ZOONOSES

REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - JUILLET/AOÛT 2014 - N°464// 89

article reçu le 15 avril, accepté le 22 avril 2014.

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RÉSUMÉ

La consommation de poissons de mer, insuffisamment cuits ou crus peut être à l’origine d’une anisakidose (ou anisakiose) par ingestion d’une larve de nématode de la famille des Anisakidae. Les poissons les plus parasités sont le hareng, le colin, le lieu noir et la morue.Dans la forme aiguë, apparaissent des douleurs gastriques dans les heures suivant le repas contaminant. Ces douleurs, dues à la pénétration de la muqueuse par une ou plusieurs larves, peuvent s’accompagner de mani-festations allergiques. Les larves peuvent alors être extirpées lors d’une endoscopie à visée diagnostique et thérapeutique. La forme intestinale, tardive, est le plus souvent de découverte fortuite, post-opératoire ; par la mise en évidence anatomo-pathologique de larves au sein d’un gra-nulome responsable d’un syndrome tumoral du grêle (douleur, occlusion, saignement).La forme chronique s’observe chez les patients sensibilisés, consommateurs réguliers de poissons parasités, même cuits. Elle est due à un allergène d’A. simplex thermostable pouvant être à l’origine d’urticaire chronique, d’angiœdème et aussi de choc anaphylactique. Différents mécanismes immunitaires impliquant l’expression de cytokines induite par la présence du parasite (production d’IgE) associés à des prédispositions génétiques ont pu être identifiés. Ces formes chroniques sont fréquemment rapportées en Espagne, où les consommateurs de poisson sont nombreux.Les tests biologiques sont parfois d’interprétation difficile du fait de la parenté antigénique entre deux nématodes de la même famille (Ascari-doidea) : A. simplex et Toxocara canis. Le meilleur élément diagnostique et thérapeutique de cette nouvelle forme d’anisakidose est l’arrêt de la consommation de poisson parasité qui permet la disparition des mani-festations cliniques, en particulier de l’urticaire.

Zoonose – anisakiose – Anisakis simplex – gastrite – urticaire.

Philippe Eldin de Pécoulasa,*, André Paugama, Patrice Bouréea

Anisakiose et allergie : une association morbide négligée ?

ti l l 15 il té l 22 il 2014

a Service de parasitologie et de mycologieGroupe hospitalier universitaire Cochin – Saint-Vincent-de-Paul27, rue du Faubourg Saint-Jacques75679 Paris cedex 14

* Correspondanceeldindepecoulas@yahoo.ca

SUMMARY

Anisakiosis and allergy : a neglected morbid

combination

Consumption of sea fish, undercooked or raw can be a cause of anisakidosis (or anisakiasis) following the ingestion of nematode larvae of the family Anisakidae. The most infected fish are herring, pol-lock, saithe and cod.In the acute form, appears gastric pain within hours following the contaminant meal. These pain, due to the penetration of the mucosa by one or several larvae, can be accompanied by some allergic manifestations. The larvae can then be eradicated during endoscopy, diagnostic and therapeutic procedure. Late intestinal form, is most often discovered incidentally, post-ope-rative ; by setting histological evidence of larvae in a granuloma responsible of a tumor syndrome (pain, obstruction, bleeding).The chronic form occurs in sensitized patients, regular consumers of infected fish, even cooked. It is due to a thermostable A simplex allergen which may lead to chronic urticaria, angioedema or also anaphylac-tic shock. Many immune mechanisms involving the expression of cytokines induced by the presence of the parasite (Ig production E) associated with genetic predispositions are also involved. These chronic forms are frequently reported in Spain, where consumers of fish are numerous.Biological tests are sometimes difficult to interpret because of the antigenic relationship between two nematodes of the same family (Ascaridoidea) : A. sim-plex and Toxocara canis. The best diagnostic and therapeutic element of this new form of anisakidosis is to stop eating parasitized fish allowing the disap-pearance of clinical manifestations, especially hives.

Zoonosis – Anisakidosis – Anisakis simplex – gastritis – hives.

1. Introduction

L’anisakiose étant la conséquence de l’infestation par des larves d’Ascaris de poisson, fait partie des syndromes de larva migrans viscérale.En 1960, Kuipers et Van Thiel [1, 2] ont décrit les pre-miers cas en Hollande. Depuis d’autres ont été rapportés

aussi bien en Europe [3-5], qu’en Asie [6, 7], en Amérique du Nord [8], en Afrique du Nord (Égypte) qu’en Océanie (Nouvelle-Zélande) [9].Outre les signes cliniques directement provoqués par la présence de la larve ; troubles gastro-intestinaux divers d’intensité variable, peuvent apparaître des réactions immu-nologiques de type allergique dans lesquelles le système HLA, certaines cytokines et la sécrétion d’IgE sont en jeu.

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2. Bases parasitologiques

et épidémiologiques

2.1. Cycle (figure 1)L’espèce A. simplex (Rudolphi, 1809, Krabbe, 1878) appar-tient à la classe des nématodes, ordre des Ascaridés (tableau I) et à la famille des Anisakidae tout comme le Pseudoterranova decipiens (Phocanema decipiens), souvent identifié aux États-Unis [8].Les vers adultes ( ) de quelques centimètres de long, vivent dans l’intestin des mammifères marins tels que les céta-cés (baleines et dauphins) ainsi que chez des pinnipèdes (phoques et otaries). Les femelles d’A. simplex pondent des œufs ( ) qui s’embryonnent dans l’eau de mer pour donner des larves de stade LI de 250 à 300 μm ( ).

Ces dernières peuvent vivre quatre semaines à 15 °C et 7 semaines à 5 °C alors qu’elles meurent rapidement à 30 °C. Au cours de cette période, elles sont ingérées par des crustacés planctoniques ( ) (crevettes du genre Euphausia le plus souvent). Elles muent alors au stade de larve LII, mesurant de 5 à 30 mm ( ). Elles peuvent poursuivre leur développement lorsque les Euphausia sont ingérées par un deuxième hôte intermédiaire ( ). Harengs, maquereaux, sardines, saumons, morues, lieus et chinchards le plus souvent ainsi que seiches et calamars permettent aux larves LII d’évoluer au stade LIII. Ces dernières sont enroulées en spirale, dans la cavité générale des poissons, plus rarement dans les muscles.Lorsqu’un mammifère marin (pinnipèdes ou cétacés), hôte définitif, se nourrit de poissons et/ou de céphalo-podes parasités, les larves LIII subissent deux autres mues (LIV et LV) avant de se transformer en vers adultes au niveau de l’intestin. Les femelles fécondées vont émettre de nom-breux œufs qui se retrouvent dans le milieu extérieur.L’Homme ( ) est une impasse parasitaire. Il héberge les larves LIII incapables d’évoluer en vers adultes [6]. Elles sont souvent responsables de lésions gastriques voire de lésions de l’intestin grêle ou du côlon, dans les heures ou jours qui suivent leur ingestion. En dehors de ces manifes-tations cliniques dues à leur présence in situ, un certain nombre de réactions immunologiques interviennent dans la pathogénicité de cette parasitose concernant notam-ment l’anisakiose chronique où la réaction urticarienne survient suite à la consommation fréquente de poissons cuits parasités [7].

2.2. Répartition géographiqueLes espèces de poissons infestés, le nombre de larves et l’espèce d’anisakidé varient selon la situation géographique des lieux de pêche. Les études récentes montrent la grande variété d’infestation parmi les espèces de poissons [2, 10-13]. Au total, 123 espèces ont été trouvées infestées par A. simplex [5] ainsi que 4 espèces de céphalopodes, comme le calamar en Atlantique. Les gadidés (colin, lieu, morue, merlu…) sont fréquemment porteurs, alors que les poissons plats (sole, turbot, plie, barbue…) le sont exceptionnellement.L’anisakiose est retrouvée essentiellement en Europe du Nord (Hollande, Danemark, Norvège, Allemagne, Angle-terre et France), au Japon, ou plus de 100 espèces de poissons ont été trouvées infestées, sur la côte est des États-Unis et dans le Pacifique (Nouvelle-Zélande) [9]. Ainsi, 31 % des harengs de la Baltique présentent des larves au stade LIII, 55 % en Mer du Nord, voire de 90 à 100 % sur les côtes britanniques avec une moyenne de 10 parasites par poisson [14]. Enfin, il faut noter qu’il existe des variations saisonnières liées au cycle de chaque espèce d’hôtes intermédiaires (crustacés et/ou poissons).

2.3. Prévalence de l’anisakiose humaine

2.3.1. Dans le mondeLe nombre total de cas déclarés en 1988 au Japon a été de 11 232 [4]. Dans ce pays, l’atteinte est le plus souvent gastrique, car le poisson cru est très sou-vent consommé, comme entrée, en début de repas.

Figure 1 – Cycle d’Anisakis simplex.

In : Anofel, Parasitoses et mycoses des régions tempérées et tropicales, Ed. Elsevier Masson 3e ed. 2013..

Tableau I – Classification des genres et espèces

appartenant à l’ordre des Ascarididés.

Classification des Ascaridés (sensu lato)

Super famille Ascaridoidea

Familles Anisakidae Ascarididae

Espèces

Anisakis simplex Ascaris lumbricoides

Contracaecum (différentes espèces)

Baylisascaris procyonis

Pseudoterranova decipiens (Phocanema decipiens)

Toxocara canisToxocara cati

Hysterothylacium aduncum Porrocaecum ensicaudatum

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C’est le pays où la consommation de poisson par personne (239 g) est la plus forte (tableau II) [4]. Les Espagnols consomment, en moyenne 85 g de poisson par jour, les Basques espagnols 90 g, et les Portugais 92 g [15]. Par conséquence, c’est dans ces pays que l’anisakiose est la plus fréquente. Aux États-Unis, la consommation est moins importante (36 g/jour).L’intérêt grandissant pour les propriétés diététiques des omégas 3 [16, 17] de certains poissons de mer est res-ponsable d’une augmentation de la consommation de poissons dans les pays occidentaux.En Hollande, depuis 1960, une réglementation de 1968 oblige à congeler les harengs consommés crus (maatjes) à -20 °C pendant au moins 24 heures. Depuis, l’anisakiose aiguë a pratiquement disparu de ce pays. Les Hollandais étaient en 1996 de faibles consommateurs de poisson, 10 g par jour en moyenne [4]. Les règles sanitaires régis-sant la mise sur le marché des produits de la pêche ont fait l’objet d’une directive du Conseil de l’Europe du 22 juillet 1991 [18]. Elle a rendu obligatoire, pour le poisson destiné à être consommé cru, une congélation à une température égale ou inférieure à -20 °C à l’intérieur du poisson pendant au moins 24 heures. L’application de cette directive, a fait régresser considérablement la prévalence de l’anisakiose intestinale aiguë en Europe et particulièrement en France. Sur une période de 14 ans, entre 1977 et 1991 [19], ont été recensés 25 cas d’anisa-kiose aiguë ou subaiguë, soit 2 cas en moyenne par an [20]. De 1992 à 2005, en 13 ans, n’ont été observés que 6 cas, soit un cas tous les deux ans, c’est-à-dire quatre fois moins qu’avant 1991. En ce qui concerne le Japon, la consommation de poisson cru y est toujours importante.

2.3.2. En FranceEn France en 2012, la consommation de poisson est de 92 g/jour par personne, alors qu’elle n’était que de 41 g/jour en 1989 (tableau II). L’augmentation récente de l’incidence de l’anisakiose en France est due principale-ment à quatre facteurs. La désaffection des consommateurs vis-à-vis de la viande (affaire de « la vache folle », utilisation d’hormones, etc.). L’habitude de consommer du poisson cru se répand de plus en plus due à l’engouement pour les omégas 3 [16, 17].

L’immigration depuis les années 80 et l’établissement durable de populations originaires d’Asie a introduit de nouvelles coutumes alimentaires.

Les méthodes de pêche permettent de stocker le poisson dès qu’il est sorti de l’eau, son éviscération ne s’effec-tuant qu’à l’arrivée au port pour les navires de pêche de petite et moyenne capacités [21]. Ce dernier point est particulièrement dommageable pour la santé publique, car ce délai permet aux larves de quitter la cavité géné-rale pour aller se réfugier au niveau des masses mus-culaires (figures 2 et 3). Si 0,3 % de larves infectantes sont retrouvées dans les muscles au bout de 24 heures elles sont 13 % au troisième jour.

Une enquête, effectuée en 1988 sur les marchés parisiens a révélé un taux moyen de parasitisme important de 68,5 % sur presque 1 200 poissons appartenant à 13 espèces. Merlans, grondins et merlus sont les plus parasités, respec-tivement 71 %, 86 % et 88 %, alors que les maquereaux ne le sont qu’à 30 % [22].

Figure 2 – Larves LIII visibles après éviscération

du poisson (au contact de la cavité générale).

Photo J.-F. Pays, CHU Necker, CD Anofel.

Figure 3 – Larves de stades LIII mesurant 2 à 3 cm

et ayant tendance à s’enrouler sur elles-mêmes.

Photo P. Bourée, CHU Le Kremlin-Bicêtre, CD Anofel.

Tableau II – Consommation moyenne de poisson

en g par jour dans différents pays [4].

Pays Année Consommation

JaponPortugalEspagneFinlandeFranceÉtats-UnisAllemagneGrande-BretagneDanemarkItalieIrlandeBelgiqueCanadaHollande

1979-8119801992

1979-8119891990

1979-8119871985198419901989

1985-881987

23992857841362727262419171010

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3. Aspects cliniques

3.1. Anisakiose intestinaleLa symptomatologie de l’anisakiose humaine est essen-tiellement digestive. La phase aiguë fait suite à l’ingestion de la larve et à sa fixation sur la paroi gastrique entraînant, dans les 3-6 heures suivant le repas infestant, de violentes douleurs épigastriques et abdominales dans 85 % des cas. Ces douleurs peuvent être accompagnées de nausées, vomissements et diarrhées. La pathologie gastrique est prépondérante au Japon, alors que les formes intestinales sont plus fréquentes en Europe occidentale [23]. En outre, du fait d’autres localisations possibles, les larves peuvent être responsables d’appendicite, de sigmoïdite ou encore d’occlusion intestinale.La phase chronique se caractérise par des douleurs abdo-minales diffuses du fait de la présence de la larve dans la muqueuse intestinale. Ces douleurs, qui évoquent un syn-drome tumoral, conduisent à une exploration digestive par endoscopie avec biopsie ou à une laparotomie qui met en évidence à la fois des lésions intestinales et des larves L III.

Ces dernières sont extirpées et identifiées à la loupe binoculaire. Les biopsies permettent aussi de faire le dia-gnostic du parasite, au sein d’une tumeur éosinophile du grêle (figure 4).

3.2. Anisakiose et réactions immunes

3.2.1. Anisakiose aiguë et l’urticaireAu Japon, 10 % des 72 cas d’anisakiose gastrique aiguë observés entre 1977 et 1985 avaient présenté une urticaire [6]. En France, parmi les 29 cas d’anisakiose publiés en 1991 [19], 6 cas, soit 21 %, présentaient de l’urticaire. La prévalence relativement faible de l’urticaire dans l’ani-sakiose aiguë peut s’expliquer par la faible durée des manifestations aiguës.

3.2.2. Anisakiose chronique et l’urticaireDans ce cas, l’urticaire est due à l’ingestion de pois-son cuit libérant un allergène d’Anisakis simplex ayant préalablement sensibilisé l’organisme. Cette modalité nouvelle, différente de la forme aiguë en particulier par l’absence de manifestations abdominales aiguës, est en revanche, à l’origine d’urticaire aiguë ou chronique. La thermostabilité d’un allergène d’Anisakis simplex ainsi que les données de la génétique ont un rôle important. Ainsi, chez 100 adultes souffrant d’urticaire, 8 étaient allergiques à A. simplex, prouvés par la présence d’IgE spécifiques anti-A. simplex et par un prick test positif à A. simplex. Ces 8 patients avaient consommé du poisson dans les 6 heures précédant l’apparition de l’urticaire, alors qu’un seul cas d’allergie a été prouvé au poisson non infesté par A. simplex [24].Dans la publication initiale en 1990 de Kasuya sur ce sujet [7], onze malades ayant présenté de l’urticaire après consommation de maquereaux avaient des réactions cutanées positives avec l’antigène Anisakis larvaire et négatives avec l’antigène de maquereau non parasité. Onze témoins sans urticaire étaient négatifs, sauf un pour le maquereau et un autre pour l’antigène Anisakis. Un rôle plus important de l’allergie à A. simplex dans l’apparition de l’urticaire a été trouvé 28 fois sur 57 cas d’allergie

Tableau III – Urticaire et Anisakis simplex : nombre de cas, répartition selon les principales caractéristiques

cliniques et biologiques en fonction des publications.

Malades avec

urticaire aiguë (A)

ou chronique (C)

SexeÂge

moyen en

années

Avec tests IgE

spécifiques

Anisakis

Avec tests

cutanés

spécifiques

Anisakis

Tests IgE

spécifiques

au poisson

Angiœdème

associé

Publications

[Réf]F H

11 C * 5 6 37 NP 11 1 0 [7]

10 C 3 7 44 10 10 1 1 [3]

11 C 6 5 46 11 11 0 9 [26]

28 A 17 11 49 28 28 0 28 [4]

8 A NP NP 53 8 8 0 0 [24]

23 A 16 9 39 19 16 1 (saumon) 0 [28]

3 C 2 1 48 3 3 0 1 [29]

18 A 9 9 49 18 18 NP 6 [5]

11 C 7 4 49 11 11 0 0 [27]

T = 123 65 50 M. 44 T = 116 T = 3/105

*Japon, les autres données correspondent à celles venant d’Espagne ; NP = non précisé ; T = total ; M. = moyenne.

Figure 4 – Coupe de larve d’Anisakis

au sein d’un granulome éosinophilique.

Photo J.-P. Ravisse, Institut Pasteur, CD Anofel.

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alimentaire [4]. Cette urticaire est dite chronique, pour la plupart des auteurs, lorsqu’elle persiste pendant plus de six semaines [25].Différentes études ont été faites à ce sujet [3-5, 7, 24, 26-29]. L’une a montré notamment qu’après 120 jours sans consommation de poisson, 16 malades sur 19 ayant présenté de l’urticaire aiguë n’en avaient plus et qu’aucun ne réagissait aux extraits de poisson non parasité avec les tests cutanés [28]. L’urticaire, souvent associée à l’angiœ-dème, est toujours fréquente en Espagne (tableau III).

4. Aspects immuno-pathologiques

4.1. Allergènes d’A. simplexEn 1986, Desowitz [8] signale la thermostabilité d’une fraction métabolique d’Anisakis de bas poids moléculaire. Kasuya [7] montre en 1990, que les larves d’A. simplex présentes dans le poisson cuit contiennent un allergène non digestible et stable à la chaleur [3]. Les manifestations allergiques, en particulier l’urticaire, apparaissent après l’ingestion de poisson parasité par A. simplex bouilli pendant 5, 15 ou 30 minutes [3, 30]. Ceci confirme que l’allergène en cause, une glycoprotéine de PM 14 kD [31], résiste à l’ébullition prolongée.Anisakis simplex peut présenter au moins trois types d’aller-gènes possibles dont la nature protéique peut être à l’ori-gine de réactions immunoallergiques [12] : des antigènes somatiques, des antigènes cuticulaires et des antigènes sécrétoires/excrétoires (protéases) permettant au parasite de pénétrer dans l’organisme hôte lors de la phase d’inva-sion. Ils ne se rencontrent que chez les larves de stades III.Jusqu’à présent, un peu plus d’une quinzaine d’aller-gènes ont été mis en évidence et neuf d’entre eux ont été caractérisés [12] : 7 sont sécrétoires/excrétoires (13 à 17 kD) et 2 sont somatiques (13 à 150 kD). Le plus important d’entre eux, avec une masse moléculaire de 24 kD [12, 32], se rencontre chez 85 % des patients ayant une réaction allergique IgE spécifique. D’autre part, la présence de larves d’A. simplex dans l’organisme se caractérise par une production polyclonale d’IgE, IgG et IgG4 associée à une hyperéosinophilie et à la présence de nombreux mastocytes [12]. Des allergies de contact, chez les pêcheurs ou les poissonniers ont également été rapportées [33].Par ailleurs, quelques cas d’allergie dus aux allergènes d’Anisakis simplex ont été décrits suite à la consommation de viande de poulet ou par contact avec des aliments pour poulets. En effet, ces allergènes ont été mis en évidence dans la viande de poulets nourris aux farines de poisson [34].

4.2. Stimulation immunitaireLes premières cellules de l’hôte à être en contact avec les allergènes sont les cellules de l’épithélium digestif. Les patients sensibilisés par des antigènes d’A. simplex présentent une réaction de type Th1 avec des taux bas en Il-6, Il-10, TNF notamment [35] alors que des taux d’IL-2, IL-4 et INF γ sont élevés chez ces mêmes patients, cor-respondant à une réponse de type Th2 [36] comme pour la majorité des affections dues à des helminthes [37]. Certaines interleukines se rencontrent plus fréquemment à des taux élevés, comme IL-17 chez des patients qui

présentent des troubles gastriques alors qu’ils sont plus bas chez ceux ayant une urticaire chronique [38].

4.3. Choc anaphylactiqueLes manifestations allergiques peuvent parfois être graves. Ainsi, ont été rapportés 4 cas mortels, un avec angiœdème (IgE : 4 337 UI/ml) [39] et 3 avec arrêts cardio-respiratoires [4]. Dans un autre cas, un choc anaphylactique à A. simplex a nécessité un traitement par adrénaline, corticoïde et anti-histaminiques [3, 24]. En France, un choc anaphylactique est survenu après consommation de thon cuit, avec IgE spécifique négative au thon, mais des tests sérologiques positifs pour A. simplex [40].

4.4. Allergie à A. simplex et génétiqueLa relation entre HLA de classe II et réponse immunitaire IgE spécifique d’A. simplex a été étudiée à partir de DNA génomique lymphocytaire [31]. Les phénotypes DRB1*1502 et DRB1*0404 sont retrouvés plus fréquemment dans les formes allergiques, (urticaire, angiœdème, anaphylaxie) survenant dans les 6 heures suivant la consommation de poisson. Dans ces cas on retrouve des IgE spécifiques anti-A. simplex élevés associés à une positivité du prick test. De plus, la fréquence des haplotypes DRB1*1502-DQB1*0602 est également plus grande en cas d’hyper-sensibilité à A. simplex. Ce haplotype est rare dans cer-tains pays d’Europe (France, Allemagne, Norvège), mais fréquent au Japon [31].

5. Diagnostic biologique

5.1. Éosinophilie sanguineUne hyperéosinophilie sanguine modérée est habituelle dans l’anisakidose chronique. Pour 11 cas, avec une séro-logie positive, 10 avaient une éosinophilie variant de 540 à 2 700/μl (moyenne : 1 380/μl), un seul avait une éosinophilie normale (208 PE/μl). Un facteur soluble chimiotactique pour les polynucléaires éosinophiles a été retrouvé dans un extrait des larves d’A. simplex [41]. En outre, l’examen parasitologique des selles est négatif.

5.2. SérologieLe sérodiagnostic, négatif en phase aiguë, est utile dans les formes chroniques. Comme il peut y avoir des réac-tions croisées entre deux nématodes voisins A. simplex et Toxocara canis, l’immunoblot est utile pour préciser le diagnostic.

5.3. SensibilisationCette sensibilisation et sa mise en évidence par l’allergène spécifique d’A. simplex sont effectuées par un test ELISA, et un prick test cutané avec extrait d’A. simplex, considéré comme positif si la papule a un diamètre > 5 mm [5]. Ces deux tests sont souvent utilisés simultanément dans le cas d’une exploration biologique d’une urticaire chronique.

5.4. Anatomo-pathologieEn cas d’intervention pour une suspicion de tumeur diges-tive, le diagnostic est facilement rétabli sur l’aspect carac-téristique des coupes de larve (figure 4).

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6. Diagnostic différentiel

6.1. Les ascaridoses et l’urticaireD’après Anderson [42], Anisakis simplex et Toxocara canis sont apparentés car ils appartiennent à la même super famille Ascaridoidea.Dans les années 1920, l’ascaridiose due à Ascaris lum-bricoides avait une prévalence élevée, atteignant jusqu’à 69 % de la population dans les pays européens et s’accom-pagnant souvent d’urticaire [43, 44]. En 1964, ont été rap-portées des manifestations allergiques (prurit, urticaire et œdème de Quincke) dues notamment à A. lumbricoides [45]. À l’heure actuelle, Ascaris lumbricoides retrouvé rare-ment dans les pays industrialisés n’est plus en cause dans l’urticaire [29].Une des premières publications de Larva migrans vis-cérale en 1956 [46] signale chez un enfant de 3 ans une urticaire chronique due à Toxocara ayant duré plus de 4 mois. En France, des tests sérologiques de Toxocara canis par ELISA et Western Blot ont été effectués en 1995 chez cinquante et un patients atteints d’urticaire chronique idiopathique (durée de plus de 6 semaines) et 81 témoins sans urticaire. La prévalence des anti-corps anti-T. canis fut de 65 % chez les patients atteints d’urticaire, (soit 33 cas dont 13 avec augmentation des IgE totales) et 21 % seulement chez les témoins. Ces données orientent vers un rôle de T. canis dans l’urticaire chronique [47]. Par ailleurs, chez 55 adultes présentant une urticaire chronique, 4 ont été attribuées à la toxocarose en raison d’une sérologie de Toxocara canis positive, avec une éosinophilie > 500/μl et des d’IgE totales > 450 KUI/l. Trois ont été guéris de leur urticaire par un traitement antiparasitaire [48].En Turquie, l’étude par ELISA spécifique anti-T. canis de 62 cas d’urticaire a permis de trouver 18 cas positifs soit 29 % et14,5 % de positivité pour les témoins, ce dernier chiffre s’expliquant par la séropositivité générale de la toxocarose dans la population générale [49]. Ces différents travaux sont en faveur d’un rôle étiologique aussi de la toxocarose dans l’urticaire due à une larve d’ascaridé.

6.2. Réactions sérologiques croiséesL’existence d’importantes réactions croisées d’A. sim-plex avec A. suum et T. canis chez la moitié des lapins immunisés par des larves d’A. simplex a été démon-trée [50]. Chez les malades, présentant de l’urticaire et ayant des tests spécifiques positifs pour A. simplex, ont été trouvées des réactions sérologiques croisées importantes avec Ascaris lumbricoides et moindres avec Echinococcus granulosus. Les réactions croisées avec présence d’IgE spécifiques ont été trouvées posi-tives dans 10 cas sur 10 pour Ascaris lumbricoides et dans 2 cas sur 10 pour T. canis. L’immunoblot avec l’antigène larvaire T. canis ES effectué chez 12 patients atteints d’anisakiose, a permis de visualiser de 7 à 15 bandes par malade, avec 4 bandes de bas poids moléculaire chez tous les patients. Dans le syndrome de larva migrans dû à Toxocara canis, les sérums posi-tifs en ELISA montrent aussi 4 bandes de bas poids moléculaire en immunoblot avec un antigène T. canis.

En raison de ces données, un patient ayant une séro-logie ancienne positive à T. canis peut être susceptible de faire une réaction allergique s’il absorbe du poisson contaminé par A. simplex.

7. Traitement

Quelquefois, les troubles régressent spontanément, les parasites étant détruits par les macrophages [51]. Dans les autres cas, le traitement radical de l’anisakiose aiguë consiste en l’ablation endoscopique des larves et pour les formes les plus graves à une exérèse chirurgi-cale d’une section d’intestin inflammatoire, éventuelle-ment complétée par un traitement aux benzimidazolés (albendazole, flubendazole, mébendazole) [38, 52, 53]. Chez un patient présentant de l’urticaire d’une manière répétitive et pour lequel l’interrogatoire portant sur les habitudes alimentaires révèle une consommation habi-tuelle de poisson, en particulier des espèces fréquemment parasitées, la simple suppression de l’alimentation de ces poissons parasités suffit à faire disparaître l’urti-caire. En cas d’urticaire aiguë et violente, un produit anti-allergique peut être indiqué.

8. Conclusion

Les premiers cas d’urticaire chronique en Europe, dus aux larves LIII d’A. simplex présentes dans les poissons cuits parasités, ont été décrits en Espagne où les cas d’ani-sakiose aiguë sont exceptionnels en raison de la rareté de la consommation de poisson cru. En France, où les poissons sont consommés crus et cuits, ont été obser-vées des anisakioses aiguës et des urticaires chroniques, qui n’ont pas encore fait l’objet d’études systématiques. Différents problèmes sont encore à préciser comme l’im-portance d’A. simplex cuit dans l’étiologie de l’urticaire. Le parasitisme par Toxocara canis et Toxocara cati, des chiots et des chatons, est en importante diminution en France en raison de leur traitement systématique. Mais la grande longévité chez l’homme des larves de Toxocara entraînant la présence d’anticorps persistants fait que leur rôle peut encore être incriminé dans l’urticaire chronique. L’importance des parentés antigéniques entre A. simplex et T. canis ou T. cati rend difficile le diagnostic sérolo-gique différentiel entre ces parasites et souligne l’intérêt de la sérologie par immunoblot plus spécifique que les techniques ELISA.Pour conclure, devant des douleurs abdominales aiguës dans les heures suivant un repas de poisson, il faut évoquer une anisakiose et demander une fibroscopie en urgence. Devant un cas d’urticaire chronique, l’interrogatoire du patient doit porter sur son régime alimentaire, en particulier sa consommation de poisson, les espèces ingérées et la connaissance éventuelle de leur infestation par Anisakis et le bilan biologique doit comporter une sérologie d’ani-sakiose par immunoblot, une recherche d’IgE spécifiques et éventuellement un typage HLA.

Déclaration d’intérêts : les auteurs déclarent ne pas avoir de

conflits d’intérêts en relation avec cet article.

ZOONOSES

REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - JUILLET/AOÛT 2014 - N°464 // 95

Références[1] Kuipers FC, Van Thiel PH, Rodenburg W, et al. Eosinophilic phleg-mon of the alimentary canal caused by a worm. Lancet 1960 ;2:1171-3.[2] Van Thiel PH, Kuipers FC, Roskam RTh. A nematode parasitic to herring, causing acute abdominal syndromes in man. Trop Georg Med 1960 ;2:97-113.[3] Audícana M, Fernández de Corres L, Muñoz D, et al. Anisakis sim-plex : una nueva fuente de antígenos alimentarios. Estudio de sensi-bilización a otros parásitos del orden Ascaridoidae. Rev Esp Alergol Immunol Clín 1995 ;10:325-31.[4] Fernández de Corres L, Audícana M, Del Pozo MD, et al. Anisakis simplex induces not only anisakiasis : Report on 28 cases of allergy caused by this nematode. J Invest Allergol Clin Immunol 1996 ; 6:315-9.[5] Mendizabal-Basagoiti L. Hypersensibilité à l’Anisakis simplex : à propos de 36 cas. Allergie Immunol 1999 ;31:15-7.[6] Ishikura H, Namiki M. Gastric anisakiasis in Japan, Epidemiology, diagnosis, treatment. Editions Springer-Verlag, 1989.[7] Kasuya S, Hamano H, Izumi S. Mackerel-induced urticaria and ani-sakis. Lancet 1990 ;335:665.[8] Desowitz RS. Human and experimental anisakiasis in the United States. Hokkaido J Med Sci 1986 ;61;358-71.[9] Paltridge GP, Faogagali JL, Angus HB. Intestinal anisakiasis : a New-Zealand disease. N Z Med J 1984 ;97:558-9.[10] Angot V., Brasseur Ph. Les larves d’Anisakidés et leur incidence sur la qualité des poissons et produits de poisson. Rev Méd Vét 1995 ;14:791-804.[11] Piccolo G, Manfredi MT, Hoste L, et al. Anisakidae larval infection in fish fillets sold in Belgium. Vet Quart 1999 ;21:66-7.[12] Pravettoni V, Primavesi L, Piantanida M. Anisakis simplex : current knowledge. Eur Ann Allergy Clin Immunol 2012 ; 44:150-6.[13] Strømnes E, Andersen K. Distribution of whaleworm (Anisakis simplex, nematoda, ascaridoidea) L3 larvae in three species of marine fish ; saithe (Pollachius virens (L.)), cod (Gadus morhua (L.)) and red fish (Sebastes marinus (L.)) from Norwegian waters. Parasitol Res 1998 ;84:281-5.[14] Euzéby J. Les parasitoses humaines d’origine animale, caractères épidémiologiques. 1 vol. 336 p., Flammarion Éditions Paris, 1984.[15] Audícana MT, Ansotegui IJ, Fernández de Corres L, et al. Anisakis simplex : dangerous - dead and alive? Trends Parasitol 2002 ;18:20-5.[16] Bell GA, Kantor ED, Lampe JW, et al. Intake of long-chain ω-3 fatty acids from diet and supplements in relation to mortality. Am J Epidemiol 2014 (in Press).[17] Vakhapova V, Cohen T, Richter Y, et al. Phosphatidylserine contai-ning omega-3 fatty acids may improve memory abilities in nonde-mented elderly individuals with memory complaints : Results from an open-label extension study. Dement Geriatr Cogn Disord 2014 ;38:39-45 (in Press).[18] JO des Communautés européennes, Directive du Conseil du 22 juillet 1991 (91/493/CEE), fixant les règles sanitaires régissant la production et la mise sur le marché des produits de la pêche N°L 268/15-34.[19] Petithory JC, Rousseau M, Siodlak F. Données séroépidémiolo-giques sur l’anisakiase : conséquences prophylactiques pour les pro-duits de la pêche. Bull Acad Natl Méd 1991 ;175:273-9.[20] Bourée P, Paugam A, Petithory JC. Anisakidosis : report of 25 cases and review of the literature. Comp Immun Microbiol Infect Dis 1995 ;18:75-84.[21] Bourée P, Juette P, Kloeti G. Anisakiase : diagnostic et extraction par endoscopie gastrique. Presse Méd 1987 ;16:1484-5.[22] Huang W. Anisakidés et anisakidoses humaines. II. Enquête sur les Anisakidés de poissons commerciaux du marché parisien. Ann Parasitol Hum Comp 1988 ;63:197-208.[23] Petithory JC, Marty B. L’anisakiase en France. Lettre Infect 1988 ;2:96-9.[24] del Pozo MD, Audícana M, Diez JM, et al. Anisakis simplex, a rele-vant etiologic factor in acute urticaria. Allergy 1997 ;52:576-9.[25] Grosshans E, Lachapelle JM, Castelain PY. Allergies cutanées d’origine humorale. Charpin J., Vervloet Allergie 3rd ed. Médecine-Sciences Flammarion, 1992.

[26] Ardusso Lovera DD, Quirce Gancedo S, Díez Gómez ML, et al. Hipersensibilidad in mediata al parásito del pescado Anisakis sim-plex. Estudio de reactividad cruzada. Rev Esp Alergol Immunol Clín 1996 ;11:280-6.[27] Gracia-Bara MT, Matheu V, Zubeldia JM, et al. Anisakis simplex-sensitized patients : should fish be excluded from their diet? Ann Allergy Asthma Immunol 2001 ;86:679-85.[28] Montoro A, Perteguer MJ, Chivato T, et al. Recidivous acute urti-caria caused by Anisakis simplex. Allergy 1997 ;52:985-91.[29] Rosel Rioja L, Del Pozo MD, Lobera Labairu T, et al. Alergia a Anisakis simplex, Comunicación de tres casos y revisión de la litera-tura. Rev Clin Esp 1998 ;198:598-600.[30] García M, Moneo I, Audícana M, et al. Study of thermostability of an Anisakis simplex extract. Allergy 1996 ;51:139.[31] Sánchez-Velasco P, Mendizábal L, Antón EM, et al. Association of hypersensitivity to the nematode Anisakis simplex with HLA Class II DRB*1502-DQB1*0601 haplotype. Hum Immunol 2000 ;61:314-9.[32] Monco I, Caballero ML, Gomez F, et al. Isolation and characte-rization of a major allergen from the fish parasite Anisakis simplex. J Allergy Clin Immunol 2000 ;106:177-82.[33] Audícana MT, Kennedy MW. Anisakis simplex : from obscure infectious worm to inducer of immune hypersensitivity. Clin Microbiol Rev 2008 ;21:360-79.[34] Armentia A, Martin-Gil FJ, Pascual C, et al. Anisakis simplex allergy after eating chicken meat. J Invest Allergol Clin Immunol 2006 ;16:258-63.[35] Cuéllar C, Rodero M, Daschner A. Inhibition of cytokine produc-tion in gastro-allergic anisakiasis and Anisakis simplex sensitization-associated chronic urticaria. Parasite Immunol 2010 ;32:528.[36] Gonzalez-Muñoz M, Rodriguez-Mahillo AI, Moneo I. Different Th1/Th2 responses to Anisakis simplex are related to distinct clinical mani-festations in sensitized patients. Parasite Immunol 2010 ;32:67-73.[37] Orain D. Apport de l’histologie dans la détection d’Anisakis sim-plex et de Kudoa sp. dans les poissons et les matières premières uti-lisés dans l’industrie ou les produits finis. Thèse d’exercice, Médecine vétérinaire, Toulouse 3, 2010, 93 p.[38] Daschner A, Rodero M, de Frutos C, et al. Different serum cyto-kine levels in chronic vs. acute Anisakis simplex sensitization-associa-ted urticaria. Parasite Immunol 2011 ;33:357-62.[39] Yunginger JW, Sweeney KG, Sturner WQ, et al. Fatal food-induced anaphylaxis. JAMA 1988 ;260:1450-2.[40] Magnaval JF, Berry A, Nadrigny M. Choc anaphylactique révélant une anisakiase. Presse Méd 2002 ;31:1309-11.[41] Tanaka J, Torisu M. Anisakis and eosinophil, I. Detection of abso-luble factor selectively chemotactic for eosinophils in the extract from Anisakis larvae. J. Immunol 1978 ;120:745-9.[42] Anderson RC. Nematode parasites of vertebrates, their develop-ment and transmission. Editions C. A. B. International, 1992.[43] Pentaga O. Ascaridiasi ed orticaria. Pediatra 1922 ;30:308-13.[44] Ransom BH, Harrison WT, Couch JF. Ascaris sensitization. J Agric Res Washington 1924 ;28:577-82.[45] Gentilini M, Thérizol M. L’ascaridiose, symptômes, diagnostic et traitement. Concours Méd 1964 ;10:5927-43.[46] Heiner DC, Kevy SV. Visceral Larva migrans, Report of the syn-drome in three siblings. N Engl J Med 1956 ;254:629-36.[47] Wolfrom E, Chêne G, Boisseau H, et al. Chronic urticaria and Toxocara canis. Lancet 1995 ;345:196.[48] Buchet S, Humbert Ph, Aubin F, et al. Urticaire chronique de l’adulte associé à l’infestation par Toxocara canis. Lettre Gerda 1994 ;11:29-31.[49] Demirci M, Yildirim M, Aridogan BC, et al. Tissue parasites in patients with chronic urticaria, J Dermatol 2003 ;30:777-81.[50] Tsuji M. Serological and immunological studies. Ishikura H, Namiki M. Editions Springer-Verlag, 1989.[51] Bourée P, Zetlaoui J. Anisakidose aiguë avec régression sponta-née. Presse Med 1989 ;18:1885.[52] Magnaval JF, Paugam A. Anisakis spp., Pseudoterranova spp. (Nématodes, Secernentae, Ascaridida, Anisakidés) Agent de l’anisa-kiase. AFSSA, 2006.[53] Moore DAJ, Girdwood RWA, Chiodini PL. Treatment of anisakiasis with albendazole. Lancet. 2002;360(9326):54.