THÈSE - u-bordeaux.frori-oai.u-bordeaux1.fr/pdf/2011/ABOU_MRAD_NINETTE_2011.pdf · Par Ninette ABOU MRAD POUR OBTENIR LE GRADE DE DOCTEUR SPÉCIALITÉ : CHIMIE ANALYTIQUE ET ENVIRONNEMENT

Université Bordeaux 1

Les Sciences et les Technologies au service de l’Homme et de l’environnement

N° d’ordre : 4423

THÈSE

PRÉSENTÉE A

L’UNIVERSITÉ BORDEAUX 1

ÉCOLE DOCTORALE DES SCIENCES CHIMIQUES

Par Ninette ABOU MRAD

POUR OBTENIR LE GRADE DE

DOCTEUR

SPÉCIALITÉ : CHIMIE ANALYTIQUE ET ENVIRONNEMENT

Développements méthodologiques pour l’échantillonnage et

l’analyse des hydrocarbures dans les systèmes aquatiques Application dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées et dans le milieu

environnemental

Directrice de recherche : Hélène BUDZINSKI

Soutenue le : 15 Décembre 2011

Devant la commission d’examen formée de :

Mme FENET, Hélène Maître de Conférences, Université Montpellier 1 Rapporteur

Mr MARMIER, Nicolas Professeur, Université Nice Sophia Antipolis Rapporteur

Mme GOURLAY, Catherine Chercheur, CEMAGREF Antony Examinateur

Mr VILLENAVE, Eric Professeur, Université Bordeaux 1 Examinateur

Mme BUDZINSKI, Hélène Directrice de recherche CNRS, UMR 5805, Talence Directrice de thèse

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Résumé

Les hydrocarbures provenant des décharges telluriques et des déversements accidentels dans

les écosystèmes aquatiques constituent une source de pollution majeure de ces milieux. Ils ont

la particularité d’être présents à des teneurs très faibles dans la phase dissoute au vu de leur

hydrophobicité et/ou de leur volatilité, et sont caractérisés par des teneurs variables dans les

masses d’eau en fonction des apports discontinus et/ou épisodiques que l’environnement

reçoit, des phénomènes de dilution, des marées…Ainsi, afin de répondre aux « challenges »

analytiques et environnementaux engendrés par les hydrocarbures dans les systèmes

aquatiques, ces travaux de thèse sont axés sur : i) des développements méthodologiques pour

l’extraction et l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils (aromatiques et saturés) dans la

phase dissoute mais aussi dans la phase sédimentaire, dans le but de caractériser la présence et

le devenir d’une contamination pétrolière dans les milieux aquatiques, et ii) des

développements de nouveaux outils d’échantillonnage passif permettant d’échantillonner les

hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) au caractère toxique avéré, tout en intégrant

la variabilité des concentrations de ces contaminants dans la phase dissoute. Ces outils

doivent être les plus universels possibles et doivent être caractérisés par une « simplicité »

analytique plus importante que celles des autres échantillonneurs passifs hydrophobes

existants. Afin de réaliser l’ensemble de ces études, un protocole d’extraction des

hydrocarbures volatils par microextraction sur phase solide en mode espace de tête (HS-

SPME) et une méthode d’analyse par chromatographie en phase gazeuse couplée à la

spectrométrie de masse simple (GC-MS) et en tandem (GC-MS/MS) ont été développés aussi

bien pour la phase dissoute que pour la phase sédimentaire. Ces méthodes assurent de bonnes

limites de détection et de quantification compatibles avec les analyses environnementales et

les critères de présence de contamination pétrolière dans un milieu, une bonne précision,

justesse, sélectivité et robustesse, et ont été appliquées pour la caractérisation des

hydrocarbures volatils des produits raffinés du pétrole (essence et kérosène) dans des

expérimentations en conditions semi-contrôlées. Concernant le développement de nouveaux

outils d’échantillonnage passifs pour les HAP, des modifications du « Polar Organic Chemical

Integrative Sampler » ou POCIS ont été réalisées afin d’adapter cet outil aux composés

hydrophobes, à travers des expérimentations au laboratoire, en conditions semi-contrôlées et

dans l’environnement. Ces modifications ont porté sur le remplacement des membranes en

polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de pores de la configuration « pharmaceutique »

d’origine du POCIS (POCIS-PES 0,1 µm) en membranes de même nature mais avec des

pores de 0,45 µm de diamètre (POCIS-PES 0,45 µm) ; en membranes de polyéthylène basse

densité (POCIS-PE) ; et en membranes de nylon de 30 µm (POCIS-Nylon 30 µm) ou de

0,1 µm (POCIS-Nylon 0,1 µm) de diamètre de pores. Ces versions modifiées du POCIS sont

désignées par le terme POCIS-« like ». Il ressort des développements en laboratoire que : i)

les quantités de HAP accumulés dans le POCIS-PES 0,1 µm et le POCIS-PES 0,45 µm sont

très faibles et les vitesses d’accumulation sont variables à cause de la résistance au transfert de

masse imposée par les membranes ; ii) les POCIS-PE et les POCIS-Nylon 30 µm assurent une

accumulation linéaire en fonction du temps pour les HAP de faibles masses moléculaires

(128 ≤ MM ≤ 234 g.mol-1

) révélant ainsi leurs potentiels quantitatifs ; iii) les HAP de masses

moléculaires élevées (MM ≥ 252 g.mol-1

) atteignent l’équilibre dans les POCIS-Nylon 30 µm

et leur vitesse d’accumulation est caractérisée par une phase de latence dans les POCIS-PE ;

et iv) l’ajout d’eau dans l’espace interstitiel du POCIS-PE réduit partiellement ou totalement

la phase de latence observée. Les expérimentations en conditions semi-contrôlées ont montré

d’une part la performance des POCIS-Nylon 0,1 µm à échantillonner de façon intégrative les

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HAP de masses moléculaires élevées à travers une accumulation linéaire du benzo(a)pyrène

(MM = 252 g.mol-1

), et d’autre part la perte du caractère intégratif des POCIS-« like »

développés dans certaines conditions environnementales conduisant à une atteinte rapide du

régime curvilinéaire ou de l’équilibre. Les déploiements en parallèle des POCIS-Nylon

30 µm, des POCIS-PE et des membranes semi-perméables (SPMD) dans le bassin

d’Arcachon appuient leur capacité à estimer les concentrations dans l’eau des HAP de faibles

poids moléculaires (128 ≤ MM ≤ 234 g.mol-1

), à condition que des taux d’échantillonnage in-

situ soient utilisés dans les calculs. Enfin, des suivis environnementaux pour la caractérisation

des HAP dans deux écosystèmes aquatiques français (le bassin d’Arcachon et l’estuaire de la

Gironde) ont été menés en utilisant des échantillonneurs passifs existants tels que les SPMD

et les gommes de silicone afin d’accéder à des concentrations moyennées des contaminants, et

d’évaluer les limites ainsi que les capacités biomimétiques de ces types d’échantillonneurs

passifs.

Mots-clés : HS-SPME, échantillonnage passif, POCIS-« like », HAP, hydrocarbures

pétroliers volatils.

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SUMMARY

Hydrocarbons originating from telluric discharges and accidental spills constitute a major

source of pollution in the aquatic systems. These compounds are present at trace levels in the

dissolved phase due to their hydrophobicity and/or their volatility, and are characterized by

variable concentrations in the water body depending on discontinuous inputs, dilution

phenomena, tidal cycles…Therefore, in order to raise the analytical and environmental

challenges generated by the hydrocarbons in the aquatic systems, the present phD work

focused on: i) methodological developments for the extraction and analysis of volatile

petroleum hydrocarbons (aromatics and aliphatics) for both the dissolved and the sedimentary

phases, in order to characterize the presence and fate of a petroleum contamination in these

media, and ii) developments of new passive sampling tools for the sampling of polycyclic

aromatic hydrocarbons (PAHs) which have proved their toxic character, while integrating the

variability in the contaminant concentrations in the dissolved phase. These tools should be

characterized by an analytical “simplicity” and a universal aspect more important than those

of other hydrophobic passive samplers. In order to realize these studies, an extraction protocol

of volatile hydrocarbons by headspace solid phase microextraction (HS-SPME) and a method

of analysis by gas chromatography coupled to simple mass spectrometry (GC-MS) and

tandem mass spectrometry (GC-MS/MS) have been developed in both the dissolved and the

sedimentary phases. These methods ensure good detection and quantification limits

compatible with the environmental analysis and the criteria of oil presence in a medium, a

good precision, accuracy, selectivity, robustness and performance, and have been applied for

the characterization of volatile hydrocarbons corresponding to petroleum refined products

(gasoline, kerosene) in semi-controlled condition experiments. Concerning the development

of new passive samplers for PAHs, modifications of the Polar Organic Chemical Integrative

Sampler (POCIS) have been conducted in order to adapt this tool to hydrophobic compounds

through experiments in the laboratory, in semi-controlled conditions and in the environment.

The modifications consisted of replacing the 0.1 µm pore size polyethersulfone membranes of

the original « pharmaceutical » configuration of the POCIS (POCIS-PES 0.1 µm) with

membranes with the same nature but with 0.45 µm of pore size diameter (POCIS-PES

0.45 µm); with low density polyethylene membranes (POCIS-PE); with 30 µm pore size

nylon membranes (POCIS-Nylon 30 µm); and with 0.1 µm pore size nylon membranes

(POCIS-Nylon 0.1 µm). These modified POCIS versions are designated by the term POCIS-

“like”. The laboratory developments show that: i) the PAH accumulation in the POCIS-PES

0.1 µm and in the POCIS-PES 0.45 µm is very low and variable due to the resistance to mass

transfer imposed by the membranes; ii) the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm ensure a

linear accumulation with time for low molecular weight PAHs (128 ≤ MM ≤ 234 g.mol-1

)

thus revealing their quantitative potentials ; iii) high molecular weight PAHs (MM ≥

252 g.mol-1

) reach equilibrium in the POCIS-Nylon 30 µm and their accumulation is

characterized by a lag phase in the POCIS-PE ; and iv) the water addition in the inner space of

the POCIS-PE reduces partially or totally the lag phase observed with high molecular weight

PAHs. Semi-controlled condition experiments have shown on one hand the performance of

the POCIS-Nylon 0.1 µm to sample integratively PAHs with high molecular weights through

the linear accumulation of benzo(a)pyrène (MM = 252 g.mol-1

), and on the other hand the loss

of the integrative character of the developed POCIS-« like » under certain environmental

conditions leading to a rapid attainment of the curvilinear or equilibrium regimes in these

samplers. In-situ field deployments of the POCIS-Nylon 30 µm and the POCIS-PE in

Arcachon’s bay in parallel to those of semipermeable membrane devices (SPMD) support

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their capacity to estimate water concentrations of low molecular weight PAHs (128 ≤ MM ≤

234 g.mol-1

) if in-situ sampling rates were used in the calculation. Finally, environmental

monitorings for the characterization of PAHs in two french aquatic ecosystems (Arcachon’s

bay and the Gironde estuary) were conducted using existing passive samplers such as the

SPMDs and the silicone rubbers in order to access to representative time-weighted average

contaminant concentrations in these media, and to evaluate the limits as well as the

biomimetic capacities of these types of passive samplers.

Keywords : HS-SPME, passive sampling, POCIS-« like », PAHs, petroleum volatile

hydrocarbons.

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« La vie est ténèbres, si elle n’est pas animée par un élan.

Et tout élan est aveugle, s’il n’est pas guidé par le savoir.

Et tout savoir est vain, s’il n’est pas accompagné de labeur.

Et tout labeur est futile, s’il n’est pas accompli avec amour.

Et lorsque vous travaillez avec amour, vous resserrez vos liens avec vous-mêmes,

avec autrui et avec Dieu ».

Gibran Khalil Gibran

J’ai voulu préparer une thèse pour illuminer ma vie. J’ai vu beaucoup d’étoiles naître

pendant le long parcours, des étoiles qui brilleront certes pour longtemps encore. Tout

l’amour que j’ai eu pour ce travail émanait du profond de mon être, mais fleurissait de jour en

jour suite au soutien des proches, à la force et à la richesse du travail d’équipe, aux conseils

des plus expérimentés et à la présence des personnes qui ont lutté pour et avec moi. Merci à

tous !!!

Particulièrement,

Je tiens à remercier Madame Fenet, maître de conférences à l’Université Montpellier 1

et Monsieur Marmier, professeur à l’Université de Nice Sophia Antipolis, d’avoir accepté

d’évaluer ce travail de thèse. Merci également pour leurs observations et conseils avisés sur ce

manuscrit. Je souhaite également exprimer ma gratitude à Madame Gourlay, chercheur à

l’Institut National de Recherche en Sciences et Technologies pour l’Environnement et

l’Agriculture (IRSTEA) et Monsieur Villenave, professeur à l’Université Bordeaux 1 pour

avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse. Merci pour leurs échanges constructifs et

leur intérêt pour ces travaux.

Je tiens à exprimer toute ma gratitude à Monsieur Servant, responsable de l’école

doctorale de Chimie, pour avoir rendu cette thèse possible. Merci aussi pour tous ses conseils.

Je remercie Hélène pour m’avoir donné une chance d’effectuer ma thèse dans le ciel

du LPTC. Atterrir au second étage du bâtiment A12 était planifié mais rester ne l’était point.

Je la remercie pour tous les efforts qu’elle a déployés pour que je puisse intégrer son équipe.

Et « rester » ne fut que le commencement. Le LPTC était pour moi un milieu où j’ai grandi

scientifiquement mais aussi une maison qui a permis à mon rêve d’aboutir et qui m’a donné la

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possibilité d’affirmer ma volonté dans le chemin académique malgré toutes les difficultés.

Merci Hélène bien évidemment pour avoir dirigé ce travail de thèse, mais surtout pour

m’avoir donné confiance en moi à plusieurs reprises, pour m’avoir appris que la peur

d’échouer est paralysante. Merci de m’avoir révélé mes capacités à des moments très

critiques. J’ai appris beaucoup de choses au LPTC qui ne font que mûrir, et je crois fortement

que cette « aventure » vécue dans ce laboratoire constitue un trésor pour la suite du chemin.

Et pour ceci, grand merci !

Je remercie tous les membres du LPTC pour leur expérience transmise et leur

contribution à ces travaux de thèse. Merci particulièrement à Karyn pour nos péripéties avec

le GC-MS et les composés organiques volatils dans les programmes TOTAL et TOXPROF.

Merci également à Laurent pour son aide avec les échantillons du bassin d’Arcachon. Merci à

Patrick pour m’avoir aidé à dompter les caprices du GC-MS/MS. Merci à Sylvie et Maylis

pour l’aide dans la vie du laboratoire. Je remercie Thomas, Jonathan, Angel et Fred pour

toutes les bouteilles de CO2 qu’ils ont transportées à ma place et ont gentiment accepté que je

ne fasse que les accompagner. Je remercie Nathalie pour son aide terrain, Amélie et Marie-

Hélène pour l’initiation à la HPLC et Nadia pour sa chaleur humaine. Je tiens également à

remercier Justine, Yann, Perrine, Nicolas C, Julie, Jonathan, Caroline, Hugues et Hoï pour

leur amitié sincère. Merci à Rémi pour son aide précieuse avec le projet EMESTOX. Spécial

merci à Coralie avec qui j’ai partagé beaucoup de moments : je pense au mal de mer à bord de

l’« Europe » à Marseille, aux calibrations et au projet EMESTOX. Je la remercie pour le

quotidien de la 210 et surtout pour les doux moments partagés avec sa famille.

Je tiens aussi à remercier le groupe TOTAL, spécialement Kévin Cailleaud avec lequel

nous avons travaillé sur les expérimentations aux Rivières Pilotes. Je remercie aussi tous les

partenaires et toutes les personnes qui ont travaillé sur le projet EMESTOX.

Je reviens à une époque révolue, je n’oublie pas Nora qui m’a beaucoup aidé

administrativement. Je remercie Marion-Justine pour les bons moments passés ensembles,

Fred et Nicolas Armstrong pour leurs amitiés sincères. Je remercie Chloé pour son initiation à

la SPME et l’aventure de la publication méthodologique sur les HAP. Et enfin, en ce qui

concerne le fin du fin (et là je reprends exactement ce qu’elle dit), moults merci à Alexia.

Merci pour son amitié, pour son soutien, pour sa compréhension et sa sincérité. Merci pour

tout ce que tu es Alexia.

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Plus personnellement, je remercie mes amis qui ont eu confiance en moi et qui m’ont

aidé à leur façon, qui m’ont soutenu et qui ont respecté mon parcours. Merci à la famille

d’Angel pour tout l’amour et le soutien qu’elle m’a apportés.

Et enfin, merci à Angel pour tout ce qu’on a vécu et tout ce qu’on vivra, merci à ma

mère qui a tant sacrifié, à Rachel et Nibal mes sœurs et mon havre de paix intérieure et

éternelle, pour ce qu’elles sont et pour tout leur amour inconditionnel et leur soutien

infaillible.

Merci à toute personne que j’ai involontairement oubliée et qui a contribué à ce travail.

Merci à mon père pour tout ce que je suis.

Ninette

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Table des matières

RESUME ................................................................................................................................................ 3

SUMMARY ............................................................................................................................................ 5

TABLE DES MATIERES .................................................................................................................. 11

LISTE DES FIGURES ....................................................................................................................... 17

LISTE DES TABLEAUX ................................................................................................................... 18

ABREVIATIONS, ACRONYMES, SYMBOLES, UNITES ............................................................ 20

INTRODUCTION GENERALE ........................................................................................................ 27

CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................................................... 33

I- Evaluation du risque des substances chimiques dans les systèmes aquatiques ........................................... 33

I- A- Généralités ................................................................................................................................................ 33

I- B- Cas de mélanges pétroliers ....................................................................................................................... 36

I- B- 1- Méthode de Blocs d’Hydrocarbures ou « HBM » ............................................................................. 37

I- B- 2- Méthode d’hydrocarbures pétroliers totaux ou « TPH » .................................................................. 38

I- B- 3- Comparaison des méthodes HBM et TPH ......................................................................................... 41

I- B- 4- Quelques hydrocarbures pétroliers et leurs propriétés physico-chimiques..................................... 43

II- Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques .......................................................................................... 47

II- A- Nature ...................................................................................................................................................... 47

II- B- Origine des HAP et étude de sources ....................................................................................................... 49

II- B- 1- Formation ........................................................................................................................................ 49

II- B- 1- a- Origine pyrolytique .................................................................................................................. 49

II- B- 1- b- Origine pétrogénique .............................................................................................................. 50

II- B- 1- c- Origine diagénétique ............................................................................................................... 51

II- B- 2- Identification de sources.................................................................................................................. 52

II- B- 2- a- Profils moléculaires ................................................................................................................. 52

II- B- 2- b- Indices moléculaires ................................................................................................................ 53

II- C- Cycle biogéochimique .............................................................................................................................. 55

II- C- 1- Entrée dans l’environnement aquatique ......................................................................................... 55

II- C- 2- Distribution dans les différents compartiments du système aquatique.......................................... 55

II- C- 2- a- Propriétés intrinsèques des molécules et caractéristiques du milieu .................................... 55

II- C- 2- b- Dégradation ............................................................................................................................. 56

II- C- 2- b- i- Dégradation abiotique ..................................................................................................... 57

II- C- 2- b- ii- Dégradation biotique ...................................................................................................... 58

II- C- 2- c- Biodisponibilité ........................................................................................................................ 59

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II- C- 2- d- Bioaccumulation ...................................................................................................................... 61

II- C- 2- e- Biotransformation et transfert trophique ............................................................................... 62

II- D- Toxicité ..................................................................................................................................................... 64

II- D- 1- Toxicité aiguë et effets létaux .......................................................................................................... 64

II- D- 2- Toxicité chronique et effets sub-létaux ........................................................................................... 64

II- D- 3- Phototoxicité ................................................................................................................................... 67

III- Méthodologies analytiques : dosage des hydrocarbures dans les systèmes aquatiques............................ 68

III- A- Généralités .............................................................................................................................................. 68

III- B- La MicroExtraction sur Phase Solide (SPME) ........................................................................................... 69

III- B- 1- Principe et fonctionnement ............................................................................................................ 69

III- B- 2- Nature du revêtement .................................................................................................................... 71

III- B- 3- Application de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils et des hydrocarbures

aromatiques polycycliques ........................................................................................................................... 72

IV- Méthodologies analytiques : échantillonnage des hydrocarbures dans les systèmes aquatiques ............. 75

IV- A- Généralités .............................................................................................................................................. 75

IV- B- Echantillonnage biologique ..................................................................................................................... 75

IV- C- Echantillonnage passif dans les systèmes aquatiques ............................................................................ 77

IV- C- 1- Théorie de l’échantillonnage passif ................................................................................................ 78

IV- C- 1- a- Principe................................................................................................................................... 78

IV- C- 1- b- Approche Composé Référence de Performance « PRC » ....................................................... 82

IV- C- 2- Outils d’échantillonnage passif pour les composés hydrophobes tels les HAP dans les systèmes

aquatiques .................................................................................................................................................... 83

IV- C- 2- a- Membranes semi-perméables « SPMD » .............................................................................. 84

IV- C- 2- a- i- Description et principe .................................................................................................... 84

IV- C- 2- a- ii- Intérêts de l’outil ............................................................................................................ 85

IV- C- 2- a- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 86

IV- C- 2- b- Membrane enfermant un revêtement adsorbant « MESCO »............................................... 87

IV- C- 2- b- i- Description et principe ................................................................................................... 87

IV- C- 2- b- ii- Intérêts de l’outil ........................................................................................................... 88

IV- C- 2- b- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 89

IV- C- 2- c- Dosimètre céramique ............................................................................................................. 90

IV- C- 2- c- i- Description et principe .................................................................................................... 90

IV- C- 2- c- ii- Intérêts de l’outil ............................................................................................................ 91

IV- C- 2- c- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 92

IV- C- 2- d- Microextraction sur Phase Solide « SPME » ........................................................................... 92

IV- C- 2- d- i- Description et principe ................................................................................................... 92

IV- C- 2- d- ii- Intérêts de l’outil ........................................................................................................... 94

IV- C- 2- d- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 94

IV- C- 2- e- Chemcatchers ® ...................................................................................................................... 95

IV- C- 2- e- i- Description et principe ................................................................................................... 95

IV- C- 2- e- ii- Intérêts de l’outil............................................................................................................ 96

IV- C- 2- e- iii- Limites de l’outil ............................................................................................................ 96

IV- C- 2- f- Les membranes polymériques ................................................................................................ 96

IV- C- 2- f- i- Les membranes en polyéthylène basse densité : « LDPE » ............................................. 97

IV- C- 2- f- i- α- Principe et description ............................................................................................ 97

IV- C- 2- f- i- β- Intérêts de l’outil ..................................................................................................... 98

IV- C- 2- f- i- γ- Limites de l’outil ...................................................................................................... 98

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IV- C- 2- f- ii- Gommes de silicone ou « Silicone Rubbers » (SR) .......................................................... 99

IV- C- 2- f- ii- α- Principe et description ........................................................................................... 99

IV- C- 2- f- ii- β- Intérêts de l’outil .................................................................................................... 99

IV- C- 2- f- ii- γ- Limites de l’outil ................................................................................................... 100

IV- C- 3- Echantillonnage des composés polaires dans les systèmes aquatiques : le POCIS ...................... 100

IV- C- 3- a- Description et principe ......................................................................................................... 101

IV- C- 3- b- Intérêts de l’outil .................................................................................................................. 101

IV- C- 3- c- Limites de l’outil ................................................................................................................... 102

IV- D- Comparaison d’outils pour l’échantillonnage des hydrocarbures ........................................................ 102

IV- E- Couplage échantillonnage passif/échantillonnage biologique/ échantillonnage ponctuel : intérêts et

limites ............................................................................................................................................................. 108

OBJECTIFS DE THESE .................................................................................................................. 109

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES ............................................................................. 115

I- Choix des molécules cibles ........................................................................................................................ 115

II- Matériel ................................................................................................................................................... 115

III- Développement en laboratoire ............................................................................................................... 116

III- A- Développement méthodologique pour l’extraction et l’analyse des hydrocarbures volatils (aromatiques

et saturés) ....................................................................................................................................................... 117

III- A- 1- Extraction de la phase dissoute : la microextraction sur phase solide en mode espace de tête ou

« headspace » ............................................................................................................................................. 117

III- A- 2- Extraction de la phase sédimentaire : la microextraction sur phase solide en mode espace de tête

ou « headspace »........................................................................................................................................ 117

III- A- 3- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS ............................................................................ 118

III- A- 4- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS-MS ...................................................................... 118

III- B- Extraction des HAP de la phase dissoute : la microextraction sur phase solide en mode immersion .. 119

III- C- Extraction des HAP des matrices solides (sédiments, particules, huîtres) ............................................ 119

III- C- 1- Préparation des échantillons ........................................................................................................ 119

III- C- 2- Extraction des échantillons ........................................................................................................... 120

III- D- Développement méthodologique pour l’extraction des HAP à partir de différents échantillonneurs

passifs utilisés dans le cadre de ces travaux ................................................................................................... 121

III- D- 1- Les membranes semi-perméables (SPMD) ................................................................................... 121

III- D- 2- Les gommes de silicone (SR) ......................................................................................................... 123

III- D- 3- POCIS et versions adaptées du POCIS ........................................................................................... 124

III- E- Technique d’analyse des HAP dans les différentes matrices................................................................. 125

III- E- 1- Méthodologie de séparation......................................................................................................... 125

III- E- 2- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse ................................................................. 126

III- E- 3- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse en tandem .............................................. 126

III- E- 4- Méthodologie de quantification : l’étalonnage interne ................................................................ 127

III- F- Développement des versions adaptées de POCIS ou POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP :

expérimentations de calibration..................................................................................................................... 128

III- F- 1- Objectifs des expérimentations .................................................................................................... 128

III- F- 2- Déroulement des expérimentations ............................................................................................. 130

14

IV- Développement, validation et application des méthodologies de dosage et d’échantillonnage en

conditions semi-contrôlées (systèmes pilotes ou « mésocosmes ») ............................................................. 135

IV-A- TOTAL ..................................................................................................................................................... 135

IV- A- 1- Contexte et objectifs du projet TOTAL ......................................................................................... 135

IV- A- 2- Description du site expérimental ................................................................................................. 136

IV- A- 3- Expérimentations ......................................................................................................................... 137

IV- A- 3- a- Expérimentation « essence » (2008) .................................................................................... 138

IV- A- 3- a- i- Essence ......................................................................................................................... 138

IV- A- 3- a- ii- « Water Accomodated Fractions » ou WAFs ............................................................... 139

IV- A- 3- a- iii- Expérimentation préliminaire ..................................................................................... 139

IV- A- 3- a- iv- Expérimentation « essence » proprement dite : organisation des canaux et campagnes

de prélèvement ................................................................................................................................. 140

IV- A- 3- b- Expérimentation « kérosène » (2009) ................................................................................. 141

IV- A- 3- b- i- Kérosène ....................................................................................................................... 141

IV- A- 3- b- ii- WAFs ............................................................................................................................ 141

IV- A- 3- b- iii- Expérimentation préliminaire ..................................................................................... 141

IV- A- 3- b- iv- Expérimentation « kérosène » proprement dite : organisation des canaux et

campagnes de prélèvement .............................................................................................................. 142

IV-B- EMESTOX ................................................................................................................................................ 143

IV- B- 1- Contexte et objectifs du projet EMESTOX .................................................................................... 143

IV- B- 2- Expérimentation préliminaire ....................................................................................................... 145

IV- B- 3- Expérimentations proprement dites ............................................................................................ 146

IV- B- 3-a- Expérimentation « continue » ............................................................................................... 147

IV- B- 3- a- i- Objectifs et description ................................................................................................. 147

IV- B- 3- a- ii- Détail des échantillonneurs ......................................................................................... 147

IV- B- 3- a- iii- Campagnes de prélèvement ....................................................................................... 148

IV- B- 3-b- Expérimentation « discontinue » .......................................................................................... 150

IV- B- 3- b- i- Objectifs et description ................................................................................................ 150

IV- B- 3- b- ii- Détail des échantillonneurs ......................................................................................... 150

IV- B- 3- b- iii- Campagnes de prélèvement ....................................................................................... 151

IV- B- 3- c- Expérimentation « accidentelle » ......................................................................................... 153

IV- B- 3- c- i- Objectifs et description ................................................................................................. 153

IV- B- 3- c- ii- Détail des échantillonneurs.......................................................................................... 153

IV- B- 3- c- iii- Campagnes de prélèvement ....................................................................................... 154

V- Validation et application des méthodologies de dosage et d’échantillonnage in-situ des HAP dans le milieu

environnemental .......................................................................................................................................... 155

V- A- Le Bassin d’Arcachon ............................................................................................................................. 156

V- A- 1- Généralités sur le bassin d’Arcachon ............................................................................................ 156

V- A- 2- Objectifs de l’étude ....................................................................................................................... 157

V- A- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage ...................................................................... 158

V- B- L’estuaire de la Gironde ......................................................................................................................... 162

V- B- 1- Généralités sur l’estuaire de la Gironde ........................................................................................ 162

V- B- 2- Objectifs de l’étude ....................................................................................................................... 163

V- B- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage ...................................................................... 163

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ........................................................................................ 169

15

CHAPITRE III : RESULTATS ....................................................................................................... 187

Liste des publications ................................................................................................................................... 187

I- Publication n° 1 : Optimisation, validation et application d’une méthodologie de microextraction sur phase

solide en mode espace de tête couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la spectrométrie de

masse (HS-SPME-GC-MS) et à la spectrométrie de masse en tandem (HS-SPME-GC-MS-MS) pour l’analyse des

hydrocarbures pétroliers volatils dans les phases dissoute et sédimentaire du système aquatique ............. 188

Démarche et principaux résultats de la publication n° 1 ................................................................................ 225

II- Publication n°2 : Développements des versions adaptées du « Polar Organic Chemical Integrative

Sampler » (POCIS) pour l’échantillonnage des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans le système

aquatique ..................................................................................................................................................... 228


III- Publication n° 3: Etude du comportement des versions adaptées du POCIS pour l’échantillonnage des HAP

à travers leurs applications dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées. Effets d’une

contamination discontinue ou accidentelle .................................................................................................. 270


IV- Publication n° 4 : Etude de la contamination en HAP dans le bassin d’Arcachon durant l’été 2010.

Couplage des approches d’échantillonnage passif et d’accumulation biologique. ........................................ 300


V- Publication n° 5 : Etude de la contamination en HAP dans la phase dissoute de l’estuaire de la Gironde.

Couplage avec une approche intégrative au cours du temps pour la détermination des concentrations

« libres » dissoutes et moyennées ............................................................................................................... 348


VI- Publication n° 6 : Application environnementale des versions adaptées de POCIS développées en

laboratoire ou POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP dans les systèmes aquatiques. Comparaison

avec les SPMD .............................................................................................................................................. 382


CONCLUSION GENERALE & PERSPECTIVES ......................................................................... 413

ANNEXES ......................................................................................................................................... 421

Liste des annexes ............................................................................................................................................ 421

Annexe I : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase dissoute et la

phase sédimentaire par GC-MS ...................................................................................................................... 422

Annexe II : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase dissoute par

GC-MS-MS ....................................................................................................................................................... 425

Annexe III : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase dissoute par GC-

MS ................................................................................................................................................................... 429

Annexe IV : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les matrices solides et les

échantillonneurs passifs par GC-MS ............................................................................................................... 431

Annexe V : Solubilisation des HAP dans l’éthanol pour la contamination des canaux dans EMESTOX .......... 434

Annexe VI : Paramètres physico-chimiques au cours des expérimentations EMESTOX ................................ 435

16

Annexe VII: Indices de condition des huîtres déployées dans le bassin d’Arcachon durant l’été 2010 ......... 438

Annexe VIII : Différents sites suivis au niveau du bassin d’Arcachon ............................................................. 439

Annexe IX : Différents sites suivis au niveau de l’estuaire de la Gironde ....................................................... 440

17

Liste des figures

Figure 1 : Cadre de l'évaluation du risque écologique (US-EPA, 1998). ............................................................. 35

Figure 2: Structure des HAP étudiés (* : classés prioritaires par l’agence US-EPA). ........................................ 48

Figure 3: Représentation schématique de la SPME (d’après De Perre et al., 2009). .......................................... 70 Figure 4 : Courbe d’accumulation d’un composé dans un outil d’échantillonnage passif (d’après Vrana et al.,

2005 a). ................................................................................................................................................................. 79

Figure 5: Représentation schématique d’une SPMD (d’après Huckins et Alvarez, 2004). .................................. 84 Figure 6 : Comparaison des teneurs en HAP obtenues par l’échantillonnage ponctuel et l’échantillonnage passif

utilisant des SPMD dans un suivi environnemental (d’après Tusseau-Vuillemin et al., 2007). ............................ 85

Figure 7: Représentation schématique d’un MESCO (adaptée de Vrana et al., 2001). ....................................... 88

Figure 8: Représentation schématique d’un dosimètre céramique (d’après Kot-Wasik et al., 2007). ................. 91

Figure 9: Représentation schématique de la nd-SPME (d’après Ouyang et al., 2007 b). .................................... 93

Figure 10: Représentation schématique d’un Chemcatcher®

(d’après Vrana et al., 2006 a). .............................. 95

Figure 11: Représentation schématique d’un POCIS (d’après Kot-Wasik et al., 2007). .................................... 101 Figure 12 : Echantillonneurs passifs utilisés dans le cadre de ces travaux : les membranes semi-perméables (a) ;

les POCIS et versions adaptées de POCIS (b) ; et les gommes de silicone (c). .................................................. 121 Figure 13 : Rendements d'extraction des HAP natifs à partir des SPMD (niveau de dopage : 1 µg par

membrane) pour n = 3. ....................................................................................................................................... 123 Figure 14 : Rendements d'extraction des composés références de performance « PRC » à partir des SPMD

(niveau de dopage : 1 µg par membrane) pour n = 3. ........................................................................................ 123 Figure 15 : Rendements d'extraction des HAP à partir des gommes de silicone (niveau de dopage : 0,9 µg par

échantillonneur) pour n = 3. ............................................................................................................................... 124 Figure 16 : Représentation schématique d’un GC-MS-MS de modèle Varian (a) (d’après Bouchonnet et Libong,

(< http:// www.dcmr.polytechnique.fr/spip/IMG/pdf/couplage.pdf >)), et celle du GC-MS-MS de modèle Agilent

Technologies (GC 7890 A série C, MS 7000 A) utilisé au cours de ces travaux de thèse (b). ............................ 127

Figure 17: Représentation schématique d’une calibration en flux continu au laboratoire. ............................... 132 Figure 18: Vérification de la stabilité des concentrations en HAP dans un système à flux continu au laboratoire.

............................................................................................................................................................................ 133 Figure 19: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier la capacité et les limites des POCIS pour

l’échantillonnage des HAP. ................................................................................................................................ 134 Figure 20: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’influence de la porosité des membranes en

polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP. ............................................................................ 134 Figure 21: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’effet du changement de la nature des

membranes en polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP. .................................................... 134 Figure 22: Description schématique du site des Rivières Pilotes de TOTAL « petrochemicals » à Mont Lacq

(d'après Champeau, 2005). ................................................................................................................................. 137

Figure 23: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « essence ». ..................................................... 140

Figure 24: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « kérosène ». ................................................... 142

Figure 25 : Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « continue ». ................................ 149

Figure 26: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « discontinue ». ............................ 152

Figure 27: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « accidentelle ». ........................... 154

Figure 28 : Localisation du bassin d’Arcachon par rapport à la France........................................................... 157

Figure 29 : Sites du bassin d’Arcachon suivis pendant la période estivale 2010. .............................................. 159

Figure 30: Cage où sont placés les échantillonneurs passifs au moment du déploiement environnemental. ..... 160

Figure 31 : Localisation de l’estuaire de la Gironde par rapport à la France. ................................................. 162

Figure 32 : Sites de l’estuaire de la Gironde suivis au cours des années 2009/2010. ........................................ 164

Figure 33: Calendrier d’échantillonnage des sites étudiés dans l’estuaire de la Gironde. ................................ 165

18

Liste des tableaux

Tableau 1 : Schéma des blocs d’hydrocarbures sélectionné par van de Meent et al., 2009. ................................ 38 Tableau 2: Les fractions choisies par le TPHCWG ainsi que leurs propriétés physico-chimiques représentatives

et modélisées. (Source : TPHCWG, 1997). ........................................................................................................... 40

Tableau 3: Comparaison des méthodes TPH et HBM. ......................................................................................... 42 Tableau 4: Classification et propriétés physico-chimiques de quelques hydrocarbures pétroliers. (Sources:

TPHCWG, 1997; *Irwin et al., 1997; ** WHO, 1998). ........................................................................................ 44 Tableau 5: Pourcentage massique de quelques HAP dans le pétrole brut et ses produits raffinés. (Source :

TPHCWG, 1997). .................................................................................................................................................. 51

Tableau 6: Indices moléculaires pour l’étude de sources des HAP (selon l’étude de Yunker et al, 2002). .......... 54 Tableau 7: Classification cancérigène des HAP individuels et des mélanges de HAP selon l’IARC, l’UE et l’US-

EPA. (Source : INERIS, 2003). ............................................................................................................................. 66

Tableau 8: PNEC de quelques HAP dans la phase dissoute et la phase sédimentaire. (Source : INERIS, 2005). 67 Tableau 9: Application environnementale de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils et

des HAP. ............................................................................................................................................................... 73

Tableau 10 : Equations décrivant la théorie de l’échantillonnage passif. ............................................................ 81 Tableau 11: Temps d’échantillonnage requis pour atteindre une bonne sensibilité avec le dosimètre

céramique (d’après Weiβ et al., 2007). ................................................................................................................ 92

Tableau 12: Coefficients de partage échantillonneurs passifs - eau (log Ksw). ................................................... 103

Tableau 13: Taux d’échantillonnage des HAP obtenus par différents outils d’échantillonnage passif. ............. 105 Tableau 14: Quelques caractéristiques des principaux échantillonneurs passifs utilisés pour les contaminants

organiques dans les systèmes aquatiques. .......................................................................................................... 106

Tableau 15 : Membranes testées lors du développement des versions adaptées de POCIS. .............................. 130 Tableau 16: Objectifs et caractéristiques des expérimentations de développement des POCIS-« like » en

laboratoire. ......................................................................................................................................................... 131 Tableau 17: Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation « essence ».

............................................................................................................................................................................ 141 Tableau 18 : Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation « kérosène ».

............................................................................................................................................................................ 143 Tableau 19: Normes de Qualité Environnementale (NQE) des HAP sélectionnés dans le programme EMESTOX.

............................................................................................................................................................................ 145

Tableau 20 : Expérimentations du projet EMESTOX. ........................................................................................ 147

Tableau 21: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « continue ». ................. 149

Tableau 22: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « discontinue ».............. 152

Tableau 23 : Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « accidentelle ». ........... 155

Tableau 24 : Stratégie d’échantillonnage dans le bassin d’Arcachon pendant la période estivale 2010. .......... 161

19

20

Abréviations, Acronymes, Symboles, Unités

13C : carbone 13

% : pourcentage

® : “registered”

°C : degré Celsius

µg : microgramme

µg.Kg-1

: microgramme par kilogramme

µg.L-1

: microgramme par litre

µL : microlitre

µm : micromètre

µs.s-1

: microsiemens par seconde

η : viscosité

δb : épaisseur effective du biofilm

δm : épaisseur effective de la membrane

δw : épaisseur effective de la couche limite d’eau

a : année

A : aire

Å : angström

Acte : acénaphtène

Acty : acénaphtylène

ADN : acide désoxyribonucléique

An : anthracène

Atm : atmosphère

B(b,j,k)F : benzo(b,j,k)fluoranthène

BaA : benz(a)anthracène

BaP : benzo(a)pyrène

BbF : benzo(b)fluoranthène

BCF : facteur de bioconcentration

BeP : benzo(e)pyrène

BkF : benzo(k)fluoranthène

BNT : benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène

BP : benzo(g,h,i)perylène

BTEX : Benzène, Toluène, Ethylbenzène, Xylènes

C0 : composé sans ramification alkyle

C1 : composé avec 1 ramification alkyle

C5 à C18 : chaîne contenant 5 à 18 carbones

CAR/PDMS : carboxen/polydiméthylsiloxane

CAS : “Chemical Abstracts Service”

Cemagref : Centre National du Machinisme Agricole, du Génie Rural, des Eaux et Forêts

Cereve : Centre d'Enseignement et de Recherche sur l'Eau, la Ville et l'Environnement

Chrys : chrysène

cm : centimètre

cm3.cm

-3 : centimètre cube par centimètre cube

cm.s-1

: centimètre par seconde

CONCAWE : “CONservation of Clean Air and Water in Europe” (Association européenne des

industries pétrolières pour l’environnement, la santé et la sécurité dans les processus de raffinage et de

distribution)

Cs : concentration d’un contaminant dans un échantillonneur passif

CS0 : concentration à t = 0 d’un contaminant dans un échantillonneur passif

21

Cw : concentration d’un contaminant dans l’eau

CW/DVB : carbowax/divinylbenzène

CYP : Cytochrome P

CYP P450 : Cytochrome P450

CYP1 A : Cytochrome P450 1A

Db : coefficient de diffusion dans le biofilm

Dm : coefficient de diffusion dans la membrane

Dw : coefficient de diffusion dans la couche limite d’eau

Da : dalton

DacA : dibenz(a,c)anthracène

DahA : dibenz(a,h)anthracène

D(ah,ac)A : dibenz(ah,ac)anthracène

DBT : dibenzothiophène

DCE : Directive Cadre Eau

DLLME : “Dispersive Liquid Liquid Microextraction” (microextraction liquide-liquide dispersive)

DMP : diméthylphénanthrène

DVB : divinylbenzène

DVB/CAR/PDMS : divinylbenzène/carboxen/polydiméthylsiloxane

E : exposant

ECN : “Equivalent Carbon Number” (nombre de carbone équivalent)

EINECS : “European INventory of Existing Commercial chemical Substances” (INventaire Européen

des Substances chimiques Commerciales Existentes)

EMESTOX : Echantillonneurs passifs pour la MEsure des Substances chimiques et de la TOXicité

associée de l’eau et des effluents industriels

eV : electron-volt

Fe : fluorène

FID : détecteur à ionization de flamme

Fluo : fluoranthène

g : gramme

g.L-1

: gramme par litre

g.mol-1

: gramme par mole

GC : chromatographie en phase gazeuse

GC-FID : chromatographie en phase gazeuse couplée à un détecteur à ionisation de flamme

GC-ITMS : chromatographie en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse à trappe ionique

GC-MS : chromatographie en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse

GC-MS-MS : chromatographie en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse en tandem

GF/F : “Glass Microfiber Filter”

H : constante de Henry

h : heure

HAP : Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques

HBM : “Hydrocarbon Block Method” (Méthode de blocs d’hydrocarbures)

HOMO : “Highest Occupied Molecular Orbital” (orbitale moléculaire haute occupée)

HS : “headspace”

HS-SPME : “Headspace Solid Phase microextraction” (microextraction sur phase solide en mode

espace de tête)

HS-LPME : “Headspace Liquid Phase microextraction” (microextraction sur phase liquide en mode

espace de tête)

IARC : Centre International de Recherche sur le Cancer

IFREMER : Institut Français de Recherche pour l'Exploitation de la MER

IP : indéno(1,2,3-cd)pyrène

j : jour

k0 : coefficient de transfert de masse d’un composé dans un échantillonneur passif

kb : coefficient de transfert de masse dans le biofilm

Kbw : “Biofilm Water partition coefficient” (coefficient de partage biofilm-eau)

22

ke : constante de vitesse d’élimination

ke* : facteur de réponse d’un étalon interne

ki : facteur de réponse d’un composé

Ki : facteur de réponse d’un composé en fonction du facteur de réponse d’un étalon interne

Km : Kilomètre

km : coefficient de transfert de masse dans la membrane

Kmw : “Membrane Water partition coefficient” (coefficient de partage membrane-eau)

Koc : coefficient de partage carbone organique/eau

Kow : coefficient de partage octanol/eau

KPEW : “Polyethylene-Water partition coefficient” (coefficient de partage polyéthylène-eau)

Ksw : “Sampler Water partition coefficient” (coefficient de partage échantillonneur-eau)

kw : coefficient de transfert de masse dans l’eau

L : litre

L.h-1

: litre par heure

L.j-1

: litre par jour

LC50 : concentration létale 50.

LDPE : “Low Density Polyethylene” (polyéthylène basse densité)

LLE : “Liquid Liquid Extraction” (extraction liquid-liquide)

LOD : “Limit of Detection” (limite de détection)

log : logarithme

LPME : “Liquid Phase Microextraction” (microextraction sur phase liquide)

LPTC : Laboratoire de Physico-ToxicoChimie des systèmes naturels

LRSAE : Laboratoire de Radiochimie, Sciences Analytiques et Environnement

LUMO : “Lowest Unoccupied Molecular orbital” (orbitale moléculaire basse vacante)

m : mètre

m/z : masse/charge

m3.h

-1 : mètre cube par heure

mbars : millibars

MESCO : “Membrane Enclosed Sorptive Coating” (membrane renfermant un polymère adsorbant)

mg.L-1

: milligramme par litre

mi : quantité d’un composé

min : minute

mL : millilitre

mL.j-1

: millilitre par jour

mm : millimètre

MM : masse molaire

mmHg : millimètre de mercure

MOD : matière organique dissoute

MRM : “Multiple Reaction Monitoring”

MS : spectromètre de masse

Ms : quantité de contaminants accumulés dans un échantillonneur passif

n : nombre

N : naphtalène

NAPL : “Non Aqueous Phase liquid ” (phase liquide non aqueuse)

nd-SPME : “non-depletive Solid Phase Microextraction”

ng.L-1

: nanogramme par litre

nm : nanomètre

NOEL : “No Observable Effect Level” (dose sans aucun effet)

NQE : Norme de Qualité Environnementale

OH : hydroxyl

OSPAR : convention Oslo-Paris

p,p’-DDT : p,p’-dichlorodiphényltrichloroéthane

PA : polyacrylate

Pa : pascal

23

PCB : polychlorobiphényles

PDMS : polydiméthylsiloxane

PDMS/CW : polydiméthylsiloxane-carbowax

PDMS/DVB : polydiméthylsiloxane-divinylbenzène

PE : polyéthylène

PEC : “Predicted Exposure Concentration” (concentration prédite)

Per : pérylène

PES : polyéthersulfone

pg.L-1

: picogramme par litre

Phe : phénanthrène

PNEC : “Predicted No-effect Concentration” (concentration la plus forte probablement sans effet)

POCIS : “Polar Organic Chemical Integrative Sampler”

POM : polyoxyméthylène

PRC : “Performance Reference Compound” (composé référence de performance)

PTFE : polytétrafluoroéthylène

PV : pression de vapeur

Pyr : pyrène

R2 : coefficient de corrélation

RCR : Ratio de Caractérisation du Risque

REACH : enRegistrement, Evaluation, Autorisation et Restrictions des Substances Chimiques

RP : Rivières Pilotes

rpm : rotation par minute

Rs : “Sampling rate” ou taux d’échantillonnage

RSD : “Relative Standard Deviation” (écart-type relatif)

S : solubilité

SBSE : “Stir Bar Sorptive Extraction” (extraction sur barreau)

SIM : “Single Ion Monitoring”

SPE : “Solid Phase Extraction” (extraction sur phase solide)

SPMD : “Semipermeable Membrane Device” (membrane semi-perméable)

SPME : “Solid Phase Microextraction” (microextraction sur phase solide)

SR : “Silicone Rubber” (gomme de silicone)

t : temps

T : temps de prélèvement

T°: température

t1/2 ou t50 : “half time” (demi-temps)

TPH : “Total Petroleum Hydrocarbons” (hydrocarbures pétroliers totaux)

TPHCWG : “Total Petroleum Hydrocarbons Criteria Working Group”

UE : Union Européenne

uma : unité de masse atomique

US-EPA: “United States Environmental Protection Agency” (agence de protection de l’environnement

des Etats-Unis)

UV : ultraviolets

v : vitesse

V : volume

Vs : volume d’un échantillonneur passif

WAF : “Water Accommodated Fraction”

WBL : “Water Boundary Layer” (couche limite d’eau)

Z : longueur de trajet de diffusion

24

25

Introduction générale

26


27


Selon les estimations des Nations Unies, les milieux aquatiques sont déjà pour la

plupart très perturbés et leurs ressources sont surexploitées ou en passe de l’être (FAO, 2000).

Durant les dernières décennies, de nombreux projets, conventions, réglementations et

directives pour la protection de l’environnement aquatique ont été établis et mis en place, tels

que la directive cadre eau ou DCE (Communautés Européennes, 2000), le système intégré

d’enregistrement, d’évaluation, d’autorisation et de restrictions des substances chimiques ou

système REACH (<http://www.reachonline.eu/REACH/EN/contents.html>) et la commission

OSPAR pour protéger et conserver l’Atlantique du Nord-Est et ses ressources

(<http://www.ospar.org>). Cependant face aux dangers qui continuent d’émerger et à la

croissance des activités humaines, les progrès menés pour la réduction de la nuisance aux

systèmes aquatiques sont dépassés dans certaines régions par l’ampleur de la détérioration.

Nombre de xénobiotiques et de produits émis suites aux activités humaines sont déversés dans

les systèmes aquatiques à chaque seconde, tels les produits pharmaceutiques, d’hygiène et de

beauté, les stéroïdes hormonaux, les pesticides, les détergents, et les composés hydrophobes

caractérisés par leur persistance et faible dégradabilité tels les polychlorobiphényles et les

hydrocarbures.

Parmi ces derniers, les hydrocarbures pétroliers sont la source la plus récurrente des

problèmes de pollution épisodiques et chroniques observés dans les systèmes aquatiques.

« Une bouteille plastique d'un litre et demi d'eau nécessite 30 grammes de pétrole pour sa

fabrication et 100 grammes pour l'acheminer vers son utilisateur »1. Ceci n’est que le reflet de

la consommation non-dimensionnée des hydrocarbures qui induit des déchets et rejets aussi

bien industriels que domestiques. L’essentiel de la contamination marine par les

hydrocarbures pétroliers provient des apports telluriques (rejets industriels, urbanisation)

évalués à 70 % (Marchand, 2003; Troyat, <http: // www. afcan. org/ dossiers_juridiques/

pollution_transport. html>), et le reste se partage entre la pollution naturelle, celle générée par

l’extraction du pétrole « off-shore » et la pollution accidentelle en mer qui est généralement

associée aux naufrages de navires pétroliers et aux marées noires. Cette dernière source est

1 Yves Cochet, 2005. Pétrole apocalypse. Edition Fayard

http://www.reachonline.eu/REACH/EN/contents.html


28

responsable d’un faible apport d’hydrocarbures pétroliers dans les systèmes aquatiques

(16 %) (Marchand, 2003). Afin d’évaluer l’impact des hydrocarbures déversés dans les

écosystèmes, il est nécessaire de documenter leur présence dans le milieu naturel, de les

quantifier et de déterminer leur origine, distribution et devenir. Il n’est pas de moindre

importance de caractériser ces substances à leurs points d’émission tels les effluents

industriels et pétrochimiques afin de prendre des mesures préventives et/ou correctives visant

à réduire les émissions et à surveiller les effluents pour la protection de l’environnement.

Outre les hydrocarbures pétroliers, les hydrocarbures aromatiques polycycliques

(HAP) sont une classe d’hydrocarbures ubiquistes et persistants dans les milieux aquatiques,

dont la toxicité ainsi que le potentiel cancérigène, mutagène et tératogène ont été largement

documentés. Ces composés sont présents dans le pétrole brut, émis lors de la production de

carburants et issus de la combustion incomplète de la matière organique (activités

industrielles, chauffage domestique, trafic, feux de forêts). Comme tous les autres

contaminants dans les masses d’eau, les HAP sont sujets à une variabilité dans leurs

concentrations, résultante d’une multitude de facteurs tels que les cycles tidaux, les décharges

industrielles et urbaines discontinues, les évènements épisodiques... Ainsi, et afin d’assurer

une représentativité des « mesures » de la contamination, il s’avère indispensable d’avoir

recours à des méthodologies d’échantillonnage qui permettraient d’intégrer la variabilité

temporelle de la concentration dans un milieu donné. De plus, une particularité des molécules

hydrophobes dans les environnements aquatiques est leur faible solubilité aqueuse, qui

conditionne leur accumulation prédominante dans les sédiments, leur sorption à la matière

particulaire en suspension et au carbone organique dissous, et qui fait que leurs concentrations

« libres » dissoutes sont extrêmement faibles. Dans une logique de l’évaluation du risque, les

méthodologies d’échantillonnage et/ou d’analyse adoptées pour le suivi des composés

hydrophobes doivent assurer des sensibilités suffisantes pour permettre la détection de ces

faibles concentrations qui peuvent être toxiques, mais aussi doivent donner accès à la fraction

« libre » dissoute plutôt qu’à la concentration totale comprenant les formes associées des

molécules ; la forme « libre » contrôlant en partie la bioconcentration et les effets toxiques

(Heringa et Hermens, 2003; Reichenberg et Mayer, 2006). L’échantillonnage passif introduit

ces dernières années se présente comme une triple solution en une pour résoudre les

problèmes déjà cités des composés organiques et spécialement des composés hydrophobes

(tels les hydrocarbures) dans les systèmes aquatiques : les outils de l’échantillonnage passif


29

sont capables d’estimer les concentrations moyennées des contaminants avec le temps

pendant la période de leur exposition dans le milieu ; ils assurent un facteur de pré-

concentration important résultant en une amélioration des limites de détection analytiques ; et

excluent l’échantillonnage des formes associées des molécules suite aux propriétés inhérentes

aux outils eux-mêmes.

Plusieurs outils d’échantillonnage passifs sont utilisés dans les suivis

environnementaux de la contamination du système aquatique, et sont sélectifs pour un

domaine ou une gamme d’hydrophobicité spécifique. Les outils les plus largement utilisés

pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes et dans lesquels l’accumulation des

contaminants est la plus décrite et la plus modélisée sont les membranes semi-perméables

(SPMD). Elles ont montré à travers leur application dans les études environnementales leur

grande capacité de pré-concentration, mais aussi leurs limites concernant leur capacité

intégrative pour les composés de faibles poids moléculaires (Louch et al., 2003; Harman et

al., 2009) et leur grande consommation de temps et de solvants organiques au cours de la

procédure de leur extraction/purification (Petty et al., 2000).

Dans ce contexte, les objectifs de ces travaux ont été d’une part le développement et

l’optimisation des méthodologies analytiques permettant l’identification et la quantification

des hydrocarbures pétroliers aussi bien dans la phase dissoute que dans la phase sédimentaire,

et d’autre part le développement de nouveaux outils d’échantillonnage passif pour les

hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase dissoute. L’objectif ultime étant

l’amélioration de la surveillance chimique permettant de documenter la présence, l’origine et

le devenir de ces contaminants dans les milieux aquatiques.

Dans un premier chapitre, la procédure d’évaluation du risque des mélanges

complexes d’hydrocarbures est présentée suivie d’une synthèse sur les connaissances

actuelles d’une classe spécifique d’hydrocarbures : les hydrocarbures aromatiques

polycycliques. Ce chapitre fait aussi un point sur l’état de l’art des méthodologies d’analyse

des hydrocarbures en général et des méthodologies d’échantillonnage des hydrocarbures

aromatiques polycycliques. Le second chapitre décrit les développements en laboratoire ainsi

que ceux menés in-situ en conditions semi-contrôlées pour la mise en œuvre des

méthodologies d’analyse et d’échantillonnage des hydrocarbures. Il présente aussi les

validations et les applications des méthodologies développées dans des systèmes pilotes afin


30

d’évaluer leurs performances et leurs limites. Il aborde enfin l’échelle ultime qu’est le milieu

environnemental avec une présentation des deux écosystèmes aquatiques français dans

lesquels les HAP ont été suivis au cours de ces travaux (le bassin d’Arcachon et l’estuaire de

la Gironde). Le troisième chapitre présente les résultats obtenus dans le cadre de cette thèse

sous la forme d’articles. Le premier présente les développements méthodologiques par

microextraction sur phase solide (SPME) de l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils,

les plus abondants dans le pétrole et ses produits raffinés, ainsi que leurs validations et

applications dans des pilotes en conditions semi-contrôlées dans différentes matrices : l’eau,

les « Water Accomodated Fractions » ou « WAF » et les sédiments. Le second détaille les

développements méthodologiques pour la conception et l’évaluation de nouveaux outils

d’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques désignés sous le terme

« Polar Organic Chemical Integrative Samplers-like » ou POCIS-« like ». Le troisième décrit

l’évaluation de la performance et des limites des outils d’échantillonnage développés pour

intégrer la variabilité de la concentration dans le milieu. Le quatrième expose une approche

multi-compartiments pour la caractérisation de la présence et du devenir des hydrocarbures

aromatiques polycycliques dans le bassin d’Arcachon. Le cinquième expose le couplage de la

SPME et de l’échantillonnage passif pour le suivi des hydrocarbures aromatiques

polycycliques dans la phase dissoute de l’estuaire de la Gironde. Le sixième présente une

application des POCIS-« like » développés au laboratoire dans un milieu naturel qu’est le

bassin d’Arcachon avec leur couplage aux SPMD pour l’échantillonnage et la mesure des

hydrocarbures aromatiques polycyliques. Enfin la conclusion ainsi que les perspectives de ces

travaux sont présentées.

31

Chapitre I :

Synthèse bibliographique

Ce chapitre présente un résumé de la procédure d’évaluation du risque des mélanges

complexes d’hydrocarbures dans l’environnement, puis s’intéresse en particulier à une classe

spécifique de composés : les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP). Il expose

leurs principales sources, leur cycle biogéochimique et leur toxicité. L’utilisation de la

microextraction sur phase solide comme méthodologie d’extraction des HAP et des

hydrocarbures pétroliers volatils dans les différents compartiments du système aquatique y est

aussi abordée. Il présente enfin l’état de l’art des méthodologies d’échantillonnage passif des

contaminants organiques dans la phase dissoute, et leur couplage à l’échantillonnage

biologique et ponctuel.

32

Chapitre I : Synthèse bibliographique

33


I- Evaluation du risque des substances chimiques dans les systèmes

aquatiques

I- A- Généralités

Les écosystèmes aquatiques sont des milieux complexes et dynamiques, soumis à des

variations temporelles et spatiales, continuellement sujets à de nombreux « stresseurs »

naturels et anthropiques. Bien que responsable d’une grande partie de la contamination

observée dans ces systèmes, l’homme se trouve obligé d’en tenir compte, et de prendre des

décisions pour réduire l’utilisation et limiter l’impact que peuvent avoir les substances

dangereuses sur le vivant. La prise de décision ainsi que les actions de gestion associées

reposent sur une procédure d’évaluation du danger et du risque écologique des composés

chimiques en suivant une démarche connue sous « Hazard and Risk Assessment », l’objectif

étant de réguler l’usage de ces substances chimiques via des directives et réglementations, et

de gérer les sites de déchets ainsi que les zones polluées. Cette démarche constitue un

véritable « challenge » si l’on considère la complexité de l’écosystème, et consiste à

déterminer les effets néfastes des composés chimiques dans le cadre de l’évaluation du danger

et à évaluer le potentiel d’exposition dans le cadre de l’évaluation du risque (Tarazona et

Vega, 2002).

L’évaluation du risque écologique est un processus à trois étapes dont un schéma

général est présenté figure 1 (US-EPA, 1998):

Formulation du problème : détermination des objectifs et des principaux critères de

l’évaluation du risque, préparation des modèles conceptuels et développement des

plans d’analyse. La mauvaise connaissance du fonctionnement de l’écosystème, la

négligence de certains effets secondaires et l’échec dans l’identification de certains


34

paramètres engendrent une incertitude qui affecte les modèles conceptuels et par

conséquent l’évaluation du risque.

Analyse : étude des sources d’exposition, détermination de la distribution ainsi que la

mise en présence des contaminants avec les récepteurs écologiques. En d’autres

termes c’est une caractérisation des effets écologiques soit en évaluant les relations

facteurs de stress-récepteurs, soit en mettant en évidence que l’exposition aux facteurs

de stress cause une réponse observée.

Caractérisation du risque : estimation du risque par comparaison entre l’exposition et

les profils facteurs de stress-réponses. Les résultats de la caractérisation des effets et

de l’exposition sont d’une importance primordiale pour la prise de décision, mais n’en

constituent qu’une partie suite à des considérations politiques, sociales, économiques

et techniques.

En pratique, l’évaluation du risque environnemental d’une substance chimique se fait

par le calcul d’un quotient de risque, connu sous le nom de «Ratio de Caractérisation du

Risque» ou RCR et explicité par la formule suivante :

(1)

Où la PEC est la concentration prédite ou mesurée de la substance dans l’environnement et la PNEC

est la concentration prédite de la substance sans effet.

Si le rapport PEC/PNEC est inférieur ou égal à 1, il n’y a pas de risque perçu pour

l’écosystème, mais si le rapport est supérieur à 1, des données supplémentaires sont

nécessaires pour affiner l’évaluation, ou des mesures de réduction de risque doivent être

considérées. Dans le cas d’un risque causé par un mélange de substances, de nombreuses

études ont permis de mettre en évidence une additivité des toxicités des composés individuels.

Ainsi, le risque environnemental d’un mélange est assimilé à la somme des quotients de

risque des composés qui le constituent (van de Meent et al., 2009).


35

Figure 1 : Cadre de l'évaluation du risque écologique (US-EPA, 1998).

Les rectangles désignent des apports, les hexagones indiquent des actions et les cercles représentent des

productions ou sorties.

Parmi les substances à risque, les hydrocarbures constituent une menace très

importante pour l’environnement à l’échelle mondiale. Ces composés organiques sont classés

Gestion du risque et communication des résultats aux parties intéressées

Communication des résultats au responsable de l’évaluation de risques

CA

RA

CT

ER

ISA

TIO

N

DU

RIS

QU

E

Estimation du

risque

Description

du risque

Plannification

Evaluateur de

risque

Responsable

d’évaluation

Parties

intéressées

Dialogue

FO

RM

UL

AT

ION

DU

PR

OB

LE

ME

Evaluation des

« endpoints »

Modèles

conceptuels

Plan

d’analyse

Intégration des informations disponibles

Co

mm

un

ication

des résu

ltats au resp

on

sable d

e l’évalu

ation

de risq

ues

AN

AL

YS

E

Profile de

l’exposition

Profile facteur

de stress-réponse

Analyse de l’exposition Analyse des réponses écologiques

Caractérisation de l’exposition Caractérisation des effets écologiques

Mesure de

l’exposition

Mesure des

caractéristiques de

l’écosystème et des

récepteurs

Mesure des

effets


36

en hydrocarbures aliphatiques, alicycliques, aromatiques simples, aromatiques polycycliques

et aromatiques soufrés. Ils ont une origine fossile mais proviennent aussi de la combustion

incomplète de la matière organique (feux de forêts, activités industrielles, trafic..) comme en

est le cas pour les hydrocarbures aromatiques polycycliques. Dans les années 80, les

déversements d’hydrocarbures dans le milieu marin ont été évalués à 2,4 millions de

tonnes/an, dont 0,2 million de tonnes provenant des sources naturelles ; 0,2 million de tonnes

des retombées atmosphériques ; 0,1 million de tonnes des exploitations pétrolières « off-

shore » ; 0,4 million de tonnes du transport maritime et la plus grande part est réservée aux

apports industriels et à l’urbanisation, estimés à 1,5 millions de tonnes (Marchand, 2003).

Evaluer le risque qu’engendrent ces substances sur l’environnement est basé principalement

sur le suivi des HAP qui ont montré à travers de nombreuses études leurs potentiels toxique,

cancérigène et mutagène, mais aussi sur le suivi des hydrocarbures pétroliers déversés

principalement lors des décharges industrielles et du transport maritime, responsables dans

certains cas de catastrophes écologiques telles les marées noires. La dernière en date est celle

du 20 Avril 2010 due à l’explosion de la plateforme pétrolière « Deepwater Horizon »,

exploitée par la firme « British Petroleum » à 70 Km des côtes de Louisiane et de ses réserves

naturelles, au cours de laquelle entre 350 et 700 millions de litres de pétrole auraient été

déversés dans le golfe du Mexique.

I- B- Cas de mélanges pétroliers

Evaluer la toxicité d’un mélange complexe comme un mélange d’hydrocarbures,

provenant d’un déversement de substances pétrolières dans le milieu aquatique n’est pas

simple. En effet, les substances pétrolières, bien que décrites et répertoriées dans

l’ « Inventaire Européen des Substances chimiques Commerciales Existentes » par des

numéros EINECS spécifiques, sont des mélanges complexes dont les composants individuels

ont des propriétés physico-chimiques spécifiques et différentes ainsi que des potentiels de

dégradation dans l’environnement différents. Par conséquent, chaque composant est sujet à

une distribution et à un devenir dans l’environnement qui lui sont propres, et atteindra sa

propre concentration dans chaque compartiment de l’environnement. Ainsi, une PEC pour

une substance pétrolière n’existe pas. Théoriquement, il est possible de la déterminer mais

cette approche demande un degré de résolution analytique non réalisable pour la majorité des


37

substances pétrolières du fait de leur complexité et diversité (millions de molécules)

(CONCAWE, 1996). Pour cette raison, et afin de faciliter la modélisation du devenir, de la

distribution et de la toxicité des constituants d’un produit pétrolier, des méthodes de

groupement des constituants d’un mélange en pseudo-constituants ont été mises en place par

deux organismes : le « CONservation of Clean Air and Water in Europe » ou CONCAWE et

le « Total Petroleum Hydrocarbon Criteria Working Group » ou TPHCWG.

I- B- 1- Méthode de Blocs d’Hydrocarbures ou « HBM »

Le CONCAWE (CONservation of Clean Air and Water in Europe) a publié un rapport

dans les années 1990 dont l’objectif est de décrire une approche pour évaluer le risque

environnemental des substances pétrolières connue sous le nom de « Méthode de Blocs

d’Hydrocarbures » ou HBM. Cette approche a été approuvée par les membres de l’Union

Européenne, incorporée et adoptée dans le guide technique de l’Union Européenne sur

l’évaluation du risque des composés chimiques (CONCAWE, 1996; European Commission,

2003). La méthode consiste à grouper ensembles des composés constituant le pétrole

présentant des structures, propriétés physico-chimiques et tailles similaires ainsi que des

comportements, des distributions et des devenirs dans l’environnement similaires dans un

groupe ou bloc. Les composés d’un même bloc doivent avoir des modes d’action similaires.

Un bloc pourrait contenir un seul composé. La toxicité d’un mélange pétrolier définie par le

RCRproduit sera alors évaluée comme étant la somme des quotients de risque de chaque bloc et

dans chaque compartiment de l’environnement et non la somme des quotients de risque des

composés individuels. Les concentrations environnementales étant proportionnelles à des taux

d’émission, l’exposition est modélisée en termes de concentration par unité d’émission et la

proportion de chaque composante est prise en compte.

Selon van de meent et al. (2009), ∑

(2)

Le terme hb désigne un bloc d’hydrocarbures et mhb désigne la masse de chaque bloc

d’hydrocarbures.


38

La valeur de PEC assignée à chaque bloc regroupant donc principalement des

isomères d’hydrocarbures est affectée d’une incertitude plus importante que celle pour des

composés individuels. Plus le nombre de blocs d’hydrocarbures est grand, plus la variation

des propriétés physico-chimiques intra bloc devient faible et par conséquent la valeur de la

PEC attribuée au bloc sera représentative et affectée d’une faible incertitude. Par contre, si le

bloc est trop « étroit », le nombre de composés disponibles pour le calcul d’une valeur

moyenne de PEC devient plus petit et par conséquent l’incertitude augmente.

Cette incertitude associée aux valeurs de PEC a été évaluée par van de Meent et al. (2009) qui

ont testé 6 schémas différents de blocs pour une coupe de gazole, qui diffèrent par le nombre

de classes d’hydrocarbures et le nombre de domaines de points d’ébullition. Leur étude

conclue que l’incertitude dans la moyenne des blocs est jugée satisfaisante (< 32 %) quel que

soit le schéma de blocs testé. Le schéma de blocs qui a montré la plus faible incertitude

comprend 2 classes (aromatique et aliphatique) subdivisées en 7 gammes de points

d’ébullition (tableau 1). Il correspond au modèle de regroupement des hydrocarbures présenté

par le « Total Petroleum Hydrocarbon Criteria Working Group », et connu sous le nom de

« méthode de fractionnement TPH » (TPHCWG, 1998) qui est résumée section I-B-2.

Tableau 1 : Schéma des blocs d’hydrocarbures sélectionné par van de Meent et al., 2009.

Température d’ébullition (°C)

Classe chimique

Aliphatiques (nombre de

composés)

Aromatiques (nombre de

composés)

< 69 1 1

69-126 18 1

126-174 58 13

174-216 63 20

216-287 178 96

287-357 107 223

> 357 79 458

I- B- 2- Méthode d’hydrocarbures pétroliers totaux ou « TPH »

Cette méthode a été adoptée par le « Total Petroleum Hydrocrabon Criteria Working

Group » ou TPHCWG en 1997 et vise à modéliser le partage et le devenir des hydrocarbures

dans les sols par un système triphasique air-sol-eau, en se basant sur leurs facteurs de

volatilisation et facteurs de lixiviation (TPHCWG, 1997). Ces facteurs sont déterminés par de


39

nombreuses propriétés physico-chimiques inhérentes aux substances telles que la masse

moléculaire, le coefficient de partage octanol-eau, la constante de Henry, la solubilité

aqueuse, la pression de vapeur, le point d’ébullition... Afin de simplifier la modélisation, des

fractions ont été définies (tableau 2) regroupant les composés ayant des facteurs de

volatilisation et de lixiviation similaires, et des propriétés typiques de transport et de devenir

leur ont été attribuées en se basant sur des relations empiriques entre le devenir de ces

composés dans chaque fraction et leurs points d’ébullition. Les propriétés physico-chimiques

représentatives des fractions peuvent être obtenues par plusieurs méthodes. Le TPHCWG a

retenu une approche corrélant les propriétés physico-chimiques des fractions au nombre de

carbone équivalent, ce dernier étant lié au point d’ébullition d’un composé normalisé par

rapport au point d’ébullition de l’alcane ayant le même nombre d’atomes de carbone

(TPHCWG, 1997). Par exemple la solubilité du groupe des composés aromatiques (S) est

donnée par la formule (3) et celle des composés aliphatiques est donnée par la formule (4).

(3)

(4)

Où ECN est le nombre de carbone équivalent des composés constituant une fraction donnée.

Les propriétés des fractions ainsi obtenues sont utilisées pour estimer leur partage dans

le système sol-eau-air dans les sites contaminés. La méthode TPH a été validée en laboratoire

et aussi dans l’environnement, en comparant les concentrations mesurées dans les trois

compartiments du système sol-eau-air aux concentrations prédites en utilisant les propriétés

de devenir et de transport des fractions définies par le TPHCWG.


40

Tableau 2: Les fractions choisies par le TPHCWG ainsi que leurs propriétés physico-chimiques représentatives et modélisées. (Source : TPHCWG, 1997).

Fraction : plage de

nombre de carbone

équivalent (ECN)

PE

(°C) ECN*

MM

(g.mol-1

)

S

(mg.L-1

)

PV

(atm)

H

(cm3.cm

-3)

log Koc

ALIPHATIQUES

ECN 5-6 5,1E+01 5,5E+00 8,1E+01 3,6E+01 3,5E-01 4,7E+01 2,9E+00

ECN > 6-8 9,6E+01 7,0E+00 1,0E+02 5,4E+00 6,3E-02 5,0E+01 3,6E+00

ECN > 8-10 1,5E+02 9,0E+00 1,3E+02 4,3E-01 6,3E-03 5,5E+01 4,5E+00

ECN > 10-12 2,0E+02 1,1E+01 1,6E+02 3,4E-02 6,3E-04 6,0E+01 5,4E+00

ECN > 12-16 2,6E+02 1,4E+01 2,0E+02 7,6E-04 4,8E-05 6,9E+01 6,7E+00

ECN > 16-21 3,2E+02 1,9E+01 2,7E+02 2,5E-06 1,1E-06 8,5E+01 8,8E+00

AROMATIQUES

ECN 5-7 8,0E+01 6,5E+00 7,8E+01 2,2E+02 1,1E-01 1,5E+00 3,0E+00

ECN > 7-8 1,1E+02 7,6E+00 9,2E+01 1,3E+02 3,5E-02 8,6E-01 3,1E+00

ECN > 8-10 1,5E+02 9,0E+00 1,2E+02 6,5E+01 6,3E-03 3,9E-01 3,2E+00

ECN > 10-12 2,0E+02 1,1E+01 1,3E+02 2,5E+01 6,3E-04 1,3E-01 3,4E+00

ECN > 12-16 2,6E+02 1,4E+01 1,5E+02 5,8E+00 4,8E-05 2,8E-02 3,7E+00

ECN > 16-21 3,2E+02 1,9E+01 1,9E+02 6,5E-01 1,1E-06 2,5E-03 4,2E+00

ECN > 21-35 3,4E+02 2,8E+01 2,4E+02 6,6E-03 4,4E-10 1,7E-05 5,1E+00

ECN* est le nombre de carbone équivalent moyen de chaque fraction. Il est donné par la formule suivante : ECN = 4,12+0,02 (PE) +6,5E-5 (PE) 2

où PE est le point

d’ébullition ; MM désigne la masse moléculaire, S désigne la solubilité, PV désigne la pression de vapeur, H désigne la constante de Henry et Koc désigne le coefficient de

partage carbone organique-eau.


41

I- B- 3- Comparaison des méthodes HBM et TPH

Que ce soit la méthode TPH ou la méthode HBM, l’approche d’évaluation du risque

pour la contamination des écosystèmes avec des mélanges de composés tels que les produits

pétroliers suit le même schéma général, basé sur la détermination de la composition du

mélange et le regroupement de ses composants en groupes selon un choix de critères justifié.

Les propriétés de chaque groupe sont ensuite calculées et leur devenir environnemental

évalué. Cependant, ces deux méthodes utilisent des moyens différents dans leurs démarches,

résumés tableau 3.


42

Tableau 3: Comparaison des méthodes TPH et HBM.

Méthode TPH (TPHCWG, 1997)

Méthode HBM (CONCAWE, 1996)

Objectif principal de

mise en place de la

méthode

Modélisation du devenir des mélanges d’hydrocarbures dans

l’environnement : estimation des concentrations des hydrocarbures dans

les différents compartiments de l’environnement.

Détermination de la toxicité des hydrocarbures dans un

mélange.

Application

secondaire

Couplage des modèles de devenir des hydrocarbures avec des modèles de

bioaccumulation pour évaluer les concentrations en contaminants dans les

organismes et par conséquent mener une évaluation du risque (Mac Leod,

2004).

Utilisation et adaptation de la méthode pour le développement

des facteurs de devenir des hydrocarbures dans l’environnement

(van de Meent et al., 2009).

Principe

Grouper les hydrocarbures ayant des facteurs de lixiviation ainsi que des

facteurs de volatilisation similaires. Ces facteurs dépendent de la nature du

sol contaminé.

Grouper les hydrocarbures ayant des propriétés physico-

chimiques, des comportements dans l’environnement ainsi que

des propriétés de toxicité similaires.

Critères de

classification et de

groupement

En fonction du nombre de carbone équivalent et le groupe des composés

chimiques.

En fonction du point d’ébullition des composés ainsi que de leur

classe chimique (exemple : alcanes, alcènes, aromatiques…).

Une librairie du CONCAWE comporte des structures

d’hydrocarbures individuels ainsi que leurs propriétés physico-

chimiques pour définir les structures représentatives des blocs,

www.cem-nl.eu (concawe HB calculation 20081222.xlsm)

http://www.cem-nl.eu/


43

I- B- 4- Quelques hydrocarbures pétroliers et leurs propriétés physico-

chimiques

Dans les blocs ou groupes déjà définis dans les deux méthodes TPH et HBM, figurent

les différentes classes structurales des composés constituant les mélanges pétroliers distillés

ou bruts (hormis les additifs et les composés qui ne sont pas des hydrocarbures) : les alcanes

linéaires, les alcanes ramifiés, les cycloalcanes, les alcènes linéaires, les alcènes ramifiés, les

cycloalcènes, les alkylbenzènes, les naphténobenzènes, les alkylnaphtalènes et les composés

aromatiques polynucléaires (TPHCWG, 1997). Parmi les composés regroupés dans ces

classes (liste non exhaustive et propriétés physico-chimiques données tableau 4), certains

peuvent être utilisés comme traceurs moléculaires pour caractériser une empreinte pétrolière

dans l’environnement, afin d’évaluer les sources du pétrole déversé ainsi que sa composition,

d’élucider les processus de transformations et d’altérations qu’il subit dans le milieu,

d’évaluer le devenir des substances ainsi que de prédire leur impact sur l’écosystème (Barakat

et al., 2002; Stout, 2003). Les méthodologies d’analyse des traceurs pétroliers sont exposées

dans la section III de ce chapitre.

Parmi les différentes classes structurales des composés appartenant à des mélanges

pétroliers, les hydrocarbures aromatiques polycycliques (alkylnaphtalènes, composés

aromatiques polynucléaires, composés soufrés et naphténobenzènes) font l’objet d’une

attention particulière dans les réglementations et dans les procédures d’évaluation du risque

bien que minoritaires dans les coupes pétrolières, suite à leur toxicité, leur solubilité et

mobilité relativement importantes qui les rendent plus biodisponibles et plus toxiques. Les

sections suivantes dans ce chapitre font le point d’une part sur leurs multiples sources,

devenirs et impacts (section II) et d’autre part sur les principales méthodes pour leur analyse

(section III) et pour leur échantillonnage (section IV).


44

Tableau 4: Classification et propriétés physico-chimiques de quelques hydrocarbures pétroliers. (Sources: TPHCWG, 1997; *Irwin et al., 1997; ** WHO, 1998).

Composés CAS Carbone ECN MM

(g.mol-1

) PV (Pa)

S

(mg.L-1

)

H

(cm.cm-3

) log Kow Koc

Alcanes linéaires

Hexane 110-54-3 6 6,00 86,17 1,99E-01 9,5 7,39

E+01 4,11 3,41

E+03

Heptane 142-82-5 7 7,00 100,21 6,03E-02 2,93 8,43

E+01 5,00 1,83

E+04

Octane 111-65-9 8 8,00 114,23 1,78E-02 0,66 1,26

E+02 5,15 2,43

E+04

Nonane 111-84-2 9 9,00 128,26 5,64E-03 0,22 1,34

E+02 5,65 6,25

E+04

Décane 124-18-5 10 10,00 142,29 1,73E-03 0,052 1,93

E+02 6,25 1,94

E+05

Undécane 1120-21-4 11 11,00 156,32 5,15E-04 0,04 7,49

E+01 6,94 7,14

E+05

Dodécane 112-40-3 12 12,00 170,33 1,55E-04 0,0037 3,17

E+02 7,24 1,26

E+06

Tridécane 13 13,00 185,36 9,54E-05 7,57 2,35

E+06

Tetradécane 14 14,00 198,40 3,83E-05 0,0007 1,56

E+02 7,20 1,17

E+06

Pentadécane 15 15,00 212,42 1,53E-05 8,63 1,74

E+07

Hexadécane 544763 16 16,00 226,40 6,30E-06 5

E-05 1,57

E+02 8,25 8,47

E+06

Heptadécane 17 17,00 240,40 2,68E-06 9,69 1,28

E+08

Octadécane 18 18,00 254,40 1,14E-06 4

E-06 2,51

E+02 9,32 6,39

E+07

Nonadécane 19 19,00 268,53 4,99E-07 10,74 9,33

E+08

Alcanes ramifiés

2,2,5-triméthyméthylhexane 3522-94-9 9 7,87 128,26 2,18E-02 1,15 9,95

E+01 5,06 3,48

E+04

2-méthylnonane 10 9,72 5,85 9,12E+04

2-méthyldécane 11 6,38 2,48E+05

2-méthylundécane 12 6,78 5,28E+05

Alcanes cycliques

Méthylcyclohexane 108-87-2 7 7,22 98,19 6,10E-02 14 1,75

E+01 3,88 2,21

E+03

1,1,3-triméthylcyclohexane 3073-66-3 9 8,45 126,24 1,46E-02 1,77 4,26

E+01 4,91 1,55

E+04

Alkylbenzènes


45


(g.mol-1

) PV (Pa)

S

(mg.L-1

)

H

(cm.cm-3

) log Kow Koc

Benzène 71-43-2 6 6,5 78,11 1,25E-01 1780 2,25

E-01 2,13 8,12

E+01

Toluène 108-88-3 7 7,58 92,13 3,75E-02 515 2,74

E-01 2,69 2,34

E+02

Ethylbenzène 100-41-4 8 8,5 106,2 1,25E-02 152 3,58

E-01 3,13 5,37

E+02

m-xylène 108-38-3 8 8,6 106,2 1,09E-02 160 2,95

E-01 3,20 6,12

E+02

p-xylène 106-42-3 8 8,61 106,2 1,15E-02 215 2,33

E-01 3,18 5,90

E+02

o-xylène 95-47-6 8 8,81 106,2 1,15E-02 220 2,28

E-01 3,15 5,57

E+02

Isopropylbenzène 98-82-8 9 9,13 120,2 6,02E-03 50 5,92

E-01 3,63 1,38

E+03

n-propylbenzène 103-65-1 9 9,47 120,2 4,44E-03 52 4,20

E-01 3,69 1,54

E+03

3-éthyltoluène 620-14-4 9 9,55 120,2 3,86E-03 3,63 1,38

E+03

1,3,5-triméthylbenzène 108-67-8 9 9,62 120,2 3,21E-03 50 3,15

E-01 3,58 1,25

E+03

Terbutylbenzène 98-06-6 10 9,84 134,22 2,82E-03 30 5,17

E-01 4,11 3,41

E+03

1,2,4-triméthylbenzène 95-63-6 9 9,84 120,2 2,66E-03 57 2,30

e-01 3,60 1,30

E+03

Sec-butylbenzène 135-98-8 10 9,98 134,22 2,37E-03 17 7,63

E-01 4,10 2,83

E+03

Isopropyltoluène 10 4,10 3,35E+03

n-butylbenzène 104-51-8 10 10,50 134,22 1,35E-03 13,8 5,38

E-01 4,26 4,53

E+03

n-pentylbenzène 538-68-1 11 11,49 148,25 4,34E-04 3,85 6,84

E-01 4,9 1,52

E+04

n- hexylbenzène 1077-16-3 12 12,5 162,28 1,34E-04 1,02 8,74

E-01 5,52 4,89

E+04

Naphténobenzènes

Acénaphtylène 208-96-8 12 15,06 152,2 4,09E-05 16,1 3,39

E-03 4 2,77

E+03

Acénaphtène 83-32-9 12 15,50 154,21 1,50E-05 3,8 4,91

E-03 3,92 2,38

E+03

Fluorène 86-73-7 13 16,55 166,2 7,06E-06 1,9 3,19

E-03 4,18 3,90

E+03

Fluoranthène 206-44-0 16 21,85 202,3 8,61E-08 0,26 4,17

E-04 5,22 2,78

E+04

Benzo(b)fluoranthène 205-99-2 20 30,14 252,32 6,67E-08 0,0015 5,80 8,30

E+04

Benzo(k)fluoranthène 207-08-09 20 30,14 252,32 4,07E-11 0,0008 6,46

E-06 6,00 1,21

E+05

Indéno(1,2,3-cd)pyrène 53-70-3 21 35,01 276,3 1,00E-09 0,062 2,07

E-11 7,00 8,00

E+05

Alkylnaphtalènes

Naphtalène 91-20-3 10 11,69 128,19 3,63E-04 31 1,74

E-02 3,37 8,44

E+02

2-méthylnaphtalène 91-57-6 11 12,84 142,2 1,11E-04 25 2,07

E-02 3,86 2,13

E+03

1- méthylnaphtalène 90-12-0 11 12,99 142,2 8,72E-05 28 1,81

E-02 3,87 2,17

E+03


46


(g.mol-1

) PV (Pa)

S

(mg.L-1

)

H

(cm.cm-3

) log Kow Koc

Composés aromatiques polynucléaires

Phénanthrène 85-01-8 14 19,36 178,2 1,12E-06 1,1 1,31

E-03 4,57 8,14

E+03

Anthracène 120-12-7 14 19,43 178,2 7,68E-07 0,045 1,60

E-03 4,54 7,69

E+03

Pyrène 129-00-0 16 20,80 202,3 1,17E-07 0,132 3,71

E-04 5,18 2,57

E+04

Benz(a)anthracène 56-55-3 18 26,37 228,3 5,98E-09 0,011 2,34

E-04 5,91 1,02

E+05

Chrysène 218-01-9 18 27,41 228,3 1,06E-09 0,0015 1,80

E-04 5,79 8,14

E+04

Triphénylène 217-59-4 18 26,61 228,3 1,19E-09 0,043 4,84

E-06 5,49 4,62

E+04

Benzo(e)pyrène 192-97-2 20 31,17 252,3 2,38E-10 0,004 8,07

E-06 6,44 2,78

E+05

Benzo(a)pyrène 50-32-8 20 31,34 252,3 2,10E-10 0,0038 1,86

E-05 6,04 1,31

E+05

Pérylène 198-55-0 20 31,34 252,3 5,3E-09* 0,0004 1,21

E-06 6,25 1,94

E+05

Benzo(g,h,i)pérylène 191-24-2 21 34,01 268,36 2,22E-10 0,0003 3,03

E-05 6,5 3,11

E+05

1,2,5,6-dibenzanthracène 53-70-3 22 33,92 278,4 1,33E-08 0,0005 3,07

E-06 6,75 4,99

E+05

Composés soufrés

Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène 239-35-0 16 234,32

Dibenzothiophène 132-65-0 12 184,26 1,03** 4,49*

ECN est le nombre de carbone équivalent de chaque fraction, MM désigne la masse moléculaire, S désigne la solubilité, PV désigne la pression de vapeur, H désigne la

constante de Henry, Kow désigne le coefficient de partage octanol-eau et Koc désigne le coefficient de partage carbone organique-eau.


47

II- Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques

II- A- Nature

Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques sont des composés organiques de

structure planaire et constitués de deux à plusieurs cycles aromatiques fusionnés. Ils sont

principalement formés des atomes de carbone et d’hydrogène, mais peuvent contenir des

hétéroatomes tels que le soufre et des ramifications alkylées. Seize d’entre eux ont été classés

prioritaires par l’agence de protection de l’environnement des Etats-Unis et les structures des

molécules étudiées dans ces travaux sont présentées figure 2 (Neff, 1979).

Dans toute démarche d’évaluation du risque des contaminants chimiques des différents

écosystèmes, l’étude de leurs sources, ainsi que l’étude de leur devenir et leur impact sont des

étapes cruciales, permettant de prendre les décisions adéquates dans les processus

d’abattement de la pollution.


48

Figure 2: Structure des HAP étudiés (* : classés prioritaires par l’agence US-EPA).

Naphtalène (N) * Acénaphtylène (Acty) * Acénaphtène (Acte) * Fluorène (Fe) *

S

Phénanthrène (Phe) * Anthracène (An) * Dibenzothiophène (DBT)

S

Benzo(b)naphto(2,1,-d)thiophène (2,1 BNT) Fluoranthène (Fluo) * Pyrène (Pyr) *

Chrysène (Chrys) * Triphénylène (Triph) Benzo(a)anthracène (BaA) * Benzo(k)fluoranthène (BkF) *

Benzo(b)fluoranthène (BbF) * Pérylène (Per) Benzo(a)pyrène (BaP) * Benzo(e)pyrène (BeP)

Indéno(1,2,3-cd)pyrène (IP) * Dibenzo(a,h)anthracène (DahA) * Benzo(g,h,i)pérylène (BP) *


49

II- B- Origine des HAP et étude de sources

II- B- 1- Formation

Les HAP sont principalement formés lors de la combustion incomplète de la matière

organique à haute température (Suess, 1976) et lors de la lente maturation de la matière

organique accumulée dans les milieux sédimentaires profonds qui conduit à la formation du

pétrole et du charbon, à des températures basses à modérées (100-150 °C). Une troisième voie

de formation minoritaire est la biosynthèse directe par les plantes et les microbes (Neff,

1979). Les sources de HAP sont regroupées en 3 catégories : pyrolytique, pétrogénique et

diagénétique, et sont exposées ci-dessous avec un intérêt particulier pour l’origine des HAP

dans les systèmes aquatiques sur lesquels les travaux de cette thèse sont basés.

II- B- 1- a- Origine pyrolytique

Les HAP pyrolytiques peuvent provenir de la combustion incomplète de la matière

organique naturelle (feux de forêts ; éruptions de volcans…) ou anthropogénique liée aux

activités industrielles ; aux activités domestiques (chauffage, four…) ; à l’incinération de

déchets ; aux fumées de cigarettes ; aux installations de production de l’électricité ; au

crackage catalytique du pétrole brut ; à la production et l’utilisation du créosote , bitume et

goudron… (Boitsov et al., 2009). Dans l’environnement marin, les HAP pyrolytiques peuvent

aussi provenir des émissions liées aux activités des bateaux (Neff, 1979) ; au transport en

zones terrestres et aux rejets des plateformes pétrolières (Neff, 1979; Boitsov et al., 2009).

La composition isomérique des HAP pyrolytiques est gouvernée par des facteurs

cinétiques (De Luca et al., 2005). Leur distribution est dépendante des conditions de pyrolyse

(Padban et Odenbrand, 1999). La pyrolyse naturelle au cours des feux de forêt, aussi bien que

la fumée de cigarettes permettent la formation de dérivés alkylés, alors qu’avec la pyrolyse

d’origine anthropique liée à l’activité industrielle où les températures peuvent atteindre 1500-

2000 °C, uniquement les composés parents persistent (4-6 cycles) (Laflamme et Hites, 1978).

Cette distribution relative peut être aussi dépendante des caractéristiques physiques et

chimiques du substrat (Padban et Odenbrand, 1999). Un crackage thermique à haute


50

température favorise la formation des HAP à 2, 3 et 4 cycles aromatiques. Le phénanthrène

est le plus abondant des HAP détectés dans les produits de condensat du crackage thermique

de goudrons dérivés de la cellulose et des pectines, l’anthracène quant à lui est le plus détecté

dans les produits de condensat de l’acide chlorogénique.

II- B- 1- b- Origine pétrogénique

Dans l’environnement marin, les HAP pétrogéniques proviennent soit de sources

naturelles comme les suintements naturels de pétrole, les fuites des réservoirs ou des roches

sources d’hydrocarbures, soit de sources anthropogéniques qui résultent des déversements de

pétrole lors des activités de transport, des extraction du pétrole « off-shore » et des marées

noires (Boitsov et al., 2009).

La composition isomérique des HAP pétrogéniques est gouvernée par les propriétés

thermodynamiques des processus à faibles températures caractéristiques de la formation du

pétrole (De Luca et al., 2005). Typiquement, la contamination pétrogénique est caractérisée

par la prédominance des composés de faibles poids moléculaires (2-3-4 cycles aromatiques)

tels que le naphtalène, le fluorène et l’acénaphtène, et des composés alkylés comme les

méthylnaphtalènes et les alkylphénanthrènes (Marr et al., 1999; Boitsov et al., 2009). Ces

derniers sont généralement présents à des concentrations plus élevées que les HAP parents

dans le pétrole brut ou raffiné (Neff, 1979). Les HAP pétrogéniques varient énormément dans

leur composition, chaque type de pétrole étant caractérisé par un profil spécifique (tableau 5).


51

Tableau 5: Pourcentage massique de quelques HAP dans le pétrole brut et ses produits raffinés. (Source :

TPHCWG, 1997).

Composés

% massique

Pétrole

brut Diesel

Fioul lourd # 2 (pour

le chauffage

domestique)

Naphténobenzènes

Acénaphtène

0,013-0,022

Acénaphtylène

0,006

Fluorène 0,003-0,06 0,034-0,15 0,004-0,045

Fluoranthène

0,0000007-0,02 0,000047-0,00037

Benzo(b)fluoranthène

0,0000003-0,000194 < 0,0024

Benzo(k)fluoranthène

0,0000003-0,000195 <0,00006

Indéno(1,2,3-cd)pyrène

0,000001-0,000097 <0,0012

Alkylnaphtalènes Naphtalène 0,02-0,09 0,01-0,8 0,009-0,4

Aromatiques

polynucléaires

Anthracène

0,000003-0,02 0,00010-0,011

Phénanthrène 0,003-0,05 0,000027-0,30 0,009-0,170

Pyrène

0,000018-0,015 0,00-0,012

Benz(a)anthracène

0,0000021-0,00067 0,000002-0,00012

Chrysène

0,000045 0,000037-0,00039

Triphénylène

0,00033 0,00002-0,00014

Benzo(a)pyrène

0,000005-0,00084 0,000001-0,000060

Benzo (e)pyrène

0,0000054-0,000240 0,0000020-0,000010

II- B- 1- c- Origine diagénétique

La biomasse marine, les plantes continentales supérieures ainsi que les bactéries et

champignons peuvent synthétiser des HAP à partir des précurseurs biogéniques (Neff, 1979).

Ces HAP ne sont pas aussi variés dans leurs structures chimiques que les HAP pétrogéniques

à cause des voies limitées dans les réactions biosynthétiques (Boitsov et al., 2009). Le

benzo(a)pyrène peut être synthétisé par des bactéries aérobiques planctoniques à partir de

substrats tels que les acides gras, les stérols, les pigments de plantes et les terpènes

aliphatiques (Neff, 1979). Le pérylène semble être principalement issu de processus

diagénétiques et est utilisé comme marqueur d’apports continentaux naturels et/ou

autochtones (Venkatesan, 1988), même si des sources de combustion du pérylène sont aussi

connues (Wang et al., 1999). La biosynthèse contribue très peu au bruit de fond en HAP

observé dans l’environnement, mais peut être une de leurs sources localisées dans les


52

sédiments sous certaines conditions (sédiments anoxiques riches en planctons lipidiques)

(Neff, 1979) ou même leur source dominante (Budzinski et al., 1997; Savinov et al., 2000).

II- B- 2- Identification de sources

Deux principales méthodes sont utilisées pour identifier les sources de HAP dans le

milieu environnemental : l’utilisation des profils moléculaires et l’utilisation des indices

moléculaires.

II- B- 2- a- Profils moléculaires

Les matrices environnementales traduisent à travers leur composition et leur

distribution en HAP leurs principales sources de contamination. Les milieux marqués par une

contamination pétrolière sont caractérisés par la prédominance des HAP de faibles poids

moléculaires (2-3 cycles aromatiques) (Marr et al., 1999), ainsi que par la prédominance des

homologues alkylés du naphtalène, phénanthrène et dibenzothiophène par rapport à leurs

composés parents (Budzinski et al., 1997). Au contraire, la prédominance des HAP de hauts

poids moléculaires par rapport aux HAP alkylés est signe d’une origine pyrolytique: Les HAP

à 5-6 cycles aromatiques sont détectés dans les combustions de charbon et des émissions

automobiles (le benzo(b)fluoranthène, le benzo(k)fluoranthène, le benzo(a)pyrène, le

benzo(e)pyrène, le dibenz(a,h)anthracène, le benzo(g,h,i)perylène et l’indéno(1,2,3-

cd)pyrène) (Levendis et al., 1998). Le rapport HAP de faibles poids moléculaires (2-3 cycles

aromatiques) / HAP de hauts poids moléculaires (4-6 cycles aromatiques) indique une

prédominance des sources de combustion s’il est inférieur à 1 (Soclo et al., 2000; Rocher et

al., 2004; Wang et al., 2006) et reflète une contamination pétrolière s’il est supérieur à 1.

L’empreinte des HAP de combustion est discriminante vis-à-vis des différentes sources

pyrolytiques puisqu’elle varie en fonction de la source d’émission et des conditions de

formation : des profils de combustion différents ont été décrits dans la littérature, comme

celui des feux de forêts (Khalili et al., 1995; Olivella et al., 2006), des émissions automobiles

(Masclet et al., 1995), de la combustion du charbon (Harrison et al., 1996; Zuo et al., 2007) et

de la combustion des pneus à 1000 °C (Levendis et al., 1998).


53

Pour certains HAP, par leur présence à des teneurs relativement importantes, ils

peuvent discriminer leurs sources. Le pérylène suggère une origine naturelle (Venkatesan,

1988) ; le benzo(k)fluoranthène peut suggérer des émissions de véhicules diesel (Larsen et

Baker, 2003); l’indénopyrène se trouve dans les émissions de moteur diesel et gaz (Larsen et

Baker, 2003; Boonyatumanond et al., 2007); le benzo(g,h,i)pérylène est un traceur des

émissions automobiles (Larsen et Baker, 2003)… Dans la série des homologues HAP alkylés,

une teneur importante en composés ayant des ramifications contenant 1 atome de carbone ou

plus est signe d’un apport de matière organique naturelle ou de pétrole, alors qu’un maximum

correspondant à des composés non ramifiés indique généralement un apport lié à la

combustion (Laflamme et Hites, 1978).

II- B- 2- b- Indices moléculaires

Une autre façon pour déterminer les sources de HAP dans l’environnement est

l’utilisation des indices moléculaires (Yunker et al., 1996) qui sont définis par des rapports

d’isomères de HAP, ou des rapports de composés parents de HAP et de leurs formes alkylées.

Les ratios des HAP parents utilisent des composés de même masse moléculaire pour éviter les

différences entre isomères dues à la volatilisation, solubilisation et sorption. Ils ont été

largement utilisés pour détecter les HAP dérivés des processus de combustion (Budzinski et

al., 1997; Baumard et al., 1998). Les sources de combustion et/ou les apports anthropiques

sont mis en évidence par une augmentation de la proportion de l’isomère HAP cinétique,

relativement à l’isomère thermodynamique plus stable (Yunker et Macdonald, 1995). Les

ratios qui assurent le maximum de fiabilité et qui permettent la différentiation la plus nette

entre les sources pétrogéniques et pyrolytiques sont les ratios de HAP de masses moléculaires

202 et 276 uma, au vu de la très grande différence de stabilité thermodynamique entre les

isomères. Quant aux masses moléculaires 178 et 228 uma, la différence d’énergie entre les

isomères est plus faible et par conséquent ils répondent moins bien pour les différences de

sources pétrogéniques et pyrolytiques (Yunker et al., 2002). Un autre critère de fiabilité dans

le choix des indices moléculaires est que la composition en HAP reflétée par les ratios ne doit

pas changer entre la source et le milieu d’étude. Ainsi, les informations obtenues sur la source

de HAP se basant sur des composés tels que le benzo(a)pyrène, le benz(a)anthracène et

l’anthracène ne sont pas fiables (Behymer et Hites, 1988), puisque ces composés se dégradent


54

plus vite que leurs isomères, altérant ainsi la composition en HAP de la source (Gogou et al.,

1996). Les rapports Fluo/Pyr et IP/BP ne présentent pas ce problème car les vitesses de

dégradation photolytiques des isomères au sein d’un couple sont similaires (Behymer et Hites,

1988).

Le choix des indicateurs moléculaires est important pour une évaluation précise de

l’origine de la contamination. Dans leur étude bibliographique, Yunker et al. (2002)

préconisent l’application de 7 ratios surtout dans des zones où les sources sont mixtes :

An/178 ; les homologues alkylés Phe/An et Fluo/Pyr pour distinguer le pétrole de la

combustion ; 1,7/2,6+1,7-DMP pour identifier la combustion du bois ; Fluo/(Fluo+Pyr) pour

discriminer la combustion du pétrole d’autres types de combustion ainsi que les ratios

BaA/228 et IP/(IP+BP). Les ratios de HAP résumés par Yunker et al. (2002) sont présentés

tableau 6. Cependant, les limites entre le domaine pétrogénique et pyrolytique sont moins

nettes pour certaines sources de HAP. Quelques exceptions existent, comme par exemple le

rapport An/(An+Phe) caractérisant l’huile de schiste avec une valeur de 0,26 bien qu’étant

une source pétrogénique, ou alors un rapport Fluo/(Fluo+Pyr) caractérisant la combustion de

l’essence avec une valeur de 0,44 bien qu’associée à une source pyrolytique (Yunker et al.,

2002).

Tableau 6: Indices moléculaires pour l’étude de sources des HAP (selon l’étude de Yunker et al, 2002).

Origine An/(An+Phe) Fluo/(Pyr+Fluo) BaA/Chrys IP/(IP+BP) C0/C0+C1

[178]

C0/C0+C1

[202]

Pétrogénique < 0,1 < 0,50 < 0,20 < 0,20 < 0,50 < 0,50

Pyrolytique > 0,1 > 0,50 > 0,35 > 0,50 > 0,50 > 0,50


55

II- C- Cycle biogéochimique

II- C- 1- Entrée dans l’environnement aquatique

Les HAP sont introduits dans l’environnement marin soit via les décharges des

rivières, le lessivage continental, les eaux usées, les déversements de pétrole et les trafics de

bateaux (Bouloubassi et Saliot, 1991), soit via les dépôts atmosphériques secs/humides ou les

échanges gazeux air-eau (Dachs et al., 2002). La première voie d’introduction des HAP

atmosphériques dans le milieu aquatique est dominante pour les HAP pyrolytiques de hauts

poids moléculaires qui ont une très grande affinité pour les particules (principalement les

particules de suie), alors que les échanges air-eau concernent surtout le dépôt des HAP de

faibles poids moléculaires, notamment les HAP sous forme de gaz (Gigliotti et al., 2005).

II- C- 2- Distribution dans les différents compartiments du système

aquatique

La distribution des HAP dans les différents compartiments du système aquatique (eau,

particules, sédiments) dépend d’une combinaison de facteurs regroupant les propriétés

physico-chimiques des molécules, la source de leur introduction dans l’environnement, les

caractéristiques du milieu et les processus de dégradation biotiques et abiotiques qui peuvent

avoir lieu pendant leur transport ou leur résidence dans le milieu. Ces facteurs déterminent la

persistance de ces molécules, leur biodisponibilité et leur bioaccumulation par les organismes

de l’écosystème et par conséquent contrôlent leur toxicité.

II- C- 2- a- Propriétés intrinsèques des molécules et

caractéristiques du milieu

Les propriétés physico-chimiques des HAP, notamment leurs faibles solubilités, leurs

hydrophobicités ainsi que leurs coefficients de partage carbone organique/eau élevés

favorisent leur sorption sur la matière particulaire en suspension (Karickhoff et al., 1979). Les

particules finissent par se déposer sur les sédiments du fond où les HAP peuvent persister

longtemps dans de tels milieux anoxiques. Des phénomènes tels que la lixiviation, la


56

resuspension ainsi que l’activité biologique dans le sédiment peuvent remettre une fraction

des HAP dans la colonne d’eau (Neff, 1979).

La sorption des HAP impacte le transport physique, le devenir et la réactivité chimique

de ces composés dans l’environnement. L’adsorption des HAP sur les particules est d’autant

plus importante en présence de carbone organique et de suie (Mader et Pankow, 2002). La

sorption des HAP aux acides humiques varie proportionnellement au contenu en carbone

aromatique, probablement à cause des interactions spécifiques Π- Π (Gauthier et al., 1987).

Les processus de sorption/désorption sont aussi influencés par d’autres caractéristiques du

milieu qui incluent des facteurs physiques tels que la salinité (Means, 1995), les propriétés des

particules et la température (Neff, 1979).

En présence de particules de faible capacité de sorption telles que les particules

minérales et les particules des effluents des eaux usées, c’est le biofilm qui accumule les

HAP, influençant ainsi leur distribution et par conséquent leur temps de résidence, mobilité et

devenir dans les systèmes aquatiques (Wicke et al., 2007). Les coefficients de diffusion des

HAP dans le biofilm sont 4 fois plus faibles que ceux dans l’eau, mais plus élevés que ceux

trouvés dans la matière organique du sol (Wicke et al., 2007). Le biofilm en tant que réservoir

de contaminants provoque la biodégradation des composés en augmentant leurs temps de

contact avec les bactéries.

Ainsi, la déposition atmosphérique, la volatilisation, la lixiviation, la sorption sur les

particules, la sorption sur la matière organique et le matériel biogénique gouvernent la

distribution des HAP dans les systèmes aquatiques (Witt, 2002; Countway et al., 2003). Les

sources de HAP influencent aussi le devenir de ces contaminants puisqu’en fonction de leur

nature, elles induisent des comportements chimiques différents et contrôlent en partie la

dégradation microbienne : par exemple, les HAP pyrolytiques de part leurs structures et leurs

associations à différents types de particules résistent plus à la dégradation microbienne que les

HAP pétrogéniques (McGroddy et Farrington, 1995).

II- C- 2- b- Dégradation

Les HAP présents dans les systèmes aquatiques sont sujets à des dégradations à travers

une variété de processus tels que la photo-oxydation et la transformation biologique par les


57

animaux, bactéries et champignons. Ces réactions nécessitent de l’oxygène moléculaire,

rendant ainsi les HAP très persistants dans les milieux hypoxiques et les sédiments anoxiques

(Neff, 1979).

II- C- 2- b- i- Dégradation abiotique

Les HAP absorbent les radiations ultra-violettes (longueurs d’onde : 300-800 nm)

(Kong et Ferry, 2004) résultant parfois en leur photo modification, qui est généralement une

oxydation (Huang et al., 1993). Cette dégradation photochimique rend les composés plus

polaires augmentant ainsi leur solubilité et probablement leur biodisponibilité (Mill et al.,

1981), et certains photo-produits peuvent être plus toxiques que leurs composés parents

(McConkey et al., 1997).

Le partage des HAP entre la phase dissoute et la phase particulaire joue un rôle sur la

photoréactivité qui est plus importante pour les HAP adsorbés à la surface des particules que

pour les HAP en solution (Kong et Ferry, 2003). La photodégradation diminue avec

l’augmentation de la salinité (Kong et Ferry, 2003) et dépend aussi d’autres caractéristiques

du milieu telles que la présence de la matière organique. En effet, la plupart des HAP dans les

eaux naturelles peuvent absorber la radiation solaire de surface permettant ainsi une

photodégradation directe. L’association des HAP à la matière organique dans les eaux

naturelles provoque un « quenching » de fluorescence (Schlautman et Morgan, 1993) qui peut

inhiber ou augmenter leur photodégradation en fonction du mécanisme de

« quenching » (Fasnacht et Blough, 2002). Si le « quenching » produit un HAP intermédiaire

réactif, la photodégradation est augmentée, par contre si le « quenching » augmente la vitesse

de relaxation de l’état excité vers l’état non excité, la photodégradation est inhibée

(Schlautman et Morgan, 1993). La nature de la matière organique semble posséder une

influence plus importante que celle de sa concentration sur la photodégradation (Xia et al.,

2009).

Plusieurs produits de photo-oxydation sont instables et d’autres sont facilement

dégradés par des microbes. La photooxydation fonctionne en tandem avec la biodégradation

pour éliminer les hydrocarbures des systèmes aquatiques. La photo-oxydation du pétrole

produit des composés oxydés polaires tels que les cétones aliphatiques et aromatiques,


58

époxydes, sulfoxydes, sulfones, phénols, anhydrides, quinones, alcools aliphatiques et

aromatiques (Payne et Phillips, 1985) qui sont solubles, instables et beaucoup plus rapidement

dégradés par les microbes résidants dans l’eau que les composés parents (Lee, 2003). A cause

de leur rapide dégradation, les produits de photo-oxidation contribuent à la toxicité du pétrole

sur uniquement 1 à 2 jours (Lee, 2003).

II- C- 2- b- ii- Dégradation biotique

La dégradation microbienne des HAP peut se faire par des organismes procaryotes

(bactéries) ou eucaryotes (champignons). Les caractéristiques du milieu telles que la salinité,

l’oxygène et la présence de biofilm jouent un rôle important dans la dégradation biotique de

ces composés (Amellal et al., 2001). Cette dégradation est plus importante avec la diminution

de la salinité (Minai-Tehrani et al., 2009) et est limitée par plusieurs facteurs tels que

l’oxygène, dont la diminution de la biodisponibilité avec la profondeur fait que la

biodégradation est plus importante dans les eaux de surface. La biodégradation dépend aussi

de la nature des contaminants et de leurs sources. Les molécules de faibles poids moléculaires

(3-4 cycles aromatiques) ainsi que celles caractérisant une contamination pétrolière sont

facilement biodégradables (McGroddy et Farrington, 1995; Gustafsson et al., 1997 a; Amellal

et al., 2001), alors que les HAP pyrolytiques associés au matériel particulaire et sédimentaire

sont moins biodisponibles à la dégradation (Yamada et al., 2003). A part des facteurs propres

au milieu et d’autres intrinsèques aux molécules, la biodégradation des HAP dépend

fortement des différentes capacités que peuvent avoir les bactéries à dégrader les

xénobiotiques hydrophobes, surtout ceux associés aux adsorbants solides et à la phase liquide

non aqueuse « NAPL » (essence, carburant…) (Puglisi et al., 2007): certaines souches sont

incapables de dégrader des HAP adsorbés, alors que d’autres peuvent dégrader une fraction

adsorbée des composés et facilitent la désorption de la fraction adsorbée restante pour la

dégradation. Les vitesses de biodégradation dépendent de la biodisponibilité des HAP, de la

présence des organismes ayant une capacité métabolique à dégrader les composés en question

et des facteurs d’activité et de croissance tels que le pH, la température, les nutriments… qui

influencent les dynamiques des populations microbiennes (de Jonge et al., 1997).

Concernant la biodégradation des hydrocarbures dans le pétrole, deux cas se

présentent : le pétrole au moment du déversement dans le milieu aquatique se trouve


59

principalement sous forme de « NAPL », et la biodisponibilité des hydrocarbures pour les

bactéries est contrôlée par la solubilisation « NAPL »-eau et non par la solubilité aqueuse des

contaminants. Dans ce cas de figure, c’est l’oxygène et non la biodisponibilité qui est le

facteur limitant pour la biodégradation. Quand la concentration en hydrocarbures diminue, la

majorité des hydrocarbures se trouvent adsorbés sur les matrices solides, et la biodisponibilité

est alors principalement contrôlée par les processus de désorption/diffusion. A ce stade, la

biodisponibilité devient un facteur limitant important pour la biodégradation (de Jonge et al.,

1997).

II- C- 2- c- Biodisponibilité

La biodisponibilité est un paramètre clef dans l’exposition des organismes aquatiques

aux contaminants de l’écosystème. Elle dépend des propriétés intrinsèques des molécules

ainsi que des propriétés du milieu.

La biodisponibilité des HAP associés aux sédiments est gouvernée par plusieurs

facteurs qui incluent les caractéristiques du sédiment telles que le contenu en carbone

organique et en suie (Di Toro et al., 1991), la taille des particules (Kukkonen et Landrum,

1996) et le temps de contact sédiment-contaminant (Van Hoof et al., 2001). De nombreuses

études rapportent une biodisponibilité décroissante avec l’augmentation du temps de contact

composé-sédiment (Reid et al., 2000). La nature et l’étendue de ce processus connu sous le

nom d’« aging » dépendent des interactions physiques, chimiques et biologiques entre le

sédiment et les composés (Northcott et Jones, 2001). Les mécanismes les plus importants

incluent l’association des composés organiques à la matière organique du sédiment et la

pénétration et séquestration des composés dans ses pores (Northcott et Jones, 2001). La

richesse des sédiments en suies augmente la sorption des HAP sur ces matrices solides.

Cependant, il semblerait que la présence de suies n’affecte que la biodisponibilité des HAP

pyrogéniques (Thorsen et al., 2004). En effet, ces derniers sont formés en même temps que les

suies et pourraient être introduits dans l’environnement déjà associés, à l’opposé des HAP

pétrogéniques qui sont probablement introduits dans l’environnement dissous dans l’eau ou

adsorbés au carbone organique, et qui n’entrent en contact avec les suies que quand tous les

sites de liaisons de ces dernières sont largement saturés (Thorsen et al., 2004). D’autres

facteurs tels que les propriétés des composés (hydrophobicité et solubilité) et les facteurs


60

biotiques (mode d'alimentation de l’organisme) interviennent aussi dans la détermination de la

biodisponibilité des contaminants associés au sédiment (Conrad et al., 2002).

Les HAP dans la phase dissoute sont plus biodisponibles que ceux adsorbés sur les

matrices sédimentaires et particulaires, mais leur biodisponibilité est elle aussi contrôlée par

de nombreux paramètres, parmi lesquels, la nature de la matière organique dissoute, son

aromaticité et sa biodégradabilité (De Paolis et Kukkonen, 1997; Haitzer et al., 1998;

Gourlay et al., 2003) ainsi que les propriétés physico-chimiques des HAP. En effet, vu leurs

hydrophobicité et solubilité, les HAP ont une grande tendance à être associés à la matière

organique dissoute, ce qui modifie leur biodisponibilité dans la colonne d’eau (Haitzer et al.,

1998). L’interaction avec la matière organique dépend de sa nature et de ses caractéristiques.

La matière organique naturelle, riche en substances humiques, a un très grand potentiel

d’association avec les HAP (De Paolis et Kukkonen, 1997), mais la biodisponibilité de ces

composés se trouve aussi affectée par la présence de matières organiques naturelles de faible

aromaticité et qui contient peu de substances humiques (Akkanen et al., 2001). La matière

organique anthropogénique, moins stable et plus biodégradable que la matière organique

naturelle (Tusseau-Vuillemin et Le Réveillé, 2001), introduite dans les systèmes aquatiques

via les effluents urbains, réduit la biodisponibilité des HAP mais à un degré plus faible que

celui de la matière organique naturelle (Gourlay et al., 2003).

Les sources d’introduction des HAP dans l’environnement doivent être examinées

pour la prédiction de la biodisponibilité de ces contaminants dans les écosystèmes (Haitzer et

al., 1999; Thorsen et al., 2004). Les HAP pétrogéniques sont plus biodisponibles que les HAP

pyrogéniques indépendamment du milieu (eau douce ou eau marine, différentes

concentrations de HAP…) (Thorsen et al., 2004). La différence dans la biodisponibilité des

HAP accordée à leurs sources suggère que la biodisponibilité est à un certain degré

indépendante de l’hydrophobicité. En effet, même si l’association des HAP sur la matière

organique est principalement basée sur des interactions hydrophobes, et l’hydrophobicité d’un

composé augmente probablement sa sorption et réduit sa biodisponibilité, des études ont

rapporté que les coefficients de partage carbone organique/eau varient énormément pour des

HAP qui ont des propriétés hydrophobes similaires mais qui ont des origines différentes

(Haitzer et al., 1999): par exemple des HAP pétrogéniques de log Kow > 5 sont plus


61

biodisponibles que ceux provenant d’une source pyrogénique et ayant des coefficients de

partage octanol-eau similaires (Thorsen et al., 2004).

II- C- 2- d- Bioaccumulation

Les HAP étant hydrophobes et lipophiles, leur transfert de la phase aqueuse vers les

compartiments lipidiques tels que les membranes biologiques, les macromolécules et les

lipides des organismes est favorisé. Plusieurs facteurs influencent la bioaccumulation des

HAP dans les organismes aquatiques notamment ceux jouant un rôle dans leur

biodisponibilité.

Les caractéristiques des espèces ainsi que leur mode de vie, leur voie d’alimentation et

leur capacité de métabolisation sont des facteurs importants à considérer pendant l’évaluation

du risque d’exposition aux HAP puisqu’ils contrôlent la bioaccumulation de ces contaminants

à partir de l’environnement (Rust et al., 2004 b). En effet, les bivalves mollusques marins et

les poissons accumulent préférentiellement les HAP dissous plutôt que les HAP particulaires

dans la colonne d’eau (Narbonne et al., 1992). Cependant, les bivalves peuvent aussi

accumuler des HAP de hauts poids moléculaires moins solubles à partir de l’ingestion des

particules contaminées en HAP. Les organismes déposivores quant à eux accumulent les HAP

associés aux suies et adsorbés au sédiment de façon plus importante que les organismes

filtreurs (Rust et al., 2004 a) à cause de leur faible capacité de métabolisation (Rust et al.,

2004 b) ainsi que de la présence de surfactants à un niveau élevé dans leur lumière intestinale

qui solubilisent les HAP ingérés (Weston et Mayer, 1998).

Les caractéristiques des sédiments et la turbidité dans la colonne d’eau jouent un rôle

primordial dans la bioaccumulation. En milieux peu turbides, les organismes filtreurs sont

exposés à la fraction dissoute des contaminants hydrophobes (HAP de faibles poids

moléculaires) (Foster et al., 1987). Dans des zones très turbides, une accumulation des HAP

lourds dans les moules à des concentrations légèrement supérieures à celles des HAP de

faibles poids moléculaires a été mise en évidence (Baumard et al., 1999). Malgré l’association

des HAP particulaires et sédimentaires aux suies, leur bioaccumulation est significative pour

des espèces différentes d’invertébrés benthiques ainsi que pour des mollusques bivalves (Rust

et al., 2004 a).


62

La présence de la matière organique dissoute dans la colonne d’eau réduit la

biodisponibilité des HAP, et par conséquent leur accumulation dans les poissons (Freidig et

al., 1998) et les organismes benthiques (Haitzer et al., 1999). Même la hauteur d’exposition

des bivalves dans la colonne d’eau influence la distribution des HAP accumulés (Baumard et

al., 1999), avec les HAP les plus solubles accumulés dans des moules exposées à l’interface

air-eau et les HAP de hauts poids moléculaires accumulés dans des moules placées à

proximité des sédiments.

D’autres caractéristiques telles que l’hydrophobicité des molécules affectent leur

accumulation dans les organismes biologiques. Des études bibliographiques ont montré que

les facteurs de bioaccumulation des HAP atteignent des valeurs maximales pour des log Kow

de 5-5,4 (Rust et al., 2004 a). La bioaccumulation réduite constatée pour les composés de log

Kow élevés (> 5,4) peut être dûe à une sorption plus importante des molécules au sédiment

(Lamoureux et Brownawell, 1999), alors que la bioaccumulation réduite des composés de

faibles log Kow résulte des taux de dépuration plus rapides pour ces molécules (Chung et

King, 1999). Cependant, et rejoignant le fait que la biodisponibilité dépend plutôt de la source

des composés, une accumulation des HAP pétrogéniques avec des log Kow > 5 tels que les

triméthyl et tétraméthylphénanthrènes plus importante que celle des HAP pyrogéniques moins

hydrophobes tels que le benzo(k)fluoranthène a été observée dans des moules (Thorsen et al.,

2004).

II- C- 2- e- Biotransformation et transfert trophique

La majorité des organismes possèdent un système de détoxification qui biotransforme

les composés organiques hydrophobes en métabolites solubles dans l’eau qui peuvent être à

leur tour facilement excrétés. La biotransformation des xénobiotiques pour les vertébrés est

reliée à l’activité de la monooxygénase CYP1A (Willett et al., 2001) et est associée à la

régularisation de plusieurs CYP gènes/CYP enzymes chez les invertébrés tels les polychètes

(Jørgensen et al., 2005). Le processus de biotransformation comprend deux étapes : la

première consiste en une introduction dans la molécule d’un groupe fonctionnel (OH par

exemple) catalysée par l’enzyme cytochrome CYP P450. Cette étape est suivie d’une

conjugaison avec le groupe fonctionnel réactif ayant une moitié polaire catalysée par une

transférase. La biotransformation des HAP produit généralement des composés non toxiques.


63

Cependant, au cours de la première étape, des métabolites intermédiaires avec des

groupements fonctionnels réactifs peuvent être produits. Ces groupes peuvent être davantage

oxydés, réagissent avec les composants cellulaires et causent des dommages à l’ADN

(Palmqvist et al., 2008).

Les capacités de biotransformation varient en fonction des espèces (McElroy et al.,

2000), des composés et de la nature du mélange auquel les organismes sont exposés

(Palmqvist et al., 2008). En effet, la co-exposition à plus d’un HAP influence l’induction du

système de détoxification chez les poissons et chez les invertébrés (Palmqvist et al., 2008).

Par exemple, les poissons exposés simultanément au fluoranthène et au benzo(a)pyrène

montrent une inhibition de l’induction de la détoxification observée pour le benzo(a)pyrène

seul de 48-55 % (Willett et al., 2001) ; le fluoranthène améliore la biotransformation du

benzo(a)pyrène sur « capitella sp I » alors que le benzo(a)pyrène n’a aucun effet sur la

biotransformation du fluoranthène (Palmqvist et al., 2008) ; les polychlorobiphényles

augmentent la capacité des enzymes hépatiques à convertir les HAP en intermédiaires

métaboliques carcinogènes et mutagènes (Egaas et Varanasi, 1982)… Ainsi, il est d’une

importance cruciale de considérer la présence d’un mélange de contaminants au niveau de

l’évaluation du risque (Palmqvist et al., 2008), puisque des co-expositions modifient la

métabolisation et les facteurs de bioaccumulation des HAP (Palmqvist et al., 2008).

Au niveau du transfert trophique, la biotransformation limite le processus de

bioamplification qui résulte généralement de la bioaccumulation des polluants organiques.

Ainsi, des concentrations en HAP décroissantes sont observées avec l’augmentation du niveau

trophique et de l’activité métabolique. Même la composition des HAP tout au long de la

chaîne alimentaire varie suite à la capacité de biotransformation sélective des différents

organismes et vis-à-vis des différents HAP. Cependant, la réduction de la bioamplification

n’épargne pas l’écosystème de la toxicité des HAP tout au long du transfert trophique, à cause

des métabolites intermédiaires mutagènes et cancérigènes pouvant être issus de la

biotransformation (Broman et al., 1990).


64

II- D- Toxicité

II- D- 1- Toxicité aiguë et effets létaux

La toxicité aigüe des HAP est déterminée par le type de HAP (masse moléculaire,

structure, substitution alkyle…) et l’espèce exposée. Elle induit généralement une narcose et

est exprimée par des valeurs de concentrations létales 50 ou LC50, qui correspondent aux

valeurs de concentrations des composés chimiques aboutissant à la mort de 50 % de la

population. Dans la colonne d’eau, la LC50 augmente avec l’augmentation de la masse

moléculaire des HAP (US-EPA, 2003). La valeur minimale de LC50 pour les HAP les plus

solubles (≤ 3 cycles aromatiques) a été observée pour les truites arc-en-ciel « Oncorhynchus

mykiss » avec le phénanthrène (LC50 = 30 µg.L-1

) (Nagpal, 1993). Les HAP de hauts poids

moléculaires tels que le benzo(a)pyrène et le benz(a)anthracène montrent aussi une toxicité

aigüe à de faibles concentrations (5-10 µg.L-1

) pour les invertébrés (Nagpal, 1993). Les HAP

alkylés sont généralement plus toxiques pour la vie aquatique que les composés parents : la

toxicité observée chez « Daphnia pulex » exposée à l’anthracène est plus faible que celle

obtenue pour ces organismes exposés au méthylanthracène ou au 9-métoxyanthracène

(Nagpal, 1993).

II- D- 2- Toxicité chronique et effets sub-létaux

La toxicité chronique résulte en une exposition prolongée et/ou des expositions

répétées aux contaminants. La toxicité chronique des HAP de faibles poids moléculaires est

plus faible que celle des HAP de hauts poids moléculaires. Les concentrations minimales de

naphtalène et de phénanthrène causant des anomalies aux truites arc-en-ciel sont de

230 µg.L-1

et de 85 µg.L-1

respectivement, supérieures à celle du benzo(a)pyrène qui est de

0,2 µg.L-1

(Nagpal, 1993). Les HAP méthylsubstitués ont tendance à être plus mutagènes que

les composés parents (Nagpal, 1993), et avec l’augmentation de la substitution alkyle, les

composés deviennent moins toxiques suite à la diminution de leur capacité à traverser les

membranes cellulaires. Les valeurs des toxicités chroniques des HAP rapportées par l’US-

EPA, (2003) sont comprises entre 970 µg.L-1

pour le naphtalène et 0,01 µg.L-1

pour les

tétraméthylchrysènes. Quant à la toxicité observée dans les sédiments, elle est affectée par les


65

propriétés physico-chimiques des HAP. Ainsi, les HAP de hauts poids moléculaires sont

moins biodisponibles pour les organismes aquatiques à cause de leur sorption sur le sédiment

ou les particules de combustion riches en suies (Gustafsson et al., 1997 b) et par conséquent

posent moins de risque pour la vie aquatique.

Les effets toxiques principaux des HAP sont la cancérogénicité, la génotoxicité et la

tératogénicité. Le tableau 7 présente les degrés cancérigènes des HAP selon l’Agence

Internationale de la Recherche sur le Cancer (IARC), l’Union Européenne (UE) et l’Agence

de Protection de l’Environnement des Etats-Unis (US-EPA) ainsi que les degrés cancérigènes

de certains produits contenant des mélanges de HAP. Le tableau 8 quant à lui expose quelques

valeurs de PNEC des HAP individuels dans la phase dissoute et la phase sédimentaire.


66

Tableau 7: Classification cancérigène des HAP individuels et des mélanges de HAP selon l’IARC, l’UE et

l’US-EPA. (Source : INERIS, 2003).

Substances/Mélanges UE IARC US-EPA

Substances individuelles

Naphtalène nc 2B C

Acénaphtylène nc

Acénaphtène nc

Fluorène nc 3 D

Phénanthrène nc 3 D

Anthracène nc 3 D

Fluoranthène nc 3 D

Pyrène nc 3 D

Benz(a)antharcène 2 2A B2

Chrysène 2 3 B2

Triphénylène nc 3

Benzo(b)fluoranthène 2 2B B2

Benzo(k)fluoranthène 2 2B B2

Benzo(j)fluoranthène 2 2B B2

Benzo(e)pyrène 2 3 C

Benzo(a)pyrène 2 2A B2

Pérylène nc 3

Indéno(1,2,3-cd)pyrène nc 2B B2

Benzo(g,h,i)pérylène nc 3 D

Dibenz(a,h)anthracène 2 B2

Dibenz(a,c)anthracène nc 3

Mélanges de HAP

Diesel léger 3

Diesel marin 2B

Essence 2B

Huile brute 3

Huile de fioul léger 2B

Huile de fioul lourd 2B

Pétrole raffiné

Echappement diesel

Echappement essence

Fumée de tabac

Goudrons de houille

1

2A

2A

2B

1

1

A

Suies 1

L’Union Européenne (UE) (JOCE L110A du 04/05/1993): nc : non cancérigène ; catégorie 1 : substance que

l’on sait être cancérigène pour l’homme ; catégorie 2 : substance pouvant être assimilée à une substance

cancérigène pour l’homme. Centre International de Recherche sur le Cancer (IARC) (CIRC/IARC/OMS):

groupe 1 : l’agent (ou le mélange) est cancérigène pour l’homme ; groupe 2A: l’agent ou le mélange est

probablement cancérigène pour l’homme ; groupe 2B : l’agent ou le mélange pourrait être cancérigène pour

l’homme ; groupe 3 : l’agent ou le mélange ne peut être classé pour sa cancérogénicité pour l’homme. L’Agence

de Protection de l’Environnement des Etats-Unis (US-EPA) : classe A : substance cancérigène pour l’homme ;

classe B2 : substance probablement cancérigène pour l’homme ; classe C : cancérigène possible pour

l’homme ; classe D : substance non classifiable quant à sa cancérogénicité pour l’homme.


67

Tableau 8: PNEC de quelques HAP dans la phase dissoute et la phase sédimentaire. (Source : INERIS,

2005).

Substances PNEC eau (µg.L-1

) PNEC sédiment

(µg.kg-1

poids sec)

Naphtalène

12

2,4

770,4

174,7

Acénaphtène 3,7 44,4

Anthracène 0,12

0,063

45,2

81,1

Fluoranthène

0,1

0,12 (eau douce)

0,12 (eau marine)

2,3

Benzo(k)fluoranthène 0,036 1800

Benzo(a)pyrène 0,05

Indéno(1,2,3-cd)pyrène 0,0027 (provisoire)

Phénanthrène 0,3

II- D- 3- Phototoxicité

La lumière solaire, spécialement la portion UV du spectre électromagnétique,

augmente significativement la toxicité de plusieurs HAP (Krylov et al., 1997). La toxicité

photoinduite est un effet intégré des facteurs moléculaires et des facteurs d’exposition en

relation avec l’énergie et l’intensité de la lumière d’irradiation (Veith et al., 1995). C’est la

structure moléculaire (espace HOMO-LUMO entre 6,7 et 4,5 eV) qui détermine la capacité

d’un composé à absorber la lumière ainsi que sa stabilité (Veith et al., 1995). Les HAP de

faibles poids moléculaires semblent ne pas être phototoxiques (Lampi et al., 2006). Le pyrène

est parmi les HAP les plus phototoxiques. L’anthracène est fortement phototoxique, le

phénanthrène quant à lui et malgré la similitude de sa structure avec celle de l’anthracène, ne

l’est pas (Veith et al., 1995). Plusieurs caractéristiques de l’eau jouent un rôle significatif mais

complexe dans la toxicité photoinduite des HAP. La présence de matière organique dissoute

(MOD) réduit la pénétration de la lumière et par conséquent la photomodification des

composés parents libres (Nikkila et al., 1999). Des études ont montré que la présence de la

MOD réduit significativement les effets de la toxicité du pyrène induite par les ultraviolets

(Nikkila et al., 1999) alors que d’autres montrent que c’est plutôt l’association du pyrène aux

substances humiques qui induit la réduction de sa biodisponibilité et par conséquent du risque

qu’il génère pour le vivant (Chin et al., 1997).


68

III- Méthodologies analytiques : dosage des hydrocarbures dans les

systèmes aquatiques

III- A- Généralités

L’analyse des hydrocarbures dans la phase dissoute est cruciale de par l’importance

que joue cette phase dans le transport des contaminants de leurs sources à leurs récepteurs, et

surtout puisqu’elle contient la majeure partie des contaminants biodisponibles qui posent le

plus grand risque pour les organismes vivant dans le milieu. Cependant, l’extraction des

hydrocarbures de la phase dissoute des systèmes aquatiques est difficile en raison des faibles

concentrations dans les milieux aqueux de ces molécules hydrophobes à solubilité réduite.

Les méthodes d’extraction doivent par conséquent être très sensibles, mais aussi simples, peu

coûteuses et suffisamment rapides pour permettre l’analyse de routine d’un nombre

conséquent d’échantillons pendant les campagnes de prélèvement environnemental. Les

principales méthodes d’analyse des HAP regroupent l’extraction liquide-liquide ou LLE,

l’extraction sur disque de phase solide (Michor et al., 1996), l’extraction sur barreau ou SBSE

(Kolahgar et al., 2002), la microextraction sur phase liquide ou LPME (Hou et Lee, 2002),

l’extraction sur phase solide ou SPE (Ma et al., 2010), la microextraction liquide-liquide

dispersive ou DLLME (Pena et al., 2009) et la microextraction sur phase solide SPME (Hii et

al., 2009). Chacune de ces méthodes peut présenter des inconvénients, comme un temps

d’extraction long (SBSE, LLE), des limites de détection élevées (LPME), une importante

consommation de solvants (LLE), une perte des composés et un volume important

d’échantillon nécessaire pour assurer de bonnes limites de détection (SPE), des effets

matriciels (DLLME)… Concernant les hydrocarbures volatils, les techniques les plus utilisées

sont les techniques d’extraction d’espace de tête statiques ou dynamiques (Bianchi et al.,

2002), la microextraction sur phase liquide en mode espace de tête (headspace) ou HS-LPME

(Aguilera-Herrador et al., 2008), la méthode d’injection directe (Kubinec et al., 2005) et

l’extraction sur phase solide. Les principaux inconvénients de ces techniques sont la nécessité

d’une instrumentation complexe et des interférences possibles avec la vapeur d’eau (espace de

tête), des problèmes d’interférences matricielles, de sensibilité et d’incompatibilité avec la

majorité des systèmes chromatographiques (injection directe), la non automatisation (HS-


69

LPME), la perte de composés au cours du protocole d’extraction (SPE)…La microextraction

sur phase solide en mode espace de tête (HS-SPME) est une technique largement utilisée pour

les composés volatils et est détaillée dans la section suivante.

III- B- La MicroExtraction sur Phase Solide (SPME)

III- B- 1- Principe et fonctionnement

Parmi toutes les méthodologies d’extraction des contaminants organiques dans la

phase dissoute, la SPME a prouvé au cours des dernières années ses atouts dans l’analyse des

contaminants organiques. C’est une technique simple combinant les étapes de prétraitement,

d’extraction et d’injection chromatographique, réduisant ainsi la durée de l’analyse des

échantillons. C’est une technique sensible, qui n’utilise pas de solvants, automatisable et

caractérisée par un coût d’opération réduit suite à la réutilisation des fibres d’extraction. Elle

est non seulement utilisée pour l’analyse environnementale des contaminants organiques

(Potter et Pawliszyn, 1992), mais aussi pour l’échantillonnage in-situ des polluants (Ouyang

et al., 2005). Son concept a été introduit dans les années 1990 par Arthur et Pawliszyn,

comme une amélioration de la technique d’extraction SPE des matrices aqueuses.

La SPME consiste à plonger une fibre en silice fondue (1-2 cm de long) revêtue d’un

polymère adéquat et attachée à un piston en acier inoxydable dans un échantillon donné, et est

basée sur la distribution des analytes entre la fibre et l’échantillon jusqu’à atteinte de

l’équilibre. Une fois ce dernier atteint, la quantité de composés extraits est directement

proportionnelle à leurs concentrations dans l’échantillon (Lord et Pawliszyn, 2000). La

méthodologie SPME inclue deux modes d’extraction principaux :

- une extraction directe ou « par immersion » où la fibre est directement plongée dans

l’échantillon, et les analytes sont transportés directement de l’échantillon à la phase

d’extraction. C’est le mode d’extraction principal des HAP de la phase dissoute. Dans

ce processus, l’extraction est régie par l’équilibre des analytes entre la phase dissoute

et la fibre (Ulrich, 2000).

- une extraction de l’espace de tête « headspace », où les analytes sont transportés à

travers un volume d’air avant d’atteindre la fibre. Le transfert de masse à la fibre est


70

limité par la vitesse de transfert de masse des composés de l’échantillon à l’espace de

tête. Les temps d’équilibre avec la HS-SPME (SPME en mode espace de tête ou

« headspace ») sont plus faibles qu’en mode immersion principalement à cause des

coefficients de diffusion plus importants dans l’air que dans l’eau. Ce mode

d’extraction est utilisé pour les composés volatils ayant une pression de vapeur élevée.

Dans ce processus, l’extraction est régie par deux équilibres : le premier entre les

composés de la phase dissoute et l’espace de tête, qui dépend de la volatilité des

composés et de la nature de la matrice ; le second entre les analytes dans la phase gaz

et la fibre, qui lui dépend de l’affinité des composés avec la fibre (Zhang et Pawliszyn,

1993).

A la fin de l’étape d’extraction, la fibre est retirée de l’échantillon et est désorbée

thermiquement dans l’injecteur d’un chromatographe gazeux pour les composés volatils ou

semi-volatils (Arthur et al., 1993) (figure 3), ou plus récemment les analytes peuvent être

chimiquement désorbés par un solvant organique lorsque la SPME est couplée à la

chromatographie en phase liquide (Lord et Pawliszyn, 2000). Ce couplage est utilisé pour

l’analyse des composés non volatils et/ou thermiquement instables, et évite ainsi une pré-

étape de dérivatisation (Chen et Pawliszyn, 1995)

Figure 3: Représentation schématique de la SPME (d’après De Perre et al., 2009).


71

III- B- 2- Nature du revêtement

Quel que soit le mode d’extraction, la nature du revêtement de la fibre ainsi que son

épaisseur conditionnent l’efficacité, la sélectivité et la sensibilité de l’extraction. Les

paramètres opérationnels tels que la température, le temps d’extraction, l’agitation, le pH, le

« salting out », les conditions de désorption ainsi que les volumes de l’échantillon et de

l’espace de tête influencent aussi l’efficacité de l’extraction (Pawliszyn, 1997). Le revêtement

des fibres est généralement un liquide polymérique tel que le polydiméthylsiloxane (PDMS)

et le polyacrylate (PA) (Gorecki et al., 1999) ou un adsorbant solide poreux tel que le

divinylbenzène (DVB) (Lord et Pawliszyn, 2000). Avec les polymères solides, l’extraction a

lieu par interaction avec la surface du revêtement (Π-Π, interactions hydrophobes…). Puisque

la surface d’adsorption est limitée, les quantités extraites à l’équilibre sont modifiées au cas

où des phénomènes de déplacement des analytes ayant une faible affinité pour le revêtement

ont lieu. Avec les polymères liquides, les analytes se partagent dans la phase d’extraction où

ils sont solvatés par les molécules du revêtement. Dans ce cas, les quantités extraites à

l’équilibre sont uniquement modifiées si les propriétés du revêtement changent,

principalement suite à une saturation de la fibre en présence d’une forte concentration

d’analytes. Pour éviter les phénomènes de saturation et de déplacements d’analytes, ainsi que

pour réduire le temps d’analyse, la SPME peut être utilisée à des temps inférieurs à ceux

nécessaires pour atteindre l’équilibre, mais les paramètres d’échantillonnage doivent être

contrôlés et parfaitement reproductibles (température, temps, agitation…) pour garder la

fiabilité de l’étude quantitative (Lord et Pawliszyn, 2000).

Plusieurs polymères de revêtements de fibres existent dans le commerce et diffèrent

par leur polarité, épaisseur, mécanisme d’extraction et domaine de température d’utilisation.

Le choix du polymère adéquat dépend non seulement de la polarité des analytes, mais aussi de

leurs masses moléculaires, de leurs concentrations et de la complexité de l’échantillon

(Gorecki et al., 1999). Ainsi, des composés hydrophobes tels les hydrocarbures sont

efficacement extraits par des fibres non polaires telles que les fibres à base de PDMS. Les

composés volatils sont mieux extraits par des revêtements épais, alors que les composés semi-

volatils et les composés lourds sont mieux extraits par des revêtements fins (Stashenko et

Martinez, 2007). Le polymère le plus répandu est le polydiméthylsiloxane (PDMS) et a


72

montré son efficacité pour l’extraction des composés non polaires semi-volatils et volatils

(Yang et Peppard, 1995). Associé avec d’autres polymères adsorbants tels que le

divinylbenzène (PDMS/DVB) et le carbowax (PDMS/CW…), le PDMS permet

l’échantillonnage d’une gamme plus large de molécules avec plus de sélectivité (Mani, 1999).

III- B- 3- Application de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures

pétroliers volatils et des hydrocarbures aromatiques polycycliques

La SPME présente un intérêt particulier pour l’analyse environnementale des

composés hydrophobes tels les hydrocarbures caractérisés par une faible solubilité et une forte

tendance d’association à la matière organique colloïdale et particulaire. Leurs concentrations

dans la phase dissoute inférieures au ng.L-1

nécessitent des techniques d’extraction très

sensibles et de faibles limites de détection, ce que la microextraction sur phase solide (SPME)

peut assurer. La microextraction sur phase solide permet aussi d’étudier la distribution des

analytes dans un système complexe multi-phases (Poerschmann et al., 1997 a) et de

différencier les différentes formes d’un analyte dans un échantillon (Mester et Pawliszyn,

1999). Contrairement à des techniques d’extraction plus conventionnelles telles que

l’extraction liquide-liquide et l’extraction sur phase solide, la SPME permet d’évaluer la

fraction biodisponible capable de causer un risque pour les organismes de l’écosystème

aquatique en permettant de quantifier la fraction « libre » dissoute des contaminants

(Poerschmann et al., 1997 b; Porschmann et al., 1998; De Perre, 2009). Son application

environnementale pour les hydrocarbures ne couvre pas uniquement la phase dissoute, mais

aussi les sédiments, les sols et les fractions pétrolières (tableau 9), que ce soit pour des études

de « monitoring » de la contamination et de son évolution dans les différents compartiments

de l’environnement ou pour des études de sources de contamination ainsi que pour des

caractérisations de composition du pétrole et des « water accomodated fractions » ou WAFs.


73

Tableau 9: Application environnementale de la SPME pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils et des HAP.

Composés Matrices Mode d’extraction Conditions Mode de détection Références

HAP

Eaux potables (eaux

souterraines et eaux

traitées)

Immersion

Fibre 70 µm CW/DVB

Ou 65 µm PDMS/DVB

t extraction : 50 min

t désorption : 5 min

T° incubation : 45 °C

v rotation : 500 rpm

GC-ITMS (Stiles et al., 2008)

HAP Eaux pluviales Immersion

Fibre 100 µm PDMS



v rotation : 720 rpm

Ajout de sel

pH = 7

GC-MS (Rianawati et

Balasubramanian, 2009)

HAP (mono, di et

éthylméthylnaphtalènes,

triméthylnaphtalènes, phénanthrène,

anthracène, méthylanthracène)

Pétrole, neige, eau,

sédiment Espace de tête

Fibre 100 µm PDMS


T° incubation : 40 ±1 °C

GC-MS (Jaraula et al., 2008)

HAP, HAP alkylés et composés

hétérocycliques

Sols (pollués par du

goudron de houille,

diésel, huile

lubrifiante, mazout)

Espace de tête

Fibre 100 µm PDMS

t incubation : 2 h


T° incubation : ambiante

GC-MS (Havenga et Rohwer,

1999)


74

Composés Matrices Mode d’extraction Conditions Mode de détection Références

BTEX + C3 benzènes

(isopropylbenzène ; propylbenzène ;

3-éthyltoluène ; 4-éthyltoluène ;

1,3,5-triméthylbenzène ; 2-

éthyltoluène, 1,2,4-triméthylbenzène,

1,2,3-triméthylbenzène)

+ autres composés

(isobuthylbenzène ; 1-méthyl-2-

isopropylbenzène 1,2-diméthyl-4-

éthylbenzène,

n-hexylbenzène )

Eaux souterraines Espace de tête

Fibre 75 µm CAR/PDMS


T° incubation : ambiante

GC-MS (Wang et al., 2002)

BTEX, propylbenzène, butylbenzène-

naphtalène WAF Espace de tête

Fibre 100 µm PDMS


T° extraction : ambiante

GC-MS (Llompart et al., 1998)

Hydrocarbures du gazole (C5-C12) :

structures linéaires, ramifiées et

cycliques + hydrocarbures

monoaromatiques : benzène, toluène

et xylènes

Sédiments marins Espace de tête

Fibre 100 µm PDMS

50/30 µm ou

DVB/CAR/PDMS

Ajout de sel à l’échantillon


t désorption : 5 min


GC (Abrams et al., 2009)

Hydrocarbures C5-C10 Pétrole Espace de tête

Fibre 100 µm PDMS


T° incubation : ambiante,

(après 1 h d’équilibre

liquide-vapeur)

T° désorption : 260 °C

GC-FID (Harris et al., 1999)

Diesel d’aviation (JP5-AN8) : alcanes

linéaires C7-C18, isoprénoïdes,

alkylbenzènes C8-C16 et

monométhylalcanes

Pétrole, neige, eau,

sédiment Espace de tête

Fibre 100 µm PDMS


T° incubation : 40±1 °C

GC-MS (Jaraula et al., 2008)

Avec t : durée, T° : température et v : vitesse


75

IV- Méthodologies analytiques : échantillonnage des hydrocarbures

dans les systèmes aquatiques

IV- A- Généralités

Le suivi environnemental des polluants constitue un défi majeur en raison de la

sensibilité élevée requise pour détecter et/ou quantifier des composés se trouvant à l’état de

traces ou même d’ultra-traces dans le milieu. Afin de satisfaire cette exigence, la majorité des

techniques analytiques requièrent d’importants volumes d’échantillons, conduisant à des

méthodes lourdes et consommatrices de temps. D’autre part, les polluants dans le milieu

naturel ont une concentration fluctuante suite à des évènements de contamination épisodiques,

des décharges discontinues ainsi qu’à des phénomènes de dilution… L’échantillonnage dit

« ponctuel » ne donne accès qu’à la contamination à l’instant du prélèvement; avoir une

vision plus globale sur la contamination d’un milieu nécessite une fréquence de prélèvement

trop importante ou la mise en place de préleveurs automatiques, ce qui est logistiquement

difficile et consommateur de temps.

IV- B- Echantillonnage biologique

Une alternative à l’échantillonnage ponctuel a été introduite il y a quelques décennies

pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes de faible solubilité telles que les

hydrocarbures et les polychlorobiphényles par des organismes biologiques, afin de surveiller

la qualité de l’eau (Booij et al., 2006) et d’identifier les sources de pollution (Murray et al.,

1991). Ces organismes de « biomonitoring » concentrent les contaminants hydrophobes

présents dans le milieu tout au long de leur période d’exposition, et par conséquent sont plus

représentatifs de la contamination d’un milieu et plus sensibles que l’échantillonnage

ponctuel. Les organismes permettent une estimation de la concentration dans l’eau à partir des

quantités de contaminants accumulés dans leurs tissus, soit en utilisant une approche basée sur

l’état d’équilibre entre l’organisme et l’eau, soit en utilisant une approche basée sur

l’accumulation intégrative et cinétique pendant la période d’exposition (Neff et Burns, 1996).


76

Selon la théorie du partage à l’équilibre, la vitesse d’accumulation des HAP dans les

organismes est égale à leur vitesse de dépuration, la teneur en HAP dans les tissus est alors

proportionnelle au rapport de la solubilité des HAP dans ces tissus et leurs concentrations

dans l’eau ambiante. Ce rapport est approximé par le coefficient de partage octanol-eau et

peut être modélisé par la formule suivante (Neff et Burns, 1996) :

(

) (5)

Le BCF étant le facteur de bioconcentration, Ct est la concentration du composé dans le tissu à

l’équilibre, Cw est la concentration du composé dans la phase dissoute à l’équilibre, a étant la pente

de la régression linéaire et b étant l’ordonnée à l’origine (Neely et al., 1974).

Pour les composés les plus hydrophobes, une longue période est nécessaire pour

atteindre l’équilibre entre le tissu des organismes et l’eau. Dans le cas de la non atteinte de

l’équilibre, le facteur de bioconcentration est alors exprimé non seulement en fonction du log

Kow mais aussi en fonction du temps d’exposition (Connell et Hawker, 1988). Une étude

bibliographique menée par Booij et al. (2006) rassemblant plusieurs données de

bioaccumulation a permis la modélisation d’une relation permettant de calculer la

concentration dans l’eau dans un régime intégratif à partir de la concentration retrouvée dans

les organismes biologiques (équation 6).

(6)

k2 étant la constante de vitesse de dépuration, Cm étant la concentration des contaminants dans les

moules, Cw étant la concentration des contaminants dans l’eau et t étant le temps d’expostion des

organismes dans le milieu.

Avec

(7)

k1 étant la constante de vitesse d’accumulation.

Avec (8)

Et (9)

a0 étant une constante qui dépend de l’espèce. Pour M. edulis: a0 = - 0,58 ; pour E. complanata, D.

polymorpha, P. viridis : a0 = - 0,08.


77

Cependant, et malgré les capacités intégratives des organismes biologiques,

l’application de l’échantillonnage biologique est limitée par plusieurs facteurs de faisabilité et

de fiabilité. En premier lieu, les organismes biologiques ne peuvent pas survivre dans toutes

les conditions environnementales possibles, d’où la nécessité de déployer des espèces

différentes en fonction des sites d’études rendant les inter-comparaisons entre sites

géographiques limitées (O’Connor, 2002), et peuvent initialement contenir un niveau de

contamination non négligeable. Le second inconvénient est lié à la dépendance du facteur de

bioaccumulation des conditions environnementales telles que la température, la salinité, la

disponibilité de la nourriture, le niveau d’oxygène et de toxines et aussi de la nature de

l’espèce (Gunther et al., 1999, Booij et al., 2006). Cette dépendance du facteur de

bioaccumulation introduit une incertitude dans les concentrations estimées dans l’eau à partir

des quantités de contaminants accumulés dans les organismes et rend aussi les études de

comparaison entre sites et études difficiles. Le troisième facteur est lié à l’activité du système

de métabolisation enzymatique chez les mollusques bivalves, qui bien que faible a été mise en

évidence (Suteau et Narbonne, 1988). De plus, les matrices biologiques sont complexes et

présentent des difficultés de mise en œuvre au niveau des techniques d’analyses

chromatographiques (nécessité d’extraction/purification).

IV- C- Echantillonnage passif dans les systèmes aquatiques

Durant les deux dernières décennies, une alternative d’échantillonnage pour pallier les

problèmes déjà exposés pour l’échantillonnage ponctuel et biologique a été recherchée, et a

aboutit à la mise en place des méthodes d’échantillonnage passif qui sont très prometteuses

pour la mesure des concentrations aqueuses moyennées dans le temps. Les capacités de

préconcentration des outils de l’échantillonnage passif les rendent très sensibles, permettant

ainsi de détecter certains composés alors qu’ils ne le sont pas avec l’échantillonnage ponctuel.

A l’opposé de la majorité des techniques d’échantillonnage ponctuel, les échantillonneurs

passifs permettent d’échantillonner uniquement la fraction « libre » dissoute des

contaminants, en d’autres termes la fraction biodisponible. Ils réduisent les effets matriciels

parfois observés dans le cas des échantillons aqueux. Les premières applications de

l’échantillonnage passif dans le suivi des contaminants organiques dans la phase dissoute ont

été rapportées dans les années 1990 (Vrana et al., 2005 a). Depuis, de nombreux travaux de


78

recherche sont menés pour adapter les outils en fonction des caractéristiques très variées des

polluants et des milieux dans lesquels ils sont utilisés.

IV- C- 1- Théorie de l’échantillonnage passif

IV- C- 1- a- Principe

L’échantillonnage passif est basé sur le transfert des analytes de l’eau vers un milieu

récepteur induit par la différence du potentiel chimique des analytes entre les deux

compartiments (Branislav Vrana et al., 2005 a). L’accumulation des composés par les

échantillonneurs passifs suit généralement une cinétique du premier ordre, qui est caractérisée

par une phase intégrative initiale, suivie par une phase curvilinéaire puis un équilibre (figure

4). Pour toutes les phases d’accumulation, les taux d’échantillonnage et les coefficients de

partage phase réceptrice-eau sont indépendants des concentrations d’exposition (Huckins,

2006). Au cours du processus d’accumulation, les analytes doivent passer de l’eau à travers

une couche limite statique d’eau entourant l’échantillonneur, connue sous le nom de « Water

Boundary Layer » (WBL), dont l’épaisseur dépend des conditions hydrodynamiques et à

travers laquelle les molécules sont transportées par un processus de diffusion. Ensuite, les

composés doivent traverser la couche de biofilm qui peut « se déposer » sur l’outil pendant

son exposition dans le milieu environnemental. La troisième barrière au transfert des analytes

vers la phase réceptrice de l’échantillonneur est la membrane de l’échantillonneur, et une fois

traversée, les composés sont accumulés dans la phase réceptrice. Ce schéma général

d’accumulation peut différer d’un outil à l’autre : d’autres compartiments peuvent séparer la

membrane de la phase réceptrice dans des échantillonneurs tels que la membrane renfermant

un revêtement adsorbant ou « Membrane Enclosed Sorptive Coating » (MESCO) et le

Chemcatcher®

(décrits dans la section IV- C- 2) ; le biofilm peut ne pas exister ; et la

membrane elle-même peut jouer le rôle de phase réceptrice dans certains outils (membranes

en polyéthylène basse densité ou LDPE, gommes de silicones ou « Silicone Rubbers » (SR),

fibres SPME (décrites dans la section IV- C- 2).


79

Figure 4 : Courbe d’accumulation d’un composé dans un outil d’échantillonnage passif (d’après Vrana et

al., 2005 a).

Les formules décrivant la théorie des échantillonneurs passifs sont présentées tableau

10. L’équation différentielle qui gouverne le processus d’accumulation des composés

organiques dans la phase réceptrice de l’échantillonneur passif est donnée par la formule

(10) (Booij, 2007). Une forme générale de l’équation (10) obtenue en primitivant cette

dernière est donnée par l’équation (11) (Booij et al., 2007). Le premier terme de cette

équation correspond à l’accumulation du composé dans l’échantillonneur alors que le second

correspond à l’élimination du composé de l’échantillonneur vers l’eau. Dans cette équation, le

terme k0A représente le taux d’échantillonnage Rs des composés (L.j-1

), qui correspond au

volume équivalent d’eau épuré par l’échantillonneur d’un composé par unité de temps, calculé

selon l’équation (12). Conventionnellement, le taux d’échantillonnage est le paramètre le plus

utilisé dans l’approche de l’échantillonnage passif, et il est indispensable pour l’estimation

des concentrations des contaminants dans l’eau à partir des quantités de contaminants

accumulées dans l’échantillonneur. Ce taux d’échantillonnage est inversement proportionnel à

la résistance au transfert de masse des composés de l’eau vers la phase réceptrice de l’outil

qu’engendrent l’outil lui-même et les paramètres du milieu. La résistance au transfert de

masse (équation 13) dépend intimement des coefficients de diffusion des contaminants à

travers le biofilm, de la couche limite d’eau, de la membrane de l’échantillonneur ainsi que de

l’épaisseur de ces trois compartiments (équation 14). Pour une concentration initiale dans

l’échantillonneur nulle, et étant donné que la constante d’élimination d’un composé est

définie selon l’équation (15), l’équation (11) peut être alors réduite sous la forme de


80

l’équation (16), et par conséquent, la concentration dans l’eau estimée à partir de la quantité

de contaminants accumulés dans l’échantillonneur passif s’exprime selon l’équation (17).

Dans la phase initiale de l’accumulation (temps d’exposition de l’échantillonneur dans

le milieu court), le terme exponentiel dans l’équation (17) peut être simplifié selon l’équation

(18). Cette dernière peut s’écrire sous la forme de l’équation (19) en introduisant le terme de

la quantité de contaminants accumulés dans l’échantillonneur (Ms). Pendant cette phase, le

régime d’accumulation est linéaire ; l’échantillonneur se comporte comme un réservoir infini

de contaminants et permet une estimation de la moyenne des concentrations pendant la

période de l’exposition (Vrana et al., 2005 a). Au cours de cette phase aussi, le flux des

contaminants qui désorbent de la phase réceptrice vers l’eau est négligeable. L’équation du

régime linéaire est considérée valide jusqu’au moment où les concentrations des contaminants

dans l’échantillonneur atteignent la moitié de leurs concentrations à l’équilibre. Ce temps est

noté t ½ ou t50, et est donné par l’équation (20).

Pour de longues périodes d’exposition et une concentration dans l’eau constante,

l’échantillonneur atteint l’équilibre thermodynamique entre l’eau et la phase réceptrice

(Cw-Cs/Ksw = 0) et l’équation (17) est réduite à l’équation (21) caractérisant un

échantillonneur exploité à l’équilibre. Il est par conséquent indispensable de connaître les

coefficients de partage échantillonneur-eau afin de pouvoir estimer la concentration d’un

polluant dans l’eau à partir de sa concentration dans l’échantillonneur à l’équilibre.

L’approche de l’échantillonnage à l’équilibre nécessite que des concentrations stables aient eu

lieu durant l’exposition. De plus, l’outil ne doit pas causer une réduction dans les

concentrations environnementales (Vrana et al., 2005 a).


81

Tableau 10 : Equations décrivant la théorie de l’échantillonnage passif.

Numéro

de

l’équation

Equation Termes de l'équation

10

(

)

Ms: quantité de contaminants accumulés

dans l’échantillonneur.

Cs: concentrations des contaminants dans

l’échantillonneur (kg.m-3

).

Cw: concentrations des contaminants dans

l'eau moyennées dans le temps (kg.m-3

).

Vs: volume de l’échantillonneur (m3).

A: aire de l'échantillonneur (m2).

Ksw: coefficient de partage échantillonneur-

eau.

ko: coefficient de transfert de masse des

composés du milieu vers la phase réceptrice.

11 ( (

))

(

)

CS0: concentration à t = 0 dans

l’échantillonneur.

12 Rs: taux d'échantillonnage.

13

kw, kb et km: coefficients de transfert de

masse dans la couche limite d’eau, le biofilm

et la membrane de l’échantillonneur

respectivement.

Kbw et Kmw: coefficients de partage biofilm-

eau et membrane-eau respectivement.

14

δw, δm et δb: épaisseurs effectives de la

couche limite d’eau, de la membrane et du

biofilm respectivement.

Dw ,Dm, Db: coefficients de diffusion dans la

couche limite, la membrane et le biofilm

respectivement.

15

ke: constante de vitesse d'élimination.

16 ( )

17

[ ]

18

19

20

21


82

IV- C- 1- b- Approche Composé Référence de Performance

« PRC »

Afin d’estimer les concentrations dans l’eau à partir des échantillonneurs passifs

fonctionnant dans leur régime intégratif (équation 19), il est nécessaire de déterminer le taux

d’échantillonnage de l’outil pour chaque molécule (la quantité accumulée dans

l’échantillonneur Ms étant déterminée par des méthodes analytiques). Cette détermination se

fait en laboratoire par des expérimentations de calibration, dans des conditions spécifiques et

sous concentration d’eau constante. Une autre alternative consiste à utiliser des taux

d’échantillonnage des molécules rapportés dans la littérature. Dans les deux cas, et afin

d’accéder à une estimation fiable des concentrations dans l’eau, les conditions utilisées pour

la détermination des taux d’échantillonnage (conditions hydrodynamiques, température,

« biofouling »…) doivent être similaires à celles qui se trouvent sur le site de déploiement des

échantillonneurs. En effet, des changements dans les conditions hydrodynamiques

d’exposition influencent l’épaisseur effective de la couche limite d’eau qui entoure

l’échantillonneur passif ; et étant donné que la résistance au transfert de masse est directement

proportionnelle à l’épaisseur de cette couche limite (14), les taux d’échantillonnage des

analytes sont par conséquence modifiés. Outre les conditions hydrodynamiques, des

paramètres tels que la température (Huckins et al., 1999) et le « biofouling » affectent aussi

les cinétiques d’échange dans les outils. En effet, la température influence la diffusion des

composés aussi bien dans la couche limite d’eau que dans l’échantillonneur lui-même et

affecte les propriétés thermodynamiques telles que les coefficients de partage échantillonneur-

eau (Huckins et al., 2002). Quant à la couche de biofilm, elle constitue une barrière

supplémentaire au transfert de masse des composés vers la phase réceptrice de

l’échantillonneur, et pourrait donc rendre inutilisables les taux d’échantillonnage calculés en

laboratoire.

Vu la méconnaissance et l’impossibilité de simuler toutes les conditions

environnementales qui influent sur le taux d’échantillonnage des molécules, l’approche

« Composé Référence de Performance » ou PRC a été développée par Huckins et al. (2002)

afin de corriger les effets du « biofouling » sur les taux d’échantillonnage. D’autres études ont

montré l’utilité du composé référence de performance pour évaluer les conditions


83

hydrodynamiques et la température (Booij et al., 1998; Huckins et al., 1999). Les composés

références de performance sont des composés organiques ne se trouvant pas dans le milieu

naturel (composés deutérés, isotopes stables 13C…) et possédant des propriétés et structures

similaires aux composés d’intérêt. Ils sont généralement de polarité moyenne à élevée et sont

ajoutés dans le milieu récepteur de l’outil d’échantillonnage passif avant le début

d’exposition. La dissipation du composé référence de performance dans le milieu est

comparée à celle obtenue en laboratoire pendant des expérimentations de calibration. Cette

approche de calibration in-situ est basée sur le fait que la constante de dissipation du composé

référence de performance est reliée à la constante d’accumulation des analytes dans

l’échantillonneur en supposant que des cinétiques d’échange isotropes gouvernent

l’accumulation des composés dans les échantillonneurs passifs (Booij et al., 1998). Le choix

des PRC dépend non seulement de la similitude de leurs structures avec les composés

d’intérêt, mais aussi de leurs taux de dissipation, qui dans l’idéal devraient être compris entre

20-80 % (de sorte à ce que la quantité restante dans l’outil après exposition soit quantifiable

tout en permettant de distinguer une désorption) (Huckins, 2006). Grâce à l’utilisation des

composés références de performance, les taux d’échantillonnage déterminés en laboratoire

sont corrigés pour correspondre aux conditions environnementales. Les taux

d’échantillonnage in-situ ainsi obtenus sont alors utilisés pour estimer les concentrations des

polluants dans le milieu selon l’équation 19.

IV- C- 2- Outils d’échantillonnage passif pour les composés

hydrophobes tels les HAP dans les systèmes aquatiques

Plusieurs outils d’échantillonnage passif sont commercialisés et utilisés dans les suivis

environnementaux, chacun caractérisé par un domaine d’application spécifique.


84

IV- C- 2- a- Membranes semi-perméables « SPMD »

IV- C- 2- a- i- Description et principe

Les membranes semi-perméables (SPMD) ont été introduites par Huckins dans les

années 1990. Elles sont constituées d’un tube en polyéthylène basse densité (LDPE) rempli

d’un lipide de haut poids moléculaire, la trioléine (figure 4). Le principe d’accumulation dans

cet outil est la diffusion passive des composés à travers les membranes non poreuses en

polyéthylène basse densité ayant des cavités de 1 nm de diamètre avant qu’ils ne soient piégés

dans la trioléine. Cette phase réceptrice est caractérisée par une très grande affinité pour les

molécules ayant un log Kow > 3 (Huckins et al., 1993) comme les hydrocarbures aromatiques

polycycliques (Huckins et al., 1999), les pesticides organochlorés, les polychlorobiphényles

(Hofelt et Shea, 1997), les polychlorodibenzo-p-dioxines et les furanes (Rantalainen et al.,

2000). Les SPMD sont largement appliquées pour l’échantillonnage des hydrocarbures

aromatiques polycycliques dans différents milieux : les eaux usées (Gourlay-Francé et al.,

2008), les eaux souterraines (Gustavson et Harkin, 2000), les eaux de surface (Crunkilton et

DeVita, 1997) et les rejets des plateformes pétrolières (Harman et al., 2011).

Figure 5: Représentation schématique d’une SPMD (d’après Huckins et Alvarez, 2004).


85

IV- C- 2- a- ii- Intérêts de l’outil

Les membranes en polyéthylène basse densité excluent l’accumulation de grandes

molécules ainsi que les composés adsorbés sur les colloïdes ou sur la matière organique à

cause du faible diamètre de leurs cavités (1 nm). En effet, des expérimentations en laboratoire

(Gourlay et al., 2005), dans des effluents de station d’épuration (Gourlay-Francé et al., 2008)

ainsi que dans le milieu naturel (Tusseau-Vuillemin et al., 2007) ont montré que les

concentrations moyennées estimées par les SPMD sont inférieures aux concentrations

dissoutes totales, indiquant que ces outils n’échantillonnent que la fraction « libre » dissoute

des composés non ionisés (figure 6). Ce fait est d’une importance primordiale vis-à-vis de

l’évaluation de la biodisponibilité et du risque des contaminants qui peuvent être adsorbés sur

les particules, colloïdes, matières en suspension et autres.

Figure 6 : Comparaison des teneurs en HAP obtenues par l’échantillonnage ponctuel et l’échantillonnage

passif utilisant des SPMD dans un suivi environnemental (d’après Tusseau-Vuillemin et al., 2007).

* symbolise une différence significative entre les concentrations en HAP dissous et celles disponibles aux

SPMD.

Cet outil intégratif possède des taux d’échantillonnage très importants pour les

composés hydrophobes. Pour les HAP, ils peuvent atteindre quelques dizaines de litres par

jour (tableau 12) (Gourlay-Francé et al., 2008). Cette capacité de préconcentration procure à

l’outil une très bonne sensibilité, caractéristique cruciale pour l’échantillonnage des composés

à l’état de traces dans la phase dissoute. Les concentrations moyennées dans l’eau estimées


86

via ce type d’échantillonneurs sont fiables sous réserve d’un temps de déploiement inférieur

au t1/2 des molécules et grâce à l’approche PRC permettant d’utiliser des taux

d’échantillonnage in-situ des composés dans le calcul des concentrations (Huckins et al.,

2002)

IV- C- 2- a- iii- Limites de l’outil

Les variations des concentrations de polluants dans un milieu affectent d’un certain

biais les concentrations moyennées estimées à partir des SPMD : un pic de contamination en

début d’une période d’exposition engendre une sous-estimation de la concentration moyenne

réelle, alors qu’un pic en fin de période d’exposition conduit à sa surestimation. Cet écart est

inversement relié aux t 1/2 des substances (Gourlay-Francé et al., 2008). En effet, dans le cas

d’un régime d’accumulation intégratif, l’échantillonneur passif reflète une concentration

moyenne des contaminants pendant la période d’exposition, alors qu’à l’équilibre, il reflète

les conditions finales d’exposition. Ainsi, dans le cas d’un régime curvilinéaire,

l’échantillonneur donnera un résultat intermédiaire entre la moyenne de la concentration et la

concentration finale en contaminants, résultant en une surestimation de la concentration d’un

contaminant si le pic de contamination a lieu en fin d’exposition et en une sous-estimation si

le pic de contamination a lieu en début d’exposition. Le degré de la curvilinéarité étant évalué

par le t1/2, le biais dans l’estimation des concentrations dans l’eau est d’autant plus important

que le t1/2 des composés est faible.

Une sous-estimation des concentrations ambiantes en utilisant les SPMD est observée

dans les forages d’eaux souterraines puisque les taux d’échantillonnage des SPMD sont

supérieurs au taux de renouvellement de l’eau dans ce type de milieu. Pour pallier ce

problème, une estimation des concentrations dans l’eau en utilisant le volume d’eau auquel les

SPMD sont exposées au cours de leur déploiement dans le puits d’eau souterraine est

nécessaire (Gustavson et Harkin, 2000). En effet, vu l’importante capacité de séquestration

des HAP dans les SPMD, ces outils piègent l’intégralité de la quantité de ces contaminants

dissous dans le puits. Ainsi, pour obtenir les concentrations dans l’eau, la démarche consiste à

diviser la quantité accumulée dans ces outils par le volume d’eau (produit du débit et de la

durée d’exposition) auquel ils ont été exposés dans le puits (Gustavson et Harkin, 2000).


87

Les SPMD montrent aussi certaines limites au niveau du déploiement

environnemental, puisque l’endommagement des membranes et la perte de trioléine peuvent

avoir lieu (Petty et al., 2000). Analytiquement, l’extraction des SPMD nécessite du temps et

un volume important de solvant. Des étapes de purification sont indispensables pour éliminer

les interférents de la trioléine. La chromatographie d’exclusion stérique élimine les

oligomères du polyéthylène mais de faibles quantités d’acide oléique et de méthyloléate

peuvent persister et poser des problèmes analytiques (Lebo et al., 2004).

IV- C- 2- b- Membrane enfermant un revêtement adsorbant

« MESCO »

IV- C- 2- b- i- Description et principe

La membrane enfermant un revêtement adsorbant ou « Membrane Enclosed Sorptive

Coating » (MESCO) est une adaptation de l’extraction sur barreau ou « Stir Bar Sorptive

Extraction » (SBSE) développée par Baltussen pour l’échantillonnage intégratif (Baltussen et

al., 1999). Cet outil existe en deux versions. La première (MESCO I) est constituée d’un

barreau en polydiméthylsiloxane Gerstel®

Twister®

utilisé pour la SBSE, placé à l’intérieur

d’une membrane en cellulose régénérée (coupure de poids moléculaire de 1000 Da). La

seconde (MESCO II) est constituée d’un barreau de silicone placé à l’intérieur d’une

membrane en polyéthylène basse densité (membrane non poreuse mais possédant des cavités

de 1 nm), avec une couche d’air ou d’eau séparant le barreau de la membrane (figure 7). Dans

ce type d’outil, les composés diffusent à travers la membrane avant d’être piégés par la phase

réceptrice (Vrana et al., 2001).


88

Figure 7: Représentation schématique d’un MESCO (adaptée de Vrana et al., 2001).

IV- C- 2- b- ii- Intérêts de l’outil

Le MESCO est adapté pour la préconcentration des composés hydrophobes présents

dans les systèmes aquatiques tels que l’hexachlorocyclohexane, l’hexachlorobenzène, les

hydrocarbures aromatiques polycycliques et les polychloropbiphényles. Avec sa configuration

en cellulose, il permet aussi l’échantillonnage des molécules hydrophiles telles que l’atrazine,

le diazinon, le 17α-éthynylestradiol et le diuron de log Kow < 4, élargissant ainsi la gamme des

molécules échantillonnées par rapport aux SPMD (Vrana et al., 2001). Le MESCO I est

intégratif sous réserve d’une courte durée d’exposition (1 semaine). Avec le MESCO II, la

période intégrative est plus longue de par la plus grande résistance au transfert de masse de

ses membranes et son plus grand volume de phase réceptrice (> 100 µL) en comparaison à

celui du twister®

du MESCO I (24 µL) (Paschke et al., 2007). Le MESCO épure un faible

volume d’eau (60-300 mL d’eau pendant 20 jours) (Vrana et al., 2001) en comparaison avec

d’autres types d’échantillonneurs comme les SPMD qui épurent 20-160 L d’eau pendant la

même période (Huckins et al., 1999), mais ceci lui permet d’extraire les contaminants sans

réduire leurs concentrations dans le milieu. Cette propriété associée à la géométrie

miniaturisée de l’outil encourage son utilisation dans les eaux souterraines où le

renouvellement d’eau est faible (Gustavson et Harkin, 2000).

®


89

Analytiquement, le MESCO permet l’analyse directe des composés accumulés sur le

barreau par thermodésorption couplée en ligne avec la chromatographie en phase gazeuse,

évitant ainsi les méthodes laborieuses d’extraction et de purification des analytes, ainsi que

l’utilisation de solvants. La désorption thermique de la phase réceptrice du MESCO peut être

remplacée par une extraction avec un faible volume de solvant (Popp et al., 2001) évitant ainsi

la nécessité d’avoir un système de thermodésorption, permettant de ré-analyser l’échantillon

et d’appliquer les tests de bioessais sur l’extrait liquide. Des fibres en PDMS peuvent être

utilisées à la place des barreaux, rendant aussi possible une analyse avec des systèmes

chromatographiques conventionnels, mais elles sont plus fragiles et moins sensibles que les

barreaux.

D’un point de vue quantitatif, le MESCO est un échantillonneur très sensible

atteignant des limites de détection de l’ordre du ng-pg.L-1

(4 pg.L-1

pour le PCB 28 et

140 pg.L-1

pour le benzo(g,h,i)perylène pour une durée d’exposition de 20 jours) (Vrana et al.,

2001). Cette sensibilité, principalement dûe au fait que la totalité de la quantité de

contaminants séquestrés dans le MESCO est transférée au système chromatographique, est

similaire à celle des SPMD qui possèdent des taux d’échantillonnage très importants mais

uniquement une fraction de leurs extraits est analysée. L’approche PRC a été appliquée à cet

outil, et son efficacité a été démontrée pour la détermination des taux d’échantillonnage in-

situ des HAP (Vrana et al., 2006 b).

Au niveau économique, le Twister®

peut être réutilisé pour plusieurs analyses, et son

remplacement par un matériau meilleur marché comme les barreaux en silicone a montré son

efficacité dans l’extraction des chlorobenzènes, polychlorobiphényles et hydrocarbures

aromatiques polycycliques (Montero et al., 2004).

IV- C- 2- b- iii- Limites de l’outil

Le déploiement dans l’environnement du MESCO I est sujet à des problèmes de

dégradation de la cellulose, limitant ainsi sa durée d’exposition dans le milieu. Le

remplacement de la cellulose par des membranes polymériques non poreuses plus stables

évite ce problème mais la sensibilité de l’outil diminue et le transfert de masse devient plus

complexe à appréhender (Wennrich et al., 2003). L’analyse des MESCO I présente parfois


90

des problèmes d’interférences et de « bleeding » du revêtement polydiméthylsiloxane pendant

la thermodésorption.

IV- C- 2- c- Dosimètre céramique

IV- C- 2- c- i- Description et principe

Les dosimètres céramiques conçus par Grathwohl, (1999) sont constitués d’une

membrane en céramique poreuse sous forme de tube de 5 cm de longueur, 1 cm de diamètre

et 1,5 mm d’épaisseur qui contient un adsorbant solide saturé en eau et fermé par des capsules

en polytétrafluoroéthylène (PTFE) (figure 8). Le diamètre des pores du revêtement interne du

tube est de 5 nm. Pour l’échantillonnage des HAP, les dosimètres céramiques sont utilisés

avec une phase solide « Amberlite IRA-743 » (résine échangeuse d’ions en polystyrène)

(Bopp et al., 2005) alors que pour l’échantillonnage des BTEX, naphtalènes, alkylnaphtalènes

et hydrocarbures chlorés, l’adsorbant « Dowex Optipore L-493 » (polymère de styrène-

divinylbenzène) est utilisé (Martin et al., 2003). Dans cet échantillonneur, les molécules

diffusent à travers la membrane selon la loi de Fick avant d’être piégées dans l’adsorbant

(Weiβ et al., 2007). La grande épaisseur de la membrane fait que la couche limite d’eau

entourant l’échantillonneur n’influence pas l’accumulation des molécules, même dans des

conditions de faible agitation, rendant la performance du dosimètre céramique indépendante

des conditions hydrodynamiques. Par conséquent, l’utilisation des composés références de

performance ainsi que la calibration de l’outil ne sont pas nécessaires (Bopp et al., 2005). Le

seul paramètre à prendre en compte est la température suite à son influence sur la diffusion

des polluants à travers la membrane (Bopp et al., 2005). Pour le calcul des concentrations

moyennées dans le temps, d’autres paramètres tels que les caractéristiques de la membrane

(épaisseur, surface, porosité, taille de pores) et les caractéristiques spécifiques des analytes

(coefficients de diffusion dans l’eau et quantités accumulées dans l’échantillonneur) sont à

prendre en compte (Bopp et al., 2005).


91

Figure 8: Représentation schématique d’un dosimètre céramique (d’après Kot-Wasik et al., 2007).

IV- C- 2- c- ii- Intérêts de l’outil

Le dosimètre céramique peut être utilisé pour une large gamme de molécules, en

fonction des propriétés de l’adsorbant utilisé. Il permet d’accéder aux concentrations

moyennées sans nécessité de calibration préalable. Pour l’échantillonnage des hydrocarbures

aromatiques polycycliques, les dosimètres sont très robustes et ont démontré une très grande

capacité d’accumulation, l’échantillonnage restant intégratif pendant plusieurs mois (Bopp et

al., 2005). Ces outils échantillonnent uniquement la fraction « libre » dissoute des

contaminants, et présentent une très bonne corrélation avec l’échantillonnage ponctuel dans la

majorité des cas ; de légères différences sont observées dans les milieux turbides (Bopp et al.,

2005). La répétabilité de cet outil entre réplicats est inférieure à 10 % (Bopp et al., 2005).

A l’opposé des SPMD qui trouvent leurs limites pour l’échantillonnage des

hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les eaux souterraines (Vrana et al., 2005 c), les

dosimètres céramiques ont prouvé leur efficacité dans ce type d’environnement,

principalement à cause de leurs faibles taux d’échantillonnage qui leur permettent d’être

exposés pendant de longues durées tout en restant intégratifs, et d’éviter la diminution des

concentrations en contaminants dans ces endroits où le renouvellement d’eau est faible (Bopp

et al., 2005).


92

IV- C- 2- c- iii- Limites de l’outil

Vu les faibles taux d’échantillonnage des dosimètres céramiques (Bopp et al., 2005),

une longue durée d’exposition est indispensable pour l’obtention de bonnes limites de

détection (1 mois dans des environnements très peu contaminés). Les limites de détection des

HAP avec cet outil varient entre 0,6 et 1,2 µg.L-1

pour le premier mois d’exposition et entre

0,1- 0,3 µg.L-1

pour 12 mois d’exposition. L’utilisation des dosimètres céramiques se trouve

ainsi limitée à des eaux fortement contaminées ou à des durées d’exposition longues. Les

durées d’exposition minimales pour assurer une sensibilité satisfaisante sont rapportées par

Weiβ et al. (2007). Elles peuvent varier de 1,4 années pour le phénanthrène dans une eau à

0,1 µg.L-1

à 5 jours dans une eau à 10 µg.L-1

(tableau 11).

Tableau 11: Temps d’échantillonnage requis pour atteindre une bonne sensibilité avec le dosimètre

céramique (d’après Weiβ et al., 2007).

HAP

Naphtalène Phénanthrène

Masse minimale (µg) 0,09 0,12

Concentration aqueuse

(µg.L-1)

Temps d’échantillonnage prédit

0,1 330 j 1,4 a

1 33 j 53 j

10 3 j 5 j

100 0,3 j 0,5 j

Temps calculés à T° = 10 °C et une porosité de la membrane en céramique de ε = 0,305. Ces valeurs dépendent

aussi d’autres paramètres tels que la longueur du trajet de diffusion, l’aire de diffusion…

IV- C- 2- d- Microextraction sur Phase Solide « SPME »

IV- C- 2- d- i- Description et principe

Connue sous le nom de nd-SPME (« non-depletive » SPME), la technique de

microextraction sur phase solide « non depletive » est une application environnementale de la

SPME, qui vise à calculer des concentrations moyennées dans le temps des contaminants

présents dans l’air (Martos et Pawliszyn, 1999) et dans l’eau (Ouyang et al., 2005). Le

principe de l’échantillonnage dans l’eau repose sur une extraction d’une fraction négligeable


93

de polluants sous forme « libre » tout en gardant l’équilibre entre la fraction libre et la fraction

associée des contaminants dans le milieu. La quantité extraite par la fibre est proportionnelle à

la concentration en polluants « libres » (Heringa et Hermens, 2003). Pratiquement, cette

technique consiste à utiliser une fibre rétractée d’une distance connue dans une aiguille

pendant la période de son exposition (figure 9). Les molécules accèdent au revêtement de la

fibre uniquement par diffusion à travers l’espace d’eau statique entre l’ouverture de l’aiguille

et la fibre (Ouyang et Pawliszyn, 2007 a). La résistance totale au transfert de masse réside

dans cette couche d’eau. Ainsi, la première loi de diffusion de Fick peut être utilisée pour

déduire les concentrations des analytes dans l’eau selon l’équation 22 :

(Ouyang et al., 2007 b) (22)

Avec

(23)

Où Cw est la concentration de contaminants dans l’eau, Ms est la quantité de contaminants accumulés

dans l’outil, t est le temps d’exposition de l’outil dans le milieu, Rs est le taux d’échantillonnage, A est

l’aire transversale du trajet de diffusion, Z est la longueur du trajet de diffusion et D est le coefficient

de diffusion moléculaire de l’analyte dans l’eau qui dépend de la viscosité de l’eau à la température

voulue et du volume molaire de l’analyte (Chen et Pawliszyn, 2007).

Figure 9: Représentation schématique de la nd-SPME (d’après Ouyang et al., 2007 b).


94

Plusieurs modifications de l’outil nd-SPME ont été effectuées (Ouyang et al., 2005;

Ouyang et Pawliszyn, 2007 a) pour mieux l’adapter au déploiement environnemental. La

dernière consiste à rajouter un tube dans lequel s’emboite l’aiguille de la fibre commerciale

PDMS 100 µm et couvrir l’ouverture de l’outil par un grillage en cuivre pour réduire le

« biofouling » (Ouyang et al., 2007 b).

IV- C- 2- d- ii- Intérêts de l’outil

En plus des avantages classiques de la technique SPME, cet outil n’est pas affecté par

les conditions hydrodynamiques grâce au diamètre interne très faible de l’aiguille rendant

ainsi les étapes de calibration non indispensables. C’est un avantage très important

particulièrement quand les conditions de convection de l’eau sont difficiles à mesurer et à

calibrer (Ouyang et al., 2007 b).

Cet outil est adaptable à l’échantillonnage d’une grande gamme de molécules car la

nature du revêtement de la fibre peut être modulée. La position de la fibre SPME dans la

gaine peut être ajustée à différentes longueurs de trajets de diffusion afin d’être adaptée à une

grande gamme de concentration de polluants. Ouyang et al. (2007 b) ont montré que

l’utilisation de la fibre PDMS pour l’échantillonnage in-situ des HAP dans les systèmes

aquatiques révèle une bonne précision pendant 130 jours d’exposition (coefficients de

variation < 20 % sauf pour le naphtalène), une bonne corrélation avec l’échantillonnage

ponctuel et des limites de détection de l’ordre du ng.L-1

(Ouyang et al., 2007 b).

IV- C- 2- d- iii- Limites de l’outil

La sensibilité est le principal inconvénient de la nd-SPME. En effet, cet outil piège

uniquement un faible pourcentage de la quantité totale de polluants pour analyse (Heringa et

Hermens, 2003). Des données d’échantillonnage in-situ montrent une plus faible sensibilité

pour certains polychlorobiphényles et pour le dichlorodiphényldichloroéthane en comparaison

de la sensibilité obtenue avec les SPMD (Zeng et al., 2004).


95

IV- C- 2- e- Chemcatchers ®

IV- C- 2- e- i- Description et principe

Les Chemcatchers®

ont été introduits au cours de l’année 2000 pour l’échantillonnage

de différentes classes de polluants dans les systèmes aquatiques grâce aux nombreuses

combinaisons membrane-milieu récepteur possibles (Kingston et al., 2000). Les

Chemcatchers®

consistent en un corps en polytétrafluoroéthylène (PTFE) qui est le support

d’une membrane et d’une phase réceptrice solide. De l’eau ultrapure remplit l’espace entre la

membrane et la phase réceptrice, et une grille en acier peut couvrir la surface extérieure pour

éviter l’endommagement de l’outil pendant le déploiement environnemental (figure 10). Le

Chemcatcher®

existe en deux versions : La première spécifique des composés de log Kow > 3,

constituée d’une phase adsorbante C18 (disque Empore de 47 mm de diamètre) avec une

membrane non poreuse en polyéthylène basse densité (version hydrophobe), alors que la

seconde est spécifique des composés de log Kow < 3 constituée d’une phase adsorbante C18

mais avec une membrane microporeuse en polysulfone (version hydrophile) (Greenwood et

al., 2007). L’échantillonnage est basé sur la diffusion des composés à travers les membranes

et l’accumulation subséquente dans la phase réceptrice. Une optimisation de la conception de

l’échantillonneur a été effectuée afin d’améliorer ses cinétiques d’accumulation et sa précision

pour l’échantillonnage des molécules de log Kow > 5 (Vrana et al., 2005 b). Cette optimisation

s’est traduite par l’ajout du n-octanol (solvant caractérisé par une perméabilité très élevée et

une faible volatilité) dans l’espace interstitiel entre la phase réceptrice et la membrane.

Figure 10: Représentation schématique d’un Chemcatcher® (d’après Vrana et al., 2006 a).


96

IV- C- 2- e- ii- Intérêts de l’outil

Les Chemcatchers®

sont sélectifs mais peuvent être utilisés pour de nombreux

composés au vu de la grande gamme d’adsorbants commercialisés. L’ajout du n-octanol dans

l’espace interstitiel réduit la résistance au transfert de masse dans l’outil et par conséquent

augmente les taux d’échantillonnage (Vrana et al., 2005 b). Cette augmentation permet

d’améliorer la sensibilité des molécules hydrophobes se trouvant à l’état de traces dans la

phase dissoute qui peut ainsi atteindre 0,03-25,2 ng.L-1

pour les HAP (Vrana et al., 2006 a).

Au niveau quantitatif, l’approche PRC a été efficacement appliquée avec la version

hydrophobe de ces outils permettant d’estimer les concentrations des contaminants dans l’eau

(Vrana et al., 2006 a). Le domaine intégratif des Chemcatchers®

est compris entre 1 et 10

semaines de déploiement (selon la température et le niveau de turbulence du milieu) pour les

composés d’hydrophobicité similaire au fluorène, et peut s’étendre à 3 mois pour les

composés très hydrophobes (log Kow > 5). Enfin, cet outil est économique et simple à

manipuler.

IV- C- 2- e- iii- Limites de l’outil

Les taux d’échantillonnage des Chemcatchers®

sont très faibles en comparaison de

ceux des SPMD (tableau 12) (Vrana et al., 2006 a) et cela même en présence du n-octanol

ajouté.

IV- C- 2- f- Les membranes polymériques

Suite aux faibles taux d’échantillonnage de certains échantillonneurs passifs pour les

composés hydrophobes tels que les MESCO et les Chemcatchers®

, et aux problèmes

analytiques rencontrés avec les SPMD, les recherches se sont orientées vers des

échantillonneurs monophasiques constitués uniquement par des membranes polymériques

(sans phase réceptrice solide ou lipidique), tels que les gommes de silicone, le polyéthylène

basse densité (LDPE), le polyoxyméthylène… Ces outils ont montré à travers plusieurs études

une affinité similaire à celle des SPMD vis-à-vis des composés hydrophobes (Booij et al.,


97

1998; Allan et al., 2009). Les matériaux choisis pour ces outils sont sélectionnés en fonction

de leur résistance mécanique, de façon à avoir les taux d’échantillonnage les plus élevés

possibles et les quantités d’interférents dans le polymère les plus faibles (Rusina et al., 2007).

D’autres paramètres sont aussi pris en compte tels que la susceptibilité au « biofouling », la

contamination de la surface des membranes par des particules et la biodégradabilité du

polymère lui-même avec le temps. Les membranes polymériques sont de construction simple,

ont un faible prix et peuvent être réutilisées (Rusina, 2009). L’incertitude sur les

concentrations dans l’eau estimées à partir de ces outils est plus faible que celle engendrée par

les SPMD, probablement suite à une détermination plus précise des coefficients de partage

échantillonneur-eau (Allan et al., 2009). Les deux types de membranes polymériques les plus

utilisées pour les composés hydrophobes sont les membranes en polyéthylène basse densité et

les gommes de silicone.

IV- C- 2- f- i- Les membranes en polyéthylène basse

densité : « LDPE »

IV- C- 2- f- i- α- Principe et description

Parmis les outils d’échantillonnage passif, les membranes en polyéthylène basse

densité (LDPE) ont montré une capacité de rétention des composés organiques hydrophobes

(Gale, 1998; Carls et al., 2004; Cornelissen et al., 2008). Leurs premières utilisations en tant

qu’échantillonneurs passifs et non en tant que membranes dans un outil ont été reportées en

1998 (Booij et al., 1998). Ces membranes peuvent avoir des épaisseurs variables et peuvent

être découpées en plusieurs dimensions. En fonction de leur masse et de la durée de leur

exposition dans le milieu, les membranes LDPE peuvent être exploitées dans le régime

d’accumulation linéaire ou à l’équilibre. L’équilibre peut être atteint en quelques jours ou

semaines en fonction des conditions environnementales. Les concentrations dans l’eau sont

alors calculées à partir des coefficients de partage membrane-eau (KPEW), qui ont été

modélisés par exemple par Adams et al. (2007) selon la formule suivante :

avec R2 = 0,89 (24)


98

IV- C- 2- f- i- β- Intérêts de l’outil

L’absence de lipides (en comparaison avec les SPMD) n’affecte pas la capacité des

membranes LDPE à accumuler les composés organiques hydrophobes (Anderson et al.,

2008). Les concentrations en contaminants dans les membranes LDPE sont statistiquement

comparables à celles dans les SPMD pour la majorité des composés (PCB, p,p’-DDT) et

aucune différence significative n’a été observée pour les HAP dans les deux outils (Anderson

et al., 2008) que ce soit dans des expérimentations en laboratoire ou dans le milieu

environnemental (Booij et al., 1998). Les taux d’échantillonnage des membranes LDPE sont

élevés (tableau 12) et leur confèrent une très grande sensibilité : pour 1 g de membrane LDPE,

la limite de détection est de 10 pg.L-1

(Anderson et al., 2008). La ligne de base

chromatographique plus « faible » avec ces outils qu’avec les SPMD accentue davantage leur

sensibilité, qui peut aussi être améliorée en augmentant leurs dimensions. Au niveau

quantitatif, l’approche PRC dans les membranes LDPE a été appliquée avec succès permettant

d’estimer les concentrations des contaminants dans l’eau à partir de la quantité de

contaminants accumulés dans ces outils (Anderson et al., 2008). Les membranes LDPE

combinent les avantages des SPMD et de la SPME (Adams et al., 2007): elles donnent accès à

la fraction « libre » dissoute des contaminants puisque les cavités du polymère (9-10 Å)

résistent à la diffusion des molécules associées aux particules et aux matières colloïdales

(Huckins, 2006) ; elles sont mécaniquement plus robustes que les SPMD et les fibres SPME

(de Fatima Alpendurada, 2000) ; et leur sensibilité est supérieure à celle de la technique

SPME qui offre une faible quantité de polymère adsorbant.

IV- C- 2- f- i- γ- Limites de l’outil

L’exploitation des membranes LDPE dans le régime d’accumulation linéaire est

réduite car l’atteinte de l’équilibre est rapide (Gale, 1998). Un autre inconvénient concerne la

répétabilité de l’outil puisque des variations des taux d’échantillonnage des molécules de log

Kow élevés ont été observées dans certaines études (Anderson et al., 2008).


99

IV- C- 2- f- ii- Gommes de silicone ou « Silicone

Rubbers » (SR)

IV- C- 2- f- ii- α- Principe et description

Les gommes silicones connues sous le nom de « Silicone Rubbers » regroupent une

multitude de matériaux qui se différencient par la nature des groupements fonctionnels greffés

sur des unités de siloxanes. Parmi eux figure le polydimétylsiloxane (Rusina, 2009). Le

processus d’accumulation des contaminants dans ces polymères est dû à la différence de

l’activité chimique des analytes dans l’eau et l’échantillonneur initialement exempt des

analytes en question (Vrana et al., 2005 a). De même que pour les membranes LDPE, les

gommes de silicone peuvent être exploitées dans le régime d’accumulation linéaire ou à

l’équilibre en fonction de leur masse et de leur durée d’exposition dans le milieu (Allan et al.,

2010). Les coefficients de partage membrane-eau (Kmw) pour le PDMS sont calculés selon

l’équation suivante :

(Doong et Chang, 2000) (25)

IV- C- 2- f- ii- β- Intérêts de l’outil

Pour des rapports aire d’échantillonneur/volume d’échantillonneur identiques entre les

membranes LDPE et les gommes de silicone, ces dernières offrent une meilleure sensibilité

pour les HAP. En effet, les coefficients de diffusion de ces contaminants dans les gommes de

silicone sont supérieurs à ceux dans les membranes en LDPE, entraînant une réduction de la

résistance au transfert de masse et de meilleurs taux d’échantillonnage (Allan et al., 2009;

Rusina, 2009). Ces derniers varient entre 0,7 et 25,6 L.j-1

en fonction des conditions

environnementales (tableau 12) (Rusina, 2009) et peuvent atteindre 63 L.j-1

sous forte

agitation (Bauer, 2008). En comparaison avec des outils biphasiques classiques comme le

MESCO utilisant la même nature de polymère (polydiméthylsiloxane), les gommes de

silicone offrent un volume d’échantillonnage plus important permettant ainsi une meilleure

sensibilité, un échantillonnage intégratif pendant des périodes plus longues et une intégration

conséquente des évènements épisodiques qui peuvent avoir lieu pendant l’exposition.


100

L’utilisation du polydiméthylsiloxane comme phase réceptrice représente une approche

prometteuse pour élargir la gamme des polluants organiques échantillonnés (Bauer, 2008) en

comparaison avec les membranes LDPE qui sont sélectives pour les composés apolaires.

IV- C- 2- f- ii- γ- Limites de l’outil

L’exploitation des gommes de silicone dans le régime d’accumulation linéaire est

limitée à cause de la rapide atteinte de l’équilibre (durée encore plus faible que celle des

membranes LDPE au vu des plus faibles coefficients de partage échantillonneur-eau, à

rapports aire d’échantillonneur/volume d’échantillonneur identiques et dans les mêmes

conditions d’exposition) (Rusina, 2009).

Analytiquement, les gommes de silicone contiennent plus d’interférents que les

membranes LDPE, et une purification est souhaitable. Cependant, la technique de purification

adoptée pour ce type de polymère (la SPE sur C18) (Rusina, 2009) est moins laborieuse et

moins consommatrice de solvants que les techniques de purification des SPMD rapportées

dans la littérature comme la perméation sur gel (Petty et al., 2000).

IV- C- 3- Echantillonnage des composés polaires dans les systèmes

aquatiques : le POCIS

Les échantillonneurs passifs exposés dans la partie IV- C- 2 pour l’échantillonnage des

hydrocarbures dans les systèmes aquatiques représentent les principaux outils développés et

optimisés au cours des dernières décennies pour l’échantillonnage des polluants et la

surveillance de la qualité chimique des eaux. Cependant, il subsiste un outil très répandu pour

l’échantillonnage des composés polaires développé par Alvarez et al. (2004), et appliqué pour

l’échantillonnage des pesticides (Mazzella et al., 2007), des susbtances pharmaceutiques

(Togola et Budzinski, 2007), des stéroïdes (Arditsoglou et Voutsa, 2008)… Son application

s’est avérée non adaptée pour l’échantillonnage des composés de log Kow > 4 tels les HAP

(Harman et al., 2011). Néanmoins, une description rapide de son principe est détaillée ci-

dessous puisque l’un des objectifs des travaux de cette thèse est basé sur le développement et

l’optimisation de cet outil pour l’échantillonnage des composés hydrophobes dans les

systèmes aquatiques.


101

IV- C- 3- a- Description et principe

Le POCIS consiste en un milieu de séquestration solide placé entre deux membranes

microporeuses en polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de pores et jointes par deux

supports métalliques (figure 11). Cet outil existe sous deux configurations : la configuration

« pharmaceutique » avec un adsorbant solide de type OASIS-HLB (copolymère de

divinylbenzène et de N-vinylpyrrolidone) et la configuration générique qui contient un

mélange de 3 adsorbants : ENV (copolymère hydroxylé de polystyrène-divinylbenzène),

polystyrène divinylbenzène et Ambersorb 1500 (préparé par pyrolyse d’une résine

échangeuse d’ions sulfonée de styrène/divinylbenzène). Le transfert des analytes à travers les

membranes poreuses du POCIS constitue un mécanisme biphasique, basé sur leur transport à

travers les pores remplis d’eau et la matrice membranaire (Alvarez et al., 2004).

Figure 11: Représentation schématique d’un POCIS (d’après Kot-Wasik et al., 2007).

IV- C- 3- b- Intérêts de l’outil

Plusieurs études ont montré la performance des POCIS pour le suivi des composés

polaires à l’état de traces dans les eaux de surface et les eaux des stations d’épuration (Petty et

al., 2004; Mills et al., 2007; Zhang et al., 2008). De plus, les premières applications des PRC

avec ce type d’outil sont très prometteuses (Mazzella et al., 2010). Analytiquement, les

POCIS sont des outils faciles à extraire, qui ne nécessitent pas de purification préalable à


102

l’analyse chromatographique et requièrent un faible volume de solvants organiques pour leur

extraction (en comparaison aux SPMD par exemple).

IV- C- 3- c- Limites de l’outil

Le domaine d’utilisation des POCIS ne s’étend pas au-delà de log Kow > 4, et par

conséquent ils ne sont pas adaptés pour l’échantillonnage des hydrocarbures. Ce fait est

probablement intimement lié à la nature hydrophile de la membrane en polyéthersulfone

utilisée.

IV- D- Comparaison d’outils pour l’échantillonnage des hydrocarbures

Devant le grand panel d’échantillonneurs passifs pour les hydrocarbures, le choix de

l’outil adéquat pour le suivi environnemental repose sur plusieurs critères, dont le premier est

son aspect intégratif. Cependant, les conditions du milieu influencent le temps nécessaire pour

atteindre la moitié de la capacité maximale de l’échantillonneur pour une molécule donnée

(t1/2), par conséquent il est indispensable de se baser sur des calibrations préalables dans des

conditions proches de celles de l’exposition, ou sur des données de la littérature pour déployer

les outils pendant des périodes ne dépassant pas le t1/2 des molécules ciblées. En effet, cette

condition est indispensable pour que l’accumulation dans l’outil reste linéaire tout au long de

l’exposition, réduisant l’incertitude sur l’aspect quantitatif. Il est possible que pour une

période donnée, quelques molécules soient encore dans le domaine intégratif alors que

d’autres ont déjà atteint l’équilibre. C’est le cas par exemple des SPMD et des gommes de

silicone qui atteignent l’équilibre pour les composés de hauts poids moléculaires de

log Kow > 5-5,2 après une longue période (51 jours d’exposition dans une rivière) ce qui n’est

pas le cas des composés légers qui atteignent l’équilibre au bout de quelques jours (Allan et

al., 2010). Si l’outil atteint l’équilibre, une connaissance des coefficients de partage

échantillonneur-eau est indispensable pour estimer la concentration dans l’eau, qui ne sera pas

alors une concentration moyennée, mais plutôt une concentration reflétant la contamination au

cours de la période finale de l’exposition de l’outil. Une étude menée par Booij et Smedes,

(2010) rassemble les formules modélisant le coefficient de partage des composés en fonction

de leur coefficient de partage octanol-eau (log Kow) ou en fonction de leurs masses


103

moléculaires (MM) dans différents outils. Les coefficients de partage échantillonneur-eau

obtenus par application de ces formules sont présentés tableau 12.

Même exploités dans leur régime intégratif, l’aspect quantitatif des échantillonneurs nécessite

l’utilisation des taux d’échantillonnage in-situ, d’où l’utilité de choisir des outils contenant

des PRC afin de garantir la fiabilité de l’estimation des concentrations moyennées dans l’eau.

L’application des PRC a montré son efficacité dans tous les outils d’échantillonnage des

hydrocarbures (à l’exception de la nd-SPME et du dosimètre céramique qui n’ont pas besoin

de calibration et qui sont très peu influencés par les conditions hydrodynamiques).

Tableau 12: Coefficients de partage échantillonneurs passifs - eau (log Ksw).

Composés SR (Altec) PDMS LDPE SPMD Chemcatcher®

Naphtalène 3,10 2,21 2,98 3,41 2,93

Acénaphtylène 3,63 2,92 3,68 4,16 3,85

Acénaphtène 3,59 2,77 3,53 4,00 3,65

Fluorène 3,88 3,06 3,82 4,28 4,03

Phénanthrène 4,12 3,49 4,24 4,64 4,59

Anthracène 4,12 3,45 4,21 4,62 4,55

Fluoranthène 4,62 4,14 4,89 5,10 5,44

Pyrène 4,62 4,10 4,85 5,07 5,39

Benz(a)anthracène 5,15 4,56 5,30 5,32 5,98

Chrysène 5,15 4,87 5,62 5,46 6,40

Triphénylène 5,15 4,39 5,13 5,23 5,76

Benzo(b)fluoranthène 5,64 5,10 5,84 5,53 6,69

Benzo(j)fluoranthène 5,64 5,10 5,84 5,53 6,69

Benzo(k)fluoranthène 5,64 5,86 6,59 5,70 7,68

Benzo(e)pyrène 5,64 5,44 6,17 5,63 7,13

Benzo(a)pyrène 5,64 5,50 6,24 5,64 7,21

Pérylène 5,64 4,23 4,98 5,15 5,55

Indéno(1,2,3-cd)pyrène 6,18 5,50 6,24 5,64 7,21

Benzo(g,h,i)pérylène 6,18 6,14 6,87 5,71 8,04

Dibenz(a,h)anthracène 6,13 5,58 6,32 5,66 7,32

Ces coefficients sont obtenus en appliquant les formules modélisées rassemblées par Booij et Smedes, (2010) et

qui correspondent à: log Ksw = 1,06 log Kow - 1,39 (PDMS) ; log Ksw = 0,0205 MM+ 0,47 (Silicone Altec) ; log

Ksw = 1,382 log Kow - 1,77 (Chemcatchers®

) ; log Ksw = 1,05 log Kow - 0,59 (LDPE) ; et log Ksw = - 0,1618 (log

Kow)2 + 2,321 log Kow - 2,61(SPMD).

Le deuxième critère de choix d’un échantillonneur pour les hydrocarbures est la

sensibilité requise pour ces composés. En effet, les hydrocarbures se trouvant à l’état de traces

dans la phase dissoute requièrent des outils permettant une très grande capacité de pré-

concentration. Même si tous les outils d’échantillonnage déjà décrits offrent cet avantage, ils

le font à des degrés plus ou moins élevés. Les SPMD et les membranes polymériques sont les


104

outils qui montrent les quantités accumulées les plus élevées et par conséquent possèdent la

meilleure sensibilité pour ce type de molécules (tableau 13). Cependant, dans les milieux où

le renouvellement d’eau est très faible, les taux d’échantillonnage élevés ne sont plus un atout

puisqu’ils conduisent à la diminution des concentrations des contaminants sur le site et par

conséquent à une mauvaise estimation des concentrations moyennées dans l’eau. Dans ce cas,

des outils comme les dosimètres céramiques et les MESCO semblent être le choix le plus

judicieux, quitte à augmenter la durée d’exposition pour atteindre les sensibilités requises.

Le troisième critère de choix repose sur la méthodologie analytique appliquée pour

l’extraction des contaminants échantillonnés dans ces outils. Malgré leur sensibilité, le choix

des SPMD doit se faire au dépens de la simplicité du protocole de leur extraction, d’où

l’avantage des membranes polymériques qui offrent une sensibilité équivalente (ou même

supérieure car leurs dimensions sont modulables) tout en évitant les inconvénients associés à

l’extraction des SPMD.

Plusieurs autres paramètres influencent le choix de l’outil : dans des campagnes de

surveillance de la qualité environnementale, un choix d’échantillonneurs polyvalents

s’impose. Ainsi, choisir des versions modulables telles que les Chemcatchers®

, ou des outils

échantillonnant une grande gamme de composés (hydrocarbures mais aussi composés plus

polaires) comme la nd-SPME, les gommes de silicone et le dosimètre céramique semble être

la solution idéale pour la réduction du prix du matériel et de l’espace nécessaire pour le

déploiement dans le milieu. Enfin, le prix des outils ainsi que la possibilité de leur

réutilisation incitent à l’utilisation des échantillonneurs passifs monophasiques tels que les

gommes de silicone et les membranes en polyéthylène basse densité, et ce d’autant plus qu’ils

ont montré de grandes capacités d’accumulation. Tous ces critères sont résumés dans le

tableau 14.

Des études environnementales ont été menées pour comparer les concentrations en

HAP estimées dans l’eau à partir de différents types d’échantillonneurs passifs disponibles

(Allan et al., 2009; Allan et al., 2010). Les résultats observés sont caractérisés par une

variabilité proche d’un facteur 2, ouvrant la piste pour des études supplémentaires de

compréhension et de réduction des écarts observés.


105

Tableau 13: Taux d’échantillonnage des HAP obtenus par différents outils d’échantillonnage passif.

Référence (Huckins et al., 1999) (Gourlay-Francé

et al., 2008)

(Anderson et al.,

2008) (Rusina, 2009) (Vrana et al., 2001) (Vrana et al., 2006 b) (Vrana et al., 2006 a)

Type d’échantillonneurs SPMD (sans PRC) SPMD (avec

PRC)

LDPE (avec

PRC) SR (avec PRC)

MESCO : PDMS +

membrane cellulose

regénérée + 3mL eau (sans PRC)

MESCO : PDMS + membrane cellulose regénérée + 3mL eau

(avec PRC)

Chemcatchers (C18 Empore + membranes LDPE + n-

octanol) (avec PRC)

Taux d’échantillonnage Rs (L.j-1)

Composés Conditions Conditions Conditions conditions conditions conditions conditions

Calibration laboratoire-

C nominale : 1-100

ng.L-1

Débit d’eau : 6L.h-1 Vélocité : 0,004 cm.s-1

Agitation : toutes les 10

min Exposition : 21 jours

n = 3 à T0, 4, 7, 14 et

21 jours

Calibration in-

situ

6 jours dans des eaux usées

n = 17

Calibration in-

situ (rivière)

21 jours T = 22 °C

n = 13

Calibration

laboratoire

T = 18 ± 2 °C Vélocité de

l’eau = 0,14

cm.s-1 63 jours

n = 12

Calibration laboratoire

T = 30 ± 2 °C

Vélocité de l’eau = 9 cm.s-1

93 jours

n = 22


Vélocité de l’eau = 0,6 cm.s-1

7 jours

C nominale : 20 ng.L-1


jusqu’à 10 jours

T = 19 °C C nominale : 20 ng.L-1

Vélocités différentes

Calibration laboratoire : C nominale 100 ng.L-1

Débit d’eau : 2 L.h-1

14 jours T : 6, 11 et 18 °C

Vitesse de rotation : 0, 40 et 70

rpm

10 °C 18 °C 26 °C 19 °C

0-166 h

N = 16

14 °C 0-165 h

N = 12

8 cm

min-1

0-233 h N = 15

35 cm

min-1

0-163 N = 16

68 cm

min-1

0-168 h N = 12

*moyenne des résultats pour les différentes températures et

vitesses de rotation

Naphtalène 1,9 0,9a 0,5a - 13,9 - 16,6 - - - - -

Acénaphtylène 2,3 1,4 1,7 - 24,5 0,9 15,2 0,012 0,017 0,005 0,015 0,015

Acénaphtène 2,7 2,3 2,4 - 26,1 0,7 12,4 0,007 0,006 0,008 0,013 0,016 *0,162±0,106

Fluorène 3,0 1,7 2,8 22 29,5 1,1 14,6 0,009 0,012 0,01 0,016 0,016 *0,272±0,177

Phénanthrène 3,8 3,6 5,0 23 35,8 1,5 15,5 0,008 0,006 0,011 0,018 0,024 *0,394±0,281

Anthracène 2,9 3,6 4,6 23 35,4 1,5 12,7 0,011 0,013 0,013 - 0,024 *0,295±0,200

Fluoranthène 3,6b 4,5b 6,8 27 40,0 1,9 15,3 0,009 0,005 0,008 0,017 0,007 *0,484±0,495

Pyrène 4,5 5,2 7,6 26 40,0 2,0 14,2 0,012 0,006 0,008 0,009 0,006 *0,419±0,464

Benz(a)anthracène 3,2 3,2 4,7 23 35,9 1,5 9,4 0,014 0,005 0,007 - 0,008 *0,193±0,208

Chrysène 3,7 4,8 7,6 25 35,3 1,7 12,6 0,015 0,005 0,002 0,015 0,005 *0,206±0,203

Benzo(b)fluoranthène 2,8 3,0 3,3 24 36,5 1,8c 11,1 0,011 0,006 0,005 - 0,007 *0,112±0,135

Benzo(k)fluoranthène 2,9 3,9 5,5 21 34,2 - - 0,012 0,005 0,005 - 0,007 *0,048±0,041

Benzo(a)pyrène 3,2 3,7 5,4 20 33,7 - 9,2 0,009 0,007 0,011 - 0,011 *0,044±0,042

Indéno(1,2,3-cd)pyrène 3,0 3,8 4,7 18 20,2 1,1 6,1 0,007 - 0,007 - 0,006 0,038 (70 rpm , 11°C)

Benzo(g,h,i)pérylène 1,8 1,9 2,4 14 27,3 1,3 9,1 0,006 - 0,006 - 0,006 *0,029±0,018

Dibenz(a,h)anthracène 2,0 3,0 3,4 16 - 0,9 6,3 - - 0,004 - 0,004 *0,033±0,028

a: au-delà du domaine linéaire, b: n = 2, c : somme du benzo(b)fluoranthène et du benzo(k)fluoranthène.


106

Tableau 14: Quelques caractéristiques des principaux échantillonneurs passifs utilisés pour les contaminants organiques dans les systèmes aquatiques.

SPMD MESCO nd-SPME Dosimètre céramique Chemcatchers® Gomme de silicone LDPE POCIS

Domaine d’application Log Kow ≥ 3

variable en fonction

de la nature de l’adsorbant







composés

hydrophobes

composés

hydrophobes log Kow < 3

Régime d’accumulation intégratif intégratif équilibre intégratif intégratif intégratif (peut être

exploité à l’équilibre)

intégratif (peut être

exploité à l'équilibre intégratif

Economie prix élevé

faible prix en utilisant

des barreaux en

silicone

peu coûteuse prix moyen prix moyen faible prix faible prix prix moyen

Utilisation multiple non oui oui oui non oui oui non

Durée d’exposition

(variable en fonction des

conditions hydrodynamiques)

1-4 semaines 2 semaines quelques heures à

quelques mois jusqu’à 1 an

1-10 semaines en fonction de la

température et de

l’hydrodynamisme. La majorité des

études : 14-30 jours

2 semaines-1 mois 2 semaines-1 mois jusqu’à 2 mois

Extraction (temps,

consommation de solvant…)

consommation

importante de

solvant

sans solvant sans solvant faible consommation

de solvant faible consommation




de solvant

temps d’extraction

longs

analyse directe sans

extraction préalable


courts


courts


courts


moyen


moyen


courts

possibilité

d'extraction avec un solvant permettant

ainsi la réinjection de

l’échantillon

extraction facile extraction facile extraction facile extraction facile extraction facile extraction facile

Purification nécessaire oui non non non non oui non non

Taux d’échantillonnage très importants :

dizaine de L.j-1 faibles - faibles faibles

très importants :

dizaine de L.j-1, ou

faibles à faible

agitation

très importants :

dizaine de L.j-1

très faibles et très

variables pour les

HAP

Sensibilité très bonne

sensibilité pg.L-1

bonne sensibilité :

pg.L-1 pour 20 jours

d’exposition

LOD : ng.L-1, mais

moins sensible que

les SPMD

faible sensibilité-

LOD : 0,1-0,3 µg.L-1 pour 12 mois

d’exposition

LOD : 0,03-25,2 ng.L-1

très bonne sensibilité pg.L-1

très bonne sensibilité : pg.L-1

bonne sensibilité : ng.L-1


107

SPMD MESCO nd-SPME Dosimètre céramique Chemcatchers® Gomme de silicone LDPE POCIS

PRC : correction RS in-situ

oui oui non non oui oui oui oui

Suivi quantitatif/qualitatif qualitatif -

quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif - quantitatif qualitatif-quantitatif

Autres avantages

(couplage bioessais…)

outil miniaturisé technique de

préconcentration et

extraction

calibration non

nécessaire

faible incertitude sur les concentrations

estimées dans l’eau.

faible incertitude sur les concentrations

estimées dans l’eau.

extraction qui ne

réduit pas la concentration des

contaminants dans un

milieu

très faible

dépendance des

conditions hydrodynamiques

couplage possible aux

bioessais robuste robuste

couplage possible aux bioessais

couplage aux

bioessais si l’extraction se fait par

un solvant

robuste

la masse de silicone peut être augmentée

pour améliorer

davantage la sensibilité

la masse du polyéthylène peut être

augmentée pour

améliorer davantage la sensibilité

adapté pour des

suivis à longs termes

Autres inconvénients

possède une

membrane en

cellulose dégradable

temps d’exposition

long pour atteindre de

bonnes LOD

interférences et

"bleeding" du barreau

PDMS pendant la thermodésorption


108

IV- E- Couplage échantillonnage passif/échantillonnage biologique/

échantillonnage ponctuel : intérêts et limites

De nos jours, l’échantillonnage biologique est souvent couplé à des outils

d’échantillonnage passif, principalement les SPMD (Utvik et Johnsen, 1999), mais aussi à

d’autres types d’échantillonneurs tels que les gommes de silicone (O’Hara, 2009) et les

Chemcatchers®

(El-Shenawy et al., 2010). L’utilisation des outils d’échantillonnage passif,

notamment les SPMD, pallie le problème d’incertitude dans les concentrations dans l’eau

estimées avec les organismes biologiques. En effet, avec de tels outils, le taux

d’échantillonnage influencé par des variables environnementales telles que la température, les

conditions hydrodynamiques… est corrigé in-situ par l’utilisation de composés références de

performance, à l’opposé des organismes biologiques qui ont des facteurs de bioaccumulation

variables. De même, les échantillonneurs passifs sont de meilleurs outils pour mesurer la

biodisponibilité que les moules elles-mêmes par exemple puisqu’ils ne métabolisent pas les

polluants, leur concentration initiale en contaminants est négligeable, ils peuvent être

déployés dans toutes les salinités et leurs accumulations peuvent être plus facilement

comparées à celles d’autres études. Les échantillonneurs passifs sont aussi des outils de choix

pour les comparaisons annuelles et spatiales ainsi que pour le suivi des variations spatio-

temporelles (Harman et al., 2011).

Cependant, les échantillonneurs passifs ne miment pas tous les processus biologiques

comme la dépuration et la métabolisation qui augmentent ou diminuent le risque des

contaminants sur le vivant et n’échantillonnent que la fraction « libre » dissoute des

contaminants alors que les organismes biologiques peuvent être aussi exposés à la phase

particulaire. Ainsi, un déploiement simultané d’échantillonneurs biologiques et passifs semble

être la meilleure solution pour évaluer le risque et les concentrations des polluants dans le

milieu, et établir des liens possibles concentrations-risques (Booij et al., 2006; Bayen et al.,

2009). Néanmoins, ni l’échantillonnage passif ni l’échantillonnage biologique ne peuvent

indiquer les jours où les pics de contamination épisodiques ou au contraire les diminutions

dans les concentrations d’un milieu ont lieu. Pour cette raison, la majorité des études de suivi

environnemental couplent les techniques d’échantillonnage passif/biologique à

l’échantillonnage ponctuel.

Objectifs de thèse

109

Objectifs de thèse

Les travaux de recherche conduits dans le cadre de cette thèse sont axés sur le

développement méthodologique de l’analyse des hydrocarbures volatils pétroliers dans

différentes matrices et le développement méthodologique de l’échantillonnage des HAP dans

la phase dissoute. Ces développements ont été conduits, validés et appliqués dans trois

systèmes de complexité croissante : le laboratoire, le milieu à conditions semi-contrôlées plus

connu sous les termes « pilote » et « mésocosme », et le milieu environnemental lui-même. Le

but étant de caractériser les hydrocarbures dans les différents compartiments du système

aquatique, avec un intérêt particulier porté à la phase dissoute en raison de son importance

primordiale comme vecteur de contamination entre les sources et les réceptacles.

Dans un premier temps, ces travaux sont axés sur le développement, l’optimisation et

la validation d’une méthodologie ou procédure analytique pour l’analyse des hydrocarbures

pétroliers volatils saturés et aromatiques dans la phase dissoute, dans les « WAFs » et dans la

phase sédimentaire. Les composés sélectionnés pour cette étude sont représentatifs des blocs

de deux coupes pétrolières : l’essence et le kérosène. L’objectif étant la mise au point d’une

méthode de « screening » rapide, qui peut être appliquée en routine et à grande échelle,

quantitative et fiable pour caractériser les rejets industriels en ces contaminants. Elle doit

aussi permettre de déterminer la présence d’une contamination pétrolière dans le milieu

naturel afin d’évaluer le risque auquel ce dernier est exposé suite à des décharges telluriques

ou autres. La méthodologie ainsi développée (la microextraction sur phase solide ou SPME) a

servi à caractériser les hydrocarbures dans les différents compartiments de systèmes pilotes

contaminés artificiellement (systèmes connus sous le nom de « Rivières Pilotes » du groupe

TOTAL Petrochemicals, France), et simulant une contamination d’un milieu naturel par des

effluents industriels pétroliers (publication n° 1).

Dans un second temps, des travaux ont été conduits pour le développement d’un

nouvel outil d’échantillonnage passif pour les HAP. Ce travail vise à répondre aux limites des

outils les plus fréquemment utilisés pour l’échantillonnage des HAP qui sont les SPMD. En

effet, ces dernières n’échantillonnent pas de façon intégrative les HAP de faibles poids

Objectifs de thèse

110

moléculaires comme le montrent les déploiements environnementaux de ces présents travaux

de thèse (publications n° 4 et 5) ainsi que certaines études bibliographiques (Louch et al.,

2003 ; Gourlay et al., 2008). De plus ces outils nécessitent beaucoup de temps et de solvant

pour leur extraction et requièrent une étape de purification avant l’analyse

chromatographique. L’objectif était de trouver un échantillonneur qui pallie ces problèmes.

Ainsi, de nouveaux outils ont été développés en laboratoire (publication n° 2) et évalués pour

l’échantillonnage de 20 HAP. La configuration initiale de ces outis est celle du POCIS, choisi

pour sa facilité d’extraction, sa faible consommation de solvant et la possibilité de ne pas faire

de purification avant l’analyse chromatographique. Plusieurs versions adaptées de POCIS ont

été conçues et désignées sous le terme POCIS-« like » (publication n° 2). Elles ont été

appliquées et validées en conditions semi-contrôlées dans le cadre du projet EMESTOX afin

d’évaluer leurs capacités et leurs limites pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes,

dans des conditions d’exposition variées telles des contaminations continues, discontinues et

accidentelles (publication n° 3). La dernière étape a consisté en leur application

environnementale et leur comparaison aux SPMD (publication n° 6). In fine l’objectif était de

trouver un échantillonneur le plus universel possible dont le domaine d’application est assez

large et qui pourrait être utilisé en routine dans des programmes de surveillance de la qualité

chimique de l’eau.

Dans un troisième temps, la caractérisation des HAP de deux écosystèmes aquatiques

français a été menée : le bassin d’Arcachon et l’estuaire de la Gironde. La publication n° 4 a

fait l’objet d’une approche multi-compartiments afin d’étudier la présence et la distribution

des HAP dans la phase dissoute, particulaire, sédimentaire et dans les huîtres « cultivées » du

bassin d’Arcachon. Un « focus » sur la phase dissoute a été effectué dans le but d’évaluer la

concordance des concentrations estimées dans l’eau à partir d’outils d’échantillonnage passifs

largement utilisés tels que les gommes de silicone et les SPMD avec les concentrations en

HAP obtenues par échantillonnage ponctuel et mesurées par microextraction sur phase solide.

Une étude de la capacité des échantillonneurs passifs à évaluer la biodisponibilité des

contaminants et à mimer l’exposition des organismes a aussi été menée en procédant à un

déploiement simultané des échantillonneurs passifs et des huîtres. La publication n° 5 expose

un suivi spatio-temporel de la teneur en HAP dans la phase dissoute de l’estuaire de la

Gironde en appliquant la SPME. Un couplage de l’échantillonnage ponctuel avec

Objectifs de thèse

111

l’échantillonnage passif a aussi été réalisé dans ce milieu à très forte charge en matières

particulaires et organiques.

112

113

Chapitre II :

Matériels et Méthodes

Ce chapitre expose les moyens mis en œuvre dans ces travaux de thèse pour l’étude des

hydrocarbures dans les systèmes aquatiques. Ils sont basés sur le développement

méthodologique pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils dans les différents

compartiments du système aquatique ainsi que le développement méthodologique pour

l’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase dissoute. La

première partie expose les développements effectués au sein du laboratoire ; la seconde décrit

les développements, la validation et l’application des méthodologies dans des systèmes pilotes

en conditions semi-contrôlées (mésocosmes) ; la troisième présente l’application in-situ des

méthodologies d’échantillonnage pour la caractérisation des hydrocarbures aromatiques

polycycliques dans l’environnement.

114

Chapitre II : Matériel et Méthodes

115


I- Choix des molécules cibles

Les hydrocarbures aromatiques polycycliques qui ont fait l’objet de ces travaux de

thèse ont été sélectionnés pour leur représentativité en termes de modes d’action, de

persistance et de potentiels toxiques pour l’environnement. Ils comportent les 16 HAP classés

prioritaires par l’agence de protection de l’environnement des Etats-Unis, et quelques autres

molécules telles que le benzo(e)pyrène, le pérylène et deux molécules soufrées (le

dibenzothiophène et le benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène). Leurs structures et propriétés

physico-chimiques sont présentées dans la partie synthèse bibliographique (sections I-B-4 et

II-A).

En ce qui concerne les hydrocarbures volatils saturés et aromatiques, ils ont été

sélectionnés en partie en fonction de leurs potentiels toxiques mais principalement en fonction

de leurs abondances et de leur représentativité dans les blocs des coupes pétrolières utilisées

dans le cadre de cette thèse (se référer à la section I-B-1 du chapitre I pour la définition des

blocs) : l’essence et le kérosène (section IV-1). Les propriétés physico-chimiques de ces

molécules sont présentées dans la partie synthèse bibliographique (section I-B-4).

II- Matériel

La pureté, les caractéristiques, la marque et le fournisseur de tous les solvants,

composés étalons, échantillonneurs passifs et tout le matériel utilisé lors des protocoles

d’extraction des différentes matrices figurent dans la partie matériel et méthode des six

publications. Il est cependant important de signaler que le matériel est « nettoyé » avant

utilisation afin d’éliminer les traces de HAP qu’il peut contenir. Les filtres utilisés pour la

filtration des échantillons d’eau sont calcinés à 450 °C pendant 6 heures. Les membranes

utilisées pour les POCIS et versions adaptées de POCIS sont nettoyées par immersion dans du

méthanol pendant 15 minutes, le solvant est par la suite jetté et remplacé par du méthanol


116

propre (processus répété trois fois) et les membranes sont ensuite séchées durant 2 h dans une

étuve à 50 °C. La phase réceptrice des POCIS est nettoyée par immersion dans du

dichlorométhane pendant 15 minutes, le solvant est par la suite jetté et remplacé par du

dichlorométhane propre (processus répété trois fois) et la phase « propre » est séchée sous

vide et puis sous hotte pendant quelques heures. Les phases alumine et silice utilisées pour la

purification des extraits organiques sont nettoyées aux ultrasons par immersion dans du

dichlorométhane pendant 30 minutes, le solvant est renouvelé et le processus est répété 3 fois,

les phases sont par la suite séchées sous vide et puis sous hotte pendant quelques heures. Les

frittés utilisés pour l’extraction des POCIS sont nettoyés par immersion dans du méthanol

pendant 15 minutes, le solvant est par la suite jetté et remplacé par du méthanol propre

(processus répété trois fois) et les frittés sont par la suite séchés sous hotte pour quelques

heures. Enfin les gommes de silicone sont nettoyées par dialyse dans l’éthylacétate pendant

24 h puis dans le méthanol pendant une semaine (en changeant le solvant 2 fois durant cette

période) afin d’éliminer les oligomères du polymère de silicone en même temps que

l’élimination des traces de HAP. Toute la verrerie utilisée est dédiée en fonction du niveau de

contamination attendu dans les matrices, nettoyée au détergent ainsi qu’à l’acide acétique et

calcinée avant usage à 450 °C pendant 6 heures.

III- Développement en laboratoire

Les développements menés au sein du laboratoire sont regroupés en deux axes : le

premier étant le développement méthodologique pour l’extraction et l’analyse des

hydrocarbures volatils (aromatiques et saturés) dans la phase dissoute et la phase

sédimentaire ; et le second étant le développement méthodologique pour l’échantillonnage des

HAP dans la phase dissoute.


117

III- A- Développement méthodologique pour l’extraction et l’analyse des

hydrocarbures volatils (aromatiques et saturés)

III- A- 1- Extraction de la phase dissoute : la microextraction sur phase

solide en mode espace de tête ou « headspace »

L’extraction des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés se fait par

microextraction sur phase solide en mode espace de tête (HS-SPME). Pour ce, 10 mL

d’échantillon d’eau sont placés dans un flacon SPME de 22 mL, auxquels une solution

d’étalons internes dans le méthanol est ajoutée gravimétriquement. Une extraction

automatique est effectuée en utilisant l’autoéchantillonneur “CombiPal (CTC Gerstel

MPS2XL)” avec un plateau mélangeur aimanté à température contrôlée. L’échantillon est

incubé pendant 5 min sous agitation à 50 °C (250 rpm, agitateur « on time » : 20 s, agitateur

« off time »: 5 s). L’extraction est effectuée par une fibre PDMS 100 µm Merlin, qui est

préconditionnée avant toute utilisation selon les instructions du fabriquant (pendant 30 min et

à 250 °C). Elle est par la suite exposée à l’espace de tête de l’échantillon pendant 40 min à

50 °C avec une agitation de 250 rpm. Une fois l’extraction terminée, la fibre est retirée de

l’espace de tête, rétractée dans l’aiguille et transférée sans délai dans l’injecteur d’un

chromatographe gazeux où la désorption a lieu à 220 °C. Ce protocole développé et optimisé

au laboratoire a fait l’objet d’une validation en laboratoire et d’une application in-situ dans

des expérimentations en conditions semi-contrôlées menées sur le site expérimental de

TOTAL « petrochemicals » dans la publication n° 1.

III- A- 2- Extraction de la phase sédimentaire : la microextraction sur

phase solide en mode espace de tête ou « headspace »

L’extraction des composés volatils aromatiques et saturés de la phase sédimentaire se

fait selon le même protocole que celui décrit pour la phase dissoute dans la section III-A-1. La

prise d’essai correspond à 3 g d’un sédiment humide homogénéisé placé en présence d’étalons

internes dans un flacon SPME de 10 mL. Le sédiment est extrait humide pour éviter toute

perte de composés volatils pendant la lyophilisation. De plus, l’eau est un promoteur de la


118

désorption des composés volatils à partir des sédiments vers l’espace de tête. Ce protocole

développé et optimisé au laboratoire a fait l’objet d’une validation en laboratoire et d’une

application in-situ dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées menées sur le site

expérimental de TOTAL « petrochemicals » dans la publication n° 1.

III- A- 3- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS

La caractérisation et la quantification des hydrocarbures volatils aussi bien saturés

qu’aromatiques se fait par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de

masse (GC-MS). Le développement de cette méthode (conditions de séparation, ions

sélectionnés, paramètres de détection) est présenté dans la publication n° 1 et dans l’annexe I.

Le principe de la séparation chromatographique en phase gazeuse et celui de la détection par

un spectromètre de masse sont brièvement présentés dans les sections III-E-1 et III-E-2.

III- A- 4- Analyse des hydrocarbures volatils par GC-MS-MS

La présence de composés interférents pouvant affecter l’analyse quantitative et même

qualitative des composés d’intérêt par GC-MS n’est pas improbable si l’on considère la

complexité des matrices pétrolières. Pour pallier ce problème, le développement

méthodologique de l’analyse de la fraction C6-C10 d’hydrocarbures (hydrocarbures ayant 6 à

10 atomes de carbones) a été effectué par chromatographie en phase gazeuse couplée à la

spectrométrie de masse en tandem (GC-MS-MS). Cette fraction a été choisie puisqu’elle

représente à elle seule entre 20 et 40 % du pétrole brut, et puisque la majorité des fractions

pétrolières sont raffinées pour cracker leurs molécules en des molécules appartenant à la

fraction C5-C10.

Le développement de cette méthode (transitions de quantification et de confirmation

sélectionnées, paramètres de détection…) est présenté dans la publication n° 1 et dans

l’annexe II. Le principe de la détection par un spectromètre de masse en tandem est

brièvement présenté dans la section III-E-3.


119

III- B- Extraction des HAP de la phase dissoute : la microextraction sur

phase solide en mode immersion

Les HAP sont extraits par microextraction sur phase solide en mode immersion selon

le protocole optimisé au laboratoire par De Perre et al. (2009). L’échantillon d’eau est filtré en

utilisant des filtres en fibre de verre GF/F (0,7 µm) et un aliquote de 9 mL est placé dans un

flacon SPME de 10 mL. Des étalons internes dans l’éthanol (20 µL) sont ajoutés à

l’échantillon avant extraction. L’échantillon est incubé dans le four d’un autoéchantillonneur

CombiPal (CTC Gerstel MPS2XL) pendant 3 min à 40 °C avec une agitation de 250 rpm.

Ensuite l’extraction est assurée en plongeant une fibre PDMS 100 µm de type Merlin dans

l’échantillon d’eau pendant 1 heure à 40 °C avec une vitesse d’agitation de 250 rpm, période

durant laquelle les analytes se partagent entre l’échantillon et la fibre. Une fois l’extraction

terminée, la fibre est retirée dans son aiguille et est désorbée dans l’injecteur d’un

chromatographe gazeux pendant 5 min à 270 °C (publications n° 2, 3, 4, 5 et 6).

III- C- Extraction des HAP des matrices solides (sédiments, particules,

huîtres)

Les HAP sont extraits des particules, des sédiments et des huîtres selon le même

protocole avec quelques légères modifications (publication n° 4).

III- C- 1- Préparation des échantillons

Les sédiments sont collectés dans des barquettes en aluminium à l’aide d’une cuillère

en acier inoxydable et sont stockés à - 20 °C dès leur retour au laboratoire. Ils sont ensuite

lyophilisés pour éliminer l’eau et tamisés à 2 mm afin d’éliminer les plus gros débris,

végétaux et coquillages. Les échantillons d’huîtres sont décoquillés, et leurs corps mous

entiers sont récupérés dans des barquettes en aluminium après égouttage sur du papier

absorbant puis stockés à - 20 °C. Ils sont ensuite lyophilisés et broyés à l’aide d’un mini-

hachoir standard afin d’homogénéiser la matrice. Les particules sont récupérées sur des filtres

GF/F (0,7 µm) préalablement calcinés et tarés, après filtration d’un volume important d’eau

(8 L en général). Les filtres sont placés dans une barquette en aluminium et conservés à


120

- 20 °C jusqu’à lyophilisation puis analyse. La masse de particules est déterminée par

soustraction de la masse des filtres tarés vierges de celle des filtres lyophilisés contenant la

charge particulaire.

III- C- 2- Extraction des échantillons

L’extraction des HAP des matrices solides s’effectue par microondes focalisées à

pression atmosphérique selon le protocole adapté de Budzinski et al. (1997) et Baumard et al.

(1999) en utilisant le dichlorométhane comme solvant d’extraction. 0,2 à 10 g de matrice sont

pesés dans des matras en verre, auxquels on ajoute les étalons internes (section III-E-4 pour la

méthode de quantification par étalonnage interne), 20 mL de dichlorométhane et 20 µL d’une

solution de β-mercaptoéthanol pour éviter l’oxydation des HAP. La masse d’échantillon est

choisie de sorte à assurer une bonne sensibilité d’analyse tout en évitant les interférences

matricielles. Pour l’analyse des particules, les filtres entiers (de 5 à 10 par échantillon, suivant

la teneur en matières en suspension de l’eau) sont introduits et pesés dans des matras en verre.

30 mL de solvant peuvent être nécessaires pour recouvrir entièrement les filtres. L’extraction

est effectuée pendant 10 minutes à 15 Watts. Les extraits organiques sont ensuite filtrés sur

coton en fibre de verre et reconcentrés grâce à un système automatisé d’évaporation sous vide

(51 °C, 900 mbars). Les extraits sont purifiés des nombreux interférents (soufre,

macromolécules organiques, hydrocarbures saturés) grâce à des micro-colonnes d’alumine et

de silice contenant du cuivre activé, puis évaporés jusqu’à environ 100 µL sous flux d’azote.

Des étalons d’injection (pyrène-d10 et benzo(b)fluoranthène-d12) sont introduits et pesés

dans les extraits avant l’analyse chromatographique pour quantifier les étalons internes placés

au début du protocole d’extraction et estimer ainsi la perte des HAP au cours du protocole.

L’extraction des tissus biologiques est similaire au protocole décrit ci-dessus pour les

sédiments et particules mais sans utilisation de cuivre pendant la purification.


121

III- D- Développement méthodologique pour l’extraction des HAP à partir

de différents échantillonneurs passifs utilisés dans le cadre de ces travaux

Dans les présents travaux, trois types d’échantillonneurs passifs ont été utilisés en

laboratoire et/ou en conditions semi-contrôlées et dans les déploiements environnementaux :

les membranes semi perméables (SPMD), les gommes de silicone (SR) et les POCIS (figure

12). Ces derniers ont été utilisés sous leur forme « pharmaceutique » d’origine ou sous une

forme adaptée à l’échantillonnage des molécules hydrophobes (section III-F).

(a) (b) (c)

Figure 12 : Echantillonneurs passifs utilisés dans le cadre de ces travaux : les membranes semi-perméables

(a) ; les POCIS et versions adaptées de POCIS (b) ; et les gommes de silicone (c).

III- D- 1- Les membranes semi-perméables (SPMD)

Avant extraction, les SPMD retirées du milieu sont essuyées en utilisant des tissus

imbibés avec de l’eau osmosée, de l’acétone et de l’isopropanol consécutivement. Le

protocole d’extraction utilisé consiste en une dialyse dans du cyclohexane (125 mL par

SPMD) pendant 24 h à température ambiante et après ajout des étalons internes (section III-E-

4 pour la méthode de quantification par étalonnage interne). Toutes les SPMD utilisées dans

le cadre de cette thèse contiennent des composés références de performance (PRC), parmi

lesquels 5 HAP deutérés : acénaphtène-d10, fluorène-d10, phénanthrène-d10, chrysène-d12 et

benzo(e)pyrène-d12. Par conséquent, les étalons internes ajoutés pour quantifier les HAP

natifs sont exempts de ces 5 composés. Un second cycle de dialyse est effectué avec 125 mL


122

de solvant propre et pendant 24 h. Les deux dialysats sont combinés, réduits en volume

jusqu’à 5 mL en utilisant un évaporateur rotatif sous vide avec une température du bain d’eau

de 60 °C et une vitesse de rotation du ballon contenant l’échantillon de 90 rpm. L’évaporation

est poursuivie jusqu’à 1 mL sous flux d’azote. Afin d’éviter des purifications qui consomment

beaucoup de solvants comme la chromatographie d’exclusion stérique généralement

appliquée pour les extraits de SPMD, un protocole de purification basé sur la

chromatographie sur microcolonnes d’alumine et de silice est adopté. Ce protocole est le

même que celui utilisé pour la purification des matrices solides (section III-C-2) mais sans

l’utilisation de cuivre. Il consiste à déposer l’extrait de SPMD sur une microcolonne

d’alumine préalablement conditionnée avec 5 mL de dichlorométhane. Les composés sont

alors élués avec 3 x 5 mL de dichlorométhane sous vide (< 5 mmHg). L’extrait organique est

évaporé sous flux d’azote, déposé ensuite sur une microcolonne de silice préalablement

conditionnée avec 5 mL de pentane. Les hydrocarbures saturés sont élués avec 2 mL de

pentane et les HAP sont élués avec 3 x 5 mL d’un mélange de pentane/dichlorométhane

(65:35, V/V) sous vide (< 5 mmHg). L’extrait est ensuite évaporé sous flux d’azote et

transféré dans un restricteur en verre (volume de l’extrait de 100 µL). Des étalons d’injection

(pyrène-d10 et benzo(b)fluoranthène-d12) sont ajoutés à l’extrait avant analyse pour

quantifier les étalons internes placés au début du protocole d’extraction et estimer ainsi la

perte des composés au cours du protocole (publications n° 4, 5 et 6).

Le protocole ainsi développé aboutit à une extraction quasi-totale des HAP à partir des

SPMD (rendements d’extraction compris entre 89 et 114 % pour la majorité des composés).

La répétabilité de l’extraction est démontrée avec des écarts types relatifs inférieurs à 10 %

(n = 3) (figure 13). Ce protocole assure aussi une très bonne extraction des composés

références de performance dont la quantification est cruciale pour l’estimation de la

concentration dans l’eau à partir des quantités de contaminants accumulés dans les SPMD.

Les rendements d’extraction des PRC varient entre 92 et 115 % pour la majorité des

composés, avec une variabilité inférieure à 8 % (figure 14). La méthode de quantification et

d’estimation des concentrations dans l’eau à partir des SPMD est exposée dans la publication

n° 5.


123

Figure 13 : Rendements d'extraction des HAP natifs à partir des SPMD (niveau de dopage : 1 µg par

membrane) pour n = 3.

Figure 14 : Rendements d'extraction des composés références de performance « PRC » à partir des SPMD

(niveau de dopage : 1 µg par membrane) pour n = 3.

III- D- 2- Les gommes de silicone (SR)

Les gommes en silicone (14 cm x 2,5 cm x 2 mm) sont nettoyées avec de l’eau

osmosée avant extraction et essuyées avec un papier en tissu. Chaque échantillonneur est plié,

placé dans un ballon en verre de 100 mL auquel les étalons internes et 125 mL de méthanol

sont ajoutés. Les gommes de silicone sont dialysées dans du méthanol durant 12 heures. Le

0

20

40

60

80

100

120R

eco

uvr

em

en

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%)

HAP natifs

0

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Acte-d10 Fe-d10 Phe-d10 Chrys-d12 BeP-d12

Re

cou

vre

me

nts

(%

)

PRC


124

solvant est ensuite remplacé par du méthanol propre et la dialyse est poursuivie pendant

8 heures. Les deux dialysats sont combinés, évaporés jusqu’à 5 mL en utilisant un évaporateur

rotatif sous vide (température du bain: 55 °C, vitesse de rotation 90 rpm) et l’évaporation est

poursuivie jusqu’à 1 mL sous flux d’azote. L’échantillon ainsi obtenu est purifié sur une

cartouche C18 afin d’éviter la présence d’oligomères des gommes de silicone dans

l’échantillon final. Pour ce, 1 mL de l’extrait méthanolique est placé sur une cartouche SPE

contenant 500 mg de phase C18, préconditionnée avec 10 mL d’un mélange

méthanol/acétonitrile (1:2, V/V). Les analytes sont par la suite élués avec 4 x 2,5 mL du

mélange méthanol/acétonitrile (1:2, V/V) (Rusina, 2009). L’éluat est concentré sous flux

d’azote jusqu’ à 1 mL, puis est transféré dans du 2-propanol (publication n° 4). Ce protocole

assure d’excellents rendements d’extraction compris entre 90 et 110 %, avec une très bonne

répétabilité (RSD < 7 %) (figure 15).

Figure 15 : Rendements d'extraction des HAP à partir des gommes de silicone (niveau de dopage : 0,9 µg

par échantillonneur) pour n = 3.

III- D- 3- POCIS et versions adaptées du POCIS

Le POCIS (ou la version adaptée du POCIS) (section III-F) est démonté, la phase

réceptrice est transférée dans une cartouche SPE en verre de 6 mL en utilisant 4 mL d’eau

0

20

40

60

80

100

120

Re

cou

vre

me

nts

(%

)


125

Vittel et placée entre deux frittés en téflon. La phase est séchée sous vide (5 mmHg) pendant

deux heures. Les HAP sont élués de la phase réceptrice avec 4 x 5 mL de dichlorométhane

sous vide (< 3 mmHg) après ajout des étalons internes dans le flacon récupérateur de l’éluat.

Ce dernier est ensuite évaporé sous flux d’azote et le solvant est remplacé par de l’isooctane

(150 µL). Les cartouches en verre sont pesées vides (avec les deux frittés en téflon) et aussi

après élution des HAP afin de déterminer la masse exacte de phase récupérée de l’outil et par

conséquent pouvoir calculer les concentrations des analytes dans la phase réceptrice des

POCIS ou versions adaptées de POCIS rapportées par gramme d’adsorbant. Dans les

expérimentations de calibration (section III-F), les membranes des POCIS et versions

adaptées de POCIS ont aussi été analysées pour évaluer leur teneur en HAP : les membranes

d’un POCIS sont pliées et placées dans un flacon de 22 mL en présence d’étalons internes

ainsi que de 10 mL de cyclohexane. L’extraction est effectuée aux ultrasons pendant

30 minutes. Le solvant est remplacé par du cyclohexane propre et un autre cycle d’extraction

identique au premier est conduit. Les deux extraits sont par la suite combinés et évaporés sous

flux d’azote jusqu’à un volume de 150 µL avant remplacement du solvant par de l’isooctane.

Le développement de ce protocole d’extraction a fait partie du développement de l’outil dans

la publication n° 2, et a été appliqué dans les publications n° 2, 3 et 6.

III- E- Technique d’analyse des HAP dans les différentes matrices

III- E- 1- Méthodologie de séparation

Les extraits organiques des matrices solides et des échantillonneurs passifs ainsi que la

phase dissoute sont analysés par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie

de masse. Son principe est basé sur la séparation des composés selon leurs propriétés physico-

chimiques en fonction de leur partage entre une phase stationnaire et une phase mobile. La

phase stationnaire utilisée dans cette étude est apolaire (méthylpolysiloxane greffé à 5 % avec

des groupes phényles) et la phase mobile est l’hélium. La colonne chromatographique est

placée dans un four au sein duquel l’augmentation de la température provoque pour les

composés ayant le moins d’affinité pour la phase stationnaire une migration plus rapide vers

la sortie de la colonne.


126

III- E- 2- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse

En sortie de colonne, les composés traversent une interface thermostatée couplant le

chromatographe au détecteur, qui dans la présente étude est un spectromètre de masse dont la

source d’ionisation est l’impact électronique. Dans la chambre d’ionisation, les composés à

l’état de gaz sont fragmentés sous vide par un faisceau d’électrons conduisant à la formation

d’ions radicalaires. Les ions produits dans la source seront séparés par l’analyseur

quadripolaire du spectromètre de masse en fonction de leur rapport masse/charge (m/z). Un

multiplicateur d’électrons amplifie le courant ionique avant qu’il ne soit convertit en un signal

électrique qui est proportionnel au nombre d’ions détectés. Les analyses peuvent se faire en

mode balayage ou « full scan » qui enregistre tous les ions produits dans la source à un instant

donné, ou en mode « Single Ion Monitoring » ou SIM où le spectromètre de masse est

programmé pour détecter uniquement les ions caractéristiques des composés d’intérêt. Cette

détection sélective permet d’améliorer la sensibilité de l’analyse suite à une augmentation du

temps de détection de chaque ion et suite à la réduction du bruit de fond chromatographique

par l’élimination des ions indésirables. Le mode SIM convient particulièrement pour l’analyse

des composés à l’état de traces dans les matrices environnementales. Les méthodes d’analyse

par GC-MS ont été développées pour les hydrocarbures pétroliers volatils (publication n° 1),

pour les HAP (De Perre et al., 2009) et appliquées à l’analyse de tous les échantillons

(publications n° 1, 2, 3, 4, 5 et 6). Ces méthodes figurent dans les annexes I, III et IV.

III- E- 3- Méthodologie de détection : spectrométrie de masse en

tandem

La détection par spectrométrie de masse en tandem comporte trois étapes (figure 16).

La première s’apparente au mode SIM d’un spectromètre de masse simple, où un ion

précurseur est sélectionné correspondant à un rapport m/z donné. Dans un triple quadripôle, la

seconde étape est dite « de collision » durant laquelle les ions sélectionnés dans le premier

quadripôle subissent des collisions avec des atomes de gaz (généralement l’argon, pour rendre

les collisions plus efficaces tout en ne donnant lieu à aucune réaction) introduits dans le

second quadripôle. Un balayage classique du troisième quadripôle permet de séparer les ions


127

fragments issus du second quadripôle. Pour un maximum de sensibilité, le troisième

quadripôle est aussi opéré en mode SIM pour quelques fragments de chaque molécule. On

parle alors de mode « MRM » pour « Multiple Reaction Monitoring ».

(a) (b)

Figure 16 : Représentation schématique d’un GC-MS-MS de modèle Varian (a) (d’après Bouchonnet et

Libong, (< http:// www.dcmr.polytechnique.fr/spip/IMG/pdf/couplage.pdf >)), et celle du GC-MS-MS de

modèle Agilent Technologies (GC 7890 A série C, MS 7000 A) utilisé au cours de ces travaux de thèse (b).

III- E- 4- Méthodologie de quantification : l’étalonnage interne

Les composés d’intérêt analysés au cours de ces travaux sont quantifiés par étalonnage

interne. Cette méthode consiste à ajouter à l’échantillon au début du protocole d’extraction et

en quantité connue des composés non présents naturellement dans les échantillons et ayant

des structures proches de celles des composés à analyser, qui sont généralement des composés

deutérés. Le but étant de quantifier les composés d’intérêt par rapport à la quantité d’étalons

internes ajoutés permettant ainsi de s’affranchir des pertes potentielles ayant lieu au cours des

différentes étapes du protocole d’extraction et d’analyse. La quantité injectée (mi) d’un

composé dans un chromatographe gazeux par exemple est donnée par :

(26)

Où Ai est l’aire du composé i et ki est le facteur de réponse du composé i.

http://www.dcmr.polytechnique.fr/spip/IMG/pdf/couplage.pdf


128

Afin de pouvoir calculer la quantité injectée d’un composé en mode d’étalonnage interne, il

est indispensable de calculer le facteur de réponse du composé (ki) en fonction du facteur de

réponse du composé étalon (ke*). Ce facteur est noté Ki, et est obtenu en injectant dans le

chromatographe une solution standard contenant les HAP et les étalons (HAP deutérés) en

quantités connues. Il est calculé en utilisant la formule suivante :

(27)

Où Ae et me sont l’aire et la quantité injectée d’étalons internes dans la solution standard

respectivement et Ai et mi sont l’aire et la quantité injectée des composés natifs dans la solution

standard respectivement.

Le facteur Ki est spécifique à chaque composé mais est également dépendant de l’état du

système chromatographique, il est par conséquent déterminé lors de chaque série d’analyse.

La concentration de la solution étalon servant à le déterminer ne doit pas dépasser d’un

facteur 10 la concentration attendue dans les échantillons pour rester dans le domaine de

linéarité instrumentale du GC-MS. L’équation 27 est aussi utilisée pour le calcul de la

quantité injectée d’un composé (mi) dans un échantillon corrigée par l’étalon interne (Ai, Ae

étant obtenus du chromatogramme de l’échantillon, me étant ajoutée en quantité connue dans

l’échantillon et Ki ayant été déterminé par la même formule mais dans une solution étalon).

III- F- Développement des versions adaptées de POCIS ou POCIS-« like »

pour l’échantillonnage des HAP : expérimentations de calibration

III- F- 1- Objectifs des expérimentations

Plusieurs calibrations ont été conduites en laboratoire durant la période 2009/2011 afin

de comprendre les capacités et les limites du POCIS dans sa configuration

« pharmaceutique » à échantillonner des molécules hydrophobes, et surtout de développer de

nouveaux outils basés sur la configuration du POCIS pour l’échantillonnage des HAP. En

effet, en comparaison avec les échantillonneurs passifs pour les composés hydrophobes tels

que les gommes de silicone et les SPMD, les POCIS permettent une extraction plus facile des

composés, moins consommatrice de temps et de solvant, et ne nécessitent pas de purification


129

avant analyse chromatographique. Le but étant de trouver un échantillonneur qui soit le plus

universel possible, qui échantillonnerait une large gamme de composés avec différentes

hydrophobicités. Les outils développés au laboratoire (publication n° 2) seront par conséquent

étudiés dans des pilotes expérimentaux en conditions semi-contrôlées (publication n° 3) et

appliqués aussi dans l’environnement où leurs performances seront évaluées et comparées à

celle des SPMD exposées simultanément (publication n° 6).

Les premières expérimentations menées en laboratoire montrent de très faibles

quantités accumulées de HAP dans la configuration « pharmaceutique » des POCIS, et surtout

des cinétiques d’accumulation variables caractérisées par un temps de latence au début de

l’exposition (résultats détaillés dans la publication n° 2). Ce temps de latence est

probablement dû à la résistance au transfert de masse des HAP imposée par l’outil, provenant

entre autres des membranes et/ou de l’espace interstitiel entre les membranes et la phase

réceptrice. Dans le but de réduire la résistance au transfert de masse des composés vers l’outil,

les modifications apportées au POCIS consistent principalement à changer ses membranes,

tant dans leur nature que dans leur porosité, deux paramètres pouvant influencer les cinétiques

d’accumulation (tableau 15, publication n° 2). Les outils développés gardent la même phase

réceptrice que celle de la configuration « pharmaceutique » du POCIS : la phase OASIS-HLB.

En effet, cette dernière est constituée par un copolymère de N-vinylpyrrolidone et de

divinylbenzène. Les sous-unités de N-vinylpyrrolidone améliorent la sorption des composés

polaires alors que les sous-unités de divinylbenzène ont des interactions spécifiques avec les

groupements aromatiques tels ceux des HAP. Après modification, les POCIS ainsi constitués

sont désignés par versions adaptées de POCIS ou POCIS- « like ». La première membrane

testée diffère de la membrane polyéthersulfone (PES) avec 0,1 µm comme diamètre de pores

(membrane de la configuration d’origine du POCIS) uniquement par le diamètre des pores.

Au lieu de 0,1 µm, la membrane utilisée possède des pores de 0,45 µm. Le POCIS- « like »

ainsi formé est désigné par POCIS-PES 0,45 µm. La deuxième membrane testée est le nylon

avec 30 µm comme diamètre de pores, le POCIS-« like » ainsi obtenu est le POCIS-Nylon

30 µm. La dernière membrane sélectionnée est le polyéthylène basse densité (membrane non

poreuse mais ayant des cavités de 10 Å), et le POCIS-« like » ainsi obtenu est le POCIS-PE.

Les critères de sélection de ces membranes sont exposés dans la publication n° 2. Une

modification du POCIS-PE est aussi évaluée en ajoutant 2 mL d’eau « milli-Q » (eau ultra


130

pure produite par un système de filtration et d’osmose inverse de la société Millipore) dans

l’espace interstitiel entre la phase réceptrice et les membranes du POCIS-PE, et l’outil ainsi

constitué est désigné par POCIS-PEW. Cette modification est effectuée pour répondre à des

besoins d’amélioration des cinétiques d’échange dans l’outil exposés dans la publication n° 2.

Dans une étape subséquente aux développements en laboratoire, les versions adaptées de

POCIS seront appliquées dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées, où un

nouveau POCIS-« like » sera aussi testé : le POCIS avec des membranes en nylon de 0,1 µm

de diamètre, désigné par POCIS-Nylon 0,1 µm (publication n° 3). Son introduction dans ces

expérimentations constitue la suite des développements menés sur le POCIS-Nylon 30 µm en

laboratoire, exposés dans la publication n° 2.

Tableau 15 : Membranes testées lors du développement des versions adaptées de POCIS.

Membrane évaluée Structure (Alvarez, 1999) Polarité Porosité testée

(µm)

Polyéthersulfone

Hydrophile 0,1

0,45

Nylon

Hydrophile 30

0,1

Polyéthylène basse

densité Hydrophobe

Non poreux

(cavités : 10 Å)

(Huckins et al.,

1993)

III- F- 2- Déroulement des expérimentations

Afin de réaliser les développements des versions adaptées de POCIS, 4

expérimentations complémentaires majeures ont été conduites (tableau 16) (publication n° 2).

S*

O

O *

O

n

* N N*

O O

4 6 n

* *n


131

Tableau 16: Objectifs et caractéristiques des expérimentations de développement des POCIS-« like » en

laboratoire.

Expérimentation Objectif

Débit

d’eau

(L.j-1)

Débit de la

solution

contaminante

(mL.j-1)

Concentration

expérimentale

(ng.L-1) dans les

bacs d’exposition

des

échantillonneurs

passifs

1

Tester la stabilité des concentrations dans l’eau

avec un système en flux continu.

13,5 206 13-62

2

Tester la performance du POCIS dans sa

configuration « pharmaceutique » d’origine à

échantillonner les HAP et comprendre ses

limites.

23 110 30-170

3

Tester les effets de la porosité de la membrane

en polyéthersulfone sur l’accumulation des

HAP (0,1 µm et 0,45 µm comme diamètre de

pores).

36 50 246-1076

4

Adapter le POCIS à l’échantillonnage des HAP,

principalement en évaluant de nouvelles

membranes telles que le nylon (30 µm comme

diamètre de pores) et le polyéthylène basse

densité.

33 153 217-1152

Les calibrations sont conduites dans des systèmes d’exposition en flux continu afin de

maintenir constante la concentration des composés étudiés (figure 17). De l’eau est pompée et

évacuée de façon continue dans le bac en verre où sont exposés les POCIS et les POCIS-

« like ». Une agitation constante est assurée par deux pales tournantes placées dans les bacs

d’exposition. La solution méthanolique de HAP alimente de façon continue le système. Cette

solution est préparée dans une bouteille en verre de 250 mL sous agitation magnétique. Pour

la quatrième calibration (tableau 16), la solution est introduite dans le système par

l’intermédiaire d’un pousse seringue, dont le principal avantage est la reproductibilité quasi-

parfaite des débits. L’eau du bac d’exposition passe à travers le trop-plein vers une pompe

remplie de charbon actif, où elle est recyclée pendant 48 heures avant d’être rejetée vers

l’évier.


132

Figure 17: Représentation schématique d’une calibration en flux continu au laboratoire.

Au début de chaque exposition, un dopage initial pour atteindre la concentration visée

est effectué, afin d’éviter une longue période d’attente pour atteindre cette concentration dans

le bac d’exposition. Ainsi, si le bac d’exposition des échantillonneurs est de 27 L, et la

concentration visée est de 100 ng.L-1

pour chaque composé, 2700 ng sont nécessaires pour

obtenir cette concentration initiale. Pour ce, un dopage par une pipette pasteur de 2700 ng de

chaque composé dissous dans du méthanol est réalisé, en plongeant la pipette dans l’eau du

bac au moment du dopage. Après le dopage initial, le système est laissé pendant quelques

jours afin d’assurer la stabilité de la concentration après des pertes par adsorption sur le

matériau en verre du bac et des pertes par volatilisation, tout en maintenant l’apport continu

d’eau et de la solution de contamination (figure 17). L’expérimentation n° 1 (tableau 16)

montre que 3 jours sont nécessaires pour que la concentration en HAP dans les bacs

d’exposition des échantillonneurs soit stabilisée (figure 18). Ainsi, dans toutes les

expérimentations menées ultérieurement, ce délai est pris en compte avant d’exposer les

échantillonneurs.

Bac d’exposition

HAP

Pompe Pompe

H2O

Vers une pompe à charbon actif puis déchet

POCIS


133

Figure 18: Vérification de la stabilité des concentrations en HAP dans un système à flux continu au

laboratoire.

Afin d’éviter toute diminution dans les concentrations d’exposition suite à la présence

des échantillonneurs dans le milieu, le débit d’eau est choisi de façon à renouveler presque la

moitié de l’eau du bac d’exposition chaque jour (par exemple, si le bac d’exposition des

échantillonneurs est de 27 L, le débit d’eau choisi est de 13,5 L.j-1

). Le débit de la solution de

contamination est fixé de façon à ce que le pourcentage du méthanol dans le bac d’eau soit

inférieur ou égal à 2 % afin d’éviter des changements dans la solubilité des composés dans la

phase dissoute (tableau 16). Après la période de stabilisation, les POCIS sont placés dans les

bacs d’exposition et des échantillons d’eau sont collectés tous les deux jours, dans le but

d’évaluer la stabilité de la concentration et surtout afin de calculer une concentration moyenne

d’exposition qui est indispensable pour la détermination des taux d’échantillonnage selon

l’équation 19 (tableau 10, page 76). Afin de déterminer les cinétiques d’accumulation des

composés dans les outils, des réplicats de POCIS et de POCIS-« like » (n = 3 sauf pour les

POCIS-PES 0,45 µm où n = 2) sont retirés après 5, 10 et 15 jours d’exposition. Ce schéma

général est appliqué pour toutes les expérimentations (figures 19, 20 et 21). La première

expérimentation a été conduite dans un bac de 27 L, la seconde dans un bac de 60 L et les

deux dernières dans des bacs de 100 L, toutes à température ambiante (entre 20 et 23 °C).

0

10

20

30

40

50

60

70

0 1 2 3 4 5 6 7 8

ng.

L-1

temps (j)

Naphtalène

Benzo( b)fluoranthène

Anthracène

Pyrène

Fluoranthène

Benzo (g,h,i)pérylène

Benzo (a) pyrène

Phénanthrène


134

Figure 19: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier la capacité et les limites des POCIS

pour l’échantillonnage des HAP.

Figure 20: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’influence de la porosité des

membranes en polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP.

Figure 21: Plan d’échantillonnage de la calibration visant à étudier l’effet du changement de la nature des

membranes en polyéthersulfone des POCIS sur l’échantillonnage des HAP.

Retrait POCIS-PES 0,1 µm (n = 3)



Dopage initial+ 3-4 jours de

stabilité

Dépôt POCIS-PES 0,1µm (n = 9)

Début expérimentation

T0 T5 T10 T15

Performance POCIS-PES 0,1 µm


+POCIS-PES 0,45

µm (n = 2)


+POCIS-PES 0,45

µm (n = 2)


+POCIS-PES 0,45

µm (n = 2)


stabilité

Dépôt POCIS-PES 0,1µm (n = 9)

+POCIS-PES 0,45

µm (n = 6)


T0 T5 T10 T15

Comparaison POCIS-PES 0,1 µm et POCIS-PES 0,45 µm

Retrait POCIS-Nylon 30 µm (n = 3)

+POCIS-PE (n = 3)

+POCIS-PE-eau (n = 3)


stabilité

Dépôt POCIS-Nylon 30 µm (n = 9)

+POCIS-PE (n = 9)

+POCIS-PE eau (n = 9)


T0 T5 T10 T15

Performance POCIS-Nylon 30 µm, POCIS-PE et POCIS-PE eau


+POCIS-PE (n = 3)



+POCIS-PE (n = 3)



135

IV- Développement, validation et application des méthodologies de

dosage et d’échantillonnage en conditions semi-contrôlées (systèmes

pilotes ou « mésocosmes »)

Les méthodologies d’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils ainsi que les

méthodologies d’échantillonnage des HAP développées au laboratoire ont été validées et

appliquées dans un environnement en conditions semi-contrôlées, les Rivières Pilotes (RP) du

site de TOTAL « petrochemicals » à Mont Lacq (France), dans le cadre de deux projets : le

projet TOTAL et le projet EMESTOX. Ces deux projets ont des objectifs différents mais qui

convergent dans la caractérisation des contaminants dans les effluents industriels pétroliers.

IV-A- TOTAL

IV- A- 1- Contexte et objectifs du projet TOTAL

Le projet TOTAL s’intitule « Etude pour la caractérisation chimique et toxicologique

de la contamination de « mésocosmes » dans le cadre d’un suivi de l’impact d’une coupe

pétrolière ». Il regroupe plusieurs participants : TOTAL « petrochemicals » France (pôle de

recherche et développement Mont Lacq), l’Université Bordeaux 1, le Centre National pour la

Recherche Scientifique, l’Association pour le Développement de l’enseignement et des

Recherches auprès des universités et des centres de recherche et des entreprises d’Aquitaine.

Ce projet a consisté en deux expérimentations menées dans la plateforme expérimentale du

site de Lacq. La première en 2008 avait pour but de tester l’impact des produits pétroliers,

plus particulièrement une fraction essence (distillat léger), sur des truites introduites dans les

Rivières Pilotes et exposées à la coupe pétrolière. La caractérisation écotoxicologique a fait

l’objet de la thèse d’Anne Laure Scelo (2009). Une partie des travaux de la présente thèse a

consisté en la caractérisation de la composition chimique de la coupe pétrolière (essence) ainsi

qu’en la détermination des hydrocarbures volatils pétroliers dans les compartiments dissous et

sédimentaire du milieu d’exposition des truites. Cette caractérisation a regroupé tant la phase

dissoute que la phase sédimentaire des Rivières Pilotes. La seconde expérimentation menée en

2009 avait pour but la caractérisation chimique des différents compartiments des Rivières


136

Pilotes contaminées avec un kérosène (distillat intermédiaire). Le choix des composés étudiés

dans les deux expérimentations s’est fait en fonction de leur abondance, de leur

représentativité dans les blocs de l’essence et du kérosène définis par le CONCAWE, de leur

toxicité et dans le mesure du possible « analytiquement » concernant surtout l’important

nombre d’isomères présents dans le pétrole brut et ses produits raffinés. Les méthodologies

d’analyse des hydrocarbures volatils saturés et aromatiques développées au laboratoire pour la

phase dissoute et la phase sédimentaire ont été appliquées dans les Rivières Pilotes de

TOTAL aussi bien qualitativement que quantitativement pour l’étude de la distribution des

« traceurs » pétroliers et l’étude du devenir des rejets industriels pétroliers dans le milieu

(publication n° 1). Les hydrocarbures aromatiques polycycliques ont également été suivi dans

les deux expérimentations malgré leur faible abondance dans le pétrole et ses produits

raffinés, tant dans la phase dissoute que dans les phases particulaire et sédimentaire au vu de

leur caractère toxique avéré.

IV- A- 2- Description du site expérimental

Ce paragraphe reprend la description de Champeau, (2005) du site expérimental de

TOTAL à Mont Lacq. Les Rivières Pilotes sont une série de 16 « mésocosmes » ou rivières

dynamiques parallèles ouvertes, alimentées en eau douce, à Lacq (Pyrénées Atlantiques). Ces

rivières sont exposées aux conditions naturelles. L’eau (non filtrée et non traitée) provient

d’une dérivation provenant d’un barrage sur le gave de Pau permettant d’alimenter (avec un

débit de 200 m3.h

-1) ces rivières ou canaux par gravité. Chaque canal mesure 40 m, 50 cm de

large et de profondeur. Une pépinière constituant une réserve d’organismes vivants est

installée en amont des 16 canaux favorisant ainsi leur colonisation. L’eau est parfaitement

distribuée dans les 16 Rivières Pilotes par des déversoirs installés à la même hauteur, de façon

à maintenir un débit identique dans chaque canal. Les substances à étudier sont délivrées par

des pompes situées dans des cabinets en amont des canaux. En fonction de la nature des

produits injectés, ces pompes peuvent être simples pour les produits facilement hydrosolubles

ou à cisaillement. Ces dernières permettent l’injection des produits faiblement hydrosolubles à

liposolubles sous forme de micro-gouttes afin de ne pas faire intervenir de solvants porteurs et

aboutissent à l’obtention d’une émulsion mécanique stable. Le diamètre des filtres à

cisaillement a été déterminé afin que les micro-gouttes aient un temps de résidence maximal


137

dans les canaux. L’eau peut être évacuée de 3 façons différentes: directement dans une rivière,

vers une lagune à macrophytes ou vers la station d’épuration de l’usine de Lacq en fonction

des produits utilisés (figure 22) (Champeau, 2005).

Les paramètres physico-chimiques (pH, O2, température, conductivité, débit) sont mesurés

automatiquement et en continu en fin de chaque canal par des sondes immergées en

permanence.

Figure 22: Description schématique du site des Rivières Pilotes de TOTAL « petrochemicals » à Mont

Lacq (d'après Champeau, 2005).

1 : barrage ; 2 : compteur d’eau ; 3 : régulation de débit ; 4 : pépinière d’organismes aquatiques ; 5 : ouvrage

de distribution ; 6 : déversoirs ; 7 : 16 canaux d’expérimentation ; 8 : coffrets de pompes : 9 : coffrets de

capteurs physico-chimiques ; 10 : déversoirs aval ; 11 : rejets ; 12 : lagune à macrophytes ; 13 : rejet vers

station d’épuration ; 14 : vannes à cisaillement.

IV- A- 3- Expérimentations

De façon globale, les deux expérimentations ont nécessité dans un premier temps de

qualifier la coupe pétrolière utilisée pour la contamination des différents canaux, tant en

composés volatils que semi-volatils, de composés saturés et de composés aromatiques. Une

étape clef a consisté en la définition des marqueurs moléculaires de type hydrocarbures qui

permettent de suivre tant qualitativement que quantitativement la contamination des différents

canaux d’exposition. Par la suite et sur la base des marqueurs définis, la seconde étape a

consisté à comparer les Rivières Pilotes à des milieux conventionnels de type « Water

Accomodated Fractions » (WAFs). Avant les expérimentations proprement dites, des


138

expérimentations préliminaires désignées par « Rivières Pilotes Tests » ont été menées, au

cours desquelles des prélèvements d’eau à différentes distances du point d’injection dans les

canaux ainsi qu’à différents temps à compter du moment du début de la contamination dans

les pilotes ont été réalisés afin d’évaluer l’homogénéité des concentrations dans les canaux et

leur stabilité. Le dernier volet est basé sur le suivi des milieux d’exposition tout au long des

expérimentations essence et kérosène (28 jours de contamination et 14 jours de « dépuration »

pendant lesquels aucune injection de substance dans les rivières pilotes n’a été effectuée).

Dans ces deux expérimentations, les concentrations d’injection prévues dans les canaux sont

de 0 (témoin) ; 0,01 ; 0,2 ; 2 et 20 mg.L-1

d'essence sans plomb 95 ou de kérosène (jet A1),

sachant que la dose sans aucun effet (NOEL) est comprise entre 0,2 et 5 mg.L-1

. Les suivis

qualitatifs et quantitatifs des hydrocarbures dans les canaux ont couvert les classes de

composés saturés et aromatiques, aussi bien volatils que semi-volatils.

IV- A- 3- a- Expérimentation « essence » (2008)

IV- A- 3- a- i- Essence

L’essence est analysée pour les HAP en déposant un aliquote (5-200 µL) sur une

microcolonne d’alumine suivi d’une élution des composés d’intérêt au dichlorométhane

(15 mL). L’extrait est évaporé, déposé sur une microcolonne de silice et les HAP sont élués

en utilisant 15 mL d’un mélange pentane/dichlorométhane (65 :35, V/V) (Il s’agit du même

protocole que celui de la purification des matrices solides figurant dans la section III- C de ce

chapitre). L’extrait ainsi obtenu est concentré, transféré dans de l’isooctane et analysé par

chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse. Pour l’analyse des

composés volatils dans l’essence, un aliquote de l’essence pure (une vingtaine de microlitres)

est dilué dans du méthanol (100-200 µL), et après ajout des étalons internes, 1 µL est injecté

dans un GC-MS en mode split, et l’analyse est effectuée selon la méthode décrite dans

l’annexe IV. Au cours de l’expérimentation, la stabilité de l’essence servant pour la

contamination des canaux a été évaluée en effectuant des analyses à T0, T14 et T28 jours (à

partir du début de la contamination) de l’essence servant à la contamination d’un canal à

20 mg.L-1

(canal 13) et à T14 et T28 jours de celle d’un canal à 0,01 mg.L-1

(canal 4) (tableau

17).


139

IV- A- 3- a- ii- « Water Accomodated Fractions » ou

WAFs

Des WAFs à différentes concentrations en essence ont été préparées par TOTAL en

ajoutant une fraction de la coupe pétrolière (essence) dans une bouteille contenant 11 L d’eau

distillée et munie d’un robinet dans sa partie inférieure. Les concentrations visées sont de

0,01 ; 0,2 ; 2 et 20 mg.L-1

. Les WAFs ont été agitées pendant 48 h par un barreau magnétique

de sorte à générer un début de vortex dans la bouteille fermée et protégée de la lumière. Après

48 h d’agitation, des prélèvements (à l’aide du robinet) ont été effectués correspondant au T0.

Au bout de ces 48 h, l’agitation a été arrêtée et un autre prélèvement a été effectué (24 h après

arrêt de l’agitation) correspondant à T0+24 heures. Ces deux prélèvements ont été effectués

pour l’étude de la stabilité des concentrations et la dissolution des composés dans les WAFs,

dans un but de comparaison avec les Rivières Pilotes. Les échantillons de WAFs (triplicats de

10 mL dans des flacons SPME de 20 mL) ont été conservés à - 20 °C jusqu’à l’analyse des

composés volatils selon le protocole d’analyse des hydrocarbures dans la phase dissoute

(section III-A-1).

IV- A- 3- a- iii- Expérimentation préliminaire

L’homogénéité des concentrations ainsi que leur stabilité dans les Rivières Pilotes ont

été vérifiées dans une expérimentation préliminaire, où un canal à 0,01 mg.L-1

a été suivi à

différentes distances du point d’injection de la substance (15 m, 22 m et 30 m) à T0 et T+2 h

après le début de la contamination ; un canal à 0,2 mg.L-1

a été suivi à 15 m, 22 m et 30 m à

T+67 h et T+68 h ; un canal à 2 mg.L-1

a été suivi à 15 m, 22 m et 30 m à T+2 h et

T+22 h 30 min ; et un canal à 20 mg.L-1

a été suivi à 15 m, 22 m et 30 m à T+2 h et

T+23 h 15 min après le début de la contamination. Les échantillons d’eau des rivières pilotes

tests (triplicats de 9 mL dans des flacons SPME de 10 mL pour l’analyse des HAP et triplicats

de 10 mL dans des flacons SPME de 20 mL pour l’analyse des composés volatils) ont été

conservés à - 20 °C jusqu’à analyse, et analysés pour les HAP selon le protocole décrit dans la

section III-B, et pour les composés volatils selon le protocole décrit dans la section III-A-1.


140

IV- A- 3- a- iv- Expérimentation « essence » proprement

dite : organisation des canaux et campagnes de

prélèvement

Dix canaux ont servi pour l’expérimentation « essence » (tableau 17). Dans chaque

canal, des prélèvements d’eau et de sédiments ont été effectués hebdomadairement à T0, T7,

T13, T21 et T28 jours pendant la période d’exposition et à T35 et T42 jours pendant la

période de décontamination (figure 23).

Figure 23: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « essence ».

Les échantillons prélevés dans chacun des 10 canaux et au cours de chacune des 7

campagnes d’échantillonnage ont engendré 8 L d’eau qui ont été filtrés pour la récupération

de la phase particulaire, un triplicat d’eau de 9 mL pour l’analyse des HAP en SPME, un

triplicat d’eau de 10 mL pour l’analyse des composés volatils en HS-SPME et 150 g de

sédiments. Tous les échantillons ont été conservés à - 20 °C jusqu’à leur analyse selon les

protocoles d’extraction décrits dans les sections III-A, III-B et III-C et les méthodes

chromatographiques décrites dans les annexes I, III et IV.

02

/10

/20

08

09

/10

/20

08

15

/10

/20

08

23

/10

/20

08

29

/10

/20

08

07

/11

/20

09

T0 T7 T13 T21 T28 T35 T43

15

/11

/20

09

Avant contamination

Contamination Décontamination


141

Tableau 17: Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation

« essence ».

Concentration Témoin

0 mg.L-1

0,01

mg.L-1

0,2

mg.L-1

2

mg.L-1

20

mg.L-1

Canal 3 10 2 14 11 15 4 9 7 13

IV- A- 3- b- Expérimentation « kérosène » (2009)

Les composés étudiés au cours de l’expérimentation « kérosène » regroupent les

composés suivis au cours de l’expérimentation « essence » et un nombre additionnel de

molécules correspondant à cette fraction pétrolière plus lourde que l’essence. L’analyse de ces

composés est développée dans la publication n° 1, et les étalons internes utilisés pour la

quantification des molécules d’intérêt sont aussi présentés dans la publication n° 1.

IV- A- 3- b- i- Kérosène

La coupe kérosène a été analysée selon la même méthodologie que celle de la coupe

essence (section IV-A-3-a-i). Le suivi de la stabilité du kérosène qui a servi pour la

contamination a été effectué en analysant le kérosène d’un canal à 20 mg.L-1

(canal 5) à T0,

T14 et T28 jours après le début de l’expérimentation (tableau 18).

IV- A- 3- b- ii- WAFs

Le même protocole et les mêmes concentrations ont été ciblés pour la préparation des

WAFs de kérosène que ceux décrits pour les WAFs de l’essence (section IV-A-3-a-ii). A

l’opposé de l’expérimentation « essence », les WAFs de kérosène ont été analysées pour les

HAP en plus des hydrocarbures volatils selon le protocole décrit dans la section III-B.

IV- A- 3- b- iii- Expérimentation préliminaire

L’homogénéité des concentrations ainsi que leur stabilité dans les rivières pilotes ont

été vérifiées dans une expérimentation préliminaire, où un canal à 0,01 mg.L-1

a été suivi à

12 m, 22 m et 32 m du point d’injection à T+45 h et T+46 h après le début de la

contamination ; un canal à 0,2 mg.L-1

a été suivi à 12 m, 22 m et 32 m à T +3 h et T+23 h ; un


142

canal à 2 mg.L-1

a été suivi à 12 m, 22 m et 32 m à T0 h et T+ 24 h ; et un canal à 20 mg.L-1

a

été suivi à 12 m, 22 m et 32 m à T0 h et T+22 h après le début de la contamination. Les

mêmes conditionnements d’échantillons et les mêmes protocoles d’extraction que ceux décrits

pour l’expérimentation « essence » ont été utilisés.

IV- A- 3- b- iv- Expérimentation « kérosène »

proprement dite : organisation des canaux et campagnes

de prélèvement

Treize canaux ont servi pour l’expérimentation « kérosène » (tableau 18). Dans chaque

canal, des prélèvements d’eau et de sédiments ont été effectués hebdomadairement à T0, T7,

T14, T21 et T28 jours pendant la période d’exposition et à T35 et T42 jours pendant la

période de décontamination (figure 24).

Figure 24: Calendrier d’échantillonnage de l’expérimentation « kérosène ».

Les échantillons prélevés dans chacun des 13 canaux et au cours de chacune des 7

campagnes d’échantillonnage ont engendré 8 L d’eau qui ont été filtrés pour la récupération

de la phase particulaire, un triplicat d’eau de 9 mL pour l’analyse des HAP en SPME, un

triplicat d’eau de 10 mL pour l’analyse des composés volatils en HS-SPME et 200 g de

sédiments. Tous les échantillons ont été conservés à - 20 °C jusqu’à leur analyse selon les

protocoles d’extraction décrits dans les sections III-A, III-B et III-C et les méthodes

chromatographiques décrites dans les annexes I, II, III et IV.

02

/09

/20

09

09

/06

/20

09

16

/06

/20

09

23

/06

/20

09

29

/06

/20

09

07

/07

/20

09

T0 T7 T14 T21 T28 T35 T43

15

/07

/20

09

Avant contamination

Contamination Décontamination


143

Tableau 18 : Attribution des canaux du site expérimental de TOTAL au cours de l’expérimentation

« kérosène ».

Concentration Témoins

0 mg.L-1

0,01

mg.L-1

0,2

mg.L-1

2

mg.L-1

20

mg.L-1

Canal 3 8 12 4 14 11 15 2 9 10 5 7 13

Les résultats des expérimentations de TOTAL, que ce soit ceux de l’expérimentation

essence ou ceux de l’expérimentation kérosène sont CONFIDENTIELS. L’étude de la

composition des coupes pétrolières utilisées ; l’évaluation de la fabrication des milieux

d’exposition par des vannes à cisaillement et leur comparaison quantitative et qualitative avec

des milieux conventionnels tels que les WAFs ; la distribution des hydrocarbures volatils

(aromatiques et saturés) et des HAP provenant des rejets industriels pétroliers dans les

différents compartiments du système aquatique (eau, particules, sédiments) ; et le suivi

temporel des « traceurs » pétroliers ainsi que de leur devenir dans l’environnement aquatique

après un arrêt de contamination ne seront par conséquent pas présentés dans ce manuscrit vu

le caractère confidentiel du projet. Cependant, le développement méthodologique de l’analyse

des hydrocarbures volatils dans les phases dissoute et sédimentaire avec quelques exemples

d’application des méthodologies développées pour l’analyse des hydrocarbures dans les

Rivières Pilotes seront présentés dans la publication n° 1.

Dans ce qui suit est présenté un autre programme s’intéressant aux effluents industriels

pétroliers, avec comme axe principal l’échantillonnage des molécules provenant de ces

effluents et se trouvant dans les masses d’eau : le projet EMESTOX

IV-B- EMESTOX

IV- B- 1- Contexte et objectifs du projet EMESTOX

Dans un objectif de suivi de la qualité chimique de l’eau, le projet EMESTOX (ANR

PRECODD 2008) (Echantillonneurs passifs pour la MEsure des Substances chimiques et de

la TOXicité associée dans l’eau et les effluents industriels) a pour objectif de proposer des

méthodes alternatives à l’échantillonnage ponctuel pour la surveillance des rejets et des

masses d'eau. Ces méthodes devraient améliorer la surveillance chimique et permettre une


144

meilleure prise en compte de la variabilité temporelle de la contamination. Simultanément à

cet aspect « chimique », les méthodes proposées devraient renseigner sur les risques toxiques

et écotoxiques associés aux substances présentes dans le milieu, identifiées ou non identifiées,

par le biais de bio-essais et d’indicateurs écologiques. Ce projet regroupe plusieurs

participants : le LPTC (Université Bordeaux I), le CEMAGREF, le CEREVE, le LRSAE,

TOTAL et IFREMER. Les études menées au sein des différents groupes ciblent le

développement de nouveaux matériaux et/ou l’amélioration des outils d’échantillonnage

passifs existants en les adaptant à des rejets industriels de type pétrolier. Elles visent aussi

l’amélioration de l’aspect quantitatif de ces échantillonneurs, leur calibration, la

généralisation de l’approche PRC (Performance Reference Compound), l’élargissement de la

gamme des composés étudiés et échantillonnés par un même échantillonneur en terme de log

Kow, l’amélioration de la résistance des membranes, l’abaissement du coût des outils, la

diminution des phénomènes de « biofouling » et le couplage d’une approche chimie et

biologie afin d’évaluer les impacts des activités anthropiques sur le milieu naturel. Tous ces

travaux amèneront à l’application des échantillonneurs passifs comme outils aidant à la

surveillance des milieux et des rejets, avec un couplage aux bio-tests.

Le choix des composés faisant l’objet d’étude dans le projet EMESTOX s'est fait en

fonction de leur occurrence dans les rejets industriels pétroliers et les milieux récepteurs, de

leur aspect réglementaire dans la Directive Cadre Eau (2000/60/CE) (Communautés

Européennes, 2000) et dans la Directive 2008/105 du 16 Décembre 2008 (Union Européenne,

2008), ainsi qu’en fonction de la faisabilité de leur analyse liée aux problèmes analytiques.

Ces composés englobent des hydrocarbures aromatiques polycycliques (tableau 19), des

composés volatils (xylènes, toluène), des alkylphénols (nonylphénol et octylphénol), un

pesticide (diuron) et des métaux (zinc, nickel, plomb). Dans le cadre de cette thèse, nous nous

intéresserons uniquement aux hydrocarbures aromatiques polycycliques sélectionnés, trois

parmi eux sont classés comme substances prioritaires dangereuses selon la Directive Cadre

Eau (2000/60/CE) (le naphtalène, l’anthracène et le benzo(a)pyrène), alors que le chrysène est

choisi comme marqueur potentiel de contamination pétrolière (tableau 19).


145

Tableau 19: Normes de Qualité Environnementale (NQE) des HAP sélectionnés dans le programme

EMESTOX.

Substances

NQE (Moyenne Annuelle) - Eau de

Surface

Directive 2008/105 (Union

Européenne, 2008)

------------------------------

Concentration en µg.L-1

Anthracène 0,1

Benzo(a)pyrène 0,05

Naphtalène 1,2

Chrysène 0,4*

*composé ne figurant pas dans la liste des substances dangereuses

Les expérimentations du projet EMESTOX se sont déroulées aux Rivières Pilotes du

site expérimental de TOTAL « petrochemicals » (se référer à la section IV-A-2 pour la

description du site). Les travaux présentés sont axés sur le développement de nouveaux outils

d’échantillonnage des HAP. Ils consistent en la validation et l’application in-situ des POCIS-

« like » développés en laboratoire (section III-F, publication n° 2) ainsi qu’en l’évaluation de

leurs performances et de leurs limites pour l’échantillonnage des HAP (publication n° 3).

Trois types de POCIS-« like » en parallèle à la configuration « pharmaceutique » du POCIS

ont été testés: les POCIS-PE, les POCIS-Nylon 30 µm et les POCIS-Nylon 0,1 µm. Cette

dernière version n’a pas fait partie des expérimentations de calibration en laboratoire, et son

introduction dans les expérimentations en conditions semi-contrôlées complète les recherches

menées sur le POCIS-Nylon 30 µm et les résultats observés avec cet outil en laboratoire

(publication n° 2).

IV- B- 2- Expérimentation préliminaire

Avant toute expérimentation, des prélèvements ont été effectués dans les rivières

pilotes pour vérifier le bruit de fond des composés d’intérêt. Ensuite, une expérimentation

préliminaire a été menée afin d’étudier la faisabilité de réaliser des concentrations aussi

faibles que le tiers de la norme de qualité environnementale (NQE) des composés d’intérêt.

Au cours de cette expérimentation qui s’est déroulée au mois de Janvier 2011, les molécules

(dissoutes dans l’éthanol) ont été injectées en continu dans un canal durant 24 heures. Des

prélèvements ont été réalisés au niveau de 3 positions du point d’injection (15 – 25 – 35 m)


146

après 1, 5 et 24 heures d’injection, afin d’évaluer la stabilité et l’homogénéité des

concentrations dans le canal. La solubilité des HAP dans l’éthanol (solvant dans lequel les

HAP sont dissous avant injection dans les canaux) a aussi été évaluée et les résultats sont

présentés dans l’annexe V.

IV- B- 3- Expérimentations proprement dites

A l’opposé du projet TOTAL où des coupes pétrolières ont été directement injectées

dans les Rivières Pilotes, des solutions des composés d’intérêt dans l’éthanol ont servi pour la

contamination dans le cadre du projet EMESTOX afin de s’affranchir de la complexité

matricielle qui caractérise une coupe pétrolière complexe. Une expérimentation sur des

effluents industriels pétroliers est prévue afin de valider les outils développés (Octobre 2011),

mais ne sera pas intégrée dans le cadre de la présente thèse.

Deux canaux du site expérimental de TOTAL (canal 4 et canal 5) ont été mobilisés

pour les HAP dans le cadre des expérimentations EMESTOX, correspondant aux deux

concentrations visées : la NQE dans les eaux de surface (tableau 19) et le tiers de la NQE. Au

cours des expérimentations, les POCIS et POCIS-« like » ont été immergés dans l’eau des

canaux, accrochés sans cage protectrice à l’aide d’un fil de fer. La hauteur d’eau utile était

comprise entre 20 et 30 cm et la vitesse du courant était de 2 cm.s-1

. Les paramètres physico-

chimiques de l’eau ainsi que les débits de l’eau et de la solution de contamination dans toutes

les expérimentations menées sont reportés dans l’annexe VI. La documentation de ces valeurs

est importante puisqu’elles affectent dans leur majorité les cinétiques d’échantillonnage des

échantillonneurs passifs. Trois expérimentations consécutives ont eu lieu en Mars, Avril et

Mai 2011 (publication n° 3) (tableau 20). Les objectifs, particularités et détails de chacune

sont présentés dans les paragraphes suivants.


147

Tableau 20 : Expérimentations du projet EMESTOX.

Expérimentations Schéma de contamination

« Continue » 21 jours de contamination

« Discontinue » 3 cycles de 3 jours d’injection et de 4 jours d’arrêt d’injection chacun

« Accidentelle » 3 jours de non contamination suivis de 3 jours de contamination simulant

une contamination accidentelle, puis 15 jours de non contamination

IV- B- 3-a- Expérimentation « continue »

IV- B- 3- a- i- Objectifs et description

Cette expérimentation vise principalement à évaluer la capacité des outils développés

au laboratoire à mesurer la concentration en HAP dans le compartiment dissous, par la

comparaison de la concentration obtenue par échantillonnage ponctuel à la concentration

moyenne estimée par les échantillonneurs passifs. Pour ce, une solution de HAP dans

l’éthanol a été injectée en continu pendant 21 jours dans deux canaux à concentrations

d’exposition différentes. Ces dernières ont été maintenues constantes tout au long de

l’expérimentation. Dans le canal 4, la concentration visée était celle de la NQE des HAP

étudiés, alors que celle dans le canal 5 correspondait au tiers de la NQE pour les composés en

question (tableau 19).

IV- B- 3- a- ii- Détail des échantillonneurs

La démarche suivie a consisté à placer un certain nombre d’échantillonneurs passifs au

début de l’expérimentation dans chaque canal et d’en retirer une partie à différents temps afin

de déterminer les cinétiques d’accumulation in-situ. Au total, 24 POCIS et versions adaptées

de POCIS en duplicats ont été disposés dans le canal 4 avec 1 POCIS en amont du point

d’injection servant pour la détermination du bruit de fond de l’eau du gave de Pau en HAP.

Un nombre réduit de POCIS ont été déployés dans le canal 5, au total 4 en duplicats, avec 1

POCIS en amont pour la détermination du bruit de fond (tableau 20).


148

IV- B- 3- a- iii- Campagnes de prélèvement

L’expérimentation d’exposition « continue » s’est déroulée en Mars 2011. La

cinétique de prélèvement des échantillonneurs passifs dans le canal 4 a prévu 1 prélèvement

par semaine, soit à T7 jours, T14 jours et T21 jours (prélèvement avant arrêt de la

contamination (figure 25, tableau 21). Celle du canal 5 a consisté à prélever les

échantillonneurs en fin d’expérimentation (T21 jours, avant arrêt de la contamination (figure

25). Dans les deux canaux, les POCIS « bruit de fond » ont été retirés à T21 (figure 25,

tableau 21). Afin de calibrer in-situ les outils, des prélèvements d’eau ponctuels ont été

effectués à T3, T7, T10, T14, T17 et T21 jours pour calculer la concentration moyenne réelle

en HAP dans les canaux (figure 25). Des prélèvements d’eau en amont du point d’injection

ont été effectués simultanément à chaque prélèvement en aval de l’injection dans les deux

canaux, afin de suivre de façon continue la contamination initiale de l’eau des Rivières

Pilotes.


149

Figure 25 : Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « continue ».

Tableau 21: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « continue ».

Canal Type de POCIS

Dépôt

échantillonneurs Retraits échantillonneurs

T0 jours T7 jours T14 jours T21 jours

Canal 4- NQE

POCIS-PES x6 x2 x2 x2

POCIS-PE x6 x2 x2 x2

POCIS-Nylon 0,1 µm x6 x2 x2 x2

POCIS-Nylon 30 µm x6 x2 x2 x2

Amont canal 4 POCIS-Nylon 0,1 µm x1

x1

Canal 5- 1/3

NQE

POCIS-PES x2

x2

POCIS-Nylon 0,1 µm x2

x2


x1

8/3 9/3 10/3 11/3 12/3 13/3 14/3 15/3 16/3 17/3 18/3 19/3 20/3 21/3 22/3 23/3 24/3 25/3 26/3 27/3 28/3 29/3

Date (2011)

Exposition continue- Canal 4- NQE

Prélèvement ponctuel Concentration visée-NQE Prélèvement échantilonneurs passifs

Dépôt des échantillonneurs passifs

8/3 9/3 10/3 11/3 12/3 13/3 14/3 15/3 16/3 17/3 18/3 19/3 20/3 21/3 22/3 23/3 24/3 25/3 26/3 27/3 28/3 29/3

Date (2011)

Exposition continue- Canal 5- 1/3NQE

Prélèvement ponctuel Concentration visée-1/3 NQE Prélèvement échantillonneurs passifs



150

IV- B- 3-b- Expérimentation « discontinue »

IV- B- 3- b- i- Objectifs et description

Cette expérimentation a principalement visé à montrer la capacité des échantillonneurs

passifs (dans la présente étude les versions adaptées de POCIS) à intégrer une variation de

concentration en contaminants dans l’eau, en ayant recours à l’injection de substances à

concentrations stables et connues pendant des plages de temps déterminées, suivies par des

plages d’arrêt de contamination. Pour ce, une concentration constante d’une solution de HAP

dans l’éthanol a été injectée dans les canaux pendant 3 jours, période suivie d’un arrêt

d’injection pendant 4 jours. Ce cycle a été répété 3 fois consécutives jusqu’à T21 jours dans

les canaux où sont exposés les échantillonneurs. Ainsi, les périodes où l’injection avait lieu

T0-T3, T7-T10, T14-T17 jours ont alterné avec des périodes d’arrêt d’injection T3-T7, T10-

T14 et T17-T21 jours (figure 26). Ce schéma a été appliqué à deux concentrations

d’exposition différentes dans le canal 4 et le canal 5. Les échantillonneurs ont été exposés à

des concentrations telles que la quantité de contaminants injectés dans chaque canal au cours

des 3 périodes de contamination (de 3 jours chacune) correspond à la quantité de

contaminants injectés pendant les 21 jours de l’expérimentation « continue », dans le but de

déterminer si les échantillonneurs sont capables de traduire une même « exposition réelle ».

IV- B- 3- b- ii- Détail des échantillonneurs

Les échantillonneurs passifs ont été placés au début de l’expérimentation dans chaque

canal et retirés à différents temps de prélèvements. Au total, 24 POCIS et versions adaptées de

POCIS en duplicats ont été disposés dans le canal 4 avec 1 POCIS en amont du point

d’injection servant pour la détermination du bruit de fond de l’eau du gave en HAP. Un

nombre réduit de POCIS et de POCIS « like » ont été déployés dans le canal 5, au total 4 en

duplicats, avec 1 POCIS en amont pour la détermination du bruit de fond (tableau 22).


151

IV- B- 3- b- iii- Campagnes de prélèvement

L’expérimentation d’exposition « discontinue » s’est déroulée pendant 21 jours en

Avril 2011. La cinétique de prélèvement des échantillonneurs passifs dans le canal 4 a prévu 3

prélèvements au cours de l’expérimentation, de façon à encadrer un cycle complet

d’injection/arrêt de contamination. Pour ce, le troisième cycle d’injection/arrêt de

contamination (période T14-T17 suivie de T17-T21 jours) a été suivi. Le premier lot

d’échantillonneurs a été prélevé à T14 jours, juste avant le démarrage du troisième cycle

d’injection, le second a été prélevé à T17 jours, juste avant arrêt de l’injection et le

prélèvement final a été effectué en fin d’expérimentation (T 21 jours) (figure 26, tableau 22).

Le choix s’est porté sur ce troisième cycle puisque les échantillonneurs devaient à priori avoir

accumulé plus de contaminants que pendant les cycles précédents et surtout puisque le

prélèvement final (T21) représente le résultat de toute l’expérimentation. La cinétique de

prélèvement du canal 5 s’est basée sur un unique prélèvement des échantillonneurs en fin

d’expérimentation (T21 jours) (figure 26). Dans chaque canal, le POCIS-Nylon 0,1 µm « bruit

de fond » a été retiré à T21 (figure 26, tableau 22). Des prélèvements ponctuels d’eau ont été

effectués avec une cadence qui a permis de couvrir les périodes d’injection et les périodes

d’arrêt de contamination, dans le but de caractériser la concentration moyenne réelle en HAP

dans les canaux (T1, T3, T8, T10, T15 et T17 jours pendant les périodes d’injection et T7,

T14 et T21 jours pendant les périodes d’arrêt de contamination (figure 26)). Des prélèvements

d’eau en amont du point d’injection ont été effectués simultanément à chaque prélèvement en

aval dans les deux canaux, afin de suivre de façon continue la contamination initiale de l’eau

des Rivières Pilotes.


152

Figure 26: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « discontinue ».

Tableau 22: Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « discontinue ».

Canal Type de POCIS

Dépôt


T0 jours

T14 jours

(avant départ

injection)

T17 jours

(avant arrêt

injection)

T21 jours

Canal 4






x1

Canal 5 POCIS-PES x2

x2

POCIS-Nylon 0,1 µm x2

x2


x1

5/4 6/4 7/4 8/4 9/4 10/4 11/4 12/4 13/4 14/4 15/4 16/4 17/4 18/4 19/4 20/4 21/4 22/4 23/4 24/4 25/4 26/4

Date (2011)

Exposition discontinue- Canal 4

Prélèvement ponctuel Période de contamination Prélèvement échantilonneurs passifs

5/4 6/4 7/4 8/4 9/4 10/4 11/4 12/4 13/4 14/4 15/4 16/4 17/4 18/4 19/4 20/4 21/4 22/4 23/4 24/4 25/4 26/4

Date (2011)

Exposition discontinue- Canal 5

Prélèvement ponctuel Période de contamination Prélèvement échantillonneurs passifs


153

IV- B- 3- c- Expérimentation « accidentelle »

IV- B- 3- c- i- Objectifs et description

Cette troisième expérimentation dans les pilotes dynamiques contrôlés a consisté à

tester l’effet d’une exposition accidentelle sur la réponse des échantillonneurs passifs (dans la

présente étude les POCIS-« like »). Pour ce, et après le déploiement des POCIS-« like »

pendant 3 jours dans le milieu, ces derniers ont été exposés pendant 3 jours à une

concentration constante et continue (simulant un pic de contamination) des molécules

d’intérêt, période suivie d’un arrêt de contamination pendant 15 jours avec le maintien des

échantillonneurs dans le milieu. L’expérimentation accidentelle s’est déroulée à une

concentration unique d’exposition, au cours de laquelle la quantité de contaminants injectés

pendant les trois jours de contamination correspond à la quantité totale injectée pour le

scénario d’exposition « continue » dans le canal 4 (correspondant à la concentration NQE)

pendant les 21 jours de contamination. Cette stratégie a été adoptée afin de comparer la

réponse des échantillonneurs entre les deux expérimentations et dans le but de déterminer si

les POCIS-« like » dépurent les contaminants piégés après un pic épisodique de

contamination.

IV- B- 3- c- ii- Détail des échantillonneurs

Les échantillonneurs passifs ont été placés au début de l’expérimentation dans le canal

4 avant le démarrage de la contamination (tableau 23), et retirés au fur et à mesure. Au total,

24 POCIS et versions adaptées de POCIS en duplicats ont été déployés avec 1 POCIS en

amont de la contamination servant pour la détermination du bruit de fond de l’eau du gave en

HAP.


154

IV- B- 3- c- iii- Campagnes de prélèvement

L’expérimentation d’exposition « accidentelle » s’est déroulée pendant 21 jours en

Mai 2011. La cinétique de prélèvement des échantillonneurs passifs dans le canal 4 a prévu 3

prélèvements au cours de l’expérimentation, de façon à suivre le pic de contamination. Le

premier lot d’échantillonneurs a été prélevé à T3 jours avant le démarrage de l’injection, le

second a été prélevé à T6 jours à la fin de la période d’injection et le prélèvement final a été

effectué en fin d’expérimentation (21 jours) (figure 27, tableau 23). Le POCIS-Nylon 0,1 µm

« bruit de fond » a été retiré à T21 (figure 27, tableau 23). Des prélèvements ponctuels d’eau

ont été effectués à T3 jours avant le démarrage de l’injection, T6 jours pendant le pic de

contamination (juste avant arrêt de l’injection) et puis à T10, T14, T17 et T21 jours en période

d’arrêt de contamination (figure 27) pour permettre le calcul de la concentration moyenne

réelle d’exposition. Des prélèvements d’eau en amont du point d’injection ont été effectués

simultanément à chaque prélèvement en aval, afin de suivre la contamination initiale de l’eau

des Rivières Pilotes.

Figure 27: Représentation schématique du plan expérimental d’exposition « accidentelle ».

6/5 7/5 8/5 9/5 10/5 11/5 12/5 13/5 14/5 15/5 16/5 17/5 18/5 19/5 20/5 21/5 22/5 23/5 24/5 25/5 26/5 27/5

Date (2011)

Exposition accidentelle- Canal 4

Prélèvement ponctuel Pic de contamination Prélèvement échantilonneurs passifs



155

Tableau 23 : Cadence du retrait des échantillonneurs passifs dans l’expérimentation « accidentelle ».

Canal Type de POCIS

Dépôt


T0 jours

T3 jours

(avant départ

injection)

T6 jours

(avant arrêt

injection)

T21 jours

Canal 4






x1

En conclusion, les deux projets TOTAL et EMESTOX de part leur déroulement dans

des milieux en conditions semi-contrôlées ont permis de valider dans des effluents industriels

pétroliers toutes les méthodes d’analyse et d’échantillonnage des hydrocarbures développées

en laboratoire. Le premier traitant des différents compartiments du système aquatique a

permis d’un côté d’évaluer la performance des techniques analytiques développées vis-à-vis

de leur application dans des matrices complexes telles les matrices pétrolières et d’un autre

côté d’étudier la distribution et le devenir des hydrocarbures pétroliers provenant des rejets

industriels dans le système aquatique. Quant au projet EMESTOX, axé uniquement sur la

phase dissoute, vecteur principal de la contamination aquatique entre les sources et les

réceptacles, il a permis la validation des outils d’échantillonnage développés au laboratoire

dans une logique d’amélioration de la surveillance chimique des effluents industriels et des

masses d’eau. Le fait que ces projets se soient déroulés en « systèmes pilotes » est crucial

pour valider les méthodologies avant de passer de la petite échelle (laboratoire) à la grande

échelle représentée par le milieu environnemental.

V- Validation et application des méthodologies de dosage et

d’échantillonnage in-situ des HAP dans le milieu environnemental

Afin de compléter les approches d’analyse et d’échantillonnage des hydrocarbures

développées et validées en laboratoire et dans les Rivières Pilotes, la troisième partie des

travaux présentés concerne l’application de ces méthodologies à l’environnement pour les

hydrocarbures aromatiques polycycliques. Une focalisation sur les principales techniques


156

d’échantillonnage des hydrocarbures, leurs performances et leurs limites (publications n° 4, 5

et 6) et une comparaison des techniques d’échantillonnage passif, biologique et ponctuel

(publication n° 4) ont été menées dans deux milieux à caractéristiques différentes : le bassin

d’Arcachon et l’estuaire de la Gironde. Dans une démarche de validation et de compréhension

des POCIS-« like » développés en laboratoire et étudiés in-situ dans les rivières pilotes, ces

échantillonneurs ont été appliqués dans le milieu environnemental. Leur performance en tant

qu’outils de « screening » des HAP et leur capacité à estimer la concentration des

contaminants dans l’eau ont été évaluées et comparées à celles des SPMD (publication n° 6).

L’intérêt du couplage des POCIS-« like » avec des SPMD pour la mesure d’une grande

gamme d’hydrophobicité des HAP a aussi été évalué dans la publication n° 6. Les 3 échelles

laboratoire, systèmes pilotes et environnement sont interconnectées, et tous les travaux menés

en laboratoire et en conditions semi-contrôlées ont permis de mieux comprendre ce qui se

passe dans l’environnement. Ainsi, la contamination en HAP du bassin d’Arcachon

(publication n° 4) et celle de l’estuaire de la Gironde (publication n° 5) ont été suivies, avec la

phase dissoute comme principal centre d’intérêt.

V- A- Le Bassin d’Arcachon

V- A- 1- Généralités sur le bassin d’Arcachon

Le bassin d’Arcachon est une vaste étendue d’eau salée située dans le sud-ouest de la

France dans le département de la Gironde (figure 28). Le bassin est limité à l’ouest par la

flèche sableuse du Cap-Ferret, au nord-ouest par les formations sableuses des Landes, et au

sud par des formations dunaires récentes telles que la dune du Pyla. Cette baie semi-fermée

constitue une véritable petite mer intérieure, dont la superficie varie entre 180 Km2

à marée

haute et environ 50 Km2 à marée basse. Les masses d’eau de la lagune sont sous l’influence

combinée des apports d’eaux continentales, d’eaux marines, et/ou de potentielles remises en

suspension du matériel sédimentaire de surface. Le bassin d’Arcachon est le siège de

nombreuses activités tant touristiques que professionnelles (DRAM-Aquitaine, 2010).


157

Figure 28 : Localisation du bassin d’Arcachon par rapport à la France.

Cet écosystème présente une très grande richesse faunistique et floristique, et subit une

pression anthropique dûe à l’urbanisation, le tourisme et les activités nautiques. Il a servi

comme terrain d’étude dans la présente thèse pour répondre à plusieurs questions

environnementales, pour comparer plusieurs approches d’échantillonnage des HAP dans les

systèmes aquatiques et pour valider les méthodologies développées.

V- A- 2- Objectifs de l’étude

Les travaux menés dans le bassin d’Arcachon pendant la période estivale 2010 avaient

plusieurs objectifs :

la caractérisation de la contamination en HAP et l’étude de leur distribution dans les

différents compartiments de ce milieu naturel (publication n° 4).

la comparaison des informations données par l’échantillonnage ponctuel, passif,

biologique et sédimentaire quant à la mesure des HAP dans l’environnement

(publications n° 4 et 6).


158

la comparaison de différents outils d’échantillonnage passif existants pour la

détermination des concentrations moyennées au cours du temps des HAP dans la

phase dissoute (publication n° 4).

la validation des POCIS-« like » développés en laboratoire et leur positionnement par

rapport à d’autres types d’échantillonneurs passifs tels que les SPMD (publication

n° 6).

l’évaluation des échantillonneurs passifs quant à leur capacité à mesurer la fraction

libre dissoute des HAP, à traduire leur biodisponibilité et à mimer l’exposition des

organismes dans un milieu riche en matières particulaires (teneur en matières en

suspension comprise entre 1 et 10 mg.L-1

(Crespo, 2009)) (publication n° 4).

V- A- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage

Afin de répondre aux objectifs visés, des organismes ont été transplantés dans

différents sites d’étude. Ils ont ensuite fait l’objet de plusieurs suivis pour mesurer leurs

teneurs en HAP pendant la période estivale 2010. En parallèle, des suivis de la phase

sédimentaire et particulaire ont été menés pour la caractérisation globale du système. Des

échantillonneurs passifs ont été déployés simultanément aux organismes biologiques, et un

« focus » sur la phase dissoute a été effectué pendant le premier mois de suivi, que ce soit

pour la comparaison des différentes techniques d’échantillonnage abiotiques des

hydrocarbures dans les systèmes aquatiques ou pour l’évaluation de la performance des

échantillonneurs passifs à mimer l’exposition des organismes.

L’huître creuse japonaise, Crassostrea gigas a été choisie comme organisme sentinelle

pour cette étude au vu de sa forte exploitation dans le bassin d’Arcachon. Des huîtres

diploïdes et des huîtres triploïdes ont été sélectionnées (calibre : type 3 ; masse : 66-85 g ;

âge : 3 mois). Un lot initial « contrôle » de chaque type d’huître a été analysé pour la

détermination du niveau de contamination initial des bivalves. Pour chaque site, 3 lots de 20

organismes diploïdes et 3 lots de 20 organismes triploïdes ont été placés dans des boites

grillagées en plastique (30 cm de hauteur, 20 cm de diamètre), de façon à retirer à chaque


159

prélèvement 1 lot d’huîtres de chaque type (les indices de condition des huîtres figurent dans

l’annexe VII et la publication n° 4). Les sites étudiés sont dotés de caractéristiques variées et

comprennent le port d’Arcachon (44°39’40.69’’Nord 1°9’1.72’’Ouest) et la jetée

d’Eyrac (44°39’53.75’’Nord 1°9’49.19’’Ouest) dans la zone côtière, l’Ile aux

oiseaux (44°41’31.25’’Nord 1°9’36.03’’Ouest) et le banc d’Arguin (44°35’21.87’’Nord

1°13’44.08’’Ouest) dans le secteur intra-bassin (figure 29) (annexe VIII). Les huîtres ont été

accrochées sur un ponton en face de la station essence au port d’Arcachon, sur la structure de

la jetée d’Eyrac, sur les tables des parcs à huîtres à l’Ile aux oiseaux et sur une bouée au banc

d’Arguin. Les échantillonneurs passifs (SPMD, SR, POCIS-PE, POCIS-Nylon 30 µm) ont été

placés dans des cages en acier inoxydable cylindriques (figure 30) au même endroit que les

huîtres sur chaque site et de façon à ce que l’ensemble soit tout le temps immergé même à

marée basse.

Figure 29 : Sites du bassin d’Arcachon suivis pendant la période estivale 2010.


160

Figure 30: Cage où sont placés les échantillonneurs passifs au moment du déploiement environnemental.

La première campagne s’est déroulée en Juillet 2010 au niveau des 4 sites d’étude, au

cours de laquelle les huîtres et les échantillonneurs passifs ont été déployés (tableau 24). Des

prélèvements d’eau ont été réalisés en sub-surface (profondeur 0,1 m) par l’intermédiaire de

bouteilles ambrées de 4 L. Parallèlement, des prélèvements de sédiments de surface ont été

effectués à l’aide d’une spatule métallique. Les campagnes successives qui ont suivi ont eu

lieu en Août, Septembre et Octobre. Les prélèvements de sédiments et d’eau ont eu lieu

durant toutes ces campagnes. Les échantillonneurs passifs ont été retirés en Août, alors que

les organismes biologiques ont été retirés pendant les campagnes d’Août, de Septembre et

d’Octobre, mais suite à des problèmes de vols ou des problèmes logistiques, elles n’ont pas pu

être récupérées sur tous les sites aux différents temps de prélèvements prévus (tableau 24).

Les échantillons ont été conservés à - 20 °C jusqu’à leur analyse. Les échantillonneurs

passifs ont été extraits selon les protocoles décrits dans la section III-D ; la phase dissoute a

été extraite selon le protocole décrit dans la section III-B ; et les matrices solides (huîtres,

sédiments et particules) ont été extraites selon le protocole détaillé dans la section III-C. Tous

les extraits organiques ainsi obtenus ont été analysés par chromatographie en phase gazeuse

couplée à la spectrométrie de masse selon les méthodes décrites dans les annexes III et IV.


161

Tableau 24 : Stratégie d’échantillonnage dans le bassin d’Arcachon pendant la période estivale 2010.

Port d'Arcachon Jetée d'Eyrac Ile aux Oiseaux Banc d'Arguin

01/07/2010

Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L Eau : 8 L

Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g

Dépôt de 4 lots d'huîtres, chacun composé

de 20 huîtres diploïdes et de 20 huîtres

triploïdes



triploïdes



triploïdes



triploïdes

SPMD: dépôt d'un duplicat SPMD: dépôt d'un duplicat SPMD: dépôt d'un duplicat SPMD: dépôt d'un duplicat

POCIS-PES: dépôt d'un triplicat POCIS-PES: dépôt d'un triplicat POCIS-PES: dépôt d'un triplicat POCIS-PES: dépôt d'un triplicat

POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat

POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat

04/08/2010


Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g

Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huîtres

SPMD: retrait du duplicat SPMD: retrait du duplicat SPMD: retrait du duplicat SPMD: retrait du duplicat

POCIS-PES: retrait du triplicat POCIS-PES: retrait du triplicat POCIS-PES: retrait du triplicat POCIS-PES: retrait du triplicat

POCIS-Nylon 30 µm: retrait du triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat POCIS-Nylon 30 µm: dépôt d'un triplicat

POCIS-PE: retrait du triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat POCIS-PE: dépôt d'un triplicat

20/09/2010


Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: problème dans récupération Sédiments: 500 g

perte des huîtres dans le milieu Retrait d'1 lot d'huîtres Retrait d'1 lot d'huitres Perte des huîtres dans le milieu

11/10/2010


Sédiments: 500 g Sédiments: 500 g Sédiments: problème dans récupération Sédiments: 500 g

Perte des huîtres dans le milieu Perte des huîtres dans le milieu Récupération des huîtres diploïdes

uniquement Perte des huîtres dans le milieu


162

V- B- L’estuaire de la Gironde

V- B- 1- Généralités sur l’estuaire de la Gironde

L’estuaire de la Gironde est l’estuaire le plus large de France et recouvre 625 Km2 à

marée haute (figure 31). Il constitue la partie estuarienne de deux rivières : la Garonne et la

Dordogne qui drainent un bassin versant de 71 000 Km2. Il s’étend sur une longueur de

70 Km depuis le Verdon jusqu’à Bec d’Ambès, point de rencontre des deux rivières (David et

al., 2005). L’estuaire de la Gironde est l’un des estuaires les plus turbides en Europe, la

moyenne annuelle de la teneur en matières en suspension peut dépasser 500 mg.L-1

(Sautour

et Castel, 1995). Le gradient de salinité observé dans l’estuaire limite l’expulsion des matières

en suspension vers l’océan, par conséquent une particule rentrant dans ce système peut rester

un an dans la couche la plus turbide avant d’être expulsée. Ce milieu constitue une zone de

transition entre les eaux douces et les eaux marines et joue un rôle important en tant que zone

de reproduction, de nourricerie et d’alimentation.

Figure 31 : Localisation de l’estuaire de la Gironde par rapport à la France.


163

V- B- 2- Objectifs de l’étude

L’estuaire de la Gironde a été sélectionné dans le cadre de ces travaux au vu de sa

forte teneur en matières organiques et particulaires. Il offre des conditions spécifiques pour

l’étude de la performance des échantillonneurs passifs pour l’échantillonnage des HAP dans

les systèmes aquatiques. Les travaux menés dans l’estuaire de la Gironde ont ciblé trois

objectifs principaux et sont présentés dans la publication n° 5.

l’étude de la contamination spatiale et saisonnière de la phase dissoute de ce système

en HAP.

la détermination de la fraction « libre » dissoute des HAP dans ce milieu macrotidal

riche en matière organique.

l’évaluation des limites des SPMD pour l’estimation des concentrations moyennées

dans le temps des contaminants hydrophobes.

V- B- 3- Stratégie d’étude et campagnes d’échantillonnage

Afin de répondre à ces objectifs, l’échantillonnage ponctuel a été couplé à des

techniques d’échantillonnage passif afin d’accéder à la concentration moyennée des

contaminants dans l’eau mais surtout à la fraction « libre » de ces contaminants. Quatre sites

ont fait l’objet du suivi mensuel depuis le printemps 2009 jusqu’à l’été 2010: Libourne

(44°54’50.22’’Nord 0°14’56.58’’Ouest) situé sur la Dordogne, le port autonome de Bordeaux

(44°51’51.22’’Nord 0°32’43.97’’Ouest) et Cadaujac (44°44’25.39’’Nord 0°30’23.29’’Ouest)

situés sur la Garonne, et Pauillac (45°13’4.87’’Nord 0°44’45.93’’Ouest) en aval de Bec

d’Ambès, point de confluence des deux fleuves (figure 32) (annexe IX).


164

Figure 32 : Sites de l’estuaire de la Gironde suivis au cours des années 2009/2010.

Deux campagnes ont eu lieu chaque saison : la première a consisté à prélever de l’eau

en sub-surface à l’aide de bouteilles ambrées de 2,5 L et d’un préleveur manuel, et à exposer

simultanément les outils de l’échantillonnage passif. La seconde campagne (en moyenne 3

semaines après la première) avait pour but de retirer les échantillonneurs déployés et

d’effectuer un autre prélèvement d’eau ponctuel pour avoir une idée quant à la variabilité de

la concentration en contaminants. Ce schéma a été reproduit pendant toutes les saisons de

suivi (figure 33). Les échantillonneurs passifs exploités dans le cadre des travaux menés dans

ce milieu sont les SPMD (une membrane par site pendant la campagne estivale 2009 et la

campagne printanière 2010) et les POCIS dans leur configuration « pharmaceutique »

d’origine (un triplicat par site et pendant toutes les campagnes de prélèvement). Les résultats

concernant les POCIS ne seront pas présentés dans la publication n° 5 puisqu’ils ont servi

comme tests préliminaires pour comprendre les limites de ces outils pour l’échantillonnage

des HAP avant d’être optimisés (publications n° 2 et 3).


165

Figure 33: Calendrier d’échantillonnage des sites étudiés dans l’estuaire de la Gironde.

22

/04

/20

09

14

/05

/20

09

31

/07

/20

09

22

/03

/20

10

25

/08

/20

09

19

/11

/20

09

09

/12

/20

09

02

/03

/20

10

04

/06

/20

10

22

/06

/20

10

02

/09

/20

10

01

/10

/20

10

Printemps 2009

Eté 2009 Automne 2009

Hiver 2010Printemps

2010Eté 2010

166

167

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168


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184

185

Chapitre III :

Résultats

Ce chapitre présente les résultats des travaux de thèse effectués sous forme de publications.

Les deux premières concernent les développements méthodologiques réalisés au laboratoire

pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils dans les phases dissoute et sédimentaire

(publication n° 1) ; et ceux pour l’échantillonnage des Hydrocarbures Aromatiques

Polycycliques (HAP) dans la phase dissoute (publication n° 2). La troisième publication

présente une étude en conditions semi-contrôlées des échantillonneurs passifs développés au

préalable en laboratoire (POCIS-« like ») pour les HAP. Les trois dernières publications

s’intéressent à la caractérisation des HAP dans deux écosystèmes aquatiques français (le

bassin d’Arcachon et l’estuaire de la Gironde) avec un intérêt particulier pour l’utilisation des

échantillonneurs passifs dans le but de mesurer la contamination de la phase dissoute. La

publication n° 4 s’intéresse à l’application des membranes semi-perméables (SPMD) et des

gommes de silicone dans l’environnement ainsi qu’à l’évaluation de leurs capacités

biomimétiques. La publication n° 5 expose la démarche d’utilisation des SPMD. La

publication n° 6 présente la validation in-situ des POCIS-« like » et leur comparaison avec les

SPMD.

186

Chapitre III : Résultats

187


Liste des publications

PUBLICATION n° 1 : Optimisation, validation et application d’une méthodologie de

microextraction sur phase solide en mode espace de tête couplée à la chromatographie en

phase gazeuse et à la spectrométrie de masse (HS-SPME-GC-MS) et à la spectrométrie de

masse en tandem (HS-SPME-GC-MS-MS) pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers

volatils dans les phases dissoute et sédimentaire du système aquatique.

PUBLICATION n° 2 : Développements des versions adaptées du « Polar Organic

Chemical Integrative Sampler » (POCIS) pour l’échantillonnage des Hydrocarbures

Aromatiques Polycycliques dans le système aquatique.

PUBLICATION n° 3 : Etude du comportement des versions adaptées du POCIS pour

l’échantillonnage des HAP à travers leurs applications dans des expérimentations en

conditions semi-contrôlées. Effets d’une contamination discontinue ou accidentelle.

PUBLICATION n° 4 : Etude de la contamination en HAP dans le bassin d’Arcachon

durant l’été 2010. Couplage des approches d’échantillonnage passif et d’accumulation

biologique.

PUBLICATION n° 5 : Etude de la contamination en HAP dans la phase dissoute de

l’estuaire de la Gironde. Couplage avec une approche intégrative au cours du temps pour la

détermination des concentrations « libres » dissoutes et moyennées.

PUBLICATION n° 6 : Application environnementale des versions adaptées de

POCIS développées en laboratoire ou POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP dans

les systèmes aquatiques. Comparaison avec les SPMD.


188

I- Publication n° 1 : Optimisation, validation et application d’une

méthodologie de microextraction sur phase solide en mode espace de

tête couplée à la chromatographie en phase gazeuse et à la

spectrométrie de masse (HS-SPME-GC-MS) et à la spectrométrie de

masse en tandem (HS-SPME-GC-MS-MS) pour l’analyse des

hydrocarbures pétroliers volatils dans les phases dissoute et

sédimentaire du système aquatique


189

Optimization, validation and application of a Headspace Solid-Phase

Microextraction method coupled to gas chromatography-mass

spectrometry (HS-SPME-GC-MS) and tandem mass spectrometry (HS-

SPME-GC-MS-MS) for the analysis of volatile petroleum hydrocarbons in

the dissolved and sedimentary phases of the aquatic system

Ninette ABOU MRAD1, Karyn LE MENACH

1, Kévin CAILLEAUD

2, Hélène

BUDZINSKI1*

1Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),

Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, university

Bordeaux 1, 351, cours de la Libération, 33405 Talence cedex, France.

2 TOTAL Petrochemicals, pôle de Recherche et de Développement Mont Lacq, BP 47-64170 Lacq,

France.

*Corresponding author. Tel: 33 5 56 84 69 98; Fax: 33 5 56 84 69 98

E-mail address: [email protected]

Abstract

This paper describes the development and validation of the Headspace Solid Phase

Microextraction (HS-SPME) coupled to gas chromatography and mass spectrometry (GC-

MS) and tandem mass spectrometry (MS-MS) for the analysis of the gasoline fraction

hydrocarbons (C6-C10) in water and sedimentary phases. The extraction efficiency of water

samples, spiked with 21 aromatic and saturated compounds at three concentration levels

(100 ng.L-1

, 500 ng.L-1

and 1000 ng.L-1

) ranged between 66 and 110 % with relative standard


190

deviations below 13 % for concentrations higher than detection limits, while recoveries in

sediment samples, spiked with the same compounds at 10 ng.g-1

and 100 ng.g-1

ranged

between 95 and 114 % with relative standard deviations below 23 %. A good linearity was

established in the range between 10 ng.L-1

and 1500 ng.L-1

in the water phase and in the range

between 5 and 200 ng.g-1

in the sedimentary phase, with R2

> 0.999 for the majority of the

studied compounds. Detection limits were below 4 ng.L-1

for most of the aromatics and

between 4 and 590 ng.L-1

for aliphatics in the water phase. In the sedimentary phase,

detection limits were below 6 ng.Kg-1

wet weight for most of the aromatics and below

90 ng.Kg-1

wet weight for aliphatics. Compared to GC-MS, the developed GC-MS-MS

method showed enhanced selectivity and overcame interference problems issued from

complex petroleum mixtures found in the environmental samples. The HS-SPME method was

extended to 21 other compounds characterizing mid-distillate fraction hydrocarbons, and

showed good performances. The method demonstrated its successful application in the

screening and quantitative analysis of volatile hydrocarbons in the water and sedimentary

phases during experiments under semi-controlled conditions, where petroleum products were

injected in flow through systems at different concentrations.

Keywords: Petroleum hydrocarbons, volatile organic compounds (VOCs), headspace solid

phase microextraction (HS-SPME), water, sediments.


191

I- Introduction

Release of crude oil and its refined products is the most common source of both

episodic and chronic hydrocarbon pollution problems in the oceans, lakes, rivers and

groundwaters. Under Hazard and Risk Assessment procedures, as well in routine monitoring

programs or emergency spill situations, these hazardous substances need to be monitored in

the different compartments where they partition after their introduction into the aquatic

system. The analytical methodologies used in an environmental site evaluation should on one

hand identify the presence of the contaminants and their profile distribution pattern, and on

another hand determine their concentrations after the oil weathering. These steps are crucial

since they allow characterizing the contamination sources and measuring exposure

concentrations, two key parameters in the site remediation procedures and ecotoxicological

risk assessment.

Oil composition varies widely according to the oil source and the geologic

environment in which they migrated (Wang et al., 2002). Their refined products are typically

constituted of C3-C12 carbon range when it comes to light distillates like automotive

gasoline, or of a broader carbon range (C6-C26) when it comes to mid-range distillates like

kerosene and jet fuel. In order to have a comprehensive picture of the contamination status, it

is relevant to study the whole range or spectrum of compounds. However, the gasoline range

hydrocarbons C5-C10 typically constitutes between 20 and 40 % of most crude oils, and

many of the higher petroleum fractions are refined to break their larger molecules into

constituent products of the gasoline range (Harris et al., 1999). For these reasons and for a

rapid screening but effective purpose, it is sufficient to identify and characterize this fraction

range, which is mainly constituted of linear, branched and cyclic aliphatic structures, as well

as monoaromatic compounds (Abrams et al., 2009).

Different methodologies have been applied for the analysis of volatile hydrocarbons in

environmental matrices, mainly headspace analysis (< C5), and solvent extraction (> C15+)

(Abrams, 2005). Harris et al. (1999) were the first to report Headspace Solid Phase

Microextraction (HS-SPME) for the analysis of gasoline range hydrocarbons in crude oil

mainly to avoid losses of the high vapor pressure compounds relatively to the C15+

compounds by solvent extraction, and to improve the method effectiveness for compounds in

the C8-C12 range which have higher boiling points than the compounds in the C1-C5 range


192

(Abrams & Dahdah, 2010) and whose analysis by conventional headspace does not seem

effective. This interesting approach was then applied in the analysis of volatile compounds in

complex matrices containing petroleum. Studies reported its application in environmental

monitoring and laboratory studies with water accommodated fractions (Llompart et al., 1998),

water samples (Wang et al., 2002; Jaraula et al., 2008), ice samples (Jaraula et al., 2008), soil

and clay samples (Zhang & Pawliszyn, 1993 a), sludge samples (Zhang & Pawliszyn, 1993 a)

and sediment samples (Jaraula et al., 2008; Abrams et al., 2009). HS-SPME is a non-

exhaustive extraction method, based on the partitioning of analytes between the matrix and

the fiber coating till equilibrium is reached (Lord & Pawliszyn, 2000). It depends on the

equilibrium between the matrix and the analytes in the gas phase thus on the compound

volatilities and the matrix properties, and depends also on the equilibrium between the gas

phase and the fiber coating that is related to the compounds affinity for the fiber coating

(Zhang & Pawliszyn, 1993 b).

The present study aims to optimize and validate the performance of the HS-SPME

coupled to gas chromatography with a mass spectrometer detector (GC-MS) for the analysis

of the gasoline fraction in the dissolved and sedimentary compartments of the aquatic system.

The method is applied in a further step on a wider range of petroleum hydrocarbons reaching

C19. Nevertheless, and even though HS-SPME-GC-MS procures resolved peaks in the range

of the hydrocarbons studied, its use may be restricted by the presence of complex petroleum

mixtures leading to interferences in sample analysis. To overcome this problem, a second part

of this paper reports the development of an HS-SPME-GC methodology for the gasoline

hydrocarbons range coupled to tandem mass spectrometry (MS-MS). Applications of the

developed methodologies are described in a case study including different petroleum

contaminated sample types such as Water Accomodated Fractions (WAFs) as well as water

and sedimentary compartments of a semi-controlled condition experiments.

II- Experimental

II-1- Materials

Aromatic compounds and saturated aliphatics < C10 were acquired from Cluzeau Info

Labo (Sainte Foy La Grande, France). Aromatics were purchased in a mixture of “Volatile


193

aromatics and unsaturated organic compounds Mix1” in methanol at 200 mg.L-1

for each

compound: (benzene, toluene, ethylbenzene, o-xylene, p+m-xylene, isopropylbenzene, n-

propylbenzene, 1,3,5-trimethylbenzene, terbutylbenzene, 1,2,4-trimethylbenzene, sec-

butylbenzene, 4-isopropyltoluene, butylbenzene, naphthalene and other compounds not

studied herein), while saturated aliphatics < C10 were purchased pure liquids (hexane,

heptane, methylcyclohexane, octane, nonane, decane). Other aliphatics such as undecane,

dodecane, tridecane, tetradecane, pentadecane, hexadecane, heptadecane, octadecane,

nonadecane were purchased in a mixture of “DRO” in hexane and individual internal

standards were purchased pure from Cluzeau Info Labo (Sainte Foy La Grande, France).

1,4- dimethyltetraline; 1,1,6-trimethyltetraline; 2,6,10-trimethyldodecane; trans-decaline;

2- methylundecane; hexylbenzene; 2-methylundecane and 1-methyldecaline were purchased

in isooctane individual solutions; 2,2,5-trimethylhexane; 2-methylnonane and

1,1,3- trimethylcyclohexane were purchased in cyclohexane individual solutions;

3 ethyltoluene was purchased as a pure liquid and pentylbenzene in hexane solution, all from

Chiron (Trondheim, Norway). All standards had purities exceeding 98 %. Working solutions

were prepared in HPLC gradient grade methanol acquired from J.T.Baker (Atlantic Labo,

Bruges, France) or in HPLC grade 2-propanol acquired from Scharlau (Atlantic Labo, Bruges,

France). The SPME (PDMS 100 µm Merlin and PDMS/DVB 65 µm) were purchased from

Supelco (Sigma Aldrich, Saint Quentin Fallavier, France).

II- 2- Laboratory developments

II- 2- a- Preparation and extraction protocol: HS-SPME

The same extraction protocol and the same method of analysis were applied for both

water and sediment samples. 10 mL of water (milli Q) were placed in a 22 mL SPME vial,

while 3 g of wet homogenized sediment were placed in a 10 mL SPME vial. Sediments were

left wet to avoid losses of volatiles during the freeze-drying step, and to improve the

extraction efficiency since water promotes the release of volatiles from the sediment into the

headspace (Llompart et al., 1999). Prior to extraction, samples were spiked gravimetrically

with a solution of internal standards in methanol. Automated extraction was carried out using

a CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL) with a temperature controlled simple


194

magnet mixer tray. The sample was shaken for 5 min at 50 °C in the agitator of the

autosampler for incubation (250 rpm, agitator on time: 20 s, agitator off time 5 s). After the

fiber preconditioning under helium flow according to the manufacturer’s instructions: 30 min,

250 °C (either for PDMS 100 µm or PDMS/DVB 65 µm which were both tested), the fiber

was exposed to the headspace of the sample, where the extraction lasted 40 min at 50 °C. The

extraction was performed with agitation at 250 rpm in cycles of 20 s on and 5 s off. Once the

extraction completed, the fiber was immediately retracted back into the needle and transferred

without delay to the GC injector where it was desorbed for 20 min at 220 °C. Many fiber

blanks were run during sample analysis sequences to reduce the presence of contaminants and

ensure the absence of carry over.

The application of HS-SPME parameters such as temperature, extraction time and

rotation speed obtained from the literature gave satisfactory results either in the water phase

or the sediments (see section II-3-a). For this reason no further optimization steps in these

parameters were established. However, many fiber coatings have been reported in the

literatures for the sampling of volatile hydrocarbons in environmental samples. To determine

the effect of the fiber coating on the overall performance of the extraction of target

compounds in this study, replicate (n = 3) spiked milli-Q water samples at 700 ng.L-1

of each

compound were extracted with two fiber types: the PDMS 100 µm Merlin and the

PDMS/DVB 65 µm. The first was chosen due to its wide application for the sampling of

petroleum hydrocarbons (SUPELCO, 1998; Harris et al., 1999; Jaraula et al., 2008; Abrams et

al., 2009). Its important thickness enhances the retention of highly volatile compounds

(Stashenko & Martinez, 2007). The second was tested based on previous internal laboratory

studies where it showed a high sensitivity for volatile compounds.

II- 2- b- GC-MS analysis

Analyses were conducted with a gas chromatograph (model GC 7890 A, MS 5975 C

inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent Technologies) (Waghaeusel, Germany). The

injector temperature was maintained at 220 °C. Separation of analytes was achieved using a

DB-624 capillary column (6 % cyanopropyl-phenyl, 94 % dimethylsiloxane phase; 30 m

x 0.32 mm i.d. x 1.8 µm film thickness) purchased from Agilent Technologies (Massy,

France). The temperature program started at 30 °C and was held for 10 min, was then


195

increased at the rate of 10 °C/min to 100 °C and held for 5 min, subsequently raised at the rate

of 25 °C/min to 260 °C and kept isothermal for 11 min. The GC-MS transfer line temperature

was set at 260 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization

mode. The signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of

230 °C and a quadrupole temperature of 150 °C. The mass spectrometer was operated in the

selected ion monitoring mode (SIM), with a dwell time of 40 ms.

Separated analytes including the gasoline fraction hydrocarbons as well as other

abundant and critical hydrocarbons of the mid-distillate fractions are presented in table 1,

which groups their retention times, their selected quantification and confirmation ions and the

internal standards used for their quantification.

Table 1: GC-MS developed method for the analysis of volatile petroleum hydrocarbons.

Compound Retention time

(min)

Quantification

ion (m/z)

Confirmation

ion (m/z) Internal standard

Hexane 2.9 57 86 Hexane-d14

Benzene 7.7 78 - Benzene-d6

Heptane 9.3 43 100 Heptane-d16

Methylcyclohexane 11.4 83 98 Methylcyclohexane-d11

2,2,5-trimethylhexane 14.3 57 128 o-xylene-d6

Toluene 14.5 91 92 Toluene-d8

Octane 15.0 43 114 Octane-d18

1,1,3-trimethylcyclohexane 16.3 111 126 o-xylene-d6

Ethylbenzene 17.4 91 106 Ethylbenzene-d10

p+m-xylene 17.7 91 106 o-xylene-d6

Nonane 17.9 57 128 Nonane-d20

o-xylene 18.5 91 106 o-xylene-d6

Isopropylbenzene 19.5 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12

2-methylnonane 20.1 43 142 Naphtalene-d8

n-propylbenzene 20.7 91 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12

3-ethyltoluene 21.1 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12

1,3,5-trimethylbenzene 21.3 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12

Decane 21.6 57 142 Decane-d22

Terbutylbenzene 22.4 119 134 1,3,5-trimethylbenzene-d12

1,2,4-trimethylbenzene 22.6 105 120 1,3,5-trimethylbenzene-d12

Sec-butylbenzene 22.9 105 134 Isopropyltoluene-d14

4-isopropyltoluene 23.3 119 134 Isopropyltoluene-d14

2-methyldecane 23.6 43 156 Decane-d22

Trans-decaline 23.8 138 81 o-xylene-d6

Butylbenzene 24.0 91 134 Isopropyltoluene-d14


196

Compound Retention time

(min)

Quantification

ion (m/z)

Confirmation

ion (m/z) Internal standard

Undecane 24.2 57 156 Dodecane-d26

1-methyldecaline 24.7 152 67 Dodecane-d26

2-methylundecane 25.1 43 170 Dodecane-d26

n-pentylbenzene 25.3 91 148 Dodecane-d26

Dodecane 25.5 57 170 Dodecane-d26

Naphtalene 26.3 128 - Naphtalene-d8

1-hexylbenzene 26.3 91 162 Tetradecane-d30

Tridecane 26.3 57 184 Tetradecane-d30

1,4-dimethyltetraline 26.6 145 160 Tetradecane-d30

2,6,10-trimethyldodecane 26.9 57 212 Tetradecane-d30

Tetradecane 27.0 57 198 Tetradecane-d30

1,1,6-trimethyltetraline 27.1 159 174 Tetradecane-d30

Pentadecane 27.6 57 212 Pentadecane-d32

Hexadecane 28.2 57 226 Hexadecane-d34

Heptadecane 28.7 57 240 Hexadecane-d34

Octadecane 29.3 57 254 Eicosane-d42

Nonadecane 29.9 57 268 Eicosane-d42

Internal standards

Hexane-d14 2.6 66 100 -

Benzene-d6 7.5 84 - -

Heptane-d16 8.4 50 116 -

Methylcyclohexane-d11 11.0 94 109 -

Toluene-d8 14.4 98 100 -

Octane-d18 14.6 50 132 -

o-xylene-d6 18.4 94 112 -

Ethylbenzene-d10 17.3 98 116 -

Nonane-d20 17.5 50 148 -

Decane-d22 20.9 66 164 -

1,3,5-trimethylbenzene-d12 21.0 114 132 -

Isopropyltoluene-d14 23.1 130 148 -

Naphtalene-d8 26.0 136 - -

Dodecane-d26 25.2 66 196 -

Tetradecane-d30 26.9 66 228 -

Pentadecane-d32 27.5 66 244 -

Hexadecane-d34 28.0 66 260 -

Eicosane-d42 30.3 66 324 -


197

II- 2- c- HS-SPME-GC-MS-MS

The complexity of petroleum matrices may cause interferences in the identification

and quantification of target analytes. For this purpose, an HS-SPME-GC-MS-MS

methodology was developed for the gasoline hydrocarbons range to increase the selectivity in

sample analysis. The same extraction procedure as well as the GC parameters previously

detailed with the HS-SPME-GC-MS were also applied with the GC-MSMS method (model

GC 7890 A, C series, MSD 7000 A triple quadrupole Electronic Impact, Agilent

Technologies) (Waghaeusel, Germany). Method development included the selection of

precursor ions which were among the most intense characteristic ions in the mass spectrum of

the compounds obtained when the GC-MS-MS was operated in the SIM mode. The second

step consisted of determining product ions by conducting daughter scan analysis at different

energy collisions. The most efficient MS/MS precursor ion → product ion transitions (the

most abundant and those ensuring unambiguous identification of target analytes) were then

selected, one transition for the quantification and one for the qualification of target

compounds (table 2). The electronic energy impact was maintained at 70 eV. However, and

due to the low energy fragmentation of the saturated aliphatics, a reduction of the electronic

energy impact to 50 eV was tested, but no significant differences were observed in the

sensitivity of the multiple reaction monitoring (MRM) transitions.

Method performance was assessed on replicate spiked wet sediments (n = 3) at

50 ng.g-1

and at 250 ng.g-1

, and the stability of ion ratios for all target analytes as well as the

injection repeatability mainly for saturated aliphatics were assessed by standard solution

replicate injections (n = 3) at different concentrations in 2-propanol, ranging from 5 ng.g-1

to

5 µg.g-1

.


198

Table 2: GC-MS-MS developed method for the analysis of volatile petroleum hydrocarbons.

Compound Retention

time (min)

Quantification transition

product ion>precursor ion Dwell (ms)

Collision

energy (V)

Confirmation transition


Collision

energy (V)

Ratio quantification

transition

area/confirmation

transition area

Benzene-d6 6.5 84>56 10 17 84>82 10 20 26

Benzene 6.7 78>52 10 17 78>77 10 15 43

Heptane-d16 7.3 82>50 10 5 50>46 10 5 54

Heptane 8.1 71>43 10 2 100>43 10 1 10

Methylcyclohexane-d11 9.6 94>62 10 7 109>94 10 1 57

Methylcyclohexane 10.2 83>55 10 5 98>83 10 1 69

Toluene-d8 13.7 100>98 10 15 98>70 10 17 54

Toluene 13.8 92>91 10 10 91>65 10 17 62

Octane-d18 14.0 98>50 10 5 82>50 10 5 67

Octane 14.4 85>43 10 5 71>43 10 5 55

Ethylbenzene-d10 16.8 98>70 10 17 116>98 10 5 88

Ethylbenzene 16.9 106>91 10 10 91>65 10 17 87

Nonane-d20 17.0 50>46 10 5 98>50 10 5 91

p+m-xylene 17.1 106>91 10 10 91>65 10 17 68

Nonane 17.3 85>43 10 5 57>41 10 5 76

o-xylene-d6 17.7 112>95 10 10 94>67 10 15 58

o-xylene 17.8 106>91 10 10 91>65 10 17 68

Isopropylbenzene 18.5 105>77 10 15 120>105 10 5 76

n-propylbenzene 19.7 91>65 10 17 120>91 10 5 65

1,3,5-triméthylbenzene-d12 19.9 132>114 10 15 114>82 10 15 97

Decane-d22 19.9 82>50 10 5 66>46 10 7 78

1,3,5-trimethylbenzene 20.2 120>105 10 10 105>77 10 15 114

Decane 20.5 71>43 10 2 85>43 10 5 71

Terbutylbenzene 21.2 119>91 10 10 91>65 10 17 29


199

Compound Retention

time (min)

Quantification transition


Collision

energy (V)

Confirmation transition


Collision

energy (V)

Ratio quantification

transition

area/confirmation

transition area

1,2,4-trimethylbenzene 21.4 120>105 10 10 105>77 10 15 85

Sec-butylbenzene 22 105>77 10 15 105>79 10 12 69

Isopropyltoluene d14 22.2 130>98 10 15 148>130 10 7 48

4-isopropyltoluene 22.5 119>91 10 10 119>117 10 10 39

Butylbenzene 23.4 92>91 10 10 91>65 10 17 63

Naphtalene d8 25.5 136>136 10 10 136>108 10 10 17

Naphtalene 25.6 128>128 10 15 128>102 10 15 34


200

II- 3- Method validation

Validation of the HS-SPME protocol for the gasoline fraction hydrocarbons was

conducted on the GC-MS system, and included the determination of method accuracy

(precision and trueness), extraction recoveries, linearity range, limits of detection, limits of

quantification and matrix effect assessment.

II- 3- a- Accuracy, Precision and Recovery

Recovery studies were performed at three different levels of analyte concentrations in

the dissolved phase: 100 ng.L-1

, 500 ng.L-1

and 1000 ng.L-1

. For this purpose, two 60 mL

milli-Q water sample batches A and B were spiked with parent and deuterated compounds,

and then dispatched each into 6 samples. A fraction of 10 mL water sample was placed in a

22 mL headspace vial. The first triplicate of samples A was analyzed on day T and used to

calculate analytes’ response factors while the first triplicate of samples B was used to

calculate analytes’ recoveries at the same day. These samples were also used to assess the

intra-day repeatability of the method. In the same manner, the three other triplicates of A and

B were analyzed at T+1 to evaluate the reproducibility or inter-day precision of the method.

The repeatability limit (r) was calculated following equation 1, and the reproducibility limit

(R) was calculated using equation 2 (CITAC & EURACHEM, 2002).

(1)

Where SDr is the repeatability standard deviation.

(2)

Where SDR is the reproducibility standard deviation.

Concerning the sedimentary phase, recovery studies were performed at two different

concentration levels: 10 ng.g-1

and 100 ng.g-1

wet weight. Three samples were analyzed on

day T to calculate response factors and three others to calculate recoveries and method

repeatability. The same procedure was repeated at day T+1 to evaluate the inter-day precision.

The spiking protocol included the homogenization of the wet sample sediment, placing an


201

aliquote of 3 g (wet weight) in a 10 mL SPME vial, and fortifying it with native and

deuterated compounds.

II- 3- b- Linearity

To verify the linear range of the method in the dissolved phase, 6 concentration levels

were each measured three times (prepared from independent solutions and not each level

measured three times): 10 ng.L-1

, 50 ng.L-1

, 100 ng.L-1

, 500 ng.L-1

, 1000 ng.L-1

and

2000 ng.L-1

. Concerning the sedimentary phase, the same procedure as the one of the water

phase was applied, but with 5 calibration levels: 5 ng.g-1

, 10 ng.g-1

, 50 ng.g-1

, 100 ng.g-1

and

200 ng.g-1

wet weight sediment.

II- 3- c- Limit of detection (LOD) and limit of quantification (LOQ)

The limit of detection is the lowest concentration of an analyte that can be detected

with a reasonable statistical certainty. The limit of quantification corresponds to the lowest

concentration determined quantitatively with acceptable trueness and repeatability (Taverniers

et al., 2004). Detection limits and quantification limits were calculated based on

chromatographic measures using the signal to noise ratio (S/N) and following equations 3 and

4:

⁄

(3)

C is the lowest calibration curve level for which an analyte is detected.

⁄

(4)

These measures were repeated three times since each calibration point was measured in

triplicate.


202

II- 3- d- Matrix effects and Ruggedness

The matrix effects were assessed by comparing the response of target analytes in milli-

Q water to those obtained with natural fresh water at three concentration levels: 100 ng.L-1

,

500 ng.L-1

and 1000 ng.L-1

. Each concentration level was replicated (n = 3) with both water

sample types.

The ruggedness of the method was studied through the test of matrix effects, by the

evaluation of the resulting incidence of matrix changing on the precision and trueness

(EURACHEM, 1998; Thompson et al., 2002).

II- 4- Extended application of the validated method

The application of the method developed initially for the gasoline fraction

hydrocarbons was extended to cover a wider range of compounds, mainly those characterizing

mid-distillate petroleum refined products such as kerosene. For this purpose, GC-MS

development was carried out to determine individual components, and spiked water samples

at 1600 ng.L-1

were used to calculate the extraction efficiency of the method regarding these

new compounds.

II- 5- Application in semi-controlled conditions

To ascertain the performance of the developed method for the analysis of volatiles in

different environmental samples with various characteristics, degrees of complexity and

contaminant concentration levels, its applicability was tested in semi-controlled condition

experiments. These latter were held in open dynamic artificial rivers or channels known as

“Rivières Pilotes” at the experimental site of TOTAL “petrochemicals” (Mont Lacq, France).

These channels contain a sediment layer and natural fresh water that flows under a constant

and controlled flow through rate. In this system, contamination solutions can be injected at a

constant flow via simple or sizzling pumps placed upstream the channels. At the end of the

channels, contaminated water is evacuated either directly into a river current, towards a


203

macrophyte laguna or a wastewater treatment plant, depending on the water contamination

level or the used compounds/products.

Samples used in this study to test the applicability of the developed method were

obtained during two experiments conducted in 2008 and 2009. The first consisted of injecting

a light distillate gasoline fraction in the channels, while in the second, a mid-distillate

petroleum fraction (kerosene jet A) was used. In both experiments, the contamination spanned

a wide range of concentrations. Target concentrations in the channels were of 0.01 mg.L-1

,

0.2 mg.L-1

, 2 mg.L-1

and 20 mg.L-1

. Control channels (channels where no petroleum fractions

were injected) were performed in parallel of the contaminated channels, which were

duplicated at all concentration levels in both experiments, except for the 2 mg.L-1

and the

20 mg.L-1

channels in the kerosene experiment that were triplicated. Experiments lasted 28

days, where the contamination solutions were continuously injected in the channels, followed

by a two weeks decontamination phase, in which the system was left to “depurate”. Water and

sediments were sampled at T0, T7, T14, T21, T28, T35 and T42 days of the experiments.

Water accommodated fractions (WAFs) were also prepared in the context of the study to test

the soluble fraction of each injected product and compare the results obtained with those of

the flow through dynamic pilot systems. WAF samples constituted also a test matrix for the

SPME evaluation.

III- Results

III-1- Performance of the HS-SPME: fiber coating selection

The examination of the extraction efficiency of both fibers tested shows that the best

performance in terms of sensitivity for the whole range of volatilities and polarities is given

by the PDMS/DVB 65 µm coating (figure 1). However, sensitivity is not the only aspect to be

considered when choosing a fiber. The extraction repeatability with the PDMS/DVB 65 µm

fiber ranges between 4 and 22 % for the aromatic compounds, and between 30 and 82 % for

the aliphatic compounds (except for hexane and heptane for which the relative standard

deviations exceed 100 %). This is worse than what is obtained with the PDMS 100 µm fiber,

which shows an excellent repeatability for aromatic compounds (between 2-4 %), and a good

precision for aliphatic compounds for which the relative standard deviations range between


204

7 and 30 %, except for hexane and heptane for which a bad precision is still observed

(> 100 %), probably due to the extremely high volatility of these two analytes.

Figure 1: Selection of fiber coating: comparison of sensitivities (n = 3).

Moreover, the divinylbenzene (DVB) is a porous polymer that retains target analytes

by adsorption onto the surface (i.e. Π-Π interactions) or by capture inside the polymer pores.

It is convenient for relatively clean matrices, otherwise competition phenomena and analyte

displacements from the fiber can occur (Lord & Pawliszyn, 2000), thus introducing a bias in

the quantitative analysis. PDMS/DVB desorbs less easily target compounds than the PDMS,

leading to sample carry overs especially after the extraction of highly concentrated samples

(figure 2). For all these considerations, and according to the overall performance of both

fibers, the PDMS 100 µm was chosen and subsequently used in all further experiments.

1

10

100

1 000

10 000

100 000

1 000 000

10 000 000

100 000 000

Are

a

PDMS 100 µm PDMS/DVB 65 µm


205

Figure 2: Selection of fiber coating: carryover phenomenon (n = 4).

III-2- HS-SPME validation for the analysis of the gasoline fraction

hydrocarbons

III-2-a- Method accuracy

Method accuracy is one of the most important validation criteria, evaluated by both

repeatability and trueness studies. These parameters are intimately related to the uncertainty

that affects SPME measurements.

Precision and reproducibility:

The precision of the method has been evaluated on the basis of its repeatability and

reproducibility (Currie & Svehla, 1994) which have been ascertained by performing three

sample extractions at each concentration level on the same day and three other extractions the

following day. In the dissolved phase, intra-day variation coefficients for aromatic compounds

are below 8.1 % for the lowest tested concentration, below 7.5 % for the 500 ng.L-1

level and

do not exceed 7.4 % at the highest tested concentration. Concerning the inter-day precision or

reproducibility, the relative standard deviations of the method range between 1.1 and 10.5 %,

which are attributed to butylbenzene and n-propylbenzene respectively, except for benzene

that reaches 23 % at the lowest tested concentration (table 3). This fact may be related to the

closeness of this concentration level to the detection limit of benzene. Omitting this

compound, the repeatability limit (equation 1) and the reproducibility limit (equation 2) reach

their maximum for terbutylbenzene (r = 23) and n-propylbenzene (R = 31) respectively,

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

80000

90000

100000

Are

a

Fiber blanks PDMS 100 µm

Fiber blanks PDMS/DVB 65 µm


206

meaning that the absolute variation between the independent results may exceed the values of

the repeatability and the reproducibility limits in a maximum of 5 % of the cases (CITAC &

EURACHEM, 2002). Concerning the saturated compounds, their repeatability in the

dissolved phase is below 14.9 %, and their inter-day precision does not exceed 22.3 %.

Globally, the variability observed with the saturated aliphatics tested is higher than the one

observed with aromatic compounds, with repeatability limits and reproducibility limits

reaching their maximum for decane (r = 47) and methylcyclohexane (R = 57) respectively.

Table 3: Precision of HS-SPME for the analysis of selected analytes in the water phase.

RSD (%)

Compounds Intra-day (n = 3) Inter-day (n = 6)

100 ng.L-1 500 ng.L-1 1000 ng.L-1 100 ng.L-1 500 ng.L-1 1000 ng.L-1

Benzene 8.1 3.1 7.4 23.0 5.0 9.8

Toluene 2.4 0.6 3.0 3.7 3.8 5.8

Ethylbenzene 1.8 0.4 2.1 1.5 4.3 1.9

p+m-xylene 0.9 2.3 1.6 2.1 5.7 3.0

o-xylene 0.9 2.0 4.5 2.4 4.2 3.3

Isopropylbenzene 0.8 1.5 0.5 1.9 4.8 5.2

n-propylbenzene 7.3 4.9 7.4 5.7 6.6 10.4

1,3,5-trimethylbenzene 3.0 0.8 3.2 5.5 5.3 3.0

Terbutylbenzene 3.3 7.5 1.9 2.9 8.4 6.3

1,2,4-trimethylbenzene 5.0 0.2 4.6 3.8 7.5 3.8

Sec-butylbenzene 0.6 1.7 0.5 2.2 4.9 5.4

4-isopropyltoluene 1.5 1.3 1.9 1.4 4.7 1.8

Butylbenzene 1.3 2.9 0.2 1.1 4.5 1.8

Naphtalene 1.9 0.4 7.1 1.9 4.3 4.8

Methylcyclohexane < LOD 5.9 13.8 < LOD 16.1 22.2

Octane < LOD 8.8 4.1 < LOD 9.8 10.2

Nonane 2.6 6.7 6.7 10.8 5.4 7.7

Decane 14.8 7.2 9.0 14.7 5.6 8.7

< LOD: below detection limit

As for the sedimentary phase (table 4), the intra-day precision for aromatic compounds

ranges between 0.8 and 16.7 %, while the inter-day precision varies between 2.7 and 17.3 %.

The saturated hydrocarbons tested show intra-day variabilities comprised between 4 and

23 %, and inter-day precision between 14 and 25 % at the 100 ng.g-1

level. A problem has

occurred in the analysis of saturated hydrocarbons at T+1 day of the sediments spiked at

10 ng.g-1

, for this reason no values of the inter-day precision at this concentration level for

these compounds are reported. The overall precision of HS-SPME for the analysis of

aromatics in the sediments is characterized by a maximum repeatability limit (r) of 47 and a

maximum reproducibility limit (R) of 49. These limits are higher for saturated compounds,


207

the repeatability limit reaching 71 for heptane. Values of toluene at 10 ng.g-1

are not reported

since they are lower than those of the “blank” sediment (not fortified) characterized prior to

spiking. All other validation parameters studied later do not include this compound at this

concentration level.

Table 4: Precision of the HS-SPME for the analysis of target analytes in the sedimentary phase.

RSD (%) (wet sediment)

Intra-day (n = 3) Inter-day (n = 6)

10 ng.g-1 100 ng.g-1 10 ng.g-1 100 ng.g-1

Benzene 1.2 3.9 7.9 4.1

Toluene < LOQ 4.4 < LOQ 3.2

Ethylbenzene 3.9 8.4 3.8 5.6

p+m-xylene 0.8 3.5 16.2 4.7

o-xylene 3.2 9.7 2.8 7.0

Isopropylbenzene 2.3 11.1 10.1 10.9

n-propylbenzene 5.7 2.6 7.2 11.1

1,3,5-trimethylbenzene 8.6 3.3 6.1 7.5

Terbutylbenzene 8.9 9.3 9.1 5.9

1,2,4-trimethylbenzene 2.7 12.8 11.3 13.8

Sec-butylbenzene 4.7 5.7 13.41 3.8

4-isopropyltoluene 5.5 12.7 12.5 9.2

Butylbenzene 16.7 12.3 17.2 11.6

Naphtalene 1.4 3.2 2.9 2.7

Hexane 23.0 8.2 - 14.2

Heptane 5.5 21.4 - 24.4

Methylcyclohexane 4.3 20.5 - 25.0

Octane 11.3 9.0 - 17.2

Nonane 14.8 20.7 - 19.8

Decane 20.8 14.2 - 17.1

Trueness:

The trueness is expressed in terms of the bias or difference between the mean value

determined for the analyte of interest and the accepted true value or known level actually

present in the sample (Fleming et al., 1996). Since no certified reference material is available,

the recovery is measured as an alternative to trueness. The difference between the test result

and the true known value of the fortified sample is evaluated in the following section.


208

III- 2- b- Recovery

The efficiency of a method to detect all the analytes present in the sample is assessed

through recovery studies. Figure 3 shows the recoveries of the volatile aromatic compounds

and the volatile saturated compounds in the water phase at the different tested concentration

levels. For aromatic compounds, recoveries range between 96 and 108 %, with relative

standard deviations between 0.2 and 8.3 %, at the exception of benzene that reaches 33 %.

Considering the aliphatic compounds, recoveries range between 66 and 110 % for the medium

and highest concentrations, with relative standard deviations between 4.1 and 13 %. For the

lowest concentration (100 ng.L-1

), recoveries are comprised between 118 and 149 %, and

relative standard deviations reach 44 %.

(a)

(b)

Figure 3: Extraction efficiency of HS-SPME for volatile aromatic (a) and saturated (b)

hydrocarbons in the water phase (n = 3).

0

20

40

60

80

100

120

140

Rec

ove

ries

(%

)

100 ng/L 500 ng/L 1000 ng/L

0

50

100

150

200

250

methylcyclohexane octane nonane decane

Rec

ove

ries

(%

)

100 ng/L 500 ng/L 1000 ng/L


209

For the sedimentary phase (figure 4), recoveries of aromatic compounds range

between 100 and 114 %, with relative standard deviations between 1 and 23 %. For saturated

hydrocarbons, recoveries range between 95 and 105 %, with variation coefficients below

23 %.

(a)

(b)

Figure 4: Extraction efficiency of HS-SPME for volatile aromatic hydrocarbons (a) and aliphatic

hydrocarbons (b) in wet sediments (n = 3).

0

20

40

60

80

100

120

140

Rec

ove

ries

(%

)

10 ng/g 100 ng/g

0

20

40

60

80

100

120

140

Rec

ove

ries

(%

)

10ng/g 100 ng/g


210

III- 2- c- Linearity, limits of detection and limits of quantification

Calibration curves obtained for both dissolved and sedimentary phases are linear for

all compounds in a wide range of concentrations (tables 5 and 6). These dynamic measuring

ranges of the analytical method are important in the analysis of volatile hydrocarbons in

environmental samples where they can be present as well at trace levels as at high

concentrations such as after an oil spill for example. In the dissolved phase (table 5), the

variability of the three replicates injected at each concentration level of the calibration curve

is below 18 % for all aromatics except for toluene for which the variability reaches 32 %.

However, larger variabilities are obtained for saturated compounds mainly at the lowest

concentration levels. In the sedimentary phase, repeatability at all concentration levels is

below 20 % for the majority of aromatic compounds, and larger variations are observed for

saturated compounds, especially at the lowest concentrations. Limits of detection of the

aromatic gasoline fraction hydrocarbons are below 4 ng.L-1

for the majority of compounds,

except for benzene which average limit of detection reaches 142 ng.L-1

; whereas saturated

hydrocarbon detection limits vary between 4 and 590 ng.L-1

. Quantification limits are far

below the concentration levels reported by the US-EPA for water quality benchmarks for oil

related products (i.e. 5 300 µg.L-1

for benzene, 420 µg.L-1

for isopropylbenzene and 91 µg.L-1

for methylcyclohexane) (US-EPA a), lower than the lethal concentration LC 50 summarized

by the MDEP, (2007) and much lower than the maximum contamination level (MCL)

established by the US-EPA in drinking water (i.e. 5 µg.L-1

, 700 µg.L-1

, 1 000 µg.L-1

and

10 000 µg.L-1

for benzene, ethylbenzene, toluene and total xylenes respectively) (US-EPA b).

Despite the higher quantification limits obtained for saturated compounds, method

performance is still very satisfactory considering the WHO guidance where the environmental

screening criterium for the aliphatic C5-C6 fraction is of 15 000 µg.L-1

, similar to the one of

the aliphatic C6-C8 fraction, while the value of 300 µg.L-1

is set as an environment screening

criterium for the C8-C10 fraction (WHO, 2005). Therefore, quantification limits of the

method allow its use in routine screening and quantification of volatile hydrocarbons in

environmental water samples. It is worth noting that this method sensitivity is ensured using

only 10 mL of water, which is convenient and advantageous for screening programs.


211

Table 5 : Linearity, limits of detection and limits of quantification of studied compounds in the

water phase (n = 3).

Linear range

(ng.L-1) Regression equation R2

LOD

(ng.L-1)

LOQ

(ng.L-1)

Benzene 9.5-1586.6 57.4 a + 3979.6 0.9994 142.0 ± 8.5 426.1 ± 25.4

Toluene 9.5-1586.6 181.4 a - 417.1 0.9998 3.7 ± 0.3 11.2 ± 0.8

Ethylbenzene 9.5-1586.6 542.4 a - 1440.5 0.9999 1.3 ± 0.1 3.9 ± 0.4

p+m-xylene 9.5-1586.6 882.2 a - 3462.9 0.9998 0.8 ± 0.0 2.4 ± 0.2

o-xylene 9.5-1586.6 468.07 a - 848.7 0.9997 1.7 ± 0.2 5.1 ± 0.7

Isopropylbenzene 9.5-1586.6 1001.1 a - 5317.7 0.9997 0.6 ± 0.0 1.8 ± 0.1

n-propylbenzene 9.5-1586.6 1388.4 a - 4219.5 0.9990 1.1 ± 0.1 3.3 ± 0.1

1,3,5- trimethylbenzene 9.5-1586.6 1166.3 a - 12348.1 0.9991 0.6 ± 0.1 1.9 ± 0.1

Terbutylbenzene 9.5-1586.6 1374.4 a - 9917.5 0.9992 3.3 ± 0.7 9.9 ± 2.2

1,2,4- trimethylbenzene 9.5-1586.6 1278.0 a + 931.7 0.9991 0.5 ± 0.1 1.4 ± 0.1

Sec-butylbenzene 9.5-1586.6 2156.1 a - 18398.9 0.9994 0.3 ± 0.0 0.9 ± 0.1

4- isopropyltoluene 9.5-1586.6 2238.9 a - 31770.0 0.9988 0.2 ± 0.0 0.7 ± 0.0

Butylbenzene 9.5-1586.6 2238.1 a - 30659.7 0.9986 0.4 ± 0.0 1.1 ± 0.0

Naphtalene 9.5-1586.6 1725.1 a - 194.9 0.9977 0.2 ± 0.0 0.6 ± 0.0

Heptane 9.5-1593.6 10.9 a + 460.9 0.8986 590.4 ± 127.8 1771.1 ± 383.4

Méthylcyclohexane 10.6-1779.6 11.4 a - 416.6 0.9696 161.7 ± 25.4 485.1 ± 76.2

Octane 9.8-1646.1 4.2 a - 68.3 0.9917 397.5 ± 57.3 1192.4 ± 172.0

Nonane 10.0-1674.7 6.5 a + 441.2 0.9899 11.2 ± 2.4 33.6 ± 7.3

Decane 10.1-1689.0 12.1 a + 1357.6 0.9914 4.0 ± 0.3 12.0 ± 0.9

a: slope of the regression curve

In the sedimentary phase (table 6), detection limits are below 6 ng.Kg-1

(wet weight)

for aromatic compounds, except for benzene which reaches 30 ng.Kg-1

. For saturated volatile

compounds, detection limits range between 4 and 90 ng.Kg-1

, except for hexane for which the

limit of detection reaches 332 ng.Kg-1

. Quantification limits characterizing the method are

much lower than those needed for environmental evidence of oil discharge at an oil storage

facility (i.e. benzene 500 ng.Kg-1

, C5-C8 aliphatics 1 400 000 ng.Kg-1

) (Bureau of

Remediation & Waste Management, 2010). Based on these information, method sensitivity

allows its use in environmental applications and risk assessment procedures for sediment

contamination with volatile petroleum hydrocarbons, and makes a small amount of wet

sediments (3 g) sufficient to detect and quantify most target compounds.

.


212

Table 6: Linearity, limits of detection and quantification of studied compounds in the sedimentary

phase (n = 3).

Linear

range

(ng.g-1)

wet

sediment

Regression equation R2

LOD

(ng.Kg-1 wet

sediment)

LOQ

(ng.Kg-1 wet

sediment)

Benzene 5-194 40147 a - 269024 0.9721 30.0 ± 7.2 90.1 ± 21.8

Toluene 5-194 94678 a + 562606 0.9636 6.0 ± 1.0 18.1 ± 3.0

Ethylbenzene 5-194 225280 a - 1000000 0.9880 2.1 ± 0.1 6.5 ± 0.3

p+m-xylene 5-194 184868 a - 1000000 0.9923 4.3 ± 1.0 13.0 ± 3.0

o-xylene 5-194 192403 a - 630832 0.9947 4.3 ± 1.0 13.0 ± 3.0

Isopropylbenzene 5-194 349252 a - 1000000 0.9935 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.4

n-propylbenzene 5-194 479545 a - 2000000 0.9952 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.4

1,3,5-trimethylbenzene 5-194 314860 a - 698273 0.9977 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.4

Terbutylbenzene 5-194 360045 a - 675059 0.9977 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.47

1,2,4-trimethylbenzene 5-194 328106 a - 567057 0.9986 1.5 ± 0.1 4.7 ± 0.47

Sec-butylbenzene 5-194 579285 a - 691514 0.9982 0.9 ± 0.0 2.8 ± 0.1

4-isopropyltoluene 5-194 486535 a - 409891 0.9990 0.9 ± 0.0 2.8 ± 0.1

Butylbenzene 5-194 491378 a + 204382 0.9998 0.9 ± 0.0 2.8 ± 0.1

Naphtalene 5-194 274625 a + 601909 0.9994 1.7 ± 0.2 5.2 ± 0.6

Hexane

Heptane

Methylcyclohexane

2-149

5-201

5-224

51603 a - 402483

32899 a - 99914

15032 a - 55561

0.9766

0.9857

0.9689

332.9 ± 199.0

89.9 ± 16.0

39.81 ± 6.9

998.7 ± 597.0

269.8 ± 47.2

119.4 ± 20.9

Octane 5-208 78258 a + 190524 0.9979 12.13 ± 2.7 36.3 ± 8.0

Nonane 5-211 106055 a + 729843 0.9951 6.47 ± 1.15 19.4 ± 3.4

Decane 5-213 160913 a + 2000000 0.9794 4.98 ± 1.60 14.9 ± 4.7

III- 2- d- Matrix effects and method ruggedness

Figure 5 shows that increasing the complexity of the dissolved phase matrix by

replacing “milli-Q” water with natural freshwater does not have a significant influence on the

sensitivity of the method for target aromatic analytes. Differences observed at the lowest

concentration tested are below 7 % for all compounds except for benzene for which the

difference reaches 13 %, below 4.8 % at the 500 ng.L-1

level and below 5.2 % at 1 000 ng.L-1

.


213

(a)

(b)

Figure 5: Matrix effects on HS-SPME sensitivity for target analytes (a: aromatics, b: aliphatics) in

the water phase (n = 3).

In addition, changing the composition of the sample matrix does not induce significant

differences on method recoveries (figure 6). At the 1 000 ng.L-1

concentration level,

recoveries obtained with “milli-Q” water and natural freshwater range between 93 and 108 %,

those at the 500 ng.L-1

level range between 98 and 116 %. At the lowest concentration level,

0

500

1000

1500

2000

2500

Pe

ak a

rea/

sam

ple

co

nce

ntr

atio

n

100 ng/L milli Q water

100 ng/L natural water





0

50

100

150

200

250

Pe

ak a

rea/

sam

ple

co

nce

ntr

atio

n






214

recoveries range between 96 and 143 %, and the highest difference in the recoveries observed

between both sample matrices (“milli-Q” water and natural freshwater) reaches 15 % for

benzene. The use of internal standards compensates for matrix effects if present and thus

preserves extraction efficiency.

(a)

(b)

Figure 6: Matrix effects on HS-SPME extraction efficiency for target analytes (a: aromatics, b:

aliphatics) in the water phase (n = 3).

Considering aliphatics, matrix effects lead to differences in the extraction recoveries at

the 500 ng.L-1

level below 11 %, value attributed to octane, while these differences are

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

Re

cove

rie

s (%

)




100 ng/L natural fresh water



0

20

40

60

80

100

120

140

160

Re

cove

rie

s (%

)






215

comprised between 3 and 10 % at the 1 000 ng.L-1

level except for heptane which shows a

19 % difference (figure 6).

As for the method precision, only small variations are induced by modifying the

matrix type at the different tested concentrations. Considering both matrices, relative standard

deviations range between 2 and 22 % for almost all aliphatic volatile compounds, while their

values are comprised between 0.31 and 19 % for almost all aromatic compounds, except for

the BTEX at the lowest concentration level (100 ng.L-1

) which show higher variabilities

ranging between 10 and 48 % in the natural freshwater.

The developed method has shown its ruggedness for the analysis of the gasoline

fraction hydrocarbons in the dissolved phase through the non-significant influence of the

matrix type on method sensitivity, recovery and precision. Moreover, its overall performance

is characterized by inter-day relative standard deviations globally below 25 % (section III-2-

a). However, further work still needs to be done to evaluate other types of water sample

matrices such as marine water and organic material rich water (i.e. wastewaters), as well as

other sediment matrices with different characteristics and their effects on method sensitivity,

accuracy and trueness.

III-3- Application of the HS-SPME for the analysis of other volatile

hydrocarbons in the dissolved phase

After the HS-SPME validation for the analysis of the main gasoline fraction

hydrocarbons, the method was further applied for other heavier compounds characterizing

mid-distillate fractions such as kerosene. The development has led to the separation and

identification of 21 new compounds reaching C19, selected mainly due to their abundance

and representativeness in kerosene products. Their characteristic ions and retention times are

added to those of the gasoline fraction hydrocarbons in table 1.

Recoveries of these compounds at the 1 600 ng.L-1

concentration level range between

83 and 129 % with repeatability RSD between 1 and 29 %. Some of these target analytes are

not quantified using their deuterated homologues but other internal standards which may lead

to the non-total recovery observed (80 %). However, the obtained recoveries are satisfactory


216

and repeatable, allowing the application of this method for the environmental screening of a

wide range of volatile hydrocarbons.

Figure 7: Extraction efficiency of the HS-SPME applied to mid-distillate fraction hydrocarbons

(n = 3).

III-4- Selectivity of the method and development of a tandem mass

spectrometry detection

The present method has shown its capacity to detect compounds individually, but

considering its scope of application, it is not unexpected regarding the complexity of

petroleum matrices to have endogenous compounds in the sample leading to the deterioration

of method selectivity. For method development, MRM transitions were chosen after

optimization of the conditions ensuring the best sensitivity and selectivity. Selected precursor

→ product ion transitions are reported in table 2. The low energy collisions characterizing the

volatile saturated hydrocarbons do not dismiss the injection repeatability of the GC-MS-MS:

variabilities of triplicate solution standards covering the concentration range of 50 ng.g-1

to

5 µg.g-1

are below 10 %. Ion ratios either in liquid injections or SPME injections do not show

a dependance on the concentration with an ion ratio tolerance of 20 %.

0

20

40

60

80

100

120

Re

cove

rie

s (%

)


217

Figure 8 shows examples of sediments contaminated with a kerosene fraction sampled

from the lowest concentration channel (0.01 mg.L-1

) during TOTAL experiments, analyzed by

GC-MS (a) and GC-MS-MS (b). When using a simple mass spectrometer, chromatographic

interferences are observed with internal standards (figure 8 first row) as well as with target

analytes (figure 8 last row) and a total signal suppression also occurrs in some cases (figure 8

middle row). These matrix effects make it impossible sometimes to identify and confirm the

presence of a compound and introduce errors in the quantitative aspect of the HS-SPME. The

GC-MS-MS overcomes these problems for the majority of studied analytes (figure 8 b).

(a) (b)

Figure 8: Selectivity enhancement with the GC-MS-MS method (b) in comparison to the GC-MS

method (a).


218

Method performance is evaluated on replicate spiked sediments at 50 ng.g-1

and

250 ng.g-1

. Recoveries range between 104 and 126 % at the lowest concentration level, and

between 94 and 102 % at the highest concentration level. Repetability RSD are below 16 % at

50 ng.g-1

with the highest variability observed for the saturated hydrocarbons, and below 3 %

at the 250 ng.g-1

concentration level.

IV- Application

The applicability of the developed HS-SPME coupled to GC-MS and GC-MS-MS was

assessed through the determination of petroleum volatile hydrocarbons during experiments

under semi-controlled conditions. Method application to different matrices such as water

(figure 9), water accomodated fractions (figure 9) and even more complex matrices such as

sediments (figure 10) has been shown successful: key oil volatile hydrocarbon classes are

detected and identified in the different kinds of samples tested: alkanes, cyclic alkanes,

branched alkanes and alkylbenzenes (figure 9). The developed HS-SPME can thus be used to

determine the distribution profile of compounds in the different environmental compartments

after the introduction of a petroleum product (gasoline, kerosene) in the aquatic system.

Figure 9: Examples of different volatile hydrocarbon classes analyzed by HS-SPME.

1

10

100

1000

10000

100000

1000000

0H 24 H 0H 24 H 0H 24 H 0H 24 H

0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L

ng/

L

Alkylbenzenes in WAFs of kerosene

1,2,4trimethylbenzene

p+m xylene

sec-butylbenzene

4isopropyltoluene

1

10

100

1000

10000

100000

0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L

ng/

L

Dissolved linear alkanes in channels contaminated with kerosene after 7 days of contamination

Decane

Undécane

Dodécane

Tridécane

Tetradecane

1

10

100

1000

10000

0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L

ng/

L

Dissolved branched alkanes in channels contaminated with kerosene after 7 days of contamination

2 methylnonane

2 methyldecane

2 methylundecane

1

10

100

1000

10000

0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L

ng/

L

Dissolved cyclic alkanes in channels contaminated with kerosene after 7 days of contamination

Methylcyclohexane

1,1,3trimethylcyclohexane


219

The sensitivity of the HS-SPME method in the environmental screening of petroleum

“tracers” is reflected through the very low concentration levels detected in the sediments

(figure 10) and the dissolved phase (0.01 mg.L-1

target concentration in figure 9). This

sensitivity enables the spotting of a petroleum contamination even after the weathering

processes which occur rapidely after an oil spill and contribute to the reduction of

compounds’ concentrations to trace levels in the environment. The use of a highly selective

methodology based on MS-MS analysis allows to overcome matrix interferences found in

kerosene contaminated sediments (section III-4) without affecting method sensitivity. Figure

10 represents sediments from the 0.2 mg.L-1

channel (C15 at 28 days of exposure) in the

kerosene (figure 10 a) and gasoline (figure 10 b) experiments. Excellent and comparable

sensitivities are ensured when using simple MS or MS-MS with the different petroleum

fractions studied (figure 10).

(a) (b)

Figure 10: Concentrations of few volatile hydrocarbons in the sediment of the 0.2 mg.L-1

channel

after 28 days of contamination, in the kerosene experiment analyzed by GC-MS-MS (a) and the

gasoline experiment analyzed by GC-MS (b).

An example of the GC-MS chromatogram of few compounds in the sediment of the

0.2 mg.L-1

channel after 28 days of exposure to the gasoline fraction (corresponding to the

results given in figure 10 b) is represented in figure 11.

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

ng/

g w

et

we

igh

t se

dim

en

t

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

ng/

g w

et

we

igh

tse

dim

en

t


220

Figure 11: GC-MS chromatogram of few volatiles in the sediment of the 0.2 mg.L-1

channel after 28

days of contamination in the gasoline experiment.

The analysis of the channel samples in the TOTAL experiments pintpoints the

performance of the HS-SPME for the analysis of petroleum volatile hydrocarbons in a wide

range of concentrations. Target concentrations in the channels vary from 0.01 mg.L-1

to

20 mg.L-1

, and the calculated water concentrations using the HS-SPME follow

proportionnally the target concentrations for the 42 analyzed compounds (figure 12). Method

performance with environmental samples is also highlighted by its reproducibility. Due to the

excellent reproducibility obtained for the majority of compounds in the natural spiked water

and sediment samples, the channel samples were not analyzed in replicates. However, the

reproducibility in the analysis of environmental samples can be assessed by comparing results

obtained with the replicate channels. An example is illustrated in figure 12 where mean

concentrations of the replicate channels are represented with their corresponding

reproducibility RSD at two sampling times: T7 and T28 days. Results are homogeneous and

in the same order of magnitude between the replicate channels, and reproducibility RSD vary

between 4 % for the 0.01 mg.L-1

channels at the beginning of the exposure (T7) and 62 % for

the 0.2 mg.L-1

channels at the end of the exposure (T28).


221

Figure 12: HS-SPME reproducibility in replicate channels at the beginning (T7) and at the end

(T28) of the kerosene experiment (n = 2 for the 0.01 and 0.2 mg.L-1

target concentration channels

and n = 3 for the 2 and 20 mg.L-1

target concentration channels).

V- Conclusion

In the context of environmental monitoring of petroleum contaminated sites and of the

assessment of industrial petroleum discharges, the present study validates the use of HS-

SPME to evaluate the contamination of water and sediments with the gasoline fraction

volatile hydrocarbons (C6-C10). Its application has been extended for other mid-distillate

hydrocarbons from C11 to C19. Method selectivity has also been optimized by developing a

GC-MS-MS method in the case of petroleum interferences on target compounds. 42

molecules could be detected individually in the different compartments of the studied system.

This solventless and extremely rapid technique (80 min per sample covering extraction and

analysis) allows the routine monitoring of volatile hydrocarbons at very low concentration

levels both in the water (< 4 ng.L-1

for the majority of aromatic compounds) and the

sedimentary phases (< 6 ng.Kg-1

wet weight for the majority of aromatic compounds and

< 90 ng.Kg-1

wet weight for the majority of aliphatic compounds), thus meeting the

requirements of water quality benchmarks of the studied compounds and those of oil evidence

in sediments. Good recoveries (between 95 and 114 % in the sediments and between 66 and

110 % in the water phase, with the recovery of aromatics in this compartment ranging

between 96 and 108 %) and a good precision are also yielded (below 13 % in the dissolved

phase and below 23 % in the sediments) making the HS-SPME a very suitable method for the

determination of exposure concentrations and distribution profiles of volatile hydrocarbons in

the aquatic system.

1

10

100

1000

10000

100000

1000000

0.01 mg/L 0.2 mg/L 2 mg/L 20 mg/L

ng/

L

T 7 T 28


222

Acknowledgements

Région Aquitaine, CPER A2E and TOTAL are acknowledged for financial support.

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224


225

Démarche et principaux résultats de la publication n° 1

Les hydrocarbures pétroliers provenant majoritairement des décharges industrielles et

des déversements accidentels de pétrole dans les systèmes aquatiques constituent un

« challenge » analytique de dosage, au vu de leur volatilité et du nombre important d’isomères

se trouvant dans les produits pétroliers. Cependant et afin d’évaluer le danger et le risque des

substances pétrolières sur l’écosystème aquatique, des organismes tels le CONCAWE

(CONservation of Clean Air and Water in Europe) et le TPHCWG (Total Petroleum

Hydrocarbon Criteria Working Group) ont proposé le regroupement des composés du pétrole

et de ses produits raffinés ayant des structures et des propriétés similaires en groupes ou blocs,

et d’évaluer la toxicité des mélanges pétroliers à travers la somme des toxicités de chaque

bloc d’hydrocarbures. Dans ce contexte, l’objectif de cette publication est de développer,

d’optimiser et de valider une méthodologie analytique pour l’extraction et l’analyse des

hydrocarbures pétroliers volatils, les plus représentatifs en termes d’abondance et de toxicité

dans les blocs de deux échantillons pétroliers caractéristiques (essence et kérosène), aussi bien

dans la phase dissoute que dans la phase sédimentaire. La méthodologie d’extraction

sélectionnée est la microextraction sur phase solide en mode espace de tête (HS-SPME)

couplée à la chromatographie en phase gazeuse. Cette technique permet d’éviter la perte des

composés volatils au cours de la préparation et de l’extraction de l’échantillon en comparaison

avec les méthodes conventionnelles telles que l’extraction par un solvant organique et

l’extraction sur phase solide (SPE). La validation de la méthodologie a porté sur sa

répétabilité, sa reproductibilité, son exactitude, ses limites de détection et de quantification

ainsi que sur l’évaluation de sa robustesse et de son domaine de linéarité. Les molécules

sélectionnées pour la validation de la méthode sont des molécules aromatiques et aliphatiques

appartenant à la fraction C6-C10 qui est la fraction la plus abondante dans le pétrole brut et

ses produits raffinés.

La validation de la HS-SPME dans la phase dissoute pour des concentrations allant de

10 à 1 600 ng.L-1

montre une bonne répétabilité, la variabilité entre un réplicat d’échantillons

(n = 3) étant inférieure à 15 % aux trois niveaux de concentrations testées (100, 500 et

1000 ng.L-1

), et une bonne reproductibilité, la variabilité inter-jour étant inférieure à 23 % aux

trois niveaux de concentrations testées (100, 500 et 1000 ng.L-1

). La méthodologie développée


226

assure de bons rendements d’extraction qui sont compris entre 96 et 108 % pour les composés

aromatiques et entre 66 et 110 % pour les composés aliphatiques à des niveaux supérieurs à

leurs limites de détection. Concernant la sensibilité, la HS-SPME permet l’analyse des

composés aromatiques volatils à l’état de traces dans la phase dissoute, les limites de

détection étant inférieures à 4 ng.L-1

pour tous les composés sauf pour le benzène

(142 ng.L-1

). Sa sensibilité pour les composés saturés est satisfaisante, les limites de détection

sont comprises entre 4 et 590 ng.L-1

. Ces limites de détection pour les composés saturés et

aromatiques sont inférieures aux repères de la qualité de l’eau établis par l’Agence de

Protection de l’Environnement des Etats-Unis (US-EPA), appuyant ainsi l’utilisation de cette

méthodologie dans les programmes de surveillance environnementale. De plus, la HS-SPME

révèle sa robustesse pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils puisque sa sensibilité

ainsi que son exactitude ne sont pas affectées de façon significative en passant d’une eau

ultrapure (eau milli Q) à une eau douce naturelle (la différence sur la sensibilité est inférieure

à 13 % et la différence sur les rendements d’extraction est inférieure à 19 %).

La méthodologie développée a aussi prouvé sa performance pour l’extraction des

hydrocarbures pétroliers volatils des matrices sédimentaires dans une gamme de

concentrations allant de 5 à 200 ng.g-1

de sédiment humide, la répétabilité obtenue sur un

réplicat (n = 3) de sédiments fortifiés avec les composés d’intérêt est inférieure à 23 %, la

reproductibilité est inférieure à 25 % et les rendements d’extraction sont compris entre 95 et

114 % (poids humide). La HS-SPME appliquée à la phase sédimentaire permet de mettre en

évidence la présence de contamination pétrolière avec des limites de détection inférieures à

6 ng.Kg-1

pour les composés aromatiques (sauf pour le benzène pour qui la limite de détection

est de 30 ng.Kg-1

) et comprises entre 4 et 90 ng.Kg-1

pour les composés aliphatiques.

La HS-SPME couplée à la chromatographie en phase gazeuse (HS-SPME-GC-MS) est

une méthode rapide (80 min couvrant l’extraction et l’analyse d’un échantillon), et nécessite

un très faible volume d’échantillon (10 mL pour les échantillons d’eau et 3 g de sédiments

humides). Sa performance est démontrée pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils

(C6-C10) dans la phase dissoute et la phase sédimentaire, et son application est étendue pour

l’analyse des composés plus lourds allant de C11 à C19 (rendements d’extraction compris

entre 83 et 129 %, avec une répétabilité inférieure à 29 %). Cependant, la HS-SPME-GC-MS

ne surmonte pas certains problèmes d’interférences que posent les matrices « pétrolières »

complexes comme des sédiments contaminés au kérosène. Ainsi, afin d’améliorer sa


227

sélectivité, un développement d’une méthodologie d’analyse par chromatographie en phase

gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem a été effectué. Les résultats obtenus

sont prometteurs vis-à-vis de l’affranchissement des effets matriciels, permettant ainsi à la

méthode développée d’être appliquée à tout type de matrice, même les plus complexes.

Dans le cadre de la validation des méthodologies développées, leur évaluation est

conduite dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées aux « Rivières Pilotes » de

TOTAL « petrochemicals » (Mont-Lacq, France). La HS-SPME-GC-MS et la HS-SPME-GC-

MS-MS ont prouvé leur performance pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers volatils dans

différentes matrices pétrolières (« Water Accomodated Fractions », sédiments, eau)

contaminées à l’essence et au kérosène, dans une large gamme de concentrations. En

conclusion, la performance de la méthode, sa rapidité et le faible volume d’échantillon

nécessaire pour l’extraction des composés volatils justifient l’intérêt de cette méthode pour le

suivi environnemental des hydrocarbures pétroliers volatils et pour l’évaluation du danger des

substances pétrolières déversées dans le milieu aquatique.


228

II- Publication n°2 : Développements des versions adaptées du « Polar

Organic Chemical Integrative Sampler » (POCIS) pour

l’échantillonnage des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans

le système aquatique


229

Suitability of adapted versions of Polar Organic Chemical Integrative

Samplers (POCIS) for the sampling of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons

in the aquatic system

Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Coralie SOULIER, Hélène BUDZINSKI*

Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),





Abstract

This study addressed the development and evaluation of a new passive sampling tool

for the measuring of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) in the aquatic system,

through the adaptation of Polar Organic Chemical Integrative Sampler devices. The first step

consisted in understanding the low and variable accumulation of PAHs observed with the

“pharmaceutical” configuration of POCIS constituted by an OASIS-HLB sorbent between

microporous polyethersulfone membranes (PES) of 0.1 µm pore size. Accumulation kinetics

of PAHs into the POCIS showed a lag phase due to the resistance to mass transfer imposed by

the hydrophilic polyethersulfone membrane for compounds having molecular weights (MM)

below or equal to 234 g.mol-1

, while higher molecular weight compounds reached equilibrium

in the device, denoting the low affinity of the OASIS-HLB sorbent for very hydrophobic

compounds (log Kow ≥ 6). Increasing the porosity of the PES membrane reduced the lag phase

but it was still significantly pronounced for almost all of the studied compounds. Changing


230

the original PES to a nylon membrane with very high porosity (30 µm) led to integrative or

linear accumulations for PAHs with molecular weights below or equal to 234 g.mol-1

while

heavier compounds reached equilibrium in the device under the laboratory calibration

conditions. For compounds in the linear uptake, sampling rates ranged between 0.31 and

2.12 L.d-1

. Changing the original PES to a non-porous hydrophobic low density polyethylene

membrane (PE) resulted also in an integrative accumulation for PAHs with molecular weights

below or equal to 234 g.mol-1

, and sampling rates ranged between 0.66 and 1.86 L.d-1

.

Heavier compounds showed a lag phase in their accumulation probably due to the low

diffusion of these compounds in the inner space of this version of the device, and an attempt

to improve inner space diffusion consisted of adding 2 mL of water between the sorbent and

the polyethylene membrane. Results showed the elimination of the lag phase for certain

compounds such as benzo(e)pyrene, benzo(a)pyrene and perylene, but its persistence for the

heaviest compounds such as indeno(1,2,3-cd)pyrene (MM of 276 g.mol-1

). The integrative

uptake obtained with both nylon 30 µm and PE membranes for the most occurring compounds

in the dissolved phase and the much higher accumulations observed in these versions

relatively to the original configuration of the POCIS are promising results regarding the use of

these samplers in the environmental monitoring of PAHs in the aquatic system.

Keywords: POCIS, PAHs, passive sampling.


231

I- Introduction

The Polar Organic Chemical Integrative Sampler (POCIS) is a passive sampling tool

developed at the United-States Geological Survey by Alvarez et al. (2004) for the monitoring

of hydrophilic contaminants in the aquatic system. Since then, many studies have reported the

use of the POCIS in the sampling of emerging hydrophilic contaminants with log Kow < 4 in

surface waters, groundwaters and in wastewater effluents, such as pesticides (Lissalde et al.,

2011), pharmaceuticals (Togola & Budzinski, 2007; Bartelt-Hunt et al., 2009) and endocrine

disrupting compounds (Arditsoglou & Voutsa, 2008; Tapie et al., 2011). This device consists

of a solid sequestration medium enclosed within two microporous membranes for the

integrative sampling of organic chemicals (Alvarez et al., 2004). Two configurations of

POCIS are nowadays commercialized and commonly used (Alvarez et al., 2004; Vrana et al.,

2005): the “pharmaceutical” configuration with an OASIS-HLB solid-phase sorbent designed

for the sampling of drug residues and the generic configuration which contains a mixture of

three solid-phase sorbents (Isolute ENV, polystyrene divinylbenzene and Ambersorb 1500

carbon dispersed on S-X3 Biobeds) designed for the sampling of pesticides, hormones and

many wastewater chemicals (Alvarez et al., 2004; Vrana et al., 2005). In both of these

configurations, polyethersulfone with 0.1 µm pore size is used as a diffusion limiting

membrane, chosen by Alvarez due to its physical and chemical properties (i.e. durability,

minimal surface biofouling) along with its demonstrated potential for the uptake of

hydrophilic chemicals (Alvarez et al., 2004).

Even though configured for hydrophilic compounds, Harman et al. (2008 a) were the

first, and to our knowledge the only ones, who have reported accumulation of pyrene, a

polycyclic aromatic hydrocarbon with log Kow of 5.3 in the POCIS during a laboratory

calibration study where concentrations of test compounds in the exposure tank ranged

between 50 - 120 ng.L-1

(Harman et al., 2008 a). Under the study conditions, pyrene’s

sampling rate was of 0.024 L.d-1

, lower than the sampling rate of DDT for example

(0.120 L.d-1

) which has a similar hydrophobicity. Another laboratory study conducted by

Harman et al. (2008 b) did not report any value for PAHs in the POCIS but mentioned very

low and variable uptakes for these compounds including pyrene. Furthermore, field

deployments of POCIS did not show any PAH accumulation (Harman et al., 2011).


232

The main objectives of this work were to study the limitations of the POCIS to sample

hydrophobic compounds represented by PAHs and to propose optimized POCIS

configurations in an attempt to adapt this tool to the sampling of hydrophobic analytes. Our

interest in the POCIS tool was primarily due to its simplicity in comparison to semipermeable

membrane devices (SPMDs) which are the most commonly used passive samplers for

hydrophobic compounds in the aquatic systems (Huckins et al., 2002; Gourlay-Francé et al.,

2008). POCIS are less time consuming and less solvent consuming during the extraction

protocol and do not require further purification steps like it is the case with SPMDs. Adapting

the POCIS to other compound classes relies on the understanding of the main factors affecting

its behavior and its sampling capacity. Contaminant accumulation into passive samplers is

known to be a diffusive process driven by a gradient in the chemical activity of analytes of

interest in the water and the sampler initially free of analytes (Vrana et al., 2005). The

efficiency and behavior of passive sampling tools depend on many factors among which their

design and geometry, their affinity for the compounds of interest described by the sampler-

water partition coefficients Ksw, the diffusion coefficients of analytes of interest in the tool

membranes and the resistance to analyte mass transfer from the surrounding water to the bulk

medium. The latter is mainly determined by the stagnant water-filled membrane pores (if the

membrane is porous) and the polymer matrix of the membrane (Alvarez, 1999). Other barriers

to mass transfer do not depend on the device itself but on the environmental medium and

exposure conditions during the deployment period of the samplers such as the aqueous

boundary layer surrounding the tool known as water boundary layer (WBL), as well as the

particulate matter, colloïds and biofilm formed on the tool membrane surface during

environmental deployment (Booij et al., 2007). The resistance to mass transfer for each

compartment is additive (Booij et al., 2007). Changing one or more of the POCIS constituents

(membrane nature, sorbent type, design…) will change the behavior of the tool, its affinity

towards target analytes and the kinetics of compound accumulation. Herein are presented the

first results concerning the change of the porosity and the nature of the POCIS membranes in

the “pharmaceutical” configuration device and their incidence on hydrophobic compound

accumulation.


233

II- Theory and modeling

Details on passive sampling theory are reported elsewhere (Vrana et al., 2005;

Huckins et al., 2006; Booij et al., 2007). Shortly, accumulation of chemicals by passive

samplers typically follows a first-order kinetic, which is characterized by an initial integrative

phase, followed by curvilinear and equilibrium partitioning phases (figure 1).

Figure 1: Accumulation regimes of passive sampling devices (Vrana et al., 2005).

The differential equation that governs the uptake process in passive samplers is expressed

following equation 1 (Booij et al., 2007):

(

) (1)

Where Ns is the accumulated amount of the contaminant in the sampler, Vs is the sampler volume, Cs

and Cw are the volume-based contaminant concentrations in the sampler and in the water respectively,

ko is the overall mass-transfer coefficient, A is the sampler surface area and Ksw is the sampler-water

partition coefficient.

The product k0A is the apparent water sampling rate that corresponds to the volume of water

cleared of analyte per unit of exposure time by the device (Vrana et al., 2005):

(2)

And the uptake rate constant ku of a passive sampling tool is given by

(3)


234

Where t is the exposure time.

1/k0 represents the resistance to mass transfer and is given by

(4)

Where kw, kb and km are the mass transfer coefficients for the WBL, the biofilm and the membrane of

the sampler respectively. Kbw and Kmw are the biofilm-water and the membrane-water partition

coefficients respectively.

Acknowledging that a mass transfer coefficient is equal to the ratio of the diffusion coefficient

and the effective phase thickness, equation 4 can be written:

(5)

Where δw, δm and δb are the effective thicknesses of the WBL, membrane and biofilm respectively and

Dw, Dm, Db are the diffusion coefficients in the WBL, membrane and biofilm respectively.

In the initial phase of the exposure, the sampler works in the linear uptake regime and the

accumulated quantity in the device increases linearly with time and is proportional to the

difference in the chemical activity of the contaminant between the water and the receiving

phase. The accumulation is considered linear to the time that sampler concentrations reach

about half their equilibrium concentrations (t1/2) in the device.

t1/2 is defined by

(Alvarez et al., 2007) (6)

For the kinetic or time-integrative sampling, equation 1 is reduced to

(7)

And which can be written:

(8)

Where Ms is the mass of the receiving phase or sorbent in the POCIS.


235

For very long exposure periods, the sampler reaches thermodynamic equilibrium between the

water and the receiving phase. Equation 1 is reduced to equation 9, which is used to estimate

water concentrations from equilibrium passive samplers.

(9)

II- Materials and Methods

II- 1- Chemicals

Naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene, fluoranthene, benzo(e)pyrene, fluorene,

benzo(b)fluoranthene, benzo(g,h,i)perylene , phenanthrene, benzo(k)fluoranthene, chrysene,

benz(a)anthracene, perylene, naphthalene, dibenz(a,c)anthracene, dibenzothiophene, pyrene,

benzo(a)pyrene, indeno(1,2,3-cd)pyrene, anthracene and benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene

were acquired from Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France). All standards had

purities exceeding 97 %. PAH mixture in cyclohexane 10 ng.µL-1

“PAH mix 45” was

purchased from Cluzeau Info Labo (Sainte Foy La Grande, France).

Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, chrysene-d12, phenanthrene-d10,

anthracene-d10, benzo(b)fluoranthene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(e)pyrene-d12,

benzo(a)pyrene-d12, dibenz(a,h)anthracene-d14, benzo(g,h,i)perylene-d12, pyrene d10,

benz(a)anthracene-d12, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10 and perylene-d12

were purchased from Cluzeau Info Labo (Sainte Foy La Grande, France). All internal and

surrogate standards had purities exceeding 98 %.

HPLC gradient grade methanol (Lichrosolv) was acquired from Merck (Strasbourg, France).

Dichloromethane (for residue and pesticide analysis, Acros Organics) and HPLC gradient

grade isooctane (Scharlau) were acquired from ICS (Belin-Béliet, France). Cyclohexane (ultra

resi-analyzed, J.T.Baker) was acquired from Atlantic Labo (Bruges, France).

Nylon membranes (30 µm, 90 mm membrane diameter) were purchased from Fisher

Scientific (Illkirch, France). Polyethersulfone membranes (0.1 μm, 90 mm membrane

diameter) were purchased from VWR (Fontenay-sous-bois, France). Polyethylene roll (100

µm thickness, 10 Å cavity diameter, cut into 90 mm membrane diameter) was purchased from

Manutan (Gonasse, France). OASIS HLB bulk sorbent (60 µm) was purchased from Waters


236

(Guyancourt, France). Empty glass SPE tubes and polyethylene frits (SUPELCO) were

provided by Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France).

II- 2- Membranes tested

Developments consisted in replacing the polyethersulfone membrane (0.1 µm pore

size) of the original configuration of POCIS to a higher porosity membrane (0.45 µm). Two

other membrane types were also evaluated: the nylon 30 µm pore size and the non porous low

density polyethylene. The characteristics of these membranes as well as their general

applications are presented in table 1.

Table 1: Characteristics of the membranes evaluated.

Membrane evaluated Structure (Alvarez, 1999) Polarity Porosity

tested (µm)

Other

applications

Polyethersulfone

Hydrophilic 0.1

0.45

-Filtration

-Original configuration of

POCIS (Alvarez, 1999)

Nylon

Hydrophilic 30

- Filtration of HPLC

samples and mobile

phases (Alvarez, 1999)

Low density

polyethylene Hydrophobic

Non porous-

transient

cavities

(10 Å)

(Huckins et

al., 1993)

- Membrane of

hydrophobic passive

samplers such as SPMDs

(Huckins et al., 1993),

Chemcatchers®

(Vrana et

al., 2006), or single phase

polymeric passive

samplers (Anderson et

al., 2008)

II- 3- Elution protocols of the POCIS sorbent

II- 3- a- POCIS sorbent

Before going any further, tests to evaluate the extraction efficiency of target analytes

from the POCIS OASIS-HLB sorbent were conducted. For this purpose, 0.2 g of the POCIS

sorbent were placed in a glass SPE cartridge between two teflon frits, and spiked at 350 ng

with a PAH solution in isooctane. Two elution protocols were then tested, each in triplicates.

The first consisted of 20 mL of dichloromethane (DCM) and the second of 10 mL of

S*

O

O *

O

n

* N N*

O O

4 6 n

* *n


237

methanol (MeOH) followed by 10 mL of a mixture MeOH/DCM (50/50, v/v) (the same

elution protocol as the one used in the laboratory for pesticides and alkylphenols, so it was an

attempt to see if the same POCIS extract can be used for multiple compound classes). Internal

standards were placed in the eluate receiving vials prior to elution.

II- 3 -b- POCIS membranes

Quantifying residual amounts of PAHs in the membranes after exposure is necessary

to understand their roles in analyte accumulation into the POCIS device. For this reason, an

extraction protocol was developed consisting of ultrasonic extraction of the membranes with

10 mL of cyclohexane during 30 minutes. Internal standards were added to a 22 mL vial

containing the folded membranes. After extraction, the solvent was then separated from the

membranes, and another extraction cycle was conducted using 10 mL of fresh cyclohexane.

Both solvent extracts were then combined and evaporated under nitrogen flow to almost

200 µL.

II- 4- Laboratory calibrations

The understanding of the limitations of the POCIS for the sampling of hydrophobic

compounds as well as the evaluation of their new adapted versions were accomplished

through laboratory calibrations. These calibrations were conducted in flow through exposure

systems to maintain constant the water concentrations of test chemicals. Fresh water was

continuously pumped in the exposure tank where POCIS were deployed and agitation was

ensured using two rotation blades. PAHs were dissolved in methanol and the stock solution

was fed into the system using either a peristaltic pump or a syringe. At the beginning of the

experiment, the exposure tank was spiked with the PAH solution to reach the target

concentrations of analytes thus avoiding long periods to attain steady water concentrations in

the system. After this initial spiking, the system was left to stabilize for a couple of days

(around 4 days, period selected according to the results of experiment n° 1 described in table

2) with continuous pumping of the test solution and fresh water. To avoid depletion of the

exposure concentrations, the water flow was chosen in order to renew each day almost half of


238

the water volume of the tank where the POCIS were exposed. The flow rate of the

contamination solution was fixed in a way that the relative percentage of methanol in the

exposure tank was kept below 5 %. After the stability period, the POCIS were placed in the

water tank and water samples were collected approximately each two days during the

experiments in order to calculate average water concentrations of target analytes and to check

the stability of analytes’ water concentrations. Replicate POCIS (n = 3 in all experiments

except with POCIS-PES 0.45 µm where n = 2) were retrieved after 5, 10 and 15 days of

exposure. This general scheme was applied for all experiments that were conducted during the

last two years. Their objectives as well as the exposure set up characteristics are resumed in

table 2. All experiments were conducted at ambient temperature. The first experiment was

held in 27 L exposure tank, the second in a 60 L tank, while the third and the fourth were held

in 100 L exposure tanks.

Table 2: Experimental set up of flow through exposures.

Experiment Objective

Water

flow

(L.d-1)

Analytes

flow

(MeOH)

(mL.d-1)

Experimental

water

concentrations in

the tank (ng.L-1)

1

Testing the stability of target analytes’ water

concentrations with the flow through system.

13.5 206 13-62

2

Testing the performance of the POCIS in its

“pharmaceutical” configuration to sample PAHs

and understand its limitations.

23 110 30-170

3

Testing the effect of the porosity of PES

membranes on PAH accumulation in the POCIS

sorbent.

36 50 246-1076

4

Adapting the POCIS to the sampling of PAHs,

mainly by evaluating new membrane types such as

polyethylene and nylon.

33 153 217-1152

II- 5- POCIS handling

II- 5- a- POCIS preparation

Prior to deployment, the OASIS-HLB phase was cleaned by soaking in methanol for

15 min (repeated three times), and separated from the rinsing solvent by vaccum drying. All

membranes used were soaked in methanol for 15 min (repeated three times) and dried at


239

50 °C. Teflon frits were also cleaned with methanol for 15 minutes (repeated three times) and

dried under hood for a couple of hours.

II- 5- b- POCIS extraction

The POCIS was disassembled and the sorbent was transferred into a glass 6 mL SPE

cartridge using 4 mL of Vittel water and placed between two teflon frits. The sorbent was left

to dry under vacuum (5 mmHg). PAH residues were then recovered from the sorbent using

4 x 5 mL of dichloromethane under vaccum (< 3 mmHg). The vial receiving the eluate

already contained internal standards. The extracts were reduced in volume under a gentle

nitrogen stream and finally solvent exchanged to isooctane. Glass cartridges were weighed

empty (with the two teflon frits) and after the elution of the POCIS sorbent in order to

determine the exact mass of the sorbent recovered from the device and by this means calculate

the concentrations of target analytes in the POCIS sorbent. The POCIS membranes were

extracted according to II-3-b.

II- 6- Water samples extraction

Water samples (tap water) were extracted by Solid Phase Microextraction (SPME)

according to De Perre et al. (2009). A 100 µm SPME fiber with PDMS coating was immersed

in a 9 mL water sample for 60 min at 40 °C during which the analytes partitioned between the

sample and the fiber. Before extraction, internal standards in ethanol (20 µL) were added

gravimetrically to the water sample (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10,

fluorene-d10, phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10,

pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, chrysene-d12, perylene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12,

benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-

d12, benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14) .


240

II- 7- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection

(GC/MS)

The POCIS were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass spectrometer

(model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent Technologies)

purchased from Waghaeusel, Germany. The injector temperature was maintained at 280 °C. A

sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless mode (25 psi) using Helium as

carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL/min constant flow rate. The separation of analytes was

achieved using an HP-5MS UI capillary column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase;

30 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film thickness) (Agilent Technologies, Massy, France). The

temperature program started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of

10 °C/min to 300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature was

set at 300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization mode.

Mass spectra were collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of

300 °C and a quadrupole temperature of 180 °C. The molecular ions of PAHs were monitored

using the SIM mode with a dwell time of 40 ms.

Water samples were analyzed by SPME with the same gas chromatograph. The

automated sampling was carried out using a CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)

with a temperature-controlled simple magnet mixer tray. The sample was shaken for 3 min at

40 °C in the agitator of the autosampler for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s,

agitator off time 1 s). Once the extraction completed (section II-6), the fiber was immediately

retracted back into the needle and transferred without delay to the GC injector where it was

desorbed for 5 min at 270 °C.

II- 8- Quality control/Quality assurance

To test the accuracy and the validity of the quantification method, standard solutions

of target PAHs mixed with the related internal standards are regularly run on the GC/MS

system. These solutions are used to calculate response factors of the compounds. Other

independent solutions are used to test the precision of the quantification which has been

evaluated to be comprised between 95 % and 105 % depending on the compounds, with

reproducibilities not exceeding 5 %. Good recoveries and precision were obtained for the


241

extraction and analysis of PAHs from the POCIS sorbent and the POCIS membranes (section

III-1). Recoveries of the SPME procedure in water samples ranged between 90 and 116 %.

For the purpose of analytical quality control, procedural blanks as well as a spiked sample

were run with each batch of samples. Solvent blanks were also injected during liquid sample

injections and many fiber blanks were run during water sample analysis sequences to reduce

the presence of contaminants and ensure the absence of carry over. Internal calibration was

used to quantify PAHs in the different matrices; the used internal standards allowed to

estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their recoveries. Injection

standards in the POCIS samples (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to

determine variations in sample volumes and injections as well as to calculate internal standard

recoveries.

III- Results

III- 1- Development of extraction protocols

III- 1- a- POCIS sorbent

The different extraction protocols tested give similar recoveries for the majority of

target analytes, ranging between 96 % and 120 % (figure 2). Acenaphtylene, acenaphtene and

fluorene show the lowest but still satisfactory recoveries (between 85 and 95 % for the

dichloromethane protocol and between 44 and 66 % for the MeOH/DCM protocol), probably

because they are not quantified with their deuterated analogues. Relative standard deviations

are below 4 % for the dichloromethane protocol, except for acenaphtylene, acenaphtene and

fluorene for which a higher variability was observed (8 % maximum variation, attributed to

acenaphtene). Variations are much higher with the MeOH/DCM protocol, range between 7

and 17 % for the majority of the tested compounds and reach 31 % for acenaphtylene. In

addition, MeOH is not compatible with GC columns, so when using the MeOH/DCM

protocol, a solvent exchange should be done which requires excessive evaporation of the

methanolic extract, thus leading to potential losses of labile and low molecular weight

compounds. For the already exposed reasons, the DCM protocol has been selected instead of

the mixed protocol for PAH elution from the OASIS-HLB sorbent.


242

Figure 2: Tested protocols for the elution of PAHs from the OASIS-HLB sorbent (n = 3).

III- 1- b- POCIS membranes

Recoveries of PAHs from the POCIS membranes range between 80 and 111 % (figure

3). A good precision is obtained with this elution protocol since relative standard deviations

for almost all compounds tested are below 5 %, except for acenaphtylene and acenaphtene for

which the precision reaches 12 %.

Figure 3: Tested protocols for the elution of PAHs from the different membrane types (n = 3).

0

20

40

60

80

100

120

140

Rec

ove

ries

%

20 mL DCM 10 mL MeOH 10 mL MeOH/DCM (50/50, V/V)

0

20

40

60

80

100

120

Re

cove

rie

s (

%)

Nylon 30 µm PE PES 0.1 µm


243

III- 2- Influence of the membrane nature and membrane porosity on PAH

accumulation

Results observed with the various tested membranes are quite different regarding the

accumulation shapes, the accumulation kinetics and the sensitivity of the device towards the

hydrophobic compounds. Figure 4 represents the concentration factors “Cf” of the studied

compounds in both the POCIS sorbent (ratios of the concentration of analytes in the sorbent to

the concentration of analytes in the water) (a) and in the tool membranes (ratios of the

concentration of analytes in the membrane to the concentration of analytes in the water) (b).


244

(a) (b)

y = 7.9316xR² = 0.9978

y = 10.609xR² = 0.9541

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Naphtalene

PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm PES 0.45 µm

0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Naphtalene

PE NYLON 30 µm PES 0.1 µm

y = 4.206xR² = 0.9829

y = 4.3983xR² = 0.9243

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Acenaphtylene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Acenaphtylene


y = 5.9822xR² = 0.9721

y = 4.905xR² = 0.9957

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Acenaphtene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Acenaphtene


y = 9.314xR² = 0.9906

y = 5.5398xR² = 0.9967

0

5

10

15

20

25

0

20

40

60

80

100

120

140

160

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Fluorene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Fluorene



245

(a) (b)

y = 7.9962xR² = 0.9901

y = 4.1212xR² = 0.9613

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

0

20

40

60

80

100

120

140

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Dibenzothiophene


0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Dibenzothiophene


y = 6.0303xR² = 0.9722

y = 3.1898xR² = 0.9659

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0

20

40

60

80

100

120

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Phenanthrene


0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Phenanthrene


y = 8.9364xR² = 0.9365

y = 5.2756xR² = 0.9694

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

0

20

40

60

80

100

120

140

160

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Anthracene


0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Anthracene


y = 5.4925xR² = 0.9693

y = 3.4229xR² = 0.9709

0

5

10

15

20

25

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Fluoranthene


0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Fluoranthene



246

(a) (b)

y = 4.7924xR² = 0.9522

y = 2.9484xR² = 0.9578

0

5

10

15

20

25

30

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Pyrene


0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Pyrene


y = 3.3081xR² = 0.9852

y = 1.5667xR² = 0.9758

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

0

10

20

30

40

50

60

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benz(a)anthracene


0.01

0.1

1

10

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benz(a)anthracene


y = 3.599xR² = 0.9866

y = 1.6096xR² = 0.9875

0

0.5

1

1.5

2

2.5

0

10

20

30

40

50

60

70

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Chrysene


0.01

0.1

1

10

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Chrysene


y = 4.2068xR² = 0.9747

y = 1.7962xR² = 0.9798

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

2

0

10

20

30

40

50

60

70

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(b)naphto(2,1-d) thiophene


0.01

0.1

1

10

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(b)naphto (2,1,-d) thiophene



247

(a) (b)

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0

5

10

15

20

25

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(b)fluoranthene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(b)fluoranthene


0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(k)fluoranthene

PE NYLON 30 µm

0.01

0.1

1

10

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(k)fluoranthene

PE NYLON 30 µm

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(e)pyrene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(e) pyrene


0

0.005

0.01

0.015

0.02

0.025

0.03

0.035

0

2

4

6

8

10

12

14

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(a)pyrene


0.01

0.1

1

10

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(a)pyrene



248

(a) (b)

Figure 4: Accumulation kinetics in the POCIS sorbent with the different membranes tested (a) and

in the membranes (b) (n = 3 for the POCIS-PE, the POCIS-Nylon 30 µm and the POCIS-PES 0.1

µm; n = 2 for the POCIS-PES 0.45 µm).

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0.09

0

2

4

6

8

10

12

14

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Perylene


0.01

0.1

1

10

100

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Perylene


0

0.005

0.01

0.015

0.02

0.025

0.03

0.035

0

1

2

3

4

5

6

7

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Indeno(1,2,3-cd)pyrene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Indeno(1,2,3-cd)pyrene


0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

4.5

5

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Dibenz(a,c)anthracene

PE NYLON 30 µm

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days


PE NYLON 30 µm

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0

1

2

3

4

5

6

7

0 5 10 15

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

ES 0

.1 µ

m-P

ES 0

.45

µm

)

Co

nce

ntr

atio

n f

acto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(g,h,i)perylene


0.01

0.1

1

10

0 5 10 15

Co

nce

ntr

ati

on

fa

cto

r (L

.g-1

)(P

E-N

ylo

n 3

0 µ

m)

days

Benzo(g,h,i)perylene



249

III- 2- 1- POCIS with polyethersulfone 0.1 µm pore size membranes (POCIS-PES 0.1

µm)

For PAH abbreviations and their physical/chemical properties (molecular weight and log Kow), refer

to table 2.

During the laboratory experiments, the POCIS in its “pharmaceutical” configuration

has demonstrated its capacity to accumulate all studied analytes despite their

hydrophobicities. Results are reproducible between replicates (n = 3, RSD < 14 %), and the

highest accumulation is observed with compounds having the lowest hydrophobicities such as

naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene and fluorene (highest concentration factors in the

POCIS-PES 0.1 µm, figure 4). Considering closely the accumulation kinetics, the

concentration factor in the sorbent does not show a linear relationship with exposure time as

expected for passive sampling devices (figure 1). Instead, either an equilibrium or a lag phase

are observed in the accumulation of the majority of the studied compounds.

For the low molecular weight and moderately high molecular weight PAHs

(MM ≤ 202 g.mol-1

corresponding to pyrene, log Kow ≤ 5.2), a lag phase defined as the

“delay time” before the accumulation in the sorbent becomes significant and linear is

observed in the POCIS PES-0.1 µm. The main disadvantage of this type of accumulation is a

variable sampling rate with exposure time, thus there is no possibility to estimate accurate and

time- weighted average water concentrations based on the accumulated amounts of

compounds in the device (following equation 8). Understanding the origin of the lag phase is

the key to the device improvement for the accumulation of PAHs. The low affinity of the

hydrophilic PES membrane to the hydrophobic compounds is most likely responsible of the

observed accumulation behavior by resisting to the mass transfer of these compounds into the

POCIS sorbent. A closer look to the accumulation of PAHs in the membrane itself and its

comparison to the one observed in the sorbent reveals that the lag phase disappears and the

accumulation becomes linear when the concentrations of target analytes in the membrane

reach a steady state (figure 5). This observation is consistent with the definition of the lag

phase given by Huckins, (2006) as being the time required to reach steady state flux across the

membrane barrier.


250

Figure 5: Example of PAH accumulation in the OASIS-HLB sorbent and in the PES membrane of

the original “pharmaceutical” configuration of POCIS.

Equilibrium in the sorbent of the POCIS-PES 0.1 µm is observed with high molecular

weight compounds (MM ≥ 228 g.mol-1

corresponding to chrysene) (figure 4), and is mainly

due to the low affinity of the OASIS-HLB sorbent towards these compounds (figure 6). The

saturation of the OASIS-HLB sorbent with heavy PAHs is well shown by the low

concentration factors observed in comparison to those obtained with lighter PAHs (i.e. at T15,

Cf = 0.03 L.g-1

for benz(a)pyrene (MM of 252 g.mol-1

) while Cf = 20 L.g-1

for acenaphtene

(MM of 154 g.mol-1

)). Probably, the lag phase occurs also with high molecular weight PAHs

since they have less affinity for the membrane than low molecular weight ones (lower

concentration factors in the membrane, figure 6), but equilibrium is reached so fast to the

point that the lag phase is no longer observed on the first sampling time (5 days).

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Mem

bra

ne

qu

anti

ty (

ng)

Rec

eiv

ing

ph

ase

co

nce

ntr

atio

n (

ng/

g)

Time (d)

Naphtalene

Receiving phase (ng/g) Membrane (ng)


251

Figure 6: Concentration factors of PAHs in the OASIS-HLB sorbent and in the PES membrane

after 15 days of exposure (n = 2) (PAHs abbreviations along with their physical/chemical properties

are listed in table 4).

III- 2- 2- POCIS with polyethersulfone 0.45 µm pore size membranes (POCIS-PES 0.45

µm)

Analyte transfer through porous membranes such as PES does not only depend on the

membrane nature, but also on its porosity, since the transfer follows a biphasic mechanism

consisting of analyte transport through the membrane water-filled pores, dissolution into the

polymer matrix and diffusion through the polymer before reaching the POCIS sorbent

(Alvarez, 1999). Theoretically, increasing the porosity of the PES membrane should reduce

the resistance to mass transfer towards the sorbent. With the POCIS-PES 0.45 µm, the lag

phase is still observed for compounds such as dibenzothiophene, anthracene, fluoranthene,

pyrene, benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene, but with a reduced duration (figure 4) in comparison

to the POCIS-PES 0.1 µm. For the lightest PAHs (naphtalene, acenaptylene and acenaphtene)

a burst effect is observed instead of the lag phase shown with the 0.1 µm pore size

membranes, probably due to the uptake of these low hydrophobicity PAHs during the first

wetting of the tool by passage through the membrane pores into the sequestration medium

instead of actual partitioning with the membrane matrix (Alvarez, 1999). Between the group

of compounds showing the burst effect and the other group showing the lag phase, fluorene

shows a linear accumulation curve with the POCIS-PES 0.45 µm membrane (R2 = 0.99).

Similarly to the POCIS-PES 0.1 µm, equilibrium or near equilibrium status is observed for

high molecular weight compounds such as benzo(a)pyrene, perylene, benzo(b)fluoranthene,

indeno(1,2,3-cd)pyrene and benzo(g,h,i)perylene. Differences in accumulation shape curves

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

1.8

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

Cf

me

mb

ran

e T

15

(L.

g-1)

Cf

sorb

en

t T1

5 (

L.g-1

)Sorbent Membrane


252

are observed with benz(a)anthracene, chrysene and benzo(e)pyrene between the two POCIS-

PES types since a lag phase is observed with the 0.45 µm porosity while an equilibrium status

is reached with the 0.1 µm porosity membrane. In all case figures, higher concentration

factors are observed in the sorbent of the POCIS-PES 0.45 µm in comparison to the POCIS-

PES 0.1 µm, leading to a better sensitivity (figure 7).

Figure 7: Concentration factors of PAHs in the sorbent using the PES 0.1 µm and the PES 0.45 µm

membranes (n = 3 for the POCIS-PES 0.1 µm and n = 2 for the POCIS-PES 0.45 µm) (PAH

abbreviations are listed in table 4 along with their physical/chemical properties).

III- 2- 3- POCIS with nylon 30 µm pore size membranes (POCIS-Nylon 30 µm)

As the PES membrane, the tested hydrophilic nylon 30 µm shows higher affinities for

low molecular weight PAHs (higher concentration factors in the membrane, figure 8), but it

accumulates much higher quantities of PAHs (1.3 to 11.4 times) than the PES due its high

porosity. Concentration factors at the end of the POCIS exposure reach a maximum average

of 2.8 L.g-1

(corresponding to anthracene) in the nylon membrane (figure 8), while the

maximum average concentration factor reached with the PES membrane is of 1.6 L.g-1

corresponding to the value of naphtalene (figure 6).

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

N

AC

TY

AC

tE FE

DB

T

PH

E

AN

FLU

O

PY

R

BA

A

CH

RY

S

2,1

BN

T

Cf

in t

he

so

rbe

nt-

T15

(L.g

-1)

POCIS PES 0.45 µm POCIS PES 0.1 µm


253

Figure 8: Concentration factors of PAHs in the OASIS-HLB sorbent and in the nylon 30 µm

membrane after 15 days of exposure (PAHs abbreviations are listed in table 4).

However, the POCIS-nylon 30 µm membrane and despite its hydrophilic nature does

not show a lag phase in the accumulation of the PAHs studied. Instead, a linear uptake of the

least and moderate hydrophobic PAHs (MM ≤ 234 g.mol-1

corresponding to BNT) is observed

(figure 4), which allows to use this tool in a quantitative aspect through the estimation of

water concentrations based on accumulated amounts of contaminants in the sorbent. Among

the compounds in the linear uptake, naphtalene and acenaphtylene are in the early stage of the

curvilinear regime under the study conditions. The high porosity of the nylon membrane

seems to reduce the influence of its hydrophilic nature on the accumulation of hydrophobic

compounds and allows a higher transfer of compounds into the POCIS sorbent. However, and

similarly to the POCIS-PES 0.1 µm, an equilibrium or a near-equilibrium regime is observed

for heavier compounds (MM ≥ 252 g.mol-1

). In all cases, accumulated quantities of PAHs in

this tool are significantly higher than those found in the POCIS-PES configurations (figure 4),

with the highest uptakes observed for naphthalene, fluorene and anthracene (figure 8).

Considering the linear accumulation of the 2, 3, and 4 rings PAHs with

MM ≤ 234 g.mol-1

corresponding to BNT, sampling rates are determined under the specific

laboratory conditions (section II- 4), and range between 0.31 L.d-1

to 2.12 L.d-1

(table 3).

These sampling rates are found to be correlated to compound hydrophobicity. They decrease

with the increase of the octanol-water partition coefficient of the studied compounds (figure

9) which is consistent with the lowest affinity of high molecular weight PAHs (which are the

most hydrophobic) towards the sorbent (figure 8). The determined sampling rates can

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

Cf

me

mb

ran

e T

15

(L.

g-1)

Cf

sorb

en

t T1

5 (

L.g-1

)

Sorbent Membrane


254

therefore be used to estimate water concentrations following equation 8, and these estimations

are expected to be reliable when samplers are deployed in environmental conditions close to

those of the calibration experiments.

Figure 9: Sampling rates of PAHs in the POCIS-nylon 30 µm in function of compounds

hydrophobicity (n = 3).

For the high molecular weight PAHs (MM ≥ 252 g.mol-1

corresponding to BbF), the

POCIS-Nylon 30 µm works as an equilibrium passive sampler and dissolved analyte

concentrations can be estimated using the sampler-water partition coefficients KSW following

equation 9. The logarithm of the average Ksw obtained with the POCIS-Nylon 30 µm (n = 3)

range between 2.9 and 3.9 (figure 10), which are lower than those obtained by modelling with

SPMDs, SRs, Chemcatchers® and LDPE passive samplers that range between 5 to 8

depending on the tool (Huckins et al., 2006; Vrana et al., 2006; Smedes et al., 2009; Lohmann

& Muir, 2010). This fact shows the lower sensitivity of the POCIS- Nylon 30 µm regarding

the high molecular weight PAHs (MM ≥ 252 g.mol-1

) in comparison to other available

hydrophobic passive samplers.

y = 17.525e-0.678x

R² = 0.87560

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3 4 5 6

Sam

plin

g ra

te (

L.d

-1)

log kow

POCIS-Nylon 30 µm


255

Figure 10: Logarithm of sampler-water partition coefficients for PAHs reaching equilibrium in the

POCIS-nylon 30 µm (PAHs abbreviations are listed in table 4).

However, the use of the POCIS-Nylon 30 µm in its equilibrium regime for heavy compounds

requires that the capacity of the tool is kept well below the capacity of the sample to avoid

depletion during extraction and that the device response time remains below any fluctuation in

environmental concentrations (Vrana et al., 2005), otherwise estimated water concentrations

will more reflect final exposure concentrations rather than time-weighted average

concentrations.

III- 2- 4- POCIS with low density polyethylene membranes (POCIS-PE)

The PAH distribution in the polyethylene membrane is described by a bell shape,

demonstrating increasing accumulated quantities of PAHs with the increase of log Kow until a

log Kow of 5.5 where the affinity of the polyethylene membrane towards the studied PAHs

reaches its maximum. From this turning point, a decrease in the accumulated quantity of

PAHs in the membrane is observed with the increase of hydrophobicity (figure 11).

Concentration factors of PAHs in the polyethylene membrane vary by almost 10 folds

between compounds, on the opposite of those in the hydrophilic membranes

(polyethersulfone, nylon) which are more homogeneous. The sorbent in the POCIS-PE

exhibits the same tendency as the one observed with the POCIS Nylon-30 µm and PES, with

the lowest accumulations observed for high molecular weight compounds (figure 11).

0 1 2 3 4 5

BbF

BkF

BeP

BaP

PER

IP

BP

DacA

log Ksw


256

Figure 11: Concentration factors of PAHs in the OASIS-HLB sorbent and in the low density

polyethylene membrane after 15 days of exposure (n = 3) (PAHs abbreviations are listed in table 4).

Similarly to the POCIS-Nylon 30 µm, linear accumulations of the least and moderate

hydrophobic PAHs (log Kow ≤ 5.7 corresponding to chrysene) are observed in the

polyethylene version of POCIS, but unlike with both POCIS-Nylon 30 µm and POCIS-PES),

the uptake of heavier compounds (MM ≥ 252 g.mol-1

corresponding to benzo(b)fluoranthene)

is characterized by a lag phase during the early accumulation period (figure 4). For linear

accumulations, calculated sampling rates range between 0.66 L.d-1

and 1.86 L.d-1

, which are

in the same order of magnitude than those of the POCIS-Nylon 30 µm. The regression curve

of these sampling rates (omitting the naphthalene) in function of compound hydrophobicity

shows an increase of sampling rates until log Kow of 4.6 (corresponding to anthracene)

followed by a decrease (figure 12) with the increase of hydrophobicity.

Figure 12: Sampling rates of PAHs in the POCIS-PE in function of compounds hydrophobicity

(n = 3) (The dotted line is only a guide to the eye).

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0

20

40

60

80

100

120

140

160

Cf

me

mb

ran

e T

15

(L.

g-1)

Cf

sorb

en

t T1

5 (

L.g-1

)

Sorbent Membrane

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3 3.5 4 4.5 5 5.5 6

Sam

plin

g ra

te (

L.d

-1)

log kow


257

Indeed, for compounds having log Kow < 4.6, the membrane controls the uptake at this range

of hydrophobicity due its relatively low affinity for these compounds in comparison with the

more hydrophobic ones (figure 11). In this low hydrophobicity range, membrane-water

concentration factors increase with log Kow (figure 12) reducing mass transfer and leading to

the increase in the sampling rates till the control of the mass transfer switches to the water

boundary layer (Kow = 4.6). In this phase, sampling rates depend on the water diffusion of

compounds rather than on their Kmw since km.Kmw is no longer negligible relatively to kw

(equation 4) (Huckins, 2006). A gradual increase in the resistance to mass transfer is expected

due to the low water diffusion of high molecular weight PAHs (Gustafson & Dickhut, 1994)

and a decline of the sampling rates is observed with the increase of hydrophobicity (figure

12).

Concerning high molecular weight compounds (MM ≥ 252 g.mol-1

corresponding to

benzo(b)fluoranthene, log Kow ≥ 6.14), the lag phase observed in the accumulation in the

POCIS-PE is probably due to the low water diffusion of these compounds in the inner space

of the tool constituted of a non-porous membrane. It is only when water gets inside the tool

that the accumulation in the sorbent becomes significant. An attempt to understand this

phenomenon has been conducted by deploying simultaneously to the POCIS-PE devices a

modified version consisting of adding 2 mL of bidistilled water between the sorbent and the

membrane prior to deployment (designated as POCIS-PEW). The lag phase observed with the

POCIS-PE is still visible with the POCIS-PEW for the higher molecular weight compounds

such as indeno(1,2,3-cd)pyrene and benzo(g,h,i)perylene (indeno(1,2,3-cd)pyrene given as

example in figure 13), however it no longer exists with lighter compounds such as

benzo(e)pyrene, benzo(a)pyrene and perylene which are characterized by a linear

accumulation (benzo(e)pyrene given as example in figure 13). The water addition in the inner

space reduces the internal resistance to mass transfer of the device, thus facilitates the

diffusion into the sorbent and reduces partially or totally the lag phase. For the heaviest

compounds, a higher water volume or the addition of an organic solvent instead of the

bidistilled water might prevent the variable accumulation. For compounds with log Kow < 5.7

(fluorene given as example in figure 13) that are characterized by a linear accumulation in the

POCIS-PE, adding water to the device does not change the form of accumulation which

remains linear during the exposure period.


258

Figure 13: Accumulation kinetics in the POCIS-PEW with water added in the inner space in

comparison to the POCIS-PE (n = 3) (PAHs abbreviations are listed in table 4).

III- 3- Tool comparison

Since all compounds have reached equilibrium or pseudo-equilibrium in the three types of

membranes after 15 days of exposure under the study conditions (figure 4), the membrane

water-partition coefficients are calculated and plotted against compounds’ hydrophobicity

(figure 14). A threshold value of log Kow of 4.6 corresponding to anthracene is determined,

above which compounds are the most accumulated in the polyethylene membrane and below

which the nylon 30 µm membrane has the highest affinity for the studied compounds

(phenanthrene has very similar accumulations in low density polyethylene and nylon

membranes). However, differences observed in the membrane affinities to PAHs do not

explain all the differences in the sorbent accumulation of these compounds. Many other

factors influence the resistance to mass transfer, and by that, accumulated quantities in the

sorbent such as mass transfer coefficients in water, biofilm and membrane (equation 4);

diffusion coefficients in water, membrane and biofilm (equation 5); diffusion in the inner

space of the device; membrane porosity and effective thicknesses of the WBL, membrane and

biofilm (equation 5).

y = 785,19xR² = 0,9935

y = 577,4xR² = 0,9741

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

0 5 10 15

qu

anti

ty in

th

e s

orb

en

t (n

g)

days

Fe (POCIS-PE) Fe (POCIS-PEW)

y = 74,023xR² = 0,9631

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

0 5 10 15

qu

anti

ty in

th

e s

orb

en

t (n

g)

days

BeP (POCIS-PE) BeP (POCIS-PEW)

0

20

40

60

80

100

120

140

0 5 10 15

qu

anti

ty in

th

e s

orb

en

t(n

g)

days

IP (POCIS-PE)

IP (POCIS-PEW)


259

Figure 14: Membrane-water partition coefficients of the PES 0.1 µm, the PE and the Nylon 30 µm

membranes (n = 3).

Considering PAH uptake curves in the different tested configurations, the two versions

of adapted POCIS, the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm show linear accumulations

for the same compounds and thus can be used for quantitative monitoring of the least

hydrophobic and moderately heavy PAHs going from naphthalene (MM = 128 g.mol-1

,

log Kow = 3.2) to chrysene (MM = 228 g.mol-1

, log Kow = 5.7). Nevertheless, constant

accumulation rates are higher using the POCIS-PE, leading to higher quantities of PAHs

accumulated in this device thus better sensitivity, except for acenaphtylene for which kinetic

constants are almost equivalent in both devices and for naphthalene for which a higher

accumulation rate constant is observed with the POCIS-Nylon 30 µm. The laboratory

determined sampling rates obtained for compounds accumulated integratively or linearly in

the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm are too low in comparison with those obtained

with the SPMDs which may reach 20 L.d-1

(Gourlay-Francé et al., 2008), but in the same

order of magnitude for some compounds and slightly lower for others in comparison to

silicone rubbers exposed in low hydrodynamic conditions (Rusina, 2009) and higher than

those obtained with the MESCO (Vrana et al., 2006 a) and the hydrophobic version of the

Chemcatcher® (Vrana et al., 2006 b) (under the specific conditions detailed in table 3),

demonstrating the affinity and sensitivity of the developed POCIS-“like” for compounds with

MM ≤ 234 g.mol-1

.

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

3 4 5 6 7

Km

w

log Kow

PE

Nylon 30 µm

PES 0.1 µm


260

Table 3: Comparison of PAH sampling rates obtained with the developed tools with those of

different hydrophobic passive samplers reported in the literature.

Reference Present study

Gourlay-

Francé et

al.

(2008)

Rusina, 2009 (Vrana et al.

(2006 a)

Vrana et al.

(2006 b)

Sampler type POCIS-

PE

POCIS-

Nylon

30 µm

SPMD Silicone rubbers

MESCO : PDMS +

regenerated cellulose

membrane + 3 mL

water

Chemcatchers®

(C18 Empore +

PE membranes +

n-octanol)

Compounds a b c d e f

Naphtalene 1.59 2.12 - - 16.6 - -

Acenaphtylene 0.84 0.88 - 0.9 15.2 0.012 0.017

Acenaphtene 1.19 0.98 - 0.7 12.4 0.007 0.006 0.162±0.106

Fluorene 1.86 1.11 22 1.1 14.6 0.009 0.012 0.272±0.177

Phenanthrene 1.21 0.64 23 1.5 15.5 0.008 0.006 0.394±0.281

Anthracene 1.79 1.06 23 1.5 12.7 0.011 0.013 0.295±0.200

Fluoranthene 1.10 0.68 27 1.9 15.3 0.009 0.005 0.484±0.495

Pyrene 0.96 0.59 26 2.0 14.2 0.012 0.006 0.419±0.464

Benz(a)anthracene 0.66 0.31 23 1.5 9.4 0.014 0.005 0.193±0.208

Chrysene 0.72 0.32 25 1.7 12.6 0.015 0.005 0.206±0.203

a) In situ calibration (wastewaters), t = 6 days, n = 17; b) Laboratory calibration, T = 18 °C ± 2 °C, water

velocity = 0.14 cm s-1

, t = 63 days, n = 12; c) Laboratory calibration, T = 30 °C ± 2 °C, water velocity = 9 cm

s-1

, t = 93 days, n = 22; d) Laboratory calibration, T = 19 °C, water velocity = 0.6 cm s-1

, t = 7 days, n = 16; e)

Laboratory calibration, T = 14 °C, water velocity = 0.6 cm s-1

, t = 7 days, n = 12; f) Laboratory calibration,

average values of T = 6 °C, 11 °C and 18 °C, rotation: 0, 40, 70 rpm, water flow = 2 L.h-1

.

Concerning high molecular weight compounds (MM ≥ 252 g.mol-1

corresponding to

benzo(b)fluoranthene), they show limited affinity towards the OASIS-HLB phase

independently of the nature and porosity of the membrane tested in this study. Equilibrium is

reached in the POCIS-PES and the POCIS-Nylon 30 µm but at different levels (figure 4)

depending on the membrane nature which seems to have a significant influence on sorbent

saturation. The equilibrium observed is shown to be “proportional” to the membrane affinity

to target compounds. It would be interesting to see if the reduction in exposure time leads to

integrative uptake of high molecular weight compounds in the POCIS-Nylon 30 µm. The lag

phase observed with the POCIS-PE for these compounds is probably due to the membrane

non-porous nature inhibiting the wettability of the tool in the early exposure period as

discussed earlier, but since polyethylene has approximately twice the affinity for the high

molecular weight PAHs than the Nylon-30 µm, it is expected that a higher equilibrium with

the POCIS-PE will be reached, highlighting the sensitivity of the device.

The accumulation shapes as well as the accumulation constants and the affinity of the

compounds to the membranes and to the sorbent are summarized in table 4, along with the

major physical/chemical properties of the studied compounds.


261

Table 4: Summary of PAH accumulation shapes, kinetic constants and partition coefficients in the different tools tested.

Physical/chemical

properties Accumulation shapes Kinetic constants Equilibrium constants

MM

(g.mol-1)

log

Kow

POCIS-PES

0.1 um

POCIS-PES

0.45 um

POCIS-nylon

30 um

POCIS-

PE Membrane

RS

(L.d-1)

ku

(L.d-1.g-1) Ksw Kmw

Naphtalene (N) 128.19 3.29 Lag phase Burst effect Linear Linear

PE

Nylon30

PES 0.1

1.59 ± 4 %

2.12 ± 15 %

-

7.93 ± 4 %

10.61 ± 15 %

-

-

-

-

103 ± 17 %

2961 ± 27 %

3213 ± 49 %

Acenaphtylene (Acty) 154.21 3.93 Lag phase Burst effect Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

0.84 ± 8 %

0.88 ± 19 %

-

4.20 ± 4 %

4.40 ± 15 %

-

-

-

-

233 ± 19 %

2500 ± 27 %

475 ± 16 %

Acenaphtene (Acte) 152.20 4.02 Lag phase Burst effect Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

1.19 ± 11%

0.98 ± 8%

-

5.95 ± 4 %

4.91 ± 15 %

-

-

-

-

421 ± 16 %

2107 ± 24 %

456 ± 15 %

Fluorene (Fe) 166.20 4.23 Lag phase Linear Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

1.86 ± 8 %

1.11 ± 4 %

-

9.31 ± 4 %

5.54 ± 15 %

-

-

-

-

686 ± 17 %

2627 ± 22 %

609 ± 17 %

Dibenzothiophene (DBT) 184.26 4.57 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

1.60 ± 8%

0.82 ± 14%

-

8.00 ± 4 %

4.12 ± 15 %

-

-

-

-

1268 ± 17 %

2724 ± 13 %

806 ± 2%

Phenanthrene (Phe) 178.23 4.62 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

1.21 ± 27%

0.64 ± 31%

-

6.03 ± 4 %

3.19 ± 15%

-

-

-

-

1419 ± 21 %

1990 ± 5 %

676 ± 4 %

Anthracene (An) 178.23 4.64 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

1.79 ± 20 %

1.06 ± 12 %

-

8.90 ± 4 %

5.28 ± 15 %

-

-

-

-

2049 ± 15 %

3392 ± 15 %

693 ± 2 %

Fluorenthene (Fluo) 202.26 5.12 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

1.10 ± 13 %

0.68 ± 11 %

-

5.49 ± 4 %

3.43 ± 15 %

-

-

-

-

4249 ± 12 %

2703 ± 8 %

343 ± 5 %

Pyrene (Pyr) 202.26 5.22 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

0.96 ± 13 %

0.59 ± 14 %

-

4.79 ± 4 %

2.95 ± 15 %

-

-

-

-

4650 ± 12 %

2474 ± 8 %

371 ± 10 %

2,1 Benzo(b)naphto(2,1-

d)thiophene (BNT) 234.32 5.55 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

0.84 ± 21 %

0.36 ± 10 %

-

4.21 ± 4 %

1.80 ± 15 %

-

-

-

-

10613 ± 9 %

2568± 5 %

227 ± 2 %

Benz(a)anthracene (BaA) 228.29 5.62 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

0.66 ± 18 %

0.31 ± 12 %

-

3.31 ± 4 %

1.57 ± 15 %

-

-

-

-

8708 ± 8 %

2025 ± 1 %

252 ± 1 %


262

Physical/chemical

properties Accumulation shapes Kinetic constants Equilibrium constants

MM

(g.mol-1)

log

Kow

POCIS-PES

0.1 um

POCIS-PES

0.45 um

POCIS-nylon

30 um

POCIS-

PE Membrane

RS

(L.d-1)

ku

(L.d-1.g-1) Ksw Kmw

Chrysene (Chrys) 228.29 5.71 Lag phase Lag phase Linear Linear

PE

Nylon30

PES0.1

0.72 ± 18 %

0.32 ± 8 %

-

3.6 ± 4 %

1.61 ± 15 %

-

-

-

-

9414 ± 8 %

2182 ± 1 %

194 ± 1 %

Benzo(b)fluoranthene (BbF) 252.31 6.14 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

7653 ± 4 %

-

6699 ± 7 %

885 ± 3 %

98 ± 1 %

Benzo(k)fluorenthene (BkF) 252.31 6.15 -* -* Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

8938 ± 6 %

-

7692 ± 7 %

937 ± 4 %

-

Benzo (e )pyrene (BeP) 252.31 6.25 Equilibrium Lag phase Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

7352 ± 11 %

-

6701 ± 8 %

896 ± 5 %

106 ± 2 %

Benzo (a)pyrene (BaP) 252.31 6.27 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

6416 ± 5 %

-

7224 ± 11 %

771 ± 3 %

92 ± 3 %

Perylene (Per) 252.31 6.28 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

8533 ± 11 %

-

7513 ± 9 %

1020 ± 5 %

143 ± 4 %

Indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP) 276.33 6.66 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

4508 ± 5 %

-

3075 ± 11 %

360 ± 5 %

60 ± 5 %


(DacA) 278.35 6.67 -* -* Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

968 ± 43 %

-

2476 ± 11 %

290 ± 1 %

-

Benzo (g,h,i)perylene (BP) 276.35 6.75 Equilibrium Equilibrium Equilibrium Lag phase

PE

Nylon30

PES0.1

-

-

-

-

-

-

-

4583 ± 3 %

-

2504 ± 10 %

335 ± 1 %

50 ± 4 %

*: BkF and DacA were not added to the exposure tank containing the POCIS-PES 0.1 µm and the POCIS-PES 0.45 µm.


263

IV- Conclusion

The present study shows the first results of the development of a new passive sampler

based on the POCIS configuration for the sampling of PAHs in the aquatic system. Results

are promising when the original polyethersulfone is replaced with a non-porous polyethylene

membrane or a Nylon membrane with 30 µm pore size. Higher concentration factors are

obtained in both the POCIS-Nylon 30 µm and the POCIS-PE in comparison to the original

configuration of POCIS thus improving PAH detection limits. Accumulated quantities in the

POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm are in the same order of magnitude but higher with

the POCIS-PE for the majority of compounds. Unlike the original configuration of POCIS,

integrative accumulations are achieved with both POCIS-PE and POCIS-nylon 30 µm for

compounds having a molecular weight ≤ 234 g.mol-1

(2, 3 and 4 rings PAHs), which are the

major PAHs found in the dissolved phase. Heavier compounds reach equilibrium with the

POCIS-nylon 30 µm, while a lag phase in their accumulation is observed in the POCIS-PE.

The addition of water in the inner space of the POCIS-PE to eliminate the lag phase is

successful for few of these compounds (i.e. benzo(e)pyrene, benzo(a)pyrene, perylene). For

hig molecular weight compounds, the POCIS-Nylon 30 µm works as an equilibrium sampler.

However, a special attention should be given to the high porosity regarding the simultaneous

sampling of PAHs associated to colloïds, particles and dissolved organic matter. Perspectives

of this work include the environmental application of these tools and the in-situ calibrations to

determine field sampling rates, the reduction of the nylon membrane porosity to extend the

integrative range of the device, the optimization of the liquid of the inner space in the POCIS-

PE to eliminate the lag phase and the change of the nature of the sorbent to improve samplers

affinity towards high molecular weight PAHs.

Acknowledgments

ANR EMESTOX (ANR PRECODD 2008) is acknowledged for financial support.


264

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266


267


Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP) sont présents à l’état de traces

et d’ultra-traces dans la phase dissoute, et constituent un « challenge » analytique pour leur

dosage et leur échantillonnage. L’approche par échantillonnage passif permet d’améliorer la

détection des contaminants et d’intégrer la variabilité de leurs concentrations dans le temps.

Parmi les échantillonneurs passifs, les membranes semi-perméables ou SPMD sont les outils

les plus utilisés pour l’échantillonnage des composés non-ioniques de log Kow > 3 tels les

HAP. Cependant, les SPMD nécessitent une consommation importante de solvants et de

temps pour leur extraction, et requièrent une étape de purification préalable à l’analyse

chromatographique. Ces inconvénients ont motivé la recherche d’un nouvel échantillonneur

passif pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes qui serait à la fois caractérisé par sa

simplicité et sa rapidité d’extraction. Les « Polar Organic Chemical Integrative Samplers » ou

POCIS sont des outils conçus pour les composés polaires de log Kow < 4, cependant ils

présentent un certain nombre d’avantages par rapport aux SPMD tels que le faible volume de

solvant nécessaire pour l’extraction des contaminants de leur phase réceptrice, la non

nécessité d’une purification des extraits avant l’analyse chromatographique, le temps réduit de

l’étape d’extraction… L’objectif de cette publication est d’adapter la configuration du POCIS

pour l’échantillonnage des HAP.

Des expérimentations de calibration conduites au laboratoire pour évaluer la capacité

de la version « pharmaceutique » du POCIS (POCIS-PES 0,1 µm) à échantillonner les HAP

ont montré de très faibles quantités accumulées de ces derniers dans l’outil, et surtout une

vitesse d’accumulation variable au cours du temps, caractérisée par une phase de latence en

début de l’exposition pour les composés de faibles masses moléculaires (MM ≤ 202 g.mol-1

correspondant au pyrène de log Kow ≤ 5,2). Cette phase de latence correspond au temps

nécessaire pour que l’accumulation dans les échantillonneurs soit linéaire, et peut être

attribuée à la nature et à la porosité de la membrane de l’outil. En effet, les membranes des

POCIS sont des membranes en polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de pores, leur

caractère hydrophile peut être à l’origine d’une résistance au transfert de masse importante

des composés hydrophobes de l’eau vers la phase réceptrice des POCIS qui se traduit par la

phase de latence. Les composés de masses moléculaires élevées (MM ≥ 228 g.mol-1


268

correspondant au chrysène) atteignent l’équilibre dans l’outil, reflétant la faible affinité de la

phase réceptrice du POCIS pour ces composés.

L’augmentation de la porosité de la membrane de 0,1 µm à 0,45 µm (POCIS-PES

0,45 µm) permet d’augmenter les quantités accumulées dans l’échantillonneur, mais les

vitesses d’accumulation restent variables au cours du temps : la phase de latence persiste pour

les composés de faibles poids moléculaires mais est réduite en comparaison de celle observée

dans les POCIS de 0,1 µm de diamètre de pores, et l’équilibre est atteint pour les composés de

hauts poids moléculaires. Une particularité des POCIS-PES 0,45 µm par rapport à la version

d’origine des POCIS est le « burst effect » correspondant à la rapide accumulation en début

d’exposition pour le naphtalène, l’acénaphtylène et le fluorène, phénomène résultant du

premier mouillage de la phase réceptrice du POCIS avec l’augmentation du diamètre des

pores de la membrane, qui entraînerait les contaminants « mécaniquement » plutôt que par

diffusion dans l’échantillonneur.

Afin de réduire la résistance au transfert de masse des composés vers la phase

réceptrice, le remplacement de la membrane en polyéthersulfone de 0,1 µm de diamètre de

pores par une membrane nylon (hydrophile) de 30 µm de diamètre de pores (POCIS-Nylon

30 µm) a été envisagé. L’augmentation de la porosité améliore nettement la quantité de

composés accumulés dans l’outil et par conséquent la sensibilité de l’échantillonneur vis-à-vis

des HAP, et conduit à l’élimination totale de la phase de latence pour les composés de faibles

masses moléculaires (2, 3, 4 cycles aromatiques, MM ≤ 234 g.mol-1

correspondant au

benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène). La linéarité de l’accumulation en fonction du temps

observée pour ces composés permet l’utilisation du POCIS-Nylon 30 µm dans un but

quantitatif. Les taux d’échantillonnage des composés varient entre 0,31 L.j-1

et 2,12 L.j-1

et

diminuent avec l’augmentation de l’hydrophobicité, reflétant les facteurs de concentration

plus importants de cet outil pour les composés de faibles poids moléculaires. Les composés de

masses moléculaires élevées (MM ≥ 252 g.mol-1

correspondant au benzo(b)fluoranthène)

atteignent l’équilibre dans les POCIS-Nylon 30 µm. Dans ce cas, l’échantillonneur peut être

utilisé dans son régime à l’équilibre pour estimer les concentrations des contaminants dans

l’eau, qui ne reflèteront pas les concentrations moyennes mais plutôt les concentrations en fin

d’exposition de l’outil dans le milieu environnemental.


269

Le remplacement de la membrane de la version « pharmaceutique » du POCIS par une

membrane hydrophobe en polyéthylène basse densité (membrane non poreuse mais ayant des

cavités de 10 Å) (POCIS-PE) aboutit à des résultats similaires que ceux obtenus avec le

POCIS-Nylon 30 µm pour les composés de faibles masses moléculaires (MM ≤ 234 g.mol-1

).

L’accumulation linéaire obtenue permet d’utiliser l’outil dans son aspect intégratif, et les taux

d’échantillonnage déterminés varient entre 0,66 L.j-1

et 1,86 L.j-1

. Cependant, au lieu d’un

équilibre dans l’accumulation des composés de masses moléculaires élevées (MM ≥

252 g.mol-1

correspondant au benzo(b)fluoranthène), une phase de latence est observée et

attribuée à la faible diffusion des composés en question dans l’espace interstitiel de l’outil.

L’ajout de l’eau distillée dans cet espace permet l’amélioration de la diffusion des composés

et par conséquent assure une linéarité dans l’accumulation. Tel est le cas pour le

benzo(e)pyrène, le benzo(a)pyrène et le pérylène, alors que les composés les plus lourds tels

que l’indéno(1,2,3-cd)pyrène montrent encore la phase de latence, mais qui est réduite en

comparaison de celle observée dans la version du POCIS-PE sans eau.

Ainsi, les POCIS-Nylon 30 µm et les POCIS-PE ont montré leur potentiel quantitatif

pour les HAP de faibles masses moléculaires (2, 3, 4 cycles aromatiques, MM ≤ 234 g.mol-1

),

avec une capacité de pré-concentration plus importante du POCIS-PE pour la majorité des

composés (à l’exception du naphtalène et de l’acénaphtylène). Ces résultats sont très

prometteurs vis-à-vis de l’utilisation de ces outils dans le suivi environnemental des HAP

dans la phase dissoute.


270

III- Publication n° 3: Etude du comportement des versions adaptées

du POCIS pour l’échantillonnage des HAP à travers leurs

applications dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées.

Effets d’une contamination discontinue ou accidentelle


271

Understanding the behavior of adapted versions of POCIS for the sampling

of PAHs through their application in semi-controlled condition

experiments. Effects of a discontinuous and accidental contamination

Ninette ABOU MRAD1, Coralie SOULIER

1, Angel BELLES

1, Karyn LE MENACH

1,

Véronique LOUSTALOT2, Kevin CAILLEAUD

2, Hélène BUDZINSKI

1*

1Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS),



2 TOTAL Petrochemicals, pôle de Recherche et de Développement Mont Lacq, BP 47-64170 Lacq,

France.

*Corresponding author. Tel : 33 5 56 84 69 98 ; Fax : 33 5 56 84 69 98

E-mail address : [email protected]

Abstract

This paper describes the application of newly developed tools designated as POCIS-

“like”, based on the “pharmaceutical” configuration of POCIS, for the sampling of polycyclic

aromatic hydrocarbons in semi-controlled condition experiments. The aim of this study was to

evaluate the qualitative/quantitative performance of the developed tools to sample PAHs

under different contamination patterns. Test compounds were selected among the priority

substances listed by the water framework directive 2000/60/CE and included naphthalene,

anthracene and benzo(a)pyrene. Chrysene was also selected as a petroleum contamination

tracer. These four compounds were also chosen for their presence in industrial petroleum

mailto:[email protected]


272

effluents. Experiments were conducted by deploying the samplers in artificial flow through

water channels fed by a PAH solution in ethanol according to different scenarios. The first

experiment consisted of exposing the samplers to a continuous flow of contaminants during

21 days at two concentration levels; one corresponding to the environmental quality standards

of the test compounds and the other to the third of these values. PAH accumulations in the

samplers could be described and accumulation kinetics determined in the different POCIS-

“like” tested: the POCIS-PE (with a polyethylene membrane instead of the original

polyethersulfone one), the POCIS-Nylon 30 µm (with a 30 µm pore size nylon membrane),

and the POCIS-Nylon 0.1 µm (with a 0.1 µm pore size nylon membrane). The second

experiment lasted also 21 days and consisted of exposing the samplers to a discontinuous

contamination pattern where 3 injection/injection interruption periods alternated. The third

experiment consisted of exposing the samplers to an accidental contamination peak in the

early exposure followed by a long period (till day 21) of non-contamination. Results of the

continuous exposure have shown an equilibrium state in the accumulation for naphthalene.

Linear or integrative accumulations were observed for anthracene which in-situ sampling

rates ranged between 0.06 and 0.34 L.d-1

, and for chrysene which in-situ sampling rates

ranged between 0.001 and 0.080 L.d-1

in the three types of POCIS-“like” tested (under the

conditions of the experiment). Benzo(a)pyrene showed a linear accumulation only with the

POCIS-Nylon 0.1 µm, with a sampling rate of 0.0007 L.d-1

. In both the discontinuous and the

accidental experiments, samplers showed an increase in the accumulated quantities of PAHs

following the injection periods and a release of compounds during non-contamination periods.

Keywords: POCIS-“like”, PAHs, discontinuous exposure, accidental contamination


273

I- Introduction

In the aim of improving the chemical quality of water and to restore a good ecological

and chemical state of the aquatic systems by the year 2015, the European Community adopted

in the year 2000 the water framework directive 2000/60/CE (European Communities, 2000)

that imposes the surveillance of priority listed substances in the different water bodies and

discharges, mainly in the industrial effluents. In this context, the EMESTOX project (Passive

samplers for chemical substance monitoring and associated toxicity assessment in water and

industrial effluents) has been implemented in 2008, in one hand to improve chemical

surveillance of water bodies with the accounting for the temporal variability of contaminant

concentrations, and on the other hand to inform on toxicological and ecotoxicological risks

associated to the identified or non-identified substances present in the aquatic system.

Fulfilling these objectives requires the development of new passive samplers or the

optimization of existing ones, mainly to improve their quantitative aspect and to widen their

hydrophobicity application ranges.

Within the context of the EMESTOX project, internal laboratory researches led to the

development of new passive sampling tools based on the “pharmaceutical” configuration of

POCIS for the sampling of polycyclic aromatic hydrocarbons. The performance and

limitations of these adapted versions of POCIS designated as POCIS-“like” for the sampling

of hydrophobic compounds were evaluated in laboratory calibrations and reported elsewhere

(Abou Mrad , 2011). However, before applying these tools for the environmental monitoring,

there is a need to understand their accumulation “behavior”, to assess their integrative aspect

and capacity to estimate time-weighted average concentrations of contaminants and to study

the influence of the variability in water concentrations on their responses. To answer and

clarify these problematic issues, a part of the EMESTOX project is based on the application

of the developed or optimized passive samplers under semi-controlled conditions. Different

model compounds covering organic compounds such as PAHs, pesticides and alkylphenols,

as well as inorganic compounds such as metals were included in these experiments, and were

selected from the list of priority substances defined by the water framework directive

(European Communities, 2000).

The present study describes the application of the laboratory developed POCIS-“like”

for the sampling of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) under semi-controlled


274

condition exposures. Studied compounds included naphthalene, anthracene and

benzo(a)pyrene which environmental quality standards (EQS) in surface waters are set at

1200 ng.L-1

, 100 ng.L-1

and 50 ng.L-1

respectively (European Communities, 2000). Chrysene

was also added to these compounds for its potential to trace petroleum contamination (EQS

set at 40 ng.L-1

). Along with the original “pharmaceutical” configuration of POCIS

constituted of an OASIS-HLB sorbent comprised within two polyethersulfone membranes

(POCIS-PES) (Alvarez et al., 2004), three types of POCIS-“like” were used, and consisted of

the same sorbent and geometry than the original POCIS, but with a membrane modification.

Polyethersulfone membranes were replaced by nylon membranes of 30 µm pore size (POCIS-

Nylon 30 µm), by nylon membranes of 0.1 µm pore size (POCIS-Nylon 0.1 µm) and by non-

porous low density polyethylene membranes with transient cavity diameters of 10 Å (POCIS-

PE). A continuous, discontinuous and accidental contaminations were simulated, and their

effects on contaminant accumulations in the samplers as well as on the quantitative aspect of

these tools were evaluated.


II- 1- Experimental site

The semi-controlled condition experiments were conducted at the experimental site of

Mont Lacq (TOTAL petrochemicals, France) which contains sixteen 40 m artificial channels

of 50 cm of width and 50 cm of height, with a water level comprised between 20 and 30 cm.

Among these channels, two were attributed to the contamination with PAHs: channel 4 for the

highest target concentration and channel 5 for the lowest target concentration. The freshwater

of the “gave de Pau” is discharged by weirs into the channels in order to maintain the same

flow in each (200 m3.h

-1). Physical-chemical parameters such as temperature, dissolved

oxygen, pH, conductivity, flow and suspended particulate matter are measured continuously

and automatically at the end of each channel by submersible probes. Test compounds are

delivered with a controlled flow through shear pumps that allow the injection of poorly water

soluble compounds and result in obtaining a mechanistic stable emulsion of test compounds in

the channels. The “contaminated” water of the channels is evacuated either by direct


275

discharge into a river, into a macrophytes lagoon, or into the wastewater treatment plant of

Mont Lacq according to the nature of products used (Champeau, 2005).

II- 2- Preliminary steps

Before conducting the experiments, the stability and the homogeneity of PAH

concentrations in the channels were evaluated. Water samples were collected at different

distances from the injection point (i.e. 15, 25 and 35 m) and after different periods from the

injection start (1, 5 and 24 h). Target concentrations of test compounds in the channel were

the third of their environmental quality standards.

II- 3- Experiments under semi-controlled conditions

Fulfilling the study objectives required three experiments: a continuous exposure

experiment, a discontinuous exposure and an accidental exposure, simulating the different

cases to which samplers in surface waters are confronted to.

II- 3- a- Continuous exposure

The objective of this experiment was to evaluate the performance of the developed

POCIS-« like » to estimate water concentrations. For this purpose, an ethanolic solution of

PAHs was injected continuously at a flow rate of 261 mL.h-1

in channel 4 and of 87 mL.h-1

in

channel 5. Target concentrations in channel 4 correspond to the environmental quality

standards (EQS) of the test compounds in surface waters (European Communities, 2000).

Target concentrations in channel 5 correspond to the third of the environmental quality

standards’ values. The total quantities of PAHs introduced at the end of the experiment in

channel 4 are of 635 mg, 325 mg, 7578 mg and 251 mg for anthracene, benzo(a)pyrene,

naphthalene and chrysene respectively, while those introduced in channel 5 are of 212 mg,

108 mg, 2526 mg and 84 mg for anthracene, benzo(a)pyrene, naphthalene and chrysene

respectively. The experiment lasted 21 days from the 8th

to the 29th

of March 2011, during

which spot water samples were collected at days 3, 7, 10, 14, 17 and 21 in both channels,


276

accompanied each time by a sampling upstream the injection point to measure the

contamination “background”. The POCIS and adapted versions of POCIS were deployed at

the beginning of the experiment. In channel 4, 6 POCIS-PES, 6 POCIS-Nylon 30 µm, 6

POCIS-Nylon 0.1 µm and 6 POCIS-PE were deployed, with one POCIS-Nylon 0.1 µm

deployed upstream the injection point to measure the contamination “background” of the

analytes of interest in the natural water of the experimental site. Replicate POCIS from each

type (n = 2) were retrieved at days 7, 14 and 21 before the interruption of the contamination.

The POCIS-Nylon 0.1 µm deployed upstream the injection point was retrieved at the end of

the exposure. Unlike in channel 4, the monitoring of the accumulation kinetics was not

conducted in channel 5, and only 2 POCIS-PES and 2 POCIS-Nylon 0.1 µm were deployed in

this channel at the beginning of the exposure and retrieved at day 21. Similarly to the channel

4, a POCIS-Nylon 0.1 µm was deployed at the beginning of the exposure upstream the

injection point in channel 5 and retrieved at the end of the exposure. All POCIS and water

samples were frozen at - 20 °C until analysis.

II- 3- b- Discontinuous exposure

The objective of this experiment was to evaluate the capacity of the developed POCIS-

« like » to integrate the variability in water concentrations. For this purpose, an ethanolic

solution of PAHs was injected at stable concentrations during three days, followed by a four

days period of contamination interruption. The flow rate of the contamination solution was of

609 mL.h-1

in channel 4 and of 203 mL.h-1

in channel 5. The contamination/contamination

interruption cycle was repeated three times till day 21. In this way, contamination periods

were between T0-T3, T7-T10, and T14-T17 days. The experiment was conducted from the

5th

to the 26th

of April 2011. An important aspect allowing the comparison of the continuous

and the discontinuous experiments lies in the fact that during the three injection cycles in the

discontinuous experiment, the total amount of contaminants injected in the channel

corresponds to the total quantity of PAHs delivered during 21 days in the same channel during

the continuous exposure. This protocol was applied in both channels 4 and 5. Water samples

were collected during both injection and non-injection periods (T1, T3, T7, T8, T10, T14, T17

and T21 days) to access the “realistic” average water concentrations of target analytes,

accompanied by a simultaneous water sampling upstream the injection point. In channel 4, 6


277

POCIS-PES, 6 POCIS-Nylon 30 µm, 6 POCIS-Nylon 0.1 µm and 6 POCIS-PE were

deployed at T0 day, and replicate POCIS of each type (n = 2) were retrieved at days 14

(before the start of the third injection cycle), 17 (before the interruption of the contamination)

and 21 in order to cover the third injection/injection interruption cycle. One POCIS-Nylon

0.1 µm was placed upstream the injection point at the beginning of the experiment to measure

the background contamination, and retrieved at the end of the exposure. Only 2 POCIS-PES

and 2 POCIS-Nylon 0.1 µm were deployed in the channel 5 at the beginning of the exposure

and retrieved at day 21. Similarly to the channel 4, a POCIS-Nylon 0.1 µm was deployed at

the beginning of the exposure upstream the injection point in channel 5 and retrieved at the

end of the exposure. All POCIS and water samples were frozen at - 20 °C until analysis.

II- 3- c- Accidental exposure

The third experiment aimed to test the effect of an accidental contamination on the

response given by the newly developed passive samplers. It was only conducted in channel 4

from the 6th

to the 27th

of May 2011. The scheme of this experiment started with a non-

injection period of three days (T0-T3), followed by a voluntary accidental input during three

days (T3-T6), then a non-contamination period till day 21 (T6-T21). During the three days

contamination peak, the total amount of target analytes was delivered into the system with a

flow rate of 1826 mL.h-1

and corresponds to the total quantity injected in 21 days during the

continuous experiment in channel 4. Water samples were collected before, during and after

the contamination peak during both injection and non-injection periods (T3, T6, T10, T14,

T17 and T21 days) with the sampling at T3 days before the injection process and the one at

T6 days before the interruption of the injection. Simultaneous water sampling was conducted

upstream the injection point. 6 POCIS-PES, 6 POCIS-Nylon 30 µm, 6 POCIS- Nylon 0.1 µm

and 6 POCIS-PE were deployed at T0, and replicate POCIS of each type (n = 2) were

retrieved at days 3 (before the injection), 6 (before the interruption of the injection) and 21 in

order to cover the contamination peak and the final “status” of the POCIS that were subject to

an accidental contamination followed by a long decontamination period. One POCIS-Nylon

0.1 µm was placed upstream the injection point at the beginning of the experiment to measure

the contamination “background” and was retrieved at the end of the exposure. All POCIS and

water samples were frozen at - 20 °C until analysis.


278

II- 4- Experimental

Naphtalene-d8, chrysene-d12, anthracene-d10, pyrene d10, benzo(b)fluoranthene-d12

and benzo(a)pyrene-d12 were obtained from Promochem (Cambridge Isotope Laboratories)

(Molsheim, France). All internal and surrogate standards had purities exceeding 98 %. PAH

mixture in cyclohexane 10 ng.µL-1

“PAH mix 45” was purchased from Cluzeau Info Labo

(Sainte Foy La Grande, France).

Dichloromethane (DCM) (for residue and pesticide analysis, Acros Organic) and isooctane

(HPLC gradient grade, Scharlau) were acquired from ICS (Belin-Béliet, France).

Nylon membranes (30 µm and 0.1 µm pore size, 90 mm membrane diameter) were purchased

from Fisher Scientific (Illkirch, France). Polyethylene roll (100 µm thickness) was purchased

from Manutan (Gonasse, France), and cut in circles of 90 mm diameter. OASIS HLB bulk

sorbent (60 µm) was purchased from Waters (Guyancourt, France). POCIS metal rings were

“homemade”. Empty glass SPE tubes and polyethylene frits (SUPELCO) were provided by

Sigma Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France).

II- 5- Sample extraction and analysis

II- 5- a- POCIS-“like” extraction

The POCIS-“like” were disassembled and the sorbent was transferred into a glass

6 mL SPE cartridge using 4 mL of Vittel water and placed between two teflon frits. The

sorbent was left to dry under vacuum (5 mmHg). PAH residues were then recovered from the

sorbent using 4 x 5 mL of DCM under vaccum (< 3 mmHg). The vial receiving the eluate

already contained the internal standards (naphtalene-d8, anthracene-d10, chrysene-d12,

benzo(a)pyrene-d12). The extracts were reduced in volume under a gentle nitrogen stream and

finally solvent exchanged to isooctane. Glass cartridges were weighed empty (with the two

teflon frits) and after the elution of the POCIS-“like” sorbent in order to determine the exact

mass of the sorbent recovered from the device and by this means calculate concentrations of

target analytes in the POCIS-“like” per gram of sorbent. Surrogate internal standards (pyrene-

d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the sample before chromatographic

analysis.


279

II- 5- b- Spot water samples

Filtered water samples (from the channels) were extracted by Solid Phase

Microextraction (SPME) according to De Perre et al. (2009). A 100 µm SPME fiber with

PDMS coating was immersed in the 9 mL sample for 60 min at 40 °C, during which the

analytes partitioned between the sample and the fiber. Before extraction, internal standards in

ethanol (20 µL) (naphtalene-d8, anthracene-d10, chrysene-d12, benzo(a)pyrene-d12) were

added to the water sample.

II- 5- c- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection (GC/MS)

Passive samplers were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass

spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent

Technologies) (Waghaeusel, Germany). The injector temperature was maintained at 280 °C.

A sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless mode (25 psi) using Helium as

carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1

constant flow rate. Separation of analytes was




10 °C.min-1

to 300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature



300 °C and a quadrupole temperature of 180 °C. Molecular ions of PAHs and their deuterated

standards were monitored in the SIM mode with a dwell time of 40 ms.

Water samples were shaken for 3 min at 40 °C in the agitator of a CombiPal

autosampler (CTC Gerstel MPS2XL) with a temperature-controlled simple magnet mixer tray

for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s, agitator off time 1 s). The extraction was

carried out according to II-5-b. Once the extraction completed, the fiber was immediately




280

II- 5- d- Quality control/quality assurance


of target PAHs mixed with the related internal standards are regularly run on the GC/MS

system. These solutions are used to calculate response factors of the compounds. Other

independent solutions are used to test the precision of the quantification which has been

evaluated to be comprised between 95 % and 105% depending on the compounds, with

reproducibilities not exceeding 5 %.

Recoveries of the studied PAHs from the POCIS and POCIS-“like” sorbent were of 105 %,

104 %, 105 % and 102 % for naphthalene, anthracene, chrysene and benzo(a)pyrene

respectively with a variability below 7 %, while their recoveries in water ranged between 99

and 102 % with a variability below 4 %. For the purpose of analytical quality control,

procedural blanks as well as spiked samples were run with each batch of samples. Solvent

blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME) were also injected to detect carry over

effects.

Internal calibration was used to quantify PAHs in the different matrices; the used internal

standards allowed to estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their

recoveries. Injection standards (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were added to the

sample to determine variations in sample volumes and injections and to calculate internal

standards recoveries. Replicate passive samplers were analyzed, thus taking into account the

variability in sampling and analysis.

III- Results

III- 1- Preliminary experiments

Samplers in the experimental channels are not deployed at the same location because

their number does not allow a side by side deployment in the 50 cm width channels. It is

therefore necessary to test the homogeneity of target analytes’ concentrations in the channels

at different distances from the injection point. A small variability in water concentrations of

test compounds ranging between 3 and 16 % is observed for water samples collected at 15 m,

25 m and 35 m from the injection point, reflecting the homogeneity of concentrations in the

experimental channels (figure 1). Another important issue is the time required for the water


281

concentrations to stabilize in the channels. Samples collected one hour after the “injection

start” show differences from those collected 5 h and 24 h after the “injection start” that do not

exceed 15 %, indicating that the samplers can be rapidly deployed in the channels after the

beginning of the contamination.

Figure 1: Spatial homogeneity and temporal stability of some of the target analytes’ concentrations

in the experimental channels.

0.000

0.005

0.010

0.015

0.020

0.025

0.030

0.035

0.040

Anthracene Chrysene Benzo(a)pyrene

ng.

L-1

15 m- 24 h

25 m- 24 h

35 m- 24 h

target concentration ofanthracene

target concentration ofchrysene

target concentration ofbenzo(a)pyrene

0.000

0.005

0.010

0.015

0.020

0.025

0.030

0.035

0.040


ng.

L-1

15 m- 1 h

15 m- 5 h

15 m- 25 h

target concentration ofanthracene

target concentration ofchrysene

target concentration ofbenzo(a)pyrene


282

III- 2- Continuous exposure

III- 2- a- Water concentrations

Stable PAH concentrations are maintained in both channels during the 21 days

experiment (figure 2), which is a very important criterion for the determination of

accumulation kinetics in the samplers. In the highest concentration channel (channel 4),

experimental concentrations are 0.6 to 0.7 times their target EQS concentrations: naphtalene

concentrations range between 710 and 996 ng.L-1

, those of anthracene are comprised between

57 and 71 ng.L-1

, those of chrysene between 24 and 29 ng.L-1

, and those of benzo(a)pyrene

between 19 and 49 ng.L-1

. In the lowest concentration channel (channel 5), experimental

concentrations are 0.4 to 0.5 times their target 1/3 EQS values: naphtalene concentrations

range between 222 and 365 ng.L-1

, those of anthracene are comprised between 12 and

21 ng.L-1


, and those of benzo(a)pyrene between 3

and 7 ng.L-1

. The ratios of experimental/target concentrations range between 0.55 and 0.75,

and the differences observed between the target and experimental concentrations may result

from the volatilization of target analytes or the incomplete dissolution of test compounds in

the water phase. Control water samples collected upstream the injection point show trace level

PAH contamination of the “gave de Pau” freshwater feeding the channels (< 6 ng.L-1

for each

compound), and total PAHs upstream the injection point do not exceed 5 % of the total PAH

concentrations measured in each channel.


283

Figure 2: Experimental concentrations of test compounds found in channels 4 and 5 during the

continuous exposure experiment.

III- 1- b- Accumulation kinetics in the POCIS-“like”

The POCIS-Nylon 0.1 µm measuring the background contamination in channels 4 and

5 has not detected benzo(a)pyrene, has accumulated trace levels of anthracene and chrysene

(< 3 ng.g-1

) and a higher concentration of naphthalene (259 ng.g-1

and 264 ng.g-1

in channels 4

and 5 respectively). This latter is negligible in comparison to the concentrations found

downstream the injection point (4.2 ng.L-1

downstream channel 5 and 5.1 ng.L-1

downstream

channel 4). In the highest concentration channel (channel 4), the progressive retrieval of the

POCIS-“like” and the original configuration of POCIS allows the determination of PAH

accumulation kinetics in the devices (figure 3). The original POCIS shows very low

accumulated quantities (below the quantification limits in most cases) which is consistent

with other studies (Abou Mrad, 2011; Harman et al., 2008), therefore it is not represented in

figure 3. Naphtalene has reached equilibrium in the three adapted versions of POCIS under

the experiment conditions, with the highest concentration factors Cf (ratios between analytes’

concentrations in the sampler to their concentrations in water) obtained with the POCIS-

Nylon 30 µm. Anthracene is characterized by a linear accumulation in the POCIS-Nylon

30 µm, and has reached equilibrium in both the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 0.1 µm at

0

20

40

60

80

0 3 6 9 12 15 18 21

ng.

L-1

days

Channel 4: EQS target concentrations


0

5

10

15

20

25

0 3 6 9 12 15 18 21

ng.

L-1

days

Channel 5: 1/3 EQS target concentrations


0

200

400

600

800

1000

1200

0 3 6 9 12 15 18 21

ng.

L-1

days

Naphtalene (channel 4) Naphtalene (channel 5)


284

the end of the exposure. However, and if we consider the first 15 days of the experiment,

anthracene’s accumulation in both these tools is linear, which is consistent with previous

laboratory results (Abou Mrad, 2011). Chrysene demonstrates a linear accumulation in the

three developed POCIS-“like” devices. Lastly, benzo(a)pyrene reaches equilibrium in the

POCIS-Nylon 30 µm which is consistent with laboratory calibration results (Abou Mrad,

2011), while a linear accumulation is observed in the POCIS-Nylon 0.1 µm. In the POCIS-

PE, benzo(a)pyrene is not quantified at T5 days, therefore we are not sure if its accumulation

in the sorbent is linear as represented in figure 3 or characterized by a lag phase in the early

exposure period as demonstrated during internal calibration experiments (Abou Mrad, 2011).

Globally, accumulation curves in both the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm in

the present experiment under semi-controlled conditions are similar to those obtained during

laboratory calibrations, but with equilibrium being reached more often or more rapidly,

probably due to the longer exposure period of the samplers and/or to differences in the

exposure conditions (hydrodynamics, temperature, biofouling…).

Figure 3: Concentration factors of test compounds in the POCIS-« like » during the continuous

exposure experiment.

0

5

10

15

20

25

0 7 14 21

Cf

(L.g

-1)

time (d)

Naphtalene

POCIS-PE POCIS-Nylon 0.1 POCIS-Nylon 30

y = 45.66xR² = 0.9583

0

500

1000

1500

2000

0 7 14 21

Cf

(L.g

-1)

time (d)

Anthracene

POCIS-PE POCIS-Nylon 0.1 POCIS-Nylon 30

y = 0.3745xR² = 0.931

y = 0.2668xR² = 0.9741y = 0.0065x

R² = 0.99980

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0

2

4

6

8

10

0 7 14 21

Cf

(L.g

-1)

PO

CIS

-N

ylo

n 0

.1 µ

m

Cf

(L.g

-1)

PO

CIS

-PE

and

PO

CIS

-N

ylo

n 3

0 µ

m

time (d)

Chrysene

POCIS-PE POCIS-Nylon 30 POCIS-Nylon 0.1

y = 0.0036xR² = 0.9968

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0

1

2

3

4

5

0 7 14 21

Cf

(L.g

-1)

PO

CIS

-N

ylo

n 0

.1 µ

m

Cf

(L.g

-1)

PO

CIS

-PE

and

PO

CIS

-N

ylo

n 3

0 µ

m

time (d)

Benzo(a)pyrene

POCIS-PE POCIS-Nylon 30 POCIS-Nylon 0.1


285

Linear accumulations allow the determination of in-situ sampling rates, which are used to

estimate water concentrations based on accumulated amounts of contaminants in the samplers

following equation 1

(Huckins et al., 2002) (1)

Where Cs and Cw are the concentrations of the analyte in the sampler and water respectively, Ms is

the mass of the sorbent in the sampler, t is the exposure time of the sampler in the medium and Rs is

the sampling rate, defined as the volume of water epurated by the sampler per unit of exposure time.

The sampling rates calculated for target compounds depend on environmental conditions, and

range between 0.0007 and 0.34 L.d-1

in this study (table 1).

Table 1: In-situ sampling rates of test compounds in the POCIS-« like » under the conditions of the

continuous exposure experiment (n = 2).

Compounds In-situ sampling rates (L.d-1)

POCIS-Nylon 30 µm POCIS-Nylon 0.1 µm POCIS-PE

Naphtalene ND ND ND

Anthracene 0.1300 0.0660* 0.3400*

Chrysene 0.0600 0.0010 0.0800

Benzo(a)pyrene ND 0.0007 ND

ND: not determined since no linear accumulation is observed; *: linear accumulation until 14 days of exposure

only.

III- 1- c- Using in-situ sampling rates for estimating water concentrations

In order to validate the capacity of the developed tools to estimate water

concentrations, the sampling rates determined in channel 4 via the following of accumulation

kinetics are applied to estimate water concentrations from the POCIS-“like” deployed in the

lowest concentration channel (channel 5). Since the same environmental conditions

(temperature, hydrodynamics, biofouling…) characterize both channels, and since sampling

rates are independent of external concentrations, compound sampling rates in both channels

are theoretically the same and applying in-situ sampling rates determined in one channel in

another should not introduce any significant uncertainty factor. The only common POCIS-

“like” samplers between channels 4 and 5 are the POCIS-Nylon 0.1 µm, and the approach is

applied only for anthracene since other compounds like chrysene and benzo(a)pyrene are

below quantification limits in the samplers of channel 5 and since no in-situ sampling rate for


286

naphthalene can be determined (section III-1-b). Thus, using the sampling rate of anthracene

(0.066 L.d-1

) and its concentration in the sorbent of the POCIS-Nylon 0.1 µm in channel 5

gives an estimation of water concentrations of this target analyte of 19.6 ng.L-1

(following

equation 1). This value is consistent with the average water concentration determined by the

spot sampling in channel 5 (18 ng.L-1

), demonstrating the integrative capacity of the

developed tools to estimate average water concentrations of compounds being in the linear

uptake during exposure.

III- 2- Discontinuous exposure


During injection periods, water concentrations in the highest concentration channel

(channel 4) range between 948 and 2270 ng.L-1

for naphthalene, between 98 and 159 ng.L-1

for anthracene, between 50 and 69 ng.L-1

for chrysene and between 34 and 60 ng.L-1

for

benzo(a)pyrene (figure 4). Non injections periods (T3-T7, T10-T14 and T17-T21 days) are

characterized by individual PAH water concentrations below 6 ng.L-1

, and the total PAH

concentrations (corresponding to the sum of the four studied compounds) during these periods

are 30 % higher than the total PAH content upstream the injection point. In channel 5,

naphtalene concentrations range between 233 and 711 ng.L-1

, those of anthracene are

comprised between 15 and 48 ng.L-1


, and those of

benzo(a)pyrene between 2 and 19 ng.L-1

(figure 4). Non-injection periods are characterized by

individual PAH water concentrations below 4.7 ng.L-1

, and the total PAH concentrations

during these periods are 56 % higher than the total PAH content upstream the injection point.


287

Figure 4: Experimental concentrations of test compounds found in channels 4 and 5 during the

discontinuous exposure experiment.

III- 2- b- Influence of a discontinuous exposure on PAH accumulations in the POCIS-

“like”

The POCIS-Nylon 0.1 µm measuring the background contamination in channels 4 and

5 do not detect benzo(a)pyrene, accumulate trace levels of anthracene and chrysene

(< 3.5 ng.g-1

) and a higher concentration of naphthalene (88 ng.g-1

and 76 ng.g-1

in channels 4

and 5 respectively). This latter is negligible in comparison to the concentrations found

downstream the injection point. In this experiment, the first replicates of samplers retrieved at

T14 days carry the information of two previous injection/injection interruption cycles. Those

retrieved at T17 days have experienced an additional three days contamination period,

illustrated by an increase in the accumulated quantity of PAHs in the sorbent of the devices

(figure 5). The period between T17 and T21 days is a non-contamination period, and

accumulated quantities in the sampler at T21 days are lower than those found in the samplers

after the injection period T14-T17 days. To understand this release of contaminants, the

continuous exposure serves as the best example. Indeed, when water concentrations are

constant (which is the case in the continuous exposure), contaminants’ accumulation in the

0

50

100

150

200

1 3 7 8 10 14 15 17 21

ng.

L-1

days

Channel 4


0

10

20

30

40

50

60

1 3 7 8 10 14 15 17 21

ng.

L-1

days

Channel 5


0

500

1000

1500

2000

2500

1 3 7 8 10 14 15 17 21

ng.

L-1

days

naphtalene (channel 5) naphtalene (channel 4)


288

sorbent of the samplers is linear and a very low dissipation of compounds occurs. When the

sorbent’s capacity for target compounds is reached, the desorption of analytes becomes

significant and the accumulation in the sorbent switches to curvilinear and then reaches

equilibrium. Under this condition, when ambient water concentrations are drastically

decreased, as it is the case in the discontinuous exposure when the injection of the

contamination solution is interrupted, the contaminants are released from the sampler in order

to maintain equilibrium with the water phase and the desorption process is very “visible”

since no longer simultaneous accumulation occurs in the sorbent. Faster is the equilibrium,

higher are the accumulation and elimination constants of the sampler and more significant is

the desorption process. The release of contaminants at day T21 is observed with all studied

compounds, as much with those that have reached equilibrium in the continuous exposure

experiment that is conducted under the same environmental conditions (i.e. naphthalene in

figure 5) but also and unexpectedly with those that are in the linear uptake in the continuous

exposure experiment (i.e. anthracene and chrysene in the POCIS-Nylon 30 µm, figure 5), may

be due to the closeness of accumulation of these compounds to the curvilinear regime.

Figure 5: Examples of PAH accumulation in the sorbent of the POCIS-« like » subject to a

discontinuous contamination. The two red lines delimit the injection period between T14 and T17

days.

When comparing accumulated quantities of contaminants in the sorbent of the POCIS-

“like” in both the continuous and discontinuous experiments in channel 4 (the comparison is

possible since the same quantity of contaminants is injected in the continuous and

discontinuous exposure experiments), similar quantities are found at the end of the

experiments (T21 days) when all the quantity of PAHs has been injected. This observation is

0

2000

4000

6000

8000

10000

0 3 6 9 12 15 18 21

qu

anti

ty in

so

rbe

nt

(ng)

days

Naphtalene

POCIS-PE

POCIS-nylon 30µm

0

50

100

150

200

250

300

350

0 3 6 9 12 15 18 21

qu

anti

ty in

so

rbe

nt

(ng)

days

POCIS-Nylon 30 µm

Chrysene

Anthracene

Benzo(a)pyrene


289

independent of the accumulation regime in the samplers. Figure 6 illustrates examples of

chrysene which accumulation is maintained linear in the POCIS-Nylon 30 µm during the

whole exposure period in the continuous exposure experiment, and the benzo(a)pyrene which

reaches equilibrium in the final stage of exposure in the same experiment (section III-1-b).

The similarity of accumulated quantities between the discontinuous and the continuous

exposure experiments is observed with the POCIS-PE and the POCIS-Nylon 30 µm tested

and for the four target analytes. Accumulated quantities are 1.3-1.4 and 1.1-1.7 folds higher in

the discontinuous experiment than in the continuous one at T21 days in the POCIS-PE and in

the POCIS-Nylon 30 µm respectively. The POCIS-Nylon 0.1 µm show differences in the

accumulated quantities between both the continuous and the discontinuous experiments where

the ratios range between 0.1 to 2.3.

Figure 6: Comparison of accumulated PAH quantities between the continuous and the

discontinuous exposure experiments. CE designates the continuous exposure and DE designates the

discontinuous exposure.

Independently of the variability in the water concentrations, similar accumulation and

elimination kinetic constants govern each type of samplers in both the continuous and the

discontinuous experiments since they are subject to the same environmental conditions (i.e.

flow, temperature …). This property combined to the fact that the samplers have been

exposed to the same amounts of contaminants at T21 days in both experiments lead to the

similar PAH quantities observed in the samplers at the end of the exposure in the continuous

and discontinuous experiments.

y = 1.388xR² = 0.978

0

20

40

60

80

100

120

0 7 14 21

qu

anti

ty in

so

rben

t (n

g)

days

Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, CE

Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, DE

0

10

20

30

40

50

60

70

0 7 14 21

qu

anti

ty in

so

rben

t (n

g)

days

Benzo(a)pyrene,POCIS-Nylon 30 µm,CE

Benzo(a)pyrene,POCIS-Nylon 30 µm,DE


290

III- 2- c- Using in-situ sampling rates from the continuous exposure for the estimation of

water concentrations

In order to compare the POCIS-“like” derived water concentrations to those of the

average spot water sampling, the approach consists of using the in-situ sampling rates

obtained in the continuous exposure (only for compounds in the linear uptake) (table 1) to

estimate water concentrations in the discontinuous exposure experiment based on the

accumulated amounts of PAHs in the deployed samplers following equation 1. This approach

is possible since the same environmental conditions characterize the continuous and

discontinuous experiments. Figure 7 illustrates the example of anthracene and chrysene in

channel 4 of the discontinuous experiment that show a very good consistence between the

POCIS-Nylon 30 µm derived water concentrations and the average spot water sampling, and

the differences between the two approaches (average spot water sampling and passive

sampling estimates) for the measuring of water concentrations do not exceed 21 %.

Figure 7: Comparison between the average spot water sampling and the POCIS-“like” derived

water concentrations in the discontinuous exposure experiment (channel 4).

The fact that the POCIS-“like” derived water concentrations are similar to the average

spot water sampling, and the similarity observed with the accumulated quantities in the

samplers exposed to the same amount of contaminants (at the end of the exposure) but under

constant or discontinuous concentrations show the capacity of the developed samplers to

“successfully” estimate contaminant water concentrations. However, the desorption process

observed when no longer injection of the test substances in the channel is insured still needs

to be verified, understood and documented (see section III-2-b).

0

50

100

150

200

0 10 20

ng.

L-1

days

Anthracene

spot sampling

average spotwater sampling

POCIS-nylon 30µm derivedwaterconcentrations

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 10 20

ng.

L-1

days

Chrysene

spot sampling




291

III- 3- Accidental exposure


The contamination peak that has endured three days (T3-T6) is reflected by very high

concentrations observed in the water samples collected at day 6 (figure 8). Naphtalene reaches

7236 ng.L-1

, anthracene reaches 552 ng.L-1

, chrysene reaches 240 ng.L-1

and benzo(a)pyrene

reaches 232 ng.L-1

. All other water samples during the non-contamination period show trace

level PAH content (below 1.7 ng.L-1

) similar to the one found in the channel before the

beginning of the contamination (T3 days), and to those found upstream the injection point

during the whole duration of the experiment (figure 9).

Figure 8: Experimental concentrations of test compounds found in channel 4 during the accidental

exposure experiment.

Figure 9: Example of comparison between the upstream and downstream concentrations measured

in the channel of the accidental exposure.

1

101

201

301

401

501

601

3 6 10 14 17 21

ng.

L-1

days


1

10

100

1000

10000

3 6 10 14 17 21

ng.

L-1

days

Naphtalene

0

1

10

100

1000

10000

0 6 12 18 24

ng.

L-1

days

Naphtalene

upstream the injection point

downstream the injection point


292

III- 3- b- Influence of an accidental exposure on PAH accumulations in the POCIS-

“like”

When exposed to an accidental contamination, the POCIS-“like” tools show an

increase in their PAH accumulated quantities, followed to some extent by a release of the

retained analytes when concentrations in the exposure medium decrease (figure 10). Similarly

to the case of the discontinuous exposure, this phenomenon is attributed to the desorption

resulting from the high elimination constants of the samplers, which are reflected by the

“near” curvilinear regime or the equilibrium regime reached in the continuous exposure

conducted under the same environmental conditions. This desorption is emphasized since it is

no longer accompanied by a simultaneous accumulation because water concentrations

drastically decrease to the baseline level after the injection peak (figure 9).

Figure 10: Examples of PAH accumulation in the sorbent of the POCIS-« like » subject to an

accidental contamination. The two red lines delimit the injection period between T3 and T6 days.

Higher and steeper accumulation slopes are observed in the accidental experiment than

in the continuous one, reflecting the response of the samplers to the accidental contamination

(figure 11). Since the same quantities of contaminants are injected in the channels in both the

continuous and accidental experiments, we expect similar quantities in the samplers at T21

days when all the quantity of PAHs has been injected in the channel. Ratios of the quantities

of individual PAHs accumulated at T21 days between the accidental and the continuous

experiments range between 1 and 2.5 in the POCIS-PE and between 0.3 and 2.4 in the

POCIS-Nylon 30 µm (figure 11), independently of the accumulation regime and kinetics in

the developed samplers. Thus amounts of PAHs are found to be in the same order of

0

100

200

300

400

500

600

700

800

0 5 10 15 20

qu

anti

ty in

so

rben

t (n

g)

days

Anthracene

POCIS-PE

POCIS-nylon 30 µm

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

0 5 10 15 20

qu

anti

ty in

so

rben

t (n

g)

days

Naphtalene

POCIS-nylon 30 µm


293

magnitude at T21 days in the continuous and accidental experiments, but differences are not

negligible, unlike the case observed between the continuous and the discontinuous

experiments.

Figure 11: Comparison of accumulated PAH quantities between the continuous and the accidental

exposure experiments. CE designates the continuous exposure and AE designates the accidental

exposure.

III- 3- c- Using in-situ sampling rates for estimating water concentrations

Following the same approach as the one described in the discontinuous experiment, in-

situ sampling rates obtained from the continuous experiment are applied to derive water

concentrations from the accumulated amounts in the samplers of the accidental experiment. In

this way, the estimated water concentration of chrysene based on the POCIS-Nylon 30 µm

accumulated quantities is of 29 ng.L-1

, while average spot sampling of this compound is of

38 ng.L-1

(figure 12).

Figure 12: Comparison between the average spot water sampling and the POCIS-“like” derived

water concentrations in the accidental exposure experiment.

y = 1.388xR² = 0.978

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0 5 10 15 20 25

qu

anti

ty in

so

rbe

nt

(ng)

days

Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, CE

Chrysene, POCIS-Nylon 30 µm, AE

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

0 5 10 15 20 25q

uan

tity

in s

orb

en

t (n

g)days

Naphtalene, POCIS-PE, CE

Naphtalene, POCIS-PE, AE

0

50

100

150

200

250

300

0 3 6 9 12 15 18 21

ng.

L-1

days

Chrysene

spot sampling




294

Similarly to the discontinuous exposure, the POCIS-“like” has shown their capacity to

“successfully” estimate water concentrations even when a contamination peak occurs during

their exposure. The similarity of PAH accumulated quantities in the samplers exposed to the

same amounts of contaminants but under a constant or a pulsed concentration support the

quantitative characteristics of the tools. However, further work still needs to be done to

understand and confirm the desorption of contaminants observed when external

concentrations drastically decrease.

IV- Conclusion

This study presented the first results consisting of understanding the behavior of the

laboratory developed POCIS-“like” for the sampling of polycyclic aromatic hydrocarbons

through their application in experiments under semi-controlled conditions. These tools

showed their capacity to estimate water concentrations when the accumulation of compounds

in their sorbent was linear, not only when they were exposed to a constant contamination, but

also under a discontinuous exposure or when a contamination peak occured during their field

deployment. When exposed to a discontinuous or accidental contamination, the samplers

reflected the contamination period by an increase in the accumulated amounts of compounds

in their sorbent, nevertheless they seemed to release to some extent the retained contaminants

under specific environmental conditions (temperature, hydrodynamics, biofouling…) when

external water concentrations dropped out. It is therefore important to conduct further tests to

understand this desorption process and its influence on the quantitative potential of the

samplers.

Acknowledgments

ANR EMESTOX (ANR PRECODD 2008) and Région Aquitaine are acknowledged for

financial support. Authors would like to thank Rémi Gabriel for his precious help in sample

treatment.


295

References

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dans les systèmes aquatiques: application dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées et

dans le milieu environnemental. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.

Alvarez D. A., Petty J. D., Huckins J. N., Jones-Lepp T. L., Getting D. T., Goddard J. P., Manahan S. E., 2004.



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en mésocosme. Thesis: University Bordeaux I, Bordeaux, France.




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Harman C., Tollefsen K. E., Bøyum O., Thomas K., Grung M., 2008. Uptake rates of alkylphenols, PAHs and

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European Communities, 2000. Directive 2000/60/CE of the European parliament and of the council of 23

october 2000 establishing a framework for Community action in the field of water policy. Official

Journal of the European Communities L327/1.


296


297


Dans le cadre du projet EMESTOX, les POCIS-« like » (POCIS-Nylon 30 µm et

POCIS-PE déjà développés en laboratoire et un nouveau type introduit: le POCIS-Nylon

0,1 µm) sont validés in-situ dans des conditions semi-contrôlées, afin d’évaluer leur aspect

quantitatif vis-à-vis des Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP). Les molécules

sont sélectionnées dans cette étude en fonction de leur présence dans les effluents industriels

pétroliers ; trois parmi elles sont classées comme substances dangereuses dans la liste de la

Directive Cadre Eau (naphtalène, benzo(a)pyrène, anthracène) et une est considérée comme

potentiel « traceur » de contamination pétrolière (chrysène). Trois expérimentations se sont

déroulées dans les « Rivières Pilotes » du site expérimental de TOTAL « petrochemicals »,

France. La première désignée par le terme « Expérimentation continue » vise à évaluer la

capacité intégrative des POCIS-« like » exposés à une contamination continue. La seconde

dite « expérimentation discontinue » cible l’évaluation de la performance des POCIS-« like »

à estimer des concentrations moyennées dans l’eau quand ils sont soumis à des « décharges »

de contamination discontinues dans le temps. La troisième connue sous le terme

« expérimentation accidentelle » s’intéresse à l’influence des pics épisodiques de

contamination sur les concentrations des contaminants dans l’eau obtenues à partir des

échantillonneurs passifs.

Les résultats de l’expérimentation continue montrent une accumulation linéaire pour

l’anthracène (MM = 178 g.mol-1

) pendant 14 jours dans le POCIS-Nylon 0,1 µm et le POCIS-

PE et pendant 21 jours dans le POCIS-Nylon 30 µm. L’accumulation du chrysène

(MM = 228 g.mol-1

) est linéaire pendant 21 jours dans les trois types de POCIS-« like »

testés. Les taux d’échantillonnage varient entre 0,06 et 0,34 L.j-1

pour l’anthracène dans les

trois types de POCIS-« like » avec la valeur la plus élevée pour le POCIS-PE, reflétant une

sensibilité plus importante. Les taux d’échantillonnage du chrysène varient entre 0,001

et 0,08 L.j-1

avec la plus grande valeur attribuée aussi au POCIS-PE. Ces résultats concordent

avec ceux obtenus en laboratoire où les POCIS-PE ont montré des taux d’échantillonnage plus

importants que ceux des POCIS-Nylon 30 µm. Le benzo(a)pyrène révèle une accumulation

linéaire dans le POCIS-Nylon 0,1 µm, montrant l’intérêt de cet outil qui offre une possibilité

d’échantillonner de façon intégrative les HAP de masses moléculaires élevées

(MM ≥ 252 g.mol-1

). En effet, ces derniers ne sont pas accumulés linéairement dans le


298

POCIS-Nylon 30 µm ni dans le POCIS-PE comme le montrent ces expérimentations in-situ

ainsi que les expérimentations déjà menées en laboratoire. L’utilisation du taux

d’échantillonnage de l’anthracène dans le POCIS-Nylon 0,1 µm (déterminé dans le canal le

plus concentré) pour estimer les concentrations moyennées dans l’eau à partir des POCIS-

Nylon 0,1 µm déployés dans le canal à plus faible concentration aboutit à des concentrations

estimées dans l’eau qui ne diffèrent pas de plus de 8 % de la moyenne des concentrations des

échantillons d’eau ponctuels, démontrant le potentiel quantitatif des échantillonneurs

développés. Quant au naphtalène, il atteint l’équilibre presqu’une semaine après exposition

dans les conditions environnementales du milieu pour les trois types de POCIS-« like ».

Quand les outils développés sont soumis à une concentration d’exposition variable,

que ce soit dans l’expérimentation discontinue ou dans l’expérimentation accidentelle, les

POCIS-« like » reflètent une augmentation de la quantité de contaminants accumulés dans

leurs phases réceptrices une fois exposés à la contamination dans le milieu. L’utilisation des

taux d’échantillonnage déterminés dans l’expérimentation continue permet d’accéder aux

concentrations des contaminants estimées dans l’eau à partir des POCIS-« like » dans les

expérimentations discontinue et accidentelle (approche possible dans la mesure où les trois

expérimentations se sont déroulées dans des conditions environnementales similaires). Les

concentrations ainsi obtenues présentent une bonne corrélation avec la moyenne des

concentrations des échantillons ponctuels d’eau, la différence ne dépassant pas 21 % dans le

cas du POCIS-Nylon 30 µm par exemple dans l’expérimentation discontinue. De plus, les

mêmes quantités de contaminants sont injectées dans les trois expérimentations au bout des 21

jours. Indépendamment des variations des concentrations externes, des quantités similaires de

HAP sont retrouvées dans les POCIS-« like » retirés à T21 jours dans les trois

expérimentations. En effet, les POCIS-PE dans l’expérimentation discontinue contiennent en

moyenne 1,3 fois plus de contaminants que leurs homologues dans l’expérimentation

continue, ce facteur est de 1,4 pour les POCIS-Nylon 30 µm et de 1,2 pour les POCIS-Nylon

0,1 µm. Ainsi, le fait que les outils développés puissent estimer des concentrations en

contaminants dans l’eau proches de celles obtenues par échantillonnage ponctuel même si la

concentration externe est variable, et le fait que les quantités de contaminants accumulés dans

les outils de chaque type soient similaires quand ces derniers sont mis en présence d’une

même quantité de contaminants indépendamment de la variabilité des concentrations externes,

appuient le potentiel quantitatif des outils développés. Cependant, les POCIS-« like »


299

semblent « relarguer » ou « désorber » une fraction de leurs contaminants quand les

concentrations externes sont réduites. Ce phénomène est probablement dû aux constantes

d’élimination élevées de ces outils dans les conditions d’exposition (hydrodynamisme,

température, biofouling…), reflétées par un équilibre ou un régime proche du régime

curvilinéaire atteint au cours de l’expérimentation continue.


300

IV- Publication n° 4 : Etude de la contamination en HAP dans le bassin

d’Arcachon durant l’été 2010. Couplage des approches d’échantillonnage

passif et d’accumulation biologique.


301

Measuring PAH contamination in Arcachon’s Bay during summer 2010.

Coupling of passive sampling approaches and biological accumulation.

Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Laurent PELUHET, Edith PARLANTI, Hélène

BUDZINSKI*

Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux (EPOC, UMR 5805, CNRS).





Abstract

Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) were monitored in two locations in the

coastal zones and two locations in the intra basin sector of Arcachon’s bay during the summer

2010. Water, suspended particulate matter (SPM) and sediments were sampled each month

from July to October. Data showed homogeneous trace level dissolved PAHs with ∑PAHs

ranging between 4 and 7 ng.L-1

, while heterogeneous concentrations were detected in the

sediments and the suspended particulate matter, with ∑PAHs ranging between 1 ng.g-1

to

10 000 ng.g-1

dry weight for the sediments and between 96 ng.g-1

to 1 230 ng.g-1

dry weight

for the particulate phase. The multi-compartments PAH characterization assessed

environmental concentrations to which the biota was exposed to. A second part of this study

consisted of demonstrating the field performance of semipermeable membrane devices

(SPMDs) and silicone rubbers (SRs) to determine PAHs in water samples. Estimated water

concentrations based on PAHs accumulated in the SPMDs were correlated with

concentrations of spot water samples analyzed by solid phase microextraction (R2

= 0.88,


302

n = 57) and a good correlation was also observed between SPMDs and SRs (R2 = 0.94,

n = 64). The mimetic capacity of passive samplers to infer exposure to biota was also

evaluated through the simultaneous deployment of passive samplers and oysters, and results

showed that passive samplers underestimated the contamination to which oysters were

exposed to in Arcachon’s bay.


303

I- Introduction

Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) are widespread contaminants of the

marine environment and partition in the different compartments of the aquatic system based

on their physico-chemical properties such as vapor pressure, solubility and sorption

coefficients, as well as on medium characteristics. They can be freely dissolved, associated to

the dissolved organic matter and the suspended particulate matter and associated to the

sedimentary phase (Zhou et al., 1999; Shi et al., 2007). Characterizing the contamination of a

system requires thus to provide an overall picture of each of its compartments. However, the

water phase has a crucial importance in the environmental monitoring since it is the main

vector of PAHs from their emission sources to the biota. Due to their low water solubility and

the important dilution to which contaminants are subject to after their discharge into the

receiving waters, PAHs are present at trace levels in the water phase; therefore sensitive

monitoring techniques are required in order to assess waterborne contamination. A great

challenge to have a representative measure of the water phase contamination has also gained

the attention of the scientific community, since conventional water sampling techniques allow

the assessment of the contamination only at the time of sampling. To compensate for

fluctuating discharges, tidal cycles and possible episodic events, the passive sampling seems a

promising approach to measure time integrated concentrations (Gale, 1998; Vrana et al.,

2005; Gourlay-Francé et al., 2008; Hawker, 2010). Passive sampling tools accumulate

contaminants by diffusive and partitioning processes and sample only the truly dissolved

compounds (Huckins et al., 1993; Gourlay et al., 2003; Tusseau-Vuillemin et al., 2007),

which is a key property for bioavailability and exposure studies. Indeed, when evaluating

effects of contaminants on the biota, only the bioavailable fraction of the contaminants should

be taken into account; and in most cases, it is the freely dissolved fraction. The widely used

semipermeable membrane devices (SPMDs) as well as the silicone rubber samplers (SRs)

have been shown to give better assessment of exposure concentrations to bio-organisms than

the bio-organisms themselves (Booij et al., 2006; Smedes, 2007). These latter may metabolize

and depurate PAHs; they cannot be deployed in every sampling medium, and their

contaminant accumulation depends on environmental conditions such as salinity, temperature,

food availability, levels of oxygen and toxins, as well as on physiological parameters such as

feeding rate, reproductive status and handling stress (Gilek et al., 1996; Gunther et al., 1999;

Huckins et al., 2004). However, risk evaluation is mainly based on internal concentrations


304

found in organisms not external concentrations detected in the medium, and since passive

samplers and organisms have different accumulation kinetics (Bayen et al., 2009), it is not

recommended to replace biota with passive samplers, even though biotests have started to be

applied on passive sampling extracts (Popp et al., 2001). In addition, certain species like

bivalves can filter and adsorb the particulate matter (Baumard et al., 1998), thus a part of

adsorbed PAHs is bioavailable for them and cannot be predicted using the passive sampling

approach (Harman et al., 2011).

This study aims on one hand to characterize the overall contamination and measure the

global distribution of PAHs in the biotic and abiotic compartments of few locations in

Arcachon’s bay during summer 2010. A particular interest is given to the water compartment

and two passive samplers have been applied to access time-weighted average PAH

concentrations in the bay. The first sampler is the widely used semi permeable membrane

device fortified with performance reference compounds, and the second is the silicone rubber,

more robust than the SPMD and can be reused from one deployment to another. Estimated

water concentrations derived from these samplers were compared to the results of the spot

water samples analyzed by solid-phase microextraction. On the other hand, the mimetic

capacity of passive samplers is evaluated in the bay which is a turbid medium characterized

by an important suspended particulate matter charge (40-160 mg.L-1

) (Crespo, 2009). For this

purpose, co-deployment of SPMDs, silicone rubbers and oysters (diploid and triploid) has

been conducted to detect similarities and/or discrepancies in PAH uptake.

II- Materials and methods

II- 1- Study area and sampling sites

Arcachon’s bay is situated on the southwest seashore of France. It is fed with both

continental waters and the Atlantic Ocean. It covers an area of 150 Km² at high tide and

40 Km² at low tide. 4 sites with various characteristics and exhibiting different pollution

levels were monitored in this study (figure 1) to represent a global overview of the multiple

environmental types of the lagoon.


305

Figure 1: Sampling sites in Arcachon’s bay. Star : Arguin; circle : Eyrac; diamond : Ile aux

oiseaux ; triangle: Arcachon harbor.

Sites covering the intra-basin sector:

“Arguin”: a sand bank communicating the bay to the Atlantic Ocean.

“Ile aux oiseaux”: oyster farm, touristic area.

Sites covering the Coastal zone:

“Arcachon harbor”: anchorage area, marina, sampling near a fuel station.

“Eyrac”: the oldest jetty in Arcachon’s bay, anchorage area for touristic tour boats,

fishing activities, pleasure beach.

II- 2- Sample deployments, collection and handling

Sampling was conducted during summer 2010 through 4 campaigns. The first was

held on the first of July and consisted of exposing diploid and triploid oysters cultivated in

oyster basins (outside the study sites) in four batches each at every monitored location, in

order to follow the accumulation kinetics of PAHs in these organisms during three months (3

campaigns besides the deployment campaign). For this purpose, one batch of each type of


306

oysters was planned to be retrieved each month. Oysters were recovered on the second

campaign (04/08/10) at all sites. Due to robbery problems, only oysters at “Ile aux oiseaux”

and “Arguin” were recovered on the third campaign (20/09/10), and only triploid oysters at

“Ile aux oiseaux” could be found on the fourth campaign (11/10/10). Sediments and water

were sampled during the four campaigns at all sites. There was no sampling of the sediments

at “Ile aux oiseaux” during the campaign of September, due to important tidal waves during

the mission. Hydrophobic passive samplers (SPMDs and SRs) were deployed during the first

monitoring month at all sites. Measured parameters on the four sites are presented in table 1.

Table 1: Physical and chemical properties of water samples.

Sampling site Date pH Salinity

(PSU)

Dissolved organic

carbon (mg.L-1)

Suspended

particulate

matter (mg.L-1)

Arcachon

harbor

01/07/2010 7.0 31.6 39

04/08/2010 7.9 33.0 6.3 24

20/09/2010 7.9 33.6 2.0 32

11/10/2010 8.0 33.3 31

Eyrac 01/07/2010 8.0 31.8 27

04/08/2010 8.0 33.5 2.7 36

20/09/2010 7.9 33.8 1.6 62

11/10/2010 7.8 33.2 176

Ile aux oiseaux 01/07/2010 8.0 31.8 60

04/08/2010 7.9 33.0 5.9 27

20/09/2010 8.0 34.0 1.9 39

11/10/2010 8.1 33.7 44

Arguin

01/07/2010 7.9 34.0 13

04/08/2010 8.1 34.0 1.7 18

20/09/2010 8.0 34.6 1.2 42

11/10/2010 8.1 34.1 32

II- 2- a- Spot water sampling

8 liters of water were sampled at each site using amber glass bottles, transported to the

laboratory where they were filtered using GF/F 0.7 µm. 9 mL aliquots of the filtered water

were put into 10 mL SPME vials and kept frozen at – 20 °C until analysis. The particulate

phase recuperated after the 8 L water filtering was also conserved at – 20 °C until extraction.


307

II- 2- b- Passive sampling tools (abiotic integrative sampling)

Passive sampling devices for the monitoring of hydrophobic contaminants were

deployed at each site in protective canisters: duplicate standard SPMDs spiked with

performance reference compounds (PRCs) (see section II-3-a) and triplicate silicone rubbers

(3 mm thickness). Prior to deployment, silicone rubber sheets were cut into pieces of

14 cm x 2.5 cm. In order to remove any contaminant that may be present, as well as oligomers

contained in the silicone polymer and to avoid damaging the measuring equipment, the

samplers were placed in a glass bottle and pre-extracted through shaking with ethylacetate

where they were immersed in for a week. Ethylacetate was replaced with fresh solvent twice

during this period. Silicone rubbers were then transferred into 1 L glass bottle containing

methanol and shaken overnight.

After exposure, biofouling was removed from the passive sampling devices by wiping with a

paper tissue imbibed with reversed osmosis water. Samplers were then stored at – 20 °C until

analysis.

II- 2- c- Biological sampling with oysters as sentinel organisms

The bivalve caging experiment was carried out using the japanese oyster, Crassostrea

gigas (type 3, 66-85 g, 3 months), a diploid species heavily exploited in Arcachon’s bay, and

a cultured hybrid line (type 3, 66-85 g, 3 months), the triploid oyster, which is more robust to

environmental conditions. Batches of each type of oysters exposed on every site were

constituted of 25 oysters. After exposure, oysters were transported to the laboratory where

they were separated from their shells, and stored frozen at – 20 °C until extraction. 10 oysters

from each batch were pooled and analyzed for PAH content, while the rest was used to

determine the condition indexes of the oysters.

II- 2- d- Sediment sampling (long term passive sampling)

Almost 500 g of the top-layer surface sediment were carefully collected using a clean

stainless steel spoon, transported back to the laboratory on ice and stored frozen at – 20 °C

until extraction.


308

II- 3- Experimental

II- 3- a- Materials

Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, perylene-d12 and chrysene-

d12 were acquired from MSD isotopes (Molsheim, France). Phenanthrene-d10, anthracene-

d10, benzo(b)fluoranthene-d12, acenaphtene-d10, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12,

benzo(g,h,i)perylene-d12, pyrene d10, acenaphtylene-d8, fluorene-d10, benzo(a)anthracene-

d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12 and dibenz(ah)anthracene-d14

were obtained from Promochem (Cambridge Isotope Laboratories) (Molsheim, France). All

internal and surrogate standards had purities exceeding 98 %.

Pentane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), methanol (Lichrosolv), cyclohexane (ultra resi-

analyzed J.T.Baker) and dichloromethane (DCM) (for residue and pesticide analysis, Acros

Organic) were acquired from ICS (Belin-Béliet, France). Acetonitrile, ethylacetate, acetone,

isooctane and 2-propanol were all HPLC gradient grade solvents (Scharlau) and were also

acquired from ICS (Belin-Béliet, France).

Canisters for passive sampler deployment as well as the SPMDs (91.4 cm x 2.5 cm LDPE

tubing containing 1mL triolein and spiked with performance reference compounds among

which five deuterated PAH (acenaphtene-d10, fluorene-d10, phenanthrene-d10, chrysene-d12

and benzo(e)pyrene-d12) were obtained from ExposMeter (Tavelsjo, Sweden) (batch number,

ET. 100. 320). Silicone rubber sheets were obtained from Fischer scientific (Illkirch, France).

The SPME fiber (PDMS 100 µm Merlin, Supelco) was purchased from Sigma Aldrich (Saint

Quentin Fallavier, France). The SPE cartridges (Bakerbond C18, 500 mg, 3 mL) were

acquired from Antlantic Labo (Bruges, France). The filters GF/F (0.7 µm) (Whatman) were

obtained from VWR (Strasbourg, France). The alumina (150 basic, type T, 0.0063-0.2 mm)

and the silica (silica gel 60, 0.0063-0.2 mm) were obtained from Merck (Strasbourg, France).

The copper (40 mesh, 99.5 % purity) was obtained from Sigma Aldrich (Saint Quentin

Fallavier, France).


309

II- 3- b- Water samples

Filtered water samples were extracted by Solid Phase Microextraction (SPME)


in the 9 mL sample for 60 min at 40 °C, during which the analytes partitioned between the

sample and the fiber. Before extraction, internal standards in ethanol (20 µL) were added to

the water sample (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10,

phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, pyrene-d10,

benzo(a)anthracene-d12, chrysene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12,

benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,

benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14). After extraction, the SPME fiber

was thermodesorbed in the GC injection port.

II- 3- c- Sediments, particles, oysters

Sediments, particles and oysters were extracted according to the same protocol

(adapted from Budzinski et al. (1997) and Baumard et al. (1999)), with slight differences

described below.

Prior to extraction, sediment samples were freeze-dried, ground and homogenized by

passing through a stainless steel mesh sieve (2 mm). For the extraction, and dependently on

the sediment nature (muddy to sandy), 0.6 to 8 g of sediment were required to ensure good

sensitivities while preventing interferences. Internal standards in isooctane solution were

added to the sample matrix (naphtalene-d8, phenanthrene-d10, anthracene-d10,

dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, chrysene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-

d12 and benzo(g,h,i)perylene-d12). 30 mL of dichloromethane (DCM) and 20 µL of

β-mercaptoethanol were also added to the sample, and the extraction was performed using a

microwave extractor at atmospheric pressure (MaxiDigest, Prolabo) (Fontenay-sous-bois,

France) at 15 W and during 10 min. The extracts were then filtered on glasswool pre-cleaned

with DCM under sonication (3 times during 30 min each and dried overnight at 150 °C). The

organic fraction was concentrated to about 1 mL under nitrogen flow. After concentration,

samples were purified using alumina and silica glass micro columns (L = 10 cm, i.d. 0.5 mm)

to eliminate organic macromolecules, sulfur and saturated hydrocarbons (His et al., 1997). In


310

a first step, the sample was deposited on the alumina micro column containing activated

copper at its bottom. The alumina phase was pre-cleaned with DCM and conditioned with

5 mL of DCM prior to sample deposition. Compounds were then eluted using 3 x 5 mL DCM

under vaccum (< 5 mmHg), the organic extract was evaporated under nitrogen and the solvent

exchanged into isooctane. In a second step, the sample was deposited on the silica micro

column. The silica was pre-cleaned with DCM and conditioned with pentane prior to sample

deposition. Saturated hydrocarbons were eluted with 2 mL of pentane and PAHs were then

eluted with 3 x 5 mL of a pentane/DCM mixture (65:35, v/v) under vaccum (< 5 mmHg). The

extract was then evaporated under nitrogen and transferred to a glass restrictor (100 µL).

Surrogate internal standards (pyrene-d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the

sample before chromatographic analysis.

As for particle samples, the filters containing the particulate matter (5 to 10 filters

depending on the suspended particulate matter in water samples) were placed in microwave

glass vessels and were extracted following the same protocol just detailed for the sediments.

Oyster samples were freeze-dried, ground and homogenized. Samples of about 0.5 g

were extracted according to the same protocol described above for the sediments, with only a

slight difference in the purification step where no copper was required.

II- 3- d- Semipermeable membrane devices

Prior to extraction, the SPMDs were wiped with tissue papers containing water,

acetone and 2-propanol (Petty et al., 2000). The extraction of the cleaned SPMDs consisted of

dialysis in cyclohexane (125 mL of cyclohexane per standard SPMD) for 24 hours at ambient

temperature, followed by a second dialytic period of 24 hours (with 125 mL of fresh

cyclohexane). Internal PAH standards in isooctane were added at the beginning of the dialysis

procedure (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8,

fluoranthene-d10, pyrene-d10, benzo(a)anthracene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12,

Benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,

benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14). The two dialysates were then

combined, reduced in volume to about 5 mL using a rotary evaporator under vaccum

(Heidolph laborotta 4000, Sigma Aldrich) (Saint Quentin Fallavier, France) with a water bath


311

temperature of 60 °C and a rotation speed 90 rpm, and then down to almost 1 mL under

nitrogen flow. Purification of SPMD extracts followed the same procedure as the one of the

sediments (without the use of activated copper).

II- 3- e- Silicone Rubbers

Prior to extraction, the silicone samplers were cleaned with reversed osmosis water

and wiped with a paper tissue. A cold extraction procedure was then applied to the samplers:

each silicone rubber was placed in 100 mL glass balloon and internal standards (the same as

those used for the sediment extraction) were dripped on the passive sampling tools before the

addition of 125 mL of methanol. The dialysis lasted 12 hours, then the solvent was poured off

and the extraction was repeated with fresh methanol for 8 hours. The extracts were then

combined, evaporated to almost 5 mL with a rotary evaporator under vaccum (water bath

temperature: 55 °C, rotation speed 90 rpm) and then down to almost 1 mL under nitrogen

flow. A non-specific cleanup using C18 bounded silica was then applied to ensure that no

silicone oligomer was present in the organic extract. For this purpose, the 1 mL methanolic

extract was applied on a SPE cartridge containing 500 mg of C18 bounded-silica,

preconditioned with 10 mL of a methanol/acetonitrile mixture (1:2, v/v). The analytes were

then eluted using 4 x 2.5 mL of the methanol/acetonitrile mixture (Rusina, 2009). The eluate

was then concentrated under nitrogen flow to 1 mL followed by solvent exchange into 2-

propanol.

II- 4- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection

(GC/MS)

Passive samplers as well as oysters, sediments and particles were analyzed with a gas

chromatograph coupled to a mass spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL

EI/CI triple axis detector) purchased from Agilent Technologies (Waghaeusel, Germany). The

injector temperature was maintained at 280 °C. A sample aliquote of 1 µL was injected via

pulsed-splitless mode (25 psi) using Helium as carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1

constant flow rate. Separation of analytes was achieved using an HP-5MS UI capillary


312

column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase; 30 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film

thickness) purchased from Agilent Technologies (Massy, France). The temperature program

started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of 10 °C.min-1

to

300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature was set at

300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization mode. The

signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of 300 °C and

a quadrupole temperature of 180 °C. The molecular ions of PAHs were monitored using the

SIM mode with a dwell time of 40 ms (Baumard et al., 1999).



with a temperature-controlled simple magnet mixer tray. Samples were shaken for 3 min at


agitator off time 1 s). After preconditioning under helium flow according to the

manufacturer’s instructions (30 min, 250 °C), the PDMS fiber was immersed in the sample

for extraction following the protocol described in section II-3-b. Once the extraction

completed, the fiber was immediately retracted back into the needle and transferred without

delay to the GC injector where it was desorbed for 5 min at 270 °C.

II- 5- Quality control/quality assurance


of target PAHs mixed with the related internal standards were regularly run on the GC/MS

system. These solutions were used to calculate response factors of the compounds. Other

independent solutions were used to test the precision of the quantification which was

evaluated to be comprised between 95 % and 105 % depending on the compounds, with

reproducibilities not exceeding 5 %.

SPMD extraction recoveries ranged between 89 % and 114 %, those of the silicone rubbers

ranged between 89 % and 112 % and SPME extraction recoveries ranged between 90 % and

116 %. The entire analytical procedure of the solid matrices (sediments, oysters) was applied

several times to the certified marine sediment, SRM 1944 (NIST, Gaithersburg, MD, USA).

The recoveries for five replicates on this SRM were between 85 % and 105 % with


313

reproducibilities ranging between 5 % and 15 % depending on the compounds. It was also

applied to the certified mussel tissue, SRM 2974 (NIST, Gaithersburg, MD, USA). The

recoveries for five replicates on this SRM were between 70 % and 110 % with

reproducibilities ranging between 10 % and 20 % depending on the compounds.

For the purpose of analytical quality control, procedural blanks were run with each batch of

samples. Solvent blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME) were also injected to

detect carry over effects.

Internal calibration was used to quantify PAHs in the different matrices; the internal standards

used allowed to estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their

recoveries. Injection standards (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to

determine variations in sample volumes and injections and to calculate internal standards

recoveries.

Field blank SPMDs accompanied the samplers during transport, deployment and retrieval to

account for the contamination of the samplers by airborne chemicals. They were also used to

determine the initial quantity of PRCs in the samplers. The initial contamination of oysters

was also assessed by analyzing a non-exposed batch of these organisms (further called

“control”). Replicate passive samplers were analyzed, thus taking into account the variability

in sampling and analysis.

III-Results

PAH abbreviations used in this paper are as followed: naphthalene (N), acenaphtylene

(Acty), acenaphtene (Acte), fluorene (Fe), dibenzothiophene (DBT), phenanthrene (Phe),

anthracene (An), fluoranthene (Fluo), pyrene (Pyr), benz(a)anthracene (BaA), chrysene

(Chrys), triphenylene (Triph), benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (BNT), benzo(b) fluoranthene

(BbF), benzo(k)fluoranthene (BkF), benzo(j)fluoranthene (BjF), benzo(e)pyrene (BeP),

benzo(a)pyrene (BaP), perylene (Per), indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP), benzo(g,h,i) perylene

(BP), dibenz(a,h)anthracene (DahA) and dibenz(a,c)anthracene (DacA).


314

III-1- Water compartment

III- 1- a- Spot sampling

Homogeneous total dissolved PAH concentrations are observed in the surveyed sites

during the studied period and range between 4 and 7 ng.L-1

, except for “Arcachon harbor”

where the mean concentration is 36 ng.L-1

(figure 2). This homogeneity in PAH

concentrations reveals a homogeneous impact of the oceanic dilution on PAH contamination

in the dissolved phase at the different studied sites in the bay. Taking a closer look, the

concentration at “Arcachon harbor” on the August campaign (6.8 ng.L-1

) is similar to the one

of the other sites (figure 2b), demonstrating that the high average PAH concentration

observed at “Arcachon harbor” (figure 2a) results from a contamination peak occurring on the

first of July. Indeed, the total PAH concentration has reached 66 ng.L-1

during the July

campaign, which is a value ten times higher than the average concentration observed in the

bay during the summer survey.

(a) (b)

Figure 2: Average water concentrations during the campaigns of July and August (a) (n = 2), and

average water concentrations except for “Arcachon harbor” where only the value of the August

campaign is depicted (b). Only positive standard deviations are represented.

Dissolved PAHs are composed of more than 99 % of low molecular weight

compounds (MM < 228 g.mol-1

) with occasional traces of penta and hexa aromatic

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

Arcachonharbor

Eyrac Ile auxoiseaux

Arguin

C w

ater

(n

g.L-1

)

0

2

4

6

8

10

12

Arcachonharbor 4-

Aug

Eyrac Ile auxoiseaux

Arguin

C w

ate

r (n

g.L-1

)


315

compounds. The major observed PAHs are represented figure 3a. Naphtalene is the most

abundant compound (minimum 1.8 ng.L-1

, maximum 43 ng.L-1

, median 2.9 ng.L-1

, mean

7.8 ng.L-1

) and constitutes on average 52 % of the total dissolved PAHs in a water sample,

followed by pyrene, fluorenthene and phenanthrene (figure 3c). When the values of

“Arcachon harbor” corresponding to the first of July are omitted from the PAH profile, this

latter is still mainly dominated by naphtalene, phenanthrene, fluoranthene and pyrene (figure

3b), and the PAH distribution profile remains unchanged (figure 3d), indicating that a

similitude between the origin of the contamination on the first of July at “Arcachon harbor”

and the governing PAH inputs in the bay during the summer period cannot be excluded.


316

(a) (b)

(c) (d)

The cross represents the mean value, the upper and lower dashes represent the maximum and the minimum

values respectively while the intermediate dash represents the median value.

Figure 3: PAH profile in the dissolved water compartment, during the July and August campaigns

at the different sites (a) with their relative distribution (c), and PAH profile without the values of

“Arcachon harbor” of the first of July (b) with their relative distribution (d).

PAH levels in the dissolved phase obtained during summer 2010 are in the same order

of magnitude than those reported by Crespo, (2009) in the bay (between 4 and 13 ng.L-1

during a whole tidal cycle and at different depths in the water column) with also a similar

distribution profile. However, these levels correspond to the contamination at the time of

sampling, thus are intimately related to tidal cycles, continental water supply and episodic

events such as the contamination peak observed at “Arcachon harbor” on the first of July. To

integrate the variability in water concentrations, spot sampling has been coupled to the

0.01

0.1

1

10

100

N (

n=

8)

Acty

(n=

8)

Acte

(n

=8

)

Fe (

n=

8)

DB

T (

n=

8)

Ph

e (

n=

8)

An

(n

=8

)

Flu

o (

n=

8)

Pyr

(n=

8)

BaA

(n

=8)

Ch

rys+

Tri

ph

(n=

8)

BN

T (

n=

8)

ng

.L-1

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

N (

n=

7)

Acty

(n

=7

)

Acte

(n

=7

)

Fe (

n=

7)

DB

T (

n=

7)

Ph

e (

n=

7)

An

(n

=7

)

Flu

o (

n=

7)

Pyr

(n=

7)

BaA

(n

=7)

Ch

rys+

Tri

ph

(n=

7)

BN

T (

n=

7)

ng

.L-1

0

10

20

30

40

50

60

70

80

N (

n=

8)

Ac

ty (

n=

8)

Ac

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n=

8)

Fe

(n

=8

)

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8)

Ph

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8)

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=8

)

Flu

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n=

8)

Pyr

(n=

8)

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A (

n=

8)

Chrys+triph…

B(b

,j,k

)F (

n=

8)

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P (

n=

8)

Ba

P (

n=

8)

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(n=

8)

IP (

n=

8)

C c

om

po

un

d/C

to

tal

PA

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%)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

N (

n=

7)

Ac

ty (

n=

7)

Ac

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n=

7)

Fe

(n

=7

)

DB

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n=

7)

Ph

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n=

7)

An

(n

=7

)

Flu

o (

n=

7)

Pyr

(n=

7)

Ba

A (

n=

7)

Chrys+triph…

B(b

,j,k

)F (

n=

7)

Be

P (

n=

7)

Ba

P (

n=

7)

Per

(n=

7)

IP (

n=

7)

BP

(n

=7)

C c

om

po

un

d/C

to

tal

PA

H (

%)


317

passive sampling approach through the deployment of two types of hydrophobic passive

samplers: the SPMDs and the SRs.

III- 1- b- Passive sampling

The duplicate SPMDs deployed at each site show an excellent reproducibility, with

relative standard deviations below 8 %. The estimation of water concentrations based on

accumulated quantities of PAHs in the SPMDs lies in the calculation of compound sampling

rates. These latter are determined in-situ by the use of PRCs and an empirical model,

described in details by Huckins et al. (2006). Among the analyzed PRCs, both acenaphtene-

d10 (log Kow of 4.15) and fluorene-d10 (log Kow of 4.20) are only just detectable, with < 1 %

of initial concentrations remaining in the samplers after exposure. Chrysene-d12 (log Kow of

5.90) and benzo(e)pyrene-d12 (log Kow of 6.44) are present at > 98 % of starting

concentrations except at “Arguin” where they are present at > 65 % (figure 4), thus cannot be

used in the determination of the compound sampling rates to reduce the uncertainty on the

elimination constant values (Huckins et al., 2006). Phenanthrene d10 (log Kow of 4.60) is

chosen as PRC since almost 10 % of its initial concentration remains after exposure in the

SPMDs (figure 4). This indicates that compounds having log Kow ≤ log Kow of phenanthrene-

d10 have reached equilibrium in the sampler, and their estimated water concentrations given

by the SPMDs reflect the final stage of exposure rather than average concentrations. Sampling

rates derived through the dissipation of phenanthrene-d10 range between 5 and 29 L.d-1

and

differences in sampling rates between the sites do not exceed 19 % (figure 5).

Figure 4: Remaining PRCs in the SPMDs after a month of exposure (n = 8).

0

20

40

60

80

100

120

3 4 5 6 7

PR

C r

em

ain

ing

afte

r e

xpo

sure

(%)

log Kow

Arcachon Harbor

Eyrac

Iles aux oiseaux

Arguin


318

Figure 5: PAHs sampling rates at the four studied sites (n = 8).

Estimated water concentrations given by the SPMDs are correlated with spot water

sampling (R2

= 0.88, n = 57) (figure 6). For almost all compounds, values given by the

SPMDs are slightly lower than those obtained with spot sampling. Since SPMD estimates are

not randomly distributed of both sides of the line corresponding to equivalent concentrations

between the spot and the passive sampling (solid line in figure 6), the hypothesis of variable

water concentrations is unlikely. Nevertheless, SPMDs give access only to the freely

dissolved PAH fraction (Gourlay et al., 2003; Tusseau-Vuillemin et al., 2007) and do not

consider PAHs associated to dissolved organic matter, on the opposite of SPME with internal

standard quantification that reflects total PAH concentrations in the water sample (free and

dissolved organic matter associated PAHs) (Poerschmann et al., 1997).

0

5

10

15

20

25

30

Sam

plin

g ra

tes

(L.d

-1)


319

Figure 6: Correlation between the spot sampling (SPME analysis) and the passive sampling

(SPMDs) during the first and second campaigns at all studied sites (n = 57). The dashed line

represents the correlation between the SPME and the SPMD-derived water concentrations and the

solid line represents the correlation between both techniques if they gave the same values of water

concentrations.

When using the SPME with external calibration, free dissolved PAHs can be

quantified but with non negligible variability (De Perre, 2009). To overcome this problem,

Hawthorne et al., 2005 suggested the use of a deuterated standard that does not bind to

dissolved organic matter (DOM) and whose interactions towards the SPME fiber is therefore

the same independently of the quantity of DOM present in the sample. Quantifying

contaminants by this internal standard leads to the determination of free dissolved

concentrations. De Perre, (2009) has reported the use of naphthalene-d8 for this purpose, but

has shown that the determination of the free dissolved fraction can be overestimated for low

molecular weight PAHs until perylene (MM of 252 g.mol-1

) by 20-30 % and for higher

molecular weight PAHs by 60 %. Indeed the high molecular weight PAHs are structurally

very different from naphthalene-d8 and therefore have a different behavior towards the DOM

and SPME fiber. In this study, when quantifying PAHs from naphthalene (MM of

128 g.mol-1

) to benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (MM of 234 g.mol-1

) with naphthalene-d8 as

internal standard in the spot water samples, the values obtained are lower than those given by

the SPME with specific internal standard for each compound, but still higher than those given

by SPMDs (supplementary information 1). A possible explanation lies in the fact that the

SPME extraction time of water samples (60 min) is long enough to cause a disturbance in

PAH-DOM equilibrium since bounded PAHs are shifted to the free fraction because of the

y = 1.4217x + 0.0841R² = 0.8849

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

0 0.5 1 1.5

C S

PM

E (n

g.L-1

)

C SPMD (ng.L-1)


320

depletion of freely dissolved PAHs with time (Oomen et al, 2000), and this shift causes the

overestimation of free PAHs by SPME (with naphthalene-d8 quantification) (De Perre, 2009).

Another reason is related to the uncertainty (20-30%) of the SPME procedure when

compounds are not quantified with their specific homologous internal standards.

Silicone rubbers show similar PAH trends to those observed with SPMDs. Profiles for

the most abundant compounds in the water phase are represented for both samplers figure 7.


values respectively and the circle represents the median value.

Figure 7: Trends of the most abundant compounds in the water phase, observed in SPMD and SR

samples at all studied sites.

Deployed silicone rubber devices do not contain any performance reference compounds,

therefore water concentrations cannot be estimated from the accumulated PAH quantities in

the samplers as it is done with SPMDs. A key parameter in this procedure would require the

knowledge of SR sampling rates for target compounds. These latter are available in the

literature but their use implies significant uncertainties in PAH measurements since they

depend on environmental conditions and thus differ from actual in-situ sampling rates.

However, since silicone rubbers have been deployed at each site in the same conditions and

for the same period than SPMDs, their in-situ sampling rates can be derived from the in-situ

sampling rates of SPMDs. A correlation is observed between these two passive samplers at

the four studied sites (R2 = 0.94, n = 64) (figure 8).

1

10

100

1000

Nap

hta

len

e(n

=8)

Ac

en

ap

hte

ne

(n=

8)

Ph

en

an

thre

ne

(n=

8)

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en

e(n

=8)

Pyre

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n=

8)

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.sa

mp

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1

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0

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10

100

1 000

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ph

tale

ne

(n=

12

)

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12

)

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(n=

12

)

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ore

nth

en

e(n

=12

)

Pyre

ne

(n

=1

2)

ng

.sa

mp

ler-

1

SR


321

Figure 8: Correlation between SPMDs and SRs at all studied sites.

Resulting from the correlation between both samplers, we can deduce that PAH sampling

rates in the silicone rubbers in their deployment configuration (14 cm x 2.5 cm x 3 mm) are

almost 0.22 times their values in the SPMDs. Since these latter are well correlated with spot

sampling, estimated water concentrations using silicone rubbers fit also spot sampling results

as expected. Derived water concentrations from both SPMDs and SRs are presented in the

supplementary information 1 (IS 1) together with the values of the spot sampling.

The correlation observed with the hydrophobic passive samplers used and their

consistence with spot sampling results demonstrate their robustness to characterize dissolved

PAH water contamination in the environment. Similarities in PAH water concentrations

obtained with both spot and passive sampling emphasize the temporal homogeneous water

contamination in the bay. However, and as expected, episodic events like the contamination

peak at “Arcachon harbor” on the first of July cannot be distinguished in SPMDs and SRs. It

is thus important in environmental monitoring and risk assessment to couple spot and passive

sampling techniques in order to integrate the variability of the water contaminant

concentrations and to detect episodic events to which aquatic organisms are exposed.

y = 0,2263x + 3,328R² = 0,9428

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

0 100 200 300 400 500 600 700 800

accu

mu

late

d q

uan

tity

in S

R (

ng)

accumulated quantity in SPMD (ng)

Fluorenthene

Pyrene

BaA

Chrys+Triph

Bbf+BkF+BjF

BeP

Acenaphtylene

Acenaphtene

Fluorene

DBT

Anthracene

BaP

Per

IP


322

III- 2- Sediment compartment

The sediment compartment is the source of contamination of the water column under

certain circumstances such as desorption and partitioning with the water phase as well as re-

suspension that leads to an increase of PAH bioavailability mainly for benthic organisms. It is

therefore important to study this compartment to have an overall vision of the contamination

in a medium. A heterogeneous contamination in the sediments is observed between the four

studied sites in the bay (figure 9). Total PAH concentrations range from levels below 1 ng.g-1

to 10 000 ng.g-1

dry weight (values are given in IS 2). These results are in the same order of

magnitude as those obtained by Crespo, (2009) during a three years monitoring survey in the

bay (from 2007 to 2009), where total PAH concentrations in the sediments ranged between

4.4 and 10 839 ng.g-1

dry weight. In the summer 2010, the lowest concentrations are observed

at the site of “Arguin”, mainly due to the sandy nature of the sediment and its location far

from continental and harbor anthropogenic and natural inputs. The highest concentrations are

observed at “Arcachon harbor” and “Ile aux oiseaux”. The first site concentrates plaisance

boats and professional activities, and is situated next to the Arcachon urban city and at close

proximity of a fuel station, while “Ile aux oiseaux” experiences oyster farming, and is a high

anchorage area for plaisance boats especially during the summer season. In addition, “Ile aux

oiseaux” is characterized by muddy sediments favoring PAH trapping (Crespo, 2009). The

site of “Eyrac” is not subject to direct continental inputs but experiences important summer

activities. It shows intermediate PAH concentration levels between “Ile aux oiseaux” and

“Arguin” (3-34 ng.g-1

dry weight). Considering the temporal scale, the highest difference in

sediment concentrations is observed at “Arcachon harbor” between the July and August

campaigns, probably due to a spatial heterogeneity of the sediments at this site (differences in

the sediment characteristics) (figure 9).


323

Figure 9: Total PAH sediment content at the different sites surveyed and during the different

campaigns.

In the sediments, the average concentrations of high molecular weight compounds

between all sites and sampling periods are higher than those of the low molecular weight ones

(di and tri aromatics) (figure 10 a). However, the maximum values of low molecular weight

compounds can reach 25 % of the total PAH content found in the sediment samples, and they

are attributed to the sediment of “Arguin” (figure 10 a). Concentrations of PAHs in this

sediment independently of the sampling time are close to detection limits and most of high

molecular weight compounds are not detected. Discarding concentrations found at “Arguin”

gives a distribution profile where low molecular weight compounds do not exceed 2.1 % of

total PAHs (figure 10 b), which is logic considering their low hydrophobicities and high

solubilities in comparison to high molecular weight PAHs (Bouloubassi & Saliot, 1991; Shi et

al., 2007). When considering the ratio of low molecular weight PAHs (di and tri aromatics)

over high molecular weight PAHs (tetra, penta and hexa aromatics), values are below 1 and

range between 0.02 and 0.6 during all campaigns surveyed and at the different sites,

indicating a predominance of combustion sources in the bay (Soclo et al., 2000; Rocher et al.,

2004; Wang et al., 2006).

0.1

1

10

100

1000

10000

1-J

ul

4-A

ug

20

-Se

p

11

-Oct

1-J

ul

4-A

ug

20

-Se

p

11

-Oct

1-J

ul

4-A

ug

11

-Oct

1-J

ul

4-A

ug

20

-Se

p

11

-Oct

Arcachon Harbour Eyrac Ile aux Oiseaux Arguin

C s

ed

ime

nt

(ng.

g-1d

ry w

eig

ht)


324

(a)

(b)


values respectively while the intermediate dash represents the median value

Figure 10: PAH distribution profile in the sediments during the four campaigns: (a) at all sites

surveyed; (b) at “Arcachon harbor”, “Ile aux oiseaux” and “Eyrac” sites.

III- 3- Particulate compartment

Due to their physico-chemical properties, polycyclic aromatic hydrocarbons in the

dissolved phase tend to sorb on the particulate matter present in the system. The particles are

transported in the different zones of the bay with tidal cycles and constitute a vector for PAH

contamination, especially to organisms that ingest them. For this reason it is important to

analyze PAHs in the particulate phase of the water column. Concentrations of the total studied

PAHs in the particulate phase (values given in Supplementary Information IS 3) are in the

0

5

10

15

20

25

30

N (

n=

14)

Ac

ty (

n=

14

)

Ac

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n=

14

)

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n=

14)

DB

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n=

14)

Ph

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n=

14)

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=14)

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14)

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14

)

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14)

Ch

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trip

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14)

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,j,k

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14

)

Be

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14)

Ba

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14)

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14

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14)

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C c

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PA

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(%

)

0

5

10

15

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25

N (

n=

11)

Ac

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n=

11

)

Ac

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11

)

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11)

DB

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11)

Ph

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=11)

Flu

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11)

Pyr

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11

)

Ba

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11)

Ch

rys+

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11)

B(b

,j,k

)F (

n=

11

)

Be

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n=

11)

Ba

P (

n=

11)

Per

(n=

11

)

IP (

n=

11)

C c

om

po

un

d/C

to

tal

PA

Hs

(%

)


325

same order of magnitude for “Arguin” and “Arcachon harbor” (figure 11 a), ranging between

96 and 367 ng.g-1

dry weight, probably because the same particles are transported across the

bay with tides and currents. The highest concentrations are observed during the first campaign

at “Ile aux oiseaux”, and more or less all campaigns at the site of “Eyrac”, especially during

the last campaign for which the PAH level reaches 1 230 ng.g-1

dry weight (figure 11 a).

PAHs adsorbed to the particulate phase can also be expressed in quantities relative to a water

volume, and by this means the concentrations of PAHs in the particulate phase inform on the

contamination of the water body. Total particulate PAHs vary between 2 and 217 ng.L-1

, with

the maximum level corresponding to the October campaign at the site of “Eyrac”, followed by

the July campaign at “Ile aux oiseaux” (figure 11 b).

(a) (b)

Figure 11: Total PAH content in the particulate phase at the different sites and during the different

campaigns: (a) expressed in ng.g-1

dry weight; (b) expressed in ng.L-1

.

The profile of PAH concentrations in the particulate phase expressed in ng.g-1

or in

ng.L-1

(figure 11) is to a certain extent similar to the one observed for the suspended

particulate matter (SPM) (figure 12). Homogeneous SPM and PAH concentration levels in the

particles at “Arguin” and “Arcachon harbor”, as well as the concomitance between the

contamination peak occurring in the particles on October at the site of “Eyrac” and the peak in

the SPM during the same campaign indicate a new material input at these sites of

allochtonous particles due to tidal cycles.

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1-J

ul

4-A

ug

20-S

ep

11-O

ct

1-J

ul

4-A

ug

20-S

ep

11-O

ct

1-J

ul

7-A

ug

20-S

ep

11-O

ct

1-J

ul

4-A

ug

20-S

ep

11-O

ct

Arcachonharbor

Eyrac Ile aux Oiseaux Arguin

C p

arti

cula

te m

atte

r(n

g.g-1

dry

wei

ght)

0

50

100

150

200

250

1-J

ul

4-A

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ct

1-J

ul

4-A

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20-S

ep

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ct

1-J

ul

7-A

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20-S

ep

11-O

ct

1-J

ul

4-A

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20-S

ep

11-O

ct

Arcachonharbor


C p

arti

cula

te m

atte

r(n

g.L-1

)


326

Figure 12: Suspended particulate matter at the different sites and campaigns.

The same trend in the profile of PAHs observed in the particulate phase (figure 13) is

found in the sedimentary material (figure 10 b) probably due to sediment remobilization, with

high molecular weight compounds being dominant over di and tri aromatics. Fluorenthene,

pyrene and benzo(b,j,k)fluoranthene are the most abundant compounds with average

concentrations (between all sites and all campaigns) of 71, 58 and 71 ng.g-1

dry weight

respectively corresponding to 15.9, 13.4 and 15.8 % of total PAHs in the particle samples

(figure 13). When expressing the PAH contamination in the particulate phase per ng per liter,

the same distribution profile as the one depicted with the ng per gram dry weight results is

observed.

Figure 13: PAH distribution profile in the particulate phase at all sites surveyed and during the

four campaigns.

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

1-J

ul

4-A

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ct

1-J

ul

4-A

ug

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ct

1-J

ul

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ct

1-J

ul

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ep

11-O

ct

Arcachonharbor


susp

end

ed p

arti

cula

te m

atte

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g.L-1

)

0

5

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16)

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16

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16

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=1

6)

% o

f to

tal

PA

Hs i

n n

g.g

-1d

ry

we

igh

t


327

III- 4- Biological compartment

Exposed to a contaminated environment, oysters accumulate PAHs mainly through the

water phase since they are filter-feeding bivalves, and the uptake of contaminants in these

organisms is governed by their bioavailability. Bioaccumulation depends on many factors

among which the physiological conditions of the organisms, their metabolism, their

reproduction cycle, their ingestion of external contamination… No significant differences in

the bioaccumulation are observed between the diploid bivalves and the genetically triploids

modified ones (figure 14, supplementary information IS 4) indicating that the genetic

modification of the oysters does not affect PAH accumulation over the studied period. Oysters

before deployment (control) contain an initial PAH burden of 228 ng.g-1

and 222 ng.g-1

dry

weight for the diploid and triploid species respectively. At the site of “Arguin”, internal

concentrations drop to an average of 69 ng.g-1

, reflecting the rapid depuration of oysters in a

less contaminated medium than the one they have originated from. This observation argues

with Crespo, (2009) who reported a depuration of transplanted oysters at this site after the

first exposure month in 2008. At “Ile aux oiseaux”, PAH accumulation increases after the first

exposure month, keeps increasing after the second month, while oysters sampled at the third

month of exposure do not show further PAH uptake. Average total PAH concentration in the

oysters at “Ile aux oiseaux” is of 310 ng.g-1

dry weight. The site of “Eyrac” also shows an

increase in PAH accumulation, and the total PAH level reaches 295 ng.g-1

dry weight,

eventhough oysters sampled after the first month of exposure show contamination levels

below the level of the control organisms. As expected, the highest PAH levels are observed in

oysters deployed at “Arcachon harbor”, with levels reaching 3 times the initial PAH burden

after only one month of exposure. The condition indexes of the deployed oysters have been

measured (supplementary information IS 5), and show no significant differences between

both types of oysters at the different surveyed sites and during the different campaigns. The

study period during which oysters have been recovered from the bay is short, therefore no

correlation between the condition indexes and the PAH content in the oysters can be clearly

formulated.


328

Figure 14: PAH content in the oysters deployed at the different sites and retrieved during the

different campaigns. D: diploid oysters and T: triploid oysters.

PAH compositions in the tissues of organisms are affected by the bioavailability of

contaminants but also by the metabolisation capacity of organisms. PAH distribution profiles

in the oysters reveal the most important abundance for benzo(b,j,k)fluoranthene followed by

pyrene and fluoranthene with average concentrations of 71, 42 and 40 ng.g-1

dry weight

respectively, corresponding to 26.3 %, 14.6 and 15.6 % of total PAHs respectively (figure

15). The accumulation in the oysters describes a bell shape, with a maximum reached for

benzo(b,j,k)fluoranthene (log Kow of 5.7 ). Studies conducted by Rust et al. (2004) show a

maximum accumulation in the mussels at log Kow of 5.4. The lower accumulation for the least

hydrophobic compounds results from a high depuration rate (Chung & King, 1999) or an

important depletion of these compounds in the medium (Lamoureux & Brownawell, 1999).

The lower accumulation for compounds having log Kow > log Kow benzo(b,j,k)fluoranthene is

also observed probably due to the tendency of organisms to metabolize more rapidly high

log Kow PAHs (Lamoureux & Brownawell, 1999; Baussant et al., 2001), but also because of

the decreased bioavailability of high molecular weight compounds associated to pyrogenic

sources (Porte et al., 2000). The PAH fingerprint in oysters is similar to the one found in the

sediments and the particulate phase, where high molecular weight compounds are dominant.

0

100

200

300

400

500

600

700

4-A

ug

4-A

ug

4-A

ug

4-A

ug

20

-Se

p

20

-Se

p

7-A

ug

7-A

ug

20

-Se

p

20

-Se

p

11

-Oct

4-A

ug

4-A

ug

1-J

ul

1-J

ul

D T D T D T D T D T T D T D T

Arcachonharbor

Eyrac Ile aux oiseaux Arguin Control(T0)

C o

yste

rs(n

g.g-1

dry

we

igh

t)


329

Figure 15: PAH distribution profile in the oysters at the different sites and during the different

campaigns.

III- 5- Comparison of the different approaches

III- 5- a- Comparison of the different compartments for measuring PAH exposure

Characterizing the contamination in the different compartments of Arcachon’s bay

during summer 2010 has led to complementary information that the analysis of one

compartment cannot provide. Different PAH distribution profiles (figure 16) as well as

different accumulation kinetics are observed in the different analyzed matrices. Homogeneous

PAH distributions are observed in oysters, particles and sediments, with high molecular

weight compounds (penta and hexa aromatic PAHs) constituting between 44 and 45 % of the

total PAH concentrations detected in these matrices. Low molecular weight compounds (di,

tri and tetra aromatics) count for almost 100 % of the total PAHs measured in the water phase

through spot sampling, while the use of passive samplers allows to detect low levels of high

molecular weight compounds, mainly in SPMDs (18 %).

Figure 16: PAH distribution profiles in the different compartments and tools tested. Values of

oysters, particles, sediments and water represent the first two campaigns for which passive samplers

are deployed.

0

5

10

15

20

25

30

35

N (

n=

13)

Ac

ty (

n=

13

)

Ac

te (

n=

13

)

Fe

(n

=1

3)

DB

T (

n=

13)

Ph

e (

n=

13

)

An

(n

=1

3)

Flu

o (

n=

13

)

Py

r (n

=1

3)

Ba

A (

n=

13

)

Ch

rys+

trip

h (

n=

13)

B'b

,j,k

)F (

n=

13

)

Be

P (

n=

13)

Ba

P (

n=

13)

Pe

r (n

=1

3)

IP (

n=

13

)

% o

f to

tal

PA

Hs i

n n

g.g

-1

dry

we

igh

t

0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100%

water (n=8)

SPMD (n=8)

SR (n=12)

Sediment (n=8)

Particles (n=8)

Oysters (n=8)

Di aromatic PAH Tri aromatic PAHsTetra aromatic PAHs Penta aromatic PAHsHexa aromatic PAHs


330

Average concentrations of total PAHs in the water samples are 20 000 to 100 000

times lower than those observed in the solid matrices (figure 17). For the majority of PAH

compounds, concentrations obtained with sediments, particles and oysters are in the same

order of magnitude, with particles and sediments having two folds and five folds higher total

PAH contamination than oysters respectively. The important difference between the lowest

and the highest PAH concentrations observed in the sediments considering all sites together is

not only related to different contamination levels between the studied sites but also to the

extremely different natures of the sediments of the lagoon. Even though PAH contamination

in the water phase is much lower than the one of the other compartments, its monitoring is of

a crucial importance regarding exposure evaluation and hazard and risk assessment

procedures. The application of solid phase microextraction allows concentration of trace

levels of PAHs present in the water phase. On average, a total PAH concentration of

0.014 ng.g-1

in a 10 mL water sample is sufficient to be detected and quantified by the SPME

procedure. The other alternative to improve detection limits in the water phase and access to

more representative and integrative PAH concentrations in the continuously renewed water

body consists of using passive sampling devices (SPMDs and SRs). Average concentrations

of total PAHs in the SPMDs are equivalent to those obtained for the oysters (238 ng.g-1

and

268 ng.g-1

for the SPMDs and oysters respectively). Silicone rubbers accumulate almost four

folds less than SPMDs, but yet offer excellent concentration factors relatively to spot water

sampling.


values respectively, and the circle represents the median value.

Figure 17: Total PAHs in the different compartments and tested tools. Values correspond to the

first two campaigns for which passive samplers are deployed.

0.001

0.01

0.1

1

10

100

1000

10000

Wat

er

(n=8

)

SPM

D(n

=8)

SR (

n=1

2)

Oys

ters

(n=8

)

Par

ticl

es

(n=8

)

Sed

ime

nt

(n=8

)

(ng.

g-1)

∑ PAHs


331

III-5-b- Passive samplers as a bioavailability measuring tool?

Passive sampling devices especially SPMDs are often used in environmental

monitoring programs to mimic exposure to biota (Røe Utvik & Johnsen, 1999; Durell et al.,

2006). However, differences in accumulation profiles have been observed between passive

samplers and oysters in this study. High molecular weight compounds (MM > 252 g.mol-1

)

constitute 55 % (maximum value) of the total PAHs accumulated by the oysters (n = 8), 48 %

in the particulate phase (n = 8) while they do not exceed 25 % in the SPMDs (n = 8) and 12 %

in the SRs (figure 18). The higher proportion of high molecular weight compounds in the

oysters originate from the ingested particulate phase (Røe Utvik & Johnsen, 1999) regarding

the similarity of PAH distribution profiles between oysters and particles, while passive

samplers are only exposed to dissolved waterborne contamination (Huckins et al., 1993;

Rusina, 2009) and are not influenced by the suspended particulate matter. This fact has been

verified through the correlation between the passive sampler derived water concentrations and

those given by SPME on filtrated water samples (figures 6 and 8).

Figure 18: Relative distribution of PAHs in SPMDs, SRs, oysters and the particulate phase during

the first two campaigns (D: diploid oysters, T: triploid oysters).

Looking closely, for di, tri and tetra aromatic PAHs until pyrene, a higher

accumulation is observed with the SPMDs relatively to the oysters (7 folds higher for

0%

20%

40%

60%

80%

100%

ArcachonHarbor 1

ArcachonHarbor 2

Eyrac 1 Eyrac 2 Ile auxoiseaux 1

Ile auxoiseaux 2

Arguin 1 Arguin 2

Re

lati

ve d

istr

ibu

tio

n

SPMDs

Tri and tetra aromatic PAHs Penta and hexa aromatic PAHs

0%

20%

40%

60%

80%

100%

ArcachonHarbor D

ArcachonHarbor T

Eyrac D Eyrac T Ile auxoiseaux D

Ile auxoiseaux T

Arguin D Arguin T

Rel

ativ

e d

istr

ibu

tio

n

Oysters


0%

20%

40%

60%

80%

100%

ArcachonHarbor 1

ArcachonHarbor 2

Eyrac 1 Eyrac 2 Ile auxoiseaux 1

Ile auxoiseaux 2

Arguin 1 Arguin 2

Rel

ativ

e d

istr

ibu

tio

n

Particulate phase


0%

20%

40%

60%

80%

100%

ArcachonHarbor 1

ArcachonHarbor 2

ArcachonHarbor 3

EYRAC 1 EYRAC 2 EYRAC 3 Ile auxoiseaux 1

Ile auxoiseaux 2

Arguin 1 Arguin 2 Arguin 3

Rel

ativ

e d

istr

ibu

tio

n

Silicone rubbers



332

naphthalene and decreasing to 1.4 folds for pyrene) while for heavier compounds, the trend is

reversed (figure 19). Concerning the silicone rubbers, naphthalene is accumulated higher than

in oysters, tri aromatic compounds show half of the accumulated quantities observed in the

oysters, phenanthrene is accumulated in the same order of magnitude in both samplers, and

except for dibenzothiophene, all other PAHs have a lower accumulation in the silicone

rubbers (figure 19).

Figure 19: Ratio of PAH concentrations in passive samplers to their concentrations in oysters.

Values represented are the average of all studied sites (n = 8 for SPMDs, n = 8 for oysters, n = 12

for SRs). Standard deviations are not represented for naphthalene for scale issues.

Booij et al., (2006) have proposed a model to describe concentration ratios between

SPMDs and mussels, using elimination rate constants and steady state accumulation factors in

both matrices. This model shows constant concentration ratios in the range 4.5 <log Kow< 5.5

and a sharp decrease with the increase of log Kow (figure 20). When applying this model to

our data after adjustment of certain parameters such as exposure time and dry weight fraction

of the oysters, a very similar pattern is described, which validates the robustness of the PAH

accumulation trend observed in the SPMDs relatively to the oysters. However, concentration

ratios in this study are higher than those of the model on the whole range of log Kow (figures

20). A possible explanation lies in the fact that oysters and mussels have different

bioaccumulation factors and depuration constants, or in the fact that oysters ingest less

particles than mussels.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

Co

nce

ntr

atio

n R

atio

pas

sive

sam

ple

rs/o

yste

rs

ratio SPMDs / oysters

ratio SRs / oysters


333

Figure 20: Ratio of concentrations in SPMDs to those in oysters (as dry weight) versus log Kow. The

dotted line represents the model CSPMDs/Cmussels proposed by Booij et al. (2006) and adjusted for the

deployment time of the present study.

Key observations have shown differences in both PAH concentrations and distribution

profiles between oysters and SPMDs (figures 18, 19 and 20). In addition, accumulation in the

oysters is dependant on environmental conditions and physiological factors (Gilek et al.,

1996; Gunther et al., 1999; Huckins et al., 2004), while accumulation in the SPMDs is

corrected for in-situ conditions through the dissipation of PRCs (Huckins et al., 2002). Thus

the knowledge of contaminant concentrations in the SPMDs does not infer properly

concentrations in the biological organisms, and the ratio CSPMDs/Coysters is as variable as the

possible combinations of species and in-situ conditions. In addition, when the particulate

matter constitutes a significant exposure pathway for aquatic organisms like it is the case for

oysters in turbid medium (Baumard et al., 1999), distribution profiles of PAHs in oysters and

passive samplers differ due the intake of high molecular weight PAHs through particle

ingestion in the biota as shown in this study (figure 18) and in the litterature (Harman et al.,

2011). The extent of this phenomenon depends on the particulate charge as well as on the

particles’ contamination. Furthermore, the capacity of the oysters to metabolize and depurate

PAHs, and the different accumulation kinetics between passive samplers and oysters

contribute to the differences observed between them: concentrations of low molecular weight

PAHs in the oysters is generally lower than those in the SPMDs due to the depuration

capacities of the organisms, while concentrations of high molecular weight PAHs are higher

in the oysters due to particule ingestion, with low concentration ratios between the samplers

and the organisms probably due to the capacity of the oysters to metabolize these compounds.

For all these reasons, a special attention should be taken when inferring PAH exposure to

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3 4 5 6 7

CSP

MD

s/C

oys

ters

log Kow

Arcachon harbor

Ile aux oiseaux

modelized C SPMDs/Cmusselsselon Booij et al., (2006)


334

organisms through passive samplers’ accumulation, and in the particular case where a

significant exposure pathway for biota is through particle ingestion, passive samplers

underestimate exposure concentrations since they only sample the free dissolved fractions of

contaminants.

IV- Conclusion

This study characterized PAH exposure in the different environmental compartments

of coastal and intra basin zones of Arcachon’s bay during the summer 2010. PAH

measurements of the water phase as well as those of the particulate and the sedimentary

compartments reflected external concentrations to which oysters were exposed. Field

comparisons using the passive sampling approach were also conducted during the

environmental campaigns, to situate passive sampling relatively to spot sampling results and

to compare the accumulation in passive samplers and oysters. Experimental data showed the

robustness of SPMDs and SRs to evaluate waterborne contamination and an excellent

correlation was observed between both samplers and spot water samples. Differences in PAH

concentrations as well as in distribution profiles of PAHs in both oysters and passive samplers

tested (SPMDs and SRs) denoted that inferring exposure to biota from passive samplers is

subject to a non-negligible uncertainty mainly when the particulate phase constitutes a

significant exposure pathway to biota for they underestimate in this case biota exposure to

PAHs. The deployment of oysters seems relevant during risk assessment since the

bioavailability of PAHs as well as their accumulation kinetics depend on the environmental

conditions, the physiological properties and specific uptake rates of each species, thus better

evaluated with the organism himself than with passive samplers. Parallel deployment of

passive sampling tools and bio-organisms and their coupling to spot sampling measurements

is revealed to be the best solution to measure external, representative and integrative

concentrations, to detect episodic contaminations and to access to internal PAH

concentrations that may cause direct harm to aquatic organisms.

Acknowledgments

Région Aquitaine, OSQUAR program, ANR RIPOST and ANR EMESTOX are

acknowledged for financial support.


335

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339

Supplementary information 1 (IS 1):

PAH water concentrations given by the spot sampling (analyzed by SPME), the SPMDs and the SRs

C (ng.L-1)

Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin

SPME SPME

(N-d8) SPMD SR SPME

SPME

(N-d8) SPMD SR SPME

SPME

(N-d8) SPMD SR SPME

SPME

(N-d8) SPMD SR

N 22.87 22.87 1.23 0.20 2.58 2.58 1.70 0.20 2.94 2.94 3.97 1.63 2.89 2.89 1.75 0.26

Acty 3.04 2.78 0.09 0.08 0.06 0.05 0.12 0.08 0.23 0.21 0.25 0.11 0.09 0.08 0.13 0.09

Acte 0.49 0.43 0.15 0.11 0.17 0.15 0.19 0.07 0.18 0.15 0.15 0.06 0.05 0.04 0.10 0.04

Fe 1.85 1.74 0.18 0.21 0.31 0.30 0.21 0.16 0.42 0.39 0.17 0.16 0.26 0.26 0.16 0.18

DBT 0.29 0.25 0.04 0.18 0.15 0.13 0.04 0.28 - 0.02 0.23 0.14 0.13 0.02 0.25

Phe 3.04 2.70 0.44 1.83 1.17 1.06 0.51 1.97 1.02 0.87 0.43 1.83 0.84 0.76 0.35 1.88

An 0.18 0.15 0.15 0.33 nd nd 0.14 0.36 0.07 0.06 0.13 0.30 nd nd 0.06 0.24

Fluo 1.91 1.78 1.00 1.90 0.87 0.80 1.03 1.77 0.91 0.78 0.82 1.59 0.45 0.40 0.33 0.78

Pyr 2.23 2.02 1.50 2.33 0.65 0.58 1.02 1.59 0.75 0.63 0.66 1.15 0.30 0.26 0.13 0.47

BaA 0.09 0.08 0.09 0.20 0.08 0.06 0.12 0.20 0.04 0.03 0.08 0.18 0.15 0.11 0.02 0.07

Chrys+Triph 0.51 0.42 0.24 0.51 0.26 0.19 0.22 0.40 0.18 0.13 0.16 0.31 0.31 0.22 0.07 0.16

BNT 0.12 0.10 0.04 0.07 0.12 0.09 0.03 0.06 nd nd 0.02 0.05 0.24 0.17 0.01 0.03

B(b,j,k)F nd nd 0.18 0.33 nd nd 0.36 0.45 nd nd 0.31 0.39 nd nd 0.09 0.16

BeP nd nd 0.09 0.13 nd nd 0.15 0.14 nd nd 0.11 0.13 nd nd 0.03 0.05

BaP nd nd 0.03 0.06 nd nd 0.07 0.07 nd nd 0.04 0.06 nd nd 0.01 0.03

Per nd nd 0.01 0.05 nd nd 0.04 0.06 nd nd 0.02 0.06 nd nd 0.02 0.05

IP nd nd 0.04 0.06 nd nd 0.08 0.07 nd nd 0.05 0.08 nd nd 0.02 0.04

BP nd nd 0.05 0.07 nd nd 0.09 0.08 nd nd 0.05 0.07 nd nd 0.02 0.04


340


PAH concentrations in the particulate phase during summer 2010

C (ng.g-1) Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin

1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct

N - - 8.58 - - 2.70 7.21 5.11 8.23 - - 1.14 - 1.40 - -

Acty 1.63 1.40 2.05 2.73 2.53 3.62 3.20 6.17 6.71 3.43 2.17 3.43 1.92 1.90 0.47 1.11

Acte 0.75 1.29 1.39 1.40 1.11 1.76 1.20 2.05 2.17 1.55 1.07 1.30 1.41 0.58 0.21 1.16

Fe 1.78 3.48 3.45 2.57 3.00 3.89 3.51 8.41 6.99 4.59 1.88 4.02 3.20 1.92 1.26 2.18

DBT 0.88 1.48 0.86 1.17 1.99 2.39 1.64 4.50 3.81 1.81 0.74 1.67 1.20 1.09 0.52 1.06

Phe 16.64 24.98 17.59 20.03 35.55 43.10 27.46 57.50 54.92 31.50 14.87 28.45 28.00 19.14 10.43 19.38

An 2.10 3.92 1.72 3.02 3.95 6.34 7.49 23.77 18.86 3.82 1.89 4.51 2.03 2.74 0.96 2.93

Fluo 43.24 31.41 33.29 52.34 74.97 147.23 95.07 214.74 160.12 64.70 35.09 65.82 31.77 26.41 15.28 41.60

Pyr 39.70 34.76 29.75 46.39 61.85 116.91 85.45 162.08 136.20 54.98 29.73 55.60 20.93 20.02 13.87 32.79

BaA 13.56 10.55 9.59 18.57 22.77 45.77 41.55 91.18 70.18 19.66 9.63 21.09 5.56 6.41 3.97 11.94

Chrys+Triph 21.91 23.70 15.96 27.94 34.06 58.87 54.41 105.88 91.62 28.56 15.45 32.51 10.39 10.94 6.95 18.49

BNT 3.37 5.12 2.64 4.51 5.80 9.16 8.08 17.13 15.17 4.19 2.29 5.18 2.14 1.98 1.16 2.91

B(b,j,k)F 48.86 46.87 36.63 66.75 77.94 109.33 111.05 187.54 174.91 67.23 32.10 74.31 18.98 19.91 13.87 38.21

BeP 18.83 21.54 15.03 26.68 29.97 43.69 42.00 70.91 64.71 26.61 14.22 28.59 9.19 8.80 6.28 15.49

BaP 21.14 16.49 16.55 31.23 34.40 62.10 57.75 101.25 90.26 32.90 15.59 35.04 9.81 9.78 7.30 19.07

Per 5.27 4.18 4.14 8.61 8.59 15.05 15.85 26.60 23.27 9.89 4.01 8.82 2.44 2.28 1.82 5.39

IP 17.97 14.90 13.62 23.85 27.08 37.24 42.00 69.19 68.31 25.71 11.57 25.72 6.25 6.89 4.97 13.08

BP 21.01 26.02 14.53 26.28 28.71 39.78 41.35 65.05 65.44 26.58 13.67 27.12 8.93 8.61 6.54 16.20

D(ah,ac)A 2.203 2.007 1.941 3.673 3.838 5.556 6.231 10.745 10.226 2.859 1.730 3.268 1.032 1.162 0.722 1.969

∑ PAH 280.86 274.11 229.30 367.74 458.09 754.48 652.49 1229.80 1072.09 410.55 207.69 427.59 165.18 151.94 96.58 244.94

Not reported values (-) are below quantification limits


341


PAH concentrations in the sediments during summer 2010

C (ng.g-1) Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin

1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct 1-Jul 4-Aug 11-Oct 1-Jul 4-Aug 20-Sep 11-Oct

N 6.78 0.21 0.45 - - - - - 6.55 1.56 - - - - -

Acty 6.71 0.07 0.55 0.13 0.05 0.03 0.20 0.09 9.41 4.37 0.45 - 0.01 0.02 0.01

Acte 188.11 0.48 0.76 0.46 0.03 0.01 0.06 0.02 2.06 1.67 0.21 0.02 0.03 0.11 0.01

Fe 174.69 1.35 0.89 0.41 0.01 0.03 0.12 0.02 4.30 3.63 0.39 0.03 0.01 0.05 0.03

DBT 87.80 0.92 0.78 0.60 0.01 0.04 0.16 0.01 4.12 2.03 0.16 0.01 0.01 0.04 0.01

Phe 1009.02 8.53 13.03 5.49 0.18 0.62 2.34 0.22 71.25 33.86 2.83 0.09 0.03 0.29 0.13

An 256.40 1.85 8.72 1.65 0.03 0.02 0.55 0.10 15.41 6.82 0.54 0.00 0.01 0.07 0.02

Fluo 1299.84 4.36 49.21 7.54 0.43 1.21 5.09 1.62 222.34 127.01 11.51 0.05 0.01 0.50 0.17

Pyr 1001.25 9.89 45.97 12.81 0.50 1.05 4.42 2.52 205.66 107.17 9.13 0.07 0.01 0.55 0.17

BaA 571.49 2.12 19.80 3.29 0.16 0.24 1.83 1.56 100.39 51.65 3.96 0.01 0.00 0.20 0.04

Chrys+Triph 653.45 12.12 30.72 14.16 0.24 0.56 2.29 1.69 120.00 61.66 4.73 0.02 0.01 0.28 0.07

BNT 150.06 1.10 5.00 1.38 0.04 0.08 0.40 0.28 19.26 9.87 0.80 nd nd 0.04 0.01

B(b,j,k)F 1093.35 9.68 42.37 14.15 0.70 1.09 5.51 4.40 234.79 136.89 10.03 0.04 nd 0.68 0.14

BeP 441.93 8.36 19.69 10.81 0.30 0.45 2.21 1.62 89.98 50.88 3.58 0.01 nd 0.27 0.05

BaP 556.17 2.50 19.88 3.86 0.34 0.47 3.10 2.52 132.84 73.86 4.65 nd nd 0.31 0.05

Per 199.78 1.02 6.35 1.34 0.08 0.08 0.84 0.60 38.91 21.78 1.16 nd nd 0.11 0.01

IP 447.33 6.62 18.80 9.07 0.29 0.34 2.62 1.55 102.90 53.97 3.22 0.01 nd 0.23 0.04

BP 383.26 6.59 16.89 9.16 0.34 0.40 2.53 1.44 94.09 50.19 3.16 0.02 nd 0.27 0.06

D(ah,ac)A 127.897 0.640 3.237 1.197 0.030 0.034 0.279 0.240 15.325 7.374 0.433 nd nd 0.025 0.005

∑ PAH 8655.31 78.40 303.10 97.50 3.76 6.76 34.55 20.49 1489.57 806.24 60.94 0.37 0.13 4.05 1.02

nd: values below detection limits; not reported values (-) are below quantification limits


342


PAH concentrations in the diploid (D) and triploid (T) oysters during summer 2010

C (ng.g-1)

Arcachon harbor Ile aux oiseaux Eyrac Arguin

Control

T0

Control

T0 4-Aug 4-Aug 20-Sep 11-Oct 4-Aug 20-Sep 4-Aug

D T D T D T D T D D T D T D T

N 0.76 - 1.19 0.85 - 0.49 1.58 - - - - - - - -

Acty 0.74 0.50 0.71 3.37 1.46 0.88 1.32 1.45 1.30 0.12 0.08 0.63 0.89 0.18 0.12

Acte 0.55 0.14 0.06 2.01 0.37 0.24 0.40 0.08 0.35 - - 0.16 - 0.03 -

Fe 3.23 0.87 3.00 1.74 2.66 1.22 2.08 1.67 1.17 0.22 0.02 0.77 0.33 0.80 0.95

DBT 1.04 0.40 2.43 1.42 0.41 0.43 0.70 0.32 0.49 0.18 0.08 0.44 0.40 0.14 0.09

Phe 17.69 6.94 27.15 18.66 12.65 6.27 15.69 7.98 7.77 1.82 0.24 7.03 5.21 2.08 2.80

An 3.10 2.54 16.69 14.27 3.20 3.23 4.26 7.37 7.68 1.52 2.33 3.03 4.36 0.77 1.64

Fluo 47.59 42.82 77.74 81.61 46.95 39.28 48.98 40.21 43.03 17.63 20.92 30.16 39.24 13.85 14.77

Pyr 42.32 41.38 109.27 109.31 43.67 37.91 43.00 37.45 47.43 18.59 22.24 28.30 38.34 6.76 8.12

BaA 8.77 6.61 26.25 24.74 16.09 11.31 13.30 11.83 13.38 4.72 5.44 8.80 12.58 2.69 3.44

Chrys+Triph 23.02 21.47 75.83 75.66 30.70 26.59 28.65 25.38 24.97 11.17 13.94 21.23 27.12 8.21 9.27

BNT 2.46 2.16 10.54 9.20 3.48 2.65 3.57 2.83 3.10 1.34 1.41 2.83 3.42 0.64 0.67

B(b,j,k)F 37.98 55.07 116.05 145.16 72.81 86.43 90.67 93.09 90.22 37.19 46.73 66.20 93.67 12.19 21.27

BeP 17.58 19.95 46.77 56.03 24.78 27.95 28.59 28.93 27.82 12.97 15.50 21.60 29.50 5.23 7.26

BaP 4.73 4.69 8.74 9.64 8.18 8.20 12.21 10.71 12.41 3.12 4.04 7.20 8.24 1.07 1.69

Per 6.36 4.58 8.88 8.00 10.32 8.06 7.96 7.93 10.41 1.82 3.15 3.99 6.04 1.54 2.32

IP 4.57 5.48 10.87 18.53 8.37 11.02 18.18 17.69 12.82 4.99 4.95 11.46 13.67 0.76 2.70

BP 5.05 5.23 13.07 19.81 7.16 9.36 15.51 13.92 10.45 5.56 5.02 11.18 12.52 1.00 2.58

D(ah,ac)A 1.17 1.38 2.73 4.77 2.26 2.73 4.08 4.47 3.74 0.89 1.06 2.53 3.29 0.25 0.41

∑ PAH 228.70 222.19 557.95 604.80 295.53 284.24 340.76 313.31 318.53 123.82 147.14 227.55 298.82 58.18 80.10

Not reported values (-) are below quantification limits


343


Oysters Condition Index

Oytsers tissues (g wet weight)

Control Arcachon

harbor eyrac Ile aux oiseaux Arguin

D T D T D D T T D D T T D T

n° T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2

1 13.1 18.0 12.2 8.6 6 7.4 7.1 11.4 13.2 8.5 16.1 11.3 14.8 13

2 14.1 14.6 12.9 10.1 8.5 11 6.9 12.7 13 10.3 13.1 13.8 10.4 14.1

3 9.8 10.5 13.2 10.2 6.3 13.7 10.6 11.3 12.2 8.8 11.7 15.1 13.5 14.9

4 12.4 14.2 9 7.5 5.7 9.8 8.4 15.3 11.8 9.3 8.7 13.9 13.6 12.3

5 15.1 13.2 8.7 9.1 6.9 6.3 7.4 14.1 12.4 12.5 10.4 12.6 10 11.4

6 11.7 9.9 14.8 13.2 7.4 10.1 11.6 10.5 9.5 11.3 8.5 13.8 16.1 15.2

7 10.5 10.1 14 11.9 7.7 8.1 12.2 7.3 9.3 7.2 6.8 16.2 11.6 12.6

8 19.7 14.8 10.9 11.7 5.7 9.4 9.4 14.5 11.4 6.1 12.3 14.9 24.2 8.7

9 9.2 12.5 10.1 9.9 6.8 10.1 11.2 13.3 9.2 14.4 - 9.9 6.6 17.1

10 8.5 13.9 7.8 9.2 6.8 14.7 13.8 11.1 9.2 9.4 - 10.7 12.2 9.8

Average (n = 10) 12.4 13.2 11.4 10.1 6.8 10.1 9.9 12.2 11.1 9.8 11.0 13.2 13.3 12.9

Total weight (g wet weight)

Control Arcachon



n° T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2

1 90.9 83.9 98.5 83.8 68.5 89.4 88.3 131.7 88.9 84.7 112.7 132 82.7 92.1

2 100.1 76.8 109.1 81.5 86.1 96.3 72 120.8 95.9 81 98 114.8 77.9 83.6

3 69.2 65.8 93.5 87.2 89.1 103.9 104.4 101.1 91.2 91.2 101.8 125.6 91.3 93.7

4 76.5 79.3 91.8 83.7 70.7 102.4 93.7 137.4 74.5 80.5 88.7 134.7 99.5 98.6

5 81.5 69.0 80.4 82.7 70.8 82.9 76.3 145.7 97.3 112.8 84.6 144.2 78.7 89.4

6 69.6 72.8 99.2 89.5 84.5 123.8 112.7 108.5 74.1 96.8 92.6 146.9 105.5 96.9

7 76.8 66.4 87.2 123.3 89 86.9 89.1 66.6 80.7 76.7 77.1 144.1 87.2 110

8 107.1 85.8 97.6 112 76 81.7 94.1 126.6 95.6 96.8 91.9 137.8 120.6 88

9 62.0 65.9 81.3 102 72.7 104.7 100.8 121.1 83.4 107 - 113.2 68.4 104.4

10 66.1 78.9 75.1 101.8 71.6 140.7 94.8 113.6 72.9 77.6 - 119.8 69.2 80.9

Average (n = 10) 80.0 74.5 91.4 94.8 77.9 101.3 92.6 117.3 85.5 90.5 74.7 131.3 88.1 93.8


344

Total weight/shell weight

Control Arcachon



n° T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2 T1 T2

1 1.42 1.60 1.45 1.52 1.39 1.36 1.38 1.66 1.41 1.29 1.42 1.43 1.47 1.44

2 1.45 1.45 1.43 1.51 1.46 1.34 1.49 1.39 1.46 1.36 1.49 1.51 1.28 1.47

3 1.48 1.46 1.43 1.49 1.51 1.55 1.39 1.41 1.55 1.37 1.49 1.49 1.28 1.43

4 1.54 1.51 1.37 1.43 1.47 1.42 1.36 1.49 1.47 1.44 1.41 1.43 1.37 1.30

5 1.43 1.51 1.46 1.49 1.44 1.37 1.46 1.49 1.40 1.42 1.44 1.32 1.35 1.34

6 1.50 1.43 1.42 1.55 1.48 1.35 1.37 1.46 1.19 1.45 1.27 1.41 1.47 1.44

7 1.40 1.44 1.43 1.43 1.48 1.35 1.39 1.68 1.39 1.46 1.36 1.42 1.31 1.32

8 1.48 1.53 1.42 1.35 1.42 1.48 1.37 1.42 1.42 1.38 1.41 1.50 1.49 1.37

9 1.53 1.54 1.44 1.44 1.50 1.48 1.44 1.46 1.42 1.54 - 1.41 1.36 1.39

10 1.44 1.72 1.41 1.37 1.43 1.53 1.43 1.40 1.28 1.39 - 1.36 1.41 1.32

Average (n = 10) 1.47 1.52 1.43 1.46 1.46 1.42 1.41 1.49 1.40 1.41 1.41 1.43 1.38 1.38

D: Diploid oysters; T: Triploid oysters

T0: 01-Jul 2010; T1: 04-Aug 2010; T2: 20-Sep 2010


345


Cette publication décrit une approche multi-compartiments pour la caractérisation des

HAP dans le bassin d’Arcachon durant l’été 2010, avec un « focus » sur l’utilisation des

échantillonneurs passifs pour la détermination de ces contaminants dans la phase dissoute.

Cette publication s’intéresse également à l’évaluation de la capacité biomimétique des

échantillonneurs passifs. Pour ce, des membranes semi-perméables (SPMD) et des gommes

de silicone ont été déployées simultanément à des huîtres diploïdes et triploïdes au niveau de

quatre sites : le « port d’arcachon », « Eyrac », « Ile aux oiseaux » et « Arguin ».

L’échantillonnage passif a été accompagné de prélèvements d’eau ponctuels pour valider

l’approche.

Les résultats obtenus montrent une homogénéité des concentrations en HAP totaux

dans la phase dissoute, qui varient entre 4 et 7 ng.L-1

, avec une contamination accidentelle le

premier Juillet au « port d’Arcachon », où les teneurs en HAP atteignent 66 ng.L-1

.

L’application des SPMD et des gommes de silicone permet de détecter des traces de HAP de

masses moléculaires élevées dans la phase dissoute qui ne sont pas détectables par

l’échantillonnage ponctuel. De plus, les échantillonneurs passifs permettent d’accéder à des

concentrations moyennées des contaminants dans l’eau, qui se sont avérées similaires aux

concentrations obtenues avec les échantillons d’eau ponctuels analysés par microextraction

sur phase solide (SPME), concordant avec la faible variabilité des concentrations en HAP

dans la phase dissoute du bassin d’Arcachon. Cependant, les concentrations estimées par les

échantillonneurs passifs sont inférieures à celles mesurées par SPME en mode d’étalonnage

interne pour la majorité des composés, confirmant la capacité des SPMD et des gommes de

silicone à échantillonner uniquement la fraction « libre » dissoute des contaminants.

Le profil d’accumulation des HAP dans les échantillonneurs passifs est dominé par les

composés de faibles masses moléculaire (> 99 % par échantillonnage ponctuel et > 80 % par

SPMD), alors que celui dans les huîtres est caractérisé par une abondance des composés de

masses moléculaires élevées, les HAP penta et hexa aromatiques constituant 45 % de la

concentration totale en HAP. Ce profil dans les organismes biologiques est similaire à celui

observé dans la phase particulaire, reflétant l’ingestion significative des particules par les

huîtres. Ainsi, l’utilisation des échantillonneurs passifs pour mimer l’exposition des


346

organismes sous-estime les concentrations auxquelles ces derniers sont exposés quand la

phase particulaire constitue une voie non négligeable de leur alimentation.

Un suivi de la contamination en HAP dans le compartiment sédimentaire a

accompagné ceux dans le compartiment dissous, particulaire et biologique dans le but d’avoir

une vision globale de la contamination du milieu, et ce d’autant plus que la re-suspension du

sédiment rend une fraction des HAP biodisponibles. Les résultats montrent une hétérogénéité

des concentrations en HAP dans les sédiments, avec les teneurs les plus élevées au « port

d’Arcachon qui peuvent atteindre 10 839 ng.g-1

, et les teneurs les plus faibles à « Arguin »

(inférieures à 34 ng.g-1

) probablement à cause de la nature sableuse des sédiments de ce site.


347


348

V- Publication n° 5 : Etude de la contamination en HAP dans la phase

dissoute de l’estuaire de la Gironde. Couplage avec une approche

intégrative au cours du temps pour la détermination des

concentrations « libres » dissoutes et moyennées


349

Measuring PAH contamination in the dissolved phase of the Gironde

Estuary. Coupling with a time-integrative approach for the determination

of the free-dissolved and representative PAH levels.

Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Karyn Le Menach, Hélène BUDZINSKI*


Equipe Laboratoire de Physico- et Toxico-Chimie de l’Environnement (LPTC), CNRS, University




Abstract

This study presents a two year seasonal monitoring from the spring 2009 to the

autumn 2010 of PAHs in the dissolved phase of the Gironde estuary. Results showed trace

level PAH concentrations ranging between 8 and 30 ng.L-1

at the four monitored sites: “Port

autonome de Bordeaux” and “Cadaujac” downstream the city of Bordeaux on the Garonne

river, « Libourne » on the Dordogne river and “Pauillac” upstream the city of Bordeaux.

Despite an overall spatial and temporal similarity in PAH levels, a slightly higher

contamination was observed at the site of “Port autonome de Bordeaux” during almost all

campaigns and higher levels of PAHs were observed during the wet seasons. The passive

sampling approach using semipermeable membrane devices (SPMDs) was coupled to spot

sampling measures during the summer 2009 and the spring 2010 campaigns to access time-

weighted average (TWA) PAH concentrations in this macrotidal system where tides, sediment

re-suspension and suspended particulate matter-water exchange processes contribute to


350

continuous fluctuations in water concentrations. In addition, the use of SPMDs allowed the

determination of the free-dissolved PAH concentrations on the opposite of solid phase

microextraction water sample analysis with internal standard quantification that reflected total

PAH concentrations. SPMDs demonstrated their interests and application in field monitoring

but showed limitations in estimating TWA concentrations of low molecular weight

compounds.

Keywords: Gironde estuary, PAH, dissolved phase, passive sampling, SPMDs, SPME.


351

I- Introduction

The Gironde estuary is the largest estuary in France and covers an area of 625 Km2 at

high tide (David et al., 2005). It is fed by two rivers, the Garonne and the Dordogne, which

drain a watershed of 81 000 Km2

(Pasquaud et al., 2008). This macrotidal estuary is 70 Km

long from the mouth near Le Verdon, to Bec d’Ambès where the two rivers meet and is one

of the most turbid in Europe (suspended particulate matter > 500 mg.L-1

) (Sautour et al.,

1995). This estuary experiences natural and anthropogenic disturbances due to channel

dredging, discharges of wastewater treatment plants and boat activities, but its drainage basin

is moderately industrialized in comparison to other French estuaries like those from the

Rhône, the Loire or the Seine (Budzinski et al., 1997). Studies reported pollution of the

Gironde estuary by organic and inorganic contaminants such as heavy metals (Robert et al.,

2004), PCB and PBDE (Tapie et al., 2011) and PAHs (Budzinski et al., 1997).

PAHs are ubiquitous contaminants that may originate from natural sources such as

volcanic eruptions and forest fires, but their main source of introduction in the environment is

related to anthropogenic activities which include incomplete combustion of the organic

matter, such as vehicular emissions (Marr et al., 1999), industrial processes (Kirton et al.,

1990) and domestic heating systems (Oanh et al., 1999). Combustion-derived PAHs enter the

aquatic environment directly by gaseous exchange across the air-water interface, dry

deposition of airborne particulate matter or wet deposition by rainfall and urban runoff

(Dickhut et al., 1995; Dickhut et al., 2000). PAHs from unburned fossil fuels, major

contributors to the contamination of aquatic systems are introduced through street surface

runoffs and accidental oil spills (Countway et al., 2003).

PAH compounds have carcinogenic and/or mutagenic properties (US-EPA, 2002;

IARC, 2004) and they are present at trace levels in the dissolved water phase, thus their

analysis requires sensitive extraction methodologies. Among these methods, solid phase

microextraction (SPME) is gaining an increasingly important role for this purpose. This

technique was developed by Pawliszyn in 1989 (Lord & Pawliszyn, 2000) and allows sample

preconcentration and extraction in a single step. It is automated and can be used in routine

analysis. Many scientists have reported the development and application of SPME to analyze


352

PAHs in water samples (Bianchi et al., 2008; De Perre et al., 2009; Rianawati et al., 2009).

Eventhough it is a very sensitive technique that allows the determination of trace

contaminants at a part per trillion level (Rianawati et al., 2009), results given by SPME

correspond to a spot sample, thus to the contamination level at the time of sampling. But the

monitoring of PAHs in the dissolved phase of a macrotidal estuary is far from being

logistically easy. Estuaries are mixing areas for fresh riverine and coastal ocean water masses,

featuring temporal and spatial gradients of physical and chemical parameters known to affect

organic compounds solubility in water (Whitehouse et al., 1984). Variations in water

concentrations may occur at the same site depending on the tidal cycle (Boehm, 2011), on the

sampling depth in the water column and on many other factors such as the high turbidity, the

remobilization and re-suspension of underlying sediments and the exchange between the

suspended particulate matter and the surrounding water which has been shown to be a

reversible process (Gschwend et al., 1985). To integrate the variability in water

concentrations induced by these factors, the passive sampling approach has been shown to be

the key to access the time-weighted average concentrations of target analytes (Vrana et al.,

2005). Among passive sampling tools, the semi-permeable membrane devices are well

adapted for the sampling of non-ionic truly dissolved contaminants with octanol-water

partition coefficients log Kow ≥ 3 such as PAHs (Huckins et al., 1993).

This study focused on polycyclic aromatic hydrocarbons in the water phase of the

Gironde estuary. It had two main objectives: A) Examining water samples for PAH content,

composition and distribution in order to determine the estuarine water quality regarding to

PAH contamination. B) Applying the passive sampling approach using SPMDs to measure

representative time-integrated water concentrations in parallel to understanding the limitations

of these tools in field monitoring, to improve detection limits and to access “free” dissolved

PAH concentrations which are readily-bioavailable for aquatic organisms.

II- Theoretical section for data processing of SPMD-derived water

concentrations

The principle of contaminant accumulation in passive samplers has been widely

reported (Huckins et al., 2006) and will not be detailed in the present study. However, a short


353

description of the method used to derive water concentrations from the accumulated amount

of contaminants in the SPMDs will be presented.

Figure 1: Accumulation curve in passive sampling devices.

Briefly, uptake of hydrophobic contaminants over time by SPMDs is initially linear, then

becomes curvilinear and finally as equilibrium is approached becomes asymptotic (figure 1).

An empirical uptake model has been described by Huckins et al. (2006) to calculate water

concentrations from the absorbed amounts of contaminants in the SPMDs. This model

describes the overall contaminant uptake into the SPMDs by equation (1)

( ) (Huckins et al., 1993) (1)

Where Cs is the concentration of the contaminant in the SPMD, Cw is the concentration of the

contaminant in water, Ksw is the SPMD-water partition coefficient, t is the exposure time of the passive

sampler and ke is the elimination rate constant of the compound.

Ksw is calculated following

(2)

Where the cte equals -2.61 for PAHs

ke is calculated following

(3)


354

Where Rs is the sampling rate of the analyte defined as the volume of water cleared of analyte per unit

of exposure time by the device (Vrana et al., 2005) and Vs is the sampler volume.

The analyte sampling rate is determined during laboratory calibrations but it cannot be

applied to the field without introducing uncertainties to water concentration estimates since it

varies depending on many factors such as site hydrodynamics, biofouling and temperature

(Booij et al., 1998; Huckins et al., 1999; Huckins et al., 2002 a). For this reason, performance

reference compounds (PRCs) are added to the SPMDs prior to deployment. PRCs are

analytically noninterfering organic compounds with moderate to high Kow’s (Huckins et al.,

2002 a) such as perdeuterated PAHs. Their elimination constants are linked to the

accumulation constants of pollutants in the SPMD assuming that accumulation in the sampler

is governed by isotropic exchange kinetics (Booij et al., 1998). PRCs allow calculating the in-

situ sampling rate of each compound. The main idea is to calculate the in-situ sampling rate

of the PRC and derive analyte’s sampling rate from the one of the PRC. By this means, the

analyte’s sampling rate is corrected for environmental conditions.

Thus the first step consists of calculating the sampling rate of the PRC following equation 4,

which is the same as equation 3 but applied to the PRC:

(4)

Where ke PRC is the PRC release rate, which can be estimated using

(

)

(5)

Where N is the amount of PRC found in the SPMD after exposure and N0 is the initial amount present

in the sampler at t = 0.

The second step consists of calculating the sampling rate of the analyte using the sampling

rate of the PRC following

(6)

Where αanalyte and αPRC are constants related with an empirical relationship to the log Kow via the

formula

(7)


355

Once the parameters of these two steps are calculated, water concentrations can then be

estimated via the amounts of contaminants absorbed by the SPMD using equation 1. This

modelized equation takes into account the curvilinear uptake of contaminants by passive

samplers described in figure 1. It is reduced to equation 8 for kinetic samplers operating in the

linear uptake mode.

(8)

Where Ms is the mass of sorbent.

Equation 8 is considered valid to the time that sampler concentrations reach about half their

equilibrium concentrations, known as half-time “t ½” and defined by Alvarez et al. (2007)

(9)

Equation 1 is reduced to equation 10 for equilibrium passive samplers (Booij et al., 2007)

(10)

And Cs is calculated using

(11)

Where Ns is the amount of the contaminant accumulated in the SPMD.


356

III- Materials and Methods

III-1- Sampling Strategy

Figure 2: Sampling sites in the Gironde estuary.

Sampling was conducted during two years seasonally from the spring 2009 to the

autumn 2010. Four sites were monitored (figure 2): “Port autonome de Bordeaux” further

designated “Bordeaux” and “Cadaujac” downstream the city of Bordeaux on the Garonne

river, « Libourne » on the Dordogne river, and “Pauillac” upstream the city of Bordeaux.

During two campaigns (summer 2009 and spring 2010), a standard size SPMD was deployed

at each site during 3 weeks (25 days for the summer campaign 2009 and 21 days for the

spring campaign 2010). Blank field SPMDs were deployed during the transport, deployment

and retrieval of passive samplers. Water samples were collected at the beginning and at the

end of passive samplers’ deployment using amber 2.5 L glass bottles and filtered through

GF/F (0.7 µm) under vacuum. The important water volume sampled aimed to ensure the

homogeneity of the sampling because only 9 mL of the filtered water sample were required

for analysis. All samples were stored at – 20 °C until analysis.


357

III- 2- Experimental

Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, perylene-d12 and chrysene-

d12 were acquired from MSD isotopes (Molsheim, France). Phenanthrene-d10, anthracene-

d10, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, pyrene d10, benzo(a)pyrene-d12,

benzo(g,h,i)perylene-d12, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10, indeno(1,2,3-

cd)pyrene-d12, benzo(a)anthracene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14 were obtained from

Promochem (Cambridge Isotope Laboratories) (Molsheim, France). All internal and surrogate

standards had purities exceeding 98 %.

Pentane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), methanol (Lichrosolv), cyclohexane (ultra resi-

analyzed J.T.Baker) and dichloromethane (for residue and pesticide analysis, Acros Organic)

were acquired from ICS (Belin-Béliet, France). Acetonitrile, ethylacetate, acetone, isooctane

and 2-propanol were all HPLC gradient grade solvents (Scharlau) and were also acquired

from ICS (Belin-Béliet, France).

Canisters for passive sampler deployment as well as the SPMDs (91,4 cm x 2,5 cm LDPE

tubing containing 1 mL triolein and spiked with performance reference compounds among

which five deuterated PAHs (acenaphtene-d10, fluorene-d10, phenanthrene-d10, chrysene-

d12 and benzo(e)pyrene-d12) were obtained from ExposMeter (Tavelsjo, Sweden), (batch

number ET. 100. 320). Silicone rubber sheets were obtained from Fischer scientific (Illkirch,

France). The SPME fiber (PDMS 100 µm Merlin, Supelco) was purchased from Sigma

Aldrich (Saint Quentin Fallavier, France). The filters GF/F (0.7 µm) (Whatman) were

obtained from VWR (Strasbourg, France). The alumina (150 basic, type T, 0.0063-0.2 mm)

and the silica (silica gel 60, 0.0063-0.2 mm) were obtained from Merck (Strasbourg, France).

III- 3- Extraction protocols

III- 3- a- Water samples

Filtered water samples were extracted by solid phase microextraction (De Perre et al.,

2009 b). A 100 µm SPME fiber with PDMS coating was immersed in the 9 mL sample for 60

min at 40 °C, during which the analytes partitioned between the sample and the fiber. Before

extraction, internal standards in ethanol (20 µL) were added to the water sample (naphtalene-

d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10, phenanthrene-d10, anthracene-d10,


358

dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, chrysene-d12,

benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-

d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(g,h,i) perylene-d12 and

dibenz(a,h)anthracene-d14). After extraction, the SPME fiber was thermodesorbed in the

injection port of a gas chromatograph.

III- 3- b- Semipermeable membrane devices

Prior to extraction, the SPMDs were wiped with tissue papers soaked with water,

acetone and 2-propanol. The extraction of the cleaned SPMDs consisted of dialysis in

cyclohexane (125 mL of cyclohexane per standard SPMD) for 24 hours at ambient

temperature, followed by a second dialysis period of 24 hours (with 125 mL of fresh



fluoranthene-d10, pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12,

benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,

benzo(g,h,i) perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14). The two dialysates were then

combined, reduced to volume of about 5 mL using a rotary evaporator under vaccum

(Heidolph, laborotta 4000, Sigma Aldrich) (Saint Quentin Fallavier, France) with a water bath

temperature of 60 °C and sample rotation speed of 90 rpm, and then down to almost 1 mL

under nitrogen flow. SPMD extracts were then purified using alumina and silica glass micro

columns (L = 10 cm, i.d. 0.5 mm) to eliminate organic macromolecules, sulfur and saturated

hydrocarbons (His et al., 1997). In a first step, the sample was deposited on an alumina micro

column. Compounds were then eluted using 3 x 5 mL DCM under vaccum (< 5 mmHg), the

organic extract was evaporated under nitrogen and the solvent exchanged into isooctane. In a

second step, the sample was deposited on the silica micro column. Saturated hydrocarbons

were eluted with 2 mL of pentane and PAHs were then eluted with 3 x 5 mL of a

pentane/DCM mixture (65:35, v/v) under vaccum (< 5 mmHg). The extract was then

evaporated under nitrogen and transferred to a glass restrictor (100 µL). Surrogate internal

standards (pyrene-d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the sample before

chromatographic analysis.


359

III- 4- Sample analysis

Passive samplers were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass

spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector) (Agilent

Technologies, Waghaeusel, Germany). The injector temperature was maintained at 280 °C. A

sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless mode using Helium as carrier gas

(Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1

constant flow rate. Separation of analytes was achieved using an

HP-5MS UI capillary column ((5 %-phenyl)-methylpolysiloxane phase; 30 m x 0.25 mm i.d.

x 0.25 µm film thickness) (Agilent Technologies, Massy, France). The temperature program

started at 50 °C and was held for 2 min, was then increased at the rate of 10 °C.min-1

to

300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature was set at

300 °C. The mass selective detector was used in the electron impact ionization mode. The

signal was collected using an ionization energy of 70 eV, a source temperature of 300 °C and

a quadrupole temperature of 180 °C. The molecular ions of PAHs were monitored using the

SIM mode with a dwell time of 40 ms (Baumard et al., 1999).



with a temperature-controlled simple magnet mixer tray. The sample was shaken for 3 min at


agitator off time 1 s). Once the extraction completed (section III-3-a), the fiber was

immediately retracted back into the needle and transferred without delay to the GC injector

where it was desorbed for 5 min at 270 °C.

III- 5- Quality control/Quality assurance

SPMD extraction recoveries ranged between 89 and 114 % with a variability below

8 %, and SPME extraction recoveries ranged between 90 and 116 % with a variability below

4 %. For the purpose of analytical quality control, procedural blanks and spiked samples were

run with each batch of samples. Solvent blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME)

were also injected to detect carry over effects.

Internal calibration was used to quantify PAHs in the different matrices; the internal standards

used allowed to estimate PAH losses during the analytical procedure and to correct their


360

recoveries. Injection standards (benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to

determine variations in sample volumes and injections and to calculate internal standards’

recoveries. Field blank SPMDs accompanied the samplers during transport, deployment and

retrieval to account for the contamination of the samplers by airborne chemicals. They were

also used to determine the initial quantity of PRCs in the samplers.

IV- Results

IV- 1- Total concentrations, composition and distribution of PAHs in the

dissolved phase of the Gironde Estuary: spot sampling results

PAHs monitored in this study were naphtalene (N), acenaphtylene (Acty), acenaphtene

(Acte), fluorene (Fe), dibenzothiophene (DBT), phenanthrene (Phe), anthracene (An),

fluoranthene (Fluo), pyrene (Pyr), benz(a)anthracene (BaA), chrysene (Chrys), triphenylene

(Triph), benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (BNT), benzo(b) fluoranthene (BbF),

benzo(k)fluoranthene (BkF), benzo(j)fluoranthene (BjF), benzo(e)pyrene (BeP),

benzo(a)pyrene (BaP), perylene (Per), indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP), benzo(g,h,i) perylene

(BP), dibenz(a,h)anthracene (DahA) and dibenz(a,c)anthracene (DacA).

The total dissolved PAH concentrations expressed as ∑PAHs are in the same order of

magnitude and range between 8 ng.L-1

for the site of “Pauillac” in summer 2009 and 30 ng.L-1

for the site of “Bordeaux” in winter 2010 (figure 3). The variability in water concentrations of

spot samples collected at the beginning and at the end of each passive samplers deployment

does not exceed 30 % at the four monitored sites and during all campaigns, reflecting the

homogeneity in water concentrations. A decrease tendency in the dissolved concentrations is

observed during the dry seasons, especially during the summer 2009 while the highest

concentrations are reported during autumn and winter 2010 (figure 3). The site of “Bordeaux”

exhibits the highest concentrations of PAHs during the majority of the surveys probably due

to its location in a harbor, in an urbanized area and next to sewage discharges. The overall

PAH levels in the monitored area are similar to those found in the Seine estuary (4-36 ng.L-1

)

in 1993 (Fernandez et al., 2009) and in 2004 (16-27 ng.L-1

) (Cailleaud et al., 2009).


361

Figure 3: Spatial and temporal distribution of total PAH levels in the dissolved phase (n = 2

corresponding to spot water samples analyzed at the beginning and at the end of each passive

samplers deployment).

Naphtalene, phenanthrene, fluoranthene and pyrene are predominant in water samples

with naphtalene (min = 1.56 ng.L-1

, max = 8.45 ng.L-1

, median = 4.18 ng.L-1

) and

phenanthrene (min = 1.84 ng.L-1

, max = 8.02 ng.L-1

, median = 4.06 ng.L-1

) showing the

highest variability between the different sites surveyed and the different sampling campaigns

(figure 4).

Figure 4: PAH profile in the dissolved phase for the six campaigns and the four monitored sites.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

BO

RD

EAU

X

PA

UIL

LAC

CA

DA

UJA

C

LIB

OU

RN

E

BO

RD

EAU

X

PA

UIL

LAC

CA

DA

UJA

C

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RN

E

BO

RD

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C

LIB

OU

RN

E

BO

RD

EAU

X

PA

UIL

LAC

CA

DA

UJA

C

LIB

OU

RN

E

Spring 2009-April/May

Summer 2009-August

Autumn 2009-November/December

Winter 2010-March Spring 2010-June Summer 2010-September

∑ P

AH

s (n

g.L-1

)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Co

nce

ntr

atio

n (

ng.

L-1)

median mean


362

Distribution patterns of PAHs recorded in this study are more or less quite similar

(figure 5). The two and three ring PAHs account for more than 52 % of the total

concentrations observed in the four studied sites independently of the sampling period, for

those are the most soluble compounds. The slight increase of the high molecular weight PAHs

(5 cycles and above) observed in autumn 2009 over the different sites and winter 2010 at

Bordeaux most probably reflects an increase in pyrolytic PAHs derived from domestic

heating and introduced in the estuarine water through atmospheric depositions, soil washout

and river discharges and contribute to the increase in total PAH concentrations observed

during these wet seasons (figure 3).

Figure 5: Relative distribution profile of PAHs in the dissolved phase (n=2).

A closer look to the hexa aromatic benzo(g,h,i)perylene (figure 6), an automobile

emission tracer (Harrison et al., 1996; Larsen et al., 2003), shows that the site of “Bordeaux”

situated in an urbanized area experiences the highest traffic among the other studied sites

during the majority of the campaigns, mainly during autumn and winter 2010 where

benzo(g,h,i)perylene relative abundances reach their maximum levels probably due to wet

deposition of atmospheric pyrolytic particles.

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

Spri

ng

20

09

Sum

mer

20

09

Au

tum

n 2

00

9

Win

ter

20

10

Spri

ng

20

10

Sum

mer

20

10

Spri

ng

20

09

Sum

mer

20

09

Au

tum

n 2

00

9

Win

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20

10

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20

10

Sum

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20

10

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20

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20

09

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00

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10

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20

10

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20

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20

09

Sum

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20

09

Au

tum

n 2

00

9

Win

ter

20

10

Spri

ng

20

10

Sum

mer

20

10

Bordeaux Pauillac Cadaujac Libourne

2 rings 3 rings 4 rings 5 rings and above


363

Figure 6: Ratio of benzo(g,h,i)perylene to total PAH level at the monitored sites during the six

campaigns.

Since similar compositions and distributions of PAHs are observed between all studied sites

and during all monitoring surveys (figure 5), similar contamination sources are expected

(Orecchio et al., 2010).

IV- 2- Passive samplers’ interests and limitations for measuring time-

integrative freely dissolved PAHs

IV- 2- a- Accumulation of PAHs in SPMDs

On the opposite of spot water samples where PAH profile is dominated by low

molecular weight compounds, SPMDs show lower accumulated quantities for low molecular

weight compounds probably due to their fugacity (Gourlay-Francé et al., 2008) and higher

accumulations for high molecular weight compounds which have the highest affinity to the

sampler (figure 7). Dominant compounds are phenanthrene, fluoranthene, pyrene and

perylene. The spatial variability of these compounds reaches 76 % and 56 % for fluoranthene

and phenanthrene respectively within the spring campaign 2010, while the highest variability

within the summer campaign 2009 is observed for pyrene (23 %). Perylene shows the highest

temporal variability (min = 61 ng in the spring 2010 campaign, max = 441 ng in the summer

2009 campaign). Naphtalene does not have a notable accumulation in the SPMDs probably

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

Bordeaux (n = 48) Cadaujac (n = 48) Libourne (n = 48) Pauillac (n = 48)

% B

P

median mean


364

due to its high fugacity. Levels of naphtalene in field control SPMDs are higher than

accumulated amounts in exposed samplers in the spring campaign 2010 at all studied sites.

Results for this compound during this campaign are therefore discarded.

Figure 7: PAH accumulation profiles in the SPMDs at the four monitored sites and during both

passive sampling campaigns (n = 8).

IV- 2- b- SPMD derived-water concentrations

Estimated time-weighted average concentrations of PAHs in water are calculated via

the accumulated amounts of these contaminants and the dissipation rates of the PRCs

following equation (1). A key parameter is the selection of the adequate PRC to calculate the

in-situ sampling rates of analytes.

Step1- PRC selection

PRCs remaining after exposure are positively related to the compound hydrophobicity.

Acenaphtene-d10 and fluorene-d10 are only just detectable with < 2 % of starting

concentrations (figure 8), thus they are for no help for in-situ quantification of PAH sampling

rates especially due to quantification problems (close to instrumental uncertainty and

precision limits). Because the analytical uncertainty on the PRC quantification would affect

the values of the elimination constants, it is not preferable to chose benzo(e)pyrene-d12 as a

PRC since this compound is still present in the samplers on average at 80 % of its initial

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

qu

anti

ty in

sam

ple

r (n

g)

Summer 2009

Spring 2010


365

concentrations after exposure (due to its important hydrophobicity and low fugacity) (Huckins

et al., 2006). Phenanthrene-d10 and chrysene-d12 have different dissipation rates between

both campaigns, probably due to changes in environmental conditions (hydrodynamics,

biofouling, temperature…) which influences are less pronounced on other PRCs that dissipate

almost totally or very little. Environmental conditions affect similarly the four sites surveyed

since no significant differences in PRCs’ dissipation within the same campaign are noted.

During the summer campaign 2009, phenanthrene-d10 is just detected at < 1.6 % of its initial

concentration (RSD = 7 % between the four sites) while the retention of chrysene-d12 ranges

between 32 and 44 % (RSD = 12 % between the four sites). In the spring campaign 2010,

phenanthrene-d10 is detected on average at 10 % of its starting concentration (RSD = 30 %

between the four sites), while chrysene-d12 is highly retained (82 %) (RSD = 5 % between

the four sites). When possible, the PRC selected for deriving water concentrations should

dissipate between 20-80 % to reduce the uncertainty on the elimination constant values

(Huckins et al., 2006). Therefore, chrysene-d12 and phenanthrene-d10 have been chosen as

PRCs to estimate water concentrations in the summer 2009 and the spring 2010 campaigns

respectively.

Figure 8: Retention of PRCs as a function of hydrophobicity in the summer campaign 2009 and the

spring campaign 2010.

Step 2- PRC Exchange rates

The second step in the estimation of water concentrations based on accumulated PAH

quantities in the SPMDs requires the determination of the PRC exchange rate constants from

which their sampling rates are calculated. Exchange rate constants range between 0.033 and

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

3 4 5 6 7

PR

C r

ete

nti

on

(%

)

log Kow

BordeauxSummer 2009

Pauillac Summer2009

CadaujacSummer 2009

LibourneSummer 2009 0

20

40

60

80

100

120

3 4 5 6 7

PR

C r

eten

tio

n (

%)

log Kow

Bordeaux Spring2010

Pauillac Spring2010

Cadaujac Spring2010

Libourne Spring2010


366

0.044 d-1

for chrysene-d12 in the summer campaign 2009 for the different sites, and between

0.100 and 0.130 d-1

for phenanthrene-d10 in the spring campaign (figure 9). For a year-to-

year comparative purpose, the exchange rate of phenanthrene-d10 is plotted beside the

selected PRC (chrysene-d12) in the summer 2009 campaign and chrysene-d12 is plotted

beside the selected PRC (phenanthrene-d10) in the spring campaign 2010. Phe-d10 dissipates

1.5 times on average higher in the spring 2010 campaign (RSD of 12 %) and Chrys-d12

dissipates 4.3 times higher in the same season (RSD of 29 %) illustrating the temporal

heterogeneity in hydrodynamic conditions.

Figure 9: PRC exchange rate constants in the summer campaign 2009 and the spring campaign

2010. * designates the selected PRC on which analytes’ sampling rates are based.

Step 3- Target analytes’ sampling rates and half- times

PRC-derived sampling rates are calculated following equation 6. They range between

8 and 42 L.d-1

in summer 2009 and between 4 and 21 L.d-1

in spring 2010 with little variation

between sites (RSD of 13.5 % and 12.9 % in the summer and spring campaigns respectively).

These high sampling rates demonstrate the strong capacity of pre-concentration of SPMDs

and allow improving the trace level PAH detection limits. Values are comparable with those

obtained by Gourlay in wastewaters (Gourlay-Francé et al., 2008) (table 1).

BDX PAUCAD

LIB

BDX PAUCAD LIB

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

0.16

0.18

Exch

ange

rat

e c

on

stan

t (d

-1)

Summer campaign 2009

Chrys-d12 Phe-d10

**

**

BDX PAU

CADLIB

BDX PAUCAD LIB

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

Exch

ange

rat

e c

on

stan

t (d

-1)

Spring campaign 2010

Phe-d10 chrys d12

* *

**


367

Table 1: PAH sampling rates obtained in this study and their comparison to those in wastewaters

reported in the literature.

Present study (Gourlay-Francé et al., 2008)

Compounds

Summer 2009

(n=4)

Spring 2010

(n=4)

Wastewaters

(n=17)

Chrys-d12 as PRC Phe-d10 as PRC An-d10 as PRC

median min-max median min-max median min-max

Naphtalene 9 8-11 5 4-6 - -

Acenaphtylene 22 19-27 11 10-13 - -

Acenaphtene 26 22-31 13 12-15 - -

Fluorene 23 21-28 12 11-14 22 13-35

Dibenzothiophene 26 23-31 13 12-15 - -

Phenanthrene 29 25-35 15 13-17 23 13-37

Anthracene 29 25-35 15 13-17 23 14-38

Fluoranthene 35 30-42 18 16-21 27 15-43

Pyrene 35 30-42 18 16-21 26 15-43

Benz(a)Anthracene 34 30-42 17 16-20 23 14-38

Chrysene 34 30-42 17 16-20 25 15-41

Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene 35 31-42 18 16-21 - -

Benzo(b,k,j)Fluoranthenes 29 25-35 15 13-17 BbF-24

BkF-21

14-31

12-24

Benzo(e)pyrene 29 25-35 15 13-17 - -

Benzo(a)pyrene 29 25-35 15 13-17 20 11-31

Perylene 29 25-35 15 13-17 - -

Indeno(1,2,3-cd)pyrene 18 16-22 9 8-11 18 10-29

Dibenzo(ah,ac)anthracene 21 19-26 11 10-13 14 8-23

Benzo(g,h,i)perylene 21 19-26 11 10-13 16 9-25

The knowledge of PAH sampling rates is sufficient to estimate water concentrations

based on accumulated contaminants in the SPMDs following equation 1. However, SPMD-

derived water concentrations do not represent time-weighted average concentrations unless

the samplers are still in the linear regime uptake at the end of their exposure. The

determination of the time required for the samplers to reach half of their equilibrium

concentrations (equation 9) is necessary regarding the reliability of SPMDs to infer

integrative concentrations. In the summer campaign 2009, samplers’ exposure period

(t exposure) is beyond t1/2 for naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene, fluorene,

dibenzothiophene, phenanthrene and anthracene which have reached equilibrium in the

passive samplers at all surveyed sites (table 2). In this case, SPMD-derived water

concentrations using equation 1 reflect more final concentrations of SPMDs exposure period

rather than TWA concentrations. Fluoranthene, pyrene, benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene,

benz(a)anthracene and chrysene are in the curvilinear uptake (t1/2 < t exposure < 4.t1/2)

(Huckins et al., 2002 b) and their estimated water concentrations are time-dependant. The

variable accumulation at the final stage of exposure affect in this case the accuracy of TWA


368

concentrations since accumulated PAHs are no longer proportional to the exposure duration.

These observations are in accordance with the chrysene-d12 selected as PRC since all

compounds with log Kow ≤ log Kow of chrysene-d12 are no longer in the linear uptake at the

end of the exposure (Huckins, 2006). Benzo(b,j,k)fluoranthene, benzo(e) pyrene,

benzo(a)pyrene, perylene, indeno(1,2,3-cd)pyrene, dibenz(ah,ac)anthracene and

benzo(g,h,i)perylene are in the linear uptake (t exposure < t1/2) (Gale, 1998) and therfore

TWA concentrations are trustworthy. In the spring campaign 2010, compounds that have

reached equilibrium are limited to naphtalene, acenaphtylene, acenaphtene, fluorene and

dibenzothiophene. Curvilinear uptake occurs with phenanthrene, anthracene, fluoranthene and

pyrene since the samplers deployment period is comprised between t1/2 and 4.t1/2 of these

compounds (Huckins et al., 2002 b). All higher molecular weight PAHs are in the linear

uptake (table 2). The integrative range is wider during the spring campaign 2010, probably

due to lower temperature and hydrodynamics (figure 10) that limit the diffusion of

compounds in the samplers, or to the shorter exposure period of this campaign in comparison

to the one of the summer 2009.

Table 2: PAH half-times obtained in this study in comparison to those obtained in wastewaters

reported in the literature.

Present study (Gourlay-Francé et al.,

2008)

Compounds

Summer 2009

(n=4)

25 days of exposure

Spring 2010

(n=4)

21 days of exposure

Wastewaters

(n=17)

6 days of exposure

median min-max median min-max median min-max

Naphtalene <1 0-1 <1 0-1

Acenaphtylene 2 1-2 3 3-4

Acenaphtene 2 2-2 5 4-5

Fluorene 2 2-3 4 3-4 4.4 2-7.6

Dibenzothiophene 2 2-3 5 4-5

Phenanthrene 3 3-4 6 5-7 5.0 3.1-8.7

Anthracene 3 3-4 6 5-7 5.7 3.5-9.8

Fluoranthene 8 7-9 16 13-17 16 9.7-27

Pyrene 8 7-9 16 13-17 18 11-31

Benz(a)anthracene 14 12-16 37 31-41 42 26-72

Chrysene 19 15-21 37 31-41 28 17-48

Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene 19 15-21 29 24-31

Benzo(b,k,j)fluoranthenes 40 33-46 80 68-87 BbF-35

BkF-59

22-61

37-103

Benzo(e)pyrene 40 33-46 80 68-87

Benzo(a)pyrene 40 33-46 80 68-87 70 44-122

Perylene 40 33-46 80 68-87

Indeno(1,2,3-cd)pyrene 76 63-87 195 164-212 84 52-144

Dibenzo(ah,ac)anthracene 76 63-87 152 128-165 106 66-183

Benzo(g,h,i)perylene 98 81-111 152 128-165 121 75-208


369

To illustrate the uptake regime of compounds in the SPMDs, the ratio of estimated

water concentrations based on the curvilinear model (equation 1) and those based on the

linear regime (equation 8) is represented in function of compounds’ hydrophobicity (figure

10). Ratios of 1 (represented by the solid line in figure 10) correspond to the compounds in

the linear uptake. Higher is the ratio, less time is required to reach equilibrium. The dashed

line in figure 10 corresponds to the threshold ratio value beyond of which the exposure period

of the samplers is higher than compound half-times and the dotted line corresponds to the

threshold ratio value beyond of which compounds have reached equilibrium

(t exposure > 4.t1/2). TWA concentrations derived from the SPMDs are biased for low

hydrophobicity compounds, while the most hydrophobic PAHs having an important affinity

for the sampler are generally in the linear uptake for the three weeks exposure period in

summer 2009 and spring 2010 in the Gironde estuary.

Figure 10: Ratio of the curvilinear model/linear regime for the estimation of PAH water

concentrations in function of compounds' hydrophobicity.

Step 4- SPMD derived water concentrations

Once PRC-derived sampling rates are determined, PAH water concentrations are

calculated using equation 1 which normalizes accumulated quantities in the sampler to the

water volume extracted during the deployment. For example, the high amounts of perylene

observed in the samplers are corrected by the elevated sampling rates of this compound

(min 25 L.d-1

, max 35 L.d-1

, mean 29 L.d-1

, n = 4 in the summer campaign 2009) (figure 11).

In other terms, the average quantity of perylene (357 ng) is accumulated during a 25 days

0.1

1

10

100

3 3.5 4 4.5 5 5.5 6 6.5 7

Rat

io C

urv

ilin

ear

mo

de

l/lin

ear

re

gim

e

log Kow

Spring 2010 Summer 2009 t 1/2 4.t 1/2


370

deployment period in the summer campaign 2009 through the extraction of 725 L of water

(corresponding to the Rs of 29 L.d-1

). Therefore in one liter of water there is only 0.5 ng of

perylene (ratio of 357 ng / 725 L) (figure 11). However, SPMDs are not suited for the

quantification of low molecular weight compounds that have reached equilibrium under the

study conditions (see section IV-2-b), therefore their distribution profile cannot be compared

to those obtained with spot sampling measures.


371

Figure 11: SPMDs' process to derive water concentrations from accumulated PAH quantities using

in-situ sampling rates. Case study: Summer campaign 2009 grouping the four studied sites.

Estimated water concentrations do not include compounds that have reached equilibrium.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

(ng)

Quantity in SPMDs

median mean

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

(L.d

-1)

Chrys-d12 derived sampling rates

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

(ng.

L-1)

Estimated water concentrations


372

When comparing spot sampling measures to estimated water concentrations given by

the SPMDs, values are in the same order of magnitude but with SPMD derived water

concentrations being lower than those obtained by spot samples for almost all compounds

(figure 12). This fact indicates that a part of the dissolved PAHs are not available to SPMDs,

probably because they are associated to the dissolved organic matter in the estuary.

Associated PAHs cannot diffuse through the 10 Å transient cavities of the SPMDs because of

the steric hindrance in the polyethylene membrane (Huckins et al., 1993) thus SPMDs sample

only the freely dissolved PAHs (Gourlay et al., 2005; Tusseau-Vuillemin et al., 2007;

Gourlay-Francé et al., 2008), while SPME with internal standard quantification reflects total

PAH concentrations in the sample (Poerschmann et al., 1997; De Perre, 2009 a). For few

compounds, SPMD-derived water concentrations are higher than those obtained with spot

sampling (perylene in almost all surveys, anthracene at “Pauillac” and “Libourne” in the

summer 2009…) reflecting possible variations or episodic inputs of these contaminants in the

estuary with tidal cycles, urban runoffs and continental inputs, which are integrated by

SPMDs but not detected with the low frequency spot sampling (figure 12).

When quantifying PAHs in the water samples analyzed by SPME with naphthalene-d8

as internal standard, free dissolved PAHs can be quantified but with non negligible variability

(20-30 % overestimation for compounds having MM ≤ 252 g.mol-1

, and can reach 60 % for

indeno(1,2,3-cd) pyrene with a molecular weight of 276 g.mol-1

) (De Perre, 2009 a). Indeed,

this deuterated standard does not bind to dissolved organic matter (DOM) and its interactions

towards the SPME fiber are independent of the quantity of DOM present in the sample

(De Perre, 2009 a). The quantification using naphthalene-d8 for PAHs going from

naphthalene (MM of 128 g.mol-1

) to perylene (MM of 252 g.mol-1

) leads to values that are

either slightly lower or slightly higher than those given by the SPME with specific internal

standard for each compound, probably due to the variability discussed above or to a shift of

DOM-associated PAHs to the free fraction because of the depletion of freely dissolved PAHs

with extraction time (Oomen et al, 2000). In all cases, estimated water concentrations given

by the SPMDs are lower than the SPME-Nd8 values, highlighting the capacity of the passive

samplers to sample the “free” dissolved fraction of PAHs.


373

Figure 12: Comparison between spot and passive sampling using SPMDs.

Values of naphtalene determined by SPMDs are discarded in the spring campaign 2010 for being lower than

those of the field control SPMDs.

*: compounds having reached equilibrium during exposure. Their corresponding concentrations are calculated

using equation 10.

0

1

2

3

4N

Act

yA

cte Fe

Ph

eA

nFl

uo

Pyr

BaA

Ch

rys

B(b

,j,k

)FB

ePB

aP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Bordeaux-Summer 2009

SPMD SPME SPME Nd8*

*** * *

0

1

2

3

4

5

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

oP

yrB

aAC

hry

sB

(b,j

,k)F

Be

PB

aP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Bordeaux-Spring 2010

SPMD SPME SPME Nd8

***

0

1

2

3

4

5

6

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

oP

yrB

aAC

hry

sB

(b,j

,k)F

Be

PB

aP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Cadaujac-Summer 2009

SPMD SPME SPME Nd8

*

** * * *0123456

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

oP

yrB

aAC

hry

sB

(b,j

,k)F

BeP

BaP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Cadaujac-Spring 2010

SPMD SPME SPME Nd8

***

0

1

2

3

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

oP

yrB

aAC

hry

sB

(b,j

,k)F

BeP

BaP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Pauillac-Summer 2009

SPMD SPME SPME Nd8

*

** * * *0

1

2

3

4

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

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aAC

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,k)F

BeP

BaP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Pauillac-Spring 2010

SPMD SPME SPME Nd8

**

*

0

1

2

3

4

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

oP

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aAC

hry

sB

(b,j

,k)F

BeP

BaP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Libourne-Summer 2009

SPMD SPME SPME Nd8

*

** * * *0

1

2

3

4

NA

cty

Act

e FeP

he

An

Flu

oP

yrB

aAC

hry

sB

(b,j

,k)F

Be

PB

aP Pe

r IP BP

D(a

h,a

c)A

ng.

L-1

Libourne-Spring 2010

SPMD SPME SPME Nd8

**

*


374

V- Conclusion

The 2009/2010 seasonal monitoring of the dissolved PAHs in the Gironde estuary

showed levels ranging between 8 and 30 ng.L-1

. The highest concentrations were observed

during the wet seasons, and the site of “Bordeaux” exhibited the highest contamination during

the majority of the field campaigns. The coupling of the passive sampling approach using

SPMDs to spot sampling measures during the summer 2009 and the spring 2010 gave access

to time-weighted average concentrations taking into account the variability induced by tidal

cycles, sediment resuspension and particles-water exchange processes. However, the field

application of SPMDs showed its limitation for low molecular weight compounds, and

therefore their TWA concentrations could not be calculated. Results given by the passive

sampling tools were lower than those given by the spot water samples analyzed by SPME,

illustrating the important fraction of dissolved PAHs bound to the dissolved organic matter in

this estuarine system and emphasizing the advantage of passive samplers to determine the

free-dissolved bioavailable fraction of PAHs in the aquatic systems.

Acknowledgements

The European community (FEDER), Portonovo (project 2009-1/119), Région Aquitaine,

ANR EELSCOPE and ANR EMESTOX (ANR PRECODD 2008) are acknowledged for

financial support.

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378


379


Un suivi saisonnier des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) dans la phase

dissoute de l’estuaire de la Gironde a été effectué durant les années 2009/2010 au niveau de

quatre sites : le « port autonome de Bordeaux » et « Cadaujac » situés sur la Garonne,

« Libourne » situé sur la Dordogne et « Pauillac » situé dans la confluence des deux systèmes.

L’approche a consisté en un couplage de l’échantillonnage ponctuel et de l’échantillonnage

passif, afin de déterminer aussi bien une variabilité potentielle des concentrations dans le

milieu ainsi que d’accéder à des concentrations moyennées représentatives de la

contamination. Les outils d’échantillonnage passif utilisés sont les membranes semi-

perméables (SPMD), dont les capacités et les limites ont aussi été évaluées au cours du suivi

environnemental.

Les teneurs en HAP caractérisant la phase dissoute sont faibles, variant entre 8 et

30 ng.L-1

en moyenne au niveau des quatre sites suivis et durant toutes les campagnes

d’échantillonnage. Elles semblent révéler une légère tendance croissante pendant les saisons

automnales et hivernales, probablement à cause de l’augmentation de l’usage du chauffage

domestique et du trafic automobile, introduisant dans le milieu des HAP pyrolytiques de hauts

poids moléculaires. D’un point de vue spatial, les concentrations les plus élevées sont

rencontrées au « port autonome de Bordeaux », reflétant l’influence urbaine. Les HAP à 2 et 3

cycles aromatiques sont prédominants dans la phase dissoute (> 52 %) avec le naphtalène, le

phénanthrène, le fluoranthène et le pyrène comme composés majoritaires dans les échantillons

ponctuels d’eau.

L’utilisation des échantillonneurs passifs permet d’accéder aux concentrations

moyennées dans le temps des contaminants, qui se sont avérées être du même ordre de

grandeur que les concentrations obtenues par échantillonnage ponctuel. Cette observation

reflète la faible variabilité des teneurs en HAP dans la phase dissoute de ce milieu, qui est

appuyée par la faible variabilité (< 30 %) caractérisant les concentrations des échantillons

ponctuels prélevés au début et à la fin de chaque période d’exposition des SPMD. Cependant

et pour la majorité des composés, les concentrations dérivées des échantillonneurs passifs sont

inférieures à celles de l’échantillonnage ponctuel déterminées par la microextraction en phase

solide en mode d’étalonnage interne, reflétant la capacité des SPMD à échantillonner


380

uniquement la fraction « libre » dissoute des contaminants. Cette propriété est davantage

surlignée par les valeurs plus faibles des concentrations estimées par les échantillonneurs

passifs par rapport à celles mesurées dans les échantillons ponctuels où les contaminants sont

quantifiés par le naphtalène-d8 comme étalon interne. Ces travaux ont permis aussi de

montrer la limite des SPMD pour l’échantillonnage des molécules de faibles masses

moléculaires (MM < 178 g.mol-1

) telles que le naphtalène et le fluorène, qui atteignent

l’équilibre au bout de quelques jours uniquement dans le milieu. Pour ces molécules, les

SPMD sont donc utilisées dans leur régime d’équilibre.


381


382

VI- Publication n° 6 : Application environnementale des versions adaptées

de POCIS développées en laboratoire ou POCIS-« like » pour

l’échantillonnage des HAP dans les systèmes aquatiques. Comparaison avec

les SPMD


383

Environmental application of developed adapted versions of POCIS or

POCIS-« like » for the sampling of PAHs in the aquatic system.

Comparison to the widely used SPMDs

Ninette ABOU MRAD, Angel BELLES, Hélène BUDZINSKI*






Abstract

Laboratory developed POCIS-“like” tools for the sampling of PAHs in the aquatic

systems were exposed during a field monitoring study at Arcachon’s bay to validate

laboratory developments and evaluate the tools’ in-situ performance. Results supported the

capacity of these tools to be used in qualitative and quantitative screening programs for PAHs.

Both POCIS-“like” versions (POCIS with polyethylene membranes and POCIS with nylon 30

µm pore size membranes) were able to detect the presence of all of the studied trace level

PAHs with repeatability between triplicates below 30 %. Estimated water concentrations

based on accumulated quantities in the POCIS-“like” sorbent were only shifted by a constant

factor from those derived from co-deployed PRC containing semi-permeable membrane

devices (SPMDs). This shift was assumed to be due to the differences between the in-situ

sampling rates of the POCIS-“like” and those determined in the laboratory calibration on


384

which the estimation of field contaminant water concentrations were based. When an

exposure adjustment factor derived from the simultaneous deployment of the POCIS-“like”

and the PRC containing SPMDs was applied to the sampling rates of the POCIS-“like” (a

factor of 6 for the POCIS-polyethylene and a factor of 2 for the POCIS-Nylon 30 µm),

estimated water concentrations were then similar to the spot sampling values, demonstrating

the promising capacity of these tools to be used in the quantitative monitoring of PAHs. This

work showed the advantage of the POCIS-“like” over the SPMDs to estimate the water

concentrations of low molecular weight compounds and that the combination of these devices

can cover the integrative sampling of the whole range of the PAHs studied.

Keywords: POCIS-“like, SPMDs, passive sampling, PAHs


385

I- Introduction

Over the last decades, the passive sampling approach has gained an increasingly

important role in the monitoring of freely dissolved water contaminants (Tusseau-Vuillemin

et al., 2007; Gourlay-Francé et al., 2008), and it offers many advantages over both the

biological and the spot sampling techniques. The first is affected by a variable accumulation

in the sentinel organisms depending on their species, feeding, condition factors, life stage and

metabolism (Gilek et al., 1996; Gunther et al., 1999; Huckins et al., 2004), while the second

reflects a snapshot of the contamination only at the time of sampling. Passive sampling is

based on the free flow of analyte molecules from the sampled medium to a receiving phase in

a sampling device, as a result of the difference between the chemical activities of the analyte

in the two media (Vrana et al., 2005). Accumulation in the passive samplers is linear during

the early exposure period, and then becomes curvilinear before reaching an equilibrium state.

Passive samplers allow the determination of time-weighted average concentrations of

contaminants in water which compensates for the variability in water concentrations resulting

from episodic inputs and discontinuous discharges in the aquatic system, and this is only

ensured if the passive sampler remains in the linear accumulation regime during all its

deployment period. A wide range of passive sampling devices selective for different

hydrophobicity classes are available for the sampling of organic contaminants in the water

phase (Vrana et al., 2005) such as SemiPermeable Membrane Devices (SPMDs) (Huckins et

al., 1993), Chemcatchers®

(Vrana et al., 2006), Membrane Enclosed Sorptive Coating

(MESCO) (Vrana et al., 2001), ceramic dosimeters (Bopp et al., 2005) and Polar Organic

Chemical Integrative Samplers (POCIS) (Alvarez, 1999; Togola & Budzinski, 2007).

In our search for a more universal sampler, the POCIS tool specific for compounds

having log Kow ≤ 4 was tested for the sampling of hydrophobic compounds, the Polycyclic

Aromatic Hydrocarbons (PAHs). Literature studies reported no or little accumulation of

PAHs in the POCIS characterized by variability with exposure time (Harman et al., 2008;

Harman et al., 2009). An internal laboratory calibration was held to understand the limitations

of the POCIS in their “pharmaceutical” configuration for the sampling of PAHs (Abou Mrad,

2011). In the light of this comprehension, adapted versions of POCIS designated as POCIS-

“like” were developed, and consisted of changing the original POCIS membranes made of

polyethersulfone with 0.1 µm pore size into nylon membranes with 30 µm pore size or non-


386

porous polyethylene membranes without modifying the OASIS-HLB receiving phase. Results

were promising regarding PAH accumulations and accumulation kinetics and were detailed

elsewhere (Abou Mrad, 2011), with a major achievement consisting of linear accumulations

in the POCIS-“like” for PAHs having a molecular weight below or equal to 234 g.mol-1

(2, 3

and 4 ring PAHs). This linearity allows the determination of constant sampling rates used to

estimate water concentrations based on accumulated analyte quantities in the devices. The

present study proposes a field application of the POCIS-“like” developed in the laboratory

and aims to evaluate and support their performance to be used as screening tools but also for

the quantitative measurement of PAHs in the aquatic systems using the laboratory determined

accumulation kinetic constants. The approach consisted of deploying simultaneously to the

POCIS-“like” in the field study the widely used SPMDs. Beside comparing PAH

accumulation into the POCIS-“like” to their accumulation in the currently best described tool

for measuring hydrophobic organic chemicals, the main advantage of using the SPMDs is that

the accuracy of estimated water concentrations derived from accumulated amounts of

contaminants in these samplers is somewhat certain because of the use of the PRC approach.

Using the amounts of contaminants accumulated in the POCIS-“like” and SPMD-derived

water concentrations allowed calibrating in-situ the newly developed tools during field

monitoring. This study proposes an alternative method for the determination of PAH water

concentrations covering a large range of hydrophobicity (3 ≤ log Kow ≤ 7) using both the

developed POCIS-“like” and the SPMDs.


II- 1- Experimental site and sampling strategy

The field testing of the adapted versions of POCIS was held during the summer 2010

at Arcachon’s bay on the southwest seashore of France, in parallel to the measuring of PAH

contamination in the different compartments of this system reported elsewhere (Abou Mrad,

2011). The POCIS-“like” and the SPMDs were deployed simultaneously from the first of July

2010 to the fourth of August 2010 at four different sites: “Arcachon’s harbor” and “Eyrac”

covering a coastal zone, “Ile aux oiseaux” and “Arguin” covering the intra-basin sector


387

(figure 1). Spot water samples were collected at the beginning and at the end of passive

samplers’ deployment.

Figure 1: Sampling sites.

II- 2- Sample collection and handling

Passive sampling devices were deployed at each site in protective canisters: duplicate

standard SPMDs (91.4 x 2.5 cm LDPE tubing of 70-95 µm wall thickness, containing 1 mL of

triolein and spiked with performance reference compounds (PRCs), triplicate POCIS-PE

(OASIS-HLB sorbent with polyethylene membranes) and triplicate POCIS-Nylon 30 µm

(OASIS-HLB sorbent with nylon membranes). After exposure, biofouling was removed from

the passive sampling devices by wiping with a paper tissue imbibed with distilled water.

Samplers were then stored at – 20 °C until analysis. The POCIS-PE at the site of “Arguin”

were pierced due to a deployment problem. Water was sampled at each site using amber glass

bottles, transported to the laboratory where it was filtered under GF/F (0.7 µm). 9 mL aliquots

of the filtered water were put into 10 mL solid-phase microextraction vials and kept frozen at

– 20 °C until analysis.


388

II- 3- Sample extraction and analysis

II- 3- a- Materials

Naphtalene-d8, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, chrysene-d12, phenanthrene-

d10, anthracene-d10, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12,

benzo(g,h,i)perylene-d12, pyrene d10, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10,

indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, perylene-d12, benz(a)anthracene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12

and dibenz(a,h)anthracene-d14 were obtained from Promochem (Cambridge Isotope

Laboratories) (Molsheim, France). All internal and surrogate standards had purities exceeding

98 %.

Pentane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), cyclohexane (ultra resi-analyzed J.T.Baker), acetone

(HPLC gradient grade, Scharlau), isooctane (HPLC gradient grade, Scharlau) and

dichloromethane (DCM) (for residue and pesticide analysis, Acros Organic) were acquired

from ICS (Belin-Béliet, France).

Canisters for passive sampler deployment as well as the SPMDs were obtained from

ExposMeter (Tavelsjo, Sweden). Nylon membranes (30 µm, 90 mm membrane diameter)

were purchased from Fisher Scientific (Illkirch, France). Polyethylene roll (non porous but

with 10 Å as cavity diameter, 100 µm thickness, cut into circles of 90 mm diameter) was

purchased from Manutan (Gonasse, France). OASIS HLB bulk sorbent (60 µm) was

purchased from Waters (Guyancourt, France). POCIS metal rings were “homemade”. Empty

glass SPE tubes and teflon frits (SUPELCO) were provided by Sigma Aldrich (Saint Quentin

Fallavier, France). The alumina (150 basic, type T, 0.0063-0.2 mm) and the silica (silica gel

60, 0.0063-0.2 mm) were obtained from Merck (Strasbourg, France). Filters GF/F (0.7 µm)

(Whatman) were obtained from VWR (Strasbourg, France).

II- 3- b- POCIS-“like” extraction

The POCIS-“like” were disassembled and the sorbent was transferred into a glass 6

mL SPE cartridge using 4 mL of Vittel water and placed between two teflon frits. The sorbent

was left to dry under vacuum (5 mmHg). PAH residues were then recovered from the sorbent

using 4 x 5 mL of DCM under vaccum (< 3 mmHg). The vial receiving the eluate already

contained the internal standards (phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8,


389

fluoranthene-d10, chrysene-d12, naphtalene-d8, benzo(k)fluoranthene-d12, benzo(e)pyrene-

d12, benzo(a)pyrene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, and benzo(g,h,i)perylene-d12). The

extracts were reduced in volume under a gentle nitrogen stream and finally solvent exchanged

to isooctane. Glass cartridges were weighed empty (with the two teflon frits) and after the

elution of the POCIS-“like” sorbent in order to determine the exact mass of the sorbent

recovered from the device thus concentrations of target analytes in the POCIS-“like” per gram

of sorbent. Surrogate internal standards (pyrene-d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were

added to the sample before chromatographic analysis.

II- 3- c- SPMDs

Prior to extraction, the SPMDs were wiped with tissue papers containing water,

acetone and 2-propanol. The extraction of the cleaned SPMDs consisted of dialysis in

cyclohexane (125 mL of cyclohexane per standard SPMD) for 24 hours at ambient

temperature, followed by a second dialysis period of 24 hours (with 125 mL of fresh



fluoranthene-d10, pyrene-d10, benz(a)anthracene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12,

benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12, benzo(g,h,i)perylene-d12

and dibenz(a,h)anthracene-d14). The two dialysates were then combined, reduced in volume

to about 5 mL using a rotary evaporator under vaccum (water bath temperature: 60 °C,

rotation speed 90 rpm) and then down to almost 1 mL under nitrogen flow. Purification of

SPMD extracts was conducted on alumina and silica micro-columns (L = 10 cm, i.d. 0.5 mm).

In a first step, the sample was deposited on an alumina micro-column. The alumina phase was

pre-cleaned with DCM and conditioned with 5 mL of DCM prior to sample deposition.

Compounds were then eluted using 3 x 5 mL DCM under vaccum (< 5 mmHg), the organic

extract was evaporated under nitrogen and the solvent exchanged into isooctane. In a second

step, the sample was deposited on a silica micro-column. The silica was pre-cleaned with

DCM and conditioned with pentane prior to sample deposition. Saturated hydrocarbons were

eluted with 2 mL of pentane and PAHs were then eluted with 3 x 5 mL of a pentane/DCM

mixture (65:35, v/v) under vaccum (< 5 mmHg). The extract was then evaporated under

nitrogen and transferred to a glass restrictor (100 µL). Surrogate internal standards (pyrene-


390

d10 and benzo(b)fluoranthene-d12) were added to the sample before chromatographic

analysis.

II- 3- d- Spot water samples

Filtered water samples were extracted by Solid Phase Microextraction (SPME)


in the 9 mL sample for 60 min at 40 °C, during which the analytes partitioned between the

sample and the fiber. Before extraction, internal standards in ethanol were added to the water

sample (20 µL), (naphtalene-d8, acenaphtylene-d8, acenaphtene-d10, fluorene-d10,

phenanthrene-d10, anthracene-d10, dibenzothiophene-d8, fluoranthene-d10, pyrene-d10,

benz(a)anthracene-d12, chrysene-d12, benzo(b)fluoranthene-d12, benzo(k)fluoranthene-d12,

benzo(e)pyrene-d12, benzo(a)pyrene-d12, perylene-d12, indeno(1,2,3-cd)pyrene-d12,

benzo(g,h,i)perylene-d12 and dibenz(a,h)anthracene-d14).

II- 3- e- Sample Analysis: gas chromatography with mass selective detection (GC/MS)

Passive sampler extracts were analyzed with a gas chromatograph coupled to a mass

spectrometer (model GC 7890 A, MS 5975 C inert XL EI/CI triple axis detector, Agilent

Technologies) (Waghaeusel, Germany). The injector temperature was maintained at 280 °C.

A sample aliquote of 1 µL was injected via pulsed-splitless (25 psi) mode using Helium as

carrier gas (Purity 6.0) at 1.3 mL.min-1

constant flow rate. Separation of analytes was




10 °C.min-1

to 300 °C and kept isothermal for 5 min. The GC-MS transfer line temperature



300 °C and a quadrupole temperature of 180 °C. Molecular ions of the target PAHs were

monitored in the SIM mode, with a dwell of 40 ms.


391

The water samples were shaken for 3 min at 40 °C in the agitator of a CombiPal

autosampler (CTC Gerstel MPS2XL) with a temperature-controlled simple magnet mixer tray

for incubation (250 rpm, agitator on time: 10 s, agitator off time 1 s). The extraction was

carried out according to II-3-d. Once the extraction completed, the fiber was immediately



II- 4- Quality control/quality assurance

Good recoveries of PAHs from the POCIS-“like” sorbent, SPMDs and water samples

were obtained (table 1). For the purpose of analytical quality control, procedural blanks were

run with each batch of samples. Solvent blanks (liquid injections) and fiber blanks (SPME)

were also injected to detect carry over effects. Internal calibration was used to quantify PAHs

in the different matrices; the used internal standards allowed to estimate PAH losses during

the analytical procedure and to correct their recoveries. Injection standards

(benzo(b)fluoranthene-d12 and pyrene-d10) were used to determine variations in sample

volumes and injections and to calculate internal standards recoveries. Field blank SPMDs

accompanied the samplers during transport, deployment and retrieval to account for the

contamination of the samplers by airborne chemicals. They were also used to determine the

initial quantity of PRCs in the samplers. Replicate passive samplers were analyzed, thus

taking into account the variability in sampling and analysis.


392

Table 1: Extraction recoveries of SPMD, POCIS-"like" and water samples (n = 3).

MM (g.mol-1) log Kow

Recovery

SPMD

(%)

Recovery

POCIS

(%)

Recovery

water

(%)

Naphtalene (N) 128.19 3.29 102 ± 5 105 ± 2 100 ± 1

Acenaphtylene (Acty) 154.21 3.93 98 ± 3 86 ± 7 98 ± 2

Acenaphtene (Acte) 152.20 4.02 103 ± 10 86 ± 9 98 ± 3

Fluorene (Fe) 166.20 4.23 82 ± 8 95 ± 4 100 ± 3

Dibenzothiophene (DBT) 184.26 4.57 101 ± 3 - -

Phenanthrene (Phe) 178.23 4.62 102 ± 1 104 ± 2 96 ± 3

Anthracene (An) 178.23 4.64 99 ± 3 104 ± 1 99 ± 3

Fluoranthene (Fluo) 202.26 5.12 99 ± 2 101 ± 2 98 ± 3

Pyrene (Pyr) 202.26 5.22 93 ± 6 99 ± 2 96 ± 2

Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene (BNT) 234.32 5.55 98 ± 3 - 98 ± 4

Benz(a)anthracene (BaA) 228.29 5.62 98 ± 3 108 ± 1 100 ± 2

Chrysene (Chrys) 228.29 5.71 93 ± 5 105 ± 2 99 ± 3

Benzo(b)fluoranthene (BbF) 252.31 6.14 102 ± 1 109 ± 1 103 ± 1

Benzo(k)fluoranthene (BkF) 252.31 6.15 98 ± 1 109 ± 1 92 ± 1

Benzo(e)pyrene (BeP) 252.31 6.25 100 ± 1 107 ± 1 100 ± 4

Benzo(a)pyrene (BaP) 252.31 6.27 99 ± 1 102 ± 1 102 ± 2

Perylene (Per) 252.31 6.28 87 ± 1 107 ± 2 98 ± 4

Indeno(1,2,3-cd)pyrene (IP) 276.33 6.66 95 ± 1 111 ± 1 98 ± 4

Dibenz(ah, ac) anthracene (D(ah,ac)A) 278.35 6.67 100 ± 1 120 ± 2 100 ± 3

Benzo(g,h,i)perylene (BP) 276.35 6.75 94 ± 1 108 ± 1 98 ± 2

III- Results

III- 1- The developed POCIS –“like” as screening tools for PAH sampling

in the dissolved phase

In environmental monitoring programs and for regulatory purposes, the detection of

the presence/absence of contaminants is an important step for rapid screening and evaluating

the overall ecological state of the environment. The POCIS-“like” in both their nylon 30 µm

pore size and low density polyethylene membrane versions demonstrate a significant capacity

for the sampling of PAHs in the whole range of hydrophobicity (figure 2).

PAH distribution profiles in both POCIS-“like” devices are similar, with high

molecular weight compounds (MM ≥ 252 g.mol-1

going from B(b,j,k)F to D(ah,ac)A)

showing lower accumulated quantities in comparison to low molecular weight ones. On the

contrary, the PAH distribution profile in the SPMDs is not characterized by higher

accumulated amounts of the low molecular weight compounds. Interestingly, the relative

accumulation from one compound to another is similar in the three samplers. Indeed, a

decrease in the accumulation from naphtalene to acenaphtene, followed by an increase for

fluorene, a decrease for dibenzothiophene, an increase for phenanthrene and so on are


393

observed, emphasizing that the developed tools respond similarly to external concentrations,

regardless the differences in accumulation capacity and kinetics between them.

Figure 2: PAH concentrations in the POCIS-PE, POCIS-Nylon 30 µm and SPMDs at the four

surveyed sites.

1

10

100

1000

10000

Co

nce

ntr

atio

n in

sam

ple

r (n

g.g-1

)

POCIS-PE

1

10

100

1000

10000

Co

nce

ntr

atio

n in

sam

ple

r (n

g.g-1

)

POCIS-NYLON 30 µm

0.1

1

10

100

1000

Co

nce

ntr

atio

n in

sam

ple

r (n

g.g-1

)

SPMD


394

The repeatability of the developed tools is demonstrated during the field monitoring.

Relative standard deviations range between 1 and 30 % for the majority of compounds in both

POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm (n = 3) (figure 3).

Figure 3: Repeatability of the developed tools for the sampling of PAHs (n = 3).

Another criterion for a passive sampler to be used as a qualitative surveying tool lies

in its sensitivity towards target analytes. Organic contaminants and especially hydrophobic

compounds such as PAHs are present at trace levels in the dissolved phase and their detection

requires sensitive analytical methodologies. Higher are the accumulated quantities in the

OASIS-HLB sorbent, lower are the detection limits of the target analytes. Higher PAH

amounts in the POCIS-PE than in the POCIS-Nylon 30 µm are observed and sampler

concentration ratios (C POCIS-PE/C POCIS-Nylon 30 µm) exceed the value of one (ratios between 1.4

and 7 on average, n = 21 POCIS-“like” at the four sites) (figure 4). Assuming that both

1

10

100

1000

10000

ng.

g-1so

rben

t

POCIS-Nylon 30 µm

Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux Arguin

1

10

100

1000

10000

ng.

g-1so

rben

t

POCIS-PE

Arcachon harbor Eyrac Ile aux oiseaux


395

POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm remain in the linear uptake at the end of the exposure for

compounds having a molecular weight below or equal to 234 g.mol-1

according to the

laboratory calibration results (Abou Mrad, 2011), higher sampling rates for the POCIS-PE can

be deduced. This observation is consistent with the results obtained during the laboratory

calibrations (Abou Mrad, 2011), which validates the performance of these tools in field

studies.

Figure 4: Ratios of POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm average PAH concentrations at the four

monitored sites (n = 21 samplers).

Comparing the developed POCIS tools to the SPMDs, three groups of molecules can

be distinguished (figure 5). The first corresponds to low molecular weight compounds having

reached equilibrium in the SPMDs. Indeed, based on the dissipation of the PRCs from the

SPMDs, phenanthrene-d10 is selected as PRC for estimating water concentrations (Abou

Mrad, 2011) since its dissipation rate ranges between 20 and 80 % (Huckins et al., 2006),

what enlightens that all compounds having a lower or equal hydrophobicity than

phenanthrene-d10 are no longer in the linear uptake at the end of SPMDs’ exposure (Harman

et al., 2009). The fact that low molecular weight compounds have reached equilibrium in the

samplers is a common observation in SPMDs field monitoring (Louch et al., 2003; Gourlay-

Francé et al., 2008; Harman et al., 2009) and reflects the low affinity of these low molecular

weight compounds towards the SPMDs. For these compounds (naphthalene, acenaphtylene,

acenaphtene, fluorene, dibenzothiophene and two compounds on the limit between the linear

and the curvilinear regimes which are phenanthrene and anthracene), accumulated quantities

0 1 2 3 4 5 6 7 8

N

Acty

Acte

Fe

DBT

Phe

An

Fluo

Pyr

BaA

Chrys+Triph

BNT

PAH concentration ratios POCIS-PE/POCIS-Nylon 30 µm


396

in the POCIS-PE are higher than those observed with the SPMDs (the quantity ratio POCIS-

“like”/SPMD exceeds 1) especially for naphthalene and acenaphtylene where the factors

between quantities in the samplers yield 12 and 7 respectively. Concerning the POCIS-Nylon

30 µm, it accumulates higher quantities than SPMDs for naphthalene, acenaphtylene and

fluorene, and slightly lower quantities for the rest of the low molecular weight compounds.

The second group corresponds to compounds being in the integrative uptake for SPMDs

(according to the PRCs dissipation) and both POCIS-“like” versions (according to the results

of the internal calibration (Abou Mrad, 2011). For these compounds (fluoranthene, pyrene,

benz(a)anthrancene, chrysene and benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene), the POCIS-PE

accumulates under the field deployment conditions almost half the quantities than those

accumulated in the SPMDs (PAH quantity ratios of POCIS-PE/SPMD are comprised between

0.4 and 0.6). Concerning the POCIS-Nylon 30 µm, it accumulates 10 times lower these target

compounds than the SPMDs do. The last group includes compounds which are still in the

linear uptake using SPMDs, but based on calibration studies, are no longer in the linear

uptake in both POCIS-“like” versions (benzo(b,j,k)fluoranthene, benzo(e)pyrene,

benzo(a)pyrene, perylene, indeno(1,2,3-cd)pyrene, benzo(g,h,i)perylene and

dibenz(ah,ac)anthracene (Abou Mrad, 2011). The highest accumulation for these compounds

in the POCIS-“like” does not exceed 1/10 times the quantities found in the SPMDs.

Figure 5: Comparison of POCIS-Nylon 30 µm and POCIS-PE average PAH quantities to those of

the SPMDs at the different sites (n = 21 samplers).

0.01 0.10 1.00 10.00 100.00

N

Acty

Acte

Fe

DBT

Phe

An

Fluo

Pyr

BaA

Chrys+Triph

BNT

B(b,j,k)F

BeP

BaP

Per

IP

BP

Quantity POCIS-Nylon 30 µm/Quantity SPMD

Quantity POCIS-PE/Quantity SPMD


397

The POCIS-“like” versions demonstrate their capacity to sample all the studied PAHs.

They both accumulate higher quantities of low molecular weight compounds than the

SPMDs, slightly lower quantities for moderately heavy compounds (POCIS-PE) or lower by a

factor of 2 (POCIS-Nylon 30 µm). Their sensitivity coupled to their repeatability as well as

the consistence of field results with those of laboratory calibrations support their use in

environmental qualitative screening of trace level PAHs in the water phase.

III- 2- The developed POCIS-“like” as quantitative tools for PAH

measuring in the dissolved phase

III- 2- a- POCIS-“like” estimated water concentrations and their correlation with

SPMD-derived ones

This section deals with the evaluation of the quantitative aspect of the POCIS-“like”

during field monitoring, through the estimation of PAH water concentrations based on

accumulated quantities of contaminants in these tools. Only compounds showing an

integrative uptake during laboratory calibrations have been considered (MM ≤ 234 g.mol-1

)

(Abou Mrad, 2011). Results are compared to SPMD-derived water concentrations. These

latter are supposed to give unbiased time-weighted average concentrations because of the

PRC approach, even though inaccuracies have been reported by many studies especially when

SPMDs reach equilibrium (Booij et al., 2003; Louch et al., 2003) or when a peak

contamination occurs during exposure (Gourlay-Francé et al., 2008). Using the kinetic

constants (sampling rates) determined in the laboratory (Abou Mrad, 2011), the POCIS-“like”

derived water concentrations have been determined and plotted against those estimated by the

SPMDs at the four surveyed sites in Arcachon’s bay (figure 6). A good correlation is

observed between the POCIS-PE and the SPMDs (R2 = 0.9293, 0.9535 and 0.9871 at

“Arcachon’s harbor”, “Eyrac” and “Ile aux oiseaux” respectively) and also between the

POCIS-Nylon 30 µm and the SPMDs (R2 = 0.7395, 0.8819, 0.9461 and 0.8378 at

“Arcachon’s harbor”, “Eyrac”, “Ile aux oiseaux” and “Arguin” respectively). These

correlations indicate clearly that both POCIS-“like” versions do not respond randomly to

PAH water concentrations. However, estimated water-concentrations obtained by the POCIS-

like tools are not equivalent to those obtained with the SPMDs; otherwise the slope of the


398

linear equation describing the correlation between the SPMDs and each type of the POCIS-

“like” would have been equal to 1. Instead, the POCIS-“like” derived water concentrations are

shifted by a constant factor from the SPMD-derived ones at each site, this factor being

represented by the slope of the linear equation describing the correlation between the SPMD

and each POCIS-“like” derived water concentrations. This shift indicates that estimating

water concentrations with the POCIS-“like” versions using the sampling rates obtained in the

laboratory gives a value for each PAH which differs only by a constant from the “true” value

estimated by the SPMDs. Most probably, differences in the environmental conditions between

the present field deployment and the calibration study are at the origin of this shift. Indeed,

considering that all these tools have been deployed at the same site and for the same period,

the only factor affecting the accumulated quantities in the samplers is the compound’s

specific sampling rate which is environmental conditions controlled. In this way,

environmental sampling rates differ from determined laboratory ones by a factor of 6 for the

POCIS-PE and of 1.9 for the POCIS-Nylon 30 µm at “Arcachon’s harbor” for example

(figure 6). The overestimation of water concentrations when using the POCIS-“like” in

comparison to the SPMDs (slopes > 1 in figure 6) indicates that laboratory sampling rates

underestimate the in-situ sampling rates. Interestingly, the same shifts between each POCIS-

“like” and SPMD water estimates observed at “Arcachon’s harbor” are obtained at the sites of

“Eyrac” and “Ile aux oiseaux” reflecting similar environmental conditions between these three

sites. However, at the site of “Arguin”, estimated water concentrations obtained with the

POCIS-Nylon 30 µm are almost 6 times higher than those derived from the SPMDs instead of

almost two times like at the other sites, suggesting possible higher turbulences at “Arguin”

that increase significantly in-situ sampling rates. This hypothesis is not unlikely regarding the

location of the site of “Arguin” in the communication pass between the bay and the Atlantic

Ocean.


399

Figure 6: Correlation between the POCIS-like versions and the SPMD derived water concentrations

at the surveyed sites (n = 12 compounds).

III- 2- b- Quantitative approach using the Exposure Adjustment Factor for the POCIS-

“like” versions

As described earlier, a constant shift is observed between the estimated water

concentrations given by the POCIS-“like” and those derived from the SPMDs and is

attributed to a difference between the determined laboratory sampling rates of the POCIS-

“like” used for the calculation of water concentrations and the actual in-situ sampling rates. In

this work, the deployment of the PRC containing SPMDs in conjunction with the POCIS-

“like” is used as an alternative to the determination of the in-situ sampling rates of the

developed POCIS-“like”. This approach is inspired from another study where the coupling of

PRC containing SPMDs with the POCIS has constituted an alternative to the incorporation of

PRCs in the POCIS (Alvarez et al., 2007). Taking advantage that some compounds are

accumulated integratively in both the POCIS-“like” and the SPMDs (anthracene,

fluoranthene, pyrene, benz(a)anthracene, chrysene and benzo(b)naphto(1,2-d)thiophene), their

y = 6,0666x + 0,4161R² = 0,9293

y = 1,8693x + 0,3655R² = 0,7395

0

2

4

6

8

10

12

0 0.5 1 1.5 2PO

CIS

"lik

e" -

der

ived

Cw

(n

g.L-1

)

SPMD-derived Cw (ng.L-1)

Arcachon's harbor

POCIS-PE POCIS-Nylon 30 µm

y = 5,528x + 0,1786R² = 0,9535 y = 1,7624x + 0,1614

R² = 0,8819

0

1

2

3

4

5

6

7

0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2

PO

CIS

"lik

e"

-de

rive

d C

w (

ng.

L-1)


Eyrac


y = 6.3597x - 0.1922R² = 0.9871

y = 1.6633x + 0.0459R² = 0.9461

0

1

2

3

4

5

6

7

0 0.2 0.4 0.6 0.8 1PO

CIS

"lik

e" -

der

ived

Cw

(n

g.L-1

)


Ile aux oiseaux


y = 6.7254x + 0.091R² = 0.8378

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

0 0.1 0.2 0.3 0.4PO

CIS

"lik

e" -

der

ived

Cw

(n

g.L-1

)


Arguin

POCIS-Nylon 30 µm


400

POCIS-“like” sampling rates can be calculated based on SPMD-derived water concentrations


(1)

Where Rs POCIS-“like” field is the field sampling rate of the POCIS-“like”, Ns is the accumulated quantity

of a contaminant in the POCIS-“like” sorbent, Cw SPMD is the SPMD-derived water concentration

based on the PRC dissipation and t is the exposure period of the samplers.

Based on these sampling rates, the Exposure Adjustment Factor (EAF) is calculated as the

ratio between the field sampling rate of the POCIS-“like” and the laboratory determined one


(Booij et al., 2007) (2)

Where Rs POCIS-“like”lab is the laboratory determined sampling rate of the POCIS-“like”.

This EAF will then be used to estimate the POCIS-“like” in-situ sampling rates for all other

compounds in the integrative regime in the POCIS-“like” (naphthalene, acenaphtylene,

acenaphtene, fluorene and phenanthrene). For more accurate results, the average EAF of all

compounds being in the integrative uptake in both the POCIS-“like” and the SPMDs

(EAF average) is calculated and the laboratory sampling rates of all compounds being in the

integrative uptake in the POCIS-“like” are corrected to correspond to in-situ environmental

conditions following equation 3

(3)

Where Rs EAF is the adjusted sampling rate of the POCIS-“like” to the environmental conditions.

These adjusted sampling rates are then used to estimate water concentrations from the

POCIS-“like” (Cw POCIS-“like”) following equation 4

(4)

The quantitative approach of the POCIS-“like” is successfully applied at the four studied

sites, and illustrated herein for the site of “Eyrac" (table 2). EAF average for the POCIS-PE is of

6.5 ± 20 % and the one for the POCIS-Nylon 30 µm is of 2 ± 44 %. As expected, these values


401

correspond to the slopes of the correlations observed between the SPMD-derived water

concentrations and the POCIS-“like” derived water concentrations (figure 6). Following a

validation purpose, both estimated water concentrations derived from the POCIS-“like”

(calculated using adjusted sampling rates for environmental conditions) and SPMD-derived

water concentrations are compared to spot water sample analysis at the site of “Eyrac” chosen

as an example (table 2, figure 7).

Table 2: Quantitative approach using the Exposure Adjustment Factor to calculate the POCIS-

« like » derived water concentrations at the site of Eyrac.

Compounds POCIS-Nylon 30 µm POCIS-PE

Rs POCIS-

“like”lab*

(L.d-1)

C w

SPMD

(ng.L-1)

Rs EAF

(L.d-1)

C w

POCIS-

“like"

(ng.L-1)

C spot

sampling

(ng.L-1)

Rs POCIS-

“like”lab*

(L.d-1)

C w

SPMD

(ng.L-1)

Rs EAF

(L.d-1)

C w

POCIS-

“like"

(ng.L-1)

C spot

sampling

(ng.L-1)

N 2.12 - 4.44 1.44 2.58 1.59 - 10.44 0.92 2.58

Acty 0.88 - 1.84 0.33 0.06 0.84 - 5.52 0.30 0.06

Acte 0.98 - 2.05 0.13 0.17 1.19 - 7.82 0.10 0.17

Fe 1.11 - 2.33 0.25 0.31 1.86 - 12.22 0.20 0.31

DBT 0.82 - 1.72 0.03 0.15 1.60 - 10.51 0.04 0.15

Phe 0.64 - 1.34 0.68 1.17 1.21 - 7.95 0.45 1.17

An 1.06 0.14 2.22 0.06 nd 1.79 0.14 11.76 0.08 ND

Fluo 0.68 1.03 1.42 0.84 0.87 1.10 1.03 7.23 0.94 0.87

Pyr 0.59 1.02 1.24 0.75 0.65 0.96 1.02 6.31 0.85 0.65

BNT 0.31 0.12 0.65 0.20 0.08 0.66 0.12 4.34 0.14 0.08

BaA 0.32 0.22 0.67 0.30 0.26 0.72 0.22 4.73 0.20 0.26

Chrys 0.36 0.03 0.75 0.03 0.12 0.84 0.03 5.52 0.05 0.12

B(b,j,k)F - 0.36 - - nd - 0.36 - - nd

BeP - 0.15 - - nd - 0.15 - - nd

BaP - 0.07 - - nd - 0.07 - - nd

Per - 0.04 - - nd - 0.04 - - nd

IP - 0.08 - - nd - 0.08 - - nd

BP - 0.09 - - nd - 0.09 - - nd

D(ah,ac)A - 0.01 - - nd - 0.01 - - nd

* Values determined during internal laboratory calibrations (Abou Mrad, 2011)

nd: compounds below detection limits

Compounds being in the equilibrium regime with the SPMDs (low molecular weight

compounds) and those being no longer in the integrative uptake with both POCIS-“like”

versions (equilibrium regime for the POCIS-Nylon 30 µm and a lag phase in the accumulation


402

for the POCIS-PE (Abou Mrad, 2011)) are not represented in table 2 and figure 7 since no

accurate water concentrations for these compounds can be estimated.

Figure 7: Comparison between spot sampling and both SPMD and POCIS-« like » derived water

concentrations at the site of Eyrac (n = 2 for SPME; n = 2 for SPMDs; n = 3 for POCIS-PE; n = 3

for POCIS-Nylon 30 µm).

The use of both POCIS-“like” versions gives estimations of PAH water concentrations

very close to spot sampling results when the laboratory sampling rates are adjusted for the

environmental conditions, with the highest differences observed for naphthalene. PAH

concentrations in the bay are characterized by a low variability (they range between

4-13 ng.L-1

during an entire tidal cycle and at different depths in the water column according


403

to Crespo, (2009)), which consolidates the similarity observed between integrative

concentrations and those of spot sampling measures. The POCIS-“like” versions have proved

their efficiency in the sampling of low molecular weight compounds (from naphthalene till

anthracene) where the SPMDs show their limitations. The POCIS-“like” and the SPMDs give

similar results for compounds going from anthracene to benzo(b)naphto(2,1-d)thiophene. For

heavier compounds, SPMDs are the only samplers accumulating linearly, and can even detect

compounds not detected by spot sampling measures. These results show the interests of

coupling the widely used SPMDs to the developed POCIS-“like” for the quantitative

measurement of a wide hydrophobicity range of PAHs in the aquatic system.

IV- Conclusion

The field application of the developed POCIS-“like” was conducted as a validation

step of these tools for the environmental monitoring of PAHs in the water phase. Both

POCIS-PE and POCIS-Nylon 30 µm devices showed a significant sensitivity and good

repeatability for the sampling of the whole range of the studied PAHs. Laboratory-determined

sampling rates cannot be used to estimate water concentrations based on the accumulated

quantity of contaminants in the samplers because of the dependence of the sampling rates on

environmental conditions. The exposure adjustment factor approach was applied to determine

in-situ sampling rates of the POCIS-“like” based on the PRC containing SPMD derived water

concentrations. The simultaneous deployment of the SPMDs and the POCIS-“like” allowed

the estimation of PAH water concentrations on the whole range of hydrophobicity, a property

that each of these samplers alone could not realize since their integrative uptake is limited to

the low and moderately heavy molecular weight compounds for the POCIS-“like”

(MM ≤ 234 g.mol-1

) and to the moderately heavy and heavy compounds for the SPMDs

(MM ≥ 178 g.mol-1

).


404

Acknowledgements

Région Aquitaine, OSQUAR program, ANR RIPOST and ANR EMESTOX are

acknowledged for financial support.

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5200.


406


407


De nouveaux outils d’échantillonnage passifs ont été développés en laboratoire pour

l’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) dans la phase dissoute,

basés sur la configuration « pharmaceutique » d'origine du "Polar Organic Chemical

Integrative Sampler" ou POCIS et désignés sous le terme POCIS-« like ». Ces versions

adaptées du POCIS sont constituées par une phase réceptrice (OASIS-HLB) comprise entre

deux membranes en polyéthylène basse densité non poreuses (cas du POCIS-PE) ou deux

membranes en nylon de 30 µm de diamètre de pores (cas du POCIS-Nylon 30 µm). L’objectif

principal de cette publication est la validation de la performance de ces outils dans le milieu

environnemental, leur comparaison aux SPMD qui sont les outils les plus largement utilisés

pour l’échantillonnage des molécules hydrophobes de log Kow < 3, ainsi que l’évaluation de

leur capacité à estimer les concentrations des contaminants dans l’eau. Pour ce, un

déploiement des outils développés en parallèle aux SPMD a été effectué dans le bassin

d’Arcachon durant l’été 2010, et un échantillonnage ponctuel de la phase dissoute a aussi été

réalisé.

Les POCIS-« like » dans leurs deux versions montrent une accumulation des 20 HAP

étudiés (les 16 HAP classés prioritaires par l’US-EPA y compris), avec des facteurs de

concentration plus importants pour les HAP de faibles poids moléculaires

(MM ≤ 234 g.mol-1

), et une bonne répétabilité (variabilité inférieure à 30 % pour n = 3). En

comparaison avec les SPMD, les POCIS-PE accumulent des quantités plus importantes de

HAP de faibles masses moléculaires allant du naphtalène (MM = 128 g.mol-1

) à l’anthracène

(MM = 178 g.mol-1

), alors que les POCIS-Nylon 30 µm accumulent des quantités supérieures

pour le naphtalène, l’acénaphtylène et le fluorène, ou de moitié plus faibles pour les autres

composés "légers" jusqu’à l’anthracène. Quant aux composés de masses moléculaires élevées

(MM ≥ 252 g.mol-1

), ils sont accumulés 10 fois moins que dans les SPMD. Ainsi, la capacité

des POCIS-« like » à détecter les HAP, leur répétabilité et leur sensibilité vis-à-vis des HAP

de faibles masses moléculaires appuient leur utilisation dans le suivi environnemental pour

détecter la présence/absence de ces composés en particulier, qui sont les plus présents dans la

phase dissoute.


408

L’évaluation de l’aspect quantitatif des POCIS-« like » a été effectuée en comparant

les concentrations dans l’eau estimées à partir des quantités accumulées dans ces outils à

celles dérivées des SPMD et à celles de l’échantillonnage ponctuel. Uniquement les composés

de faibles masses moléculaires ont fait partie de cette comparaison (2, 3, 4 cycles

aromatiques; MM ≤ 234 g.mol-1

correspondant au benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène) puisqu’ils

sont les seuls à avoir montré une accumulation linéaire dans les POCIS-« like » durant les

expérimentations en laboratoire. En effet, la linéarité de l’accumulation des composés dans les

échantillonneurs passifs en fonction du temps est indispensable pour avoir des taux

d’échantillonnage constants des composés et par conséquent pouvoir déterminer des

concentrations moyennées des contaminants dans l’eau. Les résultats montrent des

concentrations estimées à partir des POCIS-« like » décalées d’un facteur constant (6 pour les

POCIS-PE et 2 pour les POCIS-Nylon 30 µm) de celles obtenues à partir des SPMD. La

constance de ce facteur provient de la non-adéquation des taux d’échantillonnage des

molécules utilisés pour estimer les concentrations dans l’eau à partir des POCIS-« like ». En

effet, ces taux d’échantillonnage déterminés au laboratoire dans des conditions spécifiques

dépendent des conditions environnementales (hydrodynamisme, température, biofouling..) et

par conséquent sont différents des taux d’échantillonnage in-situ des composés. En appliquant

un facteur d’ajustement environnemental comme alternative à la détermination des taux

d’échantillonnage in-situ dans les POCIS-« like », approche rendue possible grâce au

déploiement simultané de ces deniers avec des SPMD contenant des composés références de

performance (PRC), les concentrations estimées par les deux versions de POCIS-« like »

concordent avec celles des échantillons ponctuels d’eau mesurées par microextraction sur

phase solide. Ces résultats prouvent le potentiel quantitatif des POCIS-Nylon 30 µm et des

POCIS-PE, à condition que des taux d’échantillonnage adaptés aux conditions

environnementales dans lesquelles ces outils sont déployés soient utilisés dans le calcul des

concentrations dans l’eau. Cet aspect quantitatif des POCIS-« like » appuie leur utilisation

dans le suivi environnemental pour estimer les concentrations moyennées dans le temps des

HAP de faibles masses moléculaires, surtout que ces derniers ne peuvent pas être quantifiés

de façon intégrative par les SPMD qui atteignent l’équilibre très vite pour ces composés dans

le milieu (quelques jours). Ainsi, le déploiement simultané des POCIS-« like » et des SPMD

permet la quantification des HAP dans un domaine d’hydrophobicité large : les POCIS-

« like » pour les composés de faibles masses moléculaires (MM ≤ 234 ng.L-1

, log Kow ≤ 5,5)

avec lesquels les SPMD atteignent leurs limites, les SPMD pour les composés de masses


409

moléculaires élevées (MM ≥ 252 ng.L-1

, log Kow ≥ 6,14) qui ne sont pas accumulés de façon

intégrative dans les POCIS-« like », et un domaine intermédiaire où les POCIS-« like » et les

SPMD sont quantitatifs (4,6 ≤ log Kow ≤ 5,5).

410

411

Conclusion générale

412

Conclusion générale & Perspectives

413


Les objectifs de ces travaux étaient d’une part le développement et l’optimisation des

méthodologies analytiques permettant l’identification et la quantification des hydrocarbures

pétroliers aussi bien dans la phase dissoute que dans la phase sédimentaire, et d’autre part le

développement de nouveaux outils d’échantillonnage passif pour les hydrocarbures

aromatiques polycycliques dans la phase dissoute. Ces méthodologies devaient être

appliquées à l’étude de la présence et du devenir des hydrocarbures dans les systèmes

aquatiques.

Dans une démarche d’évaluation du danger et du risque des substances pétrolières, le

développement méthodologique de la microextraction sur phase solide en mode espace de tête

(HS-SPME) a permis d’analyser les molécules volatiles les plus représentatives en termes

d’abondance et de toxicité des différents blocs des coupes pétrolières essence et kérosène (42

molécules de C6 à C19). La validation de cette technique a montré entre autre sa justesse

(rendements d’extraction compris entre 95 et 105 % pour la majorité des composés dans la

phase dissoute et dans les sédiments humides) ; sa sensibilité (limites de détection inférieures

à 4 ng.L-1

pour les composés aromatiques et entre 4-590 ng.L-1

pour les composés

aliphatiques dans la phase dissoute ; limites de détection inférieures à 6 ng.Kg-1

(poids

humide) pour les composés aromatiques et inférieures à 90 ng.Kg-1

(poids humide) pour les

composés aliphatiques dans les sédiments) ; sa répétabilité (variabilité inférieure à 15 % dans

la phase dissoute et à 23 % dans la phase sédimentaire) ; sa reproductibilité (variabilité

inférieure à 23 % dans la phase dissoute et à 25 % dans la phase sédimentaire) ; et sa

sélectivité pour l’analyse des hydrocarbures pétroliers aromatiques et saturés pour une grande

gamme de concentrations et dans le cas de différentes matrices environnementales : la phase

dissoute, la phase sédimentaire et les « Water Accomodated Fractions ». Ces critères ajoutés à

la rapidité de la procédure développée (80 minutes couvrant l’extraction et l’analyse d’un

échantillon) et au fait que la SPME peut être entièrement automatisée renforcent son

application pour le suivi de routine des effluents industriels pétroliers et pour la détermination

de la présence, du devenir et de la distribution des hydrocarbures pétroliers dans

l’environnement aquatique au cours des programmes de surveillance. Le développement de la

GC-MS-MS pour la fraction C6-C10 des composés volatils étend l’application de la


414

méthodologie à l’analyse des matrices pétrolières très complexes pouvant interférer sur la

détection et la quantification des composés d’intérêt. La HS-SPME-GC-MS et la HS-SPME-

GC-MS-MS ont servi pour la caractérisation de la distribution des hydrocarbures pétroliers

provenant des effluents industriels dans des expérimentations en conditions semi-contrôlées

aux « Rivières Pilotes » (site expérimental du groupe TOTAL « petrochemicals », Mont-

Lacq, France), et ont montré leur fiabilité dans l’étude qualitative et quantitative des

molécules d’intérêt dans toutes les matrices ciblées.

Les efforts menés pour développer et optimiser un nouvel échantillonneur passif pour

l’échantillonnage des HAP dans la phase dissoute ont abouti à des résultats très intéressants

au niveau qualitatif et surtout au niveau quantitatif. A l’opposé de la configuration

« pharmaceutique » du POCIS qui montre de très faibles quantités de HAP accumulés et des

vitesses d’accumulation variables, les outils développés par la modification du POCIS ou

« POCIS-« like » témoignent d’une capacité de pré-concentration importante pour les 20 HAP

étudiés reflétant leur utilité dans le screening qualitatif, et d’une accumulation linéaire aussi

bien avec les POCIS-PE que les POCIS-Nylon 30 µm pour les HAP ayant une masse

moléculaire < 252 g.mol-1

(allant du naphtalène au benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène), reflétant

leur potentiel quantitatif. Pour ces composés, les taux d’échantillonnage Rs ont varié entre

0,31 L.j-1

et 2,12 L.j-1

pour le POCIS-Nylon 30 µm et entre 0,66 L.j-1

et 1,86 L.j-1

pour le

POCIS-PE dans les conditions de calibration en laboratoire. Les molécules ayant une masse

moléculaire > 252 g.mol-1

(du benzo(b)fluoranthène au dibenz(a,h)anthracène) atteignent

l’équilibre dans l’outil (cas du POCIS-Nylon 30 µm) ou montrent une phase de latence vis-à-

vis de l’accumulation dans les échantillonneurs au début de l’exposition (cas du POCIS-PE).

Dans les deux cas, la non-linéarité de l’accumulation ne permet pas d’utiliser les outils dans

un but quantitatif pour ces composés. Une tentative de réduire le temps de latence en ajoutant

de l’eau distillée dans l’espace interstitiel entre les membranes en polyéthylène et la phase

réceptrice du POCIS-PE a été conduite. Les résultats montrent une amélioration de la

diffusion de certains composés de l’eau vers la phase réceptrice tels que le benzo(e)pyrène, le

benzo(a)pyrène et le pérylène qui se traduit par l’obtention d’une accumulation linéaire. Ce

phénomène n’est pas observé pour les molécules de masse moléculaire plus importante telles

que l’indéno(1,2,3-cd)pyrène, néanmoins cela conduit à un temps de latence réduit en

comparaison avec la version POCIS-PE sans eau. En bilan, les POCIS-« like » montrent un

pouvoir intégratif pour les HAP de faibles masses moléculaires ce que les SPMD ne


415

possèdent pas, leur extraction ne requiert pas de purification, nécessite au moins 10 fois moins

de solvant que celle des SPMD et se fait en 2-3 h (une série de 12 échantillons) au lieu des

48 h indispensables pour la dialyse des SPMD sans compter le temps requis pour la

purification de ces dernières.

L’application environnementale dans le bassin d’Arcachon des outils développés a

permis la validation de leur performance in-situ. Les POCIS-PE présentent des facteurs de

pré-concentration plus importants que ceux des POCIS-Nylon 30 µm pour la majorité des

composés concordant avec les résultats obtenus en laboratoire. En comparaison avec les

SPMD déployées simultanément, ces outils montrent des quantités accumulées plus

importantes pour les composés de faibles masses moléculaires tels que le naphtalène,

l’acénaphtylène et le fluorène ce qui renforce leur utilité dans les programmes de

« screening » environnemental. Les concentrations des contaminants dans l’eau dérivées de

chaque type de POCIS-« like » par l’application des taux d’échantillonnage déterminés en

laboratoire diffèrent de celles dérivées des SPMD d’un facteur constant. Les taux

d’échantillonnage de ces dernières étant corrigés pour les conditions environnementales grâce

à la dissipation des composés références de performance qu’elles contiennent, la différence

entre les concentrations estimées par les outils développés et les SPMD est alors attribuée à la

non adéquation des taux d’échantillonnage des POCIS-« like » déterminés en laboratoire avec

ceux régissant réellement les phénomènes de piégeage dans le milieu, ce qui est totalement

logique vu la dépendance des Rs par rapport conditions environnementales. Le déploiement

simultané des outils développés avec celui des SPMD permet la détermination d’un facteur

d’ajustement d’exposition, qui appliqué aux POCIS-« like » conduit à des concentrations des

contaminants estimées dans l’eau très proches de celles obtenues par échantillonnage

ponctuel, montrant que les outils développés sont à même d’estimer des concentrations dans

l’eau de façon fiable si des taux d’échantillonnage correspondant aux conditions in-situ sont

appliqués dans les calculs. Le déploiement des POCIS-« like » en parallèle avec celui des

SPMD s’avère très pertinent pour l’échantillonnage d’une grande gamme de HAP : les

POCIS-« like » pour l’échantillonnage des HAP de faibles masses moléculaires

(MM < 178 g.mol-1

) qui ne sont pas intégrativement échantillonnés par les SPMD dans la

majorité des cas, les SPMD pour l’échantillonnage des HAP de masses moléculaires élevées

(MM ≥ 252 g.mol-1

) avec lesquels les POCIS-« like » trouvent leurs limites, et un domaine de


416

masses moléculaires intermédiaires (178 g.mol-1

≤ MM ≤ 234 g.mol-1

) où les deux outils sont

intégratifs.

Les POCIS-« like » ont été exposés à des contaminations continue, discontinue et

accidentelle en conditions semi-contrôlées dans le cadre du projet EMESTOX afin d’évaluer

leur robustesse et leur aspect quantitatif. Les molécules sélectionnées dans ces études sont

présentes dans les effluents industriels pétroliers, trois parmi elles sont classées comme

substances dangereuses par la Directive Cadre Eau (Communautés Européennes, 2000) (le

naphtalène, l’anthracène et le benzo(a)pyrène), et une est considérée comme potentiel

« traceur » de contamination pétrolière (le chrysène). Vu l’équilibre atteint avec le POCIS-

Nylon 30 µm pour les composés de masses moléculaires élevées dans les développements en

laboratoire, un nouvel POCIS-« like » a été introduit au cours de ces expérimentations dans le

but de ralentir l’atteinte de l’équilibre: le POCIS-Nylon 0,1 µm. En conditions d’exposition

continue, les POCIS-PE, POCIS-Nylon 30 µm et POCIS-Nylon 0.1 µm montrent des

accumulations linéaires pour l’anthracène et le chrysène et un équilibre pour le naphtalène. Le

benzo(a)pyrène révèle une accumulation linéaire dans le POCIS-Nylon 0,1 µm et un équilibre

dans le POCIS-Nylon 30 µm. Les POCIS-« like » ayant démontré une accumulation linéaire

dans l’expérimentation continue permettent d’estimer les concentrations en contaminants dans

les expérimentations discontinue et accidentelle. Ces valeurs se sont avérées très proches de

celles mesurées par échantillonnage ponctuel, validant ainsi la capacité des POCIS-« like » à

intégrer la variabilité des concentrations dans la phase dissoute. Cependant, l’arrêt de la

contamination conduit à une désorption d’une fraction des contaminants de ces outils,

attribuée aux cinétiques d’échange rapides dans les conditions de l’expérimentation

(hydrodynamisme, température, biofouling…).

Quant à l’étude de la présence et du devenir des HAP dans l’environnement,

l’approche multi-compartiments pour la caractérisation des HAP dans le bassin d’Arcachon

pendant la période estivale 2010 montre des concentrations en HAP à l’état de traces dans la

phase dissoute et homogènes dans leur globalité au travers des sites suivis. Les sédiments

quant à eux illustrent plus d’hétérogénéité probablement due à leurs caractéristiques

différentes. Les très faibles concentrations dans la phase dissoute mesurées par SPME

soulignent l’importance et l’intérêt de cette technique pour l’échantillonnage des HAP dans

l’environnement. L’utilisation des échantillonneurs passifs tels que les SPMD et les gommes

de silicones permet l’estimation de la concentration moyennée dans le temps de la


417

contamination de la phase dissoute et montre une bonne corrélation avec les concentrations

mesurées par échantillonnage ponctuel. Cependant, les concentrations estimées par les

échantillonneurs passifs sont inférieures à celles mesurées dans les échantillons d’eau

ponctuels par la technique SPME utilisée en mode d’étalonnage interne et qui donne accès à

la concentration totale en HAP, ce qui reflète la capacité des échantillonneurs passifs à

échantillonner uniquement la fraction « libre » dissoute des contaminants. Longtemps

considérés comme biomimétiques, les échantillonneurs passifs révèlent dans cette étude qu’ils

sous-estiment la concentration réelle d’exposition des organismes en particulier dans le cas

des huîtres pour lesquelles l’ingestion de particules constitue une voie non négligeable de

transfert des contaminants du milieu vers l’organisme, d’où la nécessité de coupler

l’échantillonnage passif au biologique dans les études d’évaluation du risque des

contaminants chimiques, afin d’accéder aux concentrations moyennées internes d’exposition.

Les deux ans de suivis de la contamination en HAP de la phase dissoute de l’estuaire

de la Gironde permettent de conclure que le niveau de contamination observé est de l’ordre

des traces (8-30 ng.L-1

), avec une légère augmentation de la teneur globale en hiver attribuée

au chauffage domestique et à l’augmentation du trafic. Le site de Bordeaux présente la

contamination la plus élevée au vu de sa localisation géographique au cœur de la cité urbaine

de Bordeaux. Les limites des SPMD pour l’échantillonnage des HAP de faibles masses

moléculaires sont soulignées dans les suivis saisonniers et leur couplage avec

l’échantillonnage ponctuel appuie leur capacité d’échantillonner la fraction « libre » dissoute

uniquement, même dans un milieu très chargé en matière organique dissoute comme

l’estuaire de la Gironde.

En perspectives, des études supplémentaires permettraient de compléter les résultats

obtenus dans le cadre de cette thèse :

& Il convient de poursuivre le développement analytique de la méthodologie

d’extraction des hydrocarbures pétroliers en l’appliquant sur d’autres matrices telles les eaux

marines pour évaluer sa robustesse. Il serait néanmoins important aussi de poursuivre le

développement de l’analyse en MS-MS pour les hydrocarbures pétroliers de C11 à C19.

& Il convient de poursuivre les développements menés sur les POCIS-« like » afin

d’étendre leur domaine d’application pour les HAP de masses moléculaires élevées

(MM ≥ 252 g.mol-1

). Dans les POCIS-PE, l’ajout d’un liquide dans l’espace interstitiel entre


418

la phase réceptrice et les membranes de l’outil semble prometteur, il apparaît ainsi essentiel de

poursuivre cette piste en échangeant l’eau par du n-octanol par exemple caractérisé par une

perméabilité élevée et une faible volatilité, utilisé dans les Chemcatchers®

afin de faciliter la

diffusion des composés du milieu vers la phase réceptrice (Vrana et al., 2005 b). Il s’agirait

aussi de vérifier si les HAP échantillonnés dans le POCIS-Nylon 30 µm correspondent

uniquement à la fraction « libre » dissoute ou que le diamètre important des pores de la

membrane entraîne un échantillonnage de composés associés à la matière organique dissoute.

Une autre piste à développer dans une seconde étape aussi bien avec les POCIS-PE qu’avec

les POCIS-Nylon 0,1 µm et les POCIS-Nylon 30 µm serait d’augmenter la masse de phase

réceptrice et/ou de la remplacer par une phase ayant plus d’affinité pour les composés

hydrophobes (telle la phase C18 par exemple). Des travaux sont aussi en cours pour évaluer la

capacité des POCIS-« like » à échantillonner d’autres molécules dans la quête d’un

échantillonneur universel.

& Il serait judicieux d’appliquer l’approche PRC aux POCIS-« like » afin d’accéder à

des taux d’échantillonnage in-situ des molécules et améliorer l’aspect quantitatif des outils en

permettant une estimation fiable des concentrations en contaminants dans l’eau.

& L’application des POCIS-« like » développés dans des expérimentations en

conditions semi-contrôlées avec un effluent industriel plutôt qu’avec une solution de HAP

dilués dans un solvant organique est la prochaine étape dans la validation de ces outils et

l’évaluation de leurs performances. Cette expérimentation est prévue en Octobre 2011 dans le

cadre du projet EMESTOX.

& Il serait intéressant dans une logique de détermination de la fraction biodisponible

des contaminants de coupler les échantillonneurs biologiques aux bivalves mais dans un

milieu moins chargé en particules que le bassin d’Arcachon, en Méditerranée par exemple. Le

but étant d’évaluer les capacités mimétiques des échantillonneurs passifs en fonction de la

charge particulaire et de la charge en matière organique.

419

Annexes

420

Annexes

421

Annexes

Liste des annexes

Annexe I: Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase

dissoute et la phase sédimentaire par GC-MS.

Annexe II: Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et saturés dans la phase

dissoute par GC-MS-MS.

Annexe III : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans la phase

dissoute par GC-MS.

Annexe IV: Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les

matrices solides et les échantillonneurs passifs par GC-MS.

Annexe V: Solubilisation des HAP dans l’éthanol pour la contamination des canaux dans

EMESTOX.

Annexe VI: Paramètres physico-chimiques mesurées au cours des expérimentations

EMESTOX.

Annexe VII: Indices de condition des huîtres déployées dans le bassin d’Arcachon durant

l’été 2010.

Annexe VIII: Différents sites suivis au niveau du bassin d’Arcachon.

Annexe IX: Différents sites suivis au niveau de l’estuaire de la Gironde.

Annexes

422

Annexe I : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et

saturés dans la phase dissoute et la phase sédimentaire par GC-MS

Volume d’échantillon :

- 10 mL d’eau dans un flacon SPME de 20 mL

- 3 g de sédiment humide dans un flacon SPME de 10 mL

Conditionnement de la fibre SPME :

- fibre : polydiméthylsiloxane (PDMS)

- conditionnement : 270 °C dans le système d’injection (30 min)

Extraction SPME : CombiPal autosampler (CTC Gerstel MPS2XL)

- incubation : 5 min à 50 °C

- durée d’extraction : 40 min

- température : 50 °C

- agitation : 250 rpm

- agitation « on time » : 20 s

- agitation « off time » : 5 s

Conditions chromatographiques : GC 7890 A, Agilent Technologies

Injecteur/désorption SPME :


- sans fuite ou « splitless »

- purge : 60 mL.min-1

; 6 min

- pulse : 25,0 psi ; 1,5 min

- désorption : 1200 s

Gaz vecteur :

- hélium (6.0)

- débit : 2,5 mL.min-1

Annexes

423

Colonne :

- DB-624: 6 % cyanopropylphényl 94 % dimethylsiloxane (Agilent Technologies)

- longueur : 30 m

- diamètre interne : 320 µm

- épaisseur du film : 1,8 µm

Four :

- programme de température : 30 °C (10 min) => 10 °C.min-1

=> 100 °C (5 min) => 25

°C.min-1

=> 260 °C (11 min)

- température interface : 260 °C

Paramètres de détection : MSD 5975 C, Agilent Technologies

- ionisation par impact électronique : 70 eV

- T °C source : 230 °C

- T °C quadripôle : 150 °C

- mode d’analyse : SIM

- dwell time : 40 ms

Composés Temps de

rétention (min)

Ion de

quantification

(m/z)

Ion de

confirmation

(m/z)

Etalons internes

Hexane 2.9 57 86 Hexane-d14

Benzène 7.7 78 - Benzène-d6

Heptane 9.3 43 100 Heptane-d16

Méthylcyclohexane 11.4 83 98 Méthylcyclohexane-d11

2,2,5-triméthylhexane 14.3 57 128 o-xylène-d6

Toluène 14.5 91 92 Toluène-d8

Octane 15.0 43 114 Octane-d18

1,1,3-triméthylcyclohexane 16.3 111 126 o-xylène-d6

Ethylbenzène 17.4 91 106 Ethylbenzène-d10

p+m-xylène 17.7 91 106 o-xylène-d6

Nonane 17.9 57 128 Nonane-d20

o-xylène 18.5 91 106 o-xylène-d6

Isopropylbenzène 19.5 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12

2-méthylnonane 20.1 43 142 Naphtalène-d8

n-propylbenzène 20.7 91 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12

3-éthyltoluène 21.1 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12

1,3,5-triméthylbenzène 21.3 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12

Décane 21.6 57 142 Décane-d22

Annexes

424

Composés Temps de

rétention (min)

Ion de

quantification

(m/z)

Ion de

confirmation

(m/z)

Etalons internes

Terbutylbenzène 22.4 119 134 1,3,5-triméthylbenzène-d12

1,2,4-trimethylbenzène 22.6 105 120 1,3,5-triméthylbenzène-d12

Sec-butylbenzène 22.9 105 134 Isopropyltoluène-d14

4-isopropyltoluène 23.3 119 134 Isopropyltoluène-d14

2-méthyldécane 23.6 43 156 Décane-d22

Trans-décaline 23.8 138 81 o-xylene-d6

Butylbenzène 24.0 91 134 Isopropyltoluène-d14

Undécane 24.2 57 156 Dodécane-d26

1-méthyldécaline 24.7 152 67 Dodécane-d26

2-méthylundécane 25.1 43 170 Dodécane-d26

n-pentylbenzène 25.3 91 148 Dodécane-d26

Dodécane 25.5 57 170 Dodécane-d26

Naphtalène 26.3 128 - Naphtalène-d8

1-hexylbenzène 26.3 91 162 Tetradecane-d30

Tridécane 26.3 57 184 Tétradécane-d30

1,4-dimethyltétraline 26.6 145 160 Tétradécane-d30

2,6,10-triméthyldodécane 26.9 57 212 Tétradécane-d30

Tétradécane 27.0 57 198 Tétradécane-d30

1,1,6-triméthyltetraline 27.1 159 174 Tétradécane-d30

Pentadécane 27.6 57 212 Pentadécane-d32

Hexadécane 28.2 57 226 Hexadécane-d34

Heptadécane 28.7 57 240 Hexadécane-d34

Octadécane 29.3 57 254 Eicosane-d42

Nonadécane 29.9 57 268 Eicosane-d42

Etalons internes

Hexane-d14 2.6 66 100 -

Benzène-d6 7.5 84 - -

Heptane-d16 8.4 50 116 -

Méthylcyclohexane-d11 11.0 94 109 -

Toluène-d8 14.4 98 100 -

Octane-d18 14.6 50 132 -

o-xylène-d6 18.4 94 112 -

Ethylbenzène-d10 17.3 98 116 -

Nonane-d20 17.5 50 148 -

Décane-d22 20.9 66 164 -

1,3,5-triméthylbenzène-d12 21.0 114 132 -

Isopropyltoluène-d14 23.1 130 148 -

Naphtalène-d8 26.0 136 - -

Dodécane-d26 25.2 66 196 -

Tétradécane-d30 26.9 66 228 -

Pentadécane-d32 27.5 66 244 -

Hexadécane-d34 28.0 66 260 -

Eicosane-d42 30.3 66 324 -

Annexes

425

Annexe II : Méthode d’analyse des hydrocarbures volatils aromatiques et

saturés dans la phase dissoute par GC-MS-MS



- 3 g de sédiment humide dans un flacon SPME de 10 mL
















; 6 min

- pulse : 25,0 psi ; 1,5 min


Gaz vecteur :

- hélium (6.0)


Annexes

426

Colonne :

- DB-624: 6 % cyanopropylphényl 94 % dimethylsiloxane (Agilent Technologies)

- longueur : 30 m



Four :


=> 100 °C (5 min) => 25

°C.min-1

=> 260 °C (11 min)


Paramètres de détection : MSD 7000 A triple quadripôle, Agilent Technologies




- mode d’analyse : MRM

Annexes

427

Composés Temps de

rétention (min)

MRM de

quantification Dwell (ms)

Energie de

collision (V)

MRM de

confirmation Dwell (ms)

Energie de

collision (V)

Ratio aire transition de quantification

/aire transition de confirmation

Benzène-d6 6.56 84>56 10 17 84>82 10 20 26

Benzène 6.7 78>52 10 17 78>77 10 15 43

Heptane-d16 7.3 82>50 10 5 50>46 10 5 54

Heptane 8.1 71>43 10 2 100>43 10 1 10

Méthylcyclohexane-d11 9.6 94>62 10 7 109>94 10 1 57

Méthylcyclohexane 10.2 83>55 10 5 98>83 10 1 69

Toluène-d8 13.74 100>98 10 15 98>70 10 17 54

Toluène 13.86 92>91 10 10 91>65 10 17 62

Octane-d18 14 98>50 10 5 82>50 10 5 67

Octane 14.4 85>43 10 5 71>43 10 5 55

Ethylbenzène-d10 16.8 98>70 10 17 116>98 10 5 88

Ethylbenzène 16.9 106>91 10 10 91>65 10 17 87

Nonane-d20 17 50>46 10 5 98>50 10 5 91

p+m xylène 17.1 106>91 10 10 91>65 10 17 68

Nonane 17.3 85>43 10 5 57>41 10 5 76

o-xylène-d6 17.73 112>95 10 10 94>67 10 15 58

o-xylène 17.86 106>91 10 10 91>65 10 17 68

Isopropylbenzène 18.52 105>77 10 15 120>105 10 5 76

n-propylbenzène 19.7 91>65 10 17 120>91 10 5 65

1,3,5-triméthylbenzène-d12 19.9 132>114 10 15 114>82 10 15 97

Décane-d22 19.9 82>50 10 5 66>46 10 7 78

1,3,5-triméthylbenzène 20.2 120>105 10 10 105>77 10 15 114

Décane 20.5 71>43 10 2 85>43 10 5 71

Terbutylbenzène 21.2 119>91 10 10 91>65 10 17 29

1,2,4-triméthylbenzène 21.4 120>105 10 10 105>77 10 15 85

Sec-butylbenzène 22 105>77 10 15 105>79 10 12 69

Annexes

428

Composés Temps de

rétention (min)

MRM de

quantification Dwell (ms)

Energie de

collision (V)

MRM de

confirmation Dwell (ms)

Energie de

collision (V)

Ratio aire transition de quantification

/aire transition de confirmation

Isopropyltoluène-d14 22.2 130>98 10 15 148>130 10 7 48

4-isopropyltoluène 22.5 119>91 10 10 119>117 10 10 39

Butylbenzène 23.4 92>91 10 10 91>65 10 17 63

Naphtalène-d8 25.5 136>136 10 10 136>108 10 10 17

Naphtalène 25.6 128>128 10 15 128>102 10 15 34

Annexes

429

Annexe III : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques

polycycliques dans la phase dissoute par GC-MS


















; 1,5 min

- pulse : 25,0 psi ; 1,5 min


Gaz vecteur :

- hélium (6.0)


Annexes

430

Colonne :

- HP-5MS UI: (5 % phényl)-méthylpolysiloxane (Agilent technologies)

- longueur : 30 m



Four :


=> 300 °C (5 min)








Composés

Ion de

quantification

(m/z)

Etalons internes

Ion de

quantification

(m/z)

Naphtalène 128 Naphtalene-d8 136

Acénaphtylène 152 Acénaphtylène-d8 160

Acénaphtène 154 Acénaphtène-d10 164

Fluorène 166 Fluorène-d10 176

Dibenzothiophène 184 Dibenzothiophène-d8 192

Phénanthrène 178 Phénanthrène-d10 188

Anthracène 178 Anthracène-d10 188

Fluoranthène 202 Fluoranthène –d10 212

Pyrène 202 Pyrène-d10 212

Benzo(a)anthracène 228 Benzo(a)anthracène-d12 240

Chrysène 228 Chrysène-d12 240

Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène 252 Chrysène-d12 240

Benzo(b,j,k)fluoranthène 252 Benzo(b,j,k)fluoranthène-d12 264

Benzo(e)pyrène 252 Benzo(e)pyrène-d12 264

Benzo(a)pyrène 252 Benzo(a)pyrène-d12 264

Pérylène 252 Pérylène-d12 264

Indéno(1,2,3-cd)pyrène 276 Indéno(1,2,3-cd)pyrène-d12 288

Benzo(g,h,i)pérylène 276 Benzo(g,h,i)pérylène-d12 288

Dibenz(a,h)anthracène 278 Dibenz(a,h)anthracène-d14 292

Annexes

431

Annexe IV : Méthode d’analyse des hydrocarbures aromatiques

polycycliques dans les matrices solides et les échantillonneurs passifs par

GC-MS


Injection :



- pulse : 25,0 psi ; 1 min


; 1,5 min

- volume : 1 µL

- nettoyage seringue d’injection : 5 cycles dichlorométhane/isooctane

Gaz vecteur :

- hélium (6.0)


Colonne :

- HP-5MS UI: (5 % phényl)-méthylpolysiloxane (Agilent technologies)

- longueur : 30 m



Four :


=> 300 °C (5 min)






Annexes

432



Composés Ion de quantification

(m/z) Etalons internes

Ion de quantification

(m/z)

Naphtalène 128 Naphtalène-d8

136

Acénaphtylène 152 Phénanthrène-d10

Acénaphtylène-d8*

188

160

Acénaphtène 154 Phénanthrène-d10

Acénaphtylène-d8*

188

160

Fluorène 166 Phénanthrène-d10

Dibenzothiophène-d8*

188

192

Dibenzothiophène 184 Dibenzothiophène-d8 192

Phénanthrène 178 Phénanthrène-d10

Anthracène-d10*

188

188

Anthracène 178 Anthracène-d10 188

Fluoranthène 202 Fluoranthène-d10 212

Pyrène 202 Fluoranthène-d10 212

Benzo(a)anthracène 228 Chrysène-d12

Benz(a)anthracène-d12*

240

240

Chrysène 228 Chrysène-d12

Benz(a)anthracène-d12*

240

240

Benzo(b)naphto(2,1-d)thiophène 252 Chrysène-d12

Fluoranthène-d10*

240

212

Benzo(b,j,k)fluoranthène 252 Benzo(e)pyrène-d12

Benzo(a)pyrène-d12*

264

264

Benzo(e)pyrène 252 Benzo(e)pyrène-d12

Benzo(a)pyrène-d12*

264

264

Benzo(a)pyrène 252 Benzo(a)pyrène-d12 264

Pérylène 252 Benzo(e)pyrène-d12

Pérylène-d12*

264

264

Indéno(1,2,3-cd)pyrène 276 Benzo(g,h,i)pérylène-d12

Indéno(1,2,3-cd)pérylène-

d12

288

288

Benzo(g,h,i)pérylène 276 Benzo(g,h,i)pérylène-d12 288

Dibenz(a,h)anthracène 278 Benzo(g,h,i)pérylène-d12

Dibenz(a,h)anthracène-d14

288

292

Etalons d’injection


(m/z)

Pyrène-d10 212

Benzo(b)fluoranthène-d12 264

Composés références de

performance




(m/z)

Acénaphtène-d10* 164 Acénaphtylène-d8* 160

Fluorène-d10* 176 Dibenzothiophène-d8* 192

Phénanthrène-d10* 188 Anthracène-d10 188

Annexes

433

Composés Ion de quantification



(m/z)

Chrysène-d12* 240 Benz(a)anthracène-d12* 240

Benzo(e)pyrène-d12* 264 Benzo(a)pyrène-d12 264

* : cas des SPMD

Annexes

434

Annexe V : Solubilisation des HAP dans l’éthanol pour la contamination

des canaux dans EMESTOX

Solutions mères de

contamination

Rendement de

solubilisation (%)

Naphtalène 86

Anthracène 86

Benzo(a)pyrène 74

Chrysène 106

Annexes

435

Annexe VI : Paramètres physico-chimiques au cours des expérimentations EMESTOX

Exposition CONTINUE Canal 4- HAP- NQE Canal 5- HAP- 1/3 NQE

Date débit d'entrée

moyen (m3.h-1)

Matière en

suspension (mg.L-1)

Oxygène dissous

moyenne journalière (mg.L-1)

Conductivité

moyenne journalière (µs.s-1)

pH

moyenne journalière

Température

moyenne journalière (°C)

Oxygène dissous

moyenne journalière (mg.L-1)

Conductivité

moyenne journalière (µs.s-1)

pH

moyenne journalière

Température

moyenne journalière (°C)

08/03/2011 200,56 1,60 11,70 287,20 8,33 9,33 11,69 267,33 7,96 9,34

09/03/2011 199,65 3,24 11,54 281,11 8,28 9,93 11,58 261,43 7,98 9,96

10/03/2011 200,82 9,27 11,35 284,51 8,17 10,35 11,46 262,96 7,95 10,37

11/03/2011 201,30 17,13 10,94 279,10 7,93 10,26 11,25 256,73 7,82 10,28

12/03/2011 200,74 23,65 9,60 276,03 7,67 10,49 10,39 253,14 7,69 10,51

13/03/2011 201,76 25,76 7,52 272,64 7,55 10,19 9,28 249,60 7,61 10,21

14/03/2011 200,91 27,54 3,70 277,69 7,54 10,24 8,48 254,07 7,53 10,26

15/03/2011 201,40 29,40 0,80 273,76 7,53 10,70 7,57 251,71 7,43 10,72

16/03/2011 201,88 54,67 0,00 263,62 7,53 10,69 6,30 243,00 7,34 10,68

17/03/2011 199,62 281,86 0,00 248,75 7,52 10,99 3,73 237,30 7,33 10,98

18/03/2011 200,70 254,64 0,00 281,94 7,46 10,75 2,53 251,58 7,38 10,77

19/03/2011 199,64 29,51 0,00 268,37 7,50 10,47 1,48 247,76 7,42 10,51

20/03/2011 200,26 PB 0,00 280,12 7,49 10,78 0,65 258,21 7,39 10,80

21/03/2011 198,86 PB 0,00 283,43 7,46 10,93 0,21 264,98 7,40 10,96

22/03/2011 199,93 35,22 0,00 282,07 7,43 10,41 0,11 266,37 7,41 10,38

23/03/2011 199,73 38,92 0,00 286,18 7,41 10,00 0,11 268,28 7,39 10,00

24/03/2011 197,97 45,00 6,96 279,18 7,95 10,36 6,84 261,01 7,82 10,40

25/03/2011 198,43 60,79 10,98 275,33 8,28 11,32 11,02 256,70 8,11 11,42

26/03/2011 199,70 80,10 10,37 274,59 8,13 11,76 10,51 255,12 8,05 11,85

27/03/2011 201,92 116,96 8,18 265,42 7,73 11,79 8,65 244,86 7,85 11,85

28/03/2011 200,22 115,38 4,89 259,77 7,77 11,03 8,01 238,15 7,81 11,01

29/03/2011 200,41 135,44 4,93 251,11 7,89 10,40 8,86 231,88 7,93 10,42

PB Problème dans la sonde valeurs surestimées suite à un problème d'encrassement des optiques

Annexes

436

Exposition DISCONTINUE Canal 4- HAP Canal 5- HAP

Date débit d'entrée moyen

(m3.h-1)

Matière en suspension

(mg.L-1)

Oxygène dissous moyenne journalière

(mg.L-1)

Conductivité moyenne journalière

(µs.s-1)

pH moyenne

journalière

Température moyenne journalière

(°C)

Oxygène dissous moyenne journalière

(mg.L-1)

Conductivité moyenne

journalière (µs.s-1)

pH moyenne

journalière

Température moyenne

journalière (°C)

05/04/2011 204,21 228,29 11,69 193,17 7,91 10,22 11,58 178,71 7,94 10,37

06/04/2011 203,04 221,26 10,87 201,24 7,81 11,86 10,88 187,42 7,96 12,11

07/04/2011 205,15 212,30 8,43 205,47 7,62 12,90 9,57 191,34 7,88 13,19

08/04/2011 204,56 212,76 5,99 207,42 7,45 13,44 7,55 192,16 7,79 13,74

09/04/2011 204,42 242,95 10,11 206,86 7,72 13,48 10,02 188,11 8,04 13,70

10/04/2011 204,98 515,67 10,13 206,54 7,76 12,95 10,28 186,56 7,95 13,07

11/04/2011 203,35 285,00 10,91 202,45 7,86 11,47 10,86 185,31 8,02 11,61

12/04/2011 204,99 123,59 7,22 208,52 7,74 11,43 8,63 191,91 7,82 11,57

13/04/2011 204,40 135,40 4,22 213,75 7,31 11,79 6,83 196,16 7,05 11,93

14/04/2011 200,18 140,27 10,57 213,53 7,10 12,11 10,65 196,24 7,01 12,26

15/04/2011 191,57 158,83 10,44 217,45 7,11 12,14 10,20 197,33 7,07 12,28

16/04/2011 194,75 185,39 11,17 222,42 7,28 12,04 11,10 198,72 7,13 12,21

17/04/2011 195,51 224,60 11,19 220,21 7,37 12,58 10,95 200,28 7,14 12,82

18/04/2011 190,52 264,25 11,10 215,78 7,44 13,14 10,83 198,43 7,22 13,41

19/04/2011 188,64 166,76 10,05 214,51 7,98 13,52 9,88 198,74 7,92 13,74

20/04/2011 188,21 174,33 4,42 215,73 8,09 13,44 7,32 199,16 7,47 13,65

21/04/2011 188,43 183,04 1,10 215,90 7,83 13,58 4,74 200,88 7,50 13,82

22/04/2011 188,24 200,21 3,91 228,85 7,67 13,21 3,97 203,79 7,30 13,35

23/04/2011 188,38 212,07 8,77 227,11 7,74 12,20 8,55 205,19 7,34 12,32

24/04/2011 186,82 218,38 9,90 223,99 7,97 12,40 9,79 206,90 7,46 12,56

25/04/2011 188,00 242,10 9,51 227,26 7,74 13,05 9,79 209,98 7,44 13,22

26/04/2011 186,36 314,04 9,19 233,79 7,85 13,63 9,74 216,78 7,37 13,80

Les optiques sont encrassées et les valeurs des matières en suspension sont surestimées

Annexes

437

Exposition ACCIDENTELLE Canal 4- HAP

Date débit d'entrée moyen (m3.h-1) Matière en suspension

(mg.L-1)

Oxygène dissous moyenne

journalière (mg.L-1)

Conductivité moyenne journalière

(µs.s-1)

pH moyenne

journalière

Température moyenne journalière

(°C)

06/05/2011 188,98 276,32 10,50 206,36 8,32 14,18

07/05/2011 189,56 289,74 10,47 207,98 8,16 13,42

08/05/2011 189,47 302,41 10,75 188,01 8,10 13,59

09/05/2011 188,86 362,35 10,62 177,66 8,00 14,09

10/05/2011 189,45 225,51 10,18 185,16 7,73 15,01

11/05/2011 189,95 316,97 9,15 187,14 7,41 15,46

12/05/2011 189,43 398,74 7,00 203,41 7,33 15,06

13/05/2011 189,18 409,13 10,05 202,51 7,53 14,26

14/05/2011 188,52 371,16 10,17 204,92 7,64 13,52

15/05/2011 188,17 371,00 10,83 204,66 7,78 12,39

16/05/2011 188,68 263,82 10,67 209,00 7,81 13,58

17/05/2011 189,66 271,62 10,37 207,17 7,98 14,79

18/05/2011 189,17 263,72 10,00 208,22 8,04 15,47

19/05/2011 188,32 243,57 9,80 210,95 7,95 15,28

20/05/2011 189,40 PB 9,79 213,26 7,91 15,07

21/05/2011 189,61 PB 10,01 218,93 8,00 15,35

22/05/2011 189,74 PB 9,96 218,34 7,93 15,24

23/05/2011 188,28 PB 10,26 215,82 7,98 15,31

24/05/2011 189,25 243,16 9,86 215,20 7,91 15,79

25/05/2011 189,55 258,16 9,99 214,58 7,98 16,09

26/05/2011 188,88 285,93 9,54 212,74 7,85 16,04

27/05/2011 186,73 313,96 10,26 211,45 7,97 14,26

Les optiques sont encrassées et les valeurs des matières en suspension sont surestimées

PB: débris sur la sonde

Annexes

438

Annexe VII: Indices de condition des huîtres déployées dans le bassin

d’Arcachon durant l’été 2010

Les valeurs des indices de condition des huîtres sont présentées dans la publication n°

4 (IS-4).

Avec T0 : 01/07/2010

T1 : 04/08/2010

T2 : 20/09/2010

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1

Contrôle Portd'Arcachon

Eyrac Ile aux oiseaux Arguin

Po

ids

tiss

u m

ou

hu

mid

e (g

)

Huîtres diploïdes

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1



Po

ids

tiss

u m

ou

hu

mid

e (g

)

Huîtres triploïdes

0

20

40

60

80

100

120

140

T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1



Po

ids

tota

l (g)

Huîtres diploïdes

0

20

40

60

80

100

120

140

160

T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1



Po

ids

tota

l (g)


1,15

1,20

1,25

1,30

1,35

1,40

1,45

1,50

1,55

T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1

Control Arcachonharbor


Ind

ice

s d

e co

nd

itio

nP

oid

s to

tal/

po

ids

coq

uill

es

Huîtres diploïdes

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

T0 T1 T1 T2 T1 T2 T1

Control Arcachonharbor


Ind

ice

s d

e co

nd

itio

nP

oid

s to

tal/

po

ids

coq

uill

es


Annexes

439

Annexe VIII : Différents sites suivis au niveau du bassin d’Arcachon

Port d’Arcachon

Jetée d’Eyrac

Banc d’Arguin *

Ile aux oiseaux *

* : photos de Philippe Defour

Annexes

440

Annexe IX : Différents sites suivis au niveau de l’estuaire de la Gironde

Port autonome de Bordeaux

Pauillac

Cadaujac

Libourne

La pointe jaune indique l’emplacement du site suivi

Documents

THÈSE - u-bordeaux.frori-oai.u-bordeaux1.fr/pdf/2011/ABOU_MRAD_NINETTE_2011.pdf · Par Ninette ABOU MRAD POUR OBTENIR LE GRADE DE DOCTEUR SPÉCIALITÉ : CHIMIE ANALYTIQUE ET ENVIRONNEMENT