Les carboxyméthyl glycosides lactones : Synthèse et ...theses.insa-lyon.fr/publication/2008ISAL0056/these.pdf · Grâce à leur diversité structurale et la maîtrise de leur chimie,

N° d’ordre : 2008-ISAL-0056 Année 2008

THESE présentée devant

L’INSTITUT NATIONAL DES SCIENCES APPLIQUEES de LYON

pour l’obtention du

DIPLOME DE DOCTORAT

Ecole Doctorale de Chimie de Lyon

Spécialité Chimie

Soutenue publiquement le 26 septembre 2008

par

Rouba CHEAIB

LES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES LACTONES : SYNTHESE ET APPLICATION A L’IMAGERIE

MEMBRANAIRE

Directeur de thèse : Dr Yves QUENEAU

JURY : M. Benoît JOSEPH, Professeur à l’Université Claude Bernard Lyon 1 Président Mme Amélia RAUTER, Professeur à l’Université de Lisbonne Rapporteur M. Pierre KRAUSZ, Professeur à l’Université de Limoges Rapporteur M. Yann BRETONNIERE, chargé de recherche à l’Ecole Normale Supérieure de Lyon

Examinateur M. Stéphane CHAMBERT, maître de conférences à l’INSA de Lyon Examinateur M. Yves QUENEAU, directeur de recherche au CNRS, INSA de Lyon Examinateur

REMERCIEMENTS

Ce travail de recherche a été réalisé au Laboratoire de Chimie Organique de l’INSA de Lyon sous la

direction du docteur Yves QUENEAU. Je tiens à le remercier pour m’avoir accueillie dans son équipe et

pour m’avoir guidé tout au long de ces trois années. Je remercie le « Cluster Chimie » de la Région Rhône-

Alpes pour avoir financé ce travail de recherche durant ces trois ans.

Je remercie Monsieur Stéphane CHAMBERT, Maître de conférences à l’INSA de Lyon pour son

encadrement durant ces trois ans de thèse.

Je remercie également Monsieur le Professeur Alain DOUTHEAU, directeur du Laboratoire de Chimie

Organique pour sa sympathie, Monsieur Laurent SOULERE, ainsi que Monsieur Arkadiusz

LISTKOWSKI, post-doctorant au laboratoire, et tout le personnel du LCO-INSA.

Je remercie vivement toutes les personnes avec qui j’ai collaboré, Monsieur Yann BRETONNIERE et

Madame le Professeur Chantal ANDRAUD, du Laboratoire de Chimie pour l’Optique à l’Ecole Normale

Supérieure de Lyon. J’adresse mes sincères remerciements à Madame Agnès GIRARD-EGROT et

Mademoiselle Aurélie SANTAFE de m’avoir si chaleureusement accueillie dans le Laboratoire de Génie

Enzymatique et Biomoléculaire, et qui m’ont aidée à réaliser les expériences sur monocouche de Langmuir.

Je tiens à remercier Monsieur Sébastien VIDAL pour sa gentillesse ainsi que tous les chercheurs du

Laboratoire de Chimie Organique II et du Laboratoire de Synthèse Asymétrique que j’ai connus durant ces

quatre ans.

Je remercie Madame le Professeur Amélia RAUTER de l’Université de Lisbonne et Monsieur le

Professeur Pierre KRAUSZ de l’Université de Limoges pour avoir jugé ce travail, ainsi que Monsieur le

Professeur Benoît JOSEPH pour avoir accepté de faire partie du jury.

Je remercie profondément mes parents pour leur amour inconditionnel et pour leur soutien sans faille,

ainsi que Dima ma sœur et la petite princesse Nouna. Je remercie surtout Nader, mon frère, pour nos

souvenirs communs à Lyon.

Je remercie Monsieur Francis MAQUEDA dont la présence était un privilège et un grand soutien

moral.

Je remercie tous les amis que j’ai rencontrés en France et que j’ai appris à apprécier. Je remercie aussi

Aurélie Assalit pour son amitié et son agréable compagnie. Je remercie Momo, Mazen Sleiman et Dina pour

les moments sympathiques que nous avons partagés ensemble, je remercie Jana pour nos discussions

passionnées et épuisantes, Hicham, pour son goût du luxe et de la bonne gastronomie.

Finalement, un grand merci du fond du cœur à Mazen.

Abréviations

Ac : acétyle

ADN : acide désoxyribonucléique

ANEP : Aminonaphthyl éthényl pyridinium

ARN : acide ribonucléique

BAM: Brewster angle microscopy

BHL: Balance hydrophile-lipophile

Bn: benzyle

CCM : chromatographie sur couche mince

CMC : concentration micellaire critique

CMG : carboxyméthyl glycoside

CMGal : carboxyméthyl galactoside

CMGalL : carboxyméthyl galactoside lactone

CMGL : carboxyméthyl glycoside lactone

CMGlc : carboxyméthyl glucoside

CMGlcL : carboxyméthyl glucoside lactone

CMLacL : carboxyméthyl lactoside lactone

CMMan : carboxyméthyl mannoside

1

CMManL : carboxyméthyl mannoside lactone

COSY: Correlated Spectroscopy

DEPT: Distortionless Enhancement by Polarization Transfer

DMF: N,N-diméthylformamide

DMSO: diméthylsulfoxide

DPPC: 2-dipalmitoyl-3-glycéro-3-phosphocholine

EEDQ: N-éthoxycarbonyl-2-éthoxy-1,2-dihydroquinoline

Et3N : triéthylamine

Gal : galactose

Glc : glucose

GSH : génération du second harmonique

HMBC : Heteronuclear Multiple Bond Correlation

IC50 : concentration de l’inhibition à 50% du maximum d’inhibition observée

LC : liquide condensé

LE : liquide expansé

OGT: O-N-acétyl-glucosaminyltransférase

ONL: optique non linéaire

PEG : Polyéthylène glycol

PMB : para-méthoxybenzylidène

Py : pyridine

Rdt : rendement

RMN : résonance magnétique nucléaire

SM: spectrométrie de masse

t-Bu: tert-butyle

THF: tetrahydrofurane

TFA: acide trifluoroacétique

2

TPEF: two-photon excitation fluorescence

UDP-GlcNAc: uridine diphosphate N-acétyl-glucosamine

UV : ultra-violet

VIH : virus de l'immunodéficience humaine

3

4

Sommaire

ABREVIATIONS....................................................................................................................................... 1

SOMMAIRE............................................................................................................................................... 5

INTRODUCTION...................................................................................................................................... 9

PREMIERE PARTIE: BIBLIOGRAPHIE……………………………………………

CHAPITRE I. LES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES (CMGS) ET LES

CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES LACTONES (CMGLS) .................................................................. 11

I.1. INTRODUCTION............................................................................................................................ 11 I.1.1. Synthèse de la CMGlcL..................................................................................................... 11 I.1.2. Nomenclature.................................................................................................................... 12

I.2. SYNTHESE DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES (CMGS) ............................................................ 12 I.2.1. Synthèse des α-CMGs ....................................................................................................... 12 I.2.2. Synthèse des α,β-CMGs.................................................................................................... 13 I.2.3. Synthèse des β-CMGs ....................................................................................................... 16

I.3. EXPLOITATION DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES (CMGS) ET DES CARBOXYMETHYL

GLYCOSIDES LACTONES (CMGLS) ................................................................................................................. 19 I.3.1. Exploitation des carboxyméthyl glycosides (CMGs)......................................................... 19 I.3.2. Exploitation de la carboxyméthyl glucoside lactone (CMGlcL) ....................................... 23

CHAPITRE II. LES SCAFFOLDS SUCRES.................................................................................... 29

II.1. SCAFFOLD, DEFINITION, HISTORIQUE...................................................................................... 29 II.2. QUELQUES RESULTATS BIOLOGIQUES..................................................................................... 30 II.3. SYNTHESE............................................................................................................................... 35

II.3.1. Scaffolds pyraniques ......................................................................................................... 35 II.3.2. Scaffolds furaniques.......................................................................................................... 41 II.3.3. Scaffolds iminosucres........................................................................................................ 42

5

II.3.4. Scaffolds disaccharidiques................................................................................................ 45

CHAPITRE III. IMAGERIE MEMBRANAIRE PAR OPTIQUE NON LINEAIRE................... 49

III.1. POTENTIEL MEMBRANAIRE EN NEUROBIOLOGIE ..................................................................... 49 III.2. FLUORESCENCE PAR EXCITATION A DEUX PHOTONS (TPEF) ET GENERATION DU SECOND

HARMONIQUE (GSH) POUR LA MESURE DU POTENTIEL MEMBRANAIRE.......................................................... 50 III.2.1. Principe physique......................................................................................................... 50 III.2.2. Avantages de la TPEF et de la GSH en microscopie biologique ................................. 51 III.2.3. Principe de mesure du potentiel membranaire par ONL ............................................. 53 III.2.4. Sondes utilisées pour la mesure du potentiel membranaire ......................................... 54

III.3. INGENIERIE MOLECULAIRE POUR LA SYNTHESE DE NOUVELLES SONDES OPTIQUES

MEMBRANAIRES ............................................................................................................................................. 55 III.3.1. La membrane cellulaire................................................................................................ 55 III.3.2. Les sucres dans l’étude des membranes ....................................................................... 56 III.3.3. Les sucres dans l’optique non linéaire ......................................................................... 57

DEUXIEME PARTIE: RESULTATS ET DISCUSSION…………………………..

CHAPITRE I. SYNTHESE DES CMGS ET DES CMGLS ............................................................ 61

I.1. INTRODUCTION............................................................................................................................ 61 I.2. L’ALKYLATION ANOMERIQUE ..................................................................................................... 62

I.2.1. Synthèse des esters de tert-butyle glycosides .................................................................... 62 I.2.2. Commentaires sur la sélectivité α/β lors de l’alkylation anomérique .............................. 74 I.2.3. Déprotection de l’acide carboxylique ............................................................................... 76 I.2.4. Applications pour la synthèse de glycoclusters persulfurés.............................................. 79 I.2.5. Synthèse des lactones ........................................................................................................ 81

I.3. LACTONES BENZYLEES (GLC/GAL)............................................................................................... 85 I.3.1. Synthèse de l’anomère β (glc/gal)..................................................................................... 85 I.3.2. Synthèse de l’anomère α (glc/gal) .................................................................................... 86

I.4. CONCLUSION ............................................................................................................................... 88

CHAPITRE II. SYNTHESE DE SYSTEMES MULTIFONCTIONNELS .................................... 89

II.1. INTRODUCTION ....................................................................................................................... 89 II.2. L’OUVERTURE DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES LACTONES .............................................. 90 II.3. FONCTIONNALISATION EN POSITION 2 .................................................................................... 91

II.3.1. Carbamatation .................................................................................................................. 91 II.3.2. Evaluation biologique ....................................................................................................... 95 II.3.3. Ethérification .................................................................................................................... 97 II.3.4. Azidation ........................................................................................................................... 98

II.4. FONCTIONNALISATION EN POSITION 6 .................................................................................. 100

6

II.5. CONCLUSION ........................................................................................................................ 101

CHAPITRE III. SYNTHESE DE SONDES FLUORESCENTES POUR L’IMAGERIE

MEMBRANAIRE NEURONALE ................................................................................................................ 103

III.1. INTRODUCTION ..................................................................................................................... 103 III.2. LE CHROMOPHORE................................................................................................................ 104 III.3. STRUCTURE DES SONDES MEMBRANAIRES ............................................................................ 105 III.4. SYNTHESE DES SONDES GLYCOSYLEES ................................................................................. 106 III.5. PROPRIETES SPECTROSCOPIQUES .......................................................................................... 109

III.5.1. Effet solvatochromique............................................................................................... 109 III.5.2. Le rendement quantique de fluorescence ................................................................... 112

III.6. EVALUATION EN IMAGERIE................................................................................................... 114 III.6.1. Imagerie par TPEF des sondes .................................................................................. 115 III.6.2. GSH de la sonde bis-glucosylée ................................................................................. 120

III.7. CONCLUSION ........................................................................................................................ 122

CHAPITRE IV. ETUDE DE L’INSERTION DANS UNE MONOCOUCHE DE LANGMUIR 125

IV.1. TECHNIQUE DES MONOCOUCHES DE LANGMUIR ................................................................... 125 IV.1.1. Principe de la technique des monocouches de Langmuir........................................... 126

IV.2. MICROSCOPIE A L’ANGLE DE BREWSTER (BAM) ................................................................. 129 IV.2.1. Principe ...................................................................................................................... 129 IV.2.2. Montage expérimental................................................................................................ 130

IV.3. ETUDE DE LA QUALITE D’INSERTION..................................................................................... 130 IV.3.1. Conditions expérimentales ......................................................................................... 131 IV.3.2. Insertion de la sonde à tête lactose et chaîne éthyle (192)......................................... 132 IV.3.3. Insertion de la sonde à tête lactose et chaîne octyle (193)......................................... 137 IV.3.4. Insertion de la sonde à tête glucose et chaîne éthyle (190) ........................................ 138 IV.3.5. Insertion de la sonde à tête glucose et chaîne octyle (191) ........................................ 140

IV.4. CONCLUSION ........................................................................................................................ 141

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES.......................................................................... 143

TROISIEME PARTIE: PARTIE EXPERIMENTALE…………………………………………….145

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES……………………………………………...…………….203

7

8

Introduction

Grâce à leur diversité structurale et la maîtrise de leur chimie, les sucres sont

abondamment impliqués dans la synthèse d’architectures moléculaires très variées. Leur

importance dans le domaine biologique a entraîné un fort intérêt pour la synthèse de

glycoconjugués et de leurs analogues. D’autre part, la présence de groupements hydroxyles

confère une grande solubilité à des adduits hydrophobes en milieu aqueux, permettant l’accès à

de nouveaux amphiphiles intéressants dans le domaine industriel. Enfin, la rigidité de leur

structure permet l’utilisation des sucres comme châssis moléculaire (scaffolds) sur lesquels des

chaînes latérales peuvent être greffées et orientées d’une façon définie dans l’espace.

Depuis quelques années, il a été montré que la carboxyméthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-α-D-

glucopyranoside 2-O-lactone (α-CMGlcL), préparée à partir de l’isomaltulose, est un outil

intéressant pour la synthèse de composés ciblés soit pour leur intérêt biologique soit pour leurs

propriétés physico-chimiques potentielles, tels que des pseudo-oligosaccharides, pseudo-

glycoaminoacides, ou pseudo-glycolipides.

La limitation de cette stratégie est que l’isomaltulose fournit uniquement le lien α-

glucosyle. Dans le but d’élargir l’intérêt de telles lactones, une partie de ce travail a été

consacrée à la mise au point de nouveaux chemins réactionnels pour l’obtention des lactones

synthétisées sur des systèmes mono- ou disaccharidiques, avec les deux configurations

possibles du centre anomérique et présentant des groupements protecteurs différents.

En second lieu, nous avons exploré un autre aspect lié à l’ouverture de ces lactones qui est

la libération de la position 2 alors que les autres groupes hydroxyles restent protégés. Cela nous

a permis de synthétiser des molécules multifonctionnelles par exploitation de l’hydroxyle en

position 2 et de la position hydroxyle primaire en position 6.

9

Enfin, nous avons exploité la stratégie CMGL pour la synthèse de produits amphiphiles

dans un contexte particulier de la conception de sondes membranaires hydrosolubles, dans le

cadre d’une collaboration engagée entre le Laboratoire de Chimie Organique de l’INSA de

Lyon, le Laboratoire de Chimie pour l’Optique de l’Ecole Normale Supérieure de Lyon et le

Laboratoire de Spectrométrie Physique de l’Université Joseph Fourier de Grenoble pour la

synthèse de sondes pour l’imagerie membranaire par microscopie optique non linéaire.

10

PREMIERE PARTIE

BIBLIOGRAPHIE

Bibliographie - Chapitre I

CHAPITRE I. LES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES

(CMGS) ET LES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES

LACTONES (CMGLS)

I.1. INTRODUCTION

I.1.1. SYNTHESE DE LA CMGLCL

L’isomaltulose est un sucre très disponible obtenu à l’échelle industrielle par

bioconversion du saccharose.1 La dégradation de ce dernier par oxydation réalisée par le

peroxyde d’hydrogène en milieu acide, aboutit à la formation du carboxyméthyl α-D-

glucoside (CMGlc). L’acétylation du CMGlc par l’anhydride acétique dans la pyridine a

fourni un nouveau produit qui a été identifié comme étant la lactone triacétylée (1a, schéma

1).2

OAcO

OO

O

OAc

AcOOHOHO

HOO

OH

O

OH

OHO

HOO

OH

HO

O

HO

HOOH

OH

isomaltulose

H2O2, H+

pH=2, 80°C

Ac2O, Py

22-25% sur les2 étapes

α-CMGlc α-CMGlcL, 1a

Schéma 1. Synthèse de la CMGlcL à partir de l’isomaltulose

1 (a) Weidenhagen, R.; Lorenz, S. Angew. Chem., 1957, 69, 641-641; (b) Weidenhagen, R.; Lorenz, S. Ger. Pat. DE 1,049,800, 1957, Chem. Abstr. 1961, 55, 2030b; (c) Schiweck, H.; Munir, M.; Rapp, K. M.; Schneider, B.; Vogel, M. in Carbohydrates as Organic Raw Materials, Lichtenthaler, F. W., Ed., VCH: Weinheim, 1991, Vol. 1, p. 57-94. 2 (a) Trombotto, S.; Bouchu, A; Descotes G.; Queneau, Y. Tetrahedron Lett. 2000, 41, 8273-8277. (b) Queneau, Y.; Chambert, S.; Cheaib, R.; Listkowski, A.; Doutheau, A.; Trombotto, S. Targets in Heterocyclic Systems – Chemistry and Properties, O. A. Attanasi and Spinelli Eds., Italian Society of Chemistry: Rome, 2006, Vol. 10, p.132-151.

11


Cette lactone est obtenue après formation d’un anhydride mixte comme intermédiaire

suivie d’une cyclisation par attaque intramoléculaire du groupe hydroxyle en position 2. La

synthèse de cette lactone n’avait jamais été décrite mais un système similaire avait été suggéré

comme intermédiaire dans le cas du β-lactoside.3 En revanche, pour ce qui concerne les

acides caboxyliques du type carboxyméthyl glycoside, plusieurs méthodes décrivent leur

synthèse dans la littérature. L’exposé de ces méthodes fera l’objet de la section I.2.

I.1.2. NOMENCLATURE

Dans ce document, nous avons adopté la nomenclature carboxyméthyl

glycosides/carboxyméthyl glycosides lactones en estimant que la fonctionnalité glycoside est

la fonctionnalité principale. Pour les termes se rapportant aux glycosides acétylés en général,

nous attribuons les termes CMGs et CMGLs. Quand il s’agit d’un sucre particulier, nous

ajouterons un indice se rapportant au sucre (CMGlc et CMGlcL pour le carboxyméthyl

glucoside et sa lactone respectivement, CMGal et CMGalL pour le carboxyméthyl galactoside

et sa lactone respectivement etc…).

Pour ce qui concerne les carboxyméthyl glycosides, ils sont trouvés dans la littérature

sous d’autres noms tels que les O-glycosyl glycolic acid (GGA) ou de 2-(glycosyloxy) acetic

acid (GAA).

I.2. SYNTHESE DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES (CMGS)

I.2.1. SYNTHESE DES α-CMGS

La seule synthèse dans la littérature qui décrit la formation directe du α-CMGlc est la

voie d’oxydation de l’isomaltulose1 (schéma 2) dans le cadre de l’étude de la dégradation du

sucre par le peroxyde d’hydrogène. Ainsi, l’isomaltulose est traité par un excès de peroxyde

d’hydrogène à pH=4 à 80°C pour donner le CMGlc avec un rendement de 23%. En rajoutant

du tungstate de sodium à la réaction, le rendement est amélioré (38%). Le meilleur rendement

est obtenu quand la réaction se déroule à pH=2 pour donner le CMGlc avec 42% de

rendement. La réaction peut aussi s’effectuer en milieu basique et à température ambiante

mais la formation du α-CMGlc s’est avérée très lente avec un rendement inférieur à 15%.

3 Dean, B.; Oguchi, H.; Cai, S.; Otsuji, E.; Tashiro, K.; Hakomori, S.I.; Toyokuni, T. Carbohydr. Res., 1993, 245, 175-192.

12


O

OHOHO

HO

HO

CO2H

Glc

O CO2HOH

OH

OH

Glc

O

HO2C CO2H

O OHOH

Glc

OCO2H

OH

OH

Glc

OCO2HOH

OHOHO

HO

OH

O O

OH

OH OH

OH

i .i ii.

i i.

i i.

i i.

i i.H2O2, H+

pH=2, 80°C

Schéma 2. i. Clivage glycolique, ii. Oxydation-décarboxylation, iii. Hydrolyse

I.2.2. SYNTHESE DES α,β-CMGS

I.2.2.1. Par glycosidation avec un composé présentant une fonction acide

masquée

Petersson et al.4 ont montré une préparation directe du CMGlc par évaporation sous

pression réduite à 35°C d'une solution de glucose et d'acide glycolique, en présence d'acide

chlorhydrique (schéma 3). Le CMGLc est obtenu avec un rendement de 6% sous la forme

d'un mélange d'isomères α et β avec une sélectivité en faveur de l'isomère α (α/β : 7/3).

OHOHO

HO

OH

O

OH

OHOHO

HO

OH

OH O

HOCH2COOH, HCl

35°C, pression réduite,6%

Schéma 3. Synthèse du mélange α,β-CMGLC par glycosylation de l’alcool glycolique

4 Petersson, G.; Pettersson, S.; Samuelson, O. Sv. Papperstidn. 1969, 72, 222-225 (Chem. Abstr. 1969, 71, 23035v).

13


Une synthèse décrite par Mandai et al.5 permet l’accès à des dérivés tétracétylés et

tétrabenzylés du CMGlc sous la forme d’un mélange d’anomères par glycosidation du sucre

avec des esters d’acide glycolique suivie d’une hydrolyse en milieu basique comme le montre

le schéma 4. Cette stratégie a été reprise par Nicolaou et al.6 par glycosidation d’un composé

fluoré avec un glycolate d’éthyle en présence de sel d’argent pour donner le produit sous la

forme d’un mélange d’anomères avec un rendement de 55% (α/β : 2/3).

BnOO

BnOBnO

OBn

BnOO

BnOBnO

OBn

O OEt

O

BnOO

BnOBnO

OBn

O OH

OOMe

1. H2SO4, HOAc,100°C, 3h, 85%

2. HOCH2CO2Et,TSOH, toluène

KOH, 75%

Schéma 4. Synthèse de α,β-CMGlc par glycosylation d’un ester d’acide glycolique

Kessler et al.7 ont repris cette méthode en utilisant un alcool comportant une fonction

aldéhyde masquée sous la forme d’un diméthyl acétal. L’aldéhyde est ensuite oxydé pour

conduire au CMMan correspondant.

A partir du thioéthyl mannoside et selon les conditions opératoires, ils ont obtenus des

mélanges α/β avec des proportions différentes. Le clivage des acétals est ensuite effectué en

milieu acide. La fonction acide est enfin obtenue par oxydation de la fonction carbonyle pour

donner le CMMan correspondant (schéma 5).

5 (a) Mandai, T.; Okumoto, H.; Oshitari, T.; Nakanishi, K.; Mikuni, K.; Hara, K. J.; Hara, K. Z.; Iwatani, W.; Amano, T.; Nakamura, K.; Tsuchiya, Y Heterocycles 2001, 54, 561-566. (b) Mandai, T.; Okumoto, H.; Oshitari, T.; Nakanishi, K.; Mikuni, K.; Hara, K. J.; Hara, K. Z. Heterocycles, 2000, 52, 129-132. 6 Nicolaou, K. C.; Trujillo, J. I.; Chibale, K. Tetrahedron, 1997, 53, 8751-8778. 7 (a) Boer, J.; Schuster, A.; Holzmann, B.; Kessler, H. Angew. Chem. Int. Ed. 2001, 40, 3870-387. (b) Locardi, E.; Boer, J.; Modlinger, A.; Schuster, A.; Holzmann, B.; Kessler, H. J. Med. Chem. 2003, 46, 5752-5762.

14


OMeO

OR1

OR2

MeO

SEt

OMeO

OR1

OR2

MeOOCH2CH(OMe)2

OMeO

OR1

OR2

MeOOCH2COOH

tBuOH,

OMeO

OR1

OR2

MeO

OCH2CH(OMe)2

1. Br22. HOCH2CH(OMe)2,

Ag2CO3,(α/β : 1/5), 75%

HOCH2CH(OMe)2,NIS, AgOTf,

(α/β: 6/1), 80%

NaClO2

Schéma 5. Synthèse de α,β-CMMan à partir d’un thioéthyl glycoside

I.2.2.2. Par oxydation d’allyl glycoside

L’oxydation de l’allyl glycoside a été une stratégie largement adoptée pour l’accès aux

CMGs. Les allyl glycosides sont obtenus par glycosylation de l’alcool allylique par le sucre

libre par exemple, en présence de l’étherate de trifluorure de bore8 sous la forme d’un

mélange d’anomères α,β. Le passage à l’acide s’effectue par oxydation de la double liaison

soit par RuCl3-NaIO49,10, , ,11 12 13développée par Sharpless et al.14 soit par une bishydroxylation

suivie d’un clivage glycolique par le système OsO4 4-NaIO ,15 KMnO4-NaIO45,16 soit par

ozonolyse.17, 18 Par ces méthodes, les rendements varient de 39 à 99%.

8 Tronchet, J. M. J.; Zsély, M.; Geoffroy, M Carbohydr. Res. 1995, 275, 245-258. 9 Ghosh, M.; Dulina, R. G.; Kalarda. R.; Sofia, M. J. J. Org. Chem. 2000, 65, 8387-8390. 10 Westermann, B.; Dörner, S. Chem. Commun. 2005, 2116-2118. 11 Grandjean, C.; Santraine, V.; Fardel, N.; Polidori, A.; Pucci, B.; Gras-Masse, H.; Bonnet, D. Tetrahedron Lett. 2004, 45, 3451-3454. 12 Virta, P.; Karskela, M.; Lonnberg, H. J. Org. Chem. 2006, 71, 1989-1999. 13 Mogemark, M.; Elofsson, M.; Kihlberg, J. J. Org. Chem. 2003, 68, 7281-7288. 14 Carlsen, P. H. J.; Katsuki, T.; Martin, V. S.; Sharpless, K. B. J. Org. Chem. 1981, 46, 3936-3938. 15 Santacroce, B. V.; Basu, A. Angew. Chem. Int. Ed. 2003, 42, 95-98. 16 Binder, W. H.; Schmid, W. Monatsch. Chem., 1995, 126, 923-931. 17 Lockhoff, O. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1998, 37, 3436-3439. 18 Santacroce, B. V.; Basu, A. Angew. Chem. Int. Ed. 2003, 42, 95-98.

15


ORORO

RO OO

OH

OR

ORORO

OR

OR

O

RuCl3,NaIO4

ou O3ou RuCl3,KMnO4

39-99%

Schéma 6. Synthèse des α,β-CMGs par oxydation de l’allyl glycoside

I.2.3. SYNTHESE DES β-CMGS

I.2.3.1. Par glycosidation avec un composé présentant une fonction acide

masquée

Plusieurs méthodes ont été décrites dans la littérature pour la préparation du β-

CMGlc. La sélectivité de cette réaction vient de la participation du groupement acétate en

position 2 qui favorise l’approche du nucléophile en β.

La réaction de Fischer et Helferich en 1911 (schéma 7) décrit la synthèse du CMGlc par

réaction de l’acétobromoglucose avec le glycolate d’éthyle suivie d’une hydrolyse basique de

l’ester.19 Cette même réaction a été reprise en 2003 pour la synthèse de carboxyméthyl

cellobioside.20

AcOO

AcOAcO

OAc

AcOO

AcOAcO

OAc

Br

OOEt

OAcO

OAcO

AcO

OAc

OOH

OHOCH2COOEt,60%

NaOH,70%

Schéma 7. Synthèse du β-CMGlc par glycosylation d’un alcool glycolique

Lockhoff et al.17 ont proposé la synthèse du dérivé perbenzylé du β-CMGlc à partir du

tétra-O-benzyl D-glucopyranose par formation d’un intermédiaire trichloroacétimidate

(schéma 8). Une glycosidation de ce dernier avec le glycolate d’éthyle suivie d’une

19 Fischer, E.; Helferich, B. Liebigs Ann. Chem. 1911, 383, 68-91. 20 Choudhury, A. K.; Kitaoka, M.; Hayashi, K. Eur. J. Org. Chem. 2003, 2462-2470.

16


saponification conduit au β-CMGlc perbenzylé avec un bon rendement. Cette stratégie via

l’intermédiaire trichloroacétimidate a été appliquée pour la synthèse de carboxyméthyl

disaccharides d’anomérie β comme le montrent les travaux de Pieters et al.21,22 et ceux de

Toyokuni.3

BnOO

BnOBnO

OBn

BnOO

BnOBnO

OBn

OOH

OOCCCl3

1. HOCH2CO2Et,BF3.OEt2, THF,

82%2. puis NaOH,MeOH, THF,

72%.

NH

Schéma 8. Synthèse du β-CMGlc à partir d’un trichloroacétimidate glycosyle

I.2.3.2. Par oxydation d’allyl glycoside

Comme précédemment signalé pour le mélange α/β, le β-CMGlc a aussi été synthétisé

par oxydation d’allyl glucoside.

A partir du bromure de glucosyle, Dörner10 a synthétisé l’allyl glucoside de

configuration anomérique β (schéma 9).

AcOO

AcOTFAHN

NHTFA

AcOO

AcOTFAHN

NHTFA

Br

O AcOO

AcOTFAHN

NHTFA

OOH

ONaIO4, RuCl3,70%

AllOH, AgOTf,40%

Schéma 9. Synthèse du β-CMGlc par oxydation de la double liaison de l’allyl glycoside

De plus, Binder et al.17 ont décrit la synthèse de l’allyl glucoside à partir du β-D-glucose

pentaacétylé. Après oxydation, le β-CMGlc est obtenu avec un rendement de 23% (schéma

21 Autar, R.; Liskamp, R. M. J.; Pieters, R. J. Carbohydr. Res. 2005, 340, 2436-2442. 22 Autar, R.; Khan, A. S.; Schad, M.; Hacker, J.; Liskamp, R. M. J.; Pieters, R. J. ChemBioChem. 2003, 4, 1317-1325.

17


10). Cette stratégie a été reprise par les équipes d’Overkleeft et van Boom pour la synthèse de

carboxyméthyl β-L-fucoside et carboxyméthyl 2-amino-2-désoxy-β-D-glucoside.23

AcOO

AcOAcO

OAc

AcOO

AcOAcO

OAcNaIO4/KMnO4,

39%O AcO

OAcO

AcO

OAc

OOH

OOAc

AllOHSnCl4, 60%

Schéma 10. Synthèse du β-CMGlc par oxydation de la double liaison de l’allyl glucoside

I.2.3.3. Par dégradation du gentiobiose

Lors de l’étude de la dégradation du gentiobiose par une solution aqueuse de peroxyde

de sodium (schéma 11), Isbell et al.24 ont montré la formation du β-CMGlc. Cependant, aucun

rendement n’est décrit.

HOO

HOOH

OH

HOO

HOOH

OH

OOH

OO

HOO

HOOH OH

Na2O2 aq.4°C, 5 jours

Schéma 11. Synthèse du β-CMGlc par oxydation de la double liaison de l’allyl glucoside

23 Filippov, D. V.; van den Elst, H.; Tromp, C. M.; van der Marel, G. A.; van Boeckel, C. A. A., Overkleeft, H. S.; van Boom, J. H. Synlett. 2004, 773-778. 24 Isbell, H. S.; Frush, H. L. Carbohydr. Res. 1987, 161, 181-193.

18


I.3. EXPLOITATION DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES (CMGS) ET DES

CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES LACTONES (CMGLS)

I.3.1. EXPLOITATION DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES (CMGS)

I.3.1.1. En tant que molécule cible

Le schéma 12 montre différents composés (2-12) possédant une fonction

carboxyméthyle synthétisés pour leurs activités biologiques.

Par exemple, dans le domaine peptidomimétique, Nicolaou et al.6 ont décrit la synthèse

en phase solide d’un dérivé du mannose où la fonction carboxyméthyle est localisée soit en

position 1 (2) soit en position 2 du sucre (3). Plus récemment, l’équipe de Kessler a synthétisé

des scaffolds (4, 5) basés sur une structure β-D-mannopyranose.7 L’équipe de Sofia a

synthétisé des carboxyméthyl glycosides construits sur un squelette N-acétyl-glucosamine9

(6). De même, les groupes de Jiménez-Barbero et Nicotra25 ont proposé des systèmes

furaniques bicycliques (7) à partir de la D-ribonolactone. Billington et al.26 ont synthétisé des

glycosides avec une fonction carboxyméthyle en 4 (8) pour mimer un antagoniste de

l’endothéline. De plus, Chapleur a élaboré une bibliothèque de 126 composés basés sur un

squelette xylose sur lesquelles le carboxyméthyle est localisé en position 2, 3 ou 4 de la

molécule (9, 10, 11),27,28. L’équipe de Sofia a aussi synthétisé une famille de composés

dérivés de sucre où une fonction carboxyméthyle non-anomérique est greffée en position 2 de

la molécule (12). Certains de ces acides sont accrochés à une résine par différents amino-

acides29, , 30 31 dans une synthèse en phase solide.

25 Cipolla, L.; Forni, E.; Jiménéz-Barbéro, J.; Nicotra, F. Chem. Eur. J. 2002, 8, 3976-3983. 26 Le Diguarher, T.; Boudon, A.; Elwell, C.; Paterson, D. E.; Billington, D. C. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2004, 16, 1983-1988. 27 Moitessier, N.; Minoux, H.; Maigret, B.; Chrétien, F.; Chapleur, Y. Lett. Pept. Sci. 1998, 8, 75-78. 28 Moitessier, N.; Dufour, H.; Chrétien, F.; Thiery, J. P.; Maigret, B.; Chapleur, Y. Bioorg.Med. Chem. 2001, 9, 511-523. 29 Jain, R.; Kamau, M.; Wang, C.; Ippolito, R.; Wang, H.; Dulina, R.; Anderson, J.; Gange, D.; Sofia, M. J. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003, 13, 2185-2189. 30 Sofia, M. J.; Hunter, R.; Chan, T. Y.; Vaughan, A.; Dulina, R.; Wang, H.; Gange, D. J. Org. Chem. 1998, 63, 2802-2803. 31 Sofia, M. J. Med. Chem. Res. 1998, 8, 362-378.

19


O

OOBn

O COOH

5

OO

OMe

OMe

OBnOHO

AcHN

N3

O CO2H6

O

OOH

H

BnOOBn

COOH

N3

7

OOBnO

O

O

O CO2HO

HO

NH

8

OBnOBnO O

OCH2COOHNH

OHOOCCH2OBnO O

OBnNH

9

11

OMeON3

OMe

OCH2COOH12

OH

OMeOBnO

O

O

O

OH

INH NH2

NH

2

OMeOMeO

OO

4

O COOH

OHOMeO

BnO

OOCH2COOH

NH NH2

NH

3

OBnOO O

OBnNH

10COOH

Schéma 12. Différents carboxyméthyl glycosides synthétisés

I.3.1.2. En tant qu’intermédiaire

Vu leur qualité connective, les carboxyméthyl glycosides ont été largement utilisés

comme agents capables de fournir une entité sucre via leur fonction carboxylique, capable

de se lier par une fonction ester ou amide à d’autres adduits.

Par conséquent, cette famille de composés a servi comme élément de construction

pour la synthèse de nouvelles familles de glycoconjugués (schéma 13).

Dans le contexte de molécules d’intérêt biologique, les sucres ont servi pour la

synthèse de glycodendrimères, macromolécules construites à partir d’unités répétitives,

comme par exemple les glycodendrimères préparés par Lockhoff et al.17 (13), les

20


néoglycoprotéines préparées par Ziegler et al.32 (14), les scaffolds cyclopeptidiques pour la

synthèse sur support solide de glycoclusters10 (15, 16) et des clusters cyclopeptidiques

amphiphiles comme ceux synthétisés par Li et al.33 (17) et ceux proposés par Grandjean et

al.11 (18)

Via la stratégie carboxyméthyl glycoside, un cluster contenant quatre unités glucose

sur un pentaérythritol a été synthétisé par Binder et Schmid16 (19), et un autre cluster

lactosyle multivalent3 (20) a aussi servi pour la conception d’un inhibiteur potentiel du

développement des tumeurs métastasiques. Kitaoka et al.20 ont préparé des dendrimères

PAMAM présentant des unités cellobiose (21). D’autres systèmes multivalents présentant

des unités disaccharidiques particulières ont été élaborés pour l’étude de leurs propriétés

antiadhésive à l’E. Coli par Pieters et al.21,22 (22).

De même, Elofsson et Kihlberg se sont servis du lien carboxyméthyle pour connecter

le sucre à une résine dans une approche de synthèse en phase solide13 (23), Basu et

Santacroce pour le lier à une amine à chaîne grasse pour l’obtention des disaccharides

amphiphiles18 (24), Mandai et al.5 pour conférer une solubilité pour des taxoïdes

anticancéreux (25). Il a aussi été utilisé pour la préparation d’oxydes de phosphine

complexes34 (26), et de nouveaux diènes oxygénés (27).35

32 Ziegler, T.; Gerling, S.; Lang M. Angew. Chem. Int. Ed. 2000, 39, 2109-2112. 33 Li, Y.; Zhang, X.; Chu, S.; Yu, K.; Guan, H. Carbohydr. Res. 2004, 339, 873-879. 34 Tamura, J.; Manabu, K. Japanese Patent JP 2002338592 (2002); Chem. Abstr. 2002, 137, 385072. 35 Cousins, R. P. C.; Pritchard, R. G.; Raynor, C. M.; Smith, M.; Stoodley, R. J. Tetrahedron Lett. 2002, 43, 489-492.

21


OHOHO

HO

OH

O OHOH

HO

HO

O

HN

O OHOH

HO

HO

OHOHO

OH

OH

O

NO

O

13

OO

OHOHO

HO

OH

ON

HN

O

O

BSA 14

OAcOAcO

TFAHN

OAc

OAcOAcO

TFAHN

NHTFAN

O

O

NH

CO2BnO

O OAcOAc

TFAHN

TFAHN

O

4

15

OHOHO

OHHO

ON

NN

O

N

HN

O

OO

O

OHOHO

OHHO

NH

O

O

CO2CH3

NH

OO O

H

OH

OH OH

CO2CH3 CO2CH3 16

HN

HN

O

HOHO

OH

OH

O

HN NH

O OO O

HN HNHN

O

OHHO

HO

OH

O

O

O

OHHO

HO OH

OO O

17

HN

NH

HN

NH

H2N

O

O

O

HN O

NHHN

NH NHO

NH

O

OHOHO

OHHO

O

OHOHO

OHHO

OO

O

OHOHO

OHHO

OO

OHOHO

OHHO

OO N

O

HN

(CH2)14CH3

O

18

OO

O

O

O

O

O

O

OO

OO

O

OAcAcO

AcO

OAc

O

OAcOAc

OAc

AcO

O

OAcAcO

AcO OAc

O

AcO OAc

OAcAcO

19

OOH

HOHO

OHOO

HOHO

HO

OO

HNNH

OHO

O

NH

OOH

HOHO

OHOO

HOHO

HO

OO

O

OH

HOHO

OHOO

HOHO

HO

OO

HN 20

NH

OHOHO

HO

OHOO

HOHO

HO

OO

PAMAM3221 O

OO

OpFBzO

O

OOoFBzO

AcHN

pFBnO

OO

oFPh

OO

oFBnOoFBnO

O

mFPh

F

22

O

O

CO2Me

HN

HN

O

O

O

O

O

ONH

NH

NH

NH

OHO

HOAcHN

OH

O

O

HOHO

OH

OO

OHO

HOAcHN

OH

O

O

HOHO

OH

OO

OHO

HOAcHN

OH

O

O

HOHO

OH

OO

OHO

HOAcHN

OH

O

O

HOHO

OH

OO

23

NH

OOH

HOHO

OHOO

HOHO

HO

OO

C14H29

24

OO

HO

O

OH

O

O

OHOHO

HO

HO

O

HOAcOBz

O

OHPh

NHO

O

25

HN

OHOHO

OHHO

OO

OP O

326 TBDMSO

OEtO

OAcOAcO

AcO

AcO

27

Schéma 13. Architectures multivalentes synthétisées à partir des carboxyméthyl glycosides

22


I.3.2. EXPLOITATION DE LA CARBOXYMETHYL GLUCOSIDE LACTONE (CMGLCL)

La capacité de la α-CMGlcL à s’ouvrir en présence d’espèces nucléophiles a été mise en

évidence par Trombotto et al.2 en 2000 (schéma 14).

L’ouverture de la CMGlcL par des espèces nucléophiles s’effectue souvent sans

catalyseur, dans des conditions douces. Elle donne ainsi accès à de nouveaux glycoconjugués

dans lesquels la structure cyclique du sucre est conservée36 (schéma 14) contrairement à

l’ouverture de la lactone de sucre du type gluconolactone qui donne des conjugués à chaîne

polyols ouverte.

Des structures similaires à cette lactone ont été décrites dans la littérature et utilisées pour

la synthèse de nouveaux glycoconjugués. Une phostone, observée lors de l’étape d’acétylation

du phosphono-C-glycoside a été ouverte pour la formation de dérivés phosphorés

potentiellement actifs.37,38 Un autre type de glucoside bicyclique a aussi été produit à partir

d’une amine39,40. Cette structure a été plus tard utilisée comme un synthon de départ pour la

synthèse de nouveaux conjugués41, , 42 43 (schéma 14).

OAcO

OO

O

OAc

AcOOAcO

AcOHO

O

OAc

O

Nu1a

NuH

O

AcO

AcO

OP O

ORPhostone

Bosco et al.Tetr ahedron Lett. 2003

OHOHO

ONH

OH

S

OHOHO

OH

HN

OH

S

R1

R2NHR1R2 Maya et al.

Tetrahedron Lett. 2001

Trombotto et al.J. Org. Chem. 2000

O

AcO

AcO

OH

PO

OHOR

NaOH

Schéma 14. α-CMGlcL et structures bicycliques similaires

36 Pierre, R.; Chambert, S.; Alirachedi, F.; Danel, M.; Trombotto, S.; Doutheau, A.; Queneau, Y. C. R. Chimie 2008, 11, 61-66. 37 Bosco, M.; Bisseret, P.; Eustache, J. Tetrahedron Lett. 2003, 44, 2347-2349. 38 Bosco, M.; Bisseret, P.; Constant, P.; Eustache, J. Tetrahedron Lett. 2007, 48, 153-157. 39 Steyemark, P. R.; J. Org. Chem. 1962, 27, 1058. 40 Kovacs, J.; Pinter, I.; Messmer, A. Carbohydr. Res.1985, 141, 57. 41 Ichikawa, Y.; Matsukawa, Y.; Minoru, I. J. Am. Chem. Soc. 2006, 128, 3934-3938. 42 Maya, I.; López, Ó.; Fernández-Bolaňos, J. G.; Robina, I.; Fuentes, J. Tetrahedron Lett. 2001, 42, 5413-5416. 43 López, Ó.; Maya, I.; Fuentes, J.; Fernández-Bolaňos, J. G. Tetrahedron 2004, 60, 61-72.

23


La α-CMGlcL a été utilisée comme un synthon « donneur de glucoside » dans plusieurs

domaines, forgeant ainsi une nouvelle voie de construction de nouveaux pseudo-

glycoconjugués, alternative aux réactions classiques de glycosylation.

La simplicité de cette stratégie a été exploitée pour la synthèse de nouveaux esters et

amides glycosylés. Par exemple, de nouveaux pseudo-oligosaccharides (28, 29) ont été

synthétisés par ouverture du cycle lactonique par un aminosucre44 (schéma 15).

OHOHO

HO

HO

OO

OHOHO

HO

NH2

OMe

OHO

H2N

OO

OH

OAcOAcO

HO

AcO

OO

OHO

NH

OO

OH

OHOHO

HO

NH

OMe

CMglcL, THF,18h, 90%

1. CMglcL, DMF,15h, ta, 87%;

2. MeONa/MeOH,1h, ta, 83%

28

29

Schéma 15. Synthèse de pseudo-oligosaccharides à partir de la stratégie CMGL

Les glycopeptides ayant suscité l’intérêt de part leur rôle dans de nombreux processus

pathologiques et physiologiques, une famille de glycoaminoacides a été synthétisée grâce à la

stratégie CMGL. Les nucléophiles utilisés sont des aminoacides protégés variés.45 Le schéma

16 en montre un exemple où l’ester méthylique de la glycine est utilisé.

44 Le Chevalier, A.; Pierre, R.; Kanso, R.; Chambert, S.; Doutheau, A.; Queneau, Y. Tetrahedron. Lett. 2006, 47, 2431-2434. 45 Trombotto, S.; Danel, M.; Fitremann, J.; Bouchu, A.; Queneau, Y. J. Org. Chem. 2003, 68, 6672-6678.

24


OAcO

OO

O

OAc

AcO

1a

OAcOAcO

AcOOH

OO

NH

NH2CH2COOMeDMAP,CH2Cl2,

3 jours, ta, 60%CO2Me

Schéma 16. Synthèse de glycopeptides à partir de la stratégie CMGL

Dans la perspective de conception de molécules amphiphiles, la α-CMGlcL a été exploitée pour la synthèse de nouveaux glycolipides (schéma 17) connus pour leurs propriétés biologiques et physico-chimiques, comme par exemple leur comportement thermotrope. Des amides aliphatiques ayant une chaîne de 10, 12 et 14 carbones ont été synthétisés dont certains ont montré un comportement lamellaire à haute température (30).

D’autre part, des amino-stéroïdes ont été couplés avec la α-CMGlcL pour donner une série de glycostéroïdes parmi lesquels les composés saturés ont montré un comportement cristal-liquide à des températures moins élevées que leurs homologues insaturés.46,47

OHOHO

HO

OH

ONH

O

n

n = 5, 7, 9, 11, 13, 1530 31

OHOHO

HO

OH

OO

O

Schéma 17. Structures glycolipidiques synthétisées à partir de la stratégie CMGL

Les porphyrines glycosylées ont un intérêt potentiel comme molécules

photosensibilisatrices pour la photochimiothérapie du cancer. La présence des sucres sur les

porphyrines module son caractère amphiphile et permet le ciblage des cellules cancéreuses

46 Chambert, S.; Cowling, S. J.; Mackenzie, G.; Goodby, J. W.; Doutheau, A.; Queneau, Y. J. Carbohydr. Chem. 2007, 26, 27-39. 47 Goodby, J. W.; Görtz, V.; Cowling, S. J.; MacKenzie, G.; Martin, P.; Plusquellec, D.; Benvegnu, T.; Boullanger, P.; Lafont, D.; Queneau, Y.; Chambert, S.; Fitremann, J. Chem.Soc. Rev. 2007, 36, 1971-2032.

25


par formation d’interactions spécifiques entre des récepteurs membranaires des cellules

cancéreuses et les groupements glycosyles.

Des porphyrines glucosylées en ortho et en para ont été préparées48 (schéma 18) par la

stratégie CMGL à partir des monohydroxyphényltritolylporphyrines aminopropylées.

La photocytotoxicité de ces porphyrines glucosylées ont été évaluées en utilisant des cellules cancéreuses chroniques K562. La porphyrine en ortho est plus active que celle en para mais reste moins performante que la Photofrin® qui est un médicament commercialisé pour le traitement contre le cancer. La photoactivité par contre, est nettement améliorée par rapport aux porphyrines non glycosylées.

N

NH HN

N

O

OHOHO

HO

HO

OO

NH

N

NH HN

N

O

OHOHO

HO

HO

OO

NH

or tho para

Schéma 18. Les porphyrines glycosylées synthétisées à partir de la stratégie CMGL

Enfin, une illustration supplémentaire de cette stratégie est donnée lors de la synthèse de

nouveaux analogues de substrats naturels des glycosyltransférases. Les réactions sont

réalisées soit par ouverture de la α-CMGlcL par une azidouridine réduite en amine44 (32) soit

par réaction « Click »49 avec l’azidouridine (schéma 19) dans le but de prolonger l’espace

entre le sucre et l’uridine par un triazole (33).

48 Sol, V., Charmot, A.; Krausz, P.; Trombotto, S.; Queneau, Y. J. Carbohydr. Chem. 2006, 25, 345-360. 49 Listkowski, A.; Ing, P.; Cheaib, R.; Chambert, S.; Doutheau, A.; Queneau, Y. Tetrahedron: asymmetry, 2007, 18, 2201-2210.

26


O

HO OH

N

NH

O

ONNN

OHO

OHO

O

OH

NH

HO

O

HO OH

N

NH

O

O

OHO

OHO

O

OH

NH

HO

32 33

Schéma 19. Mimes de substrats naturels des glycosyltransférases

27

Bibliographie - Chapitre II

28


CHAPITRE II. LES SCAFFOLDS SUCRES

Dans le premier chapitre, nous avons montré l’essentiel des travaux qui ont visé la

synthèse de scaffolds glucidiques présentant une fonction carboxyméthyle sur un glycoside

ainsi que les scaffolds obtenus par réaction du carboxyméthyle avec une amine via une

fonction amide. Dans le présent chapitre, nous élargissons le propos à la synthèse et

l’utilisation d’autres types de scaffolds à structure glucidique dans une mise au point basée sur

les revues de Meutermans et al.,50 Murphy et al.,51 ,Doores et al.52 mises à jour avec des

références récentes sur le domaine.

II.1. SCAFFOLD, DEFINITION, HISTORIQUE

La structure des sites actifs de protéines étant souvent précisément déterminée par

cristallographie, ainsi que la connaissance des conditions structurales pour les bonnes

interactions protéine-ligand qui en découle, des molécules «scaffolds» ou châssis moléculaires

ont été conçues afin de mimer le positionnement idéal des substituants des substrats naturels.

La conception de molécules scaffolds bioactives consiste à avoir des groupes pharmacophores

capables d’établir des interactions avec la cible et une structure non interactive qui porte la

partie bioactive.

Le scaffold idéal pour une approche biomimétique est une molécule à structure rigide, de

faible poids moléculaire, chimiquement stable, présentant plusieurs groupements fonctionnels

à réactivité orthogonale. L’orientation spatiale des groupements fonctionnels doit être flexible

pour permettre d’établir la plus forte interaction avec le récepteur. De plus, la molécule doit

présenter une stabilité biologique.

50 Meutermans, W.; Le G. T.; Becker, B. ChemMedChem. 2006, 1, 1164-1194. 51 Murphy, P. V. Eur. J. Org. Chem. 2007, 4177-4187. 52 Doores, K. J.; Gramblin, D. P.; Davis, B. G. Chem. Eur. J. 2006, 12, 656-665.

29


Les systèmes aromatiques étaient de bons candidats pour la synthèse de scaffolds puisque

l’introduction de différents substituants est relativement facile. Par contre, ce sont en général

des molécules planes qui empêchent la répartition tridimensionnelle des substituants. D’autres

structures, comme les alcaloïdes naturels, sont chimiquement difficiles à manipuler. De

même, les peptides ayant une rigidité faible, présentent une structure très flexible dans un

environnement biologique.

Les sucres, par contre, présentent un squelette rigide avec un bon nombre de groupements

hydroxyle orthogonalement fonctionnalisables ayant une orientation spatiale bien définie, et

servant de points d’attachement entre ces molécules et le récepteur de la protéine qu’on

cherche à inhiber. De plus, ils présentent un grand nombre d’isomères possibles.

Pour ces raisons, des études de molécules sur scaffolds sucre ont été largement menées.

II.2. QUELQUES RESULTATS BIOLOGIQUES

L’hypothèse évoquant que les sucres peuvent être des scaffolds adéquats pour mimer

certains ligands naturels de protéines actives a été proposée par Hirschmann et al.53, , , ,54 55 56 57

en 1990 lors de la recherche de mimes de la somatostatine. Après une modélisation

moléculaire, une collection de molécules a été élaborée sur une structure D-glucose, dont la

molécule 34 qui s’est révélée être un mime du ligand naturel de la protéine. D’autres

synthèses de molécules visant la somatostatine ont été décrites (schéma 20) comme celles

élaborées par l’équipe de Papageorgiou58 (scaffold furanose 35), Depezay et al.,59 Murphy et

al.60,61 (scaffolds iminosucres 36 et 37) ainsi que Nativi, Capozzi et al.62 (dérivé 38).

53 Hirschmann, R.; Nicolaou, K. C.; Pietranico, S.; Salvino, J.; Leahy, E. M.; Sprengeler, P. A.; Furst, G.; Smith III, A. B. J. Am. Chem. Soc. 1992, 114, 9217-9218. 54 Hirschmann, R.; Nicolaou, K. C.; Pietranico, S.; Leahy, E. M.; Salvino, J.; Arison, B.; Cichy, M. A.; Spoors, P. G.; Shakespeare, W. C.; Sprengeler, P. A.; Hamley, P.; Smith III, A. B.; Reisine, T.; Raynor, K.; Maechler, L.; Donaldson, C.; Vale, W.; Freidinger, R. M.; Cascieri, M. R.; Strader, C. D. J. Am. Chem. Soc. 1993, 115, 12550-12568. 55 Hirschmann, R.; Yao, W.; Cascieri, M. R.; Strader, C. D.; Maechler, L.; Cichy, M. A., Jr., J. H.; Sprengler, P. A.; Smith III, A. B.; J. Med. Chem. 1996, 39, 2441. 56 Hirschmann, R.; Hynes, Jr. J.; Cichy-Knight, M. A; van Rijin, R. D.; Sprengeler P. A.; Spoors, P. G.; Shakespeare, W. C.; Pietranico-Cole, S.; Barbosa, J.; Liu, J.; Yao, W.; Rohrer, S.; Smith III, A. B. J. Med. Chem. 1998, 41, 1382-1391. 57 Prasad, V.; Birzin, E. T. ; McVaughn, C. T.; van Rijin, R. D.; Rohrer, S. P.; Chicchi, G.; Underwood, D. J.; Thornton, E. R.; Smith III, A. B.; Hirschmann, R. J. Med. Chem. 2003, 46, 1858-1869. 58 Papageorgiou, C.; Haltiner, R.; Bruns, C.; Petcher, T. J. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1992, 2, 135-140. 59 Le Merrer, Y.; Poitout, L.; Depezay, J. Methods in Molecular Medicine, Peptidomimetic Protocols, Vol. 23, (Ed. Kazmierski), Humana Press, Totowa, NJ, 1999, p. 227-257. 60 Gouin, S. G.; Murphy, P. V. J. Org. Chem. 2005, 70, 8527-8523. 61 Chagnault, V.; Lalot, J.; Murphy, P.V ChemMedChem, 2008, sous presse.

30


OBnOBnO

BnO

O(CH2)5NH2

O

NSO2Ph

3435

ONH2(CH2)5O

BnO OBn

O

NH

NBnOBnO

BnO

36

NH

H2N(H2C)5HN

OBnOBnO

OBn

S O

O

O38

NOH

HO

OH

(CH2)5NH2

NH

37

O

Schéma 20. Scaffolds saccharidiques conçus pour l’inhibition de la somatostatine

Parmi de nombreux travaux de recherche d’inhibiteurs d’intégrine, la molécule 5

construite sur une structure β-D-mannopyranose proposée par Kessler et al.7 a été identifiée

comme un bon ligand d’une classe d’intégrine. Récemment, Cipolla et al.63, 64 ont décrit la

synthèse d’une série de fructofuranose à bonne activité inhibitrice dont le produit 39.

O

O

OBn

O COOHOO

OMe

OMe 5 39

ON

BnO

OBn

N

O

O

NH2

Schéma 21. Scaffolds saccharidiques inhibiteurs des intégrines

62 Capozzi, G.; Giannini, S.; Menichetti, S.; Nativi, C.; Giolitti, A. ; Patacchini, R. ; Perrotta, E.; Altamura, M. ; Maggi, C. A.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 2002, 12, 2263-2266. 63 Araújo, A. C.; Nicotra, F.; Airoldi, C.; Costa, B.; Giagnoni, G.; Fumagalli, P.; Cipolla, L. Eur. J. Org. Chem. 2008, 635–639. 64 Araújo, A. C.; Nicotra, F.; Airoldi, C.; Costa, B.; Giagnoni, G.; Fumagalli, P.; Cipolla, L Carbohyd. Res.2008, sous presse.

31


Certains groupes de recherche comme Tsukida, Nishimura et al.65, , ,66 67 68 se sont intéressés

à l’inhibition des métalloprotéinases (schéma 22). Le composé 40 qu’ils proposent a montré

une inhibition de la protéine. Le scaffold bicyclique 41 synthétisé par Nativi et al.69 a été

découvert comme étant le premier inhibiteur d’une métalloprotéinase à base de sucre.

OHOHO

OH

SO

O

OH41

NO

O

OH

40

O2S

NHOHO

OMeHN

COOHO

Schéma 22. Scaffolds saccharidiques pour l’inhibition des métalloprotéinases

Les antiviraux potentiels ont eux aussi fait l’objet d’étude. Murphy et al.70, ,71 72 visaient

l’inhibition de la protéase du VIH en synthétisant des molécules à base de mannose et glucose

(42) à activité inhibitrice modérée. Van der Eycken et al.73 ont démontré une bonne activité

d’une structure à base de D-glucose (43, schéma 23) contre un virus de la famille des herpès.

65 Moriyama, H.; Tsukida, T.; Inoue, Y.; Kondo, H.; Yoshino, K.; Nishimura, N.-I. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003, 13, 2737-2740. 66 Moriyama, H.; Tsukida, T.; Inoue, Y.; Kondo, H.; Yoshino, K.; Nishimura, N.-I. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003, 13, 2741-2744. 67 Moriyama, H.; Tsukida, T.; Inoue, Y.; Yokota, K. ; Yoshino, K. ; Kondo, H.; Miura, N.; Nishimura, N.-I. J. Med. Chem. 2004, 47, 1930-1938. 68 Tsukida, T.; Moriyama, H.; Inoue, Y.; Kondo, H.; Yoshino, K.; Nishimura, N.-I. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2004, 14, 1569-1572. 69 Fragai, M.; Nativi, C.; Richichi, B.; Venturi, C. ChemBioChem 2005, 6, 1345-1349. 70 Murphy, P. V.; O’Brien, J. L.; Gorey-Feret, L. J.; Smith III, A. B. Tetrahedron 2003, 59, 2259-2271. 71 Chery, F.; Cronin, L.; O’Brien, J. L.; Murphy, P.V. Tetrahedron 2004, 60, 6597-6608. 72 Araújo, A. C.; Nicotra, F.; Airoldi, C.; Costa, B.; Giagnoni, G.; Fumagalli, P.; Cipolla, L. Carbohyd. Res. 2008, sous presse. 73 Van Hoof, S.; Ruttens, B.; Hubrecht, I.; Smans, G.; Blom, P.; Sas, B.; Van Hemel, J.; Vandenkerckhove, J.; Van der Eycken, J. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2006, 16, 1495-1498.

32


NOH

O

42

O

43O

HO

O

O OMeMeOO

O

Schéma 23. Scaffolds saccharidiques synthétisés comme des antiviraux

Dans la recherche d’inhibiteurs de certaines protéines spécifiques, les synthèses de

Billington et al.,26 (44) visaient le site actif de l’endothéline. L’équipe d’Armstrong74 a

élaboré une série de composés (45) à activité inhibitrice moyenne contre la MRP (multidrug-

resistance-associated protein). Les molécules synthétisées par le groupe d’Hanessian75,76 (46)

ont montré un effet inhibiteur sélectif de la synthèse de l’ADN de cellules tumorales

cérébrales. De plus, Kanai et Shibasaki77 ont élaboré une famille de produits dont certains ont

montré une activité agoniste des récepteurs de l’acide lysophosphatidique (47, schéma 24).

OOBnO

O

O

OO

HO

44

OMeOO

OH O Ph45

OHOO

O

O

O

46

I

Ph

O

O2S

CF3OO

47O

(CH2)7

O

C8H17 PO

SNaOH

Schéma 24. Scaffolds synthétisés comme inhibiteurs de protéines spécifiques

74 Dinh, T. Q.; Smith, C. D.; Du, X.; Armstrong, R. W. J. Med. Chem. 1998, 51, 981-987. 75 Hanessian, S.; Saavedra, O. M.; Xie, F.; Amboldi, N.; Battistini, C. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2000, 10, 439-442.. 76 Hanessian, S.; Zhan, L.; Bovey, R.; Saavedra, O. M.; Juillerat-Jeanneret, L.; J. Med. Chem. 2003, 46, 3600-361. 77 Tamaruya, Y.; Suzuki, M.; Kamura, G.; Kanai, M.; Hama, K.; Shimizu, K.; Aoki, J.; Arai, H.; Shibasaki, M. Angew. Chem. Int. Ed. 2004, 43, 2834-2837.

33


Dans le domaine des antibactériens, l’équipe de Fleet78 a proposé des molécules basées

sur un iminosucre (48) mais leur évaluation biologique n’a pas été précisée. Spirito et al.79 ont

synthétisé des molécules pyraniques (49) à bonne activité inhibitrice de la neuraminidase. Des

scaffolds disaccharidiques ont été synthétisés par Sofia et al.80 actifs contre la moenomycine

A (50) et par Meutermans et al.81 (51) actifs contre un panel des bactéries Gram-positive. Une

bibliothèque de composés actifs synthétisés par l’équipe de Wong contre des bactéries ARN

(52).82 Enfin, des scaffolds D-glucose (53) ont été préparées par Li et al.83 visant l’acétolactate

synthase et ont montré une bonne capacité à se lier à cette protéine.

O

HN

OBn

ONH

NH

O

SO2NH2

48

OHO

50

HO

OH

NHO O

NH2

OHN

NHO

OH

OP

O

OOH

O

F3C

F3CCl

COOH

O(CH2)11CH3OHOHO

O

NH2

52

ONH

NH2

NH

ONH2

NH2

HN

OHOHO

NH

OH

OO

NH

OHHN

CHNO2S

C C10H21

O

CF3

O

CF3 51

OHO

53

ON

NMeO

SMe

O

O

F3CO

NHO

Ph

OMe

OHO

49

HO

NH

OOH

OHO P

O

ONaONa

Schéma 25. Scaffolds saccharidiques visant des cibles spécifiques

78 Edwards, A. A.; Ichihara, O.; Murfin, S.; Wilkes, R.; Whittaker, M.; Watkin, D. J.; Fleet, G. W. J. J. Comb. Chem. 2004, 6, 230-238. 79 Maione A. M. ; Giordani, E. ; Costa, M.; Spirito A. Arch. Pham Pharm. Med. Chem. 1997, 330, 17-20 80 Sofia, M. J.; Allanson, N.; Hatzenbuhler, N. T.; Jain, R.; Kakarla, R.; Kogan, N.; Liang, R.; Liu, D.; Silva, D. J.; Wang, H.; Gange, D.; Anderson, J.; Chen, A.; Chi, F.; Dulina, R.; Huang, B.; Kamau, M.; Wang, C.; Baizman, E.; Branstrom, A.; Bristol, N.; Goldman, R.; Han, K.; Longley, C.; Midha, S.; Axelrod, H. R. J. Med. Chem. 1999, 42, 3193-3198. 81 Halliday, J.; McKeveney, D.; Muldoon, C.; Rajaratnam, P.; Meutermans, W. Biochem. Pharmacol. 2006, 71, 957-967. 82 Wong, C.-H.; Hendrix, M.; Manning, D. D.; Rosenbohn, C.; Greenberg, W. A. J. Am. Chem. Soc. 1998, 120, 8319-8327. 83 Liao, Y.; Li, Z.; Wong, N. C. Chin. J. Chem. 2001, 19, 1119-1129.

34


II.3. SYNTHESE

II.3.1. SCAFFOLDS PYRANIQUES

La première molécule à scaffold sucre est synthétisée par Hirschmann et al.53 à partir

d’un glucopyranose en distinguant, comme dans le produit 54, la position anomérique,

position 6 et les trois autres positions restantes benzylées (schéma 26). Cette stratégie a été

appliquée pour synthétiser plus de 50 produits. Elle a été reprise plus tard par l’équipe de

Papageorgiou qui l’a appliquée à un dérivé furanique.58

OBnOBnO

BnO

OTBDPS

()2

OAcOAcO

AcO

OAc

Br

O NSO2Ph

OBnOBnO

BnO

O(CH2)5NH2

()2O N

SO2Ph

543. HO(CH2)5NHCOCF3,

NaH4. NaOH

3. TBDPSCl,imidazole,

4. BnBr, NaH

1. Tryptophole,AgO

2. NaOMe

1. TBAF2. Tf2O, DMAP

Schéma 26. Synthèse de la première molécule à scaffold sucre

Une autre stratégie développée par le même groupe de chercheurs à partir d’un époxyde

(55)84 pour synthétiser les produits 56. Ces derniers donnent, en changeant les groupements

protecteurs et introduisant des carbamates sur différentes positions, une bibliothèque de

produits de configuration anomérique β dont le composé 57.

OTBDMSOTBDMSO

O

OTBDMS1. EtSH,

TFA OTBDMSOTBDMSO

OH

OTBDMS

SEtOHO

OOBz

OPMB

SEt

NHO

55 56 574. (CH3)3CHNCO,

CuCl5. BH3-Me3N,

AlCl3

1. BzCl2. TBAF

3. PMB(OMe)2,TSA

Schéma 27. Synthèse d’un scaffold pyranique à partir d’un époxyde

84 Hirschmann, R.; Ducry, L.; Smith III, A. B. J. Org. Chem. 2000, 65, 8307-8316.

35


Une modélisation moléculaire a montré que l’élaboration de molécules macrocycliques

est intéressante puisqu’elle permet d’augmenter les avantages du scaffold d’explorer des

espaces du récepteur qui ne sont pas accessibles au pyranose tout seul. Pour cela, une

approche de synthèse des scaffolds macrocycliques où un noyau pyranose est lié à des

benzodiazépines ou des benzoxazépinesa été mise au point par Hirschmann et al.85,86

La synthèse consiste en un couplage peptidique entre une amine (58) et un noyau

aromatique substitué (59). La fermeture du cycle se fait par substitution intramoléculaire (60).

Cette stratégie a été appliquée pour la synthèse d’une série de structures tétracycliques

(schéma 28). Cette méthodologie a été reprise par Cipolla et al.63,64 qui ont récemment décrit

une synthèse de telles molécules macrocycliques accrochées à un furanose.

O

OO

OMe

X1

H2N

O

OO

OMeNH

O

X3

X4X4 X3

YX2

X2X1

O

OO

OMeNH

O

X3

X4

Zcyclisation

∆

Y=COCl, COOHZ= NH, O

58 59 60

Agent de couplage

X1= N3, NH2, OHX2= F, Cl

X3= CH, NX4= CH, C-NO2, N

Schéma 28. Synthèse de scaffolds macrocycliques

Dans la recherche d’un mime de l’hapalosine, Armstrong et al.74 ont envisagé de varier la

structure glucidique en position 6 en introduisant une chaîne isopropyle et ceci par une

réaction du type Wittig (schéma 29).

85 Abrous, L.; Jokiel, P.A.; Friedrich, S. R.; Hynes Jr, J.; Smith III, A. R.; Hirschmann, R. J. Org. Chem. 2004, 69, 280-302. 86 Abrous, L.; Hynes Jr, J.; Friedrich, S. R.; Smith III, A. R.; Hirschmann, R. Org. Lett.. 2001, 3, 1089-1092.

36


O

O

O

O

O

HO

OOHepO

BnO

O

OBnMeO

OPMBOHepO

BnOOBn

OMeOHepO

HOOBn61 6462 63 3. MeI, NaH

4. H2, Pd/C4. p-anisaldéhyde,TSA

5. BnBr, NaH

1. DIBAH2. Swern

3. iPrPPh3I,nBuLi

1. n-heptyl-I, NaH2. AcOH

3. H+, BnOH

1. PhS(O)2NHNH2,NaOH

2. DDQ

Schéma 29. Synthèse d’un scaffold sucre à partir du diacétone D-glucose

Utilisant le levoglucosane dérivé du glucose comme scaffold, Tirefort et al.87 ont

synthétisé une bibliothèque de 28 composés à partir de l’époxyde tosylé 65 (schéma 30).

Après ouverture de ce dernier (66), un autre époxyde se forme par substitution nucléophile

(67) qui sera ouvert par des alcools, des nucléophiles azotés ou sulfurés pour conduire aux

produits finaux (68, 69, 70).

O

OTs

OO 1. R1OH,

BF3.OEt2, O

OTs

OHO

R1O O OO

R1O

R2OH,NaH, O

OR2

OHO

R1O

R3NH2, LiClO4,2,6-Lutidine

R4SH, LiPF62,6-Lutidine

O

NHR3

OHO

R1O

O

SR4

OHO

R1O

65 6667 68

70

69

LiOH

Schéma 30. Synthèse de produits à scaffold sucre à partir de levoglucosane

Chapleur et al.27,28 ont utilisé un xylose dans une synthèse parallèle en solution. Une

benzylation aléatoire des allyl xylosides a donné un mélange de composés mono- et di-

benzylés. L’alkylation aléatoire du mélange permet d’avoir tous les isomères possibles de la

87 Brill, W.; K.-D.; Tirefort, D. Tetrahedron Lett. 1998, 39, 787-790.

37


structure 71, pour avoir, après d’autres transformations, une centaine de composés (72,

schéma 31).

OHOHO

OH O

1. NaH, BnBr2. NaH, BrCH2CO2tBu O

O(OBn)n

(OCH2COOtBu)n'

1. O32. NaBH4

3. PPh3, NBS4. R-NH2

O

On(BnO)

(OCH2COOtBu)n'

NHR

71 72n=1 ou 2n'=3-n

Schéma 31. Synthèse parallèle en solution de molécules à scaffold xylose

Altamura et al.62 ont synthétisé des molécules bicycliques à partir de glucals (73) dans

une cycloaddition [4+2] régio et stéréosélective avec des α,α’-dioxothiones (74, schéma 32).

OR2OR3O

OR1 R4

O

S

O

R5OR2O

R3O

OR1

SO

R5O

R4

chauffage73

74

75

Schéma 32. Synthèse par une cycloaddition de glucal et de α,α’-dioxothione

Van der Eycken et al.73 ont fonctionnalisé la position anomérique du glucose perbenzylé

monodéprotégé en son extrémité réductrice 76 et transformé sélectivement les autres positions

pour obtenir les produits finaux (78, schéma 33). Cette même stratégie de synthèse a été

effectuée sur le D-galactose et le D-mannose.

38


OBnOBnO

OBn

OBn

OH

OBnOBnO

OBn

OBn1. Bromure

d'oxallyle OO

O

OO

77 7876

1. H2, Pd/C2. PhCH(OMe)2

3. NaH,bromure de propargyle

2. BnMgCl

Schéma 33. Synthèse proposée par van der Eycken et al.

L’équipe de Wong82 a synthétisé une bibliothèque de produits à partir de l’allyle de la N-

acétyl-glucosamine 79 (schéma 34). La double liaison de l’allyle, l’hydroxyle en position 6 et

la position 2 sont transformées en amines dont certaines subissent des modifications

supplémentaires pour avoir les produits finaux (81).

OHOHO

AcHN

OH

OHOHO

H2N

N31. TsCl2. NaN33. Ba(OH)2,

1. acide aminé (R1)2. O3

3. DMS4. Amine (NR2)

5. H2/Pd OHO

R1HN

HO

OO

NH2

ONR2

80 8179

Schéma 34. Synthèse d’une molécule à partir de la N-acétyl-glucosamine

Kessler et al.7 décrivent une stratégie de synthèse à partir du D-glucopyranose en utilisant

les stratégies de protection orthogonales des hydroxyles du sucre (schéma 35). Le clivage

sélectif des groupes protecteurs a permis le greffage de groupements pharmacophores.

39


OMeOMeO

OTBDPSOBn

OMeOMeO

O

OR

O ()nCOOH

SEt

OMeOMeO

O

OBn

O()n

COOH

1. TBAF, KN(SiMe3)22. BrCH2CHMe2

3. TFA4. KN(SiMe3)2, MeI

5. NBS, HCl6. SOCl2, Ag2CO3

7. HOCH2CH(OMe)2

1. BrCH2CH2OBn2. HCl

3. tBuOH, NaClO24. H2, Pd/C

Schéma 35. Synthèse de Kessler et al.

Certains glycosides ont été suggérés comme éléments de construction de molécules

scaffolds (schéma 36) parce que les fonctionnalités portées par ces structures sont facilement

manipulables, comme par exemple le produit 81 de Nativi et al.,88 la molécule 6 préparée par

Ghosh et al.,9 les époxydes 82 et 83 de Jensen et al.,89 les diamines 84, 85 et 86 de Chapleur

et al.90 ainsi que le composé bicyclique 87 de Voelter et al.91

OHO

OBn

OH

OTBDMSEtO2C

OBnO

AcHN

N3

HO

OCOOH

O

H2N

OTBDPS

O

OMe

O

H2N

OTBDPSO

OMe

ON3

BocHN

OTBDMS

BnO

OMe

ON3

HNBocOTBDMS

OBn OMe

ON3

HNBocOPhth

OBn OMe

81 6 82 83

84 85 86

OOH

SS O87 S

Schéma 36. Quelques scaffolds synthétisés à base de pyranose

88 Becattini, B.; Capozzi, G.; Falciani, C.; Menichetti, S.; Nativi, C.; Salvini, A. J. Carbohydr. Chem. 2000, 19, 653-657. 89 Svejgaard, L.; Fuglsang, H.; Jensen P. B.; Kelly N. M.; Pederson, H.; Andersen, K.; Ruhland, T.; Jensen, K. J. J. Carbohydr. Chem. 2003, 22, 179-184. 90 Moitessier, N.; Henry, C.; Aubert, N.; Chapleur, Y. Tetrahedron Lett. 2005, 46, 6191-6194. 91 Saeed, M.; Abbas, M.; Raid J. A. J.; Zahid. M.; Voelter, W. Tetrahedron Lett. 2003, 44, 315-317.

40


II.3.2. SCAFFOLDS FURANIQUES

Les plus larges bibliothèques de produits construites sur des scaffolds sucres sont celles

basées sur des structures furaniques.

Une synthèse de Boldi et al.92 a permis de construire une bibliothèque de 5000 composés

basée sur l’alkylation de l’hydroxyle en position 3 du composé 88. L’oxydation sélectif du

diol libéré par déprotection de l’acétonide 5,6 en aldéhyde 89 permet sa fonctionnalisation par

amination réductrice (90) parfois suivie d’une carbamatation ou amidation (91, schéma 37).

O

O

O

O

O

HO

1. KOH,R1CH2Br2. AcOH

3. NaIO4/SiO2

O

O

OO

R1O

O

O

O

N

R1O

1. R2R3NH2,NaBH(OAc)3

2. résineR3

R2O

OH

N

R1O

R3

R2

OR4

88 89 90 91

R4OH,HCl

Schéma 37. Synthèse d’une bibliothèque de molécules à scaffold furanique

L’équipe de Fleet78 a développé la synthèse d’une bibliothèque de 99 composés

furaniques à partir de la L-gluconolactone 92. L’amine obtenue après réduction de l’azide 93 a

réagi avec des isocyanates et isothiocyanates variés (94). Le produit final 95 est obtenu par

transamidation de la position anomérique (schéma 38).

O

HO

HO

HOOH

OO

N3

OTBDPS

OMe

O O

HN

OMe

OMe

O

HNR1

X

O

HN

OMe

HN

O

HNR1

X

X=O, S

R2

92 9593 94

1. R2NH2

1. HCl/MeOH2. MeI, AgO3. H2, Pd/C4. RNCX

Schéma 38. Synthèse de molécules à scaffolds furaniques de Fleet et al.

92 Krueger, E. B.; Hopkins, T. P.; Keaney, M. P.; Wlaters, M. A.; Boldi, A. M. J. Comb. Chem. 2002, 4, 229-238.

41


D’autres composés amino-acides furaniques (schéma 39) ont été suggérés comme des

scaffolds potentiels comme ceux de Capozzi, Nativi et al.88 (96), Jiménez-Barbéro, Nicotra et

al.25 (7, 97, 98), ainsi que ceux de Fleet et al.93,94 (99, 100, 101, 102).

O

O

OH

H

BnOOBn

COOH

N3

O

NHCbzO

OCO2Me

O

CO2HBnO

O

BnO

N3

O

OBnBnO

O

BnOHO2C

N3

96 97 987

O

N3

TBDPSOCO2iPr

O

N3

CO2Me

OH

O

CO2Me

N3

HOO

N3

CO2Me

OH

99 100 101 102

Schéma 39. Scaffolds furaniques pour des bibliothèques de scaffolds sucres

II.3.3. SCAFFOLDS IMINOSUCRES

Un iminosucre (molécule ou l’atome d’oxygène intracyclique est remplacé par un azote

sur lequel un groupement fonctionnel peut être greffé) offre des possibilités de scaffold à

géométrie différente.

Le Merrer et al.59 ont été les premiers à synthétiser un scaffold iminosucre. La molécule

103 a réagi avec la tryptamine pour donner les produits intermédiaires 104 et 105. Après une

série de protection/déprotection, l’introduction d’une amine sur le cycle donne les 2 amines

106 et 107. Des structures macrocycliques ont aussi été préparées à partir de cette synthèse

(108, schéma 40).

93 Sanjayan, G. J.; Steward, A.; Hachisu, S.; Gonzalez, R.; Watterson, M. P.; Fleet, G. W. J. Tetrahedron Lett. 2003, 44, 5847-5851. 94 Watterson, M. P.; Edwards, A. A.; Leach, J. A.; Smith, M. D.; Ichihara, O.; Fleet, G. W. J. Tetrahedron Lett. 2003, 44, 5853-5857.

42


O

BnOOBn

O

NBnOBnO

OH

HONH

NHO

HO

BnO OBn

NH+

NBnO

OBn

HN

NH

OHN

NH

BnO OBn

HO NH NH2

NH2

N

HO OH

OBn

O

HN

NH2

tryptamine

103104

105

106 107 108

1. Boc2O, NaOH, TBAHSO42. TBDMSCl, imidazole

3. MsCl, TEA4. BocNH(CH2)6NH2

5. HCl

1. Boc2O, NaOH, TBAHSO42. TBDMSCl, imidazole

3. PPh3, DEAD, HN34. H2, Pd/C

5. BocNH(CH2)6Br, DIPEA6. HCl

1. PPh3, DEAD,HN3

2. H2, Pd/C3. BocNH(CH2)6Br,

DIPEA4. HCl

Schéma 40. Synthèse d’une molécule à scaffold de Le Merrer et al.

Overkleeft et al.95,96 ont utilisé une synthèse à trois composantes de type Staudinger-aza-

Wittig-Ugi. A partir de l’azide 109, l’imine 110 formée, a réagi avec plusieurs acides et

isonitriles dans une réaction one-pot pour donner les produits bicycliques de type 111 (schéma

41).

OO

O

N3

OH

NHO

O O

R1COOH,R2NC N

HO

O O

OR1

NHR2

O

109

110

111

PMe3

Schéma 41. Synthèse de molécules à scaffold iminosucre par chimie combinatoire

95 Timmer, M. S. M.; Verhelst, S. H. L.; Grotenberg, G. M.; Overhand, M.; Overkleeft, H. S. Pure Appl. Chem. 2005, 77, 1173-1181. 96 Timmer, M. S; Risseeuw, M. D. P.; Verdoes, M.; Filipov, D. V.; Plaisier, J; R.; van der Marel, G. A.; Overkleeft, H. S.; van Boom, J. H. Tetrahedron: Asymmetry. 2005, 16, 177-185.

43


Murphy et al.71 sont partis du 1-désoxymannojirimycine 112 dérivé du fructose. Une

manipulation sélective des hydroxyles 1, 2, 4 et 5 ont permis d’avoir le produit 113. Celui-ci

s’ouvre en présence du bromure de triphénylphosphine puis cyclise en un furane (114). Le

brome est ensuite substitué par un azide qui cyclise en un iminosucre 115 (schéma 42).

OO

OO

OH OO

OPivLevO

OPiv

OLev OHO

HO

PivO

OPivOH

Br

NH

OPiv

PivO

OHHO

2. H2, Pd/C,3. K2CO3, BnBr

112 113 114 115

2. AcOH3. PivCl, Py

4. acide levulinique,DCC,DMAP5. TFA/H2O6. PivCl, Py

1.PPh3Br2, Py2. NH2NH2.H2O,

AcOH 1. NaN3

1. acidelevulinique,

DCC, DMAP

Schéma 42. Synthèse d’un scaffold iminosucre de Murphy et al.

Nishimura et al.65-68 ont synthétisé une série de composés à partir de l’azide 116 qui a été

transformé après plusieurs étapes pour donner l’iminosucre 118 par substitution

intramoléculaire. Des transformations supplémentaires de l’ester méthylique du produit 118 et

la déprotection des hydroxyles permettent d’obtenir les produits finaux (119, schéma 43).

O

O

O

O

OMe

MsO

HO

O

O

OMe

NOH SO2PhR

OO

COOMe

NOH SO2PhR

HOHO

CONHOH

116 117

118119

N3

O

HNS

OO

R

O

3. CsCl,acide oxalique

4. CH2OPhSO2Cl,Et3N

5. K2CO3

1. H2, Pd/C2. 1-bromo-2-butyne,

K2CO3

1. NH2OH,NaCN, MeOH

3. MeOH, résine

1. H2, Pd/C2. 4-DMAP,RPhSO2Cl

Schéma 43. Synthèse de molécules à scaffold iminosucre de Nishimura et al.

44


Geyer et al.97 ont préparé un composé iminosucre macrocyclique à partir de la

thiazolidine lactame 120 (schéma 44). L’intermédiaire 121 présente plusieurs centres réactifs

sélectivement manipulables. L’action du formiate d’ammonium et l’acylation de l’amine ont

conduit à l’amide 122 qui a donné le produit final 124 après plusieurs étapes.

N

S

HO

HO

HO OH

O

CO2MeN

S

O

CO2Me

O

OTf

N

S

O

CO2Me

O

NHN3O

Tf2O,DMAP

1. NH4HCOO, MeOH2. NaN3

3.chlorure d'isovaléryle, Py

120 121 122

N

S

AcO

OR

O

CO2Me

N

Ph

N

S

AcO

O

NH

CO2Me

O

O NH

OO

1. H2, Pd/C2. BzCl3. Ac2O

124123

1. AcOH2. chlorurede caproyle

Schéma 44. Synthèse de scaffolds macrocycliques à partir d’un iminosucre

II.3.4. SCAFFOLDS DISACCHARIDIQUES

Meutermans et al.98 ont produit une bibliothèque de centaines de composés à partir de

disaccharides sur lesquels des fonctions amines masquées sont transformées en carbamates,

esters et sulfonamides pour produire une grande diversité de produits finaux (schéma 45).

97 Agoston, K.; Geyer, A. Chem. Eur. J. 2005, 11, 6407-6413. 98 Meutermans, W.; West, M. L.; Adamson, G.; Le, G. T.; Drinnan, N. B.; Abbenante, G.; Becker, B.; Grathwohl, M.; Rajaratnam, P.; Tometski, G. Disaccharides for Drug Discovery, Alchemia Pty. Ltd, 2003.

45


OPMBOPMBO

H2N

OPMB

OO

NHFmoc

OPMBN3OPMBO

PMBONH

OPMB

OO

NH2

OPMBN3

XR1

1. R3NCOou R3SO2Clou R3COOH

2. TFA

1. R1NCOou R1SO2Clou R1COOH2. Pipéridine

OPMBOPMBO

NH

OPMB

OO

NH

OPMBNH2

XR1

1. R2NCOou R2SO2Clou R2COOH2. Zn, NH4Cl

XR2

OPMBOPMBO

NH

OPMB

OO

NH

OPMBHN

XR1XR2

X R3

Schéma 45. Synthèse d’une famille de molécules à scaffold disaccharide

De nombreux exemples de scaffolds à structure glucidique existent. Certaines structures

se sont révélées biologiquement actives comme par exemple les inhibiteurs de la

somatostatine, d’intégrine, des antiviraux et antibactériens.

C’est dans le cadre de ce concept que ce présent travail se situe. Il vise à valoriser la

stratégie CMGL pour la construction de produits différemment fonctionnalisés.

46


47


48

Bibliographie – Chapitre III

CHAPITRE III. IMAGERIE MEMBRANAIRE PAR OPTIQUE NON

LINEAIRE

III.1. POTENTIEL MEMBRANAIRE EN NEUROBIOLOGIE

Les microscopies non linéaires combinant la génération de second harmonique (GSH) et

la fluorescence excitée à deux photons (TPEF) connaissent un développement considérable

depuis une dizaine d'années car elles allient à une excellente résolution spatiale, une

profondeur de pénétration du rayonnement lumineux importante et des dommages cellulaires

très réduits.

La technique d’imagerie par détection de l’activité optique de sondes a suscité l’intérêt

des neurobiologistes depuis une dizaine d’années avec la perspective d’imager des neurones

jusqu’à un millimètre de profondeur in vivo pour permettre l’étude de l’activité neuronale à

l’échelle cellulaire avec l’ensemble du réseau neuronal dans un environnement physiologique

préservé. La description de l'activité d'un réseau de neurones dans le cerveau implique la

mesure simultanée de l'activité électrique individuelle d'un grand nombre de neurones in vivo.

Actuellement, ces mesures sont réalisées au moyen de micro-électrodes implantées

directement dans la zone cervicale étudiée. Cette technique très invasive est délicate à mettre

en œuvre et ne permet de mesurer que l'activité moyenne d'un petit nombre de cellules.

La microscopie GSH s'est révélée être une technique très intéressante pour l'imagerie des

membranes cellulaires en permettant d'imager spécifiquement les interfaces et en présentant

une exceptionnelle sensibilité aux variations du potentiel de membrane.99, 100 Elles semblent

particulièrement prometteuses pour évaluer simultanément et instantanément l'activité

individuelle d'une population de neurones101, , , 102 103 104 sans implémentation d’électrodes.

99 Moreaux, L.; Sandre, O.; Charpak, S.; Blanchard-Desce, M.; Mertz, J. Biophys. J. 2001, 80, 1568-1574. 100 Campagnola, P. J.; Wei, M.-D.; Lewis, A.; Loew, L. M. Biophys. J. 1999, 77, 3341-3349. 101 Dombeck, D. A.; Blanchard-Desce M.; Webb, W. W. J. Neurosci. 2004, 24, 999–1003. 102 Nemet, B. A.; Nikolenko, V.; Yuste, R. J. Biomed. Opt. 2004, 9, 873-881. 103 Moreaux, L.; Pons, T.; Dambrin, V.; Blanchard-Desce M.; Mertz, J. Opt. Lett., 2003, 28, 625-627. 104 Bouevitch, O.; Lewis, A.; Pinevsky, I.; Wuskell J. P.; Loew, L. M. Biophys. J. 1993, 65, 672-679.

49


En effet, lors de la transmission neuronale des informations, le stimulus se propage d’une

cellule à l’autre en traversant la membrane. Celle-ci se polarise, ce qui induit l’apparition d’un

potentiel membranaire qui modifierait effectivement le signal GSH des sondes synthétiques

associées au niveau de la membrane.

III.2. FLUORESCENCE PAR EXCITATION A DEUX PHOTONS (TPEF) ET

GENERATION DU SECOND HARMONIQUE (GSH) POUR LA MESURE DU

POTENTIEL MEMBRANAIRE

III.2.1. PRINCIPE PHYSIQUE

La fluorescence est un phénomène qui apparaît lorsqu’une molécule absorbe un photon et

passe à un état excité. Une partie de l’énergie absorbée est transmise à l’environnement et

l’autre partie est émise sous la forme d’un photon fluorescent correspondant à la désexcitation

de la molécule.

La fluorescence à deux photons est un phénomène d’optique non linéaire qui diffère du

phénomène de la fluorescence classique par le fait que l’état excité est atteint par absorption

simultanée de deux photons possédant chacun la moitié de l’énergie apportée (figure 1).

La génération du second harmonique (GSH) est un phénomène d’optique non linéaire

dans lequel le faisceau incident de longueur d’onde λ va produire un rayonnement à

exactement la moitié de la longueur d’onde incidente (λ/2). Lors de ce processus, la molécule

n’échange pas d’énergie avec son environnement. C’est un phénomène cohérent puisque la

molécule n’absorbe pas l’énergie incidente mais la diffuse totalement de manière non linéaire

(conversion de 2 photons en un seul, figure 1). La GSH est un phénomène spécifique d’une

molécule non centrosymétrique et qui n’est pas répartie dans le milieu d’une manière

centrosymétrique.

50


Figure 1. Conversion de deux photons incidents en un seul par TPEF et GSH

La figure 2 illustre bien la spécificité de la GSH par rapport à la TPEF. L’image obtenue

par TPEF montre un fort signal de fluorescence produit par l’excitation des sondes localisées

dans les membranes des vésicules. La deuxième image, obtenue par GSH, montre que le

signal des sondes localisées dans la zone de contact est éteint. Cette extinction du signal

traduit une distribution symétrique de la sonde dans cette zone.

Figure 2. Images par TPEF (à gauche) et par GSH (à droite) de deux vésicules adhérentes99

III.2.2. AVANTAGES DE LA TPEF ET DE LA GSH EN MICROSCOPIE BIOLOGIQUE

La TPEF et la GSH présentent plusieurs avantages par rapport à la fluorescence

classique.

- Profondeur de pénétration augmentée dans les tissus diffusants :

51


La diffusion de la lumière visible par les tissus est le phénomène principal qui limite la

profondeur d’observation en microscopie conventionnelle. Elle a pour effet de diminuer la

fluorescence provenant du point focal105 et d’augmenter le bruit de fond puisque la lumière

émise est générée sur tout le trajet de l’illumination, le signal au point focal se retrouve perdu

dans le bruit du fond de la fluorescence hors le point focal. Par suite, en fluorescence

classique, la faible résolution diminue fortement la profondeur d’imagerie. La microscopie

non linéaire, quant à elle, permet de préserver la résolution à plus grande profondeur et cela

pour les raisons suivantes :

a. Les longueurs d’onde utilisées en ONL, situées dans le proche infra-rouge sont

nettement moins diffusées et absorbées par les tissus que dans le cas de la microscopie

conventionnelle, ce qui permet une meilleure pénétration dans les tissus.

b. Le confinement de l’excitation dans un volume très précis (1µm3) permet d’avoir des

images à grande résolution même en milieu diffusant (figure 3). L’image tridimensionnelle est

ensuite obtenue par balayage du faisceau lumineux à travers tout l’échantillon où la

fluorescence est récoltée point par point.

Ainsi, la possibilité de visualiser des tissus biologiques intacts plus en profondeur, tout en

gardant une grande résolution tridimensionnelle est un des avantages majeurs de la

microscopie par ONL.

Figure 3. Illustration de la dispersion de la lumière sur tout le trajet lumineux dans le cas de la fluorescence classique (a) alors qu’elle est condensée dans un volume

très précis par TPEF (b) (Webb et al., site de l’université Cornell)

105 Centonze, V. E.; White, J. G. Biophys. J. 1998, 75, 2015-2024.

52


- Phototoxicité et photoblanchiment réduits :

La cause principale de la phototoxicité est la formation d’espèces oxygénées réactives,

suite à un transfert d’énergie non-radiatif par un chromophore cellulaire. Ces espèces

oxygénées toxiques pour les cellules provoquent rapidement la mort cellulaire, diminuant

ainsi la possibilité de faire une imagerie de longue durée. En microscopie TPEF, le

confinement de l’excitation permet de restreindre les dommages optiques au niveau du

volume focal, donc de réduire la phototoxicité. D’autre part, la fluorescence classique détruit

les colorants par photoblanchiment suite à de nombreux cycles excitation-fluorescence. Ce

phénomène est réduit en ONL pour les mêmes raisons.

Le GSH offre un avantage supplémentaire qui réside dans la possibilité d’effectuer une

imagerie à contraste plus prononcé de la membrane par extinction du signal dans le

cytoplasme et dans le milieu extracellulaire qui sont centrosymétriques (figure 4).

Figure 4. Images simultanées de cellules isolées en culture. Le signal par TPEF est visible partout où il y a du produit. La GSH est générée uniquement dans les

membranes, là où les sondes présentent une direction définie99

La TPEF et la GSH sont deux techniques d’optique complémentaires : la première nous

renseigne sur le nombre et la localisation des sondes, la seconde nous informe en plus sur le

degré d’asymétrie du chromophore qui est fonction de son environnement local.

III.2.3. PRINCIPE DE MESURE DU POTENTIEL MEMBRANAIRE PAR ONL

La membrane cellulaire est polarisée. Cette différence de potentiel due à la séparation de

charge de part et d’autre de la membrane permet les échanges avec le milieu extérieur et le

transfert des signaux d’une cellule à l’autre.

53


Le signal de fluorescence d’une sonde dépend de son environnement, un changement de

la polarisation de la membrane modifie donc le signal optique de fluorescence de la sonde

membranaire. Même si cette méthode présente l’inconvénient de ne pas être instantanée, elle

permet de mesurer optiquement la valeur du potentiel membranaire.

La GSH, quant à elle, permet de détecter de façon instantanée un changement de

polarisation selon deux mécanismes :

a. Une réponse électrochromique qui se traduit par une modification des propriétés

optiques intrinsèques du chromophore sous l’effet d’un champ statique.

b. Une réponse orientationnelle de la sonde dans la membrane : le champ électrique est

capable d’orienter les sondes parallèlement les unes aux autres.

Ces deux réponses induisent une exaltation du signal optique de la sonde.

III.2.4. SONDES UTILISEES POUR LA MESURE DU POTENTIEL MEMBRANAIRE

La technique physique choisie (TPEF et GSH simultanées) implique de concevoir des

chromophores dipolaires (associant groupement donneur et accepteur via un système

conjugué). La sonde optimale pour le marquage des membranes doit avoir une bonne réponse

à deux photons à 800 nm. Cette longueur d’onde présente à la fois la zone de transparence

biologique, et la longueur d’onde optimale des lasers à base de Saphire-Titane utilisés

actuellement.

Le schéma 46 présente la structure la plus utilisée pour mesurer le potentiel

membranaire.99,100, , , , 106 107 108 109

N+

N

-O3S

Di-4-ANEPPS

Schéma 46. Structure utilisée pour mesurer le potentiel membranaire par ONL

106 Blanchard-Desce, M., Comptes Rendus Physique 2002, 3, 439-448. 107 Campagnola, P. J.; Wei, M.-D.; Lewis, A.; Loew, L. M. Biophys. J. 1999, 77, 3341-3349. 108 Mertz, J. Curr. Opin. Neurobiol. 2004, 14, 610-616. 109 Zipfel, W. R.; Williams, R. M.; Webb, W. W. Nat. Biotechnol. 2003, 21, 1369-1377.

54


Cette sonde synthétique est connue sous le nom de l’ANEP

(AminoNaphtylEthenylPyridinium) développée par l’équipe de Loew.110, 111 C’est une

molécule présentant un donneur et un accepteur d’électrons de part et d’autre d’un pont

électronique (type D-π-A). Le bon rapport signal/bruit et sa haute sensibilité en GSH en

fonction des changements du champ électrique (43% pour 100 mV en 1 ms : donc 4 fois plus

que la sensibilité d’une sonde en fluorescence classique)111 font d’elle une sonde très

intéressante pour les membranes cellulaires.

Les molécules de la famille de l’ANEP ont permis le développement de la microscopie

par TPEF et GSH et son application dans l’étude des membranes. L’inconvénient majeur que

présente cette famille de composés est qu’elle finit par marquer les deux feuillets

membranaires ce qui éteint le signal par GSH à cause de la symétrie obtenue. De là vient

l’intérêt de développer de nouvelles sondes biologiques pour l’optique non linéaire et

respectant les contraintes de forme liées à sa mise en œuvre dans la membrane biologique.

III.3. INGENIERIE MOLECULAIRE POUR LA SYNTHESE DE NOUVELLES

SONDES OPTIQUES MEMBRANAIRES

III.3.1. LA MEMBRANE CELLULAIRE

La membrane cellulaire est essentiellement composée d’une bicouche de phospholipides

amphiphiles (figure 5). Chaque lipide possède une tête polaire hydrophile (phosphates chargés

négativement) orientée vers l’extérieur de la membrane, et une chaîne hydrophobe (chaînes

d’acides gras saturés et insaturés) orientée vers l’intérieur. Certains enchaînements de sucres

sont aussi présents à la surface cellulaire. Ils sont impliqués dans un grand nombre de

phénomènes biologiques liés à la communication intercellulaires (différenciation,

immunologie, métastases…).112

110 Bouevitch, O.; Lewis, A.; Pinevsky, I.; Wuskell, J. P.; Loew, L. M. Biophys. J. 1993, 65, 672-679. 111 Millard, A. C.; Jin, L.; Mei-de, W.; Wuskell, J. P.; Lewis, A.; Loew, L. M. Biophys. J. 2004, 86, 1169-1176. 112 (a) Danishefsky, S. J.; Allen, J. R. Angew. Chem. 2000, 836-863. (b) Galonić, D. P., Gin, D. Y. Nature, 2007, 446, 1000-1007. (c) Seeberger, P. H.; Werz, D. B. Nature, 2007, 446, 1046-1051. (d) Seeberger, P. H. Nature, 2005, 437, 1239.

55


Figure 5. Constitution de la membrane plasmique (Biologie moléculaire de la cellule, Médecine-Sciences, Flammarion, p. 503)

III.3.2. LES SUCRES DANS L’ETUDE DES MEMBRANES

La constitution polaire des membranes et la présence des sucres en abondance dans sa

structure nous ont amenées à choisir d’incorporer des sucres comme groupements polaires sur

des sondes fluorescentes pour conférer la solubilité et l’amphiphilie souhaitées afin d’assurer

une bonne insertion dans la bicouche lipidique.

Ces chromophores amphiphiles peuvent s’insérer dans les membranes comme des

lipides. La partie hydrophile polaire restera à l'extérieur de la membrane et la partie lipophile

s'ancrera profondément dans la bicouche lipidique (figure 6).

Cette insertion assure une orientation parallèle de tous les chromophores. Leur sensibilité

au champ électrique permet l’observation instantanée d’un signal par GSH. L’étude

simultanée par TPEF permettra aussi d’étudier la répartition des fluorophores à l’intérieur de

la membrane. Les molécules internalisées dans la cellule manquent d’organisation et ne

produisent pas de signal en GSH.

56


O

HO

O

O

A

RO

Figure 6. Insertion d’une sonde amphiphile dans une bicouche lipidique

Dans la littérature, certaines structures portant des sucres comme agents hydrophiles ont

été décrites pour l’étude de la membrane cellulaire. Citons dans ce contexte, les glycolipides

marqués113 qui ont montré une forte insertion dans les membranes et ont permis l’étude de la

distribution des glycolipides dans ces dernières, leur transport et leur métabolisme dans les

cellules, les glycosylphosphatidylinositols greffés sur des protéines marqués ou

fluorescents114 pour le développement des vaccins antitumoraux et des glycopolymères

fluorescents115 pour l’étude des phénomènes à la surface de la cellule.

III.3.3. LES SUCRES DANS L’OPTIQUE NON LINEAIRE

Lors de l’étude du potentiel membranaire par ONL, un phénomène de retournement des

colorants dans les deux feuillets membranaires peut être observé. Ce phénomène de « flip-

flop » qui tend à équilibrer la composition des deux feuillets en colorants conduit à

l’extinction du signal par GSH. L’utilisation des chromophores chiraux a été proposée pour

éviter la diminution du signal même après le flip-flop. Certaines équipes ont utilisé un sucre

pour pallier au problème d’extinction du signal. Il s’agit d’un ribose accroché à un

chromophore104 (schéma 47). La chiralité du sucre aide à garder la non-symétrie dans le cas

ou les sondes sont localisées tête-bêche dans les deux feuillets membranaires, afin de

113 Schwarzmann, G. Semin. Cell. Dev. Biol. 2001, 12, 163-171. 114 (a) Premkumar, D. R.; Fukuoka, Y.; Sevlever, D.; Brunschwig, E.; Rosenberry, T. L.; Tykocinski, M. L.; Medof, M. E. J. Cell Biochem. 2001, 82, 234-245. (b) Paulick, M. G.; Wise, A. R.; Forstner M. B.; Groves, J. T.; Bertozzi, C. R. J. Am. Chem. Soc.2007, 129, 11543-11550. 115 Rabuka; D.; Forstner, M. B.; Groves, J. T.; Bertozzi, C. R. J. Am. Chem. Soc. 2008, sous presse.

57


visualiser le signal de la GSH. La solubilité de cette sonde provient de la charge cationique

portée par l’azote.

N

N+O

OH

OHHOH2C Cl-

Schéma 47. Sonde de mesure du potentiel membranaire par ONL présentant un ribose

58

Bibliographie

En résumé, dans ce chapitre bibliographique, nous avons d’abord détaillé les

différentes synthèses décrites dans la littérature pour la synthèse des CMGs, et leurs

utilisations comme éléments de construction de structures plus complexes. La CMGlcL

n’étant jamais décrite, nous avons montré la voie directe de son obtention par oxydation de

l’isomaltulose. Les applications de cette stratégie ont aussi été décrites pour la synthèse de

nouveaux glucoconjugués.

Ensuite, nous avons montré les voies de synthèse qui ont été établies dans la littérature

pour obtenir des scaffolds sucres à base de pyranoses, furanoses, iminosucres et disaccharides.

Plusieurs bibliothèques de molécules ont été construites parmi lesquelles certaines se sont

révélées biologiquement actives comme par exemple, des inhibiteurs de la somatostatine, des

inhibiteurs d’intégrine, des antiviraux et des antibactériens.

Enfin, nous avons rappelé les principes de l’optique non linéaire et décrit les deux

techniques (TPEF et GSH) qui nous intéressent particulièrement. Les structures moléculaires

qui répondent aux exigences de ces deux optiques sont montrées ainsi que leurs applications

pour l’imagerie membranaire.

Le travail qui va être exposé dans les chapitres suivants décrira une nouvelle alternative

plus simple et générale pour l’accès aux CMGLs, et l’utilisation de ces lactones par ouverture

et substitution sélective des différents hydroxyles pour conduire à de nouvelles molécules

fonctionnelles mono- et disaccharidiques.

Du point de vue des applications en optique, notre travail se portera sur l’incorporation de

certains sucres sur des sondes actives à la fois en TPEF et GSH. L’évaluation en imagerie et

les propriétés physico-chimiques de ces sondes seront aussi présentées.

59

60

DEUXIEME PARTIE

RESULTATS ET DISCUSSION

Résultats - Chapitre I

CHAPITRE I. SYNTHESE DES CMGS ET DES CMGLS

I.1. INTRODUCTION

La voie d’oxydation de l’isomaltulose (schéma 48, voie A) donnant exclusivement le α-

CMGlcL (voir commentaire sur la nomenclature section I.1.2, chapitre I de la partie

bibliographique) une autre voie d’accès à cette lactone bicyclique a été mise au point dans le

laboratoire. Elle fait intervenir la glycosidation par l’alcool allylique suivie de l’oxydation de

la double liaison (voie B).49 Cette voie a permis l’obtention d’une série de lactones bâties sur

deux monosaccharides, le glucose et le galactose, avec les deux configurations anomériques

possibles.

Nous avons voulu ensuite explorer la synthèse de ces lactones en utilisant une troisième

voie : l’alkylation anomérique par un bromure présentant une fonction acide masquée, le

bromoacétate de tert-butyle (voie C).

OHOHO

HO

HO

OO OH

OH

OH

OH

voie A

voie Bglycosylation

AllOH

voie CAlkylation

anomérique

ORO

OH

ORO

OO

O

Br O tBuO

ORO

O

ORO

O OtBu

O

ORO

O OH

O

ORO

OO

OH

Schéma 48. Différents chemins d’accès aux CMGs et CMGLs : oxydation de

l’isomaltulose, glycosylation de l’alcool allylique et alkylation anomérique

61


Dans ce chapitre, nous détaillerons la synthèse d’une série de lactones mono- et

disaccharidiques à partir de cette réaction. Dans un second temps, nous décrirons une synthèse

de CMGLs présentant des groupements protecteurs benzyles.

I.2. L’ALKYLATION ANOMERIQUE

La réaction d’alkylation anomérique consiste à déprotoner la position anomérique à l’aide

d’une base et à faire réagir l’anion formé avec un agent électrophile, ici le bromoacétate de

tert-butyle. Cet électrophile présente une fonction acide carboxylique masquée par le

groupement tert-butyle, facilement hydrolysable.

Dans la littérature, l’alkylation en milieu basique du groupement hydroxyle anomérique

par divers agents électrophiles a été largement étudiée par l’équipe de Richard R. Schmidt,116

les agents alkylants étant par exemple des sulphates dialkylés, le bromure de benzyle ou

d’allyle117 et autres O-triflates d’hydroxyles glucidiques pour la synthèse de disaccharides.118

L’alkylation anomérique des sucres libres ou acétylés par le bromoacétate de tert-butyle

n’a, à notre connaissance, jamais été décrite dans la littérature. Les seuls exemples qui s’en

rapprochent sont des brevets de Platzek et al.119, ,120 121 qui décrivent sommairement la réaction

sur des sucres benzylés. En revanche, certaines utilisations de cet électrophile comme

précurseur d’une fonction acide sur différents sucres en position non anomérique26,27,28,122 ou

sur des analogues123 ou sur d’autres structures organiques (négamycine)124 ont été décrites.

I.2.1. SYNTHESE DES ESTERS DE TERT-BUTYLE GLYCOSIDES

I.2.1.1. A partir de sucres mono-déprotégés

Cette réaction a d’abord été étudiée sur les sucres acétylés présentant l’hydroxyle en

position anomérique libre obtenu facilement par déprotection anomérique sélective soit par

116 Schmidt, R. R. Modern Methods in Carbohydrate Synthesis; Kahn, S. H.; O’Neill, R. A.; Eds.; Hardwood academic publishers, Amsterdam, 1996; p. 20-54. 117 Klotz, W.; Schmidt, R. R. Liebigs Ann. Chem. 1993, 683-690. 118 Tsvetkov, Y. E.; Klotz, W.; Schmidt, R. R. Liebigs Ann. Chem. 1992, 371-375. 119 Platzek J.; Graske, K. D.; Niedballa, U. Int Patent WO 2003006474 (2003); Chem. Abstr. 2003, 138, 106941; 120 Platzek J.; Niedballa, U.; Graske, K. D. German patent DE 10129677 (2003); Chem. Abstr. 2003, 138, 56184; 121 Platzek J.; Niedballa, U.; Graske, K. D. Int Patent WO 2002102816 (2002); Chem. Abstr. 2003, 138, 39497. 122 Jarosz, A.; Listkowski, A.; Lewandowski, B.; Ciunik, Z.; Brzuszkiewicz, A. Tetrahedron 2005, 61, 8485-8492. 123 Wang, X.; Migawa, M. T.; Sannes-Lowery, K. A.; Swaze, E. E. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2005, 15, 4919-4922. 124 Raju, B.; Mortell, K.; Anandan, S.; O’Dowd, H.; Gao, H.; Gomez, M.; Hackbarth, C.; Wu, C.; Wang, W.; Yuan, Z.; White, R.; Trias, J.; Patel, D. V. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003, 13, 2413-2418.

62


réaction de l'acétate d’hydrazinium125 dans le DMF soit par l’action de l’aminoéthanol dans

l’acétate d’éthyle,126 moins efficace que l’acétate d’hydrazinium.

La réaction a été, en premier lieu, effectuée sur le glucose 125 (schéma 49) à température

ambiante, dans le DMF, avec K2CO3 (2,5 équiv.) comme base, et 2 équivalents du

bromoacétate de tert-butyle (schéma 49).

OAcOAcO

OAc

OAc

OH

OAcOAcO

AcO

OAc

OO

O

i.

125 125a7

82 1

OAcOAcO

OAc

OAc

OO

O

125b

+

Schéma 49. i. DMF, K2CO3 (2,5 équiv.), BrCH2COOC(CH3)3 (2 équiv.), ta, 48h, 88%,

(α/β = 86:14)

Après 48 heures, la réaction est totale, et l’ester est obtenu avec un rendement de 88%

sous la forme d’un mélange d’anomères 125a et 125b. La séparation des anomères a été

facilement effectuée sur colonne de silice.

Le rapport α:β est déterminé par la RMN 1H sur la base des intégrations des protons

anomériques sur le mélange d’anomères brut. Un doublet avec une constante de couplage de

J1,2 = 3,8 Hz est observé à 5,17 ppm. Il correspond au proton anomérique de l’anomère

α 125a. Celui de l’anomère β (125b) est observé à 4,68 ppm avec une constante de couplage

de J1,2 = 7,8 Hz. Le rapport des intégrations de ces deux protons révèle une sélectivité en

faveur de l’anomère α (α/β : 86/14). La séparation de chaque anomère a été effectuée sur gel

de silice pour avoir les deux glucosides α et β purs avec les rendements respectifs de 72% et

8%.

La figure 7 montre les spectres RMN du glucoside 125b qui a permis son identification

structurale. La RMN du proton montre un singulet à 1,47 ppm qui intègre pour 9 protons. De

plus, un pic intégrant pour deux protons correspondant au groupe carboxyméthyle (H-7)

apparaît à 4,15 ppm. En RMN du carbone, un pic à 28 ppm révélant la présence d’un

125 Excoffier, G.; Gagnaire, D.; Utille J.-P. Carbohydr. Res. 1975, 39, 368-373. 126 Nudelman, A.; Herzig, J.; Gottlieb H. E. Carbohydr. Res. 1987, 162, 145-152.

63


groupement tert-butyle, un pic à 81,8 ppm correspondant au carbone quaternaire du

groupement tert-butyle, ainsi qu’un pic supplémentaire à 170 ppm correspondant au carbone

du carbonyle sont observés. L’expérience DEPT 135 montre un méthylène supplémentaire à

65,4 ppm qui correspond au carbone C-7.

OAcOAcO

OAc

AcO

OO

O

Figure 7. Spectres RMN (300 MHz) dans le CDCl3 de la molécule 125b

Cette réaction a été appliquée en second lieu au dérivé du mannose peracétylé déprotégé

en sa position anomérique (126, schéma 50). Après 48 heures, le produit obtenu est aussi un

64


mélange d’anomères 126a et 126b dont le rapport, calculé par intégration des protons

anomériques du brut de la réaction dans le CDCl3, est de 97/3, en faveur de l’anomère α.

OAcOAcO

OAcOAc

OH

OAcOAcO

OAcOAc

OO

O

i.

126 126a

OAcOAcO

OAcOAc

OO

O

126b

+


(α/β = 97:3)

La RMN du proton montre la présence de deux produits avec des constantes de couplage

des protons anomériques très proches : J1,2= 0,6 Hz à 4,96 ppm pour l’un et 1,0 Hz pour

l’autre anomère à 4,84 ppm. L’attribution a été effectuée à partir des spectres de RMN non

découplés du carbone enregistrés sur les produits purs. La constante de couplage du carbone

anomérique obtenue est JC1-H1 = 157,4 Hz ce qui correspond à l’anomère β 126b, elle est de

173,0 Hz dans le cas de l’anomère α 126a. Ces résultats ont été comparés à la littérature et se

sont montrés conformes aux résultats déjà décrits pour des composés similaires.127 La

séparation de l’anomère α a été effectuée sur silice pour donner le produit pur avec 83% de

rendement. L’anomère β n’étant pas en quantité suffisante, il n’a pas pu être purifié à partir de

cette réaction .

Cette réaction au aussi été appliquée au dérivé du galactose peracétylé, déprotégé en sa

position anomérique (127, schéma 51).

127 Ellestad, G. A. ; Martin, J. H. ; Morton, G. O., Sassiver, M. L. ; Lancaster, J. E. J. Antibiotics 1982, 10, 1418-1421.

65


OAcO

AcOOAc

OAc

OH

OAcO

AcOAcO

OAc

OO

O

i .

127 127a

OAcO

AcOAcO

OAc

OO

O

127b

+


(α/β = 89:11)

Le mélange d’anomères a été obtenu avec 94% de rendement avec un rapport de α/β de

89/11. Les deux anomères 127a et 127b ont été purifiés sur gel de silice avec des rendements

de 65% et 9% respectivement.

Dans le cas où la réaction a été effectuée sur le dérivé peracétylé du L-fucose déprotégé

en sa position anomérique (128, schéma 52), le mélange d’anomères est obtenu avec 74% de

rendement avec un rapport α/β de 81/19.

OAc

OOAc

OO

OOAc

OAc

OOAc

OHOAc

i .

128 128bOAc

OOAc

OAc

OO

O

128a

+


(α/β = 81:19)

Après purification, les deux anomères 128a et 128b sont obtenus avec 45% et 12%

respectivement. Les deux anomères ont été déterminés par des spectres de RMN du proton qui

ont été comparés à ceux de la littérature.23, 128 L’anomère α présente un doublet à 5,11 ppm

correspondant au proton anomérique avec une constante de couplage J1,2 = 3,7 Hz. Pour

128 Flowers, H. M. Carbohydr. Res. 1983, 119, 78-84.

66


l’anomère β, le doublet du H-1 résonne à 4,58 ppm avec une constante de couplage J1,2 = 7,9

Hz.

Cette réaction a été appliquée sur un dernier exemple monosaccharidique, la N-acétyl-

glucosamine peracétylée, déprotégée en sa position anomérique (129, schéma 53).

OAcOAcO

NHAc

OAc

OH

OAcOAcO

AcHN

OAc

OO

O

i.

129 129a

OAcOAcO

NHAc

OAc

OO

O

129b

+


(α/β = 87:13)

Le mélange d’anomères est obtenu avec un rendement de 85% dans un rapport de

α/β : 87/13. L’anomère α est purifié sur gel de silice avec un rendement de 65%. L’anomère

β, étant en faible quantité, n'a pas été isolé.

Cette réaction a été étendue aux disaccharides. Elle a nécessité l’utilisation de 5

équivalents de K2CO3, dans le DMF avec 2 équivalents de bromoacétate de tert-butyle. La

séparation des deux anomères étant facile par chromatographie su gel de silice dans le cas des

monosaccharides, elle s’est révélée plus délicate pour les disaccharides à cause de leurs

rapports frontaux très proches.

Le lactose (130, schéma 54), a donné un mélange d’anomères avec un rendement de 68%

dans un rapport α/β de 77/23. L’anomère α 130a est obtenu pur avec un rendement 40%. Une

fraction pure de l’ester β 130b est séparée avec un rendement de 2%.

67


OAcO

AcOOAc

OAc

130

OAcO

OAc

OAc

OH

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

AcO

OAc

O

O

O

O

i .

130a

OAcO

AcOOAc

OAc

OAcO

OAc

OAc

OO O

O

130b

+

Schéma 54. i. DMF, K2CO3 (5 équiv.), BrCH2COOC(CH3)3 (2 équiv.), ta, 48h, 65%, (α/β =

77:23)

Placé dans les mêmes conditions, le cellobiose (131, schéma 55) a donné un mélange

d’anomères dans 85% de rendement avec un rapport α/β = 77/23. L’anomère α a été séparé

avec un rendement isolé de 72%. L’anomère β 131b n'a pas pu être isolé et caractérisé.

OAcOAcO

AcO

OAc

131

OAcO

OAc

OAc

OH

O OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

AcO

OAc

O

O

O

O

i .

131a

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

OAc

OAc

OO O

O131b

+

Schéma 55. i. DMF, K2CO3 (5 équiv.), BrCH2COOC(CH3)3 (2 équiv.), ta, 48h, 85%, (α/β =

77:23)

68


Le maltose peracétylé, déprotégé en sa position anomérique (132) est le dernier substrat

utilisé pour cette réaction (schéma 56). Le mélange est obtenu avec un rendement de 88%

dans un rapport α/β = 83/17. L’anomère α est purifié avec 70% de rendement. A partir de

cette réaction, l’anomère β n'a pas pu être isolé (§ I.2.1.2, schéma 62).

OAcOAcO

AcO

OAc

132

OAcO

OAc

OAc

OH

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

AcO

OAc

O

O

O

i .

132a

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

OAc

OAc

OO O

O132b

O

+

Schéma 56. . DMF, K2CO3 (5 équiv.), BrCH2COOC(CH3)3 (2 équiv.), ta, 48h, 88%, (α/β=

83/17)

Le tableau 1 résume les rendements et les sélectivités obtenues.

69


Structure Produit Rdt α : β

OAcOAcO

OAc

AcO

OO

O

α = 125a β = 125b

88% 86 : 14

OAcOAcO

OAcAcO

OO

O

α = 126a β = 126b 91% 97 : 3

OAcO

AcOOAc

OAc

OO

O

α = 127a β = 127b 94% 89 : 11

OAc

O

OAc

OO

OOAc

α = 128a β = 128b 74% 81: 19

OAcOAcO

NHAc

AcO

OO

O

α = 129a β = 129b 85% 87 : 13

OOAcO

OAc

AcO

OO

O

OAcO

AcOOAc

OAc

α = 130a β = 130b 68% 77 : 23

OOAcO

OAc

AcO

OO

O

OAcOAcO

OAc

OAc

α = 131a β = 131b 85% 77 : 23

OOAcO

OAc

OAc

OO

O

OAcOAcO

AcO

OAc

α = 132a β = 132b 88% 83 : 17

Tableau 1. Alkylation de sucres partiellement acétylés par le bromoacétate de tert-butyle

I.2.1.2. A partir de sucres libres

La même réaction a été étudiée sur différents sucres libres afin d’éviter des étapes

intermédiaires de protection et de déprotection. L’hydrure de sodium a permis l’obtention des

produits monoalkylés en position anomérique par traitement des sucres dans le DMF avec un

équivalent de base et un équivalent du bromoacétate de tert-butyle en laissant le mélange sous

70


agitation pendant 3 jours à température ambiante. Les produits obtenus sous la forme de

mélanges d’anomères sont séparés par chromatographie sur gel de silice et les rapports

α/β sont déterminés en intégrant les protons anomériques des mélanges dans le méthanol

deutérié.

Cette réaction a été d’abord appliquée au glucose (schéma 57). Le produit obtenu est

obtenu avec un rendement de 50%. La RMN effectuée sur le mélange a montré un mélange

d’anomères avec une sélectivité plus favorable pour l’anomère β (α/β = 26:74).

OHOHO

OH

OH

OH

OHOHO

OH

OH

OO

O

i.

Schéma 57. i. DMF, NaH (1 équiv.), BrCH2COOC(CH3)3 (1 équiv.), ta, 3j, 50%, (α/β =

26:74)

Dans le cas du mannose (schéma 58), le mélange des anomères est obtenu avec 55% de

rendement dans le rapport α/β : 50/50. A partir de cette réaction, nous avons pu séparer

l’anomère β acétylé 126b après acétylation du mélange avec l’anhydride acétique dans la

pyridine avec un rendement global de 11% à partir du mannose.

OHOHO

OHOH

OH

OHOHO

OHOH

OO

O

i.


50:50)

71


Le galactose, placé dans les mêmes conditions réactionnelles, a donné exclusivement un

produit qui a été identifié comme étant le α-D-furanoside correspondant (schéma 59).

OOH

OHOH

OHO

OOH

HOOH

OH

OHO

Oi .O-

OH

OH

O

OH

HOH

Schéma 59. i. DMF, NaH (1 équiv.), BrCH2COOC(CH3)3 (1 équiv.), ta, 3j, 65%, α

Après acétylation du produit dans la pyridine en présence d’anhydride acétique, le spectre

RMN du proton montre un doublet à 5,25 ppm correspondant au H-1 avec une constante de

couplage de 4,5 Hz. Le H-5 montre un grand déblindage par rapport au dérivé pyranique 127a

(4,04-4,16 ppm) et apparaît à 5,2 ppm sous la forme d’un doublet de doublet de doublet avec

des constantes de couplage J4,5 = 1,5 Hz, J5,6A = 3,4 Hz, J5,6B = 4,5 Hz correspondant à un

cycle furanose. Le dérivé furanique est obtenu par attaque du OH porté par le carbone C-4 sur

l’aldéhyde suivie par l’alkylation avec le bromoacétate de tert-butyle. L’obtention d’un

furanoside pour l’alkylation anomérique du galactose a été déjà observée par Schmidt et al.117

La N-acétyl-glucosamine (schéma 60) a donné un mélange d’anomères avec 77% de

rendement. Contrairement aux cas précédents, la sélectivité obtenue est en faveur de

l’anomère α (α/β : 74/26).

OHOHO

NHAc

OH

OH

OHOHO

NHAc

OH

OO

O

i.


74:26)

72


Le lactose a donné, dans les conditions de la réaction, un mélange d’anomères avec un

rendement de 57% et un rapport d’anomères α/β = 33 /67 (schéma 61).

OOHO

OH

OH

OH

OHO

HOHO

OH

OOHO

OH

OH

O

OHO

HOHO

OH

O

O

i.


33:67)

Le mélange d’esters du maltose a été obtenu avec 49% dans un rapport α/β = 36:64

(schéma 62).

OOHO

OH

OH

OH

OHOHO

HO

OH

OOHO

OH

OH

O

OHOHO

HO

OH

O

O

i.

Schéma 62. i. DMF, NaH (1 équiv.), bromoacétate de tert-butyle (1 équiv.), ta, 3j, 49%,

(α/β = 36:64)

A partir de cette réaction, l’anomère β 132b a été isolé avec un rendement de 11% à

partir du maltose libre, après acétylation du mélange dans la pyridine en présence d’anhydride

acétique.

Le tableau 2 résume les résultats obtenus.

73


Structure Rdt α:β

OHOHO

OH

OH

OO

O

50% 26 : 74

OHOHO

OHOH

OO

O

55% 50 : 50

OOH

OHOH

OHO O

O

65% α

OHOHO

NHAc

OH

O O

O

77% 74 : 26

OOHO

OH

OH

O

OHO

HOHO

OH

O

O

57% 33 : 67

OOHO

OH

OH

O

OHOHO

HO

OH

O

O

49% 36 : 64

Tableau 2. Alkylation de sucres libres par le bromoacétate de tert-butyle

La sélectivité observée de cette réaction est favorable aux composés d’anomérie β dans le

cas du glucose, maltose et lactose. Le mannose donne un mélange α:β dans le rapport 50:50.

Par contre, dans le cas de la N-acétyl-glucosamine, nous avons obtenu une sélectivité pour

l’anomère α.

I.2.2. COMMENTAIRES SUR LA SELECTIVITE α/β LORS DE L’ALKYLATION ANOMERIQUE

La sélectivité des réactions d’alkylation anomérique dépend de plusieurs paramètres

comme la base, le solvant, l’électrophile, la température et l’ajout de certains sels pour

effectuer un échange de contre-ion.

74


Tous ces paramètres affectent l’équilibre qui s’établit entre les 2 alcoxydes α et β, et leurs

réactivités respectives (schéma 63). En fait, l’anomère α est le produit thermodynamiquement

favorisé alors que l’anomère β réagit plus rapidement (produit cinétique).

O

OH

base

O

O-

OO-O-

O

H

R-X R-X

β-glycosideα-glycoside

Schéma 63. Synthèse de glycosides par alkylation anomérique

A basse température, l’anomère α est favorisé. Quand les réactions sont menées à

température ambiante, l’équilibre entre les deux alcoxydes devient rapide et d’autres facteurs

déterminent la sélectivité. Dans le cas des pyranoses, la nucléophilie plus grande de

l’alcoxyde équatorial (effet cinétique) favorise la formation du produit β.129

Dans la littérature, un solvant apolaire favorise la formation de l’anomère β129, , ,130 131 132

Les solvants polaires favorisent la formation du produit thermodynamique : l’anomère α se

forme majoritairement.118,133

129 (a) Schmidt, R. R. Angew. Chem. Int. Ed. Eng. 1986, 25, 212-235. (b) Schmidt, R. R.; Michel, J. Roos, M. Liebigs Ann. Chem. 1984, 1343-1357. (c) Schmidt, R. R.; Michel, J. Tetrahedron Lett. 1984, 25, 821-824. 130 Lubineau, A.; Escher, S.; Alais, J.; Bonnaffé, D. Tetrahedron Lett. 1997, 38, 4087-4090. 131 Terjung, A.; Jung, K.-H. ; Schmidt, R. R. Carbohydr. Res. 1997, 297, 229-242. 132 Schmidt, R. R. Angew. Chem. Int. Ed. 1986, 25, 212-235. 133 Tamura, J.; Schmidt, R. R. J. Carbohydr. Chem. 1995, 14, 895-911.

75


L’ajout de sels encombrés à la réaction peut aussi affecter la sélectivité. L’échange entre

le cation de la base avec celui du sel plus encombré augmente la réactivité de l’alcoxyde axial

et met la réaction sous contrôle thermodynamique pour donner l’anomère α.130

De même, l’encombrement de l’électrophile agit aussi sur la sélectivité : un agent réactif

réagit avec l’alcoxyde le plus nucléophile (équatorial) et met la réaction sous contrôle

cinétique : c’est le produit β qui se forme. Un agent électrophile encombré n’agira pas

rapidement et favorise la formation de l’anomère α. L’électrophile que nous utilisons étant à

la fois réactif et encombré, il peut favoriser la formation d’un anomère ou de l’autre selon la

réactivité des alcoxydes.

Dans le cas des sucres libres, l’alcoxyde équatorial réagit plus rapidement avec le

bromoacétate de tert-butyle, c’est le produit β qui se forme.

Par contre, dans le cas d’un sucre protégé, les acétates, réduisent considérablement la

réactivité de l’alcoxyde équatorial et encombrent le sucre. L’approche du bromoacétate de

tert-butyle ou d’autres agents alkylants encombrés118, , 134 135 se fait du côté le moins encombré

et place la réaction sous contrôle thermodynamique pour donner le produit α. C’est ce que

nous observons dans nos conditions expérimentales.

Beau et al.136 ont effectué la réaction d’alkylation anomérique avec le bromure d’allyle,

réactif et non encombré, sur la N-acétyl-glucosamine libre. Cette réaction favorise la

formation du glycoside β par contrôle cinétique. La même réaction d’alkylation par le

bromure d’allyle effectuée sur la N-benzoyl-glucosamine menée par Schmidt et al.117 donne

des résultats contraires (sélectivité en faveur de l’anomère α). Dans ce cas, le groupement

benzoyle encombre le sucre et met la réaction sous contrôle thermodynamique.

I.2.3. DEPROTECTION DE L’ACIDE CARBOXYLIQUE

Comme nous avons vu dans la partie bibliographique (§ I.3.1.2, chapitre I de la partie

bibliographie), les carboxyméthyl glycosides sont des synthons intéressants et ont servi à

l’élaboration de structures diverses d’intérêt biologique.

La synthèse des acides acétylés correspondants aux esters tert-butyles isolés ont été

facilement obtenus par déprotection du groupement tert-butyle dans le dichlorométhane par

action de l’acide trifluoroacétique. Cette réaction s’effectue dans un excès de TFA et donne

134 Azoulay, M.; Escriou, V.; Florent, J.-C.; Monneret, C. J. Carbohydr. Chem. 2001, 20, 1093-1101. 135 Klotz, W.; Schmidt, R. R. J. Carbohydr. Chem. 1994, 1093-1101. 136 Vauzeilles, B.; Dausse, B.; Palmier, S.; Beau, J.-M. Tetrahedron Lett. 2001, 42, 7567-7570.

76


les carboxyméthyl glycosides avec des rendements quantitatifs.

Le schéma 64 montre les structures des carboxyméthyl glycosides obtenus sur des

systèmes monosacchariques.

OAcOAcO

OAcAcO

OOH

O

OOAc

AcOAcO

OAc

OOH

O

α 135aβ, 135b

OAc

OOAc

OAc

O

HO

O

α, 136aβ, 136b

OAcOAcO

OAcAcO

OO

O12a126b

OOAc

AcOAcO

OAc

OO

O

α 127aβ, 127b

OAc

OOAc

OAc

O

O

O

α, 128aβ, 128b

OAcOAcO

AcHN

AcO

OOH

O137a

OAcOAcO

AcHN

AcO

OO

O129a

OAcOAcO

OAc

AcO

OOH

O

OAcOAcO

OAc

AcO

OO

Oα 125aβ, 125b

α 133aβ, 133b

TFA, CH2Cl2, 3h, ta

α 134aβ, 134b

Schéma 64. Synthèse des CMGs monosaccharidiques

77


Les acides 133a,43 133b,16 134a,11 135a,11 135b137 et 136b23 ont déjà été décrits dans la

littérature. Dans les mêmes conditions, des carboxyméthyl glycosides basés sur des

disaccharides ont été obtenus (schéma 65).

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

OAc

OAc

OOH

Oα, 138aβ, 138b

α, 130aβ, 130b

OOAcO

AcOOAc

OAc

OAcO

AcO

OAc

OOH

Oα,139aα,131a

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

OAc

OAc

OOH

Oα, 140aβ, 140b

α, 132aβ, 132b

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

OAc

OAc

OO

O

OOAcO

AcOOAc

OAc

OAcO

AcO

OAc

OO

O

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

OAc

OAc

OO

O

TFA, CH2Cl2, 3h, ta

Schéma 65. Synthèse des CMGs disaccharidiques

Ces acides disaccharidiques n’ont jamais été décrits dans la littérature.

Les spectres de RMN de ces acides ont montré la disparition du singulet à 1,5 ppm

correspondant au groupement tert-butyle. Les protons H-7a et H-7b apparaissent sous la

forme d’un singulet qui intègre pour 2 protons entre 4,30 et 4,60 ppm.

Le spectre de RMN du carbone montre la disparition du pic correspondant au tert-butyle

qui apparaît à 28 ppm dans le cas de l’ester, ainsi que le pic correspondant à carbone

quaternaire du groupement tert-butyle, et le carbone C=O du groupe carboxyméthyle.

137 Sasaki, A.; Naoichi, M. JP Patent 06271597 (1994).

78


A partir d’une réaction simple qui est l’alkylation anomérique, nous avons donc pu

synthétiser une chimiothèque de carboxyméthyl glycosides qui peuvent être greffés sur

d’autres adduits. Une première utilisation de ces acides a été effectuée pour la synthèse de

glycoclusters persulfurés que nous détaillerons dans le paragraphe suivant.

I.2.4. APPLICATIONS POUR LA SYNTHESE DE GLYCOCLUSTERS PERSULFURES

Lors d’une collaboration engagée avec le Laboratoire de Chimie Organique 2 dirigé par

le professeur Peter Goekjian, et dans le cadre de la thèse de Mazen Sleiman,138 certains de ces

acides ont été valorisés pour la synthèse de glyco-astérisques persulfurés (schémas 66 et 67).

Ce sont des molécules fluorescentes, qui représentent une nouvelle classe des clusters

moléculaires à l’interface entre les petits clusters et les dendrimères visant l’étude de «l’effet

cluster glycosidique» impliqué dans plusieurs phénomènes de reconnaissance multivalents des

récepteurs protéiniques. Leurs évaluations biologiques sur des lectines d’origines différentes

ont été effectuées.

En effet, les interactions protéine-saccharide gouvernent plusieurs phénomènes

biologiques importants, à la fois normaux et pathologiques. Ces interactions incluent la

synthèse et la dégradation enzymatique des oligo- et polysaccharides, le transport des sucres

dans les cellules vivantes, les interactions anticorps-antigène, etc. Elles jouent également un

rôle important dans l’adhésion des pathogènes sur les cellules humaines lors de la première

étape d’une infection.

Les acides ont été couplés aux astérisques par liaison amide en utilisant un agent de

couplage, l’EEDQ (1,2 équiv. par couplage) avec les amines correspondantes à chaud (45°C

et 60°C) dans le THF ou le DMF pour obtenir les astérisques finaux avec des rendements

allant de 39 à 65%. La réaction de couplage a été suivie par une désacétylation dans les

conditions de Zemplén pour obtenir les produits polyhydroxylés libres avec de bons

rendements (94-97%, schéma 66-67).

138 Sleiman, M. Thèse de Doctorat de L'Université Claude Bernard Lyon 1, N° d'ordre 291-2007.

79


SS

SS

S

S

HN

HNR

NH

NHRHN

R

HN

R=

OH

OOH

OOOH

OHO

HOHO

OH

OO

OOHO

HO

HO

OO

OHO

HOOH

OH

R

R

R

Schéma 66. Astérisques glycosylés polysulfurés à cœur benzénique

S S

SS

NH

HNHN

HN

R=

OH

OOH

OOOH

OHO

HOHO

OH

OO

R

R

R

R

Schéma 67. Astérisques glycosylés polysulfurés à cœur pyrénique

La plupart des astérisques glycosylés synthétisés ont montré de meilleures propriétés en

ce qui concerne leurs activités biologiques pour inhiber ou agréger certaines lectines par

comparaison à l’action de leurs analogues monovalents (effet multivalent).

80


I.2.5. SYNTHESE DES LACTONES

Le CMGlc 133a est dissous dans le méthanol en présence de soude qui permet la

désacétylation. Après évaporation du solvant, le produit libre est dissous dans la pyridine,

l’action de l’anhydride acétique permet l’acétylation et la fermeture du cycle lactonique

(schéma 68).

L’hypothèse la plus plausible de l’obtention de cette lactone est la formation d’un

anhydride mixte suivie d’une cyclisation par attaque de l’hydroxyle en position 2.

iOAcOAcO

AcO

OAc

OOH

O

α, 83%, 1aβ, 71%, 1b

OAcO

O

O

OAc

AcOOHOHO

HO O

OH

O

α, 133aβ, 133b

O

O O

Schéma 68. i. 1. NaOH, MeOH, t.a., 1h, 2. Ac2O, Pyridine, ta, 12h

La lactone 1a a été caractérisée lors de l’étude de la réaction d’oxydation de

l’isomaltulose avec le peroxyde d’oxygène par Stéphane Trombotto et al.2

Si on désire obtenir une lactone de configuration anomérique parfaitement définie, alors il

est préférable de séparer les anomères au stade de l’ester tert-butylique éventuellement après

acétylation (125ab-132ab). En effet, les lactones α et β se différencient très peu par

chromatographie. Par contre, si on veut se satisfaire d’un mélange de lactones ou si on

suppose qu’à un stade ultérieur (après ouverture), une séparation des deux anomères est

possible, il faut signaler que les lactones peuvent être obtenues directement en traitant le

mélange issu de l’alkylation anomérique des sucres libres pour une déprotection en milieu

basique du groupement tert-butyle (voie d’obtention en trois étapes : a. alkylation

anomérique, b. saponification de l’ester de tert-butyle, c. acétylation et cyclisation).

Le schéma 69 montre les lactones obtenues à partir des monosaccharides dans les mêmes

conditions. Les rendements varient entre 60 et 87%.

81


OAcOAcO

AcO

OO

O

OAcOAcO

OAcAcO

OOH

O141b, 64%134b

OOAc

AcOAcO

OAc

OOH

O

142b, 64%

OAcO

O

OAcAcO

135b

OAc

OOAc

OAcO

OH

O

143b, 60%136b

i

OOAc

AcOAcO

OAc

OOH

O

142a, 87%

OAcO

O

O

OAcAcO

135a

O

O

O

OAc

OOAc

OO

O

OAc

OOAc

OAc

O

HO

O

143a, 84%136a

OAc

OOAc

O

OO

Schéma 69. i. 1. NaOH, MeOH, t.a., 1h, 2. Ac2O, Pyridine, ta, 12h

Ces lactones ont été identifiées en observant des singulets à 2 ppm correspondants aux

acétates. De plus, un système AB apparaît à 4,5 ppm correspondant à H-7a et H-7b révélateur

d’une structure figée due au cycle lactonique.

La synthèse de la α-CMManL n’a pas été observée pour des raisons de géométrie. En

fait, l’hydroxyle en position 2 du mannose pointe dans une direction opposée au groupement

82


carboxyméthyle d’anomérie α. Pour cette raison, la grande distance entre les deux

groupements ne permet pas la cyclisation.

Des lactones disaccharidiques ont aussi été obtenues à partir des carboxyméthyl

lactosides, maltosides et cellobioside avec des rendements allant de 60 à 84% (schéma 70).

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

AcO

OAc

OOH

O144a, 84%138a

OOAcO

AcOOAc

OAc

OAcO

O

OAc

O

O

OOAcO

AcOOAc

OAc

OAcO

AcO

OAc

OOH

O

i .

145a, 73%139a

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

AcO

OAc

OOH

O 146a, 80%140a

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

OAc

OAc

OOH

O

144b, 60%138b

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

O

OAc

O

O

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

O

OAc

O

O

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

OAc

OAc

OOH

O141b

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

O

OAc

OO

O

OAcOAcO

AcO

OAc

OAcO

O

OAc

O

O146b, 64%

Schéma 70. i. 1; NaOH, MeOH, ta, 1h, 2. Ac2O, Pyridine, ta, 12h

83


La figure 8 montre un spectre à deux dimensions de corrélation proton-proton (COSY)

qui a permis l’identification structurale de la lactone 144a en établissant toutes les corrélations

entre les protons voisins de la molécule. Le point de départ choisi est celui des des signaux

des protons anomériques H-1 et H-1’ qui sont les seuls à apparaître sous la forme de doublets

à 5,29 ppm et 4,52 ppm respectivement.

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

O

OAc

O

O

Figure 8. Spectre COSY de la molécule 144a

Ces CMGLs sont peu stables en présence de l’humidité. Elles sont donc conservées en

milieu sec à froid. Nous avons remarqué que les lactones d’anoméries β sont plus rapidement

hydrolysées que celles d’anomérie α. Ce qui peut expliquer qu’en général les rendements des

lactones d’anomèrie α sont meilleurs que ceux des lactones d’anomèrie β, même si cette

observation n’a pas été quantifiée par des études cinétiques de la vitesse d’hydrolyse.

84


I.3. LACTONES BENZYLEES (GLC/GAL)

Dans la perspective d’élargir le domaine d’application et la mise en œuvre de la stratégie

carboxyméthyl glycoside lactone (CMGL), nous avons synthétisé ces dernières protégées par

des groupements benzyles.49 Contrairement aux groupements acétyles qui présentent une

sensibilité à la fois aux conditions basiques et acides, les benzyles sont très stables et

permettent d’envisager des possibilités de fonctionnalisations ultérieures des produits.

I.3.1. SYNTHESE DE L’ANOMERE β (GLC/GAL)

La lactone d’anomérie β est obtenue en utilisant la stratégie de l’orthoester développée

par Lemieux et al.139 Cet ester est facilement obtenu en milieu basique à partir du bromure du

glycoside acétylé grâce à la participation du groupement acétate en position 2 en présence

d’un alcool et de sels de mercure ou d’argent. De nombreuses améliorations de cette méthode

ont été proposées dans la littérature. Nous avons suivi le protocole de Bundle et al.140 pour la

synthèse de cet orthoester dans la lutidine en présence d’alcool et du bromure de

tétrabutylammonium (schéma 71).

OR1

AcOO

O

OAcR2

O

OR1

BnOO

O

O

OBnR2

OR1

BnOOH

OBnR2

O

OR1

AcOAcO

Br

OAcR2

i .

i ii iv

149. R1=OAc, R2=H150. R1=H, R2=OAc

151. R1=OAc, R2=H152. R1=H, R2=OAc

153. R1=OBn, R2=H154. R1=H, R2=OBn

155. R1=OBn, R2=H156. R1=H, R2=OBn

OR1

AcOAcO

OAcR2

OAc

i i

147. R1=OAc, R2=H148. R1=H, R2=OAc

Schéma 71. i. HBr/AcOH, ii. Alcool allylique, 2,6-lutidine (2 équiv.), Bu4NBr (1,2 équiv.),

4h; iii. 1. MeONa/MeOH, 2. NaH (1,25 équiv./OH), BnBr (1,25 équiv./OH), DMF; iv.

AllOH, BF3.OEt2 v. O3, MeOH, puis DMS, 2. NaClO2, KH2PO4, H2O, 0 °C; 3. Ac2O, py

139 Lemieux, R. U.; Hayami, J.-I. Can. J. Chem. 1965, 2162-6173. 140 Nitz, M.; Purse, B. W.; Bundle, D. R. Org. Lett. 2000, 2, 2939-2942.

85


Cette stratégie a été appliquée aux glucose et galactose peracétylés (147 et 148). Elle a

été adoptée puisque l’ouverture des deux orthoesters connus 149 et 150 141 libère sélectivement

le groupement hydroxyle en position 2 permettant ainsi la fermeture du cycle lactonique.

L’allyl 3,4,6-tétra-O-benzyl-β-D-glucopyranoside (153) et l’allyl 3,4,6-tétra-O-benzyl-β-D-

galactopyranoside (154) donnent ensuite les lactones correspondantes 155 et 156 via la

réaction d’ozonolyse, suivie par l’oxydation des aldéhydes avec NaClO2 et enfin cyclisation

dans les conditions d’acétylation avec un rendement de 50% et 43%, les intermédiaires

n’étant pas isolés.

I.3.2. SYNTHESE DE L’ANOMERE α (GLC/GAL)

La synthèse des lactones benzylées d’anomérie α a été effectuée à partir des allyl

glycosides correspondants obtenus par la réaction de Fischer réalisée sur les sucres libres. Les

deux anomères ont été séparés après acétylation et ont ensuite été déprotégés avec le mélange

NEt3/MeOH/H2O. La benzylation des sucres est effectuée par le bromure de benzyle et

l’hydrure de sodium dans le DMF pour donner les deux allyles 157 et 158. La déprotection de

la position 2 est nécessaire afin de permettre la cyclisation. Elle est réalisée avec la technique

de la dé-O-alkylation avec le triisobutylammonium (TIBAL) développée par Sinaÿ et al.142, 143

Cette technique, sélective de la position 2 des α-glucosides et galactosides, a été utilisée par

Arek Listkowski pour préparer les lactones benzylées 161 et 162 à partir des allyl glycosides

157 et 158 (schéma 72 et 74).49

OR1

BnOOH

O

OR1

BnOBnO

O

OBn OBnR2 R2

i.

157.R1=OBn, R2=H158.R1=H, R2=OBn

159. R1=OBn, R2=H, 59%160. R1=H, R2=OBn, 56%

Schéma 72. i. TIBAL (5 équiv.), toluène, 50°C, 16 h

141 Bellucci, G.; Chiappe, C.; D'Andrea. Tetrahedron: Asymmetry 1995, 6, 221-230. 142 Lecourt, T.; Herault, A.; Pearce, A. J.; Sollogoub, M.; Sinaÿ, P. Chem. Eur. J. 2004, 10, 2960-2971. 143 Chevalier-du Roizel, B.; Cabianca, E.; Rollin, P.; Sinaÿ, P. Tetrahedron 2002, 58, 9579-9583.

86


La réaction de débenzylation par le TIBAL consiste en une bis-chélation par l’aluminium

des oxygènes orientés en cis suivie d’une hydrolyse de la liaison O-Al (schéma 73).

OBnOBnO

OBn

BnO OMe

OBnOBnO

OBn

BnO OMe

Al

OBnOBnO

OBnOBnO

BnO

OBn

HO OMe

-PhMe H2O

iBuiBu

iBu

Al

O OMePh

TiBAl

HAl

OBnOBnO

OBn

Al

O OMe

Al

Schéma 73. Mécanisme de déprotection par le TIBAL

Dans le cas du galactose, malgré l’orientation cis du benzyloxyde en position 3 par

rapport à celui de la position C-4, celui-ci n’est pas sensible à la débenzylation dans les

conditions de la réaction, ce qui confirme les résultats déjà décrits dans la littérature.143,144

Les CMGlcL et CMGalL benzylées 161 et 162 sont ensuite obtenues selon la séquence

oxydation-acétylation (schéma 74).

OR1

BnOO

OO

OR1

BnOOH

O

OBn OBnR2 R2

i , i i, ii i

159. R1=OBn, R2=H160. R1=H, R2=OBn

161. R1=OBn, R2=H, 56%162. R1=H, R2=OBn, 36%

Schéma 74. i. O3, MeOH, puis DMS, ii. NaClO2, KH2PO4, H2O, 0°C; iii. Ac2O, py

144 Sollogoub, M.; Das, S. K.; Mallet, J-M, Sinaÿ, P. C. R. Acad. Sci. Paris 1999, 2, 441-448.

87


I.4. CONCLUSION

En résumé, une procédure alternative pour la synthèse des carboxyméthyl glycosides

lactones par utilisation du bromoacétate de tert-butyle comme agent électrophile dans

l’alkylation anomérique a été mise au point.

Cette réaction effectuée sur des sucres portant un O- ou N-acétyle en C-2 donne une

sélectivité α alors que la sélectivité β est observée sur des sucres totalement déprotégés. Les

anomères des glycosides tert-butyliques acétylés sont facilement séparables sur une colonne

de silice ce qui a permis la purification et la caractérisation des deux anomères dans la quasi-

totalité des cas.

Les carboxyméthyl glycosides obtenus par cette méthode ont été engagés dans la

synthèse d’astérisques polysulfurés glycosylés pour la reconnaissance de lectines.

D’autre part, les lactones benzylées sont aussi synthétisées par oxydation de double

liaison de l’allyl glycoside lui-même obtenu par glycosidation de Fischer ou par ouverture de

l’orthoester correspondant. Les rendements de ces réactions étant modestes, l’obtention de ces

produits en grande quantité est difficile à réaliser. De plus, les lactones benzylées se sont

révélées très sensibles et facilement hydrolysables ce qui constitue une limitation à leur

utilisation.

Compte tenu de leur stabilité et leur plus grande facilité d’obtention, seules les lactones

acétylées ont été utilisées dans la suite de ce travail.

88

Résultats - Chapitre III

CHAPITRE II. SYNTHESE DE SYSTEMES

MULTIFONCTIONNELS

II.1. INTRODUCTION

Comme nous avons vu dans le chapitre bibliographique, de nombreux travaux ont utilisé

les sucres comme des molécules scaffolds grâce à leur multifonctionnalité et leur diversité

structurale.

Après la synthèse d’une collection de lactones, nous avons donc étudié leur utilité pour la

construction de systèmes 1,2-bis fonctionnalisés en exploitant l’hydroxyle en position 2,

libéré lors de l’étape de l’ouverture de la lactone, pour la seconde fonctionnalisation (schéma

75).

O

OO

O

HOO

O

O

O

OO

ORORORO

Schéma 75. Accès à des systèmes bifonctionnels par ouverture des CMGLs et

fonctionnalisation en position 2

Dans le cadre de la synthèse de dérivés 1-O-carboxyméthylés, cette technique présente

une alternative aux synthèses classiques de composés 1,2-bis-fonctionnalisés145 comme les

acétals 1,2-isopropylidène,146 l’ouverture des 1,2-orthoesters,139,140 les acétals 1,2-O-

145 Garegg, P. J. Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 2004, 59, 69-134. 146 Close, D. M. Chem. Rev. 1979, 79, 491-513.

89


stannylène,147 les glycals,148, 149 ou d’autres stratégies de dé-O-benzylation sélective de la

position 2 avec le TIBAL ou DIBAL-H142,143,144 ou autres acides de Lewis.150

II.2. L’OUVERTURE DES CARBOXYMETHYL GLYCOSIDES LACTONES

Deux lactones ont été choisies comme modèles : la α-CMGlcL 1a et celle d’un système

disaccharidique dérivé du maltose (146a).

La première étape a consisté en une ouverture des lactones par un agent nucléophile.

L’allylamine a été choisie pour sa capacité de conjugaison ultérieure en utilisant la réactivité

des oléfines ou le couplage par métathèse, la propargylamine pour sa capacité à pouvoir être

engagée dans une cycloaddition 1,3 dipolaire de type Huisgen (réaction « Click »).151

L’ouverture du cycle lactonique s’est effectuée dans des conditions douces et les produits

d’ouverture 163, 164 et 165 sont obtenus avec 92%, 96% et 85% de rendement (Schéma 76).

OR1

AcOO

OAc

OO

OR1

AcOHO

OAc

ONH

O

i

163: R1 = OAc, R2 = CH2CH=CH2, 92%164: R1 = OAc, R2 = CH2CCH, 96%165: R1 = α-Glu acétylé, R2= CH2CCH, 85%

R2

1a: R1=OAc146a,R1=α-glu

Schéma 76. i. Amine (1,5 équiv.), CH2Cl2, ta, 12h

Le spectre de RMN du proton a montré un déplacement significatif du H-2 de 4,40 ppm à

3,78 ppm après ouverture de la lactone.

Pour l’amide 165, un triplet apparaît à 2,22 ppm dans le spectre RMN du proton et à 71,7

ppm dans le spectre RMN du carbone correspondant au proton acétylénique. Le méthylène de

147 David, S.; Hanessian, S. Tetrahedron 1985, 41, 643-663. 148 Lemieux, R. U.; Ratcliffe R. M. Can. J. Chem. 1979, 2, 1244-1251. 149 Seeberger, P. H., Danishefsky, S. J. J. Acc Chem. Res. 1998, 31, 685-695. 150 Martin O. R.; Kurz, K. G. ; Rao, S. P. J. Org. Chem. 1987, 52, 2922-2925. 151 Dedola, S., Nepogodiev, S. A., Field, R. A. Org. Biomol. Chem. 2007, 5, 1006-1017.

90


l’amide apparaît dans la zone 3,80-4,20 ppm en proton et à 28,7 ppm en DEPT 135. Le

carbone quaternaire de la triple liaison apparaît à 76,1 ppm.

En RMN du proton, le spectre du produit 163 comporte aussi à 3,91 ppm un singulet

correspondant aux deux protons du méthylène du groupement NHCH2. Dans le spectre de

RMN du carbone, le carbone de ce groupement est visualisé à 41,5 ppm. Les protons du

méthylène de la double liaison apparaîssent entre 5,07 ppm et 5,11 ppm et à 116,4 ppm en

RMN du carbone, le méthyne de la double liaison à 5,72-5,85 ppm en RMN du proton et

133,7 ppm en RMN du carbone.

Pour ces trois glucosides, le spectre du proton présente un triplet à 7,50-7,60 ppm

correspondant au proton porté par l’azote des fonctions amides.

II.3. FONCTIONNALISATION EN POSITION 2

II.3.1. CARBAMATATION

Les produits obtenus après ouverture présentant un hydroxyle libre en position 2 sont

soumis à des fonctionnalisations ultérieures pour donner les carbamates correspondants.

Les réactions ont été effectuées avec l’isocyanate de propyle et l’isocyanate d’hexadécyle

ajoutés en léger excès dans du dichlorométhane anhydre en présence de triéthylamine. Les

chaînes hydrophobes modulent la polarité des adduits sucres pour conduire à des dérivés

possédant des propriétés tensioactives.

La réaction du composé 164 avec l’isocyanate de propyle a été totale après 12 heures.

Après chromatographie sur gel de silice, le produit acétylé 166 était contaminé par la N,N-

dipropylurée. Une désacétylation dans le système Et3N/MeOH/H2O donne le carbamate

correspondant libre 169 avec un rendement de 72% sur les 2 étapes.

Les amides 164 et 165 ont été soumis à une réaction avec l’isocyanate d’hexadécyle.

Durant la réaction, et contrairement à la N,N-dipropylurée, la précipitation de la N,N-

dihexadécylurée permet son élimination par filtration du mélange réactionnel pour donner

après chromatographie, les carbamates acétylés 167 et 168 avec des rendements respectifs de

74% et 94%. La déprotection de ces produits par action de la triéthylamine a donné les

carbamates 170 et 171 libres avec 77 et 73% de rendement respectivement (schéma 77).

91


OR1OAcO

HO

OAc

OHN

O

OR1OAcO

O

OAc

OHN

ONH

O

R2

166: R1 = OAc, R2 = (CH2)2CH3167: R1 = OAc, R2 = (CH2)15CH3,168: R1 = α-glu acétylé, R2 = (CH2

OR1OHO

O

OH

OHN

ONH

O

R2

i .

i i .

169: R1 = OH, R2 = (CH2)2CH3, 72%, (2 étapes)

164: : R1 = OAc165: R1 = α-glu acétylé

Schéma 77. i. Isocyanate (1,5-2 équiv.), CH2Cl2, Et3N, ta, 24h, ii. .CH3OH/H2O/Et3N, ta,

12h

Les carbamates acétylés sont facilement identifiés par RMN dans le CDCl3. Dans ce

solvant, le triplet du NH de la fonction carbamate est observé à 4,99-5,10 ppm. Pour le

produit 170, le signal du proton H-2 est déblindé de 3,79 ppm du dérivé hydroxylé à 4,92 ppm

sous forme carbamate. Le spectre du carbone montre un pic supplémentaire à 154,9 ppm, de

la fonction C=O, le carbone C-2 ne montre pas de variation importante par rapport à la forme

libre (70,3 ppm de la forme libre à 70,8 ppm du carbamate).

Cette stratégie a été appliquée pour la synthèse de nouveaux composés amphiphiles

glycolipidiques (schéma 78) dans le cadre de la thèse de Fahima Alirachedi pour l’étude de

leur comportement cristal-liquide. La modification du sucre et la taille de l’élément espaceur

entre le sucre et le lipide permettront d’ajuster les propriétés physiques des composés.

92


OHOHO

OO

OH

O

NH OOHN

OHO

OO

OH

O

NHOO

HN

OHOHO

OHO

OH

Schéma 78. Schéma montrant deux structures mono- et disaccharidiques parmi une famille

de composés amphiphiles synthétisés pour l’étude du comportement cristal-liquide

Une autre transformation de l’hydroxyle libre en position 2 en carbamate a été effectuée

pour former le produit avec une fonction OCONH2 selon une procédure décrite pour la

synthèse d’inhibiteurs de la moenomycine.152,153 Les alcools 163, 164 et 165 sont traités avec

l’isocyanate du trichloroacétyle. Après une heure, la réaction est arrêtée avec du méthanol et

le produit est soumis à une purification sur une colonne de gel de silice. La déprotection du

groupement trichloroacétyle est effectuée par action du zinc dans le méthanol. Les produits

172, 173, 174 sont obtenus avec les rendements respectifs de 88%, 91% et 95%. La

déprotection a ensuite été effectuée dans le système NEt3/H2O/MeOH pour accéder aux

carbamates libres 175, 176, 177 avec des rendements respectifs de 97, 94%, 91% (schéma

79). Ce système de désacétylation a été choisi puisque l’utilisation du méthanolate de sodium

dans le méthanol a montré une élimination du groupement OCONH2.

152 Möller, U.; Hobert, K.; Donnerstag, A.; Wagner, P.; Müller, D.; Fehlhaber H.-W.; Markus. A.; Welzel, P. Tetrahedron 1993, 49, 1635-1648. 153 Luning, J.; Möller, U.; Müller, D.; Welzel, P.; Markus. A.; van Heijenoort, Y.; van Heijenoort, J. Tetrahedron 1993, 49, 10587-10596.

93


OR1OAcO

HO

OAc

OHN

OR2

OR1OAcO

O

OAc

OHN

OR2

H2N

O

OR1OHO

O

OH

OHN

OR2

H2N

O

i .

i i.

173: R1 = OAc, R2 = CH2CCH, 91%174: R1 = α-glu acétylé, R2 = CH2CCH, 95%

172: R1 = OAc, R2 = CH2CH=CH2, 88%

176: R1 = OH, R2 = CH2CCH, 94%177: R1 = α-glu, R2 = CH2CCH, 91%

175: R1 = OH, R2 = CH2CH=CH2, 97%

163: R1 = OAc, R2 = CH2CH=CH2164: R1 = OAc, R2 = CH2CCH165: R1 = α-glu acétylé, R2 = CH2CCH

Schéma 79. i. 1. Trichloroacétyl isocyanate (1,6 équiv.), CH2Cl2, -15°C, 1h, 2. Zn, MeOH,

30 min, ii .CH3OH/H2O/Et3N, ta, 12h

Le spectre du proton du produit acétylé 175 effectué dans le CDCl3 montre à 5,19 ppm un

large singulet qui intègre pour 2 protons correspondant à la fonction CONH2 Pour les

produits libres, ce pic n’est pas observé par échange avec les deutériums de CD3OD. Comme

dans le cas des autres carbamates, H-2 est plus déblindé par rapport au produit de départ (3,79

dans le cas de la molécule hydroxylée à 4,81 ppm), et le carbone C-2 ne montre pas de

changement considérable par rapport à la molécule hydroxylée (de 70,3 ppm pour la molécule

hydroxylée à 71,0 ppm en présence du carbamate). En revanche, nous visualisons un pic

supplémentaire vers 155,2 ppm correspondant au C=O de la fonction carbamoyle.

Dans le contexte de la synthèse d’inhibiteurs potentiels des O-N-acétyl-

glucosaminyltansférases (OGT), les 2 produits 176 et 177 ont été engagés dans une

cycloaddition 1,3-dipolaire de type Huisgen catalysée par du cuivre (I) avec la 5’-azido-5’-

désoxyuridine154 pour obtenir les produits 178 et 179 avec des rendements de 84% et 81%

respectivement (schéma 66).

154 Eager, A. R.; Finney, N. S. J. Org. Chem. 2004, 69, 613-618.

94


OROHO

O

OH

O

HN

OH2N

O NNN

176. R = H

177. R = αGlc

NH

O

ONO

OHOH

OROHO

O

OH

O

HN

OH2N

O

178. R = H, 84%

179. R = α−Glc, 81%

N3

NH

O

ONO

OHOH

OHOHO

AcHN

OH

O

NH

O

ONO

OHOH

PO

PO

O O

O- O-

UDP-GlcNAc

Schéma 80. i. 5’-désoxy-5’-azidouridine (1,2 équiv.), CuSO4 (0,01 équiv.), ascorbate de

sodium (0,1 équiv.), tert-butanol/H2O, ta, 12 h

La formation du triazole peut être facilement repérée par RMN du proton dans D2O par

apparition d’un singulet vers 8 ppm correspondant au proton aromatique du triazole.

II.3.2. EVALUATION BIOLOGIQUE

L’OGT est une enzyme présente dans la cellule, elle catalyse l’insertion d’une unité N-

acétyl-glucosamine sur des protéines de la cellule. Elle est ainsi impliquée dans le diabète.155

Le substrat naturel de l’OGT est un dérivé diphosphorylé de la N-acétyl-glucosamine :

l’uridine diphosphate N-acétyl-glucosamine (UDP-GlcNAc, schéma 80). Le groupement

diphosphate joue un rôle essentiel dans l’activité de l’enzyme en interagissant avec des

cations métalliques du site actif de l’enzyme.156

155 Hanover. J.A.; Lai, Z.; Lee, G.; Lubas, W. A.; Sato, S. M. Arch. Biochem. Biophys. 1999, 362, 38-45. 156 (a) Jung, K.-H.; Schmidt, R. R. Carbohydrate –based Drug Discovery, Volume 2, Wong, Chi-Huey (Ed.), Wiley-VCH-Verlag, Weinheim, p. 609-659. (b) Unligil, U. M.; Rini, J. M. Curr. Opin. Struct. Biol. 2000, 10, 510-517. (c) Zachara, N. E.; Hart, G. W. Chem. Rev. 2002, 102, 431–438.

95


Les mimes potentiels de l’UDP-GlcNAc que nous avons synthétisés (178, 179) sont des

molécules neutres donc potentiellement capables de traverser la membrane plasmique en

évitant les répulsions électroniques avec la bicouche lipidique chargée négativement. Le lien

entre le sucre et l’uridine est constitué d’un groupement 1,2,3-triazole. Le groupement

OCONH2 pourrait aussi constituer un mime de la fonction N-acétyle.

Un résultat préliminaire de l’évaluation des propriétés inhibitrices potentielles de l’OGT

par le produit 178 ainsi que le produit 33 ne présentant pas de groupement OCONH2 en

position 2 (§ I.3.2 de la partie bibliographie), a été obtenu par Madame Marie-Claire Biol du

Laboratoire de Thermorégulation et Adaptations Métaboliques (Université Claude Bernard-

Lyon I).

Des cellules de muscle squelettique de la patte de souris en culture sont traitées pendant

16 h par le produit 178. Les protéines à O-GlcNAc sont mises en évidence par la technique

western blot sur la membrane à l’aide d’un anticorps anti-O-GlcNAc, suivi d’un anticorps

antisouris couplé à l’enzyme HRP (Horse Radish Peroxydase) qui permet une révélation par

luminescence (figure 9).

OHOHO

O

OH

OHN

OH2N

O NNN NH

O

ONO

OHOH

OHOHO

OH

OH

OHN

O

NNN NH

O

ONO

OHOH

OHOHO

AcHN

OH

O

NH

O

ONO

OHOH

PO

PO

O O

O- O-

UDP-GlcNAcsubstrat naturel de l'OGT

Figure 9. Evaluation de l’effet inhibiteur des l’OGT des produits 178 et 33

96


Ainsi, l’intensité relative des taches obtenues montre que le produit 178 utilisé à 250 µM

semble induire une inhibition de la glycosylation des protéines à O-GlcNAc par rapport aux

cellules témoins non traitées (T). Dans les mêmes conditions, le produit 33 semble avoir un

effet moins marqué.

Ces expériences seront répétées afin de confirmer cette première observation. La

quantification de l’inhibition sera aussi effectuée par mesure de l’IC50 de la molécule 178

(Concentration du composé nécessaire pour inhiber 50 % de l'effet observé).

II.3.3. ETHERIFICATION

Des dérivés éthérifiés en position 2 ont été préparés. Une fonction acide, convenable pour

des couplages peptidiques, a été introduite par utilisation du bromoacétate de tert-butyle.

L’amide 164 a ainsi donné accès à l’éther 180 avec un rendement de 72%. Le clivage du

groupement tert-butyle par action du TFA a libéré la fonction acide pour donner le

groupement carboxyméthyle 181 avec un rendement de 90% (schéma 81).

Un lien propargyle a aussi été obtenu par action du bromure de propargyle et de NaH sur

les glucosides 164 et 163 pour donner les éthers 182 et 183 avec des rendements respectifs de

56 et 55% (schéma 81).

OAcOAcO

RO

OAc

OHN

O164: R = H

180: R = COCH2COOC(CH3)3

181: R = COCH2COOH

i

OAcOAcO

RO

OAc

OHN

O

163: R = H

183: R = CH2CCHii

182: R = CH2CCH

iiiiv

Schéma 81. i. Bromoacétate de tert-butyle (1,2 équiv.), K2CO3 (2,5 équiv.), DMF, ta, 16 h,

72%. ii. TFA, CH2Cl2, ta, 2h, 90%; iii. NaH, bromure de propargyle (2,5 équiv.), ta, 30 min,

56%; iv. mêmes conditions, 55%

97


La fonction éther n’induit pas de changements significatifs dans les spectres RMN du

proton par rapport à la forme OH libre. En effet, pour le produit 183 par exemple, le proton H-

2 apparaît à 3,80 ppm, la même zone de déplacement chimique de H-2 dans le cas de la

molécule hydroxylée (3,78 ppm). Par contre, le spectre de RMN du carbone montre un plus

grand déblindage de C-2 qui passe de 70,3 ppm à 76,6 ppm.

Le groupement tert-butyle de l’éther 180 a été identifié par RMN de proton par apparition

d’un singulet à 1,41 ppm intégrant pour 9 protons, le méthylène du groupement

carboxyméthyle en position 2 est observé à 3,96-4,26 ppm. Dans le spectre de RMN du

carbone, un pic à 28,1 ppm du tert-butyle est visualisé ainsi qu’un méthylène à 67,2 ppm

observé en DEPT 135 correspondant au H-7’. Le carbone quaternaire du tert-butyle apparaît à

82,5 ppm et un C=O supplémentaire est observé entre 168,9 et 170,5 ppm. L’amide 181 est

identifié par la disparition des pics relatifs au groupement tert-butyle en RMN du proton et du

carbone.

L’identification des deux éthers 182 et 183 a été possible en observant pour les deux

produits un triplet résonnant à 2,24-2,60 ppm correspondant au proton acétylénique ainsi

qu’un signal correspondant au méthylène de l’éther à 3,93-4,42 ppm. Ce dernier a été identifié

par la corrélation qu’il établit avec le proton acétylénique observé d’après la RMN

bidimensionnelle COSY (H-H).

En RMN du carbone, un méthylène supplémentaire est observé à 59,5 ppm correspondant

à celui de la fonction éther, ainsi qu’un méthyne à 76,0 ppm correspondant au carbone

acétylénique et un carbone quaternaire à 79,0 ppm correspondant au carbone de la triple

liaison.

II.3.4. AZIDATION

Un dernier exemple de fonctionnalisation en position 2 a été l’introduction d’un

groupement azido. Les 2-azido ont déjà été synthétisés soit comme des précurseurs

d’analogues de la N-acétyl-glucosamine et la N-acétyl-mannosamine par azidonitration de

glucals148 ou par une SN2 avec inversion de configuration du carbone C-2,157 soit lors de la

transformation du saccharose en ses manno- et altro-isomères.158

157 (a) Kiso, M.; Ishida, H.; Kawaide, A.; Hasegawa, A. Carbohydr. Res. 1984, 127, 129–135; (b) Knapp, S.; Kukkola, P. J.; Sharma, S.; Dhar, T. G. M.; Naughton, A. B. J. J. Org. Chem. 1990, 55, 5700–5710; (c) Pavliak, V.; Kovac, P. Carbohydr. Res. 1991, 210, 333–337; (d) Sato, K.; Yoshitomo, A. Chem. Lett. 1995, 39–40; (e) Sato, K.; Yoshitomo, A.; Takai, Y. Bull. Chem. Soc. Jpn. 1997, 70, 885–890; (f) Stolz, F.; Reiner, M.; Blume, A.; Reutter, W.; Schmidt, R. R. J. Org. Chem. 2004, 69, 665–679; (g) Popelova, A.; Kefurt, K.; Hlavackova, M.; Moravcova, J. Carbohydr. Res. 2005, 340, 161–166; (h) Teodorović, P.; Slättegård R. ; Oscarson, S. Carbohydr.

98


Après l’ouverture de la lactone du glucose, les dérivés azido-manno sont obtenus par une

substitution SN2 du triflate par l’azoture de sodium. Les 2-azido 184 et 185 sont obtenus avec

96% et 77% de rendements respectifs (schéma 82).

OAcOAcO

N3AcO

OHN

O

164 iOAcOAcO

N3AcO

OHN

O

163 i

184 185

Schéma 82. i. Tf2O (1,5 équiv.), Py (2 équiv.), CH2Cl2, -17°C, 1h, puis NaN3 (20 équiv.),

Bu4NI, DMF, 60°C, 15h, 77%; ii. Mêmes conditions, 96%

Le spectre de RMN du proton du glucoside 184 montre que la fonction azido en position

2 induit un déblindage du proton H-2 de 3,78 ppm à 4,09 ppm avec une faible constante de

couplage J1,3 = 1,7 ppm. La RMN du carbone, par contre, montre un grand blindage du

carbone C-2 qui passe de 70,3 ppm à 60,9 ppm. Les mêmes caractéristiques ont été observées

lors de la formation de l’azido 185.

Des premiers essais de polymérisation du monomère 185 dans des conditions « Click »

ont été effectués dans le cadre de la thèse de Jie Chen au laboratoire (schéma 83). Le but du

projet est de synthétiser et d’étudier les propriétés physico-chimiques de nouveaux polymères

à base de sucre.

Res. 2005, 340, 2675–2676. (i) Zhang, J.; Yan, S.; Liang, X.; Wu, J.; Wang, D. ; Kong, F. Carbohydr. Res. 2007, 342, 2810-2817. 158 Lichtenthaler, F. W.; Mondel, S. Carbohydr. Res. 1997, 303, 293-302.

99


OAcOAcO

AcO

OHN

O

OAcOAcO

N3AcO

OHN

O

OAcOAcO

AcO

OHN

O

N NN

N NN

n

Schéma 83. Un polymère obtenu par polymérisation du monomère 185

II.4. FONCTIONNALISATION EN POSITION 6

En plus de la substitution de la position-2, nous avons voulu étudier la possibilité de

rajouter un groupement fonctionnel en position 6 du sucre. Pour cela, la molécule bis-

propargylée 182 a été engagée dans une réaction d’azidation par déplacement du tosylate

après désacétylation ; le but était de synthétiser des systèmes AB2 intéressants pour la

polymérisation.

En effet, les acétates ont été enlevés par action du méthanolate de sodium dans le

méthanol. Le tosylate est synthétisé par action du chlorure de tosyle dans la pyridine pour

donner le produit attendu 187 avec 54% de rendement. Celui-ci est ensuite substitué par

action de NaN3 dans le DMF à 60°C pour donner le composé 6-azido avec un rendement non

optimisé de 16% (188, schéma 84).

100


OHOHO

O

HO

OHN

O

182 i

186

OHOHO

O

N3

OHN

O

187

OHOHO

O

TsO

OHN

O

188

i i. i ii .

Schéma 84. i. MeOH, MeONa, ta, 3h, 82%, ii. TsCl (2,5 équiv.), Py, 12h, 54% iii. NaN3 (5

équiv.), DMF, 60°C, 15h, 16%.

Le spectre de RMN du proton du produit 186 montre la disparition des acétates vers 2

ppm ainsi qu’un système AB doublé correspondant au méthylène de la position 2 (H-7’) par

couplage avec le proton acétylénique.

Sur le composé 187, le tosyle en position 6 est facilement repérable par apparition de

protons aromatiques à 7,27-7,73 ppm, un singulet à 2,38 ppm correspondant au méthyle du

groupement tosyle ainsi qu’un déblindage de H-6a et H-6b qui passent de 3,69 et 3,83 ppm à

4,12 et 4,31 ppm respectivement. Le spectre de RMN du carbone montre un signal à 21,8 ppm

correspondant au méthyle du groupement tosyle ainsi que 4 carbones aromatiques vers 128,1-

130,1 ppm. Le C-6 qui apparaît à 62,3 ppm sous la forme libre passe à 67,5 ppm en présence

du tosyle.

Le groupement azido du composé 188 induit un blindage des H-6 qui sont observés à

3,44-3,52 ppm en RMN du proton. Le spectre de RMN du carbone montre une variation

considérable du déplacement chimique du carbone C-6 qui passe de 67,5 ppm en présence du

tosyle à 51,5 ppm après substitution par l’azide.

II.5. CONCLUSION

A la suite de l’ouverture de deux lactones mono- et disaccharidique par une amine, la

présence d’une fonction hydroxyle libre a permis la fonctionnalisation de la position 2 pour

donner de nouveaux carbamates, éthers, azides. Cette voie de synthèse a donné accès à de

nouvelles structures glycolipidiques qui seront par la suite étudiées pour leurs propriétés en

phase cristal-liquide. Des inhibiteurs potentiels des glycosyltransférases ont aussi été

101


synthétisés dont la première évaluation a montré une certaine activité inhibitrice de l’OGT.

Par ailleurs, des systèmes comportant à la fois des systèmes propargyles et azido ont pu être

synthétisés pour accéder à une nouvelle famille de glycomonomères. Ces résultats montrent

les potentialités offertes par la stratégie CMGL pour accéder à de nouveaux composés

bifonctionnels.

Enfin, une première approche vers des systèmes trifonctionnels a été réalisée par

substitution sélective de l’hydroxyle en position 6, conduisant, comme premier exemple

choisi, à un monomère de type AB2.

102


CHAPITRE III. SYNTHESE DE SONDES FLUORESCENTES POUR

L’IMAGERIE MEMBRANAIRE NEURONALE

III.1. INTRODUCTION

Les travaux présentés dans ce chapitre s’inscrivent dans le cadre d’une collaboration

entre le Laboratoire de Chimie Organique de l’INSA de Lyon, le Laboratoire de Chimie pour

l’Optique de l’Ecole Normale Supérieure de Lyon et le Laboratoire de Spectrométrie

Physique de l’Université Joseph Fourier de Grenoble. Le but de ce projet est de synthétiser et

d’évaluer les propriétés de nouvelles sondes biologiques optimisées en optique non linéaire en

mettant en avant quelques-uns des principaux inconvénients des fluorophores commerciaux, à

savoir leur faible solubilité en milieu biologique et leurs activités non linéaires modérées.

Du point de vue physique, le but est de mettre au point une imagerie efficace des

variations du potentiel membranaire de cellules au sein de tissus nerveux, plus

particulièrement le cortex cérébral embryonnaire. L’équipe du Laboratoire de Spectrométrie

Physique se charge des cultures cellulaires et de mettre au point l’appareillage pour la

détection du second harmonique généré par des molécules sondes insérées dans les

membranes plasmatiques de ces cellules.

Du point de vue chimique, l’équipe de Chantal Andraud du Laboratoire « Chimie pour

l’Optique » a synthétisé des chromophores qui sont optimisées en GSH et TPEF. En ce qui

nous concerne, nous nous intéressons à rendre ces molécules solubles et amphiphiles et ceci

par greffage des entités sucre sur les chromophores.

103


III.2. LE CHROMOPHORE

Un chromophore modèle159 a été synthétisé et étudié par le Laboratoire de Chimie pour

l’Optique. Sa structure est présentée dans le schéma 85. Cette molécule non centrosymétrique

présente des propriétés optiques et spectroscopiques très intéressantes en TPEF et GSH

simultanément. L’absorption linéaire est entre 350 nm et 450 nm. Par conséquent,

l’absorption à deux photons se trouve entre 700 nm et 900 nm donc optimisée pour travailler

dans la fenêtre de transparence des tissus biologiques.

De plus, son rendement quantique (§ III.5.2 du présent chapitre) est fort dans un solvant

apolaire (89% dans le CH2Cl2). Son solvatochromisme (§ III.5.1 du présent chapitre) est

faible en .absorption et fort en émission, caractéristique des molécules qui ont un faible

moment dipolaire à l’état fondamental et un important dipôle à l’état excité.

N

N

O

N

O

N

63

site C

site A

site B

Schéma 85. Chromophore modèle

159 Barsu, C.; Fortrie, R.; Nowika, K.; Baldeck, P. L.; Vial, J. C.; Barsella, A.; Fort, A.; Hissler, M.; Bretonnière, Y.; Maury, O.; Andraud, C. Chem. Commun. 2006, 4744–4746.

104


Ce composé modèle est très hydrophobe et il ne présente pas l’amphiphilie nécessaire aux

sondes membranaires. Cependant, du point de vue structural, il présente trois sites qui

pourraient être fonctionnalisés pour rendre la molécule amphiphile et contrôler la balance

hydrophile/lipophile :

a. Site A : Un groupement pyridine dicarboxamide accepteur d’électrons avec des

chaînes hydrophobes. La modification de la longueur de ces chaînes permettrait

éventuellement de contrôler la profondeur de sa pénétration dans la membrane.

b. Site B : Un groupement donneur fort de type dialkylamino, auquel des groupements

hydrosolubles pourraient être greffés.

c. Site C : Un groupement éthynyl-fluorène. Le fluorène est connu pour ses propriétés de

fluorescence importante et l’alcyne est un très bon pont de transfert de charge. Les

chaînes latérales hexyles, qui apportent une hydrophobie à la sonde sont difficilement

modifiables pour des problèmes de solubilité d’intermédiaires réactionnels.

III.3. STRUCTURE DES SONDES MEMBRANAIRES

La balance hydrophile/lipophile des sondes membranaires choisies pour ce travail a été

modulée au niveau des sites A et B.

Deux types de chaînes alkyles ont été utilisés sur le site A. Une chaîne éthyle, comme

dans la structure du chromophore modèle et une chaîne octyle pour augmenter la lipophilie de

la sonde (schéma 86).

Trois modifications ont été proposées pour rendre le chromophore hydrosoluble en

fonctionnalisant le site B (schéma 86):

- des fonctions amines libres, qui seront chargées à pH physiologique.

- l’incorporation des chaînes polyéthylène glycols qui grâce à la sphère d’hydratation de

leurs oxygènes, confèrent la solubilité nécessaire. Ces groupements sont connus pour

augmenter l’hydrosolubilité de polymères160 ou de dendrimères,161 de nanoparticules162 et de

chromophores pour la TPEF.163

160 Lottner, C.; Bart, K.-C.; Bernhardt, G.; Brunner, H. J. Med. Chem. 2002, 45, 2079-2089. 161 Oar, M. A.; Serin, J. M.; Dichtel, W. R.; Frechet, J. M. J.; Ohulchanskyy, T. Y.; Prasad, P. N. Chem. Materials. 2005, 17, 2267-2275. 162 Pengo, P.; Polizzi, S.; Battagliarin, M.; Pasquato, L.; Scrimin, P. J. Mat. Chem. 2003, 13, 2471-2478. 163 Abert, M.; Mora, N.; Lacombe, J.-M. Carbohydr. Res. 2002, 337, 11, 997-1006.

105


- le greffage d’une partie glycosidique biocompatible par exploitation de la stratégie

CMGL qui permet le greffage du sucre par l’amine du chromophore via une liaison amide par

ouverture du cycle lactonique comme développée dans le chapitre II.

N

N

O

N

O

NR'R' R'R'

site C

site A

site BR R R= NH2

O

HN

O

O

O

OO

O

OOO

OO

O

OOH

OOH

HOHO

HO OOH

NH

O

ou R=

ou R=

R'=Et ou Oct

Schéma 86. Les modifications proposées pour moduler la balance hydrophile/lipophiledu

chromophore modèle

Dans ce qui suit, nous présenterons la synthèse d’une famille de sondes glycosylées, leurs

caractéristiques physico-chimiques (solvatochromisme, rendements quantiques) et leur

évaluation en imagerie par ONL ainsi que la comparaison avec les images obtenues à partir de

la diamine libre et les sondes ayant des chaînes polyéthylène glycols.

III.4. SYNTHESE DES SONDES GLYCOSYLEES

L’incorporation des groupements glycosyles a été effectuée par exploitation de la

stratégie CMGL. Parmi les lactones synthétisées (§ I.2.5 p.82-83), deux lactones ont été

engagées dans la réaction de couplage : la α−CMGlcL (1a) et une autre disaccharidique : la

α-CMLacL (144a). Ce choix était déterminé par la disponibilité des lactones au moment où

nous avons voulu effectuer la réaction de couplage.

106


La diamine (chaîne éthyle ou chaîne octyle) est dissoute dans du dichlorométhane. La

lactone est rajoutée en faible excès (1,1 équiv./fonction amine) sans ajout d’un agent de

couplage. Le produit est purifié sur colonne de silice et désacétylé dans les conditions de

Zemplén. Quatre sondes saccharidiques ont ainsi été synthétisées (schéma 87).

N

NN

O

N

O

R R

NH2H2N

RR

Lactone 1 (X=OH), R= Et, 45%, (190)R= Oct, 74%, (191)

Lactone 144a (X=α-gal) R= Et, 30%, (192)R= Oct, 63%, (193)

OXHO

OH

HO

O O

NNHHN

NN

O

N

O

R RRR

OXHO

HO

HO

O O

i.

189

Schéma 87. i. 1. CMGL (2,2 équiv.), CH2Cl2, ta, 12 h, 2. MeONa/MeOH, 2h, ta

La forte coloration des produits permet de les repérer facilement sur la colonne de silice.

Les réactions sont suivies par CCM, révélées simultanément par UV et par chauffage après

pulvérisation avec une solution de H2SO4, révélateur classique des sucres. L’amphiphilie de

ces molécules nous a menés à utiliser un système CDCl3/CD3OD pour les dissoudre afin de

faire l’analyse en RMN. Le spectre du proton montre une symétrie d’axe C-2 de ces

molécules, les protons correspondants aux deux sucres étant équivalents. Les études

spectroscopiques de ces molécules ont montré que ces produits se dégradent à long terme s’ils

sont conservés en solution. Il faut donc les conserver sous la forme solide et à l’abri de la

lumière.

107


Les spectres RMN du proton de ces produits montrent des pics entre 0,6 et 2 ppm

correspondants aux méthylènes et méthyles de la molécule. Les méthylènes se trouvant à

proximité des fonctions amides sont plus déblindés (3,4-3,7 ppm), les protons des sucres

apparaissent entre 3,7 et 3,9 ppm. A 4,2 ppm, un système AB est observé relatif aux H-7 des

sucres. Les protons anomériques apparaissent vers 4,8 ppm, à côté du pic de l’eau du solvant

deutérié.

La figure 10 montre la RMN du proton du produit 190.

Figure 10. Spectre RMN du proton du produit 190 à 300 MHz dans un mélange de CDCl3/CD3OD

La spectroscopie de masse à haute résolution a confirmé la structure des produits.

108


III.5. PROPRIETES SPECTROSCOPIQUES

III.5.1. EFFET SOLVATOCHROMIQUE

L’étude des propriétés spectroscopiques est réalisée en fluorescence classique et les

résultats obtenus sont transposables en optique non linéaire.

Ces molécules étant polarisées par la présence d’un accepteur d’électrons d’un côté et

d’un donneur de l’autre, elles présentent des propriétés de solvatochromisme. Le

solvatochromisme se traduit par l’étude de l’effet de la polarité des solvants sur les spectres

d’absorption et d’émission des fluorophores polaires. Des études spectroscopiques ont déjà

été conduites sur le chromophore modèle qui remplit les conditions intrinsèques pour l’étude

des membranes par optique non linéaire.159 Il était nécessaire de les effectuer sur les sondes

glycosylées pour vérifier qu’elles sont toujours adéquates pour l’objectif visé et que la

présence des sucres n’a pas modifié les caractéristiques optiques de la sonde (figure 11-14).

La polarité du solvant et l’environnement local ont d’importants effets sur les spectres

d’émission de fluorophores polaires. En effet, entre l’absorption et l’émission une perte

d’énergie a lieu par collision avec les molécules du solvant. Les effets de solvant déplacent

l’émission vers les basses énergies en augmentant la stabilité de l’état excité par les molécules

polaires du solvant. Lorsque la polarité du solvant augmente, cet effet devient important,

occasionnant une émission de plus faible énergie et donc à plus grandes longueurs d’ondes.

Par conséquent, seuls les fluorophores eux-mêmes polaires seront fortement sensibles à la

polarité du solvant. Les molécules non polaires le seront beaucoup moins.

Figure 11. Spectres d’absorption (à gauche) et d’émission (à droite) normalisés de la sonde à chaîne éthyle et tête glucose (190)

109


Figure 12. Spectres d’absorption (à gauche) et d’émission (à droite) normalisés de la sonde à chaîne octyle et tête glucose (191)

Figure 13. Spectres d’absorption (à gauche) et d’émission (à droite) normalisés de la sonde à chaîne octyle et tête lactose (192)

Figure 14. Spectres d’absorption (à gauche) et d’émission (à droite) normalisés de la sonde à chaîne éthyle et tête lactose (193)

Le tableau 3 résume les valeurs des longueurs d’onde correspondant aux absorbances

maximales obtenues en fonction des solvants en absorption et en émission des sondes.

110


Ethyle Octyle Glucose

(190) Lactose (192)

Glucose (191)

Lactose (193)

λmax (nm) Cyclohexane 395 419 395 390 Dichlorométhane 391 390 388 387 THF 397 400 398 396 Eau 390 397 395 388

Méthanol 398 398 399 396

DMSO 405 405 406 405 λém (nm) Cyclohexane 556 560 525 529

Dichlorométhane 529 542 525 529 THF 526 527 525 526 Eau 598 584 574 561

Méthanol 608 599 607 604

DMSO 603 609 610 602

Tableau 3. Valeurs des longueurs d’onde maximales d’absorption et d’émission obtenues en excitant la molécule à 410 nm

Les propriétés de fluorescence des sondes 190, 191, 192 et 193 se sont révélées

particulièrement sensibles au solvant du fait de ses groupements amino-fluorène et pyridine

respectivement donneur d’électrons et accepteur d’électrons. Par exemple, la sonde à chaîne

éthyle et tête glucose (190) présente un maximum d’émission à 526 nm dans l’éther et à 608

nm dans le méthanol (figure 10). En effet, à l’état excité, la densité électronique migre du

fluorène vers le groupement pyridine. Il en résulte un large moment dipolaire à l’état excité.

Un solvant polaire stabilise fortement la forme excitée et un déplacement significatif de son

émission vers le rouge est ainsi observé.

Les spectres d’absorption ne sont pas très sensibles à la nature du solvant comme le

montre les figures 11, 12, 13, 14 respectives des sondes 190, 191, 192 et 193. Les effets de

solvant forts en émission et faibles en absorption sont caractéristiques des molécules qui

présentent un faible moment dipolaire à l’état fondamental et un plus fort à l’état excité. Ce

solvatochromisme est intéressant pour l’étude des potentiels membranaires puisqu’il permet

de prévoir le comportement de la sonde dans les membranes.

Les spectres d’émission dans le cyclohexane pour les 4 sondes sont inattendus. Dans un

tel solvant apolaire, le spectre doit se déplacer vers le bleu, ce qui n’est pas le résultat

expérimental. En effet, les sondes étant très peu solubles dans le cyclohexane, ce résultat peut

111


être expliqué par le fait que les molécules s’agrègent entre elles (micelle inversée) même à de

très faible concentration (DO inférieure à 0,2), par suite le spectre n’est pas celui d’une

molécule individuelle mais celui de l’agrégat. En fait, une molécule ne verra pas les

molécules du cyclohexane apolaires mais son homologue polaire, par suite, elle se polarise de

la même façon et son spectre se déplace vers le rouge. Le spectre du cyclohexane n’est donc

pas représentatif du comportement de la molécule dans un solvant apolaire.

Le spectre d’émission dans l’eau devrait être le plus déplacé vers le rouge. Ceci n’a pas

été confirmé par l’expérience. Nous pouvons aussi prédire que dans l’eau, nos sondes

amphiphiles s’organisent sous la forme de micelle, ce qui donne un spectre d’émission dans

l’eau inattendu.

III.5.2. LE RENDEMENT QUANTIQUE DE FLUORESCENCE

Toutes les molécules excitées n’émettent pas de photons de fluorescence. Pour un

fluorophore donné, le rendement quantique de fluorescence est le rapport entre le nombre de

photons émis et celui absorbé.

φ = Ném/Nabs

Le rendement quantique est indépendant de la longueur d’onde d’excitation. Un

phénomène qui contribue essentiellement à la diminution du rendement quantique est les

collisions avec les molécules environnantes, en particulier avec les molécules de solvants, qui

pourront inhiber la fluorescence. Par suite, certains corps, fluorescents en milieu apolaire, ne

le sont plus en milieu polaire (dans l’eau).

Une détermination du rendement quantique nécessite des mesures des absorbances et de

spectres d’émission. Il est nécessaire de disposer d’un composé fluorescent de référence (r)

dont le rendement quantique est connu, et dont les spectres d’absorption et d’émission

recouvrent du mieux possible ceux du composé dont on cherche à déterminer le rendement

quantique pour s’affranchir de la réponse du détecteur. La formule suivante s’applique :

(1)

φx est le rendement quantique à déterminer, φr est le rendement quantique connu de la

référence, DO et DOr sont leurs absorbances respectives à la longueur d’onde commune (dans

rrrx A

AxDOr ×⎟⎟⎜⎜××= φφnn

DOx ⎠

⎞

⎝

⎛2

112


la pratique, il est conseillé que ces absorbances soient, sinon égales, aussi proches que

possible), A et Ar leurs intensités de fluorescence respectives mesurées par intégration des

spectres d’émission corrigés correspondants, n et nr les indices de réfraction des solvants

respectifs.

En pratique, nous pouvons aussi trouver φx de chaque échantillon en appliquant la

variation dite de Stern-Volmer. En effet, pour des concentrations diluées (DO inférieure à

0,1), l’aire du spectre d’émission varie linéairement en fonction de DO. En mesurant les

valeurs des aires par intégration des spectres d’émission à des DO différentes (par dilution de

l’échantillon), nous pourrons déduire la pente P de la droite :

et (2)

Cette pente injectée dans l’équation (1), nous permettra de déduire le rendement

quantique du composé :

(3)

La longueur d’onde d’excitation est λexc.=410 nm pour toutes les expériences. Comme

produit de référence, nous avons pris la Coumarine 153 (schéma 87) qui a un rendement

quantique connu de 0,45 dans le méthanol et dont les spectres d’absorption et d’émission

recouvrent le mieux les spectres de nos produits (à λexc.=420 nm, λém entre 500 et 600 nm

avec un maximum d’émission à 550 nm).

r

rr

DOAP =

r

rr

DOAP =

DOxAxPx =

DOxAxPx =

rrrx P

Pxnn

×⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛×=

2

φφ

N O O

CF3

Schéma 88. Structure de la Coumarine 153

113


Nous avons donc calculé les rendements quantiques des sondes dans deux solvants, le

dichlorométhane et l’eau en utilisant une longueur d’onde d’excitation de 410 nm (tableau 4).

Ethyle Octyle

Glucose

(190) Lactose (192)

Glucose (191)

Lactose (193)

Eau 0,07 0,08 0,17 0,14

Dichlorométhane 0,6 0,49 0,69 0,5

Tableau 4. Les rendements quantiques obtenus pour les 4 sondes glycosylées 190, 191, 192, 193 dans l’eau et le dichlorométhane calculés par rapport à la Coumarine 153

(Φ=0,45)

D’après les valeurs affichées, nous remarquons que le rendement quantique est plus faible

dans l’eau que dans le dichlorométhane. Par exemple, pour la sonde glucose-éthyle 190, il est

de 7% dans l’eau alors qu’il augmente à 60% dans le dichlorométhane. Le signal de

fluorescence est donc beaucoup plus intense en milieu hydrophobe qu’en milieu hydrophile.

Les valeurs obtenues montrent aussi que les molécules les plus hydrophobes (glucose-

octyle 191) sont les plus émissives en milieu aqueux de part les interactions avec les

molécules environnantes probablement liées à la formation de micelles.

Cet effet solvatochromique est intéressant pour l’imagerie membranaire. Dans la

membrane plasmique, qui est un milieu hydrophobe de part sa constitution lipidique, les

sondes ont un meilleur rendement que dans le cytoplasme (milieu aqueux).

III.6. EVALUATION EN IMAGERIE

L’imagerie biologique a été réalisée par au Laboratoire de Spectrométrie Physique,

(équipe de J.-C. Vial, Grenoble). Le système d’imagerie utilisé a été construit par l’équipe du

laboratoire, à partir d’un laser Titane-Saphir et d’un microscope. Les images sont réalisées en

collectant la fluorescence du milieu excité par le laser à 800 nm. L’objectif est directement

immergé dans le milieu de culture cellulaire (boîte de pétri de 6 cm de diamètre contenant un

volume de culture de 5 à 7 mL) marqué par le chromophore. Chaque acquisition fournit

l’image d’une coupe du milieu et l’accumulation à différentes profondeurs permet de

114


reconstruire le milieu en 3 dimensions. Les images biologiques ont été réalisées sur deux

lignées cellulaires différentes :

- La première lignée, F98, est constituée de cellules gliales cancéreuses. Les cellules

gliales, avec les neurones, sont les deux types de cellules dont est constitué le système

nerveux. Ces cellules, très résistantes, ont été choisies cancéreuses pour bénéficier d’une

multiplication rapide.

- La deuxième lignée, CHO (Chinese Hamster Ovary), est constituée de cellules d’ovaires

de hamsters chinois. Ces cellules sont très utilisées pour les études biologiques car elles sont à

la fois faciles à cultiver et très résistantes.

III.6.1. IMAGERIE PAR TPEF DES SONDES

III.6.1.1. Les sondes comportant des groupements polyéthylène glycols

Une solution de la sonde 194 à chaîne éthyle à 10-2 M dans l’eau a été préparée et injectée

dans un milieu cellulaire pour avoir une concentration finale de 10-5 M, la sonde était

totalement soluble dans le milieu cellulaire à cette concentration de part la sphère

d’hydratation des oxygènes (figure 15).

O

NHNHN

NN

O

NO

O

OO

O

O

O

O

O

O

O

OO

O

O

OO

O

O

O

O O O

O

O

O

194

115


Figure 15. image de la sonde 194 à 10-5M dans une culture cellulaire CHO

L’image obtenue par TPEF (figure 15) montre qu’elle n’est pas du tout spécifique des

membranes et se retrouve rapidement dans le cytoplasme de la cellule après quelques

secondes de l’injection. En effet, la zone noire de l’image représente le noyau de la cellule, et

la partie lumineuse n’est autre que le cytoplasme marquée par la sonde. Le chromophore n’est

pas spécifique de la membrane cellulaire, mais la traverse et marque l’ensemble du

cytoplasme d’une façon non uniforme. Seul le noyau de la cellule ne semble pas être marqué

(zone noire au centre).

Aucune spécificité membranaire n’a non plus été observée pour la sonde à groupements

polyéthylène glycols et à chaîne octyle.

III.6.1.2. La diamine libre

La diamine libre 189 à chaîne éthyle étant insoluble dans l’eau, une solution à 10-2 M

dans le DMSO a donc été préparée. Cette solution a été injectée dans le milieu cellulaire pour

avoir une concentration finale de 10-6 M de façon à ce que le pourcentage en volume de

DMSO par rapport au volume global du milieu cellulaire soit inférieur à 1/1000 pour éviter un

effet toxique sur les cellules (figure 16). Cette sonde se retrouve sous la forme d’ammonium à

pH physiologique.

116


Figure 16. Image de la diamine libre (189) à 10-6 M dans une culture cellulaire CHO

L’image obtenue par TPEF montre que cette sonde marque le cytoplasme et après

quelques temps, traverse la membrane nucléaire et s’accumule dans le noyau.

Aucune spécificité membranaire n’a non plus été observée pour la sonde diamine à

chaîne octyle.

III.6.1.3. Les sondes glycosylées

Des solutions des sondes glycosylées à chaîne éthyle 190 et 192 à 10-2 M dans le DMSO

sont introduites dans un milieu cellulaire du CHO pour avoir une concentration finale de 10-

5M. A cette concentration, les images obtenues par TPEF au moment de l’injection montrent

que les produits s’insèrent bien, d’une façon instantanée dans les membranes cellulaires

(figure 17). Les zones rouges sont des domaines d’agrégats du produit montrant que la

solubilité n’est pas parfaite à cette concentration. Le bruit de fond de luminescence qui est

observé montre que la sonde est partout dans le milieu de culture cellulaire.

117


Figure 17. Images obtenues des sondes à chaîne éthyle bis-glucosylées (190, à droite) et bis-lactosylées (192, à gauche) à 10-5 M dans une culture cellulaire CHO

après quelques secondes des l’injection

Un enregistrement vidéo a été effectué pour suivre l’internalisation de la sonde 190

(figure 18). A t=0 s, la sonde est localisée dans les membranes de la cellule. A t=13 s, la

sonde est internalisée dans la cellule et le cytoplasme fluoresce.

Figure 18. Image montrant l’internalisation de la sonde 190 dans le cytoplasme

118


Nous avons voulu zoomer sur une cellule pour pouvoir suivre plus spécifiquement le

phénomène d’internalisation de la sonde 190 (figure 19). Pour cela, le laser a été concentré

dans une petite zone de la culture cellulaire. A t=0 s, la sonde est localisée dans les

membranes de la cellule (image A). A t=13 s, il y a apparition d’hétérogénéités et formation

des bulles à la surface de la membrane probablement due à une ébullition locale de la

membrane (image B). A t=22 s, les bulles sont plus grandes montrant un échauffement très

important de la membrane.

Figure 19. Image de la sonde 190 à différents moments après l’injection dans un milieu cellulaire CHO à 10-5 M

Pour régler le problème de la solubilité et éliminer les domaines agrégés, les sondes sont

injectées de façon à avoir une concentration finale de 10-7 M dans un domaine de cellules

gliales (figure 20). A cette concentration, nous n’avons pas observé la formation d’agrégats

comme le montre la figure 20. Nous observons que le produit traverse les amas cellulaires

pour se localiser dans la membrane montrant ainsi une grande spécificité pour ces dernières.

119


Figure 20. A gauche, image obtenue de la sonde bis-glucosylée 190, à droite celle de la sonde bis-lactosylée 192 dans une culture de cellules gliales à 10-7 M

Les images obtenues des sondes glycosylées 190 et 192 (figure 20) ont montré un

marquage immédiat des membranes. A 10-5 M, la fluorescence est observée dans le

cytoplasme des cellules après quelques minutes. A 10-7 M, l’internalisation est plus lente.

Les sondes glycosylées à chaîne octyle 191 et 193 n’ont montré aucun marquage

membranaire. Lors d’une de nos expériences, un phénomène de « blebbing » cellulaire était

observé lors de l’ajout de ces produits qui se traduit par un stress cellulaire qui mène à

l’apoptose, mais cette observation n’a pas été confirmée par d’autres expériences.

III.6.2. GSH DE LA SONDE BIS-GLUCOSYLEE

La GSH de la sonde bis-glucosylée 190 a été étudiée sous un rayonnement laser à 800 nm

sur un échantillon de cellules CHO avec le même microscope utilisé pour la TPEF. La TPEF

est collectée par l’objectif du microscope en épi et le signal de GSH est simultanément

collecté en transmission à 400 nm sur un canal de détection différent avec un filtre ayant une

bande passante de 10 nm.

L’ANEP, qui est une sonde commerciale connue pour son activité optique en GSH a été

utilisée comme référence afin de comparer la qualité du signal optique de la sonde glycosylée

(figure 21).

120


Figure 21. Image par TPEF (A) et GSH (B) de cellules CHO obtenues de la sonde bis-glucosylée 190 et image par GSH d’une sonde modèle, l’ANEP (C)

Pour la sonde 190, nous avons observé un signal en GSH. Le signal lumineux est obtenu

par balayage du laser et juxtaposition de 50 images, il est obtenu sur fond noir (amélioration

du contraste) et il est spécifique de la membrane contrairement à celui de la TPEF obtenu sur

un fond plus lumineux et émis partout où il y a du produit.

Les qualités optiques du signal restent à améliorer mais la grande importance de ce

résultat vient du fait que c’est la première observation du GSH par une sonde optique non

ionique. De plus, le signal de l’ANEP s’éteint au bout de quelques minutes à cause du

121


phénomène du flip-flop des lipides membranaires. La sonde bis-glucosylée a montré un temps

de résidence relatif plus long mais ce résultat n’a pas pu être quantifié.

III.7. CONCLUSION

Les sondes fluorescentes que nous avons synthétisées sont actives en TPEF et GSH. Elles

permettent d’obtenir des images avec un rapport signal/bruit élevé. Les signaux optiques de

ces sondes renseignent sur les propriétés physico-chimiques de l’environnement de la sonde et

de son organisation dans la cellule. Les résultats obtenus suggèrent que les groupements

polaires glycosyles apportent une amphiphilie ce qui permet l’ancrage à l’interface de la

membrane en gardant une orientation parallèle de la partie hydrophobe aux chaînes d’acides

gras de la membrane, avec les groupements polaires orientés vers l’extérieur de la bicouche.

Leur ancrage à la surface, leur orientation dans la bicouche et la chiralité du sucre

maintiennent un milieu non centrosymétrique et permettent donc l’imagerie par TPEF et

GSH : c’est la première observation de GSH par une sonde neutre. La sonde polyéthylène

glycol et la diamine libre, quant à elles, n’ont montré aucune spécificité membranaire.

Les sondes glycosylées que nous avons synthétisés se sont montrées sensibles à la nature

du solvant de telle sorte que les interactions avec l’environnement induisent une perturbation

de la position de leurs bandes d’émission. Son rendement quantique augmente lorsque la

polarité diminue et le spectre d’émission est déplacé vers le bleu. Cette sensibilité vis-à-vis de

la polarité des solvants rend ces molécules intéressantes pour l’étude des propriétés

biophysiques des membranes. En effet, par solvatochromisme, le signal par TPEF dans le

cytoplasme (milieu aqueux), sera affaibli malgré la présence du produit, et celui des

membranes (milieu apolaire) sera exalté. Ce qui permet un plus fort contraste et une image

mieux résolue.

De point de vue solubilité, les sondes polyéthylène glycols ont la meilleure solubilité

dans l’eau de l’ordre de 10-2 M. Ils sont donc de très bons groupements hydrosolubilisants.

Les diamines et les sondes glycosylées ont une solubilité comparable de 10-6 M. la

substitution du glucose par le lactose (disaccharide plus polaire) n’a pas affecté la solubilité

des sondes mais ce résultat n’a pas été mesuré.

Le temps de résidence des sondes glycosylées dans la membrane est amélioré par rapport

à celui de l’ANEP avant l’internalisation dans le cytoplasme. Cela traduit une très bonne

interaction hydrophobe de ces molécules avec les lipides membranaires.

122


Ce travail a montré la difficulté de l’ingénierie moléculaire pour trouver la bonne balance

hydrophile-lipophile pour une insertion dans la membrane. Son intérêt vient justement d’avoir

optimisé la balance hydrophile-lipophile par les sucres. Les résultats obtenus ne sont pas

évidents quant à l’échec des molécules PEG-ylées pour marquer les membranes. Ce travail a

aussi montré l’importance de la fluorescence pour suivre la dynamique d’internalisation des

chromophores dans la membrane cellulaire.

123

Résultats - Chapitre IV

124


CHAPITRE IV. ETUDE DE L’INSERTION DANS UNE

MONOCOUCHE DE LANGMUIR

Afin de comprendre les propriétés d’insertion dans la membrane cellulaire, nous avons

effectué une étude d’insertion de ces produits dans une monocouche de Langmuir qui est un

modèle d’étude membranaire constitué d’un demi-feuillet de phospholipides constitutifs de la

membrane plasmique. L’imagerie par microscopie à l’angle de Brewster (BAM) a aussi été

effectuée pour visualiser l’effet de la sonde sur l’agrégation des lipides dans cette membrane

synthétique. Cette étude fait l’objet d’une collaboration avec Dr Agnès Girard-Egrot du

Laboratoire de Génie Enzymatique et Biomoléculaire dirigé par le Professeur Loïc Blum.

IV.1. TECHNIQUE DES MONOCOUCHES DE LANGMUIR

La technique des monocouches de Langmuir est fondée sur la formation de couches

monomoléculaires de molécules amphiphiles qui sont des films insolubles de molécules

organiques confinées à l’interface eau/air.164,165 Le principe de cette technique réside dans la

capacité des espèces amphiphiles à se repartir sur une surface aqueuse (sous-phase) au contact

de l’air et à s’auto-assembler pour former une monocouche sous l’effet de la compression, les

têtes polaires hydrophiles se retrouvent immergées dans la sous-phase, les queues polaires

s’orientent vers la phase gazeuse.

Les monocouches de Langmuir sont largement utilisées pour l’étude des interactions

protéines-lipides.166 Elles permettent de simuler les conditions physico-chimiques de la

membrane.

Dans la littérature, les monocouches de Langmuir ont été utilisées comme un

environnement ordonné représentatif de la membrane cellulaire afin d’étudier les propriétés

164 Vollhardt, D.; Fainerman, V. B. J. Colloid. Interface Sci. 2000, 86, 103-151. 165 Maget-Dana, R. Biochim. Biophys. Acta. 1999, 1462, 109-140. 166 Girard-Egrot, A.; Chauvet, J.-P.; Gillet, G.; Moradi-Améli, M. J. Mol. Biol. 2004, 335, 321-331.

125


optiques des sondes par fluorescence classique167, 168 ou par optique non

linéaire.169, , , , ,170 171 172 173 174

Les résultats obtenus ont permis de prédire le comportement de ces sondes en milieu

aqueux. Par contre, aucune mesure de la qualité d’insertion membranaire n’a été effectuée sur

les sondes membranaires.

IV.1.1. PRINCIPE DE LA TECHNIQUE DES MONOCOUCHES DE LANGMUIR

Lors de leur dépôt à l’interface air-eau, les lipides se repartissent sur toute la surface

disponible entre les deux barrières mobiles pour former un film organisé. Sous l’effet de

l’avancée symétrique des barrières, la monocouche subit une compression par réduction

progressive de la surface. Suite à cette compression, les molécules se condensent et exercent

une pression plus élevée à la surface de l’eau, mesurable au moyen d’un tensiomètre (balance

de Wilhelmy) partiellement immergé au sein du film. La condensation du film lipidique peut

ainsi être suivie par mesure de la pression superficielle et permettra de tracer une isotherme de

Langmuir (pression de surface en fonction de l’aire moyenne occupée par une molécule à la

surface de l’eau) caractéristique du lipide utilisé.

La pression de surface (π) est définie comme la différence entre la tension superficielle

de l’eau pure (γ0) et celle de l’eau après dépôt des molécules amphiphiles (γ).

Elle représente une force par unité de longueur et s’exprime en milliNewton par mètre

(mN.m-1).

π = γ− γ0

La lame de platine partiellement immergée dans le film est connectée par son autre

extrémité à un capteur de force qui permet de mesurer la tension de surface.

167 Mchedlov-Petrossyan N.O.; Vodolazkaya N.A., Bezkrovnaya O. N.; Yakubovskaya A. G.; Tolmachev A. V.; Grigorovich A. V. Spectrochimica Acta. 2008, 69, 1125–1129. 168 Biadasz, A.; Qabuszewska, K.; Chrzumnicka, E.; Michalowski, E.; Martynski, T.; Bauman D. Dyes and Pigments 2007, 74, 598-607 169 Lenahan, K.M.; Wang; Y.X.; Liu, Y.J.; Claus, R.O.; Heflin, J.R.; Marciu, D.; Figura, C. Adv. Mat. 1998, 10, 853. 170 Li, H.; Zhou, D.J; Huang, C.H.; Xu, J.M.; Li, T.K; Zhao, X.S.; Xia, X.H J. Chem. Soc. Faraday trans. 1996, 92, 2585-2592. 171 Lupo, D.; Ringsdorf, H.; Schuster, A.; Seitz, M. J. Am. Chem. Soc. 1994, 116, 10498-10506. 172 Schoondorp, M. A.; Schouten, M. A.; Hulshof, J. B. E.; Feringa, B. L. Thin Sol. Film 1992, 210, 166-168. 173 Laschewsky, A.; Paulus, W.; Ringsdorf, H.; Lupo, D.; Ottenbreit, P.; Prass, W.; Bubeck, C.; Neher, D.; Wegner, G. Makromol. Chemie, Macromol. Symp. 1991, 46, 205-210. 174 Kato, N.; Saito, K.; Ueso, Y. Thin. Sol. Films. 1999, 338, 5-8.

126


Le dispositif utilisé pour l’étude des films moléculaires est composé d’une cuve de

Langmuir et d’un capteur de pression (figure 22).

Mesure de la pression

superficielle (π)

π

Cuve

LB

Balance de

Wilhelmy

Figure 22. Principe de la technique des monocouches de Langmuir

IV.1.1.1. Cuves KSV

La cuve de Langmuir-Blodgett KSV (instrument Ltd, Helsinki, Finlande) utilisée dans

cette étude est un dispositif monobloc en téflon PTFE (polytétrafluoroéthylène) hydrophobe,

inerte chimiquement, et résistant aux solvants. Elle présente un volume de 80 mL et une

surface de 242,25 cm2. La cuve est munie d’un dispositif de régulation thermique permettant

de thermostater la sous-phase aqueuse.

127


IV.1.1.2. Appareillage KSV

La cuve est reliée à un appareillage KSV (instrument Ltd, Helsinki, Finlande)

comprenant un système de mesure de pression constitué d’une balance de Wilhelmy et un

système de compression constitué de deux barrières mobiles (système de compression

bilatérale symétrique) en Delrin.

Cet appareillage est installé sur une plaque de marbre posée sur des coussinets, le tout

monté sur une table anti-vibration afin de limiter les oscillations parasites de la surface

aqueuse. L’appareillage est ensuite relié à une unité informatique qui permet le contrôle du

système de mesure (pression, compression) et la gestion des données, ainsi qu’un boîtier de

contrôle manuel.

La balance de Wilhelmy, placée au niveau du centre de la cuve est constituée d’une sonde

de platine (10x20 mm2) suspendue à un étrier fixé sur un système mobile. La sonde de platine

est immergée dans la sous-phase sur une hauteur de 3 mm environ. Le zéro du capteur est

réglé sur une sous-phase parfaitement nettoyée avant dépôt de la solution lipidique. Ce

système de balance haute sensibilité présente une résolution de 4 µN.m-1.

IV.1.1.3. Préparation de la cuve

Du fait de la grande sensibilité aux poussières et aux contaminants organiques pouvant

modifier considérablement la tension superficielle, la technique d’étude des monocouches

interfaciales nécessite des précautions particulières lors de l’usage et du nettoyage de la

verrerie, ou de la manipulation de la cuve. Le nettoyage préalable de la verrerie avec un

mélange à base de persulfate d’ammonium et d’acide sulfurique puis avant usage, avec du

chloroforme, permet de prévenir la contamination des solutions stockées. Lors du dépôt des

solutions lipidiques, les seringues sont rincées avant chaque utilisation avec du chloroforme

puis du méthanol.

Avant chaque expérience, la cuve et les barrières sont systématiquement nettoyées avec

un chiffon imbibé d’éthanol, puis de chloroforme, et rincée avec de l’eau ultrapure avant de

verser la sous-phase définitive. La sous-phase utilisée dans toutes les expériences est

confectionnée à l’aide d’eau ultrapure. Sa surface est soigneusement nettoyée en surface au

niveau de la zone de compression, à l’aide d’un système d’aspiration par pompe à vide.

L’aspiration est renouvelée plusieurs fois en faisant avancer les barrières jusqu’à l’absence de

variation de la pression superficielle par élimination totale des poussières à la surface.

128


La température de la sous-phase est maintenue constante à une valeur de 22°C à l’aide

d’un cryothermostat.

IV.1.1.4. Dépôt des molécules lipidiques

La solution chloroformique de lipides est déposée goutte à goutte à la surface de la phase

aqueuse, à l’aide d’une microseringue en faisant fusionner les gouttes de la solution lipidique

avec la surface aqueuse. Une attente de 15 minutes est nécessaire pour l’évaporation du

solvant. Les molécules se repartissent à l’interface eau/air pour former la monocouche.

IV.1.1.5. Isothermes de Langmuir

L’enregistrement des isothermes de compression/décompression de la monocouche de

Langmuir se fait par avancée symétrique des barrières à vitesse continue de 5 mm.min-1

jusqu’à une pression cible, suivie d’un cycle de décompression par écartement des barrières

jusqu’à une pression proche de zéro.

IV.2. MICROSCOPIE A L’ANGLE DE BREWSTER (BAM)

IV.2.1. PRINCIPE

La technique du BAM est une technique qui permet l’étude in situ des films minces à

l’interface air/eau. Cette technique est, avec la microscopie de fluorescence à l’interface, l’une

des rares méthodes permettant l’analyse directe de l’organisation bidimensionnelle des

monocouches lipidiques de Langmuir à l’interface air/eau (figure 23).

α

Faisceau réfracté

α

Faisceau réf léchi

Faisceau réfracté

air

eauFilm minceinterface eau/air

détécté par unecaméra CCDFaisceau incidentFaisceau incident

P P

air

eauinterface eau/air

Figure 23. Principe de la microscopie à l’angle de Brewster

Son principe se base sur la réflexion de la lumière polarisée dans le plan d’incidence à

l’interface de deux milieux diélectriques distincts, ici l’air et l’eau, caractérisés par des indices

129


de réfraction différents. Lorsqu’un faisceau de lumière polarisée (P) se propage d’un milieu

d’indice n1 à un milieu d’indice n2, il existe un angle d’incidence α pour lequel la totalité du

faisceau incident est réfractée. Cet angle, l’angle de Brewster, dépend de la nature des milieux

diélectriques, et est défini par la relation suivante (loi de Brewster) :

Tan α = nsubstrat/nair.

Où n est l’indice de réfraction du milieu indiqué. La valeur de l’angle de Brewster est de

53° dans le cas de l’interface eau/air.

En absence de film, l’exposition de l’interface eau/air par un faisceau polarisé à l’angle

de Brewster induit une réflexion nulle. L’introduction d’un film mince entre ces deux phases

modifie les propriétés optiques du système de telle manière qu’une petite portion de l’intensité

incidente est réfléchie. Le faisceau réfléchi est alors capté par un détecteur (caméra CDD de

résolution de 2µm et de taille 572x430 µm), permettant ainsi de visualiser le film interfacial.

IV.2.2. MONTAGE EXPERIMENTAL

Le microscope à l’angle de Brewster utilisé dans cette étude est l’Ep3-SW

(NanofilmTchnology, Göttingen, Allemagne) couplée à la cuve de Langmuir.

Le BAM est positionné au-dessus de la cuve au moyen d’une structure métallique fixe à

quelques centimètres de la cuve. Afin d’éliminer le signal parasite dû à la réfraction du

faisceau incident sur le fond de la cuve, une plaque de verre noir en partie biseautée est placée

au fond de la cuve avec le biseau orienté dans la direction d’arrivée du faisceau réfracté.

Avant le dépôt de la solution lipidique, le réglage du BAM est effectué : après allumage du

BAM, les goniomètres porteurs du laser de la caméra CCD s’orientent de telle sorte que le

faisceau incident arrive à l’interface à l’angle de Brewster et que la caméra CCD capte le

faisceau issu de la réflexion. A ce moment précis, en absence de film à l’interface, ce faisceau

réfléchi est d’intensité lumineuse nulle.

IV.3. ETUDE DE LA QUALITE D’INSERTION

La qualité d’insertion d’une molécule dans la monocouche se fait en gardant l’aire de la

surface constante en maintenant les barrières fixes, et en mesurant la variation de la pression

liée à la pénétration dans la monocouche de la molécule préalablement injectée dans la sous-

phase.

130


IV.3.1. CONDITIONS EXPERIMENTALES

Le lipide utilisé dans notre étude est 2-dipalmitoyl-3-glycéro-3-phosphocholine

(DPPC, schéma 89) qui est un phospholipide abondant dans la membrane cellulaire. Cette

molécule est formée par association d’une molécule de glycérol, de deux molécules d'acide

gras (acide palmitique : C-16), d’une molécule d'acide phosphorique et d’une molécule d'un

alcool : la choline.

)14( O

O

O O

()14

OPO-

O N+O

Schéma 89. Structure chimique du DPPC

Ce sont des molécules amphiphiles présentes sous la forme zwittérionique. L’isotherme

de compression du DPPC s’organise en deux phases, LE (liquide expansé dans lequel les

chaînes hydrophobes des molécules ne sont pas organisées) puis LC (liquide condensé dans

lequel les chaînes hydrocarbonées cristallisent et les molécules passent à un état plus

condensé), séparées par un plateau de transition de phase LE-LC.

Une solution de DPPC à une concentration de 1mM dans un mélange de CHCl3/MeOH

(2/1) est préparée dont 15 µL sont délicatement déposées à la surface de la cuve. Le volume à

déposer est calculé par le logiciel après calcul du nombre total de molécules nécessaires pour

obtenir une aire moléculaire donnée.

La sous-phase utilisée est le PBS qui est un tampon phosphate salin (pH=7,4)

couramment utilisé en biochimie. Il s'agit d'une solution physiologique contenant du chlorure

de sodium (137 mM), du chlorure de potassium (2,7 mM) et du phosphate de sodium (10

mM). En général, la concentration de ces sels est celle du corps humain (solution isotonique).

Les sondes sont injectées dans le DMSO à une solution finale dans la cuve de 10-9 M à

une température de 22°C.

Les isothermes enregistrées présentent une évolution caractéristique des monocouches de

phospholipides avec une augmentation de pression superficielle au fur et à mesure de la

diminution de l’aire disponible.

131


La qualité d’insertion est ensuite étudiée en enregistrant les cinétiques de pénétration des

molécules d’intérêt dans la monocouche. Ce type d’expérience consiste à enregistrer la

variation de la pression de surface (∆π) au cours du temps et à pression initiale donnée, après

injection de notre sonde dans la sous-phase. La sonde injectée va modifier cette pression de

surface par insertion dans la monocouche. Plus la variation de la pression (∆π) est grande,

plus l’insertion de la sonde dans la monocouche est importante. Cette insertion traduit

l’affinité de la molécule pour le lipide. L’interaction de la tête polaire (sucre) de la sonde et de

la tête polaire du lipide favorise leur approche. Ainsi, la queue hydrophobe pénètre

rapidement dans le feuillet membranaire par interaction hydrophobe et la sonde se retrouve

insérée dans la monocouche.

IV.3.2. INSERTION DE LA SONDE A TETE LACTOSE ET CHAINE ETHYLE (192)

L’isotherme de la pression de surface en fonction de l’aire moléculaire moyenne occupée

par une molécule (exprimée en Å2/molécule) à la surface du tampon a été enregistrée avant et

après l’injection du produit 192 (figure 24). Elle nous permet de vérifier que notre milieu

n’est ou n’est pas contaminé par une quelconque impureté qui viendrait changer le tracé de

l’isotherme du DPPC. Sur cette isotherme, nous retrouvons la phase LE et la phase LC,

séparées par le plateau de transition LE-LC.

132


192

OOHO

OH

HO

NHN

N

N

O

N

O

O

OHO

OH

OHHO

O

HN

OO

OOHO

OH

HOOHO

OH

OHHO

Figure 24. L’enregistrement de ces isothermes avant (ligne bleue) et après injection de la sonde 192 (ligne verte)

La première mesure d’insertion de la pression de surface a été menée à πi = 5 mN/m

(figure 25). La variation de la pression de surface (∆π) a ensuite été étudiée à πi = 15 mN/m et

πi = 23 mN/m.

133


Figure 25. Cinétique de pénétration (variation de la pression de surface en fonction du temps) après injection de la sonde 192 à πi=5 mN/m, 15 mN/m, et 23 mN/m

A l’injection de la sonde 192 à πi = 5 mN/m, la pression de surface augmente

instantanément et considérablement (variation ∆π de 23 mN/m). Cette variation de pression

au cours du temps est caractéristique d’une forte pénétration de la sonde dans la monocouche

interfaciale. La ∆πmax est obtenue en quelques secondes. Cette pression commence à décroître

faiblement pendant quelques heures marquant une éjection lente de la molécule de la

monocouche.

A πi = 15 mN/m, le ∆π est plus faible (∆π max=5 mN/m-1).

A πi = 23 mN/m, l’insertion est presque inexistante.

La sonde 192 (éthyle-lactose) se trouve sous sa forme isolée en solution, elle s’adsorbe à

la surface par interaction polaire avec la tête polaire du DPPC et s’insère dans la membrane.

Ces trois expériences menées à trois pressions différentes nous permettent de tracer le

graphe de ∆π en fonction de la pression πi (figure 26).

134


Figure 26. Droite de ∆π en fonction de πi de la sonde 192

L’extrapolation de la droite et son point de rencontre avec l’axe des abscisses permet de

trouver πmax = 29 mN/m. Cette valeur correspond à la pression limite de pénétration de la

sonde dans la monocouche et reflète la capacité d’insertion de la molécule dans la

monocouche.

Une pression de 29 mN/m est révélatrice d’une très bonne capacité d’insertion dans la

monocouche. En effet, la pression dans les membranes biologiques est de 30-35 mN/m. Plus

la πmax se rapproche de cette valeur, plus la capacité d’insertion dans les membranes

plasmiques est grande. Ce résultat est visualisé par fluorescence en imagerie (§ III.5.1.3 de la

partie II).

De plus, la stabilité de la couche traduite par la différence de pression à deux temps

différents pris au plateau des courbes (figure 25) a une valeur de -0,03 mN/m.min-1. Cette

valeur traduit une faible éjection de la sonde de la monocouche, ce qui montre une faible

modification des propriétés de la monocouche en présence de la sonde.

Images par microscopie à l’angle de Brewster (BAM):

Afin de visualiser l’effet de la sonde 192 sur l’agrégation lipidique, nous avons enregistré

des images BAM avant et après l’injection à une pression initiale πi de 5 mN/m.

135


Figure 27. BAM d’une monocouche de DPPC sur sous-phase PBS (pH=7,4) à 22°C, à πi= 5 mN/m. Taille de l’image : 572x430 µm

Figure 28. BAM d’une monocouche de DPPC sur sous-phase PBS (pH= 7,4) à 22°C après injection de la sonde 192 à πi= 5 mN.m-1. Image prise à 10 mN.m-1 pendant

l’insertion. Taille de l’image : 572x430 µm

Les images de BAM obtenues en sous-phase de PBS (pH=7,4) (figure 27) montrent que

la morphologie d’une monocouche de DPPC présente des domaines de forte luminosité

contrastant sur un fond plus sombre. Après injection du produit (figure 28), la pression

136


superficielle augmente et la taille de ces domaines lumineux augmente aussi sans

modification de l’organisation des lipides à la surface.

L’isotherme de la figure 19 traduit bien la stabilité de la monocouche en présence de la

sonde. En effet, en présence du produit, l’isotherme est décalée vers la droite due à la

présence d’une nouvelle structure dans la monocouche. En revanche, la présence de la sonde

ne modifie pas le tracé général de l’istherme quant à la présence des phases LC, LC-LE et LE.

L’organisation lipidique reste donc inchangée.

IV.3.3. INSERTION DE LA SONDE A TETE LACTOSE ET CHAINE OCTYLE (193)

L’étude d’insertion de la sonde 193 à πi =5 mN/m montre une première partie présentant

une pente moyenne suivie d’une brusque augmentation avec une ∆π de 4 mN/m (figure 29).

193

OOHO

OH

HO

NHN

NN

O

N

O

O

OHO

OH

OHHO

O

HN

OO

OOHO

OH

HOOHO

OH

OHHO

137


Figure 29. Cinétique de pénétration après injection de la sonde 193 à πi=5 mN/m

Ce temps de latence avant l’insertion peut être expliqué par le fait que cette sonde

possédant une tête lactose et une chaîne octyle, plus hydrophobe que celle de la sonde 192, se

trouve en solution aqueuse, sous deux formes en équilibre : micellaire et monomère. Avec

l’insertion préalable des monomères, les formes micellaires se dissocient pour libérer les

monomères qui s’insèrent alors dans la monocouche (déplacement de l’équilibre

micelle/monomère).

L’expérience a été menée pendant 16 heures. Le plateau ne traduit pas forcément

l’éjection de la sonde puisque la variation peut être aussi liée à l’évaporation de la sous-phase.

IV.3.4. INSERTION DE LA SONDE A TETE GLUCOSE ET CHAINE ETHYLE (190)

La même étude a été menée pour la sonde 190 à πi=5 mN/m (figure 30).

138


OHOHO

OH

HO

NHN

NN

O

N

O

OO

HN

OO

OHOHO

OH

HO

190


Le graphe montre une ∆π de 4 mN/min-1 progressive, sans temps de latence, ce qui révèle

une insertion moins bonne que les sondes 192 et 193. De nouveau, cela peut être expliqué par

la présence de la sonde sous les deux formes micellaire et monomère en équilibre.

139


IV.3.5. INSERTION DE LA SONDE A TETE GLUCOSE ET CHAINE OCTYLE (191)

191

OHOHO

OH

HO

NHN

N

N

O

N

O

OO

HN

O

O

OHOHO

OH

HO


140


La sonde possédant une tête glucose avec une chaîne octyle 191 ne montre aucune

interaction avec la monocouche (figure 31). La variation de pression de surface à son injection

est de l’ordre de 0,1 mN/m-1.

IV.4. CONCLUSION

La sonde éthyle à tête lactose 192 a montré une insertion immédiate et importante dans la

membrane synthétique modèle. La sonde octyle à tête lactose 193 montre une insertion

moyenne et plus lente que la première. L’insertion de la sonde éthyle à tête glucose 190 est

comparable à la sonde 193 mais elle s’effectue à une vitesse plus grande. Par contre,

l’insertion est inexistante dans le cas du produit glucose-octyle 191, le moins hydrophile. Ce

comportement interfacial peut être expliqué par la différence de la balance

hydrophile/hydrophobe de ces molécules.

L’interprétation de ces résultats reste malgré tout délicate puisque l’insertion de ces

molécules dans la monocouche n’est pas uniquement fonction des interactions entre sondes et

monocouche ; elle dépend aussi de leur capacité à se détacher des agrégats qu’elles forment

entre elles. Plus on augmente l’hydrophobie, plus la dissociation de ces micelles paraît

difficile. Il est donc important de mesurer la concentration micellaire critique (CMC) de ces

molécules pour connaître la concentration maximale à laquelle il faut les solubiliser pour les

avoir sous forme de monomères en solution.

Dans la conception de nouveaux chromophores, l’architecture de ces derniers devra

prendre en compte la Balance Hydrophile-Lipophile (BHL) et ceci par augmentation de la

polarité sans augmenter la lipophilie puisque, comme nous l’avons remarqué, plus la sonde est

polaire, plus l’insertion est forte et instantanée.

141

142

CONCLUSION GENERALE

ET PERSPECTIVES

Ce travail de recherche décrit la synthèse de carboxyméthyl glycosides lactones, leur

application pour la synthèse de molécules multifonctionnalisées pour la conception de

molécules scaffolds, ainsi que des molécules amphiphiles pour l’imagerie membranaire.

Par la réaction d’alkylation anomérique avec le bromoacétate de tert-butyle, nous avons

eu accès à une collection de lactones de divers mono- et disaccharidiques d’anomérie α et β.

Deux de ces lactones, une monosaccharidique (α-glc) et une disaccharidique (α-malt),

ont été ouvertes par des amines et des fonctionnalisations ont été effectuées en position 2 et 6,

pour donner de nouveaux carbamates, éthers, azido et des inhibiteurs potentiels des

glycosyltransférases dont une a montré une activité inhibitrice de l’OGT. De plus, elles ont

servi pour la conception de nouveaux glycolipides ainsi que des monomères de type AB et

AB2.

La stratégie CMGL a été appliquée pour la synthèse de sondes membranaires par optique

non linéaire. L’introdution de groupements glycosyles par la stratégie CMGL en utilisant les

deux sucres α-glc et α-lact induit une forte polarité à la sonde et la rend suffisamment soluble

en milieu biologique. De plus, l’amphiphilie qu’ils apportent permet l’ancrage à l’interface de

la membrane en gardant une orientation parallèle de la partie hydrophobe aux chaînes

d’acides gras de la membrane, contrairement aux sondes PEG-ylée et diaminiques qui n’ont

montré aucune spécificité membranaire. Cela a permis l’imagerie en TPEF et GSH. Un signal

de GSH a été observé pour la première fois par une sonde optique non ionique.

143

Les caractérisations optiques et les études d’insertion dans une monocouche lipidique de

Langmuir nous ont permis de mesurer la capacité d’insertion de ces sondes amphiphiles dans

une membrane synthétique modèle.

Par la suite, dans la conception de nouvelles sondes, la balance hydrophile-hydrophobe

devrait être prise en compte afin de garder la bonne insertion observée dans les membranes de

ces molécules. Cependant, il faudra augmenter la polarité pour éviter la formation des

agrégats.

Actuellement, l’équipe de Chantal Andraud de l’Ecole Normale Supérieure continue

l’exploration synthétique vers de nouvelles structures dont les propriétés optiques sont

améliorées. L’équipe du Laboratoire de Spectrométrie Physique adapte les systèmes

expérimentaux (lignées cellulaires, appareillage laser et détection) pour effectuer des

expériences sur des neurones. Quant à notre équipe, nous cherchons à varier la nature du sucre

et à comprendre les modifications apportées aux propriétés des sondes quant à leur solubilité,

leur aptitude à l’insertion dans les membranes et leur temps de résidence dans les membranes.

D’autre part, nous voulons exploiter la position 2 libérée après ouverture des lactones pour

synthétiser des composés présentant deux chaînes hydrophobes qui pourraient mieux s’insérer

dans les membranes comme le font les glycosphingolipides. Ces derniers sont présents au

niveau du feuillet externe de la bicouche lipidique et les résidus oligosaccharidiques émergent

de la membrane plasmique et recouvrent partiellement la surface des cellules (schéma 90).

O O

NHHN

NN

O

N

O

R RRR

OHO

OH

HO

OHO

OH

O

O

OH

NHO

glycosphingolipidesonde bicaténaire

HONH

O

O

OHO

OH

OH

HO

Schéma 90. Une sonde bicaténaire similaire à un sphingolipide

144

TROISIEME PARTIE

PARTIE EXPERIMENTALE

Partie Expérimentale

A. GENERALITES

A.1. SOLVANTS

Les solvants techniques sont distillés :

- le pentane et le dichlorométhane sur P2O5.

- l’éther éthylique sur potasse.

- l’acétate d’éthyle sur K2CO3.

Les solvants anhydres sont redistillés :

- le dichlorométhane est distillé sur hydrure de calcium sous atmosphère d’azote.

- le DMF est distillé sur hydrure de calcium.

A.2. REACTIFS

Les réactifs ont été fournis par Aldrich et ont été utilisés généralement sans purification

supplémentaire.

La triéthylamine et la pyridine sont distillées sur potasse.

A.3. CHROMATOGRAPHIES

Les chromatographies sur couche mince ont été réalisées sur des plaques de silice Merck

60 F. Les produits sont révélés par vaporisation d’une solution à 10 % d’acide sulfurique dans

l’éthanol.

Les purifications par chromatographie ont été réalisées sur colonne de gel de silice flash

Merck (60, 40-63 µm).

A.4. CARACTERISATION DES PRODUITS

RMN : Les spectres RMN 1H (300 MHz et 500 MHz) et 13C (75 MHz et 125 MHz) ont

été enregistrés sur des appareils Bruker ALS 300, DRX 300 et DRX 500. Le pic résiduel du

solvant est choisi comme référence pour étalonner le spectre. Les déplacements chimiques

145


sont exprimés en ppm. Les abréviations utilisées dans la description des spectres sont les

suivantes : s (singulet) ; ls (large singulet) ; d (doublet) ; ddd (doublet de doublet dédoublé) ; t

(triplet) ; dt (doublet de triplet) ; dd (doublet dédoublé) ; q (quadruplet) ; m (multiplet).

SM-HR : Les spectres de masse haute résolution ont été réalisés sur un spectromètre

ThermoFinnigan par ionisation chimique ou électronique.

Points de fusion : Les points de fusion ont été mesurés sur un banc Kofler.

Pouvoirs rotatoires : Les pouvoirs rotatoires ont été mesurés à 22°C grâce à un

polarimètre PERKIN-ELMER 241 à la longueur d’onde de la raie D du sodium, la longueur

de la cellule est de 1 dm. Le pouvoir rotatoire est déterminé par la loi de Biot. Les

concentrations (c) sont données en g/100 mL.

Analyses élémentaires : les analyses élémentaires ont été effectuées par le Service

Central d’Analyse du CNRS à Vernaison.

A.5. REMARQUES GENERALES :

Les phases organiques sont séchées sur sulfate de sodium anhydre.

Les réactions utilisant des solvants anhydres ont été réalisées sous atmosphère d’azote.

Les points de fusion des solides et des cristaux ont été mesurés.

146


B. SYNTHESE

B.1. PROCEDURES GENERALES POUR LA PREPARATION DES (TERT-

BUTYLOXYCARBONYL)METHYL GLYCOSIDES ACETYLES

1. A partir de sucres déprotégés en position anomérique

A une solution de 75 mM solution du glycoside partiellement acétylé possédant un

groupement hydroxyle libre en position 1 dans du DMF anhydre, K2CO3 (2,5-5 équiv) est

ajouté suivi de 2 équiv. du bromoacétate de tert-butyle. Le mélange réactionnel est agité sous

azote pendant 48 heures à température ambiante. Les sels sont filtrés et rincés au CH2Cl2 et les

solvants sont évaporés sous pression réduite. Le résidu est dissous dans du CH2Cl2 et lavé à

l’eau. La fraction organique est séchée sur Na2SO4, filtrée et évaporée. Le brut est ensuite

soumis à une purification sur silice pour donner les (tert-butyloxycarbonyl)méthyl glycosides

correspondants sous la forme d’un mélange d’anomères. La séparation de chaque anomère est

réalisée ensuite sur gel de silice.

2. A partir de sucres libres

A une solution de 220 mM du glycoside dans du DMF anhydre, NaH (1 equiv) est ajouté

suivi d’un équiv. du bromoacétate de tert-butyle. La réaction est gitée sous azote pendant 3

jours. Ensuite le DMF est évaporé et le résidu est soumis à une purification sur gel de silice

(CH2Cl2: CH3OH, 9:1), pour donner l’ester correspondant sous la forme de mélange

d’anomères. Les deux anomères sont séparés par colonne chromatographique après une

peracétylation dans la pyridine en présence d’anhydride acétique.

147


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-α-D-glucopyranoside (125a)

OAcOAcO

AcO

OO

OAcO

72%. (Ether/ Pentane : 1/1). Solide blanc.

RMN 1H (300 MHz, CDCl3): δ (ppm)= 1,46 (s ; 9 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,10

(s ; 3 H) ; 2,13 (s ; 3 H) ; 4,07-4,22 (m ; 2 H ; H-5 ; H-6b) ; 4,10 (système AB ; δa 4,05 , δb

4,15 ; 2 H ; J = 16,4 Hz ; H-7) ; 4,27 (dd ; 1 H ; J = 4,0 Hz ; J = 12,1 Hz ; H-6a) ; 4,92 (dd ; 1

H ; J = 3,9 Hz ; J = 9,8 Hz ; H-2) ; 5,09 (d ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-4) ; 5,17 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ;

H-1) ; 5,54 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3).

RMN 13C (CDCl3, 75 MHz): δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,7 (4 CH3) ; 28,0 (3 CH3) ;

61,7 (C-6) ; 64,7 ( C-7) ; 67,8 (C-5) ; 68,4 (C-4) ; 69,7 (C-3) ; 70,4 (C-2) ; 82,0 (Cq) ; 95,7

(C-1) ; 168,2 ; 169,6 ; 169,9 ; 170,3 ; 170,6 (5 CO).

Tf: 88°C.

[α]D +129 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

SM (Basse Résolution-ESI) m/z pour C20H30O12Na (M+Na)+ = 485,0.

Anal. Calc. pour C20H30O12: C, 51,94; H, 6,54 ; trouvée: C, 51,82 ; H, 6,45.

(tert-Butyloxycarbonyl)methyl 2,3,4,6-tetra-O-acétyl-β-D-glucopyranoside (125b)

OAcOAcO

AcO

O

O

O

OAc

8%. (Ether/ Pentane : 1/1). Cristaux blancs.

RMN 1H (300 MHz, CDCl3): δ (ppm)= 1,47 (s ; 9 H) ; 2,01 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,09

(s ; 3 H) ; 2,10 (s ; 3 H) ; 3,72 (ddd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 4,5 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-5) ; 4,11-

4,16 (m ; 3 H ; H-7 ; H-6a) ; 4,27 (dd ; 1 H ; J = 4,5 Hz ; J = 12,4 Hz ; H-6b) ; 4,68 (d ; 1 H ; J

148


= 7,8 Hz ; H-1) ; 5,04 (dd ; 1 H ; J = 7,8 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-2) ; 5,10 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-

4) ; 5,25 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-3).

RMN 13C (CDCl3, 75 MHz): δ (ppm) 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,7 (4 CH3) ; 28,0 (3 CH3) ;

61,8 (C-6) ; 65,4 (C-7) ; 68,3 (C-4) ; 71,0 (C-2) ; 71,8 (C-5) ; 72,6 (C-3) ; 81,9 (Cq) ; 100,1

(C-1) ; 168,1 ; 169,4 ; 169,6 ; 170,1 ; 170,6 (5 CO).

Tf.: 102°C.

[α]D -29 (c = 1,0 ; CH2Cl2).



(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tetra-O-acétyl-α-D-mannopyranoside (126a)

OAcOAcO

AcOAcO

OO

O


RMN 1H (300 MHz, CDCl3): δ (ppm)= 1,48 (s ; 9 H ; 3 CH3 du t-butyle) ; 1,99 (s ; 3 H) ;

2,05 (s ; 3 H) ; 2,11 (s ; 3 H) ; 2,16 (s ; 3H) ; 4,09 (dd ; 1 H ; J = 2,25 Hz ; J = 12,1 Hz ; H-6a)

; 4,11 (système AB ; δa 4.05 , δb 4.17 ; 2 H ; J = 16,3 Hz ; H-7) ; 4,18 (m ; 1 H ; H-5) ; 4,30

(dd ; 1 H ; J = 4,7 Hz ; J = 12,1 Hz ; H-6b) ; 4,96 (d ; 1 H ; J = 0,6 Hz ; H-1) ; 4,31-4,37 (m ; 3

H ; H-2 ; H-3 ; H-4).

RMN 13C (CDCl3, 75 MHz): δ (ppm)= 20,7 ; 20,8 ; 20,8 ; 20,9 (4 CH3) ; 28,0 (3 CH3 du

t-butyle) ; 62,5 (C-6) ; 65,0 (C-7) ; 66,1 (C-4) ; 69,1 , 69,3 (C-2 ; C-3) ; 69,5 (C-5) ; 82,3 (Cq)

; 97,9 (C-1) ; 168,4 ; 169,8 ; 169,8 ; 169,8 ; 170,6 (5 CO).

Tf: 85° C.

SM (Basse Résolution-ESI) m/z pour C20H30O12Na (M+Na)+= 485,0.

[α]D + 57 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C20H30O12: C, 51,94; H, 6,54 ; trouvée: C, 52,08; H, 6,56.

149


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tetra-O-acétyl-β-D-mannopyranoside (126b)

OAcOAcO

AcOAcO

O

O

O

11%. Isolé à partir de la réaction sur sucre libre. (Ether/ Pentane : 1/1). Huile jaune.

RMN 1H (300 MHz, CDCl3): δ (ppm)= 1,44 (s ; 9 H ; 3 CH3 du t-butyle) ; 1,95 (s ; 3 H) ;

2,00 (s ; 3 H) ; 2,06 (s ; 3 H) ; 2,15 (s ; 3H) ; 3,64 (m ; 1 H ; H-5) ; 4,11 (dd ; 1 H ; J = 2,6 Hz ;

J = 12,2 Hz ; H-6b) ; 4,21-4,07 (m ; 2 H ; H-7) ; 4,27 (dd ; 1 H ; J = 5,3 Hz ; J = 12,2 Hz ; H-

6a) ; 4,84 (d ; 1 H ; J = 1,0 Hz ; H-1) ; 5,05 (dd ; 1 H ; J = 3,2 Hz ; J = 10,0 Hz ; H-3) ; 5,23

(dd ; 1 H ; J = 9,9 Hz ; J = 10,0 Hz ; H-4) ; 5,55 (dd ; 1 H, J = 1,0 Hz ; J = 3,2 Hz ; H-2).

RMN 13C (CDCl3, 75 MHz): δ (ppm)= 20,4 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,7 (4 CH3) ; 28,0 (3 CH3 du

t-butyle) ; 62,3 (C-7) ; 65,4 (C-6) ; 65,9 (C-4) ; 68,6 (C-2) ; 80,8 (C-3) ; 72,4 (C-5) ; 82,1 (Cq)

; 97,5 (C-1) ; 169,3 ; 169,5 ; 169,8 ; 170,1 ; 170,6 (5 CO).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée C20H30O12Na (M+Na)+ = 485,1635 ; trouvée =

485,1636.

[α]D +46 (c = 1,0 ; CHCl3).


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tetra-O-acétyl-α-D-galactopyranoside (127a)

OAcO

OAc

OAcAcO

OO

O


RMN 1H (300 MHz, CDCl3) :

δ (ppm)= 1,46 (s ; 9H 3 CH3 du t-butyle) ; 1,99 (s ; 3H) ; 2,05 (s ; 3H) ; 2,14 (s ; 6H) ;

4,10 (système AB: δa 4,06 , δb 4,14 ; J = 16,6 Hz ; H-7) ; 4,04-4,16 (m ; 2 H ; H-5 ; H-6b) ;

4,36 (pseudo t ; 1 H ; J = 6,6 Hz ; H-6a) ; 5,17 (dd ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-2) ;

150


5,21 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1) ; 5,42 (dd ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-3) ; 5,48

(pseudo-d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-4).

RMN 13C (75 MHz, CDCl3):

δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,9 (4 CH3) ; 28,1 (3 CH3 du t-butyle) ; 61,6 (C-7) ; 64,5

(C-6) ; 66,8 (C-5) ; 67,2 (C-3) ; 67,6 (C-2) ; 68,0 (C-4) ; 82,1 (Cq) ; 96,1 (C-1) ; 168,3 ; 169,8

; 170,2 ; 170,4 ; 170,6 (5 CO).

Tf: 102°C.

[α]D +115 (c = 0,5 ; CH2Cl2).


Anal. Calc. pour C20H30O12: C, 51,94 ; H, 6,54 ; trouvée: C, 51,86 ; H, 6,64.

(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-β-D-galactopyranoside (127b)

OAcO

O

OAcO

OOAcAcO


RMN 1H (300 MHz, CDCl3):

δ (ppm)= 1,42 (s ; 9 H 3 CH3 du t-butyle) ; 1,93 (s ; 3 H) ; 2,00 (s ; 3 H) ; 2,06 (s ; 3 H) ;

2,10 (s ; 3 H) ; 3,86 (ddd ; 1 H ; J = 1,0 Hz ; J = 6,8 Hz ; J = 13,4 Hz ; H-5) ; 4,08-4,13 (m ; 2

H ; H-6) ; 4,11 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,59 (d ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; H-1) ; 5,00 (dd ; 1 H ; J = 3,4 Hz ; J

= 10,5 Hz ; H-3) ; 5,19 (dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 10,5 Hz ; H-2) ; 5,33 (dd ; 1 H ; J = 1,0 Hz ;

J = 3,4 Hz ; H-4).

RMN 13C (CDCl3, 75 MHz):

δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,9 (4 CH3) ; 28,1 (3 CH3 du t-butyle) ; 61,2 (C-6) ; 61,2 (

C-6) ; 65,2 (C-4) ; 66,9 (C-2) ; 68,5 (C-5) ; 70,7 (C-3) ; 81,9 (Cq) ; 100,5 (C-1) ; 168,2 ; 169,9

; 170,1 ; 170,2 ; 170,4 (5 CO).

Tf: 98°C.

[α]D –16 (c = 1,0 ; CH2Cl2).


151



(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,-tri-O-acétyl-α-L-fucopyranoside (128a)

O

OAc

O

O

OAc

O

OAc

45%. (Ether/ Pentane : 1/1). Solide blanc.


δ (ppm)= 1,03 (d ; 3 H ; J = 6,5 Hz ; H-6) ; 1,36 (s ; 9 H ; 3 CH3 du t-butyle) ; 1,88 (s ; 3

H) ; 2,04 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3 H) ; 3,98 (système AB: δa 3,94 , δb 4,04 ; J = 16,5 Hz ; H-7) ;

4,19 (dq ; 1 H ; J = 1,0 Hz ; J = 6,5 Hz ; H-5) ; 5,11 (d ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 5,24 (dd ; 1

H ; J = 1,0 Hz ; J = 3,0 Hz ; H-4) ; 5,34 (dd ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-3) ; 5,35 (dd ;

1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-2).

RMN 13C (125 MHz, CDCl3) :

δ (ppm)= 15,6 (C-6) ; 20,5 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,8 (3 CH3) ; 28,0 (3 CH3 du t-butyle) ; 64,6

(C-7) ; 64,9 (C-5) ; 67,6 (C-4) ; 67,6 (C-3) ; 71,0 (C-2) ; 81,7 (Cq) ; 96,1 (C-1) ; 168,4 ; 169,8

; 170,4 ; 170,5 (4 CO).

Tf: 120°C

SM (Basse Résolution-ESI) m/z pour (M+Na)+ = 426,9.

[α]D -103 (c = 3,0 ; CH2Cl2).


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,-tri-O-acétyl-β-L-fucopyranoside (128b)

O

AcOOAc

OAcO

O

O

12%. (AcOEt/ Pentane : 1/1). Cristaux blancs.

152



δ (ppm)= 1,20 (d ; 3 H ; J = 6,4 Hz ; H-6) ; 1,44 (s ; 9 H ; 3 CH3 du t-butyle) ; 1,97 (s ; 3

H) ; 2,09 (s ; 3 H) ; 2,15 (s ; 3 H) ; 3,78 (dq ; 1 H ; J = 0,8 Hz ; J = 6,4 Hz ; H-5) ; 4,15 (s ; 2 H

; H-7) ; 4,58 (d ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; H-1) ; 5,03 (dd ; 1 H ; J = 3,4 Hz ; J = 10,5 Hz ; H-3) ; 5,25

(dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 10,5 Hz ; H-2) ; 5,26 (dd ; 1 H ; J = 0,8 Hz ; J = 3,4 Hz ; H-4).


δ (ppm)=16,0 (C-6) ; 20,5 ; 20,6 ; 20,8 (3 CH3) ; 28,0 (3 CH3 du t-butyle) ; 65,0 (C-7) ;

68,5 (C-2) ; 69,2 (C-5) ; 70,1 (C-4) ; 71,1 (C-3) ; 81,6 (Cq) ; 100,2 (C-1) ; 168,3 ; 169,9 ;

170,0 ; 170,1 (4 CO).

Tf: 114°C.

[α]D + 10 (c = 2,0 ; CH2Cl2).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour (M+Na)+ = 427,1580, trouvée 427,1577.

Anal. Calc. pour C18H28O10 : C, 53,46 ; H, 6,98 ; trouvée: C, 53,19 ; H, 6,73.

(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2-acétamido-3,4,6-tri-O-acétyl-2-déoxy-α-D-

glucopyranoside (129a)

OAcO

AcHN

OAc

O O

OAcO

65%. (AcOEt/ Pentane : 4/1). Solide blanc.


δ (ppm)= 1,48 (s ; 9 H ; 3 CH3 du t-butyle) ; 2,00 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ;

2,10 (s ; 3 H) ; 4,07-4,11 (m ; 4 H ; H-5 ; H-6b ; H-7) ; 4,18 (dd ; 1 H ; J = 4,7 Hz ; J = 13,0

Hz ; H-6a) ; 4,37 (dd ; 1 H ; J = 6,6 Hz ; J = 13,0 Hz ; H-6a) ; 4,37 (td ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; J =

10,3 Hz ; H-2) ; 4,85 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1) ; 5,15 (t ; 1 H ; J = 10,3 Hz ; H-4) ; 5,48 (t ; 1

H ; J = 10,3 Hz, H-3) ; 6,47 (d ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; NH).


153


δ (ppm)= 20,4 ; 20,4 ; 20,5 ; 23,0 (4 CH3) ; 27,9 (3 CH3 du t-butyle) ; 51,4 (C-2) ; 61,6

(C-6) ; 65,1 (C-7) ; 67,8 (C-4) ; 68,3 (C-5) ; 71,0 (C-3) ; 82,4 (Cq) ; 98,2 (C-1) ; 168,6 ; 169,1

; 170,3 ; 170,5 ; 170,9 (5 CO).

Tf: 140°C.

[α]D +73 (c = 1,0 ; CH2Cl2).


Anal. Calc. pour C20H31NO11 : C, 52,06 ; H, 6,74 ; H, 3,04 ; trouvée: C, 51,90 ; H, 6,69 ;

N, 3,01.

(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-

2,3,6-tri-O-acétyl-α-D-glucopyranoside (130a)

40%. (CH2Cl2/ Ether: 1/5). Solide blanc.



2,11 (s ; 3 H) ; 2,13 (s ; 3 H) ; 2,16 (s ; 3 H) ; 3,76 (t ; 1 H ; J = 10,1 Hz ; H-4) ; 3,86 (t ; 1 H ;

J = 6,4 Hz ; H-5’) ; 4,03-4,13 (m ; 6 H ; H-7 ; H-5 ; H-6’; H-6b) ; 4,47 (dd ; 1 H ; J = 1,9 Hz ;

J = 12,3 Hz ; H-6a) ; 4,47 (d ; 1 H ; J = 8,0 Hz ; H-1’) ; 4,82 (dd ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; J = 10,1

Hz ; H-2) ; 4,94 (dd ; 1 H ; J =3,5 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-3’) ; 5,09 (d ; 1 H ; J =3,8 Hz ; H-1) ;

5,10 (dd ; 1 H ; J = 8,0 Hz ; 10,4 Hz ; H-2’) ; 5,33 (d ; J = 3,5 Hz ; H-4’) ; 5,52 (t ; 1 H ; J

=10,1 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 20,9 ; 21,0 ; 21,1 ; 21,2 ; 21,3 ; 21,3 ; 21,3 (7 CH3) ; 28,4 (3 CH3 du t-butyle) ;

61,2 (C-6’) ; 62,2 (C-6) ; 64,8 (C-7) ; 67,0 (C-4’) ; 67,0 (C-5) ; 69,2 (C-2’) ; 69,6 (C-3) ; 69,8

(C-2) ; 71,0 (C-5’) ; 71,4 (C-3’) ; 76,7 (C-4) ; 82,4 (Cq) ; 95,8 (C-1) ; 101,4 (C-1’) ; 168,5 ;

169,4 ; 169,8 ; 170,5 ; 170,6 ; 170,7 ; 170,8 ; 171,0 (8 CO).

154


Tf: 92-97°C.

[α]D +30 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z pour calculée pour (M+Na)+ = 773,2480 trouvée

773,2481.


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-

2,3,6tri-O-acétyl-β-D-glucopyranoside (130b)



δ (ppm) 1,48 (s ; 9 H ; 3 CH3 du t-butyle) ; 1,98 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3 H) ;

2,08 (s ; 3 H) ; 2,10 (s ; 3 H) ; 2,14 (s ; 3 H) ; 2,17 (s ; 3 H) ; 3,59 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,83 (t ; 1

H, J = 9,2 Hz ; H-4) ; 3,88 (t ; 1 H ; J = 6,8 Hz ; H-5’) ; 4,03-4,12 (m ; 3 H ; H-6’; H-6a) ;

4,12 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,48 (d ; 1 H ; J =8,0 Hz ; H-1’) ; 4,49 (dd ; 1 H ; J =11,0 Hz ; H-6b) ;

4,62 (d ; 1 H ; J = 7,7 Hz, H-1) ; 4,92-4,98 (m ; 2 H ; H-1 ; H-3’) ; 5,11 (dd ; 1 H ; J = 7,7 Hz

; J = 10,2 Hz ; H-2’) ; 5,23 (t ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; H-3) ; 5,35 (d ; 1 H ; J = 3,1 Hz ; H-4’).



61,2 (C-6’) ; 62,3 (C-6) ; 65,9 (C-7) ; 67,0 (C-4’) ; 69,5 (C-2’) ; 71,1 (C-5’) ; 71,4-71,8 (C-2 ;

C-3’) ; 71,8 (C-3) ; 72,9 (C-5) ; 76,5 (C-4) ; 82,3 (Cq) ; 100,2 (C-1) ; 101,4 (C-1’) ; 168,5 ;

169,4 ; 170,1 ; 170,3 ; 170,5 ; 170,55 ; 170,7 ; 170,7 (8 CO).

Tf.: 93°C

[α]D +5 (c = 1,0 ; CH2Cl2).


155


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-β-D-glucopyranosyl-(1→4)-

2,3,6-tri-O-acétyl -α-D-glucopyranoside (131a)

O

OAc

O

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcOOAcO

O




2,04 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) ; 2,10 (s ; 3 H) ; 2,13 (s ; 3 H) ; 3,64-3,69 (m ; 1 H ; H-5’) ; 3,75

(t ; 1 H ; J = 9,9 Hz ; H-4) ; 3,99-4,17 (m ; 3 H ; H-5 ; H-6’b; H-6b) ; 4,37 (dd ; 1 H ; J = 4,3

Hz ; J = 12,4 Hz ; H-6’a) ; 4,49 (dd ; 1 H ; J = 1,7 Hz ; J = 11,9 Hz ; H-6a) ; 4,53 (dd ; 1 H ; J

= 7,9 Hz ; H-1’) ; 4,84 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 9,9 Hz ; H-2) ; 4,93 (t ; 1 H ; J = 8,6 Hz ;

H-4’) ; 5,04-5,18 (m ; 2 H ; H-2’ ; H-3’) ; 5,10 (d ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 5,50 (t ; 1 H ; J =9,9 Hz

; H-3).



61,7-61,8 (C-6’ ; C-6) ; 64,4 (C-7) ; 67,7 (C-2’) ; 68,8 (C-5) ; 69,1 (C-3) ; 70,5-71,7 (C-2 ou

C-5’) ; 71,9 (C-4’) ; 73,0 (C-3’) ; 76,5 (C-4) ; 82,4 (Cq) ; 95,4 (C-1) ; 100,7 (C-1’) ; 169,3 ;

169,5 ; 170,0 ; 170,5 ; 170,7 ; 170,8 ; 170,8 ; 178,3 (8 CO).

[α]D +43 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Tf: 160-162°C.

SM (Haute Résolution-ESI) m/z pour calculée pour (M+Na)+ = 773,2480 ; trouvée

773,2478.


156


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tetra-O-acétyl-α-D-glucopyranosyl-(1→4)-2,3,6-

tri-O-acétyl-α-D-glucopyranoside (132a)

O

OAc

O

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcO

O

OAcO

70%. (CH2Cl2/ Acétone: 12/1). Mousse blanche.



2,08 (s ; 3 H) ; 2,11 (s ; 3 H) ; 2,12 (s ; 3 H) ; 2,16 (s ; 3 H) ; 3,94 (m ; 1 H ; H-5’) ; 4,05 (t ; 1

H ; J = 9,2 Hz ; H-4) ; 4,08 (dd ; 1 H ; J = 1,5 Hz ; J = 8,3 Hz ; H-6’a) ; 4,15 (système AB: δa

4,08 ; δb 4,17 ; J = 16,5 Hz ; H-7) ; 4,16-4,30 (m ; 3 H ; H-5 ; H-6a ; H-6’b) ; 4,48 (dd ; 1 H ; J

= 2,5 Hz ; J = 12,4 Hz, H-6a) ; 4,80 (dd ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; J = 9,8 Hz ; H-2) ; 4,88 (dd ; 1 H ;

J = 3,9 Hz ; J = 10,3 Hz ; H-2’) ; ), 5,09 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4’) ; 5,12 (d ; 1 H ; J = 3,6

Hz ; H-1) ; 5,38 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3’) ; 5,45 (d ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; H-1’) ; 5,60 (t ; 1 H ;

J = 9,8 Hz ; H-3).



61,4 (C-6’) ; 62,6 (C-6) ; 64,5 (C-7) ; 68,0 (C-4’) ; 68,3 (C-5’) ; 68,4 (C-5) ; 69,3 (C-3’) ; 70,0

(C-2’) ; 71,0 (C-2) ; 72,2 (C-3) ; 72,3 (C-4) ; 82,1 (Cq) ; 95,4 (C-1’) ; 95,5 (C-1) ; 168,2 ;

169,5 ; 169,7 ; 169,9 ; 170,5 ; 170,5 ; 170,5 ; 170,7 (8 CO).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z pour calculée pour C32H46O20 Na (M+Na)+ = 773,2480 ;

trouvée 773,2481.

[α]D +69 (c = 0,5 ; CH2Cl2).


157


(tert-Butyloxycarbonyl)méthyl 2,3,4,6-tetra-O-acétyl-α-D-glucopyranosyl-(1→4)-

2,3,6-tri-O-acétyl-β-D-glucopyranoside (132b)

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcO

AcO

O

OAc

OO

O

11%. Isolé à partir de la réaction du maltose libre avec le bromoacétate de tert-butyle

suivi d’une acétylation. (CH2Cl2/ Acétone: 12/1). Huile incolore.



1,97 (s ; 3 H) ; 2,00 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) ; 3,61 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,88 (ddd ;

1 H ; J = 2,4 Hz ; J = 5,1 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-5’) ; 3,96 (t ; 1 H ; J = 9,1 Hz ; H-4) ; 3,97 (dd ;

1 H ; J = 2,4 Hz ; J = 12,9 Hz ; H-6’a) ; 4,06 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,15 (dd ; 1 H ; J = 5,1 Hz ; J =

12,9 Hz, H-6’b) ; 4,18 (dd ; 1 H ; J = 4,1 Hz ; J = 12,6 Hz ; H-6a) ; 4,42 (dd ; 1 H ; J = 2,5 Hz

; J = 12,6 Hz ; H-6b) ; 4,61 (d ; 1 H ; J = 7,6 Hz ; H-1) ; 4,79 (dd ; 1 H ; J = 4,0 Hz ; J = 10,2

Hz ; H-2’) ; 4,81 (dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 9,1 Hz ; H-2) ; 4,98 (t ; 1 H ; J = 10,2 Hz ; H-4’) ;

5,21 (t ; 1 H ; J = 9,1 Hz ; H-3) ; 5,29 (t ; 1 H ; J = 10,2 Hz ; H-3’) ; 5,33 (d ; 1 H ; J = 4,0 Hz

; H-1’).



61,1 (C-6’) ; 62,8 (C-6) ; 65,6 (C-7) ; 68,1 (C-4’) ; 68,6 (C-5’) ; 69,4 (C-3’) ; 70,1 (C-2’) ;

72,0 (C-2) ; 72,3 (C-5) ; 72,7 (C-4) ; 75,2 (C-3) ; 82,0 (Cq) ; 95,6 (C-1’) ; 99,7 (C-1) ; 168,2 ;

169,5 ; 170,0 ; 170,0 ; 170,2 ; 170,6 ; 170,6 ; 170,7 (8 CO).

[α]D +59 (c= 0,3 ; CH2Cl2).


B.2. PROCEDURE GENERALE POUR LA PREPARATION DES CARBOXYMETHYL

GLYCOSIDES PERACETYLES

Les (tert-butoxy)carbonylméthyl glycosides sont dissous une solution 50% vol. de TFA

(20 equiv.) dans CH2Cl2. La réaction est agitée pendant 3 heures à température ambiante et les

158


solvants sont ensuite coévaporés deux fois avec du toluène. Le résidu est chromatographié sur

gel de silice avec un gradient de pentane/AcOEt pour donner les acides correspondants 10-17

avec un rendement quantitatif.

Carboxyméthyl-2,3,4,6-tetra-O-acétyl-β-D-mannopyranoside (134b)

OAcOAcO

AcOAcO

O

OH

O

Huile jaune.


δ (ppm)= 1,94 (s ; 3 H) ; 1,99 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) ; 2,13 (s ; 3H) ; 3,67 (m ; 1 H ; H-

5) ; 4,11 (dd ; 1 H ; J = 2,6 Hz ; J = 12,6 Hz ; H-6b) ; 4,25 (dd ; 1 H ; J = 4,7 Hz ; J = 12,6 Hz

; H-6a) ; 4,30 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,85 (ls ; 1 H ; H-1) ; 5,05 (dd ; 1 H ; J = 1,9 Hz ; J = 9,8 Hz ;

H-3) ; 5,19 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-4) ; 5,50 (d ; 1 H ; J = 1,9 Hz ; H-2).


δ (ppm) 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,8 (4 CH3) ; 62,5 (C-6) ; 65,0 (C-7) ; 65,9 ( C-4) ; 68,7 (C-

2) ; 71,0 (C-3) ; 72,4 (C-5) ; 97,8 (C-1) ; 170,1 ; 170,5 ; 171,1 ; 171,6 ; 171,6 (5 CO).

[α]D -47 (c = 2,0 ; CH2Cl2).


Carboxyméthyl 2,3,4,-tri-O-acétyl-α-L-fucopyranoside (136a)

O

OAc

OH

O

OAc

OAc

O

Huile jaune.


159


δ (ppm)= 1,05 (d ; 3 H ; J = 6,0 Hz ; H-6) ; 1,91 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) ;

4,07-4,26 (m ; 3 H ; H-5 ; H-7) ; 5,13 (dd ; 1 H ; J = 3,3 Hz ; J = 10,7 Hz; H-2) ; 5,19 (d ; 1 H

; J = 3,3 Hz ; H-1) ; 5,33 (ls ; 1 H ; H-4) ; 5,41 (dd ; 1 H ; J = 3,3 Hz ; J = 10,7 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 15,6 (C-6) ; 20,4 ; 20,5 ; 20,5 (3 CH3) ; 63,7 (C-7) ; 65,0 (C-5) ; 67,6-67,8 (C-2

; C-C-3) ; 71,0 (C-4) ; 96,0 (C-1) ; 125,2 ; 128,1 ; 128,1 ; 128,9 (4 CO).


[α]D –135 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C14H20O11 .H2O : C, 45,90 ; H, 6,05 ; trouvée: C, 45,50 ; H, 5,70.

Carboxyméthyl 2-acétamido-3,4,6-tri-O-acétyl-2-déoxy-α-D-glucopyranoside (137a)

OAcO

AcHN

OAc

O OH

OAcO

Solide blanc.


δ (ppm)= 2,02 (s ; 3H) ; 2,03 (s ; 6 H) ; 2,10 (s ; 3 H); 4,03-4,13 (m ; 2 H ; H-6b ; H-5) ;

4,19-4,40 (m ; 4 H ; H-2 ; H-7 ; H-6a) ; 4,90 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1) ; 5,14 (t ; 1 H ; J =

10,3 Hz ; H-4) ; 5,27 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3) ; 6,59 (d ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,5 ; 20,7 ; 20,7 ; 22,7 (4 CH3) ; 51,7 (C-2) ; 61,8 (C-6) ; 64,6 (C-7) ; 67,8 (C-

4) ; 68,4 (C-5) ; 70,9 (C-3) ; 97,9 (C-1) ; 169,4 ; 170,8 ; 171,2 ; 171,8 ; 172,2 (5 CO).

Tf: 96°C.

[α]D +73 (c = 1,0 ; CH2Cl2).


Anal. Calc. pour C16H23O11N.0,5H2O: C, 46,38 ; H, 5,84 ; H, 3,38 ; trouvée: C, 46,39 ; H,

5,61 ; N, 3,30.

160


Carboxyméthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-2,3,6-tri-O-

acétyl-α-D-glucopyranoside (138a)

Huile jaune.


δ (ppm) 1,97 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 6 H) ; 2,09 (s ; 3 H) ; 2,14 (s ; 3 H) ; 2,17

(s ; 3 H) ; 3,78 (t ; 1 H ; J = 9,9 Hz ; H-4) ; 3,89 (t ; 1 H ; J = 7,0 Hz ; H-5’) ; 4,02-4,20 (m ; 4

H ; ; H-5 ; H-6’; H-6b) ; 4,26 (s ; 2 H ; H-7) ; 4.46 (dd ; 1 H ; J =1,7 Hz ; J = 11,5 Hz ; H-6a) ;

4,50 (d ; 1 H ; J =7,9 Hz ; H-1’) ; 4,82 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 9,9 Hz ; H-2) ; 4,97 (dd ; 1

H ; J = 3,4 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-3’) ; 5,11 (dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-2’) ; 5,12 (d

; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 5,36 (dd ; 1H ; J = 0,9 Hz ; J = 3,4 Hz , H-4’) ; 5,51 (t ; 1 H ; J =9,9

Hz ; H-3).


δ (ppm) 20,9 ; 21,0 ; 21,0 ; 21,0 ; 21,2 ; 21,3 ; 21,8 (7 CH3) ; 61,3 (C-6’) ; 62,2 (C-6) ;

64,3 (C-7) ; 67,1 (C-4’) ; 69,3 (C-5) ; 69,6 (C-2’) ; 69,8 (C-3) ; 71,0 (C-5’) ; 71,1 (C-2) ; 71,4

(C-3’) ; 76,4 (C-4) ; 96,1 (C-1) ; 101,2 (C-1’) ; 169,8 ; 170,5 ; 170,8 ; 170,9 ; 171,1 ; 171,1 ;

171,3 ; 173,6 (8 CO).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour (M+Na)+ = 717,1854 ; trouvée 717,1858.

[α]D +57 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C28H38O20. H2O: C, 47,19 ; H, 5,66 ; trouvée: C, 47,47 ; H, 5,55.

161



acétyl-β-D-glucopyranoside (138b)

OO

OAcOH

OOAc

OAcO

OAc

OAcAcO

AcOO

Huile incolore.


δ (ppm)= 1,90 (s ; 3 H) ; 1,97 (s ; 3 H) ; 1,99 (s ; 9 H) ; 2,06 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) ;

3,59 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,76 (t ; 1 H ; J = 9,3 Hz ; H-4) ; 3,84 (t ; 1 H ; J = 6,7 Hz ; H-5’) ; 3,98-

4,07 (m ; 3 H ; H-6’ ; H-6a) ; 4,22 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,41-4,45 (m ; 2 H ; H-1’ ; H-6b) ; 4,56 (d ;

1 H ; J = 7,7 Hz ; H-1) ; 4,86-4,93 (m ; 2 H ; H-2 ; H-3’) ; 5,02 (dd ; 1 H ; J = 7,8 Hz ; J =

10,1 Hz ; H-2’) ; 5,16 (t ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; H-3) ; 5,28 (d ; 1 H ; J = 2,8 Hz ; H-4’).


δ (ppm)= 20,5 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,8 (7 CH3) ; 60,9 (C-6’) ; 61,8 (C-6) ;

65,3 (C-7) ; 66,7 (C-4’) ; 69,2 (C-5) ; 70,7 (C-5’) ; 71,0-71,3 (C-2 ; C-3’) ; 72,4 (C-3) ; 72,9

(C-5) ; 76,0 (C-4) ; 100,1 (C-1) ; 101,0 (C-1’) ; 169,3 ; 169,8 ; 170,0 ; 170,1 ; 170,2 ; 170,3 ;

170,6 ; 170,7 (8 CO).


[α]D -6 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C28H38O20. H2O: C, 47,19 ; H, 5,66 ; trouvée: C, 47,52 ; H, 5,55.

Carboxyméthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-α-D-glucopyranosyl-(1→4)-2,3,6-tri-O-acétyl-

α-D-glucopyranoside (139a)

O

OAcOH

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcOOAcO

O

Solide blanc.


162


δ (ppm)= 1,92 (s ; 3 H) ; 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 6 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ;

2,07 (s ; 3 H) ; 3,61 (m ; 1 H ; H-5’) ; 3,68 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4) ; 3,97-4,01 (m ; 2 H ; H-

5 ; H-6’a) ; 4,06 (dd ; 1 H ; J = 4,5 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6b) ; 4,18 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,42-4,49

(m ; 2 H ; H-1’ ; H-6b) ; 4,74 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 10,3 Hz ; H-2) ; 4,86 (t ; 1 H ; J = 8,5

Hz ; H-4’) ; 4,97-5,11 (m ; 3 H ; H-1 ; H-2’ ; H-3’) ; 5,42 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 20,5 ; 20,5 ; 20,5 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,8 ; 21,4 (7 CH3) ; 61,6-61,6 (C-6 ; C-6’) ;

64,3 (C-7) ; 67,8 (C-2’) ; 68,9 (C-5) ; 69,1 (C-3) ; 70,6 (C-2) ; 71,7 (C-5’) ; 71,9 (C-4’) ; 73,0

(C-3’) ; 76,4 (C-4) ; 95,6 (C-1) ; 100,6 (C-1’) ; 169,3 ; 169,5 ; 170,0 ; 170,5 ; 170,7 ; 170,8 ;

170,8 ; 178,3 (8 CO).

Tf: 165-167°C.

[α]D +50 (c = 0,5 ; CH2Cl2).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour C28H38O20 Na (M+Na)+ = 717,1854 ;

trouvée 717,1850.

Anal. Calc. pour C28H38O20. 1,5 H2O: C, 46,60 ; H, 5,73 ; trouvée: C, 46,68 ; H, 5,51.

Carboxyméthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-α-D-glucopyranosyl-(1→4)-2,3,6-tri-O-acétyl

-α-D-glucopyranoside (140a)

O

OAc

OH

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcO

AcO

O

O

Huile jaune.


δ (ppm)= 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,97 (s ; 3 H) ; 1,99 (s ; 3 H) ;

2,03 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) ; 3,88 (m ; 1 H ; H-5’) ; 3,93 (t ; 1 H ; J = 9,7 Hz ; H-4) ; 3,98

(dd ; 1 H ; J = 1,9 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6’a) ; 4,00-4,10 (m ; 1 H ; H-5) ; 4,15-4,22 (m ; 5 H ;

H-5’; H-6b ; H-6’b ; H-7) ; 4,39 (dd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6a) ; 4,70 (dd ; 1 H ; J

= 3,8 Hz ; J = 9,7 Hz ; H-2) ; 4,79 (dd ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; J = 10,1 Hz ; H-2’) ; 5,00 (t ; 1 H ;

163


J = 10,1 Hz ; H-4’) ; 5,03 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1) ; 5,30 (t ; 1 H ; J = 10,4 Hz ; H-3’) ; 5,36

(d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1’) ; 5,51 (t ; 1 H ; J = 9,7 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,9 (7 CH3) ; 67,2 (C-6’) ; 68,0 (C-6) ;

68,0 (C-7) ; 68,4 (C-4’) ; 69,4 (C-5) ; 70,0 (C-5’) ; 70,0 (C-3’) ; 70,9 (C-2’) ; 72,0 (C-2) ; 72,4

(C-3) ; 74,0 (C-4) ; 93,8 (C-1’) ; 95,7 (C-1) ; 169,6 ; 170,0 ; 170,1 ; 170,6 ; 170,8 ; 170,8 ;

170,8 ; 173,1 (8 CO).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour C28H38O20Na (M+Na)+ = 717,1854 ;

trouvée 717,1858.

[α]D +91 (c = 0,5 ; CH2Cl2).



β-D-glucopyranoside (140b)

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcO

AcO

O

OAc

OOH

O

Huile jaune.


δ (ppm)= 1,93 (s ; 3 H) ; 1,95 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,98 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ;

2,03 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) ; 3,65 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,88 (br d ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-5’) ;

3,93-3,99 (m ; 2 H ; H-6’a ; H-4) ; 4,16 (dd ; 1 H ; J = 4,1 Hz ; J = 12,0 Hz ; H-6a) ; 4,18 (dd ;

1 H ; J = 3,4 Hz ; J = 12,9 Hz ; H-6’b) ; 4,24 (s ; 2 H ; H-7) ; 4,44 (br d ; 1 H ; J = 12,0 Hz ;

H-6b) ; 4,62 (d ; 1 H ; J = 7,6 Hz ; H-1) ; 4,78 (dd ; 1 H ; J = 30,6 Hz ; J = 9,8 Hz ; H-2’) ;

4,81 (dd ; 1 H ; J = 7,4 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-2) ; 4,98 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-4’) ; 5,22 (t ; 1 H

; J = 9,6 Hz ; H-3) ; 5,28 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3’) ; 5,33 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1’).


δ (ppm)= 20,7 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,9 ; 21,0 ; 21,0 (7 CH3) ; 53,8 (C-6’) ; 61,6 (C-6) ;

62,6 (C-7) ; 68,1 (C-4) ; 68,7 (C-5’) ; 69,4 (C-3’) ; 70,1 (C-2’) ; 71,9 (C-2) ; 72,5 (C-5) ; 72,6

164


(C-4) ; 75,0 (C-3) ; 95,7 (C-1’) ; 99,9 (C-1) ; 169,6 ; 170,0 ; 170,1 ; 170,3 ; 170,7 ; 170,7 ;

170,7 ; 170,7 (8 CO).

[α]D +61 (c = 0,3 ; CH2Cl2).


B.3. PROCEDURE GENERALE POUR LA PREPARATION DES CARBOXYMETHYL

GLYCOSIDE LACTONES

A une solution du carboxyméthyl glycoside (0,1 M) dans le MeOH, NaOH (1M, 10

équiv.) est rajouté. Le mélange est agité pendant 30 minutes à température ambiante et les

solvants sont évaporés. Le résidu est placé dans les conditions classiques d’acétylation (50%

vol anhydride acétique dans la pyridine) pendant une nuit. Après évaporation du solvant, le

résidu est dissous dans CH2Cl2 est lavé avec une solution aqueuse de NH4Cl solution (10%).

La phase organique est séchée sur Na2SO4, filtrée et le solvant est évaporé pour donner, après

purification sur gel de silice, la lactone correspondante.

Carboxyméthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-β-D-glucopyranoside-2-O-lactone (1b)

OAcOAcO

AcO

O

OO

71%. (AcOEt/Pentane : 1/1). Mousse blanche.


δ (ppm) 2,05 (s ; 3 H) ; 2,09 (s ; 3 H) ; 2,09 (s ; 3 H) ; 3,91 (ddd ; 1 H ; J = 2,3 Hz ; J =

4,5 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-5) ; 4,12 (dd ; 1 H ; J = 2,3 Hz ; J = 12,5 Hz ; H-6a) ; 4,21 (dd ; 1 H ;

J = 4,7 Hz ; J = 12,5 Hz ; H-6b) ; 4,30 (dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-2) ; 4,50

(système AB ; δa 4,52 , δb 4,69 ; 2 H ; J = 17,4 Hz ; H-7) ; 4,75 (d ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; H-1) ;

5,05 (dd ; 1 H ; J = 9,1 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-4) ; 5,30 (dd ; 1 H ; J = 9,1 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-

3).


165


δ (ppm) 20,6 ; 20,7 ; 20,8 (3 CH3) ; 61,6 (C-6) ; 64,5 (C-7) ; 68,2 ; 71,2 ; 73,8 ; 76,5 (C-2

; C-3 ; C-4 ;C-5) ; 95,0 (C-1) ; 164,9 ; 169,6 ; 169,9 ; 170,6 (4 CO).

[α]D +93 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour (M+H)+ = 347,0978 trouvée 347,0979.


Carboxyméthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-β-D-mannopyranoside-2-O-lactone (141b)

OAcOAcO

AcO

OO

O



δ (ppm)= 1,99 (s ; 3 H) ; 2,01 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) ; 3,73 (m ; 1 H ; H-5) ; 4,14 (m ; 2

H ; H-6) ; 4,38 (système AB ; δa 4,29 , δb 4,46 ; 2 H ; J = 17,5 Hz ; H-7) ; 4,85 (dd ; 1 H ; J =

1,1 Hz ; J = 3,0 Hz ; H-2) ; 5,03 (dd ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; J = 10,1 Hz ; H-3) ; 5,03 (d ; 1 H ; J =

1,1 Hz ; H-1) ; 5,27 (t ; 1 H ; J = 10,1 Hz ; H-4).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,7 (3 CH3) ; 60,3 (C-7) ; 61,9 (C-6) ; 64,7 (C-4) ; 70,7 (C-3) ;

73,0 (C-5) ; 75,0 (C-2) ; 90,4 (C-1) ; 165,0 ; 169,3 ; 170,4 ; 170,7 (4 CO).

SM (Basse Résolution-ESI) m/z (M+H)+ = 346,88.

[α]D -55 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C14H18O10.0,2 H2O: C, 48,06; H, 5,30 ; trouvée: C, 48,03 ; H, 5,03.

166


Carboxyméthyl-3,4,6-tri-O-acétyl-α-D-galactopyranoside-2-O-lactone (142a)

OAcO

O

OAcAcO

O

O

87 %. (AcOEt/Pentane : 1/1). Mousse blanche.

RMN 1H (300 MHz) :

δ (ppm)= 2,055 (s ; 3 H), 2,06 (s ; 3 H), 2,15 (s ; 3 H), (3 OAc) ; 4,09-4,15 (m ; 2 H ;

H-6) ; 4,45 (m, ; 1 H ; H-5) ; 4,59 (système AB ; 2 H ; δa 4,52, δb 4,67 ; J = 18,0 Hz ; H-7) ;

4,65 (dd ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; J = 3,3 Hz ; H-2) ; 5,39 (d ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; H-1) ; 5,43 (dd ; 1 H

; J = 3,3 Hz ; J = 9,9 Hz ; H-3) ; 5,48 (dd ; 1 H, J = 3,3 Hz ; J = 1,2 Hz ; H-4).

RMN 13C (75 MHz) :

δ (ppm)= 20,8 ; 20,9 ; 21,1 (3 CH3) ; 61,7 (C-6) ; 64,9 (C-7) ; 67,3 (C-4) ; 70,5 (C-5) ;

71,9 (C-3) ; 76,4 (C-2) ; 91,5 (C-1) ; 164,2 ; 170,2 ; 170,5 ; 170,8 (4 CO).

SM (Basse Résolution-ESI) m/z pour C15H18O11 (M+H)+ = 346,09.

[α]D +113 (c = 1,0 ; CH2Cl2).


Carboxyméthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-β-D-galactopyranoside-2-O-lactone (142b)

OAcO

O

O

OAcAcO

O

64 %. (AcOEt/Pentane : 1/1). Solide blanc.

RMN 1H (500 MHz) :

δ (ppm) = 2,04 (s ; 6 H) ; 2,14 (s ; 3 H), 4,11 (m ; 1 H ; H-5) ; 4,16-4,20 (m ; 2 H ; H-6) ;

4,53 (dd ; 1 H ; J = 7,6 Hz ; J = 10,5 Hz, H-2) ; 4,60 (système AB ; 2 H ; δa 4,49 ; δb 4,70 ; J

= 17,7 Hz ; H-7) ; 4,77 (d ; 1 H ; J = 7,6 Hz ; H-1) ; 5,16 (dd ; 1 H ; J = 3,5 Hz ; J = 10,5 Hz ;

H-3) ; 5,46 (dd ; 1 H ; J = 1,9 Hz ; J = 3,5 Hz ; H-4).

167


RMN 13C (125 MHz)

δ (ppm) = 20,4 ; 20,5 ; 20,6 (3 OAc) ; 61,0 (C-6) ; 64,5 (C-7) ; 66,8 (C-4) ; 69,5 (C-3) ;

72,8 (C-5) ; 74,6 (C-2) ; 95,5 (C-1) ; 165,2 ; 169,7 ; 170,3 ; 170,3 (4 CO).

[α]D +85 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

SM: Haute résolution (ESI) m/z calculée pour C14H18O10Na (M+Na)+ 369,0798, trouvée

369,0797.

Anal. Calc. pour C14H18O10: C, 48,56 ; H, 5,24 ; trouvée: C, 48.64; H, 5.49.

Carboxyméthyl 3,4-di-O-acétyl-α-L-fucopyranoside-2-O-lactone (143a)

O

OAcOAc

O

OO

84%. (AcOEt/Pentane : 1/2). Solide blanc.


δ (ppm)= 1,12 (d ; 3 H ; J = 6,6 Hz ; H-6) ; 2,00 (s ; 3 H) ; 2,11 (s ; 3 H) ; 4,32 (br q ; 1 H

; J = 6,6 Hz ; H-5) ; 4,50 (système AB: δa 4,43 , δb 4,58 ; 2 H ; J = 17,8 Hz ; H-7) ; 4,55 (dd ;

1 H ; J = 3,1 Hz ; J = 8,5 Hz ; H-2) ; 5,25 (d ; 1 H ; J = 3,1 Hz ; H-1) ; 5,27 (dd ; 1 H ; J = 3,1

Hz ; J = 10,2 Hz ; H-4) ; 5,38 (dd ; 1 H ; J = 3,1 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 15,9 (C-6) ; 20,7 ; 20,8 (2 CH3) ; 64,8 (C-7) ; 67,6 (C-5) ; 70,0 (C-3) ; 70,7 (C-

4) ; 73,6 (C-2) ; 92,0 (C-1) ; 164,2 ; 170,2 ; 170,3 (3 CO).

Tf: 156-158°C.

[α]D –124 (c = 1,0 ; CH2Cl2).


168


Carboxyméthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-β-L-fucopyranoside-2-O-lactone (143b)

O

AcOOAc

OO

O



δ (ppm)= 1,22 (d ; 3 H ; J = 6,5 Hz ; H-6) ; 1,99 (s ; 3 H) ; 3,98 (s ; 3 H) ; 3,98 (dq ; 1 H ;

J = 1,2 Hz ; J = 6,5 Hz ; H-5) ; 4,44 (dd ; 1 H ; J = 7,7 Hz ; J = 10,7 Hz ; H-2) ; 4,55 (système

AB: δa 4,47 , δb 4,63 ; 2 H ; J = 17,5 Hz ; H-7) ; 4,73 (d ; 1 H ; J = 7,7 Hz ; H-1) ; 5,10 (dd ; 1

H ; J = 3,6 Hz ; J = 10,6 Hz ; H-3) ; 5,23 (dd ; 1 H ; J = 1,2 Hz ; J = 3,6 Hz ; H-4).


δ (ppm)= 15,7 (C-6) ; 20,4 ; 20,5 (2 CH3) ; 64,5 (C-7) ; 69,8-69,9 (C-4 ; C-3) ; 71,3 (C-5)

; 74,8 (C-2) ; 95,2 (C-1) ; 165,6 ; 169,8 ; 170,1 (3 CO).

[α]D –88 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Tf.: 95-96°C.


Anal. Calc. pour C12H16O8 .1,71 H2O: C, 45,16 ; H, 6,14 ; trouvée: C, 45,21 ; H, 6,00.


acétyl-α-D-glucopyranoside-2-O-lactone (144a)

OO

AcO

AcOOAc

OAc

OAcO

O

OAc

O

O

64%. (AcOEt/Pentane : 1/1). Solide blanc.


δ (ppm)= 1,97 (s ; 3 H) ; 2,04 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3 H) ; 2,13 (s ; 3 H) ; 2,14 (s ; 3 H) ;

2,17 (s ; 3 H) ; 3,77 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4) ; 3,89 (t ; 1 H ; J = 6,2 Hz ; H-5’) ; 4,04-4,22

(m ; 4 H ; ; H-5 ; H-6’ ; H-6b) ; 4,35 (d ; 1 H ; J =3,4 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-2) ; 4,47-4,52 (m ; 2

169


H ; H-1’ ; H-6a) ; 4,52 (système AB: δa 4,69 ; δb 4,49 ; J = 17,8 Hz ; H-7) ; 4,96 (dd ; 1 H J =

3,4 Hz ; J = 10,3 Hz ; H-3’) ; 5,12 (dd ; 1 H, J = 7,8 Hz ; J = 10,3 Hz ; H-2’) ; 5,29 (d ; 1 H ; J

= 3,4 Hz ; H-1) ; 5,36 (dd ; 1 H ; J = 1,1 Hz J = 3,4 Hz ; H-4’) ; 5,56 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-

3).


δ (ppm)= 20,5 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,9 (6 CH3) ; 60,8 (C-6’) ; 61,5 (C-6) ; 64,4

(C-7) ; 66,6 (C-4’) ; 69,2 (C-2’) ; 70,7 (C-5’) ; 70,8 (C-5) ; 70,9 (C-3’) ; 71,2 (C-3) ; 74,8 (C-

4) ; 74,8 (C-2) ; 90,9 (C-1) ; 100,9 (C-1’) ; 162,9 ; 163,7 ; 169,0 ; 169,7 ; 170,1 ; 170,2 ; 170,4

(7 CO).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour C26H34O18 Na+ (M+Na)+ = 657,1643,

trouvée 657,1645.

[α]D +68 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Tf: 106-114°C.

Anal. Calc. pour C26H34O18 .H2O: C, 48,75 ; H, 5,46 ; trouvée: C, 48,77 ; H, 5,47.


acétyl-β-D-glucopyranoside-2-O-lactone (144b)

OAcO

OAc

OAc

OAcO

O

OAc

O O

O

AcO



δ (ppm)= 1,90 (s ; 3 H) ; 1,98 (s ; 3 H) ; 2,00 (s ; 3 H) ; 2,06 (s ; 6 H) ; 2,09 (s ; 3 H) ;

3,75-3,76 (m ; 2 H ; H-5, H-4) ; 3,82 (t ; 1 H ; J = 7,2 Hz ; H-5’) ; 4,01 (dd ; 1 H ; J = 7,2 Hz ;

J = 11,0 Hz ; H-6’a) ; 4,08-4,11 (m ; 2 H ; H-6a ; H-6’b) ; 4,12 (dd ; 1 H ; J = 7,7 Hz ; J =

10,4 Hz ; H-2) ; 4,41-4,45 (m ; 2 H ; H-1’ ; H-6b) ; 4,51 (système AB: δa 4,49 ; δb 4,58 ; J =

17,5 Hz ; H-7) ; 4,72 (d ; 1 H ; J = 7,7 Hz ; H-1) ; 4,90 (dd ; 1 H ; J = 3,5 Hz ; J = 10,4 Hz ;

H-3’) ; 5,03 (dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-2’) ; 5,27-5,29 (m ; 2 H ; H-3 ; H-4’).


170


δ (ppm)= 20,6 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,9 ; 20,9 (6 CH3) ; 60,9 (C-6’) ; 61,7 (C-6) ; 64,4

(C-7) ; 66,6 (C-3 ou C-4’) ; 69,1 (C-2’) ; 70,7 (C-3 ou C-4’) ; 70,9 (C-3’) ; 71,0 (C-5’) ; 74,8

(C-4) ; 76,0 (C-5) ; 76,9 (C-2) ; 94,8 (C-1) ; 101,1 (C-1’) ; 164,9 ; 169,1 ; 169,3 ; 170,1 ;

170,2 ; 170,3 ; 170,4 (7 CO).

SM (Basse Résolution-ESI) m/z pour C26H3’O18 Na (M+Na)+ = 675,1.

[α]D +5 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C26H3’O18: C, 49,21 ; H, 5,40 ; trouvée: C, 48,92 ; H, 5,48.

Carboxyméthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-β-D-glucopyranosyl-(1→4)-2,3,6-tri-O-acétyl-

α-D-glucopyranoside-2-O-lactone (145a)

O

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcOOAcO

O

O



δ (ppm)= 1,92 (s ; 3 H) ; 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,04 (s ; 3 H) ;

2,07 (s ; 3 H) ; 3,62 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4) ; 4,00 (dd ; 1 H ; J = 1,9 Hz ; J = 12,5 Hz ; H-

6’a) ; 4,01- 4,12 (m ; 2 H ; H-5 ; H-6a) ; 4,28 (dd ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-2) ; 4,32

(dd ; 1 H ; J = 4,1 Hz ; J = 12,6 Hz ; H-6’b) ; 4,39-4,47 (m ; 2 H ; H-1’ ; H-6b) ; 4,53

(système AB: δa 4,42 ; δb 4,62 ; J = 17,8 Hz ; H-7) ; 4,87 (t ; 1 H ; J = 8,8 Hz ; H-2’) ; 5,01 (t ;

1 H ; J = 8,8 Hz ; H-4’) ; 5,07 (t ; 1 H ; J = 8,8 Hz ; H-3’) ; 5,23 (d ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; H-1) ;

5,47 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,9 (6 CH3) ; 61,4-61,6 (C-6 ; C-6’) ; 64,5 (C-

7) ; 67,8 (C-4’) ; 70,9 (C-5) ; 71,1 (C-3) ; 71,5 (C-5’) ; 72,0 (C-2) ; 72,8 (C-3’) ; 75,2 (C-4) ;

76,2 (C-2) ; 91,0 (C-1) ; 100,7 (C-1’) ; 163,6 ; 169,0 ; 169,3 ; 169,7 ; 170,3 ; 170,3 ; 170,5 (7

CO).

[α]D +45 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Tf: 188°C.

171


SM (Basse Résolution-ESI) m/z pour C26H34O18 Na (M+Na)+ = 657,1.

Anal. Calc. pour C26H34O18 .0,5 H2O: C, 48,52 ; H, 5,48 trouvée: C, 48,53 ; H, 5,38.

Carboxyméthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-α-D-glucopyranosyl-(1→4)-2,3,6-tri-O-acétyl -

α-D-glucopyranoside-2-O- lactone (146a)

O

OAcO

AcOOAc

OAc

AcO

AcO

O

OO

O



δ (ppm)= 2,01 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,06 (s ; 3 H) ; 2,10 (s ; 3 H) ; 2,12 (s ; 3 H) ;

2,15 (s ; 3 H) ; 3,94 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,99 (t ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; H-4) ; 4,07 (dd ; 1 H ; J = 2,3

Hz ; J = 12,4 Hz ; H-6’a) ; 4,20-4,28 (m ; 4 H ; H-6’b ; H-6a ; H-5 ; H-2) ; 4,48-4,74 (m ; 3 H

; H-6b et système AB: δa 4,51 ; δb 4,71 ; J = 17,9 Hz ; H-7) ; 4,85 (dd ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; J =

10,3 Hz ; H-2’) ; 5,08 (t ; 1 H ; J = 9,9 Hz ; H-4’) ; 5,30 (d ; 1 H ; J = 2,8 Hz ; H-1) ; 5,36 (t ;

1 H ; J = 10,1 Hz ; H-3’) ; 5,48 (d ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; H-1’) ; 5,64 (t ; 1 H ; J = 9,4 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,9 ; 21,0 (6 CH3) ; 61,4 (C-6’) ; 62,2 (C-6) ; 64,3

(C-7) ; 67,9 (C-4’) ; 68,7 (C-5’) ; 69,3 (C-3’) ; 70,1 (C-2’) ; 70,6 (C-2) ; 71,2 (C-4) ; 73,4 (C-

3) ; 76,4 (C-5) ; 90,8 (C-1) ; 95,7 (C-1’) ; 163,4 ; 169,5 ; 170,0 ; 170,0 ; 170,4 ; 170,6 ; 170,7

(7 CO).

[α]D +109 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour C26H34O18Na (M+Na)+ = 657,1643 ;

trouvée 657,1640.


172



β-D-glucopyranoside-2-O-lactone (146b)

OAcO

OAc

OAc

AcO

O OAcO

O

OAc

O

O

64 %. (AcOEt/Pentane : 1/1). Huile incolore.


δ (ppm)= 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 2,00 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,04 (s ; 3 H) ;

2,08 (s ; 3 H) ; 3,84 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,88 (ddd ; 1 H ; J = 2,5 Hz ; J = 6,0 Hz ; J = 10,4 Hz ;

H-5’) ; 3,98 (t ; 1 H ; J = 9,0 Hz ; H-4) ; 4,00 (dd ; 1 H ; J = 2,5 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6’a) ;

4,05 (dd ; 1 H ; J = 7,9 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-2) ; 4,16 (dd ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-

6a) ; 4,17 (dd ; 1 H ; J = 6,0 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6’b), 4,44 (dd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 12,3

Hz ; H-6b) ; 4,49 (système AB ; δa 4,42 ; δb 4,57 ; 2 H ; J = 17,5 Hz ; H-7) ; 4,75 (d ; 1 H ; J =

7,9 Hz ; H-1) ; 4,81 (dd ; 1 H ; J = 4,2 Hz ; J = 10,3 Hz ; H-2’) ; 5,00 (t ; 1 H ; J = 10,3 Hz ;

H-4’), 5,29 (t ; 1 H ; J = 10,3 Hz ; H-3’), 5,35 (d ; 1 H ; J = 4,2 Hz ; H-1’), 5,36 (dd ; 1 H ; J =

9,0 Hz ; J = 10,4 Hz ; H-3).


δ (ppm)= 20,7 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,9 ; 21,0 (6 CH3) ; 61,5 (C-6’) ; 62,6 (C-6) ; 64,4

(C-7) ; 68,0 (C-4’) ; 68,9 (C-5’) ; 69,3 (C-3’) ; 69,4 (C-2’) ; 69,9 (C-4) ; 72,5 (C-3) ; 73,3 (C-

5) ; 74,4 (C-2) ; 94,6 (C-1) ; 95,9 (C-1’) ; 169,5 ; 169,5 ; 169,6 ; 170,0 ; 170,5 ; 170,6 ; 170,7

(7 CO).

[α]D +54 (c = 0,3 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C26H34O18 0,5 H2O: C, 48,52 ; H, 5,48 ; trouvée: C, 48,38 ; H, 5,19.

173


(N-Allylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-α-D-glucopyranoside (163)

OAcO

HOO

O

OAc

NH

AcO

A une solution de la lactone 1a (4 g, 11,5 mmol) dans du CH2Cl2 fraîchement distillé (8

mL), l’allylamine (1,30 mL, 0,017 mmol) est rajoutée. La réaction est agitée pendant 12

heures puis, le solvant est évaporé et le produit est purifié sur colonne (CH2Cl2:CH3OH ;

35:1) pour donner le produit (163) pur (4,29 g, 92%) sous la forme d’une huile incolore.


δ (ppm)= 1,99 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 3,78 (dd ; 1 H ; J = 3,7

Hz ; J = 10,1 Hz ; H-2) ; 3,91 (s ; 2 H ; NHCH2 ) ; 4,00-4,25 (m ; 5 H ; H-5 ; H-6 ; H-7) ; 4,90

(d ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 4,97 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-4) ; 5,07-5,11 (m ; 2 H ; CH=CH2 ) ;

5,23 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-3) ; 5,72-5,85 (m ; 1 H ; CH=CH2 ) ; 7,55 (t ; 1 H ; J = 5,6 Hz ;

NH).


δ (ppm)= 20,7 ; 20,8 ; 21,0 (3 CH3) ; 41,5 (NHCH2) ; 61,9 (C-6) ; 67,4 (C-7) ; 68,0 (C-5)

; 68,1 (C-4) ; 70,3 (C-2) ; 73,3 (C-3) ; 99,3 (C-1) ; 116,4 (CH=CH2) ; 133,7 (CH=CH2) ; 169,2

; 169,4 ; 169,4 ; 170,7 (4 CO).

[α]D +118 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C17H25NO10: C, 50,62 ; H, 6,52 ; N, 3,47 ; trouvée: C, 50,28 ; H, 6,31;

N, 3,37.

174


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 2,3,4,6-tétra-O-acétyl-α-D-glucopyranosyl-(1→4)-

3,6-di-O-acétyl-α-D-glucopyranoside (165)

OAcO

OHO

O

OAc

NH

O

OAcO

AcO

OAc

AcO

Une solution de (146a, 500 mg, 0,78 mmol) et de propargylamine (1,18 mmol, 0,08 mL)

dans du dichlorométhane (3 mL), est agitée à température ambiante pendant 8 heures. Après

évaporation du solvant, le résidu est purifié sur colonne de silice (CH2Cl2/MeOH: 30/1) pour

donner le produit 165 (462 mg, 85%) sous la forme de mousse blanche.


δ (ppm)= 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,98 (s ; 3 H) ; 2,04 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) ;

2,07 (s ; 3 H) (6 OAc) ; 2,22 (t ; 1 H ; J = 2,4 Hz ; CCH) ; 3,53 (m ; 2H ; H-5 ; H-4) ; 3,80-

4,20 (m ; 9 H ; H-7 ; H-2 ; H-5’ ; H-6b ; H-6’ ; NHCH2) ; 4,35 (dd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J =

12,0 Hz ; H-6a) ; 4,80 (dd ; 1 H ; J = 4,0 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-2’) ; 4,81 (d ; 1 H ; J = 3,4 Hz ;

H-1) ; 5,00 (t ; 1 H ; J = 10,2 Hz ; H-4’) ; 5,24 (t ; 1 H ; J = 10,2 Hz ; H-3’) ; 5,29 (t ; 1 H ; J =

9,6 Hz ; H-3) ; 5,41 (d ; 1 H ; J = 4,0 Hz ; H-1’) ; 7,59 (t ; 1 H ; J = 5,2 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,6 ; 20,6 ; 20,7 ; 20,9 ; 21,3 (6 OAc) ; 28,7 (NHCH2) ; 61,5 (C-6’) ;

62,8 (C-6) ; 67,2 (C-7) ; 68,0 (C-4’) ; 68,6 (C-5’ou C-2) ; 69,4 (C-3) ; 70,2 (C-2’) ; 71,3 (C-5’

ou C-2) ; 71,7 (CCH) ; 72,4 (C-4) ; 76,1 (C-3’) ; 76,1 (CCH) ; 95,6 (C-1) ; 98,8 (C-1’) ; 168,9

; 169,5 ; 170,0 ; 170,6 ; 170,7 ; 170,7 ; 170,7 ; 172,0 (8 CO).

[α]D +107 (c = 0,3 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C29H39NO18: C, 50,51 ; H, 5,70 ; N, 2,03 ; trouvée: C, 50,61 ; H, 5,72 ;

N, 2,03.

175


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-hexadecylcarbamoyl-α-D-

glucopyranoside (167)

OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

NHO

( )15

A une solution de (164, 210 mg, 0,523 mmol) dans du dichlorométhane fraîchement

distillé (1 mL), l’isocyanate d’hexadécyle (0,32 mL, 1,04 mmol) est rajouté ainsi q’une

quantité catalytique de triéthylamine. Après 14 heures, la réaction est quenchée avec du

MeOH (0,5 mL), l’urée générée au cours de la réaction est filtrée sur fritté, rincée avec 10 mL

de CH2Cl2 et la solution lavée avec 2x5 mL d’une solution de NH4Cl à 10%. La phase

organique est séchée sur Na2SO4. Après évaporation du solvant, le produit est soumis à une

purification sur colonne de silice (CH2Cl2/ MeOH : 30/1) pour donner le produit 167 pur avec

un rendement de (258 mg, 74%) sous la forme d’une huile transparente.


δ (ppm)= 0,88 (t ; 3 H ; J = 6,7 Hz, CH3) ; 1,25 (m ; 26 H ; 13 CH2) ; 1,49 (t ; 2 H ; J =

6,6 Hz ; CH2) ; 2,04 (s ; 6 H) ; 2,10 (s ; 3 H) ; (3 OAc) ; 2,27 (t ; 1 H ; J = 1,5 Hz ; CCH) ;

3,09 (m, 2 H, NHCH2CH2) ; 4,00-4,27 (m ; 4 H ; H-5 ; H-6a; NHCH2) ; 4,14 (système AB ; 2

H ; δa 4,04 ; δb 4,23 ; J = 15,7 Hz ; H-7) ; 4,25 (dd ; 1 H ; J = 4,7 Hz ; H-6b) ; 4,92 (dd ; 1 H ;

J = 3,6 , J = 10,1 Hz ; H-2) ; 4,99 (t ; 1 H ; J = 5,7 Hz ; NH) ; 5,04 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1)

; 5,09 (t ; 1 H ; J = 10,1 Hz ; H-4 ) ; 5,45 (t ; 1 H ; J = 10,1 Hz ; H-3) ; 6,87 (ls ; 1 H ; NH).


14,2 (CH3) ; 20,7 ; 20,8 ; 20,9 (3 CH3) ; 29,4-32,0 (15 CH2) ; 41,4 (NHCH2) ; 61,8 (C-6) ;

67,5 (C-7) ; 68,2 (C-4) ; 68,2 (C-5) ; 70,3 (C-3) ; 70,8 (C-2) ; 70,3 (CCH) ; 79,5 (CCH) ; 97,5

(C-1) ; 154,9 ; 168,2 ; 169,5 ; 170,7 ; 170,7 (5 CO).

[α]D +78 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C34H56N2O11: C, 61,06 ; H, 8,44 ; N, 4,19 ; trouvée: C, 60,91 ; H, 8,41

; N, 4,22.

176



3,6-di-O-acétyl-2-O-hexadécylcarbamoyl-α-D-glucopyranoside (168)

OAcO

OO

O

OAc

NH

O

OAcO

AcO

OAc

AcO

NHO

C16H33

A une solution de (165, 100 mg, 0,145 mmol) dans du CH2Cl2 fraîchement distillé (2 mL)

agitée à température ambiante, l’isocyanate d’hexadécyle (0,09 mL, 0,29 mmol) est rajouté

ainsi qu’une quantité catalytique de triéthylamine. Après 48 heures, la réaction est quenchée

avec du MeOH (0,5 mL), l’urée générée au cours de la réaction est filtrée sur fritté, rincée

avec CH2Cl2 (10 mL). La solution organique est lavée avec 2x5 mL d’une solution de NH4Cl

à 10% et séchée sur Na2SO4. Après évaporation du solvant, le produit est soumis à une

purification sur colonne de silice (CH2Cl2/MeOH : 30/1) donner le carbamate 168 (125 mg,

90%) sous la forme d’une huile transparente.


δ (ppm) = 0,81 (t ; 3 H ; J = 6,0 Hz ; CH3) ; 1,20 (m ; 26 H ; 13 CH2) ; 1,40 (m ; 2 H ;

CH2) ; 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,99 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3

H) (6 OAc) ; 2,22 (t ; 1 H ; J = 2,4 Hz ; CCH) ; 3,06 (m ; 2 H ; CH2) ; 3,88-4,20 (m ; 8 H ; H-

4 ; H-5 ; H-5’ ; H-6b ; H-6’ ; NHCH2) ; 4,05 (système AB ; 2 H ; δa 3,90 ; δb 4,18 ; J = 15,8

Hz ; H-7) ; 4,38 (dd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 12,2 Hz ; H-6a) ; 4,74 (dd ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; J =

9,5 Hz ; H-2) ; 4,79 (dd ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; J = 10,0 Hz ; H-2’) ; 4,86 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-

1) ; 4,99 (t ; 1 H ; J = 10,0 Hz ; H-4’) ; 5,06 (t ; 1 H ; J = 6,6 Hz ; NH) ; 5,29 (t ; 1 H ; J = 10,0

Hz ; H-3’) ; 5,36 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1’) ; 5,41 (t ; 1 H ; J = 9,5 Hz ; H-3) ; 6,90 (t ; 1 H ;

J = 5,0 Hz ; NH).


δ (ppm)= 14,2 (CH3) ; 20,7 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,8 ; 20,9 (6 OAc) ; 21,1-32,0 (15

CH2) ; 41,4 (NHCH2) ; 61,5 (C-6’) ; 62,7 (C-6) ; 67,4 (C-7) ; 68,0 (C-5 ou C-5’ou C-4) ; 68,6

(C-5 ou C-5’ou C-4) ; 68,7 (C-4’) ; 69,4 (C-3’) ; 70,2 (C-2’) ; 71,1 (C-2) ; 71,9 (C-3) ; 72,7

177


(CCH) ; 72,8 (C-5 ou C-5’ou C-4) ; 79,0 (CCH) ; 95,8 (C-1) ; 97,3 (C-1’) ; 169,8 ; 170,3 ;

170,7 ; 170,8 ; 170,8 ; 170,9 ; 170,9 ; 170,3 (8 CO).

[α]D +77 (c = 0,5 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C46H72N2O19: C, 57,73 ; H, 7,58 ; N, 2,93 ; trouvée C, 57,37 ; H, 7,78 ;

N, 2,86.

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 2-O-propylcarbamoyl-α-D-glucopyranoside (169)

OHO

OO

O

OH

NH

HO

NHO

A une solution de (164, 200 mg, 0,498 mmol) dans du dichlorométhane fraîchement

distillé (3 mL), l’isocyanate de propyle (0,070 mL, 0,747 mmol) y sont rajoutés ainsi qu’une

quantité catalytique de triéthylamine. Après 24 heures, la réaction est quenchée avec du

méthanol (0,1 mL), lavée avec 2x5 mL d’une solution à 10% de NH4Cl et séchée sur Na2SO4.

Après évaporation du solvant, le produit est dissous dans 2 mL d’un mélange

CH3OH/H2O/NEt3 (8:1:1). Après 12 heures, les solvants sont évaporés et le produit est purifié

sur une colonne de silice (CH2Cl2/Acétone/CH3OH/H2O : 78/10/10/2) pour donner le

carbamate (169, 130 mg, 72 %) sous la forme d’un solide blanc.

RMN 1H (300 MHz, CD3OD) :

δ (ppm)= 0,94 (t ; 3 H ; J = 7,0 Hz ; CH2CH2CH3) ; 1,54 (q ; 2 H ; J = 7,0 Hz ;

CH2CH2CH3) ; 2,65 (ls, 1H, CCH) ; 3,10 (td ; 2 H ; J = 2,8 , J = 7,0 Hz ; CH2CH2CH3) ; 3,42

(t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4) ; 3,89 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-3) ; 4,60-4,73 (m ; 2 H ; H-5 ; H-6a)

; 3,84 (dd ; 1 H ; J = 1,9 ; J = 11,7 Hz ; H-6b) ; 4,02-4,07 (m ; 3 H ; H-7a , NHCH2) ; 4,23 (d ;

1 H ; J = 15,4 Hz ; H-7b) ; 4,56 (dd ; 1 H ; J = 3,6 , J = 9,6 Hz ; H-2) ; 5,01 (d ; 1 H ; J = 3,6

Hz ; H-1).

RMN 13C (75 MHz, CD3OD):

178


δ (ppm)= 11,6 (CH3) ; 24,0 (CH2CH2CH3) ; 29,1 (NHCH2) ; 43,6 (CH2CH2CH3) ; 62,3

(C-6) ; 67,6 (C-7) ; 71,5 (C-4) ; 72,3 (CCH) ; 72,3 (C-3) ; 74,3 (C-5) ; 74,7 (C-2) ; 80,4 (-

CCH) ; 98,5 (C-1) ; 158,1 ; 171,4 (2 CO).

Tf : 120°C.

[α]D +11 (c = 0,3 ; CH3OH).

Anal. Calc. pour C15H24N2O8.0,25H2O: C, 49,38 ; H, 6,77; N, 7,68 ; trouvée: C, 49,54 ;

H, 6,87 ; N, 7,69.

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 2-hexadécylcarbamoyl-α-D-glucopyranoside (170)

OHO

OO

O

OH

NH

HO

NHO

C16H33

Le produit acétylé (167, 185 mg, 0,277 mmol) est dissous dans 5 mL d’un mélange

CH3OH/H2O/NEt3 (8:1:1). Après 3 heures, les solvants sont évaporés et le produit est purifié

sur une colonne de silice (CH2Cl2/Acétone/CH3OH/H2O : 78/10/10/2) pour donner le

carbamate (170, 125 mg, 77 %) sous la forme d’un solide blanc.


δ (ppm)= 0,89 (t ; 3 H ; J = 6,9 Hz ; CH2CH2CH3) ; 1,28-1,32 (m ; 26 H ; 13 CH2) ; 1,50

(m ; 2 H ; NHCH2CH2) ; 2,60 (t ; 1 H ; J = 2,5 Hz ; CCH) ; 3,10 (m ; 2 H ; NHCH2CH2) ; 3,39

(t ; 1 H ; J = 9,4 Hz ; H-4) ; 3,58-3,61 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,70 (dd ; 1 H ; J = 5,6 ; J = 12,0 Hz ;

H-6b) ; 3,85 (dd ; 1 H ; J = 1,9 Hz , J = 12,0 Hz ; H-6a) ; 3,86 (t ; 1 H ; J = 9,4 Hz ; H-3) ;

4,03-4,10 (m ; 3 H ; H-7b, NHCH2) ; 4,23 (d ; 1 H ; J = 15,4 Hz ; H-7b) ; 4,56 (dd ; 1 H ; J =

3,8 , J = 9,4 Hz ; H-2) ; 5,01 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1).

RMN 13C (125 MHz, CD3OD) :

δ (ppm)= 14,4 (CH3) ; 23,7-33,0 (15 CH2) ; 41,9 (NHCH2) ; 62,4 (C-6) ; 67,7 (C-7) ; 71,6

(C-4) ; 72,3 (CCH) ; 72,4 (C-3) ; 74,4 (C-5) ; 74,7 (C-2) ; 80,4 (-CCH) ; 98,6 (C-1) ; 158,1 ;

171,4 (2 CO).

179


Tf: 128 °C.

[α]D +43 (c = 1,0 ; CH3OH).

Anal. Calc. pour C28H50N2O8 H2O: C, 57,51 ; H, 9,42 ; N, 4,79 ; trouvée: C, 57,59 ; H,

9,15 ; N, 4,72.

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl α-D-glucopyranosyl-(1→4)-2-O-

hexadécylcarbamoyl-α-D-glucopyranoside (171)

OHO

OO

O

OH

NH

O

OHO

OH

OH

HO

NHH33C16

O

Une solution de (168, 76 mg, 0,079 mmol) dans MeOH/H2O/NEt3 (8/1/1) (2 mL) est

agitée à température ambiante pendant 16 heures. Après évaporation des solvants, le résidu est

purifié sur colonne de silice pour donner le carbamate (171, 41 mg, 73%) sous la forme d’un

solide blanc.


δ (ppm)= 0,97 (t ; 3 H ; J = 6,6 Hz ; CH3) ; 1,35 (m ; 28 H ; 14 CH2) ; 1,59 (t ; 1 H ; J =

6,0 Hz ; CCH) ; 3,19 (dt ; 2 H ; J = 1,5 Hz ; J = 7,0 Hz ; NHCH2CH2) ; 3,67-3,93 (m ; 12 H ;

H-2’ ; H-3’ ; H-4’ ; H-5’ ; H-6’ ; H-6 ; H-4 ; H-5 ; NHCH2) ; 4,10 (m ; 2 H ; H-7a ; H-3) ;

4,24-4,26 (m ; 3 H ; H-7b ; NHCH2) ; 4,68 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 10,3 Hz ; H-2) ; 5,08 (d

; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 5,27 (d ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; H-1’).


δ (ppm)= 14,4 (CH3) ; 23,4-41,8 (15 CH2) ; 48,4 (NHCH2) ; 61,4 (C-6) ; 62,5 (C-6’) ;

67,6 (C-7) ; 71,2 ; 71,9 ; 72,1 ; 72,5 ; 73,7 ; 73,9 ; 74,4 ; 74,7 (C-2 ; C-3 ; C-4 ; C-5 ; C-2’ ; C-

3’ ; C-4’ ; C-5’) ; 80,0 (CCH) ; 80,7 (CCH) ; 98,3 (C-1) ; 102,6 (C-1’) ; 157,6 ; 170,9 (2 CO).

Tf : 118-120°C.

[α]D +57 (c = 0,5 ; CH3OH).

180


Anal. Calc. pour C34H60N2O13.H2O: C, 56,49 ; H, 8,65 ; N, 3,88 ; trouvée: C, 56,18 ; H,

8,56 ; N, 3,58.

(N-Allylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-carbamoyl-α-D-glucopyranoside

(172)

OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

NH2

O

A une solution de (163, 200 mg, 0,49 mmol) dans du dichlorométhane anhydre (3 mL),

le trichloroacétyl isocyanate (0,09 mL, 0,79 mmol) est ajouté à -15˚C. Après une heure, la

réaction est quenchée avec du MeOH (2 mL), les solvants sont évaporés et le produit est filtré

sur silice (CH2Cl2/MeOH: 35/1). Ensuite, le produit est redissous dans du MeOH (2 mL) et le

zinc est rajouté (7,35 mmol, 480 mg). Après une heure, la réaction est filtrée sur fritté et le

produit est soumis à une purification sur gel de silice après évaporation du solvant pour

donner le carbamate (172, 195 mg, 88%) sous la forme de cristaux blancs.


δ (ppm)= 1,98 (s ; 6 H) ; 2,03 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 3,88 (ls ; 2 H ; NHCH2) ; 3,94-4,22 (m

; 5 H ; H-5 ; H-6 ; H-7) ; 4,81 (dd ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-2) ; 5,02 (t ; 1 H ; J =

10,2 Hz ; H-4) ; 5,03 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1) ; 5,09-5,13 (m ; 2 H ; CH=CH2) ; 5,19 (ls ; 2

H ; CONH2) ; 5,40 (t ; 1 H ; J = 10,2 Hz ; H-3) ; 5,72-5,85 (m ; 1 H ; CH=CH2) ; 6,72 (t ; 1 H

; J = 5,6 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,5 ; 20,7 ; 20,7 (3 CH3) ; 41,4 (NHCH2) ; 61,7 (C-6) ; 67,2 (C-7) ; 68,0 (C-5)

; 68,2 (C-4) ; 70,0 (C-3) ; 71,0 (C-2) ; 96,9 (C-1) ; 116,6 (CH=CH2) ; 133,9 (CH=CH2) ; 155,2

; 168,3 ; 169,4 ; 170,4 ; 170,6 (5 CO).

Tf : 116°C

[α]D +107 (c = 1,0, CH2Cl2).

181


Anal. Calc. pour C18H26N2O11: C, 48,43 ; H, 5,87 ; N, 6,28 ; trouvée: C, 48,27; H, 5,38;

N, 6,10.

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-carbamoyl-α-D-


OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

NH2

O

A une solution de (164, 130 mg, 0,32 mmol) dans du dichlorométhane anhydre (3 mL),

le trichloroacétyl isocyanate (0,06 mL, 0,52 mmol) est ajouté à -15˚C. Après une heure, la

réaction est quenchée avec du MeOH (2 mL), les solvants sont évaporés et le produit est filtré

sur silice (CH2Cl2/MeOH: 35/1). Ensuite, le produit est redissous dans du MeOH (2 mL) et le

zinc est rajouté (4,85 mmol, 318 mg). Après 30 min, la réaction est filtrée sur fritté et le

produit est soumis à une purification sur gel de silice après évaporation du solvant pour

donner le carbamate (173, 131 mg, 91%) sous la forme d’huile incolore.


δ (ppm)= 1,97 (s ; 3 H) ; 1,98 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 2,24 (t ; 1 H ; J = 2,4

Hz ; CCH) ; 3,93-4,06 (m ; 4 H ; NHCH2 ; H-5 ; H-6a) ; 4,09 (AB système ; 2 H ; δa 4,00 ; δb

4,18 ; J = 15,6 Hz ; H-7) ; 4,19 (dd ; 1 H ; J = 4,5 Hz ; J = 12,4 Hz ; H-6b) ; 4,84 (dd ; 1 H ; J

= 3,8 Hz ; J = 9,8 Hz ; H-2) ; 5,00 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1) ; 5,02 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-

4) ; 5,16 (br s ; 2 H ; CONH2) ; 5,41 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3) ; 6,83 (t ; 1 H ; J = 5,3 Hz ;

NH).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,8 ; 20,8 (3 OAc) ; 28,8 (NHCH2) ; 61,7 (C-6) ; 67,4 (C-7) ; 68,2 (C-

5) ; 68,2 (C-4) ; 70,0 (C-3) ; 71,1 (C-2) ; 72,1 (CCH) ; 79,5 (CCH) ; 97,1 (C-1) ; 155,2 ; 168,3

; 169,5 ; 170,6 ; 170,7 (5 CO).

[α]D +98 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C18H24N2O11.H2O: C, 46,75 ; H, 5,67 ; N, 6,06 ; trouvée: C, 46,71 ; H,

5,38 ; N, 6,10.

182



3,6-di-O-acétyl-2-O-carbamoyl-α-D-glucopyranoside (174)

OAcO

OO

O

OAc

NH

O

OAcO

AcO

OAc

AcO

NH2

O

A une solution de (165, 87 mg, 0,13 mmol) dans du dichlorométhane anhydre (2 mL), le

trichloroacétyl isocyanate (0,024 mL, 0,20 mmol) est ajouté à -15˚C. Après deux heures, la

réaction est quenchée avec du MeOH, les solvants sont évaporés et le produit est filtré sur

silice (CH2Cl2/MeOH: 35/1). Après évaporation du solvant, le produit est redissous dans du

MeOH (2 mL) et le zinc est rajouté (124 mg, 1,89 mmol). Après une heure, la réaction est

filtrée sur fritté et le produit est soumis à une purification sur gel de silice pour donner le

carbamate (174, 86 mg, 93%) sous la forme de cristaux blancs.


δ (ppm) = 1,94 (s ; 3 H) ; 1,96 (s ; 3 H) ; 1,99 (s ; 6 H) ; 2,04 (s ; 3 H) ; 2,08 (s ; 3 H) (6

OAc) ; 2,22 (t ; J = 2,5 Hz ; CCH) ; 3,89-4,22 (m ; 10 H ; H-4 ; H-5 ; H-6a ; H-4’ ; H-5’; H-6’

; H-7 ; NHCH2) ; 4,03 (dd ; 1 H ; J = 2,0 Hz ; J = 12,1 Hz ; H-6a) ; 4,72 (dd ; 1 H ; J = 3,8 Hz

; J = 10,1 Hz ; H-2) ; 4,79 (dd ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-2’) ; 4,90 (d ; 1 H ; J = 3,8

Hz ; H-1) ; 5,00 (t ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; J = 10,2 Hz ; H-4’) ; 5,29 (dd ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; J =

10,2 Hz ; H-3’) ; 5,36 (d ; 1 H ; J = 4,0 Hz ; H-1’) ; 5,45 (dd ; 1 H ; J = 8,3 Hz ; J = 10,1 Hz ;

H-3) ; 6,87 (t ; 1 H ; J = 4,9 Hz ; NH).


δ (ppm) = 20,7 ; 20,7 ; 20,7 ; 20,8 ; 20,9 ; 21,1 (6 CH3) ; 28,9 (NHCH2) ; 61,6 (C-6’) ;

62,7 (C-6) ; 67,4 (C-7) ; 68,0 (C-4’) ; 68,7 (C-5 ou C-4 ou C-5’) ; 68,7 (C-5 ou C-4 ou C-

5’) ;69,4 (C-3’) ; 70,2 (C-2’) ; 71,5 (C-2) ; 72,1 (CCH) ; 72,5 (C-3) ; 72,8 (C-5’ ou C-5 ou C-

4) ; 79,5 (CCH) ; 95,1 (C-1) ; 97,0 (C-1’) ; 155,2 ; 163,8 ; 168,4 ; 169,6 ; 170,1 ; 170,6 ;

170,7 ; 170,7 (8 CO).

[α]D +61 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

183


Anal. Calc. pour C30H40N2O19: C, 49,18; H, 5,50; N, 3,82 ; trouvée: C, 49,48; H, 5,74, N,

3,81.

(N-Allylcarbamoyl)méthyl 2-O-carbamoyl-α-D-glucopyranoside (175)

OHO

OO

O

OH

NH

HO

NH2

O

Une solution de (172, 95 mg, 0,21 mmol) dans CH3OH/H2O/NEt3 (8/1/1) (1 mL) est

agitée pendant 12 heures à température ambiante. Après évaporation des solvants sous

pression réduite, le résidu est purifié sur colonne de silice (CH2Cl2/CH3OH: 4/1) pour donner

le produit (175, 63 mg, 94%) sous la forme de cristaux blancs.


δ (ppm)= 3,42 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4) ; 3,48-3,90 (m ; 6 H ; H-3 ; H-6 ; H-5 ;

NHCH2) ; 4,10 (système AB ; 2 H ; δa 4,06 ; δb 4,23 ; J = 15,8 Hz ; H-7) ; 4,53 (dd ; 1 H ; J =

3,6 Hz ; J = 10,0 Hz ; H-2) ; 5,03 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1) ; 5,11-5,27 (m ; 2 H ; CH=CH2) ;

5,81-5,94 (m ; 1 H ; CH=CH2).


δ (ppm)= 42,3 (NHCH2) ; 62,4 (C-6) ; 67,7 (C-7) ; 71,4 (C-4) ; 71,5 (C-3) ; 72,3 (C-5) ;

73,2 (C-2) ; 100,9 (C-1) ; 116,5 (CH=CH2) ; 135,1 (CH=CH2) ; 159,0 ; 172,0 (2 CO).

Tf: 164°C.

[α]D +51 (c = 0,5 ; CH3OH).

Anal. Calc. pour C12H18N2O8.H2O: C, 44,17 ; H, 6.,38 ; N, 8,59 ; trouvée: C, 44,29 ; H,

6,72; N, 8,33.

184


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl-2-carbamoyl-α-D-glucopyranoside (176)

OHO

OO

O

OH

NH

HO

NH2

O

Une solution de (173, 131 mg, 0,29 mmol) dans MeOH/H2O/NEt3 (8/1/1) (5 mL) est

agitée pendant 12 heures à température ambiante. Après évaporation des solvants sous

pression réduite, le résidu est purifié sur colonne de silice (CH2Cl2/CH3OH: 4/1) pour donner

du carbamate 176 sous la forme de cristaux blancs (90 mg, 97%).


δ (ppm)= 2,62 (t ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; CCH) ; 3,42 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-4) ; 3,64 (ddd ;

1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 5,6 Hz ; J = 9,8 Hz ; H-5) ; 3,72 (dd ; 1 H ; J = 5,6 Hz ; J = 12,0 Hz ; H-

6a) ; 3,85 (dd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 12,0 Hz ; H-6b) ; 3,91 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3) ; 4,07

(d ; 2 H ; J = 2,2 Hz ; NHCH2) ; 4,15 (système AB ; 2 H ; δa 4,07 ; δb 4,23 ; J = 15,3 Hz ; H-

7) ; 4,54 (dd ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-2) ; 5,02 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1).


δ (ppm)= 29,1 (NHCH2) ; 62,4 (C-6) ; 67,7 (C-7) ; 71,6 (C-4) ; 72,3 (CCH) ; 72,3 (C-3)

; 74,3 (C-5) ; 74,7 (CCH) ; 74,8 (C-2) ; 98,5 (C-1) ; 159,0 ; 171,4 (2 CO).

Tf.: 154°C.

[α]D +32 (c = 0,5 ; CH3OH).

SM : (Haute résolution)-ESI calculée pour C12H18N2O8.Na+ (M+Na+), 341,0961,

trouvée 341,0963.

185


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl α-D-glucopyranosyl-(1→4)-2-O-carbamoyl-α-D-


OHO

OO

O

OH

NH

O

NH2

O

OHO

OH

OH

HO

Une solution de (174, 390 mg, 0,53 mmol) dans CH3OH/NEt3/H2O (8/1/1) (2 mL) est

agitée pendant 12 heures à température ambiante. Après évaporation des solvants, le produit

est purifié sur gel de silice pour donner le carbamate (177, 233 mg, 91%) sous la forme d’une

huile incolore.

RMN 1H (500 MHz, CD3OD):

δ (ppm)= 2,5 (t ; J = 2,2 Hz ; CCH) ; 3,58-3,84 (m ; 10 H ; H-4 ; H-5 ; H-6 ; H-2’ ; H-3’

; H-4’ ; H-5’ ; H-6’) ; 4,04 (s ; 2 H ; NHCH2) ; 4,11 (système AB ; 2 H ; δa 4,03 ; δb 4,19 ; J

= 15,3 Hz ; H-7) ; 4,18 (t ; 1 H ; J = 10,1 Hz ; H-3) ; 4,56 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 10,1 Hz ;

H-2) ; 5,00 (d ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 5,21 (d ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1’).

RMN 13C (125 MHz, CD3OD):

δ (ppm)= 29,1 (NHCH2) ; 61,8 (C-6) ; 62,7 (C-6’) ; 67,4 (C-7) ; 71,5 ; 72,2 ; 72,2 ; 72,8

; 74,1 ; 74,3 ; 74,7 ; 75,0 ; 79,5 (C-2 ; C-3 ; C-4 ; C-5 ; C-2’ ; C-3’ ; C-4’ ; C-5’ ; CCH) ; 80,8

(CCH) ; 98,4 (C-1) ; 102,7 (C-1’) ; 158.8 ; 171,3 (2 CO).

[α]D +11 (c = 0,3 ; CH3OH).

SM : (Haute résolution)-ESI calculée pour C18H28N2O13.Na (MNa+) 503,1489 ; trouvée

503,1493.

186


N-méthyl [-4-[1-(5’-déoxyuridin)-1,2,3-triazole]]-carboxyméthyl-2-O-carbamoyl-α-

D-glucopyranoside (178)

O

HO OH

N

NH

O

ONNN

OHO

OO

O

OH

NH

HO

NH2

O

Une solution de (176, 25 mg, 0,078 mmol) et d’azidouridine (16 mg, 0,094 mmol) dans

tert-butanol/H2O (2/1) (1,5 mL) agitée à température ambiante, l’ascorbate de sodium (1 M ;

7,8 µL ; 7.8 µmol) est ajouté suivi par CuSO4 (0,3 M ; 2,6 µL ; 0,78 µmol). Après 12 heures,

la réaction est traitée par résine DOWEX-Na+ 50X8 (50 mg) filtrée et le résidu est purifié sur

colonne de silice (AcOEt/EtOH/H2O: 6/3/1) pour donner le produit (178, 39 mg, 84%) sous la

forme d’une huile incolore.


δ (ppm) = 3,40 (t ; 1 H ; J = 9,6 Hz ; H-4) ; 3,61 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,70 (dd ; 1 H ; J = 5,3

Hz ; J = 11,8 Hz ; H-6a) ; 3,83 (dd ; 1 H ; J = 1,6 Hz ; J = 11,8 Hz ; H-6b) ; 3,87 (t ; 1 H ; J =

9,6 Hz ; H-3) ; 4,01 (t ; 1 H ; J = 5,7 Hz ; H-3’) ; 4,15 (système AB ; 2 H ; δa 4,09 ; δb 4,22 ;

J = 15,4 Hz ; H-7) ; 4,19-4,28 (m ; 2 H ; H-2’ ; H-4’) ; 4,53-4,55 (m ; 3 H ; H-2 ; CONH2) ;

4,59 (br s ; 2 H ; NHCH2) ; 4,70 (dd ; 1 H ; J = 6,9 Hz ; J = 14,8 Hz ; H-5’a) ; 4,81 (dd ; 1 H ;

J = 3,1 Hz ; J = 14,8 Hz ; H-5’b) ; 5,00 (d ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1) ; 5,72-5,74 (m ; 2 H ;

CHCHCO ; H-1’) ; 7,40 (d ; 1 H ; J = 8,2 Hz ; CHCHCO) ; 7;90 (s ; 1 H ; CCHN).


δ (ppm) = 35,2 (NHCH2) ; 52,5 (C-5’) ; 62,4 (C-6) ; 67,7 (C-7) ; 71,6 (C-4) ; 71,9 (C-3’) ;

72,4 (C-3) ; 74,1 (C-2’) ; 74,4 (C-5) ; 74,7 (C-2) ; 82,9 (C-4’) ; 93,1 (C-1’) ; 98,6 (C-1) ;

103,1 (CHCHCO) ; 125,5 (CCHN) ; 143,3 (CHCHCO) ; 146,0 (CCHN) ; 152,1 ; 158,9 ;

166,1 ; 1719 (4 CO).

[α]D +50 (c = 0,3 ; H2O).

SM: (Haute résolution-ESI) m/z calculée pour C21H29N7O13Na (M+Na)+ 610,1721,

trouvée 610,1715.

187


Anal. Calc. pour C21H29N7O13.1,1 H2O: C, 41,53, H, 5,18, N, 16,14. Touvée C, 41,16; H,

4,77, N, 16,58.

N-méthyl [-4-[1-(5’-déoxyuridin)-1,2,3-triazole]]-carboxyméthyl α-D-glucopyranosyl-

(1→4)-2-O-carbamoyl-α-D-glucopyranoside (179)

O

HO OH

N

NH

O

ONNN

OHO

OO

O

OH

NH

O

NH2

O

OHO

OH

OH

HO

A une solution de (177, 39 mg, 0,081 mmol) et 5‘-désoxy-5‘-azidouridine (16,5 mg ;

0,097 mmol) dans tert-butanol/H2O (1/1) (1 mL) agitée à température ambiante, l’ascorbate

de sodium (1M, 8,1 µL, 8,12 µmol) est ajouté ensuite CuSO4 (0,3 M, 2,7 µL, 0,81 µmol).

Après 12 heures, les solvents sont évaporés et le résidu est purifié sur colonne de silice

(AcOEt/EtOH/H2O: 6/4/1) pour donner le produit (179, 49 mg, 81%) sous la forme d’une

huile incolore.

RMN 1H (500 MHz, D2O) :

δ (ppm)= 2,91 (t ; J = 9,6 Hz ; H-4’) ; 3,07 (dd ; J = 3,0 Hz ; J = 9,6 Hz ; H-2’) ; 3,16-

3,36 (m ; 9 H ; H-3’ ; H-5’ ; H-5 ; H-2’ ; H-6 ; H-6’; H-4) ; 3,60-3,79 (m ; 5 H ; H-2’’ ; H-

3’’ ; 3,70 (système AB ; 2 H ; δa 3,63 ; δb 3,77 ; J = 15,5 Hz ; H-7) ; 3,71 (t ; 1 H ; J = 9,45

Hz ; H-3)) ; 3,87 (m ; 1 H ; H-4’’) ; 3,98-4,45 (m ; 5 H ; H-2 ; H-5’’a ; H-5’’b ; CONH2) ;

4,57 (d ; 1 H ; J = 2,5 Hz ; H-1) ; 4,92 (d ; 1 H ; J = 3,0 Hz ; H-1’) ; 5,26 (ls ; 1 H ; H-1’’) ;

5,31 (d ; 1 H ; J = 7,1 Hz ; CHCHCO) ; 6,78 (d ; 1 H ; J = 7,1 Hz ; CHCHCO) ; 7.45 (s ; 1H ;

CCHN).

RMN 13C (125 MHz, D2O) :

δ (ppm)= 34,4 (NHCH2) ; 51,1 (C-5’’) ; 60,6-60,8 (C-6’ ; C-6) ; 66,6 (C-7) ; 69,6 (C-4’)

; 70,2 (C-3’’) ; 71,1 (C-4) ; 71,4 (C-3) ; 72,0 (C-2’) ; 72,9 (C-2’’) ; 73,1 (C-2) ; 73,2-73,2 (C-

5’ ; C-3’) ; 76,5 (C-5) ; 81,0 (C-4’’) ; 91,6 (C-1’’) ; 96,8 (C-1) ; 100,0 (C-1’) ; 102,6

188


(CHCHCO) ; 125,4 (CCHN) ; 142,6 (CHCHCO) ; 144,9 (CCHN) ; 151,9 ; 158,3 ; 166,7 ;

172,0 (4 CO).

[α]D +105 (c = 0,3 ; H2O).

SM: (Haute résolution-ESI) calculée pour C27H39N7O18Na (M+Na)+ 772,2249, trouvée

772,2256.

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-[(tert-

butyloxycarbonyl)méthyl]- α-D-glucopyranoside (180)

OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

OO

(260 mg, 0,648 mmol) du produit 164 sont dissous dans 3 mL de DMF anhydre. (223 mg,

1,62 mmol) de K2CO3 y sont rajoutés ainsi que (0,11 mL, 0,78 mmol) du bromoacétate de

tert-butyle. Après 16 heures, la réaction est finie, le K2CO3 est filtré sur fritté, le DMF

évaporé. Ensuite le résidu est dissous dans 10 mL de CH2Cl2 et lavé avec une solution

aqueuse de NH4Cl (10%, 30 mL). La phase organique est séchée sur Na2SO4. Après

évaporation du solvant, le produit est purifié sur colonne (AcOEt/Pentane : 2/1) pour donner

le produit (180, 238 mg, 72%) sous la forme d’un mousse blanche.


δ (ppm)= 1,41 (s ; 9 H) ; 1,95 (s ; 3 H) ; 2,01 (s ; 3 H) ; 2,02 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 2,12 (t ; 1

H ; J = 2,5 Hz ; CCH) ; 3,54 (dd ; 1 H ; J = 3,7 , J = 9,9 Hz ; H-2) ; 3,96-4,26 (m ; 7 H ; H-5 ;

H-6 ; H-7’ ; NHCH2) ; 4,10 (système AB ; 2 H ; δa 3,99 ; δb 4,22 ; J = 16,8 Hz ; H-7) ; 4,91 (t

; 1 H ; J = 9,9 Hz ; H-4) ; 5,20 (d ; 1H ; J = 3,7 Hz ; H-1); 5,38 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3) ;

7,63 (t ; 1 H ; J = 5,1 Hz ; NH).


189


δ (ppm)= 20,6 ; 20,7 ; 20,8 (3 Ac) ; 28,1 (3 CH3) ; 28,8 (NHCH2) ; 61,7 (C-6) ; 67,2 (C-

7’) ; 67,8 (C-5) ; 68,2 (C-4) ; 69,8 (C-7) ; 71,3 (CCH) ; 72,6 (C-3) ; 78,4 (C-2) ; 79,4 (-CCH) ;

82,5 (Cq) ; 98,5 (C-1) ; 168,9 ; 169,1 ; 169,8 ; 170,1 ; 170,5 (5 CO).

[α]D +75 (c = 0,5 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C23H33NO2.0,67 H2O : C, 52,37; H, 6,56 ; N, 2,72 ; trouvée: C, 52,02 ;

H, 6,40 ; N, 2,53.

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-[(carboxy)méthyl]- α-D-


OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

HOO

(153 mg, 0,297 mmol) de 180 sont dissous dans 1 mL de dichlorométhane fraîchement

distillé et l’acide trifluoroacétique y est rajouté (0,7 mL). Après 3 heures, les solvants sont

coévaporés avec 2x5 mL du toluène, le produit est filtré sur colonne (AcOEt/Pentane: 3/1)

pour donner le produit (181, 123 mg, 90%) sous la forme d’une huile jaune.


δ (ppm)= 2,02 (s ; 3 H) ; 2,09 (s ; 3 H) ; 2,1 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 2,25 (t ; 1 H ; J = 2,2 Hz ;

CCH) ; 3,65 (dd ; 1 H ; J = 3,4 , J = 9,8 Hz ; H-2) ; 3,96-4,26 (m ; 8 H ; H-5 ; H-6 ; H-7a ; H-

7’ ; NHCH2) ; 4,40 (d ; 1 H ; J = 16,8 Hz ; H-7b) ; 4,99 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-4) ; 5,30 (d ;

1H ; J = 3,4 Hz ; H-1); 5,46 (t ; 1 H ; J = 9,8 Hz ; H-3) ; 7,85 (t ; 1 H ; J = 4,1 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,7 ; 20,8 ; 21,0 (3 Ac) ; 29,2 (NHCH2) ; 61,8 (C-6) ; 67,6 (C-7’) ; 68,1 (C-5) ;

68,4 (C-4) ; 69,3 (C-7) ; 72,0 (CCH) ; 72,0 (C-3) ; 78,8 (C-2) ; 78,9 (CCH) ; 98,8 (C-1) ;

170,2 ; 170,6 ; 170,6 ; 171,1 ; 172,9 (5 CO).

[α]D +58 (c = 0,3 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C19H25NO12 0,6H2O: C, 48,53 ; H, 5,62 ; N, 2,98 ; trouvée: C, 48,55 ;

H, 5,47 ; N, 3,52.

190


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-(propargyl)- α-D-


OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

Dans un ballon de 5 mL, (100 mg, 0,25 mmol) du produit 164 sont dissous dans 2 mL de

DMF anhydre en présence de tamis moléculaire. (0,03mL, 0,62 mmol) du bromure de

propargyle sont rajoutés ainsi que (12 mg, 0,3 mmol) de NaH. Après 30 min, la réaction est

quenchée avec de l’anhydride acétique (1 mL), le tamis moléculaire est filtré sur fritté, et le

milieu est lavé à l’eau (10 mL). A près séchage de la phase organique sur Na2SO4 et

évaporation des solvants, le résidu est soumis à une purification sur colonne de silice en

utilisant comme éluant le système AcOEt : Pentane (2/1) pour donner le produit 56 (62 mg,

56%) sous la forme d’une huile incolore.


δ (ppm)= 2,02 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3 H) ; 2,09 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 2,24 (t ; 1 H ; J = 2,5

Hz ; CCH) ; 2,51 (t ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; CCH), 3,81 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; J = 9,7 Hz ; H-2) ;

4,00-4,42 (m ; 9 H ; H-5 ; H-6 ; H-7 ; NHCH2 ; OCH2) ; 4,98-5,04 (m ; 2 H ; H-1 ; H-4) ; 5,42

(t ; 1 H ; J = 9,7 Hz ; H-3) ; 7,45 (t ; 1 H ; J = 5,5 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,7 ; 20,8 ; 21,0 (3 OAc) ; 28,8 (NHCH2) ; 59,6 (OCH2) ; 61,8 (C-6) ; 67,6

(C-7) ; 68,2 (C-4) ; 68,8 (C-5) ; 71,8 (C-3) ; 76,3(CCH) ; 76,6 (C-2) ; 77,4 (CCH) ; 78,9

(CCH) ; 79,3 (CCH) ; 98,3 (C-1) ; 168,9 ; 169,9 ; 170,3 ; 170,7 (4 CO).

[α]D +36 (c = 0,3 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C20H25NO10.0,43 H2O: C, 53,79 ; H, 6,22 ; N, 3,14 ; trouvée: C, 53,47 ;

H, 5,90 ; N, 3,00.

191


(N-Allylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-O-(propargyl)- α-D-glucopyranoside

(183)

OAcO

OO

O

OAc

NH

AcO

Dans un ballon de 5 mL, (52 mg, 0,129 mmol) du produit (163) sont dissous dans 1 mL

de DMF anhydre en présence de tamis moléculaire. (0,019 mL, 0,258 mmol) du bromure de

propargyle sont rajoutés ainsi que (7,4 mg, 0,155 mmol) de NaH. Après 30 min, la réaction

est quenchée avec de l’anhydride acétique (0,5 mL), le tamis moléculaire est filtré sur fritté, et

le milieu est lavé à l’eau (10 mL). A près séchage de la phase organique sur Na2SO4 et

évaporation des solvants, le résidu est soumis à une purification sur colonne de silice en

utilisant comme éluant le système AcOEt : Pentane (2/1) pour donner le produit (183, 32mg,

55%) sous la forme d’une huile incolore.


δ (ppm)= 2,02 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3 H) ; 2,07 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 2,60 (t ; 1 H ; J =2,35 Hz

; -CCH) ; 3,80 (dd ; 1 H ; J = 3,6 , J = 9,9 Hz ; H-2) ; 3,93-4,11 (m ; 5 H ; H-5, NHCH2 , -

CH2CCH) ; 4,17-4,35 (m ; 4 H ; H-6 ; H-7) ; 5,04 (d ; 1 H ; J = 3,6 Hz ; H-1) ; 5,08 (t ; 1 H ; J

= 9,5 Hz ; H-4 ) ; 5,14-5,31 (m ; 2 H ; -CH=CH2) ; 5,46 (t ; 1 H ; J = 9,5 Hz ; H-3 ) ; 5,81-5,94

(m ; 1 H ; -CH=CH2) ; 7,55 (t ; 1 H ; J =5,8 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,7 ; 20,8 ; 21,0 (3 CH3) ; 41,6 (NHCH2) ; 59,5 (OCH2) ; 61,8 (C-6) ; 67,7 (C-

7) ; 68,1 ,68,4 (C-4 ; C-5) ; 71,9 (C-3) ; 75,9 (CCH) ; 76,6 (C-2) ; 78,8 (CCH) ; 98,3 (C-1) ;

116,9 (CH=CH2) ; 133,8 (CH=CH2) ; 168,8 ; 168,8 ; 170,2 ; 170,7 (4 CO).

[α]D +36 (c = 0,3 ; CH2Cl2).

Anal. Calc. pour C20H27NO10.H2O: C, 52,28 ; H, 6,36 ; N, 3,05 ; trouvée: C, 51,93 ; H,

6,07 ; N, 2,95.

192


(N-Allylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-azido-2-déoxy-α-D-mannopyranoside

(184)

OAcO

OO

OAc

NH

AcON3

A une solution de (163, 520 mg, 1,29 mmol) dans du dichlorométhane anhydre (5 mL), et

de pyridine (0,21 mL, 2,58 mmol), en présence de tamis moléculaire, l’anhydride triflique

(0,32 mL, 1,93 mmol) dilué dans du CH2Cl2 (1 mL) est rajouté goutte à goutte à -15°C. Après

une heure, la réaction est filtrée, lavée avec une solution de NaHCO3 (10%), et séchée sur

Na2SO4. Après évaporation du solvant, le résidu est dissous dans 5 mL du DMF anhydre en

présence de tamis moléculaire, NaN3 (1,67g ; 25,8 mmol) est rajoutée ainsi qu’une quantité

catalytique de l’iodure de tétrabutylammonium. La réaction est agitée à 60°C pendant une

nuit. Ensuite, elle est filtrée, lavée à l’eau, et le résidu est purifié sur colonne de silice

(Toluène/AcOEt: 2/1) pour donner l’azide correspondant (184, 527 mg, 96%) sous la forme

d’une huile jaune.


δ (ppm)= 1,99 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 3,82-3,91 (m ; 3 H ; H-5

; NHCH2) ; 4,03 (dd ; 1 H ; J = 2,2 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6a) ; 4,05 (système AB ; 2 H ; δa

3,97 ; δb 4,14 ; J = 15,3 Hz ; H-7) ; 4,09 (dd ; 1 H ; J = 1,7 Hz ; J = 3,2 Hz ; H-2) ; 4,18 (dd ;

1 H ; J = 5,3 Hz ; J = 12,3 Hz ; H-6b) ; 4,85 (d ; 1 H ; J = 1,7 Hz ; H-1) ; 5,09-5,21 (m ; 2 H ;

CH=CH2) ; 5,22-5,28 (m ; 2 H ; H-3 ; H-4) ; 5,70-5,90 (m ; 1 H ; CH=CH2) ; 6,47 (t ; 1 H ; J

= 5,3 Hz, NH).


δ (ppm)= 20,4 ; 20,5 ; 20,6 (3 OAc) ; 41,3 (NHCH2) ; 60,9 (C-2) ; 61,9 (C-6) ; 65,5 (C-

4) ; 66,7 (C-7) ; 69,1 (C-5) ; 70,7 (C-3) ; 98,0 (C-1) ; 116,5 (CH=CH2) ; 133,6 (CH=CH2) ;

167,6 ; 169,3 ; 170,0 ; 170,5 (4 CO).

[α]D +69 (c= 0,5 ; CH2Cl2).

SM: (Haute résolution-ESI) calculée pour C17H24N4O9.Na+ (MNa+) 451,1441, trouvée

451.1442.

193


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-2-azido-2-déoxy-α-D-

mannopyranoside (185)

OAcO

OO

OAc

NH

AcON3

A une solution de (164, 94 mg, 0,23 mmol) dans du dichlorométhane anhydre (2 mL), et

de pyridine (38 µL ; 0,47 mmol), en présence de tamis moléculaire, l’anhydride triflique (88

µL ; 0,35 mmol) dilué dans du dichlorométhane (200 µL) est rajouté goutte à goutte à -17°C.

Après une heure, la réaction est filtrée, rincée au CH2Cl2, lavée avec une solution de NaHCO3

(10%), et séchée sur Na2SO4. Après évaporation du solvant, le résidu est dissous dans 2 mL du

DMF anhydre en présence de tamis moléculaire, NaN3 (304 mg ; 4,68 mmol) est rajoutée

ainsi qu’une quantité catalytique de l’iodure de tetrabutylammonium. La réaction est agitée à

60°C pendant une nuit. Ensuite, elle est filtrée, le solvant est évaporé, et le résidu est purifié

sur colonne de silice (Toluène/AcOEt: 2/1) pour donner l’azide correspondant (185, 70 mg,

77%) sous la forme d’une huile jaune.


δ (ppm)= 1,99 (s ; 3 H) ; 2,03 (s ; 3 H) ; 2,05 (s ; 3 H) (3 OAc) ; 2,22 (t ; 1 H ; J = 2,5 Hz

; CCH) ; 3,85 (m ; 1 H ; H-5) ; 4,03-4,09 (m ; 4 H ; H-2 ; H-6a ; NHCH2) ; 4,09 (système AB

; 2 H ; δa 4,00 ; δb 4,17 ; J = 15,0 Hz ; H-7) ; 4,18 (dd ; 1 H ; J = 5,2 Hz ; J = 12,2 Hz ; H-6b)

; 4,84 (ls ; 1 H ; H-1) ; 5,21-5,33 (m ; 2 H ; H-3 ; H-4) ; 6,60 (t ; 1 H ; J = 5,5 Hz ; NH).


δ (ppm)= 20,6 ; 20,7 ; 20,8 (3 OAc) ; 28,8 (NHCH2) ; 61,0 (C-2) ; 62,0 (C-6) ; 65,7 (C-4)

; 67,0 (C-7) ; 69,4 (C-5) ; 70,9 (C-3) ; 72,0 (CCH) ; 79,1 (CCH) ; 98,4 (C-1) ; 167,6 ; 169,5 ;

170,3 ; 170,7 (4 CO).

[α]D +27 (c = 1,0 ; CH2Cl2).

SM: (Haute résolution-ESI) calculée pour C17H22N4O9.Na+ (MNa+) 449.1284 ; trouvée

449,1291.

194


(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 2-O-(propargyl)- α-D-glucopyranoside (186)

OHO

OO

O

OH

NH

HO

Le produit (182, 346 mg, 78 mmol) est dissous dans MeOH (5 mL). Une quantité

catalytique d’une solution de MeONa/MeOH (1 N) est rajoutée et la solution est agitée

pendant 4 heures à température ambiante. La réaction est ensuite traitée avec DOWEX-H+ et

le produit est purifié sur gel de silice (AcOEt/MeOH : 8/1) pour donner le produit final sous la

forme d’une huile incolore (186, 205 mg, 82%).


δ (ppm)= 2,73 (t ; 1 H ; J =2,5 Hz ; -CCH) ; 2,98 (t ; 1 H ; J =2,4 Hz ; -CCH) ; 3,36 (t ; 1

H ; J = 9,7 Hz ; H-4) ; 3,51 (dd ; 1 H ; J = 3,7 Hz, J = 9,5 Hz ; H-2) ; 3,59 (m ; 1 H ; J = 1,3

Hz, J = 5,5 Hz ; J = 9,7 Hz ; H-5) ; 3,69 (dd ; 1 H ; J = 5,5 Hz ; J = 12,0 Hz ; H-6a) ; 3,81 (t ;

1 H ; J = 9,7 Hz ; H-3) ; 3,83 (dd ; 1 H ; J = 1,3 Hz, J = 12,00 Hz ; H-6b) ; 4,08 (dd ; 2 H ; J =

2,4 Hz ; J = 5,8 Hz ; NHCH2) ; 4,15 (système AB ; 2 H ; J = 16,0 Hz ; H-7) ; 4,49 (système

AB doublé ; J = 2,4 Hz ; J = 15,8 Hz ; H-7’) ; 5,03 (d ; 1 H ; J = 3,7 Hz ; H-1).


δ (ppm)= 29,1 (NHCH2) ; 60,0 (C-7’) ; 62,3 (C-6) ; 67,9 (C-7) ; 71,4 (C-4) ; 72,6 (CCH) ;

74,1 (C-5) ; 74,2 (C-3) ; 76,7 (CCH) ; 80,3 (C-2) ; 80,3 (CCH) ; 80,8 (CCH) ; 99,4 (C-1) ;

171,7 (CO).

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 2-O-(propargyl)-6-O-(paratoluènesulfonyl)-α-D-


OHO

OO

O

OTs

NH

HO

195


A une solution du produit (186, 81 mg, 0,25 mmol) dans de la pyridine distillée (2 mL),

le chlorure de p-toluène sulfonyl est rajouté (121 mg, 0,63 mmol) en présence de tamis

moléculaire 5A. La réaction est agitée à température ambiante. Après 48 heures, le tamis

moléculaire est filtré sur fritté en rinçant avec le CH2Cl2 (5 mL) et les solvants sont évaporés.

Le produit est lavé avec une solution saturée de NH4Cl (5 mL) et extrait au CH2Cl2 (5 mL).

Après évaporation du solvant, le produit est ensuite purifié sur une colonne de silice

(CH2Cl2/MeOH : 20/1) pour avoir au final le tosyle (187, 64 mg, 54%) sous la forme d’une

huile incolore.


δ (ppm)= 2,19 (t ; 1 H ; J =2,4 Hz ; -CCH) ; 2,38 (s ; 3 H ; CH3) ; 2,45 (t ; 1 H ; J =2,4 Hz

; -CCH) ; 3,45-3,53 (m ; 2 H ; H-2 ; H-4) ; 3,72 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,85 (t ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; H-

3) ; 399 (système AB ; 2 H ; J = 16,2 Hz ; H-7) ; 4,01 (dd ; 2 H ; J = 2,4 Hz, J = 5,3 Hz ;

NHCH2) ; 4,12 (dd ; 2 H ; J = 1,9 Hz ; J = 11,1 Hz ; H-6a) ; 4,31 (dd ; 1 H ; J = 3,9 Hz ; J =

11,1 Hz ; H-6b) ; 4,38 (système AB doublé ; J = 2,4 Hz ; J = 16,0 Hz ; H-7’) ; 4,82 (d ; 1 H ; J

= 3,8 Hz ; H-1) ; 7,27-7,30 (m ; 2 H ; Harom) ; 7,51 (t ; 1 H ; J = 5,3 Hz ; NH) ; 7,71-7,73

(m ; 2 H ; Harom).


δ (ppm)= 21,8 (CH3) ; 28,8 (NHCH2) ; 59,6 (C-7’) ; 67,5 (C-6) ; 68,7 (C-7) ; 69,6 (C-4) ;

70,0 (C-5) ; 71,8 (CCH) ; 73,0 (C-3) ; 75,8 (CCH) ; 78,4 (C-2) ; 79,3 (CCH) ; 79,5 (CCH) ;

98,6 (C-1) ; 128,1 (C-arom) ; 128,1 (C-arom) ; 130,1 (Cq arom) ; 130,1 (Cq arom) ; 169,5

(CO).

(N-Propargylcarbamoyl)méthyl 2-O-(propargyl)-6-déoxy -6-azido-α-D-


OHO

OO

O

N3

NH

HO

A une solution du tosyle (187, 53 mg, 0,11 mmol) dans le DMF distillé (2 mL), l’azoture

de sodium (38 mg, 0,57 mmol) est rajouté en présence due tamis moléculaire 5A. La réaction

196


est agitée pendant 16 heures à 60°C. Ensuite, le tamis est filtré sur fritté et rincé à l’acétate

d’éthyle (5 mL). Après évaporation du DMF sous pression réduite, le produit est extrait dans

l’acétate d’éthyle (5 mL). La phase organique est séchée sur Na2SO4, le solvant est évaporé et

le résidu est soumis à une chromatographie sur colonne (CH2Cl2/MeOH : 20/1) pour avoir

l’azide (188, 6 mg, 16%).


δ (ppm)= 2,19 (t ; 1 H ; J =2,4 Hz ; -CCH) ; 2,48 (t ; 1 H ; J =2,4 Hz ; -CCH) ; 3,44-3,52

(m ; 4 H ; H-2 ; H-4 ; H-6) ; 3,75 (m ; 1 H ; H-5) ; 3,85 (t ; 1 H ; J = 9,2 Hz ; H-3) ; 4,05 (dd ;

2 H ; J = 2,4 Hz ; J = 5,6 Hz ; NHCH2) ; 4,10 (système AB ; 2 H ; J = 16,0 Hz ; H-7) ; 4;38

(t ; 2 H ; J = 2,4 Hz ; H-7’) ; 4,93 (d ; 1 H ; J = 3,8 Hz ; H-1) ; 7,51 (t ; 1 H ; J = 5,6 Hz ; NH).


δ (ppm)= 29,1 (NHCH2) ; 51,5 (C-6) ; 59,8 (C-7’) ; 68,0 (C-7) ; 71,2 (C-4) ; 71,4 (C-5) ;

72,1 (CCH) ; 73,4 (C-3) ; 76,3 (CCH) ; 77,6 (CCH) ; 79,3 (C-2) ; 79,7 (CCH) ; 98,7 (C-1) ;

169,4 (CO).

B.4. PROCEDURE GENERALE POUR LA PREPARATION DES SONDES OPTIQUES

GLYCOSYLEES

A une solution du chromophore dans du dichlorométhane anhydre (1mL de solvant pour

100 mg de chromophore), 2,2 équiv. de la lactone saccharidique est rajoutée. La réaction est

agitée pendant 12 heures à température ambiante. Ensuite, le solvant est évaporé et le produit

est purifié sur gel de silice (CH2Cl2/MeOH). Le produit est ensuite dissous dans le méthanol

(1mL pour 100 mg de produit) et une quantité catalytique d’une solution de MeONa/MeOH

est rajoutée à la solution. Après 16 heures, le solvant est évaporé et le produit est purifié sur

une colonne de silice (CH2Cl2/(CH3)2CO/MeOH/H2O).

197


4-(2’-(N,N-bis(2’’-éthyl acétylamide glucosyl)-7’-amino-9’,9’-

dihexylfluorène)éthynyl-2,6-bis(diéthylcarbamoyl)pyridine (190)

OHOHO

HO

HO

O O

OHOHO

HO

HO

O O

NNHHN

NN

O

N

O

45%.

RMN 1H (500 MHz, CD3OD, CDCl3) :

δ (ppm)= 0,64 (m ; 4 H ; 2 CH2) ; 0,82 (t ; 12 H ; J = 6,6 Hz ; 4 CH3) ; 0,95 (t ; 6 H ; J =

6,6 Hz ; 2 CH3) ; 1,10-1,35 (m ; 12 H ; 6 CH2) ; 2,02-2,18 (m ; 4 H ; C(CH2)2) ; 3,37-3,65 (m ;

22 H ; 2 NCH2CH2N ; 4 NCH2 ; 3,56 (dd ; 2 H ; J = 3,1 Hz ; J = 9,1 Hz ; 2 H-2) ; 2 H-3 ; 2 H-

4) ; 3,71-3,77 (m ; 4 H ; 2 H-5 ; 2 H-6a ; 3,86 (dd ; 2 H ; J = 2,2 Hz ; J = 11,9 Hz ; 2 H-6b) ;

4,17 (système AB ; 4 H ; δa 4,06 ; δb 4,28 ; J = 16,4 Hz ; 2 H-7) ; 4,87 (2 H-1 sous le pic de

l’eau) ; 6,94-7,84 (m ; 8 H aromatiques).

RMN 13C (125 MHz, CD3OD, CDCl3) :

δ (ppm)= 12,9 ; 12,9 ; 14,3 ; 14,3 ; 14,4 ; 14,5 (6 CH3) ; 23,2-55,9 (18 CH2) ; 62,0 (C-6) ;

67,5 (2 C-7) ; 70,9 (2 C-4) ; 72,6 (2 C-2) ; 73,6 (2 C-3) ; 74,3 (2 C-5) ; 86,0 (Cq) ; 99,3 (Cq) ;

100,4 (2 C-1) ; 106,8 (CH) ; 111,9 (CH) ; 117,9 (CH) ; 118,9 (CH) ; 122,1 (CH) ; 125,4 (CH)

; 125,4 (CH) ; 126,8 (CH) ;131,9 ; 132,0 ; 135,5 ; 135,5 ; 144,8 ; 148,9 ; 150,8 ; 154,2 ; 154,6

; 154,6 ; 168,9 ; 168,9 ; 171,8 ; 171,8 (14 Cq).

[α]D +44 (c = 0,5 ; CH3OH).

198


SM (Haute résolution-ESI) m/z calculée pour C62H90N6O16Na (M+Na)+ = 1197,6311 ;

trouvée = 1197,6303.

4-(2’-(N,N-bis(2’’-éthyl acétylamide glucosyl)-7’-amino-9’,9’-

dihexylfluorène)éthynyl-2,6-bis(dioctylcarbamoyl)pyridine (191)

OHOHO

HO

HO

O O

OHOHO

HO

HO

O O

NNHHN

NN

O

N

O

C8H17 C8H17C8H17 C8H17

74%.

RMN 1H (500 MHz, CD3OD, CDCl3) :


7,2 Hz ; 2 CH3) ; 0,95 (t ; 6 H ; J = 7,2 Hz ; 2 CH3) ; 1,09-1,75 (m ; 60 H ; 30 CH2) ; 2,02-

2,18 (m ; 4 H; C(CH2)2) ; 3,35-3,41 (m ; 22 H ; 2 NCH2CH2N ; 4 NCH2 ; 2 H-2 ; 2 H-3 ; 3,39

(t ; 2 H ; J = 9,4 Hz, 2 H-4)) ; 3,68-3,73 (m ; 4 H ; 2 H-5 ; 2 H-6a) ; 3,83 (dd ; 2 H ; J = 2,2

Hz, J = 11,9 Hz ; 2 H-6b) ; 4,14 (système AB ; 4 H ; δa 4,03 ; δb 4,24 ; J = 15,4 Hz ; 2 H-7) ;

4,87 (2 H-1 sous le pic de l’eau) ; 6,61-7,81 (m ; 8 H aromatiques).


δ (ppm)= 14,3 ; 14,3 ; 14,5 ; 14,5 ; 14,5 ; 14,5 (6 CH3) ; 23,4-56,2 (42 CH2) ; 62,3 (C-6) ;

67,8 (2 C-7) ; 71,3 (2 C-4) ; 73,0 (2 C-2) ; 74,0 (2 C-3) ; 74,7 (2 C-5) ; 86,1 (Cq) ; 99,4 (Cq) ;

100,7 (2 C-1) ; 107,1 (CH) ; 112,3 (CH) ; 118,2 (CH) ; 119,1 (CH) ; 122,3 (CH) ; 125,8 (CH)

; 125,8 (CH) ; 127,0 (CH) ; 130,4 ; 132,3 ; 132,3 ; 135,7 ; 145,2 ; 149,4 ; 151,1 ; 154,4 ; 155,0

199


; 155,0 ; 169,5 ; 169,5 ; 172,2 ; 172,2 (14 Cq).

[α]D +37 (c = 1,0 ; CH3OH).

SM (Haute résolution-ESI) m/z calculée pour C86H138O16N6 H (M+H)+ = 1512,0248 ;

trouvée = 512,02525.

4-(2’-(N,N-bis(2’’-éthyl acétylamide lactosyl)-7’-amino-9’,9’-dihexylfluorène)éthynyl-

2,6-bis(diéthylcarbamoyl)pyridine (192)

O O

NHNHN

NN

O

N

O

OHO

OH

HO

OHO

OH

HO

O

OH

OHO

OH

HO

OHO

OH

HO

O

OH

O

O

30%.

RMN (500 MHz, CD3OD, CDCl3) :

δ (ppm)= 0,68 (m ; 4 H ; 2 CH2) ; 0,83 (t ; 6 H ; J = 6,6 Hz ; 2 CH3) ; 1,09-1,21 (m ; 12 H

; 6 CH2) ; 1,27 (t ; 6 H ; J = 6,6 Hz ; 2 CH3) ; 1,36 (t ; 6 H ; J = 6,6 Hz ; 2 CH3) ; 2,06 (m ; 4

H ; 2 C(CH2)2) ; 3,44 (q ; 4 H ; J = 6,6 Hz ; 2 NCH2) ; 3,55-3,69 (m ; 22 H ; 3,55 (dd ; 2 H ; J

= 3,1 Hz , J = 9,7 Hz, 2 H-2) ; 2 H-2’ ; 2 H-3’ ; 2 H-4 ; 2 H-5’ ; 2 NCH2CH2N ; 2 NCH2) ;

3,68-3,73 (m ; 2 H ; 2 H-5) ; 3,75 (dd ; 2 H ; J = 4,4 Hz ; J = 11,3 Hz ; 2 H-6’a) ; 3,82-3,92 (m

; 10 H ; 2 H-3 ; 2 H-4’ ; 2 H-6’b ; 2 H-6a; 2 H-6b) ; 4,12 (système AB ; 4 H ; δa 4,02 ; δb 4,22

; J = 15,4 Hz ; 2 H-7) ; 4,39 (d ; 2 H ; J =7,9 Hz ; 2 H-1’) ; 4,89 (2 H-1 sous le pic de l’eau) ;

6,90-7,75 (m ; 8 H aromatiques).

200



δ (ppm)= 12,9 ; 12,9 ; 14,3 ; 14,3 ; 14,5 ; 14,5 (6 CH3) ; 23,2-55,9 (18 CH2) ; 61,3 (2 C-

6’) ; 62,2 (2 C-6) ; 67,7 (2 C-7) ; 69,9 ; 72,0 ; 72,2 ; 72,4 ; 72,9 ; 74,4 ; 76,6 ; 80,2 (2 C-2 ; 2

C-2’ ; 2 C-3 ; 2 C3’ ; 2 C-4 ; 2 C-4’ ; 2 C-5 ; 2 C-5’) ; 86,0 (Cq) ; 99,3 (Cq) ; 100,3 (2 C-1) ;

104,6 (2 C-1’) ; 112,2 (CH) ; 117,9 (CH) ; 119,0 (CH) ; 122,2 (CH) ; 125,4 (CH) ; 125,4 (CH)

; 126,9 (CH) ; 130,3 (CH) ; 132,1 ; 135,6 ; 144,3 ; 144,9 ; 149,1 ; 149,5 ; 150,9 ; 154,2 ; 154,7

; 154,7 ; 169,0 ; 169,0 ; 171,8 ; 171,8 (14 Cq).

[α]D +18 (c = 0,2 ; CH3OH).

SM (Haute Résolution-ESI) m/z calculée pour C74H110N6O26Na (M+Na)+ = 1521,7367 ;

trouvée = 1521,7373.

4-(2’-(N,N-bis(2’’-éthyl acétylamide lactosyl)-7’-amino-9’,9’-

dihexylfluorène)éthynyl-2,6-bis(dioctylcarbamoyl)pyridine (193)

O O

NHNHN

NN

O

N

O

C8H17C8H17

OHO

OH

HO

OHO

OH

HO

O

OH

OHO

OH

HO

OHO

OH

HO

O

OH

O

O

C8H17C8H17

63%.

RMN (500 MHz, CD3OD, CDCl3) :

201



6,6 Hz, 2 CH3) ; 0,93 (t ; 6 H ; J = 6,6 Hz ; 2 CH3) ; 1,08-2,03 (m ; 64 H ; 32 CH2) ; 3,50-3,65

(m ; 40 H ; 2 NCH2CH2N ; 4 NCH2 ; 2 H-2 ; 2 H-2’ ; 2 H-3 ; 2 H-3’ ; 2 H-4 ; 2 H-4’ ; 2 H-5 ;

2 H-5’ ; 2 H-6a ; 2 H-6b ; 2 H-6’a ; 2 H-6’b) ; 4,12 (système AB ; 4 H ; δa 4,02 ; δb 4,21 ; J =

15,6 Hz ; 2 H-7) ; 4,41 (d ; 2 H ; J = 7,7 Hz ; 2 H-1’) ; 4,83 (2 H-1 sous le pic de l’eau) ; 6,91-

7,80 (m ; 8 H aromatiques).


δ (ppm)= 14,1 ; 14,1 ; 14,2 ; 14,2 ; 14,2 ; 14,2 (6 CH3) ; 22,8-55,4 (42 CH2) ; 60,9, 61,8

(2 C-6 et 2 C-6’) ; 67,2 (2 C-7) ; 69,4 ; 71,4 ; 71,8 ; 72,2 ; 73,6 ; 75,8 ; 77,7 ; 79,5 (2 C-2 ; 2

C-3 ; 2 C-4 ; 2 C-5 ; 2 C-2’ ; 2 C-3’; 2 C-4’ ; 2 C-5’) ; 85,7 (Cq) ; 98,6 (Cq) ; 99,6 (2 C-1) ;

103,9 (2 C-1’) ; 106,3 (CH) ; 117,5 (CH) ; 118,5 (CH) ; 121,7 (CH) ; 125,4 (CH) ; 125,4 (CH)

; 126,4 (CH) ; 129,8 (CH) ; 134,8 ; 140,0 ; 140,4 ; 140,7 ; 144,0 ; 148,3 ; 150,3 ; 153,7 ; 154,0

; 154,0 ; 168,4 ; 168,4 ; 171,1 ; 171,1 (14 Cq).

[α]D +20 (c = 0,2 ; CH3OH).

SM (Haute résolution-ESI) m/z calculée pour C98H158N6O26Na (M/2+Na)+ = 940,5506 ;

trouvée = 940,5516.

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RESUME La carboxyméthyl 3,4,6-tri-O-acétyl-α-D-glucopyranoside 2-O-lactone, préparée à partir de l’isomaltulose, est un bon « donneur de glycoside » pour la synthèse de composés ciblés soit pour leur intérêt biologique soit pour leurs propriétés physico-chimiques potentielles tels que des pseudo-oligosaccharides, pseudo-glycoaminoacides, et pseudo-glycolipides. Dans ce contexte, de nouvelles stratégies de synthèse ont été mises au point pour l’obtention de ces lactones construites sur des systèmes mono- et disaccharidiques avec des groupements protecteurs variés. D’autre part, la fonctionnalisation de la position 2 sélectivement libérée après ouverture de cette lactone par des agents nucléophiles, a été effectuée pour la synthèse de systèmes multifonctionnels. Une application de cette stratégie a aussi été étudiée pour la synthèse de produits amphiphiles pour la conception de sondes membranaires hydrosolubles pour l’imagerie membranaire par microscopie optique non linéaire. TITLE CARBOXYMETHYL GLYCOSIDE LACTONES : SYNTHESIS AND APPLICATION FOR MEMBRANE IMAGERY ABSTRACT The carboxymethyl 3,4,6-tri-O-acetyl-α-D-glucopyranoside 2-O-lactone, prepared starting from isomaltulose, has shown to be a good “glycoside donor” for the synthesis of compounds targeted either for their biological interest or for their potential physicochemical properties such as pseudo-oligosaccharides, pseudo-glycoaminoacids, and pseudo-glycolipids. New strategies of synthesis for obtaining carboxymethyl glycoside lactones based on mono- and disaccharidic systems with varied protective groups are now presented. In addition, the fonctionnalisation of position 2 selectively released after opening of these lactones by nucleophilic agents allowed the synthesis of multifunctionnalised systems. An application of this strategy was also studied for the synthesis of amphiphilic products for the design of water-soluble membrane probes for the membrane imagery by non linear optical microscopy. DISCIPLINE Chimie MOTS-CLES Carboxyméthyl glycosides, carboxyméthyl glycosides lactones, scaffolds saccharidiques, alkylation anomérique, sondes membranaires, optique non linéaire, fluorescence à deux photons, génération du second harmonique. KEYWORDS Carboxymethyl glycosides, carboxymethyl glycoside lactones, saccharidic scaffolds, anomeric alkylation, membrane probes, non linear optics, two-photon excitation fluorescence, second harmonic generation. INTITULE ET ADRESSE DE DU LABORATOIRE Laboratoire de Chimie Organique de l’INSA de Lyon Institut de Chimie et Biochimie Moléculaire et Supramoléculaire (ICBMS) UMR CNRS-UCBL-CPE-INSA 5246 Domaine Scientifique de la DOUA, bâtiment Jules Verne 20 avenue Albert Einstein, 69621 Villeurbanne Cedex, France

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Les carboxyméthyl glycosides lactones : Synthèse et ...theses.insa-lyon.fr/publication/2008ISAL0056/these.pdf · Grâce à leur diversité structurale et la maîtrise de leur chimie,