This article was downloaded by: [Wageningen UR Library]On: 12 December 2013, At: 04:18Publisher: Taylor & FrancisInforma Ltd Registered in England and Wales Registered Number: 1072954 Registeredoffice: Mortimer House, 37-41 Mortimer Street, London W1T 3JH, UK

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Caractéristiques symbiotiques etgénotypiques des Rhizobia associésà Acacia saligna (Labili.) Wendl. dansquelques pépinières en AlgérieSaïd Amrani a , Noureddine Nazhat-Ezzaman a & Tej Bhatnagarb

a Laboratoire de biologie et de physiologie des organismes,Équipe de biologie du sol, Faculté des sciences biologiques ,Université des sciences et de la technologie HouariBoumediène , BP 32, El- Alia, Bab Ezzouar, 16111 , Alger ,Algérie E-mail:b Laboratoire de biotechnologie, Université de la Méditerranée,Faculté des sciences de Luminy , 163 avenue de Luminy, case901, F-13288 , Marseille Cedex 9 E-mail:Published online: 26 Apr 2013.

To cite this article: Saïd Amrani , Noureddine Nazhat-Ezzaman & Tej Bhatnagar (2009)Caractéristiques symbiotiques et génotypiques des Rhizobia associés à Acacia saligna (Labili.)Wendl. dans quelques pépinières en Algérie, Acta Botanica Gallica, 156:3, 501-513, DOI:10.1080/12538078.2009.10516174

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Acta Bot. Gallica, 156 (3), 501-513, 2009.

Caractéristiques symbiotiques et génotypiques des Rhizobia associés àAcacia saligna (Labill.) Wendl. dans quelques pépinières en Algérie

par Saïd Amrani(1), Noureddine Nazhat-Ezzaman(1) et Tej Bhatnagar(2)

(1) Laboratoire de biologie et de physiologie des organismes, Équipe de biologie du sol, Faculté dessciences biologiques, Université des sciences et de la technologie Houari Boumediène, BP 32, El-Alia, Bab Ezzouar, 16111 Alger, Algérie ; said_amrani@yahoo.com ; nour_ziha@yahoo.fr(2) Laboratoire de biotechnologie, Université de la Méditerranée, Faculté des sciences de Luminy,163 avenue de Luminy, case 901, F-13288 Marseille Cedex 9 ; tbhatnagar@club-internet.fr

Résumé.- Cette étude sur la nodulation et la fixation symbiotique d’azote chezde jeunes plants d’Acacia saligna au niveau de neuf pépinières du nord et dusud de l’Algérie nous a permis d’établir que l’espèce est généralement noduléeet fixatrice d’azote. Cependant, la nodulation et le pouvoir fixateur d’azote desplants provenant des pépinières du nord se sont révélés nettement supérieurs àceux provenant des pépinières du sud. La caractérisation symbiotique et géno-typique des souches associées nous a permis de montrer qu’Acacia saligna estnodulée par des souches du genre Bradyrhizobium dans les pépinières du nordet par des souches des genres Sinorhizobium et Rhizobium dans celles du sud.

Mots clés : Acacia saligna - nodulation - fixation d’azote - Rhizobia associés -pépinières.

Abstract.- This study on the nodulation and symbiotic nitrogen fixation byAcacia saligna in nine nurseries from North and South areas of Algeria indicatesthat Acacia saligna is mostly nodulated and fix nitrogen. Therefore, nodulationand nitrogen fixation potential were clearly superior for plants from northern nur-series than those from southern ones. Symbiotic and genotypic characteristicsof the associated strains indicate that Acacia saligna is nodulated by strains ofthe genus Bradyrhizobium in northern nurseries and by strains of the generaSinorhizobium and Rhizobium in the southern ones.

Key words : Acacia saligna - nodulation - nitrogen fixation - associatedRhizobia - nurseries.

arrivé le 4 juin 2008, accepté le 15 décembre 2008

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I. INTRODUCTION

La flore d’Algérie comporte une douzaine d’acacias introduits à partir de l’Australie(Maire, 1987). Certaines espèces, telles Acacia saligna, A. melanoxylon et A. longifolia,sont très utilisées en aménagement et produites à grande échelle par les pépinières dereboisement. Parmi ces espèces, Acacia saligna (Labill.) Wendl. (= A. cyanophylla Lindl.),un arbuste pouvant atteindre 5 à 6 m de haut et introduit depuis 1870 (Tiedeman &Johnson, 2004), est de loin la plus répandue et la plus largement produite en Algérie (El-Lakany, 1987). Ce succès résulte de la croissance rapide de l’espèce, de sa résistance à lasécheresse, à la salinité et à l’alcalinité (Dommergues et al., 1999).

Les qualités intrinsèques de l’espèce sont accrues car, comme la majorité des légumi-neuses, Acacia saligna est capable de contracter avec les bactéries du groupe des Rhizobiaune symbiose fixatrice d’azote (Dommergues et al., 1999 ; Sprent & Parsons, 2000). Cettepropriété lui permet de jouer un rôle d’espèce pionnière pour la colonisation des solspauvres ou dégradés et d’espèce pouvant améliorer, maintenir ou restaurer le niveau de fer-tilité azotée des sols (Dommergues et al., 1999 ; Van der Heijden et al., 2008). C’est pources raisons qu’Acacia saligna est utilisé massivement en Algérie pour des plantationsd’agrément, la protection des terres sujettes à l’érosion, la stabilisation des dunes, la luttecontre l’ensablement et la désertification, la restauration des zones dégradées… Ces mul-tiples utilisations présentent des avantages induits non négligeables, tels que l’utilisationdes feuilles comme fourrage et du bois en tant que combustible ou bois d’œuvre (El-Lakany, 1987 ; Tiedeman & Johnson, 2004).

Malgré l’importance d’A. saligna dans le monde, la prévalence de la symbiose chezcette espèce et la nature des souches de Rhizobia qui lui sont associées n’ont fait l’objetque de quelques études, plus ou moins ciblées, concernant l’Australie, pays d’origine del’espèce (Lange, 1961 ; Barnet et al., 1985 ; Marsudi et al., 1999) ou l’Afrique (Maroc,Tunisie, Libye, Égypte, Éthiopie…), où elle est répandue (Koreish et al., 1997 ; Khbaya etal., 1998 ; Nasr et al., 1999 ; Mohamed et al., 2000 ; Zerhari et al., 2000 ; Hatimi et al.,2001 ; Mansour et al., 2003 ; Wolde-Meskel et al., 2004). Les résultats de ces travaux indi-quent qu’Acacia saligna, à l’instar de nombreux autres acacias australiens, peut contracterune symbiose fixatrice d’azote avec un large panel de Rhizobia incluant les représentantsdes genres Bradyrhizobium, Sinorhizobium, Rhizobium et Mesorhizobium. L’espècesemble montrer cependant une préférence pour les Bradyrhizobium lorsque ceux-ci sontprésents dans le sol (Allen & Allen, 1981 ; Dreyfus & Dommergues, 1981 ; Barnet et al.,1985 ; Lafay & Burdon, 1998, 2001 ; Dommergues et al., 1999 ; Leary et al., 2006).

En Algérie, aucune étude sur la symbiose à Rhizobia chez Acacia saligna n’a étépubliée. Il est donc intéressant d’évaluer la prévalence de la symbiose chez celle-ci et depréciser la nature des Rhizobia qui lui sont associés. En effet, l’espèce ne se multipliantqu’en pépinière, il est important d’optimiser, à ce niveau, sa symbiose avec les Rhizobiaafin de profiter pleinement de son pouvoir fixateur d’azote sur les aires de plantation. Celapeut être assuré en recourant à l’inoculation, en pépinière, des jeunes plants par dessouches sélectionnées pour leurs performances symbiotiques.

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II. MATÉRIEL ET METHODES

A. Matériel végétalL’évaluation de la prévalence de la sym-

biose à Rhizobia chez Acacia saligna ainsique l’isolement des souches de Rhizobiaassociés ont été réalisés sur des plants âgés de22 semaines provenant de neuf pépinièressituées au nord et au sud du pays (Fig. 1). Cesplants ont été produits à partir d’un lot degraines recueillis à partir d’un même sujetd’Acacia saligna, au niveau de l’arboretumde Baïnem (Alger). La production des plantsa été réalisée durant la période de mars àjuillet 2005, dans des sachets en polyéthylène(15 x 25 cm) perforés, sur un mélange dedeux volumes de terre végétale - prélevée auniveau des pépinières ou aux abords decelles-ci- - et d’un volume de sable de rivièreprovenant de la région d’Alger (oued Isser) etpréalablement stérilisé par autoclavage à121 °C durant une heure trois fois successivesentrecoupées d’un séjour de 48 h à 25 °C(Chao & Alexander, 1984). Les plants sontplacés sous une toile ombrière occultant à50% sur des châssis situés à 1 m du sol etarrosés tous les trois jours.

Après 22 semaines de végétation, quinze plants pris aléatoirement parmi les soixanteproduits au niveau de chaque pépinière sont déterrés, leur biomasse nodulaire sèche et leuractivité réductrice d’acétylène mesurées comme décrit ultérieurement.

Les semences d’A. ehrenbergiana et A. tortilis subsp. raddiana nous ont été fournies parl’Institut national de la recherche forestière, arboretum de Baïnem, Alger. Elles ont ététriées et la classe la plus représentative a été retenue. Les graines ont été scarifiées par inci-sion à l’aide d’une lame pour lever la dormance tégumentaire.

B. Souches bactériennesL’isolement des souches de Rhizobia associées à Acacia saligna à partir des nodosités

racinaires a été réalisé sur milieu YEMA (Yeast Extract Mannitol Agar) selon les méthodespréconisées par le programme biologique international (Vincent, 1970). Il a été effectuépour chaque pépinière sur trois plants différents à partir d’un nodule représentatif du cor-tége nodulaire.

Nous avons inclus au niveau de l’étude génotypique des souches de référence desgenres et espèces de Rhizobia les plus communs, à savoir : Bradyrhizobium elkanii (USDA76), B. japonicum (USDA 110), Mesorhizobium ciceri (USDA 3383), M. loti (USDA3471), M. mediterraneum (USDA 3392), Rhizobium leguminosarum (USDA 2370), R. etli(USDA 2667), R. tropici (USDA 9030), Sinorhizobium meliloti (USDA 1002), S. fredii(USDA 205).

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Fig. 1.- Localisation géographique des neufpépinières retenues pour la production insitu des plants d’Acacia saligna.

Fig. 1.- Geographic location of the nine nur-series selected for in situ production ofAcacia saligna plants.

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C. Tests de nodulationLes tests de nodulation nécessaires à la détermination du spectre d’hôte des souches et

l’évaluation de leurs performances symbiotiques ont été réalisés par inoculation à des plan-tules axéniques obtenues au laboratoire dans des pots en plastique de 300 ml renfermant250 g d’un mélange de sable et de tourbe (2/1 ; v/v) stérilisé par autoclavage comme décritprécédemment.

La surface des graines est stérilisée par immersion durant 5 min dans de l’hypochloritede calcium à 5,25%. Les graines sont rincées avec de l’eau distillée stérile et mises à ger-mer en étuve réglée à 25 °C en boîtes de Petri sur un mélange agar/eau (0,75% ; p/v) puistransférées, une fois que la radicule a pointé, en pots sur mélange sable/tourbe porté à 80%de sa capacité de rétention en eau à l’aide d’eau distillée stérile. Après émergence des plan-tules, les pots sont inoculés par 3 ml d’une culture bactérienne obtenue en milieu TY(Tryptone Yeast Extract), renfermant 107 à 108 cellules/ml et placés à 25 °C en chambrede culture réglée à une photopériode de 16 heures de jour et de 8 heures de nuit. Les pertesen eau résultant de l’évaporation et de l’évapotranspiration sont déterminées toutes les48 heures par pesée des pots et compensées par l’addition d’une quantité équivalente d’eaudistillée stérile.

Douze semaines après inoculation, les plantules sont déterrées et leur système racinaireest lavé à l’eau du robinet et rincé avec de l’eau distillée stérile. Les nodules des plantsd’un même pot sont excisés et leur pouvoir fixateur d’azote est déterminé par la mesure deleur ARA (activité réductrice de l’acétylène (C2H2) en éthylène (C2H4)) selon la méthodepréconisée par Grove et Malajczuk (1987). Les nodules sont alors mis à sécher à 65 °Cpendant 96 heures et leur poids sec est déterminé.

D. Caractéristiques génotypiques des souchesLa caractérisation génotypique des souches a été réalisée par PCR-RFLP du gène de

l’ARN 16S après amplification spécifique de celui-ci par PCR (réaction de polymérase enchaîne). Ce test de polymorphisme de longueur de fragments de restriction (RFLP) reposesur la comparaison des profils de coupure d’un segment d’ADN des souches à étudier pardes enzymes de restriction. Cette technique largement utilisée pour l’étude de la diversitéet de la classification des Rhizobia fournit principalement des profils spécifiques (Laguerreet al., 1994).

L’ADN total des souches a été isolé à partir d’aliquotes de 1,5 ml de cultures menées enmilieu TY à l’aide de kits d’extraction-purification d’ADN (SpinCleanTM Genomic DNAPurification Kit - Mbiotech - Corée du Sud). La paire d’amorces spécifiques utilisées pourl’amplification du gène de l’ARN 16S sont : fD1 (5′ AGAGTTTGATCCTGGCTCAG 3’)et rD1 (5′ AAGGAGGTGATCCAGCC 3′) (Weisburg et al., 1991) fournies par MWGBiotech (Allemagne). La PCR du gène de l’ARN 16S (ADNr 16S) a été réalisée selon lemême protocole que celui utilisé par Ben Romdhane et al. (2006). Les produits d’amplifi-cation ont été soumis à la digestion par quatre enzymes de restriction (AluI, HhaI, HinfI etMspI) (Promega, États-Unis) appliquées séparément sur des aliquotes différentes, de 10 µlchacune. Les fragments de restriction obtenus ont été séparés par électrophorèse horizon-tale sur gel d’agarose (2,5% ; p/v) en présence de tampon Tris borate EDTA (TBE) à pH8,0 sous une tension de 80 volts pendant trois heures.

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III. RÉSULTATS ET DISCUSSION

A. Prévalence de la symbiose et de la fixation d’azote en pépinièreLes plants d’Acacia saligna se sont révélés capables de former une symbiose fixatrice

d’azote au niveau des neuf pépinières retenues. Sur les 135 plants examinés pour l’en-semble des pépinières, 132, soit près de 98%, sont nodulés et efficients. La proportion deplants nodulés et de plants efficients est similaire pour toutes les pépinières si l’on excep-te les cas particuliers de la pépinière de Djelfa, pour laquelle nous avons rencontré deuxplants non nodulés, et de celui de la pépinière de Tamanrasset, pour laquelle nous avonsrencontré un plant nodulé mais non efficient.

Les sols utilisés comme substrat pour la production de ces plants renferment donc uneflore rhizobienne suffisamment représentée et diversifiée pour noduler Acacia saligna demanière homogène et efficiente. Dans le cas d’une espèce introduite, cette prévalence éle-vée de la symbiose à Rhizobia indique qu’Acacia saligna peut recruter facilement, parmile pool de Rhizobia indigènes, des souches compatibles pour établir la symbiose (WoldeMeskel et al., 2004 ; Leary et al., 2006). Cette propriété permet à Acacia saligna de for-mer une symbiose et de fixer l’azote sur un grand nombre de sols, y compris en dehors deson aire d’origine (Bala et al., 2003 ; Leary et al., 2006 ; Thrall et al., 2007), ce qui luiconfère un avantage adaptatif (Theoharides & Dukes, 2007).

Cependant, la biomasse nodulaire et le niveau d’efficience des plants d’Acacia salignase sont montrés très variables en fonction de la localisation géographique des pépinièresretenues (Fig. 2). La biomasse nodulaire moyenne des plants provenant des pépinières dunord est de 210 mg/plante contre seulement 34 mg/plante pour les pépinières du sud. Il enest de même pour l’ARA qui s’est révélée nettement plus importante pour les plants despépinières du nord avec une moyenne de 3,12 µM C2H4/heure/plante contre seulement0,12 µM C2H4/heure/plante pour celles du sud, ce qui indique qu’Acacia saligna noduleet fixe l’azote plus intensément dans les pépinières du nord du pays. Le pool rhizobien dessols utilisés comme substrat, les propriétés de ces derniers ou encore les conditions clima-tiques prévalant au niveau des pépinières, en particulier la température, semblent plus pro-pices à l’établissement de la symbiose et à la fixation d’azote chez A. saligna au nord dupays (Zahran, 1999 ; Graham, 2007).

B. Caractéristiques symbiotiques des souches de Rhizobia associées à Acacia saligna

Nous avons extrait les souches de Rhizobia associées aux trois plants les plus efficientsau niveau de chaque pépinière et obtenus 27 souches. La réinoculation de celles ci, enconditions axéniques, à des plantules d’Acacia saligna et de deux autres acacias (A. ehren-bergiana et A. tortilis subsp. raddiana) nous a permis de les subdiviser en deux groupes(Tableau I). Le premier groupe (groupe I) est constitué de douze souches nodulant exclu-sivement A. saligna, le second groupe (groupe II) est constitué, quant à lui, de quinzesouches qui sont capables d’induire la nodulation aussi bien chez A. saligna que chez lesdeux espèces d’acacias indigènes (A. ehrenbergiana et A. tortilis subsp. raddiana).

Acacia saligna apparaît moins exigeant dans le choix de son partenaire symbiotique queles deux acacias indigènes puisqu’il est nodulé par un plus grand nombre de souches. Cettepropriété, partagée par la majorité des acacias australiens, à été établie très tôt par Dreyfus& Dommergues (1981) et confirmée par la suite par de nombreux travaux passés en revuepar Leary et al. (2006).

En fonction de l’origine géographique des souches, nous avons remarqué que le grou-pe I est représenté dans les pépinières du nord du pays tandis que le groupe II est repré-

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Fig. 2.- Poids sec des nodules exprimé en mg/plante (A) et activité réductrice de l’acétylè-ne (ARA) exprimée en µM de C2H4/heure/plante (B) de plants d’Acacia saligna âgés de22 semaines au niveau des neuf pépinières ciblées. Les moyennes ont été établies surquinze plants par pépinière et surmontées de leur déviation standard. Les valeurs enca-drées représentent les moyennes calculées pour les pépinières du nord et celles du sud(*- Djelfa : moyenne du poids sec nodulaire des treize plants nodulés. **- Tamanrasset :moyenne de l’ARA des quatorze plants efficients).

Fig. 2.- Nodule dry weight in mg/plant (A) and acetylene reduction activity (ARA) expressedin µM of C2H4/hour/plante (B) of 22 weeks old plants of Acacia saligna within the nine tar-geted nurseries. Framed values represent the means calculated for the Northern andSouthern nurseries (*- Djelfa: mean of the nodule dry weight for the thirteen nodulatedplants. **- Tamanrasset: mean of the ARA for the fourteen efficient plants).

Tableau I.- Répartition des 27 souches de Rhizobia associées aux plants d’Acacia salignaau niveau des différentes pépinières en fonction de leur pouvoir nodulant, au laboratoire,vis-à-vis d’A. saligna et de deux acacias indigènes (A. ehrenbergiana et A. tortilis subsp.raddiana).

Table I.- Distribution of the 27 Rhizobia strains associated to Acacia saligna plants within thedifferent nurseries on the basis of their nodulating behaviour versus A. saligna and twoindigenous acacia species (A. ehrenbergiana and A. tortilis subsp. raddiana).

Groupe symbiotique Nombre de souches Souches Spectre d’hôte

I 12 Alger 1, Alger 2, Alger 3, Béjaïa 1, Béjaïa 2, A. saligna

Béjaïa 3, El Kala 1, El Kala 2, El Kala 3,Tlemcen 1, Tlemcen 2, Tlemcen 3

II 15 Adrar 1, Adrar 2, Adrar 3, Béchar 1, Béchar 2, A. saligna

Béchar 3, Djanet 1, Djanet 2 Djanet 3, Djelfa 1, A ehrenbergiana

Djelfa 2, Djelfa 3, Tamanrasset 1, Tamanrasset 2, A. tortilis subsp. raddiana

Tamanrasset 3

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senté dans les pépinières du sud du pays, ce qui indique que la nodulation d’Acacia sali-gna est assurée par des populations de Rhizobia différentes au niveau de ces deux régions.

La biomasse nodulaire et le niveau d’efficience des plants d’Acacia saligna sont nette-ment supérieurs pour les plants nodulés par les souches du groupe I que pour ceux nodu-lés par les souches du groupe II (Fig. 3). Les souches du groupe I apparaissent, de ce fait,plus compétentes vis-à-vis d’A. saligna que celles du groupe II. Par conséquent, les diffé-rences observées précédemment pour les plants produits en pépinière seraient dues au poolrhizobien des sols utilisés pour la production de plants plutôt qu’à la composition de cesderniers ou les conditions climatiques régionales. Les sols des pépinières du nord du paysrenfermeraient une microflore rhizobienne incluant des souches très compétentes avec A.saligna. Ces dernières seraient absentes, trop faiblement représentées ou peu compétitivesdans les sols des pépinières du sud et les plants d’A. saligna s’associent dans ce cas avecdes souches moins compétentes comme l’indique la réduction de la biomasse nodulaire etde l’ARA des plants lorsqu’ils sont inoculées, au laboratoire, par les souches du groupe II.

Les taux de nodulation et les niveaux d’activité nitrogénasique enregistrés pour lessouches du groupe II se sont révélés, par ailleurs, nettement plus faibles avec les deuxespèces indigènes (A. ehrenbergiana et A. tortilis subsp. raddiana). Cette infériorité desperformances symbiotiques des souches du groupe II avec A. ehrenbergiana et A. tortilissubsp. raddiana peut résulter des caractéristiques intrinsèques de ces deux espèces d’aca-

Fig. 3.- Poids sec des nodules exprimé en mg/plante (A) et activité réductrice de l’acétylè-ne (ARA) exprimée en nM de C2H4/heure/plante (B) des plants d’Acacia saligna inocu-lées, au laboratoire, par les souches isolées à partir des plants d’A. saligna provenant desneuf pépinières. Les résultats représentent les moyennes obtenues pour les trois souchesde même provenance et sont surmontées de leur déviation standard.

Fig. 3.- Nodule dry weight expressed in mg/plant (A) and acetylene reduction activity (ARA)expressed in nM C2H4/hour/plant (B) of Acacia saligna plants inoculated, in laboratory, bythe strains isolated from A. saligna plants from the nine nurseries. Results represent themeans calculated for the three strains of same and are surrounded by their standarddeviation.

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cias et/ou de la compétence des souches de Rhizobia du groupe II. Les acacias africains,contrairement aux acacias australiens, sont considérés comme des espèces à faible pouvoirfixateur d’azote (Ganry & Dommergues, 1995 ; Sutherland et al., 2000). D’autre part, lessouches du groupe II ayant été sélectionnées par des plants d’Acacia saligna, on ne peutpas exclure qu’elles puissent être faiblement compétentes vis-à-vis d’A. ehrenbergiana etd’A. tortilis subsp. raddiana (Handley et al., 1998 ; Ferro et al., 2000 ; Rodriguez Navarroet al., 2000).

Nos résultats sont en accord avec les données de la littérature qui considère que les aca-cias australiens présentent par rapport à certains acacias africains l’avantage d’être moinsexigeants pour les Rhizobia avec lesquels ils peuvent former des symbioses mais égale-ment celui d’être plus efficients (Roughley, 1987 ; Ganry & Dommergues, 1995 ;Dommergues et al., 1999 ; Brockwell et al., 2005). Ces propriétés des acacias australiensseraient en partie à l’origine de leur capacité remarquable de colonisation du milieu (DeFaria et al., 1989, Brockwell et al., 2005).

C. Caractéristiques génotypiques des souches de Rhizobia associées à Acacia saligna

Le gène de l’ARN 16Sdes 38 souches soumisesà l’analyse a pu êtreamplifié avec les deuxamorces spécifiques utili-sées. L’électrophorèsesur gel d’agarose à 1,5%des produits d’amplifica-tion (Fig. 4) a montrépour toutes les souchesune bande unique d’envi-ron 1500 pb (paires debases), ce qui correspondbien à la taille du gène del’ARN 16S chez lesRhizobiaceae (Laguerre et al., 1994).

Le produit d’amplification de chaque souche a été soumis à la digestion par quatreendonucléases et les fragments obtenus ont été séparés par électrophorèse, en vérifiant quela somme des tailles des fragments de restriction est égale ou légèrement inférieure à celledu produit d’amplification, soit environ 1500 pb (Fig. 5).

Les enzymes de restriction utilisées (AluI, HhaI, Hinf1, MspI) ont permis de montrerque les vingt sept souches associées à Acacia saligna se répartissent en trois profils de res-triction ou génotypes différents : AAAB, CCBF et CDDF (Tableau II).

Le génotype AAAB correspond aux douze souches du groupe I, c’est-à-dire les souchesassociées à A. saligna dans les pépinières du nord du pays. Les génotypes CCBF et CDDFcorrespondent, quant à eux, aux quinze souches associées à A. saligna au niveau des pépi-nières du sud du pays.

Les douze souches présentant le génotype AAAB (Alger 1, Alger 2, Alger 3, Béjaïa 1,Béjaïa 2, Béjaïa 3, El Kala 1, El Kala 2, El Kala 3, Tlemcen 1, Tlemcen 2, Tlemcen 3) sontproches de Bradyrhizobium japonicum qui présente le même profil de restriction. Demême, les douze souches présentant le génotype CCBF (Adrar 1, Adrar 2, Adrar 3, Béchar1, Béchar 2, Béchar 3, Djelfa 1, Djelfa 2, Djelfa 3, Tamanrasset 1, Tamanrasset 2,

Fig. 4.- Electrophorégramme des produits d’amplification del’ADNr 16S de quelques souches de Rhizobia associées àAcacia saligna. La ligne M représente le marqueur de poidsmoléculaire (1 kb Ladder, Promega).

Fig. 4.- Electrophoregramm of 16S rDNA amplification productsof some Rhizobia strains associated to Acacia saligna. LaneM represents the molecular weight marker (1 kb Ladder,Promega).

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Fig. 5.- Profils de restriction de l’ADNr 16S de quelques souches de Rhizobia associées àAcacia saligna après digestion par l’endonucléase de restriction HhaI. Les lignes M repré-sentent le marqueur de poids moléculaire (100 bp Ladder, Pharmacia), les lignes B. japo-nicum, S. meliloti et R. tropici représentent respectivement les profils de restriction dessouches de référence de Bradyrhizobium japonicum USDA 110, Sinorhizobium melilotiUSDA 1002 et Rhizobium tropici USDA 9030.

Fig. 5.- Restriction patterns of the 16S rDNA of some Rhizobia strains associated to Acaciasaligna after digestion with restriction endonuclease HhaI. Lanes M represent the mole-cular weight marker (100 bp Ladder, Pharmacia), lanes B. japonicum, S. meliloti and R.tropici represent respectively the restriction patterns of the reference strains ofBradyrhizobium japonicum USDA 110, Sinorhizobium meliloti USDA 1002 and Rhizobiumtropici USDA 9030.

Tamanrasset 3) sont apparentées à Sinorhizobium meliloti avec laquelle elles partagent lemême profil de restriction.

Les trois souches présentant le génotype CDDF (Djanet 1, Djanet 2 et Djanet 3) sontaffiliées, pour leur part, à Rhizobium tropici qui présente un profil de restriction similaire.Ces trois espèces de Rhizobia ont été déjà isolées à partir de nodules d’A. saligna prove-nant de différentes localités en Australie par Marsudi et al. (1999).

Il apparaît ainsi clairement qu’Acacia saligna est bien nodulé par des Rhizobia diffé-rents dans les pépinières du nord et du sud du pays. Dans les pépinières du nord, l’espèces’associe avec des Bradyrhizobium tandis qu’au sud elle est s’associe avec desSinorhizobium et plus rarement avec des Rhizobium. Les différences observées entre lesperformances symbiotiques des plants d’A. saligna au niveau des pépinières de ces deuxzones géographiques résulteraient donc, en partie du moins, de la nature des souches asso-ciées. Les Bradyrhizobium, qui semblent prédominants ou plus compétitifs au niveau despépinières du nord, étant plus compétents vis-à-vis d’A. saligna que les autres Rhizobia(Odee et al., 1998 ; Dommergues et al., 1999 ; Hatimi et al., 2001 ; Mansour et al., 2003 ;

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Tableau II.- Caractéristiques génotypiques (PCR-RFLP du gène de l’ARN 16S) des 27souches de Rhizobia associées à Acacia saligna. Les souches présentant le même pro-fil de restriction pour l’ADNr 16S ont été regroupées sur la même ligne du tableau.

Table II.- Genotypic characteristics (PCR-RFLP of 16S rDNA) of the 27 Rhizobia strainsassociated to Acacia saligna. The strains showing the same 16S rDNA restriction patternshave been put on the same line of the table.

Alger 1, Alger 2, Alger 3Béjaïa 1, Béjaïa 2, Béjaïa 3 I 12 a a a b AAAB Bradyrhizobium sp.El Kala 1, El Kala 2, El Kala 3Tlemcen 1, Tlemcen 2, Tlemcen 3

Adrar 1, Adrar 2, Adrar 3Béchar 1, Béchar 2, Béchar 3 II 12 c c b f CCBF Sinorhizobium sp.Djelfa 1, Djelfa 2, Djelfa 3Tamanrasset 1, Tam. 2, Tam. 3

Djanet 1, Djanet 2, Djanet 3 II 3 c d d f CDDF Rhizobium sp.

Bradyrhizobium elkanii (USDA 76) - 1 a a a a AAAA -Bradyrhizobium japonicum (USDA 110) - 1 a a a b AAAB -Mesorhizobium ciceri (USDA 3383) - 1 b b b c BBBC -Mesorhizobium loti (USDA 3471) - 1 b b c c BBCC -Mesorhizobium mediterraneum (USDA 3392) - 1 b c b d BCBD -Rhizobium leguminosarum (USDA 2370) - 1 c c d e CCDE -Rhizobium etli (USDA 2667) - 1 c b e e CBEE -Rhizobium tropici (USDA 9030), - 1 c d d f CDDF -Sinorhizobium meliloti (USDA 1002) - 1 c c b f CCBF -Sinorhizobium fredii (USDA 205) - 1 d c b g DCBG -

Nombre de génotypes - - 4 4 5 7 10 -

Profil de restriction Affiliation en de l’ADNr 16S après fonction du profil

digestion par : de restriction de Souches l’ADNr 16S

Gén

otyp

e

Gro

upe

sym

biot

ique

Nom

bre

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ouch

es

Alu

I

HhaI

Hin

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Msp

I

Räsänen & Lindstrom, 2003), ils nodulent mieux les plants de l’espèce et leur confèrent unpouvoir fixateur d’azote plus élevé.

Dans les sols des pépinières du sud, la population de Bradyrhizobium est vraisembla-blement absente, réduite ou peu compétitive et A. saligna nodule alors avec la populationrhizobienne la plus représentée et/ou la plus compétitive, des Sinorhizobium dans la majo-rité des cas et des Rhizobium dans le cas de la pépinière de Djanet. L’absence, la faiblereprésentation ou compétitivité des Bradyrhizobium dans les sols des pépinières du sudpeuvent s’expliquer par une inadaptation de celles-ci à la dessiccation, les températuresélevées et la salinité qui affectent les sols du sud (Zahran, 1999 ; Graham, 2007), hypo-thèse confortée par le fait que les souches du genre Bradyrhizobium sont plus affectées quecelles des genres Sinorhizobium et Rhizobium par les températures élevées, la salinité(NaCl) et la dessiccation (Jordan, 1984 ; Koreish et al., 1997 ; Zahran, 1999 ; Poole et al.,2007).

Des disparités régionales de la nature des Rhizobia nodulant les acacias ou d’autreslégumineuses ont été rapportées par de nombreux auteurs qui attribuent celles ci à la sélec-tion par les plantes hôtes et les facteurs du milieu de microflores rhizobiennes spécifiques

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à une région et à un couvert végétal donnés (Lafay & Burdon, 2001 ; Liu et al., 2005 ; Guet al., 2007). Dans le cas des acacias, Barnet et Catt (1991) ont montré que les Rhizobiaassociés aux acacias australiens en Nouvelle Galles du Sud sont représentés par desRhizobium dans les zones arides et par des Bradyrhizobium en forêt pluviale et dans lazone chaude littorale.

Nos conclusions sont confortées par le fait que les plants d’Acacia saligna sont nodu-lés par le même genre de Rhizobia au niveau d’une même pépinière. Cette homogénéitéindique que les sols utilisés pour la production de plants d’A. saligna comportent bien unepopulation rhizobienne dominante et/ou très compétitive qui assure de manière exclusivel’infection des plants de l’espèce (Toro, 1996 ; Velasquez et al., 1999 ; Sarr & Lesueur,2007).

IV. CONCLUSION

Il ressort de cette étude qu’Acacia saligna est nodulé et fixatrice d’azote dans les neufpépinières retenues. Cette espèce, introduite dans un passé relativement récent, recrutedonc à partir de la microflore rhizobienne autochtone des souches de Rhizobia compé-tentes avec laquelle elle forme des symbioses fixatrices d’azote.

La nodulation d’A. saligna est assurée par des souches apparentées au genreBradyrhizobium au niveau des pépinières du nord du pays et par des souches apparentéesaux genres Sinorhizobium et Rhizobium au niveau des pépinières du sud du pays. Cette dif-férence de la nature des Rhizobia associés à A. saligna au nord et au sud serait à l’originede la nette supériorité de la biomasse nodulaire et de l’activité réductrice de l’acétylène desplants provenant des pépinières du nord du pays. En effet, les souches apparentées au genreBradyrhizobium se sont révélées, au laboratoire, nettement plus efficientes avec Acaciasaligna que les souches des genres Sinorhizobium et Rhizobium, ce qui indique que lesBradyrhizobium des sols d’Algérie, à l’instar de ceux d’autres régions du monde, sont pluscompétents vis-à-vis d’Acacia saligna que les autres composantes de la microflore rhizo-bienne.

Sur le plan pratique, la nodulation et l’efficience réduites des plants d’Acacia salignaproduits au niveau des pépinières du sud du pays indiquent qu’il serait intéressant derecourir à l’inoculation, au niveau de ces pépinières, des graines ou des plantules de l’es-pèce par des souches de Rhizobia performantes pour produire des plants mieux nodulés etplus efficients.

Nous comptons étendre nos investigations à un plus grand nombre de pépinières et àd’autres espèces de légumineuses ligneuses exotiques produites en grand nombre dans lespépinières d’Algérie (Acacia melanoxylon, A. longifolia, Leucaena leucocephala, Prosopisjuliflora, Albizzia julibrissin…) pour évaluer le potentiel fixateur d’azote et connaître lesRhizobia de ces espèces qui sont, aujourd’hui, une composante importante de la floreligneuse du pays.

Remerciements – Ce travail a bénéficié du soutien financier de l’Union européenne dans le cadre du projet euro-méditerranéen AQUARHIZ (INCO CT-2004-509115). Les auteurs tiennent à remercier le Pr. Carmen Vargas del’Université de Séville pour l’aide apportée à la caractérisation génotypique des souches en accueillant l’un desauteurs dans son laboratoire ainsi que le Pr. Fatiha Aïd de la Faculté des sciences biologiques de l’USTHB pour larelecture et la correction du manuscrit.

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