Stress oxydatif chez des plantules de Vicia faba L. soumises à … · 2015. 5. 5. · beaucoup de réussite, peut être un prix Nobel à partager) à Amine BENGAG et Belkheir , on

République Algérienne Démocratique et Populaire

Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Université d’Oran Es-Sénia

Faculté des Sciences

Département de Biologie

Mémoire en vue de l’obtention du diplôme de Magister en Biologie

Option : Biochimie végétale appliquée

Thème

Présenté par :

Mme BENAHMED Fatiha.

Soutenu le : 14 /12 / 2010 devant le jury:

Mr BELKHODJA Moulay Prof. Université d’Oran Président

Mme BENNACEUR Malika M.C. Université d’Oran Examinatrice

Mme IGHIL-HARRIZ Zohra M.C. Université d’Oran Examinatrice

Mr MAROUF Abderrazak Prof. Université d’Oran Rapporteur

Année universitaire : 2010 – 2011

Stress oxydatif chez des plantules de Vicia faba L. soumises à

différentes contraintes abiotiques (stress salin, stress hydrique

et stress aux métaux lourds)

http://www.pdfcomplete.com/cms/hppl/tabid/108/Default.aspx?r=q8b3uige22

Remerciements

Au terme de ce travail, je voudrai remercier mon directeur de thèse Professeur

Abderrazak MAROUF et lui exprimer ma gratitude pour sa très grande disponibilité, son

soutien scientifique, son excellent sens critique et sa rigueur scientifique.

Je tiens également à remercier le Professeur Moulay BELKHODJA de l’Université

d’Oran pour sa grande disponibilité et d’avoir aimablement accepter de présider ce jury; qu’il

me soit permis de lui témoigner mon sincère et profond respect.

Mon sentiment profond va à Madame Malika BENNACEUR, maître de conférences au

Département de Biologie d’Oran, Université Es-Sénia, qui a eu l’amabilité en me faisant

l’honneur d’examiner ce mémoire.

Je tiens à remercier Madame Zohra IGHIL-HARIZ, maître de conférences au Département de

Biologie d’Oran, Université Es-Sénia, qui a bien voulu faire part, de ce jury et examiner mon

travail.

Je remercie vivement Madame le Professeur Fatima zohra ELKEBIR ma Directrice de

Laboratoire de Biologie du Développement et de la Différenciation qui m’a encouragé et qui

m’a beaucoup aidé tout au long de ce mémoire, qu’elle trouve dans ces quelques mots

l’expression de ma sincère gratitude.

A tous les membres du Laboratoire de Biologie du Développement et de la Différenciation :

Tewfik SAHRAOUI, Rachid SENHADJI, Dalia DERKAOUI, Mme Farida MESLI et

Mohcen GHALEK et Mme Ould Kadi Houria de m’avoir aidé tout au long de ce travail .

A Mme le Maitre de conférence Luisa BOUABDELLAH pour tous ces précieux conseils tout

au long de ma vie professionnel.

A Monsieur Omar KHAROUBI maitre de conférence à au Département de Biologie à

l’université d’Oran qui m’a beaucoup encouragé.

Je tiens à remercier tous mes collègues du Département de BIOLOGIE : Fatiha ATTOU,

Houria AMEZIANE, Khadidja BELHADJ, Nacéra , Oumria et Kheira ,Abdelkader, Ahmed.

Mes remerciements les plus sincères à Mme Maya.


Je voudrais exprimer ma gratitude à Madame Farida BOUKORT, maitre de conférences au

Département de Biologie à l’université d’Oran qui m’a beaucoup encouragé et aidé à mener à

terme ce sujet ainsi qu’à Mme le professeur Ait YAHIA Dalila.

Je voudrais remercier toutes les personnes qui n’ont en aucun cas douté de mes compétences :

Mme Zoubida EL-HADJ et son mari et Monsieur KARKACHI et sa femme et Nadia AIT-

HAMADOUCHE.

Je veux remercier du fond du cœur mes meilleurs amis avec qui je n’oublierai jamais cette

expérience humaine très enrichissante pour moi : Fatima kerrroum meilleur amie avec

laquelle j’ai partagé les moments les plus difficiles (,t’as été toujours là quand j’avais besoin

tu es la personne qui m’a toujours soutenu) à Wahiba RACHED (, je sais que t’iras loin) ,

Faiza CHAIB (j’ai appris à te connaître j’en suis ravi, t’es plein de qualités).

Les autres personnes indispensables à la vie du laboratoire sont bien entendu les étudiants et

les thésards je voudrais remercier :

Nawel FASLA ( je ne sais pas quoi dire de toi, tu le sais…) ; Fatimus ZEGHADA (je suis ravi

et très heureuse de ta connaissance et de ton amitié, …), Houari BENAMAR (je te souhaite

beaucoup de réussite, peut être un prix Nobel à partager) à Amine BENGAG et Belkheir , on

ne t’oublieras jamais.

A la mémoire de Madame Malika KHOUAIDJIA, toujours présente dans notre cœur.

Ce travail n’aurait pu être mené à bien sans l’aide et la sympathie de mes collègues

enseignants et ingénieurs de l’Université d’Oran , Saliha MELIANI, Amina TEHARI (je te

souhaiterai beaucoup de réussite).


DEDICACES

Avant de dédier ce travail Je tiens d’abord à remercier الله, , le Tout Puissant, qui nous a permis de mener à

bien ce modeste travail.

A la mémoire de mes parents

A la mémoire de ma sœur Khadidja

A mon mari.

A mes deux enfants Djamel Eddine et Kawtar.


Liste des abréviations

1O2 = oxygène singulet

ADN= Acide Désoxyribonucleique.

AFNOR= Association Française de Normalisation.

AOX = Oxydase Alternative

APX = Ascorbate Peroxydase

ASC = Ascorbate ou Acide L Ascorbique

ATP = Adénosine Tri Phosphatase

ATP = Adénosine Tri Phosphate

CAT = Catalase

CTE = Chaine de Transport d’Electrons

CuAo = Amine oxydase à cuivre

CuZnSOD = SOD à cuivre et à zinc

DHA = Dehydroascorbate

DHAR = Déhydroascorbate Reductase

ERA = Espèces Réactives à l’azote

ERO = Espèces Réactives à l’oxygène

H2O2 = Peroxyde d’hydrogène

HgCl2= Chlorure de mercure

IM = Indice Mitotique

LH = acide gras polyinsaturés

LOO’ = lipoperhydoxyle

LOOH = Hydroxyperoxyde lipidique

LOX = Lipoxygénase

MDA = Malondialdehyde

MDHA = radical mondehydroascorbate

MDHAR = mondehydroascorbate réductase


MN = Micronoyaux

MnSOD = SOD à manganèse

NaCl = Chlorure de Sodium

NAD (P) = Nicotinamide Adenine Dinucléotide phosphate

NADH (P) = Nicotinamide Adenine Dinucléotide réduite phosphate

NADH déshydrogénase = Nicotinamide Adenine Dinucléotide réduite déshydrogénase

NOX = NADPH Oxydase

O2 .- = Anion radical superoxyde

O2- = ion oxyde

O2 = Oxygène

O2 2- = Ion peroxyde

OH - = anion hydroxyle

OH . = radical hydroxyle

OxO = Oxalate oxydase

PAO = Polyamine Oxydase

PEG= polyéthylène glycol

POX = Peroxydase

SOD = Superoxyde Dismutase

TBARS = Thiobarbituric Reactive Species

XOD = Xanthine Oxydase


Figure 1 : Schématisation de la balance entre les espèces réactives oxygénées (ERO) et les

antioxydants.

Figure 2 : Produits de la réduction du dioxygène.

Figure 3 : Sites de production intra-organites des formes réactives de l’oxygène dans la

cellule végétale .

Figure 4 : Les différentes étapes de la peroxydation lipidique.

Figure 5 : Réaction entre le MDA et l’acide thiobarbiturique.

Figure 6 :. Les trois principaux points d’intervention des antioxydants phénoliques dans la

protection des lipides contre la dégradation oxydative.

Figure 7 : les polyphénols face aux stress biotiques et abiotiques

Figure 8 : Chélation des radicaux libres par les flavonoïdes.

Figure 9 : Feuilles de Pistacia atlantica Desf.

Figure 10 : Teneurs en polyphénols dans la partie hypocotylédones et épicotylédones chez

les plantules V. faba soumis à différents stress.

Figure 11 : Teneurs en flavonoides dans les parties hypocotylédone et épicotylédone chez

les plantules V. faba soumis à différents stress.

Figure 12 : Teneurs en polyphénols au niveau des hypocotylédones et des épicotylédones

des plantules de V. faba exposées au chlorure de mercure à 15 mg/L et traitées

par l’extrait aqueux de Pistacia atlantica.

Figure 13 : Teneurs en flavonoides au niveau des hypocotylédones et des épicotylédones

des plantules de V. faba exposées au chlorure de mercure à 15 mg/L et traitées

par l’extrait aqueux de Pistacia atlantica.

Figure 14 : Apex racinaire de Vicia faba avec micronoyaux coloré au réactif de Feulgen au

grossissement x100.

Figure 15 : Nombre de micronoyaux (MN ‰ ± ES) des cellules méristématiques de Vicia

faba exposées à une solution au chlorure de mercure (HgCl2) à 15 mg/L et

traitées par l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia atlantica à 1%.

Figure 16 : Teneurs en polyphénols totaux et en flavonoïdes exprimées en mg/g de poudre

lyophilisée.


INTRODUCTION CHAPITRE I: ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE 1. Définition du stress oxydatif 2. Définition des espèces réactives de l’oxygène

2.1. Radicaux libres 2.2. Formation des espèces réactives de l’oxygène

2.2.1. Anion superoxyde (°O2-) 2.2.2. Peroxyde d’hydrogène (H2O2) 2.2.3. Radical hydroxyle (°OH)

2.3. Sources des espèces réactives de l’oxygène dans la cellule végétale 2.3.1. Chloroplastes et l’appareil photosynthétique 2.3.2. Peroxysomes

2.3.2.1. β-oxydation 2.3.2.2. Photorespiration

2.3.3 Mitochondries et chaîne respiratoire 3. Conséquences du stress oxydatif

3.1. Peroxydation lipidique (lipoperoxydation) 3.1.1. Phase d’initiation 3.1.2. Phase de propagation 3.1.3. Phase de terminaison

3.2. Marqueurs de la lipoperoxydation 3.2.1. Intérêts du dosage du malondialdéhyde (MDA)

3.3. Oxydation des protéines 3.4. Oxydation de l’ADN

3.4.1. Test de micronoyaux 4. Mécanismes de défense contre le stress oxydatif

4.1. Systèmes de défense par des enzymes antioxydants 4.1.1. Superoxyde dismutase (EC : 1.15.1.1) 4.1.2. Catalase (EC 1.11.1.6) 4.1.3. Peroxydase (POX) (EC 1.11.1.x)

4.2.. Les composés phénoliques et la détoxification des formes activées de l’oxygène

4.2.1. Flavonoïdes 4.2.1.1. Capture directe de radicaux libres 4.2.1.2. Inhibition enzymatique

5. Principaux stress environnementaux auxquels les plantes sont confrontées 5.1. Stress biotique 5.2. Stress abiotique

5.2.1. Stress par déficit hydrique 5.2.2. Stress salin par le chlorure de sodium (NaCl) 5.2.3. Stress par le chlorure de mercure (HgCl2)

CHAPITRE II : RAPPEL BOTANIQUE

1 4 5 5 6 7 7 7 7 8 8 9 9 9 10 10 11 11 11 12 12 12 12 13 14 15 15 15 16 16 18 19 19 19 20 20 20 20 20


1. Description de la famille des Anacardiacées 2. Genre de Pistacia (Pistachier) 3. Monographie de Pistacia atlantica Desf.

3.1. Position systématique de Pistacia atlantica Desf. selon APGII (2005) 3.2. Noms vernaculaires 3.3. Description botanique 3.4. Aire de répartition géographique 3.5. Phytochimie et propriétés thérapeutiques 3.6. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques

CHAPITRE III:MATÉRIEL ET MÉTHODES 1. Modèle expérimentale

1.1. Choix du modèle expérimentale 1.2. Culture et échantillonnage

2. Application des stress 3. Mesure de la défense antioxydante

3.1. Dosage des polyphénols et des flavonoïdes 3.1.1. Dosage des polyphénols totaux 3.1.2. Dosage des flavonoïdes

4. Effet antioxydant de Pistacia atlantica (Desf.) 5.1. Préparation de l’extrait aqueux de Pistacia atlantica 5.2. Identification des principaux constituants de l’extrait aqueux lyophilisé de

Pistacia atlantica par chromatographie sur couche mince (CCM) 5.2.1. Préparation des échantillons 5.2.2 Révélation

6. Évaluation de l’activité antioxydante de l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia atlantica sur Vicia faba stressée au chlorure de mercure (HgCl2) 7. Test de micronoyaux 8. Analyse statistique CHAPITRE IV: RÉSULTATS

1. Défense antioxydante

1.1. Teneurs en polyphénols dans les différents organes 1.1.1. Plantes stressées au NaCl à 100 mM 1.1.2. Plantes stressées au stress hydrique (PEG 10 %) 1.1.3. Plantes stressées au chlorure de mercure (HgCl2)

1.2. Teneur en flavonoïdes 1.2.1. Plantes stressées au NaCl à 100 mM 1.2.2. Plantes stressées au stress hydrique (PEG à 10 %) 1.2.3. Plantes stressées au chlorure de mercure (HgCl2) à différentes

concentrations 2. Évaluation de l’activité antioxydante de l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia atlantica à 1 % sur les plantules de Vicia faba stressées par le chlorure de mercure (HgCl2 à 15 mg/L)

2.1. Teneur en polyphénols 2.2. Teneur en flavonoïdes

3. . Test des micronoyaux 4. Analyse phytochimique de l’extrait aqueux de Pistacia atlantica 5. Teneur en polyphénols totaux et en flavonoïdes chez Pistacia atlantica

24 24 24 24 25 25 25 25 26 28 28 28 28 29 29 29 30 30 30 31 31 31 32 33 33 35 35 35 35 35 36 36 36 36 37 37 37 38 39


CHAPITRE V : DISCUSSION

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQU ES

ANNEXES

41 50 52


INTRODUCTION

1

Le stress oxydatif désigne l’ensemble des perturbations physiologiques, métaboliques

ou provoquées dans un organisme par des agents biotiques (parasites, pathogènes) ou

abiotiques (salinité, sécheresse, température, pollution, etc.) (Marouf & Reynaud, 2007).

Dans les systèmes biologiques le stress oxydant est la conséquence d’un déséquilibre

entre la production d’espèces réactives oxygénées (ERO) et leur destruction par des systèmes

de défense antioxydants (Bonnefont-Rousselot et al., 2003).

Le stress oxydatif est à l’origine de plusieurs stress abiotiques (salinité, métaux lourds,

stress hydrique…), d’où la mise en œuvre par la cellule végétale de plusieurs systèmes de

détoxification tels que les métabolites secondaires, qui jouent un rôle crucial dans la

détoxification des espèces réactives de l’oxygène.

Comme chez le règne animal, les plantes possèdent également de nombreux composés

et enzymes capables d’empêcher la production des ERO ou de la contrôler. Parmi ces

composés, nous nous somme intéressés particulièrement aux polyphénols et plus

particulièrement aux flavonoïdes, connus pour leur fort pouvoir à piéger les radicaux libres.

La problématique de notre travail s’inscrit dans une thématique plus générale,

développée au sein du Laboratoire de Biochimie Végétale et des Substances Naturelles, visant

à caractériser un extrait de plante et à évaluer son impact sur la protection contre les effets

néfastes des radicaux libres chez une plante modèle, Vicia faba.

Cette étude s’est effectuée en parallèle et en complément des travaux des autres

membres du laboratoire notamment ceux portant sur l’évaluation du potentiel antioxydant et

l’activité anticholenestérase des plantes médicinales qui nous ont permis de sélectionner, à

partir d’un screening réalisé sur 56 échantillons, une espèce à fort pouvoir antioxydant, en

l’occurrence, Pistacia atlantica.

Dans ce contexte, la base de notre projet est d’évaluer l’impact de différents stress

abiotiques à générer un stress oxydatif sur une plante modèle Vicia faba, d’où l’objectif s’est

développé sur deux volets :


INTRODUCTION

2

Ø Dans un premier temps, il s’agit d’étudier, à l’aide de plusieurs biomarqueurs de

stress, l’état physiologique des plantules de Vicia faba soumises à différents stress au

stade juvénile,

Ø Dans un second temps, notre hypothèse était de mettre en évidence le rôle joué par

Pistacia atlantica après un stress au chlorure de mercure (HgCl2), à une concentration

de 15 mg/L, à piéger les espèces réactives de l’oxygène.

Quatre parties composent ce mémoire. La première partie présente une synthèse

bibliographique sur les principaux aspects inhérents au stress oxydatif chez les plantes. Une

présentation du matériel végétal et des techniques utilisées pour répondre à nos objectifs font

l’objet de la seconde partie. La troisième partie présente nos résultats suivis de leur discussion

La dernière partie du manuscrit propose une conclusion sur l'ensemble des résultats et suggère

quelques perspectives à ce travail.


INTRODUCTION

1

Le stress oxydatif désigne l’ensemble des perturbations physiologiques, métaboliques

ou provoquées dans un organisme par des agents biotiques (parasites, pathogènes) ou

abiotiques (salinité, sécheresse, température, pollution, etc.) (Marouf & Reynaud, 2007).

Dans les systèmes biologiques le stress oxydant est la conséquence d’un déséquilibre

entre la production d’espèces réactives oxygénées (ERO) et leur destruction par des systèmes

de défense antioxydants (Bonnefont-Rousselot et al., 2003).

Le stress oxydatif est à l’origine de plusieurs stress abiotiques (salinité, métaux lourds,

stress hydrique…), d’où la mise en œuvre par la cellule végétale de plusieurs systèmes de

détoxification tels que les métabolites secondaires, qui jouent un rôle crucial dans la

détoxification des espèces réactives de l’oxygène.

Comme chez le règne animal, les plantes possèdent également de nombreux composés

et enzymes capables d’empêcher la production des ERO ou de la contrôler. Parmi ces

composés, nous nous somme intéressés particulièrement aux polyphénols et plus

particulièrement aux flavonoïdes, connus pour leur fort pouvoir à piéger les radicaux libres.

La problématique de notre travail s’inscrit dans une thématique plus générale,

développée au sein du Laboratoire de Biochimie Végétale et des Substances Naturelles, visant

à caractériser un extrait de plante et à évaluer son impact sur la protection contre les effets

néfastes des radicaux libres chez une plante modèle, Vicia faba.

Cette étude s’est effectuée en parallèle et en complément des travaux des autres

membres du laboratoire notamment ceux portant sur l’évaluation du potentiel antioxydant et

l’activité anticholenestérase des plantes médicinales qui nous ont permis de sélectionner, à

partir d’un screening réalisé sur 56 échantillons, une espèce à fort pouvoir antioxydant, en

l’occurrence, Pistacia atlantica.

Dans ce contexte, la base de notre projet est d’évaluer l’impact de différents stress

abiotiques à générer un stress oxydatif sur une plante modèle Vicia faba, d’où l’objectif s’est

développé sur deux volets :


INTRODUCTION

2

Ø Dans un premier temps, il s’agit d’étudier, à l’aide de plusieurs biomarqueurs de

stress, l’état physiologique des plantules de Vicia faba soumises à différents stress au

stade juvénile,

Ø Dans un second temps, notre hypothèse était de mettre en évidence le rôle joué par

Pistacia atlantica après un stress au chlorure de mercure (HgCl2), à une concentration

de 15 mg/L, à piéger les espèces réactives de l’oxygène.

Quatre parties composent ce mémoire. La première partie présente une synthèse

bibliographique sur les principaux aspects inhérents au stress oxydatif chez les plantes. Une

présentation du matériel végétal et des techniques utilisées pour répondre à nos objectifs font

l’objet de la seconde partie. La troisième partie présente nos résultats suivis de leur discussion

La dernière partie du manuscrit propose une conclusion sur l'ensemble des résultats et suggère

quelques perspectives à ce travail.


CHAPITRE I : ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE

4

1. Définition du stress oxydatif

Le stress oxydatif chez les plantes fait l’objet de très nombreuses revues

bibliographiques (Bartosz, 1997; Bolwell et Wojtaszek, 1997; Van Breusegem et al.,

2001; Potters et al., 2002; Schutzendubel et Polle, 2002; Blokhina et al., 2003; Apel et

Hirt, 2004; Foyer et Noctor, 2005; Pitzschke et al., 2006; Wormuth et al., 2007) et de

plusieurs livres (Inze et Montagu, 2001; Smirnoff et al., 2005).

Dans les systèmes biologiques, le stress oxydant est la conséquence d’un

déséquilibre entre la production d’espèces réactives oxygénées (ERO) et leur destruction

par des systèmes de défense antioxydants (Bonnefont-Rousselot et al., 2003).

Les espèces réactives oxygénées (ERO) peuvent engendrer des dommages

importants dans la structure et le métabolisme cellulaire en dégradant de nombreuses

cibles : protéines, lipides et acides nucléiques (Cadenas & Davies, 2000 ; Pincemail &

al., 1999).

Dans les conditions quotidiennes normales, les espèces réactives oxygénées (ERO)

sont produites en faible quantité comme des médiateurs tissulaires ou des résidus des

réactions énergétiques ou de défense, et cela sous le contrôle de systèmes de défense

adaptatifs par rapport au niveau de radicaux présents. Dans ces conditions, on dit que la

balance pro-oxydant/anti-oxydants est en équilibre. Cette dernière peut être rompue pour

diverses raisons en faveur du système pro-oxydant, et est alors à l’origine d’un stress

oxydant (Favier, 2003) (Figure 1).

Figure 1 : Schématisation de la balance entre les espèces réactives oxygénées (ERO) et

les antioxydants (Pourrut, 2008).



5

2. Définition des espèces réactives de l’oxygène

Les espèces réactives de l’oxygène (ERO) est utilisé pour la description des formes

d’oxygène qui sont énergétiquement plus réactives que l’oxygène moléculaire. Parfois,

elles sont appelées espèces oxygénées actives (EOA). Elles regroupent l’ensemble des

dérivés radicalaires de l’oxygène mais également d’autres composés non radicalaires très

réactifs (Asada, 2000 ; Foyer et Noctor, 2003 ; Edreva, 2005).

Certaines espèces réactives de l’azote (ERA ou RNS en anglais pour Reactive

Nitrogen Species) sont parfois mentionnées comme appartenant à cette classification

puisqu’elles possèdent un atome d’oxygène et qu’elles se comportent de manière similaire

(espèces généralement radicalaires, pouvoir oxydant important, générées et régulées par

l’organisme) aux ERO vis-à-vis du stress oxydant (Smirnoff, 2005).

2.1. Radicaux libres :

Les radicaux libres sont des espèces chimiques (atomes ou molécules) qui possèdent

un ou plusieurs électrons célibataires (électron non apparié) sur leurs couches externes et

capables d’existence indépendante (Halliwell et Gutteridge, 1999).

Ils peuvent être dérivés de l’oxygène (ERO) ou d’autres atomes comme l’azote

(ERN). La présence d’un électron célibataire confère aux radicaux libres une grande

réactivité (demi-vie courte) et ils peuvent être aussi bien des espèces oxydantes que

réductrices. Cette instabilité rend difficile leur mise en évidence au niveau des différents

milieux biologiques (Bonnefont-Rousselot et al., 2003) (Tableau 1).

Tableau 1: Espèces réactives de l’oxygène radicalaire et non radicalaire (Halliwell,

2006).

ERO (radicalaire) Formule chimique Oxygène moléculaire 3O2 Dioxygène singulet 1O2 Anion superoxyde °O2-

Radical hydroxyle OH Radical hydroperoxyde HOO° Radical peroxyle ROO° Radical alkoxyle RO° Radical oxyde nitrique NO° Peroxinitrite ONOO°

ERO (non radicalaires) Formule chimique Hydroperoxyde ROOH Hypochlorite ClOH Ozone O3 Peroxyde d’hydrogène H2O2



6

2.2. Formation des espèces réactives de l’oxygène :

Le métabolisme cellulaire chez les végétaux produit à l’état physiologique plusieurs

variétés d’ERO (Figure 2). Dans le cas d’un stress oxydatif, ces ERO peuvent être

modulés qualitativement et quantitativement. Tous les ERO ne sont pas extrêmement

réactifs, cette réactivité étant très variable selon la nature du radical. Parmi les radicaux

formés chez les végétaux on distingue (Smirnoff, 2005) :

Ø Anion superoxyde (°O2-) ;

Ø Peroxyde d’hydrogène (H2O2) ;

Ø Radical hydroxyle (°OH).

Figure 2 : Produits de la réduction du dioxygène (R. Heller et al., 1998).

2.2.1. Anion superoxyde (°O2-) :

La source principale de la production de l’anion superoxyde est la chaîne

respiratoire mitochondriale. Il résulte de l’addition d’un électron à l’oxygène moléculaire

qui est catalysée par le cytochrome oxydase (réaction1).

Cytochrome oxydase O2 + e- O2- Réaction (1)

Il existe généralement deux sources de l’anion superoxyde : le système enzymatique

xanthine/xanthine oxydase et le système non enzymatique comme le phénazine

méthosulphate-NADH ou potassium superoxyde selon les réactions 2 et 3.

Xanthine oxydase Xanthine + 2O2 + H2O Acide urique + 2O2°- + 2H+ Réaction (2) NADPH oxydase 2O2 + NADPH 2O2°- + NADP+ H+ Réaction (3).



7

2.2.2. Péroxyde d’hydrogène (H2O2) :

La combinaison du radical superoxyde avec deux protons (H+) conduit à la

formation du peroxyde d’hydrogène (H2O2).

H2O2 n’est pas un radical libre mais une molécule avec tous ses électrons appariés

qui présente une toxicité par l’intermédiaire des réactions de type Fenton (5) (présence de

cations métalliques comme Fe2+ ou Cu2+) (Wardman et Candeias, 1996).

SOD 2O2- + 2 H H2O2 ·- + O2 Réaction (4) Fe 2+ + H2O2 Fe 2++ OH-+°OH Réaction (5)

2.2.3. Radical hydroxyle (°OH):

Le radical hydroxyle (°OH) est très réactif, il se forme soit par la dégradation du

peroxyde d’hydrogène en présence de métaux de transition sous leur forme réduite

(réaction 5), ou par son action avec le radical superoxyde selon la réaction de Haber

Weiss (Réaction 6).

HO-OH + O2°- O2+-OH+°OH Réaction (6)

2.3. Sources des espèces réactives de l’oxygène dans la cellule végétale

Chez les plantes, il existe plusieurs sources cellulaires d’espèces réactives de

l’oxygène localisées à divers endroits de la cellule (figure 3, tableau 2), et qui sont

produites de façon permanente durant le métabolisme normale et durant les périodes de

stress. Ces sources incluent :

Ø Les chaînes de transport d’électrons (CTE) des chloroplastes;

Ø Les chaînes de transport d’électrons (CTE) des mitochondries;

Ø La photorespiration dans les peroxysomes ;

Ø Certaines enzymes comme les glycolate oxydases, la xanthine oxydase et les

enzymes de l’oxydation des acides gras dans le peroxysome ;

Ø L’amine oxydase et l’oxalate oxydase dans l’apoplaste ;

Ø Les molécules photosensibilatrices comme la chlorophylle.



8

Tableau 2: Origines et localisations des espèces réactives de l’oxygène (Smirnoff ,

2005).

Origine Localisation ERO

Photosynthèse, PSI ou PSII Chloroplaste O2° Respiration (transport d’électrons) Mitochondrie O2° Glycolate oxydase Peroxysome H2O2 Chlorophylles excitées chloroplaste O2° NADPH oxydase Membrane cellulaire O2° β-oxydation des acides gras Peroxysome H2O2 Oxalate oxydase Apoplaste H2O2 Xanthine oxydase Peroxysome O2° Peroxydases, Mn2+ et NADH Membrane cellulaire H2O2 Amine oxydase Apoplaste H2O2, O2°

2.3.1. Chloroplastes et l’appareil photosynthétique

Le chloroplaste est souvent considéré comme étant la principale source d’ERO chez

les organismes photosynthétiques (Foyer & Noctor, 2003; Edreva, 2005; Asada, 2006).

En effet, de nombreuses situations de stress abiotiques entraînent une inhibition de la

photosynthèse et les électrons qui ne participent plus à la fixation du CO2 vont entraîner la

production et l’accumulation de ROS. Durant les conditions de photoinhibition, la

carboxylation du ribulose 1,5-biphosphate (RuBP) est inhibée, favorisant son oxygénation

et entraînant la production de phosphoglycolate. Celui-ci est transporté vers le

peroxysome où il est converti en glyoxylate par la glycolate oxydase, produisant ainsi le

peroxyde d’hydrogène. Les chloroplastes et les peroxysomes sont ainsi considérés comme

« capteurs » des changements environnementaux (figure 3). Les ROS se comportent donc

comme signaux « rédox », dérivés des chloroplastes, et sont susceptibles de réguler

l’expression de gènes de la réponse et de l’adaptation au stress (Parent & al., 2008).

2 .3.2.Peroxysomes

Les peroxysomes sont des vésicules cytoplasmiques minuscules (0,5 µm de

diamètre) entourées d’une membrane simple contenant des oxydases et des enzymes

spécifiques du métabolisme du peroxyde d’hydrogène (Marouf & Reynaud, 2007). Ils

sont le siège d’une forte activité métabolique très centrée sur le métabolisme oxydatif

(Corpas & al., 2001; Nyathi & Baker, 2006), et ils possèdent de nombreux systèmes

antioxydants et prooxydants.



9

Les deux principales sources d’espèces réactives oxygénées peroxysomales sont la

β-oxydation des acides gras et la photorespiration (Corpas & al., 2001; Nyathi & Baker,

2006).

2.3.2.1. β-oxydation

La β-oxydation est un processus fondamental et commun chez les animaux, les

levures et les plantes. Les composés dérivés de la β-oxydation sont impliqués dans un très

grand nombre de processus cellulaires parmi lesquels l’oxydation de l’acyl CoA par la

l’acyl CoA-oxydase qui entraîne la réduction du FAD en FADH2 (Baker et al., 2006). La

régénération du cofacteur s’effectue par la réduction d’une molécule d’O2 entraînant la

formation d’H2O2 (Foerster & al., 1981; Baker & al., 2006).

Acyl CoA + FAD 2-trans-enoyl CoA + FADH2 Réaction (7) O2 + FADH2 H2O2 + FAD Réaction (8)

2.3.2.2. Photorespiration :

La photorespiration est une réaction étroitement liée à la photosynthèse et qui chez

les végétaux supérieurs, conduit à la fixation enzymatique de l’oxygène (O2) et au rejet de

dioxyde de carbone (CO2), interférant avec le processus photosynthétique et diminuant

son efficacité (Marouf & Reynaud, 2007). La photorespiration est un processus vital

pour les plantes. Bien qu’il apparaisse comme un mécanisme coûteux en énergie et peu

rentable, ce mécanisme physiologique remplit le rôle de « soupape de sécurité » du

photosystème, en évitant la saturation de la CTE chloroplastique (Wingler & al., 2000).

La photorespiration est un processus complexe illustrant bien les échanges de métabolites

entre les différents composants cellulaires. Elle se déroule dans quatre compartiments

cellulaires : chloroplastes, peroxysomes, mitochondries (figure 3), auxquels s’adjoint le

cytosol en tant que milieu de transit (Foyer et Noctor, 2000).

2.3.3 Mitochondries et chaîne respiratoire :

Chez les animaux, les mitochondries constituent la source principale de ROS. Chez

les plantes, la production de ROS par les mitochondries a été historiquement minimisée

par rapport à celle des chloroplastes. Cependant, avec l’identification de l’alternative

oxydase (AOX), la mitochondrie pourrait devenir un acteur important dans la régulation



10

du stress oxydatif chez les plantes. En effet, cette enzyme agit comme une « soupape de

sécurité », contrôlant la réduction du pool d’ubiquinone, source importante de ROS. Pour

cette raison, la mitochondrie a été proposée comme médiateur entre les changements

métaboliques, la production de ROS et l’induction de gènes. Cependant, la contribution de

la mitochondrie à la production de ROS lors de la réponse au stress reste encore mal

définie (Parent et al., 2008).

Figure 3: Sites de production intra-organites des formes réactives de l’oxygène dans la

cellule végétale (Bolwell, 2002). APX: ascorbate peroxydase; PSI: photosystème I; PSII : photosystème II ; AOX : alternative oxydase ; Fd : ferodoxyne (RuBP) ribulose 1,5-biphosphate.

3. Conséquences du stress oxydatif :

Lors d’un stress oxydant, les espèces réactives oxygénées endommagent les

macromolécules dans les cellules, notamment les lipides, les protéines et l’ADN.

3.1. Peroxydation lipidique (lipoperoxydation):

Les lipides et, principalement, les acides gras polyinsaturés de la membrane

cellulaire représentent la première ligne attaquée par les ERO induisant des processus de

péroxydations lipidiques et conduisant à la formation de plusieurs produits : aldéhydes,

alkènes, hydroxyalkenols et d’autres incluant des composés utilisés comme marqueurs de



11

la lipopéroxydation. C’est le cas du malondialdehyde (MDA) et du 4-hydroxynonénal

(4HNE). Ce processus se déroule en trois phases (Spiteller, 1998) (figure 8):

Ø Phase d’initiation ;

Ø Phase de propagation ;

Ø Phase de terminaison.

3.1.1. Phase d’initiation :

Cette phase consiste en la formation d’un composé radicalaire (radical lipidique)

très réactif activé par un initiateur radicalaire comme l’oxygène singulet (réaction (1)).

Initiateur (I) RH IH+R° Réaction (9)

3.1.2. Phase de propagation :

Au cours de cette phase le radical hydroxyle arrache un atome d’hydrogène entre

deux doubles liaisons est oxydé en radical peroxyle (réaction). Cette réaction forme une

réaction en chaîne car le radical peroxyle formé se transforme en peroxyde au contact d'un

autre acide gras qui forme un nouveau radical (réaction 2).

R° + O2 ROO° Réaction (10)

ROO°+ RH ROOH + R° Réaction (11)

3.1.3. Phase de terminaison :

Cette phase correspond à une rencontre entre deux composés radicalaires pour la

formation des composés stables (réactions 12, 13 et 14).

ROO° + ROO° Réaction (12)

ROO° + R° Produits non radicalaires. Réaction (13)

R° + R° Réaction (14)

Figure 4: Les différentes étapes de la peroxydation lipidique (Spiteller, 1998).



12

3.2. Marqueurs de la lipoperoxydation:

Intérêts du dosage du malondialdéhyde (MDA):

Le dosage du malondialdéhyde (MDA), ou des substances réagissant à l’acide

thiobarbituriques (TBARS) est utilisé depuis les années cinquante pour estimer la

péroxydation des lipides dans les membranes et les systèmes biologiques (Roussselot &

al., 2003).

Le MDA est formé à partir d’une auto-oxydation et d’une dégradation

enzymatique des acides gras polyinsaturés dans les cellules, lors d’un stress oxydatif. Le

dosage permet donc de mettre en évidence les stress environnementaux pouvant induire

une variation de ce niveau d’oxydation des lipides


3.3. Oxydation des protéines :

Les ERO sont en effet capables de réagir avec différents acides aminés des

chaînes de protéines, altérant également leur fonction. Les protéines les plus touchées sont

celles comportant un groupement sulphydryle (-SH), comme c’est le cas pour de

nombreuses enzymes et protéines de transport (Stadtman & Levine, 2000). Le peroxyde

d’hydrogène, mais surtout le radical hydroxyle sont capables d’oxyder ces groupements,

conduisant à l’inactivation de certaines enzymes. En particulier, la présence de radicaux

hydroxyles est à l’origine de dégradations irréversibles des protéines, par la formation de

groupements carbonyles sur la chaîne latérale de certains acides aminés.

3.4. Oxydation de l’ADN :

L’ADN, qu’il soit nucléaire ou mitochondrial, est également une cible majeure des

ERO. Ceux-ci peuvent en effet interagir avec les désoxyriboses de l’ADN mais aussi avec

ses bases puriques et pyrimidiques. L’atteinte de l’ADN implique le franchissement

préalable de toutes les barrières de défense mises en place par les végétaux, la potentialité



13

de détoxication des cellules ou de l’organisme et enfin du potentiel des systèmes de

réparation de l’ADN de l’organisme. Plusieurs altérations ont été observées :

Ø Une formation de bases oxydées ;

Ø Des sites abasiques qui sont une partie de l’ADN dépourvue d’une base purique

ou pyrimidique et ayant perdu l’information génétique par rupture de la liaison entre une

base et le désoxyribose.

Ø Des cassures au niveau des brins d’ADN, qui peuvent être double ou simple

brin.

Ø Une Apparition d’adduits à l’ADN. Ils correspondent à la formation de produits

d’addition entre le polluant et les nucléotides (adduits pour addition et produits), suite à

la peroxydation des lipides.

Ø Des pontages « ADN-protéines ».

Ces lésions au niveau de l’ADN entraînent des ruptures de chromosomes en

fragments acentriques générant des micronoyaux lors de la division cellulaire. Ce sont des

entités nucléaires indépendantes qui se retrouvent hors du noyau, dans le cytosol

(Lagadic & al., 1997). Ils apparaissent sous forme de petits noyaux à côté du noyau

principal.

Les micronoyaux peuvent aussi résulter d’un dysfonctionnement au cours de la

division cellulaire gênant la migration chromosomique (Cotelle & Ferrard, 2001). Ils

proviennent alors de chromosomes entiers ou de fragments et qui, du fait de leur

migration incomplète, se retrouvent hors du noyau.

Les lésions au niveau de l’ADN peuvent également provoquer des aberrations

chromosomiques, c'est-à-dire un nombre ou une structure anormale des chromosomes,

mais également des échanges de chromatides soeurs, qui consistent en un échange

symétrique entre le matériel chromosomique entre deux chromatides sœurs.

Les agents capables de générer des dommages sur l’ADN sont dits génotoxiques.

3.4.1. Test de micronoyaux :

Des tests de génotoxicité ont été fondés sur la détection des micronoyaux. Chez

les végétaux, elle a été utilisée comme bioessai chez une macrophyte des eaux douces,

Tradescantia, afin d’étudier divers mutagènes et cancérogènes potentiels présents en

milieu aquatique à travers l’étude des anomalies méiotiques se rencontrant dans les

tétrades lors de la méiose dans les inflorescences de cette phanérogame (Ma & al., 1995).



14

Le test de numération des micronoyaux a été proposé comme marqueur biologique

d’effets génotoxiques (Knasmüller & al., 1998). C’est un test ancien, car l’analyse des

micronoyaux était déjà utilisée par Evans et al. dès 1959 pour évaluer des dommages

génétiques chez Vicia faba (Bekaert, 1999). Actuellement, c’est un biomarqueur

régulièrement utilisé en écotoxicologie.

Il a été d’abord mis au point sur le triton (Jaylet, 1986), normalisé en 1992 par

l’AFNOR. Ce test a ensuite été étendu au Xénope par Zoll et al. en 1988 et a obtenu une

norme AFNOR en 2000 (Chenon, 2001). Pour le réaliser, on expose les organismes aux

substances que l’on veut tester, puis on laisse croître pendant une période suffisante pour

permettre la formation des micronoyaux dans les cellules en interphase par la

fragmentation chromosomique.

Les végétaux supérieurs sont également de bons systèmes génétiques pour évaluer

et surveiller les polluants environnementaux (Missini & al., 1997). C’est un test simple,

reproductible, demandant peu de matériel. De plus, il détecte des effets mutagènes très

faibles.

El Hajjouji et al. (2007) ont quant à eux montré la génotoxicité de résidus de

fabrication d’huile d’olive, qui contiennent de nombreux composés phénoliques.

Fasla (2009), a montré l’effet antimitotique et génotoxique d’extraits aqueux de

cinq plantes médicinales : Tetraclinis articulata (Vahl) Masters (feuilles); Withania

frutescens Pauquy (feuilles); Peganum harmala L. (graines); Ruta chalepensis L (feuilles)

et Haloxylon scoparium Pomel (parties aériennes) en utilisant des cellules

méristématiques d’apex racinaires d’Allium cepa L.

4. Mécanismes de défense contre le stress oxydatif :

La plante réagit au stress en mettant en œuvre diverses stratégies de défense,

constitutives ou induites. La plante perçoit un stimulus qui engendre l’émission de

signaux. Ceux-ci sont transmis à l’intérieur de la cellule déclenchant l’activation de gènes

codant pour des enzymes du métabolisme secondaire pour synthétiser diverses molécules

de défense. (Kangasjarvi & al., 1994; Pell et al., 1997; Noctor & al., 1998).

Cette ligne de défense est constituée principalement de trois enzymes : la

superoxyde dismutase (SOD), la catalase et les peroxydases (POX). Ces enzymes agissent

directement sur les espèces réactives, mais leur action est parfois insuffisante. Des



15

systèmes plus complexes entrent alors en jeu faisant intervenir, outre des enzymes

spécialisées, des composés connus sous le nom d’antioxydants non enzymatiques.

4.1. Systèmes de défense par des enzymes antioxydants :

Les enzymes antioxydantes ont une action complémentaire sur la cascade

radicalaire au niveau du superoxyde et du peroxyde d’hydrogène, conduisant finalement à

la formation d’eau et d’oxygène moléculaire.

4.1.1. Superoxyde dismutase (EC : 1.15.1.1)

Ainsi nommée parce qu’elle opère une dismutation, c'est-à-dire une oxydoréduction

entre deux molécules identiques, dont l’une oxyde (O2-→O2) et l’autre se réduit (O2-

→H2O2) selon la réaction suivante (Bowler & al., 1994; Arora & al., 2002):

SOD

2O2°- + 2H+ H2O2 + O2. Réaction (15)

Il existe plusieurs SOD, qui se différencient par la nature du métal qu’elles

contiennent et leur localisation intracellulaire (Tableau 3).

Tableau 3 : Les types de superoxyde dismutase.

Superoxyde dismutase

localisation intracellulaire référence

Cu/Zn-SOD cytosol Duke & Salin, 1983; Bowler & al., 1994

Fe-SOD chloroplastes, (détectable dans mitochondries et le cytosol)

Salin, 1988; Bowler & al., 1994; Asada, 2000

Mn-SOD exclusivement mitochondriales Bowler & al., 1994; Del Rio et al., 2003

4.1.2. Catalase (EC 1.11.1.6)

Les catalases sont des enzymes majoritairement peroxysomales catalysant la

dismutation du peroxyde d'hydrogène (Arora & al., 2002). Elles sont formées de quatre

chaînes polypeptidiques d’environ 500 acides aminés, comportant chacune un groupe

héminique comprenant un atome de fer. Pour catalyser la réaction, l’atome de fer réalise

une coupure hétérolytique de la liaison O-O du peroxyde d'hydrogène, créant de ce fait



16

une molécule d’eau et un groupement Fe(IV)=O hautement oxydant. Ce dernier peut

ensuite oxyder une autre molécule de peroxyde d'hydrogène pour donner du dioxygène et

de l’eau.

Le rôle principal de la CAT est de détoxiquer le peroxyde d’hydrogène produit à

proximité par la CTE chloroplastique, et surtout par les processus peroxysomaux de

β–oxydation et de photorespiration (Smirnoff, 1998).

2 H2O2 2 H2O + O2 Réaction (16)

4.1.3. Peroxydase (POX) (EC 1.11.1.x)

Les POX sont une large famille multigénique d’enzymes héminiques catalysant la

réduction d’un substrat oxydé en utilisant de nombreux co-substrats comme donneurs

d’électrons. Pour la majorité de ces enzymes, le substrat optimal est le peroxyde

d’hydrogène, mais elles peuvent facilement réduire des hydroperoxydes organiques ou

des peroxydes lipidiques.

4.2.. Les composés phénoliques et la détoxification des formes activées de l’oxygène

Une des originalités majeures des végétaux réside dans leurs capacités à produire

des substances naturelles très diversifiées. En effet, à côté des métabolites primaires

classiques (glucides, protides, lipides et acides nucléiques), ils accumulent fréquemment

des métabolites dits « secondaires ». Ces métabolites jouent souvent un rôle de défense de

la plante qui les fabrique (figure 7).

Une des caractéristiques des composées phénoliques, qu’ils partagent avec

l’ensemble des métabolites secondaires ; est de montrer une répartition très inégale chez

les différentes espèces, et, pour une même espèce, selon la variété et le stade d’évolution

physiologique.

De nombreuses données in vitro montrent que les flavonoïdes et de nombreux autres

composés phénoliques sont des antioxydants pouvant neutraliser les formes activées et

toxiques de l’oxygène.

Ils jouent à ce titre un rôle dans la santé humaine, soient en tant que composant de

la ration alimentaire, soit en entrant dans la composition de médicaments.

Bien que les antioxydants phénoliques puissent protéger diverses molécules

biologiques de la dégradation oxydative, en particulier l’ADN, une de leur intervention



17

majeur concerne les lipides (Shahidi & al., 1992), qu’il s’agissent des lipides cellulaires

ou de ceux que l’on trouve dans les produits dérivés de plantes ou des animaux.

Le caractère antioxydant des composés phénoliques se manifeste à différents

niveaux de cette chaîne, par leur action réductrice, leur capacité à piéger et neutraliser les

formes toxiques de l’oxygène, et les formes radicalaires des lipides par la chélation

possible des ions métalliques. Par ailleurs, certains d’entre eux peuvent également inhiber

la lipooxygénase : une enzyme qui catalyse l’oxydation des acides gras (Figure 6).

Figure 6 : Les trois principaux points d’intervention des antioxydants phénoliques dans la

protection des lipides contre la dégradation oxydative (Shahidi & al., 1992).

Dégradation oxydative des lipides (RH)

O2, lumière, ions métallique, lipooxygénase

Radicaux libres d’origine lipidique (R°, ROO°)

Propagation de l’oxydation des lipides et attaque des autres constituants fragiles

1. Blocage ou ralentissement de l’initiation de l’oxydation

Formes lipidiques non radicalaires (ROH, ROOH)

Produits finaux de dégradation des lipides (Couleurs et saveurs souvent désagréables)

2. Réduction des radicaux libres en forme non radicalaire moins agressifs

3. Réduction de certains produits de dégradation



18

Figure 7 : les polyphénols face aux stress biotiques et abiotiques. (Paiva et Dixon, 1999).

4.2.1. Flavonoïdes

Les flavonoïdes, classe importante des polyphénols, sont reconnus pour leurs

nombreuses activités biologiques telles que: les activités antivirales, anti-inflammatoires

et anticancéreuses. Ces activités sont attribuées, en partie, à la capacité de ces composés

naturels à piéger les radicaux libres. Leur activité antioxydante en tant que piégeurs de

radicaux libres et également en tant qu'inhibiteurs d’enzymes responsables de la formation

de ces espèces nocives (Favier, 2005).

Les flavonoïdes peuvent agir de différentes façons dans les processus de régulation

du stress oxydant par :

Ø Capture directe des espèces réactives de l’oxygène,

Ø Chélation de métaux de transition comme le fer (empêchant ainsi la réaction de

Fenton),

Ø Inhibition de l’activité de certaines enzymes responsables de la production des

ERO.



19

4.2.1.1. Capture directe de radicaux libres :

C’est la structure chimique aromatique qui confère aux flavonoïdes leurs potentiels

anti-radicalaires, c’est pourquoi les propriétés antioxydantes des flavonoïdes sont souvent

associées à leurs potentiels antiradicalaires, c'est-à-dire leur capacité à piéger les espèces

réactives de l’oxygène.

Figure 8: Chélation des radicaux libres par les flavonoïdes (Pokorny, 2001).

4.2.1.2. Inhibition enzymatique :

La xanthine oxydase (XO) catalyse l’oxydation de l’hypoxanthine et de la xanthine

en acide urique.

Plusieurs études ont montrés la relation entre la structure chimique des flavonoides

et leur activité inhibitrice de la xanthine oxydase.

5. Principaux stress environnementaux auxquels les plantes sont confrontées :

De nombreuses situations de stress biotique ou abiotique peuvent être à l’origine de

l’introduction ou de la production des ERO dans la cellule végétale :

5.1. Stress biotique :

De nombreux agents pathogènes pénètrent dans la plante, soit par voie mécanique

en forçant la résistance physique des barrières histologiques, soit par l’excrétion

d’enzymes dégradant la cuticule. Le végétal attaqué peut alors répondre par des réactions

qui limitent la pénétration du parasite, par exemple lignification des parois, ou en

sécrétant diverses substances chimiques ; soit toxiques pour le parasite (polyphénols,



20

phytoalexines, dérivés de phénylalanine, etc.), soit inhibitrices de protéases, amylases,

cellulases, etc., qui privent le parasite de la possibilité de se nourrir en dégradant la plante

hôte (Laval-Martin et Mazliak, 1995).

5.2. Stress abiotique :

Plusieurs stress abiotiques peuvent à l’origine du stress oxydatif, parmi ces stress, le

stress aux UV, le stress thermique, le stress par déficit hydrique, le stress aux métaux

lourds, etc.

5.2.1. Stress par déficit hydrique :

En cas de stress hydrique, on note une accumulation de radicaux libres et une

peroxydation de lipides membranaires intenses. (Sreenivasulu et al., 1999 ; Chen et al.,

2007), une dégradation de protéines (Jiang et Zhang, 2001) et des dommages au niveau

de l’ADN (Hagar et al., 1996), d’où apparition d’un stress oxydatif.

Une conséquence importante des réductions de photosynthèse en cas de sécheresse

est la synthèse de composés toxiques oxydants dans les cellules. Si l'énergie solaire captée

par les photosystèmes de la feuille n'est plus utilisée entièrement par la photosynthèse, des

formes toxiques de l'oxygène peuvent apparaître, radicaux superoxydes (O2-), peroxyde

d'hydrogène (H2O2) et radicaux hydroxyles (OH°) (Apel et Hirt, 2004).

Différents mécanismes permettent de contrecarrer cette accumulation de radicaux

toxiques. Les caroténoïdes sont impliqués dans ce mécanisme via le cycle des

xanthophylles (Munné-Bosch et Alegre, 2000).

5.2.2. Stress salin par le chlorure de sodium (NaCl)

La salinité constitue l’un des stress abiotiques les plus répandus au niveau de la

planète et limite fortement les rendements.

Les ERO sont produites au cours du stress salin qui change la perméabilité

sélective des biomembranes en produisant une fuite membranaire qui change l’activité

enzymatique (ZhongQun et al., 2007).

5.2.3. Stress par le chlorure de mercure (HgCl2)



21

Les métaux lourds (dont la masse atomique et supérieure à 50), présents dans

l’environnement à l’état de traces (oligoéléments), sont très toxiques lorsque, absorbés par

la plante, leur concentration endocellulaire dépasse un certain seuil. (Heller et al., 1998).

Parmi l’ensemble des métaux lourds, une vingtaine d’entre eux sont indispensables

aux processus physiologiques majeurs, en particulier la respiration, la photosynthèse ou

l’assimilation des macronutriments (ex. azote, soufre, etc.) (Kabata-Pendias et Pendias,

2001). Nombre de ces métaux, Cu, Zn, Ni, Fe, Co, Se et Ba sont aussi impliqués au

niveau de processus moléculaires tels que le contrôle de l’expression des gènes ; la

biosynthèse des protéines, des acides nucléiques, des substances de croissance, de la

chlorophylle et des métabolites secondaires ; le métabolisme lipidique ou la tolérance au

stress (Rengel, 1999).

En outre, certains éléments trace peuvent se présenter sous différents états

d’oxydation. En effet, les cations comme Fe, Cu, Cr ou Mn sont capables de céder un ou

plusieurs électrons susceptibles de réduire l’oxygène et ses dérivés. La plus connue de ces

réactions est la réaction de Fenton qui se produit en présence de fer ferreux et qui conduit

à la réduction du peroxyde d’hydrogène (H2O2) en radical hydroxyle (°OH) et en anion

hydroxyle (OH-) :

Cu2+ + e- Cu+ Ils jouent ainsi un rôle d’accepteurs ou de donneurs d’électrons, très importants

dans les multiples systèmes enzymatiques mettant en jeu des réactions d’oxydoréduction

(Chaignon, 2001).

Les métaux lourds n’ont pas tous une fonction connue à ce jour dans le métabolisme

de la plante, et malgré la grande diversité des besoins et des niveaux de tolérance aux

métaux lourds chez les plantes, certains restent considérés comme des poisons cellulaires

pour lesquels les doses admissibles sont très faibles. On retrouve parmi les plus toxiques,

Hg, Cr, Ni, Pb et Cd (Kabata-Pendias et Pendias, 2001).

Plusieurs travaux ont montré la sensibilité de Vicia faba, aux métaux lourds, donc

c’est une espèce sensible non accumulatrice de métaux.

Parmi ces travaux, Pourrut et al. (2008) montrent la production des ROS, lors du

stress au plomb, ainsi que la génotoxicité du mercure chez la même espèce montrée par le

test de micronoyaux.

Certaines plantes accumulent des quantités inhabituelles d’éléments métalliques ;

100 mg/kg de matière sèche pour le Cd, 1000 mg/kg pour le Ni, le Cu, le Co ainsi que 10



22

000 mg/kg. Pour le Zn et le Mn. Ces espèces sont alors qualifiées de plantes

«hyperaccumulatrices » (ex. Alyssum bertolonii, Sebertia acuminata, Silene cobalticola,

Thlaspi caerulescens, Brassica napus, Pteris vittata) (Brooks, 1998). Ainsi, plus de 400

espèces hyperaccumulatrices sont recensées, dont plus de 300 pour le nickel et seulement

une pour le cadmium.



4

1. Définition du stress oxydatif

Le stress oxydatif chez les plantes fait l’objet de très nombreuses revues

bibliographiques (Bartosz, 1997; Bolwell et Wojtaszek, 1997; Van Breusegem et al.,

2001; Potters et al., 2002; Schutzendubel et Polle, 2002; Blokhina et al., 2003; Apel et

Hirt, 2004; Foyer et Noctor, 2005; Pitzschke et al., 2006; Wormuth et al., 2007) et de

plusieurs livres (Inze et Montagu, 2001; Smirnoff et al., 2005).

Dans les systèmes biologiques, le stress oxydant est la conséquence d’un

déséquilibre entre la production d’espèces réactives oxygénées (ERO) et leur destruction

par des systèmes de défense antioxydants (Bonnefont-Rousselot et al., 2003).

Les espèces réactives oxygénées (ERO) peuvent engendrer des dommages

importants dans la structure et le métabolisme cellulaire en dégradant de nombreuses

cibles : protéines, lipides et acides nucléiques (Cadenas & Davies, 2000 ; Pincemail &

al., 1999).

Dans les conditions quotidiennes normales, les espèces réactives oxygénées (ERO)

sont produites en faible quantité comme des médiateurs tissulaires ou des résidus des

réactions énergétiques ou de défense, et cela sous le contrôle de systèmes de défense

adaptatifs par rapport au niveau de radicaux présents. Dans ces conditions, on dit que la

balance pro-oxydant/anti-oxydants est en équilibre. Cette dernière peut être rompue pour

diverses raisons en faveur du système pro-oxydant, et est alors à l’origine d’un stress

oxydant (Favier, 2003) (Figure 1).

Figure 1 : Schématisation de la balance entre les espèces réactives oxygénées (ERO) et

les antioxydants (Pourrut, 2008).
