1-Page de gardetheses.univ-oran1.dz/document/TH3076.pdf · Je remercie du fond du cœur Melles Amina, Samira, Sonia, Hafeda, Soraya, Asma, Noudjoud, Sihem, Houaria et Houda ainsi

République Algérienne Démocratique et PopulaireMinistère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

MĒMOIRE

PRESENTĒ

A LA FACULTĒ DES SCIENCESDE L’UNIVERSITĒ D’ORAN

ES-SĒNIAPour l’Obtention du

DIPLÔME DE MAGISTER EN BIOTECHNOLOGIESPECIALITE : EXPLOITATION DES INTERACTIONS PLANTES-MICROORGANISMES

Par

Melle. Mimouna GHALEM

Thème

Soutenu le / /200 devant la commission d’examen composée de :

Président : Mr KIHAL Mebrouk, Professeur à l’Université d’Oran.

Examinateur : Mme BENBAYER Zoubida, Maitre de conférences à l’Université d’Oran.

Examinateur : Mr LOTMANI Brahim, Maitre de conférences Université de Mostaganem.

Promoteur : Mr BEKKI Abdelkader, Professeur à l’Université d’Oran Es-Senia

Co- promoteur: Mr LABDI Mohamed, Maître de recherche INRAA-URO Sidi Bel Abbes

Ce travail de magister a été réalisé dans sa partie agronomique à l’unité INRAA de Sidi Bel Abbes et dans sa partie microbiologique aulaboratoire de Biotechnologie des Interactions Plantes- Microorganismes de l’université d’Oran Es Senia.

Contribution à l’étude du développement de la culture dusoja ; effets du sol et de l’inoculation, rendement et

caractérisation des bactéries associées.

Remerciement

Ce travail de magister a été réalisé dans sa partie agronomique à l’unité INRAA de Sidi BelAbbes et dans sa partie microbiologique au laboratoire de Biotechnologie des Interactions

Plantes- Microorganismes de l’université d’Oran Es Senia.

Je tiens à exprimer toute ma reconnaissance, ma gratitude et mon profond respect à monencadreur Mr BEKKI A. (Professeur à l’université d’Oran Es-Senia) et mon co-encadreur MrLABDI M. (Maître de recherche INRAA-URO Sidi Bel Abbes), pour le temps, la patience et laconfiance qu’ils m’ont accordé.

Mes remerciements vont également à Mr KIHAL M. (Professeur à l’université d’Oran Es-Senia)pour m’avoir fait l’honneur de présider le jury.

Je remercie Mme BENBAYER Z. (Maître de conférences à l’université d’Oran) et MrLOTMANI B. (Maître de conférences à l’université de Mostaganem), pour l’intérêt qu’ils ontporté à mon travail et pour avoir accepté de faire partie du jury.

Mes remerciements s’adressent également à Mme BOUCHENTOUF L. (Chargée de cours àl’université d’Oran Es-Senia) pour l’assistance et le soutient qu’elle ma apporté.

Je tiens à exprimer ma gratitude à Mr KHERBOUCHE F. (Président Directeur Général de lasociété Agro Industrie Algérie) fournisseur de l’inoculum et des graines de la variété Alidor.

Mes remerciements vont aussi à Melle BELAHCENE N. F. (attaché de recherche à l’INRAA-URO, Sidi Bel Abbes) et Melle BENJAFAR S (ex-ingénieure de laboratoire à l’INRAA-URO,Sidi Bel Abbes) pour leur aide dans les analyses du sol.

Je remercie Mr TERBECHE H. (directeur du laboratoire AGRO-HYD-INDUSTRIE) dem’avoir accueille dans son laboratoire. Je remercie également touts le personnel de son laboratoirepour leur aide et leur sympathie.

Je tiens à remercier également Mme BOUKHATEM F. (Chargée de cours à l’université d’OranEs-Senia), Melle MERABET C. (Chargée de cours à l’université d’Oran Es-Senia), Mr KACEMM.et Mr AMEZIENE H. pour tous leurs conseils et remarques bénéfiques.

J’adresse à l’ensemble des membres, passés et présents, de l’équipe INRAA-uro unité de Sidi BelAbbes mes remerciements les plus sincères pour l’aide qu’ils ont pu m’apporter et la convivialitédont ils ont fait preuve. Merci donc à Mr TEGAR A. pour son aide aux travaux de parcelle, àMr HAMMOU M. pour son aide à l’analyse statistiques, à Mme HAMDI S, Mr METERFI Bet Mr HADDAD pour leurs conseils, à Mme HADDAD F, Melle LABDI N et Melle SAHRAOUIBRAHIM K. pour leurs aide au laboratoire.

Je remercie du fond du cœur Melles Amina, Samira, Sonia, Hafeda, Soraya, Asma, Noudjoud,Sihem, Houaria et Houda ainsi que toute l’équipe du laboratoire de Biotechnologies desInteractions Plantes Microorganisme (LBIPM) de l'Université d’Es-Sénia pour leurs aide,conseilles, soutient et touts les bon moments que j’ai passé avec eux.

Je présente par avance mes excuses aux personnes que j’ai oublié de remercier.

DédicacesJe dédie ce travail en premier lieu à mes parents, qui ont toujours étéprésents à mes côtés pour me soutenir et m’encourager. Je ne saurai

jamais vous remercier pour la patience dont vous faites preuve ni pour leréconfort que je trouve auprès de vous. Je n’aurais sûrement pas réalisé

tout ce chemin sans votre aide constante.

Je le dédie à mes frères et sœurs en particulier à Sarah ma complice.

Une énorme dédicace à mon grand père Yousef.

Une dédicace à mon oncle Noureddine, son épouse et les adorablesMohamed Yacine et Meriem Selsabil, ma famille d’accueille à Sidi BelAbbes, merci pour votre disponibilité et tout ce que vous avez fait pour

moi pendant mon séjours à Sidi Bel Abbes.

A mon oncle Mokhtar.

A mes deux familles GHALEM et GUENFOUD.

A mes amies Zahira BOURAS, Houda ZEMMACHE, SouadMAKHLOUF et Khadidja KADOUR BRAHIM qui m’ont soutenu et

apporter aide, écoute et encouragements

A tante Fatiha BOURAS et toute sa famille, merci pour vousencouragements, vos conseilles et merci de m’avoir considéré comme l’une

de vous filles.

A toutes les personnes qui m’ont aidé, soutenu et encouragé, je vousremercie.

Enfin, je réserve une pensée particulière à toutes les personnes qui ontprié pour moi sans que je le sache.

Minouna GHALEM

SommairePage

Chapitre I : Introduction

Introduction………………………………………………………………………………………..1

Chapitre II : Revue bibliographique

1. Les légumineuses…………….……...………………………………….…………....2

1.1. Généralités………………………………………………………….……………2

1.2. Importance des légumineuses....…………………………………….…………...3

2. Le Soja…………………………………………………………………….…………3

2.1. Origine et émergence………………………………………………….………..3

2.2. Taxonomie et phylogénie du soja…………………………………….………...4

2.3. Description du soja…………………………………………………….……….5

2.4. Les stades de développement du soja...……………………………….……….6

2.5. Ecologie de la plante…………...…………………………………………...….9

2.6. Production……………………...……………………………………...……….9

2.7. Importance et utilisation du soja...…………….………………………………11

3. Le partenaire microbien……………..………………..……………………………..13

3.1. Caractéristiques générales des BNL...…………….…………………….…….13

3.2. Taxonomie des BNL…………………………….…………………….…...….14

4. Taxonomie des bactéries nodulant le soja…………….…………………….…...….18

5. Processus de la symbiose Rhizobium soja………….……………………….……...19

5.1. Pré – infection…………………………………………………………..……..19

5.2. Infection…………………………………………………………………..…...19

5.3. Développement du nodule………………………………………………….....21

5.4. Mise en activité du nodule………………………………………………….....21

6. Inoculation des légumineuses………….…………………………………………....21

6.1. Pour quoi doit-on inoculer?..................................................................................22

6.2. Quand doit-on inoculer?......................................................................................22

7. Inoculation du soja……………….…………………………………………………23

Chapitre III : Matériel et Méthodes

1. Matériel……………………………………………………………………………..25

1.1. Inoculum et isolats bactériens…………………………………………………..25

1.2. Matériel végétal………………………………………………………………...25

1.3. Sols……………………………………………………………………………..25

2. Méthodes…………………………………………………………………………...26

2.1. Analyse des sols………………………………………………………………..26

2.1.1. Analyse granulométrique……………………………………………….26

2.1.2. Mesure du pH…………………………………………………………..26

2.1.3. Mesure de la conductivité électrique…………………………………...26

2.1.4. Dosage du calcaire total………………………………………………...27

2.1.5. Dosage du calcaire actif………………………………………………...27

2.1.6. Dosage du carbone et détermination du taux de la matière organique…27

2.1.7. Dosage de l’azote……………………………………………………….28

2.1.8. Dosage du phosphore …………………………………………………..28

2.2. Etude des effets de l’inoculation et du sol……………………………………..28

2.2.1. Stérilisation des sols…………………………………………………….28

2.2.2. Préparation des traitements et semi……………………………………..28

2.2.3. Récolte et Analyses statistiques………………………………………...29

2.3. Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor………..30

2.4. Caractérisation phénotypique des souches……………………………………..30

2.4.1. Isolement, purification et conservation des souches des souches………30

2.4.1.1. Isolement des souches…………………………………………..30

2.4.1.2. Purification et vérification de la pureté des souches……………31

2.4.1.3. Conservation des souches………………………………………31

2.4.2. Test de nodulation……………………………………………………...31

2.4.3.1. Germination aseptique des graines……………………………...31

2.4.3.2. Culture et inoculation des plantules de soja…………………….31

2.4.3. Caractérisation phénotypique des rhizobiums nodulant le soja………...32

2.4.3.1. Effet du pH……………………………………………………………..32

2.4.3.2. Résistance à la salinité………………………………………………….32

2.4.3.3. Résistance à la température……………………………………………..32

2.4.3.4. Test au bleue de Bromothymol (BTB)………………………………….32

2.4.3.5. Dégradation des sucres………………………………………………….33

2.4.3.6. Résistance aux antibiotiques……………………………………………33

2.4.3.7. Résistance aux métaux lourds…………………………………………..33

2.4.3.8. Hydrolyse de l’urée……………………………………………………..33

Chapitre IV : Résultats et Discussion

1. Stérilisation du sol…………………………………………………………………..34

2. Analyse du sol………………………………………………………………………34

3. Etude des effets de l’inoculation et du sol…………………………………….……36

3.1. Effet des sols……………………………………………………………….…...36

3.2. Effet variétal……………………………………………………………….……39

3.3. Effet des traitements……………………………………………….……….…...41

3.4. Effets des interactions sols × variétés…………………………….………….….45

3.5. Effet des interactions sols × traitements……………………….…………….….48

3.6. Effet des interactions traitements × variétés………………….………………....56

4. Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor.………….....61

5. Caractérisation phénotypique des rhizobiums………………………..……………...63

5.1. Vérification de la pureté des isolats……………………………..……………….64

5.2. Test de nodulation…………………………………………….………………....65

5.3. Caractérisation phénotypique des souches………………….……………….…..67

5.3.1. Effet du pH……………………………….………………….…..67

5.3.2. Résistance à la salinité……………….….…………………….….68

5.3.3. Résistance à la température…………..……………………….….69

5.3.4. Teste au bleue de Bromothymol (BTB)….………………………71

5.3.5. Dégradation des sucres…………………..……………………….71

5.3.6. Résistance aux antibiotiques………….………………………….73

5.3.7. Résistance aux métaux lourds……….…………………………...74

5.3.8. Hydrolyse de l’urée……………….……………………………...76

Chapitre VI : Conclusion et perspectives

Conclusion et perspectives………………………..……………………………………………...77

Références bibliographiques……………………..…………………………………………….78

Annexes……………………………………………..…………………………………………...97

Liste des abréviations

°C Degré Céléssusµl MicrolitreAlCl3 Chlorure d’aluminiumBBCH Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt et CHemische IndustrieBNL Bactéries Nodulants les LégumineusesBTB Bromothymol bleuC% Pourcentage de CarboneCa Co3 % Pourcentage de calcaireCEA Capacité d’Echange AnioniqueCEC Capacité d’Echange CationiqueCell/ ml Cellules par militrecm CentimètreCNCC Centre National de Control et de CertificationCoCl2 Chlorure de cobaltCuSO4 Sulfate de cuivreDO Densité optiqueg/l Gramme par litreHgCl2 Chlorure de mercureINRAA Institut National de Recherche Agronomique d’AlgérieITGC Institut Technique des Grandes CultureL LitreL.F % Pourcentage limon fin.L.G % Pourcentage limon grossier.m Mètreml MiliterMnCl2 Chlorure de magnésiumMO% Pourcentage de Matière OrganiqueN AzoteNS Non significatifØ DiamètreP PhosphorePGPR Plants Growth Promoting RhizobacteriapH Potentiel d’hydrogèneqsp Quantité suffisante pours SecondesSN Sol naturelSNF Sol naturel fertiliséSNI Sol naturel inoculéSS Sol stérilisé.SSF Sol stérilisé fertiliséSSI Sol stérilisé inoculéV Volumev/v volume à volumeVAR VarianceYEM Yeast extract mannitol mediumZnSO4 Sulfate de zincμg Microgramme

Liste des tableaux

Liste des Tableaux

Tableau 1 Les principales espèces du genre Glycine (willd)…………..….. Page 5

Tableau 2 Les principaux stades phénologiques du soja………………….. Page 8

Tableau 3 Les différentes utilisations du soja……………………………... Page 12

Tableau 4 La taxonomie des BNL (Bactéries Nodulant les Légumineuses. Page16

Tableau 5 Résultats des analyses physico-chimiques des sols……………. Page34

Tableau 6 Effet du sol sur la nodulation…………………………………... Page38

Tableau 7 Effet des variétés sur la nodulation…………………………….. Page39

Tableau 8 Effet des traitements sur la nodulation…………………………. Page 41

Tableau 9 Effet des interactions sols × variétés sur la nodulation……….... Page 45

Tableau 10 Effet des interactions sols × traitements sur la nodulation…….. Page 52

Tableau 11 Effet des interactions traitements × variétés sur la nodulation… Page 60

Tableau 12 Résultats des analyses physico-chimiques du sol du CNCC(Centre National de Control et de Certification)………………. Page 62

Tableau 13 Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivarAlidor…………………………………………………………………… Page 63

Tableau 14 Résultats du temps d’apparition des colonies et répartition dessouches dans les trois groupes………………………………….. Page 65

Tableau 15 Résultats du test de nodulation…………………………………. Page66

Tableau 16 Effet du pH sur la croissance des souches……………………… Page 68

Tableau 17 Résultats du test de résistance à la salinité des souches………... Page 69

Tableau 18 Résultats du test de résistance à la température des souches…… Page 70

Tableau 19 Résultats du test du bleue de Bromothymol (BTB)…………….. Page 71

Tableau 20 Résultats du test de dégradation des sucres…………………….. Page 72

Tableau 21 Résultats du test de résistance aux antibiotiques des souches….. Page 74

Tableau 22 Résultats du test de résistance aux métaux lourds des souches… Page 75

Tableau 23 Résultats du test d’hydrolyse de l’urée…………………………. Page 76

Liste des figures

Liste des figures

Figure 1 Place du soja (soybean) dans la phylogénie des légumineuses……………. Page 4

Figure 2 Les différentes composantes d’une plante de soja………………………… Page 6

Figure 3 Les principaux pays producteurs de soja et leurs contributions àproduction mondiale……………………………………………………….. Page 10

Figure 4 Les principaux pays producteurs de soja et leurs contributions à laproduction mondiale pour l’année 2005…………………………………… Page 10

Figure 5 Les aspects microscopique et macroscopique des rhizobia……………….. Page 14

Figure 6 Les étapes du processus de la symbiose rhizobium – Soja………………... Page 20

Figure 7 Variétés utilisées…………………………………………………………... Page 25

Figure 8 Localisation géographique des sites de prélèvement des sols……………... Page 26

Figure 9 Organisation des pots au niveau de la serre……………………………….. Page 29

Figure 10 Plan de la parcelle………………………………………………………….. Page 30

Figure 11 Résultats de la stérilisation du sol…………………………………………. Page 34

Figure 12 Le Triangle des textures…………………………………………………… Page 35

Figure 13 Effet du facteur sol………………………………………………………… Page 37

Figure 14 Exemple des résultats de l’effet du facteur sol sur le développement dusoja…………………………………………………………………………. Page 38

Figure 15 Effet du facteur variétal……………………………………………………. Page 40

Figure 16 Exemple des résultats de l’effet du facteur variétal sur le développementdu soja……………………………………………………………………… Page 41

Figure 17 Effet des traitements……………………………………………………….. Page 42

Figure 18 Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Facteurtraitement)………………………………………………………………….. Page 43

Figure 19 Exemple des résultats de l’effet du facteur traitement sur ledéveloppement du soja…………………………………………………….. Page 45

Figure 20 Effet des interactions sols × variétés………………………………………. Page 46

Figure 21 Exemple des résultats de l’effet des interactions sols × variétés sur ledéveloppement du soja (sol de Tessala)…………………………………… Page 47

Figure 22 Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactionssols × traitements : Sol Station ITGC)…………………………………….. Page 48

Figure 23 Effet des interactions sols × traitements (Sol station ITGC)………………. Page 49

Figure 24 Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactionssols × traitements : sol de Tessala)………………………………………… Page 50

Figure 25 Effet des interactions sols × traitements (Sol Tessala)…………………….. Page 51

Liste des figures

Figure 26 Effet des interactions sols × traitements…………………………………… Page 53

Figure 27 Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactionssols × traitements : sol de Ain Temouchent)………………………………. Page 54

Figure 28 Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactionsvariétés × traitements : variété de Oued Smar)…………………………… Page 56

Figure 29 Effet des interactions traitements × variétés (Variété de Oued Smar)…….. Page 57

Figure 30 Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactionsvariétés × traitements : Variété Glycine max cultivar Alidor)……………... Page 58

Figure 31 Effet des interactions traitements – variétés sur (Glycine max cultivarAlidor)……………………………………………………………………… Page 59

Figure 32 Exemple des résultats de l’effet des interactions traitements × variétés surle développement du soja (sol de Tessala)………………………………… Page 61

Figure 33 Développement de la variété Glycine max cultivar Alidor cultivée surparcelle deux mois après semis……………………………………………. Page 62

Figure 34 Aspect macroscopique des isolats…………………………………………. Page 64

Figure 35 Aspect microscopique de la souche IS11 (Grossissement x 1000)………… Page 65

Figure 36 Teste de nodulation………………………………………………………… Page 66

Figure 37 Formation des nodules sur des racines des plantes de Glycine max cultivarAlidor inoculées sur sable stérile après 45 jours de croissance dans lachambre de culture………………………………………………………… Page 67

Figure38 Croissance des souches à pH 4…………………………………………….. Page 68

Figure 39 Résistance des souches à 5% de NaCl……………………………………... Page 69

Figure 40 Croissance des souches à 45°C……………………………………………. Page 70

Figure 41 Exemple de résultats de dégradation des sucres…………………………… Page 72

Figure 42 Résistance des souches à la tétracycline (20 μg/ml) et kanamycine (100μg/ml)……..………………………………………………………………... Page 74

Figure 43 Résistance des souches au zinc, cobalt et le manganèse…………………... Page 75

Liste des annexes

Liste des annexes

Annexe n° 1 Résultats de l’analyse statistique……………………………… Page 97

Annexe n° 1.A Analyse des variances………………………………………... Page 97

Annexe n° 1.B Effet des différents facteurs …………………………………... Page 102

Annexe n° 1.C Effet des interactions entre les différents facteurs……………. Page 103

Annexe n° 1.D Pourcentages de gains………………………………………… Page 105

Annexe n° 2 Les réactifs et les milieux utilisés……………………………. Page 108

Annexe n° 2.A Composition du milieu YMA………………………………… Page 108

Annexe n° 2.B Composition de la solution de Bergenson……………………. Page 108

Annexe n° 2.C Composition du milieu mannitol mobilité……………………. Page 108

Annexe n° 2.D Composition de l’eau gélosée (0.8%) ………………………... Page 108

Annexe n° 2.E Préparation de la solution du BTB …………………………… Page 108

Annexe n° 2.F Composition de la solution nutritive …………………………. Page 109

Annexe n° 2.G Composition des standards de turbidité de Mc Farland………. Page 109

Annexe n°3 Analyse physicochimique du sol……………………………... Page 110

Annexe n° 3.A Analyse granulométrique……………………………………... Page 110

Annexe n° 3.B Dosage du calcaire total……………………………………….. Page 112

Annexe n° 3.C Dosage du calcaire actif………………………………………. Page 112

Annexe n° 3.D Dosage du carbone et de la matière organique………………... Page 112

Annexe n° 3.E Mesure du pH et de la conductivité électrique ……………….. Page 113

Annexe n°4. Les normes des sols…………………………………………… Page 114

Annexe n°4.A Les normes du pH du sol……………………………………… Page 114

Annexe n°4.B Les normes de salinité du sol ………………………………… Page 114

Annexe n°4. C Les normes des taux de CaCO3 ………………………………. Page 114

Annexe n°4. D Les normes des taux de matière organique …………………... Page 115

Annexe n°4.E Les normes des taux d’azote déterminés par la méthode dekjeldahl………………………………………………………... Page 115

Annexe n°5 Coloration de Gram…………………………………………… Page 116

CHAPITRE I

INTRODUCTION

Introduction 1

Introduction :

Le soja, soya ou soybean (Soja hispida ou Glycine max) est la légumineuse la plus importante

du point de vue de la production et de la commercialisation. Sa teneur en lipides (20%) et en

protéines (50%) fait d’elle, au même temps, une plante oléagineuse et protéagineuse. Avec un

taux de consommation respectivement de 69% et 31%, ses protéines et son huile sont de loin

les protéines et l’huile végétale les plus consommés dans le monde.

Le soja, la graine d’or, la graine sacrée, la viande des pauvres ou cendrillon des légumineuses,

constitue un aliment idéal pour les populations défavorisées. Cette légumineuse est riche en

vitamine A, B, C et D, en acide gras insaturés, sels minéraux notamment le calcium et le

potassium. Elle apporte les huit acides aminés essentiels en proportion appréciables.

En agriculture, cette plante est considérée comme une plante miraculeuse du fait de l’essor et

l’extension qu’a connue sa culture et qu’elle doit à son aspect économique. En effet, et du fait

de sa qualité de plante légumineuse. Le soja a la faculté de s’auto suffire à plus de 80% pour

ses besoins d’azote qu’il fixe de l’air en symbiose avec les bactéries de la famille des rhizobia.

Le soja peut aussi satisfaire une partie de ses besoins en phosphore via sa symbiose avec des

champignons myccorrhiziens capables de mobiliser le phosphore.

Malgré l’essor et l’émergence que connaît la culture du soja dans le monde, l’Algérie continue

à faire partie des pays importateurs. Mais la prise de conscience sur l’importance de cette

culture et le rôle qu’elle peut jouer dans le développement économique et l’indépendance

alimentaire du pays ont mobilisé les efforts visant à son introduction et des expérimentations

sont réalisées un peu par tous dans le pays.

Notre travail s’inscrit dans le cadre de ces efforts. Il vise à étudier l’effet de deux des facteurs

les plus importants pour la culture de cette légumineuse : le sol et l’inoculation. Dans ce

travail, nous essayons aussi d’évaluer le rendement de cette culture. Et en fin, nous tentons

d’élucidé le type d’association pouvant exister entre cette légumineuses et 12 souches de

bactéries isolées à partir des nodules.

CHAPITRE II

REVUE BIBLIOGRAPHIQUE

Revue bibliographique 2

1. Les légumineuses :

1.1. Généralités :

Les légumineuses (Fabacées) constituent la troisième superfamille par ordre d’importance chezles angiospermes. Elles comprennent plus de 750 genres et 17000 à 20000 espèces de formes ettypes de croissance très diversifiées. Sur la base de leurs caractéristiques florales, les botanistess'entendent à regrouper ces espèces en trois sous-familles (Doyle, 1994 ; de Ladjudie et al.,1998 ; Dommergues et al., 1999 ; Doyle et Luckow 2003) :

- La sous-famille des Mimosoïdeae, comprend environ 3 000 espèces regroupées dans quelques77 genres (Cannon 2008). Elles produisent des fleurs régulières regroupées en inflorescencesdenses. Les espèces sont représentées principalement par des arbres et des arbustes distribuésdans les régions tropicales et subtropicales sur tous les continents. Les genres Acacia,Calliandra, Mimosa et Prosopis sont les plus représentatifs (Simon, 2005 ; Fyad-Lameche,2007).

- La sous-famille des Caesalpinoïdeae, considérée comme la plus primitive, regroupe environ4200 espèces dans quelques 162 genres (Simon, 2005; Cannon 2008). Les espèces possèdentdes fleurs aux corolles irrégulières et sont représentées par des arbres, arbustes et herbacéesvivaces distribuées dès régions tropicales aux régions tempérées. Les genres Caesalpinea,Cassia, Cercis et Gleditzia sont représentatifs de cette sous-famille (Simon, 2005 ; Fyad-Lameche, 2007).

- La sous-famille Papilionoideae, d'une évolution plus récente, comprend quelques 14.000espèces aux fleurs irrégulières, regroupées dans environ 476 genres (Lewis et al., 2003). Parmiles tribus de cette catégorie on citera la tribu des Phaseoleae à laquelle appartiennent denombreuses espèces importantes utilisées pour l'alimentation humaine directe (soja, haricot,pois chiche….etc.) ainsi que les plantes de pâturage les plus importantes utilisées par lesagriculteurs (Simon, 2005 ; Lee et al., 2007).

Les taxons des Fabacées produisent tous la même sorte de fruit, la gousse, formée par un seulcarpelle possédant deux zones de suture opposées. Chez les espèces spontanées, les goussess'ouvrent à maturité pour expulser les graines (Simon, 2005).

De nombreux taxons de la famille des légumineuses sont capables de former des associationssymbiotiques avec des bactéries fixatrices d’azote atmosphérique de la famille desrhizobiaceae. La proportion de ces taxons varie d’une sous- famille à l’autre, elle est de 90%pour les Mimosoïdeae, 20% pour les Caesalpinoïdeae et 97% pour les Papilionoideae(Merabet, 2007).


1.2. Importance des légumineuses :

La famille des légumineuses est l’une des familles végétales les plus utiles à l'homme, que cesoit dans le domaine alimentaires, industrielles, économique, écologique ou agronomique:

- Les graines des légumineuses sont des aliments d'excellente qualité; elles constituent unesource majeure de protéines et d’huiles végétales. Selon la légumineuse considérée, lesprotéines peuvent représenter de 17 et 27 % du poids des graines, soit deux à trois fois plus queles graines des céréales majeures (Graham et Vance, 2003 ; Simon, 2005; Fyad-Lameche,2007).

- Pour l’industrie, les légumineuses représentent une source très importante de matièrepremière : pour la production de dériver alimentaire tel que les huiles, les farines, lesconserves…etc. et pour la production des produits cosmétiques et pharmaceutiques (Lee et al.,2007).

- L’utilisation des systèmes de rotation légumineuses-céréales, permet de substantielleséconomies d’engrais azotés, d’épargner une grosse part de l’énergie fossile et conduit à uneprotection de l’environnement et au développement d’une agriculture équilibrée (Sahgal etJohri, 2003).

- Les légumineuses améliorent les pratiques agricoles et contribuent au maintient de la fertilitédes sols. En effet, les légumineuses accumulent des concentrations importantes d’azote dansleurs tissus. Une partie de cet azote est réincorporée au sol via la décomposition des tissus cequi permet de rétablir la fertilité des sols après des cultures plus exigeantes tel que les céréales(Simon, 2005).

- Ecologiquement, les légumineuses sont responsables pour une partie substantielle de laconversion du flux global de l’azote atmosphérique en forme fixe tel que l’azote ammoniacalqui est à son tour converti en composés organiques assimilables (Wani et al., 1995; Chalck,1998). Les légumineuses jouent aussi des rôles très importants dans la lute contre l’érosion, ladésertification et la dégradation des sols (Thami et El Mzouri, 2000) ainsi que la réhabilitationdes sites miniers après exploitation (de Faria, 2005 : communication personnelle ; Sekkour,2008).

2. Le Soja :

2.1. Origine et émergence :

Le soja est considéré comme une des plus anciennes plantes cultivées. Il est originaire du nordet du centre de la Chine (Hymowitz, 1970). La première mention de la plante provient d'unesérie de livres décrivant les plantes de Chine « le Pen Ts'ao Kong Mu » écrit par l'empereurSheng Nung en 2838 av. J.-C. D’après les indices historiques et géographiques, la plante a étémise en culture pour la première fois dans la moitié Est de la Chine, entre les XVIIe et XIesiècles av. J.-C. (Anonyme 1; Simon, 2005 ; Mouhouche, 2007).

Au premier siècle av. J.-C, la culture de la plante fut introduite en Corée, au Japon et aux autrespays du sud-est de l’Asie (Hymowitz, 2004).

La plante gagne l’Europe au 18eme siècle. Elle fut introduite en France par les missionnaires en1740 et plantée au Jardin des Plantes de Paris et, par la suite en 1790 au Jardin Botanique deKew (Angleterre). La plante ne fût cultivée qu'à petite échelle dans le sud de la France qu'àpartir de 1908 (Anonyme 1; Simon, 2005).


Le soja fut introduit pour la première fois aux États-Unis par David Bowen en 1765, mais c'estseulement à partir de 1890 que l'on commence à s'intéresser à cette plante comme sourcealimentaire pour ses protéines et son huile (Hymowitz et Harlan, 1983). L’introduction du sojaau Canada fut réalisée en 1893, où il a d'abord été cultivé en Ontario, comme fourrage. Lespays de l’Amérique du sud n’ont connu la culture du soja qu’à partir de la moitié du 19eme

siècle.

Le soja est maintenant cultivé dans toutes les régions subtropicales et tempérées du monde. Saculture a permis d'améliorer les régimes alimentaires de nombreuses populations rurales dansles régions défavorisées de tous les continents.

En Algérie, et à l’instar de beaucoup de pays dans le monde, on enregistre des tentatives deproduction dans quelques régions du pays (Mouhouche, 2007).

2.2. Taxonomie et phylogénie du soja :

Le soja, soya ou soybean, a pour nom scientifique Glycine max. Il appartient à l’ordre desfabales, famille des fabacées, à la sous- famille des papillionaceae, la tribu des Phaseoleae etau genre Glycine (Figure 1) (Demol et al., 2002 ; Hymowitz 2004).

Figure 1 : Place du soja (soybean) dans la phylogénie des légumineuses.(Source : Udvardi et al., 2005)

Le genre glycine se compose de quelques 280 espèces représentées par des plantes arbustivesligneuses, herbacées vivaces et annuelles (Simon, 2005). Ces espèces sont classées en deuxsous-genres : Glycine et Soja (Tableau 1). Glycine max est inclus dans le sous genre Soja,ainsi que Glycine soja (Demol et al., 2002 ; Hymowitz 2004).

Glycine max n’a jamais été trouvé à l’état sauvage. Les experts considèrent cette espècecomme une dérivée de G. soja qui aurait souffert d'une réapparition (réversion) de certainscaractères spontanés (Gai 1997 ; Demol et al., 2002 ; Hymowitz 2004).


Tableau 1 : les principales espèces du genre Glycine (willd).D’après Demol et al., 2002.

Espèce Nombre dechromosomes

2n

Distribution géographique

Sous –genre Glycine1. G.clandestina

2. G. falcata3. G. latifolia4. G. latrobeana5. G. canescens6. G. tabacina

7. G. tomentella

40

40404040

40, 80

38, 40, 78, 80

Australie

AustralieAustralieAustralieAustralieAustralie, Chine méridional, Taiwan, ile de Ryukyu, ilesdu sud pacifique.Australie, Chine méridional, Taiwan, Philippines,Nouvelle Guinée.

Sous –genre Soja8. G soja9. G. max10. G. gracilis

404040

Chine Taiwan, japon, Corée, Russie.Cultivée partout dans le mondeNord-est de la Chine

2.3. Description du soja :

Le soja est une plante herbacée annuelle. Il en existe de très nombreuses variétés de soja sedifférenciant notamment par le port (dressé, grimpant ou rampant) (Anonyme 1; Demol et al.,2002).

La plante du soja est entièrement (feuilles, tiges, gousses) revêtue de fins poils denses gris oubruns (Figure 2). Les tiges dressées et rigides peuvent atteindre une longueur allant de 0.3 m à1m 80 et portent des grandes feuilles alternées composées de 3 folioles qui mesurent de 6 à 15cm de long et de 2 à 7 cm de large. La forme des feuilles rappelle la forme générale des feuillesde l’haricot et comme chez le haricot les deux premières feuilles sont entières et opposées(Figure 2.D). Les feuilles tombent avant que les gousses soient arrivées à maturité (Anonyme1; Simon, 2005 ; Anonyme 2).

Le système racinaire (Figure 2 E) du soja est du type pivotant. Il est composé d’une racineprincipale et d’un grand nombre de racines secondaires. Le soja, et comme la majeure partiedes légumineuses, est capable de vivre en symbiose avec des bactéries de la famille desrhizobiaceae. L’association se traduit par la formation du nodule, organe caractéristique de lasymbiose. Les nodules du soja (Figure 2.E) se forment 15 à 20 jours après le semi. Ils sont deforme sphérique (Lersten et Carlson 2004 ; Mouhouche 2007).

Les fleurs, blanches ou mauves selon les variétés, de petites tailles, presque inaperçues, sontregroupées par 3 – 15 sur des racèmes courts insères sur la tige à l’axile des feuilles (Figure2.A). Elles sont hermaphrodites et autogames, cependant la pollinisation croisée estparfaitement possible (Simon, 2005 ; Anonyme 2; Anonyme 1).


Les fruits sont des gousses très velues qui se développent aussitôt et terminent leur maturationaprès la chute des feuilles (Figure 2.B). Ils sont des légumes typiques de forme droite ouarquée, comprimés latéralement et pubescents sur toutes leurs surfaces. Chaque gousse contientgénéralement entre 2 à 5 graines globuleuses de couleur noire, marron, verte ou jaune, unies oumélangées (Figure 2.C) (Lersten et Carlson 2004 ; Simon, 2005; Anonyme 1). Les variétéscommerciales, le plus souvent, forment des gousses qui ne contiennent que 2 – 3 graines decouleur jaunes (Lersten et Carlson 2004 ; Simon, 2005).

Figure 2: Les différentes composantes d’une plante de soja.

Selon la variété, la croissance peut être déterminée ou indéterminée. Les variétés à croissancedéterminée produisent leurs inflorescences à l'apex des rameaux terminales, une fois lacroissance végétative terminée. Ces variétés sont favorisées lorsque la récolte est mécanisée.Les variétés de croissance indéterminée produisent leurs inflorescences le long des nœudsfoliaires à mesure que la plante se développe (Simon, 2005 ; Anonyme 1).

2.4. Les stades de développement du soja :

Le cycle végétatif du soja varie, selon que la variété soit précoce ou tardive, de 90 à 150 jours(Anonyme 2; Simon, 2005). Il est caractérisé par les stades de développement suivants :

- Stade de germination – levée : sa duré varie de 5 à 8 jours. Ce stade correspond à lagermination des graines et la levée des plantules. Il est fortement influencé par la températureet l’humidité du sol. La température du sol pour ce stade ne doit pas être inferieur à 8 – 10 °C(Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).

- Stade de développement végétatif : il dure 25 – 35 jours. Ce stade est marqué par ledéveloppement végétatif le plus important comparé aux stades restants. Ce développementfourni une bonne assise pour une bonne fructification (Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).

- Stade de floraison – fructification : ce stade débute 30 – 35 jours après semi et dure 35 – 45jours, suivant les variétés. L’inflorescence débute des nœuds de la base et progresse vers lesommet de la plante (Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).

- Stade de maturité : ce stade dure 2 – 3 semaines. Le soja est dit mure lorsque l’humidité de lagraine attient 12 à 14 %. Des taux d’humidité supérieur à 16 % peuvent causer des problèmeslors du stockage du soja (Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).

A B C D E

A – fleur de soja (Source : www.cetiom.fr). B - gosses et graines de soja (Source : www.wikipedia.fr). C – desgraines de soja (Source : www.wikipedia.fr). D – partie aérienne d’un plant de soja. E – racines et nodule de

soja (Simon, 2005)


Lors de sont passage par les différents stades de développement, la plante de soja subie deschangements phénologiques. Ces changements constituent des stades bien déterminés. Ils sontau nombre de onze. Ces stades tels que décries par l’échelle BBCH (pour BiologischeBundesanstalt, Bundessortenamt et CHemische Industrie) sont résumés dans le Tableau 2.


Tableau 2 : Les principaux stades phénologiques du soja.(Source : Mouhouche, 2007)

Germination

VC Les premières feuilles unifoliées apparaissent entre les cotylédons et lesbords de leur limbe ne se touchent plus.

V1 Premier noeud.Etalement complet des feuilles unifoliées.

V2 Deuxième noeud.La première feuille trifoliée est développée de telle manière que les bords deslimbes ne se touchent plus.

Vn Nième noeud.

R1 Début floraison.Une fleur est épanouie à n'importe quel noeud sur la tige principale.

R3 Premières gousses.Une gousse a 5 mm de long sur l'un des 4 noeuds les plus élevés de la tigeprincipale et portant une feuille pleinement développée.

R5 Premières graines.Une graine mesure 3 mm dans une des gousses portées par l'un des 4 noeuds lesplus élevés sur la tige principale.

R6 Une gousse contient une graine verte qui remplit la cavité sur l'un des 4noeuds les plus élevés de la tige principale.R6+ Généralement, fin du franchissement du seuil limite d'avortement par tousles organes. La graine verte atteint 11 mm de long.

R7 Première gousse mûre.Une gousse contenant au moins une graine sur la tige principale a atteint sacouleur de maturité (marron-beige). La graine s'arrondit dans la gousse.

R8 Maturité.95 % des gousses sont à R7 (au-delà de ce stade, 5 à 10 jours sont nécessairespour que l'humidité de la graine soit inférieure à 15 %). La graine est libre dans lagousse.

Un stade phénologique est atteint lors que 50% des plantes sont à ce stade.


2.5. Ecologie de la plante :

Le soja est classé parmi les cultures relativement résistantes à la sécheresse (Mouhouche2007). Selon la région considérée, Il peut présenter des besoins en eau de l’ordre de 250 à 450mm sur son cycle (Bonnemort et al., 2001 ; Gigandon et al., 2005 ; Cetiom, 2009). De la levéeà la floraison, le soja résiste assez bien à la sécheresse. Les plus grands besoins en eau se fontsentir en début de la floraison et en début de la fructification. Le soja est une plante fragile, quicraint l’excès d’humidité et qui est moyennement sensible à la salinité (Mouhouche 2007 ;Anonyme 2).

Le soja est classé parmi les plantes de jour court mais avec un plein éclairement durant tout soncycle. Il fleurit plus rapidement lorsque les jours sont courts ou décroissants (Mouhouche 2007 ;Anonyme 2).

La germination du soja exige une température minimale de 10°C (Anonyme 1; Gigandon et al.,2005 ; Mouhouche, 2007 ; Cetiom, 2009). Par contre, sa période de reproduction nécessite destempératures d’au moins 13 à 15 °C, avec un optimum de 25°C (22 à 27°C) (Mouhouche2007). Aucune variété de soja ne résiste au gel (Anonyme 1).

A l’exception de sa sensibilité vis-à-vis du calcaire (notamment actif), le soja peut s’adapter àdifférents types de sols. Toutefois, un sol profond et meuble ayant une réserve en eaurelativement élevée permet à la culture de bien se développer. En l’absence d’irrigation, lessols à faible réserve en eau (argilo-calcaires superficiels, sables, etc.) conduisent à desrendements faibles. Le soja préfèrent les sols neutre, il ne s’adapte pas bien dans les solsacides, qui peuvent nécessiter des amendements calcaire (Anonyme 1 ; Gigandon et al., 2005 ;Simon, 2005; Mouhouche, 2007 ; Cetiom, 2009).

2.6. Production :

Durant les 20 dernières années, la production mondiale du soja a triplé, elle est passée de 70million de tonnes métrique à plus de 200 millions de tonnes métrique (Lee et al., 2007). Letaux d’amélioration du rendement de soja est estimé de 23 kg ha−1 ans−1. Le développement dela production du soja est attribué à l’amélioration des variétés et des pratiques de production(Specht et al., 1999).


Figure 3 : Production mondiale en oléagineuses pour l’année (2003)(Source : Lee et al., 2007).

Le soja est la première oléagineuse produite dans le monde, sa production représente 56% de laproduction mondiale des oléagineuses pour l’année 2003 (Figure 3) (Lee et al., 2007). Plus de80% de cette production provient du continent American. Les Etats Unis avec plus de 45% dessurfaces cultivées, contribue d’environ 50% de la production mondiale de soja (Collard et Tap,2005 ; Lee et al., 2007). La production de soja des États-Unis est passée de 75 millions detonnes en 2000 à 86 millions de tonnes en 2006 (Gigandon et al., 2005), Avec le Brésil etl'Argentine, ils assurent la plus grande partie des exportations de soja (Figure 4). L'Inde et laChine sont aussi des producteurs importants de soja. Toutefois la Chine, grandeconsommatrice, importe elle-même du soja (Simon, 2005 ; Collard et Tap, 2005).

Figure 4 : Production mondiale en oléagineuses pour l’année 2005(Source : FAOSTAT).

La production des pays de l’Union Européen en soja reste très faible comparée à celle des paysde l’Amérique ou à celle de certain pays de l’Asie. Cette production a pu atteindre 780 000 Ten 2005. L'Italie est de loin le premier producteur européen de soja, avec plus de 518 139 T en2004 et 553 002 T en 2005 sur des surfaces avoisinant 140 000 ha (Gigandon et al., 2005).

USA39%

Brésil25%

Argentine18%

Chine 8%Inde 3%Paraguay 2%

Canada 1%Bolivie 1%

Autres pays 2%


2.7. Importance et utilisation du soja :

L’importance du soja est due à sa nature de plante légumineuse et oléagineuse au même temps,ainsi qu’à la qualité nutritionnelle de ses graines et la diversité de leurs produits dérivés.

Comme aliment, le soja ou « la viande des pauvre» telle que la considèrent les chinois,constitue la première source de protéines et d’huile dans le monde (Birt et al., 2004). Sesgraines peuvent contenir de 30 à 50% de protéines de qualité du fait qu’elles apportent les 8acides aminés indispensables (Simon, 2005 ; Collard et Tap, 2005). Elles renferment aussi 15%à 25% d’huile de qualité. Le soja constituent une bonne source de minéraux, de vitamine B,d’acide folique et d’isoflavones qui sont reconnue pour leur capacité à ralentir ledéveloppement des cancers, des maladies cardiovasculaires et de l’ostéoporose (Wilson, 2004 ;Simon, 2005 ; Collard et Tap, 2005).

Les graines sèches sont utilisées de divers façons pour l’alimentation humaine (Tableau 3) :telle quelles, réduites en farine, sous forme de préparations divers (sauces, soupe, galettes,etc.…) ; sous forme de lait frais ou condensé, sous forme de fromage, sous forme de café,etc.… (Anonyme 2 ; Lee et al., 2007).

L’huile de soja sert à préparer (Tableau 3) : les margarines, des graisses, de l’huile de table,des vernis, des peintures, des savons, des laques, de l’encre d’imprimerie, de la glycérine, deslubrifiants, des huiles siccatives, des huiles d’éclairage, etc.… grâce à la lécithine qu’ellecontient (Anonyme 2 ; Lee et al., 2007 ).

Pour l’alimentation animale, les tourteaux, qui sont les résidus d’huilerie, contiennent unegrande proportion de protides (35-40%) (Anonyme 2).

En agriculture et du faite de sa grande capacité à fixer l’azote (80% de ses besoin), le sojacontribue à la baisse des quantités d'engrais de synthèse apportées dans la rotation. En raisonde son effet bénéfique sur la structure du sol, il offre la possibilité de réduire le nombre depassages pour la préparation de la culture qui suit. La durée du cycle de soja permet de limiterles maladies et les parasites qui se conservent ou qui se développent dans le sol, elle permetaussi de rompre le cycle de certaines mauvaises herbes et de contrôler celles qui sont difficilesà détruire dans d’autres cultures. En fin, le soja est une culture qui nécessite très peu detraitements anti-parasitaires contre les maladies ou les ravageurs (Cetiom, 2009).


Tableau 3 : Les différentes utilisations du soja.(Source: Lee et al., 2007)


3. Le partenaire microbien :

Les Rhizobia ou BNL forment un groupe de bactéries qui se distinguent des autres par leursaptitudes à établir des relations symbiotiques avec diverses espèces de la famille des fabacées.Cette relation symbiotique leurs donne la capacité de reconnaître, infecter et former desnodules, organe fixateurs d’azote, sur les tiges ou les racines de ces plantes (De lajudie et al.,1994). Malgré cela, une large population de rhizobiums non symbiotiques peut exister dans lesol ou dans la rhizosphère des plantes légumineuses (Segovia et al., 1991 ; Sullivan et al.,1996 ; Shamseldin, 2007).

Outre le sol, les BNL peuvent exister comme des cellules viables dans l’eau où ils sontcapables d’infecter et de noduler des légumineuses aquatiques telles que Aeschynomene spp. etSesbania spp. (Chaintreuil et al., 2000 ; Wang et Martinez-Romero, 2000).

Récemment, des BNL ont été identifiés comme endophytes de plusieurs plantes nonlégumineuses telles que le mais, le riz et le blé (Ueda et al., 1995 ; Engelhard et al., 2000).D’autres, ont été reconnues comme des endophytes pouvant promouvoir le développement desplantes (PGPR) qui leurs sont associées (Reinhold-Hurek et al., 1993; Riggs et al., 2001;Estrada et al., 2002 ; Coenye et al., 2003).

La contribution annuelle des BNL à la fixation biologique d’azote est estimé à 180 × 106

tonnes /an ce qui correspond à une économie de ressource de l’ordre de 160– 180 billions dedollars américain et ce qui représente aussi 65% du nitrogène utilisé en agriculture à travers lemonde (Sahgal et Johri, 2003).

En plus de leur rôle dans la fixation symbiotique de l’azote, dans l’amélioration des pratiquesagricoles et comme PGPR, les rhizobia ne cessent de trouver de nouveaux domainesd’application. En effet, la souche de Rhizobium etli G 12 est utilisée en agriculture pour lutercontre certains nématodes de la pomme de terre, cette bactérie est capable d’induire unerésistance chez la pomme de terre contre ces nématodes (Reitz et al., 2000). Une autre souchede Bradyrhizobium sp. ORS 278 est utiliser pour l’extraction de la canthaxanthine, un pigmentphotosynthétique qu’elle produit et qui est utilisé dans l’industrie agroalimentaire,pharmaceutique et cosmétologique pour ses propriétés colorantes et photo-protectrices(Chaintreuil et al., 2000).

3.1. Caractéristiques générales des BNL :

Les rhizobia constituent 0.1 à 8.0 % de la flore bactérienne du sol, soit 0.01 à 0.14% de sabiomasse (Bottomley, 1992; Schortemeyer et al., 1997).

A l’état libre, les rhizobiums sont des bactéries aérobies, en forme de bâtonnets à coccobacillede 0.6 à 0.8 μm de large sur 1 à 4 μm de long (Figure 5.B) (Dommergues et Mangenot, 1970).Ils sont Gram négatif, non sporulantes et mobile grâce à la présence d’un ou de plusieursflagelles (Colwell, 1970 ; Jordan, 1984). Une fois dans le nodule, les rhizobiums setransforment en bactéroïdes (Figure 5.A), cellules avec une taille dix fois plus grandes, etperdent leur forme de bâtonnet pour acquérir une forme en X, Y ou T (Dommergues etMangenot, 1970).

Les bactéries de la famille des rhizobiaceae, cultivées sur milieu synthétique, forment descolonies de couleur blanche ou beige, circulaires, convexes, généralement translucides, élevéeset mucilagineuses avec un diamètre de 1 à 4 mm après 3 à 7 jours d’incubation sous conditionsoptimales (Figure 5.C) (Dommergues et Mangenot, 1970 ; Jordan, 1982, Jordan, 1984).


Figure 5: Les aspects microscopique et macroscopique des rhizobia.A – Les rhizobia sous forme de bactéroïde vu au microscope électronique (Source : Dommergues et Mangenot,

1970). B –Forme de Bradyrhizobium japonicum à l’état libre vu au microscope électronique (Source : Sadowskyet Graham, 2006). C – Aspect des colonies de Rhizobium sur milieu YEM gélosé (Source : Sekkour, 2008).

Les rhizobia sont des bactéries mésophiles qui peuvent se développer à des températures sesituant entre 10°C et 37°C avec une température optimale de 28 °C (Graham, 1992). Toutefois,il existe des souches qui tolèrent des températures de l’ordre de 40, 42 et 45°C (Shamseldin,2007 ; Ruiz-Díez et al., 2009). Aussi, Karanja et Wood (1988) ont montré que quelquessouches de Rhizobium phaseoli peuvent tolérer des températures de 45°C à 47°C.

Les rhizobia sont des bactéries neutrophiles, leur optimum de pH se situe entre 6.5 à 7(Dommergues et Mangenot, 1970). Ce pendant, ils peuvent tolérer des pH allant de 4 à 9(Graham, 1964 ; Jordan, 1984). Certaines souches de rhizobia peuvent même supporter etsurvivre dans un pH de l’ordre de 3,5 (Yadav et Vyas, 1973).

Une espèce donnée de Rhizobia est caractérisée par une spécificité relative vis-à-vis d’unspectre de plantes hôtes (Burton, 1967).

Les rhizobia n’acquièrent en général leur capacité à fixer l’azote atmosphérique qu’au sein desnodules à l’exception de Bradyrhizobium et Azorhizobium (Peret, 2007).

3.2. Taxonomie des BNL :

Les rhizobia furent isolés pour la première fois par Beijerinck qui nomma la bactérie qu’il isolaBacillus radicicola. Ces bactéries furent par la suite renommée Rhizobium (Sahgal et Johri,2003). La première classification des rhizobia a été réalisée sur la base des groupesd’inoculation croisée, elle comportait un seul genre, le genre Rhizobium avec six espèces : R.leguminosarum, R. meliloti, R. trifolii, R. phaseoli, R. lupini et R. japonicum. (Zakhia et al.,2001 ; Sahgal et Johri, 2003).

Sur la base de la vitesse de croissance in vitro, les rhizobiums ont été ensuite reclassés en deuxgroupes : groupe des bactéries à croissance rapide et celui des bactéries a croissance lente. Lesdeux groupes faisaient toujours partie du genre Rhizobium (Sahgal et Johri, 2003). En 1982,Jordan sépara les deux groupes dans deux genres : le genre Rhizobium correspondant auxsouches à croissance rapide et le nouveau genre, Bradyrhizobium, pour les souches àcroissance lente. Le genre Bradyrhizobium ne contenait qu’une seule espèce B. japonicumisolée à partir de Glycine max (Zakhia et de lajudie, 2001 ; Sahgal et Johri, 2003).

A B C


Par la suite, Norris (1965) observa que les deux genres différés dans leurs affinitéssymbiotiques, les rhizobia étaient associés aux légumineuses des régions tempérées tandis queles bradyrhizobia étaient associées aux légumineuses des régions tropicales (Sahgal et Johri,2003). L’isolement de rhizobiums associés aux légumineuses non-prises en compte auparavantet les nombreuses exceptions que ça à engendrer ont conduit au bouleversement de lataxonomie des Rhizobiaceae et à la recherche de nouveaux critères à prendre en compte pour ladescription de nouveaux taxa. C’est ainsi qu’il a été proposé l’utilisation de la taxonomiepolyphasique (Graham et al., 1991 ; Vandamme et al., 1996) basée sur des techniquesmoléculaires (phylogénétiques, phénotypiques et génotypiques) qui puisent les informations àdes niveaux cellulaires différents (ADN, ARN, protéines…) pour définir les nouveaux groupes(Zakhia et de Lajudie, 2006).

La combinaison de ces techniques a révélé à la fois des diversités génétiques au sein degroupes bactériens qui avaient été considérés comme homogènes et des relations entre desgroupes très éloignés.

Selon la classification actuelle (Tableau 4), les rhizobia, ou BNL, forment un groupe debactéries qui sont caractérisées par une diversité génétique et une hétérogénéité physiologiquetrès importantes (Rice et al. 1994; Parker 2002). En effet, des bactéries appartenant à différentsgenres et classes taxonomiques sont actuellement connues pour leur capacité symbiotique.Ainsi, le genre Rhizobium, Sinorhizobium, Mesorhizobium, Ochrobactrum, Allorhizobium,Azorhizobium, Methylobacterium, Bradyrhizobium, Blastobacter, Devosia (classe des α-protéobactéries), Burkholderia et Ralstonia (classe des β protéobactéries) (Garrity et al., 2004)ainsi que certaines δ-protéobactéries (Benhizia et al., 2004), forment actuellement l’ensembledes bactéries connues comme symbiotes de légumineuses (Weir, 2006).


Tableau 4 : La taxonomie des BNL (Bactéries Nodulant les Légumineuses) (Merabet, 2007).

Rhizobium Frank, 1889R. leguminosarum Frank, 1889; Jordan, 1984R. tropiciR. etli Segovia et al., 1993; Hernandez-Lucas et al.,

1995 Wang et al., 1999aR. hainanense Chen et al., 1997R. gallicum Amarger et al., 1997R. mongolense Van Berkum et al., 1998R. galegae Lindström, 1989R. giardinii Amarger et al., 1997R. huautlense Wang et al., 1998R. indigoferae Wei et al., 2002R. sullae Squartini et al., 2002R. loessense Wei et al., 2003R. yanglingense Tan et al., 2001R. daejeonense Quan et al., 2005R. lusitanum Valverde et al., 2006R. cellulosilyticum García-Fraile et al., 200R. undicola de Lajudie, 1998; Young et al., 2001MesorhizobiumM. loti Jarvis et al., 1982M. huakuii Chen et al., 1991M. ciceri Nour et al., 1994M. tianshanense Chen et al., 1995M. mediterraneum Nour et al., 1995M. plurifarium de Lajudie et al., 1998aM. amorphae Wang et al., 1999bM. chacoense Velasquez et al., 2001M. temperatum Gao et al., 2004M. septentrionale Gao et al., 2004M. thiogangeticum Ghosh et Roy, 2006Ensifer (Sinorhizobium) Young, 2003.E. meliloti Young, 2003E. fredii Scholla et Elkan, 1984; de Lajudie

et al., 1994E. xinjiangense Chen et al., 1988E. sahelense de Lajudie et al., 1994E. terangae de Lajudie et al., 1994;Trüper et de

Clari, 1997E. medicae Rome et al., 1996E. saheli Wang et al, 2002; Young, 2003E. kostiense Nick et al., 1999E. morelense Wang et al., 2002E. americanum Toledo et al., 2003E. arboris Nick et al., 1999E. kummerowiae Wei et al., 2002E. adhaerens Casida, 1982E. mexicanum Lloret et al., 2007E. abri Ogasawara et al., 2003E. indiaense Ogasawara et al., 2003


Allorhizobium de Lajudie et al., 1998bA. undicola de Lajudie et al., 1998bDevosiaDevosia neptuniae Rivas et al., 2003AzorhizobiumA. caulinodans Dreyfus et al., 1988A. sp. Rinaudo et al., 1991A. doebereinerae Moreira et al., 2006Bradyrhizobium Jordan, 1982B. japonicum Kirchner, 1896; Jordan, 1984B. elkanii Kuykendall et al., 1992B. liaoningense Xu et al., 1995B. yuanmingense Yao et al., 2002B. betae Rivas et al., 2004B. canariense Vinuesa et al., 2005cB. sp. Jordan, 1982 ; Dupuy et al., 1994 ; Alazard,

1985; Young et al., 1991BlastobacterB. denitrificans van Berkum et Eardly, 2002MethylobacteriumM. nodulans Sy et al., 2001; Jourand et al., 2004BurkholderiaB. sp. Moulin et al., 2001B. caribensisB. cepaciaB. tuberum Vandamme et al., 2003B. phymatum Vandamme et al., 2003B. mimosarum Chen et al., 2006Cupriavidus (Ralstonia)C. taiwanensis Chen et al., 2001; Vaneechoutte et

al., 2004OchrobactrumOchrobactrum sp. Ngom et al., 2004Ochrobactrum lupini Trugillo et al., 2005HerbaspirillumHerbaspirillum lusitanum Valverde et al., 2003PhyllobacteriumP. lupini Valverde et al., 2005P. trifolii Mantelin et al., 2006

P. ifriqiense Mantelin et al., 2006

P. leguminum Mantelin et al., 2006Gamma-Proteobacteria Benhizia et al., 2004


4. Taxonomie des bactéries nodulant le soja :

Les premiers symbiotes du soja furent décrits pour la première fois par Fred et al., (1932). Etcomme tous les rhizobia de ce temps, Ils furent classés sous le genre Rhizobium ou ils étaientreprésentés par une seule espèce R. japonicum. Ces bactéries se distinguaient des autresmembres de ce genre par leur vitesse de croissance lente et leur capacité à produire uneréaction d’alcalinisation en milieu synthétique. Elles furent par la suite reclassées par Jordon en1982, dans un nouveau genre Bradyrhizobium. En 1981, Hollis et al démontrent que le groupedes Bradyrhizobium était hétérogène et représentait trois groupes d’homologie ADN : ADN ;groupe I, groupe Ia et groupe II. Pour le groupe II, et qui différait de l’espèce Bradyrhizobiumjaponicum, Kuykendall et al 1992, ont créé une nouvelle espèce B. elkanii. D’autre souches,d’une croissance très lente (temps de génération variant de 16 à 24 heures), isolées des nodulesde Glycine .max et Glycine soja, ont été rassemblées sous une nouvelle espèce Bradyrhizobiumliaoningense (Xu et al., 1995).

En parallèle, en 1982 on a pu isoler des bactéries à croissance rapide à partir des nodules desoja et aussi à partir du sol de la République Populaire de Chine (Keyser et al. 1982). Cesbactéries à croissance rapide ont été classées sous le genre Rhizobium où elles étaientreprésentées par l’espèce R. fredii jusqu’à ce que Chen et al. 1988, proposent de les transférerdans un nouveau genre, Sinorhizobium, avec deux espèces S. fredii et S. xinjiangensis. À partirde l’espèce S. fredii, Scholla et Elkan, (1984) ont pu distinguer, par des tests de sérologie etd’hybridation ADN / ADN, deux chémovars : fredii et siensis. Récemment on a proposé dechanger le genre Sinorhizobium au genre Ensifer (Young 2003). Au début, on considérait E.fredii comme une espèce spécifique des lignées de soja asiatiques (Keyser et al. 1982; Stowerset Eaglesham 1984; Devine 1985), mais plus tard on a démontré que plusieurs variétésprovenant de l’Amérique du nord et du Brésil étaient capables de former des nodules effectifsavec ces bactéries (Balatti et Pueppke 1992; Chueire et Hungria 1997).

En 1995, d’autres souches de rhizobiums à croissance rapide ont été isolées à partir desnodules de soja dans la province de Xinjiang en Chine (Chen et al., 1995). Ces souchesfaisaient partie d’un ensemble de souches très rapprochées qui se distinguaient des autres parune flagellation polaire ou sub- polaire ; par une croissance intermédiaire entre celles àcroissance rapide et celles à croissance lente et par la séquence de l’ADNr 16S. Ces souchesont été, de ce fait, classées dans le genre Mesorhizobium et une nouvelle espèce, M.tianshanense, leur a été spécialement crée (Chen et al., 1995).

Récemment, des chercheurs ont pu isoler, à partir des sols du Brésil et à l’aide de variétés desoja asiatiques et modernes, des souches à croissance rapide. Ces souches Analysées par deuxtechniques ; rep-PCR (ERIC and REP) et RAPD et après séquençage de l’ARN 16S ontindiqué une grande diversité génétique. Cependant, aucune de ces souches ne présentait unesimilarité avec Sinorhizobium (Ensifer) fredii. La majorité de ces souches présentaient uneidentité de 99% à 100% avec des souches de Rhizobium tropici et des souches de Rhizobiumdes espèces génomique Q. Une souche était similaire à la souche Rhizobium sp. OR 191, etdeux autres fortement ressemblantes à Agrobacterium spp. (Hungria et al., 2006).


5. Processus de la symbiose Rhizobium soja:

Les conditions requises pour la mise en place de la symbiose sont une faible teneur en azote dusol et une photosynthèse active pour assurer une source suffisante d’énergie (Peret, 2007).

Le processus d’une symbiose fixatrice d’azote se traduit par la capacité des rhizobiums àinduire la formation de nodosités au niveau des racines ou des tiges d’une plante hôteparticulière (El-hilali, 2006). En fait, la formation de nodosités survient quand les rhizobiumspénètrent leurs hôtes d’une manière strictement coordonnée et contrôlée. Les exigencesgénétiques de la reconnaissance spécifique sont partagées entre le rhizobium et la plante hôte.Chacun des deux partenaires possède des gènes qui ne sont exprimés que dans la présence del’autre (Djordjevic et al., 1987).

5.1. Pré- infection :

La rhizosphère des plantes légumineuses est marquée par la présence de nombreuses moléculescarbonées (sucres, acides organiques, hormones, vitamines et substances phénoliques) quiproviennent des exsudations, sécrétions, ou de l’autolyse des vieilles cellules des racines. Ladisponibilité et la facilité du métabolisme de ces composés conduisent à l’enrichissement de lapopulation microbienne de cette rhizosphère. Pour contrôler cette population, la plante produitet largue dans ses exsudas d’autres composés qui exercent des pressions sélectives sur lacommunauté microbienne, ils permettent la croissance des rhizobiums de manière sélective(Figure 6.a) (Savka et al., 2002). Les rhizobia sont, en suite, attirés vers les poils racinaires parle chimiotactisme d’une large gamme de substances exsudées par la racine (Figure 6.b) (Kapeet al., 1991). Les flavonoïdes, présents dans les exsudats racinaires, induisent l’expression desgènes nod bactériens qui gouvernent la production des facteurs Nod (Kosslak et al., 1987;Krishnan et Pueppke, 1991). Les facteurs Nod induisent des événements conduisant à ladéformation des poils racinaire (Mylona et al., 1995; Gehring et al., 1997; Diouf et al., 2003).

5.2. Infection :

L’infection débute juste après que le rhizobium s’adsorbe au poil racinaire sous l’actionstimulante de la lectine (Lodeiro et al., 2000). Le poil se recourbe et forme une sorte de boucletout autour de la bactérie (Figure 6.c). L’hydrolyse de la paroi cellulaire du poil absorbantpermet la pénétration du rhizobium par invagination de la membrane plasmique. Celle-ci formealors une structure tubulaire connue sous le nom de cordon d’infection (Figure 6.d) (Hirsch,1992). Parallèlement, les cellules du cortex racinaires subissent des divisions rapides pour laformation d’un primordium nodulaire (Figure 6.e) (Vance et al., 1998). Les cordonsd’infection atteignent le primordium nodulaire et y relâchent les bactéries par un phénomèneressemblant à l’endocytose (Bassett et al., 1977). Les bactéries se trouvent alors entourées parune membrane qui dérive de l’hôte, la membrane péribactéroidale qui protège les bactéries desmolécules de défenses de l’hôte. Dans ces unités fermées appelés symbiosomes (Roth etStacey, 1989), les bactéries commencent à se différencier en bactéroides (Figure 6.f).

Le processus d’infection du soja par les bactéries du genre Bradyrhizobium est de typeintercellulaire. L’infection se fait généralement au niveau de passages libérés par l’émergencedes racines latérales ou adventives, ou bien parfois directement à travers la lamelle moyenneentre deux cellules du rhizoderme (Figure 6.c) (Pawlowski et Bisseling, 1996 ; Boogerd et vanRossum, 1997). Les rhizobia progressent ensuite vers le primordium nodulaire de manièreintercellulaire ou deviennent intracellulaires en formant des cordons d’infection.


Figure 6 : Les étapes du processus de la symbiose rhizobium – Soja.(Krishnan et Bennett, 2006)

Multiplication durhizobium

Adsorption du rhizobium surla racine et le poil absorbant

Infection par voit intercellulaireou intracellulaire

Formation duprimordium nodulaire

Cellules racinaires aprèsinfection

Formation des nodules Nodule fonctionnel

a

c

e

f

g h

d

b

c

a, b, c, d, e, f : taille microscopique.g, h : taille réelle.

Formation ducordant

d’infection


5.3. Développement du nodule :

Lors de l’infection, le cordon d’infection continue à pénétrer à travers les couches cellulairesdans la zone méristématique active jusqu’aux cellules les plus internes. L’apparition continuede bactéries dans les cellules s’accompagne de l’augmentation de la dimension de l’ébauchenodulaire (Beringer et al., 1979) et de l’induction de la dédifférenciation et de la division descellules du cortex (Foucher et Kondorosi, 2000). Les nodules du soja (Figure 6.g) sont de typedéterminé (Hadri et al., 1998). Ils sont formés à partir du cortex externe. L’activitémerstimatique dans ce type de nodule cesse tôt et la croissance en longueur du nodule estlimitée. Une croissance en épaisseur a lieu par hypertrophie des cellules corticales etl’apparition de nouvelle cellules infectée a lieu par division de cellules contenant déjà desRhizobia (Newcomb, 1981; Rolfe et Shine, 1984). Ce processus de formation se traduit par uneforme sphérique et un état de différenciation identique pour toutes les cellules (Hadri et al.,1998).

5.4. Mise en activité du nodule :

En plus de son exigence en matière d’énergie, la fixation symbiotique d’azote est un processushautement sensible à l’oxygène. La nitrogénase, enzyme clé du processus, est désactivé et latranscription des gènes qui la code est bloquée par l’oxygène. De ce fait, la mise en place duprocessus de fixation d’azote requiert la protection de la nitrogénase. Une protection qui estassurée par la léghemoglobine (Figure 6.h), protéine secrétée par la plante et qui joue un rôledans le transport de l’oxygène en maintenant une forte pression du O2 dans le cytoplasme descellules racinaires de la plante pour la phosphorylation oxydative et en fournissant un niveaubas soutenu d’oxygène aux bactéroides (Verma et Long, 1983).

L’activation du processus de fixation d’azote passe aussi par l’activation, par la noduline, del’expression des gènes nif, fix, etc. qui codent pour la synthèse de différents enzymes de lafixation comme la nitrogénase, l’uricase, le glutamate déshydrogénase, la glutaminesynthétase, etc.

A la réunion des conditions et des équipements enzymatique nécessaires, la nitrogénase devientactive et catalyse la réduction du N2 en NH4 +. Le N2 fixé est converti en glutamate, glutamine,aspartate, asparagine etc. qui seront transportés dans la sève du xylème de la plante. Uneabondance de composés carbonés est fournie en retour aux bactéroides.

6. Inoculation des légumineuses:

L’inoculation est l’introduction de microorganismes spécifiques au sol. Dans le cas deslégumineuses, il s’agit des souches de Rhizobium qui permettent à la légumineuse de fixerefficacement l’azote atmosphérique.

Les premières tentatives d’inoculation étaient simples, elles étaient réalisées en transférant desquantités de sol des sites ou la légumineuse en culture était capable de former des noduleseffectifs aux sites ou on envisageait d’introduire la légumineuse (Fred et al., 1932 ; Walley etal., 2004).

L’utilisation des cultures pures de rhizobiums pour l’inoculation des légumineuses n’estdevenue possible qu’après les travaux de Hellriegel et Beijerinck qui ont pu isoler et cultiverdes souches pures de rhizobiums qu’ils ont utilisés, par la suite, pour l’inoculation delégumineuses (Perret et al., 2000). Peut de temps après, les premiers inocula furent disponiblessur le marché européen et les fermiers les utilisaient pour l’inoculation de leurs légumineuses(Guthrie, 1896).


6.1. Pour quoi doit-on inoculer?

Telle que mentionné précédemment, les légumineuses sont des plantes d’une importancemajeure pour l’agriculture, l’alimentation humaine et animale, la préservation des écosystèmes,l’économie et industrie. Elles doivent une grande part de leur importance à leur qualité deplantes fixatrices d’azote, L’établissement et la réussite de leur culture dépendent fortement dela qualité de la flore symbiotique, son importance, son infectivité et son efficacité à fixerl’azote atmosphérique. L’inoculation permet d’assurer la présence d’une bonne souchefixatrice d’azote dans le sol à un nombre suffisant et au bon moment (Dawson, 1970).

D’un point de vu économique, on inocule pour améliorer le rendement (qualité et quantité) etprévenir les diminutions de rendement et de revenu que peut causer un déficit en azote,L’inoculation inutile ou la sur inoculation cause nettement moins de problèmes que l’absenced’inoculation quand elle est nécessaire (Herridge, 2008).

6.2. Quand doit-on inoculer?

Au début, on croyait que l’inoculation ne devait être appliquée qu’aux sols ou le rhizobiumapproprié à la légumineuse envisagée était absent. On croyait aussi que l’inoculation d’un sol,ou la légumineuse a déjà été cultivée et ou elle a présenté un bonne développement, aura peuou pas d’intérêt (Guthrie, 1896). Plus tard, Allen et Allen (1961) ont pu définir quatre critèrespour l’application de l’inoculation : i) Quand, lors des rotations, la légumineuse succédait à uneplante non légumineuse ; ii) Une mauvaise nodulation lors de la dernière culture de lalégumineuse envisagée ; iii) Lors que ni la légumineuse envisagée ni aucune légumineuse dumême groupe d’inoculation croisée ne figure dans l’historique proche de la parcelle ; iv) Quantla terre est pauvre. Mais, la définition du besoin d’inoculation ne pouvait pas être aussi simple.

Actuellement, pour procéder à l’inoculation on doit vérifier les points suivants:

- L’apparence ou l’état physique de la légumineuse reflètent la présence ou l’absence dessouches effectives :

si la légumineuse est robuste, verte et ses racines sont nodulées, et la couleur desnodules est rouge ou rose on déduit qu’une population rhizobienne efficiente estprésente dans le sol.

si la plante est jaune, non vigoureuse mais dont les racines sont bien nodulées et lesnodules sont de couleur rouge ou rose, on suppose que la croissance de la plante estaffectée par des facteurs environnementaux adverses tels que le pH.

Si la légumineuse est non vigoureuse et ses racines sont nodulées et les nodules sont decouleur blanche, on suppose que les souches sont infectives et non efficientes.

En fin, Si la légumineuse est non vigoureuse et ses racines sont non nodulés, onsuppose que les souches spécifiques à la plante sont absentes ou que leurs nombre estinsuffisant.

En plus des renseignements que fourni la présence ou l’absence des nodules, leur taille et leurnombre constituent aussi des critères d’évaluation de l’abondance des rhizobia du sol. SelonBeunard, 2006 (communication personnel), la présence d’un nombre important de nodules degrande taille, condensés au sommet de la racine principale prouve l’abondance des souches.L’absence ou la faible concentration de la population rhizobienne spécifique à la plante hôte,cause souvent une nodulation retardée. Dans les deux derniers cas, une inoculation estnécessaire, cette dernière doit contribuer au bon développement de la plante (Cleyet – Marel,1988).


- Le facteur limitant est l’azote : il faut prouver que la croissance de la légumineuse estaffectée par la faible concentration d’azote dans le sol et non pas par des facteurs écologiquestel que la température, ou par les propriétés du sol, ou autre carences, telle que la carence enphosphore.

Les effets des carences et des conditions écologiques peuvent être mis en évidence par dessimples analyses du sol ou par des essais de culture sous conditions contrôlés. Les carences enazote et la non-effectivité des souches sont, en général, mises en évidence via des testsd’inoculation et de fertilisation, les cultures inoculées ou fertilisés sont comparées à destémoins non inoculés. Ce genre de test peut aussi être utilisé pour évaluer l’efficacité dessouches utilisées pour l’inoculation (Herridge, 2008).

7. Inoculation du soja :

Le soja, Glycine max, est l’une des légumineuses les plus importantes, sa culture occupeactuellement plus de 76 millions d’hectares repartis dans les cinq continents. La culture du sojas’est répandue dans le monde avant que sa capacité à fixer l’azote atmosphérique ne soitconnue. L’introduction du soja se faisait, de ce fait, par l’introduction des graines et leurscultures sans que celles ci ne reçoivent aucune inoculation (Pueppke, 2005).

L’inoculation du soja, comme celle des autres légumineuses, n’a commencé qu’après lestravaux de Hellriegrl et Willfarth en 1888 (fred et al., 1932). Les premières tentatives sefaisaient par le transfert de petites quantités de sol des régions ou le soja est cultivé vers lesrégions ou on désirait l’introduire. L’inoculation proprement dite du soja a commencé 7 ansaprès les travaux de Hellriegrl et Willfarth en 1888 suite à l’isolement du B. japonicum, sonrhizobium associé (Pueppke, 2005).

La production d’inoculum s’est accompagnée du développement d’importants programmespour la sélection de souches de rhizobium performantes. L’un des plus importants programmesest le programme établi par le Brésil, ce programme a commencé par la sélection des souchesperformantes à partir des souches importées. Actuellement ce programme a changé et viseplutôt à la sélection de souches performantes à partir des souches adaptées obtenues du sojalocal après des années de leur introduction (Herridge et al., 2005).

Les programmes de sélection visent à la sélection de souches effectives avec la plante cible.Les souches destinées à l’inoculum doivent en plus des propriétés symbiotiques présenter uncertain nombre de caractéristiques :

Les souches doivent être compétitives avec les souches indigènes. De nombreuses étudesrapportent que les inocula appliquées aux sols contenants une faible population rhizobiennedonnent de meilleurs rendements que lorsqu’ils sont appliqués à des sols de populationrhizobienne plus importante (Ham, 1978 Ellis et al., 1984;.Thies et al., 1991; Date, 1991)

Les souches d’inoculum devaient être résistantes à l’action létale de divers facteurs physiques(température élevée, dessiccation), chimiques (pH, substances toxiques dont les produitsfongicides) et biologiques (phages). Woomer et al., (1992) rapportent que le nombre desrhizobia nodulant le soja introduit par inoculation diminue avec le temps, la persistance de cesbactéries est largement influencée par le climat et le pH du sol, leur nombre est positivementinfluencée par les précipitations et diminue sous l’effet des hautes températures et l’acidité dessols.


Elles doivent entre autre avoir un niveau d’adaptation important du niveau de fertilité du sol, ila été démontré que certaines souches sont plus aptes que d’autres à la fixation en présence defortes doses d’azote combiné ou dans des sols carencés en potassium.

Les souches doivent aussi être persistantes dans le sol et avoir un bon taux de survie pendant lapréparation de l’inoculum et dans le sol. Hume et Blair (1992) rapportent que la nodulation dusoja est directement proportionnelle au nombre de rhizobia apporté par l’inoculum, avec lesinocula fournissant moins de 103 rhizobium/graine aucune nodulation n’est observée,cependant, avec les inocula fournissant plus de 105 rhizobium/graine les auteurs ont observéune nodulation importante et une augmentation significatif du rendement.

Pour leur commercialisation, les inocula se présentent sous trois formes : solide, liquide oulyophilisés. Les plus utilisés sont les inocula sous forme solide, notamment ceux utilisant unsupport de tourbe. D’autres inclus dans des billes d’alginate sont également efficaces.Brockwell et al., 1980, ont démontré que les nombre de rhizobia délivrés au sol par uninoculum granulé est 70 fois plus importantes que celui apporté par les meilleurs inocula àgraine. Le plus important dans le choix du support de l’inoculum est celui qui permet demaintenir le plus grand nombre de cellules vivantes.

Enfin, il est très important de vérifier l’innocuité de l’inoculum avant son application dans lesol et l’absence de contaminants. Les enquêtes sur la qualité d’inoculums de Rhizobiumformulés sur tourbes sont inquiétantes (Olsen et al., 1995). Sur 40 échantillons prélevés dansdes lots non périmés vendus au Canada par des compagnies américaines, 39 contenaientdavantage (des fois jusqu’à 1000 fois plus !) de contaminants que des cellules de Rhizobium.Plusieurs de ces contaminants étaient fortement inhibiteurs des rhizobia in vitro et l’un d’euxPseudomonas aeruginosa, était une bactérie potentiellement pathogène pour l’homme. Laréglementation à ce sujet est stricte est exige un contrôle de qualité (Merabet, 2007).

CHAPITRE III

MATERIEL & METHODES

Matériel & méthodes 25

1. Matériel :

1.1. Inoculum et isolats bactériens:

L’inoculum utilisé au cours de cette étude est nodular-L® produit par SERBIOS aux USA etimporté par le groupe industriel KHARBOUCHE. C’est un inoculum liquide à base de souchesde Bradyrhizobium japonicum (2×109 cell/ml).

Les isolats ayant fait l’objet de l’étude bactériologique proviennent des nodosités prélevées surles racines du soja inoculé, âgé de 3 mois, récolté lors de l’étude des effets des sols et del’inoculation.

1.2. Matériel végétal :

Les graines de deux variétés de soja ont été utilisées au cours de cette étude (Figure 7), il s’agitde :

La variété (V1) : Oued Smar (fournie par l’Institut Technologique des Grandes Culturesde Oued Smar).

La variété (V2): Glycine max cultivar Alidor (importée des USA et fournie par le GroupeIndustriel KHARBOUCHE).

Variété Oued SmarVariété Alidor

Figure 7 : Variétés utilisées.

1.3. Sols:

Les sols utilisés proviennent de trois sites différents situés tous au Nord Ouest de l’Algérie(Figure 8). Ces sites correspondent à des localités ou les légumineuses sont courammentcultivées :

S1 : Ain Temouchent ; S2 : Station ITGC de Sidi Bel Abbès ; S3 : Tessala.

La quantité de sol collectée de chaque site a été de 110 Kg et le transfert des sols du site decollecte vers l’unité INRAA de Sidi Bel Abbès a été effectué dans des sachets en plastique de 25Kg de capacité.


S1:AinTemouchent

S3:Tessala

S2: StationITGC

Figure 8: Localisation géographique des sites de prélèvement des sols.(Source : Encarta 2009)

2. Méthodes :

2.1. Analyse des sols : (voir Annexe 3)

L’analyse du sol représente une étape importante dans la détermination des caractéristiquesédaphiques relatives à chaque site de collecte.

2.1.1. Analyse granulométrique : (méthode à la pipette de Robinson)

L’analyse granulométrique (Annexe 3.A) permet de connaître, sous une forme pondérale, larépartition des particules minérales de moins de 2 mm de diamètre selon des classes de grosseur.C’est une opération qui nécessite la dissociation complète des particules de l’échantillon du sol.Elle est fondue sur la relation existante entre la taille des particules et les propriétés physiques dela suspension du sol. En effet, selon la loi de stock, plus une particule est grosse plus elle tombevite dans l’eau. Pour les particules de diamètre inferieur à 50 µm, des prélèvements à différentsintervalles de temps permettent de récupérer les particules restant en solution (Pansu etGautheyrou 2003).

Les fractions des particules de diamètre supérieur à 50 µm sont déterminées par tamisage, aprèslavage des fractions fines déterminées par sédimentation (Pansu et Gautheyrou, 2003).

2.1.2. Mesure du pH : (Annexe 3.E)

Du point de vu agronomique le pH est un indicateur de l’état de fertilité du sol. Il fourni desinformations sur l’activité microbienne du sol, sur la présence de certains sels toxiques et sur ledegré d’assimilabilité des éléments par les plantes (Pansu et Gautheyrou, 2003). Le classementdes sols par rapport a leurs pH a été fait selon les normes internationales (Annexe 4.A).

2.1.3. Mesure de la conductivité électrique :

La mesure de la conductivité d’un sol renseigne sur sa salinité. Le principe de la méthodologieadopté (Annexe 3.E) consiste à déterminer la conductivité électrique d’une solution du sol au1/10 (m/v). Les normes de salinité sont mentionnées dans l’Annexe 4.B.

N

O E

S

0 4.3 8.6 12.9km


2.1.4. Dosage du calcaire total :

Le principe de la méthode de détermination du calcaire total (Annexe 3.B) repose sur la capacitéde l’acide chlorhydrique à détruire le calcaire en générant du CO2 selon la réaction suivante:

CaCO3 + 2HCl → CaCl2 + H2O +CO2

Le volume de CO2 mesuré sous conditions contrôlées de température et de pression estproportionnel à la quantité de calcaire total renfermée dans l’échantillon de sol.

2.1.5. Dosage du calcaire actif :

Le taux de calcaire actif a été déterminé par titration selon la méthode de Loeppert et Suarez,(1996) (Annexe 3.C). Le principe de cette méthode fait intervenir la capacité du calcium àinteragir avec l’oxalate d’ammonium (réaction 1) pour donner de l’oxalate de calcium insoluble.

CaCO3 + (NH4)2 C2O4 → CaC2O4 + (NH4)2 CO3 (réaction 1)

A la fin de la réaction l’excès d’oxalate d’ammonium est titré par une solution de permanganatede potassium en milieu sulfurique.

2.1.6. Dosage du carbone et détermination du taux de la matière organique :

a- Dosage du carbone :

Le carbone est déterminé par la méthode d’Anne, (1945) (Annexe 3.D). Cette méthode nécessitedeux étapes principales : l’oxydation et la titration.

- L’oxydation: lors de cette étape, le carbone organique est oxydé en présence d’un excès debichromate et la réaction est réalisée dans un milieu fortement acidifié par l’utilisation de l’acidesulfurique.

3C + 2Cr2O7 + 16H+ → 4Cr3+ +8 H2O + 3CO2 (réaction 1)

On considère que la quantité de bichromate réduite est proportionnelle à la quantité de carbonecontenue dans l’échantillon de sol.

Dans la deuxième étape, la titration, l’excès de bichromate non réduit est titré par un agentréducteur, le sel de Mohr. La titration est réalisée en présence d’agent fixant, le fluoride desodium, et d’un indicateur coloré du pH.

b- Détermination du taux de matière organique :

La matière organique joue un rôle important dans la détermination des propriétés du sol. Sadétermination passe par la détermination du carbone organique. On estime que le rapport matièreorganique / carbone est à peu prés constant et égal à MO/C =1.72.


2.1.7. Dosage de l’azote :

La détermination de l’azote totale des échantillons de sol prélevés a été effectuée par la méthodede Kjeldahl, (1883). Cette méthode se déroule en deux étapes :

-La minéralisation : elle consiste en la transformation de l’azote organique en une forme minérale(des sulfates d’ammonium). La réaction est réalisée dans un milieu a forte concentration en acidesulfurique et en présence d’un catalyseur, le K2SO4, qui permet l’augmentation et la stabilisationde la température de la réaction (Pansu et Gautheyrou, 2003).

-Lors de la deuxième étape, la titration, le milieu réactionnel est alcalinisé par l’addition del’hydroxyde de sodium, la solution obtenue est distillée et l’ammonium entrainé par la vapeur estcondensé puis collecté dans une solution d’acide borique additionné de quelques goutte d’unindicateur coloré. La solution résultante est, enfin, titrée par une solution d’acide sulfurique(Pansu et Gautheyrou, 2003).

2.1.8. Dosage du phosphore :

La détermination du phosphore a été réalisée par la méthode de Duchaufour, (1970). Dans le sol,le phosphore assimilable se trouve essentiellement sous forme de phosphate de calcium. Lesphosphates de calcium sont extraits par une solution d’acide à faible concentration. En milieuxacides, les phosphates donnent de l’acide phosphorique. Ce dernier, en présence de molybdated’ammonium et en milieu acide, forme des complexes phospho - molybdique.

Ces complexes ont la propriété d’êtres réduit par une solution de chlorure stanneux ; ils sont alorstransformés en bleu de molybdène. En mesurant l’intensité de la coloration et en se référant à unecourbe étalon, on détermine la concentration en acide phosphorique.

2.2. Etude des effets de l’inoculation et du sol:

L’étude a pour objectif d’évaluer l’effet des facteurs sol et inoculation sur le développement dusoja.

2.2.1. Stérilisation des sols :

Une partie des sols collectés a été stérilisé par une méthode de stérilisation qui consiste à fairechauffer le sol sur une tôle. La tôle est placée sur le feu tout en remuant et en humidifiant detemps en temps.

Pour fixer la durée de chaque stérilisation, nous avons procédé au test de plusieurs intervalles detemps de stérilisation 10, 20, 30 et 40 min. Pour chaque intervalle de temps de stérilisation, lastérilité bactériologique a été testée sur gélose nutritive. L’intervalle de temps de stérilisationretenu a été celui pour le quel on n’a décèle aucune croissance bactérienne au test de stérilité.

2.2.2. Préparation des traitements et semi :

L’étude réalisée a porté sur six traitements :

T1: 1/3 de gravier + 2/3 sol naturel [200 Kg/ha de P2O5 (fumure de fond)] (témoin destraitements du sol naturel)


T2 : 1/3 de gravier + 2/3 sol naturel fertilisé [200 Kg/ha de P2O5 (fumure de fond) + (250Kg/ha de N × 4)]

T3 : 1/3 de gravier + 2/3 sol naturel inoculé [200 Kg/ha de P2O5 (fumure de fond) +inoculation]

T4 : 1/3 de gravier + 2/3 sol stérilisé [stérilisation du sol + 200 Kg/ha de P2O5 (fumure defond)] (témoin des traitements du sol stérilisé)

T5 : 1/3 de gravier + 2/3 sol stérilisé fertilisé [stérilisation du sol + 200 Kg/ha de P2O5 (fumurede fond) + (250 Kg/ha de N × 4)]

T6 : 1/3 de gravier + 2/3 sol stérilisé inoculé [stérilisation du sol + 200 Kg/ha de P2O5 (fumurede fond) + inoculation]

Le sol bien homogénéisé a été reparti dans des pots de 18 cm de diamètre, 25 cm de hauteur etd’une capacité de 2 Kg (Figure 9). L’urée et le super 46 ont été utilisés comme source d’azote etde phosphore, respectivement. Dès le stade de floraison, quatre apports d’urée ont été appliquésaux traitements fertilisés. Ils ont été espacés de 10 jours d’intervalle.

Figure n° 9 : Organisation des pots au niveau de la serre (condition non contrôlées).

Les six traitements ont été appliqués aux deux variétés de soja : Oued Smar et Glycine .maxcultivar Alidor, et trois répétitions ont été réalisés pour chaque variété et chaque sol.

Le semi a été effectué le 18-03-2008. Préalablement, les graines ont été stérilisées àl’hypochlorite de sodium à 13° puis rincées 10 fois à l’eau distillée stérile. La partie des grainesdestinée aux traitements nécessitants une inoculation a été inoculée par l’utilisation del’inoculum et le semi a été fait à une profondeur de 2 à 3 cm à raison de 8 graines/ pots.

L’irrigation a été effectuée régulièrement. Un désherbage manuel a été réalisé toutes les semaineset un traitement anti-acariens appliqué si nécessaire.

2.2.3. Récolte et analyses statistiques :

La récolte a été réalisée 3 mois après le semis. Les plantes, au stade de formation de gousse, ontservies au relevé des paramètres poids frais, poids sec, hauteur, nombre de feuilles, volumeracinaire et nombre et diamètre des nodules.


L’analyse statistique des résultats a été réalisée à l’aide du logiciel STATITCF. Le seuil deprobabilité utilisé a été P < 0.05. Pour les effets significatifs, les moyennes ont été comparées parle test de Newman & Keuls.

2.3. Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor:

Cet essai vise à évaluer le rendement de la culture du soja G max cultivar Alidor. Il a été réaliséau niveau la parcelle du CNCC (Centre National de Control et de Certification). Après labour,la superficie utilisée, de 1.5 m2, a bénéficié du super phosphate (200 Kg/ha) comme fumure defond et cinq rangées de 1m y ont été semées sur cette superficie à une profondeur de 2.5cm.L’espacement entre rangée a été de 25 cm et l’espacement entre les plantes d’une même rangée aété de 10 à 15 cm (Figure 10). L’irrigation se faisait deux fois par semaine et un désherbagemanuel était réalise toutes les semaines.

Figure n° 10 : Plan de la parcelle.

La récolte a été faite 4 mois après le semis. La partie aérienne des plantes au stade de maturationcomplète (stade R8) a été récoltée et les paramètres suivant ont été relevés : nombre de plantespar répétition, taille des plantes, poids des plantes, nombre de gousses par plante, nombre degraines par gousse, poids de 100 graines, rendement en graines et rendement biologique.

2.4. Caractérisation des souches :

2.4.1. Isolement, purification et conservation des souches :

Dans ce travail, l’inoculation du soja, tel que mentionné précédemment, a été réalisée à l’aided’un inoculum liquide commercialisé à base de souches de Bradyrhizobium japonicum. Dans lebut d’expliquer les résultats obtenus lors de l’expérimentation, on a procédé à la caractérisationdes souches contenues dans cet inoculum.

2.4.1.1. Isolement des souches :

Après récolte, les racines des plantes de soja âgé de 3 mois on été examinées pour la présence oul’absence des nodules. Les racines des plantes présentant des nodules ont été rincées à l’eaucourante afin d’éliminer les traces de sol. Les nodules ont été récupérés à l’aide d’une pince,

25 cm

10 à 15 cm

1.5 m

1 m


rincés à l’eau courante, stérilisés par immersion dans de l’eau de Javel à 8% pendant 10 minutespuis rincés 10 fois à l’eau distillée stérile avant d’être transféré dans de l’alcool absolu et rincésune autre fois à l’eau distillée stérile.

Chacun des nodules ainsi stérilisé est coupé aseptiquement puis écrasé et étalé par striation surdes boites de Pétri contenant le milieu YEM solide préconisé par Vincent, 1970 (Annexe 2.A).Les boites ainsi obtenues ont été incubées à 28 °C pendant 3 à 7 jours.

2.4.1.2. Purification des souches :

Les colonies isolées obtenues lors de l’étape de l’isolement ont été repiquées sur le même milieuYEM (Annexe 2.A) de six à huit fois afin de les purifier.

La pureté des souches a été vérifiée par l’observation de leurs caractéristiques macroscopique(couleur, dimension, forme et temps nécessaire à l’apparition de la colonie) et microscopiques(forme des cellules bactériennes et coloration de Gram).

2.4.1.3. Conservation des souches :

La conservation des souches pures a été effectuée à 4°C pendant quelques semaines en géloseinclinée. Les souches pures ont été ensemencées sur une gélose YEM inclinée, incubées à 28 °Cpendant 3 à 7 jours puis transférées au réfrigérateur.

Pour une conservation de longue durée, nous avons utilisé du milieu YEM liquide dilué d’unesolution de glycérol stérile : Les cultures obtenus par ensemencement et incubation du milieuYEM liquide à 28 °C pendant 3 à7 jours, ont été diluée (v/v) d’une solution stérile de glycérol(60%) puis stockée à -20°C.

2.4.2. Test de nodulation :

La capacité à induire la formation de nodules sur la racine de la légumineuse hôte est un critèrede base pour la caractérisation des bactéries de la famille des rhizobiaceae. Pour être confirméescomme rhizobia, les souches doivent confirmer leur capacité à noduler leur plante hôte sousconditions bactériologiques contrôlées (Somasegaran et Hoben, 1994).

2.4.2.1. Germination des graines :

Les graines de soja Glycine max cultivar Alidor ont été désinfectées dans une solutiond’hypochlorite de sodium à (13°) pendant 10 minutes, puis rincées 10 fois à l’eau distillée stérilepour éliminer toute trace du désinfectant. Elles ont été, en suite, transférées dans des boites dePétri contenant de l’eau gélosée à (0.8%) (Annexe 2.D) (Tillard et Drevon, 1988). Les boitesainsi obtenues ont été incubées à l’obscurité à 25 °C pendant 3 à 5 jours.

2.4.2.2. Culture et inoculation des plantules de soja :

Les graines bien germées et dont la longueur des radicelles ne dépassaient pas 2.5 à 3 cm ont ététransférées aseptiquement dans des tubes à essai (18 cm de longueur, 2 cm de diamètre et 35 mlde capacité) contenant une solution nutritive (Bertrant, 1997) (Annexe 2.F) puis placées dans unechambre de culture (de type Sanyo Electrobiomedical. Co. LTd. Prints. Japon) à une températurede 25 °C ± 1, une photopériodicité de 16 heures et une intensité lumineuse de 2000 lux. La partieinférieure des tubes utilisés a été introduite dans des cartons troués, pour maintenir les racines en


obscurité totale. Après une semaine, les plantules ont été inoculées avec 2 ml d’une suspensionbactérienne d’une concentration de 1×108 cell/ml [concentration déterminée par comparaison dela turbidité de la suspension bactérienne à celle du tube standard de turbidité de Mc Farland n°0.5 (Annexe 2.G)].

Cinq tubes ont été utilisés pour chaque souche. Les cinq tubes témoins ont reçu de l’eau distilléestérile au lieu de la suspension bactérienne. Pour compenser la perte du a l’évaporation et/ou a laconsommation par la plante, la solution contenue dans les tubes a été complétée deux fois parsemaine et alternativement soit avec la solution nutritive stérile soit avec de l’eau distillée stérile.

Un test de nodulation sur support sable stérile a aussi été réalisé, des pots ont été remplis par150g de sable stérilisé, les graines germées ont été placées et inoculées avec 2ml d’unesuspension bactérienne d’une concentration de 1 × 108 cell/ml de chaque souche testée. Les potsont ensuite été placés dans une chambre de culture et les plantules étaient arrosées chaque deuxjour avec la solution nutritive (Annexe 2.F). Des pots témoin non inoculés ont aussi été préparés.

2.4.3. Caractérisation phénotypique des rhizobiums nodulant le soja :

2.4.3.1. Effet du pH :

L’effet des pH allant de 4 à 12 sur la croissance des souches a été testé sur des boîtes de pétriecontenant du milieu YEM solide. Le milieu YEM utilisé a été préparé, puis son pH a été ajustéavec du NaOH (1N) pour les pH de 7 à 12 et du HCl (1N) pour les pH de 4 à 6.

Lors des ensemencements, les boîtes utilisées ont été subdivisées en 12 secteurs. Chaque secteura été ensemencé avec 10 µl d’une préculture fraichement préparée ayant une DO de 108 cell/ ml.Trois répétions ont été réalisées pour chaque traitement et chaque souche.

2.4.3.2. Résistance à la salinité :

La résistance à la salinité des souches a été évaluée pour le NaCl. Le sel a été ajouté au milieuavant autoclavage à des concentrations variant de 0.3% à 9%. Les boites ont été ensemencéescomme dans les tests précédents et ont été ensuite mises à incubation à 28°C pendant 5 à 10jours.

2.4.3.3. Résistance à la température :

Afin de tester la résistance des souches à la température, 10 µl d’une suspension de 108 cell/ml dechaque souche ont servi à ensemencement des boites de pétrie contenant du milieu YEM solide.Les boites ont été incubées aux températures : 4, 10, 15, 23, 28, 30, 35, 40 et 45°C pendant 5 à 10jours.

2.4.3.4. Test au bleue de Bromothymol (BTB) :

Ce test permet de mettre en évidence la capacité des souches à alcaliniser ou à acidifier le milieu.Son principe repose sur l’utilisation d’un indicateur coloré, le bleue de bromothymol, qui sousl’effet d’une réaction d’acidification du milieu vire au jaune tandis que lorsqu’il se produit uneréaction d’alcalinisation, il prend une couleur bleu foncé (Sadowsky et Graham, 2006).


L’indicateur coloré a été ajouté au milieu YEM solide à une concentration de 0.0025% (Annexe2.E). Les boites ont été ensemencées comme dans les tests précédents et ont été ensuite misespour incubation à 28°C pendant 5 à 10 jours.

2.4.3.5. Dégradation des sucres :

L’assimilation des substrats carbonés (Cellobiose, Galactose, Glucose, Glycérol, Inositol,Lactose, Malt, Maltose, Raffinose, Saccharose, Sodium acétate, Sodium citrate, et Sorbitol) a ététestée directement sur milieu YEM dépourvu de mannitol. Le milieu YEM gélosé a été préparé,autoclavé et les sucres, délivrés sous forme de solutions concentrées et stérilisées (par l’InstitutPasteur d’Algérie), lui ont été additionnés au moment de l’emploi. Les boites ainsi obtenues ontété ensemencées de la même manière que pour les tests précédents puis, elles ont été incubées à28 °C pendant 5 à 10 jours.

2.4.3.6. Résistance aux antibiotiques :

La résistance des souches aux antibiotiques a été testée sur milieu YEM solide additionné dedifférentes quantités d’antibiotiques, selon la méthode décrite par Somasegaran et Hoben, (1985).Les solutions d’antibiotiques ont été additionnées au milieu préalablement autoclavé etmaintenue à une température de 45°C. Les antibiotiques ont été testés à des concentrations del’ordre du µg/ ml et les concentrations testé ont été de 50 pour l’ampicilline, de 100 pourl’érythromycine, de 10 et 100 pour la kanamycine, de 25 et 100 pour la streptomycine, de 20pour la tétracycline, de 10 pour le chloramphénicol.

L’ensemencement a été réalisé de la même manière que pour les tests précédents. Les résultatsdes tests ont été évalués après une semaine d’incubation à 28°C. Les souches ont été notéesrésistantes (présence de croissance) ou sensibles (pas de croissance).

2.4.3.7. Résistance aux métaux lourds :

La résistance des souches aux métaux lourds a été testée sur milieu YEM solide additionné dedifférentes quantités de métaux lourds. Le test a été réalisé comme dans le cas précédant. Lessolutions de métaux lourds ont été stérilisées puis additionnées au milieu maintenu à 45°C. Lesconcentrations testées (μg/ml) ont été de 250 pour AlCl3, 25 pour CoCl2, 50 pour CuSO4, 10 pourHgCl2, 500 pour MnCl2 et 50 pour ZnSO4. Le témoin pour ce test a été réalisé en utilisant dumilieu YEM solide.

2.4.3.8. Hydrolyse de l’urée :

L’activité uréase des souches a été testée en utilisant le milieu YEM solide additionné de 2%d’urée et 0.012% de rouge de phénol (Jarvis et al., 1977). Les solutions du rouge de phénol etd’urée ont été stérilisées à part puis rajoutées au milieu préalablement stérilisé et maintenu en surfusion à 45°C. L’ensemencement des boites a été réalisé de la même façon que les testsprécédents. Les boites ont été incubées à 28°C pendant 5 à 10 jours et l’évaluation des résultats aété faite par l’observation de la coloration du milieu. Une coloration rouge indique l’hydrolyse del’urée alors qu’une coloration jaune indique une réaction négative.

CHAPITRE IV

RESULTAS & DISCUSSION

Résultats & discussion 34

1. Stérilisation du sol :

Pour fixer la durée de chaque stérilisation, nous avons procédé au test de plusieurs intervalles detemps de stérilisation 10, 20, 30 et 40 min. Pour chaque intervalle de temps de stérilisation, lastérilité bactériologique a été teste sur gélose nutritive.

Figure 11: Résultats de la stérilisation du sol.

L’intervalle de temps de stérilisation retenu a été celui pour le quel on n’a décèle aucunecroissance bactérienne au test de stérilité. Cet intervalle a été de 40 min (Figure 11).

2. Analyse du sol :

Les résultats des différentes analyses physico-chimiques des différents échantillons de solsfigurent dans le Tableau 5. L’interprétation des résultats est faite selon les normes présentéesdans l’Annexe 4 :

Tableau 5: Résultats des analyses physico-chimiques des sols.

Site pH

C.E

(ms/

cm)

Ca

CO

3%

Ca

CO

3

act

if%

C%

M.O

%

Ng

/kg

C/N

Pm

g/k

g

Sa

ble

%

L.G

%

L.F

%

Arg

ile

%

Ty

pe

de

sol

AinTemouchent

8.70 0.15 6.42 2.37 1.05 2.10 1.42 7.393.1-3.15

50.26 13.75 11.2 20.66 limoneux

StationITGC

8.64 0.11 26.92 7.12 1.87 3.74 1.37 13.64 26.7 32.6 10.5 20.28 35.33limono-argileux

fins

Tessala 8.38 0.18 42.10 5.37 1.3 2.60 1.93 6.73 34.3 35 25 10 30limono-argileux

L’analyse granulométrique a révélé que les sols sont de type: Limoneux pour le sol d’AinTemouchent, limono – argileux fins pour le sol de la station ITGC et limono – argileux pour lesol de Tessala (Figure 12). Les sols présentent des textures: équilibré pour le sol d’AinTemouchent et argileuse pour les sols de la station ITGC et Tessala (argile > 25%) (Figure 11).Ils renferment des proportions appréciables en limon, allant jusqu’à 35%. Cette caractéristique,

A B CA : Culture à partir d’un sol stérilisé pendant 40 min. B : Culture à partir d’un sol

naturel (Témoin 1). C : Culture à partir d’un sol naturel (Témoin 2).


négative dans le cas où elle peut induire au sol le phénomène de battance, améliore la capacité derétention en eau du sol (Belahcene, 2008).

Le pH déterminé à partir de la suspension du sol indique des valeurs variant de 8.38 à 8.7 c'est-à-dire légèrement alcalins et les valeurs de conductivité électriques sont inferieur à 0.25 mS, lessols sont donc non salins.

Ain Temochent

Station ITGC

Tessale

Figure 12: Le Triangle des textures (d’après U.S. département of agriculture).

Les valeurs obtenues pour le phosphore assimilable sont inférieures à 50 mg/Kg, ceci signifieque les différents sols sont très pauvres en phosphore. Le taux de phosphore le plus important aété celui du sol le moins alcalin et le plus riche en argile (le sol de Tessala), cependant, son plusfaible taux a été celui du sol le plus alcalin et le moins riche en argile (sol d’Ain Temouchent).Le phosphore est connu pour être facilement adsorbé sur les argiles et la matière organique dusol. Il peut également être facilement précipité sous forme de phosphates de calcium dans les solsneutres ou alcalins (El-hilali, 2006).

Les sols de la station ITGC (3 ≤ MO% < 4) et Ain Temouchent (2 ≤ MO% < 3 avec un tauxd’argile inferieur à 22%). sont bien pourvu de matière organique. Celui de Tessala (2 ≤ MO% <3 avec un taux d’argile compris entre 22% et 30%) est moyennement pourvu en matièreorganique. la bonne teneur en matière organique des sols des sites Ain Temouchent et station

A: argileux.As: argilo- sableux.Al: argilo- limoneux.La: limono- argileux.Laf: limono- argileux fins.Las: limono- argileux sableux.

L: limoneux.Ls: limono- sableux.Lfa: limoneux fins argileuxLf : limoneux finsLtf: limoneux très fins.Sl: sablo- limoneux

S: sableux


ITGC, associée aux taux d’argile, détermine une bonne capacité d’absorption du sol et offre unpotentiel de rétention élevé.

Les teneurs en matière organique et en carbone du sol ont un effet déterminant sur leur activitébiologique du sol. La présence de matière organique dans le sol associée à une bonne activitébiologique réduit les facteurs pouvant limiter le développement des plantes, tel que ladisponibilité en eau et en nutriments, les pH extrêmes et la présence d’éléments toxiques.

Les teneurs en azote des sols de l’ITGC et d’Ain Temouchent sont comprises entre 1 et 1.5 etsont donc satisfaisantes. Celle du sol de Tessala, comprise entre 1.5 à 2.5, est un peu forte.L’azote est l’élément le plus variable et le plus déficient dans le sol, sa teneur dépend dupourcentage de la matière organique, des amendements d’engrais mais également des espècesbactériennes fixatrices d’azote (Anonyme 3).

Le rapport C/N du sol renseigne sur l’état de sa matière organique. Les valeurs du rapport C/Ndes sols de Ain Temouchent et Tessala (>10) sont trop faibles et indiquent un état deminéralisation avancé de la matière organique, celle du sol ITGC est satisfaisante et correspond àune matière organique bien décomposée. Selon le mémento technique de l’agronome (1970), lafertilité d’un sol croit toujours dans certaines limites avec le taux de matière organique et d’azotetotal pour un rapport C/N variant de 7 à 13.

Selon leurs teneur en calcaire total, les sols du Tessala et de l’ITGC sont fortement calcaire (25%< CaCO3 ≤ 50%) alors que le sol d’Ain Temouchent (5 %< CaCO3 ≤ 12.5) est faiblementcalcaire. La forte teneur en calcaire des sols peut constituer une contrainte à l’évolution normaledes cultures et poser des problèmes de chlorose (Belahcene, 2008). Au-delà de 5% de calcairetotal et en présence de calcaire actif, les sols sont systématiquement basiques (Anonyme 3).

Les analyses révèlent que le taux de calcaire actif dans les sols est de 2.37% pour le site d’AinTemouchent et il varie de 5.37 à 7.12 pour les sols des sites du Tessala et de la station de l’ITGC,respectivement. Selon Lasanier-Lachaise, (1976) dans une terre idéale le pourcentage de calcaireactif doit être dans une proportion de 1% à 5%.

3. Etude des effets de l’inoculation et du sol:

3.1.Effet des sols:

Les résultats (voir Annexe 1. A, Figure 13 et Figure 14) obtenus montrent que le changementdu type de sol, sous nos conditions expérimentales, n’avait pas d’effet significatif sur la hauteurdes plantes (hauteur totale, hauteur de la partie aérienne et taille de la partie racinaire).Cependant ce changement affectait significativement les autres paramètres :

Le type de sol limono- argileux fins de l’ITGC a eu les meilleurs niveaux de productions enmatière fraîche (poids total, poids de la partie aérienne et poids de la partie racinaire) et enmatière sèche (poids sec total, poids sec de la partie aérienne et poids sec de la partie racinaire).Il a permis aussi un développement racinaire (volume racinaire) et foliaire (nombre de feuilles/plantes) optimal comparé aux deux autres sols (voir Figure 13 et Annexe 1.B: Tableau 22). Lenombre et la taille des nodules obtenus sur ce type de sol sont aussi les plus importants (Tableau6).


0

5

10

15

20

25

30

1 2 3

Parametres

Poid

s(g

r)

0

1

2

3

4

5

6

7

4 5 6Parametres

Poid

s(g

r)

0

2

4

6

8

10

10

Parametres

Volu

me

(ml)

0

5101520

25303540

11

Parametres

Nom

bre

de

feu

ille

s

Sol ITGC Sol Tessala Sol Ain Temouchent

Figure 13 : Effet du facteur sol.

Pour les deux autres types de sol, le type de sol limoneux d’Ain Temouchent, avec les niveauxde production végétale les plus bas, semble être le type de sol le moins adapté à la culture du soja(voir Figure 13 et Annexe 1.B).

D’après les résultats des analyses effectués (Tableau 5), les trois sols ; Tessala, Ain Temouchentet le sol de la station expérimentale de l’ITGC, sont des sols alcalins, non salins, calcaires,pauvres en phosphore.

Le sol de l’ITGC se distingue des deux autres sols par son taux de calcaire actif, de carbone, dematière organique et son rapport C/N plus élevés ainsi que sa structure plus fine. Ce qui confèreà ce sol une plus grande capacité de rétention en eau, un potentiel de rétention et d’échange ensel minéraux plus important et une activité microbienne plus grande aboutissant à un plus grandnombre de nodules par plante et une taille (diamètre) plus importante de ces nodules.

La différence des résultats obtenus sur les sols de Tessala et d’Ain Temouchent peut êtreexpliquée par les taux d’azote, de matière organique, de carbone et de phosphore plus élevé dusol de Tessala.

1 : Poids frais total. 5 : Poids sec de la partie aérienne2 : Poids frais de la partie aérienne. 6 : Poids sec de la partie racinaire3 : Poids frais de la partie racinaire. 10 :.Volume racinaire.4 : Poids sec total. 11 : Nombre de feuilles par plante


En général, les résultats obtenus sont en corrélation avec le degré de finesse de la texture du sol,leurs teneurs en matière organique et en calcaire actif.

Tableau 6: Effet du sol sur la nodulation.

Sols Nombre moyen de nodules / plante Ø des nodules (mm)ITGC 27.04 1-25

Tessala 10.55 1-20Ain Temouchent 6.91 2-15

En fait, l’effet du sol peut s’exercer à différents niveaux, il peut affecter la plante, lemicrosymbiote ou même l’établissement du processus de symbiose:

- Le soja peut s’adapter à différents types de sols. Ses exigences édaphiques sont beaucoup plusliées aux conditions du milieu de culture qu’aux caractères physiques et chimiques du sol.Néanmoins, des sols ayant des réserves en eau relativement élevée, comme le type de sol del’ITGC, lui permettent de bien se développer. Le soja présente une grande sensibilité au calcaire,notamment actif, qui réduit fortement sa croissance et y induit des chloroses ferriques. Son seuilde tolérance en calcaire actif est inferieur à 10% (Cetiom, 2009). L’optimum de pH du soja sesitue entre 6.5 à 7.5 ce qui correspond à des pH beaucoup moins importants que les pH des solsutilisés (Anonyme 2).

Figure 14: Exemple des résultats de l’effet du facteur sol sur le développement du soja.

- Les facteurs environnementaux, particulièrement le pH du sol, la température et la disponibilitéde l’eau affectent la survie des rhizobia dans le sol. Brockwell et al., (1991) ont trouvé que lenombre E. meliloti dans les sols de pH >7,0 a été de 89,000 meliloti g-1, cependant leur nombrechutait à 37 meliloti g-1 dans les sols de pH <6,0. Selon El-hillali, (2006), les sols alcalins,


comme les sols utilisés dans ce travail, sont moins néfastes sur la survie des rhizobia que les solsacides. Les études microbiologiques montrent que ses bactéries peuvent tolérer des pH allantjusqu’à 9, 11 voir 12 (Yadav et Vyas 1971 ; Kulkarni et al., 2000 ; El-hilali, 2006 ; Sekkour,2008). Cependant, l’effet négatif que représente le pH alcalin du sol est l’indisponibilité desminéraux essentiels autant pour le rhizobium que pour la plante hôte tel que le fer et lemanganèse (Bordeleau et Prévost, 1994).

Tout comme nous l’avons constaté à travers les résultats du type de sol de l’ITGC, Woomer etal., (1992) rapportent que la disponibilité de l’eau dans le sol influe positivement sur la survie etla multiplication des rhizobia des inoculum du soja.

- Enfin, l’établissement du processus de symbiose dépend de différents facteurs : le pH du sol, laprésence des ions aluminium, manganèse ou du nitrate et la déficience du sol en des élémentsindispensables tel que le calcium et le phosphore (Lie, 1974; Toro, 1996 ; Lee et Lee, 1998). Lesproblèmes de présence d’aluminium et de manganèse se posent surtout dans le cas des solsacides (Ibekwe et al., 1997), ce qui n’est pas le cas des sols utilisés. Pour le pH, les sols neutresou légèrement alcalins favorisent la nodulation des légumineuses (Toro, 1996).

Dans les sols calcaires, la disponibilité du calcium ne constitue pas un facteur limitant.Cependant, une contenance en calcaire actif supérieur à 10 % du sol limite la nodulation du soja(Gigandon et al., 2005).

3.2. Effet variétal :

L’étude de l’effet variétal nous permet d’apprécier les capacités de développement propres àchacune des variétés étudiées.

D’après les résultats des analyses de variances (voir Annexe 1. A), les paramètres : poids sec dela partie aérienne, taille de la partie racinaire et hauteur totale des plantes ; ne sont pas affectéspar l’effet variétal (Annexe 1. A et Figure 15). L’expression des autres paramètres varie enfonction des variétés:

Tableau 7: Effet des variétés sur la nodulation.

Variété Nombre moyen de nodules / plante Ø des nodulesOued Smar 3.29 2-10

G.max cultivar Alidor 26.38 1-25

L’aptitude de la variété Oued Smar à la production de biomasse (poids frais ou poids sec), audéveloppement en hauteur et au développement racinaire (volume racinaire) est nettementsupérieure à celle de la variété Glycine max cultivar Alidor (Figure 15, Figure 16 etAnnexe1.B). Cependant, Le développement foliaire (nombre de feuilles par plante), le nombrede nodules et leur taille sont optimal pour la variété Glycine max cultivar Alidor (voir Figure 15,Tableau 7 et Annexe1.B).

Les résultats obtenus, pour l’expression des capacités de développement végétatif sont enaccords avec ceux rapportées par Mishra et al., (1992), Islam et al., (2004) et Sogut, (2006), cesrésultats peuvent être expliqués par les différences génétiques existantes entre les deux variétésd’une part. D’autre part ils peuvent aussi être expliqués par le fait que la variété provenantd’Oued Smar a pu acquérir un certain niveau d’adaptation aux conditions climatiques et aux


conditions des sols Algériens, suite aux sélections consécutives qu’elle a pu subir au niveau del’ITGC (établissement fournisseur de cette semence).

0

5

10

15

20

25

1 2 3

Parametres

Po

ids

(gr)

0

1

2

3

4

5

6

4 6

Parametres

Po

ids

(gr)

28

28,5

29

29,5

30

30,5

31

31,5

8

Parametres

Hau

teu

r(c

m)

0

2

4

6

8

10

10

Parametres

Vo

lum

e(m

l)Oued Smar

G,max

0

5101520

25303540

11

Parametres

No

mb

res

de

feu

ille

s

Figure 15: Effet du facteur variétal.

Les capacités symbiotiques des deux variétés n’ont affecté en rien leurs capacités dedéveloppement végétatif. Par contre, il semble y avoir un lien entre le développement foliaire (lenombre de feuilles) et l’expression des capacités symbiotiques des variétés (nombre et taille desnodules). En effet, la symbiose rhizobium- légumineuse est connue pour être une consommatriceimportante d’énergie. L’énergie est fournie aux bactéroïdes, par la plante hôte, sous forme

1 : Poids frais total de la matière verte. 6 : Poids sec de la partie racinaire2 : Poids frais de la partie aérienne. .8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes3 : Poids frais de la partie aérienne. 10 : Volume racinaire4 : Poids sec total. 11 : Nombre de feuilles par plante.


d’hydrates de carbone dont le siège de synthèse est la feuille (photosynthèse) (Dommergues etal., 1999).

Figure 16: Exemple des résultats de l’effet du facteur variétal sur le développement du soja.

La différence observée dans la réponse des variétés à l’inoculation est en accord avec les travauxde Dou et al., (1989) et Qasim et al., (2001) qui rapportent que des cultivars et des variétésdifférentes de soja répondent différemment à l’inoculation. La dépendance du nombre de nodulepar plante de son génotype à aussi été rapporté par plusieurs auteurs dont Roy, (1970), Graham,(1973) et Nutman, (1976).

3.3. Effet des traitements:

L’étude de l’effet des traitements nous a permis d’apprécier l’effet de l’inoculation, l’effet de laflore autochtone sur l’inoculation et de juger son efficacité.

L’inoculation n’a pas d’effet significatif sur le paramètre poids sec de la partie racinaire (Annexen°1.A). La réponse à l’inoculation des autres paramètres est variable (Figure 17, Figure 18 etFigure 19) :

Tableau 8 : Effet des traitements sur la nodulation.

Sols. Nombre moyen de nodules / plante Ø des nodules (mm)Sol naturel inoculé (SNI). 11.42 1-25Sol stérilisé inoculé (SSI). 18.25 2-20

L’inoculation en sol stérilisé permet une production optimale de matière verte (poids sec et poidsfrais), elle stimule le développement foliaire (nombre de feuilles par plante) et racinaire (volumeracinaire) et permet l’obtention du meilleur nombre de nodule/plante (Figure 17 et Tableau 8).Les pourcentages de gain (SSI/SS) (Figure 18) obtenus pour le traitement sol stérilisé inoculéont varié de 143.24% à 166.55% pour les paramètres poids frais, poids sec, nombre de feuilles


par plante et volume racinaire. Cependant, ils n’ont pas dépassé les 87%, 93% et 96% pour lesparamètres taille des racines, hauteur totale et hauteur de la partie aérienne des plantes.

Le meilleur développement en taille des racines (28,31 cm) est obtenu en sol naturel (SN).Toutefois, le maximum de hauteur (hauteur totale et hauteur de la partie aérienne) est enregistréen sol stérilisé (SS).

0

5

10

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20

25

30

1 2 3Parametres

Po

ids

(gr)

0

1

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4 5

Parametres

Po

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7 8 9Parametres

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Parametres

Volu

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0

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11Parametres

no

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red

efe

uile

s

10

Parameres

Sol Naturel (SN)

Sol Naturel Fertil isé (SNF)

Sol Naturel Inoculé (SNI)

Sol Steril isé (SS)

Sol Steril isé Fertil isé(SSF)

Sol Steril isé Inoculé (SSI)

.

Figure 17: Effet des traitements.

1 : Poids frais total. 7 : Hauteur totale des plantes.2 : Poids frais de la partie aérienne. 8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes3 : Poids frais de la partie racinaire. 9 : Taille de la partie racinaire des plantes4 : Poids sec total. 10 : Volume racinaire5 : Poids sec de la partie aérienne. 11 : Nombre de feuilles par plante


L’inoculation en sol stérilisé donne des résultats nettement supérieurs à ceux obtenus en solnaturel. Les pourcentages de gain de ces traitements [(SNI/SN) et (SSI/SS)] ont varié de 53% à155% pour le traitement sol naturel inoculé et de 86% à 166% pour le traitement sol stériliséinoculé.

En sol naturel, l’effet de l’inoculation est moins important que l’effet de la fertilisation, tous lesparamètres de développement des plantes sont améliorés sous l’effet de la fertilisation et lespourcentages de gain de production (SNF/SN) (92% à 195%) obtenus sont beaucoup plusimportants que ceux obtenus sous l’effet de l’inoculation (53% à 155%).

L’effet observé de la fertilisation en sol naturel ne persiste pas en sol stérilisé et ledéveloppement des plantes est moins important en sol stérile fertilisé qu’en sol naturel fertilisé.La production du traitement sol stérilisé fertilisé n’a pas dépassé le seuil de production du témoinstérilisé.

0

50

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250

300

le gain en (%)

1 2 3 4 5 7 8 9 10 11

Parametre

(SNI/SNF)100 (SNI/SN)100

(SSI/SSF)100 (SSI/SS)100

Figure 18: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Facteur traitement).

La différence observée entre les résultats des traitements fertilisés et inoculé en sol naturel estprobablement due aux effets antagonistes exercés par la flore autochtone sur les souches del’inoculum. Selon Toro, (1996) La survie des souches d’inoculum est souvent compromise pardes facteurs biotiques tel que ; la présence de protozoaires (prédateurs des rhizobia), la présencedans le sol des bactéries qui peuvent inhiber la nodulation en produisant des toxines qui bloquent

1 : Poids frais total. 7 : Hauteur totale des plantes.2 : Poids frais de la partie aérienne. 8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes3 : Poids frais de la partie racinaire. 9 : Taille de la partie racinaire des plantes4 : Poids sec total. 10 : Volume racinaire5 : Poids sec de la partie aérienne. 11 : Nombre de feuilles par plante


l’attachement des rhizobia aux poils absorbants ou la présence des bactériophages et desbactériocines.

Le nombre des nodules est plus important sur sol stérilisé inoculé. A l’opposé, La taille desnodules est légèrement plus importante sur sol naturel inoculé (Tableau 8). Selon Beunard, 2006(communication personnelle) et Herridge, (2008), la présence d’un nombre important de nodulesde grande taille prouve l’abondance des souches dans le sol.

L’établissement de l’inoculum est meilleur lors que la population des rhizobia natives est faibleou réduite sous l’effet de la stérilisation du sol (Materon et Hagedorn, 1982 ; Mauromicale et al.,2005). En effet, l’existence de souches de rhizobium pouvant inhiber la croissance d’autressouches de rhizobium a bien été mise en évidence dans le laboratoire de Biotechnologies desInteractions Plantes Microorganisme (LBIPM) de l'Université d’Es-Sénia, Oran par Kazouz,(2008).

Dans l’ensemble, les niveaux de production des traitements en sol stérilisés sont plus importantspar rapport à ceux obtenus en sol naturel. Cette différence peut être expliquée par l’effet deminéralisation entraînée par la stérilisation. La solarisation qui est une méthode de stérilisationplus douce (comparée à la méthode utilisée) permet d’augmenter le taux de nitrate (Chauhan etal., 1988). Selon Mauromicale et al., (2005) sous l’effet de la solarisation, le taux de NO3

– du solest augmenté de 87%, le Na et le Ca de 22% et le Zn2+ et K+ échangeable de 17%.

L’évaluation de l’efficacité relative (ER) de l’inoculation a été faite pour les deux types de sols ;naturel et stérilisé. Elle est exprimée (*) sous forme de pourcentage de gain en matière sèche desparties aériennes des plantes inoculées (PSPi) par rapport aux plantes non inoculées mais qui ontreçu le fertilisant azoté (PSTn) :

Les résultats de l’évaluation de l’efficacité relative de l’inoculation confirment les observationsdéjà faites. L’efficacité relative de l’inoculation à été de 128.46% pour le sol stérilisé et de69.20% pour le sol naturel.

L’effet positif des rhizobiums à été rapporté par plusieurs auteurs (Lal et Khanna, 1993 ; Ndoyeet al., 1995 et sekkour, 2008). Selon Wani et al., (1995), Les légumineuses tropicales commeniébé (Vigna unguiculata), l’arachide (Arachis hypogaea) et le soja (Glycine max) peuvent fixerrespectivement 32 à 89, 22 à 92 et 0 à 95% de leurs besoins en azote.

La différence d’efficacité relative est due la stérilisation. Selon Herridge, (2008). L’efficacité del’inoculation est meilleure lors que le sol contient une faible population rhizobienne ou lors quecelle-ci n’est pas suffisamment effective. L’effet négatif de la présence de rhizobia natives dansle sol a aussi été rapporté par Sadowsky et Graham, (2006).

ER = (PSAPi / PSATn) x 100 (*)


Figure 19: Exemple des résultats de l’effet du facteur traitement sur le développement du soja.

La supériorité des résultats du sol naturel fertilisé sur ceux du sol stérilisé fertilisé, estvraisemblablement due à sa composition microbienne (présence de fixateurs libres d’azote,présence des microorganismes pouvant mobiliser le phosphore et possibilité de présence debactéries a effet PGP …etc). L’effet des bactéries solubilisant le phosphore sur la croissance et lerendement du soja a bien été démontré par Sandeep et al., (2008). De même, l’existence debactéries à effet PGP sur diverses légumineuses a été rapportée par plusieurs auteurs dont Sturzet al., (1997) ; Elvira-Recuenco et van Vuurde, (2000).

3.4. Effets des interactions sols × variétés:

L’étude des interactions sols × variétés permet d’évaluer le comportement de chacune desvariétés sur chacun des sols utilisés. A l’exception des paramètres hauteur (hauteur totale,hauteur de la partie aérienne et longueur des racines), poids sec de la partie aérienne et nombrede feuilles par plantes, l’interaction sol variété a permis une amélioration significative desparamètres de développement des deux variétés utilisées (Annexe 1.A, Figure 20, Figure 21 etTableau 9).

Tableau 9 : Effet des interactions sols × variétés sur la nodulation.

Sols Variétés Nombre moyen de nodules /plante

Ø des nodules(mm)

ITGC Oued Smar 7.5 1-10

Glycine max cultivarAlidor

46.58 1-25

Tessala Oued Smar 0.87 1-5.5


20.23 2-20

AinTemouchent

Oued Smar 1.5 2-5


12.33 1-15


L’effet des sols sur la croissance des plantes varie en fonction de la variété de soja. Les résultatsobtenus montrent que le type de sol de la station ITGC a amélioré favorablement la majorité desparamètres de développement des plantes. Ce type de sol fourni les meilleures interactions pourtous les paramètres étudiés (Figure 20 et Tableau 9).

La production de la variété Oued Smar sur le type de sol de l’ITGC est améliorée de plus de 30 à50 % par rapport au type du sol de Tessala et de plus de 59 à 66 % par rapport au type de sold’Ain Temouchent. Cependant, l’effet positif de ce sol sur le développement de la variété Alidors’est limité aux paramètres poids frais total, poids frais de la partie aérienne, poids sec total,nombre des nodules et diamètre des nodules qui sont améliorés de 4 à 56% par rapport au type desol de Tessala et de 19 à 73 % par rapport au type de sol d’Ain Temouchent.

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Po

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2468

10121416

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Parametres

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(ml)

.

Figure 20: Effet des interactions sols × variétés.

Le type de sol de Tessala a exercé un effet favorable sur le développement racinaire (poids fraisde la partie racinaire, poids sec de la partie racinaire et volume racinaire) de la variété Glycinemax cultivar Alidor, un effet qui serait probablement due à sa contenance plus élevée enphosphore ainsi qu’à la sensibilité de cette variété aux variations de cet élément (Figure 20,Figure 21 et Tableau 9). En fait, le phosphore est un des éléments majeurs indispensables à lacroissance et au développement des végétaux. Facteur de croissance, il favorise ledéveloppement radiculaire, est un facteur de précocité, a un rôle essentiel dans la fécondation etla mise a fruit. Il est aussi un élément de qualité (Anonyme 3).

1 : Poids frais total. 4 : Poids sec total.2 : Poids frais de la partie aérienne. 6 : Poids sec de la partie racinaire.3 : Poids frais de la partie racinaire. 10 : Volume racinaire


Le type de sol d’Ain Temouchent semble être le sol le moins favorable à la culture de soja. Lesdeux variétés de soja y ont enregistré leurs plus faibles niveaux de développement (Figure 20 etTableau 9). Lors des analyses physico-chimiques, Ce type de sol a présenté le pH le plus élevéet les taux de calcaire, calcaire actif, carbone, matière organique et phosphore les plus faibles.

Suivant les paramètres, les plus faibles résultats sont ceux des interactions:

o Alidor ×Ain Temouchent pour les paramètres poids frais,o Alidor × ITGC pour le paramètre volume racinaire,o Oued Smar × Ain Temouchent pour les paramètres poids sec,o Oued Smar × Ain Temouchent pour les paramètres diamètre des nodules,o Oued Smar × Tessala pour les paramètres nombre de nodule / plante.

Figure 21: Exemple des résultats de l’effet des interactions sols × variétés sur le développementdu soja (sol de Tessala).

D’une manière générale, les résultats obtenus pour l’étude des effets des interactions sols ×variétés ont été conformes aux résultats de l’étude des effets respectifs des sols et des variétés.Pour les types de sols de Tessala et Ain Temouchent, les deux variétés ont donné des résultatsqui se rapprochent de la moyenne de production obtenue lors de l’étude des effets des sols. Pourle sol de l’ITGC, l’écart entre les résultats obtenus et la moyenne de production de ce sol est tropimportant.

La variété Oued Smar, bien qu’elle soit plus productive que la variété Alidor, présentel’inconvénient d’être beaucoup plus sensible aux variations du milieu de culture. L’effet rapporté(Markovacki et al., 2008) du taux d’azote du sol sur la nodulation des légumineuses a été bienvisible sur les plants de cette variété, le nombre de nodules obtenus a été inversement


proportionnel aux taux d’azote des sols. Le développement des plantes de cette variété peut êtreréduit de plus de la moitié pour un simple changement de support de culture.

En fin, la stabilité de production des variétés utilisées est un des critères les plus importants enagriculture (Lee et al., 2007) et la stabilité relative des résultats de la variété Glycine max cultivarAlidor, sa grande capacité d’adaptation et sa faible sensibilité aux variations du taux d’azote dusol font d’elle une variété de choix pour la propagation à grande échelle.

3.5.Effet des interactions sols × traitements :

L’étude des interactions sols × traitements permet d’évaluer l’effet des traitements appliqués surle développement du soja cultivé sur chacun des sols utilisés. Elle permet la quantification dugain de production végétale obtenu sous l’effet de l’inoculation et de la fertilisation et de jugerl’efficacité de l’inoculation sur chacun de ces sols.

Les niveaux de développement du soja diffèrent d’un sol à l’autre et d’un traitement à l’autrepour un même sol. Tous les paramètres de développement des plantes ont évolué sous l’effet desinteractions sols × traitements et seul le paramètre taille des racines n’a pas présenté unevariation significative (Annexe 1.A).

0

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le gain en (%)

1 2 3 4 5 6 7 8 10 11

Parametre



Figure 22: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.(Interactions sols × traitements : Sol Station ITGC)

1 : Poids frais total. 6 : Poids sec de la partie racinaire2 : Poids frais de la partie aérienne. 7 : Hauteur totale des plantes.3 : Poids frais de la partie racinaire. 8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes4 : Poids sec total. 10 : Volume racinaire5 : Poids sec de la partie aérienne. 11 : Nombre de feuilles par plante.


Les résultats obtenus pour le type de sol de l’ITGC sont en accord avec ceux obtenus lors del’étude des effets des traitements (Figure 22, Figure 23 et Tableau 10). Le traitement solstérilisé inoculé permet l’obtention des meilleurs résultats pour tous les paramètres étudiés. Ilpermet, et suivant le paramètre considéré, des grains de productions allant de 79.87% à 177.44%par rapport au traitement sol stérilisé.

0

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Parametres

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.

Figure 23: Effet des interactions sols × traitements(Sol station ITGC).

Avec une amélioration de 100.24% du poids frais de la partie racinaire, 132.05% du volumeracinaire, 164.36% du nombre de feuilles / plante et un nombre et une taille maximal des nodule,



les plantes de ce traitement ont pu bénéficier d’une plus grande disponibilité des élémentsminéraux, d’un très important apport en azote via la fixation symbiotique (nombre et taille desnodules maximal) et d’une exploitation plus efficace de ces élément a travers une photosynthèseoptimal qui auraient tous conduit à une augmentation de 132.16% du poids frais de la partieaérienne, de 177.4 % du poids sec de la partie aérienne et de 113.75 % de la hauteur de la partiearienne.

Le traitement sol stérilisé inoculé permet aussi des gains de production oscillant entre 108.9% à224.84% par rapport au traitement sol stérilisé fertilisé et une efficacité relatif de 184.29% ce quicorrespond auprès du double de l’efficacité relative obtenue en sol naturel inoculé (101.46%)(Figure 22).

0

100

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le gain en (%)

1 2 3 4 5 6 7 8 10 11

Parametre



Figure 24: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.(Interactions sols × traitements : sol de Tessala)

Le traitement sol naturel inoculé du sol de l’ITGC a abouti à des gains de production variant de88.80 % à 204.12 % par rapport au sol naturel (Figure 22). Les pourcentages de gain pour lesparamètres poids frais de la partie aérienne, poids sec de la partie aérienne, hauteur de la partieaérienne et nombre de feuilles / plante ont été de 137.04%, 180.20%, 147.75% et 158.83%,respectivement, ce qui signifie que l’inoculation agit mieux en sol naturel qu’en sol stérilisé et cemalgré l’effet favorable enregistré sur le développement foliaire, racinaire et nodulaire desplantes de ce dernier.



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Parametres

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.

Figure 25: Effet des interactions sols × traitements(Sol Tessala).

De même que le sol de l’ITGC, le sol de Tessala a aussi enregistré sa meilleure interaction avecle traitement sol stérilisé inoculé, et, ce pour tous les paramètres étudiés sauf ceux liés à lahauteur (hauteur totale et hauteur de la partie aérienne) (Figure 24, Figure 25 et Tableau 10).Les pourcentages de gains pour ce sol ont été variables et différaient considérablement à ceux dusol de l’ITGC. Dans l’ensemble, les gains obtenus sous l’effet de la fertilisation sont faiblescomparés à ceux obtenus sous l’effet de l’inoculation (Annexe 1.D). Par rapport au traitementsol stérilisé, le traitement sol stérilisé inoculé a permis d’améliorer les paramètres poids frais de



la partie aérienne, poids sec de la partie aérienne, hauteur de la partie aérienne et le nombre defeuilles / plante de 345.62%, 212.77%, 98.45% et 212.56%, respectivement.

Comparé au traitement sol stérilisé fertilisé ; le traitement sol stérilisé inoculé a permis des gainsde production de 269.02%, 181.05% et 104.41% pour les paramètres poids frais de la partieaérienne, poids sec de la partie aérienne et la hauteur de la partie aérienne, respectivement. Etaussi nous enregistrons une amélioration respective de 658.63%, 219.38%, 472.22% et 181.99%des paramètres poids frais de la partie racinaire, poids sec de la partie racinaire, volume racinaireet nombre de feuilles / plante.

Concernant les résultats du sol de Tessala, l’interaction de ce sol avec le traitement naturelinoculé a donné les plus faibles résultats. Ces résultats ont été plus faibles que ceux du solstérilisé inoculé (20% à 80%), du sol naturel (26% à 94.88%) et ceux du sol naturel fertilisé (25% à 95.10%). Ce dernier, avec des pourcentages de gains compris entre 96.26% et 250.56% parrapport au sol naturel, a abouti aux résultats les plus importants pour les traitements naturel dusol de Tessala.

L’efficacité relative de l’inoculation sur ce sol a pu atteindre 181.05% pour le traitement solstérilisé inoculé. Cependant, elle n’a pas dépassé les 40% (37.86%) pour le traitement sol naturelinoculé, ce qui signifie que l’inoculation en sol naturel de Tessala cause plus tôt une perte deproduction qui réduit le développement végétatif du soja d’un coefficient de 2.47% et 3.45%pour les paramètres poids sec de la partie aérienne et hauteur de la partie aérienne par rapport autraitement sol stérilisé inoculé.

Tableau 10 : Effet des interactions sols × traitements sur la nodulation.

Sols Traitements Nombre moyen de nodules /plante

Ø des nodules(mm)

ITGC Sol naturel inoculé 17.08 2-25Sol stérilisé

inoculé.37 1-20

Tessala Sol naturel inoculé 4.98 3-20Sol stérilisé

inoculé.16.12 1-8

AinTemouchent

Sol naturel inoculé 12.2 3-15Sol stérilisé

inoculé.1.63 2-5

La perte de production enregistrée en sol naturel inoculé est sans doute le résultat d’undéveloppement racinaire réduit de plus de 50% par rapport au sol naturel et de prêt de 60% parrapport au sol naturel fertilisé. Le développement racinaire et nodulaire du soja cultivé en solnaturel inoculé est réduit de prêt de 3 à 5 fois par rapport au sol stérilisé inoculé. Le gain deproduction obtenu en sol stérilisé inoculé est fort probablement dû à l’effet enrichissant de lastérilisation et à son effet sur la flore autochtone.

A la différence des deux sols précédant, le sol du site Ain Temouchent a donné des résultats trèsvariables ou les traitements sol stérilisé inoculé et sol naturel inoculé donnent souvent lesrésultats les plus faibles (Figure 26, Figure 27 et Tableau 10).

Les meilleures interactions de ce sol ont été réparties sur les quatre traitements :


o Naturel fertilisé (SNF) pour les paramètres poids frais de la partie aérienne, poids fraistotal, poids sec total, hauteur totale et nombre de feuilles,

o Naturel (SN) pour les paramètres volume racinaire, poids sec de la partie racinaire etpoids sec de la partie racinaire,

o Stérilisé fertilisé (SSF) pour le paramètre poids sec de la partie aérienne,o Stérilisé (SS) pour le paramètre hauteur de la partie aérienne.

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Parametres

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Figure 26: Effet des interactions sols × traitements(Sol d’Ain Temouchent).



Les traitements « sol naturel fertilisé » et « sol stérilisé fertilisé » ont permis des pourcentages degains [(SNF/SN) et (SSF/SS)] oscillant de 68.57% à 142.51% et de 39.09% à 175%,respectivement (Annexe 1.D).

Les gains de production obtenus en « sol stérilisé inoculé » (SSI/SS) n’ont jamais dépassé leseuil de production obtenus en sol stérilisé, ils ont représenté 35.94% à 164.91% de la productiondu traitement sol stérilisé fertilisé avec des pourcentages de gains (SSI/SSF) de l’ordre de35.94%, 81.57% et 83.46% pour les paramètres poids sec de la partie aérienne, hauteur de lapartie aérienne et poids frais de la partie aérienne, respectivement.

La production du traitement « sol naturel inoculé », elle aussi, n’a pas dépassé les seuils deproduction des traitements « sol naturel » et « sol naturel fertilisé » et seuls les paramètres poidssec de la partie aérienne et hauteur de la partie aérienne ont pu atteindre 103.75% et 112.26% dela production du traitement sol naturel (SN).

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le gain en (%)

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Parametre



Figure 27: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.(Interactions sols × traitements : sol de Ain Temouchent)

Contrairement a ce qui a été obtenu pour les sols de Tessala et de l’ITGC, l’efficacité relatif del’inoculation du sol d’Ain Temouchent a été faible et l’efficacité obtenus en sol naturel (78.64%)a représenté plus du double de celle obtenue en « sol stérilisé » (35.94%) et ce malgré le nombreet la taille des nodules obtenus pour ce traitement (Figure 27).



Aussi, et à la différence des deux autres sols où la production du traitement « sol stériliséinoculé » représentait le double, le triple ou même 5 fois la production du traitement « sol naturelinoculé », la production du traitement « stérilisé inoculé » (SSI) du sol d’Ain Temouchent n’apas dépassé les niveaux de production du traitement « naturel inoculé » (SNI) sauf pour leparamètre nombre de feuilles / plante ou elle a représenté 105 % du nombre de feuilles / plantedu sol naturel inoculé.

En fin, le classement général des interactions sols traitements des trois sols différent d’unparamètre à l’autre mais le maximum de production végétale pour tous les paramètres a étéenregistré pour l’interaction ITGC × sol stérilisé inoculé.

Les résultats obtenus pour les traitements sols stérilisés inoculés des trois sols sont conformesaux résultats de l’étude des effets des sols, le type de sol de l’ITGC, suivie du type de sol deTessala, permet les meilleurs niveaux de production de ce type de traitement.

La production des traitements sol naturel inoculé des trois sols a donné des résultats différents àceux obtenus lors de l’étude des effets des sols. Le maximum de production de ce type detraitement a été enregistré en sol de l’ITGC. La production du sol d’Ain Temouchent areprésenté 61.11% à 93.58% de la production du sol de l’ITGC. Cependant, le développement dusoja cultivé sur le sol de Tessala n’a pas dépassé les 50% de la production du sol de l’ITGC saufpour les paramètres hauteurs qui ont pu atteindre 79.85% pour le paramètre hauteurs et 88.9%pour le paramètre hauteur totale.

Les résultats obtenus pour les traitements naturels inoculés sont en accord avec les résultatsobtenus lors des analyses physico-chimiques des sols. Le sol Tessala a présenté la conductivitéélectrique (C.E) et le taux d’azote assimilable (N) les plus importants, comme il a présentéaussi le pH et le rapport C/N les plus faibles.

Pour les deux autres sols les taux de productions obtenus ont été inversement proportionnel auxpH des sols, à leurs conductivités électriques (C.E), a leurs taux d’azote (N) et directementproportionnel a leurs taux de phosphore (P), leurs rapports C/N et au degré de finesse de leursstructures.

Les résultats obtenus lors de l’évaluation de la nodulation en sol naturel sont inversementproportionnels aux taux d’azote assimilable des sols. Ces résultats sont en accords avec lesinformations rapportées par la littérature à ce sujet ; dans le sol, l’azote est présentprincipalement sous forme d’ions ammonium (NH4

+) et sous formes d’ions nitrates (NO3-) ou

nitrites (NO2-) (El-hilali, 2006). Selon Zahran, (1999) et Patriarca et al., (2002), la présence de

faible taux d’azote combiné (NO3-, NH4

+ ou urée) est bénéfique pour le processus de symbiose,elle améliore le nombre et la taille des nodules ainsi que l’efficacité des nodules résultants. Enrevanche, les taux importants d’azote résultent en une dépression de la nodulation suite àl’inhibition de l’infection des racines par le rhizobia et l’inhibition du développement et dufonctionnement des nodules (Munns, 1968 ; Dazzo et Brill, 1978 ; Gibson et Harper, 1985 ;Martensson et al., 1989 ; Carroll et Mathew 1990; Lee et Lee, 1998 ; Guldeb et Vessey, 1998 ;Patriarca et al., 2002).


3.6. Effet des interactions variétés × traitements :

L’étude des effets des interactions variétés × traitements permet d’évaluer quantitativement laréactivité de chacune des variétés utilisées aux différents traitements appliqués et de définir lavariété qui répond le mieux à l’inoculation.

Les interactions variétés × traitements ont exercé un effet positif sur le développement des deuxvariétés utilisées. Un effet qui a abouti à une variation significative de tous les paramètres dedéveloppement de celles-ci (Annexe 1.A).

L’application des différents traitements à la variété Oued Smar a donné des résultats trèsdifférents de ceux obtenus lors de l’étude des effets des traitements (Figure 28, Figure 29 etTableau 11). Cette variété a enregistré ses meilleurs résultats en interaction avec les traitements :

o Sol naturel fertilisé (SNF) pour les paramètres poids frais, poids sec total, poids sec de lapartie aérienne, taille des racines, volume racinaire,

o Sol stérilisé (SS) pour les paramètres poids sec de la partie racinaire, hauteur totale,hauteur de la partie aérienne et nombre de feuilles

o Et, Sol stérilisé inoculé (SSI) pour les paramètres nombre et diamètre des nodules.

0

50

100

150

200

250

le gain en (%)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

Parametre



Figure 28: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.(Interactions variétés × traitements : variété de Oued Smar)

1 : Poids frais total. 6 : Poids sec de la partie racinaire2 : Poids frais de la partie aérienne. 7 : Hauteur totale des plantes.3 : Poids frais de la partie racinaire. 8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes4 : Poids sec total. 9 : Taille des racines.5 : Poids sec de la partie aérienne. 10 : Volume racinaire

11 : Nombre de feuilles par plante.


0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3

Parametres

Po

ids

(gr)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

4 5 6

Paramertes

Po

ids

(gr)

0

10

20

30

40

50

60

70

7 8 9

Parametres

Hau

teu

r(c

m)

0

2

4

6

8

10

12

14

10

Parameres

Vo

lum

e(m

l)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

11

Parametres

no

mb

red

efe

uiles

.

11

Figure 29: Effet des interactions variétés × traitements.(Variété Oued Smar).

La réponse à l’inoculation de la variété Oued Smar a été faible pour les deux types de solsstérilisé et naturel (Figure 28). Les pourcentages de gains obtenus pour le sol naturel inoculé[(SNI/SN) 100] ont variés de 58.3 % à 109.99 % de la production du sol naturel et lespourcentages de gain du traitement sol stérilisé inoculé [(SSI/SS) 100] n’ont pas dépassé les132.45 % de la production du traitement sol stérilisé. Aucune amélioration n’a été obtenue pourles paramètres poids sec de la partie aérienne et hauteur de la partie aérienne sous l’effet du




traitement sol stérilisé inoculé et le traitement sol naturel inoculé a permis une très faibleamélioration de ces derniers (pourcentages de gain de 103.33% et 109.99%, respectivement).

La variété Oued Smar répond mieux à la fertilisation en sol naturel qu’aux autres traitementsappliqués (Annexe 1.D). Ce traitement permet des pourcentages de gain de production[(SNF/SN) 100] compris entre 111.41% et 224.76%. Il améliore les paramètres poids sec de lapartie aérienne et hauteur de la partie aérienne de plus de 224.76 % et 131.82 %.

Le développement des plantes du traitement sol stérilisé fertilisé a été moins important de celuides plantes du traitement sol stérilisé et n’a représenté que 42% à 89.61% du développement decelles-ci.

Enfin, l’efficacité relatif de l’inoculation a été de 45.97% pour le sol naturel inoculé avec unpourcentage de gain [(SNI/SNF) 100] de 83.33% pour le paramètre hauteur de la partie aérienneet l’efficacité relatif du sol stérilisé inoculé a été de 118.2% avec un pourcentage de gain[(SSI/SSF) 100] de 102.79% pour le paramètre hauteur de la partie aérienne.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

le gain en (%)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

Parametre



Figure 30: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.(Interactions variétés × traitements : Variété Glycine max cultivar Alidor)




0

5

10

15

20

25

30

1 2 3

Parametres

Po

ids

(gr)

0

2

4

6

8

10

4 5 6

Paramertes

Po

ids

(gr)

0

10

20

30

40

50

60

70

7 8 9

Parametres

Hau

teu

r(c

m)

0

2

4

6

8

10

10

Parameres

Vo

lum

e(m

l)

0

10

20

30

40

50

60

70

11

Parametres

no

mb

red

efe

uiles

.

Figure 31: Effet des interactions variétés × traitements sur(Glycine max cultivar Alidor).

Contrairement à la variété Oued Smar, la variété Glycine max cultivar Alidor a été très réactiveaux différents traitements appliqués (Figure 30, Figure 31 et Tableau 11). Cette variété amarqué ses meilleures interactions avec les traitements :

o Sol stérilisé inoculé (SSI) pour les paramètres poids frais, poids sec, volume racinaire,nombre de feuilles/plantes et nombre de nodules/ plante.




o Sol naturel inoculé (SNI) pour les paramètres hauteur totale, hauteur de la partie aérienneet taille (diamètre) des nodules.

o Et sol naturel (SN) pour le paramètre taille des racines.

La variété Glycine max cultivar Alidor est plus réactive à l’inoculation qu’à la fertilisation(Annexe 1.D). Les pourcentages de gains de production des traitements naturel fertilisé[(SNI/SNF) 100] et stérilisé fertilisé [(SSI/SSF) 100] ont varié de 55% à 217% et de 73% à207%, respectivement.

La production du traitement sol naturel inoculé a représenté 46 % à 153 % de la production dutraitement sol naturel et les paramètres pois sec de la partie aérienne et hauteur de la partieaérienne ont été améliorés de plus de 153% et 135%, respectivement.

Le traitement sol stérilisé inoculé a doublé l’accumulation de la biomasse, le développement envolume des racines et le développement foliaire de la variété Glycine max cultivar Alidor.Cependant, le développement en hauteur des plantes a été en dessous de la moyenne obtenue ensol stérilisé (Figure 31).

Enfin, l’application de l’inoculation à la variété Glycine max cultivar Alidor a abouti à uneefficacité relative de 144.76% pour le sol naturel et de 136.87% pour le sol stérilisé et à uneaugmentation de la hauteur de la partie aérienne des plantes de 108.75% et 99.22% par rapportaux traitements sol naturel fertilisé et sol stérilisé fertilisé, respectivement.

Tableau 11 : Effet des interactions variétés s × traitement sur la nodulation.

variétés Traitements Nombre moyen de nodules /plante

Ø des nodules(mm)

Oued Smar Sol naturel inoculé 1.83 1-5.5Sol stérilisé

inoculé.4.75 2-10

G.max cultivarAlidor

Sol naturel inoculé 21.01 2-25Sol stérilisé

inoculé.31.75 1-20

Contrairement, à ce qui a été obtenu lors du classement général des résultats des interactions sols× traitements, le classement général des résultats des interactions variétés × traitements n’a pasabouti à une seule meilleure interaction mais celle-ci a varié en fonction du paramètre considéréet elle a été :

o Alidor × sol stérilisé inoculé pour les paramètres poids frais de la partie aérienne, poidssec total, poids sec de la partie aérienne, nombre de feuilles par plante et nombre desnodules.

o Alidor × sol naturel inoculé pour le paramètre diamètre des nodules.o Oued Smar × sol naturel fertilisé pour les paramètres poids frais total, poids frais de la

partie racinaire, volume racinaire et taille des racines.o Oued Smar × sol stérilisé pour les paramètres poids sec de la partie racinaire, hauteur

totale et hauteur de la partie aérienne.

Le classement général des résultats des traitements inoculés des deux variétés a été très différentà celui des résultats de l’étude des effets variétal, l’application de l’inoculation stimule plus le


développement de la variété Glycine max cultivar Alidor. La production et les pourcentages degain (les pourcentages de gain par rapport aux traitements témoins et aussi aux traitementsfertilisés) des traitements inoculés de cette variété ont été supérieures à ceux de la variété OuedSmar pour la majeure partie des paramètres étudiés notamment les paramètres poids sec de lapartie aérienne et hauteur de la parie aérienne.

Les résultats obtenus pour l’expression des paramètres symbiotiques des deux variétés (nombreet taille des nodules) ont suivie le même ordre de variation des autres paramètres mais ladominance de l’effet de l’expression des caractères génétiques des deux variétés a été bienapparente (Tableau 11).

Figure 32: Exemple des résultats de l’effet des interactions variétés × traitements sur ledéveloppement du soja (sol de Tessala).

L’effet stimulant observé de la fertilisation sur le développement de la variété Oued Smar a étélimité au sol naturel, les résultats de la fertilisation en sol stérilisé sont plutôt en faveur de lavariété Glycine max cultivar Alidor. Le traitement sol stérilisé inoculé a abouti à des gains deproduction de l’ordre de 73.06% à144.96% pour la variété Glycine max cultivar Alidor contre42.75% à 89.61% pour la variété Oued Smar.

En plus des résultats obtenus pour le développement végétatif, la variété Alidor produit plus denodule que la variété de Oued Smar ce qui peut mieux favoriser l’établissement des souches del’inoculum dans le sol.

4. Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor:

Les résultats obtenus lors de l’étude des interactions sols × variétés et variétés × traitements nousont permis de choisir la variété Glycine max cultivar Alidor pour l’évaluation de son rendementpotentiel (Figure 33).


Figure 33: Développement de la variété Glycine max cultivar Alidor cultivée sur parcelle deuxmois après semis.

La variété Glycine max cultivar Alidor fait partie des variétés préférées pour l’utilisation et latransformation alimentaire (couleur jaune clair et hile blanc) (Anonyme). C’est une variété semiprécoce (groupe de précocité 0) et qui a l’avantage de présenter un cycle de 120 jours luipermettant une productivité plus importante par rapport aux variétés précoces et une récolterelativement plus facile comparée à celle des variétés tardives (Mouhouche, 2007).

Tableau 12 : Résultats des analyses physico-chimiques du sol du CNCC (Centre National deControle et de Certification).

Site pH

C.E

(ms/

cm)

Ca

CO

3%

Ca

CO

3

act

if%

C%

M.O

%

Ng

/kg

C/N

Pm

g/k

g

Sa

ble

%

L.G

%

L.F

%

Arg

ile

%Type de sol

SolCNCC

8.18 0.19 10.01 3.75 0.98 1.69 1.5 6.53 17 27.2 12 38.2 22.6Limoneux

fins

L’expérience a été réalisée au niveau de la parcelle appartenant au CNCC (Figure). Le sol decette parcelle est un sol limoneux fin. Il est légèrement alcalin, non salin, faiblement calcaire,pauvre en matière organique et en phosphore, d’un rapport C/N trop faible et d’une teneursatisfaisante en azote (Tableau 12).

La culture de la variété Glycine max cultivar Alidor en plein champ a permis l’obtention deplantes d’une hauteur moyenne de 42.12 cm d’un poids moyen de 16.142 gr (Tableau 13). Cettehauteur est comparable à celle rapporté pour les plantes non inoculés par Bakri Biran et al., 1983et faible par rapport à celle rapporté par Markovacki et al., 2008. La moyenne de poids obtenueest comparable à celle rapportée par Markovacki et al., 2008.

La production moyenne en gousse des plantes a été de 29.92 gousses /plante et le contenu moyenen graines de ces gousses est de 2.414 graines/ gousse. Ce qui est similaire aux résultatsrapportés pour les plantes non inoculé par Malik et al., 2006.

Le poids moyen de 1000 grains de cette variété est de 84.47 g ce qui est plus faible par rapport àce qui a été rapporté par Lee et al., 2007.


Tableau 13 : Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor

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étit

ion

s

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m2

Po

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ou

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no

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00

0(g

r)

Ren

dem

ent

eng

rain

es(Q

/Ha)

Ren

dem

ent

bio

log

iqu

e(K

g/H

a)

1 60 37.5 31.93 8.26 17.2 2.22 78.21 17.91 49.56

2 40 25 38.05 10.56 23 2.30 85.24 18.03 42.24

3 68 42.5 56.11 23.55 35.3 2.41 91.20 52.75 160.14

4 52 32.5 43 15.23 31.61 2.43 84 33.55 79.19

5 52 32.5 41.53 23.11 42.53 2.71 83.7 50.16 120.17

Moyenne 54.4 34 42,124 16,142 29,928 2,414 84,47 34.48 90.26

Le nombre moyen de plants/m2 a été de 54.4 et le rendement biologique moyen est de 90.26 Q/hectare ce qui est largement supérieur au nombre moyen de plantes/ m2 et au rendementbiologique rapporté par Malik et al., 2006.

La variété Glycine max cultivar Alidor a permis un rendement moyen en grains de 34.48Q/hectare Ce qui représente 114.93 % du rendement maximal rapporté par Mouhouche, (2007)pour les variétés actuellement utilisé en Algérie. Ce rendement est largement supérieur auxrendements moyens obtenus au Pakistan (11.5 Q/hectare), en France pour les années 2003 et2004 et en Italie pour l’année 2003 (Gigandon et al., 2005 et Cetiom, 2009). Il est aussicomparable aux rendements obtenus pour les variétés semi précoces utilisées en France(Gigandon et al., 2005).

Enfin, et selon les résultats obtenus pour l’étude des interactions variétés × traitements,l’application de l’inoculation peut améliorer ces résultats et notamment les rendements d’unfacteur de 1.5.

5. Caractérisation des souches :

Ce travail a été entrepris dans le but de récupérer et de conserver les souches de Bradyrhizobiumjaponicum ayant servi à l’inoculation du soja lors de l’expérimentation agronomique. Mais suit àl’isolement de 9 souches qui ne présentaient pas les mêmes caractéristiques que celles desBradyrhizobium, nous avons jugé judicieux de procéder à la caractérisation des ces souches et auteste de leur capacité à former des nodules sur les racines de soja.


5.1. Vérification de la pureté des isolats :

12 isolats ont été obtenus des nodules de soja variété Glycine max cultivar Alidor (Tableau 14).Après plusieurs repiquages, la pureté des isolats a été vérifiée par l’observation de leurscaractéristiques macroscopiques et microscopiques.

Les isolats obtenus ne présentent pas tous les mêmes caractéristiques macroscopiques. Selonl’aspect et le temps d’apparition des colonies sur milieu YEM, les isolats ont pu être subdivisésen trois groupes :

Le premier groupe : renferme trois isolats (IS1, IS10 et IS12) se distinguant des autres par leurcroissance lente (temps d’apparition des colonies de 5 à7 jours), leurs colonies circulaires,compactes, convexes, de couleur blanche, opaques et marquées par une très forte viscosité(Figure 34).

Figure 34: Aspect macroscopique des isolats.

Le deuxième groupe : renferme un seul isolat (IS11) se différenciant par sa croissance rapide(temps d’apparition des colonies de 3 à 5 jours), ses colonies circulaires, peut convexes, decouleur blanchâtre, translucides et visqueuses (Figure 33).

Le troisième groupe : comporte 8 isolats (IS2 à IS9) d’un temps d’apparition des colonies de 3 à5 jours, de colonies circulaires, compactes, de couleur blanche et peut visqueuses (Figure 33).

L’observation microscopique des isolats après coloration de Gram montre qu’ils sont Gramnégatif en forme de bacilles à coccobacilles (Figure 35), ce qui confirme leur pureté.


Figure 35: Aspect microscopique de la souche IS11 (Grossissement x 1000).

Les caractéristiques morphologiques obtenues pour les souches du premier groupe sontsemblables à ceux des Bradyrhizobiums. Ces bactéries, après 5 à 7 jours d’incubation à 28°C,forment des colonies convexes rarement translucides de couleur blanche ou crème (Vincent,1970 ; Jordan, 1982 ; Jordan, 1984 ; Sadowsky et Graham, 2006). Les bactéries proviennent trèsprobablement de l’inoculum.

Tableau 14 : Résultats du temps d’apparition des colonies et répartition des souches dans lestrois groupes.

Les bactéries des deux autres groupes sont différentes et sont plutôt semblables aux Rhizobiumsavec leurs temps d’apparition des colonies compris entre 3 à 5 jours, leurs colonies circulaire decouleur blanche, crème ou translucide (Sadowsky et Graham, 2006). Les caractéristiquesmacroscopiques de la bactérie du deuxième groupe sont semblables à celles rapportées parSadowsky et al., (1983) pour les bactéries à croissance rapide nodulant le soja. Les bactéries dutroisième groupe diffèrent de celles-ci par leurs colonies blanches et peu convexes.

5.2. Test de nodulation:

La capacité à induire la formation de nodules sur la racine de la légumineuse hôte est un critèrede base pour la caractérisation des bactéries de la famille des rhizobia (Somasegaran et Hoben,1994). Dès 12 isolats testés seuls 4 isolats (IS1, IS10, IS11 et IS12) sont capables de former desnodules sur les racines de leur plante hôte (Tableau 15, Figure 36 et 37).

Test SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

Groupe 1 3 3 3 3 3 3 3 3 1 2 1Temps d’apparition des

colonies (jours)>3 <3 <3 <3 <3 <3 <3 <3 <3 >3 <3 > 3


Tableau 15 : Résultats du test de nodulation.

Test SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

Nodulation + - - - - - - - - + + ++ : nodulation, - : pas de nodulation.

La souche IS11 est la seule souche à croissance rapide qui a pu noduler la variété de soja utilisée(Figure 37, Tableau 15). La nodulation du soja par des souches à croissance rapide appartenantà diverses espèces de rhizobia a été rapportée par plusieurs auteurs dont Keyser et al., 1982 ;Scholla et Elkan, 1984 ; Balatti et Pueppke, 1992; Chueire et Hungria, 1997 ; Chen et al., 1995 etHungria et al., 2006.

L’inoculum étant composé exclusivement de souches de bradyrizobia, ceci nous laisse suggérerque la souche IS11 provient du sol de la station expérimentale de l’ITGC (sol d’origine dunodule)

Figure 36: Test de nodulation (Chambre de culture : température de 25 °C ± 1, photo périodicitéde 16 heures et intensité lumineuse de 2000 lux).

Aucune des souches du troisième groupe n’a pu induire la formation de nodules sur les racinesde la plante hôte (Tableau 15 et Figure 36). L’existence de souche de Rhizobium incapable deréinfecter leurs plantes hôte a déjà été observée par Sekkour, (2008).


Figure 37: Formation des nodules sur des racines des plantes de Glycine max cultivar Alidorinoculées sur sable stérile après 40 jours de croissance dans la chambre de culture.

5.3. Caractérisation phénotypique des souches :

5.3.1. Effet du pH :

Les souches ont présenté une croissance optimale pour les pH 6 et 7 ce qui correspond àl’optimum de pH rapporté pour les rhizobia (Tableau 16) (Dommergues et Mangenot, 1970 ;Singleton, 1999 ; Young et al., 2001).

Les souches IS1, IS12 et IS10 sont à croissance lente et présentent une bonne croissance dansl’intervalle de pH de 4 à 9 (Tableau 16). En revanche, les autres souches, à croissance rapide,présentent une bonne croissance sur un intervalle de pH allons de 4 à 12 (Tableau 16). Latolérance des rhizobia à une aussi large gamme de pH a été rapporté par plusieurs auteurs(Graham, 1964 ; Jordan, 1984 ; El-hilali, 2006).

Nos résultats sont en accord avec les informations rapportées par la littérature sur l’aptitude desrhizobia à croître aux pH bas. Graham et Parker, (1964) ont montré que le pH bas critique pour lacroissance de Rhizobium japonicum est compris entre 4 et 6. De même, Yadav et Vyas, 1973 ontdémontré que les souches rhizobiennes peuvent supporter et survivre dans un pH de l’ordre de3,5.

La capacité de nos souches à croître aux pH fortement alcalins est comparable à celle décrite parYadav et Vyas, (1971) pour une vingtaine de souches isolées de huit espèces différentes delégumineuses. Pour les souches à croissance rapide ; IS2, IS3, IS4, IS5, IS6, IS7, IS8, IS9 et IS11, leseuil maximal de tolérance au pH est similaire à celui des souches de Rhizobium décrites parKulkarni et al., (2000).


Tableau 16 : Effet du pH sur la croissance des souches.

pH SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

4, 5, 8 et 9 ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++6 et 7 +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++

10, 11 et 12 + ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ + ++ +- : pas de croissance, + : croissance, ++ : bonne croissance, +++ : très bonne croissance.

Comme nous l’avons constaté pour nos souches, l’existence d’une certaine corrélation entre lavitesse de croissance des rhizobia et leur tolérance au pH a été signalée par plusieurs chercheurs.Zablotowicz et Focht, (1981) et Sadowsky et al., (1983) ont rapporté que les souches àcroissance lente sont plus sensibles aux pH alcalins que celles à croissance rapide. D’autresétudes ont montré que les rhizobia à croissance rapide sont généralement plus sensibles àl’acidité que les bradyrhizobia (Jordan, 1984; van Rossum et al., 1994) ce qui est encontradiction avec les résultats que nous avons obtenus pour ce type de bactéries.

Figure 38: Croissance des souches à pH 4.

5.3.2. Résistance à la salinité :

L’analyse des résultats du test de résistance à la salinité de nos souches (Tableau 17 et Figure39) nous a permis de faire les constatations suivantes :

Toutes les souches à croissance rapide résistent à des concentrations en Na Cl allant jusqu’à 5%.

Pour les souches à croissance lente : les souches IS1 et IS10 résistent à des concentrations del’ordre de 0.9%. Cependant, le seuil de tolérance de la souche IS12 ne dépasse pas 0.3%.

Nos résultats sont en accord avec ceux de Frioni et al., (2001) et Graham et Parker, (1964), cesauteurs rapportent que les rhizobia peuvent tolérer des concentrations en Na Cl qui dépassent les2%. Elles sont aussi en accord avec les résultats d’El-sheikh, (1998) qui rapporte que les souchesde B. japonicum sont plus sensibles à la salinité que les autres rhizobia. Cependant le seuil detolérance de nos souches dépasse largement 0.5%, seuil limite de tolérance des bradyrhizobiarapporté par Odee et al., (1997).


Tableau 17 : Résultats du test de résistance à la salinité des souches.

Toléranceau Na Cl

%

SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

0.3% + + + + + + + + + + + +0.5% à0.9%

+ + + + + + + + + + + -

1% à 5% - + + + + + + + + - + -+ : croissance, - : pas de croissance

Nos observation sont aussi en accord avec les travaux rapportant que la vitesse de croissance desrhizobia intervient dans la tolérance à la salinité, El-Sheikh et Wood, (1995) ont observé que dessouches de rhizobia isolées du pois chiche et à croissance rapide sur milieu de culture, étaientplus tolérantes à la salinité que celles à croissance lente.

Contrairement à ce qui a été rapporté par plusieurs auteurs (Upchurch et Elkan, 1977 ; Bekki,1986, Tao et al., 1992 et Zahran et al., 1994), aucune corrélation n’a été observée entrel’importance de production d’exopolysaccharides et la tolérance à la salinité de nos souches.

Figure 39: Résistance des souches à 5% de Na Cl.

La plupart de nos souches sont plus tolérantes au sel comparés à certaines nodulant le lupin(Raza et al., 2001) l’Acacia (Lal et Khanna, 1995 ; Zerhari et al., 2000 ; Sekkour, 2008) laluzerne (Merabet, 2007) ou les légumineuses annuelles (Maâtallah et al., 2002).

5.3.3. Résistance à la température :

Au test de la résistance à la température (Tableau 18 et Figure 40), Toutes les souchesprésentent une meilleure croissance à 28°C température optimale de la croissance des rhizobia(Prèvost et al., 1987 ; Graham, 1992 ; Dommergues et Mangenot, 1970 ; Dommergues et al.,1999 ; Sadowsky et Graham, 2006).A 4°C, les souches IS3, IS9 et IS11 présentent une bonne croissance, cependant la croissance desautres souches est inhibée à cette température.A 40°C, les souches IS2 IS3, IS4, IS5, IS6, IS7, IS8 et IS9 présentent une bonne croissance, tandisque la croissance des souches IS1, IS10, IS11 et IS12 est faible.


A 45°C, seules les souches IS2 IS3, IS4, IS5, IS6, IS7, IS8 et IS9 croient mais la croissance dessouches IS1, IS10, IS11 et IS12 est complètement inhibée à cette température.Aux températures de 10 à 35°C, toutes les souches présentent une bonne croissance. Cettegamme de température correspond à la gamme de température de développement des rhizobiarapportée dans la littérature (Dommergues et Mangenot, 1970; Prevost et al., 1987 ; Graham,1992 ; Dommergues et al., 1999 ; Sadowsky et Graham, 2006).

Figure 40: Croissance des souches à 45°C.

Les résultats obtenus pour les souches à croissance lente sont en accord avec ceux rapporté parMaâtallah et al., (2002), ces auteurs rapportent que les souches à croissance lente présentaientune bonne croissance entre 10 et 35°C.

Tableau 18 : Résultats du test de résistance des souches à la température.

Températures(°C)


4 - - ++ - - - - - ++ - ++ -10 ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++20 ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++23 ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++28 +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++30 ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++35 ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++40 + ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ + + +45 - + + + + + + + + - - -

- : pas de croissance, + : croissance, ++ : bonne croissance, +++ : très bonne croissance.

La majorité des souches présentent une résistance à une température supérieure ou égale à 40°C.La résistance des rhizobia aux températures extrêmes a été rapportée par plusieurs auteurs,Karanja et Wood (1988) ont montré que quelques souches de Rhizobium phaseoli peuvent tolérerdes températures de 45°C à 47°C. Des souches de Rhizobia isolées de plantes de lupin dans leMaroc peuvent tolérer jusqu’à 40°C à 42°C (El-hilali, 2006). Enfin, plusieurs études ont rapportéque les rhizobia d’arbres légumineux ont l’aptitude de tolérer une température de 40 à 42°C (deLajudie et al., 1994 ; Zahran et al., 1994 ; Missbah El Idrissi, 1996 ; Sekkour, 2008).


Comme pour nos résultats, l’existence de souches tolérantes à des températures de l’ordre de 4 à5°C a été rapportée par plusieurs auteurs (Prévost et al., 1987 ; El-hilali, 2006).

En fin, il a été rapporté que les bradyrhizobia sont plus thermotolérants que les souches àcroissance rapide (Munevar et Wollum, 1981 ; Robert et al., 1982). Ce qui est en contradictionavec les résultats que nous avons obtenus.

5.3.4. Test au bleue de Bromothymol (BTB) :

Le bleu de bromothymol est un indicateur coloré qui permet de mettre en évidence une réactionacide ou basique dans une gamme de pH qui s’étend de 6 à 7,6. Une réaction acide se traduit parle changement de la coloration du bleu vers le jaune. Par contre une réaction alcaline se traduitpar le renforcement de la coloration bleue.

Dans notre cas toutes les souches testées, qu’elles soient à croissance rapide ou à croissancelente, produisent une réaction (négative) d’alcalinisation en milieu YEM + BTB (Tableau 19).

Le résultat obtenu pour les souches à croissance lente est en parfait accord avec les résultatsobtenus par Xu et al. (1995) et Sadowsky et Graham, (2006), qui ont rapporté que les souches àcroissance lente donnent des réactions négatives en milieu YEM + BTB.

Tableau 19 : Résultats du test au bleue de Bromothymol (BTB).


- - - - - - - - - - - -+ : réaction positive, - : réaction négative.

Nos résultats sont aussi en accord avec ceux obtenus par Hernandez et Focht, (1984). Ces auteursont rapporté l’existence de souches à croissance rapide pouvant alcaliniser le milieu.

Sadowsky et Graham, (2006) ont rapporté que les souches de rhizobia à croissance rapide sontgénéralement des bactéries acidifiantes. Par conséquent, elles changent la coloration du BTBvers le jaune.

5.3.5. Dégradation des sucres :

D’après les résultats obtenus pour ce test (Tableau 20 et Figure 41), les souches présentent peutde variabilité sur leurs profils de dégradation des sucres :

Toutes les souches sont capables de dégrader le cellobiose, le galactose, le glucose, le glycérol,l’extrait de malt, le maltose, le raffinose, le saccharose et le sorbitol.


Figure 41: Exemple de résultats de dégradation des sucres.

La souche IS11 est incapable de dégrader l’inositol.

Les souches IS1, IS10 et IS12 sont incapables de croitre en présence du citrate de sodium ou del’acétate de sodium et croient mal en présence du lactose comme seule source de carbone.

Toutes les souches peuvent assimiler le glycérol et le mannitol : substrats communément utiliséspour la culture et le stockage des rhizobia.

Tableau 20 : Résultats du test de dégradation des sucres.

Sucres SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

Cellobiose + + + + + + + + + + + +Galactose + + + + + + + + + + + +Glucose + + + + + + + + + + + +Glycérol + + + + + + + + + + + +Inositol + + + + + + + + + + - +Lactose +/- + + + + + + + + +/- +/- +/-

L’extrait de Malt + + + + + + + + + + + +Maltose + + + + + + + + + + + +

Raffinose + + + + + + + + + + + +Saccharose + + + + + + + + + + + +

Sodium acétate - + + + + + + + + - + -Sodium citrate - + + + + + + + + - + -

Mannitol + + + + + + + + + + + +Sorbitol + + + + + + + + + + + +

+ : croissance, - : pas de croissance, +/- : croissance faible

Les résultats montrent que les souches à croissance rapide assimilent toutes les sucres testés saufl’inositol pour la souche IS11. Ces résultats sont, de ce fait, en accord avec ceux obtenus parMohamed et al., (2000), qui en rapportent que les monosaccharides et polyols sont utilisés parles isolats à croissance rapide et ceux à croissance lente. Les souches à croissance rapide


possèdent une préférence pour les hexoses, les pentoses, les disaccharides ainsi que les acidesorganiques (Stowers, 1985 ; Lindström et Lehtomaki, 1988 ; van Rossum et al., 1995).

Les souches à croissance lentes sont incapables d’utiliser les acides organiques testés et croientmal en présence du lactose comme seule source de carbone. Mohamed et al., (2000), rapportentque les souches à croissance lente qu’ils ont testée, étaient incapables d’utiliser les disaccharides.Selon les auteurs, les souches à croissance lente présentent une utilisation rare pour lesmonosaccharides et une utilisation variable pour les disaccharides (Jordan, 1984 ; Xu et al.1995).

La variabilité de la nutrition carbonée chez les rhizobia a été rapportée par plusieurs études(Allen et Allen, 1950 ; Graham, 1964 ; Stowers et Eaglesham, 1984 ; Zhang et al., 1991). SelonGraham, (1964), les bactéries à croissance rapide présentent un spectre d’assimilation très largevis-à-vis des substrats carbonés par rapport aux bactéries à croissance lente.

5.3.6. Résistance aux antibiotiques :

Les résultats indiquent que les souches montrent des réponses variables aux différentsantibiotiques testés (Tableau 21 et Figure 42). 8 souches résistent au chloramphénicol (10μg/ml), 8 autres résistent à l’ampicilline (50 μg/ml), 4 souches résistent à la tétracycline, 3 à lakanamycine (10 μg/ml), 3 autres à la streptomycine (25 μg/ml), 2 à l’érythromycine (100 μg/ml),2 autres à la streptomycine (100 μg/ml) et enfin, aucune souche ne résiste à la kanamycine (100μg/ml).

Les souches à croissance lente présentent le plus grand nombre de résistance vis-à-vis desdifférents antibiotiques, la souche IS1 résiste à 4 antibiotiques, la souche IS10 résiste à 4antibiotiques et la souche IS12 résiste à 6.

La souche IS11, à croissance rapide, résiste à 6 antibiotiques.

Les souches du troisième groupe sont les moins résistantes aux antibiotiques testés.

Nos observations sont en accord avec ceux rapporté par Young et Chao, (1989), ces auteurs ontobservé une grande variabilité dans la résistance des souches nodulant le soja, aux antibiotiques.Graham et al., (1991) ont rapporté que l’effet inhibiteur d’un antibiotique dépend de sa nature etde sa concentration dans le milieu et que le degré d’inhibition est variable d’une espèce à uneautre et d’une souche à l’autre.

Nos résultats montrent que les souches à croissance lente sont plus résistantes aux antibiotiquesque les souches à croissance rapide. Jordan, (1984) a montré que les souches à croissance rapidesont plus sensibles à la tétracycline et à la streptomycine alors que les bradyrhizobia sont plusrésistants aux antibiotiques. Le même résultat a été rapporté par Elkan, (1992) et Mpepereki etal., (1997).


Figure 42: Résistance des souches à la tétracycline et kanamycine (100 μg/ml).

Les souches ont présenté une résistance importante pour le chloramphénicol, l’ampicilline, leurrésistance a été faible vis-à-vis de l’érythromycine, la tétracycline, la kanamycine et lastreptomycine. Les trois derniers antibiotiques se sont révélés les plus inhibiteurs de la croissancede quelques souches à croissance rapide de lupin (Schlinkert et Pepper, 1988 ; El-hilali, 2006).

L’effet inhibiteur de la kanamycine et la streptomycine sur les souches de rhizobium a aussi étérapporté par plusieurs auteurs dont Gabor, (1965) ; Madrzak et al., (1995) ; Mohamed et al.,(2000) ; Zerhari et al., (2000) ; Maâtallah et al., (2002) et Ruiz-Díez et al., (2009).

Tableau 21 : Résultats du test de résistance des souches aux antibiotiques.

Antibiotiques (μg/ml) SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

Streptomycine (25) - - - - - - + - - - + +Streptomycine (100) - - - - - - - - - - + +

Tétracycline (20) + - - - - - - - - + + +Chloramphénicol (10) + - + - - + - + + + + +

Kanamycine (10) + - - - - - - - - + - +Kanamycine (100) - - - - - - - - - - - -Ampicilline (50) + + + - - + + - + + + -

Erythromycine (100) - - - - - - - - - - + ++ : croissance, - : pas de croissance.

La majorité des souches à croissance lente présentent des résistances à plusieurs antibiotiques.Selon la littérature, une résistance multiple à différents types d’antibiotiques peut être identifiéechez une même souche de rhizobium (Cole et Elkan, 1979 ; Jenkins et Bottomley, 1985).

5.3.7. Résistance aux métaux lourds :

La totalité des souches testée sont résistantes à l’aluminium et au manganèse, 11 sont résistantesau cobalt, 11 autres souches sont résistantes au zinc, 6 souches sont résistantes au mercure et 5sont résistantes au cuivre (Tableau 22 et Figure 43).Les souches IS10 IS11 et IS12 sont résistantes à la totalité des métaux lourds testés (Tableau 22).Les souches IS4, IS8 et IS9 sont sensibles au cuivre et au mercure (Tableau 22).


Les souches IS5, IS6 et IS7 sont sensibles au cuivre (Tableau 22).La souche IS1 est sensible au mercure et au zinc, la souche IS2 est sensible au mercure et lasouche IS3 est sensible au cuivre, mercure et cobalt (Tableau 22).

Figure 43: Résistance des souches au zinc, cobalt et au manganèse.

La majorité de nos souches résistaient mieux à l’aluminium, le manganèse, le zinc et au cobaltcependant un faible nombre de souches résistent au cuivre et au mercure. Nos résultats sont enaccord avec les observations d’El-hilali, (2006).

Tableau 22 : Résultats du test de résistance aux métaux lourds des souches.

Métaux lourds SouchesIS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12

AlCl3 (250) + + + + + + + + + + + +CoCl2 (25) + + - + + + + + + + + +CuSO4 (50) + + - - - - - - - + + +HgCl2 (10) - - - - + + + - - + + +

MnCl2 (500) + + + + + + + + + + + +ZnSO4 (50) - + + + + + + + + + + +

+ : croissance, - : pas de croissance.

Les souches à croissance lente sont les plus résistantes aux métaux lourds testés. Tong etSadowsky, (1994) ont rapporté que les souches à croissance lente sont plus résistantes auxmétaux lourds que les souches à croissance rapide. Des résultats non concordants ont ététoutefois observés chez les deux souches Sinorhizobium meliloti et Sinorhizobium fredii (Kinkleet al., 1994).

La résistance de nos souches aux métaux lourds peut très bien être due à leur capacité à alcaliserle milieu de culture, Selon Angle et al. (1993) ainsi que Tong et Sadowsky, (1994) la résistancedes Bradyrhizobium aux métaux est due à leur capacité à alcaliniser le milieu et rendre ainsi lesmétaux moins disponibles dans leur environnement.

L’inoculation du soja par ces souches peut être très bénéfique dans le cas des sols à haut contenuen métaux lourds.


5.3.8. Hydrolyse de l’urée :

La mise en évidence de la capacité des rhizobia à hydrolyser l’urée a été initialement décrite parJarvis et al., (1977) en utilisant le rouge de phénol comme un indicateur de pH. L’augmentationdu pH du milieu par les souches suite à une réaction hydrolytique de l’urée se traduit par unchangement de la coloration du milieu vers le rouge foncé ou le rouge indigo.

Sur 12 souches testées 10 souches étaient capables de dégrader l’urée, la croissance des deuxsouches restantes (IS1 et IS10) s’est avérée inhibée par ce dernier (Tableau 23).

Tableau 23 : Résultats du test d’hydrolyse de l’urée.


Ci + + + + + + + + Ci + +Ci : croissance inhibée, + : dégradation de l’urée.

L’aptitude à hydrolyser l’urée et à réduire le nitrate est une caractéristique écologiquementimportante. Elle permet aux rhizobia de disposer d’une source d’azote pour leur survie (Sen etal., 2008) et aussi de diminuer les taux de nitrate accumulés dans leur environnement immédiat.En fait, un excès d’azote minéral dans le sol peut exercer un effet inhibiteur sur l’adsorption desrhizobia sur la surface des racines (Sherwood et al., 1984) ainsi que sur leur capacité infective eteffective (Davidson et Robson, 1986 ; Arreseigor et al., 1997).

Nos résultats sont en accord avec ceux rapporté par Sadowsky et al., (1983). Ces auteursrapportent que les bactéries nodulant le soja qu’ils ont testées, qu’elles soient à croissance rapideou à croissance lente, étaient capables d’hydrolyser l’urée.

Nos résultats sont aussi en concordance avec les travaux rapportant que la sensibilité au nitratepeut varier entre les différentes souches de Bradyrhizobium (Gibson et Harper, 1985).

CHAPITRE VI

CONCLUSION & PERSPECTIVES

Conclusion & perspectives 77

Conclusion et perspectives :

Dans le but d’étudier les effets du sol et de l’inoculation sur le développement du soja et son

rendement, nous avons procédé à deux expériences.

La première expérience visait à étudier l’influence du sol et de l’inoculation sur le

développement des plantes de soja. Les trois sols utilisés provenaient tous des régions connues

comme zones de culture de légumineuses. Les sols différaient dans leurs caractéristiques

physico-chimiques ce qui a engendré une variabilité dans le développement du soja cultivé sur

ces sols. Les résultats obtenus ont confirmé la préférence qu’a cette plante vis-à-vis des sols à

réserve en eau relativement élevée. Ils ont aussi permis de déduire que des taux de calcaire actif

de l’ordre de 7% conjugués à des taux d’azote satisfaisants constituaient de bonnes conditions

pour le développement de cette plante ainsi que pour la symbiose. Les types de sols les plus

favorables à la culture du soja sont ceux de la station ITGC et du site d’Ain Temouchent.

Sur le plan des variétés de soja utilisées, nous avons pu conclure que le développement végétatif

et les capacités symbiotiques des plantes de soja ne sont pas conditionnés que par la nature du sol

utilisé (ses caractéristiques physico- chimiques) mais aussi par les capacités de développement

propre à la variété cultivée et par son aptitude à l’adaptation aux conditions culturales. La variété

Alidor a présenté les niveaux de développement les plus stables et la meilleure réponse à

l’inoculation.

La deuxième expérience visait à évaluer le rendement potentiel de la variété Glycine max cultivar

Alidor en culture de plein champ. La culture réalisée sans apport d’engrais azoté ni d’inoculation

nous a permis d’obtenir des rendements comparable a ceux obtenus sous conditions

d’inoculation.

Ensuite, la caractérisation des souches nous a permit de déduire qu’il s’agissait d’un inoculum

mixte contenant plusieurs souches de Bradyrhizobium qui différaient dans leur tolérance à la

salinité et leur résistance aux antibiotiques et aux métaux lourds. Cette étape nous a aussi permis

d’isoler une souche à croissance rapide pouvant nodule la variété de soja utilisée.

Enfin, et en continuité de ce travail, il serait intéressant

D’évaluer l’efficacité de l’inoculation par chacune des souches obtenues.

D’étendre l’étude vers d’autres sites et d’autres types de sols.

De réaliser des essais en plein champ avec une diversification des variétés et de leurs

origines (utiliser des variétés de l’Afrique, de l’Asie).

Et, de tester d’autres inocula afin d’en sélectionner les plus performants.

REFERENCES

BIBLIOGRAPHIQUES

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ANNEXES

Annexe 94

Annexe n° 1 : Résultats de l’analyse statistique

A. Analyse des variances :

Analyse de variance pour le paramètre poids frais total

VARIENCE DDL CARRESMOYENS

TEST F PROBA E.T C.V

VAR. tot. S-blocVAR. SolVAR. VariétéVAR. inter sol × variétéVAR. blocsVAR.RESIDUELLE1

17212210

360.131463.961202.40943.993.009.79

149.51122.7996.40.31

0.00000.00000.00000.7459

3.13 17.6%Var. totaleVar. TraitementVar. inter sol × traitementVar. inter variété × traitement.Var. inter sol × variété× traitement.Var. tot. S-blocVar. RESIDUELLE 2

1075105101760

145.10460.44341.52269.8080.22360.1325.56

18.0113.3610.553.1414.09

0.00000.00000.00000.00280.0000

5.06 28.4%

Analyse de variance pour le paramètre poids frais de la partie aérienne



VAR. tot. S-blocVAR .SolVAR. VariétéVAR. inter sol × variétéVAR. blocsVAR.RESIDUELLE1

17212210

116.65556.63249.2820.5.2356.889.63

57.7925.8821.315.91

0.00000.00050.00030.0202


1075105101760

57.99266.07146.35119.0739.22116.657.34

36.2619.9416.225.3415.90

0.00000.00000.00000.00280.0000

2.71 24.6%

Annexe 95

Analyse de variance pour le paramètre poids frais de la partie racinnaire.




17212210

91.75216.63363.07279.7926.4515.10

14.3524.0418.531.75

0.00130.00070.00050.2221


1075105101760

35.3599.6657.6333.4437.6191.7510.09

9.885.713.323.739.10

0.00000.00000.01050.00070.0000

3.18 46.7%

Analyse de variance pour le paramètre poids sec total.



VAR. tot. S-blocVAR. SolVAR. VariétéVAR. inter sol × variétéVAR. blocsVAR.RESIDUELLE1

17212210

15.4253.8430.9723.4518.783.91

13.787.936.004.81

0.00150.01780.01940.0342


1075105101760

9.1327.2416.8219.907.0415.424.01

6.794.204.961.763.85

0.00010.00020.00080.08850.0001

2.00 42.7%

Annexe 96

Analyse de variance pour le paramètre poids sec de la partie aérienne




17212210

9.3421.833.4915.3517.914.51

4.840.773.403.97

0.03360.40350.07380.0532


1075105101760

7.0521.3310.7111.906.899.344.23

5.042.532.811.632.21

0.00070.01290.02380.11940.0128

2.06 61.7%

Analyse de variance pour le paramètre poids sec de la partie racinnaire.




17212210

3.046.8413.366.672.370.66

10.3420.2010.093.58

0.00380.00120.00410.0666


1075105101760

1.591.962.442.980.983.041.00

1.962.452.990.983.05

0.09650.01590.01790.47100.0008

1.0066.0%

Annexe 97

Analyse de variance pour le paramètre hauteur totale des plantes.




17212210

67.6239.1849.11144.15119.3749.51

0.790.992.912.41

0.48280.34450.09980.1387


1075105101760

64.76183.41128.92238.1449.0167.6231.55

5.814.097.551.552.14

0.00020.00030.00000.14280.0159

5.62 10.1%

Analyse de variance pour le paramètre hauteur de la partie aérienne des plantes.




17212210

58.4820.51103.6064.28275.4117.02

1.216.093.7816.18

0.34060.03210.05930.0008


1075105101760

47.92353.4163.17139.7924.6058.4813.16

26.854.8010.621.874.44

0.00000.00010.00000.06750.0000

3.63 12.0%

Annexe 98

Analyse de variance pour le paramètre taille des racines des plantes.




17212210

24.1610.2217.5754.7717.9822.72

0.450.772.410.79

0.65420.40370.13880.4829


1075105101760

30.78178.1730.6058.3241.7724.1616.28

10.951.883.582.571.48

0.00000.06570.00680.01190.1318

4.03 16.2%

Analyse de variance pour le paramètre volume racinnaire.




17212210

100.73202.89448.27301.2432.8219.02

10.6723.5715.841.73

0.00350.00070.00090.2264


1075105101760

36.4494.0144.8827.3046.05100.7311.19

8.402.012.444.129.00

0.00000.00030.04410.00030.0000

4.34 48.9%

Annexe 99

Analyse de variance pour le paramètre nombre de feuilles par plante.




17212210

395.361694.96945.13231.99441.60103.88

16.329.102.234.25

0.00080.01270.15670.0457

10.19 32.6%Var. totaleVar. facteur 3Var. inter sol × traitementVar. inter variété × traitement.Var. inter sol × variété× traitement.Var. tot. S-blocVar. RESIDUELLE 2

1075105101760

312.762034.93521.16702.97258.16395.3687.69

23.215.948.022.944.51

0.00000.00000.00000.00460.0000

9.36 29.9%

B. Effet des différents facteurs :

Effet des sols.

Paramètres

Sols Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

s

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

aéri

enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

ITGCTesselaAin-temouchant

25.0115.6012.86

15.499.278.21

9.456.354.61

5.834.843.40

4.143.272.59

1.921.561.06

NS NS NS 9.396.434.70

37.2132.9423.78

Effet des variétés.

Paramètres

variétés Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

sL

ah

aute

ur

de

lap

arti

eaé

rien

ne

des

pla

nte

s

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

sL

ev

olu

me

raci

nn

aire

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

Oued SmarGlycine max cultivar Alidor

21.1614.49

12.519.47

8.644.97

5.234.15

NS 1.861.16

NS 31.1229.16

NS 8.884.80

28.3534.27

Annexe 100

Effet des traitements.

Paramètres

Traitements Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

reL

ah

aute

ur

tota

led

esp

lan

tes

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

aéri

enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

SN*SNF*SNI*SS*SSF*SSI*

16,4820,6012,6518,0812,9425,98

7,4612,6607,1611,8109,4817,39

9,018,224,786,303,439,06

3,375,203,824,484,426,86

01,9403,5402,4503,1803,9005,01

NS 51,3357,4352,6560,1154,8055,73

22,7529,0728,1734,8832,7633,19

28,3128,0124,2125,9920,3122,54

07,6708,0605,1806,1303,7910,21

19,4837,8830,2630,321,6848,25

SN : Sol naturel. SNF : Sol naturel fertilisé. SNI : Sol naturel inoculé. SS : Sol stérilisé. SSF : Sol stérilisé fertilisé.SSI : Sol stérilisé inoculé.

C. Effet des interactions entre les différents facteurs :

Effet des interactions sol × variété.

Sol

Paramètres

variétés Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

sL

ah

aute

ur

de

lap

arti

eaé

rien

ne

des

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

sL

ev

olu

me

raci

nn

aire

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

ITG

C


34,2615,77

19,7611,22

14,0504,40

7,014,65

NS 2,731,12

NS NS NS 14,7704,01

NS

Tes

sala


16,0415,16

09,5608,99

06,4606,23

5,644,04

NS 1,831,26

NS NS NS 06,7406,12

NS

Ain

Tem

ouch

ent Oued Smar

Glycine max cultivar Alidor13,1812,54

08,2208,21

04,9504,27

3,033,77

NS 1,011,11

NS NS NS 05,1204,28

NS

Annexe 101

Effet des interactions sol × traitement.S

ols

Paramètres

Traitements Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

s

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

aéri

enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

Sol

stat

ion

ITG

C


16,5323,6018,1332,6521,3537,84

06,9114,5109,4720,3014,8526,93

06,4909,6206,6612,4109,0912,44

02,7205.0005,4306,1105,5310,17

1,923,413,464,304,147,63

0,971,561,983,181,322,54

49,3354,3258,4259,2756,4161,44

20,2528,5029,9234,4033,4339,13

NS 07,9608,8507,0711,1706,5614,75

15,8643,5025,3536,9640,7960,75

Sol

Sit

eT

essa

la

SNSNFSNISSSSFSSI

16,1820,8407,0107,4409,4032,73

06,7211,0204,4305,8307,4920,15

09,3810,0802,5201,6201,9112,58

03,9106,4702,6003,8904,2007,97

1,764,411,672,743,225,83

2,142,060,871,150,982,15

51,2957,0546,6562,7953,1658,50

23,0827,9726,6035,0433,0434,50

NS 07,6709,3303,0503,0602,7012,75

19,5837,8017,5628,5833,3860,75

Sol

Sit

eA

inT

emouch

ent

SNSNFSNISSSSFSSI

16,7517,9612,8114,1508,0707,39

08,7512,4707,5609,3006,1105,10

8,025,505,174,861,902,20

3,474,113,423,453,522,42

2,132,812,212,484,341,56

1,631,301,210,950,570,94

53,3760,9252,8858,2854,8147,26

24,9430,7328.0035,1931,8125,95

NS 7,386,015,414,172,103,12

22,9932,3522,0825,3616,6323,26


Annexe 102

Effet des interactions variété × traitement.V

arié

tés

Paramètres

Traitements Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

s

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

aéri

enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

Oued

Sm

ar


18,0829.0012,5026,0115,9225,46

07,7416,8306,5016,6311,4215,96

10,2912,1706.0009,3804,5009,47

3,557,053,756,194,806,01

2,104,722,174,313,574,22

1,562,321,582,761,181,79

49,0158,6745,8364,0354,4656.00

20,6127,1722,6737,0933,2434,17

28,1231,3325,1726,9418,3821,83

08,7312,1706,3309,0604,9612.00

19,5333,5016.0036,4728,8635,75

Gly

cine

ma

xcu

ltiv

arA

lidor

SNSNFSNISSSSFSSI

14,8912,6012,8010,1509,9726,51

07,1808,5007,8106,9907,5518,83

7,724,283,573,232,368,65

3,193,343,882,784,037,70

1,772,372,722,044,235,79

1,420,961,120,760,731,97

53,6456,2059,4656,1955,1555,46

24,930,9733,6832,6632,2732,22

28,4924,6823,2525,0322,2523,25

6,603,964,023,202,618,41

19,4342,2727,3524,1331,6760,76


D. Pourcentages de gains :

Pourcentages de gains obtenus sous l’effet des traitements.

Paramètres

Traitements Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

reL

ah

aute

ur

tota

led

esp

lan

tes

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

aéri

enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

[(SNI/SN) 100][(SNF/ SN) 100][(SNI/ SNF) 100][(SSI/SS) 100][(SSF/ SS) 100][(SSI/ SSF) 100]

76.75125

61.40134.6971.57200.77

95.97169.756.55147.2480.27183.43

53.0591.2358.15143.854.44264.13

113.35154.3073.46153.1298.66155.20

126.28182.4769.20157.54122.64128.46

NS 102.57111.8891.6792.7191.16101.69

123.82127.7896.9095.1593.92101.31

85.5198.9486.4386.7278.14110.79

67.53105.0864.26166.5561.82269.39

155.33194.4579.88159.2471.55222.55

Annexe 103

Pourcentages de gains obtenus sous l’effet des interactions sols × traitements.

Sols

Paramètres

Traitements Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

s

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

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enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

Sol

stat

ion

ITG

C [(SNI/SN) 100][(SNF/ SN) 100][(SNI/ SNF) 100][(SSI/SS) 100][(SSF/ SS) 100][(SSI/ SSF) 100]

109.67142.7776.82115.8965.39177.23

137.04209.9865.26132.1673.15181.34

102.61148.2269.23100.2473.24136.85

199.63183.82108.60166.4490.50183.90

180.20177.60101.46177.4496.27184.29

204.12160.82126.9279.8741.50192.42

118.42110.11107.54103.6695.17108.91

147.75140.74104.98113.7597.18117.05

NS 88.8111.1879.88132.0558.72224.84

158.83274.2758.27164.36110.36148.93

Sol

Sit

eT

essa

la


43.32128.8033.63439.91126.34348.19

65.92163.9840.19345.62128.47269.02

26.86107.4625.00776.54117.90658.63

66.49165.4740.18204.88107.96189.76

94.88250.5637.86212.77117.51181.05

46.7296.2642.23186.9585.21219.38

90.95111.2381.7793.1684.66110.04

115.25121.1895.1098.4594.29104.41

NS 39.76121.6432.69416.6688.23472.22

89.68193.0546.45212.56116.79181.99

Sol

Sit

eA

inT

emouch

ent


76.47107.2271.3252.2257.0391.57

86.4142.5160.6254.8365.6983.46

64.4668.5794.0045.2639.09115.78

98.55118.4483.2170.14102.0268.75

103.75131.9278.6462.90175.0035.94

74.2379.7593.0798.9460.00164.91

99.08114.1486.8081.0994.0486.22

112.26123.2191.1173.7490.3981.57

NS 73.3081.4390.0074.8250.00148.57

96.04140.7168.2591.7165.67139.86

Annexe 104

Pourcentages de gains obtenus sous l’effet des interactions variétés × traitements.

Var

iété

s

Paramètres

Traitements Le

po

ids

frai

sto

tal

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

aéri

enn

e

Le

po

ids

frai

sd

ela

par

tie

raci

nn

aire

Le

po

ids

sec

tota

l

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

eaé

rien

ne

Le

po

ids

sec

de

lap

arti

era

cin

nai

re

La

hau

teu

rto

tale

des

pla

nte

s

La

hau

teu

rd

ela

par

tie

aéri

enn

ed

esp

lan

tes

Tai

lle

des

raci

nes

des

pla

nte

s

Le

vo

lum

era

cin

nai

re

Le

no

mbr

ed

efe

uil

les

par

pla

nte

Oued

Sm

ar


69.13160.3943.1097.8861.20159.92

83.97217.4438.6295.9768.67139.75

58.30118.2749.30100.9547.97210.44

105.63198.5953.1997.0977.54125.20

103.33224.7645.9797.9182.83118.20

101.28148.7168.1064.8542.75151.69

93.51119.7178.1187.4585.05102.94

109.99131.8283.4392.1289.61102.79

89.50111.4180.3381.0368.22118.77

72.50139.4052.01132.4554.74241.93

81.92171.5347.7698.0279.13123.87

Gly

cine

ma

xcu

ltiv

arA

lidor


85.9684.62101.58261.1898.22265.89

108.77118.3891.88269.38108.01249.40

46.2455.4483.41267.8073.06366.52

121.63104.70116.16276.79144.96191.06

153.67133.89114.76283.82207.35136.87

78.8767.60116.66259.2196.05245.20

110.85104.77105.3198.7098.14100.56

135.26124.37108.7598.6598.8099.22

81.6086.6294.2092.8888.89104.49

60.9060.00101.51262.8181.56322.22

140.76217.5564.70251.80131.24191.85

[(SNI/SN) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation en sol naturel.[(SNF/ SN) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de la fertilisation en sol naturel.[(SNI/ SNF) 100]: Pourcentage de gain du traitement inoculé naturel par rapport au traitementfertilisé naturel.[(SSI/SS) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation en sol stérilisé.[(SSF/ SS) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de la fertilisation en sol stérilisé.[(SSI/ SSF) 100]: Pourcentage de gain du traitement inoculé stérilisé par rapport au traitementfertilisé stérilisé.

Annexe 105

Annexe n° 2 : Les réactifs et les milieux utilisés

A. Composition du milieu YMA :

Extrait de levure………………………………………… 10gMannitol………………………………………………….1gAgar-Agar………………………………………………..15gSolution de Bergenson…………………………………...100mlEau distillée qsp ………………………………………....1LpH ………………………………………………………. 7

B. Composition de la solution de Bergenson :

KCl……………………………………………………..… 1gFeCl3……………………………………………………….0.02gCaCl2, 2H2o…………………………………………...…...0.53gNa2 HPO4………………………………………………......4.5gMgSO4, 7H2O ……………………………………………..1gEau distillée qsp …………………………………………...1L

C. Composition de l’eau gélosée (0.8%) :

Agar-Agar………………………………………………..8gEau distillée qsp ………………………………………....100ml

D. Préparation de la solution du BTB :

BTB……………………………………….0.5g

Ethanol qsp .……………………………...100ml

La solution est préparée, stérilisée par filtration puis conservée à 4°C.

A l’utilisation, 5 ml de cette solution sont ajoutés à 1L de milieu YEM préalablement stérilisé. Laconcentration finale est de 25 ppm (El hilali, 2006).

Annexe 106

E. Composition de la solution nutritive :

Naturede la

solution

Solutionstock

Formulechimique

Concentration

(g/l)

Volume solution stock/ volumesolution finale (ml/l)

Solu

tion

de

mac

roél

émen

ts

1 KH2PO4 13.609 1ml2 KCl 223.65 1ml3 CaCl2, 2H2O 294.04 1ml4 MgSO4, 7 H2O 246.48 1ml5 Séquestreme de

fer16.6 1ml

6 CO(NO3)2 82 1ml

Solu

tion

de

mic

roél

émen

ts

8 H3BrO3 6.25 0.04ml9 MnSO4, H2O 2510 ZnSO4, 7H2O 6.2511 CuSO4, 5H2O 6.2512 NaMoO5, 2H2O 0.625

CaCO3 1 Quantité suffisante pour ajuster lepH à 7

F. Composition des standards de turbidité de Mc Farland d’après NCCLS site dansSekkour 2008 :

Standard deturbiditénuméro

Di hydrate de chlorurede baryum (1.175%),

en ml

Acidesulfurique (1%),

en ml

Dencité approximativecorrespondante de bactéries

/ml0.5 0.5 99.5 1.108

1 0.1 9.9 3.108

2 0.2 9.8 6.108

3 0.3 9.7 9.108

4 0.4 9.6 12.108

5 0.5 9.5 15.108

6 0.6 9.4 18.108

7 0.7 9.3 21.108

8 0.8 9.2 24.108

9 0.9 9.1 27.108

10 1.0 9.0 30.108

Annexe 107

Annexe n° 3 : Analyse physicochimique du sol

A. Analyse granulométrique :

La granulométrie a été déterminée par la méthode internationale à la pipette de Robinson.

- Dans un bécher de 600 ml, mettre 15g de terre fine séchée et tamisée.- Ajouter 50 ml de l’eau oxygénée (H2O2) à 20 volumes. Le H2O2 est utilisé pour éliminer lamatière organique.- Recouvrir le bécher afin d’éviter les projections pendant la période de l’effervescence.- Mettre le bécher sur un bain de sable dont la température ne dépasse pas 85 à 90°C pendant 24h.Si une ébullition trop forte se manifestait, l’eau oxygénée se décompose très rapidement. Si laterre est humifère l’effervescence peut produire une mousse abondante risquant de déborder, cephénomène peut être évité en ajoutant quelques gouttes d’alcool éthylique.

A la fin défervescence, faucher pendant 2 h pour éliminer l’H2O2 en excès et terminer par 10 mind’ébullition (on peut accélérer l’élimination de l’excès d’eau oxygénée en ajoutant quelquesgouttes d’ammoniaque).

- S’assurer que toute l’eau oxygénée a disparu en versant quelques gouttes du liquide chaud 60°Cdans une solution de permanganate de potassium, en présence d’eau oxygénée le permanganatede potassium se décolore.

- Laisser refroidir puis transvaser à l’aide d’un jet de pissette dans un flacon de sédimentation àlarge ouverture et jaugé de 750 ml.

- Verser dans le flacon, 15 ml d’hexaméthaphosphate de sodium 50 g/l. Cette solution alcaline apour rôle de disperser les particules qui ont tendance à s’agglomérer.

- Compléter avec de l’eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge 750 ml.

- Agiter le flacon durant une heure sur un agitateur magnétique.

- Porter le flacon à proximité de la pipette de Robinson qui doit être placée dans une pièce àtempérature constante.

Prélèvement des argiles, des limons fins et des limons grossiers (particules à Ø < 50 microns):

- Maintenir la température à 20°C, agiter immédiatement par retournement répété de manière àmettre en suspension toute la terre.

- Poser très rapidement le flacon et laisser décompter pendant 46 secondes à 20°C.

- Au bout de 46 secondes et à 10cm de profondeur, Prélever 10ml de liquide.

-Transeverser les 10 ml prélèves et l’eau de rinçage de la pipette dans une capsule en verre pyrex.

Annexe 108

- Porter la capsule dans une étuve à dessiccation à température 105°C.

- Après évaporation totale, peser la capsule et son contenu sec.

- Par différence avec le poids de la capsule vide, déterminer le poids P1 de sédiment. (Argile +limons fins + limons grossiers + hexaméthaphosphate de sodium) contenu dans 10 ml desuspension.

Prélèvement du mélange des argiles et des limons fins (particules à Ø < 20 microns):

- Après agitation et retournement du liquide, laisser déposer durant 4 min 48 seconds. Et de lamémé façon que précédemment, prélever 10 ml du liquide.

- Transvaser le prélèvement dans une capsule en verre pyrex.

- Faire évaporer puis peser la capsule.

- Par différence avec le poids de la capsule vide, déterminer le poids P2 du sédiment (Argile +limon fin + hexaméthaphosphate de sodium) contenu dans 10 ml de suspension.

Prélèvement des argiles (particules à Ø < 2 microns):

- Agiter et laisser sédimenter 8h.

- Effectuer le prélèvement de 10 ml.

- Peser comme précédemment P3 (Argile + hexaméthaphosphate de sodium) dans 10 ml desuspension.

Prélèvement de l’hexaméthaphosphate de sodium :

- Verser 15 ml d’ hexaméthaphosphate de sodium dans un flacon jaugé de 750 ml. Compléter levolume au trait de jauge avec de l’eau déminéralisée.

- Agiter puis faire un prélèvement à la pipette Robinson comme précédemment.

- Transvaser le prélèvement dans une capsule en verre pyrex.

- Faire évaporer puis peser la capsule et son contenu sec P4.

- Déterminer comme précédemment le poids correspondant à la surcharge enhexaméthaphosphate de sodium contenu dans 10 ml de suspension.

- D’après les pesées P1, P2, P3 et P4 calculer les taux des Argiles, limons fins et limons grossiers.

Annexe 109

- Tamiser et peser les sables fins et sables grossiers, pour les sables grossiers utiliser un tamis de200 μm et pour les sables fins un tamis de 50μm.

B. Dosage du calcaire total :

Déposer 1g (P) de sol séché à l’air, dans un flacon puis remplir l’appendice latérale du flaconavec 5 ml de HCl 0.5N, après avoir lier le flacon au calcimètre de Bernard amener au zéro lesniveaux de l’eau dans la colonne et dans l’ampoule, verser l’acide sur l’échantillon, ensuite àl’aide de l’ampoule, rétablir le niveau et lire le volume de CO2 dégagé (en ml), une foie ledégagement du CO2 terminé, baisser l’ampoule du calcimètre jusqu’à ce que le niveau de cettedernière soit dans un même plan horizontal que celui dans la colonne. Lire le volume (V). Enfindéposer 1g (p) de CaCO3 pur pour l’étalonnage de l’appareil tel qu’il provoque un dégagementgazeux. Relever le volume (v) du gaz produit.

La teneur en CaCO3est exprimée en pourcentage et obtenue par la formule suivante :

CaCO3 % = [(p × V) / (P × v)] × 100

C. Dosage du calcaire actif :

Peser 10g de sol séché à l’air, les introduire dans un flacon de 500ml et y ajouter 250 ml de lasolution d’oxalate d’ammonium (NH4)2C2O4 à 0.2N, agiter durant 2h, ensuite filtrer la solution enrejetant les premiers ml du filtrat. Prélever 10ml du filtrat qui sera versé dans un bécher de100ml, ajouter à ce dernier 10ml de H2SO4 au 1/10, ensuite porter le contenu du bécher à unetempérature de 60°C, puis placer le bécher sur un agitateur magnétique surmonter d’une burettegraduée contenant le permanganate de potassium KMnO4 en solution décimale, le titrage par lepermanganate se fait jusqu’à l’obtention d’une couleur rose persistante, soit n le nombre de ml deKMnO4 versé.- Titrer de la même façon 10ml de la solution d’oxalate d’ammonium utilisée, soit N le nombrede KMnO4 versé pour le témoin.Dans les 10g de la prise d’essai la quantité de CaCO3 actif (%) est de :

CaCO3 actif % = (N - n) × 1.25

D. Dosage du carbone et de la matière organique :

Le taux de carbone :

- Utiliser un sol finement broyé et passé au tamis (0.2 mm).- Peser 0.25g de sol, introduire la prise dans un ballon pyrex avec réfrigérant ascendant, ajouter10 ml de solution de bichromate à 8% et 15 ml d’acide sulfurique H2SO4 pure.- Porter à ébullition douce pendant 5 min après la chute de la première goutte de condensation.- Laisser refroidir puis transvaser dans une fiole jaugée de 100 ml et ajuster le volume à 100mlavec de l’eau de rinçage du ballon.- Homogénéisé le contenue de la fiole qui doit être à une température de 20°C puis prélever 20 mlde ce liquide.

Annexe 110

- Mettre les 20 ml dans un bécher en verre ordinaire de 400ml et y ajouter : 200 ml d’eau déminéralisée. 1.5g de fluorure de sodium (FNa) en poudre. 3 à 4 gouttes de diphénylamine.

- Placer le bécher sur un agitateur magnétique sur monté d’une burette graduée au 1/20 dumillilitre.- Agiter puis titrer l’excès de bichromate avec une solution de Mohr à 0.2N (la couleur passe dubleu foncé au bleu-vert).- Soit X le volume (ml) de la solution de Mohr versée.- Le témoin est réalisé avec ou sans sable calcimé. Soit Y le volume de solution de Mohr versée.Le taux de carbone de l’échantillon est calculé par la formule suivante :

C%= (Y-X) × 0.615 × (5 × 100) / p

P: poids de la prise d’essai.

Le taux de la matière organique (MO%) :

Connaissant le taux de carbone, le taux de matière organique est calculé par la formule :

MO% = C% × 1.72

E. Mesure du pH et de la conductivité électrique :

Mesure du pH : [AFNOR standard NF X-31-103 (1988)]

- Dans un bêcher, introduire 20g de terre fine séchée, ajouter 50 ml d’eau distillée, mélangerquelques minutes à l’aide d’un agitateur magnétique puis laisser reposer pendant 2h.

- Avant de procéder a la mesure du pH, procéder à l’étalonnage du pH mettre puis à la remise ensuspension de la terre à l’aide d’un agitateur.

Mesure de la conductivité électrique:

- Dans un bêcher, introduire 10g de terre fine séchée, compléter le volume à 100 ml avec del’eau distillée, mélanger quelques minutes à l’aide d’un agitateur magnétique.

- Chauffer la solution à 25°C et lire la conductivité CT.- Chauffer la solution à 35°C et lire la conductivité CT’.

Calculé le coefficient de température β comme suit :

β = (CT’-CT) × 100 / (T’-T) × CT

- Régler le conductimètre à la valeur β et lire la conductivité CE exprimé en milli-siemens.

Annexe 111

Annexe n° 4 : Les normes des sols

A. Les normes du pH du sol: (INRA, 1995)

pH Type de sol<3.5 Hyper-acide

3.5-5.0 Très acide5.0-6.5 Acide6.5-7.5 Neutre7.5-8.7 Basique> 8.7 Très basique

B. Les normes de salinité du sol : (Anonyme 2).

Conductivities (mmhos /cm) Type de sol0-0.25 Non salin

0.25- 0.50 Légèrement salin0.50-1 salin

1-2 Très Salin> 2 Extrêmement salin

(1 S m–1 = 10 dS m–1 = 10 mS cm–1 = 10 mmhos cm–1 = 1,000 mS m–1 = 10,000 μS cm–1)(Pansu et Gautheyrou 2003)

C. Les normes des taux de CaCO3 :

Taux de CaCO3 total Qualification du solCaCO3 T ≤ 5% Sol non calcaire

5 < CaCO3 T ≤ 12.5 % Sol faiblement calcaire12.5 < CaCO3 T ≤ 25 % Sol modérément calcaire25 %< CaCO3 T ≤ 50% Sol fortement calcaire

CaCO3 T > 50 % Sol très fortement calcaire

Source : programme d’interprétation LANO/CA de Basse Normandie(http://www.lano.asso.fr/web/calcaire_actif.html)

http://www.lano.asso.fr/web/calcaire_actif.html

Annexe 112

D. Les normes des taux de matière organique :

Teneur en MO % Interprétation

MO < 1,4 Sol très pauvre en matière organique

1.4 ≤ MO < 2 Sol pauvre en matière organique

2 ≤ MO < 3

Argile < 22% Sol bien pourvu en matière organique

22% < Argile < 30% (ou inconnu) Sol moyennement pourvu en matière organique

Argile >30% Sol pauvre en matière organique

3 ≤ MO < 4 Sol bien pourvu en matière organique

MO ≥ 4 Teneur élevée en matière organique

Source : programme d’interprétation LANO/CA de Basse Normandie(http://www.lano.asso.fr/web/matiere_organique.html)

E. Les normes des taux d’azote déterminés par la méthode de kjeldahl : (Anonyme 2).

Teneur en N Interprétation

0.5 -1 Trop faible

1 – 1.5 Satisfaisante

1.5 – 2.5 Un peu fort

Supérieure à 2.5 Trop fort

http://www.lano.asso.fr/web/matiere_organique.html

Annexe 113

Annexe n° 5 : Coloration de Gram

La coloration de Gram permet de différencier les bactéries en fonction de la composition de leursparois. Sont principe repose sur la visualisation de la perméabilité de la paroi bactérienne àl’alcool en utilisant deux colorants : le violet de Gentiane et la fuschine. Les bactéries dites Gramnégatif présentent une paroi perméables. Elles perdent leur coloration sous l’action de l’alcool etne conservent en fin de coloration que la couleur du dernier colorant utilisé. Celles dites Grampositif présentent une paroi imperméable à la pénétration de l’alcool et de ce fait accumulent lescolorants utilisés lors de la coloration de Gram.

Le protocole de la coloration est le suivant :

Fixer les cellules à la flamme. Appliquer, ensuite, le violet de Gentiane pendant 1 à 2 min. Les bactéries se colorent alors

en violet. Fixer le colorant à l’aide du lugol (iodure de potassium KI). L’appliquer deux fois

pendant 2 x 30 s. Rincer abondamment la préparation à l’eau distillée afin d’évacuer l’excès de colorant. Décolorer la préparation (éthanol 95 %, 5 sec) et rincer de nouveau abondamment à l’eau

distillée. Appliquer, ensuite, de la fuschine ou safranine pendant 1 à 2 min. Rincer à l’eau et sécher les lames à température ambiante.

L’observation microscopique au grossissement X1000 avec huile à immersion permet de voir siles cellules sont colorées en violet (Gram-positif) ou bien en rose (Gram-négatif).

:ملخصلا

من مختلفةأنماط3علىه النبتةذصنفین من ھة، قمنا بزراعة یلتربة والتطعیم على نمو نبتة الصوابھدف دراسة تأثیر طرق المستعملة بستةكل من النبتات و التربة معالجةتمت .الغرب الجزائريمناطق مختلفة منكلھا منةالتربة مستقدم

Bradyrhizobiumطعم تجاري مكون أساسا من ةو تم تطعیم النبتات بوساطمختلفة japonicum.نتائج التجربة ملتقییالنتائج .STATITCFاإلحصاءبرنامج ةبوساطقمنا برفع البیانات الخاصة بنمو النبتات ثم قمنا بمعالجتھا ،المنجزة

ITGCحطة التجریبیةطیني للم-میوالطالنمط:ة ھمایمالئمة لزراعة الصواألكثرنمطا التربةأنأثبتت حصل علیھا تالم.لمستعمل كبیر على عدد و حجم العقد المتشكلةاكان تأثیر نمط التربة و صنف النبات .عین تموشنتلمنطقة الطميالنمطو

.كبر للتطعیمٱاستقرار و استجابة األكثرمستویات النمو Alidorالصنف ر، اظھمن بین الصنفین المستعملین

و كانت النتائج مضاھیة لنتائج المحصل علیھا في الحقل Alidorلصنف الزراعةالمردود الكمونيمقییبتقمنا ،بعد دلك.األوعیةلدى زراعتھ في

.المحصل علیھا من النبتات المطعمة في التجربة األولى، قمنا بعزل البكتیریة العقدیة انطالقا من العقد في خطوة ثالثةBradyrhizobiumمنھا تختلف تماما عن 9، أرومة12ثر ھذا العزل على إحصلنا على japonicum. من مجموع

ات عن رومأللالتمیز المظھري كشف.ذور نبتات الصویةعادة تشكیل العقد على جإفقط كانت قادرة على4،اتروماألBradyrhizobiumاتأرومكانت.12إلى 4األسس الھیدروجینیة الممتدة من احتمالقدرتھا الكبیرة على japonicum

.٪5ات األخرى تراكیز تفوق روماألفي حین قاومتمالصودیومن كلور ٪0.9یفوقغیر قادرة على احتمل تركیزات أبدت قدرات متمثلة على استعمال مختلف مصدر الكربون المجربة و وحدھما فحصا مقاومة المضادات الحیویة روماأل

.وجود بینھااالختالف المو المعدن الثقیلة كانا قدرین على إظھار

.Bradyrhizobiumالصویة، التطعیم، التخصیب، الفعالیة، المردود، التمیز المظھري، :كلمات مفتاحیة

Résumé :

Dans le but de connaître les effets des sols Algériens et de l’inoculation sur la culture du soja, deux variétés desoja ont été cultivées sur trois sols provenant de trois régions de l’Ouest du pays. Les trois sols et les deuxvariétés ont été sujets à six traitements. L’inoculation a été réalisée avec un inoculum commercial à base deBradyrhizobium japonicum. L’évaluation des résultats de l’expérimentation a été faite par le relevé de 13paramètres [hauteur des plantes (hauteur totale, hauteur de la partie aérienne et taille des racines), poids desplantes (poids total, poids de la partie aérienne et poids de la partie racinaire), poids sec des plantes (poids sectotal, poids sec de la partie aérienne et poids sec de la partie racinaire), nombre de nodules par plante, diamètredes nodules, nombre de feuilles par plante et volume racinaire]. Après analyse statistique et le calcul despourcentages de gains de production obtenus, l’interprétation des résultats nous a permis de déduire que les typesde sols les plus favorables à la culture du soja sont le type de sol limono-argileux fin de la station ITGC et le typede sol limoneux du site d’Ain Temouchent. La nodulation a été fortement influencée par le type de sol et lavariété de soja considérée. Dès deux variétés testées, la variété Alidor a présenté les niveaux de développementles plus stables et la meilleure réponse à l’inoculation.

Par la suite, le rendement potentiel de la variété Glycine max cultivar Alidor a été évalué en culture en pleinchamp et les résultats obtenus ont été comparables à ceux obtenus en culture en pots.

Dans une troisième étape, et dans le but de récupérer la ou les souches d’inoculation, nous avons procédé àl’isolement des bactéries à partir des nodules des plantes issus de la première expérience. 12 souche ont étéisolées dont 9 ne présentaient pas les même caractéristique que celles de Bradyrhizobium japonicum. Dès 12souches, seules 4 ont été capables de renoduler la plante hôte. Une caractérisation phénotypique a révélé une trèsforte tolérance de toutes les souches aux pH allant de 4 à 12. Les souches de Bradyrhizobium ne tolèrent pas lesconcentrations en NaCl supérieures à 0.9% alors que les autres souches résistent à 5%. Les souches présententdes profils similaires pour la dégradation des substrats carbonés. Seuls les tests de résistances aux métaux lourdset aux antibiotiques permettent de visualiser la diversité existante entre les souches.

Mot clés : soja, inoculation, fertilisation, efficacité, rendement, caractérisation, Bradyrhizobium.

Summary:

In the purpose of studying the effects of Algerian soils and inoculation on the culture of the soy, two varieties ofsoy have been cultivated on three soils coming from three regions of the west of the country. The three soils andthe two varieties were subjects to six treatments. The inoculation has been achieved with a commercial inoculumbasis of Bradyrhizobium japonicum strains. The experimentation results have been assessed by the relievementof 13 parameters [height of the plants (total height, aerial part height and roots size), weight of the plants (totalweight, aerial part weight and roots weight), dry weight of the plants (total dry weight, aerial part dry weight androots dry weight), nodules number by plant, nodules diameter, number of leaves by plant and roots volume].After statistical analysis and calculation of percentages of development gains gotten, the interpretation of theresults allowed us to deduct that the types of soils most favorable to the culture of the soy are those of the ITGCstation and Ain Temouchent sites. The nodulation has been strongly influenced by soil type and the variety ofsoy considered. Of the two tested varieties, the Alidor variety presented the steadiest levels of development andthe best answer to inoculation.

Thereafter, the potential yield of the variety Glycine max cultivar Alidor has been evaluated by culture in fullfield and the results gotten were comparable to those gotten under condition of inoculation.

In a third step, and in the aim of recovering the inoculum strains, we conducted the isolation of the bacteria fromthe nodules of the plants descended of the first experience. 12 strains has been isolated of which 9 didn't presentthe same characteristic that those of the Bradyrhizobiums strains. Of the 12 strains only 4 was able to renodulethem host plant. A phénotypical characterization revealed a very strong tolerance of all strains to the pH goingfrom 4 to 12. The Bradyrhizobium strains didn't tolerate the concentrations up to 0.9% NaCl whereas the otherstrains resisted to 5%. The strains presented a similar carbohydrate assimilation profiles. Only heavy metals andantibiotics resistances tests permitted to visualize the existing diversity between the strains.

Key word: soy, inoculation, fertilization, efficiency, yield, characterization, Bradyrhizobium.

Documents

1-Page de gardetheses.univ-oran1.dz/document/TH3076.pdf · Je remercie du fond du cœur Melles Amina, Samira, Sonia, Hafeda, Soraya, Asma, Noudjoud, Sihem, Houaria et Houda ainsi