Manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries ...Manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries environnementales (dont Mycobacterium ulcerans) J.-J. Morand, J. Maslin,

Manifestations cutanéomuqueusesdes mycobactéries environnementales(dont Mycobacterium ulcerans)

J.-J. Morand, J. Maslin, H. Darie

Le genre Mycobacterium comporte plus d’une soixantaine d’espèces dont seulement un quart estpathogène ; à peine une douzaine d’espèces s’exprime par des manifestations cutanéomuqueuses. Lesmycobactéries environnementales (ex-atypiques) se contractent accidentellement dans le milieu extérieurcontrairement aux mycobactéries à transmission interhumaine que sont la tuberculose et la lèpre. EnFrance, l’atteinte à Mycobacterium marinum des aquariophiles est le modèle de contamination du sujetimmunocompétent le plus souvent rapporté. En région tropicale humide, l’infection à Mycobacteriumulcerans constitue une véritable maladie émergente, prioritaire pour l’Organisation mondiale de la santé.L’immunodépression, notamment lors du syndrome de l’immunodéficience acquise, favorise les formesgénéralisées de mycobactérioses, le plus souvent liées au complexe Mycobacterium avium-intracellulare. Depuis l’avènement de la trithérapie et des facteurs de croissance, ces infections àmycobactéries environnementales sont redevenues rares.© 2005 Elsevier SAS. Tous droits réservés.

Mots clés : Mycobactérie environnementale ; Mycobactérie atypique ; « Mycobacterium ulcerans » ;Ulcère de Buruli ; « Mycobacterium marinum »

Plan

¶ Historique/Classification 1

¶ Généralités sur l’épidémiologie des mycobactériesenvironnementales 2

Réservoir 2Émergence des mycobactéries environnementales 2Incidence des infections 2

¶ Généralités sur la physiopathogénie des mycobactériesenvironnementales 3

¶ Méthodes de diagnostic biologique des mycobactériosesenvironnementales 3

Prélèvement 3Examen direct 4Culture 5Méthodes d’identification 5Histologie 5Antibiogramme 6

¶ Panorama des espèces pathogènes avec manifestationscutanéomuqueuses 6

« Mycobacterium marinum » 6« Mycobacterium ulcerans » 7« Mycobacterium avium-intracellulare » 14« Mycobacterium fortuitum / chelonae / abscessus » 15« Mycobacterium scrofulaceum » 16« Mycobacterium kansasii » 16« Mycobacterium szulgai » 16« Mycobacterium malmoense » 17« Mycobacterium gordonae » 17« Mycobacterium haemophilum » 17

■ Historique/ClassificationLes mycobactéries (ordre des Actinomycetales), qui ne

comptent qu’un seul genre, Mycobacterium (M.), sont divisées enplusieurs groupes : le complexe tuberculeux comprenant M.tuberculosis, espèce bien adaptée à l’homme, M. bovis et africa-num, la lèpre due à M. leprae qui reste d’actualité dans les paysen voie de développement ; les mycobactéries dites atypiquesdésormais qualifiées de mycobactéries environnementales(ME). [1-6]

Considérées auparavant comme des souches inhabituelles deM. tuberculosis, les ME ont été assez tardivement individualiséeset rendues responsables de tableaux cliniques spécifiques. [7] Parla suite, leur caractérisation épidémiologique, pathogénique, etles premières données de biologie moléculaire ont permis demieux les différencier. [8] Les ME partagent avec les autresespèces du genre Mycobacterium leur aspect de bacilles acido-alcoolo-résistants (ayant la propriété de retenir les colorantsmême après exposition à des solutions de décoloration fortestels les acides et les alcools), immobiles, aérobies stricts oumicroaérophiles, non capsulés, non sporulants, à paroi riche enlipides (acides mycoliques à longue chaîne carbonée, formantune barrière hydrophobe autour de la cellule empêchantl’action décolorante des acides et alcools). Les méthodesd’identification des souches de ME par biologie moléculairetendent à remplacer les méthodes d’identification biochimiques.De même, la taxonomie actuelle fait appel aux analyses phylo-génétiques basées sur la séquence du gène de l’acide ribonucléi-que (ARN) 16S ribosomique. Cependant, il est classique dedifférencier les espèces en sous-groupes sur des caractères devitesse de croissance et de pigmentation en présence ou non delumière.

La classification de Runyon (Tableau 1) permet une orienta-tion de départ, et reste à la portée de nombreux laboratoires.Mais l’intérêt de poursuivre l’identification n’est pas qu’un

¶ 98-365-A-10

1Dermatologie

accessoire épidémiologique. Il est en effet important de déter-miner l’espèce réellement en cause, pour administrer au patientun traitement adapté dans les plus brefs délais. En effet,certaines souches sont relativement sensibles aux antitubercu-leux (M. kansasii) alors que d’autres sont très résistantes (M.simiae).

Les ME sont capables de se multiplier chez l’homme et d’yprovoquer des maladies aux présentations cliniques variées(pulmonaires, ganglionnaires, cutanées). Leur pouvoir patho-gène ne se manifeste généralement qu’à l’occasion d’uneimmunodépression de l’hôte (syndrome de l’immunodéficienceacquise [sida], corticothérapie, greffe, hémopathie) où lecomplexe M. avium-intracellulare est alors le plus représenté, oubien dans les suites d’une introduction accidentelle (lésioncutanée, lésion pulmonaire préexistante) et ce sont alors lesespèces M. fortuitum, chelonei et abscessus qui sont le plussouvent identifiées. [9-13]

Au cours d’une enquête rétrospective en France entre 1986 et1990, sur 92 réponses exploitables, la ME a été identifiée55 fois : M. marinum 27 fois, M. chelonae dix fois, M. fortuitumtrois fois, M. avium cinq fois, M. ulcerans trois fois, M. flavescensune fois, M. haemophilum une fois, M. kansasii une fois et quatremycobactéries non classées. [14] En Europe, en dehors del’immunodépression, c’est l’infection à M. marinum qui est leplus souvent rapportée. Dans les régions rurales intertropicaleshumides, c’est l’infection à M. ulcerans qui constitue unemenace émergente pour la santé publique.

■ Généralités sur l’épidémiologiedes mycobactériesenvironnementales

Les ME sont des germes saprophytes environnementaux (eau,sol) et ont une répartition géographique variable. Certaines secomportent comme des germes opportunistes touchant enpriorité l’adulte présentant des facteurs favorisants (en particu-lier, immunodépression). [2, 9, 11, 12]

RéservoirLe réservoir est immense. Beaucoup d’animaux sont concer-

nés : oiseaux (M. avium), poissons (M. marinum, M. ulcerans),singe (M. simiae). Ce réservoir n’est pas exclusif et certainesespèces comme M. kansasii se retrouvent aussi bien chez lesbovins que les porcins. Le réservoir est aussi tellurique, laplupart des espèces se retrouvant dans le sol (M. terrae, M.fortuitum...). L’eau (piscines, aquariums, mer), les ballons etconduites d’eau chaude, ainsi que les robinets sont égalementréservoirs de nombreuses espèces (M. gordonae, M. xenopi, M.chelonae, M. scrofulaceum...). [15]

Émergence des mycobactériesenvironnementales

C’est l’épidémie de sida dans les années 1980 qui a été àl’origine de l’émergence des ME en pathologie humaine. [16, 17]

Auparavant, les infections causées par les ME étaient peudécrites et consistaient surtout en des atteintes pulmonaires,ganglionnaires ou cutanées localisées. Les formes disséminéesétaient rares. Les patients présentant des pneumopathies étaientessentiellement des hommes, d’âge supérieur à 50 ans etprésentant des lésions pulmonaires ou exposés à des contami-nants par aérosols (fermiers). Aucune transmission interhumainen’avait été mise en évidence. [18] Les agents le plus souventisolés des pneumopathies étaient M. kansasii, M. avium, M.intracellulare. Les infections cutanées étaient dues à M. marinum,acquises lors de la pratique de loisirs aquatiques ou d’activitésliées à la pêche ; les sujets atteints s’étaient contaminés à partirde dermabrasions. [19]

Incidence des infectionsL’incidence des infections par ME chez les sidéens a rapide-

ment augmenté. Associée à une morbimortalité importante, ellea été en partie à l’origine du développement des techniquesd’identification par biologie moléculaire, en particulier lessondes à acide désoxyribonucléique (ADN), permettant dedifférencier M. tuberculosis, M. avium-intracellulare afin d’adapterau mieux le traitement. À l’acmé de l’épidémie et avant lagénéralisation des antirétroviraux en Europe et aux États-Unis,presque 50 % des malades séropositifs pour le virus de l’immu-nodéficience humaine (VIH) présentaient des infections àME. [20] Chez l’immunodéprimé, les infections étaient dissémi-nées d’emblée, alors qu’elles étaient surtout pulmonaires chezl’immunocompétent ; les atteintes cutanées (M. scrofulaceum) etarticulaires pouvaient survenir en dehors de tout traumatismeou corticothérapie. [21]

Le complexe M. avium-intracellulare dominait très largementles infections à mycobactéries non tuberculeuses du sidéen.Survenant en fin d’évolution et corrélée à un taux de CD4 infé-rieur à 100/mm3, cette infection opportuniste a été nettementréduite dans les pays occidentaux, grâce à l’arrivée des trithéra-pies permettant la restauration des fonctions immunitaires.

Des changements ont été observés dans la dernière décennie,pour les espèces à l’origine de certains tableaux cliniques. C’estainsi que M. scrofulaceum, responsable en grande majorité deslymphadénites cervicales de l’enfant, a cédé la place à M. avium.Des évolutions sont apparues dans les sérotypes incriminés àl’intérieur d’une même espèce. Les sérovars 4 et 8 de M. aviumétaient fréquemment rencontrés dans les adénites à la fin desannées 1990, alors que les sérovars 1 et 2 dominaient dans lesannées 1970. Il semble aussi établi que certaines espèces ont destaux de prévalence différents suivant la géographie. Ceci est liéà la répartition des réservoirs, en particulier des réseauxd’adduction d’eau qui ont une teneur différente en ME. [22]

Tableau 1.Classification de Runyon.

Réaction à la lumière et durée de croissance ME pathogènes ME peu ou non pathogènes

ME photochromogènes (pigmentation jaune-orange en présence de lumière)et de croissance lente (>7 jours)

M. marinum M. asiaticum

M. kansasii M. simiae

ME scotochromogènes (pigmentation même en l’absence de lumière)à croissance lente (>7 jours)

M. scrofulaceum M. gordonae

M. szulgai M. flavescens

M. xenopi

ME non chromogènes à croissance lente (>7 jours) M. ulcerans M. malmoense

M. avium-intracellulare M. haemophilum

M. terrae

M. gastri

ME non chromogènes à croissance rapide (<7 jours) M. chelonae M. smegmatis

M. fortuitum

M. abscessus

ME : mycobactéries environnementales ; M. : Mycobacterium.

98-365-A-10 ¶ Manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries environnementales (dont Mycobacterium ulcerans)

2 Dermatologie

Dans les pays en développement, et en particulier en Afrique,l’incidence de la tuberculose est très élevée, contrairement àcelle des ME, en particulier chez les sidéens. L’évolutionmalheureusement rapide, en l’absence de prise en charge, del’infection par le VIH ne permet pas d’atteindre le stade évolutifoù les mycobactéries atypiques peuvent se développer.

Quant à l’infection à M. ulcerans, ME étroitement liée àl’écosystème aquatique, responsable d’une panniculite infec-tieuse nécrosante, c’est en Australie qu’ont été rapportées lespremières observations (ulcère de Baimsdale) en 1948. [23, 24]

Puis de nombreux cas furent identifiés en Ouganda dans larégion de Buruli, [25] ainsi qu’au Zaïre. [26] Des foyers ont étésignalés en Asie, en Océanie et en Amérique latine, notammenten Guyane. [27, 28] Actuellement, l’endémie ne cesse de s’étendreet l’incidence augmente considérablement, en particulier enAfrique de l’Ouest [29-34] (Fig. 1). Les aménagements agricoles ethydrauliques pourraient avoir une part de responsabilité dans cephénomène. [35] L’incidence de l’affection ne paraît pas influen-cée par l’épidémie de sida.

■ Généralités sur la physiopathogéniedes mycobactéries environnementales

Face à une infection par mycobactéries atypiques, il convientde rechercher des expositions liées à l’environnement ou descauses favorisantes plutôt qu’un contage interhumain commec’est le cas avec M. tuberculosis. Leur résistance naturelle auxprocédés de désinfection classiques contribue au maintien decertaines espèces dans les circuits de distribution d’eau (M.xenopi, M. avium, M. fortuitum). Des cas groupés d’infectionsnosocomiales à M. chelonae transmis par l’eau de lavage desendoscopes ont été rapportés. [36] Les mycobactéries atypiquessupportent de grandes variations en température, pH, salinité,ainsi que des concentrations élevées en métaux lourds, ce quiexplique aussi bien leur persistance dans les estuaires de rivièresqu’à l’intérieur de canalisations galvanisées. [37] À cela s’ajouteleur capacité à synthétiser des biofilms. À la différence d’autresbactéries, les mycobactéries atypiques, en particulier les espècesà croissance rapide, sont capables de dégrader des composésautres que le carbone ou l’azote, comme le benzène, le trichlo-roéthylène, les alkanes, propanes, etc.

Ces agents opportunistes sont capables d’infecter de nom-breux tissus humains. [38] Chez les sujets immunocompétents, laplupart des atteintes pulmonaires sont associées à des affections

respiratoires chroniques. [39] Les atteintes des tissus mous, de lapeau, mais aussi des os apparaissent dans les suites d’untraumatisme ou d’une intervention chirurgicale. Les infectionscutanées à M. chelonae (abcès, nodules) peuvent disséminer à lafaveur d’un traitement corticostéroïde. [40] Chez les sujetsinfectés par le VIH, les infections disséminées apparaissent sansautre facteur déclenchant que l’immunodépression. L’infectionpar M. avium-intracellulare se traduit par des signes générauxcomme une fièvre, une perte de poids, une diarrhée et uneanémie. [41]

Parmi les facteurs intrinsèques de virulence des mycobactériesnon tuberculeuses, leur capacité à se répliquer à l’intérieur desmacrophages est remarquable. On trouve aussi la résistance àl’acidification des lysosomes, l’inhibition de la fusionphagosomes-lysosomes, la résistance au pouvoir inhibiteur dusérum, la diminution de sécrétion de tumor necrosis factor (TNF)alpha par les cellules infectées, une forte activité catalasique (M.kansasii). M. ulcerans possède une activité cytotoxique, M.smegmatis est capable de surexprimer un gène (cma 1) à l’ori-gine d’une résistance aux dérivés oxygénés. Les méthodesd’hybridation soustractive ont permis l’isolement de gènes àl’origine de facteurs de virulence. In vitro, l’expression de cettevirulence dépend étroitement des conditions de culture desbactéries.

■ Méthodes de diagnosticbiologique des mycobactériosesenvironnementales (Fig. 2)

PrélèvementLa qualité du prélèvement est impérative pour assurer un bon

diagnostic de mycobactériose atypique, d’où l’intérêt de l’effec-tuer directement au laboratoire ou bien de coordonner laréalisation des biopsies et écouvillonnages, leur acheminementdans des milieux de transport adaptés et dans les délais les plusbrefs. Les prélèvements d’abcès ou de plaies présentent unrisque de contamination par la flore commensale et doivent êtredécontaminés préalablement. Il existe plusieurs méthodes àbase de soude à 4 % ou d’acide dilué. Les prélèvements sontrecueillis dans un tube sec stérile et acheminés de suite au

Figure 1. Répartition géographique de l’ulcère de Buruli à Mycobacterium ulcerans.

Manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries environnementales (dont Mycobacterium ulcerans) ¶ 98-365-A-10

3Dermatologie

laboratoire à température ambiante. En cas d’impossibilité, leprélèvement doit être conservé à +4 °C. Sur de petites pièces debiopsies de peau ou d’adénopathies, et pour éviter leur dessic-cation, quelques gouttes de sérum physiologique stérile peuventêtre ajoutées.

Examen directLa plupart des mycobactéries ayant une croissance lente,

l’examen direct par coloration d’un frottis ou d’une appositionest essentiel pour un diagnostic précoce, et les méthodesclassiques de coloration gardent toute leur valeur. Pour détermi-ner l’acido-alcoolo-résistance qui reste la première orientation,on pratique la coloration de Ziehl-Neelsen à la fuchsine phéni-quée (Fig. 3) ou la technique à l’auramine O ou à l’acridineorange qui utilise un fluorochrome (Fig. 4). Les méthodesd’observation directes microscopiques ne sont pas très sensibles,en particulier pour des prélèvements non pulmonaires. Lesbacilles de 4-6 mm de longueur et de 0,2-0,6 mm de diamètresont un peu incurvés, irréguliers mais la présence possible decocci et de formes filamenteuses (M. chelonae notamment et M.fortuitum) peut poser un problème de diagnostic différentiel avec

les Nocardia. Une lame colorée par un fluorochrome peut êtrerecolorée par le Ziehl-Neelsen pour confirmation et étudemorphologique.

• Plaies, pus superficiels : tube sec stérile Si contamination → H2SO4, soude 4 %• Tissus, biopsies, peau : environ 1 g → 200 µl de sérum physiologique ou eau stérile

Prélèvements(avant tout traitement, répétés)

Incubation à 30 ˚C, 37 ˚C, 42 ˚C selonla mycobactérie recherchée, durant 3 moisNoter l'aspect, la taille, le type depigmentation à la lumière

Examen microscopique d'un frottisColoration Ziehl-Neelsen/Auramine

Culture• Milieux solides : Löwenstein-Jensen/Coletsos/Middlebrook 7H11 (→ sensibilité antibiotiques)• Milieux liquides +/- lecteur automatique (type BacT/Alert ou BACTEC : MB, Bio FM, MGIT, Septi Check AFB

Lecture régulière, croissance moyenne 15 jNoter délai, index de croissance

IdentificationAspect microscopique, croissance (vitesse et exigences, colonies) → caractères de RunyonSi orientationSonde nucléique (hybridation ARN 16S, lecture sur chimioluminomètre) type Accuprobe®, PCR, hybridation des produitsde PCR (reverse dot-blot type INNO-LIPA)Si pas d'orientation ou caractères complémentairesIdentification biochimique (production d'acide nicotinique, catalase, activité nitrate réductase...)

Étude de la sensibilité aux antibiotiquesMéthode E-test ou disques avec diffusion en gélose 7H11 (croissance rapide)Étude des CMI en milieu liquide ou solide (détection visuelle ou lecteur automatique)ATB testés (croissance rapide) : rifampicine, rifabutine, azithromycine, minocycline, imipénèmeATB testés (croissance lente) : rifampicine, rifabutine, azithromycine, éthambutol, fluoroquinolones, amikacine

CNR des mycobactéries : Laboratoire des mycobactéries, Institut Pasteur, 25-28, rue du Dr-Roux, 75724 Paris cedex 15Tél. 01 45 68 83 60 / E-mail : [email protected]

Figure 2. Arbre décisionnel. Démarche diagnostique biologique. ARN : acide ribonucléique ; PCR : polymerase chain reaction ; CMI : concentration minimaleinhibitrice ; ATB : antibiotiques.

Figure 3. Pour déterminer l’acido-alcoolo-résistance qui reste la pre-mière orientation, on pratique la coloration de Ziehl-Neelsen à la fuchsinephéniquée ; acido-alcoolo-résistance de Mycobacterium kansasii (collec-tion M. Fabre).


4 Dermatologie

CultureLa méthode de référence qui reste la plus sensible est la

culture. Plusieurs tubes doivent être ensemencés et incubés àdifférentes températures (37 °C, mais aussi 30 °C pour M.marinum, M. ulcerans et M. chelonae et 42 °C pour M. xenopi). Lescultures en milieu à base d’œuf (Löwenstein-Jensen) (Fig. 5) ouagar (Middlebrook 7H10) peuvent être ensemencées en premièreintention suivant les possibilités du laboratoire.

Beaucoup de progrès ont été réalisés ces dernières années ence qui concerne les milieux de culture, avec l’apparition desmilieux liquides (MGIT, MB BacTAlert), certains étant biphasi-ques (Septi-Chek AFB), d’autres basés sur une détection radio-métrique (Bactec 460 TB). D’une manière générale, il estrecommandé de ne pas se contenter d’un seul isolement demycobactérie atypique pour retenir cet agent comme l’étiologied’une infection. [42] L’American Thoracic Society préconise dene pas préciser l’identification d’une ME avant d’avoir réalisé unsecond isolement chez le même patient, sauf si la présomptionclinique est très forte.

Méthodes d’identificationÀ côté des méthodes biochimiques classiques (niacin-test,

activité nitrate réductase, activité catalase thermolabile,influence du pyruvate sur la culture, hydrolyse du Tween) [43]

(Tableau 2), d’autres méthodes d’identification ont été dévelop-pées. Les méthodes d’hybridation d’ADN permettent l’identifi-cation de mycobactéries du complexe M. avium-intracellulare, M.kansasii, M. gordonae. Les hybridations ADN-ADN sont discrimi-nantes pour plus de 20 espèces de mycobactéries. Les méthodesd’hybridations moléculaires (type INNO-LIPA en reverse dot-blot[Innogenetics, Gand, Belgique] ou accuprobe assay par techniquede fluorescence [Gen-probe Inc, San Diego, États-Unis]) sontutilisées après (ou sans) amplification à partir de cultures etpermettent une identification précise et rapide des mycobacté-ries atypiques les plus courantes. [44] Des sondes nucléiquescomplémentaires de l’ARNr 16S sont utilisées directement sur leculot de centrifugation d’un flacon de milieu liquide. Ellesrequièrent cependant une installation adéquate et du personnelspécialisé dans les techniques de biologie moléculaire. Lesétudes chromatographiques à haute performance permettentl’analyse des acides gras pariétaux des mycobactéries permettantune identification en quelques heures sur culture. Des testsimmunochromatographiques simples d’emploi à partir decultures en milieux liquides ont été développés (Capilia TB). Desméthodes de diagnostic rapide hautement sensibles ont étédéveloppées face au long délai d’obtention des cultures. Ellessont basées sur l’amplification des ADN des mycobactéries. [45]

Ces méthodes requièrent des laboratoires équipés et des person-nels entraînés aux techniques de biologie moléculaire. Leursinconvénients sont liés principalement au risque de contamina-tion dans le laboratoire et à la présence d’inhibiteurs dans leprélèvement. La sensibilité de ces méthodes reste inférieure à laculture et est directement corrélée au nombre de mycobactériescontenues dans le prélèvement. Les amorces peuvent amplifierdes séquences spécifiques de l’ADN codant l’ARNr 16S, ou desgènes codant des séquences d’insertion. Devant l’absence destandardisation et la variété des méthodes de révélation, unorganisme international dépendant de l’Organisation mondialede la santé (OMS) (WHO/IUATLD) a été créé en 1994 pourtenter une harmonisation entre laboratoires.

HistologieL’examen histologique de l’infection à ME est peu spécifique

en phase précoce et comporte une réaction inflammatoire àpolynucléaires neutrophiles, lymphocytes et macrophagesvolontiers spumeux. Selon le degré d’immunité cellulaire, onpeut observer la formation de granulome liée à l’activationmacrophagique, stimulée par l’interféron gamma, lui-mêmecontrôlé par une cascade cytokinique dont le principal média-teur est l’interleukine 12. Le granulome tuberculoïde aveccellules épithélioïdes, cellules géantes de type Langhans,lymphocytes périphériques (Fig. 6) et parfois nécrose éosino-phile centrale sans nécrose caséeuse est plus évocateur de lamaladie chez l’immunocompétent et notamment de l’infectionà M. marinum, mais il est en fait assez rarement observé. À cestade, les colorations spécifiques objectivent rarement desbacilles acido-alcoolo-résistantes, d’autant plus que l’acido-alcoolo-résistance est relative et qu’en pratique, seulement unebactérie sur 100 ou 1 000 résiste à ce traitement, de sorte quela coloration de Ziehl (Fig. 7) n’est positive qu’au-delà de ceseuil. La mise en évidence de bacilles acido-alcoolo-résistantessur étalements cytologiques ou coupes histologiques peut faireappel également à l’imprégnation argentique de Gomori-Grocott (Fig. 8), aux colorations de Kinyoun, Wade-Fite et à

Figure 4. La technique à l’auramine O ou à l’acridine orange qui utiliseun fluorochrome permet également la visualisation des bacilles (collectionM. Fabre).

Figure 5. La méthode de référence qui reste la plus sensible est laculture en milieu à base d’œuf (Löwenstein-Jensen), sur ce cliché deMycobacterium simiae (collection M. Fabre).

Tableau 2.Tests biochimiques d’identification.

Mycobactérie Niacine Catalase 20 °C Catalase 70 °C TCH (hydrazide de l’acidethiophène 2 carboxylique)

Thioacétazone

M. tuberculosis + + - Résistant Sensible

M. bovis +/- + - Sensible Sensible

Mycobactéries environnementales - + + Résistant Variable

M. : Mycobacterium.


5Dermatologie

celle de l’auramine (plus rapide, plus sensible sauf pourles mycobactéries à croissance rapide qu’elle colorefaiblement). [46-48]

AntibiogrammeL’étude de la sensibilité aux antibiotiques des ME ne fait pas

encore l’objet d’un consensus. Selon l’espèce de ME identifiée,le choix des antibiotiques testés en milieu liquide par méthoderadiométrique Bactec ou sur milieux gélosés solides (type 7H11),afin de déterminer les concentrations minimales inhibitrices(CMI), sera différent. Pour les mycobactéries à croissance lente,on utilise : rifampicine, rifabutine, clarithromycine (ou azithro-mycine), éthambutol, ciprofloxacine, amikacine. Pour lesmycobactéries à croissance rapide, on teste : rifampicine,rifabutine, clarithromycine, vancomycine, amikacine, tobramy-cine, gatifloxacine, moxifloxacine, lévofloxacine, ciprofloxacine,céfoxitine, linézolide, doxycycline, triméthoprime-sulfamétho-xazole, imipénème. En biologie moléculaire, l’hybridation LiPA(INNO LiPA Rif TB) permet de détecter en moins de 24 heuresles mutations du gène rpoB conférant une résistance à larifampicine.

■ Panorama des espècespathogènes avec manifestationscutanéomuqueuses

La symptomatologie cutanéomuqueuse des ME est trèspolymorphe et rarement spécifique (Tableau 3) ; c’est l’anam-nèse (zone d’endémie d’ulcère de Buruli, aquariophilie, immu-nodépression...), l’examen clinique (papulonodules dedisposition lymphangitique sur un membre, ulcération à bordsdécollés...), l’élimination des diagnostics différentiels et lesexplorations biologiques qui permettent de poser le diagnostic.Un développement particulier est réservé à l’infection à M.ulcerans car elle constitue une maladie émergente particulière-ment handicapante et désormais quasi épidémique dans certai-nes régions tropicales. La thérapeutique (Tableau 4) faitrarement l’objet d’un consensus car il s’agit le plus souventd’expériences sur des séries limitées ou de résultats d’antibio-gramme. Schématiquement, les mycobactéries à croissance lentebénéficient d’une tri- ou quadriantibiothérapie comportanthabituellement un ou deux antituberculeux majeurs sur unedurée prolongée ; les mycobactéries à croissance rapide sontnaturellement insensibles aux médicaments antituberculeux depremière ligne mais habituellement sensibles à une mono- oubiantibiothérapie comportant un macrolide de nouvelle généra-tion et une fluoroquinolone ou un aminoside sur une duréeplus courte.

« Mycobacterium marinum »

ÉpidémiologieIl s’agit d’une mycobactérie dont le réservoir est aquatique

(eaux douces et salées). C’est ainsi qu’elle est hébergée par lespoissons et crustacés (crevettes, crabes...) mais aussi les dauphinset les tortues. La contamination se fait par contact à travers uneplaie ou par piqûre (arête). Elle expose les pêcheurs à un risqueprofessionnel. Actuellement, elle se contracte surtout lors de lamanipulation de poissons par les aquariophiles sans gants deprotection ou lors du nettoyage des aquariums. Elle a été parfoisà l’origine d’épidémies de granulomes après baignade enpiscine. [49, 50] La disparition de ce mode de contamination estliée à une meilleure chloration. Une étude rétrospectivethaïlandaise de 123 cas d’infections cutanées liées à des myco-bactéries atypiques révèle que 65 % sont dues à M. fortuitum-chelonae et 30 % seulement à M. marinum et que cette dernièreétait responsable uniquement d’atteintes des extrémités. [51] On

Figure 6. Granulome tuberculoïde (hématéine-éosine-safran x 5) (col-lection P. Calvet).

Figure 7. Bacilles acido-alcoolo-résistants à la coloration de Ziehl (x200) (collection J.-P. Terrier).

Figure 8. Les amas de mycobactéries extracellulaires sont aussi coloréspar la coloration de Gomori-Grocott (x 200) (collection J.-P. Terrier).


6 Dermatologie

estime néanmoins que cette espèce représente près de la moitiédes infections à mycobactérie en France même si elle est isoléeexceptionnellement en laboratoire car rarement identifiéecliniquement. [52] L’incubation moyenne de la maladie est de2 semaines.

CliniqueLa lésion initiale volontiers papulonodulaire et indolore siège

au point d’inoculation situé surtout aux extrémités (plutôt aumembre supérieur lors de « maladie des aquariums », parfois aumembre inférieur lors de « granulomes des piscines »). [19]

L’évolution est très variable, volontiers ulcérée ou abcédéelaissant sourdre un liquide purulent, parfois verruqueuse (Fig. 9)ou végétante. [53] La disposition linéaire sur le membre selon letrajet des lymphatiques est caractéristique et dite « sporotri-choïde » (Fig. 10). [54-56] Les diagnostics différentiels de lym-phangite nodulaire sont nombreux. [57] L’atteinte ostéo-articulaire est assez fréquente surtout à la main, volontiersfavorisée par une corticothérapie. [52] L’atteinte ganglionnaireest rare et la dissémination systémique exceptionnelle, rapportéechez des enfants atteints d’hémopathie ou chez des sujetsaquariophiles infectés par le VIH. [58-60] La guérison spontanéedans les formes mineures est possible chez l’immunocompétent.

BiologieL’examen histologique est souvent évocateur de la maladie

lorsqu’il retrouve un granulome tuberculoïde sans nécrosecaséeuse ; les colorations spécifiques objectivent rarement desbacilles alcoolo-acido-résistants. En phase précoce, les lésionssont peu spécifiques et comportent une réaction inflammatoireà polynucléaires neutrophiles, de lymphocytes et de macropha-ges. [46, 48]

M. marinum se cultive en 2 semaines en moyenne, à 32 °C ;les colonies obtenues sont muqueuses, photochromogènes et decouleur jaune. Cette mycobactérie ne possède pas d’activitécatalasique et uréasique et certaines souches hydrolysent leTween. La polymerase chain reaction (PCR) n’est pas d’utilisationcourante pour le diagnostic. [61]

ThérapeutiqueDivers antibiotiques ou associations ont été utilisés dans cette

affection durant des périodes prolongées (6 mois environ ; entout cas, poursuite du traitement 2 mois après la disparition deslésions) : rifampicine, rifabutine, cyclines surtout minocycline,clarithromycine, cotrimoxazole, sparfloxacine, amikacine,éthambutol [52, 62]... L’isoniazide, la streptomycine, les bêtalac-tamines semblent inefficaces. [63] La chirurgie peut se discuter

dans les formes très limitées (nodule unique) ou au contrairetrès avancées avec atteinte ostéoarticulaire.

« Mycobacterium ulcerans »

Épidémiologie - Microbiologie

L’affection sévissant dans des foyers à proximité de pointsd’eau (lacs naturels ou artificiels, marécages, rizières), desrecherches orientées ont abouti à la mise en évidence du bacilledans cet environnement. [64] Il s’agirait d’un micro-organismeenvironnemental présent dans la terre et vivant en symbioseavec les racines de certaines plantes ; [65, 66] la transmissionpouvant être favorisée lorsque le terre est remuée ou inondée,disséminant ainsi le germe. [35] En outre, M. ulcerans a été misen évidence chez des poissons du genre Tilapia, [67, 68] et plusrécemment par PCR chez des punaises d’eau du genre Naucoriset Diplonychus. [69] Une étude récente montre que ces mêmesNaucoris infectées expérimentalement avec M. ulcerans sontcapables de transmettre l’infection à la souris. [70] Des mollus-ques d’eau douce pourraient constituer un maillon de la chaîneépidémiologique. [71] Une infection naturelle a été mise enévidence chez le koala, l’opossum, et l’alpaga en Australie. [72]

On suppose que la contamination humaine se fait à partir dumilieu extérieur par effraction cutanée à la faveur de microtrau-matismes [73] et même après morsure. [74] La topographieprédominante des lésions au niveau des membres inférieursplaide dans ce sens. Les enfants constituent une cible privilégiéede l’affection en raison de leur contact avec le sol et l’eau lorsdes jeux, et probablement en raison du développement encorefaible de leur immunité acquise vis-à-vis des mycobactéries. Latransmission interhumaine paraît exceptionnelle. M. ulceransproduit une exotoxine lipidique nécrosante. [75] Ce polykétidede petite taille nommé mycolactone [76] possède des propriétéscytotoxiques, coagulantes et immunosuppressives locales. [77]

Les gènes codant pour les enzymes responsables de sa synthèsesont contenus dans un plasmide dont l’acquisition pourraitfournir une explication à l’émergence de la maladie. [78]

Clinique

Le tableau clinique évolue, sans fièvre et avec conservation del’état général, en trois phases caractéristiques. [5, 79, 80] Parfréquence décroissante, l’infection concerne les membresinférieurs (Fig. 11), les membres supérieurs (Fig. 12) le tronc etde façon exceptionnelle la tête.

Tableau 3.Manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries environnementales.

Mycobacterium Atteinte des parties molles Atteinteostéoarticulaire

Atteinteganglionnaire

Atteinte pulmonaire Atteinte généralisée/immunodépression

Abscessus ++ Abcès ++

Avium-intracellulare

+/- Papulonodules, abcès sous-cutanés, ulcéra-tions buccales, placards érysipélatoïdes, lésionspustuleuses ou varioliformes, myosites

+ ++ +++ +++ (sida)

Chelonae ++ Abcès, gomme, cellulite + + +

Fortuitum ++ Nodules sous-cutanés d’évolution nécroti-que

+/- + +

Haemophilum +/- Nodules, abcès sous-cutanés, papules hype-ralgiques, lésions pustuleuses, plaques nécroti-ques

+ +/- +/- +/- (sida)

Kansasii + Nodules violacés, lésions verruqueuses +/- +++ ++ (sida)

Marinum ++++ Granulome des piscines ou maladie desaquariums : papulonodules de disposition spo-rotrichoïde d’évolution ulcérée, kératosique oulupoïde, placard verruqueux

ténosynovites,bursites, arthrites

rare - +/-

Scrofulaceum + Nodules d’évolution ulcérée +++

Simiae +/- Papulonodules ulcérés + ++

Szulgai +/- Papulonodules non spécifiques + +++

Ulcerans ++++ Ulcère de Buruli + - - -

.

.


7Dermatologie

Tableau 4.Thérapeutique des manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries environnementales.

Antibiothérapie Posologie M. marinum M. ulcerans M. avium-intracellulare

M. fortuitum-chelonae-abscessus

M.scrofulaceum

M. kansasiiM. szulgaiM. malmoense

M. gordonae M. haemophilum

Antituberculeux per os, i.v.Rifampicine 10 mg/kg/j + +++ + + + ++ ++ +Rifabutine 5 à 10 mg/kg/j + +++ +Izoniazide per os, i.v. - -

5 à 10 mg/kg/j(< 300mg/j)

- - - +/- ++

Éthambutol per os, i.v.

20 mg/kg/j

+ - + +/- ++ + -

Aminosides i.v., i.m.Amikacine 15 mg/kg/j + ++ + ++ + +Gentamicine 3 mg/kg/j +Kanamycine 15 mg/kg/j - + +Streptomycine 15 mg/kg/j - + - + +/- -Cyclines per osMinocycline 4 mg/kg/j + + +Fluoroquinolones per os, i.v.Sparfloxacine 3 à 7 mg/kg/j + +Ciprofloxacine 15 mg/kg/j +/- + +Ofloxacine 7 mg/kg/j +/- ++ +Lévofloxacine +/-Macrolides per osClarithromycine 10 à 40 mg/kg/j + + +++ + + + +Azithromycine 10 à 20 mg/kg/j +++ +Sulfamides PO, jusqu’à

100 mg/kg/jCotrimoxazole sulfaméthoxa-

zoleet 20 mg/kg/jtriméthoprime

+ +

Céphalosporines i.v., i.m.Céfotaxime 50 à

100 mg/kg/j+

Céfoxitine 50 à100 mg/kg/j

DiversDapsone 25 à 100 mg/j + +Clofazimine 50 à 300 mg/j +Cyclosérine + + +Association Rifampicine

+ clarithromycine+/- sparfloxacineou minocycline

Rifampicine-ofloxacine per os,rifadine-amikacine peros-i.m. + chirurgie

Rifabutine +clarithromy-cine ouazithromy-cine + amika-cine ou/etéthambutol

Céfotaxime ouclarithromycine+ amikacine i.v.

Clarithromy-cine+/- rifampicine+/- éthambutol+ chirurgie

Rifampicine+ éthambutol+ izoniazide ouamikacine ouclarithromycineou cyclosérine

Rifampicine + étham-butol +/- kanamycineou cyclosérine

Rifampicine+ ciprofloxacine+ clarithromycine

Durée 2 à 6 mois > 3 mois Selon statutimmunitaire

1 mois 12 à 18 mois

i.m. : intramusculaire ; i.v. : intraveineux.

98-365-A-10

¶M

anifestationscutanéom

uqueusesdes

mycobactéries

environnementales

(dontM

ycobacteriumulcerans)

8D

ermatologie

Phase préulcéreuse

Elle est caractérisée par une tuméfaction sous-cutanée ferme,le plus souvent indolore et non adhérente au plan profond.Cette tuméfaction peut se limiter à un nodule typiquement noninflammatoire et volontiers prurigineux, entouré d’un haloœdémateux (Fig. 13), ou s’étendre en une plaque ou un placard(Fig. 14) d’évolution fistulisée (Fig. 15), voire diffuser à l’ensem-ble d’un membre (Fig. 16). Hors du contexte épidémiologique,cet aspect pourrait en imposer pour une cellulite bactérienne ouune basidiobolomycose. Au plan physiopathologique, cettephase correspond à la constitution de la nécrose hypodermique,conséquence de la diffusion de M. ulcerans et de sa toxine lelong des travées conjonctivovasculaires interlobulaires. Dans undélai très variable de quelques jours à quelques mois, ou mêmeplusieurs années, on voit apparaître à la surface de cetteinfiltration une zone phlycténulaire, pustuleuse ou nécrotique(Fig. 17, 18) ou bien les tissus se désagrègent en une fontepurulente souvent impressionnante (Fig. 19).

Phase ulcéreuse

Elle est annoncée par l’élimination du sphacèle cutané quilaisse place à un ulcère profond atteignant l’aponévrose, plus oumoins étendu (Fig. 20, 21).

Figure 9. Forme verru-queuse de Mycobacteriummarinum (collection J.-J.Morand).

Figure 10. Forme sporotrichoïde de Mycobacterium marinum (collec-tion B. Guennoc).

Figure 11. Localisation plantaire d’ulcère de Buruli (collection E.Lightburn).

Figure 12. Localisation au membre supérieur d’ulcère de Buruli (collec-tion P. Hovette/C. Drouin).

Figure 13. Forme nodulaire débutante d’ulcère de Buruli (collectionJ.-J. Morand).

.

.

.


9Dermatologie

La caractéristique de cet ulcère réside dans l’aspect décollé desbords (Fig. 22), comme c’est le cas pour la plupart des ulcéra-tions à mycobactéries, notamment lors de BCGite. [81] Cedécollement peut atteindre plusieurs centimètres et fairecommuniquer des ulcères satellites.

Du centre vers la périphérie, des débris nécrotiques jaunâtreset un suintement séropurulent s’éliminent lentement pour faireplace à un tissu de granulation. En périphérie de l’ulcère, lapeau est infiltrée, pigmentée, polychrome, parfois desquamative,faisant douter de sa vitalité (Fig. 23).

Le polymorphisme clinique est grand ; on décrit des formessans ulcération parfois régressives, des ulcérations sans décolle-ment des bords, des atteintes polyfistulisées (Fig. 24) faisantdiscuter le diagnostic de mycétome, des formes multifocalesassez fréquentes. [82] Elles résultent d’une atteinte par contiguïté,par inoculation multiple, ou peut-être par diffusion san-guine. [83] Les arthrites ou ostéomyélites peuvent correspondreà une surinfection par exposition ostéoarticulaire, ou à uneatteinte spécifique par M. ulcerans [84] (Fig. 25,26).

Les formes mortelles sont exceptionnelles et surviennent parsurinfection (tétanos, septicémie) ou lors d’immunodépressionmajeure. Certains auteurs ne relèvent pas de modification dutropisme principalement cutané de cette mycobactérie lors

d’infection par le VIH ; [85, 86] notre expérience serait plutôt enfaveur d’une aggravation de la maladie lors de sida.

Figure 14. Placard cellulitique évocateur d’infection à Mycobacteriumulcerans (collection J.-J. Morand).

Figure 15. Placard polyfistulisé abdominal par infection à Mycobacte-rium ulcerans (collection H. Darie).

Figure 16. Placard œdématié du membre supérieur par infection àMycobacterium ulcerans (collection H. Darie).

Figure 17. Forme phlycténulaire d’ulcère de Buruli (collection H.Darie).

Figure 18. Phase nécrotique d’ulcère de Buruli (collection H. Darie).

.

.

.

.

.


10 Dermatologie

Diagnostics différentiels

Les diagnostics différentiels de l’infection à M. ulcerans sonttrès nombreux, et sans l’aide de la biologie, la présomption dela maladie n’est possible que tardivement devant l’évolutionextensive avec nécrose hypodermique.

Les formes débutantes nodulaires ou œdémateuses sontvolontiers méconnues. Les ulcérations, notamment des mem-bres inférieurs, sont fréquentes sous les tropiques : ecthyma àstreptocoque ou à staphylocoque d’évolution creusante, ulcéra-tions traumatiques surinfectées notamment à germes pyocyani-ques, troubles trophiques neuropathiques (mal perforant lépreux

Figure 19. La destruction des tissus est souvent impressionnante etrelativement peu douloureuse (collection J.-J. Morand).

Figure 20. L’ulcérationest profonde après élimi-nation de la nécrose ; no-tez la fonte purulente del’hypoderme et le décolle-ment des bords (collec-tion E. Lightburn).

Figure 21. L’ulcération peut s’étendre comme un feu de broussaillealors qu’au centre apparaît un tissu de granulation (collection H. Darie).

Figure 22. Ce décollement est caractéristique et peut s’étendre àplusieurs centimètres de l’ulcère (collection P. Hovette/C. Drouin).

Figure 23. La périphérie de l’ulcère de Buruli est volontiers pigmentée,desquamative et l’exérèse doit être large au-delà de ces tissus à vitalitédouteuse (collection J.-J. Morand).

Figure 24. On peut observer un aspect polyfistulisé avec des ulcérationscommuniquant entre elles (collection J.-J. Morand).


11Dermatologie

ou diabétique notamment), infections parasitaires (leishma-niose) ou fongiques, ulcères vasculaires. Mais considérantl’habituel jeune âge des malades, la chronicité des lésions, cesont surtout l’ulcère phagédénique et sa complication majeureque constitue le carcinome sur cicatrice (Fig. 27) qui doiventêtre évoqués.

En cas d’ostéite, de plus en plus fréquemment décrite, latuberculose, les ostéites chroniques à pyogènes, les mycétomesdoivent être discutés.

L’évolution spontanée est rarement favorable même si l’onpeut observer une épidermisation démarrant à partir des bordset un bourgeonnement parfois exubérant de l’ulcère aboutissantà une cicatrisation apparente alors que le germe est toujoursprésent dans l’hypoderme. Il peut exister des lésions infraclini-ques et des récidives comportant volontiers une ostéite et unepolyfistulisation. La coexistence de lésions contiguës d’âgedifférent confère à ces lésions un aspect bigarré assez caractéris-tique (Fig. 28). L’impotence fonctionnelle engendrée par les

ulcères périarticulaires et la rétraction des cicatrices conduisentà des séquelles à type d’ankylose et de blocage en positionvicieuse (Fig. 29).

Biologie

Culture et histologie

La recherche de M. ulcerans doit se faire par prélèvements insitu au niveau de la lésion et doit être répétée car les germessont souvent peu nombreux. Une biopsie bien réalisée, sousanesthésie locale et intéressant le derme profond, est le meilleurprélèvement. La mise en évidence de bacilles acido-alcoolo-résistants extracellulaires à l’examen direct d’un prélèvement auniveau de l’ulcère est positive dans un tiers à deux tiers des casselon les séries. [87] L’histologie est caractéristique par l’impor-tance de l’inflammation (surtout observée en bordure deslésions) et de la nécrose de l’hypoderme par panniculite septaleet lobulaire et vasculite leucocytoclasique (Fig. 30). Les bacillessont bien colorés par la méthode de Zielh-Neelsen et sontobjectivés dans le collagène du fascia ou au sein des lobulesgraisseux à la lisière de l’ulcération. [88] L’obtention de coloniessur milieu de Löwenstein-Jensen ou Coletsos est difficile etlongue mais ne dépasse pas 10 semaines à 30 ou 35 °C. Lescolonies obtenues sont eugoniques et incolores. La culture se

Figure 25. Les ostéitessont de plus en plus fré-quemment décrites dansle cadre de l’ulcère de Bu-ruli (collection J.-J. Mo-rand).

Figure 26. Le diagnostic différentielclinicoradiologique avec les ostéites àpyogènes ou la tuberculose est difficileet nécessite des explorations micro-biologiques (collection J.-J. Morand).

Figure 27. Le carcinome sur cicatrice (volontiers de type verruqueux)est de diagnostic difficile car il nécessite des biopsies profondes ; il survientici sur un ulcère phagédénique évoluant depuis une dizaine d’années(collection J.-J. Morand).

Figure 28. L’existence de plusieurs lésions avec parfois une cicatrisationspontanée dyschromique donne un aspect bigarré à la maladie (collectionJ.-J Morand).

.

.

.

.

.

.


12 Dermatologie

heurte aux exigences du bacille et à sa sensibilité aux méthodesde décontamination rendue nécessaire par le caractère septiquedu site de prélèvement. [89]

Biochimie

L’identification par technique de PCR avec amplification dugène IS 2404 est désormais possible dans de rares laboratoires (F.Portaels, Institut de médecine tropicale d’Anvers, L. MarsollierInstitut Pasteur de Paris) et permet un diagnostic rapide. [28, 90]

Cette technique a permis de caractériser trois sous-groupesgéographiques différents (Afrique-Australie-Amérique). [91] Lepouvoir pathogène de M. ulcerans lié à la production de lacytotoxine mycolactone s’exprimerait de manière différente(notamment quant à l’apparition de localisations osseuses) enfonction du groupe géographique d’appartenance. L’inoculationexpérimentale à la souris permet l’étude de la sensibilité auxantibiotiques et contribue à mieux comprendre la pathogénie del’affection.

TraitementLes buts du traitement sont de stériliser le foyer microbien,

d’assurer la réparation tissulaire dans les meilleurs délais, et de

limiter ou corriger les complications fonctionnelles ; la prise encharge de l’infection à M. ulcerans est donc à la fois médicale,chirurgicale et physiothérapique.

Antibiothérapie

Le meilleur schéma antibiotique reste à définir, car si M.ulcerans est sensible in vitro à de nombreux antibiotiques, [92-94]

les résultats in vivo demeurent incertains. Dans l’infectionexpérimentale de la souris, l’association amikacine-rifampicineest bactéricide. [95, 96] Un essai prospectif de cette association aété initié sur le terrain en Afrique de l’Ouest. Certains succèssont rapportés avec la streptomycine. [97] Deux cas en prove-nance de Guyane ont pu être guéris par l’association aminoside-fluoroquinolone. [98] En présence de cette infectionmycobactérienne, une biantibiothérapie paraît être le minimumpour éviter l’émergence de résistances, et pour une durée qui nesemble pas devoir être inférieure à 2 mois. [99] Actuellement, undes protocoles adoptés sur le terrain combinant une disponibi-lité (coût acceptable), une faisabilité (pas d’injection intravei-neuse), une tolérance (ototoxicité et néphrotoxicité desaminosides) et une efficacité optimales, comporte de la rifam-picine (10 mg/kg/j) et de l’ofloxacine (environ 7 mg/kg/j)durant 3 à 6 mois (chez l’enfant de moins de 15 ans, il fautprendre en compte le risque d’une altération des cartilages deconjugaison lors d’un traitement prolongé). Partant de l’hypo-thèse que l’inefficacité du traitement antibiotique était souventliée à l’absence de diffusion dans les tissus infectés et nécrosés,notamment du fait de phénomènes surajoutés de thrombosevasculaire, l’adjonction d’héparine de bas poids moléculaire(énoxaparine 20 à 40 mg × 2/j en injection sous-cutanée durant2 mois) pourrait s’avérer utile. [100] La thermothérapie à 40 °C aaussi été proposée par certains auteurs. [101]

Chirurgie

L’excision-greffe des tissus infectés et nécrosés règle leproblème de diffusion des antibiotiques et est courammentpratiquée. [102, 103] Cependant, les marges de résection demeu-rent empiriques et ne mettent pas à l’abri d’échecs ou derécidives en l’absence d’antibiothérapie efficace. [104, 105]

De plus, les excisions larges sacrifient des téguments encoreviables, et mettent à nu de vastes surfaces (Fig. 31–33) dont laréparation pose un problème technique difficile dans les paysoù les moyens chirurgicaux et anesthésiques sont limités,rendant difficiles des greffes en résille ou des lambeaux pédicu-lés. C’est pourquoi certains préconisent, après la détersion et unparage limité, des greffes en îlots sous anesthésie locale [97]

(Fig. 34).Dans les formes nodulaires débutantes, l’excision chirurgicale

peut néanmoins constituer un traitement radical. Dans lesformes graves et les ostéomyélites, l’amputation est parfoisnécessaire.

La kinésithérapie active et passive, visant à mobiliser lesarticulations concernées par le processus, l’utilisation d’attelleou de plâtre doivent être aussi précoces que possible pour éviterles complications invalidantes à type de flessum irréductible,nécessitant alors le recours à la chirurgie orthopédique correc-trice (résection de brides, ténolyse, ténotomie, désinsertionmusculotendineuse) (Fig. 35,36).

Mesures de prévention

La limitation de l’extension de l’endémie passe par uneréflexion sur les conséquences des aménagements hydrauliques.L’éducation sanitaire doit mettre en garde les populationsrurales du risque de contamination par le milieu hydrotelluri-que lors de la fréquentation des points d’eau. Une enquêtemenée en Côte-d’Ivoire suggère que le port de pantalons longspourrait limiter la contamination. [106] La vaccination par leBCG conférerait un certain degré de protection [107, 108] ouminorerait la symptomatologie. [109] Enfin, la prévention desinfirmités repose sur une sensibilisation des acteurs de santé audiagnostic et à la prise en charge précoces des formes débutan-tes, notamment nodulaires. [110] Devant le problème de santépublique que représente cette maladie émergente, l’OMS a créé

Figure 29. En raison du caractère rétractile des cicatrices, on peutobserver des impotences fonctionnelles sévères avec flessum irréductible(collection H. Darie).

Figure 30. L’importante nécrose de l’hypoderme est caractéristique(hématéine-éosine-safran × 40, collection J.-P. Terrier).

.

.

.

.

.

.


13Dermatologie

en 1998 un groupe d’experts pour coordonner les recherches etles mesures de contrôle (Global Buruli Ulcer Initiative).

« Mycobacterium avium-intracellulare »

Épidémiologie

Le complexe M. avium-intracellulare regroupe deux espèces, M.avium et M. intracellulare, non différenciables sur le plan de lapathogénie (chez l’homme) mais également sur le plan duphénotype. Ce sont des critères génétiques (en particulierl’analyse des séquences de l’ARN 16S ribosomique) qui ontpermis de les distinguer. Leur réservoir est très vaste (eau, sol,poussières, oiseaux). M. avium peut se développer à une tempé-rature de 45 °C, son PH optimal est de 5 et il résiste relative-ment bien à la chloration. Cette mycobactérie peut donc êtreretrouvée dans les circuits de distribution d’eau chaude, enparticulier à l’hôpital. [22] La contamination se fait par aérosols(gouttelettes de taille < 5 µm pouvant pénétrer les alvéolespulmonaires) ou ingestion d’eau contaminée. Chez l’immuno-compétent avec des facteurs favorisants (séquelles de tubercu-lose, bronchectasies, mucoviscidose, néoplasies), M. avium estresponsable de pneumopathies ; chez l’enfant, il est associé àdes adénites, plutôt cervicales, ayant tendance à se fistuliser.Chez l’immunodéprimé (sida), le complexe M. avium-intracellulare est responsable de pneumopathies sans lésionpréexistante, mais son expression la plus commune est la formedisséminée suite à une mycobactériémie lorsque le taux delymphocytes T4 est inférieur à 100/mm3. [40, 111] L’isolement dela mycobactérie dans les selles ou les expectorations d’un sidéentraduit une contamination (digestive ou respiratoire) et est unfacteur prédictif d’évolution vers la forme généralisée, celle-cisurvenant dans les 6 à 9 mois en moyenne en l’absence detraitement antirétrovirus. [112]

CliniqueChez l’immunocompétent, l’atteinte cutanée est exception-

nelle, à type de papulonodules ou de lésions ulcérées. Chezl’immunodéprimé, elle peut s’exprimer par une atteinte cutanéeet ganglionnaire isolée, [113] mais généralement, c’est lors desformes disséminées que surviennent de façon non systématiquede multiples lésions cutanées polymorphes parfois pustuleusesou varioliformes, [114-116] rarement à disposition sporotri-choïde [117] et exceptionnellement de localisation mu-queuse. [118] La mycobactériose contribuait à l’évolution fatalelors de sida. [16] Lors du phénomène de restauration immuni-taire après introduction de la trithérapie, on peut observer unepoussée évolutive de l’infection à M. avium-intracellulare avecnécrose des lésions. [119]

Biologie

Culture

Le diagnostic de certitude d’infection à mycobactéries ducomplexe M. avium-intracellulare est apporté par la culture surmilieu de Löwenstein à partir de prélèvements (expectorations,biopsies, ponctions pleurales ou ganglionnaires, coprocultures,hémocultures, liquide céphalorachidien) qui doivent êtrerépétés, un seul isolement ne suffisant pas à affirmer le diagnos-tic. Les hémocultures sont ensemencées sur flacons spéciaux(Bactec en milieu de Middlebrook) ou sur tubes de centri-fugation-lyse (tube Isolator et centrifugation). L’isolement se faiten niveau de confinement P2. La mise en culture est précédéed’un examen direct microscopique après coloration à l’auramineou par Ziehl-Neelsen. L’obtention de colonies est lente et lestubes doivent être conservés au moins 4 semaines à l’étuve. Lescolonies sont muqueuses, le plus souvent incolores, parfoispigmentées en jaune. L’emploi de différents milieux de culturepermet une première approche, M. avium se développant mieuxsur des géloses au sang par rapport à des géloses agar à based’œuf, que M. intracellulare.

Figure 31. L’excision des tissus nécrotiques doit se faire au-delà del’ulcération nécrotique et de la zone de décollement, en comprenant lestissus œdématiés, desquamatifs et pigmentés (collection E. Lightburn, J.-J.Morand).

Figure 32. L’excision des tissus nécrotiques doit atteindre le fascia ; unecicatrisation dirigée est effectuée (collection E. Lightburn, J.-J. Morand).

.


14 Dermatologie

Biochimie

Une première identification à partir des caractères biochimi-ques de base peut être complétée par l’étude chromatographiquedes acides gras pariétaux. Les techniques d’amplification degénome (PCR) à partir d’échantillons positifs permettentd’affirmer la présence de mycobactéries du complexe M. avium-intracellulare. Les techniques basées sur l’amplification de l’ADN16Sr sont d’un grand apport pour les atteintes pulmonaires,même en cas d’examen direct négatif ; les techniques d’ampli-fication de séquences d’insertion (IS6110) paraissant plusadaptées au diagnostic différentiel rapide à partir d’un frottispositif. [120] À partir d’échantillons provenant de ponctiond’adénite à l’aiguille fine, des techniques de PCR en temps réelont été mises au point avec des amorces permettant l’identifi-cation du genre Mycobacterium et de l’espèce M. avium. Cetteméthode beaucoup plus sensible que l’examen direct et la miseen culture est également très spécifique et ne présente pas de

réactions croisées avec d’autres mycobactéries ou d’autres agentspathogènes à l’origine de lymphadénites. [121, 122]

ThérapeutiqueLa rifabutine, l’éthambutol, la clarithromycine et l’azithro-

mycine, l’amikacine sont actifs sur le complexe M. avium-intracellulare.

« Mycobacterium fortuitum / chelonae /abscessus »Épidémiologie

Ces mycobactéries sont isolées de l’eau, du sol, des poissonset des batraciens. L’inoculation peut être iatrogène et nosoco-miale (injections, mésothérapie, greffes, infections de prothèses,lifting ou tatouage). [123-130]

Figure 33. Secondairement, le plus souvent en association avec uneantibiothérapie prolongée, une greffe est réalisée, ici en résille (collectionJ.-J. Morand, M. Di Schino).

Figure 34. La complexité de la greffe en résille sur le terrain (matérielplus cher, difficulté de stérilisation du dermatome et de l’ampligreffe, plusgrande technicité du geste) rend particulièrement intéressante la techni-que de greffe en pastille (collection H. Darie).

Figure 35. Les rétractions cicatricielles en regard des articulations sontfréquentes (collection J.-J. Morand).

Figure 36. Les rétrac-tions cicatricielles impo-sent des mesures préven-tives de kinésithérapie ;ici, réalisation d’un plâtrepouvant être étendu pro-gressivement (collectionJ.-J. Morand, M. DiSchino).


15Dermatologie

CliniqueChez l’immunodéprimé (greffe d’organe, corticothérapie au

long cours...), la manifestation la plus fréquente est le dévelop-pement d’abcès sous-cutanés multiples prédominant auxextrémités. Lors de sida, on peut observer des formes dissémi-nées, avec atteinte pulmonaire notamment.

Chez l’immunocompétent, l’infection se traduit par desadénopathies inflammatoires cervicales (volontiers isolées chezl’enfant), des abcès dermohypodermiques parfois sporotrichoï-des, [131, 132] parfois compliqués d’ostéomyélites [133] ou d’ulcèrechronique, [134] des papulopustules, [135] des pseudopanaris [136]

(Fig. 37) ou des placards polymorphes de diagnosticdifficile. [137]

BiologieAppartenant au groupe des mycobactéries atypiques à crois-

sance rapide, M. fortuitum/chelonae cultivent en 3 jours surmilieux enrichis de Löwenstein-Jensen, Coletsos ou Middle-brook mais aussi sur milieux usuels donnant des coloniesmuqueuses de couleur beige clair.

La faculté de croître à 43 °C que possède M. fortuitum permetla distinction avec M. chelonae. L’amplification génique du gènecodant l’ARN 16S permet d’affirmer la présence de M. fortuitum/chelonae dans les échantillons positifs.

ThérapeutiqueL’association amikacine et céfotaxime est recommandée

durant 1 mois lors de forme disséminée. [134] La clarithromycineest active dans les formes localisées en association avec lachirurgie. [40, 138]

« Mycobacterium scrofulaceum »

ÉpidémiologieSon réservoir est représenté par les réserves naturelles d’eau

froide (lacs) ; on ne l’isole pas des réseaux d’adduction et dedistribution. C’est aussi un saprophyte de nombreuses plantes.La contamination se fait par ingestion ou aérosols.

CliniqueCette mycobactérie atypique, outre les pneumopathies, est

responsable chez l’enfant de moins de 5 ans d’adénopathies

cervicales superficielles d’évolution fistulisée [139] dont leprincipal diagnostic différentiel est l’écrouelle tuberculeuse.Chez l’immunodéprimé, on décrit des formes disséminées àtype de scrofules et lésions nodulaires ulcérées ayant tendanceà se chroniciser. [21, 140]

BiologieC’est souvent l’examen histologique de biopsies objectivant

des granulomes tuberculoïdes qui fait évoquer le diagnostic. M.scrofulaceum, dont les caractères biochimiques sont proches deM. avium, nécessite des milieux d’ensemencement supplémentésen sang et cultive en 12 à 15 jours. Les colonies sont jaunâtreset plutôt muqueuses et peuvent se développer à 42 °C. M.scrofulaceum appartenait autrefois au complexe M. avium-intracellulare alors qu’il possédait cependant des critères biochi-miques spécifiques (pigmentation, activité uréasique etcatalasique). L’amplification génique du gène codant l’ARN 16Spermet d’affirmer la présence de M. scrofulaceum dans leséchantillons.

ThérapeutiqueLes antibiotiques actifs sont la rifampicine, l’isoniazide, la

streptomycine, la cyclosérine et la clarithromycine mais onobserve de fréquentes résistances, d’où la nécessité d’unechirurgie ganglionnaire associée.

« Mycobacterium kansasii »

ÉpidémiologieM. kansasii est le plus souvent responsable de pneumopathies

chez des sujets immunodéprimés ou âgés. Le réservoir sembleêtre l’eau et la contamination se ferait par aérosolisation ouingestion. Elle a aussi été isolée du bétail et des cochons. Lesatteintes extrapulmonaires, cutanées, ganglionnaires, articulairesrésulteraient d’une inoculation au niveau d’une plaiepréexistante. [18]

CliniqueIl existe un grand polymorphisme clinique : nodules parfois

à disposition lymphangitique, [141] placards verruqueux d’évo-lution parfois ulcérée et chronique, [142, 143] abcès froid oucellulite chez l’immunodéprimé. [39, 144-146] Des lésions à typed’érythème noueux ont été décrites lors d’atteinte pulmonaire.

BiologieL’histologie est également assez variable, s’exprimant, soit par

une forte inflammation à polynucléaires neutrophiles, soit parune réaction granulomateuse. La culture est obtenue en 15 à21 jours à 37 °C et donne des colonies muqueuses et jaunâtresphotochromogènes. M. kansasii présente une forte activitécatalasique, hydrolyse le Tween et réagit négativement au test àla niacine. Elle bénéficie du développement des techniques dePCR en temps réel (technique Light Cycler) à partir de cultured’échantillons, qui permet de différencier les ME de M. tubercu-losis. [147] Des études récentes ont également montré l’intérêt del’analyse des fragments de restrictions du gène hsp 65 obtenuspar PCR.

ThérapeutiqueL’association rifampicine, isoniazide et éthambutol aux

posologies classiques utilisées lors de tuberculose et durant unepériode de plusieurs mois est active. La clarithromycine,l’ofloxacine, la minocycline et la streptomycine constituent desalternatives. [148]

« Mycobacterium szulgai »

ÉpidémiologieCette mycobactérie de distribution mondiale est rarement

pathogène pour l’homme. Elle a été isolée de poissons tropicauxet d’escargots.

Figure 37. Pseudopanaris causé par Mycobacterium fortuitum chez unaquariophile (collection B. Fournier).


16 Dermatologie

CliniqueLes manifestations cutanées sont rares à type de papulonodu-

les non spécifiques ; [149] on observe plutôt des atteintespulmonaires ou ostéoarticulaires, [150] notamment chez le sujetimmunodéprimé. [151]

BiologieIl s’agit d’une ME à croissance lente (> 7 j) scotochromogène,

se pigmentant même en l’absence de lumière. Elle présente uneforte activité catalasique, une réaction retardée au Tween etrépond positivement aux tests au nitrate et à l’uréase.

ThérapeutiqueLes antibiotiques actifs sont la rifampicine, l’isoniazide,

l’éthambutol, la streptomycine et la clarithromycine.

« Mycobacterium malmoense »Épidémiologie

Cette mycobactérie de distribution mal connue a été isolée dusol et de l’eau.

CliniqueLes manifestations cutanées sont rares, à type d’abcès ; on

observe plutôt des atteintes pulmonaires chez le sujet âgé, deslocalisations ganglionnaires, tendineuses ou rarement dissémi-nées chez l’immunodéprimé. On décrit des formes chezl’immunocompétent. [152]

BiologieIl s’agit d’une ME à croissance lente (> 7 j) non chromogène,

dont l’identification reste difficile, nécessitant des techniques debiologie moléculaire.

ThérapeutiqueLes antibiotiques actifs sont la rifampicine et l’éthambutol ;

en cas de lésion unique, la chirurgie est indiquée.

« Mycobacterium gordonae »Épidémiologie

Il s’agit d’une mycobactérie cosmopolite que l’on retrouvedans l’eau. La contamination se fait par aérosols. M. gordonae aété à l’origine d’infections hospitalières associées à la contami-nation d’eau à partir de fontaines réfrigérantes. [153]

CliniqueClassiquement, le pouvoir pathogène de cette mycobactérie

atypique est considéré comme faible, mais elle a été incriminéedans des infections disséminées chez l’immunodéprimé. À côtédes localisations pulmonaires, elle est parfois responsabled’infections cutanées ou de granulomes. [154-156]

BiologieM. gordonae cultive lentement (5 semaines) à 37 °C en

donnant des colonies muqueuses et jaunâtres. Comme d’autresmycobactéries (M. avium), sa détection par l’intermédiaire desondes avec mesure de luminescence (Accu Probe Gen-Probe,San Diego, États-Unis) directement sur une culture en milieuliquide (MB/MacT, Organon Teknika Corp) est possible, etdonne des résultats satisfaisants en termes de spécificité. [44]

ThérapeutiqueLa mycobactérie est sensible à la rifampicine, la kanamycine,

la cyclosérine et l’éthambutol.

« Mycobacterium haemophilum »Épidémiologie

M. haemophilum est considéré comme un saprophyte de lapeau et son réservoir reste mal défini.

Clinique

Cette mycobactérie est responsable d’atteintes cutanées(lésions nodulaires granulomateuses, placards infiltrés, abcèssous-cutanés douloureux, ulcérations chroniques) parfoisdisséminées chez l’immunodéprimé (transplantation rénale, [157]

lymphome, chimiothérapie, sida avec taux de lymphocytes T4< 100/mm3). [158, 159] En dehors de la possible localisationarticulaire, les atteintes viscérales sont rares.

Biologie

Bien que certains isolats soient capables de croître à 37 °C, latempérature optimale de croissance de cette mycobactérie est de30 à 32 °C, permettant d’obtenir des colonies en 2 à 3 semaines.M. haemophilum n’hydrolyse pas le Tween et ne possède pas denitrate réductase, ce qui la différencie nettement du complexeM. avium-intracellulare. Sa caractéristique essentielle est sonbesoin d’hémoglobine ou d’hémine pour cultiver. Ce caractèrerestrictif a eu pour conséquence de sous-estimer l’impact réel deM. haemophilum et il est possible que des infections cutanéescausées par des mycobactéries atypiques non typées aient été enfait dues à elle.

Thérapeutique

Habituellement résistante à la streptomycine, l’éthambutol etl’isoniazide, elle reste sensible à la rifampicine, la clarithromy-cine, la minocycline, la ciprofloxacine. La chirurgie est adoptéeen cas de lésion unique. [160]

Remerciements : Médecins en chef Michel Fabre et Charles Soler (service debiologie, hôpital d’instruction des Armées Percy, Paris), Médecins en chef Jean-Pierre Terrier et Pierre Calvet (service d’anatomopathologie hôpitald’instruction des Armées Ste-Anne, Toulon et hôpital d’instruction des ArméesLaveran, Marseille), Médecins en chef Béatrice Fournier et Bernard Guennoc(service de dermatologie, hôpital d’instruction des Armées Ste-Anne, Toulon).Équipe du Groupement médicochirurgical de l’opération Licorne en Côte-d’Ivoire à laquelle le médecin en chef J.-J Morand a eu l’honneur de participer :médecin en chef des services Michel Di Schino, médecin en chef PhilippeHovette, médecin principal Edward Lightburn, médecin en chef ChristopheDrouin (hôpital d’instruction des Armées Laveran, Marseille), médecin en chefMichel Pourrière, Philippe Goutorbe, Étienne Salle, Michel Le Guillou (hôpitald’instruction des Armées Sainte-Anne, Toulon).

■ Références[1] Bonafe JL, Larrue N. Mycobactérioses cutanées atypiques. Nouv

Dermatol 1995;14:63-9.[2] Grange JM, Noble WC, Yates MD, Cololins CH. Inoculation

mycobacterioses. Clin Exp Dermatol 1988;13:211-20.[3] Grigorieff-Larue N, Bonafe JL. Les mycobactérioses cutanées. Med

Mal Infect 1991;21:53-9.[4] Palenque E. Skin disease and non tuberculous atypical mycobacteria.

Int J Dermatol 2000;39:659-66.[5] Pradinaud R, Couppié P, Versapuech J. Mycobactéries cutanées

environnementales dont l’infection à Mycobacterium ulcerans(« ulcère de Buruli »). Encycl Méd Chir (Elsevier SAS, Paris), Maladiesinfectieuses, 8-038-F-15, 2003: 10p.

[6] Weitzul S, Eichlorn PJ, Pandya AG. Nontuberculous mycobacterialinfections of the skin. Dermatol Clin 2000;18:359-77.

[7] Wolinski E. Nontuberculous mycobacteria and associated diseases. AmRev Respir Dis 1979;119:107-59.

[8] Davidson PT. International conference on atypical mycobacteria. RevInfect Dis 1981;3:816-8.

[9] Bouscarat F. Mycobactérioses atypiques et infection par le VIH. NouvDermatol 1995;14:96-9.

[10] Grange JM. Mycobacteria and the skin. Int J Dermatol 1982;21:497-503.

[11] Groves R. Unusual cutaneous mycobacterial diseases. Clin Dermatol1995;13:257-63.

.


17Dermatologie

[12] Inwald D, Nelson M, Cramp M, Francis N, Gazzard B. Cutaneousmanifestations of mycobacterial infection in patients with AIDS. BrJ Dermatol 1994;130:111-4.

[13] Reichenbach J, Rosenzweig S, Doffinger R, Dupuis S, Holland SM,Casanova JL. Mycobacterial diseases in primary immunodeficiencies.Curr Opin Allergy Clin Immunol 2001;1:503-11.

[14] Bonafe JL, Grigorieff-Larrue N, Bauriaud R. Les mycobactériosescutanées atypiques. Résultats d’une enquête nationale. Ann DermatolVenereol 1992;119:463-70.

[15] Meunier O, Oster JL, Rousee JM, Georges S, Hernandez C, Bientz M.Non tuberculous mycobacteria and homeaquariums. J Hosp Infect2003;55:80-1.

[16] Zakowski P, Fliegel S, Berlin GW, Johnson JL. DisseminatedMycobacterium avium-intracellulare infection in homosexual mendying of acquired immunodeficiency. JAMA 1982;248:2980-2.

[17] Zanelli G, Webster GF. Mycocutaneous atypical mycobacterial infec-tions in acquired immunodeficiency syndrome. Clin Dermatol 1995;13:281-8.

[18] Ahn CH, Lowell JR, Onstad GD, Shuford EH, Hurst GA. Ademographic study of disease due to Mycobacterium kansasii or M.intracellulare-avium. Chest 1979;75:120-5.

[19] Zeligman I. Mycobacterium marinum granuloma.Adisease acquired inthe tributaries of Chesapeake Bay. Arch Dermatol 1972;106:26-31.

[20] Horsburgh CR. Epidemiology of mycobacterial diseases in AIDS. ResMicrobiol 1992;143:372-7.

[21] Sanders JW, Walsh AD, Snider RL, Sahn EE. DisseminatedMycobacterium scrofulaceum infection: a potentially treatable compli-cation of AIDS. Clin Infect Dis 1995;20:549-56.

[22] Von Reyn CF, Maslow JN, Barber TW, Falkinham JO, Arbeit RD. Per-sistent colonisation of potable water as a source of Mycobacteriumavium infection in AIDS. Lancet 1994;343:1137-41.

[23] Mac Callum P, Tollhurst JC, Buckle G, Sissons HA. A newmycobacterial infection in man. J Pathol Bact 1948;60:93-101.

[24] Veitch MG, Johnson PD, Flood PE, Leslie DE, Street AC, Hayman JA.A large localized outbreak of Mycobacterium ulcerans infection on atemperate southern Australian island. Epidemiol Infect 1997;119:313-8.

[25] Clancey JK, Dodge R, Lunn HF, Oduori ML. Mycobacterial skin ulcersin Uganda. Lancet 1961;2:951-2.

[26] Janssens PG, Quertimont MJ, Sienawski J, Gatti P. Necrotic tropicalulcers and mycobacterial causative agents. Trop Geogr Med 1959;2:293-312.

[27] De Gentile L, Mahaza C, Rolland F, Carbonnelle B, Verret JL,Chabasse D. L’ulcère cutané à Mycobacterium ulcerans. À proposd’une observation en provenance de Guyane française. Bull Soc PatholExot 1992;85:212-4.

[28] Ménard A, Couppié P, Sainte-Marie D, Pradinaud R. Diagnostic parPCR de l’infection due à Mycobacterium ulcerans : à propos de troiscas observés en Guyane française. Bull Soc Pathol Exot 2003;96:403-5.

[29] Aguiar J, Stenou C. Les ulcères de Buruli en zone rurale au Bénin : priseen charge de 635 cas. Méd Trop 1997;57:83-90.

[30] Darie H, Le Guyadec T, Touze JE. Aspects épidémiologiques et clini-ques de l’ulcère de Buruli en Côte-d’Ivoire : à propos de 124 observa-tions récentes. Bull Soc Pathol Exot 1993;86:272-6.

[31] James K, Attipou KK, James YE, Blakime M, Tignokpa N, Abete B.Ulcère de Buruli au Togo. Cah Santé 2003;13:43-7.

[32] Josse R, Andres L, Zinsou C. Etude clinique et épidémiologique del’ulcère de Buruli chez le jeune au Bénin. Cah Santé 1992;2:23-7.

[33] Van der Werf TS, Van der Graaf WT, Groothuis DG, Knell AJ.Mycobacterium ulcerans infection in Ashanti region, Ghana. Trans RSoc Trop Med Hyg 1989;83:410-3.

[34] Oluwasanmi JO, Solanko TF, Olurin EO, Itayemi SO, Alabhi GO,LucasAO. Mycobacterium ulcerans (Buruli) skin ulceration in Nigeria.Am J Trop Med Hyg 1976;25:122-8.

[35] Hayman J. Postulated epidemiology of Mycobacterium ulcerans infec-tion. Int J Epidemiol 1991;20:1093-8.

[36] Gubler JG, Salfinger M, von Graevenitz A. Pseudoepidemic of non-tuberculous mycobacteria due to a contaminated bronchoscopecleaning machine. Chest 1992;101:1245-9.

[37] Kirschner RA, Parker BC, Falkinham JO. Epidemiology of infectionby nontuberculous mycobacteria. X. Mycobacterium avium,Mycobacterium intracellulare, and Mycobacterium scrofulaceum inacid, brown-water swamps of the southeastern United States and theirassociation with environmental variables. Am Rev Respir Dis 1992;145:271-5.

[38] Wallace RJ, O’Brien R, Glassroth J, Raleigh J, Dutt A. Diagnosis andtreatment of disease caused by nontuberculous mycobacteria. Am RevRespir Dis 1990;142:940-53.

[39] Witzig RS, Fazal BA, Mera RM, Mushatt DM, Dejace PM, Greer DL,et al. Clinical manifestations and implications of coinfection withMycobacterium kansasii and human immunodeficiency virus type 1.Clin Infect Dis 1995;21:77-85.

[40] Wallace RJ, Brown BA, Onyi GO. Skin, soft tissue, and bone infectionsdue to Mycobacterium chelonae chelonae: importance of priorcorticosteroid therapy, frequency of disseminated infections, andresistance to oral antimicrobials other than clarithromycin. J Infect Dis1992;166:409-16.

[41] Benson CA. Disease due to the Mycobacterium avium complex inpatients with AIDS: epidemiology and clinical symptoms. Clin InfectDis 1994;18:S218-S222.

[42] Saiman L. The mycobacteriology of non-tuberculous mycobacteria.Paediatr Respir Rev 2004;5(supplA):S221-S223.

[43] Li XJ, Wu QX, Zeng XS. Nontuberculous mycobacterial cutaneousinfection confirmed by biochemical tests, polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism analysis and sequencing ofhsp65 gene. Br J Dermatol 2003;149:642-6.

[44] Louro AP, Waites KB, Georgescu E, Benjamin WH. Direct identifica-tion of Mycobacterium avium complex and Mycobacterium gordonaefrom MB/MacT bottles using AccuProbe. J Clin Microbiol 2001;39:570-3.

[45] Chemlal K, Portaels F. Molecular diagnosis of nontuberculousmycobacteria. Curr Opin Infect Dis 2003;16:77-83.

[46] Adle-Biassette H, Huerre M, Breton G, Ruimy R, Carbonnelle A,Trophilme D, et al. Les mycobactéries non tuberculeuses. Ann Pathol2003;23:216-35.

[47] Bartralot R, Pujol RM, Garcia-Patos V, Sitjas D, Martin-Casabona N,Coll P, et al. Cutaneous infections due to nontuberculous mycobacteria:histopathological review of 28 cases. Comparative study betweenlesions observed in immunosuppressed patients and normal hosts.J Cutan Pathol 2000;27:124-9.

[48] Travis WD, Travis LB, Roberts GD, Su DW, Weiland LW. Thehistopathologic spectrum in Mycobacterium marinum infection. ArchPathol Lab Med 1985;109:1109-13.

[49] Dailloux M, Morlot M, Sirbat C. Étude des facteurs intervenant sur laprésence des mycobactéries atypiques dans l’eau d’une piscine. RevEpidémiol Santé Publ 1980;28:299-306.

[50] Collins CH, Grange JM, Yates MD. A review: mycobacteria in waters.J Appl Bacteriol 1984;57:193-211.

[51] Mahaisavariya P, Charprasert A, Khemngern S, Manonukul J,Gengviniij N, Ubol PN, et al. Non tuberculous mycobacterial skininfections: clinical and bacteriological studies. Am J Dermatopathol2003;25:148-51.

[52] Aubry A, Chosidow O, Caumes E, Robert J, Cambau E. Sixty-threecases of Mycobacterium marinum infection. Clinical features,treatment and antibiotic susceptibility of causative isolates. Arch InternMed 2002;162:1746-52.

[53] Ang P, Rattana-Apiromyakij N, Goh CL. Retrospective study ofMycobacterium marinum skin infections. Int J Dermatol 2000;39:343-7.

[54] Edelstein H. Mycobacterium marinum skin infections. Arch Intern Med1994;154:1359-64.

[55] Gluckman S. Mycobacterium marinum. Clin Dermatol 1995;13:273-6.[56] Zukervar P, Canillot S, Gayrard L, Perrot H. Infection sporotrichoïde à

Mycobacterium marinum chez un sujet porteur de virus del’immunodéficience humaine (VIH). Ann Dermatol Venereol 1991;118:111-3.

[57] Morand JJ, Simon F, Lightburn E, Chouc C, Hovette P. Dissémi-nation « sporotrichoïde ». Forme clinique des mycobactériosesenvironnementales. Méd Trop 2004;64:273.

[58] Hanau LH, Leaf A, Soeiro R, Weiss LM, Pollack SS. Mycobacteriummarinum infection in a patient with the acquired immunodeficiencysyndrome. Cutis 1994;54:103-5.

[59] Ries KM, White GL, Murdock RT. Atypical mycobacterial infectioncaused by Mycobacterium marinum. N Engl J Med 1990;322:633.

[60] Tchornobay AM, Claudy AL, Perrot JL, Lévigne V, Denis M. Fataldisseminated Mycobacterium marinum infection. Int J Dermatol 1992;31:286-7.


18 Dermatologie

[61] Posterato B, Sanguinetti M, Gargovich A, Ardito F, Zampetti A,Masucci L, et al. Polymerase chain reaction-reverse cross blothybridization assay in the diagnostic of sporotrichoid Mycobacteriummarinum infection. Br J Dermatol 1998;139:872-6.

[62] Hisamichi K, Hiruma M, Yamazaki M, Matsushita A, Ogawa H.Efficacy of oral minocycline and hyperthermic treatment in a case ofatypical mycobacterial skin infection by Mycobacterium marinum.J Dermatol 2002;29:810-1.

[63] AubryA, Jarlier V, Escolano S, Truffot-Pernot C, Cambau E.Antibioticsusceptibility pattern of Mycobacterium marinum. Antimicrob AgentsChemother 2000;44:3133-6.

[64] Ross BC, Johnson PD, Oppedisano F, Marino L, Sievers A, Stinear T,et al. Detection of Mycobacterium ulcerans in environmental samplesduring an outbreak of ulcerative disease. Appl Environ Microbiol 1997;63:4135-8.

[65] Marsollier L,Aubry J, SaintAndré JP, Robert R, Legras P, ManceauAL,et al. Écologie et transmission de Mycobacterium ulcerans. Pathol Biol2003;51:490-5.

[66] Marsollier L, Stinear L, Aubry J, Saint André JP, Robert R, Legras P,et al. Aquatic plants stimulate the growth of biofilm formation byMycobacterium ulcerans in axenic culture and harbour these bacteria inthe environment. Appl Environ Microbiol 2004;70:5670-81.

[67] Portaels F. Épidémiologie des ulcères à Mycobacterium ulcerans. AnnSoc Belg Med Trop 1989;69:91-103.

[68] Eddyani M, Ofori-Adjei D, De Weirdt D, Boakye D, Meyers WM,Portaels F. Potential role for fish in transmission of Mycobacteriumulcerans disease (Buruli ulcer): an environmental study. Appl EnvironMicrobiol 2004;70:5679-81.

[69] Portaels F, Elsen P, Guimaraes-Peres A, Fonteyne PA, Meyers WM.Insects in the transmission of Mycobacterium ulcerans infection.Lancet 1999;353:986.

[70] Marsollier L, Robert R, Aubry J, Saint André JP, Kouakou H, Legras P,et al. Aquatic insects as vector for Mycobacterium ulcerans. ApplEnviron Microbiol 2002;68:4623-8.

[71] Marsollier L, Severin T, Aubry J, Merritt RW, Saint André JP, Legras P,et al. Aquatic snails: passive hosts of Mycobacterium ulcerans. ApplEnviron Microbiol 2004;70:6296-8.

[72] Portaels F, Chemlal K, Elsen P, Johnson PD, Hayman JA, Hibble J, et al.Mycobacterium ulcerans in wild animals. Rev Sci Tech 2001;20:252-64.

[73] Meyers WM, Shelly WM, Connor DH, Meyers EK. HumanMycobacterium ulcerans infections developing at sites of trauma toskin. Am J Trop Med Hyg 1974;23:919-23.

[74] Debacker M, Zinsou C, Aguiar J, Meyers WM, Portaels F. First case ofMycobacterium ulcerans disease (Buruli ulcer) following a human bite.Clin Infect Dis 2003;36:67-8.

[75] Krieg RE, Hockmeyer WT, Connor DH. Toxin of Mycobacteriumulcerans. Production and effects in guinea pig skin. Arch Dermatol1974;110:783-8.

[76] George KM, Chatterjee D, Gunawardana G, Welty D, Hayman J, Lee R,et al. Mycolactone: a polyketide toxin from Mycobacterium ulceransrequired for virulence. Science 1999;283:854-7.

[77] Pimsler M, Sponsler TA, Meyers WM. Immunosuppressive propertiesof the soluble toxin from Mycobacterium ulcerans. J Infect Dis 1988;157:577-80.

[78] Stinear T, Mve-ObiangA, Small PL, Frigi W, Pryor MJ, Brosch R, et al.Giant plasmid-encoded polyketide synthases produce the macrolidetoxin of Mycobacterium ulcerans. Proc Natl Acad Sci USA 2004;101:1345-9.

[79] Darie H. Infection par Mycobacterium ulcerans : aspects épidémio-logiques, cliniques et thérapeutiques. Bull Soc Pathol Exot 2003;96:368-71.

[80] Dega H, Chosidow O, Barete S, Carbonnelle B, Grosset J, Jarlier V.Infection à Mycobacterium ulcerans. Ann Med Interne (Paris) 2000;151:339-44.

[81] Morand JJ, Cuguillière A, Sayag J. Tuberculose cutanée. Encycl MédChir (Elsevier SAS, Paris), Dermatologie, 98-360-A-10, 1999: 12p.

[82] Ouattara D, Meningaud JP, Kaba L, Sica L, Asse H. Traitement del’ulcère de Buruli par excision greffe. Ann Chir Plast Esthet 2004;49:11-6.

[83] Pzolla N, Sarkar MR, Strecker W, Kern P, Kinzl L, Meyers WM, et al.Buruli ulcer: a systemic disease. Clin Infec Dis 2003;37:78-82.

[84] Lagarrigue V, Portaels F, Meyers WM, Aguiar J. L’ulcère de Buruli :attention aux atteintes osseuses! À propos de 33 cas observés au Bénin.Méd Trop 2000;60:262-6.

[85] Allen S. Buruli ulcer and HIV infection. Int J Dermatol 1992;31:744-5.[86] Delaporte E, Savage C, Alfandari S, Piette F, Leclerc H, Bergoend H.

Ulcère de Buruli chez une malade zaïroise infectée par le virus del’immunodéficience humaine. Ann Dermatol Venereol 1994;121:557-60.

[87] Josse R, Guedenon A, Darie H, Anagonou S, Portaels F, Meyers WM.Les infections à Mycobacterium ulcerans : ulcères de Buruli. Méd Trop1995;55:363-73.

[88] Guarner J, Bartlett J, Whitney EA, Raghunathan PL, Stienstra Y,Asamoa K, et al. Histopathologic features of Mycobacterium ulceransinfection. Emerg Infect Dis 2003;9:651-6.

[89] Palomino JC, Portaels F. Effects of decontamination methods andculture conditions on viability of Mycobacterium ulcerans in theBACTEC system. J Clin Microbiol 1998;36:402-8.

[90] Stinear T, Davies JK, Jenkin GA, Portaels F, Ross BC, Oppedisano F,et al. PCR methods for rapid genotype analysis of Mycobacteriumulcerans. J Clin Microbiol 2000;38:1482-7.

[91] Chemlal K, De Ridder K, Fonteyne PA, Meyers WM, Swings J,Portaels F. The use of IS2404 restriction fragment length poly-morphisms suggests the diversity of Mycobacterium ulcerans fromdifferent geographical areas. Am J Trop Med Hyg 2001;64:270-3.

[92] Darie H, Berliat G, Djakeaux S, Le Vagueresse R, Cavallo JD.Mycobacterium ulcerans : sensibilité in vitro d’une souche isolée enCôte-d’Ivoire. Méd Trop 1996;56:410.

[93] Portaels F, Traore H, De Ridder K, Meyers WM. In vitro susceptibilityof Mycobacterium ulcerans to clarithromycin. Antimicrob AgentsChemother 1998;42:2070-3.

[94] Thangaraj HS,Adjei O,Allen BW, Portaels F, Evans MR, Banerjee DK,et al. In vitro activity of ciprofloxacin, sparfloxacin, ofloxacin, amikacinand rifampicin against Ghanaian isolates of Mycobacterium ulcerans.J Antimicrob Chemother 2000;45:231-3.

[95] Bentoucha A, Robert J, Dega H, Lounis N, Jarlier V, Grosset J.Activities of new macrolides and fluoroquinolones against Myco-bacterium ulcerans infection in mice. Antimicrob Agents Chemother2001;45:3109-12.

[96] Marsollier L, Prevot G, Honore N, Legras P, Manceau AL, Payan A,et al. Susceptibility of Mycobacterium ulcerans to a combination ofamikacin-rifampicin. Int J Antimicrob Agents 2003;22:562-6.

[97] Darie H, Djakeaux S, CautoclaudA.Approche thérapeutique des infec-tions à Mycobacterium ulcerans. Bull Soc Pathol Exot 1994;87:19-21.

[98] Darie H, Guiguen Y, Josse R. Infection cutanée à Mycobacteriumulcerans : deux cas traités par l’association aminoside-fluoroquinolone.Ann Dermatol Vénééréol 2001;128(3S):176.

[99] Marsollier L, Honore N, Legras P, Manceau AL, Kouakou H,Carbonelle B, et al. Isolation of three Mycobacterium ulcerans strainsresistant to rifampicin after experimental chemotherapy of mice.Antimicrob Agents Chemother 2003;47:1228-32.

[100] Kanga JM, Kacou DE, Kouame K, Kassi E, Kaloga M, Yao JK, et al.L’ulcère de Buruli : aspects épidémiologiques, cliniques et thérapeuti-ques en Côte-d’Ivoire. Méd Trop 2004;64:238-42.

[101] Meyers WM, Shelly WM, Connor DH. Heat treatment ofMycobacterium ulcerans infection without surgical excision. Am J TropMed Hyg 1974;23:924-9.

[102] Cornet L, Richard-Kadio M, N’Guessan HA, Yapo P, Hossoko H,Dick R, et al. Le traitement des ulcères de Buruli par excision-greffe.Bull Soc Pathol Exot 1992;85:355-8.

[103] Kanga JM, Kacou DE, Sangaré A, Dabila Y, Asse NH, Djakeaux S.Récidives après traitement chirurgical de l’ulcère de Buruli en Côte-d’Ivoire. Bull Soc Pathol Exot 2003;96:406-9.

[104] Josse R, Guedenon A, Aguiar J, Anagonou S, Zinsou C, Prost C, et al.L’ulcère de Buruli, une pathologie peu connue au Bénin (à propos de227 cas). Bull Soc Pathol Exot 1994;87:170-5.

[105] Ouattara D, Meningaud JP, Saliba F. Formes plurifocales de l’ulcère deBuruli : aspects cliniques et difficultés de prise en charge, à propos de11 cas. Bull Soc Pathol Exot 2002;95:287-91.

[106] Marston BJ, Diallo MO, Horsburgh CG, Diomande I, Saki MZ,Kanga JM, et al. Emergence of Buruli ulcer disease in the Daola regionof Côte-d’Ivoire. Am J Trop Med Hyg 1995;52:219-24.


19Dermatologie

[107] Portaels F, Aguiar J, Debacker M, Guedenon A, Steunou C, Zinsou C,et al. Mycobacterium bovis BCG vaccination as prophylaxis againstMycobacterium ulcerans osteomyelitis in Buruli ulcer disease. InfectImmun 2004;72:62-5.

[108] Smith PG, Revill WD, Lukwago E, Rykushin YP. The protective effectof BCG against Mycobacterium ulcerans disease: a controlled trial inan endemic area of Uganda. Trans R Soc Trop Med Hyg 1977;70:449-57.

[109] Noeske J, Kuaban C, Rondini S, Sorlin P, Ciaffi L, Mbuagbaw J, et al.Buruli ulcer disease in Cameroon rediscovered. Am J Trop Med Hyg2004;70:520-6.

[110] Aujoulat I, Johnson C, Zinsou C, GuedenonA, Portaels F. Psychosocialaspects of health seeking behaviours of patients with Buruli ulcer insouthern Benin. Trop Med Int Health 2003;8:750-9.

[111] Friedman BF, Edwards D, Kirkpatrick CH. Mycobacterium avium-intracellulare: cutaneous presentations of disseminated disease. AmJ Med 1988;85:257-63.

[112] Chin DP, Hopewell DM, Yajko DM, Vittinghoff E, Horsburg CR,Hadley WK, et al. Mycobacterium avium complex in the respiratory orgastrointestinal tract and the risk of M.avium complex bacteraemia inpatients with human immunodeficiency virus infection. J Infect Dis1994;169:289-95.

[113] Barbaro DJ, Orcutt VL, Coldiron BM. MAI infection limited to the skinand lymph nodes in patients with AIDS. Rev Infect Dis 1989;11:625-8.

[114] Bachelez H, Ducloy G, Pinquier L, Rouveau M, Sibilas J, Dubertret L.Disseminated varioliform pustular eruption due to Mycobacteriumavium intracellulare in an HIV-infected patient. Br J Dermatol 1996;134:801-3.

[115] Joly P, Picard-Daham C, Bamberger N, Bouvet E, Salmon D,Grossin M, et al. Acute pustular eruption: an unusual clinical feature ofdisseminated mycobacterial infection in patients with acquiredimmunodeficiency syndrome. J Am Acad Dermatol 1993;28:264-6.

[116] Williams JT, Pulitzer DR, DeVillez RL. Papulonecrotic tuberculidsecondary to disseminated MAI complex. Int J Dermatol 1994;33:109-12.

[117] Piketty C, Danic DL, Weiss L, Kazatchkine MD, Hoi AB.Sporotrichosislike infection caused by Mycobacterium avium in theacquired immunodeficiency syndrome. Arch Dermatol 1993;129:1343-4.

[118] Volpe F, Schwimmer A, Barr C. Oral manifestations of disseminatedMycobacterium avium intracellulare in a patient withAIDS. Oral SurgOral Med Oral Pathol 1985;60:567-70.

[119] Del Guidice P, Durant J, Counillon E, Mondain V, Bernard E,Roger PM, et al. Mycobacterial cutaneous manifestations: a new signof immune restoration syndrome in patients with acquiredimmunodeficiency syndrome. Arch Dermatol 1999;135:1129-30.

[120] Schijman AG, Losso MH, Montoto M, Saez CB, Smayevsky J,Benetucci JA. Prospective evaluation of in-house polymerase chainreaction for diagnosis of mycobacterial diseases in patients with HIVinfection and lung infiltrates. Microbiol Methods 2004;56:315-21.

[121] Bruijnesteijn Van Coppenraet ES, Lindeboom JA, Prins JM,Peeters MF, Claas EC, et al. Real-time PCR assay using fine needleaspirates and tissue biopsy specimens for rapid diagnosis ofmycobacterial lymphadenitis in children. Int J Tuberc Lung Dis 2004;8:106-13.

[122] Paustian ML, Amonsin A, Kapur V, Bannantine JP. Characterization ofnovel coding sequences specific to Mycobacterium avium subsp.Paratuberculosis: implications for diagnosis of Johne’s Disease. J ClinMicrobiol 2004;42:2644-50.

[123] Angeli K, Lacour JP, Mantoux F, Roujeau JC, André P, Truffot-Pernot C, et al. Infection cutanée à Mycobacterium fortuitum aprèslifting. Ann Dermatol Venereol 2004;131:198-200.

[124] Ara M, De Santamaria CS, Zaballos P, Yus C, Lezcano MA.Mycobacterium chelonae infection with multiple cutaneous lesionsafter treatment with acupuncture. Int J Dermatol 2003;42:642-4.

[125] Bendelac A, Cambazard F, Fougerat J, Forestier JY, Thivolet J. Infec-tions cutanées à Mycobacterium chelonei. Revue générale à proposd’un cas. Ann Dermatol Venereol 1985;112:319-24.

[126] Bilet S, Belaich F, Cordoliani F, Faucher F, Crickx B. Complications dela mésothérapie : gommes à Mycobacterium chelonei. Ann DermatolVenereol 1987;114:1340-4.

[127] Camargo D, Saad C, Ruiz F, Ramirez ME, Lineros M, Rodriguez G,et al. Iatrogenic outbreak of Mycobacterium chelonae skin abscesses.Epidemiol Infect 1996;117:113-9.

[128] Galil K, Miller LA,Yakrus MA, Wallace Jr. RJ, Mosley DG, England B,et al. Abscesses due to Mycobacterium abscessus linked to injection ofunapproved alternative medication. Emerg Infect Dis 1999;5:681-7.

[129] Reygane P, Bachelez H, Molina JM, Verola O, Wallach D. Gommes àMycobacterium chelonae : complications de la mésothérapie chez unepatiente infectée par le VIH. Rev Eur Dermatol MST 1991;3:324-6.

[130] Wolf R, Wolf D. A tattooed butterfly as a vector of atypicalMycobacteria. J Am Acad Dermatol 2003;48:S73-S74.

[131] Lee WJ, Kim TW, Shur KB, Kim BJ, Kook YH, Lee JH, et al.Sporotrichoid dermatosis caused by Mycobacterium abscessus from apublic bath. J Dermatol 2000;27:264-8.

[132] Murdoch ME, Leigh IM. Sporotrichoid spread of cutaneousMycobacterium chelonei infection. Clin Exp Dermatol 1989;14:309-12.

[133] Kim RS, Kim JS, Dong HC, Do SK, Jae HJ. Mycobacterium chelonaesoft tissue infection spreading to osteomyelitis. J Clin Microbiol 2001;39:3222-7.

[134] Terry S,Timothy NH, Zurlo JJ, Manders EK. Mycobacterium chelonae:nonhealing leg ulcers treated successfully with an oral antibiotic. J AmBoard Fam Pract 2001;14:457-61.

[135] Driscoll MS, Tyring SK. Development of resistance to clarithromycinafter treatment of cutaneous Mycobacterium chelonae infection. J AmAcad Dermatol 1997;36:495-6.

[136] Passeron T, Desruelles F, Fosse T, Weiller M, Perrin C, Lacour JP, et al.Disseminated papulopustular eruption due to Mycobacterium fortuitumin an immunocompetent patient. Clin Infect Dis 1999;28:924-5.

[137] Fournier B, Boyé T, Brisou P, Guennoc B, Carsuzaa F. Maladie desaquariums due à Mycobacterium fortuitum. Ann Dermatol Venereol2004;131(suppl1):198.

[138] Lin YC, Chiu HC, Hsiao CH, Jee SH, Liao YH. CutaneousMycobacterium fortuitum infection mimicking lupus vulgaris. BrJ Dermatol 2002;147:170-3.

[139] Wolinski E. Mycobacterial lymphadenitis in children: a prospectivestudy of 105 nontuberculous cases with long-term follow-up. ClinInfect Dis 1995;20:954-63.

[140] Murray-Leisure KA, Egan N, Weitekamp MR. Skin lesions caused byMycobacterium scrofulaceum. Arch Dermatol 1987;123:369-70.

[141] Dore N, Collins JP, Mankiewicz E. A sporotrichoid-likeMycobacterium kansasii infection of the skin treated with minocyclinehydrochloride. Br J Dermatol 1979;101:75-9.

[142] Drabick JJ, Hoover DL, Roth RE, Sauri MA, Apgar RG. Ulcerativeperineal lesions due to Mycobacterium kansasii. J Am Acad Dermatol1988;18(5Pt1):1146-7.

[143] Hanke CW, Temofeew RK, Slama SL. Mycobacterium kansasii infec-tion with multiple cutaneous lesions. J Am Acad Dermatol 1987;16:1122-8.

[144] Bolivar R, Satterwhite TK, Floyd M. Cutaneous lesions due toMycobacterium kansasii. Arch Dermatol 1980;116:207-8.

[145] Rosen T. Cutaneous Mycobacterium kansasii infection presenting ascellulites. Cutis 1983;31:87-9.

[146] Stellbrink HJ, Koperski K, Albrecht H, Greten H. Mycobacteriumkansasii infection limited to skin and lymph node in a patient withAIDS. Clin Exp Dermatol 1990;15:457-8.

[147] Schresta NK, Tuohy MJ, Hall GS, Reischl U, Gordon SM, Procop GW.Detection and differenciation of Mycobacterium tuberculosis andnontuberculous mycobacterial isolates by real-time PCR. ClinMicrobiol 2003;41:5121-6.

[148] Groves RW, Newton JA, Hay RJ. Cutaneous Mycobacterium kansasiiinfection: treatment with erythromycin. Clin Exp Dermatol 1991;16:300-2.

[149] Sybert A, Tsou E, Garagusi VF. Cutaneous infection due toMycobacterium szulgai. Am Rev Respir Dis 1977;11:695-8.

[150] Cross GM, Guill MA, Aton JK. Cutaneous Mycobacterium szulgaiinfection. Arch Dermatol 1985;121:247-9.

[151] Frisk P, Boman G, Pauksen K, Petrini B, Lonnerholm G. Skin infectioncaused by Mycobacterium szulgai after allogenic bone marrow trans-plantation. Bone Marrow Transplant 2003;31:511-3.


20 Dermatologie

[152] Schmoor P, Descamps V, Lebrun-Vignes B, Crickx B, Grossin M,Nouhouayi A, et al. Infection cutanée à Mycobacterium malmoensechez une malade immunocompétente. Ann Dermatol Venereol 2001;128:139-40.

[153] MacIntyre P, Blacklock Z, Mac Cormack JG. Cutaneous infection withMycobacterium gordonae. J Infect 1987;14:71-8.

[154] Lalande V, Barbut F, Varnerot A, Febvre M, Nesa D, Wadel S, et al.Pseudo-outbreak of Mycobacterium gordonae associated with waterfrom refrigerated fountains. J Hosp Infect 2001;48:76-9.

[155] Gengoux P, Portaels F, Lachapelle JM, Minnikin DE, Tennstedt D,Tamigneau P. Skin granulomas due to Mycobacterium gordonae. IntJ Dermatol 1987;26:181-4.

[156] Zala L, Hunziker T, Braathen LR. Chronic cutaneous infection causedby Mycobacterium gordonae. Dermatology 1993;187:301-2.

[157] Strauss WL, Ostroff SM, Jernigan DB, Kiehn TE, Sordillo EM,Armstrong D, et al. Clinical and epidemiological characteristics ofMycobacteria haemophilum, an emerging pathogen in immuno-compromised patients. Ann Intern Med 1994;120:118-25.

[158] Shah MK, Sebti A, Kiehn TE, Massarella SA, Sepkowitz KA.Mycobacterium haemophilum in immunocompromised patients. ClinInfect Dis 2001;33:330-7.

[159] Davis BR, Brumbach J, Sanders WJ, Wolinsky E. Skin lesions causedby Mycobacterium hemophilum. Ann Intern Med 1982;97:723-4.

[160] Mac Govern J, Bix BC, Webster G. Mycobacterium hemophilum skindisease successfully treated with excision. J Am Acad Dermatol1994;30:269-70.

J.-J. Morand, Médecin en chef, spécialiste des Hôpitaux ([email protected]).Service de dermatologie tropicale, Hôpital d’instruction des Armées Alphonse Laveran, 13998 Marseille Armées, France.

J. Maslin, Médecin en chef, spécialiste des Hôpitaux.Service de biologie, Hôpital d’instruction des Armées Val-de-Grâce, 75998 Paris Armées, France.

H. Darie, Médecin en chef (CR), spécialiste des Hôpitaux, ancien chef de service.Réseau Dermatrop, 20, avenue Aristide-Briand, 93160 Noisy-le-Grand, France.

Toute référence à cet article doit porter la mention : Morand J.-J., Maslin J., Darie H. Manifestations cutanéomuqueuses des mycobactéries environnementales(dont Mycobacterium ulcerans). EMC (Elsevier SAS, Paris), Dermatologie, 98-365-A-10, 2005.

Disponibles sur www.emc-consulte.com

Arbresdécisionnels

Iconographiessupplémentaires

Vidéos /Animations

Documentslégaux

Informationau patient

Informationssupplémentaires

Auto-évaluations


21Dermatologie