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VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2016 - Thèse n°119
CONTRIBUTION A L’ETUDE DE L’USAGE DES
ANTIBIOTIQUES EN FILIERES AVIAIRES ET AUX
CONSEQUENCES DE CET USAGE EN MATIERE
D’ANTIBIORESISTANCE
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I
(Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 16 décembre 2016
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
MATEO Clélia
Née le 08 novembre 1989
à Lyon (69)
VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2016 - Thèse n°119
CONTRIBUTION A L’ETUDE DE L’USAGE DES
ANTIBIOTIQUES EN FILIERES AVIAIRES ET AUX
CONSEQUENCES DE CET USAGE EN MATIERE
D’ANTIBIORESISTANCE
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I
(Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 16 décembre 2016
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
MATEO Clélia
Née le 08 novembre 1989
à Lyon (69)
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LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE DE LYON Mise à jour le 09 juin 2015
Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade
M. ALOGNINOUWA Théodore UP Pathologie du bétail Professeur
M. ALVES-DE-OLIVEIRA Laurent UP Gestion des élevages Maître de conférences
Mme ARCANGIOLI Marie-Anne UP Pathologie du bétail Maître de conférences
M. ARTOIS Marc UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
M. BARTHELEMY Anthony UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel
Mme BECKER Claire UP Pathologie du bétail Maître de conférences
Mme BELLUCO Sara UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences
Mme BENAMOU-SMITH Agnès UP Equine Maître de conférences
M. BENOIT Etienne UP Biologie fonctionnelle Professeur
M. BERNY Philippe UP Biologie fonctionnelle Professeur
Mme BERTHELET Marie-Anne UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Mme BONNET-GARIN Jeanne-Marie UP Biologie fonctionnelle Professeur
Mme BOULOCHER Caroline UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. BOURDOISEAU Gilles UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
M. BOURGOIN Gilles UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. BRUYERE Pierre UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences
M. BUFF Samuel UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences
M. BURONFOSSE Thierry UP Biologie fonctionnelle Professeur
M. CACHON Thibaut UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. CADORE Jean-Luc UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur
Mme CALLAIT-CARDINAL Marie-Pierre UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. CAROZZO Claude UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. CHABANNE Luc UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur
Mme CHALVET-MONFRAY Karine UP Biologie fonctionnelle Professeur
M. COMMUN Loic UP Gestion des élevages Maître de conférences
Mme DE BOYER DES ROCHES Alice UP Gestion des élevages Maître de conférences
Mme DELIGNETTE-MULLER Marie-Laure UP Biologie fonctionnelle Professeur
M. DEMONT Pierre UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
Mme DESJARDINS PESSON Isabelle UP Equine Maître de conférences Contractuel
Mme DJELOUADJI Zorée UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
Mme ESCRIOU Catherine UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences
M. FAU Didier UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur
Mme FOURNEL Corinne UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur
M. FREYBURGER Ludovic UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. FRIKHA Mohamed-Ridha UP Pathologie du bétail Maître de conférences
Mme GILOT-FROMONT Emmanuelle UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
M. GONTHIER Alain UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
Mme GRAIN Françoise UP Gestion des élevages Professeur
M. GRANCHER Denis UP Gestion des élevages Maître de conférences
Mme GREZEL Delphine UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. GUERIN Pierre UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Professeur
Mme HUGONNARD Marine UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences
M. JUNOT Stéphane UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. KECK Gérard UP Biologie fonctionnelle Professeur
M. KODJO Angeli UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
Mme LAABERKI Maria-Halima UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. LACHERETZ Antoine UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
Mme LAMBERT Véronique UP Gestion des élevages Maître de conférences
Mme LATTARD Virginie UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences
Mme LE GRAND Dominique UP Pathologie du bétail Professeur
Mme LEBLOND Agnès UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
Mme LEFRANC-POHL Anne-Cécile UP Equine Maître de conférences
M. LEPAGE Olivier UP Equine Professeur
Mme LOUZIER Vanessa UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences
M. MARCHAL Thierry UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur
M. MOUNIER Luc UP Gestion des élevages Maître de conférences
M. PEPIN Michel UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
M. PIN Didier UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences
Mme PONCE Frédérique UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences
Mme PORTIER Karine UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Mme POUZOT-NEVORET Céline UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Mme PROUILLAC Caroline UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences
Mme REMY Denise UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur
Mme RENE MARTELLET Magalie UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences stagiaire
M. ROGER Thierry UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur
M. SABATIER Philippe UP Biologie fonctionnelle Professeur
M. SAWAYA Serge UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. SCHRAMME Serge UP Equine Professeur associé
Mme SEGARD Emilie UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel
Mme SERGENTET Delphine UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
Mme SONET Juliette UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel
M. THIEBAULT Jean-Jacques UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences
M. TORTEREAU Antonin UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences stagiaire
M. VIGUIER Eric UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur
Mme VIRIEUX-WATRELOT Dorothée UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences Contractuel
M. ZENNER Lionel UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur
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5
REMERCIEMENTS
A Monsieur le Professeur François GUEYFFIER
De la faculté de médecine de Lyon
Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse.
Hommages respectueux.
A Monsieur le professeur Philippe BERNY
De VetAgro Sup - Campus Vétérinaire de Lyon
Pour avoir accepté de participer à ce travail malgré les délais, pour la lecture consciencieuse
ainsi que les corrections apportées.
Très sincères remerciements.
A Madame le professeur Denise REMY
De VetAgro Sup - Campus Vétérinaire de Lyon
Pour nous avoir fait l’honneur de participer à notre jury de thèse, ainsi que toute l’aide précieuse
apportée dès la naissance de ce sujet et son dévouement à toute épreuve.
Sincères remerciements.
6
7
Pour mes petits parents, pour ce que je suis aujourd'hui, pour les petites attentions, pour le confort de
vie offert qui m'a permis de grandir sans inquiétudes matérielles, pour les cours d'équitation, pour les
vacances dans le Vercors et ailleurs, les cadeaux, mais surtout votre présence à toute épreuve ! Merci !
Pour Mamie des Vosges qui est au ciel, je ne peux que te remercier pour ta chaleur et ta générosité sans
pareils pendant toute ma vie. Pour toutes nos conversations sur les animaux et ton merveilleux accueil
pendant les vacances, les révisions du concours véto et mes stages, même si tu n'en avais rien à fiche de
l'antibiorésistance chez les volailles, il y a un peu de toi dans mon diplôme et cette thèse. Tu me manques.
Toute ma reconnaissance du fond du cœur.
Pour ma famille de Lyon, les oncles, tantes et supers cousines, pour les repas de Noël toujours trop
garnis, les jeux, les matchs de rugby, ces répliques de films mille fois répétées mais toujours aussi drôles,
tous ces instants si simples mais qui nous unissent fortement depuis des années.
Pour mes amies de prépa, Cécile ma co-fondatrice et jumeau de main, Marie la mascotte et Elodie le
fossile, car avant l’école il y a eu ces difficiles mais chouettes années avec vous, merci pour votre folie,
nos rigolades, nos restos et nos grands n’importe-quoi ! N’oubliez pas l’essentiel : le gras, c’est la vie.
Aurélie, dans les bons comme les mauvais moments, pour m'avoir ramassée à la cuillère si souvent,
avec ton caractère solide tu iras loin c'est évident ! Malgré la distance, j’espère que nous continuerons à
râler ensemble.
Alexandra, merci pour les promenades à dos de gros poney, les balades de toutous, les chips devant la
télé et nos vacances, pour tous les cours de surf que nous prendrons encore et les churros et glaces au
Baileys que nous mangerons !
Mon groupe de clinique de 3A, merci pour tous ces bons moments autour d'un repas, d'une vache à
échographier, d’une raclette en Savoie ou d’un gâteau de fin de rotation !
Florine pour tous les repas et les bières chez toi, et le Club Poule qui m’a évidemment dirigée vers la
volaille !
La team volailles, pour tous ces supers instants posés, théseux, sportifs ou alcoolisés à Nantes, Toulouse
et au Canada, c'était dont ben l'fun avec vous ! On se donne rendez-vous tous les ans à Saint-Malo ou
ailleurs !
Sezny et Charlène, vivement la prochaine chouille mes mignons !
Pour tous mes maitres de stage et profs d’aviaire qui m'ont appris le métier. Pour Ariane qui a bien
failli me diriger vers la canine. Pour tous ceux qui m'ont fait découvrir la volaille avec une attention
particulière pour l'équipe de rêve au laboratoire des Herbiers, et surtout Antoine et toute l’équipe
volailles de Malestroit, je ne partais de rien mais je suis là grâce à vous !
Les chevaux qui ont traversé ma vie, qui ont renforcé mon amour des animaux, qui m'ont permis de
m'évader dans les moments de tristesse, pour tout le bien, le calme et l'équilibre qu'ils m’apportent.
Mes chats, ma Lulu et Doudou le « petit » chat noir, plein de caresses à vous mes félins sauvages.
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9
Table des matières
Table des tableaux ................................................................................................................................. 15
Tables des figures .................................................................................................................................. 16
Table des abréviations........................................................................................................................... 18
INTRODUCTION ..................................................................................................................................... 19
PARTIE 1 ................................................................................................................................................ 21
LES USAGES DES ANTIBIOTIQUES EN FILIERES AVICOLES ..................................................................... 21
1. Préambule ................................................................................................................................. 21
1.1 Définitions ......................................................................................................................... 21
1.1.1 Anti-infectieux ou antimicrobiens ............................................................................. 21
1.1.2 Antibiotiques ............................................................................................................. 21
1.2 Classifications des antibiotiques ....................................................................................... 21
1.3 Prescripteurs et dispensateurs des antibiotiques vétérinaires ......................................... 22
1.3.1 Prescription du médicament vétérinaire .................................................................. 22
1.3.2 Ayants droits du médicament vétérinaire ................................................................. 23
1.3.3 Dispensation du médicament vétérinaire ................................................................. 23
1.4 Antibiotiques utilisés comme « promoteurs de croissance » ........................................... 23
2. Pharmacologie des antibiotiques utilisés en filières aviaires .................................................... 27
2.1 Propriétés chimiques des antibiotiques ............................................................................ 27
2.1.1 Structure chimique .................................................................................................... 27
2.1.2 pKa, solubilité et ionisation ....................................................................................... 27
2.2 Antibiotiques et bâtiments d’élevage ............................................................................... 29
2.2.1 pKa et solubilité dans l’eau de boisson ..................................................................... 29
2.2.2 Interactions avec le biofilm ....................................................................................... 29
2.2.3 Interactions avec les biocides .................................................................................... 30
2.2.4 Dureté de l’eau .......................................................................................................... 30
2.2.5 Améliorer la solubilité des traitements ..................................................................... 30
2.3 Pharmacocinétique chez les oiseaux (LANDONI et al., 2015 et ANADON et al., 2015) .... 30
2.3.1 Cavité orale ................................................................................................................ 31
2.3.2 Œsophage et jabot .................................................................................................... 31
2.3.3 Estomac ..................................................................................................................... 31
2.3.4 Intestins ..................................................................................................................... 32
2.3.5 Métabolisme hépatique ............................................................................................ 33
2.3.6 Elimination rénale ..................................................................................................... 33
2.3.7 Tableau récapitulatif ................................................................................................. 34
10
2.4 Pharmacodynamie ............................................................................................................. 36
2.4.1 Activité : bactériostatique ou bactéricide ................................................................. 36
2.4.2 Mécanismes d’actions ............................................................................................... 36
2.4.3 Spectres d’activité ..................................................................................................... 37
2.4.4 Mode d’action : concentration ou temps-dépendant ............................................... 38
2.4.5 Notions de Concentration Minimale Inhibitrice (CMI) et de Concentration Minimale
Bactéricide (CMB) ...................................................................................................................... 38
2.5 Paramètres pharmacocinétiques et pharmacodynamiques de prédiction de l’efficacité
d’un traitement antibiotique......................................................................................................... 39
2.5.1 Les paramètres PK/PD ............................................................................................... 39
2.5.2 Modes d’actions des antibiotiques et indices d’efficacité ........................................ 40
2.6 Bactéries sur lesquelles agissent les antibiotiques et conséquences ............................... 40
2.7 Résidus et temps d’attente ............................................................................................... 41
2.7.1 Limites maximales de résidus .................................................................................... 41
2.7.2 Temps d’attente ........................................................................................................ 41
3. Spécificités de l’antibiothérapie en filières avicoles ................................................................. 42
3.1 Traitements de groupes .................................................................................................... 42
3.1.1 Groupe ....................................................................................................................... 42
3.1.2 Métaphylaxie ............................................................................................................. 44
3.1.3 Conséquences économiques d’un épisode bactérien en élevage ............................ 45
3.2 Equipements d’élevages et personnel .............................................................................. 45
3.2.1 Voies d’administration .............................................................................................. 45
3.2.2 Eau de boisson ........................................................................................................... 46
3.2.3 Aliments médicamenteux .......................................................................................... 47
3.2.4 Injection ..................................................................................................................... 47
3.3 Diagnostic d’une maladie bactérienne (BERTIN, 2013) ..................................................... 48
4. Antibiothérapie par filières et par espèces ............................................................................... 51
4.1 Choix de l’antibiotique (BERTIN, 2013) ............................................................................. 51
4.2 Cadre de l’utilisation des antibiotiques en élevages ......................................................... 52
4.3 Principales maladies bactériennes et leurs traitements chez les volailles ........................ 53
4.3.1 Infections à Escherichia coli (GUERIN et al., 2012-a et SAIF, 2003-a) ....................... 53
4.3.2 Infections à mycoplasmes (GUERIN et al., 2012-b, KEMPF, 2015 et SAIF, 2003-c) ... 55
4.3.3 Clostridioses (GUERIN et al., 2012-c et SAIF 2003-d) ................................................ 56
4.3.4 Pasteurelloses (GUERIN et al., 2012-4d et SAIF, 2003-b) .......................................... 58
4.3.5 Riemerellose (GUERIN et al., 20012-e) ...................................................................... 59
4.3.6 Infections à Enterococcus spp. (GUERIN et al., 2012-g et BALLOY, 2015) ................. 59
11
4.3.7 Infections à Ornithobacterium rhinotracheale (GUERIN et al., 2012-f et SAIF, 2003-b)
……………………………………………………………………………………………………………………………...60
4.3.8 Infections à Brachyspira spp. (ROBINEAU, 2015) ...................................................... 61
4.3.9 Infections à Streptococcus gallolyticus (GUERIN et al., 2012-h) ............................... 61
4.3.10 Staphylococcies (GUERIN et al., 2012-h) ................................................................... 62
4.3.11 Botulisme aviaire (SMITH, 2015) ............................................................................... 63
4.3.12 Chlamydiose aviaire (GUERIN et al., 2012-j) ............................................................. 63
4.4 Bilan ................................................................................................................................... 64
5. Suivi des ventes et de l’utilisation d’antibiotiques en France ................................................... 65
5.1 Suivi des ventes d’antibiotiques à destination des volailles en France ............................. 65
5.1.1 Cadre réglementaire .................................................................................................. 65
5.1.2 Principe en France ..................................................................................................... 65
5.1.3 Méthodes .................................................................................................................. 65
5.1.4 Indicateurs ................................................................................................................. 65
5.1.5 Résultats pour les filières avicoles et discussions (ANSES-ANMV, 2015 et 2016) ..... 67
5.2 Suivi de l’usage des antibiotiques en élevages ................................................................. 69
5.3 Variabilité des usages entre élevages ............................................................................... 70
5.3.1 Facteurs zootechniques influençant les usages ........................................................ 70
5.3.2 Facteurs non zootechniques influençant les usages ................................................. 71
Conclusion de la PARTIE 1 ................................................................................................................. 71
PARTIE 2 ................................................................................................................................................ 73
L’ANTIBIORESISTANCE DANS LES FILIERES AVICOLES ........................................................................... 73
1. Généralités ................................................................................................................................ 73
1.1 Définitions ......................................................................................................................... 73
1.1.1 Résistance naturelle .................................................................................................. 73
1.1.2 Résistance acquise ..................................................................................................... 73
1.2 Histoire .............................................................................................................................. 74
1.3 Support génétique et transfert des résistances ................................................................ 74
1.4 Existence des résistances dans le milieu ........................................................................... 76
1.5 Résistances croisées .......................................................................................................... 76
1.6 Co-sélection ....................................................................................................................... 76
1.7 Niveaux de résistances ...................................................................................................... 77
1.8 Coût biologique de la résistance ....................................................................................... 77
1.9 Méthodes de mesures de la sensibilité des bactéries ....................................................... 78
1.9.1 Méthode qualitative : diffusion en milieu gélosé...................................................... 78
1.9.2 Méthodes quantitatives ............................................................................................ 80
12
1.9.3 Lecture de l’antibiogramme ...................................................................................... 80
1.9.4 Utilités individuelle et collective de l’antibiogramme ............................................... 80
1.10 Notions de criticité ............................................................................................................ 80
1.10.1 Critères de l’OMS ....................................................................................................... 81
1.10.2 Critères de l’OIE ......................................................................................................... 81
1.10.3 Arrêté du 18 mars 2016 fixant la liste des antibiotiques critiques disponibles en
médecine vétérinaire ................................................................................................................ 82
2. Mécanismes et supports génétiques des résistances ............................................................... 83
2.1 Résistance aux tétracyclines .............................................................................................. 83
2.2 Résistance aux sulfamides ................................................................................................. 83
2.3 Résistance aux quinolones ................................................................................................ 84
2.4 Résistance à la colistine ..................................................................................................... 85
2.5 Résistance aux macrolides et apparentés ......................................................................... 85
2.6 Résistance aux aminosides ................................................................................................ 86
2.7 Résistance aux ß-lactamines ............................................................................................. 86
2.8 Résistance aux pleuromutilines ......................................................................................... 88
3. Facteurs influençant l’apparition des résistances en élevages avicoles ................................... 88
3.1 Diminution de la quantité d’antibiotique absorbée et résistance chez les bactéries
pathogènes .................................................................................................................................... 88
3.1.1 Postulats .................................................................................................................... 88
3.1.2 Sous-dosage de l’antibiotique ................................................................................... 89
3.1.3 Diminution de la disponibilité de l’antibiotique ........................................................ 89
3.1.4 Diminution de la consommation de l’antibiotique ................................................... 90
3.1.5 Diminution de la résorption orale ............................................................................. 90
3.1.6 Bilan ........................................................................................................................... 91
3.2 Voies d’administrations et résistances .............................................................................. 91
3.2.1 Voie orale .................................................................................................................. 91
3.2.2 Voies parentérales ..................................................................................................... 92
3.2.3 Bilan ........................................................................................................................... 93
3.3 Schéma thérapeutique et résistance ................................................................................ 93
3.3.1 « Frapper vite » et résistances (FERRAN et al., 2010) ............................................... 93
3.3.2 « Frapper fort » et résistances (FERRAN et al., 2010) ............................................... 95
3.3.3 « Frapper longtemps » et résistances (FERRAN et al., 2010) .................................... 96
3.3.4 Bilan ........................................................................................................................... 97
3.4 Classes d’antibiotiques et résistances ............................................................................... 97
3.5 Associations d’antibiotiques et résistances ...................................................................... 98
13
3.6 Pratiques à risque (ANSES, 2014) .................................................................................... 100
3.6.1 Pratiques à abandonner sans attendre ................................................................... 101
3.6.2 Pratiques à abandonner à terme............................................................................. 102
3.6.3 Pratiques à encadrer ............................................................................................... 102
3.7 Facteurs non pharmacologiques et résistances .............................................................. 100
3.7.1 Génériques, impact économiques et résistances.................................................... 100
3.7.2 Contraintes réglementaires et résistances (ANSES, 2014) ...................................... 100
3.7.3 La mondialisation au service de l’antibiorésistance ................................................ 100
4. Transmission de l’antibiorésistance à l’environnement et à l’Homme ................................... 103
4.1 Emergence et transmission des résistances au sein de la flore digestive ....................... 103
4.2 Transmission des résistances à l’environnement ............................................................ 103
4.3 Transmission des résistances à l’Homme ........................................................................ 104
4.4 Bilan ................................................................................................................................. 105
5. Surveillance de l’antibiorésistance en France et résultats en filières avicoles ....................... 106
5.1 Surveillance réglementaire de la résistance des bactéries zoonotiques et des bactéries
commensales ............................................................................................................................... 106
5.1.1 Cadre réglementaire ................................................................................................ 106
5.1.2 Objectifs (SANDERS et al., 2014) ............................................................................. 106
5.1.3 Modalités de la surveillance (SANDERS et al., 2014) .............................................. 106
5.1.4 Edition des résultats ................................................................................................ 107
5.1.5 Résultats pour la filière poulets de chair ................................................................. 108
5.1.6 Résultats pour la filière dindes de chair .................................................................. 109
5.2 Surveillance réglementaire de la résistance chez Salmonella sp. ................................... 110
5.2.1 Cadre réglementaire ................................................................................................ 110
5.2.2 Objectifs (DANAN et al., 2011) ................................................................................ 110
5.2.3 Modalités de la surveillance .................................................................................... 110
5.2.4 Résultats pour l’année 2014 .................................................................................... 111
5.3 Surveillance de la résistance chez les bactéries pathogènes non zoonotiques .............. 112
5.3.1 Présentation du Résapath ....................................................................................... 112
5.3.2 Résultats pour les filières volailles .......................................................................... 113
6. Actualités sur l’antibiorésistance en filières avicoles .............................................................. 119
6.1 Résistance des Enterobacteriaceae aux ß-lactamines .................................................... 119
6.1.1 ß-lactamases et céphalosporinases ......................................................................... 119
6.1.2 Acquisition de la résistance aux ß-lactamines......................................................... 119
6.1.3 Transmission de la résistance au sein d’une filière : exemple de la filière poulets de
chair……… ................................................................................................................................. 120
14
6.1.4 Phénotypes de résistance rencontrés ..................................................................... 121
6.1.5 Impact sur la santé publique et l’environnement ................................................... 123
6.2 Résistance à la colistine ................................................................................................... 124
6.3 Résistance aux fluoroquinolones .................................................................................... 125
6.3.1 Campylobacter sp. résistante aux fluoroquinolones ............................................... 125
6.3.2 Salmonella enterica du sérotype Kentucky résistante à la ciprofloxacine .............. 127
6.4 Staphylocoque résistant à la méticilline .......................................................................... 129
6.5 Résistance aux carbapénèmes ........................................................................................ 130
Conclusion de la PARTIE 2 ............................................................................................................... 131
PARTIE 3 .............................................................................................................................................. 133
DISCUSSIONS ET REFLEXION ETHIQUE ................................................................................................ 133
1. Usage des antibiotiques .......................................................................................................... 133
1.1 Vente d’antimicrobiens ................................................................................................... 133
1.2 Bons ou mauvais usages ? ............................................................................................... 134
1.2.1 Usage « préventif » des antibiotiques en milieu infecté ......................................... 134
1.2.2 Usage de l’enrofloxacine au démarrage des volailles de chair ............................... 134
1.3 Facteur économiques et réglementaires induisant de mauvaises pratiques ................. 135
2. Usage des antibiotiques en élevages et l’antibiorésistance chez l’Animal et l’Homme ......... 135
2.1 Mise en évidence et mesure de l’ampleur du phénomène ? .......................................... 135
2.2 Des phénomènes endogènes complexes ........................................................................ 136
3. Lutter contre l’antibiorésistance : rôles et implication des vétérinaires aviaires ................... 136
3.1 Le Plan EcoAntibio 2017 .................................................................................................. 136
3.2 Le vétérinaire aviaire : rôle de sensibilisation nécessaire ............................................... 137
3.3 Résultats des programmes de surveillance ..................................................................... 137
3.4 Vers de nouvelles perspectives pharmaceutiques pour les antibiotiques ? ................... 138
3.5 Vers des alternatives aux antibiotiques ?........................................................................ 138
4. Réflexion éthique : quelles sont les attentes sociétales en terme d’antibiotiques dans les
élevages et d’antibiorésistance ? .................................................................................................... 139
4.1 L’élevage des volailles et la demande en protéines animales ........................................ 139
4.2 Critiques vis-à-vis de l’utilisation des antibiotiques en élevages de volailles ................. 139
4.3 Le poulet sans antibiotique ............................................................................................. 140
Conclusion de la PARTIE 3 ............................................................................................................... 141
CONCLUSION ....................................................................................................................................... 143
BIBLIOGRAPHIE .................................................................................................................................... 145
15
Table des tableaux
Tableau 1: pKa et soubilité des différentes molécules antibiotiques ................................................... 28
Tableau 2: Caractère acide ou basique des différentes molécules antibiotiques utilisées en filières
aviaires (HONORE, 2015) ....................................................................................................................... 29
Tableau 3: Pharmacocinétique des différentes molécules utilisées en filières aviaires. (GUERIN, 2012 ;
BOISSIEU, 2015 et ircp.anmv.anses.fr) .................................................................................................. 35
Tableau 4: Spectres des différentes molécules antibiotiques utilisées en filières avicoles ................. 37
Tableau 5: Résumé des thérapies antimicrobiennes disponibles et conseillées chez les volailles
(BOISSIEU, 2015 et GUERIN et al., 2012-11).......................................................................................... 64
Tableau 6: Répartition des ventes en 2014 par espèce animales en tonnage d’antibiotiques vendus et
en quantité de principe actif par kg de poids vif (ANSES-ANMV, 2016) ............................................... 67
Tableau 7: Evolution des ventes d’antibiotiques à destination des volailles entre 1999 et 2015
(ANSES-ANMV, 2016) ............................................................................................................................ 68
Tableau 8: Principales enzymes impliquées dans la résistance aux ß-Lactamines (BONNET, 2004 ;
MEUNIER et al., 2006 ; GUERIN-FAUBLEE, 2009 ; HAENNI et al., 2014) ............................................... 87
Tableau 9: Voies d’administration et résistances. ................................................................................ 93
Tableau 10: Schéma thérapeutique et résistances. .............................................................................. 97
Tableau 11: Résistance aux antibiotiques chez E. coli, C. jejuni et E. faecium isolées chez le poulet de
chair à l’abattoir en France (d'après EFSA-ECDC, 2015) ...................................................................... 108
Tableau 12: Résistance aux antibiotiques chez E. coli, C. jejuni et E. faecium isolées chez les dindes de
chair à l’abattoir en France en 2014 (d'après EFSA-ECDC, 2015) ........................................................ 109
Tableau 13: Résistance aux antibiotiques chez Salmonella spp. et Salmonella Enteritidis isolées chez
les poules pondeuses, poulets de chair en France en 2014 (d'après EFSA-ECDC, 2015) .................... 111
Tableau 14: Résistance aux antibiotiques chez Salmonella spp. et Salmonella Enteritidis isolées chez
les dindes de chair en France en 2014 (d'après EFSA-ECDC, 2015) .................................................... 111
Tableau 15: Evolution des taux de résistance à plusieurs antibiotiques parmi les souches d’E. coli
isolées chez Gallus gallus et les dindes (d'après Résapath, 2015 et GAY, 2016) ................................ 115
Tableau 16: Nombre de souches d’E. coli et proportion de souches non sensibles (I et R) parmi une
liste de cinq antibiotiques (ceftiofur, gentamicine, tétracycline, association sulfamide-triméthoprime
et enrofloxacine) chez les poules et poulets, et dindes (Résapath, 2015).......................................... 117
Tableau 17: Phénotypes de résistance aux ß-lactamines rencontrés chez E. coli dans les filières
avicoles dans plusieurs pays d’Europe. ............................................................................................... 122
16
Tables des figures
Figure 1 : Prémélange médicamenteux à base de bacitracine actuellement utilisé comme facteur de
prévention de l’entérite nécrotique dans certains élevages de poulets de chair au Québec (Photo :
Pierre-Yves DECAUDIN) ......................................................................................................................... 24
Figure 2: Evolution des taux de résistance à l’avilamycine, les streptogramines et la vancomycine
entre 1999 et 2010 (ANSES, 2014) ........................................................................................................ 26
Figure 3: Prémix à base de narasin et de nicarbazine (Maxiban®) utilisé dans l’alimentation des
poulets de chair afin de prévenir les coccidioses en élevage (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)............ 26
Figure 4: Cavité orale d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO) ............................................... 31
Figure 5 : Proventricule d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO) ............................................ 32
Figure 6: Gésier d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO) ........................................................ 32
Figure 7: Proventricule, gésier et intestins d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO) .............. 33
Figure 8: Indices PK/PD (ANSES, 2014).................................................................................................. 39
Figure 9: Elevage de poulets de chair (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)................................................ 42
Figure 10: Elevage de poules et de coqs reproducteurs pour la filière chair (Photo : Pierre-Yves
DECAUDIN) ............................................................................................................................................ 43
Figure 11: Elevage de poules et de coqs reproducteurs pour la filière chair (Photo : Pierre-Yves
DECAUDIN) ............................................................................................................................................ 43
Figure 12: Elevage de dindons de chair (Photo : Clélia MATEO) ........................................................... 44
Figure 13: Elevage de poules pondeuses en système alternatif (Photo : Clélia MATEO) ..................... 44
Figure 14: Evolution de l’exposition des volailles par formes pharmaceutiques depuis 1999 (ALEA)
(ANSES-ANMV, 2016) ............................................................................................................................ 45
Figure 15: Différents matériels d'abreuvement en élevages de volailles de chair : abreuvoir et
pipettes (Le Roy) .................................................................................................................................... 46
Figure 16: Pompe doseuse désignée par la flèche rouge (Réussir Aviculture, 2002) ........................... 46
Figure 17: Chantier d'injection organisé dans un élevage de canards (Agriculture.gouv, 2015).......... 48
Figure 18: Fiche d’élevage pour un lot de dindes de chair. Figurent l’âge des animaux en jours, les
consommations journalières d’eau par le lot en litres, les mortalités chez les mâles et les femelles
ainsi que les traitements mis en place. (Photo : Clélia MATEO) ........................................................... 49
Figure 19: Boitiers d’ambiance présent dans des élevages de volailles (Photo : Clélia MATEO) .......... 49
Figure 20: Boitiers d’ambiance présent dans des élevages de volailles (Photo : Clélia MATEO) .......... 50
Figure 21: Visite d’un élevage de poulets de chair au démarrage (Photo : Clélia MATEO) .................. 50
Figure 22: Prélèvements d’organes (poumons, os et cœurs) en vue d’un isolement et identification
bactérienne et réalisation de l’antibiogramme (Photo : Clélia MATEO) ............................................... 51
Figure 23: Lésions d’entérite nécrotique chez une dinde (Photos : Clélia MATEO) .............................. 53
Figure 24: Lésions de péricardite fibrineuse et de périhépatite chez un poulet de chair (Photo : Clélia
MATEO) ................................................................................................................................................. 54
Figure 25: Lésion de salpingite chez une poule reproductrice (Photo : Clélia MATEO) ........................ 54
Figure 26: Lésion d’entérite nécrotique chez un poulet de chair (Photo : Clélia MATEO) ................... 57
Figure 27: Lésion de pneumonie chez une dinde atteinte de choléra aviaire (Photo : Clélia MATEO) 58
17
Figure 28: Aspect des foies d’animaux présentant des infections à Staphylocoque (Photos : Clélia
MATEO) ................................................................................................................................................. 62
Figure 29: Evolution du tonnage d'antibiotiques vendus à destination des volailles et du rapport
quantité de principe actif / masse de viande produite (mg/kg) de 1999 à 2015 .................................. 68
Figure 30: Evolution de l'exposition (ALEA) des volailles par familles d'antibiotiques (ANSES-ANMV,
2016)...................................................................................................................................................... 69
Figure 31: Mécanismes de transfert des résistances entre bactéries (AFSSA, 2006) ........................... 75
Figure 32: Antibiogramme réalisé sur une souche de Pseudomonas aeruginosa isolée d’un échantillon
de lait de vache souffrant d’une mammite (Photo : Clélia MATEO) ..................................................... 79
Figure 33: Antibiogramme réalisé sur une souche d’Escherichia coli isolée de liquide articulaire d’un
poulet de chair souffrant d’arthrite (Photo : Clélia MATEO) ................................................................. 79
Figure 34: Origines du sous-dosage en antibiothérapie dans les élevages de volailles ........................ 91
Figure 35 : Système d'abreuvement (pipettes) en élevage de poulets de chair (Sodimel élevage) ..... 91
Figure 36: Apparition de mutations responsables de résistances en fonction de la charge bactérienne
au moment de l'initiation d'un traitement antibiotique (d'après FERRAN et al., 2010) ....................... 94
Figure 37: Notion de fenêtre de sélection des mutants (CANTON, 2011) ............................................ 96
Figure 38: Interactions entre les différentes classes d'antibiotiques (d'après JAWETZ, 1952) ............ 99
Figure 39: Principe de l’injection in-ovo réalisée au couvoir (Réussir Aviculture, 2008) .................... 101
Figure 40: Différents lieux où il est possible d'isoler des souches d'E.coli résistantes (Paysan breton,
Cultivert et Photo: Clélia MATEO)........................................................................................................ 104
Figure 41: Transmission des résistances à l'environnement et à l'Homme ........................................ 105
Figure 42: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensible (I et R) à sept antibiotiques
chez les poules pondeuses et les poulets de chair (Résapath, 2015) ................................................. 113
Figure 43: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensible (I et R) à sept antibiotiques
chez les dindes de chair (Résapath, 2015) .......................................................................................... 114
Figure 44: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensibles (I et R) au ceftiofur (Résapath,
2015).................................................................................................................................................... 114
Figure 45: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensibles (I et R) au ceftiofur (Résapath,
2015).................................................................................................................................................... 115
Figure 46: Evolution des proportions de souches d’E.coli sensibles aux cinq antibiotiques (ceftiofur,
gentamicine, tétracycline, association sulfamide-triméthoprime et enrofloxacine) testés en filières
poules/poulets et dindes (Résapath, 2015) ........................................................................................ 117
Figure 47: Evolution des proportions de souches d’E.coli multirésistantes (au moins trois
antibiotiques sur les cinq testés) en filières poules/poulets et dindes (Résapath, 2015) .................. 118
Figure 48: Pyramide de production en filière avicole (FERRANTE et al., 2013) .................................. 121
Figure 49: Abattoir de poulets de chair (World Poultry, 2016) ........................................................... 126
Figure 50: Distribution géographique des différentes mutations sur le site GyrA créant des
résistances chez Salmonella enterica du sérotype Kentucky résistante à la ciprofloxacine. H : souches
humaines. V : souches non humaines. (Le Hello et al. 2013) .............................................................. 127
Figure 51: Plan EcoAntibio .................................................................................................................. 137
Figure 52: Le packaging du poulet élevé sans antibiotique vendu par l’enseigne Carrefour ............. 140
18
Table des abréviations AMM : Autorisation de Mise sur le Marché
ANSES : Agence Nationale de Sécurité Sanitaire de l’Alimentation, de l’Environnement et du Travail
BLSE : ß-Lactamase à Spectre Etendu
CMI : Concentration Minimale Inhibitrice
EFSA : European Food Safety Authority – Autorité Européenne de la Sécurité des Aliments
LMR : Limites Maximales de Résidus
OIE : Office Internationale des Epizooties
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
SARM : Staphylocoque Résistant à la Méticilline
19
« A moins que les nombreux acteurs concernés agissent dans l’urgence, de manière
coordonnée, le monde s’achemine vers une ère post-antibiotiques, où des infections courantes
et des blessures mineures qui ont été soignées depuis des décennies pourraient à nouveau
tuer. »
Dr Keiji FUKUDA
Sous-directeur général de l’OMS
Le 30 avril 2014
INTRODUCTION
Les antibiotiques sont des médicaments permettant de prévenir et de soigner les infections
bactériennes. L’histoire de ces molécules commence en 1929 quand Fleming découvre la
pénicilline, et se poursuit en 1935 quand Domagk, un biochimiste allemand, remarque l’activité
antibactérienne de la sulfamidochrysoïdine. Cet antibiotique permettra par la suite de traiter les
infections à streptocoques. La découverte d’autres molécules à activité antibactérienne ouvre la
porte à de nouvelles thérapeutiques qui représentent une grande avancée dans le monde de la
médecine humaine : les antibiotiques permirent de traiter des infections graves comme la fièvre
typhoïde et de réduire les taux de mortalité associés.
La médecine vétérinaire et notamment la médecine des animaux d’élevages peut elle aussi
profiter de ces précieux médicaments afin de maintenir les troupeaux en bonne santé. Les
filières avicoles s’articulent autour de plusieurs acteurs allant de la sélection génétique à
l’abattage et la transformation des produits, en passant par la filière reproduction, l’accouvage
et l’élevage des volailles. Des vétérinaires exerçant dans le milieu de l’aviculture assurent la
gestion sanitaire de ces élevages à tous les étages de cette pyramide. En élevage avicole, les
animaux sont élevés en groupe, et la zootechnie, les maladies et la médecine sont raisonnés
selon ce principe. Si des antibiotiques pouvaient être utilisés comme additifs alimentaires afin
de promouvoir la croissance des animaux, cette pratique est interdite depuis 2006. L’ajout de
certaines molécules ionophores dans l’aliment des jeunes volailles est cependant toujours
réalisé afin de prévenir les coccidioses. Les antibiotiques sont désormais utilisés à titre curatif
et parfois préventif afin de traiter les infections bactériennes en élevage.
L’utilisation des antibiotiques tant en médecine humaine que vétérinaire s’est accompagnée de
l’apparition de résistances dont le corolaire est la diminution de l’efficacité de ces molécules et
l’incapacité de guérir certaines maladies bactérienne. Ce phénomène est devenu d’autant plus
inquiétant que l’offre en nouveaux antibiotique s’est tarie en l’absence de découverte de
principes actifs intéressants pour la médecine. La sélection de bactéries multirésistantes en
milieu hospitalier est extrêmement préoccupante. L’OMS estime que l’antibiorésistance est à
l’origine de 700 000 décès chaque année, et qu’en l’absence d’actions coordonnées et efficaces,
ce phénomène entrainera la mort de 10 millions de personne par an d’ici 2050 (OMS, 2015-a).
Ce constat alarmant légitime les plans mis en place afin de raisonner l’usage des antibiotiques
en médecines humaine et vétérinaire, notamment chez tous les animaux d’élevage.
20
21
PARTIE 1
LES USAGES DES ANTIBIOTIQUES EN FILIERES AVICOLES
1. Préambule
1.1 Définitions
1.1.1 Anti-infectieux ou antimicrobiens
La famille des anti-infectieux regroupe les désinfectants, les antiseptiques, les antibiotiques et
les antiviraux.
1.1.2 Antibiotiques
En 1957, Turpin et Velu- , nommeront "antibiotique" « tout composé chimique, élaboré par un
organisme vivant ou produit par synthèse, à coefficient chimio-thérapeutique élevé dont
l’activité thérapeutique se manifeste à très faible dose d’une manière spécifique, par l’inhibition
de certains processus vitaux, à l’égard de microorganismes ou même de certains êtres
pluricellulaires ». Cette définition englobe les antibiotiques antifongiques, antiparasitaires et
enfin antibactériens.
« Un antibiotique est un dérivé produit par le métabolisme de micro-organismes possédant une
activité antibactérienne à faible concentration et n'ayant pas de toxicité pour l'hôte. » Cette
définition cible les substances produites par des micro-organismes et qui sont toxiques pour les
autres micro-organismes. Elle a cependant été élargie et comprend les molécules obtenues par
hémi synthèse. Les agents obtenues par synthèse totale tels que les quinolones, les benzyl-
pyrimidines (triméthoprime), les pénèmes... sont des agents antibactériens de synthèse et non
des antibiotiques au sens strict.
On nomme cependant dans l'usage commun "antibiotique" toute substance à activité
antibactérienne et sans toxicité pour l'hôte.
1.2 Classifications des antibiotiques
De nombreuses classifications des antibiotiques existent et se recoupent. Ces classifications,
basées sur la chimie et la pharmacodynamie des molécules, permettent de prédire leurs modes
d’action et leur efficacité chez un hôte et sur une espèce bactérienne donnée. Les critères de
classifications énoncés ci-dessous seront développés par la suite :
- Structure chimique
- Activité
22
- Cible de l’antibiotique
- Spectre d’activité
A noter que d’autres classifications se basant sur l’âge et l’usage (humain ou vétérinaire) des
molécules sont parfois utilisées. Non basées sur la pharmacologie, ces dernières sont plutôt
empiriques. Il n’est par exemple pas rare de lire qu’il faut privilégier les « vieilles » molécules
en médecine vétérinaire.
1.3 Prescripteurs et dispensateurs des antibiotiques vétérinaires
1.3.1 Prescription du médicament vétérinaire
Depuis 2007, de nouvelles règles quant à la prescription des médicaments vétérinaires sont
dictées dans la législation afin de s’adapter au mieux à l’évolution de la pratique vétérinaire en
élevages (Agriculture.gouv, 2007). S’ajoute à cette législation de nouvelles contraintes pour la
prescription des antibiotiques critiques. Chez les animaux de production, deux schémas de
prescription adaptés à des situations différentes sont décrits.
- Prescription suite à l’examen clinique systématique voire nécropsique des animaux ;
Tout acte médical ou chirurgical peut également donner suite à la prescription de médicament
vétérinaire.
- Prescription sans examen systématique des animaux
Celle-ci est possible par un vétérinaire libéral ou salarié d’un groupement d’élevage et s’inscrit
dans une démarche encadrée et qui implique des soins réguliers dans cet élevage, un bilan
sanitaire, un protocole de soins et des visites de suivi.
Le bilan sanitaire est réalisé lors d’une visite est programmée à l’avance et réalisée au moins
une fois par an, en présence de l’éleveur et des animaux. A l’aide des documents d’élevage, il
conviendra de résumer avec l’éleveur les recommandations quant à la bonne conduite de
l’élevage. Un autre objectif de cette visite est de faire le point sur les principales maladies
rencontrées dans l’élevage. A l’issu de la visite de bilan sanitaire, le vétérinaire rédige un
Protocole de Soin d’Elevage (PSE). Ce dernier liste les différentes maladies qui peuvent toucher
l’élevage et pour lesquelles la prescription sans examen clinique ou nécropsique est possible.
Sont également indiquées les mesures sanitaires à mettre en œuvre dès l’arrivée d’une maladie,
les recommandations pour la bonne mise en place des traitements ainsi que les critères d’alerte
à partir desquels la visite vétérinaire devient nécessaire. Le PSE ne tient pas lieu d’ordonnance.
Afin de s’assurer du bon suivi des recommandations du PSE, le vétérinaire devra effectuer au
moins une fois par an une visite de suivi. Des visites régulières ainsi que des examens cliniques
ou nécropsiques de certains animaux sont le support de la bonne connaissance de l’élevage.
A noter que depuis le 1er avril 2016, une nouvelle législation encadre la prescription des
antibiotiques dits critiques (Légifrance, 2016-1). Dans le cas des filières avicoles, l’usage de
23
l’enrofloxacine est concerné. Ainsi, cet antibiotique ne pourra être prescrit qu’après examen
clinique ou nécropsique des animaux par le vétérinaire prescripteur, la réalisation de
prélèvements permettant l’isolement et l’identification de la souche bactérienne pathogène et la
détermination de l’antibiosensibilité de cette souche. En outre, l’enrofloxacine ne pourra être
prescrite que si l’antibiogramme indique que la souche n’est sensible qu’à cet antibiotique. Le
vétérinaire peut toutefois prescrire de l’enrofloxacine avant d’avoir obtenu les résultats des
examens complémentaires dans le cas d’infections bactériennes aigues entrainant de fortes
mortalités, pour lesquelles des traitements avec d’autres familles d’antibiotiques ne seraient pas
assez efficaces.
1.3.2 Ayants droits du médicament vétérinaire
Les ayants droits du médicament vétérinaire sont les personnes habilitées à détenir et à délivrer
au détail les médicaments vétérinaires. En France, deux catégories d’ayants-droits existent :
- Les ayants droits qui jouissent du plein exercice sont représentés par les pharmaciens et
les vétérinaires inscrits à l’Ordre.
- Les vétérinaires salariés des groupements agréés d’éleveurs sont des ayants-droits
jouissant de l’exercice restreint.
1.3.3 Dispensation du médicament vétérinaire
La dispensation du médicament est décrite dans l’Article R4235-48 du Code de la Santé
Publique (Légifrance, 2004). Elle regroupe plusieurs étapes qui accompagnent la délivrance :
- L’analyse pharmaceutique de l’ordonnance médicale si elle existe.
- La préparation éventuelle des doses à administrer.
- La mise à disposition des informations et les conseils nécessaires au bon usage du
médicament.
Les médicaments vétérinaires peuvent être délivrés par trois entités (Légifrance, 2016-1) :
- Le vétérinaire traitant ou un autre vétérinaire exerçant au sein du même domicile
professionnel administratif ou d’exercice peut délivrer les médicaments, sans toutefois
pouvoir tenir officine ouverte.
- Les groupements agréés d’éleveurs peuvent délivrer les médicaments présents sur le
Plan Sanitaire d’Elevage (PSE).
- Les pharmaciens peuvent délivrer les médicaments indiqués sur l’ordonnance présentée
à l’éleveur.
1.4 Antibiotiques utilisés comme « promoteurs de croissance »
Dans de nombreux élevages européens avant l’année 2006, l’ajout de certaines molécules à
activité antimicrobienne dans l’aliment était réalisé afin d’améliorer les performances
zootechniques des animaux. Cette pratique souvent controversée, basée sur des considérations
économiques et non sanitaires, se faisait souvent sans prescription vétérinaire. En 1999 en
24
Europe (hors pays nordiques), on estimait à 95% la proportion de poulets recevant une
alimentation supplémentée en antibiotiques (CORPET, 2000), à noter que les poules pondeuses et
les animaux élevés sous un label ne recevaient pas ces additifs. A l’époque, l’Union Européenne
a édité une liste positive de molécules indiquant leurs dosages et les délais de retrait pour chaque
production animale. De nombreuses molécules furent interdites d’usage en 1997 et 1998, si
bien qu’en 1999, seules cinq molécules non utilisées en thérapeutique étaient encore autorisées :
l’avilamycine, la flavomycine, le lasalocid, le monensin et la salinomycine (CORPET, 2000). Les
doses de ces additifs sont plus faibles que les doses thérapeutiques d’antibiotiques : de 5 à 100g
par tonne d’aliment sur de longues périodes.
Figure 1 : Prémélange médicamenteux à base de bacitracine actuellement utilisé comme facteur de prévention de l’entérite nécrotique dans certains élevages de poulets de chair au Québec (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)
L’ajout de faibles doses d’antibiotiques dans l’aliment permettait d’augmenter le gain moyen
quotidien de poids (GMQ) des animaux ce qui contribuait à diminuer le temps d’élevage. Cette
pratique améliore également la valorisation de l’aliment en diminuant l’indice de
consommation de quelques pourcents : il est alors possible de produire une plus grande quantité
de viande avec la même quantité d’aliment. Enfin, Une plus grande homogénéité de poids est
observée au sein des lots (CORPET, 2000).
Le rôle des antibiotiques est complexe et n’est pas connu avec certitude, mais certains
mécanismes impliqueraient la flore intestinale. Il a en effet été montré que les antibiotiques
n’ont aucune propriété favorisant la croissance chez les poulets axéniques (CORPET, 2000 ;
SHRYOCK et al.). Les antibiotiques utilisés à de telles fins sont peu résorbés par voie orale, ce qui
potentialise leur concentration dans le tube digestif (SHRYOCK et al.). Les propriétés favorisant la
croissance observées avec l’injection parentérale d’antibiotiques s’expliqueraient par
l’excrétion de ces molécules dans la lumière de l’intestin (SHRYOCK et al.). Au sein de la flore,
l’urée est transformée en ammoniaque par les uréases bactériennes. L’ammoniaque est toxique
25
pour les entérocytes, et sa détoxification par le foie est également couteuse en énergie. A faible
dose, les antibiotiques inhibent les uréases bactériennes et diminuent donc la charge en
ammoniaque dans la lumière intestinale, le coût énergétique de son métabolisme par le foie, et
enfin, le renouvellement des entérocytes (CORPET, 2000). Le catabolisme des acides aminés est
également inhibé par les faibles concentrations d’antibiotiques, ce qui augmente la disponibilité
des nutriments et de l’énergie pour l’animal (CORPET, 2000). Les additifs ne modifient que peu
la composition de la microflore, bien que la population en lactobacilles soit en légère baisse.
Il a également été montré que les additifs facteurs de croissance ont de meilleurs résultats dans
les élevages à l’hygiène négligée que dans les élevages plus propres. Les antibiotiques agiraient
donc contre certaines bactéries pathogènes qui se retrouvent dans l’intestin. Chez le poulet, il a
été démontré que la dépression de croissance causée par Enterococcus faecium et Enterococcus
faecalis disparaissait avec l’ajout de pénicilline à faible dose (CORPET, 2000 et SHRYOCK et al.).
De même, l’entérite nécrosante causée par Clostridium perfringens disparait avec l’ajout de
pénicilline, d’avilamycine, d’avoparcine ou de monensin (CORPET, 2000).
Les effets bénéfiques sur l’environnement sont à relier directement avec la diminution de la
durée d’élevage des animaux, mais également à la diminution de concentration des fèces en
ammoniaque (SHRYOCK et al.).
D’autres bénéfices tels que le renforcement des défenses immunitaires digestives sont
recherchés (CORPET, 2000 et SHRYOCK et al.).
La portée de cet usage en termes d’antibiorésistance et de risque en santé publique est difficile
à évaluer. La surveillance de la résistance aux antibiotiques chez Enterococcus faecium isolée
de prélèvements de caecas de poulets à l’abattoir a été le support d’une étude réalisée entre
1999 et 2000. Une forte corrélation a été montrée entre la consommation d’avilamycine par les
lots de poulets et l’isolement d’Enterococcus faecium résistants à l’avilamycine dans leurs
caecas (CHAUVIN et al., 2005). De telles observations vont de pair avec la crainte de voir apparaître
des variants résistants aux antibiotiques, bien que le risque de transmission d’antibiorésistance
à l’Homme soit peu documenté. L’émergence d’infections nosocomiales à entérocoques chez
l’Homme, entraine l’interdiction d’usage de certaines molécules comme l’avoparcine et la
bacitracine en tant qu’additifs facteurs de croissance en 1997 (CORPET, 2000 et BALLOY, 2015).
Suite à l’augmentation inquiétante de la résistance à la vancomycine, le principe de précaution
est utilisé par l’Union Européenne afin d’abolir définitivement ces pratiques en 2006. Cette
interdiction s’est accompagnée d’une diminution progressive de la résistance d’Enterococcus
faecium isolée chez les poulets aux principaux antibiotiques utilisés comme facteurs de
croissance avant 2002, c’est le cas des streptogramines dont le taux de résistance a été divisé
par deux deux ans après l’arrêt de leur utilisation en élevage (ANSES, 2014).
26
Figure 2: Evolution des taux de résistance à l’avilamycine, les streptogramines et la vancomycine entre 1999 et 2010 (ANSES, 2014)
Cependant, l’arrêt définitif de ces pratiques s’est accompagné de l’augmentation de la
prévalence de l’entérite nécrotique chez le poulet. Au Québec, ces molécules ne sont d’ailleurs
pas nommées « facteurs de croissance » mais « facteurs de prévention de l’entérite
nécrotique ».
Aujourd’hui, l’addition d’antibactériens de la famille des ionophores comme le monensin et le
narasin dans l’alimentation des volailles est réalisée dans le cadre de la prévention des
coccidioses.
Figure 3: Prémix à base de narasin et de nicarbazine (Maxiban®) utilisé dans l’alimentation des poulets de chair afin de prévenir les coccidioses en élevage (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)
27
2. Pharmacologie des antibiotiques utilisés en filières aviaires
2.1 Propriétés chimiques des antibiotiques
2.1.1 Structure chimique
La structure chimique est déterminante dans le mode d’action des molécules, et donne bien
souvent son nom aux familles. Nous présentons ci-dessous les principales familles
chimiques utilisées en thérapeutique aviaire :
- Tétracyclines : quatre cycles à six carbones accolés.
- Sulfamides: famille de molécules très variées, toutes issues du sulfanilamide : cycle
aromatique, fonction amine et fonction sulfonamide en para.
- Diaminopyrimidines : cycle pyrimidine et un cycle benzénique méthoxylé.
- Aminoglygosides : hétérosides aminés libérant un aminocyclitol lors de l’hydrolyse.
- Quinolones et fluoroquinolones : noyau quinoléine avec fonctions cétone et acide
carboxylique.
- Pénicillines : noyau ß-lactame substitué : la chaine latérale permet de différencier les
pénicillines.
- Pleuromutilines : La tiamuline est composée d’un squelette diterpénique obtenu à partir
de la pleuromutiline. - Polypeptides : La colistine est constituée d’un cycle de sept acides aminés relié à une
chaine de trois acides aminés.
- Macrolides : lactones macrocycliques reliés à des groupements osidiques aminés.
2.1.2 pKa, solubilité et ionisation
La solubilité des molécules détermine directement leur capacité à traverser les membranes
lipidiques, et donc leur distribution et leur persistance dans l’organisme ainsi que leur position
extra ou intra cellulaire. Celle-ci est dépendante de la présence et de la quantité de radicaux
hydrophiles (groupements hydroxyles…) ou lipophiles (groupements esters…) ainsi que du
degré d’ionisation de la molécule au pH sanguin.
Ce degré d’ionisation découle entre autres du pKa de l’antibiotique. Ce paramètre permet de
prédire quelle sera la fraction non ionisée de l’antibiotique au pH sanguin, qui pourra traverser
les barrières lipidiques et se déplacer en position intracellulaire. Les acides faibles sont par
exemple ionisés à la valeur de pH physiologique ce qui leur confère une mauvaise capacité à se
distribuer dans les tissus. Les bases faibles comme les tétracyclines sont quant à elles non
ionisées au pH sanguin, et il leur est facilement possible de traverser les membranes cellulaires.
28
Le phénomène de trappage ionique explique la persistance de certains antibiotiques au sein des
cellules. C’est le cas des molécules bases faibles (certains macrolides notamment…), qui
majoritairement non ionisées au pH sanguin peuvent aisément traverser les membranes
lipidiques et accéder au cytoplasme de certaines cellules. Dans ce milieu où le pH diminue,
l’équilibre bascule vers la prédominance des formes ionisées incapables de traverser les
membranes plasmiques et se retrouvant piégées en position intracellulaire.
Molécules pKa Solubilité
Tétracyclines
Amphotères
Propriétés basiques dominantes
Tétracycline : pKa = 9.1 (base
faible)
Tétracycline : liposoluble
Oxytétracycline : hydrosoluble
(fonction –OH)
Doxycycline : liposoluble à pH
physiologique.
Quinolones
Quinolones anciennes : Acides
faibles (pKa compris entre 5 et 6 ,5)
Fluméquine : pKa=5.9
Fluoroquinolones : amphotères
Ionisées ou non à pH physiologique
selon les molécules
Liposolubles
Colistine
pKa=10 (base forte)
Hydrosoluble
Sulfamides
Amphotères
Acides faibles
Liposolubilité variable selon les
molécules
Triméthoprime
Base faible
Faiblement hydrosoluble
Macrolides
Bases
Tylosine : pKa = 7.1
Erythromycine : pKa= 8.6
Très liposolubles (fonctions esters)
Pénicillines
Acides faibles (fonctions –COOH)
Amoxicilline : pKa=2.4
Ionisées au pH sanguin (mauvaise
diffusion)
Amoxicilline : liposoluble
Tiamuline
Base faible (pKa=7.6)
Liposoluble
Tableau 1: pKa et soubilité des différentes molécules antibiotiques
29
2.2 Antibiotiques et bâtiments d’élevage
En productions hors-sol où les traitements médicamenteux sont administrés dans l’eau de
boisson dans leur grande majorité, il est important de maitriser les propriétés chimiques des
antibiotiques afin de préserver leur intégrité dans les canalisations. Il est important de réaliser
régulièrement des analyses d’eau en bout de ligne afin de maîtriser la qualité chimique de l’eau
bue par les animaux.
2.2.1 pKa et solubilité dans l’eau de boisson
Selon le pH de l’eau et en fonction de leur pKa, certaines molécules sont susceptibles de
précipiter et de boucher les canalisations. Les animaux ne peuvent alors bénéficier du
traitement.
Acides Bases
Amoxicilline Colistine
Ampicilline Triméthoprime
Acide oxolinique Tylosine
Sulfadiméthoxine Tilmicosine
Enrofloxacine Tiamuline
Fluméquine Lincomycine
Néomycine
Oxytétracycline
Doxycycline
Tableau 2: Caractère acide ou basique des différentes molécules antibiotiques utilisées en filières aviaires (HONORE, 2015)
Les médicaments à base d’amoxicilline, d’ampicilline et de sulfadiméthoxine qui sont des
substances acides précipitent s’ils sont incorporés à une eau de boisson acide. Il convient de
rehausser le pH de l’eau avec du bicarbonate de soude ou à l’aide d’un solubilisant basique tel
que le propylène glycol.
Les spécialités à base d’oxytétracyclines et de triméthoprime qui sont des bases précipitent dans
l’eau basique. Il est possible de diminuer le pH de l’eau en y incorporant de l’acide citrique ou
en utilisant un solubilisant acidifiant.
2.2.2 Interactions avec le biofilm
Les antibiotiques sont également susceptibles de réagir avec le biofilm présent dans les
canalisations, ce qui peut former des bouchons dans les lignes d’eau. De plus, le biofilm est
capable de capter les molécules antibiotiques (HONORE, 2015). Ces deux phénomènes rendent le
traitement indisponible pour les animaux.
30
2.2.3 Interactions avec les biocides
L’eau est le principal moyen d’administration de médicaments dans les filières aviaires. Le
traitement de l’eau est assuré par l’activité de biocides qui y sont déversés. Cette activité
dépendra de paramètres chimiques : l’analyse de ces paramètres dans les élevages permettra en
outre de déterminer le biocide le plus adapté.
La présence de ces biocides peut dénaturer les molécules médicamenteuses présentes aussi dans
l’eau de boisson. Une étude présentée au congrès de l’association mondiale des vétérinaires
aviaires qui s’est tenu à Nantes en 2013 a évalué la dégradation de l’ampicilline par différents
biocides (LEORAT, 2013). Cet antibiotique est dégradé à plus de 40% par un traitement à base de
peroxyde d’hydrogène et entre 10 et 15% par des traitements à base de chlore. Au contraire,
l’addition de thiosulfate de sodium dans l’eau chlorée avant l’ajout d’ampicilline aurait un effet
protecteur, la dégradation serait ainsi réduite de 3 à 5%.
La présence de biocides utilisés pour le traitement de l’eau peut conduire à la dégradation de
l’ampicilline présente dans l’eau de boisson pour un traitement. L’ajout de thiosulfate de
sodium aurait un effet protecteur quant à cette dégradation. En l’absence de données publiées,
il faudrait poursuivre ces études avec d’autres antibiotiques, médicaments et vitamines.
Il convient donc de stopper tout traitement de l’eau avant d’initier un traitement médical.
2.2.4 Dureté de l’eau
Il est à noter que plus la dureté de l’eau augmente, moins les traitements médicamenteux sont
solubles.
2.2.5 Améliorer la solubilité des traitements
L’eau tiède est propice à la bonne solubilisation des molécules, la température idéale se
rapproche de 25°C. Certains principes actifs sont détruits si celle-ci dépasse la valeur de 60°C.
Il convient de mettre la poudre dans l’eau et non l’inverse. Enfin, l’agitation de la solution ainsi
que l’ajout de solubilisants dans la solution facilitent la solubilisation des traitements.
2.3 Pharmacocinétique chez les oiseaux (LANDONI et al., 2015 et ANADON et al., 2015)
Le tube digestif des mammifères et des oiseaux diffèrent sur de nombreux points anatomiques
et physiologiques. Les processus de digestion des aliments sont de ce fait très différents entre
ces groupes d’espèces, ce qui est également le cas de l’absorption des médicaments. Les
particularités de la pharmacocinétique chez les oiseaux et plus particulièrement les volailles
sont résumées ci-dessous.
31
2.3.1 Cavité orale
Les oiseaux ne possèdent pas de lèvres ni de dents qui leur permettraient de garder la nourriture
en bouche. L’absence de palais mou ne permet pas de distinguer bouche et oropharynx. Le
régime granivore de certains oiseaux s’accompagne d’un développement important des glandes
salivaires. Ces glandes sécrètent cependant peu d’amylase.
Figure 4: Cavité orale d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO)
2.3.2 Œsophage et jabot
L’œsophage comprend une partie cervicale et une partie thoracique. Il relie le larynx au
proventricule et peut être pourvu d’un jabot chez certaines espèces. Le jabot est une évagination
de l’œsophage cervical dans laquelle les aliments peuvent se stocker et seront ramollis. Ce
compartiment est tapissé par un épithélium kératinisé qui rend l’absorption des médicaments
très faible voire impossible. Le pH du jabot est variable selon les espèces : il est de 4 chez le
poulet, 6 chez la dinde, 6,3 chez le pigeon. Cette première caractéristique influence la stabilité
des médicaments qui y transitent. Par exemple, les tétracyclines précipitent à un pH voisin du
point isoélectrique qui est d’environ 5,5. La précipitation de ces molécules sera ainsi fréquente
chez les dindes et les pigeons mais pas chez les poulets. Le jabot est pourvu d’une flore de
lactobacilles qui peut métaboliser et inactiver certains médicaments comme les macrolides,
diminuant ainsi leur résorption orale. La vidange de cet organe a lieu toutes les 3 à 24h, ce qui
peut retarder l’absorption de certains médicaments.
2.3.3 Estomac
L’estomac des oiseaux comprend deux compartiments distincts séparés par un isthme. En
amont, le proventricule correspond à l’estomac glandulaire des mammifères. Les cellules de la
muqueuse sécrètent de l’acide chlorhydrique et du pepsinogène permettant d’acidifier le milieu.
En aval du proventricule, le gésier est un compartiment musculaire qui remplace les dents
32
d’autres espèces animales. Les aliments y subissent un broyage intense qui peut être potentialisé
par la présence de petits graviers ou de grit. Le temps de rétention dans l’estomac varie de 40 à
70 min. Le contenu gastrique est acide : les pH dans le proventricule et le gésier sont
respectivement de 4 et 2.5. Les bases faibles comme l’érythromycine peuvent être inactivées
par le pH acide. C’est aussi le cas de la pénicilline G dont le noyau s’ouvre au pH acide et
devient donc inactive.
Certains médicaments cheminent en quelques minutes le long du jabot et des deux
compartiments gastriques sans y stagner.
Figure 5 : Proventricule d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO)
Figure 6: Gésier d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO)
2.3.4 Intestins
L’intestin grêle comprend le duodénum, le jéjunum et l’iléon, non distinguables à l’histologie.
Le suc pancréatique alcalin neutralise l’acidité du contenu du gésier qui se vide dans le
duodénum. Le duodénum et le jéjunum représentent la surface principale d’absorption des
médicaments administrés par voie orale. Le pH dans l’intestin grêle varie de 6 à la sortie du
gésier à 7 en partie distale. La flore intestinale des oiseaux est très variable d’une espèce à
l’autre : celle du poulet de chair se compose de Lactobacillus spp. qui peuvent métaboliser les
macrolides, lincosamides et streptogramines. Les entérocytes sont riches en cytochromes P450.
La famille des CYP3A qui métabolise les macrolides et lincosamides est particulièrement
représentée, ce qui peut réduire la biodisponibilité de ces familles d’antibiotiques. Des pompes
d’efflux comme les glycoprotéines P sont présentes sur la paroi de l’intestin grêle. Celles-ci
interfèrent avec l’absorption de fluoroquinolones, doxycycline et tétracycline, et des macrolides
dans une moindre mesure. La quantité de ces glycoprotéines P est dépendante de l’âge : cette
quantité augmente chez le poussin pour atteindre un pic à 4 semaines, la diminution sera ensuite
progressive. On observera ainsi une absorption plus importante d’enrofloxacine à l’âge de 8
semaines par rapport à 4 semaines.
33
Les médicaments ne stagnant pas dans le jabot et les compartiments gastriques ont un transit
rapide, d’environ 5 à 6h chez le poulet de chair.
Figure 7: Proventricule, gésier et intestins d’un canard de Barbarie (Photo : Clélia MATEO)
2.3.5 Métabolisme hépatique
Le métabolisme hépatique est variable entre les espèces et même d’une souche à l’autre au sein
d’une espèce. Chez les oiseaux, il existe des réactions de phase I (oxydation, réduction et
hydrolyse) et de phase II. Les réactions de phase I font intervenir la grande famille des CYP450
ainsi que des flavines monoxygénases et monoamines oxydases. Les CYP sont les enzymes les
plus représentées avec au moins 41 gènes mis en évidence. Chez la dinde, le CYP1A4 et le
CYP3A37 sont respectivement similaires aux CYP1A2 et CYP3A4 humain. Lors des réactions
de phase II, la principale différence entre les oiseaux et les mammifères est liée à l’utilisation
de l’ornithine pour la conjugaison chez les oiseaux, alors que la glycuronoconjugaison est
prépondérante chez les mammifères.
2.3.6 Elimination rénale
Les reins des oiseaux et des mammifères présentent des différences anatomiques et
physiologiques marquées. Les néphrons des oiseaux sont de type reptilien et seulement 20 à
30% possèdent une hanse de Henlé. Le taux de filtration glomérulaire est moins important chez
les oiseaux que chez les mammifères de poids corporel équivalent : chez le poulet, ce taux est
par exemple deux fois plus faible que chez les mammifères. La filtration glomérulaire est en
outre intermittente chez les oiseaux. Bien que la plupart des déchets, notamment l’acide urique,
soit sécrétée, on ne sait pas ce qu’il en est des molécules médicamenteuses. La réabsorption
tubulaire est très faible voire inexistante. Celle-ci se fait par diffusion et est donc dépendante
de la concentration de médicament dans le filtrat et de son degré d’ionisation. Enfin, l’existence
34
d’une veine porte rénale peut modifier la biodisponibilité des médicaments injectés dans les
muscles de la cuisse, ce qui peut être le cas de la pénicilline. Les molécules injectées sont
drainées par les vaisseaux portes qui se ramifient en réseau capillaire péritubulaire. Elles seront
ensuite sécrétées activement dans les tubules.
2.3.7 Tableau récapitulatif
Absorption Distribution Elimination Temps d’attente
Tétracyclines
Résorption
digestive
moyenne (50%)
Large diffusion
dans
l’organisme
Oxytétracycline:
50% urinaire et
50% digestive
Oxytétracycline
10%® :
- Viande et abats : 7
jours
- Œufs : 0 jours
Doxycycline (Ronaxan ®):
- Viandes et abats :
Poulet : 4 jours
Dinde : 6 jours
- Œuf : x
Sulfamides
Bonne mais
variable selon la
forme galénique
Bonne mais
variable selon la
forme galénique
Sulfadiazine +
triméthoprime
(Diaziprim®)
- Viande et abats :
Poulets : 12 jours
- Œuf : x
Sulfadiméthoxine +
triméthoprime
(Trisulmix®)
- Viande et abats : 6
jours
- Œuf : x
Quinolones
Acide
oxolinique et
fluméquine :
bonne
résorption orale
(75%)
Acide
oxolinique :
extracellulaire,
peu diffusible
Fluméquine :
bonne diffusion
cellulaire
Acide oxolinique et fluméquine :
70% urinaire et
30% digestive
Acide oxolinique
(Inoxyl®)
- Viande et abats
Poulets: 3 jours
Œuf : x
Fluméquine
(Flumisol®)
- Viande et abats : 2
jours
- Œuf : x
Fluoroquinolones
Enrofloxacine :
bonne
résorption orale
(75%)
Diffusible
Enrofloxacine
(Baytril®)
- Viande et abats :
Poulets : 7 jours
Dinde : 13 jours
- Œuf : x
35
Absorption Distribution Elimination Temps d’attente
Macrolides
Bonne résorption
orale
Diffusible.
Intracellulaires.
taux pulmonaires
>> taux
plasmatiques
Spiramycine,
tylosine et
lincomycine :
voies biliaire et
urinaire
Erythromycine :
75% biliaire et
25% urinaire
Tylosine (Tylan®)
- Viande et abats
Dinde : 3 jours
Autres volailles : 1 jour
- Œuf : 0 jours
Tilmicosine
(Tilmovet®)
- Viande et abats
Poulets : 12 jours
Dinde : 19 jours
- Œuf : x
Pénicillines
Amoxicilline et
pénicilline V :
bonne résorption
digestive
Ampicilline :
résorption digestive
moyenne
Bonne diffusion
tissulaire,
notamment
bronchique.
Ampicilline :
bonne
distribution.
Amoxicilline :
30% digestive,
20% biliaire et
50% urinaire
Ampicilline
injectable : voie
urinaire
Pénicilline V
(Baycubis®)
- Viande et abats : 2
jours
- Œuf : 0 jour
Ampicilline
(Ampisol®)
- Viande et abats : 8
jours
- Œuf : x
Amoxicilline
(Cofamox®)
- Viande et abats : 2
jours
- Œuf : x
Colistine
Résorption orale
nulle.
Faible diffusion
tissulaire.
Extracellulaire
Voie digestive
Colistine voie orale
(Milicoli®)
- Viande et abats : 1 jour
- Œuf : 0 jours
Colisitne injectable
(Virgocilline®)
- Viande et abats : 21
jours
Aminosides
Mauvaise
résorption orale
Faible diffusion
tissulaire
Voie digestive Spectinomycine
(Lincospectin®)
- Viande et abats : 5
jours
- Œuf : x
Tableau 3: Pharmacocinétique des différentes molécules utilisées en filières aviaires. (GUERIN, 2012 ; BOISSIEU, 2015 et ircp.anmv.anses.fr)
La dénomination « Œuf : x » indique l’absence de LMR pour la production d’œufs, il est donc
interdit d’administrer ces substances aux poules pondeuses dès 4 semaines avant la ponte et
pendant toute la durée de celle-ci.
36
2.4 Pharmacodynamie
2.4.1 Activité : bactériostatique ou bactéricide
- Antibiotiques bactériostatiques : Ces molécules inhibent la croissance des colonies
bactériennes dans l’organisme. Les bactéries seront ensuite détruites par le système
immunitaire de l’hôte, en particulier par le mécanisme de phagocytose.
Les antibiotiques bactériostatiques sont les tétracyclines, les sulfamides, les
diaminopyrimidines, la tiamuline, les macrolides et les lincosamides.
- Antibiotiques bactéricides sur les bactéries au repos et en multiplication : L’activité de
ces antibiotiques débouche sur la mort des bactéries, par un mécanisme de lyse ou non.
La colistine, les aminoglycosides, les aminocyclitols (spectinomycine) ainsi que les
quinolones et fluoroquinolones appartiennent à cette catégorie.
- Antibiotiques bactéricides sur les bactéries en multiplication seulement : Les ß-
lactamines agissent uniquement sur les germes en multiplication.
2.4.2 Mécanismes d’actions
Il est possible de classer les familles d’antibiotiques selon leur cible dans la cellule bactérienne.
Cette cible est déterminante dans le mode d’action de l’antibiotique.
- Tétracyclines : Ces molécules se fixent de manière réversible à la sous-unité 30S du
ribosome ce qui affecte la synthèse des protéines cytoplasmiques bactériennes.
- Sulfamides et triméthoprime : Les sufamides et le triméthoprime agissent à deux
niveaux de la voie de synthèse d’un précurseur des bases azotées (l’acide folique) en
inhibant des enzymes de cette voie métabolique.
- Macrolides : Ces antibiotiques diffusent dans le cytoplasme bactérien et se fixent sur la
sous-unité 23S des ribosomes, bloquant la synthèse de protéines indispensables à la
croissance cellulaire.
- Quinolones et fluoroquinolones : Ces molécules planes s’intercalent dans l’ADN à
l’emplacement des gyrases (Gram -) ou des topoisomérases II (Gram+), bloquant la
réplication de l’ADN.
- Aminoglycosides : Après passage de la paroi et de la membrane plasmique, ces
molécules se fixent de manière irréversible à l’ARN 16S et à la sous-unité 30S des
ribosomes, menant à l’arrêt de la synthèse des protéines bactériennes.
37
- ß-lactamines : Ces antibiotiques se fixent de manière covalente à des enzymes à activité
trans-peptidase qui interviennent normalement dans la fabrication de la paroi
bactériennes, notamment le peptidoglycane. Ces derniers ne détruisent pas la paroi déjà
constituée, ainsi seuls les germes en multiplication seront détruits par cette famille
d’antibiotiques.
- Colistine : Cette molécule polycationique désorganise la membrane plasmique de la
bactérie en interagissant avec le LPS.
- Tiamuline : Cet antibiotique agit en se liant à l’ARN 50S des bactéries. La tiamuline est
un puissant inhibiteur des peptidyl-transferases.
2.4.3 Spectres d’activité
Très large
Tétracyclines
- Staphylococcus
- Streptococcus
- Entérobactéries
- Pasteurelles
- Mycoplasmes
- Clostridium
-Chlamydiaceae
Sulfamides + Triméthoprime
- Staphylococcus
- Streptococcus
- Entérobactéries
- Pasteurelles
Large
Pénicillines A
- Staphylococcus
- Streptococcus
- Enterococcus faecalis
-Clostridium
- Entérobactéries
- Pasteurelles
Fluoroquinolones
- Staphylococcus
- Mycoplasmes
- Pseudomonas aeruginosa
- Entérobactéries
- Pasteurelles
Plutôt large
Aminoglycosides
- Staphylococcus
- Entérobactéries
- Pasteurelles
Etroit
Macrolides
- Staphylococcus
- Streptococcus
- Clostridium
- Mycoplasmes
- Chlamydophila
Lincosamides
- Staphylococcus
- Streptococcus
- Clostridium
- Mycoplasmes
Quinolones
anciennes
- Entérobactéries
- Pasteurelles
Pénicilline
- Staphylococcus
- Streptococcus
- Clostridium
- Pasteurella
multocida
Restreint
Colistine
- Entérobactéries
- Pasteurelles
- Salmonella enterica
- Pseudomonas aeruginosa
Tiamuline
- Staphylococcus aureus
- Streptococcus
- Mycoplasmes
Tableau 4: Spectres des différentes molécules antibiotiques utilisées en filières avicoles
38
2.4.4 Mode d’action : concentration ou temps-dépendant
Ces notions développées récemment permettent de définir deux catégories. Notons cependant
que ces modes d’action s’appliquent à un couple bactérie-antibiotique.
- Concentration-dépendant : Ces antibiotiques éradiqueront d’autant plus facilement les
bactéries que leur concentration au foyer infectieux est importante. Les ß-lactamines sur
les Gram-, les quinolones sur les Gram- ainsi que les aminosides et la colistine ont un
mode d’action concentration-dépendant.
Les fluoroquinolones, les aminoglycosides ainsi que la colistine ont un effet post-
antibiotique significatif : un effet antibactérien est encore observé lorsque l’antibiotique
n’est plus en contact avec la population bactérienne ou lorsque les concentrations sont
en deçà de la CMI.
- Temps-dépendant : Les antibiotiques temps-dépendant verront leur efficacité
augmenter avec le temps d’exposition : il convient de fractionner le traitement en
plusieurs administrations afin d’en garantir l’efficacité. Les quinolones sur les Gram+,
tous les antibiotiques sur Pseudomonas aeruginosa ainsi que les macrolides sur certains
germes ont un mode d’action temps-dépendant.
Les macrolides, les lincosamides ainsi que les tétracyclines ont un effet post-
antibiotique significatif. Les pénicillines, les sulfamides ainsi que le triméthoprime ont
un effet post-antibiotique nul.
2.4.5 Notions de Concentration Minimale Inhibitrice (CMI) et de
Concentration Minimale Bactéricide (CMB)
La Concentration Minimale Inhibitrice d’un antibiotique sur une souche bactérienne est la plus
faible concentration de cet antibiotique capable d’inhiber toute croissance visible à l’œil nu de
cette souche. Elle permet de mesurer l’activité bactériostatique de l’antibiotique sur la souche
étudiée dans les conditions standards.
Un autre test permet de calculer la Concentration Minimale Bactéricide d’un antibiotique afin
de mesurer son activité bactéricide. Un inoculum initial de 106 UFC/mL est mis en contact avec
un antibiotique. La CMB est la plus faible concentration d’antibiotique grâce à laquelle il reste
moins de 0.01% de bactéries après 24h de contact. Si la CMB et la CMI sont équivalentes, on
dit que l’antibiotique est bactéricide. Il ne l’est pas si la CMB>>CMI, autrement dit s’il faut
beaucoup augmenter sa concentration pour obtenir un effet bactéricide.
39
2.5 Paramètres pharmacocinétiques et pharmacodynamiques de prédiction de
l’efficacité d’un traitement antibiotique
2.5.1 Les paramètres PK/PD
Actuellement, l’antibiothérapie est envisagée selon l’approche PK/PD (FERRAN et al., 2010 et
BOUSQUET MELOU et al. 2012). Les paramètres dits PK/PD combinent des propriétés
pharmacocinétiques et pharmacodynamiques. La pharmacocinétique décrit l’exposition des
tissus à l’antibiotique et donc la capacité de la molécule à atteindre le foyer infectieux à des
concentrations suffisantes en termes de durée. Les informations à caractère
pharmacodynamiques décrivent l’action de l’antibiotique sur le pathogène ainsi que la
sensibilité de celui-ci au traitement, cette dernière étant le plus souvent représentée par la CMI.
Ces indices PK/PD sont des critères de substitution pour les essais cliniques permettant de
prédire l’efficacité d’un traitement sur la guérison clinique mais aussi bactériologique de
l’individu. La corrélation entre efficacité d’un traitement et valeurs des indices PK/PD a été
montrée par des infections expérimentales de rongeurs pour l’antibiothérapie humaine. Des
probabilités de guérison clinique élevées (supérieures à 80 voire 90%) ont été associées à des
valeurs seuils d’indices PK/PD, bien que celles-ci puissent varier avec l’état immunitaire du
patient ainsi que le stade de l’infection lors de la mise en place du traitement. Cependant, le
couple antibiotique-bactérie et le stade de l’infection pouvant être similaires d’une espèce à une
autre, il est possible d’extrapoler ces corrélations à d’autres espèces animales et notamment aux
animaux d’élevages.
Trois de ces paramètres sont utilisés en antibiothérapie : Cmax/CMI (la concentration
plasmatique maximale divisée par la CMI), AUC/CMI (l’aire sous la courbe divisée par la CMI)
et T>CMI (le temps pendant lequel la concentration plasmatique est supérieure à la CMI). Afin
de déterminer quel paramètre est le plus adapté pour prédire l’efficacité d’un traitement, il
convient de différencier les antibiotiques selon leur mode d’action : concentration ou temps-
dépendant ou encore co-dépendants.
Figure 8: Indices PK/PD (ANSES, 2014)
40
2.5.2 Modes d’actions des antibiotiques et indices d’efficacité
Pour les antibiotiques concentration-dépendants, « traiter fort » augmente la probabilité de
succès thérapeutique. Les rapports Cmax/CMI et AUC/CMI sont les paramètres PK/PD les plus
adaptés pour prédire le succès du traitement. Leur valeur augmente proportionnellement avec
la dose d’antibiotique administrée. Les aminoglycosides sont des antibiotiques concentration-
dépendants : l’indice Cmax/CMI d’une valeur de 10-12 est le plus corrélé au succès
thérapeutique. Les quinolones ont un mode d’action concentration-dépendant sur les bactéries
à Gram négatif : l’indice AUC/CMI est le plus corrélé avec l’efficacité du traitement.
Si on utilise un antibiotique temps-dépendant, T>CMI est l’indice PK/PD le plus à même de
prédire l’efficacité du traitement. Sa valeur augmente de façon non proportionnelle avec la dose
d’antibiotique administrée. Les ß-lactamines sont des antibiotiques temps-dépendants. On
estime que la probabilité de succès thérapeutique est élevée quand T>CMI est égal à au moins
40% du temps entre deux administrations si on lutte contre une bactérie à Gram positif, 80%
pour les bactéries à Gram négatif.
AUC/CMI est le paramètre PK/PD qui prédit l’efficacité d’un traitement avec un antibiotique
co-dépendant.
2.6 Bactéries sur lesquelles agissent les antibiotiques et conséquences
Si le but d’une antibiothérapie bien menée est de cibler les bactéries pathogènes impliquées
dans un processus morbide, il apparait évident, au vu de la distribution de l’antibiotique au sein
de l’organisme, que d’autres bactéries appartenant aux flores commensales ne seront pas
épargnées. C’est le cas notamment de la flore digestive, vaste écosystème bactérien, qui sera
directement affecté par les antibiotiques pris par voie orale, voie d’administration privilégiée
des traitements chez les oiseaux d’élevages.
A noter cependant que quelle que soit la voie d’administration choisie, les antibiotiques ou leurs
métabolites se retrouveront malgré tout dans l’intestin où ils pourront exercer une pression de
sélection sur les populations bactériennes présentes. Les antibiotiques injectés par voie
parentérale pourront par exemple se retrouver dans les intestins par des mécanismes d’excrétion
biliaire ou via des pompes à efflux portées par les entérocytes.
Enfin, quand les traitements et/ou leur métabolites sont excrétés dans l’environnement avec les
fèces, les molécules encore actives pourront agir sur les flores des lisiers et des litières en y
exerçant une pression de sélection (TOUTAIN et al., 2012). La grande stabilité de certaines
molécules (oxytétracycline, tiamuline, enrofloxacine (TOUTAIN et al., 2012) et la doxycycline (LIN
et al., 2016)…) concourt à la dissémination de déterminants de résistance dans l’environnement
de l’élevage.
41
2.7 Résidus et temps d’attente
2.7.1 Limites maximales de résidus
Les médicaments autorisés chez les animaux producteurs de denrées sont ceux dont une Limite
Maximale de Résidus (LMR) a pu être définie pour la denrée. Cette LMR correspond à la teneur
maximale de résidus liée à l’utilisation d’un médicament dans une denrée, légalement autorisée
et reconnue comme sans danger pour le consommateur.
Les substances pharmacologiques sont classées dans deux tableaux définis dans le règlement
37/2010 (Journal officiel de l’Union européenne, 2010). Le Tableau I recense les molécules autorisées
chez les animaux de rente. Il regroupe les molécules pour lesquelles une LMR a pu être fixée
dans les denrées alimentaires, celles pour lesquelles il n’est pas nécessaire de fixer une LMR
ainsi que celles pour lesquelles une LMR provisoire (5 ans) a été fixée.
De nombreux antibiotiques figurent dans le Tableau I.
2.7.2 Temps d’attente
Le temps d’attente correspond au temps minimal autorisé entre la dernière administration de
médicament et l’abattage des animaux afin de garantir une teneur en résidus dans les denrées
inférieures aux LMR. Pour la viande et les œufs, ce temps d’attente s’exprime en jours. Ce
temps d’attente est précisé dans la notice des médicaments et doit être indiqué sur l’ordonnance
donnée à l’éleveur.
La prescription des antibiotiques hors AMM reste possible pour les vétérinaires si elle s’appuie
sur les données actualisées de la science. Elle n’est possible que si des LMR existent pour les
substances considérées dans les productions concernées (par exemple les œufs).
Lorsque le schéma thérapeutique diffère des recommandations du Résumé des Caractéristiques
du Produit (RCP), en particulier lors de l’augmentation de la dose administrée, de la durée du
traitement ou de la fréquence d’administration, le temps d’attente devra être adapté par le
vétérinaire (Légifrance, 2015-b). De telles modifications sont en général recommandées par les
organisations professionnelles vétérinaires pour une filière et une situation pathologique précise
(Journal Officiel de l’Union Européenne, 2010).
42
3. Spécificités de l’antibiothérapie en filières avicoles
3.1 Traitements de groupes
3.1.1 Groupe
Les filières avicoles se caractérisent principalement par une conduite en bande unique : les lots
sont composés d’animaux de même espèce, lignée génétique, âge, et issus du même couvoir.
La propagation des pathologies bactériennes est facilitée par la proximité des animaux dans le
bâtiment d’élevage. Les effectifs atteints dans les élevages avicoles excluent toute médecine
individuelle. Ainsi, les traitements mis en place concerneront le lot entier. Les animaux du lot
seront de même âge et physiologie, et de poids idéalement équivalents.
Figure 9: Elevage de poulets de chair (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)
43
Figure 10: Elevage de poules et de coqs reproducteurs pour la filière chair (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)
Figure 11: Elevage de poules et de coqs reproducteurs pour la filière chair (Photo : Pierre-Yves DECAUDIN)
44
Figure 12: Elevage de dindons de chair (Photo : Clélia MATEO)
Figure 13: Elevage de poules pondeuses en système alternatif (Photo : Clélia MATEO)
3.1.2 Métaphylaxie
En France et en Europe, la métaphylaxie représente le traitement d’un lot à partir d’un seuil de
morbidité ou de mortalité fixé arbitrairement. Cette stratégie thérapeutique associe donc le
traitement d’animaux cliniquement atteints, des animaux en incubation encore
asymptomatiques et l’antibioprévention des animaux encore sains mais qui seront tôt ou tard
en contact avec les animaux infectés (FANUEL, 2011).
45
Chez les Anglo-Saxons, la définition de la métaphylaxie est bien différente et s’apparente à de
l’antibioprophylaxie systématique sur tous les lots d’animaux (MILLEMAN et al., 2012).
3.1.3 Conséquences économiques d’un épisode bactérien en élevage
Un lot représente souvent plusieurs milliers d’animaux. Par exemple, un bâtiment de 1000 m2
peut contenir 8000 dindons âgés de 12 semaines, ou 22 000 poulets de chair. Outre les
conséquences économiques liées aux diminutions des performances zootechniques de
l’élevage, la mise en place d’un traitement de plusieurs jours peut atteindre le millier d’euros
selon la taille de l’élevage, l’espèce élevée, la molécule utilisée, la posologie choisie et la durée
de traitement.
Afin de limiter l’impact économique d’un épisode infectieux, le vétérinaire doit s’assurer de
l’exactitude du diagnostic de maladie bactérienne ainsi que de l’efficacité du traitement
proposé. Cet aspect met en lumière l’importance des examens complémentaires (autopsies,
culture bactérienne et antibiogramme) dans les filières avicoles.
3.2 Equipements d’élevages et personnel
3.2.1 Voies d’administration
Cette figure montre l’évolution de l’exposition des volailles aux antibiotiques selon la forme
pharmaceutique entre 1999 et 2015. Les traitements par eau de boisson sont largement
prédominants dans ces filières.
Figure 14: Evolution de l’exposition des volailles par formes pharmaceutiques depuis 1999 (ALEA) (ANSES-ANMV, 2016)
46
3.2.2 Eau de boisson
Les traitements par l’eau de boisson sont largement prédominants en aviculture.
Figure 15: Différents matériels d'abreuvement en élevages de volailles de chair : abreuvoir et pipettes (Le Roy)
- Pompe doseuse
Figure 16: Pompe doseuse désignée par la flèche rouge (Réussir Aviculture, 2002)
La pompe doseuse est un système qui permet d’incorporer le médicament dans l’eau de boisson
par pulses réguliers dans le circuit. Installée en tête de circuit, elle permet de faire varier la dose
de médicament au fil du traitement.
47
- Bac de traitement
Le médicament peut aussi être mis en solution dans l’eau du bac de traitement. Comme la
pompe doseuse, ce dernier est branché en amont du circuit d’eau. Celui-ci peut être muni d’un
circulateur. Le fonctionnement du bac permet de maintenir les molécules en suspension et
d’éviter la formation de dépôts.
Il est recommandé de pré-diluer le traitement dans quelques litres d’eau tiède avant de l’ajouter
à l’eau du bac. Il est également nécessaire pour l’éleveur de se protéger lors de la préparation
du traitement avec le port de gants et d’un masque.
3.2.3 Aliments médicamenteux
En aviculture, les antibiotiques sont peu souvent donnés dans l’aliment. Cela peut être le cas
chez les éleveurs ne possédant pas le matériel adapté au traitement par l’eau de boisson. Les
inconvénients de cette voie d’administration sont liés à la variabilité de consommation
d’aliment entre les individus qui peut se traduire par une véritable anorexie chez certains,
notamment lors d’épisode infectieux.
Les ordonnances sont directement fournies à l’usine d’aliment qui prépare le mélange à partir
d’un prémix. Les sacs d’aliments médicamenteux sont stockés sous clé à l’usine d’aliment sous
la responsabilité du vétérinaire.
3.2.4 Injection
Ces derniers sont très rares et ne sont réalisés que chez les animaux de valeur comme les
reproducteurs ou à fort potentiel génétique. L’injection permet de s’affranchir de tous les
inconvénients de la voie orale liés à la pharmacocinétique des molécules. Les concentrations
plasmatiques atteintes sont satisfaisantes et ne souffrent pas de la variabilité inter-individuelle
liée à la voie orale.
Il est possible d’injecter l’antibiotique en voie sous-cutanée entre les épaules ou au milieu du
cou, ou dans les muscles de la cuisse ou du bréchet.
Cette technique d’administration nécessite de la main d’œuvre formée et bien organisée. Le
chantier doit être ergonomique afin d’assurer le confort des opérateurs ainsi qu’une cadence
régulière. Celle-ci ne doit cependant pas être trop rapide afin de diminuer le risque d’accident
d’injection.
48
Figure 17: Chantier d'injection organisé dans un élevage de canards (Agriculture.gouv, 2015)
3.3 Diagnostic d’une maladie bactérienne (BERTIN, 2013)
Si les antibiotiques, en plus de leur rôle curatif ont été autrefois utilisés à titre prophylactique
ou comme facteurs de croissance, leur usage est aujourd’hui restreint au traitement des
infections bactériennes. La métaphylaxie est largement dominante en filières volailles. Le coût
de cette pratique implique un diagnostic précis afin d’éviter tout échec thérapeutique et perte
économique liée au coût du traitement, à la baisse de performances zootechniques et à
l’allongement de la durée d’élevage afin de respecter les délais d’attente. Le diagnostic des
infections bactériennes est réalisé par le vétérinaire selon une démarche structurée en plusieurs
étapes, expliquée par Bertin (2013) :
- Commémoratifs et anamnèse
Il faut apprécier les taux de morbidité et de mortalité dans l’élevage. Ces données doivent être
comparées avec l’historique de l’exploitation.
49
Figure 18: Fiche d’élevage pour un lot de dindes de chair. Figurent l’âge des animaux en jours, les consommations journalières d’eau par le lot en litres, les mortalités chez les mâles et les femelles ainsi que les
traitements mis en place. (Photo : Clélia MATEO)
- Visite d’élevage
Le vétérinaire s’intéresse à l’ensemble animaux-bâtiment. En entrant, il doit appréhender
l’ambiance du bâtiment déterminée par la qualité de l’air ambiant (ammoniac, température,
hygrométrie, ventilation...) et la luminosité. Ces données peuvent apparaître sur le boitier
régulateur des paramètres d’ambiance présent dans le sas.
Figure 19: Boitiers d’ambiance présent dans des élevages de volailles (Photo : Clélia MATEO)
50
Figure 20: Boitiers d’ambiance présent dans des élevages de volailles (Photo : Clélia MATEO)
Il faut également inspecter la litière (matériau, humidité…) ainsi que les systèmes
d’abreuvement et de nourrissage.
Les animaux doivent être observés calmement et à distance. Il faut observer leur répartition
dans le bâtiment. Le vétérinaire recherche la présence de symptômes (plumes ébouriffées, tête
entre les épaules, boiteries…) qui peuvent être frustres dans certains cas. L’observation
individuelle de certains sujets permet de détecter des lésions (arthrites, sinusites...).
Figure 21: Visite d’un élevage de poulets de chair au démarrage (Photo : Clélia MATEO)
L’autopsie en élevage de sujets morts récemment est possible et permet d’observer les
dominantes anatomo-pathologiques.
51
- Envoi des animaux au laboratoire
Le vétérinaire et l’exploitant choisissent les sujets qui seront autopsiés. L’examen nécropsique
approfondi s’accompagnera de prélèvements pour la recherche d’agents pathogènes et la
réalisation d’un antibiogramme.
Figure 22: Prélèvements d’organes (poumons, os et cœurs) en vue d’un isolement et identification bactérienne et réalisation de l’antibiogramme (Photo : Clélia MATEO)
4. Antibiothérapie par filières et par espèces
Dans cette partie ne seront traités que les usages des antibiotiques dans le but d’endiguer une
infection bactérienne. L’utilisation d’antibiotiques ionophores tels que le monensin ou le
narasin (en association avec la nicarbazine) dans l’alimentation permet, dans une moindre
mesure, de prévenir l’apparition des coccidioses. Cet aspect ne sera cependant pas développé
ici.
4.1 Choix de l’antibiotique (BERTIN, 2013)
Le choix du bon antibiotique sera garant du succès thérapeutique. Il devra également être garant
de la santé publique en limitant le risque d’apparition de bactéries résistantes. Ce point sera
développé ultérieurement. Ce choix doit être réalisé de manière réfléchie et dépend de plusieurs
paramètres cités ci-dessous :
- Résultats de l’antibiogramme
- Distribution intra ou extracellulaire
- Pharmacocinétique
- Pharmacodynamie
- Toxicité
52
- Risque de développement de résistances
- Interactions médicamenteuses
- Coût
- Temps d’attente
Il faudra ensuite déterminer la dose et la voie de traitement idéales afin d’en garantir
l’observance. La dose de traitement dépend du poids du lot à traiter. Une mauvaise estimation
du poids vif peut entrainer des sous-dosages à l’origine d’échec thérapeutique ou de
l’émergence de bactéries résistantes. La toxicité de certains traitements peut s’exprimer en cas
de surdosage. Chez les volailles, les traitements sont majoritairement administrés par l’eau de
boisson. La solubilité des molécules devra donc être optimale. Il est également important de
bien estimer la quantité d’eau réellement consommée par les animaux, en prenant compte
l’éventuel gaspillage (fuites d’eau dans la litière, canards buvant dans des abreuvoirs en
cloche…). Il faut également prendre garde aux molécules conférant un mauvais gout à l’eau,
n’incitant pas les animaux à boire.
4.2 Cadre de l’utilisation des antibiotiques en élevages
Une étude réalisée auprès de cabinets vétérinaires des Pays de la Loire entre 2010 et 2014 cible
les principaux motifs de consultation en médecine avicole (MERIGOUX, 2015):
- La pathologie digestive ;
- Les troubles locomoteurs ;
- Les omphalites et la colibacillose au démarrage des volailles ;
- Les atteintes respiratoires.
La majorité des traitements ont lieu lors de la période de démarrage lors de laquelle il est
important de maîtriser le risque colibacillose (LECOUPEUR, 2016).
Ces troubles seront décrits dans la partie 4.4 ci-dessous.
A noter que pour la pathologie digestive nécessitant l’usage d’antibiotiques, son étiologie est
complexe et relie plusieurs causes agissant de concert et à l’origine de dysbactérioses :
transitions alimentaires, parasitismes intestinal, qualité chimique et bactériologique de l’eau de
boisson, frilosité…
53
Figure 23: Lésions d’entérite nécrotique chez une dinde (Photos : Clélia MATEO)
Il est possible en premier temps de contrôler ces atteintes digestives grâce à :
- l’acidification de l’eau
- l’utilisation de cuivre.
Si ces moyens ne permettent pas de contrôler l’entérite et que l’état de la litière se dégrade
fortement, il est possible d’utiliser :
- de l’ampicilline
- de la tylosine
4.3 Principales maladies bactériennes et leurs traitements chez les volailles
4.3.1 Infections à Escherichia coli (GUERIN et al., 2012-a et SAIF, 2003-a)
E.coli est un bacille de 2.5 microns de long à coloration à Gram négatif, souvent mobile et
asporulé. Hôte normal du tube digestif des volailles, seules 10 à 15% des souches sont
considérées pathogènes pour ces espèces. Contrairement aux mammifères, E.coli cause peu
d’entérites chez les oiseaux. En effet, les colibacilles pathogènes aviaires ou APEC (Avian
Pathogenic E.coli) ont la capacité de coloniser d’autres tissus que le tube digestif tel que l’arbre
respiratoire. Les souches O1, O2 et O78 sont souvent pathogènes mais pas toujours. Le sérotype
O78K80 est historiquement reconnu pathogène pour les volailles. La colibacillose est source
de pertes économiques importantes dans les élevages.
La forme respiratoire peut apparaître à tout âge mais s’observe surtout à partir de 6 semaines.
Le colibacille s’installe sur des lésions déjà présentes, dues à : des infections virales primaires
54
ou une mycoplasmose. De mauvaises conditions d’élevage, les parasitoses et carences
nutritionnelles sont favorisantes. Les signes cliniques sont ceux de l’affection primaire et sont
non spécifiques : toux, râles, jetage, sinusites…
Les colibacilles peuvent également être à l’origine d’une septicémie, de formes génitales,
d’omphalites chez les jeunes animaux, d’arthrites et synovites, de cellulite et de
coligranulomatose.
Figure 24: Lésions de péricardite fibrineuse et de périhépatite chez un poulet de chair (Photo : Clélia MATEO)
Figure 25: Lésion de salpingite chez une poule reproductrice (Photo : Clélia MATEO)
Le traitement repose sur l’utilisation d’antibiotiques réputés actifs sur les bactéries à Gram
négatif. Les colibacilloses aviaires ne se limitant pas au tube digestif, il est nécessaire de
privilégier des molécules résorbées par voie orale et à diffusion tissulaire rapide :
- Les associations sulfamides et triméthoprime (notamment la sulfadimethoxine)
- Les quinolones et fluoroquinolones: acide oxolinique, fluméquine et enrofloxacine
- Les tétracyclines : doxycycline (attention cependant aux résistances)
- Les ß-lactamines: amoxicilline, ampicilline
Afin de contrôler la population de colibacilles pathogènes encore présents dans
l’intestin, il est possible d’utiliser :
- La colistine
- La spectinomycine
Les injections de ceftiofur in-ovo au couvoir étaient réalisées afin de prévenir l’infection
des jeunes poussins. Depuis 2012, cette pratique est désormais interdite pour les animaux à
destination de la consommation française. Désormais, le ceftiofur peut être remplacé par la
gentamicine.
55
4.3.2 Infections à mycoplasmes (GUERIN et al., 2012-b, KEMPF, 2015 et SAIF,
2003-c)
Les mycoplasmes sont des petites bactéries dont une vingtaine d’espèces sont présentes chez
les oiseaux, toutes n’étant pas pathogènes. Seront évoqués M. gallisepticum (MG), M synoviae,
(MS), M. meleagridis (MM), M. iowae (MI). Dépourvues de paroi, celles-ci sont sensibles aux
désinfectants classiques mais naturellement résistantes aux antibiotiques agissant sur la
synthèse du peptidoglycane tels que les ß-lactamines. Ces bactéries peuvent néanmoins survivre
quelques jours dans le milieu extérieur. Les mycoplasmes présentent un tropisme particulier
pour l’appareil respiratoire, les articulations et l’appareil génital.
- Mycoplasma gallisepticum
Chez Gallus gallus, La maladie se déclenche à la faveur d’un stress (manipulation, entrée en
ponte…). Elle vient souvent compliquer une virose respiratoire primaire. Surinfectée par E.coli,
elle entre dans le complexe Maladie Respiratoire Chronique (MRC). Les symptômes sont peu
spécifiques : toux, jetage, râles trachéo-bronchiques…
L’expression clinique se traduit chez la dinde par une importante sinusite infra-orbitaire
bilatérale pouvant empêcher l’animal d’ouvrir les paupières. En plus de cette sinusite, des
lésions se situent dans la trachée, les bronches et les sacs aériens.
- Mycoplasma synoviae
C’est le principal agent de la synovite infectieuse du poulet et de la dinde. Au tableau clinique
que l’on retrouve lors d’infection à MG s’ajoute un retard de croissance, des ampoules du
bréchet et d’importantes boiteries avec gonflement de l’articulation tibio-tarso-métatarsienne.
Les lésions articulaires intéressent principalement l’articulation tibio-tarso-métatarsienne qui
contient du pus pouvant parfois envahir les gaines articulaires. Chez les pondeuses, les œufs
peuvent présenter un aspect particulier. Une malformation de la coquille au niveau de l’apex
confère à cette zone un aspect rugueux et une certaine fragilité.
- Mycoplasma meleagridis
Cette espèce est spécifique de la dinde et touche les jeunes animaux : retards de croissance,
troubles locomoteurs avec une démarche en « cowboy » et une tendance à rester sur les jarrets.
- Mycoplasma iowae
Cette bactérie affecte principalement la dinde reproductrice et secondairement les poules. Elle
se manifeste par une baisse de l’éclosabilité de 5 à 20%, des déformations embryonnaires
spectaculaires ainsi que de la mort embryonnaire tardive. Les dindonneaux nés viables ne
présentent quant à eux pas de séquelles.
- Mollicutes chez les palmipèdes
M. anseris et M. cloaque sont retrouvés chez les palmipèdes. Ces bactéries peuvent être agents
de cloacites chroniques chez les oies et de nécroses du pénis chez les jars qui se contaminent
suite au cochage des oies. Un traitement du lot associé à la réforme des mâles atteints est
nécessaire avant toute introduction d’animaux sains. Acholeplasma axanthum est un germe
associé à des troubles respiratoires chez les oies ainsi qu’une baisse de l’éclosabilité.
56
Le traitement anti-infectieux peut être réalisé chez les troupeaux multiplicateurs et
reproducteurs afin de réduire la transmission verticale. Cette solution n’est cependant
envisageable que si l’élimination du lot est économiquement irréalisable.
Le traitement fait appel à des antibiotiques actifs sur les mycoplasmes et susceptibles de
diffuser facilement dans les tissus atteints.
- Les macrolides et apparentés représentent les familles de choix : la tylosine et la
tiamuline sont indiquées.
- Les tétracyclines sont également indiquées, notamment la doxycycline.
- Le trempage des œufs ou l’injection in-ovo ont été décrits.
L’antibioprophylaxie est à étudier au cas par cas et seulement dans les élevages présentant
des épisodes récurrents de mycoplasmose. Cette pratique est déconseillée.
4.3.3 Clostridioses (GUERIN et al., 2012-c et SAIF 2003-d)
Les clostridies sont des bactéries à Gram positif anaérobie strictes retrouvées partout dans la
nature. Elles ont la capacité de former des spores qui leur confèrent une résistance extrême dans
le milieu extérieur. L’espèce pathogène majoritairement retrouvée chez les volailles est
Clostridium perfringens, mais C. colinum et C. septicum peuvent être isolées dans certains cas.
Dans les conditions propices à la multiplication bactérienne, celle-ci peut être massive et
expliquer la rapidité d’apparition du tableau clinique. Les toxines sécrétées par les clostridies
expriment le pouvoir pathogène de ces germes sur leurs hôtes.
L’entérite nécrotique à Clostridium perfringens touche principalement les animaux de 2 à 4
semaines. Cette forme clinique représente le tableau final d’un important déséquilibre au sein
de la flore digestive de l’hôte. Ces dysbactérioses peuvent avoir de nombreuses causes relatives
à des changements brutaux de régime alimentaire. Les sujets présentent un abdomen dilaté et
la mortalité apparaît brutalement et toucher 1 à 2% du lot par jour. En 2006, l’interdiction en
Europe des additifs facteurs de croissance et de stabilisateurs de la flore digestive a été suivie
par une forte incidence d’entérique nécrotique, bien que ce seul évènement ne puisse expliquer
à lui seul l’émergence de la maladie.
57
Figure 26: Lésion d’entérite nécrotique chez un poulet de chair (Photo : Clélia MATEO)
Plusieurs espèces de clostridies (C. perfringens ou C. septicum) peuvent surinfecter des lésions
déjà présentes dues à des affections intercurrentes comme l’anémie infectieuse du poulet. On
parle de dermatite gangréneuse. Les animaux présentent un désenplumement et la peau se
recouvre de lésions nécrotiques suintantes qui évoluent en croutes.
Le traitement de l’entérite nécrotique est efficace s’il est mis en place précocement. Il fait
appel à :
- La tylosine
- La lincomycine
- L’amoxicilline
- L’ampicilline
Le traitement de la dermatite gangréneuse fait intervenir :
- Des ß-lactamines
- L’oxytétracycline
- La lincomycine
58
4.3.4 Pasteurelloses (GUERIN et al., 2012-4d et SAIF, 2003-b)
Les pasteurelles sont des bactéries de forme coccobacillaires mesurant 1.5 microns de long,
immobiles et non sporulantes. Pasteurella multocida est un germe pathogène majeur en
aviculture, agent du choléra aviaire. Cette maladie provoque d’importantes pertes économiques
dans les élevages. P. gallinarum, P. haemolytica et P. anatipesifer sont des agents opportunistes
de surinfection.
L’évolution suraiguë se caractérise par des lésions septicémiques. Lors de cette forme, la mort
survient de manière brutale avec peu ou pas de signes annonciateurs : prostration, barbillons
violacés. Lors de la forme aigue, les oiseaux présentent de l’hyperthermie, des troubles
respiratoires, de la diarrhée hémorragique, sont assoiffés et refusent de s’alimenter. La mort
survient en quelques heures. La forme chronique est la continuité d’une des deux formes décrite
ci-dessus, ou due à des souches peu pathogènes qui se localisent dans des abcès. De nombreux
appareils peuvent être touchés : les articulations, l’arbre respiratoire, les barbillons qui peuvent
être œdématiés, l’oreille moyenne chez les dindes qui présentent alors un torticolis. Chez les
canards en gavage, la forme chronique du choléra est fréquente et se traduit par un gonflement
de la tête.
Figure 27: Lésion de pneumonie chez une dinde atteinte de choléra aviaire (Photo : Clélia MATEO)
Si la forme suraiguë ne laisse pas le temps de mettre en place un traitement, celui de la
forme aiguë est tout à fait envisageable et fait appel à des molécules visant les bactéries à
Gram négatif :
- La doxycycline
- Les associations sulfamides et triméthoprime
- La spectinomycine
- L’amoxicilline
- Quinolones et fluoroquinolones: acide oxolinique, fluméquine ou enrofloxacine
L’antibiogramme est nécessaire afin de tester la sensibilité de la souche isolée à différents
antibiotiques. Le traitement ne permet pas d’éradiquer complètement la bactérie du troupeau.
59
4.3.5 Riemerellose (GUERIN et al., 20012-e)
Cette maladie est due à Riemerella (autrefois Pasteurella ou Moraxella) anatipestifer, une
bactérie à coloration Gram négatif non sporulée et immobile. Elle touche principalement les
palmipèdes et parfois les dindes.
Des signes nerveux et respiratoire associés à un retard de croissance sont fréquemment
observés. Les lésions révèlent une inflammation fibrineuse des séreuses.
La prévention de la maladie passe par le contrôle des conditions d’élevage, notamment pendant
la période de démarrage. Le recours au vaccin voire aux autovaccins est possible.
Le traitement est similaire à celui du choléra aviaire.
- La doxycycline
- La spectinomycine
- L’amoxicilline
- Les quinolones et fluoroquinolones: acide oxolinique, fluméquine ou enrofloxacine
Les formes suraiguës nécessitent un traitement antibiotique par voie parentérale.
4.3.6 Infections à Enterococcus spp. (GUERIN et al., 2012-g et BALLOY, 2015)
Les entérocoques sont des coques à Gram positif, non sporulées, aéro-anaérobie de la famille
des Streptococcaceae mais séparées des streptocoques. Les entérocoques sont des bactéries
retrouvées dans l’intestin des animaux mais aussi des hommes, certaines espèces sont des
pathogènes opportunistes. Enterococcus faecalis pourrait être un agent zoonotique. Les
principales espèces isolées dans les élevages de volailles sont E. faecalis et E. cecorum.
L’infection à E. cecorum est connue depuis une dizaine d’année dans de nombreux pays pour
affecter l’appareil locomoteur du poulet de chair. Les animaux contractent le germe entre une
et deux semaines d’âges. Le tableau clinique se manifeste dès l’âge de 3 semaines : difficultés
locomotrices évoluant vers la paralysie, animaux rechignant à se tenir debout et reposant sur
leurs jarrets ou sur le côté. Au fil des semaines, le lot devient de plus en plus hétérogène et la
mortalité apparait chez les sujets les plus faibles. Les canetons de Barbarie peuvent également
être atteints. Le tableau clinique rappelle alors le Syndrome de mortalité brutale du jeune
caneton bien que l’entérite soit moins sévère.
Les symptômes et lésions de l’infection par E. faecalis diffèrent selon les espèces : cette bactérie
est connue pour être l’agent causal de l’arthrite amyloïdienne de la poulette. Les manifestations
cliniques apparaissent dès l’âge de 6 semaines avec retard de croissances et boiteries. La
morbidité peut atteindre 20% du lot. Il convient alors d’éliminer les sujets atteints malgré la
perte économique induite. E. faecalis est également à l’origine de granulomes hépatiques et
endocardites chez la dinde et d’arthrite chez le canard.
60
Le traitement est conseillé lors d’évolution aiguë. On peut utiliser :
- Des ß-lactamines, notamment l’amoxicilline
- Des tétracyclines
- De la tylosine
Une étude conseille l’utilisation de la pénicilline V dans le traitement de l’infection à
Enterococcus cecorum (MIGNE et al., 2013). La sensibilité est en effet meilleure pour cette
molécule que pour les tétracyclines et la tylosine. Le spectre étroit de la pénicilline V permet
également de ne pas exercer de pression de sélection parmi les bactéries à Gram négatif qui y
sont naturellement résistantes (E.coli, Salmonella).
4.3.7 Infections à Ornithobacterium rhinotracheale (GUERIN et al., 2012-f et
SAIF, 2003-b)
Ce germe découvert récemment est un pathogène majeur chez la dinde, affectant l’appareil
respiratoire et/ou l’appareil locomoteur. Ornithobacterium rhinotracheale (ORT) est une
bactérie à coloration Gram négatif appartenant à la famille des Pasteurellaceae. Le poulet est
également sensible à l’infection.
Chez la dinde, la forme respiratoire de l’infection se manifeste le plus souvent autour de 7 à 8
semaines d’âge. Les animaux sont en dyspnée et présentent de la toux grasse, des éternuements,
du jetage ainsi que des sinusites. Les lésions s’observent sur l’appareil respiratoire, trachéite,
aérosacculite et pneumonie œdémateuse. Une autre forme associée à des boiteries apparaît chez
les dindes autour de 10 à 12 semaines d’âge. Les animaux rechignent à se déplacer et leurs
articulations tibio-tarso-métatarsiennes sont gonflées.
La maladie peut également toucher les poulets dès l’âge de 20 jours. On observe des troubles
respiratoires d’apparition aigue ou des atteintes des articulations d’évolution plus insidieuse.
Réaliser un antibiogramme sur la souche d’ORT isolée demeure indispensable avant
d’initier tout traitement antibiotique pour cette maladie. On choisira la molécule idéale
selon les résultats de cet examen.
En général, les souches d’ORT sont souvent résistantes aux associations sulfamides-
triméthoprime et à la colistine.
Pour la forme respiratoire, il est possible d’utiliser pendant un minimum de 4 jours:
- La doxycycline
- La tiamuline
- La tylosine
- La tilmicosine
- L’amoxicilline est réputée efficace à 25mg/kg, le prix est un frein à son utilisation
en France.
Le traitement des formes articulaires doit faire appel à des molécules diffusant facilement
dans les articulations.
61
4.3.8 Infections à Brachyspira spp. (ROBINEAU, 2015)
Les spirochètes sont des bactéries à Gram négatif anaérobies qui colonisent les caecas et le
rectum des volailles. Plusieurs bactéries sont représentées dont B. pilicolli qui infecte également
les porcs et peut être agent de zoonose. Une infection par Brachyspira spp. est à l’origine de
pertes économiques importantes dans les élevages.
Le genre Gallus est le plus sensible, de nombreuses poules pondeuses et poules reproductrices
peuvent être porteuses sans toutefois exprimer de signes cliniques. L’infection peut être à
l’origine d’une diarrhée brunâtre et fétide. Les œufs souillés ne pourront alors être
commercialisés. Elle cause également un retard à l’entrée de ponte ainsi qu’une chute de ponte.
Les poussins issus de poules infectées sont prostrés et ont une mauvaise croissance. Chez les
dindes, ces bactéries peuvent causer une typhlite sévère.
Le traitement fait intervenir :
- L’oxytétracycline
- La tiamuline
- La lincomycine
Chez les dindes, l’utilisation de la tiamuline est très délicate et doit exclure tout traitement
avec des ionophores.
4.3.9 Infections à Streptococcus gallolyticus (GUERIN et al., 2012-h)
Cette bactérie touche les palmipèdes et est à l’origine du Syndrome de mortalité brutale du
jeune caneton. Elle intéresse plus particulièrement les canetons mulards et Barbarie. Les lots
touchés présentent des taux de mortalité variant de 10 à 30%. Les canetons présentent des
symptômes nerveux peu spécifiques et des lésions septicémiques ainsi qu’une entérite
congestive.
S. gallolyticus infecte dans une moindre mesure les poulets et les dindes. La bactérie induit le
développement d’endocardites valvulaires végétantes à l’origine de la mortalité des animaux
ou de saisies à l’abattoir.
La prévention de la maladie s’appuie sur les méthodes classiques de biosécurité à tous les étages
de l’élevage, en particulier l’hygiène des points d’abreuvement.
Le traitement antibiotique doit cibler les bactéries à Gram positif et est à mettre en place
lors d’une évolution aiguë. On utilise :
- Les tétracyclines
- L’amoxicilline
62
4.3.10 Staphylococcies (GUERIN et al., 2012-h)
Les staphylocoques sont des coques à coloration Gram positif. Ces germes pénètrent
l’organisme à la faveur de lésions cutanées, et peuvent former des abcès, être à l’origine de
lésions d’arthrite ou évoluer selon un mode septicémique.
Toute plaie peut être infectée et représenter une porte d’entrée pour les staphylocoques :
ampoules du bréchet, lésions des pattes dues à une mauvaise qualité de la litière ou des blessures
de perchoir, plaies de chaponnage, griffures, épointage du bec et des griffes, lésions de
l’ombilic…
Les arthrites aux pattes ou aux articulations tibio-tarso-métatarsiennes représentent un véritable
obstacle au cochage et diminue de ce fait la fertilité des coqs.
Figure 28: Aspect des foies d’animaux présentant des infections à Staphylocoque (Photos : Clélia MATEO)
Comme pour les streptococcies, le traitement antibiotique doit viser les bactéries à Gram
positif.
- Les tétracyclines
- L’amoxicilline
63
4.3.11 Botulisme aviaire (SMITH, 2015)
Le botulisme aviaire est une affection nerveuse touchant les volailles et le gibier d’eau avec une
sensibilité variable selon les espèces d’oiseaux. Elle est due à l’action d’une neurotoxine
produite par Clostridium botulinum. Plusieurs types de toxine ont été décrits. L’apparition des
bactéries ainsi que de la toxine est favorisée par des conditions chaudes et humides. La bactérie
peut se trouver dans l’intestin des oiseaux, mais ceux-ci peuvent également se contaminer en
ingérant la toxine préformée. Le germe prolifère dans les cadavres d’animaux.
Le tableau clinique est dominé par l’apparition d’une paralyse flasque et de progression
ascendante : les premiers symptômes se caractérisent par une boiterie, une réticence à se
déplacer et une incoordination dans la démarche. Par la suite, les ailes pendent, le cou ne se
tient plus et les paupières se ferment. Les oiseaux meurent par insuffisance cardiaque ou
respiratoire.
Les volailles peuvent être traitées avec des antibiotiques actifs sur les clostridies :
- La pénicilline, l’amoxicilline
- La tylosine
- La lincomycine
4.3.12 Chlamydiose aviaire (GUERIN et al., 2012-j)
Cette maladie, causée par Chlamydia psittaci est une zoonose d’importance majeure qui touche
de nombreuses espèces d’oiseaux, d’élevage ou d’ornement. Cette bactérie est un germe
intracellulaire strict de résistance médiocre dans le milieu extérieur : des mesures de nettoyage
et de désinfection suffisent à assainir un bâtiment.
Les canards sont incriminés dans de nombreux cas de contamination humaine. La
séroprévalence serait en effet élevée chez les personnes travaillant dans des ateliers de gavage
ou d’éviscération. Les psittacidés représentent également une source de transmission à
l’Homme.
Le tableau clinique est variable d’une espèce à l’autre. Chez la dinde, la bactérie entrerait dans
le complexe respiratoire bien que son rôle pathologique soit encore discutable. Il semblerait que
le canard soit quant à lui un porteur sain.
Afin de prévenir l’apparition de la maladie, des mesures simples de nettoyage et désinfection
suffisent. Aucun vaccin n’existe actuellement mais cette piste intéressante est en cours de
recherche.
Le traitement ne peut éradiquer complètement la maladie.
- Il est recommandé d’utiliser des tétracyclines : oxytétracycline. en première
intention pendant 2 à 3 semaines.
- La doxycycline et les macrolides sont également envisageables.
- Les quinolones ne sont à utiliser qu’en second choix.
64
4.4 Bilan
Molécule
Molécules
Voie
Posologie
Durée
Indications
Contre-
indication,
interactions
Tétracyclines
Oxytétracycline
Doxycycline
PO (eau de
boisson ou
aliment)
20-
40mg/kg
10-
20mg/kg
3-5
jours
Infections
respiratoires à
mycoplasmes,
pasteurelles,
Ornithobacterium
rhinotracheale
Sulfamides
Sulfadiazine
Sulfadiméthoxine
Toujours en
association avec
le triméthoprime
en aviculture.
Colibacillose
Coccidiostats
ionophores
dans aliment
(monensin,
salinomycine,
narasin)
ß-lactamines
Ampicilline
Amoxicilline
Pénicilline V
PO (eau de
boisson)
Injectable
PO (eau de
boisson)
PO (eau de
boisson)
20 mg/kg
10-20
mg/kg
10-20
mg/kg
13.5-20
mg/kg
3-5
jours
5 jours
Infections du
système digestif,
de l’appareil
locomoteur,
septicémies.
Infections à
Entérocoques
(amoxicilline,
pénicilline V)
Choléra aviaire
(amoxicilline)
Quinolones et
fluoroquinolones
Acide oxolinique
Fluméquine
Enrofloxacine
PO (eau de
boisson)
15 (10-20)
mg/kg
12 mg/kg
10 mg/kg
3-5
jours
3-5
jours
5 jours
Septicémie à
E.coli
Macrolides et
apparentés
Tylosine
Tilmicosine
Spiramycine
Erythromycine
Lincomycine
PO (eau de
boisson)
100 mg/kg
20 mg/kg
150 000
UI/kg
20 mg/kg
3 mg/kg
3 jours
3 jours
3-5
jours
3 jours
7 jours
Infections
digestives à
clostridium.
Infections
respiratoires à
mycoplasmes,
Ornithobacterium
rhinotracheale
Pleuromutilines
Tiamuline
PO (eau de
boisson)
20 mg/kg
3-5
jours
Infections
respiratoires à
mycoplasmes,
Ornithobacterium
rhinotracheale
Coccidiostats
ionophores
Polymyxines
Colistine
PO (eau de
boisson)
750 000
UI/kg
3 jours
Colibacillose
Injection
mortelle chez
les
palmipèdes
Tableau 5: Résumé des thérapies antimicrobiennes disponibles et conseillées chez les volailles (BOISSIEU, 2015 et GUERIN et al., 2012-11)
65
5. Suivi des ventes et de l’utilisation d’antibiotiques en France
5.1 Suivi des ventes d’antibiotiques à destination des volailles en France
5.1.1 Cadre réglementaire
A la demande de la Commission Européenne, l’Agence Européenne du Médicament (EMA) a
lancé le projet « European Surveillance of Veterinary Antimicrobial Consumption » (ESVAC)
qui a pour objectif de suivre de manière harmonisée la vente et la consommation
d’antimicrobiens à usage vétérinaire dans les pays membres de l’Union Européenne. La France
participe à ce programme et a confié ce suivi aux mains de l’ANSES-ANMV. Ce suivi est
nécessaire quant à l’évaluation des risques en matière d’antibiorésistance en santé publique.
5.1.2 Principe en France
En France depuis 1999, l’Agence Nationale du Médicament Vétérinaire, en collaboration avec
le Syndicat de l’Industrie du Médicament Vétérinaire (SIMV), édite des rapports annuels
permettant de suivre la vente de molécules à activités antimicrobiennes et à destination des
animaux par les laboratoires qui les commercialisent (ANSES-ANMV, 2016). Ce suivi est basé sur
les déclarations de ventes annuelles par les laboratoires titulaires des Autorisations de Mise sur
le Marché (AMM). Il concerne les animaux dont la chair ou les denrées sont destinés à la
consommation humaine, mais également les équidés et les carnivores domestiques.
Afin de déduire la consommation d’antibiotiques par les animaux, on considère que la totalité
des molécules vendues leur sont administrées. Cette hypothèse n’a pas été vérifiée en 2013, ce
qui pose un biais dans l’interprétation des résultats obtenus en 2013 et 2014.
5.1.3 Méthodes
Les données sont collectées par un questionnaire envoyé à chaque laboratoire commercialisant
des antimicrobiens possédant une AMM vétérinaire. Chaque titulaire des AMM est tenu de
fournir la quantité de chaque médicament vendu. Depuis 2009, une estimation de la proportion
de vente pour chaque production animale est demandée, celle-ci n’est toutefois pas aisée
sachant qu’une même formulation peut être vendue pour plusieurs espèces. Ces données sont
finalement croisées avec l’estimation de la population animale et de ses fluctuations en France,
fournie par Agreste pour les animaux producteurs de denrées.
5.1.4 Indicateurs
Plusieurs indicateurs répondant à différents objectifs de lecture peuvent être calculés afin
d’évaluer la consommation d’antibiotiques au sein des différentes espèces et productions. Ces
derniers sont calculés en prenant compte la quantité de principe actif, posologie, la durée de
traitement, le poids des animaux traités et le poids des animaux adultes ou à l’abattage.
66
Le dénominateur du calcul des indicateurs est représentatif de la population animale traitée ou
potentiellement traitée par les antibiotiques, et doit prendre en compte les fluctuations de cette
population.
- Masse de la population animale (ou WAP pour Weight of Animal Population) en kg
produits.
- Masse d’animaux traités ou potentiellement traités en kg produits (ou WAT pour
Weight of Animal Treated).
- Masse abattue (en kg abattus).
- Population Correction Unit (PCU) : ce dénominateur utilisé par l’ESVAC est obtenu en
multipliant le nombre d’animaux traités d’une espèce donnée par un poids théorique
fixé à 1 kg pour les poulets et à 6.5 kg pour les dindes. Ce poids correspondrait au poids
des animaux lors du traitement.
Dans le cadre de ce suivi, on utilisera la masse d’animaux traitée ou potentiellement traitée,
exprimée en kg.
Les numérateurs doivent quant à eux représenter la quantité de principe actif consommé :
- Qai = quantité de matière active, exprimée en mg, g ou kg. Elle est facilement déduite
du nombre d’unités vendues multiplié par la quantité de principe actif dans chaque unité.
(L’acronyme Wacti pour Weight of active ingredients est utilisé en anglais.)
- L’ADDkg = Animal Daily Dose kg, qui correspond à la dose nécessaire de principe
actif permettant de traiter 1 kg de poids vif pendant une journée.
- L’ADD = Animal Daily Dose, qui correspond à la dose nécessaire de principe actif
permettant de traiter un animal type pendant une journée.
- L’ACDkg = Animal Course Dose kg, qui correspond à la dose de principe actif
nécessaire pour traiter 1 kg de poids vif pendant toute la durée de traitement.
- L’ACD = Animal Course Dose, qui correspond à la dose de principe actif nécessaire
pour traiter un animal type pendant toute la durée du traitement.
Les indicateurs obtenus sont :
- Quantité de matière active en mg de matière active par kg produit traité : cet indicateur
est obtenu en divisant la Qai (ou Wacti) par la masse de population animale
potentiellement consommatrice (Wacti/WAT), et s’exprime en mg/kg. Il s’agit d’un
indicateur « de vente ».
- ALEA : Animal Level of Exposure to Antimicrobials s’exprime sans unité. Il est obtenu
par ce calcul :
ALEA = Poids vif traité / (Nombre d’animaux x Poids des animaux à l’abattage)
L’ALEA est l’indicateur retenu dans le cadre du suivi des ventes d’antibiotiques en France. Ce
dernier est calculé en tenant compte des différences d’activité parmi les divers principes actifs,
impliquant différentes posologies, ainsi que les variations des populations animales au cours de
l’année. A noter que l’ACDkg ainsi que l’ADDkg sont aussi des indicateurs d’exposition.
La méthodologie appliquée ci-dessus ne permet cependant pas d’évaluer l’usage hors AMM de
certaines molécules. Par ailleurs, des mesures prenant en compte les différentes espèces de
67
volailles ainsi que le stade physiologique au cours du traitement permettraient de mieux évaluer
l’exposition de ces différentes catégories d’animaux aux antibiotiques.
5.1.5 Résultats pour les filières avicoles et discussions (ANSES-ANMV, 2015 et
2016)
Tous les résultats de cette partie figurent dans le rapport du suivi des ventes de médicaments
vétérinaires contenant des antibiotiques en France en 2015 (ANSES-ANMV, 2016).
Bovins
Petits
ruminants
Chats
et
chiens
Chevaux
Poissons
Lapins
Porcs
Volailles
Autres
Total
Tonnage
vendu 124.35 35.51 12.73 7.16 2.55 45.25 185.45 98.98 2.28 514.26
Pourcentage 24.18% 6.91% 2.48% 1.39% 0.49% 8.80% 36.06% 19.25% 0.44% 100%
Vente en
mg/kg 13.20 64.17 79.77 24.71 62.53 436.63 65.09 42.61 65.32 32.60
Tableau 6: Répartition des ventes en 2014 par espèce animales en tonnage d’antibiotiques vendus et en quantité de principe actif par kg de poids vif (ANSES-ANMV, 2016)
En 2015, 19.25% du tonnage d’antibiotiques vendus étaient destinés des volailles. Si le
pourcentage dans le tonnage total varie peu, la quantité d’antibiotique ramené au poids des
volailles a nettement diminué en 2015 (de moitié par rapport à 2011). Sur les années 2014 et
2015, 43.5% de la colistine vendue en médecine vétérinaire est destinée aux volailles.
Ce tableau, qui exprime la quantité de matière active sans distinction de molécule ne peut tenir
compte de la réelle exposition des animaux.
Par ailleurs, ces données ne prennent pas en compte les différentes productions animales au
sein d’une même colonne. Le terme « volailles » regroupe différentes espèces (Gallus ponte et
chair, dindes, palmipèdes maigres et gras, pintades, cailles…) qui peuvent appartenir à stades
de productions différents (reproducteurs, œufs ou animaux de un jour au couvoir, animaux
d’élevage…).
1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006
Tonnage
vendu 221.4 237.2 249.3 251,0 261.9 251.3 254.6 237.7
Pourcentage
dans le
tonnage
total
16.9%
17.1%
18.1%
18.9%
20.2%
19.9%
19.6%
19.2%
Quantité en
mg/kg 76.14 80.92 82.10 89.85 95.15 95.03 99.17 102.02
68
2007 2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014 2015
Tonnage
vendu 254.4 242.2 216.4 203.4 202.0 176.6 156.6 177.2 98.98
Pourcentage
dans le
tonnage
total
19.2%
20.7%
20.4%
20.0%
22.2%
22.6%
22.4%
22.7%
19.25%
Quantité en
mg/kg 104.39 101.38 92.89 86.12 84.65 75.32 67.31 78.06 42.61
Tableau 7: Evolution des ventes d’antibiotiques à destination des volailles entre 1999 et 2015 (ANSES-ANMV, 2016)
Figure 29: Evolution du tonnage d'antibiotiques vendus à destination des volailles et du rapport quantité de principe actif / masse de viande produite (mg/kg) de 1999 à 2015
Ce tableau exprime l’évolution du tonnage vendu mais également la quantité en mg/kg. Cette
dernière donnée ne reflète cependant pas l’exposition des animaux aux antibiotiques puisque
l’activité thérapeutique de chaque molécule n’est pas détaillée.
Par ailleurs, les résultats de l’année 2014 sont à interpréter avec précautions. La promulgation
en 2013 de la loi d’avenir agricole qui interdit désormais les pratiques commerciales, dont les
remises de marges arrière sur les antibiotiques, rabais et ristournes à compter du 1er janvier
2015, a poussé certaines structures vétérinaires à réaliser de nombreux stocks qui ne reflètent
pas l’usage réels de ces antibiotiques chez les animaux.
L’importance de ce stockage serait estimée à 3 ou 4 mois, ce qui surévalue l’exposition des
animaux aux antibiotiques en 2014 et la sous-estime en 2015. Cette affirmation se vérifie en
observant le chiffre d’affaire réalisé sur la vente d’antibiotiques au premier semestre 2015 par
rapport au premier semestre 2014.
- ALEA
Les résultats de ces deux dernières années montrent que les volailles sont majoritairement
traitées avec des polypeptides (colistine), des tétracyclines, des pénicillines, et enfin des
associations sulfamides et triméthoprime.
0
20
40
60
80
100
120
1995 2000 2005 2010 2015 2020
Evolution du rapport quantité de principe actif (mg) / poids de viande produite (kg)
0
50
100
150
200
250
300
1995 2000 2005 2010 2015 2020
Evolution du tonnage d'antibiotiques vendus à destination des volailles en
France (tonnes)
69
Figure 30: Evolution de l'exposition (ALEA) des volailles par familles d'antibiotiques (ANSES-ANMV, 2016)
- Exposition aux fluoroquinolones
Parmi cette classe de molécules, seule l’enrofloxacine possède une AMM chez les volailles.
L’administration se fait exclusivement par voie orale. Les traitements à base d’enrofloxacine
ont augmenté entre 2005 et 2011 puis diminué de 2011 à 2015. Le poids vif traité a augmenté
de 15,7% en 2014, mais ce chiffre est à interpréter avec précautions (voir plus haut). Pour les
deux dernières années, le poids vif de volailles traitées a diminué de 16.3%.
Entre 2013 et 2015, l’ALEA des volailles aux fluoroquinolones a baissé de 15.2%. En 2014,
1,8% du poids vif de volailles aurait été traité avec des fluoroquinolones.
5.2 Suivi de l’usage des antibiotiques en élevages
Le programme de surveillance du recours aux antibiotiques en élevages avicoles a été mis en
place en France par l’Observatoire avicole des consommations antibiotiques en 2003. Les
informations portant sur les antibiotiques utilisés ainsi que les modalités d’usages, mais
également sur les caractéristiques des lots au moment du traitement sont relevées par
l’organisation française de l’inspection ante-mortem des volailles via les Fiches Sanitaires
d’Elevages (FSE) transmises aux abattoirs par les éleveurs. Des échantillons représentatifs de
FSE ont été mensuellement collectés dans les abattoirs bretons de 2004 à 2008. Ce dispositif
n’a pu continuer suite au remplacement des FSE par les fiches d’Informations sur la Chaine
Alimentaire (ICA) qui ne répertorient que les traitements au cours des 30 derniers jours
d’élevage (CHAUVIN et al., 2010).
L’usage des antibiotiques dans les élevages avicoles, porcins et cunicoles français a également
été suivi grâce des enquêtes ponctuelles réalisées auprès des éleveurs ou des praticiens pendant
dix années d’affilées. Les élevages interrogés sont situés dans le Grand Ouest, principal bassin
de production en France. Ces enquêtes permettent de hiérarchiser les différentes familles
70
d’antimicrobiens en termes d’utilisation dans les élevages, d’observer les variations
d’utilisation entre les filières, de déterminer les différents facteurs associés à une consommation
importante d’antibiotiques par les lots, et finalement de suivre l’évolution des pratiques au fil
des années (CHAUVIN et al., 2012).
Le recueil des données est réalisé grâce à un questionnaire portant sur l’atelier, les pratiques
d’élevage et les animaux. Sont également recueillies les informations qualitatives et
quantitatives sur les antibiotiques administrés. Ces dernières s’appuient sur les ordonnances,
les factures de médicaments et les documents d’élevages. L’analyse des données est réalisée à
l’échelle de l’échantillon et les résultats de l’enquête sont extrapolables à l’ensemble des filières
(CHAUVIN et al., 2012).
Cette étude montre que la voie majeure d’administration des antibiotiques est la voie orale, la
voie parentérale ne représente quant à elle que 1% des lots traités (CHAUVIN et al., 2012). Les
familles utilisées varient d’une espèce à l’autre : alors que les pénicillines représentent environ
la moitié des usages en poulets de chair, le pourcentage ne dépasse pas les 15% en dindes de
chair, au profit des tétracyclines (CHAUVIN et al., 2012).
5.3 Variabilité des usages entre élevages
Le suivi des usages des antibiotiques en élevage a permis de mettre en évidence des variations
de ces usages, en termes de quantité d’antibiotiques administrés au sein des élevages (CHAUVIN
et al., 2010). Ainsi, la moitié des usages ne concerne que 10% des élevages de poulets de chair
(CHAUVIN et al., 2012). Le quart des élevages représente respectivement 67% et 70% des usages
totaux en productions de dindes et de poulets de chair, ces élevages sont dits « forts
utilisateurs » (CHAUVIN et al., 2012).
5.3.1 Facteurs zootechniques influençant les usages
Une étude menée sur 131 élevages de dindes de chair et portant sur 246 lots met en lumière
l’influence de nombreux paramètres sur les quantités d’antibiotiques utilisées : l’administration
de flores de barrière, la maîtrise des affections majeures et le respect des mesures de biosécurité
(changement de tenue et port de pédisacs avant d’entrer dans le bâtiment d’élevage) sont
statistiquement associés à une moindre utilisation d’antibiotiques.
La taille importante des lots est également reliée à la quantité d’antibiotiques utilisés. Ce
paramètre est mesuré par le nombre de salariés affectés uniquement à l’élevage des dindes :
ainsi, lorsqu’il y a plus d’un salarié par élevage, la consommation d’antibiotique augmente
(CHAUVIN et al., 2005). Par ailleurs, d’autres études avaient déjà montré que l’agrandissement des
lots était associé à d’avantage de maladies respiratoires et de mortalité chez les poulets de chair
(HEIER et al., 2002 et TABLANTE et al., 1999).
71
5.3.2 Facteurs non zootechniques influençant les usages
D’autres facteurs non zootechniques entrent également en jeu. On a par exemple pu observer
l’usage saisonnier de familles d’antibiotiques par rapport à d’autres, comme par exemple
l’usage des tétracyclines en production de dindes (CHAUVIN et al., 2010). Ce constat pourrait
s’expliquer par l’augmentation de la prévalence d’atteintes de l’appareil respiratoire en saison
froide.
L’entrée sur le marché de génériques a contribué au changement des habitudes en termes
d’antibiothérapie. Une étude menée entre 2003 et 2008 sur 7000 lots de poulets de chair et 5500
lots de dindes de chair a montré que l’arrivée de l’enrofloxacine parmi les génériques s’est
accompagnée de l’augmentation respective de 50% et 30% de son utilisation dans ces
productions (TOUTAIN et al., 2013).
Enfin, des contraintes réglementaires souvent liées à la longue durée des délais d’attente
limitent l’usage de certaines molécules et conduisent à de mauvaises pratiques, par exemple
l’utilisation de molécules plus récentes ayant des délais d’attente plus courts (ANSES, 2014).
Conclusion de la PARTIE 1
L’usage des antibiotiques dans les productions avicoles se démarque par les particularités des
modes d’élevage : élevage en bande unique, traitement de groupe et facilité de
l’administration par voie orale, en particulier dans l’eau de boisson.
L’arsenal thérapeutique autorisé chez les volailles comprend des tétracyclines, certaines
associations sulfamides et triméthoprime, des macrolides et apparentés, la colistine, des ß -
lactamines, des quinolones et une fluoroquinolone. Notons que les céphalosporines de 3e et
4e génération ne sont plus autorisées en productions avicoles destinées à la consommation
française. De nombreuses préparations existent et permettent de traiter les infections
bactériennes décrites plus haut. Une démarche précise comprenant l’examen clinique ou
nécropsique des animaux, des prélèvements bactériologiques ainsi que la détermination de
l’antibiosensibilité (antibiogramme) oriente le vétérinaire vers le traitement le plus adapté.
Le coût des médicaments est également déterminant dans la mise en place d’un traitement.
Le suivi des ventes d’antibiotiques par les volailles en France est réalisé par l’ANSES qui
publie ces données dans un rapport annuel. Les résultats de l’année 2014 sont à interpréter à
la lumière de la promulgation de la loi d’avenir agricole. A noter que ce rapport ne distingue
pas les différentes filières avicoles. Des études directement réalisées en élevages de chair
montrent que la consommation d’antibiotiques est très variable d’un élevage à l’autre. Celle-
ci dépend de facteurs zootechniques, notamment le respect des barrières sanitaires, mais
également de facteurs économiques et réglementaires.
72
73
PARTIE 2
L’ANTIBIORESISTANCE DANS LES FILIERES AVICOLES
1. Généralités
1.1 Définitions
1.1.1 Résistance naturelle
La résistance naturelle ou intrinsèque d’une bactérie à un antibiotique est un phénomène
inhérent à la nature même de l’espèce bactérienne (GUERIN-FAUBLEE, 2009). Cette dernière
détermine le spectre d’activité des familles d’antibiotiques. Par exemple, les mycoplasmes sont
des petites bactéries dépourvues de paroi, ce qui les rend donc naturellement résistantes à toutes
les ß-lactamines dont l’activité bactéricide est liée à la destruction des parois bactériennes par
inhibition de la synthèse du peptidoglycane. Ce déterminant est à différencier de la résistance adaptative qui est un phénomène transitoire
non lié à une modification génétique, apparaissant lorsque l’antibiotique est présent dans le
milieu et disparaissant ensuite. La résistance adaptative est un mécanisme qui concourt
également à la résistance à certains biocides (WALES et al., 2015), tout comme la formation de
biofilm qui rend la population bactérienne résistante à certains antibiotiques et désinfectants
(WALES et al., 2015).
1.1.2 Résistance acquise
Différentes notions de résistance existent selon les points de vue. Ce phénomène concerne une
part seulement des souches bactériennes appartenant à une espèce.
- Résistance bactériologique : Selon la définition de Chabbert, « Une souche est dite
résistante à un antibiotique lorsqu'une modification de son capital génétique lui permet de
tolérer des concentrations d'antibiotique nettement plus élevées que celles qui inhibent la
croissance in vitro de la majorité des autres souches de la même espèce dites sensibles. »
- Résistance pharmacologique : Une souche sera dite résistante si la concentration
d’antibiotique atteinte au site infectieux est inférieure à la CMI (SANDERS et al., 2009).
- Résistance clinique : Pour le clinicien, une souche bactérienne est résistante à un
antibiotique si la probabilité de succès thérapeutique est faible. Une souche est dite sensible
si la probabilité de succès thérapeutique est élevée. Le statut intermédiaire est attribué quand
on ne peut prévoir le succès ou l’échec du traitement (GUERIN-FAUBLEE, 2009).
74
- Résistance épidémiologique : Pour l’épidémiologiste, une souche sera dite résistante à un
antibiotique si la concentration minimale inhibitrice de l’antibiotique pour cette souche est
significativement plus élevée que celles des populations dites sauvages. Les souches
« sauvages » sont séparées des souches présentant un ou des mécanismes de résistance par
des seuils épidémiologiques (« cutt-off value ») définis par le European Comittee on
Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST).
Les divergences de définitions sont à prendre en compte lorsque le laboratoire rend des résultats
d’antibiogrammes, où la catégorisation de la souche se fera selon les critères cliniques et non
épidémiologiques.
1.2 Histoire
Alors que les premiers antibiotiques ont été proposés dans les années 40, c’est peu de temps
après que l’antibiorésistance s’est imposée aux médecins. La pénicilline G, qui fut considérée
comme le traitement miracle contre les staphylococcies humaines fut rapidement abandonnée
en raison de l’émergence et de la dissémination du gène de résistance blaz confrontant ses
prescripteurs à l’échec thérapeutique (MADEC, 2014). Pour répondre à cette problématique, les
laboratoires développèrent la méticilline dont l’utilisation fut suivie de près par l’émergence de
staphylocoques résistants à la méticilline (SARM) en milieu hospitalier (MADEC, 2014). A
chaque émergence de résistances, les laboratoires mirent sur le marché de nouvelles molécules
afin d’éviter les impasses thérapeutiques, permettant aux médecins de rester efficaces contre
les maladies bactériennes pendant une cinquantaine d’années. Cette offre s’est petit à petit tarie
et seules trois molécules ont été approuvées par la Food and Drug Administration (FDA) ces
trente dernières années: le linézolide de la famille des oxazolidinones, la daptomycine qui est
un lipopeptide actif sur les bactéries à Gram positif et la fidaxomicine, une lactone
macrocyclique (SHAW et al., 2011). L’absence d’innovation dans le domaine pharmaceutique ainsi
que la diffusion des résistances dans et entre les écosystèmes (humains, animaux et
environnement) doit amener les professionnels de la santé à réfléchir à de nouvelles façons
d’appréhender les traitements des infections bactériennes. Il faudra en outre réfléchir aux
stratégies thérapeutiques et aux schémas posologiques afin de minimiser l’émergence de
mutants résistants.
1.3 Support génétique et transfert des résistances
Les résistances sont le résultat de phénomènes cellulaires complexes et variables avec l’espèce
bactérienne et l’antibiotique. Ces mécanismes, souvent liés à des activités enzymatiques où à la
cible même de l’antibiotique, sont portés par des gènes dits de résistances codant pour ces
enzymes ou cette cible.
Ces gènes peuvent appartenir au chromosome bactérien, un phénotype de résistance peut ainsi
apparaître à la faveur d’une mutation spontanée. Ce phénomène est rare et aléatoire mais peut
néanmoins voir sa fréquence d’apparition augmenter au sein de populations bactériennes de
75
taille importante comme les flores commensales ou digestives, ou au sein d’un foyer infectieux.
Dans ce cas, la mutation est soit transmise verticalement à la descendance, soit par
transformation d’un fragment d’ADN vers une bactérie réceptrice compétente. Ce fragment
sera intégré au génome de celle-ci par recombinaison homologue. Ce dernier évènement
nécessite de ce fait une certaine ressemblance entre les molécules d’ADN, ce qui ne peut se
faire qu’au sein d’une même espèce bactérienne ou entre espèces très proches.
Des éléments génétiques mobiles comme les plasmides peuvent également être porteurs d’un
ou plusieurs gènes de résistance. Ces plasmides peuvent être transmis aux bactéries voisines
par conjugaison, qu’elles soient de la même espèce ou non (le phénomène a été observé de
bactéries à gram positif vers des bactéries à gram négatif). Les plasmides ne se maintiennent
pas tous de manière stable au sein des bactéries, notamment à cause de la dépense énergétique
que représente l’expression des gènes présents.
Les transposons sont de petits éléments génétiques mobiles capables de s’intégrer dans un
génome bactérien ou au sein d’un plasmide. Un gène présent dans le transposon code pour une
transposase permettant l’intégration stable dans un réplicon. Ainsi intégré, l’expression des
autres gènes, dont certains de résistance, est possible. Ce mécanisme concours à la
dissémination efficace de déterminants de résistances dans les écosystèmes bactériens.
Les intégrons sont des systèmes de capture de plasmides, de transposons ou de cassettes
géniques. Le matériel génétique s’insère entre deux parties stables de l’intégron. Plusieurs
déterminants génétiques de résistances peuvent s’intégrer à ce système créant alors des îlots de
résistances.
Le transfert de gènes entre bactérie peut également être réalisé par un intermédiaire viral, le
bactériophage, on parle alors de transduction.
Figure 31: Mécanismes de transfert des résistances entre bactéries (AFSSA, 2006)
76
1.4 Existence des résistances dans le milieu
L’origine des résistances serait liée à la nécessité des bactéries de se protéger des substances
antimicrobiennes produites par d’autres microorganismes. L’analyse d’échantillons d’âges
géologiques variables montre que les gènes de résistance étaient déjà présents depuis des
milliers d’années, il semblerait donc que leur apparition soit concomitante avec le
développement de microorganismes sécrétant des molécules antibiotiques (ACAR et al., 2012). De
plus, de récentes études montrent que l’environnement représente un réservoir massif de gènes
de résistances (ACAR et al., 2012). Ces gènes témoignent de l’incroyable capacité d’adaptation des
bactéries à des environnements divers.
Les déterminants de résistance n’apparaissent pas avec l’utilisation des antibiotiques mais sont
favorisées par celle-ci. Les bactéries possédant des gènes de résistance, qu’ils soient issus du
transfert horizontal de matériel génétique ou d’une mutation, sont initialement minoritaires au
sein des écosystèmes microbiens. L’utilisation d’un antibiotique confère un avantage sélectif à
ces dernières, leur permettant de coloniser l’espace libéré par les bactéries sensibles. Notons
toutefois que cet avantage sélectif s’accompagne d’un coût biologique parfois élevé qui peut
limiter cette colonisation si l’antibiotique disparait du milieu.
1.5 Résistances croisées
On parlera de résistance croisée lorsque l’utilisation d’un antibiotique sélectionnera des mutants
résistants à l’ensemble des molécules de la même famille. Les mécanismes de résistances
impliquant la cible de l’antibiotique favorisent ce phénomène, tous les antibiotiques de la
famille ayant une action similaire sur la cible.
Lorsque le mécanisme de résistance implique des sécrétions enzymatiques venant modifier la
structure des antibiotiques, les nombreuses enzymes sécrétées auront des affinités différentes
pour des antibiotiques d’une même famille. Dans ce cas, la résistance sera semi-croisée.
1.6 Co-sélection
Certains plasmides sont porteurs de plusieurs gènes de résistance, conférant aux bactéries
porteuses la résistance à plusieurs classes d’antibiotiques. Ces bactéries sont dites multi-
résistantes lorsque le phénomène s’étend à trois familles d’antibiotiques et plus. On parle de
co-sélection quand l’utilisation d’une molécule d’une des familles entraine la résistance à toutes
les familles représentées sur le plasmide.
Il a été montré que la présence de métaux lourds, en particulier le cuivre et le zinc dans le milieu
favorise la co-sélection de gènes de résistance aux antibiotiques (LIANGWING et al., 2016). Cette
co-sélection serait le résultat d’un phénomène de co-résistance (présence de gènes de résistance
présents sur le même élément génétique), ou de sélection croisée (le même mécanisme de
résistance pour les métaux et l’antibiotique) (BAKER-AUSTIN et al., 2006). Il est possible
d’administrer du cuivre aux volailles lors de désordres digestifs, l’impact de cette pratique sur
la sélection de résistance n’a cependant pas été évalué.
77
Des phénomènes de co-sélection de la résistance à certains biocides existent également. Comme
pour la résistance aux antibiotiques, la résistance acquise aux biocides est le fruit de mutations
génétiques, altération de l’expression de certains gènes ou de l’acquisition d’éléments
génétiques mobiles (WALES et al., 2015). Les mécanismes de co-sélection impliquent notamment
la présence de pompes à efflux non spécifiques, de diminution de la perméabilité de la
membrane plasmique, de mutations ou surexpression du gène de la cible (WALES et al., 2015).
1.7 Niveaux de résistances
L’apparition d’un phénotype de résistance à un antibiotique chez une souche se traduit par une
augmentation de la CMI. On parle de bas niveau de résistance quand cette augmentation est
moindre, de haut niveau si elle est importante. La sélection de bas niveaux de résistance lors
d’un traitement représente un risque non négligeable en antibiothérapie, ce premier palier de
résistance pouvant faciliter l’apparition de mutants à hauts niveaux de résistance. Ce
phénomène est particulièrement décrit pour la résistance aux quinolones, ou plusieurs mutations
des gènes codant pour les cibles peuvent s’accumuler et rendre les bactéries de plus en plus
résistantes à cette famille (PEREZ-BOTO et al., 2014).
1.8 Coût biologique de la résistance
Les mutations chromosomiques ou l’acquisition de gènes permettant à des bactéries
initialement sensibles à un antibiotique de survivre en présence de celui-ci s’accompagne d’un
coût biologique, se traduisant par une moindre compétitivité vis-à-vis de la colonisation par
rapport aux souches sauvages (KEMPF et al., 2012). En effet, il semblerait qu’une partie du
métabolisme de la bactérie soit tournée vers la persistance de l’élément génétique acquis
(KEMPF et al., 2012).
Plusieurs études ont évalué la persistance de la résistance in vitro et in vivo, les résultats mettent
en lumière que l’arrêt de l’utilisation des antibiotiques ne se solde pas toujours par le retour à
la sensibilité. A grande échelle, l’arrêt de l’usage de l’avoparcine comme facteur de croissance
en Europe chez les porcs et les volailles s’est accompagné de la diminution de la résistance à
cet antibiotique mais le gène de résistance VanA est toujours présent. Après l’interdiction de
l’utilisation des fluoroquinolones en élevages de volailles aux Etats-Unis, le taux de résistance
à la ciprofloxacine chez Campylobacter jejuni dans les produits de découpe du poulet est resté
stable autour de 15%.
Il existe des mécanismes compensatoires tels que des mutations permettant d’atténuer le coût
biologique induit par la résistance acquise et d’augmenter la compétitivité de ces souches
(KEMPF et al., 2012). Ces mécanismes sont à l’origine de la stabilisation de la résistance dans la
population bactérienne.
78
1.9 Méthodes de mesures de la sensibilité des bactéries
Afin de prédire le succès d’un traitement antibiotique, il est possible de réaliser un
antibiogramme afin de mesurer la sensibilité in vitro de la bactérie visée pour une batterie
d’antibiotiques. Plusieurs techniques qui varient par leur facilité de mise en œuvre, leur coût et
le type de résultat existent. Dans tous les cas, l’antibiogramme se réalise en laboratoire par du
personnel formé. Le laboratoire, qui n’est pas obligatoirement accrédité par le COFRAC
(Comité français d’accréditation), doit cependant pouvoir assurer la reproductibilité du résultat
par la standardisation des techniques.
La réalisation de l’antibiogramme se fait en routine en médecine aviaire. Le choix des
antibiotiques à tester doit être raisonné et dépend de la bactérie. Sur une entérobactérie, un
disque d’acide nalidixique sera suffisant pour tester la résistance à l’ensemble des quinolones
dont la fluméquine. Il est également inutile d’utiliser des disques de ß-lactamines si l’on teste
la sensibilité de mycoplasmes.
1.9.1 Méthode qualitative : diffusion en milieu gélosé
Cette méthode, encore appelée la méthode des disques est la plus utilisée en routine par les
laboratoires d’analyses vétérinaires (HAENNI et al., 2014). C’est la plus facile à mettre en œuvre
et la moins couteuse. Elle permet de déterminer le statut sensible (S), intermédiaire (I) ou
résistant (R) de la bactérie pour certains antibiotiques : il s’agit donc d’un résultat qualitatif.
La méthode est décrite dans la norme AFNOR NF U47-107 présente dans les recommandations
du CA-SFM (CASFM, 2015). Un milieu gélosé est ensemencé avec une culture bactérienne pure.
Des disques imprégnés d’antibiotiques judicieusement choisis sont déposés à la surface de la
gélose. La boîte est ensuite mise à incuber entre 18 et 24 heures à 37°C.
A l’issue de l’incubation, les cultures bactériennes auront poussé sur la gélose mais des
diamètres d’inhibitions correspondant à l’absence de bactéries apparaitront autour des disques.
La longueur d’un diamètre dépend de la sensibilité de la bactérie à l’antibiotique considéré.
Ainsi, plus la bactérie est résistante à l’antibiotique, plus celle-ci pourra pousser proche du
disque et plus la zone d’inhibition sera restreinte. Pour chaque couple bactérie-antibiotique, des
diamètres seuils ont été déterminés afin de pouvoir classer la bactérie sensible, intermédiaire
ou résistante.
En plus du statut de la bactérie, cette méthode permet d’observer certains mécanismes de
résistance. Chez les entérobactéries présentant une résistance aux ß-lactamines, une image de
synergie en bouchon de champagne présente entre le disque d’amoxicilline + acide
clavulanique et le disque d’une C3G ou C4G est typique d’un phénotype de BLSE (HAENNI et
al., 2014). Une meilleure visualisation de cette image est permise par le rapprochement des
disques. Une hyperproduction de céphalosporinase est à suspecter quand la synergie n’est pas
visible. Dans ces deux cas, il faut considérer la souche bactérienne résistante à toutes les ß-
lactamines disponibles en médecine vétérinaire.
79
Figure 32: Antibiogramme réalisé sur une souche de Pseudomonas aeruginosa isolée d’un échantillon de lait de vache souffrant d’une mammite (Photo : Clélia MATEO)
Figure 33: Antibiogramme réalisé sur une souche d’Escherichia coli isolée de liquide articulaire d’un poulet de chair souffrant d’arthrite (Photo : Clélia MATEO)
80
1.9.2 Méthodes quantitatives
Les méthodes dites quantitatives visent à mesures la CMI d’une souche bactérienne pour un
antibiotique donné, exprimée en mg/L. La valeur de la CMI permet de déterminer le statut S, I
ou R de la bactérie vis-à-vis de l’antibiotique testé. Cette mesure peut être réalisée en milieu
liquide ou solide.
En milieu solide, une culture bactérienne pure est déposée sur des géloses contenant des
concentrations croissantes en antibiotique. Il est également possible d’utiliser des bandelettes
imprégnées d’un antibiotique à concentration croissante le long de la bandelette. Ces techniques
sont assez onéreuses et peu utilisées en routine (SANDERS et al., 2014).
La mesure de la sensibilité en milieu liquide est décrite dans la norme AFNOR NF U47-106
(CASFM, 2015) et nécessite l’utilisation de plaques de micro-dilution. Les puits contiennent
l’antibiotique testé en concentration croissante, et chaque puit est ensemencé avec un inoculum
bactérien pur et standardisé. La croissance bactérienne est étudiée après 18 à 24 heures
d’incubation. Le premier puit où l’on n’observe pas de croissance bactérienne permet de
déterminer la CMI de la souche bactérienne pour l’antibiotique testé. Cette méthode est aussi
rapide à mettre en œuvre que la diffusion en milieu gélosé, mais plus coûteuse car elle nécessite
autant de plaques que d’antibiotiques à tester, elle sera donc peu utilisée en routine (SANDERS et
al., 2014).
1.9.3 Lecture de l’antibiogramme
Les règles de lecture interprétative de l’antibiogramme sont énoncées dans le Comité de
l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CASFM, 2015). Elles permettent de
conseiller l’usage d’un antibiotique plutôt qu’un autre qui apparaitrait sensible in vitro.
1.9.4 Utilités individuelle et collective de l’antibiogramme
L’antibiogramme permet d’orienter un choix thérapeutique. Pour le praticien, au-delà de la
prédiction du succès ou de l’échec thérapeutique ponctuel, la réalisation de cet examen permet
de connaître les tendances épidémiologiques des résistances au sein du troupeau et de sa
clientèle (HAENNI et al., 2014).
Cet intérêt peut être extrapolé à l’ensemble d’une région ou du pays. Le Résapath est un
organisme qui collecte depuis plusieurs années les antibiogrammes de plusieurs filières
animales. Les résultats sont compilés et permettent de tracer l’épidémiologie de
l’antibiorésistance par filière en France et d’en suivre l’évolution chaque année.
1.10 Notions de criticité
Les antimicrobiens sont des médicaments de grande importance en médecines humaine et
vétérinaire. Le phénomène d’antibiorésistance embrasse de nombreux pays et dépasse
allégrement la frontière d’espèce, il représente donc un danger majeur pour la santé publique.
Il convient donc aux professionnels des deux secteurs de santé d’agir dans ce sens. Les
81
réflexions quant aux usages d’antibiotiques ont donné naissance au concept de criticité. Il
incombe à l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) et à l’Office Internationale des
Epizooties (OIE) de définir une liste d’antibiotiques critiques en médecines humaine et
vétérinaire respectivement.
Les modalités d’antibiothérapie pouvant différer d’une médecine à l’autre, la notion de criticité
ne sera pas la même pour un antibiotique à usage vétérinaire ou humain. Ces listes
d’antibiotiques ne seront donc pas toutes équivalentes même si certaines molécules telles que
les fluoroquinolones et les céphalosporines de 3e et 4e générations y apparaissent toujours.
1.10.1 Critères de l’OMS
C’est à l’OMS que revient la mission de déterminer quels sont les antibiotiques d’importance
critique en médecine humaine. Ces antibiotiques sont utilisés en dernier recours en milieu
hospitalier pour traiter les bactéries multi-résistantes, qu’elles soient nosocomiales ou
communautaires. Le SARM est un représentant de ces bactéries, sans oublier d’autres bactéries
à Gram négatif. Il convient de limiter l’usage de ces antibiotiques afin de préserver leur
efficacité, tant en médecine humaine qu’en médecine vétérinaire.
Un antibiotique critique répond à plusieurs critères, définis lors de réunion en 2005 (Canberra)
puis en 2007 (Copenhague).
- Cet antibiotique est le seul recours permettant de soigner une maladie humaine grave.
- On utilise cet antibiotique afin de traiter des maladies de sources non humaines, ou
causée par des microorganismes pouvant acquérir des déterminants de résistance de
sources non humaines.
1.10.2 Critères de l’OIE
L’OIE définit une liste d’antimicrobiens selon leur importance en médecine vétérinaire, cette
liste est parue en mai 2015 (OIE, 2015). Les critères sont différents de ceux donnés par l’OMS.
L’OIE a tout d’abord élaboré un questionnaire sur les agents antimicrobiens qui a été transmis
aux délégués de tous les pays membres. Ce questionnaire interroge sur le degré d’importance
de différentes molécules antimicrobiennes utilisées en médecine vétérinaire.
- Critère 1 : plus de 50% des pays ont jugé que cette classe d’antimicrobiens était
importante.
- Critère 2 : lorsque les antibiotiques de cette classe ont été identifiés comme essentiels
contre des infections données et que d’autres solutions thérapeutiques sont insuffisantes
voire inexistantes.
Sur la base de ces critères, trois catégories d’antibiotiques ont été déterminées :
- Agents antimicrobiens d’importance critique en médecine vétérinaire : ces molécules
répondent à la fois aux critères 1 et 2.
82
- Agents antimicrobiens très importants en médecine vétérinaire : ces agents répondent
au critère 1 ou 2.
- Agents antimicrobiens importants en médecine vétérinaire : ces derniers ne répondent
ni au critère 1 ni au critère 2.
1.10.3 Arrêté du 18 mars 2016 fixant la liste des antibiotiques critiques
disponibles en médecine vétérinaire
Le décret relatif à la prescription et à la délivrance des antibiotiques d’importance critique en
médecine vétérinaire est paru le 16 mars 2016 (Légifrance, 2016-a), en application de l’arrêté
ministériel paru le 22 juillet 2015 (Légifrance, 2015-b).
L’arrêté du 18 mars 2016, liste les antibiotiques d’importance critique (Article 1er) (Légifrance,
2016-b). Y apparaissent sans surprise les fluoroquinolones récentes ainsi que les céphalosporines
de 3e et de 4e génération. En médecine aviaire, les C3/4G ne disposent plus d’AMM. Les
spécialités à base d’enrofloxacine sont également concernées par ce projet. Par ailleurs, la
colistine ne figure pas dans cette liste.
Ce texte fixe les normes validées permettant la mesure de la sensibilité des souches bactériennes
(Article 4). Ainsi, les seules méthodes autorisées sont décrites dans les normes NF U47-107
(diffusion en milieu gélosé) et NF U47-106 (dilution en milieu gélosé) décrites en 1.9 (Légifrance,
2016-b).
Ainsi, les médicaments contenant une ou plusieurs substances d’importance critique ne
pourront plus être prescrits en préventif. Dans le cadre de la métaphylaxie qui est prépondérante
en médecine hors sol, ces médicaments ne seront prescrits que si la maladie justifie d’un taux
de mortalité élevé, fera suite à l’examen clinique ou nécropsique des animaux, et les résultats
de laboratoire obtenus via une méthode respectant une des normes listées ci-dessus devra
indiquer que la souche bactérienne incriminée n’est sensible qu’à cet antibiotique (Ordre National
des Vétérinaires, 2016).
Ce décret est entré en vigueur le 1er avril 2016.
A noter que le 27 juillet 2016, l’European Medicines Agency (EMA) ne classe pas la colistine
en tant qu’antibiotique critique mais préconise la réduction de son utilisation en élevage de 65%
afin de réduire le risque d’apparition de résistance plasmidique portée par le gène mcr-1 (EMA,
2016).
83
2. Mécanismes et supports génétiques des résistances
2.1 Résistance aux tétracyclines
La résistance aux tétracyclines se retrouve chez des germes pathogènes comme chez des
bactéries des flores commensales. Ces dernières représentent de ce fait un réservoir de gènes
de résistance pour les tétracyclines. Des bactéries résistantes aux tétracyclines ont été isolées
chez l’Homme, les animaux, les denrées alimentaires ainsi que l’environnement (ROBERTS,
1996). Trois principaux mécanismes sont impliqués dans la résistance à cette famille
d’antibiotiques.
Le mécanisme le plus étudié implique la synthèse de pompes d’efflux actif intercalées dans la
membrane cytoplasmique et maintenant la concentration intracellulaire de l’antibiotique
suffisamment basse pour permettre à la bactérie d’assumer la synthèse protéique. Ces pompes
sont codées par des gènes tet. Huit classes de gènes impliqués dans ce mécanisme de résistance
ont été décrites. Les classes A à E se retrouvent chez la famille des Enterobacteriaceae. La
classe P a été décrite chez Clostridium spp. Les classes K et L sont quant à elles retrouvées chez
les bactéries à gram positif, la classe K étant particulièrement présente chez Staphylococcus
spp. alors que la classe L est plus typique des genres Streptococcus spp. et Enterococcus spp
(SPEER et al., 1992). Ces gènes sont portés par des plasmides (SPEER et al., 1992).
Un second mécanisme moins étudié mais qui semble plus fréquent que les pompes d’efflux a
été décrit chez les mycoplasmes, les bactéries à gram positif et gram négatif (SALYERS et al.,
1990). Il consiste en la synthèse de protéines de 72-kDa protectrices des ribosomes empêchant
l’antibiotique d’interagir avec ceux-ci, même à concentration cytosolique élevée (ROBERTS,
1996). Les trois principales classes de gènes impliqués ont été caractérisées et séquencées :
tet(M), tet(O) et tet(Q) (SPEER et al., 1992). Ces gènes sont soit portés par le chromosome
bactérien, soit par des plasmides (SPEER et al., 1992).
Des enzymes de modification des tétracyclines en formes inactivées ont également été décrites.
Ces enzymes de 44-kDa codées par un gène plasmidique tet(X) nécessitent la présence de
dioxygène et de NADPH (SPEER et al., 1992).
2.2 Résistance aux sulfamides
Il existe de nombreux mécanismes de résistance aux sulfonamides et au triméthoprime. La
majorité concerne la cible de cette famille d’antibiotiques, la résistance acquise est donc croisée
pour l’ensemble des molécules de la famille. La cible des sulfonamides est la dihydroptéroate
synthase (DHPS), codée par le gène folP. La cible du triméthoprime est la dihydrofolate
réductase (DHFR), codée par le gène.
Un premier mécanisme concerne les sufonamides et le triméthoprime. Il résulte de la réduction
de la perméabilité pariétale et membranaire ainsi que de la présence de pompes à efflux
(ELIOPOULOS, 2001).
84
Un mécanisme de résistance aux sulfonamides exclusivement est permis par la modification de
la cible qui devient moins affine pour les antibiotiques de la famille. Des substitutions et des
séquences de répétition au sein du gène folP ont été découvertes chez des souches de
Campylobacter jejuni et sont associées à la résistance aux sulfonamides (GIBREEL et al., 1999).
Un autre mécanisme de résistance aux sulfonamides implique la production de cibles
additionnelles qui sont des variants de l’enzyme DHPS. Deux gènes plasmidiques, sul1 et sul2
sont impliqués. Ces enzymes ne sont plus affines pour les sulfamides mais le restent pour leur
substrat (SKOLD, 2000).
La résistance au triméthoprime peut quant à elle être due à une surproduction de DHFR
chromosomale suite à une mutation dans le promoteur du gène (ELIOPOULOS, 2001). Des
mutations dans le gène de la DHFR sont aussi associées à la résistance au triméthoprime
(ELIOPOULOS, 2001).
2.3 Résistance aux quinolones
L’augmentation de l’usage des quinolones s’est accompagnée de l’apparition de résistance à
cette vaste famille d’antibiotiques. Trois mécanismes sont impliqués dans la résistance aux
quinolones.
Le premier mécanisme concerne les cibles de l’antibiotique. Les quinolones s’attaquent aux
gyrases et topoisomérases qui sont des enzymes impliquées dans les processus de réplication,
transcription et réparation de l’ADN bactérien. La majorité des bactéries possèdent les deux
enzymes. Les gyrases sont de gros complexes enzymatiques formés de deux sous-unités, dont
la protéine GyrA (97-kDa) codée par le gène gyrA et la sous-unité GyrB (90-kDa) codée par le
gène gyrB. Les topoisomérases sont quant à elles formées par les sous-unités ParC (75-kDa) et
ParE (70-kDa), respectivement codées par les gènes parC et parE. Chez les bactéries à gram
négatif, les gyrases semblent plus sensibles à l’action des quinolones, au contraire des bactéries
à gram positif chez lesquelles c’est la topoisomérases qui semble y être plus sensible. Des
mutations spontanées dans l’un de ces gènes. Ainsi, des bactéries à gram négatif atteindront un
premier niveau de résistance si une mutation apparaît spontanément sur le gène gyrA. Chez les
poulets de chair en Espagne, une enquête a montré que des souches de Campylobacter
résistantes aux fluoroquinolones étaient porteuses de la mutation Thr86Ile dans le gène gyrA.
(PEREZ-BOTO et al., 2014). Une seconde mutation d’une cible moins sensible augmente le niveau
de résistance. Il est supposé que ces mutations diminuent l’affinité de l’antibiotique pour sa
cible.
Un second mécanisme de résistance implique les processus qui contrôlent la concentration de
l’antibiotique dans le cytosol bactérien. Des porines telles que les protéines OmpC et OmpF
chez E.coli forment un canal permettant la diffusion passive des quinolones à travers la
membrane. Il existe également des pompes à efflux actif non spécifiques qui expulsent les
quinolones du cytoplasme. Des mutations des gènes concernés augmentent le niveau de
résistance.
85
La protection de la cible constitue le troisième mécanisme de résistance aux quinolones. Il s’agit
là d’un mécanisme de résistance plasmidique. Le gène incriminé est noté qnr et code pour une
protéine Qnr qui peut se lier aux gyrases et à la topoisomérase IV afin de les protéger de l’action
des quinolones. Bien que les mutations du type Qnr n’impliquent que de bas niveaux de
résistance, celles-ci facilitent l’apparition d’autres mutations conférant de plus hauts niveaux
de résistance aux mutants (JACOBY, 2005).
2.4 Résistance à la colistine
On a longtemps pensé que la résistance à la colistine était rare et le fruit de mutations
chromosomiques, ce phénomène est ainsi peu documenté. En 2015, un mécanisme de résistance
plasmidique a été mis en évidence en Chine (LIU et al., 2016).
Il existe plusieurs mécanismes de résistance portés par le chromosome bactérien. Le premier
implique un changement de structure du LPS de la membrane externe des bactéries à gram
négatif. Les phospholipides chargés négativement seraient échangés avec des composés de
charge neutre, ce qui limite la liaison entre la colistine et le LPS (LOHO et al., 2015). Des pompes
d’efflux actif seraient également à l’origine de la résistance à la colistine (LOHO et al., 2015).
Depuis peu, la résistance plasmidique a été détectée chez des souches commensales d’E.coli
chez des animaux de productions. Ce mécanisme de résistance est le fait d’un gène mcr-1 porté
par le plasmide pHNSHP45. Ce plasmide est facilement transférable entre différentes souches
de E.coli dont certaines déjà résistantes aux carbapénèmes, Klebsiella pneumoniae et
Pseudomonas aeruginosa (LIU et al., 2016).
2.5 Résistance aux macrolides et apparentés
La résistance aux macrolides est portée par trois principaux mécanismes : des modifications
ribosomales, l’expression de pompes à efflux et l’inactivation de l’antibiotique.
La modification de la cible qui est en fait une méthylation de l’ARN23S permet l’apparition de
résistance croisée à l’ensemble des molécules de la famille ainsi qu’aux lincosamides et aux
streptogramines B (LECLERCQ, 2002). Ce changement de configuration empêche l’antibiotique
de se fixer à sa cible. Le gène de résistance est porté par un plasmide. Ce phénotype MLSB codé
par le gène erm (erythromycin ribosome methylase) est répandu parmi de nombreux
microorganismes. Au moins 40 gènes erm ont été découverts, la majorité sont portés par des
plasmides ou transposons et sont donc transférés par la voie horizontale (LECLERCQ, 2002).
Un second mécanisme de résistance est lié à la réduction de la perméabilité membranaire
permise par la modification de pompes à efflux de type ABC (ATP binding cassette). Ces
transporteurs sont codés par des gènes msr(A) portés par des plasmides (LECLERCQ, 2002).
Un dernier mécanisme consiste en la modification de l’antibiotique. Contrairement aux
mécanismes impliquant la cible, l’apparition de celui-ci ne sélectionne pas de résistance à
l’ensemble de la famille mais seulement à un groupe plus restreint. Des estérases et
phosphotransférases concourent à la résistance à l’érythromycine et à d’autres macrolides à 14
86
ou 15 carbones mais pas aux lincosamides. Chez certaines souches de S. aureus, les
phosphotransférases sont codées par les gènes mph(C). La résistance aux lincosamides peut
résulter de la production de lincosamide nucleotidyltransferases codées par les gènes lnu(A) et
lnu(B) chez les staphylocoques (LECLERCQ, 2002).
2.6 Résistance aux aminosides
Plusieurs mécanismes de résistance aux aminoglycosides d’importance variable ont été décrits
(MINGEOT-LECLERQ et al., 1999).
Le plus important est la production d’enzymes qui modifient voire inactivent ces antibiotiques
qui se lieront de manière plus faible à leurs cibles que sont les ribosomes. Il peut s’agir de N-
acétyl-transférases (AAC), de O-nucleotidyltransferases (ANT) et de O-phosphotransferases
(APH). Une enzyme peut modifier plusieurs aminoglycosides et un même aminoglycoside peut
être inactivé par plusieurs enzymes, la résistance acquise sera donc semi-croisée. La présence
d’une de ces enzymes concourt à l’apparition de hauts niveaux de résistance.
Un deuxième mécanisme de résistance moins puissant résulte de la diminution de concentration
intra-bactérienne de l’antibiotique. La production de pompes à efflux a été décrite pour
quelques molécules chez E.coli (EDGAR et al., 1997). Il peut également s’agir de modifications
des protéines membranaires. Ces mécanismes sont à l’origine de l’apparition d’une résistance
modérée.
L’altération du ribosome au niveau du site de liaison a été décrite pour la streptomycine
uniquement (MINGEOT-LECLERQ et al., 1999).
2.7 Résistance aux ß-lactamines
De nombreux mécanismes sont décrits chez cette famille d’antibiotiques : diminution de la
concentration intra-cytoplasmique, mécanismes impliquant la cible et enfin, des modifications
enzymatiques.
Chez les bactéries à Gram négatif, la réduction du nombre de porines limite la concentration de
céphalosporines dans le cytoplasme. Des mécanismes d’efflux existent (GIGUERE et al.,).
La transformation de fragments d’ADN du gène des Penicillins-Binding-Proteins (PBP) peut
aboutir à la formation de gènes mosaïques codant pour des PBP modifiées ayant une affinité
moindre pour les ß-lactamines. Ce mécanisme est bien décrit chez les pathogènes humains tels
que les pneumocoques mais peu chez les animaux (GIGUERE et al.,). Chez Streptococcus sp., la
cible peut être modifiée. La CMI de toutes les ß-lactamines peut alors augmenter de manière
variable (GUERIN-FAUBLEE, 2009).
Chez Staphylococcus sp., la production d’une cible additionnelle PLP2a codée par le gène mecA
concourt à la résistance à la pénicilline G, aux aminopénicillines et à toutes les ß-lactamines
actives sur les staphylocoques (GUERIN-FAUBLEE, 2009).
87
L’inactivation enzymatique représente le principal mécanisme de résistance aux ß-lactamines.
Plus de mille ß-lactamases ont été décrites (GIGUERE et al.,) et sont classées d’après leur spectre
(GUERIN-FAUBLEE, 2009).et reprises dans le tableau suivant :
Enzymes Type Phénotype de résistance Particularités
Pénicillinases
TEM1, TEM2, SHV1
Résistance de haut niveau aux
aminopénicillines
Activité réduite des C1G et
C2G
Spectre étroit
L’acide
clavulanique est
un inhibiteur
efficace.
Pénicillinases
résistantes aux
inhibiteurs (TRI)
Résistance de bas niveau aux
aminopénicillines
Conservation de la sensibilité
aux céphalosporines.
Chez E.coli
ß-Lactamases à
Spectre Etendu
(BLSE)
Pénicillinases TEM ou
SHV ayant muté.
Résistance de haut niveau aux
aminoénicillines,
C1G et C2G
Diminution marquée de
l’activité des C3G et C4G.
Céphalosporines de spectre
étendu (céfotaxime et
ceftazidime) pour le type
CTX-M.
Une synergie
apparaît en
présence d’acide
clavulanique
(visible sur
l’antibiogramme).
CTX-M
Céphalosporinases
AmpC : CMY, FOX...
Résistance aux
aminopénicillines, même en
présence d’inhibiteur
C1G
Céphalosporines de spectre
étendu (parfois)
Leur
hyperproduction
résulte de
mutations du
gène AmpC, du
promoteur ou de
l’atténuateur de
ce gène.
Tableau 8: Principales enzymes impliquées dans la résistance aux ß-Lactamines (BONNET, 2004 ; MEUNIER et al., 2006 ; GUERIN-FAUBLEE, 2009 ; HAENNI et al., 2014)
A noter que l’action combinée d’une BLSE et d’une AmpC associée à une diminution de la
perméabilité membranaire peut mener à la résistance aux carbapénèmes (GUERRA et al., 2014).
88
2.8 Résistance aux pleuromutilines
Les mécanismes de résistance sont variables d’une espèce bactérienne à une autre.
Chez Mycoplasma gallispeticum, la résistance à la pleuromutilines est liée à des mutations sur
le gène codant pour le domaine V de l’ARN 23S. Plusieurs mutations simultanées sont
cependant nécessaires à l’acquisition d’un haut niveau de résistance (LI et al., 2010).
Les mycoplames peuvent présenter un phénotype de résistance croisée à la tylosine (tous les
mycoplasmes résistants à la tiamuline le sont à la tylosine, l’inverse n’étant pas vrai) (GIGUERE
et al.,).
Chez les staphylocoques, la résistance peut être liée à des mutations sur le domaine V de l’ARN
23S tout comme M. gallispeticum, mais aussi à des mutations du gène rplC codant pour la
protéine ribosomale L3. Des mutations du gène vga codant pour des transporteurs ABC ont été
décrites. Dans ce cas, la résistance englobe aussi les lincosamides (Van DUIJKEREN et al., 2014).
En 2006, un phénotype de multirésistance a été détecté chez certaines souches animales de
Staphylocoques et d’E. coli, lié à la synthèse d’une méthyltransférase Cfr codée par le gène cfr
qui modifie la cible de plusieurs antibiotiques. Le gène cfr est localisé sur un plasmide. La
résistance s’étend aux phénicolés, lincosamides, oxazolidinones, pleuromutilines et
streptogramines A (LONG et al., 2010).
3. Facteurs influençant l’apparition des résistances en élevages
avicoles
3.1 Diminution de la quantité d’antibiotique absorbée et résistance chez les
bactéries pathogènes
3.1.1 Postulats
Les dosages d’antibiotiques sub-thérapeutiques sont ici considérés comme favorisant
l’émergence de mutants résistants parmi la population pathogène, en exerçant une pression de
sélection au sein du foyer infectieux sans atteindre les concentrations nécessaires à l’éradication
de ces mutants.
Par ailleurs, tout traitement administré par voie orale exercera une pression de sélection sur les
bactéries de la flore digestive.
89
3.1.2 Sous-dosage de l’antibiotique
Le calcul de la posologie de tout traitement doit tenir compte de nombreux paramètres
physiologiques : âge, sexe, poids... Ce dernier point est particulièrement important en
antibiothérapie, où des sous dosages seront à l’origine d’échec thérapeutiques tout en
maintenant la pression de sélection de mutants résistants dans les foyers infectieux, tandis que
des surdosages potentialiseront la toxicité de certains traitements et pourraient même être un
facteur de persistance de résidus dans les tissus et donc dans les viandes.
Il est nécessaire de connaitre le poids des animaux le jour de la visite et de tenir compte du gain
de poids quotidien des animaux, qui peut être élevé chez les volailles. Les bâtiments d’élevages
peuvent être équipés de balances dotées d’un système d’acquisition quotidien du poids des
animaux. Ce système calcule le poids moyen des animaux du lot chaque jour et permet d’obtenir
le GMQ quotidien en soustrayant le poids moyen du lot la veille au poids moyen du jour. Lors
du passage d’une maladie, il est possible que le lot s’hétérogénéise en poids.
Si le traitement est donné dans l’eau de boisson, il est nécessaire de connaitre la consommation
réelle en eau du lot, en tenant compte du gaspillage. Il peut être recommandé d’augmenter la
dose de traitement si le gaspillage est estimé important, notamment dans les filières canards où
ces animaux aiment jouer avec l’eau des abreuvoirs.
Si un traitement doit durer plusieurs jours, le calcul d’une dose journalière devient indispensable
afin de ne pas être en sous ou sur dosage. Cette dose devra être indiquée sur l’ordonnance.
Certains praticiens estiment le poids moyen du lot en milieu de traitement et appliquent la dose
correspondante à tous les jours du traitement. Cette méthode, bien que plus facile à mettre en
œuvre n’est pas conseillée.
Le vétérinaire doit par ailleurs s’assurer de la bonne mise en place du traitement en s’assurant
du matériel et des systèmes de l’élevage : pompe doseuse ou bac de traitement.
3.1.3 Diminution de la disponibilité de l’antibiotique
- Mauvaise dilution : il faut s’assurer que le système qui délivre le médicament dans l’eau
de boisson (bac de traitement, pompe doseuse) n’est pas défectueux. Quand le
médicament est mal dilué, sa concentration dans l’eau n’est pas homogène. Certains
animaux boiront une préparation sous-dosée tandis que d’autres auront accès au
médicament en surdosage donnant un mauvais goût à l’eau. Dans les deux cas, les
oiseaux peuvent être sous exposés.
- Bouchage des pipettes : c’est le cas des associations triméthoprime et sulfamides qui
précipitent dans les eaux dures, des aminopénicillines qui précipitent dans les eaux à pH
acide et de l’oxytétracycline qui précipite dans les eaux basiques (Voire Partie 1).
- Dégradation de l’antibiotique : Les aminopénicillines sont dégradées par la lumière en
6 à 8h (HONORE, 2015). De plus, certains traitements de potabilité de l’eau (boitiers
électriques, oxydants) peuvent fragiliser les molécules médicamenteuses (HONORE,
2015). Enfin, les biocides utilisés pour le traitement de l’eau de boisson peuvent dégrader
90
les molécules antibiotiques. C’est le cas de l’ampicilline qui est dégradée de 10 à 15%
par les traitements de l’eau à base de chlore, et à 40% par les traitements à base de
peroxyde de sodium (LEORAT, 2013).
- Interactions avec le biofilm : celui-ci peut se détacher, boucher les canalisations mais
aussi capter l’antibiotique qui ne sera plus disponible pour les animaux (HONORE, 2015).
Les canalisations doivent être nettoyées et désinfectées à chaque vide sanitaire.
3.1.4 Diminution de la consommation de l’antibiotique
Des paramètres zootechniques peuvent être à l’origine d’une consommation insuffisante de
traitement médicamenteux, incluant les traitements antibiotiques.
- Nombre insuffisant de points d’eau : chez les jeunes animaux les lignes de pipettes
doivent être en nombre suffisant afin que tous puissent les trouver de l’eau facilement.
- Mauvais goût de l’eau : Certains traitements dilués dans l’eau de boisson lui confèrent
un gout amer, entrainant une baisse de consommation de l’eau et donc un risque de prise
insuffisante de l’antibiotique. C’est par exemple le cas des associations sulfamides-
triméthoprime. Un surdosage aura un effet similaire.
- Difficulté à se déplacer : De la compétition aux points d’abreuvement ou d’aliment, ou
une difficulté à se déplacer jusqu’à ces points (boiterie, faiblesse..) sont deux facteurs
diminuant la consommation d’eau ou d’aliment. Outre la déshydratation et la faiblesse
induites, la consommation de médicament en sera diminuée.
- Anorexie : Les oiseaux malades ont tendance à diminuer leur consommation d’aliment,
peu de traitements médicamenteux sont donc utilisés dans ces filières.
3.1.5 Diminution de la résorption orale
La résorption orale varie selon les antibiotiques et est directement liée aux propriétés chimiques
de chaque molécule. Les macrolides sont globalement bien absorbés par la muqueuse digestive
mais ce n’est pas le cas de la colistine.
Des phénomènes d’entérite sont également préjudiciables pour l’absorption des molécules par
la muqueuse de l’intestin grêle.
- Entérite non spécifique : mauvaise transition alimentaire…
- Parasitisme : coccidioses, entérite à flagellés, ascaridiose…
- Entérite infectieuse : entérite nécrotique, entérite virale…
91
3.1.6 Bilan
Figure 34: Origines du sous-dosage en antibiothérapie dans les élevages de volailles
3.2 Voies d’administrations et résistances
3.2.1 Voie orale
En filières avicoles, la quasi exclusivité des traitements antibiotiques sont donnés par voie orale
et plus particulièrement dans l’eau de boisson.
Figure 35 : Système d'abreuvement (pipettes) en élevage de poulets de chair (Sodimel élevage)
La résorption orale est un caractère prépondérant à prendre en compte dans la réussite du
traitement ainsi que dans l’impact sur la flore digestive. Bien souvent, celle-ci est incomplète.
92
Ainsi, une fraction non négligeable ne sera pas absorbée, ce qui aura deux conséquences
majeures (BOUSQUET-MELOU, 2010) :
La première d’ordre pharmacocinétique concernera l’efficacité du traitement. La voie orale
présente d’importantes variations inter-individus quant aux concentrations plasmatiques
atteintes, ainsi, une unique dose ne produira pas les mêmes effets chez tous les animaux
(BOUSQUET-MELOU, 2010). Ce point sera renforcé par les variations de consommation d’eau ou
d’aliment inter-individus. Il existe donc un risque de sous-exposition pour une partie des
oiseaux traités et donc d’émergence de résistance chez les bactéries pathogènes qui pourra
ultérieurement se propager à l’ensemble du lot (BOUSQUET-MELOU, 2010).
La seconde concerne l’exposition de la flore digestive aux antibiotiques administrés. La fraction
non absorbée et encore active exerce une pression de sélection sur les bactéries commensales
du tractus digestif distal. Ces molécules se retrouveront excrétées dans l’environnement et y
persister de manière durable tout en y exerçant une pression sur les flores des litières
(BOUSQUET-MELOU, 2010). Les tétracyclines et les fluoroquinolones sont des molécules
particulièrement stables et susceptibles de se retrouver rejetées sous forme active dans
l’environnement (BOUSQUET-MELOU, 2010). L’oxytétracycline peut persister plusieurs mois
dans une litière et la tiamuline plusieurs années ! (BOUSQUET-MELOU, 2010 et TOUTAIN et al., 2012).
Une solution serait de développer des molécules de forte biodisponibilité orale et dont la
fraction non résorbée serait inactivée dans l’intestin afin de préserver les flores digestives et de
l’environnement.
3.2.2 Voies parentérales
La rareté de ces voies de traitements chez les oiseaux de productions s’explique par la difficulté
de mise en œuvre chez autant d’animaux : installation du chantier, main d’œuvre, temps,
matériel, coût. Ils sont de ce fait réservés à des animaux de forte valeur économique ou
génétique. Les voies privilégiées sont les voies intra-musculaire et sous-cutanée. La voie intra-
veineuse ne sera pas utilisée chez les volailles.
Les avantages de ces voies d’administrations sont pourtant en faveur d’une certaine efficacité
thérapeutique : dosage précis et non dépendant de la consommation en eau ou d’aliment, pas de
gaspillage, moins de variabilité inter-individus par rapport à la voie orale quant à la
pharmacocinétique des molécules. Ce dernier point est donc garant de l’atteinte des
concentrations attendues en antibiotiques au site infectieux, et donc de l’efficacité
thérapeutique.
On pourrait penser que de telles voies épargnent la flore digestive et auraient donc peu d’impact
en termes d’antibiorésistance dans ce secteur mais il n’en est rien puisque les traitements
injectés par voie parentérale se retrouvent en partie dans les intestins. En effet, les tétracyclines,
les macrolides ainsi que les fluoroquinolones sont excrétées dans la lumière intestinale par voie
biliaire (BOUSQUET-MELOU, 2010). Il existe également des pompes à efflux portées par les
entérocytes qui rejettent certains traitements dans l’intestin (BOUSQUET-MELOU, 2010).
93
3.2.3 Bilan
Voie orale Voies parentérales
Succès thérapeutique
Variabilité inter-individus
peu maîtrisée.
Résorption orale incomplète.
Moins de variabilité
interindividuelle qu’avec la
voie orale.
Bonnes concentrations
atteintes au site infectieux.
Emergence de
résistance
Site
infectieux
Possible
Peu probable
Flore
digestive
OUI
OUI
Tableau 9: Voies d’administration et résistances.
3.3 Schéma thérapeutique et résistance
3.3.1 « Frapper vite » et résistances (FERRAN et al., 2010)
Cet adage décrit un traitement antibiotique précoce, c’est-à-dire lors d’une infection bactérienne
débutante. A ce stade, les animaux ne présentent pas toujours de signes cliniques de la maladie.
Le premier objectif visé est d’agir sur un inoculum bactérien de taille encore peu importante.
Différentes études in vitro et sur des rongeurs ont en effet montré que la taille de l’inoculum
bactérien est prépondérante dans la réussite d’un traitement antibiotique : plus l’inoculum
bactérien est de petite taille, plus la probabilité de succès thérapeutique est élevée Chez les
souris atteintes de pneumonies, on observe qu’un traitement précoce de 1 mg/kg de
marbofloxacine est plus efficace qu’un traitement tardif à base de 40mg/kg du même
antibiotique (FERRAN et al., 2011). Cette stratégie permet en outre de ne pas user de forts dosages
en antibiotiques. Par exemple, les quantités d’antibiotiques pouvant inhiber la croissance de 105
bactéries ne seront pas suffisantes pour bloquer la croissance de 108 bactéries (KONIG et al., 1998).
Traiter le plus précocement possible permet ainsi d’agir sur des inocula de « petite » taille et de
maximiser les chances d’efficacité thérapeutique tout en ayant recours à des quantités
« acceptables » d’antimicrobiens.
Le second objectif est de limiter l’émergence de bactéries pathogènes résistantes ainsi que la
diffusion des déterminants de résistances au sein du foyer infectieux, qui seraient à l’origine
d’échec thérapeutique et donc de pertes économiques pour l’éleveur. Des déterminants de
résistances peuvent apparaître à la faveur de mutations chromosomiques. Ces phénomènes
génétiques sont aléatoires et se produisent à une fréquence d’environ 10-8 à 10-9. Cette fréquence
tend cependant à augmenter dans les « vastes » populations bactériennes, comme les sites
infectieux. Mettre en place une antibiothérapie précoce sur un petit inoculum prend donc tout
94
son sens et permet bel et bien de maintenir cette fréquence de mutation à son niveau basal
(FERRAN et al., 2010).
Figure 36: Apparition de mutations responsables de résistances en fonction de la charge bactérienne au moment de l'initiation d'un traitement antibiotique (d'après FERRAN et al., 2010)
En médecine aviaire, les traitements collectifs sont mis en place alors que tous les animaux ne
sont pas au même stade d’infection : certains individus manifestent des signes cliniques alors
que les autres sont cliniquement non atteints. Les densités atteintes en élevages favorisent
cependant la diffusion des pathogènes entre individus puis l’expression clinique, il est donc très
probable que les individus cliniquement sains soient en fait porteurs asymptomatiques du germe
et les symptômes seront amenés à apparaître sous peu. Il apparaît donc nécessaire d’entamer un
traitement collectif le plus tôt possible. On parlera de métaphylaxie lors de l’administration
d’un traitement aux animaux malades ainsi qu’aux animaux du même lot. Cette pratique se
justifie donc pleinement pour garantir un succès thérapeutique rapide.
Cette stratégie que l’on assimilera à un traitement curatif très précoce des animaux est à ne pas
confondre avec l’antibioprophylaxie qui consiste à traiter préventivement les animaux avant
une période à risque alors qu’ils ne seront peut-être jamais en contact avec la ou les bactéries
visées.
95
3.3.2 « Frapper fort » et résistances (FERRAN et al., 2010)
Cette stratégie consiste à exposer les bactéries pathogènes à des concentrations d’antibiotiques
très supérieures à leur CMI.
Le premier objectif de cette stratégie est d’éliminer toutes les bactéries pathogènes présentes au
foyer infectieux. Il s’agit ainsi de préserver la santé animale. L’efficacité du traitement et la
guérison bactériologique et clinique peuvent être prédites par l’utilisation des indices PK/PD
décrits en Partie 1. Les indices Cmax/CMI et AUC/CMI utilisés pour les antibiotiques
concentration-dépendants sont corrélés proportionnellement avec la concentration plasmatique
atteinte et donc la dose. Ainsi, les aminocyclitols et les fluoroquinolones verront leur efficacité
améliorée avec l’augmentation de la dose administrée. L’efficacité des antibiotiques co-
dépendants comme les tétracyclines sera exprimée par l’indice AUC/CMI et sera tributaire de
la dose mais aussi du temps d’exposition. Enfin, pour les antibiotiques dits temps-dépendants
comme les ß-lactamines, l’indice prédictif utilisé sera T>CMI qui pourra augmenter avec la
dose mais de manière non proportionnelle.
Le second objectif de cette manœuvre est d’éliminer les éventuels mutants résistants apparus à
la faveur d’une mutation chromosomique au sein de la population pathogène. Bien que ce
phénomène soit rare, sa fréquence peut augmenter au sein de grandes populations bactériennes
comme un site infectieux, particulièrement si le traitement est tardif. Les CMI de ces mutants
sont plus élevées que la CMI des populations sauvages, on les appellera CPM (Concentration
de Prévention des Mutants). Si la concentration plasmatique est supérieure à la CMI de la
population sauvage mais inférieure à la CPM, les bactéries sauvages seront éradiquées au profit
des mutants résistants qui envahiront le site infectieux et compromettront le pronostic.
Malheureusement, ce cas de figure apparaît systématiquement lors des pentes ascendantes et
descendantes de la concentration plasmatique au fil du temps : cet intervalle entre la CMI et la
CPM est appelé fenêtre de sélection des mutants (voir Figure 29). L’atteinte d’une Cmax
supérieur à la CPM sera donc absolument nécessaire afin d’éradiquer la population sauvage
ainsi que les mutants résistants. La sélection de nouveaux mutants sera de ce fait impossible
lors de la phase de décroissance de la courbe de concentration.
96
Figure 37: Notion de fenêtre de sélection des mutants (CANTON, 2011)
Il convient donc d’adapter le schéma posologique afin d’atteindre ces deux objectifs. Sur le
terrain, la dose optimale est difficile à appréhender car dépendante du couple
bactérie/antibiotique. Il ne faudra jamais sous-doser un antibiotique et administrer les doses
maximales permises par l’AMM.
L’impact de cette stratégie en termes d’exposition des flores digestives est toutefois difficile à
mettre en évidence et à évaluer à cause de plusieurs facteurs. Il est impossible de connaître avec
certitude et de maîtriser la fraction d’antibiotique non résorbée par voie orale et se retrouvant
dans les différents segments du tube digestif. De plus, la diversité des espèces bactériennes va
de pair avec la diversité de sensibilité (CMI). Enfin, les transferts de déterminants de résistance
(chromosomique ou plasmidique) au sein de cette population sont encore obscurs et non
maîtrisés. Ces facteurs mettent en lumière la complexité du défi.
3.3.3 « Frapper longtemps » et résistances (FERRAN et al., 2010)
Le dernier point soulevé dans le paragraphe précédent pose la question de l’exposition des flores
digestives lors d’une antibiothérapie. Si l’impact digestif d’un traitement antibiotique semble
peu maîtrisé en termes de délais de mise en place ainsi que de dosage, le dernier levier d’action
sera la durée de traitement. Traiter longtemps augmente en effet le risque de sélection de
résistance au sein des flores digestives, il faudra donc limiter la durée de traitement à son
minimum sans toutefois compromettre la guérison. On peut toutefois difficilement réduire la
durée d’un traitement avec u antibiotique temps-dépendant.
97
3.3.4 Bilan
Traiter vite Traiter fort
Traiter « pas
trop » longtemps
Impact sur le succès
thérapeutique
Impact positif.
Efficacité accrue
quand la taille de
l’inoculum bactérien
est minimale.
Impact positif.
Une concentration
plasmatique
supérieure à la CMI
éradique les
pathogènes (non
résistants).
Minimal sans
compromettre le
succès
thérapeutique.
Impact sur
l’émergence
de résistance
Site
infectieux
Impact positif. Quand
l’inoculum bactérien
est petit, probabilité
d’apparition de
mutant résistant
réduite.
Impact positif.
Une concentration
plasmatique
supérieure à la CPM
éradique les mutants
résistants.
X
Flore
digestive
Impact négatif du
traitement quelle que
soit la vitesse de mise
en place.
Non maîtrisé.
Impact négatif.
Non maîtrisé.
Minimale afin
d’exercer une
pression de
sélection minimale
sur la flore
digestive.
Tableau 10: Schéma thérapeutique et résistances.
3.4 Classes d’antibiotiques et résistances
Afin de préserver l’efficacité des molécules récentes en santé humaine, il est courant d’entendre
ou de lire que la médecine vétérinaire doit se cantonner aux « vieux » antibiotiques. L’argument
avancé est que leur usage présente moins de risque quant au développement de résistance aux
molécules plus récentes. Cet adage n’est cependant basé sur aucune preuve scientifique et est
remis en question depuis quelques années (AMYES et al., 2007 et TOUTAIN et al., 2012). Certains
auteurs n’hésitant pas à évoquer un « folklore de la microbiologie » (AMYES et al., 2007).
Dans les années 1990, la même stratégie a été utilisée par l’OMS, qui recommandait l’usage de
l’acide nalidixique dans le traitement des infections à Shigella spp. en Asie du sud-est. Suite à
cet usage, une mutation sur le gène gyrA est apparue et s’est diffusée, conférant aux bactéries
porteuses un phénotype de résistance élevée à l’acide nalidixique, mais également une
diminution de la sensibilité à la ciprofloxacine, une fluoroquinolone plus récente. Cette
mutation représente un premier niveau de résistance aux fluoroquinolones récentes dont l’usage
est désormais compromis pour le traitement de ces infections (AMYES et al., 2007). Un autre
exemple évoque le traitement des infections à Acinetobacter baumanii avec la péfloxacine, une
molécule à pouvoir pénétrant modéré dont l’usage s’est accompagné de l’augmentation de la
résistance à cette dernière mais aussi à la ciprofloxacine (AMYES et al., 2007). Ces deux exemples
montrent bien que l’usage de « vieilles » molécules peut sélectionner des résistances aux
molécules plus récentes de la même famille.
98
La limite entre antibiotique vieux et récent étant tout à fait arbitraire, il apparaît bien que l’usage
des molécules selon leur âge ne représente pas un critère de sécurité ou dangerosité pour la
santé publique. Toutain et Bousquet-Melou rappellent que les antibiotiques les moins récents
sont au contraire autant voire plus risqués en termes d’apparition d’antibiorésistance (TOUTAIN
et al., 2012). La plupart des « vieux » antibiotiques ont en effet une résorption orale faible. Chez
les volailles, les tétracyclines ont une biodisponibilité orale variant de moins de 5% à seulement
20% selon les molécules (TOUTAIN et al., 2012). Une importante fraction se retrouve donc dans
les intestins et peut exercer une pression de sélection sur les flores digestives qui contiennent
(en proportion limitée) des agents zoonotiques. Ces mêmes molécules seront ensuite excrétées
dans l’environnement avec les fèces où elles pourront encore sélectionner des déterminants de
résistance dans les flores des litières et des lisiers.
Ainsi, la médecine vétérinaire a au contraire besoin de nouvelles formulations pharmaceutiques
(TOUTAIN et al., 2012). Une première stratégie serait d’améliorer la pharmacocinétique et
notamment la résorption orale. Une seconde option serait de créer des formes qui
s’inactiveraient dans l’intestin ou dont les métabolites deviennent rapidement inactifs afin de
n’avoir aucun effet délétère sur les flores intestinales. Une dernière possibilité serait de
développer des formules s’inactivant rapidement dans les lisiers.
3.5 Associations d’antibiotiques et résistances
Il existe plusieurs indications à l’association d’antibiotiques. La recherche d’une synergie entre
les molécules permet d’augmenter l’efficacité d’un traitement, notamment l’effet bactéricide.
L’on peut également utiliser plusieurs molécules de manière concomitante afin de prévenir
l’apparition de mutants résistants. A noter que l’élargissement du spectre d’activité n’est pas
une indication à l’association d’antibiotiques, sauf dans les cas d’infections graves
plurimicrobiennes et dont l’urgence ne permet pas d’attendre les résultats d’analyse. Ce sont
les deux premiers objectifs résumés par Ganière (GANIERE, 2009) qui nous intéresseront par la
suite.
En 1952, Jawetz et Gunisson (2) ont établi des règles simples permettant de choisir les
associations optimales en tenant compte de l’activité bactéricide ou bactériostatique des
molécules. Ces règles sont résumées dans la figure ci-dessous (2). Rappelons que les
interactions entre deux antibiotiques dépendent des concentrations atteintes dans les tissus
infectés, ainsi que de l’espèce bactérienne et de la souche (GANIERE, 2009). Par ailleurs, il est
difficile de transposer des résultats obtenus in vitro à du vivant.
99
Figure 38: Interactions entre les différentes classes d'antibiotiques (d'après JAWETZ, 1952)
Au sein du foyer bactérien, une souche résistante peut déjà avoir été sélectionnée par une mono-
antibiothérapie précédente. L’acquisition de résistance peut également se faire par le biais de
mutations chromosomiques, dans ce cas, la probabilité d’apparition d’une mutation est
proportionnelle à la taille du foyer bactérien pathogène. L’augmentation de la bactéricidie
permise par une éventuelle synergie entre deux molécules rend l’association de deux molécules
antibiotiques intéressante. Cette conduite est également fondée sur la probabilité quasi-nulle de
voir apparaître plusieurs mutations sur les gènes de résistance aux deux antibiotiques.
Les associations de molécules peuvent également s’avérer intéressantes dans le cas d’infection
par des bactéries modérément sensibles, comme Pseudomonas aeruginosa ou des souches
d’E.coli productrices de ß-lactamases à spectre étendu (BLSE) (GANIERE, 2009).
L’utilisation de quinolones et fluoroquinolones s’accompagne de l’augmentation des niveaux
de résistance par paliers successifs. La notion de Concentration de Prévention des Mutants
résistants (CPM) permet de s’adapter à ce phénomène. Nous avons défini la notion de CPM et
de fenêtre de sélection des mutants précédemment. La prévention de la sélection des mutants
résistants implique de maintenir dans le foyer infectieux des concentrations d’antibiotiques
supérieures à la CPM. L’association d’un deuxième antibiotique à la quinolone ou
fluoroquinolone permet, dans le cas où la souche bactérienne est sensible à ce deuxième
antibiotique, de diminuer la CPM voire de fermer la fenêtre de sélection des mutants.
100
3.1 Facteurs non pharmacologiques et résistances
3.1.1 Génériques, impact économiques et résistances
En médecine humaine, Finch a montré qu’une corrélation positive existe entre le nombre de
noms commerciaux donnés à un antibiotique oral et sa consommation (FINCH, 2010). Selon lui,
l’augmentation de la consommation en antibiotiques va de pair avec l’émergence et la diffusion
de résistance. En 2013, Toutain et Bousquet suggèrent également que l’arrivée de nouveaux
génériques promeut les mauvaises pratiques vétérinaires en termes d’antibiothérapie (TOUTAIN
et al., 2013).
En 2005, une étude rétrospective réalisée au Danemark a montré que l’introduction de
génériques de la ciprofloxacine sur le marché danois s’est accompagnée de la diminution du
prix d’achat et de l’augmentation de sa consommation (de 0.13DDD/1000 habitants par jour à
0.33DDD/1000 habitants) entre 2002 et 2005 (MONNET et al., 2005). Parallèlement, les taux de
résistance à la ciprofloxacine ont doublé (MONNET et al., 2005). La consommation de
ciprofloxacine et les taux de résistance à cet antibiotique chez des souches d’E.coli isolées de
l’urine des patients traités est corrélée statistiquement (MONNET et al., 2005).
En médecine aviaire, nous avons évoqué en Partie 1 l’augmentation de la consommation de
fluoroquinolones chez les dindes et les poulets suite à l’arrivée de génériques sur le marché
français. L’extrapolation de ce qui est observé en médecine humaine suggère fortement un lien
de causalité entre le niveau de consommation de l’antibiotique et l’émergence de résistance.
3.1.2 Contraintes réglementaires et résistances (ANSES, 2014)
Le rapport de l’ANSES publié en 2014 souligne les contraintes réglementaires entrainant de
« mauvais » usages d’antimicrobiens. Ces contraintes sont souvent liées aux délais d’attente.
Les délais d’attente forfaitaires de certaines molécules limitent leur utilisation chez certaines
productions où la durée de vie est courte.
L’absence de révision des anciennes AMM est également préjudiciable si les posologies
indiquées ne sont aujourd’hui plus adéquates. L’utilisation de ces médicaments selon les
posologies de l’AMM conduit alors à un sous-dosage qui est un facteur de risque avéré de
l’apparition de résistance. La réactualisation de ces AMM serait nécessaire mais soulève le
problème de l’investissement financier que devraient fournir les industries pharmaceutiques,
notamment dans la réalisation d’études sur l’impact écotoxicologique d’un changement de
posologie. L’Anses va d’ailleurs rendre un rapport sur la « ré-évaluation des posologies des
antibiotiques anciens » en utilisant notamment les analyses PK/PD.
3.1.3 La mondialisation au service de l’antibiorésistance
En Finlande et en Suède, l’importation de poussins futurs reproducteurs porteurs de souches
résistantes aux céphalosporines a permis de diffuser cette résistance au sein des cheptels alors
101
que ces pays n’autorisent pas l’usage de ces molécules chez les volailles (POHJANVIRTA et al.,
2013 et NILSSON et al., 2015).
Enfin, des éleveurs de dindes du Morbihan ont contaminé leurs oiseaux avec une souche de
Salmonella du sérotype Kentucky hautement résistante à la ciprofloxacine après un voyage en
Afrique (GUILLON et al., 2012). Est suspectée la négligence des règles de biosécurité lors de la
mise en place des nouveaux dindonneaux au retour des vacances. Cette souche a également été
retrouvée chez un autre troupeau de dindes qui a été transporté à l’abattoir dans le même
camion. Cet exemple souligne la nécessité de mettre en place des barrières sanitaires étanches
dans l’élevage mais également à tous les maillons de la filière. Chez l’Homme, les infections à
cette souche sont majoritairement reliées à des voyages sur le continent africain (Le HELLO et al.,
2011).
Ces exemples illustrent la capacité des bactéries résistantes à traverser les barrières d’espèces
mais également les frontières, à travers les transports de volailles entre pays et les voyages
humains.
3.2 Pratiques à risque (ANSES, 2014)
Le rapport de l’ANSES publié en 2014 hiérarchise les différentes pratiques en antibiothérapie
selon le risque encouru en termes d’apparition d’antibiorésistance. Plusieurs pratiques à risque
se dégagent.
3.2.1 Pratiques à abandonner sans attendre
- Les injections de ceftiofur in ovo ont été interdites depuis 2012 pour le marché français.
Cet antibiotique a été remplacé par la gentamicine dans certains couvoirs. Les exigences
en termes d’antibioprévention de certains pays importateurs font perdurer cette pratique
dans les couvoirs produisant des poussins dont la viande sera destinée à l’export.
Figure 39: Principe de l’injection in-ovo réalisée au couvoir (Réussir Aviculture, 2008)
102
- Utilisations occasionnelles de céphalosporines de 3e et 4e générations en productions de
canards : les céphalosporines peuvent dans ce cas être remplacées par des pénicillines.
- Utilisation de céphalosporines de 3e et 4e générations chez les reproducteurs dindes : il
est possible d’utiliser d’autres ß-lactamines combinées à des injections de polypeptides.
- Administration systématique de fluoroquinolones (enrofloxacine) par voie orale aux
poussins de 1 jour de la filière poulet de chair : il convient de raisonner les traitements
au démarrage avec une analyse bactérienne et épidémiologique de l’infection visée, et
si le traitement s’avère nécessaire, de préférer d’autres antibiotiques en première
intention.
- Antibioprophylaxie systématique de toute maladie bactérienne : il faut mettre en place
les mesures de biosécurité nécessaires afin de diminuer la pression de sélection dans
l’élevage.
3.2.2 Pratiques à abandonner à terme
- Traitements préventifs en milieu infecté : ce paragraphe inclue les infections à
Escherichia coli, Enterococcus cecorum et faecalis, les mycoplasmoses, les infections
Ornithobacterium rhinotracheale, à Pasteurella multocida et à Riemerella
anatipestifer. La seule présence du germe dans l’élevage peut justifier la mise en place
d’un traitement métaphylactique. Même si l’antibiothérapie est réfléchie et ne cause pas
de résistance chez la souche de pathogène visée, c’est l’impact négatif sur les flores
digestives que l’on ne peut éviter.
- Usage de la colistine en aérosol pour lutter contre la colibacillose respiratoire.
3.2.3 Pratiques à encadrer
- Usage des fluoroquinolones.
- Usage des quinolones anciennes : la généralisation de cette pratique peut conduire à une
diminution de l’efficacité des quinolones de 2e génération mais aussi des
fluoroquinolones.
- Injections in-ovo d’aminoglycosides au couvoir.
103
4. Transmission de l’antibiorésistance à l’environnement et à
l’Homme
L’antibiorésistance est un phénomène complexe à prendre dans la globalité des systèmes
qu’elle englobe : l’Homme, le monde animal et l’environnement, ces trois entités n’étant pas
étanches et capables d’échanger des déterminants de résistance. L’existence de bactéries
capables d’infecter les humains et les animaux contribuent à cette perméabilité. A partir de ce
constat, il est possible d’appliquer la démarche « une seule santé » (« One Health ») à
l’antibiorésistance.
4.1 Emergence et transmission des résistances au sein de la flore digestive
Lorsqu’un traitement est donné à des oiseaux d’élevage, des mutants résistants sont susceptibles
d’être sélectionnés au sein de la flore digestive. L’impact d’un traitement à base de tétracycline
donné par voie orale sur la flore digestive a été étudié chez les poulets de chair. Les souches
d’E.coli et d’Enterococcus spp. isolées après le traitement voyaient leur CMI pour la
tétracycline devenir supérieure à 8 µg/mL tout en exprimant des phénotypes de résistance très
variés aux antibiotiques de la même famille, en particulier les gènes tet(M), tet(O) et tet(L)
(FAIRCHILD et al., 2005).
Les gènes de résistance peuvent être portés par le chromosome bactérien ou des éléments
génétiques mobiles comme des plasmides. La diffusion de ces gènes de résistance s’effectue
par les mécanismes décrits en Partie 1 : transfert vertical lors de la multiplication bactérienne,
et transfert horizontal d’éléments génétiques mobiles. Escherichia .coli est une bactérie
naturellement présente dans l’intestin des volailles et susceptible d’héberger des plasmides
facilement transmissibles à d’autres espèces bactériennes.
4.2 Transmission des résistances à l’environnement
Le milieu digestif étant cependant ouvert sur le milieu extérieur, il est avéré que les mutants
résistants sélectionnés sont excrétés dans la litière avec les fèces, puis se retrouvent dans
l’environnement des élevages via l’épandage des lisiers.
Par ailleurs, certaines molécules comme l’oxytétracycline, la doxycycline, la tiamuline et les
fluoroquinolones ou leurs métabolites sont excrétés sous forme encore active dans la litière avec
les fèces (1-2). Ces molécules pourront exercer une pression de sélection au sein des flores des
litières et des lisiers qui seront ensuite épandus.
En Allemagne, des souches d’E.coli résistantes ont été isolées dans des échantillons de
poussières en élevage. Le profil de résistance testé pour chacune de ces souches montre que
50% d’entre elles sont résistantes à au moins 5 des 10 antibiotiques testés (association
amoxicilline et acide clavulanique, ampicilline, cefoxitine, ceftriaxone, chloramphenicol,
ciprofloxacine, gentamicine, sulfisoxazole, tétracycline, association sulfaméthoxazole et
104
triméthoprime) (SCHULZ et al., 2016). Cette même étude montre que ces souches peuvent survivre
dans les poussières pendant 20 ans. La poussière des élevages représente donc un important
réservoir de bactéries résistantes. Ces poussières sont alors rejetées dans l’environnement de
l’élevage par les systèmes de ventilation des bâtiments. Il serait intéressant d’étudier la distance
du poulailler à laquelle on peut encore isoler des bactéries résistantes.
Une autre étude réalisée auprès d’élevages de poulets de chair et de poules pondeuses aux Pays-
Bas montre des souches d’E.coli résistantes voire multirésistantes peuvent être retrouvées dans
les bâtiments d’élevage et dans l’environnement direct des élevages : dans l’air ambiant des
élevages, au niveau des systèmes de ventilation, dans les eaux de rinçage, à la surface des eaux
à proximité des élevages (notamment pendant le nettoyage des bâtiments ou peu de temps
après), au niveau des sols et sur des mouches (BLAAK et al., 2015).
Figure 40: Différents lieux où il est possible d'isoler des souches d'E.coli résistantes (Paysan breton, Cultivert et Photo: Clélia MATEO)
4.3 Transmission des résistances à l’Homme
La contamination de l’Homme par les bactéries résistantes peut se faire par contact avec les
animaux ou leur environnement (respiration des poussières (SHULZ et al., 2016), du duvet…). Les
personnes à risque sont les éleveurs ainsi que toute autre personne susceptible de rentrer dans
le bâtiment d’élevage ou de manipuler les volailles : le personnel des couvoirs, les techniciens
d’élevage, les vétérinaires, le personnel des chantiers d’injection, le personnel d’abattoir. Ainsi,
des études ont montré que des éleveurs de poulets de chair et dans une moindre mesure, des
éleveurs de poules pondeuses ainsi que des employés d’abattoirs pouvaient être porteurs
d’E.coli ou d’entérocoques résistants (Van den BOGAARD et al.,, 2001 et 2002). Récemment, des
souches d’E.coli porteuses de BLSE et de céphalosporinases de type AmpC ont également été
retrouvées chez des poulets et des éleveurs de poulets aux Pays Bas (DIERIKX et al., 2013).
La voie alimentaire est également en cause dans la transmission d’agents zoonotiques tels que
Salmonella, Campylobacter et même des enterococci. La contamination des carcasses de
volaille par des souches intestinales de Campylobacter lors du procédé d’abattage est mise en
cause. Ces bactéries sont détruites lors de la cuisson, mais la transmission au consommateur
peut se faire lors de la préparation de la viande. Lorsque ces bactéries zoonotiques sont
105
porteuses de gènes de résistance, la transmission de l’antibiorésistance à l’Homme ne souffre
aucune discussion.
4.4 Bilan
Figure 41: Transmission des résistances à l'environnement et à l'Homme
106
5. Surveillance de l’antibiorésistance en France et résultats en
filières avicoles
5.1 Surveillance réglementaire de la résistance des bactéries zoonotiques et des
bactéries commensales
5.1.1 Cadre réglementaire
La surveillance des zoonoses et agents zoonotiques a été harmonisée au niveau européen et est
désormais guidée par la directive 2003/99/CE (Légifrance, 2003). Celle-ci rend obligatoire pour
les Etats membres la surveillance des agents bactériens zoonotiques (Salmonella et
Campylobacter) au sein des productions de poulets et de dindes de chair. En France, la
surveillance de la résistance chez Campylobacter a été mise en place en 1999.
Cette même directive encourage la surveillance de la résistance chez d’autres agents bactériens
non zoonotiques mais qui peuvent néanmoins être témoin du niveau de résistance au sein des
flores digestives. Cette surveillance est basée sur une démarche volontaire. E.coli et
Enterococcus sont de bons candidats.
5.1.2 Objectifs (SANDERS et al., 2014)
- Mesurer les proportions de souches résistantes et suivre leur évolution dans le temps ;
- Comparer les taux de résistance de ces bactéries zoonotiques avec le taux de résistance
de souches de ces mêmes bactéries isolées chez l’Homme, à l’hôpital ou dans la
communauté ;
- Déterminer les phénotypes de résistance pour une liste d’antibiotiques définie et détecter
l’émergence de nouveaux phénotypes ;
- Détecter des phénotypes de multirésistance ;
- Evaluer le risque représenté par ces agents en santé humaine.
5.1.3 Modalités de la surveillance (SANDERS et al., 2014)
- Les poulets et les dindes de chair sont les productions aviaires concernées. 200 caecas
par an sont prélevés à l’abattoir. Certaines années, des peaux de cous de poulets ont
également été prélevées. Le plan d’échantillonnage doit être représentatif des filières
avicoles françaises. Les prélèvements sont réalisés dans huit départements pendant huit
mois.
- Les mesures sont réalisées par un réseau de laboratoires de référence sous la direction
du laboratoire de référence de l’Union Européenne pour l’antibiorésistance
(Technological University of Denmark). En France, l’ANSES de Ploufragan détermine
l’espèce de Campylobacter (C. coli ou C. jejuni) et mesure la sensibilité des souches.
107
- Les CMI sont mesurées par diffusion en milieu gélosé jusqu’en 2006, puis en milieu
liquide (méthode par dilution) depuis 2006.
- La détermination des phénotypes de résistance se fait à l’aide de méthodes
standardisées : pour la mesure de la CMI, la méthode de dilution en milieu liquide est
préconisée.
5.1.4 Edition des résultats
Ces données sont répertoriées par le European Center for Disease Prevention and Control
(ECDC). A partir de 2007, L’European Food Safety Authority (EFSA) écrit des rapports afin
d’harmoniser la surveillance des agents zoonotiques et commensaux (EFSA-ECDC, 2015). Cette
agence analyse les résultats de la surveillance conjointement avec l’ECDC.
Les souches bactériennes sont classées Sensibles ou Résistantes selon la définition de résistance
épidémiologique. Ces seuils critiques épidémiologiques (cutt-off value) sont définis par
l’EUCAST ou par le laboratoire de référence de l’Union Européenne.
Les résultats sont transmis par les Etats Membres à l’EFSA qui édite des rapports annuels
depuis 2010 (collectant des données depuis 2004). Ces rapports ne concernent pas que les
filières avicoles mais bien la résistance au sein des différentes productions animales et dans les
denrées alimentaires, ainsi que chez l’Homme.
108
5.1.5 Résultats pour la filière poulets de chair
Bactéries
Taux de
résistance
Molécules Pourcentage Evolution
E.coli
(2014)
Très élevé Tétracycline 63.3 % En diminution depuis 2011
(>75%)
Ampicilline 55,8 % En augmentation jusqu'en 2011
puis stabilisation.
Elevé
Sulfaméthoxazole 48,2 %
Triméthoprime 42,9 %
Ciprofloxacine 44.2 % Evolution similaire pour ces deux
molécules. Stable depuis 2012. Acide nalidixique 42 %
Faible
Chloramphénicol 5 % Diminution constante depuis des
années. Stable.
Céfotaxime 4 % Stable depuis 2008
Ceftazidime 4 %
Gentamicine 1.8 %
Colistine 1.8 %
C. jejuni
(2014)
Très élevé
Tétracyclines 72.6 %
Ciprofloxacine 61.1 % Constante augmentation depuis
2008. Oscille entre 50 et 65%
depuis 2011. Acide nalidixique 59.4 %
Faible
Streptomycine 0.6 %
Erythromycine 0 % Très faible depuis 2008.
Gentamicine 0 %
Les résultats pour Campylobacter sp. s’intéressent particulièrement aux antibiotiques
utilisés en médecine humaine afin de soigner les infections à ces bactéries.
E.
faecium
(2012)
Extrêmement
élevé
Tétracycline 91%
Dalfopristine-
Quinupristine
83 %
Très élevé Erythromycine 56 %
Elevé Ampicilline 25 % Constante augmentation depuis
2005.
Moyen Streptomycine 18 %
Faible Chloramphénicol 1 % Diminution depuis 1999 (23%).
Tableau 11: Résistance aux antibiotiques chez E. coli, C. jejuni et E. faecium isolées chez le poulet de chair à l’abattoir en France (d'après EFSA-ECDC, 2015)
- Multirésistance
Chez E.coli, la résistance aux céphalosporines s’accompagne généralement de la résistance à
d’autres molécules : en 2012, 34% des souches résistantes au céfotaxime et/ ou à la ceftazidime
le sont également à la ciprofloxacine, 48% au triméthoprime, 40% à la streptomycine, 92% aux
sulfamides et 86% aux tétracyclines. Ces résultats montrent bien que plusieurs gènes de
résistance sont probablement portés par des éléments génétiques mobiles, donc potentiellement
109
transmissibles à d’autres espèces bactériennes par transfert horizontal (SANDERS et al., 2014). Au
niveau européen, hormis pour les tétracyclines, les résultats affichés par la France se trouvent
dans les valeurs médianes des taux de résistances.
Le dernier rapport de l’EFSA met également en lumière la présence de souches de C. jejuni et
de C. coli multirésistants. En France, moins de 20% des souches isolées ne présentent aucune
résistance à un antibiotique donné. 50% des souches sont tout de même résistantes à deux
antibiotiques.
5.1.6 Résultats pour la filière dindes de chair
Bactérie
Taux de
résistance
Molécules Pourcentage
E.coli
(2014)
Très élevé Tétracycline 75.2 %
Ampicilline 64.3 %
Elevé
Sulfaméthoxazole 45.8 %
Triméthoprime 37.4 %
Ciprofloxacine 21 %
Moyen Acide nalidixique 19.7 %
Chloramphénicol 16.4 %
Faible
Colistine 5.9 %
Gentamicine 4.2 %
Cefotaxime 0.4 %
Ceftazidime 0.4 %
C.jejuni
(2014)
Très élevé Tétracycline 71.8 %
Elevé
Ciprofloxacine 55.7 %
Acide nalidixique 52.3 %
Faible
Erythromycine 0.6 %
Gentamicine 0 %
Streptomycine 0 %
La surveillance de Campylobacter jejuni est effectuée dans les pays où plus
de 10 000 tonnes sont abattus par an.
Ces résultats sont cependant variables d’un pays à l’autre, notamment
concernant la tétracycline (où la France affiche des valeurs plutôt hautes) et
les quinolones et fluoroquinolones.
Tableau 12: Résistance aux antibiotiques chez E. coli, C. jejuni et E. faecium isolées chez les dindes de chair à l’abattoir en France en 2014 (d'après EFSA-ECDC, 2015)
- Multirésistance
Chez E. coli, la prévalence de souches multirésistantes est très élevée dans cette filière où moins
de 20% des isolats sont sensibles à tous les antibiotiques testés. Des variants peuvent être
résistants jusqu’à 8 molécules antibiotiques. Un nombre très faible de souches (0.4%) sont
conjointement résistantes à la ciprofloxacine et la céfotaxime. Cette souche était également
110
résistante à l’acide nalidixique, le triméthoprime, la colistine, l’ampicilline ainsi que la
ceftazidime.
Ces analyses mettent également en évidence l’existence de variants de Campylobacter
multirésistants. En France, environ 20% des souches isolées sont sensibles à tous les
antibiotiques testés, près de 50% de souches sont résistantes à deux antibiotiques et moins de
1% sont résistantes à trois antibiotiques. En Europe, la multirésistance à l’acide nalidixique, la
ciprofloxacine et les tétracyclines est retrouvée chez toutes les souches multirésistantes isolées
chez les dindes de chair.
5.2 Surveillance réglementaire de la résistance chez Salmonella sp.
5.2.1 Cadre réglementaire
Comme pour la surveillance de la résistance à Campylobacter, E.coli et Enterococcus, la
surveillance de la résistance à Salmonella dans le cadre du plan de contrôle de la contamination
des élevages est harmonisée au niveau européen par la directive 2003/99/CE et le règlement CE
2160/2003 (1 et 2). Cette directive demande aux Etats Membres de l’Union Européenne de
surveiller la résistance aux antibiotiques chez les salmonelles isolées chez les animaux
producteurs de denrées et dans les aliments. Les troupeaux de poulets de chair ont été intégrés
à cette surveillance en 2009.
5.2.2 Objectifs (DANAN et al., 2011)
- Déterminer la proportion de souches résistantes sur la chaine alimentaire ;
- Déterminer les mécanismes de résistance en cas de détection de nouvelles émergences ;
- Déterminer les mesures de gestion adaptées ;
- Identifier les réservoirs éventuellement transmissibles à l’Homme.
5.2.3 Modalités de la surveillance
- Les poules pondeuses, poulets de chair, dindes de chair sont les productions concernées
(EFSA-ECDC, 2015).
- A l’élevage, des prélèvements fécaux et/ou d’environnement sont réalisés. Les isolats
détectés sont envoyés au Laboratoire National de Référence (LNR) et conservés dans
une souchotèque.
- Dans le cadre de la surveillance des viandes, des peaux de cou sont prélevées
aléatoirement à l’abattoir. Ces prélèvements sont envoyés dans les laboratoires
départementaux d’analyses.
- La mesure de la sensibilité des souches est effectuée au Laboratoire de sécurité des
aliments de Maisons-Alfort.
111
5.2.4 Résultats pour l’année 2014
Molécules
Pourcentage Evolution des taux
de résistance à
Salmonella spp.
isolées chez les
poules pondeuses et
les poulets de chair.
Poules
pondeuses
(86)
S. spp
Poules
pondeuses
(18)
S.
Enteritidis
Poulets de
chair (36)
S. spp
Viande de
poulets
(169)
S. spp
Tétracyclines 7 % 16.7 % 5.6 % 3.6 %
Ampicilline 7 % 16.7 % 2.8 % 5.9 % Stable depuis 2008.
Sulfaméthoxazole 8.1 % 16.7 % 5.6 % 4.7 %
Triméthoprime 1.2 % 5.6 % 5.6 % 1.8 %
Ciprofloxacine 0 % 0 % 2.8 % 1.2 % Stable depuis 2008.
Acide nalidixique 0 % 0 % 2.8 % 0 % Stable depuis 2008.
Colistine 15.1 % 16.7 % 2.8 % 2.4 %
Gentamicine 0 % 0 % 0 % 0 %
Chloramphénicol 2.3 % 5.6 % 0 % 0.6 %
Cefotaxime 1.2 % 0 % 0 % 0 % Stable depuis 2008.
Ceftazidime 1.2 % 0 % 0 % 0 %
Tableau 13: Résistance aux antibiotiques chez Salmonella spp et Salmonella Enteritidis isolées chez les poules pondeuses, poulets de chair en France en 2014 (d'après EFSA-ECDC, 2015)
La filière poules pondeuses offre des résultats satisfaisant. Peu de traitements sont en effets
autorisés au cours de la ponte à cause de l’absence de LMR pour la production d’œufs.
Molécules
Pourcentages
Evolution des taux de résistance de
Salmonella spp. isolées chez les dindes de
chair à l’abattoir.
Dinde de
chair (58)
S. spp
Viande
de dinde
(173)
S. spp
Tétracyclines 34.5 % 65,9 %
Ampicilline 29.3 % 24.3 % Oscille entre 25 et 35%.
Sulfaméthoxazole 29.3 % 27.5 %
Triméthoprime 20.7 % 17.3 %
Ciprofloxacine 41.4 % 6.9 % Même évolution pour les quinolones : stables à
25% jusqu’en 2012 puis augmentation. Acide nalidixique 41.4 % 6.4 %
Colistine 3.4 % 38.7 %
Gentamicine 0 % 0.6 %
Chloramphénicol 5.2 % 10.4 %
Cefotaxime 0 % 0 % Nulle depuis 2008.
Ceftazidime 0 % 0 %
Tableau 14: Résistance aux antibiotiques chez Salmonella spp et Salmonella Enteritidis isolées chez les dindes de chair en France en 2014 (d'après EFSA-ECDC, 2015)
112
Les taux de résistance sont globalement plus faibles en filière poulets de chair qu’en dindes de
chair. Ce constat est à relier avec la durée de vie plus courte de ces animaux, autorisant moins
de souplesse dans les traitements à cause des délais d’attente à respecter.
- Multirésistance
En filière pondeuses, 86 isolats de Salmonella spp. ont été testés pour la multirésistance. 90%
des souches sont sensibles à tous les antibiotiques. Les autres souches peuvent être résistantes
jusqu’à cinq antibiotiques. 18 isolats de S. Enteritidis ont été testés pour la multirésistance. Plus
de 80% des souches testées sont sensibles à tous les antibiotiques. Les autres souches sont
cependant résistantes à trois ou quatre antibiotiques.
En filière poulets de chair, 36 isolats de Salmonella spp. ont été testés pour la multirésistance.
90% des souches apparaissent sensibles à tous les antibiotiques testés. Les autres souches sont
résistantes à un ou trois antibiotiques.
En filière dindes de chair, 58 souches de Salmonella spp. ont été testées. Seules 35% des
souches apparaissent sensibles à tous les antibiotiques. Les autres souches peuvent être
résistantes jusqu’à cinq antibiotiques.
Ainsi, les résultats de ces analyses montrent encore une fois que les pratiques thérapeutiques en
filière dindes sont plus à risque quant à l’apparition de mutants résistants à un ou plusieurs
antibiotiques.
5.3 Surveillance de la résistance chez les bactéries pathogènes non zoonotiques
5.3.1 Présentation du Résapath
En France, la surveillance de la résistance chez les bactéries pathogènes est réalisée par le
Résapath. Ce réseau de laboratoires adhérents collecte des antibiogrammes de souches isolées
d’infections chez les espèces animales de rente et de compagnie. Le réseau a fêté ses trente ans
d’activité en 2013, mais c’est en 2001 que les espèces de volailles ont été intégrées au
programme de surveillance. Les données relatives aux filières avicoles sont étudiées sur le site
de l’ANSES de Ploufragan-Plouzané.
C’est au cours de leur exercice professionnel que les praticiens sont parfois amenés à demander
des analyses bactériologiques ainsi que des antibiogrammes à partir de prélèvements. Les
laboratoires du réseau, qu’ils soient privés ou publics et qui sont sollicités pour ces analyses
collectent les antibiogrammes et les intègrent aux résultats de la surveillance.
La mesure de la sensibilité des bactéries est standardisée au sein du réseau et est décrite par la
norme AFNOR NF U47-107 : antibiogramme par diffusion en milieu gélosé et mesure des
diamètres des zones d’inhibition. Ces diamètres sont comparés à des valeurs seuils qui ont été
113
définies par le CA-SFM, ou à défaut par le laboratoire fabricant la molécule. Les bactéries sont
alors classées sensibles (S), intermédiaire (I) ou résistantes (R).
Afin de surveiller l’émergence de nouveaux phénotypes d’antibiorésistance, certaines souches
peuvent faire l’objet de typage moléculaire.
5.3.2 Résultats pour les filières volailles
En 2015,13 190 antibiogrammes issus de 53 laboratoires ont été envoyés au Résapath pour les
filières volaille. Ce nombre constitue une augmentation de 61% par rapport à l’année 2014.
Près de 70% de ces antibiogrammes proviennent de 3 laboratoires. 59% de ces antibiogrammes
sont réalisés pour l’espèce Gallus gallus (chair et ponte), 24% pour les dindes et 12% pour les
canards. 72% de ces antibiogrammes sont réalisés pour des souches d’E.coli. E.coli concerne
82% des antibiogrammes réalisés en Gallus, 72% en dindes, et 59% en canards. Viennent
ensuite Staphylococcus aureus (3.5%) et Enterococcus cecorum (2.9%) chez les poulets et les
poules, Ornithobacterium rhinotracheale chez les dindes (5%) et Riemerella anatipestifer chez
les canards (2.5%). 90% des antibiogrammes sont réalisés sur des souches bactériennes isolées
lors d’un épisode de septicémie, 8% d’arthrites et 7% de pathologies respiratoires.
Les courbes « poules/poulets » représentent une moyenne des pourcentages de résistance chez
les poules pondeuses et les poulets de chair. Ce pourcentage est plus élevé dans la filière poulets,
bien que cela n’apparaisse pas sur les graphiques.
- Escherichia coli
Figure 42: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensible (I et R) à sept antibiotiques chez les poules pondeuses et les poulets de chair (Résapath, 2015)
114
Figure 43: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensible (I et R) à sept antibiotiques chez les dindes de chair (Résapath, 2015)
Figure 44: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensibles (I et R) au ceftiofur (Résapath, 2015)
115
Figure 45: Evolution des proportions de souches d’E.coli non sensibles (I et R) au ceftiofur (Résapath, 2015)
Antibiotique Gallus gallus Dinde
Enrofloxacine 5%
Diminution depuis 2009 malgré
rebond en 2013.
6%
Diminution depuis 2009. Légère
augmentation en 2014.
Céphalosporines (3-
4G)
Forte diminution depuis 2010. Tendance à la baisse depuis 2011.
Tétracyclines Forte diminution depuis 2009. Forte diminution depuis 2009,
marquée en 2014.
Sulfamides -
Triméthoprime
19%
Diminution progressive depuis de
2006 à 2014 sauf petite rebond en
2010
21%
Tendance à la baisse depuis 2006
malgré augmentation en 2014.
Amoxicilline Forte diminution depuis 2010. Diminution depuis 2009.
Amoxicilline + acide
clavulanique
Forte diminution depuis 2008. Tendance à la baisse depuis 2006
malgré rebond en 2012.
Quinolones
34% (fluméquine)
Tendance à la baisse depuis 2006.
Rebond en 2013 (même évolution
que l’enrofloxacine)
21% (fluméquine)
Tendance à la baisse depuis 2009
malgré rebond en 2012 et
augmentation en 2014.
Gentamicine
3%
Augmentation régulière depuis
2011.
6%
Stable.
Spectinomycine Légère diminution. Diminution depuis 2011.
Tableau 15: Evolution des taux de résistance à plusieurs antibiotiques parmi les souches d’E.coli isolées chez Gallus gallus et les dindes (d'après Résapath, 2015 et GAY, 2016)
116
Les résultats montrent que l’évolution des taux de résistance chez E.coli en filières Gallus et
dindes vont dans le bon sens. La diminution de la résistance aux tétracyclines est spectaculaire
depuis 2009. Les proportions de souches d’E.coli sensibles à la tétracycline sont faibles : 55%
chez les poulets et poules, 54 % chez les dindes et 30% chez les canards mais dépassent tout de
même le seuil de 50% pour deux espèces et ce depuis deux ans.
Quelques augmentations sont toutefois apparues en 2014, notamment la résistance aux
associations sulfamides et triméthoprime et aux quinolones chez les dindes. En 2015, le taux
de souches sensibles aux associations sulfamide-triméthoprime varie cependant de 75 à 83%
chez les poules, poulets et dindes.
En 2014, chez les poules et les poulets, on observe en revanche un taux de résistance à la
fluméquine de 34% plus élevé que chez la dinde (23%). Ce taux représente un premier niveau
de résistance à l’ensemble des quinolones. Concernant la résistance à l’enrofloxacine, une
augmentation de la résistance entre 2006 et 2010 pour atteindre les valeurs de 12% chez Gallus
et 14% chez les dindes, pour ensuite diminuer. La proportion de souches d’E.coli sensibles à
l’enrofloxacine est semblable pour toutes les espèces (entre 92 et 93%).
Les résultats sont très satisfaisants quant à la diminution de la résistance aux céphalosporines
de 3e et 4e génération dont l’évolution est semblable à ce que l’on observe pour l’enrofloxacine.
Chez Gallus, après une forte augmentation entre 2006 (0.7%) et 2010 (22,5%), la diminution
est marquée depuis 2011 pour atteindre la valeur de 5% en 2014. Chez les dindes, la tendance
est aussi à la diminution depuis 2011 (5%) pour atteindre le faible taux de 1% en 2014. A noter
que l’usage du ceftiofur est interdit depuis 2012 chez les volailles pour le marché français. Il
existe certaines obligations de traitements pour les volailles destinées à l’export comme l’usage
du ceftiofur in-ovo.
Ces résultats montrent une forte mobilisation des vétérinaires face à l’enjeu de
l’antibiorésistance dans les filières avicoles qui implique de préserver les molécules critiques
et de ne pas les utiliser en première intention.
- Multirésistance chez E.coli (Résapath, 2015)
Des analyses de multirésistance ont été effectuées sur les souches d’E.coli. Cinq antibiotiques
de familles différentes ont été testés : le ceftiofur, la gentamicine, la tétracycline, une
association sulfamide-triméthoprime et l’enrofloxacine. On considère que les mécanismes de
résistance sont les mêmes au sein de chaque famille d’antibiotiques.
117
Nombre de résistance (I et R) Poules/Poulets Dindes
n % n %
0 1261 47.6 291 46.7
1 803 30.3 182 29.2
2 460 17.4 126 20.2
3 111 4.2 21 3.4
4 12 0.5 3 0.
5 0 0 0 0
Tableau 16: Nombre de souches d’E.coli et proportion de souches non sensibles (I et R) parmi une liste de cinq antibiotiques (ceftiofur, gentamicine, tétracycline, association sulfamide-triméthoprime et enrofloxacine) chez
les poules et poulets, et dindes (Résapath, 2015)
Figure 46: Evolution des proportions de souches d’E.coli sensibles aux cinq antibiotiques (ceftiofur, gentamicine, tétracycline, association sulfamide-triméthoprime et enrofloxacine) testés en filières poules/poulets et dindes
(Résapath, 2015)
118
Figure 47: Evolution des proportions de souches d’E.coli multirésistantes (au moins trois antibiotiques sur les cinq testés) en filières poules/poulets et dindes (Résapath, 2015)
Dans les filières Gallus (chair et ponte) et dindes, près d’une souche sur deux apparaît sensible
à tous les antibiotiques testés. Depuis 2011, cette proportion a doublé. Parallèlement, la
proportion de souches résistantes à au moins trois antibiotiques a été divisée par deux chez les
dindes et par plus de deux dans les filières Gallus depuis 2011. Les résultats sont satisfaisants.
L’augmentation de la proportion de souches sensibles à tous les antibiotiques ainsi que la
diminution de la proportion de souches multirésistantes sont à relier avec la diminution des taux
de résistance au ceftiofur depuis 2010.
Chez les poules et poulets, 89% des souches résistantes au ceftiofur le sont aussi aux
tétracyclines (45% de l’ensemble des souches sont résistantes aux tétracyclines). La résistance
au ceftiofur n’est cependant pas reliée à la résistance aux fluoroquinolones (2% des souches
résistantes au ceftiofur et à l’enrofloxacine alors que 5% de l’ensemble des souches sont
résistantes à l’enrofloxacine).
- Coques à Gram positif:
En 2015, 3.5% et 2.9% des antibiogrammes récoltés par le Résapath concernent respectivement
Staphylococcus aureus et Enterococcus cecorum. En 2014, la majorité des souches isolées chez
les poules et les poulets concernaient des infections articulaires.
Pour ces animaux, 80% des souches de S. aureus sont sensibles à la tétracycline. 11% de ces
souches présentent cependant un résultat intermédiaire ou résistant pour la céfoxitine,
indicateur de résistance à la méticilline et donc du phénotype SARM, ce qui représente une
augmentation significative de 7% par rapport à 2014.
Pour E. cecorum, les pourcentages sont très différents et plutôt alarmants avec 97% des souches
résistantes à la tétracycline en 2014, et 40 à 53% des souches résistantes aux macrolides-
lincosamides en 2015. En revanche, la quasi-totalité des souches sont sensibles à l’amoxicilline
en 2015.
119
- En conclusion
La mobilisation de la profession vétérinaire face à l’enjeu de l’antibiorésistance va de pair avec
ces résultats satisfaisants concernant la résistance des bactéries pathogènes. Le recourt à
l’antibiogramme en première intention permet de mieux maîtriser les traitements, notamment
face aux germes résistants. L’adaptation des schémas thérapeutiques et posologiques permet
également de maîtriser les populations de bactéries pathogènes.
6. Actualités sur l’antibiorésistance en filières avicoles
6.1 Résistance des Enterobacteriaceae aux ß-lactamines
6.1.1 ß-lactamases et céphalosporinases
La résistance aux ß-lactamines est principalement le fait d’enzymes modificatrices de
l’antibiotique. L’acquisition de gènes de résistances codant pour ces enzymes par les
Enterobacteriaceae est devenu un problème majeur en santés humaine et vétérinaire. La
résistance peut s’étendre aux céphalosporines de dernières générations.
Plusieurs familles d’enzymes existent. Les ß-Lactamases à Spectre Etendu (BLSE) dérivent
pour leur majorité de pénicillinases à spectre étroit de type TEM ou SHV. Ces enzymes
hydrolysent les pénicillines ainsi que les C3G et C4G et sont inhibées par l’acide clavulanique.
Les BLSE de type TEM, SHV et CTX-M sont les plus prédominantes, la famille CTX-M
devient cependant de plus en plus prévalente et émerge rapidement dans le monde entier
(BONNET, 2004).
Les ß-lactamases de type AmpC hydrolysent les C3G mais pas les C4G, et ne sont pas inhibées
par l’acide clavulanique. Parmi les plus prédominantes figurent les enzymes de type CMY et
FOX.
6.1.2 Acquisition de la résistance aux ß-lactamines
L’administration de ß-lactamines par voie orale est à l’origine de l’apparition de résistance à
tous les représentants de cette famille d’antibiotiques au sein des flores commensales. Chez les
volailles, l’ampicilline, l’amoxicilline et la phénoxyméthylpénicilline sont particulièrement
utilisées. Il est cependant possible que l’usage de tétracyclines ou d’associations sulfamides et
triméthoprime ait co-sélectionné la résistance aux ß-lactamines.
Une étude a mesuré l’impact de l’injection de ceftiofur in ovo en filière poulet de chair et
l’injection du même antibiotique par voie sous-cutanée à des poulettes futures pondeuses de 1
jour, en comparant sur le terrain les taux d’antibiorésistance chez E.coli dans des échantillons
fécaux (BARON et al., 2014). On a montré que la résistance aux C3G était plus élevée chez les
120
volailles ayant reçu des injections à 1 jour d’âge. La prévalence des gènes blaCTX-M est
significativement plus élevée chez les groupes traités. Les gènes blaCMY-2 ainsi que blaTEM sont
également plus représentés mais de manière non significative. A noter que les souches
résistantes aux ß-lactamines le sont également aux tétracyclines, à l’association
sulfaméthoxazole et triméthoprime, à la streptomycine et à la gentamicine, suggérant un
phénomène de co-sélection.
6.1.3 Transmission de la résistance au sein d’une filière : exemple de la
filière poulets de chair
Les plasmides sont à l’origine de la dissémination rapide de gènes codant pour des BLSE
(DAHMEN et al., 2012). C’est le cas du gène blaCTX-M-1 porté par le plasmide IncI1/ST3 (DAHMEN
et al., 2012). Ce dernier est retrouvé chez divers sérovars de Salmonella enterica isolés chez des
volailles, des bovins et des humains, mais également E.coli chez des volailles en bonne santé
(DAHMEN et al., 2012).
Une étude a montré que les reproducteurs poulets de chair pouvaient transmettre des APEC à
leur descendance (GIOVANARDI et al., 2005).
L’organisation pyramidale des filières avicoles est un facteur de risque de la diffusion verticale
d’antibiorésistance, en particulier aux ß-lactamines (NILSSON et al., 2015). Le haut de la pyramide
est étroit et ne comprend que quelques cheptels à l’origine de la génétique mondiale. La
présence de résistance en haut de la pyramide se transmet verticalement à la descendance qui
est nombreuse. Le transport d’œufs et de volailles dans le monde contribue à la dissémination
de la résistance. La résistance aux ß-lactamines a été recherchée à tous les étages de la pyramide
de production des poulets hollandais. La présence d’E.coli producteurs de céphalosporinases
AmpC ainsi que de BLSE a été détectée chez les grands-parentaux, les parentaux, les poulets
de chair, mais également dans l’environnement de ces derniers élevages même après nettoyage
et désinfection du bâtiment (DIERIKX et al., 2013). D’autre part, des plasmides IncI1/ST3 très
similaires sur le plan génétique et porteurs du gène de résistance blaCTX-M-1 ont été isolés à divers
étages de la pyramide de production de poulets de chair suisses (ZURFLUH et al., 2014).
121
Figure 48: Pyramide de production en filière avicole (FERRANTE et al., 2013)
En Finlande, l’usage des céphalosporines de dernières générations n’est pas autorisé chez les
volailles. Malgré cela, le programme national de surveillance de la résistance en 2011 indique
que 0,9% des poulets sont porteurs de souches d’E.coli présentant un phénotype de résistance
à la céfotaxime (POHJANVIRTA et al., 2013). Cette résistance est retrouvée chez les grands-
parentaux ainsi que chez les reproducteurs de poulets de chair. La caractérisation des souches
montre que la résistance est plasmidique due à une ß-lactamase de type AmpC. Dans ce cas,
c’est l’importation de grands-parentaux d’autres pays européens qui serait à l’origine de la
résistance dans cette filière où les céphalosporines ne sont pas utilisées. Le même phénomène
est constaté en Suède où les céphalosporines ne sont jamais utilisées (NILSSON et al. 2015). Les
taux de résistance en élevage sont pourtant élevés, majoritairement reliés à une
céphalosporinase de type CMY-2. Comme en Finlande, l’importation de grands-parentaux
porteurs de souches d’E.coli résistantes serait à l’origine de la diffusion de ce phénotype de
résistance à travers les étages de la pyramide de production.
6.1.4 Phénotypes de résistance rencontrés
- Escherichia coli
En France, le Résapath collecte les antibiogrammes de souches d’E.coli pathogènes et
caractérise le phénotype de résistance rencontré dans le cas de la résistance aux ß-lactamines.
Chez les poulets de chair, les BLSE de type CTXM-1 sont retrouvées (GIRLICH et al., 2007). Cette
même BLSE est retrouvée chez des souches d’E.coli commensales isolées dans des caeca de
volailles en bonnes santés en France (MEUNIER et al., 2006). Chez ces mêmes volailles, d’autres
122
phénotypes sont retrouvés : hyperproduction de céphalosporinases, pénicillinases de type TEM-
1 ainsi qu’une BLSE couplée à une TEM-1.
Chez les poules pondeuses en France, la résistance au céfotaxime de souches d’E.coli isolées
dans des échantillons fécaux est également le fait de l’expression du gène blaCTX-M-1 et du gène
blaCMY-2. (CHAUVIN et al., 2013). Le premier gène est souvent porté par un plasmide Inc1. Le
transfert de ce plasmide à des souches de Salmonella est à craindre.
Dans plusieurs pays d’Europe, une forte prévalence de BLSE et d’AmpC est isolée chez les
poulets de chair en bonne santé et la viande de poulet. Aux Pays-Bas, les études ont également
identifié les phénotypes de résistance similaires chez les éleveurs (DIERIKX et al., 2013).
Pays Phénotypes Référence
Allemagne CMY-2
CTX-M
SHV
TEM
REICH et al., (2013)
Espagne CTX-M-9
CTX-M-14
CMY-2
BLANC et al., 2006
Finlande CIT POHJANVIRTA et al., 2013
Grande Bretagne Poulets et dindes de chair
CTX-M-1, 14,15
TEM-52
RANDALL et al., 2011
Italie CTX-M-1
CTX-M-32
SHV-12
BORTOLAIA et al., 2006
Pays-Bas Poulets de chair et éleveurs
CTX-M-1
CMY-2
SHV-12
Viande de poulet
CTX-M-1
TEM-52
SHV-12
DIERIKX et al., 2013
OVERDEVEST et al., 2011
Suède CMY-2 BORJESSON et al., 2013
Tableau 17: Phénotypes de résistance aux ß-lactamines rencontrés chez E.coli dans les filières avicoles dans plusieurs pays d’Europe.
Aux Pays-Bas, dans les bâtiments d’élevage de poulets de chair et de poules pondeuses et
l’environnement de ces élevages, des souches d’E.coli résistantes ont été isolées. Le séquençage
des souches montre que les phénotypes de résistance sont très variés : CTX-M-1, OXA, SHV-
12, TEM-52 (BLAAK et al., 2016).
123
- Salmonella enterica
Chez Salmonella, la résistance aux céphalosporines de dernières générations a émergé en 1998.
Le gène de résistance le plus répandu est le gène blaCMY-2, en particulier chez les sérotypes
Enteritidis et Typhimurium qui souvent incriminés dans les infections humaines (ARLET et al.,
2006). La viande de volaille serait la principale voie de contamination de l’Homme (ARLET et al.,
2006).
Une autre étude a analysé en France entre 2002 et 2003, la résistance aux ß-lactamines chez
Salmonella enterica du sérotype Virchow. Des BLSE de type CTXM-9 ont été détectées chez
des poulets de certains élevages, la viande issue mais également dans un couvoir ayant fourni
les poussins à ces élevages (WEILL et al., 2004). En 2011, le portage de salmonelles résistantes a
été étudié au sein de la filière ponte dans plusieurs départements français. Les résultats montrent
que la majorité des souches résistantes portent le gène blaCTX-M-1 et quelques-unes le gène
blaCMY-2. La résistance est plus fréquemment retrouvée chez les poulettes que chez les
pondeuses, et les taux de résistance sont variables selon le couvoir d’origine (CHAUVIN et al.,
2013).
6.1.5 Impact sur la santé publique et l’environnement
Les dispositifs de surveillance de la résistance des Enterobacteriaceae commensales aux ß-
lactamines fournissent des données intéressantes en termes de taux de résistance et la littérature
permet d’identifier les phénotypes principalement décrits, les mécanismes génétiques sources
de leur dissémination ainsi que les facteurs de risques de diffusion inhérents à la filière volaille.
Les taux de résistance chez les Enterobacteriaceae apparaissent très élevés et inquiétants.
Plusieurs voies de transmission à l’Homme sont à craindre :
- Les éleveurs de volailles ainsi que le personnel d’abattoir représentent des populations
susceptibles d’héberger les mêmes phénotypes de résistance que les animaux. Aux
Pays-Bas, l’analyse d’échantillons fécaux montre que la même résistance est retrouvée
chez les poulets de chair, leurs éleveurs ainsi que le personnel d’abattoir, le même
constat est réalisé dans la filière dindes (Van den BOGAARD et al., 2001). Dans ce même
pays en 2012, une étude similaire a été réalisée et a montré que des gènes de résistance
identiques (blaCTX-M-1, blaCMY-2 et blaSHV-12) ont été détectés chez des poulets et leurs
éleveurs (DIERIKX et al., 2013).
- Chez le poulet et la dinde de chair : les souches d’E.coli commensales pourraient
diffuser à l’Homme via la préparation de la viande de poulet et de dinde. Si ces souches
sont porteuses de déterminants de résistance, ces derniers pourraient eux même diffuser
au sein de la flore digestive du consommateur. Il convient cependant d’étudier plus
attentivement cette voie de transmission afin d’évaluer sa réelle importance.
- Chez les poules pondeuses : des bactéries digestives productrices de BLSE
plasmidiques pourraient transmettre ces gènes de résistance à des souches de Salmonella
enterica (WEILL et al., 2004). La surveillance et la lutte contre les salmonelles en élevages
124
de poules pondeuses représentent cependant une barrière efficace contre la diffusion de
résistance au consommateur.
Les bâtiments d’élevage ainsi que leur environnement ne sont pas épargnés :
- Il est possible d’isoler des souches d’E.coli multirésistantes dans les poussières
d’élevage (SCHULZ et al., 2015), l’air ambiant des poulaillers, les systèmes de ventilation
et les eaux de rinçage (BLAAK et al., 2016).
- L’environnement des élevages représente également un réservoir de résistance : eaux
de surface à proximité des poulaillers et sols (BLAAK et al., 2016). Les eaux de surface
contiennent plus de souches résistantes lors du nettoyage des bâtiments ou peu après
celui-ci, ces dernières seraient donc vraisemblablement contaminées par les eaux de
rinçage qui s’écoulent dans l’environnement.
6.2 Résistance à la colistine
La résistance aux polymyxines était autrefois connue pour n’être associée qu’à des mutations
chromosomiques. Chez E.coli, le coût biologique du maintien de la résistance chromosomique
est élevé, et celle-ci n’est transmissible qu’aux cellules filles après division cellulaire. En Chine,
l’émergence et la dissémination de la résistance à la colistine chez E.coli laisse supposer
l’existence d’un gène de résistance porté par un plasmide facilement transmissible entre
bactéries. Le mécanisme de résistance à la colistine implique la composition du lipide A porté
par la membrane externe des bactéries à Gram négatif (LIU et al., 2016).
C’est en 2015 lors des contrôles dépendants du programme de monitorage de la résistance chez
les E.coli commensales isolées chez les animaux de production en Chine, que le transfert
horizontal de la résistance à la colistine a été détecté chez des patients et des animaux de
productions. Le séquençage de l’ADN de la souche E.coli SHP45 a permis d’identifier le gène
mcr-1 associé à un plasmide. Ce plasmide est facilement transmissible entre différentes souches
d’E.coli in vitro, y compris des entérobactéries porteuses de carbapénémases comme Klebsiella
pneumoniae, ainsi que Pseudomonas aeruginosa (LIU et al., 2016).
En France, la résistance à la colistine a été suivie de 2007 à 2014 dans le cadre de la surveillance
de l’antibiorésistance chez les bactéries commensales et pathogènes des animaux producteurs
de denrées, guidée par la directive 2003/99/EC. Des prélèvements fécaux jusqu’en 2013 puis
des prélèvements caecaux de poulets, dindes et porcs sont soumis à analyse (PERRIN-GUYOMARD
et al., 2016). Les CMI des différentes souches sont mesurées puis comparées aux cutt-off
épidémiologiques définis par le European Comittee on Antimicrobial Susceptibility Testing
(EUCAST). Si les CMI dépassent les 2 µg/mL, seuil de résistance posé par l’EUCAST, l’ADN
est extrait afin d’étudier le mécanisme de résistance ainsi que son support génétique. Toutes les
souches étaient porteuses du gène mcr-1 (PERRIN-GUYOMARD et al., 2016). En 2014, la prévalence
de la résistance à la colistine était de 1.8% chez les poulets de chair et de 5.9% chez les dindes.
La multirésistance était variable, les souches pouvant être résistante de un à huit antibiotiques.
Chez les dindes, 4 des 14 souches porteuses du gène mcr-1 étaient également résistantes à la
125
tétracycline, au sulfaméthoxazole, au triméthoprime, aux quinolones et à l’ampicilline (PERRIN-
GUYOMARD et al., 2016).
Le gène mcr-1 semble avoir été longtemps présent mais non détecté. Ainsi, il aurait été retrouvé
chez une souche d’E.coli isolée en 2005 chez un veau diarrhéique en France.
L’usage de la colistine est très variable d’un pays à l’autre de l’Europe, variant de 0 mg/kg à
plus de 20 mg/kg (EFSA). L’usage massif de la colistine au sein des élevages mais peu fréquent
en milieu hospitalier laisse suggérer un passage de la résistance de l’animal à l’Homme (SKOV
et al., 2016). Le séquençage des souches porteuses du gène mcr-1 depuis 1980 chez l’Homme,
les animaux d’élevage et l’environnement dans différents pays montre que certaines sont déjà
productrices de BLSE ou de carbapénémases (SKOV et al., 2016). La diffusion de telles bactéries
serait catastrophique pour la santé humaine, les infections par ces germes devenant alors
intraitables. Ces résultats alarmants posent la question de l’usage de la colistine chez les
animaux d’élevage et son éventuel classement parmi les antibiotiques d’importance critique.
A noter qu’en Belgique en juin 2016 a été isolé un nouveau gène plasmidique de résistance à la
colistine nommé mcr-2 chez des souches porcines et bovines d’E.coli (XAVIER et al. 2016). A ce
jour, ce gène n’a pas encore été décrit chez des volailles.
6.3 Résistance aux fluoroquinolones
6.3.1 Campylobacter sp. résistante aux fluoroquinolones
Les volailles représentent un réservoir important de Campylobacter, potentiellement
transmissible à l’Homme via la consommation de volailles contaminées à l’abattoir. En Europe
depuis 2004, la majorité des toxi-infections d’origine alimentaire sont dues à cette bactérie, et
99.7% de ces toxi-infections concernent C. jejuni et C. coli (EFSA-ECDC, 2015). L’acquisition de
déterminants de résistance aux fluoroquinolones par des souches de Campylobacter au cours
de la période d’élevage représente donc un enjeu de santé publique important.
L’usage de fluoroquinolones (enrofloxacine) en élevage a lieu en début de vie afin de lutter
contre la colibacillose. Les Etats-Unis et le Canada ont abandonné cette pratique à cause du
risque potentiel d’antibiorésistance notamment chez Campylobacter. Les taux de résistance aux
fluoroquinolones dans les viandes sont cependant restés stables à 15% suite à cette interdiction
(KEMPF et al., 2012).
Dans une étude réalisée sur des poulets de chair de 14 jours chez lesquels on a ensemencé une
souche de Campylobacter jejuni, les auteurs ont montré ont montré que des traitements à base
d’enrofloxacine administrés dans l’eau de boisson avec une posologie habituellement utilisée
pour le traitement de la colibacillose (entre 12 et 250 ppm) sélectionnaient la résistance aux
fluoroquinolones. Cet effet est dose dépendant et une dose de 500 ppm permet de prévenir
l’apparition des mutants résistants sans induire de toxicité (STAPLETON et al., 2010). En pratique,
126
augmenter le dosage d’enrofloxacine sera difficilement faisable à cause du prix élevé de cet
antibiotique.
En 2011, une étude a identifié les facteurs de risque de contamination des carcasses de poulets
par Campylobacter à l’abattoir. Cette dernière est corrélée à l’hétérogénéité entre les animaux,
mais pas aux thérapies mises en place en début de vie pour lutter contre la colibacillose (MALHER
et al., 2011).
Figure 49: Abattoir de poulets de chair (World Poultry, 2016)
L’acquisition de déterminants de résistance par Campylobacter pose la question de l’usage de
fluoroquinolones à une période de la vie où les Campylobacter n’ont pas encore colonisé
l’intestin. Malher (2013) pose l’hypothèse de l’acquisition des déterminants de résistance dans
la litière où l’enrofloxacine et son métabolite la ciprofloxacine sont rejetés avec les fèces. Les
deux molécules sont en effet très stables dans l’environnement et sélectionneraient des
déterminants de résistance dans les flores de la litière. La contamination des poulets serait alors
oro-fécale. Il est également possible que cette acquisition se fasse dans le tractus digestif au
moment où Campylobacter apparaît dans l’intestin alors que des résidus d’enrofloxacine y sont
encore présents et actifs.
127
6.3.2 Salmonella enterica du sérotype Kentucky résistante à la
ciprofloxacine
Depuis 2002, les réseaux nationaux de surveillance des salmonelles de France, Angleterre et
Pays de Galle, Danemark et Etats-Unis ont recensé de nombreuses infections humaines par un
variant de Salmonella enterica Kentucky ST198 hautement résistant à la ciprofloxacine (Le
HELLO et al., 2011). Ce sérotype, hautement résistant aux fluoroquinolones a également été
détecté chez des poulets, des dindes mais également des fruits de mer en Europe.
Entre 2000 et 2008, 497 souches Salmonella de sérotype Kentucky ont été isolés chez des
patients français (Le HELLO et al., 2011). 200 souches étaient résistantes à la ciprofloxacine. Le
premier variant résistant a été isolé en décembre 2002 chez un touriste revenant d’un séjour en
Egypte et présentant une gastro-entérite. Entre 2002 et 2005, l’enquête épidémiologique révèle
que les autres patients chez qui une souche résistante a été isolée avaient voyagé dans différents
pays d’Afrique du nord et de l’est. Depuis 2006, les données sur les voyages précédemment
effectués par les patients élargissent la zone : des souches résistantes ont vraisemblablement été
importées du Moyen Orient, du sud de l’Afrique ainsi que de l’Espagne par le tourisme (Le
HELLO et al., 2011). La voie alimentaire est directement impliquée dans la contamination de
l’Homme.
Figure 50: Distribution géographique des différentes mutations sur le site GyrA créant des résistances chez Salmonella enterica du sérotype Kentucky résistante à la ciprofloxacine. H : souches humaines. V : souches non
humaines. (Le Hello et al. 2013)
128
Le premier variant isolé était également résistant aux tétracyclines, le sulfaméthoxazole,
l’amoxicilline, la streptomycine, la spectinomycine et la gentamicine (Le HELLO et al., 2011). Les
différents variants isolés entre 2002 et 2005 avaient des CMI supérieures à 4 µg/mL et
pouvaient montrer de la résistance simple à multiple, jusqu’à neuf antibiotiques (WEILL et al.,
2006). Le génotypage effectué mécanisme de résistance implique des mutations sur les sites
gyrA et parC (Le HELLO et al., 2011).
Dans le Morbihan, deux élevages de dindes ont été testés positifs à Salmonella enterica du
sérotype Kentucky ST198, le 23 octobre 2012 et le 2 janvier 2013, suite au dépistage des
salmonelles rendu obligatoire en 2009 et réalisé avant l’abattage. Il s’agit là des deux premières
détections de ce variant au sein d’une production aviaire française. L’enquête épidémiologique
centrée sur les deux éleveurs concernés révèle que le premier avait effectué un voyage au Maroc
durant l’été 2012 avec son épouse, et que le couple avait présenté des signes d’entérite sévère
suite à ce voyage. Deux jours après leur retour, le couple d’éleveurs procèdent à la mise en
place les dindonneaux de un jour. Ce lot présente plus tard une mortalité élevée et reçoit un
traitement à base d’enrofloxacine. Ce même lot sera testé positif à Salmonella Kentucky le 23
octobre. La suite de l’enquête révèle également que la même équipe d’enlèvement des animaux
pour l’abattoir est intervenue dans le deuxième élevage positif à un jour d’intervalle. Des
mesures de surveillance ont été mises en place afin d’évaluer l’implantation locale de la souche
(GUILLON et al., 2012).
L’apparition de ce variant en France n’est pas à relier avec les pratiques d’antibiothérapie en
élevage en France mais souligne l’importance des mesures de biosécurité (tenue spécifique à
l’élevage, lavage des mains) à mettre en place dans les fermes.
L’émergence de ce variant ST198, sa diffusion rapide dans les pays d’Afrique depuis 2005, son
importation dans les autres continents par le voyage et finalement sa transmission aux espèces
avicoles sont d’autant plus inquiétantes que les fluoroquinolones et les céphalosporines
représentent les traitements de choix des salmonelloses humaines non typhoïdes. Elle pose la
question de l’usage des antibiotiques en filières avicoles puisque les volailles représentent un
important réservoir de Salmonella enterica du sérotype Kentucky. Ce cas démontre largement
que l’antibiorésistance peut traverser les barrières géographiques et d’espèces, et représente de
ce fait un danger global.
Depuis le 17 février 2015, au vu des risques en santé publique et de l’impact économique qui
résulterait de la diffusion de cette bactérie au sein des filières avicoles française, Salmonella
enterica du sérotype Kentucky est classée comme Danger sanitaire de 1ère catégorie chez Gallus
gallus (chair et ponte) et chez les dindes (Légifrance, 2015-a).
129
6.4 Staphylocoque résistant à la méticilline
Les Staphylocoques résistants à la méticilline ou SARM représentent une famille de bactéries
pathogènes bien connue des hôpitaux français depuis plusieurs dizaines d’années. Il est possible
de classer les SARM en trois catégories : les SARM associés au milieu hospitalier (HA-
MRSA), les SARM associés à la communauté (CA-MRSA) et les SARM associés au bétail
(LA-MRSA). Les deux premières catégories ne sont pas retrouvées chez les animaux de
production. La 3e a été décrite dans diverses productions animales dont les volailles dans
plusieurs pays et devient donc préoccupante en médecine vétérinaire. La plupart des souches
isolées chez les animaux de production appartiennent au complexe clonal (CC) 398. Le gène
responsable de ce phénotype nommé mecA code pour une cible additionnelle (GUERIN-FAUBLEE,
2009).
En Europe, des SARM ont été isolées de volailles en Belgique (NEMATI et al., 2008) et aux Pays-
Bas (GEENEN et al., 2012). Peu de publications décrivent cependant l’épidémiologie de
l’apparition de SARM chez les volailles. En Belgique, la caractérisation de souches isolées de
volailles de chair a été réalisée (NEMEGHAIRE et al., 2013). Toutes filières avicoles confondues,
la prévalence du SARM est faible. Celle-ci est significativement plus élevée chez les poulets
de chair que chez les poules pondeuses. Si la plupart des SARM sont du type ST398, certaines
souches isolées sont des clones ST239 habituellement retrouvés dans des hôpitaux et non décrits
chez les animaux de production jusque-là. L’origine de ce clone chez les volailles est donc
inconnue. Toutes les souches isolées sont résistantes à au moins 7 antibiotiques dont la
tétracycline, l’érythromycine ainsi qu’à la pénicilline et à la céfoxitine.
En France, le Résapath collecte les antibiogrammes de bactéries pathogènes (Résapath, 2015). En
2015 chez les volailles, 3.5% des antibiogrammes ont été réalisés pour des souches de
Staphylococcus aureus. 299 souches ont été testées vis-à-vis de la céfoxitine qui est un
indicateur de résistance à la méticilline, 11% avaient un résultat intermédiaire ou résistant
(Résapath, 2016). Ce phénotype de résistance sera particulièrement étudié lors de la compilation
des résultats de l’année 2016.
En médecine vétérinaire, la contamination des animaux par ces souches est préjudiciable car
elle réduit les possibilités thérapeutiques (GUERIN-FAUBLEE, 2009), d’autant plus que la plupart
des souches isolées présentent un phénotype de multirésistance (NEMEGHAIRE et al., 2013).
Si la prévalence de cette famille de bactéries est faible chez les volailles et ne semble pas
représenter un danger de santé publique, la transmission est toutefois possible aux personnes
travaillant au contact des volailles (GUERIN-FAUBLEE, 2009). Pour les vétérinaires, il n’y a
cependant pas d’association entre le travail dans les élevages de volailles et l’infection par un
ST398 (GARCIA-GRAELLS et al., 2012). La colonisation par un staphylocoque est asymptomatique
dans la majorité des cas.
130
6.5 Résistance aux carbapénèmes
Les carbapénèmes représentent un groupe d’antibiotiques appartenant à la famille des ß-
lactamines. Ce sont des molécules critiques représentant une des dernières barrières face aux
bactéries à Gram négatif multirésistantes. En médecine humaine, la diffusion des BLSE s’est
accompagnée de l’augmentation de la prescription de carbapénèmes. Malheureusement, des
mécanismes de résistance à ces précieux antibiotiques apparaissent et diffusent chez les
humains. Cette résistance apparaît également chez les animaux (de productions ainsi que de
compagnie) alors que cette classe n’est pas utilisée en médecine vétérinaire. L’apparition de ce
phénomène représente donc un danger majeur en santé publique.
Les principaux mécanismes de résistance aux carbapénèmes sont la production de
carbapénémases ainsi que la diminution de perméabilité membranaire bactérienne par la
diminution du nombre de porines (GUERRA et al., 2014). Ces antibiotiques ne sont pas sensibles
aux céphalosporinases de type AmpC ainsi qu’aux BLSE. A noter cependant que l’action
combinée d’une BLSE et d’une AmpC associée à une diminution de la perméabilité
membranaire peut mener à la diminution de la sensibilité voire la résistance à ces antibiotiques
(GUERRA et al., 2014). De nombreux types de carbapénémases existent, dont les carbapénémases
NDM (New Delhi metallo ß-lactamases), VIM (Verona integron-encoded metallo ß-
lactamases) et OXA (oxacilline-carbapénémases). Des souches bactériennes (Acinetobacter spp) résistantes aux carbapénèmes ont été isolées dans
un élevage de poulets de chair en Chine (WANG et al., 2012). Une des souches apparaît résistante
à huit des neuf ß-lactamines testées ainsi qu’à la ciprofloxacine, les tétracyclines, la kanamycine
et le chloramphénicol. Dans cet élevage, la pénicilline, la céfotaxime, cefradime, la tilmicosine,
la doxycycline ainsi que la néomycine avaient été utilisées. Le gène blaNDM-1 a été identifié.
Une souche de Salmonella Infantis résistante aux carbapénèmes a également été isolée dans des
prélèvements d’environnement d’un élevage de poulets de chair en Allemagne (LAUBE et al.,
2013 et Von SALVIATI et al., 2015). Les gènes blaACC-1 et blaVIM-1 ont été détectés. A noter que le
premier gène code pour une ß-lactamase de type AmpC. Cette souche était également résistante
au chloramphénicol, à la streptomycine, aux sulfonamides ainsi qu’au triméthoprime. Dans ces
deux cas, les gènes incriminés étaient portés par des plasmides. Des souches d’E.coli ST88
productrices de carbapénémases de type VIM ont également été isolées chez des poulets et des
dindes (EWERS et al., 2012).
Ces deux exemples montrent que la résistance aux carbapénèmes peut être acquise dans le
monde animal via la co-sélection de gènes de résistance par l’utilisation d’autres agents
antibiotiques en élevage, ce groupe d’antibiotiques n’étant pas utilisé en médecine vétérinaire.
Cette résistance pourrait être transmise des volailles aux humains par contact (les éleveurs,
techniciens et vétérinaires seraient les plus exposés) ainsi que par la consommation des denrées.
Le rôle des volailles dans la transmission de cette résistance à l’Homme n’est pas à négliger
puisque ces animaux représentent un important réservoir de S. Infantis et que ce sérovar fait
partie des plus prévalents dans l’apparition de salmonelloses humaines. La fréquence de germes
zoonotiques résistants au carbapénèmes reste cependant inconnue.
131
Conclusion de la PARTIE 2
L’usage des antibiotiques en productions animales soulève le problème de l’apparition
d’antibiorésistances au sein des cheptels traités. Ces résistances peuvent concerner les
bactéries pathogènes et compromettre la réussite du traitement, il s’agit donc ici d’un
problème de santé animale. Les bactéries des flores digestives peuvent également acquérir
des déterminants de résistance, ce phénomène se déroule à bas bruit et est peu quantifiable à
l’heure actuelle. Ces bactéries pouvant contaminer les carcasses lors du procédé d’abattage,
l’apparition de déterminants de résistance dans leur génome est donc particulièrement
préjudiciable pour la santé du consommateur.
De nombreux facteurs inhérents à l’élevage des volailles favorisent l’apparition et la
dissémination des résistances. L’utilisation de la voie orale favorisée par le mode d’élevage
est en cause du fait des variations inter-individuelles de consommations d’eau et de résorption
orale, mais aussi de l’exposition des flores digestives aux antibiotiques. D’autres paramètres
pharmacologiques sont à prendre en compte, ainsi que des facteurs zootechniques,
économiques et géographiques.
En France, le Résapath évalue l’évolution des résistances au sein des populations
bactériennes pathogènes. Les résultats sont satisfaisants pour les filières avicoles où les taux
de résistance sont à la baisse pour l’ensemble des familles d’antibiotiques testées, et où on
observe une diminution du nombre de souches d’E.coli multirésistantes. Ces résultats sont à
relier à l’utilisation quasi-systématique de l’antibiogramme par les vétérinaires avant toute
mise en place de traitement antibiotique ainsi qu’à la maîtrise des schémas thérapeutiques.
En Europe, L’EFSA suit l’évolution des résistances des bactéries commensales digestives.
Les taux de résistance sont très variables d’une production à l’autre (valeurs élevées en
élevages de chair par rapport aux élevages de pondeuses). Au contraire des résultats présentés
par le Résapath, ces taux peuvent être élevés (sulfaméthoxazole) voire très élevés
(tétracyclines, ampicilline). Ces valeurs témoignent de l’exposition des flores digestives aux
antibiotiques donnés par voie orale et de l’absence de maîtrise à ce niveau. Notons que ces
bactéries peuvent par la suite être transmises à l’Homme par contact direct avec les volailles,
par respiration des poussières d’élevage et par la consommation de denrées, et à
l’environnement dans les aérosols, dans la litière et par l’épandage des lisiers. Afin de limiter
l’impact des antibiotiques sur les flores digestives et sur l’environnement, des innovations
pharmaceutiques sont attendues afin de mettre sur le marché des spécialités pouvant relever
ce défi.
Une analyse plus précise des dangers actuels en termes d’antibiorésistance chez les volailles
montre qu’ils sont nombreux : résistance des Enterobacteriaceae aux ß-lactamines,
résistance de Campylobacter aux quinolones, résistance de Salmonella enterica du sérotype
Kentucky à la ciprofloxacine, résistance à la colistine, staphylocoque résistant à la méticilline
et résistance aux carbapénèmes. Les volailles semblent représenter un important réservoir de
résistances transmissibles à l’Homme. Ces données soulignent encore la nécessité de recourir
à de nouvelles formulations antibiotiques ayant peu d’impact sur les flores digestives. Plus
généralement, elles témoignent de l’importance de barrières sanitaires rigoureuses en élevage
et du respect de la biosécurité à tous les échelons de la filière.
132
133
PARTIE 3
DISCUSSIONS ET REFLEXION ETHIQUE
1. Usage des antibiotiques
1.1 Vente d’antimicrobiens
Il n’y a actuellement pas d’état des lieux des prescriptions d’antibiotiques destinés à la volaille,
ainsi, il n’est aujourd’hui possible de se référer qu’aux rapports annuels de l’évolution des
ventes de médicaments contenant des substances antibiotiques en Europe et en France (ANSES-
ANMV, 2015), mais également aux enquêtes ponctuelles réalisées en élevage (CHAUVIN et al., 2010
et 2012).
Les résultats de ce rapport montrent une diminution du tonnage d’antibiotiques vendus à
destination des volailles : 254.6 tonnes en 2006 à 98.98 tonnes en 2015. La même tendance
s’observe pour le rapport de la quantité de principe actif par la masse de viande produite
(mg/kg).
Les données du rapport des ventes de médicaments contenant des antimicrobiens sont à étudier
avec précautions. Ainsi, en 2015, 19% du tonnage d’antibiotiques vendus étaient destinés des
volailles. Le terme « volailles » regroupe différentes productions où l’usage d’antibiotiques sera
variable mais qui ne peuvent être comparées à l’heure actuelle. A l’avenir, la séparation des
différentes filières permettraient de mieux cerner les importants consommateurs par rapport aux
autres : volailles de chair, poules pondeuses, palmipèdes gras. Parmi les volailles de chair il
faudrait distinguer les poulets de chair, dindes de chair, canards à rôtir et pintades qui n’ont pas
les mêmes usages en antibiotiques.
De plus, le rapport ne distingue pas les différentes molécules antibiotiques qui ne sont pas
administrées à la même posologie. La diminution du tonnage d’antibiotiques vendu aux
volailles pourrait être le fait de changement d’habitudes en termes d’antibiothérapie, des
molécules à administrer à forte dose vers d’autre à plus faible dose.
Par ailleurs, les résultats de l’année 2014 sont à interpréter dans le contexte de la promulgation
de la loi d’avenir agricole qui interdit désormais les pratiques commerciales dont les remises
de marges arrière sur les antibiotiques à compter du 1er janvier 2015. Il semblerait qu’en
réponse, les structures vétérinaires aient réalisés de nombreux stocks d’antimicrobiens. Les
données de vente ne reflètent donc pas la réelle exposition des animaux. Ce stockage serait
estimé à trois ou quatre mois, ce qui surévalue l’exposition des animaux aux antibiotiques en
2014 et la sous-estime en 2015. Cette affirmation peut se vérifier par la comparaison des chiffres
d’affaire réalisés sur la vente d’antibiotiques au premier semestre 2014 et au premier semestre
2015.
134
1.2 Bons ou mauvais usages ?
La problématique est de poser le seuil permettant de différencier le bon du mauvais usage
d’antibiotiques. Cette distinction peut se faire sous différents regards : aspect économique pour
l’éleveur, santé animale et réussite du traitement, santé publique et émergence de résistances
bactériennes. En médecine hors sol, la métaphylaxie précoce peut s’apparenter à de la
prophylaxie bien que des analyses bactériologiques puissent justifier de tels traitements qui
respectent l’adage « traiter vite » (FERRAN et al., 2010) repris en Partie 2.
1.2.1 Usage « préventif » des antibiotiques en milieu infecté
Le rapport de l’ANSES publié en 2014 liste et classe les différentes pratiques d’antibiothérapie
selon le risque d’apparition d’antibiorésistance (ANSES, 2014). Parmi les pratiques à abandonner
à terme figure « les traitements préventifs en milieu infecté ». Les pathogènes présents dans le
rapport sont : les souches Escherichia coli pathogènes chez toutes les espèces de volailles,
Enteroccocus spp. chez les poulets de chair et les poules pondeuses, Mycoplasma spp.,
Ornithobacterium rhinotracheale chez les dindes, Pasteurella multocida et Riemerella
anatipestifer chez les canards, cette liste est à moduler selon la virulence des souches et les
systèmes d’élevages. Le rapport dénonce la mise en place de l’antibiothérapie quand la présence
du germe est avérée dans les élevages avant l’apparition des symptômes cliniques. Bien que
l’antibiosensibilité de ces pathogènes reste bonne après les traitements, c’est l’impact négatif
sur les entérobactéries et le reste de la flore commensale que l’on peut craindre. Abandonner
cette pratique à terme est cependant discutable.
Si des analyses bactériologiques montrent la présence d’une bactérie pathogène, peut-on
vraiment parler de traitement préventif ? Par ailleurs, si la pathogénicité de la souche isolée est
reconnue, il faut craindre l’apparition plus ou moins tardive de troubles et il sera plus judicieux
de mettre en place un traitement rapidement quand l’inoculum bactérien est encore de petite
taille afin de respecter l’adage « traiter vite ».
1.2.2 Usage de l’enrofloxacine au démarrage des volailles de chair
Le rapport de l’ANSES publié en 2014 classe aussi l’administration par voie orale
d’enrofloxacine au démarrage des poulets et dindes de chair comme pratique à abandonner à
sans délai (ANSES, 2014). Cette molécule a en effet été classée critique dans l’arrêté du 18 mars
2016 fixant la liste des antibiotiques critiques et mis en application le 1er avril (Légifrance, 2016-
b).
Chez ces espèces, les infections colibacillaires au démarrage se traduisent par le développement
d’omphalites avec une mortalité qui peut être importante pendant les premiers jours de vie
(GUERIN et al., 2012-a). Des bactériologies réalisées dès la mise en place permettent d’isoler la
souche responsable ainsi que de déterminer sa sensibilité aux antimicrobiens. Le rapport
préconise l’usage d’autres antibiotiques comme les associations sulfamides et triméthoprime en
première intention. Cette mesure est discutable.
135
Ces associations sont peu appétentes notamment chez les dindes, et peuvent entrainer un refus
de consommation de l’eau qui peut être préjudiciable pour le démarrage ainsi que pour la prise
du médicament. Une étude a comparé le bénéfice financier lors d’un épisode colibacillaire traité
avec de l’enrofloxacine ou d’autres antibiotiques pendant les dix premiers jours de vie (KREBS
et al., 2010). Le bénéfice semble légèrement supérieur avec l’enrofloxacine.
D’après le décret publié au 1er avril 2016, le caractère « critique » de l’enrofloxacine oblige les
praticiens à ne la prescrire qu’après examen clinique ou nécropsique des animaux, analyse
épidémiologique et seulement après antibiogramme. Cette mesure intéresse particulièrement la
médecine aviaire où l’enrofloxacine est utilisée à titre métaphylactique. Ces recommandations
pourront être court-circuitées si le vétérinaire prescripteur estime que le lot à traiter présente un
taux de mortalité élevé ainsi qu’une propagation rapide et inévitable en l’absence de traitement.
Cela peut être le cas de la colibacillose des jeunes poussins et dindonneaux.
1.3 Facteur économiques et réglementaires induisant de mauvaises pratiques
Nous avons vu dans la Partie 2 que de mauvaises pratiques pouvaient être le fait de facteurs
économiques (abondance de médicaments génériques) et réglementaires (délais d’attente plus
longs chez les « vieilles » molécules).
2. Usage des antibiotiques en élevages et l’antibiorésistance chez
l’Animal et l’Homme
2.1 Mise en évidence et mesure de l’ampleur du phénomène ?
Une de nos réflexions est de savoir si l’augmentation des taux de résistance aux antibiotiques
chez les hommes est imputable à la consommation d’antibiotiques dans le monde de l’élevage.
Le débat est contradictoire entre les médecins et les vétérinaires. Si les deux professions
affirment que le lien est avéré, les vétérinaires ajoutent cependant que la contribution vétérinaire
au phénomène d’antibiorésistance chez les humains reste difficile à quantifier. En outre, la
transmission de résistance par contact avec les oiseaux aurait une « portée épidémiologique
faible à l’échelle des populations » (MADEC, 2014).
Les résultats des programmes de surveillance de vente et d’usage d’antimicrobiens d’une part
(ANSES, 2015) et de l’antibiorésistance chez les bactéries pathogènes (EFSA-ECDC, 2015) et les
bactéries commensales (Résapath, 2015) d’autre part permettent de faire apparaître certains
parallèles entre usage et apparition de résistances. Le suivi annuel de ces données ainsi que la
comparaison avec d’autres pays contribuent à cette connaissance.
Le séquençage du matériel génétique bactérien couplé à des enquêtes épidémiologiques pourrait
permettre d’identifier les souches communes à l’Homme et à l’Animal et de mettre en évidence
les facteurs de risque de la diffusion de la résistance entre les deux communautés.
136
2.2 Des phénomènes endogènes complexes
De nombreux phénomènes endogènes soulignent la complexité des interactions entre
antibiotiques et bactéries ainsi que la dissémination de résistances au sein du tractus digestif :
diversité des usages antibiotiques, variabilité inter-individus liée à la voie orale, complexité des
phénomènes moléculaires (co-sélection, sélection croisée, coût biologique de la résistance),
dissémination silencieuse d’éléments génétiques mobiles entre espèce bactériennes
différentes... A l’heure actuelle, il est impossible de quantifier le phénomène de conjugaison au
sein de cette flore bactérienne, de par la richesse de l’écosystème bactérien et la multitude de
phénotypes de résistance que l’on peut y rencontrer.
En France chez les volailles, le plasmide IncI/ST3 porteur du gène blaCTXM-1 a été retrouvé chez
des souches d’E.coli et de Salmonella enterica (DAHMEN et al., 2012). Si des souches peuvent être
transmises à un hôte sans coloniser le tube digestif, le danger repose sur la diffusion silencieuse
de ce plasmide aux colibacilles endogènes. Il est difficile de quantifier ce phénomène de
dissémination apparente, encore plus de le maîtriser.
Au vu de toutes ces données, il apparaît extrêmement difficile de déterminer précisément quel
sera l’impact d’une prescription d’antibiotique en termes d’antibiorésistance au niveau du
microbiote intestinal et sa portée sur la santé publique. Ce constat n’exclue en rien les efforts
que doit fournir la profession pour limiter le risque d’apparition et de propagation
d’antibiorésistance.
3. Lutter contre l’antibiorésistance : rôles et implication des
vétérinaires aviaires
3.1 Le Plan EcoAntibio 2017
Mis en place en 2012, ce plan vise la réduction d’usage des antibiotiques de 25% dans les
élevages en 2017 (Plan EcoAntibio 2017). Ce plan est construit selon cinq grandes parties, elles-
mêmes divisées en différentes mesures concrètes à appliquer afin de diminuer la consommation
d’antibiotiques par les animaux de rente.
- Axe 1 : promouvoir les bonnes pratiques et sensibiliser les acteurs aux risques liés à
l’antibiorésistance et à la nécessité de préserver l’efficacité des antibiotiques.
- Axe 2 : Développer les alternatives évitant le recours aux antibiotiques.
- Axe 3 : Renforcer l’encadrement et réduire les pratiques à risque.
- Axe 4 : Conforter le dispositif de suivi de la consommation des antibiotiques et de
l’antibiorésistance.
- Axe 5 : Promouvoir les approches européennes et les initiatives internationales.
137
Figure 51: Plan EcoAntibio
3.2 Le vétérinaire aviaire : rôle de sensibilisation nécessaire
Le vétérinaire des productions avicoles est le garant de la santé animale et publique de par les
maladies qu’il traite dans l’élevage mais aussi par la qualité des viandes qu’il assure.
En filières industrielles, le vétérinaire répond à toute une organisation de production quand il
soigne un élevage. Les enjeux financiers en cas de désaccord sur un traitement peuvent être
élevés.
En outre, certaines habitudes sont ancrées dans l’esprit de quelques professionnels de l’élevage,
et la sensibilisation au problème de l’antibiorésistance est parfois difficile quand certaines
pratiques (comme l’antibiothérapie quasi-systématique au démarrage) sont utilisées depuis
longtemps avec de bons résultats zootechniques. Certains acteurs réfractaires n’hésiteront pas
à s’approvisionner auprès de confrères affairistes. La sensibilisation des professionnels de
l’élevage, objectif fixé par l’Axe 1 du plan EcoAntibio est donc un défi à assumer par les
vétérinaires praticiens.
3.3 Résultats des programmes de surveillance
Nous avons vu en Partie 2 que l’antibiorésistance des bactéries pathogènes et commensales est
mesurée publiée annuellement par des programmes de surveillance. Ces programmes sont
encouragés par l’Axe 4 du plan EcoAntibio.
L’édition des résultats de Résapath sont satisfaisants avec une diminution générale de la
résistance rencontrée chez les bactéries pathogènes des volailles (Résapath, 2015). Ces résultats
montrent bien l’engagement de la profession vétérinaire dans la lutte contre l’antibiorésistance.
En outre, les traitements prescrits sont adaptés à la pathologie et atteignent les deux objectifs
que sont la guérison clinique mais aussi la prévention de l’apparition de mutants résistants au
sein du site infectieux. En médecine aviaire, cette réussite est facilitée par la réalisation quasi-
systématique de l’antibiogramme avant prescription. La diminution des taux de résistance chez
les bactéries pathogènes est garante d’une plus haute probabilité de succès thérapeutique et est
donc bénéfique pour la santé animale.
En revanche, la surveillance des taux de résistance des bactéries commensales (en particulier
E.coli et Enterococcus faecium) ne montrent pas la même évolution (EFSA-ECDC, 2015). Les taux
de résistance sont toujours élevés (quinolones, fluoroquinolones) voire très élevés
(tétracyclines, ampicilline, associations sulfamides et triméthoprime) selon les familles de
138
molécules. Ces résultats sont témoins de l’absence de sélectivité pharmacocinétique des
formulations antibiotiques que nous avons à disposition en filières aviaires. Une partie non
négligeable de l’antibiotique ne sera pas absorbée par la muqueuse intestinale et exercera une
pression de sélection sur les flores digestives (E. coli et Enterococcus faecium), où émergeront
à bas bruit des phénotypes de résistance. Ce sont malheureusement ces bactéries qui sont
susceptibles de se transmettre à l’environnement et à l’Homme via les liens énoncés ci-dessus.
Il ne s’agit là plus d’un problème de santé animale mais bien de santé publique, bien que ce
phénomène ne soit pas quantifié à l’heure actuelle.
3.4 Vers de nouvelles perspectives pharmaceutiques pour les antibiotiques ?
Au vu du constat énoncé en fin du paragraphe précédent, l’innovation dans le domaine de
l’industrie pharmaceutique semble plus que nécessaire afin de développer de nouvelles
formulations qui limiteraient au maximum la pression de sélection au sein des populations
microbiennes intestinales (TOUTAIN et al., 2012). Plusieurs pistes sont à approfondir. Afin de
préserver les possibilités de traitement par voie orale chez les volailles, il faudrait améliorer la
résorption orale des molécules. On pourrait également imaginer un antibiotique qui n’existerait
que sous forme inactivée dans le tractus digestif, et donc le métabolite actif ne serait présent
que dans le plasma.
3.5 Vers des alternatives aux antibiotiques ?
La réduction de l’usage des antibiotiques de 25% en 2017 proposée par le plan EcoAntibio doit
s’accompagner de la mise en place d’alternatives que le vétérinaire d’élevage doit promouvoir
lors du Bilan Sanitaire d’Elevage.
Des mesures de prévention sanitaire
- Renforcement des barrières sanitaires en place : délimitation des unités de production,
sectorisation du sas, dispositif de lavage des mains.
- Tenues spécifiques à l’unité de production : port de pédisacs et d’une cote.
- Protocole de nettoyage et désinfection des bâtiments et du matériel d’élevage
Des mesures de prévention médicales
- Promotion de l’usage de vaccins : contre la colibacillose par exemple.
- Promotion de l’usage des autovaccins contre la pasteurellose, les infections à
Ornithobacterium rhinotracheale ou la riemerellose.
Des mesures complémentaires
- Utilisation de flores de barrières au démarrage
- Utilisation de la phytothérapie et de l’aromathérapie : pulvérisation d’huiles essentielles
afin de prévenir les affections respiratoires par exemple.
139
4. Réflexion éthique : quelles sont les attentes sociétales en terme
d’antibiotiques dans les élevages et d’antibiorésistance ?
4.1 L’élevage des volailles et la demande en protéines animales
Les élevages dits « industriels » optimisent les performances zootechniques des animaux afin
de produire et de mettre sur le marché des denrées (viande ou œufs) à prix acceptable pour les
consommateurs. Cette industrialisation permet également de rester compétitif sur les marchés
français mais également à l’étranger : certains élevages de poulets sont par exemple dédiés à
l’export.
En 2011, les viandes de volailles représentaient 30% de la consommation de viande des français
(CGAAER, 2014). La consommation de poulet entier est une particularité française et espagnole,
bien que les produits de découpe et produits élaborés (plats cuisinés, produits fumés,
restauration rapide, restauration de collectivité…) soient bien présents sur le marché français,
en augmentation sur le marché européen, et occupent la quasi-exclusivité du marché aux Etats-
Unis (CGAAER, 2014). Malheureusement, le choix de ces produits rend le consommateur moins
soucieux de la provenance des volailles (géographie et système d’élevage) et de leur qualité.
Ces produits font appel au poulet standard, animal à croissance rapide vivant en claustration et
abattu tôt. La production de ce type de poulet est consommatrice de médicaments par rapport
aux volailles labels ou issus de l’agriculture biologique. L’évolution des habitudes alimentaires
s’accompagne de l’adaptation du marché et du glissement de systèmes d’élevages fermiers vers
des élevages plus industriels, plus consommateurs en antibiotiques.
4.2 Critiques vis-à-vis de l’utilisation des antibiotiques en élevages de volailles
Cette philosophie de l’élevage est largement critiquée par de nombreux médias et associations
de protection animale, et certains consommateurs peuvent avoir des réticences quant aux
pratiques d’élevage et notamment l’usage des antibiotiques. Ainsi, l’utilisation des
antibiotiques en élevage est dénoncé par plusieurs entités présentant chacune leurs arguments :
- Les associations de consommateurs utilisent l’argument de la santé publique afin de
dénoncer l’usage des antibiotiques en élevage, comme en témoigne une enquête réalisée
en 2014 sur l’antibiorésistance chez les poulets (Que choisir ?, 2014). Les auteurs de cette
enquête n’hésitent pas à pointer du doigt le couplage entre la prescription et la délivrance
des médicaments rendu possible pour les vétérinaires.
Les craintes des consommateurs sont plus difficiles à évaluer du fait de la
méconnaissance du sujet. Une étude menée par l’OMS dans plusieurs pays montre que
la majorité des répondants ne comprennent pas le phénomène d’antibiorésistance et
pensent que c’est l’organisme humain qui devient réfractaire à l’action des antibiotiques
(OMS, 2015-b).
140
- Cet avis est également partagé par des professionnels de la santé humaine. Le Pr.
Andremont spécialiste en antibiorésistance à l’Hôpital Bichat à Paris n’hésite pas à
affirmer que les antibiotiques sont des molécules qui doivent avant tout être
préservées « pour traiter les patients qui en ont besoin » (ANDREMONT, 2011). L’usage
des antibiotiques dans le milieu de l’élevage serait directement à l’origine de
l’apparition et de la diffusion de déterminants de résistance qui seraient transmissibles
à l’Homme. Son avis concernant l’élevage doit toutefois être interprété avec précaution :
dans un article de vulgarisation, le professeur Andremont affirme également que les
antibiotiques en élevage « ne sont « que » des accélérateurs économiques » et de tels
usages économiques ne sont « pas indispensables » (ANDREMONT, 2014). Rappelons que
l’utilisation en tant que promoteur de croissance est tout de même interdite depuis 2006
dans les pays de l’Union Européenne. De même, l’utilisation raisonnée et à des fins
curatives des antimicrobiens en élevage ne saurait être inutile en santé publique, on ne
pourrait en effet envisager qu’une fraction des productions animales provienne
d’animaux malades.
- Les associations de protection animale dénoncent quant à elles les fortes densités, la
pauvreté génétique, la claustration en bâtiments et les performances zootechniques
subies par les animaux, tous ces facteurs ayant pour conséquence cet usage
d’antibiotiques.
4.3 Le poulet sans antibiotique
L’on évoque régulièrement la viande sans antibiotiques, en particulier le poulet, dans la grande
distribution, notamment chez Carrefour. Au cœur d’une attente sociétale forte, la grande
enseigne propose un poulet élevé sans antibiotique, élevé en plein air et nourri sans Organismes
Génétiquement Modifiés (OGM). Dans cette filière, les animaux n’ont donc subi aucun
traitement au cours de la période d’élevage. Les viandes issues de lots ayant reçu au moins un
traitement ne peuvent prétendre à ce qualificatif et sont déclassés.
Figure 52: Le packaging du poulet élevé sans antibiotique vendu par l’enseigne Carrefour
Aujourd’hui, seules les productions issues de l’agriculture biologique ou Label pourraient se
vanter du titre de « sans antibiotique ». L’objectif semble bien plus difficile à atteindre dans
les productions standards où la pression infectieuse est plus élevée compte tenu des densités et
141
des vitesses de croissance plus rapides des animaux. Ainsi, le coût d’achat de ces produits
(Label ou issus de l’agriculture biologique) sera plus élevé que pour un poulet standard.
L’existence de cette qualification pourrait se discuter selon plusieurs axes :
- En cas d’épisode bactérien, la non-utilisation de traitement antimicrobien est
évidemment discutable vis-à-vis du bien-être animal.
- Est-il possible de créer une filière « sans antibiotique » dans une production standard ?
- Si la commercialisation de viandes sans antibiotiques venait à se démocratiser, il faut se
demander ce qui adviendrait des viandes issues d’animaux ayant dû recevoir un ou
plusieurs traitements. Existerait-il un circuit de sous-produits vers lequel les carcasses
pourraient être redirigées telles que l’alimentation des carnivores domestiques ou les
farines animales ? Les éleveurs ayant dû traiter leurs animaux seraient-ils pénalisés à
l’image de ce qui peut exister dans la filière lait lorsque des résidus sont détectés dans
le lait de tank ? Et de ce fait, la perte de valeur du lot serait-elle supportée financièrement
par les éleveurs ?
Conclusion de la PARTIE 3
L’ANSES hiérarchise les pratiques d’élevages en termes d’antibiothérapie d’après leur poids
dans l’apparition d’antibiorésistance chez l’animal et l’Homme. L’édition de cette liste
souligne l’importante utilisation de l’enrofloxacine dans les élevages de volailles et la
nécessité de réduire l’usage de cette molécule de dernier recours. Il apparaît cependant
important de placer avec justesse la frontière entre le bon et le mauvais usage.
Le lien de cause à effet entre l’usage des antibiotiques chez les animaux de production et
l’apparition de l’antibiorésistance semble avéré. En effet, les différents systèmes que sont
l’Homme, le règne animal et l’environnement sont étroitement imbriqués et en constante
communication, il est donc possible de raisonner l’antibiorésistance comme un problème
global ou chaque acteur (médecin et vétérinaire) a un rôle à jouer. Il est toutefois difficile de
mesurer avec exactitude le poids de l’antibiothérapie chez les animaux dans l’apparition
d’antibiorésistance chez l’Homme, mais ce constat n’exclue en rien les efforts qui doivent
être réalisés pour diminuer l’usage des antibiotiques chez les animaux d’élevage.
Dans ce sens, le plan EcoAntibio vise la réduction de 25% de l’usage des antibiotiques en
médecine vétérinaire entre 2012 et 2017. Le rôle des vétérinaires pratiquant dans les élevages
de volailles est ici prépondérant : sensibiliser les éleveurs au phénomène d’antibiorésistance,
essayer de faire doucement basculer les habitudes, encourager le renforcement de la
biosécurité, promouvoir l’usage des vaccins et des autovaccins, et enfin des médecines
alternatives.
Cet objectif de diminution est également au cœur d’une attente sociétale forte : le
consommateur est de plus en plus informé de cette problématique par les médias et attentif à
la qualité du produit qu’il achète. Certaines enseignes de la grande distribution proposent
dans leurs rayons du poulet élevé sans antibiotique. « Sans antibiotique » devient donc une
marque et un atout commercial.
142
143
CONCLUSION Face à la menace de l’antibiorésistance, la prise de conscience des professionnels de la santé humaine et animale sur l’usage
des antibiotiques aboutit à une conclusion commune : il est indispensable de raisonner et de limiter l’utilisation des molécules
anti-infectieuses afin de pérenniser leur efficacité. Le Plan EcoAntibio qui vise la diminution de 25% de l’usage des
antibiotiques en médecine vétérinaire entre 2012 et 2017 a été créé dans ce sens. La mise en œuvre de cet objectif est un défi à
relever par tous les vétérinaires praticiens. Outre la santé publique, le consommateur étant de plus en plus sensibilisé au
phénomène de l’antibiorésistance, la diminution d‘usage des antimicrobiens est également au cœur d’une attente sociétale
importante.
En productions avicoles, la médecine est collective et l’usage des antibiotiques se démarque par les particularités de l’élevage
des volailles : bande unique, densités élevées dans les bâtiments afin d’optimiser la surface, médecine de groupe et
prédominance de la médicalisation dans l’eau de boisson. Ainsi, l’antibiothérapie est réalisée selon le principe de la
métaphylaxie. La nécessité de traiter un lot entier implique une démarche précise dans le diagnostic de la maladie bactérienne
ainsi que la détermination quasi-systématique de l’antibiosensibilité de la souche isolée.
L’usage des antibiotiques dans les élevages avicoles peut être à l’origine de la sélection et de la dissémination de résistances.
De nombreux facteurs inhérents à ces élevages, notamment la prédominance de la voie orale pour l’administration des
traitements antibiotiques favorisent en effet la sélection de déterminants de résistance. Ces résistances peuvent concerner les
bactéries pathogènes, le vétérinaire prescripteur se doit donc d’adopter le meilleur schéma thérapeutique et posologique pour
traiter l’infection, à la lumière des résultats de l’antibiogramme. Dans ce sens, le suivi de l’antibiorésistance chez les bactéries
pathogènes montre des résultats très satisfaisants.
Les bactéries des flores digestives peuvent également développer des phénotypes de résistance. Ces bactéries sont excrétées
dans la litière, se retrouvent dans les poussières d’élevage ainsi que l’environnement direct des poulaillers, ou peuvent
contaminer les carcasses lors du procédé d’abattage. L’apparition de résistances au sein du microbiote intestinal représente
donc le point de départ de leur dissémination dans l’environnement et de leur transmission à l’Homme. Malheureusement, ce
phénomène est peu quantifiable à l’heure actuelle. De surcroit, le suivi de la résistance chez les bactéries digestives et
zoonotiques sont alarmants, témoins de l’impact des traitements antibiotiques sur la flore intestinale et du manque de maîtrise
à ce niveau. Les principaux dangers sont représentés par la résistance aux ß-lactamines (principalement chez les
Enterobacteriaceae), aux fluoroquinolones et à la colistine. La résistance aux carbapénèmes est également à surveiller de près,
malgré l’interdiction d’utilisation de ces molécules en médecine vétérinaire.
Il incombe au vétérinaire de promouvoir les mesures de prévention sanitaire et médicale afin de limiter encore l’usage des
antibiotiques en élevage. Lorsque l’antibiothérapie est inévitable, les seuls leviers d’action sont de minimiser les durées de
traitement afin de limiter l’impact des antibiotiques sur la flore digestive ou de disposer de molécules affectant peu cette flore.
144
145
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MATEO Clélia
CONTRIBUTION A L’USAGE DES ANTIBIOTIQUES EN FILIERES
AVIAIRES ET AUX CONSEQUENCES DE CET USAGE EN MATIERE
D’ANTIBIORESISTANCE
Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, le 16 décembre 2016
RESUME : Ce travail décrit les modalités des traitements antibiotiques réalisés dans les
élevages avicoles à la lumière des particularités de ces élevages. On évaluera alors le risque
d’apparition d’antibiorésistance chez les bactéries pathogènes ainsi que les bactéries
commensales du tube digestif lors de la mise en œuvre d’une antibiothérapie. En filières
avicoles, les suivis des ventes d’antimicrobiens ainsi que de l’antibiorésistance sont réalisés.
Les taux de résistance sont à la baisse chez les bactéries pathogènes et sont à l’image des ventes
d’antibiotiques : ceci témoigne de l’implication des vétérinaires dans les objectifs de baisse
visés. Les résultats sont plus alarmants chez les bactéries digestives, où les taux de résistances
peuvent être très élevés, reflétant le peu de maitrise que nous avons sur la fraction d’antibiotique
non résorbée ou excrétée dans les intestins et qui exerce une pression de sélection sur
l’écosystème bactérien. Ces bactéries peuvent par la suite être transmises à l’Homme et à
l’environnement. Dans ce sens, les dangers les plus inquiétants sont la résistance aux ß-
lactamines, à la colistine et aux fluoroquinolones. Dans l’objectif de protéger la santé animale
et publique, nous retiendrons que les efforts doivent être maintenus afin de diminuer les
consommations d’antibiotiques dans les élevages. Les vétérinaires doivent promouvoir les
mesures de prévention sanitaire et médicale en élevage. Enfin, la médecine vétérinaire a besoin
de nouvelles formulations pharmaceutiques pour les antibiotiques afin d’épargner les bactéries
digestives de la pression de sélection induite par leur utilisation.
MOTS CLES : - Aviculture
- Volailles -- Maladies infectieuses
- Antibiothérapie
- Résistance aux antibiotiques
- Santé animale
- Santé publique
JURY :
Président : Monsieur le Professeur François GUEYFFIER
1er Assesseur : Monsieur le Professeur Philippe BERNY
2ème Assesseur : Madame le Professeur Denise REMY
DATE DE SOUTENANCE : Le 16 décembre 2016
ADRESSE DE L’AUTEUR :
42 rue du Gué
92 500 RUEIL-MALMAISON
