Dosage du THC urinaire et de ses métabolites : indicateur …, celle-ci sera considérée comme positive, dans ce cas l’expertise de l’UMPT sera défavorable. L’unité de médecine

O

OH

COOH

Centre Universitaire Romand de Médecine Légale Unité de Toxicologie et de Chimie Forensiques

Site de Lausanne

Travail de diplôme

Mars 2014

Dosage du THC urinaire et de ses

métabolites : indicateur de reconsommation

Travail réalisé au Centre Universitaire Romand de Médecine Légale (CURML)

Unité de Toxicologie et Chimie Forensiques (UTCF)

Par Vincent SCHOUWEY, 53ème TAB ESSanté Lausanne

Sous la supervision de Vincent VARLET et Catherine MEYLAN

Travail de diplôme – TAB 53ème volée Vincent Schouwey

Travail de diplôme – Mars 2014 2

Sommaire

« Nous sommes des millions, pour ta légalisation, ce que nous voulons : le droit à l’auto production, de la cave au

balcon et en toute saison ! De la weed, de la beuh, de la ganja ! L’état nous prend pour des cons prenons-les pour

ce qu’ils sont : des empêcheurs de fumer en rond ! Nous sommes des millions, et nous voulons quoi ? La

légalisation ! De la weed, de la beuh et de la ganja ! »

Black Bomb A – Mary

Il s’agit là du genre de propos qu’il est fréquent d’entendre au sujet du cannabis, bien qu’en Suisse, la

conduite sous son influence est illégale et punissable. La sanction pouvant aller d’une simple amende à

un retrait de permis à durée indéterminée.

Lorsque qu’un conducteur est se voit retirer son permis, l’Unité de Médecine et Psychologie du Trafic

(UMPT) est mandatée pour l’évaluation des habitudes de consommation de l’usager contrevenant. Ainsi,

le consommateur doit s’abstenir de consommer du cannabis pendant une période de 3 semaines. Lors

de ces 3 semaines, un prélèvement urinaire va être effectué chaque lundi afin d’en doser la concentration

en THCCOOH. A l’heure actuelle, les cas sont interprétés en fonction de leur concentration en

THCCOOH, qui est le métabolite du THC en plus grande concentration dans l’urine. Pour se faire, ce

métabolite doit être hydrolysé, extrait, dérivé, puis analysé par GCMS.

Ce travail aura pour but, dans un premier temps, de définir quelle est la meilleure méthode pour

déglucuronider le THC et ses métabolites, l’hydrolyse enzymatique, chimique ou combinée (chimique +

enzymatique). Lorsque celle-ci aura été sélectionnée nous allons la mettre en pratique sur des cas réels.

Afin de mettre en évidence une reconsommation les de la période d’abstinence. Pour finir, nous

comparerons 2 molécules anomères de THCCOOH-gluconique, afin d’observer une variation au niveau

des résultats avec les trois hydrolyses.



Abstract

« Nous sommes des millions, pour ta légalisation, ce que nous voulons : le droit à l’auto production, de la cave au

balcon et en toute saison ! De la weed, de la beuh, de la ganja ! L’état nous prend pour des cons prenons-les pour

ce qu’ils sont : des empêcheurs de fumer en rond ! Nous sommes des millions, et nous voulons quoi ? La

légalisation ! De la weed, de la beuh et de la ganja ! »

Black Bomb A – Mary

This quote is frequently heard about cannabis. In Switzerland, driving under its influence is illegal and

punishable. Sanction can be a simple fine but also withdrawal of a driver’s license of indeterminate

duration.

When a driver gets his driver’s license revoked, the Traffic Medicine and Psychology Unit (UMPT) is

mandated to evaluate his consummation habits. So, the consumer mustn’t smoke cannabis for a period of

3 weeks. During these 3 weeks, his urine will be collected each Monday to measure the THCCOOH

concentration. Nowadays, cases are interpreted in terms of concentration of THCCOOH, which is the

THC metabolite in bigger concentration in urine. This metabolite must be hydrolysed, extracted, derivate,

then analysed by GCMS.

The first objective of this work is, to define which method to deglucuronidate the THC and its metabolites

is the best, enzymatic hydrolyse, chemical or combined (chemical + enzymatic). When it will have been

selected, we will practice on real cases. In conclusion, we will compare 2 THCCOOH-glucuronide

anomere molecules, to observe a variation between the three hydrolyses results.



Table des matières

Sommaire ...................................................................................................................................................... 2

Abstract ......................................................................................................................................................... 3

1. Introduction .......................................................................................................................................... 6

1.1. Le cannabis .................................................................................................................................... 6

1.1.1. Historique .............................................................................................................................. 7

1.1.2. Les cannabinoïdes ................................................................................................................. 7

1.1.3. D’une plante textile à la drogue ............................................................................................ 8

1.2. Pharmacocinétique ....................................................................................................................... 8

1.2.1. L’absorption .......................................................................................................................... 8

1.2.2. Distribution ........................................................................................................................... 9

1.2.3. Métabolisme ......................................................................................................................... 9

1.2.4. Elimination .......................................................................................................................... 10

1.3. Pharmacodynamique .................................................................................................................. 10

1.4. Les effets du cannabis sur l’organisme ....................................................................................... 11

1.5. Conduite sous influence du cannabis ......................................................................................... 11

1.5.1. Loi Suisse ............................................................................................................................. 12

1.5.2. Contrôles d’abstinence au cannabis ................................................................................... 12

2. Buts ..................................................................................................................................................... 13

3. Méthode ............................................................................................................................................. 13

3.1. L’hydrolyse, l’extraction et dérivatisation .................................................................................. 13

3.2. Principe de dosage par GCMS ..................................................................................................... 14

4. Matériel ............................................................................................................................................... 16

4.1. Matériel biologique ..................................................................................................................... 16

4.2. GC-MS ......................................................................................................................................... 17

4.3. Standards et solutions ................................................................................................................ 17

4.4. Calibreurs et contrôles ................................................................................................................ 18

5. Choix du protocole .............................................................................................................................. 18

5.1. Hydrolyse enzymatique .............................................................................................................. 19

5.2. Hydrolyse chimique .................................................................................................................... 19

5.3. Hydrolyse combinée enzymatique et chimique ......................................................................... 20



5.4. Résultat ....................................................................................................................................... 20

5.5. Discussion .................................................................................................................................... 20

6. Mise en pratique du protocole ........................................................................................................... 21

6.1. Interprétation des résultats ........................................................................................................ 22

6.1.1. Interprétation des patients ................................................................................................. 23

6.2. Discussion .................................................................................................................................... 26

7. Test d’une nouvelle ampoule glucuronique ....................................................................................... 28

7.1. Pratique ....................................................................................................................................... 29

7.2. Résultats ...................................................................................................................................... 29

7.2.1. Hydrolyse enzymatique....................................................................................................... 29

7.2.2. Hydrolyse chimique............................................................................................................. 29

7.2.3. Hydrolyse combinée ........................................................................................................... 30

7.3. Discussion .................................................................................................................................... 30

8. Conclusion ........................................................................................................................................... 31

8.1. Conclusion personnelle ............................................................................................................... 31

9. Bibliographie ....................................................................................................................................... 33

10. Annexes ........................................................................................................................................... 35

11. Lexique ............................................................................................................................................ 66



1. Introduction

Ce travail a été réalisé au laboratoire de Toxicologie et de Chimie Forensiques du Centre Universitaire

Romand de Médecine Légale. Ce laboratoire travaille en collaboration avec la police, le Service des

Automobiles et de la Navigation vaudois (SAN), ainsi que d’autres centres de médecine légale (Tessin et

Valais). Différentes analyses y sont effectuées comme le dosage de l’alcool dans le sang pour les

contrôles routiers ainsi que les accidents de la route, la recherche de différents xénobiotiques en cas de

décès, en passant par les dépistages et dosages des stupéfiants pour les usagers de la route ayant pris

le volant sous leur influence, les cas d’agression sexuelle, de bagarre et de tentative de meurtre.

Pour les personnes, conduisant sous l’emprise de stupéfiant, ayant été interpellées par la police lors d’un

contrôle routier ou d’un accident, un dépistage et un dosage vont être effectués afin de déterminer la

présence ou non de substances psychotropes ayant pu influencer leur conduite. Une des mesures

dictées par le SAN impose la vérification de l’abstinence du conducteur contrevenant aux différentes

classes de stupéfiants et ce, sur trois semaines minimum (test dit des trois lundis). Les urines collectées

lors des 3 lundi servent à mettre en évidence, sur 3 semaines consécutives, une non-accoutumance du

conducteur au cannabis. Lors de ces analyses, le tétrahydrocannabinol (THC) et ses métabolites sont

mis en évidence par un test immunologique. Si, lors de ce test, les 3 urines sont négatives, l’expertise de

l’UMPT sera favorable à la restitution du permis. En revanche si l’une de ces urines possède une

concentration en carboxytétrahydrocannabinol (THCCOOH) supérieure au seuil minimal de détection (50

ng/ml), celle-ci sera considérée comme positive, dans ce cas l’expertise de l’UMPT sera défavorable.

L’unité de médecine et psychologie du trafic (UMPT)

L’unité de médecine et psychologie du trafic est chargée d’évaluer l’aptitude à la conduite de personnes

souffrant de problèmes de santé (maladie dégénérative ou problème psychologique) ou de dépendances

à la drogue, aux médicaments et/ou à l’alcool. Un des buts de l’UMPT est de vérifier, pour chaque

individu (sur demande du Service des Automobiles et de la Navigation) son aptitude à la conduite. Dans

le cadre d’une suspicion de dépendance (alcool, drogues et/ou médicaments), des échantillons seront

prélevés afin d’être analysés au laboratoire de toxicologie et chimie forensique du Centre Universitaire

Romand de Médecine Légale.

1.1. Le cannabis

Le cannabis est une plante originaire d’Asie. Autrefois utilisé pour ses propriétés textiles et dans certains

rituels religieux, le cannabis (Cannabis Sativa) a su, au fil des siècles conquérir le monde entier. [1]



1.1.1. Historique

L’histoire du cannabis débute en Extrême et Moyen-Orient. A cette, époque le chanvre était cultivé pour

ses fibres qui entrèrent dans la fabrication d’habits, de cordages et de papiers. Sa résine, quant à elle,

était utilisée pour soigner les douleurs et les troubles du sommeil.

C’est au 19ème

siècle que le cannabis fait son entrée en Europe notamment grâce à certains médecins

anglais de retour d’Inde, mais également par à Napoléon et ses hommes. Ils avaient trouvé dans le

cannabis des vertus thérapeutiques et c’est ainsi que sa culture débuta en Europe.

De nos jours le cannabis a su se trouver une nouvelle utilité au sein des Hommes, qui ne l’utilisent plus

pour la fabrication d’habits ou de cordes mais plutôt pour ses effets psychotropes, dus au THC qu’il

contient (Δ-9-tétrahydrocannabinol). [1]

1.1.2. Les cannabinoïdes

Les cannabinoïdes sont les diverses substances chimiques qui composent le cannabis. De nos jours,

nous comptabilisons environ une soixantaine de cannabinoïdes identifiés, sans compter les

cannabinoïdes de synthèse.

L’Homme a longtemps ignoré la composition du cannabis, il faudra attendre le 20ème

siècle pour que les

premiers cannabinoïdes soient mis en évidence. Il faudra tout de même attendre 1964 avant que l’un des

cannabinoïdes les plus importants et responsable des effets psychotropes sur les consommateurs, le Δ-

9-tétrahydrocannabinol (THC), soit mis en évidence. Après transformation, celui-ci donne 2 métabolites le

11-OH-THC (11-OH-Δ9-tétrahydrocannabinol) ayant des effets psychotropes et le THC-COOH (11-nor-9-

carboxy-THC) qui ne possède pas d’effets psychotropes. [2][3]

C’est l’acide cannabigérolique qui est le précurseur des différents cannabinoïdes présents dans une

plante. En effet, suite à diverses biotransformations de l’acide cannabigérolique, la plante va synthétiser

différents cannabinoïdes comme, par exemple, l’acide tétrahydrocannabinolique qui, par la suite, donnera

naissance au THC.

Le cannabidiol (CBD) est également un des cannabinoïdes présent dans le cannabis. Celui-ci ne

possède pas d’effet psychoactif sur le consommateur, mais révèle des effets anti-inflammatoires,

analgésiques et la capacité de diminuer l’anxiété.



1.1.3. D’une plante textile à la drogue

Comme mentionné ci-dessus, le cannabis était utilisé pour ses fibres. Ce n’est qu’en 1961, avec la

réédition de la convention unique sur les stupéfiants, qui citait déjà l’opium et la cocaïne, que le cannabis

et ses dérivés furent considérés comme une drogue.

La convention unique sur les stupéfiants regroupe diverses substances connues pour leurs effets

psychotropes. Le but de celle-ci est de limiter la production, la vente ainsi que la possession et la

consommation de drogue, sauf dans un cadre médical.

La Suisse fait partie de cette convention. Elle la signa en 1970 et le règlement fut mis en vigueur dans le

pays la même année. [3]

1.2. Pharmacocinétique

Le cannabis est le plus fréquemment consommé sous forme de cigarette de cannabis (consommation par

inhalation), mais il peut également être consommé par voie orale (sous forme d’huile) en étant ajouté à

différentes boissons ou aliments. Le cannabis peut être consommé par inhalation sous 2 formes : la

marijuana correspondant aux fleurs (femelles non fertilisées) séchées de la plante et le haschich fabriqué

à partir de la résine de cannabis ou le pollen.

Différents modes d’administration ont fait l’objet de recherche ou sont en cours. En raison de sa grande

lipophilie, il est difficile d’en préparer une solution aqueuse pour réaliser une injection. Parmi ces

méthodes figurent : des gouttes pour les yeux (solution huileuse). Les recherches concernant ce mode

d’administration a mis en évidence une biodisponibilité de 6-40%. D’autres essais ont été effectués par

voie dermale. Celle-ci utilise un isomère du Δ9-THC, le Δ

8-THC qui est plus stable. Cette méthode a

permis de démontrer la capacité du THC à pénétrer la peau lorsque celui-ci est mélangée au propylène

glycol. [4]

1.2.1. L’absorption

Lors de l’inhalation de la fumée d’une cigarette de cannabis, le THC présent dans celle-ci va être

transporté du joint au sang grâce au système respiratoire. Après inhalation, lorsque la fumée se trouve

dans les poumons, le THC va pouvoir passer dans le sang grâce aux échanges gazeux comme pour

l’oxygène et le dioxyde de carbone. Il peut être détecté dans le sang entre 3 et 10 min après la première

inhalation. Par la suite la concentration sanguine en THC va fortement diminuer, en raison de la forte

lipophilie de celui-ci.



Lors de l’inhalation, divers paramètres vont influencer la concentration en THC dans le plasma. Ainsi la

biodisponibilité de celui-ci varie en fonction de la durée de l’inhalation (temps durant lequel la fumée se

trouve dans les poumons) et de la profondeur de l’inhalation (plus la fumée se rapproche des alvéoles

plus la quantité en THC va augmenter).

Lors de l’administration par voie orale, le cannabis est mélangé à la préparation sous forme d’huile ou de

beurre. Après ingestion le THC présent dans l’estomac va être dégradé. Mais en raison du faible pH de

l’acide gastrique le Δ9-THC se transforme en une molécule isomère le Δ

8-THC. Par la suite le THC va

être lentement absorbé par l’intestin puis va être métabolisé par le foie comme lors de l’inhalation. [4] [6]

1.2.2. Distribution

Le THC inhalé va rapidement pénétrer dans le système vasculaire via les alvéoles pulmonaires. Une fois

celui-ci dans le sang, il va vite se lier aux protéines plasmatiques qui vont lui permettre de se diffuser

dans tout l’organisme (foie, cœur, poumons…..). Ce phénomène explique la rapide décroissance de la

concentration en THC dans le sang. En effet le THC étant une molécule très lipophile, celle-ci va pouvoir

rapidement quitter la circulation sanguine pour atteindre les organes comme le cerveau ainsi que les

tissus graisseux, grâce à sa forte lipophilie. Le THC emmagasiné par ceux-ci va être libéré dans tout

l’organisme au fil du temps. C’est pourquoi la demi-vie de celui-ci varie en fonction du sexe ainsi que du

poids de chaque individu. [5] [6]

1.2.3. Métabolisme

Le THC est métabolisé dans le foie grâce à la succession d’une hydroxylation (ajout d’un groupe

fonctionnel hydroxy (-OH)) et d’une carboxylation (ajout d’un groupe fonctionnel carboxyle (-COOH)).

D’autres organes sont également capables de métaboliser le THC comme, par exemple, le cœur et les

poumons, mais ceux-ci le font en moins grande quantité que le foie.

Lors de sa métabolisation c’est le carbone 11 ((R-CH3) R correspondant à la molécule de THC) du THC

(Δ-9-tétrahydrocannabinol) qui va être hydrolysé en R-CH2OH. C’est ainsi que nous obtenons le 11-OH-

THC métabolite psychoactif. Par la suite celui-ci va subir un carboxylation et ainsi nous obtenons le 11-

nor-carboxy-THC (R-COOH), métabolite non psychoactif. Ensuite, le THC-COOH sera glucuronidé, lors

de cette étape un acide osidique (acide glucuronique) va venir se lier au groupement carboxyle du

THCCOOH. Cet étape a pour but de rendre le composé plus soluble en milieux aqueux afin d’en faciliter

l’excrétion par les reins. [4] [5]



Fig. 2 : Métabolisation du THC en THCCOOH

1.2.4. Elimination

Le THC est totalement éliminé de l’organisme après quelques semaines sous forme de métabolites

acides. La durée d’élimination du THC et de ses métabolites est cependant variable en fonction de la

consommation (régulière ou occasionnelle). L’élimination du THC demande beaucoup de temps, car en

raison de sa grande affinité pour les tissus graisseux, celui-ci va s’y stocker et être lentement libéré dans

l’organisme. C’est pourquoi, il est possible de retrouver du THCCOOH dans l’urine même après une ou

deux semaines d’abstinence. Le THC est éliminé par l’urine, mais la plus grande concentration se

retrouve dans les selles contrairement au THCCOOH qui se retrouve principalement dans l’urine mais

aussi dans le sang. La demi-vie du THC et de ses métabolites est estimée entre 1 et 3 jours. [5]

1.3. Pharmacodynamique

A l’heure actuelle, la pharmacodynamique du cannabis cible, deux récepteurs: les récepteurs CB1 et

CB2.

Le CB1 est le siège des effets psychoactifs du cannabis. En effet, lors de la consommation de marijuana,

le THC va principalement être actif sur ce récepteur. Le CB1 se trouve principalement à la surface des

neurones du système nerveux central et périphérique. Il est également présent sur d’autres organes

comme la rate ou encore le cœur, mais en quantité moins importante. En raison de sa forte localisation

au niveau du système nerveux, le CB1, lors de la fixation du THC sur celui-ci, est principalement

responsable des effets sur le système locomoteur et sur la mémoire.

Le CB2, quant à lui, se situe au niveau des leucocytes et de la rate. Son action se porte principalement

sur le système immunitaire. De ce fait, il fait l’objet de recherches à but thérapeutique sur les effets

analgésiques, anti-inflammatoires et antinéoplasiques, que celui-ci génère lorsqu’il est en présence de

cannabinoïdes. Le but de ces recherches est de synthétiser des cannabinoïdes ayant une plus grande

affinité pour le CB2 que pour le CB1. [5]



1.4. Les effets du cannabis sur l’organisme

En plus du fait de posséder des effets psychotropes, le cannabis exerce une multitude d’effets

secondaires sur notre organisme. Ces effets sont variables d’un individu à l’autre et peuvent être

influencés par l’état physique et psychique de celui-ci lors de la consommation. Ces effets peuvent

également varier en fonction du mode de consommation ainsi que de la quantité de THC ingérée.

Notons que les effets les plus couramment rencontrés sont, une rougeur oculaire ainsi qu’une

sécheresse buccale. Mais d’autres effets peuvent être observés, comme ceux présent dans la liste (non

exhaustive) ci-dessous :

Système nerveux : relaxation musculaire, effet analgésique et perte de mémoire à court

terme.

Performances psychomotrices : ralentissement des réflexes, diminution de la capacité de

coordination.

Perception et état psychique : euphorie, augmentation de la perception sensorielle,

anxiété.

Bien entendu, il existe encore un grand nombre d’effets produits par le cannabis sur notre organisme,

mais tous ces effets générés lors de la consommation de cannabis varient d’un consommateur à l’autre.

1.5. Conduite sous influence du cannabis

La consommation de cannabis a pour effet de provoquer des endormissements, ainsi qu’une baisse des

réflexes. C’est pourquoi, elle n’est pas compatible avec la conduite d’un véhicule, ou l’utilisation d’une

machine de chantier, par exemple.

Les risques encourus lors de la conduite sous l’emprise du cannabis sont valables pour le conducteur,

mais également pour les autres usagers de la route. C’est pourquoi des lois ont pour but de limiter et de

sanctionner sévèrement les personnes ayant pris le volant sous l’emprise du cannabis ou d’autres

psychotropes. [2]



1.5.1. Loi Suisse

En Suisse, la conduite sous l’emprise de stupéfiants est strictement interdite. Chaque conducteur, qui

s’avère positif au cannabis (valable pour les autres substances psychotropes), est passible d’une

sanction allant d’une simple amende à une peine privative de liberté. A cette première sanction vient

s’ajouter un retrait de permis pour une durée minimale d’un mois.

En référence aux articles 31 alinéa 2 de la loi sur la circulation routière (en vigueur depuis le 1er

fervrier

1991) :

« Toute personne qui n'a pas les capacités physiques et psychiques nécessaires pour conduire

un véhicule parce qu'elle est sous l'influence de l'alcool, de stupéfiants, de médicaments ou pour

d'autres raisons, est réputée incapable de conduire pendant cette période et doit s'en abstenir. »

[6]

1.5.2. Contrôles d’abstinence au cannabis

Lors d’un contrôle routier ou d’un accident, il est possible pour les agents de police présents d’effectuer

des tests préliminaires, visant à mettre en évidence une éventuelle consommation d’alcool, de stupéfiant

ou de médicament, sur les conducteurs pour lesquels il y aurait quelques soupçons.

Lorsqu’un conducteur a été contrôlé positif au cannabis, celui-ci est jugé comme étant inapte à la

conduite automobile, et va devoir se soumettre à une expertise dans le but de récupérer son permis de

conduire. Le but de cette expertise est de démontrer que le conducteur en question n’est pas dépendant

du cannabis et qu’il est apte à conduire sans être sous son influence.

Cette expertise se déroule sur trois semaines consécutives. Le conducteur en question doit se soumettre

à un prélèvement d’urine hebdomadaire. Ces prélèvements vont, par la suite, être analysés afin de

mettre en évidence la présence ou l’absence de cannabinoïdes dans celle-ci. Si au bout des trois

semaines, les trois urines sont négatives, le conducteur en question pourra alors récupérer son permis.

Dans le cas contraire, même si un seul des prélèvements est positif, le conducteur sera obligé de

renouveler ces prélèvements.



2. Buts

Ce travail va être divisé en 3 axes principaux. Dans un premier temps, il va s’agir de comparer 3

méthodes différentes, au niveau de l’hydrolyse, pour le dosage du THC urinaire et de ses métabolites. Le

but est de déterminer quelle méthode offre le meilleur rendement.

Lorsque celle-ci aura été évaluée, nous pourrons passer au point suivant qui vise à mettre en pratique la

nouvelle méthode définie au début du travail. Pour se faire, nous allons analyser environ 200 échantillons

et confronter les résultats de THCCOOH obtenus entre l’ancienne et la nouvelle méthode.

Pour terminer, nous allons tester une nouvelle ampoule de THCCOOH glucuronide, conçue par Lipomed,

afin de comparer leur molécule de THCCOOH glucuronide avec celle de Cerilliant. Nous allons effectuer

cette comparaison afin de voir s’il y a une variation entre les résultats obtenus avec ces molécules car

elles ne possèdent pas la même structure. Il s’agit de deux molécules dite anomères, ce qui signifie que

la position de leurs acide glucuronique n’est pas la même.

3. Méthode

Pour la réalisation de ce travail, un GCMS (Gas Chromatography Mass Spectrometry) a été utilisé. Il

s’agit, d’un chromatographe en phase gazeuse équipé d’une colonne capillaire couplé à un spectromètre

de masse. Mais avant de pouvoir analyser les échantillons, ceux-ci doivent passer par trois phases de

traitement : l’hydrolyse, l’extraction et la dérivation.

3.1. L’hydrolyse, l’extraction et dérivatisation

Avant que les différents échantillons puissent être analysés par GCMS, ceux-ci doivent passer par trois

étapes primordiales : l’hydrolyse, l’extraction et la dérivatisation. Les substances d’intérêts, le THC et ses

métabolites, présentes dans un échantillon biologique, comme par exemple l’urine dans le cadre de ce

travail, doivent dans un premier temps être déglucuronidées puis, par la suite, elles pourront être

extraites et dérivées.

L’hydrolyse/déconjugaison

Dans le cadre du dosage du THC urinaire et de ses différents métabolites, une hydrolyse est nécessaire.

En effet, ces substances se présentent dans l’urine sous forme glucuronidée, c’est-à-dire qu’un acide

glucuronique s’est lié à nos molécules d’intérêt. Le but de l’hydrolyse est donc de détacher cet acide des

molécules, afin de rendre l’extraction de celles-ci possible. Pour se faire, il est possible d’utiliser des



enzymes, comme la β-Glucuronidase extraite d’Escherichia coli (E. coli) ou des solutions chimiques,

comme l’hydroxyde de potassium (KOH).

L’extraction

Une fois le THC et ses métabolites hydrolysés, ceux-ci peuvent donc être extraits. Dans le cadre de ce

travail, une extraction liquide/liquide sera utilisée. Lors de ce type d’extraction, le but est de transférer les

molécules d’intérêts d’une phase liquide aqueuse, ici l’urine, à un solvant organique, dans ce cas le

chlorobutane. Lorsque ces deux phases entrent en contact, les substances présentes dans l’urine, ayant

une grande affinité pour le solvant vont être transférées de l’un à l’autre lors de l’agitation. Une fois

l’agitation terminée nos échantillons vont être centrifugés. Le chlorobutane étant moins dense que l’eau,

celui-ci se retrouvera en phase supérieure. Il sera donc plus facile à prélever et pourra être évaporé par

la suite.

La dérivatisation

Une fois le solvant des échantillons évaporé, ceux-ci vont pouvoir être dérivés. Le but de cette étape est

de rendre plus volatile et plus stable toutes les substances présentes dans nos échantillons afin de

faciliter leur évaporation lors de leur injection sur le GCMS. La dérivatisation a également pour but de

modifier la masse molaire des molécules, afin d’en augmenter leurs spécificités et ainsi d’en facilier

l’identification. Pour dériver nos échantillons, nous allons utiliser du N-Methyl-N-trimethylsilyl-

trifluoroacetamide (MSTFA). Le MSTFA est un réactif de dérivatisation dont des groupements vont se

fixer sur un ou plusieurs groupes fonctionnels (alcool, amine, amide, acide aminé et acide carboxylique).

3.2. Principe de dosage par GCMS

La chromatographie gazeuse (GC) s’effectue, après traitement de l’échantillon. Une fois cette étape

effectuée, celui-ci peut être injecté dans l’appareil. La température très élevée du liner permet un

passage rapide de la phase liquide à la phase gazeuse. Lorsque l’échantillon est sous forme gazeuse, il

peut être introduit dans la colonne grâce à de l’hélium, gaz vecteur, qui permet à l’échantillon de

cheminer le long de la colonne. Lorsque l’échantillon se trouve dans la colonne, il entre en contact avec

la phase stationnaire de celle-ci. En fonction de leur affinité pour la phase stationnaire, les différentes

molécules présentes dans l’échantillon vont migrer plus ou moins rapidement (plus l’affinité est grande,

plus la migration sera longue). C’est ainsi que l’on obtient le temps de rétention (temps pour lequel une

molécule migre au travers de la colonne).



Lorsque l’échantillon sort de la colonne, celui-ci se retrouve dans la partie de l’automate dédiée à la

spectrométrie de masse (MS). Cette méthode a pour but de détecter les différents ions caractéristiques

de chaque molécule présente dans l’échantillon.

Fig.3 : Exemple de chromatogramme en GCMS

Lors de leur arrivée dans la source, les différentes molécules vont être ionisées par celle-ci. Pour se faire,

les molécules sous forme gazeuse entrant dans la source vont rencontrer des électrons générés par le

filament. Ces électrons vont permettre de fragmenter les molécules en différents ions, qui vont par la

suite pouvoir être détectés par le quadrupole. Lors de la fragmentation, une même molécule sera toujours

fragmentée de la même façon tant que les conditions restent les mêmes, ce qui rend l’identification

possible.

Une fois les molécules ionisées, les ions sont filtrés et accélérés puis celles rentrent dans le quadrupole.

Le quadrupole est composé de 4 barres parallèles et opposées à travers lesquelles un courant électrique

oscillant en radio fréquence est appliqué. Les ions traversant le quadrupole en suivant un axe linéaire au

centre des 4 barres vont être influencés par les différentes tensions exercées. Pour qu’un ion soit

détecté, celui-ci doit traverser le quadrupole sans entrer en collision avec les barres. Chaque ion possède

une stabilité spécifique dans ce champ électrique, lui permettant de traverser le quadrupole et de

terminer sa course sur le détecteur.

Lorsque les ions entrent en contact avec le détecteur, ceux-ci vont être déviés dans le collecteur. Les

chocs successifs contre les parois du collecteur générés par les ions vont être amplifiés puis enregistrés

sous forme de signaux électriques, qui par la suite vont être transformés en spectre de masse grâce à un

ordinateur. [8]



Fig4. Spectre de masse du THCCOOH-TMS

4. Matériel

4.1. Matériel biologique

Pour la réalisation de ce travail, nous avons eu besoin d’urine positive aux cannabinoïdes. C’est pourquoi

nous avons choisi les urines des personnes ayant dû se soumettre à des prélèvements d’urine effectuées

sur trois semaines consécutives entre 2012 et 2013.

Nous avons également eu besoin d’urine négative, utile pour la préparation des droites de calibration et

des contrôles de qualité interne. Cette urine sera également utilisée pour la fabrication d’urine positive au

THCCOOH à 50ng/ml



4.2. GC-MS

Le GC-MS utilisé pour ce travail est composé de la façon suivante : module de Chromatographie

gazeuse Agilent 6890 N et module de spectrométrie de masse Agillent 5975. La partie GC est équipée

d’une colonne capillaire de 30 mètre de long pour un diamètre de 0,25mm. La phase stationnaire interne

(DB-XLB) 0,250 µm d’épaisseur. L’hélium est utilisé comme gaz vecteur à une pression constante de

16,01 psi. Le volume d’échantillon injecté (MSTFA : ACN (1 :1 ; v/v)) est de 2 µl. L’injecteur ainsi que le

liner sont à une température de 260 °C. Au départ de la méthode la température de la colonne est de 150

°C. Puis celle-ci va progressivement jusqu’à 280°C à une vitesse de 25°C/min. la durée de la méthode

pour obtenir une séparation complète des cannabinoïdes recherchés est de 12,2 minutes. La source

(dans la partie MS) est maintenue à une température de 230°C, tandis que le quadrupole est à 150°C.

Pour chaque cannabinoïde, nous avons sélectionné deux ions d’identification ainsi que leur

correspondant deutéré (SI) : THC m/z 303, 386 ; THC-D3 m/z 306, 389 ; 11-OH THC m/z 371, 459 ; 11-

OH-THC-D3 m/z 374, 462 ; THCCOOH m/z 371, 488 ; THCCOOH-D9 m/z 380, 497. (Annexe 1)

4.3. Standards et solutions

THC, THC-D3 et 11-OH-THC-D3 sont fourni par Lipomed. 11-OH-THC, THCCOOH et THCCOOH-D9 ont

été acheté chez Cerilliant (Texas, Amérique). Les deux ampoules de THCCOOH-glucuronide proviennent

de chez Lipomed (Arlesheim, Suisse) et Cerilliant (différence au niveau de la structure des molécules

entre les deux fabricants). La β- Glucuronidase (E. coli) est fournie par Roche Diagnostic (Rotkreuz,

Suisse). N-Methyl-N-trimethylsilyl-trifluoroacetamide (MSTFA) provient de Macherey-Nagel Gmbh (Düren,

Allemagne). La solution de KOH 11,8N est préparée à partir d’une poudre achetée chez Merck

(Darmstadt, Allemagne). L’acide acétique glacial, 1-chlorobutane, et l’acétonitrile proviennent de chez

Sigma Aldrich (Saint-Louis, Amérique).

Standard interne

Le standard interne (SI) utilisé lors de ce travail a été préparé à l’aide des ampoules de molécules

deutérées (THC-D3, 11-OH-THC-D3 et THCCOOH-D9). Une molécule deutérée est une substance à

laquelle un ou plusieurs atomes d’hydrogène ont été remplacés par un ou plusieurs atomes de

deuterium, dont la masse est double de celle de l’hydrogène. Grâce à cette modification, le temps de

rétention des molécules deutérées est légèrement inférieur ou supérieur à celui des molécules

recherchées, mais surtout son spectre de masse est différent. Le standard interne sert de contrôle pour

les différentes étapes du traitement des échantillons. En cas d’absence du standard interne, il est

possible de suspecter un problème lors de l’extraction et de la dérivation.



Le standard interne sera également utile lors du dosage, du fait que la concentration de celui-ci est

connue. Il a donc, par la suite, été possible de mettre en rapport les valeurs obtenues pour nos

échantillons avec celle du standard interne. Ainsi, il nous est possible de connaître la concentration en

THCCOOH, par exemple, contenue dans nos échantillons.

Fig. 4 : ions spécifiques du THCCOOH-TMS (371 et 488) avec les ions du SI correspondant (380 et 497)

4.4. Calibreurs et contrôles

7 différents points de calibrations ont été créés aux concentrations suivantes : 5 ; 10 ; 25 (2X); 75; 200 et

500 ng/ml pour le THCCOOH et 0,5 ; 1 ; 1,5 (2X) ; 2 ; 3 et 5 ng/ml pour le THC et le 11-OH-THC

préparés à partir de solutions stock à 1µg/ml dans du méthanol. 1 ml d’urine négative y est ajouté afin de

traiter les points de calibration de la même manière que les échantillons.

Pour les contrôles de qualité interne (CQI), le contrôle urinaire liquid chek de Biorad ([150ng/ml

THCCOOH]) a été utilisé. De plus 3 autres CQI ont été créés manuellement dans de l’urine négative aux

concentrations suivantes : CQI A 2ng/ml de THC et 30 ng/ml de THCCOOH, CQI B 4ng/ THC et 100

ng/ml de THCCOOH et le CQI C 2ng/ml de THC-glucuronide et 60 ng/ml de THCCOOH. (Annexe 2)

5. Choix du protocole

Dans un premier temps, trois méthodes d’hydrolyse du THC et de ses métabolites vont être comparées

afin d’en déduire les performances de chacune.

Le but de ce test va être de déterminer quelle méthode offre le meilleur rendement, celle qui offre les

meilleurs résultats dans un minimum de temps et, générant un minimum de frais. Pour ce faire, 10

échantillons urinaires positifs au THCCOOH ont été sélectionnés. Parmi ces échantillons, 5 ont une

concentration inférieure à 100 ng/ml et les 5 autres une concentration supérieure à 100 ng/ml. Chaque



échantillon sera analysé par les 3 méthodes et les résultats obtenus seront comparés entre les 3

méthodes.

Les méthodes qui vont être utilisées sont divisées en 3 parties. Dans un premier temps le THC et ses

métabolites doivent être hydrolysés. Dans la première méthode, une hydrolyse enzymatique a été

choisie, grâce à l’utilisation d’une enzyme d’Escherichia coli, la β-Glucuronidase. Dans la seconde

méthode, l’hydrolyse se fera à l’aide d’hydroxyde de potassium. Il s’agira donc d’une l’hydrolyse chimique

et pour finir nous combinerons les deux hydrolyses.

Lorsque l’échantillon a été hydrolysé celui-ci doit être extrait. Pour ce faire, du chlorobutane sera utilisé.

Celui-ci va permettre d‘extraire le THC et ses métabolites de l’urine. Après agitation et centrifugation, le

chlorobutane ayant une densité inférieure à celle de l’urine, va se retrouver en phase supérieure et

pourra être prélevé facilement. Pour finir, une fois la phase supérieure prélevée et évaporée à l’aide

d’azote, les métabolites extraits au préalable, vont pouvoir être dérivés au MSTFA et injectés sur GCMS.

5.1. Hydrolyse enzymatique

Une fois les tubes prêts avec le standard interne et les différents points des droites de calibration, 1 ml

d’échantillon urinaire (UMPT), de contrôles internes, et également de l’urine négative pour les droites

vont être ajoutés. A la suite de cela, 1 ml de tampon phosphate 0,1M à pH 6,0 sera ajouté, dans le but

d’optimiser l’activité hydrolytique de l’enzyme (β-Glucuronidase), dont 50 μl sera ajouté. L’ajout d’un

tampon à pH 6,0 est nécessaire car la β-Glucuronidase atteint un maximum de son potentiel enzymatique

à ce pH. Après une incubation over-night à 37°C, les échantillons sont prêts pour l’extraction. Pour se

faire, le milieu va être acidifié en ajoutant 450 μl d’acide acétique glacial, puis 4 ml de chlorobutane

seront ajoutés afin de créer 2 phases liquides et d’extraire les substances d’intérêt. Après agitation et

centrifugation, le surnageant sera prélevé et évaporé. Une fois l’évaporation effectuée, les échantillons

peuvent être dérivés au MSTFA et analysés par GCMS. (Annexe 3)

5.2. Hydrolyse chimique

Dans le cadre de l’hydrolyse chimique, la β-Glucuronidase est remplacée par une solution d’hydroxyde

de potassium. Lorsque tous les tubes sont prêts et l’ajout 1 ml d’échantillon étant fait, 125 μl de KOH

11,8N seront ajouté, puis les échantillons seront incuber pendant 15 minutes à une température de 60°

afin de catalysé la réaction. L’hydrolyse étant achevée, il est possible de passer à l’extraction

liquide/liquide qui se passe dans les mêmes conditions que dans le cadre de l’hydrolyse enzymatique.

Une fois l’extraction terminée, la phase supérieure peut être prélevée et évaporée, puis les échantillons

peuvent être dérivés au MSTFA. (Annexe 4)



5.3. Hydrolyse combinée enzymatique et chimique

Pour finir l’hydrolyse en tandem enzymatique et chimique. Celle-ci débutera avec l’hydrolyse

enzymatique. Une fois les tubes prêts avec 1 ml d’échantillon, 50 μl de β-Glucuronidase seront ajoutés

et, les échantillons pourront être incubés en over-night à 37°C. Les échantillons sont repris avec le

protocole de l’hydrolyse chimique au niveau de l’ajout des 450 μl de la solution d’hydroxyde de potassium

11,8N. L’extraction et la dérivation se passent dans les mêmes conditions que pour l’hydrolyse

enzymatique. (Annexe 5)

5.4. Résultat

Au total 3 essais ont été réalisés avec chaque hydrolyse. Les droites de calibrations ont donc été

comparées entre elle après chaque essai. Lors de ces essais, les droites de calibration obtenues avec

chaque méthode pour le THCCOOH a été exploitable. Aucune d’entre elles ne possédaient un coefficient

de corrélation inférieur à 0,98. Concernant le THC c’est l’hydrolyse chimique qui, lors des 3 essais a

démontré des droites de calibration exploitables. En ce qui concerne le dosage de THCCOOH effectué

sur les échantillons en provenance de l’UMPT, c’est une fois de plus l’hydrolyse chimique qui aura

démontré les meilleures équivalences entre les anciens dosages et ceux effectués avec l’hydrolyse

chimique. (Annexe 6)

Bien que l’hydrolyse combinée offre également des droites exploitables, celle-ci ne sera pas utilisée pour

la suite du travail en raison des discordances trop importantes entre les anciens dosages de THCCOOH

et les nouveaux. Concernant les droites de calibration de l’hydrolyse enzymatique celle-ci ne sont pas

exploitables.

5.5. Discussion

Le but de cette étape était de choisir la méthode d’hydrolyse la plus rentable. Après réflexion sur les

résultats obtenus lors des 3 essais, il a été décidé de choisir la méthode chimique pour la suite du travail.

Les raisons qui ont influencé ce choix sont multiples. Notons que ces essais ont été effectués avec du

THC non glucuronide, qui n’est, de ce fait, pas influencé par l’hydrolyse. Nous avons donc choisi de

prendre la méthode qui donnait les résultats les plus cohérents, pour les contrôles et nos 10 échantillons

tests utilisés lors des 3 essais. De plus, le but de base était de trouver la méthode la plus rentable en

fonction de la qualité des résultats obtenus, du temps de réalisation de l’analyse ainsi que du coût généré

par celle-ci. La méthode chimique nous a apporté des résultats plus que satisfaisants par rapport à l’autre

méthode et, de plus, cette méthode nécessite une hydrolyse de 15 minutes contre une hydrolyse en over-

night pour les 2 autres méthodes. De plus, l’hydrolyse chimique utilise une solution de KOH qui est

nettement moins couteuse qu’une enzyme.



6. Mise en pratique du protocole

Lors de cette partie, le protocole d’hydrolyse chimique est mis en pratique sur des échantillons urinaires.

Pour ce faire, environ 219 échantillons d’urine en provenance de l’UMPT ont été sélectionnés. Chaque

urine a été prélevée dans le cadre du test des 3 urines hebdomadaires.

Le but de cette mise en pratique va être de mettre en évidence une éventuelle consommation de

cannabis entre les trois prélèvements, période durant laquelle le patient dit s’abstenir de toute

consommation, grâce à la mise en évidence de faibles concentrations de THC.

Les échantillons urinaires vont par trois, chaque regroupement de trois échantillons correspond à un

patient (excepté pour 13 cas ou nous n’avons que deux urines successives). Pour chaque échantillon, les

anciennes valeurs de THCCOOH dosées par GCMS ont été recueillies, ainsi que les valeurs de

créatinine dosées par réaction de spectrophotométrie.

Pour commencer, les nouveaux résultats ont été comparés avec les anciens. Lors de cette comparaison,

42 échantillons ont été retirés, car ceux-ci ne possédaient aucun résultat pour le THCCOOH ou des

résultats non concordant avec les précédents. Concernant les discordances entre les résultats, il est

possible que le THCCOOH a été dégradé, dû à la dégradation de l’urine durant la conservation. [5]

Afin d’interpréter les résultats, le modèle II selon Huestis sera utilisé comme référence de base. Ce

modèle met en rapport la concentration en THCCOOH après correction avec le paramètre de créatinine,

de la deuxième urine avec celle de la première urine, ainsi qu’entre la troisième et la deuxième urine.

Avant d’établir le rapport entre les différentes concentrations en THCCOOH, celui-ci doit être corrigé

grâce à la valeur de créatinine de même pour les concentrations de THC ([THCCOOH ng/ml] ([THC

ng/ml]) / [créatinine mg/ml]).

Une nouvelle consommation de cannabis est confirmé dès que [THCCOOH] U+1/ [THCCOOH] U > 0,5 et

pour une concentration en THCCOOH supérieure ou égale à 14 ng/ml. Afin de faciliter l’interprétation des

résultats, ceux-ci seront introduits sous forme de tableau à double-entrées. Le noircissement d’une case

se rapportera au rapport entre les concentrations en THCCOOH tandis que les cases rouges

correspondent au THC. La superposition de ces 2 donnera une case rouge et noir. (Annexe 7)



6.1. Interprétation des résultats

Pour interpréter les résultats, un tableau à double-entrées

va être utilisé. Sur ce tableau l’entrée de gauche

correspondra au rapport de la concentration de THCCCOH

présente dans l’urine 2 (U2) sur la concentration de

THCCOOH dans l’urine 1 (U1), de même lors du rapport

entre la concentration de THCCCOH de l’urine 3 (U3) sur

la concentration de THCCOOH de l’urine2 (U2). Si celui-ci

est supérieure à 0,5 c’est la case OUI qui sera noircie. Si ce rapport est inférieur à 0,5 c’est la case NON

qui sera noircie. Même principe est appliqué pour l’entrée supérieure. Là, il s’agit de représenter la

concentration en THC présente dans U2 ou U3. S’il y a présence de THC, c’est la case OUI qui sera

coloriée en rouge et dans le cas contraire la case NON sera coloriée de la même couleur. Différents cas

de figures peuvent cependant être mis en évidence. Voici les 4 cas de figures qu’il est possible de

rencontrer avec ce tableau.

L’abstinence

Si [THCCOOH] U2/U1 (U3/U2) < 0,5 NON

Si [THC] U2 (U3) est non détectée NON

[THC] U2

OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

NON

[THC] U2

OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

NON



Consommation

SI [THCCOOH] U2/U1 (U3/U2) > 0,5 OUI

Si [THC] U2 (U3) > 0,4 ng/ml OUI

Consommation récente : juste avant U2 ou U3

SI [THCCOOH] U2/U1 (U3/U2) < 0,5 NON

Si [THC] U2 (U3) > 0,4 ng/ml OUI

Consommation non récente : juste après U1 ou U2

SI [THCCOOH] U2/U1 (U3/U2) > 0,5 OUI

Si [THC] U2 (U3) est non détectée NON

6.1.1. Interprétation des patients

L’interprétation des cas va se faire de la manière suivante : Dans un premier temps nous allons prendre

tous les patients pour lesquels nous n’avons pas les 3 urines, puis les cas où le rapport entre les

concentrations en THCCOOH est inférieur à 0,5 et pour lesquels le THC n’a pas été mis en évidence

(abstinence). Par la suite nous allons nous intéresser au cas contraire où le rapport entre les

[THC] U2

OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

NON

[THC] U2

OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

NON

[THC] U2

OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

NON



concentrations en THCCOOH est supérieur à 0,5 et, où le THC a été mis en évidence (consommation

avéré par les 2 indicateurs). Puis nous allons nous intéresser au cas où, le THC a pu être mis en

évidence et où le rapport entre les concentrations en THCCOOH est inférieur à 0,5 (consommation

récente). Pour conclure, nous nous intéresserons au cas où le rapport entre les concentrations en

THCCOOH est supérieur à 0,5 et, pour lequel il n’y a pas eu de mise en évidence du THC

(consommation non récente).

Cas non interprétable

Lors de la mise en pratique, 19 cas n’ont pas pu être interprétés car seules 2 urines sur les 3 étaient

interprétables. En effet, lors de l’analyse des échantillons, un problème analytique est survenu impliquant

la disparition du THCCOOH et de son SI. Dans d’autre cas, l’absence d’échantillons est en cause.

Cas inférieur à 14 ng/ml selon Huestis

Quatre usagers font partie de cette catégorie. Pour eux, d’après le modèle de Huestis, lorsque la

concentration en THCCOOH est inférieure à 14 ng/ml, les résultats sont considérés comme négatifs.

Cas d’abstinence

Trois usagers font partie de cette catégorie, il s’agit de toutes les personnes pour lesquelles le rapport

entre les concentrations en THCCOOH est inférieur à 0,5 et que la concentration en THCCOOH est

supérieure à 14 ng/ml pour les 3 urines selon le modèle de Huestis [9]. De plus le THC n’a pas été mis en

évidence.

Cas de consommation

Dans cette catégorie, seuls deux patients ont été mis en évidence. Le rapport entre les concentrations en

THCCOOH est supérieur à 0,5 dans les 2 cas entre l’U2 et l’U1. En revanche pour le rapport, entre l’urine

3 et l’urine 2 le cas 28, est supérieur à 0,5 tandis que le cas 28 est inférieur à 0,5. Pour les 2 cas, une

concentration en THC a été mise en évidence dans l’U2. Dans ce cas de figure, le test d’aptitude est à

refaire. Non seulement le rapport entre les concentrations en THCCOOH est supérieur à 0,5 pour au

moins une des urines, mais une concentration en THC dans l’U2 a été mise en évidence pour les 2

patients.

Cas de consommation récente

Cette situation regroupe un seul consommateur, pour lequel le rapport entre les concentrations en

THCCOOH entre l’U3 et l’U2 est inférieur à 0,5. En revanche, nous avons pu mettre en évidence une

faible concentration en THC dans l’U2. Bien que le métabolisme d’élimination du THC ne soit pas encore



clairement établi, sa durée de demi-vie est estimée entre 1 et 3 jours [5]. En raison de cet intervalle

temporel, il nous est possible d’estimer que le patient a très récemment consommé du cannabis lors de

sa période d’abstinence, mais de manière peu conséquente. Selon le modèle de Huestis, cet usager

n’aurait pas consommé de cannabis. Cependant, selon le modèle établi en fonction de la concentration

en THC, il est possible de mettre en évidence une nouvelle consommation lors de la période

d’abstinence.

Cas de consommation non récente

La grande majorité des résultats se situe dans cette catégorie (25 cas). Pour la plupart des

consommateurs, le rapport entre la deuxième et la première urine et/ou entre la troisième et la deuxième

urine est supérieur à 0,5 mais le THC reste non détecté. Il y aura donc :

[THCCOOH] U2/U1 et U3/U2 > 0,5

Dans un premier temps, les cas 30 à 43 vont être analysés. Il s’agit de tous les cas pour lesquels les

rapports entre les concentrations en THCCOOH sont supérieurs à 0,5.

Pour les cas 30, 32, 35, 40 et 41, la concentration en THCCOOH entre l’U1 et l’U2 diminue, mais le

rapport entre les 2 concentrations n’est pas inférieur à 0,5. D’un autre côté, entre l’U2 et l’U3 la

concentration en THCCOOH augmente, se qui met en évidence une nouvelle consommation entre le

prélèvement de l’U2 et l’U3.

Concernant les cas 31 et 37, dans ces 2 situations, la concentration entre l’U1 et l’U2 augmente, par

conséquence, il y a eu une nouvelle consommation entre les 2 prélèvements. Par la suite, la

concentration entre l’U 2 et l’U3 diminue, mais le rapport entre ces deux ne donne pas un rapport <

0,5.

Pour les cas 33, 42 et 43, les concentrations en THCCOOH entre l’U1, l’U2 et l’U3 ne cessent

d’augmenter entre les trois prélèvements, cela démontre clairement que ces 3 individus ont continué

leur consommation.

Dans les cas 34, 36, 38 et 39, la concentration en THCCOOH diminue d’une urine à l’autre.

Cependant, le rapport entre ces concentrations reste supérieur à 0,5. Bien que la concentration en

THCCOOH diminue entre les différentes urines, cette diminution n’est pas significative d’un arrêt de

consommation selon Huestis [9].



[THCCOOH] U2/U1 > 0,5

Dans cette situation, nous avons 7 patients pour qui le premier rapport entre les concentrations en

THCCOOH entre l’U2 et l’U1 est supérieur à 0,5. Pour les cas 44, 45,46, 47, et 48, le rapport entre

les concentrations en THCCOOH de l’U2 et l’U1 est supérieur à 0,5. Bien que d’une urine à l’autre, la

concentration en THCCOOH diminue, mais cette diminution n’est pas significative d’un arrêt de

consommation selon Huestis [9].

Pour les cas 48 et 49, le rapport entre les concentrations en THCCOOH entre l’U2 et l’U1 est

également supérieur à 0,5. Et pour cause, dans tous les cas, la concentration en THCCOOH est

doublée entre l’U1 et l’U2. Cette augmentation met en évidence une nouvelle consommation de

THCCOOH entre le premier prélèvement et le second. Cependant, la diminution entre le second

prélèvement et le troisième démontre un arrêt de la consommation.

[THCCOOH] U3/U2 > 0,5

Dans cette catégorie, nous avons 4 patients. Pour ces 4 personnes, c’est lors du dernier

prélèvement, en établissant le rapport entre l’U3 et l’U2, qu’une nouvelle consommation a été mise

en évidence. Pour le cas 51, le rapport entre la seconde et la première urine est inférieur à 0,5, ce qui

est compatible avec un arrêt de la consommation. En revanche, la diminution de la concentration en

THCCOOH entre l’U2 et l’U3 n’est pas significative d’un arrêt de la consommation. De ce fait, le

rapport reste supérieur à 0,5.

En ce qui concerne les cas 52 à 54, leur rapport entre l’U2 urine et l’U1 est inférieur à 0,5. En

revanche, pour les 3 cas, il est possible d’observer une augmentation de la concentration en

THCOOH entre l’U2 et l’U3. Cette augmentation n’est pas compatible avec un arrêt de la

consommation. Pour les 4 cas mentionnés ci-dessus, les consommateurs ne semblent pas

consommer entre le premier et le second prélèvement selon Huestis [9]. Cependant entre le 2ème

et le

3ème

prélèvement il est clairement possible de mettre en évidence une nouvelle consommation.

6.2. Discussion

Lors de la mise en pratique de la méthode, nous avions pour but de mettre en évidence d’éventuelles

faibles concentrations en THC dans l’urine. Après traitement des résultats, nous avons pu mettre en

évidence une concentration en THC dans 6 de nos 54 cas de base, donc 3 ne sont pas exploitables en

raison de l’absence de la concentration en THCCOOH pour une des urines. Après avoir mis en pratique

le modèle selon Huestis pour l’interprétation des résultats, il est possible de se rendre compte que, dans

la plupart des cas, ce modèle fonctionne. En revanche, lors de cet essai, un cas fait exception à la règle.



En effet celui-ci présente un rapport entre les concentrations en THCCOOH inférieur à 0,5 mais,

cependant, il est possible de mettre en évidence une faible concentration du THC dans l’U2. Selon le

modèle de Huestis, ce cas serait-donc considéré comme ayant arrêté de consommer. En revanche

d’après la présente interprétation, prenant compte de la présence de THC, ce cas démontre la continuité

de la consommation.

L’intégration de la concentration en THC dans l’U2 et l’U3 permettrait une meilleure interprétation des

résultats. Car, selon le modèle de Huestis, quelqu’un qui consomme, mais chez qui la concentration

urinaire en THCCOOH diminue de moitié entre le moment de la consommation et le moment du

prélèvement serait considéré comme abstinent. Or, si la présence de THC peut être mise en évidence

dans l’urine, le consommateur ne sera plus considéré comme abstinent car, il pourra être prouvé qu’il a

consommé du cannabis entre les prélèvements. Le fait d’ajouté la concentration en THC en plus du

rapport entre les concentrations en THCCOOH permet d’établir des hypothèses d’interprétation

comportemental.

Il serait intéressant de reprendre le même concept mais de standardiser la consommation de cannabis

entre les prélèvements. De ce fait, il serait probablement possible de mettre en évidence du THC dans un

plus grand nombre d’échantillons. De plus, en raison des faibles concentrations en THC dans l’urine, il

serait envisageable de transposer la méthode sur un appareil plus sensible comme par exemple le

GCMS/MS.

Résolutions des problèmes analytiques

Durant la mise en pratique de la méthode, un problème d’ordre analytique fut constaté. En effet, une

baisse de sensibilité de l’automate a été démontrée ainsi que la disparition du THCCOOH et de son

standard interne.

Divers actions ont été entreprises afin d’y remédier :

Changement du lot de MSTFA

Changement de la colonne

Préparation d’une nouvelle solution de KOH

Vérification du protocole (erreur humaine)

Changement de la méthode de chauffage lors de l’hydrolyse bain-marie/étuve

Tous ces essais n’ont pas amélioré la qualité des résultats et le problème ne fut pas encore résolu.



Un dernier essai fut effectué en incriminant cette fois le solvant d’extraction. Une nouvelle bouteille fut

donc ouverte. Après injection des échantillons, extraits avec le nouveau chlorobutane, des résultats

satisfaisants furent obtenus pour le THCCOOH et son standard interne.

7. Test d’une nouvelle ampoule glucuronique

Ce test a été effectué dans le but d’observer une variation de résultats en fonction de l’hydrolyse sur

différents anomères de THCCOOH glucuronide. Pour réaliser cet essai, nous avons utilisé une molécule

de THCCOOH-glucuronide provenant de Lipomed et une autre provenant de Cerilliant. Dans un même

temps nous avons également analysé une solution de THC-glucuronide. Pour pouvoir analyser ces

différentes molécules, nous les avons ajoutées à de l’urine négative et à une concentration de 50ng/ml de

THCCOOH des 2 fabricants créant ainsi 2 échantillons. Nous avons également créé un troisième

échantillon, a 5ng/ml de THC-glucuronide.

Différence entre le THCCOOH-glucuronide de Lipomed et Cerilliant

Lors de cet essai, nous avons volontairement utilisé deux molécules de THCCOOH-glucuronide donc la

structure moléculaire est différente. En effet, il s’agit de deux molécules dites anomériques. Leurs

différences se situent au niveau de leur liaison entre la molécule de THCCOOH et l’acide glucuronique.

La molécule de THCCOOH restant la même entre les deux fabricants, c’est la liaison avec l’acide

glucuronique qui possède l’anomèrie. En effet, la molécule de Cerilliant est dite de forme β, cela signifie

que le groupement acide carboxylique se trouve sur le même plan que le groupement fonctionnel

hydroxyle du carbone anomère. En contre partie la molécule de Lipomed est dite α ; β (50% de la

molécule sous forme α et 50% β). Dans ce cas de configuration, le groupement fonctionnel acide

carboxylique et le groupement hydroxyle de se trouve pas sur le même plan.

Fig. 6 : De gauche à droite, acide α-glucuronique et acide β-glucuronique



7.1. Pratique

Nous avons réutilisé les trois protocoles présentés lors du point 5 pour les 3 hydrolyses (enzymatique,

chimique et combinée). Chaque urine a été testée dix fois avec chaque hydrolyse. Pour notre droite de

calibration, nous avons conservé nos 7 points ainsi que leurs concentrations. Les contrôles restent

également les même qu’utilisés précédemment, soit le contrôle C4 de Biorad et les 3 autres contrôles

fabriqués manuellement au laboratoire. En ce qui concerne le GCMS, la même méthode fut utilisée et

toutes les analyses ont été effectuée après nettoyage de celui-ci, nous n’avons pas effectué de nettoyage

entre chaque série.

7.2. Résultats

Trente échantillons ont été crées à partir des trois solutions préparées au préalable. Pour chaque

méthode d’hydrolyse dix échantillons ont été traités puis injectés sur GCMS. Pour chaque méthode

d’hydrolyse, la moyenne des dix analyses a été calculée et comparée à la valeur cible (Annexe 8).

7.2.1. Hydrolyse enzymatique.

Les résultats obtenus avec l’hydrolyse enzymatique nous donnent de bonne droite pour le THC et le

THCCOOH, en revanche, pour les 11-OH-THC l’ion 488 donne un coefficient de corrélation de 0,811. En

ce qui concerne nos urines, nous avons donc ajouté 50 ng/ml de THCCOOH-glucuronide de Lipomed, la

moyenne des résultats est de 15 ng/ml ce qui est bien loin de la quantité cible. Ceci rend la méthode non

utilisable pour un dosage en routine, l’écart toléré étant de +/- 30%. Pour notre échantillon de

THCCOOH-glucuronide fournit par Cerilliant, la moyenne de nos 10 analyses nous donne une

concentration de 37,7 ng/ml, ce qui se rapproche de notre valeur initiale de 50 ng/ml. Pour finir, l’urine

contenant le THC-glucuronide ne nous a fourni aucun résultat.

7.2.2. Hydrolyse chimique

Dans le cadre de l’hydrolyse chimique, toutes nos droites de calibration offraient de bons résultats.

Aucune droite ne possède un coefficient de corrélation inférieur à 0,99. Concernant les 10 échantillons de

THCCOOH-glucuronide de Lipomed, les résultats nous ont donné une moyenne de 35,3 ng/ml. Les

résultats pour cette molécule sont nettement supérieurs à ceux obtenus précédemment, mais restent tout

de même éloignée de notre valeur cible, tout en demeurant acceptable pour un dosage en routine. Pour

les échantillons de Cerilliant, la moyenne des échantillons est légèrement supérieure à celle obtenue

précédemment à savoir 39,2 ng/ml pour une valeur cible de 50 ng/ml. Là également la méthode demeure



acceptable pour un dosage en routine. Pour la troisième urine, celle contenant du THC-glucuronide,

aucune trace de celui-ci ne fut pas mis en évidence.

7.2.3. Hydrolyse combinée

Concernant notre dernière méthode d’analyse, les droites pour le THC ne sont pas utilisables en raison

d’un coefficient de corrélation de 0,80 pour les 2 ions. De même que pour les 11-OH-THC ou l’ion 488

nous donnent un coefficient de corrélation de 0,62. Ce qui n’est pas problématique car nous n’avons pas

mis en évidence de THC dans la troisième urine et le 11-OH-THC ne fait pas partie intégrante de cet

essai. Concernant les échantillons de Lipomed, la moyenne obtenue avec l’hydrolyse combinée est de

42,3 ng/ml, ce qui nous rapproche de notre valeur cible (50 ng/ml). Concernant la molécule de Cerilliant,

la moyenne obtenue nous donne une concentration en THCOOH de 37,5 ng/ml ce qui est légèrement

supérieure aux 2 autres méthodes d’hydrolyses.

7.3. Discussion

Le but de ce test était d’analyser les 2 molécules de THCCOOH-glucuronide afin d’en observer les

variations analytiques. Lors de ce test, nous avons pu mettre en évidence une variation des

concentrations entre les différentes méthodes d’hydrolyse. Notamment la molécule de Lipomed qui voit

sa concentration doublée entre la méthode enzymatique et chimique. En ce qui concerne la molécule de

Cerilliant, celle-ci présente des résultats plus reproductibles entre l’hydrolyse enzymatique et l’hydrolyse

chimique. En ce qui concerne la solution de THC-glucuronide, nous n’avons malheureusement pas pu

mettre en évidence la présence de THC.

Les résultats obtenus au cours de cet essai, ont démontré que lorsque l’on combine ces deux hydrolyses,

il est possible d’extraire une quantité supérieure de THCCOOH. Ce qui va dans le sens de différentes

publications déjà réalisées à ce sujet [6]. Bien que la mise en évidence d’une quantité plus importante de

THCCOOH puisse être mise en évidence en combinant les 2 hydrolyses, la méthode utilisée au

laboratoire en routine reste la méthode chimique. En effet, l’utilisation de la méthode combinée demande

plus de temps dû à son incubation overnight. De plus, le coût de celle-ci est supérieur à celle de

l’hydrolyse chimique dû à l’utilisation d’une enzyme. Enfin, la différence obtenue entre les différentes

méthodes ne justifie pas l’utilisation d’une méthode ou d’une autre. La méthode utilisée est donc retenue

de par son coût et sa durée d’exécution.

Concernant la solution de THC-glucuronide, aucune des trois méthodes d’hydrolyses n’a réussi à mettre

en évidence la présence de THC. Ceci peut être dû au faite que la solution ne provenait pas d’une



ampoule mère mais, que celle-ci avait déjà été dilué rendant les molécules moins stable. Du fait qu’elle

fut préparée en septembre 2013, il se peut que le THC ce soit totalement dégradé.

8. Conclusion

Lors de la réalisation de ce travail, trois axes principaux ont été définis. Dans un premier temps, il a fallu

déterminer quelle hydrolyse offre le meilleur rendement d’un point de vue des résultats mais également

du point de vue de son coût et de son temps d’exécution. Ce point-là fut atteint avec le choix de

l’hydrolyse chimique.

Par la suite, il été question de mettre en pratique cette hydrolyse chimique pour extraire le THC de l’urine

d’anciens cas UMPT. Le but ici fut partiellement atteint. En effet, il a été possible de mettre en évidence

du THC dans l’urine de 6 cas UMPT, cependant 3 d’entre eux ne sont pas exploitables en raison de

l’absence de la concentration en THCCOOH dans une des trois urines. Chose qui permet également de

mettre en évidence qu’il n’est pas possible d’utiliser le modèle de Huestis avec moins de trois urines. De

plus le GCMS n’est pas un appareil assez sensible pour mettre en évidence le THC dans l’urine en

dessous de 0,4 ng/ml, celui-ci pouvant le plus souvent être présent en faible concentration. Comme

mentionné auparavant, il serait intéressant de renouveler l’expérience mais cette fois-ci en standardisant

la consommation et les prélèvements dans le cadre d’un travail plus conséquent, et d’effectuer les

analyses par GCMS/MS.

Le dernier but de ce travail a été de comparer 2 molécules anomères afin d’observer une différence entre

elles en fonction des différentes hydrolyses. Grâce à ce test, il est possible d’observer une nette

différence entre la molécule sous forme α et la forme β au niveau de l’hydrolyse enzymatique. Dans le

cadre de l’hydrolyse chimique, les concentrations obtenues pour les 2 méthodes se rejoignent et pour

l’hydrolyse combinée, celle-ci a donné des résultats supérieurs à ceux obtenus avec l’hydrolyse

chimique. En ce qui concerne les molécules de THC-glucuronide, aucun résultat n’a pu être interprété. Il

est probable que celui-ci soit complétement dégradé. Il serait intéressant de créer une nouvelle solution

de THC-glucuronide et de l’analyser par GCMS afin de vérifier si l’hydrolyse fonctionne correctement.

8.1. Conclusion personnelle

Tout au long de la réalisation de ce travail, il m’a été possible d’enrichir mes connaissances en matière

de spectrométrie de masse, qu’il s’agisse d’un point de vue théorique ou pratique. Mais aussi en ce qui

concerne la médecine légale, domaine pour lequel je considère un intérêt tout particulier.



Il m’a aussi été possible de découvrir un milieu de travail totalement différent des milieux rencontrés

jusqu’à maintenant. Il s’agit d’un environnement très vaste pour lequel, bien que les procédures

analytiques restent souvent similaires, chaque analyse est différente.

La plus grosse difficulté rencontrée lors de la réalisation de ce travail, a été la résolution des problèmes

analytiques, notamment lors de la mise en pratique de la méthode.

Lors de ce stage il m’a également été possible de recevoir le meilleur cours d’anatomie qui puisse être

donné, en assistant à une autopsie.



9. Bibliographie

1 Nahas, G. (1976) Haschich, cannabis, et marijuana. Presse universitaire de France.

2 Donzé, N. et Ausburger, M. (2008) Cannabis, haschich et Cie un enjeu pour l’individu, la famille et la

société. Editions Saint-Augustin.

3 Convention unique sur les stupéfiants de 1961, (Etat le 23 octobre 2008) consulté le 15.02.2014 dans

http://www.admin.ch/opc/fr/classified-compilation/19610057/index.html

4 Huestis, A. (2007) Human Cannabinoid Pharmacokinetics, CHEMISTRY & BIODIVERSITY – Vol.4, pp.

1770-1799

5 Grotenhermen, F. (2003) Pharmacokinetics and Pharmacodynamics of Cannabinoids, Nova-Institut,

Hürth, Allemagne

6 Huestis, A. (2007) Simutaneous GC-EI-MS Determination of Δ9-Tetrahydrocannabinol, 11-Hydroxy-Δ9-

Tetrahydrocannabinol, and 11-nor-9-Carboxy-Δ9-Tetrahydrocannabinol in Human Urine Following

Tandem Enzyme-Alkaline Hydrolysis, J Anal Toxicol. 2007 pp.477-485

7 Loi fédérale sur la circulation routière (LCR) (Etat le 1er janvier 2014), article 31 alinéa 2, consulté le

23.03.2014 sur http://www.admin.ch/opc/fr/classified-compilation/19580266/index.html

8 Institut Universitaire de Médecine Légale, Chromatographie et spectrométrie de Masse,rédigé par MD

le 08.01.2008

9 Huestis, A. (2009) Urinary Excretion of 11-Nor-9-Carboxy-Δ9-Tetrahydrocannabinol in Pregnant Woman

Following Heavy, Chronic Cannabis Use, Journal of Analytical Toxicology, Vol. 33 pp. 610-614

Amar, B. A., (2004), Parmacologie du cannabis et synthèse des analyses des principaux comités

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psychoactives. Consulté le 12.02.2014 dans http://www.pharmacologie.u-

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http://www.erudit.org/revue/dss/2004/v2/n2/008535ar.html

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No 1. Cosulté le 03.02.2014 dans http://www.cannabis-med.org/french/journal/fr_2006_01_2.pdf

Loi fédérale sur la circulation routière (LCR), (19 décembre 1958 (Etat le 1er

Juillet Juillet 2013). Consulté

le 03.02.2014 dans http://www.admin.ch/opc/fr/classified-

compilation/19580266/201307010000/741.01.pdf

TOX. 40 CANNABIS, toxicologie médicolégale. Consulté le 03.02.2014 dans

http://sfta.org/presentation/membre/COFRAC168v2/CANNABIS%20medleg.pdf

Illustration

Fig.1 : Molécule de THC, image tiré du site http://www.maxisciences.com/thc/wallpaper consulté le

27.03.2014

Fig.2 : Métaboliste du Δ9-THC et THCCOOH, Pharmacokinetics of 11-nor-9-Carboxy-Δ9-

Tetrahydrocannabinol (CTHC) After Intravenous Administration of CTHC in Healthy Human Subjects,

Clinical Pharmacology & Therapeutics (2007) vol. 82. Consulté le 17.03.2014 dans

http://www.nature.com/clpt/journal/v82/n1/full/6100199a.html

Fig.3 : Capture d’écran réalisé 11.03.2014 sur Enhanced ChemStation, Agilent Technologies, Inc, version

E.02.00.493

Fig.4 : Capture d’écran réalisé 11.03.2014 sur Enhanced ChemStation, Agilent Technologies, Inc, version

E.02.00.493

Fig.5 : Capture d’écran réalisé le 10.02.2014 sur le Enhanced ChemStation, Agilent Technologies, Inc,

version E.02.00.493

Fig.6 : acide α-glucuronique et β-glucuronique tiré du site

http://fr.wikiversity.org/wiki/Glucide/Principaux_oses?uselang=de consulté le 12.03.2014

http://www.cannabis-med.org/french/journal/fr_2006_01_2.pdf

http://www.admin.ch/opc/fr/classified-compilation/19580266/201307010000/741.01.pdf

http://www.admin.ch/opc/fr/classified-compilation/19580266/201307010000/741.01.pdf

http://sfta.org/presentation/membre/COFRAC168v2/CANNABIS%20medleg.pdf

http://www.maxisciences.com/thc/wallpaper

http://www.nature.com/clpt/journal/v82/n1/full/6100199a.html

http://fr.wikiversity.org/wiki/Glucide/Principaux_oses?uselang=de



10. Annexes

Annexe 1 méthode GCMS









Annexe 2 : Matériel

Instrument

Bain-marie à agitation

Fabricant : Köttermann

Agitateur

Fabricant : Edmund Bühler GmbH

Model : SM-30-CONTROL

Centrifugeuse

Fabricant : Heraeus

Model : Multifuge 3 S

GCMS

Fabricant : Agilent Technologi

Model GC: 6890 N

Model MS : 5973

Colonne : 30 mètre de long pour un diamètre de 0,25mm. La phase stationnaire interne

(DB-XLB) 0,250 µm d’épaisseur

Etuve

Fabricant : Binder

Evaporateur à azote

Fabricant : Biotage

Model : Turbo Vap LV

Vortexe

Fabricant : Scientific Industries

Model : G560E

Solution

Solution Standard Interne : THC-D3, 11-OH-THC-D3 [0,1µg/ml] et THCCOOH-D9 [0,5 µg/ml]

dans méthanol, préparée à partir d’ampoule :

THC-D3 : Fournisseur : Lipomed



Concentration : 0,1 mg/ml dans méthanol

11-OH-THC-D3 : Fournisseur : Lipomed


THCCOOH-D9 : Fournisseur : Cerilliant


Solution de THCCOOH [1,0 µg/ml] préparée à partir d’ampoule fournie par Cerilliant [1 mg/ml]

Solution de THC [1 µg/ml] préparée à partir d’ampoule fournie par Lipomed [1 mg/ml]

Solution de 11-OH-THC [1 µg/ml] préparée à partir d’ampoule fournie par Ceriliant [0,1 mg/ml]

Solution de THCCOOH-glucuronide [50 ng/ml] préparée à partir d’ampoule fournie par Lipomed

[0,1 mg/ml]

Solution de THCCOOH-glucuronide [50 ng/ml] préparée à partir d’ampoule fournie par Ceriliant

[0,1 mg/ml]

Tampon phosphate pH 6 préparé à partir de poudre fournie par Merck

Β-Glucuronidase E. coli fournie par Roche Diagnostick

Solution de KOH préparée à partir de poudre fournie par Merck

Acide Acétique Glacial 99% fournie par Sigma-Aldrich

N-Methyl-N-Trimethylsilyl.trifluoroacetamide (MSTFA) fournie par Macherey-Nagel GmbH

Chlorobutane fournie par Sigma-Aldrich

Méthanol fournie par Sigma-Aldrich

Acétonitril fournie par Sigma-Aldrich

Matériel de laboratoire

Tube en verre pyrex 10 ml avec bouchons et téflons

Seringue en verre Hamilton

Multipipette avec embouts adaptés

Pipette Pasteur en verre avec poire

Microvials inforcromia 100µl avec bouchons à sertir



Annexe 3 : Hydrolyse enzymatique

ETAPES INFORMATIONS VISA

100 μl THC-D3, 11-OH-THC-D3, THCCOOH-

D9 [sol. à 0.1 μg/ml pour THC-D3/11-OH-

THC-D3 et 0.5 μg/ml pour THC-COOH-D9]

(S MEL 68)

Préparé le

Droite : 0/ 5/ 10/ 25 (2x) / 75/ 200/ 500 ng/ml

THCCOOH

Pipeter : 0/ 5/ 10/ 25 (2x) / 75 μl/ 200 μl/ 500

μl THCCOOH [sol. à 1,0 μg/ml] (S C51.1)

Droite : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0

ng/ml THC

Pipeter : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0 μl

THC [sol. à 1,0 μg/ml] (S T28.1)

Droite : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0

ng/ml 11-OH-THC

Pipeter 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0 μl

11-OH-THC [sol. à 1,0 μg/ml] (S H18.1)

Préparé le

Evaporer sous azote à T°C ambiante

Ajouter 1 ml urine



Ajouter 1 ml de Tampon phosphate pH 6.0

(IV t10)

Le pH doit être entre 6.0 et 6.5 (efficacité

maximum de l’enzyme)

Préparé le

Ajouter 50 μl de β-Glucuronidase (I G3) = E.

coli

Lot N°

Vortexer, chauffer O/N à 37°C

Ajouter 450 μl d’acide acétique glacial (III

A1b)

Lot N°

Ajouter 4 ml de 1-Chlorobutane (I C1a) Lot N°

Agiter 10 minutes

Centrifuger 10 minutes à 2500 t/minutes

Reprendre la phase organique (=supérieure)


Ajouter 100 μl MSTFA (RD 20) Lot N°

Chauffer 10 min à 90°C, laisser refroidir

Transférer dans des microvials et injecter au

GCMS

Analysé le : _________________ Instrument :

Contrôle du « tune » et du mélange GC-MS

Lecture des résultats

Date :



Annexe 4 : Hydrolyse chimique





(S MEL 68)

Préparé le

Droite : 0/ 5/ 10/ 25 (2x) / 75/ 200/ 500 ng/ml

THCCOOH

Pipeter : 0/ 5/ 10/ 25 (2x) / 75 μl/ 200 μl/ 500


Droite : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0

ng/ml THC

Pipeter : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0 μl


Droite : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0

ng/ml 11-OH-THC

Pipeter 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0 μl


Préparé le


Ajouter 1 ml urine

Ajouter 125 μl KOH 11,8 N (IV b3) Préparé le

Incuber 15 min à 60° C (bain-marie sous

agitation), laisser refroidir



Ajouter 450 μl acide acétique glacial (III

A1b), vortexer

Lot N°


Agiter 10 minutes





Chauffer environ 10 min à env. 90° C,

refroidir

Transférer dans des microvials, injecter sur

GCMS




Date :



Annexe 5 : Hydrolyse combinée





(S MEL 68)

Préparé le

Droite : 0/ 5/ 10/ 25 (2x) / 75/ 200/ 500 ng/ml

THCCOOH

Pipeter : 0/ 5/ 10/ 25 (2x) / 75 μl/ 200 μl/ 500


Droite : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0

ng/ml THC

Pipeter : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0 μl


Droite : 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0

ng/ml 11-OH-THC

Pipeter 0/ 0,5/ 1,0 / 1,5 (2x)/ 2,0/ 3,0/ 5,0 μl


Préparé le


Ajouter 1 ml urine



Ajouter 1 ml de Tampon phosphate pH 6.0

(IV t10)

Le pH doit être entre 6.0 et 6.5 (efficacité

maximum de l’enzyme)

Préparé le

Ajouter 50 μl de β-Glucuronidase (I G3) = E.

coli

Lot N°

Vortexer, chauffer O/N à 37°C

Ajouter 125 μl KOH 11,8 N (IV b3) Préparé le

Incuber 15 min à 60°C (bain-marie sous

agitation), laisser refroidir

Ajouter 450 μl d’acide acétique glacial (III

A1b)

Lot N°


Agiter 10 minutes





Chauffer 10 min à 90°C, laisser refroidir

Transférer dans des microvials et injecter au

GCMS




Date :

O

OH

COOH


Site de Lausanne Annexe 6 : résultats hydrolyse chimique

∆ Dosage du THC, du 11-OH-THC e t du THCCOOH dans l'urine par GC/MS Hydrolyse Chimique

Matrice biologique: Urine Appareil utilisé : GC/MS 1006 Opé rate ur : vis

Extraction : liquide/liquide Méthode utilisée :cantms.601 Date :

∆ Courbe s de calibration e t dro ite s de ré gre ssion :

Paramètres d'entrée : Standard interne (SI): substances deutérées

Std THC THC D3 303 386 Std THCCOOH THCCOOH D9 371 488 Std

[µg/L] 303 386 306 389 /306 /386 [µg/L] 371 488 380 497 /380 /497 [µg/L]

0,00 0,000 0,000 0 0 0 1273669 373352 0,000 0,000 0,00

0,50 0,043 0,082 5 156233 49683 1656788 498062 0,094 0,100 0,50

1,00 0,097 0,150 10 196804 61210 927217 271146 0,212 0,226 1,00

1,50 0,140 0,172 25 916340 265333 1755706 514640 0,522 0,516 1,50

2,00 0,156 0,195 75 1,594 1,439 2,00

3,00 0,172 0,262 200 3800585 986295 864802 238622 4,395 4,133 3,00

5,00 0,623 0,400 500 13894132 3767182 1225730 365161 11,335 10,316 5,00

Paramètres statistiques des droites de régression :

Paramètres graphiques des droites de régression :

0,00 0,01 0,00 0,02 0,00 -0,05 0,00 -0,01

5,00 0,41 5,00 0,50 500,00 11,29 500,00 10,31

Equations des droites de régression :

Coefficients de corrélation :



Représentation graphique :

THC ion m/z 303 THCCOOH ion m/z 371

THC ion m/z 386 THCCOOH ion m/z 488

0,0

0,5

1,0

0,00 1,00 2,00

Ra

pp

ort

de

s su

rfa

ce

s :

303/3

06

Concentrations standards [µg/L]

0,0

0,5

1,0

0,00 1,00 2,00

Ra

pp

ort

de

s su

rfa

ce

s :

386/3

89


0,0

5,0

10,0

15,0

0 100 200 300 400 500

Ra

pp

ort

de

s su

rfa

ce

s :

371/3

74


0,0

5,0

10,0

15,0

0 100 200 300 400 500

Ra

pp

ort

de

s su

rfa

ce

s :

488/4

97




∆ Ré sultats du batch :Matrice biologique: Urine Dosage du THC, du 11-OH-THC et du THCCOOH dans l'urine

Le s ré sultats sont e xprimé s e n [µg/L] Opé rate ur : VIS Date :

EchantillonsTHC THC D3 Conc. Conc. THCCOOH THCCOOH D9 Conc. Conc. MOYENNES

303 386 306 389 303 386 371 459 374 462 371 459 Echantillons COOH

Contrôle s : Contrô le s :

X2 ND ND ND ND X2 ND ND

C4 ND ND ND ND C4 ND ND

STD 3 1.49 2.18 24.48 24.80 STD 3 1.8 24.6

Echantillons à quantifie r : Echantillons à quantifier :

Ech. A 1.67 0.90 28.79 30.67 Ech. A 1.3 29.7

Ech. B 5.60 3.51 94.31 98.96 Ech. B 4.6 96.6

Validation ré sultats

Date :

Visa :

∆ Re marque s :

O

OH

COOH


Site de Lausanne Annexe 7 : Tableaux d’interprétation

Cas pas interprétables

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 10,26 8,8 Ø <14ng/ml

THC/créat ng/ml ND ND Ø

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml Ø 8,56 6,94 <14ng/ml

THC/créat ng/ml Ø ND ND

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml Ø 733 308,75


U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml Ø 96,89 42,71


NON NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 4OUI NON

Individu 4OUI NON

NON NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 3OUI NON

Individu 3OUI NON

NON NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 2OUI NON

Individu 2OUI NON

NON NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 1OUI NON

Individu 1OUI NON

O

OH

COOH


Site de Lausanne

U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



[THC] U2 [THC] U3

Individu 8OUI NON

Individu 8OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 7OUI NON

Individu 7OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 6OUI NON

Individu 6OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 5OUI NON

Individu 5OUI NON

NON

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5 OUI



U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml Ø 48.68 ND

THC/créat ng/ml Ø 0.42 ND

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml Ø 15.56 7.17


U1 U2 U3



U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 1201.7 294 Ø

THC/créat ng/ml 0.68 0 Ø

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 9OUI NON

Individu 9OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 10OUI NON

Individu 10OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 11OUI NON

Individu 11OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 12OUI NON

Individu 12OUI NON



U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 288.87 519.6 Ø


U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 13OUI NON

Individu 13OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 14OUI NON

Individu 14OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 15OUI NON

Individu 15OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 16OUI NON

Individu 16OUI NON



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 17OUI NON

Individu 17OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

[THC] U2 [THC] U3

Individu 18OUI NON

Individu 18OUI NON

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NONIndividu 19

OUI NONIndividu 19

OUI



Cas inférieurs à 14 ng/ml selon Huestis

OUI NON Individu 20 OUI NON

OUI OUI

NON NON

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 7,02 10,02 4,58 <14ng/ml

THC/créat ng/ml ND ND ND

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 12,72 9,34 2,27 <14 ng/ml


U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 14,86 11,16 ND <14 ng/ml


U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 6,07 5,86 5,47 <14 ng/ml


OUI

OUI NON

OUI

OUI NONIndividu 23

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

NON

OUI

OUI NONIndividu 23

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON

[THC] U2 [THC] U3

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON NON

Individu 21 Individu 21

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON NON

OUI

OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 20

[THC] U2 [THC] U3

Individu 22OUI NON

Individu 22OUI NON



Cas d'abstinence

OUI NON Individu 24 OUI NON

OUI OUI

NON NON

U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 36,48 15,78 9,75


U1 U2 U3



U1 U2 U3



Individu 24

Individu 25OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

NON

[THC] U2 [THC] U3

OUI NON

OUI

[THC] U2 [THC] U3

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON

OUI NON

Individu 25OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

26 Individu 26

NON NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI



Cas de consommation

U1 U2 U3


THC/créat ng/ml 0,39 0,33 ND

U1 U2 U3


THC/créat ng/ml ND 4,05 ND

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 27OUI NON

Individu 27OUI NON

OUI

NON NON

[THC] U3

Individu 28OUI NON

Individu 28OUI NON

[THC] U2

OUI

NON NON



Cas de consommation récente

U1 U2 U3


THC/créat ng/ml 5,16 1,64 ND

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 29OUI NON

Individu 29OUI NON

OUI

NON NON



Cas de consommation non récente[THCCOOH] U2/U1 et U3/U2 > 0,5

U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



[THC] U3

Individu 32 Individu 32OUI NONOUI NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

NON

[THC] U3

Individu 33

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

NON

OUI NON

OUI

[THC] U2

Individu 33

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

NON

OUI NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

NON

[THC] U2

[THC] U2 [THC] U3

Individu 30

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

NON NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 31

OUI NONIndividu 30

OUI NON

OUI

OUI NONIndividu 31

OUI NON

OUI

OUI

NON NON

OUI



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



NONIndividu 37

OUI NONIndividu 37

OUI

NON

[THC] U2 [THC] U3

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

OUI

[THC] U2

OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 36OUI NON

Individu 36OUI NON

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI[T

HC

CO

OH

]

U3

/U2

>0

.5

OUI

NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 34OUI NON

Individu 34OUI NON

NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

OUI

NON NON

[THC] U3

Individu 35OUI NON

Individu 35



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 40OUI NON

Individu 40OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 38OUI NON

Individu 38OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5 OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5 OUI

NON

[THC] U3[THC] U2

NON

Individu 41

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

NON

OUI NON

OUI

Individu 41

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

NON

OUI NON

OUI

NON

[THC] U2 [THC] U3

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

OUI

NON

Individu 39OUI NON

Individu 39OUI

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

NON

NON

OUI



U1 U2 U3



U1 U2 U3



[THC] U2 [THC] U3

Individu 42OUI NON

Individu 42OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

OUI

NON

OUI NONIndividu 43

OUI

NON

[THC] U2 [THC] U3

NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

OUI[T

HC

CO

OH

]

U3/U

2 >

0.5

OUI

NON NON

Individu 43



Cas de consommation non récente[THCCOOH] U2/U1

U1 U2 U3



U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 41,3 26 13,23


U1 U2 U3



U1 U2 U3



NON NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

OUI

OUI

NON NON

OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 45

OUI NONIndividu 44

OUI NON

OUI

OUI NONIndividu 45

OUI NON

OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 44

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

NON

[THC] U2

[THC] U2

Individu 47OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[THC] U3

Individu 47OUI NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON

[THC] U3

Individu 46 6OUI NONOUI NON



U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3



OUI

NON NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

[THC] U2 [THC] U3

Individu 50OUI NON

Individu 50OUI NON

OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

OUI[T

HC

CO

OH

]

U3/U

2 >

0.5

OUI

NON NON

NON NON

[TH

CC

OO

H]

U2/U

1 >

0.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3/U

2 >

0.5

OUI

[THC] U2 [THC] U3

Individu 49OUI NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 48OUI NON

Individu 48OUI NON

Individu 49



Cas de consommation non récente[THCCOOH] U3/U2 > 0,5

U1 U2 U3



U1 U2 U3



U1 U2 U3

THCCOOH/créat ng/ml 253,64 60 79,87


U1 U2 U3



[THC] U3

Individu 53 Individu 53OUI NONOUI NON

OUI

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON

[THC] U3

Individu 54OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5 OUI

NON

[THC] U2

Individu 54OUI NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5 OUI

NON

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

OUI

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

NON

[THC] U2

[THC] U2 [THC] U3

Individu 51

[TH

CC

OO

H]

U2

/U1

>0

.5

[TH

CC

OO

H]

U3

/U2

>0

.5

NON NON

[THC] U2 [THC] U3

Individu 52

OUI NONIndividu 51

OUI NON

OUI

OUI NONIndividu 52

OUI NON

OUI

OUI

NON NON

OUI



Annexe 8 résultat Cerilliant/Lipomed

enzymatique chimique combinée enzymatique chimique combinée

Nbr é ch. 10 9 9 10 7 8

Moye nne 37.7 ng/ml 39.2 ng/ml 37.5 ng/ml 15 ng/ml 29.4 ng/ml 42.3 ng/ml

Ecart type 1.41 2.49 1.59 3.89 2.49 1.26

CV 0.25 0.22 0.25 0.70 0.39 0.15

Ce rilliant Lipome d

11. Lexique

Termes

Anomère : Modification de la structure de deux mêmes molécules

Cannabinoïde : composant chimique du cannabis

Biodisponibilité : proportion de substance agissant sur l’organisme

Hydrolyser : fait de rompre la liaison entre l’acide glucuronique et le THC

Extration liquide/liquide : extraction des substances d’intérêt présente dans un liquide à l’aide d’un solvant

organique.

Psychoactif : qui a un impact sur le système neveux central

Psychotrope : qui agit sur le psychisme

Xénobiotique : substance présente dans le corps mais étrangère à celui-ci

Abréviations

11-OH-THC : 11-hydroxy-Δ9-tetrahydrocannabinol

CB1/CB2 : récepteur cannabinoïde 1 et 2

MSTFA : N-methyl-N-trimethysilyl-trifluoracetamid

THC : Δ9-tetrahydrocannabinol

THCCOOH : 11-nor-9-carboxy-Δ9-tetrahydrocannabinol

UMPT : Unité de Médecin et Psychologie du Trafic

U1 : première prélèvement d’urine (expertise des 3 lundi)

U2 : deuxième prélèvement d’urine (expertise des 3 lundi)

U3 : troisième prélèvement d’urine (expertise des 3 lundi)

Documents

Dosage du THC urinaire et de ses métabolites : indicateur …, celle-ci sera considérée comme positive, dans ce cas l’expertise de l’UMPT sera défavorable. L’unité de médecine