dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon Cas de l

AQUALMA Evolution et seuil critique de pathogénicité de Vibrionaceae

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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

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ECOLE SUPERIEURE DES SCIENCES AGRONOMIQUES

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Département ELEVAGE

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Mémoire de fin d’études en vue de l’obtention de diplôme d’ingéniorat

dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon

Cas de l’écloserie de Nosy-Be de la société AQUALMA

RAMANANKANTENAINA Rinos Angelson Elisan

Promotion INTSA 1998 – 2003

30 Juin 2004


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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques

(E.S.S.A.) Tél. : (261 20) 22 228 67-Fax : (261 20) 22 340 83

MEMOIRE DE FIN D’ETUDES DIPLOME D’INGENIEUR AGRONOME

Option : ELEVAGE

Date de réalisation : Février 2003 à Octobre 2003 Tuteur : Georges RAFOMANANA Ingénieur Agro-Halieute Docteur ès Sciences en Halieutiques Mention : Economie rurale aquacole

Organisme d’accueil : Aquaculture de la Mahajamba (AQUALMA) écloserie de Nosy-Be Responsable : Vincent RIGOLET, Directeur de Domestication et d’Eclosérie Tél : (261 20) 86 616 41

Auteur : RAMANANKANTENAINA Rinos Angelson Elisan Titre : « Etude de l’évolution des écosystèmes bactériens et détermination du seuil critique de pathogenicité De certains Vibrionaceae dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon »

Résumé :

La microbiologie des crevettes péneides est orientée vers les Vibrio spp. car ils sont des bactéries les plus fréquentes dans la crevetticulture.

Cette présente étude a été menée à l’écloserie de Nosy-Be Aqualma sur l’élevage larvaire de Penaeus monodon et a pour objectif principal de diminuer l’administration d’antibiotique afin de produire des postlarves label rouge.

La méthode utilisée pour atteindre cet objectif est le traitement statistique des données des deux années des productions 2001-2002 afin d'étudier l’évolution des écosystèmes bactérien et notamment de celui de seuil critique de pathogenicité de Vibrio spp. au regard de certains paramètres d’élevage et de signes des maladies larvaires.

Les résultats statistiques donnés par l’AFCM (tableau de BURT et axe factoriel) nous montrent l’évolution et le seuil critique de pathogenicité de Vibrionaceae. Ces résultats de recherche permettent de maîtriser ces bactéries par le traitement curatif en antibiotiques, par la lutte biologique et par l’amélioration de l’hygiène. Abstract:

The microbiology of the shrimps péneides is oriented toward the Vibrios spp. because they are most frequent bacteria in the crevetticulture.

This present survey has been led to the hatchery of Nosy-Be Aqualma on the larval raising of Penaeus monodon and has for main objective to decrease the administration of antibiotic in order to produce some postlarves red stamp.

The method used to reach this objective is the statistical treatment of the data of the two years of the productions 2001-2002 in order to study the evolution of the ecosystems bacterial and notably of the one of doorstep critical of pathogenicité of Vibrio spp. to the look of some parameters of raising and signs of the larval illnesses.

The statistical results given by the AFCM (picture of BURT and factorial axis) show us the evolution and the doorstep critical of pathogenicité of Vibrionaceae. These results of research permit to master these bacteria by the curative treatment in antibiotics, by the biologic struggle and by the improvement of hygiene.

Mots clés : Elevage larvaire, Penaeus monodon, Vibrio spp., Antibiotique et label rouge Key-words : Hatchery, Penaeus monodon, Vibrio spp., Antibiotic and red label

Je, soussigné, Angelson RAMANANKANTENAINA, propriétaire des droits de production du résumé du Mémoire mentionné ci-dessus, autorise par la présente, toutes les sources bibliographiques à signaler et publier le dit résumé, ou émet les réserves suivantes Date Signature Pages : 83 pages

� Diffusion et référence � Non limitées � Sous réserves d’abord � Non autorisées


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DEDICACE

« Tout est possible à celui qui croit »

Marc 4, 22.

Je dédie ce mémoire à :

Ma femme : Domoina

Mon fils : Ny Kanto

Mes parents, mes beaux-parents et à toute la famille et;

Mes amis.


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REMERCIEMENTS

La réalisation de ce travail ne fut pas possible sans la contribution de nombreuses

personnes. Que tous trouvent ici mes reconnaissances.

Particulièrement, nous adressons notre reconnaissance à:

Professeur Jean de Neupomuscène RAKOTOZANDRINY

Docteur d’Etat ès Science Naturelle, Docteur en Sciences Biologiques Appliquées, Chef de

Département Elevage à l’ESSA qui a bien voulu accepter de siéger en tant que président de

jury.

Veuillez trouver ici, l’expression de nos sincères remerciements.

Monsieur Georges RAFOMANANA

Directeur de Recherche Associé, Docteur ès sciences en Halieutiques, Ingénieur Agro-

Halieute, notre tuteur, pour la disponibilité, l’ appui et l’encadrement qu’il a fournis.

Nous sommes heureux de pouvoir vous exprimer notre profonde reconnaissance et vifs remerciements.

Monsieur Rivo Nirina RABEARIMISA

PhD. en alimentation animale, Maître de conférence, Enseignant chercheur à l’ESSA, qui a

accepté de juger ce travail.

Veuillez trouver ici l'assurance de nos sentiments reconnaissants et respectueux.

Monsieur Raphaël RAKOTOZANDRINDRAINY

Docteur en Médecine, Spécialiste en Bactériologie et Parasitologie, Maître de conférence,

Enseignant chercheur à l’ESSA, qui malgré ses nombreuses occupations a accepté de

siéger parmi les membres de jury.

Veuillez trouver ici, le témoignage de notre vive reconnaissance..

Madame Marie SCHAAN

Docteur Vétérinaire, Conseiller Technique du Directeur de la Santé Animale et du

Phytosanitaire à la Direction des Services Vétérinaires.

Nous vous sommes reconnaissant d'avoir accepté de faire partie du jury.

Nos remerciement s'adressent également à :

Tous les enseignants et personnel de l’ESSA et en particulier ceux du Département

Elevage.

Le responsable et tout le personnel de l’Ecloserie Nosy-Be de la société AQUALMA.

Que tous ceux qui ont œuvré, d’une manière ou d’une autre à la réalisation de ce mémoire trouvent ici l’expression de notre vive reconnaissance.


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Sommaire Liste des abréviations…………………………………………………………………… iii Liste des tableaux ………………………………………………………………………. iv Liste des figures ………………………………………………………………………… iv Liste des annexes ……………………………………………………………………….. iv

INTRODUCTION ............................................................................................................... 1

Première partie : CONTEXTE GENERAL ET PROBLEMATIQUE

CHAPITRE I : GENERALITES CONCERNANT PENAEUS MONODON ........................ 2

I.1. Biologie .................................................................................................................... 2 I.1.1. Taxonomie ........................................................................................................ 2 I.1.2. Morphologie ..................................................................................................... 3 I.1.3. Cycle biologique ............................................................................................... 5 I.1.4. Croissance et Mue .......................................................................................... 14

I.2. Elevage de crevettes .............................................................................................. 14 I.2.1. Elevage larvaire .............................................................................................. 14 I.2.2. Pré-grossissement et grossissement ................................................................ 16 I.2.3. Alimentation ................................................................................................... 16

CHAPITRE II : PROBLEMATIQUE ............................................................................. 17 CHAPITRE III : GENERALITES CONCERNANT LES VIBRIONACEAE ............ 18

II.1. Taxonomie ............................................................................................................ 18 II.1.1. Taxonomie biologique .................................................................................. 18 II.1.2. Taxonomie moléculaire ................................................................................. 18

II.2. Définition .............................................................................................................. 18 II.3. Morphologie ......................................................................................................... 19 II.4. Culture et croissance ............................................................................................ 19 II.5. Structure biochimique .......................................................................................... 19 II.6. Pathogénicité ........................................................................................................ 20

Deuxième partie : MATERIELS ET METHODES

CHAPITRE I : PRESENTATION DE L ’ETUDE ..................................................................... 22

I.1. Objectifs ................................................................................................................. 22 I.2. Points forts ............................................................................................................. 22 I.3. Points faibles ......................................................................................................... 22 I.4. Planning de l’étude ................................................................................................ 23

CHAPITRE II : MATERIELS ............................................................................................. 24

II.1. Matériels utilisés .................................................................................................. 24 II.2. Avantages ............................................................................................................. 24 II.3. Inconvénients ........................................................................................................ 24


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CHAPITRE III : METHODES ............................................................................................ 24 III.1. Méthode de conduite d’élevage .......................................................................... 25

III.1.1. Préparations des bacs ................................................................................... 26 III.1.2. Ensemencement des Nauplii ........................................................................ 26 III.1.3. Alimentation ................................................................................................ 26 III.1.4. Suivis quotidiennes ...................................................................................... 26 III.1.5. Interventions zootechnique et sanitaire ........................................................ 28 III.1.6. Traitements médicamenteux et biologiques ................................................ 28 III.1.7. Vide sanitaire .............................................................................................. 29 III.1.8. Enregistrement des données ......................................................................... 30

III.2. Méthode de suivi bactériologique ....................................................................... 30 III.2.1. Méthode de culture ...................................................................................... 30 III.2.2. Dénombrement ............................................................................................. 31 III.2.3. Identification ................................................................................................ 32

III.3. Méthode de traitement des données .................................................................... 33 III.3.1. Collecte de données ..................................................................................... 33 III.3.2. Choix de données ......................................................................................... 33 III.3.3. Etudes statistiques ....................................................................................... 33

Troisième partie: RESULTATS ET PROPOSITIONS

CHAPITRE I : RESULTATS ET INTERPRETATIONS ........................................................... 38

I.1. Evolution des flores Vibrionaceae ......................................................................... 38 I.1.1. Tableau de BURT ........................................................................................... 38 I.1.2. Interprétations des axes .................................................................................. 41

I.2. Seuil critique de pathogénicité .............................................................................. 45 I.2.1. Résultats par rapport à la qualité du bac ......................................................... 45 I.2.3. Analyse suivant le plan (F2 et F3) .................................................................. 51 I.2.4. Caractéristiques des types de bac ................................................................... 52

CHAPITRE II : DISCUSSION ET PROPOSITIONS ............................................................... 52

II.1. Discussion concernant l’évolution de flores Vibrionaceae ................................. 52 II.2. Discussion sur le seuil critique de pathogénicité de Vibrio spp. ......................... 54 II.3. Discussion sur la méthode de traitement curatif .................................................. 55 II.4. Proposition d’amélioration des résultats d’élevages ........................................... 57

II.4.1. Traitement des données à chaque fin du cycle de production ....................... 57 II.4.2. Amélioration de la fiabilité des résultats microbiologiques .......................... 57

II.5. Recommandations ................................................................................................ 59 II.5.1. Mesures zootechniques ................................................................................. 59 II.5.2. Lutte biologique ............................................................................................ 59

CONCLUSION .................................................................................................................. 61

Références bibliographiques ……………………………………………………………...62 Annexes……………………………………………………………………………………65


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Liste des abréviations

AFCM : Analyse Factorielle de Correspondance Multiple AQUALMA : Aquaculture de la Mahajamba API 20 NE : Analytical Profil Index 20 Non-Enterique ATB : Antibiotique CDCC : Centre de Développement de la Culture des Crevettes CFU/ml : Colonie Formant Unité par millilitre CHG : Changement d’eau CMB : Concentration Minimale Bactéricide CMI : Concentration Minimale Inhibitrice CRTM : Contributions Relatives de Toutes les Modalités DES : Dessalure EDTA : acide Ethylènediamine Tetra-acetique ou acide édétique ESSA : Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques EPSA : Eau peptonée saline alcaline FBL : nombre de larve faible par litre g : gramme HACCP : Hasard Analysis Control Critical Points IPM : Institut Pasteur de Madagascar J : colonie jaune ou saccharose positif Jp : Jaune probiotique Jr : Jour d’élevage l : litre MTL : nombre de larve Morte par litre NE : Nécrose Externe NI : Nécrose Interne Nii : Nauplii OGM : Organisme Génétiquement Modifié ORG : Origine des géniteurs Pn : avec n = 1 à 8, postlarve âgé de n jour PL : postlarve ppm : partie par million ppt : partie par tonne RP8 : Résultat de taux de survie au stade larvaire P8

RVJ : Ratio colonie jaune et verte Saccharose (-) : saccharose négatif Saccharose (+) : saccharose positif SAI : Saison STD : Stade de Développement larvaire S‰ : salinité de l’eau T°C : température TCBS : Thiosulfate Citrate Bile Saccharose agar TJV : total colonie jaune et verte V : colonie verte ou saccharose négatif VL : colonie verte luminescente


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Liste des tableaux Tableau n° 1: Caractéristiques des sous-stades nauplii ........................................................ 7 Tableau n° 2 : Caractéristiques des sous-stades Zoé ............................................................ 9 Tableau n° 3 : Caractéristiques des sous-stades mysis ....................................................... 11 Tableau n° 4: Différentes techniques en écloserie liées aux différentes méthodes ............ 15 Tableau n° 5 : Besoins nutritifs des Crevettes Pénéides..................................................... 16 Tableau n° 6: Planning de l’étude ...................................................................................... 23 Tableau n° 7 : Aspects des colonies sur la gélose .............................................................. 31 Tableau n° 8 : Différente souche fréquemment isolée dans l’élevage larvaire de Nosy-Be

..................................................................................................................................... 32 Tableau n° 9 : Critères de choix des données ..................................................................... 33 Tableau n° 10 : Variables prises en compte dans l’analyse................................................ 34 Tableau n° 11 : Evolution des souches Vibrionaceae par rapport au stade ...................... 38 Tableau n° 12: Evolution des flores Vibrionaceae par rapport à la saison ....................... 39 Tableau n° 13 : Evolution de flores par rapport à l’intervention et aux traitements ......... 40 Tableau n° 14 : Résultats par rapport à la qualité du bac ................................................... 45 Tableau n°15 : Caractéristiques des types de bacs ............................................................. 52

Liste des figures Figure n° 1: Anatomie externe de Penaeus monodon ......................................................... 4 Figure n° 2: Ecologie et cycle biologique de Penaeus monodon ........................................ 5 Figure n° 3: Stade larvaire nauplius ..................................................................................... 7 Figure n° 4 : Aspect des différents sous-stades nauplii ........................................................ 8 Figure n° 5 : Stade larvaire Zoé ............................................................................................ 9 Figure n° 6 : Aspect des différents sous-stades Zoé ........................................................... 10 Figure n° 7 : Stade larvaire mysis ....................................................................................... 11 Figure n° 8 : Aspect des différents sous-stades mysis ........................................................ 12 Figure n° 9 : Aspect des différents sous-stades postlarves ................................................. 13 Figure n° 10 : Diagramme de production et suivi de condition d’élevage ......................... 25 Figure n° 11 : Evolution de flores Vibrionaceae ................................................................ 44 Figure n° 12 : Plan factoriel de seuil critique de pathogénicité .......................................... 47 Figure n° 13 : Arbre de décision ......................................................................................... 56 Figure n° 14 : Méthode de recherche des Vibrio spp. d’eau traitée ................................... 58

Liste des annexes

Annexe 1 : Présentation générale de la société Aqualma / Unima ...................................... 65 Annexe 2 : Normes biotechniques dans l’écloserie ............................................................. 68 Annexe 3 : Normes biotechniques dans la ferme de pré-grossissement et grossissement .. 69 Annexe 4 : Formule pour le calcul de dessalure et sursalure ............................................... 70 Annexe 5 : Formule pour calculer la concentration d’algues .............................................. 70 Annexe 6 : Précipitation et température moyenne de Nosy Be ........................................... 71 Annexe 7 : Milieu de culture TCBS .................................................................................... 71 Annexe 8 : Antibiogramme et CMI ..................................................................................... 72 Annexe 9 : Technique d’identification microbienne ........................................................... 74 Annexe 10 : Résultats statistiques de l’évolution des flores Vibrionaceae ......................... 79 Annexe 11 : Résultats statistiques de seuil critique de pathogénicité des flores

Vibrionaceae ................................................................................................................ 82


1


1

INTRODUCTION

L’aquaculture est l’un des domaines qui participent au développement durable,

rapide et responsable à Madagascar. Il représente actuellement la première source de

devises. Les 15 % de recettes en devises viennent de l’exportation de crevettes. Ce sont des

produits de luxe aussi bien sur le marché national qu’international, mais l’offre n’arrive pas

à couvrir la demande. A Madagascar, la crevetticulture est encore une activité récente et en

plein essor dans l’Ouest de l’Ile. Ce développement de l’aquaculture contribue à

l’augmentation des recettes en devises, à la création d’emplois sur le lieu d’implantation de

site de production et à la protection des ressources halieutiques en limitant la pêche

crevettière.

Parmi ces sociétés aquacoles, l’AQUALMA est l’un des leaders dans ce domaine et

la première société qui a lancé cette activité à Madagascar. Elle possède plusieurs sites

d’écloserie, de ferme de grossissement et des usines de traitement sur le long de la côte

Ouest de l’île (Cf. Annexe 1). Cette société industrielle de l’élevage de crevettes est l’une

des plus connues dans le monde grâce à ses produits de bonne qualité.

Comme toutes les grandes sociétés, la technique d’élevage est presque maîtrisée

mais la plupart de recherches s’orientent vers les problèmes pathologiques. Dans l’élevage

larvaire, les Vibrio spp. sont les facteurs limitants pour le développement de l’élevage donc

l’étude de l’écosystème de crevettes se ramène à la famille de Vibrionaceae.

Cette présente étude, intitulée : l’étude de l’évolution des écosystèmes bactériens et

détermination de seuil critique de pathogénicité des Vibrionaceae dans l’élevage larvaire,

a pour but de remettre à terme les problèmes bactériologiques lié à l’élevage larvaire afin

d’améliorer la qualité et la quantité de production. Elle comporte trois parties. La première

partie présente l’étude bibliographique sur Penaeus monodon et Vibrio spp.. Dans la

deuxième partie vont être traités les matériels et les méthodes utilisés. Et la troisième partie

essaie de donner les résultats obtenus ainsi que leurs analyses et discussions. Enfin, des

recommandations sont proposées pour assurer la réussite et l’amélioration de l’élevage

larvaire.

AQUALMA Contexte générale et problématiques

2


2

Première partie : CONTEXTE GENERAL ET PROBLEMATIQUE S

L’investigation menée dans le cadre du mémoire est axée essentiellement sur

l’étude de l’écosystème microbien des crevettes lors de l’élevage larvaire. Afin d’améliorer

la compréhension et la problématique posée concernant Penaeus monodon et Vibrio spp.

s’ avère au préalable nécessaire et indispensable.

Cette partie est donc consacrée à la présentation de l’étude et à la synthèse

bibliographique des principaux éléments concernant Penaeus monodon et Vibrio spp..

Chapitre I : GENERALITES CONCERNANT Penaeus monodon

Dans ce chapitre, la biologie des crevettes pénéides, les techniques d’élevage ainsi

que les normes biotechniques sont étudiées et présentées.

I.1. Biologie

Penaeus monodon est l’espèce élevée par la société Aqualma. Cette espèce est

connue par sa croissance rapide : 30 g en 150 jours d’élevage. Elle a une bonne adaptation

aux variations physico-chimiques du milieu et à toutes les types d’élevage. Cette espèce

peut atteindre un poids commercial en moins de 6 mois de grossissement.

(Andriambololona, 1999)

I.1.1. Taxonomie

Embranchement : ARTHROPODES

Classe : CRUSTACES

Sous-classe : MALACOSTRACES

Super-ordre : EUCARIDES

Ordre : DECAPODES (Latreille, 1803)

Sous-ordre : NATANTIA

Famille : PENAEIDAE

Genre : PENAEUS

Espèce : Penaeus monodon (Christ Fabricius, 1798)

Le genre Penaeus fabricius, 1798 a été placé dans la liste officielle des noms

génériques en zoologie comme N° 498 après la description de la Penaeus monodon par

John Christ Fabricius en 1798.

Le FAO désigne cette espèce sous le nom de crevette géante tigrée ou giant tiger

prawn.


3

I.1.2. Morphologie

Penaeus monodon a une couleur gris-vert ou marron avec des bandes transversales

claires et sombres qui marquent la carapace et l’enveloppe abdominale (cf. Figure n°1).

Le corps d’une crevette se subdivise en trois parties :

La partie carapace céphalothoracique qui comporte deux yeux composés et des

pédoncules. Elle possède un rostre bien développé qui s’étend au-delà de l’extrémité de

pédoncules oculaires. Le rostre est garni d’épines dont 7 à 8 dents sur le bord dorsal et 2 à

3 dents sur le bord ventral, donc la formule rostrale est de 7-8 / 2-3.

Sur cette partie se trouvent les principaux organes vitaux : les pièces buccales, les branchies

composées d’arthrobranchies, de pleurobranchies et de podobranchies, et les 5 paires

d’appendices ou péreiopodes dont les trois premières paires comportent de pinces ainsi que

les hépatopancréas et la partie des organes de réproduction.

L’abdomen est composé de 6 segments abdominaux. Cette partie s’étend jusqu’au

telson et comportent des appendices abdominaux, les pléiopodes. La femelle se distingue

du mâle par un réceptacle séminal externe appelé thelycum situé à la base de la 4 ème paire

de pattes thoraciques, et l’appendice copulateur du mâle ou petasma se situe sur les

endopodites des pléopodes et ;

Le telson est entouré par les uropodes et comporte 2 types d’épines ; épine fixe et

épine mobile. Le telson est caractérisé par une compression latérale bien marquée.


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Figure n° 1: Anatomie externe de Penaeus monodon

source : Motoh, 1981


5

I.1.3. Cycle biologique

La distribution géographique de l’espèce Penaeus monodon se situe entre les

latitudes 35° Nord et 35° Sud et les longitudes 30° Est et 56° Est. (Motoh, 1981). Pour

Madagascar, Penaeus monodon est surtout trouvé au niveaux des côtes Nord-Ouest,

Nord-Est, entre Morondava et Maroantsetra. (Andriambololona, 1999)

Le cycle biologique des crevettes péneides peut être divisé en 4 phases successives

qui se caractérisent par des changements morphologiques (Cf. Figure n°2).

Les adultes de Penaeus monodon vivent en mer dans les zones d'une profondeur de

20 à 70 m (Figure n° 2). (Avalle O. et al., 1991)

La reproduction dépend surtout de la saison, des conditions climatiques (salinité et

température) et également du cycle lunaire. (Avalle O. et al., 1991)

Après l'éclosion des oeufs parfois supérieure à 1000000 par femelle, les larves ont

une période de vie planctonique. Au cours des 2 à 3 semaines suivant l'éclosion, les larves

passent par différents stades larvaires qui se terminent par le stade postlarve. (Avalle O. et

al., 1991)

Ces postlarves vont alors remonter dans les estuaires et les mangroves où elles vont

rester entre 4 et 5 mois. Elles se nourrissent de petits crustacés, de moules, de vers et de

détritus. (Avalle O. et al., 1991)

Devenues sub-adultes, les crevettes retournent alors vers la mer pour commencer

un nouveau cycle de reproduction.

Figure n° 2: Ecologie et cycle biologique de Penaeus monodon

Source : Avalle et al., 1991


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I.1.3.1. Sexualité et reproduction

Chez Penaeus monodon, les sexes sont séparés et ils arrivent à la maturité sexuelle

à l’âge de 10 à 14 mois, et un dimorphisme sexuel est à distinguer c’est-à-dire que les

femelles de 90 à 130 g sont plus grandes que les mâles de 70 à 100 g.

Ce sont des espèces à thelycum fermé c’est-à-dire que l’accouplement se produit

après la mue, les poches appelées spermatophores qui contiennent les spermatozoïdes sont

implantées dans le thelycum. L’accouplement se produit très souvent au crépuscule

(Autrand M., 1990)

Remarque : Pour les espèces à thelycum ouvert l’accouplement se produit

seulement quelques heures avant la ponte lorsque l’ovaire est mûr. Les spermatozoïdes

sont disposés à l’extérieur du thelycum. (Autrand M., 1990)

Les œufs sont fécondés au moment de l’expulsion puis dispersés dans l’eau.

L’éclosion donne des nauplii après 12 à 14 heures. (Autrand M., 1990)

I.1.3.2. Développement larvaire

a. Nauplius

C’est le premier stade du développement larvaire, la longueur du corps est de 200 à

250 µm. Le Nauplius possède 3 paires d’appendices céphaliques qui servent au

déplacement par saccades comme le vol d’un papillon, et un ocelle unique médian de

couleur rouge brunâtre sur la face ventrale appelé, œil nauplien.

Les Nauplii sont dépourvus de bouche mais ils utilisent leurs propres réserves

vitellines. (Barnabé, 1991)

Cette larve est attirée par la lumière ou phototropisme positif qui facilite leur

attraction au cours de la collecte. (Autrand M., 1990)

Ce stade comprend 6 sous-stades qui durent environ 2 à 3 jours si la température est

favorable de 27 à 28°C et chaque stade est caractérisé par un changement de la forme des

appendices, des soies et des organes.


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Figure n° 3: Stade larvaire nauplius

Source : Beaumont A. et Cassier P., 1983 Tableau n° 1: Caractéristiques des sous-stades nauplii

Sous-stade Caractéristiques Nauplius 1 Forme arrondie Nauplius 2 -Individualisation de l’endopode

-Début de l’allongement du corps Nauplius 3 Appendices de plus en plus individualisés Nauplius 4 -Apparition des appendices mandibulaires

-Nette individualisation des appendices Nauplius 5 et 6 -Apparition nette des appendices mandibulaires

- Apparition de carapace Source : Sabourault M., 2001

A.1 : antennule, A.2 : antenne, B. : bouche, C. Mast : crochet masticateur, Eb. : ébauche des 4 métamères postmandibulaires et de leurs appendices, Epst. : épistome, Fu. : furca, Gl.Ant : glande antennaire, Md. : mandibule, O.N : oeil nauplien, S. : soies, T.D. : tube digestif


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Figure n° 4 : Aspect des différents sous-stades nauplii Source : Motoh, 1981

b. Zoé

C’est le deuxième stade larvaire. Il se caractérise par des changements anatomiques

et physiologiques importants. Le corps commence à s’allonger et le telson est garni de

longues soies terminales. La Zoé possède une carapace céphalothoracique, un tube digestif,

et des appendices qui permettent le déplacement par saccades en position verticale dans

l’eau et la tête s’oriente vers le haut. (Barnabé, 1991)

La Zoé se nourrit d’algues unicellulaires de petite taille, et rejette un cordon fécal

constitué d’algues à moitié digérées.

Contrairement aux nauplii, les Zoés sont très sensibles à la lumière ou

phototropisme négatif.


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Le stade dure environ 4 jours et se compose de 3 stades successifs :

- stade protoZoé caractérisé par une carapace ronde bien développée couvrant les

yeux composés, un tube digestif bien distinct et un telson bilobé ;

- stade Zoé II avec les yeux pédonculés et des épines dorsomédianes et

postérolatérales dans les segments abdominaux et;

- stade Zoé III en forme d’un corps légèrement incurvé avec le rostre bien

développé et les supra-orbitales formés.

Figure n° 5 : Stade larvaire Zoé Source : Beaumont A. et Cassier P., 1983 Tableau n° 2 : Caractéristiques des sous-stades Zoé

Sous-stade caractéristiques Zoé 1 -Carapace abdominale arrondie

-Appendices mandibulaires fonctionnels -Antennes et épines caudales bien individualisées

Zoé 2 -Paire d’yeux sessiles visibles -Apparition du rostre -Elongation de la partie abdominale

Zoé 3 -Apparition des épines dorsales et latérales sur les segments abdominaux -Antennes courtes et épaisses -Apparition des uropodes

Source : Sabourault M., 2001

A.1 : antennule, A.2 : antenne, Md. : mandibule, Mx.1 : maxillule, Mx.2 : maxille, O. : Oeil, Pmx.1 - Pmx.3 : maxillipèdes 1 à 3, Pe. : péreiopodes, U. : uropodes


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Figure n° 6 : Aspect des différents sous-stades Zoé

Source : Motoh, 1981

c. Mysis :

La larve a grossièrement l’apparence d’une petite crevette mais les pattes

thoraciques sont démesurées et dépourvues de pinces. Elle est caractérisée par un rostre

bien développé, des épines abdominales et des appendices caudaux très développés : les

péreipodes et les uropodes. (Barnabé, 1991)

Le comportement des mysis est également très différent de celui des Zoé. Elle se

déplace aussi par saccades et se tient la tête en bas avec de temps en temps de brusques

mouvements. (Barnabé, 1991)

Les mysis ont un régime carnivore assez strict, en particulier les mysis II et les

mysis III.


11

Les trois stades de mysis successifs sont séparés par des mues qui se caractérisent

par le développement et la multiplication des appendices.

Figure n° 7 : Stade larvaire mysis

Source : Beaumont A. et Cassier P., 1983 Tableau n° 3 : Caractéristiques des sous-stades mysis

Sous-stade caractéristiques Mysis 1 -Elongation du corps

-Ebauche vestigiale des pléopodes -Apparition du telson

Mysis 2 -Allongement du corps par rapport à Mysis 1 -Développement fonctionnel de pléopodes

Mysis 3 -Apparition des pléopodes -Allongement des pléopodes -Longueur : 4 mm

Source : Sabourault M., 2001

A.1 : antennule, A.2 : antenne, Pmx.2 – Pm.3 : maxillipèdes 2 et 3, P1 – P5 : pattes, U. : uropodes


12

Figure n° 8 : Aspect des différents sous-stades mysis

Source : Motoh, 1981

d. Postlarves :

A la suite d’une réelle métamorphose, la mysis III donne naissance à une jeune

crevette très semblable à l’animal adulte. Cette postlarve est caractérisée en particulier par

le nombre et la disposition des épines du rostre et les sculptures de la carapace

céphalothoracique permettant de distinguer plusieurs stades larvaires. (Barnabé, 1991)

Il y a donc acquisition très précoce de deux phases comportementales et

physiologiques distinctes : une phase diurne de repos complet et une phase nocturne

d’activités. C’est au cours de la phase nocturne que l’animal va accomplir ses principales

activités vitales : la mue, le déplacement et la prise de nourriture… (Barnabé, 1991).

Elle nage à l’horizontal mais peut aussi se déplacer vers le fond.


13

Figure n° 9 : Aspect des différents sous-stades postlarves Source : Motoh, 1981

I.1.3.3. Phase juvénile

Les jeunes crevettes ou juvéniles se caractérisent par une croissance exponentielle

très marquée jusqu’à la phase adulte. La formule rostrale et le système respiratoire sont

complets. (Andrianavalina, 2001)

Les jeunes crevettes manifestent toute une activité nocturne très importante et une

activité diurne réduite.

Ils possèdent un corps transparent.

I.1.3.4. Phase adulte

L’acquisition de la morphologie définitive est atteinte environ deux mois après

l’éclosion lorsque les caractères apparaissent et l’animal atteint la maturité sexuelle

quelques mois plus tard.


14

I.1.4. Croissance et Mue

I.1.4.1. Croissance

La croissance est liée au cycle de la mue c’est à dire qu’elle n’apparaît qu’à

l’occasion de mue. Elle est inversement proportionnelle à la taille de l’animal, plus la

crevette est petite, la période d’inter-mue est courte (Bosser, 1980). Cette croissance varie

très fortement en fonction des conditions de l’environnement telles que la température de

l’eau, la salinité, la quantité et la qualité d’aliments. (Autrand M., 1990)

I.1.4.2. Mue

La mue est l’aboutissement d’une série de processus métaboliques et

morphologiques qui, avec le rejet de l’exosquelette (cuticule, carapace ou exuvie),

permettent la croissance des crevettes. (Andrianavalina, 2001)

Elle est commandée par une hormone particulière, l’ecdysone, dont la sécrétion est

déclenchée par des stimulations externes comme le photopériode, le changement brusque

de l’environnement (température de l’eau, salinité, changement d’eau fréquente …).

Elle permet la croissance de l’animal, la régénération des appendices, l’élimination

de parasites externes…, et joue un rôle important au maturation de la fécondation car

l’acte de mue déclenche la maturité sexuelle.

I.2. Elevage de crevettes

Trois étapes dans l’élevage de crevettes sont à distinguer:

- l’élevage larvaire en écloserie ;

- le pré-grossissement dans une nurserie et ;

- le grossissement en bassins jusqu’à la taille commerciale.

I.2.1. Elevage larvaire

L’élevage larvaire s’effectue dans l’écloserie. L’écloserie est un ensemble d’unités

ayant chacune une fonction propre et devant nécessairement fonctionner de manière

synchrone, pour que la production de postlarves soit fiable et régulière.

Il est constitué par des bassins de stockage des reproducteurs, de zone de

maturation, de zone de ponte, de zone d’éclosion et d’élevage larvaire (Cf. Annexe 2).

L’écloserie prend une place importante dans l’élevage de crevettes car la qualité du

produit dans la ferme dépend de la qualité des postlarves produites par l’écloserie. En

général, une écloserie doit être installée loin de la ferme de grossissement afin de

s’affranchir des risques de dessalure ou de pollution, ou de maladies.


15

Actuellement, il existe 3 méthodes de production de postlarves dans l’écloserie :

- la méthode Japonaise ou en Eau verte ;

- la méthode Galveston ou en Eau claire et ;

- la méthode Taïwanaise ou méthode intermédiaire.

D’après le Tableau n° 4, la méthode utilisée par l’écloserie Aqualma Nosy-Be est

proche de la méthode Galveston ou en eau claire (Annexe 2).

Tableau n° 4: Différentes techniques en écloserie liées aux différentes méthodes

Méthode Japonaise Méthode Galveston Méthode Taiwanaise

Ecloserie Aqualma

Synonyme Eau verte Eau claire intermédiaire Espèces recommandées

Penaeus japonicus, P. aztecus, P. setiferus, P. duorarum

Penaeus monodon

Densité Faible autour de 10 PL par litre

Elevée environ 100 PL par litre

Moyenne : 30 à 50 PL par litre

Environ 200 PL par litre

Volume de bac d’élevage

200 m3 1 à 10 m3 10 à 50 m3 15 m3

Fertilisation et culture

De l’eau dans la culture par la fertilisation inorganique

Culture de phytoplancton et d’Artemia dans le bac autre que dans le bac larvaire

Dans le bac d’élevage en vue de démarrer le bloom algal issu d’une souche cultivée

Culture de phytoplancton et d’Artemia dans le bac autre que dans le bac larvaire

Production de PL

P20 – P30 P1 – P5 P8 – P12

Alimentation Algues phytoplanctoniques

Algues phytoplanctoniques, Artemia spp. et aliments artificiels

Algues phytoplanctoniques, Artemia spp. et aliments artificiels

Changement d’eau

Apport progressif de l’eau de mer jusqu’à l’atteinte du volume nécessaire

Renouvellement d’une partie du volume d’eau pour éliminer l’accumulation des déchets

Renouvellement d’une partie du volume d’eau pour éliminer l’accumulation des déchets

Utilisation de femelle

Ensemencement de plusieurs femelles gravides

Peu de femelles gravides

Contrôle Difficile à contrôler à cause de large volume

Contrôle strict de l’eau d’élevage (quantité et qualité des aliments)

Contrôle strict de l’eau d’élevage (quantité et qualité des aliments)

Traitement Traitement curatif et préventif

Traitement curatif et préventif

Avantage -Coûts de production moindres -Contrôle de lumière non nécessaire

-Taux de survie élevé - Risques moindres

Source: Tseng, 1987 in Voahanginirina, 1998


16

I.2.2. Pré-grossissement et grossissement

Le pré-grossissement est une étape de transition entre l’écloserie et la phase de

grossissement. Cette étape raccourcit la durée de grossissement et permet la rotation plus

rapide des bassins. Cette phase dure 10 jours à 2 mois.

Le grossissement est la dernière étape du cycle de vie des crevettes dans un milieu

d’élevage artificiel. Il s’effectue, dans la majorité des cas dans des bassins de terre à fond

argileux ; chaque bassin est alimenté en eau par une station de pompage ou plus

fréquemment par l’intermédiaire d’un canal en charge. Les crevettes sont élevées dans ces

bassins jusqu’à l’obtention de la taille commerciale.(Cf. Annexe 3)

I.2.3. Alimentation

Penaeus monodon a un régime omnivore lorsqu’il est jeune puis devient carnivore.

La nutrition des crevettes varie en fonction du cycle biologique ou du stade de

développement. (Ramahazo Harimisa, 2003)

A partir du stade Zoé, les larves se nourrissent de plancton et des microparticules.

Actuellement, les besoins quantitatifs en glucides et en vitamines sont mal connus. Ces

besoins dépendent de la taille des individus, de la biomasse et de l’environnement.

L’aliment des crevettes doit contenir des niveaux énergétiques importants pour la

locomotion, la prise de nourriture, l’entretien, la croissance et la constitution d’un nouveau

exosquelette à chaque mue. (Ramahazo Harimisa, 2003)

Tableau n° 5 : Besoins nutritifs des Crevettes Pénéides

Besoins qualitatifs Besoins quantitatifs (%) Larves Postlarves Juvéniles et adultes

Protéines 40 – 56 40 - 56 36 – 40 Lipides 20 10 - 15 6 – 7 Glucides - - - Vitamines - - - Source : Chen Kong Jung et Wiliam G., 1988


17

Chapitre II : PROBLEMATIQUE

L’écloserie de Nosy-be existe depuis 10 ans. A cause de l’ancienneté et de

l’existence de nombreux villages aux alentours, le milieu est actuellement pollué et se

dégrade. Cette pollution et cette dégradation ont de mauvaises conséquences sur l’élevage,

particulièrement du point de vue microbiologique. Même si l’eau d’élevage passe par un

traitement physique et chimique, elle est contaminée par les Vibrio spp.. La technique

appliquée par l’écloserie Aqualma est l’élevage en eau claire . Le problème qui se pose est

que cet élevage requiert des traitements préventifs et curatifs en antibiotiques. Par ailleurs,

la culture de phytoplancton et l’élevage d’Artémia s’effectuent dans un bac autre que dans

le bac larvaire donc le risque de contamination de l’élevage est inévitable.

Dans cette écloserie de Nosy-be, l’élevage commence par le stade nauplius 2

jusqu’au stade PL12. Le nauplius 1 qui vient de Moramba est de bonne qualité du point de

vue bactériologique, c’est-à-dire que la présence de souche Vibrio est rare voire

inexistante ; néanmoins, certains nauplii ont une déformation dont l’origine est inconnue.

Les Vibrio spp. sont des bactéries très fréquentes dans la crevetticulture. Ils sont

l’un de plus sérieux obstacles au développement de l’élevage car ces bactéries entraînent

une mortalité spectaculaire dans l’élevage larvaire à cause de l’inexistence du système de

défense des postlarves.

L’utilisation massive de l’antibiotique ne répond pas aux normes

internationales : Norme Label rouge car les résidus de l’antibiotique dégradent

l’environnement et nuisent à la santé humaine.


18

Chapitre III : GENERALITES CONCERNANT LES VIBRIONACEAE

Ce chapitre est consacré à l’étude des données biologiques de base sur les Vibrio spp.

II.1. Taxonomie

II.1.1. Taxonomie biologique

Selon LAMBIN S. et GERMAN A. en 1976, d’après les ressemblances

morphologiques et physiologiques, les Vibrionaceae sont classées en :

Embranchement : SCHIZOMYCETES

Sous embranchement : EUBACTERIA

Classe : ASPORULEES

Ordre : SPIRILALLES

Famille : VIBRIONACEAE

Dans la famille de Vibrionaceae 4 genres sont à distinguer : Vibrio,

Photobacterium, Aeromonas et Plesiomonas. (L. Sutra et al, 1998)

II.1.2. Taxonomie moléculaire

Dans cette famille, les ressemblances morphologiques et biochimiques des genres

ne présupposent pas l’existence de similitude moléculaire, G+C% est de 38 à 51% pour les

Vibrio, pourcentage superposées à celui des Photobactérium 40 à 44%, et de Plesiomonas

51%, celui d’Aeromonas est sensiblement plus élevées 57 à 65 % (Veron M. et Popoff,

1989).

II.2. Définition

La famille des Vibrionaceae a été décrite en 1965 par Veron. Les critères ont été

basés sur des similitudes morphologiques et physiologiques avec le Vibrio cholerae qui a

été choisi comme espèce- type de référence.

Les Vibrionaceae sont des bacilles à gram négatif, mobiles et aéro-anaérobies

facultatifs. Ils croissent sur des milieux de culture ordinaire, réduisent les nitrates en

nitrites, donnent une réaction d’oxydase positive et dégradent les glucides par métabolisme

fermentatif.


19

Cette définition permet de distinguer les Vibrionaceae des Entérobactericeae qui

ont une oxydase négative, et des Pseudomonadaceae qui sont aérobies strictes et qui

dégradent les glucides par métabolisme oxydatif. (Veron M. et Popoff, 1989)

II.3. Morphologie

Les Vibrionaceae sont des bacilles en forme de bâtonnets droits (Aeromonas spp.)

ou incurvés ou en virgules (Vibrio spp.), cet aspect en virgule peut disparaître au cours des

repiquages en laboratoire mais l’aspect incurvé peut se rencontrer chez les Photobacterium

spp.

Ces bacilles ont un diamètre de 0,5 µm environ, la longueur est variable en milieu

gélosé, il est fréquent d’observer côte à côté de forme longue (4 à 5 µm) et des formes

coccobacillaires trapues (1 à 1,5 µm).

Les Vibrionaceae ne sporulent pas mais quelques espèces peuvent être capsulées

(Vibrio parahaemolyticus), elles effectuent un mouvement vibratoire d’où leur nom.

(Sutra L. et al., 1998) ; mais quelques espèces sont immobiles comme l’Aeromonas

salmonicida. La mobilité est due à la ciliature polaire ou mixte. La plupart des espèces

Vibrio spp. ont des flagelles épais de 25 à 30 µm de diamètre et de 2 à 4 µm d’amplitude.

(Veron M. et Popoff, 1989)

II.4. Culture et croissance

Les Vibrionaceae poussent sur un milieu ordinaire sans exigences nutritives

particulières. La température optimum de croissance varie entre 28 et 37°C selon les

espèces, mais elles poussent toutes en général à 30°C, à un pH alcalin de 7 à 9. Des

nombreuses espèces des Vibrio sont exigeantes en NaCl et certaines espèces peuvent

supporter des concentrations allant de 20 jusqu’à 25 ‰ voire 35 ‰. (Veron M. et Popoff,

1989)

Sur le milieu gélosé, après 18 heures d’incubation, des colonies lisses de 1,5 à 2

mm de diamètre, rondes à bords bombés, plates brillantes ou translucides (Vibrio

cholerae), bombées et opaques (Aeromonas spp.) sont obtenues. En milieu liquide, la

croissance est très rapide et presente des troubles. Parfois en culture non agitée, la présence

d’un fin voile en surface (Vibrio spp.) ou d’une collerette (Aeromonas spp.) est à noter.

II.5. Structure biochimique

Toutes les espèces sont aéro-anaérobies facultatives avec un métabolisme

respiratoire oxydatif en aérobiose et fermentatif en anaérobiose.


20

La réaction d’oxydase est toujours positive mais 3 espèces seulement sont oxydases

négatives : Vibrio metschinikovii, Vibrio gazogenes et Photobacterium phosphorium.

Certaines souches sont capables d’émettre de la lumière ou souches luminescentes.

Cette luminescente se produit par un mécanisme redox aérobiose, catalysé par un type

unique d’enzymes : la luciférase, selon la réaction suivante (Voahanginirina, 1998) :

FMNH2 + O2 + R – COH FMN + H2O + R – COOH + hν

FMNH2 : Flavine-adenine-mononucléotide, transporteur d’électron à l’état réduit

R – COH: aldehyde

hν : photon

Les Vibrio spp. luminescents sont: Vibrio fischeri, Vibrio logei, Vibrio harveyi et

Vibrio splendidus. Ces souches luminescentes forment des colonies vertes sur le milieu

TCBS (saccharose -).

Ces caractères biochimiques sont très importantes pour l’identification des souches

lors de l’utilisation de la galerie biochimique.

II.6. Pathogénicité

Certains de ces bactéries peuvent être produisent des agents pathogènes pour les

crevettes comme les toxines et les enzymes. Les toxines engendrent une nécrose de

l’épiderme de la cellule. Ces bactéries pathogènes produisent des infections généralisées

des larves de crevettes, lesquelles sont dépourvues des mécanismes de défense nécessaires

pour lutter contre les agents pathogènes. (Sano M. et al, 1999a)

Les Vibrio spp. pathogènes pour les larves sont : Vibrio alginolyticus, Vibrio

anguillarium, Vibrio harveyi, Vibrio parahaemolyticus, Vibrio vulnificus….

Les Vibrio cholerae O1 et O139 déclenchent des épidémies chez l’homme et

peuvent être nommées vibrions cholériques, il existe aussi des Vibrio cholerae non

déclencheur de choléra mais s’ils possèdent les toxines.

Les vibrions non cholériques ne produisent pas de toxine analogue à la toxine

cholérique, mais possèdent d’autres facteurs de pathogénicité, des entéroxines, des

hémolysines et des capsules polysaccharidiques. En particulier, les souches pathogènes de

Vibrio parahaemolyticus produisent deux hémolysines : une hémolysine thermostable

luciférase


21

directe (Thermostable Direct Hemolysin ou TDH) et une hémolysine apparentée à

l’hémolysine thermostable directe (Tdh-Related Hemolysin ou TRH). Tous les isolats de

Vibrio parahaemolyticus associés à une gastoentérite produisent l’une et/ou l’ autre de

ces hémolysines.

Les souches de Vibrio vulnificus produisent un grand nombre de composés extra-

cellulaires, le plus étudié est l’hémolysine-cytolysine thermostable spécifique de l’espèce.

Elle est produite par toutes les souches de l’espèce, d’origine humaine, alimentaire ou

environnementale.

Selon Lewis et al en 1982 (in Voahanginirina, 1998), 104 bactéries par ml suffisent

à provoquer l’agrégation des larves et une concentration de 105 de Vibrio spp. entraînent

des mortalités chez les larves. Pour le Vibrio harveyi, qui est une bactérie luminescente,

une concentration de 100 CFU/ml provoque la mort des larves après 48 heures.

L’aquaculture de crevettes est une activité récente à Madagascar mais elle est

actuellement devenue une réalité économique. Penaeus monodon est la seule espèce

élevée par l’Aqualma à cause de la croissance rapide et de la bonne adaptation au milieu.

L’augmentation de la population des bactéries surtout les Vibrio spp. est très fréquente aux

stades larvaires et postlarvaires car les aliments administrés sont en grande quantité et les

restes d’aliments induit la prolifération des microbes. Et ces problèmes bactériologiques

provoquent l’augmentation de taux de mortalité de postlarves dans l’écloserie et aussi des

impacts négatifs sur la qualité des produits comme l’utilisation massive des antibiotiques

qui nuit à la santé humaine, accoutumance et engendre la dégradation de l’environnement.

Donc, la deuxième partie de ce mémoire va traiter de la méthodologie de la recherche et les

matériels utilisés pour atténuer sinon éradiquer les effets pervers des produits utilisés.

AQUALMA Matériels et méthodes

22

AQUALMA Contexte générale et problématique

22

Deuxième partie : MATERIELS ET METHODES

Cette partie décrit les matériels et les méthodes utilisés durant la réalisation de

l’étude ainsi que leurs avantages et leurs inconvénients.

Chapitre I : Présentation de l’étude

I.1. Objectifs

Dans cette présente étude, l’objectif principal fixé est la diminution de l’utilisation

de l’antibiotique en mettant au point une méthode de traitement curatif. La connaissance de

l’évolution quantitative et du seuil critique de pathogénicité des flores Vibrionaceae

permettent en conséquence :

� d’améliorer le taux de survie en stade P8,

� d’améliorer la qualité microbiologique des postlarves par la maîtrise du traitement

biologique (probiotique) et par les interventions mécaniques (changement d’eau,

vide sanitaire),

� de produire des postlarves label rouge, la norme label rouge répondant aux critères

suivants :

� traçabilité de l’animal, c’est-à-dire l’ identification de l’animal du point de

vue de son origine et de la conduite d’élevage,

� utilisation d’aliments sans OGM et sans farine d’animaux terrestre,

� non utilisation de traitements systématiques en antibiotique et interdiction

de l’administration de certains antibiotiques non autorisé.

I.2. Points forts

Cette étude est basée sur les traitements des données existantes d’élevage, donc les

résultats sont fiables car ils sont issus de l’élevage durant 2 années productives. Et elle

permet d’améliorer les techniques d’élevage à partir de l’expérience vécue.

I.3. Points faibles

Durant les deux années productives, les protocoles d’élevage ne sont pas les mêmes

surtout au niveau du traitement (antiparasitaire et antibiotique) et intervention (changement

d’eau). Les médicaments utilisés, la fréquence et la quantité de changement d’eau

dépendent de la consigne donnée par le biologiste. Et l’aliment de crevettes est en fonction

de la disponibilité et du prix du marché. Donc, il est difficile de sélectionner les fiches

d’élevage issues du même protocole.


23

L’observation de l’animal dépend de chaque biologiste et de l’échantillonnage.

Pour l’observation bactériologique, l’identification de souches de bactéries et leur

comptage est difficile car elle dépend aussi de l’appréciation de chaque technicien.

I.4. Planning de l’étude

Tableau n° 6: Planning de l’étude lieu Durée

(mois) Fev 03

Mar 03

Avr 03

Mai 03

Jui03

Jul 03

Aou03

Sep 03

Oct 03

Nov03

Dec03

Jan04

Fev04

Mar04

Stage Élevage larvaire

NB 4

Labo bactério

NB 1

Collecte et analyses des données

NB 5

Rédaction

NB

Correction

TN

Bibliographie

NB/

TN

NB : Nosy-Be

TN : Antananarivo

Source: Auteur,2003

Le stage de mémoire au sein de l’écloserie Nosy-Be s’est déroulé en 8 mois, le

commencement du stage a été le 05 Février 2003 et il s’est terminé le 05 Octobre 2003.

Afin de mieux assimiler les techniques d’élevage et les techniques de suivi

bactériologique , il s’est avéré nécessaire de débuter le stage dans le service élevage

larvaire et dans le laboratoire contrôle qualité. C’est dans le but de faciliter les collectes et

les analyses des données.


24

Chapitre II : Matériels Ce chapitre va permettre l’identification des matériels utilisés, les avantages ainsi

que les inconvénients.

II.1. Matériels utilisés

Cette étude concerne l’élevage larvaire de Penaeus monodon de stade nauplius 2

(Nii 2) jusqu’aux postlarves 7.

Les fiches techniques d’élevage larvaire et de suivi bactériologique durant les

années productives 2001 et 2002 ont été utilisées au cours de l’investigation pour

déterminer l’évolution et le seuil critique de pathogénicité des flores Vibrionaceae afin de

sortir les données nécessaires et importantes pour le traitement statistique.

Pour que les données soient bien exploitées, il s’est avéré nécessaire d’utiliser des

logiciels de statistiques STAT-ITCF (Cf. III.3. Méthode de traitement de données).

II.2. Avantages

Les fiches techniques ont été bien classées et les données nécessaires ont été

suffisantes pour la réalisation de l’étude.

La société dispose de matériels informatiques pour stocker les bases des données et

le logiciel STAT-ITCF permet de traiter les données qualitatives et quantitatives.

II.3. Inconvénients

Les fiches d’élevage ne sont pas stockées dans les bases des données alors que la

société dispose des moyens nécessaires ; la collecte et l’enregistrement de ces données ont

occasionné une perte de temps considérable.

Le logiciel STAT-ITCF n’a pas pu permettre l’exploitation de toutes les données

car sa capacité est limitée.

Chapitre III : Méthodes

Pour le bon déroulement de l’étude, elle s’est divisée en deux parties. Un stage

technique a d’abord été effectué pendant deux mois pour se familiariser avec la méthode de

conduite d’élevage et la méthode de suivi bactériologique ; suivi ensuite du traitement des

données.

Dans ce chapitre, la description de la méthode de conduite d’élevage, la méthode de

suivi bactériologique adoptée par l’écloserie Aqualma de Nosy-Be et la méthode de

traitement de données utilisées pour la réalisation de l’étude sont traitées et étudiées.


25

III.1. Méthode de conduite d’élevage

L’élevage larvaire consiste à reproduire, dans un environnement contrôlé, les

conditions nécessaires au développement des larves dans leur milieu naturel ; allant du

nauplius jusqu’au transfert de postlarves (P8) dans la nurserie ou directement dans la ferme

de grossissement.

Les activités dans l’élevage larvaire sont résumées dans la figure ci-dessous :

Figure n° 10 : Diagramme de production et suivi de condition d’élevage

Source : Aqualma, 2003

Nurserie : P8 à P12

Préparation de bac

Ensemencement de Nauplii

Elevage larvaire :

Nauplius à P8

Expédition

Vide sanitaire

-Nettoyage, remplissage -Paramètres physico-chimiques

-Acclimatation -Observation

-Comptage, observation et paramètres -Aliment : algues, microparticules, Artemia) -Intervention et traitement -Suivi bactériologique

-Estimation poids moyen -Observation, paramètre, aliment -Manipulation : salinité, siphonnage et changement d’eau

-Préparation du bac -Transfert -Acclimatation

-Culture d’algues -Elevage d’Artemia

-Paramètres -Emballage -Transfert

-Chloration -Démontage -Séchage


26

III.1.1. Préparations des bacs

Avant le remplissage en eau de mer, les bacs sont nettoyés abondamment avec du

savon, puis rincés. Ce nettoyage est suivi de rinçage à l’eau douce pour éliminer le reste

de chlore durant le vide sanitaire et pour assurer la propreté du bac avec un assec de 6

heures au minimum puis remplissage en eau de mer traitée avec de l’EDTA, qui est un

chélateur de métaux lourds qui sont toxique pour les Postlarves. Donc, le bac doit être

bien propre avant l’ensemencement des nauplii.

III.1.2. Ensemencement des Nauplii

Durant l’ensemencement, l’acclimatation des nauplii dans un nouveau milieu est le

plus important car le changement de milieu peut entraîner des problèmes sur l’animal par

les phénomènes de stress, et la différence de température entre l’eau du bac et celle de

l’eau des nauplii transférés peut entraîner de pertes sur l’élevage.

Par ailleurs les nauplii sont versés litre par litre pour ajuster les paramètres physico-

chimiques de l’eau afin de limiter leurs taux de malformation et de mortalité.

III.1.3. Alimentation

Trois (3) types d’aliments sont utilisés au cours de l’étude. Ce sont :

- le phytoplancton, le premier aliment distribué aux larves à partir du stade Zoé 1

jusqu’au stade postlarve si nécessaire pour entretenir le milieu d’élevage.

- les microparticules sous plusieurs granulométrie correspondant aux différents

stades larvaires et ;

- les Artemias obtenus après l’incubation des cystes d’Artemia salina, constituant

l’aliment frais pour les larves à partir du stade Zoé3 jusqu’à la fin de l’élevage

larvaire et postlarvaire.

III.1.4. Suivis quotidiennes

Elles constituent un élément essentiel du contrôle, du suivis et de performance car

elles permettent de prévoir l’évolution des élevages.

a. Observation des paramètres physico-chimiques

Les mesures des paramètres physico-chimiques sont faites à la même heure avec

des appareils identiques régulièrement étalonnés par le responsable du Contrôle Qualité.

Les paramètres suivis sont la température, la salinité et le pH etc. :

� la température est enregistrée deux fois par jour à l’aide d’un thermomètre ;


27

� la salinité est mesurée à l’aide d’un salinomètre et ;

� le pH est mesuré deux fois par jour à l’aide d’un pH-mètre électronique. Le matin à

5 heures et l’après-midi à 15 heures.

b. Observations directes

Elles ont pour but d’apprécier la densité et la qualité des animaux dans le bac

d’élevage à partir du comptage, de l’examen général des animaux et de la qualité du milieu

d’élevage.

b.1. Comptage

L’estimation du nombre des animaux dans le bac permet d’estimer le taux de survie

et de connaître la densité de larves dans le bac. Ces nombres sont obtenus à partir de 3

échantillons d’un litre prélevés à chaque point de bullage.

b.2. Etat de l’animal

L’échantillon dans un gobelet d’un litre permet d’observer directement à l’œil nu

l’état des animaux, l’état d’activité, le nombre de faibles, le nombre de morts, le nombre

d’anciens morts et le phénomène de mue. Cet échantillon permet aussi de déterminer le

taux de passage au stade larvaire suivant.

b.3. Qualité du milieu d’élevage

La propreté du bac doit être évaluée soit par l’observation du milieu soit en

regardant à l’intérieur en examinant le fond. Des suivis des paramètres physico-chimiques

(pH et salinité) et biologiques sont également réalisés afin d’éviter tout risque de

problèmes qui pourraient intervenir durant l’élevage et nécessitant de prendre de mesure

corrective notamment pour garantir la qualité de l’eau d’élevage.

c. Observations à la loupe binoculaire

Ces observations permettent de déterminer le stade larvaire de l’animal ainsi que les

maladies éventuelles causées par les bactéries et les parasites.

Les observations de l’animal se font trois fois par jour ou plus lorsque les bacs ont

de problèmes ; l’animal doit être manipulé délicatement pour le maintenir en bon état.

Les biologistes observent :

- le stade de développement ;

- l’état de réplétion par l’observation du tube digestif très plein, ½ plein, vide… ;

- les signes des maladies comme les nécroses internes, nécroses externes, pattes

grises, antennes grises… ;

- les malformations ;


28

- les signes de stress par l’observation de l’état des chromatophores en expansion ou

non chez les postlarves, bien distinct pour les animaux normaux, les antennes

tordues…et ;

- les propriétés et formules rostrales des postlarves.

III.1.5. Interventions zootechnique et sanitaire

Pendant le stade nauplius, aucune intervention ne doit se faire, sauf pour effectuer

des fréquentes observations à l’œil nu et à la loupe binoculaire pour déterminer et suivre

l’évolution des stades de développement.

a. Dessalure et sursalure

Ce sont des procédures d’élevage car les paramètres physico-chimiques de

l’élevage larvaire ne sont pas identiques à ceux du bassin de grossissement. Pour la

salinité, l’acclimatation s’effectue progressivement au cours de l’élevage larvaire à raison

de 2 à 3 unités par jour pour éviter le changement brusque du milieu et dès que la totalité

des larves sont au stade Zoé III. Ces procédures peuvent aussi être utilisées comme

intervention dans l’élevage car leur application peut déclencher le phénomène de stress

entraînant la mue de l’animal indispensable à la croissance et au renouvellent de la

cuticule. (Cf. Annexe 4)

b. Changement d’eau

C’est une intervention mécanique pour prévenir les proliférations bactériennes et

parasitaires, réduire l’accumulation des métabolites et enlever les Artemias non ingérés.

Toutefois, un changement d’eau en cas de problèmes dans le bac peut se faire pour

observer une maladie, retard de mue ou une turbidité trop élevée. Ce changement d’eau est

réalisé systématiquement au stade postlarve, soit par circulation dans le bac en utilisant un

filet maillant de différentes tailles pour éliminer les particules solides flottantes dans le bac

et pour apporter de l’oxygène, soit par circulation ouvert c’est-à-dire en renouvelant une

partie du volume de 50 à 70%.

c. Siphonnage

Il consiste à débarrasser les restes d’aliments et de particules solides, en les aspirant

par un tuyau, qui se trouvent au fond du bac après son observation directe de l’état du bac.

III.1.6. Traitements médicamenteux et biologiques

Les traitements consistent en un traitement chimique (antiparasitaire et

antibiotique) et/ou en un traitement biologique (probiotique). Ils sont effectués pour tuer

les bactéries (bactéricide) et/ou pour freiner leur développement (bactériostatique).


29

a. Antiparasitaire

Le Zoothamnium spp. est le parasite externe le plus fréquent dans l’élevage

larvaire. L’abondance de ce parasite peut entraîner l’asphyxie de l’animal. Il est

fréquemment observé à partir du sixième jour d’élevage. Le formol est le produit le plus

utilisé pour prévenir et pour tuer les parasites. Sa dose est de 5 à 50 ppm selon le cas (âge

de la larve, degré de la maladie et la période d’utilisation). Après l’utilisation du formol,

les changements d’eau fréquents s’avèrent nécessaires et indispensables (plus de 30%).

b. Antibiotique

Les traitements aux antibiotiques sont nécessaires dès que les larves sont atteintes

par des bactéries ou si un signe de maladie a été détecté dans l’élevage entraînant la

mortalité, les nécroses, les malformations, les pattes grises etc….

c. Probiotique

C’est une lutte biologique, il est utilisé de façon systématique. La souche utilisée

comme probiotique est une souche formant de grosse colonie jaune sur TCBS. Cette

souche est non pathogène et permet de développer une flore de compétition aux autres

souches non favorables pour assurer l’équilibre bactérien dans le bac.

III.1.7. Vide sanitaire

Le vide sanitaire est nécessaire à chaque fin de production afin d’éliminer les

microrganismes (bactéries, virus et parasites) existants dans la production précédente et

pour que la production suivante recommence à des niveaux de contamination faible.

A chaque fin de production, le vide sanitaire complet de l’écloserie est précédé par

un nettoyage et désinfection. Tous les réseaux d’eau sont chlorés, les réseaux d’air sont

gazoformolés et les tuyaux dans le bac sont démontés puis mis à sec pendant la période de

vide sanitaire qui dure une semaine à un mois.


30

III.1.8. Enregistrement des données

Il consiste à enregistrer les résultats des mesures (température de l’eau, salinité et

pH) des analyses, des observations ainsi que les évènements marquants dans des fiches.

L’enregistrement de toutes les données est indispensable pour contrôler le travail

des opérateurs. Il constitue la mémoire de l’écloserie et permet de faire évoluer la

technique par l’analyse des données obtenues.

Cette méthode de conduite d’élevage est très importante car elle permet de

comprendre les différentes étapes des techniques utilisées afin d’aboutir aux données

nécessaires pour l’analyse.

III.2. Méthode de suivi bactériologique

Le suivi bactériologique est effectué par le service contrôle qualité. Il a pour but

d’assurer l’autocontrôle dans l’écloserie de l’amont jusqu’en aval de la production, c’est-à-

dire le contrôle de l’évolution des bactéries dans l’élevage. Ce service travaille étroitement

avec le service élevage car il doit fournir les résultats de l’analyse à ce dernier.

Les différentes étapes de l’approche par la méthode de suivi bactériologique sont :

III.2.1. Méthode de culture

Les Vibrionaceae sont les bactéries les plus fréquentes. Elles sont analysées

systématiquement par l’utilisation d’un milieu gélosé TCBS (Cf. Annexe 7), c’est un

milieu spécifique pour les Vibrionaceae où les autres souches sont inhibées ou en faible

croissance.

Le suivi quantitatif des flores est effectué 4 fois par jour pour les larves et 2 fois

seulement pour les postlarves. Le plan d’échantillonnage est renforcé lorsque le bac a de

problème.

Le broyat de larves est pipeté dans un tube stérile contenant 10 ml d’eau de mer

stérile, alors une solution mère est obtenue. La dilution décimale de la solution mère est

effectuée pour avoir la solution nécessaire (10-1, 10-2...). Pour le broyat de larves, la

solution mère et la dilution 10-1 sont les plus utilisées par l’ensemencement en surface sur

la gélose en boîte de Pétri.

L’incubation dure au minimum 18 heures à la température de 37°C. Elle est suivie

de la lecture et du dénombrement.


31

III.2.2. Dénombrement

La lecture est réalisée à partir de l’aspect des colonies présentes sur la gélose :

� Colonie jaune : saccharose (+)

� Colonie verte : saccharose (-)

Tableau n° 7 : Aspects des colonies sur la gélose couleur caractère Taille contour profil humidité forme Jaune Clair Petite < 1mm Irrégulier Plat Humide ou

brillante Ronde

Verte Laiteux Moyenne 1-3 mm Régulier Pointu Sèche ou mate

Ovale

Jaune – verte

Centre noir Grande > 1mm Net Mamelonné

Centre jaune

Flou Concave

Bombé Source : Voahanginirina, 1998

Le dénombrement est obtenu en utilisant la formule suivante :

Source : Voahanginirina, 1998

N : nombre de CFU par larve N’ : nombre de CFU par ml C : somme des colonies comptées sur les géloses n : nombre des larves broyées n1 : nombre de boîte ensemencée à la 1e dilution n2 : nombre de boîte ensemencée à la 2e dilution

V : volume des échantillons à ensemencer v : volume de dilution d1 : taux de la première dilution

Remarque : - pour les eaux d’élevage, le résultat est en CFU/ml et pour le broyat le

CFU/ml doit être transformé en CFU/larves

- si la somme de colonie comptée est nulle, le C prend la valeur de la dilution

c’est-à-dire que pour la dilution 10-1 la valeur de C =10, pour le 10-2 C =100

x

C

x

v

(n1 + 0,1 n2) d1

1

x

n V

N (CFU/larve) =

C

(n1 + 0,1 n2) d1

x

1

V

N’ (CFU/ml) =


32

III.2.3. Identification

Le type de souche isolée est identifié à l’aide de galerie API 20 NE (cf. Annexe 10).

Cette galerie est un système d’identification de bactéries non entérobactériacés

(Pseudomonas, Vibrio, Aeromonas, Morexella...) et elle est constituée par 8 tests

biochimiques et 12 tests métaboliques (Cf. Annexe 9).

Tableau n° 8 : Différente souche fréquemment isolée dans l’élevage larvaire de Nosy-Be

Souche Couleur Forme Taille Contour Profil Réfringence

Galerie API

Jaune laiteuse Arrondie Moyenne Régulier Bombé Opaque V. alginolyticus Laiteuse Arrondie Petite Régulier Bombé Opaque Non identifié Laiteuse Arrondie Moyenne Régulier Mamelonné Opaque V. alginolyticus Claire Arrondie Moyenne Régulier Mamelonné Opaque V. alginolyticus Foncée Arrondie Moyenne Régulier Mamelonné Opaque Non identifié Foncée Arrondie Moyenne Régulier Pointu Opaque Non identifié Laiteuse Arrondie Grande Régulier Bombé Opaque V. alginolyticus Foncée Arrondie Grande Régulier Mamelonné Opaque Non identifié Foncée Arrondie Moyenne Irrégulier Mamelonné Opaque Non identifié Verte Arrondie Moyenne Régulier Mamelonné Opaque Aeromonas

sobria Foncée Arrondie Moyenne Régulier Mamelonné Opaque Non identifié Verte Foncée Arrondie Petite Régulier Bombé Opaque Schewanella

putrefasciens Foncée et

centre noire

Arrondie Petite Régulier concave Opaque Schewanella putrefasciens

Laiteuse luminescente.

Arrondie Petite Régulier bombé Opaque V. parahaemolyticus

Source : Voahanginirina, 1998

Les différentes étapes de suivi bactériologique permettent de détecter la présence

éventuelle de bactérie au niveau de l’eau et de crevette, permettant ainsi d’apporter le

traitement adéquat après mise en œuvre d’un antibiogramme et de la CMI (Cf. Annexe 8).

Les résultats de ce suivi permettent aussi de sélectionner et d’isoler les souches utilisées

comme probiotiques.


33

III.3. Méthode de traitement de données

Cette méthode est constituée par trois étapes dont la collecte de données, le choix

de données et l’étude statistique.

III.3.1. Collecte de données

Les données sont collectées à partir de fiches techniques d’élevage larvaire et de

fiches de suivis bactériologiques.

III.3.2. Choix de données

Le choix est basé sur le taux de survie avant le transfert en nurserie, c’est-à-dire le

taux de survie au stade P8.

Le tableau ci-dessus montre les critères de choix des données.

Tableau n° 9 : Critères de choix des données

Résultats Code Taux de survie au stade P8

(%)

Bon BON ≥ 60

Mauvais MAL < 60

Chloré CLE Chloré

Source : Auteur, 2003

Cet échantillonnage nous permet de sélectionner les bacs nécessaires pour

l’analyse. Pour cela 180 bacs composés de 1872 individus ont été analysés.

III.3.3. Etudes statistiques

a. Variables

La variable est un caractère qui fait le sujet de l’étude. Lorsque cette variable n’est

pas mesurable, elle est dite qualitative ou non métrique. Et dans le cas contraire, elle est

dite quantitative ou métrique.

Les fiches techniques d’élevage et les fiches de suivi bactériologique permettent de

selectionner les variables prises en compte dans l’analyse statistique.


34

Tableau n° 10 : Variables prises en compte dans l’analyse

Code Variables nature unité composition

RP8 Résultats de taux de survie au P8

qualitative Très bonne, bonne, moyenne, mauvaise, très mauvaise et chlorée

Jr Jour d’élevage qualitative Jour 1 à Jour 17 STD Stade de

développement qualitative Nauplii aux

Postlarves SAI Saison d’élevage qualitative Pluvieuse et sèche NE Nécrose externe quantitative % NI Nécrose interne quantitative % MTL mortalité quantitative % par litre FBL Larve Faible quantitative % par litre CHG Changement d’eau qualitative Oui ou non ATB Traitement en

antibiotique qualitative Oui ou non

DES Dessalure qualitative Oui ou non TJV TCBS total quantitative CFU/ml VL Souche verte

luminescente quantitative CFU/ml

Jp Souche jaune probiotique

quantitative CFU/ml

RVJ Ratio vert et jaune quantitative Source : Auteur, 2003

Comme il s’agit des données quantitatives et des données qualitatives, l’AFCM est

utilisé pour l’analyse. Avant cette analyse statistique à l’AFCM, les variables sont divisées

en classe.

Pour atteindre l’objectif de l’étude, les variables utilisées sont les suivantes :

� pour le seuil critique de pathogénicité :

• résultats de taux de survie au stade postlarve P8 (RP8) : ces variables sont

utilisées pour voir les résultats du bac, c’est-à-dire les taux de survie des

postlarves au stade P8. Les résultats se subdivisent en 3 classes :bon bac,

mauvais bac et chloré (cf. tableau n° 9).

• stade de développement (STD) : cette variable sert à déterminer le stade

pendant lequel la prolifération bactérienne est fréquente. C’est une variable

quantitative composée par les différents stades de développement des larves

et postlarves, notamment nauplius, Zoé, mysis et postlarve.

• état de l’animal :cette variable est composée de variables mortalité (MTL)

et faible (FBL). Elles servent à identifier l’existence des relations entre

l’état de l’animal et le suivi bactériologique.


35

• signe de maladie :cette variable est composée de variables nécrose interne

(NI) et nécrose externe (NE). Elles sont indispensables pour l’identification

de relation entre la quantité bactériologique et le signe de maladie.

• suivi bactériologique :composé de variables :

- total verte et jaune (TJV) : elle sert à déterminer la quantité optimale de souches

qui provoque le mauvais résultat du bac, cette quantité correspond au seuil critique

de pathogénicité,

- souches vertes luminescentes (VL) : elles sont très importantes car ces souches sont

les plus pathogènes et entraînent la mortalité des larves. L’étude consiste à

déterminer la quantité critique des souches provoquant le mauvais résultat,

- ratio vert et jaune (RVJ) : il est obtenu par le rapport entre les quantités de colonies

vertes et jaunes. Il sert à déterminer l’équilibre bactérien,

- jaune probiotique (JP) : elle est inoculée dans le bac pour le traitement probiotique.

Elle permet de voir son impact sur le résultat de l’élevage (négatif ou positif).

� Pour l’évolution du système bactérien : le système bactérien dans le temps (jour,

saison), dans l’espace (stade de développement) et l’effet de l’intervention

(changement d’eau, antibiotique, dessalure) sont mis en évidence.

L’évolution des souches (TVJ, VL, JP) a pu être étudiée à partir des variables sus-

citées :

• jour d’élevage (JR): c’est une variable qualitative correspondant au premier

jour d’élevage dans l’écloserie (stade nauplius 2) jusqu’à la production P8

c’est-à-dire au 17è jour d’élevage ;

• saison (SAI) : c’est une variable qualitative composée de saison sèche (Mai-

Octobre) et saison des pluies (Novembre-Avril) ;

• intervention : elle est composée de trois variables dont le changement d’eau

(CHG), la dessalure (DES) et le traitement en antibiotique (ATB). Ces

variables sont des variables qualitatives montrant s’il y a intervention ou

non. A part leur impact sur le système bactérien, elles permettent de juger

de l’efficacité de l’intervention surtout l’intervention mécanique (CHG et

DES).


36

b. Analyse Factorielle de Correspondance Multiple (AFCM)

Dans l’étude menée, les relations à dégager sont faites à l’aide de l’AFCM. La base

de données est formée par un tableau bidimensionnel.

b.1. Principe

Une matrice de données de n variables (qualitative et quantitative) et de p individus

a été utilisée pour l’analyse.

b.2. Avantage

L’AFCM est particulièrement bien adaptée aux problèmes zootechniques et aux

données qui contiennent des variables quantitatives et qualitatives. Elle extrait les

principaux axes factoriels qui expliquent la répartition des variables et des individus dans

l’espace multidimensionnel.

b.3. Processus d’analyse

La présentation et l’interprétation des résultats de l’AFCM sont réalisées à partir

des représentations graphiques ou carte factorielle. Le tableau bidimensionnel est constitué

par la ligne i qui contient les différentes variables à expliquer et la colonne j qui contient

l’ensemble des observations. L’interprétation de l’axe factoriel a été proposée.

Avant l’AFCM, les variables doivent être transformées en classe. Cette

transformation est nécessaire pour faciliter l’interprétation des résultats et pour mieux

éclaircir les axes factoriels.

b.4. Interprétation des résultats

Etude de la variable

Dans l’étude de variables, 3 colonnes sont à observer :

� la première colonne contient la modalité des variables et leur situation dans l’axe

(abscisse et ordonnée) ;

� la deuxième colonne donne la qualité de la représentation. Elle explique de quel axe

les modalités sont les plus caractéristiques et ;

� la troisième colonne constitue la part d’inertie des modalités dans la construction

des axes.


37

Sélection des modalités

Dans la sélection des modalités à effets faibles, il est indispensable de considérer

les contributions d’un plus grand nombre de variables. Donc, la sélection des modalités

dépend des deux critères suivants :

� le premier critère est de déterminer les contributions relatives de toutes les

modalités (CRTM) dans la construction d’un axe et ;

CRTM = 100 / nombre total de modalités

� le deuxième critère est basé sur la définition d’un seuil minimum de la qualité de

représentation des modalités sur un axe. Ce seuil est estimé à 10 %.

Les modalités qui répondent aux deux critères sont prises en compte lors de

l’analyse. C’est-à-dire que, le CRTM est supérieur ou égal à 100 / nombre total de

modalités et le seuil est supérieur ou égal à 10 %.

Choix des axes à analyser

Ce choix est dicté par le fait que le maximum de participation équilibré de modalité

en nombre soit rempli.

L’étude n’a pas pu être menée à terme sans l’utilisation des différents matériels. Ils

nous ont été bénéfiques grâce à leur exploitation et malgré l’existence de quelques

inconvénients rencontrés durant la recherche.

Pour que les traitements de données soient bien fiables, il s’est avéré nécessaire de

connaître la méthode de conduite d’élevage et le suivi bactériologique car les données à

traiter sur les fiches, utilisées pendant la collecte des données, sont issues de ces deux

méthodes. L’analyse de la relation entre la conduite d’élevage et le suivi bactériologique a

permis de préciser le seuil critique de pathogénicité de Vibrionaceae et de dégager leur

évolution.

A partir de la méthode de traitement de données qui consiste en une étude

statistique (Analyse Factorielle de Correspondance Multiple ou AFCM), les résultats et les

propositions d’amélioration ont été sortis et initiés ; ce qui amène à la troisième partie de

cet ouvrage.


38


38

Troisième partie : RESULTATS ET PROPOSITIONS Cette partie est consacrée essentiellement à la présentation des résultats de l’analyse

statistique, des interprétations, des propositions d’amélioration et des recommandations.

Chapitre I : Résultats et interprétations

L’analyse statistique sur le logiciel STAT-ITCF a permis de faire sortir l’évolution

et le seuil critique de pathogénicité des flores Vibrionaceae, par les résultats et

interprétations du tableau de BURT et des axes factoriels. Ces deux résultats sont

dépendants et complémentaires.

I.1. Evolution de flores Vibrionaceae

Pour la fiabilité des résultats, l’analyse du tableau de Burt et l’interprétation des

axes ont été prises comme référence.

I.1.1. Tableau de BURT

I.1.1.1. Stade de développement

Tableau n° 11 : Evolution des souches Vibrionaceae par rapport au stade (en %)

STD ³ Nii Z1 Z2 Z3 Z23 M1 M2 M3 MPL P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 --------------------------------------------------- ---------------------------------------- JP1 ³ 6.0 7.5 9.5 5.7 4.6 6.4 6.3 6.2 2.5 5.5 5.7 6.6 6.7 6.8 6.9 7.2 JP JP2 ³ 0 0 20.4 9.3 8.0 6.2 7.1 6.7 4.9 10.2 10.7 4.0 4.9 4.0 2.7 0.9 JP3 ³ 0 1.4 48.6 9.7 13.9 2.8 2.8 4.2 1.4 5.6 2.8 4.2 0 0 1.4 1.4 JP4 ³ 9.1 0 45.5 0 27.3 9.1 0 9.1 0 0 0 0 0 0 0 0 --------------------------------------------------- ---------------------------------------- JN1 ³ 8.2 8.5 6.4 7.5 7.1 10.1 10.1 7.5 2.7 4.2 3.2 3.8 5.0 3.8 5.5 6.6 J JN2 ³ 2.8 4.5 13.0 6.9 4.3 4.1 5.8 8.4 3.9 7.4 6.0 5.2 5.8 8.4 7.1 6.5 JN3 ³ 2.7 5.2 19.0 4.5 4.3 3.3 1.7 2.3 1.7 7.6 10.1 10.3 8.1 7.4 6.4 5.4 JN4 ³ 5.5 6.8 26.0 1.4 6.8 4.1 1.4 4.1 1.4 4.1 9.6 8.2 6.8 5.5 4.1 4.1 --------------------------------------------------- ---------------------------------------- VL1 ³ 5.7 7.3 9.9 6.0 4.5 6.2 6.3 6.2 3.0 5.6 5.8 6.3 6.8 6.8 6.9 6.8 VL VL2 ³ 0 0 20.5 6.8 7.7 10.3 9.4 9.4 2.6 8.5 12.0 5.1 3.4 1.7 0.9 1.7 VL3 ³ 2.0 2.0 33.7 8.9 14.9 2.0 3.0 2.0 0 11.9 6.9 5.9 1.0 0 2.0 4.0 VL4 ³ 0 0 42.5 7.5 17.5 7.5 2.5 7.5 0 0 2.5 2.5 2.5 7.5 0 0 --------------------------------------------------- ---------------------------------------- VR1 ³ 6.3 7.9 10.2 6.0 4.6 6.5 6.3 6.1 3.2 4.9 4.9 5.9 6.8 6.5 7.0 6.8 V VR2 ³ 0.4 1.3 12.3 6.0 4.7 7.2 8.9 8.9 2.1 8.1 11.1 8.1 6.4 5.5 3.4 5.5 VR3 ³ 1.8 2.5 22.1 9.2 10.4 2.5 3.1 3.1 0 14.7 10.4 6.1 1.8 4.3 4.3 3.7 VR4 ³ 1.9 0 47.2 5.7 17.0 5.7 1.9 5.7 0 0 3.8 3.8 1.9 5.7 0 0 --------------------------------------------------- ---------------------------------------- TT1 ³10.6 10.5 5.1 6.1 5.6 10.3 10.1 7.3 3.3 3.5 2.3 3.8 5.7 3.5 6.4 5.9 TJV TT2 ³ 2.2 4.5 9.7 7.3 3.7 5.6 7.7 9.2 3.9 6.4 6.6 4.5 5.8 8.6 6.7 7.5 TT3 ³ 2.5 4.6 17.0 6.2 6.0 3.7 2.4 3.2 1.6 8.3 9.1 9.9 7.0 6.5 6.2 5.9 TT4 ³ 3.7 4.5 35.1 3.0 9.7 3.7 1.5 3.7 0.7 5.2 7.5 5.2 5.2 6.0 2.2 3.0 --------------------------------------------------- ---------------------------------------- ³ Nii Z1 Z2 Z3 Z23 M1 M2 M3 MPL P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 ST D

Source : Auteur, 2003 D’après ce tableau, l’évolution des souches bactériennes (JP, J, VL, V, TJV)

présente une même allure mais la différence est remarquée au niveau de leur charge. C’est-


39

à-dire que pendant le stade nauplius, la charge est très faible ; elle s’accroît

progressivement au stade Zoé (Z1, Z2, Z3) ; il y a une diminution progressive au stade

mysis et une légère augmentation au stade P1 ; enfin, elle diminue et devient constante

jusqu’au stade P6.

Les souches saccharose (-) et le saccharose (+) sont très faibles au stade nauplius,

elles augmentent progressivement au stade Zoé I et présentent un pic au stade Zoé II: 26%

de JN4 (saccharose (+)> 104 CFU/ml) et 47,2% de VR4 (saccharose (-) >104 CFU/ml).

Après le stade Zoé, une diminution de quantité de souches dans le stade mysis et

postlarves est à remarquer. Cette diminution est due à l’existence de traitements et de

l’intervention très fréquente à partir du stade Zoé 3.

I.1.1.2. Saison

Tableau n° 12: Evolution des flores Vibrionaceae par rapport à la saison (en %)

SAI PLU SEC ³ -------------- JP1 ³ 59.6 40.4 ³ JP JP2 ³ 41.3 58.7 ³ JP3 ³ 22.2 77.8 ³ JP4 ³ 54.5 45.5 ³ -------------- JN1 ³ 60.3 39.7 ³ J JN2 ³ 56.1 43.9 ³ JN3 ³ 49.2 50.8 ³ JN4 ³ 57.5 42.5 ³ --------------- VL1 ³ 56.6 43.4 ³ VL VL2 ³ 52.1 47.9 ³ VL3 ³ 49.5 50.5 ³ VL4 ³ 55.0 45.0 ³ --------------- VR1 ³ 57.7 42.3 ³ V VR2 ³ 51.5 48.5 ³ VR3 ³ 49.1 50.9 ³ VR4 ³ 47.2 52.8 ³ --------------- TT1 ³ 63.2 36.8 ³ TJV TT2 ³ 56.9 43.1 ³ TT3 ³ 49.4 50.6 ³ TT4 ³ 50.7 49.3 ³ --------------- Source: Auteur, 2003


40

Les résultats de Tableau n° 12 montrent que pendant la saison des pluies (PLU), les

souches saccharoses (-) luminescentes (VL) et les saccharoses (+) (V) sont très élevées par

rapport à la saison sèche (SEC), les 55 à 57 % des résultats des données pendant la saison

des pluies arrivent jusqu’à un niveau supérieur à 104 CFU/ml. Il en est de même pour les

variables TJV, JP et J.

I.1.1.3. Interventions et traitements en antibiotique

Tableau n° 13 : Evolution de flores par rapport à l’intervention et aux traitements (en %)

DES CHG ATB ³ Ds0 Ds1 ³ Co0 Co1 ³ At0 At 1 ³ --------------------------------------------------- --- JP1 ³ 48.4 51.6 ³ 88.8 11.2 ³ 75.1 24. 9 ³ JP JP2 ³ 51.1 48.9 ³ 76.4 23.6 ³ 73.3 26. 7 ³ JP3 ³ 73.6 26.4 ³ 88.9 11.1 ³ 81.9 18. 1 ³ JP4 ³ 63.6 36.4 ³ 72.7 27.3 ³ 72.7 27. 3 ³ --------------------------------------------------- --- JN1 ³ 51.5 48.5 ³ 89.3 10.7 ³ 75.0 25. 0 ³ J JN2 ³ 48.2 51.8 ³ 85.5 14.5 ³ 76.0 24. 0 ³ JN3 ³ 47.9 52.1 ³ 86.6 13.4 ³ 75.2 24. 8 ³ JN4 ³ 57.5 42.5 ³ 83.6 16.4 ³ 69.9 30. 1 ³ --------------------------------------------------- --- VL1 ³ 48.6 51.4 ³ 88.5 11.5 ³ 76.5 23. 5 ³ VL VL2 ³ 54.7 45.3 ³ 82.1 17.9 ³ 69.2 30. 8 ³ VL3 ³ 60.4 39.6 ³ 79.2 20.8 ³ 64.4 35. 6 ³ VL4 ³ 57.5 42.5 ³ 72.5 27.5 ³ 65.0 35. 0 ³ --------------------------------------------------- --- VR1 ³ 49.4 50.6 ³ 89.6 10.4 ³ 76.3 23. 7 ³ V VR2 ³ 46.4 53.6 ³ 82.6 17.4 ³ 74.9 25. 1 ³ VR3 ³ 55.2 44.8 ³ 77.9 22.1 ³ 69.3 30. 7 ³ VR4 ³ 60.4 39.6 ³ 73.6 26.4 ³ 64.2 35. 8 ³ --------------------------------------------------- --- TT1 ³ 53.5 46.5 ³ 91.5 8.5 ³ 75.4 24. 6 ³ TJV TT2 ³ 45.5 54.5 ³ 87.6 12.4 ³ 77.7 22. 3 ³ TT3 ³ 47.7 52.3 ³ 84.6 15.4 ³ 74.7 25. 3 ³ TT4 ³ 61.2 38.8 ³ 79.9 20.1 ³ 65.7 34. 3 ³

Source: Auteur, 2003

Pour les données sans intervention (Ds0 et Co0) et sans antibiotique, les charges

bactériennes pour les colonies jaunes probiotiques (J et JP), pour les souches vertes (V et

VL) ainsi que pour le total jaune verte (TJV) se trouvent dans la modalité TT4, c’est-à-dire

qu’elles sont supérieures à 104 CFU/ml.

Après intervention (Ds1 et Co1) et traitements :

- pour la dessalure, environ 50% des cas se trouvent dans la modalité JP2 , JN3 ,

VL2, VR3 et TT3. Donc après la dessalure, il y a une légère diminution ;


41

- pour le Co1 et At1, une diminution de la charge bactérienne est remarquable car la

probabilité d’avoir cette charge bactérienne élevée ne dépasse pas les 35 % des cas ;

- pour le cas des jaunes probiotiques, leur quantité diminue également, d’après ce

résultat, alors qu’elles ne devraient pas être réduites parce qu’elles sont inoculées en

tant que probiotique.

En bref, le changement d’eau et le traitement en antibiotique sont très efficaces et la

dessalure sert pour la procédure d’élevage mais l’inoculation de jaunes probiotiques est

préférable après l’intervention.

I.1.2. Interprétations des axes

D’après l’étude de variables (cf. Annexe 10) les axes n° 2 et n° 3 ont été retenus car

ces axes répondent aux critères qui se trouvent dans la méthodologie (cf. choix de l’axe à

analyser).

I.1.2.1. Facteur 2

Le groupe 1 se trouve dans la partie positive du facteur F2. Il est caractérisé par le

stade postlarve P1 et P2 et les charges bactériennes (les souches vertes et jaunes) dans ce

stade oscillent autour de 2x102 à 103 CFU/ml (Jn2, TT2, VL2, Vr2).

F2>0 : groupe 1

P12 : postlarve 1 et 2

Jn2 : souche jaune de quantité 2x102 à 103 CFU/ml

TT2 : 2x102 ≤ total jaune et verte < 103 CFU/ml

VL2 : 2x102 ≤ verte luminescente < 103 CFU/ml

Vr2 : 2x102 ≤ total verte < 103 CFU/ml

F2<0 : groupe 2

Z1 : stade Zoé 1

Jn1 : total colonie jaune < 2x102 CFU/ml

TT1 : total jaune et verte < 2x102 CFU/ml

TT4 : total jaune et verte ≥104 CFU/ml

VL3 : verte luminescente ≥103 CFU/ml


42

Le groupe 2, la verte luminescente dans ce groupe est très élevée (VL3), mais le

jaune se trouve dans le niveau faible (Jn1). L’augmentation brusque est à remarquer au

niveau bactérien dans ce stade de TT1 vers TT4. Dans ce groupe c’est la présence de stade

Zoé (Z1). En effet, les modalités : VL3, TT1, TT4, Jn1 sont la particularité de modalité Z1.

Donc, le facteur F2 montre l’évolution bactérienne selon le stade.

I.1.2.2. Facteur 3

Dans la partie positive de F3 se trouve le groupe 3 qui montre les quantités de verte

(Vr3) et verte luminescente (VL3) très élevées. Mais le total de jaune et verte est entre

2x102 et 103 CFU/ml. Donc, le groupe 3 est constitué par la présence de souche pathogène

(verte luminescente)

Le groupe 4 montre la dominance de la souche saccharose (+) et le jaune

probiotique dans le stade postlarve P3 à P8.

D’après la caractéristique des 2 groupes, F3 montre la dominance de saccharose (-)

et le saccharose (+) (≥ 103 CFU/ml).

I.1.2.3. Analyse suivant chaque axe

Le groupe 1 est placé dans le plan positif de l’axe. Il est constitué par la présence de

verte dans le stade >Zoé, le changement d’eau est le plus fréquent dans ce stade par rapport

au traitement en antibiotique ;

F3>0 : groupe 3

VL3 : verte luminescente ≥ 103 CFU/ml

Vr3 : colonies vertes ≥ 103CFU/ml

TT2 : 2x102 ≤ total jaune et verte < 103 CFU/ml

F3>0 : groupe 4

Jn3 : souches jaunes ≥ 103 CFU/ml

TT3 : 103 ≤ total jaune et verte > 104 CFU/ml

Ps3 : stade postlarve 3 à 8

JP3: jaune probiotique ≥ 103 CFU/ml


43

Le groupe 2 se situe dans le F2<0 et F3>0. Le G2 concerne surtout le stade Zoé qui

bénéficie le traitement en antibiotique à cause de l’existence de verte luminescente dans ce

stade. Ce stade est caractérisé par l’inexistence de changement d’eau.

Le groupe 3 se trouve dans le F2<0, F2>0 et F3>0, c’est-à-dire que quel que soit le

stade, le traitement et l’intervention dépendent de la dominance de verte luminescente.

Le groupe 4 se trouve dans la partie négative de l’axe qui est marqué par la

présence de JP3 et JN3 dans le stade Zoé à cause de la distribution de probiotique durant ce

stade.

Ces axes montrent l’évolution bactérienne selon le stade de développement ainsi

que le mode de traitement de l’antibiotique et l’intervention qui sont en fonction de souche

verte luminescente.

En bref, la présence de bactéries est faible au stade nauplius ; pourtant elle est

abondante et présente même un pic au stade Zoé et enfin la diminution des charges

bactériennes aux stades mysis et postlarve est à remarquer.


44

Figure n° 11 : Evolution de flores Vibrionaceae


45

I.2. Seuil critique de pathogénicité

L’étude statistique a permis d’aboutir aux résultats suivants :

I.2.1. Résultats par rapport à la qualité du bac

Tableau n° 14 : Résultats par rapport à la qualité du bac (en %)

RP8 ³ BON MAL CLE ³ -------------------------------- NI0 ³ 67.2 31.9 0.9 ³ NI NI1 ³ 36.4 54.5 9.1 ³ NI2 ³ 0 58.3 41.7 ³ -------------------------------- NE1 ³ 67.3 31.5 1.2 ³ NE NE2 ³ 53.7 45.3 1.1 ³ NE3 ³ 42.9 50.0 7.1 ³ -------------------------------- Mt0 ³ 70.5 28.9 0.5 ³ MTL Mt1 ³ 56.1 41.2 2.7 ³ Mt2 ³ 16.7 73.3 10.0 ³ Mt3 ³ 0 80.0 20.0 ³ -------------------------------- Fl0 ³ 70.8 28.4 0.8 ³ FBL Fl1 ³ 54.3 43.0 2.7 ³ Fl2 ³ 8.3 91.7 0 ³ -------------------------------- TT1 ³ 75.0 23.9 1.2 ³ TJV TT2 ³ 71.0 27.8 1.2 ³ TT3 ³ 57.6 41.5 1.0 ³ TT4 ³ 44.8 52.2 3.0 ³ -------------------------------- VJ1 ³ 69.4 29.7 0.9 ³ VSJ VJ2 ³ 64.2 34.9 0.8 ³ VJ3 ³ 62.0 36.6 1.4 ³ VJ4 ³ 53.6 41.3 5.1 ³ -------------------------------- VL1 ³ 68.5 30.6 0.9 ³ VL VL2 ³ 64.1 34.2 1.7 ³ VL3 ³ 51.5 45.5 3.0 ³ VL4 ³ 27.5 62.5 10.0 ³ -------------------------------- JP1 ³ 67.2 31.5 1.3 ³ JP JP2 ³ 65.8 33.8 0.4 ³ JP3 ³ 50.0 50.0 0 ³ JP4 ³ 81.8 9.1 9.1 ³ --------------------------------


La plupart de la modalité qui constitue le bon bac (BON) est inférieure au mauvais

bac (MAL). Le BON bac est constitué par Mt0, Fl0, NI0 et NE1 qui oscille autour de 67 à

70% des cas , c’est-à-dire que 60 à 70% du bon bac est caractérisé par l’inexistence de

mortalité et de faible, de nécrose interne et de nécrose externe très faible ; tandis que le

mauvais bac (50 à 80%) et le chloré sont représentés par Mt3, Fl2, NI2 et NE3, c’est-à-dire

que les taux de mortalité, de faible et les signes de maladie sont très élevés.


46

Les charges bactériennes dans le bon bac (VJ1, TT2 et VL1 : 68 à 71% de cas) sont

faibles par rapport au mauvais bac et au chloré (VJ4, TT4 et VL4). 81.8% de JP4 se

trouvent dans le bon bac et 50% de JP3 dans le mauvais bac. La quantité de jaune

probiotique très élevée dans le bac est due à la distribution systématique de probiotique

pour la lutte biologique. A la quantité supérieure à 104 CFU/ml (JP4), le résultat est bon

mais il est mauvais pour la quantité inférieure à 104 CFU/ml (JP3).

Les charges bactériennes qui constituent le bon bac sont acceptables pour l’élevage

car elles conduisent au bon résultat, contrairement au mauvais bac et au bac chloré. Le bac

est chloré c’est-à-dire que les larves sont jetées car les charges et le taux de mortalité sont

trop élevés, ce qui entraîne les risques de contamination pour les autres bacs et

l’augmentation du coût de production.


47

Figure n° 12 : Plan factoriel de seuil critique de pathogénicité


48

I.2.2. Interprétations de plan factoriel I.2.2.1. Interprétation générale du plan

Les modalités (BON, MAL et CLE) qui forment les variables RP8 donnent le seuil

critique de pathogénicité. Les caractéristiques de ces modalités à partir des autres variables

( NI, NE, FBL, MTL , TJV, VL et VSJ) sont mises en évidence.

D’après le plan factoriel, trois groupes bien distincts sont à remarquer :

Groupe du bon bac :

Le bon bac est constitué par des larves en bonne santé c’est-à-dire par l’inexistence

d’animal mort et faible grâce à la faible quantité des charges bactériennes surtout les vertes

luminescentes et au bon équilibre bactérien donc l’inexistence de nécrose interne est

évidente et la nécrose externe n’exerce que peu d’influence sur les résultats.

Groupe du mauvais bac : L’augmentation des charges bactériennes (≥ 103 CFU/ml) et vertes luminescentes

ainsi que le rapport vert sur jaune (≥ 1) entraînent des problèmes sur le bac c’est-à-dire

Groupe du bon bac NI0 : inexistence de nécrose interne NE1 : nécrose externe < 1% Fl0 : inexistence de l’animal faible Mt0 : inexistence de l’animal mort TT1 : quantité totale de jaune et verte < 500 CFU/ml Vl1 : verte luminescente < 200 CFU/ml VJ1 : rapport verte sur jaune < 0,10

Groupe de mauvais bac NI1 : nécrose interne entre 1 et 2% NE2 : 1 < nécrose externe < 5% NE3 : nécrose externe ≥ 5% Mt2 : 2 ≤ morte/l < 5 TT3 : 103 ≤ total jaune et verte < 104 CFU/ml TT4 : total jaune et verte ≥104 CFU/ml Vl2 : 2 x 102 ≤ verte luminescente < 103 CFU/ml VJ3 : 1 ≤ rapport verte sur jaune < 10


49

l’existence de nécrose interne et l’accroissement de nécrose externe, par conséquent le taux

de mortalité augmente également.

Groupe du bac chloré :

Le bac est chloré à cause des charges bactériennes en grande quantité surtout les

vertes luminescentes, ce qui entraîne le rapport verte sur jaune élevé (≥ 10) d’où un

déséquilibre bactérien. Dans ce bac, le problème est très grave à cause de la prolifération

bactérienne entraînant une forte mortalité. La chloration du bac se fait surtout pendant le

stade Zoé qui est le stade critique pour l’élevage.

I.2.2.2. Interprétation de l’axe

D’après l’étude de variables (cf. Annexe 11) les axes n° 2 et n° 3 ont été retenus car

ces axes répondent bien aux critères qui se trouvent dans la méthodologie (cf. choix de

l’axe à analyser)

I.2.2.2.1. Facteur F2

Ce facteur est constitué par 2 groupes de modalités :

Dans la partie positive de F2 se trouve le groupe n°1. Ce groupe est constitué par le

stade postlarve pendant lequel le taux de mortalité/l et celui de faible/l sont très élevés. Ce

groupe se rapproche de celui du mauvais bac. Donc , les charges bactériennes très élevées

ont une influence négative sur la postlarve.

F2>0 : groupe 1

PL : stade postlarve

Mt3 : morte/l ≥ 5

Fl2 : faible/l ≥ 4

Groupe de chloré Mt3 : morte/l ≥ 5 Fl2 : faible/l ≥ 4 TT4 : total jaune et verte ≥104 CFU/ml Vl4 : verte luminescente ≥104 CFU/ml TT4 : total jaune et verte ≥104 CFU/ml VJ4 : rapport verte et jaune ≥ 10


50

Dans la partie négative de F2, le groupe n°2 montre le stade Zoé et l’existence de

Zoé morte et faible ainsi que l’inexistence de dessalure durant ce stade, notons que la

dessalure n’est appliquée qu’à partir du stade Zoé III.

Le facteur F2 montre le stade le plus touché par les problèmes bactériens. Cet axe

explique aussi la gravité des problèmes dans les mauvais bacs.

I.2.2.2.2. Facteur F3

Cet axe met en opposition deux groupes de modalités :

Dans la partie F3 positive, le groupe n°3 (Nii, TT1) montre le niveau bactérien très

faible (TT1) dans le stade Nauplius (Nii). Le nauplius venant de Moramba a des charges

bactériennes faibles et en bonne santé.

F<0 : groupe 2

ZOE : stade Zoé

Mt1 : 1 ≤ morte/l < 2

Fl1 : 1 ≤ faible/l < 4

Ds0 : inexistence de dessalure

F3>0 : groupe 3

Nii : stade nauplii

TT1: total jaune et verte ≤ 5x102 CFU/ml


51

Dans la partie F3 négative, le groupe n°4 (TT3, Vl2, JP2) met en évidence la

quantité de saccharose (-) luminescente et le jaune probiotique. La modalité MAL

(mauvais bac) se rapproche de ce groupe. Donc, la modalité dans ce groupe n°4 entraîne le

mauvais bac.

L’axe F3 informe sur les caractéristiques du bon bac et celui de mauvais bac.

I.2.3. Analyse suivant le plan (F2 et F3)

Le groupe n°1 se trouve dans la partie F2>0 et F3<0 c’est-à-dire que ce groupe

caractérise le mauvais bac et la situation est très grave. VJ2 et VL2 entraînent de mortalité

jusqu’à Mt2.

Le groupe n°2 est dans la partie négative de l’axe. Ce groupe subit à la fois le

mauvais résultat et de niveau de contamination TT3 et verte luminescente VL2. Le TT3 et

le VL2 entraînent de mortalité Mt1 de larves.

Le groupe n°3 est situé entre le F3>0 et le F2<0. Cette situation montre que le

résultat du bac dépend de la qualité des nauplii. Si le niveau bactérien est faible (TT1)

pendant le stade nauplius, le résultat est bon. Mais l’existence de verte luminescente sur ce

stade entraîne des mortalités surtout au stade Zoé.

Le groupe 4 est placé sur le plan F3<0 et F2>0. Ce groupe est caractérisé par des

mauvais bac à cause du niveau bactérien TT3 et VL2. Donc, ces niveaux bactériens

entraînent la mortalité de postlarves.

F3<0 : groupe 4

TT3 : 103 ≤ total jaune et verte < 104 CFU/ml

Vl2: 2x102 ≤ verte luminescente < 103 CFU/ml

JP2 : 2x102 ≤ jaune probiotique < 103 CFU/ml


52

I.2.4. Caractéristiques des types de bac

Le tableau ci-après récapitule les résultats vus précédemment.

Tableau n°15 : Caractéristiques des types de bacs

Bon bac Mauvais bac chloré

Taux de survie en P8

( en %) ≥ 60 < 60 Bac abandonné

Etat de l’animal

Nombre faible/l 0 1 à 4 ≥ 4 Nombre mortalité/l

0 2 à 5 ≥ 5

Signe de maladies

Nécrose externe (%)

<1 ≥ 1

Nécrose interne (%)

0 1 à 2

Charges bactériennes

Total colonies jaune et verte (CFU/ml)

< 5 x 102

≥ 103

≥ 104

Colonies vertes luminescente (CFU/ml)

< 2 x 102

2 x 102 à 103

≥ 104

Equilibre bactérien

Rapport verte et jaune

0,10 1 à 10 ≥ 10


Chapitre II : Discussion et propositions

Ce chapitre essaie d’expliquer les résultats obtenus et de proposer les alternatives

d’améliorations après constatation des résultats de la recherche.

II.1. Discussion concernant l’évolution de flores Vibrionaceae

Les microbes sont toujours présents dans l’environnement mais le stress entraîné

par la mauvaise conduite comme la manipulation prolongée, l’inexistence d’ acclimatation

lors de transfert de nauplius et l’alimentation, ont rendu les larves vulnérables. Les charges

bactériennes sont très faibles au stade nauplius car à ce stade le milieu est encore stable à

cause de l’inexistence d’apport des intrants (microparticules, algues, fertilisants...). La

stabilité du milieu dépend aussi de la qualité des nauplii ensemencés dans le bac, de la

qualité de l’eau et de l’efficacité du vide sanitaire effectué à l’égard de contamination

éventuelle.

Au stade Zoé, une augmentation brusque de la quantité bactérienne a été observée

(saccharose (-) et saccharose (+)) supérieure à 104 CFU/ml. A partir du stade Zoé 1,


53

l’apport des intrants est très élevé et très fréquent. L’existence de fèces, les restes

d’aliments et les fertilisants favorisent la multiplication des bactéries à ce stade.

La diminution de la quantité bactérienne après le stade Zoé est due à l’application

du traitement antibiotique et à l’existence de dessalure très fréquente. L’accroissement au

niveau de stades MPL/P1 est dû au stress provoqué par le changement d’eau et entraîne la

prolifération bactérienne

Dans l’élevage intensif, les aliments sont favorables à la prolifération rapide des

bactéries, avec même une compétition entre les crevettes et les bactéries. Le Gram (-) se

multiplie sur les algues et les aliments en excès, les Vibrio spp. sont fermentaires et se

multiplient dans des conditions d’anaérobie. (Moriarty, 1997 in Voahanginirina, 1998).

Selon Rakotovao en 1992, le stade Zoé constitue une étape délicate de

manipulation du fait de la fragilité de larve durant cette période. C’est pourquoi pendant ce

stade, l’intervention mécanique est limitée. Le stade Zoé est le plus touché par les vibrio

spp. (Voahanginirina, 1998)

Les charges bactériennes sont maîtrisées au stade PL (P1-P8) car le changement

d’eau est systématique dès que les résultats de suivi bactériologique sont inquiétants. Donc,

l’entretien courant de l’élevage par les interventions mécaniques par la dessalure, le

changement d’eau, le siphonnage etc…, limite les risques d’apparition des bactéries

pathogènes. (Autrand M., 1990)

L’utilisation de bactéries saccharose (+) non pathogènes pour la lutte biologique

afin de contrôler la souche verte luminescente entraîne l’augmentation de cette souche dans

le stade Zoé. La quantité d’inoculum de probiotique varie en fonction du stade larvaire, de

l’existence des vertes luminescentes et du résultat. En principe, le jaune probiotique doit

être dominant à partir du stade Zoé jusqu’au stade postlarve car il est administré

systématiquement. Mais, une réduction de leur nombre doit être constaté pendant les stades

mysis et postlarves car il est induite par les interventions et le traitement médicamenteux

systématique. Néanmoins, il est toujours préférable de procéder à l’inoculation de jaune

probiotique après mis en œuvre de ces interventions.

L’évolution des flores Vibrionaceae dépend aussi des autres facteurs : la saison et le

type d’intervention effectué.

Les paramètres physico-chimiques jouent un grand rôle sur les conditions de

développement et les changements morphologiques des larves de crevettes. Pour la

température, elle doit avoir une valeur située entre 24 et 31°C (Autrand M., 1990). La

charge bactérienne pendant la saison des pluies (Novembre – Avril) est supérieure à celle


54

de la saison sèche car pendant la saison des pluies, la température se trouve autour de

32°C, la moyenne de température pendant la saison des pluies est égale à 31,6 °C. Mais

pendant la saison sèche, la moyenne de la température est 30,5°C. Donc, l’augmentation de

la température supérieure à 31°C entraîne de stress qui favorisent l’action des bactéries.

En bref, les sources de contamination bactérienne sont : l’animal (nauplii),

l’environnement (eau) et les technologies (alimentation et manipulation). Donc, les

bactéries sont omniprésentes dans l’élevage et leur prolifération peut être aggravée si les

conditions (paramètres physico-chimiques, saison et qualité d’eau) leur sont favorables.

Les risques pathologiques apparaissent comme des phénomènes naturels et s’amplifient du

fait de la technologie (Kinklein P. et al., 1985).

II.2. Discussion sur le seuil critique de pathogénicité de Vibrio spp.

D’après les résultats statistiques sur le tableau de Burt et l’axe factoriel, les

caractéristiques du bon bac et du mauvais bac sont strictement opposées, et de même pour

les résultats du mauvais bac et du bac chloré. Le bon bac est toujours caractérisé par de

niveau bactérien très faible ( TT1 et VL1) et de rapport verte sur jaune égalé à 0,10 tandis

que le mauvais bac est constitué par des charges bactériennes très élevées et de dominance

de verte (ratio verte sur jaune est égale à 100). La caractéristique du bon bac informe le

seuil critique de pathogénicité de Vibrionaceae car au-dessus de ce seuil le résultat tend

vers le mauvais bac c’est-à-dire que les bactéries sont virulentes. Donc, le taux de

mortalité et de signes des maladies (nécroses...) augmente dans le bac. Selon Kinklein P. et

al. en 1984, la virulence des ces types bactéries, en tant que propriété mesurable est

directement corrélée à leur pouvoir de multiplication chez l’hôte. Ce qui conditionne

l’invasion de l’organisme et peut entraîner à lui seul des désordres notables sur les larves

tels que la mortalité, la faiblesse et les signes de maladies.

Les nécroses sont des symptômes qui permettent de reconnaître ou de suspecter les

Vibrio car les nécroses sont des brûlures causées par des bactéries. Les Vibrio spp.

produisent des agents pathogènes et l’émission de toxines engendre une nécrose de

l’épiderme qui s’étend aux organes internes des crevettes. (Sano M. et al., 1999a)


55

II.3. Discussion sur la méthode de traitement curatif

Lors de la diagnostic direct à la loupe binoculaire, l’existence de signe de maladies

(nécroses...) d’origine bactérienne conduit directement au traitement antibiotique de

l’animal en question car les larves sont déjà suspectées des maladies.

Lors de suspicion au laboratoire, c’est-à-dire le suivi bactériologique, le traitement

est effectué dès que les bactéries pathogènes sont présentes dans les résultats de culture.

Ces résultats sont obtenus au minimum 8 heures après la prise de l’échantillon dans le bac

d’élevage. Après 8 heures, les bactéries se multiplient et le seuil critique peut être atteint ;

donc l’élevage risque de graves problèmes.

Pour le ratio vert sur jaune, le traitement dépend du stade et de l’état de l’animal.

Pour le stade nauplius et le stade Zoé, le ratio vert sur jaune est supérieur 0,10 ; il faut

traiter le bac. Mais pour le stade mysis et postlarve, l’existence de mortalité entraîne le

traitement en antibiotique ; dans le cas contraire il faut procéder à l’intervention mécanique

et biologique car ces stades les supportent bien.

Les changements d’eau constituent un impératif absolu et sont d’une importance

vitale pour l’élevage. D’une part, ils contribuent à l’apport d’oxygène, de production

naturelle suffisante, de facteurs de croissance (Bohe, 1988), et d’autre part, ils assurent

l’élimination des déchets de nature diverse : féces, résidus alimentaires, ammoniaque…

Ainsi, face à toute évolution défavorable du milieu, le recours aux renouvellements

d’eau s’impose pour rétablir l’équilibre biologique de l’écosystème. (Ramahazo Harimisa,

2003).


56

Figure n° 13 : Arbre de décision Source : Auteur, 2003

oui

oui

Stop Stop

Observation quotidienne

Signe des maladies : nécroses - existence de nécrose interne - nécrose externe > 1 %

Nécrose ?

Suivi bactériologique : -Existence de verte luminescente ( V* ) -Rapport verte sur jaune > 0,10

> 0,10 ? Observation de l’état de larves : nombre de larves morts par litre

Stade de développement : >Zoé : Mysis et Postlarve ≤ Zoé : Nauplii et Zoé

≤ Zoé ?

oui V* ? oui

Mort / L ?

non

oui non

- Intervention mécanique (changement d’eau, siphonnage, circulation fermée..) - Distribution inoculum

TRAITEMENT EN ANTIBIOTIQUE

non

non non


57

II.4. Proposition d’amélioration des résultats d’élevages

II.4.1. Traitement des données à chaque fin du cycle de production Les résultats obtenus d’après l’étude et les analyses ne sont pas exhaustifs et servent

seulement de référence mais il peut être amélioré à l’aide des points suivants :

- la nécessité de l’application de l’arbre décisionnel dans l’élevage larvaire et celle de

l’élevage zéro-antibiotique, à chaque production, pour servir de témoin ;

- les traitements des données à chaque fin de production sur les résultats de suivi de

l’élevage et les suivis bactériologiques pour améliorer le protocole label rouge et

pour ne pas stocker trop de données inutiles sur une superfluité de paperasses, mais

d’exploiter au maximum, si nécessaire, tous les détails ;

- le recours à l’étude des signes de maladies comme la nécrose afin de connaître leur

véritable origine et ;

- la recherche au laboratoire pour déterminer le seuil critique de pathogénicité, à

partir d’inoculation de souches de différentes quantités à chaque stade larvaire.

II.4.2. Amélioration de la fiabilité des résultats microbiologiques

� Milieu de culture

L’obtention de bons résultats microbiologiques dépend de la qualité de milieux de

culture (mode de préparation, stérilité, conservation…).

Ajustement du pH :

Il est indispensable d’ajuster le pH de tous les milieux de culture avant leur

stérilisation. Une variation de pH, même légère, peut modifier et parfois même inhiber la

culture des bactéries (Marchal N. et al., 1987).

L’ajustement de pH est généralement effectué avec une solution d’hydroxyde de

sodium (NaOH) à 40 g/l pour le milieu acide et avec une solution d’acide chlorhydrique

(HCl) à 36,5 g/l pour le milieu basique.

Stérilisation :

Elle se fait dans la majorité des cas à l’autoclave. Ces conditions d’autoclavage

(durée et température) sont indiquées par chaque formule de préparation et doivent être

rigoureusement respectées.

L’utilisation de l’autopréparateur est souhaitable. Il faut enfin noter l’utilisation

possible, pour la répartition en boite de pétri dans des conditions aseptiques, d’appareils

extrêmement automatisés.


58

Stockage :

Une chambre froide, à la rigueur un réfrigérateur, est indispensable à la

conservation des milieux en cas de stockage prolongé. Les milieux en cours d’utilisation

peuvent être gardés à température ordinaire.

� Le suivi bactériologique de l’eau nécessite d’être étudié avec celui du broyat des

larves pour tirer les relations entre les charges bactériennes de l’eau et celles des

larves ainsi que leurs conséquences sur l’élevage ;

� Parfois, la salinité de l’eau douce utilisée dépasse le 0‰, il est probable qu’elle

contienne des Vibrio spp.. L’analyse d’eau douce pour la recherche de ces Vibrio

spp. par la méthode de filtration s’avère d’une nécessité absolue.

Figure n° 14 : Méthode de recherche des Vibrio spp. d’eau traitée

Source : IPM, 2004

Echantillonnage

Filtration

Isolement

Enrichissement

Lecture

Identification

Filtration de 100 ml d’eau sur membrane de 0,22 µm

Déposition de filtre dans 50 ml d’EPSA Incubation : 42°/ 24 h

Repiquage dans la partie superficielle de la culture et ensemencement sur TCBS Incubation : 37°/ 24 h

- Test oxydase - Test de mobilité - Coloration de Gram - API 20 NE


59

II.5. Recommandations

D’après les discussions et propositions, il est d’abord recommandé d’assurer la

prévention de prolifération bactérienne par l’hygiène dans l’exploitation : il vaut mieux

prévenir que guérir . Enfin, la recherche sur la lutte biologique (probiotique et plantes

médicinales) est toujours souhaitable et recommandée.

II.5.1. Mesures zootechniques

Elle agit sur l’amélioration de l’hygiène et l’amélioration génétique

� Qualité de l’eau : il faut toujours assurer la qualité de l’eau pour éviter les

proliférations microbiennes en intervenant sur le changement d’eau et le

siphonnage de bac d’élevage et en ajustant en fonction de la densité.

� Personnel : la tenue de travail doit être utilisée uniquement au sein de l’écloserie

pour éviter la contamination dans le milieu extérieur de l’écloserie.

� La démarche HACCP : le renforcement de cette méthode HACCP dans l’élevage

s’avère nécessaire et indispensable.

� Matériel et transport : le procédure de nettoyage et désinfection doit être respecter

surtout au moment de la récupération de Nauplius.

� Amélioration génétique : le patrimoine génétique des crevettes d’élevage doit

conférer une résistance à certaines maladies.

� Immunoprophylaxie : l’immunisation des crevettes nécessite des recherches.

II.5.2. Lutte biologique

L’augmentation de la dose et la fréquence d’inoculation de probiotique après

l’intervention et le traitement en antibiotique sont nécessaires pour renouveler les flores

bactériennes indispensables pour assurer l’équilibre bactérien dans le bac. Les souches

utilisées comme probiotique nécessitent un contrôle systématique au laboratoire spécialisé

pour assurer leur utilisation (toxicité, pouvoir pathogène…). Il faut effectuer des

recherches sur la dose optimale par stade pour que le traitement soit efficace.

L’utilisation des huiles essentielles de plantes médicinales qui ont de vertu

bactéricide et bactériostatique, comme le Cinnamosma fragans (Mandravasarotra), est

toujours recommandée.

Selon l’étude menée par RANDRIANADY H.T. en 2002 au CDCC, les Vibrio spp.

les plus pathogènes ont une CMI de 1,66 µl/ml et une CMB de 3,33 µl/ml. Pour les autres

Vibrio spp., la concentration 1,66 µl/ml constitue déjà une CMB. La conversion de ces


60

concentrations trouvées in vitro en concentration utilisable in vivo donne la valeur 4 ppm

comme quantité d’huile essentielle de Cinnamosma fragans convenable pour le traitement

de la maladie Vibriose rencontrée dans l’élevage larvaire. L’ action est en général

bactériostatique pendant le premier jour de contact avec les microbes et devient bactéricide

dans les jours suivants.


61


61

CONCLUSION

L’écloserie constitue le début de la chaîne d’élevage de crevettes. La réussite de cet

élevage dépend de la qualité et de la quantité de postlarves produites par l’écloserie. Donc,

la manipulation et les suivis dans l’élevage larvaire sont très délicats car ils sont très

sensibles aux problèmes pathologiques (bactéries, virus, parasites et champignons) et aux

problèmes biologiques (stress, …).

Plusieurs recherches ont été effectuées sur l’écloserie de Nosy-Be tant sur le plan

zootechnique que sur le plan pathologique pour maximiser la production et pour améliorer

la qualité des produits.

Cette étude de traitement des données de deux années de production, sur l’étude de

l’évolution du système bactérien et de la détermination du seuil critique de Vibrio spp.,

nous montre que le stade larvaire Zoé est le plus touché par les problèmes

bactériologiques. Le seuil critique de pathogénicité est donné par les caractéristiques du

bon bac dont le rapport de bactéries saccharose (-) sur bactéries saccharose (+) ne dépasse

pas la valeur de 0,10 et la quantité de bactéries saccharose (-) luminescent inférieur à 200

CFU/ml est tolérable pour les larves.

Ces résultats permettent d’avancer une méthode de traitement curative par

l’antibiotique et de prévenir les proliférations des bactéries en agissant sur la méthode

zootechnique et biologique pour l’obtention de postlarves, label rouge, qui répondent aux

normes internationales.

Cette recherche est limitée sur l’étude épidémiologique des Vibrio spp., c’est-à-dire

sur l’étude de l’évolution, et sur la virulence de ces bactéries du point de vue quantité.

Mais l’étude sur le pouvoir pathogène en ce qui concerne la toxicité et le facteur

enzymatique mérite d’être étudiée pour pouvoir les maîtriser.


62


62


62

BIBLIOGRAPHIES

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ANNEXES Annexe 1 : Présentation générale de la société Aqualma / Unima

I.1. Situation juridique L’AQUALMA est une des sociétés constituant le groupe UNIMA. C’est une

Société Anonyme (S.A ) au capital de 76.000.000.000 Fmg. I.2. Historique La naissance du groupe UNIMA fût le résultat d’un esprit créatif à la recherche

sans cesse de l’innovation et du goût de l’aventure sur les plans industriel et humain. La vie d’un tel groupe peut être résumée d’après l’ordre chronologique ci-après : 1930 : Création de la société commerciale de Tananarive par les frères Hassam et Mamad ISMAIL constituant la première génération. 1957 : Premier défi sur l’industrie textile sous la responsabilité d’Aziz HASSAM ISMAIL, seconde génération, président d’UNIMA, reprise et développement d’une unité intégrée de fabrication : la COTONA destinée à fournir le marché de Madagascar. 1973 : Lancement de la première opération de diversification : reprise des Pêcheries de Nosy-Be (PNB) n’étant à ce moment là qu’une petite usine de traitement de crevettes. PNB n’avait pas de bateaux et ses installations étaient archaïques. 1980 : Création d’un armement et modernisation des installations à terre par Aziz H. I. grâce à ses connaissances sur le métier de l’industrie alimentaire. PNB était devenu le second armement de la pêche crevettière à Madagascar. 1981 : Premières discussions sur l’élevage des crevettes. 1986 : Naissance d’un projet d’aquaculture de crevettes à Nosy-Be. La grande « première ». PNB s’était associée au PNUD, à la FAO et au Gouvernement malgache. 1989 : Résultats fructueux du projet. Les techniciens pionniers des PNB parcouraient Madagascar à la recherche des sites favorables à l’aquaculture. Les explorations étaient menées par Pierre BLANCHARD et Rao MANAVENDRA. Ainsi, ils identifiaient les sites d’Ambilobe, de Narinda, de Besalampy, et de la Mahajamba. 1990 : Rétention du site de la Mahajamba. 1991 : Création de l’AQUALMA pour la réalisation du projet. Construction des premiers bassins. 1992 : Première récolte malgré les conditions précaires de l’exploitation : inexistence de routes, port, terrain d’aviation, eau, électricité et main d’œuvre locale à proximité. 1997 : Lancement d’un projet anacarde. UNIMA porte également ses intérêts sur l’environnement et le développement global. 1999 : - Réussite d’AQUALMA sur un peu plus de 700 ha de bassins et une usine certifiée ISO 9002. Grâce à la crédibilité de l’aquaculture de crevettes à Madagascar, d’autres opérateurs étaient nés. Cette naissance est un des objectifs du groupe sous le slogan : Madagascar qui gagne. - Lancement d’un nouveau projet aquacole sur le site de Besalampy dépassant 1000 ha - Création du site de Moramba suite au développement parallèle des écloseries de la sélection des géniteurs et de l’élevage larvaire semblable à celui de Nosy-Be. 2001 : - 270 ha de bassins déjà construits dans le site Besalampy - Récolte des premiers fruits expérimentaux du projet anacarde dont les essais de plantations ne cessent d’être poursuivis et de s’amplifier. 2002 : - Récolte des premières crevettes du site de Besalampy en avril 2002 - Création du site de Mifoko. - Création de GNOSYS : société de prestation de services informatiques. Ses performances correspondent aux attentes de l’entreprise.


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Le groupe UNIMA ne cesse d’être à la recherche de nouveau projet qui marquera encore l’histoire. L’aventure industrielle est maintenant entre les mains de la troisième génération représentée par Amyne ISMAIL. I.3. Objectifs Le groupe UNIMA ne cesse d’accroître ses ambitions dont la principale est de devenir la référence mondiale de la crevette de haut de gamme. L’AQUALMA s’est fixé quatre axes stratégiques de développement dont : -offrir constamment le meilleur niveau de qualité : norme LABEL ROUGE et de sécurité alimentaire en mettant en œuvre une traçabilité totale, des navires de pêches ou des géniteurs d’élevage jusqu’au consommateur. -atteindre une taille critique suffisante grâce au projet de Besalampy qui va permettre à terme de produire plus de 10 000 t de crevettes -mettre le consommateur final au cœur du dispositif du groupe grâce à l’intégration de ses opérations depuis la domestication et la production d’aliments pour les crevettes d’élevage jusqu’à la distribution, afin de maîtriser chaque étape de la vie du produit. -Améliorer sa compétitivité afin de nouer des partenariats fiables et durables avec ses clients.

1.3. Les activités

Pour la production des produits de bonne qualité, la société dispose des écloseries pour la production de postlarves, des fermes pour le grossissement et des usines pour les traitements de leurs propres produits. Figure n° 1 : les différentes activités de la société Source : Auteur, 2003

Moramba Nosy-be Besakoa

Géniteurs sauvages

Géniteurs d’élevages

Production des nauplii

Production des Postlarves P12 Grossissement

jusqu’à la taille commerciale

Usine de traitements et conditionnement

Besalampy

Mahajamba

ECLOSERIES FERMES USINE


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Figure n° 2 : Situation des différentes activités de la société Source : Auteur, 2003

Sièges de sites Aquacoles

Ferme et usine Mahajamba

Ferme et usine Besalampy

Ecloserie Nosy Be

Ecloserie Moramba

Ecloserie Mifoko


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Annexe 2 : Normes biotechniques dans l’écloserie Unité Paramètres

d’élevage Normes

Biologiques Techniques Maturation O2 : saturé

pH : 8,1 à 8,3 S‰ : 27 à 38‰ T°C : 28 à 30 °C

.Poids ♀/♂ : 150/80g

.Sexe ratio : un mâle pour une femelle (min 0,7 mâle pour une femelle) .Biomasse :250 à 300g/m2

.Alimentation : aliment frais et aliment composé

Eau : filtrée à 50µm Lumière : très atténuée Renouvellement d’eau : 200 à 300%/jour Recirculation d’eau : 150 à 200%/jour Aération : forte par air lift en profondeur et par diffusion en surface Intervention : epedonculation Forme bac : circulaire

Pondoir pH : 8,1 à 8,3 S‰ : 27 à 36‰ T°C : 28 à 30°C

Densité : 1 à 2 ♀ / bac Alimentation : aucune

Eau : filtrée à 5µm traitée à l’EDTA à 5ppm Lumière : obscurité totale (bac avec couvercle) Renouvellement d’eau : aucun Aération : faible bullage Manipulation : transfert des femelles vers 20h Forme bac : petits, cylindro-coniques

Elevage larvaire

pH : S‰ : 25 à 38‰ T°C : 27 à 31°C

Densité : 200 Nii/l Alimentation : Nauplii d’Artemia, micro particules, algues Stade : Nii jusqu’à P8

Eau : filtrée à 5µm et UV Lumière : naturelle Aération : continue Changement d’eau : 0 à 100% suivant le stade Traitement : antibiotique, désinfectant et chélateur des métaux (EDTA 5ppm) Forme bac : cylindro conique ou en forme de « U » de volume < 15 m3

Algues T°C : 22°C (local climatisé) S‰: 35‰

Eau : filtrée à 1µm Lumière : artificielle Renouvellement d’eau : culture en volume successif sans changement d’eau Aération : air + CO2 (0,1% à raison de 1,5 à 2 l/h Espèces : Diatomées (Chaetoceros spp., Thallassiosira spp.…) et flagellés (Isochrys spp.) Traitement : stérilisation à l’autoclave


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Artemia T°C : 28 à 30°C S‰: 20 à 35‰

Densité : 1g de cystes/l Alimentation : aucune

Eau : filtrée à 5µm Lumière : artificielle Renouvellement d’eau : aucune Aération : forte Traitement : chlore et soude pour la décapsulation et stérilisation des cystes Forme de bac : cylindro-conique

Nurserie pH : < 8,5 S‰: 25 à 35‰ T°C : 25 à 30°C

Densité : 10 à 15 PL/l Alimentation : Nauplii d’artemia, algues, microparticules Stade : P8 à P12

Eau : filtrée à 50 µm Dessalure : 2ppt/J (acclimatation progressive Nettoyage : quotidien par siphonnage Aération : permanente Lumière : naturelle

Source : Avalle et al, 1994

Annexe 3 : Normes biotechniques dans la ferme de pré-grossissement et grossissement

Unité Paramètres d’élevage

Normes Biologiques Techniques

Pré- grossissement

pH : 7,5 à 8,2 S‰: 10 à 25‰ T°C : 26 à 31°C

Densité : 50 à 80/ m2 Aliment : 37% de protéines Indice de conversion : 1,2 Poids initial/final : 5 – 10 mg/ 1- 2g Durée: 45 jours

Bassin : 0,5 à 1 ha Changements d’eau : 1 à 10% par jour par une station de pompage Pas de traitement

Grossissement

pH : 7,5 – 8,8 S‰ : 10 - 35 T°C : 24 - 32

Densité initiale : 5 - 9/ m2 Densité finale : 4 - 7/ m2 Aliment:37% de protéines Indice de Conversion : 1,8 Poids initial : 1 – 2g Poids final : 20 – 35g Durée: 4 mois Rendement:2,5–3,5 T/ha

Bassin : 5 à 10 ha Changements d’eau : 10 à 20% par jour Pas de traitement sauf chaulage Fertilisation : organique et inorganique

Source : Ranaivomanantsoa, 1996 et Razafindrazaka, 1997


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Annexe 4 : Formule pour le calcul de dessalure et sursalure

� Pour la dessalure : A = salinité d’eau douce (en générale A= 0) B = salinité initiale dans le bac C = salinité finale ou salinité voulue Vb = volume du bac Ve = volume d’eau douce à rajouter Vr = volume restant dans le bac après la descente d’eau

� Pour la sursalure : A = salinité d’eau de mer B = salinité initiale dans le bac C = salinité finale ou salinité voulue Vb = volume du bac Ve = volume d’eau de mer à rajouter Vr = volume restant dans le bac après la descente d’eau Et la formule à appliquer est la suivante :

Annexe 5 : Formule pour calculer la concentration d’algues

La concentration d’algues à ajouter dans le bac est obtenue à partir de la formule

suivante :

CA = concentration d’algues

CB = concentration initiale d’algues dans le bac

ou concentration d’algues voulue dans le bac selon le protocole

d’élevage

VA = volume d’algues à ajouter dans le bac

VB = volume du bac

C

A

B A - C

(C – B) + (A – C)

C - B

C - B

(C – B) + (A – C)

Vb Vr = x

Ve = Vb - Vr

CA . VA = CB . VB


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Annexe 6 : Précipitation et température moyenne de Nosy Be

Période : 1960 – 1990

Mois Janv Fev Mars Avr Mai Juin Juillet Août Sept Oct Nov Dec

Pluies 518,5 436,9 294,7 156,5 61,1 44,3 37,4 36,2 39,3 84,6 148,1 372,6

°C

min.

22.6 22,8 22,8 22,1 20,9 19 18 17,8 19,1 20,8 22 22,5

°C

max

31,1 31,1 31,8 32 31,2 30 29,6 29,9 31 32 32 31,5

°C

moy

26,9 26,9 27,3 27,2 26 24,5 23,8 23,8 25 26,4 27 27

Source : Andriambololona, 1999

Annexe 7 : Milieu de culture TCBS


Conserver en récipient bien fermé et au sec ** conserver de + 15°C à + 25°C ** Protéger de la lumière

Préparation : Ajouter complément 88 g à 1 litre de l’eau déminéralisée par chauffage dans un bain marie bouillant ou dans un courant de vapeur. Ne pas passer à l’autoclave ! pH : 8.6 +/- 0.2 à 25°C

Composition type (g/litre) : Peptone de caséine 5.0 ; Peptone de viande 5.0 ; Extrait de levure 5.0 ; Sodium citrate 10.0 ; Sodium thiosulfate 10.0 ; Bile de bœuf desséchée 5.0 ; Sodium cholate 3.0 ; Saccharose 20.0 ; Sodium chlorure 10.0 ; Fer (III) citrate 1.0 ; Bleu de thymol 0.04 ; Bleu de bromothymol 0.04 ; agar-agar 14.0

Agar TCBS Agar sélectif des vibrions pour la microbiologie


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Annexe 8 : Antibiogramme et CMI

Après l’isolement ou purification des souches, on assiste d’abord à l’antibiogramme

suivi ensuite de la CMI.

1. Antibiogramme

Principe : pour déterminer la résistance des souches bactériennes isolées à une antibiotique

donnée.

Milieu : Müller Hinton Médium + NaCl 2%, coulés dans une boite de pétri et autoclavés à

121°C pendant 15 mn.

Tableau d’évaluation Distinction de la sensibilité (mm) Antibiotique Résistant Intermédiaire sensible

Tétracycline * 9 – 11 12 – 18 > 19 Oxytétracycline * 9 – 13 14 – 19 > 20 Erythromycine * 9 – 15 16 – 20 > 21 Chloramphénicol <12 13 – 19 20 – 25 > 26 Source : Sano M. et Rasoarinoro J., 1999b

Séchage dans l’étuve à 37°C pendant 10 mn

Milieu

Déposition de disque d’antibiotique sur la surface gélose

Lecture

Incubation à 37°C pendant 12 heures

Mesure du diamètre de la zone d’inhibition (zone en clair) formée

Ensemencement par inondation de la solution mère


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2. C. M. I Principe : détermination de la dose de l’antibiotique à laquelle les bactéries ne pourront

plus se développer.

a- CMI solide

Suspension : Marine Broth de 1/100 avec 2 colonies dans un tube de 9 ml d’eau distillée.

Boite : gélose de Müller Hinton Agar.

Ensemencement : par strie.

Incubation : 37°C pendant 12 à 18 heures.

Lecture : si la bactérie se développe, elle est résistante. Si non elle est sensible.

b- CMI liquide

Milieu : 1ml d’antibiotique + 9 ml de marine broth

Gammes d’antibiotiques : 8 tubes différents de 0,2 ml d’antibiotique + 1,8 ml de Marine

Broth de 1/100 (suspension bactérienne)

Témoin : 1,8 ml de marine Broth + 0,2 ml d’eau distillée.

Incubation et durée : 37 °C / 24 h

Lecture : existence de trouble


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Annexe 9 : Technique d’identification microbienne

1- Isolement des colonies microbiennes

Le but est l’obtention de souches pures qui pourront être identifiées, étudiées et éventuellement comptées. Les techniques sont basées sur l’obtention d’un clone c’est-à-dire d’une culture issue d’une cellule.. L’inoculum peut être prélevé à l’öse (milieu solide ou liquide) puis déposé et étalé sous forme de stries épuisantes à la surface de la gelose. Ces techniques d’isolement sont applicables avec des milieux gélosés non sélectifs (gélose ordinaire)

2- Conservation

La conservation se fait avec la Gélose de conservation ou GNA pour le Vibrio à +4°C dans le réfrigérateur, ou par les Cryo-billes. 3- Examen microscopique à l’état frais

Etude de caractères culturaux Sur la gélose en boite de pétri (Couleur de colonie, taille, relief, bord, transparence). Le milieu liquide pour la recherche de trouble, voile (Vibrio).

Test de mobilité But : observation de mobilité des bactéries Matériels : - suspension bactérienne

- microscope optique mode opératoire :

- mettre une goutte de suspension entre lame et lamelle - ajouter de l’huile à l’immersion dans la partie à observer (grossissement: x100) Coloration de gram

Ce test est essentiel pour l'orientation de la recherche - Suspendre dans l'eau physiologique ou eau distillée stérile une colonie

bactérienne et déposer une goutte de cette suspension sur la lame. - Fixer ces bactéries par séchage à l'aide de mouvement va et vient à environ

30cm au-dessus de la flamme du bec bunsen. - Coloration au violet de gentiane filtré. - Fixation au Lugol du violet de gentiane. - Rinçage à l'eau de robinet - Décoloration avec l'alcool acétone - Rinçage à l'eau de robinet - Recoloration avec la fuschine de zhiel - Rinçage à l'eau de robinet - Séchage de la lame avec papier joseph - Dépôt d'une goutte d'huile d'immersion sur la préparation - Observation au microscope: cellules violettes : Gram + cellules roses : Gram - Morphologie, agencement, taille, sporulation


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Pureté des colonies.

2- Test biochimiques

Cette étude tend toujours vers la recherche des équipements enzymatiques de la bactérie étudiée.

Recherche de l'Oxydase On utilise le disque OX imprégné d'oxalate de dimethyl-paraphénilène-diamine à 1%

(incolore sous forme réduite). Une goutte d'eau distillée stérile est placée à l'aide d'une pipette pasteur sur le disque. Une petite portion de colonie pure est ensuite mise en contact avec le disque. L'apparition de coloration rouge violet révèle la présence de l'enzyme Cytochrome Oxydase qui a oxydé le substrat du départ.

Portoir réduit de LEMINOR Il s'agit de cinq milieux successifs en tubes (Citrate de Simmons, Mannitol-mobilité, Lysine-fer, Hajna-kligler, Urée-indole)

Réactifs : Milieu Urée-indole

L-tryptophane…………………………………………………..……… KH2PO4………………………………………………………………... K2HPO4………………………………………………………………... NaCl…………………………………………………………………… Urée……………………………………………………………………. Alcool à 95°……………………………………………………………. Rouge de phénol à 1 %………………………………………………… Eau distillée…………………………………………………………….

0,3g 0,1g 0,1g 0,5g 2,0g 1,0 ml 0,25ml 100 ml

Milieu Mannitol-mobilité-nitrate

Hydrolysat trypsique de caséine……………………………………….. Nitrate de potassium…………………………………………………… Mannitol……………………………………………………………….. Rouge de phénol……………………………………………………….. Agar…………………………………………………………………….

pH = 7,6±0,2

10 1 7,5 0,04 3,5

Milieu Kligler-Hajna (milieu LACTOSE-GLUCOSE-H2S)

Pastone………………………………………………………………… Extrait de viande de bœuf……………………………………………… Extrait de levure……………………………………………………….. Peptone pepsique de viande…………………………………………… Chlorure de sodium……………………………………………………. Sulfate ferreux…………………………………………………………. Thiosulfate de sodium…………………………………………………. Lactose………………………………………………………………… Glucose………………………………………………………………… Rouge de phénol……………………………………………………….. Agar…………………………………………………………………….

pH = 7,5±0,2

15 3 3 5 5 0,2 0,3 10 1 0,0024 11


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Milieu Lysine fer Peptone bactériologique………………………………………………..

Extrait de levure……………………………………………………….. Citrate de fer ammoniacal……………………………………………... Thiosulfate de sodium…………………………………………………. L-Lysine……………………………………………………………….. Glucose………………………………………………………………… Pourpre de bromocrésol……………………………………………….. Agar…………………………………………………………………….

pH = 6,7 (environ)

5 3 0,5 0,04 10 1 0,02 14,5

milieu de SIMMONS (CITRATE DE SODIUM)

Citrate de sodium……………………………………………………… Chlorure de sodium……………………………………………………. Sulfate de magnésium…………………………………………………. Phosphate monoammonique…………………………………………... Phosphate dipotassique………………………………………………... Bleu de bromothymol…………………………………………………. Agar…………………………………………………………………….

pH = 6,7 (environ)

1 5 0,2 1 1 0,08 15

Principe :

1-Milieu Citrate de simmons (de coloration verte) source de carbone : citrate de sodium indicateur de pH : bleu de bromothymol ensemencement : trait vertical de bas en haut Incubation : 37°C pendant 24h

Lecture : CITRATE + (présence de développement de colonies et virage de la couleur du milieu en bleu

2- Milieu mannitol-mobilité (de coloration rouge) composition : mannitol et nitrate indicateur de pH : rouge de phénol ensemencement : piqûre centrale incubation : 37°C pendant 24h lecture :

- Fermentation du mannitol : le milieu vire au jaune. Dans le cas contraire le milieu garde sa coloration initiale.

- Mobilité + : les bactéries diffusent à partir de la ligne d'ensemencement en créant un trouble dans le milieu. Les bactéries immobiles restent uniquement lelong de la piqûre d'ensemencement.

- Type respiratoire : Aérobie stricte, Anaérobie stricte Anaéro-aérobie facultatif Aéro-anaérobie facultatif

- Nitrate réductase positive (NAR+): culture + réactif de GRISS (la coloration jaune vire au rouge vif)

- Nitrate réductase négative (NAR-) : le milieu garde sa coloration jaune et là, on émet deux hypothèses: soit par absence de l'enzyme Nitratase Réductase (NAR), le milieu reste au stade NO3; soit la réaction est dépassée c'est à dire qu'il y a eu l'action de l'enzyme Nitritase Réductase (NIR) qui transforme le nitrate en nitrite, le Zinc est alors utilisé pour vérifier la présence de NIR

° coloration rouge du milieu : NAR- ° coloration jaune du milieu : NAR + et NIR +


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3-Milieu Lysine- fer composition : Lysine indicateur de pH : Bromocrésol ensemencement : piqûre centrale dans le culot un trait sur la pente incubation : 37°C pendant 24h lecture :

- coloration violette du culot : la Lysine Décarboxylase (LDC) utilise la Lysine et rebasifie le milieu par la production de bioamine. LDC +

- coloration rouge de la pente indique la présence de l'enzyme Lysine Désaminase (LDA) permettant la formation d'un complexe basique, c'est LDA +

- coloration violette de la pente : LDA –

4- Milieu Hajna-kligler source de carbone : Glucose et Lactose indicateur de pH : rouge de phénol ensemencement : piqûre centrale et trait de bas en haut incubation : 37°C pendant 24h lecture : - Fermentation du lactose : la surface inclinée vire au jaune. Dans le cas contraire sa couleur reste inchangée.

- Fermentation du glucose : le culot vire au jaune. Dans le cas contraire sa couleur reste inchangée.

- Production de H2S : noircissement dans la zone joignant le culot et la pente ou dans le culot.

- Production de gaz : apparition de poche de gaz ou fissure dans le culot

5- Milieu Urée-Indole source de carbone : tryptophane incubation : 37°C pendant 24h lecture :

- le milieu vire au rouge violacé : Uréase + , la bactérie alcalinise le milieu par la formation de carbonate d'ammonium.

- le milieu reste inchangé : Uréase - - la culture est ensuite divisée en deux :

� l'un pour la recherche d'Indole laquelle se fait par ajout de réactif de Kovacs dans le milieu, l'apparition des anneaux rouge révèle la présence d'Indole.

� L'autre moitié sert à la recherche de la TDA (Tryptophane Désaminase) par addition de perchlorure de fer :

précipité brun : TDA + couleur jaune orangée : TDA -

Avant la recherche de la TDA l'ajout d'acide chlorhydrique est nécessaire si la réaction a été Uréase +


78

Test API 20 NE L'API 20 NE est un système d'identification des bactéries Non-Entériques, Oxydase

négatives et Gram négatif. Ce système comporte 20 microtubes contenant 20 substrats différents.

- Verser environ 5ml d'eau distillée dans la boite d'incubation dans le but de maintenir l'humidité durant l'incubation.

- Placer la galerie dans la boite d'incubation - Préparer la suspension microbienne avec 5ml d'eau physiologique et une

colonie bien isolée. - Remplir tubes et cupules des tests CIT, VP et GEL. - Remplir uniquement les tubes (non les cupules) des autres tests. - Créer une anaérobiose dans les tests ADH, LDC, H2S, URE en remplissant leur

cupule d'huile de paraffine. - Refermer la boite d'incubation. - Incuber à 37°C pendant 24 heures. - Lecture de résultats suivant le tableau de lecture de la notice technique. - Remplir fiche de résultats et transformer les résultats sous forme de code

numérique et le code sont ensuite rapportés sur le livre de la catalogue analytique pour identifier le microbe étudié.

Après toutes ces séries d'expériences les résultats obtenus sont portés sur le tableau de lecture pour identifier l'espèce en question. .


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Annexe 10 : Résultats statistiques de l’évolution des flores Vibrionaceae

***** ANALYSE DES CORRESPONDANCES MULTIPLES **** * CARACTERISTIQUES DU FICHIER : evolcl TITRE : EVOLUTION DES FLORES VIBRIONNOCEES NOMBRE D'OBSERVATIONS : 1871 NOMBRE DE VA RIABLES : 12 ***** NO DES VARIABLES ET NOMS *** ** 1. JOR / 2. STD / 3. ORG / 4. SAI / 5 . DES / 6. CHG / 7. ATB / 8. JP / 9. J / 10. VL / 11. V / 12. TJV / VARIABLE Nb de CLASSES .................. CL ASSES .................... CREES No Définition Libellé Nb.individus JOR 17 1 jour1 J1 93 2 jour2 J2 119 3 jour3 J3 119 4 jour4 J4 118 5 jour5 J5 118 6 jour6 J6 117 7 jour7 J7 116 8 jour8 J8 116 9 jour9 J9 116 10 jour10 J10 115 11 jour11 J11 115 12 jour12 J12 115 13 jour13 J13 115 14 jour14 J14 115 15 jour15 J15 115 16 jour16 J16 106 17 jour17 J17 43 STD 16 1 Nauplii Nii 94 2 zoe 1 Z1 119 3 zoe 2 Z2 235 4 zoe 3 Z3 117 5 zoe 2 et 3 Z23 103 6 Mysis 1 M1 117 7 Mysis 2 M2 116 8 Mysis 3 M3 116 9 Mysis post larve MPL 51 10 post larve 1 P1 113 11 post larve 2 P2 115 12 post larve 3 P3 115 13 post larve 4 P4 115 14 post larve 5 P5 115 15 post larve 6 P6 115 16 post larve 7 P7 115 ORG 3 1 géniteur élevage ELV 639 2 géniteur mixte MIX 707 3 géniteur sauvage SVG 525 SAI 2 1 saison de pluie PLU 1046 2 saison chaude SEC 825 DES 2 1 non dessalure Ds0 932 2 dessalure Ds1 939 CHG 2 1 non chgt H2O Co0 1632 2 chgt H2O Co1 239


80

ATB 2 1 non antibiotique At0 1406 2 antibiotique At1 465 JP 4 1 JP de 0 … 200 JP1 1563 2 JP > 200 … 1000 JP2 225 3 JP > 1000 … 10000 JP3 72 4 JP > 10000 … 1000 00 JP4 11 J 4 1 J de 0 … 200 JN1 745 2 J > 200 … 1000 JN2 537 3 J > 1000 … 10000 JN3 516 4 J > 10000 … 10000 0 JN4 73 VL 4 1 de 0 … 200 VL1 1613 2 > 200 … 1000 VL2 117 3 > 1000 … 10000 VL3 101 4 > 10000 … 200000 VL4 40 V 4 1 V de 0 … 200 VR1 1420 2 V > 200 … 1000 VR2 235 3 V > 1000 … 10000 VR3 163 4 V > 10000 … 20000 0 VR4 53 TJV 4 1 TJV de 0 … 200 TT1 574 2 TJV > 200 … 1000 TT2 534 3 TJV > 1000 … 1000 0 TT3 629 4 TJV > 10000 … 200 000 TT4 134 NOMBRE TOTAL DE CLASSES = 64


ETUDE DES VARIABLES 1re COLONNE : COORDONNEE 2e COLONNE : COSINUS CARRE (QUALITE DE LA REPRES ENTATION) 3e COLONNE : CONTRIBUTION RELATIVE A L'INERTIE EX PLIQUEE PAR L'AXE AXES PRINCIPAUX POIDS (%) AXE 1 AXE 2 AXE 3 VARIABLES PRISES EN COMPTE DANS L'ANALYSE J1 ** 5.00 ** 0.733 0.028 0.8* -1.554 0.1 26 4.2* -0.483 0.012 0.5* J2 ** 6.00 ** 0.370 0.009 0.3* -1.793 0.2 18 7.2* 0.891 0.054 2.0* J3 ** 6.00 ** -1.600 0.174 4.8* -0.547 0.0 20 0.7* 0.042 0.000 0.0* J4 ** 6.00 ** -1.570 0.166 4.6* -0.579 0.0 23 0.7* 0.298 0.006 0.2* J5 ** 6.00 ** -0.427 0.012 0.3* 0.216 0.0 03 0.1* -1.180 0.094 3.4* J6 ** 6.00 ** 0.316 0.007 0.2* 0.664 0.0 29 1.0* -0.603 0.024 0.9* J7 ** 6.00 ** 0.312 0.006 0.2* -0.841 0.0 47 1.5* -0.058 0.000 0.0* J8 ** 6.00 ** 0.673 0.030 0.8* -0.177 0.0 02 0.1* -0.436 0.013 0.5* J9 ** 6.00 ** 0.269 0.005 0.1* -0.104 0.0 01 0.0* 0.422 0.012 0.4* J10 ** 6.00 ** -0.587 0.023 0.6* -0.185 0.0 02 0.1* 1.876 0.230 8.5* J11 ** 6.00 ** -0.376 0.009 0.3* 0.703 0.0 32 1.1* 0.805 0.042 1.6* J12 ** 6.00 ** -0.070 0.000 0.0* 1.289 0.1 09 3.6* -0.139 0.001 0.0* J13 ** 6.00 ** 0.321 0.007 0.2* 0.982 0.0 63 2.1* -0.388 0.010 0.4* J14 ** 6.00 ** 0.458 0.014 0.4* 0.816 0.0 44 1.4* -0.437 0.012 0.5* J15 ** 6.00 ** 0.511 0.017 0.5* 0.616 0.0 25 0.8* -0.338 0.007 0.3* J16 ** 6.00 ** 0.629 0.024 0.7* 0.346 0.0 07 0.2* -0.299 0.005 0.2* J17 ** 2.00 ** 0.839 0.017 0.5* -0.086 0.0 00 0.0* -0.227 0.001 0.0* ** 15.2 * 24.8 * 19.3 * Nii ** 5.00 ** 0.731 0.028 0.8* -1.550 0.1 27 4.2* -0.474 0.012 0.4* Z1 ** 6.00 ** 0.355 0.009 0.2* -1.790 0.2 18 7.1* 0.897 0.055 2.0*


81

Z2 ** 13.00 ** -1.589 0.363 9.4* -0.565 0.0 46 1.4* 0.163 0.004 0.1* Z3 ** 6.00 ** 0.261 0.005 0.1* 0.746 0.0 37 1.2* -0.667 0.030 1.1* Z23 ** 6.00 ** -0.528 0.016 0.5* 0.161 0.0 02 0.1* -1.232 0.088 3.3* M1 ** 6.00 ** 0.319 0.007 0.2* -0.768 0.0 39 1.3* -0.035 0.000 0.0* M2 ** 6.00 ** 0.709 0.033 0.9* -0.216 0.0 03 0.1* -0.392 0.010 0.4* M3 ** 6.00 ** 0.336 0.007 0.2* -0.125 0.0 01 0.0* 0.133 0.001 0.0* MPL ** 3.00 ** -0.114 0.000 0.0* -0.415 0.0 05 0.2* 1.718 0.083 3.2* P1 ** 6.00 ** -0.677 0.029 0.8* -0.089 0.0 01 0.0* 1.855 0.221 8.1* P2 ** 6.00 ** -0.241 0.004 0.1* 1.225 0.0 98 3.2* 0.297 0.006 0.2* P3 ** 6.00 ** 0.061 0.000 0.0* 1.202 0.0 95 3.1* -0.205 0.003 0.1* P4 ** 6.00 ** 0.412 0.011 0.3* 0.865 0.0 49 1.6* -0.460 0.014 0.5* P5 ** 6.00 ** 0.386 0.010 0.3* 0.802 0.0 42 1.4* -0.491 0.016 0.6* P6 ** 6.00 ** 0.575 0.022 0.6* 0.472 0.0 15 0.5* -0.276 0.005 0.2* P7 ** 6.00 ** 0.639 0.027 0.7* 0.202 0.0 03 0.1* -0.242 0.004 0.1* ** 15.2 * 25.5 * 20.4 * ELV ** 34.00 ** -0.184 0.017 0.3* 0.141 0.0 10 0.2* 0.014 0.000 0.0* MIX ** 38.00 ** 0.014 0.000 0.0* -0.031 0.0 01 0.0* 0.027 0.000 0.0* SVG ** 28.00 ** 0.206 0.016 0.3* -0.130 0.0 07 0.2* -0.053 0.001 0.0* ** 0.7 * 0.4 * 0.0 * PLU ** 56.00 ** 0.126 0.020 0.3* -0.103 0.0 14 0.2* -0.028 0.001 0.0* SEC ** 44.00 ** -0.159 0.020 0.3* 0.131 0.0 14 0.3* 0.036 0.001 0.0* ** 0.6 * 0.5 * 0.0 * Ds0 ** 50.00 ** -0.291 0.084 1.2* -0.653 0.4 23 7.4* 0.399 0.158 3.1* Ds1 ** 50.00 ** 0.290 0.084 1.2* 0.648 0.4 23 7.4* -0.395 0.158 3.1* ** 2.5 * 14.8 * 6.2 * Co0 ** 87.00 ** 0.101 0.070 0.3* -0.006 0.0 00 0.0* -0.127 0.110 0.6* Co1 ** 13.00 ** -0.687 0.069 1.8* 0.041 0.0 00 0.0* 0.869 0.110 3.8* ** 2.0 * 0.0 * 4.3 * At0 ** 75.00 ** 0.130 0.051 0.4* 0.194 0.1 14 1.0* -0.195 0.115 1.1* At1 ** 25.00 ** -0.392 0.051 1.1* -0.587 0.1 14 3.0* 0.589 0.115 3.4* ** 1.5 * 4.0 * 4.5 * JP1 ** 84.00 ** 0.216 0.236 1.1* -0.083 0.0 35 0.2* -0.033 0.005 0.0* JP2 ** 12.00 ** -0.814 0.091 2.4* 0.573 0.0 45 1.4* 0.371 0.019 0.6* JP3 ** 4.00 ** -1.601 0.103 2.9* 0.273 0.0 03 0.1* 0.134 0.001 0.0* JP4 ** 1.00 ** -3.487 0.072 2.1* -1.670 0.0 16 0.6* -3.781 0.085 3.3* ** 8.5 * 2.3 * 4.0 * JN1 ** 40.00 ** 0.531 0.186 3.3* -0.545 0.1 96 4.1* -0.211 0.029 0.7* JN2 ** 29.00 ** 0.014 0.000 0.0* 0.288 0.0 33 0.8* 0.193 0.015 0.4* JN3 ** 28.00 ** -0.531 0.107 2.3* 0.579 0.1 28 3.2* 0.321 0.039 1.1* JN4 ** 4.00 ** -1.763 0.126 3.6* -0.652 0.0 17 0.6* -1.536 0.096 3.6* ** 9.2 * 8.8 * 5.8 * VL1 ** 86.00 ** 0.227 0.322 1.3* -0.037 0.0 09 0.0* 0.023 0.003 0.0* VL2 ** 6.00 ** -0.630 0.026 0.7* 0.678 0.0 31 1.0* 0.591 0.023 0.9* VL3 ** 5.00 ** -1.632 0.152 4.2* 0.276 0.0 04 0.1* 0.329 0.006 0.2* VL4 ** 2.00 ** -3.174 0.220 6.4* -1.167 0.0 30 1.0* -3.482 0.265 10.2* ** 12.7 * 2.2 * 11.3 * VR1 ** 76.00 ** 0.297 0.277 2.0* -0.131 0.0 54 0.5* -0.019 0.001 0.0* VR2 ** 13.00 ** -0.255 0.009 0.2* 0.722 0.0 75 2.3* 0.477 0.033 1.1* VR3 ** 9.00 ** -1.226 0.143 3.9* 0.433 0.0 18 0.6* 0.455 0.020 0.7* VR4 ** 3.00 ** -3.040 0.269 7.7* -1.035 0.0 31 1.1* -2.995 0.262 10.0* ** 13.8 * 4.4 * 11.8 * TT1 ** 31.00 ** 0.746 0.246 5.0* -0.746 0.2 46 6.0* -0.234 0.024 0.7* TT2 ** 29.00 ** 0.298 0.036 0.8* 0.245 0.0 24 0.6* 0.176 0.012 0.3* TT3 ** 34.00 ** -0.464 0.109 2.1* 0.621 0.1 95 4.5* 0.439 0.098 2.5* TT4 ** 7.00 ** -2.199 0.373 10.2* -0.697 0.0 37 1.2* -1.759 0.239 8.7* ** 18.2 * 12.3 * 12.2 *



82

Annexe 11 : Résultats statistiques de seuil critique de pathogénicité des flores Vibrionaceae

***** ANALYSE DES CORRESPONDANCES MULTIPLES *****

CARACTERISTIQUES DU FICHIER : ANGELCL TITRE : SEUIL CRITIQUE DE PAT HOGENICITE

NOMBRE D'OBSERVATIONS : 1871 NOMBRE DE VARIABLE S : 13

***** NO DES VARIABLES ET NOMS *****

1. RP8 / 2. STD / 3. NI / 4. NE / 5 . MTL / 6. FBL / 7. DES / 8. CHG / 9. ATB / 10. TJV / 11. VSJ / 12. VL / 13. JP / VARIABLE Nb de CLASSES .................. CL ASSES .................... CREES No Définition Libell2 Nb.individus RP8 3 1 BON RESULTAT BON 1243 2 MAUVAIS RESULTAT MAL 605 3 CHLOREE CLE 23 STD 4 1 Nauplii Nii 94 2 zoe ZOE 574 3 Mysis MYS 349 4 post larve PL 854 NI 3 1 NI de 0 … 0 NI0 1837 2 NI de 1 … 2 NI1 22 3 NI > 2 … 36 NI2 12 NE 3 1 NE de 0 … 1 NE1 1762 2 NE > 1 … 5 NE2 95 3 NE > 5 … 32 NE3 14 MTL 4 1 MTL de 0 … 0 Mt0 1462 2 MTL de 1 … 2 Mt1 369 3 MTL > 2 … 5 Mt2 30 4 MTL > 5 … 60 Mt3 10 FBL 3 1 FBL de 0 … 0 Fl0 1410 2 FBL de 1 … 4 Fl1 449 3 FBL > 4 … 11 Fl2 12 DES 2 1 non dessalure Ds0 932 2 dessalure Ds1 939 CHG 2 1 non chgt H2O Co0 1632 2 chgt H2O Co1 239 ATB 2 1 non antibiotique At0 1405 2 antibiotique At1 466 TJV 4 1 TJV de 0 … 500 TT1 867 2 TJV > 500 … 1000 TT2 241 3 TJV > 1000 … 1000 0 TT3 629 4 TJV > 10000 … 200 000 TT4 134 VSJ 4 1 VSJ de 0 … 100 VJ1 1162 2 VSJ > 100 … 1000 VJ2 358 3 VSJ > 1000 … 1000 0 VJ3 213 4 VSJ > 10000 … 2E+ 08 VJ4 138 VL 4 1 VL de 0 … 200 VL1 1613 2 VL > 200 … 1000 VL2 117 3 VL > 1000 … 10000 VL3 101 4 VL > 10000 … 2000 00 VL4 40 JP 4 1 JP de 0 … 200 JP1 1563 2 JP > 200 … 1000 JP2 225 3 JP > 1000 … 10000 JP3 72 4 JP > 10000 … 1000 00 JP4 11

NOMBRE TOTAL DE CLASSES = 42 Source : Auteur, 2003


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ETUDE DES VARIABLES ------------------- 1re COLONNE : COORDONNEE 2e COLONNE : COSINUS CARRE (QUALITE DE LA REPRES ENTATION) 3e COLONNE : CONTRIBUTION RELATIVE A L'INERTIE EX PLIQUEE PAR L'AXE AXES PRINCIPAUX POIDS (%) AXE 1 AXE 2 AXE 3 VARIABLES PRISES EN COMPTE DANS L'ANALYSE BON ** 66.00 ** -0.219 0.095 1.0* -0.126 0.0 31 0.6* 0.089 0.016 0.3* MAL ** 32.00 ** 0.357 0.061 1.3* 0.248 0.0 29 1.1* -0.276 0.036 1.4* CLE ** 1.00 ** 2.418 0.073 2.3* 0.291 0.0 01 0.1* 2.438 0.074 4.3* ** 4.7 * 1.7 * 6.0 * Nii ** 5.00 ** -0.573 0.017 0.5* -0.771 0.0 31 1.6* 1.681 0.149 8.3* ZOE ** 31.00 ** 0.777 0.267 6.0* -0.779 0.2 69 10.1* -0.089 0.003 0.1* MYS ** 19.00 ** -0.234 0.013 0.3* -0.049 0.0 01 0.0* 0.187 0.008 0.4* PL ** 46.00 ** -0.364 0.112 2.0* 0.629 0.3 32 9.8* -0.202 0.034 1.1* ** 8.9 * 21.6 * 9.9 * NI0 ** 98.00 ** -0.077 0.324 0.2* -0.018 0.0 17 0.0* -0.023 0.028 0.0* NI1 ** 1.00 ** 3.583 0.153 4.9* 0.273 0.0 01 0.0* -0.181 0.000 0.0* NI2 ** 1.00 ** 5.224 0.176 5.7* 2.242 0.0 32 1.8* 3.820 0.094 5.5* ** 10.8 * 1.8 * 5.5 * NE1 ** 94.00 ** -0.003 0.000 0.0* -0.082 0.1 07 0.3* 0.036 0.021 0.1* NE2 ** 5.00 ** -0.128 0.001 0.0* 1.221 0.0 80 4.1* -0.602 0.019 1.1* NE3 ** 1.00 ** 1.162 0.010 0.3* 1.977 0.0 29 1.6* -0.448 0.002 0.1* ** 0.4 * 6.0 * 1.2 * Mt0 ** 78.00 ** -0.337 0.407 2.9* 0.173 0.1 07 1.3* 0.060 0.013 0.2* Mt1 ** 20.00 ** 1.023 0.257 6.7* -0.911 0.2 04 8.9* -0.304 0.023 1.1* Mt2 ** 2.00 ** 2.415 0.095 3.0* 1.113 0.0 20 1.1* -0.448 0.003 0.2* Mt3 ** 1.00 ** 4.242 0.097 3.1* 4.960 0.1 32 7.1* 3.724 0.075 4.3* ** 15.8 * 18.4 * 5.7 * Fl0 ** 75.00 ** -0.326 0.324 2.6* 0.211 0.1 36 1.8* 0.090 0.025 0.4* Fl1 ** 24.00 ** 0.935 0.276 6.8* -0.769 0.1 87 7.7* -0.291 0.027 1.2* Fl2 ** 1.00 ** 3.219 0.067 2.2* 3.997 0.1 03 5.6* 0.300 0.001 0.0* ** 11.6 * 15.1 * 1.6 * Ds0 ** 50.00 ** 0.310 0.096 1.6* -0.506 0.2 54 6.9* 0.116 0.013 0.4* Ds1 ** 50.00 ** -0.309 0.096 1.6* 0.502 0.2 54 6.9* -0.115 0.013 0.4* ** 3.1 * 13.8 * 0.8 * Co0 ** 87.00 ** -0.111 0.084 0.3* -0.105 0.0 75 0.5* 0.068 0.032 0.2* Co1 ** 13.00 ** 0.755 0.083 2.4* 0.714 0.0 75 3.5* -0.466 0.032 1.6* ** 2.7 * 4.1 * 1.9 * At0 ** 75.00 ** -0.202 0.123 1.0* 0.082 0.0 20 0.3* 0.051 0.008 0.1* At1 ** 25.00 ** 0.607 0.122 3.0* -0.246 0.0 20 0.8* -0.154 0.008 0.3* ** 4.0 * 1.1 * 0.5 * TT1 ** 46.00 ** -0.366 0.116 2.0* -0.207 0.0 37 1.1* 0.529 0.241 7.6* TT2 ** 13.00 ** -0.187 0.005 0.1* 0.194 0.0 06 0.3* -0.483 0.034 1.8* TT3 ** 34.00 ** 0.165 0.014 0.3* 0.050 0.0 01 0.0* -0.758 0.291 11.3* TT4 ** 7.00 ** 1.926 0.286 8.6* 0.758 0.0 44 2.2* 1.005 0.078 4.2* ** 11.1 * 3.6 * 24.8 * VJ1 ** 62.00 ** -0.221 0.080 1.0* -0.232 0.0 88 1.8* 0.231 0.088 1.9* VJ2 ** 19.00 ** -0.097 0.002 0.1* 0.255 0.0 15 0.7* -0.512 0.062 2.9* VJ3 ** 11.00 ** 0.218 0.006 0.2* 0.304 0.0 12 0.6* -0.583 0.044 2.3* VJ4 ** 7.00 ** 1.771 0.250 7.5* 0.823 0.0 54 2.7* 0.281 0.006 0.3* ** 8.8 * 5.8 * 7.5 * VL1 ** 86.00 ** -0.217 0.295 1.3* -0.082 0.0 42 0.3* 0.114 0.081 0.7* VL2 ** 6.00 ** 0.479 0.015 0.5* 0.291 0.0 06 0.3* -1.543 0.159 8.7* VL3 ** 5.00 ** 1.443 0.119 3.7* 0.188 0.0 02 0.1* -1.029 0.060 3.3* VL4 ** 2.00 ** 3.691 0.298 9.5* 1.981 0.0 86 4.6* 2.519 0.139 7.9* ** 14.9 * 5.3 * 20.6 * JP1 ** 84.00 ** -0.112 0.064 0.3* 0.007 0.0 00 0.0* 0.166 0.139 1.3* JP2 ** 12.00 ** 0.323 0.014 0.4* 0.199 0.0 05 0.3* -1.081 0.160 8.2* JP3 ** 4.00 ** 0.993 0.039 1.2* -0.833 0.0 28 1.5* -0.702 0.020 1.1* JP4 ** 1.00 ** 2.565 0.039 1.3* 0.338 0.0 01 0.0* 3.144 0.058 3.4* ** 3.2 * 1.7 * 14.0 *


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dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon Cas de l