Photoacclimatation chez une diatomée arctique (Thalassiosira gravida) dans un contexte de fonte précoce des glaces en arctique

Mémoire

Jade Larivière

Maîtrise en biologie Maître ès sciences (M.Sc.)

Québec, Canada

© Jade Larivière, 2014

iii

Résumé Les floraisons printanières phytoplanctoniques sont plus précoces dans environ 11% de l’océan Arctique dû à un retrait plus hâtif des glaces au printemps. Quelles conditions d’éclairement et de photopériode sont nécessaires à l’initiation de cette floraison ? L’étude présentée vise à quantifier l’effet de l’éclairement et de la durée du jour sur la croissance de la Thalassiosira gravida. La T.gravida a été cultivée en laboratoire sous quatre régimes lumineux représentant une fonte précoce de la banquise aux mois de mars, avril, mai et juin dans la baie de Baffin. La T.gravida a montré une capacité de photoacclimatation lui permettant de maintenir un taux de croissance plus élevé et constant d’avril à juin. Les propriétés photosynthétiques de cette diatomée permettent sa croissance si la fonte printanière de la banquise survient au mois de mars. Toutefois, les conditions environnementales favorables à une floraison plus importante seraient celles des mois d’avril et mai.

v

Table des matières

RÉSUMÉ ......................................................................................................................... III

TABLE DES MATIÈRES ...................................................................................................... V

LISTE DES TABLEAUX ..................................................................................................... VII

LISTES DES FIGURES ....................................................................................................... IX

LISTE DES ABRÉVIATIONS ............................................................................................... XI

LISTE DES ANNEXES ...................................................................................................... XIII

REMERCIEMENTS .......................................................................................................... XV

CHAPITRE 1. INTRODUCTION ........................................................................................... 11.1 Modification du régime des glaces ............................................................................................................. 1

Réchauffement climatique ............................................................................................................................. 1Dynamique de l’Arctique face au réchauffement ........................................................................................... 1

1.2 Écophysiologie du phytoplancton .............................................................................................................. 3Les biotopes marins occupés par le phytoplancton ........................................................................................ 7La photoacclimatation .................................................................................................................................... 9

1. 3 Les floraisons printanières de phytoplancton en Arctique ................................................................... 17Le choix de l'espèce: Thalassiosira gravida ................................................................................................. 17

CHAPITRE 2. PROBLÉMATIQUE ....................................................................................... 19

CHAPITRE 3. OBJECTIFS ET HYPOTHÈSES DE L’ÉTUDE ..................................................... 21

CHAPITRE 4. MATÉRIELS ET MÉTHODES ......................................................................... 234.1 La méthode de culture .............................................................................................................................. 244.2 Lumière de croissance .............................................................................................................................. 274.3 Taux de croissance .................................................................................................................................... 304.4 Analyse de pigments ................................................................................................................................. 314.5 Mesure du contenu cellulaire en carbone et en azote ............................................................................ 324.6 Mesures d'absorption particulaire .......................................................................................................... 32

vi

4.7 Paramètres de la relation entre le taux de fixation de carbone et l’éclairement (courbe P vs E) ....... 33Le photosynthétron ...................................................................................................................................... 34Le protocole d'expérimentation .................................................................................................................... 35

4.8 Fluorescence variable ............................................................................................................................... 41Qu'est-ce que la fluorescence? ..................................................................................................................... 41Le protocole d'expérimentation .................................................................................................................... 43

4.9 Statistiques ................................................................................................................................................. 48

CHAPITRE 5. RESULTATS ................................................................................................. 515.1 Croissance et caractéristiques de la cellule ............................................................................................. 515.2 Composition pigmentaire et absorption de lumière ............................................................................... 535.3 Photochimie ............................................................................................................................................... 605.4 Fixation de carbone .................................................................................................................................. 63

CHAPITRE 6. DISCUSSION ............................................................................................... 716.1 Croissance et caractéristiques de la cellule ............................................................................................. 71

Diamètre des cellules et contenu en carbone et azote .................................................................................. 726.2 Composition pigmentaire et absorption de lumière ............................................................................... 73

Pigments photosynthétiques ......................................................................................................................... 73Pigments photoprotecteurs ........................................................................................................................... 76Rapport Pigments photoprotecteurs: Pigments photosynthétiques .............................................................. 77Coefficient d'absorption spécifique .............................................................................................................. 78Section efficace d'absorption effective du PSII ............................................................................................ 78

6.3 Photochimie ............................................................................................................................................... 78NPQ ............................................................................................................................................................. 80

6.4 Fixation de carbone .................................................................................................................................. 84Rendement quantique maximal de fixation de carbone ............................................................................... 84Courbes P vs E ............................................................................................................................................. 85

7. CONCLUSION .............................................................................................................. 91

RÉFÉRENCES ................................................................................................................... 95

ANNEXES...................................................................................................................... 109

vii

Liste des tableaux

Tableau 1. Paramètres photosynthétiques des microalgues de l'Arctique. .................................... 15

Tableau 2. Survol des valeurs de paramètres photosynthétiques provenant de plusieurs expéditions dans les eaux arctiques, tempérées, tropicales et antarctique. ............................ 16

Tableau 3. Comparaison des différents paramètres des quatre traitements de lumière. ................ 29

Tableau 4. Comparaison des valeurs de PUR et de PAR entre la chambre de croissance et le photosynthétron utilisé lors de l'expérience des courbes P vs E. ........................................... 35

Tableau 5. Diamètre cellulaire selon les différents régimes lumineux. ......................................... 52

Tableau 6. Résultats du contenu de carbone et d'azote par cellule. ............................................... 52

Tableau 7. Concentration (pg) par cellule des pigments photoprotecteurs (diadinoxanthine et diatoxanthine) selon les différents régimes lumineux et l'heure d'échantillonnage. .......... 56

Tableau 8. Concentration (pg) par cellule de la zéaxanthine selon les différents régimes lumineux. ............................................................................................................................... 59

Tableau 9. Comparaison des différents paramètres photosynthétiques.. ....................................... 66

Tableau 10. Comparaison des taux de production observés entre le taux de croissance et ceux calculés à partir des courbes P vs E. .............................................................................. 69

ix

Listes des figures

Figure 1. Illustration de la boucle de rétroaction positive responsable du phénomène d’amplification polaire.. ........................................................................................................... 2

Figure 2. Cycle des xanthophylles. .................................................................................................. 7Figure 3. Représentation schématique des différentes niches écologiques exploitées par les

grands groupes de phytoplancton. ........................................................................................... 8Figure 4. Ordre de grandeur pour quelques mécanismes de photoacclimatation à une

intensité lumineuse croissante ou décroissante.. .................................................................... 10Figure 5. Schéma représentant les diverses étapes de la photosynthèse, et indiquant les

mesures réalisées pour caractériser chacune de ces étapes. ................................................... 23Figure 6. Graphique du logarithme du nombre de cellules en fonction du temps dans une

culture en «batch». ................................................................................................................. 26Figure 7. Carte de l'Arctique Canadien. ......................................................................................... 28Figure 8. Comparaison des quatre cycles de lumière utilisés pour l'expérience, tels que

mesurés dans la chambre d’incubation à l'aide d'une sonde de lumière équipée d'un collecteur 4π ........................................................................................................................... 28

Figure 9. Spectre d'éclairement des tubes fluorescents de l'incubateur de croissance. .................. 30Figure 10. Spectre d'éclairement des lumières DEL trouvées dans le photosynthétron. ............... 35Figure 11. Représentation schématique du protocole des courbes P vs E.. ................................... 38Figure 12. Courbe P vs E théorique illustrant les différents paramètres photosynthétiques. ........ 41Figure 13. Schéma illustrant les différentes étapes des réactions photosynthétiques qui

conduisent à la fixation de carbone. ....................................................................................... 43Figure 14. Schéma du déroulement de l'expérience de la fluorescence variable. .......................... 47Figure 15. Taux de croissance des cellules phytoplanctoniques en fonction des différents

régimes lumineux représentés par les mois correspondants dans la Baie de Baffin. ............. 51Figure 16. A. Quantité de chlorophylle a par cellule en fonction de l'éclairement moyen. B.

Rapport carbone : chlorophylle a en fonction de l'éclairement moyen. ................................ 54Figure 17. Quantité de chlorophylle c (A) ou de fucoxanthine (B) par cellule (pg) en

fonction de l'éclairement moyen. Rapport carbone : chlorophylle c (C) ou carbone : fucoxanthine (D) en fonction de l'éclairement moyen. .......................................................... 55

Figure 18. A. Quantité de diadinoxanthine et de diatoxanthine par cellule en fonction des différents régimes lumineux pour les données prises à midi. B. Quantité de diadinoxanthine et de diatoxanthine par cellule en fonction des différents régimes lumineux pour les données prises à minuit ............................................................................ 57

Figure 19. Rapport pigments photoprotecteurs : pigments photosynthétiques en fonction de l'éclairement moyen ............................................................................................................... 58

x

Figure 20. Section efficace d'absorption effective du PSII en fonction de l'éclairement moyen. Coefficient d'absorption spécifique en fonction de l'éclairement moyen ................. 59

Figure 21. Rendement quantique maximal du PSII selon les différents régimes lumineux. Les lettres indiquent si les différences entre les résultats sont significatives ou non. ........... 60

Figure 22. «Quenching» non-photochimique exprimé sous forme de NPQ (A) ou de qN (B) en fonction de l'intensité lumineuse selon les différents régimes lumineux. ......................... 62

Figure 23. Rendement quantique maximal de fixation de carbone en fonction de l'éclairement moyen. .............................................................................................................. 63

Figure 24. A. Courbe P vs E normalisée par le carbone. Taux de fixation de carbone en fonction de la lumière selon les différents régimes lumineux. B. Courbe P vs E normalisée par la chlorophylle a. Taux de fixation de carbone en fonction de la lumière selon les différents régimes lumineux. C. Courbe P vs E normalisée par le nombre de cellules. Taux de fixation de carbone en fonction de la lumière selon les différents régimes lumineux. ................................................................................................. 64

Figure 25. Paramètre de compensation de la fixation de carbone en fonction de l'éclairement moyen. Paramètre de saturation de la fixation de carbone en fonction de l'éclairement moyen. .............................................................................................................. 67

Figure 26. Courbe P vs. E normalisée par le carbone selon les divers mois de l'année; Mars (A), Avril (B), Mai (C) et Juin (D).. ...................................................................................... 68

Figure 27. Rendement quantique maximal du PSII en fonction du temps où les échantillons sont restés au noir. ................................................................................................................. 80

Figure 28. Schéma résumant les résultats de cette étude. .............................................................. 92

xi

Liste des abréviations

CHN Carbone (C) , Hydrogène (H), Azote (N) DD Diadinoxanthine DT Diatoxanthine Eau Milli-Q Eau purifiée de résistivité ≥ 18.2 MΩ PAR Éclairement disponible pour la photosynthèse (entre 400 et 700nm) PUR Éclairement total utilisable pour la photosynthèse (entre 400 et 700nm) PSII Photosystème II (P680) RCII Centre réactionnel du photosystème II Qa Plastoquinone, accepteur primaire d'électron de la chaîne photosynthétique QB Plastoquinone, accepteur secondaire d'électron de la chaîne photosynthétique a (λ) Coefficient d'absorption du phytoplancton à une longueur d'onde donnée (m-1) a* (λ) Coefficient d'absorption spécifique du phytoplancton à une longueur d'onde donnée [m2 (mg chl a)-1] ∗ (λ) Coefficient d'absorption spécifique pondéré par l'éclairement spectral de la

source lumineuse utilisée pendant l'incubation (de 400 à 700 nm) et spectralement moyenné [m2 (mg chl a)-1] μ Taux de croissance maximal (jour-1) E Éclairement (μmol photons m-2 s-1) E0 Éclairement scalaire (μmol photons m-2 s-1) pour une longueur d’onde donnée α Pente initiale de la courbe P vs E ou coefficient d'efficacité photosynthétique [mg C m-3 h-1 (μmol photons m-2 s-1)-1] β Coefficient de photoinhibition [mg C m-3 h-1 (μmol photons m-2 s-1)-1]

xii

P Taux de fixation de carbone (mg C m-3 h-1) PChl Taux spécifique de fixation de carbone [mg C (mg chl a)-1 h-1] PC Taux de fixation de carbone normalisé par le carbone [h-1] PCell Taux de fixation de carbone normalisé par le nombre de cellule [mg C (cellule)-1 h-1] PS Taux maximal de fixation de carbone en l’absence de photoinhibition [mg C (mg chl a)-1 h-1] P0 Taux de fixation de carbone à l'origine de la courbe [mg C (mg chl a)-1 h-1] Ek Paramètre de saturation de la fixation de carbone (μmol photons m-2 s-1) Ec Paramètre de compensation de la fixation de carbone (μmol photons m-2 s-1) Pmax Taux maximal de fixation de carbone à lumière saturante (mg C m-3 h-1) ϕC max Rendement quantique maximal de fixation de carbone [mol C(mol quanta)-1] qP «Quenching» photochimique NPQ ou qN «Quenching» non-photochimique

Rendement quantique maximal du PSII ou efficacité photochimique du PSII (sans dimension) F0 Valeur minimale du flux de fluorescence mesuré après maintien des échantillons à l'obscurité durant 20 minutes (unités relatives) F'0 Valeur minimale du flux de fluorescence mesuré sous éclairement ambiant de croissance (unités relatives) Fm Valeur maximale du flux de fluorescence après maintien des échantillons à l'obscurité durant 20 minutes (unités relatives) F' Valeur minimale du flux de fluorescence mesuré sous l’éclairement auquel l’échantillon était précédemment soumis (unités relatives) F'm Valeur maximale du flux de fluorescence mesuré sous l’éclairement auquel l’échantillon était précédemment soumis (unités relatives) σPSII Section efficace d'absorption effective du PSII [Å 2 (quanta)-1]

xiii

Liste des annexes

Annexe 1. Composition du milieu de culture L1 et f/2 utilisé pour les cultures de Thalassiosira gravida. ................................................................................................ 109

Annexe 2. Spectre solaire ................................................................................................... 112

Annexe 3. Résultats des diverses ANOVAs ....................................................................... 113

Annexe 4. Comparaison de taux de croissance d'espèces phytoplanctoniques en fonction de l'éclairement moyen .................................................................................................... 118

Annexe 5. Comparaison du rapport C : chl a d'espèces phytoplanctoniques en fonction de l'éclairement moyen .................................................................................................... 119

Annexe 6. A. ε en fonction de la température. B. θ0 en fonction de la température. ......... 120

xv

Remerciements

Tout d'abord, je voudrais adresser un sincère merci à mon directeur de maîtrise pour

m'avoir donné cette chance unique de faire partie de Takuvik. Merci de la liberté que tu

m'as donnée et tes précieux conseils. Merci à Connie Lovejoy et Maurice Levasseur d'avoir

été sur le comité chargé d'évaluer ma présentation de projet de maîtrise. Merci également

Maurice pour les encouragements et les bons mots. Merci à Guillaume Massé et Line

Lapointe de prendre le temps d'évaluer ce mémoire qui représente près de deux ans de

travail, c'est très apprécié.

Merci aux nombreux partenaires financiers sans qui la recherche en Arctique n'existerait

tout simplement pas. Merci à Takuvik, l'Université Laval, le CNRS, Québec-Océan et

ArcticNet. Merci également à tout l'équipage du NGCC Amundsen pour avoir rendu mon

périple en Arctique si inoubliable. Ce voyage est gravé sur mon cœur.

J'ai eu la chance de faire partie d'une grande famille nommée Takuvik sans qui ces

dernières années n'auraient pas été aussi mémorables. Merci à Marie-Hélène, Debbie et

Julie pour vos sourires et votre écoute. Merci à toute l'équipe d'écophysiologie; Flavienne,

Joannie et Thomas. Vous avez su me transmettre votre passion et vos connaissances, c'est

un immense privilège. Un merci tout particulier à Thomas sans qui je serais encore en train

de pleurer devant mon ordinateur! Tu as réussi à me faire aimer la culture d'algues et ce fut

un bonheur de travailler avec toi. Un énorme merci à tout le reste de l'équipe!

J'ai réussi à mener à bon port ce projet avec l'aide de plusieurs personnes. Merci à toute la

gang d'écophysiologie pour le coup de main lors des échantillonnages et le partage de pizza

le dernier soir de mesures. Merci à Marie-Josée pour l'aide lors des extractions HPLC ainsi

que Claudia pour l'analyse de ces résultats. Merci à Caroline pour les analyses de CHN.

Merci à Manu pour le calcul des cycles de lumières et les autres petites questions. Merci à

xvi

Guislain et José pour les figures présentées lors de mon séminaire. Merci aussi à Gaétan

Daigle, statisticien à l'université Laval, pour l'aide lors de l'analyse des résultats.

Mon parcours scolaire ainsi que l'accomplissement de cette maîtrise n'aurait pas eu lieu

sans les encouragements et le soutien de ma famille. Merci papa, maman et Francis de

m'avoir épaulée dans les bons et les mauvais moments. Merci de votre écoute, merci d'être

ce que vous êtes et j'ai de la chance de vous avoir dans ma vie. Merci à mes amis d'égayer

mon quotidien, c'est un plaisir de me changer les idées et d'arrêter de penser boulot avec

vous! Mon dernier merci je le dois à mon homme, mon amoureux et mon partenaire de

vélo, Jordan. C'est un bonheur de partager ta vie et merci de faire partie de la mienne.

MERCI!

1

Chapitre 1. Introduction

1.1 Modification du régime des glaces Réchauffement climatique Les humains influencent le climat en altérant la composition de l’atmosphère par les

émissions de gaz à effet de serre provenant de leurs activités. L’accumulation de ces

principaux gaz (CO2, CH4, NO2, et les chlorofluorocarbures) induit un réchauffement de la

Terre à un rythme anormalement élevé. En effet, selon le plus récent rapport du Groupe

d’experts intergouvernemental sur l’évolution du climat (GIEC 2013), la température

moyenne à la surface de la Terre a augmenté de 0,85°C ± 0,20°C au cours des 130

dernières années. Cette augmentation s’étend presque partout sur le globe, mais elle est plus

prononcée aux latitudes élevées de l’hémisphère Nord (GIEC 2013). En effet, le

réchauffement est 1,9 fois plus élevé en Arctique que sur le reste du globe (Winton 2006).

Dynamique de l’Arctique face au réchauffement Les scientifiques savent depuis longtemps que les températures dans la région de l’Arctique

augmenteront plus rapidement. En effet, en 1896, le chimiste Svante Arrhenius affirmait

avec un simple calcul que les températures dans l’Arctique augmenteraient de 8 à 9C si la

concentration en acide carbonique augmentait de 2,5 à 3 fois par rapport à la valeur de

l’époque (Arrhenius 1896). Il fut l’un des premiers scientifiques à exposer l’idée de ce

phénomène appelé aujourd’hui «amplification polaire» (Serreze et Barry 2011). Ce

phénomène comprend toutes les interactions et rétroactions positives, incluant

principalement le couvert de glace, qui font que le réchauffement climatique est plus

intense en Arctique (Serreze et Francis 2006).

Le moteur principal de l’amplification est bien expliqué dans la littérature (Serreze et al.

2009; Serreze et Barry 2011) (Figure 1). Le réchauffement de l’air provoque la fonte du

couvert de glace et de neige possédant un fort albédo. Il s’ensuit une exposition de la

surface de l’océan qui absorbe davantage l’énergie du soleil. Le contenu en chaleur de la

2

couche de surface est donc augmenté ce qui prolonge la durée de la saison d’eau libre en

été provoquant à la fin de la saison une aire de glace minimale et un gel tardif à l’automne.

La formation tardive de la banquise favorise le flux de chaleur ascendant de l’océan vers

l’atmosphère causant un réchauffement à la surface et dans la basse troposphère. Au fil des

ans, la glace pérenne est remplacée progressivement par une glace plus mince à l’automne

et l’hiver suivant. Cette glace étant plus vulnérable à la fonte en été, elle accentue

davantage le réchauffement de l’eau (Stroeve et al. 2012).

Figure 1. Illustration de la boucle de rétroaction positive responsable du phénomène d’amplification polaire. Traduit de Stroeve et al. (2012).

Températurespluschaudesenautomne

Glacedeprintempsplusmince

Développementplustôtd'une

zonelibredeglace

Augmentationdelabouclederétroactionalbedo‐glace

Zonelibredeglaceplusimportanteen

septembre

Température de l’air plus chaude à toutes les saisons (Effet des gaz à effet de serre)

3

L’étendue et le volume de la banquise déclinent très rapidement en Arctique (Perovich et

Richter-Menge 2009; Polyak et al. 2010). Plus précisément, l'étendue du couvert de glace

diminue à un rythme de 10 % par décennie (Comiso et al. 2008). Cette réduction

importante a pour conséquence d’influencer la pénétration de la lumière dans l’océan en

causant une augmentation de l’aire moyenne libre de glace en été (Arrigo et van Dijken

2011). On observe une diminution multi-annuelle au mois de mars (mois caractérisé par la

plus grande étendue de l’année). Par contre, c’est au mois de septembre (mois caractérisé

par la plus faible étendue de l’année) que l’impact des changements climatiques est le plus

évident avec la diminution la plus marquée du couvert de glace (Perovich et Richter-Menge

2009). Étant donné l’augmentation de la température atmosphérique en Arctique couplée au

phénomène d’amplification polaire, Wang et Overland (2009) prédisent un océan libre de

glace en Arctique au mois de septembre d'ici l'année 2037.

1.2 Écophysiologie du phytoplancton La présence de la banquise joue un rôle prépondérant dans l’écologie des espèces

phytoplanctoniques en Arctique. Or, celle-ci est en pleine mutation à cause du changement

climatique. Il est donc d'une importance primordiale de bien comprendre comment ces

changements vont affecter le phytoplancton, car celui-ci joue un rôle clé dans le

fonctionnement des écosystèmes marins en participant activement aux cycles

biogéochimiques et en supportant les réseaux trophiques marins. Par le processus de

photosynthèse, il participe au retrait du carbone atmosphérique inorganique par la

transformation de ce dernier en matière organique, processus appelé production primaire

(mg C m-2 j-1). Le phytoplancton est composé d’organismes unicellulaires autotrophes

(parfois mixotrophes) qui sont les producteurs primaires les plus importants dans tous les

océans. Les cellules phytoplanctoniques mesurent de 0,6 m à 2 mm et comprennent une

multitude d’espèces. Les groupes taxonomiques les plus importants dans les mers arctiques

et subarctiques sont les diatomées, les haptophytes, les dinoflagellés, les chrysophytes et les

prasinophytes (Sakshaug et al. 2009). Bien que les variations biogéographiques et

temporelles de la production primaire dans les océans soient complexes, les principales

4

propriétés abiotiques qui la contrôlent sont l’abondance des nutriments, la température et la

lumière (Harrison et Cota 1991).

Tout d'abord, les nutriments sont indispensables à la croissance et la production du

phytoplancton. En trop faible quantité, ils peuvent limiter toute croissance (Sakshaug

2004). Les nutriments nécessaires à la croissance du phytoplancton sont principalement

l’azote, le phosphore, le fer et, pour les diatomées, la silice. En Arctique, l’azote est

l’élément nutritif le plus souvent limitant durant la floraison printanière (Tremblay et

Gagnon 2009). L’apport de nutriments dans la couche de surface éclairée est surtout assuré

par les évènements de remontée (« upwelling ») et de brassage (convection, mélange

turbulent lié au vent) (Cullen et MacIntyre 1998). Le deuxième facteur contrôlant la

production primaire est la température. La température de surface de l’océan Arctique varie

entre -1,8 et 6 C (Sakshaug et Slagstad 1991), avec un maximum se situant en général

entre 3 et 4 C (Allen 1971). Le taux de croissance observé à ces températures n’est

généralement pas le taux réalisable maximum. La température optimale de croissance,

permettant le taux de croissance maximum, est souvent plus élevée que la température

observée in situ (Jitts et al. 1964). Ces deux facteurs abiotiques présentent d’importantes

variations saisonnières (Smith et Harrison 1991).

La lumière est la source d’énergie essentielle à la croissance du phytoplancton (Allen

1971). Elle rend possible la photosynthèse et, par ce biais, affecte directement le taux de

croissance du phytoplancton (Sakshaug et Slagstad 1991). En Arctique, l’éclairement1 varie

avec la durée du jour, l’élévation solaire, la nébulosité, l’éventuelle présence d’un couvert

de glace de mer, et la profondeur combinée à la vitesse du mélange vertical (Smith et

Harrison 1991). Les variations saisonnières de lumière et de durée du jour sont les

fluctuations environnementales les plus importantes auxquelles est soumis le phytoplancton

dans les zones arctiques (Sakshaug et Slagstad 1991). En effet, une longue période

d’obscurité s’impose en hiver alors que durant l'été, l’ensoleillement y est ininterrompu et

l'énergie (W m-2) cumulée en une journée peut même surpasser celle enregistrée dans les 1 L’éclairement (E) est la quantité radiométrique que nous utilisons ici pour exprimer les variations de lumière. Les unités de E sont des µmoles de photons par m2 et par seconde.

5

zones tempérées (Pidwirny 2006). En plus de ces fortes variations saisonnières, les algues

sont sujettes à un important gradient vertical de lumière dans la colonne d’eau, de surcroit

modulé par la nébulosité et l’éventuelle présence d’un couvert de glace (Sakshaug 2004).

Le mélange turbulent affecte également la production primaire, car il induit des fluctuations

d’éclairement parfois de grande ampleur en produisant des déplacements verticaux du

phytoplancton. La profondeur de la couche de mélange détermine la quantité moyenne de

lumière disponible pour la croissance du phytoplancton en surface (Sverdrup 1953;

Huisman et al. 1999). L’approfondissement de la couche de mélange entraine une réduction

de l’éclairement moyen. De plus, durant un évènement de brassage des eaux induit par

exemple par le vent, le phytoplancton est brièvement stressé par la forte lumière lors des

épisodes où il remonte à la surface (Gallegos et al. 1983). Ces variations extrêmes de

l'ordre de minutes et d'heures peuvent être très dommageables pour la productivité du

phytoplancton si celui-ci ne possède pas les mécanismes de photoprotection adéquats.

Plusieurs mécanismes de photoprotection tels les cycles de transport d'élections autour du

PSII et du PSI, les états de transitions et la réparation rapide de la protéine D1 des centres

réactionnels du PSII existent chez le phytoplancton (Falkowski et Raven 2007; Raven

2011). Parmi ces processus, celui du cycle des xanthophylles est très important, car il

permet de relâcher l'excès d'énergie absorbée en chaleur (Raven 2011).

Il existe deux types de cycles des xanthophylles chez la diatomée la T. gravida; le «cycle de

la diadinoxanthine» et le «cycle de la zéaxanthine». Ces deux cycles ont en commun une

forme époxydée en condition de faible lumière (violaxanthine ou diadinoxanthine) et une

forme non-époxydée ayant pour rôle d’agir comme pigment photo-protecteur (zéaxanthine

ou diatoxanthine) (Lohr 2011). Ce phénomène de photoprotection prend forme à travers des

changements d’état d’époxydation de ces divers pigments induits par la lumière et ayant

pour but de dissiper l’excès d’énergie d’excitation en chaleur au lieu de la transférer au

centre réactionnel (Olaizola et al. 1994; Sakshaug et al. 1997). Ce mécanisme peut donc

diminuer grandement la pression d'excitation sur le PSII (Dimier et al. 2009). On associe

généralement ce phénomène au «quenching» non-photochimique (ou NPQ) qui sera

présenté plus loin.

6

Pour réaliser la dé-époxydation, la cellule fait appel à la diadinoxanthine dé-époxydase

(DDE) (Jakob et al. 2001; Goss et Jakob 2010) ont montré chez des enzymes isolées du P.

tricornutum qu'elles possèdent un pH optimal de 5.5, mais ils ont tout de même observé une

activité enzymatique à des pH neutres aux environs de 7.2 (Figure 2). L'enzyme

diatoxanthine époxydase (DEP) catalyse quant à elle la réaction inverse qui convertit la

diatoxanthine en diadinoxanthine par époxydation et elle est active à un pH de 7.5 (Goss et

Jakob 2010).

Il existe dans le cycle des xanthophylles deux échelles de temps importantes. Tout d'abord,

la première est très rapide (quelques secondes/minutes) et implique une conversion

stoechiométrique de la DD en DT, alors que la deuxième (heures à saisons) implique une

augmentation de DT sans diminution significative de la quantité de DD (Olaizola et al.

1994). Le premier phénomène semble répondre aux fluctuations rapides de lumière dû aux

phénomène d'hydrodynamique et à la nébulosité (Brunet et Lavaud 2010). Le deuxième

cycle serait quant à lui lié à la photoacclimatation de la cellule phytoplanctonique aux

conditions de lumière moyenne des dernières heures et jours (Brunet et Lavaud 2010). Ces

deux processus suggèrent la présence de deux «pool» distincts de DD + DT où un seul peut

être rapidement dé-époxydé à l'échelle de secondes à heures et l'autre «pool» répond à la

lumière de croissance sur une échelle d'heures et de jour (Meyer et al. 2000).

7

Figure 2. Cycle des xanthophylles. Traduit et modifié de Latowski et al. (2004) et Goss et Jakob (2010).

Les biotopes marins occupés par le phytoplancton L'océan est un environnement tridimensionnel caractérisé par de forts gradients chimiques

et physiques. Le phytoplancton doit faire face à cet environnement hautement variable tout

en continuant à acquérir de l'énergie pour maintenir sa productivité photosynthétique et sa

croissance (Brunet et Lavaud 2010). Toutefois, malgré ces contraintes, on trouve dans le

milieu marin une riche diversité de phytoplancton. Hutchinson (1961) a qualifié ce

phénomène «le paradoxe du phytoplancton». Il se questionnait à savoir comment une si

grande diversité d'espèces phytoplanctoniques pouvait cohabiter par exemple dans quelques

millilitres d'eau se partageant et disputant les mêmes ressources, notamment la lumière et

les nutriments. Huisman et al. (2001) ont proposé que la diversité des habiletés

physiologiques ainsi que l'historique de vie des différentes espèces pouvaient expliquer la

forte diversité des communautés phytoplanctoniques. En effet, les adaptations

physiologiques des différents groupes taxonomiques leur permettent d’exploiter un régime

de lumière, de nutriments et de température différents (Figure 3). Chaque grand groupe

taxonomique de phytoplancton, et même chaque espèce, est donc caractérisé par des

conditions (lumière, nutriments, température) optimales de croissance qui leur sont

spécifiques. Ces optima de croissance définissent le biotope dans lequel un groupe ou une

Lumière

Noirceur

Diadinoxanthine

Diatoxanthine

Enzyme Diatoxanthine époxydase (DEP)

Active à un pH de 7.5 Enzyme Diadinoxanthine dé-époxydase (DDE) Active à un pH de 5.5 - 7.2

8

espèce se développe. Quelques biotopes ou niches écologiques sont représentées sur la Fig.

6 par des sphères, mais ce sont des dizaines de sphères de diverses dimensions que l'on

pourrait observer sur ce graphique.

Figure 3. Représentation schématique des différentes niches écologiques exploitées par les grands groupes de phytoplancton.

Toutefois, étant donné que c'est le facteur lumière qui subit les plus grandes variations, il

existe d'autres théories se basant uniquement sur la capacité des algues à faire face aux

fluctuations de lumière pour expliquer leur répartition spatiale et temporelle. En effet,

l'habileté de certaines espèces à initier des mécanismes de photoprotection ainsi que leur

rapidité de réponse pourrait expliquer ce phénomène (Meyer et al. 2000). Par exemple, les

espèces de diatomées estuariennes et côtières montrent une plus forte et flexible capacité

pour la photoprotection que les espèces océaniques leur conférant ainsi un avantage

adaptatif dans les environnements turbulents (Strzepek et Harrison 2004; Lavaud et al.

2007; Dimier et al. 2009). En effet, les espèces côtières où le phénomène de turbulence est

élevé possèdent une cinétique plus rapide du cycle des xanthophylles répondant ainsi

rapidement aux changements du régime lumineux comparativement aux espèces

9

océaniques. La régulation rapide de la photosynthèse dans un environnement lumineux

variable serait donc un trait fonctionnel crucial pour l'écologie des microalgues (Brunet et

Lavaud 2010). Dimier et al. (2009) ont proposé un schéma sur la base de comparaisons des

cycles des xanthophylles de six espèces de phytoplancton provenant de niches écologiques

différentes et à partir de ce schéma, on peut discriminer des groupes de phytoplancton en

fonction de leur capacité à faire face aux fluctuations de lumière.

La photoacclimatation Comme mentionné précédemment, les organismes photoautotrophes aquatiques sont

exposés à de grandes variations temporelles et spatiales de lumière. Celles-ci résultent des

cycles diurnes et saisonniers de lumière, de l’atténuation de la lumière par l’eau, la matière

dissoute et particulaire, la nébulosité ainsi que par le brassage vertical des eaux (Dubinsky

et Stambler 2009). Des mécanismes de photoprotection ont déjà été évoqués pour le

phytoplancton en situation de très forte lumière. Toutefois, le phytoplancton a développé

plusieurs autres mécanismes afin d’optimiser efficacement l’absorption de lumière et lui

permettre de s’acclimater rapidement à un nouvel environnement de lumière (Dubinsky et

Stambler 2009). Ces processus permettent la survie et la croissance des cellules sous une

faible lumière et une croissance accélérée sous une forte lumière tout en lui permettant

d’éviter les dommages photosynthétiques causés par un excès d’énergie (Dubinsky et

Stambler 2009).

La photoacclimatation correspond à une mosaïque d'ajustements de la composition

macromoléculaire et de la structure de l’appareil photosynthétique qui surviennent chez une

cellule soumise à des variations de lumière (Falkowski et Laroche 1991; MacIntyre et al.

2002; Brunet et al. 2011). La photoacclimatation module la photosynthèse, la respiration, la

croissance et la division chez toutes les algues (Anning et al. 2000) et peut survenir sur une

échelle de temps plus courte ou comparable à celle d’une génération de cellule (Cullen et

Lewis 1988). Il faut faire attention de ne pas confondre la photoacclimatation et

photoadaptation, car cette dernière réfère aux changements génotypiques qui surviennent

suite à des changements environnementaux (MacIntyre et al. 2002). Les différents

10

mécanismes du phénomène de photoacclimatation n’ont pas tous la même rapidité

d’exécution qui varie selon que l’intensité de lumière augmente ou diminue (Figure 4).

Figure 4. Ordre de grandeur (minutes) pour quelques mécanismes de photoacclimatation à une intensité lumineuse croissante ou décroissante. Traduit de MacIntyre et al. (2000).

Les temps de réaction des mécanismes varient de quelques jours pour les changements de

la chlorophylle à quelques secondes pour l'activation du cycle des xanthophylles. Les temps

de réactions démontrés pour une augmentation d’éclairement (inscrit «haut» dans la Figure

4) sont plus courts que pour une diminution de l’éclairement (inscrit «bas» dans la Figure

4). En effet, de manière générale, les mécanismes de la photoacclimatation à faible lumière

sont plus lents que ceux pour la forte lumière (Post et al, 1984).

Au niveau morphologique; il peut se produire des changements dans le volume de la

cellule, la densité et la composition des membranes des thylakoïdes (Berner et al. 1989)

ainsi que dans le mouvement des chloroplastes (Kiefer 1973). Les changements dans les

composantes de la chaîne de transport des électrons ainsi que dans les enzymes du cycles

11

de Calvin sont les principales modifications physiologiques observées. Les changements

moléculaires font quant à eux surtout référence aux changements pigmentaires.

Les changements pigmentaires qui ont lieu lors de la photoacclimatation affectent le

coefficient d'absorption spécifique. Le coefficient d'absorption spécifique (appelé

également section efficace d'absorption optique in vivo normalisé à la chlorophylle a et

pondéré par l'éclairement spectral) est un paramètre clé dans la photophysiologie et

l'écologie du phytoplancton. Bannister (1974) a suggéré, à partir des données publiées à

l’époque, que a* est relativement stable avec une moyenne d’environ 0.016 [m2 (μg chl a)-

1]. Toutefois, plusieurs études réalisées par la suite ont montré que a* pouvait varier

significativement selon l'espèce et la lumière de croissance (Morel et Bricaud 1981;

Falkowski et al. 1985; Berner et al. 1989; Kirk 2011). En effet, les variations de quantité de

pigments photosynthétiques ainsi que son rapport aux pigments photoprotecteurs influence

grandement le coefficient d'absorption spécifique de la lumière. Chez plusieurs espèces, a*

augmente en condition de forte lumière (c.-à-d. dans les cellules avec un faible rapport chl

a:C) (Dubinsky et al. 1986; Moisan et al. 1998; Anning et al. 2000; Johnsen et Sakshaug

2007; Dubinsky et Stambler 2009). Cette augmentation peut être due à deux facteurs; la

réduction de l'effet de discrétisation 2 (Morel et Bricaud 1981; Berner et al. 1989) et

l'augmentation du rapport entre les pigments accessoires photosynthétiques /ou

photoprotecteurs par rapport à la chlorophylle a (Prézelin et Boczar 1986; MacIntyre et al.

2002), deux facteurs résultant de la photoacclimatation (Sakshaug et al. 1997). Berner et al.

(1989) ont découvert que les variations de a* chez la Dunaliella tertiolecta, par un facteur

approchant deux, étaient dues à des effets équivalents de l'effet de discrétisation (51-57%)

et du changement de la composition pigmentaire (43-49%).

L'effet de discrétisation découle de la concentration intracellulaire des pigments qui vient

modifier physiologiquement la cellule et par conséquent, le a*. Ceci peut prendre place dû à

quatre processus différents : (1) changements dans la taille, la forme et la morphologie de la

cellule, (2) changements dans le nombre, la morphologie, la forme et la taille des

2 L'effet de discrétisation est appelé en anglais le «package effect».

12

chloroplastes ainsi que leur distribution dans la cellule, (3) changements dans le degré

d'empilement des membranes de thylakoïdes à l'intérieur du chloroplaste, et (4)

changements dans les propriétés optiques des membranes des thylakoïdes ("transparence"

des membranes) (4) (Berner et al. 1989). Dans l'étude de Berner et al. (1989), ils ont estimé

que 10% de l'effet de discrétisation était dû à la taille des chloroplastes, 40% à l'empilement

des thylakoïdes et 50% à la transparence des thylakoïdes. En effet, à mesure que la cellule

s'acclimate à de faibles lumières, les membranes du thylakoïde s'empilent les unes par-

dessus les autres ce qui fait qu’une molécule de pigment située à l'intérieur du thylakoïde a

rarement l'opportunité d'absorber un photon, ce qui contribue à diminuer a* (Falkowski et

Laroche 1991). En conditions de faible lumière, la concentration de protéines augmente,

principalement des apoprotéines photosynthétiques associées aux pigments, par unité de

lipides. Ceci contribue à l'augmentation de l'effet de discrétisation (Raven 2011), car le

rapport des complexes protéines-pigments aux lipides de la membranes est un indice de la

transparence (Berner et al. 1989). Cette acclimatation à faibles lumières est un processus

auto-limitatif. La cellule photosynthétique augmente sa quantité de chlorophylle a pour

compenser la réduction de la lumière, mais l'efficacité avec laquelle l'ensemble des

pigments absorbe diminue (Dubinsky et al. 1986). Pour une même molécule de

chlorophylle à faible lumière, celle-ci est moins efficace pour absorber un photon

comparativement à forte lumière dû à l’empilement et l’ombrage que ce font les molécules

entre elles (Sakshaug et al. 1997).

Les changements pigmentaires affectent également la section efficace d’absorption

effective du PSII. L'absorption de lumière se fait grâce au complexe antennaire des

photosystèmes (I et II) situé dans les membranes des thylakoïdes. Ce complexe antennaire

est formé de plusieurs molécules pigmentaires, chlorophylles et caroténoïdes, associées à

des protéines. Cette structure, qui s'apparente à un panneau solaire, absorbe les photons

avec une certaine probabilité. Cette probabilité dépendante de la longueur d'onde peut être

quantifiée sous la forme d’une section efficace d'absorption dont les dimensions sont une

aire par unité de photon (Dubinsky 1992). L’ensemble de tous les pigments qui absorbent la

lumière constitue la section efficace d’absorption optique. Cette section s’apparente au

coefficient d’absorption spécifique. La seule différence est que a* représente l’absorption

13

totale par unité de chlorophylle a, alors que la section efficace d’absorption optique se

rapporte à l’unité de PSII. En plus de cette section efficace d'absorption totale et purement

optique, il existe plus spécifiquement la section efficace d'absorption effective. Cette

section ne correspond qu'à l’absorption qui produit une réaction photosynthétique. La

section efficace d’absorption effective du PSII est donc inférieure à sa section efficace

d’absorption optique du PSII, car elle comprend quant à elle uniquement les pigments qui

transfèrent l'énergie au centre réactionnel (Falkowski et Laroche 1991). Ce ne sont pas

toutes les molécules de pigments de l’antenne collectrice qui transfèrent l’énergie

d’excitation au centre réactionnel. En effet, au niveau de l’antenne collectrice, une partie de

l’énergie lumineuse peut être dissipée (chaleur) ou réémise sous forme de fluorescence. Par

exemple, une molécule de caroténoïdes située dans l’antenne absorbe la lumière, mais ne

transfert pas son énergie à la chlorophylle a pour la photochimie. Elle ne contribue donc pas

à PSII (Falkowski et Raven 2007). Un changement de PSII indique une altération dans la

capacité de l'antenne du PSII à absorber la lumière ainsi que dans son efficacité à

transmettre cette énergie au centre réactionnel du PSII (Olaizola et al. 1994).

La photoacclimatation doit être différenciée du «quenching» non photochimique et des

processus de réparation des dommages résultant de la photoinhibition (MacIntyre et al.

2002). Toutefois, les changements dans la composition de l’appareil photosynthétique qui

modulent la capacité du «quenching» non photochimique ou la susceptibilité à la

photoinhibition peuvent être des composantes de la photoacclimatation (Anderson et al.

1998). Il est de première nécessité de bien comprendre la relation entre la photosynthèse et

la lumière et donc la photoacclimatation, car cette relation est à la base des modèles

d’estimation de production primaire (Sakshaug et al. 1997).

Les espèces phytoplanctoniques polaires sont bien adaptées aux conditions de faible

lumière, ne demandant que de faibles besoins pour croître (Kirst et Wiencke 1995). Les

algues polaires et les algues de glace présentent des caractéristiques photosynthétiques

typiques d’une acclimatation aux très faibles éclairements: une valeur élevée du coefficient

d’efficacité photosynthétique (α), une saturation et une photoinhibition de la photosynthèse

à faible éclairement (Kirst et Wiencke 1995). En effet, Harrison et Platt (1986) ont analysé

14

plus de 700 courbes production versus éclairement (courbes P vs. E) mesurées sur des

communautés naturelles de milieux polaires et tempérés et ils ont observé une

augmentation de l'efficacité photosynthétique, une plus grande sensibilité à la

photoinhibition ainsi que des taux maximal de photosynthèse plus faibles aux plus hautes

latitudes. La production spécifique maximale (P*max ; appelée également « assimilation

numbers ») qui correspond au taux de fixation de carbone normalisé par la chlorophylle à

lumière saturante varie de 2 à 10 [μg C (μg chl a-1) h-1] pour les communautés de

phytoplancton tempérées typiques (Falkowski 1981). Les valeurs de P*max pour les

communautés de l'Arctique sont généralement bien inférieures à ces valeurs. Elle varient de

0,11 à 10,33 [mg C (mg chl a-1) h-1] avec une moyenne oscillant entre 1 et 1,96 selon

Subba Rao et Platt (1984). Selon le Tableau 1, le P*max se situe entre 0,032-2,41 [mg C (mg

chl a-1) h-1] et selon Sakshaug et Slagstad (1991), il varie entre 0,3 et 2,0 [mg C (mg chl a-

1) h-1]. Quant au paramètre de saturation (Ek), celui-ci est généralement moins élevé aux

hautes latitudes (Tableau 2). La diminution de ces deux paramètres aux hautes latitudes

reflète l'acclimatation du phytoplancton aux faibles lumières (Babin et al. 2014. Soumis).

Les valeurs de α*, contrairement à P*max, ne sont pas très différentes entre les groupes

(Babin et al. 2014. Soumis). Pour les régions polaires, α* varie de

15

Tableau 1. Paramètres photosynthétiques des microalgues de l'Arctique. α* = efficacité photosynthétique [mg C mg chl a-1 h-1(μmol photons m-2 s-1)-1]. Pmax*= Taux maximal de photosynthèse (mg C mg chl a-1 h-1). Ek = lumière saturante (μmol photons m-2 s-1). Einh = Éclairement causant de la photoinhibition (μmol photons m-2 s-1). Traduit et modifié de Kirst et Wiencke (1995).

Assemblage ou espèce α

* Pmax* Ek Einh Référence

Phytoplancton Phytoplancton polaire

0.01-0.03 0.3-2.0 30-200 104-990 Sakshaug et Slagstad (1991)

Mer de Barents 0.026 1.3-1.6 52-63 Sakshaug et Slagstad (1991)

Mer de Barents 0.003-0.008 0.032-0.24 19-52 Johnsen et Hegseth (1991)

Détroit de Fram 0.078-0.094 0.94-2.52 19-43 92-2034 Smith et al. (1991)

Baie de Baffin 0.027-0.14 0.11-2.41 33-432 124-1870 Gallegos et al. (1983)

Résumé Moyenne

Médiane

Gamme

0.046 1.29 135 772

0.027 1.45 57 557

0.003-0.14 0.032-2.41 19-432 92-2034

Cultures

Thalassiosira bioculata

0.023-0.025 0.8-1.7 35-68 430 Sakshaug et Slagstad (1991)

16

Tableau 2. Survol des valeurs de paramètres photosynthétiques provenant de plusieurs expéditions dans les eaux arctiques, tempérées, tropicales et antarctique. Can. Arch. : Archipel Canadien, Gre. Sea: Mer du Groenland, Arct. Bar. : Mers de Barents, Chuk. Sea : Mer de Chukchi, Beauf. Sea : Mer de Beaufort. S: Surface, P: Profondeur de la pycnocline, Sub: Subsurface, US: Surface sous la glace, USub: Subsurface sous la glace, USCM: Maximum de chlorophylle subsurface sous la glace. Modifié de Babin et al. (2014).

Location Depth * EKb P*maxc Reference

Arctic waters (>60°N) Can. Arch.

(Lancaster Sound) S P

0.008-0.011 0.006-0.012

275-321 95-317

0.90-0.95 0.24-1.09 Gallegos et al. (1983)

Can. Arch. (Scott Inlet)

S P

0.009 0.008

177 79

1.05 0.81 Platt et al. (1980)

Baffin Bay S P 0.006-0.008 0.001-0.056

489-713 154-443

0.76-1.50 0.15-1.58 Gallegos et al. (1983)

Baffin Bay S P 0.009-0.100 0.003-0.017

88-174 43-177

0.95-2.97 0.71-2.60 Platt et al. (1982)

Baffin Bay S & Sub 0.057 80 1.21 Harrison et Platt (1986)

Gre. Sea S Sub 0.019-1.119 0.048-0.422

6-71 19-104

1.42-6.55 6.06-8.83 Brightman (1987)

Gre. Sea S P 0.006-0.134 0.009-0.017

41-118 41-66

0.43-7.20 0.44-2.63 Smith et Sakshaug (1990)

Gre. Sea S & Sub 0.078 ± 0.051 43 ± 34.4 2.52 ± 1.22 Smith et al. (1991)

Arct. Bar. S & Sub 0.004-0.163 4-319 0.3-7.3 Rey (1991)

Chuk. Sea

US USub

S Sub

0.018 ± 0.011 0.027 ± 0.030 0.017 ± 0.011 0.024 ± 0.014

72 ± 56 54 ± 47 67 ± 37 47 ± 24

0.95 ± 0.47 1.15 ± 1.05 0.95 ± 0.50 0.96 ± 0.45

Palmer et al. (2013)

Beauf. Sea US

USCM Sub

0.017 ± 0.015 0.014 ± 0.006 0.019 ± 0.009

146 ± 31 67 ± 14 41 ± 22

1.61 ± 0.77 0.93 ± 0.54 0.71 ± 0.38

Palmer et al. (2011)

Beauf. Sea S Sub 0.027 ± 0.020 0.010 ± 0.008

49 ± 18 97 ± 30

1.2 ± 0.8 0.8 ± 0.4 Brugel (2009)

Beauf. Sea S & Sub 0.017 37 0.5 Huot et al. (2012) Mackenzie River

plume S

Sub 0.008-0.025 0.002-0.035

30-52 15-100

0.40-1.30 0.21-0.68 Brugel (2009)

Temperate, tropical and antarctic waters (

17

1. 3 Les floraisons printanières de phytoplancton en Arctique En plus de bien comprendre comment le régime des glaces en transformation affecte les

communautés phytoplanctoniques, il est essentiel de bien comprendre son influence sur les

floraisons printanières, car ces floraisons de phytoplancton à la lisière de la banquise

constituent l’une des composantes majeures de la production primaire en Arctique. La

modification du régime et de l’étendue du couvert de glace entraine des changements

physiques qui peuvent modifier à leur tour la date de déclenchement, la durée, l’intensité et

la distribution spatiale des floraisons du phytoplancton (Mei et al. 2002). Elles se

produisent à la fonte des glaces au printemps lorsque la lumière devient à nouveau

disponible pour la croissance du phytoplancton (Perrette et al. 2011). L’apport en eau

douce provenant de la fonte de la banquise provoque la formation d’une couche

superficielle stratifiée, ce qui diminue l’épaisseur de la couche de mélange et offre un

environnement stable et favorable à la floraison printanière (Sakshaug et Slagstad 1991).

L’augmentation de l’éclairement, qui découle de l’allongement du jour et de la réduction du

mélange vertical, semble être responsable de l’initiation de la floraison alors que les

nutriments, abondants au printemps, assurent le maintien de la floraison durant quelques

semaines (Harrison et Cota 1991). La dynamique de ces floraisons est cruciale pour la

production primaire et secondaire annuelle qui initient le transfert de l’énergie vers les

niveaux trophiques supérieurs (Leu et al. 2011).

Le choix de l'espèce: Thalassiosira gravida De manière générale, ce sont les diatomées qui participent majoritairement à la floraison

printanière en termes de biomasse. En effet, les diatomées constituent un groupe

taxonomique abondant et sont d’importants producteurs primaires dans les régions polaires

(Allen 1971; Gosselin et al. 1997; von Quillfeldt 2000; Lovejoy et al. 2002). Durant la

floraison, une succession est observée chez les espèces de diatomées. Les diatomées

pennales, qui sont dominantes dans la glace (Rozanska et al. 2009), arrivent généralement

les premières en début de saison (Allen 1971). Dans la colonne d’eau, le patron de floraison

observé en Arctique débute généralement avec les diatomées pennales du genre Fragilaria.

18

Elles sont suivies par les centrales du genre Thalassiosira et la succession se termine par le

genre Chaetoceros (Heimdal 1989; Booth et al. 2002).

La présente expérience a été réalisée sur la Thalassiosira gravida, une diatomée centrale de

la classe Coscinodiscophyceae et de la famille Thalassiosiracea. Elle a été découverte en

1896 par P.T. Cleve à partir de matériel récolté dans la Baie de Baffin (Cleve 1896). C'est

une diatomée pélagique, adaptée au froid et omniprésente dans les environnements marins

nordiques (Poulin et al. 2010). En effet, selon Poulin et al. (2010), la Thalassiosira gravida

représente une des cinq diatomées les plus fréquemment enregistrées à l'échelle pan-

Arctique. On dénote sa présence en Alaska, au Canada, en Scandinavie et en Russie (Poulin

et al. 2010) particulièrement lors des floraisons printanières. La Thalassiosira gravida a

souvent été confondue à la T. rotula, mais suite à des études taxonomiques plus poussées, il

a été montré que la structure des valves diffère entre les deux espèces (Bérard-Therriault et

al. 1999; Sar et al. 2011). De plus, la répartition géographique des deux espèces diffère, la

T. rotula étant présente principalement dans les eaux chaudes à tempérées, alors que la

T.gravida est présente dans les eaux polaires (Hasle 1976). Une étude comparative a

montré aussi que la température optimale de l'eau pour la T.gravida est 3°C alors que pour

la T. rotula, elle est de 17°C (Syvertsen 1977).

19

Chapitre 2. Problématique Tel que mentionné précédemment, la dynamique de la glace de mer régule fortement la

production primaire dans l’océan Arctique (Pabi et al. 2008). Les floraisons à la lisière de

la banquise illustrent l’étroite connexion entre le retrait de la glace et la productivité. Les

changements dans le régime de la glace de mer entraineront des modifications de la

production primaire (Wassmann et Reigstad 2011) notamment via les changements des

propriétés abiotiques du milieu comme l’éclairement et la température (Bursa 1961).

Plusieurs études récentes suggèrent que la production primaire arctique augmentera au

cours des prochaines décennies à cause de l’augmentation de l’aire favorable à la

croissance du phytoplancton et à l’allongement de la saison de croissance (Arrigo et al.

2008; Arrigo et van Dijken 2011). Avec la fonte précoce de la glace au printemps, la saison

de croissance du phytoplancton devrait débuter plus tôt. Certaines études (Arrigo et van

Dijken 2011; Kahru et al. 2011) ont montré à l’aide de la télédétection qu’au cours de la

dernière décennie, le début de la floraison pan-Arctique survient en moyenne 2,4 jours plus

tôt que l’année précédente, et certaines régions affichent même une avancée de 3 à 5 jours.

Des régions comme le bassin de Foxe et les mers de Baffin et de Kara ont montré, au cours

de la dernière décennie, une avancée de 50 jours dans le début de la floraison passant d’un

maximum en septembre (jour 250) à un maximum au début de juillet (jour 200) (Kahru

et al. 2011). Dans ces régions, la floraison survient normalement après le solstice d’été. Si

celle-ci est devancée et se rapproche du solstice, la durée du jour associée au maximum de

chlorophylle va augmenter (Kahru et al. 2011). Les pics de chlorophylle précoces de ces

régions sont donc tous associés à une durée du jour plus longue.

Ces changements majeurs posent de nombreuses questions. Lors de la fonte de la glace, la

durée du jour et l’éclairement seront-ils favorables au commencement de la floraison?

Jusqu’à quel point la floraison peut-elle survenir tôt après la nuit polaire ? Qu’en est-il de la

diversité en espèces ? Une possible migration vers le nord de certaines espèces pourrait être

observée parce que la zone saisonnière libre de glace s’étendra plus au nord. Y aura-t-il des

20

effets néfastes sur la biodiversité ? Étant donné les conditions d’éclairement des hautes

latitudes, les espèces venues du sud pourront-elles croître ? La succession des espèces

phytoplanctoniques sera-t-elle la même? La structure de la chaîne alimentaire sera-t-elle

modifiée ?

Bien qu'il soit difficile de répondre à ces questions, on peut facilement envisager que les

modifications de l’environnement affectent la production, la biomasse et la composition

spécifique du phytoplancton dans l’océan Arctique. Il est toutefois difficile de prédire dans

quelle mesure les communautés phytoplanctoniques réagiront face à ces changements, car il

existe peu de données fondamentales sur la physiologie des espèces présentes en Arctique.

Plusieurs études ont tenté d’évaluer la production primaire totale en Arctique (Pabi et al.

2008; Arrigo et van Dijken 2011; Tremblay et al. 2011) pour comprendre comment elle

réagit face à ces changements. Toutefois, en plus de ces études, Doney (2006) suggère de

réaliser des mesures de taxonomie et de physiologie afin d’interpréter plus justement les

modifications des communautés. De meilleures connaissances dans ce domaine permettront

de mieux formuler les hypothèses et d'affiner les prédictions. La connaissance de ces

différentes adaptations physiologiques permet de mieux comprendre la prédominance de

certaines espèces phytoplanctoniques selon les conditions environnementales. En même

temps, elle permet d’identifier les facteurs sélectifs qui favorisent la croissance d’une

espèce dans un environnement particulier. Les optima de croissance des groupes

taxonomiques ou espèces de phytoplancton combinés aux conditions de l’environnement

expliquent leur répartition spatiale. Comme ces conditions environnementales sont

fluctuantes dans le temps, elles déterminent aussi la succession temporelle de groupes

taxonomiques ou espèces de phytoplancton.

21

Chapitre 3. Objectifs et hypothèses de l’étude

L’étude proposée porte sur la compréhension des mécanismes physiologiques du

phytoplancton lors de la floraison printanière. Celle-ci est un évènement essentiel pour la

dynamique globale des écosystèmes marins (Legendre 1990). Cette forte croissance du

phytoplancton au printemps supporte le réseau trophique en permettant l’alimentation des

producteurs secondaires (Dunweber et al. 2010). Ce sont précisément les diatomées qui

seront étudiées, car comme mentionné dans l’introduction, celles-ci constituent un groupe

taxonomique majeur du phytoplancton arctique. Notre étude focalisera sur la photopériode

et l'éclairement, car comme indiqué précédemment, ces deux facteurs sont susceptibles de

varier fortement dans le future proche. Les modifications dans le régime lumineux sont les

plus probables de modifier l’arrivée de la floraison et possiblement sa composition en

espèces (Tremblay et Gagnon 2009). Eilertsen et al. (1995) ont montré que la durée du jour

est un facteur important dans la régulation du début de la floraison des diatomées, d’où

l’importance de bien connaître son rôle dans la croissance de celles-ci. L’éclairement quant

à lui est largement modulé par l’étendue et l’épaisseur du couvert de glace et de neige (von

Quillfeldt 2001) et est donc plus sensible aux perturbations futures. Une combinaison de

ces deux facteurs représentant les conditions naturelles en Arctique sera utilisée pour

déterminer les optima de croissance d'une diatomée typique des floraisons en Arctique. Une

attention toute particulière sera portée aux conditions d’expérimentations. Quelques études

(Durbin 1974; Brand et Guillard 1981; Verity 1982; Gilstad et Sakshaug 1990; Thompson

1999) ont étudié la croissance et la physiologie du phytoplancton en lien avec l’éclairement

et la durée du jour. Cependant, ces études ne sont pas toutes basées sur des espèces

arctiques ou des souches provenant de l'Arctique. De plus, les conditions de croissance

auxquelles étaient soumises les cellules n’étaient pas représentatives des conditions

naturelles car basées sur un régime lumineux binaire (jour-nuit) ou un éclairement soutenu

pendant 24 heures. Malgré cela, selon ces études, les taux de croissance semblent de

manière générale augmenter avec l’intensité de l’éclairement et la durée du jour jusqu’à

atteindre une valeur limite où la croissance atteint un plateau. La valeur d’éclairement

correspondant au maximum du taux de croissance varie aussi selon les espèces (Brand et

Guillard 1981).

22

La présente expérience vise à raffiner les observations précédentes en leur donnant une

dimension plus réaliste. Les conditions d’expérimentations représenteront le plus

fidèlement possible les conditions d’éclairement et de durée du jour durant la période de

floraison. L’expérience tentera de déterminer si effectivement la floraison peut survenir

dans les conditions environnementales de début de saison. De plus, l’étude tentera

d’approfondir les connaissances, encore très fragmentaires, sur les caractéristiques

physiologiques des diatomées typiques des floraisons. Mon étude s’inscrit donc dans une

lignée de projets visant à caractériser et paramétrer les propriétés de croissance et de

photosynthèse d’espèces de phytoplanctons clés en Arctique. Précisément, elle vise à mieux

caractériser physiologiquement dans des conditions naturelles simulées une espèce clé de

l’Arctique pour permettre d'affiner les prédictions face à la nouvelle dynamique climatique

polaire.

Objectif 1:

Quantifier l’effet de l’éclairement et de la durée du jour sur la croissance de la

Thalassiosira gravida, une diatomée typique des floraisons printanières dans l’océan

Arctique, dans le contexte d’une fonte saisonnière précoce de la banquise.

Hypothèse :

H1 : Une durée du jour plus longue et un éclairement plus important favoriseront la

croissance de cette diatomée jusqu’à atteindre une valeur où le taux de croissance deviendra

constant.

Objectif 2:

Expliquer les optima de croissance de la Thalassiosira gravida par la photoacclimatation

dans le contexte d’une fonte saisonnière précoce de la banquise.

23

Chapitre 4. Matériels et méthodes

Le plan d’expérience a été défini en vue de déterminer les optima de croissance d’une

espèce de diatomée la Thalassiosira gravida, typique des floraisons en Arctique. Les

optima de croissance correspondent aux conditions physio-chimiques idéales (température,

lumière, nutriments, etc.) qui permettent un taux de division cellulaire maximal. Pour cette

expérience, ce sont précisément les optima de croissance correspondant à différentes

conditions d’éclairement qui ont été étudiés.

Figure 5. Schéma représentant les diverses étapes de la photosynthèse, et indiquant les mesures réalisées pour caractériser chacune de ces étapes.

Pour mieux comprendre les taux de croissance observés aux différents traitements de

lumière, plusieurs mesures ont été réalisées afin de bien caractériser chaque étape de la

photosynthèse (Figure 5). Il est important de bien comprendre ce processus, car c'est grâce

à l'énergie chimique, provenant de la conversion de l'énergie lumineuse lors de la

photosynthèse, que la cellule suffit à ses besoins pour croître et se diviser. Tout d'abord, le

dénombrement quotidien des cellules a permis de suivre les variations du taux de

croissance de la T. gravida. Le taux de fixation de carbone a été mesuré régulièrement afin

d’établir la relation entre la photosynthèse et l’éclairement (communément appelée courbes

24

P vs. E). Cette relation est fondamentale dans l’étude de l’écologie du phytoplancton

(Lewis et Smith 1983). Les valeurs des différents paramètres de l’équation de la courbe P

vs. E permettent d’obtenir de l’information sur la physiologie des algues. De plus, les

mesures de chlorophylle a et de carbone ont permis de bien interpréter les courbes P vs. E.

Le dosage des pigments et la mesure du coefficient d'absorption optique par les cellules de

diatomées ont servi à évaluer les changements survenus au niveau de l'antenne du

photosystème 2 (PSII) et ainsi interpréter la photoacclimatation des cellules. Finalement,

des mesures de fluorescence variable ont fourni des caractéristiques telles que le rendement

quantique maximal, qui procurent de l'information sur le statut physiologique des cellules

phytoplanctoniques. Toutes ces mesures ont permis de bien déterminer les conditions de

croissance de cette diatomée et ses capacités de photoacclimatation pour vérifier si elle peut

effectivement croître plus tôt dans l’année.

4.1 La méthode de culture

Il existe trois méthodes de culture pour étudier l’écophysiologie des algues; la culture en

«batch» (système fermé), la culture en semi-continu ou la culture en continu (système

ouvert). La culture en «batch» présente quelques avantages du point de vue de la facilité de

mise en oeuvre, des coûts et du volume de milieu de culture requis (Wood et al. 2005). Par

contre, avec ce type de culture, il est impossible de maintenir constant les paramètres de

culture, car l’accumulation de biomasse modifie la disponibilité en nutriments et en lumière

(MacIntyre et Cullen 2005). Lorsque les conditions de croissance doivent être stables ou

contrôlées, les systèmes en semi-continu ou en continu sont plus adaptés. La culture en

continu est réalisée à l’aide d’un automate de culture qui permet un apport constant de

nouveau milieu de culture à la même vitesse à laquelle il est consommé par les algues,

permettant ainsi de maintenir des conditions stables et une croissance exponentielle (Wood

et al. 2005). Un automate de culture permet de maintenir un nutriment en concentration

limitée (chemostat) ou de garder une densité constante en condition non-limitative de

nutriments (turbidostat) en ajustant le taux de dilution (Wood et al. 2005). Pour la présente

expérience, la méthode en semi-continu a été retenue, avec un renouvèlement du milieu de

culture effectué à chaque jour. Au contraire de l’automate de culture, le retrait et l’ajout de

25

milieu de culture ne se pas fait graduellement au goutte-à-goutte, mais «en une fois»

régulièrement. La méthode en semi-continu permet de garder la culture d’algue à un taux

de croissance exponentielle, mais ne permet pas de stabiliser la densité cellulaire comme

c’est le cas pour un turbidostat (Wood et al. 2005). Elle est par contre plus facile à mettre

en œuvre. Avec un renouvellement partiel quotidien du milieu de culture, les conditions de

lumière fluctuent, contrairement à la culture semi-continu du turbidostat, mais dans des

limites raisonnables et bien moins importante qu’en culture en batch.

L'expérience a été réalisée sur une souche de la Thalassiosira gravida (souche CCMP986,

National Center for Marine Algae and Microbiota) isolée en 1978 par E. Syvertsen à

Tromso en Norvège (69.6667° N 18.9667° E). Afin de bien déterminer le taux de

croissance maximal (μmax) qui survient lors de la phase de croissance exponentielle de

l'algue (voir encadré rouge sur la Figure 6) nous avons d’abord cultivé la T. gravida en

« batch ». Une fois le μmax quantifié, nous sommes passés au mode semi-continu. La T.

gravida a été cultivée à 0°C à une salinité de 36 PSU dans des erlenmeyers de 2L (1L de

culture) en triplicatas. Le milieu de culture a été fabriqué avec de l'eau de mer récoltée dans

la Baie de Baffin (profondeurs variant de 100 à 200 mètres) filtrée sur des membranes de

polypropylène (820 cm2 d'aire de filtration et porosité de 0,2 μm, Whatman®Polycap HD).

L'eau de mer filtrée a été enrichie afin d’éviter toute limitation en nutriments, en s’inspirant

des milieux de culture f/2 et L1. L’ajout de vitamines s'est fait selon la recette du milieu f/2

(Guillard et Ryther 1962, Guillard 1975), un milieu d’eau salée enrichi, commun et

largement utilisé pour la culture d’algues (Harrison et Berges 2005). Les sels nutritifs et les

métaux traces ont quant à eux été ajoutés d’après la recette L1 (Guillard et Hargraves

1993), recette dérivée du milieu f/2 (Harrison et Berges 2005). Pour la composition globale

du milieu, voir l'Annexe 1.

Les cultures ont été délicatement ventilées en continu par bullage (air ambiant filtré sur

filtre de fibre de verre 50 mm de diamètre et porosité de 0,3 μm, Whatman®HEPA-Vent)

pour éviter toute limitation en carbone inorganique dissous et garder les cellules en

suspension. Durant la période expérimentale, les cultures ont été diluées quotidiennement à

la même heure de façon à obtenir une densité cellulaire relativement stable et faible (entre

26

9×107 et 1×108 cellules/L), et ainsi maintenir une épaisseur optique faible et une croissance

exponentielle. Le but de cette démarche est aussi de maintenir une croissance dite

équilibrée (désignée en anglais par le vocable «balanced growth»). Pour plusieurs

paramètres (ex; pigments par cellule, protéine par cellule, carbone par cellule), une période

d’acclimatation à chaque nouvelle conditions de croissance est observée. Durant cette

période, la relation entre la valeur du paramètre par cellule et le nombre de cellules est

assez variable et cette période peut durer 20 générations ou plus (Wood et al. 2005).

Éventuellement, un état d’équilibre physiologique est atteint. À ce moment, la

concentration moyenne cellulaire des constituants majeurs reste constante et le taux de

changement de ces différents constituants dans la population (culture) est le même (Wood

et al. 2005). Avant d’atteindre cet état d’équilibre, des variables comme la fluorescence de

la chlorophylle ou le carbone organique particulaire (POC) ne peuvent pas être utilisées

pour suivre les changements dans la taille de la population (Wood et al. 2005).

Figure 6. Graphique du logarithme du nombre de cellules en fonction du temps dans une culture en «batch». Légende : (1) phase stationnaire initiale, (2) phase de croissance exponentielle, (3) phase de diminution du taux de croissance, (4) phase stationnaire maximale, (5) phase de mortalité (le taux de mortalité excède le taux de division). Reproduit à partir de Fogg et Thake (1987).

Temps

Loga

rithm

e du

no

mbr

e de

cel

lule

s

27

Les cultures ont été acclimatées durant 4.6 à 19.9 générations aux différents traitements de

lumière avant l'échantillonnage. L'état d'équilibre des cultures a été supposé atteint quand la

valeur de chlorophylle par cellule et le diamètre moyen des cellules étaient devenus stables.

Ensuite, des triplicatas de cultures ont été échantillonnés pour chaque condition

d'éclairement (voir plus bas) durant trois jours d’affilée, à la même heure. Toutes les

variables (nombre de cellules, carbone, azote, pigments, absorption particulaire, courbe P

vs. E, fluorescence variable) ont été mesurées chaque jour à midi et le dernier jour une

seconde fois, à minuit.

4.2 Lumière de croissance Pour simuler des conditions d’éclairement (niveau et cycle journalier) représentatives de

l’Arctique, nous avons choisi une région de référence; la baie de Baffin. Kahru et al. (2011)

ont montré une avancée de 50 jours dans la floraison printanière au cours de la période

1997-2009. La baie de Baffin couvre une vaste étendue de 1400 km du nord au sud par 550

km de l’ouest à l’est entre l’île de Baffin et le Groenland. Cette zone est toujours

partiellement couverte de glace sauf durant les mois d’août à septembre (Tang et al. 2004).

Un modèle de transfert radiatif (Modèle LIBRADTRAN avec la méthode SDISORT des

ordonnées discrètes avec une approximation pseudo-sphérique, Mayer et Kylling (2005)) à

travers l’atmosphère par ciel clair (visibilité de 30 km) a été utilisé pour obtenir le cycle

journalier d’éclairement de surface à deux positions géographiques, 70°N 60°O et 75°N

70°O (Figure 7), à quatre moments différents de l'année (Figure 8) correspondant à un jour

en particulier au mois de mars (19 mars), avril (14 avril), mai (6 mai) et juin (21 juin). Les

durées du jour correspondantes sont 12, 16, 20, et 24 heures (Tableau 3).

28

Figure 7. Carte de l'Arctique Canadien. Les deux points rouges représentent les deux sites géographiques de référence utilisés pour calculer les cycles d’éclairement de surface.

Figure 8. Comparaison des quatre cycles de lumière utilisés pour l'expérience, tels que mesurés dans la chambre d’incubation à l'aide d'une sonde de lumière équipée d'un collecteur 4π (Biospherical Instruments Inc. ®QSL2101).

0

50

100

150

200

250

300

0:00 4:48 9:36 14:24 19:12 0:00

Éclairem

ent(µ

molphoton

sm‐2s‐1)

Heure

MarsAvrilMaiJuin

BaiedeBaffin

Arctique

Océan

29

Tableau 3. Comparaison des différents paramètres des quatre traitements de lumière.

Traitement 1 2 3 4 Moment de l'année Mars Avril Mai Juin

Durée du jour (heures) 12 16 20 24

Éclairement minimum (µmol photons m-2 s-1)

0 0 0 44

Éclairement maximum (µmol photons m-2 s-1)

51 118 187 244

Éclairement moyen (µmol photons m-2 s-1)

15 42 84 136

Pour prendre en compte la perte de lumière par réflexion à la surface de l’océan, nous

avons retranché 5% de l’éclairement incident. Ensuite, un coefficient d'atténuation (Kd)

(m-1) de 0,39 (Vasseur et al. 2003) correspondant au maximum observé dans la baie de

Baffin en période de floraison a été appliqué dans le but de recréer un cycle de lumière

typique des conditions à 4-5 mètres de profondeur.

Les incubations ont été réalisées dans une chambre de croissance de marque Percival® qui

permet de reproduire ces cycles de lumière. La source de lumière dans cet incubateur est

constituée de deux séries de quatorze tubes fluorescents placés sur deux côtés opposés de la

chambre (Philips®, 54W/840), filtrés par un film de plastique diffusant blanc (Filtres LEE®

: 216-White diffusion) pour rendre la lumière plus homogène. Les trois erlenmeyers ont été

disposés au centre de l'incubateur afin que chacun reçoive la même quantité de lumière.

Chaque jour, une permutation a été effectuée entre les erlenmeyers pour éviter tout biais

entre les réplicatas en cas de légères différences de lumière entre les trois positions dans

l'incubateur.

Le spectre d'éclairement des tubes fluorescents a été mesuré entre 400 et 700 nm à l'aide

d'un spectroradiomètre (OceanOptics® USB4000-UV-VIS-ES) (Figure 9). On remarque

qu'il est très différent du spectre du soleil (Annexe 2).

30

Figure 9. Spectre d'éclairement des tubes fluorescents de l'incubateur de croissance.

4.3 Taux de croissance

La densité cellulaire a été mesurée à l'aide d'un compteur de particules électrique (Coulter

Counter Beckman®, Modèle MS4) chaque jour avant et après la dilution. Cette mesure

requiert tout d’abord une forte dilution de l’échantillon avec de l’eau de mer filtrée afin que

l’appareil puisse autant que possible compter les cellules une par une. En effet, chaque

particule doit, quand elle est pompée, franchir l’entrée du système individuellement. Un

courant est généré entre l’extérieur et l’intérieur du système, rempli de milieu de culture

dont la conductivité est élevée. Le changement d’impédance provoqué par le passage de la

cellule dans l’orifice d’entrée est proportionnel au biovolume de la cellule, que l’on peut

convertir en diamètre en supposant cette dernière sphérique.

Ensuite, le taux de croissance (jour-1) a été calculé selon la formule suivante (Anning et al.

2000):

Taux de croissance = ln N t N t

t t

(1)

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

400 450 500 550 600 650 700

E(λ)(unitésrelatives)

Longueurd'onde(nm)

31

où N(t1) est la concentration de cellule (cellule L-1) au temps t1 et N(t2) est la concentration

de cellule (cellule L-1) au temps t2 et, t2 - t1 est le temps écoulé entre les deux

échantillonnages.

4.4 Analyse de pigments

La concentration en pigments chez la Thalassiosira gravida a été déterminée suite à des

filtrations sur filtres de fibre de verre (25 mm de diamètre et porosité de 0,7 μm,

Advantec®) de triplicatas d'échantillons de culture (5 à 10 mL), le tout effectué sous

lumière verte. Immédiatement après filtration, les filtres ont été plongés dans de l'azote

liquide afin qu'ils subissent une congélation rapide, puis conservés au congélateur à -80°C.

Lors de l'extraction, les pigments des échantillons sont tout d'abord extraient dans du

méthanol 95%. Par la suite, une série de trois sonications d'une durée de 20 secondes

chacune est effectuée. Les échantillons sont centrifugés à 4500 rotations par minutes durant

15 minutes et à 4°C. Pour terminer, les échantillons sont filtrés sur membrane de

polytétrafluoroéthylene (PTFE) et porosité 0.2 µm. De l'argon est ajouté dans les tubes

contenant les extraits de pigments pour éviter la dégradation par oxydation.

Une analyse par chromatographie liquide de haute performance (HPLC) a ensuite été

réalisée sel