Université Ferhat Abbas Sétif -1-

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des études de base

Biochimie structurale

Agronomie

2 ème

Biotechnologie

Dr. Madoui

et

Dr. Khither

2020 /2021

1

Introduction

La biochimie est la science qui étudie la structure et les propriétés des molécules qui

constituent les êtres vivants (glucides, protéines, lipides, …) et d'autre part, qui étudie les

réactions de transformations (métabolisme) de ces molécules : les réactions de dégradation

(catabolisme), et les réactions de biosynthèse (anabolisme).

Ce cours de biochimie structurale est destiné aux étudiants de deuxième année Agronomie, il

leur permet de comprendre la structure et les propriétés physico-chimiques des trois principaux

constituants des cellules vivantes ; protéines, glucides et lipides.

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I. Définition et Importance biomédicale

Les glucides sont des molécules organiques caractérisées par la présence de la chaine

charbonnée porteuses des groupements hydroxyles « OH », et de fonction carbonyle ;

aldéhyde (-CHO) ou cétonique (C=O), et parfois d’une fonction carboxyle (OH-C=O) ou

amine (-NH2).

Les glucides sont largement répandus chez les végétaux et les animaux où ils remplissent

des rôles structuraux et métaboliques importants. Chez les végétaux, le glucose est synthétisé

à partir du dioxyde de carbone (CO2) et d’eau (H2O) par photosynthèse ; il est stocké sous

forme d’amidon ou sert à la synthèse de la cellulose de la paroi des cellules végétales.

Les animaux peuvent synthétiser quelques glucides à partir des acides aminés, mais la majeure

partie des glucides animaux provient des végétaux. Le glucose est le glucide le plus important.

Grace à l’hydrolyse de l’amidon et des disaccharides des aliments, la majeure partie des

glucides alimentaires sont absorbés sous forme de glucose dans la circulation sanguine et les

autres sucres sont convertis en glucose dans le foie. Le glucose est le précurseur pour la synthèse

de tous les autres glucides de l’organisme, par exemple : le glycogène comme réserve, le ribose

et le désoxyribose dans les acides nucléiques, le galactose dans le lactose du lait.

Les maladies associées au métabolisme des glucides comprennent le diabète, la galactosémie,

les maladies de stockage du glycogène et l’intolérance au lactose.

II. Classification

On subdivise les glucides selon leur degré de polymérisation :

II.1. Oses ou sucres simples (monosaccharides)

Les oses sont des molécules comportant à la fois plusieurs fonctions alcool et une fonction

réductrice, soit aldéhydique (-CHO), soit cétonique (C=O). La classification des oses repose,

d’une part, sur le nombre d’atomes de carbone de leurs molécules (trioses [3C], tétroses [4C],

pentoses [5C], hexoses [6C], heptoses [7C], octoses [8C] et nanoses [9C]) et, d’autre part, sur

la nature de la fonction réductrice (aldoses et cétoses). La combinaison entre le nombre de C

et la nature de la fonction carbonyle ainsi est possible ; on dit : Aldotrioses, aldotétroses,…,

cétotrioses, cétotétroses,…

II.2. Osides ou sucres complexes (polysaccharides)

On a défini les osides comme des substances dont l’hydrolyse libère un ou plusieurs oses.

On distingue :

Chapitre 01 : Glucides

3

Les holosides dont l’hydrolyse ne libère que des oses. Selon le nombre de molécules

d’oses libérées lors de l’hydrolyse, on distingue des oligosides (association de 2 à 10

oses par des liaisons osidiques) et les polyosides (polymère formé de 10 à plusieurs

milliers d’oses). On distingue également des polyosides homogènes ou hétérogènes

selon qu’ils sont composés d’un seul type d’oses ou de plusieurs types d’oses.

Les hétérosides dont l’hydrolyse libère, outre des oses, des substances non glucidiques

ou aglycones (protéines, lipides, acides nucléiques…).

III. Oses

Les oses sont des molécules non hydrolysables, ont la formule brute (CnH2nOn / avec

n= nombre d’atomes de carbone) qui portent le plus souvent, de 3 à 6 atomes de carbone et une

fonction carbonyle (aldéhyde ou cétone). Les oses les plus simples ont trois atomes de carbone

sont un aldotriose « Le glycéraldéhyde » et un cétotriose « la dihydroxyacétone » (Fig.1).

Fig.1 : Formules du glycéraldéhyde (aldotriose) et de la dihydroxyacétone (cétotriose).

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Sur la projection de FICSHER, les atomes de carbone d’un ose sont numérotés d’une

façon que le carbone le plus oxydé (le carbone qui porte la fonction carbonyle) porte le numéro

le plus petit. (Fig. 2). Cette projection fait clairement apparaître les carbones asymétriques

présents dans la structure des oses.

Fig.2 : Sens de numérotation des atomes de carbone dans les oses.

III.1. Carbone asymétrique (chiral)

Un carbone est dit asymétrique (C*) s’il porte 4 groupements différents les uns des autres. La

projection de Fischer fait clairement apparaître les carbones asymétriques présents dans la

structure des oses. Dans le cas de glycéraldéhyde (Fig.3), le carbone C2 portant 4 groupements

différents : CH2OH, CHO, OH et H est dit carbone asymétrique, chiral (C*) ou encore centre

de chiralité.

Fig.3 : Identification d’un carbone asymétrique (chirale).

Si nous considérons la projection de la structure tridimensionnelle du glycéraldéhyde, nous

constatons qu’il existe deux possibilités : l’hydroxyle (OH) porté par le carbone avant dernier

(OH du Cn-1) est situé à droite du plan formé par la chaine carbonée (Fig. 4), on parle de la

configuration D (série D) ; dans l’autre cas, l’hydroxyle est situé à gauche de ce plan, c’est la

configuration L (série L).

Fig. 4 : Projections des structures des configurations D et L de glycéraldéhyde.

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III.2. Isomérie des oses

III.2.1. Définition d’isomérie

On appelle isomères : des composés qui ont la même formule brute (CnH2nOn / avec n=

nombre d’atomes de carbone), mais des formules développées (stéréochimiques) différentes.

Isomères de fonction : Sont deux oses qui ont la même formule générale (même nombre de

carbone) et de la même série, mais ils se diffèrent dans la nature de la fonction carbonyle ;

l’une est cétonique en C2 l’autre est aldéhydique en C1, comme exemple : Le D-Glucose et le

D-Fructose (Fig. 5).

Fig. 5 : Isomérie de fonction entre le Glucose et le Fructose.

Les oses peuvent être différenciés par la position dans l’espace des différents

groupements hydroxyles (OH) qu’ils possèdent. On parle alors de stéréo-isomérie. Cette

stéréo-isomérie est due à la présence de C asymétriques au sein des molécules. On distingue

différents formes d'isomérie.

III.2.1.1. Épimérie

C’ est le cas deux oses de la même sérié qui ne diffèrent entre eux que par la configuration

absolue d'un seul carbone asymétrique (Fig.6), comme entre le D-mannose et le D-glucose

(épimères en C2) ou encore entre le D-glucose et le D-galactose (épimères en C4).

Fig.6 : Épimérisation du glucose

III.2.1.2. Enantiomèrie

Aussi appelés isomères optiques ou antipodes optiques, les énantiomères sont deux

oses portant le même nom, l’un de la sérié D et l’autre de la sérié L. Ils sont différents dans la

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configuration de tous les carbones asymétriques. Étant image l'un de l'autre par apport à un

miroir, ils ne sont pas superposables. Ils sont donc symétriques l'un par rapport à l'autre, le plan

de symétrie étant le miroir, comme le D-Glucose et le L-Glucose (Fig.7). Les propriétés

chimiques et physiques des énantiomères sont en général identiques à l’exception d’une

propriété physique : le pouvoir rotatoire.

Fig.7 : Enantiomèrisation du glucose.

III.2.1.3. Diastéréoisomérie

Diastéréoisomères sont deux oses non superposables qui ne sont pas image l’un de l’autre

dans un miroir. Configuration opposées de certains C* inferieur au nombre total des C* et

supérieur à un C*.

Fig.8 : Diastéréoisomére des glucides (du glucose).

III.2.2. Règle générale de nombre des isomères

De façon générale, lorsqu'une molécule a plusieurs centres de chiralité, pour x C*, il

existe : 2x stéréo-isomères différents, la moitié en configuration D, l’autre moitié en

configuration L.

De façon particulier, pour les aldoses, le nombre de stéréo-isomères est 2n-2. Alors que

pour les cétoses, le nombre de stéréo-isomères est 2n-3 (n est le nombre de carbone de

la chaîne).

Exemple : pour un aldo-hexose (exemple le glucose) où n est égal à 6, le nombre total de

stéréo-isomères est égal à 24 = 16 (8 de la série D et 8 de la série L).

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III.2.3. Activité optique des oses

III.2.3.1. Pouvoir rotatoire

On dit qu'une substance est optiquement active ou douée d'un pouvoir rotatoire lorsqu'elle

fait dévier le plan de polarisation de la lumière d'un angle α (Fig.9). La valeur de l’angle de

déviation du plan de polarisation est mesurée à l’aide d’un polarimètre. Le pouvoir rotatoire

est lié à la présence d'un ou plusieurs carbone(s) asymétrique(s) au sein de la molécule. Tous

les oses (sauf la dihydroxyacétone), étant des molécules chirales, présentent un certain

pouvoir rotatoire.

Fig.9 : Polarisation de la lumière d'un angle α

On distingue ainsi deux types de substances optiquement actives :

Celles qui font dévier le plan de polarisation de la lumière d'un angle α vers la droite

(dans le sens des aiguilles d’une montre) : par convention l'angle mesuré est positif et

la substance est dite dextrogyre (+).

Celles qui font dévier le plan de polarisation de la lumière d'un angle α vers la gauche

(dans le sens inverse des aiguilles d’une montre) : par convention l'angle mesuré est

négatif et la substance est dite lévogyre (-).

Remarque :

Configuration et pouvoir rotatoire sont indépendants. Il n'existe aucun lien entre la

forme D ou L et le sens de déviation droite ou gauche du plan de polarisation de la

lumière. Exemples : D-glucose est dextrogyre.

D-fructose est lévogyre.

Les deux énantiomères d’un même ose présentent des pouvoirs rotatoires opposés :

identiques en valeur absolue mais un des isomères est dextrogyre et l'autre est lévogyre.

Exemple : - D-glucose est dextrogyre et L-glucose est lévogyre.

III.2.3.2. Loi de Biot

La propriété de pouvoir rotatoire des oses permet le dosage polarimétrique des holosides

en solution pure grâce à la loi de Biot. C’est une méthode de dosage très rapide et simple à

mettre en œuvre, cette méthode est très utilisée par exemple dans les industries sucrières.

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L'angle α est en fonction de la nature de la substance, de sa concentration et de la longueur du

trajet optique. Il répond à une loi appelée loi de Biot :

où :

[α]D20 : Pouvoir rotatoire spécifique de la substance optiquement active. C’est une

constante caractéristique de la substance optiquement active et qui dépend de la nature

du soluté et celle du solvant, de la température et de la longueur d'onde à laquelle est

réalisée la mesure. D pour la λ de la raie jaune du sodium à 589.3 nm et 20 pour 20°C.

α : Pouvoir rotatoire mesuré avec le polarimètre.

L : Longueur de tube contenant la solution (dm).

C : Concentration de la substance (g/ml).

a)- Loi d’additivité des pouvoirs rotatoires

Lorsqu’une solution contient deux composés optiquement actifs, les angles de déviation du plan

de polarisation de la lumière dus à chaque substance optiquement active s’additionnent : le

pouvoir rotatoire mesuré est donc égal à la somme des pouvoirs rotatoires de chacune des 2

substances.

αsolution = α composé A + α composé B

αsolution = ([α]D20 composé A x L x C composé A ) + ([α]D

20 composé B x L x C composé B).

Cas particulier de deux énantiomères

Puisque les deux énantiomères D et L d’un même ose présentent des pouvoirs rotatoires

opposés, un mélange équimoléculaire de deux énantiomères est optiquement inactif (pouvoir

rotatoire nul) et s'appelle mélange racémique.

Exemple : mélange équimoléculaire des énantiomères D et L du glucose

αmélange = α D-glucose + α L-glucose

αmélange = ([α]D20 D-glucose x L x C D-glucose ) + ([α]D

20 L-glucose x L x C L-glucose).

avec : C D-glucose dans solution = C L-glucose dans solution et [α]D20 D-glucose = -[α]D

20 L-glucose

αmélange = 0

III.3. Filiation chimique des oses selon Fischer

La synthèse cyanhydrique de Kiliani-Fischer consiste en des réactions chimiques qui

permettent de synthétiser un ose à (n+1) C à partir d’un ose de (n) C (Fig.10). L’addition se fait

par l’extrémité portant la fonction aldéhyde (C1) dans le cas des aldoses et la fonction

cétonique (C2) dans le cas des cétoses. Ce carbone n’est pas asymétrique et existe sous une

seule configuration.

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Fig. 10 : Synthèse cyanhydrique de Kiliani Fisher

Après addition, le C1 se retrouve en position C2 portant une fonction alcool secondaire,

donc, chaque nouveau carbone ajouté est un nouveau centre de chiralité, avec deux orientations

relatives possibles des substituants, ce qui crée un nouveau couple de stéréo-isomères

(Fig.11,12).

Fig.11 : synthèse des Aldohexoses à partir d’un Aldotriose

10

Fig. 12 : synthèse des Cétohexoses à partir d’un Cétotriose.

III.4. Structure cyclique des oses

III.4.1. Objections de la structure linéaire des oses

La structure linéaire ou structure à chaîne ouverte des oses ne rend pas compte de toutes

leurs propriétés dès que le nombre des atomes est supérieur à 4. Les propriétés suivantes des

oses ne peuvent être expliquées que par la structure cyclique.

III.4.1.1. Formation d’acétal

Un vrai aldéhyde ou cétone fixe deux molécules d’alcool pour avoir enfin un acétal

(Fig.13), tandis qu’un aldose ou cétose ne fixe qu’une seule molécule d’alcool résultant en un

hémiacétal (Fig.14).

Fig.13 : La forme Acétal

Fig. 14 : La forme Hémiacétal

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III.4.1.2. Méthylation

En tenant compte de la structure linéaire d’un aldohexose hydraté (ex : Glucose n=6), la

méthylation totale de ses OH par le sulfate de méthyle [SO4(CH3)2] en présence de soude ou

l'iodure de méthyle ICH3 avec Ag2O, nécessite 7 groupements méthyles (–CH3) et donne

téoriquement une molécule heptaméthylée. Alors qu’expérimentalement, cette molécule

d’aldohexose hydraté ne peut se fixer qu’avec 5 groupements méthyles et former une molécule

pentaméthylée (Fig.15).

Fig.15 : Méthylation totale des OH d’un ose

III.4.2. Mécanisme de cyclisation

La représentation en perspective de Haworth facilite la représentation des diverses formes

cycliques. Elle utilise un certain nombre de conventions : l'hydroxyle porté par le carbone 5 se

retrouve en dessous du cycle, il s'effectue une rotation de 90° autour de la liaison entre le

carbone 4 et le carbone 5 de telle sorte que l'hydroxyle du carbone 5 se rapproche du

groupement aldéhyde du carbone 1, de ce fait, le carbone 6 subit une rotation équivalente et se

retrouve au-dessus du cycle (Fig.16).

Fig.16 : Mécanisme de cyclisation

À partir de ce moment, l'un des doublets libres de l'atome d'oxygène peut réagir d'un côté

ou de l'autre de l'atome de carbone pour donner l’α-D-glucopyranose si l'hydroxyle porté par le

carbone 1 (carbone anomérique) est en dessous du cycle, et le β-D-glucopyranose est en

dessus. On obtient donc un nouveau carbone asymétrique dont les deux configurations

résultent en deux isomères appelés anomères (Fig. 17). Le groupement hydroxyle porté par le

carbone 4 peut également réagir et on obtient un cycle à 5 sommets ou cycle furane (Fig.18).

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On applique la même règle de cyclisation pour les cétoses, la différence porte sur le lieu de

l’hémi-acétylisation intramoléculaire qui est entre C2 et C5 pour forme le cycle furane, ou entre

C2 et C6 qui permet la formation de cycle pyranne (Fig.18).

La position des groupements hydroxyles est en fonction de leur position dans la

représentation de Fischer : les -OH se trouvant à droite dans la représentation de Fischer se

retrouvent en dessous du plan du cycle, les -OH se trouvant à gauche dans la représentation

de Fischer se retrouvent au-dessus du plan du cycle (Fig.18).

La position par rapport au plan du cycle de la fonction alcool primaire détermine la série:

série D pour –CH2OH au-dessus du plan, série L pour –CH2OH en dessous du plan.

Fig. 17 : Mécanisme de Formation des anoméres

Fig. 18 : Formes pyraniques et furaniques des oses

Dans la représentation simplifiée, les C et les H ne sont pas notés, et seuls les OH sont

représentés, parfois seulement par des traits verticaux.

Le tableau suivant présent la déférence entre la forme linéaire et la forme cyclique (Tableau. I).

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Tableau I : La déférence entre la forme linéaire et la forme cyclique

Forme linéaire Forme cyclique

- OH à droite

- OH à gauche -OH en dessous (en bas) du cycle

-OH en dessus (en haut) du cycle

Fonction réductrice aldéhyde ou cétone Fonction réductrice hémi_acétalique

Carbone réducteur non asymétrique Carbone réducteur asymétrique

-OH hémi_acétalique en bas : α

-OH hémi_acétalique en haut : β

Le carbone avant dernier de la chaine

-série D : -OH à droite

-série L :-OH à gauche

L’alcool primaire détermine la série

-série D : –CH2OH en-dessus du plan

-série L : –CH2OH en dessous du plan

III.4.3. Mutarotation

b)- Phénomène de mutarotation

-A partir de l’hydrolyse de l’amidon, en conditions particulières, on obtient une solution de α-

D-glucose pur ([α]D20 = +112,2°) dont le pouvoir rotatoire n’est pas stable mais diminue.

-A partir de l’hydrolyse de la cellulose, en conditions particulières, on obtient une solution de

β-D-glucose pur ([α]D20 = +18,7°) dont le pouvoir rotatoire n’est pas stable mais augmente.

-Lorsque l’on dissout dans l’eau du glucose cristallisé linéaire, cela conduit à la cyclisation du

glucose avec formation des 2 anomères α et β dans des proportions équivalentes ; on constate

que le pouvoir rotatoire de cette solution fraîchement préparée diminue (Fig.19).

Fig. 19 : Phénomène de mutarotation

Cette évolution du pouvoir rotatoire d’une solution d’ose est appelé phénomène de

mutarotation. Cette variation du pouvoir rotatoire accompagne la conversion de l’anomère α

en anomère β jusqu’à avoir l’équilibre entre ces 2 formes soit atteint.

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La valeur du pouvoir rotatoire d’un ose n’est pas fixée immédiatement ; elle le devient au bout

d’un certain temps. Ce phénomène est lié à l’existence de deux formes isométriques, l’anomère

α ou β.

*Exemple :

III.5. Propriétés physico-chimiques des oses

III.5.1. Propriété physique

1- Certains oses (fructose) ou osides (saccharose) ont un gout sucré.

2- Les oses sont très hydrosolubles dans l’eau en raison de leurs nombreuses fonctions

alcooliques, ils sont peu solubles dans le méthanol ou l’éthanol (formation de cristaux) et

insolubles dans l’éther.

3- Les aldoses sont réducteurs par leur fonction hémiacétalique (pseudoaldéhydique). Les

cétoses sont très peu réducteurs.

4- A l’exception de la dihydroxyacétone, tous les autres oses ont un pouvoir qui permet leur

identification par le polarimètre.

5- Les oses absorbent les rayonnements du spectre infrarouge, mais n’absorbent pas ceux du

spectre UV ni ceux du spectre visible. C’est pour cette raison qu’ils se présentent généralement

sous la forme de cristaux blancs.

6- La chaleur peut conduire à a dégradation des oses réducteurs. Le résultat de la dégradation

des oses est la formation de composés aromatiques (après une codensation des oses et formation

de polyméres complexes) et un brunissement accompagné d’une odeur caractéristique du

caramel.

III.5.2. Propriétés chimiques

III.5.2.1. Oxydation

a)- Oydation douce

L’iode I2 ou le brome Br2 en milieu faiblement alcalin et à froid oxyde spécifiquement la

fonction aldéhyde des Aldoses en fonction acide carboxylique (les cétoses ne sont pas

concernés par cette réaction).

R-CHO + I2 + 2OH- R-COOH + 2I- + H2O

L’aldose est ainsi transformé en acides aldoniques:

Glucose donne l'acide gluconique (Fig. 20)

Mannose donne l'acide mannonique

Galactose donne l'acide galactonique

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Fig.20 : Oxydation douce de Glucose

Remarque

L’acide gluconique étant instable, il subit une cyclisation interne est forme un composé

intermédiaire : Gluconolactone (Fig.21).

Fig.21 : Transformation du glucose en gluconolactone

b)- Oxydation forte

L’oxydation forte avec l'acide nitrique (HNO3) à chaud on obtient les acides aldariques

qui sont des diacides possédant une fonction carboxylique sur le carbone 1 et une autre sur le

carbone 6 (Fig. 22).

Glucose donne l'acide glucarique

Galactose donne l'acide galactarique (acide mucique). Cet acide présente un plan de

symétrie, ce qui le rend inactif sur la lumière polarisée).

Fig.22 : Oxydation forte des aldoses

Les cétoses sont dégradés dans ces conditions. La chaîne est rompue au niveau de la

fonction cétone et formation d’un mélange d'acides carboxyliques (Fig.23).

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Fig.23 : Oxydation forte des cétoses

Remarque

Si la fonction aldéhyde est protégée pendant l'oxydation, on obtient les acides uroniques

oxydés uniquement sur la fonction alcool primaire (C6) : le glucose donne l'acide glucuronique

et le galactose donne l'acide galacturonique (Fig.24). Ce sont des constituants des

glycosaminoglycanes, leur rôle biologique est essentiel dans la détoxification hépatique.

Fig.24 : Acides uroniques

c)- Oxydation par l’acide périodique (HIO4)

1)- Fonction de l’acide périodique

L’acide périodique peut couper la liaison covalente entre deux carbones ayant deux OH

libres contigus.

Les carbones porteurs de fonction alcool primaire s’oxyde en aldéhydes formiques

(HCHO), voir la figure 25.

Fig.25 : Formation de l’aldéhyde formique

Les carbones porteurs de fonction alcool secondaire se transforment en acides

formiques (HCOOH), lorsqu’ils subissent deux oxydations (Fig. 26).

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Fig.26 : Formation de l’acide formique

2)-Application de l’oxydation périodique à la détermination de la structure cyclique d’un

ose

L’acide périodique permet de déterminer la structure des cycles des oses. Une protection

de la fonction aldéhyde ou cétone par méthylation s’impose avant l’utilisation de l’acide

périodique.

Forme pyranique

Fig.27 : Formation de l’acide formique à partir de la forme pyranique.

Forme furanique

Fig.28 : Formation de l’aldéhyde formique à partir de la forme furanique.

d)- Oxydation par les sels des métaux lourds

Lors de la réaction d'oxydation des aldoses par la liqueur de Fehling, à chaud et en milieu

alcalin, l’aldose s'oxyde en acide aldonique réduisant l’oxyde cuivrique (bleu) en oxyde

cuivreux (rouge brique) insoluble (Fig.29).

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Fig.29 : Réaction de la Liqueur de Fehling

III.5.2.2. Réduction

Les réactions de réduction se font par hydrogénation catalytique via l’action d'un

borohydrure alcalin tel que LiBH4 ou NaBH4. La fonction aldéhydique ou cétonique est

réduite en alcool. On obtient le polyalcool (Fig.30).

Glucose Glucitol (ou Sorbitol)

Galactose Galactitol (ou Dulcitol)

Mannose Mannitol

Ribose Ribitol

Fig.30 : Réduction par action d'un Borohydrure alcalin

En ce qui concerne les cétoses, on obtient 2 polyalcools épimères en C2.

Le Fructose donne 2 polyols car la réduction du C= O entraîne la formation d'un

C* asymétrique : Sorbitol (OH de C2 est à droite) et Mannitol (OH de C2 est à

gauche).

III.5.2.3. Déshydratation

A chaud et en présence d’acide fort concentré, les oses subissent une déshydratation et se

transforment en furfurals ou en ses dérivés. Les pentoses se déshydratent en furfural tandis que

les hexoses en hydroxyméthyl furfural. Les furfurals et leurs dérivés peuvent réagir avec des

molécules contenant le phénol pour former des produits colorés caractéristiques de l’ose dont

ils dérivent et dont l’intensité permet leur dosage (Fig. 31).

Raction de Molish : permet la caractérisation des oses ayant 5 carbones ou plus en

utilisant le α-naphtol en milieu sulfurique et à chaud. Le produit de la réaction est coloré

en violet.

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Réaction de Bial : permet la caractérisation des pentoses en utilisant l’Orcinol en

présence d’acide chlorhydrique et à chaud. Le produit de la réaction est coloré en vert.

Réaction de Sélivanoff : permet la caractérisation des cétoses (se déshydrate

rapidement par rapport aux aldoses) en utilisant le Résorcinol en présence d’acide

chlorhydrique et à chaud. Le produit de la réaction est coloré en rouge.

Fig. 31 : Déshydratation des oses

III.5.2.4. Méthylation

La méthylation des oses est une réaction d’éthérification conduisant à l’addition d’un

méthyl à un hydroxyle en utilisant l'iodure de méthyle ICH3 avec Ag2O ou le sulfate de méthyle

[SO4(CH3)2] en présence de soude.

La perméthylation est une réaction qui permet la méthylation de tous les hydroxyles d’un ose

(Fig.32). Ce type de réaction peut affecter le carbone anomérique en formant un acétal dont les

propriétés sont différentes par rapport aux éthers. Une des propriétés qui en diffère est que les

acétals peuvent être hydrolysés en milieu acide ce qui conduit à la libération du méthyle.

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Fig.32 : Méthylation de glucose

Remarque

La méthylation est une technique importante qui a deux applications principales :

a) Détermination de la structure des cycles.

b) Détermination de l'enchaînement dans les polyosides

III.5.2.5. Estréfication

Les oses peuvent etre estrifiés au niveau des alcools primaires ou secondaires par l’acide

phosphorique (H3PO4) pour former des esters phosphoriques. Trois types d’estréfication

conduisent à la formation de trois substrats énergétiques très importants dans la cellule : une

estérification au niveau du C1 conduisant à la formation de glucose-1-phosphate, ou au niveau

du C6 permettant l’obtention du glucose-6-phospate, ou encore une bi-estréfication au niveau

du C1 et C6 conduisant à la formation de glucose-1,6-biphosphate (Fig.33).

Fig.33 : Estréfication du glucose

III.5.2.6. Action de la phénylhydrazine

L’ose peut réagir avec une molécule de phénylhydrazine à froid conduisant à la formation

d’une phenylhydrazone. A chaud, l’ose peut réagir avec deux molécules de phénylhydrazine et

former une molécule d’osazone (Fig.34).

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Fig. 34 : Action de la phénylhydrazine sur les oses

IV. Osides

Les osides sont des polymères qui donnent par hydrolyse deux ou plusieurs molécules

d’oses. Ces oses peuvent être identiques ou différents. On distingue des osides hétérosides dont

l’hydrolyse libère des oses et des composés non glucidiques (aglycone=lipides, protéines,

acides nucléiques…), alors que dont l’hydrolyse ne libère que des oses. Les holosides peuvent

être oligosides ou polyosides selon le nombre de monomères formant le polymère. La liaison

entre deux motifs d’oses est appelée liaison osidique (liaison glycosidique).

IV.1. Liaison osidique ou glycosidique

IV.1.1. Définition

La liaison osidique est une liaison éther (C-O-C) résultant de la condensation (perte d’une

molécule d’H2O) entre l’hydroxyle réducteur du carbone anomérique (C1 pour les aldoses et C2

pour les cétoses) et l’hydroxyle d’un autre ose.

IV.1.2. Types de liaison osidique

Deux types de liaisons peuvent se former entre deux oses faisant que le diholoside résultant est

réducteur ou non réducteur.

IV.1.2.1. Liaison osido-ose (Diholoside réducteur)

Un des oses est obligatoirement engagé par le groupement –OH de sa fonction

hémiacétalique, et l’autre ose se lié par le -OH d’une de ses fonctions alcools, soit primaire

(C6) ou secondaires (C2, C3, C4) conservant de ce fait sa fonction hémiacétalique libre, et le

diholoside résultant est réducteur (Fig.35). Ce dernier présente le phénomène de mutarotation

(propriété réductrice : Lorsque la liaison glycosidique n’engage pas la fonction hémiacétalique

du dernier ose donc le carbone anomérique pourra se trouver sous les deux formes anomèriques

α et β).

IV.1.2.2. Liaison osido-osides (Diholoside non réducteur)

Dans ce type de liaisons, le diholoside est formé par la condensation de 2 oses liés par leur

OH hémiacétalique (Fig.35), le diholoside formé n’est pas réducteur, il ne présente donc pas de

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phénomène de mutarotation car il n’y a aucune fonction hémiacétalique libre (le carbone

anomérique pourra se trouver sous une seule forme anomèrique α ou β).

Fig. 35 : Présentation de la liaison réductrice et non réductrice

IV.1.3. Nomenclature

La liaison osidique est définie non seulement par les oses, mais également par l’anomère

de l’ose engageant sa fonction hémiacétalique et par le numéro de l’atome de l’autre ose.

Génériquement le nom sera :

Le 1er ose [la serié - l’anomére - le nom de l’ose + la forme cyclique de l’ose (pyrane

ou des furane) + le suffixe -osyl ou –osido (l’ose engageant son C anomérique dans la

liaison osidique)].

La liaison osidique (écrire le numéro de C engagé dans cette liaison).

Le 2éme ose [la serié - l’anomére- le nom de l’ose + la forme cyclique de l’ose + le

suffixe oside (l’ose engageant son C anomérique dans la liaison osidique) ou le suffixe

ose (l’ose n’engageant pas son C anomérique dans la liaison osidique)].

Exemples

Le nom des deux oses de la figure 37

La structure A : D-α-Glucopyranosyl (1-4) D-α-Glucopyranose / D-α-

Glucopyranosido (1-4) D-α-Glucopyranose (réducture).

La structure B : D-α-Glucopyranosyl (1-2) D-β-Fructofuranoside / D-α-

Glucopyranosido (1-2) D-β-Fructofuranoside (non réducture).

IV.1.4. Hydrolyse des liaisons osidiques

L’hydrolyse des osides peut être réalisée par deux voies :

IV.1.4.1. Voie chimique

Catalysée par les protons H+, l’hydrolyse s’effectue à pH acide (HCl 0,1M) et à chaud

(60°C) en 1 heure. Cette hydrolyse n’a aucune spécificité et toutes les liaisons osidiques sont

rompues et les produits obtenus sont les unités d’oses.

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IV.1.4.2. Voie enzymatique

L’hydrolyse des liaisons osidiques se fait par des catalyseurs enzymatiques d’hydrolyse

appelés hydrolases, spécifiques des liaisons glycosidiques (glycosidases). La spécificité de

liaison fait que les glycosidase peuvent agir uniquement sur un seul substrat telles que α ou β-

glycosidase (ex : α-glucosidases / β-galactosidases…etc).

IV.1.5. Méthodes d’étude de la liaison osidique

Lorsqu’on étudie un oside, il faut d’abord déterminer la nature de ses oses constitutifs.

Pour cela, les osides sont hydrolysés en milieu acide, de manière à rompre toutes les liaisons

osidiques, puis les oses séparés par des techniques chromatographiques, identifiés et dosés

individuellement. Dans le cas d’hétérosides, il faut aussi déterminer la nature de l’aglycone. Il

reste ensuite à déterminer le mode de liaison entre les oses constitutifs. Pour cela, plusieurs

méthodes d’analyse peuvent être utilisées :

IV.1.5.1. Méthylation des hydroxyles libres

Dans cette expérience, on fait agir un agent méthylant tel qu’ICH3 sur un oside (seuls les

–OH libres formeront un éther-oxyde du méthanol), puis on poursuit l’expérience par une

hydrolyse acide ménagée pour rompre les liaisons osidiques (Fig. 36). Les produits obtenus

sont ensuite séparés, identifiés et dosés ce qui permet de déduire la position des –OH engagés

dans la (ou les) liaison(s) osidique(s).

Fig.36 : Méthode de méthylation.

IV.1.5.2. Oxydation par l’acide périodique

Lorsqu’ un groupement hydroxyle est engagé dans une liaison osidique, il n’est plus libre

et ne peut plus être oxydé par l’acide périodique. Cela modifie donc les sites d’oxydation

périodique sur la molécule par rapport aux résultats obtenus pour le même ose sous forme libre.

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IV.1.5.3. Action des osidases

Les osidases présentent une stéréospécificité concernant la position α ou β

IV. 2. Type des osides

On distingue les Holosides et les Hétérosides.

IV.2.1. Holosides

Ils sont devisés en deux types selon leur taille : oligosides et polyosides

IV.2.1.1. Oligosides

Les oligosides sont des holosides qui résultent de la condensation de 2 à 10 molécules

d’oses.

a)- Diholosides

Diholoside sont deux oses unis entre eux par une liaison osidique. Selon le mode de

liaison des 2 oses, le diholoside est non réducteur ou réducteur.

Diholosides réducteurs (liaison osido-ose) : Il y a condensation d’une fonction

hémiacétalique d’un ose avec une fonction alcoolique d’un second ose par une liaison

osido-ose. Il reste donc dans le diholoside un -OH hémiacétalique libre responsable du

pouvoir réducteur de la molécule (se présente sous deux formes anomères). Les

principaux diholosides réducteurs présentés dans le tableau II.

Tableau II : Principaux diholosides réducteurs

Nom usuel Nomenclature officielle Structure

Maltose

α-D-glucopyranosyl (1-4) D-

glucopyranose

Cellobiose

ß-D-glucopyranosyl (1-4) D-

glucopyranose

Lactose

(sucre du

lait)

ß-D-galactopyranosyl (1-4) D

glucopyranose

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Diholosides non réducteurs (liaison osido-oside) : Il y a condensation de la fonction

hémiacétalique de chaque ose par une liaison osido-oside. Les principaux diholosides

non réducteurs sont montrés dans le tableau III.

Tableau III : Principaux diholosides non réducteurs

Nom usuel Nomenclature officielle Structure

Saccharose α-D-glucopyranosyl (1-2) ß-D-

fructofuranoside

Tréhalose

α-D-glucopyranosyl (1-1) α-D-

glucopyranoside

b)- Autres oligisides

Il existe quelques oligosides d’intérêt biologique :

1)-Triholosides

Les triholosides sont dérivés du saccharose.

Gentianose (présent dans la plante gentiane)

β-D-glucopyranosyl-(1,6)-α-D-glucopyranosyl-(1,2)-β-D-fructofuranoside

Raffinose (présent dans la betterave)

α-D-galactopyranosyl-(1,6)-α-D-glucopyranosyl-(1,2)-β-D-fructofuranoside

2)- α-galactosides

Les α-galactosides sont des oligosaccharides de réserve chez les végétaux, comprenant

un ou plusieurs résidus α-D-galactopyranosyl liés en α (1-6) au résidu glucose de saccharose

(Fig.37). Les glucides des graines et farines des légumineuses (pois, haricot, soja) contiennent

tous α-galactosides en proportions variables, ces substances sont indigestes pour l’homme. Ces

glucides sont thermostables et ne sont pas dégradés par les enzymes digestives des animaux

supérieurs (qui n’ont pas d’α-galactosidase). Par conséquent, ces glucides ne sont pas absorbés

pas l’intestin grêle et lorsqu’ils arrivent au niveau du colon, ils sont fermentés par les micro-

organismes ce qui peut être à l’origine de désordre intestinaux (flatulences et diarrhées).

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Fig. 37 : Les α-galactosides

IV.2.1.2. Polyholosides

Ce sont des polymères de masse molaire très élevée, résultant de la condensation d'un grand

nombre de molécules d'oses. Ils remplissent dans la nature deux types de fonctions principales :

Ils servent de forme de réserve énergétique glucidique (Amidon, glycogène…)

Ils jouent un rôle structural dans certaines cellules (cellulose, chitine...)

a) Homopolyosides

Les polyosides homogènes sont constitués d’un seul type d’ose ou dérivés d’oses (tableau

IV).

Tableau IV : Polyosides homogènes

Nom et rôle Structure Les enzymes de dégradation

Amidon

Polyoside de

réserve des

végétaux

L’amidon est formé de deux

polysaccarides :

1- Amylose : elle représente 15

à 30% de la masse de l'amidon.

C'est un polymère linéaire de

résidus glucose (500 à 20000

résidus - MM = 105 - 106 Da)

liés par des liaisons α-(1,4)-D-

glucosidique. Les ramifications

1)- Les amylases : Il y a deux types:

a- Les α –amylases ( endoamylase)

coupent les liaisons α-1,4 à l'intérieur des

chaînes en formant des oligosides de petite

taille (3 à 8 résidus) qui peuvent contenir

1 ou 2 points de branchement puisqu'elles

ne coupent pas les liaisons α-1,6.

b- Les β-amylases (exoamylase) coupent

une liaison sur deux à partir de l'extrémité

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sont faites des liaisons α-(1,6)-

D-glucosidiques et ne

présentent qu'environ 1%.

2- Amylopectine : elle

représente 70 à 85% de la masse

de l'amidon. Elle diffère de

l'amylose du fait qu'il s'agit d'un

polymère ramifié.

non réductrice, libérant ainsi des unités

maltosyle. Elles provoquent lors de

l’hydrolyse une inversion sur C1 de

maltose et c’est la forme β qui est libérée.

2) Enzymes de débranchement: elles

coupent les liaisons α-1,6 des points de

branchement.

Glycogène

Polyoside de

réserve des

animaux

Le glycogène ressemble

beaucoup à l'amylopectine: il

s'agit de chaîne de glucose liés

en α (1-4) et de branchements

en α (1,6). Cependant, les

chaînes sont beaucoup plus

courtes et la molécule de

glycogène est plus dense

pouvant atteindre 100 millions.

1)- α et β amylases

2)- Enzyme débranchant

3)- Les phosphorylases: elles attaquent

les chaînes à partir des extrémités NON

réductrices, par phosphorolyse des

liaisons α-1,4, avec libération de D-

glucose-1-phosphate.

Cellulose

Polyoside de

soutien (paroi

des cellules

végétales)

Elle est constituée de longues

chaînes linéaires de glucose lié

en β-(1,4) D-glucosidique (300

à 1500 résidus - MM = 5 *104 -

2,5 *106 Da). L'unité de

répétition est le cellobiose.

-Homme est incapable de digérer cellulose

car il est dépourvu d'enzymes actifs sur les

liaisons β-glucosidiques.

-Son hydrolyse par l’acide ménagée

fournit du cellobiose.

b)- Polyholosides hétérogènes

Les polyholosides hétérogénes (ou mixtes ou hétéroglycanes) formés à partir de plusieurs

types d’oses ou dérivés d’oses (souvent limité à 2 types) :

Les gommes : partie hydrophile des sécrétions des "gommiers" comme les acacias

sont des galactoarabanes très ramifiés.

L'agar-agar ou gélose : extrait des algues rouges et très employé en microbiologie pour

les cultures sur gel, est un polyoside complexe de D et L-galactose irrégulièrement

sulfaté. De ces algues, on extrait aussi des :

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Carraghénates : extrait d’algues utilisées comme épaississants et gélifiants en

industrie alimentaire, ce sont des polymères linéaires d'unités diosidiques de

galactose sulfaté (carrabiose) liés par une liaison (β1 —> 4).

Alginates : polyuronides linéaires faits de deux acides uroniques, les acides β-D-

mannuronique et α-L-guluronique liés par une liaison (β1 —> 4).

IV.2.2. Hétérosides

On regroupe sous ce nom des molécules résultant de l'association covalente de glucides

avec d'autres types de molécules, et on les désigne très souvent sous le terme de glycoconjngués:

Lipides : Les lipides de membranes des cellules animales ou bactériennes portent des

chaînes oligo ou polyosidiques : ce sont des glycolipides.

Protéine : concernant l’association des protéines avec les glucides, on distingue :

Les protéoglycannes: des polyosides souvent très longs (les glycosaminoglycannes

ou GAG) associés à une protéine en restant très majoritaires (> 90%).

Les glycoprotéines: ce sont des protéines sur lesquelles sont greffées des chaînes

glucidiques courtes.

Les peptidoglycannes : réseaux de polysides reliés par de nombreux petits peptides.

Les protéines glyquées : produits de la fixation chimique d'une unité de glucose sur

l’hémoglobine (métalloprotéine). L'hyperglycémie du diabète insulinique favorise

la fixation de cet ose sur les protéines plasmatiques (marqueur du diabète).

Acide Nucléïques : Ce sont des N-hétérosides. La partie glucidique est un D-ribose ou

un desoxy-D-ribose. L'aglycone est une base du groupe de la pyrimidine ou de la purine.

Ils sont de grande importance en biologie [(les acides ribonucléïques (ARN) et

désoxyribonucléïques (ADN).