Manuel de Prélèvement - dpmdiag · Historique des versions du document Version Date Evolution version 05 06/11/2017 Prise en compte de conditions pré-analytiques liées à la plombémie

PREA-PVT-I 03 - 01 Manuel de prélèvement Page 1 sur 78

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05 06/11/2017 Prise en compte de conditions pré-analytiques liées à la

plombémie et à la parasitologie des selles et des nouvelles version des fiches de transmission de prélèvement.

Manuel de Prélèvement

Laboratoire de Biologie Médicale


I. Introduction................................................................................................................................................................................................. 4

II. Présentation du laboratoire .................................................................................................................................................................. 5

III. Démarche Qualité .................................................................................................................................................................................. 6

III. 1) Convention avec les préleveurs externes .................................................................................................................................... 6

III. 2) Convention avec les établissements de soins ............................................................................................................................. 6

IV. Prescription ............................................................................................................................................................................................. 7

IV. 1) Définition du terme « Prescription »............................................................................................................................................ 7

IV. 2) Fiche de suivi médical et fiche de renseignement de prélèvement (laboratoire de v ille, domiciles internes) ................ 9

IV. 3) Fiche de transmission de prélèvement (préleveurs externes) ................................................................................................ 12

IV. 4) Feuille de prescription des établissements de santé ................................................................................................................ 13

V. Consentement ....................................................................................................................................................................................... 14

VI. Identificat ion et étiquetage de l’échantillon primaire .................................................................................................................... 14

VI. 1) Etiquetage des échantillons ......................................................................................................................................................... 15

VI. 2) Etiquetage avec la fiche individuelle de laboratoire ............................................................................................................... 16

VI. 3) Identificat ion des échantillons urgents ...................................................................................................................................... 16

VI. 4) Cas particuliers des flacons d’hémoculture .............................................................................................................................. 16

VII. Stockage des échantillons .................................................................................................................................................................. 17

VIII. Actions Préalab les a réaliser pour les prélèvements ............................................................................................................... 18

IX. Prélèvements sanguins........................................................................................................................................................................ 20

IX. 1) Les différentes étapes du prélèvement sanguin........................................................................................................................ 20

IX. 2) Recommandations pré-analytiques ............................................................................................................................................ 21

IX. 2) a Remplissage des tubes.................................................................................................................................................................. 21

IX. 2) b Tubes coagulés .............................................................................................................................................................................. 21

IX. 2) c Les causes possibles de rejet d’un échantillon ......................................................................................................................... 21

IX. 3) Matériel ........................................................................................................................................................................................... 22

IX. 4) Présentation et ordre des tubes.................................................................................................................................................... 23

IX. 5) Choix de l’antiseptique................................................................................................................................................................. 24

IX. 6) Réalisation du prélèvement sanguin .......................................................................................................................................... 24

IX. 7) Prélèvement sous vide .................................................................................................................................................................. 27

IX. 7) a Prélèvement avec aiguille ............................................................................................................................................................ 27

IX. 7) b Prélèvement avec unité à prélèvement de sang à ailettes ....................................................................................................... 28

IX. 7) c Conduite à tenir en cas de non remplissage des tubes ............................................................................................................ 29

IX. 8) Prélèvement à la seringue ............................................................................................................................................................ 29

IX. 9) Cas particuliers des hémocultures .............................................................................................................................................. 30

IX. 10) Prélèvement pour gazométrie ...................................................................................................................................................... 31

IX. 11) Cas particuliers des analyses d’immuno-hématologie ............................................................................................................ 32

IX. 12) Cas particulier de l’Anti Xa ......................................................................................................................................................... 32

IX. 13) Recherche de Paludisme .............................................................................................................................................................. 33

IX. 14) Cas particulier de la p lombémie ................................................................................................................................................. 33

X. Prélèvements Urinaires....................................................................................................................................................................... 34

X. 1) Description et utilisation du matériel......................................................................................................................................... 34

X. 2) Les analyses urinaires................................................................................................................................................................... 35

ECBU (Examen cytobactériologique des urines)........................................................................................................................................ 35

COMPTE D’ADDIS (HLM) .......................................................................................................................................................................... 38

CHIMIE SUR URINE DE 24H...................................................................................................................................................................... 39


RECHERCHE DE BILHARZIOSE (recherche d’œufs de Schistosoma haematobium) ..................................................................... 39

RECUEIL DES URINES POUR FROTTIS URINAIRE.......................................................................................................................... 39

RECUEIL SIMPLE DES URINES (échantillon) ....................................................................................................................................... 40

XI. Prélèvements bactériologiques .......................................................................................................................................................... 41

XI. 1) Les écouvillons .............................................................................................................................................................................. 41

XI. 1) a Kit ThinPrep®

PapTestTM

............................................................................................................................................................. 41

XI. 1) b Autres prélèvements bactériologiques ....................................................................................................................................... 42

XI. 2) Les flacons et accessoires ............................................................................................................................................................ 44

XI. 3) Les analyses microbiologiques ................................................................................................................................................... 45

XI. 3) a Prélèvement de selles ................................................................................................................................................................... 45

XI. 3) b Prélèvements cervico-vaginal et u rétral .................................................................................................................................... 49

XI. 3) c Recueil de Sperme ........................................................................................................................................................................ 56

XI. 3) d Prélèvements cutanéo-muqueux ................................................................................................................................................. 58

XI. 3) e Prélèvements ORL ........................................................................................................................................................................ 62

XI. 3) f Autres prélèvements bactériologiques ....................................................................................................................................... 66

XII. Sous-traitance des prelevements ....................................................................................................................................................... 70

XIII. Elimination des déchets................................................................................................................................................................ 71

XIII. 1) DASRI p iquants-coupants-tranchants ....................................................................................................................................... 72

XIII. 2) DASRI solides « mous ».............................................................................................................................................................. 72

XIII. 3) DAOM (déchets assimilables aux ordures ménagères) .......................................................................................................... 72

XIV. Conduite à tenir en cas d’AES (Accident d’Exposition au Sang)......................................................................................... 73

XIV. 1) a Soins immédiats........................................................................................................................................................................ 73

XIV. 1) a. i. En cas de coupure ou piqûre septique .............................................................................................................................. 73

XIV. 1) a. ii. En cas de projection sur les muqueuses........................................................................................................................... 73

XIV. 1) b Consulter le p lus rapidement possible un médecin ............................................................................................................. 73

XIV. 1) c Déclaration de l’AES ............................................................................................................................................................... 73

XV. Conduite à tenir en cas de mise en isolement septique d’un patient........................................................................................... 74

XVI. Transport des échantillons ........................................................................................................................................................... 74

XVI. 1) Règlementation .............................................................................................................................................................................. 74

XVI. 2) Conditionnement pour le transport............................................................................................................................................. 75

XVI. 2) a Transport des échantillons ...................................................................................................................................................... 75

XVI. 2) b Cas particuliers des domiciles ................................................................................................................................................ 75

XVI. 2) c Cas particuliers des urgences.................................................................................................................................................. 75

XVI. 3) Maîtrise des températures de transport ...................................................................................................................................... 75

XVI. 4) Maîtrise des délais d’acheminement .......................................................................................................................................... 75

XVI. 5) Acheminement des urgences hors délai .................................................................................................................................... 76

XVI. 6) Comment les établissements de soins peuvent-ils jo indre le laboratoire pendant les périodes de garde ?.................... 76

XVII. documents annexes ....................................................................................................................................................................... 77

XVIII. Bibliographie.................................................................................................................................................................................. 78


I. INTRODUCTION

L’objectif du manuel de prélèvement est de mettre à disposition des préleveurs l’ensemble des

informations indispensables à la réalisation des prélèvements biologiques. Ce manuel répond aux

exigences de la norme NF EN ISO 15189.

Le manuel de prélèvement, décrit les recommandations pré-analytiques, notamment les conditions de

transport et de conservation des échantillons avant analyse. Le respect de celles-ci est primordial pour

assurer aux résultats d’analyses, la qualité que nos patients et prescripteurs sont en droit d’exiger.

L’ensemble des analyses réalisées par le laboratoire sont listées en Annexe 1 : Liste des Analyses

du laboratoire DPM Diagnostics

Les analyses spécialisées ne figurant pas dans le manuel de prélèvement sont envoyées à des laboratoires

spécialisés dont le principal est Biomnis.

Les recommandations de prélèvement du laboratoire Biomnis sont disponibles sur leur

site http://www.biomnis.com rubrique « Référentiel des examens » ou dans le guide des examens de

biologie médicale Bio mnis disponible au laboratoire.

Ce manuel est diffusé à l’ensemble des personnes concernées (préleveurs internes et externes). Une liste

de diffusion est tenue à jour par la Cellule Qualité.

Dans le cas où le prélèvement n’est pas réalisé par du personnel de laboratoire, le manuel permet

d’informer et de former tous les préleveurs externes sur les pratiques du laboratoire en matière de

prélèvement et d’exigences pré-analytiques.

Le laboratoire veille à leur application, à réception des échantillons biologiques. En effet, la conformité

des échantillons à réception est tracée sur la prescription (fiche de suivi et de renseignement de

prélèvement ou fiche de transmission).

Toute correction, modification ou nouveauté entraînera une mise à jour du manuel en temps réel et sera

communiquée au destinataire dans une nouvelle version.

Le manuel fait partie de la base documentaire du laboratoire, il sera également révisé et mis à jour si

nécessaire selon la procédure annuelle de relecture des documents qualités, avec changement de version.

http://www.biomnis.com/


II. PRESENTATION DU LABORATOIRE

Le laboratoire DPM DIAGNOSTICS est composé de 8 laboratoires :

Laboratoire Alsace

51 rue d’alsace 78200 Mantes-la-Jolie 01 30 94 11 58 01 34 76 90 71

Laboratoire de Beynes

Cc de la Petite Mauldre 78650 Beynes 01 34 89 81 06 01 34 89 46 19

Laboratoire Roosevelt

10-12 Av du président F Roosevelt 78200 Mantes-la-Jolie 01 30 94 03 50 01 30 94 83 11

Laboratoire d’Aubergenville (Plateau technique principal et Urgence 24h/24)

26 route de quarante sous 78410 Aubergenville 01 30 95 96 96 01 30 95 23 46

Laboratoire de Freneuse

2 bis rue Charles de gaulle 78840 Freneuse 01 30 33 91 30 01 30 33 67 35

Laboratoire de Vernon

1 bis rue du soleil 27200 Vernon 02 32 21 22 09 02 32 21 82 54

Laboratoire de Versailles Rive Droite (plateau technique toxicologie)

46 rue du Maréchal Foch 78000 Versailles 01 39 50 50 77 01 39 50 82 17

Laboratoire de Versailles Chantiers

27 bis rue de Noailles 78000 Versailles 01 39 50 19 65 01 39 51 90 07

Activités :

Clientèle directe : préleveurs internes (techniciens de laboratoire et infirmier(s))

Prélèvements à domicile : préleveurs internes (techniciens de laboratoire et infirmier(s)) et

préleveurs externes

Etablissements de soins : préleveurs externes et préleveurs internes uniquement pour le

Centre Cardiologique d’Evecquemont et le Centre Hospitalier Privé du Montgardé.


III. DEMARCHE QUALITE

L’ordonnance du 13 janvier 2010 fixe les nouvelles règles de fonctionnement des laboratoires de biologie médicale. En termes d’assurance qualité, la norme NF EN ISO 15189 devient opposable à compter de

novembre 2016. Le laboratoire, qui a obtenu la qualification Bioqualité en septembre 2008, a poursuivi sa démarche qualité qui a abouti à l’obtention de l’accréditation par le COFRAC (Comité Français

d'Accréditation) selon le référentiel NF EN ISO 15189 : 2012 : Accréditation COFRAC Examens Médicaux, n°8-3452, portée disponible sur www.cofrac.fr.

Ces dispositions ont pour but de maîtriser chaque processus qui compose notre métier conformément aux

exigences réglementaires et à la norme NF EN ISO 15189.

Ce document regroupe les informations utiles ainsi que les exigences à respecter pour réaliser et prendre

en charge, dans des conditions optimales, les échantillons biologiques.

Ce document a été rédigé conformément au chapitre 5.4.3 de la norme NF EN ISO 15189, dont la

maîtrise est le préalable indispensable à la qualité des résultats.

III. 1) Convention avec les préleveurs externes

Les préleveurs externes au laboratoire (infirmiers libéraux) s’engagent à respecter les conditions pré-

analytiques de ce manuel.

Une convention est signée entre les préleveurs externes et le laboratoire.

III. 2) Convention avec les établissements de soins

Les établissements de santé effectuant les prélèvements s’engagent :

A respecter les conditions pré-analytiques décrites dans ce manuel ;

A faire pratiquer les prélèvements uniquement par du personnel formé et habilité.

Une convention est signée entre les établissements de soins et le laboratoire.

http://www.cofrac.fr/


IV. PRESCRIPTION

IV. 1) Définition du terme « Prescription »

Tout échantillon biologique transmis au laboratoire doit être accompagné d’une prescription

(ordonnance et fiche de suivi/renseignement/transmission).

La feuille de prescription doit contenir les informations nécessaires pour identifier le patient et le

prescripteur autorisé. Elle doit également fournir les données cliniques pertinentes.

La prescription est constituée de l'ordonnance et des éléments cliniques pertinents (fiches) :

Les préleveurs internes recueillent ces éléments cliniques sur la fiche de suivi (fiche individuelle)

et la fiche de renseignement de prélèvement

et les préleveurs externes sur la fiche de transmission de prélèvement.

Préleveurs internes (laboratoire de ville / domiciles internes)

Prescription = ordonnance + fiche de suivi médical + fiche de renseignement de prélèvement

Préleveurs externes

Prescription = ordonnance + fiche de transmission de prélèvement

Etablissements de santé (CCE, CHPM, CCA, Centre de dialyse, APARC et La Châtaigneraie uniquement)

Prescription = ordonnance fournie par le laboratoire

Conformément à la norme NF EN ISO 15189, la prescription (incluant la fiche de suivi, la fiche de

renseignement de prélèvement ou la fiche de transmission) doit permettre d’obtenir des mentions

indispensables :

Identification univoque du patient (Nom, Nom de naissance, Prénom, Date de naissance,

Sexe)

Date de la prescription ainsi que l’identité et l’adresse du prescripteur

Date et Heure du prélèvement ainsi que l’identité du préleveur

Type d’échantillons primaires et le site anatomique d’origine, le cas échéant

Examens prescrits

Date et heure de réception par le laboratoire

Caractère urgent de la demande

Ainsi que des renseignements cliniques complémentaires nécessaires à la réalisation des

analyses.


Renseignements complémentaires à obtenir / analyses prescrites

Catégorie d’analyses Renseignements à obtenir

Créatinine Noter le Poids du patient (calcul de la clairance estimée selon la formule

de Cockroft et Gault, et calcul selon la formule MDRD)

Hémostase Nature des anti-coagulants et dosage (AVK, Héparine, calciparine,

HBPM, posologie)

Dosage de médicaments

(digoxine, digitoxine,

dépakine, carbamazépine,

gardénal, théophylline…)

Posologie et heure de dernière prise (généralement, dosage du taux

résiduel, juste avant la prise du médicament)

Dosage antibiotiques Pic ou taux résiduel (à préciser)

Immuno-hématologie Renseigner un formulaire de demande d’immuno-hématologie, Nom de

naissance et d’usage, prénom et date de naissance doivent être renseignés.

Marqueurs

(CA 19.9, CA 125, CA 15.3,

PSA)

Prise en charge limitée au suivi thérapeutique :

traitement en cours

pathologie

Hormonologie Date des dernières règles.

Pour la sérologie Toxoplasmose, contexte et terme de la grossesse.

Bactériologie et virologie

Préciser si l’ECBU est réalisé sur sonde

Renseignements cliniques

Renseignements complets concernant les hémocultures (heures de

prélèvement, températures, préleveur, traitements antibiotiques éventuels).

Antibiothérapie

Parasitologie et mycologie

Origine géographique

Déplacements et séjours effectués (date et durée) Antécédents pathologiques Principaux signes cliniques

Motif du prélèvement Antiparasitaire ou antifongique

Plombémie Bien compléter la fiche de renseignement préanalytique PREA-PVT-E 40

Si la prescription ne fournit pas d'éléments cliniques pertinents suffisants, le laboratoire s'attache à les

obtenir auprès du prescripteur ou du patient.

L’absence d’un de ces éléments peut constituer un critère de non-conformité et peut être enregistré dans

le système qualité du laboratoire.


IV. 2) Fiche de suivi médical et fiche de renseignement de prélèvement (laboratoire de ville, domiciles internes)

La fiche de suivi enregistrée à l’accueil du patient qui contient les informations administratives et les étiquettes servant à l’identification du patient.

La fiche de renseignement de prélèvement du patient qui contient les informations liées au prélèvement et données cliniques du patient nécessaire à une bonne

prestation de service.

Elles sont scannées dans le dossier du patient.

Elles sont à compléter par le préleveur lors du prélèvement (au stylo noir) en laboratoire de ville et par celui qui contrôle le retour des prélèvements (au

stylo) en domicile interne

Comment vérifier et/ou compléter la fiche de suivi et la fiche de renseignement de prélèvement ?

La fiche de suivi comporte des informations enregistrées à l’accueil du patient ainsi que les étiquettes à coller sur les tubes à prélever et la fiche de renseignement.

Elle contient toutes les informations nécessaires au prélèvement et liées à l’ordonnance (Analyses à réaliser).

Aucune information sur le prélèvement n’est à remplir car on utilise la fiche de renseignement plus complète pour cette partie.

Seules les informations administratives peuvent être annotées si différentes de celles données par le patient.


Vérifier la concordance entre les analyses

enregistrées et l’ordonnance

Vérifier l’identité du patient

(par des questions ouvertes)

A NE PAS REMPLIR

A NE PAS REMPLIR


Quel préleveur (initiales) et à quelle

heure ? Cocher la case lorsque la vérification

d’identité du patient a été effectuée (par des questions ouvertes)

Vérifier la concordance entre la nature et le

nombre d’échantillons prélevés et les analyses prescrites sur la fiche de suivi et

l’ordonnnace

la conformité de l’identification du tube Date, heure et initiales réception attestant

de la vérification de la conformité de la prescription et des échantillons

Indiquer le nombre d’échantillons

prélevés et cocher leur type

Indiquer les signes cliniques

Indiquer les traitements connus

Indiquer les informations

complémentaires

Indiquer les informations bactériologiques et tout commentaire

clinique utile

Indiquer les pathologies connues

Indiquer l’objectif du prélèvement

A compléter par la personne

responsable du tri au laboratoire

A compléter par le préleveur au labo

ou à domicile

Indiquer la particularité du prélèvement

L’état du patient (A jeun) Le poids du patient


IV. 3) Fiche de transmission de prélèvement (préleveurs externes)

Une fiche de transmission a été créée pour chacun des préleveurs externes. Elle doit être impérativement

complétée. Cette fiche est scannée dans le dossier du patient dès réception au laboratoire.

Comment compléter la fiche de transmission de prélèvement ?

L’ensemble des champs de la fiche de transmission doivent être complétés par le préleveur.

Etiquette patient

(SIL) collée par le

laboratoire

Champs complétés au laboratoire à réception

Le préleveur

s’identifie


IV. 4) Feuille de prescription des établissements de santé

Comment compléter la feuille de prescription ?

Les feuilles de prescription sont revues régulièrement. Les différents services sont prévenus de tout

changement.

La feuille de prescription comporte un grand nombre d’analyses à cocher adaptées au besoin de

l’établissement. En cas d’analyses particulières, compléter la case « Autre ».

Le préleveur et/ou le prescripteur doivent impérativement compléter la partie supérieure de la

prescription :

Compléter les cases relatives à l’identification du patient

coller une étiquette d’identification patient ou renseigner de façon manuscrite tous les items

demandés

renseigner le service et le numéro de chambre

indiquer « IDV » pour tracer la vérification d’identité du patient par des questions ouvertes.

Compléter la case relative au prélèvement

indiquer la date et l’heure de prélèvement

indiquer les initiales préleveur ainsi que sa qualité

indiquer le nombre de tubes prélevés

indiquer les renseignements cliniques, si nécessaire (dans la partie supérieure et/ou associés aux

analyses concernées)

signaler le degré d’urgence avec la case « Urgent »

Compléter la case relative à la prescription

renseigner la date de prescription et le nom du prescripteur

la prescription doit être signée par le médecin prescripteur

Case réservée au laboratoire

case renseignée par le laboratoire à réception des échantillons.

Vérification que la prescription (ordonnance + fiche de suivi) contient l’ensemble des mentions

indispensables citées ci-dessous

Vérification de : la concordance entre la nature et le nombre

d’échantillons prélevés et les analyses prescrites.

la conformité de l’idenification du tube


V. CONSENTEMENT

Certaines analyses doivent être obligatoirement accompagnées d’une fiche de consentement remplie, signée par le patient et jointe au prélèvement. Il s’agit de :

Recherche cytogénétique

Génétique moléculaire

Dépistage du risque de trisomie

Ces fiches sont disponibles au laboratoire ou sur le site du laboratoire Biomnis http://www.biomnis.com.

VI. IDENTIFICATION ET ETIQUETAGE DE L’ECHANTILLON PRIMAIRE

L’identification des échantillons doit comporter l’identité complète du patient : Nom, nom de naissance,

prénom, date de naissance.

Ces indications doivent être lisibles et inscrites sur les échantillons.

La conformité de l’identification des échantillons primaires est vérifiée et tracée à réception des

échantillons en salle de tri (sur la fiche individuelle, la fiche de transmission, sur l’ordonnance ou dans le

SIL système informatique de laboratoire).

Toute absence ou erreur d’identification du prélèvement constitue un critère de non-conformité et sera

enregistrée en commentaire dossier dans le SIL.

Dans ce cas, le laboratoire s’engage à réaliser l’analyse dans les meilleurs délais, mais s’attache à obtenir

une attestation signée par le préleveur ou la personne responsable du prélèvement.

Annexe 2 : Attestation d’identification du prélèvement (PREA-PVT-E 15)

Sur cette attestation, celui-ci déclare assumer la responsabilité de l’identification du patient et fourni les

informations nécessaires à la réalisation des analyses.

Cette attestation est scannée dans le dossier du patient.

Les échantillons prélevés par les préleveurs internes sont identifiés avec les étiquettes des fiches

individuelles générées par le SIL à l’enregistrement du dossier.

Les échantillons prélevés par les préleveurs externes en établissement de santé sont identifiés avec les

étiquettes d’identification patient fournis par l’établissement.

Les échantillons prélevés par les préleveurs externes ne disposant pas d’étiquette sont identifiés de façon

manuscrite sur les tubes. Les informations obligatoires à indiquer sont : le nom, le nom de naissance, le

prénom et la date de naissance du patient.



VI. 1) Etiquetage des échantillons

Les tubes, pots de recueil doivent être étiquetés après prélèvement, jamais avant.

Les prélèvements réalisés par les préleveurs internes sont étiquetés avec les étiquettes des fiches

individuelles.

Les prélèvements réalisés par les préleveurs externes en établissement de santé sont étiquetés avec les

étiquettes d’identification patient fournis par l’établissement.

Pour les tubes :

1 tube = 1 étiquette

L’étiquette doit être :

parfaitement verticale

au ras de l’étiquette unitaire pré-collée du tube (déchirer le supplément en bas, si

nécessaire)

coté gauche vers le haut

ne pas cacher l’intérieur du tube (le technicien doit pouvoir vérifier l’état de l’échantillon au

travers du tube)

ne pas cacher l’identité manuscrite, le cas échéant

Pour les pots de recueil (microbiologiques) :

L’étiquette doit être collée sur le flacon et non sur le bouchon

L’étiquette à codes à barre doit être collée sur la feuille de paillasse, le cas échéant.

Pour les écouvillons :

L’étiquette doit être collée sur l’étui de l’écouvillon et non sur le sachet.

L’étiquette à codes à barre doit être collée sur la feuille de paillasse, le cas échéant.


VI. 2) Etiquetage avec la fiche individue lle de laboratoire

La fiche individuelle est constituée de plusieurs étiquettes contenant les informations suivantes :

Nom, Nom de naissance et Prénom

Date de naissance

Sexe

Date et numéro de dossier

Un code à barre associé à la nature de l’analyse

L’étiquetage par étiquette à codes à barre doit être réalisé le plus soigneusement possible pour

permettre aux automates de bien identifier les tubes.

Lorsque, sur la fiche individuelle, il n’y a pas d’étiquette correspondant à l’analyse prescrite, coller une

« étiquette blanche » dépourvue de codes à barre.

VI. 3) Identification des échantillons urgents

Lors du prélèvement, les préleveurs internes (au laboratoire, à domicile, en établissement de santé)

signalent les échantillons à prendre en charge de façon urgente, en colorant au marqueur rouge les

bouchons des tubes.

De plus, une fiche de signalement de prélèvement(s) urgent(s) est complétée en fonction du domaine

biologique concerné.

Annexe 3 : Fiche de signalement de prélèvement(s) urgent(s) (PREA-PVT-E 14)

VI. 4) Cas particuliers des flacons d’hémoculture


VII. STOCKAGE DES ECHANTILLONS

Le détail du stockage des échantillons est décrit dans un second document pratique.

Dans ce document sont énoncés :

les modalités de prélèvement, de conservation, de prétraitement et de l’acheminement

la température de stockage des échantillons après analyse

tout besoin de manipulation particulière entre le moment de prélèvement et le moment de la

réception au laboratoire (exigence de transport, réfrigération, chauffage, livraison immédiate, etc.)

les analyses complémentaires éventuelles réalisables

les délais pour prescrire ces analyses complémentaires éventuelles

Annexe 4 : Stabilité, réanalyse et stockage des échantillons analysés par le laboratoire

(PREA-PVT-E 18)

Ce document a été établi à partir de recommandations des fournisseurs (fournisseurs automate et Fiches

techniques BD), des sociétés savantes et de publications :

Tietz et al. 2006 (4ieme édition)

M Zurcher et al, Thrombosis Haemostasis 2008; 99: 416-426

Dongbo J Z et al. clinical chemistry 44:6 1325-1333 (1998)

OMS

Oddoze C et al. , clinical chemistry, 45 (2012) 464-469

Manuel de prélèvement hopital de Toulouse

JPM Wilders, Letters to the editors 55:8, 1584-1595, 2009, Clinical chemistry


VIII. ACTIONS PREALABLES A REALIS ER POUR LES PRELEVEMENTS

1. S'assurer de l'identité du patient par des questions ouvertes (confirmez-moi votre nom, prénom, date

de naissance ?) et/ou avec le bracelet du patient hospitalisé (indiquer son absence éventuelle).

Nom et nom de naissance pour les femmes mariées,

Prénom,

Date de naissance,

Sexe.

2. Vérifier la concordance entre l'ordonnance ou la prescription médicale avec la fiche de suivi

médical.

3. S'assurer de l'état de jeûne du patient : certaines analyses ne peuvent être réalisées que sur des sujets

à jeun. En général, un jeûne de 8 à 12 heures est suffisant.

4. Prendre les renseignements cliniques et/ou thérapeutiques en fonction des analyses demandées.

5. Choisir le matériel adapté au type de prélèvement.

6. Vérifier la date de péremption du matériel.

7. Réaliser un lavage des mains ou une désinfection par solution hydro-alcoolique.

Certains prélèvements doivent suivre des recommandations strictes (état de jeûne, conditions horaires à

respecter, lieu de prélèvement obligatoire, type et la quantité d’échantillon à prélever…).

Le laboratoire a établi des critères d’acceptation des tubes échantillons concernant :

Les quantités et types d’échantillons

Les modalités de recueil et conservation (nature des tubes, température)

Les informations/identifications rattachées (poids, renseignements cliniques pertinents, …)

Les conditions d’acheminement (température, délai, …)

Un document pratique regroupant l’ensemble de ces critères a été établi pour chacune des analyses.

Annexe 5 : Recommandations préanalytiques pour les prélèvements sanguins et urinaires

(PREA-PVT-E 13)

Les analyses non mentionnées dans ce guide sont réalisées par des laboratoires spécialisés.


Le tableau ci-dessous définit les habilitations pour les différents types de prélèvement :

Prélèvement Techniciens de laboratoire *

Infirmiers Biologistes

Prélèvements sanguins

veineux et capillaires au

laboratoire


veineux et capillaires à

domicile **


veineux et capillaires en

établissement de soins **

Prélèvements

bactériologiques,

parasitologiques et

mycologiques

**

Tests dynamiques sans

injection

* Technicien de laboratoire disposant du certificat de capacité de prélèvements sanguins

** Si le technicien dispose de l’AFGSU II, il est apte à réaliser des prélèvements sanguins à domicile et en

établissements de soins.


IX. PRELEVEMENTS SANGUINS

PRELEVEMENTS

SANGUINS

IX. 1) Les différentes étapes du prélèvement sanguin

1. Vérification de l’identité du patient

2. Vérification de la conformité des conditions de prélèvement

3. Vérification de la conformité de la prescription

4. Préparation des tubes

5. Réalisation du prélèvement

6. Homogénéisation des tubes

7. Identification du prélèvement

8. Compléter la fiche de suivi ou la fiche de transmission ou l’ordonnance


IX. 2) Recommandations pré-analytiques

IX. 2) a Remplissage des tubes

Dans la mesure du possible, nous vous remercions de remplir complètement les tubes : le bon remplissage

des tubes est en effet un critère important pour la standardisation des conditions pré-analytiques préalable

nécessaire à la bonne réalisation des examens et à la fiabilité des résultats d’analyses.

Cas particulier des tubes d’hémostase :

Pour les tests d’hémostase, les tubes Citrate doivent être remplis au minimum à 90% du remplissage nominal.

Il existe des tubes CITRATE et EDTA à bouchons transparents de volume plus petit pour les patients

difficiles à prélever.

IX. 2) b Tubes coagulés

Il est à noter qu’aucune analyse ne pourra être effectuée sur un tube CITRATE (bleu) mal rempli ou

coagulé, ou sur un tube EDTA (violet) coagulé.

Tous les tubes doivent être homogénéisés par plusieurs retournements lents :

3 à 4 retournements 8 à 10 retournements

IX. 2) c Les causes possibles de rejet d’un échantillon

Les causes possibles de rejet d’un échantillon sont :

Défaut ou absence d’identification

Matériel non conforme aux recommandations techniques

Volume insuffisant

Tube de coagulation (citrate) ayant un volume < 90 %

Tube hémolysé (artefact critique pour la mesure de certains paramètres)

Défaut d’intégrité du matériel (fuite, casse)

En cas d’échantillons non-conformes, le laboratoire peut, en termes d’action curative :

Refuser l’échantillon, dans ce cas l’examen portera sur un nouvel échantillon biologique prélevé.

Accepter l’échantillon, dans ce cas le laboratoire enregistre les conditions de prélèvement et/ou

mention sur la qualité des échantillons reçus dans le dossier du patient. Il mentionne éventuellement

les conséquences sur la validité du résultat.

Le laboratoire enregistre les non-conformités des échantillons non conformes à ses spécifications, ainsi

que, pour les échantillons transmis, aux spécifications des laboratoires sous-traitants.


IX. 3) Matériel

Corps de pompe à usage unique

Corps de pompe à usage unique pour les hémocultures

Aiguille Sécurité Eclipse Verte 32 x 8/10 (21G)

Aiguille Sécurité Eclipse Noire 32 x 7/10 (22G)

Unité de prélèvement à ailettes pré-assemblées à un adaptateur Luer

pour le prélèvement de sang veineux

Aiguilles hypodermiques stériles à usage unique

Vert – 25x0.8mm – 21G

Aiguilles hypodermiques stériles à usage unique

Bleue – 25x0.6mm – 23G

Seringue Plastipak 5, 10 et 20 mL


IX. 4) Présentation et ordre des tubes

En cas de prélèvement sur différents types de tubes, l’ordre de prélèvement doit être respecté :

Si la prescription s’accompagne d’une prescription d’hémocultures, prélever les flacons à hémocultures

avant le reste du bilan en commençant par le flacon aérobie puis le flacon anaérobie.

Flacons d’hémocultures BacT/Alert Aérobie - Anaérobie

Tubes Citrate de sodium 9NC 0.105M pour tests de coagulation (4.5 mL)

Tubes Citrate de sodium 9NC 0.109M pour tests de coagulation (1.8 mL)

Tube SST II Advance avec activateur de coagulation + gel séparateur de sérum

Tube sec avec activateur de coagulation

Tube Héparine de Lithium

Tubes EDTA K2 (4 mL)

Tubes EDTA K2 (3 mL)

Tube avec Fluorure de sodium


IX. 5) Choix de l’antiseptique

Il existe deux types de préparation cutanée :

En deux temps : application de l’antiseptique, séchage à l’air libre.

En cinq temps : détersion, rinçage, séchage, application de l’antiseptique, séchage à l’air libre. La préparation cutanée en cinq temps doit impérativement être effectuée lors des prélèvements pour

hémocultures. Attention : le produit choisi pour la détersion doit obligatoirement être de la même famille chimique que l’antiseptique utilisé.

Les antiseptiques utilisés doivent être des antiseptiques majeurs (large spectre d’activité).

Seulement deux antiseptiques sont utilisés au laboratoire de ville et à domicile :

Flacon de 250 mL d’Alcool 70° modifié

Unidoses de 60 mL de Dakin (Cooper) (utilisable également en cas d’AES)

Utiliser l’alcool à 70° modifié pour tous les prélèvements sanguins effectués en ville et à domicile

SAUF dans les cas suivants :

Les enfants de moins de 30 mois

Sur plaie ou peau lésée

Les temps de saignement

Les prélèvements pour alcoolémie

Les prélèvements pour hémoculture : effectuer une désinfection en 5 temps.

1. Détersion avec du savon doux au point d’eau 2. Rinçage à l’eau

3. Séchage 4. Antiseptie au Dakin 5. Séchage

Dans ces derniers cas, utiliser des unidoses de 60 mL de Dakin à usage unique (après utilisation,

éliminer l’unidose dans les DASRI).

Les établissements de soins et partenaires utilisent les antiseptiques définis par leur établissement.

Cependant, il faut veiller à ne pas utiliser d’antiseptique alcoolique dans les cas suivants :

Les enfants de moins de 30 mois

Sur plaie ou peau lésée

Les temps de saignement

Les prélèvements pour alcoolémie

Les prélèvements pour hémoculture

IX. 6) Réalisation du prélèvement sanguin

Réaliser un lavage simple des mains ou désinfection par friction avec un produit hydro

alcoolique.

Poser le garrot.


Le garrot doit être posé au moment de la ponction veineuse afin de trouver la veine avec

plus de facilité.

Le garrot doit être posé approximativement à 10 centimètres au-dessus du site de ponction.

Le garrot ne doit pas interrompre la circulation artérielle du bras. Le retour veineux doit être

interrompu mais le pouls doit rester palpable.

Un garrot est trop serré lorsque le bras est cyanosé, dans ce cas, ôter le garrot

immédiatement.

Si le bras est comprimé pendant plus de trois minutes, les résultats d'analyses peuvent être

modifiés.

Rechercher les sites de ponction possibles dans l'ordre suivant : au pli du coude de chaque

bras, aux avant-bras, au dos de chacune des mains.

La recherche d'une veine pour effectuer la ponction veineuse s'effectue de la manière suivante : Le

patient serre son poing, et son bras tendu, est incliné vers le bas. Un examen visuel et une palpation

des veines permettent de noter les caractéristiques suivantes :

La situation des veines

Le parcours des veines

La constitution de la veine (souplesse, taille…).

Une veine normale est une veine facilement palpable, compacte, souple et élastique.

Recommandations : En cas de veines ni visibles ni palpables, il est recommandé de procéder de la

façon suivante :

Poser le garrot

Incliner le bras vers le bas

Masser le bras du patient depuis le poignet vers le pli du coude

Tapoter légèrement le site de ponction avec l'index et le majeur.

Réaliser l’antisepsie adaptée.

Le site de ponction ne doit pas être palpé après désinfection.

Réaliser le prélèvement en respectant l’ordre des tubes.

Le bras du patient est tendu, main serrée, garrot posé, garrot déserré.

Choisir le matériel de prélèvement adapté (chaque technique est décrite ci-dessous).


Terminer le prélèvement et comprimer le site de ponction

Dans la mesure du possible, faire comprimer le site de ponction par le patient, avec

un coton, pendant 1 à 2 minutes. Si le patient est dans l'incapacité de comprimer le

site de ponction, comprimer pendant environ une minute puis poser un pansement.

Eliminer le matériel de prélèvement

Eliminer le matériel de prélèvement conformément à la législation en vigueur.

L’aiguille dans les déchets contaminés piquants, coupants, tranchants.

Le corps de pompe, le coton dans les déchets contaminés solides mous.

Les documents et le matériel non souillé (capuchon aiguille, …) dans les déchets

ménagers.

Homogénéisation du prélèvement

Les prélèvements doivent être homogénéisés par retournements lents.

3 à 4 retournements 8 à 10 retournements

Identifier les tubes de prélèvements

Apposer sur le tube l’étiquette d’identification du patient comprenant le nom, le

prénom, la date de naissance et le sexe du patient.

A défaut, écrire lisiblement sur l’étiquette du tube, le nom, le prénom et la date de

naissance du patient.


IX. 7) Prélèvement sous vide

IX. 7) a Prélèvement avec aiguille

Aiguilles Eclipse Verte ou noire + corps de prélèvements

Maintenir solidairement les étuis de couleur et ôter le protecteur

d’aiguille blanc.

Visser le corps sur l’aiguille Eclipse verte (faire tourner le corps, sans bouger l’autre main qui maintient l’aiguille).

En cas de veines délicates, utiliser l’aiguille noire.

Rabattre vers l’arrière le système de protection mauve (ne plus le

manipuler jusqu’à la mise en sécurité du dispositif).

Retirer le protecteur d’aiguille vert ou noir.

Introduire le biseau dans le sens de la veine jusqu'à ce qu'il ait complètement pénétré, soit environ 1 cm chez l'adulte.

Le corps de prélèvement doit former, au moment de la ponction, un angle de 15° avec le bras du patient.

Introduire le premier tube en perforant le bouchon.

Le tube doit toujours se trouver en dessous du point de ponction.

Maintenir immobile le corps de prélèvement.

Retirer ou relâcher le garrot dès que le sang pénètre dans le

premier tube.

Attendre l'arrêt de l'écoulement du sang dans le tube.

Introduire un second tube selon l'ordre préconisé

Toujours retirer le dernier tube du corps de prélèvement avant de

retirer l'aiguille de la veine, lentement et avec précautions.

Dès le retrait de l’aiguille de la veine, rabattre vers l’avant le système de protection mauve jusqu’à entendre « clic ». Eliminer l’ensemble du système dans un conteneur prévu à cet effet.

Dans le cas d'un prélèvement délicat (veines fragiles, faible pression veineuse entraînant un risque de

collapsus de la veine et donc l'arrêt de l'écoulement du sang), il est conseillé de recourir à l'emploi d'une

unité à prélèvement de sang à ailettes ou d'une seringue.


IX. 7) b Prélèvement avec unité à prélèvement de sang à ailettes

Unités à ailettes Sécurité BD Safety-Lok™ + corps de pompe

Unités à ailettes, stériles, à usage unique, pré-assemblées à un adaptateur Luer pour le prélèvement de sang

veineux.

Décoller

l’opercule protecteur et retirer

le dispositif de

l’emballage.

Visser le corps de pompe sur

l’adaptateur Luer.

Retirer la

protection de l’aiguille.

Maintenir le

dispositif en tenant les 2 ailettes ensemble.

Accédez à la veine

en utilisant la technique standard

d’insertion de

l’aiguille.

Ou maintenir le

corps du dispositif au lieu des ailettes

pendant

l’insertion.

Un accès veineux

correct est indiqué par « un reflux

veineux » apparaissant directement

derrière et en dessous du bouton

poussoir.

Placer une

compresse ou un coton sur le site de

ponction (en

recouvrant la partie avant du

dispositif).

Saisir l’embase de

l’étui protecteur jaune.

De l’autre main, saisir entre le

pouce et l’index l’embase de l’étui

jaune, et la tubulure avec les

autres doigts.

Maintenir la tubulure et pousser

l’étui protecteur jaune vers l’avant

jusqu’à l’obtention d’un « clic »

sonore.

Vérifier que l’aiguille est en

position verrouillée dans

l’étui protecteur avant de procéder à son élimination.

Eliminer

l’ensemble du système dans un

container DASRI coupant/tranchant.

Attention : Si un tube CITRATE (bouchon bleu) doit être prélevé, il est nécessaire de purger l’air de la tubulure par un premier tube sec.


IX. 7) c Conduite à tenir en cas de non remplissage des tubes

Si le sang ne s'écoule pas après l'introduction du tube dans le corps de pompe :

S'assurer que le tube est bien enfoncé dans le corps de prélèvement.

S'assurer que le biseau est suffisamment inséré sous la peau, sinon poussez l'aiguille plus

avant.

La paroi de la veine adhère à l'ouverture de l'aiguille ou la veine est collabée. Faire pivoter

légèrement le système de prélèvement pour permettre à la paroi veineuse de se détacher de

l'aiguille. Si le phénomène persiste, retirer le tube à prélèvement et laisser la veine reprendre

forme pendant quelques secondes, puis percuter avec un nouveau tube.

S'assurer que l'aiguille n'a pas traversé la veine en la retirant légèrement. Le sang s'écoulera

normalement lorsque l'ouverture de l'aiguille se trouvera dans la veine.

S'assurer que l'aiguille est dans la veine. Palper de la main libre afin de rechercher la veine.

Pour corriger la situation, dégager le tube afin de conserver le vide et de pouvoir l'utiliser à

nouveau. Retirer légèrement l'aiguille. Immobiliser la veine et perforer.

Vérifier que le tube ne soit pas fêlé ou cassé (absence de vide, le sang n’est pas aspiré dans

le tube), dans ce cas, changer de tube.

Après toutes ces interventions, si vous constatez l’échec du prélèvement, une plainte « appuyée » du patient

ou une réaction anormale de la zone de prélèvement, interrompre le prélèvement et pratiquer une nouvelle

ponction sur une autre zone avec, éventuellement un matériel plus adéquat.

IX. 8) Prélèvement à la seringue

En fonction du nombre de tubes à prélever, choisir le volume de seringue adapté (5, 10 ou 20 mL).

Monter l’aiguille verte sur la seringue.

En cas de veines délicates, utiliser l’aiguille bleue.

Une fois le site de ponction choisi, effectuer rigoureusement l’asepsie.

Actionner le piston avant la piqûre pour le « dégripper » et bien chasser l’air.

Piquer et tirer légèrement sur le piston de la seringue. Si le sang apparait immédiatement dans le

corps de garde de l’aiguille, elle se situe bien dans la veine, continuer à tirer régulièrement et doucement sur le piston afin de prélever le volume de sang total nécessaire. L’afflux de sang peut

pousser lui-même le piston.

Déserrer le garrot dès apparition du sang dans le corps de garde.

Retirer avec précaution l’aiguille de la veine.

Répartir le sang dans les tubes en respectant l’ordre des tubes. L’aspiration du sang se fait grâce au

perçage des tubes déjà sous vide.

Oter l’aiguille de la seringue sans la recapuchonner directement à l’aide éliminer du collecteur

DASRI prévus à cet effet. NE JAMAIS TOUCHER L’AIGUILLE.


IX. 9) Cas particuliers des hémocultures

Noter les renseignements nécessaires (ordonnance, fiche de suivi médical (fiche individuelle), fiche

de transmission) : température du patient au moment du prélèvement, prise ou non d’antibiotique.

Prendre 1 flacon aérobie VERT et 1 flacon anaérobie ORANGE (les flacons doivent être à

température ambiante).

Retirer la capsule en plastique du flacon de culture et désinfecter le bouchon avec une solution

alcoolique.

Réaliser une préparation cutanée en 5 temps : détersion, rinçage, séchage, application de

l’antiseptique, séchage à l’air libre.

Attention : le produit choisi pour la détersion doit obligatoirement être de la famille que

l’antiseptique utilisé.

1 Détersion au savon doux Détersion avec solution moussante

Bétadine Scrub

2 Rinçage à l’eau ou au sérum physiologique Rinçage à l’eau ou au sérum physiologique

3 Séchage ou Séchage

4 Application de Dakin Application de Bétadine alcoolique

5 Séchage à l’air libre Séchage à l’air libre

Réaliser le prélèvement de préférence lors d'un pic fébrile, à l’aide du dispositif à ailettes de

préférence ou à défaut à la seringue en cas de veine difficile.

Technique classique au dispositif à ailettes : Adapter l’aiguille du dispositif à ailettes au corps de

pompe à usage unique. Prélever la veine avec le dispositif à ailettes. Insérer les flacons dans le

corps de pompe l’un après l’autre (remplir environ 10 ml par flacon) en commençant par le flacon

VERT puis le flacon ORANGE.

Remarque : introduire d’abord le sang dans le flacon vert (aérobie) de façon à ce que l’oxygène

demeurant dans le dispositif de prélèvement passe dans ce flacon.

Prélèvement à la seringue : Prélever de façon aseptique 20 ml de sang. Introduire stérilement 10

ml de sang à travers le centre du bouchon en caoutchouc de chacun des flacons, en commençant par

le flacon VERT puis le flacon ORANGE.

Avec une autre aiguille, prélever et introduire de l’air dans le flacon VERT (aérobie).

Identifier les flacons, noter l'heure et la température du patient.

A la fin du prélèvement, pendant le temps de contention, désinfecter à nouveau les flacons.

Homogénéiser les flacons par 2 ou 3 retournements.

Conserver à température ambiante jusqu’à analyse du flacon d’hémoculture et acheminer dans les

meilleurs délais au laboratoire.


IX. 10) Prélèvement pour gazométrie

Ces prélèvements concernent uniquement le centre cardiologique d’Evecquemont. Un appareil de

gazométrie est mis à disposition du personnel.

o Antiseptique (se référer au protocole local)

o Compresses

o Seringue spécifique pour gaz du sang : Héparine 60 UI lithium/sodium sèche (lyophilisée)

o Aiguille pédiatrique 25G x 5/8’’

o Réceptacle pour déchets contaminés coupants tranchants, piquants

Pour les patients qui sont sous respirateur ou qui reçoivent un apport en oxygène, attendre au moins

20 minutes pour prélever le sang après des changements dans les paramètres de ventilation ou de

%FiO2.

Faire le test d’Allen :

Mettre le bras à ponctionner en l’air en comprimant les 2 artères radiale et cubitale afin de vider la main de son sang. Une fois celle-ci devenue blanche, baisser le bras en relâchant

l’artère cubitale, si la main se recolore cela veut dire qu’en cas de lésion de l’artère radiale (thrombus, spasme), l’artère cubitale prend le relais et donc la ponction peut se faire.

Effectuer l’étape d’antisepsie.

Prélèvement par auto-remplissage :

o Pré-positionner le piston au volume désiré.

o Retirer le protecteur d’aiguille.

o Repérer l’artère radiale à 2 doigts en tendant le poignet

o Positionner la seringue au niveau de l’artère radiale, piston vers le haut.

o Laisser la seringue se remplir sans toucher au piston.

o Lorsque le sang atteint le piston : Retirer la seringue, mettre le capuchon, agiter quelques

secondes.

Eliminer le matériel dans un container DASRI coupant/tranchant.

L’échantillon doit être analysé le plus vite possible (dans les 5 minutes après le prélèvement) sinon

conserver au réfrigérateur (maximum 30 minutes avant de réaliser l’analyse).


IX. 11) Cas particuliers des analyses d’immuno-hématologie

Pour les analyses d’immuno-hématologie (groupes sanguins ABO, phénotype rhésus, RAI et Coombs

direct), il est impératif de compléter une fiche de demande d’analyses d’immuno-hématologie (fourni

par le laboratoire ou l’établissement de soins concerné).

Annexe 6 : Fiche de demande d’analyses d’immuno-hématologie du laboratoire

(PREA-PVT-E 03)

Cette fiche est complétée par le préléveur en lettre MAJUSCULE et de façon LISIBLE.

Sur cette fiche figure en plus de la fiche de suivi médicale ou fiche de transmission :

Les antécédents transfusionnels

D’éventuelles réactions transfusionnelles connues, les injections d’anti-D

Connaissance d’une RAI positive

Pour la détermination des groupes sanguins ABO, phénotype rhésus, deux prélèvements différents

doivent être réalisés.

Sur chaque tube doit figurer lisiblement :

Nom d’usage du patient

Nom de naissance du patient

Prénom du patient

Date de naissance du patient

Dans la mesure où l’ensemble des renseignements nécessaires à l’analyse ne saurait être présent et/ou

lisible, le laboratoire se réserve le droit de refuser la délivrance de la carte de groupe sanguin.

IX. 12) Cas particulier de l’Anti Xa

Le sang est recueilli sur tube citraté convenablement rempli.

L’heure de prélèvement varie en fonction du traitement à surveiller :

Nature de l’héparine Nom de la spécialité Heure de prélèvement

Héparine non fractionnée

Héparine standard

4h après le début du changement de

posologie en seringue électrique.

Entre 2 injections si administration sous

cutanée.

Héparine de bas poids

moléculaire (HBPM)

FRAXIPARINE

Toujours au pic : à la 3ème ou 4ème heure suivant le prélèvement

LOVENOX

FRAGMINE

INNOHEP

Autres glycoaminoglycane ARIXTRA 2 h après injection


IX. 13) Recherche de Paludisme

Prélèvement à effectuer uniquement sur tube EDTA : 4 mL ou 3 mL

Conservation et stabilité : 24 h entre 2 et 8°C.

Tous les prélèvements doivent être traités en urgence : faire une marque rouge sur le bouchon du tube !

IX. 14) Cas particulier de la plombémie

Les prélèvements sont effectués sur peau nettoyée et après désinfection (alcool à 70°ou autre désinfectant)

par ponction veineuse au pli du coude. Le recueil se fait spécifiquement sur des tubes BD Vacutainer® EDTA K2 vérifiés sans trace de plomb et mis à disposition par le site ALPHA RIVE DROITE.

Afin d'éviter la formation de micro- caillots sur sang total, il convient de bien mélanger les tubes par retournement au moment du prélèvement. Une attention particulière au risque de contamination par les

vêtements est à apporter.

De même, étant donné le risque de contamination du spécimen, il est préconisé que les prélèvements sanguins soient faits en dehors des locaux de travail, sur des sujets ne portant pas leurs vêtements de travail.

Le moment du prélèvement est indifférent, la demi-vie du plomb étant de 30 jours dans le sang. Toutefois,

il est recommandé en milieu professionnel d'effectuer le prélèvement en début de prise de poste (BIOTOX, INRS).

La fiche de renseignement préanalytique PREA-PVT-E 40 doit être systématiquement remplie par le préleveur.

Aucune précaution particulière n'est à prendre concernant le transport qui peut être réalisé dans les conditions ambiantes dans des délais courants.

Les spécimens sont conservés réfrigérés pendant 15 jours.


X. PRELEVEMENTS URINAIRES

PRELEVEMENTS

URINAIRES X. 1) Description et utilisation du matériel

Flacon stérile à bouchon rouge

40 mL

Pot de recueil stérile 120 mL avec

canule de transfert intégrée

Urinocol (enfant/nourrisson)

Tube BD vert kaki avec mélange

d’additifs: acide borique, formate

de sodium, borate de sodium

Analyses de microbiologie et

cytologie urinaire

Action bactériostatique à température ambiante jusqu’à

48h

Tubes BD beige sans additif

Analyses de chimie urinaire

Canule de transfert

Flacon marron aseptique 2,5L

Urines de 24 h


Dans quels cas utiliser le flacon rouge ou le flacon bleu ?

Laboratoires de Ville (Alsace, Roosevelt, Beynes,

Freneuse, Vernon, Versailles)

Domiciles

Etablissement de santé

Laboratoires de ville Plateau technique (Aubergenville)

Microbiologie (ECBU) et/ou cytologie urinaire et/ou culot

urinaire seuls

Chimie urinaire seule

Microbiologie (ECBU) et/ou cytologie urinaire et/ou culot

urinaire +

Chimie urinaire

X. 2) Les analyses urinaires

ECBU (Examen cytobactériologique des urines)

Les préconisations fournies au patient pour sa propre préparation avant le prélèvement sont

disponibles en Annexe 7.

Patient autonome

Si possible rester sans uriner 3 heures avant le prélèvement

Identifier le flacon avec votre nom, prénom, date et heure de recueil

Se laver soigneusement les mains.

Faire une toilette soigneuse à l’aide de lingettes désinfectantes ou à l’aide d’un savon antiseptique.

Eliminer le premier jet dans les toilettes.

Uriner ensuite dans le flacon stérile et le refermer soigneusement.

Attention en cas d’utilisation du pot bleu : ne pas soulever

l’opercule blanc et ne pas toucher la canule du couvercle.


Prélèvement sur sonde

Suivre les recommandations du fournisseur BD ci-dessous :

Nourrisson / enfant ECBU

Matériel fourni par le laboratoire :

o Pot (à coproculture) stérile

o Urinocol

o Lingette

Identifier le pot et le sachet avec le nom et prénom et date et heure de recueil.

Se laver soigneusement les mains.

Faire une toilette soigneuse à l’aide de lingettes désinfectantes ou à l’aide d’un savon antiseptique.

Détacher et jeter la découpe centrale de la poche et retirer le revêtement qui protège l’adhésif.

Appliquer en massant pour garantir une bonne adhérence. Pour les filles, l’ouverture du collecteur

doit s’appliquer sur la zone génitale supérieure. Pour les garçons, le pénis doit être glissé dans le

collecteur.

Ne pas dépasser 30 minutes de pose de l’urinocol.

Après recueil de l’urine, retirer l’urinocol et plier en deux la surface adhésive avec précaution.

L’urinocol devient alors un sachet scellé prêt à être expédié au laboratoire.

Déposer l’urinocol dans le pot stérile.


Conservation et acheminement

Après prélèvement sur flacon rouge

Identifier le kit ECBU (flacon dans un sachet) avec une étiquette d’identification.

Envoyer le kit directement en salle de technique sinon le conserver au réfrigérateur.

Stabilité 2 heures à température ambiante et 24 heures au réfrigérateur.

Après prélèvement sur flacon bleu

Etiqueter le flacon du patient.

Transférer l’urine dans les tubes kaki et/ou beige dans les 15 minutes suivant le recueil :

Après transfert de l’urine dans le tube, homogénéiser vigoureusement l’échantillon par 8 à 10

retournements.

Dans le cas d’un prélèvement d’un tube urine de Biochimie et d’un tube urine de Bactériologie,

toujours prélever :

1. Le tube de Biochimie (bouchon sécurité BD Hemogard™ beige)

2. Le tube de Bactériologie (bouchon sécurité BD Hemogard™ vert kaki)

Le tube permet une conservation de l’urine jusqu'à 48h à température ambiante.

Envoyer les tubes identifiés au plateau technique puis éliminer le pot bleu dans les DASRI.

Renseigner sur la prescription les circonstances du prélèvement qui nous aideront pour

l’interprétation (patient sondé, contrôle, patient sous antibiotique, si oui, lequel, posologie………)


Critères d’acceptabilité d’un ECBU

1. Conditions pré analytiques :

- Conservation à température ambiante < 2h

- Conservation au frigo < 24h

- Milieu de jet et SI POSSIBLE séjour dans la vessie > 3h

- Désinfection préalable

- Tube boraté kaki rempli ou flacon stérile rouge ou flacon stérile bleu à percuter

En cas de non respect d’un de ces critères, voir avec le biologiste. 2. Renseignements cliniques :

La fiche de recueil des ECBU et de renseignements cliniques PREA ACC I04 doit être complétée par le patient.

COMPTE D’ADDIS (HLM)

Une prescription d’HLM est remplacée par une cytologie urinaire.

Selon société savante d'Urologie (Urofrance) : "Avant réalisation d'un bilan étiologique, la présence

de faussses hématuries est à éliminer par un examen direct du sédiment urinaire lors d'un ECBU. Le

compte d'Addis-Hamburger ou "hématie-leucocytes/minutes" (seuil pathologique > 10000 / min)

n'est plus réalisé en routine."

Selon société savante de nephrologie (College universitaire des enseignants de nephrologie) : "Le

compte d'Addis ne doit plus être effectué...Le diagnostic de l'hematurie repose sur l'examen

cytologique des urines."

Le recueil est un recueil simple des urines sur échantillon (voir paragraphe correspondant ci-

dessous)


CHIMIE SUR URINE DE 24H



Vider la totalité de la vessie.

Noter sur le(s) flacon(s) : Nom, Prénom, date et heure. C’est le point de

départ du recueil !

Jour et nuit, recueillir la totalité des urines dans le flacon jusqu’au lendemain

à la même heure qu’indiquée la veille .

Remarque : pendant la durée du recueil, conserver les urines au réfrigérateur.


Apporter le flacon d'urine au laboratoire dans les plus brefs délais (maximum 2 h après la fin du

recueil).

Pour les établissements de soins,

o noter le volume urinaire sur la prescription dans le champ correspondant.

o Après avoir homogénéisé l’urine totale par retournement, transvaser dans un flacon à

bouchon rouge un volume d’urine au minimum de 20 mL (moitié du flacon). Identifier le flacon rouge.

o Acheminer ce flacon au laboratoire dans les plus brefs délais (maximum 2 h après la fin du

recueil).

RECHERCHE DE BILHARZIOSE (recherche d’œufs de Schistosoma haematobium)

Cet examen se fait à partir :

- des urines de 24h (préféré)

- ou de la totalité de la 1ere miction matinale

- ou d'une miction après une activité physique (marche)

Les urines sont recueillies dans un récipient stérile adapté a la quantité, et acheminées au laboratoire à température ambiante.

RECUEIL DES URINES POUR FROTTIS URINAIRE



Au lever, éliminer les urines.

Après avoir bu et marché pendant 15 à 20 minutes, recueillir la 2ème miction du

matin dans le flacon stérile.

Identifier le flacon avec votre nom et prénom et la date et heure de recueil


Apporter rapidement le flacon d'urine au laboratoire dans un délai inferieur à 2 h à 15-25 °C.

Si analyse différée durée maximale de conservation : 12 heures à 2-8°C.


RECUEIL SIMPLE DES URINES (échantillon)



Pour les microalbuminuries sur échantillon, protéinuries, antigènes pneumocoque et légionelle, recherches

de toxiques, recherches de nitrites, acétone, recherche de Chlamydiae par PCR, bandelettes utinaires …

Remarque : pour la recherche de toxiques, recueil particulier de 2 flacons sous surveillance au

laboratoire.

Identifier le flacon avec votre nom et prénom.

Effectuer un simple recueil dans un flacon en polystyrène cristal stérile.


Si le recueil a été effectué sur un flacon rouge, placer le flacon dans un sachet unitaire à usage

unique et l’acheminer en salle de technique dès que possible.

Si le recueil a été effectué sur un flacon bleu :

o placer le flacon dans un sachet unitaire à usage unique et l’acheminer au laboratoire dès que

possible.

o ou transférer l’urine dans un tube beige sans additif et acheminer le tube au laboratoire dès

que possible.

Critères d’acceptabilité pour les Antigénurie Légionelle

Conservation < 24 h à température ambiante ou < 14 jours à [2 ;8]°C.

Tubes boratés ou flacon stérile rouge ou flacon stérile bleu à percuter


XI. PRELEVEMENTS BACTERIOLOGIQUES

XI. 1) Les écouvillons

XI. 1) a Kit ThinPrep® PapTestTM

Analyses concernées

Frottis cervico-vaginal (test de dépistage en couche mince)

Recherche d’HPV oncogène (ASCUS)

Matériel

Kit ThinPrep® Pap TestTM contenant :

Brosse cervex

Flacon contenant la solution de conservation (PreservCyt®

Solution)

Prélèvement

Réaliser le prélèvement.

Rincer la brosse dans le flacon contenant la solution de conservation (PreservCyt® solution) en

pressant une dizaine de fois les poils contre le fond du flacon, puis agiter la brosse vigoureusement pour détacher le reste des cellules recueillies. Jeter la brosse. NE PAS LAISSER LA BROSSE

DANS LE FLACON.

Visser le flacon de telle sorte que le trait noir sur le capuchon dépasse le trait sur le flacon.

Identifier lisiblement le nom et le prénom de la patiente sur le flacon.


Suivre les recommandations Biomnis.


XI. 1) b Autres prélèvements bactériologiques

Les autres prélèvements seront effectués à l’aide des écouvillons E-swab.

Ils sont résistants à une pression différentielle de 95 kPa conformément à l’ADR.

Matériel

41992 écouvillon standard 41990 écouvillon de petite taille

Nez, gorge, rectum, vagin, prélèvements cutanés et plaies, PCR, mycoplasmes

Tractus urogénital, œil, oreille, fosses nasales, PCR, mycoplasmes

470CE.A écouvillon pour coproculture (fecalswab)

Selle, rectum

Conservation avant prélèvement : Les écouvillons doivent être stockés à 5-25°C.


Prélèvement

Réaliser le

prélèvement avec l’écouvillon ou

prélever une petite quantité de selle

Immerger

immédiatement dans le milieu

AMIES

Casser l’écouvillon

à hauteur du trait rouge (point de

rupture)

En revissant le

bouchon, l’écouvillon se

coince dans le bouchon

Identifier le patient

ainsi que la nature du prélèvement

Remarque pour l’écouvillon à coproculture : Après le prélèvement, observer le tampon pour

s'assurer de la présence de matières fécales visibles sur la pointe. Dans le cas contraire, introduire à

nouveau le tampon floqué dans l'échantillon de matières fécales et le faire tourner en s'assurant que toute la

zone de la pointe du tampon entre en contact avec l'échantillon. Ne pas utiliser le tampon comme une

palette ou une cuillère mais plutôt comme une sonde. NE PAS tenter de prélever et transférer une quantité

excessive d'échantillon de matières fécales dans l’éprouvette contenant le milieu de transport. Il suffit que

la pointe du tampon soit recouverte de matière fécale. Après le prélèvement, transférer le tampon dans

l'éprouvette contenant le milieu de conservation et s'assurer visuellement que la ligne de remplissage

maximal (« MAX. FILL ») indiquée sur l'étiquette n'est pas dépassée. Si le volume du milieu contenant la

tige et l’échantillon dépassent la ligne de remplissage maximal, éliminer le tampon et l’éprouvette et

prélever un second échantillon en utilisant un autre kit Copan FecalSwab.

Conservation après prélèvement :

48 h à T°C ambiante pour les écouvillons rose et orange

48 h à T°C ambiante et 72h entre 2 et 8°C pour les écouvillons vert (coproculture)

24h à T°C ambiante pour la recherche de N. gonorrhoeae


XI. 2) Les flacons et accessoires

Pot coproculture de 160 mL en

polystyrène opaque avec bouchon

rouge

Réceptacle CliniSperm pour

spermogramme

Flacon stérile de 40 mL

Bistouri

Curettes

Aspiglaire ou catheter IN/OUT


XI. 3) Les analyses microbiologiques

XI. 3) a Prélèvement de selles

PRELEVEMENT

DE SELLES

Coproculture, recherche de Clostridium difficile et ses toxines, recherche de ROTAVIRUS et

ADENOVIRUS



Préconisations

En dehors de toute antibiothérapie (fenêtre thérapeutique de 5 jours minimum) et à distance (8 jours) de tout traitement intestinal.

De préférence avec un régime sans fruits et légumes la veille du recueil pour les examens parasitologiques.

Matériel

Pot à coproculture et écouvillon pour selle (fecalswab)

Méthodologie

Identifier le flacon avec nom et prénom.

Recueillir les selles dans le flacon aseptique.

Noter la date et heure de recueil.

Indiquer si le patient a voyagé récemment à l’étranger. Si oui, dans quel pays. Et s’il suit ou a suivi un traitement antibiotique récemment.

Condition d’acceptation du prélèvement par le laboratoire

Pour accepter un prélèvement de selle pour coproculture , il faut qu’elle soit émise depuis moins de 2h si conservé à température ou moins de 12 h si conservé au réfrigérateur. Un Ecouvillon Fecalswab doit être trempé dans la selle le plus rapidement possible à récéption du prélèvement. Le flacon de selle et

l’ecouvillon Faecalswab sont à envoyer au plateau avec la fiche de renseignement clinique (PREA-ACC-I 11).

.


PARASITOLOGIE DES SELLES



Préconisations

De préférence avec un régime sans fruits et légumes la veille du recueil pour les examens parasitologiques.

Matériel

Pot à coproculture

Méthodologie

a) Recueil de selle

Identifier le flacon avec nom et prénom. Recueillir les selles dans le flacon aseptique. Traiter la selles dans

les kits EASYPARA SERVISOL ET BAILENGER

b) Kit EASYPARA SERVISOL

Homogénéiser la selle et prélever à l’aide du bâtonnet fourni, un pois de selles (environ 1 g) puis le transférer dans la chambre de mélange contenant la solution de concentration de Servisol après avoir retiré

le bouchon. Pour des selles liquides, déposer 1 mL dans la chambre de mélange 1. Dilacérer la selle le plus possible à l’aide du bâtonnet en bois. Sceller le dispositif Easy Para® en vissant l’ensemble filtre chambre

de sédimentation sur la chambre de mélange jusqu’à blocage par un clic plus éventuellement 1/8ème de tour. Mélanger le dispositif au moins 1 min.

c) Kit EASYPARA Bailenger

Homogénéiser la selle et prélever à l’aide du bâtonnet fourni, un pois de selles (environ 1 g) puis le

transférer dans la chambre de mélange contenant la solution de concentration de Bailenger après avoir retiré le bouchon. Pour des selles liquides, déposer 1 mL dans la chambre de mélange. Dilacérer la selle le plus possible à l’aide du bâtonnet en bois. Ajouter 1 goutte de Triton X100. Sceller le dispositif Easy

Para® en vissant l’ensemble filtre chambre de sédimentation sur la chambre de mélange jusqu’à blocage par un clic plus éventuellement 1/8ème de tour. Mélanger le dispositif au moins 1 min.


Chambre de mélange Servisol

Chambre de mélange Bailenger

Chambre de sédimentation

Triton X-100 Bâtonnet en bois pipette de

transfert de selle fournis dans le kit

Remarque : Ne pas mettre de selles ou de solution d’homogénéisation au niveau du pas de vis de la

Chambre 1.


Acheminer au laboratoire dans les plus brefs délais, sinon conserver au réfrigérateur verticalement, le cône

vers le bas.


RECHERCHE DE SANG DANS LES SELLES



Préconisations

3 jours avant le test :

Restrictions diététiques : pas de viande rouge/volaille/poisson.

Eviter fruits et légumes contenant de la peroxydase (brocoli, betterave, chou fleur, melon, radis).

Restriction médicamenteuse (aspirine, vitamine C)

Matériel

Pot à coproculture

Méthodologie

Ce test est à réaliser 3 jours consécutifs.

Identifier le flacon avec nom, prénom, date et heure de recueil puis recueillir les selles dans le flacon.


Chaque flacon doit être acheminé au laboratoire le jour même dans les plus brefs délais, sinon conserver au

réfrigérateur.

SCOTCH TEST



Préconisations

A effectuer au lever avant la toilette.

Matériel

Etui contenant deux lames recouvertes de scotch brillant.

Méthodologie

Identifier l’étui avec nom et prénom.

Se laver les mains.

Décoller le scotch de son support.

Appliquer le côté adhésif sur les plis de la marge anale et le maintenir en appuyant quelques secondes.

Retirer le scotch et l’étaler sur la lame support.

Renouveler l’opération avec le second scotch.

Replacer les deux lames dans l’étui.

Se laver les mains.


Acheminer au laboratoire dans les plus brefs délais.


XI. 3) b Prélèvements cervico-vaginal et urétral

PRELEVEMENTS

URETRAL ET CERVICO-VAGINAL


URETRAL

Préconisations

Le prélèvement doit être fait si possible au moins une heure après la dernière miction.

En dehors de toute antibiothérapie (fenêtre thérapeutique de 5 jours minimum).

Si un prélèvement d’urine est prescrit, il doit être effectué après le prélèvement urétral.

Matériel

1 E-SWAB ORANGE

Méthodologie

Pour l’examen direct, la mise en culture, les mycoplasmes et les PCR: introduire un écouvillon e-swab

orange sur 2 à 3 cm dans le conduit urétral ou en cas d’écoulement, le recueillir sur l’écouvillon. Puis

décharger et casser l’écouvillon dans le milieu de transport associé.

S’il n’y a pas ou peu d’écoulement, recueillir éventuellement le 1er jet d’urines (valable pour la recherche

des mycoplasmes et chlamydiae).


E- swab : Température ambiante pendant 48 heures.

Attention 24 heures si recherche de N. gonorrhoeae

VAGINAL

Préconisations

La patiente devra éviter toute toilette intime, tout traitement local (crème, gels, savons…) ainsi que tout rapport sexuel dans les 24 heures précédant l’examen.

Il est conseillé d'éviter le prélèvement pendant la période menstruelle car la flore est modifiée (sauf avis contraire du prescripteur).

Le prélèvement doit être réalisé avant ou à distance de tout traitement antibiotique (> 15 jours pour les

chlamydiae, > 5 jours pour les germes banals).

Matériel et méthodologie

1 spéculum stérile à usage unique (24 ou 30 mm)

E-SWAB ROSE


Prélèvement Site Méthodologie

Prélèvement

cervicovaginal simple Cul de sac postérieur

1 écouvillon e-swab pour le Gram et la mise en culture.

Puis décharger et casser l’écouvillon dans le milieu de transport associé.

Recherche de

Chlamydiae Trachomatis par PCR

Endocol 1 écouvillon e-swab (peut être le même que celui du

PV)

Recherche de Mycoplasmes

Endocol 1 écouvillon e-swab (peut être le même que celui du

PV)


E- swab : Température ambiante pendant 48 heures.



RECHERCHE DE MYCOPLASMES

Préconisations

Identiques à celle du prélèvement vaginal.

Matériel

1 E-SWAB ROSE ou 1 E-SWAB ORANGE

Ou flacon stérile d’urine

Méthodologie

Prélèvement sur écouvillon

Effectuer le prélèvement.

Prélèvements liquides (urines, sperme, liquides gastriques)

Récolter les prélèvements liquides dans un flacon stérile.

RECHERCHE DE CHLAMYDIAE TRACHOMATIS, NEISSERIA GONORRHOEAE, MYCOPLASMA

GENITALIUM ET TRICHOMONAS VAGINALIS PAR PCR (recherche d’IST par PCR)

Préconisations

Aucune

Matériel

1 E-SWAB ROSE ou 1 E-SWAB ORANGE

Ou flacon stérile

Méthodologie

La recherche d’IST par PCR peut également s’effectuer sur 1er jet d’urine.

Le premier jet (volume minimum requis 10 ml) des premières urines du matin représente le prélèvement le mieux adapté.

Le recueil est réalisé dans un pot stérile et surtout sans toilette préalable.

Chez la femme

Prélever l’échantillon dès que possible après l’apparition des symptômes.

Déboucher la fiole dans des conditions d’asepsie.

Introduire un écouvillon dans le moyen et briser la tige de l’écouvillon au niveau de la ligne de repère.

Reboucher hermétiquement le flacon.

Chez l’homme

Privilégier le prélèvement de l’urine de 1er jet.


Cf. Prélèvement urétral pour la recherche de Chlamydiae Trachomatis sur prélèvement urétral.


Une fois déchargé, maintenir les échantillons entre +2°C et +8°C.

RECHERCHE DE STREPTOCOQUES B

Préconisations

Identiques à celle du prélèvement vaginal.

Matériel

1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Il ne faut pas poser de speculum après le 6ème mois

Prélever à l’aide d’un écouvillon e-swab au niveau du tiers inférieur du vagin.

Indiquer sur la fiche de suivi le terme de la grossesse.


A température ambiante pendant 48 heures.


FROTTIS CERVICO-VAGINAL (TEST DE DEPISTAGE EN COUCHE MINCE) ou RECHERCHE

DES HPV ONCOGENES (ASCUS)

Préconisation

Suivre les recommandations Biomnis.

Compléter le formulaire Biomnis correspondant.

Matériel

Kit ThinPrep® Pap TestTM contenant :

Brosse cervex

Flacon contenant la solution de conservation (PreservCyt® Solution)

Méthodologie

Recueillir un échantillon de la zone de jonction du col utérin à l’aide de la brosse, dont la zone centrale doit explorer le canal endocervical.

La brosse doit être appuyée suffisamment pour permettre le contact étroit avec la

région exocervicale. Appuyer doucement puis tourner 5 fois dans le sens horaire (2 tours ½ complets).

Rincer la brosse dans le flacon contenant la solution de conservation (PreservCyt® solution) en pressant une dizaine de fois les poils contre le fond du flacon, puis

agiter la brosse vigoureusement pour détacher le reste des cellules recueillies. Jeter la brosse. NE PAS LAISSER LA BROSSE DANS LE FLACON.

Visser le flacon de telle sorte que le trait noir sur le capuchon dépasse le trait sur le flacon.

Identifier lisiblement le nom et le prénom de la patiente sur le flacon.


Conserver et acheminer au laboratoire Biomnis selon leurs recommandations.


TEST DE HUHNER OU TEST POST-COÏTAL



Préconisations

Le prélèvement doit être effectué après une abstinence sexuelle de 3 à 4 jours.

Ne pas utiliser de préservatif.

Le prélèvement doit être effectué en période pré-ovulatoire (1 à 2 jours avant la date prévue d’ovulation :

12 et 13ème jour du cycle).

Le matin du prélèvement, ne pas effectuer de toilette intime.

Le prélèvement est effectué 6 à 12 heures après le rapport sexuel. Après le rapport sexuel, rester allongée le

plus longtemps possible.

Matériel

Gants stériles à usage unique

Un spéculum stérile à usage unique (24 ou 30 mm)

1 aspiglaire ou cathéter IN/OUT

1 fiche de renseignements Test de Hühner (référence PREA – PVT – E 16)

Méthodologie

Il consiste en une aspiration de la glaire endocervicale après nettoyage de l’exocol pour éviter une

contamination par les secrétions vaginales. On recueille une quantité suffisante de glaire cervicale qui est

observée au microscope.

Placer le speculum stérile de façon à bien visualiser le col.

Retirer les sérosités présentes autour et sur l’endocol à l’aide d’un écouvillon sec.

Introduire l’aspiglaire dans le col et aspirer doucement la glaire endocervicale.

Compléter le fiche de renseignements Test de Hühner (aspect du col, état d’ouverture, espect de la

glaire).


Acheminer immédiatement au laboratoire pour observation au microscope.


XI. 3) c Recueil de Sperme

RECUEIL DE SPERME


SPERME



Préconisations

Pour la spermoculture : en dehors de toute antibiothérapie (fenêtre thérapeutique de 5 jours minimum)

Pour le spermogramme et la spermoculture : le prélèvement doit être effectué après une abstinence sexuelle de 2 à 5 jours.

Matériel

Spermogramme : Flacon stérile spécifique CLINISPERM

Spermoculture : Flacon stérile (pot à coproculture ou pot à urine)

Méthodologie

Boire beaucoup d’eau la veille (1 L d’eau le soir et plusieurs verres le matin)

Uriner pour vider complètement votre vessie

Laver vous les mains au savon

Nettoyer le gland et le méat urinaire avec la lingette désinfectante remise par le laboratoire

Recueillir l’éjaculât par masturbation dans le flacon stérile

Identifier le flacon avec votre nom et prénom, la date et l’heure du recueil.

Compléter la présente fiche


Pour le spermogramme, le flacon doit être maintenu au chaud dans du coton pendant le trajet et apporté au

laboratoire dans un délai de 30 minutes. Pour la spermoculture, le flacon doit être acheminé au laboratoire,

le conserver à température ambiante et l’apporter dans les 2 heures suivant le recueil. Il est toujours

préférable de réaliser le prélèvement au laboratoire.


XI. 3) d Prélèvements cutanéo-muqueux

PRELEVEMENTS

CUTANEO-MUQUEUX


PLAIE

Préconisations

L’écouvillonnage est possible sur les lésions non suintantes ou les lésions cutanées superficielles.

Matériel

1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Pour l’examen direct et la mise en culture : Prélever la zone concernée avec un écouvillon e-swab rose.

Puis décharger et casser l’écouvillon dans le milieu associé.

En cas d’abcès fermé, prélever a l’aide d’une seringue


Température ambiante pendant 48 heures.

PUS, SUPPURATIONS SUPERFICIELLES

Préconisations


Matériel

1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Détersion de la zone à prélever.

Pour l’examen direct et la mise en culture : Gratter les squames, écouvillonner les lésions et suintements

apparents.

Puis décharger et casser l’écouvillon dans le milieu associé.




LANGUE (examen bactériologique)

Préconisations

Indiquer si présence de rash cutané, langue blanche ou framboise, contexte de MST, patient immuno-

déprimé.

Matériel

1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Si suspicion de diphtérie : prélever à la périphérie ou sous les fausses membranes.

Si ulcération ou exsudat : prélever à ce niveau.

Pour l’examen direct et la mise en culture : prélever un écouvillon e-swab rose. Une fois le prélèvement

réalisé, décharger et casser l’écouvillon dans le milieu de transport.



OEIL

Préconisations


Pas de toilette locale et de maquillage.

Matériel

1 E-SWAB ORANGE

Méthodologie

Pour l’examen direct et la mise en culture :

Conjonctivite : Frotter au niveau de la conjonctivite et/ou des sécrétions purulentes visibles (de l’angle

externe jusqu’à l’angle interne de l’œil) en fonction de l’aspect des lésions.

Blépharite : Au niveau des croûtes palpébrales et prélever des cils puis les déposer dans un flacon stérile.

Décharger et casser l’écouvillon dans le milieu de transport associé.




RECHERCHE DE DERMATOPHYTES : Squames, Ongles, Cheveux

Préconisations

A distance de tout traitement antifongique (1 semaine).

Matériel

Flacon stérile

Lancette Vitrex Steel

Bistouri ou curette

Pince à épiler

Coupe-ongles

En cas de lésion suintante : 1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Prélever de préférence à la périphérie des lésions des squames à l’aide d’une lancette.

Prélever les cheveux cassés à la pince à épiler en récupérant le bulbe.

Prélever de préférence à la périphérie des lésions cutanées des squames à l’aide d’une lancette.

En cas de teigne, épiler les cheveux susceptibles d’être atteints

Pour les ongles, couper toute la partie de l’ongle atteinte, gratter à la limite de la zone saine avec une

lancette. Déposer l’ongle dans un flacon stérile.

En cas de lésion suintante, écouvillonner le pus et gratter le plancher de la lésion. Prélever un e-swab rose.




XI. 3) e Prélèvements ORL

PRELEVEMENTS

ORL


GORGE (examen bactériologique)

Préconisations


Matériel

1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Éviter de toucher la langue, la luette et la paroi postérieure du pharynx.

Ecouvillonnage des amygdales ou, en leur absence, des piliers du voile du palais et de la paroi postérieure

du pharynx.

Pour l’examen direct et la mise en culture : prélever un écouvillon e-swab rose. Une fois le prélèvement

réalisé, décharger et casser l’écouvillon dans le milieu de transport.




OREILLE

Préconisations


Matériel

1 E-SWAB ORANGE

Méthodologie

Nettoyer l’oreille à l’aide d’un premier écouvillon sec puis effectuer un étalement sur lame.

Pour le Gram et la mise en culture : Effectuer le prélèvement avec l’écouvillon e-swab orange. Puis

décharger et casser l’écouvillon dans le milieu associé.




CRACHAT – EXPECTORATIONS

Préconisations


Eviter la présence de salive qui dilue et contamine le prélèvement.

Matériel

Flacon stérile

Méthodologie

Le matin au réveil après un rinçage buccal et lors d’un effort de toux. Recueillir le crachat dans un flacon

stérile.

Si recherche de mycobactérie (BK) : recueillir au minimum 1 mL de crachat dans un deuxième flacon si

possible.


Température ambiante – Acheminer au laboratoire dans les 2h.

Diagnostic d’infection grippale A et/ou B

Préconisations

Sans objet.

Matériel

1 E-SWAB ROSE

Méthodologie

Insérer l’écouvillon nasal dans la narine présentant le plus de sécrétions sous inspection visuelle.

En effectuant une légère rotation, pousser l’écouvillon jusqu’à rencontrer une résistance au niveau des

cornets (moins de 3 cm dans la narine).

Tourner l’échantillon 3 fois contre la paroi nasale.

Casser l’écouvillon dans le tube puis fermer hermétiquement le tube avec le bouchon correspondant.


A acheminer le plus rapidement possible au laboratoire sinon conserver au réfrigérateur.


NEZ Prélèvement nasal

Matériel

1 E-SWAB ORANGE

Méthodologie

Maintenir la tête du patient inclinée en arrière.

Insérer l’écouvillon dans la narine et le pousser délicatement le plus loin possible, parallèlement au palais.

Le laisser en place quelques secondes puis le retirer lentement en lui imprimant un léger mouvement rotatif.

Procéder de même pour l’autre narine avec le même écouvillon.

Pour le Gram et la mise en culture : prélever un écouvillon e-swab orange. Une fois le prélèvement réalisé, décharger et casser l’écouvillon dans le milieu de transport.



Coqueluche : Entre +2°C et +8°C. A acheminer le plus rapidement possible au laboratoire.


XI. 3) f Autres prélèvements bactériologiques

AUTRES PRELEVEMENTS

BACTERIOLOGIQUES


BMR (Bactérie Multi-Résistante) et BHRe

Méthodologie

Pour tout dépistage de BMR / BHRe, le prescripteur devra impérativement indiquer s’il souhaite :

- Un dépistage de BMR « classique »

- ou si le patient rentre dans le cadre d’une suspicion de BHRe et nécessite donc le recours à des

techniques bactériologiques supplémentaires.

Recherche de BMR : rectal nasal autre : … Suspicion de BHRe, BHR : Oui Non

1) Définitions :

BMR - Bactéries MultiRésistantes :

- SARM Staphylococcus aureus Résitant à la Méticilline

- ESBL Entérobactéries productrices de bétalactamase à spectre étendu

- PARC Pseudomonas aeruginosa résistant à la ceftazidime

- ABRI Acinetobacter baumanii résistant à l’imipénème

BHRe : Bactéries Hautement Résistantes aux antibiotiques émergentes :

- ERG : Enterococcus sp résistants aux glycopeptides

- EPC : Entérobactéries productrices de carbapénémase

2) Quels sont les patients suspectés d’être porteur de BHRe ?

Patient ayant eu dans les 12 derniers mois une hospitalisation de plus de 24h à l’étranger quelque

soit le secteur (dialyse comprise)

Patient transféré d’un ES français et ayant été en contact avec un porteur de BHRe

Patient ré-hospitalisé ou admis dans une structure type EHPAD et ayant été antèrieurement connu

porteur de BHRe

Patient ré-hospitalisé ou admis dans une strucutre type EHPAD et ayant été au contact d’un cas

porteur d’une BHRe

3) Comment prélever ?

Quelque soit le dépistage réalisé, le prélèvement s’effectue sur des écouvillons E-SWAB ROSE

.

- Le dépistage des SARM se fait sur un écouvillonnage nasal,

- Le dépistage des autres BMR et BHRe se fera sur un écouvillonnage rectal (voir sur une plaie

chronique dans certains cas).

écouvillonnage rectal : vérifier visuellement la présence de matières fécales sur l’écouvillon. Le patient pourra réaliser lui-même le prélèvement.

Seuls les écouvillons présentant à l’œil nu de la matière fécale seront acceptés par le laboratoire.

Ne pas hésiter à réitérer un dépistage BMR revenu négatif en cas de forte suspicion de portage de

BMR et/ou de BHRe.

Conservation et acheminement Température ambiante pendant 48 heures.


LCR Liquide Céphalo-Rachidien

Préconisations

A réaliser de préférence avant toute antibiothérapie.

Matériel

1 Flacon stérile

Méthodologie

Prélever quelques mL de LCR selon les recommandations en vigueur dans un flacon stérile.


Température ambiante. A acheminer dans les 2 heures.

LIQUIDES D’EPANCHEMENT Liquide de ponction, articulaire, pleural, ascite, drainage, …

Préconisations

Sans objet.

Matériel

Tube sec

Tube héparine ou citrate

Flacon stérile

Méthodologie

Détersion de la zone à prélever.

Aspirer le maximum de sérosités à l’aide de la seringue, fractionner dans un tube Héparine ou citrate, dans

un tube chimie (sec) et dans un flacon stérile.


Température ambiante. A acheminer dans les 2 heures.

MYCOBACTERIES BK

Préconisations

A distance de tout traitement antibiotique (fenêtre thérapeutique de 5 jours minimum).

Répéter le prélèvement sur 3 jours consécutifs.

Matériel

Flacon stérile


Remarque : Ne jamais ensemencer de recherche de mycobactéries à partir d’un tube EDTA (ceci

inhibe la croissance des mycobactéries)

Méthodologie

Sécrétions broncho-pulmonaires :

Eviter toute contamination salivaire.

Recueillir le premier crachat du matin avant le lever (si possible à jeûn).

Urines :

Restriction hydrique la nuit.

Recueillir le lendemain matin la totalité des urines de la nuit.

Tissus, Abcès :

Recueillir stérilement une fraction de tissus ou ponctionner l’abcès après désinfection.

Les écouvillonnages sont interdits.


Température ambiante. A acheminer au laboratoire le plus rapidement possible.

CATHETER, STERILET, MATERIEL A DEMEURE

Préconisations

Sans objet.

Matériel

Flacon stérile

Méthodologie

Déposer de façon stérile un bout de matérielou la totalité


Température ambiante. A acheminer dans les 2 heures


XII. SOUS-TRAITANCE DES PRELEVEMENTS

Le Laboratoire Biomnis est notre principal sous -traitant.

Le laboratoire Cerba est utilisé pour le dosage des Phosphatases Acides Prostatiques, l’hydroxyprolinurie,

et ponctuellement quelques Chromes sanguins ;

Le CHU de Rennes pour le dosage des polyamines érythrocytaires ;

Le CHU de Bicêtre (CNR) pour la recherche de carbapénémases

Le laboratoire Toxilabo pour le dosage des acides méthylhippuriques ;

Le laboratoire de la Pitié salpétrière pour la toxoplasmose ;

L’institut Pasteur comme centre d’expertise en microbiologie pour recherche de Shigella et Salmonella

Les informations concernant les règles et contraintes liées à ces prélèvement sont accessibles sur leur site :

Nom du

laboratoire sous-

traitant

Adresse Email/site N°

accréditation

Cerba 95066 Cergy Pontoise

[email protected]

http://www.lab-cerba.com/index.php/fr/es

pace-biologiste

N° 8-0945

Biomnis 78 avenue de Verdun

94200 Ivry sur Seine

www.biomnis.com

http://www.biomnis.com/s

ervices/referentiel-des-examens/

N° 8-3210 et

8-1973

Laboratoire de

parasitologie de la Pitié salpêtrière

47 Bd de l’hôpital

75651 paris cedex 13

[email protected]

http://fr.calameo.com/read/004021827000a976e1d18

N° 8-3253

Institut pasteur 25-28 rue du Dr Roux 75724

paris cedex 15

[email protected]

[email protected]

https://www.pasteur.fr/fr/s

ante-publique/CNR

N°8-2588

CHU de Rennes 2 rue Henri le Guilloux

35033 Rennes Cedex 2

http://manuelprelevement.

chu-rennes.fr/sections/manuel_

prelevement/contactez-

nous

N° 8-3366

CHU de Bicêtre 78 rue du général Leclerc

94270 Le Kremlin Bicêtre

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http://www.cnr-resistance-antibiotiques.fr/modalites-denvoi-des-souches-1.html

N° 8-3358

Toxilabo

Rue Adolphe Bobière

La gérandière BP 52 302

44323 Nantes Cedex 3

[email protected]

http://www.toxilabo.fr/prestations/

N° 8-2528

mailto:[email protected]








XIII. ELIMINATION DES DECHETS

L’élimination des déchets est sous la responsabilité du préleveur.

Les préleveurs des établissements de soins suivent les directives définies par leur établissement.

Lors de l’étape de prélèvement, il apparaît trois types de déchets :

Les DASRI (Déchet d’activité de soins à risque infectieux et assimilés) piquants-coupants-

tranchants (PCT) : aiguilles, lancettes, lames, bistouri.

Les DASRI (Déchet d’activité de soins à risque infectieux et assimilés) solides « mous » : coton,

compresses, seringues souillées, speculum, gants

Les DAOM (Déchets assimilables aux ordures ménagères) : papier, emballage non souillés.

Matériel utilisé :

DASRI PCT

Collecteur

plastique 0,6L

Collecteur

plastique 2L

DASRI « mous »

DAOM

Sac blanc Sac jaune Carton avec plastique

intérieur Sac noir


XIII. 1) DASRI piquants-coupants-tranchants

Ces déchets sont collectés uniquement dans des collecteurs en plastique jaune (0,6 L ou 2L) répondant à

la norme AFNOR X 30-500.

Ces collecteurs comprennent le symbole « Risque biologique » et une étiquette délimitant le niveau de

remplissage maximum à respecter.

Remarque : lors des prélèvements à domicile, aucun déchet potentiellement contaminé n’est laissé chez le

patient.

Attention : le recapuchonnage des aiguilles est interdit.

XIII. 2) DASRI solides « mous »

Les déchets solides mous peuvent être recueillis :

Dans des sacs plastiques jaunes ou blancs (uniquement pour les préleveurs internes)

Dans des cartons avec plastique intérieur répondant à la norme NF EN 12740.

Au laboratoire et sur les chariots de prélèvements du centre cardiologique d’Evecquemont, des poubelles

de petites tailles identifiées « déchets contaminés » sont présentes dans les salles de prélèvements. Elles

contiennent des sacs blancs.

La couleur blanche correspondant aux déchets contaminés. Tous les soirs, l’agent d’entretien élimine ces

sacs blancs dans un fût plastique jaune.

En l’absence de sacs blanc ou jaunes et de cartons, les déchets contaminés « mous » sont recueillis dans

un collecteur jaune piquants-coupants-tranchants.

XIII. 3) DAOM (déchets assimilables aux ordures ménagères)

Les poubelles utilisées pour recueillir les déchets ménagers contiennent des sacs noirs non identifiés de

mentions spécifiques.

Ils sont éliminés par le circuit des ordures ménagères. Le déchet d’activité de soins à risque infectieux (DASRI) est défini par le code de la santé publique : titre

Ier, livre Ier, chapitre V-III, article R.44-1 (Décret n°97-1048 du 6 novembre 1997) : « Les déchets

d’activités de soins sont les déchets issus des activités de diagnostic, de suivi et de traitement préventif,

curatif ou palliatif, dans les domaines de la médecine humaine et vétérinaire … ».

Le non-respect de l’élimination des déchets contaminés expose le personnel au risque

d’AES (Accident d’exposition au sang).


XIV. CONDUITE A TENIR EN CAS D’AES (ACCIDENT D’EXPOSITION AU SANG)

Les établissements de soins et les infirmiers libéraux suivent les instructions définies par leur direction.

Un AES se définit comme un contact avec du sang ou un produit biologique contaminé par du sang,

comportant une effraction cutanée (piqûre, coupure) ou une projection sur muqueuse (yeux, bouche) ou

peaux lésée.

XIV. 1) a Soins immédiats

XIV. 1) a. i. En cas de coupure ou piqûre septique

Lavage immédiat à l’eau puis au savon

Trempage dans un antiseptique chloré pendant au moins 5 minutes avec :

o Unidose de 60 mL de Dakin Cooper

o Ou eau de javel à 2,6% fraîchement diluée (1 berlingot de 250 mL dans 1 L d’eau)

XIV. 1) a. ii. En cas de projection sur les muqueuses

Rinçage immédiat à l’eau courante ou au sérum physiologique pendant au moins 5 minutes

XIV. 1) b Consulter le plus rapidement possible un médecin

Consulter le plus rapidement possible (dans l’heure) le médecin des urgences de l’établissement le

plus proche

pour évaluer l’importance du risque infectieux et obtenir, si besoin, la prescription d’un traitement

chimioprophylactique (à débuter le plus tôt possible dans les 4 heures) et d’un suivi sérologique

adapté

NB : Il est important d’obtenir autant que possible le statut sérologique du patient-source vis-à-vis

des virus transmissibles par le sang et les liquides biologiques.

Si les sérologies ne sont pas dans le dossier patient : prescription en urgence par le médecin du

référent des sérologies antigène HBs, anticorps anti HCV et anticorps anti HIV avec le

consentement éclairé de celui-ci s’il est conscient.

XIV. 1) c Déclaration de l’AES

Déclarer l’AES au plus tard dans les 24h :

o à l’employeur, qui transmettra la déclaration à l’organisme compétent selon les régimes de couverture sociale.

o à la médecine du travail pour la mise en place d’un suivi adapté.

Suivi sérologique la 1ère sérologie est à effectuer dans un délai maximal de 7 jours après

l’AES, puis le suivi est adapté au risque.

http://www.atousante.com/accidents-travail/formalites-effectuer/


XV. CONDUITE A TENIR EN CAS DE MISE EN ISOLEMENT SEPTIQUE D’UN PATIENT

Il existe 2 types d’isolement septique dans nos établissements de soins : - isolement CONTACT : pour prévenir les transmissions croisées des porteurs de BMR (bactéries

multirésistantes) et BHRe (bactéries hautement résistantes aux antibiotiques émergentes) avec les

patients non porteurs.

- isolement AIR OU GOUTTELETTES : pour limiter la diffusion de l’infection aux individus non

infectés (autres patients du service, visiteurs, personnel médical). Cela concerne les patients atteints de

tuberculose pulmonaire (la durée de l’isolement est décidée au cas par cas par l’établissement de soins)

Comment repérer un patient mis en isolement septique ?

un chariot adaptable se situe juste à l’entrée de la chambre accompagné d’une signalétique

spécifique.

En fonction du risque, différents matériels sont à disposition sur ce chariot :

isolement CONTACT isolement AIR OU GOUTTELETTES

précautions standards du laboratoire hygiène des mains avec SHA (solution hydro alcoolique) à l’entrée et à la sortie de la chambre

tablier = surblouse à mettre avant d’entrer dans la chambre et à retirer en sortant (des poubelles

sont prévues sur les chariots adaptables à cet effet)

précautions standards du laboratoire hygiène des mains avec une SHA (solution hydro alcoolique) avant d’entrer dans la chambre et à

la sortie à l’extérieur après avoir retiré le

masque.

port du masque à mettre avant d’entrer dans la chambre et à retirer en sortant.

Règles générales :

- Prélever le patient porteur de BMR ou BHRe en dernier

- Ne pas entrer dans la chambre avec le chariot de prélèvements

- Des DASRI sont à disposition dans les chambres

XVI. TRANSPORT DES ECHANTILLONS

XVI. 1) Règlementation

Les échantillons biologiques en vue d’une analyse sont classés dans la catégorie n° UN 3373 « Matière

biologique, catégorie B » : matières infectieuses contenant des agents biologiques ne provoquant pas une

invalidité permanente ou une maladie mortelle / potentiellement mortelle pour l’homme et l’animal.

Le conditionnement des échantillons et les modalités de transport permettent de maîtriser les points

suivants :

Confidentialité

Intégrité de l’échantillon

Intégrité des analytes

Sécurité des personnes.


XVI. 2) Conditionnement pour le transport

XVI. 2) a Transport des échantillons

Le laboratoire a mis en place des boîtes de transport MoveBox afin de transporter les échantillons inter-

laboratoires :

Conforme à la règlementation ADR version 2009 – instruction P650 pour le transport des

échantillons biologiques de catégorie B.

Répond aux exigences règlementaires et normatives : GBEA II version 2002 et Norme NF EN ISO

15189 version 2012.

Tous les conditionnements (mallettes, boîtes et sachets) sont identifiés avec le nom, l’adresse et le numéro

de téléphone du laboratoire émetteur.

XVI. 2) b Cas particuliers des domiciles

Il est interdit de rassembler plusieurs échantillons provenant de plusieurs patients dans le même emballage.

La prescription doit être accompagnée d’un emballage unitaire contenant les échantillons correspondant à

un seul patient.

XVI. 2) c Cas particuliers des urgences

Pour les établissements de soins, les échantillons doivent être conditionnés dans des boîtes unitaires

fournies par le laboratoire.

XVI. 3) Maîtrise des températures de transport

Pour les transports réalisés par le laboratoire ou les IDE libéraux, les équipements isothermes (mallettes)

choisis protègent les échantillons des écarts de température pour un transport n’excédant pas 3 heures.

Pour les transports réalisés par des sociétés de transport ou un coursier externe au laboratoire, la maîtrise

des températures est contractuelle.

XVI. 4) Maîtrise des délais d’acheminement

Les plans de tournée avec horaires de passage sont définis en interne et de manière contractuelle.

Chaque dépot au laboratoire est tracé à l’aide du formulaire PREA – ECH – E 23.

Un système de colisage a été mis en place en interne au niveau de chaque site du laboratoire afin de tracer

chaque étape du circuit de chaque échantillon : depuis la création de la demande jusqu’à leur réception au

plateau technique (les échantillons changent d’état progressivement (à envoyer, à accepter, accepté, bloqué,

rejeté) : chaque étape est tracée dans le SIL. L’heure et la personne responsable des expéditions sont

également tracées.


XVI. 5) Acheminement des urgences hors délai

Les prélèvements urgents prélevés en ville après le dernier passage du coursier seront acheminés par le

biologiste sur décision du biologiste soit sur le plateau technique soit sur le site d’urgence.

Les prélèvements urgents prélevés dans les établissements de soins après le dernier passage du coursier

seront acheminés conformément aux instructions internes de chaque établissement.

Chaque dépot au laboratoire est tracé à l’aide du formulaire PREA – ECH – E 23.

XVI. 6) Comment les établissements de soins peuvent-ils joindre le laboratoire

pendant les périodes de garde ?

La période de garde est définie comme suit : la nuit (à partir de 19h00 jusqu’à 07h00), le Samedi après-

midi à partir de 13h00 et les Dimanche et jours fériés.

Période de garde Numéro de téléphone

La nuit (7j/7) 06.85.96.28.46

Dimanche et jour fériés (journée) 06.13.12.66.76

Samedi après-midi (CCE, CHPM, CCA) 06.85.96.28.46

Samedi après-midi (Dialyse, Menucourt, APARC, MAS) 01.30.94.11.58


XVII. DOCUMENTS ANNEXES

Les documents annexes ne font pas partie intégrante du manuel de prélèvement afin d’éviter une réédition

systématique du manuel complet à chaque changement de version d’un de ces documents annexes.

Le personnel préleveur sera tout de même informé de toute modification apportée aux documents annexes.

Liste des analyses du laboratoire DPM Diagnostics

Attestation d’identification du prélèvement

Fiche de signalement de prélèvement(s) urgent(s)

Stabilité, réanalyse et conservation des échantillons analysés par le laboratoire

Recommandations pour les prélèvements sanguins et urinaires

Formulaire de demande d’analyses d’immuno-hématologie

Préconisations patients pour les prélèvements


XVIII. BIBLIOGRAPHIE

Recommandations techniques pour l’utilisation des seringues à remplissage automatique PICO70

RADIOMETER

RCP Dakin Cooper Stabilisé

FIP-2012 Bon Usage des Antiseptiques

Guide des examens de Biologie médicale Biomnis

Fiches techniques OPRAGARD (collecteur DASRI)

Notice FR-2012-01 Mycofast screening revolution

Notice REMEL Micro-Test M4RT Moyens Multi-microbes

Notice Inverness medical Inflenza A&B Test

Notice

KA10P Notice ThinPrep

Notice SafetyLok BD

Documentation BD Recueil des urines

Fiche Ordre de prélèvement BD 5Recommandations CLSI (NCCLS), Déc. 2007, Doc. H3-A6 et GEHT

2007 (www.geht.org)

Extrait CLSI H3A5 BloodCollection OrderOfDraw BD

Dossier de support phase d’accréditation BD

SF2H Guide d’hygiène en laboratoire de biologie médicale 2007

Tietz et al., 2006 (4ieme édition)

M Zurcher et al, Thrombosis Haemostasis 2008; 99: 416-426

Dongbo J Z et al. clinical chemistry 44:6 1325-1333 (1998)

OMS

Oddoze C et al. , clinical chemistry, 45 (2012) 464-469

Manuel de prelevement hopital de Toulouse

JPM Wilders, Letters to the editors 55:8, 1584-1595, 2009, Clinical chemistry

Fiches techniques écouvillons e-swab

REMIC 2015

http://www.geht.org/

Documents

Manuel de Prélèvement - dpmdiag · Historique des versions du document Version Date Evolution version 05 06/11/2017 Prise en compte de conditions pré-analytiques liées à la plombémie