Mémoire - Université d'Oran 1 Ahmed Ben Bella · Mémoire Pour l’obtention du DIPLOME DE MAGISTER EN GESTION DES RESSOURCES AQUATIQUES Laboratoire d’Aquaculture et de Bioremédiation

Mémoire

Pour l’obtention du DIPLOME DE MAGISTER EN GESTION DES RESSOURCES

AQUATIQUES Laboratoire d’Aquaculture et de Bioremédiation (AQUABIOR)

Présenté par :

Melle. BENDADECHE Faiza

Intitulé

Devant le jury :

Président : M. BENSAHLA-TALET Ahmed Professeur à l’université d’Oran

Examinateur : M. ABI AYAD S.-M. El-amine Professeur à l’université d’Oran

Examinateur : M. TALEB Mohamed Zoheïr M.C.A. à l’université d’Oran

Promoteur : M. BABA HAMED Mohamed Bey Professeur à l’université d’Oran

Soutenu publiquement le : 25 - 09 - 2012

Empreinte protéique et génétique d’espèces de poissons de

consommation: Approches analytiques.

Année universitaire : 2011 - 2012

Remerciement

Je voudrais exprimer toute ma gratitude aux personnes qui ont permis l’aboutissement

de ce travail. Je tiens ainsi à témoigner toute ma reconnaissance et ma gratitude aux personnes

ayant accepté de faire partie du jury d’évaluation de ce mémoire.

Un témoignage de ma profonde reconnaissance s’adresse à M. BENSAHLA-TALET

A., professeur à l’université d’Oran, pour avoir bien voulu présider le jury de soutenance.

Je remercie grandement M. ABI AYAD S-M-EL-amine, Professeur à l’université

d’Oran au département de biotechnologie, pour m’avoir accueilli au sein de son laboratoire et

de m’avoir permis de réaliser ce mémoire…ses nombreux conseils et discussions brigués au

long de ces années, sa disponibilité et ses encouragements, et la grande autonomie

d’expression et d’action qu’il m’a données.

Je tiens à remercier sincèrement M. TALEB M.Z., Maître de conférences à

l’université d’Oran, de m’avoir fait l’honneur d’examiner ce travail, et pour son enseignement

et ses qualités aussi bien humaines que scientifiques.

Un remerciement particulier s’adresse à mon promoteur M. BABA HAMED M. B.,

Professeur à l’université d’Oran au département de biotechnologie, pour son encadrement de

la première heure et ses précieux conseils. Je le remercie pour la confiance qu’il m’a attribuée,

son soutien, sa patience et bonne humeur, et ses connaissances qu’il a partagées avec moi,

qu’il trouve ici l’expression de ma profonde gratitude.

Je remercie également M. ALI-MEHIDI S., Maître de conférences à l’université

d’Oran, pour ses conseils scientifiques avisés, ses remarques percutantes qui m’ont permis

d’avancer dans mon travail.

Un remerciement le plus sincère aussi, revient à mes enseignants pendant toute cette

formation, qu’étaient disponibles à m’éclaircir toute question, M. BOUTIBA, M. LAMARA

C.S., Mme. BOUKORTT F., Melle

DALOUCHE F., Mme. BOUKHATEM F., Mme

LACHICHI, … qu’ils trouvent ici l’expression de ma profonde gratitude.

J’adresse également mes remerciements les plus chaleureux à tous les membres de

l’équipe «AQUABIOR», qui m’ont permis d’évoluer dans une ambiance conviviale. Merci pour

leur aide, leurs conseils, suggestions et encouragements dans l’élaboration de ce mémoire.

Un remerciement particulier est accordé à M. Hassain O., qui n’a cessé de me faire

bénéficier de ses orientations et ses précieux conseils, merci pour son aide, suggestions et

encouragements dans l’élaboration de ce mémoire.

Je voudrais remercier également, Mme Hatab K., Melle

Amrani A. et Mme

LACHEHEB F. pour leur sollicitation tant intellectuelle qu’amicale. Je remercie également

tout le personnel du Département de Biotechnologie d’Oran.

Enfin, tout ce travail n’aurait pu voir le jour sans les encouragements, l’aide et le

soutien inconditionnel de ma famille et mes fidèles amis. Merci de m’avoir accompagné,

soutenu et essayé de comprendre mes travaux. Un immense merci à mon père, ma mère et

mes frères et sœurs...

Merci pour votre confiance, votre gentillesse et votre compréhension…

A mes parents

A ma famille

« L’animal est sauvé par son ignorance,

l’Ange est sauvé par sa connaissance,

entre les deux l’Homme reste le litige »

Jalal Dine Rumi, Poète Soufi, XIII siècle

Résumé

Le contrôle de qualité des produits de la mer est souvent limité à l’aspect

microbiologique. Commercialisés sous différentes formes, entiers, en filets, frais, congelés ou

en conserves, la nature même des poissons prête souvent à confusion, et fait l’objet de

fraudes.

Notre étude porte sur l’identification d’espèces de poissons à partir de pièces entières ou

de fragment musculaire.

Ainsi, l’aspect des otolithes est étudié en tant que support d’identification de différentes

espèces de poissons.

L’étude biochimique de l’empreinte protéique permet de mettre en évidence des

empreintes protéiques caractéristiques et d’établir la relation phylogénique entre des espèces

de poissons.

L’étude moléculaire, par l’extraction de l’ADN et l’amplification de fragment de gène

spécifique aux espèces, reste le moyen le plus simple et le plus précis, nous permettant une

meilleur identification d’espèces de poissons.

Mot-clés : Identification des espèces, empreinte protéique, PAGE-SDS, Clupéidés,

Scombridés, engraulidés, gène Cytochrome b, PCR, otolithes, phylogénie.

Summary

The seafood quality control is usually limited to microbiological aspect. Manufactured

under different forms: fresh, frozen or canned, the nature of fish is often confused and also

subject to frauds.

Our study focuses on fish species identification on the basis of anatomic part muscle

fragment analysis.

Thus, the otolith shape is studied as method for identification of different fish species.

The biochemical study of protein pattern can highlight protein fingerprints characteristic

and establish the phylogenic relationship between fish species.

Molecular analysis by DNA extraction and amplification of a specific specie gene

fragment remains the easiest and most precise way, allowing a better identification of fish

species.

Keywords: Species identification, protein fingerprint, SDS-PAGE, Clupeidae,

Scombridae, phylogeny, Cytochrome b gene, PCR, otoliths.

الملخص

هذ تسىك . يزالبت خىدة انتىخبث انبحزت يحذودة عهى اندبب انكىبىنىخغبنبب يب تكى

انتىخبث ف أشكبل يختهفت، طبسخت، يدذة، عهى شكم شزائح أو يعهبت، دعههب ف كثز ي األحب

.نهذا فأ يعزفت ىع األسبن انسىلت أيز خذ هبو ف إطبر يزالبت اندىدة .و انغش يىضىع االحتبل

.عضهانسح ان شء يتتزكش دراستب عهى تحذذ أىاع األسبن اطاللب ي أخشاء تشزحت أو خ

.ع األسبن انختهفتى دعب نتحذذ كىسهت األخشاء انتشزحتو تصى شكم دراست تى

انش ألىاعو خبصتك انذراست انبىكبئت نهبصت انبزوتت ي تسهظ انضىء عهى انبزوت

.األسبناع يختهفت ي األسبن،و كذا يعزفت انزابظ انفهىخ ب أى

انتحهم اندشئ ببستخزاج انحض انىوي ويضبعفت خشء خ يع و خبص بمى أسهم وأدق وسهت،

.األسبن ىعيب سح نب ببنتعزف بشكم أفضم عهى

انستىكزوو اند انبزوتت، سبن، انبصت ألىع ا تحذذ :الكلمات المقتاحية

otolithes

،PAGE-SDS ،b

، PCR .Otolithes

Liste des abréviations

ADNmt

An

AQUABIOR

ARNm

BSA

CICTA

dNTP

DO

EDTA

Es

F.A.O.

Fr

IEF

J

KDa

M

MHC

ml

MLC

nm

PAGE

pb

PCR

Acide désoxyribonucléique mitochondrial.

Anglais.

Laboratoire d’Aquaculture et de Bioremédiation.

Acide ribonucléique messager.

Albumine de sérum bovin.

Commission internationale pour la conservation des thonidés de l’Atlantique.

Désoxyribonucléotides tri-phosphate.

Densité optique

Acide éthylène diamine tétra-acétique.

Espagnol.

Food and agriculture organization.

Français.

Iso-électro-focalisation.

Jour.

Kilo Dalton.

Molaire.

Myosin Heavy Chain.

millilitre

Myosin Light Chain.

Nanomètre.

Electrophorèse sur gel de polyacrylamide

Paire de bases.

Réaction de polymérisation en chaîne.

PM

qsp

Rf

SDS

TBE

TEMED

WSP

Poids moléculaire.

Quantité suffisante pour.

Rapport frontal.

Sodium dodécyl sulfate.

Tampon Tris-Borate-EDTA.

N, N, N', N'-tétramethyl-éthylène-diamine.

Water soluble protein.

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Production mondiale des pêches de capture et de l’aquaculture………........ 3

Figure 2 : Evolution de la production halieutique en Algérie…………………………. 4

Figure 3 : Evolution annuelle des exportations et importation du poisson en Algérie

entre 2000 – 2009…………………………………………………………. 5

Figure 4 : Total des captures de thon rouge officiellement déclarées à la CICTA entre

1950 et 2007………………………………………………………………... 6

Figure 5 : Evolution des captures par groupes d’espèces les plus prisées…………….. 7

Figure 6 : Thon rouge Thunnus thynnus (Linné, 1758)……………………………...... 8

Figure 7 : Les pinnules jaunes du thon rouge Thunnus thynnus………………………. 10

Figure 8 : Thonine commune Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1810)…………..... 11

Figure 9 : Auxide Auxis rochei (Risso, 1810)…………………………………………. 13

Figure 10 : Maquereau espagnol Scomber japonicus (Houttuyn, 1780)……………....... 15

Figure 11 : Sardine commune Sardina pilchardus (Walbaum, 1792)………………….. 17

Figure 12 : Anchois commun Engraulis encrasicolus (Linné 1758)…………................ 18

Figure 13 : Sardinelle ronde Sardinella aurita (Valenciennes, 1847)………………….. 20

Figure 14 : Emplacement de l’otolithe sagitta………………………………………….. 22

Figure 15 : Carte du génome mitochondrial des Poissons……………………………… 27

Figure 16 : Positions du cytochrome b et de la région de contrôle dans le génome

mitochondrial et représentation schématique de leurs variabilités…………. 28

Figure 17 : Thon rouge (Thunnus Thynnus)…………………………………………….. 29

Figure 18 : Auxide (Auxis rochei)………………………………………………………. 30

Figure 19 : Thonine commune (Euthynnus alletteratus)……………………………….. 30

Figure 20 : Maquereau espagnol (Scomber japonicus)…………………………………. 30

Figure 21 : Sardinelle ronde (Sardinella aurita)……………………………………....... 31

Figure 22 : Sardine commune (Sardina pilchardus)……………………………………. 31

Figure 23 : Anchois commun (Engraulis encrasicolus)……………………………....... 31

Figure 24 : Prélèvement des otolithes sagittae………………………………………….. 32

Figure 25 : Mode de prélèvement de l’échantillon musculaire…………………………. 33

Figure 26 : Principe de l’amplification en chaine par polymérase (PCR)………………. 38

Figure 27 : Otolithes sagittae observées au microscope optique grossissement (X4):

(A) Scomber japonicus, (B) Sardinella aurita, (C) Sardina pilchardus,

(D) Engraulis encrasicolus, (E) Auxis rochei, (F) Euthynnus alletteratus… 43

Figure 28 : Otolithes sagittae observées à la loupe binoculaire: (a) Sardinella aurita,

(b) Scomber japonicus, (c) Engraulis encrasicolus, (d) Sardina pilchardus,

(f) Auxis rochei, (e) Euthynnus alletteratus……………………………….. 44

Figure 29 : Courbe étalon des protéines……………………………………………........ 45

Figure 30 : Coubre étalon des protéines standards pour l’analyse en PAGE-SDS…....... 46

Figure 31 : Profils électrophorétiques des protéines musculaires solubles totales en

PAGE-SDS à 12 %, (1) Sardinella aurita ; (2) Sardina pilchardus ;

(3) Engraulis encrasicolus ; (4) Scomber japonicus ; (5) Auxis rochei ;

(6) Thunnus thynnus ; (7) Euthynnus alletteratus ; MT : marqueur (250 -

10 KDa) (Biolabs) ; MHC: chaine lourde de myosine ; MHC : chine légère

de myosine…………………………………………………………………. 47

Figure 32 : Profils électrophorétiques des protéines musculaires solubles totales en

PAGE-SDS à 15%, (1) Sardinella aurita ; (2) Sardina pilchardus ;

(3) Engraulis encrasicolus ; (4) Scomber japonicus ; (5) Auxis rochei ;

(6) Thunnus thynnus ; (7) Euthynnus alletteratus ; MT : Protéines

marqueur (250-10 KDa) (Biolabs) ; MHC: chaine lourde de myosine ;

MHC : chine légère de myosine……………………………………………. 48

Figure 33 : Analyse densitométrique du pattern protéique de Scomber japonicus……... 49

Figure 34 : Analyse densitométrique des patterns protéiques: (1) Euthynnus

alletteratus, (2) Thunnus thynnus et (3) Auxis rochei……………………… 50

Figure 35 : Analyse densitométrique des patterns protéiques: (5) Engraulis

encrasicolus, (6) Sardina pilchardus et (7) Sardinella aurita……………. 51

Figure 36 : Dendogramme représentant la relation phylogénique obtenue en se basant

sur les différences et les ressemblances dans les patterns

électrophorétiques…………………………………………………………..

54

Figure 37 : Electrophorèse sur gel d’agarose d’ADN génomique à 0,8%. (1, 2, 7, 8, 9,

10) : Thon rouge (Thunnus thynnus) ; (3, 4) : Auxide (Auxis rochei) ;

(5, 6) : Thonine (Euthynnus alletteratus) ; (11) : Conserve de thon C1 ;

(12) : Conserve de thon C2………………………………………………… 56

Figure 38 : Electrophorèse sur gel d’agarose à 2 % des produits de PCR, les amorces

utilisés (Cb146L/ Cb146H), (MT) marqueur de taille de 3000-50 pb

(Sigma-Aldrich) ; (1) Thon rouge (Thunnus thynnus) ; (2) Thon rouge

(Thunnus thynnus) traité thermiquement ; (4) Thonine (Euthynnus

alletteratus) ; (3) Auxide (Auxis rochei) ; (5) Conserve de thon C1 ;

(6) Conserve de thon C2…………………………………………………..... 57

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Protéines musculaires caractérisées par ordre de taille décroissante……….... 25

Tableau 2 : Poids et longueurs totaux des poissons étudiés………………………………. 29

Tableau 3 : Composition des gels de polyacrylamide…………………………………….. 35

Tableau 4 : Nombres de bandes protéiques obtenues par l’électrophorèse en SDS-PAGE,

selon les zones de migration………………………………………………….. 49

SOMMAIRE

INTRODUCTION…………………………………………………………………… 1

ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE…………………………………………………….. 3

1. Généralités…………………………………………………………………….. 3

1.1. Situation mondiale de la pêche et de l’aquaculture……………………… 3

1.2. Statistique de pêche des poissons non identifiés………………………… 4

1.3. Activité halieutique en Algérie………………………………………….. 4

1.3.1. Ressources halieutiques de l’Algérie…………………………... 4

1.3.2. La production de pêche en Algérie…………………………….. 4

1.3.3. Importation du poisson en l’Algérie…………………………… 5

1.4. Valeur économique des scombridés……………………………………... 5

1.4.1. Valeur économique et marché mondial du thon rouge……….... 5

1.4.2. Pêche mondiale du thon rouge…………………………………. 6

1.5. Utilisation et transformation du poisson………………………………… 7

2. Présentation des espèces étudiées……………………………………………. 8

2.1. Thon rouge : Thunnus thynnus (Linné, 1758)………………………........ 8

2.1.1. Position systématique………………………………………….. 8

2.1.2. Biologie du thon rouge…………………………………………. 9

2.1.3. Caractères distinctifs………………………………………….... 9

2.1.4. Coloration……………………………………………………… 10

2.1.5. Régime alimentaire du thon……………………………………. 10

2.1.6. Migration……………………………………………………….. 10

2.2. Thonine commune : Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1810)………. 11

2.2.1. Position systématique………………………………………….. 11

2.2.2. Biologie de la thonine commune………………………………. 11

2.2.3. Caractères distinctifs…………………………………………… 12

2.2.4. Coloration……………………………………………………… 12

2.2.5. Distribution géographique et habitat…………………………… 12

2.3. Auxide : Auxis rochei (Risso, 1810)…………………………………… 13

2.3.1. Position systématique…………………………………………... 13

2.3.2. Biologie de l’auxide…………………………………………… 13

2.3.3. Caractères distinctifs…………………………………………… 14

2.3.4. Coloration……………………………………………………… 14


2.4. Maquereau espagnol : Scomber japonicus (Houttuyn, 1780)…………... 15

2.4.2. Biologie du maquereau espagnol………………………………. 15

2.4.3. Caractère distinctif…………………………………………….. 15

2.4.4. Coloration………………………………………………………. 16


2.5. La sardine commune : Sardina pilchardus (Walbaum, 1792)………….. 16


2.5.2. Biologie de la sardine commune……………………………….. 17

2.5.3. Coloration………………………………………………………. 18

2.5.4. Distribution géographique et migration………………………... 18

2.6. L’anchois commun : Engraulis encrasicolus (Linné, 1758)…………… 18


2.6.2. Biologie de l’anchois commun………………………………… 19

2.6.3. Description et caractères distinctifs……………………………. 19

2.6.4. Coloration……………………………………………………… 19

2.6.5. Localisation et répartition géographique……………………….. 19

2.7. La sardinelle ronde : Sardinella aurita (Valenciennes, 1847)………….. 20


2.7.2. Biologie de la sardinelle ronde…………………………………. 20

2.7.3. Description et caractère distinctifs……………………………... 20

2.7.4. Coloration……………………………………………………… 21

2.7.5. Distribution géographique……………………………………… 21

3. Les otolithes…………………………………………………………………… 21

3.1. Utilisation des otolithes…………………………………………………. 21

3.1.1. Reconnaissance et classification des espèces par les otolithes… 22

3.1.2. Utilisation de la forme des otolithes dans l’étude du régime

alimentaire……………………………………………………… 23

4. Le muscle……………………………………………………………………… 23

4.1. Choix de l’étude des protéines…………………………………………. 23

4.2. Protéines musculaires…………………………………………………... 24

4.2.1. Les protéines sarcoplasmiques…………………………………. 24

4.2.2. Les protéines myofibrillaires…………………………………... 24

4.3. Utilisation des techniques électrophorétiques dans les études de la

taxonomie et l’identification des espèces………………………………... 26

5. L’ADN………………………………………………………………………… 26

5.1. L’ADN mitochondrial………………………………………………… 26

5.2. Gene cytochrome b………………………………………………............ 28

MATERIEL ET METHODES……………………………………………………… 29

1. Matériel biologique…………………………………………………………… 29

2. Etude des pièces anatomiques: Les otolithes………………………………... 32

2.1. Prélèvement des otolithes………………………………………………... 32

2.2. Observation des otolithes………………………………………………... 32

3. Etudes des protéines musculaires……………………………………………. 33

3.1. Préparation des échantillons musculaires………………………………... 33

3.2. Obtention de l’extrait brute protéique…………………………………… 33

3.3. Dosage des protéines…………………………………………………….. 33

3.4. Etude électrophorétiques………………………………………………… 34

3.4.1. Préparation des échantillons protéiques ……………………….. 34

3.4.2. Migration des protéines………………………………………… 34

3.4.3. Coloration du gel et révélation des bandes protéiques…………. 35

3.4.4. Détermination du Poids Moléculaire des bandes protéiques…... 35

4. Etude du pattern moléculaire………………………………………………... 36

4.1. Extraction de l’ADN total………………………………………………. 36

4.2. Contrôle de pureté de l’extrait d’ADN…………………………………. 36

4.3. Dosage de l’ADN extrait………………………………………………... 37

4.4. Etude par PCR…………………………………………………………... 37

4.5. Electrophorèse sur gel d’agarose………………………………………... 39

5. Analyse des patterns protéiques……………………………………………... 40

5.1. Analyse statistique……………………………………………………… 40

5.2. Analyse densitométrique………………………………………………... 40

RESULTATS ET DISCUSSION……………………………………………………. 41

1. Etude des otolithes……………………………………………………………. 41

2. Etude biochimique……………………………………………………………. 45

2.1. Analyse des patterns protéiques…………………………………………... 46

2.2. Analyse des liens phylogéniques…………………………………………. 53

3. Etude moléculaire…………………………………………………………….. 55

CONCLUSION .…………………...…………………………………………………. 58

REFERENCES BIBLIOGHRAPHIQUES………………………………………… 59

INTRODUCTION

Introduction

1

La qualité d’un produit alimentaire est souvent liée à son état microbiologique,

physicochimique ou organoleptique. Les poissons présentés sous différentes formes, en filets,

congelés, ou en conserve peuvent faire l’objet de tricherie de par les ressemblances entre les

différentes espèces. Ainsi, une espèce de moindre valeur marchande peut remplacer une autre

de haute valeur marchande.

En effet, il est important de pouvoir assurer la traçabilité de tels produits sachant qu’à

l’échelle internationale, 21 espèces différentes peuvent être commercialisées sous

l’appellation «Sardine». La diagnose moléculaire permet à l’heure actuelle de discriminer à

coup sûr l’espèce Sardina pilchardus des sardinops, sardinelles, sprats, harengs et anchois

constituant la majorité des espèces considérées de type « sardine » (Ifremer, 2003).

Des études anatomiques simples peuvent résoudre ce problème, telle que l’étude des

otolithes, sachant que l’aspect de ces pièces anatomiques est spécifique à chaque espèce

(Tusert et al., 2008), mais ce moyen d’identification est valable uniquement pour les poissons

entiers. Par contre, le plus souvent, les poissons de consommation sont sous forme de filets ou

en conserves et sont dépourvus d’otolithes.

Les protéines, molécules organiques les plus abondantes dans les cellules, jouent un rôle

fondamental dans l'établissement de la structure et dans le fonctionnement cellulaire. Leur

rôle dans l'expression de l'information génétique a probablement induit les travaux visant à

lier composition protéique et taxonomie. Sur ce plan et chez les poissons, les protéines

musculaires se sont révélées être douées d'une forte spécificité, tout particulièrement la

fraction sarcoplasmique soluble dans l'eau et dans les solutions de faible force ionique. Cette

fraction protéique, encore appelée myogène, représente 20 à 30% de l'ensemble des protéines

musculaires, elle est formée par la myoglobine et par plus d'une centaine d'enzymes (Durand

et al., 1985).

L’étude biochimique du pattern protéique s’avère une méthode d’identification des

espèces de poisson, mais la dénaturation thermique et chimique de ces protéines du fait de la

préparation de différentes conserves reste un facteur limitant.

L’étude moléculaire serait, de ce fait, la méthode la plus adéquate et la plus précise de

par l’empreinte génétique spécifique, résistante aux différents traitements physico-chimiques

utilisés lors de la préparation industrielle.

Introduction

2

Lors de ce travail, nous nous somme attelés à utiliser ces méthodes pour l’identification

d’espèces de poissons de consommation :

L’étude des otolithes est réalisée sur différentes espèces de poissons à savoir

la sardinelle ronde Sardinella aurita et la sardine commune Sardina pilchardus

de famille des clupéidés, l’anchois commun Engraulis encrasicolus de la famille

des engraulidés, et le thon rouge Thunnus thynnus, la thonine commune

Euthynnus alletteratus, l’auxide Auxis rochei et le maquereau espagnol Scomber

japonicus de la famille des scombridés.

L’étude de l’empreinte protéique est réalisée pour l’identification de ces mêmes

espèces.

L’étude moléculaire a porté sur l’identification du thon rouge par un fragment du

gène mitochondrial cytochrome b (146 pb), et la vérification de la

thermorésistance de ce fragment, afin d’identifier les conserves dites de thon.

.

ETUDE

BIBLIOGRAPHIQUE

Etude bibliographique

3

1. Généralités

La composition particulière de la chair de poisson, sa richesse en protéines hautement

digestibles, en minéraux notamment en phosphore et en iode, en vitamines, en particulier la

vitamine D, et en acides gras polyinsaturés de la série (n-3), tels que l’acide

eicosapentaénoïque (EPA) et l’acide docohexaénoïque (DHA), en fait un aliment aux

caractéristiques nutritionnelles uniques parmi les produits d'origine animale (Kolditz, 2008).

En 2007, le poisson fournissait au niveau mondial 15,7 % de toutes les protéines

d’origine animale, et 6,1 % de l’ensemble des protéines. Il fournit à plus de 1,5 milliard

d’habitants de la planète près de 20 % de leur consommation de protéines animales, et à 3

milliards de personnes 15 % de ces mêmes protéines. Lorsqu’on établit la moyenne mondiale,

la contribution du poisson à l’apport calorique est relativement faible, soit 30,5 calories par

habitant et par jour F.A.O., 2010).

1.1. Situation mondiale de la pêche et de l’aquaculture

Les pêches de capture et l’aquaculture ont produit en 2010 environ 148 millions de

tonnes de poissons (Fig. 1), dont 128 million de tonnes étaient destinées à la consommation

humaine, soit une offre apparente par habitant de 18,6 kg de poisson (F.A.O., 2012).

Les petits pélagiques ont une grande importance socioéconomique dans le monde, leurs

captures représentent environ 40 % des prises mondiales de poissons (FAO, 2006).

Figure 1 : Production mondiale des pêches de capture et de l’aquaculture (F.A.O., 2012).

Millions de tonnes

160

140

120

100

80

60

40

20

0

1950 1955 1960 1965 1970 1975 19 80 1985 1990 1995 2000 2005 2010

Production d’aquaculture

Production de capture


4

1.2. Statistique de pêche des poissons non identifiés

Le problème d’identification des espèces de poissons survient souvent. En effet, en

2008, dans l’océan Indien, précisément dans la baie du Bengale et en mer d’Andaman, un

pourcentage très élevé de captures (environ 42 %) est classé dans la catégorie de «poissons de

mer non identifiés», ce qui est préoccupant vu la nécessité de surveiller l’état et les tendances

des stocks (F.A.O., 2010).

1.3. Activité halieutique en Algérie

1.3.1. Ressources halieutiques de l’Algérie

Du point de vue richesse biologique, la marge continentale de l’Algérie recèle des

ressources halieutiques non négligeables, en particulier, ses ressources pélagiques estimées à

191468 tonnes lors de la campagne acoustique réalisée par le navire océanographique

«THALASSA» au mois d’octobre 1982 (ISTPM, 1982), et 187000 tonnes sont estimés lors de

la campagne acoustique effectuée en février 2003, réalisée par le navire océanographique

Espagnol VIZCONDE DE EZA (MPRH, 2004).

1.3.2. La production de pêche en Algérie

La flottille de pêche nationale arrêtée à la fin de 2009 est de 4532 unités, dont 494

chalutiers, 1077 sardiniers, 2935 petits métiers et 15 Thoniers, enregistrant ainsi une légère

augmentation de 2% par rapport à 2008. Toutefois, une croissance de 84% a été enregistrée en

2009 par rapport à 1999 (Fig. 2) (www.mpeche.gov.dz).

Figure 2 : Evolution de la production halieutique en Algérie (www.mpeche.gov.dz).

0

20000

40000

60000

80000

100000

120000

140000

160000

180000

1998 2000 2002 2004 2006 2008 2010

Année

Production annuelle (tonne)

http://www.mpeche.gov.dz/



5

1.3.3. Importation du poisson en l’Algérie

Selon le ministère de la pêche en Algérie, l’importation du poisson n’a cessé

d’augmenter ces dernières années, dont un total de 54 M$ été destiné à cet effet en 2009, alors

que les revenus de l’exportation ne dépassent pas 14 M$ (Fig. 3) (www.mpeche.gov.dz).

Figure 3 : Evolution annuelle des exportations et importations du poisson en Algérie

entre 2000 - 2009 (www.mpeche.gov.dz).

1.4. Valeur économique des scombridés

Les scombridés ont une valeur économique très importante. Ils disposent d’une masse

musculaire atteignant 70 % de leur masse totale, une proportion des plus élevées des poissons

de mer. Ils sont de ce fait très estimés par les consommateurs. Appréciés pour leur chair de

qualité remarquable, ils sont commercialisés à l'état frais, congelé, salé et en conserve. Les

thons mineurs sont en particulier commercialisés surtout à l'état frais (Hattour, 2000).

1.4.1. Valeur économique et marché mondial du thon rouge

Le thon est connu pour sa capacité à atteindre les plus hauts prix commerciaux sur les

marchés internationaux, avec des prix à l’unité pouvant s’élever à plus de 150000 $ US. Ces

prix extrêmement élevés du thon rouge d’Atlantique, encouragés par le marché mondial des

sushis, ont conduit à une surpêche croissante et incontrôlée (Fig. 4) menaçant cette espèce

d’extinction (France AgriMe, 2011).

0

10

20

30

40

50

60

1998 2000 2002 2004 2006 2008 2010

60

50

40

30

20

10

0

M $

Année

Imp (millions $) Exp (millions $)




6

Figure 4 : Total des captures de thon rouge officiellement déclarées à la CICTA entre

1950 et 2007 (ICCAT, 2008).

En 2008, la part occupée par le thon dans le total des exportations de poisson a été

d’environ 8 %. Les marchés du thon se sont montrés instables en raison des importantes

fluctuations des volumes de capture. Au cours de l’année 2009, le cours du thon a été en

moyenne inférieur de 550 $ /tonne à celui de 2008. En conséquence, après l’année 2008, les

opérations de mise en conserve sont devenues plus rentables. Les négociants ont pu baisser

leurs prix, ce qui a entraîné un renforcement de la demande en matière de préférence des

consommateurs (F.A.O., 2010).

1.4.2. Pêche mondiale du thon rouge

La pêche mondiale du thon représente 4,4 millions de tonnes en 2009. Le thon rouge

(Thunnus thynnus) représente 21 000 tonnes. Les premiers producteurs mondiaux de toutes les

espèces de thon confondues sont l’Indonésie (476 000 tonnes), le Japon (463 000 tonnes), les

Philippines (412 000 tonnes) et Taiwan (326 000 tonnes). La France se situe au 15eme

rang.

Le Japon, même s’il n’est plus qu’en deuxième position depuis 2009, est le pays

incontournable des captures de thon depuis 1950. Il a connu une croissance considérable entre

les années 50 et 80, à la faveur du développement industriel du pays. Depuis les années 90,

ses captures se réduisent, du fait de l’essor spectaculaire des pêcheries des autres pays

asiatiques : Taïwan, Indonésie, Philippines et Corée du Sud. Le développement des pêcheries

60000

50000

40000

30000

20000

10000

0

1950 1955 1960 1965 1970 1975 1980 1985 1990 1995 2000 2005

Atlantique Ouest

Atlantique Est

Méditerranée


7

thonières est principalement fondé sur l’essor des captures d’albacore Thunnus albacares et

de listao Katsuwonus pelamis qui représentent 85 % des volumes pêchés en 2009 et dans une

moindre mesure, du patudo Thunnus obesus. Le germon Thunnus alalunga ne représente plus

que 6 % des captures (contre 25 % en 1950) et le thon rouge Thunnus thynnus moins de 1 %

(contre 6 % en 1950) (France AgriMe, 2011).

La croissance des pêches du thon ne cesse d’augmenter. En 2008 les captures ayant

baissé de 2,6 %, après la production record de 2007, qui atteignait presque 6,5 millions de

tonnes (Fig. 5). (F.A.O., 2010).

Figure 5 : Evolution des captures par groupes d’espèces les plus prisées.

1.5. Utilisation et transformation du poisson

. Les nombreuses options disponibles pour la préparation du poisson permettent une

large gamme de présentations, ce qui fait du poisson un aliment très adaptable. Il est

généralement distribué sous l’une des formes suivantes: vivant, frais, réfrigéré, congelé, traité

thermiquement, fermenté, séché, fumé, salé, mariné, bouilli, frit, lyophilisé, haché, en poudre

ou en conserve, et plusieurs de ces formes sont combinées. Le poisson peut néanmoins être

conservé de nombreuses autres façons (F.A.O., 2010).

En 2008, 39,7 % (56,5 millions de tonnes) de la production mondiale de poisson ont été

commercialisés à l’état frais, tandis que 41,2 % de la production de poisson (58,6 millions de

16

14

12

10

8

6

4

2

0

Millions de tonnes

1970 1975 1980 1985 1990 1995 2000 2005 2008


8

tonnes) été vendus congelés, fumés ou préparés d’une autre manière pour la consommation

humaine directe. Dans les pays développés, le poisson vendu au détail est en grande partie

congelé, préparé ou mis en conserve (F.A.O., 2010).

2. Présentation des espèces étudiées

2.1. Thon rouge : Tunnus thynnus (Linné, 1758)

Noms vernaculaires (FAO) : An.: Atlantic blue fin tuna ; Es.: Atun ; Fr.: Thon rouge

2.1.1. Position systématique

Classe Actinopterygii

Ordre Perciformes

Sous ordre Scombroidei

Famille Scombridae

Sous famille Scombrinae (Thonidés)

Genre Thunnus

Espèce Thunnus thynnus (Linné, 1758)

Figure 6 : Thon rouge Thunnus thynnus (Linné, 1758).

Longueur à la fourche suivant la courbe du corps

Longueur nageoire pectorale - fourche

1er nageoire dorsale 2

e nageoire dorsale mâchoire supérieure

nageoire caudale

ouverture des branchies nageoire pectorale pinnules nageoire anale nageoire caudale


9

2.1.2. Biologie du thon rouge

Le thon rouge est la plus grande espèce de scombridé. Il possède un corps trapu et très

hydrodynamique (Fig. 6). Il est aussi le plus grand de tous les thons. Comme son nom

l'indique sa chair est rouge et son sang contient un taux d'hémoglobine assez important pour

un poisson. Son cœur est particulièrement volumineux (Fromentin et Powers, 2005).

C’est un poisson à sang chaud, il nage en permanence afin de maintenir sa température

corporelle. Il est doté d’un système de régulation thermique lui permettant également d’élever

sa température interne de 10°C par rapport au milieu dans lequel il évolue, ce qui lui permet

de fréquenter des eaux dont la température varie de 3 à 30°C. Il est le seul animal, avec le

requin, capable de supporter de tels écarts de température tout en maintenant son activité

nutritionnelle (Carey et Teal, 1969 ; Blank et al., 2004).

Il évolue à diverses profondeurs et descend fréquemment à des profondeurs allant de

500 à 1000 mètres. Sa vitesse de nage peut atteindre les 80 Km/heure et ses capacités

d’accélération sont stupéfiantes. Le thon rouge est une espèce grégaire, se rencontre au large

en banc allant de quelques individus à plus d'une centaine d'individus. Une même femelle ne

pondrait pas chaque année, mais tous les deux ou trois ans au mois de juin (Ravier-Mailly,

2003).

Son système musculaire est évolué et particulièrement développé. Formé de muscle

blanc, mais aussi de muscle rouge dont le rendement métabolique est plus élevé. Il lui permet

de parcourir des distances considérables à grande allure pendant de nombreuses heures

(Korsmeyer et Dewar, 2001).

2.1.3. Caractères distinctifs

Le thon rouge possède un corps fusiforme de section subcirculaire, très robuste à

l’avant, mais plus ramassé que celui des Euthynnus et Auxis ; 34 à 43 branchiospines sur le

premier arc branchial. Deux nageoires dorsales séparées seulement par un intervalle étroit, la

seconde plus haute que la première ; 8 à 10 pinnules présentes derrière la seconde dorsale et 7

à 9 derrière l’anale (Fig. 7) ; pectorales très courtes (moins de 23 % de la longueur à la

fourche et moins de 80 % de la longueur de la tête) n’atteignant jamais l’intervalle séparant

les dorsales ; appendice bifide (processus interpelvien) entre les nageoires pelviennes, très

petites écailles sur le corps, un corselet d’écailles plus grandes bien développé. Pédoncule

caudal mince avec une forte carène médiane entre 2 petites carènes latérales situées à la base

de la caudale (Gibbs et Collette, 1967 ; Collette et Nauen, 1983 ; Nakamura et Séret, 2002).


10

2.1.4. Coloration

Dos bleu plus ou moins foncé, flancs et ventre blanc argenté avec des lignes

transversales incolores alternant avec des rangées de points incolores (ces derniers dominent

chez les individus les plus âgés), visibles seulement sur les spécimens frais ; première dorsale

jaune ou bleuâtre, seconde dorsale brun rougeâtre ; anale et pinnules jaunâtres bordées de noir

(Fig. 7) ; carène latérale noire chez les adultes (Nakamura et Séret, 2002).

Figure 7 : Les pinnules jaunes du thon rouge Thunnus thynnus.

2.1.5. Régime alimentaire du thon

Ce poisson est un prédateur par excellence. Son régime alimentaire évolue au cours de

sa croissance : planctonophage au stade larvaire, il se nourrit de crevettes, poissons et calmars

au stade juvénile. Les adultes sont des prédateurs de poissons pélagiques comme l’anchois,

sardine, maquereau, hareng, sprat, etc. Ils sont eux-mêmes la proie des grands requins

pélagiques et des orques (Ravier-Mailly, 2003).

2.1.6. Migration

Le thon rouge atlantique est réparti dans l’ensemble de l’Atlantique Nord et des mers

adjacentes (en particulier la Méditerranée), depuis l’équateur jusqu’au nord de la Norvège,

et du golfe du Mexique jusqu’à la Mer Noire. Il effectue d’importantes migrations, suivant

des voies qui relient les régions froides où il se nourrit, aux régions plus chaudes dans

lesquelles il se reproduit. Cependant, le thon rouge est la seule espèce de thon à réaliser

l’ensemble de son cycle de vie en eaux tempérées. Il se rapproche des côtes Méditerranéennes

au printemps pour se reproduire (Block et al., 1998 ; 2001).

AQUABIOR, 2011


11

2.2. Thonine commune : Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1810)

Noms vernaculaires (FAO) : An. : Little tunny ; Es. : Bacoreta ; Fr. : Thonine commune.



Ordre Perciformes


Famille Scombridae


Genre Euthynnus

Espèce Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1810)

Figure 8 : Thonine commune Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1810).

2.2.2. Biologie de la thonine commune

La thonine est une espèce incluse dans les thonidés mineurs. Sa taille maximale signalée

en Méditerranée est d’environ 100 cm de longueur à la fourche pour un poids d’environ 12

kg. Dans l’Atlantique est-tropical, elle atteint 90 cm (Cayré et al., 1993 ; Macias et al., 2006).

La thonine adulte est un poisson prédateur opportuniste qui s’alimente de pratiquement

tout ce qui se trouve à sa portée, des crustacés, des poissons, des calmars, des hétéropodes et

des tuniciers. Les poissons clupéidés sont particulièrement importants dans son régime

alimentaire (Etchevers, 1976 ; Menezes et Aragao, 1980 ; Kahraman et al., 2008).

0 15 cm


12


Le corps de la thonine est fusiforme (Fig. 8), de section presque circulaire. La tête est

longue au museau pointu. La bouche est grande dépassant la limite du bord antérieur de l’œil.

Les mâchoires sont garnies d'une seule rangée de très petites dents plutôt coniques. On peut

passer le doigt sans se faire la moindre égratignure. La peau est nue sauf au niveau de la partie

antérieure du corps, le long de la ligne latérale et le long du dos jusqu'aux deux nageoires

dorsales ; le corselet écailleux est parfaitement délimité. L'opercule et le pré-opercule sont

nus. La ligne latérale ne montre pas de courbure accentuée au-dessus de l'insertion des

nageoires pectorales (Collette et Nauen, 1983 ; Antonio et al., 2009).

2.2.4. Coloration

Le dos est d'une couleur verdâtre virant au bleu, passant au bleu foncé à la mort de

l'animal. Il est traversé d'un réseau compliqué de bandes sombres et irrégulières ne dépassant

pas, vers l'avant, le milieu de la première nageoire dorsale (Fig. 8).

Sous la ligne latérale se trouvent quelques bandes longitudinales ; de même sous la

pectorale il y a un ensemble de taches noires ocellées en nombre de 5 (Fig. 8). En dehors de la

dorsale et de la caudale qui sont brunâtres, les autres nageoires sont claires (Collette et Nauen,

1983 ; Hattour, 2000).

2.2.5. Distribution géographique et habitat

La thonine semble être une espèce endémique aux eaux tropicales et subtropicales de

l'océan Atlantique en plus de la Méditerranée et de la Mer Noire. C'est une espèce

épipélagique, erratique, se déplaçant en bancs plus ou moins importants même avec d'autres

thonidés (Kahraman et al., 2008).


13

2.3. Auxide : Auxis rochei (Risso, 1810)

Noms vernaculaires (FAO) : An.: Bullet tuna ; Es.: Melva ou Bonitou ; Fr.: Auxide.



Ordre Perciformes


Famille Scombridae

Sous famille scombrinae (Thonidés)

Genre Auxis

Espèce Auxis rochei (Risso, 1810)

Figure 9 : Auxide Auxis rochei (Risso, 1810).

2.3.2. Biologie de l’auxide

L’auxide est une espèce incluse dans les thonidés mineurs. Sa taille maximale signalée

est de 65 cm (Cayré et al., 1993), alors que sa taille habituelle est de 25 à 40 cm, selon l’engin

de pêche, la saison et la région (Collette et Nauen, 1983). Elle se nourrit de petits poissons et

particulièrement les anchois, de larves de crustacés, de crabes et de stomapodes (Macias et al.,

2006).

0 8 cm


14


Le corps de la melva est fusiforme (Fig. 9), de section plus circulaire que chez

Euthynnus. La tête est longue, aplatie au niveau de la région inter-orbitale et terminée par un

museau court et pointu. La bouche est relativement petite ; les mâchoires sont égales et

garnies d'une série de petites dents. Les yeux, relativement grands, sont proches du profil

supérieur de la tête (Collette et Nauen, 1983).

Le pré-opercule est arrondi ; l'opercule, à bord postérieur presque droit, est finement

découpé. Les écailles sont présentes uniquement sur la partie postérieure du corps, le long de

la ligne latérale et le long du dos jusqu'à la deuxième nageoire dorsale. Les nageoires

pectorales sont courtes et atteignent la verticale du septième ou huitième rayon de la première

dorsale (Collette et Nauen, 1983).

Le processus interpelvien est constitué d'un prolongement important entre les nageoires

pelviennes. La vessie natatoire est absente et le nombre de vertèbres est constant, il est de 39

(Hattour, 2000 ; Collette et Nauen, 1983).

2.3.4. Coloration

Le dos est d’une couleur bleu verdâtre tournant au bleu violet, presque noir à la mort du

poisson. Il est traversé par au moins 15 barres sombres, larges et presque verticales (Fig.9). Le

ventre est blanc ne présentant pas de taches (Collette et Nauen, 1983).


L’auxide est une espèce à large distribution dans le monde, occupant les eaux tropicales

et subtropicales. Elle est commune en Méditerranée et Mer Noire, les côtes africaines (Est et

Ouest), les côtes européennes jusqu'en Grande Bretagne et en Scandinavie, les côtes

asiatiques jusqu'au Japon, les côtes australiennes et les côtes américaines Est et Ouest

(Sabatés et Recasens, 2001).


15

2.4. Maquereau espagnol : Scomber japonicus (Houttuyn, 1780)

Noms vernaculaires (FAO): An.: Chub mackerel, E.s.: Estornino, Fr.: Maquereau espagnol.

2.4.1. Position systématique:


Ordre Perciformes


Famille Scombridae


Genre Scomber

Espèce Scomber japonicus (Houttuyn, 1780)

Figure 10 : Maquereau espagnol Scomber japonicus (Houttuyn, 1780).

2.4.2. Biologie du maquereau espagnol

Le maquereau espagnol est une espèce épipélagique ou mésopélagique, occupe tous les

fonds depuis les côtiers atteignant même 300 m de profondeur. Il vit en bancs groupant des

individus de même taille et effectue d'importantes migrations saisonnières. La reproduction

s’étale de juin à août, se nourrissant de petits poissons pélagiques, particulièrement d’anchois,

de Clupéidés et d’invertébrés pélagiques (Hunter et Kimbrell, 1980).

2.4.3. Caractère distinctif

Comme tous les scombridés, le maquereau espagnol a un corps allongé et fusiforme

(Fig. 10). Il est couvert d'écailles de tailles variables, un peu plus grandes au niveau des

0 5 cm


16

pectorales où elles délimitent un corselet. La tête est longue, assez haute et pointue ; les

mâchoires sont égales et les yeux beaucoup plus grands que chez l'espèce précédente, d'où

l’appellation de Macrophthalmus (gros œil).

Les deux nageoires dorsales sont nettement bien séparées (Fig. 10), les premiers rayons

de la première dorsale sont plus élevés que les suivants et les derniers rayons étant très courts.

La vessie natatoire est présente, d'où l'appellation de Pneumatophorus (Collette et Nauen,

1983 ; Fischer et al., 1987).

2.4.4. Coloration

Le dos du Scomber japonicus est bleu verdâtre ; il est orné de bandes sombres en forme

de V très ouvert qui s’arrêtent au niveau de la ligne latérale. Les flancs et le ventre sont munis

de petites tâches grises, plus ou moins nombreuses et s'orientent parallèlement à la ligne

latérale (Fisher et al., 1987).


Le maquereau espagnol est une espèce cosmopolite, occupant les zones tièdes et

tempérées des océans Atlantique, Indien et Pacifique et des mers adjacentes. Très commun en

Méditerranée (Hollowed, 1992).

2.5. La sardine commune : Sardina pilchardus (Walbaum, 1792)

Noms vernaculaires (FAO): An.: European pilchard; Es. : Sardina; Fr. : Sardine commune.


Classe Ostéichtyens

Sous-classe Actinoptérygiens

Ordre Clupéiformes

Classe Clupéidés

Famille Clupeidae

Genre Sardina

Espèce Sardina pilchardus (Walbaum, 1792)


17

Figure 11 : Sardine commune Sardina pilchardus (Walbaum, 1792).

2.5.2. Biologie de la sardine commune

La sardine commune (Sardina pilchardus) (Fig. 11) est un poisson pélagique vivant

dans les eaux côtières et jusqu'à 120 mètres de profondeur. Elle vit en bancs parfois très

importants, près de la surface la nuit et plus en profondeur le jour. Sa taille maximale est de

25 cm. Elle fraie toute l’année avec une période de ponte variant en fonction de la répartition

géographique (Gaamour et al., 2000 ; HATTOUR, 2000). La maturité sexuelle est acquise à

une taille variable comprise entre 10 et 20 cm en fonction du groupe de sardine concerné

(environ 2 ans). Une femelle peut pondre jusqu’à 60 000 œufs pélagiques qui flottent entre 10

et 70 mètres, éclosent 2 à 4 jours après la ponte et donnent naissance à une larve de 4 mm de

long qui aboutira à une sardine juvénile au bout de 12 jours, qui retournera près des côtes

(Aldebert et Tournier, 1971 ; Amenzoui et al., 2006).

C’est une espèce planctonphage, la jeune sardine se nourrit de phytoplancton, d’œufs et

de larves de petits crustacés, alors que l’adulte consomme essentiellement des crustacés

planctoniques, des larves de crabes ou d’ophiures (Ettahiri, 1996). En effet, les poissons

planctophages effectuent des migrations verticales entre la nuit et le jour, suivant exactement

celles du plancton animal dont ils se nourrissent. En période de pleine lune cette migration est

réduite par le risque d'exposition aux prédateurs qui peuvent profiter de la brillance des

poissons, facilement repérable à partir des couches d'eau inférieures. La sardine effectue des

déplacements saisonniers de faible amplitude, commandés par la nutrition, la reproduction et

les conditions thermiques (Fréon et al., 2005).

0 4 cm


18

2.5.3. Coloration

Le dos de la sardine adulte est bleu foncé, son ventre est argenté et présente, dans la

zone intermédiaire, une frange bleu-verdâtre avec reflets métalliques ; au commencement de

cette frange une ou plusieurs taches, pas toujours apparentes (Fischer et al., 1987).

2.5.4. Distribution géographique et migration

La sardine commune évolue en Atlantique Nord-est de la Norvège à l’Ecorce jusqu’au

Sénégal, et en Méditerranée (Ettahiri et al., 2003).

La sardine atlantique est une espèce pélagique et grégaire dont la distribution est

conditionnée par la température, la salinité de l’eau, l’intensité lumineuse et la quantité de

nourriture (Belvere, 1984 ; Ettahiri et al., 2003).).

2.6. L’anchois commun : Engraulis encrasicolus (Linné, 1758)

Noms vernaculaires (FAO): An.: European anchovy, Es.: Anchoa europea, Boqueron,

Fr. Anchois commun.




Ordre Clupéiformes

Famille Engraulidae

Genre Engraulis

Espèce Engraulis encrasicolus (Linné, 1758)

Figure 12 : Anchois commun Engraulis encrasicolus (Linné, 1758).

2.6.2. Biologie de l’anchois commun

0 3 cm


19

Cette espèce pélagique vit en bancs et croît très rapidement, se nourrissant de petits

crustacés planctoniques, d'œufs et d'alevins de poissons pélagiques (Garcia et Palomera,

1996).

L'anchois se reproduit dans des eaux entre 14°C et 19°C, et atteint sa maturité sexuelle

dès 1 an. Les adultes frayent deux à trois fois au cours de leur vie (Basilone et al., 2006).

Les œufs pélagiques de forme allongée sont pondus entre 10 et 30 mètres. Une femelle

peut pondre de 10.000 à 20.000 œufs, et les alevins éclosent dans les 2 à 4 jours après la

ponte. La longévité de l’anchois se situerait autour de 3 ans, il mesure 10 à 15 cm

communément, et atteint 20 cm maximum (Palomera et al., 1988).

2.6.3. Description et caractères distinctifs

Engraulis encrasicolus (LINNE, 1758) se présente comme un poisson ayant un corps

élancé à section transversale. Ce poisson possède un museau proéminant, une mâchoire

inférieure très longue et la bouche dépasse très nettement le bord postérieur de l’œil (Fig. 12).

Une seule nageoire dorsale courte, insérée à peu prés au milieu du corps. La ligne latérale est

invisible et les écailles sont caduques. Caractérisé surtout par l'allongement du museau en

rostre au-dessus d'une bouche infère largement fendue (Fisher et al., 1987).

2.6.4. Coloration

D'un corps bleuté allongé et cylindrique, la Coloration du dos est bleu-vert, passant

rapidement au gris clair ; flancs avec une bande argentée bordée dorsalement d’une ligne

sombre ; le ventre est pâle (Fisher et al., 1987).

2.6.5. Localisation et répartition géographique

L’anchois se trouve dans l'Atlantique nord-est, la mer du Nord et en Méditerranée. Il vit

dans les eaux côtières jusqu'à 150 mètres de profondeur, évoluant entre la surface et le fond.

C’est un migrateur grégaire et se rassemble en bancs immenses. Il apprécie les eaux dessalées,

on peut donc le trouver dans les estuaires, les étangs et dans les eaux saumâtres (Garcia et

Palomera, 1996).


20

2.7. La sardinelle ronde : Sardinella aurita (Valenciennes, 1847)

Noms vernaculaires (FAO): An. : Round sardinella ; Es.: Alacha ; Fr. : Allache.




Ordre Clupéiformes

Classe Clupéidés

Famille Clupeidae

Genre Sardinella

Espèce Sardinella aurita (Valenciennes, 1847)

Figure 13 : Sardinelle ronde Sardinella aurita (Valenciennes, 1847).

2.7.2. Biologie de la sardinelle ronde

La durée de vie des allaches est d'environ 6 ans. La maturité sexuelle est atteinte à 2 ans.

Elles forment d'immenses bancs qui se déplacent entre la surface et 150 mètres de profondeur.

Elles vivent dans des eaux non turbides, de température inférieure à 24°C et préfère les eaux

salées (35 ‰) ; sa commune est de 15 à 23 cm et peut atteindre 33 cm maximum (Blaxter et

Hunter, 1982 ; HATTOUR, 2000).

2.7.3. Description et caractère distinctifs

Le corps est allongé, subcylindrique, parfois assez comprimé. Le ventre est plutôt

arrondi. La nageoire dorsale possède 17 à 19 rayons, l’anale 17 à 21 et les ventrales 9. Les

écailles cycloïdes, sont au nombre de 42 à 47 le long de la ligne longitudinale, jusqu’à la base

de la nageoire caudale. On compte 17 à 19 écussons prépelviens et 14 à 16 postpelviens.

0 5 cm


21

La partie inférieure du premier arc branchial possède 130 à 248 branchiospines (Fischer et al.,

1987).

2.7.4. Coloration

Le dos est bleu à bleu vert, les flancs argentés et le ventre blanc. Présente une tache

noire en haut de l'opercule et dépourvu de taches sur le corps. Une ligne longitudinale jaunâtre

située à mi-flancs caractérise également l'espèce (Ettahiri et al., 2003 ).

2.7.5. Distribution géographique

L’espèce est présente tout le long des côtes africaines de l’océan Atlantique, de

Gibraltar jusqu’en Afrique du Sud. Ailleurs, elle est connue dans la Méditerranée et des côtes

atlantiques européennes (Ettahiri et al., 2003).

3. Les otolithes

Le mot otolithe vient du grec «oto» qui désigne l'oreille, et «lithos» qui signifie pierre. Il

s'agit, donc, de la «pierre de l'oreille», véritable pièce d'identité de l'espèce, organe de

l'équilibre sensible à la pesanteur et à l'accélération. Les poissons osseux (Ostéichthyens) en

possèdent trois par oreille interne, la sagitta, le lapillus et l’asteriscus. Ils baignent dans

l'endolymphe du système membraneux, de part et d'autre de l'encéphale, en arrière des yeux.

La forme de ces pièces est caractéristique de l'espèce et leur taille n’est pas proportionnelle à

celle du poisson (Dunkelberger et al., 1980 ; Raymonde, 1999 ; Popper et Fay, 1993).

La sagitta est la plus grande des otolithes (Fig. 14), souvent visible à l’œil nu, et c'est

donc la plus utilisée dans les études (Panfili et al., 2002).

Les otolithes, généralement comprimées latéralement, sont symétriques (droite-gauche),

constituées d'aragonite, une forme cristallisée de carbonate de calcium (Watabe et al., 1982 ;

Morales-Nin, 1987a).

3.1. Utilisation des otolithes

Les otolithes sont connus depuis longtemps pour leur utilisation comme indicateur de

l’âge. Au cours des dernières années leur intérêt s’est accru. En effet, ils apparaissent comme

de véritables mémoires, enregistrant tous les évènements marquants de la vie du poisson

depuis sa naissance (Raymonde, 1999).


22

Figure 14 : Emplacement de l’otolithe sagitta.

3.1.1. Reconnaissance et classification des espèces par les otolithes

La forme et les dimensions de la sagitta varient selon les espèces. Cependant, la

morphologie est constante au sein d’une espèce (Tuset et al., 2008). Cette notion de

spécificité est importante et sert de base à une reconnaissance ou une identification

systématique du Poisson (Raymonde, 1999). En effet, certains otolithes, ont une forme

particulière qui permet leur identification rapide et leur rattachement instantané à une famille,

un genre ou même souvent une espèce donnés (Béarez, 1996).

L’aspect, la structure, et la composition chimique fine de l’otolithe sont autant de

critères permettant d’appréhender la classification (Raymonde, 1999). En effet, grâce à leur

variation morphologique interspécifique, les otolithes se sont avérés utiles en taxonomie

(Hecht, 1979 ; Nolf et Brzobohaty, 2002 ; Angela, 2006 ; Girone et al., 2006 ; Angela et Dirk,

2009). Leurs différences morphologiques tendent à refléter leur phylogénie et leur

développement (Panfili et al., 2002). La morphométrie des otolithes a aussi été utilisée pour

l'identification et l'étude des variations géographiques des populations et des stocks de

poissons (Messieh et al., 1989 ; Castonguay et al., 1991 ; Campana et Casselman, 1993 ;

Friedland et Reddin, 1994 ; Burke et al., 2008).

Les différences interspécifiques de la forme des otolithes apparaissent être dues à des

influences génétiques et environnementales (Morales-Nin, 1987b ; Lombarte et Lleonart,

1993 ; Nolf, 1995 ; Torres et al., 2000 ; Swain et al., 2005).


23

L’otolithe, outre son intérêt taxonomique et son utilisation classique dans l’évaluation

de l’âge, peut également apporter des informations d’ordre biologique: passé larvaire,

changements d’habitats, métamorphose, reproduction... (Raymonde, 1999).

De même, les otolithes issus de sites archéologiques et paléontologiques permettent de

reconstruire les paléo-environnements et les paléofaunes (Nolf, 1995 ; Girone et Nolf, 2009).

3.1.2. Utilisation de la forme des otolithes dans l’étude du régime

alimentaire

L’analyse morphologique des otolithes permet de déduire le régime alimentaire de

poissons, et de Cétacés ichtyophages, et donc, et de connaître le comportement trophique. La

composition chimique de l’otolithe lui permet de résister à l'attaque des enzymes digestives,

ainsi, lors d'une étude sur le régime alimentaire, les otolithes des poissons ingérés, et

partiellement digérés, sont récupérés, nous informant sur l’identité des poissons éventuels

consommés présents dans le contenu stomacal (Suter et Morel, 1996 ; Olsson et North, 1997 ;

Watanabe et Saito, 1998 ; Alonso et al., 1999 ; Veiga et al., 2011).

4. Le muscle

Le muscle du poisson représente pratiquement la totalité de la partie consommable de

l'animal, par sa structure d'une part et son organisation anatomique d'autre part. Il diffère

notablement de ce que le consommateur est habitué à rencontrer chez les oiseaux et les

mammifères (Bone, 1978 ; Medale, 2005).

4.1. Choix de l’étude des protéines

La fraction lipidique a dans un premier temps fait l'objet de différents travaux basés sur

la comparaison inter-espèce de paramètres, tels que : la teneur en graisse, les indices de

réfraction des huiles, la composition en acides gras ou en insaponifiables. D'une manière

générale, ces critères sont trop globaux ou sujets à des variations quantitatives et qualitatives

trop importantes pour être suffisamment spécifiques. Ces résultats ont orienté les recherches

sur la fraction protéique (Durand et al., 1985).


24

4.2. Protéines musculaires

Les protéines musculaires constituent, après l’eau, la fraction pondérale la plus

importante. Elles comprennent trois grands groupes : les protéines fibrillaires (actine,

myosine, tropomyosine), sarcoplasmiques ou «myogènes» et les protéines de soutien (tissu

conjonctif) (Kim et al., 2005). De ces trois groupes, seul le myogène est doué d’une

spécificité très marquée entre les espèces. Il est constitué en majeure partie par la myoglobine

et par un grand nombre d’enzymes facilement solubles dans l’eau ou les solutions saline

faiblement concentrées (de 0,05 à 0,15 M) (Stefansson et Hultin, 1994 ; Kim et al., 2003).

Malgré la très large variété taxonomique des poissons, la teneur en protéines des tissus

musculaires est d'une constance remarquable. L'analyse de 540 espèces révèle une gamme de

variation de 16 à 22 % (valeur moyenne 18,5 %), les valeurs les plus basses étant trouvées

dans le muscle rouge et les plus élevées dans le muscle blanc (Medale, 2005).

4.2.1. Les protéines sarcoplasmiques

Les protéines solubles dans l’eau (WSP) offrent différents avantages : un degré de

stabilité important lors de la congélation des filets de poissons, une rapide et facile extraction,

et donnent des profils avec un nombre de bandes important (Chen et al., 2010, Demir et al.,

11).

L'étude de cette fraction est particulièrement importante, pour l’identification des

espèces (Rehbein et al., 1999 ; Berrini et al., 2006 ; Montowska et Pospiech, 2007 ; Demi et

al., 2011 ).

4.2.2. Les protéines myofibrillaires

Les protéines myofibrillaires ne sont pas solubles dans l’eau mais elles le sont dans des

solutions salines à 0,6 - 1,0 M (SAHA et al., 2006 ; Mohan et al., 2008). Elles constituent

55 % des protéines musculaires (Medale, 2005). La myosine et l’actine sont les principaux

constituants des protéines myofibrillaires (Johnston, 1981 ; Camou et Sebranek, 1991).

De nombreuses protéines en dehors de l'actine et de la myosine sont également

nécessaires à la contraction musculaire (Tableau 1). Alors que l'actine et la myosine sont

conservées parmi toutes les espèces animales, d'autres protéines musculaires présentent plus

de variabilité (ANDO et al., 1985 ; Delbarre-Ladrat et al., 2006).


25

Tableau 1 : Protéines musculaires caractérisées par ordre de taille décroissante (Alberts et al.,

1994).

Protéines

PM (KDa) Fonction

Titine

3000 Centre la myosine dans le sarcomère

Dystrophine

400 Ancrage à la membrane plasmique

Filamine

270 Réticule les filaments d’actine dans un gel

chaine lourde de myosine

210 Fait glisser les filaments d’actine

Spectrine

265 Fixe les filaments à la membrane plasmique

M1/ M2

190 Produits de la dégradation de la myosine

M 3


Protéine C


Nébuline

107 Régule l’assemblage de l’actine

Alpha- actinine

100 Groupe les filaments d’actine

Gelsoline

90 Fragmente les filaments d’actine

Fimbrine

68 Groupe les filaments d’actine

Actine

42 Forme des filaments

Tropomyosine

35 Renforce les filaments d’actine

Troponine (T)

30 Régule la contraction

Chaine légère de myosine

24, 17, 15 Fait glisser les filaments d’actine

Troponine(I)


Troponine (C)


Thymosine

5 Séquestre des monomères d’actine


26

4.3. Utilisation des techniques électrophorétiques dans les études de la

taxonomie et l’identification des espèces

Depuis 1962 la technique de polyacrylamide sur gel (PAGE) a été employée dans

l’étude de la taxonomie par l’analyse de l’empreinte protéique de différents organismes, pour

son extrême sensibilité, sa facilité de mise en œuvre, sa rapidité et sa reproductibilité (Bursey

et al., 1980). Les profils électrophorétiques, sont aussi utilisés dans la taxonomie des poissons

(Khoo et al., 1997 ; Knuutinen et Harjula, 1998 ; Turkoz et al., 2000 ; Colombo et al., 2000 ;

Piñeiro et al., 2001 ; Chen et Hwang, 2002 ; Yılmaz et al., 2005 ; Yılmaz et al., 2007, Chen et

al., 2010 ; Demir et al., 2011).

L'utilisation des protéines est limitée à l'identification des poissons à l'état frais,

réfrigérés pour quelque jours ou congelés, et ne s'adresse pas à l'identification de poissons

ayant subi des traitements physico-chimiques (Toyohara et al., 1999 ; Kristinsson et al.,

2005 ; Gratacos-Cubarsi et Lametsch, 2008 ; Ortea et al., 2010 ; Tadpitchayangkoon et al.,

2010). L’étude moléculaire est la plus adaptée.

5. L’ADN

La transmission des caractères héréditaires d’une génération à une autre repose sur

l’acide désoxyribonucléique (ADN). Identifié dès la fin du 19ème

siècle par Miescher,

Altmann et Kossel, l’ADN a été modélisé en 1953, par Watson et Crick. Il existe au sein de la

cellule deux types d’ADN: l’ADN nucléaire et l’ADN mitochondrial (Stoneking et Soodyall,

1996).

5.1. L’ADN mitochondrial

Le génome mitochondrial est petit (de 17000 à 18000 paires de bases chez les poissons

osseux), circulaire et de structure simple (Fig. 15) (Kartavtsev et al., 2007).

De part la nature externe au noyau, l'ADNmt ne serait transmis que par les femelle, car

apporté par les ovocytes lors de la fécondation. Cet ADN échappe au brassage des gènes qui

se produit à chaque génération, est sera donc conservé au sein de l’espèce (Taanman, 1999).

L'ADNmt est un excellent marqueur d'espèces. Il est souvent utilisé en phylogénie

(Alvarado-Bremer et al., 1997 ; Espiñeira et al., 2009 ; Catanese et al., 2010). En effet, selon

l'espèce étudiée, certaines portions de l'ADNmt permettent de différencier entre les espèces.

D'autres ont un pouvoir de résolution plus fin et permettent de distinguer des populations

différentes (races géographiques, sous-espèces): tels que la région de contrôle de la réplication


27

de l'ADNmt et la régions codant pour le cytochrome b ou codant pour les ARN

mitochondriaux (ARN 12S ou ARN 16S) (Bartlett et Davidson, 1991; Ram et al., 1996 ;

Quinteiro et al., 1998 ; 2001, Paine et al., 2007 ; Zhang et Hanner, 2011 ; Besbes et al., 2012).

L'analyse de cet ADN spécifique est donc devenue un outil d'investigation dans un grand

nombre de recherches historiques, archéologiques voire paléontologiques. La plupart des

études menées sur l'ADNmt des gadiformes analysent la diversité génétique des espèces d'un

point de vue populationnelle, en comparant les séquences entres elles ou en utilisant des

marqueurs microsatellites (Zhan et al., 2008 ; Tzeng et al., 2009).

Figure 15 : Carte du génome mitochondrial des Poissons.

D'autres études se basent sur une région précise de l'ADNmt, et calculent des taux de

divergence afin d'étudier l'évolution d'une espèce par rapport à une autre (Miya et al., 2001 ;

Lavoué et al., 2007 ; Tseng et al., 2011). Il est possible aussi de retracer leur histoire

évolutive et d'apporter de nouveaux éléments quant à la place d'une espèce sur un arbre

phylogénétique (Jonniaux et Kumazawa, 2008 ; Lavoué et al., 2008).

L'ADNmt a été séquencé en entier chez plusieurs espèces (Hurst et al., 1999 ;

Broughton et al., 2001 ; Vinas et al., 2003 ; Kartavtsev et al., 2007 ; Catanese et al., 2008),

et notamment chez le thon rouge Thunnus Thynnus (Manchado et al., 2004).

Génome

Mitochondrial

16700 pb ˷


28

Ainsi, différentes études de biologie moléculaire ont utilisé L’ADNmt pour la détection

d’éventuelles fraudes dans les produits marins et notamment les poissons vendus sous

différentes formes (Rasmussen-Hellberg et Morrissey, 2010). Dans l’ADNmt différent

fragment du gène cytochrome b ont été utilisé comme marqueurs pour l’identification des

espèces de poissons.

5.2. Gene cytochrome b

Le gène codant pour le cytochrome b est une région de plus d’un millier de paires de

bases du génome mitochondrial, situé en positions 14201 à 15341 (Fig. 16) (Hurst et al.,

1999 ; Manchado et al., 2004), et présente une variabilité relativement élevée malgré le fait

qu’il s’agisse d’une séquence codante, ce qui justifie souvent le choix de ce marqueur (Levy,

2003).

Figure 16 : Positions du cytochrome b et de la région de contrôle dans le génome

mitochondrial et représentation schématique de leurs variabilités.

14360 15460 15600 16700 / 1 70 1020 1090 ˷ ˷ ˷ ˷ ˷ ˷ ˷

Position (pb)

MATERIEL &

METHODES

Matériels & Méthodes

29

1. Matériel biologique

Cette étude porte sur trois familles de poissons bleus: la famille des scombridés

représentée par quatre espèces, à savoir le thon rouge Thunnus thynnus (Fig. 17), l’auxide

Auxis rochei (Fig. 18), la thonine commune Euthynnus alletteratus (Fig. 19), et le

maquereau espagnol Scomber japonicus (Fig. 20), la famille des clupéidés représentée par

deux espèces, la sardinelle ronde Sardinella aurita (Fig. 21), et la sardine commune

Sardina pilchardus (Fig. 22), et la famille des engraulidés représentée par une espèce,

l’anchois commun Engraulis encrasicolus (Fig. 23).

Tous les poissons sont récoltés du port d’Oran. De chaque espèce nous avons utilisé

cinq spécimens. Les poissons sont identifiés par la clé d’identification F.A.O. (Fischer,

1987), pesés et mesurés, les poids et les longueurs totaux des espèces étudiées sont montrés

dans le tableau 2.

Tableau 2 : Poids et longueurs totaux des poissons étudiés.

Espèce Poids total Longueur totale

Thunnus thynnus 168,33 ± 10,41 Kg 2,01 ± 0,41 m

Euthynnus alletteratus 2,0 ± 0,88 Kg 50,60 ± 6,02 cm

Auxis rochei 816 ± 73,04 g 38,58 ± 1,02 cm

Scomber japonicus 205 ± 33,6 g 28,7 ± 1,1 cm

Sardina pilchardus 40,44 ± 4,07 g 17,35 ± 0,48 cm

Sardinella aurita 54,53 ± 13,2 g 19,8 ± 1,2 cm

Engraulis encrasicolus 14,71 ± 1,85 g 13,4 ± 0,5 cm

Figure 17 : Thon rouge (Thunnus Thynnus).

AQUABIOR, 2011

10 cm


30

Figure 18 : Auxide (Auxis rochei).

Figure 19 : Thonine commune (Euthynnus alletteratus).

Figure 20 : Maquereau espagnol (Scomber japonicus).

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

1cm

1cm

1cm

AQUABIOR, 2011


31

Figure 21 : Sardinelle ronde (Sardinella aurita).

Figure 22 : Sardine commune (Sardina pilchardus).

Figure 23 : Anchois commun (Engraulis encrasicolus).

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

1cm

1cm

1cm


32

2. Etude des pièces anatomiques: Les otolithes

2.1. Prélèvement des otolithes

Nous avons opté pour toutes les espèces que nous avons étudiées, pour la coupe

transversale du neurocrâne, juste derrière les yeux. La partie postérieure de la tête est

ensuite soumise à un jet d'eau qui fait évacuer la partie restante du cerveau et met à nu les

oreilles internes, ceci nous permet aisément l'extraction de leurs sacs les otolithes sagittae

(Fig. 24), logés dans des fossés situés de part et d'autre de la partie ventrale de la partie

céphalique.

Figure 24 : Prélèvement des otolithes sagittae.

2.2. Observation des otolithes

Nous nous sommes contentés simplement de voir l’aspect et la morphologie générale

des otolithes des poissons étudiés, sachant que chaque otolithe a un aspect spécifique et

caractéristique de l’espèce.

Les observations sont faites sous loupe binoculaire (Stemi 2000, ZEISS), et sous

microscope optique au grossissent (X4) (Axiolab, ZEISS).

AQUABIOR, 2011

Sacs des otolithes

Partie céphalique

du poisson


33

3. Etudes des protéines musculaires

3.1. Préparation des échantillons musculaires

A l’arrivée du poisson frais au laboratoire, des échantillons de muscle sont prélevés

de la partie dorsale du poisson (Fig. 25). Ces fragments sont soigneusement débarrassés de

toute trace de peau et d’écailles.

Figure 25 : Mode de prélèvement de l’échantillon musculaire.

3.2. Obtention de l’extrait brute protéique

Deux grammes de muscle sont broyés sous glace à l’aide d’un homogénéiseur ultra

turrax (WiseTis HOMOGENIZER), en présence de 8 ml de tampon phosphate 10 mM, à

pH7. Après filtration, la solution est centrifugée à 10 000 g pendant 30 minutes à 4°C

(Altinelataman et al., 2009). Le surnageant est stocké à - 20 °C en aliquote de 1 ml jusqu’à

l’utilisation.

3.3. Dosage des protéines

La concentration totale en protéine solubles du muscle blanc est déterminée par la

méthode de Bradford (1976). Cette technique utilise du bleu de Coomassie G-250 qui a la

propriété de se fixer sur les protéines de manière non spécifique et indépendamment de

leur séquence. Cette fixation s’accompagne par une modification du spectre d’absorption

de la molécule qui est décalé vers le bleu. L’intensité de la coloration est proportionnelle à

la concentration en protéines.

AQUABIOR, 2011


34

10 µl du surnageant sont ajoutés à 490 µl d’eau distillée et 500 µl du réactif de

Bradford. Le mélange est incubé pendant 15 minutes à l’obscurité et à température

ambiante. Les absorbances sont mesurées à 595 nm.

Une courbe étalon est réalisée avec l’albumine de sérum bovin (BSA) comme

protéine standard.

3.4. Etude électrophorétiques

Les extraits protéiques sont analysés par PAGE-SDS selon Laemmli (1970).

3.4.1. Préparation des échantillons protéiques

Les extraits protéiques sont dilués à 1,25 mg/ml avec du tampon de Laemmli (1M

Tris-HCl (pH 6,8), SDS, Glycérol, bleu de Bromophénol (2 %), β- mercaptoéthanol, eau

distillée). Les dilutions sont faites de façon à avoir la même concentration en protéines

pour tous les échantillons, et ceci pour pouvoir comparer les profils protéiques obtenus.

Les échantillons dilués sont dénaturés à 95°C pendant trois minutes.

3.4.2. Migration des protéines

Nous avons utilisé des gels de séparation à 12 % et 15 %, et des gels de

concentration à 5 % (Tableau 3). Les échantillons protéiques sont déposés dans les puits du

gel à raison de 25 µg par échantillon, en même temps que les marqueurs de taille à l’aide

d’une micro-seringue (HAMILTON).

Nous avons utilisé des gels de 10 cm x 8 cm x 1 mm. La migration est effectuée à

une tension de 100 V et une intensité de 30 mA (TARSON, Electrophorsis Power Supply

Mc-01), dans le tampon de migration à pH 8,3 composé de 0,96 M glycine, 0,12 M Tris et

0,017 M SDS. Cette migration est arrêtée lorsque le bleu de bromophénol atteint le bord

inférieur du gel, soit en moyenne après 1 heure et 30 minutes de migration.

Le kit de marqueur de taille protéique (Biolabs) est constitué de protéines

recombinées, ayant les masses molaires suivantes: 10, 15, 20, 25, 30, 40, 50, 60, 80, 100,

150, 250 KDa.


35

Tableau 3 : Composition des gels de polyacrylamide.

3.4.3. Coloration du gel et révélation des bandes protéiques

Après la migration, le gel est baigné dans une solution de bleu de Coomassie R-250

(Merck) dissout dans un mélange de méthanol, acide acétique glacial et eau distillée (5/4/1)

(v/v/v) pendant 30 minutes, puis décoloré sous agitation douce (Heidolph UNIMAX 2010),

dans plusieurs bains contenant l’acide acétique glacial, le méthanol, et l’eau distillée, (3/1/6)

(v/v/v) jusqu’à la décoloration totale du gel. Ce dernier est en suite scanné.

3.4.4. Détermination du Poids Moléculaire des bandes protéiques

Les poids moléculaires des bandes protéiques sont estimés par des protéines

standards de 10 – 250 KDa (Kit Biolab), on utilisant la courbe étalon tracée par le Log PM

en fonction des (Rf). Sachant que le Rf est le rapport entre la distance parcourue par la

protéine et la distance du front de migration marquée par le bleu de Bromophénol.

Produits

Gel de

concentration

5%

Gel de

séparation

12%

Gel de

séparation1

5%

Solution d’acrylamide/bisacrylamide

(37/1) (40%)

500 µl 3 ml 3,75 ml

Tampon tris-HCl 1M (pH 8,8)

/ 3,75 ml 3,75 ml

Tampon tris-HCl 1M (pH 6,8)

500 µl / /

SDS (10%)

40 µl

100 µl 100 µl

Persulfate d’ammonium (10%)

20 µl

50 µl 50 µl

TEMED 2 µl

5 µl 5µl

Eau distillée 2,94 ml

3,1 ml 2,35 ml

Volume totale 4 ml

10 ml 10 ml


36

4. Etude du pattern moléculaire

4.1. Extraction de l’ADN total

A l’arrivée du poisson frais au laboratoire, un échantillon de muscle de chaque

spécimen est prélevé et stocké à - 20°C pour l’extraction de l’ADN.

L’ADN total est extrait selon la méthode NaCl (Cawthorn et al., 2010). Les

échantillons d’ADN sont extraits des espèces de scombridés (thon, thonine et auxide), ainsi

que différentes conserves de «thon» achetées du marché, et également du thon rouge traité

thermiquement à 120°C pendant 15 minutes, afin de représenter les conditions de

préparation la conserve de thon.

50 mg d’échantillon de muscle sont émincés et mis dans 400 µl de tampon de lyse

(10 mM Tris-HCl, pH 8,0 ; 2 mM EDTA pH 8,0 ; 0,4 M NaCl), 40 ml de SDS 20 % et 10

µl de protéinase K à 20 mg / ml (Sigma-Aldrich), dans un eppendorf stérile de 1,5 ml, et

mélangés par le vortex. Le mélange est incubé à 65°C pendant une heure, puis 300 ml de

6 M NaCl sont ajoutés à chaque échantillon. Les échantillons sont vortexés à vitesse

maximale pendant 30 secondes puis centrifugés à 10 000 g pendant 30 minutes à 4°C. La

phase aqueuse de chaque échantillon est récupérée dans un nouveau eppendorf stérile, et

ajoutée à un volume égal d’isopropanol (Sigma-Aldrich), puis agitée au vortex.

Les échantillons sont incubés à - 20°C pendant une heure, puis centrifugés à 10 000 g

pendant 20 minutes à 4°C. Le culot d’ADN est lavé par l’éthanol 7 % froid (v/v) (Sigma-

Aldrich), puis séché à l’air libre, ensuite resuspendus dans 100 µl de tampon T.E (10 mM

Tris-HCl, 0,1 mM EDTA, pH 8,0).

4.2. Contrôle de pureté de l’extrait d’ADN

Deux lectures de densité optique sont effectuées, une à 260 nm qui correspond au

domaine d’absorption des bases puriques et pyrimidiques, et une autre à 280 nm permet

d’estimer la contamination éventuelle de l’extrait par des protéines.

Un ADN pur, débarrassé de protéines, doit avoir un rapport DO260 / DO280 compris

entre 1,8 et 2,0. Quand ce rapport est inférieur à 1,8 , la solution d’acide nucléique est

contaminée par des protéines. Quand le rapport est supérieur à 2, la solution est contaminée

par l’ARN.


37

Une électrophorèse sur gel d’agarose permet de contrôler la qualité de l’ADN après

extraction. A ce stade, l'ADN précipité correspond à l'ADN total présent dans les cellules

du tissu (ADN nucléaire et ADN mitochondrial).

4.3. Dosage de l’ADN extrait

Une unité de D.O. à 260 nm correspond à l’absorption d’une solution d’ADN double

brin à la concentration de 50 µg/ml, ou à l’absorption d’une solution d’ADN simple brin

(ou d’ARN) à la concentration de 25 µg/ml. Ainsi, la concentration d’ADN est calculée en

multipliant la densité optique à 260 nm par 50 et par le facteur de dilution. Elle est

exprimée par (µg/ml).

4.4. Etude par PCR

La PCR (Polymerase Chain Reaction) est une méthode découverte en 1983 et mise

au point par Mullis en 1985, qui permet de sélectionner un fragment d’ADN de 100 à

plusieurs milliers de bases nucléotidiques à partir d’un génome complexe, et une

amplification enzymatique in vitro de celui-ci.

L’ADN est dénaturé par chauffage à 95°C, puis apparié à un excès de deux

oligonucléotides spécifiques complémentaires aux brins opposés de l’ADN, de part et

d’autre de la séquence à amplifier (séquence cible). Chaque oligonucléotide sert d’amorce

(primer) à une ADN polymérase (Taq polymérase, résistante à des températures de 100°C)

pour la copie de chacun des brins d’ADN (Fig. 26). Ce cycle peut être répété de manière

automatisée par dénaturation - renaturation successives : 20 cycles permettent ainsi une

amplification théorique de 220

= 106 fois de la séquence cible initiale (Bouissac, 2005).


38

Figure 26 : Principe de l’amplification en chaine par polymérase (PCR)

(Jourdier et al., 1998).

1. Dénaturation

(Séparation des deux brins)

ADN matrice

2. Fixation des amorces

3. Elongation par une ADN polymérase


39

En vue de la mise en évidence d’un fragment de gène mitochondrial cytochrome b de

146 pb spécifique au thon rouge Thunnus thynnus, nous avons utilisé un couple d’amorce

Cb146L/ Cb146H décrites par Lin et Hwang (2007), dont les séquences sont les

suivantes:

Cb146L (5’-CCT CGC AAT ACA CTA TAC CCC-3’).

Cb146H (5’-CGA TGT GGA AGT AGA TGC AG-3’).

Cet auteur préconise pour ces amorces le programme suivant : une étape de

dénaturation à 95°C pendant 10 minutes, suivie par 30 cycles consistant chacun à 1 minute

à 95°C, 1 minute à 59°C et 1 minute à 72°C. L’étape d’extension finale est étendue à 10

minutes.

Toutes les réactions de PCR sont réalisées dans un volume total de 25 µl, contenant

0,5 µg de l’ADN total, 5 µM de chaque amorce, 200 µM de dNTP et 2,5 U de Pro Taq

ADN polymérase (Biolabs), dans du tampon de PCR mix prêt à l’emploi (Biolabs), et une

eau distillée stérile qsp 25 µl (Lin et Hwang, 2007). Les amplifications par PCR sont

effectuées dans un thermocycleur (Mastercycler Personal, Eppendorf). Les produits

d’amplification sont ensuite maintenus à 4°C.

4.5. Electrophorèse sur gel d’agarose

On utilise un gel d’agarose à 0,8 % pour l’électrophorèse des extraits d’ADN

génomique, et à 2% pour les produits d’amplification par PCR, en présence de BET (10

µg/ml), dans du tampon TBE (Tris 40 mM, borate de sodium 5 mM pH 8, EDTA 1 mM),

ce même tampon est utilisé comme tampon de migration.

La manipulation est réalisée dans un appareil d’électrophorèse horizontale (VWR

European, Kuro GEL Mini Plus 10 Electrophoresis Horizontal), à 80 V, 100 mA pendant

30 min.

Pour l’ADN génomique 2 µg de chaque extrait d’ADN sont mélangés avec 3 µl de

tampon de charge (0,25 % de bleu de Bromophénol, 0,25 % de Cyanol Xylène FF et 15 %

de Ficoll 400) dans des microtubes eppendorfs. Quant aux produits d’amplification par

PCR, 3 µg de produit sont mélangés à 2 µl du même tampon de charge, les marqueurs de

poids moléculaire de 3000-50 pb (Sigma) sont utilisés comme référence.

Après migration, l’observation est faite sous lumière ultraviolette (Achtung ; UV-

Strahlen).


40

5. Analyse des patterns protéiques

5.1. Analyse statistique

Afin de comparer les différents patterns protéiques obtenus par l’électrophorèse de

polyacrylamide PAGE-SDS, et d’établir la relation phylogénique entre les espèces étudiées

par un dendrogramme, le test Classification hiérarchique (logiciel STATISTICA, Version

5,7) est utilisé.

5.2. Analyse densitométrique

Les patterns protéiques sont analysés par le logiciel ImagJ (1,43 U).

RESULTATS &

DISCUSSION

Résultats et discussion

41

Nous avons travaillé sur sept espèces de poissons bleus largement consommées,

et souvent confondues, ou sujets de tremperie, dont la sardine commune Sardina

pilchardus, l’anchois commun Engraulis engrasicolus, et la sardinelle ronde (allache)

Sardinella aurita. Ces espèces sont voisines et se commercialisent souvent sous

l’appellation « sardine », appartenant à l’ordre des clupéiformes. D’autres espèces

appartenant à la famille des scombridés, font aussi l’objet de ce travail dont le maquereau

espagnol Scomber japonicus, le thon rouge Thunnus thynnus, la thonine commune

Euthynnus alletteratus, et l’auxide (Bonitou) Auxis rochei, qui sont susceptibles de fraudes.

En effet, la thonine se vend comme étant du thon, même à l’état frais. Il en est de même

pour les conserves. Concernant le maquereau, il est entre les deux groupes de poissons

pélagiques, de même que ses juvéniles sont confondus avec la sardine. Dans le cadre de

contrôle de qualité et d’identification de ces différentes espèces nous avons, dans un

premier temps fait une étude anatomique des otolithes complétée par une identification

biochimique et moléculaire.

1. Etude des otolithes

Les otolithes sont des pièces anatomiques d’aspect spécifique à chaque espèce.

Différents travaux ont pu caractériser ces pièces comme moyen d’identification des

espèces de poisson.

L’isolement des otolithes sagittae à partir des échantillons de poissons étudiés, et leur

observation sous loupe binoculaire (Stemi 2000, ZEISS), et sous microscope optique

(Axiolab, ZEISS), a permis, en effet, de confirmer l’appartenance des échantillons de

poissons aux espèces citées, et ceci en comparant leur aspect par rapport à des travaux de

référence.

Ainsi, l’aspect des otolithes isolées de l’anchois commun Engraulis encrasicolus

(Fig. 27 (D) et 28 (c)) est identique à celles isolées de la même espèce par Veen et

Hoedemakers (2005) ; Girone et al. (2006) et Tuset et al. (2008). Aussi, l’otolithe de la

sardine commune Sardina pilchardus (Fig. 27 (C) et 28 (d)) est référencée dans les travaux

de Veen et Hoedemakers (2005) ; Prinet (2002) ; Girone et al. (2006) et Tuset et al. (2008),

de même que chez la sardinelle ronde Sardinella aurita (Fig. 27 (B) et 28 (a)), l’aspect de

ces pièces anatomique est identique à celles isolées de la même espèce par Tuset et al.

(2008).


42

Ainsi, la forme des otolithes de l’auxide Auxis rochei (Fig. 27 (E) et 28 (f)) est

similaire à celles isolées par Veiga et al. (2011). Chez la thonine commune Euthynnus

alletteratus (Fig. 27 (F) et 28 (e)) et le maquereau espagnol Scomber japonicus (Fig. 27

(A) et 28 (b)) l’aspect de ces pièces est identique à celles isolées par Tuset et al. (2008).

Pour le thon rouge Thunnus thynnus, nous n’avons pas pu isoler d’otolithe, vu que

ces pièces sont relativement minuscules par rapport au crâne du poisson.

Nous avons constaté que la taille des otolithes n’est pas toujours proportionnelle à la

taille du poisson, ceci a été rapporté par Tuset et al. (2008).

Les résultats de la présente étude et ceux de Raymonde Lecomte-Finiger (1999) ;

Popper et Fay (1993) et Tuset et al. (2008), montrent qu’on peut utiliser les otolithes

sagittae comme moyen d’identification, vu que leur forme est spécifique et caractéristique

de l’espèce. Ces pièces sont bien conservées à l’intérieur du poisson contre les agressions

environnementales même après la mort de l’animal. Ce moyen est particulièrement utile

lors des études sur le régime alimentaire d’une espèce piscivore (Smale et al., 1995 ;

Lombarte et al., 2006 ; Tuset et al., 2008 ; Veiga et al., 2011), où les poissons ingérés et

partiellement ou totalement digérés, sont difficiles ou impossibles à identifier. Ainsi, ces

pièces sont résistantes à l’action des enzymes digestives.

Aussi, une étude poussée des otolithes, permet même de différencier des stocks de

poissons de la même espèce (Messieh et al., 1989 ; Castonguay et al., 1991 ; Campana et

Casselman, 1993 ; Friedland et Reddin, 1994 ; Rooker et al., 2003 ; Galley et al., 2006 ;

Canas et al., 2012).

Les otolithes, formations extracellulaires, sont constituées d'aragonite, une forme

cristallisée de carbonate de calcium, fixée sur une matrice organique composée largement

d'une protéine proche de la kératine, l'otoline, qui est riche en résidus aspartate et

glutamate (Degens et al., 1969 ; Watabe et al., 1982 ; Panfili et al., 2002 ; Tuset et al.,

2008).

Vu la résistance des otolithes aux différents actions physico-chimiques, elles restent

bien conservées, au même titre que les ossements. De ce fait, elles ont été utilisées en

paléontologie, pour identifier des espèces fossiles (Nolf, 1995 ; Nolf et Brzobohaty 2002),

et permettent même de reconstruire les paléo-environnements (Girone et Nolf, 2009).


43

Figure 27 : Otolithes sagittae observées au microscope optique grossissement (X4) :

(A) Scomber japonicus, (B) Sardinella aurita, (C) Sardina pilchardus,

(D) Engraulis encrasicolus, (E) Auxis rochei, (F) Euthynnus alletteratus.

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011


44

Figure 28 : Otolithes sagittae observées à la loupe binoculaire: (a) Sardinella aurita,

(b) Scomber japonicus, (c) Engraulis encrasicolus, (d) Sardina pilchardus,

(f) Auxis rochei, (e) Euthynnus alletteratus.

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011 AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011


45

Les otolithes restent de ce fait, le caractère phénotypique d’un grand intérêt, pour

l’identification d’espèces de poissons osseux. Cette étude nous a permis d’identifier ou

alors de confirmer l’appartenance des d’échantillons de poissons aux espèces utilisés.

Cependant, l’identification des espèces en contrôle de qualité nécessite d’autres

approches, vu que le produit en notre possession, représenté par les conserves ou filets de

poissons ou autre forme ne possédant pas d’otolithes.

De ce fait, l’étude phénotypique du pattern protéique serait d’un grand apport dans ce

genre de travaux.

2. Etude biochimique

Cette étude a porté sur les protéines extraites du muscle dorsal des poissons étudiés.

La concentration en protéines par 100 g de muscle a été déterminée selon la méthode de

Bradford (1976). A partir d’une courbe étalon, avec la BSA comme protéine de référence

(Fig. 29).

Figure 29 : Courbe étalon des protéines.

y = 0,0073x

R² = 0,9475

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0 20 40 60 80 100

BSA (µg/ml)

Absorbance

à 595 nm


46

Les teneurs en protéines des extraits brutes varient entre 17,45 ± 2,30 et 25,76 ±

4,7g/ 100 g de muscle.

La connaissance de la concentration des extraits de protéiques, des différents

échantillons, nous permet d’uniformiser la méthode d’étude des patterns protéiques en

PAGE-SDS. En effet, lors de la migration électrophorétiques, nous utilisons les mêmes

concentrations protéiques, d’échantillons à analyser, afin de pouvoir comparer nos

résultats. Ainsi, 25 µg de protéines de chaque échantillon ont été soumis à migration, en

présence de protéines standards de PM variant entre 10 – 250 KDa (Kit Biolabs).

Après migration, le PM des différentes protéines est déterminé à partir d’une courbe

étalon des protéines standards (Fig. 30).

Figure 30 : Coubre étalon des protéines standards pour l’analyse en PAGE-SDS.

2.1. Analyse des patterns protéiques :

Deux concentrations en acrylamide ont été utilisées, en vue d’une meilleure

séparation. Une première migration à 12% en acrylamide a permis d’obtenir les patterns

observés en figure 31. Une autre migration à 15% permet de mieux visualiser les protéines

à faibles PM (Fig. 32).

y = -2,3983x + 3,1191

R² = 0,9821

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

0,000 0,200 0,400 0,600 0,800 1,000

Log PM

Rf


47

Figure 31 : Profils électrophorétiques des protéines musculaires solubles totales en PAGE-

SDS à 12 %, (1) Sardinella aurita ; (2) Sardina pilchardus ; (3) Engraulis encrasicolus ;

(4) Scomber japonicus ; (5) Auxis rochei ; (6) Thunnus thynnus ; (7) Euthynnus

alletteratus ; MT : marqueur (250 - 10 KDa) (Biolabs) ; MHC: chaine lourde de myosine ;

MLC : chine légère de myosine.

A la lumière de ces deux figures (31 et 32), nous distinguons essentiellement trois

zones de migration électrophorétique : La zone 1 comprenant les protéines à migration

lente (PM > 60 KDa) de moyen contenu protéique, la zone 2 à fort contenu protéique, de

mobilité moyenne (PM: 60 - 20 KDa), et la zone 3 à faible contenu protéique, à migration

rapide (PM < 20 KDa).

A première vue, les zones 2 et 3 permettent déjà de différencier nettement entre le

groupe 1 qui comprend les espèces de clupéiformes (sardina pilchardus, Sardinella aurita

et Engraulis encrasicolus), et le groupe 2 qui comprend les espèces de Perciformes de la

famille des scombridés (Thunnus thynnus, Auxis rochei, Euthynnus alletteratus et Scomber

japonicus).

150

MLC

Actine

MHC

20

30

40

60

80

100

50

Z3

Z2

Z1

1 2 3 4 5 6 7 MT

25

10

250

15


48

Figure 32 : Profils électrophorétiques des protéines musculaires solubles totales en PAGE-

SDS à 15%, (1) Sardinella aurita ; (2) Sardina pilchardus ; (3) Engraulis encrasicolus ;

(4) Scomber japonicus ; (5) Auxis rochei ; (6) Thunnus thynnus ; (7) Euthynnus

alletteratus ; MT : Protéines marqueur (250-10 KDa) (Biolabs) ; MHC: chaine lourde de

myosine ; MLC : chine légère de myosine.

En effet, le groupe 1 comporte 9 bandes protéiques en zone 2, tandis que le groupe 2

en comporte 7. Le groupe 1 comporte 3 bandes protéiques en zone 3, alors que le groupe 2

en comporte 4 (Tableau 4).

Z3

Z2

250

2 1 7 6 5 4 3

20

25 30

40

50

60

100

150

MT

80

10

Z1

MHC

Actine

MLC 15


49

Tableau 4 : Nombres de bandes protéiques obtenues par l’électrophorèse en PAGE-SDS,

selon les zones de migration.

N° du

profile

Nombres de

bandes dans la

Zone 1

Nombres de

bandes dans la

Zone 2

Nombres de

bandes dans la

Zone 3

Sardinella aurita 1 9 9 3

Sardina pilchardus 2 7 9 3

Engraulis encrasicolus 3 10 9 3

Scomber japonicus 4 12 7 4

Auxis rochei 5 14 7 4

Thunnus thynnus 6 10 7 4

Euthynnus alletteratus 7 10 7 4

Au sein d’un même groupe, des espèces peuvent être caractérisées de par la présence

de protéines de PM spécifique.

L’étude densitométrique des patterns protéiques obtenus par PAGE-SDS permet une

meilleure distinction des bandes protéiques (Fig. 33, 34, 35). Ainsi, la présence ou

l’absence de bandes protéiques de PM donné permet de caractériser une espèce donnée.

Figure 33 : Analyse densitométrique du pattern protéique de Scomber japonicus.

: Piques correspondant aux bandes protéiques caractéristiques.

4

10 250


50

Figure 34 : Analyse densitométrique des patterns protéiques: (1) Euthynnus alletteratus,

(2) Thunnus thynnus et (3) Auxis rochei.


1

2

3

250 10

2


51

Figure 35 : Analyse densitométrique des patterns protéiques: (5) Engraulis encrasicolus,

(6) Sardina pilchardus et (7) Sardinella aurita.


5

6

7

10 250


52

Dans le groupe 1 (clupéiformes), une bande de 83 KDa (Zone 1) caractérise l’espèce

Engraulis encrasicolus (Fig.31, 35). Dans ce même groupe des bandes de 58, 28 KDa (Fig.

31, 35) et 15 KDa (Fig. 32) sont observées uniquement chez l’espèce Sardina pilchardus,

cette dernière ne présente pas de bandes à 25 KDa, alors que les autres espèces de ce

groupe en présente (Fig. 32). L’espèce Sardinella aurita est caractérisée par la présence de

bande de 48 KDa (Fig. 31, 35).

Dans le groupe 2 (scombridés), l’étude du pattern protéique a permis de différencier

les espèces. Ainsi une des bandes de 85 et 170 KDa (Zone 1) sont observées uniquement

chez Scomber japonicus (Fig. 32, 33). Cette espèce est la seule à ne pas présenter de bande

à 121 KDa, présente chez toutes les espèces du groupe 2 (Fig. 31, 33). Dans le même

groupe, l’espèce Auxis rochei est caractérisée par la présence de bande protéique de 50

KDa (Fig. 31, 34), alors que l’espèce Euthynnus alletteratus présente une bande protéique

spécifique à 45 KDa (Fig. 31, 34). Des bandes de 26 et 6 KDa caractérisent l’espèce

Thunnus thynnus (Fig. 31, 32).

D’après Etienne et al. (2001) ; Ladrat et al. (2003) ; Chéret et al. (2006) ; Mohan et

al. (2008) et Demir et al. (2011), les bandes de 200 et 42 KDa correspondent

respectivement à la chaine lourde de myosine et l’actine, alors que les bandes protéiques de

taille comprise entre 24 et 15 KDa correspondent aux chaines légères de myosine.

Nous avons enregistré une importante résolution et reproductibilité des patterns

électrophorétiques par la méthode PAGE-SDS. Ceci a été rapporté également par Saha et

al. (2006) ; Ortea et al. (2010) et Demir et al. (2011).

D’après les résultats obtenus, et en accord avec Rehbein et al. (1999), les différences

interspécifiques des patterns protéiques sont suffisantes pour permettre de discriminer entre

les espèces, ainsi chaque profil est une signature de l’espèce, et lui est spécifique, d’où

l’appellation empreinte protéique.

Des études précédentes ont montré que ces différences entre les patterns des

protéines musculaires solubles peuvent être utilisées dans la taxonomie des poissons.

Anisi, Knuutinen et Harjula (1998) ont observé des différences dans le nombre de bandes

et les poids moléculaires entre les profils protéiques de 16 espèces de poissons d’eau

douce. Des travaux similaires ont permis de différencier 14 espèces de poissons (Colombo

et al., 2000) , et 4 variétés de Betta splendens (Khoo et al., 1997). D’autres travaux sur le

merlu Merluccius sp. (Piñeiro et al., 2001) montrent des relations d’apparenté entre cinq


53

espèces différentes étudiées en PAGE-SDS. Durna (2010) a rapporté d’étroites similarités

entre les bandes protéiques de Cyprinus carpio et Chalcalburnus chalcoides.

Lors de cette étude, les protéines musculaires solubles ont été choisies, car cette

fraction est d’une grande stabilité. En effet, Ortea et al. (2010) a signalé que ces protéines

présentent une stabilité remarquable lors du stockage à 4°C de J0 à J7. Ce résultat est

confirmé par des travaux antérieurs de Angsuppanich et Ledward (1998). De plus, Losada

et al. (2005) a contrasté que les profils des protéines musculaires de trachurus trachrus, ne

présentent pas de modifications considérables lors du stockage sous glace de J0 à J22. .

D’autre part, la région de prélèvement du muscle blanc dorsal importe peu. Mohan

et al. (2008) a analysé les patterns des protéines musculaires solubles de Rastrelliger

kanagurata, de plusieurs régions de la partie dorsale du poisson (antérieure, médiane et

postérieure), et a trouvé que les patterns des trois régions étaient similaires.

Les variations des protéines musculaires entre les espèces peuvent refléter des

raffinements de la fonction et des performances musculaires qui s'adaptent à des habitats,

environnements et stress physiologiques particuliers (Alberts, 1994 ; Delbarre-Ladrat et

al., 2006).

2.2. Analyse des liens phylogéniques

Les patterns protéiques ont permis d’analyser et d’établir la relation phylogénique

entre les différentes espèces (Fig. 36). Le dendogramme est obtenue par le traitement

statistique (logiciel STATISTICA, Version 5,7) basé sur la présence (1) ou absence (0) des

bandes protéiques des profils électrophorétiques (Fig. 31).

Le dendogramme de l’analyse phénotypique établie par les ressemblances et les

différences de la composition protéique, fait apparaître deux groupes bien distincts (Fig.

36). Le premier groupe correspond à l’ordre des clupéiformes, constitué par l’espèce

Sardina pilchardus, Sardinella aurita et Engraulis encrasicolus. Le deuxième groupe

correspond à l’ordre des perciformes qui rassemble Scomber japonicus, Auxis rochei,

Thunnus thynnus et Euthynnus alletteratus. Deux sous groupes apparaissent : le premier

correspondant à la famille des clupéidés, constitué par l’espèce Sardina pilchardus et

Sardinella aurita, et le deuxième, formé par l’espèce Auxis rochei et Euthynnus

alletteratus appartenant à la famille des scombridés. Ces résultats concordent avec la

classification hiérarchique de Fisher et al. (1987), et les résultats obtenus par Paine et al.


54

(2007) ; Espiñeira et al. (2009) ; Catanese et al. (2010) et Besbes et al. (2012), basés sur

l’étude moléculaire.

Figure 36 : Dendogramme représentant la relation phylogénique obtenue en se basant sur

les différences et les ressemblances dans les patterns électrophorétiques.

Le dendogramme (Fig. 36) montre que la sardine Sardina pilchardus est plus proche

de l’allache Sardinella aurita, que l’anchois Engraulis encrasicolus. Ainsi, la thonine

Euthyunnus alletterattus est plus proche du bonito d’Auxis rochei, que du thon rouge

Thunnus thynnus.

D’après nos résultats, et ceux de Chen et Hwang (2002) et Yilmaz et al. (2005 ;

2007), il est possible d’effectuer une approche systématique en utilisant l’empreinte

protéique.

L’utilisation de l’empreinte protéique pour l’identification est limité au poisson frais,

réfrigéré pour quelques jours, ou congelé (Losada et al., 2005 ; Ortea et al., 2010 ).

Cependant, vu les différents traitements physico-chimiques utilisés dans les conserveries,

les protéines subissent d’importantes dénaturations (Tadpitchayangkoon et al., 2010).

Il convient donc de trouver d’autres moyens d’identification mieux adaptés. Pour cela,

l’étude moléculaire reste l’outil le plus adapté, vu que souvent les fragments d’ADN

permettant l’identification sont résistants aux différents traitements physico-chimiques.

Auxis rochei

i Thunnus thynnus

Engraulis encrasicolus

Scomber japonicus

Sardina pilchardus

Sardinella aurita

Taux de similitude

Euthynnus alletteratus


55

3. Etude moléculaire

Cette étude porte sur l’identification d’espèces de thon, en utilisant l’outil

moléculaire, par amplification de fragment d’ADN spécifique.

Le choix porte sur un petit fragment de 146 pb d’ADN mitochondrial, présent au

niveau du gène cytochrome b. Ce fragment est spécifique au genre Thunnus, et donc

commun aux espèces de thon, Thunnus thynnus, T. albacore, T. obesus, T. alalunga (Lin et

Hwang, 2007). Ce fragment est thermorésistant.

Le paramètre de thermorésistance est important. En effet, les conserves de thon sont

souvent traitées à la chaleur, soit lors de leur préparation, ou pendant la stérilisation.

La thermorésistance permet donc de conserver intact le fragment d’ADN à identifier.

La notion de thermorésistance est directement liée à la taille du fragment d’ADN à

amplifier (Espineira et al., 2009). 176 pb est déterminée comme étant la taille maximale

thermorésistante (Quinteiro et al., 1998).

D’autre fragments d’ADN de 375 pb peuvent être utilisés dans le cas du thon à l’état

frais ou en en conserve, mais non traité à la chaleur (Pardo et Pérez-Villareal, 2004 ; Lopez

et Pardo, 2005 ; Espineira et al., 2009).

En vue de pallier à une éventuelle dénaturation thermique, nous avons choisi le

fragment de 146 pb pour notre étude, ainsi que les amorces et méthodes décrites par Lin et

Hwang (2007).

Notre but est de mettre en évidence la présence de ce fragment de gène

mitochondrial chez le thon rouge Thunnus thynnus, et son absence chez la thonine

commune Euthynnus alletteratus et chez l’auxide Auxis rochei, ainsi que l’identification de

quelques espèces de thons en boites de conserves.

L’ADN génomique total (nucléaire et mitochondrial) est extrait à partir du muscle de

différentes espèces fraîches de scombridés (thon rouge, thonine et auxide), et de deux

marques différentes de conserves de thon (C1 et C2), ainsi que de thon rouge frais que nous

traitons thermiquement à 120 °C pendant 15 min, en vue de simuler le traitement

thermique de la préparation en conserve. L’ADN est extrait selon la méthode de

(Cawthorn, 2010).

L’ADN obtenue présente une bonne pureté vu que le rapport DO260 / DO280 est

compris entre 1,8 et 2.


56

Aussi l’analyse électrophorétique sur gel d’agarose à 0,8 % confirme cette pureté de

par l’existence de bandes uniques homogènes et intenses (Fig. 37).

Figure 37 : Electrophorèse sur gel d’agarose d’ADN génomique à 0,8%. (1, 2, 7, 8, 9,

10) : Thon rouge (Thunnus thynnus) ; (3, 4) : Auxide (Auxis rochei) ; (5, 6) : Thonine

(Euthynnus alletteratus) ; (11) : Conserve de thon C1 ; (12) : Conserve de thon C2.

L’identification du thon rouge de par la mise en évidence du fragment du gène

mitochondrial spécifique cytochrome b de 146 pb, a nécessité l’utilisation d’amorces

spécifiques et d’un programme d’amplification spécifique (Lin et Hwang, 2007).

Tous les échantillons d’ADN extraits ont été étudiés par PCR comme décrit en

matériel et méthodes.

Les amplicons obtenus ont été mis en évidence par électrophorèse sur gel d’agarose à

2% en présence de marqueurs de taille (Fig. 38).

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12


57

Figure 38 : Electrophorèse sur gel d’agarose à 2 % des produits de PCR, les amorces

utilisés (Cb146L/ Cb146H), (MT) marqueur de taille de 3000-50 pb (Sigma-Aldrich) ;

(1) Thon rouge (Thunnus thynnus) ; (2) Thon rouge (Thunnus thynnus) traité

thermiquement ; (3) Auxide (Auxis rochei) ; (4) Thonine (Euthynnus alletteratus) ; (5)

Conserve de thon C1 ; (6) Conserve de thon C2.

L’amplicon de 146 pb correspondant au fragment du gène mitochondrial cytochrome

b est présente au niveau de l’ADN du thon rouge comme attendu. Aussi, l’ADN extraits du

thon rouge traité à 120°C pendant 15min présente également ce gène, ce qui témoigne de la

thermorésistance du fragment d’ADN de 146 pb, et de sa possible mise en évidence même

dans les conserves de thon. En effet, l’échantillon d’ADN extrait de la conserve C2

présente l’amplicon de 146 pb, ce qui confirme la nature du produit en tant que thon.

L’échantillon C1 commercialisé sous l’appellation thon ne présente pas d’amplicon

de 146 pb. Ce produit ne serait pas du thon, et pourrait être de la thonine ou de l’auxide qui

présentent des propriétés organoleptiques proches de celles du thon, mais de moindres

valeurs ajoutées, et qui peuvent être sujets à tromperie.

L’auxide et la thonine ne présentent pas d’amplicons. En vue de la confirmation de la

substitution de produit et de fraude, il serait intéressant de mettre en évidence des gènes

spécifiques à la thonine et à l’auxide.

600

400

300

800

1000

200

100

150

50

2000

3000

146 pb

pb MT 1 2 3 4 5 6 MT

CONCLUSION

Conclusion

58

L’identification des espèces de poissons a d’abord été liée aux aspects anatomiques.

L’étude des otolithes, entre autres, reste un très bon moyen dans ce genre d’études, vu la

spécificité de l’aspect de ces pièces anatomiques et leur résistance aux différents traitements

physico-chimiques. Ces pièces, vu leur bonne conservation, ont même été objets

d’identification d’espèces fossiles (Girone et Nolf, 2009).

Mais le développement de l’industrie du poisson et sa présentation sous différentes

formes, cuisiné, en conserve, en filet et autres, nécessitent d’autres méthodes d’identification

dans le cadre de contrôle de qualité.

Ainsi, l’étude du pattern protéique sur PAGE-SDS du muscle de différentes espèces

montre une spécificité de ce pattern permettant une identification. Des bandes protéiques

peuvent êtres utilisées comme protéines marqueurs d’une espèce donnée, et permettant surtout

de différencier des espèces apparentées.

L’étude moléculaire, reste à notre sens, la plus adaptée au contrôle de qualité. Dans le

cas du thon, poisson sujet à une forte commercialisation. Nombre d’études ont été réalisées, et

le choix a porté sur un fragment d’ADN de 146 pb, thermorésistant, stable et spécifique.

Aussi pour l’identification des différentes espèces de thon, l’étude par PCR-RFLP après

digestion enzymatique de ce fragment serait intéressante. En effet, des polymorphismes de ce

gène sont observés, en fonction de l’espèce (Lin et Hwang, 2007).

Le développement de l’outil moléculaire dans le contrôle de qualité dans notre pays est,

à notre sens, indispensable surtout au niveau des frontières, où l’importation de ce que nous

consommons est souvent du domaine de personnes pas très au fait des produits importés.

REFERENCES

BIBLIOGRAPHIQUES

Références bibliographiques

ALBERTS B., BRAY D., LEWIS J., RAFF M., ROBERTS K. & WATSON J.D., 1994,

Molecular biology of the cell, (3eme

Eds), New York : Garland Science.

ALDEBERT Y. & TOURNIER H., 1971, La reproduction de la sardine et de l’anchois dans

le golfe du Lion, Revue des travaux de l’Institut des Pêches Maritimes, 35 (1) : 57 -

75.

ALONSO M.K., PEDRAZA S.N., SCHIAVINI A.C.M., GOODALL R.N.P. & CRESPO

E.A., 1999, Stomach contents of false killer whales (Pseudorcal crassidens) stranded

on the coasts of the Strait of Magellan, Tierra del Fuego, Marine Mammal Science,

15 : 1 - 22.

ALTINELATAMAN C., KÜNDIGER R., CAKLI S. & REHBEIN H., 2009, Comparison of

IEF patterns of sarcoplasmic proteins of fish from North Atlantic and Aegean Sea,

Food Control, 20 : 980 - 985.

ALVARADO-BREMER J.R., NASERI I. & ELY B., 1997, Orthodox and unorthodox

phylogenetic relationships among tunas revealed by the nucleotide sequence analysis

of the mitochondrial DNA control region, Journal of Fish Biology, 50 : 540 - 554.

AMENZOUI K., FERHAN-TACHINANTE F., YAHYAOUI A., KIFANI S. & MESFIOUI

A.K., 2006, Analysis of the cycle of reproduction of Sardina pilchardus (Walbaum,

1792) off the Moroccan Atlantic coast, C. R., Biologies, 329 : 392 - 901.

ANDO S., HATANO M. & ZAMA K., 1985, Deterioration of chum salmon (Oncorhynchus

keta) muscle during spawning migration-I. Changes in proximate composition of

chum salmon muscle during spawning migration, Comparative Biochemistry and

Physiology, 80B (2) : 303 - 307.

ANGELA G., 2006, Pleistocene fish otoliths from the Mediterranean Basin: a synthesis

Geobios, 39 : 651 - 671.

ANGELA G. & DIRK N., 2009, Fish otoliths from the Priabonian (Late Eocene) of North

Italy and South-East France - Their paleobiogeographical significance, Revue de

micropaleontology, 52 : 195 - 218.

ANGSUPANICH K. & LEDWARD D.A., 1998, High pressure treatment affects on cod

(Gadus morula) muscle, Food Chemistry, 63 : 39 - 50.


ANTONIO D.N., SROUR A., HATTOUR A., KESKIN Ç., IDRISSI M. & RELINI L.O.,

2009, Regional study on small tunas in the Mediterranean including the black sea,

Studies and Reviews, Rome, 85 : 132 p.

BARTLETT S.E. & DAVIDSON W.S., 1991, Identification of Thunnus tuna species by the

polymerase chain reaction and direct sequence analysis of their mitochondrial

cytochrome b genes, Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 48 : 309 -

317.

BASILONE G., GUISANDE C., PATTI B., MAZZOLA S., CUTTITTA A., BONANNO

A., VERGARA A.R. & MANEIRO I., 2006, Effect of habitat conditions on

reproduction of the European anchovy (Engraulis encrasicolus) in the Strait of Sicily,

Fisheries Oceanography, 15 (4) : 271 - 280.

BEAREZ P., 1996, Comparaison des ichtyofaunes marines actuelle et holocène et

reconstitution de l'activité halieutique dans les civilisations précolombiennes de la cote

du Manabí sud (équateur), Muséum national d'histoire naturelle de Paris, 202 p.

BELVERE H., 1984, Biologie et dynamique des populations de la sardine (Sardina

pilchardus, Walbum) peuplant les cotes atlantiques marocaines et proposition pour un

aménagement des pêcheries, Brest, Université Bretagne Occidentale Brest, France :

532 p

BERRINI A., TEPEDINO V., BORROMEO V. & SECCHI C., 2006, Identification of

freshwater fish commercially labelled “perch” by isoelectric focusing and two-

dimensional electrophoresis, Food Chemistry, 96 : 163 - 168.

BESBES N., FATTOUCH S. & SADOK S., 2012, Differential detection of small pelagic

fish in Tunisian canned products by PCR-RFLP: An efficient tool to control the label

information, Food Control, 25 : 260 - 264.

BLANK J.M., MORRISSETTE J.M., LANDEIRA-FERNANDEZ A.M., BLACKWELL

S.B., WILLIAMS T.D. & BLOCK, B.A., 2004. In situ cardiac performance of Pacific

bluefin tuna hearts in response to acute temperature change, Journal of Experimental

Biology, 207 : 881 - 890.

BLAXTER J.H.S & HUNTER J.R., 1982, The biologie of the clupeoid fishes, Advances in

Marine Biology, 20 : 1 - 223.

60


BLOCK B.A., DEWAR H., FARWELL C. & PRINCE E., 1998a, A new satellite

technology for tracking the movements of Atlantic bluefin tuna, Proceedings of the

National Academy of Science, USA, 95 : 9384 - 9389.

BLOCK B.A., DEWAR H., BLACKWELL S.B., WILLIAMS T.D., PRINCE E.D.,

FARWELL C.J., BOUSTANY A., TEO S.L.H., SEITZ A., WALLI A. & FUDGE D.,

2001, Migratory movements, depth preferences, and thermal biology of Atlantic

bluefin tuna, Science (Wash., D.C.), 293 : 1310 - 1314.

BONE Q., 1978, Locomotor muscle. In: Fish Physiology (Eds: Hoar W.S., and Randall,

D.J.) Academic Press, New York, London, 361 - 424.

BOUISSAC J., 2005, Rôle de la voie Notch dans la spécification des cellules souches

neurales et dans la différenciation des précurseurs neuraux. Utilisation du système

modèle des neurosphères, neurosciences , Université Louis Pasteur, 183 p.

BRADFORD M.M., 1976, A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram

quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Analytical

Biochemistry, 72 : 248 - 254.

BROUGHTON R.E., MILAM J.E. & ROE B.A., 2001, The complete sequence of the

zebrafish (Danio rerio) mitochondrial genome and evolutionary patterns in vertebrate

mitochondrial DNA, Genome Research, 11 : 958 - 1967.

BURKE N., BROPHY D. & KING P.A., 2008, Otolith shape analysis: its application for

discriminating between stocks of Irish Sea and Celtic Sea herring (Clupea harengus)

in the Irish Sea, ICES Journal of Marine Science, 65 : 1670 - 1675.

BURSEY C.C., MCKENZIE J.A. & BURT M.D.B., 1980, Polyacrylamide gel

electrophoresis in the differentiation of Taenia (cestoda) by total protein, International

Journal for Parasitology, 10 : 167 - 174.

CAMOU J.P. & SEBRANEK J.G., 1991, Gelation characteristics of muscle proteins from

pale, soft, exudative (PSE) pork, Meat Science, 30 : 207 - 220.

CAMPANA S. & CASSELMAN J., 1993, Stock discrimination using otolith shape analysis,

Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 50 : 1062 - 1083.

CANAS L., STRANSKY C., SCHLICKEISEN J., PAZ SAMPEDRO M. & FARINA A.C.,

2012, Use of the otolith shape analysis in stock identification of anglerfish (Lophius

61


piscatorius) in the Northeast Atlantic, ICES Journal of Marine Science, 69 (2) : 250 -

256.

CAREY F. & TEAL J.M., 1969, Regulation of body temperature by the bluefin tuna,

Comparative Biochemistry and Physiology, 28 : 205 - 213.

CASTONGUAY M., SIMARD P. & GAGNON P., 1991, Usefulness of Fourier analysis of

otolith shape for Atlantic mackerel (Scomber scombrus) stock discrimination,

Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 48 : 296 - 302.

CATANESE G., INFANTE C. & MANCHADO M., 2008, Complete mitochondrial DNA

sequences of the frigate tunas Auxis thazard and the bullet tuna Auxis rochei, DNA

sequencing, 19 :159 - 166.

CATANESE G., MANCHADO M. & INFANTE C., 2010, Evolutionary relatedness of

mackerels of the genus Scomber based on complete mitochondrial genomes: Strong

support to the recognition of Atlantic Scomber colias and Pacific Scomber japonicus

as distinct species, Gene, 452 : 35 - 43.

CAWTHORN D.-M., STEINMAN H.A. & WITTHUHN R.C., 2010, Comparative study of

different methods for the extraction of DNA from fish species commercially available

in South Africa, Food Control, 22 : 231 - 244.

CAYRÉ P., AMON KOTHIAS J.B., DIOUF T. & STRETTA J.M., 1993, Biology of tuna.

p. 147-244. In Fonteneau A. & Marcille J., (Eds) Resources, fishing and biology the

tropical tunas of the Eastern Central Atlantic, FAO Fish, Technical Papers, Rome,

FAO, 292 : 354 p.

CHEN T.Y. & HWANG D. F., 2002, Electrophoretic identification of muscle proteins in 7

puffer species, Journal of Food Science, 67: 936 - 942.

CHEN T.Y., CHEN N.H., LIN W.F., HWANG K.L., HUANG Y.C. & HWANG D.F., 2010,

Identification of causative fish for a food poisioninig in Taiwan by using SDS-PAGE

technique, Journal of Marine Science Technology, 18 (4) : 593 - 596.

CHÉRET R, HERNÁNDEZ-ANDRÉS A., DELBARRE-LADRAT C., DE

LAMBALLERIE M. & VERREZ-BAGNIS V., 2006, Proteins and proteolytic activity

changes during refrigerated storagein sea bass (Dicentrarchus labrax L.) muscle after

high-pressuretreatment, European Food Research and Technology, 222 : 527 - 535.

62


CNDPA, 1999, Rapport statistique annuel de l’activité de pêche en Algérie de l’année 1998,

128 p.

COLLETTE B.B. & NAUEN C.E., 1983, FAO species catalogue, Scombrids of the world,

An annotated and illustrated catalogue of tunas, mackerels, bonitos and related species

known to date, FAO Fisheries Synopsis, 125 (2) : 137 p.

COLOMBO M.M., COLOMBO F., BIONDI P.A., MALANDRA R. & RENON P., 2000,

Substitution of fish species detected by thin-layer isoelectric focusing and a computer-

assisted method for the evaluation of gels, Journal of Chromatography, 880 (1-2) :

303 - 309.

DEGENS E.T., DEUSER W.G. & HAEDRICH R.L., 1969, Molecular structure and

composition of fish otoliths, Marine Biology, 2 : 105 - 113.

DELBARRE-LADRAT C., CHERET R., TAYLOR R. & VERREZ-BAGNIS V., 2006,

Trends in postmortem aging in fish: understanding of proteolysis and disorganization

of the myofibrillar structure, Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 46 : 409

- 421.

DEMIR O., GÜNLÜ A., KÜÇÜK F., GÜLLE İ. & GÜMÜ E., 2011, Analysis of

sarcoplamic proteins in natural populations of mountain trout (Salmo trutta

macrostigma Dumeril, 1858) with SDS-PAGE, African Journal of Biotechnology, 10

(55) : 11758 - 11763.

DUNKELBERGER D.G., DEAN J.M. & WATABE N., 1980, The ultrastrasture of the

otolithic membrane and otolith in the juvenile mummichog, Fundulus heteroclitus,

Journal of Morphology, 163 : 367 - 377.

DURAND P., LANDREIN A. & QUÉRO J., 1985, Catalogue électrophorétique des

poissons commerciaux, Ifremer, 442 p.

DURNA S., 2010, SDS-PAGE protein electrophoresis of muscle tissue in Cyprinus carpio

and Chalcalburnus chalcoides species, Cumbriyet Universitesi, Faculty of Arts &

Sciences, 31 (1) : 55 - 64.

ESPINEIRA M, GONZALEZ-LAVIN N, VIEITES JM. & SANTACLARA FJ., 2009,

Development of a method for the identification of scombroid and common substitute

species in seafood products by FINS, Food Chemistry, 117 : 698 - 704.

63


ETCHEVERS S.L., 1976, Incidencia de clupeoideos en la alimentacion de las caballas:

Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1976) y Auxis thazard (Lacepède) en la costa

noreste de Margarita, Lagena, 38 : 9 - 11.

ETIENNE M., JEROME M., FLEURENCE J., REHBEIN H., KUNDIGER R., MENDES

R., COSTAC H. & MARTINEZ I., 2001, Species identification of formed fishery

products and high pressure-treated fish by electrophoresis: a collaborative study, Food

Chemistry, 72 : 105 - 112.

ETTAHIRI O., 1996, Etude de la phase planctonique dela sardine, Sardina pilchardus, et de

l’anchois, Engraulis encrasicolus des cotes atlantiques marocaines, Université de

Bretagne Occidentale, Brest, 262 p.

ETTAHIRI O., BERRHO A., VIDY G., RAMDANI M. & DOCHI T., 2003, Observation of

spawing of Sardina and Sardinella off the south Maroccan atlantic coast (21-26°N),

Fisheries research, 60 : 207 - 222.

F.A.O., 2006, The state of world fisheries and aquaculture, FAO Fisheries and Aquaculture

Department, Rome, 162 p.

F.A.O., 2010, Situation mondiale des pèches et de l’aquaculture, Département des pêches et

de l’aquaculture de la FAO, Rome, 244 p.

F.A.O., 2012, The state of world fisheries and aquaculture, FAO Fisheries and Aquaculture

Department, Rome, 209 p.

FISCHER W., BAUCHOT M.-L. & SCHNEIDER, 1987, Fiches F.A.O. d’identification des

espèces pour les besoins de la pêche, (Révision 1), Méditerranée et mer Noire, Zone

de pêche 37, Vertébrés, Rome, F.A.O., Vol.2 : 761 - 1530.

FRANCE AGRIMER, 2011, Le marché mondial du thon, production et échanges, zoom sur

le marché français, Etablissement national des produits de l’agriculture et de la mer,

2 : 7 P.

FREON P., CURY P., SHANNON L. & ROY C., 2005, Sustainable exploitation of small

pelagic fish stocks challenged by environmental and ecosystem changes: a review,

Bulletin of marine science, 762 : 385 - 462.

FRIEDLAND K.D. & REDDIN D.G., 1994, Use of otolith morphology in stock

discriminations of Atlantic salmon (Salmo salar), Canadian Journal of Fisheries and

Aquatic Sciences, 51 : 91 - 98.

64


FROMENTIN J.M. & POWERS J.E., 2005, Atlantic bluefin tuna: population dynamics,

ecology, fisheries and management, Fish and Fisheries, 6 : 281 - 306.

GAAMOUR A., Ben Abdallah L., Khemiri S. & Mili S., 2000, Etudes de la biologie et de

l’exploitation des petits pélagiques en Tunisie, ISMAR, MedSudMed Technical

Documents, 5 : 48 - 66.

GALLEY E.A., WRIGHT P.J. & GIBB F.M., 2006, Combined methods of otolith shape

analysis improve identification of spawning areas of Atlantic cod, ICES Journal of

Marine Science, 63 : 1710 - 1717.

GARCIA A. & PALOMERA I., 1996, Anchovy early life history and its relation to its

surrounding environment in the Western Mediterranean basin, Scientia Marina, 60 :

155 - 166.

GIBBS R.H.J. & COLLETTE B.B., 1967, Comparative anatomy and systematics of the

unas, genus Thunnus, United States Fish and wildlife Service, Fishery Bulletin, 66 (1):

65 - 130.

GIRONE A., NOLF D. A & CAPPETTA H., 2006, Pleistocene fish otoliths from the

Mediterranean Basin: a synthesis Otolithes de poissons pléistocènes du bassin

méditerranéen: aperçu synthétique Pleistocene, Geobios, 39 : 651 - 671,

GIRONE A. & NOLF D., 2009, Otolithes de poissons priaboniens (Eocène terminal) du

nord de l’Italie et du sud-est de la France – Leur intérêt paléobiogéographique, Revue

de micropaléontologie, 52 : 195 - 218.

GRATACOS-CUBARSI M. & LAMETSCH R., 2008, Determination of changes in protein

conformation caused by pH and temperature, Meat Science, 80 (2) : 545 - 549.

HATTOUR A., 2000, Contribution à l’étude des poissons pélagiques des eaux tunisiennes.

Sciences biologique, Université de Tunis II, Faculté des sciences de Tunis, 343 p.

HECHT T., 1979, The value of otoliths in fresh water fisheries biology and taxonomy,

Publication of the Univenity of the North, Series A, 19 : 17 p.

HOLLOWED A.B., 1992, Spatial and temporal distributions of Pacific mackerel, Scomber

japonicas, larvae and estimates of survival during early life stages, CalCOFI Repot, 33

: 100 – 123.

65


66

HRYNETS Y., HRYNETS Y., OMANA D. A., XU Y. & BETTI M., 2010, Comparative

study on the effect of acid and alkaline aided extractions on mechanically separated

turkey meat (MSTM): Chemical characteristics of recovered proteins, Process

Biochemistry, 9 p.

HUNTER J.R. & KIMBRELL C., 1980, Early life history of pacific marckerel, Scomber

japonicus, U.S., Fishery Bulletin, 78: 89 - 101.

HURST C.D., BARTLETT S.E., DAVIDSON W.S. & BRUCE I.J., 1999, The complete

mitochondrial DNA sequence of the Atlantic salmon, Salmo salar, Gene, 239 : 237 -

242.

ICCAT, 2008, Report of the ICCAT SCRS Atlantic Bluefin Tuna stock assessment session

(Madrid, june 22 to July 4, 2008), SCRS/2008/019, 161 p.

IFREMER, 2003, Laboratoire Ifremer «Biochimie des Protéines et Qualité» Plus de trois

mille espèces de poissons à authentifier, Les nouvelles de l’Ifremer, 43 : 2 - 4.

ISTPM, 1982, Rapport de mission sur l’évaluation des ressources halieutiques de la marge

continentale Algérienne: stocks pélagiques, Stocks démersaux exploitables au chalut,

Campagne Thalassa, Ichtys., joamy, 101 p.

JOHNSTON I.A., 1981, Structure and function of fish muscles, Symposia Zoological

Society of London, 48 : 71 - 13.

JONNIAUX P. & KUMAZAWA Y., 2008, Molecular phylogenetic and dating analyses

using mitochondrial DNA sequences of eyelid geckos (Squamata: Eublepharidae),

Gene, 407 : 105 - 115.

JOURDRIER P., ALARY R. & GAUTIER M.F., 1998, Détection de transgènes dans les

aliments issus de plantes transgéniques, OLC, 5 (4) : 288 - 291.

KAHRAMAN A.E., ALICLI T.Z., AKAYLI T. & ORAY I.K., 2008, Reproductive biology

of little tunny, Euthynnus alletteratus (Rafinesque, 1810), from the north-eastern

Mediterranean Sea, Journal of Applied Ichthyology, 24 : 551 - 554.

KARTAVTSEV Y.P., JUNG S.O., LEE Y.M., BYEON H.K. & LEE J.S., 2007, Complete

mitochondrial genome of the bullhead torrent catfish, Liobagrus obesus (Siluriformes,

Amblycipididae): genome description and phylogenetic considerations inferred from

the Cyt b and 16S rRNA genes, Gene, 396 : 13 - 27.

66


70

KHOO G, LOH E.Y.F., LIM T.M. & PHANG V.P.E., 1997, Genetic variation in different

varieties of siamese fighting fish using isoelectric focusing of sarcoplasmic proteins.

Aquaculture International, 5 : 537 - 549.

KIM Y.S., PARK J.W. & CHOI Y.J., 2003, New approaches for the effective recovery of

fish proteins and their physicochemical characteristics, Fishery Science, 69 : 1231 -

1239.

KIM Y. S., YONGSAWATDIGUL J., PARK J.W. & THAWORNCHINSOMBUT S.,

2005, Characteristic of sarcoplasmic proteins and their interaction with myofibrillar

proteins, Journal of Food Biochemistry, 29 (5) : 517 - 532.

KNUUTINEN J. & HARJULA P., 1998, Identification of fish by reversed-phase high

performance liquid chromatography with photodiode-array detection, Journal of

Chromatography, 705B : 11 - 21.

KOLDITZ C.I., 2008, Déterminisme nutritionnel et génétique de la teneur en lipides

musculaires chez la truite arc-en-ciel (oncorhynchus mykiss): étude par analyse de

l'expression de gènes candidats, du protéome et du transcriptome du foie et du muscle,

université bordeaux, 262 p.

KORSMEYER K.E. & DEWAR H., 2001, Tunas metabolism and energetics. In. Block B.A.

& Stevens E.D. (Eds.), Tuna: physiology, ecology and evolution, Academic press,

New York, 36 : 71 p.

KRISTINSSON H.G., THEODORE, A.E., DEMIR N. & INGADOTTIR B, 2005, A

comparative study between acid and alkali-aided processing and surimi processing for

therecovery of proteins from channel catfish muscle, Journal of Food Science, 70 (4) :

298 - 306.

LADRAT C., VERREZ-BAGNIS V., NOEL J. & FLEURENCE J., 2003, In vitro

proteolysis of myofibrilllar and sarcoplasmic proteins of white muscle of sea bass

(Dicentrarchus labrax L.): Effects of cathepsins B, D and L, Food Chemistry, 81 (4) :

517 - 525.

LAEMMLI U.K., 1970, Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of

bacteriophage T4, Nature, 227 : 680 - 685.

67


70

LAURENT V., 2005, Description de la structure génétique des populations de sardines

européennes, Sardina pilchardus, dans un contexte d’évolution de l’espèce, Spécialité

Océanologie, l’Université de Perpignan, 218 p.

LAVOUÉ S., MIYA M., SAITOH K., ISHIGURO N.B. & NISHIDA M., 2007,

Phylogenetic relationships among anchovies, sardines, herrings and their relatives

(Clupeiformes), inferred from whole mitogenome sequences, Molecular Phylogenetics

and Evolution, 43 : 1096 - 1105.

LAVOUÉ S., MIYA M., POULSEN J.Y., MOLLER P.R. & NISHIDA M., 2008,

Monophyly, phylogenetic position and inter-familial relationships of the

Alepocephaliformes (Teleostei) based on whole mitogenome sequences, Molecular

Phylogenetics and Evolution, 47 : 1111 - 1121.

LEVY L., 2003, Identification génétique des populations ichtyques marines de Beryx

splendens de la Zone Economique Exclusive de la Nouvelle-Calédonie, Station de

biologie marine de Concarrneau MNHN, Université de la nouvelle calidonie, 31 p.

LIN W.-F. & HWANG D.-F., 2007, Application of PCR-RFLP analysis on species

identification of canned, Food Control, 18 : 1050 - 1057.

LOMBARTE A. & LLEONART J., 1993, Otolith size changes related with body growth,

habitat depth and temperature, Environmental Biology of Fishes, 37 : 297 - 306.

LOMBARTE A., CHIC Ò., PARISI-BARADAD V., OLIVELLA R., PIERA J. &

GARCIA-LADONA E., 2006. A web-based environment from shape analysis of fish

otoliths. The AFORO database, Scientia Marina, 70 : 147 - 152.

LOPEZ I. & PARDO M.A., 2005, Application of relative quantification TaqMan real-time

polymerase chain reaction technology for the identification and quantification of

Thunnus alalunga and Thunnus albacores, Journal of Agricultural and of Food

Chemistry, 53 : 4554 - 4560.

LOSADA V., PIÑEIRO C., BARROS-VELAZQUEZ J. & SANTIAGO P.A., 2005,

Inibition of chemical changes related to freshness loss during storage of horse

marckerel (Trachurus tracurus) in slurry ice, Food chemistry, 93 : 619 - 625.

LUTCAVAGE M.E., BRILL R.W., SKOMAL G.B., CHASE B.C., GOLDSTEIN J.L., &

TUTEIN J., 2000, Tracking adult North Atlantic bluefin tuna (Thunnus thynnus) in the

northwestern Atlantic using ultrasonic telemetry, Marine Biologie, 137 : 347 - 358.

68


70

MACIAS D., LEMA L., GÓMEZ-VIVES M. J., ORTIZ DE URBINA J. M. & SERNA J.

M., 2006, Some biological aspects of small tunas (Euthynnus alletteratus, Sarda sarda

& Auxis rochei) from the south western Spanish Mediterranean traps, Collective

Volume of Scientific Papers, ICCAT, 59 (2) : 579 - 589.

MANCHADO M., CATANESE G. & INFANTE C., 2004, Complete mitochondrial DNA

sequence of the Atlantic bluefin tuna Thunnus thynnus, Fisheries Science, 70 : 68 - 73.

MEDALE F., 2005, Caractéristiques nutritionnelles des poissons et facteurs de variations,

Aquaculture, 79 : 87 - 93.

MENEZES M.F. & ARAGAO L.P., 1980, Aspectos da biometria e biologia do bonito,

Euthynnus alletteratus (Rafinesque), do Estado do Ceará, Brasil, Arquivos de Ciências

do Mar, Fortaleza, 17 (2) : 95 - 100.

MESSIEH S.N., MAC DOUGALL C. & CLAYTOR R., 1989, Separation of Atlantic

herring (Clupea harengus) stocks in the southern Gulf of South Lawrence using

digitized otolith morphometrics and discriminant function analysis, Canadian

Technical Report of Fisheries and Aquatic Sciences, 1647 : 1 - 22.

MIYA M., KAWAGUCHI A. & NISHIDA M., 2001, Mitogenomic exploration of higher

teleostean phylogenies: a case study for moderate-scale evolutionary genomics with 38

newly determined complete mitochondrial DNA sequences, Molecular Biology and

Evolution, 18 : 1993 - 2009.

MOHAN M., RAMACHANDRAN D., SANKAR T.V. & ANANDAN R., 2008,

Physicochemical characterization of muscle proteins from different regions of

mackerel (Rastrelliger kanagurta), Food Chemistry, 106 : 451 - 457.

MONTOWSKA M. & POSPIECH E., 2007, Species identification of meat by

electrophoretic methods, ACTA Scientiarum polonorum, Technologia. Alimentaria,

6 (1) : 5 - 16

MORALES-NIN B., 1987a, Ultrastructure of the organic and inorganic constiruents of the

otolith of the sea bass, Iowa State University Press, Age and growth of fish, 331- 343.

MORALES-NIN B., 1987b, The influence of environmental factors on microstructure of

otoliths of three demersal fish species caught of Namibia, South African Journal of

Marine Sciences, 5 : 255 - 262.

69


70

MPRH, 2004, Recueil de textes réglementaires de pêche et aquaculture (tome 1), 211 p.

MULLIS K.B., FALOONA F.A., SCHARF S., SAIKI R.K., HORN G. & ERLICH H.A.,

1985, Specific enzymatic amplification of DNA in vitro: the polymerase chain

reaction, Biotechnology, 24 : 17 - 27.

NAKAMURA I. & SÉRET B., 2002, Clef d’identification pratique des thons du genre

Thunnus, ICCAT, Cybium, 26 (2) : 141 - 145.

NOLF D., 1995, Les otolithes: une source d’informations exceptionnelles sur les poissons

actuels et fossiles, Nouvelles de la Science et des Technologies, 13 (2-4) : 251 - 253.

NOLF D. & BRZOBOHATY R., 2002, Fish otolithes from the saubrtigues paleocanyon

(chattian to langhian), Aquitaine, France, Revue de Micropaléontologie, 45 (4) : 261 -

296.

OLSSON O. & NORTH A.W., 1997, Diet of the King Penguin Aptenodytes patagonims

during three summers at South Georgia, lbis, 139 : 504 - 512.

ORTEA I., RODRIGUEZ A., TABILO-MUNIZAGA G., PEREZ-WON M. & AUBOUR

S.P., 2010, Effect of hydrostatic high-pressure treatment on proteins, lipids and

nucleotides in chilled farmed salmon (Oncorhynchus kisutch) muscle, European Food

Research and Technology, 230 : 925 - 934.

PAINE M.A., MCDOWELL J.R. & GRAVES J.E., 2007, Specific identification of western

Atlantic ocean scombrids using mitochondrial DNA cytochrome C oxidase subunit I

(COI) gene region sequences, Bulletin of marine science, 80 (2) : 353 - 367.

PALOMERA I., MORALES-NIN B. & LLEONART J., 1988, Larval growth of anchovy,

Engraulis encrasicolus, in the western Mediterranean Sea, Marine Biology, 99 (2) :

283 - 291.

PANFILI J., DE PONTUAL H., TROADEC H. & WRIGHT P.J., 2002, Manuel de

sclérochronologie des poissons, Co-édition Ifremer-IRD, 464 p.

PARDO M.A. & PÉREZ-VILLAREAL B., 2004, Identification of commercial canned tuna

species by restriction site analysis of mitochondrial DNA products obtained by nested

primer PCR, Food Chemistry, 86 : 143 - 150.

PIÑEIRO C., VÁZQUEZ J., MARINA A.I., BARROS-VELÁZQUEZ J. & GALLARDO

J.M., 2001, Characterization and partial sequencing of species-specific sarcoplasmic


71

polypeptides from commercial hake species by mass spectrometry following two-

dimensional electrophoresis, Electrophoresis, 22 (8) : 1545 - 1452.

POPPER A.N. & FAY R.R., 1993. Sound detection and processing by fish: critical review

and major research questions, Brain Behavior and Evolution, 50 : 13 - 221.

PRINET A., 2002, Inventaire otolithique des Poissons saisonniers du Golf de Gascogne,

Université de La Rochelle, GEFMA, 12 p.

QUINTEIRO J., SOTELO C.G., REHBEIN H., PRYDE S.E., MEDINA I., PEREZ-

MARTIN R.I., REY-MENDEZ M. & MACKIE I.M., 1998, Use of mtDNA direct

polymerase chain reaction (PCR) sequencing and PCR-restriction fragment length

polymorphism methodologies in species identification of canned tuna, Journal of

Agricultural and Food Chemistry , 46 : 1662 - 166.

QUINTEIRO J., VIDAL R., IZQUIERDO M., SOTELO C.G., CHAPELA M. J., PEREZ-

MARTIN R. I., REHBEIN H., HOLD G.L., RUSSELL V.J., PRYDE S.E., ROSA C.,

SANTOS A.T. & REY-MENDEZ M., 2001, Identification of hake species

(Merluccius genus) using sequencing and PCR-RFLP analysis of mitochondrial DNA

control region sequences, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 49 : 5108 -

5114.

RAM J. L., RAM M. L. & BAIDOUN F., 1996, Authentication of canned tuna and bonito

by sequence and restriction site analysis of polymerase chain reaction products of

mitochondrial DNA, Journalof Agricultural and Food Chemistry, 44 : 2460 - 2467.

RASMUSSEN HELLBERG R.S. & MORRISSEY M.T., 2010, Advances in DNA-Based

Techniques for the Detection of Seafood Species Substitution on the Commercial

Market, Food Science and Technology, Technology Review, 14 p.

RAVIER-MAILLY C., 2003, Fluctuations à long terme du thon rouge - validité, origines et

conséquences, Centre de Recherches Halieutiques Méditerranéen et Tropical de Sète,

Ressources Halieutiques de l’IFREMER, 116 p.

RAYMONDE L.F., 1999, L’otolithe: la «boite noire» des téléostéens, Laboratoire

d’ichtyoécologie tropicale et méditerranéenne, universite de Perpignan, URA 1453

CNRS, Fance, L’Année biologique, 38 : 107 - 122.

REHBEIN H., KUNDIGER R., YMAN I. M., FERM M., ETIENNE M., JEROME M., et

al., 1999, Species identification of cooked fish by urea isoelectric focusing and sodium


72

dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis: a collaborative study, Food Chemistry,

67 : 333 - 339.

ROOKER J.R., SECOR D.H., ZDANOWICZ V.S., DE METRIO G. & RELINI L.O., 2003,

Identification of Atlantic bluefin tuna (Thunnus thynnus) stocks from putative

nurseries using otolith chemistry, Fisheries Oceanography, 12 (2) : 75 - 84.

SABATÉS A. & RECASENS L., 2001, Seasonal distribution and spawning of small tunas,

Auxis rochei (Risso) and Sarda sarda (Bloch) in the northwestern Mediterranean,

Journal of Marine Science, 65 (2) : 95 - 100.

SAHA M.R., ROSS N.W., OLSEN R.E. & LALL S.P., 2006, Astaxan thin binding to

solubilized muscle proteins of Atlantic salmon (Salmo salar L.), haddock

(Melanogrammus aeglefinusL.) and Atlantic halibut ( Hippoglossus hippoglossus L.),

Comparative Biochemistry and Physiology, 144 (B) : 488 - 495.

SMALE M.J., WATSON G. & HECHT T., 1995, Otolith atlas of southern African marine

fishes, Ecol Ichthyologiques Monographiques de l’JLB Smith, Institut d’ Ichthyologie,

1 : 1 - 253.

STEFANSSON G. & HULTIN H.O., 1994, On the solubility of cod muscle proteins in

water, Journal of Agriculture and Food Chemistry., 42 : 2656 - 2664.

STONEKING M. & SOODYALL H., 1996, Human evolution and the mitochondrial

genome, Current Opinion in. Genetics &. Development, 6 (6) : 731 - 736

SUTER W., & MOREL P., 1996, Pellet analysis in the assessment of Great Cormorant

Phalacrocorax carbo diet: reducing biases from otolith wear when reconstructing fish

length, Colonial waterbirds, 19 : 280 - 284.

SWAIN D.P., HUTCHINGS J.A. & FOOTE C. J., 2005, Environmental and genetic

influences on stock identification characters. In Stock Identification Methods:

Applications in Fishery Science, Elsevier Academic Press, Amsterdam, 719 : 45 - 85.

TAANMAN J.W., 1999, The mitochondrial genome: structure, transcription, translation and

replication, Biochimica et Biophysica Acta, 1410 : 103 - 123.

TADPITCHAYANGKOON P., PARK J.W. & YONGSAWATDIGUL J., 2010,

Conformational changes and dynamic rheological properties of fish sarcoplasmic

proteins treated at various pHs, Food Chemistry, 121 : 1046 - 1052.


73

TORRES G.J., LOMBARTE A. & MORALES-NIN B., 2000, Sagittal otolith size and shape

variability to identify geographical intraspecific differences in three species of the

genus Merluccius, of the United-Kingdom Plymouth, Journal of the Marine Biological

Association of the United-Kingdom, Plymouth, 80 : 333 - 342.

TOYOHARA M., MURATA M., ANDO M., KUBOTA S., SAKAGUCHI M. &

TOYOHARA H., 1999, Texture changes associated with insolubilization of

sarcoplasmic proteins during salt-vinegar curing of fish, Journal of Food Science, 64

(5) : 804 - 807.

TSENG M.-C., SHIAO J.-C. & HUNG Y.-H., 2011, Genetic identification of Thunnus

orientalis, T. thynnus ,and T. maccoyii by a cytochrome b gene analysis,

Environmental Biology of Fishes, 91 : 103 - 11 5

TURKOZ Y., ARSLAN A., GÖNÜLALAN Z. & İLERI T., 2000, Electrophoretic

identification of fish species using various extraction systems, and investigation of the

effect of frozen storage and cooking on fish muscle proteins, Firata University,

Journal of Medical and Health Sciences, 14 (1) : 31 - 38.

TUSET V.M., LOMBARTE A. & ASSIS C.A., 2008, Otolith atlas for the western

Mediterranean, north and central eastern Atlantic, Scientia Marina , 72S1 : 7 - 198.

TZENG C.H., CHEN C.S. TANG, P.C. & CHIU T.S., 2009, Microsatellite and

mitochondrial haplotype differentiation in blue mackerel (Scomber australasicus)

from the western North Pacific, ICES Journal of Marine Science, 66 : 816 - 825.

VEEN J. & HOEDEMAKERS K., 2005, Synopsis iconographique des otolithes de quelques

espèces de poissons des côtes ouest africaines, Wageningen, The Netherlands, 40 p.

VEIGA, P., XAVIER J., ASSISAND C. & ERZINI K., 2011, Diet of the blue marlin,

Makaira nigricans, off the south coast of Portugal Mar, Biological Research, 7 (8) :

820 - 825

VINAS J., PLA C., TAWIL M.Y., HATTOUR A., FARRUGIA A.F. & DE LA SERNA

J.M., 2003, Mitochondrial genetic characterization of bluefin tuna (Thunnus thynnus)

from three Mediterranean (Libya, Malta, Tunisia); and one Atlantic locations (gulf of

Cadiz), ICCAT, 55 : 1282 - 1288.

WATABE N., TANAKA K,YAMADA J. & DEAN J.M., 1982, Scanning electron

microscope observations of the organic matrix in the otolith of the Teleostfish


74

Fundulus heteroditus (Linnaeus) and Tilapia nilotica (Linnaeus), Journal of Experimental

Marine Biology and Ecology, 58 : 127 - 134.

WATANABE Y. & SAITO H., 1998, Feeding and growthof early juvenile Japanese

sardines in the Pacifie waters offcentral Japan, Journalof Fish Biology, 52 : 519 - 533.

YILMAZ M., ÇIGREMIS Y., TÜRKÖZ Y. & GAFFAROĞLU M., 2005, A taxonomic

study on orthrias Insignis euphraticus (Banarescu and Nalbant, 1964) and Cyprinion

macrostomus (Heckel, 1843) by sarcoplasmıc protein electrophoresis, Gazi University

Journal of Science, 18 (1) : 61- 68.

YILMAZ M., YILMAZ R.H. & ALAS A., 2007, An electrophoretic taxonomic study on

serum proteins of Acanthobrama marmid, Leuciscus cephalus, and Chondrostoma

regium, EurAsia Journal of BioSciences, 3 : 22 - 27.

ZHAN A., HU J., HU X., LU W., WANG M., PENG W., HUI M. & BAO Z., 2008, Fast

identification of scallop adductor muscles using species specific microsatellite

markers, European Food Research and Technology, 2008, 227 : 353 - 359.

ZHANG J.-B. & HANNER R., 2011, DNA barcoding is a useful tool for the identification

of marine fishes from Japan, Biochemical Systematics and Ecology, 39 : 31 - 42.

ZHOU S., ACKMAN R.G. & MORRISON C., 1996, Adipocytes and Lipid distribution in

the muscle tissue of Atlantic salmon (Salmo salar), Canadian Journal of Fisheries and

Aquatic Sciences, 53 : 326 - 332.

Webographie

Ministère de la pêche en Algérie, disponible sur : (http: //www.mpeche.gov.dz) consulté le 29-

03-2012.
