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Extraction et caractérisation des extraits cireux
de graines de Jatropha curcas pour application
biopesticide
MÉMOIRE
Abdoulaye Diakité
Département de Sols et de Génie Agroalimentaire Programme de Maitrise en Génie Agroalimentaire
Maître ès Sciences (M. SC.)
Québec, Canada
© Abdoulaye Diakité, 2018
iii
RÉSUMÉ Jatropha curcas L. est une espèce trouvée dans presque toutes les régions tropicales. Ces
graines contiennent de l’huile qui convient à la production de biodiesel et par conséquent,
elle a reçu un intérêt mondial en tant que source de biocarburant. Cependant, à ce jour
Jatropha curcas n’a pas atteint son plein potentiel. Outre son utilisation pour la production
de biodiesel, le développement d’autres sous-produits de graines de Jatropha comme la
cire s’ajoute à la valeur économique de cette plante. Cependant, aucune étude détaillée n’a
été apportée sur le rendement en cire de graines de Jatropha et ses utilisations dans la
production de biopesticide.
La présente étude a révélé que le rendement en cire de graines de Jatropha par les méthodes
d’extraction utilisant le n-hexane, l’eau bouillante et l’azote liquide, était de 0,11%, 0,03%
et 0,02%, respectivement.
L’analyse des thermo grammes DSC par calorimétrie différentielle à balayage montre que
la cire extraite par l’hexane est plus complexe indiquant la présence de plusieurs composés
différents, comparée aux cires obtenues par les deux autres méthodes. Ceci est en accord
avec les résultats obtenus au microscope électronique par balayage qui montrent moins de
cire sur la surface et l’intérieur de graines de Jatropha traitées à l’hexane par rapport aux
deux autres solvants.
Le test biologique exploratoire effectué a révélé que les extraits cireux devraient posséder
une certaine propriété biocide. Ils induisaient 100 % de mortalité des larves de stade 4 de
Choristoneura fumiferana à une concentration de 20%.
iv
ABSTRACT Jatropha curcas L. is a species found in almost all tropical regions. The seeds of Jatropha
curcas contain oil that is suitable for biodiesel production and therefore has received global
interest as a source of biofuel. However, so far Jatropha curcas has not reached its full
potential. In addition to its use for biodiesel production, the development of other Jatropha
seed by-products such as wax will add to the economic value of this plant. No detailed
studies have been conducted on Jatropha seed wax performance and its uses in biopesticide
production.
The present study revealed that the wax yield of Jatropha seeds was 0.11%; 0.03% and
0.02% respectively for extraction methods using n-hexane, boiling water and liquid
nitrogen.
Differential scanning calorimetry analysis of the DSC thermograms shows that wax
extracted with the hexane is more complex indicating the presence of several different
compounds, compared to the waxes obtained by the other two methods. This is in
agreement with the scanning electron microscope results which show less wax on the
surface of hexane-treated Jatropha seeds compared to the other two solvents.
The exploratory biological test carried out revealed that the waxy extracts should have
some biocidal property. They induced 100% mortality of stage 4 Choristoneura fumiferana
larvae at a concentration of 20%.
v
Table des matières Résumé ............................................................................................................................... iii Abstract .............................................................................................................................. iv
Table des matières........................................................................................................... v
Liste des tableaux .......................................................................................................... vii Liste des figures ........................................................................................................... viii Liste des acronymes et des symboles............................................................................. ix
Remerciements ............................................................................................................... xi Introduction ......................................................................................................................... 1 CHAPITRE 1. Revue de littérature .................................................................................... 3
1.1. Le pourghère : Jatropha curcas ............................................................................... 3
1.1.1. Description botanique ....................................................................................... 3
1.1.1.1. Morphologie ............................................................................................... 3
1.1.1.2. Taxonomie ................................................................................................. 6
1.1.2. Origine et distribution ....................................................................................... 6
1.1.3. Écologie ............................................................................................................ 6
1.1.4. Usages ............................................................................................................... 7
1.2. Biopesticides ............................................................................................................ 8
1.2.1. Description ........................................................................................................ 8
1.2.2. Potentiel insecticide de Jatropha curcas .......................................................... 9
1.3. Procédés d’extraction de cires ............................................................................... 11
1.3.1. Généralité des cires ......................................................................................... 11
1.3.1.1. Définition ................................................................................................. 11
1.3.1.2. Structure, composition chimique et rôle .................................................. 11
1.3.2. Méthodes d’extraction des lipides en utilisant des solvants ........................... 12
1.3.3. Extraction des cires ......................................................................................... 14
1.4. Le ravageur : Choristoneura fumiferana ............................................................... 16
1.4.1. Description taxonomique et morphologique ................................................... 16
1.4.2. Origine et distribution ..................................................................................... 16
1.4.3. Biologie Choristoneura fumiferana ................................................................ 17
1.4.4. Dégâts et incidences économiques dus à Choristoneura fumiferana ............. 18
1.4.5. Tests aux biocides ........................................................................................... 18
1.5. Conclusion ............................................................................................................. 19
CHAPITRE 2. Hypothèse et Objectifs ............................................................................. 20 2.1. Hypothèse .............................................................................................................. 20
vi
2.2. Objectif .................................................................................................................. 20
2.2.1. Objectif général ............................................................................................... 20
2.2.2. Objectifs spécifiques ....................................................................................... 20
CHAPITRE 3. MATÉRIEL ET Méthodes ....................................................................... 21 3.1. Matériel .................................................................................................................. 21
3.2. Méthodes ................................................................................................................ 21
3.2.1. Méthode par Soxhlet ....................................................................................... 22
3.2.2. Méthode d’immersion dans l’azote liquide..................................................... 23
3.2.3. Méthode par décoction à l’eau ........................................................................ 25
3.2.4. Détermination du rendement........................................................................... 25
3.3. Examen des surfaces de graines de J. curcas par microscopie électronique à balayage (MEB) ............................................................................................................ 27
3.4. Analyse des extraits cireux de graines de J. curcas par calorimétrie différentielle à balayage (CDB) ............................................................................................................ 27
3.5. Test biologique....................................................................................................... 28
3.5.1. Préparation des produits utilisés ..................................................................... 29
3.5.2. Répartition des traitements expérimentaux ..................................................... 29
3.5.3. Suivie des larves ............................................................................................. 29
3.6. Traitement statistique des données ........................................................................ 31
CHAPITRE 4. Résultats et discussions ............................................................................ 32 4.1. Extraction ............................................................................................................... 32
4.1.1. Méthode d’extraction par Soxhlet ................................................................... 32
4.1.2. Méthode d’extraction par immersion dans l’azote liquide ............................. 34
4.1.3. Méthode d’extraction par décoction à l’eau.................................................... 37
4.1.4. Étude comparée des trois méthodes d’extraction des extraits cireux de graines entières de Jatropha curcas ...................................................................................... 38
4.2. Observation des extraits cireux par microscopie électronique à balayage (MEB) 38
4.3. Analyse des extraits cireux par calorimétrie différentielle à balayage (CDB) ...... 40
4.4. Test biologique....................................................................................................... 42
CHAPITRE 5. Conclusion ................................................................................................ 44 Bibliographie..................................................................................................................... 46 Annexes............................................................................................................................. 54 Annexe 1 ........................................................................................................................... 54 Annexe 2 ........................................................................................................................... 56 Annexe 3 ........................................................................................................................... 61 Annexe 4 ........................................................................................................................... 63
vii
Liste des tableaux Tableau 1 : Composition de la graine de Jatropha curcas (Winkler et al., 1997).............. 5
Tableau 2 : Usages des parties de J. curcas (Temesgen, 2016) .......................................... 8 Tableau 3 : Rendement et le temps correspondant des trois méthodes d’extraction ........ 38 Tableau 4 : Anova du pourcentage des extraits cireux de graines de J. curcas extraits par le n-hexane ........................................................................................................................ 54 Tableau 5 : Pourcentage d’extraction des extraits cireux de J. curcas par le n-hexane. .. 54 Tableau 6 : Les données expérimentales correspondantes à la méthode d’extraction par Soxhlet des extraits cireux de graines de J. curcas. .......................................................... 55 Tableau 7 : Poids d’extrait de cires sec et rendement correspondant de la méthode d’extraction par immersion à l’azote liquide des extraits cireux de graines de J. curcas…...................................................................................................................................... 56-58 Tableau 8 : Test d'hypothèses pour les termes linéaires, quadratiques et inter-produits .. 59 Tableau 9 : Estimation des paramètres ............................................................................. 59 Tableau 10 : Test du manque d’ajustement ...................................................................... 59 Tableau 11 : Table Anova ................................................................................................. 60 Tableau 12 : Valeurs propres de l’analyse canonique ...................................................... 60 Tableau 13 : Point stationnaire maximum ........................................................................ 60 Tableau 14 : Anova du pourcentage de cire de Jatropha curcas extrait par l’eau. ............ 61 Tableau 15 : Pourcentage d’extraction de cire de Jatropha curcas par l’eau. ................... 61 Tableau 16 : Poids d’extrait de cires sec et rendement correspondant de la méthode d’extraction par décoction des extraits cireux de graines de J. curcas. ............................ 62 Tableau 17 : Traitement de larves avec McMorran .......................................................... 63 Tableau 18 : Traitement de larves avec de l’hexane mélangés la diète ............................ 64 Tableau 19 : Traitement de larves avec extraits cireux mélangés à la diète ..................... 65
viii
Liste des figures Figure 1 : Parties importantes de Jatropha : (a) branche fleurie, (b) écorce, (c) feuille, (d) pistil, (e) fleur male, (f) coupe transversale de fruit immature, (g) fruits, (h) coupe longitudinale de fruit, (i) graine (Heller,1996). .................................................................. 3 Figure 2 : Fruits et graines .................................................................................................. 5 Figure 3 : Distribution de Jatropha curcas (Heller, 1996) ................................................. 7 Figure 4 : Cycle de vie de C. fumiferana (Rauchfuss et Ziegler, 2011). .......................... 17 Figure 5 : Dispositif de l’appareil Soxhlet sous la hotte chimique…………………….. 22 Figure 6 : Dispositif de l’appareil évaporateur rotatif ...................................................... 23 Figure 7 : Dispositif des extraits cireux par l’azote liquide .............................................. 24 Figure 8 : Dispositif d’extraction des extraits cireux par l’eau bouillante ........................ 26 Figure 9 : Schéma général du processus d’extraction utilisés .......................................... 26 Figure 10 : Microscopie électronique (JEOL, modèle JSM6360LV ; Japon) .................. 27 Figure 11 : Calorimétrie différentielle à balayage (TA Instrument DSC Q1000; Newcastle, USA)............................................................................................................... 28 Figure 12 : Dispositif expérimental pour l’élevage .......................................................... 30 Figure 13 : Dispositif de mise en expérience .................................................................... 30 Figure 14 : Répartition des différentes diètes dans le solo-cups ....................................... 31 Figure 15 : Cinétique d’extraction des extraits cireux de graines de J. curcas par n-hexane........................................................................................................................................... 33 Figure 16 : Effet du rapport volume hexane (mL)/masse graines (g) de J. curcas sur le rendement à différentes durées d’extraction ..................................................................... 34 Figure 17 : Représentation de la surface de réponse ......................................................... 35 Figure 18 : Cinétique d’extraction des extraits cireux de graines de J. curcas par immersion dans l’azote liquide ......................................................................................... 36 Figure 19 : Cinétique d’extraction des extraits cireux de graines J. curcas par décoction........................................................................................................................................ ...37 Figure 20 : Image de la surface par MEB de graines de J. curcas : (a) initial, (b) traité par de l’hexane, (c) traité par de l’azote liquide et (d) traité par de l’eau bouillante. ............. 39 Figure 21 : Thermogrammes des extraits cireux de graines J. curcas : (a) du chauffage, (b) du refroidissement. ...................................................................................................... 41 Figure 22 : Impact de différentes diètes sur la mortalité de larves TBE ........................... 42 Figure 23 : Différents traitements sur le développement des larves. (a) Diète McMorran, (b) Diète McMorran avec Hexane et (c) Diète McMorran avec extrait de Jatropha Curcas ……………………………………………………………………………………………43
ix
Liste des acronymes et des symboles
Anova : Analyse de variance
Btk : Bacillus thuringiensis var. kurstaki
CDB ou DSC : Calorimétrie différentielle à balayage
L : Linné Von Carl
L : N : Lumière par rapport à la nuit
MEB : Microscope électronique à balayage
TBE : Tordeuse des bourgeons de l’épinette
°C : Celsius
g : gramme
g/ha : gramme par hectare
ha : hectare
h.r. : humidité relative
mL : millilitre
μg : microgramme
x
R (%) : Rendement exprimé en pourcentage
tpm : tour par minute
SC-CO2 : dioxyde de carbone supercritique
v/p : volume par poids
xi
Remerciements J’aimerais tout d’abord, remercier ma directrice de recherches, Madame la professeure
Cristina Ratti, pour son soutien scientifique et moral tout au long de mon mémoire.
J’adresse mes remerciements à Céline Paquin, Jocelyne Giasson, Diego Canizares et Thanh
Khuong Nguyen pour leurs supports techniques et leurs conseils au laboratoire.
J’aimerais remercier Monsieur Richard Janvier qui m'a aidé pour la prise de photos en
microscopie électronique.
Je tiendrais également à remercier Véronique Martel chercheuse scientifique au Centre de
Foresterie des Laurentides (Ressources naturelles Canada) pour son implication dans mon
projet d’étude et pour m’avoir fait profiter de sa connaissance entomologique. Un
remerciement particulier va à la technicienne Paule Huron pour son apport technique à la
réalisation de mes expériences sur l’insecte.
Enfin, j’aimerais remercier le projet FASAM (Formation Agricole pour la Sécurité
Alimentaire au Mali), pour l’octroi de ma bourse d’études.
1
INTRODUCTION Récemment le Jatropha curcas L, plante vivace de la famille des Euphorbiaceae, a suscité un
regain d'intérêt dans le domaine de la production de biodiesel. En dehors de son utilisation
potentielle en tant que matière première de biodiesel, il est reconnu que d'autres sous-produits
pourraient également être développés pour augmenter la valeur économique des graines de J.
curcas (Achten et al., 2008).
Notre étude vise la valorisation du Jatropha curcas connu comme plante à potentiel biocide
dont l’huile des graines est utilisée majoritairement dans la production du biodiesel. Nous avons
choisi de valoriser cette plante à travers l’utilisation d’autres parties de la graine du Jatropha et
en particulier la cire. Cette cire de graines de Jatropha curcas se trouve dans l’écorce de leur
noix et elle est composée d'un mélange d’alcool mélissylique et de l‘ester d'acide mélissimique
(Orwa et al., 2009). Les cires sont un mélange de lipides apolaires à longue chaîne qui couvrent
les différentes parties aériennes de la plante et jouent le rôle d'une barrière physique / chimique
vers l'extérieur permettant ainsi de contrôler les transferts de masse et les attaques de ravageurs
(Lecomte, 2009). Les cires ont été considérées comme des sous-produits ou des déchets
provenant de la production d'huile et sont généralement éliminés par les procédés de raffinage
avant la commercialisation des huiles (Kim, 2008).
Pour extraire les cires, de nombreuses méthodes utilisant des solvants organiques ont été
utilisés. En raison de leur hydrophobie intrinsèque, les cires ont principalement été extraites par
des solvants non-polaires (Ohnishi et al., 1986 ; Avato et al., 1990), ou des mélanges de solvants
comme le chloroforme-méthanol, le benzène et d'hexane (Hwang et al., 2002 ; 2004 ; 2005).
Ces solvants sont très efficaces pour dissoudre les lipides. Cependant, ils sont aussi
inflammables, très volatils et toxiques. Face à la demande des consommateurs concernant la
qualité, la sécurité et l'impact environnemental des produits alimentaires, des alternatives à
l’extraction par solvant organique doivent être étudiées. L’extraction avec des solvants dits «
verts » tels que l’azote liquide et l’eau peuvent servir à cette fin. Des études ont montré que les
cire de graines ou de fruits de certaines plantes, peuvent être extraite par l’azote liquide et par
l’eau chaude (Pham et al., 2018 ; Warth, 1947).
2
L'huile de graines, les extraits de graines et les esters de phorbol de l'huile de J. curcas ont été
utilisés pour lutter contre divers ravageurs, souvent avec des résultats positifs (Orwa et al.,
2009). Aussi l’influence de cire épicuticulaire sur le mode d’alimentation d’un insecte
phytophage a été étudiée (Daoust et al., 2010). Ces études nous ont conduit à mener un test
exploratoire en laboratoire, de l’activité larvicide des extraits cireux des graines du Jatropha
curcas Malien.
Ce présent mémoire comportera dans le premier chapitre, une revue bibliographique ; en second
chapitre, l’hypothèse et objectifs ; dans le troisième chapitre, matériel et méthodes ; le
quatrième et dernier chapitre est réservé à la présentation des résultats et discussion à partir
desquels a été tirée une conclusion générale.
3
CHAPITRE 1. REVUE DE LITTÉRATURE
1.1. Le pourghère : Jatropha curcas
1.1.1. Description botanique
1.1.1.1. Morphologie
Jatropha curcas est un grand arbuste aux branches plus ou moins serrées ou un arbre
relativement petit pouvant atteindre une taille de 5 à 6 mètres (Henning, 2003 ; Pellet et Pellet,
2007), exceptionnellement jusqu’à 8 – 10 mètres. Les parties importantes du Jatropha curcas
L sont illustrées dans la Figure 1.
Figure 1 : Parties importantes de Jatropha : (a) branche fleurie, (b) écorce, (c) feuille, (d)
pistil, (e) fleur male, (f) coupe transversale de fruit immature, (g) fruits, (h) coupe
longitudinale de fruit, (i) graine (Heller,1996).
Les feuilles ont une variabilité significative de leur morphologie du vert au vert pâle, alternes à
sub-opposées, et à cinq-lobées avec une phyllotaxie en spirale (Nahar et Ozores-Hampton,
2011). La plante est monoïque et les fleurs sont unisexuées ; il y a parfois des fleurs
hermaphrodites (Dehgan et Webster, 1979). Une fleur est formée de dix étamines disposées en
4
deux spires distinctes de cinq chacune dans une seule colonne dans l'androecium, et à proximité
les unes des autres. Dans le gynécée, les trois styles minces sont reliés aux deux tiers environ
de leur longueur, se dilatant en un stigmate massif bifurqué (Dehgan et Webster, 1979). Les
fleurs sont pollinisées par les insectes, en particulier les abeilles. Chaque inflorescence donne
un bouquet d'environ 10 fruits ovoïdes ou plus.
Le fruit est une capsule presque sphérique, de 4 cm de long et 3 cm d'épaisseur, à trois loges
séparées (les carpelles) contenant chacune une graine. Le fruit est vert lorsqu‘il se forme, puis
il jaunit et devient rouge-noir ridé et rugueux. Il contient 1, 2 ou 3 graines séparées les unes des
autres par une cloison. Sur 50 fruits observés par (Silveira da Cunha, 1934) au Cap Vert, 26
avaient 3 graines, 15 en contenaient 2 et 9 n‘en possédaient qu’une. Les fruits secs et mûrs
restent sur la plante et libèrent rarement les graines, même en tombant au sol, car les carpelles
restent soudés du côté du pédoncule des graines. Les fruits mûrs ont un poids moyen de 2,16 g
(Silveira da Cunha, 1934).
Les graines sont noires marbré ou brunes foncé marbré. Elles mesurent entre 1,5 cm et 2,5 cm
de long, pour une épaisseur comprise entre 0,8 cm et 1,2 cm (Pellet et Pellet, 2007). Les graines,
1 à 3 par fruit, présentent quelques analogies avec les graines de ricin. De forme ovale allongée,
elles sont enveloppées d‘un tégument extérieur très dur à cassure nette, souvent appelé coque.
Sous ce tégument, une pellicule blanche (tégument intérieur) recouvre l'amande (Figure 2).
Cette dernière est formée d'un albumen huileux blanchâtre contenant l'embryon pourvu de 2
larges cotylédons aplatis. Les graines représentent 53 à 62 % du poids du fruit sec (Silveira da
Cunha, 1934) et 15 % du fruit frais (Sucher, 1999).
Les graines contiennent environ 20% d'acides gras saturés et 80% acides gras insaturés et
donnent 25 à 40% d'huile en poids (Garba et al., 2013). Elles contiennent environ 37% de
l’écale et 63% de noyau (Achten et al., 2008). Outre les compositions des graines de Jatropha
(Tableau 1) sont rapportées par Winkler et al. (1997).
5
Figure 2 : Fruits et graines
Composés Graines avec écales (%) Graines sans écales (%)
Matière sèche 94,23
92,00
Matière sèche organique 91,06 88,16
Protéine 17,08 22,24
Huile brute 34,38 54,38
Fibre brute 22,96 2,21
Amidon 0,04 0,15
Sucre
2,67 3,30
Hémicellulose 3,22 0,18
Cellulose brute 13,98 2,91
Lignine 14,25 0,17
Tableau 1 : Composition de la graine de Jatropha curcas (Winkler et al., 1997)
6
1.1.1.2. Taxonomie
Jatropha curcas est une plante du sous règne des Phanérogames, de l’embranchement des
Angiospermes, de la classe des Magnoliopsida, la sous classe des Rosidae, de l’ordre des
Euphorbiales et de la famille des Euphorbiaceae. Cette plante fait partie de la sous-famille des
Crotonoideae (Jussieu, 1789) et du genre Jatropha qui contient environ 170 espèces connues
(Dehgan et Webster, 1979). Dehgan et Webster (1979) ont réétudié la subdivision faite par Pax
(1910) du genre Jatropha. Ils sont arrivés à distinguer deux sous genres (le Jatropha et le
curcas) et rapportent que le Jatropha curcas L. est la forme primitive du genre Jatropha.
1.1.2. Origine et distribution
Un certain nombre de scientifiques ont tenté de définir l'origine de Jatropha curcas, mais la
source reste controversée. Martin et Mayeux (1984) ont identifié l'état de Ceara au Brésil
comme un centre d'origine mais sans donner d'arguments. Dehgan et Webster (1979) citent, la
partie de la flore du Mexique et probablement le nord de l'Amérique centrale. Selon d'autres
sources, le J. curcas semble être originaire d'Amérique centrale ainsi qu'au Mexique où il se
trouve naturellement dans les forêts des régions côtières (Aponte, 1978). A partir des Caraïbes,
le Jatropha a été probablement importé par les navigateurs portugais à partir des îles du Cap-
Vert et de la Guinée Bissau vers les autres pays Africains ainsi qu’en Asie (Heller, 1996)
(Figure 3). Aujourd’hui, cette plante est largement cultivée dans la plupart des régions
tropicales et subtropicales sèches (Garg et al., 2011).
1.1.3. Écologie
Jatropha curcas nécessite pas de type de sol particulier, se développant généralement dans les
sols arides et semi-arides. Il répond très bien aux sols avec un pH non neutre. Le Jatropha peut
pousser sur des sols sablonneux, salins et sur des sols pierreux les plus pauvres, il peut même
pousser dans les crevasses des pierres. Sur le plan climatique, le Jatropha curcas se rencontre
dans les régions tropicales et subtropicales, il résiste très bien à la chaleur mais résiste également
aux basses températures et peut supporter même un léger gel.
7
Son besoin en eau est extrêmement faible, il ne prospère que sur 250 à 600 mm de pluie par an
et peut supporter de longues périodes de sécheresse. Il vit dans les champs ouverts, comme dans
les nouvelles parcelles (Recalde Posso et Duran, 2009).
Figure 3 : Distribution de Jatropha curcas (Heller, 1996) 1.1.4. Usages
Jatropha peut être utilisée dans plusieurs domaines. Chaque partie de la plante de Jatropha telle
que ses feuilles, ses coques de fruits, ses latex et ses graines a ses propres utilisations (Tableau
2) et cela fait de la plante un type polyvalent. Au Mali, les plantes de Jatropha servent de
clôtures des champs de coton (Lutz, 1992 ; Henning et Von Mitzlaff, 1995). Traditionnellement
au Mali l’huile des graines de Jatropha entre dans la production du savon. Elle peut remplacer
le carburant fossile dans les régions éloignées où il n’est pas disponible (Lutz, 1992 ; Heller,
1996). Les tourteaux des fruits en raison de leur teneur en azote (3,2% à 3,8%) peuvent servir
comme engrais organiques (3,2% à 3,8%) (Juillet et al., 1955 ; Moreira, 1970 et Heller, 1996).
8
Parties de J. curcas L. à utiliser.
Usages
Coques de fruits
- Combustibles, fumier vert
Des graines
Huile de graines
- Production de savon, carburant, insecticide, utilisations médicinales.
Tourteaux de graines
- Engrais, production de biogaz, Fourrage (provenant de variétés non toxiques).
Coquille de graine
- Combustibles
Feuilles
- Utilisations médicinales.
Latex
- Substance anti-inflammatoire, contient une protéase de cicatrisation, utilisations médicinales.
Tableau 2 : Usages des parties de J. curcas (Temesgen, 2016)
1.2. Biopesticides
Les produits chimiques de synthèse sont largement utilisés dans tous les pays du monde mais
sont considérés comme écologiquement inacceptables. Par conséquent, il existe une pression
sociale accrue pour les remplacer par des biopesticides (Mazid et al., 2011).
1.2.1. Description
Les biopesticides, « organismes vivants ou produits issus de ces organismes ayant la
particularité de supprimer ou limiter les ennemis des cultures » (Thakore, 2006), sont utilisés
depuis des siècles par les fermiers et paysans. Les produits considérés comme des biopesticides
par les agences de règlementation européennes et mondiales sont d’origines diverses. Ils
peuvent être classés en trois grandes catégories, selon leur nature : les biopesticides microbiens,
végétaux et animaux (Chandler et al., 2011 ; Leng et al., 2011). Les biopesticides végétaux qui
constituent un groupe important de produits phytosanitaires d'origine naturelle, contiennent des
mélanges de substances biologiquement actives, de sorte que les organismes nuisibles et
pathogènes ne peuvent développer de résistance (Saxena, 1983). Par conséquent, l'utilisation
9
de biopesticides végétaux a été recommandée comme une alternative à la protection des plantes
avec un minimum de risques négatifs (Isman, 2006). En particulier, les bioinsecticides
botaniques font depuis longtemps l'objet de recherches dans le but de développer des
alternatives aux insecticides conventionnels. L'utilisation d'extraits de plantes contre les
ravageurs est une tradition à long terme dans le monde, Entre autres en Italie (Dayan et al.,
2009) ; en Chine ancienne (Long et al., 2006), en Égypte, en Grèce et en Inde (Isman, 2006).
1.2.2. Potentiel insecticide de Jatropha curcas
Compte tenu de la grande diffusion de cette plante et de la présence de toxines dans la plupart
de ses constituants, les propriétés biocides du Jatropha ont attiré l'attention des utilisateurs puis
des scientifiques pour lutter contre des insectes prédateurs des cultures ou des stocks, ou contre
des vecteurs de maladies (Domergue, 2008). Nithiyanantham et al. (2013) montrent que les
différents extraits de graines présentent un pouvoir antioxydants important. De nombreuses
observations et tests ont été réalisés sur divers insectes nuisibles. Les expérimentations
complètes se sont efforcées de montrer l'intérêt de la démarche comme substitut à un produit
synthétique, sans effet sur l'environnement. Toutes les parties de la plante ont fait l'objet
d'études : les feuilles, l'écorce mais surtout l'huile.
En 2000, Solsoloy et Solosoy se sont intéressés à la lutte contre les nuisibles du coton. Deux
niveaux de concentration d'huile de Jatropha en pulvérisation (800 et 1 250 mL/ha) ont été
comparés à des insecticides couramment utilisés (profenofos à 400 g/ha et deltamétrine à 12,5
g/ha). Les populations d'insectes nuisibles et utiles ont été évaluées avant et après les
traitements. La récolte a aussi été évaluée, tant d'un point de vue quantitatif que qualitatif. Trois
prédateurs étaient concernés : une sauterelle (Amrarsca biguttula), un aphide (Aphid gossypii)
et une chenille (Helicoverpa armigera). A. gossypii a mieux été contrôlée avec l'huile de
Jatropha qu'avec la deltamétrine, ce qui n'est pas le cas de A. biguttula. Au début des
traitements, les insecticides de synthèse ont été plus efficaces que l'huile de Jatropha sur H.
armigera ; l'huile ayant un effet sur la croissance des insectes, son effet est plus lent que les
produits de synthèse. Les parcelles traitées avec les produits de synthèse ont donné des
rendements supérieurs. Un effet phytotoxique a été observé sur la parcelle traitée avec la plus
10
forte concentration d'huile de Jatropha. A ce sujet, des observations ont montré un effet négatif
important de la deltamétrine sur les insectes utiles, alors que les produits à base d'huiles de
Jatropha ont maintenu ces populations à un niveau suffisant. L'auteur suggère que ce sont les
acides gras qui auraient des propriétés insecticides naturelles, et qu'ils pourraient remplacer les
insecticides de synthèse.
Solsoloy et Solosoy (2000) ont testé des émulsions d'huile en milieu expérimental, contre les
insectes nuisibles des stocks de grains de maïs, Sitophilus zeamays, et de haricot mungo :
Callosubruchus chinensis. Les semences étaient pulvérisées puis séchées. Les dilutions testées
étaient de 0.5, 1.0, 2.5 et 10 %. La toxicité directe du traitement est faible mais l'efficacité du
produit augmente avec le temps. Ainsi, après 2 mois, les dommages aux graines ne sont plus
que de 10 % avec un dosage à 10 % pour S. zeamays et un dosage de 5 % pour C. chinensis. Le
nombre d'œufs déposés diminue, probablement à cause d‘une capacité de reproduction en
diminution et d’une répulsion du produit de traitement pour le dépôt des œufs. Il a été vérifié
que la qualité germinative de la graine n'était pas affectée par le traitement.
Adebowale et Adedire (2006) ont mené une expérience similaire en laboratoire sur
Callosobruchus maculatus, insecte nuisible des graines de niébé, avec des dosages de 0.5, 1.0,
1.5, et 2.0 % d'huile de Jatropha. Ils ont observé une réduction élevée des pontes aux plus fortes
concentrations et une mortalité totale des œufs et des larves quelle que soit la concentration.
Les auteurs en déduisent que les graines sont ainsi protégées pendant 12 semaines, et avancent
que l'effet insecticide pourrait avoir pour origine les stérols et les alcools terpènes contenus dans
l'huile.
Les travaux menés par Ratnadass et al. (1997) ont montré des résultats satisfaisants pour
l’efficacité insecticide d'extraits de J. curcas sur Busseola fusca Fuller (Lépidoptère :
Noctuidae) et Sesamia calamistis Hampson (Lépidoptère : Noctuidae) foreurs des tiges de
sorgho causant de nombreux dégâts au Nigeria et au Burkina Faso. L'efficacité de l'huile de J.
curcas (1 % du milieu nutritif) a été comparée à celle d'esters de phorbol à 0.025, 0.05 et 0.1%
incorporé au milieu nutritif pour S. calamistis et 0.01, 0.1 et 1 % du milieu nutritif pour B. fusca.
Les taux de nymphose ont été nuls pour S. calamistis pour tous les traitements ayant reçu un
11
produit, comme pour B. fusca pour les traitements à 0.1 et 1.0 % d'huile alors qu'il était de 55
% sur le traitement supplémenté à 0.01% et de 70% sur le témoin. Oliveira et al. (2013) a vérifié
les effets des huiles de Jatropha curcas dans l'éclosion des chenilles de Diatraea saccharalis.
Les résultats obtenus, ont montré que les huiles de J. curcas affectaient l'éclosion des chenilles
de D. saccharalis et interféraient dans la durée de la phase d'œuf, présentant ainsi une action
insecticide.
Devappa et al. (2011) indiquent que les phorbol esters isolés de l’huile de Jatropha présentent
une activité antibactérienne significative.
1.3. Procédés d’extraction de cires
1.3.1. Généralité des cires
1.3.1.1. Définition
Le terme anglo-saxon wax tire son origine du vieil anglais weax qui signifie littéralement « nid
d’abeille ». En ce sens, le terme de cire a été très longtemps indissociable de la cire d’abeille,
un solide jaunâtre, hydrofuge et insoluble dans l’eau, cassant à froid, malléable à chaud et
fondant à une température d’environ 63°C. Par extension, toute substance similaire en
consistance, apparence ou composition à la cire d’abeille pouvait être qualifiée de cire. Ainsi
une définition plus large et commune aux biologistes et botanistes pourrait se résumer à « un
mélange de lipides apolaires à longue chaîne » (Lecomte, 2009).
1.3.1.2. Structure, composition chimique et rôle
La cuticule, formant la couche la plus externe des tissus végétaux et étant en contact direct avec
l'environnement, est constituée de cires et de cutine (Tomaszewski et Zielinski, 2014). Les
cires sont des mélanges complexes d'aliphatiques à très longues chaînes comprenant des alcools
primaires (n-alcan-1-ols), des aldéhydes, des acides gras (acides n-alcanoïques) et des esters
d'alkyle, tous se présentant principalement avec des longueurs de chaîne paires. Et les
hydrocarbures, les alcools secondaires et les cétones avec prédominance de longueurs de
12
chaînes impaires. Selon Christie (2011), les cires végétales sont de deux types de cires : les
cires épicuticulaire et intracuticulaire. Les cires épicuticulaires sont présentes dans la surface
extérieure du revêtement de graines alors que les cires intracuticulaire à l'intérieur de la couche
d'enrobage des graines. D’après Buschhaus et al. (2007) la cire épicuticulaire est riche en
alcanes tandis que la cire intracuticulare en alcools primaires et triterpénoïdes. Les cires
épicuticulaires forment généralement un film mince et continu mais peuvent aussi être décorées
de cristaux microscopiques protubérants se présentant sous forme de filaments, de bâtonnets,
de plaquettes, de tubes et de structures dendritiques complexes (Jeffree, 1986 ; Barthlott et al.,
1998). Irmak et al. (2006) montrent que la quantité de cire dans les graines dépend à la fois du
type de graines et de leur variété.
La couche cireuse épicuticulaire agit comme une barrière entre la plante et son environnement
et joue donc un rôle fondamentalement protecteur (Eglinton, 1967 ; Baker, 1982). Les fonctions
les plus importantes sont la réduction de la transpiration et le contrôle des échanges gazeux
(Grncarevic et Radler, 1967 ; Sutter et Langhans, 1982).
D'autres fonctions sont la réduction de la mouillabilité superficielle (Holloway, 1970 ; Juniper
et Southwood, 1983) et la protection contre les agents pathogènes fongiques, les bactéries, les
virus et les attaques d'insectes (Atkin et Hamilton, 1982). Les cires naturelles offrent des
propriétés exceptionnelles dans divers systèmes de produits cosmétiques, pharmaceutiques,
alimentaires et ménagers (Endlein et Peleikis, 2011). Elles sont également appliquées sur la
surface de fruits pour leur conservation (Sreenivas et al., 2011).
1.3.2. Méthodes d’extraction des lipides en utilisant des solvants
Les lipides sont des corps gras caractérisés par leur insolubilité dans l’eau et leur solubilité dans
les solvants organiques. Ils ont pour constituants majeurs les triglycérides et pour constituants
mineurs les phospholipides, les cérides (cires) et les composants de l’insaponifiable (Djandoun,
2012). L'extraction par solvant a été définie comme un procédé de transport de matériaux d'une
phase à une autre dans le but de séparer un ou plusieurs composés des mélanges (Johnson et
Lusas, 1983).
13
Un grand nombre de méthodes d'extraction des lipides ont été développés et décrit à l'échelle
de laboratoire. Parmi eux, le procédé d'extraction par Soxhlet est l'un des plus couramment
utilisés, dans lesquels on utilise des solvants organiques pour solubiliser les lipides à partir de
matières solides. Il est la principale référence à laquelle la performance des autres méthodes de
lixiviation est comparée (Luque de Castro et Garcia-Ayuso, 1998). Comme les lipides sont des
composés hydrophobes, ils sont généralement extraits par l'hexane, le benzène, le chloroforme,
l'éther de pétrole et d'acétone (Hwang et al., 2002). Actuellement l'hexane est le solvant de
choix par les transformateurs d'oléagineux (Johnson et Lusas, 1983). Selon une étude d'Achten
et al. (2008), le n-hexane apparaît comme le plus commun dans l'extraction chimique et celui
qui présente le plus de rendement de 95 à 99%. Le schéma du Soxhlet est indiqué à la Figure 5
(voir matériels et méthodes). Pendant le processus d’extraction, le solvant extrait transporte les
matières extraites avec lui. Ce cycle est répété en continu jusqu'à ce que le chauffage soit arrêté.
Typiquement, l'extraction utilise une grande quantité de solvant et doit être effectuée pendant
plusieurs heures (Sin, 2012). Brossard-González et al. (2010) ont effectué des extractions sur
les graines entières de J. curcas dont les coquilles ont une pigmentation foncée, les solvants
utilisés étaient alcool éthylique et n-hexane. Les températures d’extraction étaient de 50-60°C
pour le n-hexane et de 60-70 °C pour l'éthanol. Probablement, les huiles extraites par les deux
solvants ont des différences de composition marquées en raison des différentes polarités et
constantes diélectriques des solvants. Il est important de noter que l'augmentation du temps
d'extraction à l'éthanol peut faciliter la solubilisation des pigments et des hydrates de carbone
présents. Cependant, dans le cas du n-hexane du fait de son caractère non polaire, les dits
phénomènes de solubilisation ne se produisent pas. Bagan et al. (2012) apportent que l’huile de
Jatropha curcas a été extraite au Soxhlet avec de l’hexane à 69°C après que les graines ont été
convenablement séchées au soleil, triées et débarrassées de toutes les impuretés puis enfin
broyées finement. De même l’huile de Jatropha curcas, a été obtenue par extraction des graines
(finement broyées), au Soxhlet pendant 6 heures à la température de 70°C. Les traces d'hexane
ont été éliminées au rotavapor (Djenontin et al., 2006).
14
1.3.3. Extraction des cires
Pour extraire les cires végétales, les solvants organiques sont généralement utilisés (Christie,
2011). En raison de leur hydrophobie intrinsèque, les cires ont principalement été extraites par
des solvants non-polaire (Ohnishi et al., 1986 ; Avato et al., 1990) des mélanges de solvants
comme le chloroforme-méthanol, le benzène et d'hexane (Hwang et al., 2002 ; 2004 ; 2005).
Les cires peuvent être extraites en utilisant diverses techniques d'extraction par solvant telles
que Soxhlet. Les techniques d’extraction sont les mêmes que celles pour des lipides. Dans le
but supplémentaire de séparation de la cire à partir de l'extrait, deux voies ont été proposées. La
première consiste en une évaporation du solvant à partir du mélange contenant des cires et
mélanger l'extrait de cire avec d'autres solvants polaires (acétone ou d'alcool), suivi par la
précipitation des cires et de la filtration. Le second, en cristallisant les cires par une incubation
du mélange d'extraction à -18 ° C, puis les cires cristallisées sont recueillies par filtration
(Hwang et al., 2002). Hwang et al. (2004 ; 2005) ont appliqué la méthode décrite précédente
pour extraire la cire à base de céréales sélectionnées d'origine coréenne (sorgho, riz brun, riz
violet, blé et maïs). Ces graines ont été chauffées au reflux dans de l'hexane pendant 30 minutes,
le rapport de l'hexane et les graines était de 1 : 1 (v / p). Ces mélanges ont ensuite été filtrés à
basse température et la cire précipitée a été obtenue. Le rendement de cire varie de 0,2 à 0,3%
selon le type de graines et les solvants. Une autre méthode a été décrite par Hemmers et Gülz
(1986), dans lequel les pousses de feuilles ont été extraites deux fois par une courte immersion
dans du chloroforme distillé. Les extraits de cire ont été combinés, filtrés, évaporés à sec, pesés
et ensuite redissous dans un petit volume d’hexane distillé avec un léger réchauffement.
Cependant, les méthodes avec solvants organiques présentent plusieurs inconvénients tels qu'un
fonctionnement qui prend du temps, des solvants dangereux et inflammables et un aspect hostile
à l'environnement et des résidus particulièrement dangereux restant dans les produits finaux.
Au cours de l'extraction de produits naturels de grandes quantités de solvants sont utilisées et
éliminées. Alors son impact sur l'environnement doit être considéré avec soin pendant le
processus de sélection. Les chercheurs et les industries ont développé des « guides verts » à
base de solvants pour mettre en évidence les problèmes environnementaux associés aux
solvants individuels et visent à l'utiliser comme guide des solvants plus écologiques. La plupart
15
des guides de solvants prennent en compte trois domaines principaux : les impacts sur
l'environnement, la santé et la sécurité associés à chaque solvant (Sin, 2012).
La séparation de cires végétales peut être réalisée aussi en utilisant des solvants non organiques
tels que fluides cryogéniques, ainsi que de l’eau (Pham et al., 2018; Warth 1947). La méthode
d'extraction pour les lipides alimentaires connue par le nom d’extraction par fluide supercritique
a récemment été largement documentée pour de nombreuses raisons. Le principe d'extraction
répond à la capacité unique des fluides supercritiques qui peuvent diffuser à travers les solides
comme un gaz, et de dissoudre les matériaux comme un liquide. Le dioxyde de carbone et de
l'eau sont les deux substances couramment utilisées pour extraire des matériaux hydrophobes
et hydrophiles, respectivement. Des méthodes d'extraction par fluide supercritique utilisant du
CO2 (SC-CO2) ont été utilisées pour extraire de nombreuses sources alimentaires et
médicamenteuses puisque le CO2 peut facilement devenir gazeux à l'état ambiant (Lang et al.,
2001).
L’azote liquide est produit à partir d'environ 78% de diazote présent dans l'air atmosphérique.
Il est produit en grande quantité par distillation fractionnée de l'air liquide (CGA, 1981). L'azote
existe en phase liquide, à la pression ambiante, entre -209,86°C (point de fusion) et -195,8°C
(point d'ébullition) (Rockswold et Buran, 1982). Ketata et al. (2013) ont montré que l'azote
liquide pouvait réduire la teneur en cire de la surface des bleuets, ce qui raccourcissait le
processus de séchage. De même, les bleuets, les fruits d'argousier et les raisins verts traités à
l'azote liquide ont montré une diminution des temps de séchage pour différentes méthodes de
séchage (vide, air chaud et lyophilisation). La surface de ces fruits a été observée par
microscopie électronique à balayage avant et après prétraitements à l'azote liquide, indiquant la
disparition de leur cire épicuticulaire, qui est principalement responsable de ralentir le séchage
(Thromas et al., 2010 ; 2011). Une autre étude d’extraction des cires des graines (riz, sorgho et
blé) par l’azote liquide a été effectuée par Pham et al. (2018). Ces céréales ont été immergées
dans l’azote liquide de 1 à 3 cycles à différentes durées d’immersion (0,5 à 10 minutes à la
température de -196 ° C) et différents temps de repos entre les cycles (1-5 minutes à la
température ambiante). L’expérience a été fait en triplicata pour chaque cycle et chaque durée
d’immersion. Les résultats ont montré que le rendement d’extraction le plus élevé était de
16
0,026% (g pds cire/100g pds grain) (riz-11minutes d'extraction), 0,032% (sorgho - 4 minutes)
et 0,025% (blé-13 minutes). Une étude similaire mais avec une légère modification a été
réalisée par (Lours, 2016) sur les graines de lin. L’expérience donne à 20 secondes d’immersion
un rendement optimum de 0,015% (g pds cire/100g pds graines).
Certaines études ont montré que l’eau peut extraire la cire/graisse des graines/fruits. L’eau est
le solvant le plus utilisé en industrie agroalimentaire (Bimbenet et al., 1993). La cire est séparée
des baies Myrica Cordiflolia en les faisant bouillir avec de l'eau lorsque la cire flotte à la surface
et peut être enlevée par écumage. Le processus d'ébullition est poursuivi pendant environ quatre
heures, période au cours de laquelle pratiquement toute la cire est extraite. La cire chaude est
filtrée et recueillie dans des récipients séparés, puis laissée refroidir et se solidifier (Schoeman,
1946). Une autre étude rapporte que l’on peut extraire la cire des baies de Myrica jalapensis
Kunth et de M. xalapensis H.B.K. en les faisant bouillir dans l’eau. A mesure que l’eau bout la
cire blanche-verdâtre surnageant est recueillie au-dessus de l’eau. Il a été rapporté que les baies
contiennent de 7 à 12% de cire blanche-verdâtre extractible à l'eau bouillante (Warth, 1947).
1.4. Le ravageur : Choristoneura fumiferana
1.4.1. Description taxonomique et morphologique
La tordeuse des bourgeons de l'épinette (Choristoneura fumiferana) est un lépidoptère, identifié
et initialement assigné au genre Tortrix. Elle appartient à la famille des tortricidés, d’où elle tire
son nom vernaculaire. Le genre Choristoneura compte environ treize espèces, dont fumiferana
(Harvey, 1985). Le corps d’adulte a une longueur d’environ un demi-pouce et une largeur de
trois quarts de pouce. Les ailes antérieures ont une forme oblongue et des couleurs très
variables. Il y a généralement une tache blanchâtre assez grande et visible au milieu de la marge
supérieure de l'aile antérieure (Mathers, 1932). Toutefois aux premiers stades, la chenille a une
tête noire et des pattes thoraciques de couleur brun foncé (Rose et Lindquist, 1994).
1.4.2. Origine et distribution
La tordeuse des bourgeons de l'épinette (Choristoneura fumiferana) est un insecte indigène en
Amérique du Nord où il est considéré comme le pire fléau des forêts de sapin et d’épinette
17
(Martineau, 1985). L’habitat de la tordeuse est associé à la foret coniférienne et mixte. La
distribution continentale de l’insecte correspond à celle du sapin baumier et de l’épinette
blanche (Harvey, 1985).
1.4.3. Biologie Choristoneura fumiferana
Le cycle de vie de Choristoneura fumiferana se déroule en une seule année (Figure 4). Les
larves de deuxième stade qui passent l'hiver émergent au printemps et commencent à s'alimenter
sous les bourgeons des pousses en expansion. Lorsqu'ils atteignent le quatrième stade au début
de juin, les larves se nourrissent à l'extérieur sur un nouveau feuillage jusqu'à la fin du sixième
stade, puis se purifient sur le feuillage. Les adultes émergent du début à la mi-juillet et pondent
des œufs en masses composées d'environ 20 œufs. Les œufs éclosent et les premiers stades se
dispersent, sans se nourrir, pour produire des hibernacles hivernants sur les branches des arbres
où ils muent jusqu'au deuxième stade et entrent en diapause hivernale (Smith et al., 2002).
Figure 4 : Cycle de vie de C. fumiferana (Rauchfuss et Ziegler, 2011).
18
1.4.4. Dégâts et incidences économiques dus à Choristoneura fumiferana
Les dégâts de la tordeuse des bourgeons de l'épinette sont commis par les chenilles lors de leur
alimentation et ils sont surtout accentués lors du dernier âge larvaire (Martineau, 1985.) La
tordeuse des bourgeons de l'épinette (Choristoneura fumiferana) est un insecte indigène qui
défolie les arbres à feuilles caduques, en particulier le sapin baumier (Abies balsamea) et
l'épinette (Picea spp.), Dans le nord de l'Amérique plusieurs millions d'hectares de sapin
baumier peuvent être tués lors d'une éclosion de la tordeuse des bourgeons de l'épinette
(Simpson et Coy, 1999), décimant à l'échelle régionale la source de bois hautement souhaitable
pour les industries du papier et du bois de sciage (Irland, 1980). La perte annuelle de volume
de bois productif attribuée aux insectes au Canada était d'environ 56,6 millions de m3 de 1977
à 1987. La tordeuse des bourgeons de l'épinette a causé plus de 60% de cette perte de
productivité forestière (Fleming, 2000 ; Sterner et Davidson,1982 ; Hall et Moody, 1994).
1.4.5. Tests aux biocides
Parmi les biopesticides les plus utilisés dans le monde, le Bacillus thuringiensis var. Kurstaki
HD-1 (ATCC 33679) (Btk) est le plus efficace dans la lutte contre la tordeuse des bourgeons
de l’épinette (Glare et O’Callaghan, 2000 ; Valéro et al., 1999). Une expérience a été conduite
sur le système d’interaction tannins d’épinette blanche - Bacillus thuringiensis var. Kurstaki
(Btk) -Tordeuse des bourgeons de l’épinette (TBE) à l’aide d’extraits polyphénoliques de
feuillage et de toxines de Btk incorporés seuls et/ou en combinaison à diverses concentrations
dans un substrat alimentaire artificiel. Les résultats de ces travaux ont montré
qu’individuellement ces deux types de composés (tannins et Btk) ont de sérieux effets délétères
sur l’insecte. Cependant, lorsqu’ils sont présents ensemble dans la nourriture, ces derniers ont
des effets antagonistes mutuels réduisant ainsi leurs effets létaux respectifs envers l’insecte
(Kumbasli, 2005).
Dans une plantation de l’épinette blanche au sud du Québec composée d’arbres résistants et
sensibles à la tordeuse de bourgeons d'épinette, une étude a été menée pour identifier le rôle de
cire épicuticulaire dans les mécanismes de la résistance des arbres à la tordeuse en comparant la
composition de cires foliaires des arbres sensibles et résistants et le mode d'alimentation des
19
larves au premier contact avec le feuillage. Le résultat de cette étude a montré une réduction du
nombre de périodes d'ingestion et une réduction de la durée du premier repas dans le cas des
insectes en présence d'arbres résistants. Lorsque les cires épicuticulaires ont été enlevées, le
nombre de tordeuses qui a passé de la phase de palpage à la phase d'ingestion a augmenté sur
les aiguilles provenant d'arbres résistants. L’analyse chimique a montré que des feuilles
prélevées sur des arbres résistants contenaient à leur surface des concentrations plus élevées de
monoterpènes α-pinène et de myrcène à celles trouvées dans les feuilles prélevées sur des arbres
sensibles. Ceci indique que les monoterpènes dans la cire influencent le mode d'alimentation
de la tordeuse et jouent un rôle important dans la résistance de l'épinette blanche à la tordeuse
(Daoust et al., 2010).
Des bioessais faits à la suite d’applications de tébufenozide sur des arbres en pots dans des
enclos extérieurs ont révélé de multiples effets sur la survie et le recrutement de la tordeuse.
Une exposition chronique (14 jours) de larves d’âge avancé à du feuillage traité a réduit non
seulement leur survie, mais également celle des chrysalides, le succès d’accouplement et la
fécondité des survivants, selon la concentration appliquée. Des traitements produisant un dépôt
foliaire de ~ 0.5–1.5 μg de tébufenozide par g ont causé une forte mortalité. L’exposition à un
dépôt de ~ 0.15–0.5 μg par g a causé une mortalité retardée au cours de la pupaison et la
réduction du succès d’accouplement des survivants. L’exposition à ~ 0.07–0.15 μg par g a quant
à elle réduit la fécondité des femelles accouplées. L’exposition sous-létale n’a eu aucun effet
sur la progéniture des survivants, que ce soit en termes d’éclosion des œufs, de survie en
diapause ou de survie et performance post-diapause (Van Frankenhuyzen et Régnière, 2017).
Les stratégies des grands industriels du secteur phytosanitaire et l’évolution des choix des
consommateurs (Deravel et al., 2014).
1.5. Conclusion
Ces résultats rapportés appuient fermement d’une part que l'azote liquide et l’eau pourraient
être utilisés pour extraire des cires à partir des surfaces végétales comme les graines de Jatropha
et d’autre part, tester l’efficacité de ces extraits cireux sur les insectes.
20
CHAPITRE 2. HYPOTHÈSE ET OBJECTIFS
2.1. Hypothèse
Les extraits cireux de graines de Jatropha curcas peuvent être extraites par des solvants non
organiques tels que l’azote liquide et de l’eau bouillante et pourraient être utilisés comme
biocides naturels.
2.2. Objectif
2.2.1. Objectif général
Développer le bioinsecticide à partir de cires de graines de plantes propre au Mali pour la
protection de cultures.
2.2.2. Objectifs spécifiques
- Étudier différentes méthodes d’extraction par solvant sur le rendement en extraits cireux de
graines de Jatropha curcas.
- Caractériser les extraits cireux par calorimétrie différentielle à balayage et la surface de graines
de Jatropha curcas après extraction, par microscopie électronique à balayage.
- Faire un test exploratoire du potentiel insecticide des extraits cireux sur les insectes nuisibles
(larves de Choristoneura fumiferana).
21
CHAPITRE 3. MATÉRIEL ET MÉTHODES
3.1. Matériel
Les graines de Jatropha curcas ont été achetées au marché du Mali entre novembre 2016 et
février 2017. Elles ont été nettoyées à l’aide des chiffons en tissu pour éliminer les particules
de poussière, puis séchées à l'air sur un plateau en plastique à température ambiante pendant
trois semaines pour éliminer l’humidité résiduelle. Les graines ont été emballées dans des sacs
de plastique de manière à l’empêcher de devenir parasitées ou de propager un parasite pour
ensuite être importées au Canada puis entreposées dans la chambre froide de la Faculté des
sciences de l’agriculture et de l’alimentation de l’Université Laval jusqu’à leur utilisation.
L'azote liquide a été obtenu auprès de Praxair, Canada. Le n-hexane, le papier Wathman, les
vials et les ballons de chauffe ont été achetés au magasin scientifique Biobars Université Laval,
Québec Canada l’équipement Soxhlet a été fourni par Glas-Col 711 Hulman St, Terre Haute,
États-Unis.
Les larves de Choristoneura. fumiferana et le substrat artificiel (diète McMorran) utilisées ont
été fournies par le laboratoire d’entomologie du Centre de foresterie des
Laurentides (CFL),1055 rue du PEPS Université Laval Québec (Québec). Les tordeuses de
bourgeons de l’épinette (TBE) de la souche non diapausante ont été reçues sous forme d'œufs
et ont été élevées sur de la diète artificielle (McMorran, 1965) en chambre de croissance, à 25
±1°C, 60 ± 5% h.r., et sous une photopériode 16h :8h (L : N). Les TBE diapausantes ont été
reçues à différentes périodes de leur développement : œufs, tout juste après avoir tissé
l'hibernaculum, 4, 8, 12, 16, 20 et 24 semaines en diapause et post diapause.
3.2. Méthodes
L’extraction des graines de J. curcas a été effectuée dans un laboratoire du département des
Sols et Génie Agroalimentaire de l’Université Laval. Les solvants utilisés pour l’extraction
sont : l’eau, l’azote liquide et n-hexane. Trois types de procédés d’extraction ont été réalisés :
La décoction à l’eau, l’immersion en azote liquide et l’extraction en Soxhlet (n-hexane).
22
3.2.1. Méthode par Soxhlet
La méthode utilisée a été celle de Hwang et al. (2005) mais avec quelques modifications.
La cire a été extraite des graines de Jatropha en utilisant n-hexane. L’extraction a été réalisée
sur 25 à 50 grammes de graines entières de J. curcas dans un ballon pyrex à fond rond de 250
mL, auxquelles est ajoutée 150 mL de n-hexane. L’ensemble est placé sur un manchon de
chauffage Glas-Col communiqué à un régulateur de tension (Figure 5) dont l’extraction se fait
à une température constante de 69°C et à des temps différents : 15, 30, 60, 90, 120 ,180 et 240
minutes. Le rapport solide / solvant variait de (6 :1 à 3 :1). L’apparition des premières gouttes
dans le ballon marque le début du comptage du temps d’extraction. Une fois l'extraction
terminée, le mélange est filtré à travers un double papier filtre (le papier Whatman #2 ᴓ125mm
et le papier filtre à café conique) et le filtrat récupéré dans un ballon à fond plat de 250 mL a
été évaporé à l’aide d’un évaporateur rotatif de Buchi (Rotavapor R-205 ; T= 42°C et vitesse
de rotation = 100 tpm) (Figure 6) qui consistait dans un premier temps à évaporer le contenu
du ballon jusqu’à 5 mL. Ensuite à transvaser le contenu du ballon dans un vial pesé au préalable
puis rincer le ballon (en vue de détacher des composés lipidiques accolés à la paroi du ballon
d’évaporation) à trois reprises avec chaque fois 5 mL du solvant, qui ont été recueillis dans le
même vial. Dans un deuxième temps le contenu du vial a été évaporé complètement. Trois
répétitions pour chaque temps d'extraction ont été effectuées.
Figure 5 : Dispositif de l’appareil Soxhlet sous la hotte chimique
23
Figure 6 : Dispositif de l’appareil évaporateur rotatif
Les extraits cireux dans le flacon ont été placés sous la hotte chimique pendant 24 heures en
vue d’éliminer éventuel d’hexane résiduel. Le vial été pesé à nouveau afin de déterminer la
masse des extraits. Apres détermination de la masse de cire, elle a été stockée dans le
congélateur à -18°C pour les tests postérieurs.
3.2.2. Méthode d’immersion dans l’azote liquide
L’extraction de la cire a été réalisée selon la méthodologie décrit par Pham et al. (2018) en y
apportant quelques modifications. Un bol de 3 litres en inox (Figure 7) est rempli au 2/3 à
l’azote liquide dans lequel nous plongions 25 g de graines entières de Jatropha placées dans
une passoire. L’extraction se fait à différentes durées d'immersion (de 1 à 10 minutes) et nombre
de cycles (de trois à cinq). Après chaque immersion dans l'azote liquide (-195,8°C) les graines
ont été placés à température ambiante pendant (1 à 3 min) et cela se fait de façon cyclique. Un
cycle a été défini comme étant la période pendant laquelle les échantillons étaient dans l'azote
liquide (Timm) et le temps pendant lequel les échantillons passent à la température ambiante
(Trep). Une fois l’extraction terminée le bol contenant les cires a été laissé à la température
ambiante jusqu’à l’évaporation complète de l’azote liquide. Après cette évaporation, nous
ajoutions 50 mL d’hexane pour rincer le bol. Le mélange hexane-cires est filtré et le filtrat a
été récupéré dans un ballon à fond plat de 250 mL. Afin de bien récupérer toute la cire présente
24
dans le bol, a été rincé deux fois de plus avec 50 mL d’hexane qui ont été filtré respectivement.
Tous les filtrats sont récupérés dans le même ballon. De la même manière que
précédemment nous évaporions le solvant à l’aide de l’évaporateur rotatif de Buchi jusqu’à
avoir environ 5 mL au fond du ballon puis nous transférions le contenu du ballon dans un vial
dans lequel a été évaporée la totalité du solvant.
Les cires recueillies sont stockées dans le congélateur à -18 °C jusqu’à usage ultérieur.
L'expérience a été triplée pour chaque cycle et chaque durée d'immersion.
Figure 7 : Dispositif des extraits cireux par l’azote liquide
Le temps d’extraction total a été calculé selon Pham et al. (2018) par l’équation (1) :
Text = Ncycle x Timm + ( Ncycle - 1) x Trep (1)
où Text : temps d'extraction (min) ; Ncycle : nombre de cycle d'immersion dans l'azote liquide ;
Timm : temps d'immersion (min) ; Trep : durée pendant laquelle les échantillons traités restent à
température ambiante jusqu'à ce qu'ils soient soumis au second traitement (min).
L’impact des paramètres de traitements (temps d’immersion, temps de repos et le nombre de
cycle) sur le rendement en extraits cireux de graines de Jatropha a été déterminé en utilisant un
modèle de surface de réponse. Dans cette étude, on fait l’hypothèse que le rendement de cire
produite par les graines de Jatropha est influencé par ces trois dits paramètres. L’objectif de
25
cette modélisation est de déterminer la combinaison de facteurs d’entrée (temps d’immersion,
temps de repos et nombre de cycles) qui permet d’optimiser la variable de sortie (rendement).
La méthodologie des surfaces de réponse a pour but d’explorer les relations entre une variable
réponse y et plusieurs variables dépendantes 𝑥𝑥1, … , 𝑥𝑥𝑑𝑑 par ajustement d’une fonction
mathématique, dans l’objectif notamment d’optimiser la réponse y. Le principe de la méthode
est de trouver les conditions d’expérimentation optimales en réalisant un nombre restreint
d’expériences. Les résultats des tests d'hypothèses, d’estimation des paramètres, de tests du
manque d’ajustement, de l’analyse Anova et de l’analyse canonique ont été placés dans les
Tableaux 8, 9, 10, 11, 12 et 13 en Annexe 3.
3.2.3. Méthode par décoction à l’eau
L’extraction est réalisée à l’eau distillée dans un bécher de 1 000 mL chauffé jusqu'à l’ébullition
auxquelles a été ajoutée de graines entières avec une proportion de 1/10 (g/mL) pendant 10 à
15 minutes (Figure 8). Après extraction à l’eau les graines ont été séparées du mélange à l’aide
d’une passoire pour être centrifugé à l’aide d’une centrifugeuse (20°C, 10000 tpm, 15 min).
Puis récupérer la phase aqueuse contenant les extraits cireux à laquelle a été ajoutée du n-hexane
(ratio hexane/extrait aqueux :1/4 (mL/mL)). Agiter manuellement pendant 3 à 5 minutes et
laisser le mélange reposer au moins à 15 minutes jusqu'à l’obtention de deux phases, une phase
hexane surnageant et une phase aqueuse puis prélever le surnageant avec une pipette Pasteur et
le transférer dans le ballon en le filtrant avec le papier filtre à café. Éliminer l’hexane du filtrat
à l’aide de l’évaporateur rotatif sous vide jusqu’à un volume d’environ 5 mL. Comme dans les
deux méthodes précédentes le filtrat a été transféré dans le vial auquel la totalité du solvant a
été évaporée. Les extraits cireux obtenus ont été conservés dans le congélateur à -18 °C jusqu’à
leur utilisation postérieure. L'expérience a été triplée pour chaque temps d’extraction.
3.2.4. Détermination du rendement
Le poids de l’extrait sec a été déterminé par la différence entre le poids du vial plein (après
évaporation) et le poids du vial vide (avant évaporation). Le pourcentage du rendement a été
calculé en utilisant l’équation (2) :
26
𝑅𝑅(%) = Poids d′extraits cireux(g)Poids de graines (g)
x 100 (2)
Figure 8 : Dispositif d’extraction des extraits cireux par l’eau bouillante
La Figure 9 résume la procédure d’extraction de cires aux trois méthodes étudiées.
Figure 9 : Schéma général du processus d’extraction utilisés
Extraction à l’azote liquide Extraction à n-hexane
Extraction à l’eau
Filtration
Filtrat
Extraits aqueux
Centrifugation
Évaporation
Hexane
Phase aqueuse
Conservation à -18°C pour tests ultérieurs Extraits cireux
Surnageant
Extraits cireux brutes
Graines de Jatropha curcas
27
3.3. Examen des surfaces de graines de J. curcas par microscopie
électronique à balayage (MEB)
Les graines ont été d'abord nettoyées de manière à leur ôter les impuretés, puis séchées. Ensuite
les graines sont métallisées avec du palladium dans une chambre à plasma d'argon. Les
observations ont été portées sur des graines non traitées et des graines traitées de Jatropha aux
différents solvants, vues sous différents angles dans le but de visualiser les cires à la surface de
l’ensemble de revêtement de graines. Les graines ont été placés sur le support d'observation du
microscope électronique à balayage de type JEOL, JSM 6360 LV (Figure 10). Les surfaces de
graines ont ensuite été observées par le microscope fonctionnant à une tension d'accélération
de 15 kV et un grossissement de 1000 X.
Figure 10 : Microscopie électronique (JEOL, modèle JSM6360LV ; Japon)
3.4. Analyse des extraits cireux de graines de J. curcas par calorimétrie
différentielle à balayage (CDB)
Les caractéristiques thermiques des échantillons de cire ont été mesurées à l'aide de la
calorimétrie différentielle à balayage (TA Instrument DSC Q1000 ; Newcastle, USA) voir
Figure 11 ci-dessous. L'indium a été utilisé comme référence et les mesures ont été utilisés
28
comme référence et les mesures ont été effectuées sous un flux d’azote de 50 mL/min. Les
échantillons de (1-10 mg) ont été pesés et placés dans de microcapsules de fusion en aluminium
qui sont ensuite scellées hermétiquement puis placées à l’intérieur de la chambre calorimétrique
à balayage avec le récipient de référence vide. Après refroidissement par de l'azote liquide,
l'échantillon a été chauffé de 20°C à 90°C à la vitesse de 10°C / min, maintenu à 90 °C pendant
1 min et refroidi à -30 ° C à 10 ° C / min. Après maintien de l'échantillon à -30 ° C pendant 1
min, il a été chauffé de -30 à 90°C à 10°C / min et maintenu pendant 1 min à 90°C. Les deux
étages de chauffage et de refroidissement fonctionnaient à 20 mL / min de gaz de purge et à 50
mL / min de gaz de protection (azote gazeux). Chaque essai à la calorimétrie différentielle a été
effectuée en double.
Figure 11 : Calorimétrie différentielle à balayage (TA Instrument DSC Q1000; Newcastle,
USA).
3.5. Test biologique
Les extraits cireux de graines de Jatropha curcas (Figure 13a) obtenus précédemment à partir
des différentes méthodes d’extraction ont servi pour les tests biologiques. L’objectif de ces
essais biologiques consistait à avoir une idée préliminaire de l’impact insecticide des extraits
cireux de Jatropha sur les larves de Choristoneura fumiferana. Les Tordeuses de bourgeons
d’épinette de la souche non diapausante ont été reçues sous forme d'œufs et ont été élevées sur
de la diète artificielle (McMorran, 1965) en chambre de croissance (voir Figure 12), à 25 ±1°C,
29
60 ± 5% h.r., et sous une photopériode 16h : 8h (L : N). Des larves de 4ème stade de la TBE ont
été utilisées lors des traitements puisque ce stade de développement est une préférence lors des
épidémies, par les agents d’applications de contrôle (Pedersen et al., 1997).
3.5.1. Préparation des produits utilisés
La diète a été préparée selon la méthode de McMorran (1965) avec une légère modification.
Elle comportait deux grandes étapes. La première était de produire en grande quantité le régime
alimentaire en vue de la conserver sur une longue période de temps au congélateur. La deuxième
étape a consisté à décongeler la diète préparée (Figure 13b), la chauffer dans un four micro-
ondes de façon à la rendre liquide et permettre l’incorporation des vitamines (ratio = 1g/99,4g
de diète) et des extraits cireux (ratio = 1g/5g de diète). Le mélange a été ensuite coulé dans les
cups solo prépesés dans lesquelles les insectes sont placés pour l’expérience (voir Figure 14).
3.5.2. Répartition des traitements expérimentaux
La recette de 45g de McMorran a été répartie en trois parties de traitement à savoir le traitement
1 ou témoin (diète McMorran) ; le traitement 2 (diète McMorran + Hexane à 1/100 du mélange)
et le traitement 3 (diète McMorran + extrait de Jatropha Curcas à 20/100 du mélange). Pour
chaque traitement, 5 petit solo-cups ont été préparés avec 5 larves par cup. Donc 25 larves du
stade 4 ont été placées par traitement (voir Figure 14).
3.5.3. Suivie des larves
Le temps a été suivi en jours juliens. Le jour julien est la base d'un système de datation
consistant à compter le nombre de jours et fraction de jour écoulés depuis une date
conventionnelle fixée. La datation en jours juliens rend particulièrement simples les calculs sur
les dates puisqu'elle est indépendante de cycles calendaires complexes (durée inégale des mois,
mois intercalaires, jours supplémentaires, années bissextiles, etc.).
A l’intérieur de la chambre les larves ont été laissées s’alimenter dans les solo-cups. Ainsi, le
jour julien a été noté ainsi que le développement, la mortalité des larves, le poids et le sexe des
chrysalides, s’il y a lieu.
30
Figure 12 : Dispositif expérimental pour l’élevage
(a) Extraits cireux (b) diète
Figure 13 : Dispositif de mise en expérience
31
Figure 14 : Répartition des différentes diètes dans le solo-cups
3.6. Traitement statistique des données
Les expériences d’extraction ont été répétées trois fois. L’analyse de variance a été utilisée pour
tester la différence entre les moyennes de rendement et de comparaison de l'efficacité des trois
méthodes d'extraction, qui ont été analysées par le test multiple-rang du test de Duncan a un
niveau de signification de 95% (P <0,05) en utilisant le logiciel statistique 9.4 (SAS Institute,
USA).
32
CHAPITRE 4. RÉSULTATS ET DISCUSSIONS
4.1. Extraction
Les solvants utilisés dans cette étude ont été du n-hexane, de l’azote liquide et de l’eau
bouillante. Les résultats de cette partie d’étude ont porté principalement sur le rendement
d’extraction des extraits cireux par ces trois méthodes d’extraction et les facteurs qui pouvaient
les influencer, en vue de leur optimisation.
4.1.1. Méthode d’extraction par Soxhlet
La cinétique de l'extraction de cires est présentée à la Figure 15. Les expériences réalisées pour
déterminer la cinétique d'extraction de cires ont été effectuées entre 15 et 240 min. La quantité
de cires extraite à chaque temps a été identifiée sur la base du rendement. Sur le graphique de
la cinétique d’extraction (Figure 15), on observe que l’extractibilité augmente avec le temps
d’extraction jusqu’à une valeur d’équilibre à partir de laquelle l’augmentation devient
négligeable. L’extraction est presque complète après 120 minutes avec un rendement
d’équilibre de 0,11%. On observe à partir de l’analyse de variance du tableau (Anova en Annexe
1) qu’il n’y a pas de différence significative entre les moyennes à partir de 120 minutes. Par
conséquent, après 120 min d'extraction, l’extraction de cires de graines de Jatropha est
supposée atteindre l'équilibre. Pour la même durée d’extraction, les quantités de cires extraites
de graines de Jatropha restent un peu inférieures à celles obtenues par Pham et al. (2018) dans
l’extraction de cires de certaines céréales (blé=0,12%, riz=0,18% et sorgho=0,30%). Selon
Hwang et al. (2004 ; 2005) pour les mêmes plantes céréalières le rendement de cire était de 0,2
à 0,3% pour un temps d’extraction optimale de 30 min.
33
Figure 15 : Cinétique d’extraction des extraits cireux de graines de J. curcas par n-hexane
Le ratio entre la masse des solides et la quantité du solvant a un rôle important sur l’efficacité
d’extraction. Le volume du solvant doit être assez important afin d’assurer l’immersion totale
du solide mais aussi des produits extraits pendant le processus d’extraction évitant la saturation
(Eskilsson and Björklund, 2000). L'effet du rapport solvant/solide sur rendement est montré sur
la Figure 16 à différentes durées d’extraction. L’extractibilité a augmenté lorsque le rapport du
solvant au solide a été augmenté de 3 : 1 à 6 : 1. A une durée d'extraction de 120 min,
l'extractibilité était de 0,07% et de 0,11% si les rapports du solvant au solide étaient de 3 : 1 et
6 : 1, respectivement. Il y a une augmentation nette du rendement en cires de graines du
Jatropha avec augmentation du rapport solvant/solide. Par conséquent, si la durée d'extraction
est proche du point d'équilibre d’extraction de cires, un rapport solvant/solide de 6 : 1 pourrait
être choisi pour atteindre un niveau plus élevé d'extractibilité.
Il faut noter qu’il n’y a pas eu augmentation apparente du rendement d'extraction avec une
augmentation supplémentaire du rapport solvant/solide ou du temps d'extraction.
34
Figure 16 : Effet du rapport volume hexane (mL)/masse graines (g) de J. curcas sur le rendement à différentes durées d’extraction
4.1.2. Méthode d’extraction par immersion dans l’azote liquide
La présente étude d’extraction par immersion dans l’azote liquide a été d’identifier l'impact des
paramètres de traitement (temps d’immersion, temps de repos et nombre de cycles) sur le
rendement en extraits cireux. Les données expérimentales obtenues ont été placées dans le
Tableau 13 à l’Annexe 2. Pour analyser les résultats de cette expérience, nous avons proposé
un modèle de surface de réponse qui permet de déterminer la combinaison de facteurs d’entrée
(temps d’immersion, temps de repos et nombre de cycles) pour optimiser la variable de sortie
(rendement).
En considérant la forme non codée de l'analyse canonique, le modèle de surface de réponse
développé prédit que le rendement de cire des graines de Jatropha est maximisé lorsque le
temps d’immersion (Timm) est de 8,15 minutes, le temps de repos (Trep), de 2,76 minutes et le
nombre de cycles, de 4,32. Cependant, il faut tenir compte que l’analyse d’Anova (SAS version
35
9.4) a montré que les temps de repos et d’immersion ont un impact significatif sur le rendement,
mais l’effet de nombre de cycles est non significatif (5%). La représentation de la surface de
réponse par rapport aux facteurs "Timm" et "Trep", en fixant le nombre de cycles (la variable de
facteur la moins significative) à sa valeur optimale estimée, se trouve dans la Figure 17.
Figure 17 : Représentation de la surface de réponse
La Figure 18 montre la cinétique d’extraction des extraits cireux de graines de J. curcas,
effectuée entre 1 à 10 minutes d’immersion. La quantité de produits extraits à chaque point a
été identifiée sur la base du rendement.
36
Figure 18 : Cinétique d’extraction des extraits cireux de graines de J. curcas par immersion dans l’azote liquide
De la Figure 18, il est constaté que le rendement en extraits cireux de graines augmente avec le
temps et atteint un l’équilibre en 5 min avec un rendement de 0,019%. L’augmentation du
rendement après 5 min pourrait être expliquée du fait que les graines entières de J curcas ont
été brisées lorsqu'ils ont été immergées plus de 10 minutes dans de l'azote liquide (à -195,8 °C).
Il est à noter que les rendements de cire obtenus à partir d'une immersion dans l'extraction de
l'azote liquide étaient de 0,011% pour les grains de lin en 20 secondes d’immersion (Lours,
2016), et de 0,015% pour les grains de blé immergés durant 3 minutes (Pham et al., 2018).
On peut conclure que l’effet du nombre de cycles n’a pas été significatif sur le rendement des
extraits cireux à partir de graines entières de J. curcas. Il faut aussi ajouter que le rendement
maximal en considérant la forme non codée de l'analyse canonique a été de 0,024% avec 8
minutes de temps d'immersion et 3 minutes de temps de repos.
37
4.1.3. Méthode d’extraction par décoction à l’eau
Le Tableau 16 (Annexe 3) présente les données expérimentales obtenues par cette méthode
d’extraction. La Figure 19 montre la cinétique d’extraction des extraits cireux de graines de J.
curcas, effectuée à l’eau en ébullition pendant 1 à 15 minutes d’immersion. La quantité de
produits extraits à chaque point a été identifiée sur la base du rendement. On peut observer sur
la Figure 19 que le rendement maximal est de 0,032% obtenu en 5 minutes. A partir de l’analyse
de la variance du Tableau 14 (Anova, Annexe 3), on observe que les moyennes du rendement
ne sont pas significativement différentes, indiquant que l'impact du temps d’extraction n'a pas
été significatif sur le rendement d'extraction des extraits cireux de graines entières de J. curcas.
Cela peut être due à la taille de graine, la nature du solvant et le contact entre la graine et le
solvant. Mais il faut cependant ajouter le malaxage manuel effectué pendant l’extraction. Ce
malaxage a consisté à mettre en contact toutes les faces de graines avec du solvant et cela à
l’aide d’une spatule. La défaillance de cette manipulation dans un traitement à l’autre pourrait
réduire le rendement de l’extraction même si la durée d’extraction est plus élevée comme
l’indique l’allure de la cinétique d’extraction.
Figure 19 : Cinétique d’extraction des extraits cireux de graines J. curcas par décoction
38
4.1.4. Étude comparée des trois méthodes d’extraction des extraits cireux de
graines entières de Jatropha curcas
Cette comparaison a portée essentiellement sur les moyennes optimales du rendement
d’extraction des extraits cireux obtenus par les trois méthodes d’extraction, résultats qui sont
mentionnés dans le Tableau 3.
Solvants d’extraction
(mL)
Rendement
(g d’extraits cireux secs/100g
de graines séchées)
Temps d’extraction
(minute)
N- hexane 0,11% 120
Azote liquide 0,02% 5
Eau bouillante 0,03% 5
Tableau 3 : Rendement et le temps correspondant des trois méthodes d’extraction
Le rendement le plus élevé a été obtenu par la méthode d’extraction par Soxhlet en utilisant de
l’hexane suivi, par la méthode d’extraction par décoction à l’eau et enfin, celle par immersion
dans l’azote liquide. Le rendement de l’extraction avec de l’hexane est 4 fois plus élevé que
celui avec de l’eau bouillante et 6 fois plus élevé qu’avec de l’azote liquide. Ce pendant le temps
d’extraction avec l’hexane est 24 fois plus élevé que celui requise pour effectuer l’extraction
avec les deux autres solvants. D'une manière générale, on peut conclure que l'extraction avec
du n-hexane donne des rendements plus élevés, mais elle dure très longtemps (120 min) par
rapport aux deux autres méthodes (5 min).
4.2. Observation des extraits cireux par microscopie électronique à balayage
(MEB)
Des graines à l’état frais et celles traitées aux différents solvants ont été observées au MEB. La
Figure 20 illustre l’image de la surface de graines de J. curcas.
39
(a)
(b)
(c)
(d)
Figure 20 : Image de la surface par MEB de graines de J. curcas : (a) initial, (b) traité par de l’hexane, (c) traité par de l’azote liquide et (d) traité par de l’eau bouillante.
40
En comparant la surface de la graine non traitée avec des graines traitées, il est à noter que la
graine à l’état initial possède plus de cires que les graines traitées, indiquant l’impact des
solvants. La même comparaison a été faite entre les images de surface des graines traitées. On
peut observer que la graine traitée à l’hexane présente moins de cires que les deux autres graines
traitées. Nous pouvons même observer la forme hexagonale des cellules découvertes par la
pénétration de l’hexane. Cela explique que n-hexane à un impact plus important sur la surface
de graine de Jatropha en terme du rendement et de la cinétique d’extraction. Ce résultat est en
corrélation avec le rendement des extraits cireux obtenus précédemment.
4.3. Analyse des extraits cireux par calorimétrie différentielle à balayage
(CDB)
Les thermogrammes CDB des extraits cireux obtenus par les différents solvants pendant le
chauffage et le refroidissement avec un programme de 10 ° C / min chacun sont représentés sur
la Figure 21 ci-dessous.
D'après ces résultats, des variations dans la composition et la distribution des composants ont
été observées entre les extraits cireux de l'hexane, de l’azote liquide et de l’eau bouillante.
Les courbes des cires extraites à l’hexane ont montré un large pic avec une gamme de point de
fusion de 21,73 - 56,34 °C et de solidification de 5,50 - 42,69°C. Ces cires extraites à l'hexane
sont plus complexes et comportant de différents composés, ce qui peut être dû à l'extraction non
sélective de l'hexane contrairement aux extraits obtenus par l’azote liquide et de l’eau
bouillante. Les points de fusion et de solidification respectivement étaient de 64,04 et 43,60°C
respectivement pour les extraits de l’azote liquide et de 49,51 et 38,51°C pour de l’eau
bouillante. Ces températures de fusion de cires restent inférieures aux températures de fusion
de cires extraites du Carnauba (80 à 86°C), de Candelilla (68 à 70°C), (Lecomte, 2009) ;
supérieures à celles du Jojoba (6,8 à 7,0 °C) (Martin, 1979).
On peut observer que les présents résultats sont en accord avec ceux présentés précédemment
(MEB). Il est à noter que le premier pic sur chacun des thermogrammes a été exclu de l’analyse
pour manque d’information sur cette partie. Mais on peut suggérer que les structures cristallines
41
n’étaient pas encore suffisamment reconstituées ce qui pourraient expliquer globalement les
points de fusion inférieurs (1°C).
(a)
(b)
Figure 21 : Thermogrammes des extraits cireux de graines J. curcas : (a) du chauffage, (b) du
refroidissement.
-2,5
-2
-1,5
-1
-0,5
0
0,5
1
1,5
-40 -20 0 20 40 60 80 100
Heat
Flo
w (W
/g)
Temperature (°C)
Cire extraite à l'eaubouillante
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
-40 -20 0 20 40 60 80 100
Heat
Flo
w (W
/g)
Temperature (°C)
Cire extraite à l'eau bouillanteCire extraite à l'hexaneCire extraite à l'azote liquide
42
4.4. Test biologique
La Figure 22 montre les résultats de mortalité de larves TBE selon les différents types de diète
appliqués. L’ajout des extraits cireux dans la diète a provoqué 100% de mortalité des larves au
stade 4 à une concentration de 20%, en comparaison de 4 et 16% pour les diètes normales et
avec hexane, respectivement. Ce résultat de mortalité sévère peut s’expliquer d’une part par la
forte concentration des extraits dans le mélange ayant ainsi une odeur à solvant très puissante
qui aurait causé la répulsion des larves. Malheureusement, par manque des quantités suffisantes
d’extraits cireux, nous n’avions pas pu faire d’autres tests avec des concentrations inférieures.
D’une autre part, l’ajout d’extraits cireux a changé un peu la structure de la diète en la
solidifiant, donc il se pourrait aussi que le changement de texture de la nourriture a pu
désorienter les larves qui ne reconnaissaient plus la diète comme telle. Dans tous les cas, ces
résultats préliminaires sont prometteurs en montrent que les extraits cireux de Jatropha curcas
pourraient avoir un effet bioinsecticide intéressant. La Figure 23 montre des photos signifiant
l’effet des différents traitements de diète sur les larves (photo prise au même jour) où on peut
observer que les larves sur le traitement 3 ne se sont pas nourris depuis le début.
Figure 22 : Impact de différentes diètes sur la mortalité de larves TBE
Type de Diète
Normale Avec hexane Avec extrait
Pour
cent
age
de m
orta
lité
de la
rves
(%)
0
20
40
60
80
100
43
Les résultats des différents traitements (diète régulière, diète avec extraits cireux de Jatropha
Curcas, et diète avec hexane) sur le développement de larves sont présentés dans les tableaux
en Annexe 4. En se basant sur ces résultats des tableaux 17, 18, 19 en Annexe 4, on peut
observer que le traitement témoin se différencie totalement par rapport aux autres traitements
par son résultat le plus faible en termes d’action négative sur les larves. Le traitement avec de
l’hexane donne un bon résultat mais avec une durée de développement plus longue des larves
au stade 4 (332 à 339 Jour Julien) comparé au traitement témoin (332 à 338 Jour Julien) et un
poids global des chrysalides légèrement inférieur.
A ce stade de ce projet on peut confirmer que les extraits cireux de graines de Jatropha ont des
effets répulsifs sur les larves de Choristoneura fumiferana. Une poursuite du projet pourra
déterminer plus en profondeur l’activité insecticide des extraits cireux sur ces larves.
Figure 23 : Différents traitements sur le développement des larves. (a) Diète McMorran, (b) Diète McMorran avec Hexane et (c) Diète McMorran avec extrait de Jatropha Curcas
(a) (b)
(c)
44
CHAPITRE 5. CONCLUSION
La présente étude a permis de réaliser des travaux expérimentaux sur l’extraction et sur la
caractérisation des extraits cireux de graines d’une plante oléagineuse.
Cette étude a démontré que les rendements d'extraction dépendent fortement du solvant utilisé,
ce qui suggère que différentes interactions solvant-soluté ont été établies au cours de
l'extraction. Elle a montré que la méthode d’extraction par n-hexane est supérieure aux deux
autres méthodes en termes du rendement d’extraction et de la cinétique d’extraction.
Les résultats obtenus ont indiqué que le rendement d’extraction à l’hexane est 4 fois plus élevé
que la méthode d’extraction à l’eau et 6 fois plus élevé que celui de l’azote liquide. Cependant
son temps d’extraction est plus élevé que les deux autres méthodes.
En outre, les images des surfaces des graines par MEB après les traitements ont indiqué que le
n-hexane, pénètre plus profondément dans l’enveloppe de la graine que sur la surface des
graines par rapport à celles traitées avec l'azote liquide et de l’eau bouillante.
Il a été apporté par l’étude au CDB que les extrais cireux obtenus avec de n- hexane contient
plus de composants chimiques que les deux autres solvants ce qui expliquait que l’hexane est
moins sélectif dans l’extraction des produits cireux que les autres. Les produits cireux obtenus
à l’azote liquide ont des points de fusion plus élevés et des solidifications retardées. L’azote
liquide semble être plus sélectif donc une grande affinité pour les cires de surface. L’extraction
des extraits cireux par immersion dans l’azote liquide ou dans l’eau bouillante est une
alternative écologique intéressante aux méthodes classiques. Ce travail de recherche a permis
également d’apporter une contribution à l’étude de la valorisation de la plante de Jatropha en
générale et sa graine en particulier et fournit un ensemble d’indices qui pourraient servir d’appui
pour trouver des alternatives à la lutte par les insecticides chimiques contre les insectes
nuisibles.
L’étude des extraits cireux dans la nutrition de la TBE a permis d’identifier un rôle défensif de
ces extraits. Ce rôle a été répulsif entrainant la mortalité des larves a un taux de 100%. Il serait
donc important, comme prochaine étape de cette étude, de poursuivre d’autres tests en
45
identifiant les principes actifs responsables des effets négatifs sur les larves et par établissement
des formulations biologiques applicables suivant les situations. Toujours dans la perspective, le
projet envisage d’aménager dans les fermes au Mali le processus d’extraction de la cire par
l’eau bouillante avant la vente des graines. Le producteur de graines de Jatropha pourrait
plonger ces graines dans de l’eau bouillante pendant quelques minutes (5 minutes par exemple
comme temps optimal) puis vendre ces graines, aux industries produisant du biodiesel.
46
BIBLIOGRAPHIE Achten, W.M.J., Verchot, L., Franken, Y.J., Mathijs, E., Singh, V.P., Aerts, R. et Muys, B. 2008. Jatropha bio-diesel production and use. Biomass & Bioenergy, 32, 1063- 1084. Adebowale, K.O. et Adedire, C.O. 2006. Chemical composition and insecticidal properties of the underutilized Jatropha curcas seed oil. African Journal of Biotechnology, 5(10), 901-906. Alves, M. V. 1998. Checklist das especies de Euphorbiaceae Juss. Ocorrentes no semiarido Pernambucano, Brasil. Acta Botancia Brasilera, 12 (3), 485-495. Aponte, C. 1978. Estudio de Jatropha curcas L. como recurso biotico. Diploma thesis. Universidad de Veracruz, Xalapa-Enríquez, Veracruz, Mexico. Atkin, D. S. J. et Hamilton, R. J. 1982. The Effects of Plant Waxes on Insects. Journal of Natural Products, 45(6), 694-696. Avato, P., Bianchi., G. et Murelli, C. 1990. Aliphatic and cyclic lipid components of sorghum plant organs. Phytochemistry, 29(4), 1073-1078. Bagan, G., Sanya, E.A., Anjorin M., Djenontin, T.S., Alloba, E., Sohounhloue, D.C.K. 2012. Investigations préliminaires des caractéristiques carburant de trois huiles végétales disponibles au Benin. Journal de la Société Ouest-Africaine de Chimie, 33, 39-43. Baker, E.A. 1982. The Plant Cuticule (eds. D. F. Cutler et al.), p. 139, Academic Press, New York. Barthlott, W., Neinhuis, C., Cutler, D., Ditsch, F., Meusel, I., Theisen, I., Wilhemi, H. 1998. Classification and terminology of plant epicuticular waxes. Botanical Journal of the Linnean Society. 126, 237–260. Basha, S. et Sujatha, M. 2007. Inter and intra-population variability of Jatropha curcas (L.) characterized by RAPD and ISSR markers and development of population-specific SCAR markers. Euphytica, 156, 375-386. Bimbenet, J.J., Duquenoy, A. et Trystram, G. 1993. Génie des procédés alimentaires : des bases aux applications. Dunod (RIA), Paris. Brossard-González, C.O., Ferrari, R.A., Pighinelli, A.L., Park, K.J. 2010. Evaluación preliminar del etanol anhidro como solvente en la extracción de aceite de semillas de Jatropha (Jatropha curcas). Grasas y aceites, 61(3), 295-302. Buschhaus, C., Herz, H., Jetter, R. 2007. Chemical composition of the epicuticular and intracuticular wax layers on adaxial sides of Rosa canina leaves. Annals of Botany, 100, 1557–1564.
47
CGA, Compressed Gas Association. 1981. Handbook of compressed gases, 2nd ed., pp. 412-417, Van Nostrand Reinhold, New York, NY (États Unis). Chandler, D., Bailey, A.S., Tatchell, G.M., Davidson, G., Greaves, J., Grant, W.P. 2011. The development, regulation and use of biopesticides for integrated pest management. Philosophical Transactions of the Royal Society B, 366 (1573), 1987-1998. Christie, W. 2011. Waxes structure, composition, occurrence and analysis. The AOCS lipid library, par accès le 10 octobre 2018 au site internet suivant http://aocs.files.cms-plus.com/annualmeeting/images/lipidimporthtml/lipidlibrary/Lipids/waxes/index.htm Cronquist, A. 1981. An integrated system of classification of flowering plants. The New York Botanical Garden. Columbia University Press. New York, États-Unis. Daoust, S.P., Mader, B.J., Bauce, E., Despland, E., Dussutour, A. et Albert, P.J. 2010. Influence of epicuticular-wax composition on the feeding pattern of a phytophagous insect: implications for host resistance. The Canadian Entomologist, 142, 261–270. Dayan, F.E., Cantrell, C.L., Duke, S.O. 2009. Natural products in crop protection. Bioorganic & Medicinal Chemistry, 17, 422. Dehgan, B., Webster, G.L. 1979. Morphology and intrageneric relationships of the genus Jatropha (Euphorbiaceae), Botany, vol. 74. University of California Publications, Davis, États-Unis. Deravel, J., Krier, F. et Jacques, P. 2014. Les biopesticides, compléments et alternatives aux produits phytosanitaires chimiques (synthèse bibliographique). Biotechnology, Agronomy, Society and Environment, 18(2), 220-232 Devappa, R.K., Makkar, H.P.S., Becker, K. 2011. Jatropha diterpenes a review. Journal of the American Oil Chemistry Society, 88, 301-322. Djandoun, S. 2012. Influence de l’hexane acidifié sur l’extraction de l’huile de grignon d’olive assistée par micro-ondes. Mémoire de Magister. Université Mouloud Mammeri, Tizi-Ouzou. pp 4-13. Djenontin, S.T., Dangou, J., Wotto, D.V., Sohounlhoue, K.C.D., Lozano, P., et Pioch, D. 2006. Composition en acides gras, stérols et Tocophérols de l’huile végétale non conventionnelle extraite des graines de Jatropha curcas (euphorbiaceae) du Bénin. Journal de la Société Ouest-Africaine de Chimie. 22, 59 – 67. Domergue, M. 2008. Jatropha curcas L. Rapport de synthèse bibliographique, par accès le 10 octobre 2018 au site internet suivant http://agritrop.cirad.fr/548919/ . Cirad, Agrogeneration. Eglinton, G. et Hamilton, R.J. 1967. Leaf epicuticular waxes. Science, 156, 1322.
48
Endlein, E. et Peleikis, K.H. 2011. Natural Waxes – Properties, Compositions and Applications. https://www.kahlwax.com/fileadmin/downloads/SOFW_Journal_4_2011.pdf (accès le 8 octobre 2018), SOFW Journal, 137, 4. Eskilsson, S. C et Björklund, E. 2000. Analytical-scale microwave-assisted extraction. Journal of Chromatography A, 902, 227–250. Fleming, R.A. 2000. Climate change and insect disturbance regimes in Canada’s boreal forests. World Resource Review 12(3), 521–555. Folch. J. 1957. Détermination des lipides dans les aliments. Journal of Biological Chemistry, 226, 497-509. Garba, N.Z., Gimba, C.E. et Emmanuel, P. 2013. Production and Characterisation of Biobased Transformer Oil from Jatropha Curcas Seed. Journal of Physical Science, 24(2), 49–61. Garg, P., Pankaj, K.P., Gandhi, D. 2011. Plant tissue culture of Jatropha curcas L.: a review. Imperial J. Pharmacognosy & Natural Products, 1, 6-13. Glare, T. R. et O'Callaghan, M. 2000. Bacillus thuringiensis: biology, ecology and safety (Vol. 350), pp.368. John Wiley & Sons. Grass, M. 2009. Jatropha curcas L: Visions and Realities. Journal of Agriculture and rural development in the tropics and Subtropics, 110(1), 29–38. Grncarevic, M. et Radler, F. 1967. Planta (Berl). 75, 23-27. The effect of wax components on cuticular transpiration. Model experiments. Planta (Berl.) 75, 23-27 Gudeta, B.T. 2016. Chemical composition, bio-diesel potential and uses of Jatropha curcas L. (Euphorbiaceae). American Journal of Agriculture and Forestry, 4(2), 35-48. Hall, J.P. et Moody, B.H. 1994. Forest depletions caused by insects and diseases in Canada 1982–1987. Hull, QC: Canadian Forest Service Information Report. ST-X-8. Harvey, G.T. 1985. The taxonomy of the coniferophagous Choristoneura (Lepidoptera: Tortricidae): A review. Dans Sanders, C.J., Starks, R.W., Mullins, E.J.et Murphy, J. (eds) Recent advances in Spruce Budworm Research. Proceedings of the Canusa Spruce budworm. Research Symposium. Minister of Supply and Services Canada. Ottawa. Heller, J. 1996. Physic nut. Jatropha curcas L. Promoting the conservation and use of underutilized and neglected crops. 1. Institute of Plant Genetics and Crop Plant Research, Gatersleben/ International Plant Genetic Resources Institute, Rome, 66 p. Hemmers, H. et Gülz, P.G. 1986. Pentacyclic triterpenoids in epicuticular waxes from Euphorbia lathyris L., Euphorbiaceae. Phytochemistry, 25, 2103.
49
Henning, R.K., von Mitzlaff, K. 1995. Production et utilisation d'huile de purge comme combustible et matière première pour la production locale de savon au Sahel. Dans Witzenhäuser Hochschulwochen, pp. 137-151. Henning, R.K. 2003. The Jatropha Booklet - A Guide to the Jatropha System and its Dissemination in Africa, A Guide to Jatropha Promotion in Africa. Bagani GbR, Weissenberg. Holloway, P.J. 1970. Surface factors affecting the wetting of leaves. Pesticide Sience, 1, 156. Hwang, K., Cuppett, S., Weller, C.L. et Hanna, M. 2002. Properties, composition, and analysis of grain sorghum wax. Journal of the American Oil Chemists' Society 79(6), 521-527. Hwang, K., Weller, C., Cuppett, S. et Hanna, M. 2004. Policosanol contents and composition of grain sorghum kernels and dried distiller’s grains. Cereal Chemistry 81(3), 345-349. Hwang, K.T., Kim. J. et Weller, C. 2005. Policosanol contents and compositions in wax-like materials extracted from selected cereals of Korean Origin. Cereal Chemistry, 82(3), 242-245. Irland, L.C. 1980. Pulpwood, pesticides, and people. Controlling spruce budworm in northeastern North America. Environmental Management 4, 381–389. Irmak, S., Dunford. N.T. et Milligan, J. 2006. Policosanol contents of beeswax, sugar cane and wheat extracts. Food Chemistry, 95(2): 312-318. Isman, M.B. 2006 Botanical insecticides, deterrents and repellents in modern agriculture and an increasingly regulated world. Annual Review of Entomology, 51, 45–66. Jeffree, C.E. 1986. The cuticle, epicuticular waxes and trichomes of plants, with reference to their structure, functions and evolution. Dans B. E. Juniper and T. R. E. Southwood (Eds.), Insects and the Plant Surface, Edward Arnold Publishers Ltd., London, 1986, pp. 23-64. Johnson, L.A., et Lusas, E.W. 1983. Comparison of Alternative Solvents for oils extraction JAOCS, 60(2), 181A. Juillet, A., Susplugas, J., Courp, J. 1955. Les oléagineux et leurs tourteaux. Botanique- caractères préparation - emplois. (Ed.) Lechevalier, P., Paris. Juniper, B. et Southwood, T.R.E. 1983. Insects and the plant surface. Edward Arnold (Publishers) Ltd., London. pp. 23–63. Jussieu, A.L. 1789. Genera plantarum, pp 450-452. Ketata, M., Desjardins, Y., Ratti, C. 2013. Effect of liquid nitrogen pretreatments on osmotic dehydration of blueberries. Journal of Food Engineering, 116(1), 202–212.
50
Kim, J. 2008. Wax Extraction and Characterization from Full-Fat and Defatted Rice Bran. Food Science. Louisiana State University and Agricultural and Mechanical College Doctor of Philosophy (Ph.D.) thesis. Kucera, D.R. et Orr, P.W. 1981. Spruce budworm in the Eastern United States. Forest Insect & Disease Leaflet. United States Department of Agriculture, Forest Service, 8 pp. Kumar, A. et Sharma, S. 2008. An evaluation of multipurpose oil seed crop for industrial uses (Jatropha curcas L.): A review. Industrial Crops and Products, 28, 1-10. Kumbasli, 2005. Études sur les composés polyphénoliques en relation avec l’alimentation de la Tordeuse des bourgeons de l’épinette. Thèse. Université Laval, Québec. 199 pages. Lang, Q. et Wai, C.M. 2001. Supercritical fluid extraction in herbal and natural product studies - A practical review. Talanta, 53(4), 771-782. Lecomte, J. 2009. Les cires végétales : sources et applications. Cirad, Umriate, Leng, P., Zhiming, Z., Guangtang, P., et Maojun, Z. 2011. Applications and development trends in biopesticides. African Journal of Biotechnology, 10(86), 19864-19873. Lindquist, D.A. 2000. Les pesticides : la chimie au service de la survie. AIEA Bulletin, 23(3), 37-39. Long, Z., Hock, S.Y., Hung, S. 2006. Screening of Chinese medicinal herbs for bioactivity against Sitophilus zeamays Motschulsky and Tribolium castaneum (Herbst). Journal of Stored Products Research, 43, 290–296. Lours, J. 2016. Extraction des cires des graines de lin. Rapport de stage, Université Laval. 28 pages. Luque de Castro, M. D., et Garcia-Ayuso. L. E. 1998. Soxhlet extraction of solid materials: An outdated technique with a promising innovative future. Analytica Chimica Acta 369(1-2): 1-10. Lutz, A. 1992. Vegetable oil as fuel. An environmentally and socially compatible concept for Mali, GATE (Eschborn), 4, 38-46. Makkar H.P.S. et Becker, K. 1999. Nutritional studies on rats and fish (carp Cyprinus carpio) fed diets containing unheated and heated Jatropha curcas meal of a non-toxic provenance. Plant Foods for Human Nutrition, 53, 183–192. Martin, J.G. 1979. A propos de cultures alternatives dans les pays du Maghreb. Les cas du Jojoba et du Guayule. Dans Allaya M. (ed.) L'économie de l'olivier, pp. 193-205. Paris : CIHEAM, Options Méditerranéennes : Série Etudes.
51
Martin, G. et Mayeux. A. 1984. Réflexions sur les cultures oléagineuses énergétiques. Le pourghère (Jatropha curcas L.) : un carburant possible. Oléagineux 39(5) :283-287. Martineau, R. 1985. Insectes nuisibles des forêts de l’est du Canada. Service canadien des forêts, Administration centrale, Ottawa (Ontario). Rapport technique de foresterie 32F. 283 p. Mathers, W.G. 1932. La tordeuse des bourgeons de l'épinette en Colombie-Britannique. Dominion Entomological Laboratory, Vernon, B.C. Mazid, S., Kalita, J.Ch. et Rajkhowa, R.Ch. 2011. A review on the use of biopesticides in insect pest management. International Journal of Science and Advanced Technology, 1(7), 169-178. McMorran, A. 1965. A synthetic diet for the spruce budworm, Choristoneura fumiferana (Clem.) (Lepidoptera: Tortricidae). The Canadian Entomologist, 97, 58-62. Moreira, I. 1970. Bagaços de purgueira e de ricino. Ensaio sobre a sua fitotoxicidade e valor fertilizante. Anais Inst. Super. Agron. Lisbonne, 31, 191-222. Nahar, K. et Ozores-Hampton, M. 2011. Jatropha: An alternative substitute to fossil fuel. (IFAS Publication Number HS1193). Gainesville: University of Florida, Institute of Food and Agricultural Sciences, Extension (EDIS). Nithiyanantham, S., Siddhuraju, P. et Francis, G. 2013. A promising approach to enhance the total phenolic content and antioxidant activity of raw and processed Jatropha curcas L. kernel meal extracts. Industrial Crop Products, 43, 261-269. Ohnishi, M., Ito, S.O. et Fujino. 1986. Composition and molecular species of waxy lipids in wheat grain. American Association of Cereal Chemists Journal, 63(3), 4. Oliveira, H.N., Santana. A.G. et Antigo, M.R. 2013. Insecticide activity of physic nut (Jatropha Curcas L.) oil and neem (Azadirachta Indica A. Juss.) oil on eggs of Diatraea Saccharalis (Fabr.) (Lepidoptera: Crambidae). Arq. Inst. Biol, 80(2), 229-232. Orwa, C., Mutua, A., Kindt, R., Jamnadass, R. et Simons, A. 2009. Jatropha curcas. Agroforestree database: a tree species reference and selection guide. 7 pages. http://www.worldagroforestry.org/af/treedb/ (accès en janvier 2017). Pedersen, A., Debes, J., Gauthier, D. et Frankenhuyzen, K.V. 1997. Sublethal effects of Bacillus thuringiensis on the spruce budworm, Choristoneura fumiferana. Entomologia Experimentalis et Applicata, 83, 253-262. Pellet, J.D. et Pellet. E. 2007. Jatropha curcas : le meilleur des biocarburants. Edition Favre SA, Lausanne. Pham, T.C.T, Angers, P. et Ratti, C. 2018. Extraction of wax‐like materials from cereals. The Canadian Journal of Chemical Engineering, 96(10), 2273-2281.
52
Ratnadass, A., Cissé, B., Diarra, A., Mengua, L., Taneja, S.L. et Thiéro, C.A.T. 1997. Perspectives de gestion bio intensive des foreurs des tiges de sorgho en Afrique de l’Ouest, Insect Science, 17(2), 227-233. Rauchfuss, J. et Ziegler, S.S. 2011. The Geography of Spruce Budworm in Eastern North America. Geography Compass, 5(8), 564–580. Recalde Posso, E. et Durán Altisent, M. 2009. Cultivos Energéticos Alternativos. Centro Iberoamericano de Investigación y Transferencia de Tecnología en Oleaginosas (site Internet https://www.pucesi.edu.ec/files/bookcultivosenergeticos09.pdf accès le 9 octobre 2018). Rockswold, G. et Buran, D.J. 1982. Inhalation of liquid nitrogen vapour. Annals of emergency medicine, 11(10), 553-555. Rose, A.H. et Lindquist, O.H. 1994. Insects of eastern spruces, fir and hemlock / by A. H. Rose and O. H. Lindquist. Revised by P. Syme. Issued by the Science and Sustainable Development Directorate. Natural Resources Canada. Saxena, R.C. 1983. Naturally, occurring pesticides and their potential. Dans Shemilt, L.E. (ed.) Conference on chemistry applied world needs, Manila, Philippines. Pergamon, Oxford, pp 143–161. Schoeman, D. J. 1946. The Chemical Constitution of the fruit-coat fat from Myrica Cordiflolia - Cape Berry Wax. Thesis. University of the Witwatersrand, Johannesburg (Afrique du Sud). Simpson, R. et Coy, D. 1999. An ecological atlas of forest insect defoliation in Canada 1980–1996, 60 pp. Natural Resources Canada, Canadian Forest Service, Atlantic Forestry Centre, Fredericton, New Brunswick. Information Report M-X-206E. Smith, S.M., van Frankenhuyzen, K., Nealis, V.G, Bourchier, R.S. 2002. Choristoneura fumiferana (Clemens), la tordeuse des bourgeons de l'épinette (Tortricidae). Pages 58-68 (Chapitre 12) dans PG Mason et JT Huber (éds) Biological control programmes in Canada, 1981-2000. CABI Publishing, Wallingford, U.K. and New York. 583 p. Silveira da Cuhna. J. 1934. Contribution à l'étude du pourghère aux îles du Cap Vert. Anais do Instituto Superior de Agronomia, 6(1), 116-126. Sin, H.K.E. 2012. The extraction and fractionation of waxes from biomass. Thesis. University of York, Department of Chemistry (Angleterre). Solsoloy, A.D. et Solsoloy, T.S. 2000. Insecticide resistance management in cotton in the Philippines. Philippine Journal of Crop Science, 25, 26. Sreenivas, K. M., Chaudhari K. et Lele, S.S. 2010. Ash gourd peel wax: extraction, characterization and application as edible coat for fruits. Food Science and Biotechnology, 20(2), 383-387.
53
Sterner, T.E. et Davidson, A.G. 1982. Forest insect and disease conditions in Canada, 1981. Environment Canada, Canadian Forestry Service, Headquarters, Ottawa. FIDS Report. 46 p. Sucher, H. 1999. Proyecto biomasa - Guia tecnica para el cultivo del tempate (Jatropha curcas L.). Cooperación Técnica de la Republica de Austria con la Republica de Nicaragua. Sutter, E. et Langhans, R.W. 1982. Formation of epicuticular wax and its effect on water loss in cabbage plants regenerated from shoot-tip culture. Canadian Journal of Botany, 12, 2896. Temesgen, B.G. 2016. Chemical Composition, Bio-Diesel Potential and Uses of Jatropha curcas L. (Euphorbiaceae). American Journal of Agriculture and Forestry, 4(2), 35-48. Thakore, Y. 2006. The biopesticide market for global agriculture use. Industrial Biotechnology, 2, 194-208. Thromas, V., Araya-Farias, M. et Ratti, C. 2010. Acceleration of the drying process for whole berries by permeabilisation of the epidermis with cryogenic pre-treatments. IUFOST World Congres in Food Science and Technology, Le Cap (Afrique du Sud), 22-26 Août 2010. Thromas, V., Araya-Farias, M. et Ratti, C. 2011. Ultra-low temperature pre-treatments applied to fruits prior to drying processes. NABEC 2011, South Burlington, VT (États-Unis), du 24 au 27 juillet. Tomaszewski, D. et Zielinski, J. 2014. Epicuticular wax structures on stems and comparison between stems and leaves – A survey. Flora - Morphology, Distribution, Functional Ecology of Plants, 209(5–6), 215-23. Valéro, J.R., Mohammedi, S., Payne, N.J. et Tyagi, R.D. 1999. Microbial control of defoliating forest insects. Dans S.G. Pandalai (ed.) Recent Research Developments in Microbiology, pp. 455-464 (Vol. 3, Part II). Research Signpost Press, Trivadrum, India. Van Frankenhuyzen, K. et Régnière, J. 2017. Multiple effects of tebufenozide on the survival and performance of the spruce budworm (Lepidoptera: Tortricidae). Journal of Canadian Entomology. 149, 227-240. Walton, T.J. 1990. Waxes, cutin and suberin. Dans P. M. Dey and J. B. Harborne (eds.), Methods in plant biochemistry, pp. 105– 158. Academic Press Inc., San Diego, California. Warth, A.H. 1947. The Chemistry and Technology of Waxes, p. 159. Reinhold, New York. Webster, G. L. 1994. Classification of the euphorbiaceae. Annals of the Missouri Botanical Garden, 81, 3–143. Winkler, E., Foidl, N., Gübitz, G.M,, Staubmann R. et Steiner, W. 1997. Enzyme-supported oil extraction from Jatropha curcas seeds. Applied Biochemistry and Biotechnology 63-65 :449-456.
54
ANNEXES ANNEXE 1
Source
DDL
Somme des
carrés
Carré
moyen
Valeur F
Pr > F
Modèle
9
0.04156999 0.00461889 19.26 <.0001
Erreur
20
0.00479604 0.00023980
Total corrigé
29
0.04636603
Tableau 4 : Anova du pourcentage des extraits cireux de graines de J. curcas extraits par le n-hexane
Temps d’extraction (minutes) Moyenne de cire (%)
15 0.02323d
30 0.02953d
45 0.02953d
60 0.03540dc
75 0.03487dc
90 0.05957c
105 0.08893b
120 0.10537ba
180 0.11343ba
240 0.12193a
Tableau 5 : Pourcentage d’extraction des extraits cireux de J. curcas par le n-hexane.
Les moyennes dans la colonne avec la même lettre en exposant ne sont pas significativement différentes (P < 0,05) selon le test de Duncan.
R-carré Coef de var Racine MSE rend Moyenne
0.896561 24.12830 0.015486 0.064180
55
Graines (g) Temps (min) Cires (g) Rendement(%)
50,4912 240 0,0585 0,1159
50,641 240 0,0536 0,1058
50,4449 240 0,0727 0,1441
50,4515 180 0,0575 0,1140
50,9511 180 0,0675 0,1325
50,6512 180 0,0475 0,0938
50,4832 120 0,0558 0,1105
50,0208 120 0,0662 0,1323
50,093 120 0,0417 0,0832
50,4832 105 0,0558 0,1105
50,0208 105 0,0451 0,0902
50,093 105 0,0331 0,0661
25,1979 90 0,0111 0,0441
25,336 90 0,0175 0,0691
25,2 90 0,0165 0,0655
25,1968 75 0,0099 0,0393
25,1731 75 0,0091 0,0361
25,0124 75 0,0073 0,0292
25,1968 60 0,0089 0,0353
25,1731 60 0,0095 0,0377
25,0124 60 0,0083 0,0332
25,2424 45 0,0071 0,0281
25,4033 45 0,0076 0,0299
25,1852 45 0,0077 0,0306
25,2424 30 0,0071 0,0281
25,4033 30 0,0076 0,0299
25,1852 30 0,0077 0,0306
25,1845 15 0,0059 0,0234
25,1821 15 0,0045 0,0179
25,0202 15 0,0071 0,0284
Tableau 6 : Les données expérimentales correspondantes à la méthode d’extraction par
Soxhlet des extraits cireux de graines de J. curcas.
56
ANNEXE 2
Graines (g) Temps
d'Immersion
(min)
Temps de
repos (min)
Nombre de
cycles
Durée
d'extraction
Poids cires
(g)
Rendement
(%)
25,1212 1 1 3 5 0,0007 0,0028
25,0013 1 1 3 5 0,0004 0,0016
25,2214 1 1 3 5 0,0002 0,0008
25,3112 1 1 4 7 0,0009 0,0036
25,2192 1 1 4 7 0,0005 0,0020
25,1256 1 1 4 7 0,0004 0,0016
25,3278 1 1 5 9 0,0009 0,0036
25,225 1 1 5 9 0,0009 0,0036
25,4058 1 1 5 9 0,0007 0,0028
25,2145 1 3 3 9 0,0007 0,0028
25,3136 1 3 3 9 0,0004 0,0016
25,2237 1 3 3 9 0,0002 0,0008
25,3238 1 3 4 13 0,0001 0,0004
25,0139 1 3 4 13 0,0007 0,0028
25,214 1 3 4 13 0,0008 0,0032
25,3999 1 3 5 17 0,0004 0,0016
25,0012 1 3 5 17 0,0007 0,0028
25,0002 1 3 5 17 0,0007 0,0028
25,0007 2 5 3 16 0,0006 0,0024
25,0007 2 5 3 16 0,0003 0,0012
25,0123 2 5 3 16 0,0004 0,0016
25,1427 2 5 4 23 0,0009 0,0036
25,0123 2 5 4 23 0,0004 0,0016
25,0234 2 5 4 23 0,0005 0,0020
57
Graines (g) Temps
d'Immersion
(min)
Temps de
repos (min)
Nombre de
cycles
Durée
d'extraction
Poids cires
(g)
Rendement
(%)
25,1312 2 5 5 30 0,0002 0,0008
25,0412 2 5 5 30 0,0009 0,0036
25,2222 2 5 5 30 0,0005 0,0020
25,2058 3 3 3 15 0,0007 0,0028
25,311 3 3 3 15 0,0012 0,0047
25,0058 3 3 3 15 0,0022 0,0088
25,1051 3 3 4 21 0,003 0,0119
25,0008 3 3 4 21 0,0027 0,0108
25,2068 3 3 4 21 0,0035 0,0139
25,3354 3 3 5 27 0,0027 0,0107
25,0001 3 3 5 27 0,0028 0,0112
25,0091 3 3 5 27 0,0037 0,0148
25,1215 5 1 3 17 0,0054 0,0215
25,1016 5 1 3 17 0,0042 0,0167
25,1117 5 1 3 17 0,0039 0,0155
25,32 5 1 4 23 0,0052 0,0205
25,0121 5 1 4 23 0,004 0,0160
25,0023 5 1 4 23 0,0047 0,0188
25 5 1 5 29 0,0049 0,0196
25,0045 5 1 5 29 0,0047 0,0188
25,1212 5 1 5 29 0,0045 0,0179
50,1003 5 3 3 21 0,0101 0,0202
50,0104 5 3 3 21 0,0121 0,0242
50,2105 5 3 3 21 0,0098 0,0195
50,0005 5 3 4 29 0,0121 0,0242
50,3017 5 3 4 29 0,011 0,0219
50,1212 5 3 4 29 0,0095 0,0190
58
Graines (g) Temps
d'Immersion
(min)
Temps de
repos (min)
Nombre de
cycles
Durée
d'extraction
Poids cires
(g)
Rendement
(%)
50,1341 5 3 5 37 0,0095 0,0189
50,0021 5 3 5 37 0,0105 0,0210
50,0011 5 3 5 37 0,0099 0,0198
25,3231 10 3 3 36 0,0047 0,0186
25,0123 10 3 3 36 0,006 0,0240
25,0003 10 3 3 36 0,0059 0,0236
25,0012 10 3 4 49 0,0055 0,0220
25,1111 10 3 4 49 0,0055 0,0219
25,1011 10 3 4 49 0,0051 0,0203
25,0009 10 3 5 62 0,0061 0,0244
25,0204 10 3 5 62 0,0052 0,0208
25,129 10 3 5 62 0,0056 0,0223
25,1123 10 2 3 34 0,0049 0,0195
25,0005 10 2 3 34 0,0054 0,0216
25,1223 10 2 3 34 0,006 0,0239
25,1231 10 2 4 46 0,0052 0,0207
25,159 10 2 4 46 0,0052 0,0207
25,0001 10 2 4 46 0,0061 0,0244
25 10 2 5 58 0,0052 0,0208
25,1219 10 2 5 58 0,0054 0,0215
25,3221 10 2 5 58 0,0062 0,0245
Tableau 7 : Poids d’extrait de cires sec et rendement correspondant de la méthode d’extraction par immersion à l’azote liquide des extraits cireux de graines de J. curcas.
59
Régression DDL Type I - S des carrés R-carré Valeur F Pr > F
Linéaire 3 0.004482 0.7783 291.57 <.0001
Quadratique 3 0.000942 0.1636 61.27 <.0001
Produit croisé 3 0.000016809 0.0029 1.09 0.3586
Modèle total 9 0.005441 0.9448 117.98 <.0001
Tableau 8 : Test d'hypothèses pour les termes linéaires, quadratiques et inter-produits
Paramètre D
D
L
Estimation Erreur
type
Valeur du te
st t
Pr > |t| Valeurs estimées
des param. des
données
codées
Constante 1 -0.017485 0.009599 -1.82 0.0734 0.020865
Timm 1 0.006772 0.000563 12.03 <.0001 0.010474
Trepos 1 0.001969 0.001553 1.27 0.2095 -0.001497
Ncycle 1 0.005223 0.004624 1.13 0.2630 0.000523
Timm*Timm 1 -0.000425 0.000032634 -13.03 <.0001 -0.008610
Trepos*Timm 1 0.000186 0.000117 1.59 0.1164 0.001678
Trepos*Trepos 1 -0.000579 0.000169 -3.42 0.0011 -0.002316
Ncycle*Timm 1 -0.000081790 0.000096118 -0.85 0.3981 -0.000368
Ncycle*Trepos 1 -0.000067361 0.000270 -0.25 0.8040 -0.000135
Ncycle*Ncycle 1 -0.000506 0.000566 -0.89 0.3747 -0.000506
Tableau 9 : Estimation des paramètres
Résidus DDL Somme des carrés Carré moyen Valeur F Pr > F
Défaut d'ajustement 14 0.000151 0.000010789 3.11 0.0017
Erreur pure 48 0.000167 0.000003472
Erreur totale 62 0.000318 0.000005124
Tableau 10 : Test du manque d’ajustement
60
Facteur DDL Somme des carrés Carré moyen Valeur F Pr > F Libellé
Timm 4 0.003974 0.000993 193.86 <.0001 Temps d’immersion
Trepos 4 0.000210 0.000052585 10.26 <.0001 Temps de repos
Ncycle 4 0.000026370 0.000006592 1.29 0.2850 Nombre de cycles
Tableau 11 : Table Anova
Valeurs propres Vecteurs propres
Temps d’immersion Temps de repos Nombre de cycles
-0.000498 -0.027801 -0.049819 0.998371
-0.002211 0.128323 0.990316 0.052991
-0.008723 0.991343 -0.129588 0.021139
Le point stationnaire est un maximum.
Tableau 12 : Valeurs propres de l’analyse canonique
Tableau 13 : Point stationnaire maximum
Facteur Valeur critique Libellé
Codé(e) Non codé(e)
Timm 0.589932 8.154695 Temps d’immersion
Trep -0.118678 2.762644 Temps de repos
Ncycle 0.318235 4.318235 Nombre de cycles
Predicted value at stationary point: 0.024127
61
ANNEXE 3
Tableau 14 : Anova du pourcentage de cire de Jatropha curcas extrait par l’eau.
Temps d’extraction (minutes) Moyenne de cire (%)
1 0.024067a
2 0.022467a
3 0.027133a
4 0.029133a
5 0.032433a
6 0.026500a
7 0.028500a
8 0.028267a
10 0.028933a
15 0.030967a
Les moyennes dans la colonne avec la même lettre en exposant ne sont pas significativement différentes (P < 0,05) selon le test de Duncan. Tableau 15 : Pourcentage d’extraction de cire de Jatropha curcas par l’eau.
Source
DDL
Somme des
carrés
Carré moyen
Valeur F
Pr > F
Modèle
9 0.00023930 0.00002659 0.85 0.5835
Erreur
20 0.00062757 0.00003138
Total corrigé
29 0.00086687
R-carré Coef de var Racine MSE rend Moyenne
0.276048 20.12093 0.005602 0.027840
62
Poids de
graines (g)
Répétition
Durée d’extraction
(min)
Poids cires (g)
Rendement
(%)
Moyenne
rendement (%)
Écart type
10,166 1 1 0,0022 0,0216
0,0241
0,0006 10,0551 2 1 0,002 0,0199
10,1015 3 1 0,0031 0,0307
10,2147 1 2 0,0027 0,0264
0,0225
0,0011 10,2188 2 2 0,0011 0,0108
10,2591 3 2 0,0031 0,0302
10,3662 1 3 0,0032 0,0309
0,0271
0,0007 10,0357 2 3 0,002 0,0199
10,1215 3 3 0,0031 0,0306
20,2316 1 4 0,0055 0,0272
0,0291
0,0010 20,3751 2 4 0,0052 0,0255
20,4624 3 4 0,0071 0,0347
10,273 1 5 0,0029 0,0282
0,0324
0,0005 10,2788 2 5 0,0032 0,0311
10,2696 3 5 0,0039 0,0380
20,176 1 6 0,0045 0,0223
0,0265
0,0011 20,1518 2 6 0,0066 0,0328
20,0636 3 6 0,0049 0,0244
20,4112 1 7 0,0051 0,0250
0,0285
0,0006 20,0314 2 7 0,0062 0,0310
20,0313 3 7 0,0059 0,0295
20,1887 1 8 0,0052 0,0258
0,0283
0,0012 20,394 2 8 0,0071 0,0348
20,2142 3 8 0,0049 0,0242
10,3731 1 10 0,0031 0,0299
0,0289
0,0002 10,3788 2 10 0,0031 0,0299
10,3695 3 10 0,0028 0,0270
10,157 1 15 0,0029 0,0286
0,0310
0,0003 10,0652 2 15 0,003 0,0298
10,1415 3 15 0,0035 0,0345
Tableau 16 : Poids d’extrait de cires sec et rendement correspondant de la méthode
d’extraction par décoction des extraits cireux de graines de J. curcas.
63
ANNEXE 4
Traitement
Installer L4 Mortalité Chrysalide Papillon
Jour Julien Jour
Julien
Stade Chrysalide Jour
Julien
Poids
(g)
Sexe Jour
Julien
McMorran 332 338 L4 - - - - -
McMorran 332 341 L5 - - - - -
McMorran 332 348 Pré-Pupe - - - - -
McMorran 332 354 Pré-pupe - - - - -
McMorran 332 - - 1 345 0,1350 F 350
McMorran 332 - - 2 345 0,1139 F 350
McMorran 332 - - 3 345 0,1075 F 351
McMorran 332 - - 4 345 0,0506 M 350
McMorran 332 - - 5 345 0,0690 M 352
McMorran 332 - - 6 345 0,0805 M 350
McMorran 332 - - 7 345 0,0865 M 348
McMorran 332 - - 8 345 0,0710 F 348
McMorran 332 - - 9 345 0,1046 F 348
McMorran 332 - - 10 345 0,0955 F 348
McMorran 332 - - 11 345 0,0749 F 352
McMorran 332 - - 12 346 0,0864 F 352
McMorran 332 - - 13 346 0,0454 M 350
McMorran 332 - 14 346 0,1127 F 352
McMorran 332 - - 15 348 0,0368 F 354
McMorran 332 - - 16 348 0,0358 M 356
McMorran 332 - - 17 348 0,0596 F 353
McMorran 332 - - 18 348 0,0768 F 354
McMorran 332 - - 19 354 0,0604 M 356
McMorran 332 356 Chrysalide 20 356 0,0402 M -
McMorran 332 356 Chrysalide 21 356 0,0589 F -
Tableau 17 : Traitement de larves avec McMorran
64
Traitement Installer L4 Mortalité Chrysalide Papillon
Jour Julien Jour
Julien
Stade Chrysalide Jour
Julien
Poids
(g)
Sexe Jour
Julien
Hexane 332 338 L4 - - - - -
Hexane 332 338 L4 - - - - -
Hexane 332 338 L4 - - - - -
Hexane 332 339 L4 - - - - -
Hexane 332 340 L5 - - - - -
Hexane 332 346 Pré-pupe - - - - -
Hexane 332 348 L6 - - - - -
Hexane 332 354 Pré-pupe - - - - -
Hexane 332 354 Pré-pupe - - - - -
Hexane 332 - - 1 345 0,0449 M 350
Hexane 332 - - 2 345 0,1128 F 352
Hexane 332 - - 3 345 0,0636 M 351
Hexane 332 - - 4 345 0,0730 M 348
Hexane 332 - - 5 345 0,0635 F 352
Hexane 332 - - 6 345 0,0587 F 351
Hexane 332 - - 7 345 0,0554 M 350
Hexane 332 - - 8 345 0,0802 F 352
Hexane 332 - 9 346 0,1224 F 352
Hexane 332 - - 10 346 0,0422 M 350
Hexane 332 356 Chrysalide 11 346 0,0478 M -
Hexane 332 - - 12 346 0,0741 F 348
Hexane 332 - - 13 346 0,0642 M 350
Hexane 332 356 Chrysalide 14 346 0,0622 M -
Hexane 332 356 Chrysalide 15 348 0,035 M -
Hexane 332 - 16 348 0,1127 F 354
Tableau 18 : Traitement de larves avec de l’hexane mélangés la diète
65
Traitement Installer L4 Mortalité Chrysalide Papillon
Jour Julien Jour
Julien
Stade Chrysalide Jour
Julien
Poids
(g)
Sexe Jour
Julien
Extraits
cireux
332 338 L4 Toutes les larves sont mortes et aucune n’a mangé la
préparation.
Tableau 19 : Traitement de larves avec extraits cireux mélangés à la diète
