GUIDE DES BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE …cyto.qc.ca/pdf/1421281717.pdfACQ 2e édition Page 7 Introduction C’est avec plaisir que nous vous présentons la nouvelle édition du

GUIDE DES BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE EN CYTOLOGIE

Sophie Carbonneau Chantal Sévigny & Danièle Tremblay

2e Édition

ACQ 2e édition Page 2

Auteures Sophie Carbonneau, T.M., cytologiste à l’Hôpital Sacré Cœur de Montréal Chantal Sévigny, T.M., cytologiste au CSSS Haut-Richelieu-Rouville Danièle Tremblay, assistante-chef en cytologie au CHU de Québec

Comité de révision Etienne Caron, T.M., cytologiste au Centre Hospitalier Anna-Laberge Anne-Marie Martel, T.M. chargée de dossiers scientifiques et secrétaire du conseil de discipline de l’OPTMQ Hugo Parent, correcteur Marie-Eve Pruneau, coordonnatrice technique en cytologie au CSSS de Trois-Rivières ISBN 978-2-923458-07-6 (2e édition, 2014) (version imprimée) ISBN 978-2-923458-08-3 (2e édition, 2014) (PDF) ISBN 2-9806643-0-8 (1re édition, 2000) Dépôt légal – Bibliothèque et Archives nationales du Québec, 2014 Dépôt légal – Bibliothèque et Archives Canada, 2014


Table des matières

INTRODUCTION ....................................................................................................................................... 7

Origines de la cytologie ........................................................................................................................... 7 Termes utilisés dans ce guide .................................................................................................................. 7

I. IDENTIFICATION DES REQUÊTES ET DES SPÉCIMENS......................................................................... 8

1. IDENTIFICATION DES REQUÊTES ................................................................................................................... 8 2. IDENTIFICATION DES SPÉCIMENS .................................................................................................................. 8

II. PRÉLÈVEMENT DES SPÉCIMENS GYNÉCOLOGIQUES ......................................................................... 9

3. BUT DE L’ANALYSE .................................................................................................................................... 9 4. PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE ................................................................................................................. 9 5. CONDITIONS IDÉALES D’UN PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE ........................................................................... 10 6. FRÉQUENCE DU PAP TEST ........................................................................................................................ 10 7. PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE CONVENTIONNEL ........................................................................................ 10

7.1 Préparation ..................................................................................................................................... 10 7.2 Visualisation du col ......................................................................................................................... 10 7.3 Prélèvement .................................................................................................................................... 10 7.4 Étalement ........................................................................................................................................ 11 7.5 Les avantages d’un étalement uniforme ......................................................................................... 11 7.6 Fixation............................................................................................................................................ 11 7.7 Emballage et transport ................................................................................................................... 11 7.8 Préparation ..................................................................................................................................... 11

8. PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE EN MILIEU LIQUIDE ...................................................................................... 12 9. L’INTERPRÉTATION DES FROTTIS CYTOLOGIQUES8 .......................................................................................... 12 10. LE RAPPORT CYTOLOGIQUE ................................................................................................................... 13

III. PRÉLÈVEMENT DES SPÉCIMENS NON GYNÉCOLOGIQUES ........................................................... 14

IV. SPÉCIMENS PULMONAIRES ........................................................................................................ 14

11. BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 14 12. PRÉLÈVEMENT DES EXPECTORATIONS ..................................................................................................... 14

12.1 Préparation des spécimens d’expectoration ................................................................................. 15 12.1.1 Méthode d’étalement direct « Pick and Smear » ....................................................................... 15 12.1.2 Méthode de Saccomano ............................................................................................................ 15 12.2 Fixateurs utilisés ............................................................................................................................ 16 12.3 Méthode d’étalement direct (« Pick and Smear ») ....................................................................... 16 12.4 Méthode de Saccomano................................................................................................................ 16

13. PRÉLÈVEMENT DES SÉCRÉTIONS BRONCHIQUES OU ASPIRATIONS BRONCHIQUES .............................................. 17 13.1 Préparation des sécrétions bronchiques ou aspirations bronchiques ........................................... 17 13.2 Préparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour le décompte différentiel ............................ 18 13.3 Préparation des lavages bronchiques pour la recherche de Pneumocystis jirovecii (anciennement Pneumocystis carinii – PCP) .................................................................................................................. 20

14. PRÉLÈVEMENT D’UN BROSSAGE BRONCHIQUE .......................................................................................... 20 14.1 Préparation des brossages ............................................................................................................ 20

15. PRÉLÈVEMENT D’UNE BTT (BIOPSIE TRANSTHORACIQUE) ........................................................................... 21

V. SPÉCIMENS URINAIRES ................................................................................................................... 23

16. BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 23 17. PRÉLÈVEMENT DES URINES ................................................................................................................... 23

17.1 Miction spontanée ........................................................................................................................ 23 17.2 Endoscopie / cathétérisme / ponction sus-pubienne .................................................................... 23


18. PRÉPARATION DES URINES ................................................................................................................... 24

VI. PRÉLÈVEMENT DES LIQUIDES BIOLOGIQUES ............................................................................... 25

19. BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 25 20. PRÉLÈVEMENT DES LIQUIDES ................................................................................................................ 25 21. CONSERVATION ET TRANSPORT ............................................................................................................. 25 22. PRÉPARATION DES LIQUIDES BIOLOGIQUES .............................................................................................. 26 23. PRÉPARATION D’UN LCR ..................................................................................................................... 27 24. PRÉPARATION D’UN LIQUIDE ARTICULAIRE ............................................................................................... 28 25. PRÉPARATION DE MATÉRIEL PROVENANT DE KYSTE .................................................................................... 28

VII. PRÉLÈVEMENT DES CYTOPONCTIONS ......................................................................................... 29

26. BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 29 27. PRÉPARATION DE CYTOPONCTIONS ........................................................................................................ 29

VIII. PRÉLÈVEMENT GASTRIQUE ET ŒSOPHAGIEN ............................................................................. 30

28. BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 30 29. PRÉLÈVEMENT DU MATÉRIEL GASTRIQUE ET DE L’ŒSOPHAGE ...................................................................... 30 30. PRÉPARATION DU MATÉRIEL GASTRIQUE OU ŒSOPHAGIEN ......................................................................... 31

30.1 Préparation d’un brossage gastrique ou œsophagien .................................................................. 31 30.2 Préparation d’un lavage gastrique................................................................................................ 31

IX. AUTRES SPÉCIMENS .................................................................................................................... 32

31. PRÉLÈVEMENT D’UN ÉCOULEMENT MAMMAIRE ........................................................................................ 32 32. PRÉLÈVEMENT D’UN SPÉCIMEN À L’ANUS ................................................................................................ 33 33. PRÉPARATION D’UN BLOC CELLULAIRE .................................................................................................... 33

X. TRANSPORT ET CONSERVATION DES SPÉCIMENS ........................................................................... 34

34. CONSERVATION DES SPÉCIMENS ............................................................................................................ 34 34.1 Spécimens gynécologiques ............................................................................................................ 34 34.2 Spécimens non gynécologiques ..................................................................................................... 34

35. TRANSPORT ...................................................................................................................................... 34 35.1 Transport interne .......................................................................................................................... 34 35.2 Transport externe .......................................................................................................................... 34

XI. RÉCEPTION ET ENREGISTREMENT DES SPÉCIMENS ..................................................................... 34

36. RÉCEPTION DES SPÉCIMENS .................................................................................................................. 34 37. ENREGISTREMENT .............................................................................................................................. 35

XII. COLORATION .............................................................................................................................. 35

38. COLORATION DE « PAPANICOLAOU » .................................................................................................... 35 38.1 Préparation de la coloration de « Papanicolaou » ........................................................................ 35 38.2 Évaluation de la coloration de « Papanicolaou » .......................................................................... 36 38.3 Coloration progressive .................................................................................................................. 37 38.4 Coloration régressive .................................................................................................................... 38 38.5 Coloration rapide .......................................................................................................................... 39 38.6 Préparation des produits pour la coloration de « Papanicolaou » ................................................ 40 38.7 Décoloration .................................................................................................................................. 41 38.8 Décoloration avec des lamelles de verre ....................................................................................... 41 38.9 Décoloration avec lamelle en film ................................................................................................. 41 38.10 Recoloration ................................................................................................................................ 41 38.11 Problèmes de coloration ............................................................................................................. 42

39. COLORATION DE « GIEMSA » ............................................................................................................... 46


39.1 Préparation des produits pour la coloration de « Giemsa ».......................................................... 46 40. COLORATION DE « GROCOTT » ............................................................................................................. 47

40.1 Préparation de la coloration de « Grocott » ................................................................................. 47 40.2 Préparation de lames témoins ...................................................................................................... 48

41. MONTAGE DES LAMES ......................................................................................................................... 49 41.2 Problèmes de montage ................................................................................................................. 50 41.3 Démonter une lame ...................................................................................................................... 50

XIII. IMMUNOHISTOCHIMIE ............................................................................................................... 50

42. L’IMMUNOHISTOCHIMIE ...................................................................................................................... 50 42.1 Les marqueurs tissulaires .............................................................................................................. 50 42.2 Marqueurs usuels pour la détection de certains types de cancers ................................................ 51

XIV. ÉTIQUETAGE DES LAMES ............................................................................................................ 53

XV. CHARGE DE TRAVAIL .................................................................................................................. 54

XVI. ANALYSE MICROSCOPIQUE......................................................................................................... 54

XVII. TERMINOLOGIE....................................................................................................................... 54

XVIII. CYTODIAGNOSTIC ................................................................................................................... 55

43. DÉFINITION D’UN CYTODIAGNOSTIC ....................................................................................................... 55 44. CAS RÉFÉRÉS AU PATHOLOGISTE ............................................................................................................ 55 45. VALIDATION DES RÉSULTATS ................................................................................................................. 55 46. LE RAPPORT FINAL .............................................................................................................................. 55 47. LE RAPPORT COMPLÉMENTAIRE ............................................................................................................. 56

XIX. CONTRÔLE DE LA QUALITÉ ......................................................................................................... 56

48. CONTRÔLE INTERNE ............................................................................................................................ 56 48.1 Modes de contrôle ........................................................................................................................ 56 48.2 Révision des frottis antérieurs à un frottis positif ......................................................................... 57 48.3 Corrélation cytopathologique ....................................................................................................... 57

49. CONTRÔLE EXTERNE ........................................................................................................................... 58

XX. MESURES DE SÉCURITÉ ............................................................................................................... 58

50. ÉQUIPEMENT DE PROTECTION INDIVIDUELLE (ÉPI) .................................................................................... 58 51. HOTTE CHIMIQUE VS ENCEINTE À SÉCURITÉ BIOLOGIQUE (ESB) ................................................................... 58 52. ÉQUIPEMENTS D’URGENCE ................................................................................................................... 59 53. MESURES D’URGENCE ......................................................................................................................... 59 54. SYSTÈME GÉNÉRAL HARMONISÉ (SGH) (ANCIENNEMENT SIMDUT) ............................................................ 59 55. ÉLIMINATION DES DÉCHETS .................................................................................................................. 59 56. BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE .................................................................................................... 60 57. RÉDUCTION DES RISQUES DE CONTAMINATION CROISÉE ............................................................................. 60

XXI. ERGONOMIE ET ENVIRONNEMENT ............................................................................................. 60

58. LA POSITION DE TRAVAIL ...................................................................................................................... 60 59. ÉQUIPEMENTS DE TRAVAIL ................................................................................................................... 61

59.1 La chaise de travail........................................................................................................................ 61 59.2 La table de travail ......................................................................................................................... 61 59.3 Le microscope ................................................................................................................................ 62

60. AJUSTEMENT COMPLET DU CYTOLOGISTE – CHAISE, TABLE ET MICROSCOPE .................................................... 62 61. STRUCTURE DU LABORATOIRE DE CYTOLOGIE ........................................................................................... 62

61.1 Structure du local technique ......................................................................................................... 62 61.2 Structure du local de lecture ......................................................................................................... 63


CONCLUSION ......................................................................................................................................... 63

RÉFÉRENCES ........................................................................................................................................... 65


Introduction

C’est avec plaisir que nous vous présentons la nouvelle édition du Guide des bonnes pratiques de laboratoire en cytologie. Ce guide se veut complémentaire à ce qui est utilisé dans les laboratoires du Québec. Nous vous suggérons des méthodes de travail qui sont actuellement utilisées dans les différents laboratoires de cytologie. Par ce guide, nous espérons contribuer à la qualité et à l’efficacité des laboratoires de cytologie.

Origines de la cytologie

En 1847, Pouchet décrit dans ses travaux des changements morphologiques observés sur les frottis vaginaux, et ce, tout au long du cycle hormonal. En 1860, Beale fait une première étude des cellules desquamées dans le but de diagnostiquer le cancer. En 1928, George N. Papanicolaou introduit la cytologie comme méthode de diagnostic du cancer du col. Papanicolaou mit au point une coloration qui, encore aujourd’hui, est de loin la plus utilisée en cytologie. Le test du dépistage du cancer utérin porte d’ailleurs son nom, d’où le populaire « Pap test ». Depuis une cinquantaine d’années, la cytologie est largement reconnue comme moyen de dépistage du cancer, spécialement pour celui du col de l’utérus chez la femme, car elle permet de le déceler à un stade précoce et donc, de le traiter plus aisément. Grâce au dépistage de masse, ce cancer est heureusement devenu très rare dans les pays industrialisés. En 1976, le Dr Alexander Meisels évoque la possibilité que le col soit le siège de lésions causées par le Virus du Papillome Humain, surnommé tout simplement « VPH ».

Termes utilisés dans ce guide

Afin d’en faciliter la lecture, voici à quoi réfèrent certains termes utilisés dans ce guide :

AGC : Atypical Glandular Cells (ou atypies des cellules glandulaires);

ASC-US : Atypical Squamous Cells of Undetermined Significance (ou atypies des cellules malpighiennes de signification indéterminée);

DDM : Date des Dernières Menstruations;

ESB : Enceinte de Sécurité Biologique;

Fixateur en aérosol : Il peut s’agir d’un fixateur tel que Cytospray ou encore, d’un fixateur pulvérisateur;

HAT SOB : Hystérectomie Abdominale Totale Salpingo-Ovariectomie Bilatérale;

Lame : Il peut s’agir de lame chargée à bout dépoli, lame entièrement dépolie, etc. selon ce qui est utilisé dans votre centre;

LEEP : Technique d’excision électrochirurgicale à l’anse;

LCR : Liquide Céphalo-Rachidien;

No de dossier : Numéro de dossier interne de l’hôpital (ou du centre) attribué de façon univoque à chacun de ses usagers;

RAMQ : Régie de l’Assurance Maladie du Québec;

RPM : Révolution Par Minute;

SAI : Sans Autre Indication;

Solution saline : Solution stérile de chlorure de sodium à 0,9%;

VPH : Virus du Papillome Humain.


I. Identification des requêtes et des spécimens

L’identification des requêtes et des spécimens représente une étape très importante pour l’acceptation des spécimens au laboratoire de cytologie. D’ailleurs, l’ensemble des étapes présentées dans ce guide est régi par des normes internationales, nationales et professionnelles, ainsi que par les normes d’Agrément Canada1 dans le cadre de l’agrément des établissements de santé du Québec.

1. Identification des requêtes2

L’identification des requêtes est primordiale, puisqu’elle détermine l’identification de l’usager, du médecin, de la nature du spécimen, des analyses demandées et l’endroit où le rapport final doit être acheminé. Toutes les informations présentes sur la requête doivent être écrites lisiblement afin d’éviter les erreurs. Informations requises sur la requête

1) Nom et prénom de l’usager; 2) Identification numérique univoque de l’usager (no de la RAMQ et/ou no de dossier); 3) Nom et prénom du médecin requérant; 4) Numéro de pratique du médecin (afin d’identifier le médecin de façon univoque); 5) Adresse complète du médecin ou identification de l’unité de soins où il pratique; 6) La date et l’heure du prélèvement; 7) Les renseignements cliniques pertinents; 8) La nature du spécimen; 9) Le site de prélèvement; 10) Les analyses désirées.

2. Identification des spécimens3 Chaque spécimen doit être identifié de manière à ce qu’il corresponde à la requête qui l’accompagne. C’est donc grâce à la requête, ainsi qu’à l’étiquetage que les spécimens sont traçables de manière univoque au patient à qui ils appartiennent. Les exigences d’identification s’appliquent à tous les types de spécimens, sans égards à la forme sous laquelle ils arrivent (étalés sur lame, en suspension dans un pot, dans un récipient divers, etc.). Toutes les informations présentes sur le spécimen doivent être écrites lisiblement afin d’éviter les erreurs. Informations requises sur les spécimens

1) Nom et prénom de l’usager; 2) Identification numérique univoque de l’usager (no de la RAMQ et/ou no de dossier); 3) L’identification du site de prélèvement est requise lorsqu’il y a plusieurs spécimens pour le

même usager (par exemple : droit, gauche, col 1, col 2, etc.).

Lorsque l’une des informations requises pour l’identification du spécimen ou de la requête est absente ou erronée, une recherche doit être effectuée afin d’obtenir les informations manquantes ou correctes. Vous devez vous référer à la politique d’identification des spécimens de votre établissement pour plus de détails sur la façon de procéder.

1 http://www.cirano.qc.ca/pdf/publication/2003RP-09.pdf 2 http://www.optmq.org/admin/Document.aspx?id=445 3 http://www.cirano.qc.ca/pdf/publication/2003RP-09.pdf

http://www.cirano.qc.ca/pdf/publication/2003RP-09.pdf

http://www.optmq.org/admin/Document.aspx?id=445



II. Prélèvement des spécimens gynécologiques

3. But de l’analyse

L’analyse cytologique des spécimens gynécologiques vise à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses en effectuant une analyse microscopique des cellules du col utérin. Cette analyse, permettant un dépistage précoce du cancer du col utérin, contribue ainsi à réduire l’incidence de mortalité due à ce type de cancer. L’analyse cytologique permet également la détection de changements hormonaux non spécifiques, de même que la présence de certains parasites, virus ou champignons.

4. Prélèvement gynécologique

La réussite d’un prélèvement gynécologique optimal dépend de plusieurs choses. Il faut savoir que la majorité des lésions précancéreuses et cancéreuses se développent à la jonction naturelle des deux types d’épithéliums présents au col utérin appelée « zone de transformation ». Il est donc primordial d’échantillonner adéquatement cet emplacement au col afin de maximiser la récolte de cellules anormales, si celles-ci sont présentes. La zone de transformation, qui est visible à l’œil nu, peut varier selon les individus4 et se modifie selon l’âge de la femme. Ainsi, la zone de transformation se situant à l’exocol chez les jeunes femmes, elle y est facilement accessible. Cependant, comme l’épithélium pavimenteux se déplace vers l’endocol avec l’âge, c’est la raison pour laquelle il est parfois plus difficile de prélever des cellules au niveau de la zone de transformation chez les femmes plus âgées, cette zone se situant plus haute dans l’endocol.

Source : http://www.chups.jussieu.fr/polys/gyneco/POLY.Chp.21.html.

4 Thompson, D. W. 1996. Adequate Pap Smear. LPTP Ontario Medical Association, Second Edition. P.2

http://www.chups.jussieu.fr/polys/gyneco/POLY.Chp.21.html


5. Conditions idéales d’un prélèvement gynécologique

Le prélèvement doit idéalement être effectué :

lors de la phase ovulatoire du cycle menstruel (en dehors de la phase menstruelle);

plus de 48 heures après que la patiente ait effectué une douche vaginale ou qu’elle ait appliqué une crème ou gelée contraceptive;

plus de 24 heures après la dernière relation sexuelle de la patiente.

6. Fréquence du Pap test5

L’intervalle recommandé entre les tests est de 2 à 3 ans pour un frottis normal. Pour un ASC-US, il n’est pas recommandé d’orienter en colposcopie toutes les femmes qui ont des résultats équivoques. Il faut plutôt privilégier une stratégie de tri, variant selon l’âge. Ainsi :

Avant 30 ans : Répéter le test cytologique 6 mois plus tard, puis 12 mois plus tard. Orienter la patiente en colposcopie si le résultat d’ASC-US persiste après 12 mois ou s’il évolue vers une lésion plus grave à l’un ou l’autre des contrôles effectués.

À partir de 30 ans : Faire un test de détection de VPH oncogènes, puis orienter en colposcopie si le résultat est positif. Répéter le test cytologique après 12 mois lorsque le résultat du test VPH est négatif.

7. Prélèvement gynécologique conventionnel

Le prélèvement gynécologique conventionnel consiste à prélever des cellules au col utérin, puis à les étaler sur une lame et à les fixer à l’aide d’un fixateur en aérosol. Ce prélèvement est effectué à l’aide d’une spatule d’Ayre, d’une tige montée ou d’une « cytobrosse ». Il est recommandé d’étaler une seule lame par patiente par analyse cytologique gynécologique.

7.1 Préparation

À l’aide d’un crayon de plomb (qui ne s’effacera pas lors de la coloration de la lame), identifier la lame en y inscrivant le nom, le prénom et l’identifiant numérique univoque de la patiente. Il faut s’assurer d’écrire lisiblement.

7.2 Visualisation du col

1) Mouiller un spéculum à l’eau tiède afin de l’introduire plus facilement. Ne jamais utiliser de lubrifiant;

2) Visualiser la zone de transformation, puis procéder au prélèvement en utilisant le ou les instruments appropriés.

7.3 Prélèvement

La majorité des prélèvements sont effectués chez les femmes dont la zone de transformation est facile à atteindre par l’utilisation de la pointe asymétrique d’une spatule d’Ayre (ou équivalent) ou à l’aide d’une tige montée. Cependant, il arrive parfois que la zone de transformation soit située trop haute dans l’endocol et qu’il soit impossible de parvenir à effectuer un prélèvement à l’aide d’une spatule ou d’une tige montée. C’est notamment le cas chez les patientes post-ménopausées ou ayant subi certains types de traitements (LEEP, curetage, etc.). Il est alors recommandé d’utiliser une cytobrosse lorsque la

5 http://www.inspq.qc.ca/pdf/publications/1279_LignesDirectDepistCancerColUterin.pdf

http://www.inspq.qc.ca/pdf/publications/1279_LignesDirectDepistCancerColUterin.pdf


zone de transformation est difficile ou impossible à atteindre ou encore, chez les patientes ayant une histoire d’atypies cellulaires à contrôler.

7.4 Étalement

Il ne faut jamais utiliser de lubrifiant lors d’un prélèvement gynécologique. En effet, le lubrifiant masque la coloration cellulaire et interfère avec le cytodiagnostic. Aussi, il faut étaler et fixer le frottis le plus rapidement possible afin d’empêcher la détérioration cellulaire. À l’aide d’une spatule d’Ayre, d’une tige montée ou d’une cytobrosse, étaler le spécimen le plus uniformément possible en exerçant une légère pression sur la lame. Le mouvement d’étalement doit être linéaire afin de garder les cellules anormales dans les champs microscopiques adjacents

et ainsi, favoriser une meilleure détection. L’étalement ne doit être ni trop mince à cause du risque

d’obtenir un spécimen non représentatif ni trop épais à cause du risque de masquer des cellules anormales.

7.5 Les avantages d’un étalement uniforme6

Lorsqu’un prélèvement est étalé de façon irrégulière ou qu’il est trop épais, cela entraîne habituellement une mauvaise fixation du frottis. Celui-ci se colore ensuite de façon irrégulière et une quantité appréciable de cellules deviennent ininterprétables à l’examen microscopique. Ainsi, l’examen peut être limité ou inadéquat, et risque de ne pas révéler des anomalies présentes sur le frottis, mais masquées soit par l’épaisseur de celui-ci, soit par la mauvaise fixation/ coloration. Un échantillon trop mince présente aussi des désavantages. Il peut y avoir une quantité insuffisante de cellules et l’échantillon risque de ne pas être jugé représentatif pour l’émission d’un cytodiagnostic. Enfin, l’étalement doit être effectué sur la partie polie de la lame; la portion dépolie servant uniquement à l’identification de la patiente. Ainsi, à cause de l’apposition de l’étiquette d’identification à cet endroit, les cellules présentes sur la partie dépolie de la lame sont alors cachées et non considérées lors du cytodiagnostic.

7.6 Fixation

1) Fixer le frottis immédiatement après l’étalement en utilisant un fixateur en aérosol; 2) Maintenir le fixateur à une distance d’environ 15 à 20 cm avec la lame;

a. Une distance plus rapprochée risque d’endommager les cellules ou de créer des artéfacts;

b. Une distance plus éloignée risque de ne pas recouvrir adéquatement les cellules. 3) Laisser sécher au moins 10 minutes; 4) Conserver les lames à la température ambiante, dans un contenant les protégeant des

contaminants extérieurs.

7.7 Emballage et transport

1) Déposer chacune des lames bien identifiées dans un carton ou une boite de transport; 2) Joindre les requêtes correspondantes; 3) Acheminer les spécimens et les requêtes au laboratoire de cytologie.

7.8 Préparation

Aucune préparation n’est requise pour ce type de spécimen; les spécimens arrivant déjà étalés et fixés. Seul un triage des cas urgents est nécessaire. Les lames sont apportées directement à la coloration, puis traitées selon l’ordre de coloration établi.

6 Thompson, D. W. Op. cit., p.16


8. Prélèvement gynécologique en milieu liquide7

Les cellules cervicales sont prélevées selon les mêmes méthodes que pour le frottis conventionnel. Suite à la visualisation du col à l’aide du spéculum, un prélèvement est fait à l’aide d’une brosse spécifique à la cytologie en milieu liquide. Ensuite, la brosse est déposée dans un liquide fixateur. La mise en suspension dans le liquide permet une libération complète des cellules. Selon l’appareil choisi par le laboratoire, les méthodes de traitement de l’échantillon peuvent être différentes. La technique en couche mince permet l’élimination en partie du mucus et des cellules inflammatoires. Les principaux avantages de cette méthode sont :

Les échantillons des cellules prélevées sont plus représentatifs et les cellules sont mieux préservées;

Une augmentation de la détection des lésions intraépithéliales;

Le temps de lecture requis est raccourci;

La possibilité d’effectuer des frottis supplémentaires à partir du même échantillon;

Une diminution des diagnostics d’ASC-US et d’AGC;

La possibilité de réaliser des techniques complémentaires, par exemple : la recherche et le typage du VPH, l’immunocytochimie, etc.

Les principaux désavantages de cette méthode sont :

Une formation spécialisée est requise pour l’interprétation des frottis et une période d’adaptation est nécessaire;

Bien que le temps d’interprétation soit diminué, cette méthode nécessite cependant une plus grande concentration (selon certains auteurs);

Le temps de préparation technique est allongé;

Une augmentation du coût par analyse.

9. L’interprétation des frottis cytologiques8

Le rapport doit être rédigé selon la terminologie du système Bethesda8 en vigueur. Il doit contenir une appréciation de la qualité du spécimen, ainsi que le diagnostic cytologique (ou cytodiagnostic). Renseignements nécessaires pour la validation d’un spécimen :

Nom et prénom de la patiente;

Numéro d’identification univoque de l’usager (no de RAMQ et/ou no de dossier);

Date de naissance;

Nom et adresse du médecin requérant l’analyse;

Date de prélèvement;

Site du prélèvement (vagin, col, dôme, etc.);

Tout renseignement pertinent (DDM, ménopause, HAT SOB, etc.).

7 World Health Organization. 2007. La lutte contre le cancer du col de l’utérus : guide des pratiques essentielles. P. 98. 8 http://nih.techriver.net/index.php

http://nih.techriver.net/index.php


10. Le rapport cytologique9

Le rapport émis doit mentionner :

Type de prélèvement; o Préciser :

Frottis conventionnel; Préparation en milieu liquide; Autre méthode.

Qualité du spécimen; o Satisfaisant pour l’évaluation; o Satisfaisant pour l’évaluation, mais elle est limitée par (...); o Insatisfaisant pour l’évaluation (préciser la raison).

Diagnostic; o Absence de lésion intraépithéliale ou de malignité o S’il y a lieu, préciser :

La présence de micro-organismes : Trichomonas vaginalis; Éléments mycéliens, par exemple évoquant le Candida; Anomalies de la flore vaginale évoquant une vaginose

bactérienne; Bactéries de type Actinomyces; Modifications cellulaires évoquant un Herpès simplex.

La présence d’autres modifications non néoplasiques : Modifications réactionnelles (inflammation, irradiation ou

présence d’un dispositif intra-utérin); Présence de cellules glandulaires bénignes post hystérectomie; Atrophie.

Autres (liste non limitative) Cellules endométriales chez une femme âgée de 40 ans ou plus.

o Anomalies des cellules malpighiennes Atypies des cellules malpighiennes (ASC)

De signification indéterminée (ASC-US); Ne permettant pas d’exclure une lésion malpighienne

intraépithéliale de haut grade (ASC-H). Lésion malpighienne intraépithéliale de bas grade (LSIL ou LIBG)

(regroupant les lésions autrefois dénommées : lésions à VPH/ condylome, dysplasie légère, CIN1)

Lésion malpighienne intraépithéliale de haut grade (HSIL ou LIHG) (regroupant les lésions autrefois dénommées : dysplasies

modérées et sévères, CIN2, CIN3 et CIS) Le cas échéant, présence d’éléments faisant suspecter un

processus invasif (sans autre précision) Carcinome malpighien (ou épidermoïde).

o Anomalies des cellules glandulaires Atypies des cellules glandulaires (AGC)

Endocervicales (sans autre indication (SAI) ou commenter); Endométriales (SAI ou commenter); Sans autre indication.

Atypies des cellules glandulaires en faveur d’une néoplasie Endocervicales; Sans autre indication.

Adénocarcinome endocervical in situ (AIS)

9 http://screening.iarc.fr/atlascytobeth.php?lang=2


Adénocarcinome Endocervical; Endométrial; Extra-utérin; SAI.

o Autres lésions malignes (préciser).

Techniques complémentaires (s’il y a lieu); o Préciser si la recherche des VPH a été réalisée.

Examen automatisé (s’il y a lieu); o Si l’examen est automatisé, avec quel système et donner les résultats.

Notes et recommandations (optionnel). o Concises, formulées en terme de suggestions et si possible, accompagnées de

références.

III. Prélèvement des spécimens non gynécologiques

Types de spécimen analysé (les plus rencontrés) :

Pulmonaire (expectoration, brossage, sécrétion bronchique et biopsie transthoracique (BTT));

Urinaire (miction spontanée, endoscopie cathétérisme, ponction sous-pubienne);

Liquides biologiques (LCR, pleural, abdominal, péricardique et synovial);

Gastrique et œsophagien;

Cytoponction (kyste et nodule).

IV. Spécimens pulmonaires


L’analyse cytologique des spécimens pulmonaires vise à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules provenant de sites variés et prélevées par brossage, ponction ou autre est effectuée afin d’établir un cytodiagnostic. Le cytodiagnostic ainsi établi permet de dépister une lésion ou de détecter la présence de cellules néoplasiques autrement invisibles à l’œil nu. Généralement, le cytodiagnostic doit être confirmé par un diagnostic histologique effectué en pathologie. Les prélèvements d’expectoration, de brossage, de sécrétions pulmonaires et de BTT sont les types de spécimens habituellement reçus au laboratoire pour une analyse cytologique. L’objectif de la cytopréparation des spécimens pulmonaires est de réaliser un frottis monocouche afin d’en optimiser la lecture.

12. Prélèvement des expectorations

Les spécimens d’expectoration sont habituellement recueillis par l’usager lui-même de la façon suivante :

1) Effectuer le prélèvement à jeun (le matin); 2) Se rincer la bouche et se gargariser avec de l’eau. Il faut éviter de renifler; 3) Prendre 3 ou 4 inspirations abdominales avant de tousser et de cracher;

a. Afin d’être satisfaisant, le spécimen doit provenir des voies respiratoires inférieures et être obtenu à la suite d’une toux profonde.


4) Recueillir les expectorations dans un récipient contenant environ 50 ml d’alcool 50% ou 70%, ou de fixateur « Saccomano » (consulter la section 12.4 pour les détails sur la préparation de ce fixateur);

5) Bien agiter le récipient après chaque expectoration afin de s’assurer que le spécimen est bien mélangé au fixateur;

6) Répéter trois matins consécutifs (dans trois récipients différents) ou selon la demande du médecin;

7) Conserver le spécimen à la température ambiante ou au réfrigérateur.

12.1 Préparation des spécimens d’expectoration

Les deux méthodes les plus utilisées sont :

la méthode d’étalement direct ou « Pick and Smear »;

la méthode « Saccomano ». Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.

12.1.1 Méthode d’étalement direct « Pick and Smear »

12.1.1.1 MATERIEL REQUIS

Serviette absorbante;

Boite de Petri;

Curette (à bord tranchant) ou abaisse-langue;

Lames (4 par spécimen);

Fixateur en aérosol ;

Albumine10 (facultatif). o Certains centres n’utilisant pas de lames chargées ajoutent de l’albumine afin de

faciliter l’adhésion du spécimen à la lame et prévenir le décollement pouvant survenir lors de la coloration.

12.1.1.2 ÉTAPES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) (Facultatif) Déposer une goutte d’albumine au tiers inférieur de chacune des lames; 4) À l’aide de la curette ou de l’abaisse-langue, retirer le spécimen du récipient et le mettre

dans la boite de Petri; 5) Prélever ensuite les zones sanguinolentes, brunâtres, colorées ou montrant de petits

fragments et les déposer au tiers inférieur de la lame; 6) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements

circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression, et ce, jusqu’à ce que le spécimen soit étalé le plus uniformément possible;

7) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 8) Laisser sécher à plat pendant environ 30 minutes avant de procéder à la coloration; 9) Répéter pour la seconde lame.

12.1.2 Méthode de Saccomano

12.1.2.1 MATERIEL REQUIS


Mélangeur avec couvercle;

10http://books.google.ca/books?id=824_uwGVzPMC&pg=PA20&dq=albumine+et+frottis+cytologique&hl=fr&sa=X&ei=opBNU6S5Dsab2QXxsIHoCw&ved=0CDgQ6AEwAg#v=onepage&q=albumine%20et%20frottis%20cytologique&f=false

http://books.google.ca/books?id=824_uwGVzPMC&pg=PA20&dq=albumine+et+frottis+cytologique&hl=fr&sa=X&ei=opBNU6S5Dsab2QXxsIHoCw&ved=0CDgQ6AEwAg#v=onepage&q=albumine%20et%20frottis%20cytologique&f=false




Centrifugeuse;

Vortex;

Enceinte de sécurité biologique ou écran protecteur;

Équipement de protection individuelle (sarrau, gants, masque et lunettes);

Tube conique;


Fixateur en aérosol.

12.1.2.2 ÉTAPES 1) Il est recommandé d’effectuer cette préparation sous une enceinte de sécurité biologique.

Le port de l’équipement de protection individuelle est également requis (sarrau, gants, masque et lunettes);

2) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail ou dans l’enceinte de sécurité biologique;

3) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette absorbante;

4) Agiter le spécimen, le verser dans le mélangeur, puis fermer avec le couvercle; 5) Mélanger de 5 à 10 secondes;

a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique : Laisser reposer au moins 15 minutes avant d’ouvrir le couvercle afin de laisser retomber les aérosols potentiellement infectieux.

6) Verser le spécimen ainsi mélangé dans un tube conique préalablement identifié; 7) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 8) Décanter; 9) Homogénéiser le culot à l’aide du vortex. Il devrait en résulter un mélange à l’aspect

crémeux; a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :

Laisser reposer au moins 15 minutes avant d’ouvrir le couvercle afin de laisser retomber les aérosols potentiellement infectieux.

10) Déposer une goutte du mélange ainsi obtenu au tiers inférieur de la lame préalablement identifiée;

11) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression, et ce, jusqu’à ce que le spécimen soit étalé le plus uniformément possible;

12) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 13) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration; 14) Répéter pour la seconde lame.

12.2 Fixateurs utilisés

L’utilisation d’un fixateur est primordiale afin de conserver les cellules prélevées. Le choix du fixateur dépend de la méthode de préparation utilisée.

12.3 Méthode d’étalement direct (« Pick and Smear »)

Il est recommandé d’utiliser de l’alcool 50% ou 70% pour la méthode d’étalement direct. Voici les étapes de préparation :

1) Verser 500 ml ou 700 ml d’alcool 100% dans un récipient de 1 L; 2) Ajouter 500 ml ou 300 ml d’eau distillée; 3) Bien mélanger; 4) Conserver à la température ambiante pour une durée maximale de 6 mois.

12.4 Méthode de Saccomano

Il est recommandé d’utiliser le fixateur de Saccomano lorsque la méthode de Saccomano est utilisée.


12.4.1 INGRÉDIENTS REQUIS

975 ml d’alcool 50%;

25 ml de polyéthylène glycol en phase liquide;

20 ml de solution mère de Rifampicine (consulter la section 12.4.1.1 pour la préparation de cette solution) (facultatif).

12.4.1.1 SOLUTION MÈRE DE RIFAMPICINE 1) Dissoudre le contenu d’une capsule de 300 mg de Rifampicine dans 100 ml d’alcool

50%; 2) Bien mélanger jusqu’à la dissolution complète de la capsule; 3) Conserver à la température ambiante.

12.4.2 ÉTAPES 1) Incorporer en mélangeant le polyéthylène glycol en phase liquide à l’alcool 50%; 2) Ajouter la solution mère de Rifampicine (facultatif); 3) Bien mélanger; 4) Filtrer; 5) Conserver à la température ambiante.

13. Prélèvement des sécrétions bronchiques ou aspirations bronchiques

Les prélèvements ou aspirations bronchiques sont obtenus par des professionnels de la santé habilités à effectuer ces types de prélèvements. Immédiatement après l’obtention du prélèvement, il faut :

1) Incorporer au matériel prélevé un volume égal d’alcool 70%; 2) Remplir la requête associée en y indiquant tous les renseignements pertinents; 3) Acheminer l’échantillon et la requête au laboratoire de cytologie où l’échantillon sera par

la suite conservé à 4 °C jusqu’au moment où il sera préparé par le personnel de laboratoire.

13.1 Préparation des sécrétions bronchiques ou aspirations bronchiques

Ces spécimens sont habituellement fixés lorsqu’ils arrivent au laboratoire. Le cas échéant, les spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible. Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée. Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.

13.1.1 MATERIEL REQUIS


Centrifugeuse;

Vortex;



Tube conique;

Pipettes jetables (pipettes Pasteur);


Fixateur en aérosol;

Solution saline.


13.1.2 ÉTAPES 1) Il est recommandé d’effectuer cette préparation sous une enceinte de sécurité biologique.




4) Agiter vigoureusement le spécimen; a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :


5) Verser le spécimen dans un tube conique préalablement identifié; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM;


7) Si du mucus est présent : retirer une petite quantité de mucus de la surface du spécimen en utilisant une pipette jetable et le réserver;

8) Décanter; 9) A l’aide d’une pipette jetable, ajouter le mucus réservé et mélanger par bouillonnement

avec la pipette jusqu’à ce que le mucus devienne friable; 10) Ajouter quelques gouttes de solution saline, puis mélanger au vortex;



12) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression et ce, jusqu’à ce que le spécimen soit étalé le plus uniformément possible;


13.2 Préparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour le décompte différentiel

Ce type de spécimen est habituellement fixé lorsqu’il arrive au laboratoire. Le cas échéant, les spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible. Toutefois, il arrive qu’il soit acheminé à l’état frais, selon l’analyse demandée ou la procédure établie dans le centre. Le décompte différentiel, effectué à l’état frais, peut contribuer au diagnostic de la sarcoïdose, par exemple. Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.

13.2.1 MATÉRIEL REQUIS


Centrifugeuse;

Cytocentrifugeuse;

Matériel pour cytocentrifugeuse (filtre, support, chambre à spécimen, bouchon, etc.);

Vortex;



Tube conique de 15 ml;





Portoir ou support à tubes;


Acide acétique ou CytoLyt;

Solution saline.

13.2.2 ÉTAPES 1) Il est recommandé d’effectuer cette préparation sous une enceinte de sécurité biologique.




4) Agiter vigoureusement le spécimen ou mélanger au vortex; a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :


5) Procéder à une estimation visuelle (qualitative) de la turbidité et de l’opacité du spécimen comme suit :

a. Si le spécimen semble très turbide et opaque : Verser 5 ml de spécimen dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié et compléter à 15 ml avec de la solution saline;

b. Si le spécimen semble modérément turbide et opaque : Verser 10 ml de spécimen dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié et compléter à 15 ml avec de la solution saline;

c. Si le spécimen semble clair et transparent : Verser 20 ml de spécimen dans un tube conique de 30 ml préalablement identifié et compléter à 30 ml avec de la solution saline.

6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :


7) Décanter; 8) Si moins de 1 ml sont présents, ajouter de la solution saline pour obtenir 1 ml. Remettre

en suspension à l’aide du vortex; a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :


9) Si le spécimen semble sanguinolent, ajouter de 1 à 2 gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt;

10) Aspirer complètement la suspension dans la portion élargie de la pipette jetable, puis déposer la pipette en position verticale dans le tube conique;

11) Placer la portion élargie de la pipette contenant la suspension ainsi aspirée devant une source lumineuse afin d’en évaluer la turbidité et l’opacité;

12) Diluer la suspension cellulaire avec de la solution saline et ce, jusqu’à l’obtention d’une suspension légèrement trouble;

13) Procéder à l’assemblage des deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la cytocentrifugation;

14) Cytocentrifuger pendant 4 minutes à 1500 RPM; 15) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 16) Laisser sécher à plat environ 15 minutes avant de procéder à la coloration.


13.3 Préparation des lavages bronchiques pour la recherche de Pneumocystis jirovecii (anciennement Pneumocystis carinii – PCP)

Se référer à la préparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour le décompte différentiel, puis poursuivre avec la coloration de Grocott (une imprégnation argentique) (consulter la section 40. Coloration de « Grocott » pour plus de détails).

14. Prélèvement d’un brossage bronchique

Le prélèvement de ce type de spécimen est effectué par un médecin et est obtenu par bronchoscopie.

14.1 Préparation des brossages

Il faut noter qu’il est difficile d’obtenir un spécimen de brossage de qualité optimale, car l’étalement et la rapidité de fixation sont assujettis à l’habileté du personnel médical qui l’effectue. Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.



Centrifugeuse;



Tube conique;



14.2 ÉTAPES : SI LES LAMES REÇUES SONT DÉJÀ ÉTALÉES ET FIXÉES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Si nécessaire, apposer une étiquette d’identification interne, puis les mettre sur la

serviette absorbante; 3) S’assurer que les lames ont séché pendant environ 15 minutes avant de procéder à la

coloration.

14.3 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN REÇU EST SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT DIRECT 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Étaler le spécimen contenu sur la brosse en effectuant avec la brosse un mouvement

d’étalement en roulant celle-ci; 4) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 5) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration.

14.4 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN EST REÇU SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT INDIRECT 1) Il est recommandé d’effectuer cette préparation sous une enceinte de sécurité biologique.




4) Agiter la brosse dans le liquide fixateur de transport afin de déloger les cellules de la brosse;



5) Verser le liquide contenant à présent les cellules dans un tube conique préalablement identifié;

6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :


7) Décanter; 8) Remettre en suspension;





15. Prélèvement d’une BTT (biopsie transthoracique)

Le prélèvement de ce type de spécimen est effectué par un médecin. L’assistance d’un radiologiste est nécessaire. Une fixation rapide de ces spécimens est requise. Les cytologistes peuvent également être présents et leur rôle est d’assister le médecin lors du prélèvement et d’étaler le spécimen obtenu. Ce type de prélèvement n’est pas idéal pour les masses mollasses, les zones mal délimitées, les nodules non tendus, les nodules fibreux et les kystes.

15.1 MATÉRIEL REQUIS


Centrifugeuse;




Seringues (avec aiguilles);

Support-pistolet en métal (voir image ci-contre);

Coplin contenant de l’alcool 95%;

Récipient contenant de l’alcool 50%;

Formol tamponné;


Solution saline.

15.2 ÉTAPES : PONCTION D’UNE LÉSION SOLIDE Avant la ponction : 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Insérer la seringue dans le support-pistolet en métal; 4) À l’aide de la seringue, aspirer quelques gouttes de solution saline, puis les rejeter dans

un évier ou un contenant prévu à cet effet;


a. Cette étape a pour but de rincer l’aiguille et de s’assurer qu’une partie du spécimen qui sera prélevé ne séchera pas dans l’aiguille.

Après la ponction : 5) Retirer la seringue du support-pistolet; 6) Ôter l’aiguille de la seringue et tirer le piston au maximum; 7) Remettre l’aiguille sur la seringue en prenant soin d’orienter le biseau vers le bas;

8) Immobiliser la seringue au centre de la lame en faisant un angle de 45° et expulser délicatement une goutte du spécimen;

9) À l’aide d’une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant un mouvement rapide et continu de glissement;

10) Rapidement mettre la lame ainsi étalée dans le coplin contenant l’alcool 95% afin de fixer le spécimen;

11) Répéter pour la seconde lame; a. Il est possible de conserver également les lames ayant servi à l’étalement. Dans

ce cas, quatre (4) lames seront alors obtenues par spécimen. 12) Si le médecin décide de procéder à une seconde ponction, répéter les étapes ci-dessus; 13) Acheminer la(les) seringue(s) et le coplin contenant les lames au laboratoire de cytologie; 14) Une fois au laboratoire, retirer les lames du coplin et les fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 15) Laisser sécher les lames à plat sur une serviette absorbante environ 15 minutes avant de

procéder à la coloration; 16) Expulser le contenu des seringues dans un tube conique préalablement identifié et

contenant du formol tamponné, puis suivre les étapes permettant d’effectuer un bloc cellulaire (consulter la section 33. Préparation d’un bloc cellulaire pour plus de détails).

15.3 ÉTAPES : PONCTION D’UNE LÉSION KYSTIQUE 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Expulser le contenu de la seringue dans le récipient contenant l’alcool 50% et identifier

celui-ci de façon univoque; 4) Acheminer le récipient contenant le spécimen au laboratoire de cytologie; 5) Une fois au laboratoire, verser 30 ml du spécimen dans un tube conique préalablement

identifié; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 7) Décanter; 8) À l’aide d’une pipette jetable, recueillir la partie blanche du culot et en déposer une goutte

au centre de la lame; 9) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements

circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression et ce, jusqu’à ce que le spécimen soit étalé le plus uniformément possible;

10) Fixer rapidement à l’aide du fixateur en aérosol; 11) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration; 12) Répéter pour la seconde lame.


V. Spécimens urinaires


L’analyse cytologique des spécimens urinaires vise à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues par miction spontanée, par endoscopie, par cathétérisme ou par ponction sus-pubienne est effectuée afin d’établir un cytodiagnostic. Le cytodiagnostic ainsi établi permet de dépister une lésion ou de détecter la présence de cellules néoplasiques autrement invisibles à l’œil nu. Généralement, le cytodiagnostic doit être confirmé par un diagnostic histologique effectué en pathologie. L’objectif de la cytopréparation des spécimens urinaires est de réaliser un frottis monocouche afin d’en optimiser la lecture.

17. Prélèvement des urines

En général, deux types de spécimens sont analysés en cytologie : les spécimens obtenus par miction spontanée et récupérés par l’usager lui-même, et les spécimens obtenus par le médecin spécialiste (endoscopie, cathétérisme, ponction sus-pubienne). Lorsque le patient a une vessie iléale, il est primordial que l’information soit indiquée sur le formulaire de demande pour éviter des erreurs de diagnostic.

17.1 Miction spontanée

1) La 1re urine du matin n’est pas recommandée pour une analyse cytologique, car les cellules desquamées ont séjourné trop longtemps dans la vessie. Toutes les autres urines sont acceptables;

2) À l’aide d’un savon doux, nettoyer, puis rincer les organes génitaux; 3) Uriner directement dans la toilette pendant quelques secondes afin de nettoyer les voies

urinaires; 4) Ensuite, dans un récipient identifié de façon univoque et contenant environ 30 ml d’alcool

50%11, uriner environ 30 ml; a. Une concentration supérieure à 50% ne devrait pas être utilisée pour les liquides

potentiellement riches en protéines, car les sédiments deviennent alors durs et très difficiles à étaler.

5) Terminer la miction dans la toilette; 6) Répéter l’opération pendant trois jours consécutifs ou selon la demande du médecin; 7) S’assurer que le contenant soit bien identifié (nom, prénom et identifiant numérique

univoque de l’usager); 8) Conserver les spécimens au réfrigérateur; 9) Dès que l’ensemble des spécimens requis est obtenu, les acheminer au laboratoire de

cytologie, ainsi que les requêtes correspondantes dûment remplies.

17.2 Endoscopie / cathétérisme / ponction sus-pubienne

1) Mettre le spécimen ainsi obtenu dans un récipient contenant de l’alcool 50%, et ce, en tentant de respecter un ratio 1 :1;

2) S’assurer de bien identifier le récipient contenant le spécimen (nom, prénom et identifiant numérique univoque de l’usager);

11 Koss, L. G. 2006. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases, p.1575


a. Si plusieurs types de prélèvements sont effectués, il est essentiel d’indiquer également le type de prélèvement sur le récipient et la requête correspondante afin d’éviter des erreurs d’interprétation lors de l’analyse cytologique. En effet, des spécimens obtenus par des méthodes différentes génèrent des images cytologiques différentes.

3) Acheminer le récipient contenant le spécimen au laboratoire de cytologie, accompagné de la requête correspondante dûment remplie.

18. Préparation des urines

Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.



Centrifugeuse;

Cytocentrifugeuse;


Vortex;







Solution saline.

18.2 ÉTAPES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier un tube conique, puis le déposer sur le portoir, et

identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette absorbante; 3) Mélanger le spécimen, puis en verser 30 ml dans le tube conique correspondant; 4) Compléter à 50 ml avec de la solution saline; 5) Ajouter 5 gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 7) Décanter; 8) Ajouter ensuite de la solution saline comme suit :

a. Si aucun culot n’est visible : Ajouter environ 1 ml de solution saline; b. Si un culot est visible : Ajouter de la solution saline jusqu’à l’obtention d’une

suspension légèrement trouble. 9) Remettre en suspension à l’aide du vortex; 10) Procéder à l’assemblage de deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la

cytocentrifugation; 11) Cytocentrifuger pendant 4 minutes à 1500 RPM; 12) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 13) Laisser sécher à plat environ 15 minutes avant de procéder à la coloration.


VI. Prélèvement des liquides biologiques


L’analyse cytologique des liquides biologiques vise à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues est effectuée afin d’établir un cytodiagnostic. Le cytodiagnostic ainsi établi permet de dépister une lésion ou de détecter la présence de cellules néoplasiques autrement invisibles à l’œil nu. Généralement, le cytodiagnostic doit être confirmé par un diagnostic histologique effectué en pathologie. L’objectif de la cytopréparation des liquides biologiques est de réaliser un frottis monocouche afin d’en optimiser la lecture.

19.1 TYPES DE LIQUIDE

Kyste : o Thyroïdien; o Mammaire; o Hépatique; o Rénal; o Ovarien; o Cérébral; o Autres.

Épanchement : o Pleural; o Péritonéal ou ascite; o Péricardique.

Autre : o Liquide de laparotomie ou laparoscopie; o Liquide céphalo-rachidien (LCR); o Liquide de lavage péritonéal.

20. Prélèvement des liquides

Ces spécimens sont habituellement fixés lorsqu’ils arrivent au laboratoire. Le cas échéant, les spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible. Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée, comme c’est le cas pour la recherche de cristaux d’acide urique dans un liquide articulaire, par exemple. Les spécimens reçus au laboratoire de cytologie doivent être identifiés adéquatement (nom, prénom et identifiant numérique univoque de l’usager) et la nature du spécimen doit être inscrite sur le récipient, ainsi que sur la requête correspondante dûment remplie.

21. Conservation et transport

Tous les spécimens doivent être acheminés le plus rapidement possible au laboratoire de cytologie. Cependant, certains spécimens doivent respecter des délais stricts afin de s’assurer de la qualité du spécimen, tel que :

LCR : Si le délai entre la ponction et la réception du spécimen au laboratoire de cytologie est de moins d’une (1) heure, le spécimen peut être reçu à l’état frais. Si le spécimen n’est pas préparé immédiatement, il doit être fixé en ajoutant de l’alcool 95%. Conserver ensuite au réfrigérateur.


Liquide articulaire : Si une recherche de cristaux d’acide urique est demandée, le spécimen doit être reçu à l’état frais. Sinon, il doit être fixé avec de l’alcool 50%, puis conservé au réfrigérateur.

Autres liquides : Si le délai entre la ponction et la réception du spécimen au laboratoire de cytologie est de moins de quatre (4) heures, le spécimen peut être reçu à l’état frais. Si le spécimen n’est pas préparé immédiatement, il doit être fixé en ajoutant de l’alcool 50% ou 70%. Conserver ensuite au réfrigérateur.

22. Préparation des liquides biologiques

Toutes les manipulations de liquides biologiques devraient être effectuées sous une enceinte de sécurité biologique (ESB). Au moment de la réception de tout liquide biologique, il est important de noter l’aspect macroscopique, ainsi que le volume de liquide reçu. Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.

22.1 MATERIEL REQUIS


Centrifugeuse;

Cytocentrifugeuse;


Tubes coniques de 15 ml;







Solution saline;

P.E.G. (mélange d’éthanol à 70 % et de polyéthylène glycérol) ou Carbowax;

Albumine (facultatif);

Passoire (facultatif).

22.2 ÉTAPES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier les tubes coniques, puis les déposer sur le portoir, et

identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette absorbante; 3) Mélanger le spécimen, puis en verser 30 ml dans le tube conique correspondant;

a. Étape facultative : il est possible de filtrer le spécimen à l’aide d’une passoire avant de le verser dans le tube conique, et ce, afin d’en retirer la fibrine.

4) Compléter à 50 ml avec de la solution saline; 5) Ajouter 5 gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 7) Décanter.

22.2.1 SI LE CULOT EST TRÈS PETIT (UN MINCE ANNEAU) 8) À l’aide d’une pipette jetable, prélever tout le culot; 9) Transférer dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié; 10) Compléter le volume à 0,8 ml avec de la solution saline; 11) Ajouter une goutte d’acide acétique ou de CytoLyt; 12) Remettre en suspension;


13) Procéder à l’assemblage de deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la cytocentrifugation;


22.2.2 SI LE CULOT EST IMPORTANT 8) À l’aide d’une pipette jetable, prélever tout le culot; 9) Transférer dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié; 10) Ajouter une quantité équivalente de P.E.G. ou de Carbowax;

a. Étape facultative : Ajouter une goutte d’albumine afin de faciliter l’adhésion du spécimen à la lame si des lames non chargées sont utilisées.

13) Bien mélanger par bouillonnement à l’aide d’une pipette jetable, puis déposer une goutte au centre de la lame;

14) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression, et ce, jusqu’à ce que le spécimen soit étalé le plus uniformément possible;

15) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 16) Laisser sécher à plat environ 30 minutes avant de procéder à la coloration; 11) Répéter pour la seconde lame.

23. Préparation d’un LCR



Cytocentrifugeuse;








Solution saline.

23.2 ÉTAPES Pour chaque spécimen, identifier les tubes coniques, puis les déposer sur le portoir, et identifier deux (2) lames;

23.2.1 SI LE VOLUME EST INFÉRIEUR À 1 ML 1) Compléter à 1 ml avec de la solution saline; 2) Ajouter une goutte d’acide acétique ou de CytoLyt; 3) Bien mélanger par bouillonnement à l’aide d’une pipette jetable; 4) Procéder à l’assemblage de deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la

cytocentrifugation; 5) Cytocentrifuger pendant 4 minutes à 1500 RPM; 6) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 7) Laisser sécher à plat environ 15 minutes avant de procéder à la coloration.

23.2.2 SI LE VOLUME EST SUPÉRIEUR À 1 ML 1) Transférer dans un tube de 15 ml préalablement identifié; 2) Ajouter deux (2) gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt; 3) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 4) Décanter; 5) Remettre le mélange en suspension;


6) Procéder à l’assemblage de deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la cytocentrifugation;


24. Préparation d’un liquide articulaire

Il faut noter que la viscosité de ce type de spécimen empêche une concentration adéquate du matériel cellulaire. Il est donc recommandé d’homogénéiser le spécimen en employant la méthode de « Saccomano ». Lorsque le spécimen est homogénéisé, procéder à la technique des liquides. Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.

25. Préparation de matériel provenant de kyste

Ce type de spécimen est habituellement fixé lorsqu’il arrive au laboratoire. Le cas échéant, les spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible à l’aide d’alcool 50%. Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée. Aucune préparation n’est requise si le spécimen arrive déjà étalé et fixé. Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures établies dans votre établissement.

25.1 MATERIEL REQUIS


Centrifugeuse;







Solution saline.

25.2 ÉTAPES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier un tube conique, puis le déposer sur le portoir, et

identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette absorbante; 3) Mélanger le spécimen, puis en verser 30 ml dans le tube conique correspondant; 4) Compléter à 50 ml avec de la solution saline; 5) Ajouter 5 gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 7) Décanter; 8) Remettre le mélange en suspension; 9) À l’aide d’une pipette jetable, déposer une goutte au centre de la lame; 10) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements




VII. Prélèvement des cytoponctions


L’analyse cytologique des cytoponctions vise à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues est effectuée afin d’établir un cytodiagnostic. Le cytodiagnostic ainsi établi permet de dépister une lésion ou de détecter la présence de cellules néoplasiques autrement invisibles à l’œil nu. Généralement, le cytodiagnostic doit être confirmé par un diagnostic histologique effectué en pathologie. L’objectif de la cytopréparation des cytoponctions est de réaliser un frottis monocouche afin d’en optimiser la lecture.

27. Préparation de cytoponctions

Le prélèvement par cytoponction est effectué par un médecin. Cependant, les cytologistes peuvent être présents pour assister le médecin et étaler les spécimens lors du prélèvement. Le spécimen obtenu suite à une cytoponction provient d’une masse visible ou palpable qui peut être solide ou kystique.



Centrifugeuse;




Seringues (avec aiguilles);

Support-pistolet en métal (voir image ci-contre);

Coplin contenant de l’alcool 95%;

Récipient contenant de l’alcool 50%;

Formol tamponné;


Solution saline.

27.2 ÉTAPES : PONCTION D’UNE MASSE SOLIDE Avant la ponction : 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Insérer la seringue dans le support-pistolet en métal; 4) À l’aide de la seringue, aspirer quelques gouttes de solution saline, puis les rejeter dans

un évier ou un contenant prévu à cet effet; a. Cette étape a pour but de rincer l’aiguille et de s’assurer qu’une partie du spécimen

qui sera prélevé ne séchera pas dans l’aiguille. Après la ponction : 5) Retirer la seringue du support-pistolet; 6) Ôter l’aiguille de la seringue et tirer le piston au maximum; 7) Remettre l’aiguille sur la seringue en prenant soin d’orienter le biseau vers le bas;

8) Immobiliser la seringue au centre de la lame en faisant un angle de 45° et expulser délicatement une goutte du spécimen;

9) À l’aide d’une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant un mouvement rapide et continu de glissement;


10) Rapidement mettre la lame ainsi étalée dans le coplin contenant l’alcool 95% afin de fixer le spécimen;

11) Répéter pour la seconde lame; a. Il est possible de conserver également les lames ayant servi à l’étalement. Dans

ce cas, quatre (4) lames seront alors obtenues par spécimen. 12) Si le médecin décide de procéder à une seconde ponction, répéter les étapes ci-dessus; 13) Acheminer la(les) seringue(s) et le coplin contenant les lames au laboratoire de cytologie; 14) Une fois au laboratoire, retirer les lames du coplin et les fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 15) Laisser sécher les lames à plat sur une serviette absorbante environ 15 minutes avant de

procéder à la coloration; 16) Expulser le contenu des seringues dans un tube conique préalablement identifié et

contenant du formol tamponné, puis suivre les étapes permettant d’effectuer un bloc cellulaire (consulter la section 33. Préparation d’un bloc cellulaire pour plus de détails)

27.3 ÉTAPES : PONCTION D’UNE MASSE KYSTIQUE 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Expulser le contenu de la seringue dans le récipient contenant l’alcool 50% et identifier

celui-ci de façon univoque; 4) Acheminer le récipient contenant le spécimen au laboratoire de cytologie; 5) Une fois au laboratoire, verser 30 ml du spécimen dans un tube conique préalablement

identifié; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 7) Décanter; 8) À l’aide d’une pipette jetable, recueillir la partie blanche du culot et en déposer une goutte

au centre de la lame; 9) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements

circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression, et ce, jusqu’à ce que le spécimen soit étalé le plus uniformément possible;


VIII. Prélèvement gastrique et œsophagien


L’analyse cytologique de prélèvements gastriques ou œsophagiens vise à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues est effectuée afin d’établir un cytodiagnostic. Le cytodiagnostic ainsi établi permet de dépister une lésion ou de détecter la présence de cellules néoplasiques autrement invisibles à l’œil nu. Généralement, le cytodiagnostic doit être confirmé par un diagnostic histologique effectué en pathologie. L’objectif de la cytopréparation des spécimens gastriques et œsophagiens est de réaliser un frottis monocouche afin d’en optimiser la lecture.

29. Prélèvement du matériel gastrique et de l’œsophage

Les brossages gastriques ou œsophagiens sont effectués par un médecin et sont obtenus par endoscopie. Une fixation rapide de ce type de spécimen est essentielle.


30. Préparation du matériel gastrique ou œsophagien

30.1 Préparation d’un brossage gastrique ou œsophagien




Centrifugeuse;

Tube conique;



30.1.2 ÉTAPES : SI LES LAMES REÇUES SONT DÉJÀ ÉTALÉES ET FIXÉES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Si nécessaire, apposer une étiquette d’identification interne, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) S’assurer que les lames ont séché pendant environ 15 minutes avant de procéder à la

coloration.

30.1.3 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN REÇU EST SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT DIRECT 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Étaler le spécimen contenu sur la brosse en effectuant avec la brosse un mouvement

d’étalement en roulant celle-ci; 4) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 5) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration.

30.1.4 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN EST REÇU SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT INDIRECT 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette

absorbante; 3) Agiter la brosse dans le liquide fixateur de transport afin de déloger les cellules de la

brosse; 4) Verser le liquide contenant à présent les cellules dans un tube conique préalablement

identifié; 5) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 6) Décanter; 7) Remettre en suspension; 8) Déposer une goutte du mélange ainsi obtenu au tiers inférieur de la lame préalablement

identifiée; 9) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements



30.2 Préparation d’un lavage gastrique

Ce type de spécimen est habituellement fixé lorsqu’il arrive au laboratoire. Le cas échéant, les spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible à l’aide d’alcool 50% ou 70%. Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée.



30.2.1 MATERIEL REQUIS


Centrifugeuse;








Solution saline;

P.E.G. (mélange d’éthanol à 70 % et de polyéthylène glycérol) ou Carbowax;

Albumine (facultatif);

Passoire (facultatif).

30.2.2 ÉTAPES 1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail; 2) Pour chaque spécimen, identifier les tubes coniques, puis les déposer sur le portoir, et

identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette absorbante; 3) Mélanger le spécimen, puis en verser 30 ml dans le tube conique correspondant;

a. Étape facultative : il est possible de filtrer le spécimen à l’aide d’une passoire avant de le verser dans le tube conique.

4) Compléter à 50 ml avec de la solution saline; 5) Ajouter 5 gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt; 6) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 7) Décanter. 8) À l’aide d’une pipette jetable, prélever tout le culot; 9) Transférer dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié; 10) Ajouter une quantité équivalente de P.E.G. ou de Carbowax;

a. Étape facultative : Ajouter une goutte d’albumine afin de faciliter l’adhésion du spécimen à la lame si des lames non chargées sont utilisées.

11) Bien mélanger par bouillonnement à l’aide d’une pipette jetable, puis déposer une goutte au centre de la lame;



IX. Autres spécimens

31. Prélèvement d’un écoulement mammaire

Le prélèvement d’un écoulement mammaire est obtenu soit par empreinte directe du mamelon sur

la lame si l’écoulement est spontané ou peu abondant soit par pression douce du mamelon. Il est cependant important de bien nettoyer le mamelon avec de l’alcool et de le laisser sécher avant de procéder au prélèvement. Deux (2) lames sont habituellement effectuées pour ce type de spécimen et une fixation rapide de ce type de spécimen est requise.


32. Prélèvement d’un spécimen à l’anus

Les prélèvements venant d’un spécimen d’anus doivent être traités comme une cytologie gynécologique.

33. Préparation d’un bloc cellulaire

Le bloc cellulaire est préparé selon la nature du spécimen. Il peut être effectué dans plusieurs buts : obtenir des coupes pour nous renseigner sur la cellularité du spécimen, effectuer des colorations spéciales ou immunohistochimiques, conserver le spécimen sur une période de temps plus longue ou pour procéder ultérieurement à des analyses supplémentaires. Il incombe néanmoins au pathologiste du centre hospitalier de déterminer les spécimens pour lesquels la préparation d’un bloc cellulaire est pertinente et/ou requise.


Centrifugeuse;

Vortex;

Plaque chauffante ou four à micro-ondes;

Tube conique (pour centrifugeuse);


Bécher;

Spatule;

Cassette;

Papier fin (mis en cassette);

Histogel;

Récipient contenant du formol tamponné.

33.2 ÉTAPES 1) Pour chaque spécimen à mettre en bloc, identifier un tube conique et une cassette; 2) Verser le spécimen dans le tube conique; 3) Centrifuger le spécimen pendant 15 à 20 minutes à 2500 RPM; 4) Décanter; 5) Ôter le bouchon du tube d’Histogel, puis mettre le tube dans un bécher contenant de l’eau; 6) Pour chauffer l’eau du bécher (qui liquéfiera l’Histogel) :

a. Soit mettre le bécher sur une plaque chauffante; b. Soit mettre le bécher au four à micro-ondes et chauffer pendant une dizaine de

secondes. Agiter et répéter jusqu’à liquéfaction (afin d’éviter les éclaboussures). 7) Ajouter une quantité suffisante d’Histogel pour recouvrir le culot; 8) Mélanger à l’aide du vortex; 9) Centrifuger pendant 15 à 20 minutes à 2500 RPM; 10) Laisser durcir :

a. Au congélateur pendant 15 minutes; b. Au réfrigérateur pendant 30 minutes; c. À la température ambiante (beaucoup plus long).

11) À l’aide d’une spatule, démouler le bloc; 12) Déposer le bloc sur le papier fin et replier celui-ci. Déposer le bloc ainsi emballé dans la

cassette identifiée; 13) Déposer la cassette dans le récipient contenant le formol tamponné; 14) Acheminer le tout au laboratoire de pathologie pour l’enrobage, la circulation, la coupe et

la coloration.


X. Transport et conservation des spécimens

34. Conservation des spécimens

Comme la conservation des spécimens est un facteur important influençant grandement la qualité des résultats, les spécimens reçus au laboratoire de cytologie arrivent habituellement fixés. Le cas échéant, ils doivent être fixés le plus rapidement possible. Toutefois, il faut mentionner qu’il arrive parfois que certains spécimens soient acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée.

34.1 Spécimens gynécologiques

Les spécimens gynécologiques doivent être fixés à l’aide d’un fixateur en aérosol (Cytospray) et conservés à la température ambiante.

34.2 Spécimens non gynécologiques

Les spécimens non gynécologiques doivent être fixés à l’aide d’un fixateur cytologique (sauf ceux pour lesquels des analyses spéciales requièrent un état frais). Selon le spécimen, le fixateur utilisé peut être de l’alcool 50%, de l’alcool 70%, de l’alcool 95% ou encore un fixateur en aérosol (Cytospray). Les spécimens non gynécologiques étalés sur des lames doivent être conservés à la température ambiante, tandis que ceux acheminés dans des récipients contenant de l’alcool peuvent être conservés au réfrigérateur ou à la température ambiante, selon les procédures établies dans votre centre.

35. Transport

35.1 Transport interne

Les exigences concernant le transport interne des spécimens de cytologie doivent être stipulées dans une procédure produite par votre centre. La procédure doit notamment indiquer la façon de transporter les spécimens, les conditions de transport (sur glace, par exemple), délais permis (en moins d’une heure), toute autre consigne à respecter (acheminer la série ensemble), etc.

35.2 Transport externe

Le centre doit établir des exigences claires pour le transport externe et s’assurer de les transmettre aux utilisateurs (cliniques, bureaux de médecin, etc.). Les spécimens non gynécologiques acheminés dans des récipients contenant de l’alcool doivent être soumis aux normes de transport des marchandises dangereuses de Transport Canada. Il faut également s’assurer que les procédures décrivent la façon adéquate d’emballer et de transporter ces types de spécimens.

XI. Réception et enregistrement des spécimens

36. Réception des spécimens

La réception des spécimens constitue une étape très importante du processus, puisqu’elle permet de repérer les non-conformités concernant l’identification (requête et spécimen), la fixation et les délais. Toute non-conformité observée doit être documentée afin de pouvoir identifier l’étape fautive et d’ainsi, mettre en place des actions correctives efficaces pour éviter la récurrence de ces erreurs.


37. Enregistrement

L’enregistrement des requêtes reçues au laboratoire de cytologie peut être fait par le personnel administratif ou par les cytologistes, selon les règles établies dans votre centre. À cet effet, il faut s’assurer qu’une description claire des tâches est en place afin de définir le rôle de chaque intervenant dans le processus.

XII. Coloration

38. Coloration de « Papanicolaou »

La coloration de « Papanicolaou » est la méthode de coloration mondialement adoptée pour la coloration des spécimens cytologiques. Elle est polychromatique, puisqu’elle contient un colorant

nucléaire l’hématoxyline et deux colorants cytoplasmiques le EA (Éosine Alcool) et l’OG6 (Orange G). Cette coloration permet de distinguer la morphologie cellulaire et d’en évaluer la maturité et les activités métaboliques. La coloration nucléaire peut être progressive ou régressive. Le choix de la méthode utilisée dépend des résultats obtenus et des préférences personnelles du pathologiste et/ou des cytologistes.

Méthode progressive : Consiste en une coloration continue jusqu’à ce que l’intensité désirée soit obtenue;

Méthode régressive : Le spécimen est surcoloré dans l’hématoxyline, puis l’excès de colorant est retiré par immersion dans un différentiateur (0,25% HCL (acide chlorhydrique)). Une immersion sous l’eau courante stoppe ensuite la réaction chimique de décoloration.

Les spécimens gynécologiques et non gynécologiques sont colorés séparément afin d’éviter la contamination cellulaire interspécimen. Il est recommandé de d’abord colorer les spécimens gynécologiques, puis les spécimens non gynécologiques. Comme certains spécimens ont davantage tendance à décoller pendant les étapes de coloration, l’ordre de coloration des spécimens non gynécologiques est établi selon la nature des spécimens. De sorte que l’ordre de coloration devrait être le suivant :

1) LCR; 2) Spécimens urinaires; 3) Spécimens de grattage ou brossage; 4) Cytoponctions; 5) Spécimens pulmonaires (expectorations, lavages, BTT); 6) Liquides obtenus par laparotomie ou laparoscopie et liquides de lavages péritonéaux; 7) Liquides d’épanchements (ascite, péricardique, pleural); 8) Autres liquides.

Afin d’optimiser la coloration des spécimens, il est recommandé d’immerger les lames dans l’alcool 95% pendant environ 20 minutes avant de procéder à la coloration comme telle. Cette immersion permet d’ainsi effectuer un certain nettoyage des fixateurs présents sur les lames (surtout si un fixateur en aérosol a été utilisé) et d’optimiser par la suite les effets des colorants utilisés.

38.1 Préparation de la coloration de « Papanicolaou »

1) Filtrer tous les colorants utilisés; 2) Bien mélanger le colorant dans la bouteille avant l’utilisation; 3) Sous une hotte chimique, préparer les solutions d’alcool aux pourcentages requis (50%,

70%, 80% 95% et 100%); 4) Sous une hotte chimique, filtrer et/ou remplir les bains de solvant (xylène et/ou toluène);


5) Toujours sous la hotte chimique : a. Si la méthode progressive est utilisée : Ajouter de l’acide acétique à 4% à

l’hématoxyline de Harris; b. Si la méthode régressive est utilisée : Préparer le bain de HCL à 0,25%.

6) Positionner les bains selon la méthode choisie; 7) Mettre les couvercles sur les bains et les retirer juste avant de procéder à la coloration.

38.1.1 PARTICULARITÉS Tandis qu’il est recommandé d’installer tous les bains de coloration sous une hotte chimique lors d’une coloration effectuée manuellement, il est conseillé d’utiliser une eau courante tiède pendant une coloration automatisée.

38.2 Évaluation de la coloration de « Papanicolaou »

Une évaluation de la qualité de la coloration devrait être faite après chaque séquence de coloration et celle-ci doit faire l’objet d’une documentation.

Colorants & Couleur attendue

Normes

Hématoxyline Noyaux : bleus ou violets foncés

Le contour nucléaire est bien défini et sa couleur contraste avec la coloration cytoplasmique;

La chromatine est bien visible;

Les liens interlobulaires des polynucléaires sont visibles.

OG6 Squames : oranges-jaunes Cellules kératinisées : oranges brillantes

La couleur orangée n’est habituellement pas visible dans un frottis normal, sauf si des squames sont présentes.

EA (36, 50 ou 65) Cellules superficielles : roses Cellules intermédiaires : bleues Cellules parabasales : bleues vertes brillantes

Les couleurs rose et verte sont franches;

Le cytoplasme de chaque cellule doit être translucide;

Les noyaux et les contours cytoplasmiques des cellules en amas sont distinctement visibles au travers des cytoplasmes.


38.3 Coloration progressive

Étape Produits Manuelle Automatisée

1 Alcool 95% 20 minutes 20 minutes avant de procéder

2 Alcool 80% 10 fois 10 secondes



5 Eau 10 fois 10 secondes

6 Hématoxyline de Harris +

Acide acétique à 4% 5 minutes 2 min à 2 min 30 s

7 Eau 10 fois 20 secondes

8 Eau 10 fois

9 Eau 10 fois


11 NH4OH à 1,5% dans de l’alcool

70% (eau ammoniacale) 1 minute 1 minute




15 OG6 1 minute 1 minute



18 Alcool 95% 10 fois

19 EA36, EA50 ou EA65* 3 minutes 2 min à 2 min 30






25 Alcool-xylène (ou toluène) 10 fois 10 secondes

26 Xylène (ou toluène) 10 fois 10 secondes



*Noter que certains centres utilisent un mélange 1:1 de EA50 et de EA65.


38.4 Coloration régressive

Étape Produits Manuelle Automatisée

1 Alcool 95% 20 minutes 20 minutes avant de procéder

2 Alcool 70% 20 fois 1 minute


4 Eau courante 1 minute 1 minute

5 Hématoxyline de Harris 3 min 30 s 3 min 30 s

6 Eau courante 30 secondes 30 secondes

7 HCl à 0,25% 4 à 5 secondes Gynécologique : 1 s

Non gynécologique : 2 s

8 Eau courante 4 minutes 4 minutes




12 OG6 2min30 2 min 30 s




16 EA65* 2 minutes 2 minutes

17 Alcool 95% 2 minutes 2 minutes


19 Alcool 100% 2 minutes 2 minutes


21 Alcool-xylène (ou toluène) 2 minutes 2 à 7 minutes

22 Xylène (ou toluène) 2 minutes 2 à 7 minutes





38.5 Coloration rapide

La coloration rapide est surtout utilisée lors d’une cytoponction. Elle permet d’effectuer une évaluation quantitative du matériel prélevé avant de libérer l’usager. La durée approximative de cette coloration est de 4 à 5 minutes.

Étape Produits Durée

1 Alcool 70% 5 fois

2 Eau 5 fois

3 Hématoxyline de Harris +

Acide acétique à 4% 1 minute

4 Eau 5 fois

5 Alcool 50% 5 fois

6 NH4OH à 1,5% dans de l’alcool 70% (eau ammoniacale) 10 secondes

7 Alcool 70% 5 fois

8 Alcool 95% 5 fois

9 OG6 5 fois


11 EA36, EA50 ou EA65* 5 fois



14 Alcool-xylène (ou toluène) 5 fois

15 Xylène (ou toluène) 10 fois




38.6 Préparation des produits pour la coloration de « Papanicolaou »

38.6.1 ALCOOL 95% Pour obtenir 500 ml d’alcool 95%, mélanger :

475 ml d’alcool éthylique absolu;

25 ml d’eau (distillée).










38.6.5 ALCOOL-XYLÈNE (OU TOLUÈNE) Pour obtenir 500 ml d’alcool-xylène (ou toluène), mélanger :


250 ml de xylène (ou toluène).

38.6.6 HCL À 0,25% Pour obtenir 400 ml d’acide chlorhydrique à 0,25%, mélanger :

399 ml d’eau (distillée);

1 ml de HCl.

38.6.7 NH4OH À 1,5% Pour obtenir 400 ml d’hydroxyde d’ammonium (ou eau ammoniacale), mélanger :


6 ml d’hydroxyde d’ammonium (NH4OH).


38.7 Décoloration

La décoloration est utilisée afin de remédier à certains problèmes de coloration. Il est très important de respecter toutes les étapes de la décoloration afin d’optimiser la recoloration.

38.8 Décoloration avec des lamelles de verre


1 Xylène (ou toluène) Jusqu’à ce que la lamelle tombe d’elle-même




5 Alcool–xylène (ou toluène) 10 fois




9 Solution décolorante* 1 minute

10 Solution décolorante* 1 à 2 minutes



*Voir la section 36.8.1 pour la préparation de la solution décolorante Il est ensuite possible de procéder à la recoloration.

38.8.1 SOLUTION DÉCOLORANTE Pour obtenir 100 ml de solution décolorante, mélanger :


5 ml de HCl.

38.9 Décoloration avec lamelle en film


1 Acétone Jusqu’à ce que le film décolle



4 Solution décolorante* 1 minute



*Voir la section 36.8.1 pour la préparation de la solution décolorante Il est ensuite possible de procéder à la recoloration.

38.10 Recoloration

Procéder à la coloration de « Papanicolaou » de la façon habituelle.


38.11 Problèmes de coloration

Pendant le processus de coloration, plusieurs colorants et produits chimiques peuvent interagir. Il peut donc survenir divers problèmes souvent décelés au moment de l’évaluation de la coloration. Bien reconnaître les causes de ces problèmes permet d’agir directement sur la source du problème et d’y remédier.

Liste des problèmes les plus fréquents, leurs causes et des solutions possibles12

Problèmes Causes Solutions

Régions non colorées sur la lame Le fixateur n’est pas complètement retiré de la lame

Laisser les lames dans un bain d’alcool 95% au moins 10 minutes avant de procéder à la coloration comme telle

Le fixateur est périmé ou inapproprié Approvisionner les clients avec un fixateur approprié

Déconseiller l’usage de fixatif à cheveux

Présence d’eau dans le xylène Changer le bain de xylène, surtout s’il y a présence de bulles

Présence d’eau dans le milieu de montage Jeter le milieu de montage, surtout s’il y a des gouttelettes au fond

Du gel lubrifiant recouvre les cellules Il est recommandé d’utiliser de l’eau tiède et non un lubrifiant lors du prélèvement

Agitation insuffisante dans les bains de colorants

Agiter suffisamment les portoirs de lames dans les bains de colorants

Agitation insuffisante dans les bains de rinçage Agiter suffisamment les portoirs de lames dans les bains de rinçage

La coloration du noyau est pâle ou les détails ne sont pas clairement visibles

L’hématoxyline est périmée Toujours vérifier les dates de péremption des produits

Jeter les produits périmés et en utiliser de nouveaux

Mauvais lot de colorant Le colorant doit être de couleur pourpre foncée

Ne doit pas contenir de dépôts

S’il est de couleur rousse, c’est qu’il est oxydé et il faut le changer

Le colorant est épuisé Changer et/ou remplir le colorant régulièrement

Établir une fréquence selon les évaluations

Coloration régressive : Le temps de décoloration est trop long

Ajuster le temps de décoloration pour le raccourcir

Coloration progressive : Le temps de coloration est inapproprié

Ajuster le temps de coloration

12 Leopold G. KOSS. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases, 2006, p.1599-1600.



Coloration régressive : Le pH de l’eau est trop bas (acide)

Le pH idéal est légèrement alcalin

Ajuster le temps de trempage

Il y a eu séchage du frottis avant la coloration Informer les clients de bien fixer les lames après le prélèvement

Faire parvenir une procédure aux clients, si nécessaire

Le pH de la solution de NH4OH est < 8 (donc trop acide)

Ajuster le pH

Ajouter du NH4OH

Rinçage excessif dans l’eau courante Réduire le temps de rinçage

Frottis fixés au Carbowax : Temps de coloration dans l’hématoxyline trop court ou contamination de l’hématoxyline

Augmenter le temps de coloration dans l’hématoxyline

Changer l’hématoxyline (car peut avoir été contaminée par le Carbowax et ainsi, avoir perdu de ses propriétés pénétrantes)

Dilution de l’hématoxyline causée par un égouttement insuffisant des portoirs

Changer l’hématoxyline

Égoutter davantage les portoirs avant le bain d’hématoxyline

Réduire la vitesse de la machine

Coloration régressive : Différentiation trop longue

Réduire le temps de différenciation

Coloration régressive : Concentration du HCl trop élevée

Ajouter de l’eau distillée au bain de HCl

Changer la solution du bain

Coloration régressive : Mauvais rinçage après la différentiation

Augmenter le temps de rinçage

Agiter suffisamment les portoirs pendant le rinçage

Coloration du noyau trop foncée et cytoplasme gris

L’hématoxyline est trop concentrée Utiliser l’hématoxyline appropriée

Le rinçage dans l’eau est inadéquat Augmenter le temps de trempage dans l’eau

Augmenter le débit de l’eau courante

Le temps de coloration est trop long Réduire le temps de coloration

Coloration régressive : Décoloration inadéquate Augmenter le temps de la décoloration

L’étape de bleuissement est inadéquate Coloration progressive : Vérifier le pH de l’eau ou augmenter le temps de rinçage à l’eau

Coloration régressive : Allonger le temps de trempage dans la solution de NH4OH ou ajouter du NH4OH pour en augmenter la concentration



Le frottis contient beaucoup de sang et de protéines

Si possible, utiliser un agent cytolytique ou diluer avec une solution saline avant la fixation

Coloration régressive : Le temps de différentiation est trop court

Augmenter le temps de trempage dans la solution de HCl

Coloration régressive : Différentiateur pas assez concentré

Ajouter du HCl

Changer la solution de HCl

Fixation des frottis avec un alcool ou un fixateur trop concentré (Carnoy, par exemple)

Utiliser un fixateur approprié (alcool 95%)

Réduire le temps de coloration dans l’hématoxyline

EA ne colore pas les cytoplasmes en bleu ou vert, et rose

Présence d’eau dans le bain de rinçage suivant le colorant

Changer les bains de rinçage régulièrement (après le passage d’environ 120 lames)

Le colorant est périmé Toujours vérifier les dates de péremption des produits

Jeter les produits périmés et en utiliser de nouveaux

Le colorant est de mauvaise qualité Retourner au fournisseur lorsque le colorant est frais et que la coloration est mauvaise

Le colorant est épuisé Changer et/ou remplir le colorant régulièrement

Établir une fréquence selon les évaluations

Le temps de coloration est trop court Augmenter le temps de coloration dans le EA

Il y a eu séchage du frottis avant la fixation Informer les clients de bien fixer les lames après le prélèvement

Faire parvenir une procédure aux clients, si nécessaire

Présence d’une flore à Cocci Augmenter le temps de coloration dans le EA

Rinçage insuffisant précédant le colorant cytoplasmique


RINÇAGE INSUFFISANT SUIVANT LE COLORANT

CYTOPLASMIQUE


Fixation des frottis avec un alcool ou un fixateur trop concentré (Carnoy, par exemple)

Utiliser un fixateur approprié (alcool 95%)

Augmenter le temps de coloration dans le EA

Cytoplasmes trop pâles Rinçage excessif dans les bains d’alcool suivant la coloration cytoplasmique

Réduire le temps de rinçage

Colorant de mauvaise qualité Retourner au fournisseur



Cytoplasmes trop bleus, trop verts ou trop roses

La formulation du EA peut avoir changé Ajuster la solution de EA en sachant que le EA50 et 36 contiennent deux fois plus de teintes vertes que le EA65. Un mélange de colorant EA peut être approprié

Essayer un fournisseur différent

EA50 vs EA65 EA65 est habituellement utilisé lors d’une coloration régressive

Les cellules kératinisées ne sont pas orangées

OG6 de mauvaise qualité Retourner au fournisseur

Très rare, car ce colorant est très stable

Le temps de coloration est trop court Augmenter le temps de coloration dans l’OG6

Les cellules sont trop orangées OG6 est trop concentré Réduire le temps de coloration dans l’OG6

Détails embrouillés au fort grossissement Milieu de montage trop épais Utiliser moins de milieu de montage

Lamelle trop épaisse Utiliser exclusivement des lamelles no 1

Présence de « Corn Flakes » ou « Trapped air »

Bulles d’air prises au piège à la surface du frottis, entre le frottis et la lamelle (ou film)

Il faut démonter, puis remonter la lame (consulter la section 41.3 Démonter une lame pour plus de détails)

Présence de particules non biologiques ou ne semblant pas appartenir au spécimen du frottis

Débris cellulaires dans les colorants Filtrer les colorants avant usage ou après les colorations de spécimens non gynécologiques

Changer fréquemment les bains de rinçage

Bien égoutter les portoirs lors des changements de bains

Débris cellulaires dans le milieu de montage Appliquer le milieu de montage sur la lamelle et non sur le frottis

Changer le milieu de montage selon une fréquence établie et lorsqu’il y a des sédiments au fond du contenant


39. Coloration de « Giemsa »

Alors que la coloration de Papanicolaou est une coloration à prédominance nucléaire avec une différenciation cytoplasmique modeste, la coloration de Giemsa est à la base une coloration cytoplasmique avec une capacité limitée de coloration nucléaire. C’est pourquoi la coloration de Giemsa, en association avec la coloration de Papanicolaou, permet de mettre en évidence certaines composantes pouvant contribuer au processus diagnostic de certains types de spécimens (sein, thyroïde, etc.). Il est cependant important de noter que pour procéder à la coloration de Giemsa, les frottis doivent être préalablement séchés à l’air, plutôt que fixés (contrairement à ce qui est usuel en cytologie).

Étape Produits Durée (ou action)

1 Méthanol 100% 10 minutes

2 Solution de travail « Giemsa » 10 minutes

3 Eau Rincer

4 Eau Rincer

5 Égoutter

6 Sécher

7 Xylène (ou toluène) Tremper

Procéder ensuite au montage de la lame de la façon habituelle.

39.1 Préparation des produits pour la coloration de « Giemsa »

39.1.1 SOLUTION PHOSPHATE DE SODIUM Pour obtenir 500 ml de solution phosphate de sodium, il faut dissoudre à l’aide d’un mélangeur magnétique :

5,94 g de sodium de phosphate dibasique anhydre dans;

500 ml d’eau distillée. Conserver la solution ainsi obtenue à 4°C.

39.1.2 SOLUTION PHOSPHATE DE POTASSIUM Pour obtenir 500 ml de solution phosphate de potassium, il faut dissoudre à l’aide d’un mélangeur magnétique :

4,54 g de cristaux de phosphate de potassium monobasique dans;

500 ml d’eau distillée. Conserver la solution ainsi obtenue à 4°C.

39.1.3 SOLUTION TAMPON PHOSPHATE (SOLUTION DE TRAVAIL) Pour obtenir 500 ml de solution tampon phosphate, mélanger :

10 ml de solution phosphate de sodium;

90 ml de solution phosphate de potassium;

400 ml d’eau distillée. Ajuster ensuite le pH à 6,7-6,8 en utilisant les solutions de phosphate de sodium et de phosphate de potassium. Conserver à la température ambiante.

39.1.4 SOLUTION DE TRAVAIL « GIEMSA » Pour obtenir 50 ml de solution de travail, mélanger :

45 ml de solution tampon phosphate (solution de travail);

5 ml de solution « Giemsa » commerciale.


40. Coloration de « Grocott »

Cette coloration, qui est en fait une imprégnation au méthénamine d’argent, est utilisée pour la mise en évidence des champignons, de la membrane basale, ainsi que de certains organismes opportunistes. Cette coloration est habituellement utilisée pour la recherche de Pneumocystis jirovecii (anciennement Pneumocystis carinii) dans un spécimen de lavage bronchiolo-alvéolaire.

40.1 Préparation de la coloration de « Grocott »

L’ensemble de colorant argent ACCUSTAIN® de la compagnie SIGMA-ALDRICH est suggéré.


Réactif de méthénamine argentique*;

Solution d’acide périodique*;

Solution de chlorure d’or*;

Solution de thiosulfate de sodium*;

Solution de borax*;

Colorant vert lumière;

Coplin de verre;

Coplin de plastique avec couvercle;

Entonnoir en verre;

Pinces en plastique;

Filtres en papier;

Bécher de 300 ml;

Couvercle en verre;

Chronomètre;

Bain de verre;

Support à lames en verre;

Cylindre gradué;

Pipette de transfert de 15 ml;

Pipette graduée de 15 ml;

Bains de coloration;

Four à micro-ondes;

Agitateur magnétique;

Matériel pour le montage des lames;

Alcool 85%;

Alcool 95%;

Alcool 100%;

Alcool-xylène;

Xylène. *Est contenu dans l’ensemble de colorant argent ACCUSTAIN®.

40.1.2 PRÉPARATION DE LA SOLUTION DE MÉTHÉNAMINE D’ARGENT

Dans un bécher, mélanger à l’aide d’un agitateur magnétique jusqu’à dissolution complète :

100 ml d’eau distillée;

8 ml de borax;

1 flacon de méthénamine argentique. Filtrer ensuite 40 ml de cette solution dans un coplin de plastique.

40.1.3 ÉTAPES 1) Préparer deux (2) lames en suivant la procédure de préparation des lavages bronchiolo-

alvéolaires pour le décompte différentiel (consulter la section 13.2 pour plus de détails);


2) Préparer une lame témoin (consulter la section 40.2 Préparation de lames témoins pour plus de détails). Ne pas oublier de déparaffiner la lame témoin avant de procéder à la coloration, s’il y a lieu;

3) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir d’acide périodique. Laisser tremper pendant 5 minutes;

4) Retirer les lames et les rincer dans 6 bains d’eau distillée; a. Il est possible d’utiliser un (1) seul bain pour lequel l’eau est changée 6 fois

pendant le rinçage. 5) Chauffer la solution de méthénamine d’argent pendant 45 secondes au four à micro-ondes; 6) Placer les lames dans la solution de méthénamine d’argent chauffée pendant 2 minutes; 7) Rincer 10 fois dans un bain d’eau distillée; 8) Remettre les lames dans le coplin contenant la solution de méthénamine d’argent avec le

couvercle seulement déposé (et non vissé) et chauffer pendant 20 secondes; 9) Placer les lames dans un bain d’eau distillée pendant 2 minutes; 10) Remettre les lames dans le coplin contenant la solution de méthénamine d’argent avec le

couvercle seulement déposé (et non vissé) et chauffer pendant 15 secondes; 11) Placer les lames dans un bain d’eau distillée pendant 2 minutes; 12) Retirer les lames et les rincer dans 6 bains d’eau distillée;

a. Il est possible d’utiliser un (1) seul bain pour lequel l’eau est changée 6 fois pendant le rinçage.

13) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir de la solution de chlorure d’or. Attendre 30 secondes;

14) Retirer les lames et les rincer dans 6 bains d’eau distillée; a. Il est possible d’utiliser un (1) seul bain pour lequel l’eau est changée 6 fois

pendant le rinçage. 15) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir de la solution de thiosulfate de

sodium. Laisser agir pendant 2 minutes; 16) Retirer les lames et les rincer à l’eau courante pendant 5 minutes; 17) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir de colorant vert lumière (pour la

contre-coloration). Attendre 45 secondes; 18) Déshydrater les lames en les faisant passer successivement dans les bains suivants :

a. Alcool 85%; b. Alcool 95%; c. Alcool 100%; d. Alcool-xylène; e. Xylène.

19) Procéder au montage des lames.

40.1.4 INTERPRÉTATION Les microorganismes mis en évidence devraient être marron violacé à noirs.

40.1.5 MESURES ET PRÉCAUTIONS SPÉCIALES

Les réactifs doivent être à la température ambiante avant de commencer la coloration;

Si le borax est conservé au réfrigérateur, dissoudre les cristaux avant son utilisation;

Éviter que la solution de méthénamine d’argent ne soit en contact avec le métal;

Ne jamais utiliser de pinces en métal;

Ne jamais réutiliser une solution méthénamine d’argent ayant déjà servi. Pour plus de détails, consulter le dépliant de l’ensemble de colorant ACCUSTAIN® ou celui de l’ensemble de colorant utilisé dans votre centre.

40.2 Préparation de lames témoins

Il est possible de fabriquer des lames témoins à partir d’un spécimen de culture de Candida albicans.


Centrifugeuse;


Cytocentrifugeuse;

Matériel à cytocentrifugation (filtre, support, chambre à spécimen, bouchon, etc.);

Culture (liquide) de Candida albicans;



Lames (environ 12);

Carbowax.

40.2.2 ÉTAPES 1) Ajouter du Carbowax à la culture de Candida pour un ratio 1:1 : 2) Verser dans des tubes coniques; 3) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM; 4) Laisser reposer les tubes quelques minutes; 5) Décanter; 6) À l’aide d’une pipette jetable, remettre en suspension par bouillonnement; 7) Ajouter environ 8 ml de Carbowax à chacun des tubes; 8) À l’aide d’une pipette jetable, mélanger par bouillonnement; 9) Effectuer un examen microscopique à l’état frais afin de s’assurer d’une quantité suffisante

de champignons ou de levures; 10) Identifier les lames en y inscrivant « Témoin champignon »; 11) Procéder à l’assemblage des lames pour la cytocentrifugation; 12) Cytocentrifuger pendant 4 minutes à 1500 RPM; 13) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol; 14) Laisser sécher les lames à plat complètement avant de les ranger pour usage ultérieur.

41. Montage des lames

Le montage des lames en cytologie consiste à apposer, de façon manuelle ou automatisée, une lamelle en verre ou en film sur les frottis cytologiques étalés et colorés. Cette étape permet d’assurer une protection contre la décoloration et la détérioration causée par l’air (oxydation), en plus de protéger le frottis contre les multiples manipulations13. De plus, les lames ainsi montées permettent une observation microscopique optimale à cause de la similitude de l’index de réfraction entre la lame (montée) et l’objectif du microscope. Bien qu’il existe différents types de milieux de montage, nous utilisons généralement les milieux de montage résineux en cytologie. Plus précisément, ceux issus de résines de synthèse (de type Eukitt, par exemple).

41.1 ÉTAPES : MONTAGE MANUEL 1) Mettre des gants de nitrile; 2) Sous une hotte chimique, tremper la lame à monter dans le xylène (ou toluène);

a. Ceci permettra de solubiliser la résine et de favoriser un étalement uniforme de celle-ci sur la lame.

3) Déposer une goutte de milieu de montage sur la lamelle; 4) Apposer la lamelle sur la partie de la lame présentant le frottis.

13 http://collections.banq.qc.ca/ark:/52327/bs2120017

http://collections.banq.qc.ca/ark:/52327/bs2120017


41.2 Problèmes de montage


Présence de zones opaques Présence d’eau dans le

milieu de montage ou le xylène

Changer le milieu de montage ou le xylène

Présence de bulles

Présence d’air lors du montage

Présence de « Corn flakes » à cause d’un frottis trop épais

S’assurer de bien presser la lamelle lors du montage

Démonter la lame, ôter un peu de spécimen en grattant, puis remonter la lame

41.3 Démonter une lame 1) Retirer la lamelle en verre ou en film;

a. Si la lame est montée avec une lamelle en film : Tremper la lame dans l’acétone pendant 2 minutes ou jusqu’à ce que le film décolle facilement;

b. Si la lame est montée avec une lamelle en verre : Tremper la lame dans le xylène jusqu’à ce que la lamelle se détache par elle-même.

2) Laisser tremper la lame dans le xylène (ou dans un mélange xylène-acétone) pendant 2 minutes, puis gratter doucement l’excédent de matériel à l’aide d’une lamelle de verre;

3) Laisser tremper la lame dans le xylène pendant 2 minutes; 4) Procéder au montage de la lame de la façon habituelle.

XIII. Immunohistochimie14

42. L’immunohistochimie L’immunohistochimie est l’utilisation d’anticorps spécifiques pour la détection d’antigènes présents dans ou sur les cellules biologiques. Elle permet donc une identification morphologique par le biais de marqueurs spécifiques qui offrent ainsi une plus grande sensibilité d’identification. Il est important de savoir que l’immunohistochimie ne permet pas de confirmer la malignité des cellules, mais uniquement leur origine. Les techniques d’immunohistochimie peuvent être effectuées sur des lames provenant de :

Bloc cellulaire; Frottis étalé; Cellules collectées à l’aide d’un filtre; Spécimen en milieu liquide.

42.1 Les marqueurs tissulaires

42.1.1 MARQUEURS ÉPITHÉLIAUX

CK (CytoKératines);

AE1/AE3;

MAK-6;

CAM5.2;

EMA (Epithelial Membrane Antigen);

CEA (CarcinoEmbryonic Antigen);

B72.3;

Leu M1;

CD15;

BerEP4;

14 Koss, L. G. 2006. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases, p.1644-1671


MOC-31;

CA125;

CA19-9;

CA15-3;

TTF1 (Thyroid Transcription Factor-1) (marqueur épithélial sélectif).

42.1.2 MARQUEURS MÉSENCHYMATEUX

Vimentine (VIM);

Desmine (DES);

Actine (ACT);

Alpha-1-antitrypsine;

CD68;

S100;

Leu 7;

Bcl-2;

CD99;

CD117.

42.1.3 MARQUEURS LYMPHOÏDES15

CD45 (tous les types de lymphocytes);

Lymphocytes B : o CD10 (marque des sous-groupes des lymphocytes B et T); o CD19; o CD20; o CD22; o CD23 (marque un sous-groupe de lymphocytes B); o CD45RA; o CD74; o CD79a; o Cycline D1.

Lymphocytes T : o CD3; o CD4; o CD5 (marque aussi un sous-groupe de lymphocytes B); o CD7; o CD43 (marque aussi un sous-groupe de lymphocytes B).

Cellules de Reed-Sternberg (maladie de Hodgkin) : o CD15; o CD30.

Marqueurs des chaînes légères kappa () et lambda ().

42.1.4 MARQUEURS NEUROENDOCRINIENS

NSE (Neuron-Specific Enolase);

Chromogranine;

Synaptophysine;

Calcitonine;

Somatostatine;

Leu 7(CD57).

42.2 Marqueurs usuels pour la détection de certains types de cancers

42.2.1 ADÉNOCARCINOME DU SEIN

ER (+) (œstrogène);

PR (+) (progestérone);

15 https://www.labcorp.com

https://www.labcorp.com/


GCDFP15 (+);

CK7 (+);

CK20 (-).

42.2.2 MÉSOTHÉLIOME

Thrombomoduline (+)

CK5/6 (+);

Calrétinine (+);

N-Cadherine (+);

CD44S (+);

HMBE-1 (+);

WT1 (+) (négatif pour les adénocarcinomes);

CK20 (-);

CEA (-);

B72.3 (-);

BerEP4 (-);

CD15 (Leu M1) (-);

MOC-31 (-);

CA19-9 (-);

TTF-1 (-).

42.2.3 THYROÏDE

TTF1 (+);

Thyroglobuline (+) (papillaire);

Calcitonine (+) (médullaire);

Chromogranine (+) (médullaire);

CK7 (+);

CK20 (-).

42.2.4 POUMON

CEA (+);

TTF-1 (+);

CK7 (+) (sauf si carcinome épidermoïde ou à petites cellules);

CK 20 (-).

42.2.5 CARCINOME À PETITES CELLULES

NSE (+);

CD56 (+);

Chromogranine (+);

Synaptophysine (+);

TTF1 (+).

42.2.6 OVAIRE

CA125 (+);

ER (+);

PR (+);

CK7 (+);

CK 20 (+) (sauf si non-mucineux);

CEA (-).

42.2.7 MÉLANOME

S100 (+) (très sensible, mais peu spécifique);

VIM (+);

HMB45 (+);

MART-1 (+);

Melan A (+).


42.2.8 PROSTATE

PSA (+) (Prostate Specific Antigen);

PAP (+) (Prostatic Acid Phosphatase);

CK7 (-);

CK20 (-).

42.2.9 ADÉNOCARCINOME COLORECTAL

CEA (+);

EMA (+);

CD19-9 (+);

B72.3 (+);

CA15-3 (+);

CK20 (+);

CK7 (-).

42.2.10 SARCOME

VIM (+);

ACT (+);

DEs (+);

S100 (+);

Bcl-2 (+);

CD31 (+);

CD34 (+);

CD68 (+).

42.2.11 ENDOMÈTRE

VIM (+);

CK7 (+);

CK20 (-) (sauf si adénocarcinome mucineux).

42.2.12 REIN

RCC (+);

VIM (+);

CD10 (+);

EMA (+);

CD15-3 (+). Les marqueurs énumérés ci-dessus sont présentés à titre indicatif et peuvent varier en fonction du centre, selon les préférences des pathologistes, les disponibilités des fournisseurs, la réactivité de certains anticorps, etc.

XIV. Étiquetage des lames

Lorsque les lames sont montées et séchées, une étiquette d’identification est apposée sur chaque lame. L’étiquette doit contenir un numéro univoque attribué au spécimen16 et correspondant au nom du patient, ainsi qu’aux informations contenues sur la requête. Les lames gynécologiques prioritaires (traitement urgent), ainsi que les spécimens non gynécologiques sont séparés équitablement entre les cytologistes présents. Les lames gynécologiques de routine sont empilées et entreposées dans un endroit désigné. Toutes les lames doivent être analysées au microscope par un cytologiste.

16 http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualite-

cytophathologie2005.pdf


XV. Charge de travail

La charge de travail est associée à la quantité de lames qu’un cytologiste doit examiner quotidiennement. C’est le pathologiste, l’assistant-chef et/ou le coordonnateur technique qui est en mesure de limiter le nombre de lames à produire tous les jours. Il est important que cette quantité soit établie au regard des tâches connexes du cytologiste et non seulement pour des considérations économiques et de productivité.

Un cytologiste ne devrait pas examiner plus de 45 à 55 lames de cytologie par journée de travail de 7 heures17. Voici quelques raisons pour lesquelles un cytologiste devrait voir sa charge de travail réduite ou ajustée, suivant les circonstances atténuantes qui diminuent le temps normalement réservé à la lecture de lames :

Le cytologiste peut être appelé à se déplacer pour aller assister à des prélèvements par cytoponction dans d’autres secteurs d’activités (radiologie, clinique externe, salle d’opération, etc.);

Certains cytologistes, avec une expérience reconnue, peuvent être appelés à faire de l’enseignement à l’école de cytologie ou à l’intérieur du laboratoire;

Dans certains laboratoires de cytologie, ce sont les cytologistes qui effectuent la cytopréparation des spécimens non gynécologiques, ainsi que la coloration et le montage des lames;

Dans certains cas, un cytologiste peut être affecté à des tâches administratives, à de l’archivage, à l’émission de rapports, à la relance des cas anormaux, ainsi qu’aux différents comités inhérents à la pratique de cytologie.

XVI. Analyse microscopique

L’analyse microscopique est effectuée par un cytologiste. Un cytodiagnostic est émis pour chaque spécimen. Il est impératif que chaque cytologiste ait l’occasion de poser des cytodiagnostics sur une variété importante de spécimens non gynécologiques et gynécologiques. Cette variété permet au cytologiste de maintenir une expertise et une compétence diagnostique adéquate. Dans le but d’émettre un cytodiagnostic juste et précis, le cytologiste doit être en mesure d’accéder et d’obtenir de l’information et des renseignements cliniques pertinents auprès des cliniciens, des archives médicales et de tous les autres professionnels de la santé concernés. La consultation entre collègues de travail est une pratique diagnostique fréquemment utilisée. Lorsqu’un cytologiste doit émettre un cytodiagnostic sur un cas rare ou difficile, il est profitable de consulter un autre cytologiste plus expérimenté avant de référer le cas au pathologiste. Tous les cas difficiles ou problématiques doivent être revus par un pathologiste. Il incombe au pathologiste d’émettre le diagnostic final pour ces cas.

XVII. Terminologie

La terminologie préconisée en cytologie gynécologique repose sur le système Bethesda. Cette nomenclature est utilisée par tous les laboratoires de cytologie au Québec et inclut l’évaluation de la qualité du spécimen et le cytodiagnostic.

17 http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualite-cytophathologie2005.pdf

http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualite-cytophathologie2005.pdf


Des recommandations de suivi peuvent être émises et incluses au rapport final. Il peut s’agir d’un simple rappel, d’un contrôle, d’une colposcopie ou d’une intervention gynécologique plus poussée. L’implantation des recommandations doit être appliquée en collaboration avec le pathologiste et les intervenants impliqués dans le processus d’analyse cytologique.

XVIII. Cytodiagnostic

43. Définition d’un cytodiagnostic

Méthode de diagnostic servant à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Cette méthode est fondée sur l’examen microscopique de cellules prélevées sur le corps humain par ponction, brossage ou frottis, dans un but de prévention, de thérapie ou de recherche. Le cytodiagnostic est un acte professionnel accompli exclusivement par un cytologiste ou un pathologiste. Seule une formation spécialisée concentrée sur l’étude de la cellule et de ses anomalies peut protéger adéquatement le public. Le cytodiagnostic demeure toutefois une interprétation subjective des anomalies d’un échantillon et doit être considéré dans un contexte multidisciplinaire en concordance avec des données histologiques, radiologiques ou relevant de l’examen clinique.

44. Cas référés au pathologiste

Chaque laboratoire de cytologie possède une procédure identifiant les cas à référer au pathologiste. Tous les cas présentant des cellules anormales représentatives d’un processus pathologique doivent être soumis au pathologiste.

Le cytologiste émet un cytodiagnostic initial sur tous les frottis gynécologiques, non gynécologiques et les blocs cellulaires montrant des cellules anormales. Ces cellules doivent être marquées ou encerclées afin de s’assurer qu’elles seront repérées et identifiées par le pathologiste afin d’être considérées lors de l’émission du diagnostic final.

45. Validation des résultats

Bien que pouvant différer d’un centre à l’autre, les rapports finaux des frottis gynécologiques normaux, satisfaisants ou non, peuvent habituellement être finalisés et validés par le cytologiste. Les rapports finaux des frottis gynécologiques anormaux, ainsi que les frottis non gynécologiques négatifs, atypiques et positifs doivent être finalisés et validés par le pathologiste.

46. Le rapport final

Le rapport final doit contenir toutes les informations cliniques fournies par le médecin, le cytodiagnostic, les noms du cytologiste et du pathologiste, la signature (qui peut être électronique) du pathologiste ayant finalisé le cas, ainsi que la date d’émission du rapport. Le cytodiagnostic inscrit au rapport final doit être clair et indiquer l’anomalie la plus sévère du cas; les autres anomalies peuvent être décrites dans la partie microscopique ou le commentaire.

D’autres renseignements tels qu’une recommandation de suivi peuvent aussi être ajoutés au rapport final, selon la pratique du laboratoire, en collaboration avec les intervenants-clés impliqués.


47. Le rapport complémentaire

Le rapport complémentaire annule tout autre rapport émis antérieurement et correspondant au même numéro. Ce nouveau rapport doit mentionner clairement les changements apportés au rapport original. Une copie du rapport initial et une copie du rapport complémentaire doivent être jumelées et conservées pour consultation ultérieure.

XIX. Contrôle de la qualité

48. Contrôle interne

Le travail de cytologiste requiert beaucoup de concentration et de précision pour la formulation de cytodiagnostics. Le contrôle de la qualité commence donc nécessairement par une révision de lame. Cette révision permet de s’assurer de la qualité et de la précision du diagnostic originalement émis. Bien qu’un contrôle effectué par tamisage (ou échantillonnage) soit généralement utilisé, un contrôle effectué sur tous les cas négatifs peut permettre d’éviter l’émission d’un résultat faussement négatif. Il est à la discrétion de chaque laboratoire de choisir le mode de contrôle qui lui convient. Néanmoins, quel que soit le contrôle effectué, celui-ci doit être documenté.

48.1 Modes de contrôle

Comme mentionné précédemment, plusieurs modes de contrôle sont possibles pour le contrôle des frottis gynécologiques en cytologie. Toutefois, les plus utilisés sont les suivants :

Contrôle par tamisage (ou échantillonnage) : Relecture totale de 10% de l’ensemble des lames ayant un diagnostic négatif (normal);

Contrôle à 100% : Relecture rapide de toutes les lames ayant un diagnostic négatif (normal);

Pré-contrôle : Lecture rapide de toutes les lames qui arrivent au laboratoire de cytologie afin de départager d’emblée les lames de routine des lames présentant des anomalies ou possiblement, une lésion.

48.1.1 CONTRÔLE PAR TAMISAGE (OU ÉCHANTILLONNAGE) Malgré le fait que cette méthode soit de plus en plus remise en question quant à sa valeur de détection de faux négatifs, elle demeure toutefois un excellent moyen d’uniformiser la pratique à l’intérieur d’un laboratoire. La révision des lames doit être effectuée avant l’émission du rapport final, puisque les cas jugés suspects après révision doivent être acheminés au pathologiste. Une sélection aléatoire de 10 % des frottis jugés négatifs est effectuée sur l’ensemble des frottis gynécologiques jugés négatifs émis quotidiennement. Idéalement, la sélection devrait provenir de 5 % des frottis de routine jugés négatifs et de 5 % des frottis prioritaires jugés négatifs.

48.1.2 CONTRÔLE À 100% La relecture rapide est une autre façon de procéder qui est de plus en plus préconisée par les laboratoires de cytologie. Ce type de contrôle consiste à réexaminer partiellement tous les frottis gynécologiques négatifs en se déplaçant selon un trajet préétabli sur la lame pendant 30 à 60 secondes. En Grande-Bretagne, des essais ont démontré que les bords des lames doivent faire partie du trajet de relecture, car c’est souvent à cet endroit que les cellules atypiques sont le plus susceptibles de nous échapper18. Les frottis sont examinés à une vitesse de lecture normale, les champs étant tout simplement plus distancés. Lorsque des cellules anormales sont détectées, une relecture complète de la lame

18 1995 Blackwell Science Ltd, Cytopathology, 6:376-387.


s’impose. La relecture des lames doit être effectuée avant l’émission du rapport final, puisque les cas jugés suspects après révision doivent être acheminés au pathologiste.

48.1.3 PRÉ-CONTRÔLE Bien qu’encore peu répandu, le pré-contrôle est un mode de contrôle très apprécié dans les centres qui l’utilisent. Le pré-contrôle consiste à effectuer un examen rapide de tous les frottis gynécologiques reçus par le laboratoire de cytologie, sans égards au fait que les frottis soient classés « routine » ou « prioritaire ». Le trajet de lecture consiste au contour de la lame, suivi de larges zigzags, pour une durée totale d’environ 30 secondes. Si une lame ne semble présenter aucune anomalie, un rapport de pré-contrôle normal est produit, la lame est alors classée « routine » ou « normale » et est lue à la suite des autres lames classées pareillement. Si pendant la lecture rapide une anomalie ou même une lésion est observée, un rapport de pré-contrôle positif est produit, la lame est classée « prioritaire » et elle est placée à la suite des autres lames classées « prioritaires ». À la fin de la journée, les cas sont traités comme suit :

Résultat au pré-contrôle Résultat du cytodiagnostic Action à prendre

Négatif ou normal Négatif ou normal Aucune

Négatif ou normal Anomalie ou lésion Envoyer la lame au pathologiste

Anomalie ou lésion Négatif ou normal

Révision de la lame par la personne ayant effectué le pré-contrôle. Celle-ci peut conserver son diagnostic initial ou le modifier. Dans les deux (2) cas, la lame est envoyée au pathologiste

48.2 Révision des frottis antérieurs à un frottis positif19

L’Association Canadienne des Pathologistes recommande que pour un cas où un diagnostic de lésion malpighienne intraépithéliale de haut grade (HSIL ou LIHG) ou plus, ou d’adénocarcinome in situ (AIS) est posé, tous les frottis gynécologiques interprétés négatifs des trois années précédentes (de cette patiente) doivent être révisés par un cytologiste, puis référés au pathologiste. Si un diagnostic révisé est suffisamment important pour affecter le suivi thérapeutique du patient, un rapport complémentaire doit être produit. Toutes les informations relatives au(x) frottis antérieur(s) révisé(s) doivent être notées et toutes les actions correctives entreprises doivent être consignées.

48.3 Corrélation cytopathologique

La corrélation cytopathologique consiste à s’assurer de la cohérence entre les diagnostics cytologique (effectué à partir d’un frottis sur lame) et pathologique (établi à partir d’une coupe histologique). Lorsqu’un écart significatif est observé entre ces deux diagnostics, on parle alors de discordance ou de non-corrélation cytopathologique. Il est à la discrétion de chaque laboratoire de déterminer le degré de divergence acceptable. Lorsqu’une divergence inacceptable est constatée, la lame cytologique doit faire l’objet d’une révision. Toutes les révisions de lames et les actions correctives entreprises doivent être consignées. Généralement, un diagnostic cytologique initial est considéré comme étant un « faux » lorsqu’il y a deux niveaux de différence entre l’évaluation initiale et le diagnostic révisé (frottis normal vs bas grade, par exemple). Il faut également savoir que la biopsie (si correctement effectuée) est la meilleure technique pour déterminer le degré exact de la lésion.

19 http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualite-cytophathologie2005.pdf


48.3.1 UN « FAUX NÉGATIF » Se dit d’un frottis ayant un diagnostic négatif et pour lequel, à la révision, des anomalies sont observées. Un tel frottis a donc été interprété faussement négatif. L’atypie reliée à l’inflammation ou à la découverte de micro-organismes ne constitue pas une erreur significative, sauf si le virus de l’herpès est en cause.

48.3.2 UN « FAUX POSITIF » Se dit d’un frottis ayant un diagnostic positif et qui, à la révision, ne permet pas de conclure à la présence de lésion. Un tel frottis a donc été interprété faussement positif. Le frottis peut présenter des cellules difficiles à interpréter, mais qui, à la lumière de l’ensemble des données disponibles, seront considérées comme ayant été surévaluées à la lecture initiale. Le cytodiagnostic sera donc évalué à la baisse et paraphé par le pathologiste correcteur initial. La rigueur est de mise avant de décider de modifier un diagnostic à la baisse.

49. Contrôle externe20

Tous les laboratoires de cytologie doivent s’inscrire à un contrôle de qualité externe afin de se conformer aux normes d’Agrément Canada. Depuis septembre 2010, les laboratoires doivent – en plus du contrôle interne de qualité – participer à des contrôles externes de qualité, notamment ceux offerts par le Laboratoire de santé publique du Québec (LSPQ).

XX. Mesures de sécurité

Tous les laboratoires doivent posséder un manuel de règles et de mesures de sécurité mis à jour régulièrement. Tout le personnel doit connaître les règles de sécurité et les appliquer. Les mesures de sécurité mises en place visent à protéger le personnel des dangers physiques, chimiques et biologiques.

50. Équipement de protection individuelle (ÉPI)

L’équipement de protection individuelle (ÉPI) doit être utilisé lors des manipulations de spécimens et de produits chimiques. Il est impératif de s’assurer que les ÉPI soient disponibles, et ce, en quantité suffisante dans le laboratoire. L’emplacement des ÉPI doit être connu de tout le personnel.

50.1 MATÉRIEL CONSTITUANT L’ÉPI

Sarrau;

Gants;

Masque;

Lunettes de protection.

51. Hotte chimique vs enceinte à sécurité biologique (ESB)

La hotte chimique est utilisée lors de la manipulation et la préparation de produits chimiques. Tous les produits chimiques doivent être utilisés sous une hotte. Quant aux spécimens, ils ne doivent pas être utilisés sous une hotte chimique, puisque celle-ci n’assure aucune protection contre les aérosols biologiques.

L’enceinte de sécurité biologique (ESB) est utilisée pour la manipulation de spécimens à haut risque de contagion ou lors de manipulations de spécimens biologiques pouvant produire des aérosols. Aucun produit chimique ne doit être manipulé sous une ESB, car les vapeurs de ces produits peuvent détériorer les filtres HEPA qui sont conçus pour filtrer les particules biologiques et non les vapeurs chimiques.

20 http://www.msss.gouv.qc.ca/professionnels/biologie-medicale/qualite

http://www.msss.gouv.qc.ca/professionnels/biologie-medicale/qualite


52. Équipements d’urgence

L’emplacement des équipements d’urgence, ainsi que la façon de les utiliser, doit être connu de tout le personnel et doit faire l’objet d’une procédure de laboratoire. Il faut également s’assurer que l’emplacement des équipements d’urgence soit bien identifié.

52.1 MATÉRIEL CONSTITUANT LES ÉQUIPEMENTS D’URGENCE

Plan d’évacuation;

Alarmes;

Extincteurs;

Douches oculaires;

Douches d’urgence;

Couvertures anti-feu.

53. Mesures d’urgence

Chaque établissement possède un plan des mesures d’urgence. Ce plan doit être connu de tout le personnel (codes de couleur, codes téléphoniques, etc.). Tout le personnel doit être en mesure d’agir efficacement selon la mesure d’urgence évoquée.

54. Système général harmonisé (SGH)2122 (anciennement SIMDUT)

Tous les produits chimiques utilisés dans le laboratoire doivent se conformer aux règles de l’approche internationale du système général harmonisé de classification et d’étiquetage des produits chimiques (SGH) utilisés au travail (anciennement le Système d’Identification des Matières Dangereuses utilisées au Travail ou SIMDUT). Le SGH a été adopté dans le but d’harmoniser mondialement les critères de classification des produits chimiques selon leurs dangers physiques pour la santé et leurs dangers environnementaux, ainsi que les exigences relatives aux renseignements sur les dangers figurant sur les étiquettes et dans les fiches de données de sécurité. Au Canada, en synchronisation avec les États-Unis, la mise en œuvre du SGH devra être complétée au plus tard pour juin 2015. Au laboratoire, cela signifie que tout le personnel doit connaître et respecter les règles établies quant au transport, à l’utilisation sécuritaire, à l’entreposage et à l’identification des produits chimiques, et les informations relatives à ces règles doivent être disponibles et facilement accessibles à tout le personnel.

55. Élimination des déchets23

Chaque établissement possède des règles de gestion des déchets que tout le personnel doit connaître et appliquer. Ces règles doivent porter sur le triage des déchets et le respect du règlement sur les déchets biomédicaux, l’utilisation des contenants appropriés et l’entreposage des déchets de façon sécuritaire. Il faut également y inclure les normes établies quant à la récupération (papier et plastique), ainsi que le déchiquetage des documents contenant une identification personnalisée.

21 http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/ghs-sgh/index-fra.php 22 http://www.actionplan.gc.ca/fr/page/rcc-ccr/conseil-canada-etats-unis-de-cooperation-matiere 23http://www2.publicationsduquebec.gouv.qc.ca/dynamicSearch/telecharge.php?type=3&file=/Q_2/Q2R12.htm

http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/ghs-sgh/index-fra.php

http://www.actionplan.gc.ca/fr/page/rcc-ccr/conseil-canada-etats-unis-de-cooperation-matiere

http://www2.publicationsduquebec.gouv.qc.ca/dynamicSearch/telecharge.php?type=3&file=/Q_2/Q2R12.htm

http://www2.publicationsduquebec.gouv.qc.ca/dynamicSearch/telecharge.php?type=3&file=/Q_2/Q2R12.htm


56. Bonnes pratiques de laboratoire

Les bonnes pratiques de laboratoire sont des règles de base qui doivent être rigoureusement appliquées afin d’éviter les erreurs et les accidents.

56.1 RÈGLES À RESPECTER

Ne jamais boire, manger ou entreposer des boissons ou de la nourriture dans une aire de laboratoire;

Porter l’équipement de protection individuelle requis;

Porter des chaussures fermées à semelles antidérapantes;

Attacher les cheveux longs;

Éviter de porter les doigts ou des objets à la bouche ou aux yeux;

Respecter toutes les règles de sécurité;

Avoir une solution désinfectante accessible pour la décontamination des surfaces de travail;

Jeter les déchets biologiques dans les poubelles appropriées;

Jeter tout matériel brisé afin d’éviter des blessures;

Toujours identifier correctement les spécimens et les échantillons;

Toujours identifier correctement le matériel et les produits utilisés;

Maintenir à jour les procédures techniques;

Maintenir à jour la formation du personnel.

57. Réduction des risques de contamination croisée

Afin de réduire les risques de contamination croisée au laboratoire de cytologie, on doit respecter les règles suivantes :

Toujours travailler sur une surface propre;

Remplacer les serviettes souillées;

Changer régulièrement de gants;

Maintenir les boites de lames fermées;

Manipuler les lames par la portion dépolie;

Éviter tout contact entre les frottis.

XXI. Ergonomie et environnement

L’ergonomie est la science faisant l’étude et la recherche de l’organisation méthodique du travail et de l’aménagement de l’équipement en fonction des possibilités de l’individu. En ce qui concerne les cytologistes, l’ergonomie se traduit par la position et les équipements de travail liés à l’observation au microscope.

58. La position de travail

La lecture de lames au microscope entraîne une position assise et statique pour les cytologistes. Ce type de positionnement peut entraîner, avec le temps, des malaises musculo-squelettiques importants. C’est pourquoi il est recommandé de se lever à intervalles réguliers et d’effectuer de petits exercices pendant la position assise (rotation des chevilles et des épaules, étirement des bras, etc.). Des ajustements et des adaptations du poste de travail sont néanmoins souvent requis afin de limiter les inconforts causés par une position statique.


59. Équipements de travail

Plusieurs équipements peuvent contribuer au maintien idéal d’une position de travail confortable, et ce, même lorsque celle-ci est statique. Ces équipements doivent être de bonne qualité et bien ajustés au cytologiste afin de limiter les inconforts et les malaises pouvant en résulter.

59.1 La chaise de travail

La chaise de travail est un élément important du travail au microscope. Une chaise mal ajustée et non appropriée au cytologiste peut être la première source de plusieurs malaises. Ceux-ci peuvent notamment occasionner un stress et des douleurs musculaires au niveau du cou, des épaules et du dos. L’ajustement adéquat de la chaise est donc à la base d’une bonne position de travail.

59.1.1 AJUSTEMENT DE LA CHAISE L’assise de la chaise doit être appropriée à l’utilisateur de façon à ce qu’il ne ressente aucune pression à l’arrière des cuisses. La hauteur du siège est déterminée de façon à ce que l’angle de la jambe – au niveau du genou – soit de 90º et que l’utilisateur ne ressente aucune pression au niveau de l’articulation située sous le genou. Souvent, afin d’obtenir un angle idéal, il faudra avoir recours à un repose-pied. Le dossier doit être ajusté de façon à ce que la partie lombaire du dos de l’utilisateur soit bien supportée. Afin de s’assurer d’un support adéquat, il est important de laisser un espace libre pour le sacrum et les fesses. Le dossier de la chaise doit être assez haut afin de permettre l’appui des omoplates. Des appuis-bras peuvent également être ajoutés à la chaise afin de soulager les épaules du poids des bras. Il est toutefois important de s’assurer que la chaise – ainsi bonifiée – pourra permettre à l’usager de s’approcher suffisamment de la table de travail tout en maintenant son dos appuyé sur le dossier.

59.2 La table de travail

La table de travail idéale doit pouvoir s’ajuster en hauteur de façon à ce que les pieds reposent bien à plat sur le sol. Bien que de plus en plus de laboratoires de cytologie s’équipent de ce type de tables, plusieurs laboratoires n’en sont actuellement pas équipés. Lorsqu’une table droite et stable est utilisée, il faut souvent adjoindre des composantes d’ajustement afin de permettre le maintien d’une position de travail idéale.

59.2.1 AJUSTEMENT DE LA TABLE La table utilisée devra être suffisamment grande pour permettre à l’utilisateur d’avoir un espace de travail approprié pour la lecture au microscope, la rédaction du rapport et l’utilisation de l’équipement informatique. De plus, l’espace sous la table doit permettre un dégagement complet des jambes. Il est important que les bras et les coudes soient bien appuyés sur la table de façon à ce que les épaules ne soient pas tendues. Une enclave d’environ 7 cm de profondeur par 60 cm de largeur, en face de l’aire du microscope, peut aider l’utilisateur à obtenir un bon appui. Pour un ajustement confortable au niveau des bras, le cytologiste peut utiliser des appuis-bras déposés sur la table. Ces appuis-bras doivent être rembourrés et ajustés afin de bien supporter les bras, les poignets et les coudes. Ils doivent également être munis d’un système antidérapant.


59.3 Le microscope

Chaque cytologiste doit avoir un microscope binoculaire à haute performance optique et mécanique. L’ajustement optique d’un microscope est fondamental afin d’éviter une fatigue visuelle et par conséquent, une perte de concentration. Il est tout aussi essentiel de s’assurer d’avoir un bon ajustement physique afin d’éviter les raideurs au niveau des régions cervicale et dorsale de la colonne vertébrale.

59.3.1 AJUSTEMENT DU MICROSCOPE Il peut arriver que le microscope doive être surélevé et incliné afin que les oculaires puissent facilement atteindre les yeux de l’utilisateur. À cet effet, certaines compagnies ont développé un microscope ergonomique avec tête ajustable et inclinable. L’utilisateur du microscope doit manipuler simultanément la vis de mise au point, ainsi que la vis du charriot permettant le déplacement de la lame. Ces manœuvres amènent souvent l’utilisateur à ressentir une abduction au niveau des épaules.

60. Ajustement complet du cytologiste – chaise, table et microscope

Un ajustement complet et adapté de l’ensemble des équipements est fondamental, puisqu’un ajustement personnalisé permet de maintenir l’attention et la concentration nécessaires à l’accomplissement du travail de cytologiste. Pour ajuster la chaise, stabiliser la hauteur de la chaise par rapport à la table de travail – avec ou sans enclave – en y posant les coudes au repos. Les pieds doivent reposer bien à plat sur le sol. Utiliser un repose-pied si nécessaire. Si la table est ajustable en hauteur, procéder d’abord à l’ajustement de la chaise, puis à celui de la (hauteur de la) table de façon à ce que les coudes y reposent confortablement. Pour ajuster le microscope, stabiliser la hauteur de celui-ci afin que les oculaires se situent au niveau des yeux. Si nécessaire, soulever la base du microscope à l’aide d’un socle mobile et inclinable, ou au moyen de blocs d’épaisseur variable. La tête et le dos doivent être le plus droit possible. S’il y a lieu, ajuster ou rapprocher les appuis-bras en position confortable, afin qu’aucune tension musculaire ne soit ressentie. L’ASSTAS a produit une fiche technique traitant de l’ergonomie du travail au microscope. Il est possible de consulter cette fiche en vous rendant au lien suivant : http://www.asstsas.qc.ca/documents/Publications/Repertoire%20de%20nos%20publications/Autres/FTL1-microscope.pdf

61. Structure du laboratoire de cytologie

Idéalement, un laboratoire de cytologie devrait posséder deux (2) secteurs distincts :

Un local pour effectuer la préparation des spécimens, la coloration et le montage de lames;

Un local strictement dédié à la lecture de lames au microscope.

61.1 Structure du local technique

L’espace de travail technique du laboratoire doit être planifié de façon fonctionnelle afin de pouvoir y circuler aisément et y effectuer convenablement la réception et la préparation des spécimens, ainsi que la coloration et le montage des lames.

http://www.asstsas.qc.ca/documents/Publications/Repertoire%20de%20nos%20publications/Autres/FTL1-microscope.pdf

http://www.asstsas.qc.ca/documents/Publications/Repertoire%20de%20nos%20publications/Autres/FTL1-microscope.pdf


Un laboratoire de cytologie doit être muni d’une ventilation adéquate afin d’éliminer les vapeurs des produits chimiques utilisés.

Tous les produits chimiques doivent être entreposés dans des armoires appropriées.

61.2 Structure du local de lecture

Idéalement, le local de lecture en cytologie doit être séparé du local technique et être fermé de manière à atténuer les bruits environnants, les odeurs et les vapeurs de produits chimiques et ce, afin de favoriser la concentration nécessaire à l’exécution du travail au microscope.

Le local de lecture doit être ordonné et organisé de façon à ce que l’espace de travail requis pour chaque cytologiste soit suffisant.

Le local doit également être bien ventilé et éclairé. L’éclairage pouvant être une source de fatigue visuelle, il est donc nécessaire de munir le local de luminaires adéquats pouvant concentrer et répartir la lumière.

Conclusion

Bien que nous ayons tenté de répertorier les façons de faire de la manière la plus simple et standard possible, nous sommes conscients que celles-ci peuvent différer de ce qui est actuellement en place dans les différents centres hospitaliers du Québec. Néanmoins, le but que nous nous étions proposé étant de permettre la diffusion de techniques efficaces et éprouvées, nous croyons avoir atteint notre but avec ce guide. Il doit également être compris que le présent document se veut un ouvrage rassemblant des pistes de bonnes pratiques effectuées en cytologie et non un répertoire de procédures de manipulations techniques. Vous pourrez aisément utiliser ce guide conjointement avec les procédures internes en vigueur dans votre centre et sûrement en retirer quelques informations utiles permettant même, nous l’espérons, de bonifier vos propres façons de faire !



Références

1- Code de déontologie des membres de l’Ordre professionnel des technologistes médicaux du Québec, Code des professions (L.R.Q., c. C-26, a. 87).

2- Thompson, D. W. 1996. Adequate Pap Smear. LPTP Ontario Medical Association, Second Edition, p.2.

3- DeMay, R. M. 1996. The Art and Science of Cytopathology, Exfoliative Cytology. Volume 1. ASCP Press, Chicago, p. 153.

4- Thompson D. W. 1996. Adequate Pap Smear. LPTP Ontario Medical Association, Second Edition, p.16.

5- Bibbo, M. 1991. Comprehensive Cytopathology. WB Saunders Company. 1063 p.

6- Caron, P. Histologie, cahier de laboratoire. No document 140-380. Cégep de Sainte-Foy.

7- Chan, R. C. J. and T. M. Kung. 1988. « Rehydratation of Air-Dried Smear with Normal Saline ». Dans AMJ Clinical Pathology, 89: 30-34.

8- Demay, R. M. 1996. The Art and Science of Cytopathology, Exfoliative Cytology. Volume 1. ASCP Press, Chicago. 462 p.

9- Drury, P. 1986. La sécurité au laboratoire : Directive de l’ACTL. 2e édition.

10- Gauthier, D. « Chronique sur le contrôle de la qualité : techniques de prélèvement pour la cytologie gynécologique ». Dans le Bulletin de la société de cytologie de Québec. Vol 9, no 3, pp. 22-27.

11- Groupe sectoriel d’expertise en cytologie. Plan d’action sur l’accessibilité et l’efficience des services de laboratoire. 1996. Ministère de la Santé et des Services sociaux. Gouvernement du Québec. Rapport final, juin.

12- Hould, R. 1984. Techniques d’histopathologie et de cytopathologie. Décarie, Montréal. 400p.

13- Hutchinson, M. L. 1996. « Assessing the Cost and Benefits of Alternative Rescreening Strategies ». Dans ACTA Cytologica. Volume 40, Number 1 /January-February. Pp. 4-7.

14- Johnson, S. J. et coll. 1995. « An Assessment of Partial Rescreening as an Internal Quality Control Method for Cervical Smears ». Dans Cytopathology. Blackwell Science Ltd, 6: 376-387.

15- Keebler, C. and T. Somrak. 1993. The Manual of Cytopathology. 7th Edition. ASCP Press. Chicago. 464 p.

16- Keebler, C and J. Reagan. 1977. The Manual of Cytopathology. 5th Edition. ASCP Press. Chicago. 325 p.

17- Koss, L. G. 2006. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases. 2 Tomes, 5th Edition. J. B. Lippincott Company, Philadelphia. 1752 p.

18- Koss, L. G., S. Woyne and W. Olszewski. 1984. Aspiration Biopsy Cytologic Interpretation and Histologic Bases. First Edition. Igaku-Shion, New-York and Tokyo. 490 p.

19- Kurman, R. J. and D. Solomon. 1994. The Bethesda System for Reporting Cervical/Vaginal Cytologic Diagnoses. Springer-Vaslag, New-york Inc. 81 p.

20- Lemay, C. « Le contrôle de la qualité par la relecture rapide ». Dans le Bulletin de la société de cytologie de Québec. La cytologie pour tous. Vol. 10, no 3. Pp. 4-5.

21- Blanc, Bernard. 2005. Le dépistage du cancer du col de l’utérus. Springer. Paris, Berlin, Heidelberg, New-York. 106 p.

22- Le médecin du Québec. 1998. Volume 33, numéro 7, juillet.

23- Linder, J. and S. Rennard. 1988. Bronchoalveolar Lavage. ASCP Press, Chicago. 196 p.

24- Meisels, A. Notes de cours. Institut d’anatomopathologie, Faculté de médecine, Université Laval, Québec.

25- Meisels, A. and C. Morin. 1997. « Cytopathology of the Uterus ». 2nd edition. Dans ASCP Theory and Practice of Cytopathology 1. ASCP Press, Chicago. 506 p.


26- Melamed, M. R. and B. J. Flehinger. 1992. « Re-evaluation of Quality Assurance in the Cytology Laboratory ». Dans Acta Cytologica, 36: 461-465.

27- Meridith, G. Fox. 1993. « ASCT Cytopathology and Quality Assurance Guide ». Dans American Society for Cytotechnology. Volume II. 159 p.

28- Orell, S. et coll. 1992. Manual and Atlas of Fine Needle Aspiration Cytology. Churchill Livingston, Edinburgh, London, Madrid, Melbourne, New-York and Tokyo. Second Edition. 341 p.

29- Pellerin, J. 1974. Manuel de biochimie médicale. Montréal.

30- Ramzy, I. 1993. « Pulmonary cytology and aspiration biopsy ». Dans American Society of Cytology. Scottdale, Arizona.

31- Règlements sur les déchets médicaux. Règlements fondus du Québec, Q-2, règlement 3.001. Les éditeurs officiels du Québec. 01/01/98. No : z-551-18527-0.

32- Société canadienne de cytologie. 1996. Directives concernant la pratique de l’assurance qualité en cytologie. Seconde révision, septembre. 30p.

33- Thompson, D. W. 1996. Adequate “Pap” Smears. A Guide for Sampling Techniques in Screening for Abnormalities of the Uterine Cervix. LPTP Ontario Medical Association. Second Edition. 20 p.

34- Triol, J. H. 1992. « ASCT Cytopathology Quality Assurance Guide ». Dans American Society for Cytotechnology. Volume I. 199 p.

35- Marck, Véronique. 2010. Manuel de technique d’anatoma-cytopathologie : Théorie et pratique. Masson. 50 p.

36- Santé Canada. Lignes directrices pour les programmes de dépistage du cancer du col utérin au Canada.

37- La lutte contre le cancer du col de l’utérus : guide des pratiques essentielles. 2007. World Health Organization, p. 98.

38- Solomon, D. and R. Nayar. The Bethesda System for Reporting Cervical Cytology: Definitions, Criteria and explanatory notes.

39- http://www.phac-aspc.gc.ca/publicat/ccsic-dccuac/preface-fra.php

40- http://www.phac-aspc.gc.ca/publicat/ccsic-dccuac/pdf/cervical-f3.pdf

41- https://www.cancercare.on.ca/common/pages/UserFile.aspx?serverId=6&path=/File%20Database/CCO%20Files/PEBC/pebc_cervical_screen.pdf

42- http://www.statcan.gc.ca/studies-etudes/82-003/feature-caracteristique/5027181-fra.pdf

43- http://www.accreditation.ca/fr/default.aspx

44- http://www.optmq.org/admin/Document.aspx?id=445

45- http://nih.techriver.net/index.php

46- http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/index-fra.php

47- http://www.cirano.qc.ca/pdf/publication/2003RP-09.pdf

48- https://www.labcorp.com

49- http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualite-cytophathologie2005.pdf

50- http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/ghs-sgh/index-fra.php

51- http://www.actionplan.gc.ca/fr/page/rcc-ccr/conseil-canada-etats-unis-de-cooperation-matiere

52- hhttp://www.msss.gouv.qc.ca/professionnels/biologie-medicale/qualite

53- http://screening.iarc.fr/atlascytobeth.php?lang=2

http://www.phac-aspc.gc.ca/publicat/ccsic-dccuac/preface-fra.php

http://www.phac-aspc.gc.ca/publicat/ccsic-dccuac/pdf/cervical-f3.pdf

https://www.cancercare.on.ca/common/pages/UserFile.aspx?serverId=6&path=/File%20Database/CCO%20Files/PEBC/pebc_cervical_screen.pdf

https://www.cancercare.on.ca/common/pages/UserFile.aspx?serverId=6&path=/File%20Database/CCO%20Files/PEBC/pebc_cervical_screen.pdf

http://www.statcan.gc.ca/studies-etudes/82-003/feature-caracteristique/5027181-fra.pdf

http://www.accreditation.ca/fr/default.aspx

http://www.optmq.org/admin/Document.aspx?id=445

http://nih.techriver.net/index.php

http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/index-fra.php


https://www.labcorp.com/



http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/ghs-sgh/index-fra.php



http://www.actionplan.gc.ca/fr/page/rcc-ccr/plan-de-travail-du-systeme-general-harmonise-de


Documents

GUIDE DES BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE …cyto.qc.ca/pdf/1421281717.pdfACQ 2e édition Page 7 Introduction C’est avec plaisir que nous vous présentons la nouvelle édition du