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Présentée parDr Badia DOUHRI

MD, PhDSSPSE, DRSTT

Biofilm et infections nosocomiales

ROYAUME DU MAROC

MINISTÈRE DE LA SANTÉ

DIRECTION RÉGIONALE TANGER-TÉTOUAN

Équipe de Biotechnologies et Microbiologie Appliquées,

Faculté des Sciences de Tétouan.

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Page 2

PLAN

Introduction

Biofilm ? mode de formation

Expérimentation

Matériel et méthodes

Résultats

Conclusion

Phytothérapie

Résistance aux Antibiotiques




Introduction




Page 4

Introduction

Utilisation abusive et injustifiée d’antibiothérapie

Adaptation de la bactérie (résistante)

Antibiotiques inefficaces



Page 5

Diminution de la

perméabilité

BIOFILM

Introduction

Résistances bactériennes

Naturelles

Patrimoine génétique

Acquises

Mutation chromosomique

Acquisition d'un (ou de plusieurs)

gène

Modification de la cible

Production d'enzymes




Biofilm ?




Page 7

• 65% des infections bactériennes chez l’Homme sont liées à des biofilms,

• 50 à 60 % des infections nosocomiales y sont associées.

Bactéries qui se développent en communauté sur une surface (sessiles) = Biofilm

Définition

Figure 1: Biofilm: plaque dentaire,

calcification sonde urinaire ou drain de

redon…..



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Étape 1 : attachement initial

Étape 2 : attachement irréversible

Étape 3 : maturation I du biofilm

Étape 4 : maturation II

Étape 5 : érosion et dispersion/

détachement autogène

Figure 2:

Formation et développement du biofilm



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Figure 3: Principales étapes de formation du biofilm

de Staphylococcus epidermidis sur un implant

transcutané (von Eiff et al., 2002).

1. Les bactéries adhèrent à la surface de l’implant par

des interactions non spécifiques (forces de Van der

Waals, interactions hydrophobes, adhésines présentes à

la surface des cellules).

2. L’adhésion des bactéries s’effectue par

reconnaissance spécifique de certains constituants du

film de plasma formé sur la surface du cathéter

(Heilmann et al., 2003).

3. Les bactéries se multiplient, produisent une matrice

d’exopolymères pour former des communautés sessiles

persistantes.

Staphylococcus aureus Pasteurella multocida Corynebacterium renale

Formation et développement du biofilm



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Figure 7: Réduction du nombre de S. epidermidis 1457 (biofilm) après de 24 h de traitement

avec Farnésol (300µg/ml) (microscopie électronique à balayage)

Contrôle positif Après 24 h d'exposition à l’ATB

F. Gomes, B. Leite, P. Teixeira and R. Oliveira, 2014. Strategies to control Staphylococcus epidermidis biofilms, Czech J. Food, Vol. 32,

No. 2: 137–144 Sci.

Bibliographie: recherches



Page 11

Résistance bactérienne

S. aureusS. Aureus

pénicillino-résistant

Pénicilline

S. Aureus

méticillino-résistant

(MRSA)

Méticilline

1950 1970

Vancomycine



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Stratégie pour la médecine traditionnelle (2002–2005)

visant

à garantir l'innocuité et l’efficacité de la phytothérapie,

à promouvoir son utilisation rationnelle

à fournir des critères de recherche pour son évaluation

Selon les statistiques de l’OMS en 2002, 80% de la population mondiale a

recours à la médecine traditionnelle en matière de la santé primaire.

OMS

Phytothérapie

400 000 espèces végétales recensées dans le monde,

20 000 espèces sont citées dans la pharmacopée internationale,

5000 sont utilisées en industrie pharmaceutique




Expérimentation:





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plante séchée (40°C) 24 à 48 h

Séchage

Hydrodistillation par appareil

type Clevenger


Extraction des Huiles essentielles



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Technique de diffusion en puits


Détermination de l’activité antibactérienne des huiles essentielles:

Aromatogramme



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LB inoculé par la

bactérie

Dilutions

de l’HE

Contrôle négatif

Incubation + Résazurine


CMI

CMB

Détermination de l’effet bactériostatique et bactéricide

Détermination de la CMI méthode de microdilution

(milieu liquide)

et CMB (milieu solide)

Rapport=CMI/CMB



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Sélection des HE

Souches bactériennes


S. aureus MBLA

S. aureus ATCC 25923

S. aureus CECT 976

Composition chimique

Effet antibactérien

Choix de 3 HE

Origanum elongatum

Thymus capitatus

Origanum grosii

Antibiotique: Vancomycine



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Huile essentielle Composés majoritaires Pourcentages (%)

Origanum elongatum Thymol

γ-Terpinène

Carvacrol

35,51

26,72

6,52

Origanum grosii Carvacrol

p-Cymène

Thymol

39,51

16,32

9,95

Thymus capitatus Carvacrol

p-Cymène

Thymol

70,92

6,34

0,38

Résultats

Etude phytochimique



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Détermination des concentrations minimales inhibitrices et bactéricides


Culture bactérienne

dans TSB

100 µlHE allant de 4 %

à 0,0625 % ou

ATB 16 à 0,125 µg/ml

Incubation à 37° C

pendant 24 h

Absorbance à 570 nm

Étalement sur milieu TSA

Incubation à 37° C pendant 24 h

Détermination de la CMB



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Quantification de la formation du biofilm bactérien



dans TSBG

100 µl


pendant 24 h

125 µl du

cristal violet à 0,1 %


Lavage

H2O

Le milieu a été remplacé par du TSBG frais tout

les 8 à 10 h durant ces 24 h d’incubation

Lavage par PBS



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Détermination de la concentration minimale inhibitrice du biofilm (CIB) et de la

concentration minimale d’éradication du biofilm (CEB)



dans TSB

HE allant de 4 % à 0,0625 % ou

ATB 16 à 0,125 µg/ml


pendant 24 h


Etalement sur TSA

Raclage par un ensemenceur


pendant 24 h

Détermination

de la CEB



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Effet sur la formation du biofilm



dans TSBG

HE allant de CMI à

CMI/16


pendant 24 h


Lavage par PBS

125 µl du


Lavage

H2O

Le pourcentage relatif de la formation du biofilm



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Effet sur le biofilm formé



dans TSBG

(microplaques)


pendant 24 h

HE allant de 8 CMI

à CMI/4


pendant 24 h


Lavage par PBS

125 µl du


Lavage

H2O

Le pourcentage d’éradication du biofilmMesure de la DO (t0)



Page 24

Quantification de la formation du biofilm bactérien

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

S.A. MBLA S.A. ATCC 25923 S.A. CECT 976 CN

DO

492

nm

Souches bactériennes

Absorbance (DO492nm) du biofilm des trois souches de référence

(S. aureus MBLA, S. aureus CECT 976 et S. aureus ATCC 25923 ; CN= contrôle négatif)

Résultats



Page 25

Souche bactérienne HE ou ATBCMI

(% v/v) / (µg/ml)

CIB

(% v/v) / (µg/ml)

CMB

(% v/v) / (µg/ml)

CEB

(% v/v) / (µg/ml)

S. aureus MBLA

Vmy 4 8 4 16

TC 0,25 0,5 0,5 1

OG 0,25 1 2 4

OE 0,5 2 1 >4

S. aureus CECT 976

Vmy 4 8 4 >16

TC 0,25 0,5 0,5 1

OG 0,25 2 1 4

OE 0,5 1 0,5 2

S. aureus ATCC 25923

Vmy 8 >16 >16 >16

TC 0,5 1 1 2

OG 0,25 1 2 4

OE 0,5 2 1 >4

Sensibilité des cellules planctoniques et du biofilm à l'huile essentielle (HE) d’O. grosii (OG),

d’O. elongatum (OE) et de T. capitatus (TC) et au Vancomycine (Vmy).

Résultats: Calcul de la CMI, CMB, CIB et CEB



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Résultats: Effet sur la formation du biofilm

Pourcentage relatif de la formation du biofilm (% RFB) sous l’effet des trois HE de T. capitatus (TC),

d’O. grosii (OG) et d’O. elongatum (OE) à différentes concentrations

de S. aureus MBLA , S. aureus ATCC 25923 et S. aureus CECT 976



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Éradication du biofilm formé par S. aureus MBLA, S. aureus ATCC 25923 et S. aureus

CECT 976, après traitement avec les trois différentes huiles essentielles à différentes

concentrations

Résultats: Effet sur le biofilm formé



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Les huiles essentielles testées sont capable d’éradiquer les biofilms préformés

ainsi que néoformés d’une façon dose dépendante.

Conclusion

Le monde végétale source naturelle à exploiter

Les huiles essentielles de T. capitatus, d’O. grosii et d’O. elongatum présentent

un effet remarquable sur le biofilm bactérien après avoir éradiqué

complètement les bactéries planctoniques à des CMI<CIB et CMB<CEB.

Phytochimie et phytothérapie peut mener à une solution au problème de la

formation de biofilms indésirables.



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Merci de votre attention
