Les valeurs diagnostiques d’un test de diagnostic rapide é ...Les valeurs diagnostiques d’un test de diagnostic rapide basé sur la détection de l’histine rich protein II de

Les valeurs diagnostiques d’un test de diagnostic rapide basé sur la détection de l’histine rich protein II de CareStartTM Malaria dans le dépistage du paludisme infection chez les femmes enceintes au Mali.

Ministère de l’Enseignement Supérieur République du Mali

Et de la Recherche Scientifique Un Peuple - Un But- Une Foi

Année universitaire 2010 – 2011 Thèse NO/……….../

Présentée et soutenue publiquement le …../……./2011

Devant la faculté de médecine, de pharmacie et d’odontostomatologie

Par Monsieur Mohamed KEITA

Pour l’obtention du doctorat en médecine

(Diplôme d’état)

THESE DE MEDECINE DEAP/MRTC Page 1

Les valeurs diagnostiques d’un test de diagnostic rapide basé sur la détection de l’histidine rich proteinII

(CARESTARTTM MALARIA) Dans le dépistage du paludisme infection pendant la grossesse au Mali.

JURY


Président: Professeur Ogobara K DOUMBO

Membres: Dr Issaka Sagara

Co-directeur : Docteur Kassoum KAYENTAO

Directeur de thèse : Professeur Boubacar TRAORE

DÉDICACES

A mon père : Daouda KEITA

Ça été pour moi une bénédiction divine de t’avoir comme père, toi qui as tout accepté pour

que je sois un enfant exemplaire, tu m’as inculqué le savoir vivre, le savoir être et le savoir

faire. Tu m’as inscrit à l’école et veillé au jour le jour pour ma réussite, cher papa les mots

me manquent pour témoigner ma gratitude à ton endroit.

A ma mère : feue Assétou seba TRAORE

J’aurai voulu que tu sois là aujourd’hui pour voir ton enfant au bout du chemin épineux que tu

m’as rendu facile par ton éducation et tes bénédictions, mais Dieu a décidé que tu sois auprès

de lui. Je lui demande de t’accorder sa clémence et sa grâce. Dors en paix chère mère.

A mes frères et sœurs :

Oumar dit Bako, Assan, Djelika, vous avez été d’un grand apport pour moi pendant ce long

processus, ce travail est aussi le vôtre.

A ma tante feue Mme Samaké Fatoumata Keïta, tante exemplaire, toi qui as accepté de

tout supporter pour moi, tu as été d’un apport inestimable à la réalisation de ce travail, tes

bénédictions ne m’ont jamais fait défaut surtout pour mon année de numerus clausus et grâce

à tout cela j’en suis arrivé là aujourd’hui. Dieu l’irréprochable n’a pas voulu que nous

partagions ce moment ensemble, je prie que le miséricordieux t’accepte dans son eternel

paradis, Amen !!



A Ma femme Fatoumata Founé Berthé et à sa sœur jumelle Kadiafouné, merci pour votre

soutien moral et matériel durant tout ce long cycle. Ce travail est aussi le vôtre.

A ma fille Adiaratou

A mes frères et sœurs, c’est l’occasion pou moi de vous dire un grand merci.



REMERCIEMENTS

A mon frère, mon ami, mon compagnon de parcours, Salif Koné, plus qu’un ami tu as été

pour moi un frère de sang, un espoir, depuis le Lycée de Markala jusqu’aujourd’hui.

A mon cousin et ami infatigable Dr Charles Dara et à toute sa famille Dr Jacob ; Phillipe ;

Pierre ; Michel ; Alphonse, merci pour tous les sacrifices consentis.

A la famille Bamoussa Dembélé et frères à l’hippodrome, merci pour tout le soutien

pendant les moments de joies et de peines.

A la famille Mamadou Kontao à Bamako, là où j'ai effectué tout mon cycle universitaire

sans aucun signe de distinction, ni de méprise. Merci pour tout et que Dieu lui même vous en

récompense au centuple.

A tous mes oncles et tantes, ce travail est aussi le vôtre.

A tous mes cousins et cousines, ce travail est aussi le fruit de vos efforts.

A tout le personnel des centres de santé de San et Kita : où ce travail a été effectué avec

leur franche collaboration.

Aux familles Kayentao dans diverses localités du Mali et d’ailleurs.

A mes amis et compagnons de la FMPOS: Souleymane Diarra, Cheick Kondé ; Daouda

Mallé, les habitants de la cité de Dieu, merci pour tous vos soutiens.

A mes collègues internes du DEAP et d’autres services : Merci pour tout et beaucoup de

courage pour la réalisation de vos différentes thèses.

A mes maîtres et aînés du DEAP: Merci infiniment pour tous vos efforts.

A tous les professeurs et chargés de cours à la FMPOS, pour la qualité de l’enseignement

dont nous avons bénéficiée.

Aux autorités de San-Kita et notables pour votre soutien.

Aux chercheurs et à tout le personnel du MRTC/DEAP



Mme Traoré Tata Bouaré Nous avons beaucoup apprécié vos qualités humaines et votre

humour. Plus qu’une amie et collaboratrice, tu as été une grande sœur pour moi. Merci pour

ton soutien moral et matériel. Que te les rende au centuple.

A la grande famille RASERE Merci pour tes enseignements.

Docteur Moussa Djimdé

Nous avons apprécié votre disponibilité, votre simplicité, votre rigueur et votre souci du

travail bien fait. Trouvez ici l’expression de notre profonde gratitude et nos sincères

remerciements. Que Dieu te hisse au plus sommet. Amen !!!

A toutes les victimes du paludisme, particulièrement les femmes enceintes qui nous ont

rendu facile la réalisation de ce travail.

Hommages aux membres de jury

Président de jury

Professeur Ogobara K. DOUMBO



MD, PHD.

Professeur titulaire de parasitologie-Mycologie à la faculté de Médecine, de

Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie.

Médecin chef du Département d’Epidémiologie des Affections Parasitaires,

(DEAP).

Directeur du Pôle d’Excellence de Recherche sur le paludisme, Malaria

Research and Training Center (MRTC).

Membre correspondant de l’Académie Nationale de Médecine de France.

Membre honoraire « Alpha Oméga Alpha Honor Medical Society » des

États Unis d’Amérique.

Vous nous honorez en acceptant de présider le jury de ce travail.

Vos qualités d’endurance et de rigueur font de vous un maître à admirer dont

l’exemple est à suivre.

Veuillez trouver ici l’expression de notre profonde gratitude ainsi que

notre profond et respectueux attachement.

A notre maitre et juge

Dr Issiaka Sagara

Cher maître, vous nous honorez en acceptant de prendre votre

précieux temps pour juger ce travail. Votre simplicité, vos qualités



scientifiques et humaines font de vous un maître respecté au sein de

notre faculté.

Nous vous disons un grand merci et veuillez recevoir

l’expression de nos sentiments de gratitude et de profond

respect.

A notre maître et directeur de thèse.

Professeur Boubacar TRAORE

Maître de conférence de Parasitologie – Mycologie à la Faculté de Médecine,

de Pharmacie et d’Odonto- Stomatologie.

Responsable de l’unité Paludisme et Grossesse (PREMA) du MRTC.



1er Assesseur du Doyen de la Faculté de Médecine, de Pharmacie et

d’Odonto - Stomatologie.

Vous m’avez fait honneur en m’acceptant dans votre équipe. Votre

modestie, votre disponibilité, votre humanisme et vos connaissances

scientifiques immenses nous ont beaucoup marqués. Soyez assurez

cher maître de notre sincère admiration et notre profond respect.

A notre maître et co-directeur de thèse

Docteur Kassoum KAYENTAO

Titulaire d’un Master en Santé Publique, Spécialité Bio-statistique.

Co-Responsable de l’unité Paludisme et Grossesse du MRTC.

Cher Maître, votre rigueur scientifique, votre disponibilité et votre sollicitude

vis-à-vis de vos élèves témoignent votre sens élevé du travail bien fait et votre

souci de transmettre vos connaissances à vos cadets.



Nous vous remercions d’avoir accepté de codiriger ce travail malgré vos

multiples occupations.

Recevez ici, cher Maître, le témoignage de notre profonde gratitude, ainsi que notre grande admiration.

Les sigles et abréviations

OMS: Organisation Mondial de la Santé.

MRTC: Malaria Research and Training Center.

DEAP: Département D’Epidémiologie des Affections Parasitaires.

TDR: Test de Diagnostic Rapide.

TPI: Traitement Préventif Intermittent.

HRP2: Histidin Rich Protein-2.

PLDH: Plasmodium Lactate Déshydrogénase Humaine.

IP: Indice Plasmodique.

KDA: Kilodalton.

FM: Frottis Mince.

GE: Goutte Epaisse.



QBC: Quantitative Buffy Coat.

ELISA: Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay.

PCR: Polymerase Chain Reaction.

KM: Kilomètre.

SP: Sulfadoxine-Pyriméthamine.

CPN: Consultation Prénatale.

SA : Sémaine d’aménorrhée.

VIH : Virus de l’immuno-Humain.

UNICEF: United Nations International Children’s Emergency Fund.

NB : Nota Bené.

IC : Intervalle de confiance.

MM3 : Millimètre cube.

J : Jours de suivi.

°C : Degré Celsius.

% : Pourcentage.

μl : Microlitre.

FMPOS : Faculté de Médecine de Pharmacie et D’odontostomatologie.

GIS/GPS : Geographic Information System/Global Position System.

Hb : Taux d’hémoglobine.

P. falciparum : Plasmodium falciparum

P. malar iae : Plasmodium malariae.

P. ovale : Plasmodium ovale.

P. vivax : Plasmodium vivax.

PfHRP2 : Plasmodium .falciparum Histidin Rich Protein 2.



Table des matières

I- Introduction:

II. Objectifs:

1. Objectif général:

2. Objectifs spécifiques:

III. Généralités:

1. Epidémiologie:

1.1. Agent Pathogène:

1-2- Vecteurs:

1-3- Cycle biologique des plasmodies humaines:

2- Profils épidémiologiques du paludisme :

3. Impact de la grossesse sur le paludisme:

4. Impact du paludisme sur la grossesse:

5- Rappels sur la protéine lactate déshydrogènase (pLDH) et l’histidine rich protein-II (HRP-

II).



6. Diagnostic biologique:

6. 1. Les signes d’orientation chez la femme enceinte:

6. 2. Diagnostic parasitologique:

6.2.1. Méthode de mise en évidence du parasite (techniques classiques)

6.2.2. Méthodes indirectes de mise en évidence des constituants parasitaires (méthode

immunologique)

IV. Méthodologie:

A. Cadre d’étude:

1. Présentation du cercle de San:

1.1. Historique de la ville de San:

1.2. Situation géographique:

1.3. Caractéristiques démographiques et sociales de San :

1.4. Situation économique :

2. Présentation de la ville de Kita:

2.1. Historique de la ville de Kita


2.3. Caractéristiques démographiques et sociales de Kita

2.4. Situation économique:

B. Type d’étude:

C. Période d’étude :

D. Population d’étude:

E. Echantillonnage :

F. Dépistage :

1. Critères d’inclusion :

2. Critères de non inclusion :

3. Techniques et matériels utilises pour la collecte des données :

3.1. Evaluation clinique :



3.2. Evaluation biologique :

3.2.1. Technique de la goutte épaisse :

3.2.2. Technique de la HRP2 de CarestartTM Malaria:

G. Le contrôle de qualité:

H. L’enrôlement:

1. Critères d’inclusion:

2. Critères de non inclusion:

J. Personnels et organisation du travail :

1- Personnels :

2- Organisation du travail :

K. Considérations éthiques :

L. Gestion et analyse des données :

V- Les résultats

VI- Commentaires et discussion

1. Sur le plan de la méthodologie :

2. Fréquence du paludisme infection :

3. Les valeurs diagnostiques du TDR HRP2 de CareStartTM

4. Evolution de la HRP2 de CareStartTM après traitement :

5. Comparaison de la HRP2 de CareStartTM avec la goutte épaisse.

VII- Conclusion :

VIII- Recommandations

XI- Résumé :

XI- Bibliographie



Liste des figures et tableaux

Figure 1: Cycle de développement de P. falciparum.

Figure 2: La commune urbaine de San.

Figure 3: Carte de la commune urbaine de Kita

Figure 4 : Quantité de pluies recueillies à San et Kita.

Figure 5: Conditionnement du test.

Figure 6 : Mode opératoire du test.

Figure 7 : Résultat de test négatif.

Figure 8 : Résultat de test positif.

Figure 9 : Résultat de test invalide.

Figure 10: La courbe d’évolution de la HRP2 de CareStartTM Malaria après traitement.

Tableau I : La répartition des participantes au dépistage du paludisme selon la gestité.

Tableau II : La prévalence du paludisme infection par gestité.

Tableau III : L’indice plasmodique à Kita et San chez les participantes.

Tableau IVa: Les valeurs diagnostiques de la HRP-II à Kita.

Tableau IVb: Les valeurs diagnostiques de la HRP-II à San.

Tableau IV : Les valeurs diagnostiques de la HRP-II à Kita et à San…………34

Tableau V : La relation entre densité parasitaire à Plasmoduim falciparum à la GE et à la HRP-II à Kita……………………………………………………………..35

Tableau VI : La relation entre densité parasitaire à Plasmoduim falciparum à la GE et à la HRP-II à San……………………………………………………………..36



Tableau VII : L’évolution de la HRP-II après traitement………………………...37

I- Introduction:

Le paludisme est une érythrocytopathie fébrile et hémolysante due à la présence et au

développement dans le foie puis dans les hématies d’un hématozoaire du genre plasmodium.

Il est transmis par la piqûre infestante d’un moustique femelle du genre Anophèles i. Quatre

espèces plasmodiales sont inféodées à l’homme : Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax,

Plasmodium ovale, et Plasmodium malariæii. Récemment, une cinquième espèce a été

découverte en Malaisie : le Plasmodium knowlesiiii.

Le Plasmodium falciparum est l’espèce la plus redoutable, celle qui tue et malheureusement

la plus répandue en Afrique1.

L`organisation mondiale de la santé (OMS) estime qu’en 2006, 3,3 milliards de personnes

étaient exposées au paludisme dont 97% en Afrique. On estime à 247 millions le nombre

d’épisode de paludisme, à 881 000 le nombre de décès du paludisme, dont 91% en Afrique

avec 85% des cas chez les enfants de moins de cinq ansiv.

En Afrique, 74% de la population vit en zone stable endémique, 18% en zone à paludisme

instable et seulement 7% en zone indemne de paludisme ou avec un très faible risque de

paludismev.

La maladie sévit sur tout le territoire du Mali. Elle est responsable de 34 à 39% des motifs de

consultation dans les services de santévi. Le paludisme est la première cause de mortalité

(13%) et de morbidité (15,6%) dans la population généralevii ; il demeure la principale

étiologie des anémies sévères observées chez la femme enceinte et chez les enfants en zone

tropicale. Dans le service de médecine interne du Point G, le paludisme est responsable de

12,8% des syndromes fébrilesviii. La mortalité spécifique liée à cette érythrocytopathie dans la



population des enfants de moins de 5 ans est estimée entre 25 et 35% de la population infanto-

juvénile globaleix.

Le paludisme favorise l’apparition de nombreuses complications au cours de la grossesse,

dont l’avortement, la mortinatalité, la prématurité, les nouveau nés de faible poids de

naissance etc.…5. Dans les pays endémiques, le paludisme était responsable de 3-15%

d’anémie chez la femme enceinte, 6-14% de faible poids de naissance et 3-8% de mortalité

infantile (Stekene et al, 2001)x. Toute infection malarique pendant la grossesse a un potentiel

de gravité, d’où la nécessité d’un dépistage systématique pour une prise en charge adéquate.

Pour une prise en charge précoce du paludisme, une détection rapide, fiable et accessible des

parasites est importante. La morbidité et la mortalité liées paludisme peuvent être réduites si

un diagnostic et une prise en charge sont effectués précocementxi. Ces méthodes sont appelées

tests de diagnostic rapide (TDR) du paludisme. Ces TDR offrent la possibilité d’un diagnostic

dans les zones où l’examen microscopique de qualité ne peut être assuré.

Au Mali le programme national de lutte contre le paludisme (PNLP) recommande le

Paracheck F® basé sur la détection de l’histine rich protein II HRP-2 l’histidine rich protein-2

spécifique à P. falciparum.

Le nombre de ces TDR disponibles et l’ampleur de leur utilisation se sont rapidement

augmentés au cours de ces dernières années. Toutefois, les limites des essais comparatifs sur

le terrain et la nature hétérogène de la transmission du paludisme ont restreint la disponibilité

des données de qualité concernant leur efficacitéxii.

En prélude d’une étude consistant à comparer deux stratégies de prévention du paludisme

pendant la grossesse (traitement préventif intermittent standard à la sulfadoxine-

pyriméthamine versus le dépistage du paludisme par un TDR, suivi du traitement des cas

positifs), nous avons mené cette étude pilote pour évaluer les valeurs diagnostiques de la

HRP-II de CareStartTM Malaria dans le dépistage du paludisme pendant la grossesse et de

suivre son évolution après traitement. Cette étude pilote a été réalisée dans un contexte

d’étude de la résistance in vivo de la SP chez les femmes enceintes venant en consultation

prénatale.



II. Objectifs:

1. Objectif général:

Evaluer les valeurs diagnostiques de la HRP-II de CareStartTM Malaria dans le dépistage du

paludisme infection chez les femmes enceintes au Mali.

2. Objectifs spécifiques:

Déterminer la prévalence du paludisme infection dans une population de femmes

enceintes à San et Kita.

Déterminer la sensibilité, spécificité et les valeurs prédictives de la HRP-II de

CareStartTM Malaria par rapport à la GE chez les femmes enceintes pour le dépistage

du paludisme.

Déterminer l’évolution de la positivité de la HRP-II de CareStartTM Malaria par

rapport à la goutte épaisse lors du suivi in vivo de 42 jours après traitement.

Formuler des recommandations d’utilisation au PNLP.



III. Généralité:

1. Epidémiologie:

1.1. Agent Pathogène: Cinq espèces plasmodiales inféodées à l’homme, ce sont :

- Plasmodium falciparum : responsable de la fièvre tierce maligne, est l’espèce la plus

redoutable et la plus intensément répandue. Elle est responsable de la quasi-totalité des décès

dus au paludisme. Elle représente 85 à 90% de la formule parasitaire au Mali. Il attaque aussi

bien les érythrocytes jeunes (réticulocytes) que les plus âgésxiii. L’espèce P. falciparum est

surtout répandue dans les zones intertropicales où le paludisme sévit de façon endémique.

- Plasmodium malariae : représente 10 à 14%, est l’agent de la fièvre quarte, c’est un

parasite qui a surtout des affinités pour les globules rouges âgés, il est essentiellement présent

en Afrique et en Asie. Cette espèce n’est pas meurtrière mais peut entraîner des rechutes

jusqu’à 20 ans après la primo-infection due à la présence des formes pré-érythrocytaires

(formes latentes ou hypnozoïtes) s’exprimant à l’occasion d’une agression, telle une

splénectomiexiv.

- Plasmodium ovale : représente moins de 1%. Il est responsable de la fièvre tierce

bénigne, présent surtout dans les régions où P. vivax est absent ou rare (Afrique noire). Cette

espèce ne tue pas mais entraîne des rechutes plusieurs années (2 à 5 ans) après l’inoculation

sporozoaire

- Plasmodium vivax : sa présence a été confirmée au Nord du Mali dans nos populations

leucodermes en 1998 sous forme de foyers autochtonesxv.

Cette espèce est aussi responsable de la fièvre tierce bénigne. Il faut noter que pour ce

parasite, la pénétration dans les hématies nécessite la présence de l’antigène Duffyxvi. Ce qui

explique sa répartition géographique actuelle (Asie et Amérique et exceptionnellement en

Afrique du Nord).

-Plasmodium knowlesi : espèce dont l’inféodation à l’homme a été récemment mise en

évidence.

Le Plasmodium est un sporozoaire ayant deux types de multiplication :

- une multiplication sexuée (sporogonie) chez le moustique,



- une multiplication asexuée (schizogonie) chez l’homme.

1-2- Vecteurs :

Le vecteur est un moustique culicidea du genre Anophèles. Les espèces vectrices sont

nombreuses et d’autant plus redoutables qu’elles ont une affinité pour l’homme (espèces

anthropophiles). Elles se nourrissent et se reposent dans les maisons (espèces endophiles ou

domiciliaires). Seule la femelle hématophage assure la transmission.

Au Mali, ce sont les membres du complexe Anophèles gambiae sl et Anophèles funestus qui

transmettent le paludisme entre 18 heures et 6 heures du matin. Leur durée de vie moyenne est

d’un mois.

1-3- CYCLE BIOLOGIQUE DES PLASMODIES HUMAINES :

Inoculés à l’homme par la piqûre infestante de l’anophèle femelle. Les sporozoïtes transitent

30 minutes dans le sang puis colonisent le foie où ils restent quiescents (hypnozoïtes) pour P.

ovale et P. vivax (dont la présence explique les rechutes) ou par multiplication nucléaire. Ils

deviennent des schizontes intra-hépatocytaires ou corps bleus : c’est la phase pré-

érythrocytaire qui dure 7 à 21 jours en fonction de l’espèce plasmodiale.

Après un temps variable la rupture des corps bleus libère des mérozoïtes qui par endocytose

pénètrent dans les globules rouges, débute ainsi le cycle schizogonique sanguin ou phase

érythrocytaire. Dans les globules rouges, les mérozoïtes prennent à mesure de leur croissance

différentes formes appelées trophozoïtes puis schizontes à la suite d’une multiplication

nucléaire et enfin, corps en rosace en 48 heures pour P. falciparum, P. vivax et P. ovale et en

72 heures pour P. malariae. Ils font éclater les globules rouges libérant ainsi de nouvelles

mérozoïtes qui vont infester d’autres hématies. L’accès fébrile est lié à la libération de

pyrogènes lors de l’éclatement des globules rouges.

Après plusieurs cycles érythrocytaires, certains parasites se différencient en formes sexuées

appelées gamétocytes, prenant dans le cas de P. falciparum la forme en fossile. Ils ne peuvent

poursuivre leur évolution qu’après avoir été aspirés par l’anophèle femelle lors de son repas

sanguin. Dans l’estomac de l’insecte, le gamétocyte mâle subit une exflagellation donnant

plusieurs gamètes mâles mobiles. Le gamète femelle est fécondé (gamogonie) donnant

naissance à l’ookinète. L’ookinète migre sous la paroi épithéliale de l’estomac puis s’enkyste

à sa face externe (ookyste). Si la température est suffisante, les ookystes donnent naissance



aux sporozoïtes qui migrent alors jusqu’aux glandes salivaires. Chez le moustique, l’ensemble

du cycle se déroule entre 10 et 40 jours selon la température extérieure et l’espèce

plasmodialexvii.

Le paludisme résulte de ce cercle vicieux entre l’homme et le moustique, rare sont les

antipaludiques qui agissent sur la phase tissulaire hépatique, à l’inverse, nombreux sont les

médicaments qui agissent à la phase érythrocytaire sanguine sur les quatre espèces

plasmodiales.



Figure : Cycle de développement de P. falciparum.

Source : httdavid.roux6.free.fr/paludisme/affiche_palu.html.



2- Profils épidémiologiques du paludisme :

L’indice de stabilité déterminé par Mac Donald caractérise le niveau d’endémicité du

paludisme et permet de distinguer :

Les zones de paludisme stable où la forte transmission entraîne une prémunition.

Les zones du paludisme instable où le caractère épisodique de la transmission ne

permet pas le développement d’une prémunition.

Entre ces deux extrêmes, il existe toute une strate de situations intermédiaires. Au Mali, il

existe 5 faciès épidémiologiques de transmission du paludisme décrits par Doumbo et alxviii.

● Une zone soudano-guinéenne à transmission saisonnière longue de 6 mois. Le paludisme y

est holo-endémique avec un indice Plasmodique (IP) d’environ 85% de juin à novembre. La

prémunition est acquise autour de 5 ans.

● Une zone de transmission saisonnière courte de 3 à 4 mois. Elle correspond à la zone nord-

soudanienne et au sahel. Le paludisme y est hyper-endémique avec un indice Plasmodique

variant entre 50 et 75%. La prémunition est atteinte autour de 9 ans et le neuro-paludisme est

une des complications les plus fréquentes entre 1 et 9 ans.

● Une zone de transmission sporadique voire épidémique correspondant au Sahara. L’IP est

inférieur à 5% ; même les adultes de cette zone sont exposés au risque de paludisme grave et

compliqué.

● Les zones de transmission bi ou plurimodale comprenant le delta intérieur du fleuve Niger

et les zones de barrage : Sélingué, Manantali et Markala. Le paludisme y est méso-endémique,

l’IP est inférieur à 40%. La prévalence de l’anémie palustre est très élevée dans la tranche

d’âge de moins de 9 ans.

● Les zones peu propices à l’impaludation : les milieux urbains (Bamako ; Mopti). Le

paludisme y est hypo-endémique avec un IP inférieur à 10%. Les adultes Bamakois courent

aussi le risque de paludisme grave.

3. Impact de la grossesse sur le paludisme:

En raison de la physiologie particulaire de la femme enceinte, la grossesse a un effet

aggravant sur le paludisme. Cette aggravation est plus marquée au début, en fin de grossesse

et dans les suites de couches. Il est également connu que la grossesse potentialise les signes



cliniques du paludisme entraînant la survenue des complications (accès pernicieux ou neuro-

paludisme, anémie sévère, cachexie) pouvant être fatales pour la mère entraînant des effets sur

le produit de la conceptionxix.

4. Impact du paludisme sur la grossesse:

La grossesse est considérée comme une période à haut risque en matière d’infection

notamment le paludisme lié à la baisse de l’immunité : la probabilité élevée d’accès palustre,

sévérité potentielle plus forte, retentissement chez l’enfant, sans oublier les problèmes

thérapeutiques. Les conséquences néfastes du paludisme sur la grossesse décrites dans la

littérature portent surtout sur :

- L’exacerbation des vomissements gravidiques

- Le décollement prématuré du placenta normalement inséré

- L’avortement ou accouchement prématuré

- L’anémie et faible poids de naissance

- L’infection placentaire citée comme principale responsable du faible poids de naissance.

- L’hémorragie de la délivrance xx’ xxi’ xxii.

5. Diagnostic biologique :

5.1. Signes d’orientation:

Chez la femme enceinte le tableau clinique du paludisme est le plus souvent frustre. En cas de

paludisme maladie le tableau est surtout marqué par des céphalées, fièvre, courbatures,

vomissements, des douleurs abdominales. En cas de paludisme infection les signes d’anémie

sont les plus marqués.

Tout cas de paludisme pendant la grossesse est potentiellement grave et doit être confirmé

précocement pour une prise en charge adéquate.



5.2. Diagnostic parasitologique chez la femme enceinte

La recherche des plasmodies dans les hématies par frottis mince et goutte épaisse après

coloration panoptique est le premier examen à demander, et exigeant un résultat immédiat. Le

paludisme est une urgence médicale. Le laboratoire doit préciser l’espèce de Plasmodium en

cause et quantifier la parasitémie.

- Avec P. falciparum, on trouve habituellement des trophozoïtes et des gamétocytes,

parfois un polyparasitisme, évocateur de la malignité ;

- Au contraire tous les stades de la schizogonie érythrocytaire et des gamétocytes peuvent

se voir à l’examen du sang périphérique avec les autres espèces.

- L’anémie est constante avec un taux élevé de réticulocytes, une hémoglobine basse

longue à remonter après traitement. Elle s’ajoute souvent à une anémie chronique d’étiologie

autre en zone tropicale.

5.2.1. Méthode de mise en évidence du parasite (techniques classiques).

Le Frottis mince (FM)

Le frottis mince est utilisé dans le diagnostic d’espèces du paludisme.

Une goutte de sang prélevée au bout du 3ème ou 4ème doigt est déposée à l’extrémité d’une lame

porte-objet, une deuxième lame qu’on incline d’environ 45º est amenée au contact de cette

goutte de sang, puis dans un mouvement régulier et ininterrompu, la lame inclinée entraîne

derrière elle ce sang qui s’étale en couche unistratifiée. La préparation est d’abord fixée au

méthanol absolu pendant quelques secondes avant d’être colorée au Giemsa. Ce frottis

montre des parasites dont le cytoplasme est bleu et le noyau rouge.

La lecture est faite au microscope optique à l’immersion à l’objectif 100.

Les résultats sont exprimés en pourcentage d’hématies parasitées.

Les avantages de cette technique sont sa rapidité et la mise en évidence de l’espèce

plasmodiale en cause. Cependant, le frottis mince ne permet pas de détecter les faibles

parasitémies (moins de 100 parasites par µl).

La Goutte épaisse (GE)

C’est une technique de micro-concentration sur lame. Une quantité de 5µl de sang prélevée

niveau du troisième ou quatrième doigt est déposée au milieu d’une lame porte-objet. Avec le

bout d’une seconde lame, la goutte est uniformément étalée sur une surface de 1 à 1.5 cm de

diamètre. Elle est colorée après séchage à la température ambiante au Giemsa dilué à 5-10%



pendant 20-30 minutes et lue au microscope à l’objectif 100. Elle doit être effectuée par un

technicien certifié. Son principal avantage est le diagnostic de la maladie dans les cas de

faibles parasitémies (10-20 parasites par µl de sang). Colorée au Giemsa, elle montre les

parasites sans le repère de l’hématie. Les résultats sont exprimés en nombre de parasites par

µl de sang. Elle permet également de déterminer la charge parasitaire et d’établir des indices

épidémiologiques (l’indice plasmodique et l’indice gamétocytique). Il est à signaler que ces

deux techniques (GE et FM) demandent un microscopiste bien expérimenté et une source de

lumière sans oublier un temps d’exécution plus long (au moins 60 mn pour le résultat d’une

Goutte épaisse et 15 à 20 mn pour celui d’un frottis mince.

Quantitative Buffy Coat (QBC) malaria® xxiii’xxiv.

C’est une méthode d’immunofluorescence directe. Le principe consiste à concentrer une

petite quantité de sang par centrifugation dans un micro tube à hématocrite. Les globules

rouges parasités se trouvent aussi à l’interface des leucocytes et des hématies saines.

L’acridine orange, agent intercalant spécifique des acides nucléiques, contenu dans les noyaux

fait apparaître le parasite avec une fluorescence verte ou jaune-orangée à l’intérieur de

l’hématie.

Le QBC a une sensibilité supérieure dans les formes pauci-parasitaires et dans la surveillance

de l’évolution de l’infection. Son principal inconvénient est la difficulté d’établir un

diagnostic d’espèces. En outre la nécessité d’avoir un microscope à fluorescence peut limiter

les petites structures dans l’acquisition de cet appareil.

6.2.2. Méthodes indirectes de mise en évidence des constituants parasitaires (méthode

immunologique).

Rappels sur la protéine lactate déshydrogénase (pLDH) et l’histidine rich protein-2

(HRP-2).

Ces techniques sont destinées à la recherche dans le lysat de sang de protéines spécifiques des

hématozoaires. Il existe de nombreux tests et les principaux détectent soit l’antigène histidine

rich protein 2 (HRP-2) soit la protéine lactate déshydrogénase (pLDH). La HRP-2 est une

glycoprotéine spécifique de P. falciparum, exportée par le parasite dans le cytoplasme du

globule rouge infecté et libérée à un moment de la rupture des schizontes. D’autres protéines

détectées ne sont pas spécifiques de P. falciparum : lactate déshydrogénase pan-malarique

(pLDH) produite par tous les stades érythrocytaires, asexués et sexués, des parasites et

aldolase25.



La pLDH est l’une des premières enzymes plasmodiales qui s’avère électrophorétiquement,

immunologiquement et cinétiquement distincte de celle de l’hommexxv. Elle a été employée

principalement comme indicateur de la présence des plasmodies dans le sangxxvi. Les niveaux

de la pLDH correspondent à la densité parasitaire dans le diagnostic initialxxvii. Ils montrent

une diminution rapide de la parasitémie avec le traitementxxviii. Ce pendant, il existe des

isomères de pLDH spécifiques d’espèces, utilisés dans les tests de diagnostic rapide. Les tests

actuellement commercialisés sont des tests combinés, qui associent la détection de deux ou

trois protéines, comprenant le plus souvent l’antigène HRP-2, associé à un isomère de pLDH

spécifique de P. vivax, ou à l’aldolase ou à la pLDH, spécifique d’espèces. Un test

commercialisé associe la recherche de la pLDH spécifique de P. falciparum et la pLDH

commune aux 4 espèces.

Pour le diagnostic de P. falciparum en zones d’endémie palustre, les résultats d’une méta-

analyse récente montrent que les tests rapides qui recherchent l’antigène HRP-2 sont plus

performants en termes de sensibilité que les tests recherchant les pLDH parasitaires,

spécifiques ou non spécifiques d’espèces. Les tests qui associent la recherche de l’antigène

HRP-2 à deux autres protéines sont plus performants pour les autres espèces que ceux qui

associent la recherche de l’antigène HRP-2 à une seule autre protéinexxix. La détection des

espèces plasmodiales à l’aide des protéines pLDH ou de l’aldolase pan-malarique est plus

performante pour P. falciparum que pour P. vivax. Elle est par contre franchement insuffisante

pour P. ovale et P. malariae 24’ 29.

• Avantages

La rapidité et la facilité de mise en œuvre, y compris en garde.

La recherche simultanée de P. falciparum et d’autres espèces plasmodiales.

La sensibilité est supérieure à 95% à partir de 100 parasites par microlitre de sangxxx.

• Inconvénients

La détection prolongée de l’antigène HRP-2 après la clairance parasitaire, en moyenne une à

deux semaines, voire plus xxxi’xxxii. Si ce phénomène peut expliquer la plupart des faux positifs,

il peut cependant permettre un diagnostic rétrospectif de paludisme à P. falciparum.

La clairance de la pLDH est beaucoup plus rapide et reflète mieux la viabilité des parasites 30.

Par ailleurs, il est positif en présence de gamétocytes isolés.

La fréquence de faux positifs avec certains tests, chez les patients positifs pour le facteur

rhumatoïde xxxiii’xxxiv.



L’existence de faux négatifs : faibles parasitémies, phénomène de prozone ou mutation

/délétion du gène codant l’antigène HRP-2, diversité génétique de l’antigène HRP-2xxxv.

La nécessité de bonnes conditions de conservation des tests avant utilisation, en évitant les

températures élevées et l’humidité xxxvi

La simplicité de mise en œuvre, pouvant être parfois responsable de dérive, imposant une

procédure de réalisation claire et dont la compréhension doit être évaluéexxxvii.

Un diagnostic rapide et précis du paludisme est fondamental pour une gestion efficace de la

maladie et essentiel à l’amélioration de la gestion globale des maladies fébriles.

L’OMS recommande actuellement :

• une confirmation parasitologique rapide par microscopie ou TDR chez tout patient

susceptible d’être atteint du paludisme avant le début du traitement ;

• un traitement basé sur une simple suspicion clinique ne doit être envisagé que s’il est

impossible de procéder au diagnostic parasitologique1.

Le choix entre les TDR et la microscopie dépend du contexte local notamment des

compétences disponibles, de l’utilité de l’examen microscopique pour les autres maladies

existantes dans la région et de la charge de travail. Lorsque le nombre de patients fébriles est

important, l’examen microscopique sera probablement moins couteux que les TDR. De plus,

il présente l’avantage de pouvoir être utilisé pour la détermination de l’espèce et la

quantification des hématozoaires, ainsi que pour l’identification d’autres causes de la fièvre.

Toutefois, la plupart des sujets impaludés sont traites en dehors des services de santé, par

exemple dans la communauté, à domicile ou par des prestataires privés ; en pareil cas,

l’examen microscopique n’est généralement pas réalisable mais les TDR peuvent l’être.

Les conclusions et recommandations qui suivent sont la synthèse des consultations récentes

de l’OMS, en particulier la consultation technique sur le rôle du diagnostic parasitologique

dans la prise en charge des cas de paludisme dans les zones de forte transmissionxxxviii

L’ELISA:

Cette technique confirme un diagnostic de paludisme lorsque la parasitémie a été réduite par

un traitement antipaludique. Elle permet également de suivre la guérison par la décroissance

du taux des anticorps.

L’inconvénient de cette technique est que les anticorps apparaissent avec un retard de

plusieurs jours sur la parasitémie et disparaissent plus tard.

La Polymerase Chain Reaction (PCR)



La PCR est proposée depuis une quinzaine d’années pour le diagnostic du paludisme lié aux

différentes espèces plasmodiales xxxix’xl. Les méthodes les plus récentes utilisent la PCR en

temps réel qui permet d’obtenir un résultat en quelques heures xli’xlii’xliii’xliv. Ces méthodes sont

très sensibles et spécifiques et peuvent détecter des parasitémies très faibles, de l’ordre d’un

parasite par µl de sang, voire moins 39’45’xlv. Elle est plus sensible que l’examen microscopique

et les tests rapides de recherche d’antigènes plasmodiaux 46’xlvi.

• Les avantages

Une Excellente sensibilité, supérieure à celle du frottis mince et les TDR. Elle permet de

dépister de très faibles parasitémies plus que pour les autres méthodes de diagnostic.

Une Excellente valeur prédictive négative.

Sa Capacité de différenciation des espèces parasitaires.

C’est une Méthode de référence pour la confirmation des infections mixtes. La recherche des

marqueurs moléculaires de résistance aux antipaludiquesxlvii. L’inconvénient de cette technique

est son coût élevé et nécessite un personnel qualifié et un équipement approprié.

IV. Méthodologie :

A. Cadre d’étude:

Notre étude s’est déroulée dans les districts sanitaires de San et de Kita.

1. Présentation du cercle de San:

1.1. Historique de la ville de San:

La ville de San aurait été fondée au XIVème siècle par un chasseur appelé Marka du clan des

Traoré venant de Tion (localité située à 39km à l’Est de San). Il s’installa sous l’ombre d’un

figuier (Toro) d’où le nom de Santoro. Il découvrit un puits (Karantela) et une mare (Sangué).

L’histoire de San est liée à ces trois symboles (figuier, mare, et puits). Chaque année, le 3ème

Jeudi du mois de Mai est retenu pour la fête du Sangué qui commémore l’histoire du chasseur.


Avec une superficie de 7262km², le cercle de San est limité :

• Au Nord par les cercles de Macina et Djenné,



• Au sud par les cercles de Koutiala et Yorosso

• À l’Est par le cercle de Tominian,

• Et à l’Ouest par les cercles de Bla et de Ségou.

1.3. Caractéristiques démographiques et sociales de San :

La population du cercle de San était estimée en 2010 à 339491 habitants avec une densité de

46,22 habitants par km². Le taux d’accroissement annuel de la population est de 1,02% en

moyenne. Elle est essentiellement composée de Bambaras, de Bobos, de Peulhs, de

Miniankas, de Markas. A coté de celles-ci nous avons les Bozos, les Dogons, les Sarakolés.

1.4. Situation économique :

L’économie est essentiellement basée sur l’agriculture et l’élevage. Le coton est la principale

culture industrielle. Elle est encouragée, encadrée, et commercialisée par la C.M.D.T.



Figure 2: La commune urbaine de San.

2. Présentation de la ville de Kita:

2.1. Historique de la ville de Kita

Le cercle de Kita fut fondé vers le XIII ème siècle par les Tounkara vénus d’Ouagadou (cercle

de Koumbi).

Les Keïta s’installèrent après la victoire sanglante de Soundiata sur Soumangourou Kanté.



Vers la même époque un chef de famille des Kamara s’installa au pied de Kita Kourou qu’il

nomma Fatafi devenu plus tard Tounkarala.

Le brassage de ces familles a donné naissance aux familles actuelles de Kita.


Situé dans la partie Sud-est de la région de Kayes, le cercle de Kita couvre une superficie de

35250 km2. Il compte 33 communes dont 2 urbaines et 31 rurales. Ses limites sont:

• Au Nord: les cercles de Diéma et de Nioro

• Au Sud par la république de Guinée

• A l’Est par le cercle de Kati et de Kolokani

• A l’Ouest par les cercles de Bafoulabé et de Kénieba.

2.3. Caractéristiques démographiques et sociales de Kita

La population du cercle de Kita était estimée à 335674 habitants avec une densité de 9

habitants par km². Le taux d’accroissement annuel de la population est de 2 ,2% en moyenne.

Elle est essentiellement composée de Bambaras, de Malinkés, de Peulhs, de Sarakolés. Toutes

ces populations sont agro-pastorales et vivent en parfaite symbiose. L’Islam et le

Christianisme sont beaucoup répandus.

2.4. Situation économique:

L’économie est essentiellement basée sur l’agriculture et l’élevage. L’arachide est la

principale culture industrielle.




Nord


Source : Fond , communes du Mali

Edition : Décembre 2007

Figure 3: Carte de la commune urbaine de Kita

Figure 4 : Quantité de pluies recueillies à San et Kita.

B. Type d’étude:

Il s’agissait d’une étude prospective pendant laquelle, les femmes ont été dépistées pour le

paludisme infection. Les femmes positives à la goutte épaisse et à la HRP-II de CareStartTM

Malaria ont été suivies après leur première dose de TPI à la SP.

C. Période d’étude :

Notre étude s’est déroulée de Juillet 2009 à Février 2010 dans les villes de San et Kita.

D. Population d’étude:

Notre étude concernait toutes les femmes enceintes dont la grossesse était entre 16-30 semaines

d’aménorrhée se présentant aux postes de consultation prénatale pour leur première dose de SP

en TPI.

E. Echantillonnage :

La taille de l’échantillon a été calculée en se basant sur les utilisant les enquêtes antérieures. La

formule utilisée était

Pour avoir une proportion de vrais positifs et négatifs respectivement à 82% et 13%, et une

proportion de faux positifs et négatifs respectivement à 5 % et 0,3% , la taille minimale a été de

146 femmes enceintes pour l’étude in vivo.



F. Dépistage :

1. Critères d’inclusion :

- Toute femme enceinte se présentant aux postes de CPN, n’ayant reçu aucune dose de SP.

- Age gestationnel compris entre 16-30 SA.

- Température axillaire inferieure à 37,5°c.

- Donner son consentement éclairé et volontaire.

2. Critères de non inclusion :

- Toute femme enceinte n’ayant pas rempli les critères d’inclusion.

- Femme à VIH positif connu.

- Antécédents de prise d’antipaludiques ou d’antibiotiques ayant une activité anti-

malarique ou un traitement anti-malarique un mois avant, ou la quinine la semaine

passée.

- Refus de consentement.

- Hypersensibilité connue à la SP ou à une de ses composantes.

3. Techniques et matériels utilisés pour la collecte des données :

3.1. Evaluation clinique :

Les matériels utilisés

- Bureau : table et tabouret

- Thermomètre électronique UNICEF

- Stéthoscope de Pinard

- Stéthoscope biauriculaire SPENGLER

- tensiomètre marque SPENGLER

- Pèse-personne UNICEF



- Mètre-ruban

- Blouses

- Gants

- Cahiers

Les paramètres cliniques :

Prise de la température :

La température était mesurée à l’aide d’un thermomètre électronique en le plaçant sous

l’aisselle, elle était exprimée en degré Celsius. Toute température supérieure ou égale à 37,5

degré Celsius était considérée comme la fièvre.

Hauteur utérine :

Elle était mesurée à l’aide d’un mètre-ruban en le plaçant du bord supérieur de la symphyse

pubienne au fond utérin de la femme en décubitus dorsal sur un plan dur.

Auscultation du bruit du cœur fœtal :

Elle était faite à l’aide d’un stéthoscope de Pinard.

3.2. Evaluation biologique :

Les matériels et réactifs :

- Blouses

- Gants

- Alcool 70°

- Coton hydrophile

- Pissette

- Vaccinostyles

- Lames port-Object

- Boite de collection OMS



- Solution de colorant de Giemsa

- Eau distillée

- Comprimé tampon (Buffer)

- Bac de coloration

- Pot de rinçage des lames

- Chronomètre

- Râtelier

- Papier hygiénique

- Microscope optique binoculaire marque OLYMPUS CX 35.

- Housse de protection de microscope.

- Huile d’immersion.

- Compteur manuel, tabouret, table.

- Eprouvette.

- Poubelle.

- Registre de parasitologie.

3.2.1. Technique de la goutte épaisse :

• Principe : il Consistait à un étalement épais de sang

circonscrit dans un cercle d’environ un centimètre de diamètre sur une lame port-Object. Elle

a permis la quantification des parasites aux différents stades de développement dans le sang

périphérique.

• Confection : le doigt d’une main (de préférence le troisième ou le quatrième doigt de la main

gauche) était désinfecté avec un tampon d’alcool à 70°.

Avant de piquer le doigt ainsi choisi nous nous rassurions qu’il n’existe aucune trace d’alcool.

Le doigt choisi n’était ni infecté ni œdémateux ou cyanosé.



A l’aide d’un vaccinostyle stérile une ponction capillaire était effectuée à l’extrémité latérale

du doigt. La première goutte ainsi obtenue a été essuyée par un tampon de coton sec, la

deuxième déposée au centre d’une lame porte-objet initialement identifiée. A l’aide de l’angle

d’une autre lame, nous procédions à une défibrination mécanique par un mouvement

circulaire de façon à étaler le sang sur un cercle d’environ un centimètre de diamètre. Après

les lames étaient gardées dans les boites de collection OMS pour séchage, à l’abri de la

poussière et des mouches.

• Coloration des lames :

La technique de coloration au Giemsa à 5% a été choisie. La durée de coloration des lames

était de 30 minutes. Après ce temps, les lames étaient rincées à l’eau distillée puis déposées

sur râtelier.

• Lecture de la goutte épaisse (quantification) :

Elle consistait à identifier et quantifier par champ microscopique des différents stades

parasitaires sur 300 leucocytes. Elle a été faite à l’aide d’un microscope optique binoculaire

en immersion à l’objectif 100, la parasitémie était quantifiée suivant la méthode quantitative

leucocytaire. Les parasites étaient comptés en même temps que les leucocytes sur la lame.

Lorsque le nombre de 300 leucocytes était atteint, le compte était arrêté. La parasitémie était

obtenue par la formule suivante :

P= Nx7500/300 avec P= 25xN

P= La parasitémie

N= Nombre de parasites comptés au microscope, 300= nombre de leucocytes comptés et

7500= moyenne leucocytaire par mm3 de sang chez l’adulte au mali.

NB : une lame était considérée négative si aucun parasite n’était identifié sur 100 champs

microscopiquesxlviii.



3.2.2. Technique de la HRP-II de CarestartTM Malaria:

• Les matériels :

- Cassettes réactives CareStartTM Malaria.

- Solution de Buffer.

- Vaccinostyles.

- Micropipettes.

- Coton hydrophile.

- Alcool 70°.

- Gants.

- Chronomètre.

Figure 5: Conditionnement du test.

Principe du CareStartTM Malaria (HRP-II) :

Ce TDR est basé sur l’immunochromatographie sur bande de nitrocellulose.

- La phase mobile, migrant à l’intérieur de la cassette, est constituée de particules d’or

préalablement conjuguée à un anticorps monoclonal spécifique de l’antigène cible.

- L’anticorps de capture, déposé en un trait fin sur la membrane centrale de nitrocellulose, sert

à retenir et à concentrer les particules d’or complexées à l’antigène cible éventuellement



contenu dans l’échantillon à tester.

- Le contrôle interne de la réaction est constitué par une 2ème ligne de capture des particules

d’or conjuguées sur la même bande.

- Après 10 à 15 minutes, un résultat négatif se traduit par l’apparition d’un seul trait noir

(ligne contrôle); tandis qu’en cas de résultat positif apparait 2 traits noirs (ligne contrôle et

ligne test).

Mode opératoire du test :

- Placer horizontalement le dispositif portant deux puits (un puits de conjugaison S et un puits

de lavage A) écrire la date et l’identification des sujets d’étude sur l’étiquette.

- Nettoyer le 3ème ou le 4ème doigt avec un tampon désinfectant et essuyer avec un tampon sec

puis piquer d’un coup sec sur la partie latérale du doigt avec un vaccinostyle.

- Essuyer la première goutte de sang puis prélever du sang à l’aide d’une micropipette

jusqu’au trait noir qui correspond à 5µl.

- Mettre cette quantité de sang dans le puits (S).

- Mettre 2 gouttes de la solution Buffer dans le puits de lavage(A).

- Attendre 20 minutes pour l’interprétation.

Figure 6 : Mode opératoire du test.



Interprétation des résultats :

Réaction négative : la bande HRP-II n’était pas détectée sur le test et seule la bande

de contrôle C était visible.

Figure 7 : Résultat de test négatif.

Réaction positive : la bande HRP-II était détectée sur le test et en plus de la bande

C visible, apparait une autre bande T.

Figure 8 : Résultat de test positif.

Test est invalide : si la bande de contrôle C n’apparaissait pas.

Figure 9 : Résultat de test invalide.

Mode de conservation du test:

Le test était conservé dans des chambres climatisées à une température de 28°C à l’abri de

toute humidité.



G. Le contrôle de qualité:

Les lames ont été lues par les personnels sur les différents sites, mais sous la surveillance d’un

personnel certifié de MRTC/DEAP, 20% des lames ont été contrôlées. Les résultats du test

étaient lus par deux différentes personnes, et automatiquement photographiés.

H. L’enrôlement pour l’étude in vivo :

Les femmes éligibles après les résultats de la goutte épaisse ont été incluses dans l’étude et

ont reçu la première dose de SP en TPI.

1. Critères d’inclusion:

- Femme enceinte dépistée ayant une goutte épaisse positive.

- Avoir la volonté et être capable de faire tous les suivis de l’étude.

- Donner son consentement éclairé et volontaire.

2. Critères de non inclusion:

- Femme enceinte dépistée ayant une goutte épaisse négative.

- Refus de donner son consentement éclairé et volontaire.

I. Le suivi du traitement de l’étude in vivo :

Les femmes enrôlées ont été suivies pendant 42 jours avec une visite hebdomadaire (J0, J7,

J14, J21, J28, J42). A chaque visite une évaluation clinique était effectuée. La réponse au

traitement antipaludique a été classée de la façon suivante:

• Echec clinique

Tout cas de fièvre (température axillaire supérieure à 37,5°C) ou symptômes de paludisme

grave et parasitémie à tout moment à partir de l’administration de la première dose de SP

jusqu’au Jour 42.

• Echec parasitologique:

C’est l’apparition de toute parasitémie asymptomatique à partir de la première dose de SP

jusqu’au Jour 42.



• Réponse thérapeutique adéquate :

C’est l’absence de parasitémie au Jour 42 sans au paravent remplir les critères d’échec

clinique ou parasitologique.

J. Personnels et organisation du travail :

1- Personnels :

- Des médecins chercheurs.

- Des internes en médecine.

- Des sages-femmes.

- Des matrones.

- Deux guides.

- Deux laborantins.

2- Organisation du travail :

Au cours de notre étude, nous étions organisés en différents postes et nous collaborions

étroitement avec les personnels des différents centres de santé.

- Poste de consultation prénatale (CPN) : constitué de sages-femmes et matrones qui

étaient chargées de trier les femmes enceintes qui se présentaient et qui répondaient aux critères

de dépistage de l’étude. Toutes ces informations ont été portées sur une fiche, puis les femmes

ont été envoyées à l’équipe de recherche.

- Poste de l’équipe de recherche : constitués de médecins et d’internes en médecine qui

avaient la charge de vérifier si les informations données répondaient aux critères de dépistage

de l’étude. Les femmes éligibles après le dépistage étaient interrogées et leur température

mesurée. Les femmes remplissant les critères d’enrôlement ont été incluses dans l’étude. Toutes

les femmes participant à l’étude ont reçu la SP selon les recommandations nationales et ont été

suivies pendant 42 jours avec une visite hebdomadaire. A chaque visite un prélèvement sanguin

a été effectué pour la réalisation de la goutte épaisse, du TDR et des confettis pour la



polymerase Chain reaction (PCR). Après lecture des lames, les femmes étaient informées de

leurs résultats.

K. Considérations éthiques :

Le protocole d’étude a été soumis à l’approbation du comité d’éthique de la faculté de

médecine de pharmacie et d’odontostomatologie du Mali, le 22 juin 2009 sous le numéro

0944 FMPOS.

Le consentement éclairé des femmes âgées de 18 ans ou plus a été obtenu, ainsi que celles qui

avaient moins de 18 ans mais mariées. Aux besoins les parents ou les accompagnants des

femmes avaient témoigné par leurs signatures.

Les femmes ont été informées des objectifs et des contraintes de l’étude. Les informations

recueillies pour chaque femme ont été inscrites dans un dossier portant un numéro

d’identification qui garantissait l’anonymat. Les dossiers des participantes étaient

confidentiels, rangés dans une armoire à clé, dont l’accès était uniquement réservé à l’équipe

de recherche.

Les risques et bénéfices de l’étude :

Les risques :

La piqûre au bout du doigt avec le vaccinostyle pendant quelques secondes à la recherche de

parasites occasionne une douleur légère ou une infection du doigt qui est minimisée par le

respect strict des bonnes pratiques cliniques. Les risques liés à la prise de la SP sont faibles et

reste la molécule de choix pour le TPI pendant la grossesse qui a le meilleur profil de sécurité.

Les bénéfices de participation à l’étude :

Les volontaires enrôlées dans cette étude ont bénéficié d’une bonne surveillance de leur

inclusion jusqu’ à leur sortie de l’étude. Elles ont reçu gratuitement tous les soins médicaux

nécessités par leur état de santé.

L. Gestion et analyse des données :

Les données ont été recueillies sur des fiches individuelles. Des supervisions mensuelles ont été

faites pour la mise à jour et la correction des fiches d’enquête. Les données ont été saisies sur le

logiciel Microsoft Excel 2007 et analysées par le logiciel SPSS 16.0 et Epi Info 6.

Le Kappa statistique a été utilisé pour trouver la concordance entre les tests utilisés. Le test de

Khi2 a été utilisé pour la comparaison des proportions, le seuil de signification statistique a été

fixé à 0,05.



V- Les résultats

Tableau I : La répartition des participantes au dépistage du paludisme selon la gestité.

Primi-

secondigestes

Multigestes Total

Effectif 678 717 1395

Pourcentage 48,6 51,4 100

La fréquence au dépistage du paludisme était apparemment élevée chez les multigestes

(51,4%) que chez les primi-secondigestes (48,6%), sans différence statistique significative.

Tableau II : La prévalence du paludisme infection par gestité à la goutte épaisse.

Primi-

secondigestes

Multigestes Total

GE+ 233 117 1395

Pourcentage 34,4 16,3 25,1

La prévalence du paludisme infection était plus élevée chez les primi-secondigestes (34,4%)

que chez les multigestes (16,3%). (P < 0,0001 ; Khi2 = 60,39).

Tableau III : L’indice plasmodique à Kita et San chez les participantes.

Kita

n %

San

n %

TOTAL



GE positive 150 (23,1) 200 (26,8) 350

GE négative 500 545 1045

Total 650 745 1375

L’indice plasmodique était apparemment plus élevé à San (26,8%) qu’à Kita (23,1%), sans

différence statistique significative (p=0.11).

Tableau IV a : Les valeurs diagnostiques du paludisme infection selon CareStartTM à Kita

GE positive GE négative TOTAL

HRP-II positive 146 32 178

HRP-II négative 4 452 456

Total 150 484 634

Sensibilité : 97% [94 - 100%]

Spécificité : 93% [91 - 95%]

VPP : 82% [76 – 88%]

VPN : 99% [98 – 100%]

Kappa : 0,85

Faux positifs : 7% [7 – 9%]

Faux négatifs : 3% [0 – 5%]

La sensibilité obtenue était de 97% avec une spécificité de 93%. Les valeurs prédictives positives et négatives étaient respectivement de 82% et 99%. Les faux positifs représentaient 7% et de faux négatifs (3%). La HRP-II avait une bonne concordance kappa : 0,85 par rapport à la GE.

Tableau IV b : Les valeurs diagnostiques du paludisme infection selon CareStartTM à San






Total 200 539 739

Sensibilité : 94% [91-97%]

Spécificité : 96% [94-98%]

VPP : 89% [85-93%]

VPN : 96% [94-98%]

Kappa : 0,89

Faux positifs : 4% [2-6%]

Faux négatifs : 6% [3-9%]

La sensibilité obtenue était de 94% avec une spécificité de 96%. Les valeurs prédictives positives et négatives étaient respectivement de 89% et 96%. Les faux positifs représentaient 4% et de faux négatifs (6%). La HRP-II avait une bonne concordance kappa : 0,89 par rapport à la GE.

Tableau VI c : Les valeurs diagnostiques de la HRP-II CareStartTM à Kita-San.




Total 350 1023 1373

Sensibilité : 95% [93 - 97%]



Spécificité : 95% [94 - 96%]

VPP : 86% [82 - 90%]

VPN : 98% [97 - 99%]

Kappa : 0,87%

Faux positifs : 5% [4 - 6%]

Faux négatifs : 5% [3 - 7%]

Nous avons obtenu une sensibilité et une spécificité similaires avec 95%.

Les valeurs prédictives positives et négatives étaient respectivement de 86% et 98%. Les faux

positifs et les faux négatifs étaient similaires avec 5%.

La HRP-II de CareStartTM Malaria avait une bonne concordance kappa : 0,87 par rapport à la

GE.

Parasitaire par

mm3 de sang

0- 100

n

%

N

100-200

n

%

N

225-1000

n

%

N

<1000

n

%

N

HRP-II positive 11

85

13

24

96

25

40

100

40

72

100

72

HRP-II négative 2 1 0 0



15

13

4

25

Tableau V : La sensibilité de CareStartTM en fonction de la densité parasitaire à Plasmoduim

falciparum à la GE à Kita.

La HRP-II de CareStartTM avait une sensibilité de 85% pour les faibles parasitémies à Kita

(densité parasitaire inférieure à 100 parasites millimètre cube de sang), alors qu’elle était de

100% pour les parasitémies supérieures (densité supérieure à 1000 parasites par millimètre

cube de sang).

Tableau VI : La sensibilité de CareStartTM en fonction de la densité parasitaire à Plasmoduim

falciparum à la GE à San

Parasitaire par

mm3 de sang

0- 100

n

%

N

100-200

n

%

N

225-1000

n

%

N

<1000

n

%

N

HRP-II positive 32

82

43

91

62

100

72

100



39 47 72 72

HRP-II négative 7

17

39

4

8

47

1

2

63

0

La HRP-II de CareStartTM avait une sensibilité de 82% pour les faibles parasitémies à San

(densité parasitaire inférieure à 100 parasites millimètre cube de sang), alors qu’elle était de

100% pour les parasitémies supérieures (densité supérieure à 1000 parasites par millimètre

cube de sang).

Figure 10 : Dynamique de la HRP-II de CareStartTM Malaria après l’administration du TPI à

la SP.



Nous avons noté une réduction significative de la HRP-II de CareStartTM Malaria de J0

(100%) à J14, puis une diminution progressive jusqu’à J42 (3%). Elle était légèrement

corrélée à la goutte épaisse de J28 à J42, mais pas J7, J14, J21.

VI- Commentaires et discussion

Le but de notre étude était d’évaluer les valeurs diagnostiques de la HRP-II de CareStartTM

Malaria dans le dépistage du paludisme infection chez les femmes enceintes sur nos sites afin

de savoir si ce test pouvait être utilisé pour la stratégie de prévention et le suivi de traitement

des cas positifs lors de la consultation prénatale.

1. Sur le plan de la méthodologie :

Le choix des sites s’expliquait par l’existence d’une collaboration antérieure fructueuse des

dites localités, et aussi compte tenu de leur niveau d’endémicité palustre.

Les femmes enceintes ont été choisies pour cette étude non seulement à cause de leur grande

vulnérabilité par rapport au paludisme, mais aussi elles constituent la cible pour l’essai

clinique dans lequel la HRP-II de CareStartTM Malaria a été utilisée lors de la CPN.

Comme moyens de dépistage, la HRP-II de CareStartTM Malaria a été choisie et comparée à la

goutte épaisse qui demeure la technique standard en zones d’endémie palustre.

Les gouttes épaisses étaient lues par les personnels des différents sites, le contrôle de qualité

était fait par un personnel certifié du MRTC/DEAP. Les tests étaient automatiquement

photographiés et les résultats étaient lus par deux personnes différentes.



2. Fréquence du paludisme infection :

La fréquence du paludisme infection selon la goutte épaisse était plus élevée à San (26,8%)

qu’à Kita (23,1%) sans différence statistique.

Ce résultat parait surprenant au regard de l’appartenance éco-climatique des deux zones

rendant Kita plus intense sur le plan paludométrique que San 19. Cependant ce résultat pourrait

s’expliquer par une plus grande utilisation des moyens de prévention contre le paludisme et

une meilleure organisation des services de soins à Kita qu’à San selon nos observations

personnelles.

La prévalence du paludisme infection était significativement plus élevée chez les primi-

secondigestes que les multigestes (nombre de grossesse supérieure à 2) avec respectivement

34,4% et 16,3%. Ce résultat concorde parfaitement avec ceux obtenus par d’autres chercheurs

au Mali xlix et par ailleurs 9’l. Cela s’expliquerait par la baisse de l’immunité palustre et du

jeune âge des primigestes.

3. Les valeurs diagnostiques de la HRP2 de CareStartTM Malaria.

Les résultats obtenus par la HRP-II de CareStartTM Malaria avaient montré que la proportion

des sujets positifs était comparable à celle observée par la goutte épaisse.

La sensibilité de la HRP2 de CareStartTM Malaria.

La HRP-II de CareStartTM Malaria a présenté une sensibilité variable sur les sites d’étude, sans

différence statistiquement significative. De façon générale cette sensibilité était de 95%.

La sensibilité obtenue dans notre étude était légèrement inférieure à celle obtenue avec le

paracheck F® utilisé au Mali sur 3 sitesli. Ils ont obtenu une sensibilité 99,99% ; 100% et

99,43% respectivement à Donéguébougou, bancoumana et bougoula-Hameaux. Cette

différence de sensibilité peut s’expliquer par le fait que notre étude n’a porté que sur les

femmes enceintes asymptomatiques alors que pour les dits auteurs c’était sur les adultes et les

enfants symptomatiques. Par ailleurs des sensibilités similaires 95,1% et 95,7%

respectivement avec le Parasight F® et ICT Malaria ont été trouvéeslii.

La sensibilité de la HRP-II augmente avec la parasitémie. Pour les parasitémies faibles

(densité parasitaire inférieure à 100 parasites par microlitre) la sensibilité était de 85% et 82%

à Kita et San alors qu’elle était de 100% pour les parasitémies élevées (densité parasitaire



supérieure à 1000 parasites par microlitre de sang) sur les deux sites d’étude. Bien que nos

sensibilités soient inférieures à celles obtenues par les auteurs au Mali, la sensibilité à Kita

était dans les seuils de l’OMSliii. Par contre à San nous avons trouvé une sensibilité en dessous

de ce seuil. Ce pendant une sensibilité inférieure a été trouvée dans une étude réalisée en zone

d’endémie palustre en Inde où la sensibilité du First Response Malaria® était de 80% chez les

femmes enceintesliv.

De façon générale la HRP-II de CareStartTM Malaria avait une bonne concordance Kappa par

rapport à la goutte épaisse sur les deux sites d’étude.

La spécificité de la HRP-II de CareStartTM Malaria.

La spécificité de la HRP-II était de 93% (Kita) et de 96% (San). De façon générale elle était

de 95%. Nos résultats étaient nettement supérieurs à ceux observés par d’autres auteurs au

Mali sur 3 sites ayants des niveaux d’endémicité différents. En effet les auteurs 53 ont eu 50%,

72%, 77,78% respectivement à Donéguébougou, Bancoumana et à Bougoula-hameaux. Par

ailleurs en Ethiopie, nos résultats étaient comparables avec 96,4% dans une d’endémie

palustrelv. Une observation similaire a été faite par d’autres auteurs au Congo avec le Parasigth

F® 54.

Cette spécificité de la HRP-II de CareStartTM Malaria pourrait réduire l’utilisation abusive

d’antipaludiques chez les femmes enceintes, comme cela est d’observation fréquente dans nos

structures de santé. Elle réduirait par conséquent l’exposition inutile du produit de conception

aux antipaludiques.

La spécificité de la HRP-II de CareStartTM Malaria est une des meilleures caractéristiques

intrinsèques de ce TDR à cause de sa capacité de détecter des cas probables d’infection

placentaire par P falciparum à l’examen du sang périphérique, alors que la goutte épaisse

reste limitée.

faux négatifs



La proportion de faux négatifs était de 3% et 6% respectivement à Kita et San. Elle était de

5% de façon générale. Ce résultat était nettement supérieur à ceux obtenus au Mali où des

auteurs ont eu 0,71% et 0,58% respectivement à Donéguébougou et Bougoula-hameaux 53. Si

ces auteurs expliquent leurs proportions de faux négatifs dus à la présence d’autres espèces

que Plasmodium falciparum, dans la notre, l’explication la plus plausible serait les faibles

parasitémies (densité inférieure à 100 parasites par microlitre de sang) non détectées par la

HRP-II. Cela concorde parfaitement avec les instructions du fabricant 13.

4. Evolution de la HRP-II de CareStartTM Malaria après traitement :

Nous avons noté une réduction significative de la HRP-II de CareStartTM Malaria de J0

(100%) à J14, puis une diminution progressive jusqu’à J42 (3%). Elle était légèrement

corrélée à la goutte épaisse de J28 à J42, mais pas J7, J14, J21. Cette observation nous a

montré que la HRP-II de CareStartTM Malaria pouvait restée positive durant plusieurs

semaines malgré l’absence de parasitémie à la goutte épaisse. Cela concorde parfaitement

avec l’observation faite par beaucoup d’auteurs 30, 31. La proportion des femmes positives à la

HRP-II de CareStartTM Malaria aux jours de suivi étaient supérieures à celle observée à la

goutte épaisse. Cette positivité de la HRP-II de CareStartTM Malaria augmentait la

proportionnelle de faux 5%. Si ce phénomène peut expliquer la plupart des faux positifs, la

HRP-II CarestartTM Malaria peut cependant permettre un diagnostic rétrospectif de paludisme

à P. falciparum.

5. Comparaison de la HRP-II de CareStartTM Malaria avec la goutte épaisse.

Nous avons comparé deux méthodes qui n’explorent pas la même caractéristique du parasite,

l’une s’adressant aux caractéristiques morphologiques du parasite (GE) et l’autre à la protéine

parasitaire (TDR). C’est ainsi que nous avons soumis 1373 femmes enceintes

asymptomatiques à la fois à la goutte épaisse et à la HRP-II de CareStartTM Malaria. Nous

avons observé que la proportion de femmes positives au TDR (28%) était plus élevée qu’à la



goutte épaisse (25%). Cette différence pourrait s’expliquer par le fait que la HRP-II de

CareStartTM Malaria a une capacité de détecter des cas probables d’infection placentaire à

l’analyse du sang périphérique, alors que la goutte épaisse reste limitée.

La présence de faux négatifs s’expliquait par les faibles parasitémies en dessous du seuil de

détection du fabricant. Pour notre TDR le fabricant avait prévu un seuil de détection de 100

parasites par microlitre de sang. Les autres raisons pourraient être déterminées par des

méthodes plus sensibles que la goutte épaisse telle que la PCR.

La goutte épaisse reste la technique de référence par excellence. Elle permet d’établir le

diagnostic des espèces et les faibles parasitémies. Elle permet aussi d’établir les indices

paludométriques au cours des enquêtes épidémiologiques. Cependant l’inconvénient de cette

technique est qu’elle nécessite un équipement important : microscope, lames, réactifs, source

lumineuse, technicien qualifié et surtout un délai d’exécution long (au minimum une heure). Il

faut de ce fait des techniques susceptibles d’être réalisées rapidement d’où l’intérêt de ce TDR

qui a un délai d’exécution de 20 minutes permettant une prise en charge précoce des cas de

paludisme et aussi dans le dépistage du paludisme infection.

VII- Conclusion :

La HRP-II de CareStartTM Malaria avait :

• Une bonne sensibilité 95%,

• Une bonne spécificité de 95%,

• Un taux de faux négatifs de 5%,

• Une excellente concordance Kappa estimée à 0, 87 par rapport à la goutte épaisse.

La HPR-II de CareStartTM Malaria ne détecte que le Plasmodium falciparum.

Dans le suivi thérapeutique le test HRP-II de CareStartTM Malaria était resté positif même à

l’absence de parasites à la goutte épaisse.



VIII- Recommandations

Avec une bonne sensibilité et spécificité, la HRP-II de CareStartTM Malaria peut être utilisée

dans le dépistage du paludisme infection chez les femmes enceintes.

Pour son utilisation dans les services de consultation prénatale, il est souhaitable de la

combinée à un TDR à pLDH pour une meilleure amélioration de sa sensibilité et spécificité.



XI- Résumé :

Nous avons réalisé de Juillet 2009 à Février 2010, à San et Kita une étude sur les valeurs

diagnostiques de la HRP-II de CareStartTM Malaria par rapport à la goutte épaisse pour le

dépistage du paludisme infection pendant la grossesse dans le cadre d’une étude pilote, pour le

suivi de l’efficacité thérapeutique de la sulfadoxine-pyriméthamine lors du test in vivo de 42

jours.

L’analyse des données a montré : une sensibilité de 95% ; une spécificité de 95% ; une valeur

prédictive positive de 86% ; une valeur prédictive négative de 98% ; une concordance kappa de

0,87; 5% de faux négatifs et 5% de faux positifs.

Lors du suivi in vivo, la proportion des positifs à la HRP-II de CareStartTM Malaria était

supérieure à celle observée à la goutte épaisse.

La positivité de CareStartTM Malaria est proportionnelle à la densité parasitaire détectée par la

goutte épaisse.

La HRP-II de CareStartTM Malaria est d’utilisation simple et rapide. Elle peut être utilisée dans

le dépistage du paludisme infection chez les femmes enceintes.

Mots clés: paludisme infection, dépistage, valeurs diagnostiques, CareStartTM Malaria HRP-II,

test de diagnostic rapide.



TITLE: the diagnostic values of histine rich protein II of CarestartTM Malaria in detecting

malaria infection in pregnant women San and Kita.

SUMMARY

We conducted from July 2009 to February 2010, San and Kita a study on the diagnostic

values of the HRP-II CareStartTM Malaria compared to the thick for the detection of malaria

infection during pregnancy as part of a pilot study for monitoring the therapeutic efficacy of

sulfadoxine-pyrimethamine during in vivo testing of 42 days.

The data analysis showed: sensitivity 95%, a specificity of 95% positive predictive value of

86%, negative predictive value of 98% and a kappa of 0.87, 5% false negatives and 5% false

positives.

When tracking in vivo, the proportion of positive HRP-II CareStartTM was higher than that

observed in the thick film. CareStartTM Malaria positivity is proportional to parasite density

detected by the thick film.

HRP-II of CareStartTM Malaria is simple to use and fast. The HRP-II TDR can be used in the

detection of malaria infection among pregnant women.

Keywords: malaria infection, screening, diagnostic values, CareStartTM Malaria, HRP-II,

rapid diagnostic test.



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Serment d’Hippocrate

En présence des maîtres de cette faculté, de mes chers condisciples, devant l’effigie

d’Hippocrate, je promets et je jure, au nom de l’être suprême, d’être fidèle aux lois de l’honneur et

de la probité dans l’exercice de la médecine.

Je donnerai mes soins gratuits à l’indigent et n’exigerai jamais un salaire au dessus de mon

travail, je ne participerai à aucun partage clandestin d’honoraires.

Admise à l’intérieur des maisons, mes yeux ne verront pas ce qui s’y passe, ma langue taira

les secrets qui me seront confiés et mon état ne servira pas à corrompre les mœurs ni à favoriser le

crime.

Je ne permettrai pas que des considérations de religion, de nation, de race, viennent

s’interposer entre mon devoir et mon patient.

Je garderai le respect absolu de la vie humaine dès la conception.

Même sous la menace, je n’admettrai pas de faire usage de mes considérations médicales

contre les Lois de l’humanité.

Respectueuse et reconnaissante envers mes Maîtres, je rendrai à leurs enfants l’instruction

que j’ai reçue de leurs pères.

Que les hommes m’accordent leur estime si je suis fidèle à mes promesses, que je sois couvert

d’opprobre et méprisé de mes condisciples si j’y manque.

Je le jure.

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