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Anatomie et histologiede la moelle osseuse

PA Bryon R é s u m é. – L’anatomie et l’histologie de la moelle sont dominées par sa fonctionessentielle : elle est le site de l’hématopoïèse depuis la fin de la vie fœtale. Chez l’enfant, latotalité de la moelle osseuse est hématopoïétique; mais durant l’enfance, il se produit unetransformation adipeuse progressive de la moelle des os longs, de telle sorte que chezl’adulte la moelle hématopoïétique active est confinée dans le squelette central et dans lesextrémités proximales du fémur et de l’humérus : même dans ces territoireshématopoïétiquement actifs, approximativement 50 % de la moelle est formée de graisse. Lamoelle adipeuse est capable d’une reconversion à l’hématopoïèse et dans de nombreusesmaladies, il se produit aussi une expansion de l’hématopoïèse dans les os longs.L’hématopoïèse médullaire est extravasculaire : les cellules en cours de différenciation sontlocalisées en dehors des sinus de la moelle. Les cellules matures sont libérées en traversantla paroi des sinusoïdes pour gagner la microcirculation médullaire. La production réguléedes cellules sanguines dépend des interactions entre les cellules souches progénitriceshématopoïétiques et les différents constituants du stroma médullaire. Bien que non évidentsur les coupes histologiques, ce stroma forme un microenvironnement adapté à lacroissance des cellules souches et à la différenciation hématopoïétique. Il est composé decellules stromales (fibroblastes, adipocytes, ostéoblastes), d’un réseau microvasculaire(cellules endothéliales), et de leurs produits (matrice extracellulaire et facteurs de croissancehématopoïétiques). La cellule stromale fibroblastique exprime la fibronectine, le collagène detype III, mais non le facteur VIII et l’antigène épithélial membranaire (EMA) (marqueurs descellules endothéliales). Les cellules stromales paraissent être d’origine mésenchymateusese différenciant vers un type cellulaire proche des cellules musculaires lisses des paroisvasculaires. Les molécules d’adhésion cellulaire jouent un rôle essentiel dans lesinteractions entre les cellules stromales et hématopoïétiques médullaires ainsi que dans letrafic cellulaire à travers l’endothélium : les molécules VCAM-1 (vascular cell adhesionmolecule-1) et VLA-4 (very late antigen-4) sont impliquées dans la régulation du traficcellulaire entre la moelle et le courant sanguin. La caractérisation de la structure histologiquedu stroma médullaire peut être intéressante dans la compréhension de différenteshémopathies.

Introduction

La moelle osseuse, malgré sa dispersion anatomique, présente une unitéd’organisation justifiant la réunion des territoires intraosseux multiples sanslien de continuité en un même organe hématopoïétique. Cet organe assure ladifférenciation des cellules sanguines grâce aux particularités de savascularisation et à sa richesse en cellules stromales, cellulesmésenchymateuses stimulant l’hématopoïèse. Les connaissances surl’histophysiologie de la moelle osseuse ont été renouvelées par les cultures àlong terme de cellules souches hématopoïétiques et par l’identification denombreux facteurs de croissance et de molécules d’adhésion cellulairepermettant de mieux comprendre les interactions entre les celluleshématopoïétiques et les cellules du stroma médullaire. Peu évident sur lesfrottis de myélogramme et les coupes histologiques de moelle osseuse, le

Paul-André Bryon : Professeur des Universités, praticien hospitalier, laboratoired’hématologie, pavillon E bis, hôpital Édouard Herriot, place d’Arsonval, 69 437 Lyon cedex08, France.

Toute référence à cet article doit porter la mention : Bryon PA. Anatomie et histologie dela moelle osseuse. Encycl Méd Chir (Elsevier, Paris), Hématologie, 13-000-M-80, 1998,10 p.

stroma est pourtant la structure essentielle de l’hématopoïèse : hautementorganisé, il forme les niches adhésives pour le logement et la survie à longterme, la prolifération et la différenciation des cellules soucheshématopoïétiques.L’exploration anatomique de la moelle a été renouvelée par les progrès desscintigraphies et surtout de l’imagerie par résonance magnétique (IRM).L’analyse histologique est actuellement perfectionnée par l’essor del’immunohistologie avec la disponibilité de nombreux anticorpsmonoclonaux utiles en hématologie.

Développement embryonnaire et fœtal

L’hématopoïèse fœtale chez l’homme est caractérisée par plusieurs stades(fig 1).Le stade primitif mésodermique, durant les 5 premières semaines de lagestation, correspond à la différenciation au sein du tissu conjonctifembryonnaire des îlots sanguins primitifs de Wolf et Pander, foyers dedifférenciation intravasculaire érythroblastique apparaissant à partir du 16e

jour dans le sac vitellin, puis du 22e jour dans le mésoblaste.Le stade hépatospléniques’étend du troisième au sixième mois fœtal. Desîlots hématopoïétiques périvasculaires, apparus progressivement depuis lasixième semaine dans le foie, et plus accessoirement dans la rate, produisentdes érythroblastes de taille plus réduite que celle des cellules primitives. Les

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granulocytes et les mégacaryocytes paraissent encore peu nombreux. La partde l’hématopoïèse splénique reste réduite par rapport à celle du foie.Le stade médullairecommence vers le quatrième mois fœtal, avec larésorption du cartilage, le début de l’ossification et la pénétration desébauches osseuses par les axes vasculoconjonctifs : à leur contact, sedifférencient d’abord les granulocytes, puis des érythroblastes et desmégacaryocytes. L’hématopoïèse médullaire deviendra prépondérante àpartir du sixième mois. À chacun de ces stades, l’hématopoïèse se développesecondairement à l’apparition préalable de cellules stromales et de cellulessouches hématopoïétiques. Ainsi, dans les os longs du fœtus humain, sondéveloppement autour des vaisseaux artériels centraux de l’os est secondaireà la constitution d’un réseau local de cellules stromales médullaires quiparaissent venir de l’adventice des artères[15]. Dans les os plats, des séquencesanalogues apparaissent dans les régions endostales[24].

Données macroscopiques, quantitativeset topographiques

Données macroscopiques

L’aspect macroscopique de la moelle est variable : la moelle rouge active estriche en cellules myéloïdes et en vaisseaux sanguins, avec une proportionmoyenne ou faible de cellules adipeuses; celles-ci sont prépondérantes dansla moelle jaune inactive. Entre ces deux extrêmes, il existe tous lesintermédiaires en fonction de l’âge, de la topographie des pièces osseuses etde la pathologie. En effet, la cellularité myéloïde, soumise à de nombreuxfacteurs de variations (âge, besoins de l’organisme, maladieshématologiques), dépend aussi, en valeur relative, des variations de volumedu contenant osseux. Ces facteurs, ajoutés à la grande dispersion de la moelle,expliquent la difficulté d’appréciation de la richesse médullaire en pathologie.

Données quantitatives

Les données quantitatives relatives, exprimant le pourcentage ou le nombrede cellules par millilitre, sont obtenues chez l’homme grâce à la ponction dusternum ou de la crête iliaque chez l’adulte, de la crête tibiale ou desapophyses épineuses chez l’enfant. Il y a de 5 000 à 20 000cellules nuclééespar millilitre chez le sujet normal. Chez l’adulte, la lignée granuleuseneutrophile représente en moyenne 38 % des cellules médullaires, la lignéeéosinophile 3,5 %, la lignée érythroblastique 22 %. Le pourcentage deslymphocytes varie avec l’âge : de l’ordre de 12 % le premier jour de la vie, ilmonte à presque 50 % vers la fin du premier mois, puis descendprogressivement pendant les 2 premières années pour atteindre un tauxmoyen de 16 %. Les plasmocytes représentent moins de 2 % des cellulesmédullaires.Les données quantitatives absoluessont beaucoup plus difficiles à obtenir.Mechanik, en 1926, par la dissection de 13 cadavres, avec mesure du poids dela moelle par immersion des pièces osseuses dans l’eau, a trouvé que la moellereprésente en moyenne 4,6 % du poids du corps, soit 3 390 g pour un adultede 65 kg (la moelle rouge correspondant à la moitié, soit 1 690 g). À partirdes ces résultats, Custer, en 1932, a calculé le volume de la moelle commevariant de 1 320 à 4 192 mL et Pegg la cellularité totale moyenne de lamoelle : 8,1 x 109 cellules par kilogramme de poids total. Les méthodesisotopiques (après injection de radiofer et comptage de la radioactivité dansun échantillon médullaire) évaluent plus précisément le nombre de cellulesnucléées : 2,1 x 109/kg de poids selon Skarberg, avec un volume de6,8 mL/kg, soit un volume moyen total de 500 mL pour les trois lignéesmyéloïdes (érythroblastes, granulocytes, mégacaryocytes). D’après cetteméthode, la cellularité médullaire totale est multipliée en moyenne par 1,7dans les polyglobulies primitives de Vaquez et divisée par 2,8 dans les

aplasies médullaires. Une mesure isotopique pratique de la cellularitémédullaire en clinique humaine a été faite en mettant en relation leturnoverdes cellules du sang circulant et de la moelle, précisant la quantité totale desérythroblastes, réticulocytes, cellules granuleuses et mégacaryocytes, dans lamoelle osseuse humaine (tableau I)[14].

Données topographiques

La richesse médullaire varie avec l’âge et avec la topographie osseuse. À lanaissance, et jusqu’à l’âge de 4 ans, la moelle de la totalité des cavitésosseuses, à l’exception des phalanges terminales, est rouge et active, car lesespaces médullaires chez le nouveau-né sont réduits en raison de l’abondancedu cartilage et de l’épaisseur des travées de l’os spongieux. Après 4 ans, ilapparaît une involution adipeuse de nombreux territoires médullaires, liée àun accroissement trop important du volume des cavités osseuses par rapportà celui des cellules de la moelle hématopoïétique. Cette involution estcentripète, débutant dans les extrémités des membres et s’accentuant à partirde l’âge de 7 ans (fig 2). Chez l’adulte, la moelle hématopoïétique n’estprésente que dans certains os seulement : vertèbres, sacrum, os iliaque, côtes,sternum, os du crâne, extrémités supérieures du fémur et de l’humérus.Cependant, même dans les os où l’hématopoïèse est active, il existe uneinvolution adipeuse progressive, qui est plus marquée à la partie centrale desos. Cette involution adipeuse peut être appréciée par des méthodeshistologiques quantitatives, mesurant le pourcentage de volume occupé parles adipocytes par rapport au tissu médullaire total dans une pièce osseusedonnée. À l’aide d’une telle méthode, on peut noter une décroissance ducompartiment cellulaire et une augmentation du compartiment adipeux de lamoelle avec l’âge (fig 3)[6]. Cette involution adipeuse s’explique en partie parune augmentation du volume des espaces médullaires avec le vieillissementdu fait de la diminution du volume osseux (fig 4) : elle est particulièrementmarquée dans les ostéoporoses. La distribution topographique de la moelle

1 Principaux stades de l’hématopoïèse au cours du développement embryonnaire.

Tableau I. – Cellularité et temps de transit des principales lignées cellulaires dansla moelle (d’après [14]).

Types cellulaires Nombre(cellules/kg)

Tempsde transit (j)

Production(cellules/kg/j)

Série rouge Érythroblastes 5,3 × 109 5,0 3,0 × 109

Réticulocytes 8,2 × 109 2,8 3,0 × 109

Sériegranuleuse

Pool prolifératif 2,1 × 109 5,0 0,85 × 109

Pool post-mitotique

5,6 × 109 6,6 0,85 × 109

Mégacaryocytes 15 × 106 7,0 2,0 × 106

2 Variations de la quantité de moelle rouge dans les diverses pièces osseuses enfonction de l’âge.

3 Corrélations entre le volume adipeux médullaire (exprimé en pourcentage du volumemédullaire total), l’âge et le volume de l’os spongieux (d’après Courpron).

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hématopoïétique peut être également appréciée par des méthodesisotopiques : scintigraphies après marquage des érythroblastes (fer ouindium) ou des macrophages médullaires par des colloïdes radioactifs(technétium) ou comptages externes. Ces méthodes permettent de suivrel’extension de la moelle active dans les cas de besoins accrus (hémorragies,hémolyses) et dans les syndromes myéloprolifératifs, et sa réduction en casd’aplasie. L’IRM permet aussi l’évaluation de la moelle inactive adipeuse parrapport à la moelle active rouge grâce à l’étude de la conversion adipeuse decertaines pièces osseuses avec l’âge (rapport graisse/eau). Elle permet doncde préciser la topographie de la moelle active et la chronologie de laconversion de la moelle rouge en moelle jaune avec la croissance. L’IRM aservi ainsi à démontrer que la conversion de la moelle rouge en moelle jaunesurvient dans les os de la face avant ceux du crâne[60]. Elle a précisé lesvariations morphologiques avec l’âge de la moelle des vertèbres[56, 63], dupelvis[10], du sternum[78], du sacrum[13], du fémur[72], du genou[64].

Structure de la moelle hématopoïétique

L’hématopoïèse médullaire est localisée dans des logettes extravasculaires,situées en dehors et à proximité des vaisseaux, partiellement délimitées parles adipocytes et les travées de l’os spongieux, et irriguées par un réseauanastomotique de capillaires sinusoïdes et structurées par un réseau decellules fibroblastiques. Dans chacune de ces logettes, l’hématopoïèse est unprocessus dynamique avec des interactions complexes entre les celluleshématopoïétiques et les cellules du stroma.

Réseau vasculaire médullaire

La vascularisation est l’élément central de la microstructure médullaire,permettant le passage des substances stimulantes et de cellules souches, et lalibération des cellules matures[45]. Le réseau vasculaire médullaire a surtoutété étudié par injection vasculaire avec microradiographie des os longs desrongeurs : les observations ne sont que partiellement transposables aux oshématopoïétiques spongieux de l’homme. Les artères nourricières de l’osdonnent des ramifications centrales, satellites des plus gros sinus, puis desartérioles dirigées vers la périphérie des cavités osseuses, prolongées par descapillaires le plus souvent situés dans la corticale osseuse et qui setransforment en sinusoïdes lorsqu’ils pénètrent à nouveau dans la moelle. Cescapillaires sont fréquemment anastomosés dans la région de l’endoste avecdes capillaires issus du réseau périosté et traversant obliquement la corticalepar les canaux de Havers.Ainsi, une partie du sang artériel irriguant la moellea préalablement irrigué l’os.Les sinusoïdes qui prolongent les capillaires(diamètres de 50-75µm) sont d’abord contournés et présentent de multiplesdivisions et anastomoses. Ils sont collectés dans les sinusoïdes droits, puisdans les sinus centraux et dans les veines émergeant de l’os. Chaque bouquetde sinusoïdes contournés se jetant dans le même segment de sinusoïde droitest le lieu privilégié des migrations cellulaires transendothéliales (fig 5). Leslymphatiques sont absents dans la moelle, les sinusoïdes assurant leurfonction. Le réseau vasculaire médullaire est doublé d’un réseau nerveuxpérivasculaire avec des fibres myélinisées et non myélinisées vasomotrices,capables de transmettre la sensation de douleur lors de l’aspiration dumyélogramme.

Unité structurelle médullaire

La moelle hématopoïétique peut être interprétée comme la juxtapositiond’unités élémentaires, centrées sur un groupe de sinusoïdes anastomosés,structurées par un réseau de cellules stromales et disposées de manièreadjacente, en cordons, autour d’une artériole et entourées par des sinus(fig 6) [42]. Les ponctions-aspirations de la moelle osseuse hématopoïétiquehumaine (myélogrammes) montrent ces unités élémentaires sous forme de

grains, amas cellulaires cohésifs correspondant chacun à un groupe decellules hématopoïétiques en cours de différenciation, adhérant à un réseaude cellules du tissu de soutien[2]. Ces unités structurelles élémentaires restentplus difficiles à mettre en évidence sur les coupes histologiques, maisl’analyse morphométrique de coupes de biopsies médullaires montre que lamoelle hématopoïétique humaine a une structure de type fractal, la taille dechaque unité structurelle élémentaire étant déterminée par la dimension del’espace de diffusion locale des facteurs de croissance nécessaires àl’hématopoïèse[41]. Dans certaines situations pathologiques, la moellehématopoïétique humaine est distribuée de manière plus évidemmenthétérogène, d’où une architecture histologique en damiers par juxtapositionde zones hématopoïétiques actives et de zones peu actives accentuant lamicrostructure discontinue médullaire. Ainsi, l’organe médullaire apparaîtcomposé d’unités élémentaires : chaque unité correspond au groupe decellules descendant d’une ou plusieurs cellules souches totipotentes, adhérantà un même réseau de cellules de soutien situé autour du même réseau decapillaires sinusoïdes anastomosés, sous la même dépendance de facteurs decroissance diffusés localement et agissant sur les cellules de l’environnementimmédiat par paracrinie.

Macrophages médullaires et îlots érythroblastiquesLes macrophages, bien que faisant partie des cellules du microenvironnementmédullaire, dérivent de la cellule souche hématopoïétique, et non de la cellulesouche stromale. Ils sont comparables à ceux des autres organeshématopoïétiques : leur cytoplasme est riche en lysosomes primaires et enenclaves phagocytaires, avec fréquemment des hématies en voie de lyse, desamas de ferritine ou d’hémosidérine (fig 7). Abondants, souvent disposés àproximité des sinusoïdes en position adventicielle, ils phagocytent les noyauxexpulsés par les érythroblastes matures et ils peuvent envoyer desprolongements traversant l’endothélium émergeant dans la lumière des sinuspour exercer une action phagocytaire, en particulier sur les globules rouges(fig 8). Les macrophages apparaissent nécessaires à la maturation des celluleshématopoïétiques, en particulier érythroblastiques et lymphoïdes[3, 26]. Ilsphagocytent les cellules hématopoïétiques avortées et apoptotiques.

4 Schéma illustrant l’augmentation du volume des cavités osseuses médullaires enfonction du vieillissement. 1. Os cortical et spongieux ; 2. cavités médullaires.

A. À 20 ans, la masse osseuse est développée, les cavités sont donc relativementmoins grandes qu’à 80 ans.B. À 80 ans, la raréfaction osseuse entraîne une augmentation du contenant osseuxresponsable de la dilution adipeuse de la moelle.

A B

5 Microvascularisation médullaire : remarquer l’« arbre sinusoïdal » formé par un bou-quet de sinusoïdes contournés anastomosés.1. Capillaires périostés ; 2. artère afférente ; 3. corticale ; 4. sinus contourné ; 5. arbresinusoïdal ; 6. sinus droit ; 7. sinus central.

6 Représentation très schématique de l’unité structurelle élémentaire médullaire: cellu-les hématopoïétiques en cours de différenciation autour du même bouquet de sinusoïdescontournés anastomosés, au contact d’un réseau de cellules stromales, entre artère et sinusveineux, au contact des travées de l’os spongieux.1. Unité structurelle élémentaire hématopoïétique ; 2. réseau sinusoïdal ; 3. artériole mé-dullaire ; 4. sinus veineux médullaire ; 5. travée osseuse.

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Les macrophages médullaires ont des rapports privilégiés avec lesérythroblastes : l’îlot érythroblastique est une structure remarquable de lamoelle osseuse, formée par un macrophage entouré d’érythroblastes à diversstades de maturation, adhérant très fortement à lui. L’interaction entre lemacrophage et les cellules érythroblastiques peut commencer dès le stade deprogéniteur érythroïde CFU-E (erythroid-colony forming unit) et BFU-E(erythroid-burst forming unit). L’adhésion des érythroblastes au macrophagestimule la prolifération des érythroblastes et paraît nécessaire à la terminaisonde la maturation érythrocytaire, et en particulier à l’énucléation du noyau. Ona suspecté dans cette interaction diverses molécules :– la fibronectine[3, 9] ;– une protéine de 30 kDa isolée à partir de la membrane cytoplasmique desmacrophages et des érythroblastes[20] ;– la molécule VCAM-1 dont le récepteur homologue, l’alpha-intégrineVLA-4, est exprimé par les érythroblastes, mais non par les réticulocytes etles globules rouges. Les anticorps monoclonaux contre VLA-4 et contreVCAM-1 dissocient les îlots érythroblastiques cultivés en présenced’érythropoïétine : ces intégrines paraissent donc jouer un rôle dans laformation des îlots érythroblastiques[52].

Compartiments histologiques médullaires

Les cellules myéloïdes sont juxtaposées dans les territoires extravasculairessitués entre les vaisseaux et l’endoste, au contact des adipocytes et des autrescellules du stroma médullaire. Sur les coupes histologiques de moelleosseuse, les cellules des diverses lignées hématopoïétiques ne sont pas tout àfait mélangées au hasard : suivant leur type, elles ont des liens de proximitéavec certaines structures médullaires.

Compartiment prolifératif myéloïde endostal et périendothélial

Les régions endostales, juxtatrabéculaires, apparaissent plus riches que lamoelle centrale des os en précurseurs hématopoïétiques, en cellules soucheset en cellules stromales stimulant l’hématopoïèse[24]. Après ablationmécanique de la moelle par curetage chez l’animal, la régénération du tissustromal se développe à partir des zones endostales et précède la réapparitiondes cellules hématopoïétiques. Les ostéoblastes des surfaces endostalesstimulent la prolifération des progéniteurs hématopoïétiques[65], et de mêmeles cellules endothéliales stimulent l’hématopoïèse en synthétisant desfacteurs de croissance capables d’entretenir la granulopoïèse et lamégacaryocytopoïèse[47]. Les cellules réticulaires adventitielles dessinusoïdes stimulent aussi l’hématopoïèse. Au cours des régénérationsmédullaires, les cellules prolifératives sont donc préférentiellement localiséesnon seulement dans les régions proches de l’endoste, mais aussi dans cellesproches de l’endothélium, alors que les autres zones médullairescorrespondent plutôt à un compartiment de maturation. En pathologiehumaine, dans les syndromes myélodysplasiques, une lésion décrite sous lenom d’ALIP (abnormal localization of immature precursors) correspond à lalocalisation inhabituelle de précurseurs en foyers de plusieurs cellules(myéloblastes, promyélocytes) dans des zones éloignées des capillairessinusoïdaux et de l’endoste, et correspondant normalement à des zones dematuration dépourvues de cellules immatures[70] (fig 9). La mise en évidenceimmunohistologique des cellules souches CD34+ et des cellules proliférantesà l’aide des anticorps Ki-67 ou anti-PCNA (proliferating cell-nuclearantigen) (PC10)[7, 69, 76] permet de mieux repérer les compartimentsprolifératifs myéloïdes médullaires.

Compartiments lymphoïdes

L’hématopoïèse lymphoïde peut aussi se distribuer sous forme decompartiments. Chez la souris, l’étude de la lymphopoïèse B in situ aprèsinjection intraveineuse d’un anticorps anti-B permet de reconnaître unedistribution en plusieurs compartiments : amas de précurseurs lymphoïdes Bà proximité de l’endoste en association étroite avec les prolongements descellules réticulaires stromales, puis localisation au contact des macrophagesphagocytant les cellules lymphoïdes apoptotiques, enfin concentration dansla lumière de certains sinusoïdes[26] (fig 10). Dans la moelle osseuse humainenormale, on observe aussi un compartiment lymphoïde périartériolaire sousforme de nodules lymphoïdes de morphologie assez constante : diamètremoyen de 300 nm, squelette de fibres argyrophiles plus marqué que celui dela moelle adjacente, prédominance de petits lymphocytes avec de raresmastocytes et plasmocytes, présence d’une petite artériole centraleexcentrique. En pathologie humaine, les localisations médullaires deslymphomes malins et des syndromes lymphoprolifératifs s’effectuentpréférentiellement dans certains de ces compartiments : juxtatrabéculaire, aucontact de l’endoste des travées de l’os spongieux (fréquemment observé pourles localisations médullaires des lymphomes folliculaires), nodulaire,réalisant des amas plus ou moins volumineux de cellules lymphoïdes,interstitiel, par envahissement des zones d’hématopoïèse myéloïde,intravasculaire à l’intérieur des lumières des vaisseaux sanguins (fig 11).

7 Différences morphologiques ultrastructurales entre un macrophage (A) et une celluleréticulaire fibroblastique (B).1. Lysosomes primaires ; 2. phagolysosomes ; 3. appareil de Golgi ; 4. ergastoplasme ; 5.matériel interstitiel argyrophile.

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8 Phagocytose des globules rouges dans un sinusoïde médullaire par projection intra-luminale d’une expansion d’un macrophage.1. Lumière du sinusoïde ; 2. hématie phagocytée ; 3. endothélium ; 4. hématies digérées ; 5.macrophage.

9 A. 1. Localisation normale des précurseurs myéloïdes immatures au contact del’endothélium et de l’endoste ; 2. capillaire ; 3. travée osseuse.B. 1. Localisation anormale centromédullaire dans les syndromes myélodysplasiques.


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Stroma ou tissu de soutien médullaire

Caractéristiques communes des cellules stromales

Les cellules stromales délimitant et structurant les logettes hématopoïétiquessont de plusieurs types : cellules réticulaires fibroblastiques, adipocytes,cellules endothéliales, ostéoblastes. Elles dérivent d’une cellule souchedifférente de la cellule souche totipotente hématopoïétique. Il s’y associe desmolécules de la matrice extracellulaire (collagène, laminine, fibronectine,protéoglycanes, etc), et des cytokines ancrées sur les membranes cellulaireset la matrice extracellulaire[39]. Les processus de multiplication et dedifférenciation cellulaires exigés par l’hématopoïèse nécessitent un contactétroit entre les cellules du tissu de soutien et les cellules soucheshématopoïétiques. L’interaction des cellules stromales avec les progéniteurshématopoïétiques les plus primitifs, capables de reconstituer toutes les lignéeshématologiques chez un hôte irradié, et avec les progéniteurs plus différenciésde chaque lignée, a été très étudiée : les cellules stromales régulentl’hématopoïèse soit en réagissant directement (contacts de cellule à cellule)avec les cellules hématopoïétiques, soit en sécrétant des moléculesrégulatrices qui modulent l’hématopoïèse de manière positive ou négative.Les cellules du stroma, en plus de leur rôle dans l’hématopoïèse, sont aussiresponsables de l’adipogenèse médullaire et de l’ostéogenèse.Les pathologies hématologiques myéloïdes humaines permettent d’illustrerla différence d’origine entre les cellules hématopoïétiques et stromalesmédullaires. Au cours des myélofibroses associées aux hémopathiesmyéloïdes, les fibroblastes ne dérivent pas des cellules du clone myéloïde[73].La greffe de cellules souches allogéniques chez l’homme ne s’accompagnepas de greffe du composant fibroblastique du stroma médullaire[50]. Il esttoujours bien confirmé que le caryotype, ou le génotype, des fibroblastesmédullaires des sujets receveurs de greffe de moelle allogénique est celui dureceveur, à l’inverse des lignées hématopoïétiques qui proviennent dudonneur[53].Les intégrines de type alpha-4 bêta-1 et les molécules d’adhésion vasculairede type 1, jouent un rôle important dans les interactions entre les cellulesstromales et les cellules hématopoïétiques. Les molécules d’adhérence

VCAM-1 sur les cellules stromales, et les récepteurs homologues VLA-4jouent un rôle dans l’adhérence des cellules hématopoïétiques, myéloïdes etlymphoïdes, au réseau de cellules stromales médullaires. Dans le tissumyéloïde de la souris, les cellules stromales VCAM-1 positives forment desamas irréguliers plus abondants dans les régions subostéales,paratrabéculaires, où les cellules hématopoïétiques blastiques apparaissentVLA-4 positives (fig 12). Le nombre de ces cellules augmente aprèsirradiation, détruisant les cellules hématopoïétiques[25]. Les anticorps dirigéscontre VLA-4 et VCAM-1 inhibent l’interaction entre les cellules blastiquesformant des colonies in vitro et les cellules du stroma[43]. Les moléculesVLA-4 et VLA-5 des cellules hématopoïétiques peuvent aussi reconnaître lafibronectine des cellules stromales. La molécule endoglin peut être utiliséepar les proérythroblastes (à l’exclusion d’autres cellules de l’hématopoïèse)pour une interaction avec les intégrines des cellules stromales. Desmodifications des intégrines à la surface des cellules stromales médullairespeuvent expliquer certaines anomalies de l’hématopoïèse : à la suite destransplantations de moelle osseuse chez l’homme, une réduction del’expression des molécules d’adhérence cellulaire (VCAM-1) pourrait êtreresponsable du trouble de la lymphopoïèse et du retard dans la reconstitutiond’une fonction immunitaire correcte[12].

Cellules réticulaires fibroblastiques de la moellehématopoïétiqueLes fibroblastes médullaires, bien que jouant un rôle majeur dansl’hématopoïèse, ne sont pas facilement observables sur les coupeshistologiques de la moelle normale[51]. Ces cellules, désignées par desappellations diverses (fibroblastes, myofibroblastes, cellules réticulairesstromales, cellules adventitielles, cellules interstitielles médullaires, etc) sontallongées, avec des prolongements cytoplasmiques de faible épaisseurseulement observables avec des techniques spéciales. La microscopieélectronique les met en évidence sous forme de bandes cytoplasmiquesrubanées et étroites, s’insinuant entre les cellules hématopoïétiques avec unréticulum granulaire assez développé, du glycogène et des microfibrilles(fig 7). Des jonctions cellulaires de typegap junctionont été observées entreleurs prolongements cellulaires. Les immunomarquages à l’aide d’anticorpsmonoclonaux dirigés contre le récepteur du facteur de croissance nerveuse(nerve growth factor receptor) permettent de marquer ces cellules, sur coupesà congélation ou en paraffine, ou sur frottis de moelle et de mieux préciserleur morphologie : leur noyau est ovale, leur cytoplasme est peu abondantavec de longs dendrites s’insinuant entre les cellules hématopoïétiques,longeant la face non luminale des cellules endothéliales (fig 13), formant latrame sur laquelle adhèrent les cellules hématopoïétiques[8]. Elles exprimentaussi des molécules de la matrice extracellulaire comme la laminine, lafibronectine, les protéoglycanes[51]. Elles sont dépourvues d’antigèneshématopoïétiques et n’expriment pas les antigènes macrophagiques. À ladifférence des cellules endothéliales, elles n’expriment pas le facteur VIII niaucun autre marqueur endothélial. Elles expriment aussi la molécule CD44(récepteur des hyaluronates), les récepteurs d’adhésion de surface de lamembrane cellulaire comme les bêta-1 intégrines VLA-1 et VLA-5.Finalement, grâce à leurs caractéristiques morphologiques et moléculaires,elles forment un réseau à mailles larges de cellules connectées procurant lescytokines et les protéines de la matrice extracellulaire nécessaires à laproduction, à la prolifération et à la maturation des cellules hématopoïétiques.Certaines cellules réticulaires fibroblastiques médullaires présentent unedifférenciation musculaire lisse. Elles sont dotées d’un système demicrofilaments contractiles de 6 à 9 nm dediamètre visibles en microscopieélectronique. Diverses molécules contractiles les caractérisent : actine alpha-SM, chaînes lourdes de myosine musculaire lisse, etc, ce qui les apparenteaux cellules musculaires lisses, en particulier de l’intima artérielle sous-endothéliale[40]. Des cellules actine positives sont observées sur les coupes

10 Sites de maturation médullaire des lymphocytes B (en partie d’après [26]).1. Os ; 2. cellules souches ; 3. endoste ; 4. cellule stromale fibroblastique ; 5. macrophage ;6. cellules pré-B ; 7. cellules B matures ; 8. sinusoïde ; 9. capillaires ; 10. artère.

11 Principaux types architecturaux des localisations médullaires des lymphomesmalins.a. Localisations nodulaires ; b. localisations paratrabéculaires ; c. localisation interstitielle ;d. localisation intravasculaire.

12 Les cellules stromales médullaires (1) adhèrent aux cellules hématopoïétiques (2)par l’intermédiaire des molécules VCAM-1 (3) (sur les cellules stromales) et VLA-4 (4) (surles cellules hématopoïétiques) (en partie d’après [25]).VCAM-1 : vascular cell adhesion molecule-1 ; VLA-4 : very late antigen-4.


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de biopsie médullaire chez l’homme : ce sont surtout des cellules péricytairesdes capillaires, des cellules adventitielles des sinus, certaines cellulesstromales des logettes, des cellules bordant l’endoste, toutes cellulesparaissant avoir des contacts préférentiels avec la série granulocytaire[15]. Lespropriétés contractiles des cellules réticulaires stromales adventitielles leurpermettraient de couvrir et découvrir la surface externe de l’endothélium enfonction des besoins de l’hématopoïèse : elles pourraient dégager pluslargement la surface endothéliale en cas d’augmentation de la productionmyéloïde. Chez le rat, la proportion de surface de l’endothélium couverte parles cellules adventitielles baisse rapidement de 65 à 24 % après une injectiond’endotoxine, provoquant une sécrétion de facteurs de croissancegranulocytaires et une hyperleucocytose rapide ; de même après injectiond’érythropoïétine, la surface recouverte passe de 30 à 3 %[20].

Adipocytes

Inversement proportionnelles à la cellularité myéloïde, ces structures deremplissage permettent à la moelle de s’adapter aux besoins : leur apparitionest rapide lorsque l’activité hématopoïétique diminue, et à l’inverse leurrésorption est rapide lorsque la cellularité myéloïde augmente. Il existe desdifférences entre les adipocytes de la moelle et ceux du reste de l’organisme(graisse périrénale par exemple) : les adipocytes médullaires sont plus petitset plus riches en acides gras insaturés, ce qui indique une moindre fonction deréserve lipidique. En cas d’hyperplasie myéloïde, la lipolyse médullaire restelocalisée à la moelle et ne s’accompagne pas d’une lyse de la graissepérirénale. La différenciation des adipocytes médullaires a surtout été étudiéegrâce aux lignées de cellules stromales : les adipocytes médullaires dériventde préadipocytes, variété de cellule stromale ayant une morphologie defibroblaste. La composition en acides gras des adipocytes varie avec leslignées étudiées, en particulier du point de vue du pourcentage d’acides grasinsaturés, suggérant une hétérogénéité des préadipocytes médullaires. Latransformation adipeuse est un processus de maturation qui s’accompagne del’accumulation de lipides, de triglycérides et d’esters de cholestérol, ainsi quede l’apparition d’une activité enzymatique de type lipoprotéine lipase[16]. Elleest stimulée par l’hydrocortisone, la méthylisobutylxanthine, l’indométacineet l’insuline, et s’accompagne d’une diminution de la sécrétion de M-CSF(macrophage-colony stimulating factor) par les cellules stromales[71].L’inhibition de l’adipogenèse et la stimulation de la lipolyse en culture avecréduction du nombre des adipocytes sont obtenues par l’action del’interleukine (IL)1-bêta[11] ou de l’IL11, facteur de croissance d’originestromale médullaire stimulant l’hématopoïèse[29].

Endothélium et barrière médullosanguine

Cellules endothéliales

Les cellules endothéliales des capillaires sinusoïdes médullaires régulent letrafic des cellules souches et progénitrices hématopoïétiques et la sortie descellules sanguines matures. Elles sont plus facilement observables sur lescoupes en paraffine que les cellules réticulaires fibroblastiques : les anticorpsantifacteur VIII, BNH9, ou anti-CD31, couramment utilisés enimmunohistologie, facilitent leur identification sur les coupes en paraffine demoelle humaine. Les cellules endothéliales de la moelle osseuse humaine sontaussi marquées par la lectineUlex europaeus agglutinine-1(UEA-1) [37]. Ellesn’expriment pas la glycoprotéine endoglin, à la différence de l’endothéliumvasculaire de tous les autres tissus[18]. Elles sont isolables et cultivables àpartir d’aspirations de moelle osseuse humaine après sélection positiveutilisant en particulier la lectine UEA-1. Ainsi isolées, elles sont étudiablesplus facilement que in situ : elles restent positives en immunofluorescence

pour le facteur Willebrand et conservent leur marqueur cytoplasmiquemorphologique caractéristique, les corps de Weibel-Palade montrés par lamicroscopie électronique. Elles expriment aussi les molécules ICAM-1(intercellular adhesion molecule), VCAM-1, selectine E, BMA120[36, 37, 55].Elles expriment la molécule CD34, en particulier dans la moelle osseuse dufœtus[34]. Elles contribuent aussi à la stimulation de l’hématopoïèse parl’élaboration de facteur de croissance : IL6, ligand de c-kit (stem cell factor),G-CSF (granulocyte-colony stimulating factor), GM-CSF (granulocytemacrophage-colony stimulating factor) [46].La microscopie électronique montre que les cellules endothéliales formentune barrière endothéliale continue, mince de 2 à 3 nmd’épaisseur, exceptédans les régions périnucléaires où le cytoplasme plus volumineux est riche enorganites (appareil de Golgi) et fait saillie dans la lumière du sinusoïde[66].Elles sont étroitement jointives à leurs extrémités, avec un recouvrementpartiel sans ménager d’orifice intercellulaire[67](fig 14, 15). La basale dessinus n’a pas la structure d’une basale normale : discontinue (souvent absentesur de larges surfaces de l’endothélium), non fibrillaire, elle a l’aspect d’unecondensation irrégulière d’aspect floconneux. L’endothélium est traversé parles cellules souches hématopoïétiques passant du sang dans les nichesd’hématopoïèse extravasculaire (homing) et par les cellules sanguinesmatures passant sélectivement de la moelle dans le sang (diabase) par desorifices transendothéliaux faisant communiquer les territoiresextravasculaires et la lumière du vaisseau[45, 74]. L’absence de basale continueet la dispersion des cellules adventitielles favorisent le passage des cellulesmyéloïdes matures de la moelle vers le sang. Les orifices de migration sontsitués dans une zone particulière du cytoplasme endothélial, à proximité desjonctions interendothéliales (à 1,5 nm environ de l’extrémité de la celluleendothéliale)[33, 45, 66]. Des fenêtres à diaphragme, zones d’amincissementlocalisées du cytoplasme endothélial, semblent représenter peut-être lapremière étape de constitution de ces orifices (fig 14).

Migration transendothéliale, diabase et « homing »

Une fois l’ouverture constituée, elle garde un diamètre bien inférieur à celuide la cellule qui migre. Pour les polynucléaires, le diamètre de l’orifice atteintson maximum (2,3 nm en moyenne) lorsque le deuxième tiers de la cellule letraverse ; pour les réticulocytes, l’ouverture maximale (1,6 nm en moyenne)est atteinte lors du passage du premier tiers du globule rouge. Ces différences

13 Représentation schématique du réseau de cellules réticulaires fibroblastiques stro-males structurant les logettes d’hématopoïèse.1. Sinusoïde ; 2. cellule endothéliale ; 3. membrane basale ; 4. collagène-réticuline ; 5.adipocyte ; 6. travée osseuse ; 7. cellule réticulaire fibroblastique médullaire.

14 Schéma d’une paroi d’un sinusoïde médullaire telle que la montre la microscopieélectronique. La paroi est formée par une couche de cytoplasme de cellules endothélialessans discontinuité. Des fenêtres à diaphragme peuvent représenter une ébauche d’orificetransendothélial. La basale n’est pas continue. Les cellules réticulaires fibroblastiquesadventitielles forment une couche plus externe très discontinue.1. Basale ; 2. cellules réticulaires fibroblastiques adventitielles ; 3. noyaux ; 4. microvési-cule ; 5. jonction de deux cellules endothéliales ; 6. fenêtre à diaphragme ; 7. celluleendothéliale ; 8. microvillosité.15 Coupe transversale d’un sinusoïde médullaire : un polynucléaire et un réticulocytetraversent la paroi par des orifices dans le cytoplasme des cellules endothéliales.1. Cellule adventitielle ; 2. polynucléaire ; 3. cellule endothéliale ; 4. réticulocyte ; 5. pseu-dobasale.

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de dimensions d’ouverture sont probablement en relation avec des différencesdans la déformabilité des cellules en fonction de la présence ou de l’absencedu noyau. Pour traverser ces orifices, les cellules qui migrent doivent ainsiprésenter une déformabilité suffisante. Dans le cas des globules rouges,l’expulsion préalable du noyau trop rigide est indispensable : celle-ci se feraiten moyenne 12 heures avant la migration, cependant l’expulsion du noyau encours de traversée du sinus est parfois possible (fig 16). Les noyaux despolynucléaires, monocytes et lymphocytes sont suffisamment déformablespour permettre leur migration transendothéliale (fig 15). On a pu étudier invitro les conditions physiques de ce passage à l’aide de micro-orifices (filtresmicropores, micropipettes) précisant la déformabilité des polynucléaires etdes réticulocytes. Le cas des mégacaryocytes est particulier : la région ducytoplasme située à proximité des sinus émet des pseudopodes (et parfois delongs prolongements dépassant 120 nm) traversant la paroi des sinus (I’orificede traversée restant de petit diamètre, comparable à celui du passage desautres cellules) (fig 17)[33]. Ces prolongements, qui ont une mobilitéamiboïde, se fragmentent ensuite dans la lumière des sinus pour libérer lesplaquettes. Certains mégacaryocytes pourraient traverser en totalitél’endothélium.Des mouvements des cellules endothéliales favorisent le passage descellules : l’observation in vivo des sinusoïdes montre des dilatationsrythmiques de ces vaisseaux spécialement en cas d’intense activitémédullaire. Les cellules endothéliales des sinusoïdes peuvent glisser l’une parrapport à l’autre (l’absence de jonctions serrées favorisant leurs glissements

réciproques)[68]. Ces dilatations paraissent favoriser le passage des cellulesde la moelle dans la lumière des sinusoïdes (fig 18). Dans son enveloppeosseuse rigide, la moelle a un volume fixe : l’augmentation du volume de lalumière des sinusoïdes n’est possible qu’avec la libération d’un nombre decellules myéloïdes représentant un volume équivalent. Les sinus sontentourés de cellules matures et l’augmentation périodique de leur volumeentraîne donc le passage dans la circulation des cellules localisées à leurpériphérie. Les orifices ne sont pas permanents et semblent provoqués par lecontact des cellules matures. Le stade initial du passage est un amincissementlocalisé du cytogel endothélial au contact de la cellule qui amorce samigration : la membrane de la cellule endothéliale est déprimée et vientfusionner avec la membrane endothéliale homologue située du côtévasculaire, d’où formation de l’orifice de migration. Cette migrationtransendothéliale implique donc des phénomènes membranaires particuliers.Ainsi, dans le cas duhoming(passage de cellules progénitrices du sang versla moelle), la première étape est l’adhésion des cellules progénitrices auxcellules endothéliales de la moelle qui ont une affinité spécifique pour lesprogéniteurs hématopoïétiques CD34+ [46]. Deux molécules d’adhésion,sélectine E et VCAM-1, seraient en particulier impliquées dans cette fixation.Chez l’homme, ces molécules sont exclusivement exprimées surl’endothélium des organes hématopoïétiques de l’adulte et du fœtus,l’anticorps antisélectine E inhibant cette fixation[25, 54]. Il a été montré chezles primates qu’un traitement par un anticorps monoclonal anti-intégrineVLA-4, homologue de VCAM-1 sur les cellules hématopoïétiques, mobilisaitsélectivement dans la circulation sanguine les progéniteurshématopoïétiques[44]. La molécule PECAM-1 (platelet endothelial cell-adhesion molecule-1) [CD31] pourrait également intervenir dans ceprocessus[17]. Le passage massif de progéniteurs à travers l’endothélium lorsdes transplantations médullaires, après transfusion intraveineuse de cellulessouches, pourrait être en plus favorisé par le conditionnement par irradiationcréant des lésions des cellules endothéliales et donc des interruptions de labarrière vasculaire médullaire[57]. Les cellules endothéliales peuvent aussiprésenter des sites d’adhésion pour les cellules cancéreuses métastatiques[21].L’expression d’intégrines alpha-4 bêta-1 par les cellules tumorales peutinduire leur passage dans la moelle, probablement par interaction avecVCAM-1 exprimé par les cellules endothéliales[38]. Le passage en sensinverse suppose des phénomènes membranaires du même type, permettant lepassage de cellules sanguines matures, mais aussi de cellules immaturesmalignes (leucémiques, lymphomateuses, carcinomateuses) libérées à partirde la moelle[58].

Matrice extracellulaire médullaire

Collagène et réticuline

La matrice extracellulaire est formée par un réseau complexe de moléculessynthétisées par les cellules stromales. Les fibres de collagène mature de typeI avec leurs affinités tinctoriales typiques et leur ultrastructure caractéristique(striations transversales de 65 nm) sont rares, nettement moins abondantesdans la moelle osseuse que dans les autres organes hématopoïétiques etpresque exclusivement situées dans les zones périvasculaires des grosvaisseaux. Elles ne deviennent abondantes qu’à la suite d’une activation desfibroblastes médullaires dans les myélofibroses. Le réseau de fibres dites deréticuline, révélées par les colorations argentiques, est aussi moins abondantdans la moelle que dans les autres organes hématopoïétiques : correspondantà des glycoprotéines associées aux fibrilles de collagène (fig 19), il forme unréseau de fibres grillagées renfermant dans ses mailles les celluleshématopoïétiques, bordant les sinus et cerclant les adipocytes. Ce réseaucorrespond à des structures variées riches en glycoprotéines : basalesvasculaires, microfibrilles de collagène surtout de type III, prolongementscytoplasmiques des cellules réticulaires fibroblastiques. Le collagène de typeIV, synthétisé par les cellules endothéliales, est le composant majeur desmembranes basales bordant la face externe de l’endothélium des cellulesendothéliales.

16 Passage des réticulocytes à travers l’endothélium d’un sinusoïde médullaire : expul-sion du noyau et traversée de l’endothélium (a, b, c). Parfois, l’érythroblaste est déjà en coursde migration transendothéliale lorsqu’il expulse le noyau (d). Dans tous les cas, les noyauxlibérés sont phagocytés par les macrophages médullaires.1. Macrophage ; 2. endothélium.

17 Passage transendothélial d’une expansion mégacaryocytaire libérant des plaquettesdans un sinusoïde.1. Endothélium ; 2. prolongement mégacaryocytaire dans la lumière d’un sinusoïde.

18 Changement de volume des sinusoïdes par glissement réciproque des cellulesendothéliales (d’après [68]).1. Sinusoïde ; 2. pore ; 3. réticulocyte ; 4. cellule endothéliale.


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Composants non fibrillaires de la matrice extracellulaire

De nombreux composants matriciels non fibrillaires ont été identifiés à partirde la fraction adhérente des cultures de moelle à long terme :glycosaminoglycanes, héparanes sulfates, etc. Ces macromolécules forment,par leurs charges polyanioniques, des agrégats jouant un rôle dans lesmouvements de l’eau, régulant les phénomènes de diffusion interstitielle,stabilisant les fibres de collagène, intervenant dans l’adhérence desprécurseurs hématopoïétiques au tissu de soutien et pouvant se lier auxfacteurs de croissance pour faciliter leur action in situ. De nombreuses autresmolécules participent à la constitution des niches adhésives médullaires,intégrines en particulier. Les glycosaminoglycanes sont donc des composantsimportants de cette matrice intercellulaire, influençant la proliférationhématopoïétique, pouvant se fixer aux autres molécules de la matriceextracellulaire, comme la fibronectine, et aux facteurs de croissancehématopoïétiques, comme le GM-CSF, l’IL3. Dans la moelle murine, lamicroscopie électronique de balayage a révélé des différences majeures dansla topographie du dépôt de ces molécules : dans l’hématopoïèse myéloïde,une matrice fibreuse riche en glycosaminoglycanes couvre la couchecellulaire, tandis que dans l’hématopoïèse lymphoïde, cette couche estdispersée[59]. Les héparane sulfates de la surface cellulaire jouent un rôle dansles interactions entre cellules du tissu de soutien et cellules hématopoïétiques :l’adhérence des cellules progénitrices aux cellules du stroma est abolie par letraitement avec l’héparitinase[19]. Le perlecan est un protéoglycane de typehéparane sulfate impliqué dans les interactions entre les celluleshématopoïétiques et leur microenvironnement médullaire : cette molécule estantiadhésive pour les cellules hématopoïétiques, mais adhésive pour lesfibroblastes. Pouvant aussi fixer des facteurs de croissance, en particulier leGM-CSF, le perlecan pourrait jouer un rôle dans la sectorisation de la moelleen compartiments fonctionnels[30]. La fibronectine est un autre composantmajeur de la matrice extracellulaire, procurant des sites d’adhésion pour lescellules hématopoïétiques. Les fibroblastes médullaires synthétisent unevariante de fibronectine possédant le domaine EDa et dépourvue du domaineEDb, de manière similaire aux cellules musculaires lisses vasculaires[32].L’adhésion des cellules progénitrices hématopoïétiques au tissu de soutienmédullaire par l’intermédiaire des récepteurs de la fibronectine (domainefixant l’héparine de la fibronectine) inhibe leur prolifération[23].L’hémonectine est une autre protéine de la matrice, proche parente de lafétuine (alpha-2HS-glycoprotéine), procurant des sites d’adhésion pour lescellules des lignées granuleuses[62, 75]. La laminine est une glycoprotéineprésente surtout dans les membranes basales, jouant un rôle dans le passagedes macromolécules.

Exploration anatomique et histologiquemédullaire

Les différents moyens d’imagerie (scintigraphie, IRM) et les méthodeshistologiques permettent de mieux préciser les modifications des principauxcompartiments cellulaires de la moelle hématopoïétique humainepathologique.

Scintigraphie médullaire

La scintigraphie permet de visualiser la moelle de tout le squelette grâce à desisotopes radioactifs fixés sur une catégorie de cellules médullaires :macrophages avec les colloïdes de technétium 99, érythroblastes avec le fer

52 ou la transferrine marquée à l’indium 111. Elle précise la localisation de lamoelle active dans les pièces du squelette. Elle peut aussi visualiser certainsenvahissements métastatiques médullaires. La scintigraphie médullaire peutaussi être réalisée à l’aide d’anticorps antigranulocytes, technique pluscompliquée mais plus sensible pour la détection des lésions cancéreuses :métastases de cancers du sein, de la prostate, des bronches, etc, myélome etlymphomes malins[31, 48, 49]. Enfin, la scintigraphie érythroblastique au fer 52reste recommandée pour l’exploration du tissu myéloïde et sa réduction dansles aplasies médullaires[27]. La scintigraphie utilisant des anticorpsspécifiques anticellules tumorales est potentiellement utile dans les bilansd’extension des tumeurs malignes.

Imagerie par résonance magnétique nucléaire

L’IRM est beaucoup plus performante que les autres moyens d’imagerie pourvisualiser la moelle osseuse normale et anormale[1]. Elle montre avec unexcellent contraste les principaux constituants structuraux médullaires :cellules hématopoïétiques (moelle rouge), cellules adipeuses (moelle jaune),structures vasculaires, fibrose, surcharges de type hémosidérose oudyslipoïdose. Une application maintenant bien connue de l’IRM est lavisualisation de la moelle inactive adipeuse par rapport à la moelle activerouge grâce à l’étude de la conversion adipeuse de certaines pièces osseusesavec l’âge (rapport graisse/eau). Chez les patients présentant des maladieshématologiques, l’IRM peut détecter des différences entre la moellegraisseuse, fibreuse, aplasique et hypercellulaire, et contribuer à préciserl’involution adipeuse médullaire dans les aplasies myéloïdes etl’hypercellularité dans les syndromes myéloprolifératifs, et la fibrose, enparticulier dans le cas des leucémies à tricholeucocytes[61]. Bien que nedonnant pas d’image spécifique d’un diagnostic, elle peut être utile pour lesuivi thérapeutique. Chez les patients traités par G-CSF ou GM-CSF,l’examen IRM de l’os iliaque montre des modifications significatives(augmentation du contenu hydrique relatif, extension de l’hématopoïèse,réduction du tissu adipeux). Enfin, l’IRM a le grand intérêt de mettre enévidence des lésions focales médullaires, pouvant guider la réalisation d’unebiopsie, complétant le bilan d’extension médullaire dans les maladiesmalignes avec envahissement médullaire focal, lymphomes malins,métastases des carcinomes[22].

Tomographie d’émission de positons (PET scan)

Encore peu utilisée pour explorer la moelle osseuse, elle a déjà permis uneinvestigation non invasive de mesure du flux sanguin médullaire et de sesvariations topographiques (vertèbres, os iliaque) grâce à l’eau marquée àl’oxygène 15[28]. Elle a également permis de montrer des variations dumétabolisme du glucose médullaire, à l’aide du désoxyglucose marqué,secondairement aux injections thérapeutiques de GM-CSF ou M-CSF[77].

Biopsie ostéomédullaire

La biopsie ostéomédullaire permet d’analyser la structure de la moellepathologique. Son interprétation bénéficie des progrès de l’immunohistologiepermettant une meilleure identification des principaux types cellulaires de lamoelle humaine, normale et pathologique[4] . Les méthodesimmunohistochimiques utilisant la phosphatase alcaline et le démasquage desantigènes (protéases, micro-ondes) et d’amplification du marquage sontrecommandées. Les différentes catégories cellulaires médullaires peuventêtre objectivées par l’immunohistochimie : les érythroblastes par les anticorps

19 A. Fibres argyrophiles médullaires dites de « réticuline » observées en microscopie optique à haute résolution (coupes semi-fines, contraste interférentiel différentiel, objectif × 1 000).B. Dans les mêmes conditions d’observation, fibres de collagène de type I, plus régulières et rectilignes, dans une myélofibrose.

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antiglycophorine, les cellules granuleuses par les anticorps anti-CD15, lesmégacaryocytes par les anticorps antiglycoprotéine plaquettaire IIIa, lesmacrophages grâce à l’anticorps anti-CD68 (KP1). L’interprétationcytologique des coupes de tissu myéloïde après décalcification et inclusionen paraffine est ainsi améliorée grâce à une telle batterie de colorationsimmunohistochimiques soulignant les principaux types cellulairesmyéloïdes[35]. Une autre voie d’amélioration consiste à réaliser une inclusionen résine des biopsies médullaires sans décalcification, puis des colorations àl’aide des méthodes panoptiques hématologiques montrant directement lesdivers types de cellules hématologiques[5, 24]. Avec ces progrès del’exploitation des coupes en paraffine, l’immunohistologie de la moelle surcoupes à congélation est devenue moins indispensable. En clinique, la biopsiemédullaire est pratiquée pour compléter le myélogramme, surtout dans les cassuivants : myélogramme trop pauvre, recherche d’un envahissement focalnon démontré par le myélogramme, biopsie dirigée sur un foyer suspect misen évidence par l’imagerie, meilleure évaluation de la cellularité médullaire,myélofibrose. La détection histologique des micrométastases médullaires descancers est aussi sensibilisée grâce aux anticorps anticytokératine et anti-EMA. L’identification des hémopathies lymphoïdes médullaires est plus

précise grâce aux anticorps anti-CD20 (cellules B) et anti-CD3 (cellules T),celle des leucémies à tricholeucocytes, en particulier grâce à l’anticorps DBA-44, etc. L’hybridation in situ, et bientôt lapolymerase chain reaction(PCR)in situ, appliquées aux coupes histologiques, permettront dans l’avenird’élargir ces possibilités d’identification cellulaire.

Ainsi, les différents moyens d’étude de la structure médullaire permettent,chacun à leur échelle, de bien mettre en évidence la compartimentationanatomique et fonctionnelle médullaire. Cependant, les connaissances surl’histophysiologie de la moelle restent encore fragmentaires avec un lienencore imparfait entre les observations morphologiques et la mosaïquedes données moléculaires. L’analyse approfondie de la structurehistologique fine du tissu médullaire in situ est encore à développer, carbien que perfectionnée par les marquages immunologiques etl’hybridation in situ, elle garde l’inconvénient d’une vision partielle desphénomènes. Pourtant, une meilleure compréhension de la structuretridimensionnelle de la moelle osseuse humaine in situ reste d’actualité :c’est un préalable à l’amélioration des systèmes de production in vitro decellules hématopoïétiques.

Références ➤


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Références

[1] Amano Y, Hayashi H, Kumazaki T. . Gd-DTPA enhanced MRIof reactive hematopoietic regions in marrow. J Comput As-sist Tomogr 1994 ; 18 : 214-217

[2] Blazsek I, Misset JL, Benavides M, Comisso M, Ribaud P,Mathe G. Hematon, a multicellular functional unit in normalhuman bone marrow : structural organization, hemopoieticactivity, and its relationship to myelodysplasia and myeloidleukemias. Exp Hematol 1990 ; 18 : 259-265

[3] Breton-Gorius J, Vuillet-Gaugler MH, Coulombel L, GuichardJ, Teillet F, Vainchenker W. Association between leukemicerythroid progenitors and bone marrow macrophages. BloodCells 1991 ; 17 : 127-142

[4] Brown DC, Gatter KC. The bone marrow trephine biopsy : areview of normal histology. Histopathology 1993 ; 22 :412-422

[5] Bryon PA. Inclusion en époxy des biopsies médullaires pourle diagnostic hématologique. Pathol Biol 1976 ; 24 : 75-79

[6] Bryon PA, Gentilhomme O, Fiere D. Étude histologiquequantitative du volume et de l’hétérogénéité des adipocytesdans les insuffisances myéloïdes globales. Pathol Biol1979 ; 27 : 209-213

[7] Budke H, Orazi A, Neiman RS, Cattoretti G, John K, Barbe-ris M. Assessment of cell proliferation in paraffin sections ofnormal bone marrow by the monoclonal antibodies Ki-67and PCNA. Mod Pathol 1994 ; 7 : 860-866

[8] Cattoretti G, Shiro R, Orazi A, Sologo D, Colombo MP. Bonemarrow stroma in humans : anti-nerve growth factor recep-tor antibodies selectively stain reticular cells in vivo and invitro. Blood 1993 ; 81 : 1726-1738

[9] Coulombel L, Vuillet-Gaugler MH, Leroy C, Rosemblatt M,Breton-Gorius J. Adhesive properties of human erythroblas-tic precursor cells. Blood Cells 1991 ; 17 : 65-78

[10] Dawson KL, Moore SG, Rowland JM. Age related marrowchanges in the pelvis: MR and anatomic findings. Radiology1992 ; 183 : 47-51

[11] Delikat SE, Galvani DW, Zuzel M. The metabolic effects ofinterleukin 1 beta on human bone marrow adipocytes. Cyto-kine 1995 ; 7 : 338-343

[12] Dittel BN, Lebien TW. Reduced expression of vascular adhe-sion molecule-1 on bone marrow stromal cells isolated frommarrow transplant recipients correlates with a reduced ca-pacity to support human B lymphopoiesis in vitro. Blood1995 ; 86 : 2833-2841

[13] Duda SH, Laniado M, Schick F, Strayle M, Claussen CD.Normal bone marrow in the sacrum of young adults: diffe-rences between the sexes seen on chemical-shift MR ima-ging. Am J Roentgenol 1995 ; 164 : 935-940

[14] Finch CA, Harker LA, Cook JD. Kinetics of the formed ele-ments of human blood. Blood 1977 ; 50 : 699-707

[15] Galmiche MC, Koteliansky VE, Briere J, Herve P, CharbordP. Stromal cells from human long-term marrow cultures aremesenchymal cells that differentiate following a vascularsmooth muscle differentiation pathway. Blood 1993 ; 82 :66-76

[16] Gimble JM, Dorheim MA, Cheng Q. Adipogenesis in a mu-rine bone marrow stromal cell line capable of supporting Blineage lymphocyte growth and proliferation: biochemicaland molecular characterization. Eur J Immunol 1990 ; 20 :379-387

[17] Goldbergger A, Middleton KA, Newman PJ. Changes in ex-pression of the cell adhesion molecule PECAM-1 (CD31)during differentiation of human leukemic cells lines. TissueAntigens 1994 ; 44 : 285-293

[18] Gougos A, Letarte M. Primary structure of endoglin, anRGD-containing glycoproteine of human endothelial cells. JBiol Chem 1990 ; 265 : 8361-8364

[19] Hangoc G, Daub R, Maze RG, Falkenburg JH, BroxmeyerHE, Harrington MA. Regulation of myelopoiesis by murinefibroblastic and adipogenic cell lines. Exp Hematol 1993 ;21 : 502-507

[20] Hanspal M, Hanspal JS. The association of erythroblastswith macrophages promotes erythroid proliferation andmaturation : a 30-kD heparin-binding protein is involved inthis contact. Blood 1994 ; 84 : 3494-3504

[21] Haq M, Goltzman D, Tremblay G, Brodt P. Rate prostate ade-nocarcinoma cells disseminate to bone and adhere prefe-rentially to bone marrow-derived endothelial cells. CancerRes 1992 ; 52 : 4613-4619

[22] Haubold-Reuter BG, Duewell S, Schilcher BR, Marincek B,Von Schulthess GK. The value of bone scintigraphy, bonemarrow scintigraphy and fast spin-echo magnetic resonanceimaging in staging of patients with malignant solid tumours :a prospective study. Eur J Nucl Med 1993 ; 20 : 1063-1069

[23] Hurley RW, Mc Carthy JB, Verfaillie C. Direct adhesion tobone marrow stroma via fibronectin receptors inhibits he-matopoietic progenitor proliferation. J Clin Invest 1995 ;96 : 511-519

[24] Islam A, Glomski C, Henderson ES. Endothelial cells andhematopoiesis : a light microscopy study of fetal, normal,and pathologic human bone marrow in plastic-embeddedsections. Anat Rec 1992 ; 233 : 440-452

[25] Jacobsen K, Kravitz J, Kincade PW, Osmond DG. Adhesionreceptors on bone marrow stromal cells: in vivo expressionof vascular cell adhesion molecule-1 by reticular cells andsinusoidal endothelium in normal and gamma-irradiatedmice. Blood 1996 ; 87 : 73-82

[26] Jacobsen K, Osmond DG. Microenvironmental organizationand stromal cell associations of B lymphocyte precursor cellsin mouse bone marrow. Eur J Immunol 1990 ; 20 :2395-2404

[27] Jamar F, Field C, Leners N, Ferrant A. Scintigraphic evalua-tion of the haemopoietic bone marrow using a 99m-Tc-anti-granulocyte antibody: a validation study with Fe52. Br J Hae-matol 1995 ; 90 : 22-30

[28] Kahn D, Weiner GJ, Ben Haim S, Madsen MT, Bushnell DL,Watkins GL et al. Positon emission tomographic measure-ment of bone marrow blood flow to the pelvis and lumbarvertebrae in young normal adults. Blood 1994 ; 83 : 958-963

[29] Keller DC, Du XX, Srour EF, Hoffman R, Williams DA.Interleukin-11 inhibits adipogenesis and stimulates mye-lopoiesis in human long-term marrow cultures. Blood 1993 ;82 : 1428-1435

[30] Klein G, Conzelmann S, Beck S, Timpl R, Muller CA. Perle-can in human bone marrow : a growth-factor-presenting, butanti-adhesive, extracellular matrix component for hemato-poietic cells. Matrix Biol 1995 ; 14 : 457-465

[31] Lee KH, Chung JK, Choi CW et al. Technetium-99m-labeledantigranulocyte antibody bone marrow scintigraphy. J NuclMed 1995 ; 36 : 1800-1805

[32] Lerat H, Lissitzky JC, Singer JW, Keating A, Herve P, Har-bord P. Role of stroma cells and macrophages in fibronectinbiosynthesis and matrix assembly in human long-term mar-row cultures. Blood 1993 ; 82 : 1480-1492

[33] Lichtman MA, Chamberlain JK, Simon W, Santillo PA.Parasinusoidal location of megakaryocytes in marrow : a de-terminant of platelet release. Am J Hematol 1978 ; 4 :303-312

[34] Lin G, Finger E, Gutierrez-Ramos JC. Expression of CD34in endothelial cells, hematopoietic progenitors and nervouscells in fetal and adult mouse tissues. Eur J Immunol 1995 ;25 : 1508-1516

[35] Mangi MH, Mufti GJ. Primary myelodysplastic syndromes:diagnostic and prognostic significance of immunohis-tochemical assessment of bone marrow biopsies. Blood1992 ; 79 : 198-205

[36] Masek LC, Sweetenham JW. Isolation and culture of endo-thelial cells from human bone marrow. Br J Haematol 1994 ;88 : 855-865

[37] Masek LC, Sweetenham JW, Whitehouse JM, SchumacherU. Immuno-lectin-enzyme-histochemical characterization ofhuman bone marrow endothelium. Exp Hematol 1994 ; 22 :1203-1209

[38] Matsuura N, Puzon-Mclaughlin W, Irie A, Morikadwa Y,Kakudo K, Takada Y. Induction of experimental bone me-tastasis in mice by transfection of integrin alpha-4 beta-1 intotumor cells. Am J Pathol 1996 ; 148 : 55-61

[39] Mayani H, Guilbert LJ, Janowska-Wieczorek A. Biology ofthe hemopoietic microenvironment. Eur J Haematol 1992 ;49 : 225-233

[40] Moreau I, Duvert V, Caux C et al. Myofibroblastic stromalcells isolated from human bone marrow induce the prolifera-tion of both early myeloid and B-lymphoid cells. Blood1993 ; 82 : 2396-2405

[41] Naeim F, Moatamed F, Sahimi M. Morphogenesis of thebone marrow: fractal structures and diffusion limited growth.Blood 1996 ; 87 : 5027-5031

[42] Naito K, Tamahashi N, Chiba T. The microvasculature of thehuman bone marrow correlated with the distribution of he-matopoietic cells. A computer-assisted three-dimensional re-construction study. Tohoku J Exp Med 1992 ; 166 : 439-450

[43] Oostendorp RA, Reisbach G, Spitzer E et al. VLA-4 andVCAM-1 are the principal adhesion molecules involved inthe interaction between blast colony-forming cells and bonemarrow stroma cells. Br J Haematol 1995 ; 91 : 275-284

[44] Papayannopoulou T, Nakamoto B. Peripheralization of he-mopoietic progenitors in primates treated with anti-VLA-4 in-tegrin. Proc Natl Acad Sci USA 1993 ; 90 : 9374-9378

[45] Petrides PE, Dittmann KH. How do normal and leukemicwhite blood cells egress from the bone marrow? Morpho-logic facts and biochemical riddles. Blut 1990 ; 61 : 3-13

[46] Rafii S, Shapiro F, Pettengell R et al. Human bone marrowmicrovascular endothelial cells support long-term prolifera-tion and differentiation of myeloid and megacaryocytic pro-genitors. Blood 1995 ; 86 : 3353-3363

[47] Rafii S, Shapiro F, Rimarachin J et al. Isolation and charac-terization of human bone marrow microvascular endothelialcells: hematopoietic progenitor cell adhesion. Blood 1994 ;84 : 10-19

[48] Reske SN. Recent advances in bone marrow scanning. EurJ Nucl Med 1991 ; 18 : 203-221

[49] Reske SN, Kartsens J, Sohn M, Glockner W, Buell U. Bonemarrow immunoscintigraphy compared with conventionalbone scintigraphy for the detection of bone metastases. ActaOncol 1993 ; 32 : 753-761

[50] Ribera JM, Feliu E, Arriols R, Granena A, Vives-Corrons JL.Usefulness of Y-body study on bone marrow smears to de-monstrate the origin of fibroblast stromal cells in allogeneicbone marrow transplantation. Blut 1990 ; 61 : 14-16

[51] Rougier F, Dupuis F, Denizot Y. Human bone marrow fibro-blasts: an overview of their characterization, proliferation andinflammatory mediator production. Hematol Cell Ther 1996 ;38 : 241-246

[52] Sadahira Y, Yoshino T, Monobe Y. Very late activation anti-gen 4-vascular cell adhesion molecule interaction is involvedin the formation of erythroblastic islands. J Exp Med 1995 ;181 : 411-415

[53] Santucci MA, Trabetti E, Martinelli G, Buzzi M, Zaccaria A,Pileri S et al. Host origin of bone marrow fibroblasts follow-ing allogeneic bone marrow transplantation for chronic my-eloid leukemia. Bone Marrow Transplant 1992 ; 10 : 255-259

[54] Schweitzer CM, Drager AM, Van Der Valk P et al. Constitu-tive expression of E-selectin and vascular cell adhesionmolecule-1 on endothelial cells of hematopoietic tissues. AmJ Pathol 1996 ; 148 : 165-175

[55] Schweitzer CM, Van Der Schoot CE, Drager AM, Van DerValk P, Zevenbergen A, Hooibrink B et al. Isolation and cul-ture of human bone marrow endothelial cells. Exp Hematol1995 ; 23 : 41-48

[56] Sebag GH, Dubois J, Tabet M, Bonato A. Pediatric spinalbone marrow: assessment of normal age-related changeson the MRI appearance. Pediatr Radiol 1993 ; 23 : 515-518

[57] Shirota T, Tavassoli M. Alterations of bone marrow sinus en-dothelium induced by ionizing irradiation: implications in thehoming of intravenously transplanted marrow cells. BloodCells 1992 ; 18 : 197-214

[58] Shpall E, Jones RB. Release of tumor cells from bone mar-row. Blood 1994 ; 83 : 6232-6250

[59] Siczkowski M, Robertson D, Gordon MY. Synthesis anddeposition of glycosaminoglycans in the murine hemopoi-etic stromal line S 17: modulators of the hemopoietic mi-croenvironment. Exp Hematol 1992 ; 20 : 1285-1290

[60] Simonson TM, Kao SC. Normal childhood developmentalpatterns in skull bone marrow by MR imaging. Pediatr Ra-diol 1992 ; 22 : 556-559

[61] Steiner RM, Mitchell DG, Rao VM, Schweitzer ME. Ma-gnetic resonance imaging of diffuse bone marrow disease.Radiol Clin North Am 1993 ; 31 : 383-409

[62] Sullenbarger BA, Petitt MS, Chong P, Long P, Wicha MS.Murine granulocytic cell adhesion to bone marrow hemonec-tin is mediated by mannose and galactose. Blood 1995 ; 86 :135-140

[63] Taccone A, Oddone M, Dell’Acqua AD, Occhi M, CicconeMA. MRI «road-map» of normal age-related bone marrow. ICranial bone and spine. Pediatr Radiol 1995 ; 25 : 588-595

[64] Taccone A, Oddone M, Dell’Acqua AD, Occhi M, CicconeMA. MRI «road-map» of normal age-related bone marrow. IIThorax, pelvis and extremities. Pediatr Radiol 1995 ; 25 :596-606

[65] Taichman RS, Reilly MJ, Emerson SG. Human osteoblastssupport human hematopoietic progenitor cells in in vitrobone marrow cultures. Blood 1996 ; 87 : 518-524

[66] Tavassoli M. Red cell delivery and the function of themarrow-blood barrier: a review. Exp Hematol 1978 ; 6 :257-269

[67] Tavassoli M. The marrow blood barrier. Br J Haematol1979 ; 41 : 297-302

[68] Tavassoli M, Shaklai M. Absence of tight junctions in endo-thelium of marrow sinuses: possible significance for marrowcell egress. Br J Haematol 1979 ; 41 : 303-307

[69] Thiele J, Bertsch HP, Kracht LW et al. Ki-S1 and PCNA ex-pression in erythroid precursors and megakaryocytes: acomparative study on proliferative and endoreduplicative ac-tivity in reactive and neoplastic bone marrow lesions. J Pa-thol 1994 ; 173 : 5-12

[70] Tricot G, Boogaerts MA, De Wolf-Peeters C, Van Den BerghH, Verwilghen RL. The myelodysplastic syndromes : diffe-rent evolution patterns based on sequential morphologicaland cytogenetic investigations. Br J Haematol 1985 ; 59 :659-670

[71] Umezawa A, Tachibana K, Harigaya K, Kusakari S, Kato S,Watanabe Y et al. Colony-stimulating factor 1 expression isdown-regulated during the adipocyte differentiation of H-1/Amarrow stromal cells and induced by cachectine/tumor ne-crosis factor. Mol Cell Biol 1991 ; 11 : 920-927

[72] Waitches G, Zawin JK, Poznanski AK. Sequence and rate ofbone marrow conversion in the femora of children as seenon MR imaging : are accepted standards accurate? Am JRoentgenol 1994 ; 162 : 1399-1406

[73] Wang JC, Lang HD, Lichter S, Weinstein M, Benn P. Cytoge-netic studies of bone marrow fibroblasts cultured from pa-tients with myelofibrosis and myeloid metaplasia. Br J Hae-matol 1992 ; 80 : 184-188

[74] Weiss L. Transmural cellular passage in vascular sinuses ofrat bone marrow. Blood 1970 ; 36 : 189-208

[75] White H, Totty N, Panayotou G. Haemonectin, a granulo-cytic-cell-binding protein, is related to plasma glycoproteinfetuin. Eur J Biochem 1993 ; 213 : 523-528

[76] Wilkins BS, Harris S, Waseem NH, Lane DP, Jones DB. Astudy of cell proliferation in formalin-fixed, wax embeddedbone marrow trephine biopsies using the monoclonal anti-body PC10, reactive with proliferating cell nuclear antigen(PCNA). J Pathol 1992 ; 166 : 45-52

[77] Yao WJ, Hoh CK, Hawkins RA et al. Quantitative PET ima-ging of bone marrow glucose metabolic response to he-mopoietic cytokines. J Nucl Med 1995 ; 36 : 794-799

[78] Zawin JK, Jaramillo D. Conversion of bone marrow in thehumerus, sternum, and clavicle : changes with age on MRimages. Radiology 1993 ; 188 : 159-164


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Anatomie et histologie de la moelle osseuse.pdf