UNIVERSITE DE GENEVE FACULTE DE MEDECINE

Section de médecine Fondamentale

Département de Pathologie et

Immunologie

Thèse préparée sous la direction

du Professeur Walter Reith

Analyse du contrôle de l’expression du MHC classe II par des enhancers distaux régulés

par RFX / CIITA

Thèse

présentée à la Faculté de Médecine

de l’Université de Genève

pour obtenir le grade de Docteur en médecine par

Nicolas PEYRAUD

de

Bulle (FR)

Thèse No 10461

Genève

2006

I. Remerciements :

Je remercie mon directeur de thèse, le professeur Walter Reith, de m'avoir accepté dans son laboratoire et encadré durant ce travail.

Je remercie Krzysztof Masternak, Michal Krawczyk et Salomé Landmann de m'avoir soutenu et enseigné les techniques et raisonnements intellectuels de la biologie moléculaire. Cette magnifique aventure fut possible et si spéciale grâce à ces 4 personnes particulièrement. Je remercie tous les membres présents et passés du laboratoire, en particulier Madeleine Zufferey, Franck Matheux, Jean Villard, Emmanuèle Barras, Annick Mühlethaler-Mottet, Marie Peretti, Luc Alain Jean Otten et Jean-Marc Waldburger.

Je tiens également à remercier mes parents de leur support permanent pendant mes études, ainsi que mon frère Laurent.

Finalement, je remercie spécialement une personne et lui dédie cette thèse: à Thao.

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II. Résumé :

La présentation d’antigènes par les molécules MHC II ( complexe majeur d’histocompatibilité classe II ) aux lymphocytes T CD4+ joue un rôle prépondérant dans la réponse immune spécifique. L’expression des gènes des molécules du MHC II est contrôlée principalement au niveau de l’initiation de la transcription par une région régulatrice hautement conservée appelée boîtes S, X1, X2 et Y située en amont du site d’initiation de la transcription. Chez certains malades souffrant du syndrome des lymphocytes dénudés, des mutations dans des protéines spécifiques se liant à ces boîtes empêchent le MHC II de s’exprimer normalement. Ce travail décrit l’analyse de séquences d’ADN architecturalement proches de ces boîtes, à l’intérieur de la région MHC II, et étudie leur fonction via des expériences d’immunoprécipitation et de gène reporteur, permettant d’avancer des hypothèses sur le rôle de ces nouvelles régions identifiées comme régulateur à grande distance de plusieurs gènes des molécules du MHC II.

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Table des matières : I. Remerciements : .............................................................................................................. 2

II. Résumé : .......................................................................................................................... 3

III. Abréviations :................................................................................................................... 6

IV. Introduction :.................................................................................................................... 8

A. Structure et fonction des gènes et des protéines du complexe majeur d’histocompatibilité de classe I et II (MHC I et II) :...................................................... 8

1. Organisation génomique du MHC : ........................................................................... 8

2. Rôle général du MHC : .............................................................................................. 8

3. Gènes et protéines du MHC I et II : ......................................................................... 10

a) Génétique du MHC I et II : .................................................................................. 10

b) Structure et assemblage des molécules du MHC I et II : ..................................... 14

c) Présentation des Antigènes par le MHC I et II : .................................................. 15

d) Rôle détaillé dans la réponse immunitaire de type Th1 et Th2 :.......................... 18

e) Pathologies impliquant le MHC :......................................................................... 20

B. Mécanisme de régulation de l’expression des molécules du MHC II :........................ 22

1. ..... 22Rappel général des mécanismes de la régulation de la transcription des gènes :

2. Expression du MHC II : ........................................................................................... 25

3. Séquences agissant en cis dans la régulation de la transcription du MCH II: Promoteur proximal et Région de contrôle du locus du MHC II........................... 26

4. ..... 27Séquences agissant en trans dans la régulation de la transcription du MHC II :

a) Le complexe RFX : .............................................................................................. 27

b) Le complexe X2BP : ............................................................................................ 30

c) Le complexe NF-Y :............................................................................................. 30

d) Le co-activateur CIITA : ...................................................................................... 30

5. Différence d’expression entre les différents isotypes du MHC II :.......................... 31

6. LCR : ........................................................................................................................ 32

7. Régulation de l’expression des molécules du MHC II par de multiples enhancers distaux potentiellement régulés par RFX et CIITA : ............................. 33

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V. Résultats : Analyse du contrôle de l’expression du MHC classe II par des enhancers distaux régulés par RFX / CIITA :................................................................................. 35

A. Objectifs : ..................................................................................................................... 35

B. Matériels et méthodes :................................................................................................. 35

1. Recherche de nouvelles séquences comportant le module S-Y : ............................. 35

2. Lignées cellulaires :.................................................................................................. 37

3. "ChIP" : Chromatine immunoprecipation assays :................................................... 38

4. "Reporter gene assay sur plasmides" : ..................................................................... 42

C. Résultats : ..................................................................................................................... 45

1. Recherche de nouvelles séquences comportant le module S-Y : ............................. 45

2. Choix des nouvelles séquences obtenues par le programme informatique :............ 45

3. CHiP et reporter gene assay : ................................................................................... 48

D. Discussion : .................................................................................................................. 52

E. Perspectives et nouvelles avancées : ............................................................................ 53

VI. Références :.................................................................................................................... 55

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III. Abréviations :

A : Adénine

ADN: Acide DésoxyriboNucléique

Ag: Antigène

APC: Antigen presentatrice cell

ARN: Acide RiboNucléique

ARNm: ARN méssagers

BLS: Bare Lymphocyte Syndrome

CIITA: Class II Trans-Activator

CD4: Cluster of Differentiation 4

CLIP: Class II associated Invariant-chain Peptide

CMH-I: Complexe Majeur d'Histocompatibilité de classe I

CMH-II: Complexe Majeur d'Histocompatibilité de classe II

CREB: CRE Binding protein

C: Cytosine

DC: Dendritic cell

dNTP: deoxy Nucleotide Tri-Phosphate

EDTA: Ethylene Diamine TetraAcetic acid

G: Guanine

GTP: Guanosine TriPhosphate

H3: Histone H3

H4: Histone H4

HLA: Human Leukocyte Antigen

IFN-gamma: Interféron gamma

Ii: Invariant chain

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IL: InterLeukine

L.B: Lymphocyte B

LCRs: Locus Control Regions

L.T: Lymphocyte T

MHC I: Major histocompatibility complex I

MHC II: Major histocompatibility complex II

ml: millilitre

NaCl: Sodium (NA) Chloride

Na-Doc: Sodium (NA) deoxycholate

NF-Y: Nuclear Factor binding Y box

Oct: Octamer binding protein

pb: paire de bases

PBS: Phosphate Buffer Saline

RFX: Regulatory Factor binding X box

RFXANK: RFX subunit containing Ankyrin Repeat

RFXAP: RFX Associated Protein

rpm: rotation par minute

RPMI: Milieu riche pour la culture de cellules mammifères développé par "Roswell

Park Memorial Institute"

RT-PCR: Reverse Transcription- Polymerase Chain Reaction

TCR: T Cell Receptor

T : Thymine

ug: microgramme

UV: Ultra-Violet

X2BP: X2 Binding Protein

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IV. Introduction :

A. Structure et fonction des gènes et des protéines du complexe majeur d’histocompatibilité de classe I et II (MHC I et II) :

1. Organisation génomique du MHC :

Le complexe majeur d’histocompatibilité (MHC) est constitué d’un groupe de gènes liés sur une seule région d’un chromosome. La plupart des gènes du MHC ont un rôle dans la fonction immunitaire même si certains sont impliqués dans d’autres processus biologiques. Le terme de molécule du MHC fait allusion aux glycoprotéines membranaires de classe I et II, capable de présenter un Ag. [1]

2. Rôle général du MHC :

Au niveau de la région du MHC , on distingue 3 groupes de gènes codant pour les protéines de classe I , II et III, la région du MHC II étant la plus proche du centromère ( Fig 1 ) [2] :

Les molécules du MHC I sont exprimées à la surface de toutes les cellules nuclées et participent à la reconnaissance de l’antigène par les lymphocytes T cytotoxiques.

Les molécules du MHC II sont quant à elles exprimées à la surface des cellules présentatrices d’Ag (APC) comprenant les Lymphocytes B ( L.B. ) , les monocytes/macrophages et les cellules dendritiques. On les retrouve également à la surface de certaines cellules épithéliales du thymus, des LT activés et de cellules induites par divers stimuli dont le plus connu étant l’IFN-gamma. Elles interviennent dans la reconnaissance de l’Ag par les lymphocytes CD4+ (= LT helper), rôle primordial pour la formation du répertoire de ces cellules ainsi que pour le contrôle de la réponse immune. Les protéines du MHC II présentent un peptide dégradé d’origine exogène (pathogène intravésiculaire ou protéine de pathogène extracellulaire) tandis que celui présenté par le MHC I est d’origine endogène (protéine normale de l’organisme, pathogène cytosolique tels que les virus) [1,2]. Les molécules MHC II ne sont pas seulement des ligands mais jouent également un rôle d’activation des APC elles-mêmes via la possibilité de transmission de signaux transmembrannaires [ 3]

Finalement, les protéines du MHC III sont des composantes du complément et n’interviennent pas directement dans la reconnaissance de l’ag. [1].

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Fig 1 : Organisation génétique globale du MHC chez l'homme et la souris:

L'organisation génétique du MHC est similaire dans ces 2 espèces. A noter la particularité du MHC I chez la souris qui est divisé en 2 parties. Le gène de la béta-microglobuline qui code pour une partie des molécules du MHC I, ne se trouve pas dans le complexe du MHC mais est localisé au niveau du chromosome 15 chez l'homme, et 2 chez la souris. Le gène LMP code pour des sous-unités des protéasomes, TAPBP représente le gène de la tapsin [2].

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3. Gènes et protéines du MHC I et II :

a) Génétique du MHC I et II :

Le MHC chez l’homme est aussi appelé HLA (human leucocyte antigène) et se trouve sur le bras court du chromosome 6. Chez la souris, il est appelé Ia ou H-2 et se situe sur le chromosome 17. La structure, la fonction et la régulation des gènes du MHC sont hautement conservées entre l’homme et la souris [2].

Le MHC est à la fois polygénique (plusieurs gènes de classe I et II codant pour des protéines ayant des gammes différentes de spécificités pour les peptides) et polymorphe (multiples allèles pour chaque gène) (Fig 2 et 3). Le polymorphisme du MHC II a une importance critique pour la reconnaissance de l’Ag par les LT. Un LT reconnaît l’Ag en tant que peptide lié à un variant allélique particulier de la molécule du MHC II et ne reconnaît pas ce même peptide quand il est lié à d’autres molécules du MHC II. Cette propriété est connue sous le nom de "restriction de la réponse des LT au MHC" (Fig 3). La nécessité du polymorphisme du MHC pourrait être due à une sélection par les pathogènes pouvant avec le temps devenir résistant. La plupart des allèles du MHC II diffèrent les uns des autres par de multiples substitutions d’acides aminés ; ces différences étant concentrées au niveau des sites de liaisons au peptide (sillons) et aux parties adjacentes entrant en contact direct avec le récepteur du LT. Cela produit une vaste gamme d’affinités différentes pour un peptide donné et un TCR donné [2,4].

Fig 2 : Polymorphisme des gènes du MHC :

A l'exception du locus DRA qui est fonctionnellement monomorphe, chaque locus possède plusieurs allèles. Le nombre des différents allèles est montré par la hauteur des colonnes [2].

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Fig 3 : Les variations alléliques se trouvent à des sites spécifiques à l'intérieur des molécules du MHC:

Les variations résultantes du polymorphisme génétique sont restreintes aux domaines amino-terminaux (alpha1 et 2 pour MHC I et alpha1 et béta1 pour MHC II). Ce sont les domaines qui forment le sillon où le peptide se lie aux molécules du MHC. Pour les molécules du MHC II, l'exemple choisi est celui de la variabilité allélique de HLA-DR. La chaîne alpha de ce gène n'est presque pas polymorphe, seule la chaîne béta offre donc un polymorphisme significatif. [2].

Fig 4 : La reconnaissance des Ag par les LT est dépendante et restreinte aux MHC:

Les récepteurs spécifiques des LT (TCR) reconnaissent un complexe Ag et MHC. Un LT spécifique pour un Ag X et une molécules MHC d'un allèle particulier (MHCa) ne pourra pas reconnaître le complexe peptide X + MHCb (molécule MHC provenant d'un autre allèle). Ce LT ne pourra également pas reconnaître l'association peptide y avec MHCa. Les molécules du MHC restreignent donc par ce phénomène la capacité d'un TCR à reconnaître un Ag donné. Cette restriction peut être le résultat d'un contact entre le MHC et le TCR ou via un effet indirect par la non reconnaissance du peptide par le TCR (type ou une conformation spécifique du peptide sur une molécule du MHC donnée ne pouvant pas être reconnu par le TCR en question) [2].

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Le MHC s’étend sur env. 3 centimorgans d’ADN (= 4x106 paires de bases) et contient plus de 220 gènes dont un peu plus de la moitié sont potentiellement exprimés. Environ 40% de ces derniers gènes auraient un rôle dans la fonction immunitaire chez l’homme (Fig 5) [2, 120]. Les gènes codant pour les chaînes alpha du MHC I et les chaînes alpha et béta du MHC II sont associées dans ce même complexe même si elles se trouvent dans des régions distinctes. Les gènes de la béta2 microglobuline (composé de la molécule du MHC I) et de la chaîne invariante Ii (voir plus loin) sont situés sur les chromosomes 15 et 5 respectivement. Il existe comme mentionné précédemment plusieurs gènes pour chaque chaîne. Chez l’homme, il existe 3 gènes pour les chaînes alpha du MHC I (HLA –A, -B et -C). Il existe également 3 paires de gènes (isotypes) pour les chaînes alpha et béta de classe II (HLA-DRA et HLA-DRB1, HLA-DPA1 et HLA-DPB1 et HLA–DQA1 et HLA–DQB1) (Fig 4). Le groupe HLA-DR contient un gène supplémentaire de chaîne béta (HLA-DRB3). Toutes les molécules du MHC de classe I et II sont capables de présenter une gamme différente de peptides aux LT [2]. Chez la souris, il existe 2 molécules du MHC II, H2-E et H2-A correspondent respectivement à HLA-DR et HLA-DQ de l’humain. Chaque isotype de souris possédant 2 gènes pour les chaînes béta. Les molécules HLA-DP ne possèdent pas d’équivalent chez la souris [5,6,7,8,9]. Les différents locus codant pour les divers isotypes n’ont pas la même diversité allélique. Par exemple, DRA n’est que faiblement polymorphe, tandis qu’on observe plus d’une centaine d’allèles différents pour DRB. Le grand nombre d’allèles différents pour la plupart des locus explique la grande diversité des molécules MHC dans une population donnée et l’état le plus souvent hétérozygote de chaque individu pour les gènes du MHC [2].

Il existe d’autres gènes dans la région du MHC II intervenant directement dans la fonction de présentation des Ag aux LT. Ils sont décrits comme étant des gènes accessoires à la fonction du MHC II et comprennent : 1) Les gènes DM, dont la fonction est de catalyser la liaison des peptides aux molécules du MHC II, sont très apparentés aux gènes de classe II . 2) Les gènes DNalpha et DObéta qui codent pour la molécule DO, un régulateur négatif de DM, sont également apparentés aux gènes de classe II. Les molécules HLA-DO et DM sont appelées molécules du MHC II non classique. Les gènes DMalpha, béta et DN alpha (mais pas DO béta) sont régulés avec les gènes du MHC II et Ii (voir plus loin) [2]. Chez la souris, les gènes H2-M alpha et béta ( 2 gènes béta : Mb1 et Mb2 ) codent pour les molécules H2-M, l’équivalent de HLA-DM, et les gènes H2-O alpha et béta codent pour H2-O, l’équivalent de HLA-DO. A quelques exceptions près, l’ordre et l’orientation des gènes MHC II sont conservés entre l’homme et la souris [11,12,13]. Parfois, certaines parties d’ADN transcrites ne présentent pas de traduction possible en protéine, ces séquences d’ADN sont appelées pseudogènes. [14,15]

Il existe beaucoup de gènes situés dans la région du MHC I et II qui n’ont pas de fonction immunologique connue ou suspectée, comme par exemple le gène de l’enzyme 21-hydroxylase dont la déficience entraîne l’hyperplasie des surrénales et le syndrome de fuite saline [2].

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Fig 5 : Carte du complexe HLA :

Régions du MHC I, II et III avec leur organisation respective. La distance est représentée en milliers de paires de bases. C4A et B correspondent aux gènes de la protéine C4 du complément. C2 et Bf correspondent respectivement aux gènes de la protéine C2 et du facteur B. Les gènes du TNF alpha et béta sont indiqués. Les gènes représentés en gris dont les noms sont en italique, sont des pseudogènes [10].

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b) Structure et assemblage des molécules du MHC I et II :

Les molécules de MHC I et II sont constituées de glycoprotéines trans-membranaires dont la structure générale et la fonction sont apparentées. Ce sont des hétérodimères comportant 4 domaines d'immunoglobulines (Ig). Les protéines du MHC I sont composées de 2 chaînes, une chaîne alpha qui est une chaîne lourde codée dans le locus génique du MHC , et une chaîne plus petite , la béta2-microglobuline qui n’est pas codée par le locus génique du MHC . Seule la chaîne alpha de classe I est insérée dans la membrane cytoplasmique. La molécule a 4 domaines, trois formés par la chaîne alpha et un par la chaîne restante.

Les molécules de classe II sont formées par un complexe non-covalent de 2 chaînes transmembranaires, alpha (33kD) et béta (29kD), qui toutes deux s’implantent dans la membrane cellulaire. La structure cristallisée de la molécule du MHC II montre qu’elle a une structure plissée très semblable à celle de la molécule du MHC I ( Fig 6 ). La molécule MHC comporte un sillon formé par 2 domaines d'Ig, permettant la liaison du peptide antigénique. En raison d’une forme différente du sillon, les molécules MHC II peuvent lier de plus longs peptides que font celles du MHC I [2].

Fig 6 : Structures des molécules du MHC I et II :

Molécules du MHC I et II représentées avec leurs sous-unités respectives. Le sillon de liaison peptidique est représenté.

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c) Présentation des Antigènes par le MHC I et II :

La formation du complexe peptides-molécules du MHC II se fait via la rencontre de 2 voies de signalisation intracellulaire décrites ci-dessous [16,17].

Alors que les virus et certaines bactéries se répliquent dans le cytosol et seront donc complexés au MHC I après dégradation de leurs protéines par des protéases cytosoliques, certaines classes de pathogènes se répliquant dans des vésicules intracellulaires des macrophages ( Mycobactérie , Leishmania ) seront présentées par le MHC II . En plus de cela, les APC phagocytent des pathogènes extra-cellulaires ou une partie d’eux qui vont également se retrouver dans ces mêmes vésicules intracellulaires. (Fig 7). Des protéases vésiculaires vont dégrader les protéines qui permettront ultérieurement la liaison peptide – MHC II. Les vésicules de la voie endosomale deviennent progressivement acides permettant une fonction optimale des protéases spécifiques de ces vésicules. A un certain point de leur parcours vers la surface, les molécules du MHC II nouvellement synthétisées passent par les endosomes acidifiés et captent les fragments des pathogènes , qu’elles vont transporter et présenter à la surface. Le parcours biosynthétique des molécules du MHC II commence par leur transfert dans le réticulum endoplasmique (RE). Ces molécules doivent par conséquent être protégées contre la liaison prématurée à des peptides transportés dans la lumière du RE et aussi éviter la liaison à des polypeptides en voie de synthèse de la cellule elle-même [2]. Ces protections sont fournies par une protéine codée par un gène accessoire du MHC II situé sur le chromosome 5 [18]. Cette protéine, la chaîne invariante (Ii), se lie aux molécules du MHC II nouvellement synthétisées. La deuxième fonction de Ii est d’orienter les molécules du MHC II qui lui sont attachées du réticulum endoplasmique à travers l’appareil de Golgi vers le compartiment endosomal approprié à PH acide. Ce n’est qu’après ce transport que Ii sera clivée via l’action de protéases acides [2]. Un peptide de la chaîne invariante, CLIP reste toutefois attaché au site de liaison des molécules du MHC II. La dissociation finale de CLIP ainsi que la liaison de peptides au MHC II sont catalysées par un dimère HLA-DM [19, 20, 21, 22, 23,24]. Cette réaction peut être inhibée par la liaison de HLA-DO à DM dans certaines cellules spécifiques comme les LB et les cellules épithéliales du thymus [25,26]. Les molécules de classe II qui n’ont pas fixé de peptide après leur séparation de Ii seront rapidement dégradées par le PH acide du compartiment endosomal. Par contre, celles liées à des peptides deviendront stables et se dirigeront vers la membrane cellulaire afin de présenter le peptide aux TCR des LTh (Fig 8) [2].

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Fig 7 : Les pathogènes et leurs produits peuvent se retrouver aussi bien dans le compartiment cytoplasmique que vésiculaire:

Panneau de gauche : Tous les virus et certaines bactéries se répliquent dans le compartiment cytosolique.

Panneau central : D'autres bactéries et certains parasites sont ingérés dans des endosomes par les macrophages par exemple, et peuvent proliférer dans ces vésicules elles-mêmes.

Panneau de droite : Des protéines venant de pathogènes extra-cellulaires peuvent entrer dans le système vésiculaire des cellules par liaison à des molécules de surface (comme les Ig de surface des LB), suivie d'endocytose ( figure adaptée de [10] ).

Contrairement aux LB qui reconnaissent l’Ag libre d’une manière spécifique à l’aide des molécules d’Ig de leur surface, les récepteurs des LT (TCR) ne lient pas directement l’Ag libre. Ils ne peuvent identifier l’Ag seulement lorsqu’il est "processé" (protéines découpées en peptides permettant leurs présentations à la surface cellulaire) en association avec les protéines du MHC exprimées à la surface d’autres cellules. De cette façon, les TCR doivent effectuer une double reconnaissance : Ag "processé" et protéine du MHC. Il existe 2 types majeurs de cellules T reconnaissant les peptides liés aux 2 classes de molécules du MHC. Selon le type de LT, il sera soit restreint aux protéines des classe I soit à celles de classe II : Les LTc reconnaissent les protéines de classe I via le TCR et la protéine CD8, les LTh reconnaissent les protéines de classe II via le TCR et la protéine de surface CD4+ (Fig 9). Cette particularité permet aux cellules T de distinguer le matériel venant du compartiment cytosolique du compartiment vésiculaire, permettant d’adapter une réponse immunitaire spécifique aux types de protéines présentées par le MHC. Cette distinction est possible parce que les peptides venant de ces différents compartiments intracellulaires sont adressés vers la surface par les 2 classes distinctes du MHC. Les LTc, une fois activées, tuent généralement toutes cellules qu’elles reconnaissent spécifiquement. La fonction principale des LT CD4+ est de se différencier eux-mêmes de LTh0 en LTh1 ou 2 afin de stimuler ensuite spécifiquement soit l’immunité cellulaire via les LTh1, soit le système humoral (LB) via les LTh2 (voir plus loin) [2].

Pathogène Pathogène Pathogène cytosolique intra-vésiculaire extracellulaire

ex: toxineExemple de cellule Dégradation dans

Peptides liés à

Présentés à

Macrophage

Effet sur la cellule APC

Toutes les cellules

Macrophage, LB, Cellule dendritique

Cytoplasme Vésicules acidifiées Vésicules acidifiées

MHC I MHC II MHC II

LT CD8 LT CD4 LT CD4

Activation des LB Activation pour tuer les micro-organismes intra-cellulaires en plasmocytes

Mort cellulaire

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Fig 8 : Les Ag présentés par les molécules du MHC I et II sont apprêtés dans des compartiments cellulaires différents:

La partie de gauche de la figure représente le cheminement des peptides dérivés des Ag et des pathogènes extra-cellulaires. Le matériel extra-cellulaire, ingéré par endocytose et phagocytose, est dirigé vers le système vésiculaire du macrophage. Les protéases dans ces vésicules dégradent les protéines en peptides qui sont ensuite fixés par les molécules du MHC II amenées du RE et de l'appareil de Golgi jusqu'aux vésicules. Le complexe peptide-molécules du MHC II est ensuite transporté jusqu'à la surface cellulaire par des vésicules. La partie de droite de la figure montre le cheminement des peptides produits dans le cytosol à la suite d'une infection par des virus ou des bactéries intra-cytosoliques par exemple. Les protéines de telles origines sont digérées en peptides dans le cytosol par les protéasomes. Les peptides pénètrent dans le RE où ils sont liés à des molécules du MHC I et ensuite transportés vers la surface cellulaire [10].

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Fig 9: Les molécules MHC I se lient aux LT CD8, tandis que celles du MHC II se lient aux LT CD4:

Le co-récepteur CD8 se lie aux molécules du MHC I, en restreignant ainsi la présentation des peptides aux LT CD8 (à gauche). Le co-récepteur CD4 se lie aux molécules du MHC II permettant la stimulation spécifique des LT CD4 [10].

d) Rôle détaillé dans la réponse immunitaire de type Th1 et Th2 : Les réponses immunes spécifiques d’un organisme contre la plupart des protéines dépendent des LT CD4+. Ces dernières cellules peuvent en fait générer 2 types de réponses immunitaires après reconnaissance de l’Ag complexé aux molécules du MHC II. Le premier type se fait via les LTh1 et le second via les Th2. Plusieurs facteurs vont déterminer le type de réponse immune. Parmi ces facteurs, citons le type d’APC, les cytokines impliquées pendant la stimulation initiale des LT CD4 +, l’affinité de la liaison entre Ag et molécules MHC II.

Dans la réponse type I, classiquement lors d’une infection virale, après contact entre une APC (macrophage ou DC) présentant les peptides des virus liés au MHC II et un LT CD4+, une production de cytokines spécifiques dont l’IFN-gamma va permettre d’activer les APC, LT CD4+ et les LT CD8+ (LT cytotoxiques). Ces derniers vont reconnaître les cellules infectées exprimant les peptides viraux liés aux MHC I. Il s’en suivra une lyse de ces cellules par les LTc activés.

Dans la réponse de type II, classiquement contre un pathogène extra-cellulaire, les LT CD4+ vont après contact avec une APC ayant phagocytée une partie ou la totalité d’un micro-organisme, stimuler les CD4+, les APC et les LB. L’IL 4,5 et 6 produites par les LTh2 vont stimuler les LB qui deviendront plasmocytes, cellules excrétrices d’Ig. (Fig 10) [27, 28,29].

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L'activation des LTh1 et Th2 :

La différenciation des LTh1 et LTh2 effecteurs détermine la nature de la réponse immunitaire adaptative ultérieure activée par le LT helper. Le devenir du LT helper immature (LTh0) en LTh1 ou 2 dépend essentiellement des cytokines présentes lorsque ce LT helper est activé par une APC mature dans un organe lymphoïde périphérique. Les types de cytokines produites dépendent de la nature du germe pathogène qui active la cellule APC immature au niveau du site d'infection. L'IL-12 produite par les APC matures va favoriser le développement des LTh1. Le développement des LTh2 est favorisé par de nombreuses cytokines (cytokines X) n'étant pas toutes connues. L'IL-4 pourrait être une des cytokines ayant cette dernière fonction. Le LTh1 effecteur produit dans l'organe lymphoïde périphérique migre vers le site d'infection et aide les macrophages à tuer les germes qu'il vient de phagocyter. Les LTh2 effecteurs restent dans l'organe lymphoïde pour activer des LB qui produiront des Ac dirigés contre le germe en question. Les Ac arment également les mastocytes et basophiles entre autre [116].

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e) Pathologies impliquant le MHC :

Il existe des maladies impliquant le MHC I et II dont certaines sont dues à un seul gène tel que l'hémochromatose idiopathique, le déficit en 21-hydroxylase ainsi que le déficit en complément C2 ou C4. Les différences entre les molécules du MHC ont un effet sur la résistance ou la susceptibilité aux maladies infectieuses via la capacité de réponse immunitaire. Citons selon le génotype du MHC un risque moindre de développer une forme sévère de malaria et une élimination plus rapide du virus de l'hépatite B (et dès lors un risque moindre d'hépatite chronique). Un rôle dans la réponse immunologique chez les patients atteints du VIH a également été décrit. La résistance ou susceptibilité aux maladies auto-immunes implique également certains allèles du MHC. Citons parmi ces dernières maladies associées au MHC II, le diabète insulino-dépendant (susceptibilité augmentée chez les personnes ayant DR3 et/ou DR4 mais également selon les allèles du MHC I), la sclérose en plaque, le syndrome de Goodpasture, la maladie de Graves, la myasthénie, le lupus érythémateux disséminé, l'arthrite rhumatoïde, le pemphigus vulgaire et la thyroïdite d'Hashimoto. D'autres maladies auto-immunes, moins nombreuses, présentent une association avec les allèles du MHC I dont la spondylarthrite ankylosante et l'uvéite antérieur aigue. Comme la capacité des LT à répondre à un Ag particulier dépend du génotype du MHC et que les maladies auto-immunes impliquent ce type de cellules, il est possible d'expliquer l'associatiion retrouvée entre maladie auto-immune et MHC. La prédisposition à une maladie auto-immune est déterminée par les variations dans la capacité des différents variants alléliques des molécules du MHC de présenter des peptides autoantigéniques aux LT autoréactifs. Cependant, le génotype du MHC n'est pas le seul facteur impliqué dans la prédisposition à ces maladies; des gènes autres que situés dans le MHC ainsi que des facteurs environnementaux excercent une influence importante sur le développement de ces maladies [2, 118, 199].

Le syndrome de déficience en molécules MHC II, connu aussi sous le nom de syndrome du lymphocyte nu (Bare lymphocyte syndrome, BLS) est une maladie immunodéficiente extrêmement rare, autosomale récessive caractérisée par l’absence d’expression du MHC II à la surface cellulaire. Le problème génétique concerne des gènes de régulation codant pour des facteurs essentiels dans l’activation de la transcription des promoteurs du MHC II. Le BLS est une maladie phénotypiquement homogène mais génétiquement hétérogène avec 4 groupes de patients (A, B, C et D) correspondant à 4 gènes distincts de régulation du MHC II. Un seul de ces 4 gènes mutés suffit à l’absence d’expression du MHC II. Le problème n’étant donc pas au niveau de la région génétique MHC II mais bien au niveau d’un de ces 4 gènes situés sur d’autres chromosomes (Fig 11). Les gènes codant pour les 4 facteurs de la régulation de la transcription identifiés par l’étude du BLS n’avaient jamais été précédemment identifiés dans d’autres systèmes physio-pathologiques. Les gènes impliqués (qui ont subi une mutation chez les malades) dans les groupes B, C et D codent les 3 sous-unités (RFXANK, RFX-5 et RFXAP) de RFX (regulatory factor X) qui est une protéine de liaison de l’ADN qui se lie à tous les promoteurs MHC II. Ces protéines étant exprimées dans tout l’organisme. Le gène dans le groupe A code pour CIITA (class II transactivator), un facteur de régulation ne se liant pas directement à l’ADN.

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Environ 80 patients issus de 60 familles ont été reportés comme ayant le BLS. Comme attendu pour une maladie autosomale récessive, les patients atteints du BLS sont issus de familles avec un haut taux de consanguinité. La majorité des familles sont d’origine du Nord de l’Afrique même si certaines proviennent également d’Espagne et de Turquie.

L’absence d’expression des molécules du MHC II entraîne une sévère déficience autant de l’immunité humorale que cellulaire, rendant les patients très vulnérables aux infections virales, bactériennes, fongiques et protozomiales. Typiquement, les patients présentent des infections récurrentes du système digestif (avec pour conséquence des diarrhées, une malabsorbtion et un retard de croissance) et du système pulmonaire. Des sepsis sont aussi retrouvés. Les germes les plus fréquemment retrouvés chez ces patients sont Pseudomonas, Salmonella et CMV. La symptomatologie commence dans la première année de vie et la plupart des patients décèdent avant l’âge de 10 ans [1]. Le seul traitement efficace connu est la greffe de moelle osseuse.

Fig 11: Le syndrome du lymphocyte nu (BLS) est une maladie des gènes de régulation du MHC II:

Les gènes mutés responsables de cette maladie peuvent être RFX-5, RFXAP, CIITA ou RFXANK. Il existe une dissociation dans ce syndrome entre les gènes mutés et les gènes qui sont incapables de s'exprimer et qui sont à l'origine du phénotype (MHC II) [1].

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B. Mécanisme de régulation de l’expression des molécules du MHC II :

1. Rappel général des mécanismes de la régulation de la transcription des gènes :

Cette thèse traite des mécanismes de régulation de l’expression des gènes du MHC II. Pour cette raison, nous décrivons brièvement dans un premier temps l’organisation de l’ADN ainsi que les principaux mécanismes de régulation de la transcription des gènes en général. Nous regarderons dans un deuxième temps les mécanismes spécifiques de la transcription des gènes du MHC II pour aboutir à l’étude des séquences fonctionnant potentiellement comme séquence régulatrice au niveau du MHC II.

Les facteurs régulateurs de la transcription ont difficilement accès à leurs séquences spécifiques d’ADN en raison de l’organisation de l’ADN en structure chromatinienne constituée de nucléosomes [30]. Environ 150 paires de bases d’ADN sont enroulées autour d’un octamère d’histones contenant 2 molécules de chaque histone H2A, H2B, H3 et H4 appelés histone de cœur. Ce niveau de condensation est stabilisé par la fixation d’un histone supplémentaire entre chaque nucléosome, l’histone H1. L’association des histones à l’ADN peut être modifiée par le processus d’acétylation des histones, entraînant un changement de la structure chromatinienne. L’acétylation des histones participe par ce mécanisme à l’activation de la transcription. La déacétylation provoque l’inverse. Le niveau d’acétylation d’un gène détermine ainsi son activité transcriptionnelle. De ce fait, des modifications de structure chromatinienne constituent un premier et fondamental niveau de régulation de la transcription. A noter que la méthylation et la phosphorylation des histones sont aussi des mécanismes de modification impliqués dans l’activité de la transcription [31,32].

L’expression spécifique des gènes résulte de plusieurs étapes de régulation. Nous allons nous concentrer sur la première étape de l’expression des gènes : la transcription, processus permettant la synthèse d’ARNm à partir d’ADN via l’ARN polymérase II.

La transcription se compose de plusieurs étapes :

- L’initiation comprend l’ensemble des mécanismes qui permettent l’identification du premier nucléotide de l’ADN qui sera copié en ARNm. Cette séquence d’ADN est appelée site d’initiation.

- L’élongation, processus permettant à l’ARN polymérase II d’assembler les nucléotides et par cela synthétiser l’ARNm.

- Finalement, la terminaison, permettant de séparer l’ARNm nouvellement synthétisé de la machinerie transcriptionnelle.

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Nous allons nous attarder uniquement sur les mécanismes de l’initiation de la transcription, étape extrêmement importante dans la régulation de l’expression génétique.

Le promoteur est composé de différentes séquences d’ADN situées généralement autour du site d’initiation. Il détermine le site d’assemblage de la machinerie transcriptionnelle. Il est composé d’une ou de plusieurs séquences d’ADN spécifiques dont la plus connue étant la boîte TATA située de 20 à 40 nucléotides en amont du site d’initiation.

Certaines séquences d’ADN sont capables de modifier le taux de transcription d’une séquence contiguë. Ces séquences régulatrices sont nommées élément cis-régulateur [6]. Les promoteurs, ayant en principe une localisation parfaitement définie par rapport au gène, peuvent être considérés comme des séquences cis.

Chaque gène est régulé par un ensemble de protéines régulatrices de la transcription. Ces protéines sont par leur fonction des facteurs trans, définis comme étant des facteurs diffusibles capables de moduler l’activité d’un ou de plusieurs gènes en interagissant avec une séquence d’ADN régulatrice spécifique (élément cis-régulateur ) [6].

La région de contrôle génique de la transcription est donc composée d’un promoteur et de séquences régulatrices d’ADN (enhancers si amplifient l’activité du promoteur et silencers si l’inverse). Comme les séquences d’ADN qui contrôlent l’expression des gènes sont souvent disséminées sur de longs segments d’ADN, il faudrait utiliser le terme de région de contrôle génique pour faire référence à toute la partie d’ADN impliquée dans la régulation de la transcription des gènes, comprenant ainsi le promoteur et toutes les séquences régulatrices sur lesquelles se fixent les protéines régulatrices pour contrôler la vitesse des processus d’assemblage au niveau du promoteur [116]. Dans les cellules eucaryotes, les protéines régulatrices peuvent se fixer à des sites d’ADN situés à des milliers de paires de nucléotides du promoteur du gène régulé [116].

L’ARN polymérase II nécessite des facteurs généraux de la transcription. Ces facteurs placent correctement l’ARN polymérase sur le promoteur et séparent les 2 brins d’ADN pour permettre le commencement de la transcription puis libèrent l’ARN polymérase du promoteur dans son mode d’élongation une fois la transcription débutée. Ces facteurs sont désignés par l’adjectif "généraux" parce qu’ils s’assemblent sur tous les promoteurs utilisés par l’ARN polymérase II. L’ADN des cellules eucaryotes est empaqueté dans des nucléosomes disposés dans une structure chromatinienne extrêmement organisée. Pour cela, des protéines régulatrices appelées activateurs de transcription (ou répresseurs de la transcription lorsqu’elles ont l’effet inverse) se lient sur des séquences d’ADN spécifiques et attirent l’ARN polymérase II ainsi que les facteurs généraux de la transcription vers le point de début de la transcription. Cette attraction aide l’ARN polymérase et les facteurs généraux de la transcription à vaincre les difficultés de fixation sur un ADN empaqueté dans la chromatine. Il est intéressant d’observer que les activateurs peuvent influencer la transcription des gènes lorsqu’ils sont placés en amont ou en aval des gènes en question.

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L’initiation de la transcription nécessite souvent le recrutement local d’enzymes de modification de la chromatine, dont les complexes de remodelage de la chromatine et les histones acétylases (ou histones acétyl transférase (HAT)). Ces types d’enzymes qui peuvent aussi être recrutées par les activateurs de la transcription, permettent aux protéines un meilleur accès à l’ADN situé dans la chromatine et par cela, facilitent l’assemblage de la machinerie d’initiation de la transcription sur l’ADN et la liaison d’autres activateurs de la transcription à leurs sites spécifiques.

La plupart des protéines activatrices ont une forme modulaire avec 2 domaines distincts : L’un contient les conformations structurales reconnaissant une séquence régulatrice d’ADN spécifique. Le deuxième domaine dans le cas le plus simple, appelé parfois domaine d’activation, accélère la vitesse d’initiation de la transcription.

La plupart des protéines régulatrices de la transcription font partie de complexes composés de plusieurs polypeptides, ayant chacun une fonction spécifique. Souvent, ce complexe ne s’assemble qu’en présence de la séquence d’ADN appropriée. En effet, les interactions protéine-protéine trop faibles pour provoquer l’assemblage des protéines en solution peuvent provoquer l’assemblage des protéines sur l’ADN, de cette manière la séquence d’ADN agit comme un site permettant l’assemblage du complexe de protéines.

Les protéines régulatrices qui ne se fixent pas directement sur l’ADN mais s’assemblent sur les protéines régulatrices reliées à l’ADN sont souvent dénommées co-activateurs ou co-répresseurs selon leur fonction.

La notion de LCR (région de contrôle du locus) fait allusion à une séquence régulatrice d’ADN qui régule l’accessibilité et l’expression de gènes ou de batteries de gènes distants. Cette région se trouvant habituellement loin des sites de transcription des gènes en question (plusieurs dizaines de milliers de paires de bases). Le mode de fonctionnement n’est pas compris dans les moindres détails, cependant divers modèles d’action sont proposés : Le plus simple serait que les protéines activatrices liées au LCR interagiraient, en formant une boucle d’ADN avec les protéines liés aux régions de contrôle des gènes qu’elles régulent. L’ADN agirait donc comme une espèce de longe. Les protéines régulatrices fixées au LCR pourraient également attirer les complexes de remodelage de la chromatine et les enzymes de modification des histones qui pourraient ainsi modifier la structure de la chromatine au niveau du locus avant que la transcription ne commence. Un autre modèle propose un mécanisme selon lequel les protéines fixées sur le LCR attirent d’autres protéines qui s’assemblent avec elles et se disséminent ainsi le long de l’ADN vers le gène qu’elles contrôlent.

On retrouve parfois proche d’un LCR un élément isolateur, séquence d’ADN qui fixe des protéines spécialisées permettant d’empêcher une région régulatrice d’un gène d’influencer de façon inappropriée la transcription d’un gène se trouvant dans la direction opposée [116].

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2. Expression du MHC II :

Les molécules MHC II sont exprimées de manière constitutive à la surface des cellules dendritiques, des LB, des macrophages/monocytes et des LT activés chez l’homme. Elles se trouvent également au niveau de la surface des cellules épithéliales du thymus. La plupart des autres cellules du corps n’expriment pas de manière constitutive les molécules du MHC II mais cette expression peut être induite par différents stimuli dont l’INF-gamma [33, 34, 35, 36, 37, 38, 39].

Les cellules dendritiques présentes au niveau des épithélia (peau et muqueuse digestive par exemple) sont dits immatures en raison de leur faible expression du MHC II à leur surface cellulaire. Après ingestion d’Ag par phagocytose ou macropinocytose lors d’une infection par exemple, ces cellules vont migrer vers les organes lymphoïdes tels que les ganglions lymphatiques et la rate dans le but de présenter les Ag liés aux molécules du MHC II (qui est dès lors fortement exprimé au niveau de leur surface cellulaire) aux LT naïfs.

Les LB expriment de façon constitutive un niveau élevé de molécules du MHC II. Ceci est à nuancer puisque les LB immatures et les plasmocytes (LB totalement différencié pouvant produire et excréter les Ac) n’expriment pas les molécules du MHC II à leur surface, phénomène régulé directement par la répression de CIITA par des répresseurs (comme le répresseur plasmocytaire) [40, 41, 42, 43, 44, 45, 46, 47, 48].

Les cellules épithéliales du cortex du thymus présentent aux thymocytes des peptides liés aux MHC II. Cette présentation permet la sélection positive des LT CD4+ qui portent un récepteur capable de reconnaître les molécules du MHC II, permettant ainsi le déclenchement d’une réponse immune lors d’un prochain contact si la molécule du MHC II lie un peptide. Les macrophages et les cellules dendritiques dans le thymus sont impliqués dans la présentation aux thymocytes de peptides du soi associés au MHC II. Ceci permet la sélection négative des LT CD4+. Ces derniers portant un TCR capable de reconnaître des antigènes du soi seront éliminés car de tels LT CD4+ sont susceptibles de déclancher une réaction auto-immune. En finalité, les LT CD4+ qui ont fini le processus de sélection positive et négative sont capables de reconnaître les molécules du MHC II de l’organisme liant des peptides n’étant pas dérivés de protéines du soi. [44, 45, 46, 47, 48].

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3. Séquences agissant en cis dans la régulation de la transcription du MCH II: Promoteur proximal et Région de contrôle du locus du MHC II

L’expression constitutive et inductible des gènes du MHC II sont contrôlées principalement au niveau de l’initiation de la transcription par une région régulatrice de 59 à 68 paires de bases hautement conservée située à l’intérieur des 300 premières bases de nucléotides en amont du site d’initiation de la transcription. Cette région régulatrice proximale du promoteur consiste en 4 éléments agissant en cis, appelés module S-Y ou boîte S (aussi dénommé W ou Z), X1, X2 et Y. La séquence, l’orientation, l’ordre et l’espacement de ces 4 boîtes sont conservés dans tous les gènes du MHC II ainsi qu’entre les différentes espèces étudiées. Elles fonctionnent ensemble comme une unité enhancer (module régulateur) du MHC II. Un arrangement similaire est également noté au niveau des gènes de Ii, HLA-DM et HLA-DO. [1, 49, 50, 51] On les retrouve à un degré moins bien conservé dans les gènes codant pour les MHC I et la microglobuline béta-2. [52,53]. La fonction des ces 4 éléments cis est de recruter des facteurs activateurs trans (RFX, NF-Y, X2BP et une ou plusieurs protéine(s) inconnue(s) se liant à la boîte S) qui contrôlent l’activité des promoteurs des gènes du MHC II.

En plus des séquences communes décrites ci-dessus, d’autres éléments régulateurs sont présents dans seulement certains gènes comme au niveau de DRA, Ii et DM. DRA est donc également régulé par une séquence indispensable à la transcription ressemblant à une boîte TATA située en amont du site de transcription entre les nucléotides -28 et -24. Une autre séquence importante pour DRA située entre les nucléotides -52 et -45 lie les facteurs de transcription Oct-1 et 2, conférant une expression optimale et spécifique dans les LB.

Dans certains enhancers, la distance entre le site d'initiation et les boîtes S, X1, X2 et Y peut également être plus grande que celle observée au niveau de la plupart des modules S-Y. Dans le promoteur de la chaîne invariante Ii, HLA-DMA et DMB, les boîtes sont plus éloignées du site d’initiation de la transcription que dans les autres gènes. Elles se situent entre les nucléotides -199 et -263 pour Ii par exemple [54, 55, 56, 57, 58, 59, 60].

L'importance des modules S-Y des enhancers proximaux pour l'expression des molécules du MHC II a été clairement établie en utilisant diverses approches expérimentales dont le reporter gene assay (expérimentation de la transcription in vitro) et des souris trangéniques [49, 51, 61]. Des modules S-Y sont aussi observés au niveau des gènes du MHC I même si leur séquence est légèrement différente. Ces modules peuvent également être reconnus par l'enhanceome et CIITA [62, 63, 64, 65].

Même si ne ressemblant pas à un module S-Y, un élément enhancer est retrouvé à l'intérieur d'un intron de HLA-DRA, HLA-DQA et DQB ainsi que dans la chaîne invariante Ii.

Les séquences en amont des gènes du MHC I contiennent en plus de ces modules d'autres éléments régulateurs cis qui peuvent activer à eux seuls la transcription en l'absence de RFX et CIITA. Cela laisse à supposer que la contribution des modules S-Y au niveau du MHC I est plus faible qu'au niveau du MHC II. [66, 67, 68]

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4. Séquences agissant en trans dans la régulation de la transcription du MHC II :

a) Le complexe RFX :

RFX, complexe multimérique exprimé de façon ubiquitaire, est composé de RFXANK, RFX-5 et RFXAP. Ces trois sous-unités, ne partageant aucune homologie, sont toutes nécessaires pour l’assemblage de RFX. Elles peuvent toutes trois se lier à l’ADN à l’intérieur de la séquence de la boîte X1. Un des rôles majeurs de RFX est d’offrir une plateforme de liaison stable à d’autres facteurs de régulation des promoteurs de MHC II se liant ou non à l’ADN. La liaison de RFX à la boîte X1 est stabilisée par l’interaction synergique avec les facteurs X2BP et NF-Y. Le complexe nucléoprotéique ainsi formé entre RFX, NF-Y et X2BP liés à l’ADN est appelé "enhanceome" et recrute CIITA ayant pour effet d’activer la transcription des gènes du MHC II [1, 69]. Lorsqu’une des sous-unités de RFX est mutée comme dans les cellules de groupe de complémentation B à D du BLS, il n’y aura pas d’occupation par RFX au niveau de la boîte X1 ni d’occupation par les facteurs de régulation X2BP et NF-Y au niveau des boîtes X2 et Y. CIITA ne pourra donc pas se positionner sur cette région et permettre l’expression des molécules du MHC II. Ceci montre l’importance de l’effet coopératif entre RFX et les facteurs NF-Y et X2BP (Fig 12 et 13) [1]

RFX-5 est la plus grande sous-unité (75 kDa) du complexe RFX, son gène se situe sur le chromosome 1. Cette protéine appartient à la famille RFX qui regroupe des protéines partageant un motif commun appelé domaine RFX liant l’ADN . La région N-terminale de la protéine RFX-5 est impliquée dans l’interaction avec RFXANK et RFXAP, tandis que sa partie C-terminale interagit avec CIITA et NF-Y [70,71]. RFX-5 contacte la moitié 5’ de la boîte X1, suggérant que le complexe RFX ne contient qu’une seule molécule de RFX-5. [5, 72, 73].

RFXANK, codé au niveau du chromosome 19, est nommé ainsi car il contient un domaine d’interaction entre protéines composé de 4 répétés Ankyrine qui sont impliqués dans l’interaction avec CIITA, RFX-5 et RFXAP. RFXANK contacte la moitié 3’ de X1 [73, 114,115], [1].

RFXAP ( "RFX Associated Protein" ) se nomme ainsi en raison de son association directe à RFX-5. Cette protéine contacte également la boîte X1 [74, 73]. Son gène se trouve sur le chromosome 13 [1].

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Fig 12 : Activation de la transcription des gènes du MHC II dans les LB normaux et dans des cellules de patients atteints du BLS. A. Promoteur typique du MHC II contenant les séquences conservées S, X1, X2 et Y. RFXANK, RFX-5 et RFXAP s’assemblent dans le complexe trimérique RFX qui se lie à la boîte X1 de manière coopérative avec les protéines X2BP et NF-Y liant respectivement X2 et Y. L’ "enhanceome"ainsi formé recrute CIITA permettant d’activer la transcription. CIITA active la transcription via son domaine N-terminal (AD). B. Dans les cellules déficientes en CIITA (groupe A), aucune transcription n’est observée malgré la liaison correcte du complexe RFX, X2BP et NF-Y. C. Dans les cellules déficientes en RFX-5 (groupe C), RFXANK (groupe B) et RFXAP (groupe D), le complexe RFX, NF-Y et X2BP ne se lie pas au promoteur, empêchant ainsi la liaison de CIITA à l’"enhanceome" et la transcription des gènes du MHC II.

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Fig 13 : Mode d’action de RFX et de CIITA.

(a) RFX participe dans les interactions de liaison coopératives requises pour l’occupation du promoteur in vivo (en haut). Lié individuellement, RFX, X2BP et NF-Y n’ont qu’une faible affinité (flèches minces) pour leurs séquences d’ADN spécifiques (au milieu). Leur affinité de liaison est nettement augmentée (flèches larges) quand les 3 sous-unités se lient de façon coopérative au niveau du même promoteur du MHC II (en bas). Dans les cellules déficientes en RFX, la liaison coopérative est donc perdue, la faible affinité de liaison de X2BP et NF-Y est insuffisante pour une occupation stable de ces protéines sur leur site d’ADN spécifique.

(b) CIITA est une protéine transcriptionnelle ne liant pas l’ADN (co-activateur), qui joue un rôle via l’interaction protéine-protéine. Le fonctionnement de CIITA requière une interaction avec la protéine encore mal définie de la boîte S, le complexe RFX (RFXANK et RFX-5 seulement), CREB et les sous-unités B et C de NF-Y. Une fois ces interactions établies, CIITA active la transcription en recrutant (flèches) d’autres facteurs via son domaine N-terminal (AD). Les facteurs potentiels de recrutement sont TFIIB et H, TAFII32 et 70, pTEFb et CBP. Les effets respectifs de ces facteurs au niveau de la transcription (initiation, élongation et remodelage de la chromatine) sont indiqués [1].

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b) Le complexe X2BP :

Ce complexe contient le facteur CREB [1]. X2BP est constitué de 2 sous-unités qui se lient à la boîte X2 et de manière coopérative au complexe RFX ( RFXAP et ANK ) au moins sur les promoteurs DRA et DRB1 [75, 76, 77, 78]. Il coopère également avec CIITA pour activer la transcription des gènes du MHC II.

c) Le complexe NF-Y :

Est un complexe ubiquitaire composé de 3 sous-unités fortement conservées (NF-YA, B et C). NF-Y se lie à la séquence CCAAT qui compose entre autre la boîte Y. L’absence de X2BP n’affecte en rien la liaison de NF-Y sur la séquence de la boîte Y, contrairement à ce qui se passe lorsque RFX fait défaut [79, 80, 81, 82, 83, 84, 85].

d) Le co-activateur CIITA :

CIITA, co-activateur codé par un gène sur le chromosome humain 16, est un des facteurs majeurs déterminant la quantité et la spécificité de l’expression des molécules du MHC II. [1] Sa présence, uniquement dans les cellules exprimant les molécules du MHC II, est indispensable à toute expression constitutive ou inductible du MHC II [86, 87, 88, 89]. CIITA se sert de l’ "enhanceome" comme d’une plateforme jouant le rôle de site de recrutement. Des interactions de CIITA avec chacun des complexes RFX (RFX-5 et ANK), X2BP, NF-Y et la protéine de la boîte S sont nécessaires au recrutement de CIITA sur l’ "enhanceome" .CIITA interagit ensuite avec des co-activateurs impliqués entre autre dans le remodelage de la chromatine permettant ainsi un accès plus facile au promoteur des facteurs généraux de la transcription. CIITA peut aussi agir directement sur ces derniers facteurs cités. Finalement, il interagit aussi avec des facteurs d’élongation de la transcription [5, 86, 87, 88 ,89]. Des expériences d’immunoprécipitation de la chromatine avec utilisation d’Ac anti-histones H3 et H4 acétylés ont permis de mettre en évidence une acétylation à proximité des séquences régulatrices du MHC II [90]. Il semblerait que CIITA mais aussi RFX, X2BP et NF-Y soient impliqués dans le recrutement de facteurs de l’acétylation des histones (histones acétyl transférase ) [90, 91, 82, 92,93]. La régulation de l’expression des gènes MHC II se fait principalement par le contrôle de la transcription. Son expression est contrôlée par 4 promoteurs différents. Les promoteurs pI, PIII et PIV sont conservés entre l’homme et la souris, le promoteur II n’existant uniquement chez l’homme. Les différents types de CIITA produits sont exprimés dans différents types cellulaires. Le promoteur I est actif dans les DC, les macrophages et les cellules microgliales. Le rôle du promoteur II, absent chez la souris, n’est pas bien connu. Le promoteur III permet l’expression de CIITA dans les LB. Le 4ème promoteur sert à l’expression de cette protéine après induction, notamment par l’IFN-gamma [94, 95].

Les cellules RJ2.2.5 sont des cellules possédant des larges délétions génomiques au niveau des 2 allèles dans le gène CIITA. Elles n’expriment donc pas CIITA et n’ont donc pas de molécules MHC II à la surface cellulaire [1, 96, 97]

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5. Différence d’expression entre les différents isotypes du MHC II :

Les différents gènes du MHC II sont exprimés généralement de manière coordonnée dans de multiples situations [98]. Pourtant, des différences d’expression entre les 3 isotypes ont été décrites. Ces variations au niveau de l’expression des isotypes peuvent être en partie expliquées par les différences existant entre les promoteurs. Ces différences s’expliqueraient d’une part par les variations des séquences, de l’espacement et de la position des boîtes S, X1, X2 et Y entre les différents promoteurs des isotypes du MHC II. En effet, les différences de quelques nucléotides objectivées entre les séquences des boîtes des promoteurs pourraient expliquer des différences d’affinité des facteurs pour leur boîte respective, influençant les étapes suivantes pour l’activation de la transcription. Des expériences de compétition ont permis d’obtenir un gradient d’affinité de RFX pour sa boîte X1 avec pour résultat DRA>DRB1>DRB3. L’affinité de NF-Y et de X2BP pour leur boîte respective varie également d’un promoteur à l’autre. Enfin, la séquence de la boîte S est très variable entre les promoteurs, étant possiblement aussi à l’origine des différences d’expression observées.

Une autre explication permettant de comprendre les variations d’expression des gènes du MHC II serait dans les différences de position ainsi que d’orientation des gènes au sein du locus du MHC II. DRA, DQA et DPB sont orientés vers le centromère alors que DRB1et3, DQB et DPA ont l’orientation inverse. DP est le plus proche du centromère alors que les 2 autres isotypes en sont plus éloignés. Les environnements génétiques dans le locus du MHC II sont donc différents ce qui pourrait influencer leur expression. Une différence de niveau de compaction de la chromatine ainsi qu’un contrôle inhomogène des isotypes par des séquences amplificatrices situées à des endroits précis du MHC II font également partie des hypothèses pouvant expliquer les différences d’expression entre isotypes [47, 78, 99, 79, 100, 101, 102, 103, 44, 104].

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6. LCR :

Il semble que la région du MHC II présente également un contrôle par d’autres éléments régulateurs cités jusqu’à présent. Il existe un LCR chez la souris au niveau de la région du gène H-2Ealpha (correspondant à HLA-DRA chez l’homme).

Des expériences ont montré la nécessité de cette région pour obtenir l’expression des transgènes H-2Ealpha. Il existe un homologue de ce LCR chez l’homme dont la composition et la fonction exactes ne sont pas connues.

On sait que le LCR de la souris et de l’homme contiennent une copie inversée de la séquence enhancer type S,X1,X2 ,Y localisée à environ -1,3 kb en amont du gène H2-Ealpha et -2,3 kb en amont du gène DRA respectivement ( Fig 14 ). Ces LCR peuvent recruter l’enhanceome et CIITA comme dans les enhancers des promoteurs des molécules du MHC II. Ils peuvent induire la transcription extragénique et provoquer des changements de conformation chromatinienne. Un tel contrôle à longue distance a déjà bien été étudié au niveau de plusieurs systèmes de contrôle de la régulation transcriptionnelle, dont le plus connu se situant dans le locus génique de la béta-globine.

En plus de cela, un module S-Y a été découvert au niveau du premier intron du gène Ii. Ces découvertes peuvent nous laisser penser que les gènes du MHC II seraient régulés de manière plus globale, et seraient soumis à une régulation par des séquences ayant un rôle d’enhancers ou de LCR autour ou dans la région du MHC II [105, 106, 107, 108, 109, 110]. Cette thèse traite de l’analyse de séquences d’ADN architecturalement proches des enhancers, à l’intérieur de la région MHC II, qui pourraient avoir une fonction de régulateur à grande distance ( enhancers/LCR ) de un ou plusieurs gènes des molécules du MHC II [7].

Fig 14 : Enhancers proximaux et distaux H2-E alpha chez la souris et HLA-DRA chez l'homme:

Les enhancers distaux ont leurs boîtes inversées par rapport aux enhancers proximaux au niveau de H2-E alpha et HLA-DRA [18].

Un enhancer distal est présent en amont de HLA-DRA module S-Y de module S-Y de

l'enhancer distal l'enhancer proximal

transcription extra-génique locus control region ( LCR )

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7. Régulation de l’expression des molécules du MHC II par de multiples enhancers distaux potentiellement régulés par RFX et CIITA :

La région MHC II contient un LCR en amont du gène HLA-DRA, composé d’une séquence type enhancer inversée ( boîtes S,X1,X2 et Y ) par rapport à la direction du promoteur de DRA. Dans le but de voir s’il existait d’autres structures semblables au LCR de HLA-DRA ou des autres enhancers proximaux, un modèle informatique fut conçu pour identifier des potentiels enhancers distaux, séquences ayant de fortes ressemblances architecturales avec les modules S-Y des enhancers des gènes des molécules du MHC II. Nous utiliserons dans cette thèse le terme de enhancers proximaux pour décrire les enhancers (déjà connus et présents au niveau de tous les gènes des molécules du MHC II) situés dans les 300 premiers nucléotides en amont du site d’initiation de la transcription, et le terme de enhancers distaux pour décrire ceux situés encore plus en amont. Ces derniers pourraient éventuellement jouer un rôle proche des LCR.

Ce modèle informatique a été établi avec un profil de recherche basé sur les séquences S-Y trouvées dans tous les enhancers proximaux des gènes MHC II, inclus les variantes polymorphes. La fréquence de chaque nucléotide à chaque position dans le module S-Y a été introduite dans le profil permettant, avec la fréquence des espacements entre chaque boîte, d’identifier un grand nombre de séquences ressemblant au modèle des modules S-Y (Fig 15). Chacune d’elle possède un score proportionnel à la ressemblance architecturale au modèle [18].

Cette recherche a permis l’identification de nouveaux modules S-Y, pouvant donc fonctionner comme potentiels enhancers distaux de gènes de molécules du MHC II. L’analyse par ce programme permet d’identifier sans grande surprise les enhancers proximaux des gènes classiques et non-classiques du MHC II ainsi que l'enhancer proximal et l'enhancer intronique de Ii sur le chromosome 5. Tous ces enhancers ont un score très élevé entre 12000 et 17300 (excepté HLA-DQA enhancer prox qui a 7600). Les séquences avec un score significatif (arbitrairement choisit à > 10000) ont été notées sur la fig 15b. Un "background" entre 10000 et 13000 fut observé sur tout le génome a une fréquence de une séquence par million de paires de base. Même après exclusions des enhancers proximaux des gènes et pseudogènes connus du MHC II, la densité des séquences nouvellement trouvées dans le MHC II est dix fois supérieure à celle trouvée ailleurs dans le génome. Ces séquences se situent principalement dans les régions de HLA-DQ et DP. Même si l’on note une ressemblance dans les enhancers proximaux du MHC I, certaines différences architecturales n’ont pas permis d’obtenir de bons scores avec le profil utilisé [18].

33

A

B

C

Tous les modules S-Y ( inclus les promoteurs des gènes et pseudogènes du MHC II )

nouveaux modules S-Y

Fig A : nucUnenucB : sontC : enh

Densité des modules S-Y (nombre par million de paires de base)

15 : Identification des nAlignement des modulesléotides identiques sont l séquence type est notéléotide à un endroit donnRésultats de l’analyse in représentés en fonction Densité des modules S-ancers proximaux des gèn

génome entier

ouveaux modules S-Y S-Y des enhancers proximaux des molécules du MHC II et des gènes accessoires. Les es lettres blanches sur fond noir, les régions identiques à plus de 50% sont encadrées. e en dessous ; la grandeur des lettres étant proportionnelle à la fréquence de chaque é. formatique de tout le génome avec la mise en évidence du MHC II. Les modules S-Y de leur score et leur endroit géographique dans le génome. Y dans le génome entier et dans la région du MHC II. Au niveau du MHC II, les es et pseudogènes ont été inclus (all) ou exclu (new) ( adapté de [18] ).

34

V. Résultats : Analyse du contrôle de l’expression du MHC classe II par des enhancers distaux régulés par RFX / CIITA :

A. Objectifs :

Le but de cette thèse est de vérifier si ces nouveaux modules S-Y (enhancers distaux potentiels) sont fonctionnels. Des expériences d’immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) ont donc été réalisées pour analyser la capacité de liaison de "l’enhanceome" à ce nouveau module et la capacité à recruter CIITA. La deuxième partie de cette thèse consistant en des analyses de gène reporteur (reporter gene assay) afin de confirmer le fonctionnement transcriptionnel semblable de ces nouveaux motifs aux enhancers proximaux des molécules du MHC II.

B. Matériels et méthodes :

1. Recherche de nouvelles séquences comportant le module S-Y :

Figure 16 :

La séquence ci-dessous permet de mieux comprendre le procédé utilisé. Les 4 groupes de nucléotides correspondent de gauche à droite aux boîtes S-X1-X2-Y. La grandeur de la lettre (nucléotide) est proportionnelle à la fréquence du nucléotide à cet endroit.

--------------- ------------------------- -------------------- ------------ S X1 X2 Y

35

La séquence est éliminée dès qu'une étape n'est pas remplie :

1) boîte Y :

ATTTG ou

ATTGG ou

ATTCG

N.B.: Même si le consensus principal est ATTGG, nous sélectionnons aussi les 2 autres variantes ci-dessus pour ne pas éliminer d'emblée des séquences potentielles qui ont des variantes rares mais possible dans de rares cas.

2) boîte Y :

CXGTGATTGG

TXCTGATTGG

La boîte Y de la séquence annalysée doit présenter aux moins 50% des nucléotides en gras d'une des 2 séquences ci-dessus.

N.B.: "X" signifie la présence d'un nucléotide pouvant être C,G,A ou T.

3) boîte X2 :

Le nucléotide A de la séquence de X2 ATGA doit se trouver entre 23 et 27 bases en amont du A de la séquence ATTGG de Y.

4) boîte X1 :

Le nucléotide G de la séquence de X1 GT (ou A ou C) A (ou G) AC doit se trouver entre 30 et 34 bases en amont du A de la séquence ATTGG de Y

5) boîte X2 :

GATGA ou avec une ou plusieurs modifications des lettres en gras avec

A GA remplacement par les lettres citées en dessous.

36

6) boîte X1 :

XGA( ou C ou T )A( ou G )AC

N.B.: "X " signifiant ici que tous les nucléotides étant possibles à cet endroit.

7) boîte S :

Le nucléotide G de la séquence de S GXXACCT (ou C )T doit se trouver entre 54 à 74 bases en amont du A de la séquence ATTGG de Y.

N.B.: X pouvant être A, G ou C.

Même si le nucléotide G de la séquence de la boîte S GXXACCT (ou C ) T se trouve le plus fréquemment entre 57 et 62 bases en amont du A de la séquence ATTGG de la boìte Y, il existe dans des cas moins fréquents, des variations plus importantes allant de 54 à 74 bases en amont du A de la séquence ATTGG de Y.

8) boîte S :

GXXXXT (ou C)T

N.B.: "X" pouvant être C, G, A ou T

9) La séquence est ensuite validée

2. Lignées cellulaires :

Raj fait partie d'une lignée cellulaire humaine sauvage de LB.

RJ2.2.5 est une cellule mutante déficiente en CIITA dérivée de la lignée humaine type sauvage des cellules Raj. Les cellules Bls-1 sont déficientes en RFXANK. Elles sont dérivées de la lignée de LB d’un patient atteint de BLS avec une mutation complète dans le gène RFXANK. Les cellules ont été cultivées dans un milieu RPMI 1640 et Glutamate avec addition de 10% de FCS et antibiotique [1,111, 112].

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3. "ChIP " : Chromatine immunoprecipation assays :

Fonctionnement général :

L’immuno-précipitation de la chromatine est une méthode permettant de déterminer les sites d’ADN occupés par une protéine régulatrice spécifique.

Des protéines sont liées à l’ADN par liaison croisée covalente dans les cellules vivantes (fixation par formaldéhyde) puis les cellules sont lysées et l’ADN est mécaniquement rompu (sonication) en de petits fragments. Ensuite, des anticorps dirigés contre une protéine régulatrice donnée sont employés pour purifier l’ADN relié par liaison croisée covalente à cette protéine régulatrice en raison de la proximité entre cette protéine et l’ADN au moment de la formation de la liaison croisée. De cette manière, les sites d’ADN occupés par cette protéine régulatrice dans les cellules utilisées peuvent être identifiés ensuite par PCR quantitative (quantification de l’ADN amplifiée). Des primers spécifiques des régions à étudier sont utilisés pour amplifier ces régions. L’amplification se produit lorsque le facteur reconnu par l’anticorps utilisé était lié à la région amplifiée lors de la fixation. Cette technique permet de détecter une liaison protéine-ADN et également de comparer l’affinité d’un même facteur pour différents sites de liaisons [116, 113].

Protocole :

Fixation des cellules :

40x106 cellules ont été fixées dans une solution de PBS froide 1X contenant 11% de formaldéhyde, 0,1 M de NaCl et 50 mM d’Hepes (Ph 7,9) pendant 10 minutes à température ambiante avec agitation de la solution. L’adjonction de 0,18 M de glycine permet ensuite de stopper la réaction de fixation. Les cellules ont ensuite été centrifugées à 2500 rpm pendant 5 minutes à température ambiante. Après lavement dans du PBS froid 1X, recentrifugation avec les mêmes rpm.

Isolation de la chromatine :

Resuspention du culot cellulaire en vortexant dans 40 ml de tampon TE froid contenant 10 mM de Tris-HCl ( Ph 8 ), 1 mM d’EDTA ( Ph 8 ), 1 mM de PMSF, 5 mM de benzamidine, 1 ug/ml de leupeptine, 1 ug/ml d’aprotinine et 0,5% de NP40 . Les cellules ont été transférées dans un tube de 50 ml. Les noyaux et débris cellulaires ont été centrifugés à 2500 rpm pendant 5 minutes et resuspendus dans 40 ml de tampon TE froid contenant 10 mM de Tris-HCL (Ph 8), 1 mM d’EDTA ( Ph 8 ), 1 mM de PMSF, 5 mM de benzamidine, 1 ug/ml de leupeptine, 1 ug/ml d’aprotinine et 1% de Triton X-100, 0,5% de Na-Doc et 0,5 M de NaCl. Incubation pendant 5 minutes en vortexant vigoureusement plusieurs fois à température ambiante. Les cellules ont été centrifugées à 2500 rpm pendant 5 minutes et resuspendues dans 10ml de PBS. Nouvelle centrifugation puis transfert dans un tube de 15 ml. Le culot a été conservé à -70C.

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Sonication de la chromatine :

Le culot de cellules a été resuspendu dans 1,5 ml de solution TEN contenant 10 mM de Tris ( Ph 8 ), 1mM d'EDTA et 0,1 M de NaCl. La chromatine a été fragmentée par sonication sur glace (30 cycles de sonications de 30 secondes/cycle, refroidissement de la solution pendant quelques secondes entre chaque cycle). Le surnageant contenant la chromatine fragmentée a été transféré dans un tube eppendorf et centrifugé à vitesse maximale pendant 15 min. Le surnageant (contenant la chromatine) a été congelé dans l’azote liquide et conservé à -70C après adjonction de NaDOC 0,1%.

La taille des fragments de chromatine a été mesurée sur gel d’agarose 1 % après préparation de l’ADN à partir d’un aliquot de 40 ul de chromatine où l'on a supprimé la liaison croisée des protéines à l'ADN. La quantité de chromatine a été quantifiée après coloration au bromure d’éthydium (mis à la fin de la migration des fragments sur le gel) et comparaison de l’intensité après une exposition sous les UV à une courbe standard. La taille des fragments se situait entre 300 et 600 paires de base.

Immuno-précipitation de la chromatine :

La chromatine provenant de cellules humaines (Raj, RJ2, 2,5 et Bls 1) et de souris (LB dénommés cellules A20) a été immuno-précipitée avec des Ac polyclonaux anti-RFX-5 et anti-CIITA ainsi qu'avec du sérum pré-immun Pi (contrôle négatif), donc au total 3 x 4 réactions auront été effectuées dans des conditions de tampon douces (tampon IPB contenant 0,1% Na-DOC et 1% Triton X-100, comparé aux conditions ultra douces, 10 fois moins concentrées en Na-DOC et Triton X-100) [18]. A noter la particularité d'avoir utilisé des Ac différents pour le ChIP souris qui sont des Ac anti-RFX-5 et anti-CIITA supposés reconnaître les protéines RFX-5 et CIITA de la souris et non de l'homme. Ils proviennent respectivement de Rockland et Santa-Cruz industry.

Des gants et des pipettes avec filtres ont été systématiquement utilisés pendant toute la procédure.

Préparer le tampon de dilution/incubation : tampon IPB (0,02 M Hepes, 0,2 M NaCl, 2 mM EDTA, 0,1% Na-DOC et 1% Triton X-100), 1/25 de volume du cocktail d'inhibiteurs de protéases Complete TM (Roche), ADN de sperme de hareng 200 ug/ml de concentration finale et BSA 1mg/ml de concentration finale.

Les billes de sépharoses couplées à la protéine A sont préalablement lavées deux fois dans le tampon de dilution/incubation (mais ne contenant pas pour cette étape l'ADN de sperme de hareng ni la BSA qui sont habituellement inclus dans ce tampon) et une fois dans le tampon de dilution/incubation standard.

La chromatine préalablement soniquée est décongelée (10 ug/réaction, équivalant à 1,2XE7 cellules) et resuspendue pour chaque réaction dans le tampon de dilution/incubation pour l'obtention de 300 ul de solution/réaction. Le reste de chromatine est directement recongelée dans les mêmes conditions qu'au préalable.

Après avoir enlevé le tampon de dilution/incubation des billes de sépharose, resuspention dans la solution contenant la chromatine. Incubation en rotation douce pendant une ½ heure à température ambiante.

39

La solution est ensuite centrifugée pendant 1 minute à 30000 rpm, conservation du surnageant. Deuxième centrifugation des billes et retrait à nouveau du surnageant. Le surnageant ainsi obtenu est centrifugé à vitesse maximale pendant 15 minutes puis conservation du surnageant. La chromatine ainsi débarrassée des débris se liant de manière non spécifique aux billes, a été ensuite incubée dans 0,7 ml de tampon de dilution/incubation avec les Ac pendant 16 heures à température de 4 C avec une rotation douce. La chromatine fixée aux Ac est ensuite centrifugée à 10000 rpm pendant 10 minutes à température ambiante et incubée ensuite pendant 90 minutes avec une rotation modérée en présence de billes de sépharose couplées à la protéine A préalablement lavée. Les billes sont ensuite laissées sédimentées pendant 5 minutes, le surnageant est retiré pour ensuite laver les billes fixées à la chromatine avec différents tampons. Les 2 premiers lavages sont faits avec le IPB, les 2 suivants avec IPB enrichi en NaCl (total de 0,5 M de NaCl). Les lavages 5 et 6 sont faits avec le tampon contenant 20 mM de Tris (Ph 8), 0,25 M de LiCl, 2 mM d'EDTA et 0,25% de Na-DOC. Le dernier lavage est fait à l'aide de 1,5 X de TE (Ph 8) avec 0,1% de NP-40. Chaque lavage comprend l'utilisation d'environ 1,3 ml de solution de lavage, un vortexage bref, une incubation de 3 minutes en rotation puis une centrifugation d'une minute à 3000 rpm. Le surnageant étant ensuite jeté.

La chromatine ainsi immuno-précipitée a été ensuite éluée pendant 10 minutes à température de 65 C en présence de 0,5 ml de tampon d'élution composé de 100 mM de Tris-HCL ( Ph 8 ) et 1% de SDS. Les protéines ont été ensuite digérées pendant 2 heures à 42 C par une solution contenant des protéinases K avec 0,2 M de NaCl. La fixation entre ADN et protéine a été supprimée pendant l'incubation suivante d'environ 12 heures à température de 67 C.

L'ADN est ensuite le jour suivant extraite une fois au phénol:chloroforme:isoamyl-alcool ( 25:24:1 ), une fois au chloroforme:isoamyl-alcool ( 24:1 ) et précipité en présence de 20 ug de glycogène, de NaAc ( Ph 5,1 ) ( 1/10 volume ) et de 0,9 ml d'isopropanol ( 1,5/1 de volume ) pendant 1 heure sur glace. Centrifugation ensuite à vitesse maximale pendant 30 minutes à température de 4 C. Le culot est ensuite lavé à l'éthanol 80% puis séché et resuspendu dans 0,1 ml de TE (Tris-HCl 10 mM, EDTA 0,1 mM).

Analyse de l'ADN immuno-précipité par PCR quantitative (real time PCR) :

La préparation finale obtenue ci-dessus sert de solution à utiliser pour les réactions de PCR quantitatives. L'ADN est dilué dans le tampon contenant 0,25 X de TE, 30 mM de NaCl et 0,2 mg/ml de glycogène. La PCR est effectuée avec l'utilisation de 0,25 unités/ul d'enzyme Hot Gold Star (Eurogentec, Seraing, Belgium), de son tampon, de 3,5 mM de MgCl2, de 0,2 mM de chaque dNTP, de SYBR Green et de 300 mM de chaque oligonucléotide. La PCR a été réalisée en utilisant le ABI PRISM 7700 sequence detection System (Biosystems, Foster City, CA, USA).

La polymérase Hot Gold Star a été activée par une incubation à 95C pendant 10 minutes puis 50 cycles de dénaturation pendant 10 secondes à 95 C suivi d'une amplification d'une minute à 60 C ont permis d'amplifier les fragments d'ADN immuno-précipités correspondants aux primers ajoutés dans l'échantillon. Les oligonucléotides utilisés pour l'amplification sont indiqués à la table 1.

40

Tous les ChIP ont été au minimum répétés deux fois avec l’obtention de résultats similaires. La spécificité de l’amplification a été contrôlée par électrophorèse sur gel et analyse par courbe de dissociation. Les quantités d’ADN immunoprécipitées ont été calculées avec une courbe standard générée avec plusieurs dilutions (variant d'un facteur de 1 à 1000) en série de la concentration d’ADN introduite au départ. Dans toutes les figures, les résultats sont exprimés par rapport à la valeur obtenue avec l’enhancer proximal de HLA-DRA dans des cellules sauvages. La barre d’erreur représente la déviation standard de 2 expériences ChIP indépendantes réalisées en 3 exemplaires.

Table 1 : Primers utilisés pour l'amplification par real time PCR des séquences enhancers et contrôle négatifs :

primers utilisés pour l'homme : P1 :

TTATTCTGAGGCAACTGCTACGC

GCTAGCTGAAAAGTCTGTGCGAA

P2 :

ACAGCTTCAGTTACACACATCCGT

TGTCACTAGTTTCTGGCAGACTAAGC

P3 :

CCAGGAGTCCTTAACTATGTTCTTCG

TTTGGCCAACACTTGAACAATC

P4 :

AAGTGTGTACATGAAACTAGCAACCAA TTTTTTAAAGCAGCATCCCGTATT

P5 :

ATTACCATTCAAACTGCCGGTAGA TGAAAATACAAGCCCAAAATTACACTC P6 : CCTGATTAGCTAATTTTATCAGCCGA TGTGTTCAAGGTGAAATGGGTCTAT

P7 :

TCTCACTTCTATGTCCACGTGACAC

GGAGAGGTATGGCATGCTATCAAG

P8 : CTTGCTTGATGAAAACAAGCAACTAG TCAAGAAGGGTCTGGTAGCCG P9 : CATCACTTGTCTCCAGCAGATATGTC CCGTGAAACTACATCGTAGCCA

P10 : AGTCCTAGCATTAGTCTGGTTTCGAG ACAGCTATCACCTGTTTCTTTCGAC P11 : ( score 7260 ) TCTGACTGGTGTGAGACGGTATCT

TTTCAAGACACACACGTGACCA

P12 : MHC I module S-Y ( score 10050 ) TCATCAAAGCAAAGTGTAAAACGTTC TCCAATAATGAGAAGAAATCGGACATA P14 : contrôle negative ( score 0 ) CAGTTCTTGACATCCTCGCTAACA CAGCCATTAAGGTGGCCACTA

primers utilisés pour la souris :

P 16 :

GGGAGAACAGGAAACCACGA

GCAACTTATGATGCTGCCGAGT

P 17 :

ATGGAAGGCACCAGCGACT

TCAGCAGGGTTCATGTCCATAC

P18 :

ACCCTTCTGTTCTTGTGCGTTC

CAGAAGCTGACCTCAGAAGCTAACC

P19 :

CTTTCCTAGCAACAGATGTGTCAGTC

GGGATTAAAATCCAAAGCACTCAAC

41

4. "Reporter gene assay sur plasmides" :

Généralité :

Le Reporter gene assay (expérience de gène reporteur) est une méthode très utilisée pour l’identification d’éléments régulateurs en cis. Ces éléments sont détectés par leur effet sur l’expression d’un gène reporteur, qui peut être quantifié par la mesure du produit du gène reporteur sous la forme d’enzymes (luciférase) dans notre expérience.

Choix des séquences :

Nous avons choisi 5 séquences particulièrement relevantes afin de voir si elles présentent une fonction d’enhancers de la transcription médiée par la machinerie spécifique de transcription des gènes des molécules du MHC II.

Nous avons choisi la séquence P1,2,4, DRA enhancer proximal et distal ainsi que DRA min ( DRA enhancer proximal avec délétion du module S-Y ).

La construction de pDRAprox a été obtenue par l’insertion du fragment de l’enhancer proximal de HLA-DRA (de – 151 à + 10 par rapport au site d’initiation de la transcription) généré par PCR. Ce fragment a été inséré en amont d’un gène reporter firefly luciférase contenu dans le pGL3-Basic vector (Promega, Madison, WI, USA).

Dans pDRAdist, le module S-Y de l’enhancer proximal de DRA a été remplacé par le module S-Y de l’enhancer distal du même gène amplifié par PCR à partir de l’ADN génomique.

Le pDRAmin contient seulement le promoteur central de HLA-DRA (de -60 à + 10) inséré dans le même plasmide reporter.

Les plasmides contenant les séquences P1, P2 et P4 ont été créés en remplaçant le fragment contenant le module S-Y de l’enhancer proximal de DRA par le module S-Y respectif de chacune de ces séquences. Tous les fragments ont été amplifiés par PCR à partir de l’ADN génomique. Les primers utilisés pour ces constructions sont décrits dans la table 2.

Les cellules Raj et RJ2.2.5, ont été co-transfectées (avec un rapport 10 :1) avec un des plasmides reporter fierfly luciférase modifiés et avec le plasmide de contrôle Renilla luciferase (pRL-TK). Sept co-transfections différentes auront donc été effectuées (P1,2,4, enhancer proximal et distal de DRA, pDRAmin et pGL3basic vector ). Le vecteur pRL-TK (Promega) contient en amont du gène Renilla luciférase le promoteur de la thymidine kinase du virus herpes simplex. La transfection a été réalisée par électroporation (5X106 cellules/réaction, 950 uF, 0,25 V dans des cuvettes, incubation de 48 heures). Le dual luciferase reporter gène assay a été réalisé selon les recommendations et le protocole d’expérience contenu dans le manuel d’instruction Promega. L'expérience allant de la transfection des vecteurs dans les cellules Raj et Rj2,2,5 jusqu'à la mesure du signal par la luciférase a été effectuée au minimum à 3 reprises avec l'obtention de résultats similaires.

42

Table 2 : Primers utilisés pour les constructions des plasmides pour le reporter gene assay :

primer pour sequencer le vecteur pDRAprox :

CATCTTCCAGCGGATAGAATG

GGTTTTTTGTGTGAATCGATAG

primers utilisés pour l'obtention du fragment à insérer dans le plasmide pDRAprox préalablement coupé par les enzymes de restriction Mlu1 et bgl2 :

P1 :

ATGCACGCGTCTCAGTCTCACAGGCCTCTTC

TGGTAGATCTTAGCCAATCAGAAAAAGGCTC

P2 :

ATGCACGCGTAGCTTCAGTTACACACATCCGTG TGGAAGATCTCTCTCTATCCAATAAAAAGTGGGTG

P4 :

ATGCACGCGTTTTTCTGTAACAGACTTACTGGCTC TGGAAGATCTCAGCCAATGAGAAGAAGTGAAG

Enhancer distal de DRA :

ATGCACGCGTTATAATAGCATCTTCAATCCAAGTT

TGGAAGATCTAAGAACCAATCAGTGTTCTAGGAC

43

Méthodes utilisées pour la construction des vecteurs :

Le vecteur pGL3basic a été coupé par les enzymes de restrictions Sma1 et bgl2. Le fragment enhancer proximal DRA a été coupé avec sma1 et bamh1. Les extrémités coupées avec bgl2 et bamh1 peuvent se lier. Le nouveau vecteur ainsi obtenu possède encore le site bgl2 au niveau du fragment inséré (à -60 par rapport au site d'initiation de la transcription) mais ne possède évidemment plus le site bgl2 du vecteur qui a été clivé lors de la première étape. Le fragment inséré va de -150 à + 10 par rapport au site d'initiation. Pour toutes les constructions (P1, 2 et 4 et l'enhancer distal DRA), les séquences désirées ont été amplifiées par PCR à partir d'ADN génomique, les amorces contenant à une extrémité la séquence de clivage Mlu1 et à l'autre extrémité celle de bgl2. Les enzymes de restriction Mlu1 et bgl2 ont servi à cliver les fragments et le vecteur pDRAprox afin d'obtenir ensuite les nouveaux vecteurs avec l'incorporation du fragment souhaîté.

Pour la construction du vecteur pDRAmin, le vecteur pDRAprox a été clivé avec Mlu1 et bgl2. Après l'obtention d'extrémités franches, une ligation a permis d'obtenir le vecteur ne possédant plus que la partie de -60 à + 10.

Nous avons voulu nous assurer que les vecteurs modifiés contiennent la séquence désirée au bon endroit, en un exemplaire et sans erreur au niveau du code génétique. Pour se faire, un séquençage du fragment inséré, une analyse par migration sur gel de la taille de différents fragments (clivés par Hind3 et Kpn1) du nouveau vecteur et des mesures par spectophotométrie ont été réalisés.

Fig 17 : Construction des plasmides pour le reporter gene assay

luciféraseY X1 X2S

-150 pb -60 pb

luciférase

luciféraseY X1 X2 S

-60 pb -150 pb

enhancer proximal de DRA

séquences

P1, P2, P4 et enhancer dist de DRA

fragment " minimal "

( servant de contrôle négatif )

44

C. Résultats :

1. Recherche de nouvelles séquences comportant le module S-Y :

En attendant l'établissement d'un modèle informatique ( conçu par M.Krawczyk et Ph. Bucher ) pour identifier des potentiels enhancers distaux, un modèle plus simple fut créé afin d'identifier des séquences de fortes ressemblances architecturales avec les modules S-Y des enhancers proximaux des gènes des molécules du MHC II. Ce modèle, toutefois très restrictif, permet de trouver certaines séquences selon un modèle de "tout ou rien" avec élimination des séquences potentielles lorsqu'elles ne répondent pas à un minimum de critère. Ce modèle ne permet donc pas d'obtenir des scores par séquences. Il commence par détecter certaines caractéristiques de la séquence de la boîte Y, puis si tous les critères sont respectés, les autres boîtes sont également analysées. Les 2 brins d'ADN sur toute la région du MHC II furent analysés par ce procédé. La fig 16 dans "Matériels et méthodes" montre la totalité de la démarche.

Cette recherche a permis d'obtenir 17 séquences correspondant à tous les critères de sélection. Les séquences des enhancers proximaux des gènes du MHC II n'étant pas compris. Certaines de ces séquences identifiées sont les enhancers proximaux de pseudogènes. Même si ces derniers enhancers pourraient avoir également un rôle de régulateur de la transcription, nous nous sommes concentrés sur les nouvelles séquences indépendantes des pseudogènes. Les séquences P4, 6 et 8 avaient été indentifiées par cette méthode avant l'obtention des résultats du programme informatisé. Il est toutefois évident que la méthode utilisée n'est pas assez puissante et complexe pour obtenir des informations plus complètes, informations obtenues par la suite par le programme informatique.

2. Choix des nouvelles séquences obtenues par le programme informatique :

Après analyse de la région du MHC II avec le programme informatique, nous avons choisi d'analyser par CHiP des séquences comprenant des scores soit élevés ou bas, localisées à des endroits stratégiques de la région de MHC II ou autre ( Fig 18-19 ). Les séquences humaines sont P1,2 ,4,5,7,8,9,1011,12,14, contrôle négatif dra -12kb, DRA enhancer proximal et distal. Les contrôles négatifs P14 et dra -12kb sont des séquences ayant un score nul. P12 étant un module S-Y nouvellement détecté localisé au niveau du MHC I. Il présente un score de 10050.

P1 présente une séquence homologue chez la souris, P17 qui est situé entre H2-Obéta et H2-A béta. Ces 2 séquences présentent une homologie de leurs nucléotides au niveau et proche du module S-Y à 75%. Pour comparaison, cette homologie est de 76% entre l'enhancer distal de DRA et de H2-E alpha, de 84% entre l'enhancer proximal de DQb1 et H2-A béta et de 75% également entre l'enhancer proximal de DRA et H2-E alpha. La présence d'un homologue souris pour P1 pourrait être dû à la nécessité fonctionnelle de conserver ce module à cet endroit stratégique du locus du MHC II.

45

Les séquences souris choisies sont P 16,17,18, 19 et p nég ( contrôle négatif ). P16 correspond à l'enhancer distal de E alpha, P17 est l'homologue souris de P1, P18 étant une nouvelle séquence découverte entre A alpha et E béta, P19 étant l'enhancer proximal de E alpha. Même si la plupart des séquences possède un score se situant pour la plupart dans le background génomique, leur localisation spécifique et leur fréquence très élevée dans le MHC II permet de les considérer comme séquences intéressantes ne faisant pas partie de simples composants du background général.

Fig 18 : Carte génétique du MHC II et H-2 avec l'emplacement et le score des nouveaux modules S-Y identifiés ( enhancers distaux ), ( adaptation de [10] )

46

score de différents enhancers proximaux

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

18000

20000

scor

e

scor e 15250 12500 14360 13590 16830 14610 15500 12140 13030 7650 16020 17370 16590

DRA DPB1 DPA1 DNA = DOA DMA DMB DOB DQB2 DQB1 DQA1 DRB1 DRB3 DRA enh

scores des enhancers

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

18000

p1 p2 p3 p4 p5 p7 p8 p9 p10 p11 p12 p-12k

p14 Eaenhprox

p16 p17 p18 pnég

enhancers distaux

scor

es Série1

Fig 19 : Scores des enhancers proximaux et distaux :

Les enhancers distaux présentent des scores variables. Les enhancers P1 à 14 sont chez l'homme, ceux de P16 à 18 chez la souris. P-12k représente une séquence contrôle négative située à -12kb de DRA, P14 étant également un contrôle négatif situé entre DOA et DPA1. P nég représente un contrôle négatif chez la souris, Ea enh prox ( = P19 ) représente finalement l'enhancer proximal de E alpha.

47

3. CHiP et reporter gene assay :

Des expériences de Chip ont été effectuées afin de déterminer si les nouvelles séquences trouvées dans le MHC II par modèle informatique sont des cibles in vivo de RFX et de CIITA. La spécificité de liaison de ces 2 protéines aux nouvelles séquences peut être prouvée par l’utilisation de 3 types cellulaires de LB différents : Les cellules Raj (cellules sauvages), les cellules RJ2,2,5 ( mutantes n’exprimant pas CIITA ) et les cellules Bls-1 ( déficientes pour RFXANK ). Nous avons choisi comme référence de comparaison l’enhancer proximal de DRA. Comme décrit dans l’introduction, nous nous attendons à trouver pour les séquences liant ces 2 protéines, une liaison efficace pour RFX-5 dans Raj et RJ2,2,5, une liaison efficace de CIITA uniquement dans les cellules Raj. En effet, RFX-5 est normalement capable de se lier à la boîte X1 indépendamment de la présence de CIITA, par contre la liaison devient impossible en l’absence de RFXANK (qui est une des unités essentielles pour la formation de l’enhanceome). CIITA ne peut se lier indirectement au module S-Y qu’en présence de la formation préalable de l’enhanceome, complexe absent dans les cellules Bls-1.

Les séquences P1,2,5 et 9 lient efficacement in vivo RFX-5 et CIITA dans les cellules Raj ( Fig 19-20 ). RFX-5 est également lié par ces mêmes séquences dans les cellules RJ2,2,5 comme attendu mais ne l’est pas dans Bls-1. La liaison de CIITA à ces mêmes séquences n’est pas retrouvée dans les cellules Rj2,2,5 et Bls-1.

La séquence P8 présente un résultat intermédiaire avec une bonne liaison de RFX-5 dans Raj mais une mauvaise liaison dans RJ2,2,5. De même, la liaison de CIITA pour cette même séquence est également faible dans Raj. Ces observations pour P8 pourraient être dues à un résultat faussement positif pour RFX-5 dans Raj. Une autre explication pour la différence de liaison observée pour RFX-5 entre Raj et RJ2,2,5 serait que l'absence de CIITA dans les cellules RJ2,2,5 modifierait la stabilité de l'enhanceome sur sa séquence de liaison P8.

Toutes les autres séquences ont montré uniformément une liaison très faible pour RFX-5 et CIITA dans tous les types cellulaires. La séquence du MHC I (P12) ayant un bon score ne lie également pas de manière significative les 2 protéines concernées. Aucune différence significative au niveau de la séquence du module S-Y n’a pu être retrouvée entre les séquences liantes et non liantes pour RFX-5 et CIITA. De fines différences architecturales ou une conformation chromatinienne différente au niveau des modules S-Y pourraient expliquer l’absence de liaison pour les séquences non liantes.

Au niveau des résultats du ChIP chez la souris, la liaison semble être efficace dans P16-18 pour RFX-5 même si elle est moins nette pour CIITA pour les séquences 16 et 17. La séquence contrôle négatif ne lie pas RFX-5 et CIITA comme attendu. Ces résultats chez la souris confirment également la présence d'une liaison de RFX-5 au niveau des modules S-Y des enhancers distaux nouvellement découverts. CIITA ne présente qu'une faible liaison au niveau de P16 et 17. L'explication pourrait être la même que celle donnée pour comprendre l'absence de liaison de RFX-5 et CIITA au niveau des séquences humaines non-liantes.

48

liaison relative de RFX-5 aux enhancers distaux

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

DRAp p1 p2 p3 p4 p5 p7 p8 p9 p10 p11 p12 p-12k p14enhancers distaux

liais

on re

lativ

e à

DRA

enha

ncer

pr

ox

RajRJ2,2,5Bls-1

Fig 19 : Liaison relative de RFX-5 aux enhancers distaux :

5 modules S-Y présentent une liaison efficace de RFX-5

liaison relative de CIITA aux enhancers distaux

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

DRAp p1 p2 p3 p4 p5 p7 p8 p9 p10 p11 p12 p-12k p14

enhancers distaux

liais

on re

lativ

e à

l'enh

ance

r D

RA

pro

x

RajRJ2,2,5Bls-1

Fig 20 : Liaison relative de CIITA aux enhancers distaux :

Les 5 modules S-Y liant RFX-5 lient également CIITA même si à des degrés variables.

49

liaison relative de RFX-5 et de CIITA aux enhancers chez la souris

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

Ea enh prox p16 p17 p18 p nég

enhancers distaux

liais

on re

lativ

e à

l'em

hanc

ers

prox

imal

de

E al

pha

liaison rfx-5liaison CIITA

Fig 21 : Liaison relative de RFX-5 et CIITA aux enhancers chez la souris :

P 16 étant l'enhancer distal de E alpha, P17 étant le module homologue de P1 chez l'homme, P18 étant une nouvelle séquence identifiée n'ayant pas d'homologue chez l'homme. P nég représente une séquence n'ayant obtenu aucun score et se trouvant au niveau de H-2.

Une expérience de reporter gene assay fut ensuite réalisée afin de voir si les nouvelles séquences contenant les modules S-Y peuvent fonctionner comme éléments régulateurs de la transcription. Pour ce faire, nous avons choisi de voir si certains de ces nouveaux modules peuvent remplacer le module S-Y de l'enhancer proximal DRA.

Nous avons choisi la séquence P1 car elle présente un bon score et une bonne liaison. La séquence P2 présente le même score mais une liaison de moitié inférieure à la précédante. La séquence P4 présente un excellent score mais une faible liaison pour RFX-5 et CIITA. L’enhancer proximal et distal de DRA ont aussi été choisis pour cette expérience. Le contrôle négatif se fait par la séquence de l’enhancer proximal de DRA sans le motule S-Y.

Les transfections furent réalisées dans Raj et RJ2,2,5. Nous avons choisi comme référence de comparaison l’enhancer proximal de DRA, référence similaire à celle du ChIP.

Les séquences P1, P2 et celle de l'enhancer distal de DRA montrent qu'elles peuvent se substituer de manière efficace au module S-Y de l'enhancer proximal de DRA dans Raj mais pas dans les cellules déficientes en CIITA (Fig 22). La séquence P4, ayant un bon score par l'analyse informatique mais une absence significative de liaison à RFX-5 et CIITA au ChIP, ne montre pas d'activité transcriptionnelle significative lors du luciferase reporter gene assay. La séquence DRA min se comporte comme P4 et comme le vecteur pGL-3 basic vector non transfecté. Ces résultats nous montrent l'importance du module S-Y dans l'activité transcriptionnelle de DRA lors du reporter gene assay effectué. Cette expérience nous confirme également que l'activation des nouveaux modules S-Y implique la même machinerie transcriptionnelle que celle contrôlant les enhancers proximaux des gènes du MHC II.

50

reporter gene assay

0

0.5

1

1.5

2

2.5

DRAenhprox

p1 p2 p4 DRAenhdist

DRAmin

pGl3basic

plasmides

rapp

ort f

luor

esce

nce

plas

mid

e/pl

asm

ide

DR

A e

n hpr

ox

RajRJ2,2,5

Fig 22 : Reporter gene assay :

Le rapport de fluorescence entre un plasmide donné et le plasmide contenant DRA est rapporté. Les cellules utilisées pour la co-transfection sont Raj et RJ2,2,5. Une activation de la transcription en dual reporter gene assay est donc objectivée pour P1 et P2 ainsi que pour l'enhancer distal de DRA. Le module P4 ayant un bon score au programme informatique mais une mauvaise liaison au ChIP présente un niveau d'activation très faible lors de cette expérience ce qui pourrait permettre de poser une corrélation entre liaison de RFX-5 et CIITA aux modules S-Y et activité transcriptionnelle.

51

D. Discussion :

Ce travail avait pour but de trouver de nouvelles séquences de régulation de la transcription utilisant les mêmes facteurs trans que ceux observés pour les enhancers proximaux des gènes du MHC II. Après l'obtention d'un programme informatique permettant l'identification de nouvelles séquences régulatrices potentielles (enhancers distaux) contenant le module type S-Y, nous avons testé leur capacité de liaison à RFX-5 et CIITA dans différents types cellulaires. Cela permit l'identification de 5 séquences dans le locus du MHC II pouvant lier in vivo l'enhanceome et CIITA.

Le module S-Y d'au moins deux de ces éléments peut remplacer le module de l’enhancer proximal de HLA-DRA dans une expérience de gène reporter, ce qui fut également démontré pour le module du LCR de DRA du MHC II. Cette activité de régulateur est abolie dans les cellules déficientes pour CIITA. Cela permet de prouver que ces nouveaux modules S-Y peuvent fonctionner dans un reporter gene assay comme enhancers de la transcription médiés par la machinerie spécifique de transcription des gènes des molécules du MHC II. Le locus MHC II contient donc, avec le motif S-Y du LCR de DRA, au moins 5 modules de régulation distaux étant tous contrôlés par la même machinerie spécifique de transcription qui est recrutée au niveau des enhancers proximaux des gènes des molécules du MHC II. Leur localisation à l'intérieur du locus du MHC II est également intéressante : un se trouve à l'extrémité du locus en amont de HLA-DRA (enhancer distal de DRA, connu comme partie du LCR de DRA), 3 séquences se situent vers le milieu du locus (P1, 5 et 9) aux alentours de HLA-DQ et la dernière séquence se localise à l'autre extrémité du locus vers HLA-DP.

La présence de mêmes modules à l'intérieur de H-2 avec une séquence homologue à l'homme ( P17 pour P1 ) est intéressante et pourrait servir à mieux comprendre la fonction précise de ces modules par des expérimentations plus approfondies.

Ceci montre que les gènes des molécules du MHC II sont régulés de manière globale par de multiples éléments de régulation agissant à faible et grande distance des gènes. Il se pourrait que les enhancers distaux identifiés pourraient influencer l'expression des gènes des molécules du MHC II via une action similaire au modèle du LCR. Ces enhancers pourraient donc influencer l'expression d'un ou de plusieurs gènes spécifiques du locus du MHC II, voire de la globalité du locus. De nouvelles expériences telles que des ChIP pour l'identification de régions hyperacétylés aux alentours des nouveaux modules ainsi que la recherche d'autres nouveaux modules S-Y hors MHC II doivent être effectuées (voir ci-dessous). L'obtention de souris transgéniques ou "knock-out" devra permettre d'obtenir de précieux renseignements afin de mieux comprendre le fonctionnement précis de ces nouvelles séquences régulatrices.

52

E. Perspectives et nouvelles avancées :

Les expériences de Chip ont été réalisées une deuxième fois pour P1-5 et 7-10, pour 3 séquences ayant un bon score (entre 10000 et 13000) et pour les séquences enhancers de Ii. Les résultats obtenus ont permis de confirmer une bonne liaison de RFX-5 et de CIITA au niveau de P1,2,5 et 9, une mauvaise liaison pour 3,4,7 et 8 ainsi que pour les 3 séquences hors MHC II [18].

CREB est connu pour se lier à la boîte X2 du module S-Y de l’enhancer proximal de DRA [75]. Un Chip réalisé avec des Ac anti-CREB a permis d’objectiver également une liaison de CREB dans Raj et RJ2,2,5 ( mais pas dans Bls-1 ) aux mêmes séquences liant RFX-5 et CIITA. Cela renforce les résultats obtenus précédemment et montre également que la liaison de CREB à la boîte X2 des modules S-Y est dépendante de la présence des autres protéines responsables de la formation de l’enhanceome.

Un reporter gene assay fut réalisé avec les cellules bls-1 permettant également de confirmer que l'activité transcriptionnelle des nouveaux modules dépend aussi du complexe RFX et pas uniquement de CIITA comme démontré précédemment.

Comme décrit précédemment, l'expression des molécules du MHC II peuvent être induites dans des cellules MHC II négatives par stimulation avec différentes cytokines dont l'IFN-gamma. Cette induction se fait par l'activation de l'expression de CIITA. Des expériences de ChIP ont montré effectivement une augmentation de liaison de RFX-5 et CIITA sur les nouveaux modules après induction par INF-gamma de cellules MHC II négative. L'augmentation de la liaison de RFX-5 pour sa boìte X1 après induction des cellules par l'INF-gamma pourrait s'expliquer par une interaction stabilisatrice de CIITA sur l'enhanceome [18].

Le niveau d’acétylation de la chromatine à proximité des enhancers distaux a été déterminé. L’acétylation des histones sur ces motifs est augmentée par la liaison de l’enhanceome et CIITA. Elle s’étend dans les 2 sens sur une région d’au moins 5 kb avec une acétylation qui diminue en fonction de l'éloignement à l'enhancer, ce qui rappelle ce qui est observé au niveau du module du LCR de HLA-DRA [90]. Il se pourrait donc que les enhancers distaux liant l'enhanceome et CIITA puissent réguler les gènes des molécules du MHC II en créant de grands domaines ouverts de la chromatine possédant une acétylation augmentée des histones.

Le gène Ii possède également un enhancer proximal, ceci est particulièrement intéressant puisqu’il s’agit du seul gène connu jusqu'à maintenant en dehors de la région MHC II à avoir une relation directe dans le fonctionnement des molécules du MHC II. La recherche informatique avec le nouveau profil a permis de trouver en plus de cet enhancer proximal, 2 modules S-Y qui ont la particularité de se trouver à l’intérieur du premier intron de ce gène. Un de ces 2 modules était déjà connu. Ces 3 modules lient l’enhanceome, recrutent CIITA et ont la capacité d’activer la transcription de gènes reporteurs [18].

53

L’approche informatique utilisée pour l’identification des motifs S-Y dans la région du MHC II a été réutilisée mais avec un nouveau profil de recherche incluant les nouvelles séquences découvertes liant RFX-5 et CIITA. Le profil a attribué un poids négatif si une séquence analysée correspond aux nouvelles séquences non liantes. Cela a permis d'analyser toutes les régions de 3 kb en amont de tous les gènes humains. Un module S-Y fut découvert en amont (-0,63 Kpb) du gène RAB4B de l'homme. L'ancien profil lui avait attribué un score se situant nettement dans le background alors que le programme informatique avec le nouveau profil lui a donné un score nettement supérieur au précédant. Ce module est également conservé chez la souris. La protéine de ce gène a une fonction inconnue. Elle fait partie de la famille des protéines GTP-ase, qui sont impliquées dans le transport vésiculaire. De nouvelles analyses par ChIP et gènes reporters ont montré que le module S-Y en amont du gène RAB4B lie RFX-5 et CREB, recrute CIITA et fonctionne également comme élément régulateur de la transcription dans un reporteur gene assay. Le niveau d’ARNm du gène RAB4B a été analysé dans les LB humains et dans des cellules de mélanome induites avec l’INF-gamma. Les résultats montrent un niveau d’expression de RAB4B diminué d’environ 4 fois dans les LB déficientes pour CIITA par rapport à des LB normaux. Les cellules de mélanomes induites par l’INF-gamma montrent un niveau d’ARNm augmenté d’un facteur 2 comparé à ces mêmes cellules non induites par l’INF-gamma. RAB4B est donc co-régulé avec les gènes du MHC II même s’il semble que la machinerie de transcription spécifique du MHC II ne soit pas indispensable pour son expression, ce qui est également observé pour les gènes du MHC I ( données non publiée, [117] ). Tous ces résultats obtenus laissent supposer que RAB4B pourrait avoir un rôle dans le transport des Ag, leur "processing" ou leur présentation par les molécules du MHC II. Les découvertes concernant RAB4B montrent également que RFX et CIITA ne sont pas absolument spécifiques aux gènes des molécules du MHC II et de Ii.

Fig 23 : Identification du gène RAB4B via le programme informatique avec le profil établi grâce aux expériences de ChIP et reporter gene assay:

Figure du haut : Plusieurs séquences comprenant le module S-Y sont présentes au niveau du MHC II. Le gène RAB4B présente également un score très élevé.

Figure du bas : Présence d'un module inversé en amont du gène RAB4B [117].

54

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