Annales de pathologie (2011) 31S, S65—S69

SYMPOSIUM

Le modèle oiseau en biologie du développementet en physiopathologie�

The avian model in developmental biology and physiopathology

Thierry Jaffredoa,∗,b

a CNRS UMR7622, laboratoire de biologie du développement, bâtiment C, 6ème étage,case 24, 75252 Paris cedex 05, Franceb UMR7622, laboratoire de biologie du développement, université Pierre-et-Marie-Curie,bâtiment C, 6ème étage, case 24, 75252 Paris cedex 05, France

Accepté pour publication le 5 septembre 2011Disponible sur Internet le 5 octobre 2011

De l’antiquité à nos jours : le poulet comme modèle dedéveloppement des vertébrés amniotes

Le développement embryonnaire est un processus extrêmement complexe qui a fascinél’homme depuis le début de son histoire. Comment la fécondation produit-elle un individucomplet et indépendant ? Où et comment est stockée et utilisée l’information nécessaireau plan de formation de l’individu ? Pour répondre à ces questions, la science a, dès ledébut de son histoire, utilisé des systèmes modèles, chacun permettant de répondre àdes questions précises au travers d’approches expérimentales appropriées. Les modèlesMétazoaires les plus importants sont le vers Caenorhabditis elegans, la mouche des fruitsDrosophila melanogaster, le poisson zèbre Danio rerio, le crapaud Sud-Africain Xenopuslaevis, le poulet Gallus gallus et la souris Mus musculus. Le poulet fut, parmi tous cesmodèles, le premier à être utilisé pour des études de développement.

L’œuf de poule est tellement aisé à se procurer et facile d’accès qu’il a attiré l’attentiondes anciens égyptiens ainsi que du philosophe grec Aristote qui ouvrait des œufs a différentsstades d’incubation pour étudier la progression du développement. Entre le xviiie et ledu xixe siècle, l’observation d’embryons de poulet à différents stades fut utilisée pouralimenter le débat qui faisait rage à l’époque entre le concept de préformation (l’embryonest une miniature de l’adulte qui ne fait que croître) et l’épigenèse (l’embryon accroitsa complexité et forme de nouveaux organes en se développant) puis le faire pencherdéfinitivement du côté de l’épigénèse avec, en particulier, les apports majeurs de Wolff[1], Pander [2] et von Baer [3]. Dans le même temps, l’embryon d’oiseau conduisit à ladécouverte des îlots sanguins ainsi que des artères et des veines par Harvey (1628) [4],

� Symposium présenté le lundi 21 novembre 2011 de 14 h 30 à 16 h 30 dans la salle 101.∗ Auteur correspondant.

Adresse e-mail : thierry.jaffredo@upmc.fr.

0242-6498/$ — see front matter © 2011 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés.doi:10.1016/j.annpat.2011.09.005

S

lM[dnmtl

mnnntsrddltsomHsdeOpeplmpqs[

ldcsdlldlvcedcpmlmrsf

dleib[

Lc

Cdlc•

•

•

dtdedfrof

ddddCbllccsdinddes ES n’étant pas possible, d’autres techniques ont étémises en place pour générer des lignées transgéniques enparticulier l’utilisation de vecteurs rétro- ou lentiviraux.

66

’existence de ces dernières structures étant attestée paralpighi (1672—1675) grâce à l’utilisation du microscope

5,6]. Au fil du temps et des avancées techniques, l’embryon’oiseau aida à la découverte des feuillets embryon-aires et de leurs interactions [2,3]. Puis vint l’ère desarques colorées et l’établissement des cartes de terri-

oires présomptifs ; cette avancée étant accompagnée par’avènement de nouvelles méthodes de coupes d’embryon.

À la fin du xixe siècle, Roux et son école utilisèrent deséthodes de perturbations du développement embryon-

aire chez l’amphibien pour comprendre le développementormal. L’embryologie expérimentale (Entwicklungsmecha-ik) était née. L’embryon d’oiseau fut utilisé relativementôt dans ces approches ; sa grande taille et son acces-ibilité directe permettant même la réalisation de filmsévélant les mouvements de gastrulation et la formationes premiers organes [7]. Dès 1930, l’embryologiste Wad-ington s’attacha à étudier les compétences des tissus,es mécanismes d’asymétrie droite-gauche et les influencesissulaires sur la migration cellulaire et la formation destructures embryonnaires. Parmi ses grandes découvertes,n notera la mise en évidence de l’induction mésoder-ique par l’endoderme et la démonstration que le nœud deensen est l’organisateur des amniotes [8]. Les décenniesuivantes virent les élèves et/ou disciples de Waddingtonécouvrir l’inhibition de contact [9,10], pour revue voir [11],t l’origine épiblastique de l’endoderme embryonnaire [12].n pourra citer aussi la découverte de la zone d’activitéolarisante (ZPA) et de la crête apicale ectodermique (AER)t leurs rôles de signalisation dans la formation du membre,our revue, voir [13]. C’est durant cette période que Nicolee Douarin inventa le système caille/poulet qui allait per-ettre l’étude extensive de l’origine et de la mise enlace du système nerveux central et périphérique ainsiue plusieurs aspects fondamentaux du développement duystème hématopoïétique sur lesquels nous reviendrons14].

L’ère de la biologie moléculaire laissa quelque peu’embryon d’oiseau sur le bord de la route privilégiant l’œufe Xénope dans lequel on pouvait « tester » l’effet de molé-ules et/ou de constructions par simple injection dans latructure. Malgré cela, plusieurs avancées majeures vinrente l’exploitation de l’embryon d’oiseau. Parmi elles citonsa mise en évidence d’une subdivision somitique pour guider

es nerfs et les cellules de crête neurale [15], l’existencee rhombomères [16], l’induction des neurones moteurs dea moelle épinière par la notochorde [17—19] et la décou-erte de l’horloge somitique [20], pour revue voir [21]. Ae point, il manquait à l’oiseau des systèmes d’expressionctopiques permettant de surexprimer ou, au contraire,e réprimer l’expression de certains gènes. Cela futomblé par l’utilisation de vecteurs rétroviraux qui, enortant des molécules d’intérêt permirent des approchesoléculaires fines et la mise en évidence de voies de signa-

isation, en particulier dans la formation du membre ou laise en place de l’asymétrie droite gauche. Des vecteurs

étroviraux déficients pour leur réplication permirent aussiuivre des lignages cellulaires et de délivrer des ARNs inter-érents dans des cellules d’intérêt, pour revue, voir [22].

En plus de l’ensemble de ces avancées, il serait ici injustee ne pas citer la contribution majeure de l’oiseau dansa découverte des oncogènes (Prix Nobel 1966 pour Rouxt 1989 pour Varmus et Bishop) ; celle de la transcriptasenverse par Temin (Prix Nobel 1975 avec Baltimore et Dul-ecco) et enfin la mise en évidence des lymphocytes B et T23].

Pd

2uasdndsxplldpfeudl

T. Jaffredo

’ère moderne : outils d’expression ciblée,ellules ES et connaissance du génome

ette dernière décennie a vu l’embryon d’oiseau revenirans la course des modèles « modernes » de biologie du déve-oppement. Cette remontée est due à plusieurs facteursomplémentaires parmi lesquels :

la mise au point de systèmes génétiques de gain et deperte de fonction ciblés et rapides ainsi que l’analyse deséquences régulatrices de gènes utilisant ces systèmes ;l’isolement des cellules ES et la mise en place de tech-niques de transgenèse permettant de dériver des lignéesd’oiseau génétiquement modifiées et ;le séquencage du génome aviaire.

Dès la fin des années 1990, une équipe japonaise étu-ia la possibilité de réaliser chez l’embryon d’oiseau desransferts de gènes ciblés dans le temps et l’espace etécouvrirent que l’électroporation constituait une approchefficace [24]. Rapidement un certain nombre de vecteurs’expression permettant une forte expression constitutiveurent mis au point. L’expression tissu-spécifique fut aussiendue possible par l’utilisation de séquences régulatricesu de constructions inductibles par exemple par le tamoxi-ène [25,26].

Les cellules souches embryonnaires sont un outil précieuxans les approches de transgenèse comme dans celles deifférenciation cellulaire. L’embryon d’oiseau, comme celui’autres espèces, a longtemps été réfractaire à l’isolemente cellules ES qui semblait l’apanage de l’embryon de souris.ela est dû au fait que l’embryon d’oiseau à la ponte est unlastodisque d’environ 50 000 cellules prêt à faire sa gastru-ation. Le stade « cellule ES » se situe sans doute plus tôt danse développement et est difficile à isoler. L’isolement deellules ES à partir de blastodisque d’embryon d’oiseau futependant réalisé. Ces cellules possèdent tous les attributsomatiques de cellules ES de mammifère (différenciationans les dérivés des trois feuillets primordiaux) mais sontncapables de participer efficacement à la lignée germi-ale suggérant par là même un statut légèrement différentes cellules ES de souris [27]. La transgenèse au travers

lusieurs souches d’oiseaux transgéniques sont aujourd’huiisponibles [28] et d’autres sont en cours d’isolement.

La première ébauche du génome aviaire fut publiée en004 [29]. Le génome du poulet abrite environ 23 000 gènes,n nombre équivalent à celui de l’homme. Depuis 2004 deuxutres génomes aviaires ont été séquencés : celui du pin-on mandarin (Taeniopygia guttata) [30] et celui de lainde (Meleagris gallopavo) [31]. Dans ces deux der-iers cas, le nombre de gènes identifiés à ce jour est’environ 17 000 mais la liste s’allonge régulièrement. Aveces 23 000 gènes, le génome du poulet présente une comple-ité équivalente à celle de l’homme ou de la souris. L’oiseaurésente des innovations telles que les gènes de synthèse dea coquille et des plumes mais ne possède pas de gène poures protéines du lait, les kératines des cheveux ou l’émailentaire par exemple. Ces exceptions mises à part, la plu-art des gènes identifiés chez l’homme sont présents sousorme d’hortologues chez le poulet [29]. Le génome aviairest très compacté, sa longueur totale représente seulementn tiers du génome humain. La raison est l’absence relativee séquences répétées, 11 % chez l’oiseau contre 50 % chez’homme [32]. Les mammifères et les oiseaux étant distants

opat

Le modèle oiseau en biologie du développement et en physi

d’environ 310 millions d’années, la mise à disposition de cesgénomes comble un espace entre les mammifères et lesautres animaux poïkilothermes (à sang froid) communémentétudiés (Xénope, poisson zèbre, fugu. . .). La disponibilité decet outil a déjà permis des avancées significatives pour lamise au point d’outils génétiques ou l’analyse de séquencesrégulatrices.

Le modèle oiseau « inspirateur » pourl’étude du développement du systèmehématopoïétique

Parmi tous les domaines scientifiques ayant bénéficié dumodèle oiseau, le développement hématopoïétique est l’unde ceux qui a le plus contribué à l’avancée des connaissancesdans d’autres systèmes modèles. Cette avancée des connais-sances est due à l’utilisation du système caille/poulet,inventé par Nicole le Douarin et sans équivalent dansd’autres systèmes modèles amniotes. Dans le courant desannées 1970, la théorie monophylétique initialement propo-sée par Maximow en 1909 puis démontrée par Moore Owen etMetcalf voulait que la totalité du système hématopoïétique,y compris les cellules souches hématopoïétiques (CSH)adultes aient pour origine le sac vitellin de l’embryon pourrevue, voir [33]. Mettant à profit le système caille/poulet,Dieterlen et collaborateurs créèrent des embryons chi-mères qui possédaient un embryon de caille reposantsur un sac vitellin de poulet (chimères complémentaires).Dans cette configuration, toutes les cellules hématopoïé-tiques définitives, y compris les CSH de la moelle osseuse,venaient de l’embryon lui-même et non du sac vitellin [34],démontrant par là même l’existence d’une source intra-embryonnaire de CSH qui fut identifiée comme étant l’aorte[35]. Les mêmes conclusions se sont imposées quelquesannées plus tard pour la souris [36,37] et pour l’homme[38]. L’hématopoïèse aortique est polarisée et stéréotypéedans toutes les classes de vertébrés. Des bourgeonnementsde cellules hématopoïétiques sont localisés dans le plan-cher de l’aorte en étroite association avec les cellules

endothéliales bordant l’intérieur du vaisseau. L’embryond’oiseau a permis, le premier, de démonter une filiationdirecte entre cellules endothéliales et cellules hématopoïé-tiques. En marquant les cellules endothéliales aortiquesune journée avant le déclenchement de l’hématopoïèse,on obtenait des cellules hématopoïétiques marquées, doncdérivées des cellules endothéliales [39,40]. Enfin, le modèleoiseau a permis de commencer à comprendre les basescellulaires et moléculaires de la régionalisation de l’aorteau regard de l’hématopoïèse. En effet, cette polarisationrepose sur l’existence de deux générations distinctes decellules endothéliales qui forment l’aorte au moment del’hématopoïèse. Une première, d’origine splanchnopleu-rale, forme le plancher de l’aorte alors qu’une seconde,d’origine somitique, forme le toit du vaisseau. La polari-sation de la production hématopoïétique aortique reposedonc sur une constitution mixte de l’aorte pour ses cellulesendothéliales ; les cellules du plancher sont capables de don-ner du sang sous l’influence de signaux qui restent à définiralors que les cellules du toit en sont incapables [41,42]. Demanière intéressante le plancher de l’aorte est une struc-ture transitoire qui disparaît au cours de l’hématopoïèse,les cellules endothéliales ventrales partant en hémato-poïèse étant remplacées par des cellules endothélialesd’origine somitique [41]. Des expériences complémentaires

hologie S67

ont montré que ces programmes pouvaient être modifiésen traitant les cellules endothéliales par des facteurs decroissance « dorsalisants » (epidermal growth factor, acidicfibroblast growth factor) ou « ventralisants » (vascular endo-thelial growth factor, transforming growth factor beta. . .)[43] laissant entrevoir l’existence d’une plasticité phéno-typique. Enfin nous venons de montrer que le mésenchymesous-aortique joue un rôle majeur dans le déclenchementde l’hématopoïèse. L’accessibilité de l’embryon d’oiseauautorise des expériences visant à empêcher l’installationdu mésenchyme sous-aortique d’un seul côté de l’embryon.Dans ces conditions, l’hématopoïèse se forme normalementdu côté contrôle mais pas du côté opéré. Dans ce contexte,il faut aussi citer le rôle pionnier joué par l’étude del’allantoïde de l’embryon d’oiseau (homologue de la par-tie fœtale du placenta) dans la découverte de la fonctionhématopoïétique placentaire [44,45]. Le rôle hématopoïé-tique de ces annexes fut étendu récemment à l’embryon desouris [46—49] et à l’embryon humain [50,51].

La membrane chorioallantoïdienne commemodèle d’étude de l’angiogenèsetumorale et du pouvoir métastatique

Originellement utilisée depuis plus de 50 ans par lesembryologistes pour l’étude du développement des organesembryonnaires, la membrane chorioallantoïdienne del’embryon de poulet est aujourd’hui largement utilisée parles laboratoires et l’industrie pharmaceutique pour testerl’effet de molécules pro- ou anti-angiogéniques. Dans sonapproche classique, une ouverture est pratiquée dans lacoquille d’un embryon de poulet de sept à neuf jours dedéveloppement de manière à avoir accès à la membranechorioallantoïdienne. Une technique plus récente consiste àtransférer la totalité du contenu de l’œuf dans une solutionnutritive qui permet le développement de l’embryon dansun contexte totalement ex ovo et facilite l’accès à la mem-brane chorioallantoïdienne [52]. On peut alors greffer despièces de tissus ou des culots cellulaires sur cette membrane

très richement vascularisée. Le tissu ou les cellules gref-fées qui peuvent être d’origine xénogéniques provoquentune réaction d’angiogenèse qui se traduit par une invasiondu greffon par les vaisseaux de l’hôte [53]. Cette angioge-nèse peut être aisément mesurée à l’aide de techniques demicroscopie ou de vidéocinématographie [54]. Il est alorspossible de tester l’effet d’inhibiteurs ou d’activateurs del’angiogenèse, soit sur le greffon, soit directement sur laformation vasculaire de la membrane chorioallantoïdoienne[55]. Un autre aspect concerne l’invasivité de cellules tumo-rales greffées sur la membrane chorioallantoïdienne. Il estpossible de mesurer directement la pénétration des cellulesgreffées et donc leur pouvoir tumorigène dans la membrane.On peut ainsi tester différentes molécules ou traitementantitumoraux qui peuvent être délivrés par applicationdirecte ou systémique. Des études de transcriptomique oude protéomique sont alors possibles pour évaluer l’impactdu traitement sur les cellules greffées [56].

Conclusion

L’oiseau a souvent été en amont d’un certain nombre dedécouvertes majeures confirmées par la suite en particulierchez les mammifères. Sa proximité phylogénétique avec ces

S

dLgldlmstlvdt

D

Lt

R

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

[

68

erniers en fait un excellent modèle d’étude des amniotes.’existence de nombreuses techniques fines de microchirur-ie et de transfert de gènes, la disponibilité de son génome,e placent aujourd’hui, de nouveau, dans le peloton de têtees systèmes modèles en biologie du développement, en bio-ogie cellulaire et en immunologie. Cependant, la pratiqueoderne de ces disciplines exige de ne pas se limiter à un

eul modèle mais plutôt à confronter les stratégies adapta-rices de différents modèles : le poulet, bien sûr, mais aussia souris et l’homme. Ces approches croisées permettent deérifier le degré de conservation des mécanismes étudiés et’acquérir des éléments précieux pour de futurs applicationshérapeutiques.

éclaration d’intérêts

’auteur déclare ne pas avoir de conflits d’intérêts en rela-ion avec cet article.

éférences

[1] Wolff GF. Theorie von der Generation in zwo Abhandlungenerklärt und bewiesen. Berlin: Friedrich Wilhem Birnstiel; 1764.

[2] Pander C. Beiträge zur Entwickelungseschichte des Hünchensim Ei. Wuürzburg: Brönner; 1817.

[3] von Baer KE.Über Entwickelungsgeschichte der Thiere. Beo-bachtung und Reflexion. Königsberg: Bomträger; 1828.

[4] Harvey W.Exercitatio anatomica de motu cordis et sanguinis inanimalibus. Frankfurt: Guiliemi Fitzeri; 1628.

[5] Malpighi M. Repetitas auctasque de ovo incubato observati-ones continens. London: Johannis Martyn; 1675.

[6] Malpighi M. De formatione pulli in ovo. London: Royal Society;1672.

[7] Gräper L. Die Primitiventwicklung des Hünchens nach stereoki-nematographischen Untersuchungen, kontrolliert durch vitaleFarbmarkierung und verglichen mit der Entwicklung andererWirbel- tiere. Arch EntwMech Org 1929;116:382—429.

[8] Stern CD, Conrad H. Waddington’s contributions to avianand mammalian development, 1930—1940. Int J Dev Biol2000;44:15—22.

[9] Abercrombie M. Contact inhibition: the phenomenon

and its biological implications. Natl Cancer Inst Monogr1967;26:249—77.

10] Abercrombie M. Concepts in morphogenesis. Proc R Soc Lond BBiol Sci 1977;199:337—44.

11] Bellairs R. Michael Abercrombie (1912—1979). Int J Dev Biol2000;44:23—8.

12] Bellairs R. Studies on the development of the foregut in thechick blastoderm. 1. The presumptive foregut area. J EmbryolExp Morphol 1953;1:115—24.

13] Towers M, Tickle C. Generation of pattern and form in thedeveloping limb. Int J Dev Biol 2009;53:805—12.

14] Le Douarin N. Details of the interphase nucleus in Japa-nese quail (Coturnix coturnix japonica). Bull Biol Fr Belg1969;103:435—52.

15] Keynes RJ, Stern CD. Segmentation in the vertebrate nervoussystem. Nature 1984;310:786—9.

16] Lumsden A, Keynes R. Segmental patterns of neuronal deve-lopment in the chick hindbrain. Nature 1989;337:424—8.

17] van Straaten HW, Thors F, Wiertz-Hoessels L, Hekking J,Drukker J. Effect of a notochordal implant on the early mor-phogenesis of the neural tube and neuroblasts: histometricaland histological results. Dev Biol 1985;110:247—54.

18] Price SR, Briscoe J. The generation and diversification ofspinal motor neurons: signals and responses. Mech Dev2004;121:1103—15.

19] Jessell TM. Neuronal specification in the spinal cord: inductivesignals and transcriptional codes. Nat Rev Genet 2000;1:20—9.

[

[

[

[

[

[

[

[

[

T. Jaffredo

20] Palmeirim I, Henrique D, Ish-Horowicz D, Pourquié O. Avianhairy gene expression identifies a molecular clock lin-ked to vertebrate segmentation and somitogenesis. Cell1997;91:639—48.

21] Pourquié O. Vertebrate segmentation: from cyclic gene net-works to scoliosis. Cell 2011;145:650—63.

22] Miller AD. Development and applications of retroviral vectors.In: Coffin JM, Hughes SH, Varmus HE, editors. Retroviruses.Cold Spring Harbor Press; 1997. p. 437—73.

23] Glick B, Chang TS, Japp RG. The bursa of Fabricius and antibodyproduction. Poult Sci 1956;35:224—5.

24] Muramatsu T, Mizutani Y, Ohmori Y, Okumura J. Comparison ofthree nonviral transfection methods for foreign gene expres-sion in early chicken embryos in ovo. Biochem Biophys ResCommun 1997;230:376—80.

25] Nakamura H, Katahira T, Sato T, Watanabe Y, Funahashi J. Gain-and loss-of-function in chick embryos by electroporation. MechDev 2004;121:1137—43.

26] Sato Y, Kasai T, Nakagawa S, Tanabe K, Watanabe T, Kawa-kami K, et al. Stable integration and conditional expressionof electroporated transgenes in chicken embryos. Dev Biol2007;305:616—24.

27] Pain B, Clark ME, Shen M, Nakazawa H, Sakurai M, Samarut J,et al. Long-term in vitro culture and characterisation of avianembryonic stem cells with multiple morphogenetic potentiali-ties. Development 1996;122:2339—48.

28] Sang H. Prospects for transgenesis in the chick. Mech Dev2004;121:1179—86.

29] Hillier LDW, Miller W, Birney E, Warren W, Hardison RC, PontingCP, et al. Sequence and comparative analysis of the chickengenome provide unique perspectives on vertebrate evolution.Nature 2004;432:695—716.

30] Warren WC, Clayton DF, Ellegren H, Arnold AP, Hillier LW,Kunstner A, et al. The genome of a songbird. Nature2010;464:757—62.

31] Dalloul RA, Long JA, Zimin AV, Aslam L, Beal K, BlombergLe A, et al. Multi-platform next-generation sequencing of thedomestic turkey (Meleagris gallopavo): genome assembly andanalysis. PLoS Biol 2010:8 [pii: e1000475].

32] Organ CL, Shedlock AM, Meade A, Pagel M, Edwards SV. Origin ofavian genome size and structure in non-avian dinosaurs. Nature2007;446:180—4.

33] Jaffredo T, Richard C, Pouget C, Teillet MA, Bollerot K, GautierR, et al. Aortic remodelling during hemogenesis: is the chickenparadigm unique? Int J Dev Biol 2010;54:1045—54.

34] Dieterlen-Lièvre F. On the origin of haemopoietic stem cells in

the avian embryo: an experimental approach. J Embryol ExpMorphol 1975;33:607—19.

35] Dieterlen-Lièvre F, Martin C. Diffuse intraembryonic hemo-poiesis in normal and chimeric avian development. Dev Biol1981;88:180—91.

36] Cumano A, Dieterlen-Lièvre F, Godin I. Lymphoid potential,probed before circulation in mouse, is restricted to caudalintraembryonic splanchnopleura. Cell 1996;86:907—16.

37] Medvinsky A, Dzierzak E. Definitive hematopoiesis is auto-nomously initiated by the AGM region. Cell 1996;86:897—906.

38] Tavian M, Coulombel L, Luton D, San Clemente H, Dieterlen-Lièvre F, Péault B. Aorta-associated CD34+ hematopoietic cellsin the early human embryo. Blood 1996;87:67—72.

39] Jaffredo T, Gautier R, Brajeul V, Dieterlen-Lièvre F. Tracing theprogeny of the aortic hemangioblast in the avian embryo. DevBiol 2000;224:204—14.

40] Jaffredo T, Gautier R, Eichmann A, Dieterlen-Lièvre F. Intraaor-tic hemopoietic cells are derived from endothelial cells duringontogeny. Development 1998;125:4575—83.

41] Pouget C, Gautier R, Teillet MA, Jaffredo T. Somite-derivedcells replace ventral aortic hemangioblasts and provideaortic smooth muscle cells of the trunk. Development2006;133:1013—22.

42] Pardanaud L, Luton D, Prigent M, Bourcheix L-M, CatalaM, Dieterlen-Lièvre F. Two distinct endothelial lineages in

[

[

[

[

[

[

[

Le modèle oiseau en biologie du développement et en physiopat

ontogeny, one of them related to hemopoiesis. Development1996;122:1363—71.

43] Pardanaud L, Dieterlen-Lièvre F. Manipulation of the angio-poietic/hemangiopoietic commitment in the avian embryo.Development 1999;126:617—27.

44] Caprioli A, Jaffredo T, Gautier R, Dubourg C, Dieterlen-Lièvre F. Blood-borne seeding by hematopoietic and endothelialprecursors from the allantois. Proc Natl Acad Sci U S A1998;95:1641—6.

45] Caprioli A, Minko K, Drevon C, Eichmann A, Dieterlen-Lièvre F,Jaffredo T. Hemangioblast commitment in the avian allantois:cellular and molecular aspects. Dev Biol 2001;238:64—78.

46] Corbel C, Salaun J, Belo-Diabangouaya P, Dieterlen-Lièvre F.Hematopoietic potential of the pre-fusion allantois. Dev Biol2007;301:478—88.

47] Zeigler BM, Sugiyama D, Chen M, Guo Y, Downs KM, SpeckNA. The allantois and chorion, when isolated before circula-tion or chorio-allantoic fusion, have hematopoietic potential.Development 2006;133:4183—92.

48] Ottersbach K, Dzierzak E. The murine placenta contains hema-topoietic stem cells within the vascular labyrinth region. DevCell 2005;8:377—87.

49] Gekas C, Dieterlen-Lièvre F, Orkin SH, Mikkola HK. The pla-centa is a niche for hematopoietic stem cells. Dev Cell2005;8:365—75.

[

[

[

[

[

[

[

hologie S69

50] Robin C, Bollerot K, Mendes S, Haak E, Crisan M, Cerisoli F, et al.Human placenta is a potent hematopoietic niche containinghematopoietic stem and progenitor cells throughout develop-ment. Cell Stem Cell 2009;5:385—95.

51] Barcena A, Kapidzic M, Muench MO, Gormley M, Scott MA,Weier JF, et al. The human placenta is a hematopoietic organduring the embryonic and fetal periods of development. DevBiol 2009;327:24—33.

52] Auerbach R, Kubai L, Knighton D, Folkman J. A simple proce-dure for the long-term cultivation of chicken embryos. Dev Biol1974;41:391—4.

53] Auerbach R, Kubai L, Sidky Y. Angiogenesis induction bytumors, embryonic tissues, and lymphocytes. Cancer Res1976;36:3435—40.

54] Brooks PC, Montgomery AM, Cheresh DA. Use of the 10-day-oldchick embryo model for studying angiogenesis. Methods MolBiol 1999;129:257—69.

55] Hagedorn M, Javerzat S, Gilges D, Meyre A, de Lafarge B, Eich-mann A, et al. Accessing key steps of human tumor progressionin vivo by using an avian embryo model. Proc Natl Acad Sci U SA 2005;102:1643—8.

56] Javerzat S, Franco M, Herbert J, Platonova N, Peille AL,Pantesco V, et al. Correlating global gene regulation to angioge-nesis in the developing chick extra-embryonic vascular system.PLoS One 2009;4:e7856.