Informations référentielles Coulter - accrediweb.fr€¦ · effectuer les numérations cellulaires. ... Les impulsions provenant du bac GR qui représentent des cellules de 36 fl

Mkg/JLV/Rév.B Juin. 2009

Informations référentielles

Coulter®

LH

Principes de fonctionnement Informations de référence

PRINCIPES GENERAUX Analyse NUM La méthode Coulter effectue avec précision le comptage et l'analyse volumétrique des cellules en détectant et en mesurant les variations de résistance électrique observées lorsqu'une particule (telle qu'une cellule) se trouvant dans un liquide conducteur passe à travers un micro-orifice.

Figure 1 : Méthode Coulter

Chaque cellule en suspension dans un liquide conducteur (diluant) agit comme un isolant. Lorsqu'une cellule passe au travers de l'orifice, elle augmente momentanément la résistance électrique entre les électrodes immergées de part et d'autre de l'orifice. Ceci provoque une impulsion électronique mesurable. Pour réaliser le comptage, le vide utilisé pour aspirer la suspension de cellules diluée au travers de l'orifice doit être à un niveau régulé.

Le nombre d'impulsions est fonction du nombre de particules. L'intensité de l'impulsion électrique est

proportionnelle au volume de la cellule.37, 38, 39, 40

Analyse différentielle Lorsque l'échantillon, préparé pour une analyse de formule, circule au travers de la cellule de mesure (figure 2), ces trois mesures ont lieu simultanément sur chaque leucocyte individuel pour le classer :

• Un courant basse fréquence mesure le volume.

• Un courant haute fréquence mesure le contenu cellulaire en enregistrant les variations de conductivité.

• La lumière laser diffractée par chaque leucocyte qualifie la surface, la forme et la réflexivité de la cellule.

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Figure 2 : Cellule de mesure

Effet des réactifs Le diluant conducteur doit avoir un effet minime, sinon nul, sur les cellules.

Les deux réactifs de lyse doivent détruire les érythrocytes sans affecter les leucocytes de façon significative. Ils doivent agir rapidement pour être compatibles avec la vitesse à laquelle travaille le système.

Le stabilisant leucocytaire doit :

• Fournir une séparation nette des populations de leucocytes

• Préserver les leucocytes dans leur état quasi-natif pour une mesure cytométrique précise.

Analyse rétic. La méthode des réticulocytes de Coulter consiste en une préparation d'échantillon à deux étapes, suivie d'une analyse dans l'analyseur d'hématologie LH en mode rétic. en utilisant une technique de mesure du volume, de la conductivité et de la diffraction de la lumière (VCS). D'abord, un colorant supravital, le nouveau bleu de méthylène, dans une solution spéciale (Réactif A), est incubé avec des échantillons de sang entier. Le colorant précipite le réseau d'ARN basophile qui se trouve dans les réticulocytes. Ensuite, lorsqu'il est ajouté aux échantillons, un réactif transparisant hypotonique (Réactif B) élimine l'hémoglobine et le colorant non fixé des cellules. Après le traitement, s'ils sont observés au microscope dans une préparation humide, les érythrocytes matures apparaissent comme des cellules transparentes, pratiquement sphériques. Les réticulocytes ont les mêmes caractéristiques, mais avec un réticulum foncé.

Les réticulocytes colorés diffèrent des érythrocytes matures et des autres populations de cellules par leurs caractéristiques de diffraction de la lumière, de mesures de courant continu et d'opacité.

TRANSPORT DES ECHANTILLONS Les échantillons dans le compartiment de chargement sont automatiquement transportés, mélangés, aspirés et analysés. Des tubes d'échantillon, qui peuvent être identifiés par des étiquettes à code-barres, sont chargés dans cinq cassettes de tubes. Les cassettes, ainsi que les positions des tubes dans la cassette, sont identifiées par des étiquettes à code-barres sur la cassette. Vous pouvez charger jusqu'à 25 échantillons à la fois dans l'analyseur d'hématologie LH.

Les étapes normales du transport des échantillons dans un passeur automatique sont les suivantes :

• Placez les cassettes dans le compartiment de chargement ; voir la figure 3.



Figure 3 : Compartiment de chargement

• A partir de la station de travail, commandez l’analyse des échantillons en mode automatique.

• Sous les cassettes empilées, la plate-forme de l'ascenseur droit s'élève, et la cassette du bas est déposée sur le banc d'agitation.

• La plate-forme abaisse la cassette au niveau du banc d'agitation, où elle oscille d'avant en arrière, mélangeant ainsi les échantillons.

• La cassette avance sur le banc, tout en oscillant, jusqu'à ce que le premier tube atteigne le poste de prélèvement.

• La cassette arrête de se déplacer vers l'avant, mais continue à osciller.

Le lecteur de codes-barres lit l'étiquette cassette/position et l'étiquette de tube. La cassette continue à osciller. Le passeur automatique s'arrête si l'étiquette cassette/position n'est pas lue.

• Si les étiquettes sont lues, le banc bascule vers l'avant, en position de prélèvement.

• L'aiguille perfore le tube.

• Après aspiration, l'aiguille se rétracte.

• Le banc recommence à osciller.

Le lecteur de codes-barres lit l'étiquette cassette/position et l'étiquette de tube une deuxième fois. Si les deux codes-barres lus sont identiques, le passeur automatique continue à osciller et fait

avancer la cassette jusqu'à ce que le prochain tube disponible atteigne le poste de perçage. Si les codes-barres lus ne sont pas identiques, le passeur automatique s'arrête. Aucune donnée

n'est disponible pour l'échantillon. Après son redémarrage, le passeur automatique continue l'échantillonnage avec le prochain tube disponible.

• Cette séquence continue jusqu'à ce que tous les tubes de la cassette aient été échantillonnés.

• Le passeur automatique continue à osciller et fait avancer la cassette sur le banc jusqu'à la zone de déchargement.

• Une fois que la cassette a atteint la quatrième position de prélèvement, la deuxième cassette est descendue et placée sur le banc d'agitation.

FLUX D'ECHANTILLONS Flux normal des échantillons 1. La pompe d'aspiration appropriée aspire l'échantillon dans la vanne d'échantillonnage (figure 4) :

• 200 µl en mode tube ouvert

• 300 µl en mode tube fermé.



Figure 4 : Pompe d'aspiration

2. Les bacs se vident dans la chambre de déchets (figure 5).

Figure 5 : Chambre à déchets

3. La figure 6 s'applique aux étapes d à h. La vanne d'échantillonnage tourne pour segmenter trois portions de l'échantillon :

• 1,6 µl pour la dilution du bac GR

• 28 µl pour la dilution du bac GB

• 28 µl pour la formule leucocytaire

4. La pompe à air transfère l'aliquote formule dans la ligne échantillon.

5. Des dispensateurs envoient du diluant à la vanne d'échantillonnage pour prélever et diluer les portions GR et GB.

6. Les pompes à réactif de lyse pour la numération envoient le réactif de lyse pour la numération (LYSE S III) dans le bac GB. Il lyse les érythrocytes et convertit l'hémoglobine en un composé stable.

7. Des bulles de mélange entrent dans les deux bacs.



Figure 6 : Vanne d'échantillonnage (distribution NUM) 8. La vanne d'échantillonnage tourne dans le sens inverse. Les pompes de réactif Erythrolyse II

(ELECTROLYSE PAK) envoient le réactif de lyse de la formule pour prélever et distribuer l'aliquote formule dans la chambre de mélange, provoquant du même coup la rupture des membranes des globules rouges et dissolvant les débris cellulaires.

La pompe de réactif StabiLyse (CONSERVATEUR PAK) distribue le stabilisant leucocytaire formule. Il entre dans la chambre de mélange pour stabiliser les sous-populations de leucocytes. Voir la figure 7.

Figure 7 : Pompe de réactif

9. Les isolateurs de vide assurent le vide dans les bacs pour aspirer l'échantillon au travers des orifices et effectuer les numérations cellulaires. L'appareil effectue le comptage et l'analyse volumétrique des érythrocytes et des plaquettes au niveau de l'orifice GR, et des leucocytes au niveau de l'orifice GB.

Il mesure l'hémoglobine par un procédé photométrique au travers du bac GB. Voir la figure 8.



Figure 8 : Bac GB

10. L'appareil établit la formule leucocytaire dans le module triple transducteur (TTM) au niveau de l'orifice de la cellule de mesure.

La pression de l'échantillon dans la chambre de mélange pousse l'échantillon au travers de la cellule de mesure pour l'analyse de formule. Voir la figure 9.

Figure 9 : Orifice de la cellule de mesure

11. Le cycle se termine :

• La chambre de mélange se vide dans sa chambre de déchets.

• Les bacs de numération se vident dans la chambre de déchets.

• L'appareil nettoie les bacs et la cellule de mesure.

• Les chambres de déchets se vident.

Flux rétic des échantillons

ATTENTION L'utilisation de sang entier non dilué peut boucher plusieurs composants de l'instrument et pourra nécessiter une intervention de maintenance pour nettoyer les composants lorsque l'analyseur d'hématologie LH est en mode rétic. Diluez manuellement le sang avant d'introduire l'échantillon dans l'instrument pour une aspiration lorsqu'il est en mode rétic.

Le fait de mettre l'instrument en mode rétic. permet à l'échantillon de passer directement dans la chambre de mélange et dans la cellule de mesure du module triple transducteur (TTM). Lorsque l'instrument est dans ce mode, l'échantillon doit IMPERATIVEMENT être manuellement dilué et préparé avant d'être aspiré par l'instrument.

COMPTAGE ET ANALYSE VOLUMÉTRIQUE Numération érythrocytaire et leucocytaire



Numération de routine

Chaque bac a un orifice. Le vide bas aspire un volume précis de l'échantillon dilué au travers de chaque orifice. Pour chaque orifice, le système compte les cellules en trois périodes consécutives de 4 secondes chacune. Pendant chaque période de comptage, l'analyseur recueille et amplifie les impulsions correspondant aux cellules. Il vérifie aussi que les accumulations de données sur les leucocytes et les érythrocytes sont au-dessus d'un seuil minimum prédéterminé.

Les impulsions provenant du bac GR qui représentent des cellules de 36 fl ou plus sont classées comme des érythrocytes. Les impulsions provenant du bac GB qui représentent des cellules de 35 fl ou plus sont classées comme des leucocytes. Les deux numérations sont ensuite envoyées à l'ordinateur pour une correction de coïncidence et, éventuellement, un rejet.

Numération prolongée

Si les accumulations sont trop faibles, l'appareil prolonge la durée de détection. Ceci garantit que les courbes de distribution en volume reflètent exactement la véritable population de cellules.

Correction de coïncidence De temps en temps, plusieurs cellules passent en même temps au travers de l'orifice. Cependant, lorsque des cellules coïncident, l'analyseur compte seulement une impulsion. Etant donné que la fréquence des coïncidences est proportionnelle au comptage effectif, le système corrige facilement les résultats pour tenir compte des coïncidences.

Triple comptage / rejet L'analyseur d'hématologie LH effectue un triple comptage, de stricts critères de rejet et des algorithmes d'alarme exclusifs pour confirmer les résultats des paramètres avant de les consigner dans un compte rendu. Après correction des coïncidences, le système compare les données des trois périodes de comptage, puis statue et rejette toutes les données douteuses. Un rejet est possible pour : GB, GR, Plt, VMC, IDC et VMP. Si le système trouve des divergences entre les trois périodes de comptage ou que d'autres critères internes ne sont pas satisfaits, il affiche et imprime un code de rejet total (– – – – –) au lieu du résultat du paramètre.

IMPORTANT Dans de rares cas, en particulier pour des échantillons dans lesquels il est probable de trouver de la fibrine, des fragments cellulaires ou d'autres débris, tels que des échantillons pédiatriques ou oncologiques, il est possible qu'un bouchage temporaire ou partiel d'un orifice ne soit détecté par aucune de ces méthodes. Par conséquent, vérifiez la précision des résultats qui sont signalés par une alarme et examinez tout résultat qui dépasse les limites d'action de votre laboratoire.

Beckman Coulter utilise un comptage en triple exemplaire et un processus de rejet pour maximiser la précision des résultats.

Flux de balayage Le flux de balayage est un flux de diluant constant qui circule derrière l'orifice GR au cours des périodes de détection (B). Ceci empêche les cellules de recirculer dans la zone de détection. Etant donné que ces cellules re-circulantes (A) seraient détectées à la périphérie de la zone de détection, leur hauteur d'impulsion serait similaire à la hauteur d'impulsion de plaquettes. Voir la figure 3,10.



Figure 10 : Flux de balayage

Tri des impulsions Lorsque des cellules passent au travers de l'orifice près du bord ou en biais plutôt qu'au centre, elles créent des impulsions atypiques. Une technologie de tri des impulsions élimine les impulsions atypiques qui pourraient fausser le volume exact de la cellule. Ceci évite que des impulsions atypiques influencent les mesures de volume.

Distribution en volume et numération des érythrocytes Lors de la détection des érythrocytes, les impulsions qui représentent des cellules de 36 fl à 360 fl sont classées comme des érythrocytes et sont triées par taille dans 256 canaux pour construire l'histogramme GR. A l'aide d'un système de moyennes mobiles, l'ordinateur lisse la courbe de l'histogramme.

Distribution en volume et numération des Plt Lors de la détection des érythrocytes, les impulsions qui représentent des cellules de 2 fl à 20 fl sont classées comme des plaquettes. Le système prolonge automatiquement la durée de détection si l'accumulation des plaquettes est en dessous d'un niveau prédéterminé. Le système répartit les impulsions Plt dans 64 canaux, en fonction de leur taille, pour construire l'histogramme Plt.

Processus de lissage de la distribution plaquettaire L'algorithme plaquettaire lisse l'histogramme des plaquettes de chaque orifice. L'algorithme trouve ensuite dans chacune des courbes lissées un maximum (mode) et deux minima (vallées). Les points minimum se situent à droite et à gauche du point maximum. L'algorithme utilise toutes les informations de l'histogramme brut entre les deux points minimum pour lisser une courbe et extrapoler une courbe log-normale en utilisant la méthode des moindres carrés.

L'algorithme vérifie que chacune des courbes lissées :

1.est positive et unimode

2.a un mode compris entre 3 et 15 fl

3.a un IDP inférieur à 20. (REMARQUE : Ceci est une valeur approximative, étant donné que la mesure est réalisée avant que les résultats ne soient mis à l'échelle pour calibrage).

4. A un rapport entre les amplitudes des modes des courbes brutes et lissées de moins de 1,5.

5.a un rapport entre les canaux 0 et 1 et les amplitudes des modes de moins de 1,5.

6.a un nombre de plaquettes appromativement supérieur à 20.

Si une de ses conditions n'est pas satisfaite, l'algorithme déduit la numération plaquettaire de l'histogramme brut entre les deux minima.

La condition 5 ci-dessus provoque une condition de non-lissage où les plaquettes sont marquées d'une alarme de Revue (R) et le message "Faible interférence Plt" s'affiche sur l'écran de recherche. De plus, les résultats de Plt sont marqués d'une alarme de Revue (R) quand le message "Interférence Plt élevée" s'affiche (sur l'écran de recherche).

Développement de la représentation multiparamétrique



Le système exécute une série d'opérations sur les valeurs numériques brutes stockées, afin d'identifier les sous-populations et de calculer les pourcentages. Il produit également les affichages graphiques de la représentation multiparamétrique pour donner une représentation visuelle des populations de leucocytes et de réticulocytes/érythrocytes. Une représentation multiparamétrique est un affichage graphique bidimensionnel des résultats de mesures de volume, de conductivité et de diffraction.

Résultats ayant trait à la formule

La représentation multiparamétrique, figure 11, montre les populations de lymphocytes {cercle 4}, monocytes {cercle 1}, neutrophiles {cercle 2} et eosinophiles {cercle 3}. La population de basophiles se trouve derrière le quadrant supérieur droit de la population de lymphocytes {cercle 4}.

Figure 11 : Représentation multiparamétrique DF 1

Résultats ayant trait aux réticulocytes

La figure 12 montre la population d'érythrocytes matures {cercle 1} et la population de réticulocytes {cercle 2}.

Figure 12 : Population de réticulocytes

Paramètres réticulocytaires Le système effectue trois mesures pour chaque cellule qui passe au travers de l'orifice de la cellule de mesure :

• La mesure d'impédance basse fréquence (qui définit le volume de la cellule)

• La mesure d'impédance haute fréquence (qui indique la conductivité interne de la cellule)

• La mesure de diffraction de la lumière (qui reflète la structure et la forme de la cellule).



Paramètres dérivés et calculés A partir des paramètres directement mesurés, l'ordinateur déduit :

• VMC et IDC à partir de l'histogramme GR

• VMP et numération plaquettaire à partir de l'histogramme Plt.

A partir des paramètres dérivés et des paramètres directement mesurés, l'ordinateur calcule Ht, TCMH et CCMH.

MESURE DE LA CONCENTRATION EN HEMOGLOBINE (Hb) Une fois la dilution GB lysée, le système envoie un faisceau de lumière blanche au travers du bac de comptage GB, puis au travers d'un filtre optique. Cette transmission de lumière (longueur d'onde de 525 nm) au travers d'une épaisseur standard de solution d'hémoglobine est comparée à la transmission de la même lumière suivant le même chemin au travers d'un blanc réactif. Le système convertit ce rapport en absorbance. Il convertit ensuite l'absorbance en valeurs de Hb, en g/dl, au moyen d'un facteur de calibrage.

PARAMETRES ET LEUR DECLINAISON Les expressions mathématiques de cette section sont en unités de mesure US. Vous pouvez changer les unités des paramètres et adopter au choix l'un de quatre systèmes internationaux ou le système japonais, en utilisant l'écran Unités de résultats. Voir l'en-tête Unités de résultats dans le manuel d'utilisation.

Numération leucocytaire (GB) Ceci est le nombre de leucocytes mesuré directement, multiplié par la constante de calibrage, et exprimé en tant que

Erythrocytes (GR) Ceci est le nombre d'érythrocytes mesuré directement, multiplié par la constante de calibrage, et exprimé en tant que

Concentration en hémoglobine (Hb) Le poids (masse) de l'hémoglobine, déterminé à partir du degré d'absorbance observé au moyen de la transmission du courant photoélectrique, est :

Volume moyen cellulaire (VMC) Ceci est le volume moyen des érythrocytes individuels dérivé de l'histogramme GR. Le système :

• Multiplie le nombre d'érythrocytes dans chaque canal par la taille des érythrocytes dans ce canal.

• Ajoute les produits de chaque canal entre 36 fl et 360 fl.

• Divise cette somme par le nombre total d'érythrocytes entre 36 fl et 360 fl.

• Multiplie la valeur par une constante de calibrage et exprime le VMC en femtolitres.

Hématocrite (Ht) Ceci est le volume relatif des érythrocytes par rapport au sang total, calculé par :

Teneur cellulaire moyenne en hémoglobine (TCMH) Ceci est le poids d'hémoglobine dans le nombre d'érythrocytes moyen, calculé par :

Concentration cellulaire moyenne en hémoglobine (CCMH)



Ceci est le poids moyen d'hémoglobine dans une dilution mesurée, calculé par :

Indice de distribution cellulaire (IDC) IDC représente l'écart de distribution en volume de la population d'érythrocytes déduit de l'histogramme GR. C'est le coefficient de variation (CV), exprimé en pourcentage, de la distribution en volume des érythrocytes.

Numération plaquettaire (Plt) C'est le nombre de thrombocytes dérivé de l'histogramme Plt et multiplié par une constante de calibrage. Ce nombre est exprimé sous la forme :

Volume moyen plaquettaire (VMP) VMP est le volume moyen des plaquettes individuelles dérivé de l'histogramme des plaquettes. Il représente le volume moyen de la population de plaquettes sous la courbe Plt lissée, multiplié par une constante de calibrage, et exprimé en femtolitres.

Numérations différentielles Pourcentages

Les pourcentages de leucocytes de chaque catégorie sont dérivés de la représentation multiparamétrique.

Valeurs absolues

Les valeurs absolues des leucocytes de chaque sous-population sont calculées à partir de la numération leucocytaire et des pourcentages de la formule.

Paramètres réticulocytaires (Rétic.) Un affichage graphique des populations de cellules est disponible sous forme de représentation multiparamétrique pour les comptes rendus. Une alarme indique que l'échantillon a besoin de faire l'objet d'un examen supplémentaire. Les résultats doivent ensuite être interprétés par un médecin ou un autre spécialiste médical qualifié.

Pourcentage de réticulocytes (%Rétic) C'est le nombre de réticulocytes pour 100 érythrocytes. Ce paramètre est mesuré directement et exprimé sous forme de %, un pourcentage des érythrocytes.



Valeur absolue de réticulocytes (#Rétic) C'est le nombre absolu de réticulocytes. Il est calculé à partir du pourcentage de réticulocytes (%Rétic) et de la numération érythrocytaire (GR). Il est exprimé sous forme de nombre de réticulocytes par litre, dans les mêmes unités que celles sélectionnées par l'utilisateur pour les érythrocytes.

Sur le LH Series, vous pouvez entrer manuellement la numération érythrocytaire, au moyen de l'explorateur de base de données, si vous voulez le résultat sous forme de valeur absolue. Pour de plus amples informations, reportez-vous à la rubrique Analyse d'échantillons en mode rétic..

Volume moyen réticulocytaire (VMR) Le volume moyen des réticulocytes déterminé à l'aide de l'algorithme VCS pour les réticulocytes. Il est calculé et exprimé en femtolitres.

Le paramètre VMR est le volume moyen de tous les réticulocytes (ou le volume moyen de tous les événements réticulocytaires). Il est calculé à partir du %Rétic et exprimé en femtolitres (fl).

L'algorithme VMR est illustré ci-dessous :

Indice de maturité réticulocytaire (IMR) Le pourcentage de réticulocytes donnant lieu à une diffraction élevée de la lumière, par rapport au nombre total de réticulocytes. Il est calculé et exprimé facultativement sous forme de rapport décimal.

Le paramètre IMR est une indication de la synthèse de nouveaux réticulocytes. Il est calculé à partir du %Rétic comme étant le rapport entre le nombre total d'événements réticulocytaires dans la région la plus extérieure de diffraction de la lumière (qui correspond aux réticulocytes immatures) et le nombre total de réticulocytes. Il est exprimé sous la forme de ce rapport.

L'algorithme pour calculer le paramètre IMR est illustré ci-dessous :



Spécifications physiques

Spécifications physiques Informations référentielles

Dimensions

Module Hauteur Largeur Profondeur Poids

LH Analyseur

86.4 cm

99.1 cm

55.9 cm

104 kg

Informatique 43.18 cm

Pneumatique 63.5 cm

Ecran 41.9 cm

Clavier 5.8 cm

19.7 cm 38.1 cm 40.4 cm 43.4 cm

47.6 cm 66.0 cm 19.6 cm 18.0 cm

12.7 kg 56 kg 7.34 kg 2.8 kg

Puissance Category II (IEC 1010)

1) Alimentation 100/120 Vac 50/60 Hz

220/240 Vac 50/60 Hz

2) Consommation

1650 W Inclut le système et les périphériques.

Alimentation pneumatique

Pression

60 psi 55.0 - 65.0 30 psi 26.0 - 34.0 Gainage/bas psi 5.8 - 6.2 Diff psi 0.1 - 1.0

Vide

En pouces de Hg au niveau de la mer : Bas 5.94 - 6.06 Haut 13.0 - 28.0

Temperature opérationnelle Ambiante opérationnelle: 15.5 à 32°C


Humidité De 0 à 95% sans condensation

Réactifs recommandés

Pak formule. ReticPrep pour l’analyse des réticulocytes.

COULTER CLENZ agent de nettoyage.

LH Series Diluent pour les dilutions, rinçages et le gainage Diff.

LYSE S III diff réactif lytique des GB et la mesure de l’Hb.

Reactifs utilisés

Cycle Diluant Lyse Lyse Diff Stabilisant Nettoyant

Tube fermé 53 mL 1.1 mL 0.6 mL 0.13 mL 0

Tube ouvert 60 mL 1.1 mL 0.6 mL 0.13 mL 0

Mise en route 360 mL 7.9 mL 6.5 mL 2.2 mL 2 mL

Mise au repos 15 mL 0 mL 0 mL 0 mL 160 mL

Amorçage 220 mL 30 mL 22 mL 12 mL 80 mL

Contrôles recommandés

Contrôles Beckman Coulter, Inc.:

• 5C Series cell control pour les paramètres NFS

• LATRON control pour les mesures de volume, conductivité et diffraction à utiliser avec le LATRON primer.

• Retic-C cell control pour les paramètres Réticulocytes (Retic).

• LIN-C control pour la plage analytique de l’instrument.

Calibrant recommandé

S-CAL calibrator kit

Anticoagulant recommandé

Un sel d’EDTA est l’anticoagulant le plus approprié. Beckman Coulter recommande le K2EDTA et le K3EDTA pour les prélèvements sanguins et la vérification des spécifications.

Volume échantillon requis

• 300 µL de sang total en mode tube fermé

Volume minimum 1 mL avec la proportion adéquate d’anticoagulant. • 200 µL de sang total en mode tube ouvert

• 125 µL de dilution pour les échantillons pré-dilués

50 µL de sang total mélangés avec 100 µL de diluant.

Taille des tubes en mode tube fermé • Diamètre - 10-16 mm Longueur - 47-77 mm Capacité - 2- 7 mL • Tubes de contrôle et de calibrants Beckman Coulter. • Tous les tubes répertoriés dans la liste des tubes.


Codes à barres recommandés Codabar ou NW7 Code 39® Code 128 Entrelacé 2-par-5

Station de travail : Capacité mémoire

Jusqu’à 20 000 incluant les résultats numériques et les graphiques dont 500 en mode liste.

Conditions de mesure

Hémoglobine Longueur d’onde: 525 nm Bande passante : 60 nm

Taille orifices

Orifice Diamètre Longueur

GR 50 µm 60 µm

GB 100 µm 75 µm

Stabilité électronique La variation de la calibration est inférieure à 1% par mois, ces mesures étant réalisées conformément au procédures des manuels et comparées sur une base mensuelle.

Cadence

Les cadences annoncées se réfèrent aux conditions d’analyse des échantillons de la table 1. Dans des conditions optimales la cadence en échantillons par heure est :

Numération ≥ 110 Ech/h

NFS ≥ 105 Ech/h

Retic ≥ 60 Ech/h

Table 1 – Critères

GB > 7.0 x10 3 cell/µL

GR > 5.00 x10 6 cell/µL

Plt > 300 x10 3 cell/µL

Caractéristiques de performance Informations de référence

CARACTÉRISTIQUES Les informations de cette section décrivent les performances typiques d'un instrument qui a été correctement entretenu, tel qu'indiqué dans le système de documentation LHSeries de Coulter, et dont les réactifs recommandés ont été utilisés.

STABILITÉ D'ÉCHANTILLON Les tableaux suivants illustrent les résultats moyens pour des prélèvements de cinq donneurs normaux recueillis en K3EDTA. Ces prélèvements ont été stockés à température ambiante et au froid. Pour cette étude, la température ambiante était de 70 - 73º (21 - 23ºC) et le froid entre 37 et 39ºF (3 - 4ºC). Les prélèvements stockés à température ambiante ont été agités en 22 inversions et analysés immédiatement. Une fois sortis du réfrigérateur, les spécimens froids ont été agités en 22 inversions et analysés dans les 5 minutes.

Tableau 1 Stabilité de l'échantillon, Température ambiante

*T:1 heure T:4 heures T:8 heures T:24 heures T:48 heures

GB 5,84 5,81 5,82 5,67 5,62

GR 4,481 4,537 4,471 4,488 4,477

Hb 13,97 14,09 14,03 14,00 13,95

HT 39,95 40,53 40,18 40,78 41,34

VMC 89,28 89,48 89,96 91 92,52

TCMH 31,27 31,15 31,49 31,27 31,24

CCMH 35,01 34,80 35,02 34,37 33,78

IDC 12,27 12,29 12,47 12,84 13,31

Plt 229,74 234,68 227,3 230,8 231,28

VMP 8,63 8,83 8,97 9,18 9,91

Ne% 59,88 59,66 60,7 60,9 63,58

Ly% 28,94 29,4 28,58 28,84 27,78

Mo% 8,08 7,7 7,8 7,26 5,96

Eo% 2,62 2,74 2,36 2,5 2,34

Ba% 0,48 0,5 0,56 0,5 0,34

Ne# 3,46 3,48 3,56 3,44 3,56

Ly# 1,7 1,72 1,66 1,66 1,58

Mo# 0,5 0,44 0,46 0,42 0,34

Eo # 0,16 0,16 0,12 0,14 0,14

Ba# 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Rétic % 2,428 1,992 2,482 2,248 1,9

Page 1 of 5Caractéristiques des performances

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* Résultats pour T1 à température ambiante à titre de comparaison

Tableau 2 Stabilité de l'échantillon, Basse température

* Résultats pour T1 à température ambiante à titre de comparaison

STABILITÉ DES ALARMES DIFFÉRENTIELLES GB Ces prélèvements ont été stockés à température ambiante et au froid. Pour cette étude, la température ambiante était de 72 - 73º (22 - 23ºC) et le froid entre 37 et 39ºF (3 - 4ºC). Les prélèvements stockés à température ambiante ont été agités en 22 inversions et analysés immédiatement. Une fois sortis du réfrigérateur, les spécimens froids ont été agités en 22 inversions et analysés dans les 5 minutes.

Aucune alarme de suspicion n'était présente sur les spécimens jusqu'à 24 heures stockés à température ambiante et jusqu'à 48 heures à basse température.

VMR 95,14 102,66 97,22 104,66 106,02

IMR 21,58 21,56 19,54 19,52 20,4

*T:1 heure T:4 heures T:8 heures T:24 heures T:48 heures

GB 5,84 5,81 5,77 5,56 5,59

GR 4,481 4,515 4,476 4,532 4,501

Hb 13,97 14,11 13,99 14,06 14,03

HT 39,95 40,21 40,08 40,53 40,65

VMC 89,28 89,22 89,66 89,60 90,48

TCMH 31,27 31,33 31,35 31,12 31,26

CCMH 35,01 35,12 34,97 34,73 34,56

IDC 12,27 12,31 12,39 12,31 12,25

Plt 229,74 228,42 225,40 219,34 215,66

VMP 8,63 8,60 8,76 8,78 9,06

Ne% 59,88 60,20 60,36 59,26 56,78

Ly% 28,94 29,20 28,88 29,16 30,38

Mo% 8,08 7,64 7,62 8,62 10,04

Eo% 2,62 2,46 2,74 2,58 2,48

Ba% 0,48 0,50 0,40 0,38 0,32

Ne# 3,46 3,52 3,50 3,38 3,20

Ly# 1,7 1,68 1,66 1,62 1,68

Mo# 0,5 0,44 0,44 0,46 0,58

Eo # 0,16 0,14 0,16 0,12 0,14

Ba# 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Rétic % 2,428 2,364 3,096 2,804 2,964

VMR 95,14 100,98 96,72 100,84 99,14

IMR 21,58 22,18 23,58 23,64 21,08



PLAGES DE RÉFÉRENCE Une étude de valeurs de référence a été menée pour évaluer les intervalles de normalité pour le système LH Series. Des échantillons de sang total ont été recueillis auprès de 123 donneurs (hommes et femmes). La sélection des donneurs a été réalisée de façon conforme aux directives énoncées dans le document NCCLS, C28-A.

Tableau 3 -- Intervalles de références

CONDITIONS ET SUBSTANCES INTERFÉRENTES CONNUES Le sel d'EDTA est l'anticoagulant recommandé. Beckman Coulter a utilisé le K3EDTA pour recueillir les données et vérifier les réclamations. L'utilisation d'autres anticoagulants peut donner des résultats erronés.

Paramètre Unités Sexe Moyenne Confiance à 95 %

Limite inférieure

Confiance à 95 %

Limite supérieure

GB x103cellules/µl M/F 5,94 4,07 9,32

GR x 106 cellules/µl M/F 4,56 3,80 5,33

Hb g/dL M/F 13,65 11,85 15,80

HT % M/F 39,89 34,24 45,58

VMC fL M/F 87,72 77,80 96,90

TCMH pg M/F 30,07 25,87 34,21

CCMH g/dL M/F 34,25 32,58 35,68

IDC % M/F 12,52 11,43 14,38

Plt x103cellules/µl M/F 253,41 172,80 401,80

VMP fL M/F 8,86 7,44 10,26

Ne % M/F 57,90 41,40 72,60

Ly % M/F 30,10 17,40 45,40

Mo % M/F 8,17 4,50 13,50

EO % M/F 2,99 0,50 9,50

Ba % M/F 0,49 0,10 1,10

Ne x103cellules/µl M/F 3,48 2,20 6,40

Ly x103cellules/µl M/F 1,76 1,10 2,90

Mo x103cellules/µl M/F 0,48 0,20 0,80

EO x103cellules/µl M/F 0,18 0,00 0,70

Ba x103cellules/µl M/F 0,01 0,00 0,10

Rétic % M/F 1,87 0,92 3,20

VMR fL M/F 100,41 90,20 112,10

IMR % M/F 21,98 13,90 31,30



La présence de certaines substances pouvant interférer, dont la lise se trouve dans cette section, peut également donner des résultats erronés.

Tous Risques de résultats erronés si le prélèvement n'est pas correctement recueilli, stocké ou transporté. Beckman Coulter recommande l'application des procédures du NCCLS ou de procédures équivalentes afin d'assurer que les prélèvements sont correctement recueillis, stockés et transportés. Suivez toujours les recommandations du fabricant lors de l'utilisation de systèmes de microprélèvement pour les échantillons capillaires.

Risques de résultats erronés si des échantillons contiennent des caillots. Utilisez toujours des règles de bonnes pratiques de laboratoires pour la détection de caillots et pour vérifier les résultats.

Risques de résultats erronés si le prélèvement n'est pas correctement agité. Utilisez toujours des règles de bonnes pratiques de laboratoires pour assurer une bonne homogénéisation des prélèvements. Ne court-circuitez pas le processus automatique d'agitation utilisé par le LH Series.

GB Certains GR anormaux résistant à la lyse, les Erythroblastes, les leucocytes fragmentés, les GB agglutinés, tout élément non lysé de plus de 35 fl, les macroplaquettes ou agrégats plaquettaires comme cela est le cas lorsque l’anticoagulant utilisé est de l'oxalate ou de l'héparine, les échantillons contenant de la fibrine, les

débris cellulaires, ou d'autres débris présents dans les échantillons pédiatriques ou oncologiques. 41, 42, 43,

44 Les ErB, les plaquettes géantes, les agrégats plaquettaires, le matériel paludéen, les précipités protéiques, les petits lymphoblastes, les très petits lymphocytes, les globules blancs fragmentés, les globules blancs agglutinés, les globules rouges résistant à la lyse, les particules non lysées dont la taille est supérieure à 35 fl.

GR Numération GB, forte concentration de macroplaquettes, agglutination GR, GR de moins de 36 fl, échantillons contenant de la fibrine, fragments cellulaires, ou autres débris présents dans les échantillons

pédiatriques et oncologiques.45, 46

Hb Numération GB très élevée, lipémie sévère, héparine, certaines anomalies inhabituelles des GR résistant à la lyse, ou tout facteur augmentant la turbidité ou un échantillon contenant des concentrations élevées de

triglycérides.47

VMC Numération GB très élevée, forte concentration de macroplaquettes, agglutination GR , fragments de GR

tombant en deçà du seuil de 36 fl, ou les GR tannés.48,49, 50, 51

IDC Numération GB très élevée, forte concentration de macroplaquettes ou agrégats plaquettaires générés par l'oxalate ou l'héparine, GR en dessous du seuil de 36 fl, deux populations distinctes de GR, agglutination

GR, ou GR tannés.52, 53,54, 55

Plt Microcytes et proches du seuil supérieur, fragments cellulaires, agrégats plaquettaires comme avec de l'oxalate ou de l'héparine, fragments de plaquettes, ou débris de globules blancs proches du seuil inférieur

pour les plaquettes.56, 57, 58, 59 Plaquettes géantes, agrégats plaquettaires, fragments de globules blancs, bruit électronique, microcytes, schizocytes.

VMP Facteurs connus qui interfèrent avec le comptage Plt et la distribution de l'histogramme ou effets connus de

l'EDTA.60, 61, 62, 63

Ht Facteurs connus qui interfèrent avec les paramètres utilisés pour le calcul : GB et GR.

TCMH



Facteurs connus qui interfèrent avec les paramètres utilisés pour le calcul : Hb et GR.

CCMH Facteurs connus qui interfèrent avec les paramètres utilisés pour le calcul : Hg, GB et VGM.

Paramètres Diff Facteurs connus qui affectent la numération GB comme ceux décrits ci-dessus ou triglycérides élevés qui

ayant une incidence sur la lyse.64 Granulocytes dégranulés, les GR résistant à la lyse, les petits lymphocytes ou les multi-populations lymphocytaires, triglycérides élevée, précipités protéiques élevés.

Réticulocytes Des inclusions érythrocytaires colorées au nouveau bleu de méthylène, si elles sont suffisamment nombreuses au sein d'un échantillon, et certaines hémoglobinopathies (SS, SC) peuvent affecter la précision

de la numération réticulocytaire.65



Documents

Informations référentielles Coulter - accrediweb.fr€¦ · effectuer les numérations cellulaires. ... Les impulsions provenant du bac GR qui représentent des cellules de 36 fl