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VETAGRO SUP

CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2015 - Thèse n°

INTERET DE L’ETUDE DU LIQUIDE SYNOVIAL DANS LE

DIAGNOSTIC ET LE TRAITEMENT DE L’ARTHROSE CHEZ

LE CHIEN

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le vendredi 11 décembre 2015

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

NIEL Claire, Sanaé, Denise Née le 30 Juin 1989

à Paris, 13e (75)

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- 3 -

LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE DE LYON Mise à jour le 09 juin 2015

Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade

M. ALOGNINOUWA Théodore UP Pathologie du bétail Professeur

M. ALVES-DE-OLIVEIRA Laurent UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme ARCANGIOLI Marie-Anne UP Pathologie du bétail Maître de conférences

M. ARTOIS Marc UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BARTHELEMY Anthony UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel

Mme BECKER Claire UP Pathologie du bétail Maître de conférences

Mme BELLUCO Sara UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme BENAMOU-SMITH Agnès UP Equine Maître de conférences

M. BENOIT Etienne UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. BERNY Philippe UP Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BERTHELET Marie-Anne UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme BONNET-GARIN Jeanne-Marie UP Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BOULOCHER Caroline UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. BOURDOISEAU Gilles UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BOURGOIN Gilles UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. BRUYERE Pierre UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences

M. BUFF Samuel UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences

M. BURONFOSSE Thierry UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. CACHON Thibaut UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. CADORE Jean-Luc UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur

Mme CALLAIT-CARDINAL Marie-Pierre UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. CAROZZO Claude UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. CHABANNE Luc UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur

Mme CHALVET-MONFRAY Karine UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. COMMUN Loic UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DE BOYER DES ROCHES Alice UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DELIGNETTE-MULLER Marie-Laure UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. DEMONT Pierre UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme DESJARDINS PESSON Isabelle UP Equine Maître de conférences Contractuel

Mme DJELOUADJI Zorée UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme ESCRIOU Catherine UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

M. FAU Didier UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme FOURNEL Corinne UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur

M. FREYBURGER Ludovic UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. FRIKHA Mohamed-Ridha UP Pathologie du bétail Maître de conférences

Mme GILOT-FROMONT Emmanuelle UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. GONTHIER Alain UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme GRAIN Françoise UP Gestion des élevages Professeur

M. GRANCHER Denis UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme GREZEL Delphine UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. GUERIN Pierre UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Professeur

Mme HUGONNARD Marine UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

M. JUNOT Stéphane UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. KECK Gérard UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. KODJO Angeli UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAABERKI Maria-Halima UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. LACHERETZ Antoine UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAMBERT Véronique UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme LATTARD Virginie UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

Mme LE GRAND Dominique UP Pathologie du bétail Professeur

Mme LEBLOND Agnès UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LEFRANC-POHL Anne-Cécile UP Equine Maître de conférences

M. LEPAGE Olivier UP Equine Professeur

Mme LOUZIER Vanessa UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. MARCHAL Thierry UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur

M. MOUNIER Luc UP Gestion des élevages Maître de conférences

M. PEPIN Michel UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. PIN Didier UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme PONCE Frédérique UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme PORTIER Karine UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme POUZOT-NEVORET Céline UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme PROUILLAC Caroline UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

Mme REMY Denise UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme RENE MARTELLET Magalie UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences stagiaire

M. ROGER Thierry UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

M. SABATIER Philippe UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. SAWAYA Serge UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. SCHRAMME Serge UP Equine Professeur associé

Mme SEGARD Emilie UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel

Mme SERGENTET Delphine UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme SONET Juliette UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel

M. THIEBAULT Jean-Jacques UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. TORTEREAU Antonin UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences stagiaire

M. VIGUIER Eric UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme VIRIEUX-WATRELOT Dorothée UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences Contractuel

M. ZENNER Lionel UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

- 4 -

REMERCIEMENTS

Pour la réalisation de ce mémoire, je tiens à remercier mon jury de thèse :

A Madame le Professeur Elvire Servien, Présidente du jury de thèse,

Qui me fait l’honneur de présider ce jury de thèse,

Sincères remerciements

Au Docteur Caroline Boulocher, 1er

assesseur,

Pour m’avoir considérablement aidée dans la réalisation de cette thèse,

Pour votre immense disponibilité et votre gentillesse,

Sincères remerciements

A Monsieur le Professeur Didier Fau, 2nd

assesseur,

Pour avoir accepté de participer au jury de cette thèse,

Sincères remerciements

A Monsieur Claude Carozzo,

Pour votre présence en tant que 1er

assesseur remplaçant le jour de la soutenance,

Sincères remerciements

- 5 -

REMERCIEMENTS

A Papa,

Merci d’avoir toujours cru en moi. Tu es le meilleur papa dont on puisse rêver. Si j’en suis là

aujourd’hui, c’est grâce à toi et maman. Merci !!

ママヘ

いつも クレールの わがままを 聞いてくれて 感謝してます。

今まで ありがとう。大好きだよ。

A Charles,

Je ne te le dis pas forcément en temps normal, mais sache que je n’en pense pas moins : je

t’adore, tu es un garçon d’une incroyable générosité et d’une grande bonté et je suis plus que

fière d’être ta grande sœur.

A Grand-mère,

Merci pour tes sourires, tes délicieux plats maisons, ces moments partagés à Amboise. Ta

seule présence est un pur plaisir.

和生さんと和枝さんへ

長い間お会いしてませんが、お二人の事はけっして忘れていません

小さい頃からお世話になりました

本当にありがとうございました。

- 6 -

TABLE DES MATIERES

TABLE DES ILLUSTRATIONS .................................................................................................................. - 8 -

LISTE DES ABREVIATIONS .................................................................................................................... - 9 -

INTRODUCTION ................................................................................................................................. - 10 -

PARTIE I : LA DIARTHROSE, UNE ARTICULATION QUI S’ORGANISE AUTOUR DE LA CAVITE SYNOVIALE

OCCUPEE PAR LE LIQUIDE SYNOVIAL ................................................................................................ - 11 -

A/ Organisation générale de la diarthrose .................................................................................... - 11 -

a) Le cartilage articulaire ....................................................................................................... - 12 -

b) L’os sous-chondral ............................................................................................................. - 17 -

c) La capsule articulaire ......................................................................................................... - 19 -

B/ Origine du liquide synovial ....................................................................................................... - 20 -

a) La membrane synoviale ..................................................................................................... - 20 -

b) Formation du liquide synovial ........................................................................................... - 24 -

C/ Composition chimique du liquide synovial ............................................................................... - 26 -

a) Composants responsables de la viscosité, de la lubrification et de l’ultrastructure du liquide

synovial ...................................................................................................................................... - 27 -

b) Autres molécules sériques : urée, glucose, cholestérol, lactates, etc. .............................. - 32 -

c) Molécules intervenant dans le maintien de l’homéostasie articulaire ............................. - 32 -

d) Cellules sériques ................................................................................................................ - 35 -

D/ Fonctions du liquide synovial ................................................................................................... - 37 -

a) Lubrification du cartilage articulaire et amortissement .................................................... - 37 -

b) Nutrition du cartilage articulaire ....................................................................................... - 39 -

PARTIE II : LE LIQUIDE SYNOVIAL AU CŒUR DU PROCESSUS PHYSIOPATHOGENIQUE DE L’ARTHROSE . -

42 -

A/ La manifestation clinique de l’arthrose .................................................................................... - 43 -

a) Arthroses primaire et secondaire ...................................................................................... - 43 -

b) Prévalence chez les carnivores domestiques et l’homme ................................................ - 44 -

B/ Physiopathologie de l’arthrose ................................................................................................. - 47 -

a) Modifications structurelles de l’articulation lors d’arthrose ............................................ - 47 -

b) Le cercle vicieux catabolique de l’arthrose ....................................................................... - 51 -

PARTIE III :.......................................................................................................................................... - 54 -

ANALYSE CLINIQUE DU LIQUIDE SYNOVIAL....................................................................................... - 54 -

A/ L’arthrocentèse, technique de prélèvement du liquide synovial: ............................................ - 54 -

- 7 -

a) Préparation de l’animal pour la réalisation d’une arthrocentèse ..................................... - 55 -

b) Matériel nécessaire lors d’une arthrocentèse: ................................................................. - 57 -

c) Abords possibles pour réaliser une arthrocentèse : ......................................................... - 58 -

d) L’arthroscopie .................................................................................................................... - 64 -

B/ Examen du liquide synovial ...................................................................................................... - 66 -

PARTIE IV : PRINCIPALES THERAPIES INTRA-ARTICULAIRES DE L’ARTHROSE CHEZ LE CHIEN ........... - 77 -

A/ Le lavage articulaire, le débridement articulaire et l’arthrotomie ........................................... - 77 -

B/ Les injections intra-articulaires ................................................................................................. - 79 -

a) Les anti-inflammatoires stéroïdiens intra-articulaires ...................................................... - 79 -

b) La viscosupplémentation à l’acide hyaluronique .............................................................. - 80 -

c) Les cellules souches mésenchymateuses .......................................................................... - 82 -

d) Le plasma riche en plaquettes ........................................................................................... - 83 -

CONCLUSION ..................................................................................................................................... - 84 -

BIBLIOGRAPHIE .................................................................................................................................. - 86 -

ANNEXES .......................................................................................................................................... - 101 -

- 8 -

TABLE DES ILLUSTRATIONS

Figure 1 : Schéma d’une articulation synoviale en coupe sagittale (d’après Furey 2000, Le Blaye

2004, Barone 2010) ........................................................................................................................... - 12 -

Figure 2: Organisation des fibres de collagène au sein de la matrice extracellulaire (d’après Boire,

2012).................................................................................................................................................. - 16 -

Figure 3 : Schéma descriptif de la structure de la membrane synoviale (Tiwari, 2013) .................. - 22 -

Figure 4 : Structure chimique d’une molécule d’acide hyaluronique (Necas, 2008) ....................... - 27 -

Figure 5 : Représentation schématique du complexe protéoglycane-A.H (Roughley P.J, 2006) ..... - 28 -

Figure 6 : Structure proposée pour le liquide synovial (Sfarghiu, 2007) ......................................... - 31 -

Figure 7 : Actions des cytokines sur le chondrocyte (d’après Boire, 2012) .................................... - 33 -

Figure 8 : Schéma synthétique expliquant le phénomène de « pompe articulaire » (d’après Noble et al.

2010) : ............................................................................................................................................... - 41 -

Figure 9 : Schéma synthétique de l’action des synoviocytes, macrophages et chondrocytes dans le

processus de dégradation du cartilage articulaire lors d’arthrose (d’après Houlton et Collinson 1994,

Le Blaye 2004 et Boire 2012) ............................................................................................................ - 53 -

Figure 10 : Préparation de l’animal pour la réalisation d’une arthrocentèse (documents personnels) . -

56 -

Figure 11 : Schémas du lieu de ponction articulaire de l’épaule (Lipowitz, 1985) .......................... - 58 -

Figure 12 : Ponction articulaire du coude par abord latéral ........................................................... - 59 -

Figure 13 : Arthrocentèses au niveau de l’articulation du carpe (documents personnels) .............. - 60 -

Figure 14 : Schémas du site de ponction articulaire de la hanche par abord ventral (Lipowitz, 1985) . -

61 -

Figure 15 : Ponction articulaire de la hanche par abord latéral ..................................................... - 62 -

Figure 16 : Arthrocentèse au niveau de l’articulation du grasset (document personnel) ................ - 63 -

Figure 17 : Arthrocentèse au niveau de l’articulation du jarret (document personnel) ................... - 63 -

Figure 18 : Arthroscopie du grasset (documents personnels) .......................................................... - 64 -

Figure 19 : Prélèvement de liquide synovial (documents personnels) .............................................. - 67 -

Figure 20 : Test au doigt afin d’évaluer la viscosité du liquide synovial (document personnel) ..... - 68 -

Figure 21 : Lavage articulaire associé à un débridement articulaire du grasset, sous contrôle

arthroscopique (document personnel) ............................................................................................... - 78 -

Figure 22 : Injection de cellules souches au niveau de l’articulation de la hanche (document

personnel) .......................................................................................................................................... - 82 -

Figure 23 : Signe du tiroir direct (document personnel) ................................................................ - 104 -

Figure 24 : Signe du tiroir indirect (document personnel) ............................................................. - 104 -

Figure 25 : Signe d’Ortolani (Fox et Millis, 2010) ......................................................................... - 105 -

- 9 -

LISTE DES ABREVIATIONS

AH : Acide Hyaluronique

AINS : Anti-Inflammatoires Non Stéroïdiens

AIS : Anti-Inflammatoires Stéroïdiens

BPM : Bone Morphogenetic Protein

CDMP : Cartilage Derived Morphogenetic Protein

CPPD : Microcristal de pyrophosphate de calcium dihydraté

CSM : Cellule Souche Mésenchymateuse

FGF : Fibroblast Growth Factor

FPC : Fragmentation du Processus Coronoïde médial

IGF-1 : Insuline Growth Factor 1

IL : Interleukine

IL-IRA : Interleukine 1 Receptor Antagonist

LIF: Leukemia Inhibitory Factor

LS: Liquide Synovial

MEC : Matrice Extracellulaire

MSU : MonoSodium Urate

NUPA : Non-Union du Processus Anconé

OCD : Ostéochondrite Disséquante

PRP : Platelet-Rich Plasma

TGF-β : Transforming Growth Factor

TIMPs : Tissue Inhibitors of Metalloproteases

TNF-α : Tumor Necrosis Factor

UDP : Uridine DiPhosphate

- 10 -

INTRODUCTION

Une articulation correspond à l’apposition des surfaces articulaires de deux os ou plus

(Garnier et Delamare, 2002). Il existe différents types d’articulations plus ou moins mobiles

(Barone, b, 2010) :

- Les synarthroses sont des articulations très peu mobiles et ayant des surfaces

articulaires continues. C’est le cas des os du crâne, par exemple.

- Les symphyses, également appelées amphiarthroses sont des articulations semi-

mobiles dont leurs os sont joints par du tissu fibreux ou du fibrocartilage. C’est le

cas de la symphyse sacro-iliaque par exemple.

- Les articulations synoviales ou diarthroses, qui nous intéressent ici, sont des

articulations mobiles qui s’organisent autour d’une cavité occupée par le liquide

synovial. Ce dernier est présent dans toutes les articulations synoviales et joue un

rôle prépondérant dans le bon fonctionnement de l’articulation de par la

lubrification du cartilage.

Lors d’arthrose, la composition de ce liquide se retrouve modifiée, entraînant

notamment une moins bonne lubrification ce qui participe à l’aggravation des lésions

articulaires ; ces lésions entraînent à leur tour la modification de la composition du liquide.

C’est un véritable cercle vicieux dont le liquide synovial est au centre. L’arthrose est

l’affection articulaire la plus fréquente chez le chien. Son symptôme principal étant la

douleur, elle est souvent le motif d’une consultation par les propriétaires qui sont demandeurs

de thérapeutiques. Différentes options thérapeutiques sont disponibles : traitement hygiénique

(éviter le surpoids de l’animal, réduire les exercices trop intenses, etc.) physiothérapie, anti-

inflammatoires non stéroïdiens (AINS), ou encore des actions directes sur/dans le site lésé, à

savoir l’articulation.

Ainsi, s’intéresser à la composition du liquide synovial sain et lors d’arthrose présente

un réel intérêt dans le diagnostic de cette affection et son étude permet de mieux comprendre

le mode d’action des thérapeutiques sur l’articulation arthrosique.

Dans une première partie, nous aborderons l’organisation d’une diarthrose, l’origine du

liquide synovial, sa composition et ses fonctions. Puis, nous présenterons les modifications

articulaires présentes lors d’arthrose afin de comprendre le cercle vicieux de cette affection.

Enfin, nous nous intéresserons à l’analyse du liquide synovial et son intérêt dans le diagnostic

de l’arthrose ; et aux traitements intra-articulaires existants permettant d’agir directement sur

l’articulation et donc sur la composition du liquide synovial.

- 11 -

PARTIE I : LA DIARTHROSE, UNE

ARTICULATION QUI S’ORGANISE AUTOUR

DE LA CAVITE SYNOVIALE OCCUPEE PAR LE

LIQUIDE SYNOVIAL

Le terme de « synovie » pour évoquer le liquide synovial dérive du mot latin « ovum »

signifiant œuf. Il fut probablement attribué d’une manière arbitraire par Paracelse, médecin à

la fin du XVe siècle, qui constata que le liquide contenu dans certaines articulations avait une

texture similaire au blanc d’œuf cru. Le liquide synovial est un ultrafiltrat du plasma sanguin.

Riche en acide hyaluronique, il est pauvre en protéines et en cellules. Il joue un rôle dans la

lubrification, la nutrition et l’amortissement du cartilage articulaire. En effet, ce dernier

n’étant pas vascularisé, le liquide synovial est la source principale de sa nutrition par

l’intermédiaire des mouvements et contraintes mécaniques exercés sur le cartilage.

Le liquide synovial caractérise les articulations synoviales et est en contact avec

chaque structure intra-articulaire. Afin de comprendre les rôles fonctionnels et métaboliques

essentiels du liquide synovial dans la diarthrose, nous allons d’abord décrire l’organisation

générale de cette articulation et expliquer d’où vient la synovie, également appelée liquide

synovial.

A/ Organisation générale de la diarthrose

Une articulation synoviale présente une organisation générale spécifique. Elle est

composée de plusieurs éléments (Le Blaye, 2004):

- le cartilage articulaire, qui recouvre chaque extrémité des deux os de l’articulation

-appelés os sous chondraux-

- la capsule articulaire, qui relie ces deux mêmes os

- la membrane synoviale qui tapisse l’intérieur de la capsule articulaire et les

extrémités osseuses de l’articulation non recouvertes par le cartilage articulaire

- la cavité articulaire, délimitée par le cartilage et la capsule articulaire

- le liquide synovial ou synovie qui occupe la cavité articulaire

- 12 -

Figure 1 : Schéma d’une articulation synoviale en coupe sagittale (d’après Furey 2000, Le

Blaye 2004, Barone 2010)

L’articulation synoviale peut être considérée comme un organe à part entière (Noble et

al. 2010). En effet, les différents tissus qui la constituent interagissent ensemble pour des

fonctions communes, à savoir : la répartition des forces soumises aux structures articulaires

lors du mouvement, le maintien de la stabilité de l’articulation, l’apposition des surfaces

articulaires lors du mouvement (Loeser et al, 2012).

L’intégrité des structures qui la composent – et que nous allons présenter ici - est

indispensable pour le bon fonctionnement de l’articulation.

a) Le cartilage articulaire

1) Approche macroscopique

α) Propriétés physiques du cartilage articulaire

Il existe différents types de cartilages :

- Le cartilage de conjugaison, présent chez les jeunes et séparant la diaphyse de

l’épiphyse.

- Le cartilage élastique, de consistance molle et présent entre autres dans le pavillon

auriculaire, les anneaux trachéaux

- 13 -

- Le cartilage fibreux, dense et de consistance dure, présent en-regard des

ménisques, des disques intervertébraux, des côtes, du sternum, etc.

- Le cartilage articulaire qui nous intéresse ici et qui recouvre les surfaces osseuses

des articulations.

Le cartilage articulaire est un cartilage hyalin. Macroscopiquement, il a un aspect de

verre poli, transparent. Un cartilage sain est rigide et a la particularité d’être non minéralisé

(Noble et al. 2010). Sa teinte est nacrée ou bleutée, mais elle peut devenir rosée lorsque le

cartilage est très mince et laisse transparaître la teinte de l’os sous-jacent. Son épaisseur est

variable selon l’articulation, l’espèce et l’âge de l’animal. Elle est directement proportionnelle

à l’intensité des pressions qui s’exercent sur le cartilage: plus les forces extérieures sont fortes

et plus le cartilage sera épais. Son épaisseur peut ainsi varier de 0,1 mm à 5 ou 6 mm. D’autre

part, le tissu cartilagineux a la possibilité de se transformer en tissu osseux et constituer l’os

sous-chondral (Barone, a, 2010). A un stade embryonnaire précoce, les épiphyses des os longs

d’un mammifère sont constituées de chondrocytes et sont progressivement envahies par des

canaux vasculaires permettant d’établir un centre d’ossification secondaire dans l’épiphyse.

Ce centre secondaire va délimiter la zone du futur cartilage articulaire (Konig et Liebich,

2014). Après la naissance, les cellules prolifératives sont concentrées majoritairement au

niveau du cartilage articulaire qui semble ainsi être la principale zone de prolifération

cellulaire (Archer et al. 1994). Chaque espèce présente une rapidité d’ossification et de

soudure qui lui est propre : l’âge moyen de soudure de l’extrémité proximale de l’humérus est

de 12 à 15 mois chez le chien, tandis qu’il est de 20 à 25 ans chez l’homme. De plus, chez un

même individu, cette soudure peut s’effectuer à des âges différents selon le type d’os : 9 à 10

mois pour l’extrémité proximale du radius du chien contre 10 à 12 mois pour l’extrémité

distale par exemple (Barone, a, 2010).

β) Propriétés biomécaniques du cartilage articulaire

Le cartilage articulaire étant non minéralisé, il est flexible et déformable. Il permet

ainsi permet d’amortir les chocs et de répartir les forces de pression lors d’un mouvement

articulaire, le plus souvent : un mouvement de compression. Il protège ainsi l’os sous-

chondral qu’il recouvre. Le cartilage articulaire réduit aussi les phénomènes de frottement

grâce à sa surface parfaitement lisse et son coefficient de friction très faible. Ainsi, lors d’un

mouvement, le glissement des surfaces articulaires préserve l’articulation de l’usure due aux

frottements (Boire, 2012).

- 14 -

2) Approche microscopique : la matrice extracellulaire

Le cartilage articulaire est composé de 1 à 10% de chondrocytes –cellules du cartilage-

noyés dans la matrice extracellulaire (MEC). Celle-ci se décompose en 4 zones bien

distinctes : superficielle, intermédiaire, profonde (ou radiaire) et calcifiée (cette dernière

n’étant présente que chez l’adulte) (Konig et Liebich, 2014). L’os sous-chondral présent sous

le cartilage articulaire n’est pas continu et la base du cartilage présente ainsi de nombreux

contacts directs avec la médullaire osseuse (Boyde et Firth, 2004).

La MEC est composée principalement d’eau (approximativement 85%) présente dans

une trame contenant les produits des chondrocytes : 50% de protéoglycanes (ou

glycoprotéines) d’une part et 50% de fibres de collagène d’autre part (Houlton et al. 1994). La

morphologie des chondrocytes et la disposition des fibres de collagène varient en fonction de

leur emplacement au sein de la MEC - à savoir zone superficielle, intermédiaire, radiaire et

calcifiée (Konig et Liebich, 2014). - La zone superficielle représente environ 10 à 20% de

l’épaisseur totale du cartilage, la zone intermédiaire 40 à 45% et la zone radiaire environ 40 à

45%. La zone calcifiée représente quant à elle 2 à 3% de la hauteur cartilagineuse (Frisbie,

2012).

α) Les chondrocytes

Les chondrocytes sont les seuls éléments vivants du cartilage et n’occupent que 5 à

10% de son volume.

Ces cellules ont une double fonction au sein de la MEC. D’une part, elles ont un rôle

anabolique en synthétisant les éléments de la matrice extracellulaire : les fibres de collagène

de type II, spécifiques de l’articulation (le collagène de la peau, des os et des tendons sont de

type I) et les protéoglycanes, molécules spécifiques de la matrice cartilagineuse. D’autre part,

les chondrocytes participent à la dégradation de cette matrice en sécrétant les enzymes

cataboliques : les métalloprotéases (MMP) (Chen et al. 2013).

Chaque chondrocyte est entouré par une matrice péricellulaire (PCM). La structure

obtenue porte le nom de chondron. La PCM est constituée de composants qui lui sont

spécifiques (entre autres, collagène de type VI) et lui conférant ainsi des propriétés

mécaniques différentes de celles de la MEC (Wilusz et al. 2014). Bien que toutes les

fonctions de la PCM n’aient pas encore été élucidées en détail, il est possible d’affirmer

aujourd’hui que celle-ci transmet des signaux mécaniques et chimiques au chondrocyte (Chen

et al. 2013).

- 15 -

La PCM joue ainsi un rôle primordial dans le contrôle de l’environnement mécanique

et la mécanobiologie des chondrocytes, science qui étudie comment les cellules réagissent aux

forces mécaniques qui s’exercent sur elles, s’adaptent voire modifient l’expression de leur

gènes (Setton et Chen, 2004). Ainsi, lors d’une compression dynamique, l’expression des

gènes codant pour la synthèse du collagène de type II et des protéoglycanes (qui sont des

composants du cartilage articulaire) est augmentée, tandis qu’elle est diminuée lors d’une

compression statique. La mécanobiologie des chondrocytes est étudiée en parallèle avec la

mécanotransduction, qui consiste en la compréhension de la manière dont le chondrocyte

intègre le signal mécanique et le transforme en signal biochimique. Ainsi, des forces

mécaniques exercées sur le cartilage et/ou un changement d’environnement du chondrocyte

(changement de température, d’organisation de la MEC) sont responsables de l’expression

d’un signal biochimique comme les cytokines, l’ion Ca2+ ou des intégrines (Chen et al.

2013).

La morphologie et la disposition des chondrocytes varient en fonction de leur

emplacement au sein de la MEC. Dans la zone superficielle, les chondrocytes ont une forme

en amande et sont disposés horizontalement. Dans la zone intermédiaire, ils sont circulaires.

Enfin, dans la zone profonde, ils ont une forme en amande et sont disposés verticalement

(Mcllwraith, 2001) (Wilusz et al. 2014).

β) Les produits des chondrocytes : protéoglycanes et collagène

Les protéoglycanes sont constitués d’une protéine centrale sur laquelle se fixent des

molécules de glycosaminoglycanes sulfatés (chondroïtine-4-sulfate, -chondroïtine-6-sulfate

ou kératane sulfate). Les protéoglycanes peuvent se trouver sous forme de monomère dans la

MEC, mais on les trouve le plus souvent sous forme de polymères - de 200 millions de

daltons voire plus: le monomère est alors relié via une protéine de liaison à une longue

molécule d’acide hyaluronique AH (glycosaminoglycane non sulfaté). De plus, ce sont les

protéoglycanes qui, par leur caractère hygroscopique, vont retenir l’eau dans la MEC et

assurer ainsi l’élasticité et le rôle d’amortisseur au cartilage (Fayolle, 2002). C’est aussi l’AH

qui confère le caractère visqueux au liquide synovial. Lors d’un mouvement articulaire, il

participe au glissement sans frottement et la lubrification du cartilage articulaire (Le Blaye,

2004).

Les fibres de collagène représentent 50% du poids du cartilage sec.

- 16 -

Elles ont une orientation différente en fonction de leur emplacement : les premières couches

sont tangentielles à la surface, puis les suivantes sont d’orientation oblique et les dernières

sont perpendiculaires à la surface. Ces fibres de collagène, permettent le maintien structurel

du réseau tridimensionnel de la MEC cartilagineuse en emprisonnant le gel contenant les

chondrocytes et les protéoglycanes et donc en empêchant ceux-ci de fuir hors du cartilage

dans le liquide synovial (Barone, b, 2010) (Fox, Millis, 2010). Cette architecture finale à la

fois solide et souple « en arceau » qui permet d’amortir les chocs lors d’un mouvement

articulaire : la partie profonde de la MEC protège des forces de compression tandis que la

partie superficielle protège des forces de cisaillement (Bellocq, 2007) (Fox, Millis, 2010).

Figure 2: Organisation des fibres de collagène au sein de la matrice extracellulaire (d’après

Boire, 2012)

3) Nutrition et innervation du cartilage articulaire

Avasculaire, le cartilage articulaire doit principalement sa nutrition au liquide

synovial, qui lui permet notamment de rejeter ses déchets métaboliques (Wang, 2013). Les

chondrocytes sont nourris par le liquide synovial par imbibition sous l’influence de phases

alternatives de pression et de relâchement provoquées par le mouvement articulaire. Toutes

les zones d’un même cartilage ne sont pas soumises aux mêmes forces, les rendant plus ou

moins épaisses. Ainsi, la nutrition par imbibition est possible pour les zones les plus minces

(Grasse, 1971). Cependant, les chondrocytes situés dans la zone profonde de la MEC du

cartilage ou provenant d’un cartilage de forte épaisseur sont trop profonds pour être atteints

par le liquide synovial. Ceux-ci sont alors nourris grâce à la vascularisation provenant de

l’épiphyse de l’os sous-chondral (Mcllwraith, 2001).

- 17 -

La plaque osseuse de ce dernier n’étant pas continue, il existe de nombreux contacts directs

entre la base du cartilage et la médullaire osseuse. Des canaux communiquant avec la cavité

médullaire vont ainsi aller dans la couche calcifiée du cartilage, et parfois même jusque dans

les couches non calcifiées (Boyde et Firth, 2004). Il s’agit des canaux de Havers et de

Volkmann, qui vont permettre la nutrition des chondrocytes situés dans la zone profonde de la

MEC (Kawcak, 2001).

Le cartilage articulaire n’est pas innervé. Les traumatismes ayant lieu au niveau du

cartilage ou les dégradations éventuelles de ce dernier n’engendrent donc pas de douleur. Ceci

explique pourquoi la douleur n’est pas décelable lorsque l’arthrose commence par une

dégénérescence du cartilage seul (Furey, 2000) (Noble et al. 2010).

N’étant ni vascularisé ni innervé, le cartilage articulaire a ainsi une capacité très

limitée d’autoréparation (Chen et al. 2013). Le renouvellement de la MEC concerne ses

constituants à savoir les chondrocytes, le collagène et les protéoglycanes. Cependant, avec

l’âge, ces derniers ont des capacités de renouvellement diminués : Chez le chien adulte : les

chondrocytes ne se multiplient plus ; le taux de renouvellement du collagène est très lent et

quasi-indécelable ; quant aux protéoglycanes, leur taux de renouvellement est lent avec une

durée de vie moyenne de 280 jours (Fayolle, 2002). Etant donné son caractère avasculaire, sa

pauvreté cellulaire, le taux de multiplication des chondrocytes – cellules du cartilage -

inexistant chez l’adulte et du faible taux de renouvellement des produits de ces derniers, le

cartilage chez l’adulte n’a pas de possibilité de régénération. Les dégradations du cartilage ne

touchant pas l’os sous-chondral ne se cicatrisent pas (Le Blaye, 2004).

b) L’os sous-chondral

Les surfaces articulaires sont portées par les épiphyses des os longs. L’os sous-

chondral, que nous allons détailler ci-dessous, sépare ainsi le cartilage articulaire de l’os

épiphysaire, formant directement une zone très dense et solide en-dessous du cartilage

(Barone, b, 2010).

L’os sous-chondral peut être divisé en deux parties (Barone, b, 2010):

- l’os compact ou plaque sous-chondrale, superficielle et séparée du cartilage articulaire

donnant sur la cavité synoviale par une zone de cartilage calcifié.

- 18 -

Cette dernière possède des indentations cartilagineuses qui s’enfoncent dans l’os sous-

chondral, permettant l’ancrage des fibres de collagène des zones profondes du

cartilage dans l’os et assurant aux deux structures une adhérence solide. Cette

cohésion permet ainsi d’éviter leur glissement ou leur arrachement lors de tractions

importantes (Grasse, 1971).

- l’os trabéculaire ou spongieux, en profondeur.

La population cellulaire est composée d’ostéoblastes qui produisent la matrice osseuse,

d’ostéoclastes responsables de la résorption osseuse et d’ostéocytes participant au maintien du

bon état de l’os existant.

La vascularisation d’une articulation synoviale est riche et est composée d’une série de

réseaux superposés d’artères et de veines. En-regard des métaphyses, l’axe artériel du membre

réalise des cercles artériels métaphysaires. A la jonction de la capsule articulaire et du

périoste, soit au niveau de l’épiphyse, un certain nombre d’artères partent de ces cercles pour

former des anastomoses (Barone, b, 2010) appelés cercles épiphysaires et assurant la nutrition

de la plaque sous-chondrale. Cette dernière est constituée de systèmes de Havers : structures

composées d’un canal de Havers - contenant des vaisseaux sanguins et lymphatiques et des

nerfs - autour duquel se déposent de manière concentrique des lamelles osseuses. Ces canaux

sont reliés entre eux, avec la cavité médullaire et avec la surface de l’os par des canaux

transversaux : les canaux de Volkmann (Kawcak, 2001). Ce sont les systèmes de Havers qui

permettent la nutrition des ostéocytes de la plaque sous-chondrale. Les ostéocytes de l’os

trabéculaire sont quant à eux nourris directement par la moelle osseuse (Konig et Liebich,

2014).

L’os sous chondral présente de plus des récepteurs nociceptifs qui sont stimulés lors

d’une atteinte de l’os sous-chondral. Une lésion de ce dernier entraîne donc de la douleur

(Kawcak, 2001).

L’os sous-chondral a un rôle d’amortisseur. Bien plus épais que le cartilage articulaire

qui absorbe les contraintes mécaniques, lors d’un mouvement, c’est l’os sous-chondral qui va

répartir les forces de pression s’exerçant sur l’articulation (Boire, 2012).

L’os sous-chondral permet également le maintien de la forme de l’articulation. Au

repos, l’os sous-chondral maintient une incongruence des surfaces articulaires : les surfaces

en périphérie se touchent tandis que celles situées au centre de l’articulation restent séparées.

Lors d’un mouvement articulaire, les deux surfaces sont congruentes.

- 19 -

Le centre des surfaces se touche donc, provoquant un stress et permettant ainsi la nutrition de

la partie superficielle du cartilage articulaire. L’os sous-chondral de par ce rôle primordial

dans la nutrition du cartilage articulaire fait donc partie intégrante de l’articulation (Kawcak,

2001).

Les deux os sous-chondraux d’une même articulation sont reliés par la capsule

articulaire.

c) La capsule articulaire

La capsule articulaire est une structure fibreuse dont la couche externe est composée

majoritairement de fibres de collagène de type I et également de protéoglycanes et d’eau. Elle

est constituée de ligaments extra-articulaires et intra-articulaires et est tapissée de l’intérieur

par la membrane synoviale. Elle est d’épaisseur variable, non seulement d’un point à un autre

de la même articulation, mais également d’une articulation à l’autre chez un même animal.

Ses rôles sont de délimiter l’espace articulaire et de stabiliser passivement la jointure en

limitant les mouvements excessifs (Ralphs et Benjamin, 1994).

La capsule articulaire est innervée par une grande quantité de fibres nerveuses

sensitives et proprioceptives. Ainsi, les traumatismes situés au niveau de la capsule

engendrent de la douleur.

Bien que peu vascularisée, une cicatrisation est possible lors d’une rupture de la

capsule ou des ligaments extra-articulaires. Cependant, une rupture des ligaments intra-

articulaires ne peut se cicatriser. En effet, la présence de liquide synovial empêche la

formation d’un caillot et donc la formation potentielle d’un pont fibreux reliant les deux

extrémités du ligament rompu. Dans ce cas, l’affection peut se traduire par un gonflement de

l’articulation, résultant de l’effusion du liquide synovial (Bellocq, 2007) (Fayolle, 2002).

La membrane synoviale, qui tapisse l’intérieur de cette capsule articulaire, sécrète le

liquide synovial qui remplit la cavité articulaire.

- 20 -

B/ Origine du liquide synovial

a) La membrane synoviale

1) Organisation générale de la membrane synoviale

La membrane synoviale, lisse, brillante et rosée est un tissu conjonctif tapissant

l’intérieur de la capsule articulaire et recouvrant tous les ligaments, muscles, tendons, nerfs,

vaisseaux qui traversent l’articulation, de sorte que ces derniers ne sont jamais au contact du

liquide synovial (Evans, 1993). Dépourvue de couche basale ou de cellules épithéliales

(Pascual et al. 2005), elle forme des villosités sur toute sa surface, augmentant ainsi la surface

de contact et donc d’échange avec la cavité articulaire (Frisbie, 2012). Elle possède des

fibroblastes synoviaux qui sont des cellules avasculaires et non épithéliales. Il semblerait que

chez les vertébrés supérieurs, les fibroblastes synoviaux et de la moelle osseuse aient la même

origine embryologique (Schneider, 2007).

La membrane se décompose en 2 couches : la subintima et l’intima. Les fibroblastes

rencontrés dans ces 2 couches sont de phénotypes différents mais ne sont pas différenciables

lors de mise en culture cellulaire. Il semblerait que ces cellules proviennent d’une même

lignée cellulaire (Schneider, 2007) et qu’elles dérivent des cellules endothéliales primitives

des vaisseaux. Elles se détacheraient dans la lumière de ces derniers et migreraient ensuite

dans les tissus environnants. Les mécanismes de différenciation de ces fibroblastes et de la

persistance de ces cellules différenciées dépendraient du mouvement articulaire. En effet, il

semblerait que ces cellules adoptent un phénotype en fonction des stimulations mécaniques.

Ces stimuli locaux activeraient des médiateurs intracellulaires permettant la différenciation

des cellules endothéliales lors de la cavitation mais cela reste à vérifier (Pitsillides, 2003).

2) La subintima

La subintima est externe et se trouve du côté de la capsule articulaire. Formée de fibres

de collagène, elle peut être de trois types : fibreuse, aréolaire ou adipeuse. La forme fibreuse

consiste en un tissu fibreux et est retrouvée dans les zones où la membrane synoviale est

soumise à des forces de tensions importantes, comme au niveau des ligaments ou tendons. La

forme aréolaire est la plus spécialisée. Le tissu conjonctif y est lâche afin de permettre un

mouvement libre de la membrane. Des microvillosités sont présentes alors. La forme adipeuse

est surtout rencontrée dans les coussinets adipeux (Smith, 2011) (Tiwari, 2012).

- 21 -

La subintima est richement vascularisée (Le Blaye, 2004). Cette circulation sanguine

est composée de capillaires fenêtrés, comme c’est le cas pour les glomérules rénaux, les

villosités intestinales, les corps ciliaires, les plexus choroïdes et certaines glandes endocrines

et exocrines (Pascual et al. 2005), ainsi que de veinules et artérioles en volutes ou en hélice

(Schneider, 2007). Un grand nombre de ces capillaires ne sont situés qu’à 5-10 µm de

l’intima, étant ainsi quasiment en contact avec le liquide synovial.

3) L’intima

L’intima, en contact avec la cavité articulaire, est composée de une à deux couches de

cellules. Le nom des cellules présentes au sein de l’intima varie selon les auteurs :

- Les cellules macrophagiques et donc nettoyeuses de la cavité articulaire sont

appelées synoviocytes A (pour Absorptive), macrophages synoviaux, cellules de

type A, cellules A ou encore cellules M. Le nombre de synoviocytes A varie en

fonction de la longueur de la villosité de la membrane synoviale : ces cellules sont

très nombreuses vers l’apex de la villosité, moins fréquentes en zone moyenne

puis se raréfient en profondeur. Les synoviocytes A sont des cellules sphériques

ayant une couverture dense en filopodes et en lamellipodes, structure superficielle

similaire aux macrophages et sensée leur être unique. Les synoviocytes A

proviennent en fait d’une lignée macrophagique (Smith et al, 2003) (De Sousa et

al, 2014). Cette origine embryologique est liée à l’apparition des vaisseaux

sanguins avant la formation de la cavité articulaire, permettant l’arrivée des

macrophages retrouvés par la suite dans l’intima de la membrane synoviale

(Edwards, 1996). Ces synoviocytes participeraient au développement articulaire en

phagocytant et en éliminant des éléments de la MEC, facilitant l’extension de la

cavité articulaire (Takabatake et Yamamoto, 1991).

- Les cellules ressemblant aux fibroblastes sont nommées synoviocytes B (Bellocq,

2007) (Fayolle, 2002), fibroblast-like-cells, cellules de type B, synovioblastes,

cellules F ou encore cellules S (pour Secretory) (Schneider, 2007). Ces cellules

spécialisées proviennent d’une lignée fibroblastique et sont donc les seules qui

méritent le nom de synoviocytes (Smith et al, 2003) (De Sousa et al, 2014). Ces

cellules possèdent un réticulum endoplasmique granuleux abondant et un appareil

de Golgi bien développé (Iwanaga, 2000).

- 22 -

- Enfin, le troisième type cellulaire observable au sein de l’intima est le synoviocyte

C, qui correspond à une cellule dendritique intermédiaire entre les A et les B

(Bellocq, 2007) (Fayolle, 2002).

-

Figure 3 : Schéma descriptif de la structure de la membrane synoviale (Tiwari, 2013)

Les synoviocytes A ont pour fonction de maintenir une homéostasie articulaire

normale. Leur activité macrophagique leur permet de renouveler les éléments du liquide

synovial LS contenu dans l’articulation et de réguler les réactions inflammatoires (Schneider,

2007).

Les synoviocytes B ont plusieurs rôles. Tout d’abord, ils présentent une activité

intense en Uridine DiPhosphate (UDP) Glucose Déshydrogénase, enzyme qui convertit

l’UDP-glucose en UDP-glucuronate, essentiel pour la synthèse de l’acide hyaluronique

responsable de la viscosité du liquide synovial et permettant le glissement sans frottement des

surfaces articulaires entre elles et la lubrification du cartilage articulaire (De Sousa, 2014).

Les synoviocytes B sécrètent également de la lubricine, du collagène, des protéoglycanes et

de la fibronectine (Iwanaga, 2000). Ces produits sont libérés dans l’espace intercellulaire et la

cavité articulaire. Dans une articulation saine, les cellules de type B produisent des éléments

constitutifs du liquide synovial et non des enzymes dégradant la MEC. Les synoviocytes B

sont également responsables de la MEC de l’intima : dans la moitié basale des villosités de la

membrane synoviale, les synoviocytes B situés près de la cavité articulaire lancent des

processus cytoplasmiques ramifiés épais qui s’entrelacent pour former horizontalement un

réseau de branches au niveau de la surface de l’intima.

- 23 -

Cette barrière permet non seulement de sécréter des éléments constitutifs du liquide synovial,

mais aussi de détecter des modifications de nature mécanique, de composition chimique, de

viscosité du liquide synovial.

Au moindre changement détecté, les synoviocytes vont alors réguler d’eux-mêmes

leurs sécrétions dans la matrice extracellulaire de l’intima et dans la cavité articulaire (Smith,

2011).

L’intima présente des récepteurs nociceptifs qui, stimulés lors d’une lésion de la

membrane, vont provoquer de la douleur.

Les synoviocytes baignent dans une substance intercellulaire spécialisée riche en acide

hyaluronique (responsable de la viscosité du liquide synovial et de la lubrification du cartilage

articulaire) et également constituée d’autres glycosaminoglycanes comme la chondroïtine

sulfate, dermatane-sulfate et héparane-sulfate (Nagaoka et Tsukise, 2001) (Smith, 2011).

Cette substance intercellulaire forme une matrice relativement pauvre en fibres de collagène

et est pourvue de pores de 0,1 à 0,5µm de diamètre (Edwards, 1996). Elle forme ainsi des

réseaux extensibles et déformables de fibres qui confèrent une élasticité à la couche synoviale

dépourvue de fibres élastiques (Grasse, 1971).

Lors d’une modification pathologique du liquide synovial, la population cellulaire de

la membrane synoviale se voit modifiée. En effet, les synoviocytes B ont un potentiel

prolifératif supérieur aux autres types de synoviocytes : ils peuvent alors se transformer en

cellules intermédiaires pour devenir par la suite des synoviocytes A (Schneider, 2007).

Rappelons que les synoviocytes B proviennent d’une lignée fibroblastique. Ainsi, les

fibroblastes de la subintima ont également la capacité de se différencier en synoviocytes B

(Smith et al, 2003) (De Sousa et al, 2014).

La membrane synoviale a ainsi les rôles de nettoyage de la cavité articulaire, de

filtration du plasma sanguin et de sécrétion du liquide synovial. Elle contrôle le volume et la

composition du liquide synovial de par son rôle de filtre et permet ainsi via le liquide la

nutrition des chondrocytes du cartilage articulaire et la lubrification du cartilage (Smith,

2011).

- 24 -

b) Formation du liquide synovial

Le liquide synovial (LS) ou synovie contenu dans l’articulation est un liquide

visqueux, transparent, avec un pH légèrement alcalin (Schneider, 2007). Il assure la

lubrification et la nutrition du cartilage articulaire. Les cellules de la membrane synoviale

filtrent le plasma sanguin. Les protéines plasmatiques diffusent en fonction de leur poids

moléculaire. L’albumine et les autres protéines de bas poids moléculaire traversent la

membrane pour se retrouver dans le LS tandis que les protéines dont le poids moléculaire est

supérieur à 160 000 daltons ne passent pas la membrane semi-perméable. C’est le cas du

fibrinogène (340 000 daltons), protéine responsable de la coagulation sanguine, qui est donc

absente dans le LS sain. Ainsi, par-rapport au plasma sanguin, Le LS ne contient ainsi qu’1/3

des protéines du plasma sanguin (Hui, 2012). Le LS contient en plus l’acide hyaluronique,

sécrété majoritairement par les synoviocytes B de la membrane synoviale mais également par

les synoviocytes C et responsable de la viscosité du LS. Les pores de la membrane synoviale

ne permettent pas le passage de l’AH vers le plasma sanguin. Il est par conséquent retenu

dans la cavité articulaire malgré les importantes variations de la pression hydrostatique locale

lors des mouvements. L’AH contenu dans la cavité joue alors un rôle important dans la

composition du LS. En effet, les filtres n’agissent pas pour les petites molécules qui passent

donc par simple diffusion. Le fait que le LS corresponde à un ultra-filtrat du plasma sanguin

pourrait laisser penser à un phénomène passif. Pourtant, il n’en est rien. Il s’agit en réalité

d’un phénomène très dynamique où la concentration en AH est en cause. En effet, l’AH crée

une pression oncotique supérieure à celle du sang. Pour équilibrer cette pression, il en résulte

un appel de molécules de petite taille dans le LS. La concentration en AH doit donc rester

constante pour préserver la composition inchangée du LS (Frisbie, 2012). Celui-ci, comme le

plasma sanguin contient donc entre autres des électrolytes, du glucose, de l’acide urique et de

la bilirubine.

La membrane synoviale assure à la fois la production et la résorption du LS. Lors de

l’inflammation de la membrane, la perméabilité des capillaires est augmentée (Schneider,

2007). La membrane ne peut alors plus réaliser son rôle d’ultrafiltration correctement et va

laisser passer certains composants du sang, comme les protéines de haut poids moléculaire,

modifiant ainsi la composition du LS (Le Blaye, 2004) (Bellocq, 2007).

- 25 -

L’ESSENTIEL

Le liquide synovial est un ultrafiltrat du plasma sanguin. Filtré par la membrane

synoviale, il contient l’acide hyaluronique qui lui confère sa viscosité. Il assure la nutrition

des chondrocytes du cartilage articulaire et la lubrification du cartilage.

- 26 -

Il est important de s’intéresser à la composition biochimique du LS pour comprendre

comment il permet la nutrition des chondrocytes et la bonne lubrification du cartilage

articulaire.

C/ Composition chimique du liquide synovial

Le LS est un dialysat du plasma. Il est composé des molécules filtrées par la

membrane synoviale : principalement de l’eau (approximativement 85%), mais aussi des

protéines (19 à 28mg/mL), des lipides (3mg/mL) organisés sous forme de bicouches et

d’autres molécules solubles. La différence majeure avec le plasma sanguin est la présence de

l’acide hyaluronique (1 à 4g/L) synthétisé par la membrane synoviale. Le LS ne contient pas

d’érythrocytes. Il est composé de cellules en faible quantité et est dépourvu de cristaux

(Pascual, 2005). Une composition biochimique inchangée du LS, en particulier des molécules

de lubrification, l’acide hyaluronique et les protéoglycanes, est nécessaire au maintien de

l’homéostasie articulaire. Les chondrocytes et les synoviocytes en sont les cellules clés : ils

assurent la sécrétion et le renouvellement de la MEC et du LS. Des molécules de signalisation

– les cytokines - et des enzymes de dégradation – les métalloprotéinases- interviennent dans

ce processus (Lipowitz, 1985) (Furey, 2000) (Hui, 2012).

D’un point de vue structurel, le LS se présente comme un gel constitué entre autres

d’acide hyaluronique et d’albumine qui s’organise autour de bicouches lipidiques ou de

vésicules lipidiques. L’association lipides-acide hyaluronique entraîne la formation de

vésicules à multiples couches contenant de l’acide hyaluronique.

Pour cette partie, nous allons d’abord nous intéresser aux composants responsables de

la viscosité, de la lubrification et de la morphologie du LS : l’acide hyaluronique, les

phospholipides, les protéines sériques et glycoprotéines et aux protéoglycanes. Puis, nous

verrons les autres molécules présentes dans le LS. Par la suite, nous étudierons les molécules

intervenant dans le maintien de l’homéostasie articulaire, à savoir les molécules de

signalisation –cytokines et facteurs de croissance- et les enzymes de dégradation. Enfin, nous

parlerons de la population cellulaire dans le LS.

- 27 -

a) Composants responsables de la viscosité, de la lubrification et de

l’ultrastructure du liquide synovial

1) L’acide hyaluronique

En 1934, l’acide hyaluronique (AH) fut isolé pour la première fois de l’humeur vitrée

des yeux de bovins par Meyer. Il le nomma ainsi à cause de la présence d’un acide (l’acide

uronique) et de la consistance hyaline que prenait la substance une fois jetée dans l’eau

(Meyer et al. 1934). La principale différence entre la constitution biochimique du plasma

sanguin et celle du LS est la présence importante d’AH dans ce dernier. Il est présent dans un

très grand nombre de tissus : entre autres la peau, le cordon ombilical, et le LS qui lui permet

d’être distribué dans le cartilage articulaire et la membrane synoviale. Sécrétée par les

synoviocytes B majoritairement, et les synoviocytes C de la membrane synoviale, l’AH se

trouve sous forme de hyaluronate de sodium dans le LS.

C’est un glycosaminoglycane non sulfaté composé de 12 500 unités disaccharides

d’acide glucuronique D (GlcA) et de N-acétyl-D-glucosamine (GlcNAc) (Lipowitz, 1985). La

molécule d’AH étirée dépasserait 15µm de longueur. De haut poids moléculaire : entre 2 et 7

000 000 daltons, la proportion de ce polysaccharide linéaire est de 3,2 à 4,1mg/mL de liquide

synovial chez l’humain (Dicker, 2014).

Figure 4 : Structure chimique d’une molécule d’acide hyaluronique (Necas, 2008)

Extrêmement hydrophile, une molécule d’acide hyaluronique peut se retrouver liée à

50 000 molécules d’eau ! L’association eau- AH augmente la viscosité du LS. Cette viscosité

est directement liée à la quantité et au degré de polymérisation de l’AH (Park, 2014). De plus,

l’AH associé à l’eau forme un gel déformable et élastique. Ce 3e corps présent entre les deux

surfaces en contact - à savoir ici les cartilages articulaires - permet de maintenir, par effet

d’écrasement, une couche de film entre ceux-ci, absorbant les chocs lors d’un mouvement

articulaire, et jouant ainsi un rôle de lubrification des cartilages articulaires (Noble et al.

2010).

- 28 -

Freeman et al. ont montré expérimentalement que sur un cartilage articulaire

synthétique, la présence d’un lubrifiant permettait de réduire la friction - c’est-à-dire les

forces de frottements - de 70% (Freeman et al. 2000) !

En 2005, Akmal et al. ont montré expérimentalement l’effet chondroprotecteur de

l’AH : les chondrocytes articulaires cultivés en présence d’AH avaient un taux de

prolifération d’ADN et de production de la MEC significativement plus élevé que les

chondrocytes cultivés sans AH (Akmal et al. 2005). En effet, l’AH stimule la production de

TIMP-1 (pour Tissue Inhibitors of matrix metalloproteinases, inhibiteurs des métalloprotéases

MMP qui dégradent la MEC) par les chondrocytes, inhibe les neutrophiles intervenant dans la

dégradation du cartilage, et atténue l’IL-1 agissant dans la dégénérescence de la MEC (Necas,

2008).

Dans le cartilage articulaire, l’AH permet également le maintien de l’intégrité

structurelle de la MEC en formant un centre d’agrégation avec les protéoglycanes –constitués

d’une protéine centrale liée à des glycosaminoglycanes sulfatés comme la chondroïtine sulfate

- , ceux-ci étant reliés à l’AH via une protéine de liaison.

Figure 5 : Représentation schématique du complexe protéoglycane-A.H (Roughley P.J, 2006)

2) Les phospholipides : bicouches lipidiques et vésicules

Les lipides du LS sont des phospholipides amphiphiles de faible poids moléculaire

(750 daltons). Leur proportion est de 3 mg/mL de LS.

- 29 -

En effet, ils sont composés d’une tête hydrophile et d’une queue hydrophobe. La tête

est constituée d’un glycérol, d’un phosphate et d’un groupement qui va déterminer le type de

phospholipides : dans 41% des cas phosphatidylcholines, dans 32% des cas sphingomyelines

et dans 27% des cas phosphatidyléthanolamines. La queue, elle, est constituée de deux

chaînes d’acides gras dont la majorité (57%) sont sous forme insaturée, le reste (43%) étant

saturé.

A l’état sain, le LS se présente comme un gel emprisonné par les phospholipides qui

s’organisent soit en bicouches lipidiques (3 à 7 couches à la surface du cartilage) soit en

vésicules lipidiques. C’est cette organisation qui serait à l’origine de la propriété lubrifiante

du LS. En effet, plus le nombre de bicouches lipidiques est important, plus le coefficient de

friction serait faible. De surcroît, plus la proportion d’acides gras insaturés par-rapport aux

acides gras saturés augmente, plus ce phénomène de friction serait bas. Cette organisation est

spécifique du LS sain in vivo. En effet, des études ont montré que cette structure globale était

modifiée en fonction du pH, de la température, des pressions hydrostatique et osmotique, de

la tension en oxygène et des sels. Ainsi, le LS dans l’air ambiant aurait une structure en

monocouches lipidiques et non bicouches lipidiques, et les acides gras insaturés des

phospholipides deviendraient solubles dans l’eau : par fixation d’un oxygène, ils

transformeraient leur double liaison en oxirane, puis en diol par fixation d’eau ; perdant ainsi

l’effet lubrifiant hydrophobe connu in vivo du LS (Noble et al. 2010).

3) Les protéines sériques et glycoprotéines

α) Les protéines sériques

Quasiment toutes les protéines du LS proviennent du plasma sanguin ultrafiltré. Les

protéines sanguines sont triées par la membrane synoviale en fonction de leur taille et de leur

forme. Celles ayant un poids moléculaire supérieur à 160 000 daltons ne passent pas la

membrane semi-perméable. Ceci explique pourquoi contrairement au sang, le LS est pauvre

en protéines : chez le chien, 20 à 25mg/mL ; chez l’homme, 19 à 28 mg de protéines par mL

de LS, ce qui représente environ 1/3 des protéines présentes dans le plasma sanguin

humain (73 mg de protéines par mL de plasma) (Lipowitz, 1985) (Hui, 2012). De plus, le

liquide synovial n’est pas coagulable : le fibrinogène responsable de la coagulation sanguine

est une protéine de trop haut poids moléculaire pour passer à travers la membrane, il est donc

absent dans le LS.

- 30 -

Les protéines majoritairement rencontrées dans le LS sont donc les protéines de faible poids

moléculaire. L’albumine (69 000 daltons) est la principale protéine retrouvée. Sa

concentration est d’environ 12mg/mL de LS humain, ce qui est élevé par-rapport à la

concentration sanguine en albumine : cette dernière ne représentant que 37% de la

concentration dans le LS (Hui, 2012). La globuline γ est la 2e protéine prédominante avec

10,4 mg/mL de LS humain. Les autres protéines présentes sont la transferrine (90 000

daltons), les globulines β1 (5,1 mg/mL de LS humain, α1 (2,3 mg/mL de LS humain), α2 (3,7

mg/mL de LS humain). Ces protéines sériques ont pour principal rôle d’amener les substances

nutritives et immunitaires nécessaires au bon fonctionnement de l’articulation, d’équilibrer

les pressions osmotiques extracellulaires et intracellulaires, de jouer un rôle dans l’osmolarité

du liquide synovial en se liant à l’acide hyaluronique, et enfin de permettre la lubrification des

cartilages articulaires. Lors d’inflammation articulaire, la membrane synoviale n’est plus

capable d’exercer son rôle de filtre correctement : La concentration en protéines dans le

liquide synovial augmente alors (Small, 1964) (Lipowitz, 1985) (Damiano et al. 2005) (Noble

et al. 2010). Les détails seront vus dans une partie ultérieure sur la composition biochimique

du LS lors d’arthrose.

β ) Les glycoprotéines

Les glycoprotéines sont composées de multiples oligosaccharides liés par une liaison

0-β (1-3) Gal-GalNAc. La protéine de la zone superficielle SZP et la lubricine sont deux

glycoprotéines distinctes codées par le gène proteoglycan 4 Prg4 (Elsaid, 2005) (Hui, 2012).

La protéine de la zone superficielle SZP (Superficial Zone Protein) est une

glycoprotéine de 345 000 daltons codée par le gène PRG4 et sécrétée uniquement par les

chondrocytes de la partie superficielle du cartilage articulaire et non des parties plus

profondes (Hui, 2012). La SZP jouerait un rôle dans la lubrification du cartilage (Elsaid,

2005).

La lubricine est une glycoprotéine de 227 000 daltons présente en faible quantité dans

le liquide synovial : 0,035-0,24mg/mL de LS (Hui, 2012). Elle est connue pour son action

anti-oxydante et de lubrification. Elle est présente à la surface de la membrane synoviale et

des cartilages articulaires. Elle est le produit du gène proteoglycan 4 Prg4 et sécrétée par les

synoviocytes B de la membrane synoviale (Elsaid, 2005) (Schneider, 2007) (Hui, 2012).

- 31 -

En 2003, Elsaid et al. ont réalisé une étude aux Etats-Unis consistant à sectionner les

ligaments croisés crânial et caudal du lapin. Ils ont ainsi montré qu’une diminution de

concentration en lubricine était associée à une diminution significative de la capacité de

lubrification du LS (Elsaid, 2005). Cette action de lubrification peut être expliquée par la

structure même de cette glycoprotéine. En effet, la lubricine est composée de plusieurs

domaines lui conférant des caractéristiques spécifiques : un domaine vitronectin-like, un

domaine mucine-like et un domaine hemopexin-like. Le domaine vitronectin-like lui permet

de se fixer aux bicouches lipidiques du LS et aux fibres de collagène ou au gel du cartilage

articulaire. Le domaine mucine-like lui confère sa caractéristique de lubrification grâce à une

quantité importante de sucres chargés négativement qui vont faire fuir les molécules d’eau. Le

domaine hemopexin-like, quant à lui, permet à la lubricine d’être anti-oxydante concernant les

lipides et les protéines de liaison.

Selon les recherches actuelles, les bicouches lipidiques du liquide synovial

fusionneraient entre elles pour occuper les espaces morts entre les différentes bicouches et

entre les bicouches et les cartilages articulaires. Grâce à son activité anti-oxydante et de

fixation, la lubricine permettrait de consolider cette organisation structurelle du LS. C’est

ainsi que, la lubricine, de par ses 3 domaines, est un protecteur de l’articulation synoviale

(Noble et al. 2010) (Hui, 2012).

Figure 6 : Structure proposée pour le liquide synovial (Sfarghiu, 2007)

- 32 -

b) Autres molécules sériques : urée, glucose, cholestérol, lactates,

etc.

La concentration en urée du LS sain est approximativement similaire à celle du sang

(Cajori, 1928) (Lipowitz, 1985).

Le glucose servant à la nutrition des chondrocytes du cartilage articulaire a une

concentration approximativement similaire dans le sang et dans le LS sain (Cajori, 1928).

La concentration en ions sodium et chlorure est sensiblement plus élevée dans le LS

sain par-rapport au plasma sanguin (Cajori, 1928).

Le cholestérol et les triglycérides sont présents en très faible quantité dans le LS sain

par-rapport au taux plasmatique. En effet, ces lipides sont transportés par des lipoprotéines,

celles-ci étant naturellement de haut poids moléculaire. Leur taille importante les empêche

ainsi de passer la membrane synoviale et d’entrer dans la cavité articulaire. Lors d’affection

articulaire, la concentration de ces lipides peut se retrouver augmentée, du fait d’une filtration

moins efficace de la membrane synoviale (Lipowitz, 1985) (Damiano, 2005).

Les lactates sont absents ou en trop faible quantité pour être détectés dans le LS sain

(Pascual, 2005).

Le taux du complément hémolytique total (CH50) du LS sain correspond à 50% de

celui du sang (Damiano, 2005).

c) Molécules intervenant dans le maintien de l’homéostasie

articulaire

Dans une articulation saine, il existe un maintien de l’homéostasie articulaire. Ce

processus est permis par des médiateurs de l’inflammation : des molécules de signalisation –

les cytokines - d’une part et des enzymes de dégradation – les métalloprotéinases - d’autre

part (Hui, 2012).

1) Molécules de signalisation : les cytokines

Les cytokines présentes dans le LS sont des facteurs de régulation importants. Elles

peuvent provenir du plasma sanguin, des chondrocytes, des cellules synoviales ou des tissus

avoisinants de l’articulation. Par-rapport aux autres liquides biologiques de l’organisme, c’est

dans le LS que l’on trouverait le plus de cytokines inflammatoires.

- 33 -

Dans un LS sain, celles-ci sont en faible quantité tandis qu’elles sont en quantité marquée lors

d’atteinte articulaire (Damiano, 2005) (Hui, 2012).

Figure 7 : Actions des cytokines sur le chondrocyte (d’après Boire, 2012)

Dans un cartilage sain, les chondrocytes sécrètent 3 types de cytokines dont le rôle est

déterminé en fonction du tissu qu’elles vont affecter (Damiano, 2005) (Hui, 2012):

- Les cytokines anaboliques : les facteurs de croissance IGF1 1 (Insuline Growth Factor

1 ou facteur de croissance analogue à l’insuline 1) et TGF-β (Transforming Growth

Factor ou facteur de croissance transformant) - FGF (Fibroblast Growth Factor ou

facteur de croissance des fibroblastes), BPM (Bone Morphogenetic Protein ou

protéine pure ostéo-inductrice), CDMP (Cartilage Derived Morphogenetic Protein ou

protéine morphogénétique dérivée du cartilage). Elles stimulent les chondrocytes et la

synthèse des constituants de la MEC.

Chondrocyte

Synthèse des constituants de

la MEC

ANABOLISME

Cytokines anaboliques :

TGF-β1, IGF-1, FGF,

BPM, CDMP

CATABOLISME

Libération de collagénases

=> Dégradation du collagène du

cartilage

Libération de stromélysines

=> Dégradation des

protéoglycanes

Cytokines régulatrices ou

anti-inflammatoires : IL-4,

IL-10 et IL-13, TIMPs

Cytokines cataboliques

ou pro-inflammatoires :

IL-1α, IL-1β, TNF-α, IL-

6, IL-8, IL-17, IL-18 et

LIF

-

- +

- 34 -

- Les cytokines cataboliques ou pro-inflammatoires : interleukines IL-1, IL-6, IL-8, IL-

17, TNF-α α (Tumor Necrosis Factor), et le LIF (Leukemia Inhibitory Factor). Elles

vont provoquer la libération de collagénases responsables de la dégradation du

collagène du cartilage, et des stromélysines responsables de la dégradation des

protéoglycanes.

- Les cytokines régulatrices ou anti-inflammatoires : interleukines IL-4, IL-10, IL-13,

inhibiteurs de collagénases ou TIMPs (Tissue Inhibitors of Metalloproteases ou

inhibiteurs tissulaires des métalloprotéinases). Elles inhibent l’action des cytokines

cataboliques.

Enfin, les protéines de liaison telles que l’IL-IRA (Interleukine 1 Receptor Antagonist)

ont la capacité de jouer un rôle chondroprotecteur au niveau de l’articulation synoviale et sont

ainsi retrouvées en quantité importante dans le LS sain.

Tant que l’équilibre entre ces trois types de cytokines est présent, le cartilage se

renouvelle. Lors d’arthrose, la balance est déséquilibrée et penche en faveur des cytokines

cataboliques. Ce sont principalement l’interleukine IL-1 et le TNF-α qui sont responsables de

la destruction du cartilage lors d’arthrose (Boire, 2012).

2) Enzymes de dégradation : les métalloprotéinases

De nombreuses enzymes sont présentes dans le liquide synovial sain des carnivores

domestiques et des humains : phosphatase alcaline, phosphatase acide, déhydrogénase

lactique et autres enzymes. Leur quantité varie en fonction de l’espèce et de la pathologie

articulaire. Elles ont plusieurs origines possibles : elles peuvent provenir du plasma ultrafiltré

par la membrane synoviale, être le produit de la membrane synoviale, être libérées par les

macrophages circulant dans le LS, ou encore être libérée par les chondrocytes du cartilage

articulaire (Lipowitz, 1985).

Les métalloprotéinases MMP sont des enzymes de dégradation présentes dans le LS

sain, et qui sont en quantité augmentée lors de pathologie articulaire. Elles ont pour rôle de

dégrader la matrice extracellulaire.

- 35 -

Leur action est soigneusement régulée de par la sécrétion de l’enzyme sous forme inactive, la

nécessité de son activation pour son fonctionnement et la présence d’inhibiteurs des MMP :

En effet, les MMP sont sécrétées sous forme de zymogènes, proenzymes inactifs (Hui, 2012),

uniquement par les chondrocytes dans une articulation saine. Lors d’arthrose, les

synoviocytes B de la membrane synoviale se mettent également à sécréter ces

métalloprotéinases, surtout au sein de l’intima (Schneider, 2007).

L’activation de ces pro-MMP est permise par des protéinases telles que sérine-

protéinase et cystéine-protéinase qui coupent les liaisons peptidiques de ces protéines. Il

existe trois types de métalloprotéinases actives ou MMP (Boire, 2012):

- les collagénases (MMP-1, -8, -13) responsables de la dégradation de la trame

collagénique du cartilage

- les gélatinases (MMP-2, -9)

- les stromélysines ou agrécannases ou glycoprotéases (MMP-3, -10, -11) responsables

de la dépolymérisation et de la dégradation des agrégats de protéoglycanes et des

glycosaminoglycanes

Les collagénases et stromélysines ont une action catabolisante. Plasmine, kallikrein et

cathépsine B sont des activateurs des pro-MMP1.

Des inhibiteurs des MMP (TIMPs) et des inhibiteurs d’enzymes activant les pro-MMP

sont également présents dans les tissus avoisinants. De plus, ces MMP ont la capacité

d’activer leur pro-MMP par un feed-back positif. Une modification de l’activité et de la

concentration des enzymes de dégradation, de leurs inhibiteurs et activateurs respectifs

entraîne un déséquilibre de la balance anabolisme-catabolisme. Ceci est constatable lors

d’arthrose, où le phénomène de catabolisme prédomine (Hui, 2012).

Lors d’arthrose, des prostaglandines, du monoxyde d’azote et des myéloperoxydases

sont également sécrétées et se retrouvent dans le LS (Le Blaye, 2004).

d) Cellules sériques

Le LS sain est très pauvre en cellules contrairement au sang et contient moins de 100

cellules par mm³ (Pascual et Jovani, 2005). Chez le chien, le LS compte entre 0 et 3000

cellules par mm³ (Lipowitz, 1985).

- 36 -

Chez le cheval, le LS contient moins de 500 cellules par µL ; et le nombre de leucocytes varie

en fonction de l’articulation : le boulet contient par exemple 0,39 ×109/L de leucocytes contre

0,12 ×109 dans le grasset (Schneider, 2007). La majorité de ces cellules correspondent à des

cellules mononuclées comme les lymphocytes, les monocytes et les synoviocytes, leur

proportion par-rapport à la population cellulaire s’élevant à 90 % lors d’arthrose. Les

lymphocytes sont en concentration variable et représentent entre 11 et 44 % des cellules

nucléées du LS (Parry, 2013).

Les grandes cellules mononucléaires, qui sont des cellules à fort potentiel

phagocytaire, peuvent dériver des monocytes sanguins, des macrophages tissulaires ou des

synoviocytes et représentent 60 à 90 % des cellules contenues dans le LS sain (Parry, 2013).

Les polynucléaires neutrophiles sont rarement visibles et représentent moins de 5 %

des cellules nucléées dans le LS sain (Parry, 2013). Leur présence est le plus souvent due à

une contamination sanguine lors du prélèvement du LS mais elle peut également signer un

processus inflammatoire (Lipowitz, 1985).

D’autre part, les érythrocytes sont absents dans le LS sain, contrairement au sang : 4,0-

5,6.10^6 par mm³ de sang total humain. La présence d’érythrocytes dans le LS est donc

anormale et révèle soit une atteinte articulaire soit une contamination par le sang (Hui, 2012).

L’ESSENTIEL

Le LS est composé essentiellement d’AH, de phospholipides, de protéoglycanes, de

molécules intervenant dans le maintien de l’homéostasie articulaire. Il est pauvre en protéines

et en cellules et n’est pas coagulable du fait de l’absence de fibrinogène.

- 37 -

D/ Fonctions du liquide synovial

Rôles biomécanique et métabolique

a) Lubrification du cartilage articulaire et amortissement

La compréhension du fonctionnement de l’articulation synoviale nécessite le recours à

la tribologie. La tribologie consiste en l’étude des phénomènes de frottement, d’usure et de

lubrification entre deux structures en contact, immobiles ou non (Furey, 1997, 2000).

L’articulation synoviale est une zone où les chocs sont encaissés et les forces de contact

redistribuées, tout en ayant une friction et une usure minimale du cartilage articulaire. En ce

sens, l’articulation synoviale est un système tribologique parfait. Des recherches en

biomécanique ostéo-articulaire humaine sont en cours depuis plusieurs dizaines d’années afin

de comprendre comment le coefficient de friction articulaire, valeur sans unité exprimant le

ratio de la force frictionnelle sur la force normale pouvait être proche de zéro : 0,001 à 0,05.

Un être-humain ou un animal utilise normalement ses articulations pendant une vie entière

alors que les prothèses actuelles utilisées en humaine ont une durée de vie courte tournant

autour de 10 ans et un coefficient de friction articulaire plus élevé que dans une articulation

synoviale : 0,01 pour les meilleurs matériaux de prothèse. De plus, les chercheurs n’ont

toujours pas trouvé le matériel ayant les mêmes caractéristiques que ce triplet tribologique :

cartilage-liquide synovial-cartilage. En effet, aucun matériel connu à l’heure actuelle ne peut à

la fois encaisser les chocs et être glissant: exemple de la prothèse en céramique : une des

matières les plus glissantes mais aussi les plus cassantes (Noble et al. 2010).

Lors d’un mouvement articulaire, les cartilages sont soumis à plusieurs contraintes :

des forces de compression, de frottement, de cisaillement. Le liquide synovial agit alors à

deux niveaux afin de préserver et protéger les cartilages :

- Au sein de l’articulation, c’est-à-dire en tant que liquide lubrifiant entre les deux

cartilages articulaires mis en jeu.

- Au sein du cartilage articulaire lui-même

1) Action du liquide synovial au sein de l’articulation

Au sein d’une articulation, le LS permet le glissement des cartilages entre eux grâce à

sa viscosité et son caractère lubrifiant.

- 38 -

Ces propriétés sont permises d’une part par l’acide hyaluronique synthétisé par les

synoviocytes B et C de la membrane synoviale, d’autre part par l’organisation spécifique du

liquide synovial in vivo. Rappelons que l’AH confère au LS sa viscosité et son état de gel. En

effet, le LS sain se présente comme un gel emprisonné par les phospholipides amphiphiles,

ces derniers s’organisant alors sous forme soit de bicouches lipidiques soit de vésicules

lipidiques. Plus le nombre de bicouches lipidiques est important, plus le coefficient de friction

serait faible. Par ailleurs, plus la proportion d’acides gras insaturés par-rapport aux acides gras

saturés augmente, plus ce phénomène de friction serait bas (Noble et al. 2010). C’est ce 3e

corps présent entre les deux cartilages en contact qui permet de maintenir, par effet

d’écrasement, une couche de film entre ceux-ci, absorbant les chocs lors d’un mouvement

articulaire, jouant ainsi un rôle de lubrification des cartilages et permettant le glissement des

cartilages entre eux.

La lubricine est un autre élément permettant la lubrification au sein d’une articulation.

Elle est présente dans le LS, à la surface de la membrane synoviale et des cartilages

articulaires. Elle est composée d’un domaine vitronectin-like qui lui permet de se fixer aux

bicouches lipidiques du LS et aux fibres de collagène ou au gel du cartilage articulaire ; et

d’un domaine mucine-like qui lui confère un rôle de lubrification au sein de l’articulation. En

effet, ses sucres chargés négativement font fuir les molécules d’eau. Les bicouches lipidiques

du LS fusionneraient ainsi entre elles pour occuper les espaces morts entre les différentes

bicouches et entre les bicouches et les cartilages articulaires (Hui, 2012).

2) Action du liquide synovial au niveau du cartilage articulaire

Le LS agit aussi au niveau du cartilage articulaire. Comme expliqué précédemment, le

cartilage articulaire est composé à 95% d’une matrice extracellulaire. Celle-ci est composée

de protéoglycanes (produits des chondrocytes), de fibres de collagène de type 2 et d’eau

(Bellocq, 2007). Ce sont les protéoglycanes qui, en s’associant avec l’acide hyaluronique vont

former un complexe qui va retenir l’eau dans la MEC, assurant ainsi au cartilage son élasticité

et sa capacité à amortir les chocs. Les fibres de collagène, quant à elles, vont constituer

l’armature du cartilage articulaire et assurer une résistance mécanique. Elles vont emprisonner

les chondrocytes et les protéoglycanes et les empêcher de fuir hors du cartilage dans le LS.

- 39 -

Le réseau tridimensionnel formé, à la fois solide et souple et qualifié comme étant « en

arceau » donne au cartilage ses propriétés mécaniques : amortissement, glissement,

compressibilité, résistance à l’écrasement, élasticité (Fayolle, 2002). L’association fibres de

collagène-protéoglycanes permet ainsi d’amortir les chocs lors d’un mouvement articulaire :

La partie profonde de la MEC protège des forces de compression tandis que la partie

superficielle protège des forces de cisaillement (Fox, Millis, 2010).

b) Nutrition du cartilage articulaire

Le cartilage n’est pas irrigué. Il trouve donc ses nutriments ailleurs : grâce au liquide

synovial essentiellement (Wang, 2013). En effet, les solutés nécessaires à la nutrition de

certains de ces chondrocytes proviennent de la circulation sanguine et sont apportés par

l’ultrafiltrat du plasma sanguin, le LS (Lipowitz, 1985).

Nous allons nous intéresser ici uniquement aux chondrocytes nourris par imbibition

par le LS, c’est-à-dire aux chondrocytes des zones superficielle et moyenne du cartilage.

Le cartilage articulaire est nourri de deux manières (Jackson, 2010):

- par simple diffusion du LS pour ce qui est des petites molécules : glucose, urée, ions

- par un phénomène de pompe articulaire pour ce qui est des macromolécules comme

l’albumine

1) Nutrition du cartilage par diffusion

La diffusion de molécules de solutés se définit par le déplacement macroscopique de

ces molécules d’une région de forte concentration vers une région de faible concentration.

Le taux de diffusion dépend d’une part des propriétés matricielles à savoir la taille des

pores pouvant laisser passer les solutés ou non ; et d’autre part des propriétés du soluté, à

savoir le poids de ce dernier et sa charge. La diffusibilité d’un soluté est inversement

proportionnelle à sa taille. En effet, plus le soluté est de haut poids moléculaire, plus il lui est

difficile de passer à travers la MEC pour nourrir les chondrocytes. Les molécules pouvant

passer à travers le cartilage par diffusion sont donc les petites molécules telles que l’urée, le

glucose, le lactate, l’oxygène ou les ions (O’Hara et al. 1990) (Jackson, 2010).

Cette diffusion est liée à la convection, c’est-à-dire au mouvement du soluté sous

l’action d’une force extérieure. Cependant, la convection n’est pas le phénomène principal.

- 40 -

O’Hara et al. ont montré expérimentalement qu’une compression intermittente des cartilages

articulaires ne permettait pas d’augmenter de façon notable le mouvement des petites

molécules comme l’urée à travers le cartilage. Ainsi, la diffusion reste le mécanisme majeur

pour le transport des petits solutés à travers la MEC (O’Hara et al. 1990).

2) Nutrition du cartilage par le phénomène de « pompe

articulaire »

Les molécules de haut poids moléculaire arrivent à passer par diffusion à travers le

cartilage mais en concentration bien moindre par-rapport aux petites molécules (Maroudas,

1976). Pour traverser la MEC par diffusion, les molécules de trop haut poids moléculaire

utilisent alors le phénomène de pompe articulaire - appelé aussi principe de l’éponge – qui

alterne des phases de mise en charge et de repos. Les molécules concernées sont les grosses

molécules telles que l’albumine, les facteurs de croissance, les hormones, les enzymes et leurs

inhibiteurs, les cytokines, etc. (O’Hara et al. 1990).

Les protéoglycanes de la MEC du cartilage articulaire sont chargés négativement, ce

qui leur confère leur caractère hygroscopique. En effet, les chaînes glucidiques des

protéoglycanes écartent ces derniers et provoquent un appel et une rétention d’eau et d’ions

positifs. Lors d’un phénomène de compression, la balance électrique négative présente

empêche le rapprochement des protéoglycanes et limite ainsi l’expulsion de l’eau et des ions

positifs. Les déchets quant à eux sont expulsés. Inversement, lors d’un phénomène de

relaxation, la balance électrique négative attire l’eau, les nutriments et les ions positifs vers la

MEC du cartilage articulaire (Noble et al. 2010). O’Hara et al. ont montré expérimentalement

qu’une compression intermittente des cartilages articulaires permettait le passage de

l’albumine à travers la MEC (O’Hara et al. 1990).

C’est donc ce phénomène de « pompe articulaire » qui permet la nutrition complète

des cartilages et l’expulsion des déchets. Si l’articulation est immobile, les cartilages

articulaires vont d’une part recevoir une nutrition inadéquate car seules les petites molécules

nutritionnelles pourront pénétrer à travers les cartilages articulaires grâce à la diffusion.

D’autre part, en l’absence de mouvement, la MEC va accumuler les déchets acides tels que les

lactates et le CO2. Les mouvements sont donc indispensables pour la nutrition du cartilage.

(Jackson, 2010).

- 41 -

Figure 8 : Schéma synthétique expliquant le phénomène de « pompe articulaire » (d’après

Noble et al. 2010) :

a) Cartilage mis en charge

b) Cartilage au repos

L’ESSENTIEL

Le LS permet la lubrification des cartilages articulaires. L’organisation « en arceau »

de la MEC et l’AH associé aux protéoglycanes permet l’amortissement des chocs et le

glissement des surfaces articulaires entre elles. La nutrition des chondrocytes du cartilage

articulaire se fait par simple diffusion du LS pour ce qui est des petites molécules et par un

phénomène de pompe articulaire pour ce qui est des macromolécules.

- 42 -

PARTIE II : LE LIQUIDE SYNOVIAL AU CŒUR

DU PROCESSUS PHYSIOPATHOGENIQUE DE

L’ARTHROSE

L’OMS définit l’arthrose comme étant « la résultante de phénomènes mécaniques et

biologiques qui déstabilisent l’équilibre entre la synthèse et la dégradation du cartilage et de

l’os sous-chondral. Ce déséquilibre peut être provoqué par de multiples facteurs : génétiques,

congénitaux, métaboliques ou traumatiques. L’arthrose touche tous les tissus de l’articulation

diarthrodiale et se manifeste par des modifications morphologiques, biochimiques,

moléculaires et biomécaniques de la matrice cartilagineuse conduisant à un ramollissement,

une fissuration, une ulcération et une perte du cartilage articulaire, une sclérose de l’os sous-

chondral associée à la formation d’ostéophytes et de géodes. Quand elle devient

symptomatique, l’arthrose entraîne douleur et raideur articulaires, un éventuel épanchement

articulaire avec des degrés variables d’inflammation locale ».

La dénomination anglo-saxonne de l’arthrose est l’ostéoarthrose qui trouve son origine

dans le grec : « osteon » signifie « de l’os », « arthron » « articulation » et « itis »

« inflammation » (Iannitti, 2012). Le terme anglais « ostéoarthrose » est à ne pas confondre

avec le terme français « ostéo-arthrite", défini comme étant « une arthrite infectieuse

compliquée de lésions osseuses des extrémités articulaires » (Dictionnaire médical de

l’Académie nationale de Médecine, 2015).

Il est important de comprendre que l’arthrose ne correspond pas seulement au

vieillissement du cartilage, qui affecte naturellement les animaux âgés. En effet, l’arthrose

n’est pas uniquement localisée au cartilage. C’est une affection qui touche l’articulation

synoviale dans son ensemble : le cartilage articulaire, la synovie, le liquide synovial, l’os

sous-chondral et les tissus avoisinants, à savoir les muscles, tendons et ligaments (Singh et al.

2014). L’articulation peut ainsi être considérée comme un organe à part entière de par tous ses

composants. L’arthrose associe à la fois la chondrose (ou dégénérescence du cartilage) et la

synovite (ou inflammation de la membrane synoviale) ; et tous les animaux âgés n’en sont pas

atteints inéluctablement mais sont prédisposés (Fox et Millis, 2010).

- 43 -

L’arthrose n’est donc pas une maladie mais une affection dégénérative des

articulations caractérisée par des modifications pathologiques (Fox, Millis, 2010):

- La détérioration progressive du cartilage articulaire

- Un remodelage de l’os sous-chondral

- Une inflammation de la membrane synoviale (ou synovite)

- Un épaississement de la capsule articulaire

- Une fibrose des tissus périarticulaires comme la synoviale, l’os sous-chondral, les

muscles, les tendons et les ligaments

- La formation d’ostéophytes

Nous verrons comment le LS reflète l’ensemble de ces changements tissulaires. Par

ailleurs, sa modification accélère et auto-entretient ces lésions articulaires.

A/ La manifestation clinique de l’arthrose

Le diagnostic clinique de l’arthrose se fonde sur les symptômes cliniques (douleur et

boiterie) et sur l’examen orthopédique et neurologique (Annexes 1 et 2) (Fox et Millis, 2010).

Les sites privilégiés de l’arthrose chez le chien sont les articulations de l’épaule, du coude et

de la hanche.

a) Arthroses primaire et secondaire

L’arthrose possède une étiologie multifactorielle et peut avoir deux modes

d’apparition, primaire ou secondaire :

- L’arthrose primaire ou primitive est idiopathique (Baret et Benaim, 2008) (Fox, et

Millis, 2010). Selon la race, l’âge d’apparition de cette arthrose n’est pas la même :

par exemple, 3,5 ans pour le rottweiler et 9,5 ans pour le caniche (Mele et Harvey,

2007). De plus, il semblerait que les races de grande taille soient prédisposées

génétiquement à cette arthrose primaire. (Houlton et Collinson, 1994) (Mele et

Harvey, 2007). Celle-ci peut être localisée (principalement sur les membres), atteindre

plusieurs articulations ou être généralisée.

- L’arthrose secondaire, beaucoup plus fréquente, est une affection dont on connait

l’origine.

- 44 -

Tout ce qui modifie directement ou indirectement l’homéostasie au niveau de

l’articulation et ayant une durée et/ou une intensité suffisante peut être responsable

d’arthrose secondaire (Fox et Millis, 2010). Des arthropathies du jeune chien comme

la dysplasie du coude (avec entre autres une non-union du processus anconé, une

fragmentation du processus coronoïde médial) ou de la hanche, l’ostéochondrite

disséquante, la luxation de rotule peuvent être à terme responsables d’arthrose. Des

troubles musculo-squelettiques acquis comme une rupture du ligament croisé crânial,

des fractures articulaires ou des entorses graves peuvent entraîner une instabilité

articulaire et à terme mener à de l’arthrose (Henrotin et al. 2005).

L’arthrose n’est pas une affection héréditaire mais certains animaux peuvent en être

prédisposés par leur mode de vie, leur âge ou encore leur conformation.

b) Prévalence chez les carnivores domestiques et l’homme

L’arthrose est l’affection articulaire observée le plus fréquemment chez le chien mais

aussi chez l’homme. Elle est également souvent constatée chez le chat (Le Blaye, 2004).

1) Chez le chien

Affection articulaire la plus fréquente chez le chien (Baret et Benaim, 2008), l’arthrose

est également la première cause de douleur chronique (Fox et Millis, 2010). Près de 20% des

chiens en présentent dès l’âge d’un an et plus (Le Blaye, 2004) et près de 50% des chiens de

plus de 4 ans en manifestent aux Etats-Unis (Fox et Millis, 2010). Une étude réalisée aux

Etats-Unis révèle que les vétérinaires américains voient en un mois 45 chiens souffrant

d’arthrose, dont 21% avec une arthrose sévère, 38% avec une arthrose modérée et 41% avec

une arthrose légère, s’ils se basent sur les symptômes cliniques (Fox et Millis, 2010).

L’arthrose peut commencer par une chondrose structurale (c’est-à-dire ayant pour origine des

contraintes mécaniques normales exercées sur un cartilage altéré) : dans ce cas, l’arthrose la

plus fréquente est celle du chien âgé (animal de plus de 4 ans) ; ou par une chondrose

mécanique (c’est-à-dire ayant pour origine des contraintes mécaniques anormalement élevées

en intensité, en fréquence et/ou une anomalie de répartition des forces exercées sur un

cartilage initialement sain) : les cas d’arthrose les plus rencontrés sont chez le chien en

surpoids ou obèse (Le Blaye, 2004) ou d’une race de grande taille (plus de 22,5kg en général)

(Fox et Millis, 2010).

- 45 -

Il semblerait que la prédisposition génétique des grandes races soit chez le chow chow, le

dalmatien, le samoyède, le labrador, le bouvier bernois et le berger allemand (Houlton et

Collinson, 1994) (Mele et Harvey, 2007). Cependant, ceux-ci ne sont que des facteurs

prédisposants et l’arthrose peut être observée chez n’importe quel chien.

2) Chez le chat

Contrairement au chien, le chat est une espèce ayant tendance à cacher les moindres

signes de boiterie chez le vétérinaire. Le plus souvent, les propriétaires rapportent que leur

animal est plus lent, marche au ralenti, ne saute plus ou difficilement sur le canapé ou le lit,

sans qu’il y ait de réelle boiterie (Fox et Millis, 2010). Les articulations les plus touchées par

l’arthrose chez le chat sont la hanche, le grasset, l’épaule et le coude (Hardie et al. 2002)

(Clarke et al. 2005) (Freire et al. 2008).

Une étude randomisée sur 100 chats domestiques de 6 mois à 20 ans montra que 92%

des chats possédaient des lésions d’arthrose visibles à la radiographie, révélant ainsi que les

lésions d’arthrose radiologiquement visibles étaient très fréquentes chez les chats domestiques

(Lascelles et al. 2010). De la même manière, une étude rétrospective sur 100 chats âgés de

plus de 12 ans et amenés en consultation à la clinique pour tous types de raisons (hormis les

polyarthrites) montra que 90% des chats sélectionnés révélaient des signes radiologiques

d’arthrose des membres et de la colonne vertébrale. Le pourcentage d’arthrose visible à la

radiographie, sans les cas de spondylose vertébrale, s’élevait quant à lui à 64% (Hardie et al.

2002).

3) Chez l’homme

Chez l’homme, l’arthrose est de loin l’affection musculosquelettique la plus fréquente

au monde (Gobezie et al. 2007). Il semblerait que plus de 50% des individus âgés de plus de

35 ans en soient touchés, bien que cette arthrose ne soit pas toujours symptomatique (Le

Blaye, 2004). En effet, une étude réalisée aux Etats-Unis en 2000 révèle que plus de 80% des

Américains âgés de plus de 55ans sont atteints d’arthrose (Kee, 2000) ; tandis qu’une enquête

épidémiologique réalisée en 2006 en Grèce n’a révélé d’arthrose clinique –à savoir du genou,

de la hanche et des mains- que chez 8,9% des adultes humains (Andrianakos et al. 2006).

- 46 -

Chez l’homme, la composition en collagène de la couche superficielle du cartilage

varierait de 45 à 90%, rendant certains individus prédisposés à l’arthrose Kee, 2000). En effet,

un cartilage articulaire avec une quantité importante de fibres de collagène dans la couche

superficielle serait plus résistant aux chocs qu’un cartilage avec une quantité moindre de

collagène. Il semblerait que cette distribution collagénique présente une prédisposition

génétique chez l’homme (Houlton et Collinson, 1994). De plus, une étude réalisée aux Etats-

Unis en 2011 révèle qu’un individu ayant eu un traumatisme au niveau de l’articulation du

genou aurait plus de risque de développer de l’arthrose du genou qu’une personne sans passé

lésionnel (Muthuri, 2011).

L’ESSENTIEL

L’arthrose est l’affection articulaire observée le plus fréquemment chez le chien (âgé,

obèse, race de grande taille), le cheval, mais aussi chez l’homme. Elle touche l’articulation

synoviale dans son ensemble : le cartilage articulaire, la synovie, le liquide synovial, l’os

sous-chondral et les tissus avoisinants (muscles, tendons et ligaments).

L’arthrose possède une étiologie multifactorielle et se décrit par une douleur et une

boiterie.

- 47 -

B/ Physiopathologie de l’arthrose

Lors d’arthrose, de nombreuses modifications articulaires telles qu’une modification

structurelle de la membrane synoviale, des lésions du cartilage articulaire, des lésions

osseuses et une synovite (ou inflammation de la membrane synoviale) sont visibles.

a) Modifications structurelles de l’articulation lors d’arthrose

1) Modification structurelle de la membrane synoviale

Avant toute atteinte de l’intégrité du cartilage articulaire, la membrane synoviale est le

siège de modifications structurelles : épaississement de l’intima qui passe d’une ou deux

couches cellulaires à trois ou quatre couches cellulaires, développement de villosités

synoviales, augmentation de la vascularisation et de l’infiltration du stroma subsynovial par

des lymphocytes (Fox et Millis, 2010) (Loeser et al. 2012).

2) Lésions du cartilage articulaire

Lors d’arthrose, l’aspect macroscopique du cartilage est modifié : modification de couleur

(plus jaunâtre), d’aspect (plus opaque) et de consistance (plus mou, moins élastique) (Bellocq,

2007).

Les lésions cartilagineuses se déroulent en quatre stades. Une des premières

modifications structurelles est la chondromalacie ou ramollissement du cartilage. En premier

lieu, il se produit une rupture de la trame collagénique cartilagineuse, entraînant une

augmentation de la teneur en eau du cartilage par hyperhydratation des protéoglycanes

hygroscopiques et un défaut de leur maintien. Leur protéine centrale devenant défectueuse, les

protéoglycanes perdent leur capacité à fixer l’acide hyaluronique (Houlton et Collinson,

1994). Ceci conduit à une fuite des protéoglycanes hors de la matrice cartilagineuse et ainsi à

une désorganisation de l’architecture de la MEC diminuant alors l’élasticité et la capacité

d’amortissement du cartilage (Boire, 2012). Le deuxième stade de la lésion du cartilage

correspond à la fibrillation de la couche superficielle du cartilage articulaire (Grieson et al.

1982). Cette fibrillation, liée à la désorganisation de la MEC, entraîne un effritement de cette

première couche selon la direction des fibrilles de collagène qui sont disposées parallèlement

à la surface articulaire.

- 48 -

Les sollicitations anormales entraînent progressivement la perte de l’intégrité de cette couche

externe. Des microfissures cartilagineuses superficielles se forment alors (Loeser et al. 2012).

Par la suite, des fissures se forment dans les couches cartilagineuses profondes. Ces

fissures sont orientées dans le sens des fibrilles de collagène, c’est-à-dire selon une orientation

oblique dans la zone moyenne puis une orientation perpendiculaire dans la zone profonde. La

fibrillation superficielle évolue ainsi vers une fissuration plus en profondeur puis vers une

érosion avec des lésions en coups d’ongles (Le Blaye 2004). Cette progression de fissuration

vers la profondeur du cartilage correspond au troisième stade de ces lésions.

Ces fissures peuvent pénétrer très profondément jusqu’à atteindre l’os sous-chondral,

stade ultime, où il y a possibilité de sclérose ou éburnation, puis ulcération (ulcères en

croissant) et abrasion de l’os sous-chondral (Boire, 2012) .

En parallèle de cet effritement, les chondrocytes du cartilage articulaire deviennent

plus gros et s’agrègent (Fox et Millis, 2010).

L’arthrose épuise ainsi peu à peu le cartilage. Les chondrocytes augmentent dans un

premier temps leur synthèse de protéoglycanes et de collagène, avant de diminuer. Toutefois,

le cartilage cicatriciel produit n’a pas la même qualité que le cartilage sain et ses propriétés

biomécaniques sont bien inférieures (Le Blaye, 2004).

3) Lésions osseuses

Des récepteurs membranaires aux cytokines pro-inflammatoires : IL1-β et TNF-α sont

présents à la surface des ostéoclastes de l’os sous-chondral. La liaison de ces cytokines à leurs

récepteurs permet l’activation de ces ostéoclastes et une déminéralisation, formant des géodes

à la surface de l’os sous-chondral (Boire, 2012). De plus, de par les lésions cartilagineuses, la

capacité d’amortissement du cartilage est diminuée, laissant l’absorption des charges à l’os

sous-chondral. En réponse aux contraintes mécaniques, celui-ci s’épaissit, se densifie et se

polit jusqu’à devenir lisse (Banks, 1993). Cette lésion de sclérose ou éburnation, visible à la

radiographie, serait responsable de la perte des qualités élastiques de l’os sous-chondral et

donc d’une fragilisation accrue du cartilage (Lajeunesse et al. 1999) (Henrotin et al. 2005).

Pendant que l’os sous-chondral se densifie, des zones de raréfaction osseuses

épiphysaires apparaissent sous forme localisée en créant des lacunes ou géodes ou sous forme

plus diffuse en étant responsable d’ostéoporose épiphysaire.

- 49 -

A plus long terme, des ostéophytes se forment à l’intérieur de la cavité articulaire, à la

jonction du cartilage et de la membrane synoviale, gênant les mouvements articulaires (Felson

et al. 2000). Ces ostéophytes, parfois audibles à la palpation de l’articulation sous forme de

craquements, sont à l’origine d’une ankylose partielle voire totale de l’articulation dans le cas

où les ostéophytes des deux épiphyses se rejoignent et s’accrochent. Ces phénomènes de

soudure se constatent le plus souvent ventralement lors d’arthrose vertébrale chez le chien

avec la formation de « ponts ». On parle alors de spondylose ankylosante (Le Blaye, 2004).

Ce remaniement de l’os sous-chondral avec la formation des lacunes et des

ostéophytes aggraverait l’arthrose en augmentant les contraintes exercées sur l’articulation et

en altérant les capacités mécaniques de l’os. De plus, des facteurs de croissance comme le

facteur TGF activeraient les cellules précurseurs du périoste. Toutefois, il n’a pas encore été

établi de relation entre les lésions cartilagineuses et la formation d’ostéophytes (Fayolle,

2007).

4) La synovite

Il semblerait que l’inflammation de la membrane synoviale aussi appelée synovite ne

peut pas être à elle seule responsable de l’arthrose et qu’il est nécessaire d’avoir en plus un

traumatisme physique pour développer cette affection (Burr et Radin, 1990).

L’effritement du cartilage articulaire et l’agrégation des chondrocytes entraîne le

détachement de fragments cartilagineux. Les chondrocytes, stimulés par les cytokines et les

leucotriènes libérés par la membrane synoviale, produiraient les protéases de dégradation ou

métalloprotéases (Johnston, 1997). Plus tardivement, ces mêmes enzymes seront libérées par

les synoviocytes de la membrane synoviale (Le Blaye, 2004). Il est possible d’avoir dans le

liquide synovial des fragments de cartilage articulaire et des synoviocytes A sans qu’il n’y ait

de conséquence clinique. En effet, tant que ces débris sont éliminés par la membrane

synoviale et qu’il n’y a pas d’inflammation importante de celle-ci, l’animal peut ne pas

présenter de signes cliniques d’arthrose (Schneider et al. 2007). Cependant, la présence de ces

débris, phagocytés par les synoviocytes de type A, peut être à l’origine de la sécrétion de

médiateurs pro-inflammatoires comme IL-1 et PGE2 dans le LS et ainsi être responsable de

synovite aigüe ou inflammation aigüe de la membrane synoviale (Fox et Millis, 2010). La

chondrose simple, qui est indolore du fait de la non-innervation du cartilage, peut donc

engendrer une synovite qui elle, est douloureuse (Boire, 2012).

- 50 -

La synovite peut également être provoquée par la présence dans le LS de

microcristaux et de produits de dégradation comme la chondroïtine sulfate (Le Blaye, 2004).

Les synoviocytes A s’agglomèrent à la surface de la membrane synoviale et le nombre

de synoviocytes B est augmenté entraînant parfois la formation de volumineux bourgeons

charnus (Schneider et al. 2007). Ces fongosités vont gêner les mouvements articulaires

(Bellocq, 2007). Par la suite, la résorption du LS et notamment des catabolites est diminuée.

Les déchets métaboliques s’accumulent dans l’articulation et la pression intra-articulaire

augmente. Un gonflement douloureux des récessus articulaires est alors perceptible à la

palpation de l’articulation.

En parallèle, la synthèse en AH est ralentie. De plus, l’AH est dégradé suite à

l’augmentation en concentration de hyaluronidase dans le LS, rendant celui-ci moins

visqueux. En conséquence, la lubrification des surfaces articulaires ainsi que la nutrition des

chondrocytes du cartilage articulaire sont diminuées, auto-entretenant le processus dégénératif

déjà mis en place (Le Blaye, 2004).

Cette inflammation aigüe évolue vers une synovite chronique caractérisée par une

fibrose, une hyperplasie de la membrane synoviale et une pauvre vascularisation qui

participent à l’altération de la mobilité des articulations (Fayolle, 2007).

L’ESSENTIEL

Des modifications structurelles de la membrane synoviale, des lésions du cartilage

articulaire, un remaniement de l’os sous-chondral, un détachement de débris cartilagineux et

une synovite peuvent être constatés lors d’arthrose.

- 51 -

b) Le cercle vicieux catabolique de l’arthrose

Dans une articulation saine, un équilibre s’instaure entre les phénomènes anaboliques

(renouvellement de la MEC) et cataboliques (dégradation de la MEC).

Lors d’un processus arthrosique, les chondrocytes deviennent incapables de maintenir

cet équilibre. En effet, dans un premier temps, les chondrocytes tentent une réparation de la

MEC en augmentant les synthèses de protéoglycanes et de collagène. Cependant, les fibres de

collagène nouvellement synthétisées ne sont pas aussi solides que le collagène initial.

Puis, dans un deuxième temps, ce phénomène de régénération du cartilage s’épuise :

les chondrocytes diminuent leur synthèse en protéoglycanes, la trame collagénique se fragilise

et le cartilage dégénère.

La dégradation du cartilage entraîne le détachement de fragments cartilagineux dans

l’articulation. Suite au contact de ceux-ci avec la membrane synoviale, les synoviocytes A

vont d’une part nettoyer ces débris articulaires grâce à leur action macrophagique (Schneider

et al. 2007) et d’autre part sécréter l’IL-1, déjà libérée par les macrophages et les

chondrocytes en temps normal - le chondrocyte ayant la capacité de s’auto-stimuler en

sécrétant lui-même l’IL-1. Cette cytokine catabolique stimule les synoviocytes B et les

chondrocytes (Houlton et Collinson, 1994). Une fois stimulés, ces deux types cellulaires vont

alors sécréter trois types de médiateurs de l’arthrose : les collagénases, les stromélysines et les

prostaglandines pro-inflammatoires. Les macrophages du LS sécrètent également ces mêmes

médiateurs (Houlton et Collinson, 1994) (Schneider, 2007). Ce sont les prostaglandines qui,

en provoquant une vasodilatation, augmentent la perméabilité vasculaire de la membrane

synoviale et modifient ainsi la composition du LS. Ces prostaglandines vont également

induire une inhibition de la synthèse des protéoglycanes et du collagène. En parallèle, les

chondrocytes sécrètent le TNF-α qui participe lui aussi à l’augmentation de la production des

MMP et de leurs activateurs, accélérant ainsi la dégradation du cartilage articulaire. Le TNF-α

induit également la sécrétion de prostaglandines et d’autres cytokines cataboliques comme

l’IL-6, l’IL-8 et LIF par les synoviocytes et les chondrocytes (Iannitti, 2012). C’est la

sécrétion des médiateurs de l’arthrose par ces quatre types cellulaires – chondrocyte,

synoviocytes A et B, macrophage - qui participe à la dégradation de plus en plus profonde du

cartilage articulaire (Le Blaye, 2004). Cette présence de substances inflammatoires et le

détachement de fragments cartilagineux dans l’articulation entraîne une synovite et de la

douleur : la chondrose indolore évolue vers une synovite douloureuse (Boire, 2012).

- 52 -

Le LS est un élément clé du processus physiopathogénique de l’arthrose. En effet, les

lésions articulaires sont responsables de modifications dans la composition biochimique du

LS. Celui-ci étant en contact direct avec les structures articulaires, un changement dans sa

composition entraîne des répercussions sur le bon fonctionnement de l’articulation. Lors

d’arthrose, la concentration en AH dans le LS chute fortement de par sa diminution de

synthèse et sa dégradation suite à l’augmentation en concentration de hyaluronidase dans le

LS. Moins visqueux, le LS perd ses propriétés de lubrification des surfaces articulaires,

entraînant des lésions articulaires supplémentaires (Le Blaye, 2004) (Boire, 2012).

La sollicitation mécanique du cartilage est augmentée alors que le LS est de moins en

moins nutritif pour les chondrocytes du cartilage articulaire, qui étaient déjà en faible nombre

avec une faible capacité de régénération. En conséquence, lors d’arthrose, la mort des

chondrocytes signe la fin du cartilage (Bellocq, 2007).

L’activité catabolique excessive dépasse les capacités de réparation du processus

anabolique, inhibant à terme la régénération du cartilage, auto-entretenant le processus

dégénératif déjà existant et conduisant à la dégradation progressive et irréversible de celui-ci.

Le cartilage, déjà altéré, n’est alors plus capable de sortir de ce cercle vicieux catabolique de

l’arthrose (Le Blaye, 2004).

- 53 -

Figure 9 : Schéma synthétique de l’action des synoviocytes, macrophages et chondrocytes

dans le processus de dégradation du cartilage articulaire lors d’arthrose (d’après Houlton et

Collinson 1994, Le Blaye 2004 et Boire 2012)

Il est intéressant de noter que la physiopathologie de l’arthrose de la hanche chez le

chien est considérée comme étant très similaire à celle de l’homme (Clements et al. 2006).

Ainsi, le chien pourrait être un potentiel modèle à utiliser dans l’étude de l’arthrose en

médecine humaine (Innes et Cleg, 2010).

L’ESSENTIEL

Lors d’un processus arthrosique, l’activité catabolique excessive dépasse les capacités

de réparation du processus anabolique. Le cercle vicieux catabolique de l’arthrose se met en

place et la dégénérescence progressive du cartilage est irréversible.

- 54 -

PARTIE III :

ANALYSE CLINIQUE DU LIQUIDE SYNOVIAL

Lors d’arthrose, la composition de la synovie se retrouve modifiée. Différents

examens sont réalisables afin d’étudier le liquide synovial. Nous allons ici décrire la

technique de prélèvement de ce liquide et son évaluation ; ainsi que les méthodes

diagnostiques de l’arthrose. Puis, nous nous intéresserons aux thérapeutiques intra-articulaires

agissant sur la composition du liquide synovial arthrosique.

Le prélèvement de LS et son examen – direct, cytologique, bactérien, visualisation de

microcristaux ou non- permettent d’établir le diagnostic d’une arthropathie. En effet, l’étude

du LS permet d’établir un diagnostic différentiel entre une affection non inflammatoire

comme l’arthrose et un processus inflammatoire comme une polyarthrite et un processus non

infectieux ou infectieux comme une arthrite septique. En plus d’être diagnostique,

l’arthrocentèse peut se révéler thérapeutique dans certains cas : drainage d’une effusion

articulaire responsable de douleur et de difficulté à la mobilisation de l’articulation, drainage

d’une articulation septique, arthrocentèse précédant des injections médicamenteuses

thérapeutiques comme les corticoïdes ou la viscosupplémentation par exemple, etc. (Fields et

al. 2006). Ainsi, l’arthrocentèse est vivement conseillée lors d’atteintes articulaires associées

ou non à des atteintes générales: boiteries, hyperthermie continue ou récidivante, faiblesse

générale, douleur articulaire, effusion articulaire, déformation articulaire, etc. (Lipowitz,

1985).

A/ L’arthrocentèse, technique de prélèvement du liquide

synovial:

C’est une technique à la fois rapide, simple à réaliser, sure et nécessitant peu de

matériel (Fields, 2006). Toutes les articulations des membres antérieurs et postérieurs sont

ponctionnables (Huber et Bardet, 2001). La ponction articulaire est à la portée de tous,

cependant, il est préférable que le manipulateur ait déjà de l’expérience, compte-tenu des sites

très précis à ponctionner. Les contre-indications absolues à la réalisation d’une arthrocentèse

sont les infections cutanées ou tissulaires dans les zones de ponctions articulaires.

- 55 -

L’arthrocentèse est également contre-indiquée lors de troubles de la coagulation (Fields et al.

2006). La principale complication pouvant être observée suite à la ponction est l’infection

(Lipowitz, 1985).

a) Préparation de l’animal pour la réalisation d’une arthrocentèse

Une anesthésie générale est fortement conseillée et sera très souvent nécessaire afin

d’éviter les mouvements de l’animal. En effet, ceux-ci peuvent d’une part contaminer le

prélèvement avec du sang et d’autre part, entraîner des lésions au niveau de l’articulation,

entraînant ainsi des modifications de la composition du LS prélevé. Toutefois, dans de rares

cas, si le chien est coopératif, l’arthrocentèse peut être réalisée avec une simple

tranquillisation et une bonne contention (Lipowitz, 1985). La ponction articulaire au niveau

du carpe est par exemple très bien tolérée et peut se réaliser de cette manière (Huber et

Bardet, 2001).

Afin d’éviter une infection iatrogène de l’articulation et une contamination bactérienne

du prélèvement, l’arthrocentèse se réalise dans l’idéal dans les mêmes conditions d’asepsie

stricte que lors d’une chirurgie orthopédique (Lipowitz, 1985). Le site de prélèvement est

tondu sur une zone large : le plus souvent un rayon de 5cm. La tonte doit être rigoureuse : une

lésion cutanée provoquée par la tonte est potentiellement un agent de contamination lors de la

réalisation du prélèvement. Le nettoyage chirurgical se réalise dans l’idéal à l’aide de gants.

La peau de l’animal est nettoyée avec de la povidone iodée (Vétédine solution) ou de la

chlorexidine (Hibitane). 5 passages alternant le couplage : une compresse imbibée de savon et

une de solution sont nécessaires pour un nettoyage chirurgical optimal. Le contact de chaque

compresse avec la peau doit durer minimum 30 secondes et le mouvement effectué doit être

centrifuge, depuis le point où le prélèvement sera réalisé vers les poils. Si la povidone iodée

est utilisée, le savon et la solution doivent être utilisés tous les deux ensembles. Par-contre, si

la chlorexidine est utilisée, le savon et la solution doivent impérativement contenir la même

molécule, sous peine de perdre l’action désinfectante du produit. Après les 5 passages couplés

de savon et de solution, une solution désinfectante est appliquée sous forme de spray sur toute

la zone nettoyée.

- 56 -

(a)

(b)

(c)

Figure 10 : Préparation de l’animal pour la réalisation d’une arthrocentèse (Niel, 2015)

a) Tonte

b) Nettoyage chirurgical avec de la chlorexidine savon

c) Nettoyage chirurgical avec de la chlorexidine solution

Dans l’idéal, un champ opératoire stérile est ensuite apposé pour la ponction

articulaire.

- 57 -

b) Matériel nécessaire lors d’une arthrocentèse:

Les seringues et les aiguilles utilisées doivent impérativement être stériles.

Le choix de la taille de la seringue varie en fonction de la taille de l’animal, de

l’articulation ponctionnée et de la quantité de LS présente. Par exemple, si une effusion est

observée, une seringue plus grande sera utilisée (Fields et al.2006). De plus, la seringue doit

pouvoir provoquer une dépression pour assurer le prélèvement. Ainsi, les seringues de 1mL

sont rarement utilisées - sauf chez un chien de petite taille, pour des petites articulations telles

que le carpe ou le tarse – et les seringues de 2mL et 5mL sont préférées (Lipowitz, 1985).

Le choix du diamètre et de la longueur de l’aiguille varie en fonction de la taille de

l’animal et du site de ponction (Lipowitz, 1985). Ainsi, pour un chien de taille moyenne, on

peut utiliser une aiguille bleue 23G pour un prélèvement au niveau du coude, du carpe, du

grasset et du jarret (Huber et Bardet, 2001). Les aiguilles les plus longues – à savoir les

aiguilles noires 22G - sont quant à elles utilisées pour les articulations scapulo-humérale ou

coxo-fémorale chez les chiens de moyenne à grande taille (Lipowitz, 1985).

La ponction se réalise à l’aide de gants stériles et en deux temps : l’aiguille transperce

d’abord le plan cutané, puis elle passe à travers la capsule articulaire. Il est important

d’enfoncer l’aiguille délicatement vers et à travers la capsule articulaire afin d’éviter

d’endommager le cartilage articulaire. Il est possible que l’aiguille traverse les tendons ou les

muscles avant d’arriver à la capsule. En cas de contamination du prélèvement ou d’une

ponction non réussie, l’aiguille doit être changée (Parry, 2013). Lors du retrait de l’aiguille, il

est important de relâcher le piston de la seringue afin d’éviter une contamination sanguine de

l’échantillon prélevé (Lipowitz, 1985).

Une fois ponctionné, le LS prélevé peut être transféré dans différents tubes pour son

analyse. Si un tube avec un anticoagulant doit être utilisé, il faut préférer l'utilisation de

l'héparine plutôt que l'acide éthylène-diamine-tétra-acétique (ou EDTA) - ce dernier semblant

entraîner la dégradation de l'AH et donc, diminuant la viscosité du LS. Toutefois, l’EDTA

permet de conserver plus longtemps les cellules. Ainsi, en pratique, tous les tubes sont

utilisés : EDTA pour l’examen cytologique, sec pour la culture bactériologique, sérologie et

PCR et hépariné pour la recherche de microcristaux ou le test du caillot de mucine (Fields et

al.2006) (Parry, 2013).

- 58 -

c) Abords possibles pour réaliser une arthrocentèse :

Le prélèvement de LS chez le chien est le plus souvent réalisé au niveau de 6

articulations : articulation scapulo-humérale ou articulation de l’épaule, articulation huméro-

antébrachiale ou articulation du coude, articulation antébrachio-carpienne, articulation coxo-

fémorale ou articulation de la hanche, articulation fémoro-tibio-patellaire ou articulation du

grasset, et articulation cruro-tarsienne ou articulation du jarret.

1) Articulation scapulo-humérale ou articulation de l’épaule:

L’animal est placé en décubitus latéral sur le membre sain. L’épaule est partiellement

fléchie et l’humérus est en position neutre (Lipowitz, 1985). Une aide peut tirer le membre en

direction distale afin d’agrandir l’interligne articulaire pour faciliter le prélèvement (Dembour

et Chancrin, 2008). Avant de réaliser la ponction, il est important d’identifier par palpation

l’acromion, le tubercule supraglénoïdal de la scapula et le tubercule majeur de l’humérus.

L’aiguille entre dans l’articulation par un abord crânio-latéral avec une direction médiale.

Elle passe proximalement au bord latéral du tubercule majeur, latéralement au tubercule

supraglénoïdal et ventralement à l’acromion (Lipowitz, 1985).

Figure 11 : Schémas du lieu de ponction articulaire de l’épaule (Lipowitz, 1985)

- 59 -

2) Articulation huméro-antébrachiale ou articulation du coude :

L’abord peut être latéral ou médial.

α ) Abord latéral

Si l’abord est latéral, l’animal doit être placé en décubitus latéral sur le membre sain et

son coude doit être fléchi de 45°. Avant la ponction, il est nécessaire d’identifier par palpation

l’épicondyle latéral et le condyle latéral de l’humérus et l’olécrâne de l’ulna. L’aiguille

pénètre la peau caudo-latéralement par-rapport au sommet de l’olécrâne et est dirigée

distalement et légèrement médialement (Lipowitz, 1985). La ponction se fait alors entre le

condyle latéral de l’humérus et la tubérosité de l’olécrane de l’ulna (Parry, 2013).

a) b)

Figure 12 : Ponction articulaire du coude par abord latéral

a) Schémas du lieu de ponction articulaire du coude par abord latéral (Lipowitz, 1985)

b) Arthrocentèse du coude par abord latéral (Niel, 2015)

β ) Abord médial

Si l’abord est médial, l’animal doit être placé en décubitus sur le membre qui va subir

la ponction. Une aide maintient le coude en extension tout en exerçant une rotation externe et

une abduction. La ponction est alors réalisée à mi-distance entre l’épicondyle médial et le

sommet de l’olécrâne. L’aiguille est alors dirigée médialement et distalement (Dembour et

Chancrin, 2008).

- 60 -

3) Articulation antébrachio-carpienne :

L’animal est placé en décubitus latéral sur le membre sain ou en décubitus sternal.

Une flexion maximale doit être exercée sur le carpe. La ponction est réalisée par abord dorsal

dans la dépression qui est palpable entre le radius distal et la première rangée du carpe

(Lipowitz, 1985). Si la ponction est réalisée par un abord latéral, l’extenseur commun des

doigts délimitera la dépression obtenue tandis que si la ponction est réalisée par un abord

médial, l’extenseur radial du carpe délimitera la dépression obtenue (Dembour et Chancrin,

2008).

a) b)

Figure 13 : Arthrocentèses au niveau de l’articulation du carpe (Niel, 2015)

a) Abord médial

b) Abord latéral

- 61 -

4) Articulation coxo-fémorale ou articulation de la hanche

L’abord peut être ventral ou latéral.

α ) Abord ventral

Si l’abord est ventral, l’animal doit être placé en décubitus dorsal et une légère

abduction doit être exercée sur les fémurs, de manière à ce que ces derniers soient

perpendiculaires à la ligne médiane (Parry, 2013). La ponction se fait caudalement et

latéralement à l’éminence pectinée et au tendon du pectiné. L’aiguille est enfoncée

crânialement dans l’espace articulaire et est inclinée de 45° (Lipowitz, 1985).

Figure 14 : Schémas du site de ponction articulaire de la hanche par abord ventral (Lipowitz,

1985)

β ) Abord latéral

Si l’abord est latéral, l’animal est placé en décubitus latéral sur le membre sain. Une

aide peut positionner le fémur en abduction et tirer le membre en direction distale afin

d’agrandir l’interligne articulaire. La ponction est réalisée juste dorsalement et médialement

au grand trochanter. L’aiguille a soit une direction caudo-crâniale et est inclinée de 45°

(Lipowitz, 1985) soit une direction médiale (Dembour et Chancrin, 2008). L’articulation est

recouverte par l’importante masse musculaire des fessiers. Cependant, le passage du nerf

sciatique dans cette zone encourage à la plus grande des prudences (Wallace, 1990).

- 62 -

a) b)

Figure 15 : Ponction articulaire de la hanche par abord latéral

a) Schémas du site de ponction articulaire de la hanche par abord latéral, aiguille ayant une

direction caudo-crâniale et inclinée de 45° (Lipowitz, 1985)

b) Arthrocentèse de la hanche par abord latéral, aiguille dirigée médialement (Niel, 2015)

5) Articulation fémoro-tibio-patellaire ou articulation du grasset :

De par sa grande taille et sa facilité de pénétration, l’articulation du grasset est

l’articulation la plus fréquemment ponctionnée. L’animal est placé en décubitus latéral sur le

membre sain. Le membre supérieur est maintenu en abduction et le grasset doit être fléchi de

45° (Lipowitz, 1985). L’arthrocentèse peut s’effectuer de chaque côté du ligament patellaire

car les deux espaces articulaires sont connectés (Parry, 2013). Ainsi, la ponction se réalise

juste latéralement ou médialement au ligament patellaire entre l’extrémité distale de la patella

et la crête tibiale, à travers le coussinet graisseux. L’aiguille est dirigée vers la fosse

intercondylienne (Dembour et Chancrin, 2008).

- 63 -

Figure 16 : Arthrocentèse au niveau de l’articulation du grasset (Niel, 2015)

6) Articulation cruro-tarsienne ou articulation du jarret :

L’animal est placé en décubitus latéral sur le membre sain. Une flexion maximale doit

être exercée sur le jarret. La ponction a lieu dans l’espace palpable entre la malléole fibulaire

et le tibia. L’aiguille a une direction dorso-médiale et parallèle à l’axe du calcanéum

(Dembour et Chancrin, 2008). A moins qu’il n’y ait une effusion, la quantité de LS récoltée

en regard de cette articulation ne dépasse généralement pas 0,1à 0,2mL (Lipowitz, 1985).

Figure 17 : Arthrocentèse au niveau de l’articulation du jarret (Niel, 2015)

- 64 -

d) L’arthroscopie

L’arthroscopie consiste à placer une mini-caméra munie d’une source lumineuse au

sein de l’articulation. Utilisée d’abord dans les années 80 pour le diagnostic des affections du

grasset, cette méthode a par la suite été utilisée pour d’autres articulations telles que le coude,

l’épaule et la hanche (Bureau, 2014).

a) b)

Figure 18 : Arthroscopie du grasset (Niel, 2015)

a) Images de l’articulation retransmise sur l’écran TV de la colonne vidéo

b) Introduction d’une caméra avec une source lumineuse au sein de l’articulation

L’arthroscopie est souvent utilisée en pratique canine et s’impose à l’heure actuelle

comme l’examen complémentaire de choix pour le diagnostic des affections de l’épaule

(comme l’ostéochondrite disséquante par exemple) (Bhatia et al. 2013). Elle permet

d’inspecter de façon détaillée l’articulation afin de visualiser les éventuelles lésions et les

anomalies du cartilage et des ligaments, non visibles à la radiographie (Little et al. 2014)

(Singh et al. 2014). En ce sens, Holsworth et al. ont réalisé une étude en 2005 sur des jeunes

chiens présentant des signes cliniques de dysplasie de la hanche afin de comparer les

anomalies radiographiques et arthroscopiques observées. Ils ont ainsi montré que la

radiographie n’était pas assez sensible pour détecter des lésions cartilagineuses modérées

(Holsworth al. 2005).

- 65 -

De la même manière, en 2014, Bin Abd Razak et al. ont évalué la corrélation entre la

radiographie et l’arthroscopie de la visibilité des lésions en fonction du degré de sévérité de

l’arthrose. Ils ont ainsi montré expérimentalement que la classification de Kellgren et

Lawrence utilisée en radiographie pour grader l’arthrose était très peu corrélée avec ce qui

était vu par arthroscopie : des individus sans lésion d’arthrose visible radiographiquement

présentaient une dégénérescence du cartilage articulaire à l’arthroscopie (Bin Abd Razak,

2014). Grâce à l’arthroscopie, les affections peuvent ainsi être diagnostiquées très

précocement avant l’apparition du processus de dégénérescence arthrosique, ce qui améliore

grandement le pronostic.

Cette technique est à la fois diagnostique et thérapeutique (Bhatia et al. 2013). En

effet, l’arthroscopie permet de réaliser des lavages et des débridements articulaires qui

peuvent s’avérer thérapeutiques en éliminant les causes de douleur (Spahn et al. 2013) (Little

et al. 2014), bien que certains chercheurs comme Moseley et Kirkley ayant réalisé des

expériences sur des genoux arthrosiques chez l’homme réfutent cet effet thérapeutique et ne

voient aucun bénéfice à l’arthroscopie (Moseley et al. 2002) (Kirkley et al. 2008).

L’arthroscopie reste cependant invasive, nécessite l‘anesthésie générale de l’animal,

un coût en équipement ainsi qu’un apprentissage (Bureau, 2014) (Khan et al. 2015). La

complication la plus fréquemment rapportée est l’extravasation de LS dans les tissus

périarticulaires. Cette complication ne présente toutefois pas de risque pour l’animal car la

résorption des liquides se fait naturellement dans les 24-48heures (Beale et al. 2003).

L’ESSENTIEL

L’arthrocentèse est un acte à la fois rapide, simple à réaliser, sur et nécessitant peu de

matériel. Elle est à la fois diagnostique et thérapeutique. C’est aussi le cas de l’arthroscopie,

qui permet de visualiser le liquide synovial et de déceler des anomalies de structures de

l’articulation.

- 66 -

B/ Examen du liquide synovial

Une fois le liquide synovial prélevé, différents examens sont réalisables afin de

caractériser l’échantillon.

Bien que des médiateurs de l’inflammation soient responsables de la manifestation

clinique de l’arthrose et de sa progression, l’arthrose est considérée comme étant non

inflammatoire de par la cytologie non inflammatoire du LS (Nelson et Couto, 2008).

L’examen direct du LS et son examen biologique, cytologique et bactériologique est

utile afin d’établir un diagnostic différentiel entre une affection non inflammatoire comme

l’arthrose et un processus inflammatoire comme une polyarthrite, et un processus non

infectieux ou infectieux comme une arthrite septique (Fields et al. 2006) (Bellocq, 2007).

Le volume moyen de LS d’une articulation saine chez un chien est de 0,24 mL.

Cependant, ce volume varie d’une articulation à l’autre (Lipowitz, 1985). En effet, en 1963,

Sawyer réalise une étude sur des articulations normales de chiens – à savoir les carpes, les

coudes, les jarrets, les hanches et les épaules. 70 arthrocentèses sont effectuées ; et les

volumes prélevés de LS varient alors de 0,01 à 1 mL (Sawyer, 1963).

Le pH du LS varie entre 7,0 et 7,8. Sa valeur peut être diminuée lors d’exercice

intensif et augmentée au repos (Lipowitz, 1985).

La caractérisation du LS se fait par plusieurs points : sa couleur, sa turbidité, sa

viscosité, sa concentration et sa qualité en polysaccharides, sa densité protéique et sa

cellularité.

1) Couleur et turbidité :

Le LS normal est transparent, incolore à jaune (Fields et al. 2006). Un liquide synovial

trouble est anormal (révèle une arthropathie) et signe une concentration importante en cellules

et protéines (Huber et Bardet, 2001). Si on observe du sang dans le liquide prélevé cela peut

être dû soit à une hémarthrose - le liquide prélevé est rose-rouge du début à la fin-, soit à une

contamination sanguine lors du prélèvement - le liquide a une coloration normale, puis au fur

et à mesure du prélèvement, il devient hémorragique (Lipowitz, 1985).

- 67 -

a) b)

Figure 19 : Prélèvement de liquide synovial (Niel, 2015)

a) Liquide synovial sain : translucide, jaune clair

b) Liquide synovial affecté : translucide, rosé, volume important récolté

Il est possible de centrifuger une partie du liquide. Dans ce cas, si l'on observe des

érythrocytes et un surnageant jaune paille, cela évoque une hémorragie récente. Si au

contraire on observe un surnageant jaune, une hémorragie chronique au niveau de

l'articulation peut être envisagée (Parry, 2013).

2) Viscosité :

C’est la forte concentration en AH dans le LS qui rend ce dernier très visqueux. Lors

d’arthrose, la concentration en AH a tendance à diminuer. Le LS perd ainsi de sa viscosité et

de sa propriété de lubrification. En conséquence, les forces de friction augmentent et le

cartilage est moins apte à absorber les chocs, conduisant à la dégradation de ce dernier (Elsaid

et al. 2005) (Fields et al. 2006).

Dans l'idéal, il faudrait caractériser le liquide lors de son prélèvement. Si cela n'a pas

été réalisé, et que le liquide est mis dans un tube avec un anticoagulant, il faut préférer

l'utilisation de l'héparine plutôt que l'EDTA pour les raisons expliquées précédemment. La

viscosité peut être évaluée à l'aide d'un viscomètre, mais cela est rarement utilisé en médecine

vétérinaire des carnivores domestiques (Lipowitz, 1985). L'évaluation de cette viscosité est

donc plutôt subjective :

- 68 -

1ère

possibilité : on expulse le liquide contenu dans une seringue avec aiguille tenue

horizontalement. Le liquide doit former un fil avant de se détacher de l'aiguille (Fields et al.

2006). Le "fil de synovie" a une longueur usuelle de 2-3 cm (Huber et Bardet, 2001).

2e possibilité : test au doigt : on pose une goutte de liquide entre le pouce et l'index. Lors de la

séparation des deux doigts, il y a formation d'un fil qui ne se rompt pas. On dit alors que la

viscosité est augmentée, diminuée ou fortement diminuée (Parry, 2013).

Figure 20 : Test au doigt afin d’évaluer la viscosité du liquide synovial (Niel, 2015)

3e possibilité : L'observation de la disposition cellulaire après étalement sur lame est une

autre évaluation possible de la viscosité. Si le liquide est visqueux, les cellules ont une

disposition linéaire à l’examen cytologique des frottis directs ou des culots, sinon, leur

disposition est aléatoire. Mais cette méthode est comme les deux précédentes, subjective

(Parry, 2013).

3) Concentration et qualité des polysaccharides :

La concentration et la qualité des polysaccharides – et par conséquent d’AH - peuvent être

évaluées s'il nous reste du liquide en quantité suffisante après avoir réalisé les tests cités

précédemment. Pour cela, le test mucine clot (ou test du caillot de mucine) est réalisé.

- 69 -

S'il reste du LS en quantité importante, on peut utiliser un tube à essai. Sinon, une simple

goutte de liquide apposée sur une lame de verre est acceptée. Pour les mêmes raisons que celles

citées plus haut, si un anticoagulant doit être utilisé, l'héparine est le produit de choix dans ce cas.

Après centrifugation, le surnageant non dilué est mélangé à une solution d'acide acétique glacial à

2-5% avec un rapport de 1:4 : une dose de LS pour quatre doses d’acide acétique. Le mélange est

agité lentement avant l'observation du caillot obtenu. La qualité du caillot obtenu reflète le degré

de polymérisation de l’AH (Lipowitz, 1985). Un caillot dit de "bonne qualité" restera consolidé

alors qu'un caillot dit "de mauvaise qualité" se fragmentera. Là encore, l'évaluation est subjective

(Parry, 2013). En général, une affection articulaire à médiation immune ou une arthrite septique

donneront un résultat faible à très faible tandis qu’il n’est pas inhabituel d’observer un bon résultat

avec une affection articulaire dégénérative comme l’arthrose (Lipowitz, 1985). Le caillot peut être

qualifié de (Parry, 2013) :

1) bon (c'est-à-dire normal) :

Observation d'un caillot épais et compact dans une solution transparente

2) acceptable (c'est-à-dire légèrement diminué) :

Observation d'un caillot mou dans une solution légèrement trouble

3) faible :

Observation d'un caillot friable dans une solution trouble

4) très faible :

Absence de caillot avec observation de quelques particules grosses dans une solution

très trouble. Dans le cas où il est difficile d'apporter un jugement sur le caillot, il est possible

de laisser l'échantillon reposer à température ambiante et de le réévaluer une heure plus tard.

4) Densité protéique :

La concentration en protéines totales est mesurée à l'aide d'un réfractomètre (pour un

résultat immédiat) ou d'un examen biochimique. Toutefois, il est en général peu réalisé du fait

de l'épuisement quantitatif du liquide synovial, suite à son utilisation pour les tests précédents

(Huber et Bardet, 2001).

Chez le chien, la densité protéiques du LS tourne autour de 20 à 25 mg/mL et est ainsi

trois fois plus basse que celle du plasma.

- 70 -

En effet rappelons que la membrane synoviale ne laisse passer que les molécules de

faible poids moléculaire. Le LS sain ne contient ainsi ni fibrinogène ni autres facteurs de

coagulation (Lipowitz, 1985) (Hui, 2012).

Lors d’arthrose, la structure de la membrane synoviale se retrouve modifiée. Cette

dernière n’est donc plus capable d’exercer son rôle de filtration sanguine correctement. Le LS

d’une articulation atteinte d’arthrose présente donc une concentration en protéines plus élevée

que dans le LS sain, les protéines de haut poids moléculaires arrivant à passer à travers la

membrane (Hui et al. 2012). Ainsi, chez l’homme, la densité protéique dans le LS sain est de

19 à 28mg/mL (Lipowitz, 1985), tandis qu’elle tourne autour de 30mg/mL lors d’un

phénomène non inflammatoire comme l’arthrose (Shaw et al. 1995). Lors d’une arthropathie

inflammatoire (comme la polyarthrite rhumatoïde par exemple), le LS sera encore plus riche

en protéines – concentration autour de 40mg/mL (Damiano et Bardin, 2005).

5) Cellularité (ou numération cellulaire totale)

Pour la conservation du LS en vue d’un comptage cellulaire, il est déconseillé

d’utiliser un tube hépariné : au bout de 6 heures, le LS mélangé à l’héparine présente une lyse

cellulaire (Bardin, 1998). Le lecteur, voyant une cellularité diminuée, sous-estime alors le

comptage qui l’amène à de fausses conclusions. Le LS prélevé est donc transféré dans un tube

EDTA permettant une meilleure conservation des cellules. Le LS doit alors être dilué avec du

sérum salé et non avec le liquide utilisé habituellement pour la numération sanguine, qui

contient de l’acide acétique pouvant coaguler l’AH contenu dans le LS (Damiano et Bardin,

2005).

Le comptage doit se réaliser manuellement à l’aide d’un microscope et d’un

hématocytomètre. En effet, le comptage cellulaire du LS avec les automates n’est pas aussi

bon et fiable que le comptage pour les autres liquides corporels (Pascual et Jovani, 2005) : les

globules graisseux ou les amas microcristallins notamment d’apatite peuvent être comptés

comme étant des cellules par l’automate, donnant une numération cellulaire faussement plus

élevée (Bardin 1995). Pour un échantillon de LS normal, l’étalement sur la lame doit contenir

moins de 5 cellules par champs – en général, 2 cellules – pour un grossissement × 400 (Parry,

2013).

Le LS sain est très pauvre en cellules et sa cellularité varie en fonction de

l’articulation.

- 71 -

Chez le chien, pour une articulation normale, la numération cellulaire totale est inférieure à

3000 par mm³ (Lipowitz, 1985) tandis qu’elle est de moins de 100 par mm³ chez l’homme

(Pascual et Jovani, 2005). La cellularité peut être modifiée et augmente en fonction de

l’affection : Chez l’homme atteint d’arthrose, le LS est modérément augmenté et contient

moins de 1 000 cellules par mm³. Lors d’un processus inflammatoire, la cellularité est

fortement augmentée et le LS contient plus de 2 000 cellules par mm³. Enfin, une élévation de

la cellularité à plus de 100 000 cellules par mm³ est fortement évocatrice d’arthrite septique

(Damiano et Bardin, 2005).

Cette série d’examens permet ainsi d’apporter une première évaluation du LS. Par la

suite, les analyses cytologique, bactériologique et la recherche de microcristaux constituent la

triade incontournable des examens complémentaires à réaliser sur la synovie.

6) Analyse cytologique

L’analyse cytologique est un test qui ne nécessite qu’une seule goutte de LS étalée sur

une lame. La numération du LS n’est facilement réalisable que pour les LS inflammatoires et

présente peu d’intérêt pour une affection arthrosique (Damiano et Bardin, 2005). Les cellules

à différencier sont les polynucléaires neutrophiles, les éosinophiles, les lymphocytes et les

cellules mononucléaires de grande taille, ces deux derniers étant les cellules majoritaires dans

le LS (Lipowitz, 1985).

Les lymphocytes sont en concentration variable et représentent entre 11 et 44 % des

cellules nucléées du LS (Parry, 2013). En quantité plus importante, leur présence peut signer

une polyarthrite rhumatoïde, une arthrite virale voire une tuberculose (Damiano et Bardin,

2005).

Les grandes cellules mononucléaires, qui sont des cellules à fort potentiel

phagocytaire, peuvent dériver des monocytes sanguins, des macrophages tissulaires ou des

synoviocytes et représentent 60 à 90 % des cellules contenues dans le LS sain (Parry, 2013).

Lors d’arthrite virale ou de rhumatisme inflammatoire précoce, il est observé une

prédominance de la population monocytaire (Pascual et Jovani, 2005). Lors d’arthrose, on

observe une forte prédominance des macrophages généralement activés à cytoplasme

vacuolaire ou spumeux, qui peut s’accompagner de la présence de synoviocytes (Briend-

Marchal, 2008) ou d’ostéoclastes à un stade avancé (Huber et Bardet, 2001).

- 72 -

Les polynucléaires neutrophiles sont rarement visibles et représentent en temps normal

moins de 5% des cellules nucléées (Parry, 2013). Leur présence signe le plus souvent une

contamination sanguine lors du prélèvement du LS mais elle peut également signer un

processus inflammatoire (Lipowitz, 1985). Si les neutrophiles sont la population cellulaire

prédominante à plus de 95%, une arthrite bactérienne ou microcristalline est fortement

envisagée (Bardin, 1998).

Les polynucléaires éosinophiles sont quant à eux absents dans le LS sain (Parry,

2013), leur présence étant liée à une affection comme une arthrite parasitaire ou à un

épanchement chez un sujet allergique (Pascual et Jovani, 2005).

D’autre part, les érythrocytes sont absents dans le LS sain, contrairement au sang. La

présence d’érythrocytes dans le LS est donc anormale et signe soit une atteinte articulaire soit

une contamination par le sang (Hui, 2012).

L’examen cytologique du LS peut également révéler des ragocytes – cellules en

dégénérescence rencontrées dans les affections inflammatoires et en particulier les

polyarthrites rhumatoïdes -, des cellules LE - typiques du Lupus Erythémateux systémique ou

disséminé -, des cellules de Reiter – cellules mononucléées ayant phagocytées des

neutrophiles altérés à noyau pycnotique - et plus rarement des cellules malignes (Bardin,

1998) (Pascual et Jovani, 2005).

7) Analyse bactériologique Il est indispensable de réaliser l’analyse bactériologique avant la mise en place de

toute antibiothérapie. Une cellularité très fortement augmentée avec un LS inflammatoire et la

mise en évidence d’un germe sont des arguments très en faveur d’une arthrite septique. Celle-

ci est dans la plupart des cas due à des germes banals ou à des mycobactéries (Damiano et

Bardin, 2005).

Lorsque cette affection est suspectée, des cultures en milieu aérobique, anaérobique et

spécifique aux mycoplasmes peuvent être effectuées. Cependant, ces mises en culture ne

permettent de mettre en évidence le pathogène que dans 50 % des cas. Il est donc

recommandé de réaliser une culture en milieu enrichi associé à une biopsie de la membrane

synoviale afin de confirmer ou d’infirmer l’hypothèse d’arthrite septique et de la traiter avec

l’antibiogramme obtenu (Huber et Bardet, 2001).

- 73 -

8) Recherche de microcristaux

α ) Les microcristaux rencontrés lors d’arthrose

- Les microcristaux de pyrophosphate de calcium dihydraté (CPPD) et d’urate

monosodique(MSU)

Les cristaux le plus souvent observés lors d’arthrose sont le CPPD et le MSU.

Les CPPD sont le plus souvent intracellulaires, même en absence d’inflammation. De

forme et de taille variable – de 1 à 20µm -, ils ont le plus souvent une forme de

parallélépipède trapu. Plus rarement, ils ont un aspect en bâtonnet court aux extrémités

coupées et ressemblent alors aux MSU. Les CPPD ont une biréfringence faible voire nulle et

peuvent donc être plus difficiles à voir en lumière polarisée qu’en lumière ordinaire.

Toutefois, l’importance de cette biréfringence varie en fonction de l’épaisseur du cristal : les

CPPM de grande taille ou en cube peuvent ainsi être fortement biréfringents du fait de leur

épaisseur (Damiano et Bardin, 2005). De plus, cette biréfringence est positive, c’est-à-dire

que les CPPD apparaissent bleus pâles lorsque leur grand axe est parallèle à l’axe du

compensateur et jaunes pâles lorsqu’ils sont perpendiculaires à l’axe (Pascual et Jovani,

2005).

Au microscope optique à lumière polarisée compensée, les MSU ont quant à eux une

biréfringence forte et négative (Pascual et Jovani, 2005).

Les CPPD et les MSU jouent un rôle dans la physiopathogénie de l’arthrose en

stimulant les chondrocytes et les synoviocytes qui vont alors augmenter leur production en

médiateurs inflammatoires (Liu-Bryan et al. 2005).

- Les microcristaux d’apatite

Lors d’arthrose, des microcristaux d’apatite peuvent également être observés. La

coloration par le rouge alizarine S permet de les identifier. On observe alors des structures de

forme arrondie colorées en rouge vif correspondant à des amas de microcristaux d’apatite

contrastant avec le fond de la préparation qui reste brun. Pour soupçonner fortement la

présence de cristaux d’apatite, il est nécessaire que cette coloration soit très positive : il faut

visualiser plusieurs amas colorés examinés au grossissement ×100 (Damiano et Bardin,

2005).

- 74 -

Cependant, cette coloration n’est pas spécifique de l’apatite car elle colore tous les

cristaux calciques. Il est donc nécessaire de corréler ces résultats à une autre méthode

d’identification comme la microscopie électronique à transmission (Pascual et Jovani, 2005).

Les cristaux d’apatite sont retrouvés dans 70% des articulations atteintes d’arthrose

(Jin et al. 2011) et leur concentration semble plus élevée lors d’arthrose avancée (Pascual et

Jovani, 2005).

β ) Les microcristaux rencontrés lors d’affections autres que l’arthrose

- Les microcristaux d’oxalate de calcium

Les microcristaux d’oxalate de calcium peuvent être de deux types : dihydraté ou

monohydraté. Les premiers ont une forme en enveloppe ou en pyramide tandis que les

seconds sont plus irréguliers. Pouvant être colorés par le rouge alizarine S, ces microcristaux

sont observés chez les patients subissant régulièrement des hémodialyses, ceux étant atteint

d’oxalose ou hyperoxalurie primitive – maladie autosomale récessive avec production en

masse de cristaux d’oxalates (Pascual et Jovani, 2005).

- Les microcristaux de cholestérol

Les microcristaux de cholestérol ont l’aspect de larges plaques rectangulaires ou

parallépipédiques dont un coin est écorné (Pascual et Jovani, 2005). Plus rarement, ils peuvent

avoir la forme de grandes aiguilles négativement biréfringentes (Bardin, 1998). Très rares, ils

sont observés essentiellement lors d’inflammation articulaire chronique. Ils proviennent

généralement de la dégénérescence des macrophages, leur cytoplasme libérant alors ces

microcristaux dans le LS (Damiano et Bardin, 2005).

- Les microcristaux cortisoniques

Les injections intra-articulaires de corticoïdes sont fréquemment réalisées. Celles-ci

peuvent parfois entraîner une arthrite aigüe dans l’heure qui suit l’injection de par la

formation de microcristaux cortisoniques (Pascual et Jovani, 2005). De plus, ces

microcristaux peuvent persister des semaines voire des mois après l’injection. Ils sont sources

d’erreurs diagnostiques car si l’on ignore qu’une injection intra-articulaire a été réalisée

précédemment, il est très facile de les confondre avec d’autres cristaux. De taille variable, ils

sont très fortement biréfringents mais ont un sens de biréfringence qui varie en fonction du

corticoïde en cause (Bardin, 1998).

- 75 -

- Les cristaux anecdotiques

Les croix de Malte, structures arrondies très biréfringentes, sont faites de

phopholipides provenant de la dégradation des membranes cellulaires. Elles sont visibles lors

d’hémarthrose ou d’arthrite aigüe.

Les cristaux de Charcot-Leyden ont une forme en losange allongé et une biréfringence

faible, positive ou négative (Damiano et Bardin, 2005). Ils sont rencontrés dans les

épanchements riches en éosinophiles (Pascual et Jovani, 2005).

Les cristaux de cryoglobulines, encore plus rares, sont de grande taille et fortement

biréfringents. Ils s’observent lors de proliférations plasmocytaires monoclonales et peuvent

être associés à des arthropathies destructrices sévères.

Les cristaux d’hémoglobine, très rares également, ont une forme carrée ou

rectangulaire, sont biréfringents et sont trouvés le plus souvent au sein des globules rouges. Ils

peuvent être observés dans les liquides très hématiques, quelques heures après la ponction

(Damiano et Bardin, 2005).

L’examen direct du LS et son examen biologique, cytologique et bactériologique sont,

comme nous venons de le voir, utiles afin de diagnostiquer une affection articulaire. Cette

arthropathie pourra ainsi être qualifiée :

- d’hémarthrose où le LS prélevé est rose-rouge du début à la fin et contient des

érythrocytes – à différencier d’une contamination accidentelle lors de la ponction où le

LS n’est pas hémorragique mais le devient et coagule dans le tube (Damiano et

Bardin, 2005).

- de dégénérative :

o cas de l’arthrose : où le LS est de viscosité diminuée, la densité protéique

s’élève à 30mg/dL (Shaw et al. 1995) et la cellularité est modérément

augmentée avec moins de 1 000 cellules par mm³ (Damiano et Bardin, 2005).

Il est observé une forte prédominance des macrophages qui peut

s’accompagner de la présence de synoviocytes (Briend-Marchal, 2008) ou

d’ostéoclastes à un stade avancé (Huber et Bardet, 2001), avec une présence

possible de microcristaux de CPPD, de MSU (Pascual et Jovani, 2005) ou

d’apatite (Jin et al. 2011).

- 76 -

o Cas des tumeurs comme le synoviome ou le chondrosarcome, avec présence de

cellules malignes (Bardin, 1998) (Pascual et Jovani, 2005).

- d’inflammatoire : avec un LS fluide qui coagule spontanément

o non infectieuse : cas de la polyarthrite où le LS est très riche en protéines avec

une concentration autour de 40mg/mL, la cellularité est fortement augmentée

avec plus de 2 000 cellules par mm³ (Damiano et Bardin, 2005) et où il y a

présence potentielle de ragocytes (lors de polyarthrite rhumatoïde) (Bardin,

1998) (Pascual et Jovani, 2005).

o infectieuse ou septique avec mise en évidence d’un germe et une

augmentation très importante de la cellularité à plus de 100 000 cellules par

mm³ (Damiano et Bardin, 2005), les neutrophiles étant la population cellulaire

prédominante à plus de 95 % (Bardin, 1998).

En ce qui concerne la recherche, ces examens sont intéressants afin de connaître les

différences entre le LS sain et arthrosique. En effet, l’étude de la synovie rend possible la

création de thérapeutiques modifiant la composition du LS arthrosique pour le rapprocher du

LS sain. L’examen du LS présente donc un réel intérêt dans ce cas.

Pour ce qui est de l’application en clientèle, l’étude du LS est indispensable dans le

diagnostic de certaines affections articulaires comme les arthrites d’origine infectieuses ou

dysimmunitaires. Cependant, bien qu’ils nous permettent d’établir un diagnostic différentiel

de l’arthropathie, ces examens ne sont possibles qu’après prélèvement du LS. L’arthrocentèse

étant un acte invasif qui nécessite l’anesthésie générale de l’animal, ces examens ne sont donc

pas toujours réalisés en clientèle. Pour ce qui est de l’arthrose, cela est d’autant plus le cas

qu’il existe des examens complémentaires non invasifs et/ ou pouvant être réalisés sur un

animal alerte permettant de diagnostiquer cette affection. La radiographie est ainsi l’examen

complémentaire de choix utilisé dans le diagnostic de l’arthrose.

L’ESSENTIEL

L’examen direct du LS – volume, couleur et turbidité, viscosité, concentration et

qualité des polysaccharides, densité protéique, comptage cellulaire - et son examen

biologique, cytologique et bactériologique est utile afin d’établir le diagnostic différentiel de

l’arthrose.

- 77 -

PARTIE IV : PRINCIPALES THERAPIES INTRA-

ARTICULAIRES DE L’ARTHROSE CHEZ LE

CHIEN

Le meilleur traitement pour l’arthrose n’a pas encore clairement été établi. Il existe

actuellement de nombreuses techniques qui ne sont malheureusement que palliatives, aucune

ne pouvant à ce jour réparer les lésions irréversibles causées par l’arthrose. Le diagnostic

précoce joue donc un rôle essentiel dans la gestion de cette affection. Lors d’arthrose, afin de

soulager la douleur et diminuer les symptômes cliniques, il est d’usage d’essayer d’abord les

traitements non invasifs tels que le traitement hygiénique (éviter le surpoids de l’animal,

réduire les exercices trop intenses, etc.), le traitement médical avec la prise orale d’anti-

inflammatoires non stéroïdiens AINS ou encore la physiothérapie. Il est évident qu’en plus de

ces thérapeutiques, il est nécessaire, quand cela est possible, de traiter la cause de l’arthrose.

Lorsque ces traitements conservateurs ne suffisent pas, des méthodes invasives peuvent être

tentées. Le sujet de cette thèse étant le LS, nous n’allons nous intéresser ici qu’aux thérapies

agissant sur le LS.

Les thérapies intra-articulaires utilisables sont multiples et il est nécessaire de

connaître leur interaction avec le LS afin de comprendre leur mode d’action (Jordan et al.

2003) (Reichenbach, 2010). Il peut s’agir d’un lavage articulaire et du débridement articulaire,

d’une injection intra-articulaire d’anti-inflammatoires stéroïdiens AIS et/ou d’une

viscosupplémentation à l’acide hyaluronique. Il ne faut toutefois pas oublier que ces thérapies

sont invasives, peuvent être douloureuses et présentent un risque infectieux. Il est donc

indispensable de les réaliser sous anesthésie générale et de façon aseptique (Iannitti et al.

2012).

A/ Le lavage articulaire, le débridement articulaire et

l’arthrotomie

Le lavage articulaire, pouvant être réalisé sous contrôle arthroscopique, est une

thérapeutique très utilisée de nos jours chez le chien arthrosique. L’objectif est d’éliminer par

rinçage les débris intra-articulaires ou les microcristaux pouvant causer de la douleur et de

l’inflammation. Lors du lavage, deux sites d’accès à l’articulation sont utilisés : une voie

d’entrée pour l’injection de fluide et l’autre pour la sortie (Reichenbach, 2010). Le rinçage est

réalisé le plus souvent à l’aide d’un soluté de Ringer Lactate.

- 78 -

Les solutés de chlorure de sodium sont moins utilisés car quelle que soit leur concentration,

ils présentent un effet néfaste, bien que transitoire, sur l’activité de synthèse des

protéoglycanes (Trotter et Mcllwraith, 1996). Le plus souvent, une poche de 1 litre est placée

en hauteur dans un filet à pression : une aide peut alors comprimer une pompe afin de

contrôler la pression et le débit de l’irrigation. Lors d’un lavage articulaire, les quantités de

liquide utilisées pour le rinçage sont très importantes et nécessitent de remplacer plusieurs

fois la poche (Ribot, 1994). Le lavage peut être associé à un débridement articulaire

permettant d’éliminer un maximum de débris intra-articulaires et de tissus lésés à l’aide

d’instruments sans ouvrir l’articulation (Reichenbach, 2010).

Bien qu’étant très utilisé dans le traitement de l’arthrose, l’intérêt thérapeutique du

lavage articulaire est cependant discuté. Certains chercheurs affirment que pour l’arthrose

précoce, le lavage couplé au débridement permet un soulagement de la douleur de manière

significative et sur une longue période (pouvant durer d’une à cinq années) (Jackson et

Dieterichs, 2003). D’autres, en revanche, n’ont pas constaté de réel bénéfice du lavage

articulaire dans le soulagement de la douleur arthrosique et d’amélioration des signes

cliniques (Moseley et al. 2002) (Reichenbach, 2010).

Figure 21 : Lavage articulaire associé à un débridement articulaire du grasset, sous contrôle

arthroscopique (Niel, 2015)

- 79 -

L’arthrotomie fait souvent suite à l’arthroscopie et est utilisée lorsque le lavage et le

débridement articulaire sous contrôle arthroscopique ne suffisent pas à éliminer tous les débris

et tissus lésés. Elle permet ainsi d’exciser la membrane synoviale lorsqu’elle est trop

enflammée, d’éliminer les ligaments intra-articulaires rompus, de retirer les souris articulaires

ou les micro ou macro-fragments de cartilage. Cependant, cette technique est bien plus

invasive que les précédentes et peut exacerber les lésions arthrosiques à plus ou moins long

terme. Il est ainsi préférable de l’utiliser seulement pour améliorer le confort de l’animal

(Bureau, 2014).

En plus ou à la place du lavage, il est possible de réaliser des injections intra-

articulaires qui présentent plusieurs avantages : l’agent étant injecté directement dans

l’articulation lésée, le produit se retrouve en concentration élevée directement dans la zone à

traiter et les possibles effets systémiques secondaires à celui-ci se retrouvent réduits

(Reichenbach, 2010).

B/ Les injections intra-articulaires

a) Les anti-inflammatoires stéroïdiens intra-articulaires

De nombreuses études chez le chien - utilisé comme modèle d’arthrose suite à la

section du ligament croisé crânial de leur grasset- démontrent l’efficacité et l’innocuité des

injections intra-articulaires de corticoïdes : diminution des modifications structurelles de

l’articulation arthrosique, soulagement de la douleur. Ces injections sont ainsi réalisées depuis

plusieurs dizaines d’années afin de traiter la douleur arthrosique du chien (Pelletier et Martel-

Pelletier, 1989, 1991) (Franklin et Cook, 2013).

Actuellement, deux AIS intra-articulaires sont utilisés chez le chien : la

méthylprednisolone - dont la dose varie de 10 à 40 mg selon l’articulation - et la

triamcinolone – dont la dose varie de 5 à 20 mg selon l’articulation. Les injections se font au

plus 3 fois à 3 mois d’intervalle (Poitte, 2011).

La durée d’action des corticoïdes intra-articulaire reste cependant controversée.

Godwin et Dawes, ou encore Bellamy, montrèrent que, dans l’arthrose du genou chez

l’homme, l’effet bénéfique de l’injection intra-articulaire de corticoïdes commençait une

semaine après l’injection et pouvait durer pendant trois à quatre semaines. Cependant, cette

réduction significative de la douleur ne semblait pas perdurer plus longtemps (Godwin et

Dawes, 2004) (Bellamy, 2006). D’autres en revanche, comme Raynauld et al., réalisèrent une

étude sur deux ans et conclurent que le traitement à long terme à base d’injections répétées de

- 80 -

corticoïdes présentait un réel effet bénéfique sur les signes cliniques de l’arthrose (Raynauld

et al.2003).

De plus, il existerait une incertitude concernant l’évolution du cartilage lors de

l’utilisation de ces corticoïdes. En effet, il semblerait que ceux-ci favorisent l’inhibition de la

dégradation des protéoglycanes mais permettent en parallèle l’inhibition de leur synthèse.

Face à ces informations contradictoires, il est préférable d’utiliser les corticoïdes sur le

court terme afin de soulager les crises aigües d’arthrose (Godwin et Dawes, 2004) (Bellamy,

2006). L’utilisation sur le long terme sera déconseillée en raison des possibles effets

secondaires des corticoïdes, à savoir l’aggravation de la dégradation du cartilage articulaire

(Poitte, 2011). De plus, il est recommandé de ne pas les utiliser comme une monothérapie, et

de les associer à d’autres thérapies comme la physiothérapie ou la prise orale d’AINS

(Rozental et Sculco, 2000).

Pour traiter l’arthrose, une autre possibilité consiste en l’injection intra-articulaire

d’AH, l’effet bénéfique de cette thérapeutique semblant avoir une durée d’action sur le long

terme.

b) La viscosupplémentation à l’acide hyaluronique

La viscosupplémentation à l’AH est une thérapeutique de l’arthrose de plus en plus

utilisée en clientèle canine en raison de sa durée d’action sur le long terme. En effet, une fois

injecté, l’AH reste au sein de l’articulation pendant des heures voire des jours et ses effets

cliniques sont visibles pendant 3 à 6 mois. De plus, il présente une biodisponibilité

immédiate ainsi qu’une absence d’effets systémiques (Iannitti, 2012) (Franklin et Cook,

2013).

Une étude menée par Echigo et al. en 2006 fut réalisée afin de montrer l’action

thérapeutique de l’AH sur l’arthrose chez le chien. Ceux-ci induirent tout d’abord de

l’arthrose dans les grassets de certains chiens en sectionnant le ligament croisé crânial. Par la

suite, ils injectèrent dans les genoux arthrosiques de certains chiens 1mL soit 10mg d’AHune

fois par semaine pendant 5 semaines en commençant les injections le lendemain de

l’intervention. Les chiens ayant subi une section du ligament et n’ayant reçu aucune

médication présentèrent une boiterie modérée tandis que ceux ayant subi la section mais ayant

reçu une viscosupplémentation ne présentaient qu’une boiterie légère voire aucune boiterie.

Trois mois après l’intervention, les chiens de l’étude furent euthanasiés afin d’examiner les

articulations. Le pourcentage d’apoptose des chondrocytes était de 3,8+/-2,4% pour les

- 81 -

genoux n’ayant pas subi de section du ligament et n’ayant reçu aucune médication. Ce

pourcentage s’élevait à 18,8 +/- 8,0 % pour les genoux ayant subi la section du ligament et

n’ayant reçu aucun traitement. Pour les genoux ayant subi la section du ligament mais ayant

reçu l’injection intra-articulaire d’AH, ce pourcentage était abaissé à 11,4+/-6,2%. Echigo et

al. conclurent ainsi que la viscosupplémentation permettait de diminuer l’apoptose des

chondrocytes (Echigo et al. 2006). L’AH assure cette diminution de l’apoptose des

chondrocytes en les protégeant de leur stress oxydatif et en préservant leur fonction

mitochondriale (Iannitti et al. 2012).

Les qualités chondroprotectrices de l’AH ne s’arrêtent pas là. La viscosupplémentation

assure aussi une moindre détérioration de l’articulation. En effet, l’injection intra-articulaire

d’AH restaure les propriétés de viscosité et de lubrification du LS, permettant ainsi au

cartilage d’absorber les chocs et de le protéger des forces de friction. En parallèle l’AH agit

également sur la membrane synoviale en limitant sa réponse face à l’arthrose (Iannitti et al.

2012).

En 2013, Franklin et Cook ont publié les résultats d’un essai clinique et randomisé sur

des chiens de plus d’un an ayant des lésions évidentes d’arthrose bilatérale des coudes à

l’arthroscopie et/ou la radiographie. L’étude consistait entre autres en l’évaluation de l’effet

thérapeutique d’une injection d’AH et de corticoïdes - 2mL soit 20mg d’AH et 0,5mL soit

20mg d’acétate de méthylprednisolone - dans les articulations des coudes des chiens. Il n’y a

pas eu d’essai clinique avec l’injection d’AH seul. Les propriétaires étaient autorisés à

continuer le traitement AINS qu’ils réalisaient avant l’intervention. Le suivi dura 6 mois. Les

résultats confirmèrent l’effet bénéfique de la viscosupplémentation. En effet, au cours de cette

période, les propriétaires rapportèrent une augmentation de l’activité ainsi qu’une diminution

de la boiterie et de la douleur (Franklin et Cook, 2013).

Les injections intra-articulaires d’AIS et la viscosupplémentation à l’AH sont donc des

thérapeutiques de plus en plus utilisées en clientèle lors d’arthrose chez le chien. D’autres

thérapies intra-articulaires sont actuellement à l’étude. Il s’agit des cellules souches

mésenchymateuses.

- 82 -

c) Les cellules souches mésenchymateuses

L’injection intra-articulaire de cellules souches mésenchymateuses (CSM) est une

thérapeutique à l’étude actuellement et qui pourrait un jour faire partie des traitements de

routine de l’arthrose en médecine vétérinaire. Injectées dans une articulation, ces cellules

multipotentes vont se différencier en lignées chondrocytaires, permettant ainsi la restauration

du cartilage dégénéré lors d’arthrose (Iannitti et al. 2012). Elles présentent également des

fonctions immunosuppressives de par leur fonction paracrine : elles expriment des médiateurs

antiinflammatoires tels que les cytokines antiinflammatoires IL-10 et IL-12 dans les

macrophages synoviaux. Il semblerait que les CSM libèrent ces médiateurs lorsqu’elles

détectent la présence de molécules inflammatoires. Huurne et al montrèrent que l’injection de

CSM n’avait d’intérêt que pour un traitement précoce de l’arthrose ; et qu’elle avait une

efficacité rapide d’installation et durable, permettant une augmentation des capacités motrices

ainsi qu’une diminution de la douleur arthrosique (Ter Huurne et al. 2012).

En médecine vétérinaire, les CSM ont été utilisées pour traiter l’arthrose, mais aussi

des lésions tendineuses, des fractures osseuses, des atteintes de la moëlle épinière ou des

affections hépatiques (Tsai et al. 2014).

.

Figure 22 : Injection de cellules souches au niveau de l’articulation de la hanche (Niel, 2015)

- 83 -

Chez l’homme et le cheval, une autre thérapeutique s’est répandue aux cours des

dernières années pour traiter entre autres les lésions cartilagineuses arthrosiques. Il s’agit du

plasma riche en plaquette que nous allons développer ici.

d) Le plasma riche en plaquettes

Le plasma riche en plaquettes PRP est obtenu après de multiples centrifugations de

sang total permettant de concentrer un maximum de plaquettes au sein d’un volume minimal

de plasma (Fibel et al. 2015).

En médecine vétérinaire, Franklin et Cook confirmèrent l’effet bénéfique du PRP et

son innocuité chez le chien présentant une arthrose des deux coudes. 6 semaines après

l’injection intra-articulaire de 2,5 mL de PRP, les propriétaires rapportèrent une nette

diminution de la boiterie et de la douleur (Franklin et Cook, 2013). Fahie et al. rapportèrent

les mêmes conclusions : au bout de 12 semaines, une injection unique de PRP dans

l’articulation arthrosique du chien permettait une diminution de la douleur et de la boiterie de

55% et une augmentation de 12% du placement du poids sur le membre affecté (Fahie et al.

2013).

Il est cependant encore trop tôt pour valider cette thérapeutique chez le chien. En effet,

il existe plusieurs types de PRP (certains étant plus ou moins concentrés en plaquettes et en

leucocytes), et des études supplémentaires sont nécessaires afin de déterminer la composition

optimale de PRP. De plus, aucun protocole concernant l’administration du PRP n’a encore été

établi et le nombre d’études randomisées démontrant son efficacité certaine est encore trop

faible. Il faudra donc encore attendre quelques années pour voir l’utilisation du PRP comme

une thérapeutique courante de l’arthrose chez le chien (Franklin et Cook, 2013) (Fibel et al.

2015).

L’ESSENTIEL

Le lavage accompagné d’un débridement articulaire est très utilisé de nos jours comme

thérapeutique intra-articulaire de l’arthrose chez le chien. La viscosupplémentation à l’acide

hyaluronique quant à elle permet une diminution de la douleur arthrosique sur le long terme et

est ainsi de plus en plus utilisée en clientèle canine. Les injections intra-articulaires de

corticoïdes font partie de la gestion de la douleur à court et nécessitent d’être couplées à

d’autres thérapies.

- 84 -

CONCLUSION

L’articulation est considérée comme un organe à part entière dont le mouvement est

indispensable pour la nutrition du cartilage. Celle-ci est entre autres assurée par le liquide

synovial contenu dans l’articulation et correspondant à un dialysat du plasma, ce dernier étant

filtré par la membrane synoviale. C’est le liquide synovial présent entre les deux cartilages en

contact qui absorbe les chocs lors d’un mouvement articulaire, jouant un rôle de lubrification

des cartilages et permettant le glissement des cartilages entre eux.

L’arthrose est une affection dégénérative progressive et irréversible à étiologie

multifactorielle qui touche l’articulation synoviale dans son ensemble : une modification

structurelle de la membrane synoviale, des lésions du cartilage articulaire, des lésions

osseuses et une synovite sont alors visibles.

Lors d’arthrose, la composition du liquide synovial se retrouve modifiée. L’examen

direct de celui-ci et son examen biologique, cytologique et bactériologique ne sont pas utilisés

en pratique courante pour diagnostiquer l’arthrose étant donné qu’il existe d’autres moyens

diagnostiques moins invasifs et ne nécessitant pas l’anesthésie générale de l’animal. Ces

examens sont cependant utiles afin d’établir un diagnostic différentiel de l’arthrose. Ils sont

également intéressants en recherche en vue de créer des thérapeutiques modifiant la

composition du liquide synovial arthrosique pour la rapprocher de celle du liquide synovial

sain.

Le meilleur traitement pour l’arthrose n’a pas encore été clairement établi. Il existe

actuellement de nombreuses techniques qui ne sont que palliatives, aucune ne pouvant à ce

jour réparer les lésions irréversibles causées par l’arthrose. Le diagnostic précoce joue donc

un rôle essentiel dans la gestion de cette affection. Parmi les différentes thérapeutiques intra-

articulaires envisageables, le lavage accompagné d’un débridement articulaire est très utilisé

de nos jours chez le chien arthrosique et permet d’éliminer un maximum de débris intra-

articulaires et de tissus lésés sans ouvrir l’articulation. La viscosupplémentation à l’acide

hyaluronique restaure les propriétés de viscosité et de lubrification du liquide synovial

permettant ainsi au cartilage d’absorber de nouveau les chocs et de le protéger des forces de

friction. Ayant une durée d’action longue pouvant aller jusqu’à plusieurs mois, cette

thérapeutique de plus en plus utilisée en clientèle canine permet à la fois de limiter la

dégradation du cartilage arthrosique et de soulager la douleur.

- 85 -

Les injections intra-articulaires de corticoïdes quant à elles font partie de la gestion de la

douleur à court terme et nécessitent d’être couplées à d’autres thérapies. Enfin, certaines

thérapeutiques comme les cellules souches mésenchymateuses et le plasma riche en

plaquettes sont à l’étude.

La chondroïtine sulfate, la glucosamine ou encore les acides gras oméga-3 (tel que

l’Acide EicosoPatanoique EPA) sont contenus dans l’alimentation chondroprotectrice et dans

les compléments alimentaires couramment prescrits en clientèle canine lors d’arthrose. En

effet, les vétérinaires et les laboratoires rapportent des effets bénéfiques sur l’arthrose du

chien suite à leur utilisation. Il semblerait que ces produits agissent sur le cartilage et la

composition du liquide synovial. Plusieurs études ont prouvé que ceux-ci permettait une

diminution significative de la douleur et de la boiterie chez le chien arthrosique. Cependant, le

mécanisme d’action reste encore incompris et il n’existe à l’heure actuelle aucune étude

l’expliquant. Réaliser des études cliniques en se penchant sur la composition la plus adéquate,

la dose thérapeutique à utiliser ou encore le protocole thérapeutique à mettre en place sur le

long terme pourrait donc être intéressant afin de prouver et expliquer cette action

thérapeutique.

- 86 -

BIBLIOGRAPHIE

Académie nationale de Médecine (2015). Dictionnaire médical de l’Académie nationale de

Médecine en ligne

Akmal M., Singh A., Anand, A., Kesani A., Aslam N., Goodship A., Bentley G. (2005).

The effects of hyaluronic acid on articular chondrocytes. British Editorial Society of Bone and

Joint Surgery, 8, pages 1143-1149

Ameye L.G., Deberg M., Oliveira M., Labasse A., Aeschlimann J.M., Henrotin Y. (2007

October). The chemical biomarkers C2C, Coll2-1, and Coll2-1NO2 provide complementary

information on type II collagen catabolism in healthy and osteoarthritic mice. Arthritis and

Rheumatism, 56 (10), pages 3336-3346

Andrianakos A.A., Kontelis L.K., Karamitsos D.G., Aslanidis S.I., Georgountzos A.I.,

Kaziolas G.O., Pantelidou K.V., Vafiadou E.V., Dantis P.C.; ESORDIG Study

Group.(2006 December). Prevalence of symptomatic knee, hand, and hip osteoarthritis in

Greece. The ESORDIG study. The Journal of Rheumatology, 33 (12), pages 2507-2513

Archer C.W., Morrison H., Pitsillides A.A. (1994). Cellular aspects of the development of

diarthrodiale joints and articular cartilage. Journal of anatomy, 184, pages 447-456

Banks J. (1993). Relationship of proteoglycan aggregates to collagen fibers in cartilage.

Applied Veterinary Histology, 3rd Edition Mosby Year Book, Saint Louis, MO 98

Bardin T. (1998 Février). Biologie du liquide synovial. Revue française des laboratoires,

numéro 300, pages 71-75

Baret O., Benaim D. (2008). Pathologie de l’appareil locomoteur du chien et du chat. VADE-

MECUM, éditions MED’COM, 192 pages

- 87 -

Barone R. (2010). Anatomie comparée des mammifères domestiques Tome 1 : Ostéologie, 5e

édition, Paris Vigot, 761 pages

Anatomie comparée des mammifères domestiques Tome 2 : Arthrologie et

myologie, 5e édition, Paris Vigot, 1021 pages

Beale B.S., Hulse D.A., Schultz K.S. (2003). Arthroscopically assisted surgery of the

shoulder joint. Small Animal Arthroscopy, Philadelphia, WB Saunders, pages 23-49

Bellamy N., Campbell J., Robinson V., Gee T., Bourne R., Wells G. (2006 April).

Intraarticular corticosteroid for treatment of osteoarthritis of the knee. Cochrane Library, 19

(2), CD005328

Bellocq L. (2007). Arthrose du chien (et du chat) : aspect médical et suivi. La Dépêche

Vétérinaire n°107, supplément technique, 27 pages

Bhatia D., Bejarano T., Novo M. (2013 January--March). Current interventions in the

management of knee osteoarthritis. Journal of Pharmacy and BioAllied Sciences, 5 (1), pages

30-38

Bin Abd Razak H.R., Heng H.Y., Cheng K.Y., Mitra A.K. (2014 August). Correlation

between radiographic and arthroscopic findings in Asian osteoarthritic knees. Journal of

Orthopaedics Surgery, 22 (2), pages 155-157

Blagojevic M., Jinks C., Jeffery A., Jordan K.P. (2010 January). Risk factors for onset of

osteoarthritis of the knee in older adults: a systematic review and meta-analysis.

Osteoarthritis and Cartilage, 18 (1), pages 24–33

Boire C. (2012). Le point sur la physiopathologie de l’arthrose chez le chien. Le Point

Vétérinaire n° 329, pages 62-68

Boyde A., Firth E.C. (2004). Articular calcified cartilage canals in the third metacarpal bone

of 2-year-old thoroughbred racehorses. Journal of anatomy, 205, pages 491-500

Briend Marchal A. (2008 Avril). Examen cytologique du liquide synovial. Pratique Vet

n°43, pages 38-41

- 88 -

Budsberg S.C., Bergh M.S., Reynolds L.R., Streppa H.K. (2007 April). Evaluation of

pentosan polysulfate sodium in the postoperative recovery from cranial cruciate injury in

dogs: a randomized, placebo-controlled clinical trial. Veterinary Surgery, 36 (3), pages 234-

244

Bureau S. (2014 Novembre). L’arthroscopie du coude. Pratique Vét, n°120, pages 34-37

Burr D.B., Radin E.L. (1990). Cartilage Changes in Osteoarthritis: Trauma as a factor in the

initiation of osteoarthritis . Indiana University School of Medicine, Indianapolis

Cajori F.A. and Pemberton R. (1928 February). The Chemical Composition of Synovial

Fluid in cases of Joint Effusion. The Journal of Biological Chemistry, 76, pages 471-480

Chen C., Tambe D. T., Deng L., Yang L. (2013 December). Biomechanical properties and

mechanobiology of the articular chondrocyte. American Journal of Physiology, Cell

Physiology, volume 305, pages 1202-1208

Clarke S.P., Mellor D., Clements D.N., et al. (2005 December). Prevalence of radiographic

signs of degenerative joint disease in a hospital population of cats. The Veterinary Record,

157 (25), pages 793-799

Clements D.N., Carter S.D., Innes J.F., Ollier W.E., Day P.J. (2006 October). Analysis of

normal and osteoarthritic canine cartilage mRNA expression by quantitative polymerase chain

reaction. Arthritis Research and Therapy, 8 (6), R158

Dagenais S., Garbedian S., Wai E.K. (2009 March). Systematic Review of the Prevalence

of Radiographic Primary Hip Osteoarthritis. Clinical Orthopaedics and Related Research,

467 (3), pages 623-637

Damiano J. et Bardin T. (2005 Décembre). Liquide synovial normal et pathologique. EMC –

Podologie, 1 (4), pages 65-79

Das Neves Borges P., Forte A.E., Vincent T.L., Dini D., Marenzana M. (2014 October).

Rapid, automated imaging of mouse articular cartilage by microCT for early detection of

osteoarthritis and finite element modelling of joint mechanics. Osteoarthritis Cartilage, 22

(10), pages 1419-1428

Dembour T., Chancrin J.-L. (2008 Avril). Comment réaliser une arthrocentèse. Pratique

Vet n°48, pages 34-37

- 89 -

De Sousa E.B., Casado P.L., Moura Neto V., Duarte M.E., Aguiar D.P. (2014 October).

Synovial fluid and synovial membrane mesenchymal stem cells: latest discoveries and

therapeutic perspectives. Stem Cell Research and Therapy, 5(5)

Dicker K. T., Gurski L.A., Pradhan-Bhatt S., Witt R. L., Farach-Carson M. C., Xia J.

(2014 April). Hyaluronan: A simple polysaccharide with diverse biological functions. Acta

Biomaterialia, 10 ( 4), pages 1558-1570

Dickie A. (2006 March). Imaging of the Muscoskeletal System: Joints. Diagnostic

Ultrasound in Small Animal Practice, chapter 13, pages 261-269

Echigo R., Mochizuki M., Nishimura R., Sasaki N. (2006 April). Suppressive effect of

hyaluronan on chondrocyte apoptosis in experimentally induced acute osteoarthritis in dogs.

The Journal of Veterinary Medical Science, 68 (8), pages 899-902

Edwards J.C.W. (1996). The nature and origins of synovium : experimental approaches to

the study of synoviocyte differenciation. Journal of anatomy, 188 (2), pages 355-360

Elsaid K.A. , Jay G. D., Waman M. L., Rhee D. K., Chichester C. O. (2005 June).

Association of Articular Cartilage Degradation and Loss of Boundary-Lubricating Ability of

Synovial Fluid Following Injury and Inflammatory Arthritis. Arthritis and rheumatism, 52

(6), pages 1746-1755

Evans H.E. (1993). Miller’s anatomy of the dog, 3rd

edition, WB Saunders company, 1113

pages

Fahie M.A., Ortolano G.A., Guercio V., Schaffer J.A., Johnston G., Au J., Hettlich B.A.,

Phillips T., Allen M.J., Bertone A.L. (2013 November). A randomized controlled trial of the

efficacy of autologous platelet therapy for the treatment of osteoarthritis in dogs. Journal of

the American Veterinary Medical Association, 243 (9), pages 1291-1297

Fayolle P. (2002 Juillet). Anatomie et physiologie : L’articulation synoviale

Cartilage et arthrose : Données thérapeutiques actuelles

Action vétérinaire : Edition spéciale chirurgie

Fayolle P. (2007 Octobre-novembre). Qu’est-ce que l’arthrose chez le chien et le chat ?

Nouveau Pratique Vét. , pages 252-258

- 90 -

Felson D.T., Couropmitree N.N., Chaisson C.E., Hannan M.T., Zhang Y., McAlindon

T.E., LaValley M., Levy

D., Myers

R.H. (1998 June)

. Evidence for a Mendelian gene in a

segregation analysis of generalized radiographic osteoarthritis.

The Framingham Study.

Arthritis and Rheumatism, volume 41, issue 6, pages 1064–1071

Felson D.T., Lawrence R.C., Dieppe P.A., Hirsch R., Helmick C.G., Joanne M. Jordan

J.M., Kington R.S., Lane N.E., Nevitt M.C., Zhang Y., Sowers M., McAlindon T.,

Spector T.D., Poole A.R., Yanovski S.Z., Ateshian G., Sharma L.., Buckwalter J.A.,

Brandt K.D., Fries J.F. (2000 October). Osteoarthritis: New Insights. Part 1: The Disease

and Its Risk Factors. Annals of Internal Medicine, volume 133, no.8, pages 635-646

Fibel K.H., Hillstrom H.J., Halpern B.C. (2015 February). State-of-the-Art management of

knee osteoarthritis. World Journal of Clinical Cases, 3(2), pages 89-101

Fields T.R., Berman J.R., Stern R. (2006 April). Arthrocentesis, Intraarticular Injection and

Synovial Fluid Analysis. Manual of Rheumatology and Outpatient Orthopedic Disorders,

Hospital for Special Surgery, chapter 8, 568 pages

Fox S.M., Millis D. (2010). Multimodal management of canine osteoarthritis. Manson

publishing, 1st Edition, 96 pages

Franklin S.P. et Cook J.L. (2013 September). Prospective trial of autologous conditioned

plasma versus hyaluronan plus corticosteroid for elbow osteoarthritis in dogs. The Canadian

Veterinary Journal, 54 (9), pages 881-884

Freeman M.E., Furey M. J., Love B. J., Hampton J.M. (2000). Friction, wear, and

lubrication of hydrogels as synthetic articular cartilage. Wear 241, pages 129-135

Freire M., Simpson W., Thompson A., et al. (2008). Cross-sectional study evaluating the

radiographic prevalence of feline degenerative joint disease. Proceedings of the ACVS

Scientific Symposium Annual Meeting, San Diego, CA

Frisbie D. B. (2012). Synovial joint biology. Equine surgery. Saint Louis, Elsevier Saunders,

pages 1096-1114

- 91 -

Fritsch D.A., Allen T.A., Dodd C.E., Jewell D.E., Sixby K.A., Leventhal P.S., Brejda J.,

Hahn K.A. (2010 March). A multicenter study of the effect of dietary supplementation with

fish oil omega-3 fatty acids on carprofen dosage in dogs with osteoarthritis. Journal of the

American Veterinary Medical Association, volume 236, No.5, pages 535-539

Furey M. J. (1997 May). Exploring Possible Connections between Tribology and

Osteoarthritis. Lubrication Science 9-3, (9), page 273-281

Furey M. J. (2000). Joint lubrication. The Biomedical Engineering Handbook: Second

Edition (Chapter 21), 5430 pages

Garnier M. et Delamare J. (2002). Dictionnaire des termes de médecine 27e édition, Paris

Maloine, 1001 pages

Gangl M., Serteyn D., Lejeune J.P., Schneider N., Grulke S., Peters F., Vila T., Deby-

Dupont G., Deberg M., Henrotin Y. (2007 February). A type II-collagen derived peptide

and its nitrated form as new markers of inflammation and cartilage degradation in equine

osteochondral lesions. Research in Veterinary Science, 82(1), pages 68-75

Gobezie R., Kho A., Krastins B., Sarracino D.A., Thornhill T.S., Chase M., Millett P.J.,

Lee D.M. (2007 April). High abundance synovial fluid proteome: distinct profiles in health

and osteoarthritis. Arthritis Research and Therapy, 9, pages 1-15

Godwin M. et Dawes M. (2004 February). Intra-articular steroid injections for painful knees.

Systematic review with meta-analysis. Canadian Family Physician, 55(6), pages 241-248

Goldman L.W. (2007 September). Journal of Nuclear Medicine Technology, volume 35,

number 3, page 115-128

Grasse P.P. (1971). Traité de Zoologie, Anatomie, Systématique, Biologie : Mammifères,

Arthrologie, Tome XVI, Fascicule III, 1209 pages

Grieson H.A., Summers B.A., Lust G. (1982 November). Ultrastructure of the articular

cartilage and synovium in the early stages of degenerative joint disease in canine hip joints.

American Journal of Veterinary Research, 43(11), pages 1963-1971

Hardie E.M., Roe S.C, Martin F.R (2002 March). Radiographic evidence of degenerative

joint disease in geriatric cats: 100 cases (1994-1997). Journal of the American Veterinary

Medical Association, 220 (5), pages 628-632

- 92 -

Henrotin Y., Sanchez C., Balligan M. (2005 July). Pharmaceutical and nutraceutical

management of canine osteoarthritis: present and future perspectives. Veterinary Journal, 170

(1), pages113-123

Henrotin Y., Addison S., Kraus V., Deberg M. (2007 September). Type II collagen markers

in osteoarthritis: what do they indicate? Current Opinion in Rheumatology, 19 (5), pages 444-

450

Holloway A. et McConnell F. (2013 December). BSAVA Manual of Canine and Feline

Radiography and Radiology: A foundation manual, 400 pages

Holsworth I.G., Schulz K.S., Kass P.H., Scherrer W.E., Beale B.S., Cook J.L., Hornof

W.J. (2005 October). Comparison of arthroscopic and radiographic abnormalities in the hip

joints of juvenile dogs with hip dysplasia. Journal of the American Veterinary Medical

Association, 227 (7), page 1087-1094

Houlton J.E.F., Collinson R.W. (1994). Causes of degenerative joint disease. British Small

Animal Veterinary Association: Manual of small animal arthrology, 344 pages

Hubert D. (2001 octobre-décembre). Arthrocentèse : les sites de ponction articulaire. Le

nouveau praticien vétérinaire, pages 67-69

Hui A. Y., McCarty W. J., Masuda K., Firestein G. S., Sah R. L. (2012 January-February).

A systems biology approach to synovial joint lubrication in health, injury, and disease. Wiley

Periodicals, 4 (1), pages 15-37

Iannitti T., Lodi D., Palmieri B. (2012 November). Intra-Articular Injections for the

Treatment of Osteoarthritis: Focus on the Clinical Use of Hyaluronic Acid. Drugs in R& D,

11 (1), pages 13-27

Innes J.F., Clegg P. (2010 February). Comparative rheumatology: what can be learnt from

naturally occurring musculoskeletal disorders in domestic animals. Rheumatology, 49 (6),

pages 1030–1039

Iwanaga T., Shikichi M., Kitamura H., Yanase H., Nozawa-Inoue K. (2000 March).

Morphology and functional roles of synoviocytes in the joint. Archives of Histology and

Cytology, 63 (1), pages 17-31

- 93 -

Jackson A.R., Gu W.Y. (2010 February). Transport properties of cartilaginous tissues.

Current Rheumatology Reviews, 5 (1), pages 40-50

Jackson R.W., Dieterichs C. (2003 January). The results of arthroscopic lavage and

debridement of osteoarthritic knees based on the severity of degeneration: a 4- to 6-year

symptomatic follow-up. The Journal of Arthroscopic and Related Surgery, 19 (1), pages 13-

20

Jin C., Frayssinet P., Pelker R., Cwirka D., Hu B., Vignery A., Eisenbarth S.C., Flavell

R.A. (2011 September). NLRP3 inflammasome plays a critical role in the pathogenesis of

hydroxyapatite-associated arthropathy. Proceedings of the National Academy of Sciences of

the United States of America, 108 (36), pages 14867–1472

Johnston S.A. (1997 July). Osteoarthritis: joint anatomy, physiology, and pathobiology. The

Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice, 27 (4), pages 699-723

Jordan K.M., Arden N.K., Doherty M., Bannwarth B., Bijlsma J.W., Dieppe P., et al.

(2003 December). EULAR Recommendations 2003: an evidence based approach to the

management of knee osteoarthritis: report of a Task Force of the Standing Committee for

International Clinical Studies Including Therapeutic Trials (ESCISIT). Annals of the

Rheumatic Diseases; 62 (12), pages 1145–1155

Kamphorst J. J., DeGroot J., van der Heijden R., Reijmers T. H., Lafeber F. P. J. G.,

Paliukhovich I., Troost J., Vreeken R., van der Greef J., Hankemeier T. (2010 March).

Lipidomics reveals local and systemic changes in lipid homeostasis during osteoarthritis.

Systems biology of osteoarthritis, chapter 6, pages 107-126

Kawcak C.E., Mcllwraith C. W., Park R. D. (2001). The role of Subchondral bone in joint

disease. Proceedings of the annual convention of the AAEP, volume 47, pages 157-163

Kealy J.K. et McAllister H. (2010). Diagnostic Radiology and Ultrasonography of the Dog

and the Cat, 5th

edition, 592 pages

Kee C.C. (2000 March) . Osteoarthritis: manageable scourge of aging: Rheumatology. The

Nursing Clinics of North America, 35 (1), pages 199-208

Kellgren J.H. et Lawrence J.S. (1957 December). Radiological Assessment of Osteo-

Arthrosis. Annals of the Rheumatic Diseases, 16 (4), pages 494-502

- 94 -

Khan H.A., Ahad H., Sharma P., Bajaj P., Hassan N., Kamal Y. (2015 February).

Correlation between magnetic resonance imaging and arthroscopic findings in the knee joint.

Trauma Monthly, 20 (1), e18635

Kirberger R.M.et Fourie S.L. (1998 July). Elbow dysplasia in the dog: pathophysiology,

diagnosis and control. Journal of the South African Veterinary Association, 69 (2), pages 43-

54

Kirkley A., Birmingham T.B., Litchfield R.B., Giffin J.R., Willits K.R., Wong C.J.,

Feagan B.G., Donner A., Griffin S.H., D'Ascanio L.M., Pope J.E., Fowler P.J. (2008

September). A randomized trial of arthroscopic surgery for osteoarthritis of the knee. The

New England Journal of Medicine, 359, pages 1097-1107

Kon E., Mandelbaum B., Buda R., Filardo G., Delcogliano M., Timoncini A., Fornasari

P.M., Giannini S., Marcacci M. (2011 November). Platelet-rich plasma intra-articular

injection versus hyaluronic acid viscosupplementation as treatments for cartilage pathology:

from early degeneration to osteoarthritis. Arthroscopy, 27 (11), pages 1490-1501

Konig H.E. et Liebich H.-G. (2014). Veterinary Anatomy of Domestic Mammals: Textbook

and Colour Atlas. 6th

Edition, 681 pages

Lajeunesse D., Hilal G., Pelletier J.P et J.M. (1999 May). Subchondral bone morphological

and biochemical alterations in osteoarthritis. Osteoarthritis cartilage, 7 (3), pages 321-322

Lascelles B.D., Henry J.B., Brown J., Robertson I., Sumrell A.T., Simpson W., Wheeler

S., Hansen B.D., Zamprogno H., Freire M., Pease A. (2010 July). Cross-sectional study of

the prevalence of radiographic degenerative joint disease in domesticated cats. Veterinary

Surgery, 39(5), pages 535-544

Le Blaye I. (2004 Décembre). Pathogénie de l’arthrose : l’arthrose épuise peu à peu le

cartilage sans le renouveler. Point Vét. (supplément), n° 251, pages 6-9

Lefevre C., Le Blaye I., Santaner G. (2004). L’arthrose du chien : la comprendre, la gérer .

Le Point Vétérinaire n°251, numéro spécial

Lipowitz A.J. (1985). Synovial Fluid. Textbook of Small Animal Orthopaedics, Chapter 86,

1140 pages

- 95 -

Little J.P., Bleedorn J.A., Sutherland B.J., Sullivan R., Kalscheur V.L., Ramaker M.A.,

Schaefer S.L., Hao Z., Muir P. (2014). Arthroscopic Assessment of Stifle Synovitis in Dogs

with Cranial Cruciate Ligament Rupture. PloS One, 2014, 9 (6), e97329

Liu-Bryan R., Pritzker K., Firestein G.S., Terkeltaub R. (2005 April). TLR2 signaling in

chondrocytes drives calcium pyrophosphate dihydrate and monosodium urate crystal-induced

nitric oxide generation. The Journal of Immunology, 174 (8), pages 5016-5023

Loeser R.F., Goldring S.R., Scanzello C.R., Goldring M.B. (2012 June). Osteoarthritis: A

Disease of the Joint as an Organ. Arthritis and Rheumatology, 64 (6), pages 1697-1707

Maï W. (2003). Sémiologie radiographique des articulations. Guide Pratique de

Radiographie canine et féline, 350 pages

Maroudas A. (1976 November). Transport of solutes through cartilage: permeability to large

molecules. Journal of Anatomy, 122, PT2, pages 335-347

Mcllwraith C. W. (2001). Disease processes of synovial membrane, fibrous capsule,

ligaments, and articular cartilage. Proceedings of the annual convention of the AAEP, volume

41, pages 142-156

Mei-Dan O., Carmont M.R., Laver L., Mann G., Maffulli N., Nyska M. (2012 March).

Platelet-rich plasma or hyaluronate in the management of osteochondral lesions of the talus.

The American Journal of Sports Medicine, 40 (3), pages 534-541

Mele E., Harvey R. (2007). Epidemiology of osteoarthritis. Veterinary Focus, 17 (3), pages

4-10

Meyer K., Palmer J. W. (1934 September). The polysaccharide of the vitreous humor.

Journal of biology chemistry,107, pages 629-634

Moseley J.B., O'Malley K., Petersen N.J., Menke T.J., Brody B.A., Kuykendall D.H.,

Hollingsworth J.C., Ashton C.M., Wray N.P. (2002 July). A controlled trial of arthroscopic

surgery for osteoarthritis of the knee. The New England Journal of Medicine, 347, pages 81-

88

Moskowitz R.W. (1999 May). Bone remodeling in osteoarthritis: Subchondral and

osteophytic responses. Osteoarthritis cartilage, 7 (3), pages 323-432

- 96 -

Muthuri S.G., McWilliams D.F., Doherty M., Zhang W. (2011 November). History of

knee injuries and knee osteoarthritis: a meta-analysis of observational studies. Osteoarthritis

Research Society International, 19 (11), pages 1286-1293

Nagaoka D., Tsukise A. (2001). Histochemical analyses of GAG in the synovial membrane

of the canine knee joint. Annals of Anatomy, 183 (2), pages 111-121

Naik M.N., Tourani K.L., Sekhar G.C., Honavar S.G. (2002 December). Interpretation of

computed tomography imaging of the eye and orbit. A systematic approach. Indian Journal of

Ophtalmology, 50 (4), pages 339-353

Navali A.M., Bazavar M., Mohseni M.A., Safari B., Tabrizi A. (2013 April). Arthroscopic

evaluation of the accuracy of clinical examination versus MRI in diagnosing meniscus tears

and cruciate ligament ruptures. Archives of Iranian Medicine, 16 (4), pages 229-232

Necas J., Bartosikova L., Brauner P., Kolar J. (2008). Hyaluronic acid (hyaluronan): a

review. Veterinarni Medicina, 53, (8), pages 397-411

Nelson R.W., Couto G. (2008 December). Noninflamatory joint disease: degenerative joint

disease. Small Animal Internal Medicine, 4th

edition, chapter 74, pages 1127-1128

Noble P., Collin B., Lecomte-Beckers J., Magnee A., Denoix J.-M., Serteyn D. (2010

Avril). L’articulation synoviale : un système tribologique parfait. Annales de Médecine

Vétérinaire, 154, pages 83-93

Ogata K., Whiteside L.A., Lesker P.A. (1978 october). Subchondral route for nutrition to

articular cartilage in the rabbit. Measurement of diffusion with hydrogen gas in vivo. The

Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume, (7), page 905-910

O’Hara B.P., Urban J.P., Maroudas A. (1990 July). Influence of cyclic loading on the

nutrition of articular cartilage. Annals of the Rheumatic Diseases, 49 (7), pages 536-539

Park J.-Y., Duong C.-T., Sharma A. R., Son K.-M., Thompson M. S., Park S., Chang J.-

D., Nam J.-S., Park S., Lee S.-S. (2014 November). Effects of Hyaluronic Acid and γ-

Globulin Concentrations on the Frictional Response of Human Osteoarthritic Articular

Cartilage. PLoS ONE, 9(11): e112684

Parry B. W. (2013 July). Synovial Fluid. Diagnostic Cytology and Hematology of the Dog

and Cat, 4th

edition, chapter 9, 608 pages

- 97 -

Pascual E. and Jovani V. (2005 June). Synovial Fluid Analysis. Best Practice and Research

Clinical Rheumatology, 19 (3), pages 371-386

Pelletier J.P., Martel-Pelletier J. (1989 February). Protective effects of corticosteroids on

cartilage lesions and osteophyte formation in the Pond-Nuki dog model of osteoarthritis.

Arthritis & Rheumatology, 32 (2), pages 181-193

Pelletier J.P., Martel-Pelletier J. (1991 February). In vivo protective effects of prophylactic

treatment with tiaprofenic acid or intraarticular corticosteroids on osteoarthritic lesions in the

experimental dog model. The Journal of Rheumatology-Supplement, 27, pages 127-130

Pitsillides A.A. (2003). Identifying and characterizing the joint cavity-forming cell. Cell

biochemical Function, 21 (3), pages 235-240

Poitte T. (2011 Septembre). Traitement allopathique de la douleur arthrosique. Le Point

Vétérinaire, n°318, pages 24-31

Poulsen Nautrup C., Tobias R. (2000 March). Special Diagnostics : Limbs and Spine :

Joints. An Atlas and Textbook of Diagnostic Ultrasonography of the Dog and Cat, pages 346-

360

Ralphs J.R., Benjamin M. (1994). The joint capsule: structure, composition, ageing and

disease. Journal of anatomy, 184, pages 503-509

Raynauld J.P., Buckland-Wright C., Ward R., Choquette D., Haraoui B., Martel-

Pelletier J., Uthman I., Khy V., Tremblay J.L., Bertrand C., Pelletier J.P. (2003

February). Safety and efficacy of long-term intraarticular steroid injections in osteoarthritis of

the knee: a randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Arthritis & Rheumatology, 48

(2), pages 370-377

Read R.A., Cullis-Hill D., Jones M.P. (1996 March). Systemic use of pentosan polysulphate

in the treatment of osteoarthritis. The Journal of Small Animal Practice, 37 (3), pages 108-

114

Reichenbach S., Rutjes A.W., Nüesch E., Trelle S., Jüni P. (2010 May). Joint lavage for

osteoarthritis of the knee. Cochrane Library, (5) CD007320

Ribot X. (1994). Arthroscopie chez le cheval : description et intérêt de la technique. Bulletin

de la Société Vétérinaire Pratique de France, 78, pages 603-615

- 98 -

Roughley P.J. (2006 November). The structure and function of cartilage proteoglycans.

European Cells and Materials, 12, pages 92-101

Roush J.K., Cross A.R., Renberg W.C., Dodd C.E., Sixby K.A., Fritsch D.A., Allen T.A.,

Jewell D.E., Richardson D.C., Leventhal P.S., Hahn K.A. (2010 January). Evaluation of

the effects of dietary supplementation with oil omega-3 fatty acids on weight bearing in dogs

with osteoarthritis. Journal of the American Veterinary Medical Association, volume 236,

no.1, pages 67-69

Roush J.K.., Dodd C.E.., Fritsch D.A., Allen T.A., Jewell D.E., Schoenherr W.D.,

Richardson D.C., Leventhal P.S., Hahn K.A. (2010 January). Multicenter veterinary

practice assessment of the effects of omega-3 fatty acids on osteoarthritis in dogs. Journal of

the American Veterinary Medical Association, volume 236, no.1pages 59-66

Rozental T.D. et Sculco T.P. (2000 January). Intra-articular corticosteroids: an updated

overview. The American Journal of Orthopedics, 29 (1), pages 18-23

Samoy Y., Van Ryssen B., Gielen I., Walschot N., Van Bree H. (2006). Review of the

literature: elbow incongruity in the dog. Veterinary and Comparative Orthopaedics and

Traumatology, 19 (1), pages 1-8

Sánchez M., Anitua E., Azofra J., Aguirre J.J., Andia I. (2008 September-October). Intra-

articular injection of an autologous preparation rich in growth factors for the treatment of

knee OA: a retrospective cohort study. Clinical and experimental Rheumatology, 2008, 26

(5), pages 910-913

Sawyer D.C. (1963 September). Synovial Fluid Analysis of Canine Joints. Journal of the

American Veterinary Medical Association, 143, pages 609-612

Schneider N., Lejeune P., Deby-Dupont G., Serteyn D. (2007). Le rôle des synoviocytes

dans l’articulation diarthrodiale enflammée. Annales de Médecine Vétérinaire, 151, pages 24-

43

Sfarghiu Trunfio A.-M. (2007). Modèle bio-tribologique des articulations. Rôle mécanique

et physicochimique des assemblages moléculaires du fluide synovial. Institut National des

Sciences Appliquées de Lyon, thèse pour obtenir le grade de docteur, 155 pages

- 99 -

Shaw R.A., Kotowich S., Eysel H.H., Jackson M., Thomson G.T.D., Mantsch H.H. (1995

July). Arthritis diagnosis based upon the near-infrared spectrum of synovial fluid.

Rheumatology International, 15 (4), pages 159-165

Setton L.A. et Chen J. (2004 December). Cell mechanics and mechanobiology in the

intervertebral disc. Spine, 29 (23), pages 2710-22723

Singh S., Kumar D., Sharma N.R. (2014 December). Role of Hyaluronic Acid in Early

Diagnosis of Knee Osteoarthritis. Journal of Clinical and Diagnostic Research, 8 (12), pages

LC04-LC07

Small D.M., Cohen A.S., Schmid K. (1964 November). Lipoproteins of Synovial Fluid as

Studied by Analytical Ultracentrifugation. Journal of Clinical Investigation, 43 (11), pages

2070-2079

Smith M.D. (2011 December). The normal synovium. Open Rheumatology Journal, volume

5, pages 100-106

Smith M.D., Barg E., Weedon H., Papengelis V., Smeets T., Tak P.P., Kraan M.,

Coleman M., Ahern M.J. (2003 April). Microarchitecture and protective mechanisms in

synovial tissue from clinically and arthroscopically normal knee. Annals of the Rheumatic

Diseases, 62 (4), pages 303-307

Spahn G., Hofmann G.O., Klinger H.M. (2013 July). The effects of arthroscopic joint

debridement in the knee osteoarthritis: result of a meta-analysis. Knee Surgery Sports

Traumatology Arthroscopy, 21(7), page 1553-1561

Takabatake K., Yamamoto T. (1991). Morphology of the synovium during its

differentiation and development in the mouse knee joint : a histochemichal SEM and TEM

study. Anatomica embryologica, 183 (6), pages 537-544

Teichtahl A.J., Wang Y., Smith S., Wluka A.E., Giles G.G., Bennell K.L., O'Sullivan R.,

Cicuttini F.M. (2014 October). Structural changes of hip osteoarthritis using magnetic

resonance imaging. Arthritis Research and Therapy, 16 (5): 466

- 100 -

Ter Huurne M., Schelbergen R., Blattes R., Blom A., De Munter W., Grevers L.C.,

Jeanson J., Noël D., Casteilla L., Jorgensen C., Van den Berg W., Van Lent P.L. (2012

November). Antiinflammatory and chondroprotective effects of intraarticular injection of

adipose-derived stem cells in experimental osteoarthritis. Arthritis and Rheumatology, 64

(11), pages 3604-3613

Tiwari N., Chabra S., Medhi S., Sweet P., Krasiea T.B., Pool R, Andrews B., Peavy G.

M. (2012 September-october). Imaging of normal and pathologic joint synovium using

nonlinear optical microscopy as a potential diagnostic tool. Journal of biomedical optic, 15

(05)

Trotter G.W. et Mcllwraith C.W. (1996 August). Advances in equine arthroscopy.

Veterinary Clinics of North America : Equine practice, 12 (2), pages 261-281

Tsai S.Y., Huang Y.C., Chueh L.L., Yeh L.S., Lin C.S. (2014 September). Intra-articular

transplantation of porcine adipose-derived stem cells for the treatment of canine osteoarthritis:

A pilot study. World Journal of Transplantation, 4 (3), pages 196-205

Vandeweerd J.-M., Coisnon C., Clegg P., Cambier C., Pierson A., Hontoir F.,

Saegerman C., Gustin P., Buczinski S. (2012). Systematic Review Of Efficacy Of

Nutraceuticals to Alleviate Clinical Signs Of Osteoarthritis. Journal of Veterinary Internal

Medicine, 26, pages 448-456

Wallace L.J. (1990). Canine orthopedics, Whittick W.G. editor, Philadelphia, lea and

Febiger, pages 104-120

Wang Y., Wei L., Zeng L., He D., Wei X. (2013 August). Nutrition and degeneration of

articular cartilage. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy, 21 (8), pages 1751-

1762

Wilusz R.E., Sanchez-Adams J., Guilak F. (2014 October). The structure and function of

the pericellular matrix of articular cartilage. Matrix Biology, Volume 39, pages 25-32

- 101 -

ANNEXES

Annexe 1 : Examen du membre thoracique (Fox et Millis, 2010)

1) Extrémité distale La région des doigts doit être minutieusement examinée, en réalisant des flexions et

extensions sur chaque doigt et en inspectant chaque griffe et entre chaque espace interdigité.

Au niveau de l’extrémité distale du membre, il est possible d’avoir de l’arthrose, des corps

étrangers, des griffes fragilisées et fendues, des luxations ou fractures phalangiennes, des

tumeurs de la base de la griffe, etc.

2) Articulation du carpe L’articulation du carpe est examinée en réalisant des mouvements de flexion

maximale et extension maximale, de varus et de valgus. En temps normal, lors de la flexion

forcée, la face palmaire doit sans difficulté et sans douleur être quasiment en contact avec la

face des fléchisseurs de l’avant-bras. Une distension de la capsule articulaire palpable signe

en général une inflammation de l’articulation. En regard du carpe, il est possible d’avoir de

l’arthrose, une arthrite inflammatoire, une luxation, une fracture, etc.

3) Radius et ulna L’arthrose ne concerne que les articulations diarthrodiales, c’est-à-dire les articulations

mobiles. Toutefois, la palpation du radius et de l’ulna sur toute leur longueur est indispensable

à réaliser lors d’une boiterie du membre thoracique qui pourra être due à une panostéite, un

ostéosarcome, etc.

4) Articulation du coude L’articulation du coude est la région du membre thoracique la plus souvent

responsable de boiteries, en particulier chez les races prédisposées et en croissance telles que

les chiens de grande taille, les chiens de sport et les rottweilers. La région du coude est

manipulée selon toutes les étendues de son mouvement et en réalisant des mouvements

d’hyperextension, d’hyperflexion, de varus et de valgus. Les varus et valgus permettent de

vérifier l’intégrité de la capsule articulaire, des tendons et des ligaments collatéraux. La

dysplasie du coude caractérisée par la NUPA, la FPC et l’OCD est une affection qui touche

l’articulation du coude.

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La palpation digitée profonde face médiale de l’articulation est alors douloureuse et une

distension de la capsule articulaire est palpable. Hormis la dysplasie du coude et l’arthrose,

l’articulation du coude peut présenter des subluxations ou luxations (pouvant être associées à

l’arthrose), des fractures, des tumeurs, des arthropathies d’origines inflammatoires, etc.

5) Région de l’humérus Comme pour le radius et l’ulna, l’humérus n’est concerné par l’arthrose qu’au niveau

de ses extrémités, au niveau des articulations diarthrodiales. Cependant, sa palpation fait

partie de l’examen orthopédique de base. Les principales affections touchant l’humérus sont

l’ostéosarcome (tumeur fréquente du membre thoracique), des fractures, une ostéodystrophie

hypertrophique, etc.

6) Articulation de l’épaule L’articulation scapulo-humérale ou articulation de l’épaule est manipulée en réalisant

des mouvements de flexion, extension, abduction, adduction, rotations interne et externe. Lors

de l’extension forcée, il est important de positionner sa main au-dessus du coude et non en-

dessous, au risque de réaliser en même temps l’extension du coude. En effet, si une douleur

est perçue, il ne sera pas possible de déterminer si celle-ci provient du coude ou de l’épaule.

Une douleur perçue dans la région de l’épaule peut être due à une OCD, une contracture du

muscle infra-épineux, une fracture articulaire, une instabilité médiale de l’épaule conduisant à

terme à l’arthrose, une luxation conduisant à l’arthrose, etc. Lors d’instabilité médiale de

l’épaule, l’abduction est exacerbée et de la douleur apparaît à la fin de ce mouvement.

7) Scapula Tout comme le radius/ulna et l’humérus, la scapula n’est concernée par l’arthrose

qu’en regard de ses articulations. La palpation profonde de la scapula et sa mobilisation sont

indispensables lors d’un examen orthopédique. De la douleur en regard de la scapula peut

signer une tumeur, une fracture de l’acromion ou du corps de la scapula ou encore une

luxation de l’articulation scapulo-thoracique.

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Annexe 2 : Examen du membre pelvien (Fox et Millis, 2010)

1) Extrémité distale

L’examen de l’extrémité distale du membre pelvien est similaire à celui de l’extrémité

distale du membre thoracique, à savoir les mouvements de flexion et extension sur chaque

doigt ainsi que l’inspection minutieuse de chaque griffe et de chaque espace interdigité.

2) Articulation du tarse L’articulation cruro-tarsienne ou articulation du jarret est examinée en réalisant des

mouvements de flexion et d’extension, de varus et de valgus. Le varus et le valgus permettent

de vérifier l’intégrité de la capsule articulaire, des tendons et des ligaments collatéraux. Une

douleur au niveau de l’articulation du tarse peut être due à de l’arthrose, une OCD qui sera

associée à une distension de la capsule articulaire, un déplacement du tendon du muscle

fléchisseur superficiel des doigts qui entraînera une hyperflexion du tarse et des doigts, etc.

3) Tibia et fibula Les affections qui touchent le tibia et la fibula ne sont pas d’origine arthrosique. Une

boiterie ou une douleur en regard de ces os peut être due à une panostéite, ostéodystrophie

hypertrophique, fracture du cartilage de conjugaison, fracture osseuse, tumeur, déformation

du membre pouvant contribuer à la formation d’arthrose, etc.

4) Articulation du grasset L’articulation fémoro-tibio-patellaire ou articulation du grasset est examinée sur

animal debout puis en décubitus latéral. En position debout, le vétérinaire se place derrière

l’animal et palpe simultanément les deux grassets en plaçant chaque main en regard de la

rotule afin de comparer les structures musculaires. Ensuite, il est important de vérifier qu’il

n’y a pas de luxation médiale de la rotule, en particulier chez les chiens de petite taille. Pour

cela, des mouvements de flexion et extension du jarret sont réalisés afin de tenter de replacer

la rotule si elle est déplacée. Dans certains cas, la luxation est si sévère que la rotule est

déplacée mais non mobilisable du fait de la fibrose qui s’est mise en place. Sur animal

couché, il est important de tester le signe du tiroir direct et indirect afin de déceler une

éventuelle rupture du ligament croisé crânial. Pour le signe du tiroir direct, la première main

pose son pouce au niveau du sésamoïde latéral et l’index sur la rotule. L’autre main pose son

pouce au niveau de la tête de la fibula tandis que l’index est sur la crête tibiale.

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La deuxième main essaie alors de déplacer le tibia crânialement et caudalement au fémur. Si

ce mouvement est réalisable, le signe du tiroir est positif.

Figure 23 : Signe du tiroir direct (Niel, 2015)

Pour le signe du tiroir indirect, une main est posée sur le grasset avec l’index sur le

tendon reliant la rotule à la crête tibiale tandis que l’autre main réalise des mouvements de

flexion du jarret. Si un mouvement est ressenti au niveau de l’index de la première main, cela

signifie que le muscle gastrocnémien repousse le tibia crânialement au fémur, révélant une

instabilité du ligament croisé crânial.

Figure 24 : Signe du tiroir indirect (Niel, 2015)

De nombreuses affections associées à de l’arthrose sont responsable de boiterie ou de

douleur au niveau du grasset : instabilité des ligaments croisées, lésion des ménisques ou des

ligaments collatéraux, luxation de rotule ou du grasset, OCD, etc.

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5) Fémur Les affections touchant le fémur ne sont pas associées à de l’arthrose. Toutefois, il est

important de palper le fémur sur toute sa longueur pour vérifier qu’il n’y a ni tuméfaction ni

douleur pouvant être associées à une ostéopathie hypertrophique, une ostéodystrophie

hypertrophique, une tumeur, une fracture, etc.

6) Hanche L’articulation coxo-fémorale ou articulation de la hanche est souvent origine de

douleur chez le chien âgé. La dysplasie de la hanche est une affection fréquente qui touche les

chiens de grande race. Le signe d’Ortolani réalisé sous sédation ou anesthésie générale permet

entre autres d’en établir le diagnostic. L’animal est placé en décubitus latéral. Le fémur est

repoussé en région dorsale et axiale puis est lentement positionné en abduction afin de faire

rentrer la tête fémorale dans l’acétabulum. Si un claquement est palpable voire même audible,

le signe d’Ortolani est positif et signe une laxité de l’articulation coxo-fémorale.

Figure 25 : Signe d’Ortolani (Fox et Millis, 2010)

Une douleur ou une boiterie de la hanche peut être due à de l’arthrose, une dysplasie

de la hanche, une tumeur, une fracture, une arthrite, etc.

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NOM PRENOM : NIEL Claire, Sanaé, Denise

TITRE : Intérêt de l’étude du liquide synovial dans le diagnostic et le traitement

de l’arthrose chez le chien

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, le vendredi 11 décembre 2015

RESUME :

Le liquide synovial est un dialysat du plasma sanguin ultrafiltré par la membrane synoviale.

Présent entre les deux cartilages articulaires en contact, il absorbe les chocs lors d’un

mouvement articulaire et joue un rôle de lubrification. Il assure également la nutrition des

cartilages et l’élimination des déchets métaboliques. Lors d’arthrose, affection articulaire

irréversible, sa composition et sa structure se retrouvent modifiées. En clinique, l’examen

direct, biologique, cytologique et bactériologique du liquide synovial sont utilisés pour

diagnostic différentiel d’atteintes articulaires et en particulier de l’arthrose. Les études

fondamentales sur le liquide synovial offrent également des perspectives thérapeutiques

intéressantes ; certains visent à modifier la composition du liquide synovial arthrosique pour

rétablir l’homéostasie articulaire. Parmi ces traitements intra-articulaires, le lavage

accompagné d’un débridement articulaire, la viscosupplémentation à l’acide hyaluronique et

les injections intra-articulaires de corticoïdes sont actuellement les plus employés en clientèle

canine lors d’arthrose. Ainsi, dans ce travail de bibliographie, nous présentons dans une première partie

l’organisation d’une diarthrose, l’origine du liquide synovial, sa composition et ses fonctions.

Puis, nous présentons les modifications articulaires présentes lors d’arthrose afin de

comprendre le cercle vicieux de cette affection. Enfin, nous nous intéressons à l’analyse du

liquide synovial et son intérêt dans le diagnostic de l’arthrose ; et aux traitements intra-

articulaires existants permettant d’agir directement sur l’articulation et donc sur la

composition du liquide synovial.

MOTS CLES : - synovie

- arthrose

- chien

- articulation

- cartilage

JURY :

Président : Madame le Professeur SERVIEN Elvire

1er Assesseur : Madame le Docteur BOULOCHER Caroline

2ème Assesseur : Monsieur le Professeur FAU Didier

DATE DE SOUTENANCE : Vendredi 11 décembre 2015

ADRESSE DE L’AUTEUR : 17 Rue de Téhéran 75008 Paris