MANUEL DE PRELEVEMENT - ch-aubagne.fr · 7.2.5 Prélèvements de la sphère ORL ... doivent connaître le manuel de prélèvement du laboratoire et le mettre en application Confidentialité

GCS Aubagne/ La Ciotat

Manuel de prélèvement

Mode Opératoire PRA-GCS-MO-001

Version 1 du 24/03/2014

LABORATOIRE INTERHOSPITALIER

AUBAGNE LA CIOTAT

MANUEL DE PRELEVEMENT

GCS AUBAGNE LA CIOTAT manuel de prélèvement

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Le Groupement de Coopération Sanitaire Laboratoire Inter-hospitalier Aubagne La Ciotat

Le GCS Aubagne La Ciotat est composé des laboratoires des Centres Hospitaliers

d’Aubagne et de La Ciotat. Créé en 2012, il a pour objectif de mutualiser les moyens et les

compétences afin de fournir des prestations de qualité aux prescripteurs et aux patients, aussi

bien hospitalisés qu’externes.

Ce présent manuel de prélèvement, fruit d’un travail commun, fournit aux préleveurs

des services hospitaliers et aux préleveurs externes au laboratoire, les informations utiles et

nécessaires à la bonne réalisation de la phase pré-analytique.

Il est associé au ‘’dictionnaire des analyses’’ qui reprend par ordre alphabétique la liste

des analyses réalisés par le GCS Aubagne La Ciotat.

Vous trouverez dans ce dictionnaire les tubes à prélever et toutes les conditions

particulières à respecter (quantité, conservation, transport, manipulation, etc…).

LABORATOIRE DU CENTRE HOSPITALIER D’AUBAGNE :

179, avenue des sœurs Gastine – BP 61360 13677 Aubagne Cedex

Téléphone :

Secrétariat 04 42 84 70 74

Technique 61-19, Bactériologie 61-21 en interne ou passer par le standard de

l’hôpital 04 42 84 70 00

Horaires d’ouverture :

Secrétariat 8h-18h du lundi au vendredi

Technique 24h/24 et 7j/7

LABORATOIRE DU CENTRE HOSPITALIER DE LA CIOTAT :

Boulevard Lamartine B.P.150 - 13708 La Ciotat

Téléphone :

04 42 08 76 07

Horaires d’ouverture :

Secrétariat 8h-17h du lundi au vendredi

Technique 24h/24 et 7j/7 au 10-24 en interne


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SOMMAIRE

1 OBJET DU MANUEL ET LES RESPONSABILITES ..................................................... 5

1.1 Objet du manuel de prélèvement ................................................................................. 5

1.2 Les responsabilités ....................................................................................................... 5

2 LE DESCRIPTIF DU PROCESSUS DE PRELEVEMENT ............................................. 7

3 LES RENSEIGNEMENTS A NOTIFIER ......................................................................... 8

4 LES BONS DE DEMANDE DU LABORATOIRE ET LES ANALYSES ...................... 9

5 LA PREPARATION DU PATIENT ................................................................................ 10

5.1 Notion de jeûne .......................................................................................................... 10

5.2 Rythme nycthéméral .................................................................................................. 10

5.3 Dosage médicamenteux ............................................................................................. 10

5.4 Prélèvement chez l’enfant ......................................................................................... 11

6 LA PREPARATION DU MATERIEL ............................................................................ 11

6.1 Les différents types de tubes ..................................................................................... 11

6.2 Seringue pour gazométrie .......................................................................................... 11

6.3 Matériel nécessaire pour un prélèvement bactériologique ........................................ 12

6.4 Aiguilles et dispositifs de prélèvement sécurisé ........................................................ 12

6.5 Matériel pour l’antisepsie et le pansement ................................................................ 12

6.6 Containers pour éliminer les déchets de soins ........................................................... 12

6.7 Comment commander du matériel au laboratoire ..................................................... 12

7 LES PRELEVEMENTS ................................................................................................... 13

7.1 La ponction veineuse ................................................................................................. 13

7.1.1 Recommandations générales pour la bonne utilisation des tubes ...................... 13

7.1.2 Description ......................................................................................................... 14

7.1.3 Conditions particulières pour certaines analyses................................................ 16

7.2 Les prélèvements pour analyse bactériologique ........................................................ 18

7.2.1 Généralités .......................................................................................................... 18

7.2.2 Hémocultures ..................................................................................................... 19

7.2.3 ECBU ................................................................................................................. 24

7.2.4 Coprologie .......................................................................................................... 25

7.2.5 Prélèvements de la sphère ORL ......................................................................... 26

7.2.6 Prélèvements génitaux ........................................................................................ 26

7.2.7 Prélèvements des lésions cutanées ..................................................................... 26

7.2.8 Prélèvements précieux ........................................................................................ 27

7.2.9 Prélèvements d’origine pulmonaire.................................................................... 28

7.3 Les prélèvements pour recherche de mycobactéries ................................................. 28

7.3.1 Généralités .......................................................................................................... 28

7.3.2 Prélèvements d’origine pulmonaire.................................................................... 28

7.3.3 Urines ................................................................................................................. 28

7.3.4 Liquide pleural, LCR, ascite, liquide articulaire ................................................ 29

7.3.5 Ganglions, biopsie osseuse ................................................................................. 29

7.4 Les prélèvements pour analyse parasitologique et mycologique .............................. 29

7.4.1 Généralités .......................................................................................................... 29

7.4.2 Prélèvement pour recherche de paludisme ......................................................... 29

7.4.3 Parasitologie des selles ....................................................................................... 29

7.4.4 Scotch-test anal .................................................................................................. 30


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7.4.5 Prélèvement pour recherche de gale ................................................................... 30

7.4.6 Prélèvement à visée mycologique ...................................................................... 30

7.5 Autres prélèvements .................................................................................................. 30

7.5.1 Compte d’Addis ................................................................................................. 30

7.5.2 Recueil des urines de 24h ................................................................................... 31

7.5.3 Recueil de sperme (Uniquement sur le site de la Ciotat) ................................... 31

7.5.4 Temps de saignement (méthode d’Ivy à l’avant bras) ....................................... 32

7.5.5 Gazométrie artérielle .......................................................................................... 32

7.5.6 Tests dynamiques ............................................................................................... 32

8 IDENTIFICATION DES ECHANTILLONS .................................................................. 34

9 ELIMINATION DES DECHETS .................................................................................... 34

10 LE TRANSPORT DES PRELEVEMENTS .................................................................... 34

10.1 Sécurité ...................................................................................................................... 34

10.2 Délai et température de transport ............................................................................... 35

11 LA RECEPTION DES ECHANTILLONS AU LABORATOIRE ET LES

CONDITIONS D’ACCEPTABILITE ..................................................................................... 35

11.1 Réception des échantillons au laboratoire ................................................................. 35

11.2 Conditions d’acceptabilité ......................................................................................... 35

12 LE RENDU DES RESULTATS ...................................................................................... 35

12.1 Délai de rendu des résultats ....................................................................................... 35

12.2 Rendu des résultats .................................................................................................... 36

13 STOCKAGE ET CONSERVATION DES ECHANTILLONS ....................................... 37

14 LES ANALYSES COMPLEMENTAIRES ..................................................................... 37

15 DOCUMENTS ANNEXES .................................................... Erreur ! Signet non défini.


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1 OBJET DU MANUEL ET LES RESPONSABILITES

1.1 Objet du manuel de prélèvement

Ce manuel a pour but de répondre aux exigences normatives et de permettre un

service de qualité pour les patients. Il met à disposition des préleveurs diplômés, les

recommandations précises et requises pour effectuer, dans les meilleures conditions, la phase

pré-analytique et plus particulièrement, la partie relative au prélèvement.

La qualité du rendu du résultat dépend directement de la phase pré-analytique :

de la réalisation du prélèvement à son arrivée au laboratoire. C’est pourquoi, il est

important de suivre les procédures, ici formalisées, qui sont en cohérence avec nos

techniques d’analyse.

Toutes les informations nécessaires à la réalisation des prélèvements et les conditions

d’hygiène et de sécurité essentielles, sont consignées dans ce manuel. Si vous souhaitez

obtenir plus de détails pour les modes opératoires des prélèvements, n’hésitez pas à contacter

les laboratoires du GCS (Cf. coordonnées en page 2).

Vous pouvez aussi vous reporter au ‘’dictionnaire des analyses’’ Ce dictionnaire reprend par

ordre alphabétique la liste des analyses réalisées par le GCS ainsi que les conditions

particulières à respecter de prélèvement et/ou transport.

1.2 Les responsabilités

Depuis la Loi n° 2013-442 du 30 mai 2013 portant réforme de la biologie médicale,

pour être autorisé à exercer, tout laboratoire doit être accrédité selon la norme ISO 15189

(début d’accréditation avant le 31 mai 2013 et totalité de l’activité d’ici 2020). Etre

accrédité signifie que le Comité Français d’accréditation (COFRAC) vérifie périodiquement,

par des audits d’experts, notre compétence à effectuer les analyses médicales.

Le prélèvement est une étape de la phase pré-analytique qui est sous la responsabilité

des biologistes y compris lorsqu’il est réalisé à l’extérieur du laboratoire. Il ne peut être

réalisé que par du personnel habilité du laboratoire ou des unités de soins ou par des

préleveurs externes ayant signé une convention avec le laboratoire. Les différents préleveurs

doivent connaître le manuel de prélèvement du laboratoire et le mettre en application

Confidentialité : l’ensemble du personnel réalisant des prélèvements (laboratoire,

unités de soins, préleveurs externes sous contrats) est soumis au secret professionnel, avec la


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présence d’une clause de confidentialité et de non divulgation des informations contenue dans

le contrat de travail.

Réclamation : dans le cadre de la démarche qualité, tout personnel médical ou

paramédical peut effectuer une réclamation écrite, orale ou téléphonique au laboratoire. Ces

réclamations seront systématiquement enregistrées puis analysées par les biologistes et le

responsable qualité du laboratoire, avec ouverture le cas échéant d’une action corrective.


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2 LE DESCRIPTIF DU PROCESSUS DE PRELEVEMENT

PRESCRIPTION Patient

Médecin prescripteur

PREPARATION DU PATIENT

PREPARATION DU MATERIEL

PRELEVEMENT

Vérification de l’identité

Recueil des échantillons

Identifications des échantillons

Renseignements de la fiche de prescription

Stockage en conditions maitrisés

Prélèvement au laboratoire Préleveur du laboratoire

Prélèvement dans les unités

de soins Préleveur de l’unité de soins

Prélèvement à l’extérieur de

l’hôpital Préleveur de l’HAD

Acheminement au laboratoire en conditions maitrisés

RECEPTION DES ECHANTILLONS AU LABORATOIRE

Acceptation

Déballage

Enregistrement

Etiquetage

PHASE ANALYTIQUE


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3 LES RENSEIGNEMENTS A NOTIFIER

Les informations indispensables sur la prescription (ordonnance, fiche de prescription, bon de

laboratoire des unités de soins) sont les suivantes :

* Si problème d’informatique inscrire ces renseignements à la main de façon lisible

Etiquette

Informatique

De l’hôpital*

NB : Si l’un de ces items n’est pas renseigné la demande d’examen est non conforme

et le laboratoire peut refuser de traiter le prélèvement

Si prescripteur

externe


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Les renseignements cliniques pouvant être nécessaires pour l’interprétation

sont :

Degré d’urgence défini par le prescripteur

Prise de médicaments : date, posologie et heure de la dernière prise (sont obligatoires : le

traitement anticoagulant pour analyses d’hémostase, le traitement antibiotique pour les

examens bactériologiques, la posologie et l’heure de la dernière prise pour les dosages

médicamenteux)

Date des dernières règles, grossesse éventuelle, notion d’injection de

Rophylac° en cas de demande de RAI.

Pour les analyses de bactériologie : mode de recueil du prélèvement, sites de prélèvement,

traitement antibiotique éventuel

Pour les examens d’anatomopathologie : origine du prélèvement, décrire les différents sites

de prélèvement si nécessaire, renseignements cliniques, noter le ou les médecins

destinataire du résultat

Voyages : destination et date de retour, si demande d’examen parasitologique

Contacts avec des animaux, si recherche de dermatophyte ou de pneumopathie atypique.

Un formulaire de consentement, disponible au laboratoire, signé par le patient et le

médecin doit obligatoirement accompagner les prescriptions de :

Marqueurs sériques maternels de trisomie 21,

Analyses génétiques telles que caryotype, étude de gène ou recherche de

mutations. (Excepté HLA B27),

Diagnostic prénatal.

Ce formulaire est disponible au laboratoire.

Toutes ces informations sont utiles pour une bonne traçabilité des prélèvements et une

interprétation correcte des résultats. Il est donc important de prendre le temps de

compléter la demande d’analyses avec attention.

4 LES BONS DE DEMANDE DU LABORATOIRE ET LES ANALYSES

Le laboratoire met à la disposition des services de soins différents bons de demandes

d’analyse. Ces bons de demandes répondent aux mêmes exigences que les ordonnances

rédigées pour des patients externes.

La liste des méthodes utilisées pour chaque analyse est disponible au laboratoire.

Les biologistes du laboratoire sont également disponibles pour vous fournir des

informations sur les indications médicales et le choix approprié des analyses. Pour tous

renseignements n’hésitez pas à contacter le laboratoire.


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5 LA PREPARATION DU PATIENT

5.1 Notion de jeûne Etre à jeun signifie ne rien avoir mangé, ni bu, depuis la veille au soir. En revanche,

le patient peut n’avoir bu que de l’eau, cela n’aura pas d’incidence sur les analyses de sang.

L’état de jeûne est recommandé pour la plupart des prélèvements sanguins.

NB : Les normales établies pour le dosage de la glycémie et de l’Exploration d’Anomalies

Lipidiques ont été réalisées chez des sujets à jeun depuis 12 heures.

En cas d’urgence, le non respect du jeûne ne saurait constituer un obstacle à un

examen, les modalités d’interprétation des résultats ne sont alors plus les mêmes, et c’est au

clinicien, en collaboration avec le biologiste, d’interpréter les résultats.

DOSAGE

Le jeûne est impératif Glycémie, bilan lipidique

CTX

PTH : parathormone

Le jeûne est préférable

(variation nycthéméral,

qualité du sérum)

Hémogramme, VS, fer, protéines, phosphore, enzymes

hépatiques, enzymes cardiaques .....

Rappel : Vous pouvez vous reporter au dictionnaire des analyses pour connaître quel tube prélever pour

chaque analyse ainsi que les conditions particulières de prélèvement et/ou transport.

5.2 Rythme nycthéméral

Certains dosages fluctuent au cours de la journée. C’est pourquoi, votre laboratoire

impose certains horaires.

Cortisol, ACTH Entre 8h et 10h (présence d’un rythme

circadien)

Bilan hormonal

(FSH, LH, œstradiol,

progestérone)

Entre J1 et J3 du cycle menstruel ou en fonction

du contexte clinique

Rappel : Vous pouvez vous reporter au dictionnaire des analyses pour connaître quel tube prélever pour

chaque analyse ainsi que les conditions particulières de prélèvement et/ou transport.

5.3 Dosage médicamenteux

Sauf indication contraire, le dosage d’un médicament se fait sur un échantillon sanguin

prélevé juste avant la prochaine prise. Pour les dosages d’héparine, le prélèvement se fait

généralement 4 heures après la dernière injection (HBPM) ou à équidistance entre deux

injections (HNF).

Ne pas oublier de noter l’heure du prélèvement, la date, l’heure et la posologie de la

dernière prise.

http://serlab/guide/A-Z.htm



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5.4 Prélèvement chez l’enfant

Il faut expliquer à l’enfant le déroulement des opérations avant l’acte.

Des patchs anesthésiants existent (EMLA), ils peuvent être délivrés soit en

pharmacie sur prescription médicale, soit au laboratoire, soit par le service

pédiatrique. Ces patchs doivent être mis une heure avant et enlevé 15 minutes avant le

prélèvement

6 LA PREPARATION DU MATERIEL Quel que soit le prélèvement, le matériel à usage unique, vous est mis à disposition par

votre laboratoire, il est important de respecter les bonnes conditions de stockage de ce

matériel : 4-25°C, à l’abri de la lumière.

6.1 Les différents types de tubes Se reporter au dictionnaire des analyses pour savoir quel tube prélever pour quelle

analyse.

Type de tubes

Tubes + EDTA bouchon VIOLET

Tubes + citrate bouchon BLEU

Tubes + citrate bouchon NOIR

Tubes secs + gel bouchon JAUNE

Tubes + héparine lithium bouchon VERT

Tubes + iodo acétate bouchon GRIS

Tubes secs + gel bouchon MARRON

Tubes secs bouchon ROUGE

Tubes de purge

6.2 Seringue pour gazométrie Les seringues pour gazométrie sont disponibles au laboratoire pour l’hôpital de La

Ciotat et se commandent à la pharmacie pour l’hôpital d’Aubagne.



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6.3 Matériel nécessaire pour un prélèvement bactériologique

Flacons pour hémocultures Flacon adulte aérobie

Flacon adulte anaérobie

Flacon pédiatrie

Flacons pour recueil d’urines

Flacons stériles pour ECBU

Tubes pour ECBU contenant du borate

(conservateur)

Pots pour recueil de selles Flacons stériles pour autres prélèvements

divers

Tubes coniques pour LCR Ecouvillons Ecouvillons avec gel conservateur

Ecouvillons sans conservateur

Milieux de transport pour virus

6.4 Aiguilles et dispositifs de prélèvement sécurisé

Unités

de prélèvement à ailette sécurité

2 diamètres différents d’aiguilles sont

disponibles

Aiguilles éclipses avec dispositif sécurité

intégré

2 diamètres différents d’aiguilles sont

disponibles

Corps de pompe Corps de pompe standard usage unique

Corps de pompe spécifique hémocultures

Garrot Propre et désinfecté

6.5 Matériel pour l’antisepsie et le pansement Alcool à 70°

Boule de coton ou petite compresse non stérile

Sparadrap

6.6 Containers pour éliminer les déchets de soins Un réceptacle pour déchet DASRI

Un conteneur pour objets piquants

6.7 Comment commander du matériel au laboratoire Apporter les bons de distributions au laboratoire avant le lundi soir (+ la caisse de

votre unité de soin nécessaire au transport pour l’hôpital d’Aubagne)

Le matériel sera récupéré à partir du mardi après midi


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7 LES PRELEVEMENTS

7.1 La ponction veineuse

7.1.1 Recommandations générales pour la bonne utilisation des tubes

Niveau de remplissage :

Veiller au bon remplissage des tubes : le tube CITRATE doit toujours être rempli jusqu’au

trait.

Ordre de remplissage des tubes et homogénéisation :

Le non respect de l’homogénéisation des tubes peut entraîner une hémolyse ou un phénomène

de coagulation.


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7.1.2 Description

7.1.2.1 Vérification de la conformité

Vérification de l’identité de la personne à prélever, si possible en la questionnant (lui

demander d’énoncer ses, nom, prénom et date de naissance). Pour un patient

ininterrogeable, vérification indirecte (bracelet, pancarte de lit…)

Vérification des étiquettes informatiques

Vérification de la prescription médicale

Identification du préleveur noté sur la feuille de prélèvement.

Vérification du choix des tubes en fonction des analyses prescrites

Vérification de l’ordre de prélèvement des tubes et des particularités de prélèvement

(filière froide, abri de la lumière, …).

7.1.2.2 Préparation du matériel

Sur un plan de travail préalablement nettoyé et désinfecté ou sur un plateau de prélèvement, il

convient de rassembler l’ensemble du matériel suivant :

Une paire de gants à usage unique non stérile

Garrot propre et désinfecté

Aiguilles à prélèvement sécurisées

Corps de pompe

Les tubes de prélèvements vérifiés (date de péremption)

Alcool à 70°

Boule de coton ou petite compresse non stérile

Sparadrap

Un réceptacle pour déchet DASRI

Un conteneur pour objets piquants

7.1.2.3 Recommandations et précautions

Recommandations :

Utiliser un site de ponction au membre supérieur.

Ne pas laisser le garrot trop longtemps.

Ne pas trop serrer le garrot.

Respecter l’ordre de prélèvement des tubes.

Respecter les niveaux de remplissage.

Effectuer des retournements lents et successifs des tubes.

Précautions :

Ne pas piquer sur un bras paralysé ou traumatisé.

Ne pas piquer sur un bras perfusé.

Ne pas piquer du côté d’une fistule artério-veineuse.

Ne pas piquer du côté d’un curage ganglionnaire axillaire, d’une radiothérapie ou

d’une tumeur.

Ne pas piquer sur un bras présentant une lésion cutanée ou une infection suintante.

En cas de dosage d’alcoolémie, ne pas utiliser de désinfectant à l’alcool ; utiliser de la

Bétadine.


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7.1.2.4 Le déroulement du prélèvement

Installer confortablement le patient :

- dans le fauteuil de prélèvement, bras sur l’accoudoir pour les prélèvements au

laboratoire,

- dans son lit, dont on aura adapté la hauteur, bras dégagé pour les prélèvements en

unité de soins ou en HAD.

Se laver les mains (lavage antiseptique des mains ou friction hydro alcoolique).

Positionner le garrot, repérer la veine, desserrer le garrot.

Ouvrir l’emballage de l’aiguille de prélèvement, adapter le corps de pompe.

Positionner les tubes dans l’ordre recommandé de prélèvement.

Faire une friction hydro alcoolique des mains.

Désinfecter la peau à l’aide du coton imbibé d’alcool à 70°.

Mettre le garrot.

Mettre les gants non stériles.

Insérer l’aiguille d’un geste franc, biseau vers le haut, aiguille légèrement inclinée.

Maintenir l’aiguille en place avec la main.

Adapter avec la main opposée les tubes en les maintenant positionnés dans le corps de

pompe jusqu’au remplissage souhaité.

Remplir les différents tubes dans l’ordre préconisé

Desserrer le garrot pendant le prélèvement et homogénéiser les tubes par

retournements successifs (6 à 8 fois) de façon douce.

Oter l’aiguille de prélèvement en utilisant le système de sécurité et la jeter

immédiatement dans le conteneur à aiguilles.

Poser un coton ou une compresse sèche sur la zone de ponction.

Recommander au patient de faire une compression de 10 secondes pour prévenir

l’apparition d’un hématome.

Identifier les tubes avec les étiquettes. (Ne jamais identifier des tubes à l’avance).

Mettre les tubes dans le sachet de transport avec la feuille de prélèvement

correctement remplie et fermer ce dernier.

Mettre un sparadrap au point de ponction.

Eliminer le matériel restant dans le sac de déchets prévu à cet effet. Un tube non

utilisé mais débouché ou percé doit être jeté.

Le re-capuchonage des aiguilles est interdit.

Nettoyer la zone de travail.

LE NON RESPECT DES RECOMMANDATIONS DE MANIPULATIONS DES

ECHANTILLONS PEUT PROVOQUER :

UNE HEMOLYSE

LA PRESENCE DE FIBRINE

UNE ANTICOAGULATION INCOMPLETE

UNE FORMATION DEFECTUEUSE DE LA BARRIERE DE GEL POUVANT

CONDUIRE A DES PANNES D’ANALYSEURS ET À UN MANQUE DE FIABILITE

DES RESULTATS.


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Réaliser une friction hydro alcoolique ou un lavage antiseptique des mains.

S’assurer que le patient va bien après le prélèvement.

o Si le patient est victime d’un malaise, le laisser allongé, les jambes surélevées.

humecter son visage, le rassurer.

o Si son état est jugé inquiétant, appeler le médecin de garde.

7.1.3 Conditions particulières pour certaines analyses

Prélèvements particuliers

Certains dosages nécessitent des tubes spéciaux ou des protocoles particuliers (centrifugation

immédiate...), il est préférable de vous rapprocher de votre laboratoire avant le prélèvement

(ex : ACTH, ADH, Calcitonine, Gastrine, Glucagon, Rénine active...).

La liste complète des analyses sous-traitées est disponible sur le site intranet du CH

d’Aubagne.

Pour des renseignements complémentaires, les sites internet de Biomnis et de CERBA sont

également consultables.

Groupage sanguin ABO, phénotype Rhésus-Kell, RAI

Pour la détermination des groupes sanguins ABO, phénotype Rhésus-Kell et RAI au

laboratoire, il est réalisé deux prélèvements différents, par deux préleveurs différents à

deux moments distincts.

Sur le tube doit figurer obligatoirement et lisiblement (d’après la circulaire ministérielle du 17

Mai 1985)

Nom patronymique du (de la) patient(e),

Nom marital de la patiente,

Prénom du (de la) patient(e).

Date de naissance du (de la) patient(e).

Sur la fiche de liaison devront figurer en plus :

La notion d’injection d’immunoglobulines anti-Rh D (Rophylac°)

La date de prélèvement,

Nom, qualité et signature du préleveur.

Eventuellement les antécédents transfusionnels, les gravidités.

Dépistage de la trisomie 21 (marqueurs sériques maternels) (arrêté du

23/06/2009)

Prélèvement : 1

èr trimestre : (Dépistage associant les marqueurs sériques maternels : PAPP-A

et βhCG aux mesures échographiques).

Entre 11 semaines + 0 jour et 13 semaines + 6 jours (soit de 45 à 85 mm de longueur


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crânio-caudale du fœtus).

A noter : Le dépistage combiné au 1er trimestre ne pourra pas être réalisé dans le

cadre d’une grossesse gémellaire, le recul étant insuffisant dans cette situation.

2ème

trimestre : (Dépistage séquentiel associant les marqueurs sériques maternels : βhCG

ou hCG totale et AFP +/- oestriol aux mesures échographiques du 1er

trimestre ou le

dépistage par les seuls marqueurs sériques maternels du 2eme trimestre).

Entre 14 semaines + 0 jour et 17 semaines + 6 jours.

Le prélèvement de choix est le sérum décanté impérativement dans les 4 heures ; il doit

donc être acheminé rapidement au laboratoire.

Documents La prescription médicale qui doit comporter :

L’indentification et la signature du prescripteur

Les noms, prénom(s), et date de naissance de la patiente

Les éléments indispensables au calcul du risque : date de grossesse, poids,

tabagisme, diabète, gémellité, l’ethnie (les médianes de PAPP-A varient en

fonction du groupe ethnique).

Le compte rendu des mesures échographiques de clarté nucale et de longueur

crâniocaudale, daté et signé, comportant (dans le cas du dépistage combiné du

1èr trimestre et du dépistage séquentiel intégré du 2ème trimestre) :

- La date de l’échographie,

- Le nom de l’échographiste,

- Le réseau de pré natalité auquel il adhère,

- Son numéro d’identification national à 13 chiffres délivré par le réseau.

Le formulaire type de consentement signé par le médecin et la patiente,

attestant de l’information délivrée à la femme enceinte et son consentement à la

réalisation des analyses.

Résultats Seul le médecin recevra les résultats de cette évaluation, aucun résultat ne sera transmis

directement à la patiente.


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7.2 Les prélèvements pour analyse bactériologique

7.2.1 Généralités

PRELEVEMENT STABILITE

Type support Stabilité à T°

ambiante

Stabilité à 4-8°C

LCR Tube stérile conique Traitement immédiat

(A l’abri du froid)

Hémocultures Flacons hémocultures adultes

aérobie et anaérobie

Flacon pédiatrique

Traitement immédiat

Liquide gastrique Flacon stérile Traitement immédiat

ECBU Flacon stérile ou poche

nourrisson

sans conservateur

2 heures 12 heures

ECBU Flacon stérile ou vacutainer

avec conservateur

24 heures 24 heures

Sécrétions

pulmonaires

Flacon stérile 2 heures

Prélèvement

urétral

Ecouvillon fin 2 heures

Biopsies

ostéoarticulaires

Pus profonds

(cavités stériles)

autres pus…


Liquides de

ponction


Matériel Flacon stérile 4 heures

Coproculture Flacon stérile 12 heures 24 heures.

Pus divers,

vaginaux….

Ecouvillon simple 2 heures

Ecouvillon de transport 24 heures

BK Mycobacterium

Tuberculosis


Parasitologies selles Flacon stérile 24 heures sauf

recherche de forme

végétative

24 heures

Mycologie

Flacon ou écouvillon stérile 24 heures

Chlamydiae

Cultures virales

(Herpes, VZV….)

Ecouvillons spéciaux

déchargés dans milieu

culture spécifique

24 heures


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7.2.2 Hémocultures

7.2.2.1 Réalisation du prélèvement

Déroulement du processus :

● Prévenir le patient, lui expliquer, l’installer confortablement

● Lavage antiseptique des mains

● Positionner le garrot

● Serrer et repérer le site de prélèvement puis desserrer le garrot

● Antisepsie rapide des mains

● Oter les protections des bouchons et désinfecter les bouchons avec des compresses imbibées

de solution antiseptique alcoolique puis laisser les compresses sur les bouchons (vérifier les

dates de péremption des flacons)

● Ouvrir les emballages

● Assembler l‘aiguille à ailettes/corps de pompe ou adaptateur cathéter/corps de pompe

● Prélèvements :

› Pour le prélèvement veineux périphérique :

● Réaliser la préparation cutanée du patient en quatre temps :

● Détersion avec l’antiseptique moussant

● Rinçage à l’eau stérile

● Séchage avec une compresse

● Application de l’antiseptique dermique

● Laisser poser au moins une minute

● Antisepsie rapide des mains

● Mettre les gants à usage unique

● Serrer le garrot

● Ponctionner la veine avec l’aiguille à ailettes

● Introduire successivement les flacons dans le corps de pompe en commençant par le

flacon aérobie

● Prélever pour chaque flacon un remplissage satisfaisant en ayant repéré au préalable

au moyen des traits de graduation sur le flacon jusqu’où vous deviez le remplir

● Une fois le prélèvement effectué, retirer l’aiguille

● Jeter l’aiguille à ailettes/corps de pompe dans le container à aiguilles

● Mettre une compresse imbibée d’antiseptique sur le point de ponction

● Retirer la compresse en place et la remplacer par une compresse sèche fixée d’un

bout de sparadrap

● Oter les gants et les jeter

● Evacuer les déchets

● Lavage antiseptique des mains

● Etiqueter les flacons (sans masquer le code barre).

› Pour le prélèvement sur cathéter veineux :

● Disposer une compresse imbibée d’antiseptique sous l’orifice du cathéter

● Adapter l’adaptateur de cathéter/corps de pompe à l’intérieur de l’embase du


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cathéter

● Introduire successivement les flacons dans le corps de pompe en commençant par le

flacon aérobie

● Prélever pour chaque flacon un remplissage satisfaisant en ayant repéré au préalable

au moyen des traits de graduation sur le flacon jusqu’où vous deviez le remplir

● Une fois le prélèvement effectué. Retirer le système adaptateur/corps de pompe

● Jeter l’ensemble du système dans un container à aiguilles

● Mettre un nouvel obturateur

Bon de laboratoire :

Certaines données sont nécessaires au bon traitement des hémocultures, il faut donc remplir

obligatoirement sur le bon de prélèvement :

Démographie complète du patient (étiquette patient)

Identification nominative prescripteur et préleveur

Heure de prélèvement

Renseignements cliniques utiles : Présence de température, présence d’un choc

septique, suspicion d’endocardite ou de brucellose (car les flacons d’hémocultures

seront incubés plus longtemps), présence d’une antibiothérapie en cours et si oui

quel(s) antibiotique(s)

Cocher le site de prélèvement à partir duquel les hémocultures ont été prélevées

(remplir un seul bon de demande si plusieurs trains d’hémocultures ont la même

origine de prélèvement et deux bons de demande différents si l’origine des

prélèvements est différente (par exemple veine périphérique et chambre

implantable)

Délais et modalités de transport au laboratoire :

La gestion des hémocultures par le laboratoire est effectuée 24H/24 et 7 jours/7

Les flacons d’hémocultures doivent être acheminés au laboratoire le plus

rapidement possible pour être mis dans l’incubateur de l’automate à

hémocultures.

Si l’incubation est retardée on pourra avoir des faux négatifs ou un décalage de la

positivité du flacon dans le temps.

7.2.2.2 Hémoculture chez l’adulte

Prélèvements :

Prélever 1 à 3 paires d’hémocultures/ 24 h en un seul prélèvement. Une paire

d’hémocultures : un flacon aérobie + un flacon anaérobie. Prélever d’abord le flacon

aérobie puis anaérobie et ensuite d’éventuels tubes additionnels.

Cas particuliers :

- Si Suspicion d’endocardite : prélever 3 paires minimum sur 24 heures à 3 temps

différents

- Si prélèvement très difficile à réaliser : on privilégiera un seul flacon aérobie

- Si recherche concomitante de mycobactéries dans le sang : Prélever en plus un tube vert

(héparinate de Li) correctement rempli.


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- Suspicion d’infection de cathéters centraux ou de chambres implantables : Prélever à

la même heure (et avec la même quantité de sang) une paire d’hémoculture par

ponction veineuse directe et une autre paire à partir du dispositif intra-vasculaire suspect

d’être infecté.

L’étiquette patient ne doit pas empiéter sur le code barre du flacon hémoculture

Prélever chaque fois que possible avant la mise en route d’une antibiothérapie

Exception faite de la recherche d’endocardite, ne pas renouveler le prélèvement des

hémocultures avant 24 h après le premier prélèvement.

Quantité de sang à prélever : C’est le critère majeur de positivité des

hémocultures

Volume optimal par flacon = 10 ml soit en cumulé sur 24H : 60 ml

Volume minimal par flacon = 5 ml soit en cumulé sur 24H : 30 ml

Pour un meilleur contrôle du volume de sang prélevé, tracer un repère sur les graduations

de l’étiquette du flacon et mettre le flacon hémoculture en position verticale lors du

prélèvement (optimal 2 graduations flacons adultes)

Le Site de prélèvement pourra être :

Soit et de préférence un prélèvement veineux simple

Soit le cathéter veineux périphérique si celui-ci vient juste d’être posé

Si le cathéter est déjà en place, faire un prélèvement veineux simple périphérique sur un autre

site

Indications générales :

Toute fièvre d'origine indéterminée, surtout si elle est accompagnée de signes évocateurs

d'infections, doit donner lieu à la pratique d'hémocultures.

Contrôle de la négativation en cours de traitement, uniquement :

Endocardite infectieuse (EI),

Fongémie, bactériémie à Staphylococcus aureus, même en l'absence d' EI.

Indications particulières :

Il existe des indications plus particulières de prescription :

Fièvre ou inflammation absents (immunodéprimés, insuffisance hepato-cellulaire

sévère, insuffisance rénale, traitement par corticoïde et/ ou AINS et/ou antipyrétique)

Apres des gestes invasifs à risque de décharge bactérienne (drainage d'abcès, de

liquide infecté, endoscopie)

Suspicion d'infections endovasculaires ou endocardites infectieuses.

Infection sur matériel.

Antibiothérapie récente : infection décapitée.


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7.2.2.3 Hémoculture chez l’enfant

Prélèvements :

Prélèvement de 1 à 2 flacons d’hémocultures pédiatriques / 24 heures en un seul

prélèvement

Si recherche concomitante de mycobactérie dans le sang : prélever en plus un tube vert

(héparinate de Li) correctement rempli

Prélever si possible d’abord le(s) flacon(s) d’hémocultures et ensuite éventuellement les

tubes additionnels

L’étiquette patient ne doit pas empiéter sur le code barre du flacon hémoculture.

Prélevé chaque fois que possible avant la mise en route d’une antibiothérapie

En fonction de la clinique, les hémocultures pourront être renouvelées sur 24h

La quantité de sang : C’est le critère majeur de positivité des hémocultures. Il est

préférable de prélever 1 seul flacon bien rempli plutôt que 2 non suffisamment remplis.

Volume optimal par flacon = 4 ml

Volume minimal par flacon = 1 ml A pondérer en fonction du poids de l’enfant

Poids Nouveau-né < 10 kg > 10 kg et < 30 kg > 30 kg

Volume prélevé

par flacon

1 ml 2 à 3 ml 4 ml 4 ml

Nombre de

flacons prélevés

1 1 flacon,

un 2° à la pose si

bon débit

1 flacon,

un 2° à la pose si

bon débit

2 flacons

Pour un meilleur contrôle du volume de sang prélevé, tracer un repère sur les graduations de

l’étiquette du flacon et mettre le flacon hémoculture en position verticale lors du

prélèvement (optimal 1 graduation flacon pédiatrique)

Le site de prélèvement pourra être :

Soit et de préférence un prélèvement veineux simple

Soit le cathéter veineux périphérique si celui-ci vient juste d’être posé

Indications chez le nouveau-né :

L’hémoculture doit être systématique avant de débuter une antibiothérapie, la réalisation

d’une hémoculture va de pair avec l’instauration d’une antibiothérapie chez le nouveau-né.

Elle doit être couplée au liquide gastrique et au placenta.

Les indications des hémocultures sont donc superposables à celle de l’antibiothérapie.

Chez tout nouveau-né symptomatique sans explication (fièvre, détresse,

hémodynamique, détresse respiratoire)

Si jumeau atteint d’une infection materno fœtale

Si chorioamniotite (fièvre maternelle + tachycardie fœtale > 160 battements/min +

syndrome inflammatoire biologique)

Si association de 2 critères parmi les suivants : rupture des membranes avant 37 SA,

prématurité <37 SA inexpliquée, ouverture poche des eaux >18H, tachycardie fœtale >


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180 battements/min, antécédents maternels d’infection materno-fœtale ou portage

vaginal à streptocoque du groupe B et antibioprophylaxie non complète (pénicilline G

ou clamoxyl toutes les 4 heures et naissance après la 2° injection)

Indications chez le nourrisson de moins de 3 mois :

Toute fièvre >38 ° (Risque d’infection bactérienne sévère de 25%, risque de

bactériémie occulte de 10%)

Indications chez les enfants de plus de trois mois :

Fièvre avec signe de choc : tachycardie (rapportée à l’âge), allongement du TRC

(temps de recoloration cutanée) >3 sec, (hypotension = signe tardif de choc)

Fièvre mal tolérée >38,5° (frissons, marbrures, teint grisâtre ou pâleur, troubles de la

conscience)

Isolement d’un germe dans le cadre d’affections bactériennes invasives avérées ou

présumées (méningite, péritonite, ostéomyélite, arthrite…) en complément des

prélèvements locaux

Hypothermie <35,5° mal tolérée

Augmentation des paramètres biologiques de l’inflammation en l’absence de cause

évidente

Fièvre >5 jours lors du bilan initial


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7.2.3 ECBU

7.2.3.1 CBU simple par auto-prélèvement

Se laver les mains.

Faire une toilette intime soigneuse avec une compresse imprégnée de Dakin.

Eliminer le premier jet dans les toilettes.

Uriner ensuite dans le flacon stérile fourni par le laboratoire et le refermer

soigneusement.

Identifier le flacon avec votre nom et prénom si cela n'a pas été fait par le laboratoire.

Le flacon doit être acheminé au laboratoire dans les plus brefs délais.

A l’accueil, préciser si vous êtes sous antibiotique.

7.2.3.2 CBU classique réalisée dans les unités de soins et transportés sur tube ou flacon

avec conservateur

La réalisation de la CBU s’effectue soit par auto-prélèvement comme ci-dessus, soit par le

soignant, qui prend les mêmes précautions concernant l’hygiène et le recueil.

Si le prélèvement n’est pas transporté immédiatement au laboratoire, remplir le tube sous

vide spécial CBU (couleur kaki) (à La Ciotat) ou un flacon avec borate (à Aubagne). Cette

méthode permet d’allonger le délai de transmission au laboratoire (24 heures au lieu de 2

heures).

7.2.3.3 CBU réalisée sur sondage urinaire

Une demi-heure avant le prélèvement, clamper la tubulure de la poche à urine au dessous

du site de prélèvement ECBU.

L’opérateur:

Procède à un lavage hygiénique des mains ou à une friction hydro-alcoolique

Ouvre le paquet de compresses stériles et les imbibe de solution antiseptique de

préférence chlorée

Adapte l’aiguille sur le vacutainer

Désinfecte le site de prélèvement à l’aide d’une compresse imbibée de solution

antiseptique

Ponctionne le site de prélèvement de la tubulure de poche à urines et percute le tube de

prélèvement afin de recueillir les urines.

Désadapte le tube du vacutainer puis retire l’aiguille.

Jette l’aiguille et le vacutainer dans le collecteur à aiguilles

Déclampe la tubulure de poche à urines

Réalise une friction hydro-alcoolique des mains.

7.2.3.4 CBU réalisée chez le nourrisson ou le jeune enfant sur sac collecteur

Mettre l’enfant sur le dos les jambes écartées

Se laver soigneusement les mains (et mettre des gants)


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Nettoyer soigneusement la peau à l’aide d’une solution antiseptique. La peau doit être

propre, sèche, non recouverte de poudre ou de crème et ne présenter aucune irritation.

Détacher et jeter la découpe centrale de la poche et retirer le revêtement qui protège

l’adhésif.

Appliquer en massant pour garantir une bonne adhérence.

Préconiser 30 minutes de pose du sac collecteur (maximum 45 minutes).

On peut donner un biberon à l’enfant afin de favoriser un recueil rapide.

Pour enlever la poche soulever un coin et détacher doucement. Pour assurer l’étanchéité coller

l’adhésif face contre face, renforcer éventuellement avec un sparadrap.

7.2.3.5 Identification et transport

Dans tous les cas :

Le tube ou le pot doivent être clairement identifiés par des étiquettes informatiques

(par la secrétaire à l’accueil dans les cas des CBU en auto-prélèvement ou par le

soignant réalisant l’acte)

Le bon de laboratoire doit être renseigné (hyperthermie, traitement antibiotique

éventuel, mode de recueil des urines, heure de prélèvement).

Les échantillons accompagnés de leur bon et de leur sachet plastique individuel,

doivent être acheminés le plus rapidement possible au laboratoire.

7.2.3.6 Recherche de Chlamydia trachomatis

Ne pas utiliser de récipient boraté.

Cet examen s’effectue exclusivement sur les premières urines du matin, sans toilette préalable

: ne recueillir que le premier jet. Volume minimum 10 ml.

7.2.4 Coprologie

Cet examen est à effectuer, si possible, lors des épisodes diarrhéiques. Il est souhaitable de

faire cet examen à distance de tout traitement, avec si possible un régime sans résidu la veille du

recueil

A l’accueil, préciser :

1. Recueillir les selles dans le flacon stérile fourni par le laboratoire

2. Identifier le flacon avec votre nom et prénom si cela n'a pas été fait par le laboratoire.

Noter la date et l’heure du recueil.

Le flacon doit être acheminé dans les plus brefs délais (Maximum 4 heures)

La notion

d’antibiothérapie

récente (antibiotique,

posologie)

Un récent voyage à

l’étranger

S’il y a suspicion de

toxi-infection

alimentaire collective

La notion de

consommation de

produits de la mer dans

les dernières 48 heures


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7.2.5 Prélèvements de la sphère ORL

Amygdalite unilatérale : écouvillonner uniquement l’amygdale

atteinte,

Ulcération ou exsudat : prélever à leur niveau (écouvillon)

Suspicion de diphtérie : prélever à la périphérie des fausses membranes

(écouvillon)

Recherche de Neisseria gonorrhoeae : utilisation d’un milieu de transport

indispensable

Recherche de Candida : prélèvement à l’écouvillon au niveau de la langue, du

palais et de la face interne des joues en privilégiant les zones avec lésions.

7.2.6 Prélèvements génitaux

Prélèvement vaginal ou cervico-vaginal

La patiente devra éviter toute toilette intime, tout traitement local (crème, gels,

savons…) ainsi que tout rapport sexuel dans les heures précédant l’examen.

Eviter le prélèvement pendant la période menstruelle car la flore est modifiée.

Le prélèvement doit être réalisé avant ou à distance de tout traitement

antibiotique (> 15 jours pour les chlamydiae, > 5 jours pour les germes banaux).

Après mise en place d’un spéculum à usage unique, prélever 2 écouvillons (1

écouvillon à Aubagne) sur milieu de transport

(Remarque : pour la recherche de streptocoque B en fin de grossesse, ne pas utiliser

de speculum.)

Un 3ème

écouvillon est prélevé en cas de recherche de mycoplasme ou de

Chlamydiae. Les Chlamydiae se recherchent au niveau de l’endocol avec un

écouvillon en dacron qui est immédiatement placé dans un milieu de transport.

La recherche de chlamydiae par PCR peu se faire également sur urines : 1er

jet

urinaire.

L’Herpès virus se recherche au niveau de lésions vulvo-vaginales. Examen

transmis dans un milieu de transport pour virus.

Prélèvement urétral

Prélever avec 2 écouvillons fins (1 écouvillon à Aubagne) au niveau du méat.

Pour la recherche de chlamydiae et de mycoplasme : introduire un écouvillon

fin dans l’urètre de 2 à 3 mm en effectuant 3 ou 4 rotations pour recueillir le

maximum de cellules. Comme chez la femme, la recherche de Chamydiae par

PCR sur urines est préférable.

7.2.7 Prélèvements des lésions cutanées

7.2.7.1 Lésions cutanées superficielles ou localisées

Il s’agit des lésions sur peau et des lésions type impétigo, anthrax, furoncle, folliculite etc…


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Prélever 2 écouvillons avec milieu de transport.

7.2.7.2 Infections cutanées étendues

Pour les affections type érysipèle, hypodermite, il faut d’abord désinfecter le site. Puis à

l’aide d’une seringue et d’une aiguille fine stérile, injecter dans la lésion un peu de sérum

physiologique et ré-aspirer le maximum. Placer le liquide recueilli dans un flacon stérile et

compléter en rinçant la seringue par 1 mL de sérum physiologique pour éviter toute

dessiccation du prélèvement.

7.2.7.3 Plaies chirurgicales et prélèvements profonds de plaies

Précéder le prélèvement d’une antisepsie de la peau (sauf pour les morsures)

Prélever l’écoulement par aspiration à la seringue montée d’une aiguille souple ou pratiquer

une biopsie ou une aspiration à l’aiguille au cours de la reprise chirurgicale.

7.2.7.4 Escarres

Un prélèvement n’est indiqué que s’il y a des signes d’accompagnements locaux (douleur,

inflammation péri-ulcéreuse) ou généraux (fièvre, adénite). Les écouvillonnages sont à bannir

car ils reflètent la colonisation bactérienne qui est souvent massive. Les biopsies osseuses ou

de tissus profonds sont préférables à l’irrigation aspiration de la périphérie de l’escarre.

7.2.7.5 Transport des prélèvements

Le délai de transport maximum est de 2 heures à température ambiante. Il faut bien préciser

sur le bon la localisation et s’il s’agit d’un prélèvement superficiel ou profond car la recherche

de bactéries anaérobies ne se fera que sur les prélèvements profonds non prélevés sur

écouvillons.

7.2.8 Prélèvements précieux

7.2.8.1 Prélèvement ostéo-articulaires

Prélèvements chirurgicaux de 3 à 5 échantillons (liquide articulaire, biopsies osseuse, tissu

peri-osseux…). Identification détaillée des prélèvements.

Ecouvillonnages à proscrire (seront enregistrés comme des prélèvements superficiels sans

recherches anaérobies ni germes à pousse lente).

Se rapprocher des biologistes pour plus de précisions.

7.2.8.2 Ponctions (ascite, liquide pleural, hépatique, …)

Précéder le prélèvement d’une antisepsie de la peau.

Recueillir le prélèvement dans un flacon stérile. Prélever si possible 2 flacons distincts.

7.2.8.3 Ponction lombaire

Précéder le prélèvement d’une antisepsie de la peau

Recueillir le prélèvement dans 3 tubes coniques stériles (5 tubes si demande de virologie).

Numéroter les tubes en fonction de la chronologie de prélèvement.


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7.2.9 Prélèvements d’origine pulmonaire

7.2.9.1 Expectoration

Privilégier les prélèvements effectués par les kinésithérapeutes.

Recueil dans un flacon stérile.

7.2.9.2 Aspiration bronchique

Ce prélèvement est non protégé et pourra être contaminé par la flore oro-pharyngée.

Limiter le volume de liquide injecté afin de ne pas diluer le prélèvement.

7.2.9.3 Prélèvement distal protégé, lavage bronchoalvéolaire

Sous fibroscopie.

Limiter le volume de liquide injecté afin de ne pas diluer le prélèvement.

7.3 Les prélèvements pour recherche de mycobactéries


L’élimination des mycobactéries est intermittente. Il est donc important de renouveler

les prélèvements (crachats, urines). Il est donc est recommandé de réaliser 3

prélèvements avant le début du traitement

Risque de contamination par d’autres bactéries : il faut donc acheminer le prélèvement

le plus rapidement possible au laboratoire (< 2h).

Si délai, conserver à 4°C pour éviter la pullulation.

Le prélèvement doit être fait sur flacon stérile sans conservateur, à fermeture

hermétique.

7.3.2 Prélèvements d’origine pulmonaire

7.3.2.1 Expectorations

- Sur trois jours.

- Expectoration de préférence du matin sans rinçage préalable de la bouche à l’eau du

robinet (risque de contamination par des mycobactéries atypiques de l’environnement)

- 5 à 10 ml au minimum

7.3.2.2 Tubage gastrique

- Sur trois jours

- Recueil des sécrétions bronchiques dégluties pendant le sommeil

7.3.2.3 Aspiration bronchique, LBA, biopsie

Par fibroscopie

7.3.3 Urines

- Le volume minimum des urines doit être de 50 ml.

Recueillir la première miction matinale afin d’avoir une concentration maximale des


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mycobactéries.

- Répéter l’examen sur trois jours.

7.3.4 Liquide pleural, LCR, ascite, liquide articulaire

Un prélèvement recueilli aseptiquement de préférence sur tubes héparinés.

7.3.5 Ganglions, biopsie osseuse

Sur flacon stérile

Eventuellement quelques gouttes de sérum physiologique stérile pour éviter le dessèchement

Attention pas de liquide de Bouin ni de formol

7.4 Les prélèvements pour analyse parasitologique et mycologique


Afin d’orienter les recherches, il est indispensable de préciser au laboratoire les

renseignements suivants sur le patient :

Notion de séjour à l’étranger (parasitoses tropicales) et date

Immunodépression (SIDA, chimiothérapie anticancéreuse, corticothérapie)

Habitudes alimentaires : ex : cresson, fruits sauvages pour la recherche de distomatose

ou d’échinococcose

Traitement en cours

Notion de contact avec les animaux ou notion de profession exposée (éleveur

d’oiseaux, de bovins, champignonniste).

7.4.2 Prélèvement pour recherche de paludisme

Diagnostic d’urgence

Prélever un tube EDTA

Prélèvement à effectuer au moment d’un pic thermique

Identifier le prélèvement

Remplir le bon de laboratoire et préciser

- la notion de séjour à l’étranger : destination et date du retour en France ;

- la prise d’une prophylaxie anti-paludéenne

Acheminement rapide au laboratoire à température ambiante (pronostic vital pouvant

être en jeu)

Déposer le prélèvement dans la zone de réception dédiée aux prélèvements urgents et

prévenir un technicien

7.4.3 Parasitologie des selles

Recueil à effectuer lors des épisodes diarrhéiques. Il est souhaitable de faire cet

examen à distance de tout traitement, avec un régime sans résidu la veille du recueil.


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Recueillir les selles dans le flacon stérile.

Identifier le flacon.

Remplir le bon de laboratoire en précisant :

- la notion de séjour à l’étranger ;

- les habitudes alimentaires (ex : cresson, fruits sauvages pour la recherche de

distomatose ou d’échinococcose)

- la notion d’antibiothérapie récente (antibiotique, posologie)

Le flacon doit être acheminé au laboratoire dans les plus brefs délais pour recherche

des formes végétatives de protozoaires (formes fragiles) ex : amibes. Sinon un délai maximum

de 24h à 4°C est acceptable.

7.4.4 Scotch-test anal

Ce test permet de mettre en évidence les œufs d’Oxyures (vers intestinaux), très fréquents

chez les enfants et très contagieux, entraînant des démangeaisons et troubles du sommeil.

A effectuer au lever avant la toilette et les premières selles.

Appliquer un morceau de cellophane adhésive (du coté adhésif) sur les plis de la

marge anale et le maintenir en appuyant quelques secondes.

Retirer le scotch et l’étaler sur une lame sans faire de plis.

Renouveler l’opération avec un second scotch.

Placer les 2 lames dans un étui.

Identifier l'étui.

Remplir le bon de laboratoire.

L'étui doit être acheminé au laboratoire dans les plus brefs délais.

7.4.5 Prélèvement pour recherche de gale

Contacter les dermatologues. Sur décision du dermatologue, le biologiste se déplacera pour

effectuer le prélèvement. Il convient de limiter les déplacements du patients.

7.4.6 Prélèvement à visée mycologique

Pour une recherche de mycose oropharyngée : écouvillonnage simple de la langue et de la

face intérieure des joues.

Les autres prélèvements à visée mycologique (prélèvement du cuir chevelu, de peau,

d’ongles) sont effectués uniquement par un biologiste. Contacter le laboratoire pour prendre

rendez-vous.

7.5 Autres prélèvements

7.5.1 Compte d’Addis

Cette analyse consiste à mesurer le débit des hématies et des leucocytes passant dans

les urines. Ce recueil s’effectue sur la totalité des urines émises en 3 heures.


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7.5.2 Recueil des urines de 24h

Ce recueil permet l'analyse de certains paramètres de biochimie urinaire.

7.5.3 Recueil de sperme (Uniquement sur le site de la Ciotat)

Se renseigner auprès du laboratoire pour déterminer le jour et l’heure du RDV (un

recueil à domicile est éventuellement possible si celui-ci est amené très rapidement au

laboratoire et en conservant le flacon maintenu à une température entre 25 et 37 °C)

Le flacon doit être acheminé au laboratoire dans les plus brefs délais (Maximum 2 heures)

Nb : Dans l'intervalle des trois heures, toutes les urines doivent être récupérées dans le flacon.


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Le prélèvement doit être effectué après une abstinence sexuelle de 3 à 4 jours. Ne

pas utiliser de préservatif

Boire abondamment la veille au soir et le matin du prélèvement

Miction urinaire

Lavage soigneux des mains au savon

Lavage du gland avec la lingette désinfectante remise par le laboratoire.

Recueillir la totalité de l’éjaculât dans le flacon stérile mis à disposition par le

laboratoire (Ne rien perdre du prélèvement ou le mentionner lors de l’enregistrement

du dossier).

Identifier le flacon avec votre nom et prénom si cela n'a pas été fait par le laboratoire.

Noter la date et l’heure du recueil.

Dans le cas de recherche de Chlamydia trachomatis par PCR, il ne faut pas faire de

toilette au Dakin (inhibiteur de la réaction).

7.5.4 Temps de saignement (méthode d’Ivy à l’avant bras)

Sur rendez-vous, si besoin de le pratiquer sur un patient hospitalisé. Une personne du

laboratoire, habilitée à la pratique de ce test, se déplacera auprès du patient.

7.5.5 Gazométrie artérielle

Double désinfection de la peau à la Bétadine

Repérer de nouveau l'artère à deux doigts (excepter le pouce) en mettant le poignet en

extension.

Immobiliser l'artère entre les deux doigts.

Introduire l'aiguille sous un angle de 30° à 45° par rapport à l'axe de l'artère, biseau

vers le haut.

Ponctionner jusqu'à l'apparition de sang rouge vif pulsé dans la seringue.

La pression artérielle permet au sang de monter dans la seringue sans tirer le piston.

Retirer l'aiguille et comprimer le point de ponction pendant 2 à 5 minutes avec une

compresse stérile imbibée d'antiseptique (si patient sous traitement anticoagulant,

comprimer pendant 10 minutes) pour éviter un hématome.

Le transport au laboratoire doit être le plus rapide possible (15 minutes maximum).

7.5.6 Tests dynamiques

7.5.6.1 H.P.O : Hyperglycémie provoquée per os

Explore la fonction endocrine du pancréas par dosage du :

Glucose (1 tube gris par temps) : fournis par le laboratoire

Et/ou Insuline (1 tube marron par temps)

Et/ou Peptide C (1 tube marron par temps)

Préparer les tubes de prélèvement en mentionnant le temps du prélèvement

Le sujet doit être à jeun strict

Temps 0 : prélèvement sanguin de base

Ingestion d’une solution de glucose selon prescription* (Généralement 75 g de


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glucose diluée dans 250ml d’eau (adulte))ou solution prête à l’emploi

Pratiquer un prélèvement sanguin à 1 heure puis à 2 heures. Le nombre de prélèvements

peut être augmenté selon prescription médicale.

*La quantité de glucose peut-être augmentée à 100g selon prescription

7.5.6.2 Test au synacthene immédiat = Test à l’ACTH

Explore la capacité sécrétoire de la corticosurrénale par dosage du cortisol (1 tube marron par

temps)


Sujet à jeun depuis 12 heures

Temps 0 : Prélèvement sanguin de base

Injection en I.M de synacthène immédiat : 1 ampoule à 0.25mg

Pratiquer un prélèvement sanguin 30 minutes et éventuellement 60 minutes après

l’injection

7.5.6.3 Test à la dexamethasone (freinage rapide)

C’est l’exploration d’un hypercorticisme (CUSHING) par dosage du :

Cortisol (1 tube marron par temps)

Et/ou de l’ACTH (1 tube aprotinine rose dans la glace : chaine du froid)

Pas de prise de corticoïdes le jour du test

Préparer les tubes de prélèvement

o J0 à 8h00 : Prélèvement sanguin de base ‘’avant’’

o J0 à minuit : Ingestion de 1mg de Dexamethasone : 2 comprimés à 0,5 mg de

Dectancyl ou décadron

o J1 à 8h00 : Prélèvement sanguin ‘’après’’

7.5.6.4 Test au LH-RH

Explore la fonction sécrétoire de l’hypophyse gonadotrope par dosage de FSH et LH (1 tube

marron par temps)


Sujet à jeun depuis 12 heures

Temps 0 : prélèvement sanguin de base. On peut pratiquer deux prélèvements de base

à – 15 et 0 minutes

Injection (à l’autre bras) en I.V lente de la dose de LH-RH (stimu-LH50 : 1 ampoule

de 1ml à 50µg)

Pratiquer un prélèvement sanguin 15, 30, 60, 90 minutes après l’injection et plus

éventuellement (à préciser)

7.5.6.5 Autres tests

Diagnostic in vivo de l’infection à Helicobacter pyroli : se référer à la notice

d’utilisation.

Autres tests :

Pour tous autres tests dynamiques, se renseigner auprès du laboratoire pour connaître les

modalités de prélèvements.


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8 IDENTIFICATION DES ECHANTILLONS

Utiliser de préférence des étiquettes informatiques. Si problème d’informatique

inscrire à la main sur les tubes le nom, prénom, date de naissance, sexe du patient ainsi

que l’UF où il se trouve.

Les étiquettes doivent être collées immédiatement après le prélèvement, après en

avoir vérifié l’exactitude de l’identité du patient, en présence de celui-ci.

Il faut coller ces étiquettes de façon à toujours laisser visible le niveau de remplissage

du tube.

Attention à ne rien coller sur les codes à barre des flacons hémocultures, les petites

étiquettes autocollantes présentes servent à l’examen.

9 ELIMINATION DES DECHETS

Les Déchets d’Activité de Soins à Risque Infectieux (DASRI) suivent une filière

d’élimination spécifique qui est de la responsabilité du préleveur. Ce tri est obligatoire et

permet de les isoler des autres déchets.

Les DASRI “piquants/tranchants/coupants” doivent être éliminés

dans un container non perforable. Une fois remplis, ils sont obturés

de manière définitive.

Les déchets mous (sondes, tubulures, compresses, pansement…)

sont éliminés dans des sacs poubelles jaunes étiquetés à risque

infectieux et qui répondent aux critères de sécurité.

les déchets semi-liquides (tubes de prélèvement de sang, …), tous

les produits sanguins et liquides biologiques et leurs contenants sont

éliminés dans des futs rigides

Leur élimination et destruction doivent être tracées

Les emballages et autres déchets à risques non infectieux sont éliminés par la filière

des déchets domestiques (poubelles à sac noir).

10 LE TRANSPORT DES PRELEVEMENTS

10.1 Sécurité

Afin de garantir la sécurité du transporteur et des personnes, le transport des

prélèvements biologiques humains est soumis à réglementation par l’instruction européenne


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ADR P650. Le laboratoire vous fournit du matériel de prélèvement et de transport répondant

aux exigences réglementaires, il est impératif de respecter l’intégrité des conditionnements.

Les prélèvements sont mis dans des sachets individuels accompagnés de leur prescription,

puis transportés dans une mallette.

10.2 Délai et température de transport

Les conditions de transports doivent être organisées de manière à garantir l’intégrité et

la stabilité des analytes. Les délais d’acheminement doivent être les plus courts possibles,

quels que soient les types de prélèvements. Les températures recommandées pour les

transports varient selon les analytes. Il est nécessaire de vous reporter au dictionnaire des

analyses pour les modalités de transport particulières. Le non-respect des ces conditions peut

entraîner un refus de l’échantillon biologique par le laboratoire.

11 LA RECEPTION DES ECHANTILLONS AU LABORATOIRE ET LES CONDITIONS D’ACCEPTABILITE

11.1 Réception des échantillons au laboratoire

Les échantillons doivent être déposés dans les zones prévues à cet effet : (Aubagne :

bacs : URGENT, NON URGENT. A La Ciotat : bac directement en salle de tri).

S’il s’agit de prélèvements précieux ou urgents (LCR, gazométrie etc…), il faut

prévenir un technicien.

11.2 Conditions d’acceptabilité

Seul le laboratoire prend la responsabilité d’accepter ou de refuser un échantillon.

Les échantillons répondant aux exigences décrites dans ce présent manuel sont

directement intégrés au processus analytique. Ces exigences concernent toutes les étapes du

prélèvement : demande d’analyse complète et renseignements supplémentaires si nécessaire,

échantillons correctement prélevés et identifiés, conditions et délais d’acheminement

respectés.

Les échantillons non-conformes seront intégrés au processus de gestion des non

conformités. Si la non-conformité peut être levée après déplacement du préleveur,

l’échantillon pourra être analysé. Si la non-conformité ne peut pas être levée, un nouveau

prélèvement sera demandé.

12 LE RENDU DES RESULTATS

12.1 Délai de rendu des résultats Le laboratoire met en œuvre les procédures nécessaires pour permettre un délai de rendu

des résultats en adéquation avec les besoins cliniques. Tout prélèvement urgent doit être

signalé par la personne apportant ce prélèvement au laboratoire. Les prélèvements urgents

seront alors traités en priorité dans la limite des contraintes techniques. En cas de retard sur le


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rendu des résultats pouvant compromettre les soins prodigués aux patients, le laboratoire

averti les services concernés. Pour plus de renseignements sur les délais d’obtention des

résultats, veuillez consulter le document suivant : Cf. Imprimé – Délai de rendu des résultats

biologiques.

12.2 Rendu des résultats Tout résultat qui peut mettre en jeu le pronostic vital sera communiqué au médecin

traitant ou l’équipe médicale dans les plus brefs délais selon la procédure en place au

laboratoire .

Cf. Procédure de rendu de résultat

Le Compte rendu :

Tous les résultats du laboratoire sont édités sur papier à entête du laboratoire comportant les

mentions réglementaires selon les exigences de la norme NF 15189.

Serveur de résultat et imprimantes déportés :

Un serveur de résultat permet aux cliniciens de consulter les résultats des patients en temps

réel. Ils se connectent au serveur via un login et mot de passe.

Pour certaines analyses, les résultats sont visibles sur le serveur ou édités sur l’imprimante

déportée dès validation technique: biochimie courante, hématologie, hémostase, dosage de

médicaments, drogues et toxiques urinaires.

Ce rendu permet au clinicien de disposer rapidement des résultats biologiques.

Après validation biologique, la totalité des analyses est disponible sur serveur de résultat.

Tout résultat disponible sur le serveur est réputé validé sous la responsabilité du biologiste.

Transmission des comptes-rendus papiers:

Patients externes : Les résultats des patients externes ne sont remis qu’en main propre ou sur

présentation du bon de retrait faisant office de procuration.

Patients hospitalisés : les comptes rendus sont rangés dans les casiers par service.

Résultats rendus par téléphone :

Patients externes : Aucun résultat n’est rendu par téléphone.

Seule exception: les résultats de BHCG peuvent être communiqués par téléphone en

demandant le n° de travail qui aura été donné à la patiente lors du prélèvement.

Cas particulier du planning familial à la Ciotat : les résultats ne sont rendus qu’au planning.

Patients hospitalisés : Dans certains cas, les résultats internes au service peuvent être

communiqués par téléphone.

Soit en cas de demande explicite du clinicien

Soit en cas de résultats pathologiques critiques. La personne qui communique un

résultat trace son appel téléphonique.


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13 STOCKAGE ET CONSERVATION DES ECHANTILLONS

Durant tout le processus d'analyse, de la prise en charge de l'échantillon au rendu du

résultat, le laboratoire assure le stockage des échantillons dans des conditions garantissant

l'intégrité des analytes.

La conservation des échantillons biologiques dans des conditions optimales:

Peut permettre de rajouter des analyses supplémentaires dans certains cas précis (après avis

du laboratoire)

Est encadré réglementairement pour certaines analyses (constitution d’une sérothèque par

le site exécutant pour les sérologies virales et parasitaires ainsi que pour les marqueurs

tumoraux).

Peut permettre une vérification d’identité a posteriori

Le laboratoire conserve les échantillons, selon les exigences de la nomenclature.

Pour plus de renseignements sur la conservation des échantillons biologiques au

laboratoire, et sur la possibilité ou non de rajouter ou contrôler une analyse, veuillez contacter

le laboratoire.

14 LES ANALYSES COMPLEMENTAIRES

En fonction des résultats des examens initialement prescrits, des analyses

complémentaires peuvent être ajoutées à l'initiative du biologiste ou du médecin. Ces

analyses, seront, autant que possible, réalisées sur le prélèvement initial sur demande auprès

du laboratoire, dans le respect des conditions pré-analytiques requises (stabilité des

paramètres). Le cas échéant un nouveau prélèvement sera demandé.

Pour toute demande d’analyse complémentaire, veillez donc à contacter le laboratoire qui

vous dira si cela est possible.