APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS …biblio.univ-antananarivo.mg/pdfs/bezinaFrancisca_VET_DOC_15.pdf · des crevettes en matière de branchie sale et augmente le taux de survie

BEZINA Francisca

APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS L’ELEVAGE S EMI-

INTENSIF DE CREVETTE Penaeus monodon

Thèse pour l’obtention du Diplôme d’État de Docteur en Médecine Vétérinaire

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DE MEDECINE

DEPARTEMENT D’ENSEIGNEMENT DES SCIENCES ET DE MEDEC INE

VETERINAIRE

Année : 2015 N : 142

APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS L’ELEVAGE S EMI-

INTENSIF DE CREVETTE Penaeus monodon

THESE

Présentée et soutenue publiquement le 18 Novembre 2015

à Antananarivo

Par

Madame BEZINA Francisca

Née le 08 Octobre 1984 à Antalaha

Pour obtenir le grade de

DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (Diplôme d’Etat)

Directeur de Thèse : Professeur RAFATRO Herintsoa

MEMBRES DU JURY

Président : Professeur RAFATRO Herintsoa

Juges : Professeur RASAMBAINARIVO Jhon Henri

: Professeur RAKOTOZANDRINDRAINY Raphaël

Rapporteur : Docteur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules Mbolatianarizao

DEDICACES ET REMERCIEMENTS :

A Dieu tout puissant : Je me confie en Dieu, je ne crains rien (PSAUME 56 : 4b)

A mes parents : pour leur amour, leur soutien, leur patience et surtout leurs sacrifices.

Que ce travail soit le témoignage de mon plus grand amour.

A mon mari : qui m’a toujours soutenu et m’encouragé dans la réalisation de ce travail.

Trouve dans ce modeste travail l’expression de notre amour.

A mon frère et mes sœurs : pour leurs soutiens et en reconnaissance de ces

merveilleux moments partagés.

Toutes mes tendresses et mes meilleurs vœux.

A ma fille et à mon fils, trésors de ma vie:

Qu’ils trouvent ici la récompense pour tant d’années de sacrifice.

A mes beaux-parents et à mes belles sœurs : pour votre accueil si chaleureux durant

mes repos de stage.

Votre aide a été capitale.

A Madame HASSANI Farida, Docteur vétérinaire, auprès de qui tout a commencé,

qui m’a accompagné tout au long du chemin, m’encourageant toujours plus au fur et à

mesure que le but approchait.

Qu’elle soit ici doublement remerciée, à la fois pour ses précieux conseils et pour ses

encouragements si chaleureux et rassurants.

J’adresse mes vifs remerciements à tous les responsables de la société plus

particulièrement à Monsieur le Directeur du site qui m’a accepté au sein de la Société

comme stagiaire.

A tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce travail.

A NOTRE MAITRE DIRECTEUR ET PRESIDENT DE THESE

Monsieur le Docteur RAFATRO Herintsoa

- Professeur Titulaire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en

Pharmacologie à la Faculté de Médecine d’Antananarivo,

- Chef de Département d’Enseignement des Sciences et de Médecine Vétérinaires.

Pour la disponibilité, l’appui et l’encadrement qu’il a fournis.

Veuillez trouver ici l'assurance de nos sentiments reconnaissants et respectueux.

A NOS MAITRES ET HONORABLES JUGES DE THESE

Monsieur le Docteur RASAMBAINARIVO Jhon Henri

- Directeur de recherche,

- Enseignant au Département d’Enseignement des Sciences et de Médecine

Vétérinaires.

Monsieur le Docteur RAKOTOZANDRINDRAINY Raphaël

- Professeur Titulaire, Honoraire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en

Microbiologie et Parasitologie à l’Ecole Supérieur des Sciences Agronomiques.

- Enseignant à la Faculté de Médecine d’Antananarivo et au Département

d’Enseignement des Sciences et de Médecine Vétérinaires.

Qui malgré leurs nombreuses occupations ont accepté de siéger parmi les membres de

jury.

Veuillez trouver ici le témoignage de notre vive reconnaissance.

A NOTRE RAPPORTEUR DE THESE

Monsieur le Docteur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules

Mbolatianarizao

- Maître de conférences à l’Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques.

- Docteur en Science Agronomiques et Enseignant Chercheur à l’Ecole

Supérieure des Sciences Agronomiques.

Nous sommes heureux de pouvoir vous exprimer notre profonde reconnaissance et vifs

remerciements.

A NOTRE DOYEN DE LA FACULTE DE MEDECINE D’ANTANANAR IVO

Monsieur le Professeur ANDRIAMANARIVO Mamy Lalatian a

Veuillez recevoir l’expression de notre haute considération.

A NOTRE MAITRE ET CHEF DE DEPARTEMENT D’ENSEIGNEMEN T DES

SCIENCES ET DE MEDECINE VETERINAIRES (DESMV)

Monsieur le Professeur RAFATRO Herintsoa, Chef du DESMV.

Veuillez recevoir nos salutations les plus distinguées.

A TOUS NOS MAITRES ET PROFESSEURS DE LA FACULTE DE

MEDECINE - DEPARTEMENT VETERINAIRE

Qui ont contribué à notre formation pendant les années académiques

Merci mille fois pour tous les conseils, et pour la connaissance qu’ils nous ont

transmise durant toutes ces années

A TOUT LE PERSONNEL ADMINISTRATIF ET TECHNIQUE DU

DÉPARTEMENT VETERINAIRE ET DE LA FACULTE DE MEDECIN E

D’ANTANANARIVO

Nos sincères remerciements

.

SOMMAIRE

Pages

INTRODUCTION ........................................................................................................... 1

PREMIERE PARTIE : RAPPELS ............................................................................... 2

I. GENERALITES SUR LA Penaeus monodon ........................................................... 2

I.1. Taxonomie .......................................................................................................................... 2

I.2. Morphologie externe d'une crevette pénéide ...................................................................... 2

I-3. Anatomie d’une crevette .................................................................................................... 3

I.4. Développement larvaire et post-larvaire ............................................................................. 5

I.4.1. Stade larvaire ............................................................................................................... 5

I.4.1.1. Nauplius ................................................................................................................ 5

I.4.1.2 Zoé ......................................................................................................................... 6

I.4.1.3 Mysis ..................................................................................................................... 7

I.4.2. Post-larves ................................................................................................................... 9

I.4.3. Stade adultes .............................................................................................................. 10

I.4.4. Cycle de mue ............................................................................................................. 10

I.4.5. Maturité sexuelle ....................................................................................................... 11

II.ELEVAGE DE CREVETTE ................................................................................... 11

II.1. Systèmes d’élevage ......................................................................................................... 11

II.1.1. Élevages extensifs .................................................................................................... 11

II.1.2. Élevages semi-intensifs ............................................................................................ 11

II.1.3. Élevages intensifs ..................................................................................................... 12

II.1.4. Élevages super intensifs ........................................................................................... 12

II.2.Préparation des bassins ..................................................................................................... 12

II.3.Ensemencement ................................................................................................................ 13

II.4.Pré- grossissement ............................................................................................................ 13

II.5.Transfert ........................................................................................................................... 13

II.6.Grossissement ................................................................................................................... 14

II.7. Alimentation .................................................................................................................... 14

III. PROBIOTIQUE ..................................................................................................... 16

III.1.Définition du probiotique ................................................................................................ 16

III.2.Pourquoi le probiotique ................................................................................................... 16

III.3.Mode d’action du probiotique ......................................................................................... 16

DEUXIEME PARTIE : METHODES ET RESULTATS ........... .............................. 18

I. METHODES .............................................................................................................. 18

I.1. Cadre d’étude : .................................................................................................................. 18

I.2. Type d’étude : ................................................................................................................... 18

I.3. Durée d’étude et période d’étude : .................................................................................... 18

I.3.1. Durée d’étude : ...................................................................................................... 18

I.3.2. Période d’étude : .................................................................................................... 19

I.4. Population d’étude : .......................................................................................................... 19

I.5. Echantillonnage : .............................................................................................................. 19

I.5.1.Taille ....................................................................................................................... 19

I.5.2.Mode d’échantillonnage ......................................................................................... 20

I.6. Mode de collecte de données : .......................................................................................... 20

I.6.1.Consultation des documents ................................................................................... 22

I.6.2.Observation expérimentale ..................................................................................... 22

I.7. Variables étudiées : ........................................................................................................... 25

I.8. Analyse des données : ....................................................................................................... 26

I.8.1.Hypothèses .................................................................................................................. 26

I.8.2.Tests statistiques utilisés ............................................................................................. 26

I.8.2.1.Test “t” de student ............................................................................................... 27

I.8.2.2. Odds ratio ........................................................................................................... 27

I.8.3.Interprétation .............................................................................................................. 28

I.9. Considération éthiques : ................................................................................................... 28

I.10. Limites de l’étude : ......................................................................................................... 28

II. RESULTATS ............................................................................................................ 29

II.1. Poids des crevettes .......................................................................................................... 29

II.2. Taux de survie des crevettes ............................................................................................ 33

II.3. Croissance des crevettes .................................................................................................. 37

II.4. Effectifs des bassins ayant des branchies sales ............................................................... 40

TROISIEME PARTIE : DISCUSSION ...................................................................... 43

I. Poids moyen des crevettes : ...................................................................................... 43

II. Taux de survie des crevettes: .................................................................................. 43

III. Croissance des crevettes : ...................................................................................... 44

IV. Effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales : ................ 45

CONCLUSION.............................................................................................................. 50

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

ANNEXES

LISTE DES TABLEAUX

Pages

Tableau I : Types du probiotique et le temps de distribution ............................. 24

Tableau II : Effectifs des bassins en fonction du poids des crevettes

au premier mois d'élevage ............................................................... 29

Tableau III : Effectifs des bassins en fonction du poids des crevettes

au deuxième mois d'élevage ............................................................ 29

Tableau IV : Effectifs des bassins en fonction du poids des crevettes

au troisième mois d'élevage ............................................................. 30

Tableau V : Propositions pour augmenter le gain du poids ................................. 32

Tableau VI : Effectifs des bassins en fonction du taux de survie

des crevettes ..................................................................................... 33

Tableau VII : Propositions pour augmenter le taux de survie ................................ 36

Tableau VIII : Propositions pour augmenter le gain de poids ................................. 39

Tableau IX : Effectifs des bassins ayant les crevettes qui ont chaque

type des branchies aux trois premiers mois d'élevage ........................ 41

Tableau X : Propositions pour éradiquer les branchies sales .............................. 42

LISTE DES FIGURES

Pages

Figure 1: Anatomie dune crevette ................................................................................................. 3

Figure 2: Stade nauplius ................................................................................................................ 6

Figure 3: Stade zoé ........................................................................................................................ 7

Figure 4: Stade mysis .................................................................................................................... 8

Figure 5: Stade post-larve ............................................................................................................. 9

Figure 6: Stade adulte ................................................................................................................. 10

Figure 7: Moyenne des poids des crevettes ................................................................................ 31

Figure 8: Taux moyens de survie des crevettes .......................................................................... 34

Figure 9: Taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes .................................................... 35

Figure 10: Moyennes des croissances des crevettes ................................................................... 37

Figure 11: Croissance hebdomadaire moyenne des crevettes ..................................................... 38

Figure 12: Effectif des bassins ayant des branchies sales ........................................................... 40

LISTE DES SIGLES ET DES ABREVIATIONS

°C : degré Celsius

FAO : Food and Agriculture Organisation

g : gramme

G : grossissement

Ha : hectare

≤ : inférieur ou égale

J : Jour

Kg : kilogramme

Km : Kilomètre

m2 : mètre carré

O2 : oxygène

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

PG : pré-grossissement

pH : potentiel d’hydrogène

% : Pourcent

‰ : Pour mille

PL : post-larve

≥ : supérieure ou égale

T : Tonne

1

INTRODUCTION

Dans le système économique international, les crevettes issues de la pêche et de

l’aquaculture se situent au premier rang des échanges mondiaux des produits aquatiques

[1]. La production aquacole de crustacés, principalement de crevettes marines, a connu

une forte croissance depuis les années 1970 [2]. L’accroissement de la production

mondiale a été respectivement de 400 pourcents (%) entre 1975 et 1985 contre 350%

entre 1985 et 1993[3,4]. La production de Madagascar en 2005 a été de 7000 tonnes (T)

[5].

À Madagascar, la ferme aquacole où cette étude a été réaliée est victime de la

prolifération d’algue depuis plusieurs années. La dominance de certains types de ces

algues peut colmater les branchies des crevettes, entraîner une mauvaise croissance et

pire la mortalité des crevettes [6]. Par conséquent, leur croissance n’est pas satisfaisante,

la survie des crevettes ne cesse de diminuer. Face à ces problèmes observés sur

l’élevage de crevettes, il est important d’adopter ensemble des solutions. Actuellement,

les probiotiques sont largement utilisés en élevage des poissons mais leur utilisation en

aquaculture reste encore une nouveauté. Quel serait son avantage sur l’élevage de

Penaeus monodon dans cette aquaculture en question? En 1989, Fuller [7] a défini les

probiotiques comme des suppléments alimentaires constituaient des micro-organismes

vivants qui ont de l’influence favorable sur l’animal hôte en améliorant l’équilibre de sa

flore intestinale. L’hypothèse de cette recherche est que le probiotique améliore la santé

des crevettes en matière de branchie sale et augmente le taux de survie et la croissance.

Ainsi l’objectif de cette étude est d’observer l’efficacité du probiotique dans

l’élevage de Penaeus monodon. Les objectifs spécifiques qui en découlent sont : de

collecter les données concernant l’utilisation des probiotiques, d’analyser ces données

afin d’apporter des propositions d’amélioration. Pour développer cette étude, la

première partie consiste à faire des rappels. La deuxième partie est consacrée à la

description des méthodes permettant la réalisation de l’étude et la présentation des

résultats du travail de cette étude avec leurs analyses statistiques. Et la discussion

constituera la dernière partie.

PREMIERE PARTIE : RAPPELS

2

I. GENERALITES SUR LA Penaeus monodon

I.1. Taxonomie

Selon Fabricius en 1798, le genre Penaeus monodon connu sous l’appellation

crevette tigrée appartient à la famille des Penaeidae et embranchement des Arthropodes

[8] dont la taxonomie est résumée comme suit:

Règne : Animalia

Embranchement : Arthropoda

Classe : Crustacea

Ensemble : Malacostraca

Sous-classe : Eucarida

Ordre : Décapoda

Sous-ordre : Natantia

Super-Famille : Penaeoidea

Famille : Penaeidae

Genre : Penaeus

Une nouvelle taxonomie des crevettes marines a été proposée par [9]. Celle-ci

reconnaît désormais sept familles et 56 genres de crevettes Penaeoidea et Sergestoiea. Il

existe près de 2500 espèces de crevettes dans le Monde, cependant seules 12 d’entre

elles font l’objet d’élevage. Ces dernières appartiennent toutes à la famille des

Penaeidae, et parmi elles, deux espèces représentent 90 à 95 % de la production

crevetticole mondiale: Litopenaeus vannamei et Penaeus monodon. Cela s’explique par

le fait que ces deux espèces, dont la reproduction est bien maîtrisée, présentent un

potentiel de croissance élevé et tolèrent bien des conditions d’élevage intensifiées [10].

I.2. Morphologie externe d'une crevette pénéide

Comme tous les crustacés, les pénéides sont caractérisées par une

métamérisation du corps. Les métamères sont regroupés en trois parties : une tête (ou

acron), un thorax (ou péréion) et un abdomen (ou pléon) terminé par le telson. Chez les

crustacés décapodes, le ségment thoracique est incorporé à la tête formant ainsi le

céphalothorax. Les pénaeïdes sont reconnus par la présence de pinces aux trois

premières paires de pattes thoraciques, ou péréiopodes. Ces crevettes présentent un

3

rostre bien développé, garni d'épines dorsales et ventrales. La partie abdominale est

composée de six (7) métamères portants chacun une paire de pattes nageuses

(pléopodes) sauf sur le dernier segment qui se termine par le telson. [3].

I-3. Anatomie d’une crevette

Figure 1: Anatomie dune crevette

Source : Typic. Anatomie d’une crevette. Paris : Edition CDE ; 2007.

• Bouche

Un orifice permettant à l’animal d’ingérer les aliments ;

• Œsophage

C’est un tube qui relie la bouche à l’estomac. Elle permet de conduire les aliments

de la bouche vers l’estomac pour la digestion ;

• Estomac et glande digestive

L’estomac est un organe en forme de poche permettant d’accueillir les aliments et

d’engager la procédure de digestion grâce aux dents chitineuses (contribution

mécanique) et aux sucs digestifs (contribution chimique). Ces derniers sont fabriqués

par la glande digestive rattachée à l’estomac ;

• Intestin

C’est la portion du tube digestif qui relie l’estomac à l’anus. C’est à ce niveau que la

digestion se poursuit, permettant ainsi l’assimilation des

l’élimination des déchets

• Anus

C’est un orifice qui permet l’évacuation des déchets

• Encéphale

C’est la région principale du système nerveux constituée entre autres du cervea

• Cœur

C’est un organe creux et musculaire qui pompe l’

circulation dans le corps du

péricardique contenant du sang

• Gonades

Ce sont des organes sexuels mâle (testicules qui produisent des

femelle (ovaires qui produisent les ovules)

• Muscle extenseur

C’est le muscle supérieur de l’abdomen permettant à

extension de la queue

• Glande verte

C’est un organe excréteur, proche de la fonction des

vertébrés. Elle permet au

d’ammoniaque. Toutefois, la majorité des déchets azotés sont évacués par les branchies.

L’orifice de la glande verte est situé à la base du

4


digestion se poursuit, permettant ainsi l’assimilation des nutriments

l’élimination des déchets ;

C’est un orifice qui permet l’évacuation des déchets ;

C’est la région principale du système nerveux constituée entre autres du cervea

C’est un organe creux et musculaire qui pompe l’hémolymphe

circulation dans le corps du crustacé. Chez la crevette, le cœur est entouré par la

contenant du sang ;

Ce sont des organes sexuels mâle (testicules qui produisent des

femelle (ovaires qui produisent les ovules) ;

Muscle extenseur

C’est le muscle supérieur de l’abdomen permettant à la crevette

extension de la queue ;

Glande verte

C’est un organe excréteur, proche de la fonction des reins et de la vessie chez les

vertébrés. Elle permet au crustacé d’éliminer les déchets azotés sous forme


L’orifice de la glande verte est situé à la base du pédoncule antennaire


nutriments dans le sang et

C’est la région principale du système nerveux constituée entre autres du cerveau ;

hémolymphe et permet sa

, le cœur est entouré par la cavité

Ce sont des organes sexuels mâle (testicules qui produisent des spermatophores ) ou

crevette de réaliser une

reins et de la vessie chez les

d’éliminer les déchets azotés sous forme


pédoncule antennaire ;

5

• Branchies

Ce sont les organes internes permettant la respiration sous l’eau par absorption de

l’oxygène dissous ;

• Muscle fléchisseur

C’est un muscle qui se situe en dessous de l’abdomen permettant à la crevette de

fléchir la queue.

I.4. Développement larvaire et post-larvaire

I.4.1. Stade larvaire

Après l’éclosion, les larves vont passer par douze stades larvaires avant

d'atteindre le stade postlarve (PL) [12].

I.4.1.1. Nauplius

L'oeuf donne naissance à un nauplius après l’éclosion, une phase considérée

comme la larve primitive de tous les crustacés. Cette phase est caractérisée par la

possession de trois paires d'appendices : les antennules et les antennes puis les

mandibules et enfin l’oeil unique médian, l'oeil nauplien. Le nauplii possède un corps

non segmenté pourvu de trois paires d’appendices à l’aide des quelles il se déplace par

saccades [13][14]. Les trois appendices du nauplius ont une fonction natatoire. Le

nauplius est dépourvu de bouche. Il ne s'alimente pas mais il se nourrit uniquement des

réserves vitellines contenues dans l'oeuf. Il existe cinq ou six stades naupliens

successifs. Chaque stade dure entre huit à dix heures. Les nauplii ont une taille moyenne

de 200 à 250 micromètres ( µm). Ils s'allongent légèrement au cours des mues

successives.

6

Figure 2: Stade nauplius

A.1 : antennule, A.2 : antenne, B. : bouche, C. Mast : crochet masticateur, Eb. :ébauche

des 4 métamères postmandibulaires et de leurs appendices, Epst. :épistome, Fu. : furca,

Gl.Ant : glande antennaire, Md. : mandibule, O.N : oeilnauplien, S. : soies, T.D. : tube

digestif.

Source: -Beaumont A. et Cassier P., Biologie animale. Des protozoaires aux

métazoaires épithélioneuriens. 3e édition. Paris: DUNOD ; 1983.

-Ramanankantenaina R A E. Etude de l’évolution des écosystèmes

bactériens et détermination du seuil critique de pathogénicité de certains vibrionaceae

dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon [Mémoire]. ESSA : Antananarivo ; 2004.

83p.

I.4.1.2 Zoé

Dans la deuxième phase, le nauplius se métamorphose en une larve appelée zoé

qui est capable de s'alimenter. Le zoé possède une carapace céphalothoracique distincte,

un abdomen terminé par un telson garni de longues soies terminales et un tube digestif

fonctionnel. Il existe trois stades zoé successifs : stade protozoé ou zoé I puis zoé II et

zoé III. Le premier stade se caractérise par le fait que les pédoncules oculaires ne sont

pas encore apparus alors qu’au cours des deux autres stades, les yeux sont pédonculés.

Ces trois stades zoé durent chacun plus de 24 heures. Les larves zoé I et II dont la taille

variant de quelques microns à quelques dizaines de microns de diamètre se nourrissent

7

d'algues tandis que la zoé III a un régime carnivore et se nourri des proies vivantes sous

forme d’Artemia. La Zoé possède une carapace céphalothoracique, un tube digestif et

des appendices qui permettent le déplacement par saccades en position verticale dans

l’eau et la tête s’oriente vers le haut [17].

Figure 3: Stade zoé

A.1 : antennule, A.2 : antenne, Md. : mandibule, Mx.1 : maxillule, Mx.2 : maxille, O.

:Oeil, Pmx.1 - Pmx.3 : maxillipèdes 1 à 3, Pe. : péreiopodes, U. : uropodes

Source:-Beaumont A. et Cassier P., Biologie animale. Des protozoaires aux métazoaires

épithélioneuriens. 3e édition. Paris: DUNOD ; 1983.

-Ramanankantenaina R. A. E. Etude de l’évolution des écosystèmes


dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon [Mémoire]. Bactériologie : Antananarivo ;

2004. 83p.

I.4.1.3 Mysis

Cette phase diffère profondément du dernier stade zoé. La larve a grossièrement

l'apparence d'une petite crevette. Mais la distinction est facile car ses pattes thoraciques

est démesurées, dépourvues de pinces, son appendice est caudal, son rostre est en

8

particulier développé. Les pattes thoraciques servent à la nage. Le comportement de la

mysis est très diffèrent car elle se tient la tête en bas avec de brusques mouvements de

montée de temps en temps alors que la zoé se tient verticalement dans l'eau dont la tête

étant orientée vers le haut et elle se déplace par saccade. Il existe trois stades mysis

séparés successivement par des mues qui se distinguent essentiellement par la

complication des appendices. Les mysis ont un régime carnivore assez strict, en

particulier pour les mysis II et III. Les nauplii d'Artémia salina constituent l'essentiel de

la nourriture carnée dans leur élevage.

Figure 4: Stade mysis

A.1 : antennule, A.2 : antenne, Pmx.2 – Pm.3 : maxillipèdes 2 et 3, P1 – P5 : pattes, U :

uropodes

Source: -Beaumont A. et Cassier P., Biologie animale. Des protozoaires aux

métazoaires épithélioneuriens. 3e édition. Paris: DUNOD ; 1983.

-Ramanankantenaina R. A. E. Etude de l’évolution des écosystèmes


dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon [Mémoire]. Bactériologie : Antananarivo ;

2004. 83p.

9

I.4.2. Post-larves

A la suite d’une métamorphose, la mysis III donne naissance à une jeune

crevette très semblable à l'adulte, dénommée PL. La jeune PL est caractérisée en

particulier par le nombre et la disposition des épines ornant le rostre et les sculptures de

la carapace céphalothoracique. Ceux-ci permettent de distinguer les différents stades

post-larvaires. La présence d'appendices abdominaux utilisés pour la nage est le

principal caractère des PL. La jeune PL mène une vie plutôt pélagique, mais son

comportement se modifie graduellement. Au bout du sixième à huitième jour, elle

commence à acquérir le comportement des adultes. Pour les espèces fouisseuses, le

comportement se scinde en deux phases distinctes. Ces deux phases correspondent à une

phase nocturne d'activité (prise de nourriture, mue, déplacement et migration etc.) et une

phase diurne de repos.

Figure 5: Stade post-larve

Source: Motoh L. Studies on fisheries biologie of the giant tiger prawn, Penaeus

monodon in the Philippines.Tech Aquaculture Departement Southeast Asian Fisheries

development Center. 1981;7, 128 p.

10

I.4.3. Stade adultes

La morphologie définitive est atteinte à partir d’un mois et demi d'éclosion. Les

organes sexuels secondaires visibles à l'oeil nu se développent de manière progressive

au cours de plusieurs mues successives. Ainsi une phase juvénile se reconnaît avant

l’apparition des organes sexuels secondaires. Une phase pré-pubère correspond à

l’apparition et au développement de ces organes. Une phase pubère se reconnaît

lorsqu'ils ont atteint leurs proportions définitives.

Figure 6: Stade adulte

Source : l’auteur

I.4.4. Cycle de mue

Chez les crustacés, la croissance est un phénomène discontinu : elle se fait par

mues successives. L'ancienne cuticule est remplacée par une nouvelle, permettant une

augmentation du poids et de la taille de l'animal [3]. Cette mue permet, en outre, le rejet

des parasites externes, la régénération des appendices ainsi que la reproduction chez

certaines espèces.

11

I.4.5. Maturité sexuelle

La maturité sexuelle peut être atteinte lorsque l’individu a 37 millimètres de

longueur du cephalothorax pour les mâles. Les femelles atteignent cette maturité lorsque

le cephalothorax mesure 47 millimètres [18]. La taille maximale de Penaeus monodon

est de 270 millimètres et le poids maximal est de 260 grammes (g) [19].

II.ELEVAGE DE CREVETTE

II.1. Systèmes d’élevage

Il existe une gamme de différents modes de production classés en fonction de

leur niveau d’intensification et d’apport des intrants. Actuellement dans le monde, il y a

en général quatre méthodes d’élevage industriel pour le grossissement. L’élevage super-

intensif a été développé dans les années 1980 et 1990 [20-22,1].

II.1.1. Élevages extensifs

L’unité de production est un bassin de terre avec une surface de 5 à 100 hectares

(Ha). L’origine des PL est sauvage. L’alimentation des crevettes est naturelle car il n’y a

pas d’apport alimentaire. Le renouvellement d’eau est inférieur à 5% par jour (J), il n’y

a ni de fertilisation ni d’aération mécanique. La densité de PL est de1 à 5 par mètre

carré (m2). L’indice de conversion est de 0,9 à 1,3 alors que le rendement par Ha est de

50 à 500 kilogrammes ( kg) [1].

II.1.2. Élevages semi-intensifs

L’unité de production est un bassin de terre avec une surface de 2 à 30 Ha. Les

PL viennent soit d’origine sauvage soit d’écloserie. L’alimentation est constituée

d’aliments naturels et d’ aliments composés. Le renouvellement d’eau est de cinq à 20%

par jour. Il y a une utilisation de fertilisation et une aération mécanique partielle ou

nulle. La densité est de 5 à 25 PL par m2. L’indice de conversion est de 1,2 à 1,75 alors

que le rendement par Ha est de 500 à 5000 kg [1]. Ce type d’élevage montre le plus de

stabilité et de rentabilité dans le temps [23,24].

12

II.1.3. Élevages intensifs

L’unité de production est un bassin de terre avec une surface de 0,5 à 1 Ha.

L’origine des PL est l’écloserie. L’alimentation est constituée d’aliments naturels et

d’aliments composés. Le renouvellement d’eau est de 5 à 40% par jour. Parfois, il y a

l’utilisation de fertilisation. L’utilisation d’une aération mécanique forte est obligatoire.

La densité est de 25 à 120 PL par m2. L’indice de conversion est de 1,4, à 2,0 et le

rendement par Ha est de 5000 à 20000 kg[1]. Cette méthode est très risquée et présente

systématiquement des échecs économiques si la biosécurité n’est pas parfaitement

maîtrisée [23].

II.1.4. Élevages super intensifs

L’unité de production est un bassin liner avec une surface de 0,1 à 1 ha. Les PL

sont vennant de l’écloserie. L’alimentation est constituée d’une floc bactérien et des

aliments composés. Le renouvellement d’eau est de 2,5% par jour. Il n’y a pas de

fertilisation mais l’aération mécanique est permanente. La densité est de 120 à 1000 PL

par m2. L’indice de conversion est de 1,4 à 3,0. Le rendement par Ha est de 200000 à

100000 kg [1].

Un tel système d’élevage nécessite une forte aération et un faible taux de

renouvellement de l’eau. Ce système est considéré par de nombreux spécialistes comme

l’avenir de la production aquacole mondiale [25]. C’est à Belize que se situe la ferme

super-intensive la plus connue et la plus étudiée [26,27].

II.2.Préparation des bassins

Le secteur élevage est constitué de différentes étapes de production : l’élevage

des PL ou la nursery puis l’élevage des juvéniles ou le pré-grossissement (PG) et enfin,

la phase de grossissement (G). Entre deux cycles successifs d’élevage ou phase

transitoire, chaque bassin de PG ou de G est à vider ou à assec total. Le bassin est

ensuite désinfécté pour éliminer les germes restants. Durant cette phase qui s’avère

bonne pour le déroulement du nouveau cycle d’élevage, un ensemble d’activités

groupées sous le terme «préparation du bassin» est programmé.

13

II.3.Ensemencement

C’est l’ensemble des actions qui sont nécessaires pour favoriser le transfert des

PL de son bac d’expédition jusqu’au bassin de PG. Le transfert peut se faire aussi

directement vers le bassin de G dans le cas d’un ensemencement direct. Après le

déballage, le contrôle du nombre de sacs, du lot livré, de la température, de l’oxygène

(O2), du potentiel d’hydrogène (pH) et de la salinité de l’eau du bassin est

indispensable. Les matériels utilisés pour ce contrôle sont le thermomètre, l’oxymétrie,

le pH mètre et le salinomètre. Il est obligatoire d’accoutumer ou d’adapter

préalablement ces jeunes crevettes aux conditions de leur milieu de réception. La

température doit être plus ou moins 0,2 degré Celsius (°C) de même pour le pH. La

salinité dans les bacs doit être le même que celle de la réception.

Ces actions se déroulent en deux étapes :

• L’acclimatation : elle est nécessaire pour adapter progressivement les PL

aux conditions du milieu du bassin de réception (PG ou G). Ainsi, elle

permet d’éviter le stress ou la détérioration de l’état sanitaire des PL et

réduire le risque de mortalité.

• L’ensemencement proprement dit : il consiste à transférer les PL après

l’acclimatation dans le bassin.

II.4.Pré- grossissement

Après l’ensemencement, les PL restent dans le bassin de PG jusqu’à ce qu’elles

atteignent un poids moyen de 0,5g. Elles sont encore au stade juvénile et sont nourries

avec des aliments en poudre puis des aliments de type «starter». La dimension des

bassins varie de 1 à 2 ha.

II.5.Transfert

Les juvéniles du PG sont transférés dans le bassin de G à partir de 0,5g de poids.

Avant le transfert proprement dit, l’expertise du bassin à transférer est obligatoire. Le

transfert des crevettes se fait selon les conditions suivantes : la présence des crevettes

molle de l’ancien bassin est inférieure ou égale à 5%, la présence du muscle blanc est

14

inférieure à 0,1%, la présence de crevettes crampée est inférieure à 5%. Le démarrage

du transfert ne pourra se faire qu’après le test de comportement positif des crevettes.

Les crevettes sont récoltées dans le bassin de PG à l’aide d’un filet puis mis dans un

bac. Ils sont ensuite pesés et les poids affichés sont enregistrés. Les crevettes sont

trillées pour enlever les animaux indésirables et ceux qui présentent un muscle blanc. Le

triage se fait manuellement. L’oxygène dans le bac de tri et le bac de transfert doit être

mesuré fréquemment pendant toute la manipulation et cette valeur doit être supérieure

ou égale à quatre. De ce fait, il est obligatoire d’avoir une bouteille d’oxygène de

réserve prêt en cas de besoin.

II.6.Grossissement

La méthode d’élevage adoptée par l’aquaculture où cette étude a été effectué est

de type semi-intensif. La surface du bassin de G varie de 5 à 10 ha. La durée d’élevage

en G est environ de 3 à 6 mois en fonction des demandes. Les aliments sont distribués

au moins deux fois par jour avec un intervalle de distribution minimale de trois heures.

La distribution se fait en bateau et manuellement.

II.7. Alimentation

L’alimentation assure la croissance, la survie et les indices de conversion des

crevettes. Il est donc important de bien gérer l’alimentation pour satisfaire les besoins

nutritionnels des animaux selon leur poids moyen et la saison pour obtenir de crevettes

de qualité. Le Penaeus monodon a un régime omnivore lorsqu’il est jeune puis devient

carnivore. La nutrition des crevettes varie en fonction du cycle biologique ou du stade

de développement [28].

Pour les filières crevetticoles semi-intensives l’utilisation d’un aliment composé est

obligatoire pour obtenir des croissances et des survies satisfaisantes [3]. Mais

l’utilisation d’un aliment composé ne suffit pas pour obtenir des résultats corrects en

termes de croissances et de survie : différents facteurs entrent en jeu tels que la

formulation de l’aliment et la qualité des ingrédients ; la méthode de fabrication et les

caractéristiques physiques du granulé ; la méthode et le régime de distribution ;

15

l’environnement aquatique et la production naturelle. Les besoins nutritionnels des

crevettes se caractérisent par :

- des besoins protéiques élevés (comparativement à ceux des mammifères terrestres et

des volailles) qui doivent être couverts par des protéines de haute qualité en particulier

des protéines d’origine animale et marine apportés par les farines de poisson, de calmar

et de crustacés. Les autres protéines sont d’ordre végétal (tourteau de soja, blé),

- des besoins en lipides relativement faibles mais spécifiques en acides gras

polyinsaturés à chaîne longue (qui ne peuvent être apportés que par des huiles marines –

huile de poisson), en phospholipides et en cholestérol,

- des besoins en vitamines et en certains minéraux (en particulier le phosphore).

Les aliments commerciaux destinés aux élevages de crevettes sont donc

composés sommairement d’un mélange de farines animales et végétales, d’huile de

poisson et d’un complément en vitamines et en minéraux. La stabilité à l’eau de

l’aliment est obtenue par un broyage fin des farines et l’ajout de liants spécifiques. Les

farines une fois mélangées subissent un traitement à la vapeur (> 80 °C) avant d’être

agglomérées, le plus souvent par pressage à sec, pour former des granulés cylindriques

de 2mm de diamètre servant au nourrissage des crevettes adultes. La granulométrie de

l'aliment est importante car elle doit être adaptée à la taille des crevettes afin que celles-

ci puissent l'ingérer facilement.

Les animaux juvéniles de poids < 0.5 g sont nourris de granulés concassés (0.5 à 1 mm),

ceux compris entre 0.5 et 5 g avec des granulés de 2 x 2 mm et au-delà de 5 g avec des

granulés de 2x15 mm.

En aquaculture, l’estimation de la ration quotidienne ne consiste pas en un

simple calcul mathématique, c’est un exercice difficile qui repose beaucoup sur le

savoir faire empirique de l’éleveur. La ration exprimée en aliment sec est un

pourcentage de la biomasse des crevettes en élevage. Elle diminue avec la taille des

animaux et passe ainsi de 6 % chez les juvéniles de 2 g de poids moyen à 1.8 % chez les

sub-adultes de 22 g.

Ainsi les éleveurs ont dressé des tables de rationnement avec le poids moyen des

animaux qui est estimé par échantillonnage une fois par semaine, et le pourcentage

correspondant à la ration à distribuer. Cependant la bonne utilisation de ces tables

repose entièrement sur la précision avec laquelle la taille de la population en élevage est

16

estimée. Or, cette information dépend de la mortalité qui ne peut être connue avec

exactitude pendant l'élevage.

III. PROBIOTIQUE

III.1.Définition du probiotique

En 2001, l'Organisation Mondiale de la Santé (OMS) et de la Food and

Agriculture Organisation (FAO) ont donné une définition officielle des probiotiques

qui, selon elles sont des «micro-organismes vivants qui, lorsqu'ils sont ingérés en

quantité suffisante, exercent des effets positifs sur la santé, au-delà des effets

nutritionnels traditionnels». D’après l’OMS en 2001, les probiotiques sont des

microorganismes vivants, bactéries ou levures, qui, ingérés en quantité convenable,

peuvent avoir des effets bénéfiques sur la santé de l'hôte et sa croissance.

III.2.Pourquoi le probiotique

Les rapports successifs de la FAO placent l’essor des maladies comme l’un des

freins majeurs au développement de l’aquaculture. Les pertes annuelles liées à ces

maladies sont estimées à trois milliards de dollars US [29]. C’est pourquoi l’utilisation

des antibiotiques dans l’aquaculture devenait excessive pour traiter les maladies

d’origine bactérienne. Mais outre le fait de rendre ce type de traitement inefficace,

l’utilisation excessive des antibiotiques en aquaculture constitue aussi une menace

directe pour la santé humaine et pour l’environnement [30]. C’est pourquoi dans un

souci de santé publique et afin de résoudre les problèmes de santé en aquaculture, des

efforts sont plus que jamais nécessaires pour promouvoir une utilisation raisonnée des

antibiotiques et proposer de nouvelles stratégies de lutte contre les pathologies d’origine

bactérienne.

III.3.Mode d’action du probiotique

L'effet bénéfique des probiotiques chez les humains, porc, bétail et en nutrition

de volaille a été bien documenté [31-33]. Ils sont généralement employés en tant que

nourritures agissant sur la santé de l’homme et de l’animale [34] aussi bien que des

suppléments de croissance pour l'alimentation des animaux [35]. En ce qui concerne les

17

applications en aquaculture, [36] étaient le premier à proposer que les bactéries agissent

en tant qu'approvisionnements alimentaires et contrôleurs biologiques de la maladie de

poissons.

Cependant, les premières études au sujet de l’utilisation du probiotique aux

poissons ont été éditées vers la fin des années 80 [37,38]. Les composés bactériens

agissent en tant qu'immunostimulants dans les poissons et la crevette [39]. Quelques

bactéries dans le probiotique ont pu contribuer pour stimuler le système immunitaire

non spécifique des poissons, ayant parfois comme conséquence un perfectionnement de

leur résistance à l'infection bactérienne [40,41] [42]. Plusieurs études indiquent que les

bactéries dans le probiotique sont bon candidat pour améliorer la digestion des aliments

et croissance des aquatiques [43-46].

DEUXIEME PARTIE : METHODES ET RESULTATS

18

I. METHODES

I.1. Cadre d’étude :

Cette étude a été effectuée au sein d’une Société aquacole qui existe ici à Madagascar.

Les conditions climatiques dans le site d’étude sont alternées de deux saisons bien

distinctes : la saison sèche et la saison humide. La température moyenne annuelle est de

27°C. La température peut atteindre jusqu’à 34°C pendant la saison de pluie. La

pluviométrie annuelle est de 1558mm. En général, l’amplitude est assez faible. La

région est balayée par deux vents dominants, la mousson venant de Nord-Ouest

d’octobre en mars et l’alizé du Sud-est pour le reste de l’année. Le site est soumis à un

régime de marées semi- diurnes, deux marées hautes et basses séparées les unes des

autres de 6 h 15 mn environ. Le marnage est compris entre 0,5m en mortes eaux et 4,2m

en vives eaux. La ferme se situe sur la latitude 15°24’00’’S et longitude 47°05’00’’E.

I.2. Type d’étude :

C’est une enquête basée sur des études évaluatives de type à la fois rétrospective

et prospective. Elle vise à comparer la situation de l’aquaculture avant et après

l’utilisation du probiotique. L’utilisation du probiotique a été jugée nécessaire aux vues

des problèmes affectant la culture des crevettes tels que la faiblesse du taux de survie et

la croissance des crevettes ou encore les branchies sales.

Cette étude se divise en deux parties distinctes. L’étude rétrospective consiste à

consulter les dossiers avant l’utilisation du probiotique et l’étude prospective consiste à

faire des observations expérimentales et à consulter les dossiers.

I.3. Durée d’étude et période d’étude :

I.3.1. Durée d’étude :

La rédaction du protocole de recherche a commencé au mois de novembre 2012. Le

document final est restitué au mois de septembre 2015.

19

I.3.2. Période d’étude :

La période d’étude s’est étalée du mois de janvier au mois de décembre 2012 au

cours de laquelle la ferme n’a pas encore utilisé le probiotique et du mois de février au

mois d’octobre 2013 au cours de laquelle la ferme a utilisé le probiotique.

I.4. Population d’étude :

La population étudiée a été représentée par les crevettes Penaeus monodon dans les

bassins de grossissement.

I.5. Echantillonnage :

I.5.1.Taille

Le calcul de la taille des échantillons étudiés a été fait à partir de la proportion

suivante:

n = t² X p (1- p) / e²

Avec:

- n : taille de l’échantillon attendu,

- t: niveau de confiance déduit du taux de confiance (traditionnellement 1,96 pour un

taux de confiance de 95%),

- p : proportion estimative des bassins présentant la caractéristique étudiée,

- e : marge d’erreur (fixée à 5%).

Application numérique :

n =?

t =1,96

p = 0,99 correspondant à 82 bassins sur 83.

e = 5% = 0,05

n = (1,96)² X 0,99 X (1- 0,99) / (0,05)² = 15

20

Calcul du pas de sondage

La raison r ou pas de sondages 5 a été obtenu par le rapport entre le nombre total des

bassins qui est égal à 83 et le nombre d’échantillon qui est égal à 5.

I.5.2.Mode d’échantillonnage

Il s’agit d’un échantillonnage probabiliste. Quinze bassins ont été pris dans le cadre

de cette étude. Par la raison r égal à 5, le numéro pris au hasard entre 1 et 5 est le

numéro 3. Le bassin correspondant au numéro 3 a été le premier échantillon. Le

deuxième échantillon a été le numéro 8 car il a été obtenu par l’addition du numéro

d’échantillon précédent avec la raison r et ainsi de suite jusqu’à l’obtention des 15

échantillons.

I.6. Mode de collecte de données :

Les données qui sont ici étudiées ont été disponibles, au sein de la Société dans

laquelle les études ont été menées sous forme de données non modifiables, ce qui a

occasionné une certaine difficulté de manipulation. Pour avoir des données faciles à

manipuler, elles ont été ensuite exportées vers Excel. A partir du document Excel, les

bassins qui ont répondu aux critères exigés ont été soutirés en supprimant les bassins et

les données inutiles. Les données concernant la branchie sale ont été enregistrées

quotidiennement tandis que le taux de survie des crevettes et la croissance ont été

enregistrés par semaine. Pour mieux exploiter les données, elles ont été classées par

mois. Les données qui ont fait l’objet de cette étude sont les données enregistrées de

façon journalière et hebdomadaire durant le cycle du bassin. Ces bassins ont été soutirés

par échantillonnage.

Expression des résultats:

Les données enregistrées de façon journalière ou hebdomadaire durant le cycle du

bassin

Branchie sale ou BS :

Lors des études, la branchie de crevette a été subdivisée en quatre catégories : A,

B, C et D. Les crevettes classées parmi la branchie de catégorie A et B ont été

21

considérées comme ayant des branchies normales. Celles qui ont une branchie de

catégorie C et D sont les crevettes ayant des branchies sales. Dans chaque bassin, les

pourcentages des crevettes classées dans chaque catégorie de branchie ont été

enregistrés tous les jours.

Un bassin a été en effet considéré comme ayant de la branchie sale quand

pendant sept jours successifs d’enregistrement, le pourcentage de branchie C cumulée

avec les crevettes de branchie D est supérieur ou égal à 10%. L’effectif des bassins

ayant de branchie sale a été enregistré mensuellement durant les trois premiers mois

d’élevage.

Le taux de survie :

Le taux de survie des crevettes a été estimé par semaine. Dans cette étude, le

taux de survie des crevettes a été divisé en deux catégories, à savoir le taux moyen de

survie sur une période de un mois et le taux hebdomadaire moyen mensuel. Le taux

moyen de survie sur une période de un mois a été calculé comme suit :

Taux moyen de survie� ��

Taux de survie hebdomadaire moyen� ∑�� 1 "#" �� 4%4

Le taux de survie en fin du mois a été obtenu à partir de la valeur inscrite après une

période de un mois.

La croissance :

Quelques échantillons des crevettes ont été pesés en grammes par semaine pour

connaître les gains de poids. La croissance moyenne mensuelle des crevettes a été

obtenue en faisant la moyenne des gains de poids obtenus dans une période de un mois.

Moyenne de croissance � �� & ' ��'� ��

Croissance hebdomadaire moyenne� ∑�' ��'� �� (#(' ��'� �� )%)

22

I.6.1.Consultation des documents

La société au sein de laquelle les études ont été menées dispose d’une base de

données permettant une analyse rétrospective de la population des crevettes. Les bassins

de grossissement ont été inclus dans cette étude. Les bassins de grossissement ayant de

cycle inférieur à trois mois ont été exclus de cette étude. Enfin, les bassins de pré-

grossissement n’ont pas été inclus dans cette étude.

I.6.2.Observation expérimentale

Les bassins de grossissement qui ont reçu le probiotique dès le début du cycle

jusqu’à la fin de celui-ci et ceux qui ont au moins un cycle pendant la période d’études

ont été inclus dans l’étude. Ce qui n’a pas été le cas des bassins qui n’ont pas respecté la

durée de l’étude et qui, de ce fait, ont été exclus de l’étude. Les bassins qui ont reçu

autre traitement en plus du probiotique ont été également exclus de l’étude. Et les

bassins de pré-grossissement n’ont pas été inclus dans l’étude.

Pour améliorer la conduite d’élevage, l’Aquaculture utilise deux gammes de

probiotique, à savoir l’EPICIN et le BEM’s.

� Probiotique EPICIN

L’EPICIN est composé des bactéries qui se trouvent en état de dormance, il

faudrait passer par une hydratation qui est une préparation avant son utilisation dans les

bassins d’élevage. L’hydratation permet d’activer les bactéries dans l’EPICIN.

L’EPICIN peut être appliqué directement dans les bassins ou cultiver dans un tank afin

que les bactéries puissent se multiplier avant leur application dans le bassin.

� Application directe

Etape 1: L’hydratation d’EPICIN

L’hydratation de l’EPICIN se fait une heure avant sa distribution dans le bassin.

Plusieurs étapes doivent être suivies avant son application :

23

- Traiter l’eau avec un pourcentage de chlore 50 parties pour mille. Cette étape est

obligatoire pour tuer les bactéries présentes dans l’eau.

- Puis laisser agir pendant une heure.

- Dé-chlorer pendant 72 heures avec une aération. En cas de présence de trace de

chlore, il faut utiliser du thiosulfate.

- Pour un bassin de un Ha de surface, il faut mettre 40g d’EPICIN dans 40 litres

d’eau dé-chlorée.

- Il faut s’assurer que les produits soient bien mélangés et remuer le mélange si

possible. Laisser le ensuite se reposer une heure, avant de l’appliquer dans le

bassin.

Etape 2: Distribution du probiotique

- La distribution du probiotique se fait le matin ou en fin de la matinée en même

temps que la distribution d’aliments. Et après, elle se fait toutes les 48heures.

� Culture et production du probiotique

Etape 1: Culture et production de probiotique

- Traiter l’eau avec un pourcentage de chlore 50 parties pour mille

- Laisser agir pendant une heure

- Dé-chlorer pendant 48 heures par le biais d’une aération et/ou ajouter du

thiosulfate.

- Mettre 150g d’EPICIN dans 150 litres d’eau dé-chlorée

- Ajouter:

• 1,5 kg de sucre,

• 15g d’Urée,

• un lait de farine constitué de 750g de farine et d’eau qui a été

préalablement bien mélangé.

- Laisser pousser le probiotique pendant 48 heures. Pendant ce temps, il faut que

l’aération soit en permanence et que les paramètres suivantes soient contrôlés à

chaque une heure : la salinité, l’oxygène et la température.

- Enfin, le probiotique est prêt à être distribué.

24

Etape 2: Distribution du probiotique

- La distribution se fait le matin ou en fin de la matinée en même temps que la

distribution d’aliments. Et après, elle se fait tous les deux jours.

- Distribuer 25 litres par ha par application

� Probiotique BEM’S

Il y a trois types de probiotique BEM’s:

- BEM Sol

-BEM Eau

-BEM Aliment

Tableau I : Types du probiotique et le temps de distribution.

Types du probiotique Distribution Dose

-BEM Sol

-Elle se fait au moment du

remplissage d’eau dans le

bassin et avant

l’ensemencement.

-15 litres par ha pour les pré-

grossissement,

-10 litres par ha pour les

grossissements.

-BEM Eau - Elle se fait cinq fois par

semaine lorsque les crevettes

sont dans le bassin.

Deux litres par ha pour les pré-

grossissement et un litre par ha

pour les grossissements.

-BEM Aliment -Elle se fait à chaque

distribution d’aliment.

200 mililitres pour 25 Kg

d’aliment

� Culture des bactéries

Les bactéries sont cultivées dans des tanks ou réacteurs dont les vannes se

trouvent en bas. La récolte se fait tous les quatre jours. Pour chaque tank, la vanne est

ouverte pour collecter 60% de son contenu mais lorsque le niveau de contenu collecté

est aux environs de 50%, une petite quantité est prise comme échantillon pour pouvoir

mesurer la température, le pH et compter les bactéries présentes. Sur le 40% du contenu

restant qui sert de souche mère pour la prochaine culture, 60 litres de mélasse y sont

ajoutés. Il faut aussi ajouter de l’eau distillée pour que le contenu atteigne de nouveau le

25

niveau 100%. Les nutriments pour les bactéries ne sont ajoutés que tous les 15 jours.

Les nutriments sont composés de 55g de VAB Dry Mix, de 55 millilitres de VAB

liquide, de 155g d’Yeast ou levure et de 55g de farine locale qui sont préalablement

mixés avec de l’eau de-chlorée.

� Activation

Avant la distribution du BEM Sol dans le bassin, l’activation se fait pendant 24

heures tandis que l’activation pour le BEM Eau se fait pendant 24 heures ou 48 heures

ou 72 heures selon la quantité distribuée dans le bassin (pour 2J ou pour 3J).

L’activation permet la culture des bactéries. Le BEM aliment seul est prêt à être utilisé

et ne nécessite pas une activation. L’activation et la culture se font en anaérobiose.

I.7. Variables étudiées :

Les variables étudiées sont:

-le poids des crevettes : regroupé en deux catégories selon leur poids et leur âge. Les

crevettes ayant une croissance faible sont celles qui ont un poids inférieur à 7g à l’âge

d’un mois, 14g à deux mois d’âge et 21g à l’âge de trois mois. Les crevettes qui ont le

poids supérieur ou égal à 7g à l’âge de un mois, 14g à l’âge de deux mois et 21g à l’âge

de trois mois sont considérées comme ayant une croissance normale.

-l’effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales : le nombre des

bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales a été calculé par mois durant

cette étude.

-la croissance des crevettes : c’est le gain de poids en gramme obtenu par les crevettes

par mois.

-le taux de survie : c’est le rapport entre le nombre de crevettes pendant le suivi sur le

nombre de crevette initiale multiplié par cent. La survie élevée marque la performance

d’un élevage. Dans cette étude, la survie a été considérée comme normale lorsqu’elle

atteint un taux supérieur à 80%, acceptable si compris entre 70% à 80% et mauvais si

inférieur à 70%.

26

I.8. Analyse des données :

I.8.1.Hypothèses

Hypothèse nulle ou H0 :

- il n’y a pas de différence entre le poids moyen des crevettes avant et après l’utilisation

du probiotique.

- les taux moyens de survie avant et après l’utilisation du probiotique sont identiques.

- la croissance moyenne avant l’utilisation du probiotiqueest similaire à celle constatée

après l’utilisation du probiotique.

- l’effectif des bassins ayant des branchies sales avant et après l’utilisation du

probiotique est le même.

Hypothèse alternative ou H1 :

- le poids moyen des crevettes avant l’utilisation du probiotique est différent de celui

observé après l’utilisation du probiotique.

- il existe une difference entre les taux moyens de survie avant et après l’utilisation du

probiotique.

- la croissance moyenne avant et après l’utilisation du probiotique est différente.

- l’effectif des bassins ayant des branchies sales avant l’utilisation du probiotique est

différent de l’effectif des bassins les ayant après l’utilisation du probiotique.

I.8.2.Tests statistiques utilisés

Le logiciel Epi info TM 7.1.4.0 et SPSS 22 ont été utilisés pour l’analyse des

données. Le test “t” de Student a été utilisé lors des comparaisons des moyennes des

paramètres et l’odds ratio pour comparer l’effectif des bassins ayant des branchies sales.

27

I.8.2.1.Test “t” de student

Le test t de Student est un test de comparaison de deux moyennes selon les

démarches suivantes:

1- Ranger les valeurs sous forme de tableau. Noter le nombre N1 de données de la

première série et le nombre N2 de données de la deuxième série

2- Calculer les moyennes et les écarts types de chacune des séries à partir des

formules suivantes:

Moyenne� ∑ *�+

Ecart type� ,∑�*�-��.��%²+-�

3- Calculer la variance totale

S2� �+₁01₁²%(�+₂01₂²%�+₁(+₂%-4

4- Calcul du t de Student

t� |��.��₁-��.��₂|�, 6

7₁( 67₂

5- Comparer le t calculé au t de la table, avec un degré de liberté ν=N1+N2-2

I.8.2.2. Odds ratio

Odds(R) = R/(1–R) n’est autre que le quotient entre la probabilité d’un événement et la

probabilité de non-survenue de cet événement. Et l’odds ratio ou rapport des cotes est le

rapport de l’odds de l’évènement dans le groupe traité divisé par l’odds de l’évènement

dans le groupe contrôle.

L’odds ratio est utilisé pour une comparaison des proportions ou des pourcentages. Il

permet de mesurer le risque ou l'effet et s’obtient par :

28

OR � :₁/�1 < :₁%:₀/�1 < :₀%!

I.8.3.Interprétation

Si la valeur de la p est inférieure à un seuil préalablement défini à 0,05,

l'hypothèse nulle est rejetée, et le résultat du test est déclaré statistiquement significatif.

Dans le cas contraire, si la valeur de la p est supérieure au seuil, l’hypothèse nulle n’est

pas rejetée. Et enfin, si la valeur de la p est inférieure à 0,05, il y a une différence

statistiquement significative entre un élevage avec et sans probiotique. Dans le cas

contraire, si la valeur de la p est supérieure à 0,05 la différence statistique n’est pas

significative ce qui veut dire que l’élevage avec ou sans probiotique demeure le même.

I.9. Considération éthiques :

Les données de la Société qui ont été utilisées pour cette étude ont été fermées

dans un lieu sûr afin de conserver leur confidentialité et surtout afin d’éviter l’utilisation

des dites données à d’autres fins pouvant nuire à la Société en question.

I.10. Limite de l’étude :

Biais d’information qui peuvent survenir lors de la saisie et classements des données.

29

II. RESULTATS

II.1. Poids des crevettes

Durant les trois premiers mois d’élevage, les poids des crevettes dans les 15 bassins

sont divisés en deux catégories selon leur âge et leur poids.

Tableau II: Effectif des bassins en fonction du poids des crevettes au premier mois

d'élevage

2012 2013

Poids Effectif(%) Effectif(%)

<7g 13(86,67) 13(86,67)

≥7g 2(13,33) 2(13,33)

TOTAL 15(100) 15(100)

Durant les années 2012et 2013 au premier mois d’élevage 86,67% de bassins ont des

crevettes de poids inférieur à 7g.

Tableau III: Effectif des bassins en fonction du poids des crevettes au deuxième

mois d'élevage

2012 2013


<14g 13(86,67) 15(100)

≥14g 2(13,33) 0(0,00)

TOTAL 15(100) 15(100)

Durant l’année 2012 au deuxième mois d’élevage 86,67% des bassins ont des crevettes

de poids inférieur à 14g, tandis qu’en 2013 durant la même période, 100% des bassins

ont des crevettes de poids inférieur à 14g.

30

Tableau IV: Effectif des bassins en fonction du poids des crevettes au troisième

mois d'élevage

2012 2013


<21g 13(86,67) 15(100)

≥21g 2(13,33) 0(0,00)

TOTAL 15(100) 15(100)

Durant l’année 2012 au troisième mois d’élevage 86,67% des bassins ont des crevettes

de poids inférieur à 21g, tandis qu’en 2013 durant la même période, 100% des bassins

ont des crevettes de poids inférieur à 21g.

31

La figure ci-après montre les moyennes des poids des crevettes élevées sans probiotique

(2012) et élevées avec du probiotique (2013) aux trois premiers mois d’élevage.

Figure 7: Moyenne des poids des crevettes

Interprétation :

Le poids moyen des crevettes au premier, au deuxième et au troisième mois

d’élevage en 2012 est respectivement 5,79±1,75, 11,11±2,38, 16,78±3,58 qui est

supérieur à celle de l’année 2013 qui est respectivement 4,39±2,01 au premier mois,

9,03±2,66 au deuxième mois et 14,07±3,20 au troisième mois d’élevage.

D’après l’analyse statistique, la valeur de la p observée au premier mois d’élevage

est égale à 0,04 qui est inférieure à la p théorique. L’hypothèse alternative est acceptée

32

et l’hypothèse nulle est rejetée, la différence entre les poids moyens des crevettes au

premier mois d’élevage est statistiquement significative.

La valeur de la p observée égale à 0,03. L’hypothèse alternative est acceptée, la

différence est statistiquement significative entre le poids moyen des crevettes élevées

avec du probiotique et celles élevées sans probiotique au deuxième mois d’élevage.

L’hypothèse nulle est rejetée.

D’après l’analyse statistique la p observée est de 0,04. L’hypothèse nulle est rejetée

et l’hypothèse alternative est acceptée, statistiquement, il y a de différence significative

entre le poids moyen des crevettes au troisième mois d’élevage.

Tableau V: Propositions pour augmenter le gain du poids

VARIABLES FAIBLESSE AMÉLIORATIONS

Poids moyen des crevettes Le poids moyen des

crevettes est en baisse

Statistiquement, l’utilisation du

probiotique diminue le poids

moyen des crevettes car p est

égale à 0,04. Il faut continuer

l’utilisation du probiotique :

-mais il est primordial de passer

l’élevage de crevettes par le

bassin de pré-grossissement

avant d’ensemencer dans le

bassin de grossissement.

-et utiliser des aliments de

bonne qualité pour satisfaire

tous les besoins des crevettes.

33

II.2. Taux de survie des crevettes

Les tableaux suivants montrent la situation du taux de survie des crevettes avant et

après l’utilisation du probiotique :

Tableau IIII: Effectif des bassins en fonction du taux de survie des crevettes

Taux de survie Effectif de bassins(%)

l’année 2012

Effectif de bassins(%)

l’année 2013

Normal 6(40,00) 10(66,67)

Acceptable 4(26,67) 2(13,33)

Mauvais 5(33,33) 3(20,00)

TOTAL 15(100) 15(100)

Durant l’année 2012, 40,00% des bassins ont des crevettes ayant un taux de survie

supérieur ou égal à 80%, tandis que pour l’année 2013, 66,67% des bassins ont des

crevettes ayant un taux de survie supérieur ou égal à 80%.

Les taux moyens de survie des crevettes par mois durant les trois premiers mois

d’élevage en 2012 et en 2013 sont illustrés par la figure ci-dessous :

34

Figure 8: Taux moyens de survie des crevettes

Interprétation :

Le taux moyen de survie des crevettes en 2012 au premier, au deuxième et au

troisième mois d’élevage est respectivement 93,20±2,56, 85,47±6,28, 76,17±9,82 contre

90,26±8,88 au premier mois, 85,27±7,89 au deuxième mois, 78,95±8,96 au troisième

mois pour l’année 2013.

La valeur de la p observée est égale à 0,23. L’hypothèse nulle est acceptée, il n’existe

pas une différence statistique significative entre le taux moyen de survie des crevettes

élevé avec du probiotique et celle élevée sans probiotique à l’âge de un mois.

35

D’après l’analyse statistique, la valeur de la p est égale à 0,93. L’hypothèse nulle est

acceptée, la différence entre les taux moyens de survie des crevettes pour les années

2012 et 2013 à l’âge de deux mois n’est pas significative.

La valeur de la p est égale à 0,42. L’hypothèse nulle est acceptée, la différence

statistique n’est pas significative entre le taux moyen de survie à l’âge de trois mois des

crevettes durant les années 2012 et 2013.

Les taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes durant les trois premiers mois

d’élevage en 2012 et en 2013 sont illustrés par la figure ci-dessous.

Figure 9: Taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes

36

Interprétation :

Le taux de survie hebdomadaire moyen au premier, deuxième et troisième mois

d’élevage en 2012 est respectivement 95,37±1,52, 88,70±4,71, 80,33±7,85 qui est

supérieur à celle de l’année 2013 sauf au troisième mois d’élevage.

La valeur de la p est égale à 0,14 au premier mois d’élevage. L’hypothèse nulle est

acceptée, il n’existe pas de différence statistique significative entre le taux de survie

hebdomadaire moyen des crevettes durant le premier mois d’élevage élevées avec ou

sans probiotique.

Durant le deuxième mois d’élevage, la valeur de la probabilité observée qui est de

0,55 est supérieur à 0,05 prouve que l’hypothèse nulle est acceptée. La différence est

statistiquement non significative entre le taux de survie hebdomadaire moyen des

crevettes en 2012 et en 2013.

La valeur de la p est égale à 0,89. L’hypothèse nulle est acceptée, la différence entre

le taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes durant troisième mois d’élevage en

2012 et en 2013 n’est pas statistiquement significative.

Tableau IVII: Propositions pour augmenter le taux de survie


Survie des crevettes Non satisfaisante

L’utilisation du probiotique n’a pas

augmenté le taux de survie des crevettes

vue que la valeur de p est égale à 0,89

mais il faut :

-continuer son utilisation en bien

respectant sa mode de préparation, la

mode et le temps de distribution ainsi

que la dose appliquée.

-maîtriser tous les paramètres : oxygène,

température, salinité,…

37

II.3. Croissance des crevettes

Les moyennes des croissances des crevettes à la fin du mois durant les trois premiers

mois d’élevage en 2012 et en 2013 sont illustrées par la figure suivante :

Figure 10: Moyennes des croissances des crevettes

Interprétation :

En 2012, la moyenne des croissances est de 3,73±0,74 au premier mois, 5,42±1,46 au

deuxième mois et 5,67±2,23 au troisième mois d’élevage. Et en 2013, la moyenne des

croissances au premier, au deuxième et au troisième mois d’élevage est respectivement

3,06±1,12, 4,48±1,02, 5,47±1,64.

38

L’hypothèse nulle est acceptée car la valeur de la p est égale à 0,06. Aucune différence

statistique significative entre la moyenne des croissances des crevettes à l’âge de un

mois n’est observée.

La valeur de la p est égale à 0,06. L’hypothèse nulle est acceptée, il n’existe pas une

différence statistique significative entre la moyenne des croissances des crevettes à l’âge

de deux mois.

Au troisième mois d’élevage, la valeur de p est égale à 0,78. L’hypothèse nulle est

acceptée, la différence entre la croissance moyenne des crevettes en 2012 et en 2013

n’est pas statistiquement significative.

La croissance hebdomadaire moyenne des crevettes durant les trois premiers mois

d’élevage en 2012 et en 2013 est illustrée par la figure ci-dessous.

Figure 11: Croissance hebdomadaire moyenne des crevettes

39

Interprétation :

La croissance hebdomadaire moyenne au premier, au deuxième et au troisième mois

d’élevage est respectivement 0,99±0,28, 1,25±0,27, 1,34±0,54 contre 0,99±0,33 au

premier mois, 1,05±0,24 au deuxième mois et 1,19±0,30 au troisième mois d’élevage

pour celle de l’anneé 2013.

L’hypothèse nulle est acceptée car la valeur de la p est égale à 0,97. Il n’existe pas

une différence statistiquement significative entre la croissance hebdomadaire moyenne

des crevettes avec ou sans probiotique durant le premier mois d’élevage.

La valeur de la p est égale à 0,06, la différence entre la croissance hebdomadaire

moyenne des crevettes durant le deuxième mois d’élevage que ce soit en 2012 ou en

2013 n’est pas statistiquement significative. L’hypothèse nulle est acceptée

L’hypothèse nulle est acceptée car la valeur de la p est égale à 0,34 durant le

troisième mois d’élevage. La différence n’est pas statistiquement significative entre la

croissance hebdomadaire moyenne pour les crevettes élevées avec ou sans probiotique.

Tableau VII : Propositions pour augmenter le gain de poids


Croissance des

crevettes

La croissance des

crevettes est

insuffisante

Avec ou sans probiotique utilisé en

élevage, le gain de poids des crevettes

n’a pas changé car la valeur de la p est

égale à 0,34 qui est supérieur à 0,05.

Pour que le probiotique soit efficace, il

faut prolonger le temps de son

utilisation et utiliser des aliments de

qualité qui répondent aux normes

exigées par les besoins des crevettes à

chaque stade de développement. En plus

bien maîtriser les facteurs physiques

comme la température, la salinité…

40

II.4. Effectif des bassins ayant des branchies sales

Durant les trois mois d’élevage, l’effectif de bassin ayant de branchie sale est à

relever afin de pouvoir le comparer.

Figure 12: Effectif des bassins ayant des branchies sales

En 2012, l’effectif des bassins ayant des branchies sales ne cesse d’augmenter surtout

au troisième mois d’élevage. Par contre en 2013, un seul bassin contenait des crevettes

ayant des branchies sales pendant le premier et le deuxième mois d’élevage. L’effectif

de bassin atteint de branchies sales est passé de un à deux au troisième mois.

0

2

4

6

8

10

12

1 2 3

2012

2013

41

Tableau VIX : Effectif des bassins ayant les crevettes qui ont chaque type des

branchies aux trois premiers mois d'élevage

Premier mois Deuxième mois Troisième mois

2012 2013 2012 2013 2012 2013

Effectif de bassins 15 15 15 15 15 15

Bassins ayant de

branchie sale 2 1 6 1 11 2

Bassin ayant de

branchie normale 13 14 9 14 4 13

Odd’s Ratio 0,46 0,11 0,06

p théorique 0,05 0,05 0,05

p observée 0,54 0,03 0

- Au premier mois d’élevage, la valeur de la p est égale à 0,54. L’hypothèse nulle est

acceptée. La différence entre l’effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des

branchies sales en 2012 et en 2013 n’est pas statistiquement significative

- La valeur de la p est égale à 0,03, la différence est statistiquement significative entre

l’effectif des bassins ayant des crevettes affectées des branchies sales à l’âge de deux

mois. L’hypothèse alternative est acceptée et l’hypothèse nulle est rejetée.

- La valeur de la p est égale à 0,00. L’hypothèse nulle est rejetée et l’hypothèse

alternative est acceptée. La différence entre un élevage avec et sans probiotique en ce

qui concerne les branchies sales est statistiquement significative au bout du troisième

mois d’élevage.

42

Tableau X: Propositions pour éradiquer les branchies sales


Branchie sale

La branchie sale ne

disparaît pas

complètement.

Le probiotique utilisé pendant l’étude a

été efficace vue que statistiquement la

diminution du nombre de bassins qui ont

des branchies sales est significative

(p=0,00). Mais pour éradiquer les

branchies sales, il faut :

-continuer l’utilisation du probiotique en

respectant la dose et le mode de

préparation ainsi que de distribution.

-observer l’état des branchies des

crevettes à chaque échantillonnage afin

de prendre des mesures de précaution à

temps.

-bien maîtriser la quantité et la qualité

d'aliment à distribuer pour avoir une

bonne croissance mais sans polluer le

bassin.

Intérêt économique de l’utilisation des probiotiques :

La prolifération des algues indésirables peut entraîner des branchies sales chez

les crevettes qui par conséquent entraînent une mauvaise croissance voir la mortalité des

crevettes. L’utilisation des probiotiques permet de diminuer nettement l’apparition des

branchies sales. Parallèlement à l’amélioration de la croissance des crevettes et à la

diminution de leurs mortalités, l’élevage présente un intérêt économique important. Le

temps d’élevage diminue car les crevettes atteignent des poids commercialisable à un

temps d’occupation des bassins est plus réduit qu’en absence de l’utilisation des

probiotiques. L’augmentation du taux de survie signifie une augmentation des

productions et une bonne rentabilité de l’élevage.

TROISIEME PARTIE : DISCUSSION

43

DISCUSSION

I. Poids moyen des crevettes :

Avant l’utilisation du probiotique, le poids moyen des crevettes est de

5,79±1,75g au premier mois. Il atteint presque le double de celui du premier mois à

l’âge de deux mois qui est de 11,11±2,38g. Au troisième mois, le poids moyen est

autour de 16,78±3,58g. Après l’utilisation du probiotique, le poids moyen des crevettes

est de 4,39±2,01g au premier mois. Il atteint presque aussi le double de celui du premier

mois à l’âge de deux mois qui est de 9,03±2,66g. Au troisième mois, le poids moyen est

autour de 14,07±3,20g. D’après ces résultats, les poids moyens des crevettes avant

l’utilisation du probiotique pendant les trois premiers mois sont toujours supérieurs à

ceux qui sont après son utilisation. Mais d’après [47], les poids moyens des crevettes

obtenues selon les deux modes d’élevage : avec de l’EPICIN et sans EPICIN sont

statistiquement identiques, comme si les crevettes sont élevées dans les mêmes

conditions d’élevage.

II. Taux de survie des crevettes:

En ce qui concerne le taux de survie des crevettes, il n’y a pas de grande

différence entre le taux moyen de survie des crevettes avant et après l’utilisation du

probiotique. Le taux moyen de survie pour les deux cas au premier mois est autour de

90% car elle est 93,20±2,56% avant l’utilisation du probiotique et 90,26±8,88% après

l’utilisation du probiotique. Elle diminue autour de 85% au deuxième mois dont

85,47±6,28% avant et 85,27±7,89% après son utilisation. A trois mois, le taux de survie

moyen pour les deux cas continue à diminuer. Elle est autour de 75% dont 76,17±9,82

% avant et 75,95±8,96% après son utilisation. Dans ces trois premiers mois d’élevage la

valeur de survie étudiée n’est qu’une valeur théorique et peut ne pas refléter la réalité

car sa valeur finale ne sera obtenue qu’après la pêche. Le taux de survie obtenu avant ou

après l’utilisation du probiotique n’est pas satisfaisant. Une étude menée par [48] sur

l’élevage de crevettes de trois mois intitulée : l’influence de la qualité d’eau sur la

croissance et le taux de survie de Penaeus monodon dans le bassin d’élevage a montré

que le taux de survie dans le bassin de grossissement est de 94%, qui sont relativement

élevés. La survie élevée témoigne un succès de l’élevage. Mais la survie finale dépend

44

de la qualité des PL produites en écloserie, la saison d’ensemencement des PL, de la

densité et l’état du fond de bassin. [49][47]. L’alimentation doive être aussi de qualité et

de quantité.

III. Croissance des crevettes :

La croissance est un paramètre très important dans le cycle d’élevage. Elle

permet d’évaluer la conduite d’élevage. Avant l’utilisation du probiotique, la croissance

moyenne est 3,73±0,74g au premier mois puis 5,42±1,46g au deuxième mois et

5,67±2,23g au troisième mois d’élevage. Après l’utilisation du probiotique, la

croissance moyenne est 3,06±1,12g au premier mois puis 4,48±1,02g au deuxième mois

et 5,47±1,64g au troisième mois d’élevage. Tous ces résultats montrent que l’écart de la

croissance des crevettes avant et après l’utilisation du probiotique est faible. La

croissance des crevettes dans l’aquaculture est faible, que ce soit avant ou après

l’utilisation du probiotique car elle devrait être de 0,26g à 0,31g par jour ce qui donne à

peu près une croissance moyenne et mensuelle de l’ordre de 7,28g à 8,68g [48]. Les

paramètres physico-chimiques des bassins sont dits idéals lorsque les cas de mortalité

sont faibles et que les croissances de Penaeus monodon sont favorables. La croissance

des crevettes dépend de la ration alimentaire. L’alimentation est une source de

nutriment pour assurer le maintien d’un bon fonctionnement de l’organisme. Les

crevettes les utilisent pour leur survie et leur croissance [6]. La croissance dépend aussi

des paramètres physico-chimiques du milieu ambiant. Les paramètres physico-

chimiques des bassins doivent être surveillés. Dans ce cas, avec une alimentation de

bonne qualité, le Penaeus monodon peut atteindre une croissance de plus de 2g par

semaine quand la température et la salinité de l’eau sont dans les conditions optimales.

Ainsi, l’alimentation, les paramètres physico-chimiques de l’eau sont des facteurs de

croissance importants [51] [6]. La salinité a un effet sur la survie des post larves de

pénéides [52] [6]. L’optimale doit être comprise entre 18 et 35 pour mille (‰) pour tous

les genres de Penaeus. Pour le Penaeus monodon qui est une espèce eurihyaline,

possède une large gamme de tolérance en salinité. Mais les fortes croissances

s’observent à des basses salinités avec des valeurs idéales comprises entre 10 et 20 pour

mille [53] [6]. La température favorable à la croissance de Penaeus monodon est

comprise entre 25 à 30°C. Leur croissance est quasi nulle à une température inférieure à

45

22°C. Il croit à une température de 24,5°C mais leur vitesse de croissance est deux fois

plus rapide si la température est de 28° C [48]. Le pH favorable à leur croissance est

compris entre 7 à 8,5. Un pH inférieur à 7 n’entraîne pas la mortalité des crevettes mais

le ralentissement de leur croissance. En général, les crevettes s’arrêtent de s’alimenter

quand le pH est trop élevé (> 9). De ce fait, il y a une augmentation de NH3 (qui est une

base) dans l’eau qui est une forme toxique pour les animaux aquatiques y compris les

crevettes. Dans le bassin, il doit être maintenu entre 7,5 et 8,5 [54] [6]. La

décomposition de la matière organique par les micro-organismes ou les substrats

contenus dans l’eau consomme de l’oxygène. Mais une valeur d’oxygène trop élevée

(>9 ppm) en fin de l’après-midi (phénomène d’eutrophisation) est à déconseiller car elle

peut engendrer une grosse chute de bloom d’algues pouvant donner une très basse

valeur le matin. Ce genre de situation a un impact sur le bien-être des animaux et sur

leur croissance. Elle peut même aboutir à une grosse perte due aux mortalités. La valeur

idéale en oxygène dissous dans l’eau d’élevage de Peneaus monodon est de l’ordre de

3,5 à 6 parties pour mille en début de la matinée. Quand la valeur d’oxygène est trop

basse, généralement inférieure à 3mg par litre, il faut arrêter la nourriture des crevettes

[51] [6].

IV. Effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales :

Avant l’utilisation du probiotique dans la ferme, 13,33% des bassins ont des

branchies sales au premier mois d’élevage. Ce taux augmente, il est respectivement de

33,33% pendant le deuxième mois et 73,33% pendant le troisième mois. Après

l’utilisation du probiotique : 6,66% des bassins ont des crevettes ayant des branchies

sales au premier mois d’élevage. Ce taux se stabilise pendant le deuxième mois. Il est à

13,33% de même qu’avant l’utilisation du probiotique au premier mois d’élevage au

troisième mois d’élevage. L’eau conditionne le succès d’un élevage de crevettes. Les

algues représentent la population phytoplanctonique du bassin. Ces algues sont les

diatomées, cyanophycées et les dinophycées. Ils doivent être en quantité suffisante et les

crevettes les utilisent comme une nourriture naturelle [6]. Mais la dominance de certains

types de ces algues peut colmater les branchies des crevettes, entraîner une mauvaise

croissance et pire la mortalité des crevettes [55] [6]. Par ces résultats, l’utilisation du

46

probiotique a un impact positif sur le taux de bassins ayant les branchies sales car son

utilisation a permis de les reduire plus de 60% de taux de branchie sale.

D’après les résultats, les poids moyens des crevettes avant l’utilisation du

probiotique pendant les trois premiers mois sont toujours supérieurs à ceux qui sont

après son utilisation. Ces résultats sont vérifiés par l’analyse statistique qui donne la

valeur de la probabilité théorique qui est inférieure à 0,05. L’hypothèse nulle est rejetée

et l’hypothèse alternative est acceptée. L’utilisation du probiotique diminue le poids

moyen des crevettes. En ce qui concerne le taux de survie des crevettes, celui qui sont

avant l’utilisation du probiotique est supérieur par rapport à l’année 2013 mais la

différence est minime. D’après l’analyse statistique la valeur de la probabilité théorique

est supérieure à 0,05, cette différence n’est pas significative. L’hypothèse nulle est

acceptée et l’hypothèse alternative est rejetée. L’utilisation du probiotique n’a pas

changé le taux de survie des crevettes, comme si les crevettes sont élevées dans la même

condition. Les résultats montrent aussi que l’écart entre la croissance des crevettes avant

et après l’utilisation du probiotique est faible. D’après l’analyse statistique la valeur de

la probabilité théorique est supérieure à 0,05, la différence n’est pas significative.

L’hypothèse nulle est acceptée et l’hypothèse alternative est rejetée. L’utilisation du

probiotique n’a pas changé la croissance des crevettes, comme si les crevettes sont

élevées dans la même condition. Comme l’utilisation du probiotique n’ont pas d’impact

sur la croissance ou le gain de poids des crevettes, le poids des crevettes diminue car :

- durant l’année 2013, le nombre de bassins qui ne passe pas par le pré-grossissement

est largement supérieur à celui de l’année 2012. Il existe deux modes d’ensemencement

des post larves. L’ensemencement dans le bassin de pré-grossissement : les PL venant

de l’écloserie sont ensemencées dans le bassin de pré-grossissement jusqu’à ce qu’elles

atteignent un poids moyen de 0,5g avant de les transférer dans le bassin de

grossissement. Tandis que l’ensemencement direct ne passe pas par le bassin de

grossissement. Les PL venant de l’écloserie sont ensemencées directement dans le

bassin de grossissement. Quand les juvéniles sont ensemencés en bassin de

grossissement, les augmentations de poids hebdomadaire sont moindres.

Le pré-grossissement c’est une étape de transition entre l’écloserie et la phase de

grossissement. Cette étape n’est pas obligatoire, les post larves peuvent être directement

47

ensemencés en bassin de grossissement. Toutefois, cette phase d’élevage présente

certains avantages lorsqu’elle est pratiquée :

-les post-larves en provenance d’une écloserie sont ensemencées dans un volume

où le contrôle de la survie pourra être fait d’une manière plus rigoureuse car le bassin de

pré-grossissement est de taille réduite,

-l’alimentation est mieux répartie,

-les bassins de grossissement seront ensemencés avec un nombre connu de

juvéniles d’une taille comprise entre 0,5 et 1,5g. A cette taille, la survie est bonne et le

suivi dans le bassin est plus facile.

-la gestion de la ferme est plus efficace car le temps d’occupation des bassins de

grossissement est réduit. Cela signifie une rotation plus rapide des bassins et donc des

rendements à l’hectare et par an qui sera supérieurs.

Par contre, en ce qui concerne l’effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des

branchies sales, l’analyse statistique donne une valeur de la probabilité théorique

inférieure à 0,05 qui signifie que la différence est significative. L’hypothèse nulle est

rejetée et l’hypothèse alternative est acceptée. L’utilisation du probiotique diminue le

taux de bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales. D’après ces résultats,

l’utilisation du probiotique seul n’est pas suffisante pour améliorer la croissance et la

survie des crevettes. La réussite de l’élevage de crevettes en matière de santé, croissance

et survie ne sont pas obtenue que lorsqu’ils vivent dans le confort. Plusieurs conditions

sont exigées pour avoir leur confort:

- L’alimentation doit être de bonne qualité et il faut s’assurer qu’elle soit bien

répartie dans le bassin. Cette répartition dépend de la topographie du bassin, de l’état du

fond du bassin, de la direction du vent dominant, de la température de l’eau, de la

turbidité de l’eau et du stade des mues. Pour rentabiliser son alimentation, l’aquaculteur

doit tenir compte de tous ces facteurs et adapter les répartitions des granulés en fonction

de ces facteurs. Plus les granulés sont bien répartis, plus les crevettes ont beaucoup de

chance à les retrouver et moins sont les risques de dégradation du fond par la

décomposition des restes des granulés. Quelleque soit la performance de l’aliment, pour

48

viser une bonne rentabilité de l’élevage, il faut bien maîtriser les techniques

d’alimentation en tenant compte des facteurs physico-chimiques de l’eau (Température ;

Salinité ; Oxygène), des facteurs biologiques (mue ; santé des crevettes) et de

l’estimation de la densité (population) dans le bassin pour utiliser les bons taux de

nutrition en fonction de la biomasse. La quantité d'aliments nécessaire pour avoir une

bonne croissance, sans polluer le bassin, est fonction de la densité et du poids des

crevettes, puis de la production naturelle du bassin, de la qualité de l'aliment et des

facteurs physiques comme la température, la salinité et l’oxygène.

- Les paramètres physico-chimiques doivent être bien maîtrisé.

- Comme par définition, les probiotiques sont des microorganismes vivants,

bactéries ou levures, qui, ingérés en quantité convenable, peuvent avoir des effets

bénéfiques sur la santé de l'hôte et sa croissance, son utilisation renforce l’efficacité de

l’alimentation. Ces trois points doivent être prises en considération pour améliorer la

santé ainsi que la croissance et la survie des crevettes. La bonne conduite de l’élevage

doit être respecté pour avoir une rentabilité.

Les probiotiques sont en général administrés comme un additif alimentaire. Ils

agissent en améliorant les équilibres de la flore intestinale. Une flore intestinale stable

est une aide pour l’hôte à résister aux invasions de pathogènes, particulièrement celles

qui se font par voie gastro-intestinale. Les probiotiques sont largement utilisés en

élevage mais leur utilisation en aquaculture reste encore une nouveauté. Cependant, un

usage croissant est fait pour lutter contre certains germes opportunistes, comme par

exemple le Vibrio harveyi luminescent, et dans certains cas cet usage réduit l’usage des

antibiotiques en écloserie de crevettes. La suppression de la prolifération de bactéries

pathogènes, comme les Vibrio spp, dans les écloseries de crevettes a pu être effective

par l’introduction ou inoculation de souches non pathogènes de souches ou d’espèces de

bactéries, qui sont autant de compétiteurs sur la ressource en métabolites. C’est une

procédure qui est prometteuse pour son efficacité et son faible coût, mais qui demande

encore à être affinée dans les concentrations et les volumes utilisés pour un contrôle

effectif des germes pathogènes. Des probiotiques efficaces et relativement bon marché

demandent également une recherche complémentaire pour une optimisation des souches

utilisées et l’évaluation économique des produits proposés.

49

Les cycles d'élevage sont de courte durée entre 3 et 6 mois. La croissance

s'effectue en bassins avec digues en terre dont les superficies vont de un à quelques

dizaines d'hectares. Malgré des dispositifs de filtration, le remplissage et le

renouvellement de l'eau des bassins conduisent toujours à l'introduction d'oeuf ou de

juvéniles d'espèces locales, qui coexistent avec les animaux élevés et peuvent introduire

des agents pathogènes ou servir d'hôtes réservoirs. D'autre part, quelles que soient les

précautions prises, il est pratiquement impossible de garantir qu'aucune crevette ne

s'échappera dans le milieu naturel. En grossissement, il existe de nombreux cas de

vibriose quand les conditions d'élevage se détériorent. Des microsporidies peuvent

aussi, dans certaines zones, être à l'origine d'une certaine mortalité.

50

CONCLUSION

Cette étude a été effectuée dans le but d’observer l’efficacité du probiotique sur

l’élevage de Penaeus monodon. Les variables étudiés sont le poids moyen, le taux de

survie, la croissance et les effectifs des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies

sales. Lors de cette étude, l’analyse statistique montre d’une part qu’ il n’y a pas de

différence significative de la croissance et du taux de survie des crevettes entre l’année

2012 où aucun probiotique n’a été utlisé et l’année 2013 où le probiotique a été utilisé.

D’autre part, l’utilisation du probiotique diminue les nombres des bassins qui ont des

crevettes ayant des branchies sales durant la période de son application.

Cette étude a permis de connaître l’éfficacité du probiotique dans l’élevage des

crevettes Penaeus monodon malgré la durée courte de la recherche. Après l’utilisation

du probiotique, il y a la diminution nette des nombres des bassins qui ont des crevettes

ayant des branchies sales. L’intérêt de cette recherche au niveau du pays surtout en voie

de développement comme Madagascar c’est que la connaissance de l’éfficacité du

probiotique est motivante pour le propriétaire, génératrice d’emploi et une source de

devises pour le pays.

Si l’efficacité de l’utilisation du probiotique dans l’élevage de crevette a été

demontré dans le cadre de cette étude, son usage dans d’autre filière aquacole n’a pas

encore été considéré. Ainsi, des recherches approfondies dans ce sens s’avèreraient

nécessaires.

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ANNEXES

Annexe I: Cycle de vie des crevettes

AnnexeII : Aspect des différents sous-stades nauplii

Annexe III : Aspect des différents sous-stades Zoé

Annexe IV : Aspect des différents sous-stades mysis

VELIRANO

“Eto anatrehan’i Zanahary, eto anoloan’ireo mpikambana ao amin’ny Holafitra

Nasionalin’ny Dokotera Veterinera Malagasy sy ireo mpampianatra ahy, mianiana aho

fa hitandro lalandava ary hitaiza ny haja amam-boninahitry ny Dokotera Veterinera sy

ny asa. Noho izany dia manome toky ary mianiana aho fa :

a. Hanatanteraka ny asako eo ambany fifehezan’ny fitsipika misy ary hanaja

ny rariny sy ny hitsiny ;

b. Tsy hivadi-belirano amin’ny lalàn’ny voninahitra, ny fahamendrehana, ny

fanajana ny rariny sy ny fitsipim-pitondran-tena eo am-panatanterahana ny

asa maha Dokotera Veterinera ;

c. Hanaja ireo nampianatra ahy, ny fitsipiky ny haikanto. Hampiseho ny

sitraka sy fankatelemana amin’izy ireo ka tsy hivaona amin’ny soa

nampianarin’izy ireo ahy ;

d. Hanaja ny ain’ny biby, hijoro ho toy ny andry iankinan’ny fiarovana ny

fahasalaman’izy ireo sy ho fanatsarana ny fiainany ary hikatsaka ny

fivoaran’ny fahasalaman’ny olombelona sy ny toe-piainany ;

e. Hitazona ho ahy samirery ny tsiambaratelon’ny asako ;

f. Hiasa ho an’ny fiarovana ny tontolo iainana sy hiezaka ho an’ny fisian’ny

fiainana mirindra ho an’ny zava-manan’aina rehetra ary hikatsaka ny

fanatanterahana ny fisian’ny rehetra ilaina eo amin’ny fiaraha-monina tsy

misy raoraon’ny olombelona sy ny biby ;

g. Hiezaka hahafehy ireo fahalalana vaovao sy haitao momba ny fitsaboana

biby ary hampita izany amin’ny hafa ao anatin’ny fitandroana ny

fifanakalozana amin’ny hairaha mifandray amin’izany mba hitondra

fivoarana ho azy ;

h. Na oviana na oviana aho tsy hampiasa ny fahalalako sy ny toerana misy ahy

hitondra ho amin’ny fahalovana sy hitarika fihetsika tsy mendrika.

Ho toavin’ny mpiara-belona amiko anie aho raha mahatanteraka ny velirano nataoko.

Ho rakotry ny henatra sy ho rabirabian’ny mpiray asa amiko kosa aho raha mivadika

amin’izany”

PERMIS D’IMPRIMER

LU ET APPROUVE

Le Directeur de Thèse

Signé : Professeur RAFATRO Herintsoa

VU ET PERMIS D’IMPRIMER

Le Doyen de la Faculté de Médecine d’Antananarivo,

Signé : Professeur ANDRIAMANARIVO Mamy Lalatiana

Name and first name : BEZINA Francisca

Thesis Title : APPLICATION OF A NEW METHOD IN AQUICULTURE

SEMIINTENSIF OF SHRIMP Penaeus monodon

Heading : AQUICULTURE

Number of pages : 50 Number of appendices : 4

Number of tables : 10 Number of references bibliographical : 55

ABSTRACT

Introduction : For several years, the aquiculture where this study was carried out is

victim of the proliferation of the undesirable algae which are at the origin of the

formation of the dirty gills thus inducing the reduction in the growth and the

unsatisfactory survival of shrimps.

Method : It is an investigation based on a evaluative study of type at the same time

retrospective and prospective with a 15 month duration. The period of study is divided

into two parts, the year 2012 during which the farm did not use the probiotic one yet to

compare with that of the 2013 during which this product was used to solve the problems

in the farm. A sample of 15 basins was selected.

Results : After 3 months of use in breeding, the probiotic one does not have an effect

on the growth and survival. On the other hand the probiotic one decreases the numbers

of the basins which have shrimps having dirty gills.

Conclusion : As the use of probiotic in three months decreased the number of basins

which have shrimps having dirty gills, an improvement of survival and the growth is to

be hoped after several cycles of breeding.

Words-keys: . Breedings, enlargement, Madagascar, Penaeus monodon, probiotics.

Director of thesis : Professor RAFATRO Herintsoa

Reporter of Thesis : Doctor RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules

Mbolatianarizao

Author's addres : [email protected]

Nom et Prénom : BEZINA Francisca

Titre de la Thèse : APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS

L’ELEVAGE SEMI-INTENSIF DE CREVETTE Penaeus

monodon

Rubrique : AQUACULTURE

Nombre de pages : 50 Nombre d'annexes : 4

Nombre de tableaux : 10 Nombre de référence bibliographique : 55

RESUME

Introduction : Depuis plusieurs années, l’aquaculture où cette étude a été réalisée est

victime de la prolifération des algues indésirables qui sont à l’origine de la formation

des branchies sales induisant ainsi la diminution de la croissance et la survie non

satisfaisante des crevettes .

Méthode : C’est une enquête basée sur une étude évaluative de type à la fois

rétrospective et prospective avec une durée de 15 mois. La période d’étude se divise en

deux parties, l’année 2012 au cours de laquelle la ferme n’a pas encore utilisé du

probiotique à comparer avec celle du 2013 pendant laquelle ce produit a été utilisé pour

résoudre les problèmes dans la ferme. Un échantillon de 15 bassins a été sélectionné.

Résultats : Après 3 mois d’utilisation en élevage, le probiotique n’a pas d’effet sur la

croissance et la survie. Par contre le probiotique diminue les nombres des bassins qui

ont des crevettes ayant des branchies sales.

Conclusion : Comme l’utilisation des probiotiques en trois mois a diminué le nombre

de bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales, une amélioration de la survie

et la croissance est à espérer après plusieurs cycles d’élevage.

Mots clés : bassin de grossissement, élevage, Madagascar, Penaeus monodon,

probiotiques.

Directeur de thèse : Professeur RAFATRO Herintsoa

Rapporteur de thèse : Docteur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules

Mbolatianarizao

Adresse de l'auteur : [email protected]

Documents

APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS …biblio.univ-antananarivo.mg/pdfs/bezinaFrancisca_VET_DOC_15.pdf · des crevettes en matière de branchie sale et augmente le taux de survie