Contribution à l’étude de la microflore des dattes ...theses.univ-oran1.dz/document/16201733t.pdf · ... constitue la base de nombreux produits ... 1.5 Répartition géographique

Republique Algérienne Démocratique et Populaire

Ministere de l’Enseignement Superieur et de la Recherche Scientifique

Universite d’Oran 1 Ahmed Ben Bella

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Departement de Biologie

Laboratoire de Microbiologie Appliquée

THESE DE DOCTORAT

En Biologie

Option: Microbiologie Fondamentale et Appliquée

Présentée par :

BOULAL Ahmed

THEME

Soutenue le 28 Juine 2017

Membre du Jury :

Président: GUESSAS Bettache Prof. Univ. Oran 1 Ahmed BenBella

Directeur de these: KIHAL Mebrouk Prof. Univ. Oran 1 Ahmed BenBella

Examinateur: BENMECHERNENE Zineb Prof. Univ. Oran 1 Ahmed BenBella

Examinateur: MEDDAH Boumediene Prof. Univ. de Mascara

Examinateur: ABBOUNI Bouziane Prof. Univ. de Sidi Bel Abbès

Examinateur: BOUDJEMAA Abdellah Prof. Univ. USTO

Contribution à l’étude de la microflore des dattes

conservées par des méthodes traditionnelles (Btana), et

valorisation des dattes de faible valeur marchande

Dédicace

Je dédie ce travail ;

A mes très chers parents

A mes frères et sœurs et toute ma petite famille

A mes chers professeurs

A tous mes amis

Merci à tous

A. Boulal

Remerciements

Je remercie mes parents pour tout ce qu'ils ont fait pour mois. Ils se sont beaucoup sacrifiés pour

m'offrir toutes les conditions nécessaires afin que je puisse devenir ce que je suis. Ma reconnaissance

envers eux est inexprimable.

Je tiens tout particulièrement à témoigner ma profonde gratitude à mon Directeur de thèse

Monsieur KIHAL Mebrouk, Professeur au Département de Biologie et Directeur du Laboratoire de

Microbiologie Appliquée de la Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie à l'Université Oran1 Ahmed

Ben Bella, qui a dirigé ce travail de thèse, et pour son aide et ses conseils précieux ;

Mes sincères remerciements vont également aux membres de jury :

Le Pr. GUESSAS Bettache (Université Oran 1 Ahmed BenBella), comme présidant, Pr.

BENMECHERNENE Zineb (Université Oran 1 Ahmed BenBella), Pr. MEDDAH Boumediene

(Université de Mascara), Pr. ABBOUNI Bouziane (Université de Sidi Bel abbès) et le Pr.

BOUDJEMAA Abdellah (Université USTO) pour avoir accepté d’évaluer ce travail.

Je tiens à remercier aussi vivement Monsieur le Pr. HAMMOUDA Messaoud Directeur de

URER/MS, Adrar et Pr. YASSA Noureddine Directeur de CDER Alger, pour son soutien à la recherche

et les chercheurs.

A tous ceux qui m'ont orienté et guidé dans mes recherches notamment Mrs KHELAFI

Mostapha et Dr. KHELIFI Cherif.

A tout le personnel de l’équipe Bioconversion de l’URERMS, d’Adrar.

Je remerci egalement Dr. LOUBART khaled d’avoir m’acceuillir au niveau de son labortoir et

le Pr. TAZROUT Mouhant Directeur du Departement Systèmes Energitiques et Environnement de

l’Ecole des Mines de Nantes Françe.

Je tiens à remercier aussi l’ensemble de l’équipe du Laboratoire de CACQE (Centre Algérien du

Contrôle de la Qualité et de l'Emballage), d’Adrar.

Enfin, à tous ceux qui ont collaboré de près ou de loin dans cette thèse.

https://www.google.fr/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0ahUKEwjX-Yv9qYjTAhWK1BoKHUa0CNcQFggaMAA&url=http%3A%2F%2Fwww.cacqe.org%2F&usg=AFQjCNHlMCuvXbrdKC-IDXBr1IhCcGvSIg&bvm=bv.151325232,d.d2s

https://www.google.fr/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0ahUKEwjX-Yv9qYjTAhWK1BoKHUa0CNcQFggaMAA&url=http%3A%2F%2Fwww.cacqe.org%2F&usg=AFQjCNHlMCuvXbrdKC-IDXBr1IhCcGvSIg&bvm=bv.151325232,d.d2s

i

ملخص

ل وسيلة التي تعتبر أفض البطانةائية من بينها ذتستخدم التمور من أجل تحضير وصناعة العديد من المواد الغ

اصناف ة بإضافة عد السكان المحليونحفظ مستعملة في المناطق الجنوبية من الجزائر. أثناء تحضير البطانة يقوم

لتمور الحقظ فعالية التقليديةالفي هذه األطروحة، قمنا بدراسة . ةطقالعطرية تختلف باختالف المنعشاب من اال

تحاليل اظهرت نتائج ال ¸افة األعشاب الطبية "إكليل الجبل" على نوعية البطانة "بطانة" مع دراسة مدى تأثيراض

ائنات الحية الدقيقة الك من تواجد ان استعمال اكليل الجبل في حفظ التمور بالطريقة التقليدية "البطانة" يحد بشكل كبير

فعال في استقرار المعامل كان ألكليل الجبل دور . كما التي ال تحتوي على اكليل الجبل بتلكمقارنة

. مما يحسن من جودة التمور - pH - الهيدروجوني

قمنا بدراسة عزل سالالت جديدة من الخمائر بامكانها التكيف مع النظام البيئي. تم إجراء عملية تحديد كم اننا

,S1 من السالالت )( أنواع 30منطقة أدرار. تم عزل ثالث )تيناصر ب رصنف التمقوة التخمر لهذه السالالت على

S2 وS3 أظهرت نتائج تحديد قوة التخمر للسالالت الثالث أن الساللة , )S1, أعطت أفضل إنتاج لالثانول مقارنة

. S3 و S2 بالسالالت

مة ذات قي )تقازة ولبغل(دراسة التخمر الكحولي لنوعين من التمور تمثل في ةاالطروحهذه من خرالهدف األ

ساعة 27وذلك باستخدام خميرة الخبز لمدة )تقازة ولبغل (الصنف الجاف لجزائر،الغربي ل الجنوببتجارية ضعيفة

تركيز عالي منو ذاثانول م على مستوى المخبر. عصير التمر المقطر والمصحح أنتج لنا °03تحت درجة حرارة

بالنسبة % 7..7و 70.22درت ب وفعالية ق سا/ملل/كغ 7.28إلى 7.2من مقبولة درجة مع إنتاجية 03إلى 88

على التوالي. )تقازة ولبغل(من التمور نفينصلل

قمنا بإجراء عملية التخمر للتمور )ذات القيمة التجارية الضعيفة( وذلك باستخدام االطروحة هذه نهاية في

( بالوسائل URER/MSصناعته على مستوى وحدة البحث في الطاقات المتجددة )و تصميمه لترا تم 23مخمر سعته

المتاحة. المخمر يتم تسخينه بواسطة الطاقة الشمسية )سخان ماء شمسي(, أما االثانول الناتج عن عملية التخمر فيتم

لترا مزود بعمود تقطير جزئي تم إنشاؤه أيضا على مستوى الوحدة. 03استخالصه عن طريق جهاز تقطير سعته

درجة و ذلك بعد تقطيرمحلول 03بتركيز ملل/كغ من االثانول 723إنتاج أنظمة التحويل الحيوي هذه مكنتنا من

و تشجع مقبولة, هذه القيمة تبدو % 00م. الفعالية المتحصل عليها قدرت ب ° 28تحت درجة حرارة المخمرالتمر

عيفة ضثل التمور على نطاق واسع باستخدام الكتلة الحية المتواجدة في الجنوب الجزائري م على تطوير إنتاج االثانول

المكمن الشمسي. أخرى و كذاو مواد الجودة والغير موجهة لالستهالك االدمي

الثانول التخمر الكحولي, التقطير, ا, خميرة الخبز لبطانة, الحفظ التقليدي, إكليل الجبل,ا: التمور,الكلمات المفتاحية

الحيوي , الطاقة الشمسية, الكتلة الحية.

ii

Résumé

La datte, ce fruit de haute valeur nutritionnelle, constitue la base de nombreux produits

traditionnels, tel que ‘le Btana’. Ce mode de conservation est largement pratiqué dans le sud algérien afin

de valoriser l’excès de production de dattes communes pour des fins commerciaux. Pour diverses raisons

socioculturelles, les paysans supplémentent ‘le Btana’ par des herbes aromatiques selon le choix et les

régions.

Dans ce travail de thèse, on a étudié l'efficacité de cette méthode de conservation traditionnelle

et l'effet du (Romarin) sur la qualité microbiologique et physicochimique de Btana. Les résultats des

tests expérimentaux montrent une forte régression des microorganismes dans les échantillons contenant

du Romarin comparés à ceux, qui ne le contiennent pas. Un autre avantage de l'utilisation du Romarin,

c’est qu’il permet de stabiliser le pH de la datte ce qui améliore la qualité des dattes conservées.

D’autre part (Ensuite), nous avons cherché une autre voie de valorisation des dattes par la

production de nouvelle souche de levures via leur bioconversion en bioéthanol. Pour ce faire, on a utilisé

trois souches de levures (S1, S2 et S3) isolées de dattes fermentées spontanément (variété Tinaceur). La

souche S1 a donné une meilleure productivité en éthanol après une fermentation Batch ciblée de la même

variété en comparaison avec les souches (S2 et S3).

Puis, deux autres variétés de dattes originaires de la region du sud-ouest (Teggaza et Lebghel)

ont fait l’objet des mêmes tests de fermentation au laboratoire par la levure commerciale Saccharomyces

cerevisiae pour estimer le rendement de conversion de ces variétés de dates en bioéthanol. Ce qui a

permis d’enregistrer des productivités acceptables de 2.5 et 2.78 mL/kg/h, avec des degrés alcoliques de

de 88° et 90° pour les moûts des deux variétés de dattes Teggaza et Lebghel respectivement.

Enfin, le fermenteur batch utilisé dans cette thèse est concu et réalisé au sein de (URERMS)

d’Adrar. Il est de 50L de capacité, chauffé par énergie solaire afin de résuire le coût total de l’opération

de fermentaion. L’éthanol est extrait par un distillateur à colonne fractionnaire de 30L, monté localement.

Ce système a donné une production de 250 mL/kg d'éthanol de 90°. L'efficacité du système a été estimée

de 33%, et semble satisfaisante pour une production d’éthanol à grande échelle mettant au profit le

gisement solaire saharien.

Mots clés : Rebut de dattes, Biomasse, Microflore, Btana, Conservation traditionnel, Romarin,

Saccharomyces cerevisiae, Fermentation alcoolique, Distillation, Bioéthanol, Energies solaire.

iii

Abstract The dates are used to prepare several food products, among them the 'Btana' which is the best

conservation form of dates usualy practiced in the south-western region of Algeria. Due to the

sociocultural reasons, the farmers add one or more aromatic herbs during the ‘Btana’ preparation

according to the choice and the regions. In this thesis work, we studied the effectiveness of the traditional

method of conserving dates under the form of Btana and the determination of the effect of the Rosemary

herbs added during its preparation. The results of the experimental tests obtained showed a strong

regression of the microorganisms in the samples containing Rosemary compared to those whithout it.

Another advantage of using Rosemary is that it helps to stabilize the pH of the dates with less acidic

degree, which enhances the dates’ quality.

The other object of our study in the present thesis is the isolation of new yeast strains adapted to

the date fermentation medium. The fermentative strength of these strains was determined by using

Tinaceur variety of dates in the Adrar region. Three (03) strains of the yeasts were isolated (S1, S2 and

S3) during the present study in laboratory. The test results of the fermentative strength of these three

strains showed that the strain S1 provided a better productivity of ethanol than those of the strains S3 and

S2 compared to the witness strain T.

In this thesis, we also studied the alcoholic fermentation Batch-type concerning two varieties of

common dates of low market value (DCFVM) in southern Algeria, Teggaza and Lebghel respectively

(T and L), using baker's yeast during the 72h at 30°C at the laboratory level of the URERMS of Adrar.

The date juice, distilled and rectified, produced bioethanol with high concentrations of 88° and 90° and

acceptable productivities of 2.5 and 2.78 mL/kg /h with efficiencies of 23.57 and 26.2%.

At the end of this thesis work, the alcoholic fermentation of the dates wastes (DCFVM) is carried

out in a Batch fermenter at the level of the URERMS by the available means. The system is of 50L

capacity and it is heated by solar energy using flat plate solar water heater. The ethanol is extracted by a

fractional column distiller of 30 liters capacity also made by local available means. The bioconversion

systems’ have been able to produce 250 mL/kg of ethanol at 90° after distillation and rectification of the

DCFVM juice at 78°. The efficiency obtained reaches 33%, it seems satisfactory and encourages the

development of large-scale bioethanol production based on the biomass of DCFVM, other abundant raw

materials and solar energy in the Algerian Sahara.

Keywords: date scrap, microflora, Btana, traditional conservation, Rosemary, Saccharomyces

cerevisiae, Alcoholic fermentation, distillation, bioethanol, solar energy, Biomass. Experimentation

iv

Table des matières

Dédicace……………………………………………………………………….............

Remerciements………………………………………………………………………...

Résumé………………………………………………………………………………... ii

Liste des abréviations……………………………………………………………......... ix

Liste des figures…………………………………………………………………......... x

Liste des tableaux…………………………………………………………………….. xiii

Introduction générale …………………………………………………………………. 1

Contexte…………………………………………………………………………………

Contribution de la thèse………………………………………………………………..

Organisation du mémoire……………………………………………………………...

Partie I. Synthèse bibliographique

2

5

6

Chapitre 1: Contexte général sur les dattes et palmiers dattiers ……….

9

1.1 Généralités sur les palmiers dattiers …………………………………………. 9

1.2 Systématique du phœnix dactyliféra L ………………………………………. 9

1.3 Exigences écologiques du palmier dattier….………………………………… 10

1.4 Localisation des oasis en Algérie et diversité génétique ………...…………... 11

1.5 Répartition géographique du palmier dattier………………………………….. 11

1.6 Définition et description générale de la datte…………………………………. 12

1.6.1 Définition et aspect botanique des dattes...……………………………… 12

1.6.2 Classification des dattes………………………………………………… 12

1.6.3 Les variétés des dattes…………………………………………………… 13

1.6.4 Composition physicochimique des dattes……………………………….. 13

1.6.5 La production nationale et internationale de dattes……………………... 14

1.6.6 Les exportations mondiales de dattes……………………………………. 15

1.6.7 Importance de la production de dattes, son évolution et sa destination

v

finale (2013/2014)…………………………………………………………….. 15

1.7 La diversité microbienne des dattes……………………………………………. 17

1.8 Valorisation et Transformation des dattes……………………………………… 17

1.8.1 Mise en valeur des déchets des dattes…………………………………… 18

1.8.1.1 Biomasse et protéines unicellulaires……………………………... 18

1.8.1.2 Bioéthanol………………………………………………………... 18

1.8.1.3 Vinaigre…………………………………………………………... 18

1.8.1.4 Aliments de bétail………………………………………………… 19

1.8.2 Confiserie à base de dattes………………………………………………. 19

1.8.2.1 Pâte de dattes……………………………………..………………. 19

1.8.2.2 Farine de dattes………………………………………..………….. 19

1.8.2.3 Crèmes et confitures………………………………………..…….. 19

1.9 Autres produits………………………………………………………………... 19

Chapitre 2 : Aperçu sur les levures ……………………………………..

20

2.1 Généralités sur les levures…………………………………………………….. 20

2.2 Caractères généraux des levures………………………………………………. 21

2.2.1 Morphologiques…………………………………………………………. 21

2.2.2 Caractères physiologiques et biochimiques…………………………….. 21

2.2.3. Croissance……………………………………………………………… 21

2.2.4 Métabolisme…………………………………………………………….. 22

2.2.5 Besoins nutritionnels……………………………………………………. 22

2.2.6 Phénomène de floculation………………………………………………. 22

2.2.7 Reproduction……………………………………………………………. 23

2.3 Caractérisation et sélection des souches de levures…………………………… 23

2.3.1 Caractéristiques intrinsèques……………………………………………. 24

2.3.2 Caractéristiques industrielles et choix d’une souche……………………. 24

Chapitre 3 : Bioénergie …………………………………………………..

25

3.1 Définition des biocarburants…………………………………………………... 25

3.2 Différents biocarburants……………………………………………………….. 25

vi

3.3 Différents générations de biocarburants……………………………………….. 26

3. 3.1 Les biocarburants de 1ère génération…………………………………….. 26

3. 3. 2 Les biocarburants de 2ème génération…………………………………… 27

3.3.3 Les biocarburants de 3ème génération : Les micro-algues………………… 27

3.4 Les avantages et inconvénients des biocarburants……………………………... 28

3.5 Présentation de la molécule d’éthanol …………………………………………. 28

3.6 Les avantages liés à l'utilisation de bioéthanol…………………………………. 29

3.7 Production du bioéthanol……………………………………………………….. 31

3.7.1 La matière première………………………………………………………. 31

3.7.2 Le prétraitement …………………………………………………………. 31

3.7.3 La fermentation…………………………………………………………... 32

3.8 Objectifs de la fermentation……………………………………………………. 33

3.9 Optimisation de la fermentation………………………………………………... 33

3.10 Les procédés de fermentation alcoolique utilisant des levures……………….. 34

3.11 Production microbienne de bioéthanol………………………………………... 36

3.12 Les microorganismes utilisés…………………………………………………. 36

3.13 Les principaux produits de la fermentation alcoolique……………………….. 37

3.14 Propriétés et intérêts de l’éthanol……………………………………………... 38

3.15 Les phénomènes d’inhibition lors de la production d’éthanol………………... 38

3.16 La distillation………………………………………………………………….. 40

3.17 La rectification………………………………………………………………... 40

3.18 L’utilisation de l’éthanol……………………………………………………... 40

Partie 2. Matériels et Méthodes

Chapitre 4 : Matériels et Méthodes…………………………………………….

43

4.1 Conservation traditionnel des dattes communes de faible valeur marchande

(Btana)……………………………………………………………………………

43

4.1.1. Description et choix de variété de datte………………………………….. 43

4.1.2. Echantillonnage…………………………………………………………... 43

vii

4.1.3. Préparation des Btanas…………………………………………………… 44

4.1.4. Utilisation des plantes aromatiques………………………………………. 45

4.1.5. Souches utilisées pour l’étude de l’effet inhibiteur………………………. 45

4.1.6 Méthodes d’analyses……………………………………………………..... 45

4.1.6.1 Caractéristiques morphologiques des dattes………...…………….. 45

4.1.6.2 Analyses physico-chimiques…………………………...………..... 46

4.1.6.3 Analyses microbiologiques……………………..…………………. 47

4.2 Pouvoir fermentaire……………………………………………………………... 48

4.2.1 Echantillonnage……………………………………………………………. 48

4.2.2 Fermentation et isolement des souches……………………………………. 49

4.2.3 Purification des souches de levure………………………………………..... 49

4.2.4 Conservation……………………………………………………………….. 49

4.2.5 Test de pouvoir fermentaire de levure dans les dattes……………………… 49

4.2.6 Les analyses effectuées……………………………………………………. 51

4.3 Fermentation alcoolique…………………………………………………………. 51

4.3.1 Le choix des substrats……………………………………………………… 51

4.3.2 Matériel biologique………………………………………………………… 53

4.3.3 Protocole expérimental de production de bioéthanol ………………………. 57

4.3.4 Protocole expérimental de la fermentation alcoolique ……….……………... 57

4.3.5 Protocole expérimental de la distillation alcoolique ………………………. 59

4.3.6 Moyen de production d'éthanol ………………………………………......… 56

4.3.5 Méthodes d’analyse physicochimique de bioéthanol ………………...…….. 57

Partie 3. Résultats et Discussion

Chapitre 5 : Résultats et Discussion..………………………………………….

59

5.1 Conservation traditionnelle des dattes communes de faible valeur marchande

«Btana»……………………………………………………………………………

64

5.1.1 Résultats morphologique des dattes ……………………………...……….. 64

5.1.2 Résultats physico-chimiques ……………...……………............................ 66

viii

5.1.2.1 Mesure et suivi du pH au cours de la conservation…………..……. 66

5.1.2.2 Suivi du taux d’humidité des dattes……………………………....... 69

5.1.3 Résultats microbiologiques………………………………………………... 70

5.1.4 Les résultats statistiques….………………………………………………... 73

5.1.5 L’effet inhibiteur du Romarin………………...…………………………… 77

5.2 Isolement et pouvoir fermentaire des levures issues de la fermentation

alcoolique traditionnel de quelques variétés des dattes………………..………….

78

5.2.1 Isolement des levures………………………..……………………………... 78

5.2.2 Test de pouvoir fermentaire……………………………………………….. 80

5.3 Etude comparative du rendement du bioéthanol de deux variétés de dattes

communes de faible valeur commerciale Teggaza et Lebghel……………….

84

5.3.1 Caractéristiques des matières premières…………………………..……. 84

5.3.2 Résultats d’analyse des moûts de dattes pendant la fermentation

alcoolique………………………………………………… …………….

87

5.3.3 Caractérisation du produit bioéthanol obtenu au laboratoire…………... 94

5.3.4 Rendement pondéré de production du bioéthanol ……..………………. 99

5.4 Production de bioéthanol par l’utilisation d’un fermenteur de capacité 50

litres…..………………………………………………………………………………….

100

5.4.1 Suivi de l’évolution de température de fermenteur solaire…………….. 100

5.4.2 Suivi des paramètres physico-chimiques pendant la fermentation des

rebuts des dattes…………………………………………………………………...……..

100

5.4.3 Caractérisation spectromètrique IR du bioéthanol obtenu..……………. 104

5.4.4 Test du bioéthanol sur un moteur à essence…………………..………. 107

Conclusion générale et perspectives……..................................................

111

Références bibliographiques…………………………………………….. 116

Les articles publiés dans le cadre de la thèse …………………………... 134

Les Annexes…………………………………………………………………………. 172

ix

Liste des abréviations

AFNOR : Association Française de

Normalisation

BP: Baird Parker

CACI : Chambre Algérienne de Commerce et

d'Industrie

CE : Comité Européenne

CO2 : Dioxyde de Carbone

°C : Degré Celsius

CPG: Chromatographie Phase Gazeuse

CRAAQ : Centre de Référence en Agriculture et

Agroalimentaire du Québec

D.O : Densité Optique

DM : Dilution Mère

DCFVM : Dattes Communes de Faible Valeur

Marchande

DME : Diméthyléther

E.CO.ME.S : Entreprise de Construction

Métallique au Sud

EMAG : Esters Méthyliques d’Acides Gras.

EMHV : Ester Méthylique d’Huile Végétale

ETBE : Ethyl-Tertio-Butyl-Ether

ETBE: Ethyle-Tertio-Butyl-Ether

FAO: Food and Agriculture Organisation

Gélose SS: Gélose Salmonella-Shigella.

H2SO4 : Acide Sulfurique

HCl : Acide Chlorhydrique

hl : hectolitre

INRAA : Institut National de la Recherche

Agronomique d’Algérie

ITDAS : Institut Technique de Développement

de l’Agronomie Saharienne

kg : Kilogramme

KMnO4: Permanganate de Potassium

L: Litre

MO : Matière Organique

MADR : Ministère de l’Agriculture et du

Développement Rural

N: Normalité

pH : Potentiel d’Hydrogène

O2 : Oxygène

OGA: Oxytetracycline-Glucose-Yeast Extract

Agar

UFC : Unité Formant Colonie

PDA : Potato Dextrose Agar

PN : Poids des Noyaux

PCA : Plate Count Agar

Qx : Quintaux

TSE : Bouillon Tryptone-Sel

V/V : Volume par Volume

VF : Viande Foie

VRBL : Milieu Lactosé Bilié au Cristal Violet et

au Rouge neutre

µL: Microlitre

https://www.google.fr/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=3&ved=0ahUKEwjOyJH3sJrRAhXMWBQKHUhmBkMQFggmMAI&url=http%3A%2F%2Fwww.caci.dz%2F&usg=AFQjCNHVxfuOt_oZGv1NOw5iBXq2p-kArQ&bvm=bv.142059868,d.d24&cad=rja

https://www.google.fr/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=3&ved=0ahUKEwjOyJH3sJrRAhXMWBQKHUhmBkMQFggmMAI&url=http%3A%2F%2Fwww.caci.dz%2F&usg=AFQjCNHVxfuOt_oZGv1NOw5iBXq2p-kArQ&bvm=bv.142059868,d.d24&cad=rja

x

Liste des Figures

Figure Designation Page

Figure 1.1. Figuration schématique du dattier…………………………………………....... 10

Figure 1.2. Localisation des oasis dans le Sahara Algérien……………………………....... 11

Figure 1.3. Datte entière (à gauche) et coupe longitudinale variété Ahartan…………….... 12

Figure 1.4. Classification de dattes selon leurs consistances………………………………. 13

Figure 1.5. Composition physico-chimique de la datte..…………………………………... 14

Figure 1.6. Les principaux pays producteurs de dattes en quantité moyenne (2009-2013).. 14

Figure 1.7. Evolution de la production dattière par Wilaya et par groupe de variétés (Qx) 15

Figure 1.8 Production de dattes (Qx) en Algérie (ITDAS, 2014)……………..………….. 16

Figure 1.9. Destination et utilisation de différents types de dattes 2013/2014 (Qx) en

Algérie………………………………………………………………………….

16

Figure 1.10. Classification qualitative et usage des dattes ………………………………….. 18

Figure 2.1. Ultrastructure d’une levure bourgeonnante montrant les cibles des différents

antifongiques…………………………………………………………………...

20

Figure 3.1. La filière des huiles végétales ou du biodiesel…………………………............ 26

Figure 3.2 La filière bioéthanol ou filière alcool………………………………………….. 27

Figure 3.3. Biocarburants de deuxième génération tirés de déchets de l’agriculture et de

l’exploitation forestière………………………………………………………....

27

Figure 3.4. Production de lipides ou d’hydrogène par des micro-organismes…………..... 28

Figure 3.5. Molécule d’alcool éthylique………………………………………………...... 29

Figure 3.6. Schéma de fabrication du bioéthanol à partir des végétaux……………....….... 35

Figure 3.7. Schéma récapitulatif de la voie de production d’éthanol et des voies

métaboliques ……………………………………………….………………….

37

Figure 4.1. Variété de Dattes Hmira……………………………………………………….. 43

Figure 4.2. Organigramme d’echantillonnage des dattes……………………….………….. 44

Figure 4.3. Méthode traditionnelle de préparation du Btana ………...………………......... 44

Figure 4.4. Substrat des dattes communes de la variété Tinaceur ………………………… 50

Figure 4.5. Montage de fermentation alcoolique de moût de dattes...…………………...... 51

xi

Figure 4.6. Répartition de la production de différentes variétés des dattes dans la Wilaya

d’Adrar……………………………………………………………………..…...

52

Figure 4.7. Aspect de datte servant comme substrats de la fermentation..…………............ 52

Figure 4.8. La souche de levure de la fermentation………………………………………... 53

Figure 4.9. Diagramme de production de l'éthanol à partir des DCFVM ..……………....... 58

Figure 4.10. Fermenteur chauffé par énergie solaire ……………….………………………. 60

Figure 4.11. Dispositif expérimental de la distillation fractionnée………..………………… 61

Figure 5.1. Variation du pH au cours de la conservation des dattes de la région de Tsabit. 67

Figure 5.2. Variation du pH au cours de la conservation des dattes de la région de Timmi 67

Figure 5.3. Variation du pH au cours de la conservation des dattes de la région de

Talmine………………………………………………………………………...

68

Figure 5.4. Variance de l’ecart relatif du pH en fonction de temps sur la consevation du

Btana……………………………………………………………………………

74

Figure 5.5. Variance de l’ecart relatif d’himidité en fonction de temps sur la consevation

du Btana………………………………………………………………………...

75

Figure 5.6. Variance de l’ecart relatif des charge en germes tataux en fonction de temps

sur la consevation du Btana…………………………………………………….

76

Figure 5.7. Aromatogrammes de l’huile essentielle du Romarin effectuées E. coli(A),

Staphylococcus (ATCC) (B) et Pseudomonas (ATCC) (C)…………………...

77

Figure 5.8. La concentration minimale inhibitrice…………………………………............ 78

Figure 5.9. Les souches des levures isolées……………………………………………….. 79

Figure 5.10. Cinétique classique du pH lors d’une fermentation alcoolique……………….. 80

Figure 5.11. Evolution de la densité en fonction du temps de fermentation……………....... 81

Figure 5.12. Evolution de sucres totaux en fonction du temps de fermentation……………. 82

Figure 5.13. Evolution du degré de Brix au cours de la fermentation………………............. 83

Figure 5.14. Evolution du degré alcoolique pendant la fermentation……………………….. 84

Figure 5.15. Evolution du pH au cours de la fermentation alcoolique des deux variétés

Teggaza et Lebghel…..………………………………………………………..

88

Figure 5.16. Évolution de la densité au cours de la fermentation alcoolique des deux

variétés Teggaza et Lebghel…………………...……………………………...

89

xii

Figure 5.17. Évolution de l’indice de réfraction au cours de la fermentation alcoolique des

deux variétés Teggaza et Lebghel……………………...……………………..

89

Figure 5.18. Évolution de la teneur en cendres au cours de la fermentation alcoolique des

moûts des deux variétés Teggaza et Lebghel………………..………………..

90

Figure 5.19. Évolution des taux de sucres réducteurs (glucose) et de (saccharose) au cours

de la fermentation alcoolique du moût des deux variétés Teggaza et Lebghel.

90

Figure 5.20. Evolution de la teneur en protéines au cours de la fermentation alcoolique du

moût des deux variétés Teggaza et Lebghel………………………..………....

92

Figure 5.21. Évolution du nombre de cellules de la levure Saccharomyces cerevisiae dans

le moût au cours de la fermentation……………………………………………

93

Figure 5.22. Suivi du degré alcoolique des deux variétés Teggaza et Lebghel..….……....... 94

Figure 5.23. Caractéristiques de l’éthanol des deux variétés de dattes………………............ 95

Figure 5.24. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Lebghel…………………………. 96

Figure 5.25. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Teggaza……..………….............. 97

Figure 5.26. Spectre d’infra-rouge de bioéthanol obtenu des deux variétés Teggaza (A) et

Lebghel (B)…………..………………………………………………………...

99

Figure 5.27. L’évolution de la température du moût de dattes durant la fermentation……… 100

Figure 5.28. Evolution de la concentration de sucre totaux et du sucre réducteur au cours

de la fermentation alcoolique……………………………………......................

101

Figure 5.29. Evolution de la densité pendant la fermentation………………………………. 102

Figure 5.30. Evolution du degré alcoolique en fonction du temps de fermentation……….... 102

Figure 5.31. Variation du degré alcoolique en fonction de temps au cours de la distillation. 103

Figure 5.32. L’éthanol obtenu à haut degré……………………………………………......... 103

Figure 5.33. Caractéristisation spectromètrique IR du bioéthanol obtenu…………………... 104

Figure 5.34. Chromatogramme de l’éthanol industriel pure……………….……………....... 105

Figure 5.35. Chromatogramme du Bioéthanolproduit par fermentation……………..……... 106

Figure 5.36. Essai de bioéthanol sur moteur à essence (Groupe électrogène)………………. 107

Figure 5.37. Schéma proposé de Procédé semipilote de production de bioéthanol à partir

des rebuts des dattes……………………………………………………………

109

xiii

Liste des Tableaux

Tableau Designation Pages

Tableau 3.1. Les principaux avantages et inconvénients des biocarburants………............. 28

Tableau 3.2. Propriétés chimique et physique de l’éthanol……………………………….. 29

Tableau 3.3. Avantages et inconvénients du bioéthanol…………………………………... 30

Tableau 3.4. Concentration inhibant 80% de la croissance cellulaire de Saccharomyces

cerevisiae pour les principaux sous –produits de la fermentation alcoolique.

38

Tableau 4.1. Les conditions et les groupes de microorganismes recherchés dans

l’écosystème datte……………………………………………………………

48

Tableau 5.1. Caractéristiques morphologiques et morpho-métriques des dattes étudiées.. 65

Tableau 5.2. Critères d’évaluation qualitative des dattes………………………………….. 66

Tableau 5.3. Taux d’humidité des dattes en fonction de la période de conservation……… 70

Tableau 5.4. Résultats des analyses microbiologiques de l’échantillon de Tsabit………… 71

Tableau 5.5. Résultats des analyses microbiologiques de l’échantillon de Timmi……….. 71

Tableau 5.6. Résultats des analyses microbiologiques de l’échantillon de Talmine……… 72

Tableau 5.7. Influence de l’addition du Romarin sur le pH pendant la conservation du

Btana………………………………………………………………………….

73

Tableau 5.8. Influence de l’addition du Romarin sur l’humidité pendant la conservation

du Btana………………………………………………………………………

75

Tableau 5.9. Influence du Romarin sur les germes pendant la conservation du Btana……. 76

Tableau 5.10. Activité antimicrobienne de l’huile essentielle du Romarin…………………. 77

Tableau 5.11. Caractéristiques et aspect au microscope des levures Issues des différents

échantillons…………………………………………………………………...

79

Tableau 5.12. Caractéristiques physiques des dattes étudiées…………………………….... 85

Tableau 5.13. Caractéristiques physico-chimiques des dattes étudiées…………………….. 86

Tableau 5.14. Résultats de la fermentation alcoolique des variétés Teggaza et Lebghel….. 93

Tableau 5.15. Caractéristiques de l’éthanol produit au laboratoire à partir des deux variétés

Lebghel et Teggaza…………………………………………………………..

94

Tableau 5.16. Groupements correspondant à la vibration de valence……………………..... 98

Tableau 5.17. Les valeurs moyennes de quelques paramètres physicochimiques d’alcool

obtenu………………………………………………………………………...

107

Introduction Générale

Introduction générale

2


Contexte

La variabilité du marché du pétrole et l'augmentation de la pollution atmosphérique nécessitent

de trouver de nouvelles alternatives comme sources d'énergie renouvelables et durables pour assurer la

sécurité énergétique future. L'énergie produite et utilisée présente un élément crucial pour le

développement des pays et l'amélioration des activités humaines (WEA, 2000 ; Sims et al, 2008).

L'électricité et la production de chaleur à partir de la biomasse sont un moyen efficace de transformer

une ressource durable en énergie qui respecte le climat. Les bioénergies, comme le bioéthanol, le

biodiesel, ainsi que d'autres substances dérivées, sont devenues des solutions économiques prometteuses

de l'avenir pour répondre aux questions énergétiques et écologiques (Sindhu et al., 2016).

Selon l'Association des carburants renouvelables, l’Allemagne, les États-Unis, le Brésil, l'UE et la Chine

ont produit respectivement 50.3, 25.5, 4.5 et 2 millions de gallons d'éthanol en 2014 (Sanchez(a) et al.,

2008). En outre, les pays à économie fondée sur l’agronomie sont donc appropriés pour la production de

bioéthanol (Mielenz, 2001). Au cours des trois dernières décennies, les gouvernements du monde entier

ont activement encouragé l'identification, le développement et la commercialisation des technologies

pour la production de biocarburants de remplacement. L'opération comprend la production de bioéthanol,

qui capte l'attention de nombreux chercheurs, consommateurs et investisseurs dans l'espoir d'une

meilleure durabilité du carburant (Oh et al., 2010). La concurrence entre l'alimentation et le carburant

risque de déséquilibrer l'équation. Le procédé de bioconversion utilise la lignocellulose non comestible

qui nécessite généralement l'incorporation d'un prétraitement, suivi d'une scarification des glucides pour

une efficacité satisfaisante (Acourene et Ammouche, 2012). Les matières amylacées issues de la

biomasse agricole et forestière, les biomasses des résidus industriels (canne à sucre, betterave à sucre et

autres) et les amidons (maïs, pomme de terre, manioc, etc.) sont les sources principales pour fournir des

sources d'énergie renouvelables, écologiques et économiques (Rezki et Meriem, 2014). Les

caractéristiques et les capacités du bioéthanol le rendent favorable à être mélangé avec de l'essence (Balat

et al., 2008). En outre, la nécessité de satisfaire la demande énergétique croissant sans impact néfaste sur

l’environnement résultant des combustibles fossiles, nécesssite l’investissement dans la recherche-

développement des énergies propres et durables auquel le bioéthanol fait partie (Krylov et al., 2008). Le

bioéthanol empêche le cognement des moteurs à combustion et l'explosion prématurée en raison de son


3

indice d'octane élevé 110. Egalement, son indice d'octane élevé fournit aussi une plus grande

inflammabilité, une plus grande perte de la chaleur et une vitesse de flamme (Lashinsky et Schwartz,

2006). Le bioéthanol a un taux en énergie inférieure de 35 à 40% par rapport à l'essence et une teneur

en oxygène plus élevée de 35% ce qui rend la combustion plus propre et entraîne une faible émission de

substances toxiques (Li et al., 2008). Le bioéthanol contribue à la réduction des émissions de CO2 jusqu'à

80% par rapport à l'utilisation de l'essence, favorisant ainsi un environnement plus propre pour l'avenir

(RENE, 2014 ; Elsanhoty, 2012 ; Li et al., 2008). Chimiquement, le bioéthanol est moins dangereux que

l'essence car son point d'éclair est plus élevé (13°C), le rend moins inflammable permettant une meilleure

capacité de stockage. La température d'auto-inflammation est comprise entre 333 et 423°C et l'éthanol

exige relativement une température élevée que l'essence pour une auto-détonation ; par conséquent, la

vapeur d'éthanol ne sera brûlée que plus tard après l'essence sans détonation forcée (Shinsuke et al.,

2005).

De nombreux microorganismes (levures) peuvent être utilisés pour transformer la biomasse en

éthanol (Nigam, 2000). La levure de S. cerevisiae peut être utilisée pour produire de l'éthanol à 48,8

mL/kg à partir du sous-produit de la conserverie d'ananas et 120,7 mL/kg du jus de sorgho (Johansson et

al., 2012). En milieu anaérobie, les levures ne prolifèrent guère en quelques générations de plus en plus

dépeuplées qui sont particulièrement aptes à convertir le sucre en bioéthanol et en dioxyde de carbone

(Foulonneau et al., 2002).

La demande accrue en énergie dans les foyers, les industries, les transports et les secteurs

agricoles nécessite le développement et l'utilisation rapide des options de la bioénergie. Sans exception,

la biomasse de l'énergie renouvelable devrait passer de 50EJ/an (1EJ=1018J) en 2012 à plus de 160EJ/an

d'ici 2050 (Kwiatkowski et al., 2006). Le matériau inutilisé pour la consommation humaine et animale

et la demande d'énergie sont les principaux facteurs du coût dans la production du bioéthanol (Vucurovic

et al., 2012). Les applications typiques de l'alcool englobent les produits chimiques, les produits

alimentaires, les carburants, les fongicides, les réactifs de laboratoire, les plastiques, les antiseptiques,

les solutions de conservation, la réfrigération, les solvants et autres (Simo et al., 2009).

Le palmier dattier "Phoenix dactylifera L." constitue la récolte centrale et choix adapté dans les

zones arides et semi-arides du globe. Il constitue l’aliment principal des habitants et des animaux car un

kg de dattes peut offrir environ 3,000 calories, les dattes sont la source du revenu économique pour les

populations sahariennes du Moyen-Orient et de l'Afrique (Boufis et al., 2014). L'économie de ces régions


4

repose principalement sur la culture des palmiers dattiers et l'utilisation de leurs fruits pour préparer des

pâtes comme le (Btana), des farines, des sirops, des vinaigres, des confiseries, des levures et du

bioéthanol. En Outre, vu leurs ressources en sucres et leur période de conservation modérément longue

les dattes constituent une base pour divers produits comme l’éthanol et les biocarburants (Hydrogène,

butanol), (Nigam et Singh, 2011), la levure de boulangerie (Qureshi et al., 2012), les probiotiques et les

antibiotiques (Abd-Alla et El-Enany, 2012), les biopolymères (Louhichi et al., 2013), les acides

organiques et les acides aminés (Radwan et al., 2010), les enzymes (Mussatto et al., 2010). Le palmier

dattier est complètement utilisé, y compris les troncs, les feuilles pour la vannerie et les structures des

maisons. Le fruit est consommé sous sa forme fraîche et sèche (Rub de Tmar) selon (Amani et al., 2013),

ou fermenté pour produire des métabolites et les grains (noyaux) sont utilisés dans l'alimentation et

l’engraissage des animaux (Abbès et al., 2011). Le potentiel de production mondiale des dattes est de

plus en plus en constante augmentation dans certains pays comme l'Égypte 17.2%, l'Arabie saoudite

13.7%, l'Iran 13%, les Émirats arabes unis 9.8%, le Pakistan 9.6%, l'Algérie 9%, l'Irak 7.2, le Soudan

5.4% et Libye 2%, (Chandrasekaran et Bahkali, 2013). Par ailleurs, en Algérie le potentiel phoenicicol a

marqué un progrès important dans les cultivars de palmiers dattiers, qui a atteint 18,000,000 de palmiers,

couvrant plus de 350,000 ha, où 11 millions d’arbres sont productifs et produisant environ 492,000 tonnes

de dattes (Statistiques de la FAO, 2015 ;Ghobribi et al., 2012). Le reste (résidus) des dattes qui constitue

les dattes communes atteint 250,000 tonnes qui n’est pas apprécié et il est commercialisé avec beaucoup

de difficulté sur les marchés locaux, dont 30% sont de qualité non satisfaisante. La wilaya d'Adrar a

produit 86,500 tonnes de dattes en 2012 provenant de 2, 000,000 de palmiers dattiers. Cette importante

production a été commercialisée en majorité par troc aux pays frontaliers étrangers et une faible quantité

est consommée localement (Boulal et al., 2013, 2014, 2015, 2016).

Les dattes sont riches en sucres biodégradables d'environ 73 à 83% sur la base de la masse sèche

dans les deux formes inversées, le glucose et le fructose (statistiques de la FAO, 2015). L'économie

Algérienne est basée principalement sur les carburants fossiles. L'Algérie importe environ 30,000 à

50,000 hl d'alcool éthylique chaque année pour son bon usage et une quantité annuelle considérable de

souches de levure Sachromyces cerevisiae pour la fabrication de la levure boulangère, afin de satisfaire

les besoins croissants de la population en matière de pain, et de levure pour les divers usages. En tout

temps, les populations sahariennes fabriquent leur propre vinaigre traditionnel localement à partir de


5

souches de levures existantes de microorganismes naturels basés sur des dattes (DCFVM) (Ould El Hadj

et al., 2001).

Contribution de la thèse

Actuellement, aucune industrie de transformation n'a été établie au Sahara Algérien pour

transformer ces énormes récoltes de dattes communes en un produit industriel à valeur ajoutée de gain

économique utile. Ainsi, rendre les extraits de dattes modérément appropriés comme matière première

pour la fermentation alcoolique (Wei-Hao et al., 2016). Pour réduire la dépendance aux carburants

fossiles et aux importations de produits chimiques, le gouvernement Algérien a élaboré un programme

national pour la période 2011-2030 afin de promouvoir des actions concrètes dans les domaines de

l'efficacité énergétique et des énergies renouvelables (RENE21, 2014; Stambouli et al., 2012), ainsi que

dans la production du butanol et de l'hydrogène (Shahravy et al, 2012 ; Qureshi et al 2012; Aditiya et al.

2016).

L'éthanol est un produit chimique industriel important à plusieurs fins dans l'industrie chimique,

pharmaceutique, cosmétique et autres. Les principaux objectifs de la thèse sont:

1. Amélioration des méthodes de conservations des dattes communes de faibles valeurs marchandes

par la méthode Btana avec addition du Romarin.

2. Isolement des souches de levure de l'échantillonnage biologique du jus de déchets des dattes

communes dans la région d'Adrar par un procédé bioenergetique confectionné localement par les

moyens de bord. La capacité, la productivité et la force de fermentation de la souche de levure

entreprise sont également discutées.

3. Production et analyse de la faisabilité et de la productivité du bioéthanol de qualité, au sein du

laboratoire et sur site réel de l’URERMS d’Adrar en utilisant la transformation de deux variétés

communes, sous-produit de dattes dénommés Teggaza et Lebghel (T & L) de très faible qualité

commerciale dans la province d'Adrar au sud-ouest de l’Algérie, au moyen d’un fermenteur

anaérobique de type Batch durant 72 heure de digestion suivie d’une distillation et épuration par

un distillateur à colonne fractionné construit par des moyens locaux.

4. Réalisation d'un prototype expérimental de fermentation de type Batch fonctionnant basé sur

chauffe-eau solaire, afin de réduire l'énergie consommée et par conséquent le coût du procédé, en


6

utilisant comme substrat les rebuts des dattes de faible valeur marchande pour produire de

nouvelles souches de levures plus efficientes et du bioéthanol de qualité à un prix raisonnable

après distillation et rectification.

Ce travail de thèse qui entre dans le cadre de l’activité de recherche-développement de l’Unité de

Recherche en Energie Renouvelable en Milieu Saharien, URERMS, d’Adrar, qui est rattachée au Centre

de Développement des Energies Renouvelables CDER de Bouzaréah et aussi du Laboratoire de

Microbiologie Appliquée de l’Université Oran1 Ahmed Ben Bella, vise principalement les objectifs

scientifiques et techniques suivants :

Maitrise des connaissances académiques et exploitation des techniques pratiques de production de

bioéthanol à partir des moût de déchets de dattes communes par des procédés de fermentation et de

distillation confectionnés avec des compétences nationales et des moyens locaux en milieu saharien

au niveau du laboratoire et sur site réel.

Maitrise des techniques d’isolement des souches de levure locales à partir des dattes communes de

la région d’Adrar afin de subvenir au besoin de la société tout en réduisant la facture de l’importation

des souches de levure pour le développement durable du pays.

Développement de prototypes de fermenteurs-distillateurs de rentabilité acceptable pour la

production de bioéthanol comme carburant alternatif pour le pétrole permettant de réduire les

émissions de gaz à effet-serre et inpulser l’économie nationale.

Amélioration des méthodes de conservation des dattes communes dans la région d’Adrar.

Valorisation des rebuts de dattes et des dattes communes de faible valeur marchande par la

production de substances à haute valeur ajoutée tel que le bioéthanol.

Organisation du mémoire

Ce mémoire de thèse comporte trois parties contenant cinq chapitres

La première partie de cette thèse présente une synthèse bibliographique divisée en trois grandes

chapitres distincts. Le premier chapitre rapporte des données générales sur les dattes et les palmiers

dattiers. Le deuxième chapitre porte sur les levures et leur importance industrielle. Le troisième chapitre

se focalise sur la fermentation alcoolique et ses rôles.


7

La deuxième partie est constituée du chapitre 4 matériels et méthodes expérimentales mis en jeu

pour la réalisation de ce travail de thèse.

La troisième partie est composée du chapitre 5 discutant l’ensemble des résultats obtenus.

La thèse est clôturée par une conclusion générale, des perspectives et quelques annexes

contenant des complements de définitions et d’informations, des procédures de tests et une bibliographie

complément ce document.

Partie I

Synthèse Bibliographique

Chapitre 1 Contexte général sur les dattes et les palmiers dattiers

9

Chapitre 1 :

Contexte général sur les dattes et les palmiers dattiers

Le palmier dattier (phœnix dactylifera L) constitue l’armature de l’écosystème oasien des régions

sahariennes, il représente également une production agricole importante des régions arides et semi arides.

Il constitue l'élément fondamental de l'écosystème oasien et a toujours joué un rôle économique et sociale

clef pour les populations de ces régions via la production des fruits de dattes et des sous-produits (levure,

pâtes (Btana), farine, sirop, vinaigre, confiserie, bioéthanol...). Ces produits représentent la base de

l'alimentation humaine et animale des régions sahariennes. Le palmier dattier assure aussi la stabilité de

la population saharienne en Algérie, qui est estimée à plus de 2.8 millions d’habitants. La datte est un

aliment de grande valeur énergétique, appréciée aussi bien sur le plan national qu'international. La datte

reste insuffisamment valorisée et subit même des pertes importantes, principalement en raison de

l’insuffisance des conditions de récolte, de stockage, de conditionnement, de l’absence d’une véritable

industrie de conservation et de transformation ainsi que le manque d’organisation des circuits de

commercialisation.

1.1 Généralités sur les palmiers dattiers

Le nom du palmier dattier (Phoenix dactylifera L) provient du mot ˝Phœnix˝ qui signifie dattier

chez les phéniciens, et dactylifera dérive du terme grec ˝dactulos˝ signifiant doigt, allusion faite à la

forme du fruit (Djerbi, 1994). Le palmier dattier était cultivé depuis 6,000 à 8,000 ans, ce qui en fait un

des arbres fruitiers les plus anciennement domestiqués (Daher, 2010). Comme toutes les espèces du genre

Phoenix, il existe des arbres mâles appelés communément dokkars ou Pollinisateurs et des arbres

femelles dénommés Nakhla (Chaibi, 2002).

1.2 Systématique du phœnix dactyliféra L

La place du palmier dattier dans le règne végétal est rappelée ci-dessous (Djerbi, 1994 ; Kwaasi,

2003 ; Feldman, 1976) :

Groupe : Spadiciflores.

Ordre : Palmales.

Famille : Palmacées.


10

Sous famille : Coryfoïdées.

Tribu : Phoenicées.

Genre : Phoenix.

Espèce : Phoenix dactyliféra L.

1.3 Exigences écologiques du palmier dattier

Le palmier dattier offre de larges possibilités d’adaptation, c’est une espèce thermophile qui exige

un climat chaud. C’est un arbre qui s’adapte à tous les types des sols. Il est sensible à l’humidité pendant

la période de pollinisation et au cours de la maturation (Munier, 1973 ; Ozenda, 2004).

Figure 1.1: Figuration schématique du dattier (Munier, 1973)


11

1.4 Localisation des oasis en Algérie et diversité génétique

Le palmier dattier (Figure 1.2) est cultivé dans les régions sahariennes de l’Algérie aux Ziban

(Biskra), le Souf (El-Oued), Oued-Righ (M’Ghaïr, Touggourt…), Ouargla, M’Zab (Ghardaïa), Touat

(Adrar), Gourrara (Timimoun), Tidikelt (In-Salah), Saoura (Béchar), Hoggar-Tassili (Tamanrasset,

Djanet). On trouve également de petites palmeraies dans le sud des Wilayas steppiques (Tébessa,

Khenchella, Batna, Djelfa, Laghouat, M’Sila, Naâma, El-Bayedh) (Belguedj, 2010).

Figure 1.2. Localisation des oasis dans le Sahara Algérien (Marc côte, 2012)

1.5 Répartition géographique du palmier dattier

Dans le monde : Le palmier dattier est originaire du golfe persique (Kwaasi, 2003). Son nombre

dans le monde est estimé à 100 millions d’arbres (Ben Abdallah, 1990). Le palmier dattier fait l’objet

d’une plantation intensive en Afrique méditerranéenne et au Moyen Orient. Aux Etats-Unis d’Amérique,

le palmier dattier fût introduit au XVIIIème siècle. Sa culture n'a débuté réellement que vers les années

1900 avec l’importation des variétés irakiennes (Bouguedoura, 1991).

En Algérie : Le palmier dattier est cultivé au niveau de 17 wilayas seulement pour une superficie

de 165,400 ha (MADR, 2014). La palmeraie Algérienne héberge un matériel génétique très riche et

diversifié avec 940 cultivars recensés (Hannachi et al., 1998).


12

1.6 Définition et description générale de la datte

1.6.1 Définition et Aspect botanique des dattes

La datte (Figure 1.3), fruit du palmier dattier, est une baie généralement de forme allongée,

oblongue ou arrondie, (Espiard, 2002) avec des dimensions très variables, de 2 à 8cm de longueur et d’un

poids de 2 à 8g selon les variétés (Djerbi, 1994), contenant un seul grain appelé noyau, la partie

comestible de la datte dite chair ou pulpe, est constituée d’un :

• Péricarpe ou enveloppe cellulosique fine dénommée peau ;

• Mésocarpe généralement charnu, de consistance variable selon sa teneur en sucre et de couleur

soutenue ;

• Endocarpe de teinte plus claire et de texture fibreuse, parfois réduite à une membrane parcheminée

entourant le noyau (Espiard, 2002).

321……………

Figure 1.3. Datte entière (à gauche) et coupe longitudinale (à droite). Variété Aharetan

Les dattes se présentent en différentes couleurs, selon le stade de maturation et le type variétal.

Avant la maturation, les dattes sont vertes, oranges, ou jaunes, puis allant du brun transparent au noir ou

jaunâtre à la maturité (Elsadig et al., 1999). La consistance de la datte au stade de maturité, est variable,

elle dépend de la teneur en eau de la pulpe. Elle peut être molle, demi-molle ou sèche.

1.6.2 Classification des dattes

D’après Espiard (2002), la consistance de la datte est variable. Selon cette caractéristique, les

dattes sont réparties en trois catégories : dattes molles, dattes demi-molles et dattes sèches de consistance

dure.


13

Figure 1.4. Classification des dattes selon leurs consistances (Cook et Furr, 1952)

1.6.3 Les variétés des dattes

Elles sont très nombreuses et se différencient par leurs saveurs, consistances, formes, couleurs, poids

et dimensions (Buelguedj, 2002). Les principales variétés cultivées en Algérie sont :

a. Deglet-Nour : Variété sociale et commerciale par excellence. C’est une datte demi-molle, considérée

comme étant la meilleure variété de datte du fait de son aspect, son onctuosité et sa saveur.

b. Variétés communes : Ces variétés sont de moindre importance économique par rapport à Deglet-

Nour. Les plus répandues sont : Ghars, Degla-Beïda et Mech-Degla.

1.6.4 Composition physicochimique des dattes

Selon Estanove (1990), la datte se compose essentiellement, comme le montre la Figure 1.5 :

1. d’eau

2. de sucres : Saccharose, Glucose, Fructose

3. de non sucres : protides, lipides, sels minéraux, vitamines… etc.


14

Figure 1.5. Composition physico-chimiques de la datte (Estanove, 1990)

1.6.5 La production nationale et internationale de dattes

Selon CACI. (2015), la production mondiale annuelle des dattes dépasse 7, 416,000 Tonnes.

Environ 35 pays sont enregistrés comme producteurs de dattes, mais 09 pays produisent plus de 100,000

Tonnes et totalisent 43% de la production mondiale.

Figure 1.6. Les principaux pays producteurs de dattes en quantité moyenne (2009-2013) (CACI, 2015).


15

1.6.6 Les exportations mondiales des dattes

Les exportations mondiales moyennes de dattes s’élève à 741,000 Tonnes entre 2009-2013,

représentant environ 10% de la production mondiale (Rappel Algérie: environ 3%) (CACI , 2015). La

production de l’Algérie en dattes toutes variétés confondues est en augmentation constante sur le long

terme. Elle est passée de 361,000 Tonnes en 1996 à près de 848,000 Tonnes en 2013 avec un taux de

croissance annuelle moyenne près de 135%. La production de dattes a plus que doublé en 17 années

(CACI, 2015).

Figure 1.7. Evolution de la production de datte algérienne par Wilaya et par groupe de variétés

(ITDAS, 2014).

Comme le montre la Figure 1.7 ci-dessus, la Wilaya d’Adrar, notre zone d’étude, est la quatrième

Wilaya d’Algérie en nombre de palmiers et en production de dattes avec 3 millions de palmiers et 800,000

quintaux de dattes, mais la majorité de cette production de dattes est sèches et de faibles valeurs

commerciales non valorisées.

1.6.7 Importance de la production de dattes, son évolution et sa destination finale (2013/2014)

La production des dattes pour les 15 millions de palmiers productifs en Algérie est de 9,343,772

Qx. Cette évolution a commencé à partir de 1983 dans la cadre de la mise en valeur agricole des terres

sahariennes, de façon plus significative à partir de 2002 et 2010 (Figure 1.8).


16

Figure 1.8. Production de dattes (Qx) en Algérie (ITDAS, 2014).

On remarque d’après la Figure 1.9 que les volumes de dattes transformables en Algérie sont

importants, plus de 4 millions de quintaux et qui évoluerons durant les prochaines années, ces volumes

sont équivaut à la consommation nationale. Ainsi, l’industrie agro-alimentaire à base de dattes dispose

de la matière première nécessaire pour se développer. C’est donc une valeur ajoutée non négligeable

susceptible d’impulser l’économie nationale surtout avec la conjoncture actuelle que vie le pays.

Figure 1.9. Destination et utilisation de différents types de dattes 2013/2014 (Qx)

en Algérie (ITDAS, 2014)


17

1.7 La diversité microbienne des dattes

Les bactéries sont responsables de l’aigrissement des dattes par suite de la transformation des

sucres en acide lactique ou en acide acétique après fermentation. Cette propriété des bactéries est utilisée

pour la fabrication du vinaigre à partir de la datte. Leur importance lors de la conservation des dattes

nécessite de plus amples informations sur ces agents (Tantaoui et Boisson, 1991). Selon Abekhti (2016),

les bactéries anaérobies sont moins importantes (0 à 3x105 UFC/g) et sont même non détectables dans

certains échantillons. Les bactéries lactiques sont rarement rencontrées dans les échantillons analysés.

Les principaux agents des microorganismes altérants les dattes sont constituées par les levures

(Saccharomyces, Hanseniospora et Candida) et les moisissures (Aspergillus, Penicillium, Fusarium

oxysporum f. sp, Alternaria, Rhisopus et Botrydiplodia theobromae). Cette dernière est responsable de

la maladie ‹Black Rot › (Tantaoui et Boisson, 1991). Taouda et al. (2013) ont montrés que toutes les

variétés de dattes analysées (14 variétés) sont contaminées par les levures (0.6 à 4.9) Log10 UFC/g et les

moisissures (0.5 à 3.8) Log10 UFC/g. Environ 50% des levures isolées appartiennent à Saccharomyces

cerevisae alors que les autres types de levures appartiennent à Zygosaccharomyces fermentati, Hansenula

anomala, Lodderomyces elongisporus et Kluyveromyces fragilis. Les moisissures sont représentées par

Aspergillus niger (l’espèce majoritaire), Penicillium notatum et Rhizopus oryzae. L’étude a mis en

évidence une importante contamination par les GAMT (0.6 à 4.9) Log10 UFC/g et les bactéries

sulfutoréductrices (0 à 4.9 Log10) UFC/g et l’absence des coliformes. En revanche, les coliformes,

Staphylococcus aureus et Salmonella, n’ont pas été détectés. Dans une autre étude Al-Shaickly et al.

(1980) ont a montré que le nombre de moisissures augmente en fonction de la maturation, ce qui donne

un nombre élevé au moment de la récolte lors de la maturation complète des dattes.

1.8 Valorisation et transformation des dattes

La datte a toujours été, depuis des temps immémoriaux, un élément majestieux de l’alimentation,

tant pour les humains que pour les animaux, dans toutes les pays du sud et de l’est de la méditerranée.

Cependant, on constate à l’heure actuelle, une évolution dans les habitudes alimentaires des pays

phoenicicoles et dans les diverses utilisations des dattes. Cela a conduit à rechercher les meilleurs moyens

de répondre à ce progrès en vue d’une meilleure valorisation de cette matière première par la mise au

point de diverses formulations alimentaires et/ou non alimentaires. L’exploitation des dattes peu utilisées,

mal utilisées ou complètement inutilisées relève de la même démarche (Estanove ,1990)


18

Figure 1.10. Classification qualitative et usage des dattes (Estanove, 1990)

1.8.1 Mise en valeur des déchets de dattes

Les dattes abîmées et de faible valeur marchande peuvent être utilisées en raison de leur forte

teneur en sucre pour la production de plusieurs métabolites.

1.8.1.1 Biomasse et protéines unicellulaires

La production de protéines reste un objet essentiel pour le métabolisme afin de subvenir aux

besoins mondiaux. A cet égard des essais de production de protéines d’organismes unicellulaires par

culture de la levure Saccharomyces cerevisiae sur un milieu à base de dattes ont été réalisés. Selon

(Kendri, 1999), l’analyse des biomasses produites montre leur richesse en protéines à raison de 32 à 40

% du poids sec.

1.8.1.2 Bioéthanol

Les dattes constituent un substrat de choix pour la production de l’alcool éthylique. Selon Boulal

(2016), l’alcool éthylique a été produit au laboratoire avec un degré alcoolique de 90%.

1.8.1.3 Vinaigre

Les dattes peuvent être utilisées pour l’élaboration de nombreux produits alimentaires parmi

lesquels le vinaigre. Le vinaigre peut être produit par culture de la levure Saccharomyces uvarum sur un

extrait de dattes (Ould El Hadj et al., 2001).

Dattes

Nobles Communes Non consommées

Perdues Alimentation

animale

Consommation

locale

Exportation


19

1.8.1.4 Aliments de bétail

Les rebuts et les noyaux de dattes constituent des sous-produits intéressants pour l’alimentation

du bétail. La farine des noyaux de dattes peut être incorporée avec un taux de 10% dans l’alimentation

des poulets sans influencer négativement leurs performances (Gualtieri et Rappaccini, 1990).

1.8.2 Confiseries à base de dattes

1.8.2.1 Pâte de dattes

Les dattes molles ou ramollies par humidification donnent lieu à la production de pâte de dattes.

La fabrication est faite mécaniquement. Lorsque le produit est trop humide il est possible d’ajouter la

pulpe de noix de coco ou la farine d’amande douce. La pâte de datte est utilisée en biscuiterie et en

pâtisserie (Espiard, 2002 ; Kendri, 1999).

1.8.2.2 Farine de dattes

Elle est préparée à partir de dattes sèches ou susceptibles de le devenir après dessiccation. Riche

en sucre, cette farine est utilisée en biscuiterie, pâtisserie, aliments pour enfants (Aït-Ameur, 2001 ;

Kendri, 1999) et aussi la préparation des yaourts (Benamara et al., 2004).

1.8.2.3 Crèmes et confitures

Les crèmes et les confitures de dattes sont également fabriquées à base de dattes saines car il est

important d’éviter tout arrière-goût de fermentation. Selon Espiard (2002), cette gamme de produit est

basée sur l’extraction des sucres par diffusion de ces derniers et par d’autres composants solubles de

dattes. Par mélange et cuisson de la pâte ou de morceaux de dattes et de sirop nous pouvons obtenir des

crèmes ou des confitures d’excellente qualité.

1.9 Autres produits

La datte constitue un substrat de choix pour la production de nombreux autres produits tels que :

le vin (Espiard, 2002), le jus de datte (Chniti et al., 2014) ...etc.

Chapitre 2 Aperçu sur les levures

20

Chapitre 2 : Aperçu sur les levures

2.1 Généralités sur les levures

Les levures ont été utilisées par l’homme depuis des millénaires, sans le savoir, en particulier

dans la fabrication des boissons alcoolisés et du pain. Ce n’est qu’avec les travaux de Pasteur (1866-

1876) que le rôle des levures dans la fermentation alcoolique a été mis en évidence (Bourgeois et Leveau,

1991). Elles sont classiquement définies comme étant des champignons unicellulaires immobiles. Sur

milieux gélosés, elles forment habituellement des colonies à surface luisante. La couleur des colonies de

levures est généralement crème à brunâtre et parfois rosâtre. Elles sont soit plates, soit bombées Figure

2.1 (Larpent, 1990).

Figure 2.1. Ultrastructure d’une levure bourgeonnante montrant les cibles des différents antifongiques

N : Noyau. Va : Vacuole. Ves : Vésicules. M : Mitochondrie. ER : Réticulum Endoplasmique.

G : Golgi (El-Kirat-Chatel, 2010).

Les levures puisent leur énergie par dégradation des substances organiques variées, ce sont des

organismes chimio-hétérotrophes (Bourgeois et al., 1988). Dans la nature, les levures se trouvent

principalement sur les végétaux riches en sucre directement assimilable. Elles peuvent se développer

particulièrement au niveau des blessures et des cicatrices qui laissent s’écouler de jus sucré, des fruits

sains portent une contamination en levures beaucoup plus faible que des fruits blessés (Bourgeois,

Leveau, 1991).


21

2.2 Caractères généraux des levures

2.2.1 Morphologiques

Les cellules de levures sont généralement ovoïdes ou sphériques, parfois cylindriques. Leur taille

varie de 2 à 3 microns et peut atteindre 5 microns chez certaines espèces de levures. Les cellules peuvent

rester après bourgeonnement liées les unes aux autres et constituer aussi un pseudomycélium. Plus ou

moins différencié suivant les genres ou les espèces. Dans certaines conditions, d’autres levures peuvent

produire de mycéliums caractéristiques de champignons filamenteux, comportant des cloisons

transversales ou septa et présentant une croissance apicale (Bourgeois et al., 1988).

2.2.2 Caractères physiologiques et biochimiques

Les levures étant dépourvues de chlorophylle sont incapables de produire les composés

organiques nécessaires à leur croissance à partir de substrats minéraux comme le font les végétaux

supérieurs, les algues et quelques bactéries. Elles sont donc saprophytes et quelques fois parasites. Pour

leurs croissances, elles ont besoin d’oxygène, de sources organiques de carbone, d’azote minéral ou

organique, de divers minéraux, d’une température et d’un pH adéquat. Certaines d’entre elles ont

également besoin d’un ou plusieurs vitamines comme par exemple la thiamine (vitamine B1), biotine

(vitamine B8), inositol (vitamine B7), acide pantothénique (vitamine B5) et d’autres facteurs de

croissance (Karlson, 1971). Toutes sont capables d’utiliser le D-glucose, le D-fructose et le D-mannose.

Certaines levures produisent des lipides (Lipomyces starkeyi) d’autre ont une activité lipolytique. Elles

utilisent de nombreux substrats carbonés soit uniquement par voie oxydative (Cryptococcus,

Rhodotorula), soit pour la plupart, après une phase aérobie de démarrage de la croissance, par

métabolisme fermentaire (anaérobie) conduisant à la production d’éthanol et de CO2. Les levures ne

provoquent pas d’intoxications alimentaires. Le Condida albicans et le Cryptococcus neoformants sont

les seules qui sont pathogènes (Bourgeois et al., 1988).

2.2.3 Croissance

La croissance des levures en anaérobiose est possible en présence d’un taux limité de glucose,

mais l’apport d’ergostérol, d’acides gras insaturés et parfois de vitamines (acide nicotinique) est essentiel

car les molécules ne sont pas synthétisées dans ces conditions. Dans les cultures de Saccharomyces

cerevisiae développées en anaérobiose, seulement 10% de glucose est converti en biomasse et le reste

est incorporé dans l’éthanol, le glycérol et pyruvate parfois même dans le succinate (Fiechter et al., 1981).


22

2.2.4 Métabolisme

Toutes les levures sont capables d’utiliser le glucose et le fructose. En ce qui concerne des ditri,

ou polysaccharides, ils ne sont fermentés qu’après hydrolyse à l’extérieur ou à l’intérieure des cellules.

L’invertase extracellulaire hydrolyse le saccharose en glucose et fructose. Le raffinose est faiblement

hydrolysé par cette enzyme en fructose et mélibiose. Ce dernier n’est d’ailleurs pas un substrat utilisé par

les souches de S. cerevisiae. Le glucose et le fructose pénètrent dans la cellule par diffusion facilitée mais

aussi après phosphorylation (Frankel, 1982).

Les hexoses intracellulaires sont intégrés dans la voie de la glycolyse après phosphorylation par

l’hexokinase ou glucokinase. Les hexokinases sont peux spécifiques et peuvent phosphoryler le glucose,

le fructose ou le mannose. L’une des hexokinases est une enzyme multifonctionnelle impliquée dans la

répression catabolique (Entian et al., 1984). La teneur intracellulaire en ces enzymes va donc

conditionner les performances philosophiques des levures (Bourgeois et Larpent, 1989).

La croissance des levures est plus importante en présence d’acides aminées ou de sels

d’ammonium qu’avec des peptides (Haroing et Kirsop, 1979). L’urée est utilisée par beaucoup de levure

et donne des croissances identiques à celles obtenus avec des sels d’ammonium.

En l’absence d’oxygène, les levures utilisent la voie "Embden, Meyerhof, Parnas" pour l’oxydation des

hexoses, les deux dernières étapes de cette voie comportent la décarboxylation du pyruvate en

acétaldéhyde et la réduction de ce dernier en éthanol. Cette voie représente 95% la glycolyse chez S.

cerevisiae et Candida. utilis (Bourgeois et Larpent, 1989).

2.2.5 Besoins nutritionnels

Le développement des levures a besoin de composés carbonés, qui procurent à la fois la source

d’énergie des composés réduits sous forme d’ammonium. Quelques levures peuvent utiliser les composés

azotés oxydés (nitrates) ou organiques pour la synthèse des protéines et des acides nucléiques, et enfin

d’éléments minéraux variés. Les besoins en vitamines varient suivant les espèces (Bourgeois et Larpent,

1991).

2.2.6 Phénomène de floculation

La floculation des microorganismes est un phénomène qui se rencontre naturellement chez de

nombreuses souches de levures, mais qu’on peut aussi générer artificiellement (Bourgeois et Larpent,

1996). C’est une propriété des levures qui se manifeste souvent dans les industries de fermentation


23

alcoolique (brasserie) par l’agglutination (ou floculation) des cellules et par une sédimentation (levure

basse) ou une montée (levure haute) (Pierre-Guiraud, 1998). Il s’agit là d’une méthode de rétention

attractive car elle fait appel à la méthode de séparation liquide-solide la plus élémentaire, la décantation

(Ghommidh et Navarro, 1986). Il est possible de maintenir en activité de 60 à 110 g/L de levure sans

contraintes physiques au niveau des microorganismes (Bourgeois et Larpent, 1996).

2.2.7 Reproduction

La reproduction végétative se fait généralement par bourgeonnement. Dans certaines conditions

physico-chimiques d’environnement, les levures sporogènes peuvent se reproduire par voie sexuée.

Reproduction végétative : Lorsqu’on parle de bourgeonnement, cela donne à penser immédiatement aux

levures. C'est le processus asexué au cours duquel la cellule mère émet une petite excroissance ou

bourgeon qui augmente de taille et s'organise à l'aide d'une partie du matériel nucléaire et cytoplasmique

de la cellule parentale (Leclerc et Mossel, 1989).

2.3 Caractérisation et sélection des souches de levures

Deux types de levures sont en concurrence pour produire de la bière : Saccharomyces cerevisiae

dite de fermentation haute parce qu’elle monte en surface à la fin de la fermentation, et Saccharomyces

Uvarum, dite de fermentation basse, parce qu’elle tombe au fond de la cuve à la fin de la fermentation.

Les travaux de Pasteur et de Hansen ont attiré l’attention sur l’intérêt d’utiliser des cultures pures de

levures et fait prendre conscience peu à peu de l’importance des caractéristiques des souches. C’était le

point de départ des travaux visant à la caractérisation, la sélection et l’amélioration génétique des

souches, qui sont actuellement fortement stimulées par les acquis récents de la génie génétique. Le choix

de la levure est particulièrement important et implique de connaître les caractéristiques désirées de la

souche de levure, de disposer de tests nécessaires permettant de détecter et mesurer ces propriétés et enfin

d’avoir accès à une collection de souches susceptibles de fournir des souches proches de l’idéal recherché

(Steloart, 1974). Les nombreux tests qui ont été proposés, ont pour objectif de caractériser les souches

sur le double plan des conditions rigoureusement standardisées qui permettent de dresser pour la souche

une véritable carte d’identité, c’est la caractérisation intrinsèque (Masschelen, 1972).


24

2.3.1 Caractéristiques intrinsèques

Le taux de croissance exponentiel sur milieu standard est une caractéristique utile, mais

dépendante de la température et de la composition du milieu et ce critère est donc d’un intérêt limité.

Toutefois un taux de croissance élevé va souvent de pair avec d’autres caractéristiques intéressantes

notamment une bonne efficacité fermentaire. L’intensité fermentaire du glucose, du maltose, les

principaux substrats fermentescibles du moût, sont des caractéristiques dont l’influence sur la vitesse de

la fermentation est considérable. La floculence est une autre caractéristique importante sur le plan

technologique. Elle caractérise plus ou moins la grande tendance des levures à s’agglutiner et à

sédimenter en fin de fermentation. La résistance à l’alcool est également une propriété importante pour

la fermentation de moût à haute densité (Rose, 1993).

2.3.2 Caractéristiques industrielles et choix d’une souche

Les informations les plus utiles sur les souches de levures sont fournies par l’utilisation

industrielle elle-même. Des laboratoires qui distribuent des levures à de nombreuses brasseries peuvent

collecter de telles informations et acquérir progressivement une bonne connaissance des levures.

Cependant, il est important de tester la souche de levure directement à l’échelle industrielle une souche

nouvellement isolée et l’on préfère effectuer préalablement une expérimentation à petite échelle dans des

conditions simulant au mieux les conditions industrielles.

Le choix d’une levure pour une application déterminée implique de connaître les caractéristiques

de nombreuses souches et de faire un choix tenant compte de l’ensemble de ces caractéristiques. Bryan

et Cowan (1979), proposent une méthode pour effectuer le classement des souches et le choix d’une

souche convenant à un usage déterminé. Selon ces auteurs, une souche destinée à la fermentation

continue, doit être recherchée parmi des souches présentant un haut degré de floculence associé à une

forte intensité fermentaire (Bourgeois et Larpent, 1996).

Chapitre 3 Bioénergie

25

Chapitre 3 : Bioénergie

L’exploitation des ressources bio-organiques n’est pas une technique récente, l’homme avait déjà

utilisé le bois comme combustible depuis l’antiquité, faisait l’extraction des plantes et utilisait différentes

techniques et moyens d’exploitation de la biomasse. Mais avec l’exploration du pétrole, ce dernier

devient le plus important réservoir des matières organiques, car il est facilement utilisable et très

diversifié, néanmoins, le pétrole n’est pas une source durable, et son utilisation est la principale cause du

réchauffement climatique. Alors, pour trouver une source d’énergie durable, écologiquement inoffensive

et pratiquement moins coûteuse, l’homme a réfléchit de revenir à l’exploitation des biomasses organiques

d’une façon rationnelle en se basant sur les nouvelles technologies de la science qui lui permettent de

réaliser une bio-raffinerie basée sur le modèle de la raffinerie pétrolière, afin d’obtenir des carburants

alternatifs, de l’énergie et des produits à haute valeur ajoutée tels que le bioéthanol, le biodiesel …etc.

Le bioéthanol ou agro-éthanol est un biocarburant peut être utilisé dans les moteurs à essence. Le

terme bioéthanol est un amalgame entre le préfixe bio du grec bios, qui signifie vie ou vivant et du terme

classique du composé chimique éthanol. Le préfixe bio indique que l'éthanol est produit à partir de

matière organique (biomasse) et n'a pas de lien avec le terme «bio» parfois utilisé pour désigner

l'agriculture biologique. Il s'agit d'un vecteur énergétique issu de l’agriculture, ou des déchets de

l'industrie forestière, et appartenant à la famille des énergies renouvelables (Hansen, 1883).

3. 1 Définition des biocarburants

Les biocarburants sont des sources énergétiques issues des matériaux biologiques qui se

distinguent des autres sources d’énergie non fossiles, à l’instar de l’énergie des vagues, et de

l’énergie éolienne. De plus, quel que soit la forme des biocarburants (solide, liquide, ou gazeux),

il est clair que c’est une énergie durable, et renouvelable puisqu’elle est d’origine végétale et animale,

et donc elle peut être remplacée après une courte période (Scragg-Alan, 2009).

3. 2 Différents biocarburants

Les dix biocarburants cités par la CE (Directive 2003/30/CE) sont : le bioéthanol, le biodiesel

(esters d’huile végétale), le biogaz, le bio-méthanol, le bio-diméthyléther (bio-DME), le bio-Ethyle-

tertio-butyl-éther (bio-ETBE), le bio-Méthyl-tertio-butyl-ether (bio-MTBE), les biocarburants

synthétiques, le bio-hydrogène, et les huiles végétales pures (Poitrat. E, 2005). Les deux principaux


26

biocarburants candidats prêts à un développement industriel sont l’éthanol (principalement utilisé en

Europe sous forme d’éthyl-tertio-butyl-éther ou ETBE) et l’ester méthylique d’huile végétale

(EMHV) ou biodiesel (Colonna, 2006).

3. 3 Différentes générations de biocarburants

3. 3.1 Les biocarburants de 1ère génération

Il existe deux grandes filières de production de biocarburants :

- Le biodiesel : est obtenu à partir de plantes oléagineuses (colza, tournesol, soja...) ou de graisses

animales ou des huiles alimentaires usagées. Il est obtenu par l’estérification, c’est-à-dire la

transformation des corps gras en esters méthyliques d’acides gras (EMAG) par une réaction chimique

de transestérification en présence d’un catalyseur (Figure 3.1). Cette technologie permet de produire à

partir d’une tonne d’huile 110kg de méthanol, 970kg de biodiesel et 108kg de glycérine (Sall Hamath,

2007).

Figure 3.1. La filière des huiles végétales ou du biodiesel (Sall Hamath, 2007).

-Le bioéthanol : est obtenu à partir des plantes sucrières ou des céréales (Figure 3.2). Selon la CE

il est utilisé en mélange dans les essences : soit de manière systématique dans les supercarburants

SP95-E10 (jusqu’à 10% en volume), SP95 et SP98 (jusqu’à 5% en volume) ; soit à haute teneur

dans le carburant super éthanol E85, qui contient entre 65 et 85% en volume d’éthanol. Ce

carburant est disponible dans les stations de service depuis 2007 et il est destiné à des véhicules

dédiés, appelés véhicules à carburant modulable (Poitrat, 2005).

Transésterification


27

Figure 3.2. La filière bioéthanol ou filière alcool (Sall Hamath, 2007)

3. 3. 2 Les biocarburants de 2ème génération

Ces carburants sont issus de la transformation de la lignocellulose contenue dans les résidus

agricoles (paille) et forestiers (bois), ou dans des plantes provenant de cultures dédiées (taillis à

croissance rapide) (Figure 3.3). Les nouveaux procédés cherchent à améliorer le bilan énergétique en

utilisant toute la plante. Pour cela les résidus de sylviculture, les déchets organiques, des cultures

comme la luzerne ou le miscanthus sont exploités (Ballerini et Alazard‐Toux, 2006).

Figure 3.3. Biocarburants de deuxième génération tirés de déchets de l’agriculture et de

l’exploitation forestière (Doudou, 2007).

3.3.3 Les biocarburants de 3ème génération : Les micro-algues

Ces biocarburants sont obtenus à partir de la production de lipides ou d’hydrogène par des

micro-organismes (Figure 3.4). Le soufre est un élément chimique nécessaire au processus de

formation des protéines. Lorsque l’algue Chlamydomonas reinhardti est privée de soufre, la

photosynthèse diminue et elle met en place une autre voie énergétique : la production d’hydrogène. On

peut cultiver les micro-algues avec deux procédés différents : l’utilisation d’un photo-bioréacteur ou

de bassins extérieurs. Les rendements prévus sont 3 à 30 fois supérieurs aux espèces oléagineuses


28

(notamment car le taux de photosynthèse est plus important). Les biocarburants de 3ème génération

sont un enjeu énergétique important (Dubreuil, 2008).

Figure 3.4. Production de lipides ou d’hydrogène par des micro-organismes (Dubreuil, 2008)

3.4 Les avantages et les inconvénients des biocarburants

Les principaux avantages et inconvénients des biocarburants se résument dans le (Tableau 3.1).

Tableau 3.1. Les principaux avantages et inconvénients des biocarburants (Touati, 2013).

Les avantages Les inconvénients

1. Ressources renouvelables

2. Limitent les émissions de gaz à effet de serre (GES)

et les consommations d'énergie non renouvelable.

3. Emettent moins de polluants tels que le soufre (à

l'origine des pluies acides), les suies, les particules

fines.

4. Permettent de diversifier les sources de production

d’énergie et de réduire la dépendance à l'or noir et de

valoriser des ressources domestiques.

1. L'augmentation de la demande en

biocarburants a eu pour conséquence le

renchérissement des cours mondiaux des

céréales et des oléagineux.

2. Ils sont gourmands en énergie, coûteux à

cultiver, à collecter et à transformer.

3. Ils instaurent une concurrence redoutable entre

cultures énergétiques et cultures alimentaires.

4. Le développement des biocarburants issus de

cultures énergétiques peuvent être une menace

pour les écosystèmes et les puits.

3.5 Présentation de la molécule d’éthanol

L’éthanol, ou alcool éthylique, est un alcool de formule semi développée CH3-CH2-OH. C'est un

liquide incolore, volatil, inflammable et miscible à l'eau en toutes proportions. Les formules brutes et

semi-développées de la molécule d’éthanol sont respectivement le C2H6O, le C2H5OH et le CH3-CH2-

OH (Figure 3.5) (Mehdi-Kacimi, 2008).

Algues unicellulaires Huile Biodiesel


29

Figure 3.5. Molécule d’alcool éthylique (Mehdi-Kacimi, 2008)

Tableau 3.2. Propriétés physico-chimiques de l’éthanol (Mertens et Roiz, 2010).

La masse molaire 46,0684 ± 0,0023 g/mol

Formule chimique CH3CH2OH

Température d'ébullition 79 °C

Point de fusion −117 °C

Pression de vapeur à 20 °C : 5,8 kPa

Pouvoir calorifique inférieur (MJ/L) 21.06

Pouvoir calorifique inférieur (MJ/kg) 26.7

Densité (kg/L) 0.794

Nombre de Cétane <100

Nombre d’Octane 0.40-045

Type de moteur A combustion (Essence)

3.6 Les avantages liés à l'utilisation de bioéthanol

Les avantages et les inconvénients du bioéthanol peuvent être résumés dans le Tableau 3.3.


30

Tableau 3.3. Avantages et inconvénients du bioéthanol (Oestling, 2001).

Avantages Inconvénients

Moins d’émissions de dioxyde de carbone

CO2 fossile que les carburants

conventionnels

Haut indice d’octane, permettant un

fonctionnement plus efficace des moteurs à

allumage par étincelle

Moins d’émissions de particules

Moins d’émissions non réglementées de

benzène et de butadiène 1-3 ; les taux de

benzène diminuent à mesure que la

concentration d’éthanol dans l’essence

augmente

Risque moins élevé de formation d’ozone

que l’essence et le diesel

Pas de teneur en soufre

Biodégradable

Moins toxique que le méthanol ou le

l’éthanol

Il a été démontré que les véhicules à un seul

carburant et les véhicules tous carburants, à

moteurs à démarrage par étincelle alimentés

en bioéthanol, présentent un rendement

énergétique plus élevé que les moteurs à

essence

Rendement a indice d’octane élevé pour un

coût relativement réduit.

Son indice de cétane étant moins élevé que

celui de diesel, le bioéthanol ne convient pas

comme carburant propre pour les moteurs

diesels conventionnels, à moins qu’un

accélérateur d’ignition ne soit ajouté

Emissions très élevées d’hydrocarbures par

évaporation (environ 15% pour l’E10G), ce

qui requiert un réglage de la pression de

vapeur de l’essence de base à laquelle

l’éthanol est ajouté

La pression de vapeur étant basse et la

chaleur latente d’évaporation de l’éthanol

élevée, le démarrage à froid peut être plus

difficile dans les climats plus froids, à moins

que l’éthanol ne soit mélangé à de l’essence

ou qu’une autre aide au démarrage ne soit

utilisé

Sa combustion entraine une formation accrue

d’acétaldéhyde, mais les émissions de

formaldéhyde formique sont moindres par

rapport à l’essence

Sa capacité lubrifiante peu élevée peut

provoquer une corrosion du moteur

Problèmes de stabilité de phase dans le

mélange d’essence en cas de présence d’eau

La combustion de l’éthanol pur produit une

flamme invisible qui peut provoquer des

problèmes de sécurité.

Les véhicules E85G produisent des émissions

non réglementées plus élevées (éthylène et

acétaldéhyde) que les véhicules à essence

Lorsque l’éthanol non brulé E95D réagit sur

la surface du catalyseur, il peut s’échapper

une odeur de vinaigre. Cette situation s’est

améliorée avec la nouvelle génération de

catalyseurs


31

3.7 Production du bioéthanol

3.7.1 La matière première

Tous les sucres fermentescibles (glucose, saccharose, etc.) peuvent être transformés en éthanol

par fermentation. Ces sucres sont présents dans un état plus ou moins polymérisé dans de nombreuses

espèces du monde végétal comme la betterave à sucre, la canne à sucre, le blé, le maïs, la pomme de

terre, mais également de l’herbe ou encore le bois. La matière lignocellulosique constitue une ressource

abondante et bon marché, car elle ne peut pas être digérée par l’homme, et de ce fait n’entre pas en

compétition avec la nourriture (Gnansounou, 2001). Ces produits végétaux d’origine agricole

contiennent des réserves de glucides sous forme d’amidon ou de saccharose. Les molécules d’amidon

sont préalablement hydrolysées par voie enzymatique le plus souvent, Saccharomyces cerevisiae ne

possédant pas d’amylase efficace. Les produits résultant sont le glucose et le fructose, facilement

assimilables par Saccharomyces cerevisiae. Ce sont donc, en général les substrats riches en amidon et

saccharose qui sont privilégiés pour la fermentation alcoolique (Cot, 2006). Avant l’étape de

fermentation le substrat est d’abord préparé (pressage, broyage, vapocraquage, hydrolyse chimique ou

enzymatique) afin d’en faire ressortir le jus qui pourra être fermenté par les microorganismes.

3.7.2 Le prétraitement

Les sucres aux structures complexes requièrent des traitements préalables avant de pouvoir se

rendre disponibles pour subir une fermentation pour cette raison la matière première doit être traitée selon

leur type.

a. Les plantes saccharifères

Les plantes saccharifères sont riches en sucres fermentescibles, la production d’éthanol à partir

de la betterave sucrière débute, avec le lavage des racines, leur découpage en cossettes et l’extraction des

sucres à l’eau chaude qui est appelé diffusion. Pour ce qui est de la canne à sucre la première étape est la

coupe suivi du broyage des cannes puis enfin leur pressage (Riess, 2012). Dans le cas des dattes le

prétraitement débutent par lavage des fruits puis l’imbibition à l’aide d’une eau chaude afin de faciliter

le dénoyautage, les pulpes résultantes sont broyées.


32

b. Les plantes amylacées

Les plantes amylacées contiennent de l’amidon qui n’est pas directement fermentescible il doit

donc être transformé en glucose. Il existe deux types de procédés de transformation, le premier est la

voie sèche ou «dry milling» et le second est la voie humide ou «wet milling». Dans le cas du « dry

milling» les grains sont nettoyés et broyés. L’amidon est hydrolysé en deux étapes par voie enzymatique.

La première étape réalisée à l’aide d’une α-amylase est appelée liquéfaction. La seconde étape est appelée

saccharification et utilise une amyloglucosidase. Pour ce qui est de la voie humide, ou «wet milling» les

grains sont trempés dans une solution aqueuse contenant de l’acide sulfurique qui facilite la séparation

des composants (Sanchez (b) et al , 2008). Un broyage est ensuite réalisé afin de séparer l’amidon du

reste de la plante. L’amidon ainsi obtenu est ensuite liquéfié et saccharifié par voie enzymatique

(Shigechi et al, 2004). Cette étape aboutit à la formation d’un sirop de glucose. Ce sirop sera utilisé pour

produire de l’éthanol par fermentation.

c. Les matières lignocellulosiques :

Contrairement à l’amidon ou au saccharose qui servent de réserves d’énergie pour la plante en

vue d’une utilisation ultérieure, la matière lignocellulosique sert de structure pour les plantes. Il s’agit

donc d’une matière stable et résistante aux agents extérieurs et donc plus difficile à dégrader. Elle est

composée principalement de lignines qui sont des composée poly phénoliques inutilisables par la levure,

de cellulose et d’hémicelluloses qui sont des composés plyosidiques (Riess, 2012). Comme pour

l’amidon, la cellulose et les hémicelluloses doivent être hydrolysées avant utilisation par la levure car

elle n’a pas le pouvoir enzymatique nécessaire pour cela. Les procédés d’hydrolyse ressemblent à ceux

employés pour l’amidon ils emploient soit un traitement acide soit un traitement enzymatique

(Taherzadeh et al, 2007). Les sucres obtenus par hydrolyse de la biomasse lignocellulosique sont

principalement des pentoses (xylose et arabinose) des disaccharides (cellobiose) et du glucose. Ce dernier

est facilement transformé en éthanol par la levure utilisée par l’ensemble des industries de fermentation

alcoolique (Ogier, 1999).

3.7.3 Fermentation

Le terme de fermentation est apparu au 16éme siècle il vient du latin «ferveur=bouillir», qui

signifié le dégagement des bulles de CO2 dans un moût de vinification (Bourat, 1992 ; Dourado, 1983).

La fermentation est tout processus métabolique au cours duquel est utilisé un micro-organisme spécifique


33

pour la libération de l’énergie Gaillard et al, (1995). D’après Tortora et al. (2003), on peut définir la

fermentation comme un processus qui :

1. Libère de l’énergie par la dégradation de sucres ou d’autres molécules organiques ;

2. Ne nécessite pas d'oxygène O2, mais peut parfois se poursuivre en sa présence ;

3. Ne nécessite pas l’utilisation du cycle de Krebs ni d’une chaîne de transport des électrons ;

4. Utilise une molécule organique comme accepteur d’électron final.

3.8 Objectifs de la fermentation

Les objectifs de la fermentation sont :

- Obtenir une biomasse microbienne qui sera utilisée à des fins alimentaires, médicales,

pharmaceutiques, agricoles ou industrielles.

- Produire des «outils biologiques» que l’on appelle des enzymes.

- Synthétiser des métabolites non catalytiques que l’homme utilise dans des domaines très divers : des

composés énergétiques (méthane, éthanol), des matières premières chimiques intéressantes telles

l’éthanol, le butanol ou des composants alimentaires tels les acides aminés et les vitamines.

3.9 Optimisation de la fermentation

Traditionnellement les fermentations industrielles sont conduites en maintenant les variables

d’action constantes. Leurs valeurs sont souvent déterminées à partir de critères biologiques en visant la

meilleure productivité (concentration la plus élevée possible en fin de fermentation obtenue la plus

rapidement possible) au moindre risque de contamination. Il est évidemment envisageable de les faire

varier dans le temps, dans le but d’améliorer les résultats. C’est ce que permet la mise en œuvre des

techniques d’optimisation.

La fermentation est comme toute opération industrielle, elle est soumise à la notion d’indice de

performance dans lequel entre en particulier le temps d’opération, la production, la consommation

d’énergie, de matière première, le rendement. D’où la notion de critères selon lesquels l’optimisation doit

être faite et qui sont de trois sortes :

Maximisation des concentrations des produits de fermentation que l’on cherche à obtenir

(biomasse microbienne, métabolites) ;

Minimisation du temps de fermentation ;


34

Minimisation des coûts de l’opération.

Les deux premiers critères impliquent la définition des conditions conduisant aux meilleurs

profils des courbes de croissance et de production (Scriban, 1999). Il est possible d’agir sur les différents

paramètres opératoires biochimiques et physiques pour optimiser la mise en œuvre de la fermentation et

atteindre les meilleurs rendements de conversion tels que:

les concentrations des nutriments : surtout le carbone et l’azote ;

les profils d’alimentation ;

la température ;

le pH ;

l’agitation et l’aération ;

le temps de réaction.

L’optimisation d’un procédé aérobie de production de levure vise à l’obtention des concentrations

et de productivités maximales en cellules. Dans le cas de la levure de boulangerie Saccharomyces

cerevisiae, la qualité boulangère finale est un autre critère important. C’est en général par la sélection

judicieuse d’une souche, d’un milieu de culture et d’un procédé qui sont obtenues les meilleures

performances (Larpent, 1992).

3.10 Les procédés de fermentation alcoolique utilisant des levures

Avant l’étape de fermentation, le substrat est d’abord préparé (pressage, broyage, vapocraquage,

hydrolyse chimique ou enzymatique) afin d’en faire ressortir le jus qui pourra être fermenté par les

microorganismes (Figure 3.6) (Bothast et Schlicher, 2005 ; Glazer et Nikaido, 1993). Des fermentations

rapides avec des titres et des rendements élevés en éthanol sont recherchés pour minimiser les coûts

d’exploitation et l’énergie nécessaire à la distillation (Cot, 2006).


35

Figure 3.6. Schéma de fabrication du bioéthanol à partir des végétaux

(lasen.epfl.ch/webdav/site/lasen/shared/ bioethanol.pdf).

La fermentation alcoolique est l’un des procédés de vinification, qui permet de transformer les

sucres fermentescibles en anaérobiose par des levures de type (Saccharomyces cerevisiae) en alcool et

gaz carbonique avec dégagement de calories selon la réaction suivante (Gonzalez-Miret, 2008).

C6H12O6 + Levures → 2C2H5OH + 2CO2 + Energies (3.1)

La fermentation dure de 40 à 72 heures et la température est fixée entre 28°C et 32°C, elle se fait

principalement par trois grands types : en batch, en Fed–batch (ou semi-continu) ou en continus. Les

procédés batch et continu sont les plus utilisés à l’échelle industrielle (Cot, 2006).


36

Au cours de la fermentation alcoolique, le glucose est transformé en acide pyruvate qui est

métabolisé en dioxyde de carbone et acétaldéhyde, et ensuite en éthanol. D’autres monosaccharides,

outre que le glucose, peuvent aussi être utilisé. Certains monosaccharides peuvent directement entrer

dans la chaine de réaction de la fermentation (c’est le cas du fructose). D’autres peuvent être transformés

en glucose par des enzymes de la cellule. Dans le cas de disaccharides ceux-ci doivent d’abord être

digérés en monosaccharides. Cette digestion peut se faire à l’extérieur de la cellule ou à l’intérieur de

celle-ci dans les deux cas, la digestion se fait sous l’action d’enzymes spécifiques synthétisées par la

levure (Dourado, 1983). Pour assurer un métabolisme optimal à la levure, le mout de fermentation ne

doit pas dépasser une concentration en sucres supérieure à 30 g/L. Par ailleurs, le milieu doit être

supplémenté par des sels minéraux (sel ammoniacaux) et autres facteurs de croissance (Touzi et al.,

2001). La concentration initiale en sucres fermentescibles doit être très importante car elle conditionne

le taux d’alcool à la fin de la fermentation.

3.11 Production microbienne de bioéthanol

L’utilisation de Saccharomyces cerevisiae pour la production d’éthanol comme produit

majoritaire a été fortement relancée suite au contexte économico-écologique actuel. En effet, cet

organisme eucaryote unicellulaire et non pathogène pour l’homme représente un modèle expérimental

avec de nombreux avantages (la petite taille on génome, la facilité à le manipuler génétiquement, le

séquençage de son génome en 1996 et l’abondance de la littérature disponible). De plus, depuis des

siècles, les propriétés de fermentation de la levure Saccharomyces cerevisiae sont utilisées dans de

nombreux procédés de transformation : vinification, brassage de la bière, …etc. Son utilisation pour la

production d’éthanol comme biocarburant. D’autres microorganismes, comme Zymomonas mobilis, sont

aussi de bons producteurs d’éthanol (Cot, 2006).

3.12 Les microorganismes utilisés

Une grande variété de microorganismes produit de l’éthanol à partir de polysaccharides.

Cependant peu sont réellement compétitifs en termes de (Cot, 2006) :

Rendement en éthanol par rapport au substrat consommé ;

Capacité fermentaire ;

Tolérance à l’éthanol élevée ;


37

Adaptation aux conditions de fermentation.

Les efforts de recherche portent sur l’amélioration de l’étape de fermentation, notamment par la

recherche d’organismes ou de souches plus résistantes aux différents stresses rencontrés lors de la

fermentation alcoolique (température, faible concentration en glucose, haute concentration en éthanol

…etc.) (Jeffries et Jin, 2004).

3.13 Les principaux produits de la fermentation alcoolique

Les principaux produits de la fermentation alcoolique sont évidemment l’éthanol et le dioxyde de

carbone. Le reste du glucose est utilisé lors de la croissance pour la production de biomasse et la

production de sous alcoolique sont le glycérol, le succinate et l’acétate à 5% du substrat carboné restant

(Oura, 1977). De l’acétaldéhyde, des acides gras (acide hexanoï alcools à plus de deux carbones …etc.).

Figure 3.7. Schéma récapitulatif de la voie de production d’éthanol et des

voies métaboliques (Oura, 1977).


38

3.14 Propriétés et intérêts de l’éthanol

L’éthanol (alcool éthylique) est un liquide inflammable, limpide, sans couleur et légèrement

toxique. L’éthanol est généralement obtenu par une conversion microbiologique des sucres et des

amidons fermentescibles. Il est employé couramment comme combustible, dissolvant, désinfectant et

matière première dans l’industrie chimique. L’éthanol dont la concentration dépasse 50% peut être

employé comme combustible pour la cuisson. Il est facile d’emploi et peut être appliqué directement

dans les cuisinières. Il brûle sans fumée et ne crée pas de pollution à l’intérieur.

3.15 Les phénomènes d’inhibition lors de la production d’éthanol

a. Par le substrat

De fortes concentrations en substrat induisent une inhibition de la croissance cellulaire et de la

capacité fermentaire. L’inhibition de la capacité fermentaire devient significative entre 150 et 250 g/L de

sucres, pour une inhibition complète rapportée à 400 g/L de glucose, alors que l’inhibition de la

croissance commence à des concentrations souvent plus faibles (Casey et Ingledew, 1986).

Généralement, des concentrations en sucres supérieures à 150 g/L, inhibent totalement la croissance

cellulaire. Ce phénomène s’explique par une inhibition des enzymes de la glycolyse (Duntze et al., 1967)

ou par une pression osmotique élevée accompagnée d'une faible activité de l'eau (Nishino et al., 1985).

b. Par les co-métabolites produits

L’effet inhibiteur sur la croissance des principaux sous-produits a été testé par (Maiorella et al.,

1983) : tels que : acide acétique, acide formique, acide lactique, acétaldéhyde, glycérol (Tableau 3.4).

Tableau 3.4 : Concentration inhibant 80% de la croissance cellulaire de Saccharomyces cerevisiae

pour les principaux sous –produits de la fermentation alcoolique (Maiorella et al., 1983).

Sous-produit Concentration inhibitrice g/L

Glycérol

Acide lactique

Acide acétique

Acétaldéhyde

Acide formique

450

38

7.5

5

2.7


39

c. Par l’éthanol : notion de tolérance à l’éthanol

L'effet négatif de l'éthanol se traduit par une inhibition générale de la cellule des micro-

organismes affectant aussi bien la croissance cellulaire que la capacité fermentaire (Amore et Stewart,

1987).

Sur la croissance cellulaire : L’inhibition de la croissance par l’éthanol commence autour de 20

à 40 g/L chez Saccharomyces sup, la concentration inhibitrice pour la croissance est de l'ordre de 70 à

110g/L selon les souches et les espèces (Casey et Ingledew, 1986).

Sur la capacité fermentaire : Pour la production d’éthanol, la concentration inhibitrice peut aller

jusqu’à plus de 20% (V/V) pour Saccharomyces cerevisiae (Hayashida et Ohta, 1981). L’inhibition par

l’éthanol sur la capacité fermentaire est moins importante que sur la croissance cellulaire. En effet, la

production d’éthanol peut se poursuivre une fois la croissance est arrêtée.

Sur la viabilité : L’effet de l’éthanol sur la viabilité cellulaire ne se fait sentir que pour des

concentrations plus importantes que celles provoquant l’arrêt de la croissance (Kalmokoff et Ingledew,

1985).

d. Effet du CO2 sur les levures

Lorsque la concentration en CO2 du milieu atteint un taux de saturation, la fermentation s'arrête

au bout de quelques heures (Laisne et al., 1972).

e. Effet de la pression osmotique et de l’activité de l’eau sur les levures

L’effet de la pression osmotique varie d’une souche à une autre. La plupart des souches ne

peuvent se développer pour des activités d’eau inférieure à 0.9. Certaines tolèrent des pressions

osmotiques plus élevées correspondant à une activité de l’eau de l’ordre de 0.6 mais avec un métabolisme

lent (Leveau et Bouix, 1979).

f. Effet de pH et de la température sur la croissance des levures

L’optimum de pH pour la croissance des levures varie de 4,5 à 6,5 et beaucoup d’espèces tolèrent

de grandes variations de pH. Elles peuvent encore se développer à pH 2,8-3,0 et pH 8-8,5. La température

de croissance est comprise entre 30 et 37°C. La température de la levure optimale se situe vers 25°C

(Bourgeois et al., 1988).


40

3.16 La distillation

Le principe de la distillation est de récupérer des vapeurs plus riches en constituants les plus

volatils du mélange de départ. Le mélange de départ n’est pas un binaire eau-éthanol, même s’il récupère

l’essentiel, mais un mélange complexe ou viennent s’ajouter des produits secondaires issus eux aussi de

la fermentation comme des aldéhydes, des esters, du méthanol ou encore des alcools dits supérieurs

possédant plus de deux carbones (Bourgeois et al., 1991). La présence de ces produits secondaires est

réglementée pour l’alcool carburant par la norme NF15376. Cependant, l’alcool carburant doit respecter

cette norme (Riess, 2012). Les distillats, appelés bruts, obtenus par cette distillation contiennent

généralement des quantités d’eau de produits secondaires et des ions indésirables, supérieures à la

réglementation, il est donc nécessaire de purifier l’alcool. La distillation, qui était au départ une étape

coûteuse, a aussi été fortement améliorée (Wyman, 2001).

3.17 La rectification

Pour de l’éthanol pur, dit absolu, deux étapes sont nécessaires après la distillation. La première

étape a pour but de purifier l’alcool contenu dans les bruts en éliminant les impuretés. Ce procédé consiste

en une succession de distillations à des températures allant de 85°C à 102°C. La première partie de ce

procédé est destinée à concentrer l’alcool et à éliminer les impuretés (alcools supérieurs). Enfin la

dernière partie élimine le méthanol contenu dans l’alcool (Brodeur et al., 2008).

3.18 L’utilisation de l’éthanol

Le bioéthanol peut être utilisé à l’état pur comme carburant substitué à l’essence dérivée du

pétrole ou bien en mélange à des niveaux de concentration variables. Les mélanges d’éthanol et d’essence

sont identifiés par l’abréviation « Exx », où « xx » indique le pourcentage d’éthanol inclus dans le

mélange. Un carburant E20 contient donc 20% d’éthanol et 80% d’essence, alors qu’un carburant E100

correspond à de l’éthanol pur. Plusieurs types de mélange sont commercialisés dont les plus fréquents

sont le E5, le E10, le E85 et le E100 (CRAAQ, 2008).

Le bioéthanol peut être aussi utilisé sous forme d’ETBE (Ethyl Tertio Butyl Ether), qui est formé

par l’éthérification catalytique de l’isobutène avec de l’éthanol. Il contient 45% en masse d’éthanol

combiné sous forme chimique. L’ETBE possède les mêmes avantages que l’éthanol en termes

d’accroissement d’indice d’octane (Colonna, 2006).


41

Comparé à l’essence, l’éthanol contient près de 40% moins d’énergie, mais affiche une masse

volumique supérieure de 7%. Utilisé dans un système d’injection volumétrique, l’éthanol génère donc

moins de puissance qu’une essence, cette diminution étant proportionnelle au contenu en éthanol du

carburant. Toutefois, l’addition de 10% d’éthanol dans l’essence ne réduit que de 3% la puissance du

moteur et favorise une meilleure combustion d’un même ordre de grandeur (CRAAQ. 2008)

Partie 2

Matériels et Méthodes

Chapitre 4 Matériels et Méthodes

43

Chapitre 4 : Matériels et Méthodes

4.1 Conservation traditionnelle des dattes communes de faible valeur marchande (Btana)

4.1.1. Description et choix de la variété de datte

Nous avons traité dans notre étude le (Btana) préparé à partir de la variété de dattes Hmira

(Figure 4.1). Selon l’investigation prospective effectuée sur terrain et selon les données de la DSAA

(Direction des Services Agricoles d’Adrar) ; le choix de cette variété se justifie par :

1. Son abondance dans la province d’Adrar ;

2. Sa consommations et utilisation;

3. Sa richesse en sucres biodegradables.

La variété de datte (Hmira) se caractérise par une forme droite, une couleur rougeâtre, une

consistance molle à demi-molle, une texture fibreuse à farineuse, une plasticité moyenne et un goût

parfumé.

Figure 4.1. Variété de dattes Hmira

4.1.2. Echantillonnage

Le Btana étudié est préparé à partir de dattes récoltées en pleine maturité durant la période

octobre-novembre 2012 (période de récolte de la variété Hmira) puis séchées. Elles proviennent de

trois régions phoénicicoles différentes : communes de Tsabit, Timmi, et Talmine. On a pris pour

chaque région 03 échantillons de localisations différentes pour que l’étude soit représentative de la

région ; et pour chacun des trois échantillons on a préparé deux Btanas de dattes (une additionnée de

Romarin et l’autre non traité afin de pouvoir comparer les deux méthodes). La Figure 4.2 schématise

la procédure de l’échantillonnage : (on a 18 échantillons au total).


44

Figure 4.2. Organigramme d’échantillonnage des dattes

4.1.3. Préparation des Btanas

Après le tri des dattes on procède à la préparation de chaque Btana selon le schéma de la Figure

4.3 suivant :

Figure 4.3. Méthode traditionnelle de préparation du Btana (Boulal et al., 2015).


45

Après la préparation des Btanas de dattes on les met à la température ambiante. On procéde aux

prélèvements chaque 10 jours pendant un mois, la préparation des Btanas est effectuée entre le 11

et le 15 mars 2013 par les paysans de chaque région.

4.1.4. Utilisation des plantes aromatiques

Dans notre étude on a exigé que la seule plante qui soit additionnée au Btana soit le Romarin,

chaque 1,5kg de dattes sont mélangés avec 5g de poudre de Romarin (de la région de Sidi Bel Abès),

qui est obtenue par broyage des feuilles et des tiges du Romarin (Rosmarinus officinalis) provenant

d’un magasin d’herboriste de compléments alimentaires sous forme de plante séche.

4.1.5. Souches utilisées pour l’étude de l’effet inhibiteur

Pour démontrer l’effet inhibiteur des huiles essentielles du Romarin on a utilisé des souches

bactériennes et fongiques référenciés provenant de l’institut pasteur d’Oran.

Pseudomonas aerugenosa (SATCC 27853)

Escherichia coli (SATCC 25922)

Staphylococcus aureus (SATCC 25923)

4.1.6 Méthodes d’analyses

4.1.6.1 Caractéristiques morphologiques des dattes

Les caractéristiques physiques sont réalisées sur 20 fruits de dattes prélevés au hasard sur lesquels

sont déterminés (Boukhiar, 2009):

La couleur qui a été observée visuellement ;

La consistance : au toucher ;

Les dimensions du fruit entier (longueur et largeur) au moyen d’un pied à coulisse ;

Le poids de la datte, de sa pulpe et de son noyau au moyen d’une balance de précision (type

FA2004N à la précision de ± 0,001) ;

Le rapport pulpe/datte (%) ;

Le rapport noyau/datte (%).


46

4.1.6.2 Analyses physico-chimiques

Mesure du pH, par un pH-mètre type HANNA instruments pH210 (NF V 05-108,1970) (Méthode

AFNOR, 1982).

Mode opératoire

Après élimination des noyaux et des loges carpellaires, les dattes sont coupées en petits morceaux,

puis placées dans un bécher dans lequel de l’eau distillée est versée à raison de deux ou trois fois son

volume. Un chauffage pendant 30 minutes avec agitation par une baguette en verre est réalisé dans un

bain-marie. Le mélange ainsi obtenu est broyé dans un mortier, le pH est mesuré à l’aide d’un pH-mètre

sous agitation.

Détermination de la teneur en eau (Acourene et Tama, 1997)

Mode opératoire

- Sécher des capsules vides à l’étuve durant 15 minutes à 103 ± 2 °C ;

- Tarer les capsules après refroidissement dans un dessiccateur ;

- Peser dans chaque capsule 10g de pulpes de dattes et les placer dans l’étuve réglée à 103 ± 2°C

pendant 24 heures ;

- Retirer les capsules de l’étuve, les placer dans le dessiccateur et après refroidissement les peser.

L’opération est répétée jusqu’à l’obtention d’un poids constant (en réduisant la durée de séchage

à 30 minutes) pour éviter la caramélisation.

La teneur en eau est déterminée selon la formule suivante :

Teneur en eau (H %) =M1−M2

M1∗ 100 (4.1)

Avec

M1 : la masse de la matière fraîche avant séchage (kg);

M2 : la masse de la matière fraîche après séchage (kg);

Matière sèche 𝑀𝑠(%) = 100 − H(%) (4.2)


47

4.1.6.3 Analyses microbiologiques

a. Préparation de la dilution mère et des dilutions décimales

Dans des conditions stériles, on introduit 25g de l’échantillon dans un sachet stérile de type

«Stomacher», puis on ajoute 225mL de diluant (TSE). L’ensemble est placé directement dans l’appareil

Stomacher pour homogénéisation. La solution obtenue (suspension mère) DM correspond à la dilution d

=10-1. On introduit aseptiquement à l’aide d’une pipette en verre graduée stérile 1mL de la DM dans un

tube contenant 9mL de la solution même diluant stérile (TSE), puis on homogénéise la solution avec le

vortex pendant 5 à 10 secondes, cette deuxième dilution correspond à 10-2, on procède ainsi de suite

jusqu'à l’obtention de la dilution 10-4.

b. L’ensemencement

L’ensemencement en profondeur se fait par l’introduction de 1mL d’inoculum dans une boite de

Pétri stérile sur laquelle on verse 15mL du milieu adéquat, fondu et refroidi à 44°C. L’ensemencement

en surface se fait par étalement de 0,1mL de l’inoculum sur la surface du milieu solide.

c. L’incubation

La température et la durée d’incubation varient selon les microorganismes (Annexe 4) ainsi on a :

- 22°C pour la flore fongique, sur milieu OGA

- 30°C pour la microflore aérobie mésophile totale, sur milieu PCA

- 37°C/44°C pour les coliformes sur milieu VRBL

- 46°C pour les Clostridium sulfito-réducteurs sur milieu VF

- Les durées d’incubation sont résumées dans le Tableau 4.1

d. Lecture et dénombrement

Après avoir repérer les colonies typiques recherchées, on dénombre les trois boites

correspondantes à la même dilution, on fait ensuite la moyenne de ces boites, le nombre obtenu est

multiplié par l’inverse de la dilution. Le nombre N est déduit à partir de la moyenne arithmétique des

colonies entre les différentes dilutions. Les échantillons de Btana cités auparavant ont fait l’objet des

analyses microbiologiques comme le montre le Tableau 4.1 :


48

Tableau 4.1. Les conditions et les groupes de microorganismes recherchés dans l’écosystème datte

Extraction de l’huile essentielle ;

Détermination du rendement d’extraction ;

Etude de l’activité antimicrobienne ;

Préparation de l’inoculum ;

Préparation des disques ;

Tests de l’activité antibactérienne ;

Méthode de diffusion ou des aromatogrammes ;

Toutes les opérations citées ci-dessus sont détaillées dans l’annexe 2.

4.2 Pouvoir fermentaire

4.2.1 Echantillonnage

L’échantillonnage des dattes DCFVM représente deux (02) sites, du Nord de la Willaya d’Adrar

au Sud-Ouest de l’Algérie après la récolte.

Groupe microbien

recherché

Milieu

de base

Facteur

inhibiteur

Additif

Volume

ensemencé

mL

T°C

d’incubati

on

Durée

d’observati

on (h)

Germes aérobies

mésophiles totaux

PCA Aucun / 1 en

profondeur

30 24-48

Clostridium sulfito-

réducteurs

VF Anaérobiose alun de fer et

sulfate de Na

1 en

profondeur

46

24-48

Coliformes totaux et

fécaux

VRBL Bile, vert brilliant / 1 en

profondeur

37 -44 24-48

Staphylococcus

aureus

BP Chlorure de lithium

+

tellurite de

potassium

Jaune d’œuf +

tellurute de K

0,1-1 à la

surface

37 24-48

Salmonelles Hectoene Sels biliaires / 0,1-1 en

surface

37 24

SS

La flore fongique OGA Oxytetracycline Solution

D’oxytetracycline

0,1-1 en

surface

25 120


49

4.2.2 Fermentation et isolement des souches de levure

Une quantité de 2kg de dattes a été ramassée de façon aseptique dans un flacon stérilisé et

conservée immédiatement à 4°C, ensuite elle est transportée au laboratoire dans un récipient isotherme

pour des fins d’analyse. Cette technique a été appliquée sur chaque point d’échantillonnage. Le jus est

fermenté à 20°C en petit volume de 500mL, et il est soumis à une agitation mécanique à 20 tr/min. Le

processus de fermentation est contrôlé quotidiennement en déterminant la perte massique des moûts de

dattes. Une fois une réduction de 70g/L est observée, correspondant à la consommation d’environ 2/3 du

contenu en sucres, les échantillons sont diluées à 10-4 et 10-5 (Schuller et al., 2005), Chaque dilution est

étalée à la surface des milieux gélosés Sabouraud avec l’addition de Gentamicine 0.04g/L afin d’inhiber

la croissance de bactéries Gram+ et Gram- (Tsuyoshi, 2004). L’ensemencement est effectué en surface,

par étalement de 0.1mL de culture en stries transversales (Hammer, 1998, Tsuyoshi, 2004). Les boites

de Pétri sont incubées à 30°C pendant 24 à 72 h (Harrigon et al., 1976).

4.2.3 Purification des souches de levure

Les souches bien isolées de différentes morphologies sont repiquées ensuite sur un milieu

Sabouraud. La purification des souches est effectuée par la méthode des stries sur un milieu Sabouraud

solide. Ces étapes sont répétées plusieurs fois jusqu’à l’obtention de colonies homogènes pures, retenues

pour l’étude.

4.2.4 Conservation

La méthode de conservation des souches la plus utilisée et la plus simple à appliquer, consiste à

repiquer les souches en tube sur gélose inclinée PDA ou MA ; les cultures sont incubées pendant 3 à 5

jours, pour permettre une croissance maximale, puis elles sont stockées à 4°C pendant 4 semaines pour

favoriser leurs viabilités et limiter les possibilités de variations (UI-Haq, 2002).


50

4.2.5 Test de pouvoir fermentaire de levure dans les dattes

Description et choix de la variété

Nous avons choisi la variété de dattes DCFVM (Tinaceur Figure 4.4) suivant certains critères

qui sont :

La disponibilité ;

La composition (Richesse en sucre) ;

Faible valeur marchande.

Figure 4.4. Substrat des dattes communes de la variété Tinaceur.

Le processus de fermentation est effectué selon les étapes suivantes :

Etape 1 : Les souches de levure sont introduites dans un milieu enrichi de sucre (milieu OGA sans

Agar), les tubes sont laissés 24 heures dans l’étuve à 25°C.

Etape 2 :

Préparation du moût des dattes de la variété (Tinaceur) ;

Stérilisation du moût dans un autoclave à 110°C pendant 20min (UI-Haq ., 2002) ;

Ajout 9 mL de suspension de souche dans chaque flacon ;

Mettre les flacons préparé dans un bain-marie à 30°C plus l’agitation (UI-Haq ., 2002).


51

Figure 4.5. Montage de fermentation alcoolique du moût de dattes

Afin de suivre l’évolution de la fermentation, on a procédé à des prélèvements chaque 24 heures

pour effectuer les analyses physico-chimiques nécessaires. Après 72 heures, la fermentation est arrêtée.

L’opération de fermentation est répétée trois fois dans le but d’obtenir une valeur moyenne représentative

des différentes analyses.

4.2.6 Les analyses effectuées

a. Détermination du pH (ISO 11289:1993 et AOAC 981.12)

La méthode est basée sur l’utilisation d’un pH-mètre. Le pH-mètre est un voltmètre qui se

caractérise par une très grande impédance d’entrée en raison de fortes résistances présentées par

l’électrode de mesure.

Mode opératoire

Cas des dattes

Après élimination des noyaux et les loges carpellaires, les dattes sont coupées en petits morceaux,

puis placées dans un bécher dans lequel de l’eau distillée est versée à raison de deux ou trois fois son

volume. Un chauffage pendant 30 minutes avec agitation par une baguette en verre est réalisé dans un

bain-marie.

Le mélange ainsi obtenu est broyé dans un mortier, le pH est mesuré à l’aide d’un pH-mètre sous

agitation.


52

Cas de moût de fermentation

La détermination du pH, est essentielle pour le contrôle du moût, avant et au cours de la

fermentation. Sa variation nous renseigne sur l’activité métabolique de la levure au cours de la

transformation des sucres en alcool. La détermination du pH s’effectue par une lecture directe à l’aide

d’un pH-mètre.

b. Détermination de la teneur en eau

La détermination de la teneur en eau est effectuée par une dessiccation de la biomasse dans une

étuve jusqu’à une masse pratiquement constante.

Mode opératoire

- Sécher des capsules vides à l’étuve durant 15 minutes à 103 ± 2 °C;

- Tarer les capsules après refroidissement dans un dessiccateur;

- Peser dans chaque capsule 10g des pulpes de datte et les placer dans l’étuve réglée à 103 ± 2 °C

pendant 24 heures;

- Retirer les capsules de l’étuve, les placer dans le dessiccateur et après refroidissement les peser.

L’opération est répétée jusqu’à l’obtention d’un poids constant (en réduisant la durée de séchage

à 30 minutes) pour éviter la caramélisation.

c. Détermination de la teneur en cendres (AOAC 940.26)

La teneur en cendres est déterminée par incinération. Un étuvage à 105°C pendant 24 heures des

échantillons, est suivi par une calcination au four à moufle à 600°C jusqu’à l’obtention d’une couleur

grise claire ou blanchâtre.

Mode opératoire

Cas des dattes

La pulpe de datte (10g) est introduite dans une étuve pendant 24 heures à 105°C puis dans un four à

moufle pendant 2 heures à 600°C.

Cas du moût de fermentation

Trois essais de fermentation ont été réalisés, le premier d’une durée de 24 heures, le deuxième de 48

heures puis le troisième de 72 heures. Le moût est filtré et les cendres ont été déterminées par étuvage


53

du résidu à 105°C pendant 24 heures, ces cendres subissent une calcination au four à moufle pendant 2

heures à 600 °C.

Le pourcentage de la matière organique est donné par la formule suivante:

Matière Organique MO (%) =M1−M2

M1∗ 100 (3)

Avec

M1: masse de prise d’essai (g);

M2: masse de cendre (g);

La teneur en cendres est calculée comme suit:

Cendre (%) =100 – MO (%) (4)

d. Détermination du Taux de Solide Soluble (°Brix)

Le taux de solide soluble est déterminé par un réfractomètre. Il mesure la concentration en saccharose

d’une solution aqueuse ayant le même indice de réfraction que le produit à analyser. Il est exprimé en

pourcentage de masse ou en degré Brix (NF V-05-109).

Mode opératoire

Après réglage avec l’eau distillée, on place une goutte de moût de la fermentation sur la surface

du prisme.

Abattre le deuxième prisme sur le premier, ce qui permet d’obtenir une couche uniforme de

liquide.

Lecture directe des résultats sur le réfractomètre (type Abbè), l’échelle supérieure sert pour la

lecture de l’indice de réfraction et l’échelle inférieure pour la lecture du pourcentage Brix.

e. Détermination du taux de sucres réducteurs (glucose)

Le dosage des sucres réducteurs est effectué par la méthode de phénol/acide sulfurique introduite

par Dubois 1956, il se forme des chromophores de couleur jaune-orange. Leurs apparitions sont suivies

en mesurant l’augmentation de la densité optique à 490 nm (Linden et Lorient, 1994).

Mode opératoire

Une quantité de 1g de produit est mélangé avec 300 mL d’eau distillée et 3g de CaCO3 (bicarbonate

de calcium), le mélange, sous agitation, subit un chauffage pendant 30min jusqu’à ébullition.


54

Après refroidissement du mélange, de l’eau distillée est rajoutée à raison d’un litre avec une quantité

d’acétate de plomb qui a pour but l’élimination des protéines. Le mélange subit deux filtrations

successives. La première filtration est suivi d’une précipitation afin d’éliminer le plomb par ajout d’une

petite quantité de d’oxalate de potassium. La deuxième filtration a pour but d’éliminer le plomb précipité

par l’oxalate de potassium.

Après la deuxième filtration, des prises d’essai de 1mL sont mélangées avec 1mL de phénol (5%) et

5mL sous une agitation, les tubes sont maintenus pendant 5 minutes à 100°C après un séjour pendant

30min à l’obscurité. Les densités optiques du témoin et des échantillons ont été relevées par

spectrophotomètre UV-VIS à 490 nm. Les concentrations en sucre sont déterminées en g/L à partir d’une

courbe d’étalonnage (voir l’Annexe 3).

f. Détermination de la teneur en protéines (Méthode de Kjeldahl)

Le principe de la méthode est basé sur la transformation de l’azote organique en sulfate d’ammonium

sous l’action de l’acide sulfurique en présence d’un catalyseur, alcalinisation des produits de la réaction

puis distillation de l’ammoniac libéré et titrage (Gavrilovic, 1996).

Mode opératoire

Nous introduisons dans un matras de minéralisation 2g de dattes (ou 2 mL du moût) et une pincée

de catalyseur (sulfate de cuivre et de potassium), puis nous ajoutons 15 mL d’acide sulfurique pur avec

des billes en verre; nous appliquons un chauffage à 420°C pendant 4 à 5 heures; quand la solution devient

limpide, elle est refroidie et complétée à 100 mL avec de l’eau distillée.

Un témoin est réalisé dans les mêmes conditions sans échantillon. La distillation est réalisée dans un

distillateur semi-automatique (VELP):

- Mettre le tube de digestion contenant l’échantillon dans le distillateur Kjeldahl;

- Régler le volume de soude (35 %) à 20 mL;

- Régler le volume de l’acide borique (25 %) à 25 mL;

- Mettre quelques gouttes d’indicateur (mélange de bleu de méthylène et le rouge de méthyle) dans le

bécher de récupération de distillat; mise en marche le distillateur jusqu’à l’obtention de 100 mL de

distillat dont la coloration est verte (Gavrilovic et al, 1996).


55

Le dosage est fait par l’acide sulfurique 0,05 N jusqu’à l’obtention de coloration rose. La teneur en

azote total est déterminée par la formule (5).

Teneur en azote (%) =

V1

V1′ (V2−V2

′ )∗0,05∗1,4

P (5)

Avec

V1: le volume de la solution minéralisée (mL);

V1′: le volume de la solution de soude ajoutée (mL);

V2: la quantité d’acide sulfurique lue après titrage (mL) avec l’acide sulfurique (0,05 N);

V2′: le volume de l’acide sulfurique utilisé dans le titrage du témoin (mL);

P: le poids de la prise d’essai (g).

La teneur en protéines est calculée en multipliant le taux d’azote total (%) par le coefficient 6.25

(Gavrilovic et al., 1996).

g. Dénombrement de la levure pendant la fermentation

Pour suivre le dénombrement de la levure au cours de la fermentation, Nous présentons une méthode

basée sur la turbidimétrie en utilisant un spectrophotomètre à une longueur d’onde de 630 nm

(www.didier-pol.net). Le nombre de cellules de la levure est déterminé à partir d’une courbe d’étalonnage

(Voir l’Annexe 3).

h. Détermination de la densité

La densité est le rapport entre la masse d’un volume de moût de dattes et celle d’un même volume

d’eau. Elle a été déterminée en utilisant un pycnomètre de capacité 10cm3.

Mode opératoire

Nous avons prélevé 10mL de moût de datte et nous l’avons pesé à l’aide d’une balance électronique

de précision.

ρ′ =m

V → d =

ρ′

ρ (6)

Avec

d: densité; m: masse d’échantillon en g; v: volume de pycnomètre; ρ′: masse volumique de du moût en

g/mL; ρ: masse volumique de du l’eau en g/ml.


56

i. Dosage du degré alcoolique

Le dosage du degré alcoolique au cours de la fermentation consiste à distiller le jus alcoolisé puis à

mesurer le degré alcoolique du distillat à l’aide d’un alcoomètre (gradué de 0 à 100°) à la température

ambiante (Nadhim, 1982), (OIV-MA-AS312-01A : R2009).

4.3. Fermentation alcoolique

4.3.1. Le choix des substrats

Le choix de la variété des dattes (DCFVM) et le rebut de dattes est orienté par leur disponibilité,

leur abondance et leur appréciation pour la production de bioéthanol de dattes. Selon l’enquête

prospective réalisée au niveau des Ksours et des données de la DSA (Direction de Service Agricole)

d’Adrar, nous avons choisi les rebuts des dattes et DCFVM comme substrat de fermentation alcoolique

(Kacien, H’chef et des dattes touchées par sable, insecte, oiseaux…etc.).

La wilaya d’Adrar dispose d’une récolte de tonnage important de dattes sèches de faible valeur

commerciale, qui est échangée sous forme de troc avec les pays limitrophes, le Mali et le Niger (Figure

4.6).

Figure 4.6. Répartition de la production de différentes variétés de dattes dans la Wilaya d’Adrar

(Boulal et al., 2013).

La production de dattes en Algérie atteint 700,000 T (Belguedj, 2011), et selon les informations

qu’on a pu récolter, il apparait que les écarts de tri des dates représentent une moyenne de 25-30% de la

production annuelle (Chehma et al, 2000).


57

Figure 4.7. Aspect de datte servant comme substrats de la fermentation.

4.3.2 Matériel biologique

La levure boulangerie sèche, Saccharomyces Cerevisiae c’est le microorganisme utilisé pour la

production de l’éthanol.

Figure 4.8. La souche de levure de la fermentation.

4.3.3 Protocole expérimental de production de bioéthanol

4.3.3.1 Protocole expérimental de la fermentation alcoolique

La production de l’éthanol à partir de rebuts de dattes comprend les étapes suivantes (Figure 4.11):


58

* Les DFVM, ont été lavés, plongés dans un bain d'eau, frottés avec soin, et rincés avec de l'eau pure

pour éliminer le sable, les cailloux, les insectes et les plantes restantes.

* Imbibition des dattes dans de l’eau chaude (90°C à 95°C) afin de faciliter l’opération du dénoyautage.

Cette eau riche en sucre sera par la suite utilisée comme eau de dilution du moût.

* Pesée des pulpes de datte.

* Broyage des pulpes.

* Dilution 1 /4 de pulpes broyées par l’eau de robinet plus l’eau d’imbibition récupérée, la solution

préparée est appelée moût de dattes.

* Ajustement du pH du moût entre 4.3 et 4.7 (Revuz, 1979) pour inhiber la croissance bactérienne et

favoriser la croissance de la levure (Wei-Hao et al., 2016), avec l’acide sulfurique (H2SO4 ; 1N).

Figure 4.9 Diagramme de production de l'éthanol à partir des DCFVM (Maheni et al, 2013)

Le moût de dattes est mis dans le fermenteur et est inoculé par 1g/L de S. cerevisiae réactivée

dans un délai de 60 à 90min sous une température ambiante de 25 à 30°C dans une solution aqueuse en

glucose avec 12% V/V. Ce dernier est fermé hermétiquement afin d’assurer l’anaérobiose du milieu.

Ensuite le fermenteur est plongé dans le bain-marie où la température est maintenue à 30 ± 2°C pendant

72 heures (Nonus et al, 1988). Une fois la fermentation est achevée, on procède à la filtration de la

solution. Le filtrat récupéré est le vin de dattes.

Ethanol

Traitement

Des dattes Rebus de

dattes

Moût de

dattes

Vin de

dattes

Fermentation 30°C ±32°C

Distillation


59

4.3.3.2 Protocole expérimental de la distillation alcoolique

A l'aide d'un distillateur de 30 litre de capacité à colonne fractionnée, nous avons distillé le moût

fermenté durant 72 heures auparavant. Ce dernier est chauffé à l’aide d’un réchaud à gaz jusqu’à la

température d’ébullition de l’éthanol 78°C mesurée au niveau de la tête de la colonne. Les vapeurs sont

portées à reflux afin d’augmenter la concentration en éthanol, puis elles sont condensées à l’aide d’un

réfrigérant et par la suite l’éthanol est récupéré dans un récipient en verre.

4.3.4 Moyen de production d'éthanol

Après la maitrise des paramètres de la fermentation alcoolique et dans le but de réduire la

consommation en électricité, nous avons élaboré un fermenteur chauffé par énergie solaire d’une capacité

de 50 litres.

a. Le fermenteur solaire

Le fermenteur du lot (Figure 4.9) a été conçu et installé pour fonctionner efficacement en utilisant

un chauffe-eau solaire plan dans le but de réduire le coût du procédé de production de bioéthanol. Le

fermenteur a été réalisé au sein de l’Entreprise de Construction Métallique au sud (ECOMES, 2015),

située à la wilaya d’Adrar. Le fermenteur est composé d'un réservoir de 50L, construite en double paroi

en acier galvanisé et isolé thermiquement par une mousse polyurithane isolante de 5cm d'épaisseur.

L'échangeur de chaleur du système est placé entre les deux parois de la cuve de stockage. Le couvercle

du réservoir est hermétique et contient un orifice d'évacuation de gaz et un deuxième orifice connecté à

un tuyau de cuivre. Cela a été pratiqué en milieu du réservoir et contient un thermostat pour régler la

température du substrat au voisinage de 30°C.


60

Figure 4.10. Fermenteur chauffé par énergies solaire (Boulal et al., 2013)

Le fermenteur est équipé d'un agitateur manuel pour homogénéiser le substrat. Le fermenteur est relié à

une acquisition des données modèle Fluke 2635A équipée d’une carte mémoire interne. Le fermenteur

est échauffé par un chauffe-eau solaire à capteur plan. Ce capyeur est incliné à latitude (27,88°N et

0,28°O à 264m d’altitude) et orienté Nord-Sud sur site d’Adrar pour capturer l'optimum d'énergie solaire

énergie incidente au cours de l'année. L'eau chaude est stockée dans un réservoir d’un volume de 200L

et sa circulation est assurée par une pompe hydraulique contrôlée par un thermostat. L’expérimentation

est effectuée pendant la saison hivernale.

b. Le distillateur à gaz butane

Les principales composantes du distillateur sont :

Cuve de distillation : Il s’agit d’une cocotte en inox d’une capacité de 30 litres qui dispose au niveau

du couvercle d’un manomètre et une valve de détente ;

Colonne de distillation : C’est un tube en cuivre de 35 mm de diamètre et de 1,5 m de long placé

verticalement sur le couvercle de la cocotte.


61

Figure 4.11. Dispositif expérimental de la distillation fractionné (Boulal et al., 2014(a))

4.3.5 Méthodes d’analyse physicochimique de bioéthanol

a. Détermination du pH

Le pH est mesuré à l’aide d’un pH mètre sous agitation type HANNA instruments PH210

(NF V 05-108,1970, AFNOR, 1982).

b. Détermination de la densité

On appelle densité ; le rapport du poids d’un certain volume d’un corps déterminé à celui du

même volume d’eau pure dans les mêmes conditions de température (OIV-MA-AS2-01A : R2012).

c. Détermination de la teneur en sucre, méthode de Dubois (1956)

La méthode de Dubois permet de mesurer le taux de sucre en utilisant le phénol et l'acide

sulfurique concentré. En présence des réactifs, les sucres donnent une couleur jaune crème, dont

l'intensité est proportionnelle à la concentration des sucres totaux. La Densité Optique (D.O) est

déterminée à 490nm (Ould El Hadj, 2001).

d. Le dosage de l’alcool

Le dosage de l’alcool au cours de la fermentation est effectué par aérométrie. La méthode consiste

à distiller le jus alcoolisé puis à mesurer le degré du distillat à l’aide d’un alcoomètre (gradué de 0 à 100°)

à la température ambiante (OIV-MA-AS312-01A : R2009), Nadhim (1982).


62

e. Analyse du bioéthanol par chromatographe phase gazeuse CPG

Les conductions de chromatographie sont effectuées par chromatographe de marque Perkin Elmer 500.

Détecteur à ionisation de flamme (FID) ;

Sensibilité : 10-11A/mV atténuation : 1 ;

Phase stationnaire : RTX diamètre 0.32 mm ;

Températures : injecteur : 110°C détecteur : 150°C ;

Gaz vecteur : N2 débit : 4 mL/min ;

Injecteur Split : taux de split 30 :1 ;

Le volume injecté 1µL ;

On utilisera un ordinateur pour la détermination des aires de pics (E.T.S.L., 2013).

Partie 3

Résultats et Discussion

Chapitre 5 Résultats et Discussion

64

Chapitre 5 : Résultats et Discussion

5.1 Conservation traditionnelle des dattes communes de faible valeur marchande (Btana)

Ce chapitre présente les résultats de l’étude morphologique, de l’analyse physico-chimique, du pH

et de l’humidité ainsi que le suivi de la qualité microbiologique et finalement l’effet des huiles

essentielles.

5.1.1 Résultats morphologiques des dattes

Les caractéristiques morphologiques ainsi que la composition biochimique des dattes, dépendent

de nombreux facteurs parmi lesquels nous citons :

- la qualité du pollen (Higazy et al., 1983) ;

- l’irrigation (Hussein F. et Hussein M A., 1983) ;

- la fertilisation (Bacha et Abo-Hassan, 1983) ;

- l’humidité relative au moment de la récolte (Sawaya et al, 1983) ;

- le stockage des dattes (Al-Mashhadi et al, 1993) ; (Hamad et al, 1993) ; (Mekki et Al-Taisan, 1993).

Les caractéristiques morphologiques des dattes des différentes régions étudiées sont représentées dans le

Tableau 5.1. Les résultats exprimés pour chaque critère représentent la moyenne des analyses effectuées

sur 20 dattes.


65

Tableau 5.1. Caractéristiques morphologiques et morpho-métriques des dattes étudiées

Aspects Commune de Tsabit Commune de Timmi Comm. de Talmine

Couleur Rouge à marron Rouge à marron Marron

Forme Sub cylindrique à ovoïde Sub cylindrique Sub cylindrique

Consistance Plus ou moins sèche Plus ou moins sèche Plus ou moins sèche

Plasticité Elastique Elastique Tendre

Texture Fibreuse à farineuse Fibreuse à farineuse Fibreuse à farineuse

Longueur de la datte 3.502 ± 0.78 3.902 ±0.451 4.047 ± 0.197

Largeur de la datte 2.131 ± 0.34 2.289 ± 0.27 2.424 ± 0.213

Longueur du noyau 2.306 ± 0.41 2.582 ± 0.39 2.517 ± 0.101

Largeur du noyau 0.725 ± 0.185 0.735 ± 0.19 0.778 ± 0.06

Poids de la date 6.38 ± 2.4 7.44 ± 2.33 8.57 ± 1.85

Poids de la pulpe 5.61 ± 2.41 6.61 ± 2.35 7.63 ± 1.73

Poids du noyau 0.76 ± 0.32 0.81 ± 0.24 0,94 ± 0.23

Rapport longueur/largeur 1.64 1.70 1.91

Rapport pulpe/datte (%) 88% 88% 89%

Rapport Noyau/datte (%) 12% 11% 11%

Rapport pulpe/noyau 7.38 8.16 8.12

La longueur des dates est donnée en cm et le poids en g. Les dattes des différentes régions ont

des morphologies très semblables avec quelques différences. On constate d'après les résultats du Tableau

5.1 que : La couleur au stade Tamr des dattes est rouge à marron d’une forme Sub-cylindrique. Les dattes

récoltées à la région de Tsabit ont une consistance légèrement plus sèche que celle des dattes récoltées

dans les deux autres régions, tandis que les dattes de Talmine sont mieux classées en ce qui concerne le

paramètre plasticité vu qu’elles sont les plus tendres. Ces différences dans le degré de plasticité et de la

consistance peuvent être attribuées à la différence dans les conditions climatiques et à l’utilisation de

différentes méthodes de cultures (irrigation, fertilisation, travaux d’entretien) dans les palmerais. Du

point de vue morpho-métrique, les critères d’évaluation qualitative des dattes ont été rapportés par Meligi

et Sourial (1982) et Mohammed et al. (1983) (voir Tableau 5.2) sur les cultivars Egyptiens et Irakiens

(Açourene et al. 2011).


66

Tableau 5.2. Critères d’évaluation qualitative des dattes.

Qualité Longueur du fruit

cm

Poids du fruit

g

Poids de la pulpe

g

Diamètre du fruit

cm

Bonne Longue

sup. à 4

Elevé

sup. à 8

Elevé

sup. à 7

Elevé

sup. à 1.8

Acceptable Moyenne

3,5 - 4

Moyen

6 - 8 g

Moyen

5 - 7

Moyen

1,5-1.8

Qualité

Non acceptable

Réduite

inf. à 3.5

Faible

inf. à 5

Faible

inf. à 1.5

Très faible

inf. à 1.5

La longueur des dattes varie de 3.50 à 4.04 cm, le diamètre de 2.13 à 2.42 cm, tandis que le poids

des dattes varie de 6.38 à 8.57 g et le poids de la pulpe de 5.61 à 7.63 g.

On remarque l’absence de qualité «non acceptable» les résultats sont soit de caractère «acceptable» soit

«bon». Les valeurs obtenues sont plus grandes que celles de Mahma (2012) sauf pour la longueur des

dattes les valeurs se rapprochent.

Le rapport «noyau/datte» est de 11 à 12% ; l'un des critères de qualité des dattes est le

rapport «noyau/datte» le plus faible. Ainsi, il semble correspondre aux résultats cités par Munier (1973)

qui sont entre 8 à 12 %.

Le rapport « pulpe/datte » permet également de caractériser les dattes. Il est de 88 à 89% le

meilleur rapport est celui dont la valeur est plus élevée.

L’étude morphologique des dattes au stade final de maturation, a permis de vérifier l’état et les critères de qualité

de ces fruits qui dénotent une qualité acceptable selon les régions étudiées.

5.1.2 Résultats physico-chimiques

5.1.2.1 Mesure et suivi du pH au cours de la conservation

Dans notre étude on a suivi l’évolution du pH depuis le premier jour de préparation des Btanas

puis chaque 10 jour après. Les résultats obtenus sont exprimés dans les Figures 5.1, 5.2 et 5.3.


67

Figure 5.1. Variation du pH au cours de la conservation des dattes de la région de Tsabit.

Figure 5.2. Variation du pH au cours de la conservation des dattes de la région de Timmi.


68

Figure 5.3. Variation du pH au cours de la conservation des dattes de la région de Talmine

Le pH initial : Les dattes entières soumises à l'expérimentation sont faiblement acides, les valeurs

de pH des échantillons oscillent entre 5.54 et 5.78, et sont donc de qualité acceptable du point de vue

acidité (Acourene et al., 2001). La variation du pH de nos échantillons malgré leur appartenance à la

même variété peut être expliquée par le fait que les dattes n’ont pas la même origine d’une part, et d’autre

part la période de stockage qui s’est écoulée entre la récolte et l’analyse n’est pas la même. Aussi la

qualité des sols, le climat et le mode de culture sont différents d’une région à une autre ce qui influe

fortement sur la qualité de dattes. D’autre part la variation du pH peut être attribuée aussi à la présence

de nombreux acides organiques (citrique, malique et oxalique) ce qui est rapporté par certains auteurs

(Al-Shahib et Marshall, 2003).

Le 1er jour de la préparation : Durant la transformation des dattes, le pH a été augmenté de 0.08

unité pour les Btanas traités de la région de Tsabit tandis que les Btanas non traités ont augmenté de 0.06

unité seulement. Les Btanas traités de la région de Timmi ont augmenté de 0,06 et les Btanas non traités

de 0,07 unité de pH. L’effet inverse est constaté dans le Btana de Talmine, où on a constaté une baisse

de 0.03 et de 0.04 unité de pH dans le Btana traité et non traité respectivement.

La modification du pH est due au rinçage et au blanchiment qu’ont subit les dattes pendant leurs

transformations en Btana ; ces deux procédés affectent l’aspect et la composition physicochimique des

dattes, et modifient donc le pH de dattes.


69

Le suivi du pH : Après 10 jours de conservation, les pH des dattes ont chuté significativement

par l’effet de conservation et de l’activité biologique au sein des pâtes. Les Btanas traités ont chuté de

0,08 à 0,12 unité de pH, tandis que les Btanas non traités ont montré une chute plus importante qui varie

de 0.15 à 0.22 unités sauf pour l’échantillon de Talmine qui marque une diminution de 0.04 unité de pH

seulement. L’échantillon de Timmi a présenté un pH plus bas, à savoir une baisse de 0.22 unité 5.64 à

4.42 ; ceci peut être dû à une forte teneur en microorganismes, qui utilise les sources de carbones

disponibles dans les dattes ce qui engendre l’élimination de déchets tels que les acides organiques, qui

font baisser le pH. Le pH des dattes après 20 jours de conservation continue a chuter remarquablement

par rapport à la valeur initiale des échantillons.

À la fin de la période de conservation, on remarque que le pH se stabilise, cela est dû à la

diminution de la charge microbienne. Pour les échantillons additionnés de Romarin le pH atteint des

valeurs de 5.64 ; 5.28 et 5.45 pour les régions de Tsabit, Timmi et Talmine respectivement.

L’analyse des données recueillies sur le pH montre que les échantillons ont réuni des conditions dans

lesquelles le pH a été diminué par l’effet d’une activité biologique, Ceci ne se fait que dans les cas des

fermentations microbiennes qui sont désormais utilisées comme un mode de conservation des aliments,

et qui offrent aux aliments de nouveaux caractères relatifs à l’aspect, la composition physicochimique et

la qualité organoleptique.

5.1.2.2 Suivi du taux d’humidité des dattes

La variété de datte Hmira appartient aux dattes demi-molles (Hannachi et al., 1998 ), l’analyse

de l’humidité des dattes utilisées indique une faible teneur en eau variant entre 11.22 et 11.58 avec une

moyenne de 11.42 (Tableau. 5.3). Ces résultats avoisinent les valeurs trouvées par Al-Shahib et Marshall

(2003) sur des dattes sèches (12,7%).


70

Tableau 5.3. Taux d’humidité des dattes en fonction de la période de conservation

Dans cette étude, le taux d’humidité avant et après la préparation des Btanas a augmenté de

10,88% pour les échantillons de Tsabit, de 4.04 à 4.08% pour les échantillons de Timmi et 5.92 à 5.98

% pour ceux de Talmine. Cette augmentation est due aux procédés de préparation du btana afin que les

pâtes deviennent plus humides. La légère augmentation du taux d’humidité des dattes après 10 jours de

conservation (de 1.37 à 1.95% pour les échantillons de Tsabit et Timmi), sont probablement dues à

l’écoulement et le drainage de l’eau depuis le cœur du Btana vers les parois des sacs. Au fur et à mesure

de la progression de la période de conservation, nous avons constaté un dessèchement progressif de la

pâte des dattes, ceci est probablement dû au contact avec le milieu extérieur. Au bout du 30ème jour, le

taux d'humidité a diminué de façon remarquable, cette diminution est plus accentuée avec la prolongation

de la durée de conservation.

5.1.3 Résultats microbiologiques

Les résultats des dénombrements microbiens sont représentés dans les Tableaux 5.4 à 5.6 suivants :

Prélèvement

Taux d’humidité (%)

Taux moyen Tsabit Timmi Talmine

T NT T NT T NT

Datte entière 11.22 11.22 11.47 11.47 11.58 11.58 11.42

1er jour 22.1 22.1 15.51 15.55 17.5 17.56 18.38

10ème jour 23.4 23.39 17.42 17.40 16.9 16.8 19.21

20ème jour 22.16 22.18 16 16.2 15.8 15.7 18.00

30ème jour 21.33 21.35 15.5 15.7 15.2 15.1 17.36


71

Tableau 5.4. Résultats des analyses microbiologiques de l’échantillon de Tsabit

GT (x102) CT (x102) CF (x102) St (x101) Sal Cl L.M (x101)

T NT T NT T NT T NT T NT T NT T NT

Tsa

bit

1er pré 0.7 1.1 3.96 2.08 00 0.025 00 0,4

Abs.

Abs.

1.5 1.6

2éme pré 0.4 18 0.6 0.6 00 0.013 00 00 1.3 1.3

3éme pré 0.1 4 00 00 00 0.008 00 00 1.1 1.8

4éme pré 00 1 00 00 00 00 00 00 0.85 2.4

GT:

Germes totaux

Sal:

Salmonelles

CT: Coliformes totaux Cl: Clostridium

CF : Coliformes fécaux L.M: Levures et moisissures

St: Sterptococcus

Tableau 5.5. Résultats des analyses microbiologiques de l’échantillon de Timmi

GT (x102) CT (x102) CF(x101) St (x101) Sal Cl L.M (x101)


Tim

mi

1er pré 13 36 0.2 0.2 0.7 0.5 0.1 40

Abs.

Abs.

0.9 1.4

2éme pré 1 29 00 00 00 0.1 00 20 0.6 0,1

3éme pré 0,2 10 00 00 00 00 00 00 00 1.38

4éme pré 0.84 4.3 00 00 00 00 00 00 00 1.5


72

Tableau 5.6. Résultats des analyses microbiologiques de l’échantillon de Talmine.

GT (102) CT (101) CF St (101) Sal Cl L.M (101)


Ta

lmin

e

1er pré 1.7 9

Abs.

Abs.

1 0.56

Abs.

Abs.

1.7 9

2éme pré 2.5 8.7 0.2 0.1 2.5 8.7

3éme pré 2 3 00 00 2 3

4éme pré 00 1.6 00 00 00 1.6

Tout au long de la période de conservation, nous avons noté l’absence des Clostridium sulfito-

réducteurs et des Salmonelles présumés pathogènes.

a. Flore aérobie mésophile totale (FAMT)

Le dénombrement de la flore totale a permis d’apprécier la qualité microbiologique globale des

aliments, il a donné une idée sur le taux de contamination de l’aliment. On remarque d’après les

(Tableaux 4.5, 4.5 et 4.6) une grande différence entre les Btanas préparés avec du Romarin et ceux

préparés sans Romarin, la charge microbienne de la deuxième étant nettement plus grande que la

première, car elle prend plus de temps pour l’élimination de la flore totale.

Le jour de la préparation des Btanas, les bactéries aérobies mésophiles totales représentaient une

charge considérable. Pour les Btanas non traités ; La concentration la plus élevée est observée dans

l’échantillon de Timmi 36.102 UFC/g, l’échantillon de Talmine représente une charge de 90.101 UFC/g

et en dernier lieu celle de Tsabit avec 0,11 UFC/g. Tandis que les Btanas traités ont une charge moins

importante que l’autre, l’échantillon de Timmi est de 13.102 UFC/g, celui de Talmine de 0.17 UFC/g et

de la région de Tsabit est de 0.07 UFC/g


73

b. Les coliformes

Les examens microbiologiques révèlent une rare présence des coliformes totaux (20 UFC/g dans

l’échantillon de Timmi et l’absence totale pour l’échantillon de Talmine) ; ce qui indique l’incapacité de

cette microflore à s’adapter aux conditions physicochimiques des dattes, l’échantillon de Tsabit par

contre montre une concentration plus prononcée de 396 UFC/g pour l’échantillon traité et 208 UFC/g

pour l’échantillon non traité, cela peut être le résultat d’une contamination liée à un manque d'hygiène.

Ces résultats rejoignent les observations faites au niveau des dattes saoudiennes par Hamad et al (1982)

qui ont montré que les coliformes étaient rares dans les dattes analysées.

c. Les staphylocoques

La charge des staphylocoques diminue très rapidement au cours de la conservation, on remarque

sa disparition au bout de la deuxième semaine de conservation (jusqu’à trois semaine pour l’échantillon

de Talmine) ; sa présence dans les aliments est plutôt un indice de contamination humaine et

vraisemblablement de mauvaises pratiques de l’hygiène des manipulateurs d’aliments (Baynaud, 1997).

d. Levures et moisissures

Les groupes bactériens ont été remarquablement réduits dans les Btanas préparés, on remarque la

différence dans le taux de diminution des microorganismes affectant les Btanas. L’utilisation du Romarin

a permis une élimination plus rapide des microorganismes ce qui affirme l’efficacité du mode de

conservation utilisé.

5.1.4 Les résultats statistiques

Tableau 5.7. Influence de l’addition du Romarin sur le pH pendant la conservation du Btana

Temps

(Jième)

Tsabit Timmi Talmine

T NT ER (%) T NT ER(%) T NT ER(%)

-1 5.78 5.78 0 5.5400 5.54 0 5.6700 5.6700 0

1 5.86 5.84 0.3413 5.60 5.64 -0.7143 5.6400 5.6500 -0.1773

10 5.76 5.69 1.2153 5.48 5.42 1.0949 5.5600 5.6100 -0.8993

20 5.68 5.51 2.9930 5.42 5.31 2.0295 5.4800 5.4000 1.4599

30 5.64 5.49 2.6596 5.28 5.23 0.9470 5.4500 5.3200 2.3853

Var (ER) 1.8076 1.1177 1.7820


74

Figure 5.4. Variance de l’écart relatif du pH en fonction de temps sur la conservation du Btana

Le temps (-1) (Figure 5.4) correspond aux dattes à l’état brut avant la mise sous forme de Btana.

La variance du pH des Btanas au cours de la conservation est optionnelle pour les trois sites

agricoles candidats.

Pour le site de Tsabit, les variances des écarts des cinétiques de pH entre le Btana traité et non

traité présentent une augmentation linéaire significative passant de 0 à 3% durant les 20 premiers jours

de conservation (Figure 5.4). Ces écarts présentent un maximum au 20ème jour de la conservation. Durant

les dix jours qui suivent, l’écart de la cinétique du pH diminue lentement.

Pour le site de Timmi, le Btana traité présente un pH inférieur à celui qui est brut au début de la

conservation indiqué par une variance négative, par la suite les variations des cinétiques de pH sont

similaires à celles de Tsabit mais avec des taux moindres.

Pour le site de Talmine, le Btana traité présente un pH inférieur à celui qui est brut au cours des

dix premiers jours de la conservation indiqué par une variance négative, par la suite les variations des

cinétiques de pH sont similaires à celles de Tsabit et de Timmi mais avec des taux comparativement

différents. Le maximum est obtenu après 30 jours de conservation.

-1 1 10 20 30-1

-0.5

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

Time (Jours)

Variance d

e l'é

cart

rela

tif

du p

H (

%)

Tsabit

Timmi

Talmine


75

Tableau 5.8. Influence de l’addition du Romarin sur l’humidité pendant la conservation du Btana

Figure 5.5. Variance de l’écart relatif d’humidité en fonction du temps sur la conservation du Btana

Pour les trois sites Tsabit, Timmi et Talimine les variances des écarts des cinétiques de

l’humidité entre le Btana traité et non traité ne représentent aucun changement significatif.

-1 1 10 20 30-1.5

-1

-0.5

0

0.5

1

Temps (Jours)

Variances d

es é

cart

s r

ela

tifs

des h

um

idités (

%)

Tsabit

Timmi

Talmine

Temps

(Jième)


T NT ER (%) T NT ER (%) T NT ER (%)

-1 11.22 11.22 0 11.47 11.47 0 11.58 11.58 0

1 22.1 22.1 0 15.51 15.55 0.2579 17.5 17.56 -0.3429

10 23.4 23.39 0.0427 17.42 17.40 0.1148 16.9 16.8 0.5917

20 22.16 22.18 -0.0903 16 16.2 -1.2500 15.8 15.7 0.6329

30 21.33 21.35 -0.0938 15.5 15.7 -1.2903 15.2 15.1 0.6579

Var(ER) 0.0046 0.5023 0.2361


76

Tableau 5.9. Influence du Romarin sur les germes pendant la conservation du Btana

Figure 5.6. Variance de l’écart relatif des charges en germes totaux en fonction du temps sur la

conservation du Btana

Pour les trois sites de Tsabit, Timmi et Talmine les variances des écarts des cinétiques de la

charge en germes totaux (UFC/mL) entre le Btana traité et non traité présentent une augmentation

significative.

1 10 20 300

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

10000

Temps (Jours)

Ecart

s r

ela

tifs

des v

ariances d

e la c

harg

e m

icro

bie

nne (

UF

C/m

L)

Tsabit

Timmi

Talmine

Temps

(Jième)


T NT ER (%) T NT ER (%) T NT ER (%)

1 0.7000 1.10 57.1 13.00 36.00 176.9 1.70 9.00 429.4118

10 0.4000 18.00 4400 1.00 29.00 2800 2.50 8.70 248

20 0.1000 4.00 3900 0.20 10.00 4900 2.00 3.00 50

30 0 1.00 10000 0.84 4.30 4119 0 1.60 10000

Var(ER) 5.6463 106 4.9583 106 3.6011 106


77

5.1.5 L’effet inhibiteur du Romarin

a. Le pouvoir antimicrobien

Les résultats expérimentaux présentés dans le Tableau 5.10 montrent que l’huile essentielle du

Romarin fraichement extraite est très active sur toutes les souches à l’exception de Pseudomonas

aeruginosa (Figure 5.4). Pour les souches de Pseudomonas aeruginosa, ce comportement n’est pas

surprenant car elles possèdent une résistance intrinsèque à une large gamme de biocides. En effet, cette

résistance est associée à la nature de sa membrane externe.

Tableau 5.10. Activité antimicrobienne de l’huile essentielle du Romarin

5 µL d’huile essentielle

Les souches Diamètre d’inhibition

(mm)

Surface

(cm2)

Coefficient d’activité

(cm2/µL)

Pseudomonas - - -

Staphylococcus 15 1.8 0.36

E. coli 13 1.32 0.27

- : résultat négatif

L’inhibition observée chez E. coli et Staphylococcus est de 13 et 15mm respectivement (Figure

5.7). Une grande surface d’inhibition est observée dans le cas de Staphylococcus aureus, tandis que la

surface d’E. Coli est inférieure. Ces espèces sont donc les plus sensibles à cette huile.

Figure 5.7. Aromatogrammes de l’huile essentielle du Romarin effectuées E. coli(A), Staphylococcus

(ATCC) (B) et Pseudomonas (ATCC) (C).


78

b. Détermination de la concentration minimale inhibitrice

L’existence d’activité antibactérienne contre les deux souches testées nous a permis d’estimer la

Concentration Minimale Inhibitrice (CMI) d’huile essentielle du Romarin. Il y a absence de la croissance

de la souche Staphylococcus avec une CMI égale à 3,9 µg/mL, et pour la souche bactérienne E. coli on

a une CMI égale à 0.9 µg/mL. Par conséquent, ces concentrations sont mesurées dans le but de définir

les frontières de l'acceptabilité sensorielle et l'efficacité antibactérienne des huiles essentielles (Tiwari et

al., 2009). L’huile essentielle du Romarin est donc très active sur l’ensemble des souches testées.

Figure 5.8. La concentration minimale inhibitrice

5.2 Isolement et pouvoir fermentaire des levures issues de la fermentation alcoolique traditionnelle

de quelques variétés de dattes

5.2.1 Isolement des levures

La culture des échantillons des dattes a permis l’isolement de trois souches de levures (S1, S2 et

S3) (Figure 5.9). Les résultats montrent que tous les échantillons de moût de dattes en provenance des

différentes localités du Sahara, présentent des aspects de colonies de levures plus ou relativement

uniformes. La couleur des colonies allant du blanc vers la crème. La forme des colonies est sphérique ou

ovoïde aux contours.

Au Sahara algérien, la température ambiante subsiste comme un facteur crucial pour le

développement des levures. La plupart des levures sont actives entre 15°C et 35°C. Certaines souches

demandent des températures plus élevées entre 40°C et 45°C, et d'autres souches nécessitent des

températures très basses de 0°C pour se développer (Foulonneau, 2002). Néanmoins, certaines souches

de levures peuvent bien résister dans cette zone aride (sèche et chaude). Des souches de levures issues


79

de la région d'Adrar se développent parfaitement sur un milieu Sabouraud et donnent trois types de

colonies (Figure 5.9) et (Tableau 5.11).

Tableau 5.11. Caractéristiques et aspect au microscope des levures issues des différents échantillons

Couleur des colonies Aspect des colonies Mode de groupement

Blanche à crème Sphérique Chaînette

Blanche à crème Ovoïde Chaînette

Blanche à crème Sphérique Chaînette

Figure 5.9. Les souches des levures isolées.

Purification de la souche S1

sur milieu sabouroud

Observation microscopique de la souche S1

(G : ×100)


(G : ×100)






(G : ×100)


80

5.2.2 Test de pouvoir fermentaire

a. Le pH

Figure 5.10. Cinétique classique du pH lors d’une fermentation alcoolique

Le maintien du pH cytoplasmique est indispensable à la survie de la levure et les limites de leur

pH reportées dans la littérature qui se situent entre 2,4 et 8,6 avec un pH optimal entre 4,4 et 6,5 (Jones

et al., 1981). La nature de l’acide (forme dissociée ou non) a une grande importance. La Figure 0..5

montre une légère diminution du pH pour les quatre souches étudiées, cela est dû à la formation de

l’alcool. Avec une variation remarquable de S3 par rapport au témoin T, le pH s'est varié de 5.45 à 4.57

pour la S1 et à 4.49 pour la S2, à 4.23 pour la S3 et à 4.1 pour le T. Ces valeurs de pH sont inférieures à

celles retrouvées dans la première fermentation. Ce résultat montre que les levures peuvent supporter la

plupart des acides organiques jusqu'au pH 4.5, par contre leurs croissances sont est inhibées par de fortes

concentrations en acides lactiques, citriques et acétiques et elles le sont encore plus avec les acides

sorbiques et propénoïques. D’autres stresses peuvent modifier ce pH comme il a été démontré par Jones

et ses collaborateurs (1981) où le stresse éthanolique provoque une chute du pH cytoplasmique, ce qui

induit le décès des microorganismes cellulaires. Cette diminution du pH intracellulaire peut être due soit

à un influx de protons (Birch et Walker. 2000), ou à une accumulation d’intermédiaires de la réaction

tels que l’acide acétique, le glycérol (Ferreira et al., 2004).

b. La densité

La Figure 5.11 représente une diminution remarquable de la densité de moût de dattes au cours du

temps, pour les quatre souches étudiées elle varie de 1.075 à 1.029 pour la souche S1, à 1.021 pour la

4

4.5

5

5.5

6

0 12 24 36 48 60 72 84

pH

Temps (h)

S1

S2

S3

T


81

souche S2 et S3 et à 1.015 pour la souche Témoin. Cela peut être expliqué par la transformation du

glucose en alcool et la perte de masse sous forme de CO2.

Figure 5.11. Evolution de la densité en fonction du temps de fermentation.

La Figure 5.11 ci-dessus, montre une diminution remarquable de la densité de moût de dattes au

cours de la fermentation, cette diminution est expliquée par la transformation du glucose en alcool et la

perte de masse sous forme de CO2 (Gaillard et al, 1995).

c. La teneur en sucres totaux (méthode de Dubois, 1956)

Les composés carbonés sont d’une grande importance pour les levures puisqu’ils fournissent, le

carbone nécessaire pour la biosynthèse de constituants cellulaires et l’énergie nécessaire à son

fonctionnement. Les glucides sont les plus fréquemment utilisés, en particulier les monosaccharides

comme les hexoses, les disaccharides et les trisaccharides. D’autres glucides abondants sont peu couteux

comme les pentoses et les polysaccharides ont fait l’objet de nombreux travaux de recherche ces dernières

années (Waldron, 2010). En anaérobiose, les levures sont capables de fermenter le glucose en éthanol,

en dioxyde de carbone, avec coproduction de glycérol, de certains acides et esters (Leyral et Vierlin,

2007). Dans ce métabolisme, la fonction d’accepteur final d’électrons est assurée par des molécules

organiques où la levure utilise d’abord le NAD+ comme accepteur intermédiaire d’électrons qui est réduit

en NADH. La réduction finale de l’acétaldéhyde en éthanol et en dioxyde de carbone permet ainsi de

maintenir l’équilibre de la balance redox en réoxydant. Les NADH produits au cours de la glycolyse,

1.01

1.02

1.03

1.04

1.05

1.06

1.07

1.08

0 12 24 36 48 60 72 84

Den

sité

Temps (h)

S1

S2

S3

T


82

voie principale de dégradation du sucre en pyruvate. Le bilan énergétique de cette transformation est

décrit par l’équation qui suit :

C6H12O6 + 2 Pi + 2 ADP → 2 C2H6O + 2 CO2 + ATP (20 kcal) (5.1)

Figure 5.12. Evolution de sucres totaux en fonction du temps de fermentation.

La Figure 5.12 montre une dégradation remarquable des sucres est observée surtout chez S3 par

rapport à T, telle que la teneur en sucres totaux qui chutent de 63.81% à 38.49% pour S1, à 34.77% pour

S2 et à 30.44% pour S3 et environ à 17.05% pour la souche T. Cette bioconversion est active surtout

durant les premières 48 heures pour les quatre souches par la production de biomasse et l’assimilation

des sucres. Ce résultat est en accord avec celui reporté par El-Okidi (1987) qui a évoqué un temps de

fermentation entre 36 et 72 heures. L’évolution du degré d’alcool durant la fermentation montre que la

cinétique de la production d’alcool est proportionnelle au taux de sucre contenu dans les dattes. Nos

résultats se rapprochent toutefois de ceux trouvés par Sawaya et al. (1983) puisqu’ils sont compris entre

60 et 80%.

d. Taux de solides solubles (TSS) (ISO 2173)

La Figure 5.13 montre une légère diminution de l'indice de réfraction Brix qui représente la

concentration en saccharose d’une solution aqueuse ayant le même indice de réfraction que le produit à

analyser.

0

10

20

30

40

50

60

70

0 12 24 36 48 60 72 84

Su

cre

tota

ux (

%)

Temps (h)

S1

S2

S3

T


83

Figure 5.13. Evolution du degré de Brix au cours de la fermentation.

e. Degré alcoolique

Les levures ne présentent pas les mêmes sensibilités au degré d’éthanol. Les plus résistantes sont

les Saccharomyces que l’on utilise dans les procédés de fermentation alcoolique pour l’élaboration des

boissons ou la fabrication d’éthanol industriel (la tolérance à l’éthanol dépend de la composition des

membranes cytoplasmiques des cellules et en particulier des lipides. Cette composition dépendant elle-

même du milieu de culture et de la température (Leveau et Bouix, 1979). La diminution des paramètres

microbiologiques, durant la fermentation montre que la cinétique du pouvoir fermentaire de la souche

S3 est meilleure que celles des souches S1 et S2 par rapport à la souche T (Figure 5.14). Cela peut

s’expliquer par le fait que les souches des levures isolées pour la présente étude semblent moins

performantes. Simultanément, outre que les conditions de fermentation, d’autres facteurs tels que le

pouvoir des levures qui continue à fermenter les sucres même en phase de déclin on favorisant le

rendement (Munier, 1973).

4

6

8

10

12

14

16

18

0 24 48 72 96

Deg

re B

rix (

%)

Temps (h)

S1

S2

S3

T


84

Figure 5.14. Evolution du degré alcoolique pendant la fermentation.

En fermentation alcoolique, l’éthanol semble représenter la principale cause de stresse de la

levure et devient toxique à des concentrations allant de 8 à 18% (P/V) pendant la culture qui limite sa

production et ceci selon son état physiologique et les souches utilisées. Une fois la concentration de

l’éthanol augmente dans le milieu de culture, on assiste à une diminution de la vitesse de croissance, de

la viabilité cellulaire, de l’activité métabolique et de la capacité de production de la levure. De nombreux

travaux ont confirmés ces phénomènes, en particulier chez le Saccharomyces cerevisiae (Aguilera et al.,

2006 ; Canetta et al., 2006 ; Hirasawa et al., 2007 ; Watanabe et al., 2007).

5.3 Etude comparative du rendement du bioéthanol de deux variétés de dattes communes de faible

valeur marchande : Teggaza et Lebghel

5.3.1 Caractéristiques des matières premières

a. Caractéristiques physiques des dattes

Les caractéristiques physiques des dattes étudiées sont représentées dans le Tableau 5.11. Il ressort

de ce Tableau que les dattes des deux variétés sont diffèrent physiquement l’une de l’autre. En effet, bien

que la forme des dattes soit ovoïde pour les deux variétés étudiées, les dattes de la variété Lebghel sont

plus allongées que celles de la variété Teggaza mais ayant presque les mêmes volumes.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

0 H 2 4 H 4 8 H 7 2 H

De

gré

alc

oo

liqu

e (

°)

Temps (h)

T

S1

S2

S3


85

Tableau 5.12. Caractéristiques physiques des dattes étudiées

Paramètres Valeurs moyennes

Teggaza Lebghel

Couleur Marron ou rouge Jaune pâle

Consistance Sèche Sèche

Poids de la datte entière (g) 6.05 6.2

Poids de la pulpe (g) 5.22 5.19

Poids du noyau (g) 0.83 1.01

Longueur de la datte (cm) 3.79 4.14

Largeur de la datte (cm) 2.12 1.89

Rapport pulpe/datte (%) 86.2 83.71

Rapport noyau/datte (%) 13.79 16.29

Les dattes de la variété Teggaza présentent une coloration marron tandis que la couleur de la

deuxième variété est jaune pâle. Les dattes présentent parfois des zones brunes sur sa surface, ces zones

peuvent être dues aux réactions de brunissement qui sont accentuées par l’exposition directe des dattes

au soleil. Il convient de rappeler ici l’importance de la couleur en tant que critère de qualité. Pour les

consommateurs, il s’agit d’un critère de choix pour l’appréciation de la qualité d’un aliment.

La consistance d’une variété est déterminante pour ses qualités organoleptiques, et de ce point de

vue, les deux variétés sont classées comme variétés sèches et communes. Les deux variétés de dattes

étudiées présentent une qualité physique acceptable conformément aux critères fixés par Meligi et Sourial

(1982) ; Mohammed et al. (1983) et Acourene et al. (2001).

Le Tableau 5.11 donne un autre critère de qualité des dattes selon Othman, (1995) ; c’est le

rapport massique noyau/datte, plus il est faible, plus la qualité du fruit est élevée, Il doit être compris

entre 10 et 15%. Ce rapport se situe entre 16 et 17 % pour la variété Lebghel. Par conséquent, la variété

Teggaza est plus intéressante de ce point de vue, le rapport noyau/datte est entre 13 et 14 %.

La détermination d’un autre rapport inversement corrélé au rapport cité précédemment permet

également de caractériser les dattes. Il s’agit du rapport pulpe/datte. Étant donné que la meilleure datte

est celle dont ce rapport est plus élevé, la variété Teggaza semble meilleure que Lebghel. Le rapport

pulpe/datte de la variété Teggaza se rapproche de la valeur trouvée par Chibane (2008) pour la variété

Algérienne sèche Frezza (88,28 %).


86

b. Caractérisation physicochimique de la pulpe des deux variétés

Les résultats de la caractérisation physicochimique de la pulpe des deux variétés trouvées sont

données dans le Tableau 5.13.

Tableau 5.13. Caractéristiques physico-chimiques des dattes étudiées.

Paramètres Teggaza Lebghel

pH 5.44 5.7

Indice de refraction 1.3409 1.3401

Teneur en eau (%) 7.46 10.4

Matière sèche (%) 92.54 89.6

Teneur en cendre (%) 3.29 4.38

Matière organique (%) 96.71 95.65

Teneur en sucres réducteur (%) 41.23 41.52

Teneur en protéines (%) 2.19 1.75

Le pH des deux variétés de dattes étudiées est légèrement acide et varie entre les valeurs 5.3 et 5.8.

Ce degré du pH est nuisible au développement des bactéries mais il est favorable à la prolifération

des levures et les moisissures Bocquet (1982), ce qui est un point positif pour la fermentation

alcoolique. Les études effectuées par Dowson et Aten (1963) et Rygg (1977), notent que le pH des

dattes étudiées ce classe comme des dattes de qualité moyenne (dattes communes).

La teneur en eau des deux variétés de dattes Tableau 5.13 est faible. Elle est de 10.4% pour Lebghel

et de 7.46% pour Teggaza. Ce qui indique que cette variété est relativement moins humide que la

variété Lebghel. Ces valeurs sont nettement inférieures à celles des autres variétés sèches Bihri 11.55

% et Safri 11.53 % déterminées par Al-Hooti et al. (2002), car la récolte de ces dattes est effectuée

après qu’elles soient devenues sèches sous l’influence du climat sec de la région d’Adrar. Il convient

de noter que la teneur en eau est le facteur responsable de la consistance du fruit. Dans notre étude,

le résultat trouvé confirme son classement en tant que variété sèche. De plus, cette teneur est favorable

à une bonne conservation des dattes.

Le taux des cendres représente la quantité totale en sels minéraux présents dans le fruit (Amellal-

Chibane, 2008). Les valeurs trouvées pour Teggaza et Lebghel sont égales à 3.29 et 4.38%

respectivement, elles sont nettement supérieures à la valeur de la variété sèche Mech-Degla données


87

par Djouab (2007), qui correspond à une valeur de 2%. Ces valeurs élevées expliquent la richesse de

la variété Teggaza et Lebghel en éléments minéraux.

Le teneur de sucre réducteur des deux variétés de dattes est élevée. Elle s’élève à 41.23 et 41.52%

comparativement au résultat de Djouab (2007), qui avait travaillé sur la variété sèche Mech-Deglet

et pour laquelle le taux était de 38.38%. D’après Dowson et Aten (1963), les dattes molles sont à

sucres réducteurs tandis que les dattes sèches sont riches en saccharose. La faible teneur en sucres

réducteurs des dattes sèches est expliquée par le dessèchement des dattes sur le palmier avant l’action

de l’enzyme «invertase» sur le saccharose. L’inversion de ce dernier en sucres invertis (sucres

réducteurs) pendant la période de maturation est inhibée partiellement à cause de la faible teneur en

eau des dattes (Bousdira, 2007).

Pour évaluer le taux en protéine, nous avons déterminé la teneur en azote total, celui-ci est multiplié

par le coefficient de 6.25. La teneur en azote total des deux variétés Lebghel et Teggaza est de 0.28

et 0.35% respectivement et la teneur en protéines est estimée à 1.75% pour la variété Labghel et

2.19% pour le Teggaza. Ces valeurs sont supérieures à celles trouvées par Boudrâa (2004), qui donne

une valeur de 1.09% pour la variété sèche Mech-Deglet. Selon Al-Hooti et al. (1997); Khalil et al.

(2002); Besbes et al. (2009), la teneur en protéines des dattes est faible et ne dépasse pas généralement

un taux de 3%.

5.3.2 Résultats de l’analyse des moûts de dattes pendant la fermentation alcoolique

Les résultats des analyses des moûts de dattes qui ont été produits à partir des variétés de dattes

Lebghel et Teggaza, ont montré que différents paramètres influent sur les procédés de fermentation. Le

pH du milieu de production est initialement ajusté à 4.5. La Figure 5.15 montre l’évolution du pH au

cours de la fermentation.


88

0 10 20 30 40 50 60 70 803.8

3.9

4.0

4.1

4.2

4.3

4.4

4.5

pH

Temps ( h )

Teggaza

Lebghel

Figure 5.15. Evolution du pH au cours de la fermentation alcoolique des deux variétés

Teggaza et Lebghel.

o Une légère diminution du pH (Figure 5.15) est observée au cours de la fermentation pour les deux

variétés de dattes Teggaza et Lebghel de 4.5 à 3.88. Cette variation de pH est approximativement

comprise dans l’intervalle optimum de croissance des levures : 4.3-4.7 (Schmid-Rolf, 2005). Nous

remarquons une diminution importante du pH au cours des deux premiers jours pour les deux

variétés. Cet abaissement du pH est probablement dû dans un premier temps à la consommation des

sucres et la production du bioéthanol, puis aux acides et alcools métabolisés par les microorganismes

(levures) présents dans le moût, tels que les acides gras, en particulier l’acide octanoïque et l’acide

decanoïque. Aussi, une partie du dioxyde de carbone produit se dissout dans le moût et contribue

aussi à l’abaissement du pH.

o La diminution remarquable de la densité du moût des dattes au cours de la fermentation (Figure 5.16)

observée pour les deux variétés de dattes reste comprise entre 1.07 et 0.99, cette diminution peut être

expliquée par la transformation du glucose en alcool et la perte de masse sous forme de CO2.


89

0 10 20 30 40 50 60 70 80

0.99

1.00

1.01

1.02

1.03

1.04

1.05

1.06

1.07

Den

sité

Temps (h)

Teggaza

Lebghel

Figure 5.16. Évolution de la densité au cours de la fermentation alcoolique des deux variétés

Teggaza et Lebghel.

o La diminution continue de l’indice de réfraction jusqu’à l’arrêt de la fermentation (Figure 5.17). Cette

diminution peut s’expliquer par l’augmentation de la vitesse de la lumière dans le moût au cours de

la fermentation qui est liée directement à la diminution de la densité.

0 10 20 30 40 50 60 70 80

1.335

1.340

1.345

1.350

1.355

Ind

ice d

e r

éfr

acti

on

Temps (h)

Teggaza

Lebghel

Figure 5.17. Évolution de l’indice de réfraction au cours de la fermentation alcoolique des deux

variétés Teggaza et Lebghel.

o La teneur en cendres (Figure 5.18) diminue au cours de la fermentation, du fait de la dégradation

des sucres et la perte de masse. Néanmoins les paramètres qui renseignent sur l’évolution de la


90

fermentation demeurent essentiellement: la production de biomasse, l’assimilation des sucres et

la production d’éthanol.

20 30 40 50 60 70 80

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

Cen

dre (

%)

Temps (h)

Teggaza

Lebghel

Figure 5.18. Évolution de la teneur en cendres au cours de la fermentation alcoolique des

moûts des deux variétés Teggaza et Lebghel.

0 10 20 30 40 50 60 70 800

3

6

9

12

15

18

21

0

3

6

9

12

15

18

21

Tau

x d

e S

acch

arose

(%)

Tau

x d

e S

ucres

Réd

ucte

urs

(%)

Temps (h)

Teggaza SR

Lebghel SR

Teggaza TSS

Lebghel TSS

Figure 5.19. Évolution des taux de sucres réducteurs (glucose) et de (saccharose) au cours de

la fermentation alcoolique du moût des deux variétés Teggaza et Lebghel


91

o Les teneurs en sucres réducteurs des deux moûts de dattes (Figure 5.19) varient au cours de la

fermentation entre 0.3 et 17.27% pour Teggaza et entre 0.72 et 18.73% pour Lebghel, par contre les

teneurs en saccharose des deux moûts de dattes varient entre 4.7 et 15.1% pour Teggaza et de 1.9 et

12.25% pour la deuxième variété. Comme explication technologique, ces différences peuvent être

observées pendant la fermentation des moûts qui durent 72 heures, une importante dégradation du

sucre est révélée, cette transformation était active durant les premières 48 heures surtout entre 24 et

48 et par la suite la production du bioéthanol diminue progressivement à cause de la diminution du

taux de sucre et de l’accumulation de composés toxiques. Nous observons après 72 heures que les

sucres n’ont pas été consommés totalement par la levure, cela peut être dû à l’arrêt de la croissance

de Saccharomyces cerevisiae par accumulation des substances toxiques (Boulal et al., 2010), ce qui

indique que les acides gras formés par la levure deviennent toxiques pour cette dernière, aussi l’effet

de l’alcool dans le milieu devient inhibiteur.

o Les teneurs en protéines des moûts des deux variétés de dattes au cours de la fermentation alcoolique

(Figure 5.20), varient entre 0.219 et 0.875% pour Teggaza et entre 0 et 0.875% pour Lebghel pendant

la fermentation. Ces taux de protéines bien que faibles, ils ne sont pas négligeables comme source de

matières azotées pour la levure. L’azote joue un rôle important sur la fermentation alcoolique en

permettant la synthèse des protéines qui vont assurer le transport des sucres vers l’intérieur de la

cellule où ils seront fermentés en éthanol. Ces protéines se dégradent pendant la fermentation

alcoolique et la levure a donc besoin de renouveler ses protéines pour achever la fermentation

alcoolique. Par ailleurs la levure rencontre de plus en plus de difficultés à retrouver l’azote, ce qui

explique la diminution des teneurs en protéines au cours de la fermentation.


92

0 10 20 30 40 50 60 70 80

0.0

0.3

0.6

0.9

Pro

tién

e (

%)

Temps (h)

Teggaza

Lebghel

Figure 5.20. Evolution de la teneur en protéines au cours de la fermentation alcoolique du

moût des deux variétés Teggaza et Lebghel.

o L’évolution du nombre de cellules de la levure au cours de la fermentation est représentée par la

Figure 5.21, où la levure Saccharomyces cerevisea, montre une cinétique de croissance

microbienne avec ces 3 phases :

1. Phase de croissance : elle s’étend sur les premières 24 heures pour la variété Lebghel et 52

heures pour la deuxième variété. Cette phase est caractérisée par un rythme de croissance rapide et

progressif, où la population levurienne atteint une valeur maximale de 37.719 et 35.088 cellules/µL

pour Teggaza et Lebghel respectivement, cette croissance est due à la multiplication cellulaire. La

construction de nouvelles cellules est basée sur la consommation des sucres et d’azote ;

2. Phase stationnaire : l’azote qui est nécessaire à la construction de nouvelles cellules atteint sa

valeur minimale, due à l’arrêt de croissance de la levure ;

3. Phase de décroissance : au cours du troisième jour, la concentration cellulaire viable diminue du

fait de la lyse cellulaire causée par les conditions qui deviennent défavorables dans le milieu.


93

0 10 20 30 40 50 60 70 800

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

40000

Nom

bre d

u l

eveu

r p

ar µ

L

Temps(h)

Teggaza

Lebghel

Figure 5.21. Évolution du nombre de cellules de la levure Saccharomyces cereivisea dans le moût au

cours de la fermentation

Degré alcoolique

o Le suivi du degré alcoolique est illustré par la Figure 5.22 et le Tableau 5.14.

Tableau 5.14. Résultats de la fermentation alcoolique des variétés Teggaza et Lebghel.

Durée

(h))

Degré

alcool. (°)

Observations Degré

alcool.(°)

Observations

00 0 - Couleur du moût :

jaune.

00 - Couleur de moût : marron.

24 10 - Apparition de trois

couches ;

- accélération rapide

des CO2.

9 - Apparition d’une couche mince de la

mousse (début de la réaction de la

fermentation);

- dégagement fort de bulles de CO2;

- Formation d’un chapeau au niveau de

la surface.

48 14 - Couleur du

précipité : vire vers

le rouge.

13 - Apparition de trois couches ;

- accélération rapide des bulles de

CO2.

72 24 - Le surnageant

devient de plus en

plus clair (jaunâtre).

18.5 - Le vin devient de plus en plus clair

(jaune);

- Résidu vire vers la couleur rouge.


94

-10 0 10 20 30 40 50 60 70 80

0

5

10

15

20

25

Degré a

lcooli

qu

e (

°)

Temps (h)

Teggaza

Lebghel

Figure 5.22. Suivi du degré alcoolique des deux variétés Teggaza et Lebghel.

Les résultats obtenus montrent que la production d’éthanol augmente progressivement au cours de

la fermentation pour les deux variétés de dates. Le degré alcoolique obtenu à la fin de la fermentation est

de 19° pour la variété Teggaza et de 24° pour la variété Lebghel dans le moût, ces valeurs sont

légèrement supérieures à celles obtenues par Boulal et al., (2010).

5.3.3 Caractérisation du produit bioéthanol obtenu au laboratoire

a. Caractérisation physico-chimique

Les résultats des analyses physico-chimiques du bioéthanol produit à partir des deux variétés de

dattes Teggaza et Lebghel, sont représentés dans le Tableau 5.15.

Tableau 5.15. Caractéristiques de l’éthanol produit au laboratoire à partir des deux variétés

Lebghel et Teggaza.

Paramètre Teggaza Lebghel Éthanol pur

Densité 0.834 0.819 0.789

Indice de refraction 1.3679 1.3682 1.3594

Degré d’alcool (1ére distillation) (°) 50 65 -

Degré d’alcool (rectification) (°) 88 90 -


95

Les caractéristiques de l’éthanol produit au niveau du laboratoire sont proches de celles de

l’éthanol pur. Comparativement, les densités des solutions d’éthanol produit par les dattes Teggaza et

Lebghel sont égales à 0.834 et 0.819 respectivement, et celle de l’éthanol pur est de 0.789. Le bioéthanol

produit au niveau du laboratoire (Figure 5.23) a les caractéristiques suivantes : volatil, inflammable,

limpide et possédant une odeur piquante.

Figure 5.23 Caractéristiques de l’éthanol des deux variétés de dattes

(Laboratoire de l’URERMS, Adrar).

b. Analyse chromatographique

Les résultats des analyses faites par chromatographe en phase gazeuse sont représentés dans les

Figures 5.24 et 5.25.


96

Figure 5.21. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Lebghel.

Figure 5.24. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Lebghal.

Figure 5.24. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Lebghel


97

Figure 5.25. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Teggaza.

Figure 5.25. Chromatogramme de l’éthanol de la variété Teggaza

D’après les deux chromatogrammes des Figures 5.24 et 5.25, nous constatons que la

concentration en bioéthanol obtenue par la variété Lebghel qui est égale à 1079.220 g/L est nettement

supérieure à celle obtenue par la variété Teggaza 680.955 g/L, ce qui confirme les résultats du degré

alcoolique pour les deux variétés.


98

c. Analyses de l’éthanol obtenu par distillation du moût des deux variétés de dates par

spectrophotométrie IR

Les Figures 5.26 A et B ci-après représentent les signatures vibratoires des bandes

obtenues par spectrophotométrie infrarouge des deux produits d’éthanols. Les différentes vibrations

des bandes existantes dans le spectre sont illustrées dans le Tableau 5.16.

Tableau 5.16. Groupements correspondant à la vibration de valence.

Vibrations des bandes Groupement Composé

3339.08 C-OH Alcool

2974.29 C-H Alcane

2888.12 C-H Alcane

1380.91 C-OH Alcool

1087.06 C-OH Alcool

1044.53 C-OH Alcool

Une comparaison entre les spectres infrarouges de l’éthanol produit par les deux variétés de dattes

et celui de l’éthanol pur montre une parfaite concordance, les bandes de vibrations de différents

groupements apparaissent au même endroit. Ces spectres confirment la qualité et la nature du bioéthanol

obtenu qui est l’alcool éthylique C2H5OH.


99

Figure 5.26. Spectre d’Infra-Rouge du bioéthanol obtenu des deux variétés :

(A) Teggaza et (B) Lebghel.

5.3.4 Rendement pondéré de production du bioéthanol

Le rendement pondéré est défini comme étant le rapport entre la quantité d’alcool produite et la

quantité de dattes avec noyaux utilisée (Boulal et al, 2013(b)). Les rendements obtenus correspondant à

chaque variété, sont 20,47% pour la variété Teggaza et 18,08% pour la variété Lebghel. Le rendement

de la variété Teggaza est relativement élevé par rapport à la variété Lebghel. Mais d’une manière


100

qualitative, l’éthanol produit à partir de la datte Lebghel a un degré alcoolique plus élevé que celui de

Teggaza.

5.4 Production de bioéthanol par l’utilisation d’un fermenteur de capacité 50 litres

5.4.1 Suivi de l’évolution de température du fermenteur solaire

Après la conception d’un système de fermenteur de type batch de 50 litres de capacité chauffé

par énergie solaire au moyen d’un chauffe-eau solaire plan, nous avons testé le bon fonctionnement de

ce système par un suivi de la température à l’intérieur du milieu fermenteur. Les résultats de ce test ont

montré que cette température reste (elle ne reste pas automatiquement, elle est contrôlée par thermostat)

dans l’intervalle optimale qui est entre 28 et 32°C durant toute la période de fermentation.

Figure 5.27. Evolution de la température du moût de dattes durant la fermentation

5.4.2 Suivi des paramètres physico-chimiques pendant la fermentation des rebuts de dattes

Le Sacchromyces cerevisiae possède l’option de respiration anaérobique sur la bioconversion

alcoolique du processus de fermentation. Dans la phase anaérobie, le glucose est transformé en éthanol

par l'effet de la fermentation. Cette transformation est active durant les premières 48 heures surtout entre

24h et 48 heures section.


101

Figure 5.28. Evolution de la Concentration des sucres totaux (ST) et des sucres réducteurs (SR) au

cours de la fermentation alcoolique.

La Figure 5.28 ci-haut montre que l'alcool produit augmente durant les dernières 48h de la

fermentation où une dégradation importante du sucre est observée après 72h du processus. Le taux de

glucose total est fortement diminué au cours du temps du processus, passant de 13.8% au début du

processus de fermentation à 3% après 72h. La période de fermentation du jus de dattes varie entre 36 et

72h dans des conditions similaires. Le glucose n’est pas consommé complètement en raison de la

cessation de la croissance de la levure provoquée par l'accumulation de substances toxiques (acides gras),

en particulier l'indice d'octane et le décane dans le moût des DCFVM, (Benziouches, 2011; El-Okaidi,

1987).

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0 10 20 30 40 50 60 70 80

S.R

S.T

Temps (Heurs)

Co

nce

ntr

atio

n d

usu

cres

(%

)


102

a. La densité

Figure 5.29. Evolution de la densité pendant la fermentation

La Figure 5.29, montre une diminution remarquable de la densité de moût fermenté durant la

fermentation qui peut être expliquée par la transformation du glucose en alcool et la perte de masse sous

forme de CO2.

b. Degré alcolique

Figure 5.30. Evolution du degré alcoolique en fonction du temps de fermentation.

1

1.01

1.02

1.03

1.04

1.05

1.06

1.07

1.08

0 20 40 60 80

Temps

(Heurs)

Den

sit

éé

0

5

10

15

20

25

0 10 20 30 40 50 60 70 80

Temps (Heurs)

Deg

ré a

lcooli

que

(°)


103

La Figure 5.30 montre qu’au début de la fermentation le degré alcoolique est nul, par contre après

24 heures on enregistre une valeur de 6° qui augmente jusqu'à 15° après 48 heures et à la fin de la

fermentation (après 72 heures) nous avons enregistré 22°.

Figure 5.31. Variation du degré alcoolique en fonction du temps au cours de la distillation

Après distillation et rectification, nous avons obtenu un rendement qui correspond à 250 litres

d'alcool/tonne de déchets de dattes. L’éthanol produit est caractérisé par une volatilité, inflammabilité,

limpidité et odeur piquante. Le degré alcoolique de l’éthanol produit dépasse les 90° (Figure 5.32).

Figure 5.32. L’éthanol obtenu à haut degré

Après distillation et rectification du moût des DCFVM fermenté, une production spécifique

importante du bioéthanol a atteint 250 mL/kg de dattes à 90° de degré alcoolique, ce qui représente un

0

10

20

30

40

50

60

30 60 90 120 150 180 210 240 270 330 390 450 510 570

Deg

ré a

lcooli

que

(°)

Temps (min)


104

rendement de bioconversion de 33% par rapport à la transformation théorique typique du saccharose en

alcool décrit en utilisant l'équation analytique chimique suivante :

C6H12O6 + S. cerevisiae → 2 C2H5OH + 2CO2 + Énergie (5.2)

Où, 76 g/kg de glucose produit 25 mL d'alcool + x (g) du dioxyde de carbone, si elle est fermentée par

la levure.

5.4.3 Caractérisation spectrométrique IR du bioéthanol obtenu

Figure 5.33. Spectre IR de l’éthanol produit

Le spectre Infra Rouge du produit final obtenu par fermentation, distillation et rectification (Figure

5.33) est caractérisé par les vibrations des bandes suivantes :

2990 cm-1: Vibration de valence correspondant au groupement C-H d’un alcane.

3300 cm-1: Vibration de valence correspondant O-H spécifique d’un alcool.

2990 cm-1: Vibration de valence correspondant au groupement C-O d’un alcool.


105

Résultats du chromatographique (CPG Perkin Elmer 500)

Figure 5.34. Chromatogramme de l’éthanol industriel pur


106

Figure 5.35. Chromatographe du bioéthanol produit par fermenattion

Les résultats de la chromatographie des deux produits traités, montrent que le produit obtenu

contient en majorité de l’éthanol à 95,83% et quelques traces d’autres produits non identifiés.

Les résultats des analyses physicochimiques de bioéthanol qu’on a produit à partir des rebuts des dattes,

sont représentés dans le Tableau 5.17.


107

Tableau 5.17. Les valeurs moyennes de quelques paramètres physicochimiques d’alcool obtenu

Designation Ethanol obtenu

Densité 0.83

Degré d’alcool (1ère distillation) 50°

Degré d’alcool (rectification) 93°

Indice de réfraction 1.361

pH 5.65

A la lumière de ces résultats, on peut conclure que notre bioéthanol obtenu est conforme aux

normes internationales.

4.4.4 Test du bioéthanol sur un moteur à essence

Figure 5.36. Essai du bioéthanol produit à l’URERMS sur un moteur à essence

(Groupe électrogène).

Pour la mise en marche du moteur à essence, nous avons respecté les normes européennes CE

2003, pour des rapports bioéthanol/essence (E5 E10 E15 et E20), 5%, 10%, 15% et 20%. Les tests avec


108

ces rapports de mixage n’ont donné aucune conséquence négative sur le fonctionnement du moteur à

essence. Le bioéthanol contient 35% d’oxygène, ce qui permet une réduction d’émission de matière

toxique. L’utilisation de bioéthanol réduit de 7% la quantité de CO2 émise par rapport à l’essence (Ayhan

et Muhammet Fatih 2010). Par ailleurs, le bioéthanol se caractérise par un indice d’octane très élevé. Un

fort indice d’octane indique une résistance élevée à la détonation provoquée par un allumage prématuré

assurant une haute performance du moteur, notamment sur le plan de la puissance développée (CRAAQ,

2008). On peut conclure donc que les déchets de dattes perdues chaque année peuvent constituer une

source potentielle pour la production de nombreux produits dérivés et permet de bénéficier d'une bonne

partie de ses dépenses d‘importation. Seulement avant de transposer les résultats des expériences à

l’échelle industrielle il faut passer en premier lieu par des shémas pilotes similaires aux celles de la Figure

5.37 permettant de valider les résultas obtenus au niveau des laboratoires afin de convaincre les

décideurs, les investisseurs et les consommateurs.


109

Figure 5.37. Schéma proposé de procédé semi pilote de production de bioéthanol à partir des rebuts de

dattes.

Conclusion Générale et

Perspectives

Conclusion Générale et Perspectives

111

Conclusion générale et perspectives

L’étude concernant la vérification de l’efficacité des procédés de conservation artisanale des

dattes découlant des méthodes traditionnelles a permis de conclure au terme de ce travail de thèse que

Les procédés artisanaux utilisés dans la confection des Btanas permettent la conservation des

dattes communes de faible valeur marchande DCFVM pour une longue période. Ces procédés semblent

efficaces et offrent plusieurs avantages sur le plan technique (pratrique), socioéconomique et sanitaire en

particulier pour les citoyens des régions arides et semi-arides de l’Algérie.

Outre que les techniques pratiques (rinçage, blanchiment puis création d’anaérobiose), l’addition

des herbes aromatiques telles que le Romarin au Btanas semble avoir un grand effet inhibiteur sur la

prolifération des microorganismes au cours de la période de conservation des dattes. En effet, les Btanas

traités par le Romarin ont connu une diminution significative de la charge microbienne plus rapide par

rapport à celles des Btanas non traités. Les principales différences sont marquées par la flore aérobie

mésophile totale, les levures et les moisissures.

L’addition de Romarin (Rosmarinus officinalis) au Btana améliore sa qualité microbiologique et

sauvegarde sa qualité physicochimique. Ces résultats laissent prévoir un avenir prometteur de l’utilisation

de Rosmarinus officinalis dans l’industrie alimentaire.

L’exploitation des plantes médicinales et aromatiques s’avère être un choix judicieux face aux

risques de contamination précis ou à la nécessité de réduire ou de remplacer les conservateurs chimiques

ou synthétiques à risques. Aussi, leurs utilisations à très faibles doses est envisageable, en raison de leurs

grandes efficacités. L’utilisation de ces plantes réalise un compromis entre le goût, la fraîcheur,

l’équilibre nutritionnel et le prix.

Dans cette thèse, les rebuts de dattes abondants au Sahara Algérien tels que le H’chef, Kassien,

et des DCFVM comme Tegazza, Tenaceur et autres ont fait aussi l’objet de matière première

(Biomasse) pour la production efficiente du bioéthanol de qualité par fermentation anaérobique et

distillation via des procédés biotechnologiques développés au niveau de l’URERMS d’adrar par les

moyens de bord et utilisent l’énergie solaire en vue de réduire le coût global du système bioreacteur. Ces

procédés sont brevetés à l’INAPI.


112

L’étude comparative des rendements de production montre que les deux variétés de dattes

Teggaza et Labghel étudiées dans le laboratoire de l’URERMS d’Adrar dans le cadre de cette thèse

permettent de produire du bioéthanol à haut degré alcoolique de 88° et 90°, avec des productions de 2.5

et 2.78 mL/kg/h et d’efficacités de 23.57 et 26.2% respectives.

Dans ce travail, nous avons montré également que les dattes de faibles valeurs marchandes telles

que le Teggaza, et le Tinaceur sont riches en sucre et que le jus extrait à partir de ces dattes représente

un milieu de fermentation favorable pour la production d'éthanol et de biomasse.

L'utilisation d'un fermenteur de type batch sur site réel et chauffé par énergie solaire peut

contribuer à la réduction du coût de production du bioéthanol en diminuant l'énergie électrique

consommée durant la fermentation des dates. La productivité du fermenteur solaire utilisé dans cette

étude est comparativement acceptable, elle est de 3.47mL/kg/h. La concentration la plus élevée en

éthanol produit par distillation à colonne fractionné est d'environ 90°, correspondant à une efficacité de

33% par rapport à l'efficacité éthanolique théorique obtenue à partir d'une réaction chimique utilisant la

même quantité de sucre qui est de 50%.

Le fermenteur biotechnologique de type Batch chauffé par énergie solaire conçu et réalisé à

l’URERMS d’Adrar est breveté au niveau de l’INAPI à Alger en 2013 et il est caractérisé par :

L'utilisation des rebuts de dattes de la wilaya d'Adrar pour la production du bioethanol comme

matière première pour l'utiliser dans divers domaines et aussi comme carburant ;

L’exploitation de l'énergie solaire via un chauffe-eau solaire à capteur plan comme source de

chaleur pour chauffer le fermenteur en réduisant ainsi l'énergie consommée par l'installation et

par conséquent réduire le coût de l'éthanol produit ;

Le contrôle de la température dans l’intervalle de 28 à 32°C durant toute la période de

fermentation (72 heures) par thermostat ;

La production d’un bioéthanol à une concentration qui dépasse 93° après distillation et

rectification.

Le rendement de production du bioethanol sur site réel dépasse les 33%

la qualité de l’éthanole produit est comparable à celle produit par voie chimique (éthanole pur)

Le distillateur à colone fractionnée chauffé par gaz butane est breveté au niveau de l’INAPI, Alger

en 2014 et il est caractérisé par :

Une température d'évaporation de l'éthanol fixée à 78°C;


113

L'éthanol obtenu en fin de distillation dépasse les 93° (il est caractérisé par une chromatographie

en phase gazeuse, CPG);

Le système de distillation est chauffé en utilisant une cocotte hermétique et un réchaud à gaz

butane.

Les résultats obtenus concernant la production de bioéthanol au niveau du laboratoire et sur site

réel à échelle réduite sont attractifs et encourageants à poursuivre la recherche-développement dans ce

domaine (cet axe) des énergies renouvelables et de développement durable en milieu saharien. Il est donc

indispensable de construire des fermenteurs semi-pilotes et pilotes adaptés et optimisés et de prospecter

de nouvelles méthodes, micro-organismes et sous-produits (biomasses) pour améliorer la quantité

d'éthanol produite et réduire la consommation d'énergie pendant le processus de fermentation alcoolique

dans le but de diminuer le coût du produit final.

La quantité de 213,000 tonnes/an de DCFVM et l’énergie de 1,8MWh/m2/jour de rayonnement

solaire semblent relativement suffisante pour 40 millions d'habitants pour développer une industrie de

biocarburants au Sahara Algérien pour subvenir aux besoins locaux et pourquoi ne pas exporter l’excès

vers les pays voisins.

Perspectives

De nos jours, la politique industrielle de l’Algérie s’oriente de plus en plus vers les énergies

renouvelables et le dévelopement durable à travers l’acquisition et l’installation des centrales

photovoltaiques, des fermes éoliennes et des centrales à concentration connectés au réseau de

distribution. En 2006, une compagnie biotechnologique appellée Nakhil avait annoncé le lancement de

la production du bioéthanol pour le transport routier en se basant sur les déchets industriels recyclés.

C’est la première initiative au monde arabe conduite par le faite que plus de 25% des déchets de dates

est non consommé par la société ce qui offre une importante biomasse. En plus, les résultats de recherche

montrent la possibilité de développer d’autres industries biotechnologiques dérivées pour produire des

acides lactiiques et acétiques.

Au vu des avantages offerts par le secteur biotechnologies. Il s’avère indispensable une mise au point

ou la recherche de ferments performants. Parmi les industries agro-alimentaires, les industries de

fermentation avec la production d’alcool éthylique recherchés dans les domaines thérapeutiques, et de

vinaigre pour la cuisine ou comme condiment, gagnent de plus en plus une place de choix.


114

A l’instar d’autres pays comme le Brésil, le Canada, les Etats-Unis, qui ont avancé dans le

développement des programmes industriels intégrés pour la production d’éthanol à partir de la canne à

sucre, le blé, le maïs et autres, l’Algérie, qui recèle un potentiel considérable de déchets municipales et

de sous-produits de dattes, pourrait lancer des programmes similaires efficientes.

La production d’éthanol à partir des dattes de faible valeur commerciale constitue une solution

intéressante sur le plan socio-économique à grande échelle. L’alcool produit par fermentation peut

remplacer avantageusement et progressivement celui obtenu par voie chimique à partir des produits

pétroliers et qui est importé de l’étrager. Le bioéthanol peut aussi remplacer le pétrole léger comme

carburant ou au moins permettre le mixage avec l’essence en pourcentage (5 à 10% d’éthanol). Une telle

industrie pilote de bioéthanol doit être aussitôt mise en place dans la région phoenicicole d’Adrar selon

le schéma de la Figure 5.35 qui est caractérisée par un potentiel énergétique solaire important et une

forte disponibilité de déchets de dattes de faible valeur marchande.

En fin, il faut encourager les recherches scientifiques pour améliorer les connaissances dans ce

domaine.

Il serait souhaitable de:

Mettre en valeur les autres variétés de dattes locales par d’autres études, et la recherche de

performance de cette méthode de conservation en introduisant d’autres paramètres.

Completer cette étude par :

Identification des composés de Romarin et son huile essentielle par des tests phytochimiques;

Identification de la composition d’huile essentielle avec CG-SM ainsi la détermination de leur

activité antimicrobienne.

Recherche d’autres méthodes de production d’éthanole plus efficient de deuxième et de

troixième génération

Recherhce de nouvelles micoorganismes plus efficaces et plus simples à produire et utiliser

Prospecter de nouvelles biomasses

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Les articles publiés dans

le cadre de thèse

Les articles

134

Abstract— The dates are used to prepare several food products, among which the Btana is a best conservation form

commonly practiced in the South-west area of Algeria. The peasants add during its preparation one or more aromatic

herbs according to the choice and the areas. The present research aims relates to the study of the effectiveness of the

methods used from the microbiological quality point of view and the determination of the effect of the plants added

during the Btana preparations, for that we followed the evolution of the bacterial load during the conservation. The

experience results obtained show a strong regression of the microorganisms in the samples containing Rosemary

compared to those, which do not contain it. Another advantage of the use of Rosemary herb is that it enables us to

stabilize the pH of date with a less acid degree of a higher quality; these results were supported by a complementary

study, which consists in showing the effect of the essential oil of inhibiting Rosemary on some pathogenic

microorganisms…etc.

Index Term— Dates, Hmira, Btana, traditional conservation, Rosemary.

1. Introduction

The Sahara accounts 90% of the Algeria's surface that is to stay more than two million km2, where the date palm

called Phoenix dactylifera L, constitutes the tree of providence for the population. Dates, the fruits of date palm

are an important stable food in the diet of population living in the arid and semi-arid regions of North and Middle

East of Africa as well as South-Asian countries [1,2]. The south Algeria regions count 18.7 million palm trees

scattered over 169361ha, which produce almost 690,000 metric tons [3,4]. However, 30% of the production of

Algerian dates is characterized by a low commercial quality known as common Cultivars [5,6].However, the dates

has a historical capacity, and a major origin in the custom and the dietary habits of the Saharan man. It constitutes

the raw material for the elaboration of a good number of food products [7]. Among which “Btana”, a conservation

mode directed by the traditional spirit which makes it possible to preserve dates during several years and

constitutes a food reserve for the family.

In this work we are interested to the traditional method of the date’s conservation known “Btana” very practiced

in the phonically area especially in south-west of Algeria. The variations of recipe for the making of Btanas are

numerous, but turn around the same principles; we use during the preparations various aromatic herbs which

improve the conservation bring new therapeutic virtues and reinforce with gustatory dimensions. The peasants

questioned about the effectiveness of this conservation technique showed a great satisfaction, however insist on

the fact that the addition of aromatic herbs improves the taste and does not influence in no case on the upkeep

Les articles

135

quality. In this context, we have fixed as an objective the study the aromatic plants influence on the conservation

quality; we chose as aromatic herb the Rosemary, which is the most, used.

Date production in South Algeria The ground surface reserved for the phoenic-culture at Adrar town reached 27.75ha, of which 25.56 ha, were

irrigated at the end of year 2012.The number of dates palmtree is almost of 3.704.782 where 71,94% are prolific.

The principal date's varieties ratios cultivated in the local area are shown in Fig. 1.

Fig. 1. Main varieties of Adrar dates [8]

Btana preparation procedure

Description and choice of date variety

The South-West of Algeria in particular Adrar town site dispose of 305 kinds of dates[8].Among the most

important varieties exist we cited Takarboucht, Aghamou, Tinaceur, and other do not valorized until nowadays.

The Btana Fig.2 was prepared by starting from the Hmira-date. According to the prospective investigation carried

out in the field. The choice of this variety is justified by its abundance, largely widespread use and its availability

on the markets at the beginning of our training course during March and April in the year. The Hmira is

characterized by a right form, a reddish color, a fibrous texture with farinaceous, an average plasticity and an

aromatic taste.

B) Btana preparation

After dates selection we performed the preparation of each Btana according to the following diagram Fig.2.

After the preparation of Btana dates we put it at ambient temperature. We will carry out the sampling

each 10 days during one month; the preparation of Btana is carried out between the 11th and 15th on

March, 2013 by the peasants of each area seen Fig. 2.

Les articles

136

Fig. 2. Btana steps preparation process C) Local aromatic plants ingredient used in the Btana

Generally, the date's farmer added one or more crushed aromatic herbs such as: the Juniper, Rosemary, the

Armoise, Thyme, Menthe, Basil… etc. in order to bring a pleasant odor and to reinforce the gustatory quality of

dates. In the present study, we decide to add only aromatic plant Rosemary. According to the proper prospection,

this plant is the most used in the Btana in the Sahara’s region in the aim to ameliorate date conservation and to

eliminate as possible antagonistic and/or interaction on the flora microbial of dates. To prepare the Btana it is

necessary to added 3.3g of Rosemary to 1kg of dates.

1. Methods

1. Sampling

The Btana was prepared from dates collected at full maturity during the harvest period of October-

November in the year then tidied in the aim to choose the acceptable dates. This product was obtained from three

Les articles

137

different phoenicical sites: communes of Tsabit, Timmi, and Talmine attached to Adrar town. We have picked for

each site 03 different samples in order to represent well the region; and for each one we have prepared two Btanas

dates, one with addition of Rosemary and another untreated in order to compare between the two methods.

The physico-chemical analyzes is performed by measuring the pH according to the (NF V 05-108, 1970) method,

and the water moisture of the Btana (NF V03-903), was determined by taking one potion of 1g of the sampling at

103±2°C, until obtaining a constant weight [9]. The microbiological analysis consists After sampling, 25g of dates

were aseptically mixed with 225ml of diluents (0,1% tryptone, 0,85% NaCl) in a sterile stomacher bag

and homogenized by a Stomacher Laborator y-blender. Then serial 10 fold dilutions were prepared according to

ISO, (NF ISO 6887-1:1999) in [10] recommendations. The microflora in dates and Btana samples were obtained

by serial or spread plating dilutions according to standard methods on appropriate selective media. Results were

expressed as colony forming units per gram (cfu/g) and reported as log UFC/g to facilitate reading.

2. Results & Analysis

A) Physicochemical characteristics of dates

Water moisture: The Hmira date variety belongs to the half-soft dates after [11].

The analysis of the dates moisture used indicates a slight water variation between 11,22% and 11,58% with an

average of 11,42% see Table 1. These results border the values found by [Al-Shahib and Marshall 2003] of dry

dates with 12,7%. These results are the consequence of one period of storage, which extends up to 5 months after

harvest season. In addition, all dates are stored in perforate bags in Halfa, which facilitate ventilation and avoid

the deterioration of dates. Beside this storage tool, enable the progressive drying of dates [12].

It may be seen in Table 1 from present study the water content increased by 10,88% for the sample of Tsabit; from

4,04 to

4,08% for the Timmi sample and from 5,92 to 5,98% for those of Talmine. This augmentation is owing to the

preparation methods of the Btana characterized by hydration excess. The feeble increase in water content of dates

after one week of conservation is equal to 1,37% to 1,95% for Tsabit and Timmi samples respectively, may

be due to the flow and drain of water from the Btana center toward the surface. Progressively of the advance of

the period of conservation, we note a progressive drying of the date paste; this it probably owed to the effect of

the exchanges with the external medium at the end of 30 days, the water rate decreased in a remarkable way. This

reduction could be more accentuate, if we prolong the conservation period.

Les articles

138

After one month, the water rate decreased in a significant manner, and this reduction could be more emphasize,

if we prolong the conservation period. During conservation process, we observe a progressive desiccation of the

date’s paste. This situation is probably due to the exchange effect with the outdoor medium. The humidity rate

also decreased strongly due to the prolonged conservation date.

The pH constitutes one of the main obstacles against the microbial flora proliferation. A pH in the range of 3 to 6

is very favorable to the development of yeasts and moulds. On the other hand, the bacteria prefer neutral mediums.

In general pH ranges between 7 and 7,5 for the majority of the tolerances, with variations between 6 and

9[11,13].The pH of date is a quality indicator, which contributes to the date's stability in the storage period. Into

agro-alimentary field, we classify dates in three groups according to their pH: dates of bad character if pH<5,4,

dates of acceptable nature if5.4<pH<5.8, and dates of good character if pH is higher than

5,8 despite [14].

In present study, we have followed the date pH evolution from the initial state, before the preparation of Btana

then each 10 days afterwards; to start with the day of preparation.

The results obtained were expressed in figures 3, 4 and 5 modification of the pH is due to the rinsing and to the

whiting that the dates subjected during their transformation into the Btana; these two processes affect the

physicchemical composition, and thus modify the pH of dates.

After 10 days of Btana conservation, the date’s pH fell significantly by the effects of conservation and the

biological activity within the paste. The pH value of treated Btana, increased from 0,08 to 0,12 unities while the

untreated Btana showed a more important fall varying from 0,15 to 0,22 excepted for the Talmine sampling when

it is about 0,04 unities of only.

Les articles

139

Fig.3. pH evolution during date’s conservation in the Tsabit site

Fig.4. pH evolution during date’s conservation in the Timmi site

Les articles

140

Fig.5. pH evolution during date’s conservation in the Talmine area

Fig.6. pH progress in the Btana treated for various sites

Les articles

141

The Figures 4, 5 and 6 describe the pH variation for each sample during the Btana conservation process. The all

dates subjected to the experimentation are slightly acid. The initial pH values of all three samples vary between

5,54 and 5,78.

These values have an acceptable quality in point of view of acidity based on [14]. The pH variation of samples

studied in spite their membership to the same variety can be explained by the fact that the dates have not the same

origin site. This situation induce variation in soil nature, climate exchange and cultural modes as well as they have

not the same storage period between the harvest of dates and the beginning of the analyze. These parameters

influence strongly the date's quality. In addition, the pH variation can be also owing to the presence of many

organic acids as citric, malic and oxalic, which brought back by name of authors [15].

During the first day, the pH of dates increased by 0.08 unities of the Tsabite treated Btana while the untreated one

augmented by only 0.06 unities. Besides, the Timmi treated Btana was increased by 0.06 unities and 0.07 unities

for the untreated sample. However, an adverse effect was observed in the Talmine sampling, where we noted a fall

of 0.03 and 0.04 unities of pH in treated and untreated Btana respectively. The While the sample of Timmi present

a lower pH, namely a fall of 0,22 unities of pH from 5,64 to 4,42. This state can be due to a strong content of

microorganisms, which used the sources of carbons available in dates what generates the waste elimination of

which the organic acids causes a drop in the pH of Btana.After20 days the pH dates remains to drop remarkably

compared to the initial value of the samples. At the end of the conservation period after 30 days, we notice that the

pH tend to stabilizes relatively due to the decrease of the microbial load. For the samples added with Rosemary,

the pH reaches values of 5.64, 5.28 and 5.45 for the Tsabite, Timmi and Talmine sites respectively. The data

analysis collected on the pH shows that the samples combined conditions under which the pH decreased by the

effect of a biological activity. This state was done only in the cases of microbial fermentations which henceforth

used like a food conservation mode, and which offers to food new characters relating to the aspect, the physico-

chemical composition and organoleptic quality. The tests enabled us to follow the pH evolution and thus to

appreciate the impact of the conservation process on the dates characteristics.

All pH curves may be approximated by using an exponent function as the following form:

(1)

Where the pair (α , β ) are constant and maybe fixed from experimental tests and d is the day number. The values

of these parameters are: (6.049, 0.0013), (5.4739, 0.0013), and (5.4739, 0.0012) of treated Btana sampling and

(6.049, 0.0022), (5.4739, 0.0025) and (6.049, 0.0029) about no treated one for Tsabite, Timmi and Talmine sites

Les articles

142

respectively. The error between the mathematical model and the experimental data vary from 5 to 15% for all

sampling.

B) Microbial Analysis.

In order to study the dynamics development of the various microbial groups in the Btana we carried out by

taking away throughout the conservation period, in present study 30daysby 10days interval. The results of the

microbial denumerable are represented in the following tables: throughout the conservation period, we noted the

absence of Clostridium sulfito-reducers and the Salmonellas supposed pathogenic. In these conditions

microorganisms spend energy for expulsing the extraprotons from their cytoplasm in order to uphold the internal

pH, but it should maintain by the same way its hemostasis damaged by osmotic pressure induced by high sugar

content in dates [16, 17].

The total mesophyll aerobic flora denumerable permits to assess the general microbiological quality of the food.

It gives an idea on its contamination rate. We notice according to the Table 2 a great difference between Btana

prepared with Rosemary and those without in term of microbial load.

The day of Btana preparation, the total Mesophyll aerobic bacteria represented a considerable load. For the

untreated Btana a highest concentration was observed in the sample of Timmi equal to 3600UFC/g. The Talmine

sample represents a load of 900UFC/g, and lastly that of Tsabite is with 0,11UFC/g. Each Btana has a load less

important than the other samples. After treatment, the Timmi sample is about 1300UFC/g, the Talmine one is of

0,17UFC/g and those of Tsabitereach0,07UFC/g. It was noted that the reduction in the microbial load due to the

added of the Rosemary is performed in a more accelerated manner than that prepared without Rosemary and which

takes a more time the total flora elimination.

Coliforms: The tests reveal rarely the presence of the total coliforms. We found 20UFC/g in Timmi and the total

absence for Talmine, which indicates that the microflora is incapable to adapt to the physico-chemical conditions

of dates. On the other hand, the Tsabite sample shows a more

Les articles

143

strong concentration of 396UFC/g for the treated sample and 208UFC/g for the untreated one. This situation can

be explained as result of a contamination of the hygiene lack.

These results confirm the observations obtained on the Saudi dates by [18], which showed that the coliforms were

rare in analyzed dates.

Staphylococcus: The Staphylococcus load decreases very quickly according to Table2, for all sites examined.

Were we mark its total disappearance during the second week of conservation and between the second and the

third week for Talmine sample. This is explained by reference [18], since the food poisonings in majority are

caused by the

Staphylococcus aureus kind. This presence of this bacterial in food is rather an indication of human contamination

and probably bad practices of the hygiene of the food manipulators.

Yeasts and molds: The analysis of the flora-fungi shows an enough strong presence of mushrooms in dates, this

is explained by the origin of the fruit as well as the conditions under which it is developed and which is favorable

to the appearance of this micro-Flora in dates.

Les articles

144

Generally, the bacterial groups were remarkably reduced in the Btana prepared. Therefore, the Btana treated with

the Rosemary herb assured a fast elimination of undesirable micro organisms cited before comparing to the

untreated Btana what proves the effectiveness of the conservation mode used.

VI. CONCLUSIONS

The present study allowed checking the effectiveness of the artisanal conservation processes of dates under Btana

technique. All process steps such as: rinsing, bleaching, anaerobic creation and aromatic herbs have great

advantage and large inhibition effects on the proliferation of the microorganism objective investigated.

The Btana treated by adding Rosemary presented a fast increase in microbial load compared to those untreated.

These significant differences expressed for the total mesophyll aerobic flora as well as yeasts and moulds.

Indeed the denumerable results for the samples of Btana treated by Rosemary herb recognized a very fast reduction

in microbial load compared to those of untreated Btana. The total mesophyll aerobic flora, yeasts and moulds,

expressed the greatest difference. However regarding to the water content, Rosemary was shown without effect.

On the other hand the pH is very influenced by the addition of this latter considering that it changes according to

the microbial loads the substrates degradation and incorporation of new metabolites.

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Les articles

146

Every year, more than 236,807 tons, equivalent to 30% of date-palm fruits produced in Algeria, is lost during picking,

storage, and commercialization processes. Gasification of this huge biomass can generate biogas such as bioethanol,

biodiesel, gasoline and other useful substances. Bioethanol is becoming the main biofuel produced by chemical

synthesis or anaerobic fermentation from biomass and is significant for industrial development, investment, and use.

It is eco-friendly, moderately costly and cleaner than other gasses. Actually, due to modern biotechnologies, it is

possible to valorise the common date-palm waste (CDPW) by bioconversion and to commercialize them in local and

international markets in the form of new products with an acceptable added value such as bioethanol.

CDPW is a renewable and sustainable resource of energy that is not greatly used in industries. The date is rich in

biodegradable sugars, providing bioethanol after fermentation during 72 h at 30°C in the presence of Saccharomyces

cerevisiae yeast and the distillation of date’s juice obtained. In the first experience, a solar batch fermenter (SBF) of

50L capacity, and a butane gas distiller using a cocotte (cooker) of 30L capacity was designed and constructed. The

bioconversion systems led to the production of 250 mL/kg of ethanol at 90° after distillation of the CDPW juice at 78°.

This is in comparison to the theoretical ethanol directly produced from sugar by chemical synthesis process. The 33%

efficiency that was obtained appeared satisfactory and it encouraged the great scaling development of bioethanol based

on CDPW biomass and other raw materials abundant in Algeria Sahara.

Keywords: Algerian Sahara, bioethanol, dates-palms waste valorization, distillation, fermentation, solar energy,

Saccharomyces cerevisiae.

Les articles

147

Energy produced and used are crucial elements for the development of countries and improvement on human

activities (WEA, 2000). Electricity and heat generation from biomass is an efficient manner of energy conversion

that is climate friendly. In Algeria, biomass potentially offers great promises with the bearing of 3,700,000 tons of

oil equivalent (TOE) coming from forests and 1,330,000 TOE per year from agriculture and urban wastes (Hasni,

2006). A pre-review showed the feasibility of electricity production of 3-6MW from the discharge of Oued-Smar

in Algiers (Himri et al., 2009). The removal of biogas by combustion is essential to protect the atmosphere from

the undesirable emission of unburned methane contained in biogas. The increasingly use of biogas, particularly

produced from landfills, has commenced with national pilot research projects initiated by Renewable Energy

Development Center (CDER, http://portail.cder.dz), studying methane recovery from cull dates and fruits

processing of by-products. This operation is followed by the successful experience carried out by Renewable

Energy Research Unity in Sahara Medium (URERMS) located at Adrar Province in Southern Algeria. The project

is considered as a first progressive step as regard biogas energy generation in the country.

Bioenergy, including bioethanol, biodiesel, and other substances is feasible and have economically become the

future solution for energetic and ecologic issues. Amongst other biogases, bioethanol has higher burning effect

€2.25/kWh and lower environmental effect (Sindhu et al., 2016). According to the Renewable Fuels Association

(RFA), USA, Brazil, EU and China produced 50.3%, 25.5%, 4.5%, and 2% million gallons of ethanol in 2014

respectively (Sanchez and Cardona, 2008). Certainly, the countries with agronomic based economy are therefore

appropriate for bioethanol generation (Mielenz, 2001).

Governments around the world have actively promoted the identification, development and commercialization of

technologies for the production of alternative biofuels within the last three decades. The operation includes the

production of bioethanol, which captures the attention of many researchers, consumers and investors in the

hopefulness of better fuel sustainability (Oh et al., 2010). The competition between food and fuel risks the

equilibrium of the equation.

Bioconversion process utilizes non-edible lignocellulose, starchy materials coming from agricultural and forestry

biomass; and it is becoming the main solution to provide renewable eco-friendly and economical energy source.

The characteristics and capabilities of bioethanol make it favorable to mix with gasoline (Balat et al., 2008). In

addition, the need to satisfy the energy demand without environmental bearings and non-renewable fuels stock

resulted from the fossil fuel, investing in research development in clean energy and sustainable development to

which bioethanol is one of them (Krylova et al., 2008).

Bioethanol prevents engine knocking and premature explosion due to its high octane index of 110. Moreover,

higher octane index also provides wider flammability, higher heat vanishing and speed of flame (Lashinsky and

http://portail.cder.dz/

Les articles

148

Schwartz, 2006). Bioethanol has 35 to 40% lower energy content compared to gasoline, and 35% of higher oxygen

content which makes the combustion cleaner and resulting in a lower emission of toxic substances (Li et al., 2008).

Bioethanol helps to reduce CO2 emission up to 80% compared to using gasoline, thus promoting a cleaner

environment for the future (REN21, 2014).

Chemically, bioethanol is less unsafe than gasoline and its higher flash point (13°C) gives better storage treatment

ability and it is less flammable. The auto-ignition temperature is between 333 and 423°C and ethanol relatively

require an elevated temperature than gasoline to be an auto-detonation; hence, ethanol vapor will be only

combusted later than gasoline without a forced detonation (Shinsuke et al., 2005).

Many microorganisms (yeasts) can be used for transforming biomass into ethanol (Nigam, 2000). S. cerevisiae

yeast can be used to produce ethanol of 48.8 mL/kg from pineapple cannery by-product and 120.7mL/kg from

sorghum juice (Johansson et al., 2012).

The augmented request of energy in homes, industries, transportation and agricultural sectors needs the rapid use

of bioenergy options. Without exception, the founded biomass renewable energy is expected to progress from

50EJ/year in 2012 into more than 160EJ/year by 2050 (Kwiatkowski et al., 2006).The uncooked material and the

energy request are the major cost factors in the bioethanol production (Vucurovic et al., 2012). Following the oil

crisis of 1970, biofuels were perceived in many countries as a realistic solution to oil resources dependence

problem.

Moreover, the mixture usage with traditional fuels made it possible to consider the gain on the levels of vehicles

pollutant emissions. The oil counterblows of 1986 and the too high maintenance and cost slowed down their

development. To date, bioethanol is seen as the main biofuel for the future. It is subject to a significant industrial

development around the world, and can be produced by chemical synthesis or fermentation (FAO Stat, 2015).

Algeria has several natural energy resources, including oil reserves of about 13.4 billion barrels, natural gas of

4502 billion m3, and coal of 65 million tons. On the other hand, the date-palm grove areas have registered a

significant expansion in Algeria, estimated at 69%, growing from 101,000 ha in the year 2000 to 169,361 ha in

the year 2009 with a total of 18.7 million palm trees (Nakhla in Arabic word) scattered over around 1,000 farms,

producing 789,357 tons of dates every year.

Approximately 50% of these palms are currently in production (Elsanhoty et al., 2012). Algeria is a country

situated in the sunbelt region of the earth where the solar radiation potential is over 8 billion MWh/year. Algeria

has an important area of about 2.4 million km2 and a feeble population density of 15.8 inhabitants/km2 where the

Sahara occupies more than 84% of the whole area.

Les articles

149

Algerian climate is maritime-north and semiarid to arid middle and south. Date-palm constitutes the principal axis

of the oasis climate of the Sahara and found the basic agronomy structure of the inhabitants. These trees create the

essential microclimate for all other cultivars of cereals

Figure 1. Some principal varieties of dates produced in Algerian Sahara. A, Dates of low quality; B, Dates of high

quality.

and vegetables, provide materials, and burn biomass for building and warming. The top ten countries producing

about 90.5% of the world’s dates are Egypt, 17.2%; Saudi Arabia, 13.7%; Iran, 13%; United Arab Emirates, 9.8%;

Pakistan, 9.6%; Algeria, 9%; Iraq, 7.2; Sudan, 5.4%; Oman, 3.5%; and Libya, 2% (FAO Stat., 2012). More than

236,8 tons equivalent to 30% of dates produced in Algeria are lost during picking, storage, ommercialization and

conditioning process, caused by the fungus, infestation by insects or simply due to their low quality, unconsumed

by humans (Sofien et al., 2014). Only Adrar city region counted more than 3,000,000 of date-palm, playing an

important ecological role, and offers great dates tonnage of 86,000/year. But in spite of this huge richness, these

dates present a low commercial value (Figure 1a) compared to the high-class varieties of dates such as Deglet-

Nour, Degla-Beida, Gears and Fergus (Figure 1b).

Therefore, the CDPW are intended only for subsistence farming and animal feeds or barter exchange with foreigner

countries, as in Mali, Niger, and others.

No processing industry was established in the Algerian Sahara areas to transform these huge harvests of

(CDPW) into economic useful gain. Dates are generally a complete food value, rich in fermentable and

biodegradable sugars, where energy reaches 2000 to 3000 Cal/kg, offering bioethanol, anaerobic fermentation,

and distillation afterward. Their composition analyses showed that the Algerian Sahara dates varieties are very

rich in reducing sugars, especially glucose and fructose of about 73 to 83% in dry basis (Acourene and Ammouche,

Les articles

150

2012). Thus, making dates extract moderately suitable as feedstock for fermentation (Wei-Hao et al., 2016). For

instance, we can produce ethanol after anaerobic fermentation by microorganisms such as S. cerevisiae. In addition

to their sugars resource and moderately long conservation period, dates offer many other technological

possibilities. They are seen as raw materials for the production of different metabolites, iopolymers, organic acids,

antibiotic, amino acids, enzyme, bakery yeast, and also the butanol and hydrogen (Shahravy et al., 2012; Qureshi

et al., 2012; Abd-Alla et al., 2012; Aditiya et al., 2016). The present work consists of the realization of an

experimental solar batch fermenter prototype operating with the solar water heater, in order to reduce the energy

consumed and to ensure anaerobic fermentation medium for the CDPW dates juice at 30%, and for producing a

high quality and quantity of bioethanol at low cost after distillation.

Materials and Methods

Raw material and microorganism

The mixture of the CDPW used in the study to produce bioethanol is composed essentially of Hchef, Kacien, and

other varieties of date’s scraps of the cattle food originated from Algerian Sahara (Figure 1a). The products are

dried, kept in bags and stored at room’s temperature. The microorganism S. cerevisiae used in the fermentation

process of date’s juice is provided by the industrial plant of bakery yeast production, coming from Oued-Semmar

in Algeria.

Ethanol production medium

1. The CDPW (Figure 2a), were washed, plunged in a water bath, rubbed carefully, and rinsed with pure water to

eliminate sand, pebbles, insects and remainder plants (Figure 2b).

2. The CDPW are petted to separate seeds from coasts (Figure 2c).

3. The CDPW substrates are ground and imbibed in hot water at 90

Les articles

151

Figure 2. Bioethanol generation process.

to 95°C to facilitate sugars extraction (Figure 2d).

4. 200 g of CDPW was diluted into 800 ml of tap water, and simultaneously sulfuric acid was added and adjusted

to ensure the pH between 4.3 and 4.7, for inhibiting the bacterial growth and favoriting overgrowth of the yeast

(Figure 2e) (Wei-Hao et al., 2016).

The fermentation medium is inoculated with 1g/L of S. cerevisiae and reactivated within 60 to 90min under an

ambient temperature of 25 to 30°C in an aqueous solution in glucose with 12% V/V (Figure 2f).

5. The batch fermenter (Figure 2g) was designed and installed to operate efficiently by using solar water heater

with the aim to reduce the cost of the bioethanol generation process. The fermenter was realized within the South

Society of Metallic Construction (ECOMES, 2015), located at Adrar. The fermenter consisted of a tank of 50

L,built in double walls in galvanized stain steel and thermally insulated by fiberglass wool of 5 cm thickness. The

Les articles

152

heat exchanger is placed between the two walls of the tank. The lid of the tank is quite tight and contains a hole

for evacuation of gasses and a second hole is

Figure 3. Sugars consumed during fermentation.

provided with a copper pipe. This was done in the middle of the tank and contained a thermostat for adjusting the

substrate temperature close to 30°C. The fermenter is equipped with a manual agitator shaft and connected to a

temperature data logger model Fluke 2635A with an internal memory card (Figure 2g). The batch fermenter is

heated by water solar heater owned by the CDPW.

6. The water solar heater is inclined at Adrar latitude (27.88°N and 0.28°O) and oriented North-South to capture

the optimum of solar energy incident during the year. The hot water is stored in a tank of 200 L and its circulation

is ensured by a hydraulic pump controlled by a thermostat. Experimentation is performed during the cold season

of the year, the first week of January 2015. During the fermentation process, the density sugars consumed, pH and

the alcohol degree of the CDPW juice are controlled. The glucose evolution was controlled using Dubois method

given in MichelDuBois et al. (1956). Reducing sugars (RS) and total sugars (TS) are assessed by titration using a

spectrometer UV. Saccharose content was estimated as the form:

Saccharose (%) = (TS – 0.95RS) %

7. The pH was measured by a digital pH-meter model Mettler Toledo methods (ISO11289, 1993 and AOAC, 98,

1.12) and the date’s juice temperature during the alcoholic fermentation was recorded using thermocouples K type

connected to the data logger. After 72 h of alcoholic fermentation, the substrate juice to extract the bioethanol was

Les articles

153

used to filter. At the beginning of the distillation process (Figure 2h), the degree of alcohol is measured every

30min, and once the process is slowed, the alcohol is recorded every one hour. The process is stopped when the

degree of alcohol became very weak. The distillation temperature was kept at about 78°C.

Results and Discussion

The microorganism S. cerevisiae has an optional anaerobic breathing on the alcoholic bioconversion

process. In anaerobic phase, the glucose is transformed into the ethanol by fermentation effect. During

the first 48h of transformation, the process is active, especially between 24 and 48 h. However, the alcohol

produced is increased throughout the last 48h of the process and an important degradation of the sugar is noticed

after 72 h (Figure 3). The total glucose rate is strongly decreased during the time from 13.8% at the beginning of

the fermentation process to 3% after 72h. The period of the fermentation process of date’s juice varied between

36 and 72 h under similar conditions. The glucose is not consumed completely due to the cessation of yeast growth

caused by the accumulation of toxic substances (fatty acids), especially the octane and decane in CDPW juice

(Figure 3), (Benziouches, 2011; El-Okaidi, 1987).

Also, the density of the CDPW juice decreased significantly during the fermentation process from

1.07 to 1.0107 g/cm3, which was caused by the transformation of sugar into bioethanol and the loss

of mass under CO2 form (Figure 4). The continuous diminution of the refractive index indicated the

increase of the light speed through the date caused by the decrease of the dates density. The total

solvable solids in the date’s juice were measured by a handheld refractometer for viniculture, using a

refractometer, Atago model NAR-3T (°Bx), corresponding approximately to the total sugar concentration in (g/L).

After distillation of the CDPW juice, a significant specific production of the

bioethanol reached 250 mL/kg of dates at 90° was obtained, representing a bioconversion efficiency of

33% relatively to the theoretical sucrose transformation in the alcohol described using the

following chemical synthesis equation:

C6H12O6 + S. cerevisiae → 2C2H5OH + 2CO2 + Energy (2)

Where, 76 g/kg glucose produces 25 mL alcohol + x(g) of carbon dioxide if it is fermented by the yeast.

Finally, the vibration sign of the biofuel produced is identified using the Infra-Red Spectra, showing

different vibrations bands characterized by the

Les articles

154

Figure 4. Density of (CDPW) juice during fermentation.

Figure 5. Vibration sign of the ethanol produced.

following wave numbers 2990, 3300 and 2990 cm-1, corresponding to the molecules group C-H, O-H and C-O

respectively (Figure 5).

Conclusion

The current study shows that the CDPW must constitute a favorable medium for S. cerevisiae growth, due to its

sugar content and it is becoming an attractive raw material. It is intended to produce the bioethanol by using the

solar batch fermenter at relatively moderate cost, especially in Sunbelt region of Algerian Sahara, without a

negative effect on human. The CDPW distilled juice produced the highest ethanol concentration of about 90°, with

Les articles

155

an acceptable productivity of 250 or 3.47 mL/kg/h, assessing a scale efficiency of 33%. Compared to the theoretical

ethanol efficiency obtained from a chemical reaction using the same sugar quantity which is 50%. The present

results obtained is a strong encouragement to continue Research-Development in this renewable energy field.

Therefore, It is necessary to start the construction of semi-pilot and pilot fermenters and investigate new methods,

microorganism, and materials by-product to improve the quantity of ethanol produced and to reduce energy

consumption during the bioethanol process transformation, for decreasing the cost of the final product.

The quantity of 213,000 tons/year of CDPW and 1.8MWh/m2/day of solar radiation appeared relatively sufficient

for 40,000,000 inhabitants to develop an important biofuel industry in Algerian Sahara.

Nevertheless, it is necessary to validate this purpose on bioethanol pilot installations in order to demonstrate the

relevance of the proposed valorization before any transposition on an industrial scaling. Any main factor support

for CDPW research and biotechnology development depend on the priority and emphasis of the national

government to endorse the founding date-palms based agro-food and biofuel industry as well as local and

international market to boost local economy.

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157

Date by-products constitute the principal food for the oasis populations in Middle East and North

Africa. Dates contents consist of 70 to 80% of reducing sugars, and do not require an intensive energy and labour for

thermophysical pre-treatment. They can serve as a good feedstock for bioethanol generation through fermentation

and distillation. Algeria is among the top sixth producers of dates in the world with more than 250,000 tons/year; from

these, more than 30% can be lost for different reasons and may be of low quality. In the laboratory, after an alcoholic

fermentation of the substrate of the date varieties, Teggaza and Lebghel (T & L) using bakery yeast at 30°C for 72 h,

the distilled and rectified date juice generated the highest ethanol ( 88° and 90°) with acceptable productions of 2.5

and 2.78mL/kg/h, and assessed scale efficiencies of 23.57 and 26.2%. This is unlike the one (ethanol; 50%) directly

generated by chemical reaction using the same quantity of sugar. The efficiencies that were obtained seem satisfactory

and encourage the great scaling development of bioethanol generation using date waste biomass abundant in Algerian

Sahara.

Key words: Algerian Sahara, alcoholic fermentation, bioethanol, bakery yeast, dates by-product, distillation.

Les articles

158

INTRODUCTION

Due to the variability in oil-market and increase in air pollution, there is the need to discover novel alternatives

for renewable and sustainable energy sources to ensure energy security in the future. Bioethanol produced from

bioenergy feedstock is one of the sustainable, economic and ecologic solutions to these issues. It can be produced

from reduced sugars and stiff biomass or from Lignocellulosic biomass (Sims et al., 2008). Typical alcohol

applications include chemicals, food and fuel products, fungicides, laboratory reagents, plastics, antiseptic,

preserving solutions, refrigeration, solvents and others (Simo et al., 2009). Bioethanol was suggested as biofuel

substitution; it is economical and ecofriendly and can be produced from many biomass sources including wood

ships, corn husks, dates and other agricultural by-products. Using bioethanol instead of gasoline leads to the

reduction of carbon emission by 80% and overall gasoline consumption by more than 30% (Elsanhoty et al., 2012).

The production of bioethanol from lignocellulose raw materials requires generally the incorporation of an efficient

pretreatment, followed by a scarification of the carbohydrates to obtain satisfactory effectiveness (Acourene and

Ammouche, 2012).

Compared to the use of gasoline, bioethanol helps to reduce CO2 emission to about 80% (Li et al., 2008).

“Dactylifera L.” constitutes the central harvest and adapted sapling in arid and semi-arid areas of the globe. It

constitutes the principal food of their inhabitants and animals since one kilogram of dates offers about 3,000

calories, income and economy sources for Saharan people in middle-East and North Africa (Boufis et al., 2014).

The economy of the these regions is based principally on date palm cultivation and the use of its fruit by-products

to prepare pasta, flours, syrups, vinegars, alcohols, yeasts, and confectioneries. It provides major sources of

revenue for these oasis populations. The date palm is completely used, including its trunks, leaves forbasketry and

house structure. The date fruit is used in fresh and dry forms, and transformed into syrup (rub of tamr), (Amani et

al, 2013), or fermented to produce metabolite (wine and vinegar); its leaflets and seeds are used in animal feed

(Abbès et al., 2011). The world’s potential production of dates is increasing in some countries like Egypt (17.2%),

Saudi Arabia (13.7%), Iran (13%), United Arab Emirates (9.8%), Pakistan (9.6%), Algeria (9%), Iraq (7.2%),

Sudan (5.4%), Oman (3.5%) and Libya (2%) (Chandrasekaran and Bahkali, 2013).

Algeria “Phoenicia” had an important progress in datepalms cultivars: it got 18,000,000 palms, covering more

than 350,000 ha, where 11,000,000 trees are productive (FAO Statistic, 2015). The Algerian harvest attained

500,000 tons. The leftover dates that constitute the common dates reach 250,000 tons, in which 30% are of low

quality dates. Only Adrar Province produced 86,500 tons of dates in 2012, coming from 2,000,000 of datepalms.

This important production is commercialized in large quantities to foreigners in border countries while a few

quantities are locally consumed.

Les articles

159

Dates are rich in biodegradable sugars of about 73 to 83% on dry mass basis in two inverted forms, glucose and

fructose (FAO statistics, 2015). They have long conservation and constitute a basis for various products, sugar-

liquid, juice, alcohol, vinegar etc. Various products can be derived from dates feedstock like bio-polymers

(Louhichi et al., 2013), organic and amino-acids (Radwan et al., 2010), bakery-yeast (Qureshi et al., 2012),

probiotics and antibiotics (Abd-Alla and El-Enany, 2012), enzymes (Mussatto et al., 2010) and biofuels (hydrogen,

butanol) (Nigam and Singh, 2011).

Algerian economy is based principally on fossil fuel. Algeria imports about 30,000 to 50,000 hl of ethylic

alcohol per year for its proper uses. To reduce the dependency on fossil fuels and importations of chemical

products, the Algerian Government has developed a national program from 2011 to 2030 to promote

concreteactions in the fields of energy efficiency and renewable energy (MEM, 2011; Stambouli et al., 2012).

The objective of the present work is to study the feasibility and productivity of generating bioethanol of

highest quality in laboratory from the transformation of two common varieties of date by-products, Teggaza and

Lebghel (T & L) of low quality in Adrar Province using anaerobic fermentation and distillation processes.

Materials and Methods

Raw material and microorganisms

The date by-product (Figure 1) used in the present study to generate bioethanol is composed essentially of (T &

L) varieties of dates originated from Algerian Sahara. It w as obtained from Adrar conditioning unit of dry dates

feedstock at the Agronomy Research National Institute of Algeria (INRAA, elmouchir.caci.dz).

The dates w ere dried, kept in bags and stored at room temperature. They w ere sold in few quantities at local

markets or served as feed for animals. The microorganism S. cerevisiae used in the fermentation process of date

juice w as provided by the industrial plant of bakery yeast production, from Oued-Semar in Algeria.

Bioethanol generation medium

Dates w ere w ashed, plunged in w ater, rubbed, and rinsed to eliminate sand, pebbles, insects and leftover plants.

Then the seeds w ere separated from the coats and then petted (Figure 2a). Dates substrate w as imbibed in hot w

ater at 90 to 95°C to facilitate sugars extraction. Then 250 g of dates w as diluted into 1 L of tap w ater, and

simultaneously sulfuric acid w as added and adjusted to obtain pH betw een 4.3 and 4.7, to inhibit bacteria and

favor overgrow th of yeast (Wei-Hao et al., 2016). The anaerobic medium w as inoculated w ith 1 g/L by S.

cerevisiae model SII esaffre 59703 w hich is available in local markets; it w as reactivated during 60 to 90 min

under 30°C into an aqueous solution in glucose w ith 12% V/V.

Tw o bioreactors w ere prepared for each date variety studied. The first bioreactor is a glass bottle of 3 L capacity

Les articles

160

and used to follow the fermentation process w hile the second is a plastic jug w ith a great capacity of 30 L used

to assess the system scaling efficiency. For both bioreactors, the inoculum size is 3% from the active dry yeast.

The inoculum w as prepared in a 3 L bioreactor containing 2 L of date substrate. It w as incubated at 30°C, 10 rpm

and air flow rate of 1 vvm for 30 to 60 min and then stored at 4°C.

During the fermentation process, the bioreactor w as equipped w ith a manual agitator shaft (Figure 2b). The main

objective of aeration is to provide microorganism grow th in submerged cultures w ith appropriate oxygen for their

metabolic needs. Agitation guarantees a homogeneous distribution of microorganisms and nutrients in the broth.

The density of sugars consumed, pH and the alcohol concentration of the date juice are controlled using Dubois

method given in DuBois et al. (1956). The pH w as measured by a digital pH-meter model Mettler Toledo methods

(ISO11289, 1993; AOAC, 98, 1.12) and the date juice temperature during the alcoholic fermentation w as recorded

using thermocouples K type connected to the data logger model Fluke 2635A. Reducing sugars RS and total sugars

TS are assessed by titration using a spectrometer UV (Siddiq et al., 2013).

Saccharose content w as estimated w ith the follow ing formula (Reynes et al., 1994).

Figure 1. Date's variety by-product used in bioethanol generation.

Les articles

161

Figure 2. Bioethanol generation process in laboratory.

Saccharose (%)TS 0.95RS%

Different analyses w ere performed on dates including w ater content, sugars content, pH, consistency, protein

rate, cinder rate and the concentration of ethanol. The physicochemical proprieties of the date by-product (T & L)

used to produce the bioethanol at URERMS laboratory are summarized in Table 1. The moisture containing MC%

in the fresh date w as determined as the difference betw een the fresh mass FM and the dry mass of date DM at

105°C, until a constant mass w as attained. This w as done w ith a digital balance model SKU: US- TRADER-

PRO UPC: 878285001193 and the follow ing formula (Siddiq et al., 2013):

Based on the water content, dates are classified as soft if MC>30%, dry if MC<10 and semisoft or semidry if

10%<MC<30%. The consistency of dates w as determined as the ratio of total sugar/w ater content (Reynes et al.,

1994). Dates w ith consistency up to 3.5 are classified as dry, those betw een 2 and 3.5 are considered as semisoft

or semidry, and those w ith ratio less than 2 are soft dates

Les articles

162

Table 1. Physicochemical characteristics of dates studied.

(Lakkana et al., 2009). After 72 h of alcoholic fermentation (Figure 2b), the substrate juice w as used to filter the

bioethanol (Figure 2c). At the beginning of the distillation process, the degree of alcohol is measured every 30

min, and once the process is slow ed, the alcohol is recorded every one hour. The distillation process is stopped w

hen the concentration of the alcohol became very feeble. The distillation temperature w as kept at 78°C.

The deposit after distillation (Figure 2c) is composed of a cocotte of 30 L capacity, built in stain steel; its cover is

made of a manometer, detent-valve, and a vertical colon tube of 3.5 cm diameter and 1.5 m height built in cooper.

The cocotte is rumpled at 75% of its capacity w ith date substrate juice. The liquid mixture is evaporated at 78°C

by heating the cocotte at the bottom and the vapor crosses the distillation colon by density gradient. The ethanol

vapor is the condensed one traversing the sloped tube retriggered to accelerate the ethanol condensation process.

The distillate produced w as recuperated in a bottle at the end of the cooling system and rectified in order to

increase the alcoholic degree.

Results and Discussion

S. cerevisiae yeast has an optional anaerobic respiration in the fermentation process. In anaerobic

phase, glucose was converted to ethanol by fermentation effect. Firstly, the process is active particularly between

24 and 55 h, where the yeast population reaches 37,719 and 35,088 cells/µL. The ethanol produced increased

during the last 40 h of the process and an important degradation of the sugar is observed after 72 h (Figure 3). The

density of the date juice (Figure 4) decreased considerably during the fermentation process from 1.07 to 0.99

g/cm3, due to the conversion of sugar into alcohol and the loss of mass under CO2 form. Also, the diminution of

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163

the protein rate in the date juice (Figure 5) represents an additional azotic source for the yeast to grow. In addition,

azote has an important role in alcohol transformation; it ensures the transport of sugars to the external of the

biologic cells to generate the fermentation process. The typical period of the fermentation process of the date juice

varied between 48 and 72 h under similar conditions. The glucose is not consumed entirely due to the cessation of

yeast growth caused by accumulation of toxic substances into the date juice, particularly the octane and decane in

the date juice (Benziouches, 2011).

The total solvable solids in the date juice (Figure 6) were measured by a handheld refractometer for

viniculture, using refractometer, model Atago NAR-3T (°Bx). This corresponds approximately to the total sugar

concentration in (g/L) (DuBois et al., 1956).

The continuous diminution of the refractive index (Figure 7) indicated the augmentation of the light

speed through the date caused by the reduction of the date density. The concentration of the ethanol in

the alcohol produced (Figure 8) is performed using liquid chromatography (Benziouches, 2011). After

distillation of the date juice, a significant specific production of the bioethanol reached 180, and 200.5

mL/kg of dates at 90°C was obtained, representing bioconversion efficiencies of 23.57 and 26.2% for

both variety of dates (T & L) respectively (Ahmed et al., 2016). Finally, the vibration sign of the biofuel produced

(Figure 9) is identified using Infra-Red Spectra. It showed different vibrations bands

characterized by the following wave numbers: 3339.08, 2974.29, 2888.12 and 1380.91/1380.5,

1087.06/1087.18, 1044.53/1044.66 cm-1, corresponding

Figure 3. Sugars consumed during the fermentation process.

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164

Figure 4. Density of date's juice during the fermentation.

to the molecule groups C-H, O-H and C-O for the two varieties (T & L) respectively. This is compared to the

results reported by Khaled and Segni (2014), Ghanim (2013) and Chniti et al., 2014), where 1 kg of date produces

300 to 350 mL of ethanol at 95°. The production obtained in the present study appeared acceptable since the price

of 1L of ethanol at 90° in the worldwide market is about 10€ on web site (http://www.servilab.fr/, 2015).

The price of 1kg of date crude is about 0.25€ and when it is transformed into bioethanol its cost is 1€. This

corresponds to an income of about 6€/1L of ethanol produced by fermentation process at 90°, which it is equivalent

to a benefit of 60%.

Les articles

165

Figure 5. Protein rate during the fermentation process.

Figure 6. Cinder of dates during the fermentation process.

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166

Figure 7. Refractive index during the fermentation process.

Figure 8. Alcohol concentration during the fermentation process.

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167

Conclusion

The current study in laboratory shows that the date byproduct of the varieties, T & L, abundant in Algerian Sahara,

constitutes an important biomass and a favorable medium for bakery yeast growth for alcoholic fermentation due

to its sugar content, cheap pretreatment and it is an attractive biomass. Dates are used to generate bioethanol at

relatively moderate cost, without negative effects on air and water resources. After an alcoholic fermentation, the

distilled and rectified date juice generated the highest ethanol concentration of about 88 and 90°; they had an

acceptable production of 180 and 200.5 mL or 2.5 and 2.78 mL/kg/h, and assessing scale efficiencies of 23.57 and

26.2% for both varieties studied (T & L) respectively.

This is compared to the theoretical ethanol efficiency obtained from a chemical reaction using the same sugar

quantity, which is 50%. The present results obtained encourage the continuation of research and developmentin

this clean and sustainable energy field and prospect novel bio-resources, bio-technologies and microorganisms

that are more economical and efficient. They are useful because they enhance ethanol productivity, shorten ethanol

development process, and reduce the energy consumed to lower the final cost of the product. The amount of

250,000 tons/year of date by-product seems favorable for developing a biofuel industry in South Algeria. However,

firstly it is necessary to build bioethanol pilot installations to confirm the results obtained in laboratory before

transposing the experience into industrial scales.

Les articles

168

Figure 9. Infra-Red Spectra of the bioethanol produced. (A) Teggaza; (B) Lebghel

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Les articles

170

Annexes

Annexe1

172

Annexe 1 :

1.1 Présentation de la région d’Adrar

La wilaya d'Adrar est située dans la partie centrale du Sahara, elle est limitée au nord par la wilaya

de Béchar, à l'est par la wilaya de Ghardaïa et Tamanrasset à l'ouest par la wilaya de Tindouf au sud et

par les républiques islamiques de la Mauritanie et de Mali (Figure A). Elle a une superficie de 427,968

km2, et une population totale de près de 450,000 habitants habitants (Abid, 2012).

La wilaya d'Adrar comprend environ 300 Ksars sous forme d'oasis. Elle fût jadis un axe d'échange

important avec le Mali et la Mauritanie (CDARS, 1999). L’écosystème oasien, représente un patrimoine

socioculturel exceptionnel avec des modes socio-économiques et des exploitations traditionnelles,

caractérisés par un climat continental désertique et un régime pluviométrique très faible.

Figure A. Carte géographique de la Région d’Adrar (Abid, 2012).

Annexe2

173

Annexe 2 :

2.1 Définition et description du Romarin

Le Romarin (Rosmarinus officinalis), est un arbrisseau très odorant de la famille des Lamiacées

(Quezel et Santa, 1963), utilisée comme plante aromatique, médicinale et condimentaire, On lui attribue

de nombreuses vertus phytothérapeutiques.

Cette plante est caractéristique du bassin méditerranéen et sans doute l'une des plantes les plus

populaires en Algérie ; elle recouvre plus de 70,000 ha du territoire national. Sa tige est lignifiée, les

feuilles persistantes et enroulées, vertes sur la face supérieure et blanches sur la face inférieure (Koubissi,

1998). Elles sont étroites, opposées et épaisses (Poletti, 1982).

Figure B. Plante Romarin

2.2 Définition d’huile essentielle

Les huiles essentielles sont des extraits végétaux volatils et odorants qui expriment les propriétés

de la plante dont elles sont extraites. On les trouve naturellement dans diverses parties des arbres, des

plantes et des épices (Evans, 1998). Elles diffèrent des huiles fixes (huile d'olive,...) et des graisses

végétales par leur caractère volatil ainsi que leur composition chimique (Thomas, 2016).

Les huiles essentielles sont obtenues à partir de plantes par entraînement à la vapeur d’eau, hydro-

distillation ou expression (pression à froid) (Ondet, 2009).

Annexe2

174

2.3 Méthode d’extraction de l’huile de Romarin

La méthode utilisée pour l’extraction d’huile essentielle du Romarin est l’hydrodistillation ou la

distillation à la vapeur d’eau de la matière végétale.

Elle est la plus simple et la plus répandue, et consiste en un entraînement par la vapeur d’eau des

constituants volatiles (huiles essentielles) à l’aide d’un appareil de type Clevenger.

Soixante grammes (60g) de Romarin sont broyés et introduits dans un ballon de 1000mL rempli

d’eau jusqu’au 2/3 de sa capacité (600 à 700 ml).

Le ballon est chauffé à l’aide d’une calotte chauffante qui produit de la vapeur qui, à son tour, se

charge des produits volatils. Cette vapeur se condense au contacte du réfrigérant ; le condensât

est recueilli dans une ampoule à décanter (le processus dure environ trois heures) ou l’on sépare

la phase aqueuse de la phase organique (phase supérieure), laquelle constitue l’huile essentielle;

celle-ci sera séchée avec du sulfate de sodium anhydre afin d’éliminer toute trace d’eau. L’huile

est séchée séparée du sulfate de sodium par filtration sur de la laine de verre.

L’huile est ensuite conservée à une température de 0 à +6°C dans un flacon en verre brun fermé

hermétiquement en vue de son utilisation.

!!

Figure C. Dispositif d’extraction des huiles essentielles de Romarin par hydro-distillation

Annexe2

175

2.4 Détermination du rendement d’extraction

Selon la norme AFNOR (1986), le rendement en huile essentielle (RHE), est défini comme étant

le rapport entre la masse de l’huile essentielle obtenue après extraction et la masse de la matière végétale

utilisée. Le rendement en huile essentielle a été calculé en utilisant la relation suivante :

𝑅𝐻𝐸 = (𝑀𝐻𝐸

𝑀𝑀𝑉⁄ ) × 100

Où:

RHE : Le rendement en huile essentielle (%)

MHE : La masse d’huile essentielle (g)

MMV : La masse de la matière végétale utilisée (g)

Le rendement d’huile essentielle de Romarin : Après plusieurs extractions par hydro-distillation la

moyenne du rendement en huiles essentielles obtenus dans notre étude est de 0.57%. Ce résultat se

rapproche à celle trouvé par Guet (2011) qui est de 0.6%.

Propriétés Organoleptiques de l'huile du Romarin : liquide mobile, incolore et une odeur fraîche,

aromatique et herbacée.

2.5 Etude de l’activité antimicrobienne

a. Préparation de l’inoculum

On utilise pour l’étude de l’activité antimicrobienne des colonies jeunes ayant moins de 24h (dans le

cas contraire on fait un repiquage et on ensemence en surface dans une boite contenant le milieu

gélose nutritive).

A l’aide d’une anse de platine raclée quelques colonies jeunes bien isolées et identiques.

Décharger l’anse dans 5mL d’eau physiologique stérile et homogénéiser la suspension, elle doit avoir

une densité optique de 0.08 à 0.10 lue à 625 nm (équivalente à 108 UFC/mL).

Ajuster l’inoculum en ajoutant l’eau physiologique pour le diluer ou des colonies pour le concentrer

l’ensemencement doit se faire en moins de 15 minute après la préparation de l’inoculum.

Annexe2

176

b. Préparation des disques

Les disques sont fabriqués à partir du papier Wattman №40, avec un diamètre de 6mm (0.28cm2

de surface) par l'emporte-pièce. Ensuite, ces disques sont mis dans un tube à essai, stérilisés à l'autoclave,

puis stockés à une température ambiante (le tube à essai est hermétiquement fermé).

c. Tests de l’activité antibactérienne

L'évaluation de l'activité antibactérienne de l’huile essentielle est réalisée d’abord par la méthode

de diffusion des disques, en raison de sa simplicité et son efficacité pour tester la sensibilité des bactéries.

La concentration minimale inhibitrice (CMI) est estimée par la méthode de dilution d’Agar.

d. Méthode de diffusion ou des aromatogrammes

La méthode des aromatogrammes est la technique choisie pour tester l’activité antibactérienne de

l’huile essentielle. Cette méthode repose sur le pouvoir migratoire des huiles sur un milieu solide à

l’intérieur d’une boîte de Pétri et permet ainsi la détermination de la résistance ou la sensibilité des

bactéries vis-à-vis de cette huile essentielle.

Ensemencement

Dans une boite de pétri contenant 20mL du milieu Muller Hinton solidifier, on étale en surface

100µL de la suspension bactérienne préparée comme indiqué ci-haut.

Dépôt des disques

Dans des conditions aseptiques et à l’aide d’une pince stérile, des disques de papier Wattman sont

déposés sur l'Agar, précédemment inoculés avec le microorganisme choisi, puis ils sont imbibés de 5µL

d'huile essentielle. Les boites sont maintenues à 4ºC pendant 1h pour que l’huile essentielle puisse

diffuser.

Incubation

Les boites ont été incubées à l’étuve selon la souche bactérienne à 37ºC pendant 18 à 24h.

Annexe2

177

Lecture des résultats

A la sortie de l’étuve, l’absence de la croissance microbienne se traduit par un halo translucide

autour du disque, identique à la gélose stérile, dont le diamètre est mesuré à l’aide d’un pied à coulisse

(y compris le diamètre de disque de 6mm).

D’après Ponce et al. (2003), la sensibilité à l’huile a été classée par le diamètre des halos d'inhibition :

non sensible (-) pour les diamètres moins de 8mm ; sensible (+) pour des diamètres de 8 à 14mm ; très

sensible (++) pour des diamètres de 15 à 19mm et extrêmement sensible (+++) pour les diamètres plus

de 20mm.

Les bactéries montrent une sensibilité à l’huile essentielle sont sélectionnées pour déterminer la

concentration minimale inhibitrice (CMI) (Derwich et al., 2010).

Annexe 3

178

Annexe 3 :

3.1. Préparation de la courbe d’étalonnage de glucose

Tableau A. Préparation de la courbe d’étalonnage de glucose

Numéro de fiole Témoin 1 2 3 4

Solution étalon de glucose (1g/L) 0 mL 10 mL 20 mL 30 mL 40 mL

Concentration en glucose (g/L) 0 0.1 0.2 0.3 0,4

Absorbance 0 0.93 1.8 2.721 3.472

La lecture de l’absorbance de la gamme préparée est illustrée dans la Figure D.

0.0 0.1 0.2 0.3 0.40.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

Ab

sorb

an

ce

Concentration (g/L)

Figure D. Courbe d’étalonnage de glucose

3.2.Préparation de la courbe d’étalonnage de la levure

Construction de la courbe d’étalonnage :

- Préparation une suspension de levure de boulanger (levure sèche) à 0,1 g/100 mL;

- Réalisation d’une série de dilutions de la suspension initiale (1, 1/2, 1/4, 1/8, 1/16);

- Détermination du nombre de cellules par unité de volume avec la cellule à Malasser;

Annexe 3

179

- Mesure de l’absorbance de chaque dilution, la courbe d’étalonnage est illustrée par la Figure E.

Figure E. Courbe d’étalonnage de la levure

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1

0 1 2 3 4 5 6 7

Ab

sorb

an

ce

Nombre de cellules par µL x1000

Annexe 4

180

Annexe 4 :

4.1 Milieux des cultures

Bouillon Tryptone-Sel (TSE)

Composition pour la préparation d'un litre de milieu de culture :

Mettre en solution 9.5 g de milieu déshydraté (BK014) dans 1litre d’eau distillée ou

déminéralisée.

Agiter lentement jusqu’à dissolution complète.

Répartir en tubes ou en flacons.

Stériliser à l’autoclave à 121°C pendant 15 min.

Plate Count Agar(PCA)

Composition pour la préparation d'un litre de milieu :

Peptone de caséine ………..5.00

Extrait de levure……… 2.50

Glucose………………. 1.00

Agar………………….. 15.00

pH final à 25°C ……… 7.0 ±0,2

Autoclaver à 121°C pendant 15 minutes.

Milieu viande foie (FV)

Composition pour la préparation d'un litre de milieu.

Base viande foie………… 30.0 g

Glucose…………………...2.0 g

Agar………………………6.0 g

pH………………………... 7.4

Autoclaver à 121°C pendant 15min.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Glucose

Annexe 4

181

Milieu lactosé bilié au cristal violet et au rouge neutre (VRBL)


Peptone………………… ……7 g

Extrait de levure………… 3 g

Lactose…………………. .10 g

Chlorure de sodium……... 5 g

Mélange sel biliaire……... 1.5 g

Cristal violet…………….. 0.002 g

Rouge neutre……………..0.03 g

Agar-agar………………..15 g

pH………………………..7.4

Autoclaver à 121°C pendant 15 min.

Gélose Baird Parker (BP)

Composition pour la préparation d'un litre de milieu en (g)

Peptone :................................................10.0

Extrait de viande de bœuf :..............4.0

Extrait de levure :.............................2.0

Pyruvate de sodium : ........................10.0

Glycocolle..........................................12.0

Chlorure de lithium :..........................5.0

Agar-agar :..........................................20.0

A ajouter en conditions stériles juste avant l'ensemencement (sinon détruit par l'autoclavage) :

Émulsion de jaune d'œuf (stérile) : ...............50.0 mL

Tellurite de potassium (stérile):......................0.1 g

pH…………………………………………………7,2

https://fr.wikipedia.org/wiki/Peptone

https://fr.wikipedia.org/wiki/Extrait_de_viande

https://fr.wikipedia.org/wiki/Levure

https://fr.wikipedia.org/wiki/Pyruvate

https://fr.wikipedia.org/wiki/Glycocolle

https://fr.wikipedia.org/wiki/Chlorure_de_lithium

https://fr.wikipedia.org/wiki/Agar-agar

https://fr.wikipedia.org/wiki/Asepsie

https://fr.wikipedia.org/wiki/Autoclave

https://fr.wikipedia.org/wiki/Jaune_d%27%C5%93uf

https://fr.wikipedia.org/wiki/Tellure

Annexe 4

182

Gélose Salmonella-Shigella (gélose SS)

Composition pour la préparation d'un litre de milieu

Extrait de viande de bœuf ……..5

Bio-polytone……………………5

Sels biliares……………………8.5g

Lactose………………………..10g

Citrate de sodium…………… 8.5g

Thiosulfate de sodium………..8.5g

Citrate ferrique……………….1g

Vert brillant…………………. 0,330 mg

Rouge neutre…………………0,025g

Agar………………………... .13.5g

pH…………………………….7.0

Autoclaver à 121°C pendant 15min.

Milieu Oxytetracycline-Glucose-Yeast Extract Agar (OGA)


Extrait autolytique de levure……….. 5.0g.

Glucose……………………………… 20.0g.

Oxytétracycline………………………0.1g.

Agar agar…………………………….15.0g .

pH …………………………………….6.6 ± 0,2 à 25°C

Autoclaver à 121°C pendant 15 min.

Milieu Potato dextrose agar (PDA)


Pomme de terre …………………………200 g

Dextrose ou de sucre blanc de cannes…...15 g

Agar-agar………………………………..20 g


Annexe 4

183

IV.2 Milieu d’isolement :

Gélose de Sabouraud

Composition pour la préparation d'un litre de milieu

Peptone....................10 g

Glucose massé........ 20 g

Agar-agar.................15 g

Vitamines et facteurs de croissance

pH = 6.0


Ajouter au milieu refroidi à 50°C une solution d’Oxytétracycline (terramycine). La concentration

en Oxytétracycline doit être de 0.10 mg/ml de milieu de culture. Incubation ; 20 à 25C° pendant

2 à 5 jours.

https://fr.wikipedia.org/wiki/Peptone

https://fr.wikipedia.org/wiki/Glucose

https://fr.wikipedia.org/wiki/Agar-agar

https://fr.wikipedia.org/wiki/Vitamine

https://fr.wikipedia.org/wiki/Potentiel_hydrog%C3%A8ne

Documents

Contribution à l’étude de la microflore des dattes ...theses.univ-oran1.dz/document/16201733t.pdf · ... constitue la base de nombreux produits ... 1.5 Répartition géographique