 B MS+BAP 0 h 0,4 H 8 h 2,2 GH 16 h 2,1 GH MS+KIN 0 h 1,6 GH 8 h 1,9 GH 16 h 6,3 EF

71

2-1-2- Longueur des racines (cm)

La meilleure longueur des racines est obtenue dans le milieu MS surtout à

16 heures de photopériode pour la Désirée, Kondor et Spunta et à 8 heures de

photopériode pour Atlas et Timate, par contre elle est très faible dans les milieux

MS à BAP ou à Kinétine. Selon CESTY BORDA YEPEZ et al (2001) la Kinétine

n’altère pas la formation des racines, de même pour notre travail, elle présente

toujours une rhizogénèse supérieure à celle de la BAP, et cela avec une

photopériode de 16 heures pour toutes les variétés sauf pour la Kondor (figure 6,

A, D). Cependant dans le milieu MS à Kinétine : c’est la variété Atlas qui a

présenté le meilleur résultat (figure 6, A, B).

0

2

4

6

8

10

12




Long

ueur

moy

enne

des

raci

nes

(cm

)

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 6 : Longueur des racines en fonction du milieu, de la photopériode et de la


Timate.

-A-

72

02468

10

Long

ueur

m

oyen

ne d

es

raci

nes

(cm

)


Atlas 0h8h16h

0

2

4

6

8

Long

ueur

m

oyen

ne d

es

raci

nes

(cm

)

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Désirée 0h8h16h

Figure 6 (suite) : Longueur des racines en fonction du milieu, de la photopériode

et de la variété. A : toutes les variétés, B : Atlas, C : Désirée, D : Kondor, E :

Spunta, F : Timate.

-B-

-C-

73

02468

1012

Long

ueur

moy

enne

de

s ra

cine

s (c

m)


Kondor0h8h16h

0

2

4

6

8

Long

ueur

m

oyen

ne d

es

raci

nes

(cm

)

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Spunta0h8h16h

0

5

10

15

Long

ueur

m

oyen

ne d

es

raci

nes

(cm

)


Timate0h8h16h

Figure 6 (suite).

-D-

-E-

-F-

74

L’analyse de la variance montre un effet très hautement significatif pour les

effets variété, milieu et photopériode. Il en est de même pour l’effet d’interaction

variété et milieu et il est aussi significatif pour l’interaction entre les deux effets

milieu et photopériode, ainsi pour l’effet d’interaction entre variété, milieu et

photopériode. Cependant l’interaction entre les deux effets variété et photopériode

n’a aucun effet significatif sur la longueur des racines (tableau 17), ce qui explique

que la longueur des racines est beaucoup plus influencée par le milieu que par la

photopéride (tableau 17).

Tableau 17 : Analyse de la variance de la longueur des racines en fonction de la



Test F

Variance du Facteur (V) 147.59 4 36.90 17.60 **** Variance du Facteur (M) 5242.42 2 2621.21 1250.19 **** Variance du Facteur (P) 77.06 2 38.92 18.38 **** Variance Factorielle (V x M) 231.38 8 28.92 13.79 **** Variance Factorielle (V x P) 35.72 8 4.47 2.13 ns Variance Factorielle (M x P) 40.37 4 10.09 4.81 ** Variance Factorielle (V x M x P) 74.49 16 4.66 2.22 ** Variance Résiduelle 849.14 405 2.10 Variance Totale 6698.18 449 14.92 **** : très hautement significatif ; ** : significatif ; ns : non significatif.

Le test de la ppds révèle l’existence de dix groupes homogènes pour tous

les traitements. On observe ainsi un seul groupe qui englobe tous les milieux MS

à BAP ou à Kinétine quelque soit la variété et le traitement photopériodique

utilisés (tableau 18). Ce groupe représente les plus faibles longueurs des racines,

ce qui signifie que les Cytokinines tel que la BAP et la Kinétine inhibent la

croissance des racines.

75

Tableau 18 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur la longueur des racines en


Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 6,12 DEF

8 h 8,26 BC 16 h 7,42 BCDE MS+BAP 0 h 0,15 G 8 h 0,22 G 16 h 0,48 G MS+KIN 0 h 0,48 G 8 h 1,99 G 16 h 2,28 G

Désirée MS 0 h 5,73 EF 8 h 5,08 F 16 h 6,52 CDEF MS+BAP 0 h 0,04 G 8 h 0,12 G 16 h 0,21 G MS+KIN 0 h 0,35 G 8 h 0,38 G 16 h 0,91 G

Kondor MS 0 h 8,87 B 8 h 8,35 BC 16 h 11,41 A MS+BAP 0 h 0,14 G 8 h 0,38 G 16 h 0,07 G MS+KIN 0 h 0,34 G 8 h 1,16 G 16 h 0,75 G

Spunta MS 0 h 5,93 DEF 8 h 7,01 BCDE 16 h 7,8 BCD MS+BAP 0 h 0,27 G 8 h 0,9 G 16 h 0,52 G MS+KIN 0 h 0,54 G 8 h 0,31 G 16 h 0,6 G

Timate MS 0 h 7,29 BCDE 8 h 11,08 A 16 h 10,62 A MS+BAP 0 h 0,19 G 8 h 0,74 G 16 h 0,5 G MS+KIN 0 h 0,49 G 8 h 1 G 16 h 1,75 G

76

2-1-3- Poids des racines (mg)

Le poids des racines le plus élevé est observé dans le milieu MS à 16

heures de photopériode pour Atlas, Kondor et Timate et à 8 heures pour Désirée

et Spunta, cependant il est faible pour les milieux à BAP et à Kinétine. Et comme

pour le nombre et la longueur des racines, l’effet de la Kinétine est supérieur à

celui de la BAP à une photopériode de 16 heures pour toutes les variétés sauf

pour Atlas où la photopériode de 8 heures est la meilleure pour le milieu MS à

Kinétine (figure 7).

0

100

200

300

400

500

600

700




Poi

ds m

oyen

des

raci

nes

(mg)

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 7 : Poids des racines en fonction du milieu, de la photopériode et de la


Timate

-A-

77

0100200300400500

poid

s m

oyen

des

ra

cine

s (m

g)


Atlas0h8h16h

05

1015202530

Poid

s m

oyen

des

ra

cine

s (m

g)


Désirée0h8h16h

Figure 7 (suite) : Poids des racines en fonction du milieu, de la photopériode et


F : Timate

-B-

-C-

78

050

100150200250

Poi

ds m

oyen

des

ra

cine

s (m

g)


Kondor0h8h16h

0

100

200

300

400

500

Poi

ds m

oyen

des

ra

cine

s (m

g)


Spunta0h8h16h

0

200

400

600

800

Poid

s m

oyen

des

ra

cine

s (m

g)


Timate0h8h16h

Figure 7 (suite).

-D-

-E-

-F-

79

L’analyse de variance des effets variété, milieu et photopériode et

d’interaction entre ces différents effets nous indique sur l’existence d’un effet très

hautement significatif sur le poids des racines (tableau 19), ce qui signifie que le

poids des racines est variable selon la photopériode, la variété et surtout les

différents types de milieu (tableau 19).

Tableau 19 : Analyse de la variance du poids des racines en fonction de la variété

(V), du milieu (M) et de la photopériode (P).


Test F

Variance du Facteur (V) 805457.00 4 201364.25 25.56 **** Variance du Facteur (M) 4181231.50 2 2090615.75 265.32 **** Variance du Facteur (P) 498973.00 2 249486.50 31.66 **** Variance Factorielle (V x M) 1482041.50 8 185255.19 23.51 **** Variance Factorielle (V x P) 480565.00 8 60070.63 7.62 **** Variance Factorielle (M x P) 803142.50 4 200785.63 25.48 **** Variance Factorielle (V x M x P) 825595.50 16 51599.72 6.55 **** Variance Résiduelle 3191244.00 405 7879.61 Variance Totale 12268250.00 449 27323.50 **** : très hautement significatif.

Le test de la ppds indique que les différents traitements se repartissent en

six groupes. Les milieux MS à BAP ou à Kinétine dans tous les traitements

photopériodiques et pour toutes les variétés constituent un seul groupe, on a

observé ainsi que la Désirée avec tous ces traitements appartient à ce groupe

(tableau 20).

80

Tableau 20 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le poids des racines en


Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 268,34 C

8 h 258 C 16 h 415,35 B MS+BAP 0 h 0,09 E 8 h 0,52 E 16 h 1,33 E MS+KIN 0 h 1,6 E 8 h 14,45 E 16 h 9,81 E

Désirée MS 0 h 4,73 E 8 h 26,78 E 16 h 8,56 E MS+BAP 0 h 0,03 E 8 h 0,17 E 16 h 1,53 E MS+KIN 0 h 0,72 E 8 h 0,75 E 16 h 8,79 E

Kondor MS 0 h 53,31 E 8 h 62,21 E 16 h 223,92 CD MS+BAP 0 h 0,12 E 8 h 1,39 E 16 h 0,21 E MS+KIN 0 h 0,34 E 8 h 1,46 E 16 h 7,34 E

Spunta MS 0 h 130,4 DE 8 h 421,57 B 16 h 395,98 B MS+BAP 0 h 1,09 E 8 h 0,91 E 16 h 2,87 E MS+KIN 0 h 2,5 E 8 h 1,2 E 16 h 9,06 E

Timate MS 0 h 102,37 E 8 h 133,37 DE 16 h 626,84 A MS+BAP 0 h 0,32 E 8 h 3,99 E 16 h 3,39 E MS+KIN 0 h 2,5 E 8 h 5,7 E 16 h 47,08 E

81

2-2- CAULOGÉNÈSE

2-2-1- Longueur de la tige (cm)

En général les meilleures longueurs de la tige sont observées dans le

milieu MS quelque soit la photopériode utilisée, avec une légère supériorité à la

photopériode de 16 heures pour Atlas, Spunta et Timate et à l’obscurité totale

pour Désirée et Kondor (figure 8). Cependant les meilleures longueurs de la tige

obtenues dans les milieux à BAP ou à Kinétine sont observées dans les

traitements d’obscurité totale pour toutes les variétés sauf pour la Timate et la

Kondor dans le milieu MS à Kinétine où respectivement les photopériodes de 16

heures et 8 heures sont les meilleures (figure 8 : A, F).

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20




Long

ueur

moy

enne

de

la ti

ge (c

m)

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 8 : Longueur de la tige en fonction du milieu, de la photopériode et de la


Timate

-A-

82

02468

1012

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)


Atlas0h8h16h

02468

1012

Long

ueur

moy

enne

de

la ti

ge (c

m)


Désirée 0h8h16h

Figure 8 (suite) : Longueur de la tige en fonction du milieu, de la photopériode et


F : Timate

-B-

-C-

83

0

5

10

15Lo

ngue

ur

moy

enne

de

la

tige

(cm

)


Kondor0h8h16h

0

5

10

15

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)


Spunta0h8h16h

05

10

15

20

Long

ueur

m

oyen

ne d

e la

tig

e (c

m)


Timate 0h8h16h

Figure 8 (suite).

-D-

-E-

-F-

84

L’analyse de la variance nous montre un effet milieu très hautement

significatif et un effet variété faiblement significatif ; par contre l’effet photopériode

est non significatif, cependant tous les effets d’interaction que cela soit à deux ou

à trois facteurs sont significatifs (tableau 21), ce qui indique que la longueur de la

tige est influencée par les différents types de milieu (tableau 21).




Test F

Variance du Facteur (V) 278.41 4 69.60 2.41 * Variance du Facteur (M) 2264.48 2 1132.24 39.25 **** Variance du Facteur (P) 113.79 2 56.89 1.97 ns Variance Factorielle (V x M) 611.26 8 76.41 2.65 ** Variance Factorielle (V x P) 673.43 8 84.18 2.92 ** Variance Factorielle (M x P) 493.69 4 123.42 4.28 ** Variance Factorielle (Vx M x P) 1010.55 16 63.16 2.19 ** Variance Résiduelle 11682.61 405 28.85 Variance Totale 17128.23 449 38.15 **** : très hautement significatif ; ** : significatif ; * : faiblement significatif ; ns : non significatif.

Le test de la ppds nous révèle la présence de six groupes homogènes et

dont on retrouve un qui regroupe tous les milieux MS et MS à BAP avec les

photopériodes de 8 heures et d’obscurité totale et cela pour toutes les variétés.

Cependant les mêmes traitements photopériodiques et avec le milieu MS à

Kinétine, seules les variétés Atlas et Spunta appartiennent à ce groupe, ce qui

signifie que la variété joue un rôle dans la répartition des groupes et cela en

fonction du milieu et de la photopériode (tableau 22).

85



Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 9,73 BCD

8 h 10,21 BCD 16 h 11,6 BC MS+BAP 0 h 6,59 BCD 8 h 4,06 BCD 16 h 2,92 CD MS+KIN 0 h 6,8 BCD 8 h 5,44 BCD 16 h 3,22 CD

Désirée MS 0 h 10,18 BCD 8 h 8,65 BCD 16 h 6,98 BCD MS+BAP 0 h 7,81 BCD 8 h 6,29 BCD 16 h 2,97 CD MS+KIN 0 h 5,81 BCD 8 h 3,82 CD 16h 3,09 CD

Kondor MS 0 h 10,62 BCD 8 h 8,45 BCD 16 h 8,79 BCD MS+BAP 0 h 7,97 BCD 8 h 4,15 BCD 16 h 1,45 D MS+KIN 0 h 3,34 CD 8 h 4,47 BCD 16 h 2,49 CD

Spunta MS 0 h 8,07 BCD 8 h 9,92 BCD 16 h 13,27 B MS+BAP 0 h 7,23 BCD 8 h 7,49 BCD 16 h 3,57 CD MS+KIN 0 h 5,27 BCD 8 h 4,62 BCD 16 h 4,54 BCD

Timate MS 0 h 10,44 BCD 8 h 10,44 BCD 16 h 11,41 BC MS+BAP 0 h 4,9 BCD 8 h 4,16 BCD 16 h 2,32 CD MS+KIN 0 h 7,18 BCD 8 h 2,64 CD 16 h 18,76 A

86

2-2-2- Nombre de nœuds

Comme pour la longueur de la tige, le nombre de nœuds le plus important

est observé dans le milieu MS avec une légère supériorité aux photopériodes de

16 heures pour toutes les variétés, sauf pour la Kondor à 8 heures et pour la

Désirée qui a presque un nombre identique entre l’obscurité totale et 16 heures de

photopériodes (respectivement 10 ; 10.7).

Pour le milieu MS à BAP les meilleurs nombres sont observés à 8 heures de

photopériode pour Kondor et Timate et à 16 heures pour Spunta ; cependant Atlas

et Désirée présentent le même nombre entre les deux traitements

photopériodiques : 8 heures et 16 heures (figure 9 : B, C). Ainsi pour le milieu MS

à Kinétine où les meilleurs nombres de noeuds sont obtenus à 8 heures pour

Kondor et Spunta et à 16 heures pour Atlas, Désirée et Timate (figure 9).

D’après ces résultats, on a remarqué la non-formation des feuilles dans les

traitements d’obscurité totale. Cela est expliqué par l’absence totale de la lumière

donc : il n y a pas de photosynthèse.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18




Nom

bre

moy

en d

e no

euds

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 9 : Nombre de nœuds en fonction du milieu, de la photopériode et de la


Timate

-A-

87

0

5

10

15

20

Nom

bre

moy

en d

e no

euds


Atlas0h8h16h

02468

1012

Nom

bre

moy

en

de n

oeud

s


Désirée0h8h16h

Figure 9 (suite) : Nombre de nœuds en fonction du milieu, de la photopériode et


F : Timate

-B-

-C-

88

02468

101214

Nom

bre

moy

en

de n

oeud

s

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Kondor0h8h16h

0

5

10

15

Nom

bre

moy

en

de n

oeud

s


Spunta0h8h16h

0

5

10

15

Nom

bre

moy

en d

e no

euds


Timate0h8h16h

Figure 9 (suite).

-D-

-E-

-F-

89

L’analyse de la variance montre un effet très hautement significatif pour les

effets variété, milieu, photopériode et pour l’interaction (variété x milieu) et (variété

x photopériode) ; de même il en est hautement significatif pour l’effet d’interaction

milieu x photopériode, quant à l’effet d’interaction entre les trois facteurs il est

seulement significatif (tableau 23). Cependant le milieu a montré un effet

beaucoup plus significatif que celui de la photopériode (tableau 23).

Tableau 23 : Analyse de la variance du nombre de noeuds en fonction de la



Test F

Variance du Facteur (V) 189.12 4 47.28 7.69 **** Variance du Facteur (M) 1770.00 2 885.00 143.99 **** Variance du Facteur (P) 899.70 2 449.85 73.19 **** Variance Factorielle (V x M) 376.04 8 47.01 7.65 **** Variance Factorielle (V x P) 1072.15 8 134.02 21.81 **** Variance Factorielle (M x P) 142.86 4 35.72 5.81 *** Variance Factorielle (V x M x P) 212.89 16 13.31 2.16 ** Variance Résiduelle 2489.20 405 6.15 Variance Totale 7151.96 449 15.93 **** : très hautement significatif ; *** : hautement significatif ; ** : significatif.

Le test de la ppds du nombre de nœuds est reparti en dix huit groupes. La

Désirée avec le milieu MS à BAP constitue un seul groupe quelque soit le

traitement photopériodique utilisé (tableau 24).

90

Tableau 24 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le nombre de nœuds en


Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 6,5 GHIJ

8 h 12,5 BCD 16 h 16,7 A MS+BAP 0 h 5 IJK 8 h 7,4 EFGHIJ 16 h 7,4 EFGHIJ MS+KIN 0 h 5 IJK 8 h 9,9 DEFG 16 h 11 CDE

Désirée MS 0 h 11 CDE 8 h 9,4 DFGH 16 h 10,7 DE MS+BAP 0 h 7,6 EFGHI 8 h 7,9 EFGHI 16 h 7,9 EFGHI MS+KIN 0 h 5,9 GHIJK 8 h 5 IJK 16 h 6,1 GHIJK

Kondor MS 0 h 12 BCD 8 h 12,8 BCD 16 h 9,3 DEFGH MS+BAP 0 h 6,7 FGHIJ 8 h 8,1 EFGHI 16 h 3,5 JK MS+KIN 0 h 5,4 HIJK 8 h 6,6 GHIJ 16 h 4,9 IJK

Spunta MS 0 h 6,5 GHIJ 8 h 12,1 BCD 16 h 14,3 ABC MS+BAP 0 h 4,2 IJK 8 h 11,1 CDE 16 h 10,8 CDE MS+KIN 0 h 4,2 IJK 8 h 9,4 DEFGH 16 h 8,1 EFGHI

Timate MS 0 h 6,2 GHIJK 8 h 10,5 DEF 16 h 15 AB MS+BAP 0 h 2,5 K 8 h 5,6 HIJK 16 h 5,2 IJK MS+KIN 0 h 4,9 IJK 8 h 7,7 EGHI 16 h 9,9 DEFG

91

2-3- MICROTUBERCULES

2-3-1- Positions et formes

Durant la microtubérisation on a remarqué que les microtubercules se

positionnent selon trois modes :

• Au niveau du bourgeon basal (planche 4 A).

• Au niveau du bourgeon axillaire (planche 4 B).

• Au niveau du bourgeon apical (planche 4 C).

Cependant on a noté quatre formes de renflement ce qui correspond avec les

résultats de SEABROOK et al (1993) :

• Renflement au niveau des bourgeons de la tige principale (planche 5 A).

• Renflement au niveau des bourgeons des tiges secondaires (planche 5 B).

• Allongement de la tige puis gonflement de celle-ci (planche 5 C).

• Apparition d’un microtubercule secondaire au dessus du premier (planche 5

D).

2-3-2- Aspect morphologique

On a observé au cours de la microtubérisation plusieurs formes de

microtubercules, les plus fréquentes sont les formes ovales, rondes et cela pour

toutes les variétés sauf pour la Timate qui a donné des microtubercules de formes

allongées (planche 6).

Selon CESTY BORDA YEPEZ et al (2001) la couleur du périderme des

microtubercules est différente entre ceux incubés à la lumière et ceux à l’obscurité

totale. De même les microtubercules ont présenté trois couleurs du périderme

selon le traitement photopériodique utilisé, de sorte qu’on a observé des

microtubercules vert foncé, vert clair et blancs respectivement pour les

photopériodes de 16 heures, de 8 heures et d’obscurité totale (planche 6). Ceci

est expliqué par le phénomène de photosynthèse où la lumière joue un rôle dans

l’expression de chlorophylle.

92

- A -

- B -

- C -

PLANCHE 4 : Différentes positions des microtubercules. A : basale, B : axillaire,

C : apicale.

93

- A -

- B -

- C - - D -

PLANCHE 5 : Différentes formes de renflement.

94

PLANCHE 6 : production des microtubercules selon différents traitements.

95

2-3-3- Nombre de microtubercules par vitroplant

Comme l’ont souligné GARNER et BLAKE (1989) le nombre de

microtubercules par vitroplant est de 1 à 2. Il est presque identique entre toutes

les variétés, les milieux et les traitements photopériodiques (figure 10), sauf pour

spunta qui présente un nombre un peu élevé par rapport aux autres et qui peut

atteindre parfois trois microtubercules par vitroplant (figure 10 : A, E).

Cependant les variétés Atlas et Timate ont présenté quelques différences entre

les différents traitements, de sorte que le meilleur résultat chez Atlas est à 8

heures pour le milieu MS et à 16 heures pour le milieu MS à BAP (figure 10 : B), il

en est aussi à 16 heures chez la Timate et pour les mêmes types de milieu (figure

10 : F).

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8




Nom

bre

moy

en d

e m

icro

tube

rcul

es p

ar v

itrop

lant

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 10 : Nombre de microtubercules par vitroplant en fonction du milieu, de la

photopériode et de la variété. A : toutes les variétés, B : Atlas, C : Désirée, D :

Kondor, E : Spunta, F : Timate

-A-

96

0,90,95

11,051,1

1,151,2

Nom

bre

moy

en d

e m

icrtu

berc

ules

par

vi

tropl

ant


Atlas0h8h16h

00,20,40,60,8

11,21,4

Nom

bre

moy

en d

e m

icro

tube

rcul

es p

ar

vitro

plan

t


Désirée0h8h16h

Figure 10 (suite) : Nombre de microtubercules par vitroplant en fonction du

milieu, de la photopériode et de la variété. A : toutes les variétés, B : Atlas, C :

Désirée, D : Kondor, E : Spunta, F : Timate

-B-

-C-

97

00,20,40,60,8

11,21,4

Nom

bre

moy

en

de

mic

rotu

berc

ules

pa

r vitr

opla

nt

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Kondor0h8h16h

0

0,5

1

1,5

2

Nom

bre

moy

en

de

mic

rotu

berc

ules

pa

r vitr

opla

nt

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Spunta0h8h16h

11,05

1,11,15

1,21,25

1,3

Nom

bre

moy

en d

e m

icro

tube

rcul

es

par v

itrop

lant

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Timate 0h8h16h

Figure 10 (suite).

-D-

-E-

-F-

98

Par conséquent le nombre de microtubercules est en fonction de la variété,

cela est confirmé par l’analyse de variance qui nous révèle un effet variété très

hautement significatif et un effet milieu faiblement significatif, cependant l’effet

photopériode et tous les effets d’interaction que cela soit à deux ou à trois facteurs

sont non significatifs (tableau 25).

Tableau 25 : Analyse de la variance du nombre de microtubercules par vitroplant

en fonction de la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P).


Test F

Variance du Facteur (V) 9.70 4 2.43 12.28 **** Variance du Facteur (M) 1.72 2 0.86 4.35 * Variance du Facteur (P) 0.21 2 0.11 0.54 ns Variance Factorielle (V x M) 1.39 8 0.17 0.88 ns Variance Factorielle (V x P) 0.43 8 0.05 0.27 ns Variance Factorielle (M x P) 0.19 4 0.05 0.24 ns Variance Factorielle (V x M x P) 1.24 16 0.08 0.39 ns Variance Résiduelle 80.00 405 0.20 Variance Totale 94.88 449 0.21 **** : très hautement significatif ; * : faiblement significatif ; ns : non significatif.

99

2-3-4- Diamètre (mm)

Le diamètre des microtubercules est en relation avec la variété, le milieu et

la photopériode. Les meilleurs traitements photopériodiques observés sont ceux

de 8 heures et de 16 heures avec les milieux MS et MS à BAP et cela en fonction

de la variété, ensuite vient le milieu MS à Kinétine dont la meilleure photopériode

est celle de 8 heures pour toutes les variétés. Cependant l’obscurité totale

représente les diamètres les plus faibles pour toutes les variétés et tous les types

de milieu (figure 11) (planche 6). Ceci est justifié par PRUSKI et al (2001) où ils

ont observé que les diamètres des microtubercules produits dans l’obscurité totale

sont moins significatifs que ceux produits à une photopériode de 8 heures.

0

2

4

6

8

10

12

14




Dia

mèt

re m

oyen

des

mic

rotu

berc

ules

(mm

)

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 11 : Diamètre des microtubercules en fonction du milieu, de la



-A-

100

0

2

4

6

8

10

Dia

mèt

re m

oyen

de

s m

icro

tube

rcul

es

(mm

)


Atlas0h8h16h

02468

101214

Dia

mèt

re m

oyen

de

s m

icro

tube

rcul

es

(mm

)


Désirée 0h8h16h

Figure 11 (suite) : Diamètre des microtubercules en fonction du milieu, de la



-B-

-C-

101

02468

1012

Dia

mèt

re m

oyen

de

s m

icro

tube

rcul

es

(mm

)

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Kondor0h8h16h

02468

1012

Dia

mèt

re m

oyen

de

s m

icro

tube

rcul

es

(mm

)


Spunta0h8h16h

0

2

4

6

8

10

Dia

mèt

re m

oyen

de

s m

icro

tube

rcul

es

(mm

)


Timate0h8h16h

Figure 11 (suite).

-D-

-E-

-F-

102

L’analyse de la variance nous révèle un effet variété faiblement significatif

et un effet milieu et photopériode très hautement significatif, cependant tous les

effets d’interaction à deux facteurs sont hautement significatifs ; de même l’effet

d’interaction variété x milieu et photopériode est très hautement significatif

(tableau 26), ce qui signifie que la variété n’a presque aucun effet sur le diamètre,

par contre c’est la photopériode qui en a plus d’influence (tableau 26).

Tableau 26 : Analyse de la variance du diamètre des microtubercules en fonction

de la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P).


Test F

Variance du Facteur (V) 60.57 4 15.14 3.17 * Variance du Facteur (M) 216.79 2 108.39 22.72 **** Variance du Facteur (P) 732.22 2 366.11 76.73 **** Variance Factorielle (V x M) 133.37 8 16.67 3.49 *** Variance Factorielle (V x P) 136.01 8 17.00 3.56 *** Variance Factorielle (M x P) 124.76 4 31.19 6.54 *** Variance Factorielle (V x M x P) 342.12 16 21.38 4.48 **** Variance Résiduelle 1932.55 405 4.77 Variance Totale 3878.38 449 8.19 **** : très hautement significatif ; *** : hautement significatif ; * : faiblement significatif.

Le test de la ppds nous montre la présence de quinze groupes homogènes.

On a ainsi observé que la Timate regroupe tous les traitements d’obscurité totale

dans le même groupe quelque soit le milieu utilisé. Il en est de même pour la

spunta à l’exception du milieu MS à Kinétine : ce groupe englobe aussi les

traitements de Kinétine et de 16 heures de photopériode et cela pour la variété

Atlas et Désirée (tableau 27).

103

Tableau 27 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le diamètre des

microtubercules en fonction de la variété, du milieu et de la photopériode.

Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 4,4 I

8 h 9 BCDEF 16 h 7,5 CDEFGHI MS+BAP 0 h 5,2 GHI 8 h 7,5 CDEFGHI 16 h 8,5 BCDEFGH MS+KIN 0 h 5,7 FGHI 8 h 6,7 DEFGHI 16 h 5,7 FGHI

Désirée MS 0 h 4,7 HI 8 h 12,7 A 16 h 5,3 FGHI MS+BAP 0 h 4,2 I 8 h 6,5 DEFGHI 16 h 7,3 CDEFGHI MS+KIN 0 h 4,7 HI 8 h 6,2 EFGHI 16 h 5,5 FGHI

Kondor MS 0 h 4,5 I 8 h 8 CDEFGHI 16 h 11,4 AB MS+BAP 0 h 4,9 HI 8 h 8,9 BCDEFG 16 h 6,9 DEFGHI MS+KIN 0 h 4,5 I 8 h 5,6 FGHI 16 h 5,2 GHI

Spunta MS 0 h 5,8 FGHI 8 h 9,8 BCD 16 h 10,3 BC MS+BAP 0 h 5,4 FGHI 8 h 8,5 BCDEFGH 16 h 9,6 BCDE MS+KIN 0 h 4,7 HI 8 h 6,5 DEFGHI 16 h 6,5 DEFGHI

Timate MS 0 h 5,4 FGHI 8 h 7,3 CDEFGHI 16 h 6,1 EFGHI MS+BAP 0 h 5,7 FGHI 8 h 9,8 BCD 16 h 6,25 EFGHI MS+KIN 0 h 5,65 FGHI 8 h 7,7 CDEFGHI 16 h 6,6 DEFGHI

104

2-3-5- Poids (mg)

Les meilleurs poids sont observés dans le milieu MS et le milieu MS à BAP.

Le milieu MS présente les poids les plus élevés à une photopériode de 8 heures

pour Atlas, Désirée, Spunta et Timate et à 16 heures pour la Kondor ; par contre le

milieu MS à BAP présente les meilleurs poids à 16 heures pour Atlas, Désirée et

Spunta et à 8 heures pour Kondor et Timate. Cependant la Kinétine donne les

meilleurs résultats à 8 heures et cela pour toutes les variétés (figure 12). Enfin et

comme c’était évoqué pour le diamètre, les traitements qui ont donné les poids les

plus faibles sont ceux de l’obscurité totale pour toutes les variétés et tous les

milieux, cela est ainsi confirmé par les travaux de PRUSKI et al (2001, 2002).

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500




Poi

ds m

oyen

des

mic

rotu

berc

ules

(mg)

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 12 : Poids des microtubercules en fonction du milieu, de la photopériode et


F : Timate.

-A-

105

0

50

100

150

200

Poid

s m

oyen

des

m

icro

tube

rcul

es

(mg)


Atlas0h8h16h

050

100150200250300350

Poid

s m

oyen

des

m

icro

tube

rcul

es

(mg)


Désirée0h8h16h

Figure 12 (suite) : Poids des microtubercules en fonction du milieu, de la


Kondor, E : Spunta, F : Timate.

-B-

-C-

106

0

100

200

300

400

500

Poi

ds m

oyen

des

m

icro

tube

rcul

es

(mg)


Kondor0h8h16h

050

100150200250300

Poi

ds m

oyen

des

m

icro

tube

rcul

es

(mg)


Spunta0h8h16h

050

100150200250300350

Poi

ds m

oyen

des

m

icro

tube

rcul

es

(mg)


Timate0h8h16h

Figure 12 (suite).

-D-

-E-

-F-

107

L’analyse de la variance nous renseigne sur un effet très hautement

significatif pour les effets variété, milieu et photopériode, ainsi pour tous les effets

d’interaction que cela soit à deux ou à trois facteurs (tableau 28). Cela nous

montre que le poids est en fonction du milieu, de la photopériode et de la variété.

Tableau 28 : Analyse de la variance du poids des microtubercules en fonction de

la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P).


Test F

Variance du Facteur (V) 224068.50 4 56017.13 9.70 **** Variance du Facteur (M) 729103.50 2 364551.75 63.10 **** Variance du Facteur (P) 787919.00 2 393959.50 68.19 **** Variance Factorielle (V x M) 590490.00 8 73811.25 12.78 **** Variance Factorielle (V x P) 266028.50 8 33253.56 5.76 **** Variance Factorielle (M x P) 276399.00 4 69099.75 11.96 **** Variance Factorielle (V x M x P) 1081862.00 16 67616.38 11.70 **** Variance Résiduelle 2339856.50 405 5777.42 Variance Totale 6295727.00 449 14021.66 **** : très hautement significatif.

Le test de la ppds nous révèle que tous les traitements utilisés se

repartissent en dix groupes homogènes ; on remarque ainsi que toutes les

variétés qui ont reçu le traitement du milieu MS à BAP et la photopériode

d’obscurité totale appartiennent au même groupe (tableau 29). De même les poids

les plus élévés sont ceux du 8 heures et de 16 heures de photopériode, ce qui

explique l’effet de la lumière ou de la photosynthèse sur le poids des

microtubercules.

108

Tableau 29 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur le poids des microtubercules

en fonction de la variété, du milieu et de la photopériode.

Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 30,35 G

8 h 187,75 CDE 16 h 69,48 FG MS+BAP 0 h 39,46 G 8 h 71,44 FG 16 h 79,53 EFG MS+KIN 0 h 51,47 FG 8 h 62,07 FG 16 h 45,44 G

Désirée MS 0 h 58,55 FG 8 h 325,36 B 16 h 82,45 EFG MS+BAP 0 h 34,33 G 8 h 63,24 FG 16 h 92,74 EFG MS+KIN 0 h 33,48 G 8 h 70,33 FG 16 h 37,97 G

Kondor MS 0 h 33,73 G 8 h 153,31 DEFG 16 h 447,28 A MS+BAP 0 h 25,7 G 8 h 175,09 CDEF 16 h 76,44 EFG MS+KIN 0 h 30,1 G 8 h 69,04 FG 16 h 47,44 G

Spunta MS 0 h 53,96 FG 8 h 256,66 BC 16 h 213,25 CD MS+BAP 0 h 43,41 G 8 h 53,62 FG 16 h 60,41 FG MS+KIN 0 h 20,8 G 8 h 57,69 FG 16 h 50,9 FG

Timate MS 0 h 90,75 EFG 8 h 176,34 CDEF 16 h 80,21 EFG MS+BAP 0 h 41 G 8 h 338,66 B 16 h 266,37 BC MS+KIN 0 h 62,1 FG 8 h 82,57 EFG 16 h 60,66 FG

109

2-3-6- Vitesse de microtubérisation

La vitesse de microtubérisation varie selon le milieu, la photopériode et la

variété et comme le montre la figure 13, les durées les plus longues sont celles du

milieu MS, par contre les meilleures durées sont observées dans le milieu MS à

BAP ou à Kinétine.

Pour le milieu MS à BAP les meilleures photopériodes sont celles de 16 heures

pour Atlas, Désirée, Kondor et Timate et de 8 heures pour Spunta. Cependant

elles sont de 16 heures pour Désirée, Kondor et Spunta et à l’obscurité totale pour

Atlas et Timate et cela dans le cas du milieu MS à Kinétine.

De ces résultats, on peut voir l’effet significatif des Cytokinines sur la vitesse de

microtubérisation.

0

5

10

15

20

25




Dur

ée m

oyen

ne d

u dé

velo

ppem

ent d

es

mic

rotu

berc

ules

(sem

aine

s)

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 13 : Durée de microtubérisation en fonction du milieu, de la photopériode

et de la variété. A : toutes les variétés, B : Atlas, C : Désirée, D : Kondor, E :

Spunta, F : Timate.

-A-

110

0

5

10

15

20

Dur

ée m

oyen

ne d

u dé

velo

ppem

ent d

es

mic

rotu

berc

ules

(s

emai

nes)


Atlas0h8h16h

0

5

10

15

20

Dur

ée m

oyen

ne d

u dé

velo

ppem

ent d

es

mic

rotu

berc

ules

(s

emai

nes)


Désirée0h8h16h

Figure 13 (suite) : Durée de microtubérisation en fonction du milieu, de la



-B-

-C-

111

0

5

10

15

20

Dur

ée m

oyen

ne

du

déve

lopp

emen

t de

s m

icro

tube

rcul

es

(sem

aine

s)


Kondor0h8h16h

0

5

10

15

20

Dur

ée m

oyen

ne

du d

ével

oppe

men

t de

s m

icro

tube

rcul

es

(sem

aine

s)


Spunta0h8h16h

0

5

10

15

20

Dur

ée m

oyen

ne d

u dé

velo

ppem

ent d

es

mic

rotu

berc

ules

(s

emai

nes)


Timate0h8h16h

Figure 13 (suite).

-D-

-E-

-F-

112

L’analyse de la variance nous montre un effet très hautement significatif

pour les effets variété, milieu et photopériode, ainsi pour l’effet d’interaction variété

et milieu. Cependant il y a un effet hautement significatif pour l’effet d’interaction

variété et photopériode et un effet significatif pour l’interaction photopériode et

milieu, quant à l’effet d’interaction variété x milieu et photopériode il est très

hautement significatif (tableau 30). L’analyse de la variance nous montre aussi

l’influence significative de différents types de milieu sur la durée de

microtubérisation (tableau 30).

Tableau 30 : Analyse de la variance de la vitesse de microtubérisation en fonction

de la variété (V), du milieu (M) et de la photopériode (P).


Test F

Variance du Facteur (V) 849.04 4 212.26 30.44 **** Variance du Facteur (M) 4780.85 2 2390.43 342.78 **** Variance du Facteur (P) 479.80 2 239.90 34.40 **** Variance Factorielle (V x M) 783.95 8 97.99 14.05 **** Variance Factorielle (V x P) 221.33 8 27.67 3.97 *** Variance Factorielle (M x P) 99.94 4 24.98 3.58 ** Variance Factorielle (V x M x P) 660.19 16 41.26 5.92 **** Variance Résiduelle 2824.34 405 6.97 Variance Totale 10699.45 449 23.83 **** : très hautement significatif ; *** : hautement significatif ; ** : significatif.

Le test de la ppds nous révèle que les traitements utilisés se repartissent en

dix huit groupes pour la vitesse de microtubérisation. Les variétés Atlas, Spunta et

Timate constituent un seul groupe et cela avec le milieu MS et les photopériodes

d’obscurité totale et de 8 heures. Ce groupe constitue la durée de tubérisation la

plus longue (tableau 31).

113

Tableau 31 : L’effet du Test de Newman et Keuls sur la vitesse de

microtubérisation en fonction de la variété, du milieu et de la photopériode.

Variété Milieu Photopériode Moyennes GH Atlas MS 0 h 19,1 A

8 h 19,4 A 16 h 17,9 ABC MS+BAP 0 h 12,5 FGHI 8 h 16,1 ABCDE 16 h 8,6 IJKL MS+KIN 0 h 9,5 HIJKL 8 h 10,7 GHIJKL 16 h 11,1 GHIJKL

Désirée MS 0 h 16,9 ABCD 8 h 14,5 CDEFG 16 h 18,7 AB MS+BAP 0 h 9,7 HIJKL 8 h 9,3 HIJKL 16 h 8 JKL MS+KIN 0 h 8,3 IJKL 8 h 13,1 EFGH 16 h 7 L

Kondor MS 0 h 18,9 A 8 h 18 ABC 16 h 10,8 GHIJKL MS+BAP 0 h 8,7 IJKL 8 h 11,9 FGHIJ 16 h 7,7 JKL MS+KIN 0 h 11,7 FGHIJK 8 h 9,4 HIJKL 16 h 7,5 KL

Spunta MS 0 h 19 A 8 h 19,3 A 16 h 16,54 ABCD MS+BAP 0 h 15 BCDEF 8 h 18 ABC 16 h 16,7 ABCD MS+KIN 0 h 12 FGHIJ 8 h 11,3 FGHIJK 16 h 9,6 HIJKL

Timate MS 0 h 19,1 A 8 h 19,9 A 16 h 18,2 ABC MS+BAP 0 h 8,5 IJKL 8 h 10,7 GHIJKL 16 h 8 JKL MS+KIN 0 h 10 HIJKL

8 h 14,1 DEFG 16 h 11,5 FGHIJK

114

2-3-7- Pourcentage de microtubérisation

Comme nous l’avons déjà dit pour la vitesse de microtubérisation, le

pourcentage le plus important de celle-ci est celui des milieux MS à BAP et à

Kinétine. Ces derniers sont des Cytokinines et selon PELACHO et MINGO-

CASTEL (1991a) les Cytokinines ont un effet direct sur la microtubérisation et ils

sont parmi ses stimulateurs, par contre le milieu MS présente les plus faibles

pourcentages de tubérisation.

Le taux le plus élevé de microtubérisation est observé avec la variété

Kondor ensuite Désirée ; il est ainsi observé dans le traitement du milieu MS à

BAP avec la photopériode de 16 heures et cela pour les variétés Atlas, Kondor et

Timate (figure 14 ; planche 6). Cependant le traitement d’obscurité totale avec les

milieux MS à BAP et à Kinétine représente respectivement le meilleur

pourcentage de tubérisation pour Spunta et Désirée, ces derniers résultats

d’obscurité concordent avec ceux de NOWAK et ASIEDU (1992) sur la variété

Atlantic.

0,00%

20,00%

40,00%

60,00%

80,00%

100,00%

120,00%

0 h

8 h

16 h

0 h

8 h

16 h

0 h

8 h

16 h

0 h

8 h

16 h

0 h

8 h

16 h



% d

e m

icro

tubé

risat

ion

MSMS+BAPMS+KIN

Figure 14 : Pourcentage de microtubérisation en fonction du milieu, de la



-A-

115

0,00%

10,00%

20,00%

30,00%

40,00%

50,00%

60,00%

70,00%

% d

e m

icro

tubé

risat

ion


Atlas 0h8h16h

0,00%10,00%20,00%30,00%40,00%50,00%60,00%70,00%80,00%

% d

e m

icro

tubé

risat

ion


Désirée 0h8h16h

Figure 14 (suite) : Pourcentage de microtubérisation en fonction du milieu, de la



-B-

-C-

116

0,00%

20,00%

40,00%60,00%

80,00%

100,00%

% d

e m

icro

tubé

risat

ion

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Kondor 0h8h16h

0,00%10,00%20,00%30,00%40,00%50,00%60,00%70,00%

% d

e m

icro

tubé

risat

ion

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Spunta 0h8h16h

0,00%

20,00%

40,00%

60,00%

80,00%

% d

e m

icro

tubé

risat

ion

MS MS+BAP MS+KIN

Milieu

Timate0h8h16h

Figure 14 (suite).

-D-

-E-

-F-

117

2-4- ETUDE DES CORRÉLATIONS

Les paramètres étudiés dans cette matrice ont présenté des corrélations

avec le milieu et surtout pour la longueur des racines, nombre de racines et durée

du développement qui ont montré une très haute corrélation. Il en est de même

pour le nombre de racines qui est très hautement corrélé avec la longueur des

racines (0,800), ainsi que pour le poids et le nombre de racines (0,755).

L’étude nous a montré aussi que la variété est faiblement corrélée avec les

paramètres étudiés, cependant la photopériode a présenté une corrélation avec

tous les paramètres sauf pour la longueur de la tige et le nombre de

microtubercules par vitroplant (tableau 32).


microtubérisation. Var : Variété, Mil : Milieu, Photo : Photopériode, LR : Longueur

des racines, LT : longueur de la tige, NF : nombre de nœuds, NR : Nombre de

racines, PR : Poids des racines, Nµt : Nombre de microtubercules, Dµt : Diamètre

des microtubercules, Pµt : Poids des microtubercules, DD : Durée du

développement des microtubercules.

Var Mil Photo LR LT NF NR PR Nµt Tµt Pµt DD Var 1.000 Mil 0.000 1.000 Photo 0.000 0.000 1.000 LR 0.070 -0.735 0.105 1.000 LT 0.081 -0.297 -0.064 0.419 1.000 NF -0.073 -0.420 0.322 0.572 0.378 1.000 NR 0.090 -0.623 0.216 0.800 0.395 0.555 1.000 PR 0.079 -0.498 0.197 0.624 0.306 0.470 0.755 1.000 Nµt 0.189 -0.107 0.042 0.035 0.037 0.081 0.052 0.117 1.000 Dµt 0.048 -0.129 0.150 0.123 0.074 0.148 0.191 0.213 0.105 1.000 Pµt 0.151 -0.340 0.244 0.316 0.065 0.132 0.339 0.221 0.062 0.180 1.000 DD 0.071 -0.611 -0.118 0.568 0.319 0.444 0.465 0.386 0.089 -0.048 0.054 1.000

118

PLANCHE 7 : production des microtubercules à l’obscurité totale.

119

PLANCHE 8 : production des microtubercules à une photopériode de 08 heures.

120

PLANCHE 9 : production des microtubercules à une photopériode de 16 heures.

121

Discussion générale

Durant la première partie d’expérimentation, on a noté une croissance

normale de la tige et cela en fonction du temps. On a observé ainsi une

rhizogénèse très développée. Cependant on a remarqué quelques phénomènes

anormaux comme la formation d’un cal sans la présence des régulateurs de

croissance et cela peut être expliqué par le phénomène de polymorphisme. Ce

dernier et selon NOZERAN (1978) est l’expression morphogénétique plus ou

moins détectable visuellement qui reflète le niveau de perte de certaines fonctions

du végétal. Ces polymorphismes peuvent ainsi être expliqués par le mode de

fermeture des récipients de culture qui induisent des modifications dans la

composition gazeuse de l’atmosphère ainsi que le volume d’air disponible

(MADEC et al., 1979 ; COURNAC et al., 1991 ; ATHANASIOS et ECONOMOU,

1991).

Pour ce qui concerne la longueur de la tige ainsi que le nombre de feuilles

c’est la Désirée et la Spunta qui ont présenté les meilleurs résultats.

Au cours de la microtubérisation on a noté la formation des cals aussi bien

dans le milieu sans hormones que dans les milieux contenants des hormones.

Nos meilleurs résultats sont obtenus avec les microboutures inoculées dans

des bocaux que ce soit pour la rhizogénèse, la caulogénèse ou la

microtubérisation. Cela est expliqué par SAKAR et al (1997) dont les travaux ont

porté sur des densités d’inoculation allant de 1 à 5 microboutures par récipient et

ils ont obtenu leurs meilleurs résultats avec les densités de 4 à 5 boutures par

récipient ; dans leurs travaux ils pensent que ce serait peut être du à la diffusion

de quelques substances de croissances par les boutures repiquées qui

favoriseraient le développement caulescent et racinaire des plantules.

La microtubérisation est un processus physiologique réglé par plusieurs

facteurs comme la température, la photopériode et les régulateurs de croissance

(SEABROOK et al., 1993 ; KHURI et MOORBY, 1996).

122

Au cours de la microtubérisation on a observé une croissance racinaire très

développée dans le milieu MS ; par contre elle était très faible avec les régulateurs

de croissance : la BAP et la Kinétine, seulement cette dernière a montré une

croissance supérieure par rapport à la BAP. Dans les travaux de CESTY BORDA

YEPEZ et al (2001) la BAP joue deux fonctions dans la culture in vitro de la

pomme de terre, d’une part elle a un effet stimulateur sur la microtubérisation et

d’autre part un effet inhibiteur sur la croissance des racines. Cependant

PELACHO et MINGO-CASTEL (1991b) ont expliqué que l’augmentation de la

rhizogénèse pourrait perturber ou retarder la microtubérisation, et que le faible

poids des racines favorise la microtubérisation. Cela est observé dans notre

étude, de sorte que le milieu MS a présenté le taux de racines le plus élevé et le

pourcentage et la vitesse de microtubérisation les plus faibles ; cela pourrait

expliqué ainsi le fait que la BAP a donné le meilleur taux de microtubérisation et

cela à cause de son effet inhibiteur sur le développement des racines qui va

induire la microtubérisation. Donc l’arrêt de la croissance des racines, entraîne le

début de la microtubérisation.

Une autre constatation qui mérite d’être citée : c’est la formation de cal

dans la partie basale des segments et cela lorsque le milieu contient des

Cytokinines surtout la BAP ; les mêmes résultats ont été obtenus dans les travaux

de CESTY BORDA YEPEZ et al (2001).

Selon HUSSEY et STACEY (1981) qui expliquent que les jours longs

favorisent une vigueur de la croissance et une production de nœuds plus

importantes tandis que les jours courts favorisent la production des

microtubercules avec des diamètres importants (HUSSEY et STACEY, 1984 ;

SEABROOK et al., 1993 ; CHARLES et al., 1995).

Dans le milieu MS sans hormones les tiges donnent les meilleures

longueurs, cela à cause de l’absence des Cytokinines qui sont considérées

comme des inductrices et stimulatrices de la tubérisation (PALMER et SMITH,

1970 ; EWING, 1987) et la BAP (LECLERC et al., 1994) et la Kinétine

123

(VILLAFRANCA et al., 1998) font partie des meilleurs inducteurs de la

microtubérisation.

Et comme on l’a déjà évoqué au dessus avec les racines, la croissance des

tiges est aussi en relation avec la microtubérisation. Sachant que la tubérisation à lieu au niveau de l’extrémité des stolons, qui sont du point de vue morphologique

des tiges, les substances inductrices de la tubérisation semblent être des

inhibitrices de croissance car la tubérisation débute juste après l’arrêt de

l’élongation des stolons ; il semblerait qu’elles inhibent aussi la croissance des

tiges (KODA et al., 1988).

La BAP et la Kinétine semblent produire des effets similaires, puisqu’elles sont

des inductrices de la tubérisation.

Le nombre de microtubercules par vitroplant est entre 1 à 2 et aucun effet

significatif n’a été observé entre les trois facteurs variété, milieu et photopériode.

Cela se confirme avec les résultats de CESTY BORDA YEPEZ et al (2001) où ils

ont observé qu’il y a aucun effet significatif entre les variétés et les régulateurs de

croissances sur le nombre de microtubercules par vitroplant. Dans notre étude on

a obtenu un nombre presque identique entre toutes les variétés sauf pour Spunta

qui a présenté un nombre un peu élevé et qui a atteint trois microtubercules par

vitroplant.

Selon PRUSKI et al (2001) l’exposition des vitroplants à une photopériode de 8

heures durant la microtubérisation est essentielle pour produire un nombre

suffisant de microtubercules par vitroplant.

Les diamètres de microtubercules varient selon le traitement

photopériodique utilisé, de sorte qu’on a eu les meilleurs diamètres à une

photopériode de 8 heures, ensuite de 16 heures. Cependant les plus faibles

diamètres sont observés dans les traitements d’obscurité totale. De même

SEABROOK et al (1993) ont remarqué que les microboutures exposées à des

traitements de photopériodes de courtes durées (8 heures) produisent des

microtubercules dont le diamètre est supérieur à celui des traitements de longue

durée (16 heures). PRUSKI et al (2001) ont confirmé cela et ont ajouté que les

diamètres les plus faibles sont ceux obtenus à l’obscurité totale.

124

Comme nous l’avons précisé plus haut avec le diamètre, la lumière et

l’obscurité totale ont un effet sur le poids des microtubercules CESTY BORDA

YEPEZ et al (2001).

Dans les travaux de SEABROOK et al (1993) les meilleurs poids obtenus des

microtubercules sont ceux de 8 heures de photopériode qui est précédé par une

photopériode de 16 heures. Ces résultats sont similaires avec nos résultats à

l’exception du milieu MS à BAP où les variétés Atlas, Désirée et Spunta ont donné

leur meilleur poids à une photopériode de 16 heures au lieu de 8 heures. Cela se

confirme avec les résultats de PRUSKI et al (2002) où ils ont observé un effet

significatif entre la variété et la photopériode sur le poids des microtubercules, et

aussi pour l’interaction entre variété, milieu et photopériode. Donc la lumière a un

effet direct sur le poids des microtubercules.

GOPAL et al (1997) (1998) déclarent que le poids des microtubercules de

certaines variétés augmente en lumière surtout si la photopériode est entre 8

heures et 10 heures.

La vitesse de microtubérisation est beaucoup plus influencée par le milieu

et les régulateurs de croissance. Ces Cytokinines ont montré un effet significatif

sur la vitesse, par contre le milieu MS a présenté la durée la plus longue de

tubérisation : il a atteint la moyenne de 20 semaines.

Cependant la meilleure photopériode est celle de 16 heures et d’obscurité totale ;

cette dernière correspond avec les déclarations de FORTI et al (1991), selon

lesquelles la microtubérisation est rapide en obscurité totale.

En général la durée de microtubérisation dans notre travail est considérée longue

par rapport aux autres travaux et cela s’explique par le point de réjuvénilisation (le

retour à l’état juvénile), état favorisant la microtubérisation des boutures issues

des vitroplants (MARGARA, 1989 ; NOZERAN, 1978).

HAÏCOUR (2002) signale que la réjuvénilisation physiologique du matériel végétal

n’est atteinte qu’après 2 à 3 subcultures (2 à 3 générations).

125

Le nombre de microtubercules produits par culture in vitro varie selon la

variété et le type de traitement photopériodique (SEABROOK et al., 1993 ;

GOPAL et al., 1998).

Le taux de microtubérisation est élevé dans les milieux qui contiennent des

Cytokinines, car celles-ci favorisent la tubérisation et cela est confirmé par SACHS

et THIMANN (1964) ; EWING (1987).

Selon XUAN CHUN PIAO et al (2003) la formation des microtubercules est

favorisée par l’ajout de BAP. BADAWI et al (1995) ont les mêmes conclusions

seulement leur meilleure photopériode, c’est l’obscurité totale. Ces résultats

correspondent avec nos résultats obtenus avec la Désirée et la Spunta

respectivement dans les milieux MS à Kinétine et à BAP.

Cependant RANALLI (1997), affirme que la plupart des variétés présentent une

meilleure production de microtubercules dans les courtes photopériodes (8

heures) que dans l’obscurité totale. De même SEABROOK et al (1993) ont obtenu

des meilleurs résultats dans les courtes photopériodes (8 heures) que dans les

longues (16 heures) et cela avec les variétés katahdin et russet burbank. Ces

résultats contredisent les notres de sorte qu’on a eu les meilleurs résultats à 16

heures de photopériode et avec le milieu MS à BAP, cela chez Atlas, Kondor et

Timate avec respectivement des pourcentages de 68,18%, 95,45% et 72,72%.

Cependant les plus faibles taux sont obtenus dans les milieux MS sans

régulateurs de croissance. CUTTER (1978) explique que cette faible production

des microtubercules peut être associée à :

• L’inhibition corrélative des bourgeons axillaires par le bourgeon apical

(dominance apicale). SACHS et THIMANN (1964) montrent que les

Cytokinines peuvent diminuer l’inhibition corrélative.

• Le manque de stimulateurs de tubérisation.

• La nutrition insuffisante.

Ces résultats différents peuvent être expliqués par ESTRADA et al (1986) où il

affirme que la photopériode n’est pas le seul stimulateur de tubérisation et qu’il y a

d’autres facteurs comme l’ajout du saccharose et des Cytokinines. Cela peut être

expliqué aussi par SEABROOK et al (1993) ; BIZARRI et al (1995) ; GOPAL et al

126

(1997) où ils démontrent que la production des microtubercules est un processus

d’une dépendance variétale.

Entre obscurité totale et éclairage JAKSON (1999) conclue que c’est la durée

de la période d’obscurité et non pas celle d’éclairage qui joue un rôle important

dans l’induction des microtubercules.

Cependant la photopériode joue un rôle très important après l’obtention des

microtubercules.

Selon FORTI et al., 1991 les microtubercules produits sous une photopériode de 8

heures sont plus résistants à la déshydratation que ceux produits sous une

obscurité totale. De même plusieurs chercheurs ont affirmé que la dormance des

microtubercules dépend de la durée de la photopériode appliquée durant la

microtubérisation (TÁBÓRI et al., 1999 ; COLEMAN et COLEMAN, 2000).

127

Conclusion Et Perspectives.

128

Conclusion et perspectives

Notre étude renferme deux volets : la micropropagation et la

microtubérisation.

Lors de la micropropagation, les microboutures ont été inoculées sur le

milieu MS sans régulateurs de croissance et à une photopériode de 16 heures ;

les vitroplants obtenus après un mois ont présenté un nombre moyen de feuilles

entre 6,70 et 9,95 et une longueur moyenne de la tige entre 0,24 et 1,75 cm. Les

meilleurs résultats ont été obtenus avec la Désirée et la Spunta.

Le but de ce travail c’est l’obtention des microtubercules de différents traitements,

c’est la raison pour laquelle on a précédé la microtubérisation par la

micropropagation et cela dans le but d’obtenir des vitroplants sains et avec un

grand nombre de microboutures.

Au cours de la microtubérisation, plusieurs remarques ont été observées.

Le milieu MS sans régulateurs de croissance et sous différents traitements

photopériodiques a présenté le meilleur enracinement. Cependant les Cytokinines

telles que la BAP et la Kinétine ont donné un taux d’enracinement très faible,

presque nul ; les mêmes observations ont été obtenues avec la longueur de la

tige. Cependant l’effet inverse a été observé pour le taux et la vitesse de

microtubérisation (un nombre de racines très élevé et une durée courte pour les

milieux qui contiennent la BAP ou la Kinétine). Cela explique qu’il y a un effet

contradictoire entre (la croissance des racines et des tiges) et (la production et la

durée de microtubérisation), donc l’arrêt du développement des racines et des

tiges est le signe du début de la microtubérisation.

De ce fait les Cytokinines chez la pomme de terre sont des stimulateurs de la

microtubérisation et des inhibiteurs de la croissance de la plante. Cependant la

photopériode de 16 heures et d’obscurité totale a donné les meilleurs taux de

microtubérisation.

129

En ce qui concerne le poids et le diamètre, la photopériode a exercé une

grande influence sur eux, de façon qu’on a obtenu des poids et des diamètres

supérieurs dans les traitements photopériodiques de 8 heures et de 16 heures que

dans ceux de l’obscurité totale ; cette dernière a donné les plus faibles diamètres

et les plus faibles poids. Donc la photopériode a un effet direct sur le poids et le

diamètre.

Le nombre de microtubercules par vitroplant reste identique entre tous les

traitements, cependant la variété Spunta a présenté un nombre un peu élevé par

rapport aux autres variétés.

Concernant l’amélioration de la pomme de terre, les recherches à venir

devraient porter sur l’étude de :

• La dormance des microtubercules qui pose toujours un problème.

• La création d’une variété typiquement algérienne correspond avec

toutes nos conditions de culture.

• L’utilisation des techniques de culture in vitro pour la production des

métabolites secondaires.

130

Références.

131

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145

Annexes.

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Annexes 1- Micropropagation : Annexe 1 : Evolution de la longueur moyenne de la tige (cm) et du nombre moyen

de feuilles par plant en fonction du temps et des variétés.

Variétés jkjfkjk kjkkj jk

Temps (Semaines)

k

Nombre moyen de Feuilles

Longueur moyenne de la Tige (cm)

Atlas SE 1 1,35 0,81 SE 2 2,85 1,63 SE 3 5,25 2,99 SE 4 6,7 3,99

Désirée SE 1 2,1 0,76 SE 2 4,2 2,16 SE 3 6,75 4,06 SE 4 9,95 6,05

Kondor SE 1 2,1 0,46 SE 2 3,5 1,3 SE 3 5,8 1,95 SE 4 7,75 3,34

Spunta SE 1 2,5 1,45 SE 2 3,95 1,93 SE 3 5,2 3,64 SE 4 8,35 5,58

Timate SE 1 2,65 0,86 SE 2 4 2,07 SE 3 5,55 3,25 SE 4 7,15 5,02

147

2- Microtubérisation : Annexe 2 : Nombre moyen de racines en fonction de la variété, du milieu et de la

photopériode.

Variété Photopériode Milieu MS BAP KIN

Atlas 0 h 7,3 0,5 1,1 8 h 116 0,7 1,5 16 h 17,1 1,78 1,5

Désirée 0 h 3,1 0,1 0,3 8 h 7 0,2 0,5 16 h 5,3 0,4 1,9

Kondor 0 h 6,5 0,3 0,5 8 h 6,7 2,1 0,9 16 h 11,2 0,2 1,8

Spunta 0 h 6,5 0,7 0,8 8 h 12,7 0,6 0,7 16 h 12,3 1,3 2,4

Timate 0 h 9,3 0,4 1,6 8 h 10,1 2,2 1,9 16 h 14,1 2,1 6,3

Annexe 3 : Longueur moyenne des racines (cm) en fonction de la variété, du



Atlas 0 h 6,12 0,15 0,48 8 h 8,26 0,22 1,99 16 h 7,42 0,48 2,28

Désirée 0h 5,73 0,04 0,35 8 h 5,08 0,12 0,38 16 h 6,52 0,21 0,91

Kondor 0h 8,87 0,14 0,34 8 h 8,35 0,38 1,16 16 h 11,41 0,07 0,75

Spunta 0h 5,93 0,27 0,54 8 h 7,01 0,9 0,31 16 h 7,8 0,52 0,6

Timate 0h 7,29 0,19 0,49 8 h 11,08 0,74 1 16 h 10,62 0,5 1,75

148

Annexe 4 : Poids moyen des racines (mg) en fonction de la variété, du milieu et



Atlas 0 h 268,34 0,09 1,6 8 h 258 0,52 14,45 16 h 415,35 1,33 9,81

Désirée 0 h 4,73 0,03 0,72 8 h 26,78 0,17 0,75 16 h 8,56 1,53 8,79

Kondor 0 h 53,31 0,12 0,34 8 h 62,21 1,39 1,46 16 h 223,92 0,21 7,34

Spunta 0 h 130,4 1,09 2,5 8 h 421,57 0,91 1,2 16 h 395,98 2,87 9,06

Timate 0 h 102,37 0,32 2,5 8 h 133,37 3,99 5,7 16 h 626,84 3,39 47,08

Annexe 5 : Longueur moyenne de la tige (cm) en fonction de la variété, du milieu



Atlas 0 h 9,73 6,59 6,8 8 h 10,21 4,06 5,44 16 h 11,6 2,92 3,22

Désirée 0 h 10,18 7,81 5,81 8 h 8,65 6,29 3,82 16 h 6,98 2,97 3,09

Kondor 0 h 10,62 7,97 3,34 8 h 8,45 4,15 4,47 16 h 8,79 1,45 2,49

Spunta 0 h 8,07 7,23 5,27 8 h 9,92 7,49 4,62 16 h 13,27 3,57 4,54

Timate 0 h 10,44 4,9 7,18 8 h 10,44 4,16 2,64 16 h 11,41 2,32 18,76

149

Annexe 6 : Nombre moyen de noeuds en fonction de la variété, du milieu et de la

photopériode.


Atlas 0 h 6,5 5 5 8 h 12,5 7,4 9,9 16 h 16,7 7,4 11

Désirée 0 h 11 7,6 5,9 8 h 9,4 7,9 5 16 h 10,7 7,9 6,1

Kondor 0 h 12 6,7 5,4 8 h 12,8 8,1 6,6 16 h 9,3 3,5 4,9

Spunta 0 h 6,5 4,2 4,2 8 h 12,1 11,1 9,4 16 h 14,3 10,8 8,1

Timate 0 h 6,2 2,5 4,9 8 h 10,5 5,6 7,7 16 h 15 5,2 9,9

Annexe 7 : Nombre moyen de microtubercules par vitroplant en fonction de la

variété, du milieu et de la photopériode.


Atlas 0 h 1,1 1 1 8 h 1,2 1,1 1,1 16 h 1 1,2 1,1

Désirée 0 h 1,1 1,1 1 8 h 1,2 1,1 1 16 h 1,1 1,3 1,1

Kondor 0 h 1,4 1,3 1,1 8 h 1,1 1,3 1,2 16 h 1,2 1,3 1,2

Spunta 0 h 1,5 1,6 1,2 8 h 1,6 1,7 1,3 16 h 1,7 1,6 1,3

Timate 0 h 1,2 1,2 1,2 8 h 1,2 1,1 1,2 16 h 1,3 1,3 1,1

150

Annexe 8 : Diamètre des microtubercules (mm) en fonction de la variété, du



Atlas 0 h 4,4 5,2 5,7 8 h 9 7,5 6,7 16 h 7,5 8,5 5,7

Désirée 0 h 4,7 4,2 4,7 8 h 12,7 6,5 6,2 16 h 5,3 7,3 5,5

Kondor 0 h 4,5 4,9 4,5 8 h 8 8,9 5,6 16 h 11,4 6,9 5,2

Spunta 0 h 5,8 5,4 4,7 8 h 9,8 8,5 6,5 16 h 10,3 9,6 6,5

Timate 0 h 5,4 5,7 5,65 8 h 7,3 9,8 7,7 16 h 6,1 6,25 6,6

Annexe 9 : Poids des microtubercules (mg) en fonction de la variété, du milieu et



Atlas 0 h 30,35 39,46 51,47 8 h 187,75 71,44 62,07 16 h 69,48 79,53 45,44

Désirée 0 h 58,55 34,33 33,48 8 h 325,36 63,24 70,33 16 h 82,45 92,74 37,97

Kondor 0 h 33,73 25,7 30,1 8 h 153,31 175,09 69,04 16 h 447,28 76,44 47,44

Spunta 0 h 53,96 43,41 20,8 8 h 256,66 53,62 57,69 16 h 213,25 60,41 50,9

Timate 0 h 90,75 41 62,1 8 h 176,34 338,66 82,57 16 h 80,21 266,37 60,66

151

Annexe 10 : Durée du développement des microtubercules (semaines) en



Atlas 0 h 19,1 12,5 9,5 8 h 19,4 16,1 10,7 16 h 17,9 8,6 11,1

Désirée 0 h 16,9 9,7 8,3 8 h 14,5 9,3 13,1 16 h 18,7 8 7

Kondor 0 h 18,9 8,7 11,7 8 h 18 11,9 9,4 16 h 10,8 7,7 7,5

Spunta 0 h 19 15 12 8 h 19,3 18 11,3 16 h 16,54 16,7 9,6

Timate 0 h 19,1 8,5 10 8 h 19,9 10,7 14,1 16 h 18,2 8 11,5

Annexe 11 : Pourcentage de microtubérisation en fonction de la variété, du milieu



Atlas 0 h 9,09% 63,63% 54,54% 8 h 22,72% 54,54% 40,90% 16 h 31,81% 68,18% 45,45%

Désirée 0 h 18,18% 63,63% 77,27% 8 h 54,54% 68,18% 54,54% 16 h 22,72% 68,18% 63,63%

Kondor 0 h 36,36% 54,54% 54,54% 8 h 27,27% 54,54% 54,54% 16 h 31,81% 95,45% 59,09%

Spunta 0 h 9,09% 68,18% 40,90% 8 h 4,54% 63,63% 40,90% 16 h 36,36% 40,90% 40,90%

Timate 0 h 22,72% 63,63% 54,54% 8 h 27,27% 50% 50% 16 h 31,81% 72,72% 54,54%

152

Annexe 12 : Type de régulateurs de croissance et leur solubilité (ANONYME,

1999).

Régulateurs Solvants

1- Auxines 2-4-D EtOH ou 1 N NaOH

AIA EtOH ou 1N NaOH

AIB EtOH ou 1N NaOH

ANA 1 N NaOH

2- Cytokinines Adénine 1.0 HCl ou NaOH

Adénine sulfate NaOH ou HCl

BAP EtOH ou NaOH

BA 1 N NaOH

2Ip 1 N NaOH

Kinétine 1 N NaOH

Thidiazuron DMSO

Zéatine 1 N NaOH

3- Gibberellines GA3 EtOH

153

Résumé.

154

Résumé

Dans le but de démontrer le meilleur traitement de microtubérisation, des

germes des tubercules de cinq variétés à savoir Atlas, Désirée, Kondor, Spunta et

Timate ont été inoculés sur milieu MS (Murashige et Scoog) sans régulateurs de

croissance.

Cette première génération représente la phase de micropropagation qui a

pour but l’obtention d’une quantité suffisante de vitroplants sains.

Nous avons par la suite étudié la microtubérisation de ces cinq variétés

selon trois types de milieux MS a savoir MS sans hormones, MS à BAP et MS à

Kinétine et selon trois photopériodes : 8 heures, 16 heures et obscurité totale.

Le milieu MS a présenté une croissance des racines et des tiges très

élevée par rapport au milieu MS à BAP et à Kinétine, cependant l’effet inverse a

été observé pour le taux et la durée de microtubérisation.

La photopériode a influencé la microtubérisation et son effet a été fortement

observé sur les poids et les diamètres des microtubercules de sorte que les

photopériodes de 8 heures et de 16 heures ont donné des poids et des diamètres

supérieurs à ceux obtenus dans l’obscurité totale.

Mots clés : Culture in vitro, Solanum tuberosum. L, Micropropagation,

Microtubérisation, BAP, Kinétine, Photopériode, Variété.

155

Abstract

To demonstrate the best treatment of microtuberization, the sprouts of the

tubers of five cultivars: Atlas, Désirée, Kondor, Spunta and Timate have been

inoculated on hormone-free MS medium (Murashige and Scoog).

This first generation represents the micropropagation phase which has for

aim to obtain of a sufficient quantity of healthy vitroplants.

Thereafter we studied the microtuberization of these five cultivars in three

types of MS medium: MS hormone-free, MS with BAP and MS with Kinetin and for

three photoperiod: 8 hours, 16 hours and darkness.

The MS medium presented a growth of the roots and stems very evaluated

compered with MS medium with BAP and with Kinetin, however the inverse effect

has been observed for the rate and the length of microtuberization.

The photoperiod influenced the microtuberization and its effect has been

observed strongly on the weights and the diameters of the microtuber, so the

photoperiod of 8 hours and 16 hours gave the weights and diameters superior to

those obtained in darkness.

Keywords: in vitro culture. Solanum tuberosum L, Micropropagation,

microtuberization, BAP, Kinetin, photoperiod, cultivars.

156

ملخص

قمنا بزرع البراعم الد رنیة،بھدف الحصول علىاحسن معالجة للمیكروتدرن Atlas, Désirée, Kondor, Spunta, Timate لخمسة اصناف من البطاطا

. دون ھرمونات نباتیة (Murashige et Scoog) MS في الوسط صول على اكثر الجیل الالول یمثل مرحلة المیكروانتشار و الھدف منھا الح

.عدد من النباتات المخبریة الفتیة و السلیمة اصناف حسب ثالثة انواع من الخمسة لھاتھ المیكروتدرن بدراسة قمنا ثم

Kinétine+MS, BAP+MS ،بدون ھرمونات نباتیة MSوسط :MS الوسط مل و مرحلة الظالم الكا ساعة16 ، ساعات8 :و حسب ثالثة مرحالت ضوئیة

بدون ھرمونات نباتیة اعطى احسن نتیجة من حیث التطورالجدري MSالوسط . Kinétine + MS والوسط BAP + MS والسا قي بالنسبة الى الوسط

.لكن لوحظ فعل عكسي بالنسبة الى معدل و سرعة المیكروتدرن حظ اما بالنسبة الى المرحلة الضوئیة فقد اثرت على المیكروتدرن و تاثیرھا لو

16 ساعات و 8في وزن و طول المیكرودرنة حیث ان المرحلة الضوئیة ساعة اعطو اوزان و اطوال اكبر من تلك المتحصل علیھا في مرحلة الظالم

.الكامل

،Solanum tuberosum L ، الزراعة المخبریة : الكلمات الرئیسیة .الصنف، المرحلة الضوئیة، Kinétine, BAP, وتدرنمیكر، میكروانتشار

157

Nom : KECHID

Prénom : MAYA

Date de soutenance :

Titre : Physiologie et Biotechnologie de la microtubérisation de la pomme de

terre Solanum tuberosum L.

Nature du diplôme : Magistère en biotechnologies végétales.

Résumé Dans le but de démontrer le meilleur traitement de microtubérisation, des germes

des tubercules de cinq variétés à savoir Atlas, Désirée, Kondor, Spunta et Timate ont été

inoculés sur milieu MS sans régulateurs de croissance.

Cette première génération représente la phase de micropropagation qui a pour but

l’obtention d’une quantité suffisante de vitroplants sains.

Nous avons par la suite étudié la microtubérisation de ces cinq variétés selon trois

types de milieux MS a savoir MS sans hormones, MS à BAP et MS à Kinétine et selon

trois photopériodes : 8 heures, 16 heures et obscurité totale.

Le milieu MS a présenté une croissance des racines et des tiges très élevée par

rapport au milieu MS à BAP et à Kinétine, cependant l’effet inverse a été observé pour le

taux et la durée de microtubérisation.

La photopériode a influencé la microtubérisation et son effet a été fortement

observé sur les poids et les diamètres des microtubercules de sorte que les photopériodes

de 8 heures et de 16 heures ont donné des poids et des diamètres supérieurs à ceux

obtenus dans l’obscurité totale.

Mots clés : Culture in vitro, Solanum tuberosum. L, Micropropagation, Microtubérisation,

BAP, Kinétine, Photopériode, Variété.

Laboratoire de recherche : Génétique, Biochimie et Biotechnologies Végétales.

Université Mentouri de Constantine. (ISNV) Promoteur : A. DJEKOUN Prof. Univ. Constantine

Président de jury : N. KHALFALLAH Prof. Univ. Constantine

Examinateurs : N. YKHLEF M.C. Univ. Constantine Y. KARA M.C. Univ. Constantine

158

Documents

Série : Mémoire - bu.umc.edu.dz · 1 République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique Université Mentouri