Caractérisation de cinq isolats de Drechslera teres Sacc

République Algérienne Démocratique et PopulaireMinistère de l’enseignement supérieur et de la recherche scientifique

Université d’Oran Es-Senia

Faculté des sciencesDépartement de Biologie

Mémoire de MagisterOption : Phytopathologie

Thème :

Caractérisation de cinq isolats de Drechslera teres (Sacc.),agent responsable de la rayure réticulée de l’orge

(Hordeum vulgare L.).

Présenté par : CHAMEKH RAJAA

Membre du jury :Présidente : Mme FORTAS Z. Professeur, Université d’Oran.

Examinateurs : Melle BOUABDALLAH L. Maître de conférence, Université d’Oran.

Mr BENDAHMEN A.S. Maître de conférence, Université de Mostaganem.

Mr BELABID L. Maître de conférence, Université de Mascara.

Directeur de thèse : Mr BOUZNED Z. Professeur, I.N.A. El-harrach.

Co-Rapporteur : Mr LABDI M. Docteur, I.N.R.A. Sidi Belabbès.

REMERCIEMENTS

J’ai le plaisir d’adresser mes vifs remerciements à Mr Bouznad Z. Professeur àl’I.N.A. d’El Harrach pour m’avoir proposé ce sujet et pour l’avoir suivi et corrigé.

Je tiens à remercier Mr Labdi M., directeur de l’I.N.R.A.A. de Sidi Belabbèspour l’accueil qu’il ma réservé durant la réalisation de ce travail au sein de sonlaboratoire.

Je remercie chaleureusement Melle Bouabdallah L. Maître de conférence àl’Université d’Oran et Mme Khouaijia M. chargée de cours à l’Université d’Oranpour m’avoir accepter dans leur laboratoire et pour l’intérêt tout particulier qu’ellesont accordé à mon travail. L’appui matériel dont j’ai bénéficié, les précieux conseilset le soutien moral qu’elles m’ont apporté aux moments difficiles m’ont été d’ungrand secours. Je ne saurais assez les remercier.

Je suis très reconnaissante à Mr Bendahmane A.S. Maître de conférence àl’Université de Mostaganem de m’avoir aidé à réaliser ce travail et d’avoir acceptéd’examiner et de juger ce mémoire. Je lui exprime mes vifs remerciements.

Je suis très sensible à l’honneur que me fait Melle Bouabdallah L. en acceptantd’examiner ce travail. Qu’elle veuille accepter le témoignage de mon profondrespect.

J’exprime mes sincères remerciements à Mr Belabid L. Maître de conférence àl’Université de Mascara, qui a bien voulu accepter d’examiner ce travail et à Mme

Fortas Z. Professeur à l’Université d’Oran d’avoir accepté de présider et de juger cemémoire. Qu’ils trouvent ici l’expression de mes vifs remerciements.

Je voudrais également remercier chaleureusement Mr Abd El Latif, Melle AbbarW., Melle Belahcene N., Melle Benademe W. et Mme Benmansor F., ingénieurs aulaboratoire de l’I.N.R.A.A. de Sidi Belabbès, pour leur aide et leur collaborationefficace dans la réalisation de ce travail. Qu’il me soit permis de leur prouver maprofonde reconnaissance.

Je ne remercierai jamais assez ma très chère famille en adressant ma vivereconnaissance pour le soutien et les sacrifices qu’elle m’a apporté tout au long demes études.

Je remercie enfin tous ceux et celles qui ont contribué de près ou de loin àl’élaboration de ce mémoire dans les meilleures conditions.

Résumé :

Drechslera teres est un champignon qui attaque l’orge causant une maladie

foliaire appelée la rayure réticulée.

Dans ce présent travail, nous avons étudié la variabilité morphologique et

pathologique de cinq isolats de Drechslera teres, l’induction de la sporulation et

l’effet du milieu de culture et du pH sur leur vitesse de croissance.

L’étude morphologique réalisée sur différents milieux de culture n’a pas révélé

une grande variabilité morphologique entre les isolats.

La sporulation des cinq isolats de Drechslera teres est obtenue sur les milieux

minéraux appauvris en carbone. Cette sporulation nécessite une incubation des

isolats sous une lumière continue (G28, G30 et G44) ou sous une lumière alternée

(G1 et G23).

La vitesse de croissance des isolats est affectée par la composition du milieu de

culture et par le pH. L’ensemble des isolats enregistre leur optimum de croissance

sur le milieu PDA à pH 5.5 et 6.

L’étude du comportement des isolats de Drechslera teres vis-à-vis des sept

variétés d’orge a montré qu’aucune variété n’est résistante aux cinq isolats et elle

nous a permis de noter des différences entre les isolats en fonction de leur

agressivité.

Mots clés : Drechslera teres, orge, sporulation, croissance, agressivité.

:الملخص

Drechsleraیعتبر فطر teres من الفطریات الممرضة لنبات الشعیر مسببة لھ مرض التبقع الشبكي

.على مستوى الأوراق

قمنا في عملنا ھذا بدراسة التغیرات المرفولوجیة و القدرة المرضیة لخمس عزلات و مدى تأثیرالاوساط

.معلى التبر ععلى سرعة النمو، كما حاولنا حث العزلاتpHالمغذیة و

لم تظھر الدراسة المرفولوجیة المنجزة على مختلف الأوساط المغذیة وجود اختلاف كبیر بین عزلات

الفطر، أما فیم یخص التبوغ فقد كانت النتیجة ایجابیة في الأوساط المعدنیة الفقیرة من حیث الكربون و

,G28)تحت إضاءة مستمرة ةالمحضون G30, G44)تناوبة أو تحت إضاءة م(G1, G23).

تبلغ سرعة نمو كل العزلات ذروتھا .pHسرعة نمو عزلات الفطر تتأثر بتركیبة الوسط المغذي و ب

.6و pH5.5ذات PDAعلى وسط

إن دراسة القدرة المرضیة لھذه العزلات على سبع أصناف من الشعیر أثبتت انھ لا یوجد صنف مقاوم

.فات بین العزلات على مستوى القدرة المرضیةللعزلات الخمس و انھ یوجد اختلا

Drechslera:الكلمات المفتاح teresالقدرة المرضیة ، التبوغ، النمو،ر، الشعی

Abstract:

Drechslera teres is a fungus that attacks barley causing leaf sickness

called net blotch.

In this present work, we have studied the pathological and morphological

variability of fives isolates of Drechslera teres, the induction of sporulation and the

effect culture media and pH on their growth speed.

The morphological study realized on different culture media has not revealed a

great morphological variability between isolates.

The sporulation of the five isolates of D.teres is obtained on mineral media

impoverish in carbon. This sporulation necessitates an incubation of the isolates

under a continuous light (G28, G30 and G44) or under an alternate light (G1 and

G23).

The speed of growth of the isolates is affected by the composition of the culture

media and the pH. All isolates have shown their optimum of growth on PDA media

at pH 5.5 to 6.

The behaviour study of the isolates of D. teres against the seven varieties of

barley has shown that there is no resistant variety to them but we have noted

differences between isolates according to their virulence.

Key words: Drechslera teres, barley, sporulation, growth, virulence

SOMMAIRE

I. Introduction……………………………..…………………………….…………1

II. Synthèse bibliographique :

II.1. L’HOTE ……………………………………………………………………3II.1.1. Description de la plante ………………..…………………………….3II.1.2. Position taxonomique.…………………….…………………………..4II.1.3. Caractères écologiques………………………………………………..4II.1.4. Utilisation……………………………………….…………………….4

II.2. Les maladies de l’orge…………………………………..………………….5II.3. La rayure réticulée…………………………………………..………….…..7

II.3.1. Biologie de Drechslera teres………………………………………….7II.3.2. Position taxonomique…………………………………………...…….9II.3.3. Cycle de la maladie…………………………………………..………10II.3.4. Symptômes de la maladie…………………………………..………. 13II.3.5. Conditions favorisant la maladie…………………………………….15

II.4. Méthodes de lutte……………………………………………………...…. 17II.4.1. Les pratiques culturales……………………………………………... 17II.4.2. La lutte chimique………………………………………………… …18II.4.3. La lutte génétique…………………………………………………... 19

III. Matériel et Méthodes :

III.1. Matériel biologique...………………………………………………….… 20III.1.1. Matériel végétal…………………………….…………………....…. 20III.1.2. Matériel fongique …………………………………………………...20

III.2. Techniques d’isolement et de purification des isolats...…………….…….21III.2.1. Isolement…………………………………………………….………21III.2.2. Culture monospore………………………………………….……… 21III.2.3. Conservation des isolats……...…...………………………….…….. 22

III.3. Caractérisation morphologique …………………………………………..22III.4. induction de la sporulation …………………………….…………………22III.5. Etude de la croissance mycélienne ……………………………….……....23

III.5.1. l’effet du milieu de culture …………………………………….……23III.5.2. l’effet du pH du milieu de culture ……………………………….….24

III.6. Test du pouvoir pathogène………………..…………….………….……..24III.6.1. L’obtention des plantules de l’orge……………………………..…...24III.6.2. Préparation de l’inoculum ………………………………………..…24III.6.3. Inoculation des plantes …….……………………………………..…25III.6.4. Estimation de la maladie ………………………….………….…..…25III.7. Etude statistique……………………………………...………………..26

IV. Résultats et Discussion :

IV.1. Caractérisation morphologique des isolats……………………….………27Discussion……………………………………………………………………….31IV.2. Induction de la sporulation des isolats ……………………………...…….32Discussion………………………………………………………………….……34IV.3. Evaluation de la croissance mycélienne …………………………….……36

IV.3.1.L’effet du milieu de culture …………………………………….……36Discussion………………………………………………………………..…..41IV.3.2. L’effet du pH sur la croissance …………………………………..….42Discussion……………………………………………………….…………...45

IV.4. Test de virulence …………………………………………….…………....46Discussion……………………………………………………………………….51

Conclusion………………………………………………………………………….53Annexes……………...…………………………………………………….……….54Références bibliographiques………………...………………………….………...65

Liste des figures

1- Conidies et conidiophore de Drechslera teres……………….………………8

2- Dynamique de la propagation de la maladie et de l’évolution de

l’épidémie en plein champ…………………………………………….…….12

3- Type de taches foliaires induits par Drechslera teres f. teres (1) et

Drechslera teres f. maculata (2, 3, 4, 5, 6) sur orge………………..……….14

4- Evolution schématisée d’un cycle végétatif de Drechslera teres……..…….16

5- culture des isolats sur les cinq milieux de culture…………………..………28

6- Les spores de D. teres ………………………………………………………32

7- Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G1……………...…..36

8- Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G23…………………37

9- Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G28………........…...37

10- Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G30……..………..38

11- Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G44……..………..38

12- Effet du pH sur la croissance des isolats de D teres…………...………….42

13- Les symptômes induits par les isolats de D. teres………………...…..…..47

Liste des tableaux

1- Principales maladies fongiques de l’orge………………………………………..6

2- Les variétés d’orge…………………………………….………………………..20

3- origine des isolats…….………………………….……………………………..21

4- Echelle d’évaluation des symptômes……………….…………………………..25

5- Effet du milieu de culture sur la morphologie des isolats de D. tere

(couleur des colonies et aspect du mycélium)…………………………………29

6- Effet du milieu de culture sur la morphologie des isolats de D. teres

(formation des corémies et des sclérotes)………………………….…………...30

7- Effet de milieux de culture et de la lumière sur la sporulation des isolats de

D. teres………………………………………………………………………….33

8- Analyse de la variance et test de NEWMAN-KEULS pour l’effet du milieu de

culture sur la croissance des isolats……………………………………...……..39

9- Analyse de la variance et test de NEWMAN-KEULS pour l’effet du pH sur la

croissance des isolats………………………………………………...…………43

10- Pourcentage de la surface foliaire attaquée par les isolats de D. teres…….…48

11- Comportements des hôtes vis-à-vis des cinq isolats de D. teres………….….48

12- Analyse de la variance et test de NEWMAN-KEULS pour l’étude de la

virulence des isolats………………………………………………………..…..49

.

Introduction

L’orge (Hordeum vulgare L.) est la troisième céréale en importance en Algérie

(Blaid, 1996), elle occupe une superficie de 894900 hectares qui permet une

production de 4161120 quintaux (Anonyme, 2002). 10% de cette production sont

destinés pour l’alimentation humaine et le reste est destiné à l’alimentation animale.

La rayure réticulée est une des maladies de l’orge la plus répandue au Maghreb,

elle peut causer des pertes allant jusqu’à 40% de la production et affecte

particulièrement le grain en diminuant son poids et son contenu en hydrates de

carbone. En Algérie, elle est considérée comme la maladie des céréales la plus

importante après la maladie de strie de l’orge (Sayoud et al. , 1999).

C’est une maladie foliaire causée par le champignon Drechslera teres (Sacc.)

Shoem qui est la forme conidienne de Pyrenophora teres Drechs. Elle peut être

propagée par les semences infectées ou par les ascospores libérées par les périthèces

dans toutes les régions fraîches et humides du monde ou l’orge est cultivée. Le

contrôle sanitaire des semences est indispensable pour se préserver contre la maladie

et contre l’introduction de nouvelles souches qui peuvent être plus virulentes.

La difficulté de l’identification de Drechslera teres au niveau des semences est

due au fait que ce champignon est peu sporogène sur les milieux de culture et

certaines souches pouvant rester rétives à tous stimulus sporogène (Barrault et al.,

1982 in Bendahmane, 1992).

Le traitement des semences par des fongicides appropriés est un moyen de lutte

efficace. L’utilisation de variétés d’orge résistantes à cette maladie constitue un

moyen sûr et peu coûteux pour l’agriculteur. L’origine de la résistance variétale à

Drechslera teres provient d’anciennes variétés d’orge originaire de Chine, de

Turquie et d’Ethiopie (Zillinsky, 1983).

Le but de notre travail est de caractériser cinq isolats de Drechslera teres

morphologiquement, d’optimiser les conditions de la croissance mycélienne et

d’induire la sporulation chez nos isolats sous différentes conditions. Nous avons

également testé la variabilité pathologique de ces isolats vis-à-vis de quelques

variétés d’orge.

II. Synthèse bibliographique

II.1. L’HOTE

II.1.1. Description de la plante

L’orge (Hordeum vulgare L.) est une plante annuelle, autogame très semblable

au blé dans la morphologie de ses organes végétatifs et floraux.

Contrairement au blé, où on trouve plusieurs niveaux de ploïdie, l’orge

spontanée et l’orge cultivée sont des espèces diploïdes (2n=14). Cette espèce qui

appartient à la même Tribu (Triticeae) que le blé, est placée dans la sous Tribu

Hordeinae du fait de différences au niveau de la structure de ses épis.

Contrairement à l’épi du blé (et ceux d’autre genres de la sous Tribu Triticinae)

qui n’a qu’un seul épillet inséré à chaque nœud du rachis, l’épi de l’orge comporte

deux épillets par nœud.

Chaque épillet d’orge produit une seule fleur fertile, contrairement aux épillets

de blé qui peuvent produire de 3 à 5 fleurs chacun (Leonard et Martin, 1963).

Les variétés d’orge sont regroupées d’après les caractéristiques de leurs épis

en :

a) Orge à 2 rangs : à épi aplati composé de 2 rangées d’épillets fertiles : Un

épillet fertile sur chaque axe du rachis, entouré de 2 épillets stériles. Dans cette

espèce, existent surtout des variétés de printemps, mais aussi quelques variétés

d’hiver.

b) Orge à 6 rangs ou escourgeon : à épi de section rectangulaire ; sur chaque

axe du rachis, les 3 épillets sont fertiles, de ce fait, les graines sont un peu plus

petites. Dans cette espèce existent surtout des variétés d’hiver (Soltner, 1979).

II.1.2. Position taxonomique

D’après Burni (2003) la position taxonomique de l’orge (Hordeum vulgare L.)

est la suivante :

Embranchement : Spermaphytes.

Sous embranchement : Angiospermes.

Classe : Monocotylédones.

Ordre : Graminales.

Famille : Gramineae.

Genre : Hordeum.

Espèce : vulgare L.

II.1.3. Caractères écologiques

L’orge est une espèce très rustique et peut donc être cultivée dans les zones

marginales à sols plus ou moins pauvres, là où le blé ne peut donner de résultats

satisfaisant. En outre, cette espèce est assez intéressante compte tenu de sa tolérance

au sel et à la sécheresse en raison de son enracinement plus profond et plus puissant

(Belaid, 1996).

L’orge végète à partir de 4°C à 5°C et supporte les fluctuations de la

température des Hauts plateaux. La température la plus favorable à sa germination se

situe entre 16°C et 20°C.

L’orge d’hiver est mois résistant au froid que le blé mais plus résistant que

l’avoine. On constate à – 8°C des dégâts foliaires, certaines plantes sont tuées

à – 12°C et les dégâts sont très importants à – 16°C (Soltner, 1979).

II.1.4. Utilisation

a) Le grain

Le grain est utilisé sous forme de farine pure ou mélangée à celle du blé pour la

consommation humaine. Dans le cas de l’alimentation animale, on recherche la

richesse en amidon donc la finesse des enveloppes et la richesse en protéines.

b) La paille

La paille est généralement utilisée pour l’alimentation animale, et elle n’a que

quelques débouchés industriels malgré ses caractéristiques technologiques

intéressantes :

- Combustible pour chaudière collective ou industrielle.

- Fabrication de pâte à papier.

- Production de matériaux plastiques.

- Matériaux de construction (chaumes, panneaux…).

- Matière pour l’artisanat.

La paille possède un avantage concernant la production de gaz carbonique qui

est considéré actuellement comme principal responsable de l’effet de serre. Lorsque

la paille est brûlée, elle dégage autant de CO2 qu’elle en a consommé lors de sa

croissance. La proportion de CO2 qui se dégage lors de la combustion est la même

quelque soit le moyen de transformation de la paille, en conséquence la paille est

considérée comme neutre vis-à-vis du CO2 (Borde et al., 1996).

II.2. Les maladies d’orge

Les maladies qui attaquent l’orge sont dues à plusieurs types de pathogènes :

champignons, bactéries, virus, nématodes. Les plus répandues dans le monde et en

Algérie sont les maladies fongiques. Ces maladies peuvent être regroupées selon les

symptômes qu’elles induisent et les ressemblances taxonomiques des pathogènes.

Les principales maladies fongiques sont regroupées dans le tableau 1.

Tableau 1 : Principales maladies fongiques de l’orge (Zillinsky, 1983).

Les maladies Le pathogèneLes symptômes

généraux

Rouilles

Rouille noire Puccinia graminis Des pustules jaunesorange à rouge foncéapparaissent sur le limbeet la gaine des feuilles,la tige et les glumes.

Rouille naine Puccinia hordei

Rouille jaune Pucciniastriiformis

Helminthosporioses

Helminthosporioses Helmintosporiumsativum

Taches, bigarrures etstries foliaires, brûluredes semis et des épisRayure réticulée H. teres

Strie foliaire H. graminieum

Tacheshelminthosporienne

H. tritici-repentis

Septorioses

Tache septorienne Septoria tritici Bigarrures foliaires dansles quelles apparaissentdes petits pycnidesfoncés

Tache septoriennedes glumes

Septoria nodorum

Charbons et caries

Charbon nu Ustilago nuda Les grains sontremplacés par desmasses charbonneusesde spores. Ces massespeuvent être poudreuses,recouvertes d’unemembrane grisâtre ouprendre la forme desgrains qu’elles ontremplacé.

Faux charbon nu Ustilago nigra

Charbon couvert Ustilago hordei

Carie commune etcarie naine

Les Tilletia

II.3. La rayure réticulée

La rayure réticulée est surtout une maladie foliaire de l’orge causée par

Drechslera teres qui est la forme imparfaite de Pyrenophora teres. C’est un

champignon microscopique qui se caractérise par un grand polymorphisme

symptômatologique et par un cycle biologique complexe.

II.3.1. Biologie de Drechslera teres

Drechslera teres se caractérise par :

a) Le mycélium

Le mycélium est présent sous forme de « resting mycélium » sur les pailles et

les semences, il est responsable de la contamination au niveau du coléoptile et de la

première feuille. Le mycélium, au niveau de la semence, a une localisation

superficielle, sous péricarpique et interne dans l’albumen et l’embryon

(Gilbert, 1982).

L’infection des différentes parties de la semence d’orge y compris l’embryon

s’effectue au moment de la floraison (Bendahmane, 1992).

b) Les conidies

Les conidies se trouvent sur les pailles, les repousses, les feuilles basales sèches

de l’orge au cours de végétation, sur les semences et sur certaines graminées

adventices et spontanées appartenants au genre Hordeum. Elles sont responsables

des contaminations primaires à partir du stade première feuille.

Les conidies sont brun clair et ne sont pas dorée foncée comme celles

d’Helminthosporium gramineum. Elles sont droites, cylindriques, arrondies aux

deux extrémités et présentent une légère constriction au niveaux des cloisons. Elles

peuvent avoir jusqu’à 7 ou 8 cloisons transversales, mais en ont souvent 4 ou 5, et

mesurent 60-125µm x 11-20µm (fig. 1). Des pycnides, produites par le champignon

et pourvues de petites spores unicellulaires, apparaissent parfois directement sur les

téguments des graines (Champion, 1997).

c) Les chlamydospores

Les chlamydospores peuvent être issues du mycélium par fragmentation de

celui-ci et formation de cellules dont la paroi épaissie est mélanisée.

d) Les organes sclérotioïdes

Les organes sclérotioïdes sont des fructifications subsphériques de couleur

noire entourées par de nombreuses soies rigides, ils donnent des périthèces (forme

sexuée : Pyrenophora teres) s’ils sont fécondés par des spermaties. Si les organes

sclérotioïdes ne captent pas le noyau mâle fécondant, ils évoluent en sclérotes

(Gilbert, 1982).

Figure 1 : Conidies et conidiophore de Drechslera teres.

(Champion, 1997).

II.3.2. Position taxonomique

Le genre Helminthosporium fut établi en 1809 (in Benbelkacem, 2002). La

première détection du pathogène responsable de la rayure réticulée a été en 1878 en

Italie. En 1882, Saccard décrit ce pathogène comme Helminthosporium teres

(Ondoej et Minaoikovà, 2002).

Les espèces d’Helminthosporium étaient différenciées par Nisikado (1928) en

deux sous genres : Cylindro-Helminthosporium ayant des conidies droites et

cylindriques et qui germent par un ou plusieurs tubes à partir de n’importe quelle

cellule et Eu-Helminthosporium à conidies fusiformes, souvent courbées et germant

uniquement des cellules terminales. Deux ans Après, Drechslera fut établie par Ito

(1930) pour accommoder les champignons attribués au sous genre Cylindro-

Helminthosporium et associés avec Pyrenophora (in Benbelkacem, 2002). Dans le

cadre de la taxonomie proposée par Kenneth (1983), le pathogène étudié s’inscrit

dans le genre Drechslera.

La position taxonomique spécifique de ce pathogène est la suivante :

a) Anamorphe : Drechslera teres (Sacc.) Shoem. forme teres.

Drechslera teres (Sacc.) Shoem. forme maculata.

(= Helminthosporium teres Sacc).

Embranchement : Eumycota.

Sous embranchement : Deuteromycotinés.

Classe : Hyphomycètes.

Ordre : Hyphomycétales.

Famille : Dématiacées.

Genre : Drechslera.

Espèce : teres

b) Téléomorphe : Pyrenophora teres Drechs. forme teres.

Pyrenophora teres Drechs. forme maculata.

Embranchement : Eumycota.

Sous embranchement : Ascomycotinés.

Classe : Pyrenomycètes.

Ordre : Pléosporales.

Famille : Pléosporacées.

Genre : Pyrenophora.

Espèce : teres.

II.3.3. Cycle de la maladie

En automne, la maladie peut être transmise par les semences, ce moyen est le

plus direct et le plus rapide. Elle peut se transmettre également par les

chlamydospores, sclérotes et mycélium trouvés sur les pailles.

Les spores produites sur ces résidus sont disséminées par divers facteurs (vent,

pluie). Elles se déposent sur les feuilles des jeunes plants d’orge et provoquent ainsi

la contamination primaire. Ces spores sont aussi présentes au niveau des repousses

et des graminées adventices du genre Hordeum qui servent de réservoirs d’inoculum.

Si les conditions sont favorables, un cycle complet peut avoir lieu avec une

libération de conidiospores, si non, le parasite reste en latence pendant l’hiver et ne

reprend son activité qu’au printemps. Pendant l’hiver, la phase sexuée aboutissant à

la libération des ascospores se réalise.

La rencontre des spermaties provenant des spermogonies, avec les organes

sclérotioïdes va déclencher le développement des périthèces, leur maturation n’est

pas observée avant les mois de décembre et janvier. Ces périthèces vont libérer des

ascospores qui vont constituer avec les conidies produites à la surface des lésions,

l’inoculum secondaire.

La maladie va réaliser sa phase épidémique en cours de montaison si l’année est

précoce, mais le plus souvent vers le gonflement et pendant l’épiaison. Plusieurs

cycles végétatifs libérant des conidiospores peuvent avoir lieu. En cas de forte

infestation, les épis seront attaqués et la maladie pourra être transmise par les

semences (fig. 2) (Daniel, 1993).

Figure 2 : Dynamique de la propagation de la maladie de l’orge et de

l’évolution l’épidémie en plein champ (Daniel, 1993).

II.3.4. Symptômes de la maladie

Les symptômes sont caractérisés par des colorations brun foncé visibles sur les

deux faces des feuilles. Les symptômes sont induits par deux formes génétiquement

distinctes de Drechslera teres : la forme teres et la forme maculuta, elles engendrent

respectivement les symptômes de type réseau et les symptômes de type tache ovale

(linéaire, rectangulaire, ovale, irrégulier et ponctiforme).

L’ensemble de ces symptômes a été caractérisé par Barrault (1989) en six

catégories (fig. 3) :

a) Réseaux : ils se présentent sous la forme de nécroses longitudinales plus ou

moins longues le long des nervures, colonisant la feuille dans la largeur par des

liaisons à angle droit. Cela donne un aspect de réseaux plus ou moins développé

dénommés a ou b.

b) Linéaires : ces symptômes empruntent aussi la voie longitudinale des nervures

sous forme de deux nécroses parallèles brun foncé. La coloration entre ces deux

nécroses permet d’en définir plusieurs sortes : si la coloration brune remplit

entièrement l’espace on obtient un type a, mais bien souvent, la nécrose internervaire

est incomplète (type b et c) ou presque inexistante (type e).

c) rectangulaires : elles ont les mêmes caractéristiques que les linéaires mais sont

plus courtes.

d) ovales : les taches dans ce cas n’empruntent pas la voie longitudinale des

nervures pour progresser. Ces taches, comme pour les autres symptômes, sont ou

non entourées d’un jaunissement. Plusieurs de ces taches associées peuvent

former des taches plus grosses.

e) Irrégulier : ne suivent pas non plus les nervures et présentent en plus un contour

irrégulier.

f) Très petites taches dites ponctiformes : sont très fréquentes et elles

accompagnent souvent les autres taches.

Après l’apparition de ces symptômes brun foncé, la feuille subit assez

rapidement une nécrose généralisée. Si l’humidité est assez importante, on va voir

s’y ériger les fructifications du parasite sous forme d’une touffe de conidiophore se

présentant sous l’aspect d’une moisissure noire. Les conidiophores portent une ou

plusieurs spores allongées.

Les symptômes de D. teres peuvent aussi être rencontrés sur les coléoptiles, les

gaines foliaires, les épis et les grains.

Figure 3 : Type de taches foliaires induits par Drechslera teres f. teres (1) et

Drechslera teres f. maculata (2, 3, 4, 5, 6) sur orge d’après Barrault

(1989) (in Toubia, 1992).

II.3.5. Conditions favorisant la maladie

II.3.5.1.Facteurs climatiques favorisant le développement du parasite

La phase épidémique alimentée par les repiquages successifs des cycles

végétatifs est dépendante des conditions climatiques. Lors de chaque cycle, la

sporulation négligeable par temps froid, est plus abondante par une température

optimale de 15 à 20°C. Cette sporulation qui se réalise sur les tissus morts des

organes touchés est activée en outre par des variations brutales de température. Les

humidités élevées et la lumière favorisent aussi cette sporulation diurne.

Les spores formées sont libérées est véhiculées par le vent. Il a été vérifié que

ces spores sont retrouvées à au moins 7m du point d’émission, mais il est probable

que par vent fort, le transport ait lieu sur plusieurs dizaines de mètres.

La germination des conidiospores requiert une humidité relative élevée

supérieure à 80% avec un optimum à 95%. Les températures les plus favorables se

situent entre 18°C et 24°C.

Les phases d’incubation et de latence qui vont suivre ne sont pas très bien

précisées. Le mycélium se développe au mieux pour des températures situées entre

18°C et 23°C. Dans ces conditions, la durée d’incubation est de 2 à 4 jours.

En ce qui concerne la sporulation suivante, il faut au moins attendre la mort des

tissus infectés et les conditions climatiques déjà décrites pour qu’elle ait lieu (fig. 4)

(Daniel, 1993).

Figure 4 : Evolution schématisée d’un cycle végétatif de Drechslera teres

(Daniel, 1993).

II.3.5.2. Facteurs agronomiques

Les éléments de la culture intensive de l’orge qui visent à obtenir un rendement

élevé, sont susceptibles de favoriser le développement de la maladie :

Une densité de semis élevée.

L’utilisation de cultivars très productifs, mais pour la plupart sensibles à très

sensibles à D. teres.

Des semis précoces.

Un niveau de fumure azotée élevée.

Raccourcissement des rotations permettant au parasite de survivre pendant

l’hiver sous forme de périthèces.

L’utilisation d’un arsenal chimique varié qui peut favoriser le

développement de la maladie par :

- Elimination des antagonistes saprophytes naturels du pathogène.

- Une inaction vis-à-vis de D. teres, mais par contre, en agissant contre le

complexe phytopathogène de l’orge (oïdium, rynchosporiose, rouille) et

laissant le champ libre au D. teres.

- Une stimulation de la croissance et / ou de la sporulation du champignon

avec certains fongicides (Toubia, 1992 et Bendahmane, 1992).

II.4. Méthodes de lutte

II.4.1. Les pratiques culturales

En connaissant les causes du développement de la maladie, les pratiques

culturales doivent s’inspirer des recommandations suivantes :

a) Aboutir à la diminution des contaminations primaires et secondaires en

réduisant l’inoculum présent par la destruction de ses supports :

- Broyage des pailles puis enfouissement profond avec un apport d’azote

favorisant la décomposition des pailles.

- L’adoption de rotations plus longues tendant à couper le cycle du pathogène.

- Eviter les pertes de grains lors de la récolte a fin de diminuer le nombre de

repousses de la culture en assurant un bon réglage de la moissonneuse - batteuse.

- Destruction des repousses d’orge, des plantes adventices et spontanées par des

moyens mécaniques ou chimiques.

b) Défavoriser la progression du pathogène et réduire la susceptibilité de l’hôte

par :

- Des semis moins précoces et moins denses.

- Le choix des variétés plus ou moins résistantes.

- Permettre des conditions optimales de développement de la culture; bon

enracinement, fumure équilibrée, éviter notamment les fumures azotées excessives

(Gilbert, 1982 et Bendahmane, 1992).

II.4.2. La lutte chimique

La lutte chimique est le moyen le plus immédiat et le plus facile à mettre en

œuvre par les praticiens pour empêcher le développement des maladies et éviter des

pertes de rendement très importantes.

Dans le cas de D. teres, Bendahmane (1992) a testé plusieurs fongicides de

contacte et systémiques. Il a trouvé qu’in vitro, le pathogène réagit différemment

face à la majorités des produits testés selon la forme de celui-ci (D.teres forme teres

et D. teres forme maculata).

D. teres forme maculata semble être moins sensible (surtout en ce qui concerne

la croissance mycélienne et la conidiogénèse) que D teres forme teres à la majorités

des fongicides systémiques (imazalil, prochloraze, diniconazole, hexaconazole…).

En revanche, pour d’autres séquences biologiques (germination conidienne,

morphogenèse des organes sclérotioïdes), elles sont mieux inhibées par des

fongicides de contact (anilazine, chlorothalonil, oxyquinoléate de cuivre).

Il a également noté que le traitement chimique des semences est peu efficace

sur le pathogène, surtout à l’égard de la forme maculata, mais quelque matières

actives (prochloraze, imazalil) ont, en revanche, une assez bonne efficacité sur la

forme teres.

Hala Toubia (1992) a observé, en conditions contrôlées, que les fongicides du

groupe des benzimidazoles (le benomyle et le carbendazime) exacerbent la maladie,

le soufre a le même effet mais à des concentrations plus faibles. Le triadiméfon

favorise la maladie uniquement chez la forme teres, le néburon et la deltaméthrine

stimulent la maladie à des concentrations identiques à celles appliquées au champ.

La lutte chimique contre cette maladie doit être raisonnée compte tenu de la

possibilité d’apparition de biotypes du pathogène résistants à divers fongicides.

II.4.3. La lutte génétique

Les gènes de résistance font partie du système immunitaire de la plante et

contribuent à la reconnaissance et à la destruction éventuelle des organismes

pathogènes. Pour contourner les systèmes de défense de la plante, les pathogènes

changent constamment les signes de reconnaissance que les plantes utilisent pour les

reconnaître, un peu comme les virus. Les phytogénéticiens ont élaboré une

hypothèse " gène pour gène " selon laquelle la maladie est déterminée par des paires

de gènes, soit un gène de la plante et un gène de l'organisme pathogène (Beattie,

2003).

Beattie (2003) a utilisé des marqueurs moléculaires pour repérer les gènes de

l'organisme pathogène qui sont les plus importants pour sa survie et donc les moins

susceptibles de changer. Les gènes de l'orge qui ciblent de si importants gènes de

l'organisme pathogène devraient fournir une résistance plus durable. Si cette

approche est couronnée de succès, la nouvelle variété d'orge aidera les producteurs à

produire une culture plus rentable sans utiliser de fongicides.

III. Matériel et Méthodes

III.1. Matériels biologiques

III.1.1. Matériel végétal

Six variétés d’orge d’origine de l’I.C.A.R.D.A et une variété locale (Rihane)

fournie par l’I.N.R.A.A de Sidi-Bel-Abbès, sont utilisées pour l’étude du pouvoir

pathogène des isolats (tableau 2).

Tableau 2 : Les variétés d’orge.

Code Variété

V10 Alanda/Zafraa//Gloria S/Copal S/3/Express

V20 Saida/6/Cita S/4/Apm/Ri//Manker/3/Maswi/Bon/5/

V42 Gloria S/Copal S//As46/Aths/3/Sutter*2/N

V54 Saida/3/Sutter//Sutter*2/Numar

V65 Lignee527/NK1272//JLB70-063/3/Saida

V73 Alanda/Zafraa//Gloria S/Copal S/3/Laurel S/Bulkl

RIH Rihane-03

III.1.2. Matériel fongique

Les souches utilisées dans cette étude ont été isolées à partir de feuilles d’orge

présentants les symptômes de la rayure réticulée, provenant de cinq wilaya du Nord

Algérien :Ain Temouchent, Saida, Mascara, Sétif et Mila (tableau 3).

Tableau 3 : Origines des isolats.

isolats origine

G1 Ain Temouchent

G23 Mascara

G28 Sétif

G30 Saida

G44 Mila

III.2. Techniques d’isolement et de purification des souches

III.2.1. Isolement

Des fragments de feuilles d’orge présentant les symptômes de la rayure

réticulée causée par D. teres sont désinfectés avec une solution d’hypochlorite de

sodium à 10% pendant 5 min. Ils sont ensuite rincés trois fois successives avec de

l’eau distillée stérile. Ils sont séchés puis déposés dans des boites de Petri contenant

chacune 3 disques de papier filtre stérile imbibés d’eau distillée stérile. Les boites

sont incubées à 23°C sous une lumière alternée de 12 h.

III.2.2. Culture monospore

Cinq ml d’eau distillée stérile sont versés à la surface de chaque culture

sporulée. Après agitation à l’aide d’une anse et réalisation d’une série de dilution,

une goutte est déposée sur une lame stérilisée. Sous la loupe binoculaire, une seule

conidie est captée par capillarité à l’aide d’un triangle de papier filtre stérilisé. Le

fragment de papier filtre chargé d’une seule conidie est déposé sur milieu PDA, puis

mis à incuber à 23°C.

III.2.3. Conservation des isolats

Des fragments de paille d’orge stérilisés sont déposés sur une culture pure de

D. teres. Après formation des sclérotes au contacte des pailles, un fragment est placé

dans un tube à hémolyse stérile. L’ensemble fermé par un bouchon de coton

hydrophile recouvert de papier d’aluminium est placé à l’obscurité à 4-5°C

(Gilbert, 1982).

III.3. Caractérisation morphologique

Cinq milieux de culture gélosés sont utilisés pour l’étude des caractères

culturaux des isolats de D. teres : PDA, V8, Czapeck, Czapeck appauvri et Richards

appauvri (annexe 1).

Chaque isolat est cultivé sur milieu PDA pendant 8 jours en obscurité et à une

température de 23°C. Des disques de 5 mm de diamètre sont prélevés de ces cultures

pour être déposés au centre des boites de Petri contenant 15 ml du milieu à tester.

Trois répétitions sont réalisées pour chaque isolat et pour chaque milieu. Les boites

sont incubées pendant 15 jours à 23°C et sous une photopériode de 12h.

Les critères étudiés sont :

- La couleur des colonies.

- L’aspect du mycélium.

- Formation des corémies.

- Présence ou absence des sclérotes.

III.4. Induction de la sporulation

Nous avons essayé d’induire la sporulation des isolats en testant différents

milieux de culture ainsi que différents conditions d’incubation.

a) Milieux de culture :

Les milieux de cultures testés sont les suivants : PDA, V8, Czapeck, Mathur,

Malt, orge, avoine, Czapeck appauvri et Richards appauvri (Annexe 1).

b) Conditions d’incubation :

Les conditions d’incubation concernant la durée d’éclairage sont :

- Obscurité continue

- Photopériode de 12h

- Lumière continue

- 8 jours à l’obscurité + Photopériode de 12h

- 8 jours à l’obscurité + Lumière continue

Dans tous les cas, la température d’incubation est de 23°C.

III.5. Etude de la croissance mycélienne

III.5.1. L’effet du milieu de culture

Cinq milieux de culture sont utilisés pour cette étude : PDA, V8, Malt, Mathur et

Czapeck (annexe 1).

Un disque d’inoculum de 5 mm de diamètre prélevé à la périphérie d’une

culture mycélienne âgée de 8 jours est déposé au centre d’une boite de Petri

contenant 15 ml de milieu. Trois répétitions sont réalisées pour chaque isolat et

chaque milieu de culture. Les boites sont incubées à l’obscurité, à une température

de 23°C.

La mesure de la croissance radiale de chaque colonie est réalisée toutes les 48h

sur deux diamètres perpendiculaires pendant six jours. Le rayon moyen de chaque

boite est ensuite calculé en retranchant celui du disque d’inoculum.

III.5.2.L’effet du pH du milieu de culture

Nous avons utilisé un milieu PDA gélosé à différents pH : 4.5 – 5 – 5.5 – 6 – 7

et 8. Trois répétitions sont réalisées pour chaque isolat et chaque pH du milieu.

L’incubation des boites est réalisée en obscurité à une température de 23°C.

La mesure de la croissance radiale de chaque colonie est réalisée toutes les 48h

sur deux diamètres perpendiculaires pendant six jours. Le rayon moyen de chaque

boite est ensuite calculé en retranchant celui du disque d’inoculum.

III.6. Test du pouvoir pathogène

III.6.1. L’obtention des plantules de l’orge

Les semences d’orge sont désinfectées à l’hypochlorite de sodium à 5% pendant

5min, puis rincées trois fois à l’eau distillée stérile. Elles sont ensuite mises à germer

dans des boites de Petri contenant chacune 3 disques de papier filtre stérile imbibés

d’eau distillée stérile. Les semences ayant germé sont repiquées dans des pots

contenant un mélange d’un tiers de terreaux et deux tiers de sol stérile à raison de 4

graines par pot. Nous avons réalisé 4 pots par répétitions et 3 répétitions pour chaque

isolat à tester en plus d’un témoin.

III.6.2. Préparation de l’inoculum

Les isolats sont mis en culture dans des Erlenmeyers de 250ml contenant

chacun 100ml de milieu PDA liquide. Après 10 jours d’incubation à l’obscurité à

23°C, le mycélium de chaque isolat est recueilli par filtration, il est ensuite broyé

puis mis dans de l’eau distillée stérile (10g de mycélium pour 100ml d’eau). La

suspension mycélienne de chaque isolat est additionnée de 0,25% de gélatine et

0,01ml de Triton X100 pour assurer une bonne adhérence du mycélium à la surface

du limbe (Barrault et al., 1982 in Bendahmane, 1992).

III.6.3. Inoculation des plantules

L’inoculation est réalisée par pulvérisation de la suspension mycélienne sur de

jeunes plantules âgées de 15 jours (stade deux feuilles), les plantes témoins sont

pulvérisés par de l’eau distillée stérile.

Après contamination, les plantes sont recouvertes par une cloche de plastique

transparent, préalablement humidifiée afin de maintenir pendant 48h une humidité

saturante favorable à la contamination et au développement du pathogène au cours

de la phase d’incubation (Barrault, 1989 in Toubia, 1992).

III.6.4. Estimation de la maladie

Sept jours après la contamination, la sensibilité des plants est évaluée par

estimation visuelle du pourcentage de surface foliaire attaquée d’après l’échelle de

sensibilité définie par Barrault (1989) (in Gilbert, 1982) (tableau 4).

Tableau 4 : Echelle de la sensibilité.

Note Pourcentage de surfacefoliaire attaquée

Sensibilité

0 0 Résistant

1 0 à 2,5

Peu sensible à résistant2 2.5 à 5

3 5 à 10

4 10 à 20 Assez sensible

5 20 à 30Sensible

6 30 à 40

7 40 à 50

Très sensible8 50 à 75

9 75 à 100

III.7. Etude statistique

Nos résultats ont été traités par le logiciel Stat – I.T.C.F. sous M.S. DOS. Les

moyennes sont comparées à laide du test NEWMAN-KEULS. Le seuil de

signification retenu est celui qui est habituellement considéré, soit 5%.

IV. Résultats et Discussion

IV.1. Caractérisation morphologique

L’observation des cultures après 15 jours d’incubation a montré des différences

macroscopiques selon la nature du milieu de culture (tableau 5 et 6) (fig. 5).

Sur milieu PDA, tous les isolats ont donné des colonies vertes. Cette couleur

verte a été notée aussi sur milieu V8 pour les isolats G23, G28 et G30 alors que les

isolats G1 et G44 ont donné des colonies blanchâtres sur ce milieu.

Sur milieu Czapeck, seul l’isolat G30 a donné une colonie blanchâtre tandis que

les isolats G1, G23, G28 et G44 ont donné des colonies gris clair. Sur les milieux

Czapeck appauvri et Richards appauvri, la couleur des colonies des isolats varie du

blanc au gris.

Le mycélium des cinq isolats a un aspect ras sur les milieux V8, Czapeck

appauvri et Richards appauvri et un aspect cotonneux sur milieu Czapeck. Sur

milieu PDA, seul l’isolat G30 qui a donné un aspect ras.

Les isolats G28 et G44 ont des colonies plus cotonneuses que celles des isolats

G1, G23 et G30 sur milieu PDA avec formation de corémies plus au moins

abondantes selon l’isolat.

Nous avons également observé une présence abondante de petits sclérotes

sphériques noirs, dispersés sur milieu Czapeck appauvri et Richards appauvri.

L’isolat G1 produit des sclérotes beaucoup plus sur milieu Richards appauvri

que sur milieu Czapeck appauvri alors que leur formation chez l’isolat G44 est plus

favorisée sur milieu Czapeck appauvri et aucune formation de sclérotes n’est

observée sur milieu Richards appauvri chez l’isolat G23. L’isolat G30 produit des

sclérotes sur le milieu Czapeck appauvri comme sur le milieu Richards appauvri et

G28 est l’isolat qui produit le plus grand nombre de sclérotes sur les deux milieux.

Le nombre de ces sclérotes est très réduit sur milieu PDA, Czapeck et V8, et se

situant seulement sur les bords de la boite de Petri.

V P C C/ R

Figure 5 : culture des isolats sur les cinq milieux de culture.

V : Milieu V8.

P : Milieu PDA.

C : Milieu Czapeck.

R: Milieu Richards appauvri.

C/ : Milieu Czapeck appauvri.

G1

G23

G28

G30

G44

Tableau 5 : Effet du milieu de culture sur la morphologie des isolats de D. teres

(Couleur des colonies et aspect du mycélium).

Couleur des colonies Aspect du mycélium

PDA V8 Czapeck Czapeckappauvri

Richardsappauvri


Richardsappauvri

G1 Vertjaunâtre

Blanchâtre Gris clair Grisrosâtre

Grisrosâtre

Aériencotonneux

Ras Aériencotonneux

Ras Ras

G23 Verte Verte Gris clair Grisclair

Blanche Aériencotonneux


Ras Ras

G28 Verte Verte Gris clair Grisverdâtre

Grisverdâtre

Aériencotonneux


Ras Ras

G30 Verte Verte Blanchâtre

Blancrosâtre

Blancrosâtre

Ras Ras cotonneux Ras Ras

G44 Verte Blanchâtre Gris clair Blanche Blanche Aériencotonneux

Ras cotonneux Ras Ras

Tableau 6 : Effet du milieu de culture sur la morphologie des isolats de D. teres(formation des corémies et des sclérotes).

Corémies Sclérotes


Richardsappauvri


Richardsappauvri

G1 + _ _ _ _ + _ _ + ++

G23 ++ _ _ _ _ _ _ _ ++ _

G28 +++ _ _ _ _ + + + +++ +++

G30 +++ _ _ _ _ + _ _ ++ ++

G44 +++ _ _ _ _ + _ _ +++ +

_: pas de formation de corémies ou de sclérotes.

+ : très peu de corémies / petits sclérotes situés sur les bords de la boite de Petri.

++ : Nombre moyen de corémies et de sclérotes.

+++ : Formation abondante de corémies / nombreux sclérotes dispersés dans la boite

de Petri.

Discussion

Les isolats de D. teres utilisés dans cette étude ont présentés quelques

différences morphologiques.

La prédominance de la couleur verte de nos isolats sur les milieux organiques et

la couleur grise obtenue sur les milieux synthétiques a été également observée par

Al-Ali (1978) qui a obtenu des colonies vertes de D. teres sur le milieu organique

PCA et des colonies grises sur les milieux synthétiques Richards et Fries (in Gilbert,

1982). Par contre Frazzon et al. (2002) ont obtenu des colonies blanches de D. teres

sur milieu PDA.

Smedegaard-Peterson (1971) a comparé entre les isolats de type réseau et de

type ovale, et il n’a pas trouvé une différence morphologique entre les isolats (in

Ondoej et Minaoikova, 2002).

La formation de corémies observée sur tous nos isolats, a été signalée aussi par

Frazzon et al. (2002), et ils ont cité que ces corémies ont été observées sur des

colonies de Bipolaris sorokiniana par Matsumura (1991), Santos (1996), Labres

(1997) et Oliveira (1998).

L’obtention de sclérotes, qui ont un rôle important dans la conservation de la

maladie, a été plus favorisée sur les milieux synthétiques que sur les milieux

organiques après 15 jours d’incubation sous une photopériode de 12 h.

Al-Ali (1978) au contraire, a obtenu des sclérotes après un mois de culture sur

un milieu organique PCA sous une photopériode de 12h, et il ne les a pas obtenus

sur les milieux synthétiques Fries et Richards alors que Bendahmane (1992) a

obtenu des sclérotes sur milieu V8 à 5% en absence d’éclairage.

IV.2. Induction de la sporulation

L’induction de la sporulation des isolats sur les 9 milieux de cultures utilisés,

nous a permis de constater que le milieu Czapeck appauvri s’avère le meilleur

sporogéne pour tous les isolats. Le milieu Richards a favorisé la sporulation chez les

isolats G28, G30 et G44 seulement.

Les résultats obtenus nous montrent également que pour la sporulation les

exigences d’éclairage sont variables selon les isolats. Après une incubation de 8

jours en obscurité totale pour tous les isolats, l’induction de la sporulation nécessite

pour les isolats G1 et G23 une incubation sous une lumière alternée de 12h, tandis

qu’un éclairage continue est exigé pour les autres isolats ( G28, G30 et G44)

(Tableau 7).

Les spores obtenues des cinq isolats sont brunes claires, droites et arrondies aux

deux extrémités et munies de deux à trois cloisons (fig. 6).

Figure 6 : spores de D. teres (G x 400).

Tableau 7 : Effet de la lumière et de milieux de culture sur la sporulation des isolatsde D. teres.

8 jours à l’obscurité continue +photopériode de 12h

8 jours à l’obscurité continue +lumière continue

PD

A

V8

CZ

Mal

t

Mat

hur

org

e

avo

ine

CZ

A

RA

PD

A

V8

CZ

Mal

t

Mat

hur

org

e

avo

ine

CZ

A

RA

G1 _ _ _ _ _ _ _ + _ _ _ _ _ _ _ _ _ _

G23 _ _ _ _ _ _ _ + _ _ _ _ _ _ _ _ _ _

G28 _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ + +

G30 _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ + +

G44 _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ + +

CZ : Czapeck.

CZA : Czapeck appauvri.

RA : Richards appauvri.

_: Pas de sporulation.

+ : Sporulation.

Discussion

L’étude de l’effet du milieu de culture et de la lumière sur la sporulation de D.

teres a montré que la meilleure sporulation des 5 isolats est obtenue sur milieu

Czapeck appauvri. Ce résultat a été déjà obtenu par Bendahmane (1992) en testant la

sporulation de D. teres.

L’absence de la sporulation chez nos isolats sur les milieux PDA, Malt, Orge et

Avoine a été aussi observée par Champion (1997) en étudiant les champignons

transmis par les semences.

Feridon (2004) a remarqué qu’il n’y a pas de sporulation de Drechslera

avenacea sur les milieux PDA, Malt et V8. Deadman et cook (1985) et Babadoost et

Johnson (1998) ont trouvé que la meilleure sporulation de D. teres et D. graminea

est obtenue sur les milieux naturels préparés à base de feuilles et de pailles d’orge.

Nos résultats ont montré également que cette sporulation nécessite une période

d’incubation des cultures à l’obscurité avant d’être exposé à la lumière.

Ce résultat rejoint ceux obtenus par Feridon (2004) qui a trouvé que la

sporulation de D. avenacea nécessite une incubation à l’obscurité pendant 3 jours, et

par Leach et Tulloch (1972) qui ont trouvé que la sporulation de 7 espèces de

Drechslera nécessite une incubation à l’obscurité avant d’être exposées à une

photopériode de 12h NUV/ 12h obscurité.

La durée d’exposition des cultures à la lumière joue un rôle important sur la

sporulation. Nos résultats montrent que les 5 isolats se divisent en deux groupes : le

premier groupe (G28, G30 et G44) sporule sous une lumière continue, le deuxième

groupe (G1 et G23) sporule sous une photopériode de 12h. Aucune sporulation n’a

été observée en absence de lumière chez l’ensemble des isolats.

Gilbert (1982), en travaillant sur D. teres, a trouvé qu’il n’y a pas de sporulation

à l’obscurité et sous la photopériode de 12h, mais sous une lumière continue, il a

obtenu une très faible sporulation sur milieu orge, une sporulation moyenne sur

milieu avoine et carotte, une très bonne sporulation sur milieu V8 à 10% et pas de

sporulation sur milieu Czapeck.

Sur ce même milieu V8 à 10%, Cromey et Parkes (2003) et Gamba et Tekauz

(2003) ont obtenu des spores de D. teres et D. gigantea respectivement sous une

lumière alternée de 12h.

Leach (1967), en travaillant sur Helminthosporium catenarium, a trouvé qu’il

n’y pas de sporulation à l’obscurité et que ce champignon peut sporuler sous une

lumière continue, mais la meilleure sporulation est obtenue sous la lumière alternée.

La photopériode a été reportée comme la condition optimale pour la sporulation

de D. teres par Onesirosan et Banttari (1969), de D. graminea par Teviotdale et al.

(1976) et de Pyrenophora sememiperda par Campbell et al. (2003).

Ces résultats sont similaires à ceux obtenus par Kim et al. (2005) qui ont

travaillé sur Sphaeropsis pyriputrescens et qui ont trouvé que la lumière alternée de

12h est plus favorable à la sporulation que la lumière continue, et qu’à l’obscurité, il

n’y a presque pas de sporulation sur tous les milieux testés.

En se basant sur la nécessité de la durée d’exposition à la lumière pour induire

la sporulation, Kumagai (1984) a divisé les champignons en trois groupes :

1) la lumière est nécessaire pour induire la formation des conidiophores mais le

développement des conidies est inhibé par la lumière.

2) La lumière n’est pas nécessaire pour la formation des conidiophores mais elle

inhibe le développement des conidies.

3) La lumière est nécessaire pour la formation des conidiospores et des conidies.

D’après nos résultats, les isolats G1 et G23 font partie du premier groupe et les

isolats G28, G30 et G44 appartiennent au troisième groupe. Nous n’avons pas trouvé

une corrélation entre ce classement des isolats et leurs caractères morphologiques.

IV.3. Evaluation de la croissance mycélienne

IV.3.1.L’effet du milieu de culture

Les résultats montrent que la croissance radiale du mycélium des 5 isolats est

affectée par la composition du milieu de culture. (fig. 7,8, 9, 10 et 11).

L’optimum de croissance des cinq isolats est enregistré sur milieu PDA (G1 :

8cm, G23 : 7.5cm, G28 : 7.23cm, G30 : 7.8cm, G44 : 7.56cm), suivis du milieu V8

puis Czapeck.

L’isolat G1 a noté les plus faibles valeurs de croissance sur les milieux Malt et

Mathur (sur Malt : 2.7cm et sur Mathur : 2.43cm). La croissance des isolats G23,

G28 et G30 est plus rapide que G1 sur ces deux milieux mais elle est médiocre.

L’isolat G44 s’est développé mieux par rapport aux autres isolats (G1, G23,

G28 et G30) sur les milieux Malt et Mathur, mais ces deux milieux reste moins

favorables par rapport aux milieux PDA, V8 et Czapeck.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

PDA V8 C ML M

Milieux de culture

Vit

es

se

de

cro

iss

an

ce

(cm

)

G1

Figure 7 : Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G1.

(Culture de 6 jours).

PDA V8 Czapeck Malt Mathur

0

1

2

3

4

5

6

7

8

PDA V8 C ML M

Milieux de culture

Vit

es

se

de

cro

iss

an

ce

(cm

) G23

Figure 8 : Effet du milieu de culture sur la croissance de l’isolat G23


0

1

2

3

4

5

6

7

8

PDA V8 C ML M

Milieux de culture

Vit

esse

de

cro

issan

ce

(cm

)

G28




Czapeck Malt Mathur

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

PDA V8 C ML M

Milieux de culture

Vit

esse

de

cro

issan

ce

(cm

)

G30



0

1

2

3

4

5

6

7

8

PDA V8 C ML M

Milieux de culture

Vit

es

se

de

cro

iss

an

ce

rad

iale

(cm

)

G44





L’étude statistique des moyennes de la croissance des isolats obtenus sur les

différents milieux de culture nous montre que les différences enregistrées sont

significatives (tableau 8). Ces résultats nous permettent de classer les isolats en

fonction de leur croissance en trois groupes :

- un groupe à croissance très rapide : G44.

- un groupe à croissance rapide : G30, G28 et G23.

- un groupe à croissance plus lente : G1.

Ils nous permettent aussi de classer les milieux de culture du plus favorable au moins

favorable à la croissance de l’ensemble des isolats comme suit : PDA, V8, Czapeck,

Mathur, Malt.

Tableau 8 : Analyse de la variance et test de NEWMAN-KEULS pour l’effet du

milieu de culture sur la croissance des isolats.

Analyse des variances :

DDLCarrés

moyensTest F Proba E.T. C.V.

Var. totale 74 2.53

Var. facteur 1 4 3.98 21.98 0.0000

Var. facteur 2 4 36.63 202.45 0.0000

Var inter F1.2 16 0.98 5.39 0.0000

Var. blocs 2 0.19 1.07 0.3512

Var. résiduelle 1 48 0.18 0.43 7.4%

Moyenne générale : 5.72

Moyenne facteur 1 = Isolat

F1 1 (G1) 2 (G23) 3 (G28) 4 (G30) 5 (G44)

moyenne 5.01 5.52 5.73 5.92 6.41

Moyenne facteur 2 = Milieu

F2 1 (PDA) 2 (V8) 3 (Czapeck) 4 (Malt) 5 (Mathur)

moyenne 7.62 6.63 6.09 3.94 4.30

Test de NEWMAN-KEULS – seuil = 5% :

F1 Libelles Moyenne Groupes homogènes

5 G44 6.41 A

4 G30 5.92 B

3 G28 5.73 B C

2 G23 5.62 C

1 G1 5.01 D


1 PDA 7.62 A

2 V8 6.63 B

3 Czapeck 6.09 C

5 Mathur 4.30 D

4 Malt 3.94 E

Discussion :

L’étude de l’effet de milieu de culture sur la croissance mycélienne nous a

permis de constater que le milieu PDA favorise la meilleure croissance pour les 5

isolats, le milieu V8 donne une bonne croissance et le milieu Czapeck permet une

croissance moyenne.

D’autres chercheurs ont utilisé ces mêmes milieux pour étudier la croissance de

différents champignons et ils sont arrivés à des résultats qui concordent avec les

notres :

Khouaidjia (2000), en étudiant la croissance de 3 isolats d’Ascochyta rabiei et

Azhar et al. (2003) en travaillant sur Sclerotium rolfsii, ont remarqué que la

croissance radiale est favorisée sur milieu PDA et elle est médiocre sur Czapeck.

Blaise et al. (2001) en étudiant la variabilité phénétique de 31 souches de

Colletotricum graminicola, ont trouvé que le milieu PDA permet une très bonne

croissance. Kim et al. (2005) ont remarqué que PDA favorise une bonne croissance

à Sphaeropsis pyriputrescens et que V8 permet une croissance moyenne.

Nos résultats ont montré aussi que les milieux Malt et Mathur sont les moins

favorables à la croissance.

Ces résultats rejoignent ceux obtenus par Khouaidjia (2000) qui a trouvé que le

milieu Malt ne favorise pas la croissance d’A. rabiei, mais ne rejoignent pas ceux de

Martinez et al. (2000) et Kim et al. (2005) qui ont remarqué une bonne croissance

mycélienne de Botrytis cinerea et Sphaeropsis pyriputrescens sur milieu Malt.

IV.3.2. L’effet du pH sur la croissance mycélienne :

L’étude de l’effet du pH sur la croissance radiale des isolats sur milieu PDA a

montré selon la figure 14 que l’optimum de croissance est atteint à pH 5.5 pour les

isolats G1et G23 (G1 : 7.46cm, G23 : 7.66cm), et à pH 6 pour les isolats G28, G30

et G44 (G28 : 7.93cm, G30 : 7.66cm et G44 : 7.1cm).

Nous avons remarqué aussi que les isolats se comportent mieux sur milieu

alcalin que sur milieu acide, et que la croissance n’est pas trop affectée entres les pH

5 et 8 (fig.12).

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

4,5 5 5,5 6 6,5 7 7,5 8pH

Vit

esse

de

co

issan

ce

(cm

)

G1

G23

G28

G30

G44

Figure 12 : Effet du pH sur la croissance mycélienne des isolats de D. teres.

(Culture de 6 jours)

La comparaison de la variance des moyennes révèle que les différences

enregistrées sont significatives et nous permet de classer les pH 5.5 et 6 dans le

même groupe qui favorise l’optimum de croissance suivi du pH 7. Les pH 5 et 8 sont

également classés dans le même groupe favorisant une croissance moyenne et le

dernier groupe pH 4.5 permet une croissance lente pour l’ensemble des isolats

(Tableau 9), signalant que pour les isolats il n’y a pas eu de différences significatives

par rapport au pH.

Tableau 9 : Analyse de la variance et test de NEWMAN-KEULS pour l’effet du pH

sur la croissance des isolats.


DDLCarrés


Var. totale 89 1.63

Var. facteur 1 4 0.07 0.69 0.6019

Var. facteur 2 5 26.35 273.61 0.0000

Var inter F1.2 20 0.37 3.87 0.0000

Var. blocs 2 0.02 0.17 0.8418

Var. résiduelle 1 58 0.10 0.31 4.8%



F1 1 (G1) 2 (G23) 3 (G28) 4 (G30) 5 (G44)

moyenne 6.53 6.40 6.47 6.54 6.43

Moyenne facteur 2 = pH

F2 1 (4.5) 2 (5) 3 (5.5) 4 (6) 5 (7) 6 (8)

moyenne 3.87 6.59 7.39 7.39 7.04 6.57



4 pH 6 7.39 A

3 pH 5.5 7.39 A

5 pH 7 7.04 B

2 pH 5 6.59 C

6 pH 8 6.57 C

1 pH 4.5 3.87 D

Discussion :

Le pH est un facteur important dans la croissance des microorganismes. Il peut

agir à différents niveaux de la cellule tel que sur les systèmes enzymatiques, la

solubilité des métaux, la pénétration des vitamines les réactions métaboliques ainsi

que la pénétration des acides organiques.

Les exigences des champignons vis-à-vis de ce facteur sont variables, dans

notre cas les optimums de croissance des isolats testés de Drechslera teres se situent

entre 5.5 et 6 avec une croissance lente à pH 4.5 et une croissance proche de

l’optimum à pH 8. Ces résultats sont similaires à ceux obtenus par Herview et al.

(2002) et Claudia et al. (1997) en étudiant l’effet du pH sur la croissance

d’Helminthosporium solani.

Dong et al. (2001) en étudiant l’influence du pH du milieu sur la croissance de

Phellinus linteus, a remarqué que l’optimum de croissance est à pH 5, et que les pH

alcalins sont plus favorables à la croissance que les pH acides.

D’autres champignons exigent des pH acides pour atteindre leur optimum de

croissance. L’optimum de croissance de Sphaeropsis pyriputrescens se situe entre

3.3 et 4.2 et elle est inhibée à pH 7.2 (Kim et al., 2005).

Nahaz et al. (2002) ont trouvé qu’aux pH acides la croissance de Aspergillus

ochraceus est plus rapide qu’aux pH alcalins. Ce résultat est similaire à ceux obtenus

par Regina et al. (2005) qui ont remarqué que l’optimum de croissance de Lentinula

adodes est à pH 3.5 mais la croissance n’est pas inhibée à pH 8.

IV.4. Test du pouvoir pathogène :

Les résultats obtenus 7 jours après l’inoculation nous ont montré que l’isolat G1

s’est révélé le plus agressif et le plus virulent en attaquant les 7 cultivars testés avec

des pourcentages de surfaces foliaires atteintes se situant entres 97,08% et 100%.

L’isolat G44 est le moins agressive, avec des pourcentages de surfaces foliaires

atteintes ne dépassant pas 50.4% (tableau 10).

L’isolat G23 a déclenché des réactions de sensibilité chez les variétés Rihène,

V10, V20 et V65 et une très grande sensibilité chez les variétés V42, V54 et V72

(tableau 11). La variété V54 a montré la plus grande sensibilité à l’isolat G23 avec

un pourcentage de surfaces de feuilles atteintes de 73.33%.

Les résultats des deux isolats G28 et G30 se situent entre ceux des isolats G1 et

G23, avec des pourcentages d’attaques variants entre 57,08% et 93,33%.

Nous avons remarqué également que l’apparition des symptômes sur les feuilles

des variétés inoculées par l’isolat G1 est plus rapide par rapport aux celles inoculées

par les autres isolats.

Les variétés d’orge utilisées dans cette étude ne sont pas des variétés

différentielles ce qui nous n’a pas permis de classer les isolats en pathotype.

Figure 13 : Les symptômes induits par les isolats de D. teres.

Tableau 10 : Pourcentage de surface foliaire attaquée par les isolats deD. teres.

G1 G23 G28 G30 G44

VR 98.75 26.5 57.08 60 11.5

V10 99.5 24.75 83.75 93.33 37.91

V20 96.66 22.81 63.33 68.33 11.5

V42 97.08 48.33 91.66 60 29.83

V54 100 73.33 86.66 83.33 31.66

V65 100 39.16 83.33 71.25 13.91

V73 97.08 49.58 67.5 66.25 50.4

Tableau 11 : Comportements des hôtes vis-à-vis des cinq isolats de D. teres.

G1 G23 G28 G30 G44

VR TS S TS TS AS

V10 TS S TS TS S

V20 TS S TS TS AS

V42 TS TS TS TS S

V54 TS TS TS TS S

V65 TS S TS TS AS

V73 TS TS TS TS TS

TS : très sensible.

S : sensible.

AS : assez sensible

L’étude statistique des moyennes nous montre que les différences enregistrées

sont significatives (tableau 12). Elle nous permet de classer les isolats selon leur

virulence en quatre groupes :

- groupe de virulence très élevée : G1.

- groupe de virulence importante : G28 et G30.

- groupe de virulence moyenne : G23.

- groupe d’une faible virulence : G44.

Elle nous permet aussi de classer les variétés en fonction de leur sensibilité en trois

groupes :

- groupe très sensible : V54.

- groupe sensible : V42, V73, RIH, V56, V10.

- groupe assez sensible : V20.

Tableau 12 : Analyse de la variance et test de NEWMAN-KEULS pour l’étude de

la virulence des isolats.


DDLCarrés


Var. totale 104 905.79

Var. facteur 1 4 15804.19 79.01 0.0000

Var. facteur 2 6 677.30 3.39 0.0057

Var inter F1.2 24 547.94 2.74 0.0006

Var. blocs 2 84.68 0.42 0.6621

Var. résiduelle 1 68 200.03 14.14 22.2%



F1 1 (G1) 2 (G23) 3 (G28) 4 (G30) 5 (G44)moyenne 98.19 44.76 76.43 70.48 28.29

Moyenne facteur 2 = Variété

F2 1 (RIH) 2 (V10) 3 (V20) 4 (V42) 5 (V54) 6 (V56) 7 (V73)moyenne 63.07 62.60 52.47 65.60 75.47 62.67 63.53



1 G1 98.19 A

3 G28 76.43 B

4 G30 70.48 B

2 G23 44.76 C

5 G44 28.29 D


5 V54 75.47 A

4 V42 65.60 A B

7 V73 63.53 A B

1 RIH 63.07 A B

6 V56 62.67 A B

2 V10 62.60 A B

3 V20 52.47 B

Discussion :

L’accroissement de la rayure réticulée est dû à l’utilisation de plus en plus

importante de techniques simplifiées et à la diminution de cultivars commerciaux

résistants à cette maladie. La résistance génétique est la méthode la plus favorable

pour contrôler n’importe quelle maladie, mais son efficacité est exposée à des

contraintes biologiques. La variabilité de la virulence dans la réponse des différents

cultivars est une de ces contraintes (Gamba et Tekauz, 2002).

Les résultats de nos essais ont montré qu’aucun cultivar n’est résistant aux

isolats étudiés.

Les variétés d’orge testées se sont révélées très sensibles aux isolats G1, G28 et

G30, sensibles à très sensibles vis-à-vis de l’isolat G23 et assez sensibles à très

sensibles vis-à-vis de l’isolat G44. Ces résultats ont été obtenus aussi par Harrabi et

Kamel (1990) qui n’ont pas trouvé de variété d’orge hautement résistante aux 33

isolats de P. teres dans la région méditerranéenne.

Douiyssi et al. (1997) ont testé 38 variétés d’orge vis-à-vis de 15 isolats de P.

teres et ont trouvé qu’il n’y avait pas de variété résistante à tous les isolats, et que les

symptômes apparaissent rapidement dans les cultivars sensibles (48h après

l’inoculation).

Les résultats ont montré également qu’il y a une différence entre les isolats

selon leur agressivité.

Les résultats obtenus par Benbelkacem et al (2002) ont montré une faible

variabilité des isolats de P. teres malgré la diversité géographique et que les isolats

différent seulement par leur agressivité.

Cromey et Parkes (2003) ont traité la variabilité de la virulence des souches de

D. teres en testant 31 cultivars d’orge regroupant ceux utilisés en Amérique du

Nord par Tekauz (1990), en Europe par Jonson et al. (1997) et en Australie par

Gupta et Loughman (2001) vis-à-vis de 29 isolats de D. teres .Ils ont trouvé que tous

les isolats sont virulents seulement sur deux cultivars : Herta et Rika, et que 19

cultivars sont résistants à tous les isolats. Ils ont constaté également qu’il y a une

différence de la virulence des isolats selon l’origine géographique :

Au Canada, Tekauz (1990) a utilisé 9 variétés différentielles et il a enregistré

une virulence de D. teres sur toutes les variétés, alors que Cromey et Parkes (2003),

sur ces mêmes variétés, ont enregistré une virulence sur la seule variété Herta.

La virulence de D. teres sur la variété Beecher, non trouvé en Nouvelle Zélande

par Cromey et Parkes (2003), a été signalée en Europe par Jonson et al. (1997).

A l’Australie, Gupta et Loughman (2001) ont remarqué une virulence de

D. teres sur des variétés différentielles, sur les quelles Cromey et Parkes (2003) ne

l’ont pas trouvé et vice versa.

La variabilité de la réponse des cultivars d’orge aux isolats de D. teres peut être

liée à l’âge de la plante et aux conditions de l’environnement (Douiyssi et al., 1997).

L’élévation de la température (36°C) après l’inoculation peut diminuer la résistance

des cultivars d’orge vis-à-vis de P. teres. Au contraire, les températures élevées

avant inoculation, et la forte intensité lumineuse pendant les 48h d’incubation,

augmente la résistance de ces mêmes cultivars (Khan et Boyd, 1962 in Douiyssi et

al., 1997).

Conclusion

La caractérisation morphologique des isolats de D. teres nous a permis de

mettre en évidence des différences selon le milieu de culture. Les milieux minéraux

appauvris en carbone sont les plus favorables à la formation des sclérotes et à la

sporulation, mais ces différences morphologiques observées ne permettent pas une

caractérisation précise des isolats.

Drechslera teres est un champignon qui est difficilement mis en évidence au

cour du contrôle sanitaire des semences parce qu’il est peu sporogène (Champion,

1983). L’étude de l’effet de la lumière sur la sporulation des cinq isolats nous a

permis de les diviser en deux groupes, le premier groupe (G1 et G23) ou la lumière

inhibe la formation des conidies et dans ce cas les isolat sont incubés sous une

lumière alternée pour induire la sporulation. Le deuxième groupe (G28, G30 et G44)

pour lequel la lumière est nécessaire pour la formation des conidies sont incubés

sous une lumière continue. Ce résultat nous amène à suggérer qu’il y a une

variabilité génétique entre les cinq isolats mais cela reste à confirmer par une analyse

moléculaire.

Nous avons également observé des différences dans la vitesse de croissance

entre les isolats. Cette différence est enregistrée aussi en fonction du milieu de

culture et du pH. L’ensemble des isolats enregistre leur optimum de croissance sur le

milieu PDA à pH 5.5 et 6.

L’étude de la sensibilité des variétés d’orge aux isolats de D. teres a montré que

les variétés testées ont une sensibilité variable vis-à-vis de l’ensemble des isolats.

Une variabilité de l’agressivité a également été remarquée sans pour autant pouvoir

classer les isolats en pathotype puisque on n’a pas pu utilisé des variétés

différentielles. L’absence de variétés d’orge locale résistantes à D. teres et l’absence

du contrôle sanitaire des semences augmentent la difficulté de la lutte contre ce

pathogène qui se caractérise par un polymorphisme symptômatologique et un cycle

biologique complexe.

Annexes

Annexe 1 : composition des milieux de culture.

A. milieu liquide :

1) Milieu PDA (pomme de terre dextrose agar) :

Pomme de terre 200 g

Glucose 20 g

Eau distillée qsp 1000 ml

B. milieux gélosés :

1) Milieu PDA :

Milieu PDA liquide + 20 g d’agar.

2) Milieu V8 (mélange de 8 légumes) :

Tomate 86%

Carotte 6.4%

Céleri, betterave, persil, laitue, cresson, épinard 6.6%

V8 à 10% : - 10 ml du mélange

- 20 g d’agar

- eau distillée qsp 1000 ml

3) Milieu Malt :

Malt 10 g

Agar 20 g


4) Milieu Mathur :

Peptone 1.75 g

Extrait de levure 0.25 g

Glucose 2.80 g

MgSO4, 7Ho2 1.25 g

Agar 20 g


5) Milieu orge :

Orge broyée 25 g

(Faire bouillir dans l’eau puis filtrer)

Agar 12 g


6) Milieu avoine :

Farine d’avoine 40 g

Agar 15 g


7) Milieu Czapeck :

NaNo3 3 g

K2HPO4 1 g

MgSO4 0.5 g

KCL 0.5 g

FeSO4 0.01 g

Glucose 20 g

Agar 20 g


8) Milieu Czapeck appauvri :

NaNo3 3 g

K2HPO4 1 g

MgSO4 0.5 g

KCL 0.5 g

FeSO4 0.01 g

Glucose 1 g

Agar 20 g


9) Milieu Richards appauvri :

KH2PO4 1 g

MgSO4 0.5 g

FeSO4, 7 H2O 0.005 g

ZnSO4 0.005 g

MnCL2 0.002g

Glucose 1 g

Glycocolle 2.25 g


Annexe 2 : Mesure de la croissance radiale des isolats.

Tableau 13: Mesure de la croissance radiale de l’isolat G1 sur les cinqmilieux testés (en cm).

Après 48h Après 96h Après 144h

répétitions moyenne répétitions moyenne répétitions moyenne

1 2 3 1 2 3 1 2 3

PDA 2.9 2.6 2.5 2.66 5 5 5 5 8 8 8 8

V8 1.5 1.5 1.9 1.63 4 4 4.4 4.13 6.5 6.5 6.7 6.56

Czapeck 0.7 1 1.1 0.93 3.2 4 4 3.73 4.5 5.5 6 5.33

Malt 0.9 0.7 0.8 0.8 2.1 1.4 2.3 1.93 3 2.1 3 2.7

Mathur 0.4 0.5 0.5 0.46 0.9 1.3 1.7 1.3 3.3 1.5 2.5 2.43

Tableau 14 : Mesure de la croissance radiale de l’isolat G23 sur les cinqmilieux testés (en cm).



1 2 3 1 2 3 1 2 3

PDA 2.2 2.5 2.4 2.36 4.9 5 5 4.96 7.5 7.5 7.5 7.5

V8 1.6 1.5 1.5 1.53 4.2 4 4 4.06 6.7 6.5 6.5 6.56

Czapeck 1.2 1.2 1.3 1.23 3.7 3.5 3.5 3.56 6.1 6 6 6.03

Malt 1.2 1.2 1 1.13 2.5 2.5 2.2 2.4 3.8 3.6 3.4 3.6

Mathur 1.1 1.2 1 1.1 2.5 2.5 2.3 2.43 4 4 3.7 3.9




1 2 3 1 2 3 1 2 3

PDA 2.4 2.6 2.9 2.63 4.5 5.7 5.9 5.36 7.7 6.5 7.5 7.23

V8 1.4 1.5 1.5 1.46 4 4 4.1 4.03 6.3 6.2 6.5 6.33

Czapeck 1.4 1.2 1.5 1.36 4.4 4 4.5 4.3 6 6.5 6 6.16

Malt 1.1 1.3 1.2 1.2 2.8 3 2.8 2.86 4.3 4 4.5 4.26

Mathur 1.1 1.4 1.3 1.26 2.8 3.1 3.2 3.03 5 4.5 4.5 4.66




1 2 3 1 2 3 1 2 3

PDA 2.7 2.2 2.9 2.6 5.5 5 5.5 533 7.7 8 7.7 7.8

V8 1.4 1.9 1.8 1.7 4 4.5 4.4 4.3 6.5 6.5 6.5 6.5

Czapeck 1.3 1 1 1.1 4.3 2.8 4 3.7 6.7 5.3 6.5 6.16

Malt 1.1 1.2 1.5 1.26 2.6 2.9 3.2 2.9 4.3 4.5 4.3 4.36

Mathur 1 1.4 1.3 1.23 2.1 3.4 3.2 2.9 3.5 5.3 5.5 4.76




1 2 3 1 2 3 1 2 3

PDA 2.9 2.8 2.8 2.83 5.5 5.5 5.5 5.5 7.5 7.5 7.7 7.56

V8 1.9 1.7 1.9 1.83 4.7 4.4 4.5 4.53 7.1 7 7.5 7.2

Czapeck 1 1.3 1.3 1.2 4.3 4.7 4.5 4.5 6.5 6.8 7 6.76

Malt 0.9 1.1 1.2 1.06 3 3.1 3.3 3.13 4.8 5 4.5 4.76

Mathur 1.5 1.6 1.5 1.53 3.5 3.7 3.7 3.63 5.5 6 5.7 5.73

Tableau 18 : Mesure de la croissance radiale des cinq isolats sur milieu PDA à pH4.5 (en cm).



1 2 3 1 2 3 1 2 3

G1 1.6 1.5 1.5 1.53 2.7 2.7 2.6 2.66 4 3.8 3.8 3.86

G23 1.7 1.7 1.6 1.66 2.8 3 2.2 2.8 3.8 4 3.5 3.76

G28 1.5 1.8 1.5 1.6 2.3 2.7 2.2 2.4 3.3 3.9 3.3 3.5

G30 1.9 1.9 1.8 1.86 2.5 2.5 2.3 2.43 4.3 4.2 4 4.16

G44 1.7 1.5 1.7 1.63 3 2.8 3 2.93 4 4 4.2 4.06

Tableau 19 : Mesure de la croissance radiale des cinq isolats sur milieu PDA à pH 5(en cm).



1 2 3 1 2 3 1 2 3

G1 2.7 2.7 2.5 2.63 5 5 5 5 7 7 7 7

G23 2.5 2.5 2.3 2.43 4.5 4.5 4.5 4.5 6.5 6.5 6.5 6.5

G28 2.2 2.2 2.5 2.3 4.5 4.3 4.3 4.36 6.5 6.5 6.5 6.5

G30 2.3 2.3 2.4 2.33 4 4.2 4.2 4.13 5.5 6.5 6.5 6.16

G44 2.2 2.5 2.3 2.33 4.2 4.2 4.5 4.3 6.5 7 6.8 6.76

Tableau 20 : Mesure de la croissance radiale des cinq isolats sur milieu PDA à pH5.5 (en cm).



1 2 3 1 2 3 1 2 3

G1 2.8 3.2 3 3 5.1 5.5 5.7 5.43 7.4 7.5 7.5 7.46

G23 3.3 3 3 3.1 5.8 5.2 5.2 5.4 8 7.5 7.5 7.66

G28 2.9 3 3.1 3 4.6 5.5 5.7 5.26 8 7.2 7 7.4

G30 2.5 2.3 2.9 2.56 4.6 4.5 4.9 4.66 7 6.5 7 6.83

G44 3.2 3 3 3.06 5.5 5.5 5 5.33 7.5 8 7.2 7.56




1 2 3 1 2 3 1 2 3

G1 3 2.9 2.9 2.93 5.2 5 5 5.06 7.3 7 7 7.1

G23 3 3.2 3 3.06 5 5.3 5.5 5.26 7 7.2 7.3 7.16

G28 3.2 3 3.4 3.2 5.6 5.5 5.5 5.53 8 7.8 8 7.93

G30 3 3.1 3.3 3.13 5.2 5 5.3 5.16 7.5 7.5 8 7.66

G44 2.4 2.5 2.5 2.46 5 4.8 4.9 4.9 7 7 7.3 7.1




1 2 3 1 2 3 1 2 3

G1 2.9 2.9 2.6 2.8 5 5 4.8 4.93 7.2 7 6.8 7

G23 2.8 2.5 2.7 2.66 4.9 4.7 4.9 4.83 6.8 6.8 7 6.86

G28 3 2.9 3 2.96 5.5 5.5 5 5.33 7 8 7 7.33

G30 2.9 2.6 2.7 2.73 5 4.8 4.8 4.86 7.4 7 7.2 7.2

G44 2.3 2.2 2.4 2.3 4.5 4.5 4.8 4.6 6.6 6.8 7 6.8




1 2 3 1 2 3 1 2 3

G1 2.5 2.2 2.7 2.46 4.7 4.5 5.2 4.8 6.8 6.5 7 6.76

G23 2.3 2.5 2.2 2.33 4.5 4.6 4.5 4.53 6.3 6.5 6.5 6.43

G28 2.6 2.4 2.4 2.46 4.5 4 5 4.5 6 5.5 7 6.16

G30 2.5 2.5 2.3 2.43 5 5 4.5 4.83 7.3 7.5 6.8 7.2

G44 2 2.3 2 2.1 4.1 4.8 4.3 4.4 6 6.7 6.2 6.3

Annexe 3 : Pourcentage de surface foliaire atteinte par les isolats deDrechslera teres.

Tableau 24 : Pourcentage de surface foliaire attaquée par l’isolat G1.

1ère répétition 2ème répétition 3ème répétition Moyenne

Les pots Les pots Les pots

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

R 100 100 100 85 100 100 100 100 100 100 100 100 98.75

V10 100 100 100 95 100 100 100 100 100 100 100 100 99.5

V20 100 100 100 70 100 100 100 95 100 100 100 95 96.66

V42 100 100 90 95 100 100 100 90 100 90 100 100 97.08

V54 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100

V65 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100

V73 100 100 95 95 100 90 100 100 85 100 100 100 97.08




1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

R 5 10 10 10 45 40 45 45 40 35 15 20 26.5

V10 30 20 5 10 5 5 5 7 90 30 50 40 24.75

V20 40 25 25 45 45 10 20 30 25 15 10 10 22.81

V42 40 45 45 40 65 20 70 50 60 25 65 55 46.87

V54 75 80 60 50 90 85 70 70 80 85 70 65 73.33

V65 50 50 50 50 30 25 25 25 60 50 30 30 39.16

V73 55 50 90 45 65 45 50 70 30 25 25 45 49.58




1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

R 50 15 80 75 75 50 30 50 80 40 40 100 57.08

V10 100 100 100 90 60 40 65 100 100 100 80 70 83.75

V20 40 30 50 60 40 50 90 75 50 75 100 100 63.33

V42 100 100 100 90 60 90 80 100 80 100 100 100 91.66

V54 100 100 90 75 20 100 100 90 75 90 100 100 86.66

V65 40 50 100 90 100 100 100 80 100 100 100 40 83.33

V73 50 90 100 90 75 40 50 50 85 60 50 70 67.5




1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

R 45 50 45 60 65 75 85 45 65 40 100 45 60

V10 80 75 95 100 100 85 100 100 100 100 100 85 93.33

V20 65 90 75 50 95 75 80 65 35 50 90 50 68.33

V42 95 45 50 95 40 50 25 45 95 30 50 100 60

V54 100 95 85 100 65 85 95 100 75 40 85 75 83.33

V65 100 65 75 85 45 50 45 15 95 100 85 95 71.25

V73 100 50 55 60 75 100 40 50 45 55 90 75 66.25




1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

R 30 15 5 40 5 0 15 5 3 5 5 10 11.5

V10 50 30 45 50 25 15 10 40 50 25 15 100 37.91

V20 10 5 15 25 15 5 3 15 10 15 15 5 11.5

V42 45 15 15 5 3 25 20 30 45 70 60 25 29.83

V54 5 25 5 10 75 65 55 20 50 25 30 15 31.66

V65 40 10 20 15 25 0 15 10 10 5 7 10 13.91

V73 15 30 35 95 5 100 5 10 85 80 70 75 50.4

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Documents

Caractérisation de cinq isolats de Drechslera teres Sacc