Thèse version définitive

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2011 - Thèse n°

MISE EN PLACE D’UN PROTOCOLE D’ÉRADICATION DE LA TEIGNE, DE LA CHEYLÉTIELLOSE ET DE LA GALE À

TRIXACARUS CAVIAE DANS UN ÉLEVAGE DE COBAYES ET DE LAPINS NAINS

THÈSE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 24 octobre 2011 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

BÉTOLAUD DU COLOMBIER Jeanne

Née le 4 avril 1986 à Marseille (13)

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LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE

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REMERCIEMENTS À Monsieur le Professeur Peyron, De la Faculté de Médecine de Lyon, Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse, Hommages respectueux. À Monsieur le Docteur PIN, Du campus vétérinaire de VetAgro Sup, Pour nous avoir encadrée dans cette thèse, Pour ses conseils, sa disponibilité et sa gentillesse, Sincère reconnaissance. À Monsieur le Professeur BOURDOISEAU, Du campus vétérinaire de VetAgro Sup, Qui nous a fait l’honneur de participer à notre jury de thèse, Sincères remerciements. À Monsieur le Professeur GUILLOT, De l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort, Pour l’aide apportée à l’identification des espèces de dermatophytes, Sincères remerciements. Aux éleveurs, à l’origine de ce projet Pour leur accueil toujours chaleureux, Sincères remerciements.

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À mes parents, Pour leur soutien tout au long de ma vie, Merci de m’avoir permis de réaliser ce rêve. À mes sœurs, Pour tous ces bons moments passés ensemble. À toute ma famille, Pour le bonheur qu’on a d’être réunis. À mes amis de l’école vétérinaire et d’ailleurs, Parce que sans vous, rien n’aurait été pareil.

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TABLE DES MATIÈRES

LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE............................................ 3

REMERCIEMENTS................................................................................................................ 5

TABLE DES MATIÈRES ....................................................................................................... 9

LISTE DES FIGURES........................................................................................................... 13

LISTE DES TABLEAUX...................................................................................................... 13

LISTE DES ABRÉVIATIONS ............................................................................................. 14

INTRODUCTION.................................................................................................................. 15

PREMIÈRE PARTIE : ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE ............ ....................................... 17

I. GÉNÉRALITÉS SUR LES DERMATOPHYTES ET LES DERMATO PHYTOSES DU COBAYE ET DU LAPIN ............................................................................................... 17

A. Généralités sur les dermatophytes................................................................................... 17 1. Définitions.................................................................................................................... 17 2. Morphologie ................................................................................................................. 17

a) En vie parasitaire...................................................................................................... 17 b) En culture ................................................................................................................. 18

(1) Aspect macroscopique........................................................................................ 18 (2) Aspect microscopique......................................................................................... 18

3. Systématique ................................................................................................................ 19 a) Place des dermatophytes dans le Règne des champignons ...................................... 19 b) Classifications des dermatophytes ........................................................................... 20

B. Étude des dermatophytoses du cobaye et du lapin .......................................................... 21 1. Dermatophytes rencontrés............................................................................................ 21 2. Épidémiologie .............................................................................................................. 21

a) Épidémiologie descriptive........................................................................................ 21 b) Épidémiologie analytique ........................................................................................ 22

(1) Sources de dermatophytes .................................................................................. 22 (2) Supports de la contamination ............................................................................. 22 (3) Modalités de contamination................................................................................ 22 (4) Facteurs prédisposants........................................................................................ 22

(a) Facteurs intrinsèques....................................................................................... 22 (b) Facteurs extrinsèques...................................................................................... 23

(5) Portage asymptomatique..................................................................................... 23 c) Transmission à l’homme.......................................................................................... 24

(1) Espèces en cause................................................................................................. 24 (2) Modalités de contamination................................................................................ 24 (3) Manifestations cliniques ..................................................................................... 24

3. Pathologie..................................................................................................................... 24 a) Symptômes............................................................................................................... 24 b) Particularités spécifiques ......................................................................................... 25 c) Évolution .................................................................................................................. 26

4. Diagnostic..................................................................................................................... 26 a) Diagnostic épidémiologique..................................................................................... 26 b) Diagnostic clinique .................................................................................................. 26

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c) Diagnostic différentiel.............................................................................................. 26 d) Diagnostic expérimental .......................................................................................... 26

(1) Examen à la lampe de Wood .............................................................................. 26 (2) Examen direct au microscope............................................................................. 27 (3) Biopsie cutanée................................................................................................... 27 (4) Mise en culture ................................................................................................... 27

(a) Méthodes de prélèvements.............................................................................. 27 (b) Milieux de culture........................................................................................... 28 (c) Aspect macroscopique .................................................................................... 28 (d) Identification microscopique .......................................................................... 29

5. Traitement et prophylaxie ............................................................................................ 30 a) Traitement des animaux ........................................................................................... 30

(1) Traitements topiques........................................................................................... 31 (2) Traitements systémiques..................................................................................... 31

b) Désinfection des locaux ........................................................................................... 32 c) Prophylaxie .............................................................................................................. 32

(1) Prophylaxie sanitaire .......................................................................................... 32 (2) Prophylaxie médicale ......................................................................................... 33

II. GÉNÉRALITÉS SUR TRIXACARUS CAVIAE ET SUR LA GALE TRIXACARIQUE .................................................................................................................. 33

A. Généralités sur Trixacarus caviae.................................................................................... 33 1. Définitions.................................................................................................................... 33 2. Systématique ................................................................................................................ 33 3. Morphologie ................................................................................................................. 34 4. Biologie ........................................................................................................................ 35

B. Étude de la gale à Trixacarus caviae ............................................................................... 35 1. Épidémiologie .............................................................................................................. 35


(1) Sources de parasites............................................................................................ 35 (2) Supports et modalités de contamination............................................................. 36 (3) Facteurs prédisposants........................................................................................ 36


c) Transmission à l’homme.......................................................................................... 36 2. Clinique ........................................................................................................................ 36

a) Symptômes............................................................................................................... 36 b) Évolution.................................................................................................................. 37

3. Diagnostic..................................................................................................................... 37 a) Diagnostic épidémiologique..................................................................................... 37 b) Diagnostic clinique .................................................................................................. 37 c) Diagnostic différentiel.............................................................................................. 37 d) Diagnostic expérimental .......................................................................................... 37

4. Traitement et prophylaxie ............................................................................................ 38 a) Traitement ................................................................................................................ 38



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III. GÉNÉRALITÉS SUR CHEYLETIELLA ET LA CHEYLETIELLOSE................... 39

A. Généralités sur Cheyletiella sp. ....................................................................................... 39 1. Définitions.................................................................................................................... 39 2. Systématique ................................................................................................................ 39 3. Morphologie ................................................................................................................. 40 4. Biologie ........................................................................................................................ 40

B. Étude de la cheylétiellose ................................................................................................ 41 1. Épidémiologie .............................................................................................................. 41


(1) Sources de parasites............................................................................................ 41 (2) Supports de la contamination ............................................................................. 41 (3) Modalités de contamination................................................................................ 41 (4) Facteurs prédisposants........................................................................................ 41


c) Transmission à l’homme.......................................................................................... 42 2. Clinique ........................................................................................................................ 42

a) Symptômes............................................................................................................... 42 b) Évolution.................................................................................................................. 42

3. Diagnostic..................................................................................................................... 43 a) Diagnostic clinique................................................................................................... 43 b) Diagnostic différentiel ............................................................................................. 43 c) Diagnostic expérimental........................................................................................... 43

4. Traitement et prophylaxie ............................................................................................ 43 a) Traitement ................................................................................................................ 43



DEUXIÈME PARTIE : ÉTUDE EXPÉRIMENTALE .............. ........................................ 45

I. INTRODUCTION .............................................................................................................. 45

II. MATÉRIEL ET MÉTHODE........................................................................................... 45

A. Éléments communs aux dermatophytes et acariens ........................................................ 45 1. Présentation de l’élevage.............................................................................................. 45

a) Origine des animaux ................................................................................................ 45 b) Locaux...................................................................................................................... 45

(1) Premiers prélèvements........................................................................................ 45 (2) Contrôles............................................................................................................. 46

(a) Lapins.............................................................................................................. 46 (b) Cobayes .......................................................................................................... 46

2. Choix et identification des animaux............................................................................. 47 a) Premiers prélèvements ............................................................................................. 47 b) Contrôles .................................................................................................................. 47

B. Concernant les dermatophytes......................................................................................... 47 1. Réalisation des prélèvements ....................................................................................... 47 2. Mise en culture ............................................................................................................. 48 3. Identification ................................................................................................................ 48

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4. Traitement .................................................................................................................... 48 a) Médical..................................................................................................................... 48 b) Sanitaire ................................................................................................................... 48

C. Concernant Trixacarus caviae et Cheyletiella sp............................................................. 48 1. Réalisation des prélèvements ....................................................................................... 48 2. Identification ................................................................................................................ 49 3. Traitement .................................................................................................................... 49

III. RÉSULTATS ................................................................................................................... 49

A. Concernant les dermatophytes......................................................................................... 49 1. Chez les cobayes .......................................................................................................... 49

a) Premiers prélèvements ............................................................................................. 49 b) Contrôle.................................................................................................................... 50

2. Chez les lapins.............................................................................................................. 50 a) Premiers prélèvements ............................................................................................. 50 b) Contrôle.................................................................................................................... 50

B. Concernant Trixacarus caviae ......................................................................................... 50 C. Concernant Cheyletiella sp.............................................................................................. 51

IV. DISCUSSION................................................................................................................... 52

A. Au sujet des dermatophytes............................................................................................. 52 1. Concernant les résultats des premiers prélèvements .................................................... 52

a) Nombre d’animaux touchés ..................................................................................... 52 (1) Cobayes .............................................................................................................. 52 (2) Lapins ................................................................................................................. 52

b) Dermatophytes rencontrés ....................................................................................... 52 2. Concernant le protocole ............................................................................................... 52

a) Protocole « idéal » et raisons de ses difficultés de mise en place dans l’élevage .... 52 (1) Concernant les animaux...................................................................................... 52 (2) Concernant l’environnement .............................................................................. 53 (3) Précautions particulières..................................................................................... 53

b) Causes de l’arrêt du protocole.................................................................................. 53 (1) Persistance de teigne dans l’élevage................................................................... 54 (2) Problèmes liés au protocole................................................................................ 54 (3) Problèmes propres à l’élevage............................................................................ 54

3. Traitement effectivement mis en place ........................................................................ 54 4. Intérêts d’obtenir un élevage indemne ......................................................................... 55 5. Observations des éleveurs ............................................................................................ 55

B. Au sujet de Cheyletiella sp. ............................................................................................. 55 C. Au sujet de Trixacarus caviae.......................................................................................... 56

CONCLUSION....................................................................................................................... 57

ANNEXES............................................................................................................................... 59

ANNEXE 1: RÉSULTATS DES LAPINS (JUIN 2010) ..................................................... 59

ANNEXE 2: RÉSULTATS DES LAPINS (MAI 2011)....................................................... 60

ANNEXE 3: RÉSULTATS DES COBAYES (AVRIL 2010) ............................................. 61

ANNEXE 4: RÉSULTATS DES COBAYES (MAI 2011).................................................. 62

BIBLIOGRAPHIE................................................................................................................. 63

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LISTE DES FIGURES Figure 1: Mycélium en raquette ............................................................................................... 18 Figure 2: Formations ornementales de dermatophytes : de gauche à droite : hyphe pectiné,

hyphe en bois de cerf, organe nodulaire, vrille ................................................................ 19 Figure 3: Types de microconidies: de gauche à droite: acladium pédiculé, acladium sessile, en

buisson, en croix de Lorraine ........................................................................................... 19 Figure 4: Macroconidies de Trichophyton mentagrophytes et Microsporum canis................. 19 Figure 5: Aspect de M. canis en culture................................................................................... 30 Figure 6: Aspect de T. mentagrophytes en culture................................................................... 30 Figure 7: Vue dorsale de femelle adulte de Trixacarus caviae................................................ 35 Figure 8: Vue dorsale de Cheyletiella parasitovorax adulte femelle....................................... 40 Figure 9: De gauche à droite : Solénidions de C. blakei, C. parasitovorax, C.yasguri........... 40 Figure 10: Salle d'élevage des lapins ....................................................................................... 46 Figure 11: Installation des cobayes .......................................................................................... 46 Figure 12: Tunnel d'élevage des lapins .................................................................................... 46 Figure 13: Enclos extérieurs des cobayes ................................................................................ 47 Figure 14: Chirodiscoides caviae adulte retrouvé sur l'un des cobayes................................... 50 Figure 15: Cheylétielle adulte retrouvée sur l'un des lapins..................................................... 51 Figure 16: Listrophorus gibbus femelle adulte ........................................................................ 51 Figure 17: Listrophorus gibbus mâle adulte ............................................................................ 51

LISTE DES TABLEAUX Tableau I: Types d'invasions pilaires ....................................................................................... 18 Tableau II: Place des dermatophytes dans la systématique...................................................... 20 Tableau III: Correspondance entre les terminologies.............................................................. 20 Tableau IV: Caractères des dermatophytes.............................................................................. 21 Tableau V: Situations possibles suite au contact avec des dermatophytes .............................. 23 Tableau VI: Aspect macroscopique de quelques dermatophytes en culture............................ 29 Tableau VII: Caractéristiques microscopiques de quelques dermatophytes en culture ........... 30 Tableau VIII: Traitements topiques utilisables contre la teigne du lapin et du cobaye ........... 31 Tableau IX: Traitements systémiques utilisables contre la teigne du lapin et du cobaye........ 32 Tableau X: Place de Trixacarus caviae dans la systématique ................................................. 34 Tableau XI: Différences entre les femelles adultes de Sarcoptes scabiei, Notoedres cati et

Trixacarus caviae............................................................................................................. 34 Tableau XII: Place des cheyletielles dans la systématique ...................................................... 39 Tableau XIII: Résultats des prélèvements du 8 avril 2010 ...................................................... 49

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LISTE DES ABRÉVIATIONS AMM : Autorisation de Mise sur le Marché PO : per os RAS : Rien À Signaler

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INTRODUCTION

Au cours des trente dernières années, les nouveaux animaux de compagnie, parmi lesquels les cobayes et les lapins nains, ont pris une place de plus en plus importante parmi les animaux de compagnie. Dans ces espèces, les affections cutanées, notamment la teigne, mais aussi les gales et pseudogales, représentent un motif majeur de consultation. Or, la teigne, la cheylétiellose et la gale à Trixacarus caviae présentent une importance particulière : ce sont toutes trois des zoonoses. De plus, dans ces trois affections, l’animal peut héberger l’agent responsable, champignon ou parasite, sans manifester de signe clinique. Étant donné le mode de vie des animaux de compagnie, souvent proche des enfants, en particuliers de bon nombre de cobayes et de lapins nains, on comprend l’importance que ceux-ci peuvent représenter comme sources potentielles de zoonoses.

C’est cet aspect sanitaire qui a poussé les propriétaires de l’élevage de cobayes et de lapins nains avec lequel nous avons travaillé à contacter l’école afin de tenter d’éradiquer la teigne de leur élevage.

Dans une première partie, nous allons présenter les principales caractéristiques des

dermatophytes, des cheylétielles et de Trixacarus caviae et des maladies qu’ils entrainent chez les lapins nains et les cobayes. Puis dans une partie expérimentale, nous développerons le protocole mis en place, ainsi que les résultats obtenus.

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PREMIÈRE PARTIE : ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE I. GÉNÉRALITÉS SUR LES DERMATOPHYTES ET LES DERMATOPHYTOSES DU COBAYE ET DU LAPIN

A. Généralités sur les dermatophytes

1. Définitions (18, 27, 30)

Les champignons sont des êtres vivants Eucaryotes, à paroi chitineuse et contenant des stérols, dépourvus de chlorophylle, se nourrissant par absorption, à division de type mitotique et se reproduisant par des spores. Après avoir été longtemps placés dans le règne végétal, ils constituent à présent un règne à part entière, parmi les six règnes du vivant (Bactéries, Protozoaires, Chromistes, Animaux, Végétaux, Champignons).

Les dermatophytes sont des champignons filamenteux à mycélium cloisonné. Ils sont kératinolytiques et kératinophiles, ils peuvent donc vivre en parasites des poils ou d’autres structures kératinisées. Certains dermatophytes vivent en en saprobiose dans le sol. Ils sont capables de survivre très longtemps dans le milieu extérieur.

Les dermatophytoses sont des affections cutanées superficielles, infectieuses, contagieuses, inoculables, dues à l’action pathogène des dermatophytes. Elles se traduisent généralement par la présence de dépilations à contour régulier, le plus souvent non prurigineuses, squameuses et plus ou moins inflammatoires. Le terme de dermatophytose est synonyme de dermatophytie. La teigne sensu stricto est une dermatophytose caractérisée par un envahissement pilaire.

2. Morphologie

a) En vie parasitaire (18)

L’examen au microscope du poil permet de mettre en évidence les différentes structures fongiques ainsi que leur position par rapport au poil. L’observation révèle : - des filaments mycéliens de 2 à 4 µm de diamètre, cloisonnés, simples ou ramifiés, situés

en général à l’intérieur des poils et dans les squames parasités. - des arthroconidies, de forme et de taille variables selon les espèces. Selon la position des arthroconidies et des filaments par rapport au poil, on distingue quatre types d’invasions pilaires, résumées dans le Tableau I.

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Tableau I: Types d'invasions pilaires (d’après (18, 27))

b) En culture

(1) Aspect macroscopique (18)

La première chose à prendre en compte après la mise en culture est l’aspect

macroscopique de la colonie, qui donne déjà un certain nombre de renseignements. Il faut regarder à la fois le recto et le verso de la boîte de culture. - Le recto : la colonie peut être duveteuse, cotonneuse, glabre, poudreuse.

Les couleurs sont variables : souvent blanchâtre, parfois jaunâtre, chamois ou rose. - Le verso : il est très souvent coloré. Les couleurs sont variables : jaune, orangé, pourpre

acajou ou encore brun.

(2) Aspect microscopique (18, 27, 61) On observe différents éléments : - les filaments mycéliens : ce sont des filaments de 2 à 4 µm de diamètre, à paroi hyaline,

cloisonnés en segments de 20 à 40 µm de long. Parfois l’extrémité distale de chaque segment apparaît renflée (mycélium en raquette, cf. Figure 1). Cela est indicateur de Microsporum.

Figure 1: Mycélium en raquette (d’après (61))

- les formations ornementales (cf. Figure 2) : on peut observer des hyphes pectinés, des

vrilles, des organes nodulaires, des extrémités de filaments en massue, en bois de cerf. Ces ornementations se retrouvent particulièrement chez Trichophyton.

Ectothrix (= endo-ectothrix) Endothrix Filaments présents majoritairement à l’intérieur des poils, arthroconidies situées à l’extérieur de ceux-ci.

Microïde Microsporique Mégasporé Arthroconidies très petites (2 à 3 µm de diamètre), toujours disposées en chaînettes

Petites arthroconidies (2 à 4 µm de diamètre) disposées en mosaïque

Arthroconidies de grande taille (4 à 12 µm de diamètre) disposées en chaînettes

Filaments et arthroconidies situés à l’intérieur des poils

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Figure 2: Formations ornementales de dermatophytes : de gauche à droite : hyphe pectiné, hyphe en bois de cerf, organe nodulaire, vrille (d’après (18, 61))

- les conidies : on peut observer :

o des microconidies, petites et non cloisonnées, formées directement sur le filament principal (type acladium) ou sur des branches latérales (aspect en buisson, en croix de Lorraine)

Figure 3: Types de microconidies: de gauche à droite: acladium pédiculé, acladium sessile, en buisson, en

croix de Lorraine (d’après (61))

o des macroconidies, allongées avec des cloisons transversales délimitant des logettes

Figure 4: Macroconidies de Trichophyton mentagrophytes et Microsporum canis (d’après (18))

3. Systématique

a) Place des dermatophytes dans le Règne des champignons (18, 27, 61)

Les dermatophytes appartiennent au phylum des Ascomycota, à la classe des

Ascomycotina, à l’ordre des Onygénales, à la famille des Arthrodermataceae et au genre Arthroderma.

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Tableau II: Place des dermatophytes dans la systématique

Pendant longtemps, seules les formes asexuées des dermatophytes (les anamorphes)

étaient connues. La découverte des téléomorphes, formes sexuées, a entrainé une double terminologie (cf. Tableau III). La terminologie actuelle, basée sur les anamorphes persiste du fait de l’existence de certains dermatophytes connus uniquement par leur anamorphe.

Tableau III: Correspondance entre les terminologies

Anamorphe Téléomorphe Microsporum canis Arthroderma otae Microsporum gypseum Arthroderma incurvata Microsporum persicolor Arthroderma persicolor Trichophyton mentagrophytes Arthroderma benhamiae

Arthroderma vanbreuseghemii

b) Classifications des dermatophytes (18, 27, 61) La classification des dermatophytes a évolué au cours du XXe siècle. - En 1910, Sabouraud retient l’existence de quatre genres en se basant sur la morphologie

des parasites dans les poils et les squames infectés. Il distingue alors : Microsporum, Trichophyton, Achorion et Epidermophyton.

- En 1930, Langeron et Milochevitch proposent à leur tour une classification basée sur l’aspect microscopique des cultures, retenant différents genres : Epidermophyton, Sabouraudites, Ctenomyces et Trichophyton. En 1950, VanBreuseghem ajoute deux nouveaux genres à cette classification : Langeronia et Keratinomyces.

- Les classifications d’Emmons (1934) et de Rivalier (1966) reposent sur l’aspect des dermatophytes en vie parasitaire et en culture. Cette dernière retient l’existence de trois

Phylum Ascomycota Champignons à mycélium cloisonné. À reproduction sexuée avec formation d’asques contenant des ascospores.

Classe Ascomycotina Zone ascogène protégée dans un ascocarpe.

Ordre Onygénales

Asques à paroi mince, à une seule enveloppe et sans dispositif d’éjection des ascospores. Reproduction sexuée donnant des asques contenus dans des ascocarpes de type cléistothèce ou gymnothèce. Reproduction asexuée par aleurioconidies et/ou arthroconidies.

Famille Arthrodermataceae

- Reproduction sexuée : ascospores lisses. Gymnothèces entourés de vrilles provenant des hyphes pariétaux. - Reproduction asexuée : différents types de conidies (microconidies, macroconidies, arthroconidies, chlamydospores). Jamais de formes levures.

Genre Arthroderma Ascocarpes de type gymnothèce. Hyphes péridiaux formés d’éléments en haltères.

Groupe

Dermatophytes : formes anamorphes : genres Trichophyton et Microsporum

Espèces kératinophiles et kératinolytiques.

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genres : Microsporum, Trichophyton et Epidermophyton. C’est cette classification que nous utilisons aujourd’hui.

Tableau IV: Caractères des dermatophytes

Seuls les genres Microsporum et Trichophyton sont rencontrés chez les animaux. On distingue : - des espèces zoophiles, pathogènes pour les animaux. Par exemple : Microsporum canis,

Trichophyton verrucosum, Trichophyton quinckeanum. - des espèces géophiles, se développant dans le sol. Par exemple : Microsporum gypseum,

Trichophyton terrestre. - des espèces anthropophiles, pathogènes de l’homme. Par exemple : Microsporum

audouinii, Trichophyton interdigitale, Trichophyton schoenleinii.

B. Étude des dermatophytoses du cobaye et du lapin

1. Dermatophytes rencontrés (6, 18)

Plusieurs dermatophytes peuvent être rencontrés chez le lapin et le cobaye. Trichophyton mentagrophytes et Microsporum canis sont les espèces les plus souvent rencontrées. Mais on peut également trouver Microsporum gypseum, Microsporum persicolor ou Trichophyton quinckeanum. Les rongeurs et les lagomorphes sont souvent porteurs de Trichophyton terrestre.

2. Épidémiologie

a) Épidémiologie descriptive (8, 18)

Le plus souvent, les teignes se rencontrent de manière enzootique lors de fortes concentrations d’animaux (élevages, animaleries, expositions…). Elles sont toujours contagieuses mais l’intensité de la contagion est variable.

Genre Caractères en culture Caractères en vie parasitaire

Microsporum

Macroconidies souvent abondantes, à pôles étroits, à parois échinulées, avec 1 à 14 cloisons transversales. Microconidies, piriformes, en nombre variable, de type acladium

Sur les poils parasités, lésions de type ectothrix, accompagnées de nombreuses petites arthroconidies, polyédriques, emboîtées en mosaïque, formant un manchon autour du poil.

Trichophyton

Macroconidies peu abondantes, à pôles arrondis, à paroi mince et lisse, avec 2-10 cloisons. Microconidies de type acladium ou en buisson, rondes ou en massue. Présence de vrilles

Sur les poils parasités, lésions de type endothrix ou ectothrix, accompagnées d’arthroconidies en chaînettes.

Epidermophyton Macroconidies en massue, groupées en bouquet, paroi mince. Pas de microconidies.

Absence d’atteinte des poils.

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b) Épidémiologie analytique

(1) Sources de dermatophytes (6, 8, 18, 27)

• Animaux : les individus à l’origine de la contamination peuvent être des animaux malades ou des porteurs asymptomatiques. La transmission peut être intra- ou interspécifique.

• Milieu extérieur : les animaux peuvent être contaminés par des espèces géophiles, vivant dans le milieu extérieur. Mais ils peuvent aussi se contaminer à partir de spores d’espèces zoophiles ou anthropophiles persistant dans l’environnement (sol mais aussi tout matériel inerte).

(2) Supports de la contamination (27)

Il s’agit principalement des poils, des squames et des croûtes qui portent des spores et qui

sont dispersés.

(3) Modalités de contamination (6, 8, 18, 27) La contamination peut être :

- directe : du sujet malade (ou porteur asymptomatique) à l’individu sain. - indirecte : par le matériel ayant été au contact d’individus contaminés, par

l’intermédiaire de poils contaminés fournis aux femelles pour les aider à faire leur nid ou dispersés dans l’environnement par le vent ou lors de nettoyages. Il faut noter la très grande résistance des spores de dermatophytes dans le milieu extérieur : elles peuvent survivre plusieurs mois à plusieurs années (jusqu’à quatre ans pour les spores de Trichophyton verrucosum atteignant les bovins).

(4) Facteurs prédisposants

(a) Facteurs intrinsèques

• Race : les animaux à poils longs tels que les lapins angoras, les lapins de race renard

suisse, les lapins dits « lions », les cobayes shelties, péruviens ou texel sont plus sensibles aux teignes, la longueur du poil en faisant de meilleurs vecteurs. (6, 8)

• Sexe : il ne semble pas y avoir de prédisposition sexuelle. (18) • Âge : les jeunes sont plus touchés. Il semble que cela puisse être mis en relation avec

le développement d’une immunité en vieillissant. (22, 45, 46, 70)

• Gestation : les femelles gestantes sont plus sensibles. (43)

• État de santé : les animaux malades, immunodéprimés ou dont la peau est lésée sont plus susceptibles de développer une teigne. Certaines thérapies (corticothérapie, antibiothérapie, immunosuppresseurs) favorisent également l’apparition de teignes. (6, 8, 18, 27, 45, 60)

• Prédisposition génétique (42, 43)

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(b) Facteurs extrinsèques (6, 8, 18, 27, 42, 43, 45)

• Mode d’élevage :

La chaleur, l’humidité ou une densité trop élevées constituent des facteurs favorisant la survenue de teignes. Un manque d’hygiène ou des conditions de vie mal adaptées peuvent également être mis en cause.

• Carences alimentaires : Les carences en vitamines A et C augmentent le risque de teignes.

• Saison : Le caractère saisonnier des teignes est connu chez les bovins, la teigne étant plus fréquente l’hiver. En revanche, ce caractère ne se retrouve pas pour des lagomorphes vivant dans des conditions stables (animaux de compagnie vivant toujours à l’intérieur). Cependant, dans les élevages professionnels, on note une évolution plus proche de ce qui se passe en élevage bovin : les élevages confinés, présentant une forte hygrométrie (supérieure à 80%) sont plus propices au développement de la teigne que les clapiers en plein air.

(5) Portage asymptomatique

La mise en contact d’un animal avec des dermatophytes peut conduire à différentes

situations :

Tableau V: Situations possibles suite au contact avec des dermatophytes

Lésions Examen à la lampe

de Wood Examen direct

de poils Culture

Infectés symptomatiques Présence Positif (selon

espèce en cause) Positif Positive

Infectés asymptomatiques Absence Positif (selon

espèce en cause) Positif Positive

Porteurs mécaniques Absence Négatif Négatif Positive Animaux totalement sains Absence Négatif Négatif Positive

Dans un certain nombre de cas, les animaux sont donc porteurs de spores sans développer de lésions visibles : ils sont porteurs asymptomatiques. Ce sont principalement les infectés asymptomatiques qui posent problème. En effet, les dermatophytes se multiplient dans certains de leurs poils, ce qui en fait de véritables « usines à spores ». Différentes études réalisées révèlent des taux de portage variables.

En 1981, Balsari et al., dans une étude portant sur des lapins et des cobayes de laboratoires trouvent un taux de portage de Trichophyton mentagrophytes de 1/70 pour les cobayes et de 1/215 pour les lapins. (4)

En 1997, Papini et al., dans une étude portant sur des animaux de laboratoire cliniquement sains, ont retrouvé Trichophyton mentagrophytes et Microsporum canis chez respectivement 30% et 26% des cobayes, soit un taux de portage de 56%. Tous les lapins étaient indemnes. (63)

24

En 2000, Vangel et al., dans une étude portant sur des lapins et cobayes de toutes origines, arrivent à un taux de portage de Trichophyton mentagrophytes de 3,8% pour les lapins et de 3,5% pour les cobayes, Microsporum canis n’étant pas retrouvé. (74)

En 2003, Peillon, dans une étude portant sur des cobayes et lapins d’animaleries, trouve un taux de portage de Trichophyton mentagrophytes de 17% pour les cobayes. Pour les lapins Trichophyton mentagrophytes était majoritairement trouvé (dans 89% des cas) mais on rencontrait aussi Microsporum canis (dans 11% des cas), le taux de porteurs étant de 8% (64)

c) Transmission à l’homme La teigne est une zoonose, plus précisément une anthropozoonose.

(1) Espèces en cause (6, 8, 18)

Des cas de contaminations humaines ont été décrits à partir de la plupart des espèces de dermatophytes. Les dermatophytes zoophiles les plus couramment en cause sont Trichophyton mentagrophytes, Microsporum canis, Microsporum persicolor et Trichophyton verrucosum. Certains dermatophytes, à l’origine de teigne chez les animaux, sont également isolés lors de teigne humaine (par exemple Microsporum gypseum). Dans ce cas, on suspecte une contamination commune par le sol plutôt qu’une transmission de l’animal à l’homme.

(2) Modalités de contamination (6, 8, 18)

La transmission se fait, le plus souvent, par contact direct avec des animaux contaminés, qu’ils soient infectés asymptomatiques, porteurs mécaniques ou malades. Dans le cas de portage mécanique ou d’infection asymptomatique, la contamination humaine peut être le révélateur du portage de l’animal.

(3) Manifestations cliniques (18, 56)

Le plus souvent, on assiste au développement de lésions de dermatophytose de la peau glabre, au niveau des zones de contact avec l’animal. Plus rarement, on observe des lésions du cuir chevelu ou des lésions très inflammatoires. La contamination par Microsporum canis entraine essentiellement des lésions au niveau du cuir chevelu et du corps. Les enfants et les adolescents présentent une sensibilité particulière. La contamination par Trichophyton mentagrophytes induit, le plus souvent, des lésions localisées au niveau de la barbe.

3. Pathologie

a) Symptômes (6, 8, 18, 27)

Il existe différentes formes cliniques de teigne, allant de l’infection asymptomatique à une inflammation très violente avec des lésions suppuratives.

• Teigne sèche tondante : elle est majoritairement due à Microsporum canis. Elle se caractérise par la présence de quelques (une à quatre) plaques dépilées, de taille importante (4 à 7 cm), arrondies et recouvertes de squames. On note la présence de

25

poils cassés sur la lésion. L’examen à la lampe de Wood révèle une fluorescence jaune vert intense. On la rencontre plus particulièrement chez le jeune.

• Teigne sèche épilante : elle est majoritairement due à Trichophyton mentagrophytes. Elle se caractérise par l’agglomération de poils en touffes par une petite croûte de quelques millimètres de diamètre. En arrachant les poils, on découvre une zone dépilée, bien délimitée. On observe une inflammation modérée, un érythème, un squamosis. La zone dépilée s’agrandit peu à peu. La lésion est entièrement glabre, recouverte de squames ou de squamo-croûtes. En général, cette forme de teigne n’est pas prurigineuse.

• Teigne suppurée : elle est le plus souvent due à Trichophyton mentagrophytes mais Microsporum canis est parfois isolé. Elle commence par une zone érythémato-squameuse circulaire qui se tuméfie, rougit, suppure et provoque la chute de poils. Le processus inflammatoire est violent et la lésion peut être prurigineuse. On peut observer un nodule inflammatoire (kérion) de quelques centimètres de diamètre. Les orifices folliculaires sont dilatés et purulents. Les lésions s’améliorent en quelques jours et l’amélioration s’accompagne de la repousse des poils au centre de la lésion.

• Teigne favique ou favus : elle est due à Trichophyton mentagrophytes et Trichophyton quinckeanum (ne touche pas les cobayes). Cette forme de teigne est assez rare, mais on l’observe de plus en plus dans les élevages. Les lésions les plus représentatives se situent au niveau des pavillons auriculaires. Une croûte jaunâtre et poisseuse se forme à la base des poils, soulevant la couche cornée de l’épiderme. Cette croûte est la réunion de « godets faviques » formés par un feutrage mycélien à la base du poil.

b) Particularités spécifiques

• Lapin :

Les lapins de compagnie sont plus souvent infectés par Microsporum canis et Microsporum gypseum, tandis que chez les lapins de laboratoire, d’animaleries ou vivant en clapiers extérieurs, on rencontre le plus souvent Trichophyton mentagrophytes. (19, 48, 79) On rencontre plus rarement Microsporum audouinii, Trichophyton verrucosum et Trichophyton schoenleinii. (41, 69) Les lésions sont des dépilations nummulaires avec des poils cassés, de l’érythème, des croûtes jaunâtres et apparaissent typiquement sur les ailes du nez, les paupières, la face, les pavillons auriculaires et les pattes, notamment le lit de l’ongle , et occasionnellement à plusieurs endroits sur le corps. (22, 25, 41, 69) Les lésions classiques circulaires, rouges avec un centre clair sont moins fréquentes que l’alopécie diffuse accompagnée de croûtes et de squames. (22, 43, 44, 79) Le prurit est généralement présent. (25, 69) Il est alors minimal mais peut être intense dans de rares cas. (46)

• Cobaye : (12, 22, 25, 43, 66, 69, 70) On rencontre, le plus souvent, Trichophyton mentagrophytes, plus rarement, Microsporum canis, Microsporum gypseum, Microsporum audouinii et Trichophyton verrucosum. Les lésions commencent, le plus souvent, par des desquamations, des poils cassés et des zones dépilées bien définies sur le bout du nez, qui s’étendent aux régions péri-oculaires, auriculaires et au front. Dans les cas plus sévères, le dos et les membres sont également touchés. Le ventre est généralement épargné. Il peut y avoir des croûtes. Le prurit est généralement minimal ou absent.

26

Lors de certaines formes, on peut observer des dépilations diffuses avec un squamosis et un érythème de la face, du tronc et des membres. On peut également avoir des kérions.

c) Évolution (18, 27)

En général, la lésion s’étend de manière centrifuge pendant deux à quatre semaines, tout

en demeurant circulaire et bien délimitée. Ensuite, une guérison spontanée peut survenir. Les poils repoussent alors au centre de la lésion. Une lésion isolée évolue en un à deux mois. L’évolution peut être plus rapide, notamment pour les teignes très inflammatoires, ou plus lente, notamment dans le cas de favus. L’évolution décrite précédemment est celle d’une lésion isolée. La teigne peut spontanément évoluer sur plusieurs mois. En effet, à la périphérie d’une lésion qui guérit, se développent de nouvelles lésions qui évoluent à leur tour.

4. Diagnostic

a) Diagnostic épidémiologique (18, 27)

Le diagnostic épidémiologique s’appuie sur le caractère contagieux de l’affection et la présence éventuelle de contaminations humaines.

b) Diagnostic clinique (8, 18, 22, 27)

La clinique est souvent assez évocatrice de la teigne : dépilations circulaires, à contours réguliers, non prurigineuses, légèrement inflammatoires. Cependant, il existe un certain nombre de formes cliniques atypiques (inflammation sévère, prurit marqué). Chez le lapin et le cobaye, la teigne doit être suspectée dans tous les cas de perte de poils, qu’elle soit diffuse ou localisée. La suspicion clinique doit être confirmée par un certain nombre d’examens complémentaires.

c) Diagnostic différentiel (6, 8, 18)

Le diagnostic différentiel de la teigne comprend les gales psoroptique (lapin), trixacarique (cobaye), sarcoptique et notoédrique (lapin), les pseudogales (dues à Cheyletiella sp., Chirodiscoides caviae, Listrophorus gibbus), les pulicoses et les phtirioses, les démodécies, les alopécies endocriniennes (cobaye : kystes ovariens et alopécie associée à la gestation), les blessures consécutives à des batailles, diverses dermatites, la myxomatose cutanée (lapin), les staphylococcies ou les pasteurelloses cutanées.

d) Diagnostic expérimental

(1) Examen à la lampe de Wood (6, 8, 18, 22, 27, 59)

L’examen de l’animal, ou de ses poils, à la lampe de Wood (lumière ultraviolette de longueur d’onde 365 nm, filtrée sur oxyde de nickel) se réalise dans le noir. Il faut laisser chauffer la lampe cinq à dix minutes avant de l’utiliser et éclairer les lésions quelques minutes dans le noir. La lampe de Wood permet de mettre en évidence certaines espèces de Microsporum (Microsporum canis, Microsporum audouinii) et Trichophyton schoenleinii

27

(faiblement fluorescent) par apparition d’une fluorescence vert jaunâtre. Seuls les poils envahis in vivo deviennent fluorescents. Au début d’une infection, ou durant celle-ci, l’ensemble du poil apparaît fluorescent. En revanche, à la fin de l’infection, seule l’extrémité distale du poil est fluorescente.

La fluorescence peut être éliminée par certaines substances comme l’alcool. De plus, certaines souches de dermatophytes normalement fluorescents ne le sont pas. Une fluorescence peut, au contraire, être due à d’autres causes : médications, savons, kératine des squames qui donnent une coloration blanc violacé. Si l’on tient compte de ces possibilités de faux positifs et de faux négatifs, l’observation de la fluorescence vert-jaunâtre décrite ci-dessus est diagnostique.

La lampe de Wood peut également servir à choisir les poils à prélever autour d’une lésion, ou ceux à regarder sur une lame, la fluorescence n’étant pas détruite par les agents éclaircissants.

(2) Examen direct au microscope (18, 21, 22, 27)

On réalise cet examen à partir de poils ou de squames prélevés par raclages cutanés, par apposition de ruban adhésif ou à la pince. Ces éléments doivent être prélevés au niveau des lésions. Le prélèvement est ensuite éclairci au lactophénol ou à la potasse 10%. Les poils infectés se présentent comme des structures élargies avec une surface irrégulière et une structure anormale. On recherche alors la présence de filaments mycéliens dans les poils et les squames et d’arthrospores disposées autour des poils. Si cet examen est positif, l’existence de la teigne est confirmée. En revanche, il ne permet pas l’identification de l’espèce de dermatophyte en cause. Le type de parasitisme pilaire rencontré peut néanmoins être indicatif du genre. De plus, l’examen peut se révéler négatif malgré la présence de dermatophytes.

(3) Biopsie cutanée (27, 59, 60)

La biopsie cutanée peut permettre d’établir le diagnostic de teigne. Le fragment prélevé est fixé puis coupé. Bien qu’une coloration standard hémalun-éosine puisse permettre d’observer les éléments fongiques, la réaction à l’acide périodique-réactif de Schiff (PAS en anglais) les souligne en les colorant en pourpre. Dans les coupes, on pourra observer des fragments de poils entourés d’arthrospores et des fragments d’hyphes. La biopsie est particulièrement intéressante dans les cas de kérions ou de réactions granulomateuses, la culture se révélant souvent négative. La biopsie ne permet pas d’identifier l’espèce de dermatophyte en cause.

(4) Mise en culture

Il s’agit de la méthode de choix pour identifier l’espèce de dermatophyte en cause. De plus, c’est la seule méthode permettant de mettre en évidence les infectés asymptomatiques et les porteurs mécaniques.

(a) Méthodes de prélèvements (8, 18, 22, 27)

Sur un animal présentant des lésions, on prélève des poils et des squames par raclage cutané au niveau de la lésion ou par épilation. Lors d’épilation, les échantillons obtenus en

28

périphérie de lésions récentes permettent d’obtenir les meilleurs résultats. Les poils et squames sont ensuite directement placés sur le milieu de culture. Lors de recherche de teigne sur un animal asymptomatique ou présentant des lésions discrètes, on peut utiliser deux techniques : - le carré de moquette : un carré de moquette en laine, stérilisé, est passé dans les poils sur

tout le corps de l’animal. Il est ensuite appliqué sur le milieu de culture. On peut tapoter sur le dos du carré de moquette afin de faire tomber les poils et squames sur la gélose.

- la brosse à dents stérile : on brosse l’animal à l’aide d’une brosse à dents neuve, stérile. La brosse à dents est ensuite appliquée sur le milieu de culture.

(b) Milieux de culture (6, 8, 18, 21, 27, 39)

On peut utiliser différents milieux de culture. En médecine vétérinaire, deux sont

principalement utilisés. • Le milieu de Sabouraud, supplémenté avec de la cycloheximide, qui inhibe la pousse

de champignons saprophytes et du chloramphénicol, qui empêche le développement des bactéries. Les géloses sont placées à 25-27°C pendant deux à trois semaines. Les cultures doivent être observées deux fois par semaine afin de dépister le développement de contaminants et de procéder à un éventuel repiquage. On peut identifier les dermatophytes en dix à trente jours.

• Le DTM (« Dermatophyte Test Medium »). Il a été conçu pour l’identification rapide des dermatophytes humains. Il s’agit d’un milieu de Sabouraud additionné de cycloheximide, d’antibiotiques et de rouge phénol. Le rouge phénol est un indicateur coloré jaune qui vire au rouge lors d’une alcalinisation du milieu. En utilisant rapidement les protéines du DTM, les dermatophytes entrainent une alcalinisation du milieu provoquant le virage au rouge de l’indicateur coloré. Le changement de couleur se produit avant ou pendant la pousse de la colonie. En revanche, les champignons contaminants utilisent prioritairement le glucose du DTM, entraînant une acidification du milieu et donc l’absence de changement de coloration. L’alcalinisation et le changement de couleur du milieu ne se produisent qu’après la pousse de la colonie. Le milieu vire de couleur en deux à treize jours pour des dermatophytes et en quatre à neuf jours pour un contaminant. Son intérêt principal est donc la rapidité du résultat. Cependant, on peut avoir des faux positifs : en effet, dans 20% des cas environ, le changement de couleur indique la pousse de champignons contaminants. Il est donc nécessaire d’observer la colonie au microscope afin d’identifier l’espèce concernée. De plus, l’étude de Guillot et al. suggère que l’incubation à température ambiante peut conduire à des faux négatifs.

(c) Aspect macroscopique (18, 19, 21)

L’observation macroscopique des cultures donne un certains nombre de renseignements.

On s’intéresse plus particulièrement à l’aspect et à la couleur des colonies. Les caractéristiques macroscopiques des principaux dermatophytes rencontrés chez les lapins et cobayes sont résumées dans le Tableau VI.

29

Tableau VI: Aspect macroscopique de quelques dermatophytes en culture (d’après (18))

Les colonies de champignons saprophytes sont souvent noires, marron foncé, vert olive ou

grises.

L’examen macroscopique des cultures est indicatif mais il ne permet pas d’avoir l’identification précise de l’espèce. Pour cela, on a recours à l’observation microscopique du champignon.

(d) Identification microscopique (18, 20)

Comme indiqué précédemment (cf. I.A.2.b)(2)), l’observation microscopique porte sur les filaments mycéliens, les spores et les formations annexes.

Il existe différentes méthodes pour prélever un échantillon. La plus utilisée est celle dite du « drapeau de Roth » : un morceau de ruban adhésif est pris entre les mords d’une pince puis déposé à la surface de la colonie à prélever. Il est ensuite placé dans une goutte de lactophénol ou de bleu lactique, entre lame et lamelle.

À partir des caractéristiques microscopiques du champignon observé, on peut l’identifier. Le Tableau VII regroupe les caractéristiques microscopiques des principaux dermatophytes rencontrés chez les lapins et les cobayes.

Recto Verso Aspect Couleur Couleur

M. canis duveteux blanc généralement jaune orangé

M. gypseum plâtreux chamois chamois

Mic

rosp

orum

M. persicolor poudreux beige rosé jaune à rose lilas

T. mentagrophytes poudreux ou duveteux

blanc-beige incolore ou rouge foncé

T. quinckeanum duveteux lilas clair chamois

Tric

hoph

yton

T. terrestre duveteux blanc incolore

30

Tableau VII: Caractéristiques microscopiques de quelques dermatophytes en culture (d’après (18))

Figure 5: Aspect de M. canis en culture

(d’après (61))

Figure 6: Aspect de T. mentagrophytes en culture

(d’après (61))

5. Traitement et prophylaxie

Le traitement contre les teignes doit concerner aussi bien les animaux malades que leur environnement. (8, 22, 25)

a) Traitement des animaux

Pour que le traitement soit efficace, il faut traiter non seulement les animaux malades mais aussi les infectés asymptomatiques et les porteurs mécaniques. Il est également conseillé de séparer les animaux malades des animaux sains. (22, 25, 54)

Le traitement antifongique doit être poursuivi au moins deux semaines après la disparition des signes cliniques ou jusqu’à l’obtention de deux cultures fongiques négatives à un mois d’intervalle. (19, 22, 45, 47)

La guérison clinique et mycologique est plus rapide lors d’une association de traitements systémique et local que lors de traitement systémique seul. (60)

Macroconidies quantité forme paroi logettes

Microconidies Autres

éléments échinulations

M. canis ++ fuseau épaisse,

échinulations nombreuses

7-14 rares, en massue

0

M. gypseum +++ navette mince,

échinulations nombreuses

1-6 rares 0

Mic

rosp

orum

M. persicolor 0 à ++ massue mince,

échinulations rares

1-10 nombreuses, pédonculées

++ vrilles, crosses

lisse

T. mentagrophytes 0 à ++ massue mince 1-6 nombreuses,

rondes

++ vrilles, bois

de cerf, organes

nodulaires T. quinckeanum rares massue mince 1-5 nombreuses 0 T

richo

phyt

on

T. terrestre variable cylindre mince 4-8 nombreuses ± vrilles

31

Pour le cobaye, on a intérêt à associer le traitement antifongique à un régime riche en vitamine C. (67)

(1) Traitements topiques (8, 18, 22, 25, 27)

Pour une meilleure efficacité, il est recommandé de tondre les animaux présentant des lésions, notamment s’ils ont les poils longs, à condition que la tonte soit réalisée très soigneusement pour éviter de blesser la peau, ce qui entrainerait l’extension des lésions. Les traitements doivent être appliqués sur l’ensemble du corps et pas seulement sur les lésions. Ils doivent être fongicides, non irritants et pénétrants. Le Tableau VIII récapitule les différents traitements topiques utilisables en cas de teigne.

Tableau VIII: Traitements topiques utilisables contre la teigne du lapin et du cobaye (d’après (6, 8, 60, 66))

Le principal inconvénient des traitements topiques est leur difficulté de mise en œuvre en

élevage : mouiller puis sécher tous les animaux, en évitant qu’ils prennent froid.

(2) Traitements systémiques

Ils doivent être associés aux traitements topiques pour les malades et les infectés asymptomatiques, en particulier lors de lésions étendues. (18, 22)

Le Tableau IX récapitule les différents traitements systémiques utilisables en cas de teigne. Il faut noter que seule la griséofulvine a une AMM contre la teigne, chez le lapin.

Molécule Posologie et durée du traitement

Remarques spécifiques ou contre-indications

Produits vétérinaires

Natamycine

100 mg/L 2 fois à 4-5 jours d’intervalle, puis selon évolution tous les 4-5 jours

- Molécule sensible à la lumière (traiter le soir ou à l’obscurité) - Peut s’utiliser sur les régions oculaires - Peut s’utiliser sur le matériel, les nids…

Énilconazole 2mg/mL 4 applications à 4 jours d’intervalle

Bain tiède facile à réaliser Imavéral®

Miconazole Une fois par jour, pendant au moins 2-3 semaines

Chlorhexidine Diluée à 0,05% Réserver à l’usage local strict Efficacité discutée

Hibitane®

Miconazole 2% + chlorhexidine 2%

2 fois par semaine Malaseb®shampoo

Povidone iodée 1g/10 mL Utiliser non dilué Efficacité discutée

Vétédine®

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Tableau IX: Traitements systémiques utilisables contre la teigne du lapin et du cobaye (d’après (6, 8, 16, 36, 45, 48, 57, 60, 62, 65-67))

b) Désinfection des locaux (6, 8, 22, 27)

Les dermatophytes sont résistants dans le milieu extérieur, le traitement de

l’environnement est donc indispensable. Il faut désinfecter les locaux et les cages, éliminer mécaniquement le maximum de poils et de spores pouvant persister. Dans les élevages, un nettoyage à haute pression est recommandé, à condition de sécher ensuite le local pour éviter une trop forte hygrométrie. Pour plus d’efficacité, il est conseillé de brûler les litières des animaux. Les principales molécules utilisables sont : - énilconazole (Clinafarm®): le traitement de l’environnement à l’énilconazole est une

alternative au traitement des animaux. (68) - solution de soude à 4% ou à 2% dans une préparation de formol à 5% - solution de soufre - solution de formol à 10% - solution de chlorhexidine - solution de dérivés iodés - eau de Javel diluée à 10% - thiabendazole - soufre micronisé (dans les nids des femelles contaminées). Il faut le diluer au talc.

c) Prophylaxie

(1) Prophylaxie sanitaire (18, 27) La prophylaxie sanitaire repose sur des mesures simples : - en milieu contaminé : il s’agit d’éviter la contagion aux animaux sains. Pour cela, on isole

et on traite les animaux malades et les infectés asymptomatiques, on utilise un matériel d’hygiène réservé pour eux. Le manipulateur doit porter des gants et bien se désinfecter après avoir manipulé ces animaux. La litière doit être régulièrement changée et les déchets détruits. Il faut, de plus, éviter la dissémination des poils souillés à l’intérieur de l’élevage.

- en milieu sain : il s’agit d’éviter l’introduction de la teigne. Celle-ci peut-être apportée par l’introduction d’un animal teigneux ou infecté asymptomatique d’où l’importance du dépistage lors de l’introduction d’un nouvel animal. Il convient également de faire

Molécule Posologie et durée du traitement

Remarques spécifiques ou contre-indications

Produits vétérinaires

Griséofulvine

25 mg/kg/j PO pendant 14 jours selon AMM (préférer 28 jours)

- Ne pas utiliser chez les femelles en gestation - Ne pas utiliser chez les jeunes et lors d’affections hépatiques - Port de gants lors de l’administration - Guaguère et Moraillon déconseillent son usage chez les cobayes

Fulviderm®

Kétoconazole 10-40 mg/kg/j PO en 1 ou 2 prise, pendant 2 à 4 semaines

- Administrer avant le repas si possible - Déconseillé chez les femelles en gestation

Kétofungol®

Itraconazole 5-10 mg/kg/j PO Itrafungol® Terbinafine 8-20 mg/kg/j PO

33

attention aux autres animaux familiers (chien, chat) qui peuvent être porteurs de dermatophytes.

(2) Prophylaxie médicale On peut utiliser la griséofulvine en milieu contaminé. (18, 27) Il existe des vaccins dans d’autres espèces :

- Bovins : des vaccins sont efficaces en prophylaxie. (38) En Norvège, en Union soviétique et quelques autres pays, une vaccination systématique contre la teigne des bovins, due à Trichophyton verrucosum, a presque permis l’éradication de la maladie. Les vaccins vivants sont plus efficaces. (50) En France, un vaccin possède une AMM : Bovilis® Ringvac.

- Chats : la vaccination entraine une diminution de l’intensité des signes cliniques mais pas de protection vraie. (23, 24, 50)

- Renard : un vaccin a montré son efficacité en prophylaxie dans des élevages. (14) - En Russie, un vaccin, Microderm®, a prouvé son efficacité en traitement et prévention

des teignes à Trichophyton et Microsporum chez le chat, le chien, les animaux à fourrure et le lapin. (51)

- Cobayes : des essais ont été réalisés avec un vaccin inactivé. Ceux-ci montrent que la vaccination entraine une diminution de l’intensité des signes cliniques. (78)

Il n’existe pas de vaccin possédant une AMM pour la teigne chez le lapin ou le cobaye en France.

II. G ÉNÉRALITÉS SUR TRIXACARUS CAVIAE ET SUR LA GALE TRIXACARIQUE

A. Généralités sur Trixacarus caviae

1. Définitions Les animaux sont des êtres vivants multicellulaires, hétérotrophes. (30)

Les gales sont des acarioses dermotropes, infectieuses et très contagieuses entre espèces homologues, dues à la multiplication et à l’action pathogène d’acariens psoriques sarcoptidés ou psoroptidés vivant, respectivement, dans la couche cornée ou à la surface de l’épiderme de l’homme et de nombreuses espèces animales. Les gales sont cliniquement caractérisées par un symptôme commun à toutes les formes de l’affection : un prurit violent. (30, 31)

2. Systématique (17, 30, 31)

Trixacarus caviae appartient à l’embranchement des arthropodes, à la super-classe des chélicérates, à la classe des arachnides, à la sous-classe des acariens, à l’ordre des acaridiés, à la famille des sarcoptidés et au genre Trixacarus.

34

Tableau X: Place de Trixacarus caviae dans la systématique

3. Morphologie (17, 32, 71)

Le parasite mesure environ 200 µm de long. La femelle est plus grande que le mâle. Trixacarus caviae ressemble à Sarcoptes scabiei mais il est plus petit. En revanche, il a des dimensions proches de celles de Notoedres cati. Le Tableau XI regroupe les différences entre ces trois espèces.

Tableau XI: Différences entre les femelles adultes de Sarcoptes scabiei, Notoedres cati et Trixacarus caviae (d’après (71))

Embranchement Arthropodes

Métazoaires à symétrie bilatérale, métamérisés, possédant des appendices articulés, un exosquelette dur, contenant de la chitine, d’où une croissance discontinue (mues).

Super-classe Chélicérates

Absence d’antennes, d’ailes et de mandibules. Présence d’appendices : chélicères, pédipalpes. 4 paires de pattes chez les adultes et les nymphes, 3 paires chez les larves.

Classe Arachnides

Chélicères pluriarticulées préhensiles terminées en pince. Pédipalpes préhensiles, masticateurs ou sensoriels. Respiration aérienne. Corps divisé en 2 parties : proterosoma et hysterosoma.

Sous-classe Acariens

Faibles dimensions. Hysterosoma non segmenté et fusionné avec le proterosoma formant l’idiosoma. Isolement des pièces buccales (gnathosoma).

Ordre Acaridiés Téguments minces. Pas de trachées, pas de stigmates visibles. Certaines pattes portent des ventouses.

Famille Sarcoptidés

Pattes courtes (ne dépassant ni le rostre, ni le bord postérieur du corps). Rostre court, carré. Ventouses portées par des pédicules longs et non articulés.

Genre Trixacarus

Contour ovalaire. Face dorsale portant des écailles triangulaires, mais dépourvue d’épines. Anus terminal chez le mâle, dorsal chez la femelle.

Espèce Trixacarus caviae Parasite du cobaye.

Sarcoptes scabiei Notoedres cati Trixacarus caviae Longueur (µm) 400-430 225-250 230-240 Position de l’anus Terminale Dorsale Dorsale

Soies dorsales Quelques épines dorsales

Soies dorsales simples (pas d’épine)

Soies dorsales simples (pas d’épine)

Écailles dorsales Nombreuses, pointues Peu nombreuses, arrondies

Nombreuses pointues

35

Figure 7: Vue dorsale de femelle adulte de Trixacarus caviae (d’après (71))

4. Biologie (35, 71)

Le mode de vie de Trixacarus caviae est supposé être le même que celui de Sarcoptes

scabiei. La femelle creuse des tunnels dans l’épiderme, dans lesquels elle dépose des œufs et où se déroule le développement du parasite.

B. Étude de la gale à Trixacarus caviae

1. Épidémiologie

a) Épidémiologie descriptive

Il existe un état de portage asymptomatique. La maladie peut apparaître sur des individus ou des groupes d’individus gardés isolés pendant longtemps d’autres animaux. Certains cobayes peuvent aussi rester indemnes cliniquement même lorsqu’ils sont placés en contact étroit avec des animaux sévèrement touchés. (10, 33, 54) Les parasites peuvent être présents longtemps sans signe clinique et se multiplier à la faveur d’un stress ou d’un état de moindre résistance (surpopulation, gestation, alimentation défectueuse…) (10-12, 15)

Dans les élevages, l’affection apparaît souvent sous forme de petites épizooties, sans qu’un animal galeux n’ait été introduit dans les semaines ou les mois précédents. (10)


(1) Sources de parasites

La source du parasite sur des animaux déclarant la maladie reste souvent une énigme. Il est donc probable que la contamination soit antérieure à l’acquisition, que certains cobayes hébergent un petit nombre de parasites sans présenter de signe clinique et que la maladie se déclare à la faveur d’un « stress » permettant la multiplication des parasites. (10)

36

(2) Supports et modalités de contamination (10, 35, 67, 71, 77)

Les modalités de contamination sont méconnues.

Il semble que la contamination puisse être directe par contact physique rapproché ou indirecte par l’intermédiaire d’objets. La mère peut contaminer ses petits à la naissance.

(3) Facteurs prédisposants (37)

(a) Facteurs intrinsèques (10, 12, 33, 54)

On dénombre un certain nombre de facteurs prédisposants intrinsèques : l’âge, les animaux âgés étant plus touchés, la présence d’une maladie, une hypovitaminose C. Les femelles gestantes sont plus sensibles. Enfin, une prédisposition génétique a été décrite.

(b) Facteurs extrinsèques (10, 12, 32)

La surpopulation, une alimentation défectueuse, une modification de l’habitat et de

l’alimentation, l’augmentation de la température ambiante et/ou une diminution de la ventilation, ainsi que l’utilisation de l’animal dans le cadre d’expérimentations sont des facteurs extrinsèques qui prédisposent au développement de la maladie.

c) Transmission à l’homme

Trixacarus caviae est transmissible à l’homme, notamment aux enfants jouant avec des cobayes. (28, 29, 31) Un contact fréquent et prolongé entre l’animal et l’homme semble nécessaire pour que la transmission s’effectue. (10) Cette gale provoque un prurit éphémère qui disparaît spontanément avec l’arrêt des contacts avec les animaux atteints. (10, 15, 31) Il s’agit d’une dermite prurigineuse, avec des papules sur le cou, les bras et les jambes. Des lésions de grattage se développent ensuite. (12, 15)

2. Clinique

a) Symptômes (3, 10, 12, 15, 26, 33, 36, 37, 43, 47, 54, 62, 67, 69, 72, 77)

Les signes cliniques apparaissent généralement trois à cinq semaines après l’infestation.

Cependant, l’infestation peut rester inapparente pendant des périodes considérables. Les lésions sont principalement observées autour de la tête, des épaules, sur les flancs, les membres et sur la ligne du dos, mais elles peuvent s’étendre et atteindre tout l’animal. L’extrémité des membres et les oreilles sont souvent épargnées. On observe des lésions très prurigineuses et érythémateuses et une alopécie secondaire ainsi que des excoriations. La peau est sèche ou séborrhéique. Le prurit répond peu aux corticoïdes. Des infections bactériennes secondaires sont fréquentes. Le passage à la chronicité conduit à de la lichénification, de l’hyperpigmentation, à l’apparition de croûtes jaunâtres, souvent grasses, parfois sèches et de squames psoriasiformes ainsi que des signes généraux : apathie, anorexie, amaigrissement, voire mort par septicémie ou insuffisance rénale.

37

Dans les cas où le prurit est sévère, le cobaye peut également présenter des signes nerveux (convulsions, course en cercle, hyperesthésie). Chez les animaux gestants, on peut observer des résorptions fœtales ou des avortements.

b) Évolution (15, 77)

La mort peut survenir, en quelques semaines à quelques mois, par surinfection bactérienne, insuffisance rénale ou anorexie et épuisement.

3. Diagnostic

a) Diagnostic épidémiologique

Un changement de comportement est assez souvent rapporté et peut être à l’origine de la consultation. (15) On peut également se baser sur des contaminations humaines. (10)

b) Diagnostic clinique (28)

Le prurit violent est un symptôme constant de la gale trixacarique. Le diagnostic repose également sur la présence d’une dépilation diffuse. Au niveau des lésions, la peau est érythémateuse et couverte de squamo-croûtes. Les dépilations peuvent être absentes et la seule manifestation de la gale être un squamosis.

c) Diagnostic différentiel (10)

• Autres dermatoses parasitaires prurigineuses : gale sarcoptique, pseudogale à Chirodiscoides caviae, trombiculose, infestation par les tiques, pulicose, phtiriose, dermatite par piqûres de Diptères

• Teignes • Infection bactérienne • Carence en vitamine A

d) Diagnostic expérimental (15, 28, 33, 67, 69, 71)

Les parasites sont facilement mis en évidence lors d’atteintes anciennes, mais sont plus difficiles à trouver lors de formes aiguës. On les recherche par : - Raclage cutané : l’examen direct des produits des raclages cutanés, éclaircis dans du

lactophénol, permet de mettre en évidence les parasites. - « Scotch-test » : il permet de mettre en évidence le parasite, notamment dans des cas

chroniques, en permettant un prélèvement de larges surfaces cutanées.

Il est, parfois, difficile de mettre le parasite en évidence ; des raclages cutanés négatifs, alors que les signes cliniques sont en faveur, ne doivent pas conduire à exclure la gale à Trixacarus caviae. Au contraire, ils doivent conduire à la mise en place d’un traitement acaricide.

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a) Traitement

Le traitement doit concerner les animaux malades et tous les animaux en contact avec un animal malade. (10, 15, 47, 54, 73) Les cobayes sévèrement touchés doivent recevoir une thérapie de soutien, incluant notamment de la vitamine C. (73)

(1) Traitements topiques

Selon Boussarie, les acaricides locaux sont obsolètes. (12) On retrouve la même indication chez Moraillon. (57) On peut utiliser l’amitraze dilué de 0,025 à 0,05% dans l’eau, en brossage. Il faut réaliser ces brossages espacés d’une à deux semaines, jusqu’à la guérison de l’animal. (15, 37)


Les auteurs s’accordent sur le choix de l’ivermectine comme molécule à utiliser préférentiellement pour le traitement, mais les protocoles varient.

• Ivermectine (Ivomec®) : de 0,2 à 0,8 mg/kg par voie sous-cutanée, orale ou spot-on, répété deux à trois fois, à des intervalles variant de 5 à 15 jours. (3, 15, 36, 44, 52, 54, 57, 62, 65, 67, 69, 73)

• Sélamectine (Stronghold®): 12-15 mg/kg spot-on, au moins deux applications à 15 jours d’intervalle. (15, 57)

• Moxidectine (Advocate®): 1 mg/kg spot-on, deux fois à 15 jours d’intervalle. (57)

Il faut noter que, même si un certain nombre d’auteurs proposent l’administration par voie orale ou en spot-on de l’ivermectine, il semble qu’il n’y ait pas d’absorption orale ou transcutanée de celle-ci chez le cobaye. En effet, McKellar et al. ont administré 0,5 mg/kg d’ivermectine par voie orale, sous-cutanée et en spot-on à trois groupes de cobayes. 72 heures après cette administration, ils ont prélevé du sang de cobayes appartenant à chacun de ces trois groupes, puis ils ont dosé la concentration d’ivermectine présente dans le plasma. L’ivermectine a été détectée uniquement chez les animaux auxquels elle avait été administrée par voie sous-cutanée. (52)

b) Désinfection des locaux

La désinfection des locaux est obligatoire étant donné le temps de survie du parasite dans

le milieu extérieur (deux à trois semaines en se basant sur les connaissances relatives à Sarcoptes scabiei). (15, 54, 71)

c) Prophylaxie

En cas de gale à Trixacarus caviae dans un élevage, on peut traiter tous les animaux avec de l’ivermectine par voie orale. (67)

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III. G ÉNÉRALITÉS SUR CHEYLETIELLA ET LA CHEYLETIELLOSE

A. Généralités sur Cheyletiella sp.

1. Définitions (30)

Une pseudogale est une acariose à expression cutanée due à l’action pathogène d’acariens non psoriques. Elle est le plus souvent infectieuse, due à la multiplication de l’acarien responsable (cheylétiellose, acarioses de rongeurs dues aux genres Myobia, Myocoptes). Mais elle peut également être de nature allergique.

La cheylétiellose est une acariose cutanée infectieuse, contagieuse et assez spécifique, due à l’action pathogène d’un acarien Trombidoidea Cheyletidae.

2. Systématique (17, 30, 31)

Les cheylétielles appartiennent à l’embranchement des arthropodes, à la super-classe des chélicérates, à la classe des arachnides, à la sous-classe des acariens, à l’ordre des prostigmates, à la famille des cheylétidés et au genre Cheyletiella.

Tableau XII: Place des cheyletielles dans la systématique

Embranchement Arthropodes Métazoaires à symétrie bilatérale, métamérisés, possédant des appendices articulés, un exosquelette dur, contenant de la chitine, d’où une croissance discontinue (mues).

Super-classe Chélicérates Absence d’antennes, d’ailes et de mandibules. Présence d’appendices : chélicères, pédipalpes. 4 paires de pattes chez les adultes et les nymphes, 3 paires chez les larves.

Classe Arachnides Chélicères pluriarticulées préhensiles terminées en pince. Pédipalpes préhensiles, masticateurs ou sensoriels. Respiration aérienne. Corps divisé en 2 parties : proterosoma et hysterosoma.

Sous-classe Acariens Faibles dimensions. Hysterosoma non segmenté et fusionné avec le proterosoma formant l’idiosoma. Isolement des pièces buccales (gnathosoma).

Ordre Prostigmates Rostre bien développé, chélicères robustes, pédipalpes non appliqués sur les chélicères. Les stigmates s’ouvrent à la base des chélicères.

Famille Cheylétidés Chélicères courtes et styliformes. Pédipalpes bien développés, portant un crochet. Pattes terminées par une griffe doublement pectinée. Stigmates en forme de M sur le rostre.

Genre Cheyletiella Corps ovalaire avec sillon transversal.

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3. Morphologie (30)

Les cheylétielles sont submicroscopiques : le mâle mesure 260 à 320 µm de longueur et la femelle 390 à 450 µm. Elles possèdent un solénidion de forme variable selon les espèces (cf. Figure 9): - ovalaire, chez Cheyletiella blakei, parasite du chat - subcirculaire, chez Cheyletiella parasitovorax, parasite du lapin - cordiforme, chez Cheyletiella yasguri, parasite du chien.

Figure 8: Vue dorsale de Cheyletiella parasitovorax adulte femelle (d’après (71))

Figure 9: De gauche à droite : Solénidions de C. blakei, C. parasitovorax, C.yasguri (d’après (30))

4. Biologie (1, 9, 11, 35, 55, 58, 69, 71, 77)

Les cheylétielles sont des parasites externes de la peau et du pelage qui creusent des

pseudotunnels dans la couche kératinisée de l’épiderme. Elles se nourrissent des cellules kératinisées de la peau et pompent la lymphe ou d’autres liquides tissulaires. Elles se nourrissent de ces fluides en perçant l’épiderme avec leurs chélicères en forme de stylet. Tous les stades du développement se déroulent sur l’hôte. Les femelles arriment leurs œufs aux poils de l’animal à 2-3 mm environ de la peau. Les adultes femelles et les œufs peuvent survivre au moins dix jours dans le milieu extérieur, voire plus dans des environnements froids. Les mâles, les larves et les nymphes ne survivent que deux jours environ dans le milieu extérieur.

Dans le milieu extérieur, les cheylétielles pourraient avoir un comportement de prédateur envers d’autres acariens. Mais cela est remis en question.

41

Les cheylétielles ont été observées sur des insectes ectoparasites, sur lesquelles elles se nourrissent. Cheyletiella parasitovorax est un vecteur de la myxomatose.

B. Étude de la cheylétiellose

1. Épidémiologie (40, 55, 69, 75)

La cheylétiellose du lapin est provoquée par Cheyletiella parasitovorax. Cependant, les cheylétielles n’ont pas une spécificité d’hôte stricte. Ainsi, des transferts expérimentaux de Cheyletiella yasguri ont été réalisés entre des chiens et des lapins.

a) Épidémiologie descriptive (30, 41, 45, 55, 58, 71)

Certains lapins sont porteurs asymptomatiques de Cheyletiella parasitovorax. Les cheylétielles sont très contagieuses et peuvent se répandre rapidement dans une colonie de lapins.


(1) Sources de parasites (58, 71)

Les animaux infestés, qu’ils soient malades ou simples porteurs, constituent la principale source de cheylétielles. Mais à cause de la durée de survie des cheylétielles dans le milieu extérieur, l’environnement peut également être une source de parasites.

(2) Supports de la contamination (44, 53)

Les poils et les squames de l’environnement peuvent contenir des œufs et être à l’origine d’une contamination.

(3) Modalités de contamination (2, 9, 35, 58, 71, 75, 76)

La contamination peut se faire par contact direct avec un animal malade ou un porteur sain : toutes les formes du parasite se déplacent librement sur la peau et dans les poils. Ainsi, un animal sain qui rentre en contact avec un animal porteur s’infeste facilement. Elle peut également être indirecte par l´intermédiaire de l´environnement contaminé ou l’intervention de vecteurs mécaniques, vivants (puces, poux ou mouches) ou non, sur lesquels les cheylétielles peuvent se fixer.

(4) Facteurs prédisposants

(a) Facteurs intrinsèques (2, 9, 30, 41, 58)

• Âge : les signes cliniques sont plus fréquemment observés chez des animaux jeunes, particulièrement dans les animaleries, les élevages, ou tout autre lieu où de nombreux animaux sont au contact les uns des autres.

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• Immuno-dépression • Race : les lapins à poils longs sont prédisposés. • Problèmes sous-jacents : maladie dentaire, obésité ou spondylite. Ils empêchent le

lapin de se toiletter correctement et permettent la prolifération des parasites.

(b) Facteurs extrinsèques (9)

Le « stress » lié à un changement de conditions de vie, de température ou d’alimentation, la vie en communauté, ainsi qu’une mauvaise hygiène sont des facteurs prédisposant à la cheylétiellose.

c) Transmission à l’homme (2, 9, 12, 28, 31, 40, 70, 71, 75, 76)

La cheylétiellose est une zoonose qui se traduit par un prurigo strophulus ou une dermatite eczématiforme. Ceci se traduit par un prurit persistant parfois intense, accompagné de lésions érythémateuses et excoriées. On note la présence de macules, de pustules, de vésicules et de papules avec un centre nécrotique. Les lésions sont localisées principalement au niveau des bras ou des cuisses, c’est-à-dire les zones avec lesquelles l’animal parasité a été en contact. Les lésions rétrocèdent spontanément lorsque l’animal est traité. Le passage des parasites à l’homme s’effectue par contacts directs, même brefs, avec des animaux infestés et il est facilité par la grande mobilité des parasites, que les puces peuvent aussi véhiculer (phénomène de phorésie). Les cheylétielles sont capables de pénétrer dans les vêtements. Les enfants semblent particulièrement sensibles.

Les cheylétielles sont incapables de se reproduire sur la peau humaine. Ainsi l’infestation cutanée de l’homme ne dure que tant que le contact avec les animaux parasités persiste. Ce sont donc des agents d’hémizoonose.

2. Clinique

a) Symptômes (12, 37, 40, 41, 43-45, 55, 58, 69, 77, 79)

Généralement, les lésions sont réparties au niveau de la région scapulaire, du dos, spécialement à la base de la queue et, à un degré moindre, sur l’abdomen. Cependant, elles sont parfois limitées à la face. En général, les lésions ne sont pas sévères. Le prurit est variable. On note un éclaircissement plus ou moins marqué de la fourrure, une légère alopécie secondaire au prurit, un squamosis important, des papules, des croûtes gris-blanchâtre et légèrement onctueuses, en dessous desquelles le tégument est parfois érythémateux et douloureux. Les poils en périphérie des lésions partent en touffes.

b) Évolution

En général, l’évolution est favorable. Il faut faire attention à la contamination d’autres animaux ou de l’homme. (46)

43

3. Diagnostic a) Diagnostic clinique (12, 28, 44, 71)

Les animaux suspects présentent une dermatose furfuracée (exfoliation semblable à du

son) localisée préférentiellement en région interscapulaire. Le prurit est d’intensité variable. Des aires dépilées peuvent être observées mais elles sont discrètes et irrégulières. La suspicion de cheylétiellose est souvent basée sur les signes cliniques de squamosis sévère. L’existence d’une contagion à l’homme est un élément intéressant à prendre en compte.

b) Diagnostic différentiel (5, 46)

• Autres dermatoses parasitaires prurigineuses : gales, pulicose, phtiriose, infestation par les tiques, dermatite par piqûres de Diptères

• Teigne • Dermatite bactérienne • Réaction à une injection sous-cutanée au niveau du cou • Adénite sébacée • Hypersensibilité

c) Diagnostic expérimental

• Observation microscopique de débris de pelage éclaircis au lactophénol qui révèle la présence de parasites ou d’œufs. Ces débris peuvent être recueillis de différentes manières : soit par brossage de la fourrure (notamment à l’aide d’un peigne à puces) au dessus d’une feuille, soit par apposition de ruban adhésif. On peut également réaliser un raclage cutané. (12, 28, 34, 40, 41, 44, 45, 53, 58, 69)

• On peut brosser les lésions de l’animal au-dessus d’un morceau de papier. Une écoute attentive permet ensuite d’entendre les parasites faire crisser le papier. (7) On peut également voir le mouvement des parasites, notamment en observant les débris récoltés sur un fond foncé : les parasites sont vus comme des points blancs qui bougent, d’où l’appellation anglaise « walking dandruff » (pellicules qui marchent) Les parasites peuvent aussi être identifiés en observant les débris à l’aide d’une loupe. (35, 46, 58, 71)


a) Traitement (34, 41, 55, 58, 75)

Il faudrait traiter, à la fois, les animaux malades et tous les animaux en contact avec un

animal malade. De plus, il faut identifier les éventuels problèmes sous-jacents et les traiter également.

Dans tous les cas, le traitement doit être long (au moins huit semaines) car les œufs ne sont pas sensibles aux acaricides. Dans l’idéal, il faut également réaliser un contrôle quatre à six semaines après le début du traitement afin d’identifier une réinfestation. Cependant, même en cas de contrôle négatif, il est conseillé de poursuivre le traitement deux à quatre semaines après la guérison des signes cliniques.

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(1) Traitements topiques

On utilise des acaricides. La plupart d’entre eux sont efficaces sur les cheylétielles. (40) On peut utiliser les molécules suivantes: (55)

• Dichlorvos (71) • Perméthrine 1% (37) • Amitraze à 0,025% ou à 0,5% diluée pour moitié dans le propylène glycol et l’eau:

pulvérisations ou bains une fois par semaine, pendant trois à quatre semaines (5, 7, 13) Ce traitement est déconseillé par Moraillon. (57)

L’amitraze peut être toxique pour les lapins. (58)

Ces traitements fastidieux, voire dangereux, bien qu’efficaces, devraient être abandonnés au profit des traitements systémiques. (11, 57)


• Ivermectine (Ivomec®) : c’est le traitement de choix. (11, 69) On l’utilise à la dose de 200 à 500 µg/kg, selon les auteurs, par voie sous-cutanée, orale ou en spot-on, tous les 7 à 15 jours, deux à six fois. (2, 37, 44-46, 53, 57, 58, 71, 79) La réponse au traitement est grandement améliorée si l’animal est traité avec un antiparasitaire externe (spot-on ou spray) au moins une fois. (58)

• Sélamectine (Stronghold®) : spot-on, trois fois à deux semaines d’intervalle (37) ou 6 à 18 mg/kg, deux fois à 28 jours d’intervalle (46), deux ou trois fois, à deux à quatre semaines d’intervalle (53) ou encore 10 mg/kg, trois fois à 15 jours d’intervalle. (57) La sélamectine semble être efficace même en dose unique à 12 mg/kg. (43, 49)

• Imidaclopride-moxidectine (Advocate®) : 10 mg/kg-1mg/kg, trois fois à un mois d’intervalle. (57)

Il faut noter que l’ivermectine administrée par voie orale semble être moins efficace que la

sélamectine ou l’ivermectine administrée par voie sous-cutanée. (53)

Il faut également souligner que le fipronil (Frontline®) ne doit pas être utilisé chez le lapin du fait de sa toxicité pour cette espèce. (41, 57)

b) Désinfection des locaux (40, 44, 45, 55, 75)

Le milieu extérieur doit être désinfecté et nettoyé étant donné la grande résistance du parasite. On peut utiliser des insecticides. Un nettoyage minutieux de la cage et de l’environnement après chaque traitement et l’utilisation d’un produit desséchant (la poudre de borate par exemple) autour de la cage et dans le bac à litière peuvent aider à contrôler la réinfestation.

c) Prophylaxie

Dès l’apparition de cheylétiellose, on isole l’animal atteint de ses congénères. Si cela n’est pas possible, on traite l’ensemble des animaux préventivement. Les litières sont brûlées. (7) Lors d’une introduction, les nouveaux arrivants devraient systématiquement être placés en quarantaine pendant deux semaines, voire traités avec de l’ivermectine à 0,4 mg/kg par voie sous-cutanée, deux fois à quatorze jours d’intervalle. (43)

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DEUXIÈME PARTIE : ÉTUDE EXPÉRIMENTALE I. I NTRODUCTION

L’étude a débuté suite à la demande d’un éleveur qui, travaillant dans le milieu des animaleries et sensibilisé par la thèse de Stéphanie Peillon (64), avait pris conscience du problème zoonotique que représente la teigne chez les cobayes notamment. Au moment de créer, avec son épouse, son propre élevage de lapins et de cobayes, il voulait essayer d’avoir un élevage indemne de teigne afin d’obtenir un « certificat » qui pourrait être présenté lors de la vente en animalerie. Il a contacté l’école vétérinaire. Nous avons donc mis en place ce protocole et nous nous sommes également intéressés à la cheylétiellose et à la gale à Trixacarus caviae, toutes deux étant également des zoonoses. En cours d’étude, les éleveurs ont décidé d’arrêter le protocole. Nous reviendrons sur les raisons ayant conduit à cet arrêt dans la discussion.

II. M ATÉRIEL ET MÉTHODE

A. Éléments communs aux dermatophytes et acariens

1. Présentation de l’élevage L’élevage est un élevage familial, situé dans les monts du lyonnais.

a) Origine des animaux

Les premiers animaux ont été acquis auprès d’animaleries (invendus) ou auprès d’éleveurs spécialisés. Par la suite, les lapins sont renouvelés principalement à partir des naissances obtenues dans l’élevage. Cet auto-renouvellement est également souhaité pour les cobayes, mais n’est pas encore possible.

b) Locaux

Jusqu’à la fin de l’année 2010, les lapins et les cobayes étaient élevés dans le garage. Ensuite, seuls les cobayes sont restés à cet endroit (ainsi que d’autres à l’extérieur), les lapins étant transférés dans un tunnel.

(1) Premiers prélèvements

Les lapins sont en cages individuelles dans une petite salle annexée au garage. D’autres sont placés au dessus des enclos des cobayes (cf. Figure 10 et Figure 11). Les cobayes sont groupés dans sept enclos en béton carrelés d’1 m² environ (cf. Figure 11).

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Figure 10: Salle d'élevage des lapins

Figure 11: Installation des cobayes

(2) Contrôles

(a) Lapins

Les lapins sont élevés dans un tunnel de 4 mètres sur 10 présentant un sas, une ventilation,

un système de chauffage (pour l’hiver) ainsi qu’un système de refroidissement par rideau d’eau (pour l’été). Ils sont logés en clapiers individuels. Le tunnel a une capacité de 84 lapins.

Figure 12: Tunnel d'élevage des lapins

(b) Cobayes

Entre quarante et cinquante adultes sont maintenus dans le garage, dans les enclos

carrelés. Les animaux malades sont isolés dans des cages à l’écart. Trente adultes sont élevés en extérieur, dans deux enclos de 30 m² avec une cabane en bois de 6 m², partagée en deux.

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Figure 13: Enclos extérieurs des cobayes

2. Choix et identification des animaux

a) Premiers prélèvements

La demande des éleveurs étant d’arriver à l’assainissement de l’élevage pour la teigne,

nous avons fait le choix de prélever tous les animaux sevrés. Nous considérerons les animaux non-sevrés comme ayant le même statut que leur mère.

L’identification des lapins a été simple à réaliser : ils sont en cages individuelles et portent tous un nom, unique, marqué sur cette cage. Nous avons donc conservé cette identification.

Pour les cobayes, nous avons été confrontés à plusieurs impératifs : il fallait une identification durable, qui ne soit pas gênante d’un point de vue esthétique étant donné le devenir des animaux et facile à mettre en œuvre. Nous avons donc décidé de photographier chaque animal, de noter la case où il était et de l’identifier avec un numéro unique.

b) Contrôles

Le protocole ayant été interrompu, nous avons prélevé des animaux en partance pour des animaleries afin d’évaluer l’état sanitaire de ces animaux et l’efficacité du traitement mis en place par les éleveurs.

B. Concernant les dermatophytes

1. Réalisation des prélèvements

Un examen clinique rapide est réalisé afin d’identifier les animaux qui présentent des

lésions de teigne. On réalise également un examen à la lampe de Wood.

• Sur les animaux apparemment sains : à l’aide d’une brosse à dents stérile, on brosse l’ensemble du pelage de l’animal. Puis on renferme la brosse à dents dans son emballage afin d’éviter d’éventuelles contaminations par le milieu extérieur. Le prélèvement est alors identifié de manière indélébile.

• Pour les animaux présentant des lésions ou positifs à la lampe de Wood, on réalise également un prélèvement par brossage. On prélève aussi des poils au niveau des lésions. Ceux-ci sont placés dans des tubes stériles et identifiés.

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2. Mise en culture

Le matériel prélevé est mis en culture dans des boites de Pétri contenant du milieu de Sabouraud additionné de chloramphénicol et d’actidione. La mise en culture s’effectue de manière stérile à proximité d’un bec Bunsen. Les boites sont ensuite identifiées (nom ou numéro de l’animal) puis placées en incubateur à 26-27°C pendant trois semaines. Les cultures sont contrôlées tous les deux jours au début puis quotidiennement à partir du moment où des colonies ont commencé à pousser.

3. Identification

La lecture des cultures est effectuée deux à trois semaines après l’ensemencement (on considère une culture stérile en l’absence de pousse au bout de trois semaines). Elle s’effectue en deux temps : un examen macroscopique et un examen microscopique, décrits dans la partie I.B.4.d)(4).

4. Traitement

a) Médical

Les impératifs de l’élevage ainsi que la volonté de l’éleveur, nous ont amenés à utiliser l’énilconazole comme unique traitement. Suite aux résultats, les lapins ont été traités deux fois à quatre jours d’intervalle à l’énilconazole lors de l’entrée dans le tunnel. Les cobayes devaient être traités, également à l’énilconazole, deux fois par semaine pendant trois mois, puis contrôlés. Au moment où le contrôle devait être réalisé, des animaux présentent encore des lésions, le contrôle a été repoussé. Les éleveurs n’arrivant pas à assainir leur élevage, ils ont décidé d’abandonner l’étude. Mais ils continuent cependant le traitement de tous les cobayes à l’énilconazole, une fois par semaine.

b) Sanitaire

Les animaux présentant des lésions sont sortis de l’enclos et isolés dans des cages en périphérie.

C. Concernant Trixacarus caviae et Cheyletiella sp.

1. Réalisation des prélèvements

Un examen clinique rapide est réalisé afin de voir si les animaux présentent des lésions de gale ou de cheylétiellose. En présence de lésions, on prélève des squames et des croûtes par raclage cutané. Celles-ci sont placées dans des tubes secs identifiés. En l’absence de lésions, on réalise les prélèvements à l’aide de ruban adhésif collé en plusieurs endroits de l’animal, notamment au niveau du dos, de la croupe (pour les cobayes) et des épaules (pour les lapins), lieux habituels de vie des parasites. Le ruban adhésif est ensuite collé sur une lame et la lame est identifiée par le numéro ou le nom de l’animal.

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2. Identification

Les croûtes et les squames sont placés dans du lactophénol entre lame et lamelle puis observées au microscope pour rechercher les parasites. Les lames avec le ruban adhésif sont elles aussi observées au microscope pour rechercher la présence éventuelle de parasites. En cas de besoin, une goutte de lactophénol est rajoutée sous le ruban adhésif.

3. Traitement

Les animaux porteurs de parasites sont isolés des autres animaux et sont traités à l’aide de sélamectine à la dose de 6 à 15 mg/kg, trois fois à dix jours d’intervalle.

III. R ÉSULTATS Les annexes 1 à 4 regroupent les résultats détaillés des cobayes et des lapins nains.

A. Concernant les dermatophytes

1. Chez les cobayes


Les premiers prélèvements ont été réalisés le 8 avril 2010 sur trente cobayes. La mise en culture a été réalisée le 12 avril 2010. Deux animaux présentaient des lésions compatibles avec la teigne, l’un d’entre eux étant positif au test à la lampe de Wood. Le Tableau XIII regroupe les résultats des prélèvements.

Tableau XIII: Résultats des prélèvements du 8 avril 2010

Résultat des cultures Nombre d’animaux Pourcentage

Microsporum canis 10 (dont 1 présentant des lésions)

33,3%

Trichophyton mentagrophytes 8 (dont 1 présentant des lésions)

26,7%

M.canis +T.mentagrophytes 1 3,3% Pas de dermatophytes 11 36,7%

63,3% des cobayes prélevés ce jour sont donc porteurs de dermatophytes. 57% des cobayes prélevés sont porteurs asymptomatiques. Devant l’ampleur de la contamination, il a été décidé de traiter l’ensemble des animaux. Le traitement choisi par les éleveurs est l’énilconazole, deux fois par semaine pendant trois mois. Nous avions proposé d’associer à ce traitement un traitement à l’itraconazole tous les jours pendant une semaine, puis un arrêt d’une semaine, en effectuant ce cycle trois fois et de traiter l’environnement à l’aide de clinafarm®.

50

b) Contrôle

Le contrôle a été réalisé le 10 mai 2011 sur dix-huit cobayes prêts à partir en animalerie, ainsi que deux adultes. La mise en culture a eu lieu le 12 mai 2011. Toutes les cultures se sont révélées négatives en ce qui concerne les dermatophytes. On note cependant la présence de contaminants dans six d’entre elles.

2. Chez les lapins


Les prélèvements ont été réalisés le 10 juin 2010 sur la totalité des individus adultes présents dans l’élevage à ce moment donné. La mise en culture a été réalisée le 22 juin 2010. Tous les prélèvements se sont révélés négatifs en ce qui concerne les dermatophytes. Dans un certain nombre de cultures, on a retrouvé la présence d’un contaminant : Scopulariopsis sp.

Par mesure de précautions, certains lapins étant situés au-dessus des enclos des cobayes, il a été conseillé aux éleveurs de traiter tous les lapins deux fois à l’aide d’énilconazole.

b) Contrôle

Le contrôle a été réalisé le 10 mai 2011 sur sept lapins prêts à partir en animalerie. La mise en culture a eu lieu le 12 mai 2011. Toutes les cultures se sont révélées négatives en ce qui concerne les dermatophytes. On note cependant la présence de contaminants dans l’une d’entre elles.

B. Concernant Trixacarus caviae

Tous les prélèvements réalisés se sont révélés négatifs en ce qui concerne Trixacarus caviae. En revanche, sur l’un des animaux, nous avons observé la présence de Chirodiscoides caviae.

Figure 14: Chirodiscoides caviae adulte retrouvé sur l'un des cobayes

51

C. Concernant Cheyletiella sp.

Les prélèvement n’ont montré la présence de cheylétielles que sur un seul animal, asymptomatique, sur les soixante-quatre prélevés, lors des premiers prélèvements de 2010. Il a été proposé de le traiter avec de la sélamectine, mais l’animal était déjà parti de l’élevage. On a donc un taux de portage asymptomatique de 1,6%.

Figure 15: Cheylétielle adulte retrouvée sur l'un des lapins

Sur d’autres animaux, également asymptomatiques, nous avons mis en évidence

Listrophorus gibbus.

Figure 16: Listrophorus gibbus femelle adulte

Figure 17: Listrophorus gibbus mâle adulte

52

IV. D ISCUSSION

A. Au sujet des dermatophytes

1. Concernant les résultats des premiers prélèvements

a) Nombre d’animaux touchés

(1) Cobayes

Le taux de portage asymptomatique auquel nous avons été confrontés se situe dans le haut de la fourchette de ce qui avait été décrit lors de précédentes études (cf. I.B.2.b)(5)).

(2) Lapins

Aucun des prélèvements réalisés chez les lapins n’a permis de mettre en évidence de dermatophytes. Le taux de portage se situe donc dans le bas de la fourchette de ce qui avait été décrit lors de précédentes études (cf. I.B.2.b)(5)).

b) Dermatophytes rencontrés

Les dermatophytes rencontrés sont Trichophyton mentagrophytes et Microsporum canis, ce qui est assez classique. En revanche, Microsporum canis prédomine dans notre étude, ce qui est plus rarement rapporté. Cependant, il faut noter que sur dix animaux porteurs de Microsporum canis, sept (dont un malade) viennent du même enclos. La probabilité d’une contamination à partir d’un seul individu est donc élevée.

2. Concernant le protocole

a) Protocole « idéal » et raisons de ses difficultés de mise en place dans l’élevage

Nous avions proposé un protocole « idéal » aux éleveurs regroupant diverses mesures. Ce

protocole n’a pas pu être mis en place en totalité dans l’élevage.

(1) Concernant les animaux

L’examen clinique, l’examen à la lampe de Wood et la culture permettent de définir deux groupes d’animaux :

- les animaux sains, dont tous les résultats sont négatifs - les animaux « atteints », dont au moins l’un des résultats est positif. Ce groupe

renferme donc à la fois des animaux cliniquement malades et des porteurs asymptomatiques.

Cette séparation n’a pas été possible dans l’élevage en raison du grand nombre de

cobayes atteints et de l’absence d’installations permettant la séparation des animaux sains et des animaux « atteints » Les deux groupes d’animaux sont séparés.

53

• Les animaux sains sont traités, par mesure de précaution, par voie topique deux fois par semaine pendant deux semaines, puis des contrôles sont effectués deux à quatre fois par an sur 10% de l’effectif par la technique de la brosse à dents.

• Les animaux « atteints » sont traités par voies topique et systémique. Le traitement systémique des femelles gestantes étant déconseillé, on attend le sevrage pour traiter les mères et les petits par voie systémique. Le traitement est poursuivi jusqu’à l’obtention d’une culture négative. L’animal est alors transféré avec les animaux sains.

Si la séparation des animaux en deux groupes est impossible, tous les animaux doivent être traités par voies topique et systémique. Le traitement systémique à l’itraconazole n’a pas pu être mis en place en raison de son coût.

(2) Concernant l’environnement

On préconise des aspirations régulières, les sacs étant détruits. Parallèlement au traitement des animaux, l’environnement est traité à l’aide de solution ou de fumigènes d’énilconazole et les enclos sont soigneusement désinfectés.

Le traitement de l’environnement à l’aide de fumigène d’énilconazole n’a pas pu être réalisé, les éleveurs ne l’ayant pas souhaité. Les enclos sont régulièrement nettoyés à l’aide d’un détergent conçu pour les élevages, mais il n’y a pas de désinfection.

(3) Précautions particulières

Lors de l’introduction d’un nouvel animal, celui-ci doit être placé en quarantaine, subir un examen clinique, un examen à la lampe de Wood et un prélèvement par la méthode de la brosse à dents, qui sert à ensemencer une culture. Selon le résultat de celle-ci, l’animal intègre le groupe des sains ou des « atteints ». Il doit rester en quarantaine jusqu’au résultat de la culture.

Les éleveurs pensaient obtenir un cheptel stable assez rapidement, mais cela n’a pas été le cas, entrainant de nombreuses entrées et l’impossibilité de réaliser une quarantaine et un contrôle pour chaque animal.

Il convient d’être particulièrement attentif lors du passage d’un groupe d’animaux à l’autre pour ne pas transférer de spores (commencer par les animaux sains, vêtements et chaussures propres, désinfection régulière des ustensiles, etc.).

La séparation des animaux en deux groupes n’ayant pu être réalisée, ces conseils sont inapplicables. Néanmoins, l’éleveur commence par s’occuper des lapins, indemnes, avant de s’occuper des cobayes.

b) Causes de l’arrêt du protocole

La décision d’arrêter le protocole prise par les éleveurs est la conséquence de diverses

difficultés.

54

(1) Persistance de teigne dans l’élevage

La nécessité de faire rentrer des nouveaux animaux régulièrement, ainsi que l’absence de quarantaine font que malgré des traitements répétés de tous les cobayes à l’énilconazole, les éleveurs identifient toujours de nouveaux cas de teigne dans l’élevage de cobayes. Cette persistance de la teigne, ainsi que le coût engendré par la mise en œuvre du protocole, sont les principales raisons de l’abandon du protocole.

(2) Problèmes liés au protocole

La principale difficulté vient du temps qui s’écoule entre les prélèvements et les résultats : trois semaines. De ce fait, les animaux entrant dans l’élevage devraient être placés en quarantaine au moins trois semaines, ce qui est difficilement réalisable lorsque les entrées d’animaux sont nombreuses.

Ce même délai est également un problème en ce qui concerne la séparation des animaux

porteurs et sains : pendant trois semaines les animaux porteurs restent au contact d’animaux sains qui peuvent potentiellement être contaminés pendant ce délai. Quel statut doit-on alors donner à ces animaux sains au moment du prélèvement ?

Le traitement des cobayes à l’énilconazole présente un certain nombre d’inconvénients. En effet, il est assez fastidieux à mettre en place mais cela a été résolu par l’éleveur qui le pulvérise en grande quantité sur ses animaux. Mais surtout les animaux se retrouvent complètement trempés, ce qui est problématique, notamment en hiver, étant donné la taille des animaux, l’impossibilité de les sécher un par un et les conditions de vie de ceux-ci (garage non chauffé ou extérieur).

(3) Problèmes propres à l’élevage

Les éleveurs pensaient pouvoir, assez rapidement, renouveler leurs reproducteurs grâce à

leurs naissances. Cela a été le cas pour les lapins, mais pas pour les cobayes. En effet, un an après le début de l’étude, il leur manque encore des reproducteurs dans certaines races, les naissances dans d’autres n’étant pas assez nombreuses pour pratiquer un auto-renouvellement. Cela les oblige à se fournir auprès d’éleveurs ou d’animaleries et à faire rentrer des animaux dont le statut pour la teigne est inconnu. Le nombre de ces animaux étant plus important que prévu, il est difficile d’effectuer pour tous une quarantaine de trois semaines, le temps d’avoir le résultat des cultures. De plus, la structure de l’élevage rend difficile la séparation des animaux sains et porteurs.

3. Traitement effectivement mis en place

Le traitement initialement mis en place (traitement à l’énilconazole pendant trois mois) n’a pas porté ses fruits chez les cobayes étant donné la persistance de cas de teigne. Il faut néanmoins nuancer ce résultat. En effet, les cas de teigne rapportés par les éleveurs n’ont pas été strictement identifiés comme tels : il n’y a pas eu de culture le confirmant. De plus, le protocole n’a pas pu être strictement suivi à cause de la nécessité de faire rentrer de nouveaux animaux. En revanche, le traitement des lapins suite à leur entrée dans le tunnel semble avoir porté ses fruits : aucun animal n’ayant été vu présentant des lésions et tous les animaux testés étant

55

négatifs. Il convient là aussi de nuancer ce résultat : tous les lapins initialement testés étaient indemnes.

Le traitement mis en place par les éleveurs (pulvérisation de tous les cobayes à l’imavéral®, une fois par semaine) semble permettre d’arriver au but recherché : fournir les animaleries en animaux indemnes de teigne. En effet, tous les cobayes prêts à partir en animalerie testés étaient indemnes de dermatophytes. En revanche, il ne permet pas l’assainissement global de l’élevage, certains cobayes présentant sporadiquement des lésions de teigne.

4. Intérêts d’obtenir un élevage indemne L’obtention d’un élevage indemne présente un certain nombre d’intérêts :

- Le traitement de la teigne, qu’il soit préventif ou curatif, représente un investissement financier. En dehors de ce coût, qui est également entrainé par les cultures dans le but d’identifier les animaux porteurs, le traitement représente un investissement en terme de temps puisqu’il faut traiter les animaux, désinfecter le milieu.

- Un certain nombre d’animaleries, sensibilisées au problème de la teigne, sont très demandeuses d’avoir des animaux indemnes de teigne. Ceci représente un débouché intéressant pour les éleveurs.

- Plus généralement, la teigne étant une zoonose, l’obtention d’élevages indemnes est bénéfique non seulement pour les éleveurs, mais aussi pour les acheteurs (notamment les enfants) qui ont ainsi moins de risque de développer une teigne.

5. Observations des éleveurs

Les éleveurs rapportent un certain nombre d’observations qui concordent avec les données

de la littérature : - Les cobayes à poils longs (notamment les péruviens) sont plus touchés que les autres

par la teigne. - Les animaux sont plus atteints l’hiver, notamment ceux qui vivent dans les enclos à

l’extérieur. Ceci peut, entre autre, s’expliquer par le fait que les animaux sont beaucoup plus souvent regroupés dans la maison et que la litière y est peu changée l’hiver ce qui favorise la « macération » des spores dans celle-ci.

- Les animaux développent souvent la teigne peu de temps après leur arrivée dans l’élevage, qui constitue un stress.

B. Au sujet de Cheyletiella sp.

Nous avons mis en évidence la présence de Cheyletiella chez un seul lapin, soit 1,6% des

prélèvements. Aucune donnée n’existe dans la littérature en ce qui concerne le taux de portage asymptomatique de cheylétielles chez les lapins. Nous ne pouvons donc pas confronter ce résultat à ceux d’autres études antérieures. Ce résultat peut être le reflet d’un faible taux de portage de Cheyletiella, mais on peut s’interroger sur l’efficacité du dépistage à l’aide de ruban adhésif. En effet, si l’infestation parasitaire est faible, il faut avoir la chance de tomber sur un parasite.

56

C. Au sujet de Trixacarus caviae

Trixacarus caviae n’a été mis en évidence dans aucun des prélèvements. Si l’on peut supposer que tous les animaux testés étaient effectivement négatifs, on peut également s’interroger sur la pertinence de la méthode de recherche. En effet, Trixacarus caviae est un agent de gale qui vit dans des tunnels dans l’épiderme, l’apposition de ruban adhésif paraît donc insuffisante pour le chercher, notamment chez des animaux asymptomatiques. Néanmoins, cette méthode était la seule utilisable : des raclages cutanés sur des animaux sains ne se justifiaient pas.

57

CONCLUSION

58

59

ANNEXES ANNEXE 1: RÉSULTATS DES LAPINS (JUIN 2010)

Nom Inspection Culture + Lame ScotchBambi RAS Contaminant RASBB RAS Contaminant Listrophorus gibbusBDN RAS Contaminant RASBelle RAS Contaminant RASBlack RAS Contaminant RASBoubou RAS Contaminant RASChamois RAS Contaminant RASChtite RAS Contaminant RASClochette RAS RAS RASCrème RAS Contaminant RASCyame RAS Contaminant RASFeu RAS Contaminant RASFifi RAS Contaminant RASFleur RAS RAS RASFlocon RAS Contaminant Listrophorus gibbusGris Gris RAS Contaminant RASHavane RAS Contaminant RASIdem RAS Contaminant RASLili RAS RAS RASLilou RAS Contaminant RASLouna RAS RAS RASNono RAS RAS RASNounours RAS Contaminant RASNuit RAS Contaminant RASOtto RAS Contaminant RASPandi RAS Contaminant RASQuasi RAS Contaminant RASRose RAS Contaminant Listrophorus gibbusSister RAS Contaminant RASSuter RAS Contaminant RASTigris RAS Contaminant RASYang RAS Contaminant Listrophorus gibbusYing RAS Contaminant RASBabou RAS Contaminant RASBaobab RAS Contaminant Cheyletiella sp.Blue RAS Contaminant RASCalin RAS Contaminant RASCasanova RAS Contaminant RASGoudy RAS RAS RASGrisou RAS Contaminant RASKiki RAS Contaminant RASLoulou RAS RAS RASMarou RAS Contaminant RASMax RAS RAS Listrophorus gibbusMoite RAS Contaminant RASNez blanc RAS RAS RASNuito RAS Contaminant RASOne RAS RAS RASPanpan RAS Contaminant RASRoméo RAS Contaminant RASSouris RAS Contaminant RASTigrou RAS RAS RASTitou RAS RAS RASToinou RAS RAS RASToto RAS Contaminant RASTricot RAS RAS RASTwo RAS Contaminant RAS

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ANNEXE 2: RÉSULTATS DES LAPINS (MAI 2011)

Nom Inspection Culture + Lame Scotch 1 RAS Contaminant RAS 2 RAS RAS RAS 3 RAS RAS RAS 4 RAS RAS RAS 5 RAS RAS RAS 6 RAS RAS RAS 7 RAS RAS RAS

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BÉTOLAUD DU COLOMBIER JEANNE MISE EN PLACE D’UN PROTOCOLE D’ÉRADICATION DE LA TE IGNE, DE LA CHEYLÉTIELLOSE ET DE LA GALE À TRIXACARUS CAVIAE DANS UN ÉLEVAGE DE COBAYES ET DE LAPINS NAINS. Thèse d’État de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 24 octobre 2011 RÉSUMÉ :

Les cobayes et les lapins sont des espèces sensibles aux dermatophytes et, respectivement, à Trixacarus caviae et Cheyletiella sp. dont ils peuvent être porteurs asymptomatiques. L’engouement actuel pour ces espèces, en tant qu’animaux domestiques, pose un problème sanitaire, ces trois agents étant la cause de zoonoses.

Dans la première partie, bibliographique, nous rappelons les caractéristiques épidémiologiques, cliniques, les méthodes de diagnostic et de traitement des maladies entrainées par ces agents. Dans la seconde partie, expérimentale, nous présentons le protocole mis en place, ainsi que les résultats obtenus, dans l’éradication de ces infections, au sein d’un élevage de cobayes et de lapins domestiques.

Les premiers prélèvements réalisés ont révélé que 57% des cobayes étaient porteurs asymptomatiques de dermatophytes (T. mentagrophytes et M.canis). Le traitement mis en place semble permettre la vente d’animaux sains aux animaleries. Cependant, afin de pouvoir véritablement conclure en ce qui concerne l’efficacité, à long terme, du traitement, d’autres prélèvements devront être réalisés. MOTS CLÉS :

- lapin - cochon d’Inde - dermatophytose - gale - cheylétidés

JURY : Président : Monsieur le Professeur PEYRON 1er Assesseur : Monsieur le Docteur PIN 2ème Assesseur : Monsieur le Professeur BOURDOISEAU

DATE DE SOUTENANCE : 24 octobre 2011 ADRESSE DE L’AUTEUR : 11 avenue Solvert

13009 Marseille

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Thèse version définitive