UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA Faculté des … DOB-Hassiba.pdf · Toutes les personnes de promotion de Biotechnologie végétale Enfin, je dédie ce travail à ma famille et à

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

Faculté des sciences de la nature et de vie

Département des Sciences Biologiques

MEMOIRE

MASTER ACADEMIQUE Domaine: Sciences de la Nature et de la Vie

Filière: Biologie

Spécialité : Biotechnologie Végétale

Présenté par :

Melle. BEN DOB Hassiba

Melle. KHOUILDAT Aida

Thème

Soutenu publiquement

Le : 31/05/2016

Devant le jury

Mr. SLIMANI Nourddine MC(B) Président UKM Ouargla

Melle

. HANNANI Amina MC(A) Examinatrice UKM Ouargla

Mme

. DJERROUDI Ouiza MC(A) Promotrice UKM Ouargla

Année universitaire : 2015/2016

Action de la salinité et de l’acide salicylique sur le comportement

physiologique et anatomique des plantules d’Atriplex halimus L.

et Atriplex canescens (Pursh) Nutt.

Remerciement

En premier lieu, nous remercions Dieu le tout puissant

de nos avoir accordée le courage et la force de mener à bien ce

modeste travail.

Au terme de cette étude, mes reconnaissances respectueuses vont

d’abord à Mme. DJRROUDI Ouiza Maître assistante à

l'université d'Ouargla, pour nous avoir acceptés de nous encadrer

ainsi que pour ses précieux conseils et orientations, sa

disponibilité, sa gentillesse, sa modestie et pour l’intérêt

bienveillant manifesté pour notre travail.

Nous remercions Dr. SLIMANI Nourddine Maitre à l'université

d'Ouargla, qui a accepté de présider le jury de cette mémoire.

Nous remercions également Melle HANNANI Amina Maitre

Assistant à l’Université d’Ouargla l’examinateur de ce Jury

Nous remercions tout le personnelle du laboratoire de recherche «

Bioressources saharienne préservation et valorisation » de

l'université d'Ouargla

Il est agréable d’exprimer nos profondes gratitudes et nous plus

vifs remerciements envers toute personne qui de loin ou de près a

contribué à la réalisation de ce travail.

Dédicace A

Avant tout je remercie mon DIEU le tout puissant qui

m’a donné la tenacité pour achever ce travail.

Je dédie ce modeste travail à :

Mes très chers parents qui m’ont encouragée, et toujours

soutenue ; en m’inculquant le sens de la responsabilité.

Mes frères: Mohamed Amine; Ishake ; Farouk ; Soliman

Ma sœur : Fatima.Z et son petit filles Nour el hoda et

Hanine.

Mes chères amies : Aicha. Zineb. Hassiba. Imane. Khaoula.

Hanane. Fatima. Maryame.

A tous mes enseignants

Toutes les personnes de promotion de Biotechnologie végétale

Enfin, je dédie ce travail à ma famille et à tous ceux qui me

connaissent de près ou de loin.

AIDA

Dédicace H

J’ai le grand plaisir de dédier ce modeste travail:

-Aux être les plus tendres à mes yeux et les plus cher à

mon cœur, mes parents, pour leur soutiennent durant

toutes mes années d’études.

-Mes chères sœurs.

- Mes chers frères, surtout mon petit frère «Aymen».

-Toute ma famille.

-Tous mes amis en particulier: Aida, Aicha, Dalila, Sara,

Saadia, Hanane, Khaoula, Imane

-La promotion 2015-2016 de la Biotechnologie végétale.

-Et tous mes amis dans l’université.

HASSIBA

AS acide salicylique

% Pour cent

°C Degré Celsius

µg Microgramme

Chl Chlorophylle

Cl Chlore

Do Densité optique

FAO Organisation des nations unies pour l’alimentation et l’agriculture

Fig. Figure

g Gramme

has Hectares

Kg Kilogramme

l Litre

m Mètre

M Masse molaire

mg Milligramme

ml Millilitre

mM Millimolaire

mm Millimètre

mn Minutes

Na+ Sodium

NaCl Chlorure de sodium

PF Poids frais

PS Poids sec

V Volume

Liste des abréviations

figures Titres Pages

1 L’acide salicylique et ses principaux dérivés naturels. 11

2 Protocol expérimentale 18

3 Dispositif expérimental 21

4 Dispositif de l’application de stress (les plantes avant et aprés 23

5 Récapitulation des étapes d’extraction des polyphénols totaux. 26

6 Récapitulation des étapes de dosage des polyphénols totaux. 27

7 Microscope motic 28

8 Représentation de la hauteur des tiges d'Atriplex halimus L. 31

9

Taux de matière sèche (% MS) des jeunes feuilles d’Atriplex

halimus L. stressées au chlorure de sodium seul et associé à l’acide

salicylique. 32

10 Taux de matière sèche (% MS) des tiges d’Atriplex halimus L.

stressées au chlorure de sodium seul et associé à l’acide salicylique. 33

11

Teneur en chlorophylle a, b et totale (mg/100mg PF) des jeunes

feuilles d’Atriplex halimus L. stressées en présence du chlorure de

sodium seul et associé à l’acide salicylique. 35

12

Teneur en proline (µg/mg PF) d’Atriplex halimus L. âgées de trois

mois stressés en présence du chlorure de sodium seul et associé à

l’acide salicylique. 37

13

Teneur en sucres solubles (µg/100 mg PF) d’Atriplex halimus L.

âgées de trois mois stressés en présence du chlorure de sodium seul

et associé à l’acide salicylique. 39

14

Teneur en polyphénols totaux (µg/100 mg PF) d’Atriplex halimus

L. âgées de trois mois stressés en présence du chlorure de sodium

seul et associé à l’acide salicylique. 40

15 Coupes transversales au niveau de la tige d’Atriplex halimus L des

plantes témoins et celle qui traitées à NaCl (400 et 600 mM). 42

16 Coupes transversales au niveau de la tige d’Atriplex halimus L

stressées au NaCl à 400 mM de NaCl +AS mM. 44

17

Coupes transversales au niveau de la tige d’Atriplex halimus L

stressées au 600 mM de NaCl + AS mM. 45

Liste des figures

Tableaux Titres Pages

1 Composition de la solution saline à bases de NaCl 21

2 Composition de la solution saline à bases de NaCl+AS 21

Liste des tableaux

photo Titres Pages

01 Graines d’Atriplex halimus L. 17

02 Graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt 17

03 Plantules d’Atriplex halimus L. âgées de 21 jours. 19

04 Plantules d’Atriplex halimus L. âgées de 21 jours. 19

05 Repiquage des plantules d’Atriplex halimus L. dans

stade 4 feuilles. 20

Liste des photos

Table des matières

Liste des abréviations

Liste des figures

Liste des tables

Liste des photos

Introduction .............................................................................................................................. 1

Chapitre I : Synthèse bibliographique

I. Salinité et sols salés .............................................................................................................. 3

1.Définition de la salinité ....................................................................................................... 3

2.Principaux sels soluble ........................................................................................................ 3

3.Répartition des sols salés .................................................................................................... 4

3.1.Dans le monde .......................................................................................................... 4

3.2.En Algérie ................................................................................................................. 4

II. Salinité et plante .................................................................................................................. 5

1.Définition du stress ............................................................................................................. 5

2.Types de stress .................................................................................................................... 5

2.1.Le stress abiotique .................................................................................................... 5

2.2.Le stress biotique ...................................................................................................... 5

III. Effets de la salinité sur la physiologie des plantes ........................................................... 6

1. Sur la germination ............................................................................................................ 6

2. Sur la croissance et le développement ............................................................................. 6

3. Sur la biochimie de la plante ............................................................................................ 6

4. Effets sur la nutrition minérale des végétaux ................................................................... 7

IV. Mécanisme d’adaptations à la salinité ............................................................................. 8

1. Caractéristiques morphologiques et anatomiques ............................................................ 8

2. Caractéristiques physiologiques ...................................................................................... 8

2.1. Les pigments chlorophylliens .................................................................................. 8

2.3.La proline .................................................................................................................. 9

2.3. Les sucres solubles .................................................................................................. 9

2.4. Les métabolites secondaires .................................................................................. 10

V. L’acide salicylique .............................................................................................................. 11

1. Biosynthèse de l’acide salicylique ................................................................................ 12

2. Rôle de l’acide salicylique ............................................................................................ 12

3. Mode d‘action de l’aide salicylique .............................................................................. 13

4. L’acide salicylique et la résistance abiotique ............................................................... 13

Table des matières

5. Effet de l’acide salicylique sur la physiologie des plantes ........................................... 13

VI. La plante ........................................................................................................................... 14

1. Généralités .................................................................................................................... 14

2. Description et taxonomie des Atriplex .......................................................................... 14

2.1. Atriplex halimus L .................................................................................................... 14

2.2. Atriplex canescens Pursh Nutt ................................................................................. 15

3. Intérêt de l’Atriplex ...................................................................................................... 16

3.1. Intérêt fourrager ....................................................................................................... 16

3.2. Intérêt écologique ..................................................................................................... 16

Chapitre II : Matériel et méthode

I. Objectif ............................................................................................................................... 17

II. Matériel végétale ................................................................................................................ 17

III.Méthodologie du travail ................................................................................................... 17

1. Préparation de matériel de culture ................................................................................ 17

1.1.Préparation de substrat de culture ............................................................................. 17

1.2.Préparation des grains ............................................................................................... 19

1.3.Préparation des pots .................................................................................................. 19

2.Repiquage des plantules .................................................................................................... 19

3.Dispositif expérimental ..................................................................................................... 20

4.Préparation de différentes solutions .................................................................................. 20

4.1.Solution nutritive ....................................................................................................... 20

4.2.Solution saline ........................................................................................................... 20

5.Application de stress ......................................................................................................... 21

6.Récolte du matériel végétal ............................................................................................... 24

IV.Paramètres étudies ............................................................................................................ 24

1. Paramètre biométriques ................................................................................................ 24

1.1.Hauteur de la tige principale ..................................................................................... 24

1.2.Biomasse végétale ..................................................................................................... 24

2. Paramètre biochimique .................................................................................................... 24

2.1.Extraction et dosage des pigments chlorophylliens .................................................. 24

2.2.Extraction et dosage de la proline ............................................................................. 25

2.3.Extraction et dosage des sucres solubles ................................................................... 25

Table des matières

3. Métabolites secondaires ................................................................................................... 26

3.1.Extraction et dosage des poly phénol totaux ............................................................. 27

4.Etude anatomique ............................................................................................................. 28

V. Analyse statistique des données ........................................................................................ 29

Chapitre III : Résultats et discussion

I. Résultats obtenus ............................................................................................................... 30

1. Effet du stress sur les paramètres biométriques ............................................................... 30

1.1. Hauteur de la tige principale .................................................................................... 30

1.2. Biomasse végétale aérienne ..................................................................................... 31

2. Effet du stress sur les paramètres biochimiques .............................................................. 33

2.1. Teneur en chlorophylles ........................................................................................... 33

2.2. Teneur en proline des organes feuilles, tiges et racines des plantes d’Atriplex halimus

L….. ................................................................................................................................ 35

2.3. Teneur en sucres solubles des organes feuilles, tiges et racines des plantes d’Atriplex

halimus L. ........................................................................................................................ 37

2.4. Teneur en polyphénols totaux des feuilles des plantes d’Atriplex halimus

L……………… .............................................................................................................. 39

3.Effet du stress sur l’anatomie de la tige d’Atriplex halimus L .......................................... 41

II. Discussion générales .......................................................................................................... 46

III.Conclusion ......................................................................................................................... 50

IV.Références bibliographiques

V. Annexes

Introduction générale

Introduction

1

INTRODUCTION

La croissance des plantes est fortement influencée par de nombreux facteurs

biotiques et abiotiques. La salinité est l’un des facteurs majeurs limitant la productivité des

plantes et par conséquent la production agricole. Dans le monde, 340 millions d'ha de

surfaces agricoles sont affectées par la salinité soit 23% des terres cultivées

(CHEVERRY, 1995 in CHERIF, 2014) dont 3,2 millions d’ha en Algérie (HAMDY,

1999 in CHERIF, 2014).

La salinité reste la plus grande contrainte, qui a franchit les sols agricoles et le

parcours parce qu’elle diminue gravement le taux de la fertilité de ses sols, même arrivant

à être stérile non adaptés à la culture ou pour le développement d’une végétation multi-

espèces les halophytes. Elle entraîne une réduction des surfaces cultivables et combinée à

d’autres facteurs, elle représente une menace pour l’équilibre alimentaire des régions arides

et semi-arides (DUTUIT, 1999).

Les fortes concentrations en sels ont des effets toxiques sur la croissance des

plantes. Le niveau élevé de la salinité du sol diminue la disponibilité d'éléments nutritifs

aux plantes et créé la forte pression osmotique (ENDRIS et MOHAMMED, 2007).

Ces sols peuvent être affectés suite à de fortes concentrations en sels conduisant à

l’effet toxique dû à l’excès de cations comme le Na+ (WAHID et GHAZANFAR, 2004)

créant un déséquilibre minéral affectant la balance nutritionnelle au niveau du sol et de la

plante (BELKHODJA et BENKABLIA, 2000).

Il est possible de limiter l’ampleur prise par la salinisation des terres et des eaux par

l’exploration des écosystèmes salins et l’identification des espèces halophiles à potentialité

économique et / ou écologique afin d’utiliser ces espèces naturellement tolérantes au sel

pour la réhabilitation et la valorisation des sols salés (BELKHODJA et BIDAI, 2004).

Les Chénopodiacées représentent une famille d’halophytes hyperaccumulatrices

très importante qui mérite une attention toute particulière. Cette famille de plantes

halophiles est très répandue en Algérie et est utilisée pour l’alimentation humaine et

animale, surtout dans les régions à climats aride et semi-aride. A cette famille

appartiennent les genres Atriplex qui peut contribuer à la valorisation des sols marginaux et

l’amélioration de la production végétale et animale (BOUCHOUKH, 2010).

Introduction

2

Les espèces d’Atriplex constituent un excellent fourrage pour le cheptel, notamment

en périodes de disette (RAHMOUNE et al., 2004) Dotées d’une biomasse aérienne et

racinaire assez importante, elles constituent un outil efficace et relativement peu coûteux

dans la lutte contre l’érosion, la salinisation et la désertification des sols, surtout en zones

steppiques (ESSAFI et al.,2007).

Certaines substances végétales telles que l’acide abscissique (ABA), l’acide

salicylique et l’acide jasmonique ont été utilisées comme médiateurs des sélections chez

les plantes car elles sont capables de modifier l’expression des gènes des plantes soumises

à des contraintes environnementales (RHODES et ORCZYK, 2001).

L’acide salicylique, molécule synthétisée par la plante, semble être impliquée dans

la signalisation et l’établissement des mécanismes de résistance à plusieurs contraintes

environnementales (KORKMAZ et al., 2007). Son application exogène à des plantes sous

différents stress a été étudiée par plusieurs chercheurs et son rôle dans l’activation de la

germination, de la croissance sous stress salin a été signalé chez le blé (ARFAN et al.,

2006), l’orge (EL TAYEB, 2005) et le maïs (GUNES et al., 2005).

Cette molécule joue un rôle important dans la défense des plantes contre les deux

conditions de stress biotiques et abiotiques (ÜNLÜ et al., 2009).

Afin de mieux comprendre les stratégies des plantes mises en jeu lors du stress

salin, notre étude repose sur l’influence de l’interaction de l’acide salicylique et de la

salinité sur la réponse biochimique de jeunes plantes d’Atriplex halimus L. et Atriplex

canescens (Pursh) Nutt. Ces deux espèces sont capables d’accumuler la proline et les

sucres solubles et les polyphénols totaux afin d’assurer l’ajustement osmotique sous

conditions stressantes du milieu à des proportions variables.

La première partie de notre travail aborde une revue bibliographique sur le sujet.

Dan la seconde partie, nous décrirons la méthodologie adoptée dans notre

expérimentation.

Dans la troisième partie, sur la base des résultats obtenus sur la réponse des plantes

à travers l’accumulation de la chlorophylle, de la proline, des sucres solubles et des

polyphénols totaux sous stress salin et en présence d’acide salicylique, nous essayons

d’expliquer l’interaction de ces facteurs dans les parties aériennes et souterraines des deux

espèces.

Synthèse bibliographique

Chapitre I Synthèse bibliographique

3

I. Salinité et sols salés

1. Définition de la salinité

La salinité est la quantité de sels actuelle accumulée dans le profil d'un sol ou dans les

organes d'une plante. De ce fait, la salinisation représente le processus par le lequel les sels

solubles s'accumulent dans le sol. La salinisation se présente comme étant la cause majeure de

la dégradation des sols. Elle est à l'origine de la chute de production agricole dans les

périmètres irrigués en zones arides et semi-arides. On estime que le monde perd au moins 3 ha

de terres arables chaque minute à cause du phénomène de salinisation des sols

(BOUMAAZA, 2011).

La salinité est un facteur limitatif majeur de la productivité agricole, ces charge en sels

soumettent les plantes à un stress permanent (GUPTA et ABROL, 1990 in BENNABI,

2005).

On définit en général deux types de salinité : la salinité primaire et la salinité

secondaire. La première résulte de la présence initiale de sels dans le sol ou dans la nappe

phréatique. La seconde résulte des apports de l'eau d’irrigation (FARISSI et al., 2014).

Des concentrations élevées en sel dans la rhizosphère provoquent un stress du fait du

déficit en eau et de la toxicité des ions. En fait, le terme de stress salin s’applique surtout à un

excès d’ions, en particulier, mais pas exclusivement, aux ions Na+

et Cl-(HOPKINS, 2003).

2. Principaux sels soluble

Les principaux sels solubles qui participent dans la formation des sols salés sont :

Les carbonates : les plus rencontrés sont le carbonate de sodium (Na2CO3),

bicarbonate de sodium (Na HCO3), carbonate de calcium (CaCO3) et le carbonate de

magnésium (MgCO3).

Les sulfates : ce sont les sels de l’acide sulfurique et les plus fréquents sont: le sulfate

de magnésium (MgSO4), sulfate de sodium (NaSO4) et le sulfate de calcium (Ca SO4).

Les chlorures : principalement : le chlorure de sodium (NaCl), le chlorure de calcium

(CaCl2) et chlorure de magnésium (MgCl2) ce sont plus soluble et forte toxicité. La présence

de sels solubles en quantité importante ou d’un horizon sodique à structure dégradée,

caractères qui ont une influence néfaste sur le développement de la végétation ou des cultures

(MAHROUZ, 2013).


4

3. Répartition des sols salés

3.1. Dans le monde

La dégradation des terres est la contrainte principale de la limitation des produits

alimentaires dans le monde. Le facteur majeur qui contribue à cette dégradation est la

salinisation des sols et des eaux dans les zones arides (BELDJOUDI, 1999 in HADJADJ,

2009).

Une grande protection de la masse des terres dans le monde est saline. En effet, sur

une superficie totale de 14 billions d’hectares de terre utilisable, 46,5% est considérée comme

aride (BELDJOUDI, 1999 in HADJADJ, 2009). Les sols salés occupent une superficie de

950 millions d’hectares (ZID et GRIGNON, 1991 in HADJADJ, 2009). Il a été estimé que

20% des 275millions d’hectares des terres irriguées (FLOWERS et FLOWERS, 2005) et

15% (227 millions d’hectares) des terres cultivables sont affectés par la salinité (MUNNS,

2002 in HADJADJ, 2009).

En Afrique du nord et au Moyen-Orient, elle couvre prés de 15 millions d’hectares,

dont 15% sont dépourvus de toute végétation (LE HOUEROU, 1986 in HADJADJ, 2009).

Dans les pays du Maghreb, du proche et Moyen-Orient, le taux des surfaces irriguées

affectées par la salinisation attient 30 à 40%. Ainsi, en Tunisie, les sols salés couvrent environ

10% de la superficie globale du pays, soit à peu près 25% de la surface totale des sols

cultivables (BEN AHMED et al., 2008). Ces sols sont répartis dans l’ensemble du pays, mais

c’est surtout dans le centre et le sud que l’aridité du climat cause leur prolifération (ASKRI et

al., 2007).

1.1. En Algérie

La majorité du territoire Algérien est représenté par des zones steppiques et

sahariennes, ce sont respectivement des zones semi-arides (MAHDID et KAMELI, 2004 in

HADJADJ, 2009). Leur superficie couvre près de 95% du territoire (BENKHELIF et al.,

1999 in HADJADJ, 2009).

Les sols salés sont très répondus dans les régions arides, représentant environ 25% de

la surface cartographiée soit 3,2 millions d’hectares (HAMDY, 1999 in HADJADJ, 2009).

La carte des sols se l’Algérie révèle que dans les régions Est, particulièrement dans le

constantinois, les sols salés sont bien représentés et montre aussi que les sols situés au Sud

sont nettement plus sodiques que ceux du Nord (plus de 75% des sols sont faiblement à très

faiblement sodiques) (DJILI et DAOUD, 1999 in HADJADJ, 2009).


5

II. Salinité et la plante

1. Définition du stress

Le stress est fondamentalement un concept de mécanique, définie comme étant une

force exercée par unité de surface d’un objet ; autrement dit « une force ou une influence

hostile qui tend à empêcher un système normal de fonctionner ». Cette définition est

subjective et vrai en fonction des espèces et même des écotypes (HOPKINS, 2003).

2. Types de stress

On peut distinguer deux types du stress dans la nature :

2.1. Le stress abiotique: il est dû principalement à des facteurs environnementaux

comme la sécheresse, les températures extrêmes, excès d’eau (asphyxie racinaire), la

salinité… .

On peut citer quelques types des stress abiotiques qui peuvent effectuer les végétaux :

Le stress hydrique: provoqué par un déficit en eau constituant un menace

permanent pour la survie des plantes, néanmoins, beaucoup d’entre elles produisent des

modifications morphologiques et physiologiques qui leurs permettent de survivre dans les

régions de faible pluviosité et dont la teneur en eau des sols est peu élevée (HOPKINS,

2003).

Le stress thermique: provoqué par la température, c’est l’un des facteurs les plus

limitant et qui conditionne la production et la croissance des plantes.

Le stress salin: le stress salin est défini comme une concentration excessive en sel.

Le terme stress salin s’applique surtout à un excès des ions, en particulier Na+ et Cl-

(HOPKINS, 2003).

2.2. Le stress biotique : dus à une agression par un autre organisme : insectes,

animal,….Etc.


6

III. Effets de la salinité sur la physiologie des plantes

1. Sur la germination

La germination et les premiers stades de croissance sont cruciaux pour l’établissement

des espèces se développant dans des environnements salins. Le stade plantule est le plus

vulnérable dans le cycle de vie de la plante, et c’est la germination qui détermine le temps et

le lieu pour que la croissance de la plantule ébauche. Ce stade germination est souvent limité

par la salinité du sol et se montre le plus sensible que les autres stades. Les mécanismes

d’adaptation à la salinité d’espèces d’Atriplex ont été largement étudiés, mais la plupart des

études ont porté sur une ou deux espèces. (BOUDA, 2011).

2. Sur la croissance et le développement

La salinité affecterait de plusieurs manières la croissance de la plante :

La concentration élevée de NaCl diminue également lʼabsorption de Ca2+qui est relativement

tolérante au sel, l’augmentation de la concentration en Na+ s’accompagne d’une réduction de

la concentration en Mg2+, K+, N, P et Ca2+dans la plante. Ce déséquilibre nutritionnel est une

cause possible des réductions de croissance en présence de sel lorsque des ions essentiels

comme K+, Ca2+ ou NO3- deviennent limitant (HAOUALA et al., 2007).

Les effets osmotiques du stress salin peuvent également limiter la croissance des

racines, ce qui limite les possibilités d’absorption des éléments nutritifs du sol (JABNOUNE,

2008).

3. Sur la biochimie de la plante

La salinité réduit la vitesse de la photosynthèse suite à une diminution de la

conduction stomatique de CO2. La diminution de la vitesse photosynthétique est due à

plusieurs facteurs comme la déshydratation des membranes cellulaires ce qui réduit leur

perméabilité au CO2, la toxicité du sel, la réduction de l'approvisionnement en CO2 à cause de

la fermeture des stomates, la sénescence accrue induite par la salinité et le changement dans

l’activité des enzymes causé par le changement dans la structure cytoplasmique).

Chez diverses espèces plus ou moins résistantes, un taux élevé des sucres totaux

résultant du blocage de la glycolyse ou du saccharose provenant d’une grande hydrolyse de

l’amidon (PARIDA et DAS, 2005).


7

4. Effets sur la nutrition minérale des végétaux

Les effets nutritionnels de la salinité incluent les deux actions primaires du sel sur les

plantes: la toxicité directe due à l’accumulation excessive des ions dans les tissus et un

déséquilibre nutritionnel provoqué par l’excès de certains ions. Des concentrations salines

trop fortes dans le milieu provoquent une altération de la nutrition minérale des plantes

(HAOUALA et al., 2007). L’accumulation des ions Na+ dans la plante limite l’absorption des

cations indispensables tels que K+ et Ca

2.

IV. Mécanisme d’adaptations à la salinité

1. Caractéristiques morphologiques et anatomiques

La succulence, qui se traduit par une accumulation d'eau dans les cellules constitutives

des tissus des organes aériens, est l'un des caractères les plus communs aux halophytes. La

succulence des cellules foliaires augmente, se traduisant par une augmentation de l'épaisseur

des feuilles sont l'une des modifications qui apparaît de façon plus importante chez les

espèces les plus tolérantes.

On note de plus la réduction de la surface foliaire (RAACHE et KARBOUSSA,

2004), la présence d'une cuticule épaisse et l'apparition plus précoce de la lignification de

quelques organes à la fin de leur cycle de vie (RAACHE et KARBOUSSA, 2004).

Des modifications anatomiques apparaissent au niveau des différents organes lors d'un

stress salin, on observe des modifications du cortex qui, chez les halophytes est constitué de

deux à trois couches de cellules seulement, ainsi qu'une diminution du diamètre de la stèle au

niveau des racines du blé et chez la tige de la tomate, où le cortex devient épais alors que le

nombre de vaisseaux conducteurs diminue.

D'autres modifications s'observent sous l'effet de la salinité comme la raréfaction des

stomates, la présence de tissus de soutien et l'abondance du parenchyme aquifère

(BENHAMIDA et DJEGHBALA, 2005).

Certaines plantes peuvent développer différentes stratégies qui leur permettent de

réguler les concentrations internes en ions. Lors d'un stress salin, les halophytes sont capables

de compartimenter les ions Na+ et Cl- au niveau vacuolaire. Certaines halophytes possèdent

des structures spécialisées, appelées « glandes à sel », constituées d'une à plusieurs cellules,

sont souvent protégées par une mince cuticule perforée de pores, situées au niveau des

cellules épidermiques des feuilles et des tiges, ayant pour rôle d'excréter le sel, lorsque la

charge minérale des tissus est excessive, c’est le cas du tamarix (BABA SIDI-KACI, 2010).


8

2. Caractéristiques physiologiques

2.1. Les pigments chlorophylliens

Il existe deux principaux types de chlorophylle chez les plantes et certaines algues : la

chlorophylle a et la chlorophylle b. Chez les plantes, seule la chlorophylle a est directement

impliquée dans les réactions lumineuses, elle absorbe la lumière des régions bleu violet et

rouge du spectre et apparait vert foncé, car elle réfléchit principalement la lumière verte

(SEBANE, 2014).

La chlorophylle b n’est pas directement impliquée dans les réactions lumineuses, mais

transmet l’énergie absorbée à la chlorophylle a. La chlorophylle b est donc appelé pigment

accessoire (SEBANE, 2014).

L’effet de la salinité sur la photosynthèse, dépend de la concentration des sels et

l’espèce de la plante, ce qui est évident qu’une concentration basse de sels peut stimuler la

photosynthèse. Un environnement stressant qui affecte la croissance, affecte évidemment la

photosynthèse, de nombreux auteurs montrent que la capacité de la photosynthèse est étouffée

par la salinité et cela chez différentes espèces de plantes (OMMAMI, 2005).

2.2. La proline

Proline est une molécule organique dominante qui agit comme un médiateur de

l'ajustement osmotique sous le stress de la salinité, un stabilisateur de structures

subcellulaires, un puits d'énergie, et même une contrainte connexe de signal. Elle participe

aussi dans l'osmorégulation de la cellule et de la protection des protéines au cours de la

déshydratation, et il peut agir comme un régulateur enzymatique en conditions de stress

(SEBANE, 2014).

Outre son rôle dans le métabolisme primaire en tant que constituant des protéines, la

proline est l’un des solutés compatibles le plus fréquemment accumulé en réponse à des

contraintes environnementales variées et joue un rôle important dans la tolérance des plantes.

La proline a été proposée comme stabilisateur de protéines et de complexes

macromoléculaires, piégeur de radicaux libres et régulateur du potentiel redox cellulaire

(KILANI et al., 2012).

La concentration intracellulaire de la proline dépend d’une régulation fine entre sa

biosynthèse et sa dégradation (KILANI et al., 2012).


9

2.3. Les sucres solubles

Les sucres solubles sont des voies des métabolismes végétaux présents aussi à la

surface des plantes (ARNAULT et al., 2012). Ils sont stimulés par un stress salin

(LEVIGNERON et al., 1995), produits par blocage de glycols ou le saccharose (provenant

de l’hydrolyse de l’amidon). Ces sucres sont abondants dans le cas de concentration fortement

salins et déshydratants (HUBAC, 1972, BINE, 1980, in BOUHADDI, 2009). Les sucres

pourraient contribuer à plus de 50% à l’ajustement osmotique des glycophytes soumises aux

conditions de salinité (FARISSI et al., 2014).

2.4. Les métabolites secondaires

Les polyphénols ou composés phénoliques, sont des molécules spécifiques du règne

végétal. Cette appellation générique désigne un vaste ensemble de substances aux structures

variées qu’il est difficile de définir simplement. A l’heure actuelle, plus de 8000 molécules

ont été isolés et identifiés (BELYAGOUBI, 2012).

Selon leurs caractéristiques structurales, ils se répartissent en une dizaine de classes

chimiques, qui présentent toutes un point commun : la présence dans leur structure d’au moins

un cycle aromatique à 6 carbones, lui-même porteur d’un nombre variable de fonctions

hydroxyles (OH) (HENNEBELLE et al., 2004 in BELYAGOUBI, 2012). Ces espèces sont

des monomères, des polymères ou des complexes dont la masse moléculaire peut atteindre

9000 (BELYAGOUBI, 2012).

Ils sont divisés en plusieurs catégories : anthocyanes, coumarines, lignanes,

flavonoïdes, tannins, quinones, acides phénols, xanthones et autres phloroglucinols où les

flavonoïdes représentent le groupe le plus commun et largement distribué . La grande

diversité structurale des composés phénoliques rend difficile une présentation globale des

méthodes qui permettent leur extraction et leur isolement, des processus mis en jeu au cours

de leur biosynthèse, de leurs propriétés physico-chimiques et biologiques (BELYAGOUBI,

2012).

Les polyphénols sont présents partout dans les racines, les tiges, les fleurs, les feuilles

de tous les végétaux. Les principales sources alimentaires sont les fruits et légumes, les

boissons (vin rouge, thé, café, jus de fruits), les céréales, les graines oléagineuses et les

légumes secs. Les fruits et légumes contribuent environ pour moitié à notre apport en

polyphénols, les boissons telles que jus de fruits et surtout café, thé ou vin apportant le reste

(MIDDLETON et al., 2000 in BELYAGOUBI, 2012).


10

V. L’acide salicylique

L'acide salicylique (AS) ou l'acide hydroxbenzoïques et d'autres salicylates sont

connus pour affecter de diverses activités physiologiques et biochimiques des usines et

peuvent jouer un rôle principal en réglant leur croissance et productivité (LAKZAYI et al.,

2014).

L’acide salicylique (AS) est un composé phénolique impliquée dans la régulation de la

croissance et le développement des plantes et leurs réponses à des facteurs de stress biotiques

et abiotiques. AS est impliquée dans la régulation des plantes importante processus

physiologique comme la photosynthèse, le métabolisme de l’azote, la proline métabolisme,

les relations plantes-eau dans des conditions de stress et offre ainsi une protection dans les

plantes contre stress biotiques (KHAN et al., 2013). AS à été montré pour améliorer la

tolérance des plantes aux principaux stress abiotiques tels que la salinité (KHAN et al., 2014,

NAZAR et al., 2015).

L’histoire de l’acide salicylique remonte à l’antiquité avec la découverte des vertus

curatives de l’écorce de saule (Salix alba).

C’est au début du XIXe siècle qu’un pharmacien français , obtient des cristaux

solubles d’une substance qu’il baptise, salicyline, après avoir fait bouillir de la poudre

d’écorce de saule blanc dans de l’eau et en avoir concentré la décoction. En 1828, des

scientifique allemands extraient et purifient cette substance active, d’abord appelé salicyline,

puis acide salicylique. En 1874, on produisait le premier composé synthétique, appelé

aspirine, à partir de la formule de l’acide salicylique (BENHAMOU, 2009).

L'acide salicylique est un régulateur de croissance endogène de nature phénolique, qui

participe à la régulation des différents processus physiologiques chez les plantes.

L’acide salicylique fait partie des acides hydroxybenzoïques, qui sont dérivés de

l’acide benzoïque et ont une formule de base de type C6- C1 (HARBONE, 1980 et

MACHEIX et al., 1990)


11

Fig. 1 : L’acide salicylique et ses principaux dérivés naturels (salicylate de méthyle, ester

glucosylé, glucoside).

1. Biosynthèse de l’acide salicylique

L’acide salicylique, dont le rôle dans la signalisation cellulaire est important chez les

végétaux, dérive de la phénylalanine via le cinnamoyl-CoA, le benzoyl-CoA et l’acide

benzoïque. Il est ensuite glucosylé ou méthylé pour donner les formes combinées classiques

de l’acide salicylique (LEE, 1995 in SEBANE, 2014).

2. Rôle de l’acide salicylique

Dans les mécanismes de défense de la plante : parmi tous les composés phénoliques

pouvant être impliqués dans la résistance des végétaux aux parasites, l’acide salicylique peut

être présent sous plusieurs forme dans la plante : d’abord l’acide lui même, plus ou moins


12

dissocié selon le pH du milieu, ensuite sous forme d’un β-glucoside qui est probablement une

forme de stockage, enfin le salicylate de méthyle qui pourrait être un signal volatil relâché

dans l’air ambiant. Bien qu’il puisse intervenir directement, au même titre que les autres

composés phénoliques, dans la résistance des plantes aux microorganismes, l’acide

salicylique joue simultanément un rôle important comme messager intracellulaire déclenchant

l’induction de l’ensemble des mécanismes qui permettent à la plante de se défendre vis-à-vis,

des champignons ou des bactéries (KUNKEL et BROOKS, 2002).

L’acide salicylique est nécessaire pour activer la plupart des réactions de défense de la

plante et on observe souvent une rapide augmentation de sa concentration suite à l’attaque par

des agents pathogènes (SMITH et al., 1998) ou en réponse à divers stress (UV, ozone,

blessure…). Par ailleurs, il existe généralement une bonne corrélation entre la capacité de

résistance de la plante et sa teneur en acide salicylique (GOZZO, 2003).

L’acide salicylique joue un rôle primaire pour induire l’expression de nombreux

gènes, qu’il s’agisse ou non de gènes du métabolisme phénolique. La conséquence en est

l’activation des systèmes de défense de la plante, se traduisant par l’accumulation de

composés phénoliques et la mise en place des protéines PR (DELANEY et al., 1994 ;

RYALS et al., 1996).

3. Mode d’action de l’aide salicylique

Les mécanismes moléculaires par lesquels l’acide salicylique agit sur l’induction des

gènes de résistance ont pu être en partie appréhendés grâce à l’utilisation d’analogues

fonctionnels, en particulier l’acide 2,6- dichloroisonicotinique qui mine son action comme

messager intracellulaire. L’acide salicylique apparait donc comme un signal qui est à l’origine

d’une cascade de transduction intracellulaire aboutissant à l’expression de nombreux gènes

(KLESSIG et al., 2000).

Dans la plupart des cas étudiés, la présence d’acide salicylique reste indispensable aux

endroits où s’exprime la SAR, qu’il provienne du transport phloémien ou d’une biosynthèse

directe au niveau de ces organes cibles. Par opposition, certains exemples montrent cependant

l’existence de voies de transduction indépendantes de l’acide salicylique, dans lesquelles

l’éthylène et l’acide jasmonique joueraient le rôle essentiel pour l’expression des mécanismes

biochimiques de résistance (KUNKEL et BROOKS, 2002).


13

4. L’acide salicylique et la résistance abiotique

La corrélation observée entre la concentration d’acide salicylique et la résistance de

la plante laisse supposer aux auteurs que l’acide salicylique est une molécule de signal

commune à la plante, et responsable d’inciter sa tolérance à un certain nombre de stress

biotiques et abiotiques (NICOLE et al., 1998).

L’application exogène de l’acide salicylique a un effet sur une large gamme de

processus physiologique en condition défavorables externe, il a été prouvé dans plusieurs

recherches que l’acide salicylique participent à la régulation de plusieurs voies métaboliques

et physiologiques, mais son mécanisme d’action n’est pas encore bien clair et est toujours en

cours d’étude (SHAKIROVA et al., 2003).

En l’additionnant aux milieux d’irrigation ou par pulvérisation foliaire, l’acide

salicylique joue chez certaines plantes, et sous différentes conditions climatiques, un rôle de

molécule signal pour induire la résistance ou la tolérance chez ces plantes aux différents

stress abiotiques (KORKMAZ et al., 2007).

5. Effet de l’acide salicylique sur la physiologie des plantes

L’acide salicylique (SA), est un régulateur de croissance endogène qui participe à la

régulation des processus physiologiques des plantes ; telles que la germination des semences,

la production de fruits (SAYYARI et al., 2013), la floraison, contrôle l'absorption d'ions par

les racines, l'élongation cellulaire, la division cellulaire, la différenciation cellulaire, les

activités enzymatiques, la synthèse des protéines et l'activité photosynthétique ainsi que

l'augmentation de la capacité antioxydant des plantes (VAZIRIMEHR et RGII, 2014).


14

VI. La plante

1. Généralités

Les plantes du genre Atriplex appartiennent à la famille des Amaranthaceae

(Chénopodiacées), qui se caractérisent par leur grande diversité et se rencontrent dans la

plupart des régions du globe. Elles sont réparties dans les zones tempérées,

méditerranéennes et subtropicales, entre 20° et 50° de latitude Nordet Sud (LE HOUEROU,

1992).

Ce genre comprend plus de 400 espèces, avec 40 à 50 espèces dans le bassin

méditerranées (ORTIZ-DORDA et al., 2005). La plupart des espèces se développent dans

des régions ou les précipitations annuelles varient entre 200 et 400 mm/an (ABU-ZANAT et

al., 2004). Elles sont dominantes dans plusieurs régions arides et semi-arides du monde, en

particulier dans les habitats qui combinent la salinité relativement élevée du sol avec

l’aridité (NEDJIMI et al., 2006).

Les Atriplex semble actuellement les plantes mieux adaptées pur stabiliser et

augmenter la production fourragère en climat semi- aride et aride.

2. Description des deux espèces étudiées d’Atriplex

L’Atriplex est un arbuste de 1 à 2 m, très touffu, de teinte argentée, rameaux terminés

par des grappes allongées et un peu ramifiées, très commun dans le Sahara septentrionale et

les montagnes du Sahara central, dans les sols un peu salés. (OZENDA, 1991). Les feuilles

sont arrondies, variables, diversement dentées, parfois encor sagittées (BURNIE et al., 2003).

Les halophytes des surfaces sablées sont distinguées par des racines très développées,

des organes aériens protégés par une cuticule épaisse, un revêtement pileux abondant est ceux

que l’on observe en générale chez les espèces des milieux secs (BURNIE et al., 2003).

2.1. Description Atriplex halimus. L

L’Atriplex halimus Lest une plante spontanée vivace pouvant se développer au ras du

sol ou prendre un arbustif vivant surtout en climats arides et semi-arides (OZENDA, 1983).

C’est une plantes caractérisé par un important polymorphisme morphologique, qui se

manifeste au niveau de la production de la biomasse (BEN AHMED et al., 1996).

Pouvant atteindre jusqu’à 4 mètre (NEGRE, 1961) ; la plante adulte est très ramifié,

ayant un aspect blanc argenté, à tige dressé d’une couleur blanche à racines blanchâtre


15

s’orientant horizontalement, pivotante en surface pouvant atteindre 3 à 5 fois la longueur de

tige (BENREBIHA, 1987).

Les feuilles sont assez grandes, 2 à 5 cm, en général leur longueur est le double de leur

largeur (QUEZEL et SANTA, 1962).

Les fleurs sont unisexuées, monoïques jaunâtres, elles se regroupent en panicule

allongées terminales. Ces inflorescences portent souvent des fleurs males à cinq pétale et cinq

étamine au de sommet et des fleurs femelles à la base dépourvue de périanthe. Le gynécée,

constitué d’un ovaire surmonté de deux styles, est enveloppé de deux bractées (KINET et al.,

1998).

Les fruits composés par les bractéoles, arrondis en rêne, dentés ou entiers, lisse ou

tuberculeuses (NEGRE, 1961).

La graine est verticale lenticulaire de couleur brune foncée, de 2 mm de diamètre

environ. Elle est terne et entourée de péricarpe membraneux (NEGRE, 1961).

2.2. Description Atriplex canescens (Pursh Nutt.)

Espèce originaire du nord-ouest américain, on la trouve au Colorado, Ouest du Texas

et le Nord du Mexique. C’est un arbuste à hauteur de l’ordre de 1 à 3 m, formant des touffes

de 1 à 3 m de diamètres.

Les rameaux : sont blanchâtre, étalés ascendants ou arqués retombants vers l’extrémité

(FRANCLET et LE HOUEROU, 1971).

Les feuilles : sont simples, alternées, entières, linéaires à oblongues (DANIEL et

LOREN, 2005) de couleur vert grisâtre et grise argentée à reflets dorés, pouvant atteindre 3 à

5 cm de longueur et 0,3 à 0,5 cm de largeur. Des feuilles axillaires plus petites (0,5 à 1,5 sur

0,1 à 0,3cm) sont aussi présentes le long de l’axe feuillé (FRANCLET et LE

HOUEROU, 1971).

Les tiges : sont très ramifiées, solides et blanchâtres.

Le système racinaire : est ramifié et communément très profond.

Fleurs : L’Atriplex canescens est dioïque, avec des fleurs mâles et femelles sur des

plantes séparées ; cependant, quelques plantes monoïques peuvent être trouvées dans une

population (DANIEL et LOREN, 2005). L’inflorescence en épis simples ou paniculés au

sommet des rameaux pour les mâles, axillaires ou en épis subterminaux pour les femelles

(FRANCLET et Le HOUEROU, 1971).


16

3. Intérêts de l’Atriplex

3.1. Intérêt fourrager

Au vu de sa grande résistance à la sécheresse, à la salinité et à l'ensoleillement, l’Atriplex

constitue en période de sécheresse un fourrage apprécié des camélidés et particulièrement des

ovins et caprins (ABBAD et al., 2004).

Les taux élevés en protéines et en sels minéraux permettent d’utiliser l’Atriplex

comme une réserve fourragère en été et en automne, comblant la carence de fourrage qui se

manifeste avant la croissance printanière des espèces fourragères herbacées dans ces régions

(KESSLER, 1990).

L’Atriplex possède un taux élevé d’azote et fournit de faibles apports d’énergie

(MULAS et MULAS, 2004). Sous des précipitations annuelles de 200 à 400 mm, Atriplex

halimus compte, avec Atriplex nummularia et Atriplex canescens, parmi les espèces les plus

intéressantes, produisant de 2000 à 4000 kg de matière sèche par an et par ha de fourrage

riche en protéine (10 à 20 % de la MS) (LE HOUEROU, 1992; BEN AHMED et al., 1996).

3.2. Intérêt écologique

Dans les zones arides et les zones semi arides, les Atriplex font partie des plantes les

plus intéressantes pour le peuplement des terrains affectés par la salinité (DEBEZ et al.,

2001).

Ces plantes possèdent un système racinaire très développé qui leur permet d’utiliser

les réserves d’eau du sol de façon exhaustive et de former un réseau dense susceptible

d’agréger le sol et de le rendre résistant à l’érosion (OSMOND et al., 1980). En outre, les

formations à base de buissons fourragers forment une bonne couverture végétale à feuillage

dense qui protège le sol des agressions climatiques, sources d’érosion (pluie, vent, grêle,

etc…) (DUTUIT et al., 1991). Cette plante a joué un rôle important comme brise-vent, pour

la protection du sol et la création d’un microclimat favorable, permettant aux autres espèces

fourragères, d’augmenter leur productivité (MULAS et MULAS, 2004).

Matériel et méthodes

Chapitre II Matériel et méthodes

17

I. Objectif

Dans le cadre de cette approche et afin de mieux comprendre l’effet de l’acide

salicylique sur le comportement morpho-anatomique et biochimique de la plante, nous nous

sommes intéressées à deux espèces d’halophytes, Atriplex halimus L. et Atriplex canescens

(Pursh) Nutt, pour étudier leur réponse à la salinité en présence et en absence de l’acide

salicylique afin de comprendre la stratégie mise en jeu lors du stress salin.

II. Matériel végétal

Le matériel végétal utilisé concerne les graines de l’Atriplex halimus L. (Photo 01) et

de l’Atriplex canescens(Pursh) Nutt. (Photo 02) prélevées des arbres plantés dans la zone de

Hassi-Ben-Abde Allah (Wilaya de Ouargla).

III. Méthodologie du travail

Pour réaliser notre travail, nous avons adopté la méthodologie représentée dans la

Fig. 02.

1. Préparation du matériel de culture

1.1. Préparation du substrat de culture

1.1. 1. Sable

Le substrat utilisé est le sable des dunes provenant de l’exploitation de l’université qui

est tamisé pour éliminer tout débris végétaux et animaux. Ce sable a été ensuite lavé à l’esprit

de sel pendant 15 min pour éliminer les sels comme les carbonates, puis rincé avec l’eau filtre

plusieurs fois, ensuite à l’eau distillée 4 à 5 fois pour éliminer toute trace d’esprit de sel. Une

quantité d’eau du dernier lavage est mise dans un tube à essai auquel, nous avons ajouté

quelques gouttes de nitrate d’argent pour vérifier l’absence totale des sels, ensuite séché à la

température ambiante dans la serre. (Annexe 8)

Photo 01: Graines d’Atriplex halimus L. Photo 02: Graines d’Atriplex

canescens (Pursh) Nutt.


18

Matériel végétal

Préparation du

substrat de culture

Préparation des

pots

Préparation des

grains

Lavage du Sable

Repiquage des

plantules

Application du stress

Récolte du matériel

végétal

Paramètres étudiés

3. Etude anatomique

(SMAIL SAADOUN,

2005)

2. Biochimiques

1. Biométriques

Extraction et dosage

de chlorophylle

(TORRECILLAS et

al., 1984).

Extraction et dosage de

la proline

(MONNEUVEUX et

NEMMAR, 1986).


des sucre solubles

(DUBOIS et al.,

1956).


des polyphénols

(GALLET et

LIBRETON, 1995)

Hauteur de la tige

principale

Biomasse végétale

Fig. 02: Protocol expérimentale


19

1.2. Préparation des grains

Avant de réaliser la germination des grains d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt.et

Atriplex halimus L. pour obtenir les plantules, nous avons décortiqués manuellement ces

graines de leurs téguments, afin de choisir celles qui possèdent à peu près la même taille,

même forme et même couleur (brunes) et celles qui sont saines.

Ces graines sont désinfectées à l’eau de javel à 0,5% pendant 3 min puis rincées

soigneusement trois fois avec de l’eau distillée pour éliminer toute trace de chlore. Elles sont

ensuite semées dans des alvéoles remplies de terreau (Gro-Green Raeyco), imbibées d’eau

distillée chaque deux jour pendant 21 jours. Cette étape a pour but de produire des plantules

(Photo 03 et 04).

Remarque : Après avoir effectué plusieurs tests sur trois types de graine apportés des régions

déférents (régions d’Ouargla, de Djelfa et de la Syrie), les graines d’Atriplex canescens

(Pursh) Nutt n’ont pas germées, nous avons donc annulée cette partie du travail.

1.3. Préparation des pots

Une fois que le sable est séché et les graines ont germées, nous avons remplis des pots

en plastique de 16 cm de diamètre et de 13,8 cm de hauteur, avec un mélange du sable et de

terreau (2V/V). Le poids du mélange est de 1822,98 g il est déterminé pour connaître la

capacité de rétention (CR) qui nous permet ensuite de calculer la dose d’arrosage nécessaire à

rapporter pour les plantes. Le fond des pots a été tapissé avec une couche de gravier (lavé

avec l’eau distillée) pour faciliter le drainage. (Annexe 1)

2. Repiquage des plantules

Au bout de 21 jours, dès l’apparition des premières feuilles (photo 05), les plantules

sont repiquées soigneusement individuellement dans les pots. Elles sont arrosées chaque deux

jour à la solution nutritive de HOAGLAND (1938) diluée à 1/1000, apportée à 30% de la

capacité de rétention CR du substrat durant 1mois et demi de repiquage, dès que nous avons

Photo 03: Plantules d’Atriplex halimus

L. âgées de 21 jours.

Photo 04: Plantules d’Atriplex canescens

(Pursh) Nutt. âgées de 30 jours.


20

vu une certaine fanaison et un dessèchement du bout des feuilles, nous avons doublé la dose

d’arrosage à 60% de CR jusqu’au moment de l’application du stress salin.

3. Dispositif expérimental

L’expérimentation a été conduite dans une serre contrôlée au niveau de l’exploitation

de l’Université de Ouargla.

Les pots sont disposés aléatoirement et subissent des rotations au fur et à mesure. Le

dispositif expérimental comprend 7 traitements avec 5 répétitions.

Après trois mois du semis nous avons appliqué le stress sur les jeunes plantes

d’Atriplex halimus L. Qui seront traitées avec deux solutions salines à base de chlorure de

sodium (NaCl) seulet quatre solutions combinées de chlorure de sodium et l’acide salicylique

(AS) pendant 10 jours.

4. Préparation des différentes solutions

Nous avons préparé deux types de solutions, l’une pour arroser la culture, c’est la

solution nutritive et l’autre saline pour le stress salin.

4.1. Solution nutritive

L’arrosage des plantules au cours de leur développement sera effectué par utilisation

de la solution nutritive de HOAGLAND(1938), contenants les micro-éléments et

macroéléments présentée dans le tableau 01 en annexe 2.

4.2. Solution saline

Deux types de solutions sont constitués; l’une contient uniquement le NaCl avec deux

concentrations, comme indiqué dans le tableau 02. L’autre est obtenue par l’addition des deux

Photo 05: Repiquage des plantules

d’Atriplex halimus L. dans stade 4 feuilles.


21

concentrations de NaCl à deux concentrations d’AS qui seront mélangés à la solution

nutritive, dont les proportions sont indiquées dans le tableau 03:

Tableau 01: Composition de la solution saline à base de NaCl

Tableau 02: Composition de la solution saline à base de NaCl+AS

IV. Application du stress

Après 81 jours de culture les jeunes plantes ont été stressées une seule fois aux

différents traitements selon le dispositif (fig.04) alors que les plantes témoins sont

normalement arrosées suivant:

Composants 400 mM

600 mM

NaCl

mM.l-1

400 600

g.l-1

23.38 35.06

Composants

400 Mm 600 mM

NaCl

mM.l-1

400 600

g.l-1

23.38 35.06

AS

mM.l-1

0.5 1

g.l-1

0.069 0.138

Lot N° 1

Témoin: Solution

nutritive

400 mM NaCl +

0.5 mM AS

400 mM NaCl 600 mM NaCl

400 mM NaCl + 1

mM AS

600 mM NaCl + 1

mM AS

600 mM NaCl +

0.5 mM AS

Lot N° 3 Lot N° 2

Fig.03: Dispositif expérimental


22

Plantes d’Atriplex halimus L.

Avant le stresse Après le stresse

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 4

00 m

M d

e N

aCl

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 4

00 m

M d

e N

aCl

Lot

de

pla

nte

s T

émoin

à

la s

olu

tion n

utr

itif

Lot

de

pla

nte

s T

émoin

à

la s

olu

tion n

utr

itif

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 6

00 m

M d

e N

aCl

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 6

00 m

M d

e N

aCl


23

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 4

00 m

M d

e N

aCl

+0,5

mM

de

(AS

)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 4

00 m

M d

e N

aCl

0,5

mM

de

(AS

)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 4

00 m

M d

e N

aCl

1m

M d

e (A

S)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 4

00 m

M d

e N

aCl

1m

M d

e (A

S)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 6

00 m

M d

e N

aCl

1m

M d

e (A

S)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 6

00 m

M d

e N

aCl

0,5

mM

de

(AS

)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 6

00 m

M d

e N

aCl

0,5

mM

de

(AS

)

Lot

de

pla

nte

s st

ress

ées

au 6

00 m

M d

e N

aCl

1m

M d

e (A

S)

Fig .04. Dispositif de l’application de stress (les plantes avants et après le

stress).


24

V. Récolte du matériel végétal

Après 10 jours de l’application du stress, les plantes sont prélevées. Les feuilles et les

racines sont séparées, ces dernières ont été rincées soigneusement à l’eau du robinet pour

éliminer les traces du substrat.

Chaque organe a été enveloppé dans du papier aluminium et amené au laboratoire de

Bioressources Sahariennes préservation et valorisation. (Annexe 9)

VI. Paramètres étudies

1. Paramètre biométriques

1.1. Hauteur de la tige principale

Avant le prélèvement du matériel végétal nous avons mesuré la hauteur de la tige

principale en centimètre (cm) à l’aide d’une règle graduée pour l’ensemble.

1.2. Biomasse végétale

Chaque partie des plantes récoltes a été ensuite pesée pour déterminer la masse

fraiche. La masse sèche a été déterminée par séchage à 80°C pendant 48 heures jusqu’ à

l’obtention de la masse constante.

2. Paramètres biochimiques

2.1. Extraction et dosage des pigments chlorophylliens

Les teneurs en chlorophylle a, b et totale (mg/g PF) ont été déterminées selon la

méthode légèrement modifiée de la méthode de TORRECILLAS et al., (1984). Des feuilles

d’environ 200 mg de poids frais sont pesées et mises dans 5 ml d'acétone concentrée (80%).

Après un séjour de 72 heures à l'obscurité à une température de 4°C, la densité optique de

l'extrait est mesurée à 665 nm et à 649 nm. Les teneurs en chlorophylle a, b et totale sont

ensuite calculées selon les formules suivantes:

Le calcul de la qualité de la chlorophylle est obtenu par la formule suivante :

Chlorophylle a (mg/g PF) = 11,63 * (DO665) – 2,39 * (DO649)

Chlorophylle b (mg/g PF) = 20,11 * (DO649) – 5,18 * (DO665)

Chlorophylle totale (mg/g PF) = 6,45 * (DO665) + 17,72 * (DO649)


25

2.2. Extraction et dosage de la proline

Le dosage de la proline est réalisé selon la méthode de MONNEUVEUX et

NEMMAR, (1986). Le principe de la méthode consiste à prendre 100mg de matière fraiche ;

le Couper en petit morceaux puis l’introduire dans un tube à essai ; ajoute ensuite 3ml de

méthanol à 80% et chauffer le mélange au bain Marie à la température de 85°C pendant 1

heure.

On procède ensuite au refroidissement : on prélève 1 ml de la solution, auquel on

ajoute 1ml d’acide acétique et 1ml d’un mélange contenant : (120 ml d’eau distillée ; 300 ml

d’acide acétique, 80ml d’acide ortho phosphorique); on ajoute enfin 25mg de ninhydrine.

La solution est porté à ébullition pendant 30 min jusqu’à la coloration au rouge ; on

refroidit la solution puis on ajoute 5 ml de toluène est on procède à l’agitation du mélange ;

deux phase se séparent : Phase supérieure contenant la proline et une phase inférieure

dépourvue de proline.

On aspire la phase supérieure et on procède à sa déshydratation grâce à l’introduction

du Na2SO4. On dose ensuite les échantillons (JNEWY 6300) à la longueur d’onde de 528 nm.

La courbe d’étalonnage est obtenue grâce à un mélange (acide acétique, eau distillée,

acide ortho phosphorique et ninhydrine), l’équation permettant l’obtention de la courbe

d’étalonnage (Annexe 4).

2.3.Sucres solubles totaux

Les sucres solubles totaux (saccharose, glucose, fructose, leurs dérivés méthyles et les

polysaccharides) sont dosés par la méthode au phénol de DUBOIS et al., (1956).

Elle consiste à prendre 100 mg de matière fraîche, placés dans des tubes à essai, on

ajoute 3ml d’éthanol à 80% pour l’extraction des sucres. On laisse à température ambiante

pendant 48 heures. Au moment du dosage, les tubes sont placés dans une étuve à 80° C pour

faire évaporer l’alcool.

Dans chaque tube, on ajoute 20 ml d’eau distillée. C’est la solution à analyser. Dans

des tubes à essai propre, on introduit 1 ml de la solution à doser auquel on ajoute 1 ml de

solution de phénol à 5% (le phénol est dilué dans de l’eau distillée). Les tubes sont

soigneusement agités. On ajoute alors 5 ml d’acide sulfurique concentré à l’aide d’une burette

dont le jet tombe brutalement sur la surface du liquide.


26

On obtient, une solution jaune orange à la surface, on passe au vertex pour

homogénéiser la couleur de la solution. On laisse les tubes pendant 10 mn et on les place au

bain-marie pour 10 à 20 mn à une température de 30°C (La couleur de la réaction est stable

pendant plusieurs heures).

Les mesures d’absorbances sont effectuées à une longueur d’ondes de 490 nm .Enfin

des résultats des densités optiques sont rapportés sur un courbe étalon des sucres solubles

(exprimés en glucose). (Annexe 5).

2.4. Dosage des polyphénols

2.4.1. Extraction

Pour extraire les polyphénols par macération, nous avons opté pour le protocole décrit

par ROMANI et al., (2006) : 1g de matériel végétale sont macérés à température ambiante

pendant 2,5 h (deux fois) avec 10 ml de solutions aqueuses des solvants : éthanol, acétone,

méthanol à 70 % v/v et eau. Après filtration sur un tissu mousseline, les filtrats sont

centrifugés pendant 20 min à 4000 t/min à température ambiante. Conservés à 4 °C dans

l’obscurité jusqu’à utilisation.

Fig. 05: Récapitulation des étapes d’extraction des polyphénols totaux.


27

2.4.2. Dosage

Selon GALLET et LIBRETON, (1995) à 100 µl de l’extrait méthanolique 500 µl est

additionné de Folin-Ciocalteu (dilué 10 fois avec de l’eau distillée). Le mélange est soumis à

une agitation au vortex puis on le laisse reposer 5 min à température ambiante. 400 μl de

Na2CO3 à 7,5 % (m/v) est ensuite ajouté. L’ensemble est soumis à l’obscurité à température

ambiante pendant 60 min. la densité optique (DO) de chaque échantillon est lue à une

longueur d’onde 735 nm.

Une courbe d’étalonnage est réalisée par l’acide gallique à différentes concentrations

et pratiquée dans les mêmes conditions opératoires que les échantillons la teneur en

polyphénols est exprimée en mg d’acide gallique équivalent. g-1

PF.

Fig. 06: Récapitulation des étapes de dosage des polyphénols totaux.


28

VII. Etude anatomique

Une approche de la structure anatomique de l’espèce étudiée s’avère intéressante.

D’après SMAIL SAADOUN (2005), Atriplex halimus L. étant une halophyte, son adaptation

anatomique est corrélée à une adaptation physiologique.

L’étude anatomique consiste à réaliser des coupes transversales de tiges au moyen

d'une lame de rasoir puis les colorer. Cette méthode repose sur l'utilisation de certains

colorants: vert de méthyle, rouge Congo ou le carmino-vert de Mirande, ou bien vert de

méthyle et carmin aluné. Elle permet de colorer spécifiquement les parois cellulaires en

fonction de leur composition chimique. (Annexe 10)

Le principe de coloration des coupes levées repose sur les étapes suivantes:

Réalisation de coupes à la main: à l'aide d'un simple rasoir, l'organe est débité en

tranches de quelques micromètres d'épaisseur, pour que les rayons lumineux puissent le

traverser.

Les coupes sont plongées avant toute coloration, dans un bain d'hypochlorite de

sodium à 12% pendant un quart d'heure pour évider le contenu des cellules.

Rinçage à l'eau distillée.

Immersion dans l'acide acétique à 2% pendant cinq minutes afin de fixer

éventuellement les colorants sur les cellules et enlever toute trace d'hypochlorite de sodium.

Rinçage sommaire à l'eau distillée.

Immersion dans le double colorant (vert de méthyle / rouge Congo) pendant 10 à 15

minutes.

Rinçage à l'eau distillée, puis montage des coupes les plus fines entre lame et lamelle.

Observation au microscope muni d’un appareil photo numérique (Motic).

Fig. 07: Microscope motic


29

3. Traitements statistiques

Les résultats obtenus vont être traités et analysés à l’aide d’un logiciel adoptée de

Microsoft office Excel (ANOVA) dans le but de déterminer la signification des différents

traitements salins et leurs effets sur les paramètres que nous avons étudiée.

Résultats et discussion

Chapitre III Résultats et discussion

30

I. Résultats obtenus

Les résultats obtenus concernant la teneur en chlorophylle, en proline, en sucres

solubles et en polyphénols dans les organes feuilles, tiges et racines ainsi que la longueur de la

tige des plantules de l’Atriplex halimus stressées par différents traitements, l’une à base de sels

NaCl avec deux concentrations (400 et 600 mM) et l’autre à base de sels combinés NaCl + AS

sont rapportés dans les différentes figures.

1. Effet du stress salin sur les paramètres biométriques

1.1. Hauteur de la tige principale

La figure 08 représente les valeurs moyennes de la hauteur de la tige des plantes

d’Atriplex halimus après le stress.

Effet de chlorure de sodium

On remarque que la longueur des plantes stressées est plus importante par rapport à

celles des témoins. En effet, la hauteur qui est de 58,95cm chez les plantes qui sont arrosées

avec la solution nutritive, augmente à 62,33et 66,67cm chez les plantes traitées respectivement

à 400 et 600 mM NaCl.

Effet de chlorure de sodium combiné à l’acide salicylique

Pour les lots des plantes traitées à la solution combinée (NaCl +AS), les hauteurs

enregistrées augmentent également par rapport à celles des plantes témoins et aux plantes

stressées au sel. Avec l’apport de l’AS à 400 mM NaCl, les mesures sont très proches (72,00 et

71,67cm) alors que sous 600 mM NaCl, ces mesure diminuent en fonction de la concentration

de l’AS, c’est l’application de 0,5mM AS qui a permis d’obtenir une mesure moyenne élevée.

On constate que la salinité influe positivement sur la croissance des plantes.


31

Fig.08 : Représentation de la hauteur des tiges d'Atriplex halimus L.

L’analyse statistique de la variance des résultats obtenus donné un coefficient de

variation est égal 0,93 donc les résultats de l’expérience sont acceptables.

Le test de NEWMAN-KEULS montre un effet non significatif sur la croissance de la

hauteur des tiges de l’Atriplex halimus L. (Annexe 7, tableau 17).

1.2. La biomasse végétale aérienne

a) Au niveau des feuilles

La figure 09 représente le taux de la matière sèche au niveau des feuilles des plantes

stressées par rapport à la matière sèche des plantes témoins.


Concernant les plantes stressées au NaCl, la matière sèche enregistrée un taux élève au

niveau des plantes traitées à 400 et 600 mM 28,98%, 28,21% respectivement, par rapport au

celle du témoin 24,34%.


Pour les feuilles stressées par les sels combinés, on constate que le taux de la matière

sèche est variable, celle-ci se diminue à 22,33, 22,23% respectivement pour les plantes traitées

à 400 et 600 mM de NaCl + 0,5 AS et à 23,74% pour les plantes stressées à 400 mM de NaCl

+1 AS. Par contre chez les plantes traitées à 600 mM de NaCl +1 AS le taux son augment à

30,21%.

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

Hau

teu

r d

es t

iges

pra

nci

pale

(cm

)

Traitements

Hauteur de la tige


32

Fig.09 : Taux de matière sèche (% MS) des jeunes feuilles d’Atriplex halimus L.

stressées au chlorure de sodium seul et associé à l’acide salicylique.

Le test de NEWMAN-KEULS montre un effet non significatif des doses de salinité sur la

teneur en matière sèche au niveau des feuilles, nous donne qu’un seul groupe homogène

(Annexe 7, tableau 18).

b) Au niveau des tiges

La figure 10 représente la teneur de la matière sèche au niveau des tiges des plantes stressées

par rapport des plantes témoins


La lecture de la figure 10 montre que le taux de la matière sèche est plus important chez

les plantes traitées à l’NaCl elle est de 38,34 et 39,38% respectivement à 400 et 600 mM de

NaCl par rapport au celle de témoins 30,17%.


Concernant les plantes stressées au NaCl + AS, la matière sèche enregistrée présente un

taux légèrement faible par rapport au plante témoins, chez les plantes traitées à400 et 600mM

de NaCl enrichie à 0,5 mM d’AS elle est de 34,32 et 31,61% respectivement. Lorsque la

concentration de l’AS augment à 1mM le taux enregistrée est 28,45, 33,36%.

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

Mati

ère

sèch

e (%

) M

S

Traitements

Feuilles


33

Fig.10 : Taux de matière sèche (% MS) des tiges d’Atriplex halimus L. stressées au chlorure de

sodium seul et associé à l’acide salicylique.

L’analyse de la variance indique également un effet non significative entre les

traitements, le test de NEWMAN-KEULS, donne un seul groupe homogène (Annexe 7,

tableau 19).

2. Effet du stress salin sur les paramètres biochimiques

2.1. Teneur en chlorophylle

Les résultats de la teneur moyenne en chlorophylle (a, b et totale) des feuilles d’Atriplex

halimus sont présentés dans la figure N°11.


D’une manière générale nous remarquons que la tenure moyenne en chlorophylle a

varie très peu. En effet, ces teneurs sont identiques et sont de 4,42 mg /g PF pour les plantes

témoins et celles traitées à 400 mM de NaCl. Chez les plantes stressées sous 600 mM de NaCl,

la teneur est de 4,48mg /g PF.

Le taux moyen de chlorophylle b, enregistré chez les témoins est important, il est de

4,54 mg/g PF, cette valeur diminue pour atteindre 3,84 et 3,05 mg /g PF chez les plantes

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

45,00

50,00

Témoin 400mM

NaCl

600mM

NaCl

400mM

NaCl+0,5AS

400mM

NaCl+1AS

600mM

NaCl+0,5AS

600mM

NaCl+1AS

Mati

ère

sèch

e (%

) M

S

Traitements

Tiges


34

traitées au NaCl respectivement à 400 et 600 mM de NaCl. Ces teneurs baissent également en

fonction de la salinité du milieu.

En ce qui concerne la chlorophylle totale, sa teneur diminue aussi selon l’intensité du

milieu salin et par rapport aux plantes arrosées uniquement à la solution nutritive qui montrent

une teneur plus élevée (8,96mg/g PF). Les valeurs obtenues sous les traitements salins 400 et

600 mM de NaCl sont respectivement de 8,26 mg/ g PF et 7,54 mg/g PF.

Concernant les plantes stressées aux sels combinés, on constate une stabilité dans les teneurs

enregistrées en chlorophylle a, et qui sont faibles par rapport aux plantes témoins et celles

traitées au NaCl. L’apport de l’AS n’a donc pas amélioré la teneur en chlorophylle a.


Chez les plantes traitées à 400 mM de NaCl combinées avec l’AS, les valeurs sont

semblables (4,27 mg/g PF), alors que sous 600mM de NaCl + 0,5 et 1 mM d’AS, cette teneur

passe de 4,07 à 4,34 mg/g PF.

Pour la chlorophylle b, on constate une augmentation de la teneur chlorophyllienne en

fonction de la concentration de l’AS sous 400mM de NaCl, contrairement au traitement

600mM. Les teneurs les plus élevées 5,09 et 5,14 mg/g PF sont obtenues pour 400 mM de

NaCl+ 1 mM d’AS et 600 mM de NaCl + 0,5 mM d’AS.

Pour la chlorophylle totale on constate aussi une augmentation de la teneur en

chlorophylle qui passe de 7,71 à 9,29 mg/g PF pour les plantes traitées à 400 mM de NaCl

associées à 0,5 et à 1 mM d’AS. En ce qui concerne les plantes stressées à 600 mM de NaCl,

les valeurs de la teneur en chlorophylle totale sont très proches et sont de 9,21 et de 8,98mg/g

PF respectivement avec l’addition de 0,5 et 1 mM d’AS.


35

Fig.11 : Teneur en chlorophylle a, b et totale (mg/100mg PF) des jeunes feuilles d’Atriplex

halimus L. stressées en présence du chlorure de sodium seul et associé à l’acide salicylique.

L’analyse de la variance réalisée sur l’ensemble des résultats de la teneur en

chlorophylle indique qu’il existe une différence significative entre le témoin et les autres

traitements.

Le test de NEWMAN-KEULS, a fait ressortir l’action des différents traitements sur la

teneur en chlorophylle a dans les feuilles. Il montre un effet non significatif et la formation

d’un seul groupe homogène (Annexe 7, tableau 20).

Pour la chlorophylle b l’analyse de la variance nous indique qu’il existe un effet

hautement significatif entre les différents traitements. Le test de NEWMAN-KEULS, fait

ressortir nous trois groupes homogènes (Annexe 7, tableau 21).

Concernant la chlorophylle totale, l’analyse de la variance indique également une

différence hautement significative entre le témoin et les autres traitements. Deux groupes

homogènes se sont formés avec un groupe intermédiaire (Annexe 7, tableau 22).

2.2. Teneur en proline des organes feuilles, tiges et racines des jeunes plantes

d’Atriplex halimus L.


Les résultats de la figure 12 montrent que la proline s’accumule d’une manière

identique dans les organes feuilles, tiges et racines des plantes témoins, les teneurs enregistrées

sont respectivement de 90, 87,71 et de 83,58µg/100mg PF.

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Ten

ur

en c

hlo

rop

hy

lle

a,

b e

t to

tale

mg

/g P

F

Traitements

Chl a Chl b Chl ab


36

Pour les plantes stressées au sel, la teneur en proline augmente en fonction de la

concentration de la salinité et par rapport aux plantes témoins. La proline s’accumule de

préférence au niveau des racines, en effet, sa teneur représente le double (163,87 µg/100mg PF)

et le triple (284,08 µg/100mg PF) de celle du témoin. Dans les feuilles et les tiges la synthèse

de la proline est identique, elle oscille entre 154,04 et 142,06µg/100mg PF.


Les plantes stressées au sel combiné, nous remarquons que la teneur de cet acide aminé

est variable lorsque la concentration de l’acide salicylique augmente. En effet, sous 400 mM

NaCl associé à 0,5 et 1 mM AS, cette teneur baisse et passe respectivement de 172,91µg/100

mg PF à 121,84µg/100 mg PF contre 90µg/100 mg PF dans les jeunes feuilles.

Au niveau des tiges et des racines, l’accumulation de la proline chute presque de moitié

avec l’ajout de 1 mM d’AS pour atteindre 72,00 et 43,55µg/100 mg PF.

Par contre, avec le traitement 600mM NaCl, la teneur en proline des feuilles et des tiges

augmente en fonction de la concentration de l’AS excepté pour les racines. En ajoutant 1 mM

d’AS, les valeurs obtenues dans le système aérien sont similaire et sont de (110,05 et

116,40µg/100 mg PF). L’application de 400 et 600 mM NaCl combinée à 0,5 mM d’AS

favorise l’accumulation de la proline respectivement dans les feuilles et les racines.

Nous remarquons qu’en générale la synthèse de la proline est améliorée sous les

traitements associés à l’AS par rapport aux plantes témoins, et d’autre part, l’accumulation

baisse en comparaison avec les plantes traitées au sel excepté pour le traitement 400 mM NaCl

+0,5 mM AS.


37

Fig.12 : Teneur en proline (µg/mg PF) d’Atriplex halimus L. âgées de trois mois

stressés en présence du chlorure de sodium seul et associé à l’acide salicylique.

Les résultats que nous venons de décrire ont subi une analyse statistique à l’aide du test

de NEWMAN-KEULS, et révèlent un effet très hautement significative chez les feuilles, tiges

et racines.

Pour les feuilles le test fait ressortir quatre groupes homogènes et deux groupes

intermédiaires (Annexe 7 tableaux 23)

Le traitement statique des tiges a indiqué la formation de trois groupes homogènes et

deux groupes intermédiaires (Annexe 7 tableaux 24)

Enfin pour les racines le test de NEWMAN-KEULS, donne quatre groupes

homogènes. (Annexe 7 tableau 25)

2.3. Teneur en sucres solubles des feuilles, des tiges et des racines des plantes

d’Atriplex halimus L.


La figure 13 montre les variations de l’accumulation des sucres solubles dans les

organes feuilles, tiges et racines des plantes témoins par rapport à celles stressées. Chez les

plantes témoins les teneurs en sucres sont respectivement de 909,07, 665,87 et

796,27µg/100mg PF. Les sucres solubles s’accumulent de préférence au niveau de feuilles

aussi bien chez les plantes témoins que chez celles traitées, ensuite dans les racines surtout sous

le traitement 600 mM NACl+ 0,5 mM AS, suivi enfin des tiges.

La teneur en sucre évolue dans les feuilles en fonction de la concentration saline du

milieu (926,93, 953,07µg/100mgPF) mais régresse vis-à-vis du témoin (909,07µg/100mg PF).

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00

350,00

Ten

ur

en p

roli

ne

µg

/10

0 m

g P

F

Traitements

Feuille Tige Racine


38

Par contre dans les tiges et les racines, ces composés glucidiques s’accumulent

lentement au fur et à mesure que la salinité augmente. Ainsi les valeurs indiqués sous 400 mM

NaCl (574,93 et 601,60µg/100 mg PF) baissent à (519,73 et 562,40 µg/100mg PF) sous

600mM par rapport aux témoins.


L’analyse de la figure 13 montre que sous les traitements combinés, les teneurs en

sucres solubles sont variables. En effet, on remarque que la teneur en sucres solubles augmente

sous 400 mM NaCl avec l’accroissement de l’AS de 831,20 à 973,33µg/100mg PF),

respectivement sous Addition de 0,5 et 1 mM AS. Cette dernière teneur semble plus élevée que

celle du témoin et celle des plantes traitées uniquement à 400 mM NaCl. Par contre, au niveau

des tiges et des racines, les teneurs en sucres diminuent pour les mêmes traitements ; et sont

également élevées en les comparants aux plantes traitées à 400 mM NaCl. Ces organes

accumulent plus de sucres sous 0,5 mM AS (935,47 et 882,13µg/100mg PF).

Sous 600 mM NaCl, la teneur en sucre de 853,33µg/100mg PF enregistrée au niveau des

feuilles sous l’apport de 0,5 mM AS augmente à 923,20µg/100mg PF sous 1 mM AS. Ces valeurs

restent faibles par rapport à celle des plantes traitées sous 600 mM NaCl et les témoins.

L’accumulation de ces composées glucidiques suit la même évolution dans les tiges et

les racines, en effet, les teneurs diminuent en fonction de la concentration de l’AS. Les plus

élevées sont obtenues avec l’apport de 0,5 mM AS qui sont respectivement de 608,00 et de

1062,13 µg/100mg PF.


39

Fig. 13 : Teneur en sucres solubles (µg/100 mg PF) d’Atriplex halimus L. âgées de trois

mois stressés en présence du chlorure de sodium seul et associé à l’acide salicylique.

L’analyse de la variance réalisée sur les résultats de la teneur en sucres solubles non

indique qu’il existe une différence significative entre le témoin et les autres traitements.

Pour les feuilles l’analyse de la variance nous indique qu’il existe un effet non

significatif entre les différents traitements, le test de NEWMAN-KEULS, nous donne un seul

groupe homogène (Annexe 7, tableaux 26).

Pour les tiges l’analyse de la variance nous indique aussi qu’il existe un effet hautement

significatif entre le témoin et les autres traitements, le test de NEWMAN-KEULS, nous donne

deux groupes homogènes. (Annexe 7, tableau 27).

Pour les racines l’analyse de la variance nous indique aussi qu’il existe un effet très

hautement significatif entre le témoin et les autres traitements, le test de NEWMAN-KEULS,

nous donne trois groupes homogènes. (Annexe 7, tableaux 28).

2.4. Teneur en polyphénols totaux des feuilles d’Atriplex halimus L.

La figure 14 représente la teneur des polyphénols totaux au niveau des feuilles des

plantes stressées par rapport aux plantes témoins.


Quand on appliquée 400 et 600 mM NaCl, la teneur en polyphénols a augmenté

proportionnellement à 3,28 et 3,43 mg /g PF par rapport aux plantes témoins (1,99 mg/g PF).

0,00

200,00

400,00

600,00

800,00

1000,00

1200,00

1400,00

Ten

ur

en s

ucr

es s

olu

ble

s µ

g/1

00

mg

PF

Traitements

Feuille Tige Racine


40


Chez les plantes stressées à 400 mM de NaCl en présence de l’AS 0,5 et 1 mM, la teneur en

polyphénols augmente de 2,02 à 2,26 mg/g PF par rapport au plantes témoins, mais baisse en

comparaison aux plantes traitées à l’NaCl. Au contraire sous 600 mM de NaCl, ces valeurs

baissent de 1,92 à 1,71 mg/g PF au fur et à mesure que la concentration en AS augmente et par

rapport aux plantes traitées au NaCl seul et au témoin (1,99 mg/g PF).

Fig. 14 : Teneur en polyphénols totaux (µg/100 mg PF) d’Atriplex halimus L. âgées de trois

mois stressés en présence du chlorure de sodium seul et associé à l’acide salicylique.

L’analyse de la variance réalisée indique qu’il existe une différence hautement

significative entre le témoin et les autres traitements.

Le test de NEWMAN-KEULS, nous donne trois groupes homogènes (Annexe 7,

tableau 29).

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

5,00

Ten

ur

en

poly

pén

ols

mg

/g

PF

Traitements

Feuille


41

3. Effet du stress sur l’anatomie de la tige d’Atriplex halimus L.

La comparaison des coupes anatomiques réalisées au niveau des tiges des plantes

d’Atriplex halimus témoins et celles traitées au NaCl à 400 et 600 mM seul ou associés à l’AS

(0,5 et 1mM) révèle que :

3.1. Plantes témoins

Sur les coupes transversales, on observe que la tige est constituée de deux zones

principales: l’écorce et le cylindre centrale (stèle). On peut déceler, que le cylindre central de la

tige occupe une superficie plus élevée que l’écorce (Figures 15 et 16).

De la périphérie vers le centre de la coupe on observe les tissus suivants.

L’écorce est constituée:

1. D’un épiderme : formé d’une assise de cellules juxtaposées de forme ovale dont la

paroi extérieure est cutinisée.

2. Collenchyme angulaire : ensemble des cellules dont les parois sont épaisses et

cellulosiques.

3. Un parenchyme cortical : peu épais, situé sous le collenchyme et composé de 03 à 04

couches de cellules, de forme arrondie, irrégulièrement disposées et sont séparées par

des méats, qui constituent le tissu de réserve.

4. Des cellules sclérenchymateuses, de petite taille à paroi épaisse constituent les fibres.

Le cylindre central est formé de:

1. Tissus conducteurs : rassemblés en amas superposés de xylème, vers le centre de la

tige et vers l’extérieur, par le phloème, groupé en faisceaux cribro-vasculaires, formant

un cycle régulier sous l’écorce.

2. Le cambium : extrafasciculaire se forme pour assurer la croissance en épaisseur, peut

donner du phloème secondaire ou liber.

3. La moelle : au centre de la tige, occupe un espace important. C’est un parenchyme à

larges cellules arrondies, à paroi mince. Entre les faisceaux cribro-vasculaires se

trouvent de larges travées de parenchymes reliant la moelle à l’écorce.


42

Témoin 400 NaCl mM 600 NaCl mM C

ou

pe

tran

sver

sale

(GX

40)

Vu

e gén

érale

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

100)

Vu

e gén

érale

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

400)

Tis

su v

asc

ula

ire

Fig.15. Coupes transversales au niveau de la tige d’Atriplex halimus L. des plantes témoins et

celle qui traitée à NaCl (400 et 600 mM).1: Épiderme, 2: Collenchyme angulaire, 3:

Parenchyme, 4: sclérenchyme, 5: faisceaux cribro-vasculaires., 6: Moelle, 7: Phloème, 8:

Xylème.


43

3.1.1. Plantes stressées au chlorure de sodium

L’observation des coupes transversales au niveau des tiges des plantes traitées ne

montre pas l’existence d’une différence structurelle entre les deux traitements et celles des

plantes témoins, mais un changement dans la taille des cellules est marqué.

On observe une augmentation de la taille des cellules parenchymateuses sous les

traitements salin 400 et 600 mM, suivi d’une augmentation de l’épaisseur du parenchyme.

La taille des cellules des tissus vasculaires montre une réduction visible du diamètre,

avec l’augmentation de concentration en sel de solution d’arrosage.

Une augmentation dans le nombre de faisceaux conducteurs est remarquable au niveau

des plantes traitées par rapport aux plantes témoins. .

3.1.2. Plantes stressées au chlorure de sodium combiné à l’acide salicylique

Sous les traitements combinée à l’acide salicylique (0,5 et 1 mM) les coupe transversale

de la tige principale montre que le diamètre augmente par rapport au témoin et celle qui traitées

à la NaCl seul.

L'augmentation du diamètre de la tige peut être attribuée principalement à

l'augmentation importante de l'épaisseur de la paroi de la tige et diamètre de la moelle.

Une augmentation dans le nombre de faisceaux conducteurs est remarquable.

La formation de nouveaux faisceaux conducteurs.

La taille des cellules des tissus vasculaires montre une augmentation visible du diamètre

chez les plantes traitées à 400 mM de NaCl + 0,5 mM AS, par contre chez les plantes traitées à

600 mM de NaCl la taille des cellules augmente lorsque la solution d’arrosage enrichies à 1mM

d’AS.

On observe une augmentation de la taille des cellules parenchymateuses sous les

traitements combinée.


44

Témoin 400 NaCl mM+0.5AS

mM

400 NaCl mM+1 AS

mM

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

40)

Vu

e gén

érale

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

100)

Vu

e gén

érale

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

400)

Tis

su v

asc

ula

ire

Fig.16. Coupes transversales au niveau de la tige d’Atriplex halimus L. stressées au 400 mM de

NaCl + AS mM. 1: Épiderme, 2: Collenchyme angulaire, 3: Parenchyme, 4: sclérenchyme, 5:

faisceaux cribro-vasculaires., 6: Moelle, 7: Phloème, 8: Xylème.


45

Témoin 600 NaCl mM+0.5AS

mM

600 NaCl mM+1 AS

mM

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

40)

Vu

e gén

érale

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

100)

Vu

e gén

érale

Cou

pe

tran

sver

sale

(GX

400)

Tis

su v

asc

ula

ire

Fig.17. Coupes transversales au niveau de la tige d’Atriplex halimus L. stressées au 600 mM de

NaCl + AS mM. 1: Épiderme, 2: Collenchyme angulaire, 3: Parenchyme, 4: sclérenchyme, 5:

faisceaux cribro-vasculaires., 6: Moelle, 7: Phloème, 8: Xylème.


46

II. Discussion

Dans ce présent travail, nous avons analysé la variation des paramètres de croissance

(hauteur de la tige principale et le poids sec des feuilles et des tiges) et physiologiques (teneur

en chlorophylles, en sucres solubles et en proline) en fonction du stress salin seul et combinés à

l’acide salicylique chez l’Atriplex halimus L.

Les stress abiotiques se traduisent par des changements morphologiques,

physiologiques, biochimiques et moléculaires qui affectent positivement la croissance de la

plante et sa productivité.

Les résultats obtenus montrent un développement normal de la tige principale pour les

deux types de stress, par rapport aux plantes témoins. En effet, nous remarquons que les

différentes concentrations de sel et les traitements avec l’apport de l’AS provoquent une

élévation de la longueur des tiges par rapport aux plantes témoins qui montrent une croissance

légèrement plus réduite ; ce qui nous permis de penser que les fortes concentrations de sel ne

causent pas la réduction de la croissance chez notre espèce. D’autre part, l’AS apporté a

favorisé la croissance surtout sous le traitement 400 mM NaCl +0,5 mM AS qui a induit une

augmentation de 22,13%.

La matière sèche augmente également pour les deux organes tiges et feuilles, tous les

traitements donnent une biomasse plus importante que celle obtenue par le témoin, par

conséquence, notre résultat montre que cette espèce résiste face au stress salin le plus élevée

(600 mM) qui contient plus de 39,38% de NaCl /l qui est supérieure à celle de l’eau de mer ; on

peut déduire l’effet positif de la salinité sur la croissance quoique, les analyses statistiques ont

montrés un effet non significatif. Nos résultats sont en accord avec ceux de BOUCHOUKH

(2010), sur le genre d’Atriplex et Spinacia soumises au stress salin, les deux espèces d’Atriplex

ont montré une grande résistance manifestée par le développement d’un appareil aérien et racinaire

important, avec une augmentation de la biomasse sèche totale de 67,98% et 129,5% par rapport au

témoin à 12g/l de NaCl, chez Atriplex halimus et Atriplex canescens respectivement.

contrairement a ce qui est noté par d’autres auteurs qui ont montré que la salinité réduit en

générale la croissance des plantes, BOUAOUINA et al., (2000) qui ont travaillé sur le blé dur

(Triticum durum L.) en milieu salé et montrent que la concentration de NaCl diminue la

croissance.

Concernant les plantes traitées à l’AS, nos résultats ne concordent pas avec ceux de

VAZIRIMEHR et RIGI (2014) qui ont montrés que l'application de l'acide salicylique ou

d'autres analogues, aux feuilles de maïs et de soja a accéléré la production de la biomasse sèche


47

mais n’a pas changé la hauteur et la longueur des racines. En effet, plusieurs auteurs ont

rapporté que l’AS favorise la croissance des plantes sous les concentrations les plus faibles,

HAYAT (2010) a rapporté que le trempage des grains de blé dans des faibles concentrations de

AS promu de manière significative la croissance des semis de blé, dans une autre étude

HUSSEIN (2007) a révélé que la croissance de plants de blé ont été améliorées en raison de la

pulvérisation de l'AS sur les plantes.

La réponse biochimique des plantes de l’Atriplex halimus L. via à vis d’un régime salin

et en présence de l’acide salicylique aboutit aux résultats suivants :

Les différentes accumulations des solutés ; chlorophylle, proline, sucres solubles et

polyphénols totaux, entre les plantes témoins et les plantes soumises au stress salin sont très

importantes.

L’accumulation de la chlorophylle est liée à la teneur du milieu de culture en sel. Les

teneurs en chlorophylle baissent en présence de NaCl et augmentent en son absence. La

chlorophylle a s’accumule lentement par apport à la chlorophylle b, aussi bien pour les témoins

que pour les plantes stressées. Ces résultats sont conformes avec plusieurs études réalisées sur

différentes plantes. Trois cultivars de Lycopersicon esculentum et une accession de Lycopersicon

sheesmanii ont été étudiés sous différents régimes d'irrigation à l'eau saline. Les teneurs en

chlorophylle (a), (b) et totale ont été réduites sous l'effet d'un stress salin (EL IKLIL et al., 2002).

L’acide salicylique semble jouer un rôle important dans l’accumulation de la

chlorophylle, puisque chez Atriplex halimus, sous les 2 apports en revanche, une baisse teneur

en chlorophylle est observée sous 600 mM de NaCl. Ces résultats sont en accord avec ceux de

ÜNLÜ et al., (2009) qui ont indiqués que les teneurs en chlorophylle a, chlorophylle b et en

chlorophylle totale augmentent en présence de l’acide salicylique, par apport au témoin non

traité chez l’haricot. Ces auteurs concluent aussi que l’acide salicylique diminue les effets

négatifs du sel. Par ailleurs, plusieurs chercheurs ont prouvés le rôle de l’acide salicylique dans

l’augmentation du taux du chlorophylle a et b et de l’activité du Rubisco chez les plantes sous

différents stress abiotique (SZALAI et al., 2005 ;KORKMAZ, 2007). On peut déduire que

cette molécule agit sur l’activité de cette enzyme en faveur de l’augmentation du taux de la

chlorophylle.

L’accumulation de la proline est considérée par plusieurs chercheurs, chez certaines

plantes, comme paramètre de tolérance au stress biotique (FABRO et al., 2003) et au stress

abiotique y inclut le stress salin (DJERROUDI et al., 2011). Les résultats obtenus, confirment

l’évolution de cet acide aminé différemment dans les organes, ainsi que, son accumulation dans

les racines plus que dans les autres organes, et cela en fonction de la concentration du sel. Des


48

nombreux travaux signalent que la proline migre vers les feuilles pour s’y localiser sous

contrainte saline comme chez l’Atriplex halimus L. (BIDAI, 2001), l’orge (ALEM et AMRI,

2005).

D’après les résultats obtenus, il a été observé que chez l’Atriplex halimus, l’acide

salicylique, n’a pas d’effet très net sur certains métabolites.

Chez les plantes sous stresse, en arrosant avec la solution saline et en ajoutant ou non

cet acide à différentes concentrations, il semble qu’il diminue l’accumulation de la proline

même en augmentant l’intensité du stress salin de 400 à 600 mM, mais n’augmente pas ces

teneurs. Ces résultats sont en accord avec ceux de SEBANE (2014) qui ont trouvé que

l’Atriplex halimus et l’Atriplex canescens conduites sous salinité et en présence de l’acide

salicylique et quelle que soit la concentration du milieu accumule la proline dans les feuilles et

les racines.

Les sucres solubles semblent également s'accumuler dans les tissus végétaux en raison

du stress salin, en agissant comme un facteur osmotique (KHEDR et al., 2003). La présente

étude a montré que l’accumulation des sucres solubles dans les tissus foliaires des plantes

d’Atriplex halimus L. est plus importante que dans les tiges et les racines. Des résultats

comparables ont été rapportes par BENNABI (2005), qui à signalé une accumulation des

sucres solubles au niveau des feuilles, supérieure aux tiges et aux racines, lorsque les plantes

d’Atriplex halimus L. sont traitées à trois régimes de dilution d’eau de mer (25%, 50%, 100%).

L’addition de l’acide salicylique à la solution nutritive n’a aucun effet significatif sur les

teneurs en sucres. Par ailleurs l’enrichissement des différentes solutions salines d’arrosage avec

des doses concentrées en acide salicylique soit avec 0,5 mM ou 1 mM d’AS, entraîne une

diminution de ce composé dans les tiges et les racines. Ces résultats sont en accord avec ceux

de SEBANE (2014), qui ont trouvé que chez l’Atriplex halimus L. les sucres s’accumulent

davantage avec des concentrations élevées dans les feuilles. Mais chez l’Atriplex canescens,

c’est au niveau des racines que l’accumulation des sucres solubles est très importante.

Nos résultats montrent que l’Atriplex halimus conduites sous salinité et en présence de

l’acide salicylique et quelle que soit la concentration du milieu accumule la proline et les sucres

solubles dans les feuilles et les racines.

Chez les plantes la synthèse et l’accumulation des métabolites secondaires tels les

polyphénols est généralement une réponse aux stress abiotiques (NACZK et SHAHIDI, 2004 ;

CHANWITHEESUK et al., 2005) tels que la salinité (NAVARRO et al., 2006).


49

Une hausse en polyphénols suite à l’augmentation de la salinité est signalé chez l’artichaut

(HANEN et al., 2008 ; REZAZADEH et al., 2012) et Vetiveria zizanioides (L.) Nash (MANE

et al., 2011).

Selon nos résultats, l’acide salicylique a un effet sur les polyphénols en réduisant la

teneur en polyphénols ce qui est en accord avec DONG et al., (2010), sur l’espèce Salvia

miltiorrhiz.

Les résultats de l’étude anatomique ont montré au niveau caulinaire que les traitements

salins à fortes ou moyennes intensités, sont capables d’induire des changements au niveau

structural. En effet, le stress salin provoque des altérations de la structure et la fonction de

cellules végétales (HENRY et al., 2012).

Un tel changement dans la structure anatomique joue certainement un rôle déterminant

en combinaison avec des modifications physiologiques dans la tolérance des espèces vivant sur

des sols affectés par la salinité (HAMEED et al., 2010).

Les traitements à base de l’AS induisent une augmentation de l'épaisseur de la paroi de

la tige qui peut être attribuée principalement à l'augmentation de premier plan dans tous les

tissus inclus à savoir : l'épiderme et le cortex ; la taille du phloème, du xylème et de la zone

parenchymateuse de la moelle. Nous avons également remarqué que l’épaisseur du

sclérenchyme qui est bien développé essentiellement sous l’apport de 0,5 mM d’AS associé à

600 mM NaCl et 1 mM AS combiné à 400mM NaCl.

A cet égard, MADDAH et al., (2007) travaillant sur le pois chiche ont indiqué que

l'application de 0,1 mM d'acide salicylique a augmenté le tissu du parenchyme et les tissus

sclérenchymateux dans les tiges ainsi que l'augmentation du tissu xylème dans les racines, étant

partiellement en harmonie avec les résultats actuels.

Conclusion

Générale

Conclusion

50

CONCLUSION

Notre modeste travail portant sur l’étude d’une halophyte étudié l'Atriplex halimus

L. à pour but de déterminer l’effet de la salinité et de l’acide salicylique sur les paramètres

morpho-physiologiques et les marqueurs biochimiques. Les paramètres étudiés

(chlorophylles, proline, sucres soluble et polyphénols) ont montré une fluctuation des

données.

Les paramètres morphologiques et physiologiques en relation avec les traitements

combinés se traduisent par:

Variation de la hauteur de la tige

Taux de la matière sèche au niveau des feuilles et des tiges.

Teneurs en chlorophylles variable sous NaCl; tolérance chez les plantes traitée au

sel combinée à l’acide salicylique sauf pour les traitements 600 mM de NaCl+ AS.

Les marqueurs biochimiques mesurés traduisent également une tolérance au niveau

des traitements:

La synthèse de la proline est améliorée sous les traitements associés à l’AS par

rapport aux plantes témoins, et d’autre part, l’accumulation baisse en comparaison

avec les plantes traitées au sel excepté pour le traitement 400 mM NaCl +0,5 mM

AS.

L’accumulation des sucres solubles au niveau des différents organes de la

plante semble agir à l’addition de l’acide salicylique dans le milieu de culture,

malgré les variations enregistre. Les traitements 600mM +0,5mM induisent une

amélioration des sucres dans les racines et 400mM +1mM dans les feuilles.

Les polyphénols étudiés montrent un accroissement linéaire en fonction de

l’intensité du stress salin. L’AS favorise la synthèse des métabolites secondaires

(polyphénols totaux).

Les coupes anatomiques des tiges sont relativement semblables, L'augmentation de

l'épaisseur de la paroi de la tige peut être attribuée principalement à l'augmentation

de premier plan dans tous les tissus inclus. L'épaisseur de l'épiderme, cortex,

phloème, xylème et zone parenchymateuse de la moelle et également l’épaisseur du

sclérenchyme qui est bien développé essentiellement sous l’apport de 0,5 mM d’AS

associé à 600 mM NaCl et 1 mM AS combiné à 400mM NaCl.

Conclusion

51

L’utilité de l’AS dépend de la concentration, du mode d’application et de l’état de

développement de la plante. La concentration 0,5 mM d’AS semble la plus efficace sur

les paramètres biochimiques, elle provoque des effets protecteurs contre un stress

abiotique et stimule la croissance de la plante.

Compte tenu des résultats que nous venons de commenter pour mettre en évidence

l’action combinée de la salinité et de l’acide salicylique sur les réponses physiologiques

biochimiques et anatomiques d’Atriplex halimus L. nous recommandons les points

suivants :

Application de l’acide salicylique en augmentant la concentration, afin d’aboutir à

la concentration appropriée pour améliorer la tolérance au stress salin.

Application de l’acide salicylique en présence d’un stress hydrique.

Augmenter la durée du stress de deux ou trois semaines.

Références

Bibliographiques

Références bibliographiques

1. ABBAD A., EL HADRAMI A., EL HADRAMI I., BENCHAABANE A., 2004-

Atriplex halimus (Chenopodiaceae): A halophytic species for restoration and

rehabilitation of saline degraded lands. Pakistan Journal of Biological Sciences,

Vol. 7, No. 6: 1085-1093.

2. ABU-ZANAT M .W., RUYLE G.B., ABDEL-HAMID N.F., 2004-Increasing

range production from fodder shrarubs in low rainfall areas. Journal of Arid

Environments, Vol.59:205-216. Analysis and Synthesis (POLJAKOFF-MAYBER,

A. et GALE, J., Eds). Vol. 15: 97-l.

3. ALEM C., AMRI A., 2005-Importance de la stabilité des membranes cellulaires

dans la tolérance à la salinité chez l’orge. Reviews in Biology and Biotechnology,

Vol. 4, No. 1: 20-31.

4. ARFAN M., ATHAR H.R., ASHRAF M., 2006-Exogenously application of

salicylic acid on the modulation of photosynthetic in heat in salt stress.

5. ARNAULT I., CHOVELON M., DERRIDJ D., 2012- Preliminary tests in field

conditions of alternatives susbtances against grape downy mildew in organic

farming. Working Group Biological Control Of Fungal And Bacterial Plant

Pathogens. Biocontrol of plant pathogens in sustainable agriculture, 24- 27 juin

2012 (Reims, France).

6. ASKRI H., REJEB S., JEBARI H., NAHDI H., REJEB .N., 2007 - Effet du

chlorure de sodium sur la germination des graines de trois variétés de pastèque

(Citrullus lanatus L.). Sécheresse, Vol. 18, No.1 :51-55.

7. BABA SIDI-KACI S., 2010-Effet du stress salin sur quelques paramètres

phoenologiques (biométrie, anatomie) et nutritionnels de l’Atriplex en vue d’une

valorisation agronomique, p 14- 15.

8. BELDJOUDI, 1999-Contribution à l’étude de la tolérance de six variétés de blé

dur à la salinité. Séminaire Nationale sur la Salinization des terres Agricoles en

Algérie, Chlef : 109-115.

9. BELKHODJA M., BENKABLIA M., 2000-Proline response of Faba bean (Vicia

faba.L.) à la salinité au stade de la germination. Laboratoire de physiologie

végétale. Faculté des sciences, Université d’Oran, Algérie.

10. BELKHODJA M., BIDAI Y., 2004-Réponse des graines d’Atriplex halimus L. à

la salinité au stade de la germination. Sécheresse : 4, vol. 15 : 331-335.


11. BELYAGOUBI Née BENHAMMOU N., 2012- Activité antioxydante des extraits

des composés phénoliques de dix plantes médicinales de l’Ouest et du Sud-Ouest

Algérien, p 5.

12. BEN AHMED H., MANAA A., ZID E., 2008 -Tolérance à la salinité d’une

Poaceae à cycle court : la sétaire (Setaria verticillata L.). Comptes Rendus

Biologies, Vol. 311 :164-170.

13. BEN AHMED H., ZID E., EL GAZZAH C., GRIGNON C., 1996- Croissance et

accumulation ionique chez Atriplex halimus L. Cahiers d’agricultures, Vol.5:367-

372.

14. BENHAMID A., DJEGHBAL A, 2005-Contribution à la caractérisation

biométrique et anatomique de la végétation halophile dans les dépressions salées de

la cuvette d’Ouargla (cas du chott Ain El-Beida et de la sebkha de Bamendil).

Mémoire Ingénieur en Ecologie végétale et Environnementale, Université Kasdi

Merbah, Ouargla, p71.

15. BENHAMOU N., 2009-La résistance chez les plantes : principes de la stratégie

défensive et applications agronomiques. Lavoisier, France, p376.

16. BENKHELIF M., ARBAOUI M., BELKHODJA M. 1999- Effets combinés de

la salinité et de la bentonite sur la densité racinaire d’une culture de tomate cultivée

sur un substrat sableux. Séminaire Nationale sur la Salinisation des terres Agricoles

en Algérie, Chlef : 101-108.

17. BENNABI F., 2005-Métabolismes glucidique et azote chez une Halophyte

(Atriplex halimus L.) strésses à la salinité. Thèse magistére en physiologie végétale,

Université Oran Senia, p 50.

18. BENRBIHA F.Z., 1987-Contribution l’étude de la germination de quelques

espéces d’Atriplex locales et introduites. Thèse magister en sciences agronomiques.

INA.pp 5-20.

19. BIDAI Y., 2001-Le métabolisme de la proline chez l’Atriplex halimus L. stressée à

la salinité. Mémoire de magister en physiologie végétale, Université Es-Senia,

Oran: 69-71.

20. BINET P., 1980-La salinité. Phytotron- Gif sur Yvette-2-3 Juin, 1980.p 14.

21. BOUAOUINA S., ZID E., ET HAJJI M., 2000-Tolérance à la salinité, transports

ioniques et fluorescence chlorophyllienne chez le blé dur (Triticum turgidum L.)

.CIHEAM - Options Méditerranéennes. pp. 239-2.


22. BOUCHOUKH. I, 2010, Comportement écophysiologique de deux

Chénopodiacées des genres Atriplex et Spinacia soumises au stress salin

23. BOUDA S., HADDIOUI A., 2011 - Effet du stress salin sur la germination de

quelques espèces du genre Atriplex. Revue « nature & technologie ». N° 05/juin

2011. P 72 à 79.

24. BOUHADDI K., 2009-Réponces physiologiques,biochimiques et anatomiques

chez le haricot (Phaseolus vulgaris L.) au stress de la salinité.Thèse, magistère,

université d’Oran. P 23.

25. BOUKRAA D.J., 2008-Interaction acide sulfosalicylique et salinité sur la réponse

de la proline et des variations minérales chez des plantes juvéniles d’Atriplex

halimus L. mémoire de magister. Univ Oran.

26. BOUMAAZA B., 2011-Effets de la salinité sur le comportement écophysiologique

et biochimique d'une culture de pois chiche (Cicer arietinum. L) au stade juvénile, p

3.

27. BURNIE G., FORRESTER S., GREIG D., GUEST S., 2003-Botanica,

encyclopédie de botanique et d’horticulture plus de 10.000 plantes au monde

entier.

28. CHADEFAUT M., EMBERGER L., 1960-Traité de botanique systématique.

Tome I. Ed Masson. Paris, 753 P

29. CHANWITHEESUK A., TEERAWUTGULRAG A., RAKARIYATHAM N.,

2005-Screening of antioxidant activity and antioxidant compounds ofsome edible

plants of Thailand. Food Chem. 92: 491-497.

30. CHERIF H., 2014-Amélioration de la croissance du blé dur en milieu salin par

inculation avec Bacillus sp. Et Pantoea agglomerans isolées des sols arides.

31. CHEVERRY C., 1995-Plant behaviour in saline environnement. Action d’eau, 4,

49.

32. DANIEL G.O, LORENS. J., 2005-plant guide fourwing saltbush L’Atriplex

canescens (Pursh) Nutt. Plant Materials Program: 1-4.

33. DEBEZ A., CHAIBI W., BOUZID S., 2001-Effet du NaCl et de régulateurs de

croissance sur la germination d’Atriplex halimus L. Cahiers d’Etudes et de

Recherches Francophones/Agricultures, Vol.10, No. 2: 135 -138.

34. DELANEY T.P., UKNES S.J., VERNOOIJ B., FRIEDRICH L., WEYMANN

K., NEGROTTO D., GAFFNEY T., GUT R.M., KESSMANN H., WARD E.,

RYALS J., 1994- A central role of salicylic acid in plant disease resistance.


Science 266, pp. 1247 – 1250. Ecotoxicology and Environmental Safety.Vol.60,

pp. 324.

35. DJERROUDI O., BISSATI S., BELKHODJA M., 2011-Biochemical response

of two Atriplex species (Atriplex halimus L. and Atriplex canescens (Pursh) Nutt.)

under salt stress conditions, International Journal of Plant Physiology and

Biochemistry Vol. 3(10), pp. 163-168,

36. DJILI K., DAOUD Y., 1999- Distribution latérale et verticale de l’E.S.P.dans les

sols du Nord de l’Algérie. Séminaire National sur la Salinisation des terres

Agricoles en Algérie, Chlef : 25- 42.

37. DUBOIS M., GILLES K.A., HAMILTON J.K., RESERS., SMITH F., 1956-

rimetric method for determination of sugars and related substances.Analytical

chemistry, volume 28 (3), p 350 356.

38. DUTUIT., POURRAT Y., DODEMAN V.L.V., 1991 -Stratégie d’implantation

d’un système d’espèces adaptées aux conditions d’aridité du pourtour

méditerranéen. L’amélioration des plantes pour l’adaptation aux milieux arides. Ed.

AUPELPUREF. John Libbey Eurotext. Paris 0 1991, pp. 6.5-73.

39. DUTUIT P., 1999- Etude de la diversité biologique de l’Atriplex halimus pour le

repérage in vitro et in vivo d’individus résistants à des conditions extrêmes du

milieu et constitution de clones.Agriculture tropicale et subtropicale, troisième

programme STD, 1992-1995. Summary reports of European Commission

supported STD-3 projects, publié par CTA 1999, pp 137-141.

40. EL IKLIL Y., KARROU M., MRABET R., ET BENICHOU M., 2002-Effet du

stress salin sur la variation de certains métabolites chez Lycopersicon esculentum et

Lycopersicon sheesmanii. Canadian journal of plant science. Vol. 82, n°1, pp. 177-

183.

41. EL TAYEB M.A., 2005-Response of barley grains to the interactive effect of

salinity and salicylic acid. Plant Growth Regul 45:215–224. En Ecologie végétale

et Environnement, Université Kasdi Merbah, Ouargla, 71P.

42. ELHAM F., GOMAA., RANIA M. A., NASSAR., MAHMOUD A.

MADKOUR., 2015- Effect of Foliar Spray with Salicylic Acid on Vegetative

Growth, Stem and Leaf Anatomy, Photosynthetic Pigments and Productivity of

Egyptian Lupine Plant (Lupinus termis Forssk.), International Journal of Advanced

Research. Vol.3, No 1: pp 803-813.


43. ENDRIS S., MOHAMMED M.J., 2007-Nutrient acquisition and yield response of

Barley exposed to salt stress under different levels of potassium nutrition. Int.J.

Environ. Sci. Tech., 4 (3): 323-330.

44. ESSAFI N.E., MOUNSIF M., ABOUSALIM A. H., BENDAOU M.,

BRHADDA N., 2007-Effets du stress hydrique sur la valeur nutritive d’Atriplex

halimus L. Sécheresse, 18 (2): 123-128.

45. FABRO G., KOVACS I., PAVET V., SZABADOS L., ALVAREZ M. 2003-

Proline Accumulation and AtP5CS2 Gene Activation Areinduced by Plant-

Pathogen Incompatible Interactions in Arabidopsis . The American

Phytophatological Society. Vol.17. N° 4.pp. 343-350.

46. FARISSI M., AZIZ F., BOUIZGAREN A.L., GHOULAM C., 2014- Legume-

rhizobia symbiosis under saline conditions : Agro-phsiological and biochimical

aspects of tolerance, International Journal of Innovation and Scientific Research.

Vol. 11 No, pp 96-104.

47. FLOWERS T.J., FLOWERS S.A., 2005- Why dose salinity pose such a difficult

problem for plant breeders? Agricultural Water Management, Vol.78, No. 1-2: 15-

24.

48. FRANCLET A., LE HOUEROU H.N., 1971-Les Atriplex en Tunisie et en

Afrique du Nord. Rome: Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et

l’Agriculture: 249-271.

49. GALLET C., LEBRETON P., 1995-Evolution of phenolic patterns in plants and

associared litters and humus of mountain forest ecosystem. Soil Biol. Boichem.

27:157-165.

50. GOZZO F., 2003- Systemic acquired resistance in crop protection: from nature to

a chemical approach, J. Agric. Food Chem. 51, pp. 4487- 4503.

51. GUNES A., INAL A., ALPASLAN M., 2005-Salicylic acid induced changes on

some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral

nutrition in maize (Zea mays L.) growth under salinity. Department of soil science

and plant nutrition. Ankara University. Turkeuy.

52. GUPTA R., ABROL P., 1990- Salts affeceted soils : Their reclamation and

management for trop production. Adv Soil Science. pp 273-87.

53. HADJADJ S., 2009-Contribution à l’étude de l’effet de la salinité sur des

marqueurs biochimiques (proline et sucres solubles) de plantes juvéniles

d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt, p. 5-6.


54. HAMADA A.M., EL-HAKIMI A.M.A., 2001-Salicylic acid versus salinity-

drought-induced stress on wheat seedlings. Rostlina,Vyroba.47:444-450.

55. HAMDY A., 1999-Saline irrigation assessment for a sustainable use saline

irrigation. Halophyte Production and Utilization, Project No. IC 18CT 96-0055, pp:

152-226.

56. HAMDY, A., 1999 - Saline irrigation assessment for a sustainable use saline

irrigation. Halophyte Production and Utilization, Project No. IC 18CT 96-0055, pp:

152-226.

57. HAMEED M., ASHRAF M., NAZ N., AL-QURAINY F., 2010-Anatomical

adaptations of Cynodon dactylon (L.) PERS., from the salt range PAKISTAN, to

salinity stress. I. Root and stem anatomy.Pak. J. Bot., 42 (1): 279-289.

58. HANEN F., KSOURI R., MEGDICHE W., TRABELSI N., BOULAABA M.,

ABDELLY C., 2008-Effect of salinity on growth, leaf pheonlic content and

antioxidant scavering activity at Cynara cardunculus L. In: Biosaline Agriculture

and High salinity tolerance. ABDELLI C., OZTURK M., ASHRAF M.,

GRIGNON Y.C., (Eds). Birkhauser Verlag , Switzerland pp: 335-343.

59. HAOUALA F., FERJANI H., BEN EL HADJ S., 2007 - Effet de la salinité sur la

répartition des cations (Na+, K+v et Ca2+) et du chlore (Cl-) dans les parties

aériennes et les racines du ray-grass anglais et du chiendent. Biotechnol. Agron.

Soc. Environ. 11 (3) ,235-244.

60. HARBORNE J.B., 1980- Plant Phenolics. In: Secondary Plant Products.

Encyclopedia of Plant physiology, Vol. 8, Bell EA, Charlwood BV, eds, Springer-

Verlag, Berlin, pp. 329- 402.

61. HENNEBELLE T., SAHPAZ S., BAILLEUL F., 2004-Polyphénols végétaux,

sources, utilisations et potentiel dans la lutte contre le stress oxydatif.

Phytothérapie, 1: 3-6.

62. HOAGLAND D.R., ARNOND I., 1938-The water culture method for growing

without soil.Calif. Agric. Exp. Sta. Cir., 347: 1-39.

63. HOPKINS W.G., 2003-Physiologie végétale – traduction de la 2ed.américane par

serg rambour révision scientifique de Charles-Marie Evradr Boeck univ. Bruxelles

.p 445-46

64. HUBAC C., VIERRA D.S., 1980-Indicateurs métaboliques de contraintes

mésologiques


HUSSEIN M M., BALBAA L., GABALLAH M S., 2007-Les effets de l'acide salicylique

et de la salinité sur la croissance des plants de maïs. Res J AgricBiolSci 3: 321-328.

65. HAYAT Q., HAYAT S., IRFAN M., AHMAD A., 2010-Effet de l'acide

salicylique exogène dans un environnement en mutation: Un

examen. environnement et Experimental Botany, 68: 14-25.

66. JABNOUNE M, 2008- adaptation des plantes au stress Salin : caractérisation de la

transporteur de sodium et potassium de la famille HKT chez le riz .Thèse doctorat,

univ Montpellier II.

67. HENRY J., CÁRCAMO., RICHARD M., BUSTOS., FELIPE E.,

FERNÁNDEZ., ELIZABETH I., BASTÍAS., 2012- Mitigating effect of salicylic

acid in the anatomy of the leaf of Zea mays L. lluteño ecotype from the Lluta

Valley (Arica-Chile) under NaCl stress. Vol 30, N. 3. pp 55-63 68. KESSLER J.J., 1990-Atriplex forage as a dry season supplementation feed for

sheep in the montane plains of the Yemen Arab Republic. Journal Arid

Environment, Tucson, Arizona, USA,Vol. 19: 225-234.

69. KHAN M.I.R., KHAN N.A., 2013-Slicilyc acid and jasmonantes: approaches in

abiotic stress tolerance. Journal of plant Biochemistry and physiology 1, 4.

70. KHEDRA.H.A. et al., 2003- Proline induces the expression of salt-stress

responsive proteins and may improve the adaptation of Pancratium maritinum L. to

salt stress. J. Exp. Bot., 54, 2553-2562.

71. KILANI B.R., CHEDLY A., ARNOULD S., 2012- La proline, un acide aminé

multifonctionnel impliqué dans l’adaptation des plantes aux contraintes

environnementales. Biologie Aujourd’hui. Volume 206, Numéro 4.

72. KINET J.M., BENREBIHA F., BOUZID, LAIHACAR S., DUTIUT P.1998-Le

réseau Atriplex : Allier biotechnologies et écologies pour une sécurité alimentaire

accrue en régions arides et semi arides. Actes de la 6ème

journée du réseau

biotechnologies végétales AUPELF.UREF, Orsay Juillet 1997.

73. KLESSIG D.F., DURNER J., NOAD R., NAVARRE D.A., WENDEHENNE

D., KUMAR D., ZHOU J.M., SHAH J., ZHANG S., KACHROO P., TRIFA Y,

PONTIER D., LAM E., SILVA H., 2000- Nitric oxide and salicylic acid signaling

in plant defense, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 2000, pp. 8849- 8855.

74. KORKMAZ A., UZUNLU M., DEMIRKIRAN A.R., 2007-Treatment with

acetyl salicylic acid protects muskmelon seedlings against drought stress.


Franciszed Gorski institute of plant physiologie. polish Academy of science.

Krakaow.Tyrkey.

75. KORKMAZ A., UZUNLU M., DEMIRKIRAN A.R., 2007-Treatment with

acetyl salicylic acid protects muskmelon seedlings against drought stress.

Franciszed Gorski institute of plant physiologie. polish Academy of science.

Krakaow.Tyrkey.

76. KUNKEL B.N., BROOKS D.M., 2002-Cross talk between signaling pathways in

pathogen defense, Curr. Opin. Plant Biol. 5, 2002, pp.325-331.

77. LAKZAYI M., SABBAGH E., RIGI K., KESHTEHGAR A., 2014-Effect of

salicylic acid on activities of antioxidant enzymes, flowering and fruit yield and the

role on reduce of drought stress, International Journal of Farming and Allied

Sciences, p 984.

78. LE HOUEROU H.N, 1992, The role of saltbushes (Atriplex spp) in arid land

rehabilitation in the Mediterranean basin. Review Agroforestry Systems,

Vol.18:107-148.

79. LE HOUEROU H.N., 1986 – Salt-tolerant plants of economic vule in the

Mediterranean basin. Reclamation and Vegetation Research, Vol. 5 : 319-341.

80. LEE H.I., RASKIN I., 1995- Biosynthesis and metabolism of salicylic acid,

Proc.Natl.Acad. Sci. USA 92, pp.4076- 4079.

81. LEVIGNERON A., LOPEZ F., VANSUYT G., BERTHOMIEU P.,

FOURCROY P., CASSE-DELBART F., 1995- Les plantes face au stress salin.

Cahiers Agricultures.4 (4): 263-273.

82. MACHEIX J.J., FLEURIET A., BILLOT J. 1990- Fruit phenolics, CRC Press,

Boca Raton, p 378.

83. MAHDID M., KAMELI A., 2004 - Effets à court terme du stress hydrique sur la

pression osmotique et l’élongation foliaire chez le blé dur Triticum durum. Revue

des Régions Arides, Tome 1, No. Spécial :145-158.

84. MAHROUZ FATIMA, 2013-Effet du stress salin sur la croissance et la

composition chimique de l’Atriplex canescens, P. 5.

85. MANE A.V., G. D. SARATALE, B. A. KARADGE and J. S. SAMANT, 2011-

Studies on the effects of salinity on growth, polyphenol content and photosynthetic

response in Vetiveria zizanioides (L.) Nash. Emir. J. Food Agric. 23 (1): 59-70.


86. MIDDLETON E., KANDASWAMI C., THEOHARIDES T.C., 2000-The

effects of plant flavonoids on mammalian cells: implications for inflammation,

heart disease and cancer. Pharmacol Rev, 52: 673-839.

87. MULAS M., MULAS G., 2004 -potentialités d’utilisation stratégique des plantes

des genres Atriplexet opuntiadans la lutte contre la désertification. Université des

études de Sassari groupe de recherche sur la désertification potentialités: 38.

88. MUNNS R., 2002- Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell and

Envirenment, Vol. 25 :239-250.

89. NACZK M., SHAHIDI F., 2004-Extraction and analysis of phenolics in food, J,

Chromatograph 1054:95-111.

90. NAVARRO J.M., FLORES P., GARRIDO C., MARTINEZ V., 2006-Changes

in the contents of antioxidant compounds in pepper fruits at ripening stages, as

affected by salinity, Food Chem. 96: 66-73.

91. NEDJIMI B., DAOUD Y., TOUATI M., 2006-Gowth, water relations, Proline

and ion content of in vitro cultured Atriplex halimus subsp. Schweinfurthii as

affected by CaCl2. International Journal of the Faculty of Agriculture and Biology,

Vol.1,No.2:79-89.

92. NEGRE R., 1961-Petite flore des regions arides du Maroc occidental. Tome 1.

Centre National de la Recherche Scientifique, Paris: 179-180.

93. NICOLE M., DANIEL J.F., BRESSON E., MARTINEZ C., ELBACHIR O.,

LOPEZ F., ASSIGBETSÉ K., FERNANDEZ D., MONTILLET J.L., GEIGER

J.P., 1998 –The hypersensitive reaction of cotton to Xanthomonas campestris pv.

malvacearum. Recent Research Developments in Microbiology, 2: 641-654.

94. OMMAMI N., 2005-Response of Amaranth to salinity stress. These of

Ph.D.Horticulture. University of Pretoria. Chapter 1, p 5-20, chapter 6, p1.

95. ORTIZ-DORDA J., MARTINEZ-MORA C., CORREAL E., SIMON B.,

CENIS J.L., 2005-Genetic structure of Atriplex halimus populations in the

Mediterranean basin. Annaly Botany, Vol.95:827-834. Ouargla (cas du chott Ain

El-Beida et de la sebkha de Bamendil). Mémoire Ingénieur.

96. OSMOND C.B., BJORKMAN 0., ANDERSON D.J., 1980- Physiological

process in plant ecology. Toward a synthesis with Atriplex. In Ecological studies.

36, Springer-Verlag (Berlin) ,468 p.

97. OZANDA P., 1983-Flore de Sahara. Ed du C.N.R.S.

98. OZANDA P., 1991- Flore et végétation du Sahara. 3 éme

Ed, p 221-222.


99. PARIDA A.K., DAS A.B., 2005- Salt tolerance and salinity effect on plants:

review.

Physiol. Biochem, 27, 737-744. Physiology. Vol. 3, n°4, pp. 213-217.

100. QUEZEL P., SANTA S., 1962-Nouvelle flore d’Algérie et des régions

désertiques méridionales. 2 tomes. CNRS, Ed. France, 1170 p.

101. RAACHE I., KARBOUSSA-HALOUA R., 2004-Caractérisation

morphologique et anatomique de quelque espèces halophiles dans la cuvette de

Ouargla. Mémoire Ingénieur, Université de Ouargla, p67.

102. RAHMOUNE C., MAALEM S., ET BEN NACEUR., M. 2004-Effets

comparés de la fertilisation phosphatée sur l’Atriplex cultivé en zone semi-aride du

Nord-Est algérien. Plant Physiology. Vol. 3, n°4, pp. 213-217.

103. REZAZADEH A., GHASEMNEZHAD A., BARA NI M.,

TELMADARREHEI T., 2012-Effect of salinity on phenolic composition and

antioxidant activity on Artichoke (Cynara scolymus L.) leaves. Res. J. Med. Plant,

6: 245-252

104. RHODES D., ORCZYK AN., 2001-Stress factors, their influence on plant

metabolism and tolerance or resistance to stress.purdue Univ, West lafayete,

Indiana USA.

105. RYALS J.A., NEUENSCHWANDER U.H., WILLITS M.G., MOLINA A.,

STEINER H.Y., HUNT M.D., 1996- Systemic acquired resistance, Plant Cell 8,

pp. 1809- 1819.

106. SAYYARI M., GHAVAMI M., GHANBARI F., KORDI S., 2013-

Assessment of salicylic acid impacts on growth rate and some physiological

parameters of lettuce plants under drought stress conditions. International Journal

of Agriculture and Crop Sciences.

107. SEBANE R.F., 2014-Action combinée de la salinité et de l’acide salicylique sur

les réponses biochimiques de deux espèces : Atriplex halimus L. et Atriplex

canescens (Pursh) Nutt. p 17.

108. SHAKIROVA F.M., SAKHABUTDINOVA A.R., BEZRUKOVA M.V.,

FATKHUTDINOVA R.A., FATKHUTDINOVA D.R., 2003 - Changes in the

hormonal status of wheat seedlings induced by salicylic acid and salinity. Plant

Science (164) N° 3, p. 317-322 (6).


109. SMAIL SAADOUN N., 2005-Réponse adaptative de l’anatomie des

Chénopodiacées du Sahara algérien à des conditions de vie d’aridité extrême.

Science et changements planétaires. Sécheresse. Vol.16. N°2: 121-12.

110. SMITH-BECKER J., MAROIS E., HUGUET E.J., MIDLAND S.L., SIMS

J.J., KEEN N.T. 1998- Accumulation of salicylic acid and 4-hydroxybenzoic acid

in phloem fluids of cucumber during systemic acquired resistance is preceded by a

transient increase in phenylalanine ammonia-lyase activity in petioles and stems,

Plant Physiol. 116, pp. 231- 238.

111. SZALAI G., JANDA T., 2009-Effet du stress salin sur la synthèse de l'acide

salicylique dans les jeunes plants de maïs (Zea mays L.) Journal Agron. Crop.

Sci.195:165-171.

112. TORRECILLAS A., LEON A., DEL AMOR F., MARTINEZ-MOMPEAN

M.C., 1984- Rapid determination of leaf Clorofila in discos limonero. Fruits,

39:617 - 622.

113. ÜNLÜ H., ALTINDAL N., ÖZDAMAR ÜNLÜ H., ALTINDAL D., et

PADEM H. 2009-Effect of salicylic acid on salinity stress in Cowpea. In: 1st

International Symposium on Sustainable Development, June 9-10, 2009, Sarajevo,

Bosnia and Herzegovina.

114. VAZIRIMEHRM.R., RIGI K., 2014-Effect of salicylic acid in agriculture.

International Journal of Plant, Animal and Environmental Sciences.

115. WAHID A., GHAZANFAR A., 2004-Possible involvement of some secondary

metabolites in salt tolerance of sugarcane. Plant Physiology 163, p. 723-730.

116. ZHU J.K., 2001 -Plant salt tolerance. Trends in Plant Science, 2001, n°2 vol. 6,

p. 66-71.

117. ZID E., GRIGNON C., 1991- Les tests de sélection précoce pour la résistance

des plantes aux stress. Cas des stress salin et hydrique. L’amélioration des pantes

pour l’adaptation aux milieux arides, AUPELF – UREF. Jon Libbey Eurotext,

Paris : 91-108.

Annexes

Annexe

Annexe 1

Méthode de calcul de la capacité de rétention

Dans un pot de yaourt perforé à sa base pesé à vide (P0), on met 100 g de sable

utilisé dans notre expérimentation (P1), puis on verse l’eau distillée dans ce pot jusqu’à

saturation. Ce pot est ensuite couvert pour éviter l’évaporation de l’eau et met sur la

paillasse pendant 48 heures. Après cette durée du temps le pot est repesé (P2).

Calcul de la capacité de rétention CR pour 100 g de sable

P0 = 2,44g

P1 = 100 g

P2 = 121, 94 g

CR = (P2 - P1) - P0 = (121, 94-100) – 2.44 = 19,5ml

La capacité de rétention pour100 g de sable est égale 19,5 ml.

Calcul de la capacité de rétention CR pour le substrat (2Vsable/V terreau =1822,98 g)

19,5ml → 100 g

CR ml → 1822,98 g

CR = (1822, 98×19,5) / 100= 355,4811ml.

Calcule de la capacité de rétention à 30 % et 60 %

Pour 30%

355,4811 ml → 100 %

CR30% ml → 30 %

CR30% = (355,4811 × 30) /100 = 106,64ml

Pour 60%

355,4811ml → 100%

CR60% ml → 60%

CR60% = (355,4811× 60) /100 = 213,29 ml

La capacité de rétention à 30% et 60% est égale 85.29 et 170.58 ml respectivement pour

2430g de substrat.

Annexe

Annexe 2

Tableau 01 : la composition de la solution nutritive de HOGLAND 1938.

Composants de la

solution mère Nomenclature

Concentration

g. 1-1

mole.1-1

Macro- éléments

Nitrate de potassium KNO3 191,90 1,90

Nitrate de calcium (NO3) 2 Ca 4H2O 129,80 0,55

Nitrate d’ammonium NO3 NH4 210,00 0,26

Sulfate de magnésium SO4Mg 7H2O 61,50 0,25

Phosphate mono

Potassique PO4 H2K 54,40 0,40

Dipotassium

hydrogénophosphate PO4 K2H 3H2O 34,23 0,15

Oligo-éléments

Chlorure de manganèse Cl2Mn 4H2O 1,80 -

Sulfate de cuivre CuSO4 5H2O 0,176 -

Sulfate de zinc ZnSO4 7H2O 0,219 -

Acide borique H3BO3 2,861 -

Molybdate d’ammonium Mo7O24(NH4) 7H2O 0,285 -

Complexe ferrique EDTAferrique

C10H12F(eN2NaO8) 0,050

-

Annexe

Annexe 3

1. Taxonomie de l’Atriplex halimus L.

D’après CHADEFAUT et EMBERGER(1960), la classification de l’espèce

Atriplex halimus L. dans le règne végétale est la suivante :

2. Taxonomie de l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt) :

Embranchement : Spermaphytes

Sous embranchement : Angiospermes

Classe : Dicotylédones

Famille : Amaranthaceae (Chenopodiaceae)

Genre : Atriplex

Espèce : Atriplex canescens(Pursh) Nutt

Nom commun : Pourpier de mer

Vulgaire arabe G’ttaf

Règne Végétale

Embranchement Spermaphytes

(phanérogames)

Sous-embranchement Angiospermes

Classe Dicotylédones

Sous-classe Apétales

Ordre Centrospermales

Famille Amaranthaceae

(chénopodiacées)

Genre Atriplex

Espèce Atriplex halimus L.

Nom vernaculaire français Arroche halime ou pourpier

de mer.

Nom arabe G’ttaf.

Photo 2 : Atriplex

canescens(Pursh) Nutt

Photo 1 : Atriplex

halimus.L

Annexe

Annexe 4

Courbe d’étalonnage de la proline

La courbe d’étalonnage est préparée par pesée 0,12g de proline ajusté à 100 ml de

méthanol à 80%. Dans des tubes à essais préparer une gamme d’étalonnage allant de 15 à

120 µg.ml-1

.

Tube 1 2 3 4 5 6 7 8

Concentration µg.ml-1

0

15

30

45

60

75

90

120

Densité optique

0

0,197

0,306

0,698

0,971

1,725

1,621

1,976

y = 0,017x

R² = 0,937

0

0,5

1

1,5

2

2,5

0 20 40 60 80 100 120 140

Den

sité

op

tiq

ue

µg Proline.ml-1

DO

Linéaire (DO)

Courbe d'étalonnage de la proline

Annexe

Annexe 5

Courbe d’étalonnage des sucres soluble

La courbe d’étalonnage est préparée par pesée 0,01 g de glucose ajuster à 100 ml

d’éthanol à 80%. Dans des tubes à essais préparer une gamme d’étalonnage allant de 20 à

100 µg.ml-1

.

Tube 1 2 3 4 5 6

Concentration µg.ml-1

0

20

40

60

80

100

Densité optique

0

0,265

0,542

1,082

1,133

1,501

y = 0,015x

R² = 0,974

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

0 20 40 60 80 100 120

Den

sité

op

tiq

ue

Glucose µg.ml-1

DO

Linéaire (DO)

courbe d'etalonage des sucres solublesCourbe d'étalonnage des sucres solubles

Annexe

Annexe 6

Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux

La courbe d’étalonnage est préparée par pesée 0,002 g d’acide gallique ajusté à 100

ml d’eau distillé. Dans des tubes à essais préparer une gamme d’étalonnage allant de 0.02 à

0,2 mg.ml-1

.

Tube 0 1 2 3 4 5 6

Concentration

mg.ml-1

0 0,02 0,06 0,1 0,14 0,18 0,2

Densité optique 0 0,081 0,18 0,277 0,375 0,513 0,558

y = 2,797x

R² = 0,995

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25

De

nsi

té o

pti

qu

e

Acide gallique mg/ml

do

Linéaire (do)

Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux

Annexe

Annexe 7

Tableau 02: Analyse de la variance de la variable hauteur de tiges avant stress:

Source DDL Somme des

carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 783,6190 130,6032 0,6912 0,6607

Erreur 14 2645,3333 188,9524

Total corrigé 20 3428,9524

Tableau 03: Analyse de la variance de la variable hauteur de tiges après stress:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 304,9524 50,8254 0,3033 0,9249

Erreur 14 2346,0000 167,5714


Tableau 04: Analyse de la variance de la variable matière sèches feuille:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 4,0080 0,6680 1,6433 0,1724

Erreur 28 11,3821 0,4065


Tableau 05: Analyse de la variance de la variable matière sèches tige:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 4,1543 0,6924 1,8830 0,1191

Erreur 28 10,2954 0,3677


Annexe

Tableau 06: Analyse de la variance de la variable Chlorophylle a:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 0,6252 0,1042 1,7594 0,1441

Erreur 28 1,6583 0,0592


Tableau 07: Analyse de la variance de la variable Chlorophylle b:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 19,9547 3,3258 5,0450 0,0013

Erreur 28 18,4581 0,6592


Tableau 08: Analyse de la variance de la variable Chlorophylle totale:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 15,7541 2,6257 5,0589 0,0013

Erreur 28 14,5326 0,5190


Tableau 09: Analyse de la variance de la variable Proline feuille:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 29703,3717 4950,5619 19,6702 < 0.0001

Erreur 28 7047,0027 251,6787


Tableau 10: Analyse de la variance de la variable Proline tige:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 39502,3231 6583,7205 10,4950 < 0.0001

Erreur 28 17564,9730 627,3205


Annexe

Tableau 11: Analyse de la variance de la variable Proline racine:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 189095,3089 31515,8848 49,8522 < 0.0001

Erreur 28 17701,2239 632,1866


Tableau 12: Analyse de la variance de la variable Sucres feuille:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 78741,2317 13123,5386 0,8232 0,5616

Erreur 28 446397,8667 15942,7810


Tableau 13: Analyse de la variance de la variable Sucres tige:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 901317,5873 150219,5979 4,5748 0,0024

Erreur 28 919414,0444 32836,2159


Tableau 14: Analyse de la variance de la variable Sucre racine:


carrés

Moyenne

des carrés F Pr > F

Modèle 6 995455,5937 165909,2656 7,4252 < 0.0001

Erreur 28 625633,4222 22344,0508


Tableau 15: Analyse de la variance de la variable Polyphénols feuille:


carrés

Moyenne des

carrés F Pr > F

Modèle 6 14,3048 2,3841 4,1367 0,0043

Erreur 28 16,1375 0,5763


Annexe

Tableau 16 : Groupes homogènes de la hauteur de tiges avant le stress (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).

Modalité Moyenne estimée Groupes

600mM NaCl 65,6667 A

Témoin arrosé 63,0000 A

600mM NaCl+0,5mM AS 61,0000 A

400mM NaCl+1 mM AS 60,6667 A

400mM NaCl+0,5mM AS 60,3333 A

400mM NaCl 56,6667 A

600mM NaCl+1mM AS 45,3333 A

Tableau 17: Groupes homogènes de la hauteur de tiges après le stress (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).



400 mM NaCl+0,5 mM AS 72,0000 A

600mM NaCl+0,5mM AS 71,6667 A

400mM NaCl+1 mM AS 70,6667 A


600mM NaCl 66,6667 A

400 mM NaCl 62,3333 A

Tableau 18 : Groupes homogènes de le taux de matière sèches feuilles (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).


400 mM NaCl 2,3452 A



600 mM NaCl 2,0523 A

400 mM NaCl+0, 5mM

AS 1,8059 A

600mM NaCl+0,5mM

AS 1,5935 A

400 mM NaCl+1 mM AS 1,4208 A

Annexe

Tableau 19 : Groupes homogènes de le taux de matière sèches tige (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).



600 mM NaCl 2,3248 A

400 mM NaCl 2,0274 A

400 mM NaCl+0, 5mM AS 1,9132 A

600mM NaCl+0,5mM AS 1,8584 A


400 mM NaCl+1 mM AS 1,4824 A

Tableau 20 : Groupes homogènes de la teneur en chlorophylles a (test de Newman-Keuls

au seuil 5%).


600 mM NaCl 4,4808 A


400 mM NaCl 4,4190 A

600mM NaCl+1mMAS 4,3434 A

400 mM NaCl+0, 5mM AS 4,2743 A

400 mM NaCl+1 mM AS 4,1972 A

600mMNaCl+0,5mMAS 4,0710 A

Tableau 21 : Groupes homogènes de la teneur en chlorophylles b (test de Newman-Keuls

au seuil 5%).


600mM NaCl+0,5mM

AS 5,1376 A

400 mM NaCl+1 mM AS 5,0951 A

600mMNaCl+1mMAS 4,6362 A B

Témoin arrosé 4,5400 A B

400 mM NaCl 3,8437 A B C

400 mM NaCl+0,5mM

AS 3,4381

B C

600 mM NaCl 3,0536

C

Annexe

Tableau 22 : Groupes homogènes de la teneur en chlorophylles totale (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).


400 mM NaCl+1 mM AS 9,2923 A

600mM NaCl+0,5mM AS 9,2086 A



400 mM NaCl 8,2627 A B

400 mM NaCl+0, 5mM AS 7,7124

B

600 mM NaCl 7,5344

B

Tableau 23: Groupes homogènes de la teneur en prolines des feuilles (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).

Modalité Moyenne

estimée Groupes

400 mM NaCl+0, 5mM

AS 172,9059 A

600 mM NaCl 154,0376 A B

400 mM NaCl 146,0824

B

400 mM NaCl+1 mM

AS 121,8353

C

600mM NaCl+1mM AS 110,0471

C D

600mM NaCl+0,5mM

AS 94,5176

D

Témoin arrosé 90,0000

D

Tableau 24 : Groupes homogènes de la teneur en prolines des tiges (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).


600 mM NaCl 151,8706 A

400 mM NaCl 142,0588 A

400 mM NaCl+0, 5mM AS 135,7765 A

600mM NaCl+1mM AS 116,4000 A B


B C

400 mM NaCl+1 mM AS 72,0000

C

600mM NaCl+0,5mM AS 60,2471

C

Annexe

Tableau 25 : Groupes homogènes de la teneur en prolines des racines (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).

Modalité Moyenne

estimée Groupes

600 mM NaCl 284,0824 A

400 mM NaCl 163,8706

B

600mM NaCl+0,5mM

AS 145,9765

B

400 mM NaCl+0, 5mM

AS 105,3918

C


C

600mM NaCl+1mM AS 80,5765

C

400 mM NaCl+1 mM AS 43,5529

D

Tableau 26 : Groupes homogènes de la teneur en sucre soluble des feuilles (test de

Newman-Keuls au seuil 5%).


400 mM NaCl+1 mM AS 973,3333 A

600 mM NaCl 953,0667 A

400 mM NaCl 926,9333 A

600mMNaCl+1mMAS 923,2000 A


600mM NaCl+0,5mM AS 853,3333 A

400 mM NaCl+0, 5mM AS 831,2000 A

Tableau 27 : Groupes homogènes de la teneur en sucre soluble des tiges (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).


400 mM NaCl+0, 5mM AS 935,4667 A


B

600mM NaCl+0,5mM AS 608,0000

B

400 mM NaCl 574,9333

B

400 mM NaCl+1 mM AS 520,5333

B

600 mM NaCl 519,7333

B

600mM NaCl+1mM AS 376,5333

B

Annexe

Tableau 28 : Groupes homogènes de la teneur en sucre soluble des racines (test de

Newman-Keuls au seuil 5%).


600mM NaCl+0,5mM AS 1062,1333 A

400 mM NaCl+0, 5mM AS 882,1333 A B


B C

600mM NaCl+1mM AS 793,8667

B C

400 mM NaCl 601,6000

C

400 mM NaCl+1 mM AS 597,6000

C

600 mM NaCl 562,4000

C

Tableau 29 : Groupes homogènes de la teneur en polyphénols totaux (test de Newman-

Keuls au seuil 5%).


600 mM NaCl 3,4265 A

400 mM NaCl 3,2799 A B

400 mM NaCl+1 mM AS 2,2596 A B C

400 mM NaCl+0, 5mM AS 2,0186

B C


B C

600mM NaCl+0,5mM AS 1,9221

B C

600mM NaCl+1mM AS 1,7097

C

Annexe

Annexe 8

Photo 1 : Préparation du substrat de culture

Annexe

Photo 2 : Plantules d’Atriplex halimus L., âgées deux mois.

Photo 3 : Plantules d’Atriplex halimus L., âgées trois mois.

Annexe

Annexe 9

Photo 4 : Récolte de matériel végétale

Annexe

Annexe 10

Photo 4 : dosage de chlorophylle Photo 5 : dosage de proline

Photo 6 : dosage des sucres solubles Photo 7 : dosage des polyphénols

Annexe

Photo 8 : Etude anatomique

Action de la salinité et de l’acide salicylique sur le comportement physiologique et

anatomique des plantules d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt.

Résume :

L’objectif de cette expérience, vise à comprendre l’effet de l’interaction entre l’acide

salicylique et le stress salin chez une plante halophyte juvénile ; Atriplex halimus L, âgée de

trois mois, soumises aux stress salin avec deux concentrations de sel (400 et 600 mM)

enrichie ou non par deux doses de l’acide salicylique 0.5 mM et 1 mM.

Afin de déterminer leur tolérance aux sels sous l’action de l’acide salicylique et pour

élucider leur comportement physiologique et anatomique nous avons analysé les paramètres

de croissance, la proline, les sucres solubles, les pigments chlorophylliens et les polyphénols

totaux ainsi que l’anatomie de la tige après 10 jours de stress.

Les résultats obtenus sont variables, ils sont en fonction du traitement appliqué, des

différentes concentrations et des organes. Le stress salin a provoqué une augmentation de la

hauteur des plantes. La matière sèche augmente également au niveau des feuilles et des tiges,

c’est surtout les milieux plus concentrés qui ont donné une productivité importante (39,38%).

L’accumulation de la proline et des sucres solubles varie d’un organe à l’autre, cette

accumulation se manifeste dans les racines pour le proline et dans les racines et les feuilles

pour les sucres quelle que soit la concentration du milieu en sel, et elle n’évolue pas en

présence avec l’acide salicylique. Cependant, les teneurs en chlorophylle a, chlorophylle b et

en chlorophylle totale sont significativement réduites sous l’effet du stress salin. La

chlorophylle a s’accumule lentement par rapport à la chlorophylle b, que ce soit chez les

plantes témoins ou chez les plantes stressées au NaCl.

L’acide salicylique semble jouer un rôle important dans la synthèse de la chlorophylle,

puisque en sa présence celle-ci s’accumule même en présence de concentrations élevées en

sel.

Une augmentation des teneurs en polyphénols est enregistrée sous stress salin ; par

contre, en présence de l’AS, ce métabolite est réduit.

La structure anatomique des tiges traitées n’a montré aucune anomalie significative.

Les seuls changements sont marqués par la diminution du diamètre des vaisseaux de xylème

et du phloème et l’augmentation de leur nombre, sous l’action des sels combinés et de l’NaCl

pure.

Mots clés : Atriplex, Stress salin, Acide salicylique, Paramètres physiologiques, Anatomie,

Paramètres de croissance, Halophytes.

Action of salinity and salicylic acid en the physiological and anatomical behavior of the

seedling of Atriplex halimus L. and Atriplex canescens (Pursh) Nutt.

Abstract:

The objective of this experiment is to understand the effect of the interaction between

the salicylic acid and salt stress in juvenile halophyte; Atriplex halimus L, three months old,

subjected to salt stress with two salt concentrations (400 and 600 mM) with various

concentrations of salicylic acid 0.5 mM and 1 mM.

To determine their salt tolerance under the action of salicylic acid and to elucidate

their physiological and anatomical behavior we analyzed the growth parameters, proline,

soluble sugars, chlorophyll pigments and total polyphenols and the anatomy of the stem after

10 days of stress.

The results obtained are variable; they are depending on the applied treatment,

different concentrations and organs. The salt stress caused an increase in plant height. The

dried material also increases in the leaves and stems; it is mainly the most concentrated media

that have given high productivity (39.38%).

The accumulation of proline and soluble sugars varies from one organ to another, this

accumulation occurs in the roots to the proline and the roots and leaves for sugars whatever

the concentration of salt in medium, and it does not change in the presence with salicylic acid.

However, chlorophyll a, b and total chlorophyll are significantly reduced under the effect of

salt stress. Chlorophyll a has accumulates slowly in relation to chlorophyll b, either in

controls or in plants stressed plants NaCl.

Salicylic seems to play an important role acid in the synthesis of chlorophyll, since its

presence in the latter accumulates even in the presence of high salt concentrations.

A polyphenol content of the increase is registered under salt stress; by against, in the

presence of the AS, this metabolite is reduced.

The anatomical structure of the stems treated showed no significant abnormality. The

only changes are marked by a decrease in vessel diameter of xylem and phloem and the

increase in their number, under the action of combined salts and pure NaCl.

Keywords: Atriplex, salt stress, Salicylic Acid, physiological parameters, Anatomy,

Growth parameters, Halophytes.

Atriplex Atriplexعمل الملوحة وحمض السيليل على فسيولوجية وسلوك التشريحية لنبات القطف

canescens (Pursh) Nutt.

:ملخص

اإلجاد انهذ نذ ثاذاخ يهذح ي جس انسانسهكفى اثش انرفاػم ت دض ,انرجشتح انذف ي ز

600 400ذخضغ نإلجاد يغ اث ي ذشكض األيالح , انثانغح ي انؼش ثالثح أششAtriplex halimus ;انقطف

. يهى1 0,5رانك ف جد غاب دض انسانسهك (يهى

ذرقف دساسرا ػه ذقذش تؼض انشكثاخ انر ؼرثشا انثادث كؼاش نقايح انهدح ػذ زا انثاخ

يذ قذسج ذذها ف إطاس انؼم يغ دض انسانسهك نزا قا ترذهم يؼاش ان، انثشن انسكشاخ انزائثح، سثح

. يا ي اإلجاد10إجان انثنفل ذششخ نساق تؼذ انخضس

ذسثة اإلجاد . دث أا يشذثطح ترشكض انؼانج ػح انؼض , سجها ذغشاخ ػه يسر انرائج انرذصم ػها قذ

انهذ ف صادج اسذفاع انثرح أضا ف سثح انادج انجففح نألساق انساق خاصح ف انسظ األكثش ذشكض إر صهد

(. 38, 39 % )ز األخش إن دان

زا انرشاكى رجه ف أأظشخ انرائج أ ذشاكى انثشن انسكشاخ انزائثح خرهف ي جاص إن آخش،دث

تغض انظش ػ ذشكض انهخ ف انسظ، ال رغش ف , ػذ انسكشاخ انزائثحاألساقانجزس ػذ انثشن انجزس

انكه تشكم يهذظ ذذد ذأثش اإلجاد انخضسيغ رنك، رى ذخفض انخضس أ، ب .انسانسهكجد يغ دض

أ ذهك انر ذد يؼانجرا انشاقثحرشاكى انكهسفم أ تثظء سثح إن انكهسفم ب، ساء تانسثح نثاذاخ .انهذ

در األخش دسا ايا ف ذشكة انخضس، دث ا ف جد رشاكى زا انسانسهكهؼة دض .تكهسذ انصدو

.ف جد ذشكضاخ ػانح ي انهخ

نساسهك ، خفض اصادج ف يسراخ انثنفل يسجهح ذذد انضغظ انهخ؛ ي ادح أخش، جد جض

..ي سثح زا انشكة

د انالدع صادج ف انرغش انح. يسر انثحكثش ػمأظش انرشكة انرششذ نهساق ػذو جد أ خهم

. نشكة انؼانج كهسذ انصدو انقذأثشذذد , انخشة انهذاءأػحسك ػذد

قطف، اإلجاد انهخ، انؼهاخ انفسنجح، دض انسانسهك، انرششخ، انؼهاخ، انثاذاخ : الكلمات المفتاحية

انهذح

Documents

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA Faculté des … DOB-Hassiba.pdf · Toutes les personnes de promotion de Biotechnologie végétale Enfin, je dédie ce travail à ma famille et à