Océane Contoz

Sous la responsabilité de Lotfi Aleya

Laboratoire de Chrono-Environnement, UMR 6249

Année 2008-2009

Étude de la bioaccumulation en ETMs au sein de différents

compartiments biotiques dans une lagune de la décharge d'Etueffont (Belfort)

Master Sciences, technologies,

santé

SpécialitéVie, terre, environnement,

santé, société

Remerciements

Il apparaît opportun de commencer ce rapport de stage par des remerciements, à ceux

qui m'ont dirigé, conseillé et épaulé durant ce stage de recherche.

Aussi, je tiens tout d'abord à remercier mon tuteur, Lotfi Aleya, professeur des

universités, non seulement pour m'avoir dirigé mais également pour son attention à mon égard.

Mes remerciements vont ensuite à Virginie Genevois et Élise Grisey, doctorantes en

sciences de la vie et environnement, pour leur aide précieuse dans la réalisation de ces travaux et

leur soutien.

De plus, je remercie grandement Bruno Regent, technicien de recherche, qui m'a

accompagné lors de mes campagnes de prélèvements (dans des conditions parfois difficiles!) et

aiguillé pour mes analyses chimiques.

Je remercie également le laboratoire de Chrono-Environnement pour son accueil mais

plus particulièrement Jean-Pierre Simonet, Catherine Bertrand, Sophie Denimal et Didier

Convert-Gautier pour leur aide ponctuelle.

De même, je tiens à remercier le Syndicat Intercommunal de Collecte et Traitement

des Ordures Ménagères (SICTOM) de la Zone Sous-Vosgienne, et plus particulièrement M.

Grapin et M. Grisey, respectivement président et vice président du SICTOM, pour leur accueil au

sein de leur structure et leur aide.

Enfin, je remercie l'ensemble de ma promotion, et plus particulièrement mes

camarades de bureau (Aurélie Coussement, Virgile Baudrot, Élie Dhivert et Damien Linoir),

pour leur conseil, leur soutien et les bons moments partagés.

Résumé

La gestion et le stockage des déchets sont aujourd'hui une problématique majeure

dans le domaine de l'environnement. Les lixiviats, issus des eaux de pluie qui traversent les

décharges, sont chargés en éléments traces métalliques (ETMs). Pour traiter ces lixiviats, un

système de lagunage naturel peut être mis en place et le comportement des ETMs dans ces

systèmes particuliers est peu connu.

Cette étude cherche donc à mesurer la bioaccumulation en ETMs au sein de différents

compartiments biotiques dans une lagune d'épuration. Pour cela, les concentrations en ETMs ont

été mesurées dans l'eau, le biofilm et deux espèces de macrophytes, dans la dernière lagune

d'épuration de la décharge d'Etueffont (90). Ces concentrations sont ensuite comparées entre

elles.

Une accumulation en ETMs a été mis en évidence dans le biofilm, et deux espèces de

macrophytes, Typha latifolia et Phragmites australis, comparée aux concentrations mesurées

dans l'eau. En revanche, aucune différence significative entre le biofilm et les macrophytes, et

entre les deux espèces de macrophytes, n'a été démontrée.

Table des matières

Remerciements.......................................................................................................................2

Résumé...................................................................................................................................3

1. Introduction..................................................................................................................................5

2. Matériel et méthode.....................................................................................................................72.1 Site d'étude............................................................................................................................72.2 Éléments traces métalliques étudiés......................................................................................82.3 Analyse de l'eau.....................................................................................................................9

2.3.1 Prélèvement des échantillons.......................................................................................92.3.2 Préparation et analyse des échantillons.......................................................................10

2.4 Le biofilm............................................................................................................................102.4.1 Prélèvement et préparation des échantillons...............................................................102.4.2 Analyse des échantillons..............................................................................................11

2.5 Les macrophytes.................................................................................................................122.5.1 Prélèvement et préparation des échantillons...............................................................122.5.2 Analyse des échantillons.............................................................................................12

3. Exploitation des données et analyse statistique.........................................................................133.1 Exploitation des données....................................................................................................133.2 Analyse statistique...............................................................................................................13

4. Résultats.....................................................................................................................................144.1 Analyse de l'eau...................................................................................................................14

4.1.1 Paramètres physico-chimiques....................................................................................144.1.2 Anions et cations.........................................................................................................144.1.3 ETMs...........................................................................................................................15

4.2 Le biofilm............................................................................................................................174.3 Les macrophytes ................................................................................................................18

4.3.1 Typha latifolia..............................................................................................................194.3.2 Phragmites australis.....................................................................................................21

5. Discussion..................................................................................................................................255.1 Analyse des résultats...........................................................................................................25

4.1.2 Analyse de l'eau...........................................................................................................254.1.2 Le biofilm....................................................................................................................254.1.3 Les macrophytes..........................................................................................................264.1.4 Comparaison entre les compartiments........................................................................27

5.2 Limites de la méthode.........................................................................................................28

6. Conclusion.................................................................................................................................30

Bibliographie........................................................................................................................31

Netographie..........................................................................................................................34

1. Introduction

L'explosion de la croissance démographique au cours du dernier siècle corrélée aux

progrès de la civilisation technologique et de la production industrielle ont entraîné

inexorablement un accroissement massif du rejet de déchets (Ramade, 2007). La gestion et le

stockage de ces déchets sont aujourd'hui une problématique majeure dans le domaine de

l'environnement.

En France parmi les 10 principaux polluants constatés (seuls ou en mélange) lors

d'une pollution des sols ou d’une nappe d’eau souterraine, on retrouve 7 Éléments Traces

Métalliques (ETMs) à savoir, le plomb (Pb) et le zinc (Zn), le chrome (Cr), le cuivre (Cu),

l'arsenic (As), le nickel (Ni) et le cadmium (Cd) (BASOL, 2009). La pollution par ces

contaminants est d'une extrême importance car les ETMs représentent la seule classe de

polluants qui ne soit pas dégradable. De ce fait, les métaux ne possèdent pas la possibilité d'une

métabolisation et leur présence dans l'environnement est donc perpétuelle.

Chez l'Homme, les effets de ces polluants sur l'organisme se traduisent lors de

toxicité chronique par de multiples effets tels que des effets cancérigènes, des effets

hématologiques, des problèmes gastro-intestinaux... (INERIS, 2009).

Ces pollutions aux ETMs ont déjà fait l’objet de nombreuses études sur des

écosystèmes terrestres (Feris et al., 2004). En revanche, le comportement de ces éléments en

milieu aquatique est relativement peu connu. Les études ont essentiellement été réalisées dans

des cours d'eau (Behra et al., 2002 ; Navarro et al., 2002; Feris et al., 2003) ou des lacs

(Ebrahimpour et Mushrifah, 2008; Mishra et al., 2008).

Le lagunage naturel est un procédé biologique de traitement des eaux usées qui

consiste à laisser l'eau se reposer dans des bassins ouverts et peu profonds (Khattabi, 2002). Ces

systèmes ont pris leur essor à partir des années 1920 aussi bien aux USA qu'au Canada, en Suéde

et en Australie. Le premier lagunage naturel en France est celui du Grau-du-Roi (Gard) construit

en 1964 (Khattabi, 2002). Dans ce système qui permet donc de traiter la production de lixiviats,

générée par le stockage des déchets, est un élément dans lequel le comportement des ETMs est

peu connu. En effet, seulement quelques auteurs se sont intéressés à ces milieux artificiels à

travers le monde. Kone (2002), qui a étudié l'efficacité ces systèmes en Afrique de l'Ouest et du

Centre, et Carranza-Alvarez et al. (2008) qui se sont intéressés à l’étude de l'accumulation et la

distribution d'ETMs chez des macrophytes peuplant une lagune d'épuration au Mexique.

Au sein du laboratoire de Chrono-Environnement, deux thèses ont déjà été soutenues

(Khattabi, 2002; Belle, 2008) et deux autres sont en cours (Virginie Genevois et Elise Grisey),

sur des sujets relatifs au système de lagunage naturel mis en place à Etueffont.

Dans le cadre de ce stage de master 2 recherche, les concentrations en ETMs ont été

mesurées dans l'eau, le biofilm et les macrophytes, d'une lagune d'épuration de l'ancienne

décharge d'Etueffont (90). Ces concentrations sont ensuite comparées entre elles.

On cherche ainsi à mesurer la bioaccumulation en ETMs au sein de différents

compartiments biotiques au sein d'une lagune d'épuration de la décharge d'Etueffont.

2. Matériel et méthode

2.1 Site d'étudeUne décharge de 4 ha a été mise en place en 1976 à

Etueffont, à 15 km au Nord-Est de Belfort (90) (Fig. 1), conformément

à la loi 75-633 du 15 juillet 1975, pour recevoir les déchets de 66

communes environnantes. Fonctionnelle jusqu'en 2002, cette décharge

présentait un mode d'exploitation à ciel ouvert par broyage des déchets

sans compactage (Khattabi, 2002). Cette gestion entraîne la

production d'une quantité importante de lixiviats (Stegman et Ehrig,

1980) collectée en aval de la décharge, et traitée par un système de

lagunage naturel (Fig. 2) mis en place en 1994, suite à la loi 92-646

du 13 juillet 1992. Une partie des lixiviats est drainée et traverse une

succession de quatre lagunes (Fig. 2) étanches et peu profondes. Le tableau 1 présente les

principales caractéristiques de chacune de ces lagunes. Les lixiviats subissent alors une épuration

naturelle grâce aux micro organismes (Genevois, 2006; Khattabi et al., 2007).

Dès 1998, les déchets sont déposés dans un

nouveau casier étanche (Fig. 2), ce qui permet de

collecter la totalité des lixiviats. Le dépôt d'ordures

ménagères a pris fin en 2002, et l'ancien centre

d'enfouissement des déchets se trouve

dans l'obligation d'être suivi pendant 30 ans.

Dans cette étude, seule la quatrième lagune

sera étudiée. Cette lagune présente l'avantage d'être

plus complexifiée, d'un point de vue biologique, que

les précédentes. En effet, des macrophytes du genre

Typha et Phragmites sont présents sur le pourtour de

la lagune, et la chaîne trophique a été complétée en

2006 avec l'introduction d'une espèce piscicole, le

gardon (Rutilus rutilus).Figure 2: Schématisation du site d'étude (Genevois, 2006).

Figure 1: Localisation du site d'étude.

Pour étudier la bioaccumulation en ETMs au sein de différents compartiments

biotiques, dans la lagune 4, trois campagnes de prélèvements ont eu lieu, soit:

- une première campagne à la fin de l'automne, le 19 novembre 2008,

- une seconde campagne à la fin de l'hiver, le 26 février 2009,

- et une dernière campagne au début du printemps, le 08 avril (2009).

Les localisations des prélèvements au sein de la lagune étudiée, pour chacun des

compartiments biotiques, sont présentées dans la figure 3.

2.2 Éléments traces métalliques étudiésParmi les ETMs (anciennement dénommés "métaux lourds"), la distinction entre les

métalloïdes et les métaux lourds à proprement parlé est faite (Tab. 2). L'expression "métal lourd"

désigne pour les chimistes des métaux de numéro atomique élevé, de densité supérieure à 5g/cm3

et qui forment des sulfures insolubles (Lemière et al., 2008).

Tableau 1: Caractéristiques morphométriques des quatre lagunes de la station d'Etueffont (Khattabi, 2002).

Figure 3: Localisation des prélévements sur la quatrième lagune.

Lagunes Lagune 1 Lagune 2 Lagune 3 Lagune 4Longueur (m) 78 46 66 48Largeur (m) 5 43 28 23,5Profondeur (m) 0,8 1 1 1

390 1934 1848 1128312 1934 1848 1128

52220,001 0,001 0,001 0,001

Temps de séjour (j) 5 32 31 19Temps de séjour total (j) 86

Surface (m2)Volume (m3)Volume total (m3)Débit moyen de sortie (m3/s)

Les ETMs retenus pour cette étude sont présentés dans le tableau 2.

Rappelons que la présence de ces ETMs dans l'environnement est perpétuelle et que

les effets d'une toxicité (chronique ou aiguë) chez l'Homme sont multiples et néfastes (cancers,

problèmes gastro intestinaux, complications respiratoires...) (INERIS, 2009).

De plus, l'arrêté du 2 février 1998 qui définit les éléments devant faire l'objet d'un

contrôle pour les installations classées, prend en compte les éléments Cd, Hg, Ni, As, Co, Pb, Sb,

Cr, Cu, Mn, V, Sn, Se, Te, Zn, et Tl (Lemière et al., 2008).

Enfin, il faut savoir que l'eau issue du lagunage naturel retourne dans l'écosystème

environnant par l'intermédiaire du ruisseau du Gros prè (Fig. 2), et il donc est essentiel de

s'assurer de la qualité de cette eau.

C'est pour l'ensemble de ces raisons qu'il a été décidé de mesurer la bioaccumulation

en ETMs au sein de la quatrième lagune.

2.3 Analyse de l'eau

2.3.1 Prélèvement des échantillonsLors de chacune des trois campagnes, des échantillons d'eau ont été prélevés à l'entrée

et à la sortie de la lagune étudiée (Fig. 3). En effet, l'eau circule d'une lagune à l'autre par

Tableau 2: Quelques caractéristiques écotoxicologiques des ETMs étudiés.

Élément Symbole Nature *

Antimoine Sb Métalloïde 6 µg/Kg/jArsenic As Métalloïde 0,015 mg/Kg/semaine 1 10 100 270Béryllium Be Métalloïde 0,002 mg/Kg/jCadmium Cd Métal lourd 7 µg/Kg/j 0,004 0,04 0,37 1,3Chrome Cr Métal lourd 5 mg/Kg/j 0,18 1,8 18 350Cobalt Co Métal lourd 0,1 µg/Kg/jCuivre Cu Métal lourd 0,5 mg/Kg/j 0,1 1 10 15Étain Sn Métal lourd 1 10 100 55000Lithium Li MétalloïdeManganèse Mn Métal lourd 0,06 mg/Kg/jMolybdène Mo MétalloïdeNickel Ni Métal lourd 12 µg/Kg/j 0,62 6,2 62 360Plomb Pb Métal lourd 25 µg/Kg/semaine 0,52 5,2 52 250Sélénium Se Métalloïde 1 µg/Kg/j 10Strontium Sr Métal lourdThallium Tl Métal lourdTitane Ti Métal lourdVanadium V Métal lourd 3 µg/Kg/jZinc Zn Métal lourd 0,3 mg/Kg/j 0,43 4,3 43 98

Valeur Toxicologique de Référence **

SEQ eau "Très bonne"

(µg/L) ***

SEQ eau "Bonne" (µg/L) ***

SEQ eau "Passable" (µg/L) ***

SEQ eau "Mauvaise" (µg/L) ***

* (Lemière et al., 2008)** (Bisson et al., 2009)*** (MEDD et Agences de l’eau, 2003)

l'intermédiaire de grosses canalisations. L'eau est donc directement prélevée à la sortie de

chacune de ces canalisations qui marque l'entrée et la sortie d'eau de la quatrième lagune.

Les échantillons d'eau sont récoltés au moyen de flacons de 150 mL ou de 2L, selon

les analyses à effectuer, préalablement rincés avec l'eau de prélèvement.

2.3.2 Préparation et analyse des échantillons

Dosage des anions et cations

Pour doser les anions et les cations, il est tout d'abord nécessaire de filtrer les

échantillons sur une membrane dont la porosité est de 0,45 µm. Une fois cette filtration

effectuée, les échantillons doivent être conservés au frais (4°C) et à l'obscurité jusqu'à leurs

dosages respectifs. Les anions sont ensuite dosés par chromatographie ionique tandis que les

cations sont dosés par absorption atomique. L'ensemble de ces analyses sont effectuées au

Laboratoire de Chrono-Environnement, et plus précisément au sein du département Géosciences.

Dosage des ETMs

Pour le dosage des ETMs, un échantillon de 2L est remis au Laboratoire de Chimie

des Eaux dès le retour sur Besançon. Cet échantillon passe alors sur des filtres millipore AP40

047 05 dont la porosité est de 0,45 µm. Une fois cette manipulation achevée, les concentrations

en ETMs sont déterminées par une méthode de spectrométrie de masse ICP-MS (Inductively

Coupled Plasma – Mass Spectrometer).

2.4 Le biofilmLes biofilms sont des structures biologiques composées de bactéries, d'algues, de

champignons, et d'une microfaune (Ishida et al., 2007); emprisonnées dans une matrice

constituée de mucopolysaccharides (Sabater et al., 2007).

2.4.1 Prélèvement et préparation des échantillonsPour collecter le biofilm, des pièges constitués de plaques en verre dépolies de

20cm×30 cm sont déposés au fond de la lagune. Les lames de verre sont disposées dans le sens

du courant (Blank et al., 2003 ; Admiraal et al., 1999 ; Ivorra et al., 1999).

On dispose 3 pièges dans la quatrième lagune à savoir à l'entrée de la lagune, au centre et à la

sortie (Fig. 3).

Deux campagnes de prélèvement ont été réalisées. Lors de la première campagne, les

pièges ont été déployés en avril 2008 et relevés le 19 novembre 2008. Les pièges sont donc

restés en place 8 mois. La littérature conseille de laisser les pièges posés au minimum 4 semaines

pour que le biofilm se développe correctement (Blank et al., 2003 ; Massieux et al., 2004).

Lors de la seconde campagne, les pièges ont été déposés le 26 février 2009 (alors que

la lagune était encore gelée) et récoltés le 08 avril 2009. Cette fois-ci, les pièges sont restés en

place 6 semaines et ce choix a été motivé en raison des faibles températures rencontrées au cours

de cette période, ce qui ne facilitent pas le développement du biofilm. De plus, pour récolter

suffisamment de matériel biologique, les pièges ont été doublés (2 lames de verre par piège) au

cours de cette campagne (Fig. 4).

Une fois les pièges relevés, ils sont disposés individuellement dans de grands sacs

pour faciliter leur transport. Celui-ci ne doit pas dépasser deux heures (Navarro et al., 2002). De

retour au laboratoire, l'échantillon est confié au laboratoire de Chimie des Eaux de Besançon

pour doser les ETMs.

2.4.2 Analyse des échantillonsPour doser les ETMs, les lames de verre sont déposées en état au laboratoire de

Chimie des Eaux de Besançon. A l'aide d'une lame de rasoir, le biofilm est retiré de la plaque de

verre (Morris et al., 2005). L'échantillon ainsi obtenu est ensuite pesé puis minéralisé. Enfin, la

spectrométrie de masse ICP-MS permet de doser la quantité de ETMs présente dans le biofilm.

Figure 4: Piège à biofilm doublé (2 plaques).

2.5 Les macrophytes

2.5.1 Prélèvement et préparation des échantillonsDeux espèces de macrophytes sont présentes sur le pourtour de la lagune étudiée,

Typha latifolia et Phragmites australis. Ces deux espèces ont été prélevées à l'entrée et à la sortie

de la quatrième lagune, lors des trois campagnes.

Il n'y avait pas de macrophytes à proximité de la canalisation de sortie, c'est pourquoi il a été

décidé de prélever les macrophytes à hauteur du dernier piège à biofilm (Fig. 3). Le prélèvement

des individus s'est réalisé par arrachage au moyen d'une pioche. Les individus prélevés sont

volontairement proches géographiquement les uns des autres pour une comparaison

interspécifique.

De retour au laboratoire, les tiges et les racines sont extraites puis subissent un

nettoyage minutieux à l'eau distillée. Les échantillons ainsi préparés passent alors à l'étuve à

80°C durant 24 heures (Demirezen et Aksoy, 2004; Mishra et al., 2008). Les échantillons séchés

sont ensuite broyés au moyen d'un pilon et d'un mortier puis sont confiés au Laboratoire de

Chimie des Eaux (LCE).

2.5.2 Analyse des échantillonsLe LCE prend alors en charge la minéralisation des échantillons et la quantité d'ETMs

est ensuite dosée par spectrométrie de masse ICP-MS.

3. Exploitation des données et analyse statistique

3.1 Exploitation des donnéesL'ICP-MS, comme toute méthode analytique, présente des limites de détection.

Lorsque ces valeurs étaient atteintes, il a été décidé d'attribuer la moitié de la valeur limite de

détection comme valeur de concentration effective. Par exemple, lorsque la valeur limite de

détection était de 0,02 mg/L, et que la concentration que nous souhaitons mesurée était inférieure

à cette valeur, nous avons attribué la moité de celle-ci comme concentration effective, soit 0,01

mg/L.

Cette mesure nous impose d'être prudents quant à l'interprétation des faibles quantités

en ETMs mesurées.

3.2 Analyse statistiqueL'ensemble des tests statistiques est traité sous le logiciel R version 2.6.0 .

Les raisonnements quant aux choix des tests statistiques effectués sur les jeux de

données seront argumentés au cas par cas dans la partie "Résultats".

4. Résultats

4.1 Analyse de l'eau

4.1.1 Paramètres physico-chimiquesLors de chaque campagne, les paramètres physico-chimiques de l'eau ont été

mesurés. Les trois figures suivantes présentent respectivement les valeurs de température (°C),

de pH et de conductivité (µS), mesurées lors des trois campagnes de prélèvement à l'entrée et à la

sortie de la quatrième lagune.

On constate tout d'abord que les valeurs entre l'entrée et la sortie de la lagune varient

peu pour les paramètres de la température et du pH, tandis qu'on constate un net abaissement de

la conductivité à la sortie de la lagune comparée à la valeur d'entrée (en moyenne 100 µS).

De plus, nous n'observons pas de grandes variations saisonnières pour le pH avec une

moyenne 7,8 , alors que la conductivité s'effondre lors de la troisième campagne passant

d'environ 1050µS pour les deux premières campagnes à 850µS en avril. La variation saisonnière

de la température de l'eau est bien plus variée avec une valeur moyenne de 6°C en novembre,

2,5°C en février et 13,2°C en avril.

4.1.2 Anions et cationsDe plus, les anions et les cations contenus dans l'eau ont été dosés lors de chaque

campagne. Les figures suivantes présentent les valeurs mesurées lors des trois campagnes de

prélèvement à l'entrée et à la sortie de la quatrième lagune.

Figure 5: Mesures de la température.

Figure 6: Mesures du pH. Figure 7: Mesures de la conductivité.

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0123456789

1011121314

Température

Entrée Sortie

Date

tem

péra

ture

(°C

)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

1

2

3

4

5

6

7

8

pH

Entrée Sortie

Date

pH

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

1000

1100

1200

Conductivité

Entrée Sortie

Date

Con

duct

ivité

(µS

)

Anions

On constate deux cas de figure distincts. Dans le premier cas, on remarque une

diminution de la concentration en anions en hiver, comme pour les chlorures, les fluorures et les

nitrites. Dans le second cas, on note une légère augmentation de la concentration en anions

l'hiver, comme pour les bromures, nitrates et sulfates.

Cations

On constate systématiquement un abattement des concentrations en cations entre

l'entrée et la sortie de la lagune. Les éléments varient indépendamment les uns des autres au

cours du temps, avec une tendance à l'augmentation pour le calcium et le potassium, un pic

important de magnésium en hiver, et une relative diminution du sodium au cours des campagnes

de prélèvement.

4.1.3 ETMsNous souhaitons tester en premier lieu, l'hypothèse nulle H0 : "Il n'y a pas de

Figure 8: Concentrations en bromures, chlorures, fluorures, nitrates, nitrites et sulfates, mesurées lors des trois campagnes de prélèvements, à l'entrée et la sortie de la quatrième lagune.

Figure 9: Concentrations en calcium, magnésium, potassium et sodium, mesurées lors des trois campagnes de prélèvements, à l'entrée et la sortie de la quatrième lagune.

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

Bromures

Entrée Sortie

Date

Br-

(mg/

L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

5

10

15

20

25

30

35

40

Chlorures

Entrée Sortie

Date

Cl-

(mg/

L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0,14

0,16

Fluorures

Entrée Sortie

Date)

F- (m

g/)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

2,5

5

7,5

10

12,5

15

17,5

20

Nitrates

Entrée Sortie

Date

NO

3- (m

g/L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

Nitrites

Entrée Sortie

Date

NO

2- (m

g/L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

50

100

150

200

250

300

Sulfates

Entrée Sortie

Date

SO

426

(mg/

L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0102030405060708090

100110120130140150

Calcium

Entrée Sortie

Date

Ca

2+ (m

g/L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

Magnésium

Entrée Sortie

Date

Mg2

+ (m

g/L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

Potassium

Entrée Sortie

Date

K+

(mg/

L)

19/11/08 26/02/09 08/04/09

0

10

20

30

40

50

60

Sodium

Entrée Sortie

Date

Na+

(mg/

L)

différences significatives entre les concentrations en ETMs, mesurées à l'entrée et la sortie de la

quatrième lagune".

Puis, nous souhaitons tester en second lieu, l'hypothèse nulle H'0 : "Il n'y a pas de

différences significatives entre les concentrations en ETMs, mesurées lors des trois campagnes

de prélèvement".

Par conséquent, la figure 10 nous présente les concentrations moyennes en ETMs

mesurées lors des trois campagnes de prélèvement.

L'ensemble de ces résultats présente des résidus qui suivent une loi normale (test de

Kolmogorov-Smirnov: p-value > 0,05) et l'homocédasticité des variances est confirmée. Par

conséquent, des modèles linéaires suivis d'une anova peuvent être réalisés.

Les résultats obtenus sont les suivants:

Ces résultats nous conduisent à accepter l'hypothèse nulle H0 quant à la localisation

Figure 10: Moyenne des concentrations en ETMs mesurées dans l'eau, entre l'entrée et la sortie de la lagune, lors des trois campagnes.

Tableau 3: Résultats des analyses de variances effectuées sur un modèle linéaire.

p-value Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mg Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn1 1 1 1 1 1 1 0.8608 1 0.7639 1 1 0.4169 1 1 0.4999 1 1 1 0.8149

2.2e-16 2.2e-16 2.2e-16 2.2e-16 2.2e-16 2.2e-16 2.2e-16 0.0041 2.2e-16 0.0135 2.2e-16 2.2e-16 0.3636 2.2e-16 2.2e-16 0.3664 2.2e-16 2.2e-16 2.2e-16 0.0099lm(ETM~Localisation)

lm(ETM~Date)

du prélèvement. Il n'y a pas de différences significatives des concentrations en ETMs dans l'eau

entre l'entrée et la sortie de la lagune.

De plus, on constate que pour 17 ETMs testés, nous devons rejeter l'hypothèse nulle

H'0 (p-value < 0,05), quant à la date de prélèvement. Il y a des différences significatives des

concentrations en ETMs mesurées selon les dates de prélèvement. En effet, les eaux sont plus

concentrées pour la majorité des ETMs en avril. A l'inverse, le Ti montre une concentration

moins importante en avril.

En revanche, pour le Ni et le Sr, nous devons accepter H'0 et conclure qu'il n'y a pas de

différences significatives entre les concentrations en ETMs selon les dates de prélèvement.

4.2 Le biofilmRappelons que lors de la première campagne, les pièges à biofilm sont restés en place

8 mois alors qu'ils ne sont restés en place que 6 semaines lors de la seconde campagne. De ce

fait, les résultats obtenus lors des deux campagnes ne peuvent être comparés et c'est pourquoi il

a été décidé de représenter ces résultats séparément (Fig. 11 et 12).

En raison du faible nombre de réplicats, il est difficile d'appliquer un test statistique à

ces données. Toutefois, nos résultats mettent en évidence de légères variations des concentrations

en ETMs mesurées sur les biofilms entre l'entrée, le milieu et la sortie de la lagune pour Sb, Be,

Cd, Se, Tl, Ni, V et Zn. En revanche, on remarque de fortes variations entre les points de

prélèvement pour As, Co, Cr, Cu, Sn, Li, Mn, Mo, Pb, et Ti, avec des facteurs de multiplication

Figure 11: Concentrations en ETMs mesurées sur les biofilms lors de la 1ère campagne.Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn

0,1

1

10

100

1000

10000

100000

Biofilms - Campagne Novembre

EntréeMilieuSortie

Con

cent

ratio

n (m

g/K

g de

MS

)

entre les points allant jusqu'à 5 (comme pour le Mn). Ces variations ne fluctuent pas toujours

dans le même sens.

De plus, on constate que lors de la seconde campagne (Fig. 12), le piège du milieu ne

montre pas de résultats probants. Les concentrations mesurées sont toujours identiques, quelque

soit l'élément testé, et en dessous du seuil de détection de la méthode de dosage par spéctrométrie

ICP-MS.

Enfin, et ce malgré la différence de temps d'exposition, les concentrations mesurées

en novembre et en avril sont relativement similaires pour les ETMs testés.

Les pics de concentrations en métaux mesurés chez les biofilms sont les mêmes que

ceux observés dans l'eau (Mn, Zn et Sr).

4.3 Les macrophytesLes résultats des analyses effectuées sur les macrophytes seront dans un premier

temps étudiés par espèce avant de comparer les espèces entre elles et avec les autres

compartiments biotiques (cf "4.4.Comparaison entre les compartiments biotiques").

Nous souhaitons tester dans un premier temps l'hypothèse nulle H0 : "Il n'y a pas de

différences significatives entre les concentrations en ETMs, mesurées lors des trois campagnes".

Puis dans un second temps l'hypothèse nulle H'0 : "Il n'y a pas de différences

significatives entre les concentrations en ETMs, mesurées au niveau des racines et des tiges de

l'espèce étudiée".

Figure 12: Concentrations en ETMs mesurées sur les biofilms lors de la 2nd campagne.Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn

0,1

1

10

100

1000

10000

Biofilms - Campagne Avril

EntréeMilieuSortie

Con

cent

ratio

n (m

g/K

G d

e M

S)

4.3.1 Typha latifoliaLa figure 13 nous présente les concentrations en différents ETMs, mesurées dans les

racines et les tiges confondues, de l'espèce herbacée Typha latifolia, au cours des trois

campagnes de prélèvements.

Certains de ces résultats présentent une distribution normale des résidus, tandis que

d'autres pas. Par conséquent, on appliquera un modèle linéaire suivi d'une analyse de variance

Figure 13: Concentrations en ETMs mesurées lors des trois campagnes de prélèvement chez l'espèce Typha latifolia.

dans le premier cas, et dans le second cas, nous appliquerons un test de Kruskal-Wallis.

Les résultats de ces tests sont présentés dans le tableau ci-dessous (Tab. 4).

Nous constatons, que les tests effectués sur la majorité des éléments nous conduisent

à accepter H0, il y a pas de différences significatives entre les concentrations en ETMs mesurées

lors des différentes compagnes.

Seuls les tests effectués sur Be et Sr nous donnent une p-value<0,05 et nous

conduisent à rejeter cette hypothèse nulle. Toutefois, aux vues des faibles concentrations de

béryllium mesurées, ce résultat est à prendre avec la plus grande prudence.

Nous avons ensuite testé la seconde hypothèse nulle H'0 relative à la comparaison

entre la concentration en ETMs mesurée dans les tiges et les racines.

Étant donné que les résidus de certains résultats ne suivent pas toujours une loi

normale, il a été décidé d'appliquer un modèle linéaire suivi d'une analyse de variance dans le cas

où les résidus sont normaux, et un test de Wilcoxon pour échantillons appariés dans le cas où les

résidus ne sont pas normaux.

Les résultats obtenus sont les suivants (Tab. 5):

On constate ici que l'ensemble des résultats nous conduit à accepter l'hypothèse nulle

H'0, il y a pas de différences significatives entre les concentrations en ETMs mesurées dans les

racines et dans les tiges de l'espèce Typha latifolia, quelque soit l'élément testé.

Tableau 5: Résultats des tests statistiques effectués sur l'espèce Typha latifolia (comparaison entre tige et racines).

Tableau 4: Résultats des tests statistiques effectués sur l'espèce Typha latifolia (comparaison entre les campagnes de prélèvement).

p-value Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn0.2326 0.5015 2.2e-16 0.4633 0.3262 0.5137 0.4312 0.0638 0.2881 0.2892 0.3352 0.6158 0.0003 0.4633 0.7171 0.4361 0.5336

0.4843 0.2636lm(ETM~Date)

kruskal.test(ETM~Date)

p-value Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn0.1357 0.0854 0.6448 0.2391 0.1357 0.4832 0.6754 0.6754 0.7038 0.1134 0.1066 0.8125 0.1201 0.4246 0.2357 0.247 0.727

wilcoxon.test(Tige,Racine) 0.1003 0.7893lm(ETM~Organe)

4.3.2 Phragmites australisLa figure 14 nous présente maintenant les concentrations en différents ETMs,

mesurées dans les racines et les tiges de l'espèce herbacée Phragmites australis, au cours des

campagnes de prélèvements.

A nouveau, ces résultats présentent parfois une distribution normale des résidus,

tandis que d'autres pas. Par conséquent, les choix statiques effectués se justifient comme

précédemment.

Figure 14: Concentrations en ETMs mesurées lors des trois campagnes de prélèvement chez l'espèce Phragmites australis.

Le tableau 6 présente les résultats des tests, quant à l'hypothèse nulle H0 relative à la

date de prélèvement.

Comme précédemment chez l'espèce Typha latifolia, les tests effectués sur la majorité

des éléments nous conduisent à accepter H'0, il y a pas de différences significatives entre les

concentrations en ETMs mesurées lors des différentes compagnes.

Seuls les tests effectués sur Be et Sn nous donnent une p-value inférieure à 0,05 et nous

conduisent à rejeter cette hypothèse nulle. Toutefois, aux vues des faibles concentrations

mesurées, ces résultats sont de nouveau à prendre avec la plus grande prudence.

Le tableau 7 présente les résultats de ces tests, quant à l'hypothèse nulle H'0 relative à

l'organe de la plante dosé (tige ou racine).

Contrairement aux résultats obtenus chez l'espèce Typha latifolia, les résultats de ces

tests nous permettent de rejeter l'hypothèse nulle H'0 pour certains éléments, il y a une différence

significative entre les concentrations en ETMs mesurées dans les racines et dans les tiges de

l'espèce Phragmites australis, pour As, Cr, Cu, Mo, Ni, Pb, Se, Sr, Ti, V et Zn.

Pour les autres ETMs, nous acceptons l'hypothèse nulle H'0.

4.4 Comparaison entre les compartiments biotiques

Enfin, nous souhaitons tester l'hypothèse nulle H0 : "Il n'y a pas de différences

significatives entre les concentrations en ETMs mesurées chez les différents compartiments

biotiques de la quatrième lagune".

Tableau 6: Résultats des tests statistiques effectués sur l'espèce Phragmites australis (comparaison entre les campagnes de prélèvement).

Tableau 7: Résultats des tests statistiques effectués sur l'espèce Phragmites australis (comparaison entre tige et racines).

p-value Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn0.3789 0.1232 0.5264 0.5308 0.5501 0.0104 0.6554 0.8883 0.8145 0.3065 0.5209 0.7957 0.4955 0.8247

kruskal.test(ETM,Date) 0.3580 0.0040 0.1128 0.2921 0.573lm(ETM~Date)

p-value Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Zn0.0175 0.1615 0.0226 0.1408 0.0013 0.4488 0.0140 0.0002 8.75e-05 0.0390 0.0045 0.0077 0.0024 0.0019

wilcoxon.test(Tige,Racine) 0.1814 1 0.3711 0.1563 0.3711lm(ETM~Organe)

La figure 15 nous présente donc les concentrations en ETMs mesurées chez les

différents compartiments biotiques lors des trois campagnes de prélèvement.

Figure 15: Comparaison de la concentration en ETMs mesurées dans les différents compartiments biotiquesétudiés.

Ces résultats ne présentent pas des résidus qui suivent une loi normale (test de

Kolmogorov-Smirnov: p-value < 0,05). Par conséquent, un test de Kruskal-Wallis sera appliqué,

suivi d'un test de comparaison multiple.

Les résultats de ces tests sont présentés dans le tableau 8.

Ces résultats nous conduisent à rejeter l'hypothèse nulle H0 (p-value < 0,05), il y a bel

et bien des différences significatives des concentrations en ETMs mesurées chez différents

compartiments biotiques, et cela pour l'ensemble des des ETMs testés.

Les tests de comparaison multiple indiquent qu'il y a toujours une différence

significative entre les concentrations mesurées dans l'eau et dans les macrophytes (Typha et

Phragmites), tandis qu'on remarque une différence significative entre l'eau et le biofilm pour

seulement 12 ETMs testés, a savoir Sb, Cr, Cu, Sn, Li, Mn, Ni, Pb, Sr, Ti, V et Zn.

Ces tests (Tab. 8) ne démontrent jamais de différence entre les concentrations

mesurées entre les différentes espèces de macrophytes, ni entre les biofilms et les macrophytes.

Tableau 8: Résultats des tests de Kruskal-Wallis suivi de tests de comparaison multiple.

Sb As Be Cd Cr Co Cu Sn Li Mn Mo Ni Pb Se Sr Tl Ti V Znp-value 0.0010 0.0003 2.2e-16 1.9e-05 0.0002 2.2e-16 0.0010 0.0017 0.0003 0.0017 0.0002 0.0003 0.0010 0.0002 0.0006 9.53e-06 0.0006 0.0003 0.0007

Test de comparaison multiple

Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif DifDif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif

Eau-Biofilms Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif Dif

Typha-Phragmites

kruskal.test(ETM~Composant)Eau-TyphaEau-Phragmites

Biofilms-TyphaBiofilms-Phragmites

5. Discussion

5.1 Analyse des résultats

4.1.2 Analyse de l'eauLes analyses de variances réalisées sur les modèles linéaires modélisant les

concentrations en ETMs dans l'eau lors des trois campagnes, à l'entrée et la sortie de la quatrième

lagune, ne montrent aucune différence quant à la localisation du prélèvement (Tab. 3), mais des

différences pour certains ETMs quant à la date de prélèvement puisque nous constatons de plus

fortes concentrations en ETMs au printemps. Ces résultats sont en accord avec ceux obtenus par

Khattabi (2002) et Belle (2008).

Les variations saisonnières des concentrations en ETMs peuvent s'expliquer par des

changements climatiques. En effet, une forte pluviosité entraîne une augmentation de la

production de lixiviats ce qui a tendance à diluer les concentrations en ETMs, et cela explique de

faibles concentrations en hiver et de fortes concentrations en été (Khattabi, 2002).

De plus, le fait que nous ne constatons pas de différences des concentrations en ETMs

entre l'entrée et la sortie ne signifie pas que la lagune ne possède aucun rôle épuratoire quant au

traitement des lixiviats. En effet, les concentrations mesurées par la méthode de spectrométrie

ICP-MS sont extrêmement faibles et en dessous du seuil de détection ce qui peut laisser supposer

que cette lagune a tout de même un rôle à jouer dans l'épuration des lixiviats même si celui-ci

n'est pas quantifiable par la méthode employée.

Enfin, si nous nous référons au Système d'Evaluation de la Qualité des cours d'eau

(SEQ-Eau) (Tab. 2), nous constatons que les concentrations rencontrées en ETMs dans cette

lagune (Fig. 10) reflètent une bonne qualité des eaux. Nous pouvons en déduire qu'il y a

globalement une légère contamination en ETMs. Effectivement, nous ne pouvons pas parler

d'une pollution mais bel et bien d'une contamination car les concentrations en ETMs rencontrées

ne provoquent pas d'effets néfastes sur la santé humaine et ne présentent aucune conséquence

écologique, (Ramade, 2007) mais ces concentrations sont simplement présentes en quantité

supérieure à celle au fond géochimique.

Seul le cadmium présente une concentration qui traduit une mauvaise qualité de l'eau selon ce

système d'évaluation pouvant suggérer l’existence d’une pollution (Tab. 2 et Fig. 10).

4.1.2 Le biofilmLes figures 11 et 12 nous montrent de légères variations entre les pièges qui étaient

disposés à l'entrée, au milieu et à la sortie de la quatrième lagune (Fig. 3). Lors de la première

campagne, ces variations ne suivent pas le même schéma pour les différentes concentrations en

ETMs mesurées. En revanche, lors de la seconde campagne, on note systématiquement une

augmentation des concentrations en métaux entre l'entrée et la sortie de la lagune (Fig 12). On

remarque également que les pièges du milieu relèvent systématiquement la même quantité

d'ETMs quelque soit l'élément testé. De plus, cette valeur était en dessous du seuil de détection

de la méthode de dosage par spectromètrie ICP-MS. Bien que le piège du milieu ait présenté,

lors de la relevée, un aspect tout à fait similaire aux deux autres, nous pouvons tout de même

supposer que celui-ci a mal fonctionné, du fait d'une mauvaise disposition par exemple. En effet,

lors de la seconde campagne, la lagune était encore recouverte d'une vingtaine de centimètres de

glace qu'il a fallu briser au moyen d'une pioche! L'introduction des pièges étaient donc difficile

et il est possible que ce piège n'ait pas été disposé dans le sens du courant comme le conseille la

littérature (Blank et al., 2003 ; Admiraal et al., 1999 ; Ivorra et al., 1999).

4.1.3 Les macrophytesNous avons tout d'abord constaté que les concentrations en ETMs chez les

macrophytes ne présentaient aucune variation saisonnière (Tab. 4 et 6). Or, Duman et al. (2007)

ont démontré une accumulation plus importante en ETMs à l'automne et en hiver, dans les

racines de deux espèces de macrophytes dont P. australis. Ce résultat s'explique par le fait que la

plante accumule davantage d'ETMs dans les derniers mois de sa vie jusqu'à sa mort en hiver. En

effet, Duman et al. (2007) ont observé une baisse de l'accumulation en ETMs du printemps à

l'été, puis une forte accumulation en automne et en hiver.

Nous savons également que la bioaccumulation en ETMs dépend de nombreux facteurs biotiques

et abiotiques, tels que la température, le pH ou les ions dissous dans l'eau (Demirezen et Aksoy,

2004). Lors de nos campagnes (qui s'étendent de novembre 2008 à avril 2009), nous avons

effectivement observé des variations importantes de ces paramètres (Fig 5, 6, 7, 8 et 9). De plus

nous avons mesuré des variations saisonnières des concentrations en ETMs dans l'eau avec une

augmentation au printemps (Fig. 10 et Tab. 3).

Toutefois, gardons en mémoire que les macrophytes sont des plantes annuelles qui

meurent en hiver. Par conséquent, les échantillons dosés au printemps proviennent de jeunes

pousses et nous comparons dans cette étude deux générations distinctes (la génération

vieillissante de 2008 et la nouvelle génération 2009). L'absence de variation saisonnière est

vraisemblablement attribuable à cette différence de génération. En effet, nous pouvons supposer

l'existence d'une concentration plus forte en automne ou en hiver, mais que celle-ci ne peut être

mesurée dans notre cas puisque nous ne possédons pas de données relatives à une génération

entière. Dans notre cas de figure, on pourrait alors supposer que les concentrations mesurées au

printemps 2009 sont supérieures à celles de 2008 (à cause de multiples facteurs biotiques et

abiotiques qui peuvent varier d'une année à l'autre du fait de variations climatiques) qui se

répercuteront sur les concentrations en hiver 2008 et 2009. De ce fait, on ne notera pas de

différences significatives entre les concentrations mesurées dans les plants adultes de la

génération vieillissante et les jeunes pousses de la nouvelle génération.

Enfin, les tests effectués sur l'espèce Typha latifolia indiquent clairement qu'il n’y a

aucune différence quant à la concentration contenue dans les tiges et les racines (Tab. 5). En

revanche, chez l'espèce Phragmites australis, nous avons pu relever des différences

significatives entre les concentrations mesurées dans les tiges et les racines pour As, Cr, Cu, Mo,

Ni, Pb, Se, Sr, Ti, V et Zn (Tab. 7), chez l'espèce Phragmites australis. Pour ces ETMs, on note

un pouvoir accumulateur en métaux supérieur dans les racines que dans les tiges.

Ces résultats sont en accord avec ceux trouvés dans la littérature pour P. australis

mais absolument pas pour T. latifolia. En effet, il a été démontré que les racines de T. latifolia

accumulaient davantage le Pb, Cd, Cr, Mn et Fe que les tiges et les feuilles (Carranza-Alvarez et

al., 2008). De même, il a été démontré que chez d'autres espèces du genre Typha que les racines

accumulaient davantage les éléments Pb, Cd, Cr, Ni, Zn et Cu (Cardwell et al., 2002; Demirezen

et Aksoy, 2004).

En ce qui concerne l'espèce Phragmites australis, nos résultats sont partiellement en

accord avec la littérature. Ainsi, Peverly et al. (1995) et plus récemment Duman et al. (2007)

rapportent que les racines avaient un pouvoir accumulateur en Pb, Cr, Cu, Mn, Ni, Zn et Cd

supérieur à celui des tiges. Or, dans notre étude, nous ne sommes pas parvenus à établir cette

capacité pour le Mn et Zn.

D'une manière générale, il a été démontré que les macrophytes accumulaient

davantage d'ETMs dans leurs racines que dans leurs tiges et feuilles (Duman et al., 2007; Mishra

et al., 2008). Ce phénomène s'explique essentiellement par le fait que les sédiments, dans

lesquels les macrophytes prennent racines, sont généralement plus concentrés en ETMs que dans

l'environnement aquatique au sein duquel ils évoluent (Cardwell et al., 2002 ; Mishra et al.

2008).

4.1.4 Comparaison entre les compartimentsLes tests de Kruskal-Wallis effectués sur l'ensemble du jeu de données (Tab. 8),

mettent en évidence une différence statistiquement significative au niveau de l'accumulation en

ETMs entre l'eau et le biofilm d'une part, et l'eau et les macrophytes d'autre part.

L'accumulation en ETMs chez le biofilm a déjà été rapportée par Behra et al. (2002)

qui ont étudié l'accumulation en Cu et Zn dans le biofilm placé dans deux rivières qui

présentaient un gradient de contamination à ces polluants. Ces auteurs indiquent que la

concentration en Zn et Cu augmente dans le biofilm parallèlement à celle enregistrée dans l'eau

et les sédiments avec une différence de concentration statistiquement significative entre l'eau et

le biofilm. De même, Schorer et Eisele (1997) ont mesuré cette accumulation en Cu, Zn, Pb dans

le biofilm, tout en mettant en évidence des variations saisonnières, avec des concentrations plus

importantes rencontrées au printemps et en été. Cette variation saisonnière n'a pas pu être testée

dans notre étude car, comme nous l’avons mentionné précédemment, les pièges à biofilms ne

sont pas restés en place sur une même durée, lors de nos deux campagnes d’étude.

Enfin, les résultats mettant en évidence une accumulation en ETMs chez les

macrophytes sont également en accord avec la littérature puisque Samecka-Cymerman et

Kempers ont démontré à plusieurs reprises (1996, 2001 et 2004) une différence significative

entre les concentrations en Al, Ba, Cd, Co, Cr, Cu, Fe, Hg, Mn, Ni, Pb, Sr, V et Zn mesurées

dans l'eau et celles dans les macrophytes. De même, Mishra et al. (2008) ont démontré une

accumulation en Cd, Mn, Cu, Pb chez une douzaine de macrophytes d'espèces différentes.

En revanche les tests de Kruskal-Wallis ne démontrent aucune différence significative

au niveau de l'accumulation en ETMs entre le biofilm et les macrophytes, et entre les deux

espèces de macrophytes.

Or, P. australis est généralement connue pour accumuler davantage certains ETMs

(Zn, Cu, Pb, et Cd) que d'autres plantes aquatiques (Aksoy et al., 2005), bien qu'une étude

comparative effectuée en laboratoire ait démontré que l'espèce T. latifolia accumulait plus le Cd

dans ses racines que P. Australis (Fediuc et Erdei, 2002).

A l'heure actuelle, aucun article comparant la bioaccumulation en ETMs entre le biofilm et les

macrophytes n'a été trouvé donc il nous est impossible de comparer nos résultats avec la

littérature.

5.2 Limites de la méthodeCette étude présente plusieurs limites.

La première réside tout d'abord dans le fait que les pièges à biofilm sont restés en

place durant des laps de temps différents lors des deux campagnes. Cette différence du temps

d'exposition est un problème majeur dans la mesure où elle n’autorise pas une estimation de la

variation saisonnière de l'accumulation en ETMs dans le biofilm. De plus, une comparaison entre

biofilm "jeune" (qui reste donc en place peu de temps) et biofilm "vieux" (qui resterait donc en

place plusieurs mois) n'est pas non plus possible car dans notre cas d'étude, les conditions

physico-chimique n'étaient pas les mêmes lors des deux campagnes. En effet, pour effectuer une

telle comparaison, il aurait été nécessaire de disposer plusieurs pièges en même temps et de les

relever un à un avec des laps de temps réguliers entre chaque prélèvement (un mois par

exemple). Les résultats obtenus dans notre étude ont donc un intérêt limité du fait de ce biais.

La seconde limite majeure rencontrée dans notre étude réside dans la période de

récolte des macrophytes. En effet, nous avons vu précédemment que nous avions dosé des

individus relatifs à deux générations (2008 et 2009). Étant donné que les conditions physico-

chimiques de la lagune ne sont pas stables, et notamment au cours d'une année, il aurait été

nécessaire de suivre la concentration en ETMs chez les macrophytes du printemps à l'hiver d'une

seule et même année. Bien évidemment, la durée et les dates de ce stage ne nous le permettaient

pas.

Enfin, les limites de détection de la méthode de dosage des ETMs par spectrométrie

de masse ICP-MS sont un frein majeur à la compréhension du rôle épuratoire de la lagune. En

effet, nous avons supposé que la quatrième lagune de la décharge d'Etueffont possédait

réellement un pouvoir épurateur en ETMs puisque nous avons constaté une accumulation à la

fois dans le biofilm et les macrophytes mais il ne nous est pas possible de quantifier ce pouvoir.

5.3 PerspectivesRappelons que 3000 gardons (Rutilus rutilus) ont été introduits dans la quatrième

lagune en 2006. Au printemps 2009, des alevins ont été observés dans cette lagune et on compte

donc désormais trois générations de cette espèce piscicole. Pour des raisons budgétaires, il a été

impossible d'introduire cette espèce dans notre étude. Or, il serait grandement intéressant

d'observer la bioaccumulation en ETMs au sein d'un compartiment biotique de niveau trophique

supérieur.

De même, il est envisagé d'introduire un super prédateur (tel que le brochet ou la

perche), pour contrôler la biomasse des gardons introduits.

Ces études pourraient être envisagées dans le cadre d’une étude à plus long terme, au

cours future thèse.

6. Conclusion

Dans les pages qui précédent, nous avons tenté de mesurer la bioaccumulation en

ETMs au sein de différents compartiments biotiques dans une lagune d'épuration de la décharge

d'Etueffont (90). Pour cela, les concentrations en ETMs ont été mesurées dans l'eau, le biofilm et

deux espèces de macrophytes, lors de trois campagnes de prélèvements, dans la dernière lagune

du système de lagunage naturel, mis en place en 1994. Ces concentrations sont ensuite

comparées entre elles.

Cette étude démontre une accumulation en ETMs significative dans le biofilm et dans

les macrophytes, comparée aux concentrations mesurées dans l'eau. En revanche, nous n'avons

pas pu mettre en évidence une différence d'accumulation en ETMs entre le biofilm et les

macrophytes, ni entre les deux espèces de macrophytes étudiées.

Nous avons également pu mettre en évidence que les racines de l'espèce Phragmites australis

accumulaient davantage que les tiges. Ce pouvoir accumulateur supérieur des racines n'a pas pu

être mis en évidence chez la seconde espèce étudiée, Typha latifolia.

Ces résultats sont donc d'un intérêt majeur pour les collectivités qui souhaiteraient

mettre en place un système de lagunage naturel pour traiter leurs eaux usées, ou d'autres qui

souhaiteraient améliorer l'efficacité de celui-ci.

BibliographieAdmiraal W., Blanck H., Buckert-de Jong M., Guasch H., Ivorra N., Lehmann V., Nyström

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Aksoy A., Duman F., Sezen G. (2005). Heavy metal accumulation and distribution in narrow-leaved

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Behra R., Landwehrjohann R., Vogel K., Wagner B., Sigg L. (2002). Copper and zinc content of

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Belle E. (2008). Évolution de l’impact environnemental de lixiviats d’ordures ménagères sur les eaux

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http://chimie.ineris.fr