Résistance des souches de Streptococcus pneumoniae aux

ii

THESE

Présentée Pour l’obtention du

Doctorat Unique de l’Université de Ouagadougou Spécialité : Sciences Biologiques Appliquées

Option : Biologie Moléculaire

par BERE Charles Léonard

Maître ès Sciences

sur le thème :

Soutenue publiquement le 9 février 2010

Devant la commission d’examen

Président : Pr Alfred S. TRAORE, Professeur Titulaire, Université de Ouagadougou

Membres : Pr Lassana SANGARE, Professeur Agrégé, Université de Ouagadougou

Pr Nicolas BARRO, Maître de Conférences, Université de Ouagadougou

Dr Virginio PIETRA, Université de Brescia

Pr Jacques K. SIMPORE, Maître de Conférences, Université de Ouagadougou

Résistance des souches de Streptococcus pneumoniae aux antibiotiques à Bobo-Dioulasso :

aspects phénotypiques et génotypiques.

UNIVERSITE DE OUAGADOUGOU Unité de Formation et de Recherche En Science de la Vie et de la Terre

(UFR/SVT/LABIOGENE)

BURKINA FASO ********** Unité -Progrès -Justice **********

-------------------------------

LABIOGENE/UFR-SVT

iii

DEDICACES A mon Père BERE Yves, à ma Mère NANA Claire tous rappelés auprès de Dieu, mes pensées

vont droit vers vous qui m’avez soutenu depuis mon enfance. ….

A ma femme et surtout à mon enfant qui n’a pas eu la chance d’être à mes cotés dans ce monde,

je vous adresse mes vifs remerciements pour la patience dont vous avez fait preuve durant ces années de

recherches.

A mes Frères, Sœurs, Parents et Amis, je vous remercie pour votre soutien moral inestimable et

pour vos encouragements tout au long de ces dures années de travail. ….

A tous ceux, qui, d’une manière ou d’une autre, ont contribué à l’aboutissement de ce travail, je

réitère ma profonde amitié et mes sincères remerciements.

v

RemeRciements Ce travail a été réalisé au Centre Muraz de Bobo-Dioulasso, au Centre Hospitalier

Universitaire Vaudois de Lausanne en Suisse et dans les laboratoires du Département de

Microbiologie de l’Université de Catania en Italie.

Qu’il me soit permis de remercier le professeur Alfred S.TRAORE, responsable de

la formation doctorale en Sciences Biologiques Appliquées, du Département de Biochimie-

Microbiologie de l’Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de la Terre

(UFR/SVT) de l’Université de Ouagadougou.

J'exprime ma profonde gratitude au professeur Jacques SIMPORE, Directeur de

cette thèse et membre du jury qui est Directeur de plusieurs institutions: Laboratoire de

Biologie Moléculaire et de Génétique (LABIOGENE de L’UFR/SVT); Centre de

Recherche Biomoléculaire Pierto Annigoni (CERBA); Laboratoire du Centre Médicale

Saint Camille de Ouagadougou et Recteur de l’Université de Saint Thomas d’Aquin

(USTA). Merci pour le support financier et pour m’avoir permis d’effectuer le génotypage

de mes souches bactériennes en Italie (Catania). Merci pour votre encadrement

exceptionnel, votre disponibilité malgré vos multiples fonctions, vos précieux conseils et

vos encouragements. Ce travail n’aurait pas abouti sans vous, soyez grandement remercié.

Je remercie très sincèrement le professeur augustin P. BERE Codirecteur de cette

thèse. Pour avoir accepté de suivre ce travail; soyez en remercié.

Je remercie le Professeur Lassana SANGARE de l’Université de Ouagadougou,

responsable du laboratoire de Bactériologie-Virologie du CHU Yalgado OUEDRAOGO,

pour avoir accepté de lire, critiquer et instruire cette Thèse. Merci pour votre contribution

à l’amélioration de ce document et d’avoir accepté d’être membre du jury. Trouvez ici

l’expression de toute ma gratitude.

Je remercie le au Professeur Nicolas BARRO de l’Université de Ouagadougou,

responsable du laboratoire de Biochimie et Biologie Moléculaire (CRSBAN/UFR-SVT),

vi


à l’amélioration de ce document et d’avoir accepté d’être membre du jury. Trouvez ici

l’expression de toute ma gratitude.

Je remercie le Professeur Comblam A. de SOUZA (Université de Lomé, Togo),


à l’amélioration de ce document. Trouvez ici l’expression de toute ma reconnaissance.

Je remercie également le Professeur Vittorio COLIZZI (Université de Rome Tor

Vergata, Italie), pour avoir accepté de lire, critiquer et instruire cette Thèse. Merci pour

votre contribution à l’amélioration de ce document. Trouvez ici l’expression de toute ma

reconnaissance.

Je voudrais ici témoigner toute ma reconnaissance et mes remerciements au

Professeur DOSSO Mireille pour, son aide, la publication de mes articles, ces précieux

conseils et ces encouragements.

Je remercie le Professeur Jacques BILLE et le Docteur Elizabeth BANNERMAN

pour m’avoir permis d’effectuer le sérotypage de mes souches au CHUV de LAUSANNE.

Je remercie également le Professeur Salvatore MUSUMECI et le Professeur

Stefania STEFANI pour m’avoir permis d’effectuer le génotypage de mes souches dans les

laboratoires du département de microbiologie de l’Université de Catania.

Je remercie tous mes aînés en particulier, les Docteurs Aly SAVADOGO, Simplice

KAROU, pour leur disponibilité à mes sollicitations.

Ma gratitude s’adresse également à tout le personnel du Centre Muraz, des SMI de

Farakan et D'Accart Ville, des Agences Universitaires de la Francophonie de Bobo-

Dioulasso et Ouagadougou pour leur affection et leur soutien.

Enfin, je remercie pour leur contribution, toutes les personnes qui m'ont soutenue et

assistées et dont je n’ai pas pu citer les noms.

vii

TABLES DES MATIERES

REMERCIEMENTS ...................................................................................................... v

LISTE DES FIGURES ................................................................................................... v

LIST DES TABLEAUX ................................................................................................. vi

LISTE DES SIGLES ET ABRÉVIATIONS ................................................................ vii

RESUMÉ ...................................................................................................................... viii

ABSTRACT .................................................................................................................... x

INTRODUCTION........................................................................................................... 1

PREMIÈRE PARTIE : ................................................................................................... 7

Rappels bibliographiques ............................................................................................... 7

I.1. Epidémiologie ........................................................................................................ 8

I.2. Historique .............................................................................................................. 9

I.3. Habitat..................................................................................................................10

I.4. Caractères bactériologiques ............................................................................... 11

I.4.1. Taxonomie ............................................................................................................. 11

I.4.2. Morphologie ..........................................................................................................12

I.5. Caractères culturaux ...........................................................................................14

I.6. Caractères biochimiques......................................................................................15

I.6.1. Enzymes respiratoires ...........................................................................................15

I.6.2. Métabolisme glucidique .......................................................................................15

I.6.3.Métabolisme protidique .........................................................................................15

I.6.4. Propriétés particulières ........................................................................................15

I.6.4.1. Phénomène de Neufield ..........................................................................16 I.6.4.2. Sensibilité à l’optochine ..........................................................................16

I.7. Caractères antigéniques .......................................................................................16

I.7.1. Antigènes capsulaires ............................................................................................17

I.7.2. Antigènes somatiques ............................................................................................18

I.7.3.La substance C .......................................................................................................18

I.7.4. L’antigène R ..........................................................................................................18

viii

I.7.5. L’antigène M .........................................................................................................18

I.8. Les Substances élaborées .....................................................................................18

I.8.1. Les toxines .............................................................................................................18

I.8.1.1. La pneumolysine .....................................................................................19 I.8.1.2. Le principe producteur de purpura (P.P.P.) ..........................................19

I.8.2. Les enzymes...........................................................................................................19

I.8.2.1.La neuraminidase ....................................................................................19 I.8.2.2. La hyaluronidase ....................................................................................19

I.9. Facteurs de pathogénicité et pouvoir pathogène .................................................20

I.9.1. Les principaux facteurs de pathogénicité ............................................................20

I.9.2. Le pouvoir pathogène ...........................................................................................20

I.10. Immuno/Physiopathologie .................................................................................22

I.11. La réponse immunitaire .....................................................................................24

I.12. Le mode de transmission ...................................................................................25

I.13. Les facteurs favorisant la diffusion du germe ...................................................25

I.14. Les mesures préventives d’hygiène ...................................................................27

I.15. Les traitements des infections à pneumocoques ...............................................27

DEUXIÈME PARTIE : ..................................................................................................29

MATÉRIEL ET MÉTHODES .......................................................................................29

I. CADRE DE L ETUDE ...............................................................................................30

II. MATÉRIEL ET MÉTHODES ..................................................................................32

II.1. Les prélèvements, la culture, l’identification et l’antibiogramme ....................32

II.1.1. Matériel................................................................................................................32

II.1.2. Le matériel et les réactifs. ........................................... Erreur ! Signet non défini.

II.1.3. Méthodes ..............................................................................................................33

II.1.3.1. Données épidémiologiques ....................................................................33 II.1.3.2. Les prélèvements nasopharyngés. .......................................................34 II.1.3.3. Les prélèvements du LCR. ...................................................................36

II.2. Le sérotypage ......................................................................................................37

II.2.1. Matériel........................................................................ Erreur ! Signet non défini.

II.2.2. Méthodes ...................................................................... Erreur ! Signet non défini.

II.2.2.1. Principe .............................................................................................................37

ix

II.2.2.2. Procédure ..........................................................................................................37

II.3. Le génotypage .....................................................................................................38

II.3.1 Principe de la PCR ...............................................................................................39

II.3.2. Procédure de la PCR ...........................................................................................39

II.3.3. PFGE (électrophorèse en champs pulsées) et hybridation du DNA. .................40

TROISIÈME PARTIE : .................................................................................................41

RÉSULTATS ..................................................................................................................41

III.1. RESULTATS DE LA PREMIERE ETUDE ....................................................42

III.1.1. Problématique de la première étude .................................................................42

III.1.2.Principaux résultats ............................................................................................42

III.1.2.1. Données épidémiologiques et cliniques des prélèvements nasopharyngés. ...................................................................................................42 III.1.2.2. Données biologiques des prélèvements nasopharyngés. .....................45

III.1.3. Conclusion de la première étude. ......................................................................48

III.2. RESULTATS DE LA DEUXIEME ETUDE.....................................................49

III.2.1. Problématique de la deuxième étude. ................................................................49

III.2.2.Principaux résultats. ...........................................................................................49

III.2.2.1.Données épidémiologiques. ..................................................................49 III.2.2.2. Données biologiques. ...........................................................................49

III.2.3. Conclusion de la deuxième étude.......................................................................52

III.3. RESULTATS DE LA TROISIEME ETUDE....................................................53

III.3.1. Problématique de la troisième étude .................................................................53

III.3.2.Principaux résultats ............................................................................................53

III.3.2.1. Données biologiques. ...........................................................................53 III.3.2.1.1. La résistance aux antibiotiques. ...................................................53 III.3.2.1.2. Le sérotypage et le Phénotypage. .................................................55

III.3.3. Le Phénotypes et le génotypage. .......................................................................56

III.3.3. Conclusion de la troisième étude. ......................................................................60

DISCUSSION GÉNÉRALE ..........................................................................................61

CONCLUSION GÉNÉRALE ........................................................................................69

x

RÉFÉRENCES ..............................................................................................................73

BIBLIOGRAPHIQUES .................................................................................................73

PUBLICATIONS RÉALISÉES .....................................................................................79

v

LISTE DES FIGURES

Figure 1: S. pneumoniae sous microscope au Gram. .........................................................12

Figure 2: Streptococcus pneumoniae sous microscope à Fluorescence .............................13

Source: Centre pour la prévention et le Contrôle des maladies..........................................13

Figure 3: Streptococcus pneumoniae sous microscope électronique : une paire de

diplocoque. ......................................................................................................................13

Figure 4 : Hémolyse de type α sur gélose au sang. ............................................................14

Figure 5 : Coupe de Streptococcus plaçant les différents antigènes. ..................................17

Figure 6 : Expérience réalisée par Griffith. .......................................................................22

Figure 7: Processus infectieux et lésionnel .......................................................................23

Figure 8: Réponse inflammatoire induite par les cellules du pneumocoque.......................24

Figure 9: Incidence des agents favorisants ou aggravants la diffusion de S.pneumoniae. ..26

Figure 10: Incidence des agents favorisants ou aggravants la diffusion de S.pneumoniae. 27

Figure 11 : Carte du Burkina Faso ....................................................................................31

Figure 12: PFGE des échantillons de S. pneumoniae. .......................................................58

vi

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Algorithme servant à déterminer la majorité des sérotypes/sérogroupes. .........38

Tableau 2 : Répartition des prélèvements effectués par tranche d’âge (Age en mois). .......43

Tableau 3 : Répartition des enfants selon une hospitalisation antérieure. ...........................44

Tableau 4 : Répartition des enfants selon le statut de vaccination .....................................45

Tableau 5 : Nombre et pourcentage des souches sensibles et résistantes 16 antibiotiques .45

Tableau 6 : Nombre et pourcentage des souches sensibles et résistantes aux pénicillines. 46

Tableau 7 : Nombre et pourcentage des résistances à plusieurs antibiotiques sur la même

souche ..............................................................................................................................47

Tableau 8 : Nombre et pourcentage d’enfants correctement vaccinés et non correctement

vaccinés versus Sensibilité à la pénicilline .......................................................................47

Tableau 9 : Nombre et pourcentage des sérotypes/sérogroupes isolés. .............................50

Tableau 10 : Sérotypes/Sérogroupes isolés versus résistance aux antibiotiques ...............51

Tableau 11 : Caractéristiques des pneumocoques isolés par différents groupes d'âges. ....52

Tableau 12 : Sensibilité des souches invasives aux 9 antibiotiques ...................................54

Tableau 13 : Répartition des sérotypes versus Phénotypes. ...............................................55

Tableau 14 : Nombre et pourcentage des phénotypes, des Gènes de résistance et des

Transposons identifiés. ....................................................................................................56

Tableau 15 : Localisation chromosomique des gènes erm (B), tet(M), mef (A/E). ............59

LISTE DES SIGLES ET ABRÉVIATIONS

AMP : Agence médecine préventive ATCC : Souches de référence Américaine pour les cultures CDC : Centre pour la prévention et le contrôle des maladies CERMES : Centre de recherche sur les méningites et les schistosomes CHR : Centre hospitalier régional CHU : Centre hospitalier universitaire CHUV : Centre hospitalier universitaire Vaudois CMA : Centre médical avec antenne chirurgicale CMI : Concentration minimale inhibitrice CSPS : Centre de santé et de promotion sociale EDTA : Ethylene diamine tetraacetic acid Hib : Haemophilus influenzae b IL : Interleukine INF : Interféron INSD : Institut national des statistiques et du développement LCR : Liquide céphalo rachidien MBA : Méningites bactériennes aiguës MLSB : Macrolide, lincosamide et sreptogramines B NCCLS : National Committee for clinical laboratory standards Nm : Nesseria meningitidis OMS : Organisation Mondiale de la santé PBS-T : Phosphate buffer saline-Tween PCR : Réaction en chaîne par polymérase PIB : Produit intérieur brut PMA : Pays les moins avancés PPP : Principe producteur de purpura S.G.T.s. : Sérotypes/ Sérogroupes S.p. : Streptococcus pneumoniae Sida : Syndrome d’immuno déficience acquise SMI : Santé maternelle et infantile SNC : Système nerveux central TCR : Récepteur des cellules T TNF : Facteurs de nécrose hémorragique de tumeurs UV : Ultra Violet V.I.H. : Virus de l’immunodéficience humaine

viii

RESUMÉ

Le Burkina Faso situé en Afrique de l’Ouest ne dispose pas encore de centre de

référence et de surveillance de la résistance aux antibiotiques. Peu de données existent sur

le portage, le profil de résistance de Streptococcus pneumoniae. Pour évaluer le portage de

Streptococcus pneumoniae, l’incidence de la résistance aux antibiotiques chez les porteurs

asymptomatiques, le laboratoire de microbiologie du centre Muraz à Bobo Dioulasso a

conduit cette étude en 2000. Un total de 109 souches de Streptococcus pneumoniae ont été

isolées chez 215 enfants venant pour la vaccination dans 2 centres de soins maternels et

infantiles de la ville. Les antibiotiques ont été testés selon les normes du « National

Commettee for Clinical and Laboratory Standards » (NCCLS). Le taux de portage trouvé a

été de 50,6%. La majorité des enfants avaient de 2 à 24 mois d’âge (96,30%), 96,3% des

enfants ont eu un antécédent d’Oto-Rhino-laryngologie (ORL) dans les 12 derniers mois,

91,70% des enfants n’avaient jamais été hospitalisés, 99,10% des enfants n’avaient pas pris

des antibiotiques les 15 jours précédents le prélèvement et 73,40% des enfants avaient été

correctement vacciné.

Les souches isolées dans notre étude ont présenté une résistance élevée aux

antibiotiques suivants : Amikacine (95,19%) ; Tetracycline (65,30%) ; Pefloxacine

(54,80%) ; Cotrimoxazole (31,70%) et Oxacilline (25,00%).

Les antibiotiques les plus sensibles aux pneumocoques étaient : Rifampicine

(98,78%) ; Amoxicilline (96,15%) ; Ampicilline (95,19%) ; Ceftriaxone (93,26%) ;

Erythromycine (93,90%) ; Spectinomycine (92,30%) ; Chloramphénicole (91,30%) ;

Vancomycine (87,67%) ; Lincomycine (82,60%) et Ciprofloxacine (77,88%).

Par la suite les sérotypes/sérogroupes ont été investigués (recherchés) sur 860

enfants. Les sérotypes/sérogroupes majeures observés étaient: 6 (20,68%); 23 (15,50%);

17, 18, 19 (5,17%); 7, 9 (3,4%); 4, 11, 14, 15, 20, 24 (1,70%). Les

sérotypes/sérogroupes 19, 23, 6, 7, 18 étaient liées à la résistance à la pénicilline.

ix

Enfin des souches de Streptococcus pneumoniae isolées du Liquide céphalo

rachidien (LCR) ont été évaluées. Les sérotypes majeurs 1, 3, 6, 19 et 23 ont été identifiés.

58,30% des souches étaient résistantes et à la tétracycline et à l’érytromycine. 66,70% des

souches arboraient le phénotype macrolide, lincosamide et streptogramine B (MLSB) avec

le gène erm(B). 16,70% des souches arboraient le phénotype M avec le gène mef(A).

37,50% des souches avaient le transposon Tn 1545 et étaient responsables des résistances

à la tétracycline et à l’érythromycine. 8,30% des souches avaient le transposon Tn 1207 et

étaient responsables des résistances à la tétracycline et à l’érythromycine. Le profile

PFGE des souches était très hétérogène.

L’étude a montré qu’avec la résistance élevée de S. pneumoniae à la pénicilline au

Burkina Faso, il est nécessaire de créer des centres de références pour surveiller la

résistance des pneumocoques à la pénicilline afin d’adapter en conséquence une bonne

thérapie et pour mieux contrôler ces résistances.

Mots clefs: Streptococcus pneumoniae ; Résistance aux antibiotiques ; Sérotypes/sérogroupes (SGTs) ; Gènes de résistance aux Macrolides et aux Tétraciclines : erm(B), mef(A), tet(M) ; PFGE.

x

ABSTRACT

In Burkina Faso, a West African country, the pneumococci carriage and their

resistance patterns reports are inconsistent. In order to evaluate pneumococci carriage,

incidence of antibiotic resistance, from assymptomic young children; the microbiological

laboratory at Muraz center of Bobo-Dioulasso collected pneumococci from nasopharynx

during 2000. A total of 109 pneumococci isolated from 215 youths attending vaccination

center were analysed. 16 antibiotics susceptibility were carried out as recommended by the

National Comittee for Clinical Laboratory Standard (NCCLS). The carriage rate was

50.6%. The majority of children had 2 to 24 months (96%), 96.3% had Oto Rhino

Laryngology (ORL) antecedent the last 12 months, 99.1% of children did not use

antibiotics 15 days before, 91.7% of children have never been hospitalized and 73.4% of

children were well vaccinated.

We noticed a high incidence of resistance to: Amikacin (95.19%); Tetracyclin

(65.3%); Pefloxacin (54.80%); Cotrimoxazol (31.7%) and Oxacillin (25%).

The most active antibiotics were: Rifampicin (98.78%); Amoxicillin

(96.15%); Ampicillin (95.19%); Ceftriaxon (93.26%); Erythromycin (93.9%);

Spectinomycin (92.30%); Chloramphenicol (91.30%); Vancomycin (87.67%; Lincomycin

(82.6%); Ciprofloxacin (77.88%).

Serotypes/serogroups were after investigated on 860 children coming for

vaccination. The mains serotypes/serogroups were: 6 (20.68%); 23 (15.5%); 7, 9 (3.4%);

4, 11, 14, 15, 20, 24 (1.7%). Serotypes/serogroups 19, 23, 6, 7, 18 were linked to penicillin

resistance.

Finally Streptococcus pneumoniae resistants strains from patients with invasive

diseases were evaluated. The mains serotypes were: [1, 3, 6, 19, and 23]. 58.3% strains

were resistant to tetracycline and erytromycine together. 66.70% of isolates showed

macrolide, lincosamide et streptogramine B (MLSB) phenotypes with erm(B) genes.

xi

16.7% of isolates showed M phenotypes with mef(A) genes. 37.5% of isolates with

Tn 1545 transposon were responsible of resistances to tetracycline and to erythromycine

8.3% of isolates with Tn 1207.1 transposon were responsible of resistances to tetracycline

and to erythromycine. PFGE profile show different susceptibility profiles and did not

appear to be related by PFGE.

The study shows the resistance of pneumococci to penicillin in Burkina Faso. It is

then necessary to create pneumococci resistance surveillance centers in the countrie in

order to adapt an accurate therapy, and to avoid the exportation of antibiotics resistance.

Keys words: Streptococcus pneumoniae; Serotypes/serogroupes (SGTs);

Resistance to antibiotics; Macrolide and Tetracicline resistances genes: erm(B),

mef(A), tet(M) ; PFGE.

Thèse Léonard BERE, 2009 Page 1

INTRODUCTION


Introduction

Streptococcus pneumoniae ou pneumocoque est une espèce bactérienne qui

appartient au genre Streptococcus de la famille de Streptococcaceae. C’est une bactérie

commensale du rhino-pharynx, pouvant dans certaines circonstances (splénectomies,

asplénies fonctionnelles, malnutritions) être responsable d'infections respiratoires hautes

(sinusites, otites) et basses (pneumonies) ainsi que de méningites purulentes, de

septicémies, chez les enfants et les personnes âgées (Dinubile et al., 1990; Leach et al.,

1994; Patey et al., 1991).

Le pneumocoque transmis par aérosols, colonise la muqueuse du rhinopharynx dès

les premiers jours de la vie. Le taux de portage atteint son maximum autour de 50%

vers l’âge de 2 à 3 ans et décroît ensuite avec l’âge pour atteindre 5 à 10% chez l’adulte

(Hoge et al., 1995). Cette bactérie commensale peut induire un processus infectieux au

contact de la muqueuse respiratoire à la suite d’une infection virale, d’un évènement

intercurrent (refroidissement) ou de l’acquisition d’une nouvelle souche virulente (Bruyn et

al., 1992).

Avant l’ère des antibiotiques, le pneumocoque était l’une des étiologies majeures

des méningites bactériennes (Gaillard et al., 1988). Les infections à pneumocoque

représentaient l’une des principales causes de mortalité et de morbidité infectieuses dans le

monde (Maria et al., 1998 ; Gaillard et al., 1988). Elles sont l’une des premières causes de

décès chez l’enfant et l’adulte dans les pays en voie de développement, on estime à

environ 1,2 millions de morts annuellement chez les enfants en dessous de 5ans (William

et al., 2000 ; Demartini et al., 1993). L’une des difficultés du traitement des infections à

pneumocoque tient au fait de la prévalence de plus en plus élevée de S. pneumoniae

résistants aux pénicillines ; alors que celles-ci sont généralement les antibiotiques de

premier choix pour le traitement des infections à pneumocoques. Ce problème de santé

publique est amplifié à cause du nombre croissant d’immunodéprimés, en particulier

séropositifs pour le VIH, très vulnérables vis à vis de ce micro-organisme.

Des études ont montré qu’il existe une corrélation entre le niveau de résistance des


souches commensales isolées du portage nasopharyngé et celle des souches responsables

d’infections (Musher et al., 1997 ; Syrogiannopoulos et al., 2001). Une surveillance du

niveau de résistance des souches de S. pneumoniae peut donc être effectuée sur des

souches isolées du nasopharynx. C'est ainsi que nous avons conduit une première étude

afin d’apprécier la sensibilité des souches de pneumocoques de portage aux antibiotiques

couramment utilisées au Burkina Faso.

D’une part, ces pneumocoques résistants aux antibiotiques sont plus fréquemment

rencontrés chez les enfants que chez les adultes (Koornhof et al., 1992 ; Reichler et al.,

1992) ; ils appartiennent à un nombre limité de types capsulaires pédiatriques qui se

recrutent dans un répertoire génétique important de 90 types de structures

polysaccharidiques (Munford et al., 1994 ; Dagan et al., 1994 ; Welby et al., 1994).

D'autre part, il a été constaté que la distribution des sérotypes/sérogroupes (S.G.Ts)

de S. pneumoniae varie énormément en fonction de l'âge, de la population et de la région

géographique (Fenoll et al., 1998). Cela implique que des programmes de vaccination

antipneumococcique tienant compte de l’épidémiologie spécifique de ce pathogène

peuvent réduire les souches de portage et les souches invasives. Ainsi, un programme de

vaccination bien ciblée pourrait réduire la propagation des pneumocoques résistants et la

diminution des infections à S. npeumoniae d'une manière générale.

Une deuxième étude a donc été conduite afin de connaître les

sérotypes/sérogroupes vaccinaux de S. pneunomiae qui circulent au Burkina Faso

(BERE et al., 2009). Cependant, face aux problèmes de réversions capsulaires qui

limitaient la prévention de l’infection liée à la vaccination anti pneumococcique, il était

nécessaire d’effectuer continuellement une évaluation phénotypique et génotypique des

souches afin de mieux appréhender les mécanismes de résistances de ces pneumocoques

(Alexander et al., 1999).

La résistance des pneumocoques aux macrolides est due particulièrement selon

Leclercq et al., 2002, à une méthylation de l’adénine au niveau de l’ARN 23S qui induirait

une réduction de l’affinité entre l’antibiotique et le ribosome


Cette résistance serait associée aux gènes erm(B) qui induiraient une résistance de

haut niveau aux macrolides, aux lincosamides et aux streptogramines B en conférant le

phénotype MLSb aux souches. Mais, de plus en plus, des résistances aux macrolides dues à

un nouveau système d’efflux sont décrites à travers le monde (Tait-Kamradt et al., 1997).

Cette résistance serait liée aux gènes mef(E) qui induit une résistance de bas niveau aux

macrolides, tout en étant sensibles aux lincosamides et aux streptogramines B, en conférant

le phénotype M aux souches.

Quant à la résistance des pneumocoques aux tétracyclines, elle serait

principalement due à la protection des protéines cytoplasmiques codées par les gènes

tet(M) (Taylor et al., 1996). La résistance due aux gènes tet(K) et tet(L) qui réduiraient la

concentration des tétracyclines à un bas niveau par un mécanisme d'efflux, serait très rare

au niveau des pneumocoques selon la littérature (Chopa et al., 2001). En outre la résistance

des isolats cliniques de S. pneumoniae aux tétracyclines est fréquemment associée à la

résistance à l'érythromycine. Une étude effectuée entre 1999 à 2000, a montré que les

souches de pneumocoques résistants à l'érythromycine étaient également résistantes à la

tétracycline (Doern et al., 2001). En Europe, des associations de l'ordre de 80% étaient

décrites sur des souches de S. pneumoniae isolées en Espagne et en Italie (Marchese et al.,

2000 ; Seral et al., 2001). Ces associations suggèrent que la résistance de ces souches de

S. pneumoniae

serait liée aux transposons conjugatifs.

Au Burkina Faso, peu de données existent sur les mécanismes et/ou les gènes de

résistance de S. pneumoniae. La présente étude a été conduite afin :

d’évaluer le portage de S. pneumoniae chez des enfants de 0 à 5ans,

d’évaluer le niveau de résistance des souches de portage aux antibiotiques,

de déterminer le taux de couverture par les vaccins des souches circulantes,

et enfin, d’évaluer les bases phénotypiques et génotypiques de la résistance aux

tétracyclines et aux macrolides.

Ces résultats permettront d’élaborer des recommandations spécifiques de lutte


(vaccination, choix des antibiotiques) et d’avoir une base de données qui servirait à un

système de surveillance épidémiologique continue.

La première partie de cette thèse porte sur les généralités relatives aux

pneumocoques. La deuxième partie, expose le matériel et les méthodes ayant permis de

réaliser ce travail, et enfin, la troisième partie présente les résultats et la discussion qui en

découlent.


OBJECTIF PRINCIPAL :

Rechercher les causes de résistances des souches de Streptococcus pneumoniae

isolées du nasopharynx et du liquide céphalo rachidien à Bobo-Dioulasso au

Burkina Faso.

OBJECTIFS SPECIFIQUES :

Evaluer le portage des pneumocoques chez les enfants de 0 à 5 ans de Bobo-

Dioulasso.

Identifier les sérotypes/sérogroupes de S. pneumoniae en circulation à Bobo-

Dioulasso.

Evaluer les profils de résistance des souches des isolats de S. pneumoniae.

Evaluer les liens entre les sérotypes/sérogroupes et la résistance de S. pneumoniae

aux antibiotiques à Bobo-Dioulasso.

Déterminer les gènes de résistance des souches de S. pneumoniae à l’érythromycine

et à la tétracycline à Bobo-Dioulasso.

Evaluer les bases moléculaires des résistances des souches de S. pneumoniae

isolées à Bobo-Dioulasso.


Première Partie :

Rappels bibliographiques


I. Généralités sur les pneumocoques

I.1. Epidémiologie

La pneumonie à pneumocoque serait responsable de 500 000 à 1 400 000 décès

dans le monde (Mufson et al., 1990). Aux Etats-Unis, la fréquence des cas de pneumonie à

pneumocoque nécessitant une hospitalisation se situe entre 480 000 et 800 000 cas annuels,

avec une mortalité de l’ordre de 40 000 par an. Une bactériémie est observée dans 10 à

20% des cas (multipliant la mortalité par un coefficient de 2 à 5). Les autres infections à

pneumocoque représenteraient 40 000 cas annuels, avec une mortalité de 6 000 à 7 000

cas. (Klugman, 1990). En France, l’incidence annuelle de la pneumonie à pneumocoque

dans la population générale est évaluée à 20 000 cas ; 2 000 patients sont hospitalisés et la

mortalité se situe aux alentours de 3 500 et 11 700 par an (Mufson et al., 1990). En

Afrique, les données sur S. pneumoniae sont rapportées le plus souvent par l’OMS sur les

méningites, données recueillies dans la « ceinture Africaine de la méningite ». Cette

ceinture s’étend du Sénégal à l’Ethiopie et concerne 350 à 400 millions de personnes dans

21 pays.

En effet, en ce qui concerne la saison épidémique des méningites, en 2003-2004,

sur 2074 échantillons de liquide céphalorachidien positifs des semaines (1 à 32), S.

pneumoniae représentait 26% des cas confirmés contre 40% N. méningitidis A, 13,9%

N. méningitidis W135 des cas confirmés et enfin 12,6% H. influenzae B (Rapport OMS,

2004).

Selon le rapport de la première réunion du réseau de la méningite de septembre

2004, 27 355 cas et 3 443 décès de méningites ont été enregistrés dans plusieurs pays aussi

bien dans que hors de la ceinture Africaine de la méningite ont été enregistrés. Selon le

même rapport, au Burkina Faso, 5 513 cas de méningites ont été enregistrés, avec 972

décès soit un taux de létalité de 17,6% ; 13 districts étaient en alerte et 5 districts en

épidémie sur un total de 77 districts rapportés. Selon le même rapport de la semaine (S1-

S21) au Burkina Faso sur 1091 LCR positifs, on notait respectivement : 25 % de N.

méningitidis A; 11 % de N. méningitidis W135; 17 % de N. méningitidis non Groupés;


36% de S. pneumoniae; 9% de H. influenzae B positifs.

La surveillance renforcée de la méningite en 2003-2004, montre que les plus fortes

concentrations de districts en alerte ou en épidémie se trouvaient au Burkina Faso, au

Niger et dans les districts voisins de ces deux pays. Le Burkina Faso se retrouve ainsi avec

le nombre de cas et de décès dû aux méningites des plus élevés en Afrique de l’ouest avec

également l’un des taux de létalité les plus élevés, S. pneumoniae étant le germe le plus

fréquemment isolé dans les cas de méningites dans le pays.

Du premier janvier au 15 février 2009, 6 676 cas (581 décès, létalité 8,7 %) de

méningite ont été signalés dans 11 pays sur 14 ; au cours de la même période en 2008, 344

cas (54 décès, létalité 15,7%) avaient été notifiés selon du réseau de surveillance renforcée

de la méningite de l’OMS. En ce qui concerne le Burkina le rapport de la même année

mentionnait : 4013 cas de méningites ; 514 décès soit un taux de létalité de 12,8% au

cours de la 1ère à la 25è semaine. Au cours de la même période, sur 119 L.C.R. testés par

PCR, latex et culture, les nombres suivants de pathogènes ont étés identifiés : 36 (30,2%)

N. méningitidis A , 3 (2,5%) N. méningitidis W135, 78 (65,6%) S. pneumoniae et 2(1,7%)

autres pathogènes. Ces chiffres confirment que de nos jours le pneumocoque est le

premier agent causal des méningites bactériennes aiguës.

I.2. Historique Le nom de Streptococcus (streptus: flexible; coccus: grain) a été pour la première

fois attribuée par Bilroch et Erlich (1877) à des cocci formant des chaînettes (Le Minor et

al., 1982). Dès 1881, Pasteur, Chamberland et Roux découvrent le pneumocoque dans la

salive d’un enfant atteint de rage (Dabernat et al., 1992 ; Gaillard et al., 1988). En

inoculant cette salive à des lapins, ils provoquent une septicémie d’où son nom de

« microbe septicémique de la salive » (Audry et al 1989). Cette expérience est considérée

comme la première référence sur S. pneumoniae (Le Minor et al., 1982). La découverte des

différents types sérologiques de S. pneumoniae en 1910, a permis l’emploi d’antisérums

spécifiques qui ont constitué le premier traitement efficace de la pneumonie à

pneumocoque (Dabernat et al., 1992).


En 1912, la première souche de pneumocoque résistante à l’optochine (Klugman,

1990) est découverte par Mongeroth et Kaufmann et au fil des années, des souches de

pneumocoques ont acquis une résistance vis-à-vis de tous les antibiotiques à l'exception

des glycopeptides. Les premières résistances ont été identifiées en Australie en 1967. En

1977, sont publiées en Afrique du sud les premières observations de pneumonies et de

méningites dues à des pneumocoques multi résistants (Geslin et al., 1991).

I.3. Habitat

S. pneumoniae est un parasite obligatoire qui colonise les muqueuses de l'homme et

de quelques mammifères (Macaca s.p., Cercopithecus s.p., Pan troglodites, des bovins, des

caprins, des ovins, des équins). Son principal habitat est constitué par le rhino-pharynx de

l'homme (Cohen et al., 1991; Pilly et al., 1978).

La colonisation par S. pneumoniae du rhino-pharynx débute dès les premiers mois

de la vie, atteint son maximum en âge préscolaire de 2 à 3 ans, puis décroît

progressivement avec l’âge pour atteindre 5 à 10% chez l’adulte. Des études ont montré

que 30 à 35 % des enfants âgés de 6 à 11 ans sont porteurs du germe; ce taux est de 18 à

19% chez les adultes (Cohen et al., 1991 ; Ross et al., 1991). Dans les communautés

vivant en promiscuité (militaires dans les casernes, cantines,…) ce taux peut atteindre 50 à

60% (Gaillard et al., 1998 ; Ross et al., 1991). Ce taux est également élevé chez les enfants

vivant en collectivité (27% - 58%) dans les jardins d’enfant, les écoles et les orphelinats.

(Gaillard et al., 1998). Le germe est très fragile et il ne survit pas dans l’environnement

(Gaillard et al., 1998 ; Pilet. et al., 1979).

Les pneumocoques sont isolés à partir de différents prélèvements : expectoration,

liquide pleural, sang, liquide céphalo-rachidien (LCR), ou autres suppurations, selon qu'ils

provoquent respectivement une pneumonie, une pleurésie purulente, une septicémie, une

méningite purulente, ou une autre suppuration, telle qu'otite ou sinusite.


I.4. Caractères bactériologiques

I.4.1. Taxonomie L’espèce Streptococcus pneumoniae, de son nom vernaculaire pneumocoque est un

cocci à Gram positif appartenant au genre Streptococcus, à la famille des Streptococcaceae

et à l’ordre des Micrococcales (Le Minor et al., 1982). Dans le « Bergey's Manual of

Systematic Bacteriology », S. pneumoniae est placé dans le groupe des « streptocoques

pyogènes » ce qui peut se justifier compte tenu de la gravité des infections dont il est

responsable. Toutefois, l'analyse de la séquence des gènes codant pour l'ARNr 16S, montre

une parenté (98,5% d'homologie) avec Streptococcus oralis ; ce qui permet de le placer

dans le groupe des "streptocoques oraux". Les homologies ADN - ADN et la composition

chimique de la paroi avaient déjà permis à Kilpper-Bälz et al., 1983 d'arriver à une

conclusion similaire.

Le sérotypage capsulaire des pneumocoques permet de les subdiviser en 90

sérotypes capsulaires établis par la classification Danoise (Audry et al., 1989). Spécifions

qu’une présence inconstante d'antigène extractible par la méthode de Lancefield peut être

identifiée immunologiquement. Cependant, la classification immunologique reposant sur

la présence d’un antigène extractible par la méthode de Lancefield a de sérieuses limites

car des bactéries possédant le même antigène peuvent être très différentes. La classification

biochimique utilisant une batterie de caractères en galerie miniaturisée est assez coûteuse.

Elle est utilisée si l'immunologie n'est pas possible ou donne des résultats douteux (ou

négatifs) ou encore pour une approche épidémiologique.


I.4.2. Morphologie En microscopie ordinaire, le pneumocoque se présente de façon caractéristique

dans les produits pathologiques sous forme de diplocoques immobiles asporulés, capsulés à

Gram positif appariées par leurs extrémités pointues (Figure 1). Chaque coque donne un

aspect de flamme de bougie, et le diplocoque est en forme de « 8 ». Cependant

S. pneumoniae peut se présenter en courtes chaînettes. Cet aspect n’est pas toujours

évocateur, car par exemple si l’environnement est carencé en magnésium on peut observer

des chaînettes relativement longues (Avril et al., 1992). Le même phénomène se produit

en présence d’anticorps dirigés contre le sérotype capsulaire (Avril et al., 1992 ).

Figure 1: Aspect morphologique de S. pneumoniae sous microscope

après coloration de Gram. Source: Université du Texas-Houston / Ecole de Médécine.

Dans certains cas, si le malade est sous traitement, on peut voir les pneumocoques

peuvent avoir des formes pseudobacillaires ou prendre mal le Gram et dans ce cas ils

peuvent apparaître Gram négatif dans les produits pathologiques fibrineux et dans les

cultures anciennes (Avril et al., 1992).


Dans ces cas où la morphologie des pneumocoques n’est pas évocatrice au Gram, le

microscope à fluorescence (Figure 2) permettra de bien visualiser des diplocoques

capsulés. Le microscope électronique (Figure 3) montre avec précision la paire de

diplocoque évocatrice des pneumocoques.

Figure 2: Streptococcus pneumoniae sous microscope à Fluorescence

Source: Centre pour la prevention et le contrôle des maladies

Figure 3: Streptococcus pneumoniae sous microscope électronique : une paire de

diplocoque.

Source: Centre pour la prevention et le contrôle des maladies


I.5. Caractères culturaux La culture du pneumocoque est délicate en raison de sa tendance à la lyse spontanée

ou autolyse (Le Minor et al., 1982 ; Pilly et al., 1978). L’intervalle de température optimale

la culture est de 25°C à 42°C. En routine, on cultive le germe entre 35°C et 37°C. Le pH

optimal pour la culture est de 7,8. La présence de 5 à 10% de CO2 est indispensable en

primo culture. Cependant, l’anaérobiose stricte est meilleure pour le développement des

pneumocoques (Avril et al., 1992).

Le pneumocoque exige :

soit des milieux nutritifs enrichis au sang, comme la gélose

au sang de mouton, cheval etc. (5 %), ou de la gélose à l’ascite.

soit des milieux supplémentés de composés thiolés comme le

poly Vitex, ou de glucose à 2 % (milieu de Truche).

Sur une gélose au sang frais de mouton, le pneumocoque développe une hémolyse

de type alpha (Figure 4), grâce à une hémolysine produite par la bactérie.

Figure 4 : Une hémolyse de type α sur gélose au sang.

Source : www.microbes-edu.org/etudiant/streptocoques.html

Cours Professeur Bouvet A., octobre 2000 (Centre National de Référence des

Streptocoques, Hôtel Dieu, Université Paris VI).


En présence d’antibiotiques modifiant la paroi, il apparaît une hémolyse bêta (Avril

et al., 1992). Les colonies de bactéries virulentes capsulées sont lisses, transparentes et

rondes. Elles sont encore appelées S « smooth ». Une ombilication au centre de la

colonie correspond à un début d’autolyse. La capsule réalise un gel hydrophile à la surface

de la bactérie. En culture, le pneumocoque perd facilement sa capsule donnant des colonies

rugueuses R « rough » qui correspondent à des bactéries ayant perdu leur virulence. Sur

gélose enrichie (excepté la gélose ou sang), on aperçoit de très petites colonies surtout

visibles à la loupe. Elles sont lisses, bombées, limitées par un bord régulier, parfaitement

transparentes et dites « en gouttes de rosée » (Pilet et al., 1979). En bouillon enrichi, on

observe en 24 heures un trouble léger qui a tendance à s’éclaircir car l’autolyse est facile.

I.6. Caractères biochimiques

I.6.1. Enzymes respiratoires

Le pneumocoque est :

- Catalase négative,

- Cytochrome oxydase négative,

- Peroxydase négative, ce qui conduit à l’accumulation

de peroxyde responsable en partie de son autolyse (Avril et al., 1992).

I.6.2. Métabolisme glucidique

Le pneumocoque fermente le glucose, le lactose, le raffinose, et le saccharose, sans

production de gaz.

I.6.3.Métabolisme protidique

Le pneumocoque provoque une acidification et une coagulation du lait.

I.6.4. Propriétés particulières

Deux caractères bactériologiques permettent la différenciation de Streptococcus

pneumoniae des autres streptocoques.


I.6.4.1. Phénomène de Neufield

La lyse des pneumocoques (en phase S) par la bile et les sels biliaires (phénomène

de Neufield). Les pneumocoques possèdent un système inhibiteur d’enzymes autolytiques

qui est détruit par les agents tensioactifs comme la bile, le desoxycholate de sodium (2 -

10%). Ainsi l'addition de bile ou de sels biliaires à une culture neutralisée, active une

autolysine, impliquée dans la division cellulaire, qui clive la liaison entre l'acide N-acétyl-

muramique et l'alanine. Le peptidoglycane est ainsi altéré et la bactérie apparaît soluble

dans la bile. En pratique, la recherche de la lyse par la bile est rarement effectuée car elle

est de réalisation plus complexe que la recherche de la sensibilité à l'optochine.

I.6.4.2. Sensibilité à l’optochine

L’optochine (éthylhydrocupréïne) inhibe la croissance du pneumocoque à des

concentrations qui seraient sans effet (5µg par disque) sur la plupart des autres bactéries du

genre Streptococcus. Cette sensibilité est habituellement recherchée en utilisant un disque

de papier imbibé d'une solution d'optochine à 0,5%. Cette distinction n’est pas toujours

aussi évidente. En effet, 0,5 - 5% des pneumocoques sont résistants à l’optochine et

quelques streptocoques verdissants sont inhibés par l’optochine.

I.7. Caractères antigéniques Nous avons ci-dessous (Figure 5), un schéma d'une coupe de Streptococcus plaçant

les différents antigènes (certains ne possèdent pas de polyoside C, beaucoup n'ont pas de

capsule).


Figure 5 : Une coupe de Streptococcus plaçant les différents antigènes.

Source : membres.lycos.fr/.../systematique/Strepto.html

I.7.1. Antigènes capsulaires

La plupart des souches de pneumocoques possèdent une épaisse capsule composée

de polysaccharides complexes avec des aminoacides et de la choline associés aux

polymères. La composition de cette capsule varie selon les sérotypes ; elle est connue

seulement pour certains sérotypes comme le sérotype 3, qui est un polymère d’acide

cellobiuronique. Ces polyosides capsulaires forment une couche hydrophile relativement

perméable à la surface du pathogène qui confère aux bactéries une résistance à

l’opsonisation et à la phagocytose. C’est donc un facteur essentiel de virulence des

pneumocoques. Ces polyosides portent une spécificité antigénique, ce qui permet de

distinguer plus de 90 sérotypes capsulaires par des réactions d’agglutination, de

précipitation ou de gonflement de la capsule (Quellung reaction), à l’aide d’anticorps

spécifiques.

Des acides trichoïques sont souvent présents comme chez Staphylococcus

D’autres protéines peuvent être observées en surface


I.7.2. Antigènes somatiques

Plusieurs protéines sont associées à la paroi du pneumocoque ; il s’agit d’enzymes

synthétisant ou détruisant le peptidoglycane, les penicillin-binding proteins et les

autolysines. Nous avons également des protéines de structure.

I.7.3.La substance C

Elle est spécifique d’espèce, c’est un polysaccharide constitué d’acide téchoïque,

pouvant parfois contaminer les polysaccharides capsulaires et être responsable de réactions

croisées. Sa composition chimique est analogue au polyoside C des streptocoques, mais

elle est différente du point de vue antigénique.

I.7.4. L’antigène R

Il est de nature protéique, commun avec d’autres streptocoques. Il est souvent

inapparent car masqué par l’antigène capsulaire. Il est visible en microscopie électronique

sur les souches R « rough » dépourvues de capsules.

I.7.5. L’antigène M

Il est de nature protéique, spécifique de type, mais sans rapport avec la spécificité

capsulaire. Il n’entraîne pas l’apparition d’anticorps protecteurs.

I.8. Les Substances élaborées

Si le facteur essentiel de la pathogénicité de S. pneumoniae est la résistance à la

phagocytose conférée par la capsule polyosidique, l’invasivité de ces bactéries serait

favorisée par la réaction inflammatoire et par la production de certaines toxines (qui

contribueraient aussi à la réaction inflammatoire et à la gravité de signes cliniques

associés).

I.8.1. Les toxines

A côté de ces antigènes capsulaires et somatiques, le pneumocoque élabore des

toxines dont les plus connues sont la pneumolysine et le principe producteur de purpura

(Avril et al., 1992).


I.8.1.1. La pneumolysine

La pneumolysine est responsable de l’hémolyse de type alpha, c’est une toxine

oxygène sensible, activée par les groupements thiols, sensible au cholestérol, cytolytique

au même titre que la streptolysine. Elle lyse les hématies de lapin, de cobayes et les

hématies humaines. Elle lyse également les globules blancs. Son effet comme leucocidine

est connu depuis longtemps. Elle détruit également les plaquettes et son effet toxique

s’exerce sur d’autres cellules en particulier celles de l’oeil. Elle présente un seul type

antigénique et est transformable en anatoxine, d’où des applications possible.

I.8.1.2. Le principe producteur de purpura (PPP)

Il est connu depuis 1926, mais en 1981, on a montré qu’une enzyme intervenait,

soit dans la genèse, soit dans la libération de ce principe: il s’agit de la N -

acéthylmuramyl-L- alcinine amidase. Cette substance n’est pas antigénique, mais pourrait

produire soit le purpura, soit des hémorragies internes.

I.8.2. Les enzymes

Le pneumocoque produit également des enzymes qui ont un rôle pathogène

important : ce sont la neuraminidase et la hyaluronidase (Avril et al., 1992).

I.8.2.1.La neuraminidase

De nombreuses souches sont productrices de cette enzyme qui a pour cible les

acides sialiques. Purifiée et injectée par voie intra-péritonéale à la souris, elle provoque des

lésions hépatiques et rénales. Par voie intracérébrale, elle entraîne des symptômes

neurologiques.

I.8.2.2. La hyaluronidase

La hyaluronidase peut jouer un rôle pathogénique. Elle provoque un effet lytique

important sur la substance de base du tissu conjonctif et jouerait un rôle dans la tendance

caractéristique des streptocoques de diffuser dans les tissus des mammifères (facteur de

diffusion). Son rôle est probablement moindre que celui joué par les deux précédentes

toxines.


I.9. Facteurs de pathogénicité et pouvoir pathogène

I.9.1. Les principaux facteurs de pathogénicité

Le pouvoir pathogène des pneumocoques a été attribué à de nombreux facteurs de

pathogénicité et plus de 125 gènes pourraient être impliqués dans la virulence. Toutefois,

les raisons permettant d'expliquer le taux élevé de mortalité sont encore mal comprises.

Les principaux facteurs de virulence peuvent être divisés en deux groupes :

Le premier groupe est constitué par des composants de surface

(capsule, protéine A de surface, protéine liant le facteur H du système

complémentaire, protéase active sur le composé C3 du complément) qui jouent un

rôle important au début de l'infection en inhibant la phagocytose. Cette inhibition

de la phagocytose est, en grande partie, due à une inhibition de l'activation du

système complémentaire.

Le deuxième groupe rassemble des composants (polysaccharide lié

au peptidoglycane, pneumolysine) qui interviennent à un stade plus tardif de

l'infection et qui sont libérés à la suite d'une désintégration des cellules bactériennes

provoquée principalement par l'autolysine. Ces facteurs de virulence provoquent

d'intenses manifestations inflammatoires notamment à la suite de l'activation du

système complémentaire. Les principaux facteurs de virulence figurent dans le

tableau en annexe.

I.9.2. Le pouvoir pathogène

Le pouvoir pathogène des pneumocoques est lié à leur résistance à la phagocytose

du fait d’une capsule protectrice, et à la remarquable aptitude de ces bactéries à induire une

réaction inflammatoire intense qui explique la gravité des symptômes et la fréquence de

leur dissémination tissulaire. Expérimentalement, la souris est un animal de choix. Elle est

sensible à toutes les voies d’inoculation. En effet, l’inoculation intrapéritonéale d'une

souche capsulée « smouth » de S. pneumoniae entraîne la mort de la souris par septicémie

en vingt quatre ou quarante huit heures. À l'autopsie, on retrouve des bactéries dans


différents organes. Par contre, après inoculation dans les mêmes conditions de bactéries S

« smouth » mortes, ou d'une souche non capsulée R « rough « , la souris survit.

On inocule généralement 0,1 ml de culture de vingt quatre heures. A l’autopsie, on

observe des germes capsulés dans le sang et sur les frottis d’organes (foie, rate

etc.).

Le pouvoir pathogène pour la souris n’est pas constant, certains sérotypes (tel que

le sérotype 14) sont peu pathogènes, de même que les souches en phase R (Le

Minor et al., 1982 ; Pilet et al., 1979)

Le document ci-dessous (Figure 6) présente une expérience réalisée par Griffith

montrant le pouvoir pathogène et génétique de certains pneumocoques. En effet,

l'inoculation d'une souche capsulée S de Streptococcus pneumoniae à une souris provoque

en 24 heures sa mort par septicémie. À l'autopsie, on retrouve des bactéries dans différents

organes. Par contre, après inoculation dans les mêmes conditions de bactéries S mortes, ou

d'une souche non capsulée R, la souris survit (Figure 6, lignes a, b, c). Si on incube la

souche R vivante et la souche S tuée avant de les administrer à une souris, celle-ci meurt

par septicémie (Figure 6, ligne d) et on retrouve dans son sang des bactéries S.


Figure 6 : L’expérience réalisée par Griffith.

Source : http://stl_bjb.ac-dijon.fr/annales/98remM.htm

I.10. Immuno/Physiopathologie

Le processus infectieux et lésionnel s’effectue en plusieurs étapes. Il commence par

l’infection de l’épithélium respiratoire par les pneumocoques qui adhèrent, colonisent,

prolifèrent in situ et effectuent une translocation vers les vaisseaux sanguins (Figure 7).

Ensuite nous avons une bactériémie avec la traversée de l’endothélium vasculaire par

S. pneumoniaequi entraîne une activation des polynucléaires, une prolifération, une

autolyse et un choc endotoxinique.


Par la suite, dans le cas des méningites, le franchissement de la barrière hémato-

méningée entraîne une lyse bactérienne, un influx de PN, une activation des cytokines

inflammatoires (IL-1, TNF, PAF, IL-6) induisant à elles seules les signes de méningite

(Figure 7 ; Figure 8). Finalement la destruction de la barrière hémato-méningée intervient

et on observe un oedème par extravasation et défaut de résorption du LCR et des lésions du

S.N.C.

Figure 7: Le processus infectieux et lésionnel

Source : Alonso J.M.; Centre national de Référence des méningocoques- Unité des

Neisseria.


Figure 8: Réaction inflammatoire induite par les cellules du pneumocoque. Source: The New England Journal of Medicine 332(19):1281

I.11. La réponse immunitaire

L’immunité contre le pneumocoque est essentiellement humorale, et est basée sur la

sécrétion d’anticorps spécifiques, de type opsonines, qui favorisent la phagocytose de ces

microorganismes et leur destruction par des enzymes lysosomiales. Ces anticorps protègent

contre l’infection à pneumocoques et ont été utilisés comme traitement avant l’ère des

antibiotiques (sérothérapie). Il a été montré que les anticorps antipolyosidiques capsulaires

sont décelables quelques jours après le début de l’infection, et persistent pendant des

années. Ce qui explique une forte immunité spécifique de la souche responsable de

l’infection. Des immunoglobulines A (IgA) spécifiques sont également produites dans les

sécrétions des voies respiratoires expliquant la résistance acquise contre les souches

appartenant au même sérotype capsulaire. Ces forts taux d’anticorps sont liés à la

persistance des antigènes polyosidiques dans l’organisme qui les éliminent très lentement.

Ainsi, en raison de la forte réponse immune créée par le pneumocoque, la voie

alterne du complément est activée avant la production de l'anticorps anti-capsulaire

spécifique. Il en résulte que la fixation du complément aux pneumocoques et la clairance


par le système réticulo-endothélial (RE) (spécifiquement la rate) s’effectuent. Une fois que

les anticorps dirigés contre la capsule sont formés, l’opsonisation rapide s’effectue.

I.12. Le mode de transmission Les bactéries sont transmises par voie aérienne tant que les sécrétions buccales et

nasales contiennent un nombre important de pneumocoques virulents. La transmission

directe se fait par contact avec les sujets hébergeant les germes (propagation de gouttelettes

de salive, de gouttelettes de Pflügge, par contact oral direct, par des objets fraîchement

souillés de sécrétions respiratoires). La pénicilline rend le malade non infectieux en 24 à 48

heures (pour les souches sensibles). Les porteurs sont nombreux mais le risque d'infection

à la suite d'un contact avec un porteur ou un sujet infecté est faible. La période

d’incubation est indéterminée.

I.13. Les facteurs favorisant la diffusion du germe

La notion de terrain joue un rôle important. En effet, les infections

pneumococciques sont beaucoup plus fréquentes :

Aux âges extrêmes de la vie, le groupe vulnérable (jeunes enfants, sujets âgés),

chez l’homme plus que chez la femme (Avril et al., 1992).

Sur des terrains particuliers (Pabst et al., 1979) tels que l’insuffisance respiratoire,

la bronchite chronique (agent de surinfection), l’insuffisance cardiaque, le diabète,

le cancer.

Chez les sujets aspléniques, les sujets drépanocytaires et VIH séropositifs, les sujets

immunodéprimés (hypogammaglobulinémie, le déficit en IgA sécrétoire, le déficit

en complément...), les déficits de l'immunité cellulaire (neutropénie, maladie de

Hodgkin), la corticothérapie, les sujets fragilisés par des infections virales (grippe,

VRS), alcool, etc.

La diffusion d’Octobre à Avril de certains virus et bactéries tels que : les RSV ; les

adénovirus, les Haemophilus influenzae et parainfluenzae (Figure 9, 10).


Nesseria meningitidis A. et W.135 semblent être des facteurs favorisant ou

aggravant la diffusion des pneumocoques, comme l’atteste la superposition des pics dans

les figures ci-dessous (Figure 9).

Figure 9: Incidence des agents favorisants ou aggravants la diffusion

de S. pneumoniae en Afrique.

Source : Rapport OMS 2002-2003 sur les méningites bactériennes.


Figure 10: Incidence des agents favorisants ou aggravants la diffusion de S. pneumoniae.

Source : Kim et al. Clin.Infect.Dis.1996.

I.14. Les mesures préventives d’hygiène

Elles sont illusoires du fait de la fréquence extrême de portage des pneumocoques

sur les muqueuses des voies aériennes supérieures des sujets sains (Gallard et al., 1988).

I.15. Les traitements des infections à pneumocoques

Le traitement des pneumocoques résistant aux antimicrobiens dépend du site

d'infection et de la nature précise du profil de sensibilité. Les principes suivants devraient

contribuer au choix d'un traitement convenable :

Établir la sensibilité de la souche S. pneumoniae. Si la souche se révèle

pénicillinorésistante, déterminer la sensibilité au céfotaxime, à la ceftriaxone, à la

vancomycine et à la rifampicine.

Si la souche est pénicillinosensible, traiter le patient à la pénicilline.


Si l'infection ne touche pas le système nerveux central (SNC) et que la souche offre

une pénicillinorésistance intermédiaire, on peut utiliser la pénicilline ou un autre

médicament auquel la souche est sensible (céfotaxime, ceftriaxone ou

vancomycine). Ne jamais faire appel à la rifampine comme simple agent, car une

résistance peut se dégager pendant le traitement.

Le traitement empirique recommandé contre une infection pneumococciques du

SNC confirmée ou très présomptive avant l'obtention des résultats des épreuves de

sensibilité est la combinaison de vancomycine et de céfotaxime ou de ceftriaxone.

Le traitement devrait ensuite être rajusté selon les résultats de la CMI.

Si l'infection touche le SNC, ne recourir à la pénicilline que si l'isolat

pneumococcique y est sensible. Si la souche offre une résistance intermédiaire,

sélectionner un autre médicament selon les résultats de l'épreuve de sensibilité

(CMI). N'utiliser le céfotaxime ou la ceftriaxone que si la souche lui est sensible.

En cas d'infection pneumococcique du SNC par une souche pénicillinorésistante,

choisir le céfotaxime ou la ceftriaxone si l'isolat y est sensible. Si la souche résiste à la

pénicilline et aux céphalosporines, on recommande la vancomycine (60 mg/kg/jour)

accompagnée ou non de rifampine orale. La rifampine pénètre bien dans le SNC et

complète la vancomycine, dont la pénétration n'est pas prévisible.


Deuxième partie :

Matériel et Méthodes


I. CADRE DE L ETUDE Le Burkina Faso, pays enclavé ayant un climat de type soudano sahélien est situé

dans la ceinture méningitique dite de « Lapeyssonnie ». Il possède une frontière commune

avec la Côte d’Ivoire, le Mali, le Niger, le Bénin, le Togo et le Ghana (Figure 11). Le pays

a une population estimée à 11,063 millions d’habitants (INSD, 1999) pour une superficie

de 274.200 km2. Il est parmi les pays les plus peuplés d’Afrique Occidentale et sa

population est majoritairement jeunes (47,5%) et compte 53% de femmes. L’espérance de

vie à la naissance dans le pays est estimée à 41,7 ± ans (PNUD, 2003).

La population s’accroît au rythme de 2,37% par an. Le Produit Intérieur Brut (PIB)

par habitant est estimé, sur la période allant de 1993 à 1998, à 300 $US par an.

Le rapport (INSD, 1994) évalue à 112 FCFA par adulte et par jour soit 41 099

FCFA (82,2$) par adulte et par an dans lesquels 22 000 FCFA sont consacrés aux dépenses

de subsistance.

Ce niveau de revenu situe le Burkina parmi les pays en développement les moins

avancés (PMA). Le rapport sur la pauvreté (INSD, 1996) indique que 44,5% de sa

population vit en deçà du seuil de pauvreté.

L’économie repose principalement sur le secteur primaire (agriculture et élevage),

qui est le plus grand pourvoyeur d’emplois (près de 91% de la population active). Le

secteur secondaire (industrie) qui participe pour 18% au PIB, est faiblement développé.

Le secteur tertiaire qui occupe 4% de la population active, contribue pour 40% au

PIB. Il est composé des filières traditionnelles liées au commerce et aux activités de

service.

Système sanitaire :

Le système sanitaire au Burkina Faso s’articule sur quatre niveaux de soins : les

Centres de Santé et de Promotion Sociale (1000 CSPS), le Centre Médical avec Antenne


chirurgicale (20 CMA) basé au chef lieu du district sanitaire (55 districts), les Centres

hospitaliers Régionaux (9 CHR) et les Centres Hospitaliers Universitaires (3 CHU).

Figure 11 : La carte du Burkina Faso

Source : www.vacanceo.com/img/cartes 580/185.jpg

Bobo-Dioulasso, capitale économique du Burkina Faso, est la deuxième ville du

pays avec environ 500 000 habitants.

Le Centre Muraz qui est une structure du ministère de la Santé basée à Bobo-Dioulasso, est

un centre de recherche appliquée en santé publique dont la mission principale est de

promouvoir la lutte contre les maladies transmissibles, à travers la recherche, la formation,

l’expertise, et les prestations de service dans le domaine des analyses médicales. Les

travaux de recherche et les activités de laboratoire du centre sont basés sur :


Le paludisme et les autres maladies parasitaires.

Le VIH/SIDA et les maladies associées (Tuberculose, Infections

sexuellement transmissibles).

La vaccinologie et l’épidémiologie d’intervention (Fièvre jaune,

méningites).

La santé de la reproduction.

La culture, l’identification et l’antibiogramme des souches de portage ont été

effectuées au Centre Muraz et celles des souches invasives à l’hôpital Sourou Sanon, l’un

des 3 CHU du pays.

Le sérotypage des souches isolées (portage et invasives) s’est effectuées au centre

hospitalier cantonal Vaudois (CHUV) de Lausanne en Suisse. Le génotypage des souches

invasives isolées s’est effectuées dans les laboratoires du département de microbiologie de

l’université de Catania en Italie.

II. MATÉRIEL ET MÉTHODES

II.1. Matériel

II.1.1. Les souches bactériennes

Les souches bactériennes proviennent du nasopharynx d’un total de 860 enfants

âgés de 0 à 5 ans venant pour la vaccination. Les prélèvements ont été réalisés dans les

centres de Santé Maternelle et Infantile (S.M.I.) d'Accart-ville (Centre 1, N= 440), de

Farakan (Centre 2, N=420). Les prélèvements de liquide céphalo-rachidien (LCR) se sont

faits chez des malades hospitalisés pour suspicion de méningite au Centre Hospitalier

Universitaire Sourou Sanon de Bobo-Dioulasso. Ces prélèvements ont été effectués de

Septembre 2000 à Décembre 2001 et d’Octobre 2002 à Février 2003.


Des écouvillons stériles en alginate de calcium flexible ont été utilisés pour les

prélèvements nasopharyngés ; et des seringues pour les prélèvements de LCR.

II.1.2. Les réactifs

Pour l’identification des souches nous avons utilisé :

Des milieux gélosés additionnés de sang : gélose Columbia (Sanofi Diagnostic

Pasteur) (Sanofi Diagnostic Pasteur).

Des réactifs d’agglutination pour rechercher la présence d’antigènes solubles :

slidex-pneumo kit (Bio-Merieux).

De la desoxycholate de sodium (Sanofi Diagnostic Pasteur) pour mettre en

évidence la lyse du pneumocoque par la bile.

Pour l’étude de la sensibilité des souches (antibiogramme) nous avons utilisé :

De la gélose Mueller-Hinton (Sanofi Diagnostic Pasteur) additionnée de sang

de mouton.

Des disques d’antibiotiques.

Des souches de référence A.T.C.C pour le contrôle de qualité.

Pour le sérotypage de nos souches nous avons utilisé des antisérums du Statens

Institut de Copenhague (Danemark) et un microscope inversé.

II. 2. Méthodes

II.2.1. Collectes des données sociodémograhiques et des antécédents

vaccinaux et /ou médicaux.

La collecte des données sur les enfants ou sur les souches de portages a été


effectuée selon un questionnaire de type épi–info6. Ce questionnaire comportait

trois grandes parties :

la première partie était en rapport avec les données socio-économiques de la

famille des enfants.

la deuxième partie avait trait ou était en rapport avec les données vaccinales des

enfants.

la troisième partie avait trait ou était en rapport avec les données de laboratoire

des prélèvements effectués sur les enfantss.

La collecte des données sur les souches invasives a été effectuée selon un

questionnaire plus simple. Ce questionnaire décrivait le nom et prénom du patient,

la nature du prélèvement, l’âge et le sexe du patient, les données biologiques ou de

laboratoire.

Par la suite les données ont été analysées en utilisant le logiciel Epi–info 6. Un

enfant était déclaré correctement vacciné si au vu de son âge, il avait reçu tous les vaccins

du PEV (Programme élargi de Vaccination).

II.2.2. Examen Bactériologiques.

Des prélèvements nasopharyngés effectués à l'aide d'écouvillons stériles en alginate

de calcium flexible ont été immédiatement ensemencés sur une gélose base Columbia +

5% de sang de mouton + 5 mg/L de gentamycine. Les boîtes de Pétri de 90mm

ensemencées ont été incubées à 37°C, sous atmosphère enrichie en 5% de CO2 pendant 20

à 24 heures dans les laboratoires de bactériologie du Centre Muraz. L'identification des

isolats a reposé sur:

l’aspect morphologique des bactéries à l’examen microscopique des frottis

colorés par le Gram,

l'aspect des colonies sur la gélose au sang frais,

l'hémolyse alpha,

la sensibilité à l'optochine,

la lyse du pneumocoque par le désoxycholate de sodium à 10%.


Une subculture des souches pendant 18 à 24 heures sur gélose au sang frais a été

utilisée pour réaliser l’antibiogramme. Une suspension (500 µl) des souches a été effectuée

dans du lait écrémé + glycérol et conservée au congélateur à –70°C dans des micro tubes

de 550µl autoclavables (Milian instrument PAT-22).

L'antibiogramme a été réalisé selon la méthode de Kirby-Bauer modifiée en

utilisant des disques imprégnés aux différents antibiotiques. Seize (16) disques

d'antibiotiques ont été testés :

Oxacilline (de biomérieux S.A. 1 g)

Chloramphénicol(de sanofi diagnostic pasteur 30g)

Vancomycine (de sanofi diagnostic pasteur 30g)

Erythromycine (de biomérieux S.A. 15 g)

Ceftriaxone (de sanofi diagnostic pasteur 30g)

Tétracycline (de sanofi diagnostic pasteur 30)

Rifampicine (de sanofi diagnostic pasteur 30g)

Cotrimoxazole (de biomérieux S.A. 25 g)

Ampicilline (de biomérieux S.A. 10 g)

Lincomycine (de sanofi diagnostic pasteur 15g)

Spectinomycine (de sanofi diagnostic pasteur 100g)

Amoxicilline (de biomérieux S.A. 25 g)

Amoxcilline + Acide clavulanique (de oxoid limited 30g)

Amikacine (de sanofi diagnostic pasteur 30g )

Pefloxacine (de sanofi diagnostic pasteur 5g)

Ciprofloxacine (de biomérieux S.A. 5 g)

La lecture de l'antibiogramme a été faite selon la méthode de Kirby-Bauer et

l'interprétation des résultats selon les normes du National Committee for Clinical

Laboratory Standard (N.C.C.L.S., 1998. 2000. 2003).


La détection des souches de sensibilité anormale à la pénicilline G a été effectuée à

l’aide de disques d’oxacilline chargés à 5 µg. Lorsque le diamètre d’inhibition observé

était inférieur ou égal à 25 mm selon les normes du N.C.C.L.S., les souches étaient

classées comme ayant une sensibilité anormale à la pénicilline G.

Le contrôle de qualité pour vérifier la validité du procédé de détermination de la

sensibilité aux antibiotiques, a utilisé des disques imprégnés qui ont été éprouvés en

présence de souches de référence. La souche de référence S. pneumoniae A.T.C.C. 49619 a

été utilisée pour le contrôle de qualité de la technique.

II.1.3.3. Les prélèvements du LCR.

Les prélèvements du LCR ont été faits par ponction lombaire dans des tubes stériles

ont été acheminés rapidement au laboratoire oú une centrifugation a été faite à 2000

tours/mn pendant 20mn pour obtenir un inoculum bactérien important dans le culot de

centrifugation. Par la suite des examens macroscopique et microscopique ont été effectués.

Examen macroscopique

Le LCR provenant d’un suget sain est normalement limpide. Il est appelé

classiquement « eau de roche ». Les méningites à pneumocoque sont souvent

accompagnées d’une hypercytose importante. Une observation du liquide de ponction est

effectuée à l’œil nu pour apprécier s’il est trouble et/ou hémorragique.

Examen microscopique

Après l’examen macroscopique, un examen microscopique est fait sur le culot

obtenu après centrifugation pour établir la formule leucocytaire après une coloration au

MGG. La coloration de Gram sur le culot de centrifugation est ensuite effectuée pour

mettre en évidence la présence de diplocoques gram positif capsulés caractéristiques des

pneumocoques et orienter le diagnostic avant le résultat de la culture.


Culture, Identification, Antibiogramme

Par la suite la culture, l’identification des souches, et l’antibiogramme se sont

effectués selon la même procédure que pour les souches de portage.

II.2.3. Le sérotypage

Les souches congelées ont été transportées par air dans les laboratoires de

microbiologie du centre Hospitalier Universitaire cantonale Vaudois de Lausanne en

Suisse en respectant les normes et les conditions de sécurités internationales. Là,

l’identification des souches a été confirmée par la sensibilité à l’optochine et par la lyse

des pneumocoques par la désoxycholate de sodium avant le sérotypage.

II.2.3.1. Principe

Nous avons utilisé la réaction de quellung. Le principe de la méthode s’appuie sur

l’agglutination des particules de Latex sensibilisés par des anticorps anti-pneumococciques

lorsque celles-ci sont en contact avec des antigènes capsulaires.

II.2.3.2. Procédure

Une suspension de cellules de S. pneumoniae a été faite à 0,5 Mac Farland. Une

agglutination sur lame a été faite avec un antiserum. La préparation a été placée par la

suite sur un microscope à contraste de phase et la lecture s’est effectuée en utilisant un

objectif 100. La capsule était visible si la réaction était positive (immunoprécipitation qui

change l’indice de réfraction). Un pool de 9 antisérums (A à I) du Statens Sérum institut

de Copenhague (Danemark) a été utilisé successivement jusqu’à ce qu’on ait une réaction

positive. Si la réaction était positive, un pool d’antisérums (P à T) était par la suite utilisé.

L’interprétation de la lecture s’est faite en utilisant l’algorithme (tableau1)

ci-dessous (Uffe, 1993).


Tableau 1 : Algorithme servant à déterminer la majorité des sérotypes/sérogroupes.

Pool P Q R S T

Sérotypes/sérogroupes non vaccinaux

A

1 18 4 5 2

B

19 6 3 8

C

7 20

24 ; 31 ; 40

D

9 11

16 ; 36 ; 37

E

12 10 33

21 ; 39

F

17 22

27 ; 32 ; 41

G 29 ; 34 ; 35 ; 42 ; 47

H

14 23 15

13 ; 28

I

25 ; 38 ; 43 ; 44 ; 45 ; 46 ; 48

II.3. Le génotypage

Le génotypage a consisté à l’identification des gènes erm (B), mef (A) et tet (M) de

résistance aux macrolides et aux tétracyclines, à la détermination des transposons et à la

réalisation de l’électrophorèse en champs pulsées sur les souches isolées.


II.3.1 Principe de la PCR

Un thermocycler de type (9600 GENAMP PCR System ; Perkin-Emner) pour la

PCR a été utilisé pour détecter la présence des gènes : tet (M), erm (B), mef (A). Les gènes

erm (B), mef (A) ont été amplifiés en utilisant la paire d’amorce décrite par (Doern et al.,

2001). La paire de d’amorce suivante pour la mise en évidence du gène tet (M) a été

utilisée:

MS 181 (5’ – ATA TGT GTG TGA CGA ACT TTA CC- 3’)

MS 182 (5’ – CAG GTT CAC CGG TAG TAA CAT- 3’).

La détermination de la présence de transposons Tn 1545 a été obtenue en utilisant

des primers spécifiques des gènes de l’intégrase, localisée sur int-Tn décrit dans la

littérature. Pour la détermination des transposons Tn 1207.1, une PCR a été faite en

utilisant les amorces suivantes :

MS34 rew (5’- GAT AGG GTT TAT GCG GCG AAG A-3’) / ME-rev et

MS 146 (5’ – GGT GGG TAA GTA GTA TCA GAG TGA G-“3’) / mef-rev.

II.3.2. Procédure de la PCR

L’ADN a été extrait à l’aide d’un appareil « GenElute bacterial Genomic Miniprep

(Sigma-Aldrich) ». Deux (2) à 4 colonies bactériennes ont été diluées dans 20 µl de

tampon de lyse (0,25% sodium dodecyl sulfate, 0,05 N NaOH) à 94°C pendant 5min). Le

lysat a été dilué avec 180 µl d’eau distillée et centrifugé à 16,000 × g pendant 5 min. Le

surnagent a été par la suite utilisé comme matrice de l’ADN. Une PCR a été faite dans un

volume final de 50 µl de 0,8 × PCR tampon (50 mM KCl, 10 mM Tris-HCl [pH 9,0], 0,1%

Triton X-100, 0,01% [poids/vol] stabilisateurs, 1,5 mM MgCl2) contenant 300 µM de

désoxynucléosides triphosphates, 3,5 mM MgCl2, 2 U Taq polymérase (Invitrogen,

Carlsbad, Calif.), et 10 à 15 ng de DNA. Des concentrations optimales de primers étaient :

0,5 µM; erm (B), 0,5 µM; mef(A/E), 0,2 µM; tet(M), 0,4 µM; et 23 S rRNA, 0,16 µM.

Une PCR de l’ADN a été faite en utilisant un thermocycler DNA (9600 GeneAmp


PCR System; Perkin-Elmer, Monza, Italie) par les cycles suivants: un cycle initial de 3

min à 93°C, 30 cycles de 1 min avec une dénaturation à 93°C, 1 min d’annealing à 62°C, et

4 min d’extension à 65°C, suivie d’un cycle de 3 min d’élongation à 65°C. Les produits

PCR ont été analysés par électrophorèse dans 1,5% de gel d’agarose à 150 V pendant 1,05

h à 0,5 × TBE (45 mM Tris-HCl, 45 mM acide borique, 1 mM EDTA) contenant 0,05 mg/l

de bromure d’ethidium. Les images ont été faites en utilisant un Gel-Doc-1000 (Bio-Rad

Laboratories); le contrôle positif avait 8 bandes.

II.3.3. PFGE (électrophorèse en champs pulsés) et hybridation du DNA.

La fixation des échantillons a été faite dans un gel d’agarose LMP. La lyse des

échantillons s’est faite in situ et la digestion de L’ADN chromosomique s’est faite en

utilisant des endonucléases de restrictions de type Apa I (New England Biolab, UK)

décrites dans la littérature (Tenover et al., 1995).

La lyse des échantillons s’est faite in situ et les fragments de DNA ont été soumis à

un courant de 200V pendant 21h à 10°C. Un champ alterné a été utilisé et le « pulse

times » était de : 1S pour 3h ; 3S pour 3h ; 5S pour 3h ; 7S pour 4h ; 10S pour 4h ;

15S pour 4hs. Le gel a été révélé par le bromure d’éthidium et photographié sous UV. En

ce qui concerne l’hybridation ; les fragments d’ADN ont été transférés sur une membrane

hybond N+ en nylon ( Amersham international, UK) sous vide en utilisant un appareil de

type Pharmacia biotech, Sweden selon les instructions du fabriquant. L’hybridation a été

effectuée avec les sondes erm (B), tet (M), mef (A) obtenu par PCR.


Troisième parTie :

Résultats


III.1. RESULTATS DE LA PREMIERE ETUDE

Profil de résistance de Streptococcus pneumoniae chez des enfants

de 0 à 5 ans dans la ville Bobo-Dioulasso au Burkina Faso en 2000. Bio-Africa- vol 2 N°1; pp 77-84, 2005

III.1.1. Problématique de la première étude

S. pneumoniae, deuxième germe responsable des méningites au Burkina Faso et

dans la plupart des pays de la sous région est normalement sensible aux pénicillines.

Cependant nous assistons depuis quelques moments à des échecs thérapeutiques dues à

l’émergence et à la propagation de souches multi résistantes. Il nous apparait nécessaire

voire impératif de procéder à une évaluation et/ou une réévaluation de la sensibilité de ce

germe aux antibiotiques. Cette surveillance de la résistance du germe qui peut être faite sur

des souches du portage, permettra une utilisation rationnelle (thérapeutique et

prophylactique) des antibiotiques dans notre pays.

La présente étude avait les objectifs suivants : déterminer la sensibilité des souches

isolées chez des enfants de 0 à 5 ans venant dans les SMI pour une vaccinations et

déterminer le potage des pneumocoques chez ces enfants.

L’étude a été menée au Centre Muraz de à Bobo-Dioulasso. Un total de 215

enfants ont été inclus dans l’étude avec le consentement des mères qui ont accepté

librement de répondre à un questionnaire.

III.1.2. Principaux résultats

III.1.2.1. Données épidémiologiques et cliniques des prélèvements

nasopharyngés.

Un total de 215 prélèvements effectués sur des enfants venant pour la vaccination


dans les deux (2) centres a été effectué au Centre 1 : N = 110 (51,1%) et au Centre 2 : N =

105 (48,9%).

Les vaccins anti pneumococciques sont efficaces chez les enfants qui ont

plus de 6 mois. Chez les enfants en dessous de 6 mois, le système immunitaire immature

ne permet pas d’avoir des anticorps protecteurs. Il était donc nécessaire d’avoir des

informations sur l’age des enfants. Dans la présente étude, la majorité des enfants prélevés

avaient 2 à 24 mois (96,3%) avec une moyenne d'âge de 13 ± 0,2 mois et des extrêmes

allant de 0 à 60 à mois. Les résultats obtenus pourront être utilisés et pour les antibiotiques

et pour les vaccins. Le tableau 2 indique la répartition des prélèvements effectués par

tranche d’âge (Age en mois).

Tableau 2 : Répartition des prélèvements effectués par tranche d’âge (Age en mois).

0 à 2 mois 2 à 24 mois 24 à 60 mois

Nombre

par tranche d’âge

N=2

N=105

N=2

Pourcentage

par tranche d’âge

1,8%

96,3%

1,8%

Une hospitalisation aurait pu augmenter le nombre de souches résistantes et/ou

multi résistantes aux antibiotiques. En effet, l’hygiène défectueuse des hôpitaux aurait pu

favoriser la contraction de germes nosocomiaux qui sont des germes le plus résistants aux

antibiotiques. Le tableau 3 montre la répartition des enfants selon une hospitalisation

antérieure. Spécifions que la majorité (91,7%) des enfants n’avaitent jamais été

hospitalisés.


Tableau 3 : Répartition des enfants selon une hospitalisation antérieure.

Moins de 6 mois Plus de 6 mois Jamais

Nombre d’enfants selon

une hospitalisation antérieure

N=5

N=4

N=100

Pourcentage

4,6 %

3,6 %

91,7 %

Il était nécessaire de savoir si les enfants été traités avec des antibiotiques

dans les 15 jours précédents le prélèvement. La prise d’antibiotique pourrait influencer

négativement l’isolement des pneumocoques. 99,1% (196/215) des enfants n'avaient pas

reçu d'antibiotiques dans ce délai conte seulement 0,9 % (19/215) avaient été traités dans

les 15 jours précédents le prélèvement.

La présence d’infections ORL aurait pu être un facteur de risque du portage

mais nous avons constaté que la majorité N=207 (96,3%) des enfants n’avaient pas eu un

antécédent ORL dans les 12 derniers mois. La présence d’antécédent ORL dans les 12

derniers mois n’avait été constaté que chez 8 enfants (3,7%).

Le tableau 4 indique la répartition des enfants selon le statut de vaccination.

Une bonne couverture vaccinale (vaccin du PEV) nous donne des indications sur une

éventuelle utilisation des vaccins pneumococciques qui peuvent influencer négativement

sur le portage des souches résistantes. Notons que les 73,4% des enfants avaient été

correctement vaccinés.


Tableau 4 : Répartition des enfants selon le statut de vaccination

Enfants

correctemen vaccinés.

Enfants non

correctement vaccinés.

Nombre d’enfants N=158 N=57

Pourcentage 73,8 % 26,2 %

III.1.2.2. Données biologiques des prélèvements nasopharyngés.

Le taux de portage du pneumocoque était de 50,6% (N = 109) dans les 2 centres et

respectivement de : 48,18% (N = 53) au centre 1 et de 51,82% (N = 56) au centre 2.

Le tableau 5 ci-dessous représente le nombre et le pourcentage des souches

sensibles et résistantes aux 16 antibiotiques. Des 109 souches isolées, 2,75% des souches

(N=3) étaient sensibles aux 16 antibiotiques testés. 13 souches se sont révélées sensibles

aux 16 antibiotiques testés et parmi celles-ci 10 présentaient des résistances intermédiaires.

Tableau 5 : Nombre et pourcentage des souches sensibles et résistantes 16 antibiotiques

Souches

sensibles aux 16

antibiotiques

Souches présentant

une résistance

intermédiaire

Souches

résistantes à au moins

un antibiotique

Nombre

N=3 N=10 N=96

Pourcentage

2,75% 9,17% 88,7%


Le tableau 6 montre le nombre et le pourcentage des souches sensibles et

résistantes aux pénicillines qui est l’antibiotique de choix pour le traitement des affections

causées par les pneumocoques. Nous avons constaté que 41,35% du total des souches (N

= 45) étaient sensibles aux pénicillines avec 33,65% présentant une résistance

intermédiaires et 25% présentant une résistance totale.

Tableau 6 : Nombre et pourcentage des souches sensibles et résistantes aux pénicillines.

Souches sensibles

aux pénicillines

Souches présentant une

résistance intermédiaire

Souches présentant une

résistance totale aux

pénicillines

Nombre

N= 45 N= 36 N= 28

Pourcentage

41,35% 33,65% 25%

Les souches de pneumocoques résistantes aux pénicillines sont le plus

souvent résistantes aux autres antibiotiques. Il était nécessaire de savoir si nous avons un

nombre assez important de souches multi résistantes qui circulent au Burkina Faso. Dans

l’affirmatif des études moléculaires par la suite préciseront les bases de cette résistance. Il

a été constaté que 26,60% (N=29) des souches isolées étaient multi résistantes et que la

majorité 73,40 % (N=80) des souches étaient non multi résistantes.

Le tableau 7 indique le nombre et le pourcentage des résistances à plusieurs

antibiotiques sur la même souche. Ces indications pourraient nous guider sur les

antibiotiques à utiliser dans le contexte du Burkina Faso. Il a été constaté qu’aucune

souche ne présentait une résistance à la vancomycine et à la rifampicine


Tableau 7 : Multirésistance des isolats de S.pneumoniae aux antibiotiques

Pénicilline+

tétracycline

Pénicilline+

Chloram

phénicol

Pénicilline+

Tétracycline+

Chloram

phénicol

Chloram

Phénicol +

Erythro

Mycine

Pénicilline+

Tétracycline+

Chloram

Phénicol +

Erythro Mycine

Vancomycine+

rifampicine

Nombre

N= 42 N= 4 N= 4 N = 2 N = 0 N = 0

% 38,53% 3,66% 3,66% 1,83 % 0%

0%

Le tableau 8 indique le statut vaccinal des enfants et la sensibilité des à la

pénicilline. Une corrélation entre la sensibilité à l’oxacilline et les enfants correctement

vaccinés a été constatée.

Tableau 8 : Nombre et pourcentage d’enfants correctement vaccinés et non correctement

vaccinés versus Sensibilité à la pénicilline

Sensibilité à la pénicilline Enfants

correctement vaccinés

(Nombre et pourcentage)

Enfants non

correctement vaccinés

(Nombre et pourcentage)

Sensibles

34 (43,58%) 9 (34,61%)

Sensibilité diminuée

(Intermédiaire)

25 (32,05%) 10 (38,46%)

Résistantes 19 (24,35%) 7 (26,92%)

Total 78 %) 26 (100%)


III.1.3. Conclusion de la première étude.

La présente étude a révélé que :

73,40% des enfants venant dans les SMI avaient été correctement vaccinés ;

Le taux de portage étaient de 50,60%.

Les antibiotiques les plus sensibles sur les souches étaient : Rifampicine

(98,80%) ; Amoxicilline (96,15%) ; Rifampicine (98,78%) ; Amoxicilline

(96,15%) ; Ampicilline (95,19%) Ceftriaxone (93,26%) ; Erythromycine (93,9%) ;

Spectinomycine (92,30%) ; Chloramphénicol (91,30%) ; Vancomycine

(87,67%) ; Lincomycine (82,60%) et Ciprofloxacine (77,88%).

Les souches isolées présentaient une résistance élevée aux antibiotiques

suivants : Amikacine (95,19%) ; Tétracycline (65,30%) ; Pefloxacine (54,80%) ;

Cotrimoxazole (31,70%) et Oxacilline (25,00%).

Les souches isolées dans notre pays présentaient une résistance assez élevée aux

pénicillines.


III.2. RESULTATS DE LA DEUXIEME ETUDE

Résistance aux antimicrobiens et la distribution des

sérotypes/sérogroupes de Streptococcus pneumoniae infectant les enfants

au Burkina Faso. Pakistan journal of Biological science 12(18)1282-1286, 2009.

III.2.1. Problématique de la deuxième étude.

Après avoir effectué une étude sur les profils de résistance des souches isolées, il

était nécessaire d’effectuer cette deuxième étude afin d’identifier les SGTs qui circulent au

Burkina Faso. L’étude a été réalisée de septembre à décembre 2000 et de janvier à juin

2001 sur 860 enfants de 0 à 5 ans venant pour une vaccination dans les SMI.

III.2.2.Principaux résultats.

III.2.2.1.Données épidémiologiques.

Les données épidémiologiques de la présente étude sont les mêmes que celles de la

première étude.

III.2.2.2. Données biologiques.

13 sérotypes majeures par ordre d'importance ont été identifiés sur un total de 58

souches testées: 4, 6, 7, 9, 11, 14, 15, 17, 18, 19, 20, 23, 24, NT, CNVR.

Les sérotypes 6 et 23 représentaient 58% des sérotypes identifiés et étaient liées à

la multi résistance.

15,50% des souches n’ont pas pu être identifiées (NT= non typables).

15,50% des souches étaient des sérotypes non vaccinaux (SNV = sérotypes non

vaccinaux).


Le tableau 9 ci-dessous indique le nombre et le pourcentage des

sérotypes/sérogroupes isolés. Plusieurs vaccins pneumocociques existent sur le marché. La

connaissance des SGTs nous donne des informations nécessaires pour un choix

stratégique des vaccins à utiliser dans le pays.

Tableau 9 : Nombre et pourcentage des sérotypes/sérogroupes isolés.

Souches sérotypes/sérogroupes Nombre et Pourcentage

6

23

17, 18, 19

7,9

4, 11, 14, 15, 20, 24

NT, CNVR

12(20,68%)

9(15.58%)

3(5.17%)

2(3.44%)

1(1.7%)

9(15.51%)

Le tableau 10 indique les Sérotypes/ Sérogroupes isolés versus résistance aux

antibiotiques. Une corrélation entre les SGTs et la résistance aux antibiotiques a été

effectuée afin de déterminer le sérotype lié à la résistance de chaque type d’antibiotiques.


Tableau 10 : Sérotypes/Sérogroupes isolés versus résistance aux antibiotiques

Antibiotiques Nombre et

pourcentage de souches

résistantes

Sérogroupes/sérotypes

liés à la résistance

Amoxicilline

+Acide clavulanique

0(0%)

Oxacilline 26(25,00%) 6, 7, 18, 19, 23, 24

Ceftriaxone 1(0,96%)

Tétracycline 68(65,80%) 4, 6, 7, 9, 14, 17, 18, 19, 20, 23

Cotrimoxazole 33(31,70%) 6, 14, 18, 19, 20, 23, 24

Erythromycine 4(4,80%) 6

Lincomycine 7(6,73%) 6, 23

Ciprofloxacine 4(3,84%) --------------

Chloramphénicol 8(7,60%) 4, 6, 19, 23

Rifampicine 1(1,28%) 6

Vancomycine 2(2,73%) --------------

Péni + Tétra 42(40,38%) --------------

Péni + Chlor 4(3,84%) --------------

Péni + Tétra + Chlor 4(3,84%) --------------

Chlor + Erythro 2(2,15%) --------------

Rifamp + Vanco 4(5,29%) --------------

Quant au tableau 11, il présente les caractéristiques des pneumocoques isolés par

différents groupes d'âges. Ces informations nous permettraient de choisir le vaccin

approprié pour chaque tranche d’age.


Tableau 11 : Caractéristiques des pneumocoques isolés par différents groupes d'âges.

Classes d’âges

0 - 2 Mois 2 - 24 Mois 24 - 60 Mois

Nombre et pourcentage de

pneumocoques isolés

2 (1,8%) 105 (96,3%) 2 (1,8% )

Nombre et

Sérotypes isolés

19, 20

(N=1)

4, 11, 14, 15, 24(n=1)

7, 9, 19(n=2) 17, 18(n=3)

SNV (N=7)

23, NT (N=9) 6(n=12)

SNV (N=2)

Pourcentage des 2 sérotypes

majeures (6 et 23)

0,0% 58,0% 0%

Couverture des Sérotypes par

les vaccins à 7 valences

14,28% 53,84% 0%

Couverture des Sérotypes par

les vaccins à 23 valences

8,69% 92,3% 0%

III.2.3. Conclusion de la deuxième étude.

Au cours de cette étude, 13 SGts ont été identifiés. Les SGTs 6, 23 étaient plus

fréquemment liés à la résistance à la pénicilline et à la multi résistance. Le vaccin conjugué

à 7 valences a été couvert à 53,84% par les SGTs isolés. 92,3% des souches isolées au

Burkina Faso appartenaient aux sérotypes/sérogroupes visés par les vaccins polyosidiques

à 23 valences.


III.3. RESULTATS DE LA TROISIEME ETUDE

Caractérisation génotypique et sérotypes des souches invasives de

Streptococcus pneumoniae isolées à Bobo –Dioulasso en 2002 -2003 Bio-Africa- N°3- pp 43-49, 2006

III.3.1. Problématique de la troisième étude

La deuxième étude nous a permis d’identifier quelques SGTs du portage. Mais très

souvent les SGTs des souches invasives sont différents des SGTs du portage. En outre les

reversions capsulaires sont fréquemment rencontrées. C’est pourquoi des études de

biologie moléculaires sont nécessaires.

Cette troisième étude visait à identifier les SGTs rencontrés au niveau des souches

invasives, à déterminer les gènes de résistance aux macrolides, tétracyclines et à

déterminer les transposons responsables de ces résistances. L’étude a été réalisée d’octobre

2002 à février 2003 sur 54 LCR prélevés sur des patients de l’hôpital Sourou Sanou.

III.3.2.Principaux résultats

III.3.2.1. Données biologiques.

III.3.2.1.1. La résistance aux antibiotiques.

Toutes les souches étaient résistantes à au moins une classe d’antibiotique

représentant 45% de toutes les souches isolées et testées dans notre laboratoire.


Sensibilité des souches invasives aux antibiotiques.

Le tableau 12 ci-dessous représente la sensibilité des souches invasives aux 9

antibiotiques. Il nous donne des indications sur la prévalence des souches des

pneumocoques invasives résistantes aux pénicillines et des souches multi résistantes.

Ces résultats nous ont permis de continuer nos investigations sur les mécanismes

de résistance aux tétracyclines et aux macrolides.

Tableau 12 : Sensibilité des souches invasives aux 9 antibiotiques

Susceptibilité

Antibiotiques Susceptible :

Pourcentage

Intermédiaire :

Pourcentage

Résistant :

Pourcentage

lactamines

Oxacilline (38%) (12%) (50%)

Ceftriaxone (85%) (10%) (5%)

Tétracycline

Tétracycline (20%) (4.8%) (75.2%)

Sulfamides et associations

Cotrimoxazole (23%) (7%) (70%)

Macrolides et apparentés

Erythromycine (78%) (8%) (14%)

Lincomycine (70%) (10%) (20%)

Quinolones

Ciprofloxacine (58%) (24%) (18%)

Phénicolés

Chloramphénicol (85%) (5%) (10%)

Glycopepetides

Vancomycine (90%) (3%) (7%)


III.3.2.1.2. Le sérotypage et le Phénotypage.

Le Tableau 13 ci-dessous indique la répartition des sérotypes des souches invasives

versus Phénotypes. Les SGts de portage étant le plus souvent différents des SGTs

invasives, ce tableau nous permet d’apprécier le phénotype de résistance lié à chaque

sérotype.

Tableau 13 : Répartition des sérotypes versus phénotypes.

Sérotypes/ N (%) N (%) Total

Sérogroupes Phénotypes Phénotypes N (%)

MLSb M

23 7 (31,9%) 0(0,0%) 7(29,1%)

19 2 (9,1%) 1(50,0%) 3(12,6%)

6 4 (18,2%) 0(0,0%) 4(16,6%)

1 2 (9,1%) 0(0,0%) 2(8,3%)

3 4 (18,2%) 1(50,0%) 5(20,8%)

Autres 3 (13,5%) 0 (0,0%) 3(12,6%)

Total 22 2 24


III.3.3. Le Phénotypes et le génotypage.

Le tableau 14 ci-dessous représente le Nombre et le pourcentage des phénotypes,

des gènes de résistances et des Transposons identifiés. Le gène erm (B) responsable de la

résistance aux macrolides confère le phénotype MLSb aux souches. Le gène mef (E) est

également responsable de la résistance aux macrolides mais confère le phénotype M aux

souches. Quant au gène tet (M), il est responsable de la résistance aux tétracyclines.

Tableau 14 : Nombre et pourcentage des phénotypes, des gènes de résistance et des

Transposons identifiés.

Phénotypes, Gènes et Transposons Nombre / pourcentage

Gène erm (B)

Gène mef (A)

Gène tet (M)

Tn 1207.1

Tn 1545

Phénotype MLSb

Phénotype M

16(66,7%)

4(16,7%)

19(%)

2(8,3%)

9(37,5%)

16(66,7%)

4(16,7%)

5 (20,8%) souches avaient 4 mécanismes de résistance cumulés aux macrolides,

tétracyclines, co-trimoxazole et lactam.

15 (62,5%) souches avaient 2 mécanismes de résistances cumulés aux macrolides,

tétracyclines ou co-trimoxazole.

14 (58,3%) des souches étaient résistantes à la tétracycline et aux macrolides ;

12 (50,0%) des souches avaient les gènes erm (B) + tet (M) ;

2 (8,3%) des souches avaient les gènes mef (A/E) + tet (M).


La figure 12 nous présente le PFGE des échantillons de S. pneumoniae, le profil

des souches en électrophorèse en champs pulsé permet de discriminer les souches.

Nous pouvons ainsi apprécier si les mêmes souches résistantes circulent dans une

région et avoir éventuellement des indications sur la nature clonale et la progression de

la souche résistante.


1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Figure 12: PFGE des échantillons de S. pneumoniae.

Bande 1 : marker λ; Bande 2: 3H; Bande 3: 10H; Bande 4: 48H;

Bande 5: 14H; Bande 6: 52H; Bande 7: 62H; Bande 8: 59H; Bande 9: 4H;

Bande 10: 25H; Bande 11: 135.1; Bande 12: controle mef ;

Bande 13: 3H; Bande 14: control erm(B) ; Bande 15: control tet(M) .

Le Tableau 15 montre la localisation chromosomique des gènes erm (B),

tet (M), mef (A/E). La localisation simultanée de ces différents gènes sur la même souche

nous donne des informations sur la nature des transposons responsables de ces multi

résistances


Tableau 15 : Localisation chromosomique des gènes erm (B), tet (M), mef (A/E).

SOUCHES Erm (B) Tet (M) Mef (A)

10H 339Kb 339Kb - 97Kb _

52H 339Kb 339Kb - 97Kb _

62H 339Kb 339Kb - 97Kb _

4H 339Kb 339Kb - 97Kb _

25H 194Kb 194Kb _

14H _ _ _

59H _ 220Kb - 120Kb _

48H _ _ _

3H _ _ _

135.1 _ 120 Kb 120 Kb

2ST 170Kb 170Kb _

3ST _ 120 Kb 120 Kb

5ST 120Kb 120 Kb _

7ST 170Kb 170Kb _

8ST 291Kb 291Kb _

9ST 194Kb 194Kb _

16ST _ _ 85Kb

17ST _ _ _

18ST _ _ _

22ST _ _ 85Kb

24ST _ _ _

25ST _ _ _


III.3.3. Conclusion de la troisième étude.

En conclusion, nous avons montré que la majorité des souches de pneumocoques

résistantes isolées en milieu hospitalier à Bobo-Dioulasso / Burkina Faso arboraient le

phénotypes MLSb et exprimaient le gène erm (B). La majorité des souches présentaient

une résistance croisée aux tétracyclines et macrolides 58,3%. Les sérotypes majeures

étaient : 1, 3, 6, 19, 23. La propagation de ces souches résistantes seraient largement due

d’autre part aux transposons Tn1545.


Discussion générale


DISCUSSSION DE LA PREMIERE ETUDE :

Profil de résistance de Streptococcus pneumoniae chez des enfants

de 0 à 5 ans dans la ville Bobo-Dioulasso au Burkina Faso en 2000. Bio-Africa- vol 2 N°1; pp 77-84, 2005

S. pneumoniae est la majeure cause de mortalité et de morbidité dans le monde

(Maria et al., 1998). Elle est une des causes de décès chez les enfants en dessous de 2 ans

dans les pays en voie de développement, provoquant 1,2 millions de morts dans cette

tranche d’âge (Demartin et al., 1993). L’étude réalisée a montré que le taux de portage de

S. pneumoniae chez les enfants venant pour la vaccination dans les SMI était de 50.6%

dans les 2 centres de la ville de Bobo-Dioulasso.

Ces résultats observés restent relativement élevés, comparativement à certains pays

africains et occidentaux car, il était de 39,9% chez les enfants de Johannesburg (Afrique du

sud) en 2000 (Hubner et al., 2000) et de 41% au sud de l’Italie en 1998 chez les enfants

(Maria et al., 1998). Des paramètres comme l’hospitalisation, la prise d’antibiotiques n’ont

pas constitué de biais car les données de l’étude ont montré que 91,7% des enfants

n’avaient jamais été hospitalisés et que 99,1% des enfants n’avaient pas pris

d’antibiotiques dans les 15 jours précédents le prélèvement. Étant donné la forte liaison

entre le portage et les infections à pneumocoques, des mesures comme les vaccinations

obligatoires et une surveillance régulière dans les jardins d’enfants, les écoles maternelles

et les SMI s’averrent nécessaires. Cela est d’autant plus réalisable au Burkina Faso. Ainsi,

notre étude a montré une bonne couverture vaccinale avec 73,4 % des enfants correctement

vaccinés.

Résistance aux -lactamines

Une baisse de l’activité des -lactamines a été constatée depuis 1987 (Appelbaum

et al., 1987 ; Baquero et al., 1994). Les clones résistants ont été reconnus comme étant la

cause des échecs des traitements dans les otites, les sinusites chroniques et les méningites.

Le choix du meilleur traitement devient difficile d’autant plus qu’un grand nombre de ces

clones sont multi résistants. Dans notre étude 58,65% des souches présentaient une


résistance totale aux pénicillines. Des taux plus élevés ont été constatés en : Corée

(Séoul)=79,9%, au Japon (Nagasaki)=65,3%, au Vietnam (Ho chi Mihn city)=60,8%, en

Thaïlande (Bankok) = 57,9% de septembre 1996 à juin 1997(Jae-Hoon S. et al., 1997) et à

Tennessee aux USA= 70% en 1999 (Yi-Wei et al., 2001).

La plupart des souches pénicillinorésistantes sont en réalité pénicillino

intermédiaires et la résistance des -lactamines n’est pas absolue. Les -lactamines ayant

de meilleurs paramètres pharmacodynamiques, une bonne disponibilité et qui sont plus

actifs contre les souches pénicillino intermédiaires (l’amoxicilline, la céfuroxime, l’axétile)

peuvent être recommandées en utilisation empirique dans les zones de haute prévalence de

pénicilline intermédiaire et résistant aux pneumocoques.

La céfotaxime, la fosfomycine, l’imipénème (Barakett et al., 1992) sous réserve

d’études complémentaires, paraissent utilisables dans le traitement des méningites à

pneumocoques résistants à la pénicilline G. dans la mesure ou une adaptation des

posologies permet d’obtenir dans le liquide céphalo raphidien ( LCR ) une concentration

suffisante de ces antibiotiques.

La résistance aux -lactamines chez les pneumocoques peut également être résolue

si des associations d’antibiotiques sont faites. L’association céfotaxcime, fosfomycine étant

synergique et bactéricide (Barakett et al., 1992), paraît utilisable. Sur des souches

résistantes, le choix pourra se porter sur un antibiotique d’une autre famille vis à vis

duquel les pneumocoques restent sensibles comme constaté dans notre étude la

rifampicine, les fluoroquinolones, la vancomycine, la pristinamycine.

La pristinamycine n’a pas été testée dans notre étude. Cependant, une étude menée

en 1998 (N’Guyen et al., 1988) a mis en évidence l’activité de la pristinamycine sur la

totalité des souches de pneumocoques résistants aux lactamines que celles-ci soient

sensibles ou résistantes aux macrolides. La vancomycine en particulier en administration

intraveineuse continue et associé à la rifampicine ou à la fosfomycine mériterait d’être

envisagée en première intention dans le traitement des méningites à S. pneumoniae

survenant dans un contexte clinique qui expose à une résistance de la souche à la


pénicilline G ou pour les pneumocoques de haut niveau de résistance à la pénicilline G.

Les sulfamides et associations

Le taux de résistance aux sulfamides (trimetroprime-sulfamethoxazole) dans notre

étude était de 65%. Cette résistance élevée suggère que les sulfamides ne sont pas

conseillés en utilisation empirique dans nos communautés pour le traitement des affections

à S. pneumoniae. En effet contrairement aux -lactamines, la résistance des

pneumocoques aux sulfamides et associations étant absolue, des doses élevées de

sulfamides ne peuvent être efficaces même si une diminution de la sensibilité aux

sulfamides est constatée (Friedland. et al., 1994).

La résistance aux macrolides

La résistance aux macrolides est aussi absolue. Une faible prévalence (5%) de

souches résistantes aux macrolides a été observée dans notre étude. Cette classe

d’antibiotique peut toujours être utilisée au Burkina Faso en première intention et / ou de

façon empirique dans le traitement des affections à S. pneumoniae.

Ces observations sont contraire à celles des pays occidentaux où une prévalence

élevée de souches résistantes aux macrolides est observée (Geslin et al., 1993) et oú il y a

une remise en cause du principe du traitement en première intention des affections à S.

pneumoniae par les macrolides.

Cependant il faut rester prudent car des données apparues en 1995 Marchese et al.

(1995) ont montré qu’en Europe, les souches de S. pneumoniaepénicillino résistantes sont

le plus souvent résistantes aux macrolides même si cela n’a pas été observé dans la

présente étude.


DISCUSSSION DE LA DEUXIEME ETUDE :

Résistance aux antimicrobiens et la distribution des souches de

Streptococcus pneumoniae infectant les enfants au Burkina Faso Pakistan journal of biological science 12(18)1282-1286, 2009.

Les sérotypes/sérogroupes suivants ont été isolées par ordre d’importance: 6, 23,

17, 18, 19, 7, 9, 4, 11, 14, 15, 20, 24. David et al. (1995) trouvaient des résultats similaires

car selon leur étude les SGTs 6, 14, 8, 5, 1, 19, 9, 23, 18, 15, et 7 sont les plus

fréquemment rencontrés dans les pays en voie de développement et les SGTs 14, 6, 19,

18, 9, 23, 7, 4, 1 dans les pays développés (David et al., 1995). Ces données indiquent que

beaucoup de sérotypes/sérogroupes qui ne causent pas fréquemment des infections dans les

pays développés le font au niveau des enfants dans les pays en voie de développement.

Cette différence est probablement le reflet de l’extrême susceptibilité des enfants dans les

pays en voie de développement. Susceptibilité qui serait liée aux maladies associées

(paludisme etc.) et au manque d’hygiène.

Spécifions que 58,33% des sérotypes /sérogroupes isolées étaient majoritairement

le 6, 23. Le sérotype 6 était lié à la résistance à la vancomycine, rifampicine,

érythromycine et les SGTs 6, 19, 4, 23 étaient liés à la résistance au chloramphénicol et

aux pénicillines (sauf le 4). On constate donc avec l’étude que les SGTs 6, 23 étaient plus

fréquemment liés à la résistance à la pénicilline et à la multi résistance. Ce même constat a

été fait avec une étude espagnole en 1990 (Fenoll et al., 1991). Une étude Suisse de

Bannerman et Wenger (1999) faisait la même remarque et qualifiait ces sérotypes:

14(95%), 23(85%), 6(82%), 9(80%) de redoutables [données non publiées]. Il faudrait

donc des études de biologie moléculaires afin de voir si ce sont les mêmes clones qui

circulent au Burkina Faso et dans les autres pays.


Le sérotypage a permis de constater que 92.3% des souches isolées au BURKINA

FASO appartenaient aux sérotypes / sérogroupes visées par les vaccins polyosidiques à 23

valences. Cependant même si nous avons une assez bonne couverture des SGTs, en raison

de leur faible immunogénicité, ce vaccin n’est pas indiqué pour les enfants en bas âge.

D’autre part, les vaccins polysaccharidiques n’ont aucun effet sur le portage nasopharyngé

et ont une efficacité limitée sur les souches invasives des enfants en dessous de 2ans

(Douglas et al., 1986 ; Ron Dagan et al., 1999). Quant au vaccin conjugué à 7 valences, il

a été couvert à 53.84% par les SGTs isolés. Ce vaccin est immunogène chez les enfants et

a un impact important et sur les souches de portages et sur les souches invasives (David et

al., 1999 ; Obaro et al., 1996). Cela serait bénéfique dans les zones de haute résistance à la

pénicilline. L’inconvénient de ce vaccin est qu’il contient un nombre réduit de SGT (Ron

Dagan et al., 1999) et surtout de SGTs fréquemment isolés en Afrique. Cela a été relevé par

les travaux de William et al., 2000 qui trouvait que le vaccin conjugué à 7 valences

contenait le 7 des sérotypes/sérogroupes les plus fréquemment isolés aux Etats-Unis,

Canada, Océanie ; 6 des 7 sérotypes/sérogroupes les plus fréquemment isolés en Europe ;

5 des 7 sérotypes/sérogroupes les plus fréquemment isolés en Amérique latine ; 4 des 7

sérotypes/sérogroupes les plus fréquemment isolés en Asie et Afrique.


DISCUSSSION DE LA TROISIEME ETUDE :

Caractérisation génotypique et sérotypes des souches invasives de

pneumoniae isolées à Bobo –Dioulasso en 2002 -2003 Bio-Africa- N°3- pp 43-49, 2006

La présente étude a montré que 91,7% des sérotypes isolés [1, 3, 6, 19, 23]

arboraient le phénotype MLSb et étaient donc liées à une résistance de haut niveau aux

macrolides. Seulement 8 ,3% des sérotypes [3, 19] arboraient les phénotypes M et étaient

liées à une résistance de bas niveau aux macrolides.

Le gène erm (B) liée au phénotype MLSb a été identifié au niveau de 16 souches

(66,70%) et le gène mef (A) liée au phénotype M a été identifié au niveau de 4 souches

(16,7%). Des prévalences du phénotype MLSb plus élevée (89%) ont été observé en

Afrique du sud (Carol et al., 1998). Au niveau des souches de pneumocoques isolées en

clinique, la résistance à la tétracycline est très fréquemment associée à la résistance à

l’érythromycine (Montari et al., 2003).

Nos résultats ont montré que 58,3% des souches étaient résistantes aux

tétracyclines et à l’érythromycine. Ces résultats avoisinent ceux trouvés aux Etats-Unis de

1999 à 2000 où plus de 60% des souches multirésistantes présentaient une résistance à la

tétracycline et à l’érythromycine (Doern et al., 2001).

La caractérisation génomique des souches isolées a montré que 50% des souches

avaient le gène erm (B) associé au gène tet (M) sur la mệme souche et 8,3% des souches

avaient le gène mef (A) associé au gène tet (M)

L’association entre la résistance à l’érythromycine et la résistance à la tétracycline

serait due à une famille particulière de transposons (Clewell et al., 1995). Un gène de

l’intrégrase, appelé int-tn caractérise cette famille de transposons Tn 916 et Tn 1545 qui

codent la résistance à l’érythromycine via le gène erm (B) et les résistances à la

tétracycline via le gène tet (M) et également à la résistance à la kanamycine via le gène


aphA3 (Courvalin et al., 1987).

La forte association entre le gène erm (B) et tet (M) au niveau de 9 souches

et sur les fragments chromosomiques suivants : 339Kb, 194 Kb, 170 Kb, 120 Kb, 291 Kb

a donc suggéré la présence du transposon 1545.

Pour vérifier cette hypothèse, une PCR révélant la présence du gène int–tr a été

effectué et s’est révélé positive pour toutes les souches positives avec les gènes erm (B) et

tet (M). Il s’avère donc que le transposon Tn 1545 est responsable de la propagation de la

plupart (37,5%) des résistances à la tétracycline et à l’érythromycine. Deux souches

avaient sur le mệme fragment chromosomique (120Kb) les gènes mef (A) et tet (M) ; cela

reflète et l’association de ces deux déterminants et la présence du transposon Tn 1207.1 au

niveau de 8.3% des souches typées.

Le profil clonal représentant un groupe de souches a été déterminé par PFGE.

Les souches 10H, 52H, 62H, 4H avaient un mệme profil PFGE avec les gènes

erm (B) localisés à 339Kb et tet (M) localisés à 97Kb et à 339kb. Les souches 9STet 25H

avaient le mệme profil PFGE avec les gènes erm (B) et tet (M) localisés à 194Kb. Deux

souches 2ST et 75ST avaient le mệme profil PFGE avec les gènes erm (B) et tet (M)

localisés à 170Kb.

Ces données sur la localisation chromosomique des gènes tet (M) et erm (B)

effectuée au mệme moment et dans le mệme hộpital montre la présence de trois différents

clones. L’hétérogénéité remarquable du profil PFGE des autres souches suggère qu’ils ne

seraient pas de même nature clonale.


Conclusion générale

Notre étude a montré que la résistance antimicrobienne est réellement présente au

niveau des souches de S. pneumoniae isolées chez les enfants venant dans les SMI à Bobo-

Dioulasso (Burkina Faso). En effet les souches isolées chez les enfants venant en

vaccination présentaient une résistance élevée aux amikacines, tétracyclines, pefloxacines,

cotrimoxazoles, oxacilline et la majorité des souches isolées chez ces enfants présentent

une résistance à une ou plusieurs classes d’antibiotiques. La principale cause de ces multi

résistances au Burkina Faso est due au fait que dans cette zone de l’Afrique sub-

saharienne, nous avons une grande pandémie d’infections bactériennes (Escherichia coli,

Klebsiella pneumoniae, Streptococcus pneumoniae, Shigella flexneri, Yersinia

enterocolitica, Salmonella typhi) impliquant une grande consommation d’antibiotiques

sans souvent faire, au préalable, ni un test d’identification du germe ni d’antibiogramme.

Sans doute, la surconsommation des antibiotiques sans appuie d’examen de laboratoire a

suscité ces multi-résistances.

Pour une meilleure prise en charge thérapeutique des infections bactériennes, il

faudrait donc une surveillance attentive de la sensibilité des pneumocoques aux -

lactamines et autres antibiotiques par la mise en place de centres de références, de réseaux

nationaux de surveillance des infections pneumococciques pour une bonne et sérieuse

observation de l’évolution des résistances.

Il serait également souhaitable que les cliniciens du pays s’accordent pour ne plus

prescrire, pour une période donnée, les antibiotiques qui ne sont plus sensibles aux

bactéries pathogènes afin qu’elles aient le temps de perdre leur résistance.

Au cours de notre étude nous avons identifiés 13 SGts vaccinaux. Les SGTs 6, 23

étaient plus fréquemment liés à la résistance à la pénicilline et à la multi résistance. Le

vaccin conjugué à 7 valences, il a été couvert à 53.84% par les SGTs isolés. 92.3% des

souches isolées au BURKINA FASO appartenaient aux sérotypes / sérogroupes visées par

les vaccins polyosidiques à 23 valences


Les sérotypes 6 et 23 étaient les SGTs majoritairement rencontrés et étaient liées à

la multirésistance. Le sgts 6 était liée à la résistance à la vancomycine et à l’érythromycine.

Le vaccin plyosidique à 23 valences couvrent 92,3% des sérotypes isolés au Burkina Faso.

Nous avons montré que la majorité des souches de pneumocoques résistantes

isolées en milieu hospitalier à Bobo-Dioulasso / Burkina Faso arboraient le phénotypes

MLSb et exprimaient le gène erm (B). La majorité des souches présentaient une résistance

croisée aux tétracyclines et macrolides 58,3%. Les sérotypes majeures étaient : 1, 3, 6, 19,

23. La propagation de ces souches résistantes seraient largement due d’autre part aux

transposons Tn1545.

La présente étude aura montré que la majorité des souches de

pneumocoques résistantes isolées en milieu hospitalier à Bobo-Dioulasso / Burkina Faso

arboraient le phénotypes MLSb et exprimaient le gène erm (B). La majorité des souches

présentaient une résistance croisée aux tétracyclines et macrolides 58,3%. Les sérotypes

majeures étaient : 1, 3, 6, 19, 23. La propagation de ces souches résistantes seraient

largement due d’autre part aux transposons Tn1545.

Afin de juguler le problème des résistances aux pneumocoques d’une manière

générale, il faudrait :

1 - Une prévention d’une manière générale au Burkina par la vaccination dans les

centres de santé maternelle, SMI, école et jardins d’enfants pour baisser le portage et éviter

la propagation des souches résistantes et multirésistante s’avère plus que nécessaire.

2 - Dans cette optique, l’automédication et les médicaments de la rue sont à

proscrire. Il faudrait donc décourager la commercialisation d'antimicrobiens en vente libre

tant pour les humains que les animaux.

3 - Suspendre pendant un certain temps les antibiotiques hautement résistants pour

permettre aux souches de perdre leurs résistances.


4 - Il faudrait que les communautés scientifiques et médicales au Burkina et si

possible en Afrique de l’ouest s’organisent afin d’identifier les résistances présentes chez

les bactéries pathogènes, de dénombrer ces résistances, de mieux informer les médecins, et

enfin de tenter d’adapter une stratégie de traitement avec l’antibiotique approprié si

nécessaire.

Des centres de références nationaux et/ou sous-régionaux pour surveiller la

résistance des pneumocoques à la pénicilline mais aussi des autres antibiotiques seraient

donc souhaitables.

.


PERSPECTIVES

En perspectives nous souhaitons :

Etendre les études de profils de résistance des souches de S.p. aux antibiotiques à

Ouagadougou et dans les autres parties du pays afin d’obtenir des bases de données

sur les résistances de cette bactérie pathogène au Burkina Faso.

Effectuer une étude sur un grand échantillonnage et sur une période assez longue

pour mieux préciser la prévalence des SGTs qui fluctuent annuellement au niveau

du portage et au niveau de chaque infection. La couverture vaccinale serait alors

estimée avec plus de rigueur.

Effectuer des études complémentaires sur l’analyse des PBP, et sur les mutations du

gène du dihydrofolate réductase (DHFR) afin d’avoir plus de précisions sur les

mécanismes génétiques de la résistance au niveau de nos souches.

Effectuer le Séquençage des souches pour la surveillance des clones pandémiques

et la détection éventuelle de nouveaux clones.


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Annexe: Publications réalisées

et questionnaire


Revue Bio-Africa - Vol. 2, N°1, pp. 77-84 2005, © Editions Universitaires de Côte d’Ivoire (EDUCI), 2005.

L C. BERE1, A P. BERE2, J K. SIMPORE2,3, A S. TRAORE2, M DOSSO4.

RESUME

Le Burkina Faso situé en Afrique de l’ouest ne dispose pas encore de centre de référence et de surveillance de la résistance aux antibiotiques. Peu de données existent sur le portage, le profil de résistance de Streptococcus pneumoniae (S.p.). Pour évaluer le portage de Streptococcus pneumoniae (S.p.), l’incidence de la résistance aux antibiotiques chez les porteurs asymptomatiques, le laboratoire de microbiologie du centre Muraz à Bobo Dioulasso a conduit cette étude en 2000. Un total de 109 Streptococcus pneumoniae(S.p.) ont été isolés chez 215 nourrissons venant pour la vaccination dans 2 centres de soins maternels et infantiles de la ville. Les antibiotiques ont été testés selon les normes du NCCCLS. Le taux de portage trouvé est de 50,6%. La majorité des nourrissons avaient de 2 à 24 mois (96.3%), 96,3% des nourrissons ont eu un antécédent ORL dans les 12 derniers mois, 91,7% des nourrissons n’avaient jamais été hospitalisés, 99,1% des nourrissons n’avaient pas pris des antibiotiques les 15 jours précédents le prélèvement et 73,4% des

nourrissons avaient été correctement vacciné. Les souches isolées ont présenté une résistance élevée aux antibiotiques suivants : Amikacine (95.19%), Tetracycline (65.3%), Pefloxacine (54.80%), Cotrimoxazole (31.7%) et Oxacilline (25%).

Les antibiotiques les plus sensibles étaient : Rifampicine (98.78%), Amoxicilline (96.15%), Ampicilline (95.19%), Ceftriaxone (93.26%), Erythromycine (93.9%), Spectinomycine (92.30%), Chloramphénicol (91.30%), Vancomycine (87.67%), Lincomycine (82.6%) et Ciprofloxacine (77.88%).

L’étude a montré qu’avec la résistance élevée de Streptococcus pneumoniae (S.p.) à la pénicilline au Burkina Faso, il est nécessaire de créer des centres de références pour surveiller la résistance des pneumocoques à la pénicilline afin d’adapter en conséquence une bonne thérapie et pour mieux contrôler les résistances .

MOTS-CLES : STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE(S.P.), RÉSISTANCE, ANTIBIOTIQUES, β-LACTAMINES.

SUMMARY

In Burkina Faso, an ouest African country , the number of pneumococci carriage and resis-tance patterns reports are inconsistent. In order to evaluate pneumococci carriage, the incidence of antibiotic resistance, from assymptomic youths ; the microbiological laboratory at Muraz center of Bobo-Dioulasso collected pneumococci from nasopharynx during 2000. A total of 109 pneumococci isolated from 215 youths attending vaccination center were analyzed . 16 antibiotics susceptibility were carried out as recommended by the National Comittee for Clinical Laboratory Standard (NCCLS). The carriagerate were 50.6%.

*The majority of children had 2 to 24 months(96%) *96.3% had ortho rhino laryngology (ORL) antecedent the last 12 months *99.1% of children did not use antibiotics 15 days before *91.7% of children have never been hospitalized and *73.4% of children were well vaccinated.

We noticed a high incidence of resistance to : Amika-cin (95.19%) ; Tetracyclin (65.3%) ; Pefloxacin (54.80%) ; Cotrimoxazol (31.7%) and Oxacillin (25%).

The most active antibiotics were : Rifampicin (98.78%), Amoxicillin (96.15%), Ampicillin (95.19%), Ceftriaxon (93.26%), Erythromycin(93.9%), Spectino-mycin (92.30%), Chloramphenicol (91.30%), Vanco-mycin (87.67%), Lincomycin (82.6%), Ciprofloxacin (77.88%).

The study shows the resistance of pneumococci to penicillin in Burkina Faso. It is then necessary to create pneumococci resistance surveillance cen-ters in the countries in order to adapt an accurate therapy, and to avoid the exportation of antibiotics resistance.

KEYS WORDS : S PNEUMONIAE, RESISTANCE, ANTIBIOTICS, β LACTAMINES

PROFIL DE RÉSISTANCE DE STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE CHEZ DES ENFANTS DE 0 À 5 ANS DANS LA VILLE

BOBO-DIOULASSO AU BURKINA FASO EN 2000.


Revue Bio-Africa - Vol. 2, N°1, pp. 77-84, 2005

INTRODUCTION

Cet état de fait recommande, une sélection d’antibiotiques sensibles, une surveillance épidémiologique, une utilisation rationnelle des antibiotiques, une réévaluation de la sensibilité aux antibiotiques, pour une bonne utilisation thérapeutique et prophylactique des antibiotiques dans notre pays.

Des études menées en 1997 et 200111,12

ayant montré qu’il existe une corrélation entre le niveau de résistance des souches isolées du portage nasopharyngé et celles des souches responsables d’infections. Une surveillance du niveau de résistance des souches de Streptococcus pneumoniae (S.p.) peut donc être effectuée sur des souches isolées du nasopharynx. En l’absence de données épidémiologiques sur Streptococcus pneumoniae (S.p.) au Burkina Faso, pays à climat de type soudano-sahélien, il devient nécessaire de faire une surveillance du niveau de résistance de souches isolées en particulier par rapport à la pénicilline G. etaux autres antibiotiques courants utilisés pour lutter contre les différentes infections bactériennes.

Streptococcus pneumoniae (S.p.) (coques gram positifs) est une bactérie commensale du rhino-pharynx, pouvant dans certaines circonstances (splénectomies, asplénie fonc-tionnelle, malnutrition) être responsable d’infections respiratoires hautes (sinusites, otites) et basses (pneumonies) ainsi que de méningites purulentes chez les enfants et les personnes âgées principalement1,2,3. Le pneumocoque est naturellement sensible à un grand nombre d’antibiotiques mais des résistances acquises sont apparues succes-sivement4,5,6,7,8 pour les sulfamides en 1943, la tétracycline en 1963, l’érythromycine en 1967, la pénicilline en 1967, le chloramphé- nicol en 1970, la pénicilline et le chloramphé- nicol sur la même souche en 19779,10,1,2.

La prévalence des souches de Streptococ-cus pneumoniae (S.p.) résistantes aux anti-biotiques s’est élevée ces dernières années et concernent surtout les -lactamines et macrolides (érythromycine et cotrimoxa-zole). On assiste également à la propagation de souches multi résistantes à travers le monde9,10. La progression des souches de haut niveau de résistance à la pénicilline pourrait poser à moyen terme un problème

I- MATERIEL ET METHODES

1-1 MATERIEL

250 enfants âgés de 0 à 5 ans quelque soit l’âge et le sexe venant pour la vaccination dans les S.M.I. (Santé Maternelle et Infantile) d’Accart-ville (Centre 1) et de Farakan (Centre 2) de Bobo-Dioulasso ont été inclus dans l’étude avec l’accord explicite de leurs parents. Bobo-dioulasso, est une ville située dans l’ouest du Burkina Faso. L’étude de type transversale a été conduite de septembre2000 à décembre 2001.

Les prélèvements nasopharyngés effectués à l’aide d’écouvillons stériles en alginate de calcium ont été immédiatement ensemencéssur une gélose base Columbia + 5% de sang de mouton + 5 g/ml de gentamycine. Les boites ensemencées ont été incubée à 37°c (sous atmosphère enrichie en 5% de CO 2 pendant 20 à 24 heures (dans les laboratoires de bactériologie du centre Muraz).

Y.B. ACHO, H. FAYE-KETTÉ, EKAZA E, P. EHUIÉ, K. FOFANA, J.C. BINI. ET M. DOSSO.

78


Revue Bio-Africa - Vol. 2, N°1, 2005

Une standardisation de l’inoculum à 0.5 de la gamme de Mac Farland a été effectué et l’inoculation a été faite sur une gélose Muller-Hinton additionnée de 5% de sang frais de mouton.

La méthode de Kirby-Bauer utilisant des disques imprégnés d’antibiotiques a été utilisée. Seize (16) disques d’antibiotiques ont été testés. L’oxacilline vérifie la réponse vis à vis de la pénicilline G. Les noms des antibiotiques et des firmes fournisseurs sont répertoriés en annexe. La lecture de l’anti-biogramme a été faite selon la méthode de Kirby-Bauer et l’interprétation des résultats selon les normes du NCCLS (Committee for Clinical Laboratory Standard)13,14.

1-2 METHODES

L’identification des souches s’est faite pas les méthodes conventionnelles :

• coloration de Gram, • aspect des colonies et l’hémolyse alpha

sur la gélose au sang frais mouton (5%) • sensibilité à l’optochine, • lyse du pneumocoque par le désoxycho-

late de sodium à 10%.

L’étude du profil de résistance s’est faite par l’antibiogramme :

• Il a été réalisé à partir d’un Muller Hinton additionné de sang frais de mouton (5%) avec une incubation à 37°c sous CO2 de 18 à 24 heures.

II- RESULTATS

2-1. DONNÉES ÉPIDÉMIOLOGIQUES ET CLINIQUES

Un total de 215 prélèvements effectués

sur des enfants (nourrissons) venant pour la vaccination dans les deux (2) centres a été effectué (Centre 1 : n = 110 et Centre 2 : n = 105).

Le taux de portage était de 50.6% (n = 109) dans les 2 centres et respectivement de : 48,18% (n = 53) au centre 1 et de 53,33% (n = 56) au centre 2.

La majorité des enfants avaient entre 2 et 24 mois (96.3%) avec une moyenne d’âge de 13 mois.

* 96.3% des enfants avaient eu un antécédent ORL dans les 12 derniers mois.

* 91.7% des enfants n’avaient jamais été hospitalisés.

* 99.1% des enfants n’avaient pas pris d’antibiotiques dans les 15 jours précédents le prélèvement.

* 73.4% des enfants avaient été correctement vaccinées.

Une corrélation entre la sensibilité à l’oxacilline et les enfants correctement vaccinés a été constatée. Par la suite l’analyse s’est faite sur les porteurs sains.

Profil de résistance de Streptococcus pneumoniae chez des enfants de 0 à 5 ans...

79



2-2. DONNÉES BIOLOGIQUES

Le tableau I ci-dessous représente la sensibilité des différentes souches isolées à Bobo- Dioulasso (Burkina Faso) aux antibiotiques (ATB).

Nombre et

Le tableau II ci-dessous représente le nombre et le pourcentage des souches sensibles et résistantes aux 16 antibiotiques.

moins un antibiotique

Le tableau III ci-dessous représente le nombre et le pourcentage des souches multirésistantes.

* 41.34% des souches (N = 104) étaient sensibles aux pénicillines avec 33.65% présen- tant une résistance intermédiaires et 25% présentant une résistance totale. 29 souches étaient multi résistantes.


80

Souches non multirésistantes

Souches multirésistantes

Nombre et Pourcentage

n=29 (26.60%)

n=80 (73.40%)

Souches sensibles aux 16 antibiotiques

Souches présentant une résistance intermédiaire

Souches résistantes à au

Nombre et Pourcentage

n=3 (2.75%)

n=10 (9.17%)

n=96 (88.7%)

Antibiotiques Sensibilité

Susceptible : Nombre et pourcentage

Intermédiaire : Nombre et

pourcentage

Résistant :

pourcentage β lactamines Ampicilline 99 (95.19%) 5 (4.80%) -------- Amoxicilline 100 (96.15%) 4 (3.84%) -------- Amoxicilline +Acide clavulanique

100 (96.15%) 4 (3.84%) --------

Oxacilline 43 (41.34%) 35 (33.65%) 26 (25%) Ceftriaxone 97 (93.26%) 6 (5.76%) 1 (0.96%) Tétracycline Tétracycline 31 (29.8%) 5 (4.8%) 68 (65.8%) Sulfamides et asociations Cotrimoxazole 39 (37.5%) 32 (30.8%) 33 (31.7%) Macrolides et apparentés Erythromycine 77 (93.9%) 1 (1.2%) 4 (4.8%) Lincomycine 86 (82.6%) 11 (10.57%) 7 (6.73%) Aminosides et aminocyclole Amikacine 4 (3.84%) 1 (0.9%) 99 (95.19%) Quinolones Spectinomycine 96 (92.30%) 5 (4.80%) 3 (2.88%) Ciprofloxacine 81 (77.88%) 19 (18.26%) 4 (3.84%) Pefloxacine 12 (11.53%) 35 (33.65%) 57 (54.80%) Phénicolés Chloramphénicole 95 (91.3%) 1 (0.9%) 8 (7.6%)0 Divers Rifampicine 77 (98.71%) --------- 1 (1.28%) Vancomycine 64 (87.67%) 7 (9.58%) 2 (2.73%)



Le tableau IV ci-dessous représente le nombre et le pourcentage des résistances à plusieurs antibiotiques sur la même souche.

mycine+

cine

IV. DISCUSSION

Streptococcus pneumoniae (S.p.) est la majeure cause de mortalité et de morbidité dans le monde16. Elle est une des causes de décès chez les enfants en dessous de 2 ans dans les pays en voie de développement, causant 1,2 millions de morts dans cette tranche d’âge15. L’étude réalisée a montré que le taux de portage de Streptococcus pneumoniae (S.p.) chez les enfants venant pour la vaccination dans les SMI étaient de 50.6% dans les 2 centres de la ville de Bobo-Dioulasso.

Ces résultats observés restent relative-ment élevé, comparativement à certains pays africains et occidentaux car, il était de 39,9% chez les enfants de Johannesburg (Afrique du sud) en 20008 et de 41% au sud de l’Italie en 1998 chez les enfants16. Des paramètres comme l’hospitalisation, la prise d’antibiotiques n’ont pas constitué de biais car les données de l’étude ont montré que 91,7% des enfants n’avaient jamais été hos- pitalisés et que 99,1% des enfants n’avaient pas pris d’antibiotiques dans les 15 jours précédents le prélèvement. Étant donné la forte liaison entre le portage et les infections à pneumocoques, des mesures comme les vaccinations obligatoires et une surveillance

maternelles et les SMI s’averrent nécessaires. Cela est d’autant plus réalisable au BURKINA FASO ;

L’étude ayant montré une bonne cou-verture vaccinale avec 73,4 % des enfants correctement vaccinés.

Résistance aux β-lactamines Une baisse de l’activité des -lactamines

a été constatée depuis 19875,6,9. Les clones résistants ont été reconnus comme étant la cause des échecs des traitements dans les otites, les sinusites chroniques et les ménin-gites. Le choix du meilleur traitement devient difficile d’autant plus qu’un grand nombre de ces clones sont multi résistants. Dans notre étude 58,65% des souches présentaient une résistance totale aux pénicillines. Des taux plus élevés ont été constatés en :

* Corée (Séoul)=79,9%, * au Japon (Na-gasaki)=65,3%, * au Vietnam (Ho chi Mihn city)=60,8%, *en Thaïlande (Bankok) = 57,9% de septembre 1996 à juin 1997 [17] et * à Tennessee aux USA= 70% en 199918.

La plupart des souches pénicillino non sensibles sont en réalité pénicillino inter-médiaires et la résistance des -lactamines n’est pas absolue.


81

Pénicilline+ tétracycline

Pénicilline+

Chloram phénicol

Pénicilline+ Tétracycline+

Chloram phénicol

Chloram

Phénicol + Erythro Mycine

Pénicilline+ Tétracy- cline+ Chloram Phénicol + Erythro Mycine

Vanco-

rifampi-

Nombre et Pour- centage (N= 109)

n=42 (38.53%)

n = 4 (3.66%)

n = 4 (3.66%)

n = 2 (1.83 %)

n = 0 ( 0%)

n = 0 (0%)



Les -lactamines ayant de meilleurs paramètres pharmacodynamiques, une bonne disponibilité et qui sont plus actifs contre les souches pénicillino intermédiaires (l’amoxicilline, la céfuroxime, l’axétile) peuvent être recommandées en utilisation empirique dans les zones de haute prévalence de pénicilline intermédiaire et résistant aux pneumocoques.

La céfotaxime, la fosfomycine, l’imipénème19

sous réserve d’études complémentaires, paraissent utilisables dans le traitement des méningites à pneumocoques résistants à la pénicilline G. dans la mesure ou une adaptation des posologies permet d’obtenir dans le liquide céphalo raphidien (LCR) une concentration suffisante de ces antibiotiques.

La résistance aux -lactamines chez les pneumocoques peut également être résolue si des associations d’antibiotiques sont faites.

L’association céfotaxcime, fosfomycine étant synergique et bactéricide19, paraît utilisables.

Sur des souches résistantes, le choix pourra se porter sur un antibiotique d’une autre famille vis à vis duquel les pneumocoques restent sensibles comme constaté dans notre étude : * la rifampicine, * les fluoroquinolones, * la Vancomycine *la pristinamycine.

La pristinamycine n’a pas été testé dans notre étude cependant une étude menée en 199820 a mis en évidence l’activité de la pristinamycine sur la totalité des souches de pneumocoques résistants aux lactamines que celles-ci soient sensibles ou résistantes aux macrolides. La vancomycine en particulier en administration intraveineuse continue et associé à la rifampicine ou à la fosfomycine mériterait d’être envisagée en 1° intention dans le traitement des méningites à Streptococcus pneumoniae(S.p.) survenant dans un contexte clinique qui expose à une résistance de la souche à la pénicilline G ou pour les pneumocoques de haut niveau de

Les sulfamides et associations

Le taux de résistance aux sulfamides (trimetroprime-sulfamethoxazole) dans notre étude était de 65%. Cette résistance élevée suggère que les sulfamides ne sont pas conseillées en utilisation empirique dans nos communautés pour le traitement des affections à Streptococcus pneumoniae (S.p.). En effet, contrairement aux -lactamines, la résistance des pneumocoques aux sulfamides et associations étant absolue, des doses élevées de sulfamides ne peuvent être efficace même si une diminution de la sensibilité aux sulfamides est constatée21.

La résistance aux macrolides

La résistance aux macrolides est aussi absolue. Une faible prévalence (5%) de souches résistantes aux macrolides a été observée dans notre étude.

Cette classe d’antibiotique peut toujours être utilisée au BURKINA en première intention et / ou de façon empirique dans le traitement des affections à Streptococcus pneumoniae (S.p.).

Ces observations sont contraire à celles des pays occidentaux oú une prévalence élevée de souches résistantes aux macrolides est observée7 et oú il y a une remise en cause du principe du traitement en première intention des affections à Streptococcus pneumoniae (S.p.) par les macrolides.

Cependant il faut rester prudent car des données apparues en 199522 ont montré qu’en Europe, les souches de Streptococcus pneumoniae (S.p.) pénicillino résistants sont le plus souvent résistants aux macrolides même si cela n’a pas été observé dans la présente étude.

Notre étude montre que la résistance antimicrobienne est réellement présente au niveau des souches de Streptococcus pneumoniae (S.p.) isolées chez les enfants venant dans les SMI à Bobo-Dioulasso (Burkina Faso). En effet, la majorité des souches isolées chez les enfants présentent une résistance à une ou plusieurs classes d’antibiotiques. La principale cause de ces


82



au fait que dans cette zone de l’Afrique sub- saharienne, nous avons une grande pandémie d’infections bactériennes (Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Streptococcus pneumo-niae, Shigella flexneri, Yersinia enterocolitica, Salmonella typhi,)23 impliquant une grande consommation d’antibiotiques sans souvent faire, au préalable, ni un test d’identification du germe ni d’antibiogramme. Sans doute, la sur-consommation des antibiotiques sans appuie d’examen de laboratoire a suscité ces multi-résistances. Il serait souhaitable que les cliniciens du pays s’accordent pour ne plus prescrire, pour une période donnée, les antibiotiques qui ne sont plus sensibles aux bactéries pathogènes afin qu’elles aient le temps de perdre leur résistance.

Pour ce qui concerne notre recherche sur les pneumocoques, d’autres études épidémio-logiques à grande échelle et de génotypages des souches des Streptococcus pneumoniae résis-tantes aux antibiotiques sont nécessaires afin d’obtenir des bases de données sur les résis-tances de ces bactéries pathogènes au Burkina Faso. Pour une meilleures prises en charge thérapeutiques des infections bactériennes, il faut donc une surveillance attentive de la sen-sibilité des pneumocoques aux -lactamines et autres antibiotiques par la mise en place de centres de références, de réseaux nationaux de surveillance des infections pneumococciques pour une bonne et sérieuse observation de l’évolution des résistances.

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EN ANNEXES : Disques d’antibiotiques testés et firmes :

Oxacilline(de biomérieux S.A. 1 g) Chloramphénicol (de sanofi diagnostic pasteur 30g) Vancomycine(de sanofi diagnostic pasteur 30g) Erythromycine(de biomérieux S.A. 15 g) Ceftriaxone(de sanofi diagnostic pasteur 30g) Tétracycline (de sanofi diagnostic pasteur 30) Rifampicine (de sanofi diagnostic pasteur 30g) Cotrimoxazole(de biomérieux S.A. 25 g) Ampicilline (de biomérieux S.A. 10 g) Lincomycine (de sanofi diagnostic pasteur 15g) Spectinomycine (de sanofi diagnostic pasteur 100g) Amoxicilline(de biomérieux S.A. 25 g)

Amoxcilline + Acide clavulanique(de oxoid limited 30g) Amikacine (de sanofi diagnostic pasteur 30g ) Pefloxacine (de sanofi diagnostic pasteur 5g) Ciprofloxacine(de biomérieux S.A. 5 g)


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Revue Bio-Africa - N° 3 - 2006, pp. 43-49 © EDUCI 2006

CARACTÉRISATION GÉNOTYPIQUE ET SÉROTYPES DES SOUCHES INVASIVES

DE STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE ISOLÉES À BOBO –DIOULASSO EN 2002

BERE1 L C., BERE1 A.P, DOSSO2 M.

RESUME

Des souches de Streptococcus pneumoniae isolées du LCR ont été évaluées. Les sérotypes majeures suivant : [1, 3, 6, 19, 23] ont été identifiées :

- 8.3% des souches avaient le transposon Tn 1207 et étaient responsables des résistances à la tétracy- cline et à l’érythromycine.

- 58,3% des souches étaient résistantes tétracycline et à l’érytromycine ;

et à la Le profile PFGE des souches était très hétérogène.

- 66,70% des souches arboraient le phénotype MLSb avec le gène erm (B) ;

- 16,7% des souches arboraient le phénotype M avec le gène mef (A) ;

- 37,5% des souches avaient le transposon Tn 1545 et étaient responsables des résistances à la tétracy- cline et à l’érythromycine ;

MOTS-CLÉS : S.PNEUMONIAE, GENOTYPE, BURKINA FASO, SEROTYPE ANTIBIORESISTANCE.

SUMMARY

Streptococcus pneumoniae resistants strains from patients with invasive diseases were evaluated. The mains serotypes were : [1, 3, 6, 19, 23] :

- 58,3% strains were resistant to tetracycline and erytromycine together ;

- 66,70%of isolates showed MLSb phenotypes with erm (B) genes ;

- 6,7% of isolates showed M phenotypes with mef (A) genes ;

- 37,5% of isolates with Tn 1545 transposon were responsible of resistances to tetracycline and to erythromycine ;

- 8.3% of isolates with Tn 1207.1 transposon were responsible of resistances to tetracycline and to erythromycine.

PFGE profile show different susceptibility profiles and did not appear to be related by PFGE.

KEY WORDS : STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE, GENOTYPE, BF, SEROTYPE ANTIBIOTIC RESISTANCE

1- Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de la Terre (UFR-SVT) Université de Ouagadougou. 03 BP 7021 Ouagadougou 03, Burkina Faso. 2- UFR Sciences Médicales Département de Bactériologie Virologie, Institut Pasteur de Côte -d’Ivoire. 01 BP 490 Abidjan 01, Côte d’Ivoire. Correspondance : BÉRÉ Leonanrd E-mail : [email protected]


Revue Bio-Africa - N° 3 - 2006, pp. 43-49

INTRODUCTION

Dans un contexte de prévalence croissante des souches de pneumocoques résistantes aux pénicillines et de souches multirésistantes, il est nécessaire d’effectuer continuellement une évaluation phénotypique et génotypiques des résistances.

Cela permettrait d’évaluer la progression des clones multirésistants et de mieux comprendre les déterminants de la résistance de ces souches aux antibiotiques tout en rendant facile le choix des antibiotiques pour une éventuelle utilisation empirique.

La résistance des pneumocoques aux macrolides est due particulièrement selon Leclercq R. à une méthylation de l’adénine au niveau de l’ARN 23S qui induirait une réduction de l’affinité entre l’antibiotique et le ribosome 1. Cette résistance serait associée aux gènes erm (B) qui induiraient une résistance de haut niveau aux macrolides, lincosamides et streptogramines b, en conférant le phénotype MLSb aux souches. Mais de plus en plus des résistances aux

macrolides dues à un nouveau système d’efflux sont décrites à travers le monde.

Cette résistance serait liée aux gènes mef(E) et induirait une résistance de bas niveau aux macrolides tout en étant sensibles aux lincosamides et streptogramines b, en conférant le phénotype M aux souches.

Quant à la résistance des pneumocoques aux tétracyclines, elle est principalement due à la protection des protéines cytoplasmiques codées par les gènes tet (M) 3.

La résistance due aux gènes tet (K) et tet(L) qui réduiraient la concentration des tétracyclines à un niveau subtoxic par un mécanisme d’efflux serait très rare au niveau des pneumocoques selon la littérature 4.

Cette étude, effectué sur des souches invasives de Streptococcus pneumoniae (SP) isolées au Burkina Faso vise à évaluer les bases phénotypiques et génotypiques de la résistance en identifiant et caractérisant les gènes de résistance aux tétracyclines et aux macrolides.

MATERIELS ET METHODES

Les souches bactériennes 24 souches de S.P. résistantes à au moins

une classe d’antibiotique ont fait l’objet de la présente étude. Ces souches ont été isolées au centre hospitalier universitaire Sourou Sanon de Bobo-Dioulasso/Burkina Faso à partir du LCR d’octobre 2002 à février 2003. Ces souches représentaient 45% du total des souches invasives isolées. L’étude était de type transversale.

Identifications des souches

L’interprétation de l’antibiogramme a été faite selon la méthode de Kirby-Bauer et l’interprétation des résultats selon les normes du CCLS (Comittee for Clinical Laboratory Standard) 5.

Le contrôle de qualité de la technique a été effectué avec la souche de Streptococcus pneumoniae ATCC 49619.

Les sérotypes/sérogroupes capsulaires ont été déterminé par la réaction de Quellung avec les antisérums du Statens Serum Institut de Copenhague (Danemark).

*Détection des gènes de résistance aux macrolides, aux tétracyclines et des Transposons.

La PCR a été utilisée pour détecter la présence des gènes : tet (M), erm (B), mef (A).

Les gènes erm(B), mef (A) ont été amplifié en utilisant la paire de primers décrits dans la littérature [10], et la paire de primers suivante pour la mise en évidence du gène tet (M).

L’identification des souches a reposé sur: la microscopie, l’aspect des colonies sur la gélose au sang frais de mouton avec la présence d’’hémolyse alpha, la sensibilité à l’optochine et la lyse des souches par le désoxycholate de sodium à 10%.

L’antibiogramme a été réalisé selon la méthode diffusion en gélose utilisant des disques imprégnés d’antibiotiques. Neuf (9) disques d’antibiotiques ont été testés. Oxacilline, Ceftriaxone, Tétracycline, Cotrimoxazole, Erythromycine, Lincomycine, Ciprofloxacine, Chloramphénicole, Vancomycine.

BERE L C., BERE A.P, DOSSO M.

44



* MS 181 (5’ - ATA TGT GTG TGA CGA ACT TTA CC- 3’)

La lyse des échantillons s’est faite en situ et la digestion de L’ADN chromosomique s’est faite en utilisant des endonucléases de restrictions de type Apa I (New England Biolab, UK) décrites dans la litérature 7.

Les fragments de DNA ont été soumis à un courant de 200V pendant 21h à 10°C.

Un champ alterné a été utilisé et le «pulse times» était de :

1S pour 3h ; 3S pour 3h ; 5S pour 3h; 7S pour 4h ;10S pour 4h ; 15S pour 4h .

Le gel a été révélé par le bromide d’éthidium et photographié sous UV.

En ce qui concerne l’hybridation; les fragments d’ADN ont été transférés sur une membrane hybond N+ en nylon ( Amersham international, UK) sous vide en utilisant un appareil de type Pharmacia biotech, Sweden selon les instructions du fabriquant. L’hybri-dation a été effectué avec les sondes erm (B), tet (M), mef (A) obtenu par PCR .

* MS 182 ( 5’ - CAG TAA CAT- 3’).

GTT CAC CGG TAG

La détermination de la présence de transpsons Tn 1545 a été obtenu en utilisant des primers spécifiques de gènes de l’intégrase, localisées sur int-Tn décrit dans la littérature 6.

Pour la détermination des transposons Tn 1207.1, une PCR a été faite en utilisant les primers suivants :

* MS34 rew ( 5’- GAT AGG GTT TAT GCG GCG AAG A-3’)/ME-rev et

* MS146( 5’ - GGT GGG TAA GTA GTA TCA GAG TGA G-“3’)/ mef-rev PFGE (Electrophorèse en champs pulsées) et hydridation du DNA La fixation des échantillons a dans un gel d’agarose LMP.

été faite

RESULTATS

Sensibilité des souches aux antibiotiques. Toutes les souches étaient résistantes à au moins une classe d’antibiotique représentant

45% de toutes les souches isolées et testées dans notre laboratoire.

Figure 1 : Sensibilité des souches aux 9 antibiotiques.

Série 1 : Sensibilité Série 2 : Résistance Antibiotiques : 1. Oxacilline, 2. Ceftriaxone, 3. Tétracycline, 4. Cotrimoxazole, 5. Erythromycine, 6. Lyncomycine, 7. Ciprofloxacine, 8. Chloramphenicol, 9. Vancomycine.

Caractérisation génotypique et Sérotypes des souches invasives de Streptococcus pneumoniae...

45



Tableau I : Répartition des sérotypes versus Phénotypes

Tableau II : Nombre et pourcentage des phénoptypes , Gènes de résistances Transposons identifiés

et

- 5 (20.8%) souches avaient 4 mécanismes de résistance cumulés aux macrolides, tétracyclines, co-trimoxazole et β lactamines.

- 15 (62.5%) souches avaient 2 mécanismes de résistances cumulés aux macrolides, tétracyclines ou co-trimoxazole.

- 14 (58.3%) des souches étaient résistantes à la tétracycline et aux macrolides - 12 (50%) des souches avaient les gènes erm (B) + tet (M) - 2 (8.3%) des souches avaient les gènes mef (A/E) + tet (M)


46

Phénoptypes , Gènes et Transposons Nombre et pourcentage Gène erm B 16 (66.7%) Gène mefA 4 (16.7%) Gène tetM 19 (%) Tn 1207.1 2 (8.3%) Tn 1545 9 (37.5%) Phénotype MLSb 16(66.7%) Phénotype M 4 (16.7%)

Sérotypes/ Sérogroupes

N (%) Phénotypes

MLSb

N (%) Phénotypes

M

Total N (%)

23 7 (31.9%) 0 (0.0%) 7 (29.1%) 1 2 (9.1%) 1 (50.0%) 3 (12.6%) 6 4 (18.2%) 0 (0.0%) 4 (16.6%) 1 2 (9.1%) 0 (0.0%) 2 (8.3%) 3 4 (18.2%) 1 (50.0%) 5 (20.8%)

Autres 3 (13.5%) 0 (0.0%) 3 (12.6%) Total 22 2 24



Figure 2 : PFGE des échantillons de S.pneumoniae . Bande 1 : marker λ ; Bande 2 : 3H ; Bande 3 : 10H ; Bande 4 : 48H ; Bande 5 : 14H ; Bande 6 : 52H ; Bande 7 : 62H ; Bande 8 : 59H ; Bande 9 : 4H ; Bande 10 : 25H ; Bande 11 : 135.1 ; Bande 12 : controle mef Bande 13 : 3H ; Bande 14 : control erm (B) ; Bande 15 : control tet (M).

Tableau III : Localialisation chromosomique des gènes erm B, tetM, mef A/E.

(suite et fin)


47

135.1 _ 120Kb 120Kb

2ST 170Kb 170Kb _

3ST _ 120Kb 120Kb

5ST 120Kb 120Kb _

7ST 170Kb 170Kb _

8ST 291Kb 291Kb _

9ST 194Kb 194Kb _

16ST _ _ 85Kb

17ST _ _ _

18ST _ _ _

22ST _ _ 85Kb

24ST _ _ _

25ST _ _ _

SOUCHES Erm(B) Tet(M) Mef(A)

10H

339Kb

339Kb 97Kb

_

25H

339Kb

339Kb 97Kb

_

62H

339Kb

339Kb 97Kb

_

4H

339Kb

339Kb 97Kb

_

25H 194Kb 194Kb _

14H _ _ _

59H

_

220Kb 120Kb

_

48H _ _ _

3H _ _ _



DISCUSSION

La présente étude a montré que 91,7% des souches sérotypées [1, 3, 6, 19, 23] arboraient le phénotype MLSb et étaient donc liées à une résistance de haut niveau aux macrolides. Seulement 8 ,3% des sérotypes [3, 19] arboraient le phénotypes M et étaient liées à une résistance de bas niveau aux macrolides.

Le gène erm (B) liée au phénotype MLSb a été identifié au niveau de 16 souches (66,70%) et le gène mef (A) liée au phénotype M a été identifié au niveau de 4 souches (16,7%). Des prévalence du phénotype MLSb plus élevée (89%) ont été observé en Afrique du sud [8].

Au niveau des souches de pneumocoques isolées en clinique, la résistance à la tétra- cycline est très fréquemment associée à la résistance à l’érytromycine [9].

Nos résultats ont montrés que 58,3% des souches étaient résistantes aux tétracyclines et à l’érytromycine. Ces résultats avoisinent ceux rencontrés aux Etats-Unis de 1999 à 2000 o ù plus de 60% des souches multirésistantes présentaient une résistantes à la tétracycline et à l’érythromycine [10].

La caractérisation génomique des souches isolées a montré que 50% des souches avaient le gène erm (B) associée au gène tet(M) sur la même souche et 8,3% des souches avaient le gène mef (A) associé au gène tet (M).

L’association entre la résistance à l’érythromycine et la résistance à la tétracy- cline serait due à une famille particulière de transposons [11].

Un gène de l’intrégrase, appelé int-tn caractérise cette famille de transposons Tn 916 et Tn 1545 qui codent la résistance à l’érytromycine via le gène erm (B) et les résistances à la tétracycline via le gène tet (M) et également à la résistance à la kanamycine

La forte association entre le gène erm (B) et tet (M) au niveau de 9 souches et sur les fragments chromosomiques suivants : 339Kb, 194 Kb,170 Kb, 120 Kb, 291 Kb a donc sug- géré la présence du transposon 1545.

Pour vérifier cette hypothèse, une PCR révélant la présence du gène int–tr a été effectué et s’est révélé positive pour toutes les souches positives avec les gènes erm(B) et tet (M).

Il s’avère donc que le transposon Tn 1545 est responsable de la propagation de la plupart (37,5%) des résistances à la tétracycline et à l’érythromycine.

Deux (2) souches avaient sur le même fragment chromosomique (120Kb) les gènes mef (A) et tet (M) ; cela reflète et l’association de ces deux déterminants et la présence du transposon Tn 1207.1 au niveau de 8.3% des souches génotypés.

Le profil clonal représentant un groupe de souches a été déterminé par PFGE.

Les souches 10H, 52H, 62H, 4H avaient un même profil PFGE avec les gènes erm(B) localisés à 339Kb et tet (M) localisés à 97Kb et à 339kb.Les souches 9STet 25H avaient le même profil PFGE avec les gènes erm (B) et tet (M) localisés à 194Kb. Deux souches 2ST et 75ST avaient le même profil PFGE avec les gènes erm(B) et tet(M) localisés à 170Kb.

Ces données sur la l ocalisation chromosomique des gènes tet (M) et erm (B) effectuée au même moment et dans le même hôpital montre la présence de trois différents clones.

L’hétérogéicité remarquable du profil PFGE des autres souches suggère qu’ils ne seraient pas de nature clonale.

Des études complémentaires sur sur l’analyse des PBP, et sur les mutations du gène du dihydrofolate réductase DHFR) devraient donner plus de précisions sur les mécanismes génétiques de la résistance au


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CONCLUSION

En conclusion, nous avons montré que la majorité des souches de pneumocoques résistantes isolées en milieu hospitalier à Bobo-Dioulasso/Burkina Faso arboraient le phénotypes MLSb et exprimaient le gène erm (B).

La majorité des souches présentaient une résistance croisée aux tétracyclines et macrolides 58,3%. Les sérotypes majeures étaient : [1, 3, 6, 19, 23].

La propagation de résistante seraient largement due d’autre part aux transposons Tn1545.

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Documents

Résistance des souches de Streptococcus pneumoniae aux