Apport du traitement d’images dans le suivi de l’influence des … · 2014. 6. 5. · B A S E Biotechnol. Agron. Soc. Environ. 2014 18(1), 37-48 Apport du traitement d’images

BASE Biotechnol. Agron. Soc. Environ.201418(1),37-48

Apportdutraitementd’imagesdanslesuividel’influencedesteneursennutrimentssurlacroissancedeslentillesd’eau(Lemna minor)ThierryTangouTabou(1,2,3),DehenouldTrésorBaya(1),MouhamadouNourouDineLiady(1),DieudonnéMusibonoEyul’Anki(2),Jean-LucVasel(1)(1)Univ.Liège.DépartementSciencesetGestiondel’Environnement.UnitéAssainissementetEnvironnement.AvenuedeLongwy,185.B-6700Arlon(Belgique).E-mail:[email protected](2)UniversitédeKinshasa.FacultédesSciences.Départementsdel’EnvironnementetdeChimie.Laboratoired’Écotoxicologie.ManagementdelaQualitédel’EauetBiotechnologieenvironnementale.BP190.KinshasaXI(R.D.Congo).(3)CommissariatGénéralàl’ÉnergieAtomique.Centred’ÉtudesnucléairesdeKinshasa(CGEA/CREN-K).DépartementdePhysiquedesSolsetd’Hydrologie.LaboratoiredePhysiquedesSols.BP168.KinshasaXI(R.D.Congo).

Reçule18janvier2013,acceptéle8octobre2013.

Le tapisvégétal formépar les lentillesd’eau (Lemna minor) sur lepland’eauconstitueuncompartiment importantdanslesmécanismesépuratoiresdesbassinsdetraitementdeseauxuséesparmacrophytesflottants.Unebiomasseexcessiveoudéficitaireseraitàlabasedecertainsdysfonctionnementsdanscetypedebassins.Lamodélisationdecesbassinsàlentillesd’eauparl’approchedebilandematièrebaséesurune«matricedePetersen»faciliteraitunegestionoptimaledecetyped’installations.Laprésenteétudeviseàévaluerl’efficacitéetleslimitesdutraitementd’imagesdanslesuividel’influencesurlacroissancedeLemna minordesteneursenazoteetphosphore.Lesexpériencesontétéréaliséesdansunechambredecultures(phytotron)àl’aided’unpiloteconstituédecuvescubiquesenplexiglasdanslesquellesontétéplacéesunebiomassefraiche(1g)deLemna minoretdifférentesconcentrationsd’azote(de5à64mgN-NH4

+.l-1)etdephosphore(de1à24mgP-PO4

3-.l-1).L’analysed’imagesnumériquesaétéutiliséeencomplémentauxméthodesgravimétriques(masseshumideet/ousèche)poursuivreetquantifier labiomasse.Les résultatsontmontréque le traitementd’imagesnumériquesconstitueuneméthodenondestructivepermettantunsuivietuneestimationcontinusdelabiomasseaucoursdel’expérience(bonnescorrélationsentresurfacecouverteetmassehumide/sèche).LacroissancedeLemna minorchuteprogressivementlorsquelesteneursenazoteetenphosphoresontrespectivementsupérieuresà16mgN-NH4

+.l-1et6mgP-PO43-.l-1.Lestauxdecroissance

maximum(µmax)sontdel’ordrede0,07parjour,lesconstantescinétiquesdedemi-saturation(KS)etd’inhibition(KI)valentrespectivement 3,83mg.l-1 et 204mg.l-1 pour l’azote ainsi que 1,26mg·l-1 et 13,3mg·l-1 pour le phosphore. Ces résultatssontintéressantsetpourraientserviràlagestionoptimaledulagunageparlentillesd’eauetàlamodélisationdesréacteursbiologiques.Mots-clés.Lemna,eauusée,traitementd’images,substancenutritive,biomasse.

Contribution of image processing in monitoring the influence of nutrients on the growth of duckweed (Lemna minor).Thegrowthofduckweed(Lemna minor)isanimportantcomponentinthetreatmentprocessinwastewaterfloatingmacrophyteponds.Anexcessorshortageofthisbiomassmayberesponsibleforthedysfunctionofsuchponds.Modelingtheseduckweedponds throughmass balances based onPetersen’smatrixmay be helpful in facilitating the optimalmanagement of suchfacilities.ThisstudysoughttoassesstheefficiencyofdigitalimageprocessinginthegrowthmonitoringofLemna minorunderdifferentconcentrationsofnitrogenandphosphorus.Theexperimentswerecarriedoutinagrowthchamber(phytotron)usinganexperimentalpilot involving initial freshLemna minorbiomass (1g),nitrogenandphosphorusconcentrationsvaryingbetween5and64mgN-NH4

+.l-1,and1and24mgP-PO43-.l-1,respectively.Digitalimageprocessingwasachievedinaddition

togravimetricmethods(freshweightand/ordryweight).Ourresultsshowedthat theimageprocessingmethodallowedacontinuousandnon-destructivemonitoringofduckweedbiomass.ThegrowthofLemna minorprogressivelydecreasedwhennitrogenandphosphorusconcentrationsweregreaterthan16mgN-NH4

+.l-1and6mgP-PO43-.l-1.Themaximumgrowthrates

μmaxwereoftheorderof0.07d-1.ThekineticconstantsKSandKIwererespectively3.83mg.l

-1and204mg.l-1fornitrogen,and1.26mg.l-1and13.3mg.l-1forphosphorus.SuchresultsareinterestingastheycouldcontributetotheoptimalmanagementofLemna minorandthemodelingofbiologicalreactors.Keywords.Lemna minor,wastewater,imageprocessing,nutrients,biomass.

38 Biotechnol. Agron. Soc. Environ. 201418(1),37-48 TangouT.T.,BayaD.T,LiadyM.N.D.etal.

1. INTRODUCTION

Les diverses activités anthropiques liées aux fortesdensités de populations dans les milieux ruraux eturbains entrainent une augmentation de la consom-mation d’eau et une production importante d’eauxusées.Ces eaux usées nécessitent une bonne gestionafinderéduired’unepartlesrisquessanitairespourlapopulation et d’autre part, préserver les écosystèmesrécepteurs. Par ailleurs, les conditions climatiques,notammentlatempératureetl’ensoleillementdanscesmilieux, permettent d’envisager différentes technolo-gies d’épurations des eaux usées dont le lagunage àmacrophytes (Hilman, 1961; Oron et al., 1986;Zirschky et al., 1988; Boniardi et al., 1994; Cross,2002;Daluetal.,2003;Monetteetal.,2006;Lasfaretal.,2007).

Les lentilles d’eau, Lemna minor, l’espèce laplus courante (Hilman, 1961; Cross, 2002), fontpartie des plantes aquatiques généralement utiliséespour le traitement des eaux résiduelles domestiquesou industrielles du fait de leur performance dansl’éliminationdelapollutioncarbonéeetleurscapacitésd’assimilation de l’azote ou du phosphore (Debusketal.,1987;Vermaatetal.,1998;Al-Nozailyetal.,2000a ; Al-Nozaily et al., 2000b ; Koné, 2002).Cependant,leurcroissancerapidedanslesconditionsoptimales (i.e. température, intensité lumineuse,ensoleillement, nutriments, pH, etc.) exige unegestion du tapis végétal formé sur le plan d’eau envue d’assurer une bonne épuration des eaux usées(Filbin et al., 1985; Radoux et al., 1992 ; Bonomoet al., 1997; Korner et al., 1998; Monette et al.,2006; Demirezen et al., 2007; Lasfar et al., 2007).Dans cette optique, les lentilles d’eau doivent êtrerégulièrement récoltées. Dans le cas contraire, letapis végétal devient trop important, les lentilles sechevauchentet leurmortalité augmente.Les lentillesmortes décantent éventuellement et se décomposentaufonddubassin,créantainsiunenouvellesourcedepollution (Debusk et al., 1981; Reddy et al., 1983;Körneer et al., 1998; Jupsin et al., 2004). En outre,unerécoltehasardeusedeslentillespourraitentrainerladiminutiondelacapacitéd’épurationetfavoriserledéveloppementd’algues,d’oùl’intérêtdesuivreetdeprédireleurcroissanceenfonctiondesparamètresdumilieu(luminosité,température,pH,azote,phosphore,alcalinité,DCO,etc.).

De nombreuses études de suivi et de mesurede la biomasse des lentilles d’eau ont été réaliséesprincipalementsurbasedelamassesècheouhumide(Edwards et al., 1992; Köner et al., 1998;Vermaatet al., 1998; Rahmani et al., 1999; Caicedo et al.,2000; Cedergreen et al., 2002). Toutefois, cesdeux méthodes présentent des inconvénients quine permettent pas de suivre de manière continue

la biomasse. Si la première (masse sèche) est plusfiablemais destructive, la deuxième (masse humide)est par contre non destructivemaismoins précise etreproductible. Il existe, par ailleurs, une troisièmeméthodedemesuredelabiomassedeslentillesd’eaubasée sur ladéterminationdunombrede frondesdeslentillesd’eau(Lemonetal.,2000).Cetteméthodeestencore beaucoup moins précise que les précédentes,car elle renseigne davantage sur la reproduction deslentillesd’eauplutôtquesurleurmasse,leurcroissanceouencoreleurmortalité.

Pour pallier aux inconvénients des méthodesconventionnelles, la présente étude s’intéresse àl’évaluationdel’efficacitéetdeslimitesdutraitementd’imagesnumériquescommeméthodecomplémentaireaux méthodes gravimétriques (masses sèche et/ou humide) dans le suivi de la biomasse de Lemna minor. Cetteméthode présente l’avantage d’être nondestructive, quand bien même elle exige une bonnedextéritédanslaprisedesimagesetdansl’utilisationdulogicieldutraitementd’images(Jupsinetal.,2004).Lacorrélationsurface–biomasseaétéétablieàceteffetenvued’apprécierlarelationmasse(sèche/humide)etsurfacecouverte.

Parailleurs,lamodélisationparl’approchedebilande matière basé sur une «matrice de Petersen» desbassinsdulagunageparlentillesd’eaupourraitconstituerunoutildegestionoptimaldece typed’installations,comme c’est le cas des autres systèmes tels que lesbouesactivées(Henzeetal.,1987;Jupsinetal.,2003).Pourparveniràunmodèlemathématiquedulagunagepar lentilles d’eau qui tient compte de l’éliminationde l’azote, du phosphore, ainsi que la libération del’oxygèneet laconsommationdugazcarboniqueparcesplantes,laconnaissancedesparamètrescinétiquesetstœchiométriquesquidécriventlesystèmes’avèreêtrenécessaire.Ainsi, l’impact des teneurs en nutriments(azoteetphosphore)surlacroissancedeLemna minorsousuneluminositéettempératureconstantesaétémisenévidencedanscetteétudeà travers lesparamètrescinétiquesµmax,KSetKI.Lesrésultatsobtenuspourraientservir à la gestion optimale du lagunage par lentillesd’eauetéventuellementàlamodélisationdesréacteursbiologiques.

2. MATÉRIEL ET MÉTHODES

2.1. Essais de croissance de Lemna minor

Les lentilles d’eau Lemna minor utilisées dans cetteétudeontétérécoltéesdansunbassindelagunagedela station d’épuration deBertrix dans la province duLuxembourg en Belgique. Elles ont été conservéesdansdesbacsenplastiquecontenantdel’eaudumilieudelarécolte(eauxuséesd’origine).

Suividelacroissancede Lemna minorparimagesnumériques 39

Les essais de croissance ont été réalisés dans unphytotron(chambredecultures)enutilisantunpiloteconstituédesixcuvescubiquesouvertesenplexiglastransparent(12cm²x12cm²).Sixsériesontétésuiviesàraisond’unesérie1parsemaine(5joursouvrables)etdéfinies demanière à suivre l’influence de faibles etfortesteneursennutrimentssurlacroissancedeLemna minor.Laluminositédanslephytotron,mesuréeàl’aided’un luxmètredemarqueSkye (310µmole.m-².s-1), aété assurée par des lampes à sodium haute pression(400watts)avecunephotopériodede16hjouret8hnuit.Laconstancedel’intensitélumineuseainduitunetempératuremoyennedumilieud’environ28°Cdanschacunedesséries.Avantlamiseenculture,labiomasseconstituéedeLemna minoraétélavéeavecdel’eaudurobinet à l’aide d’une passoire en vue d’éliminer lesimpuretés(Vattaetal.,1995;Lasfaretal.,2007).Cettebiomasse fraiche (1g) a été successivementmise enculturedanschaquecuvedupilote,dans500mld’eaudistilléecontenantdifférentesconcentrationsenazoteet phosphore (Tableau 1).Ces teneurs ennutrimentssont obtenues par additiondes quantités déterminéesde chlorure d’ammonium (NH4Cl) pour l’azote etde monohydrogeno phosphate de sodium dihydraté(Na2HPO4

.2H2O) pour le phosphore. Le pH, mesuréin situ,avecunpH-mètreWTWàaffichagenumérique,étaitquasineutrepourl’ensembledesséries.Lespertesd’eau causées par l’évapotranspiration des plantesétaient compensées quotidiennement par ajout d’eaudistillée en vue d’empêcher une éventuellemortalitédesplantes(Jupsinetal.,2004).

Lesuiviet lamesurede labiomassedes lentillesd’eaumisesencultureontétéfaitssuccessivementparl’évaluationdelamassehumide(MH)etsèche(MS)ainsiqueparl’analysed’imagesnumériquesaumoyendeslogicielsACD-See®(prétraitement)etImagePro-Plus®(traitement).PourlaMH,leslentillesprélevéesà l’aide d’un tamis de cuisine étaient étalées sur unpapier absorbant pendant 5min et pesées. LaMS anécessitéleséchageàl’étuveà105°Cdurant24hdeslentillesd’eaudontlaMFétaitpréalablementmesurée,etpuispesée.Laprisedesimagesaétéréaliséeàl’aide

d’un appareil photo numérique compact de marqueNikon®COOLPIXL120,àobjectifintégréavecunedistancefocalede25-525mmetayantunerésolutionde14mégapixels(14MP)(Tableau 2).

Leprétraitementaconsistéà rogner l’imagepourn’obtenir que la surface couverte par les plantes(Figure 2).LetraitementaconsistéenuncomptageetàladéterminationdescaractéristiquesgéométriquesdeLemna minor(surface,grandaxe,petitaxe,périmètre).L’optionmodemanueldulogicielparreconnaissanceautomatiquedelacouleurdelaplante(verte:Lemnavivante) a été utilisé à cet effet. Cemode permet lecomptage automatique de l’objet sur la base de sacouleursélectionnéeparl’utilisateurdulogiciel.Ainsi,les lentilles d’eau vertes (vivantes) sont comptées(délimitation en rouge) sur l’image (Figures 3).Les intensités digitales «Red-Green-Blue (RGB)»correspondant aux couleurs des lentilles vivantesétaientcomprisesentre100et255.Lescaractéristiquesdes lentilles d’eau comptées (i.e. surface, grand axe,petit axe, périmètre) sont générées automatiquementaprèsanalyse.Unexempledecescaractéristiquesestdonnéautableau 3.

Lacorrélationsurface-biomasseaétéétablieenvued’apprécierlarelationmasse(sèche/humide)etsurfacecouverte.Pource faire,différentes (12)MHconnuesdes lentilles d’eau ont été placées dans différentescuvesnecontenantque500mld’eaudistillée.Ellesontétéphotographiéesetensuiteprélevéesenconformitéavecleprotocoleafind’accédersuccessivementàleurssurfacescouvertesetleursMS.Leséquations(1)et(2)desdroitesd’étalonnageontétéainsiécrites:

MH(g.m-2)=f(Aen%) (1) MS(g.m-2)=f(Aen%) (2)

Tableau 1.Pland’expériencesdesessaisdecroissancedeLemna minor—Experimental design for Lemnaminor growth monitoring.Séries (milieux) [N-NH4

+]i (mg.l-1) [P-PO43-]i(mg.l

-1) Luminosité I(µmole.m-2.s-1)

Température(°C) Photopériode (h/h)

1 5-15 1 310 27,8 16/82 10-20 3 310 28,2 16/83 20-40 2 310 27,1 16/84 44-64 2 310 27,1 16/85 10 2-12 310 28,4 16/86 10 14-24 310 28,1 16/8

1Série:ensembledesixmilieuxdeculture(azote,phosphoreeteaudistillée)contenusdanssixcuvescubiquesconstituantlepilote.


Figure 1. Cuves expérimentales (milieux de culture) —Example of the experimental tanks.

Figure 2.Milieuavectémoin(carrénoir)—Experimental tank with a control (black square).

Figure 3.Comptagedeslentillesd’eauvivantesparImagePro-Plus®—Count of living duckweeds using Image Pro-Plus®.

Tableau 2.Conditionsdeprised’images—Main steps involved in the camerawork.1.Labiomasseaétéplacéedansdescuvesouvertesenplexiglastransparentdedimensionsde12cm²x12cm²afindecréerlecontrasteentrelecontenantetlecontenu(Figure 1).2.Untémoinflottant,coloré(couleurnoireouverte)etdedimensionsconnues(1cmx1cm)aétéplacédanschaquecuveavantlaprisedel’imageenvued’obtenirunebonnecalibrationetdepasserfacilementd’unnombreenpixelsàunevaleurencm²(unitéderéférence)(Figure 2).3.Labiomassemiseenculturedanslacuvenedevaitpasêtreexcessive(auplus60%decouverturetotale,Jupsinetal.[2004])duranttouteladuréedel’expérience(4jours)pourpermettreuneanalyseaiséedel’imageetéviterdanslamesuredupossiblelerecouvrementdesplantes.4.L’éclairageutilisépourl’obtentiondesphotographiesaétéceluidelalumièrenaturelle(ambiante)danslephytotron.Leflashdel’appareilphotoaainsiétédésactivé.Lestubesnéonsprésentsdanslelocalontétééteintspouréviterunquelconquerefletsurlepland’eaupouvantperturberl’analysedel’image.5.L’appareilphotographiqueaétécalibréàl’optionautomatiquenotée«auto»avecunetaillemaximaledel’imagede4320x 3240pixelspourobtenirunebonnerésolutioncompensantl’absenceduzoom.6.L’appareilphotographique,parrapportaupland’eau,aétémaintenuà45cmàl’aided’untrépiedenvued’accéderàunemêmecalibrationduranttouteladuréedel’expérience.


oùAdésignelasurfacecouverteenpourcentage.Cettesurfaceestobtenueenfaisantlerapportentrelasurfaceréellecouverteparleslentillesd’eaudansunecuveetlasurfacetotaledelacuvevide(144cm2).

2.2. Détermination des paramètres cinétiques

LetauxdecroissanceµexpérimentalaétédéterminéparrégressiondeladroitelnX=µt+bavecXdésignantlabiomassevégétaleprésenteettexprimantl’évolutiontemporelle de l’expérience. On suppose ainsi unecroissance exponentielle de la biomasse qui obéit àla cinétique deMonod (équation3) (Boniardi et al.,1994;Vatta et al., 1995) et qui connaitune inhibition par excès de substrat(azote) suivant ainsi une cinétiqued’Andrews (équation4) (Caicedo et al.,2000;Jupsinetal.,2004):

(3)

(4)

µ = µmax ×1

1+ KS

S+SKI

⎛

⎝

⎜⎜⎜⎜

⎞

⎠

⎟⎟⎟⎟

où µmax, S, KS et KI sont respectivement le taux decroissancemaximum(parjour),lateneurensubstrats(mg.l-1), laconstantededemi-saturation (mg.l-1)et laconstanted’inhibition(mg.l-1).

Parconséquent,lesméthodesd’ajustementlinéaire(Lineweaver-Burk [L-B], Eadie-Hofstee [E-H],Hanes-Wolff [H-W ou Langmuir]) et non linéaire(algorithme de Gauss-Newton) par moindres carrésont été respectivement appliquées aux équations (3)

et(4)pourdéterminerletauxdecroissancemaximumµmaxainsiquelesconstantescinétiquesdesaturationKSetd’inhibitionKI (Fletcher,1987;Henderson,1992;Doran,1995).Danslesméthodeslinéaires,seuleslesvaleursissuesdelaméthodequidonnaitlaplusfaiblesommedescarrésdesrésidus[∑R²=(µexp-µaj)

2]ontétéretenues.

Par la suite, les différentes séries expérimentalesont été globalisées en vue d’obtenir des paramètrescinétiques globaux qui serviraient dans l’équationfinaledemodélisationdelacinétiquedecroissancedeslentilles d’eau qui, selonMichaelis-Menten2 cité parLasfaretal.(2007),s’écrit(équation5):

où ri : taux de croissance (µ); R: constante quis’apparente au taux de croissancemaximum (µmax) ;f(T)etg(E) :fonctiontenantcompterespectivementdel’influencedelatempératureetdelaphotopériodedanslacroissance.

3. RÉSULTATS ET DISCUSSION

3.1. Corrélation Surface-Biomasse

Les résultatsmontrentunebonnecorrélationentre lasurfacecouverteetlamasse(sèche/humide).LavaleurdeR² tend vers l’unité (Figure 4), ce qui permet deconsidérer l’analyse d’images comme une méthode

Tableau 3. Synthèse statistique relative à la biomasse vivante des lentilles d’eau sur lafigure 3—Selected statistics describing the living duckweeds showed in figure 3.Statistiques Surface(cm²) Axe majeur(cm) Axe mineur (cm) Périmètre(cm)Minimum 0,0083 0,151 0,071 0,373(Objet#) 1 11 1 1Maximum 0,674 1,462 0,886 5,560(Objet#) 54 7 54 7Étendue 0,666 1,312 0,815 5,187Moyenne 0,133 0,539 0,305 1,767Écart-type 0,123 0,271 0,152 1,224Somme 7,449 30,184 17,087 98,952N 56 56 56 56NcorrespondaunombretotaldeLemna minorvivantessurlafigure 3—N is the total number of living Lemnaminorinfigure 3.

µ = µmax ×S

S +KS

⎛

⎝⎜

⎞

⎠⎟

ri = R× f (T )× g(E)×CN

CN +KN

×KIN

KIN +CN

×CP

CP +KP

×KIP

KIP +CP

(5)

2MichaelisL.&MentenM.L.,1913.DieKinetikderInvertinwirkung.Biochem Z.,49,333-369.


fiabled’estimationdelabiomassedanslesconditionsdutest.

Il ressortdecesdroitesd’étalonnage les relationssurface-biomasseci-après:

MS(g.m-2)=0,532A(%)avecR2=0,978 (6)MH(g.m-2)=13,6A(%)avecR²=0,968 (7)

De ces équations, pour une surface couverted’environ 10%, on obtient dans les conditionsexpérimentales testées, au minimum 136g MH.m-2et 5,3g MS.m-2. Ces équations constituent uneinformationméthodologiqueintéressantedansl’étudede la cinétique de croissance des lentilles d’eau aulaboratoireouencoredanslesconditionsdeterrain.

BienquelesprésentesvaleursdeR2tendenttoutesvers l’unité, les valeurs des pentes sont distinctespar rapport à celles découlant de travaux antérieurs(Jupsinetal.,2004).Eneffet,cesauteursontobtenurespectivementdesvaleursdepentede0,269et2,80pourlesrelations6et7.Cesécartsentrelesvaleursdepentespeuvents’expliquerparladifférencedulogicielprincipal de traitement d’images, à savoir ImageTools®(Jupsinetal.,2004),quiexigedetransformerl’image en niveaux de gris (perte de la qualité del’image) en vue de compter les objets et déterminerles autres paramètres de taille (i.e. surface). Parcontre,cetteétapen’existepasdanslelogicielImagePro-Plus® où les objets sont comptés et caractérisésjusteaprèslacalibrationdel’image.Enoutre,l’espèceexpérimentale étant la même, Lemna minor, lesmilieuxoùellesedéveloppesontparcontredifférents(pauvre ou riche en nutriments), ce qui influenceraitl’épaisseurdelaplanteetlatailledesracines(Hilman,1961;Leng,1999;Cedergreenetal.,2002).Ils’ensuitainsi que lamême surface, lemême pourcentage derecouvrementdesLemnanetraduiraitpastoujourslamême quantité de la biomasse (même masse) selonles milieux de récolte et que la calibration devradonc être spécifique au cas étudié. Toutefois, plus

la surface couverte augmente, moins la méthode detraitementd’imagesrestefiable,dufaitdespossiblesrecouvrementsdeslentillesquisontnonstatiquesdansl’eau(dûàleurcroissance).Ilseraitalorsintéressantdetravaillerdansunmilieuoùleslentillesontétédiluéespourendiminuerleurdensitésurfacique.Jupsinetal.(2004)préconised’ailleursqu’au-delàd’unecertainedensité de Lemna (environ 60% de couverture), ilest nécessaire soit de répartir la biomasse dans deuxcuves ou plus afin de photographier chacune d’ellesetsommerleurssurfaces,soitdel’introduiredansuneplusgrandecuvequi subiraalors lesmêmespriseettraitementdel’image.

En pratique, la réalisation de l’analysephotographiquesurunelagunenécessiteraitdepréleverun échantillonnage le plus représentatif possible, carilneserapasaisédephotographiertoutunbassindelagunage.Cependant, un échantillonnage de quantité(récolte) peut rendre la méthode destructive, d’oùl’importance d’un échantillonnage de qualité quipermettrait de minimiser la biomasse prélevée et derefléter le mieux possible la réalité. Par ailleurs, àmoinsd’améliorerlelogicieloud’entrouverunplusadéquat(Software duckweed,parexemple),ilneserapas possible de prendre les photographies in situ dufaitdel’éclairage(refletsurl’image)etdelanécessitéd’avoirunfondclairetuniforme.

3.2. Évolution de la biomasse

Séries expérimentales. La figure 5 représenterespectivement l’évolution de la surface végétalecouverte au cours du temps ainsi que l’évolution dutauxdecroissanceenfonctiondelateneurinitialeensubstratdanslessixsériesexpérimentées.

Ces résultats montrent qu’avec l’azote commesubstrat(séries1,2,3,4),àuneluminositéconstantede 310µmole.m-².s-1, une température de l’ordre de28°CetunpHquasineutre, labiomassea tendanceà croître dans les trois premières séries. Les valeurs

0 2 4 6 8 10 12

A(%)

MS(g. m

-2)

7

6

5

4

3

2

1

00 2 4 6 8 10 12

A(%)

MH(g. m

-2)

180160140120100806040200

Figure 4. Droitesd’étalonnageSurface-biomasse[Massesèche(MS)/Massehumide(MH)]deslentillesd’eau—Relationships between the area and the biomass [Dry Weight (DW) and Fresh Weight (FW)] of duckweeds.


de µ sont en effet positives (Figure 5: 1a, 1b, 1cet 2a, 2b, 2c). Le taux de croissance expérimentalle plus élevé est de 0,23 par jour avec des teneursrespectives en azote et en phosphore de 9mg.l-1 et1mg.l-1.Cependant, avec l’augmentationprogressivede la teneur en azote (≥16mgN-NH4

+.l-1,figure 5 :2b),ilyaunediminutionpartielledecettecroissanceen accord avec Caicedo et al. (2000), Jupsin et al.(2004),Monette et al. (2006) etLasfar et al. (2007).Cette décroissance tend à devenir sévère à partir de

48mg N-NH4+.l-1 jusqu’à provoquer la mortalité

constatée par le blanchissement de certaines plantesdanslescuves.Desvaleursnégativesdeµsontalorsobtenues (Figure 5: 2d). Le taux le plus bas est de-0,20par jour,avecdes teneurs respectivesenazoteet en phosphore de 64mg.l-1 et 2mg.l-1.Dans le casdu phosphore comme substrat (séries5, 6) et dansles mêmes conditions expérimentales, des valeurspositivesdeµsontobtenues(croissancedelabiomasse,figure 5:2eet2f).Néanmoins,cestauxdecroissance

0 1 2 3 4 5 6Temps(j)

A(%

)

2420

16

12

8

4

0

Cuve1(5mgN.l-1)Cuve4(11mgN.l-1)



1a

0 1 2 3 4 5 6Temps(j)

A(%

)

2420

16

12

840




1c0 1 2 3 4 5 6

Temps(j)

A(%

)

2420

16

12

840




1d

0 1 2 3 4 5 6Temps(j)

A(%

)

2420

16

12

8

4

0




1b

0 1 2 3 4 5 6Temps(j)

A(%

)

2420

16

12

840

Cuve1(2mgP.l-1)Cuve4(8mgP.l-1)



1e0 1 2 3 4 5 6

Temps(j)

A(%

)

2420

16

12

840




1f

Figure 5.ÉvolutionsdelasurfacecouverteparLemna minorenfonctiondutemps(1)etdutauxdecroissanceenfonctiondelateneurinitialeenazoteouphosphore(2)pourdiversesséries—Daily growth of the area covered by Lemnaminor (1) and evolution of the growth rate according to the initial concentration in nitrogen or phosphorus (2) for different series.

a.Série1—Serie1:N=5-15mg.l-1,P=1mg.l-1;b.Série2—Serie2:N=10-20mg.l-1,P=3mg.l-1;c.Série3—Serie3:N=20-40mg.l-1,P=2mg.l-1;d.Série4—Serie4:N=44-64mg.l-1,P=3mg.l-1; e.Série5—Serie5:N=10mg.l-1,P=2-12mg.l-1;f.Série6—Serie6:N=10mg.l-1,P=14-24mg.l-1.


sontfaiblescomparativementaucasdel’azotepourdesconcentrationssimilaires.Lachutedelacroissanceestobservéeàdetrèsfaiblesteneurs(dès4mgP-PO4

3-.l-1,série5)(Figure 5:2e).Letauxdecroissanceleplusélevés’établità0,12parjour(10mgN-NH4

+.l-1et4mgP-PO4

3-.l-1),tandisqueletauxleplusbasobservéestde0,044parjour(10mgN-NH4

+.l-1et24mgP-PO43-.l-1).

Ces résultats s’expliqueraient par le fait que lacroissance de Lemna est optimale dans les milieuxpauvres en nutriments, notamment en azote et enphosphore, soit moins de 10mg N.l-1 et moins de2mg P.l-1 (Landolt, 1986). En outre, l’étude de lacroissancedeslentillesd’eauétantfaiteenfonctiondelateneurinitialeennutriments(azoteetphosphore),le

2a5 7 9 11 13 15 17

[N-NH4+](mg.l-1)

μ(parjour)

0,24

0,20

0,16

0,12

0,08

0,04

0,00

2b10 12 14 16 18 20 22

[N-NH4+](mg.l-1)

μ(parjour)

0,24

0,20

0,16

0,12

0,08

0,04

0,00

2c

20 25 30 35 40 45

[N-NH4+](mg.l-1)

μ(parjour)

0,24

0,20

0,16

0,12

0,08

0,04

0,00

2d

μ(parjour)

[N-NH4+](mg.l-1)

0,240,200,160,120,080,040,00-0,04-0,08-0,12-0,16-0,20-0,24

69645444 5949

2e

μ(parjour)

0,24

0,20

0,16

0,12

0,08

0,04

0,002 4 6 8 10 12 14

[P-PO43-](mg.l-1) 2f

μ(parjour)

0,24

0,20

0,16

0,12

0,08

0,04

0,0014 16 18 20 22 24 26

[P-PO43-](mg.l-1)

Figure 5 (suite).ÉvolutionsdelasurfacecouverteparLemna minorenfonctiondutemps(1)etdutauxdecroissanceenfonctiondelateneurinitialeenazoteouphosphore(2)pourdiversesséries—Daily growth of the area covered by Lemnaminor (1) and evolution of the growth rate according to the initial concentration in nitrogen or phosphorus (2) for different series.

a.Série1—Serie1:N=5-15mg.l-1,P=1mg.l-1;b.Série2—Serie2:N=10-20mg.l-1,P=3mg.l-1;c.Série3—Serie3:N=20-40mg.l-1,P=2mg.l-1;d.Série4—Serie4:N=44-64mg.l-1,P=3mg.l-1; e.Série5—Serie5:N=10mg.l-1,P=2-12mg.l-1;f.Série6—Serie6:N=10mg.l-1,P=14-24mg.l-1.


non-renouvellementdumilieuetl’absencedesoligo-élémentsdanslesmilieuxdecultureexpliqueraientlacroissancelimitéeobservéedesplantes.Ellespeuventalors empêcher le développement de Lemna minor,voire même provoquer la mortalité dans le milieu.Or d’après Oron et al. (1989), cette hypothèse estplus probable quand les temps de séjour sont élevés(>10jours).Ainsi, dans notre étude, avec un tempsde séjour faible (4jours), l’hypothèse de la carenceennutrimentsaétéconfirméeparlescalculsdebilande matière en substrats (N et P). Cette carence estobservéepourdesconcentrationsinférieuresouégalesà28mg.l-1et6mg.l-1, respectivementpour l’azoteetlephosphore.Toutefois,àpartirde32mgN-NH4

+.l-1et8mgP-PO4

3-.l-1,unexcèsdesnutrimentsétaitnoté,excès qui pourrait être responsable d’une éventuelleinhibition de la croissance de Lemna minor dans lemilieu.

La cinétique de croissance de Lemna minor aété caractérisée par la détermination des paramètrescinétiquesµmax,KSetKI pourchacunedesséries.Cesparamètres ont été déterminés par les méthodes delinéarisationetdel’ajustementnonlinéaire(Tableau 4).

Malgré des valeurs adéquates de photopériode(16h/8h) (Landolt et al., 1987), de température(28°C) (Oron et al., 1989; Boniardi et al., 1999) etd’intensité lumineuse (310µmole.m-².s-1) pour unebonnecroissancedeslentillesd’eau(Filbinetal.,1985;Lasfaretal.,2007),lesvaleursdeµmaxajustéesainsiquecellesdesconstantescinétiquesKSetKIobtenuessontfaibles.Ceci est en accord à la fois avec l’hypothèsedesconcentrationslimitantesàdesteneursrelativementfaibles en nutriments (et en oligo-éléments) etl’hypothèse d’inhibition à des concentrations élevéesennutrimentsdanslemilieu.L’expressionglobaledelacinétiquedecroissances’écriraitainsi:

Tableau 4. ValeursdesparamètrescinétiquesdeLemna minor pourl’ensembledessériesdecroissance — Summary of Lemna minor growth kinetics parameters obtained by experiment, or linear and non-linear fits.Série Paramètres Expérimental Ajustement linéaire Ajustement non linéaire

lnX= µt + b L-B E-H H-W Andrews Gauss-Newton1 µmax(parjour) 0,23 0,21 0,25

KS,N(mg.l-1) 5,0 1,0 2,6

KI,N(mg.l-1) 39

2 µmax(parjour) 0,17 0,10 0,10KS,N(mg.l

-1) 3,7 4,1KI,N(mg.l

-1) 25,1 3 µmax(parjour) 0,10 0.01 0,02

KS,N(mg.l-1) 20.0 15,9

KI,N(mg.l-1) 31,0 21,0

4 µmax(parjour) 0,04 0,02 KS,N(mg.l

-1) 48,6 73,5 KI,N(mg.l

-1) 5 µmax(parjour) 0,13 0,08 0,08

KS,P(mg.l-1) 0,9 0,7

KI,P(mg.l-1) 12,0 9,6 3,6

6 µmax(parjour) 0,09 0,03 0,04KS,P(mg.l

-1) 10,2 8,9KI,P(mg.l

-1) 24,0 10,9 L-B:Lineweaver-Burk;E-H:Eadie-Hofstee;H-W:Hanes-Wolf(Langmuir).

µ = µmax × f I( ) × f T( ) × 1

1+ KS,N

N − NH4+⎡⎣ ⎤⎦+N − NH4

+⎡⎣ ⎤⎦KI ,N

⎛

⎝

⎜⎜⎜⎜⎜

⎞

⎠

⎟⎟⎟⎟⎟

×1

1+ KS,P

P −PO43−⎡⎣ ⎤⎦

+P −PO4

3−⎡⎣ ⎤⎦KI ,P

⎛

⎝

⎜⎜⎜⎜⎜

⎞

⎠

⎟⎟⎟⎟⎟

(8)


Globalisation des séries expérimentales. Laglobalisationdequatresériesexpérimentales(1,2,3,4)relativesàl’azotecommesubstratenunesérieconfirmeles observations selon lesquelles les lentilles d’eaucroissentàdefaiblesteneursenazote(<10mgN.l-1)(Landolt,1986).Lalimitationdecettecroissancesuiteà lacarencedesnutrimentsetdesoligo-élémentsestobservée jusqu’aux environs de 28mg N-NH4

+.l-1.Cependant, au-délà de cette concentration, l’excèsd’azotedanslemilieuatendanceàinhiberdavantagela croissance deLemna minor, tel quemontré par lebilandesmatières(Figure 6a).

Pour les séries5 et 6 relatives au phosphore, lesobservations sont similaires au cas de l’azote. Latendance à la décroissance est observée dès 6mgP-PO4

3-.l-1.D’unemanièregénérale,uneaugmentationdelateneurenphosphoreentraineraitunediminutiondu taux de croissance µ (Figure 6b). La carence ennutrimentsestprécoce(≤6mgP-PO4

3-.l-1)etl’excèsenphosphoredanslemilieuestconfirméàpartirde8mgP-PO4

3-.l-1.

Il se dégage des paramètres cinétiques obtenusde ces séries globales que,malgré de faibles valeursde µmax, celles-ci restent néanmoins dans la gammedesvaleursproposéesdans la littérature(Tableau 5).Quant aux valeurs des constantes cinétiques, KS,elles sont supérieuresà lagammerencontréedans lalittérature, cequin’estpas le caspourKI.Lemilieun’étantpasrenouvelé,ilengendreuneaugmentationdeKIetunediminutiondeKS.Toutefois,ayanttrèspeudepointsdanslazonedecroissance(<10mgN-NH4

+.l-1,<4mgP-PO4

3-.l-1,Figure 6), lesvaleursdeKS issuesdecetteglobalisationnesontdoncpasparticulièrementtrèsfiables.

4. CONCLUSION

Danscetteétude,l’efficacitéetleslimitesdutraitementd’images comme méthode complémentaire dans lesuivi de l’impact des teneurs en nutriments (azote,phosphore) sur la croissance de Lemnaminor a été

Tableau 5. ValeursdesparamètrescinétiquesdeLemna minorpourlasérieglobale.Lesvaleursobtenuesdanslesétudesantérieuressontajoutéesàtitredecomparaison — Parameter values of Lemnaminor growth kinetics for the overall series. Values obtained in previous studies are added for comparison.Paramètres Référence

Oron et al.,1986

Caicedo et al.,2000

Al-Nozaily et al., 2000b

Jupsin et al., 2004

Lasfar et al., 2007

Présente étude, 2013

µmax(parjour) 0,25 0,29 0,19 0,062 0,40 0,07KS,N(mg.l

-1) 0,003 0,002 0,001 0,002 0,95 3,83KI,N(mg.l

-1) 18,61 44,63 33,41 7,3 604 204KS,P(mg.l

-1) 0,04 0,31 1,26KI,P(mg.l

-1) 101 13,3

μ(parjour)

μ(parjour)

0,25

0,20

0,15

0,10

0,05

0,00

-0,05

-0,10

-0,15

-0,20

-0,25

a b

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65

[N-NH4+](mg.l-1)

[N-NH4+](mg.l-1):μ(parjour):

y=0,2456-0,0063*x;r2=0,93;p<0,001

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

[P-PO43-](mg.l-1)

0,13

0,12

0,11

0,10

0,09

0,08

0,07

0,06

0,05

0,04

[P-PO43-](mg.l-1):μ(parjour):

y=0,1226-0,003*x;r2=0,77;p<0,001

Figure 6. Évolutiondutauxdecroissanceµenfonctiondelateneurinitialeenazote(a)etenphosphore(b)—Evolution of the growth rate µ according to the initial concentration in nitrogen (a) and phosphorus (b).


évaluée.Malgréleslimitesbaséessurlescorrélationsempiriques de la méthode (essai sur pilote), letraitementd’imagesal’avantaged’êtrenondestructifdanslesuivicontinudelabiomasse.Ilpermeteneffetdemesurer labiomassedepar lacorrélationsurface-masse(humide/sèche).Cependant,unmilieutrèsdensedominéparunrecouvrementdesplantesexigeraitunedilutionetuneaugmentationdesurfaceafind’aboutirà de bons résultats. L’idéal serait ainsi d’examinerl’aspect de densité surfacique avec cette méthodeafindeprévenir les difficultés qu’on rencontrerait enréalitésurterrain(pleineéchelle).Lesrésultatsobtenusdu point de vue de l’enlèvement des nutriments netiennentdonccomptequedelaphasedelacroissance.Ainsi, des expériences menées avec une luminositéde 310µmole.m-².s-1 induisant une températured’environ 28°C, un pH presque neutre, il en résulteque la biomasse de Lemna minor croît faiblement àdes teneurs faibles etmoyennes ennutriments (azoteetphosphore)dansunmilieunonrenouveléetexemptd’oligo-éléments. Cette croissance connait une chuteprogressive à partir de 16mg N-NH4

+.l-1 et de 6mgP-PO4

3-.l-1suiteàlalimitationdesteneursennutrimentsetunepossibleinhibitiondueàunexcèsdesubstratsàdes teneurs élevées.Toutefois, il serait intéressantdefaire varier l’ensemble des paramètres (température,intensité lumineuse, photopériode, pH, etc.) qui sontliésàlacroissancedeslentillesd’eauenvuedemieuxcernerl’influencedechacund’euxdanscettecroissanceetéventuellementévaluerletauxdemortalité.

Remerciements

CetravailaétéréaliséauDépartementdesSciencesetGestionde l’Environnement de l’Université de Liège et s’inscritdans le cadreduprojetde recherchedoctoraledupremierauteur. Ce projet de recherche doctorale a été financé parlaCoopérationTechniqueBelge(CTB).NosremerciementsauDocteurLouisAmaniKouadioduLethbridge Research Center(Agriculture and AgriFood Canada);auxmembresde l’Unité Assainissement et Environnement du Campusd’Arlon de l’Université de Liège; au personnel dulaboratoired’Écotoxicologie,ManagementdelaQualitédel’Eau et Biotechnologie environnementale de l’UniversitédeKinshasaetaupersonneldulaboratoiredePhysiquedessols et Hydrologie du Commissariat Général à l’ÉnergieAtomique/Centred’ÉtudesnucléairesdeKinshasapourleurcollaboration.

Bibliographie

Al-NozailyF.,AlaertsG.&VeenstraS.,2000a.Performanceofduckweed-coveredsewagelagoons–I.OxygenbalanceandCODremoval.Wat. Res.,34(10),2727-2733.

Al-NozailyF.,AlaertsG.&VeenstraS.,2000b.Performanceofduckweed-coveredsewagelagoons–II.Nitrogenand

phosphorus balance and plant productivity. Wat. Res.,34(10),2734-2741.

BoniardiN.,VattaG.,NanoG.&CarraS.,1994.RemovalofwaterpolluantsbyLemna gibba.Chem. Eng. J.,54,41-48.

BoniardiN.,RotaR.&NanoG.,1999.EffectofdissolvedmetalsontheorganicloadremovalefficiencyofLemna gibba.Wat. Res.,33(2),530-538.

BonomoL., PastorelliG.&ZambonN., 1997.Advantagesandlimitationsofduckweed-basedwastewatertreatmentsystems.Wat. Sci. Technol.,35(5),239-246.

CaicedoJ.R.,VanDerSteenP.,ArceO.&GijzenH.,2000.EffectoftotalammoniumnitrogenconcentrationandpHongrowthratesofduckweed(Spirodela polyrrhiza).Wat. Res.,34(15),3829-3835.

CedergreenN. & MadsenT.V., 2002. Nitrogen uptake bythefloatingmacrophyteLemna minor.NewPhytol.,155,285-292.

CrossJ.W., 2002. The charms of duckweed, http://www.mobot.org/jwcross/duckweed/duckweed.htm,(15/11/2011).

DaluJ.M.&NdambaJ.,2003.Duckweedbasedwastewaterstabilizationpondsforwastewatertreatment(alowcosttechnology for small urban areas in Zimbabwe).Phys. Chem. EarthParts A/B/C,28(20-27),1147-1160.

DebuskT.A.,RytherJ.H.&HanisakM.D.,1981.Effectsofseasonalityandplantdensityontheproductivityofsomefreshwatermacrophytes.Aquat. Bot.,10,133-142.

DebuskT.A.&ReedyK.R.,1987.BODremovalinfloatingaquatic macrophytes based wastewater treatment.Wat. Sci. Technol.,19(12),273-279.

DemirezenD., AksoyA. & UruçK., 2007. Effect ofpopulation density on growth, biomass and nickelaccumulation capacity of Lemna gibba (Lemnaceae).Chemosphere,66(3),553-557.

DoranP.M., 1995. Bioprocess engineering principles.London:AcademicPressLimited.

EdwardsP., HassanM.S., ChaoC.H. & PacharaprakitiC.,1992.Cultivationofduckweedsinspetage-loadesearthenponds.Bioresour. Technol.,40,109-117.

FilbinG.J. & HoughA.R., 1985. Photosynthesis,photorespiration and productivity in Lemna minor L.Limnol.Oceanogr.,30(2),322-334.

FletcherR., 1987. Practical methods of optimization.NewYork,NY,USA:JohnWiley&Sons.

HendersonP.J.F.,1992.Statisticalanalysisofenzymekineticdata.In:EisenthalR.&DansonM.J.,eds.Enzyme assays: a practical approach.Oxford,UK:IRLPress,1-58

HenzeM.etal.,1987.Activated sludge model No. 1.London:IAWQ.

HillmanW.S.,1961.TheLemnaceae,orduckweed:areviewofthedescriptiveandexperimentalliterature.Bot. Rev.,27,221-287.

JupsinH., PraetE. & VaselJ.-L., 2003. Dynamicmathematicalmodelofhighratealgalponds.Water Sci. Technol.,48(2),197-204.


JupsinH.,RichardH.&VaselJ.-L.,2004.Contributionoffloatingmacrophytes(Lemnasp.)inpondmodelization.In: Proceedings of the 6th International Conference on Waste Stabilisation Ponds, September 28th - October 1st, 2004, Avignon, France,387-393.Antony,France:Irstea.

KonéD.,2002.Lagunage à microphytes et à macrophytes (Pistia stratiotes) en Afrique de l’Ouest et du Centre : état des lieux, performances épuratoires et critères de dimensionnement. Thèse de doctorat: ÉcolePolytechnique Fédérale de Lausanne, Environnementnaturel – Architectural and Construction Faculty(Suisse).

KörnerS. & VermaatJ.E., 1998. The relative importanceofLemna gibba,bacteriaandalgaeforthenitrogenandphosphorus removal in duckweed-covered domesticwastewater.Water Res.,32(12),3651-3661.

LandoltE., 1986. Biosystematic investigations in the family of duckweeds (Lemnaceae). Vol. 2. The Family of Lemnaceae – A monographic study. Vol. 1. Zürich,Switzerland: Veroffentlichungen des GeobotanischenInstitutesderEidgenossischenTechnischenHochschule,StiftungRubel.

LandoltE. & KandelerR., 1987. Biosystematics investigations in the family of duckweeds (Lemnaceae). Vol. 2. The family of Lemnaceae – a monographic study. Vol. 2. Phytochemistry, Physiology, Application, and bibliography. Zürich, Switzerland: Veroffentlichungendes Geobotanischen Institutes der EidgenossischenTechnischenHochschule,StiftungRubel.

LasfarS., MonetteF., MilletteL. & AzzouzA., 2007.Intrinsic growth rate: a new approach to evaluate theeffects of temperature, photoperiod and phosphorus-nitrogen concentrations on duckweed growth undercontrolledeutrophication.Water Res.,41,2333-2340.

LemonG.D. & PoslusznyU., 2000. Comparative shootdevelopment and evolution in the Lemnaceae. Int. J. Plant Sci.,161(5),733-748.

LengR.A., 1999. Duckweed: a tiny aquatic plant with enormous potential for agriculture and environment,http://www.fao.org/ag/aga/AGAP/FRG/DW/Dw2.htm,(13/02/2012).

MonetteF., LasfarS., MilletteL. & AzzouzA., 2006.Comprehensive modeling of mat density effecton duckweed (Lemna minor) growth controlledeutrophication.Water Res.,40(15),2901-2910.

OronG., PorathD. & WildschutL.R., 1986. Wastewatertreatmentandrenovationbydifferentduckweedspecies.J. Environ. Eng.,112(2),247-263.

OronG.&WillersR.H.,1989.Effectsofwastesqualityontreatmentefficiencywithduckweed.Water Sci. Technol.,21,639-645.

RadouxM. & KempD., 1992. Rôle de la fréquence desprélèvementsde labiomasseproduitesur lescapacitésépuratricesdeLemna minorL.Rev. Sci. Eau,5,55-68.

RahmaniG.N.H.&SternbergS.P.K.,1999.BioremovalofleadfromwaterusingLemna minor.Bioresour. Technol.,70,225-230.

ReddyK.R.&TuckerJ.C.,1983.Productivityandnutrientuptakeofwaterhyacinth,Eichhorniacrassipes.1.Effectonnitrogensource.Econ. Bot.,37(2),237-247.

VattaG.,RotaR.,BoniardiN.&NanoG.,1995.Dynamicmodelling of waste-water treatment plants based onLemna gibba.Chem. Eng. J.,57,37-48.

VermaatJ.E.&HanifM.K.,1998.Performanceofcommonduckweed species (Lemnaceae) and waterfern Azolla filiculoidesondifferenttypesofwastewater.Wat. Res.,32(9),2569-2576.

ZirschkyJ.&ReedS.C., 1988.The use of duckweed forwastewater treatment. J. Water Pollut. Control Fed.,60(7),1253-1258.

(37réf.)

Documents

Apport du traitement d’images dans le suivi de l’influence des … · 2014. 6. 5. · B A S E Biotechnol. Agron. Soc. Environ. 2014 18(1), 37-48 Apport du traitement d’images