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VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2015 - Thèse n°
UN BORNAVIRUS À L’ORIGINE DE LA MALADIE DE DILATATION DU PROVENTRICULE CHES LES OISEAUX
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 17/07/2015 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
Gottis Adeline
Né (e) le 25/06/1990 à Béziers (34)
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LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE DE LYON Mise à jour le 09 juin 2015
Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade M. ALOGNINOUWA Théodore Unité pédagogique Pathologie du bétail Professeur M. ALVES-DE-OLIVEIRA Laurent Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences Mme ARCANGIOLI Marie-Anne Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences M. ARTOIS Marc Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur M. BARTHELEMY Anthony Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel Mme BECKER Claire Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences Mme BELLUCO Sara Unité pédagogique Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences Mme BENAMOU-SMITH Agnès Unité pédagogique Equine Maître de conférences M. BENOIT Etienne Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. BERNY Philippe Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur Mme BERTHELET Marie-Anne Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Mme BONNET-GARIN Jeanne-Marie Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur Mme BOULOCHER Caroline Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences M. BOURDOISEAU Gilles Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur M. BOURGOIN Gilles Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences M. BRUYERE Pierre Unité pédagogique Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences M. BUFF Samuel Unité pédagogique Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences M. BURONFOSSE Thierry Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. CACHON Thibaut Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences M. CADORE Jean-Luc Unité pédagogique Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur Mme CALLAIT-CARDINAL Marie-Pierre Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences M. CAROZZO Claude Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences M. CHABANNE Luc Unité pédagogique Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur Mme CHALVET-MONFRAY Karine Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. COMMUN Loic Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences Mme DE BOYER DES ROCHES Alice Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences Mme DELIGNETTE-MULLER Marie-Laure Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. DEMONT Pierre Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur Mme DESJARDINS PESSON Isabelle Unité pédagogique Equine Maître de conférences Contractuel Mme DJELOUADJI Zorée Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences Mme ESCRIOU Catherine Unité pédagogique Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences M. FAU Didier Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur Mme FOURNEL Corinne Unité pédagogique Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur M. FREYBURGER Ludovic Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences M. FRIKHA Mohamed-Ridha Unité pédagogique Pathologie du bétail Maître de conférences Mme GILOT-FROMONT Emmanuelle Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur M. GONTHIER Alain Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences Mme GRAIN Françoise Unité pédagogique Gestion des élevages Professeur M. GRANCHER Denis Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences Mme GREZEL Delphine Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences M. GUERIN Pierre Unité pédagogique Biotechnologies et pathologie de la reproduction Professeur Mme HUGONNARD Marine Unité pédagogique Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences M. JUNOT Stéphane Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences M. KECK Gérard Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. KODJO Angeli Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur Mme LAABERKI Maria-Halima Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences M. LACHERETZ Antoine Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur Mme LAMBERT Véronique Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences Mme LATTARD Virginie Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences Mme LE GRAND Dominique Unité pédagogique Pathologie du bétail Professeur Mme LEBLOND Agnès Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur Mme LEFRANC-POHL Anne-Cécile Unité pédagogique Equine Maître de conférences M. LEPAGE Olivier Unité pédagogique Equine Professeur Mme LOUZIER Vanessa Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences M. MARCHAL Thierry Unité pédagogique Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur M. MOUNIER Luc Unité pédagogique Gestion des élevages Maître de conférences M. PEPIN Michel Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur M. PIN Didier Unité pédagogique Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences Mme PONCE Frédérique Unité pédagogique Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences Mme PORTIER Karine Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Mme POUZOT-NEVORET Céline Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Mme PROUILLAC Caroline Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences Mme REMY Denise Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur Mme RENE MARTELLET Magalie Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences stagiaire M. ROGER Thierry Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur M. SABATIER Philippe Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Professeur M. SAWAYA Serge Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences M. SCHRAMME Serge Unité pédagogique Equine Professeur associé Mme SEGARD Emilie Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel Mme SERGENTET Delphine Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences Mme SONET Juliette Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel M. THIEBAULT Jean-Jacques Unité pédagogique Biologie fonctionnelle Maître de conférences M. TORTEREAU Antonin Unité pédagogique Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences stagiaire M. VIGUIER Eric Unité pédagogique Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur Mme VIRIEUX-WATRELOT Dorothée Unité pédagogique Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences Contractuel M. ZENNER Lionel Unité pédagogique Santé Publique et Vétérinaire Professeur
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Remerciements
À Monsieur le Professeur Stéphane NANCEY, De la faculté de Médecine de Lyon, Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de mon jury de thèse, Pour l’intérêt porté à mon travail, Hommages les plus respectueux.
À Monsieur le Professeur Michel PEPIN, Du campus vétérinaire de Vetagro-‐Sup, Qui m’a fait l’honneur d’accepter d’encadrer et de corriger ce travail, Pour sa disponibilité, sa patience et ses conseils précieux, Sincères remerciements.
À Madame le Professeur Caroline BOULOCHER, Du campus vétérinaire de Vetagro-‐sup, Qui m’a fait l’honneur d’accepter de participer à mon jury de thèse. Pour sa disponibilité, sa gentillesse et son aide, Sincères remerciements.
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Aux personnes qui m'ont aidée dans la réalisation de cette thèse I would like to most gratefully and sincerely thank Dr. Gerry Dorrestein for giving
me the opportunity to do an internship in his laboratory. Thank you very much for your patience, your advice, your help and the time you spent explaining your work to me.
I would also like to thank Dr. Giacomo Rossi and Dr. Susan Orosz for their kindness and their help with this project.
Au Professeur Jean-‐Yves Jouglar et au docteur Jean-‐Marie Péricard, pour votre enthousiasme et votre implication dans la réalisation de ce projet.
À ma famille À mes parents, pour m’avoir donné une fratrie géniale, pour votre disponibilité à
toute épreuve et pour l’amour que vous nous portez. Je vous aime. À Guillaume, pour t’être si bien occupé de tes petits frères et sœurs. À Marie-‐Blandine et Ciaran, pour votre soutien et vos conseils. À Matthieu, pour ta disponibilité sans faille. À Philippe, le plus fantastique des petits frères. Je suis très fière de toi. À Aurélie, notre ange gardien. À Eloïse, ma nièce et filleule, pour tous les futurs bons moments. À papi Marc et mamie Arielle, pour tous ces souvenirs superbes d’enfance. À grand père Charles et à mamie Dédé, partis trop vite. À Luc et à Geneviève, pour votre présence et votre affection. À ma marraine Anne-‐Marie, à Jean-‐Marc, Anaïs, Charlotte, et Pierre-‐
Emmanuel, ma seconde famille.
À mes amis À Amandine et Pascale, mes amies de toujours, aux deux personnes formidables
que vous êtes devenues. À Romain, Chloé, et Aurélien, ma belle famille RH. À Julie, Annabelle, Camille, Colin, Marion G., Caro, Laura, Emilie et Marion R.,
mes coups de cœur de cette belle aventure qu’est l’école vétérinaire.
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Table des matières TABLE DES MATIERES ........................................................................................................................ 9 TABLE DES FIGURES ........................................................................................................................ 15 TABLE DES TABLEAUX .................................................................................................................... 17 TABLE DES ABREVIATIONS ........................................................................................................... 19 INTRODUCTION ................................................................................................................................. 21 I. LES PRINCIPALES ESPECES D’OISEAUX DE CAGE ET DE VOLIERE EN FRANCE ...... 22 A. ESPECES COURANTES ................................................................................................................................ 22 B. IMPORTANCE DE LA POPULATION ........................................................................................................... 23 C. COMPARAISON AVEC L’ETRANGER .......................................................................................................... 23
II. PRESENTATION DE LA MALADIE DE DILATATION DU PROVENTRICULE ............. 23 A. RAPPELS D’ANATOMIE ET DE PHYSIOLOGIE DE L’APPAREIL DIGESTIF DES OISEAUX [47,85] ..... 23
Anatomie et histologie du jabot, du proventricule et du ventricule ................................ 25 1. Le jabot [147] ..................................................................................................................................................................... 25 a.
Le proventricule et le ventricule [47,85,105] ...................................................................................................... 26 b.
Physiologie ................................................................................................................................................ 32 2. Flore digestive .................................................................................................................................................................... 32 a.
Régulation des sécrétions ............................................................................................................................................. 32 b.
Motricité ............................................................................................................................................................................... 33 c.
Régulation de la motricité ............................................................................................................................................ 35 d.
B. LES ESPECES SENSIBLES A LA PDD ......................................................................................................... 36 Certains Psittaciformes ....................................................................................................................... 36 1.
Autres espèces atteintes ...................................................................................................................... 38 2.
C. TABLEAU CLINIQUE .................................................................................................................................... 39 1. Symptômes ............................................................................................................................................... 39
Généralités ........................................................................................................................................................................... 39 a.
Présence de troubles digestifs, neurologiques, ou signant une maladie chronique ........................... 39 b.
Différentes formes ............................................................................................................................................................ 41 c.
2. Lésions ........................................................................................................................................................ 42 Autopsie ................................................................................................................................................................................ 42 a.
Histologie ............................................................................................................................................................................. 45 b.
III. HISTORIQUE ET REPARTITION DE LA MALADIE ......................................................... 54 A. LA DECOUVERTE DE LA MALADIE ............................................................................................................ 54 B. REPARTITION GEOGRAPHIQUE ................................................................................................................ 54 C. ETAT DES LIEUX EN FRANCE .................................................................................................................... 54
IV. RECHERCHE ETIOLOGIQUE ................................................................................................. 56 A. DE MULTIPLES VIRUS SUSPECTES AVANT 2008 ................................................................................... 56
Une origine virale .................................................................................................................................. 56 1.
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Le virus de l’Encéphalite Equine de l’Est ..................................................................................... 56 2.
Un Paramyxovirus ................................................................................................................................. 58 3.
D’autres virus .......................................................................................................................................... 60 4.
B. LE BORNAVIRUS AVIAIRE ISOLE EN 2008 ............................................................................................. 60 V. ETUDE DU BORNAVIRUS COMME AGENT ETIOLOGIQUE DE LA PDD ...................... 61 A. LES BORNAVIRUS ....................................................................................................................................... 61
Généralités ................................................................................................................................................ 61 1. Historique ............................................................................................................................................................................ 61 a.
Le virus ................................................................................................................................................................................. 61 b.
Morphologie virale ................................................................................................................................ 61 2.
Organisation génomique .................................................................................................................... 62 3.
Chevauchement des unités de transcription et épissage ...................................................... 63 4.
Les protéines virales ............................................................................................................................. 63 5. La nucléoprotéine N (p40) ........................................................................................................................................... 63 a.
La phosphoprotéine (Protéine P, p23) ................................................................................................................... 64 b.
La protéine X (p10) .......................................................................................................................................................... 64 c.
La protéine de matrice (protéine M, p16) ............................................................................................................. 64 d.
La protéine d'enveloppe (protéine G, p57) ........................................................................................................... 64 e.
La polymérase (protéine L, p190) .............................................................................................................................. 64 f.
Propriétés physico-‐chimiques .......................................................................................................... 64 6.
Cycle viral et réplication ..................................................................................................................... 64 7. Adsorption du virus et entrée dans le noyau ....................................................................................................... 64 a.
Réplication et transcription ......................................................................................................................................... 65 b.
Assemblage, relargage et dissémination ................................................................................................................ 65 c.
B. LES BORNAVIRUS CHEZ LES ESPECES NON AVIAIRES ........................................................................... 66 C. PATHOGENIE ............................................................................................................................................... 67
Voie d’entrée et dissémination du virus ....................................................................................... 67 1.
Cellules cibles ........................................................................................................................................... 67 2.
Signes cliniques ....................................................................................................................................... 67 3. Signes cliniques chez les chevaux [135] ................................................................................................................. 68 a.
Signes cliniques chez d’autres espèces ................................................................................................................... 68 b.
Lésions macroscopiques ................................................................................................................................................ 69 c.
Lésions histopathologiques ......................................................................................................................................... 69 d.
Modèle expérimental : le rat de Lewis .................................................................................................................... 69 e.
Mécanisme immunopathologique .................................................................................................. 71 4.
D. LES BORNAVIRUS ET L’HOMME ............................................................................................................... 72 E. LE BORNAVIRUS AVIAIRE .......................................................................................................................... 72
Génome ....................................................................................................................................................... 72 1.
Proximité génétique avec le bornavirus ...................................................................................... 73 2.
Les différents génotypes de bornavirus aviaires ...................................................................... 74 3.
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Chez les Psittaciformes .................................................................................................................................................. 75 a.
Chez les autres espèces aviaires ................................................................................................................................ 75 b.
Isolement du virus ................................................................................................................................. 76 4.
Postulat de Koch .................................................................................................................................... 76 5.
Risque zoonotique ................................................................................................................................. 77 6.
F. PATHOGENIE DU BORNAVIRUS AVIAIRE ................................................................................................. 77 Transmission ........................................................................................................................................... 77 1. Transmission horizontale ............................................................................................................................................. 78 a.
Transmission verticale ................................................................................................................................................... 78 b.
Immunité ................................................................................................................................................... 80 2.
Gravité des signes cliniques ............................................................................................................... 80 3. Age ........................................................................................................................................................................................... 80 a.
Souche virale ...................................................................................................................................................................... 80 b.
Espèce .................................................................................................................................................................................... 80 c.
Environnement ................................................................................................................................................................. 80 d.
Individu ................................................................................................................................................................................. 80 e.
Pathogénie ................................................................................................................................................ 81 4.
G. AUTRES THEORIES ..................................................................................................................................... 81 Syndrome de Guillain-‐Barré et Campylobacter jejuni, lien avec la maladie de 1.
dilatation du proventricule ? .................................................................................................................................. 81 Généralité sur le syndrome de Guillain-‐Barré ..................................................................................................... 82 a.
Les gangliosides ................................................................................................................................................................ 82 b.
Syndrome de Guillain-‐Barré et anticorps anti-‐gangliosides .......................................................................... 82 c.
Lien entre Campylobacter jejuni et le syndrome de Guillain-‐Barré ........................................................... 83 d.
Campylobacter jejuni, agent de la PDD ? ................................................................................................................ 86 e.
Paramyxovirus ........................................................................................................................................ 86 2.
VI. DEMARCHE DIAGNOSTIQUE ............................................................................................... 87 A. DIAGNOSTIC DE PRESOMPTION ............................................................................................................... 87
Clinique ...................................................................................................................................................... 87 1.
Diagnostic différentiel ......................................................................................................................... 87 2. Signes cliniques digestifs et neurologiques .......................................................................................................... 87 a.
Mort subite .......................................................................................................................................................................... 88 b.
Elargissement abdominal .............................................................................................................................................. 89 c.
B. EXAMENS COMPLEMENTAIRES ................................................................................................................ 89 1. Les examens complémentaires de base ........................................................................................ 89 2. Imagerie .................................................................................................................................................... 90
Radiographie standard ................................................................................................................................................... 90 a.
Radiographies de contraste ......................................................................................................................................... 92 b.
C. DIAGNOSTIC DE CERTITUDE AVANT 2008 ............................................................................................ 95 1. Diagnostic histologique : biopsie du jabot .................................................................................. 95
La technique [107] ........................................................................................................................................................... 95 a.
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Sensibilité et spécificité ................................................................................................................................................. 97 b.
2. Biopsie du proventricule ou du ventricule .................................................................................. 97 3. Autopsie ..................................................................................................................................................... 97
D. RECHERCHE DE NOUVELLES METHODES DIAGNOSTIQUES DEPUIS 2008 ........................................ 98 La PCR ......................................................................................................................................................... 98 1. La PCR urofécale ............................................................................................................................................................... 99 a.
La PCR sur plumes ........................................................................................................................................................... 99 b.
La PCR sur sang .............................................................................................................................................................. 100 c.
La PCR sur les prélèvements d’autopsie ............................................................................................................. 100 d.
L’immunohistochimie ....................................................................................................................... 100 2. Etudes ................................................................................................................................................................................. 100 a.
Comparaison avec la PCR ........................................................................................................................................... 100 b.
Les diagnostics sérologiques .......................................................................................................... 100 3. Western Blot [168] ....................................................................................................................................................... 101 a.
Immunofluorescence [65] ......................................................................................................................................... 101 b.
ELISA (Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay) ............................................................................................. 102 c.
Tests a venir .......................................................................................................................................... 106 4. Western Blot permettant la détection des protéines virales sur plumes ............................................. 106 a.
Anticorps anti-‐gangliosides ...................................................................................................................................... 107 b.
E. TESTS ACCESSIBLES EN FRANCE ........................................................................................................... 107 1. Genimal Biotechnologie (France) ................................................................................................ 107 2. NOIVBD (Pays Bas) ............................................................................................................................ 108 3. Laboklin (Allemagne) ....................................................................................................................... 108 4. Laboratoire Animal Genetik UK (Angleterre) ........................................................................ 108
VII. MOYENS DE LUTTE CONTRE LA MALADIE ................................................................. 109 A. LA PROPHYLAXIE MEDICALE ................................................................................................................. 109 1. Vaccination ........................................................................................................................................... 109 2. Le dépistage .......................................................................................................................................... 109
Les élevages ..................................................................................................................................................................... 109 a.
Cas isolé ............................................................................................................................................................................. 110 b.
B. PROPHYLAXIE SANITAIRE ...................................................................................................................... 110 1. Gestion de l’hygiène ........................................................................................................................... 110 2. Gestion d’un cas de PDD dans un élevage ............................................................................... 111 3. Gestion des congénères et de la descendance ........................................................................ 111 4. Cas de propriétaire isolé .................................................................................................................. 111
C. TRAITEMENT DES MALADES .................................................................................................................. 112 1. Traitement hygiénique ..................................................................................................................... 112
a. Environnement ............................................................................................................................................................... 112 b. Alimentation .................................................................................................................................................................... 112
2. Traitement médical ........................................................................................................................... 113
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Les infections secondaires ......................................................................................................................................... 113 a.
Les anti-‐inflammatoires ............................................................................................................................................. 115 b.
Des immunomodulateurs ........................................................................................................................................... 117 c.
Stimulation de la motricité gastro-‐intestinale .................................................................................................. 118 d.
Les antiviraux .................................................................................................................................................................. 118 e.
Médicaments empêchant l’inconfort intestinal ................................................................................................. 120 f.
Traitement des atteintes nerveuses ...................................................................................................................... 120 g.
Traitements adjuvants anecdotiques ................................................................................................................... 120 h.
3. Suivi du traitement ............................................................................................................................ 121 4. Conclusion : traitement utilisé en pratique ............................................................................. 122
CONCLUSION ................................................................................................................................... 123 BIBLIOGRAPHIE ............................................................................................................................. 124
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Table des figures Situation anatomique des différents éléments du tube digestif chez les Figure 1 :
oiseaux (A) vue de face ; (B) vue de profil [37]. .................................................. 24 Position du jabot chez les Psittaciformes [55]. ....................................................... 25 Figure 2 : Coupe histologique d’un jabot. ....................................................................................... 26 Figure 3 : Innervation du proventricule et du ventricule [12]. ............................................. 27 Figure 4 : Face interne du proventricule chez une poule adulte [105]. ............................ 28 Figure 5 : Coupe histologique d’un proventricule de Psittaciforme. .................................. 29 Figure 6 : Représentation schématique du proventricule et du ventricule chez un Figure 7 :
Amazone [85]. .................................................................................................................... 30 Coupe histologique d’un ventricule de Psittaciforme. .......................................... 31 Figure 8 : Représentation schématique du cycle gastro-‐intestinal [85]. .......................... 34 Figure 9 : Comparaison fèces normales et fèces avec présence de graines non Figure 10 :digérées (PDD). ................................................................................................................. 40
Photographie d’autopsie d’un psittaciforme émacié. ........................................ 42 Figure 11 : Photographie d’autopsie d‘un Cacatoès de Ducorps suspect de PDD, cavité Figure 12 :abdominale. ........................................................................................................................ 43
Photographie d’autopsie d‘un Cacatoès de Ducorps suspect de PDD, Figure 13 :proventricule et ventricule ouverts. ......................................................................... 43
Photographie d’autopsie d‘un perroquet Gris du Gabon suspect de PDD, Figure 14 :duodénum ouvert. ............................................................................................................ 44
Photographie d’une coupe histologique du jabot d’un perroquet Gris du Figure 15 :Gabon atteint. .................................................................................................................... 45
Photographie d’une coupe histologique du ventricule d’un perroquet Gris Figure 16 :du Gabon atteint. .............................................................................................................. 46
Photographie d’une coupe histologique du ventricule d’un perroquet Gris Figure 17 :du Gabon atteint. .............................................................................................................. 46
Photographie d’une coupe histologique du cerveau d’un Gris du Gabon Figure 18 :atteint. ................................................................................................................................... 47
Photographie d’une coupe histologique du cerveau d’un Gris du Gabon Figure 19 :atteint. ................................................................................................................................... 48
Histologie normale du cervelet. .................................................................................. 49 Figure 20 : Zone d’infiltration de la couche moléculaire du cervelet chez un perroquet Figure 21 :Gris du Gabon atteint de PDD ..................................................................................... 49
Photographie d’une coupe histologique d’un nerf optique d’un Eclectus Figure 22 :non atteint (1.) et d’un Gris du Gabon atteint (2.) de PDD. ........................... 51
Photographie d’une coupe histologique du cœur d’un Cacatoès des Figure 23 :Moluques (Cacatua Molluccensis) atteint de PDD [13]. .................................. 52
Photographie d’une coupe histologique des glandes surrénaliennes d’un Figure 24 :perroquet Gris du Gabon atteint de PDD. .............................................................. 53
Proportion d’oiseaux testés par espèce. .................................................................. 55 Figure 25 : Schéma du virion des bornavirus [162]. .................................................................. 62 Figure 26 : ARN génomique viral et emplacement des gènes codant pour les Figure 27 :protéines. ............................................................................................................................. 63
Schéma du cycle de réplication viral [84]. ............................................................. 66 Figure 28 : Génome du bornavirus aviaire. ................................................................................... 73 Figure 29 : Arbre phylogénétique des bornavirus. ..................................................................... 74 Figure 30 : Arbre phylogénétique des bornavirus aviaires en fonction du gène codant Figure 31 :pour la protéine M [61]. ................................................................................................ 74
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Arbre phylogénétique des bornavirus aviaires en fonction du génome Figure 32 :complet [61]. ...................................................................................................................... 75
Chronologie de l’expansion de la PDD après introduction d’un adulte Figure 33 :atteint dans un élevage [79]. ....................................................................................... 77
Représentation schématique des gangliosides [176]. ....................................... 82 Figure 34 : Les lipooligosaccharides de Campylobacter jejuni, semblables aux Figure 35 :gangliosides [176]. ........................................................................................................... 84
Origine et contribution des anticorps anti-‐gangliosides et de l’infection Figure 36 :par Campylobacter jejuni dans la pathogénie du syndrome de Guillain-‐Barré [114]. ........................................................................................................................ 85
Dilatation du proventricule visible à la radiographie vue de face [44]. ... 90 Figure 37 : Le ratio « proventricule / bréchet [132]. ................................................................ 91 Figure 38 : Radiographie lors de transit baryté d’un cas de PDD [48]. ............................ 93 Figure 39 : Exemple de la réponse immunitaire d’un oiseau infecté par le bornavirus Figure 40 :aviaire. ................................................................................................................................ 102
Principe Elisa. ................................................................................................................... 103 Figure 41 : Principe du test Western Blot de détection des protéines virales sur Figure 42 :plumes. ................................................................................................................................ 106
Macrorhabdus ornithogaster [123]. ....................................................................... 115 Figure 43 :
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Table des tableaux Les principales espèces d’oiseaux d’ornement selon la classification du Tableau 1 :congrès international d’ornithologie (the International Ornithologic Congress [IOC] [15]). ..................................................................................................... 22
Variation du pH du proventricule et du ventricule en fonction de l’espèce Tableau 2 :[85]. ........................................................................................................................................ 32
Actions des hormones digestives [85]. ..................................................................... 32 Tableau 3 : Récapitulatif des principales espèces de Psittaciformes atteintes de PDD.Tableau 4 : .................................................................................................................................................. 36
Autres espèces aviaires présentant des signes cliniques de PDD. ................ 38 Tableau 5 : Autres espèces aviaires affectées par les bornavirus aviaires. ..................... 38 Tableau 6 : Troubles digestifs associés à la PDD. ....................................................................... 39 Tableau 7 : Signes de l’atteinte nerveuse lors de PDD. ............................................................. 40 Tableau 8 : Pourcentage d’oiseaux positifs testés par espèce. .............................................. 55 Tableau 9 : Les paramyxovirus aviaires, leurs hôtes et les signes cliniques associés. 59 Tableau 10 : Signes cliniques de la maladie de Borna chez les moutons et les chats. ... 69 Tableau 11 : Les différentes formes du syndrome de Guillain-‐Barré et profils Tableau 12 :d’anticorps anti-‐gangliosides associés [176]. ...................................................... 83 Diagnostic différentiel de la PDD en fonction des signes digestifs et Tableau 13 :neurologiques généraux. ............................................................................................... 87 Diagnostic différentiel de la mort subite chez les oiseaux [155]. ................ 88 Tableau 14 : Diagnostic différentiel lors d’élargissement abdominal. ................................ 89 Tableau 15 : Les différentes catégories d’échantillons analysés par le laboratoire Tableau 16 :NOIVBD. .............................................................................................................................. 104 Analyse des résultats du test Elisa en fonction des catégories Tableau 17 :d’échantillons analysés (laboratoire NOIVBD). ................................................ 105 Traitement préconisé de la PDD. ............................................................................. 122 Tableau 18 :
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Table des abréviations AAV Association des Vétérinaires Aviaires ABV Avian Bornavirus Ac Anticorps ADN Acide DésoxyriboNucléique AIDP Polyneuropathie démyélinisante inflammatoire aiguë AMAN Neuropathie axonale motrice aiguë AMSAN Neuropathie axonale motrice et sensorielle aiguë APMV Avian Paramyxovirus ARN Acide RiboNucléique ARNm Acide RiboNucléique Messager AVMA American Veterinary Medicine Association AVS Sérosite Virale Aviaire BCG Bacille de Calmette et Guérin BID Deux fois par jour BSAVA British Small Animal Veterinary association BVD Borna Disease Virus / Virus de la maladie de Borna C6 Lignée cellulaire de mammifères CCK Cholécystokinine CCK-‐4 Cholécystokinine tétra-‐peptidique CCK-‐8 Cholécystokinine octa-‐peptidique CEC32 Lignée cellulaire de caille CFA Adjuvant Complet de Freund CMH-‐1 Complexe Majeur d'Histocompatibilité de classe I DEFs Duck Embryonic Fibroblast cells, lignée cellulaire de canards EAAV Association des Vétérinaires Aviaires Européens EEE Encéphalite Equine de l’Est Elisa Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay EPS Extrait de Plante Standardisé
FACCO Chambre syndicale des Fabricants d’Aliments préparés pour Chien, Chats, Oiseaux et autres animaux familiers
HCl Acide Chloridrique
ICARE International Conference on Avian heRpetological and Exotic mammal medicine
IFN Interféron IM Intra-‐Musculaire IOC The International Ornithologic Congress IUCN Union Internationale pour la Conservation de la Nature IV Intra-‐Veineux LMH Lignée cellulaire de poulet Lymphocyte T CD4 Lymphocyte T Cluster de Différenciation 4 Lymphocyte T CD8 Lymphocyte T Cluster de Différenciation 8 MDCK Madin-‐Darby Canine Kidney, lignée cellulaire de mammifères MFS Syndrome de Miller Fisher NAC Nouveaux Animaux de Compagnie NEC Note d'Etat Corporel
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NES Séquence d'Exportation Nucléaire NLS Signal de Localisation Nucléaire ORFs Cadres ouverts de lecture PDD Maladie de dilatation du proventricule PO Per Os q1-‐4h Toute les 1 à 4 heures q7d Une fois par semaine QM7 Lignée cellulaire de caille qRT-‐PCR Real-‐Time reverse transcription-‐PCR RNP Complexes ribonucléoprotéiques viraux/complexe de réplication RT-‐PCR Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction SC Sous-‐Cutanée SGB Syndrome de Guillain-‐Barré SID Une fois par jour UV Ultraviolet Vero Lignée cellulaire de mammifère (cellules de rein de singe vert) vSPOT Viral SPeckles Of Transcripts
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Introduction Depuis de nombreuses années, la population des Nouveaux Animaux de
Compagnie (NAC) est en pleine expansion en France et dans le monde entier. La demande est en perpétuelle croissance, en particulier pour les animaux dits « exotiques », majoritairement représentés par les Psittaciformes. En effet il s’agit d’animaux de grande valeur, rares, originaux et d’une grande beauté. De plus leurs propriétaires sont souvent des passionnés, établissant une relation très particulière avec leur animal. Il s’agit en effet d’animaux exceptionnellement « intelligents », sociables, ayant une grande capacité d’apprentissage. Ainsi les propriétaires sont souvent déterminés à sauver leur animal lorsque celui ci est malade.
Aussi la conservation des Psittaciformes est un réel enjeu dans le monde entier. Sur un total de 374 espèces de Psittaciformes répertoriées dans la liste rouge en 2008 par l’IUCN, 19 espèces sont éteintes, 17 en danger critique d’extinction, 34 en danger, 45 vulnérables, 40 quasi menacées, et 219 en préoccupation mineure. Ainsi environ 40% des Psittaciformes seraient menacés [166].
La maladie de dilatation du proventricule (PDD) a été découverte dans les années
1970 en Bolivie, chez des Aras. Aujourd’hui elle est répandue dans le monde entier et touche la plupart des espèces de Psittaciformes, ainsi que d’autres espèces aviaires. Elle provoque des signes gastro-‐intestinaux et neurologiques. Elle est très souvent fatale.
Cette maladie pose depuis longtemps de nombreuses difficultés aux vétérinaires,
même ceux spécialisés en médecine aviaire. La première difficulté repose sur l’animal concerné. En effet les oiseaux sont des proies potentielles dans la nature, masquent donc leurs signes cliniques, et ne déclarent la maladie que tardivement, en fin d’évolution. De plus ces animaux ont un comportement particulier et nécessitent une contention adaptée. La seconde difficulté repose sur la maladie en elle même. Premièrement, les signes cliniques déclenchés sont communs à de nombreuses maladies et le diagnostic différentiel est très large. Ensuite l’étiologie est depuis longtemps controversée. Enfin, un diagnostic fiable et non invasif n’était pas disponible, et le traitement était complexe et hasardeux.
Ainsi du fait de la valeur des espèces atteintes, de la fatalité et de la
méconnaissance de la maladie concernée, la communauté scientifique s’est penchée depuis de très nombreuses années sur le sujet. Chaque année depuis la description initiale de la maladie, de nombreuses études sont présentées lors de congrès spécialisés ou non (congrès international de l’AAV ; congrès de l’EAAV ; congrès ICARE ; congrès BSAVA). C’est ainsi qu’en 2008, deux équipes indépendantes ont découvert un bornavirus aviaire susceptible d’être à l’origine de la maladie. Cette nouvelle étiologie, approuvée par une large majorité des vétérinaires, ouvre de nouvelles perspectives de diagnostic et de traitement. Ainsi, les recherches actives sur le sujet sont à l’heure actuelle un nouvel espoir à la fois pour les propriétaires d’oiseaux et pour la conservation des espèces en danger.
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I. Les principales espèces d’oiseaux de cage et de volière en France
A. Espèces courantes Les principales espèces d’oiseaux de compagnie, aussi appelés oiseaux d’ornement,
font partie de l’ordre des Passériformes et des Psittaciformes [15].
Les principales espèces d’oiseaux d’ornement selon la classification Tableau 1 :du congrès international d’ornithologie (the International Ornithologic
Congress [IOC] [15]).
Ordre Famille Genre Espèces Nom français Nom anglais Passeriformes Fringilidae Serinus S. canaria Canari Canary
Carduelis C. carduelis Chardoneret Gold finch C. chloris Verdier Green finch C. spinus Tarin Siskin
Pyrrhula P. pyrrhula Bouvreuil Bullfinch Fringilla F. coelebs Pinson des
arbres Chaffinch
Estrildidae Taeniopygia T. guttata Moineau mandarin
Zebra finch
Poephila P. acuticauda Diamant à longue queue
Long-‐tailed finch
Erythrura E. gouldiae Diamant de Gould
Gouldian finch
Lonchura L. striata Bengali/ moineau du Japon
Bengalese finch
Sturnidae Gracula G. religiosa Mainate Mynah Sturnus S. vulgaris Etourneau Starling
Psittaciformes Psittacidae Melopsittacus M. undulatus Perruche ondulée
Budgerigar
Agapornis A. spp Inséparable Lovebird Psittacula P. eupatria Perruche
alexandrine Alexandrine parakeet
Lorius L. spp Loris Lories Psittacus P. erithacus Gris du
Gabon African grey parrot
Poicephalus P. senegalus Perroquet Youyou du Sénégal
Senegal parrot
Ara A. spp Ara Macaw Aratinga A. spp Conure Conure Amazona A. aestiva Amazone Amazon
Cacatuadae Cacatua C. spp Cacatoës Cockatoo Nymphicus N. hollandicus Calopsitte Cockatiel
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B. Importance de la population
Selon le sondage de 2012 mené par la Chambre syndicale des Fabricants d’Aliments préparés pour Chien, Chats, Oiseaux et autres animaux familiers (FACCO), les français possèdent 6,43 millions d’oiseaux, sur un total de 63 millions d’animaux de compagnie. Environ 3,7% des foyers français possèdent au moins un oiseau.
Ainsi la population d’oiseaux a retrouvé son niveau de 2004 et se stabilise, après une régression notable provoquée par la crise de l’influenza aviaire et les mesures de précaution imposées en 2006/2007.
C. Comparaison avec l’étranger
Selon l’enquête menée par l’AVMA (American Veterinary Medicine Association), le nombre d’oiseaux de compagnie aux Etats-‐Unis est passé de 11,2 millions à 8,3 millions entre 2007 et 2012 [31]. Les oiseaux représentent 1% des dépenses vétérinaires aux Etats-‐Unis.
Étant donné que le nombre global d’animaux de compagnie a aussi diminué, toutes espèces confondues, il est possible que les raisons d’une telle chute soient économiques et démographiques.
II. Présentation de la maladie de dilatation du proventricule La maladie de dilatation du proventricule se caractérise majoritairement par une
atteinte de l’appareil digestif des oiseaux. Celui-‐ci diffère de l’appareil digestif des espèces couramment étudiées en médecine vétérinaire que sont les mammifères. Des rappels anatomiques sont donc indispensables pour comprendre la maladie.
A. Rappels d’anatomie et de physiologie de l’appareil digestif des oiseaux [47,85]
Le système digestif des oiseaux est composé d’un bec, d’une cavité orale, d’un œsophage, d’un jabot, d’un proventricule, d’un ventricule ou gésier, d’anses intestinales, de ceaca, d’un rectum et d’un cloaque.
Celui ci est adapté au vol : le bec léger ainsi que le ventricule très musclé positionné centralement remplacent les os lourds, les dents et les muscles masticateurs des reptiles et des mammifères. Le tube digestif est en comparaison moins long et la digestion est plus rapide pour faciliter le métabolisme extrêmement élevé nécessaire au vol.
Le proventricule et le ventricule jouent un rôle central dans la réduction chimique et physique de l’alimentation des oiseaux.
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Situation anatomique des différents éléments du tube digestif chez Figure 1 :les oiseaux (A) vue de face ; (B) vue de profil [37].
Le système digestif des oiseaux est composé d’un bec, d’une cavité orale, d’un œsophage, d’un jabot, d’un proventricule, d’un ventricule ou gésier, d’anses intestinales, de ceaca, d’un rectum et d’un cloaque. Les oiseaux ne possèdent pas de diaphragme : tous les organes « abdominaux » et « thoraciques » sont réunis dans la cavité cœlomique. Le proventricule et le ventricule forment l’équivalent de l’estomac des mammifères. Le proventricule constitue la partie chimique et le ventricule la partie mécanique.
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Anatomie et histologie du jabot, du proventricule et du ventricule 1.
Le jabot [147] a.
Position du jabot chez les Psittaciformes [55]. Figure 2 :Le jabot est situé juste sous la peau en région cervicale ventro-‐caudale, juste à l’entrée du thorax, généralement orienté à droite. Chez les Psittaciformes il est étiré transversalement par rapport au cou.
i. Situation
Le jabot est situé juste sous la peau en région cervicale ventro-‐caudale, juste à l’entrée du thorax, généralement orienté à droite. Chez les Psittaciformes il est étiré transversalement par rapport au cou.
ii. Fonction
La fonction principale du jabot est le stockage de nourriture pendant que le ventricule est rempli : lorsque le ventricule est vide, les aliments court-‐circuitent le jabot et passent directement dans le ventricule. Les espèces ne nécessitant pas de stockage de nourriture, comme les hiboux et chouettes, n’en possèdent pas.
La fonction secondaire du jabot est la prédigestion. En effet l’œsophage et la partie proximale du jabot produisent du mucus. Les aliments stockés, additionnés de salive et de mucus, sont prédigérés par la flore bactérienne présente dans le jabot. Une absorption minimale de glucose peut avoir lieu dans celui-‐ci [47].
Dans certaines espèces, comme chez les perruches ondulées (Melopsittacus undulatus) des mouvements d’anti-‐péristaltisme permettent le nourrissage des jeunes. De la nourriture peut aussi être régurgitée par le mâle à sa partenaire, ainsi que de manière pathologique chez l’oiseau isolé, à son reflet dans un miroir ou à son propriétaire.
iii. Histologie
La structure du jabot ressemble à celle de l’œsophage. Il est doté d’un épithélium malpighien pluristratifié non kératinisé, d’une lamina propria, d’une sous muqueuse, d’une couche musculaire circulaire interne, d’une couche musculaire longitudinale externe et d’une séreuse. Les glandes à mucus, présentes dans l’œsophage au niveau de
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la lamina propria, sont restreintes aux zones adjacentes à celui-‐ci. Les vaisseaux sanguins et les fibres nerveuses passent entre les deux couches musculaires.
Coupe histologique d’un jabot. Figure 3 :1. Epithélium malpighien pluristratifié non kératinisé 2. Lamina propria 3. Sous muqueuse 4. Couche musculaire circulaire interne 5. Couche musculaire longitudinal externe 6. Séreuse
iv. Motricité
L’état de remplissage du jabot coordonne ses contractions et celles du ventricule : la fréquence de contraction du jabot et de l’œsophage augmente avec l’état de réplétion. Le stress, la peur, l’excitation peuvent inhiber ou retarder la motricité globale et provoquer dans certains cas des régurgitations.
Le proventricule et le ventricule [47,85,105] b.
i. Situation
Le proventricule et le ventricule se situent caudalement au foie dans la cavité coelomique (Figure 1).
ii. Généralités
L’estomac des oiseaux est composé du proventricule (estomac glandulaire, fusiforme), d’une zone intermédiaire, du ventricule (gésier ou partie musculaire de l’estomac) et du pylore.
Le proventricule et le ventricule varient en forme et en taille suivant la taxonomie, en rapport avec le régime alimentaire et la grande variété des besoins nutritionnels. Le
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proventricule est un organe fusiforme dont la taille varie selon le mode d’alimentation : il est petit chez les espèces granivores et large chez les carnivores et les piscivores.
La plupart des oiseaux domestiques sont granivores, omnivores, ou insectivores : les composés alimentaires sont donc relativement solides. Le proventricule est à paroi mince et glandulaire, contrairement au ventricule qui est à paroi épaisse, musclée et puissante. La zone intermédiaire relie les deux organes.
En revanche, les oiseaux carnivores et piscivores, qui mangent des produits alimentaires relativement mous, ont un estomac très extensible, et les deux structures peuvent alors être difficilement différenciables.
iii. Histologie
Innervation
Le proventricule et le ventricule sont innervés par le système vague ainsi que par des fibres périvasculaires issues des plexus cœliaque et myentérique.
Les fibres cholinergiques innervent les cellules musculaires et les fibres noradrénergiques innervent les principaux vaisseaux sanguins.
Innervation du proventricule et du ventricule [12]. Figure 4 :Vue de la face dorsale du ventricule et du proventricule de poule. D : duodénum ; CTR : centre tendineux ; en rouge : nerf vague ; en pointillé (ST) : tronc sympathique (coeliaque) ; en noir (CA) : artère coeliaque ; en vert : Plexus d’Auerbach’s (myentérique)
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Le proventricule
Face interne du proventricule chez une poule adulte [105]. Figure 5 :La partie glandulaire est bien développée et visible à l’œil nu.
Le proventricule est la partie glandulaire et fonctionne comme l’estomac des mammifères. Chez les carnivores et les piscivores, contrairement aux autres espèces, sa surface est constituée de plis longitudinaux tout comme celle de l’œsophage, facilitant l’extensibilité.
Les orifices des glandes gastriques sont visibles à l’œil nu à l’état normal : une surface lisse du proventricule doit faire penser à une dilatation de ce dernier.
Le proventricule est bordé par une muqueuse plissée dont l'épithélium, cylindrique simple au niveau des plis et cuboïde simple au niveau de la base des plis, contient deux principaux types de glandes. Les glandes tubulaires sécrètent le mucus tandis que les glandes gastriques sécrètent de l'acide chlorhydrique et la pepsine qui fournissent un environnement acide pour la digestion. Les perroquets nectarivores présentent des zones aglandulaires entre les rangées longitudinales de glandes. Cela peut être une adaptation à la digestion du pollen, en permettant la distension de l'estomac glandulaire. Ces deux types de glandes constituent la majorité de l'épaisseur de la paroi proventriculaire.
Le proventricule est composé d’une couche musculaire circulaire interne et d’une couche musculaire longitudinale externe. Les vaisseaux sanguins et les fibres nerveuses passent entre ces deux couches musculaires.
La couche longitudinale externe est peu développée ou absente chez les Psittaciformes, les oiseaux aquatiques et certains passereaux. Chez ces oiseaux le plexus myentérique est situé directement sous la séreuse plutôt qu’entre les deux couches musculaires.
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Coupe histologique d’un proventricule de Psittaciforme. Figure 6 :1) Lumière ; 2) Epithélium ; 3) Lamina propria ; 4) Musculaire de la muqueuse ; 5) Glandes de la sous muqueuse ; 6) Couche musculaire et séreuse.
La zone intermédiaire
La zone intermédiaire se situe entre le proventricule et le ventricule. Elle est plus ou moins développée et a une structure entre les deux éléments précédemment cités. C’est la localisation préférentielle des tumeurs gastriques. Aglandulaire, sa surface est relativement lisse. Elle présente un mélange de sécrétions similaires au mucus produit par le proventricule et de sécrétions glandulaires du ventricule. Elle peut former un rétrécissement entre le proventricule et le gésier. Chez les perroquets et les pigeons elle se ferme hermétiquement pendant les contractions ventriculaires pour séparer le ventricule du proventricule.
Le ventricule
Le ventricule est aussi appelé gésier. C’est le compartiment musculaire, qui permet la fragmentation mécanique des aliments. C’est également un site de subdivision chimique des aliments par l'acide chlorhydrique et la pepsine produit dans le proventricule.
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Représentation schématique du proventricule et du ventricule chez Figure 7 :un Amazone [85].
A. vue schématique externe ; B. vue schématique interne. Le proventricule (1) est de petite taille et le proventricule (2) est très développé : les deux sont facilement distinguables.
a) Muscle fin caudo-‐ventral b) Muscle fin cranio-‐dorsal c) Muscle épais cranio-‐ ventral d) Muscle épais caudo-‐dorsal
Les muscles prennent attache sur un centre tendineux (3) présent des deux côtés latéraux du ventricule.
Structure histologique
Le ventricule est un organe très musclé. Son épithélium forme des invaginations dans la lamina propria, dans lesquelles sont présentes des glandes tubulaires gastriques terminales, produisant la cuticule présente dans la lumière de cet organe à la surface de la muqueuse. Sa paroi est aussi constituée d’une sous-‐muqueuse, d’une couche musculaire et d’une séreuse.
La musculature
Le développement du gésier varie selon le régime alimentaire : chez les granivores, insectivores et les herbivores, le ventricule est très développé, biconvexe, distinct du proventricule, et est composé de deux paires de muscles lisses semi-‐autonomes antagonistes. Les deux muscles fins en région caudo-‐ventrale et cranio-‐dorsale permettent le mélange du contenu digestif. Les deux muscles puissants en région caudo-‐dorsale et cranio-‐ventrale fournissent les contractions nécessaires au broyage.
Chez les espèces se nourrissant de nourriture molle (comme les carnivores et les piscivores) le ventricule est petit, rond, difficilement distinguable du proventricule et les muscles ne sont pas développés.
Chez les pélicans, les échassiers et les frugivores (loriquets) le développement est intermédiaire.
La muqueuse
La muqueuse du ventricule des oiseaux se compose d'un épithélium cylindrique simple avec des cryptes contenant l'ouverture des glandes tubulaires dans la lumière. Les cryptes et les glandes sont bordées majoritairement par les cellules principales
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gastriques, qui produisent une sécrétion riche en protéines, mais elles contiennent aussi des cellules endocrines.
Dans les espèces ayant un ventricule bien développé, une cuticule est présente sur la surface de l'épithélium. La cuticule est un complexe de glucides et de protéines comportant deux volets distincts : un échafaudage d'interconnexion des tiges verticales et une matrice horizontale. Les tiges verticales sont constituées d'une sécrétion protéique produite par les cellules principales gastriques qui durcit dans les cryptes, et font légèrement saillie au-‐delà de la surface de l'épithélium ventriculaire. La matrice horizontale est composée essentiellement de sécrétions de l'épithélium de surface, mais également de cellules épithéliales desquamées. Les sécrétions se répartissent sur la surface de l'épithélium et autour des tiges avant de durcir. Ce processus de durcissement est dû à une diminution du pH, suite à la diffusion de l'acide chlorhydrique à travers la cuticule. La cuticule est généralement résistante à l'eau et de couleur marron, verte, ou jaune en raison du reflux de pigments biliaires du duodénum. Elle est asymétriquement développée et est plus épaisse à l'opposé des masses musculaires épaisses semi-‐autonomes. Elle agit comme une surface abrasive afin d'améliorer la fonction de broyage et est continuellement renouvelée. Elle protège également la muqueuse sous-‐jacente de l'action des enzymes digestives.
La présence de sable, de petits cailloux ou de débris de coquillage, appelé grit, dans le ventricule fournit une action abrasive supplémentaire. Celui-‐ci est considéré comme important surtout pour les espèces qui ne suppriment pas l'enveloppe des graines avant de les avaler comme les colombiformes, les galliformes, et les ratites. Cependant l’origine accidentelle ou délibérée de cette ingestion n’est pas déterminée.
Les espèces aviaires avec un muscle ventriculaire moins développé, comme les frugivores et nectarivores, ont aussi une cuticule, mais elle est plus lisse et plus uniformément répartie, et les deux structures la composant ne sont pas discernables.
Coupe histologique d’un ventricule de Psittaciforme. Figure 8 :1) Lumière ; 2) Cuticule ; 3) Épithélium formant des plis et invagination dans la lamina
propria ; 4) Sous muqueuse ; 5) Couche musculaire (Interne + externe).
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Le pylore
Le pylore se trouve du côté droit du ventricule et relie le ventricule au duodénum. Il est peu développé chez certaines espèces, comme les oiseaux domestiques, et il
forme un sac distinct chez les espèces aquatiques, comme le grand cormoran. Le pli du pylore régule la vitesse de passage des aliments entre l'estomac et le duodénum, et ralentit le passage de grosses particules dans le duodénum.
Physiologie 2.
Flore digestive a.
La colonisation microbienne du système digestif, stérile à l’éclosion, se fait par l’alimentation des parents (pour les espèces nidicoles) mais aussi par des mouvements de succion spontanée du cloaque. Ces procédés conduisent à la mise en place de la flore gastro-‐intestinale normale, principalement constituée de bactéries Gram positives (par exemple, Bacillus, Corynebacterium, Lactobacillus, Staphylococcus et Streptococcus) dans la plupart des espèces de passereaux et Psittaciformes.
Régulation des sécrétions b.
L'acide chlorhydrique et le pepsinogène sont les sécrétions gastriques produites dans le proventricule. Le pepsinogène est rapidement converti en pepsine par l’acide chlorhydrique ainsi que par la pepsine déjà présente dans le proventricule. La lipase retrouvée dans les sécrétions gastriques provient très probablement des reflux duodénaux. Les pH du proventricule et du ventricule ont été déterminés dans de nombreuses espèces.
Variation du pH du proventricule et du ventricule en fonction de Tableau 2 :l’espèce [85].
Le pH du ventricule est généralement inférieur à celui du proventricule. En conséquence, la protéolyse gastrique a lieu principalement dans le ventricule.
Actions des hormones digestives [85]. Tableau 3 : Hormones agissant sur le
proventricule et/ou le ventricule
Actions
Hormones produites dans le proventricule
Gastrine é HCl et Pepsinogène Gastrin releasing peptid (bombésine)
é HCl
Polypeptide pancréatique aviaire (APP)
é HCl et Pepsinogène
Hormones produites dans l’intestin grêle
Cholecystokinine (CCK) é HCl ê Vidange gastrique
Sécrétine é HCl et Pepsinogène
pH du Proventricule pH du ventricule Poule 4,8 2,5 Dinde 4,7 2,2 Pigeon 4,8 2,0 Canard 3,4 2,3
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La sécrétion gastrique se présente en trois phases comme chez les mammifères : la phase céphalique, la phase gastrique et la phase intestinale. Le tonus vagal ainsi que plusieurs hormones sont impliqués de façon variable dans chacune des phases.
La phase céphalique est déclenchée par stimulation du système parasympathique (nerf vague) via l’odorat, le gout, l’ouïe, entraînant une augmentation de la production d’HCl et de pepsinogène. Chez les poulets, la stimulation du nerf vague entraine une plus grande sécrétion de pepsine que d’HCl, ce qui suggère que leurs sécrétions respectives peuvent être sous contrôle différent. La dénervation du nerf vague n'a aucun effet significatif sur l'initiation et la fréquence des contractions chez les oiseaux, mais elle supprime la coordination des contractions entre l'estomac et le duodénum et retarde considérablement le début de la phase céphalique. Ces observations suggèrent qu'il existe une composante du système endocrinien dans la réponse gastrique aviaire à la vue de la nourriture.
La phase de la sécrétion gastrique correspond à l’arrivée des aliments dans l’estomac, ce qui stimule les récepteurs à la distension : cela induit la production de gastrine, qui stimule la sécrétion d’HCl et de pepsinogène. Le « Gastrine release Peptide », ou bombésine, est une autre hormone qui induit la sécrétion d'acide, mais son mécanisme d'action est encore inconnu.
La phase intestinale de la sécrétion correspond à l’arrivée du chyme dans le duodénum (résultat du passage du bol alimentaire dans l’estomac) entrainant la sécrétion de cholécystokinine (CCK), de sécrétine et de polypeptide pancréatique aviaire. Le CCK stimule la sécrétion d’acide gastrique, diminue la vidange gastrique, mais n'a aucun effet sur la sécrétion de pepsinogène. La Sécrétine et le Polypeptide Pancréatique Aviaire stimulent à la fois la sécrétion d’acide et pepsinogène. Le Polypeptide Pancréatique Aviaire est libéré par le pancréas.
Comme chez les mammifères, l'histamine contribue à une sécrétion d’acide. La plupart des espèces d'oiseaux maintenus en captivité compte presque exclusivement sur la digestion autoenzymatique, mécanisme utilisant les propres gènes d’un individu pour coder les enzymes digestives. La digestion alloenzymatique, qui implique l'action d'enzymes d'origine microbienne, semble minime.
Motricité c.
Chez les oiseaux carnivores et piscivores, ayant évolué pour digérer des aliments relativement mous, le proventricule agit avant tout comme un site de stockage de la nourriture, rendu possible par des plis longitudinaux cités précédemment, permettant l'extensibilité du proventricule, plutôt que de contribuer à la digestion mécanique. Chez les rapaces, le ventricule est également impliqué dans la formation et la régurgitation de pelotes.
Chez les granivores, les herbivores et insectivores, la fonction principale du ventricule est de triturer le bol alimentaire pour réduire la taille des particules de nourriture et d'augmenter leur surface afin de promouvoir la protéolyse gastrique. Ceci est permis par les fortes contractions des masses musculaires asymétriques ventriculaires, et par l'action abrasive de la cuticule et du grit. Les contractions ventriculaires entraînent des mouvements de rotation et de broyage, ce qui réduit la taille des particules des régimes durs et mélangent le bol alimentaire avec les enzymes digestives.
Le proventricule et le ventricule agissent comme une unité, propulsant le bol alimentaire entre les deux composants afin d'optimiser la digestion enzymatique et
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mécanique. Il y a également un reflux des aliments ingérés entre le duodénum et ventricule.
Chez les Psittaciformes tout comme chez la dinde le cycle gastro-‐intestinal se poursuit toujours de la même façon : les muscles ventriculaires se contractent dans le sens des aiguilles d'une montre autour du ventricule.
La nourriture est rapidement propulsée par le proventricule par la contraction du muscle lisse circulaire interne dans le ventricule où la digestion mécanique se produit majoritairement.
Les muscles minces du ventricule se contractent, tandis que l'isthme se ferme, séparant le proventricule du ventricule. Au maximum de la contraction, le pylore s’ouvre, permettant le passage du chyme dans le duodénum. Ensuite l’anti-‐péristaltisme duodénal commence, et le bol alimentaire remonte dans le ventricule. Pendant que les muscles minces se détendent, les muscles épais se contractent, ferment le pylore, et l’isthme s’ouvre. La contraction des muscles épais du ventricule provoque la rétropropulsion de denrées alimentaires provenant du ventricule vers le proventricule. Le reflux de particules plus grosses du ventricule au proventricule permet l'ajout de pepsine et d'acide chlorhydrique, ce qui conduit à l'amélioration de l'hydrolyse des protéines, ainsi qu’à l’éclatement et l'émulsification des gros globules lipidiques. En effet les lipides sont retenus dans la région antérieure du tube digestif et sont digérés plus lentement que ne le sont les protéines ou les glucides. Ce reflux permet aussi l'homogénéisation du bol alimentaire. Le cycle se termine par la contraction des muscles du proventricule suivie par la fermeture de l'isthme.
Ce cycle de contractions est un processus progressif et continu. Il donne l'impression que le ventricule est basculé. La bonne coordination des contractions permet la digestion des aliments, qui sont souvent très solides et secs (graines).
Représentation schématique du cycle gastro-‐intestinal [85]. Figure 9 :A. Proventricule et ventricule au repos B. Contraction des muscles fins/isthme au repos/pylore ouvert è protrusion du bol
alimentaire dans le duodénum C. Contraction rétrograde du duodénum/relaxation de l’isthme et fermeture du pylore/
contraction des muscles épais è reflux du bol alimentaire dans le proventricule et dans le ventricule
D. Contraction du proventricule/ passage du bol dans le ventricule/ fermeture de l’isthme
Chez les rapaces, la séquence de contraction diffère, en commençant par le proventricule, puis l'isthme, le ventricule, et le duodénum. La formation et l’expulsion de pelotes permettent le rejet de matériaux non digestibles tels que les os, la fourrure ou
-‐35-‐
les plumes. Environ 12 minutes avant l’expulsion, les contractions augmentent en fréquence et en amplitude. Ces contractions compactent le matériau en une boulette et se déplacent dans l'œsophage inférieur. Quelques secondes avant la régurgitation, la pelote est déplacée vers la cavité buccale par les ondes d’anti-‐péristaltisme de l’œsophage. Les muscles abdominaux ne sont pas impliqués dans l’expulsion.
Régulation de la motricité d.
Plusieurs facteurs influencent la motilité du proventricule et ventricule.
i. Rôle de l’isthme
Le plexus myentérique contrôle la coordination de ces contractions. Il est placé sous le contrôle d'un « pacemaker » intrinsèque situé au niveau de l'isthme mais il est également dépendant dans une certaine mesure de signaux neuronaux externes tel que le nerf vague.
La destruction du plexus myentérique de l'isthme conduit à la cessation de contractions du proventricule et à une diminution de 50% des contractions ventriculaires et duodénales. Il n’y a plus de coordination, et les aliments ne sont plus digérés de manière normale.
ii. Facteurs extérieurs
Les contractions ventriculaires augmentent en fréquence et en amplitude au cours de la journée par rapport à la nuit chez les espèces diurnes. Le jeûne diminue la fréquence et l'amplitude des contractions au cours de la journée, ce qui entraîne une variation diurne moins prononcée.
iii. Rôle du bolus alimentaire
La vue de la nourriture et de l'action de manger augmente la fréquence des contractions de l'estomac via le nerf vague, tandis que l'entrée de la nourriture dans le duodénum ralentit la fréquence des contractions gastriques. Les réflexes entéro-‐gastriques permettent de contrôler la vidange gastrique. Il a été montré qu'une augmentation de la pression du duodénum ou de la présence d’HCl, d’une solution hypertonique saline, de solutions d'acides aminés, ou de solutions lipidiques inhibe la motilité gastrique. Une régulation hormonale semble également être impliquée. La cholécystokinine octa-‐peptidique (CCK-‐8) et la cholécystokinine tétra-‐peptidique (CCK-‐4) inhibent la motilité gastrique et ainsi la vidange. L'action inhibitrice de la CCK-‐8 sur l'estomac semble être médiée par le nerf vague et implique la libération d'oxyde nitrique.
Le proventricule et le ventricule ne représentent pas de sites majeurs pour l'absorption des nutriments. Le site principal de l’absorption de nutriments (glucides, acides aminés, peptides, acides gras, électrolytes, vitamines) est l'intestin grêle et, dans une moindre mesure, le gros intestin. Cependant, l'absorption d'acides aminés est possible dans le gésier et le proventricule.
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Résumé : • L’anatomie de l’appareil digestif varie extrêmement en fonction du régime
alimentaire. • Le proventricule est la partie glandulaire de l’estomac. Le ventricule permet le
broyage des particules. • La motricité et la coordination des mouvements sont dues au plexus myentérique,
au plexus cœliaque, ainsi qu’au nerf vague. • Les nerfs passent entre les deux couches musculaires interne et externe chez la
plupart des oiseaux, et sous la séreuse chez les Psittaciformes, les oiseaux aquatiques et certains passereaux.
B. Les espèces sensibles à la PDD
Certains Psittaciformes 1.
Cette affection a été décrite pour la première fois à la fin des années 1970 chez des Aras issus de Bolivie transportés aux Etats-‐Unis et en Europe, d’où son autre nom « Macaw wasting syndrome » [69,169].
La maladie de dilatation du proventricule semble sévir chez plus de 70 espèces de Psittaciformes [69].
Ces espèces correspondent aux perroquets les plus connus, appartenant à la famille des Psittacidae et des Cacatuidae (ordre des Psittaciformes), comme les Aras (Ara sp), les perroquets Gris du Gabon (Psittacus erithacus), les Cacatoès et les Calopsittes (Nymphicus hollandicus) [44,149]. Les avis sont divergents concernant les Perruches ondulées (Melopsittacus undulatus) : la majorité les pensent résistantes à cette maladie [44,52,131], d’autres non [43,131].
Récapitulatif des principales espèces de Psittaciformes atteintes de Tableau 4 :PDD.
Famille Genre Espèce Nom commun Origine Cacatuidae Nymphicus Hollandicus Calopsitte élégante Asie/
Pacifique cacatua Alba Cacatoès blanc Ducorpssi Cacatoès de ducorps Galerita Cacatoès à huppe jaune Goffini Cacatoès de Goffin Haematuropygia Cacatoès des Philippines Moluccensis Cacatoès à huppe rouge Sanguinea Cacatoès corella Sulphurea citrinocristata
Cacatoès à huppe orange
Sulphurea sulphurea
Petit Cacatoès à huppe jaune
Eolophus Roseicapillus Cacatoès rosalbin Calyptorhynchus Banksii Cacatoès banksien Probosciger Atterimus Cacatoès noir,
Cacatoès des palmier Psittacidae Psittacula Alexandri Perruche à moustache
Derbiana Perruche de Derby Eupatria Perruche alexandre Krameri Perruche à collier
Eclectus Roratus Grand Eclectus
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Trichoglossus Haematodus Loriquet à tête bleu, Loriquet arc en ciel
Ara Ararauna Ara bleu et jaune Amérique Chloroptera Ara chloroptère,
Ara à ailes verte Gaucogularis Ara canindé
Ara à gorge bleu Macao Ara rouge Militaris Ara militaire Nobilis Ara noble Rubrogenys Ara de Lafresnaye
Ara à front rouge Severa Ara vert, Ara sévère
Diopsittaca
nobilis Ara noble
Primolius Maracana Ara d’Illiger Auricollis Ara à collier jaune
Anodorhynchus Hyacinthinus Ara hyacinthe Cyanopsitta Spixii Ara de Spix Aratinga Nenday Cornure nanday
Auricapilla Cornure à tête d’or Jandaya Cornue Jandaya Solstitialis Cornue du soleil Weddellii Cornure de Weddell
Cornure à tête brune Thectocercus Acuticaudatus Cornue à tête bleu Eupsittula Aurea Cornure couronnée guaruba Guarouba Cornure dorée Psittacara Finschi Cornue de Finsch
Erythrogenys Cornure à tête rouge Cyanoliseus Patagonus Perruche de Patagonie Pyrrhura Molinae Cornure à joue verte
Rupicola Cornure à cape noire Brotogeris Pyrrhopterus Touï flamboyant Rhynchopsitta Pachyrhyncha Conure à gros bec Amazona Aestiva Amazone à front bleu
Albifrons Amazone à front blanc Amazonica Amazone aourou,
Amazone à ailes orange Auropalliata Amazone à nuque d'or Autumnalis Amazona autumnalis Leucocephala Amazone de Cuba Ochrocephala Amazone à front jaune Tucumana Amazone de Tucuman Xantholora Amazone du Yucatan
Pionopsitta Pileata Caïque mitré Pionus Chalcopterus Pione noire
Fucus Pione violette Menstruus Pione à tête bleue Senili Pione à couronne blanche
Pionites Leucogaster Caïque à ventre blanc Melanocephalus Caïque maïpouri
Deroptyus Accipitrinus Papegeai maillé Forpus Coelestis Toui céleste
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Psittacus Erithacus Perroquet Gris du Gabon Afrique Poicephalus Gulielmi Perroquet à calotte rouge
Perroquet jardine Meyeri Perroquet de Meyer Rufiventris Perroquet à ventre rouge Senegalus Youyou du Sénégal
Coracopsis Vasa Perroquet vaza Agapornis Roseicollis Inséparable rosegorge
Personatus Inséparable masqué Basé sur des données publiées [44,52,131,159,173] et sur la classification IOC (http://www.worldbirdnames.org/bow/parrots/).
Autres espèces atteintes 2.
Des lésions pathologiques semblables à celles vue dans la PDD sont retrouvées dans plusieurs autres espèces aviaires appartenant à au moins 5 ordres [8,25,54,158,171].
Autres espèces aviaires présentant des signes cliniques de PDD. Tableau 5 :
La présence des bornavirus aviaires (agent supposé de la PDD) est aussi retrouvée chez plusieurs espèces non Psittaciformes [32,59–61,119,152,153,171]..
Autres espèces aviaires affectées par les bornavirus aviaires. Tableau 6 :
Ordre Famille Genre Espèce Nom commun Passériformes Fringillidae Serinus canaria Canari
Chloris chloris Verdier d’Europe Contingidea Cephalopterus penduliger Coracine casquée Estrildidae Erythrura gouldiae Diamant de Gould Emberizidae Cyanerpes Sp Guit-‐guit
Anseriformes Anatidea Branta canadensis Bernache du Canada Pelecaniformes Threskiornithidae Platalea ajaja Spatule rosée Falconiformes Falconidae Falco peregrinus Faucon pelerin Piciformes Ramphastidae Ramphastos sp Toucan
Lybiidae Lybius dubius Barbican à poitrine rouge
Ordre famille Genre Espèce Nom commun Passériformes Estrildidae Pytilia hypogrammica Beaumarquet à ailes jaunes
Lonchura striata Capucin domino estrilda troglodytes Bec de corail
Astrild cendré Fringillidae Serinus canaria Canari
Ansériformes Anatidea Branta canadensis Bernache du Canada Cygnus buccinator Cygne trompette
olor Cygne tuberculé ou cygne muet
Anas platyrhynchos Canard colvert Aix sponsa Canard carolin ou canard
branchu
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Résumé : Au début, la maladie n’était suspectée que chez les Psittaciformes. Aujourd’hui il est communément admis que de nombreuses autres espèces sont porteuses du bornavirus, et que certaines peuvent présenter les signes cliniques correspondants. Les perruches ondulées ne semblent pas touchées.
C. Tableau clinique
1. Symptômes
Généralités a.
La durée d’incubation et la gravité des signes cliniques sont extrêmement variables entre chaque individu et ne dépendent pas seulement de l’espèce. La durée d’incubation varie entre quelques jours à plusieurs années [62].En conditions expérimentales, des oiseaux ont montré des signes cliniques au bout de 9 jours minimum (début du picage sur tout l’abdomen) [45] jusqu’à 2 mois ou plus [53,56]. La forme clinique la plus commune de cette maladie est une émaciation chronique associée à un appétit conservé. Cependant de nombreux autres signes de dysfonctionnements digestifs et neurologiques peuvent être présents, avec différentes associations possibles. Des changements de comportement comme une diminution des vocalisations, des changements de reconnaissance du propriétaire ou du comportement de jeu, de l’agressivité même au sein d’un couple ont été rapportés[16]. Cependant aucun signe n’est pathognomonique de la PDD.
Présence de troubles digestifs, neurologiques, ou signant une maladie b.chronique
Les principaux signes cliniques sont pour la plupart des signes de troubles digestifs [139,169].
Troubles digestifs associés à la PDD. Tableau 7 :Très fréquents
Une maldigestion et une malassimilation, des selles contenants des graines non digérées, une diarrhée Des vomissements, des régurgitations (initiant la maladie, perpétuels ou intermittents) Une anorexie ou une polyphagie suivant le degré d’atteinte de la fonction intestinale Une perte de poids, une émaciation et une atrophie musculaire généralisée chez les adultes ; une baisse du taux de croissance chez les jeunes Une stase du jabot Une dilatation du proventricule et des intestins Une dilatation de l’abdomen Une impaction du proventricule
Fréquents Une colonisation et une infection secondaire du tube digestif par des bactéries Gram négatifs (la flore digestive est constituée principalement de bactéries Gram positif chez les oiseaux) ou par d’autres agents (fongiques par exemple)
Rares Des selles peu abondantes, des excréments polyuriques et bilieux
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Comparaison fèces normales et fèces avec présence de graines non Figure 10 :digérées (PDD).
Les principaux signes cliniques de PDD sont des signes de troubles digestifs. Etant donné la baisse des contractions digestives et l’absence de coordination de celles-‐ci, les graines ne sont plus digérées. Elles sont donc présentes en nature dans les fèces. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
Des signes impliquant le système nerveux central peuvent aussi être présents [7,44,62,161,164] :
Signes de l’atteinte nerveuse lors de PDD. Tableau 8 :Courants Cécité
Tremblements Mouvements anormaux de la tête (secouements), liés à un déficit neurologique (ou lié à un animal nauséeux) Ataxie modérée à sévère
Courants à rares
Réversion du sevrage, courant chez les jeunes et plus rare chez les adultes
Rares Perte de l’équilibre (ganglionévrite du nerf vestibulaire et des ganglions) Altération de la sensibilité d’un ou plusieurs membres Paralysie d’un ou plusieurs membres (rigide en flexion ou en extension) Décubitus sternal Faiblesse Convulsions Déficit proprioceptif et moteur se traduisant par des difficultés à rester perché avec parfois chute du perchoir
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Des symptômes communs de maladie chronique peuvent apparaître [16,30,62,83,94] :
- Plumage ébouriffé et plumes de mauvaise qualité. - Picage. - Abattement. - Mauvaise qualité des griffes et du bec. - Dyspnée et problèmes cardiaques si atteinte cardiaque de type myocardite. - Souffle cardiaque. - Infections secondaires.
Différentes formes c.
i. Forme aiguë
Cette forme touche plus souvent les jeunes. Les signes cliniques principaux sont [134] :
-‐ Faiblesse et léthargie. -‐ Vomissements. -‐ Détresse : tête penchée en arrière. -‐ Amaigrissement, chute de croissance chez le jeune. -‐ Yeux enfoncés. -‐ Troubles nerveux. -‐ Réversion du sevrage.
ii. Phase chronique
En phase chronique on observe le plus souvent [134] : -‐ Des ataxies. -‐ Un amaigrissement modéré : le bréchet est proéminant et les muscles pectoraux
sont atrophiés. -‐ Une maldigestion et malassimilation, des selles contenant des graines non
digérées. -‐ Des barres de stress visibles sur les régimes primaires des ailes et sur les plumes
de la queue.
Résumé : • Le temps d’incubation est extrêmement variable (de 9 jours à plusieurs
années). • Les signes cliniques classiques sont une émaciation chronique avec appétit
conservé et présence de graines non digérées dans les fèces. Tout signe digestif ou neurologique, ainsi que cardiaque, doit laisser suspecter la maladie. Cependant aucun signe n’est pathognomonique.
• L’affection est plutôt aiguë chez les jeunes, et chronique chez les adultes.
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2. Lésions
Autopsie a.
L’examen post-‐mortem est essentiel et représente la confirmation finale de la maladie. Plusieurs lésions sont couramment retrouvées [13].
i. Signes digestifs -‐ Les muscles pectoraux sont généralement atrophiés. -‐ Le jabot est parfois très dilaté. -‐ Le proventricule est rempli de nourriture non digérée et sa paroi est amincie : les
glandes digestives, normalement visibles à l’œil nu, ne sont plus discernables, la paroi est transparente.
-‐ Le ventricule et le duodénum présentent un élargissement marqué, contenant du gaz, avec un amincissement de la paroi. Le ventricule est modérément dilaté et flasque, avec un amincissement de la paroi. Le reste de l’intestin présente une dilatation aérique.
-‐ Dans certain cas il peut y avoir une rupture de la paroi du proventricule ou du ventricule avec présence de graines dans la cavité coelomique [159].
-‐ Un effacement important de l’isthme formant la jonction entre le proventricule et le ventricule peut être noté, compte tenu de la dilatation des deux compartiments [62].
-‐ Des élargissements du foie et de la rate sont parfois notés [134].
Photographie d’autopsie d’un psittaciforme émacié. Figure 11 :
Le bréchet est saillant, les muscles du bréchet sont atrophiés (la note d’état corporel (NEC) est de 1/5). Le tracé bleu représente la masse musculaire normale d’un oiseau ayant une excellente note d’état corporel (NEC = 3/5). Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
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Photographie d’autopsie d‘un Cacatoès de Ducorps suspect de PDD, Figure 12 :cavité abdominale.
Proventricule extrêmement dilaté, remplis d’aliments, de surface transparente. Photographies fournies par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
Photographie d’autopsie d‘un Cacatoès de Ducorps suspect de PDD, Figure 13 :proventricule et ventricule ouverts.
Proventricule dilaté, glandes non visibles (surface lisse) ; paroi musculaire ventriculaire extrêmement amincie ; isthme non visible. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
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Photographie d’autopsie d‘un perroquet Gris du Gabon suspect de Figure 14 :PDD, duodénum ouvert.
Présence de graine non digérées. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
ii. Signes neurologiques et cardiaques
Chez certains oiseaux présentant des signes cliniques neurologiques, du liquide transparent peut être retrouvé dans l’espace sub-‐arachnoïdien (0,2 à 1ml) [13].
Le cœur peut présenter une dilatation des ventricules et un amincissement de la paroi lors d’atteinte du myocarde [13].
iii. Prélèvements à fournir
Il faut fournir au pathologiste, pour une évaluation complète du patient, des prélèvements du tube digestif, du cœur, des glandes surrénales, du tissu issu du système nerveux périphérique et central. Les prélèvements doivent être fixés avec du formol pour l’examen histologique. Pour le diagnostic de l’infection par le bornavirus aviaire par RT-‐PCR, les éléments doivent être conservés à -‐ 20°C.
Résumé : À l’autopsie, les lésions visibles sont principalement :
• Une émaciation. • Une dilatation du jabot, du proventricule et du ventricule. • Les glandes du proventricule ne sont plus visibles à l’œil nu. L’isthme n’est
plus identifiable. • La paroi du ventricule est amincie.
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Histologie b.
i. Généralités de la forme classique digestive
Le diagnostic final de la PDD est histologique : une infiltration nerveuse par des cellules mononuclées (principalement par des lymphocytes, avec des macrophages et des hétérophiles) dans les nerfs splanchniques des tuniques musculaires du système digestif peut être observée. Le ganglion du plexus myentérique (plexus d’Auerbach) peut être fibrosé. Une déplétion des cellules nerveuses peut être notée. Le ganglion est entièrement ou partiellement infiltré par des cellules lymphocytaires. Ceci correspond à une ganglionévrite lymphoplasmocytaire myentérique. Des infiltrations lymphoplasmocytaires périvasculaires sont aussi présentes.
Dans certains cas une dégénérescence et une myosite multifocale lymphocytaire des muscles lisses des organes innervés par les nerfs atteints peut se présenter [131]. Des infiltrations focales et diffuses par des cellules mononucléaires peuvent aussi être trouvées dans le tissu conjonctif entre les faisceaux musculaires.
Photographie d’une coupe histologique du jabot d’un perroquet Gris Figure 15 :du Gabon atteint.
Infiltrations lymphoplasmocytaires nerveuses et périvasculaires. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
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Photographie d’une coupe histologique du ventricule d’un perroquet Figure 16 :Gris du Gabon atteint.
Infiltration lymphoplasmocytaire nerveuse entre les couches musculaires. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
Photographie d’une coupe histologique du ventricule d’un perroquet Figure 17 :Gris du Gabon atteint.
Nerf présentant une infiltration lymphoplasmocytaire. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
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ii. Atteinte détaillée des organes
La PDD est aussi caractérisée par la présence d'infiltrats lymphoplasmocytaires dans le reste du système nerveux des oiseaux touchés, ainsi que dans certains organes.
Une encéphalite non suppurative avec infiltrations lymphocytaires périvasculaires [130], une gliose et une neurophagie du tronc cérébral sont communes. Une myélite lymphoplasmocytaire asymétrique, une infiltration périvasculaire et une gliose de la moelle épinière ainsi qu’une radiculonévrite ont été observées chez certains oiseaux [52,169].
Les glandes surrénales et le cœur sont les principaux autres organes dans lesquels des lésions sont aussi visibles. Quelques cas d’uvéite, de pancréatite, de thyroïdite, et de dermatite impliquant les nerfs et les muscles érecteurs du poil [159] sont recensées.
Cerveau [13]
Des infiltrations non suppuratives peuvent être présentes dans le cerveau. Les cellules endothéliales des vaisseaux sanguins sont hyperplasiques et entourées par des amas lymphoplasmocytaires : formations de manchons lymphoplasmocytaires périvasculaires. Il peut y avoir aussi une prolifération des cellules gliales autour d’un neurone (gliose), et dans certains cas une démyélinisation autour des manchons cellulaires. Certaines cellules endothéliales et certains neurones montrent des vacuolisations cytoplasmiques.
Photographie d’une coupe histologique du cerveau d’un Gris du Figure 18 :Gabon atteint.
Présence d’un manchon lymphoplasmocytaire périvasculaire. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
Infiltration
Vaisseau
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Photographie d’une coupe histologique du cerveau d’un Gris du Figure 19 :Gabon atteint.
Gliose péri-‐neuronale : présence d’un amas de cellules gliale activée (gliose) autour d’un neurone. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
Cervelet [13]
Encadré 1 : Histologie du cervelet
Le cervelet est composé de trois zones entourant la substance blanche : -‐ la zone la plus interne est la couche granulaire, renfermant de nombreux
neurones granulaires, de petite taille. Ces neurones sont pourvus de petites dendrites. Leurs axones remontent dans la couche moléculaire et ont un trajet parallèle avant de former des synapses avec les dendrites des neurones de Purkinje.
-‐ la couche intermédiaire de Purkinje correspond à l’assise des cellules de Purkinje. Il s’agit de volumineux neurones, agencés de façon discontinue. Ces neurones ont de nombreuses dendrites, qui se ramifient dans l’assise moléculaire. Leur axone, unique, descend dans la substance blanche en traversant la couche interne
-‐ la couche moléculaire, la plus externe, est de faible cellularité. Elle renferme l’arborisation dendritique des cellules de Purkinje, et les axones des neurones granulaires. Ces dendrites et axones forment des synapses ensemble. Le cervelet reçoit des afférences supérieures établissant des connections avec les
dendrites des neurones granulaires et des neurones de Purkinje. Les axones des neurones de Purkinje traversent la couche granulaire, gagnent la substance blanche, afin d’établir des relais au niveau des noyaux gris.
Neurone Gliose
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Histologie normale du cervelet. Figure 20 :• 1 : Substance blanche • 2 : Couche granulaire. • 3 : Couche moléculaire. • Flèche noir : couche intermédiaire de Purkinje.
Zone d’infiltration de la couche moléculaire du cervelet chez un Figure 21 :perroquet Gris du Gabon atteint de PDD
Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
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Dans le cervelet les cellules de Purkinje sont plus ou moins nécrosées. Les noyaux de certaines cellules de Purkinje présentent des organismes éosinophiles pâles ressemblant à des corps d’inclusion. Des infiltrations lymphoplasmocytaires peuvent également être présentes au niveau de la couche moléculaire.
Moelle épinière [13]
Des infiltrations non suppuratives peuvent être présentes dans la moelle épinière. La substance blanche peut présenter des vacuolisations coalescentes et être spongieuse. Les axones sont hypertrophiés. La myéline est dégénérée et remplacée par de larges vacuoles. L’infiltration lymphoplasmocytaire périvasculaire peut être présente dans la matière grise et blanche ainsi que dans les ganglions associés et dans les racines nerveuses dorsales. Il peut y avoir de plus une gliose focale ou diffuse dans les racines dorsales avec ou sans lésion de la moelle épinière. Les lésions au niveau thoraco-‐lombaire sont plus sévères et plus souvent présentes que dans les autres régions.
-‐51-‐
Nerfs
Les infiltrations lymphoplasmocytaires, particulièrement évidentes dans les ganglions entériques, les plexus nerveux entériques, et dans le tractus gastro-‐intestinal antérieur, sont présentes dans le nerf brachial, le nerf vague et les nerfs sciatiques :
-‐ Présence de zones d’infiltration lymphoplasmocytaire focales ou multifocales dans les nerfs ainsi que dans tissu conjonctif adjacent.
-‐ Axone œdémateux. -‐ Dégénérescence de la myéline avec zone de digestion contenant des débris
eosinophiliques au niveau des axones myélinisés. -‐ Présence de manchons périvasculaires. Une ganglionévrite du nerf vestibulocochléaire et de son ganglion peut aussi se
produire, provoquant des otites internes [161]. L’inflammation des nerfs optiques entraine une cécité.
Photographie d’une coupe histologique d’un nerf optique d’un Figure 22 :Eclectus non atteint (1.) et d’un Gris du Gabon atteint (2.) de PDD.
(2) infiltrations lymphoplasmocytaires (certaines entourées en bleu). Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
1
2
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Cœur [13]
Dans le cœur les infiltrations lymphoplasmocytaires sont localisées au niveau des ganglions épicardiques. Chez certains oiseaux, ces infiltrations périvasculaires et neuronales s’étendent dans le tissu conjonctif interstitiel du myocarde, le plus souvent à proximité de l’épicarde. Il peut y avoir des zones focales de nécrose du myocarde associées. Le plexus nerveux intracardiaque au niveau du cœur droit est plus souvent touché que le gauche.
Photographie d’une coupe histologique du cœur d’un Cacatoès des Figure 23 :Moluques (Cacatua Molluccensis) atteint de PDD [13].
Infiltration lymphoplasmocytaire intense du ganglion cardiaque avec débris cellulaires indiquée par la flèche.
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Les glandes surrénaliennes [13,130]
Les surrénales présentent aussi des infiltrations diffuses dans les tissus de la médulla adjacents à la corticale. Les cellules inflammatoires peuvent aussi infiltrer le ganglion adjacent ainsi que le tissu conjonctif.
Photographie d’une coupe histologique des glandes surrénaliennes Figure 24 :d’un perroquet Gris du Gabon atteint de PDD.
Infiltrations lymphoplasmocytaires de la médulla indiquées par les flèches. Photographie fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederlands) et le Dr Gerry Dorrestein.
Résumé : Les signes microscopiques principaux sont :
-‐ Une infiltration lymphoplasmocytaire des nerfs et des muscles du système digestif et du cœur.
-‐ Une formation de manchons lymphoplasmocytaires périvasculaires. -‐ Une gliose. -‐ Une dégénérescence des neurones et des cellules de soutien du cerveau et du
cervelet. -‐ Des démyélinisations. -‐ Une vacuolisation de la substance blanche. -‐ Des ganglionévrites. -‐ Une dégénérescence et une myosite multifocale lymphocytaire des muscles
lisses des organes innervés par les nerfs atteints -‐ Une infiltration lymphoplasmocytaire de la médulla des glandes
surrénaliennes.
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III. Historique et répartition de la maladie
A. La découverte de la maladie
La maladie de dilatation du proventricule fut découverte en 1977 par Stoddard, sur des Aras importés de Bolivie aux Etats-‐Unis et en Europe [148].
À la fin des années 1990 elle semblait atteindre principalement les jeunes Ara ararauna et Ara chloroptera mais plusieurs autres espèces étaient également atteintes. Elle était principalement caractérisée par des signes gastro-‐intestinaux et de l’émaciation. La maladie été alors appelée « Macaw wasting syndrome » (syndrome de dépérissement des aras) ou « Macaw Fading Syndrome ». D’autres noms lui ont été donnés en rapport avec ses caractéristiques histopathologiques : « Infiltrative Splanchnic Neuropathy », « Myenteric Ganglioneuritis and encephalomyelitis of Psittacines », « Neuropathic Gastric Dilatation » [36,73].
Une origine virale était déjà supposée, malgré le fait qu’aucun virus n’ait encore été isolé. Sa composante auto-‐immune était aussi supposée, sachant que des injections de stéroïdes amélioraient temporairement l’état clinique [148].
B. Répartition géographique Depuis son importation de Bolivie, de nombreux cas ont été rapportés en Europe,
aux Etats-‐Unis, au Canada et au Royaume Uni [36,156]. La maladie de dilatation du proventricule a été rapportée en 2014 en Australie, en Amérique Latine, au Japon, en Afrique ainsi qu’en Moyen-‐Orient [142].
En Australie, la maladie n’était pas rapportée au début de l’épizootie [95]. Le premier cas découvert dans ce pays était un Ara chloroptera importé légalement en 1993. En 2006, Bob Doneley a rapporté 5 cas de PDD confirmés par histologie et un cas suspect dans le sud-‐est du Queensland [36,39].
Au Japon le premier cas de PDD (démontré par histologie) associé avec une infection par le bornavirus aviaire appartenant au génotype 2 (démontré par PCR) a été rapporté chez une femelle Cacatua sulphurea citrinocristata âgée de 5 mois, née et élevée à la main au Japon (enlevée du nid et élevée par des humains, sans contact avec ses parents : les humains prennent le rôle des parents) [115].
En Afrique du sud, la PDD a longtemps été suspectée chez les Psittaciformes natifs. En 2012 le bornavirus aviaire du génotype 4 a été mis en évidence par PCR chez 3 Ara ararauna résidant dans ce pays et présentant les signes cliniques et histologiques de la PDD. Des marquages immuno-‐histochimiques ont révélé la présence du bornavirus dans les neurones, les cellules gliales, les nerfs et les ganglions du plexus myentérique, ainsi que dans les muscles lisses du tractus gastro-‐intestinal [86].
Au Brésil, la présence du bornavirus aviaire a été mise en évidence en 2012 [111].
C. Etat des lieux en France D’après les données fournies par le laboratoire NOIVBD du docteur Gerry
Dorrestein, la répartition du bornavirus aviaire, principal agent suspecté à l’origine de la PDD, est similaire à la répartition internationale. Entre 2010 et 2014, sur 634 oiseaux testés en France, 15,77% été positifs. Les espèces les plus testées pour la PDD en France sont les Aras, les Gris du Gabon, les Cacatoès et les Amazones.
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Pourcentage d’oiseaux positifs testés par espèce. Tableau 9 :Espèce Pourcentage de positifs Cacatoès 27 Gris du Gabon 17 Amazones 16 Aras 15 Pionus 15 Poicephalus (petits perroquets africains) 12 Conures 11 Eclectus 8 Inséparables 0 Loris et Loriquets 0 Perruches 0 Papegeai maillé 0 Pionites 0 Touraco à huppe splendide 0 Inconnus 17 Total général 16
Proportion d’oiseaux testés par espèce. Figure 25 :
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Résumé : Depuis sa découverte en Bolivie en 1977, la maladie s’est étendue mondialement. Cela est surement à mettre en relation avec le commerce mondialisé des Psittaciformes. De plus, la prévalence de l’agent étiologique suspecté (le bornavirus aviaire) est autour de 15% au niveau mondial. La prévalence en France est dans les même valeurs.
IV. Recherche étiologique
A. De multiples virus suspectés avant 2008
La maladie est connue depuis 1977. Son épidémiologie, sa nature apparemment infectieuse ainsi que ses lésions histologiques laissaient déjà penser à une origine virale [73,148].
Une origine virale 1.
De nombreux chercheurs ont tenté d’identifier le virus causant la PDD avec des méthodes de virologie standard telles que la culture cellulaire et la microscopie électronique.
La présence de particules de type adénovirus fut démontrée par la présence de corps d’inclusion intranucléaire dans les reins d’un oiseau atteint en 1985 [56].
La présence de particules de type paramyxovirus fut démontrée par la présence de corps d’inclusion et dans les neurones de la moelle épinière ainsi que dans un ganglion nerveux viscéral d’un autre oiseau atteint en 1985. Cela a confirmé la possibilité d’une étiologie virale [56].
Le virus de l’Encéphalite Equine de l’Est 2.
En 1991, un virus fut identifié chez des jeunes Aras souffrant de distension abdominale et d’ascite, dans un élevage dans lequel sévissait la PDD : cette affection fut nommée chez ces jeunes, en se basant sur les lésions microscopiques, « sérosite virale aviaire » (AVS) [46]. Plus tard ce virus a été identifié comme le virus de l’Eastern Equine Encephalitis (EEE) : il était alors suspecté être à l’origine de l’AVS et de la PDD, malgré le fait qu’il soit retrouvé principalement à l’Est des Etats-‐Unis, tandis que la PDD se retrouve sur tout le territoire nord américain mais aussi au Canada et en Europe. Les lésions d’autopsie observées en dehors de l’ascite sont une hépatomégalie et un œdème des poumons. Le liquide abdominal coagule après exposition à l’air. Il possède une densité supérieure à 1,017 et une faible cellularité. À l’histopathologie une dégénérescence et une nécrose hépatique, une pneumonie interstitielle et de l’œdème, une inflammation généralisée des séreuses, une nécrose lymphoïde de la bourse de Fabricius, une myocardite, et finalement une myosite des muscles striés peuvent être présentes [46].
Ce virus était transmissible expérimentalement aux poules et déclenchait des signes cliniques et des lésions similaires à l’AVS. Des anticorps dirigés contre ce virus ont été détectés chez les poules infectées, mais pas chez les jeunes présentant l’AVS ni chez d’autres oiseaux décédés de PDD [46]. Chez les adultes, l’inoculation du virus de l’EEE par voie intramusculaire cause de la diarrhée, de la polyurie et l’émission de graines non digérées. Puis les animaux deviennent séropositifs et guérissent, en restant asymptomatiques pendant plus de 12 mois après l’infection [138].
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Cependant cette hypothèse a été écartée par des recherches ultérieures[54,56,159]. En effet les anticorps dirigés contre le virus de l’EEE n’ont pas été détectés dans un groupe de perroquets morts de PDD [46]. De la même manière, une étude menée sur 17 perroquets atteints de PDD a montré que seulement deux d’entre eux possédaient des anticorps anti-‐EEE [160]. De plus la prévalence de l’EEE est similaire chez les oiseaux atteints de PDD et chez les oiseaux sains [138]. Aussi les oiseaux infectés par ce virus présentent les signes cliniques de la PDD, mais en guérissent, contrairement à l’atteinte chronique progressive de la PDD [138]. Tout cela suggère que le virus de l’EEE, cause de la sérosite virale aviaire, n’est pas à l’origine de la maladie de dilatation du proventricule.
Encadré 2 : Le virus de l’Encéphalite Equine de l’Est
Le virus de l’Encéphalite Equine de l’Est appartient à la famille des Togaviridae, du genre Alphavirus : c’est une arbovirose. Elle touche les chevaux, l’homme et a aussi été décrite chez le faisan. La mortalité est d’un tiers, et la moitié des survivants présente des séquelles neurologiques. Les espèces réservoirs sont de nombreuses espèces d’oiseaux. Les vecteurs sont des moustiques. L’homme et le cheval sont des culs-‐de-‐sac épidémiologiques car leur virémie et faible.
Pathogénie : Le virus est inoculé par un vecteur. Différentes phases se succèdent :
• Phase d’incubation durant 2 à 5 jours. • Phase primaire (4-‐5 jours) de virémie : état fébrile modéré (de 1,5-‐2°C) ou sans
symptômes. • Phase secondaire : la virémie disparaît et le virus se localise dans les organes cibles
(tissus nerveux principalement). Les symptômes sont ceux d’une encéphalite et d’une myélite diversement associées et d’intensité variable : trouble du comportement (dépression/excitation), mouvements forcés ou anormaux (tourne en rond, poussée au mur), atteintes de différents organes des sens (surdité, cécité), incoordination motrice et paralysie (spastique ou flasques) avec décubitus, incontinence et modifications de la sensibilité cutanée.
• Phase tertiaire : aggravation et mort en environ 20 jours ou guérison avec séquelles après une longue phase de convalescence. Les anticorps apparaissent au bout de 4 à 5 jours, et les anticorps neutralisants persistent toute la vie de l’animal. D’autres formes évolutives sont possibles :
• Des formes suraiguës (incubation très courte de 12-‐72h et sans signes nerveux) : syndrome fébrile marqué et brutal avec troubles digestifs associés (diarrhée, colique) et un purpura, évoluant rapidement vers la mort.
• Forme subaiguë : évolution plus lente laissant fréquemment des séquelles. • Forme frustre : signe nerveux peu marqués (vertiges) et fièvre isolée. • Forme inapparente : très fréquente avec production d’anticorps
Lésions Les lésions macroscopiques et microscopiques sont discrètes et peu caractéristiques : septicémies, congestion, œdèmes et hémorragies. Similitude avec la PDD
Le virus se localise dans le tissu nerveux et les signes cliniques sont neurologiques et digestifs.
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Un Paramyxovirus 3.
Encadré 3 : La sous famille des paramyxovirinae, généralités
La sous-‐famille des paramyxovirinae fait partie de la famille des Paramyxoviridae de l’ordre des Mononegavirales. Ce sont des virus enveloppés, à ARN monocaténaire négatif. Les paramyxovirus aviaires appartiennent au genre avulavirus et sont numérotés de 1 à 9 : le paramyxovirus de type 1 est le virus de la maladie de Newcastle.
Structure Le virion est sphérique de 100 à 500nm de diamètre. Il est fragile et de forme
variable lors de l’observation au microscope. La capside a une symétrie hélicoïdale. Propriétés physicochimiques Ce sont des virus fragiles. En effet, ils sont sensibles aux U.V, à la chaleur, aux
solvants pour lipides, aux rayons X et aux désinfectants. Une des exceptions est le virus de la maladie de Newcastle (maladie des volailles) qui résiste à la dessiccation, au froid, à la putréfaction et à la lumière. Il est cependant facile de l’inactiver (56°C pendant 3h ou 60°C pendant 30min, pH acide, utilisation de désinfectants classiques).
Les propriétés antigéniques Certaines protéines jouent un rôle important dans la réponse antigénique. Une
primo-‐infection ou une infection « non létale » permet de s’immuniser contre les infections futures. La vaccination est donc efficace.
Cycle de réplication Le cycle est classique. Le virus se fixe sur la cellule grâce à un récepteur cellulaire
(une mucoprotéine) et l’ARN passe dans le cytoplasme. Une partie de l’ARN (–) va être répliquée grâce à un complexe de transcription viral qui permet la transcription en un brin positif, ensuite répliqué par la machinerie cellulaire en un brin négatif. Une autre partie sera traduite en protéines. Les ARN et les protéines vont s’assembler pour former des virions qui sortiront de la cellule.
Propriétés biologiques La transmission est horizontale, très souvent directe et par voie aérienne
(aérosols) et orale. Il n’existe aucun vecteur connu, ni biologique, ni mécanique. La voie d’entrée des virus est le tractus respiratoire. C’est également le site de multiplication primaire mais certains virus ont la capacité de migrer et donc d’avoir une action systémique. La transmission verticale est possible mais rare avec les souches vélogènes.
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Encadré 4 : Les paramyxovirus aviaires en pratique [48]
Les paramyxovirus (1 à 9) ont tous un spectre d’espèces hôtes différents. L’animal peut être asymptomatique ou présenter une atteinte respiratoire, digestive ou nerveuse suivant le virus (1 à 9), la souche virale, et l’espèce [48]. L’atteinte respiratoire consiste en une rhinite, une conjonctivite, des éternuements, de la dyspnée, du coryza. L’atteinte digestive mène à une diarrhée. L’atteinte nerveuse est marquée par une ataxie, une paralysie ou parésie des membres, une ataxie, un port de tête anormal (torticolis), des tremblements, un opisthotonos et une marche circulaire.
Les paramyxovirus aviaires, leurs hôtes et les signes cliniques Tableau 10 :associés.
Virus Hôte naturel Signes cliniques PMV1 Toutes espèces Suivant la souche virale et l’espèce, atteinte
nerveuse, digestive, respiratoire. Mortalité plus ou moins importante.
PMV2 Passériformes, Psittaciformes, poules, dindes, rallidés
Signes respiratoires modéré. Emaciation, pneumonie, trachéite mucoïde et mortalité chez les Psittaciformes.
PMV3 Poules, dindes, Psittaciformes, Passériformes
Conjonctivite, diarrhée jaunâtre, dyspnée. Lésions oculaires possibles chez les perroquets Gris du Gabon. Conjonctivite chez les Passériformes. Atteinte neurologique chez les Psittaciformes.
PMV4 Canards, oies, rallidés, poules et dindes Aucun. PMV5 Perruches ondulées Signes digestifs (diarrhée aigue) respiratoires
(dyspnée) et nerveux (torticolis). PMV6 Canards, oies Chute de ponte et atteintes respiratoire chez
les dindes (hôte secondaire). Aucun chez les autres.
PMV7 Colombiformes Aucun. Atteinte respiratoire modérée chez les dindes (hôte secondaire).
PMV8 Canards, oies Aucun. PMV9 Canards domestiques Aucun.
Lésions macroscopiques À l’autopsie, des signes de septicémie ainsi que des pétéchies et des hémorragies sont présentes. Une entérite hémorragique nécrosante peut être présente et au niveau du système nerveux, une hypérémie est notable. Histopathologie Une nécrose de la muqueuse intestinale, des tissus lymphoïdes et du foie peut être observée. Une entérite et une trachéite hémorragique peuvent être également présentes. Au niveau du système nerveux, une encéphalite non purulente, une gliose multifocale, une neurophagie, la formation de manchon périvasculaire lymphocytaire ainsi qu’une dégénérescence neuronale et des gaines de myéline peuvent être visibles.
Similitude avec le bornavirus - ARN monobrin négatif, structure, fragilité - Signes cliniques neurologiques et digestifs similaires - Lésions microscopiques similaires
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En 1986, des chercheurs allemands ont mis en évidence par microscopie électronique des particules virales pléomorphes de taille variable (30-‐250nm) dans les tissus d’oiseaux affectés par la PDD : ces particules semblaient susceptibles d’appartenir au genre des paramyxovirus aviaires [73].
Le paramyxovirus aviaire de sérotype 1 (proche de la souche vaccinal Hitchner B1) a été isolé de la moelle épinière de 60% d’un groupe de perroquets atteints de PDD. Cependant ces isolats montraient une très faible pathogénicité et la maladie n’a pas pu être reproduite chez des perroquets Gris du Gabon après inoculation [58].
De 2004 à 2008, une étude a régulièrement entrepris une biopsie de jabot et un test sérologique APMV-‐1 (Avian Paramyxovirus-‐1) chez 46 Aras de Spix. La sensibilité du test sérologique était seulement de 22,3%. Aussi, l’infection par le paramyxovirus-‐1 n’était pas persistante chez certains oiseaux, alors que la PDD est une maladie incurable [28]. Ainsi le doute sur cet agent est toujours présent.
D’autres virus 4.
D’autres virus ont été sporadiquement retrouvés dans les tissus ou les excrétions des oiseaux affectés : des virus proches des adénovirus, des entérovirus, des coronavirus [50] et des réovirus [54].
Cependant les oiseaux atteints de PDD n’ont pas d’anticorps détectables contre le paramyxovirus (sérotype 1, 2, 3, 4, 6 et 7) ni contre l’herpesvirus de la maladie de Pacheco, le polyomavirus aviaire ou le virus de l’encéphalite aviaire [56].
Systématiquement, un virus enveloppé de 80nm de diamètre a été isolé par microscopie électronique à partir des fèces d’oiseaux affectés, et un virus similaire a été isolé de tissus d’oiseaux atteints en utilisant une culture de cellules embryonnaires de Ara [56,140]. Ce virus a d’abord été suspecté être un alphavirus, mais cette hypothèse a été écartée. Des inoculations d’homogénats tissulaires d’un oiseaux atteint contenant ce virus a permis de reproduire la maladie chez plusieurs Psittaciformes [54,56]. Les oiseaux non atteints de PDD ne présentaient pas ce virus ni dans les fèces et ni dans les homogénats tissulaires (vus par microscopie électronique) [57].
B. Le bornavirus aviaire isolé en 2008 En 2008, deux équipes indépendantes ont isolé un bornavirus aviaire chez des
oiseaux atteints de PDD. Ce virus n’était pas présent chez les animaux sains. L’équipe de Honkovuori a détecté un bornavirus aviaire du cerveau, du
proventricule et des glandes surrénaliennes de 3 oiseaux atteints de PDD, et a confirmé cela par RT-‐PCR. Le virus était absent chez les 4 autres oiseaux non affectés [66].
Simultanément l’équipe de Kistler a détecté un bornavirus aviaire chez 5/8 oiseaux atteints de la PDD en utilisant la technologie des puces à ADN, et aucun chez 8 oiseaux non affectés [78].
Depuis, de nombreuses recherches ont été effectuées et incriminent cet agent dans l’étiologie de la maladie.
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V. Etude du bornavirus comme agent étiologique de la PDD
A. Les Bornavirus
Généralités 1.
Historique a.
La maladie de Borna est un syndrome neurologique infectieux causant une encéphalomyélite chez les animaux homéothermes : elle porte le nom de la ville de Borna près de Leipzig en Allemagne, dans laquelle la maladie a sévit de manière enzootique chez les chevaux [93].
Au début du vingtième siècle des expériences de transmission par inoculation d’homogénat de cerveau d’animaux malades chez des chevaux, mouton, lapin, cochons d’inde, rats, poules et singes ont permis d’établir le caractère infectieux de la maladie de Borna. En 1909 une équipe a identifié des corps d’inclusion intranucléaires caractéristiques dans les cerveaux d’animaux atteints : cela permit la mise en place du premier diagnostic et démontra la localisation intranucléaire de l’agent causal [91]. D'autre part, il a été montré que cet agent était sensible aux détergents, aux solvants organiques et aux ultraviolets. Ces résultats, ainsi que des expériences de filtration ont démontré que la maladie de Borna était causée par un virus enveloppé.
Dans les années 1980 son potentiel zoonotique fut avancé : en effet chez les rats atteints, la maladie provoque une hypermotilité et une excitabilité suivie par une dépression de la locomotion ainsi que des troubles psychomoteurs. Certains ont alors pensé que la schizophrénie décrite chez l’Homme pourrait avoir la même origine [91]. Une étude a rapporté que des sérums de personnes souffrantes de bipolarité étaient réactifs avec les lignées de cellules infectées. L’agent de la maladie de Borna a alors été caractérisé grâce à l’analyse moléculaire dans les années 1990, et nommé bornavirus, 70 ans après que la nature virale soit prouvée. Cependant à l’heure actuelle, le possible lien entre l’infection humaine et des maladies psychiatriques est encore controversé.
Aujourd’hui, bien que cette maladie soit sporadique en Europe centrale (Allemagne, Suisse, Autriche, et Lichtenstein), sa distribution semble être mondiale (Europe du Nord, Etats-‐Unis, Iran, Israël et Japon) malgré une prévalence moins élevée. Le virus est endémique dans certains élevages de chevaux ou de moutons dans lesquels il sévit sous la forme d’une méningo-‐encéphalite non purulente chez ces deux espèces [92].
Le virus b.
Les bornavirus sont des virus de la classe V (classification de Baltimore), de l’ordre des Mononegavirales, de la famille des Bornaviridae. Ils font partie du même groupe que les virus de la stomatite vésiculeuse et de la rage (Rhabdoviridae), le virus de la rougeole (Paramyxoviridae), et les virus d’Ebola et de Marburg (Filoviridae).
Le virus est à tropisme nerveux, cible les neurones et persiste dans les cellules sans les détruire.
Morphologie virale 2.
Les virions sont des particules sphériques enveloppées de 70 à 130 nm de diamètre.
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L’enveloppe virale est formée d’une bicouche lipidique présentant la glycoprotéine virale sous deux formes : gp84 et gp43 (p29 chez les bornavirus aviaires). La protéine matricielle (M, p16 chez les bornavirus) est présente sous cette enveloppe. À l’intérieur de la particule virale se trouve la ribonucléoparticule (RNP ou complexe de réplication) composée de l’ARN génomique et des protéines virales indispensables à la réplication : la polymérase (L), la phosphoprotéine (P, p24 chez les bornavirus aviaires) et la nucléoprotéine (N, p40 chez les bornavirus aviaires). Une autre protéine (X, p10) est présente dans le virus, mais son rôle est encore incertain.
Schéma du virion des bornavirus [162]. Figure 26 :Les bornavirus sont des virus sphériques enveloppés de 70 à 130 nm de diamètre. L’enveloppe virale est formée d’une bicouche lipidique présentant la glycoprotéine virale P. La protéine matricielle M est présente sous cette enveloppe. L’ARN négatif est lié aux protéines N (nucléoprotéine), P (phosphoprotéine) et L (polymérase) : ils forment ensembles la ribonucléoparticule (RNP ou complexe de réplication). La protéine X n’est pas représentée sur ce schéma : son rôle n’est pas complétement élucidé.
Organisation génomique 3.
L’organisation génomique est semblable à celle des autres Mononegavirales. Ce sont des virus enveloppés à ARN négatif monobrin linéaire, non segmenté, inclus dans un virion sphérique.
Le génome a une longueur d’environ 89000 nucléotides et possède des extrémités 3’ et 5’ complémentaires entre elles. Ce génome est compact : 99,4% des nucléotides sont transcrits en ARNs subgénomiques. Seulement 55 des 8910 nucléotides (souche V) ne sont pas retrouvés dans les transcrits viraux primaires [91]. La taille du génome est réduite comparée aux autres virus à ARN négatif malgré un nombre de protéines codées similaire aux autres Mononegavirales.
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Au moins six cadres de lecture ouverts ont été caractérisés (ORFs). Ils codent de 5’ en 3’ sur l’antigénome pour les protéines suivantes retrouvées chez les autres Mononegavirales : la nucléoprotéine p40 (N) et la phosphoprotéine p23 (P) (p24 chez les bornavirus aviaires), constituants majeurs de la nucléocapside, la protéine de matrice p16 (M), la glycoprotéine d’enveloppe p57 (G) (p29 chez les bornavirus aviaires) et l’ARN polymérase ARN dépendante p190 (L). Un cadre de lecture inclus dans celui de la protéine P code pour la protéine p10 (X).
Les bornavirus présentent une grande stabilité génomique. Un grand degré de conservation est présent entre les différents virus isolés suivant la zone géographique et les espèces animales hôtes. Ils disposent d’une faible flexibilité génétique, qui peut être mise en relation avec la compacité de leurs génomes.
Chevauchement des unités de transcription et épissage 4.
Les ARNm transcrits sont de polarité positive. Il sont polyadénylés et sont traduits par la machinerie cellulaire. Le génome présente trois signaux de transcription (S1-‐S3) et cinq signaux de terminaisons (T1-‐T4 et T6).
L’utilisation de l’épissage et du chevauchements des unités de transcription permettent d’exprimer au moins six transcrits à partir d’un génome de taille réduite par rapport aux autres Mononegavirales.
Les protéines virales 5.
ARN génomique viral et emplacement des gènes codant pour les Figure 27 :protéines.
L’ARN génomique viral est un ARN monobrin négatif. N : nucléoprotéine ; P : phosphoprotéine ; M : protéine de matrice, G : glycoprotéine ; L : ARN polymérase ; X : protéine X. Plus les gènes des protéines se situent vers l’extrémité 3’, plus ils sont produits en grande quantité.
La nucléoprotéine N (p40) a.
La nucléoprotéine N est abondamment exprimée dans les cellules et les tissus. Elle encapside l’ARN génomique du virus et s’associe avec la protéine P : ce sont les composants majeurs des complexes ribonucléoprotéiques viraux (RNP). Ces RNP ont des rôles multiples : elles protègent le génome des RNases cellulaires et participent à la réplication du génome, ainsi qu’au transport intracellulaire et à l’assemblage des particules virales. La protéine N contient un signal de localisation nucléaire (NLS) et un signal d’exportation du RNP (NES). Elle existe sous deux isoformes, l'une d'un poids moléculaire de 40 kDa et l'autre de 38 kDa (p40N et p38N) : ces deux isoformes diffèrent en longueur de 13 acides aminés à l’extrémité N-‐terminale. Seul l’isoforme p40 possède le NLS car celui-‐ci est contenu dans sa partie N-‐terminale.
La séquence NES chevauche le site d'interaction décrit entre les protéines N et P. Ainsi l'export nucléaire de la protéine N est bloqué lorsque la protéine P est coexprimée. La protéine N a donc deux rôles contradictoires (localisation et exportation nucléaire à
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la fois). Ceci confirme le rôle primordial que semble jouer la protéine N dans le transport nucléo-‐cytoplasmique des RNP virales [81].
La phosphoprotéine (Protéine P, p23) b.
Tout comme les autres phosphoprotéines des virus appartenant au Mononegavirales, la protéine P constitue une unité structurelle centrale au niveau du complexe polymérase : elle se lie aux protéines N, L, et X ; elle contient 2 NLS, et pourrait contribuer aux interactions protéine/protéine pour la localisation nucléaire de la protéine X et de l’isoforme 38kDa de la protéine N.
La protéine X (p10) c.
Cette protéine semble réguler le passage transnucléaire des produits viraux comme les ARN non épissés et les particules de la ribonucléoprotéine. Elle est également impliquée dans la régulation, par inhibition, de la polymérase virale, grâce à ses interactions avec la protéine P, et est anti-‐apoptotique [128,129]. La régulation de son expression implique l’interaction entre certaines protéines cellulaires et son ARNm [91]. Cette protéine n’a pas d’homologue chez les autres virus à ARN négatif non segmenté.
La protéine de matrice (protéine M, p16) d.
La protéine M est la protéine de matrice du BDV (virus de la maladie de Borna), et est impliqué dans le bourgeonnement et l’assemblage des virions, en recrutant les constituants viraux [82,121].
La protéine d'enveloppe (protéine G, p57) e.
La glycoprotéine d’enveloppe est présente à la surface du virion : elle joue un rôle dans la maturation, l’assemblage et le bourgeonnement des particules virales.
Les glycoprotéines sont essentielles pour l'infection d'une nouvelle cellule par le virus en permettant la fixation du virus à un récepteur se trouvant sur la membrane cellulaire. Dans le cas du BDV le récepteur reste encore indéterminé. Les glycoprotéines sont les seules composantes virales à être exposées au milieu extérieur et sont par conséquent sensibles à l'action des anticorps.
La polymérase (protéine L, p190) f.
La réplication et la transcription du génome du BDV se déroulent dans le noyau de la cellule infectée. La polymérase virale est donc également localisée dans le noyau.
Propriétés physico-‐chimiques 6.
La densité de flottaison des particules virales purifiées est comprise entre 1,16g/cm3 et 1,22g/cm3. Le virus de la maladie de Borna est sensible aux solvants organiques, aux détergents, ainsi qu’aux ultraviolets [91]. Il est aussi détruit par un pH inférieur à 5 ou supérieur à 12 [92]. Cependant, malgré sa nature de virus enveloppé, il est plutôt résistant dans le milieu extérieur. En effet le caractère infectieux est détruit par chauffage de 3 jours à 56°C ou de 5 jours à 37°C [92]. De plus il peut résister plus de 8 ans en milieu sec [91].
Cycle viral et réplication 7.
Adsorption du virus et entrée dans le noyau a.
Les bornavirus pénètrent dans la cellule par endocytose, grâce à la liaison de la glycoprotéine G sur un récepteur inconnu à ce jour.
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Le mécanisme permettant l’entrée des RNP dans le noyau n’est pas encore connu : le passage passif n’est pas possible étant donné la taille des RNP supérieure à celle des pores nucléaires (44kDa) : il doit exister un mécanisme de transport actif.
Réplication et transcription b.
La réplication et la transcription sont similaires à celles des autres Mononegavirales. Cependant, de nombreuses singularités sont à soulever, du fait de la localisation nucléaire atypique et de la taille réduite du génome.
Ce génome est d’abord transcrit en ARNm, et répliqué en un antigénome de polarité positive, permettant la génération de génome de polarité négative. La réplication et la transcription se déroulent dans le noyau.
Les protéines N P et L sont essentielles et suffisantes pour la transcription et la réplication du génome viral : les RNP se rassemblent et forment les unités de réplication et de transcription virale appelées vSPOT.
i. La transcription
Elle se fait de manière orientée de l’extrémité 3’ vers l’extrémité 5’[157] : les transcrits situés le plus en 3’ du génome sont plus fréquents dans les cellules infectées .
Les transcrits synthétisés sont épissés, coiffés et polyadénylés comme les autres ARNm cellulaires.
ii. La réplication
La polymérase néosynthétisée forme un complexe de réplication avec les protéines N et P ignorant les sites de terminaison de la transcription situés au niveau des régions intergéniques, et réplique dans un second temps l’ARN génomique viral en un ARN antigénomique complet de polarité positive, l’initiation se faisant au niveau de l’extrémité 3’.
L’ARN positif néosynthétisé sert alors de matrice pour la synthèse des génomes viraux de polarité négative, qui seront ensuite encapsidés.
Assemblage, relargage et dissémination c.
Les étapes ultérieures à la réplication et à la transcription virale sont mal connues. Une fois les protéines virales de la RNP synthétisées, elles pourraient retourner
dans le noyau grâce à leurs séquences NLS pour former avec les nouveaux ARN génomiques les RNP.
Concernant l’assemblage, de nombreuses interrogations subsistent, et un assemblage au niveau du noyau serait possible.
Les mécanismes permettant le passage viral d’une cellule à l’autre est inconnu. Très peu de particules virales libres sont synthétisées. Les particules virales libres étant très peu nombreuses, la dissémination se ferait de proche en proche principalement. Le transport viral serait axonal et transsynaptique.
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Schéma du cycle de réplication viral [84]. Figure 28 :La réplication et la transcription du virus sont nucléaires. Le site d’assemblage des virions reste à ce jour inconnu. Sur le schéma : (N) la Nucléoprotéine, (P) la Phosphoprotéine, (L) la Polymérase L, (gp84, gp43) les différentes formes de maturation de la glycoprotéine, (RNP) la Ribonucléoparticule.
Résumé : - Les bornavirus font partis de la classe V (classification de Baltimore), de l’ordre des
Mononegavirales, de la famille des Bornaviridae. - Ce sont des particules sphériques enveloppées de 70 à 130nm de diamètre, à ARN
monobrin de polarité négative. - Plusieurs protéines virales existes, citées par ordre décroissant en fonction de leur
expressions : la nucléoprotéine N, la protéine p10 X et la phosphoprotéine P, la protéine de matrice M, la glycoprotéine d’enveloppe G, et l’ARN polymérase L.
- La réplication et la transcription se déroulent dans le noyau. - Ce virus est relativement sensible dans le milieu extérieur. - Une réactivité croisée est possible entre les sérums des chevaux infectés par le BVD
et les antigènes de l’ABV et inversement.
B. Les Bornavirus chez les espèces non aviaires L'infection naturelle est rencontrée principalement chez les chevaux chez qui elle a
était initialement décrite [92]. La maladie de Borna a aussi été rapportée chez les moutons, les bovins, les lamas, les chats, les chiens, et les autruches. Expérimentalement,
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l’infection a été reproduite chez les lapins et les primates. Ainsi tous les animaux homéothermes pourraient être atteints.
Pour la première fois une étude récente réalisée par un laboratoire vétérinaire a mis en évidence la présence de 6 renards positifs pour l’ARN du BDV sur le territoire français, en utilisant la technique de la RT -‐ PCR nichée. Le renard pourrait donc être un vecteur du virus ou même un réservoir [27].
C. Pathogénie
Voie d’entrée et dissémination du virus 1.
Le mode de transmission est encore mal compris. Un animal sain vivant au contact d’un animal malade peut être infecté : la transmission horizontale est donc possible. La principale voie de transmission est la voie aérienne (olfactive, intranasale) : les cellules olfactives, les fibres nerveuses olfactives puis le bulbe olfactif présentent tour à tour les antigènes viraux suite à une infection [91]. De plus la voie intranasale est efficace chez les chevaux. Ils présentent de l’inflammation et de l’œdème des voies respiratoires dans les premiers stades de la maladie[93]. Le virus a été isolé par PCR dans les sécrétions salivaires, nasales et les liquides conjonctifs.
La transmission par voie hématogène est potentiellement possible [91], étant donné la présence d’antigènes (ARN et protéines) viraux dans les leucocytes circulants [27].
Un cas de transmission verticale du BDV a été rapporté chez une jument [63] : les cerveaux de la mère et du fœtus étaient positifs pour l'ARN du BDV par PCR. La transmission verticale du BDV a été confirmée expérimentalement chez la souris [116]. Cela semble indiquer qu'une transmission verticale du BDV soit également possible lors d’infections naturelles.
Cellules cibles 2.
De nombreux types de lignées cellulaires et de nombreuses espèces peuvent être infectés. Cependant la production virale est plus efficace dans les cellules nerveuses.
In vivo les bornavirus infectent préférentiellement les neurones du système limbique en particulier au niveau de l’hippocampe : des corps d’inclusions de Joest-‐Degen situés dans le noyaux des cellules infectées, spécifiques des bornavirus, peuvent être visibles à l’analyse histopathologique. Cependant ils ne sont pas systématiquement présents[93].
Le virus se propage à travers le système nerveux central, le système nerveux périphérique et le système nerveux autonome en infectant les neurones, les cellules gliales (les astrocytes, les oligodendrocytes, les cellules de Schwann) et les cellules épendymaires dans le système nerveux central, mais aussi les ganglions sensoriels et autonomes ainsi que les nerfs des organes [91,92].
L’infection in vitro et in vivo n’est pas associée avec des effets cytolytiques.
Signes cliniques 3.
Les manifestations cliniques dépendent de l’espèce atteinte ainsi que de la souche virale. L’intégrité et l’intensité de la réponse immunitaire de l’hôte sont aussi à prendre en compte.
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Signes cliniques chez les chevaux [135] a.
La période d’incubation varie entre 2 semaines et quelques mois.
i. Forme asymptomatique
Il a longtemps était supposé que l’infection était toujours suivie de signes cliniques. Cependant, de nombreux animaux présentant des anticorps anti-‐BVD sont cliniquement sains, et les coupes de leurs cerveaux ne montrent aucune lésion histopathologique [64,92]. L’infection est donc massivement asymptomatique.
ii. Forme aiguë
Cette forme n’est pas la plus courante. Dans les premiers stades de la maladie, l’altération du comportement est courante.
Le cheval arrête de s’alimenter, et présente du bruxisme, ainsi qu’une hyperthermie. Les troubles nerveux s’aggravent rapidement et l’animal présente soit de
l’hyperexcitabilité associée à de l’agressivité ainsi que de l’hyperexcitabilité motrice, soit de la léthargie. Des postures anormales, de l’hypokinésie, ainsi qu’une atteinte de la sensibilité tactile et profonde peuvent aussi être associées.
Dans les stades plus avancés, l’animal présente une diminution des réflexes spinaux, associés à une hypoesthésie et à des troubles de la proprioception. Les symptômes suivants se développent ensuite progressivement : perte d’équilibre, ataxie, réactions anormales aux stimuli extérieurs, posture anormale, dysphagie, hypersalivation, parésie du nerf facial, nystagmus, strabisme et myosis. Des convulsions et des comportements de « poussée au mur » peuvent aussi intervenir, traduisant une augmentation de la pression du liquide céphalo-‐rachidien causée par l’inflammation.
Au cours de la progression de la maladie, plusieurs symptômes apparaissent : une dysphagie, une anorexie, des torticolis d’origine nerveuse, ainsi qu’une marche circulaire, et parfois un décubitus avec pédalage et convulsions précédant la mort.
L’issue de la maladie est fatale et les animaux meurent en quelques semaines après apparition des premiers symptômes. La mortalité est supérieure à 80%.
iii. Forme chronique
Si l’animal survit à la phase aiguë, des altérations du comportement se mettent en place, telles de l’apathie, de la somnolence et un état craintif. Elles persistent toute la vie de l’animal.
Le virus peut être isolé chez les animaux infectés, même en phase chronique. Cela indique la persistance de l’infection, et les symptômes observés ne sont donc pas seulement des séquelles de la réponse immunitaire mais sont aussi dus à l’action du virus.
Signes cliniques chez d’autres espèces b.
Chez les moutons, les manifestations cliniques de la maladie sont assez semblables à celles rencontrées chez le cheval. Très peu de données sont disponibles chez les autres espèces sensibles à l’infection par le virus de la maladie de Borna (bovin, chien, et surtout chat) car le diagnostic de l’infection est souvent réalisé a postériori par l’analyse histopathologique.
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Signes cliniques de la maladie de Borna chez les moutons et les Tableau 11 :chats.
Lésions macroscopiques c.
Les autopsies de chevaux, de moutons et de chats qui sont morts de la maladie de Borna ne montrent généralement pas de modifications pathologiques. Dans certains cas, une hyperémie et/ou des hémorragies dans le cerveau ont été observés. Ces images inhabituelles peuvent être les résultats de souches hautement virulentes, ou peuvent indiquer que ce virus, principalement neurotrope, attaque également l'endothélium des artérioles et de veinules dans le cerveau [92].
Lésions histopathologiques d.
La plupart des cas cliniques de maladie de Borna classique permet de décrire des réactions inflammatoires, accumulées dans le système limbique principalement (hippocampe, l'amygdale, le thalamus, l'hypothalamus), mais aussi une atteinte du reste du cerveau, de la moelle épinière et de la rétine. Cela se caractérise par des lésions neuronales, des dégénérescences des neurones et des neurophagies [92]. Les lésions en phase aiguë sont celles d’une méningo-‐encéphalite non suppurée avec infiltration de cellules mononucléées (macrophages, lymphocytes T et B) au niveau du cerveau. Une astrocytose réactionnelle peut également être présente. Des corps d’inclusions de Joest-‐Degen peuvent aussi être mis en évidence, mais ne sont pas toujours présents.
L’immunohistochimie permet de détecter les antigènes viraux, dans tout le système nerveux. Ces antigènes sont particulièrement présents au niveau des neurones, autant au niveau des corps cellulaires que de leurs dendrites et axones. Ces neurones infectés présentent de plus une atteinte morphologique. Les cellules gliales peuvent aussi être infectées à un stade plus tardif. De plus les cellules immunitaires présentes au niveau des infiltrations ne sont jamais infectées par le virus.
Modèle expérimental : le rat de Lewis e.
Suivant l’intégrité et l’intensité de la réponse immunitaire de l’hôte, les signes cliniques varient. Le modèle le plus utilisé pour la pathologie du BVD est le rat Lewis [18].
Un rat adulte immunocompétent infecté déclare un syndrome multiphasique à médiation immunitaire : comportements moteurs stéréotypés, dyskinésies, dystonies, ataxie et une parésie. Ces rats présentent des perturbations au niveau du taux de
Mouton Forme aiguë Phase
précoce Modifications comportementales. Troubles sensorio-‐moteurs d’origine centrale.
Phase tardive Tremblements, ataxie, poussée au mur. Paralysie et mort ou passage à la chronicité avec signes neurologiques.
Forme asymptomatique
Eventuellement légères modifications comportementales.
Chat Modification comportementale
Anxiété, anorexie, hyperesthésie.
Tremblement du chat/ « staggering disease »
Tremblement, ataxie, paralysie.
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catécholamines, de la sensibilité du cerveau aux agonistes de la dopamine et des taux modifiés de récepteurs de dopamine dans le putamen (partie latéral du noyau lenticulaire) et le noyau caudé. Une inflammation du système nerveux central est aussi à noter. Les signes cliniques observés chez le rat adulte sont liés aux changements du système de la dopamine dans le système nerveux central, ainsi qu’à des anomalies des taux de sérotonine [91].
Contrairement à la maladie observée chez les rats adultes infectés, les nouveau-‐nés infectés ne présentent pas une réponse immunitaire cellulaire contre le virus et ont un syndrome différent, caractérisée par un retard de croissance, de l'hyperactivité, des troubles d'apprentissage, des préférences gustatives altérées et des réponses anormales à de nouveaux environnements (inhibitions excessives ou comportement exploratoire excessif). Les dysfonctionnements du système nerveux central chez les très jeunes animaux infectés peuvent refléter les effets directs sur la morphogenèse de l'hippocampe et du cervelet, deux structures chez les rongeurs qui continuent à mûrir après la naissance [91].
Bien que l'architecture globale soit maintenue, les cellules granulaires du gyrus denté et les cellules de Purkinje du cervelet disparaissent par apoptose.
Résumé : - Tous les animaux homéothermes sont sensibles à l’infection par le virus de la
maladie de Borna. - La transmission horizontale se fait par voie aérienne (olfactive et respiratoire)
et pourrait être possible par voie hématogène (présence de virus dans les leucocytes circulants). La transmission verticale semble également possible.
- Le tropisme est nerveux (neurones et cellules gliales plus tardivement). L’infection in vitro et in vivo n’est pas associée à des effets cytolytiques.
- La dissémination se fait de proche en proche par voie axonale. - Les manifestations cliniques dépendent de l’espèce atteinte ainsi que de la
souche virale. L’intégrité et l’intensité de la réponse immunitaire de l’hôte sont aussi à prendre en compte.
- La période d’incubation oscille entre 2 semaines et quelques mois et trois formes cliniques sont décrites :
§ Forme asymptomatique prédominante. § Forme aiguë avec des symptômes neurologiques en hyper ou en
hypo ; mortalité élevée (80%). § Forme chronique si survie à la forme aiguë avec des symptômes
neurologiques en hypo ; infection persistante. - Les rares lésions macroscopiques sont une hyperémie et des hémorragies au
niveau du cerveau. - Les lésions microscopiques sont celles d’une méningo-‐encéphalite non
suppurée avec infiltrations de cellules mononucléées et astrocytose réactionnelle. Au niveau du cerveau, de la moelle épinière et de la rétine, des lésions ainsi que des dégénérescences neuronales et des neurophagies sont visibles. Une astrocytose réactionnelle peut également être présente. Des corps d’inclusions de Joest-‐Degen peuvent aussi être mis en évidence, mais ne sont pas toujours présents.
- Le modèle expérimental est le rat de Lewis. Chez lui, la maladie diffère entre l’adulte et le jeune.
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Mécanisme immunopathologique 4.
Selon une ancienne étude, la seule infection virale ne serait pas la cause de la maladie. Une réaction immunopathologique induite par la présence du virus jouerait également un rôle important. Des rats immuno-‐incompétents infectés intracérébralement ne déclenchent pas la maladie, alors qu'après transfert de cellules immunitaires de rats infectés, les rats receveurs immuno-‐incompétents développent des signes cliniques [149]. D’autres articles confirment qu’une atteinte immunitaire serait à l’origine des signes cliniques de la maladie [18,71,92]. De même, l’élimination ou le blocage des fonctions effectrices des lymphocytes T CD8+ et CD4+ empêche le développement des symptômes et des lésions [49].
En effet chez les rats Lewis, l’infection par le BVD de nouveau-‐nés, de rats athymiques ou d’adultes ayant subit traitement anti-‐lymphocytes T (via un antisérum ou des molécules immunosuppressives comme la cyclosporine), se traduit par une réduction des signes cliniques et des lésions macroscopiques [149].
L’analyse histologique des cerveaux d’animaux infectés présentant des signes cliniques révèle la présence d’infiltrats de cellules mononucléées. Ces infiltrats sont majoritairement composés de lymphocytes T CD4+ et CD8+, ainsi que de macrophages [20]. Les lymphocytes T CD8+ se localisent autour des lésions, alors que les lymphocytes T CD4+ se trouvent principalement autour des vaisseaux sanguins sans localisation plus précise. Ainsi les lymphocytes T CD8+ seraient les principaux effecteurs de la destruction neuronale [49].
Un épitope immunodominant, le peptide ASYAQMTTY, dérivé de la protéine N du virus, est naturellement généré lors de l’infection par le BVD chez le rat [127]. Cependant, la présentation de ce peptide à la surface des neurones par le CMH-‐1 n’a pas été formellement démontrée.
L’immunopathologie de l’infection du rat de Lewis adulte par le BVD est donc essentiellement médiée par les LT CD8. Ceux-‐ci détruisent les neurones, en particulier ceux des circuits dopaminergiques et cholinergiques de l’hippocampe. Ils recrutent les LT CD4 amplificateurs de la réponse immunitaire et produisent des cytokines aggravant ainsi l’inflammation.
De plus l'injection de cellules T CD4+ spécifiques pour le BDV avant infection par le bornavirus chez des rats entraine peu d'inflammation au niveau du système nerveux central et le virus n'est plus retrouvé dans le cerveau [113]. L'injection de cellules T CD4+ permettrait un recrutement plus rapide des cellules T CD8+ au niveau du système nerveux central. Les cellules T CD8+ retrouvées présentent une activité cytotoxique et sont donc capables d'éliminer le virus. Ce recrutement rapide des cellules T CD8+ est associé à une légère et brève inflammation, alors que les rats non traités présentent une inflammation massive du système nerveux central.
Résumé : - Les lymphocytes T CD8+ se localisent autour des lésions. - les lymphocytes T CD4+ se trouvent principalement autour des vaisseaux
sanguins. èLes lymphocytes T CD8+ exercent une activité cytotoxique sur les neurones. Les lymphocytes T CD4+ permettent le recrutement des L T CD8+ .
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D. Les bornavirus et l’Homme
Chez le rat adulte, l’infection expérimentale par le virus de la maladie de Borna aboutit à l’apparition de troubles comportementaux divers, présentant certaines similitudes avec ceux que l’on peut retrouver chez certains patients souffrant de troubles psychiatriques, en particulier de schizophrénie. Aussi l’infection du rat nouveau-‐né par le BVD entraine des troubles comparables à ceux rencontrés dans certains cas d’autisme.
L’ensemble de ces données a aboutit à la recherche d’une association éventuelle entre l’infection par les bornavirus et certains troubles neurologiques chez l’homme, par détection de différents marqueurs de l’infection.
Cependant l’épidémiologie et les conséquences cliniques de l’infection humaine par les bornavirus sont controversées. L’infection par les bornavirus est supposée induire [91]:
-‐ de la dépression -‐ des désordres de bipolarité ou schizophrénie -‐ un syndrome de fatigue chronique -‐ de l’immunodéficience -‐ des encéphalopathies -‐ de la sclérose en plaque (démyélinisation des nerfs) -‐ des maladies du motoneurone (sclérose latérale amyotrophique ; sclérose
latérale primitive ; amyotrophie bulbospinale liée à l’X ou syndrome de Kennedy ; forme de l’adulte jeune avec délétion du gène SMN1)
-‐ des tumeurs agressives du cerveau Des recherches récentes ont montré que des séquences du Bornavirus sont
intégrées dans le génomes des humains et d’autres mammifères montrant que les bornavirus infectent les primates depuis plus de 40 millions d’années [11,70].
Résumé : Les conséquences psychiatriques (troubles neurologiques et nerveux) de l’infection par les bornavirus chez l’homme sont suspectées mais restent largement controversées. Ces troubles peuvent donc s’apparenter à ceux retrouvés chez les oiseaux lors de PDD. Ainsi l’étude le l’infection des oiseaux par le bornavirus aviaire et son traitement pourrait être intéressante dans le traitement des infections humaines associées à des troubles neurologiques.
E. Le bornavirus aviaire
Génome 1.
Le génome du bornavirus aviaire possède une structure similaire à celle des autres bornavirus.
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Génome du bornavirus aviaire. Figure 29 :La barre grise représente l’ARN génomique des Bornaviridae. La position des gènes codant pour les protéines virale (N, X, P, M, G, L) est représentée au dessus. Les barres vertes représentent les sites d’initiation de la transcription et les barres rouges les sites de terminaison. Le premier site d’initiation permet la transcription de la protéine N, le second celle des protéines X et P, et la troisième celle des protéines M, G et L. Les exons sont représentés par les lignes noires en gras et les introns par les lignes fines. Le génome du bornavirus aviaire est comparé avec celui des bornavirus des mammifères, en utilisant des « fenêtres » de 100 nucléotides à chaque fois, sur le dernier graphique. La ligne horizontale du milieu représente la limite de 50% d’homologie. Figure fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederland).
Proximité génétique avec le bornavirus 2.
L’organisation génomique du bornavirus aviaire est similaire à celle du BDV, cependant l’homologie entre les deux virus est inférieure à 70% au niveau de la séquence des nucléotides et inférieure à 80% au niveau de celle des acides aminés [91].
Malgré ces différences, les antisérums polyclonaux contre la nucléoprotéine et la phosphoprotéine du BDV sont immuno-‐réactifs contre celles du ABV et inversement [91].
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Arbre phylogénétique des bornavirus. Figure 30 :Figure fournie par le laboratoire NOIVBD (Veldhoven, Nederland).
Les différents génotypes de bornavirus aviaires 3.
Arbre phylogénétique des bornavirus aviaires en fonction du gène Figure 31 :codant pour la protéine M [61].
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Arbre phylogénétique des bornavirus aviaires en fonction du génome Figure 32 :complet [61].
Chez les Psittaciformes a.
Cinq génotypes (ABV1-‐5) ont été identifiés par les deux équipes ayant découvert le bornavirus aviaire chez les perroquets, en se basant sur la similitude entre la séquence en nucléotides et en acides aminés [66,78]. Deux nouveaux génotypes ont été identifiés par la suite (ABV6 et ABV7) [151,170]. Récemment un autre génotype (ABV8) à été identifié au Brésil [125].
Chez les Psittaciformes domestiques les génotypes les plus courants sont l’ABV4 et l’ABV2 [115,151]. Les infections par plusieurs génotypes sont possibles, mais rares. L’infection multiple ne semble pas être un facteur aggravant au développement de la maladie ou a une expression clinique plus grave [112].
Chez les autres espèces aviaires b.
Des génotypes différents ont été découverts chez d’autres espèces aviaires. Chez les canaris, trois bornavirus aviaires ont été identifiés (ABV-‐C1, ABV-‐C2, ABV-‐
C3) [152,171]. Le premier ABV identifié chez les oiseaux sauvages fut découvert chez une
bernache du Canada (Branta canadensis). Il a été nommé ABV-‐CG et est retrouvé désormais couramment en Amérique du Nord. Il a aussi été retrouvé chez le Cygne trompette (Cygne buccinator) et le Cygne tuberculé (Cygnus olor) [32,60,119].
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Un nouveau génotype (ABV-‐MALL) a été identifié chez des Canards colverts (Anas platyrhynchos) et des Canards carolins (Aix sponsa) nord-‐américains en 2014 [61]. Celui-‐ci présente 72% d’homologie au niveau des nucléotides et 83% d’homologie au niveau des acides aminés avec le génotype ABV-‐CG.
Récemment un nouveau génotype (ABV-‐EF) a été découvert chez deux Astrilds cendrés ou Becs de corail (Estrilda troglodytes) et chez un Beaumarquet à ailes jaunes (Pytilia hypogrammica) [153].
Isolement du virus 4.
Les génotypes 2 et 4 ont été isolés à partir de lignées cellulaires de caille (CEC32, QM7) et de poulet (LMH), où ils établissent une infection persistante et non cytolytique. Ils ne se développent pas en culture de cellules de mammifères (Vero, C6 et MDCK), chez qui le virus de la maladie de Borna se développe en revanche très efficacement [53,136]. Les autres génotypes ont aussi été isolés, à partir de lignées cellulaires aviaires.
Les antigènes de l’ABV ont été retrouvés dans le cytoplasme et dans le noyau des cellules infectées, suggérant la réplication intranucléaire du virus [136].
Postulat de Koch 5.
La relation de causalité entre l’infection expérimentale par le bornavirus aviaire et la maladie de dilatation du proventricule a été démontrée à plusieurs reprises. Cependant quelques investigateurs restent sceptiques concernant ce sujet.
Pour la première fois en 2009, trois oiseaux (dans ce cas des Calopsittes), infectés par inoculation d’un homogénat tissulaire de cerveau d’un animal infecté par l’ABV-‐4, ont déclenché la maladie avec des lésions macroscopiques et microscopiques typiques de la PDD [45]. Deux d’entre eux ont développé des signes cliniques. Chez les 3 oiseaux, la présence de l’ABV a été mise en évidence. Aucun signe clinique ni lésion n’ont été relevés chez les oiseaux témoins non infectés par le bornavirus aviaire. Cependant la présence d’autres agents pathogènes dans le cerveau utilisé pour l’inoculation ne peut pas être infirmé.
En 2010 le virus a été isolé après 6 passages sur culture de fibroblastes embryonnaires de canard (DEFs). Deux Conures de Patagonie (Cyanoliseus patagonis) ont été inoculées par voie intramusculaire et ont développé des signes cliniques de la maladie en 66 jours, avec des lésions macroscopiques et microscopiques typiques de la PDD. Le virus était présent dans le cerveau des deux oiseaux infectés, alors que les témoins n’ont pas présenté ni signe clinique ni lésion [53]. Les deux oiseaux étant aussi porteurs de l’herpesvirus, la causalité entre l’AVB et la PDD ne peut pas être retenue complétement dans cette expérience, même si l’herpesvirus n’a jamais été incriminé comme agent causal de la PDD.
En 2012, 18 calopsittes ont été infectées par voie intracérébrale et intraveineuse avec une culture d’ABV4 après 6 passages sur lignée cellulaire de caille (CEC-‐32). Tous les oiseaux sont devenus porteurs de l’ABV. Cinq oiseaux ont développé des signes cliniques et sept ont présenté des lésions macroscopiques à l’autopsie. Tous les oiseaux infectés présentaient des lésions tissulaires caractéristiques de la PDD [126].
En 2011, une nouvelle souche, l’ABV2, a été identifiée. Après passage sur cellules DEFs, 2 calopsittes ont été infectées par voie orale et intramusculaire. Les deux oiseaux ont développé les signes cliniques de la maladie peu de temps après (J33 et J41). Les lésions typiques macroscopiques et microscopiques ont été retrouvées chez les deux
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oiseaux mais pas chez le témoin. Le génotype AVB2 serait plus virulent que le génotype ABV4 [108].
Toutes ces expériences suggèrent que le bornavirus aviaire serait le seul virus en cause dans la maladie de dilatation chez les Psittaciformes. Cependant les oiseaux infectés par l’ABV ne développent pas systématiquement la maladie et peuvent rester en bonne santé plusieurs années. Un portage sain est donc possible et semble prédominant.
Risque zoonotique 6.
Selon plusieurs études, l'ABV n'infecte pas les cellules de mammifères, comme les cellules Vero ou MDCK (cellules infectables par le virus de la maladie de Borna). Cela suggère que l’AVB est incapable d’infecter les mammifères [53,136]. En conséquence le risque zoonotique serait négligeable.
F. Pathogénie du bornavirus aviaire
Transmission 1.
La maladie de dilatation du proventricule est une maladie contagieuse. La dissémination de l’ABV et de la PDD à travers un élevage a été étudiée. Un
adulte atteint de PDD a été introduit dans un élevage sain, et est mort par la suite. Après cette introduction 10 oiseaux ont présenté des signes de PDD et sont morts. L’AVB-‐2 a été retrouvé dans une majeure partie de leurs tissus et 12 autres oiseaux se sont avérés excréteurs (affirmation par RT-‐PCR sur écouvillons cloacaux). Trois jeunes oiseaux issus d’un élevage sain ont été transférés dans l’élevage en question avant de réintégrer le leur. Ils ont par la suite développé la maladie et ont été détectés porteurs de l’ABV. Avant de mourir, ils ont transmis l’ABV à 5 autres jeunes. Cette étude confirme le lien de causalité entre l’ABV et la PDD[79], ainsi que le caractère contagieux.
Chronologie de l’expansion de la PDD après introduction d’un adulte Figure 33 :atteint dans un élevage [79].
Chronologie des signe cliniques et des décès dans 2 élevages après introduction d’un individu atteint
• En bleu clair : oiseaux asymptomatiques non sevrés • En gris : oiseaux asymptomatiques sevrés et adultes • En rouge : oiseaux avec signes cliniques de PDD • En rouge barré : oiseaux morts après déclaration de signe clinique de PDD • En bleu foncé : oiseaux positifs au bornavirus aviaire après RT-‐PCR
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Transmission horizontale a.
i. Remise en question de la voie oro-‐fécale
Une étude de 2014 menée par l’équipe de Rubbenstroth remet en question la transmission oro-‐fécale jusqu’alors privilégiée [150]. En effet, deux groupes de deux espèces différentes (canaris de 7 à 11 mois et calopsittes de 2 à 7 mois, donc immatures) ont été inoculés avec une souche d’ABV-‐4 par différentes voies (IM, SC, PO, et oculo-‐nasale) et placés en volière avec des oiseaux sains. Les deux groupes d’oiseaux inoculés ont excrété le virus (l’ARN du bornavirus aviaire était détectable dans les écouvillons cloacaux) et ont présenté une séroconversion (Ac anti-‐P40 détectables) durant les 4 mois de l’étude, sans signes cliniques pour le groupe de canaris. Seul le groupe des calopsittes infectées a présenté des lésions macroscopiques de PDD. Les deux groupes infectés ont aussi présenté des lésions microscopiques. Les groupes mis en contact n’ont présenté aucun signe clinique et aucun signe d’infection. Seul un oiseau (canari) sur les deux groupes sentinelles a présenté des lésions microscopiques de PDD (ganglionévrite). La transmission directe du bornavirus aviaire semble donc difficile dans cette étude chez des sujets immatures ou immunocompétents [150]. Cela suggère que des contacts étroits et répétés soient nécessaires.
De plus dans de nombreux cas, un seul des deux oiseaux d’un couple vivant en contact étroit depuis plusieurs années est infecté. Une transmission oro-‐fécale suppose une transmission rapide et facile. Ainsi, comme la transmission est plus lente et fastidieuse, ce mode de transmission n’est plus privilégié en ce moment.
ii. Transmission par les muqueuse ou sous cutanée ?
Une autre équipe a tenté d’étudier la transmission via les muqueuses [137]. Pour cela de l’ABV-‐4 a été appliqué directement sur les choanes et sur les muqueuses oculaires de 6 perroquets Gris du Gabon régulièrement pendant 2 ans. Ces perroquets Gris du Gabon sont restés sains pendant toute cette période. Au bout de deux ans ces perroquets ont subit une injection sous-‐cutanée de virus à la même dose que précédemment. Les anticorps étaient détectables 2 semaines post-‐inoculation. Trois semaines après l’inoculation un des oiseaux a déclaré les premiers signes de la maladie. Après 10 semaines le virus était détectable par écouvillons des choanes et du cloaque[137].
Dans le même sens, un oiseau sain du laboratoire du docteur Dorrestein s’est échappé de sa cage, et a été mordu par un oiseau infecté par le virus. Il a déclaré la maladie (avec séroconversion) 2 mois plus tard (données personnelles).
Transmission verticale b.
La transmission verticale du virus de la maladie de Borna a été observé chez les souris et les chevaux.
Soixante-‐six œufs provenant d’élevages dans lesquels la PDD est présente ont été analysés. Une RT-‐PCR a été employée pour détecter le gène de la protéine M. Sur les 66 œufs analysés, 13 contenaient le virus. Ces œufs étaient non fertilisés ou à différents stades de développement embryonnaire. L’ABV à été détecté dans le cerveau de 3 embryons [110]. D’autres études ont permis d’obtenir des résultats similaires. Ces études préliminaires, bien qu’intéressantes, ne permettent pas de certifier la transmission verticale : en effet, il faudrait prouver que des jeunes viables peuvent naitre avec le virus.
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En 2012 des œufs, des embryons et des jeunes de 4 couples de Cornure du Soleil (Aratinga solstitialis) naturellement infectées par l’ABV-‐2 ont été analysés. L’ARN du bornavirus aviaire a été détecté dans les stades précoces et tardifs embryonnaires, ainsi que chez un jeune de 2 semaines élevé par ses parents. Cette expérience ne prouve cependant pas la transmission verticale de façon très claire, car les œufs n’ont pas été placés en incubateur et les jeunes n’ont pas été élevés à la main : l’infection peut se faire via les parents après éclosion [76].
Dans un des couples, l’ABV n’était détectable que dans les stades précoces (paire 2), mais pas dans les stades tardifs ni dans le sang et les plumes chez les jeunes de 5 à 9 semaines. À 11 semaines l’ARN du bornavirus aviaire était de nouveau détectable dans le sang et les plumes de ces jeunes et dans le cerveau de l’un d’entre eux mort subitement. Cependant l’ARN viral était détectable dans les écouvillons oraux des jeunes de 5 et 9 semaines ainsi que chez les parents (paire 2). Même si la détection de l’ABV dans les plumes et dans le sang dépend du moment de la prise de l’échantillon ainsi que de la technique (il existe de nombreux faux négatifs), ces résultats peuvent correspondre à une transmission orale par les parents [76]. Aussi il faut tenir compte du temps de latence entre l’infection et l’excrétion du virus car celui-‐ci est généralement long (comme vu précédemment : 10 semaines) [137].
L’analyse des jaunes d’œufs et du sérum des stades tardifs embryonnaires a montré des taux variables d’anticorps non neutralisants dirigés contre les protéines P40, P10, P24, et P16. Les anticorps contre la glycoprotéines (considérés comme neutralisants chez les mammifères dans le cadre de la maladie de Borna) et contre la polymérase n’étaient pas présents à des taux détectables [76].
Chez les jeunes du couple 2 ne présentant ni ARN viral ni anticorps à l’âge de 5 semaines, les anticorps ont été détectés à l’âge de 9 semaines dans le sang, avant que le virus ne soit de nouveau détectable dans le sang et dans les plumes à 11 semaines. À 16 semaines les anticorps étaient présents à des taux très élevés [76].
Pour conclure, des jeunes sains ainsi que des embryons sains à des stades avancés peuvent être obtenus à partir de parents infectés. Ainsi l’élevage à la main ou l’adoption par des couples non atteints seraient des méthodes efficaces pour obtenir des jeunes sains à partir d’oiseaux infectés [76].
Résumé : Transmission horizontale
-‐ L’infection via des muqueuses intactes n’est pas toujours efficace. -‐ L’infection par injection (et donc par extension par des petites blessures et
morsures) semble en revanche très efficace. -‐ Les anticorps sont produits après 2 semaines, alors que le virus peut être
excrété beaucoup plus tard (environ 10 semaines). Transmission verticale possible
- Soit par voie embryonnaire. - Soit par la coquille infectées lors de l’éclosion. - Soit par contacts étroits avec les parents.
Ainsi la reproduction de spécimens rares infectés serait possible par désinfection de la coquille (par exemple à l’aide de peroxyde d’hydrogène à 3%) et incubation suivit d’un élevage à la main ou d’un élevage par un couple sain.
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Immunité 2.
Quatre calopsittes déjà infectées par l’ABV-‐4 et excrétrices ont été inoculées par voie intramusculaire avec une souche virulente (ABV-‐4, souche M24, après 6 passages sur lignée cellulaire de fibroblastes embryonnaires de canard DEF) [120].
Un des 4 oiseaux est décédé 92 jours post-‐infection et les autres ont été euthanasiés après avoir développé de graves signes nerveux 110 jours post-‐infection. Les 4 oiseaux montraient des lésions macroscopiques et microscopiques sévères de PDD.
Les témoins, 2 oiseaux porteurs de l’AVB, euthanasiés 150 jours après l’inoculation de culture cellulaire non infectée, ne montraient pas de lésions macroscopiques mais une infiltration lymphoplasmocytaire modérée dans le foie, la rate et les reins.
Gravité des signes cliniques 3.
Les signes cliniques varient aussi d’un individu à l’autre, en fonction de l’âge, de l’espèce, de l’environnement, de l’individu en lui même et de la souche virale.
Age a.
La période d’incubation peut être extrêmement courte : les jeunes oiseaux développent la maladie en 2 à 4 semaines après exposition à un oiseau présentant la PDD [79]. Les très jeunes oiseaux (environ 5 semaines) développent préférentiellement des signes nerveux, en moins de 24 heures. Ils refusent de s’alimenter et meurent en 3 jours. Les adultes peuvent avoir des signes cliniques modérés à très graves.
Souche virale b.
L’ AVB2 serait plus virulent que l’ ABV4 [108].
Espèce c.
Les Psittaciformes infectés déclarent généralement des signes cliniques plus graves que les Passériformes.
Environnement d.
Le stress et une alimentation non adaptée favorisent la maladie. Par exemple les oiseaux sous régime à base de graines ont des signes cliniques plus prononcés que ceux nourris avec des extrudés.
Individu e.
Au sein d’une même espèce les signes cliniques varient d’un individu à l’autre. Ceci est sûrement dû à l’immunité propre à chaque oiseau, celle-‐ci étant suspectée de jouer un rôle dans la pathogénie.
Résumé : Une infection antérieure par un ABV ne confère donc pas d’immunité protectrice et peut même être responsable d’une augmentation de la sévérité des signes cliniques [120].
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Résumé : Les signes cliniques varient en fonction de l’âge, de l’espèce, de l’individu, de son environnement (stress, alimentation) et de la souche virale (ABV2>>ABV4).
Pathogénie 4.
La PDD est caractérisée par des infiltrations lymphoplasmocytaires dans le cerveau et dans les nerfs, principalement dans les ganglions entériques et dans les plexus entériques de la partie haute du tube digestif, ainsi que dans les nerfs vagues et sciatiques et dans les plexus brachiaux.
Il se produit une destruction des ganglions gastriques et du plexus myentérique. Cette destruction peut être due soit à une destruction directe des nerfs, ou bien à une destruction des cellules de soutien. Cette destruction entraine une baisse des contractions digestives allant jusqu’à l’atonie, une disparition de la coordination de celles-‐ci et donc un arrêt du transit. Dans le cervelet, les cellules de Purkinje sont détruites après infection de leurs cellules de soutien (les cellules gliales). L’immuno-‐électro-‐microscopie a mis en évidence une atteinte de la membrane des neurones et des cellules de Schwann.
Le bornavirus aviaire est un virus non cytolytique. Il infecte les cellules mais n’affecte pas de manière significative leur viabilité. Ainsi le virus s’associe avec les protéines nucléaires de telle manière qu’il reste dans les cellules filles même après division. Les effets cytopathologiques directs sont donc non significatifs.
L’effet sur les cellules neurales serait plutôt due à l’activité cytolytique des lymphocytes T, comme dans la maladie de Borna. Ainsi par analogie, il est supposé pour l’ABV comme pour la BVD que les lymphocytes T cytotoxiques détruisent massivement les cellules exprimant le virus, et donc les neurones ainsi que leur cellules de soutien.
De plus, lors de certains cas de PDD, il y a production d’anticorps anti-‐gangliosides. Cet aspect de la pathogénie sera d’écrit plus tard (V.G.1.e).
G. Autres théories
Syndrome de Guillain-‐Barré et Campylobacter jejuni, lien avec la maladie de 1.dilatation du proventricule ?
Comme dit précédemment, certains oiseaux atteints de PDD présentent des anticorps anti-‐gangliosides. Ce fait est important car il amène à penser que la maladie peut être multifactorielle.
Résumé : L’hypothèse de la pathogénie du virus est donc la suivante : après l’infection par le virus et après multiplication, la libération de gangliosides mène à une réaction auto-‐immune, à une infiltration lymphoplasmocytaire et à la production d’anticorps anti-‐gangliosides, menant à la destruction du système nerveux et des cellules de soutien. Le rôle des lymphocytes T cytotoxiques n’est pas écarté.
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Généralité sur le syndrome de Guillain-‐Barré a.
Le syndrome de Guillain-‐Barré (SGB) est une neuropathie décrite pour la première fois en 1859 comme une « paralysie ascendante aiguë ». C’est une neuropathie auto-‐immune d’apparition aiguë, qui peut se manifester sous 5 formes différentes principales : une polyneuropathie démyélinisante inflammatoire aiguë (AIDP), une neuropathie axonale motrice aiguë (AMAN), une neuropathie axonale motrice et sensorielle aiguë (AMSAN), le syndrome de Miller Fisher (MFS), et le SGB pharyngo-‐cervicobrachial. Cette maladie entraine des démyélinisations et quelquefois la destruction de neurones. Ainsi ce syndrome présente des similitudes avec la PDD. Dans cette maladie, des anticorps dirigés contre les gangliosides des neurones sont produits.
Les gangliosides b.
Les gangliosides constituent une grande famille de glycosphingolipides. Ce sont des composants majeurs des nerfs et des gaines de myéline, exprimés à la fois dans le système nerveux central et dans le système nerveux périphérique. Ils sont distribués principalement au niveau de la membrane cellulaire, dans le feuillet externe de la bicouche lipidique. Les gangliosides, composés d'un céramide fixé à un ou plusieurs sucres (hexoses), contiennent de l'acide sialique (acide N-‐acétylneuraminique) lié à un noyau oligosaccharide. Les oligosaccharides sialylés sont exposés extra-‐cellulairement et le céramide est fixé dans la membrane cellulaire. Cinq gangliosides sont répertoriés (GM1, GD1a, GD1b, GT1a et GQ1b). La différence entre chacun d’entre eux réside dans le nombre et la position des acides sialiques. Ainsi les lettres M, D, T et Q représentent des groupes mono-‐, di-‐, tri-‐ et quadri-‐sialosyl. Le « b » est utilisé pour désigner les gangliosides possédant un groupe disialosyl attaché à un galactose.
Représentation schématique des gangliosides [176]. Figure 34 :Les oligosaccharides sialylés sont exposés extra-‐cellulairement et le céramide est fixé dans la membrane cellulaire.
Syndrome de Guillain-‐Barré et anticorps anti-‐gangliosides c.
Dans cette maladie, des anticorps dirigés contre les gangliosides sont produits. Différents profils d’anticorps ont été mis en évidence en fonction de la forme du syndrome [144].
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Les différentes formes du syndrome de Guillain-‐Barré et profils Tableau 12 :d’anticorps anti-‐gangliosides associés [176].
Forme clinique Manifestations cliniques Profil d’anticorps anti-‐gangliosides (IgG)
AIDP Déficit moteur progressif des membres inférieurs d’évolution ascendante
Peu d’anticorps, plutôt GM1
AMAN Paralysie musculaire distale aiguë des membres
GM1, GD1a
AMSAN Neuropathie monophasique sensitive aigüe, ataxie, aréflexie
GM1, GD1a
MFS Ophtalmoplégie externe, ataxie, aréflexie GQ1b, GT1a, (GD1b) SGB pharyngo-‐cervicobrachial
Faiblesse musculaire rapide pharyngée et cervicobrachiale, dysplagie, diplopie, ptosis, détresse respiratoire
GT1a, GQ1b, (GD1a)
Lien entre Campylobacter jejuni et le syndrome de Guillain-‐Barré d.
Chez les personnes atteintes du syndrome de Guillain-‐Barré, différentes infections concomitantes ont été mises en évidence : Campylobacter jejuni (32%), Cytomegalovirus (13%), et le virus d’Epstein-‐Barr (10%) étaient présents de manière significativement plus élevée dans le groupe atteint que dans le groupe contrôle selon plusieurs études [72]. Il est clairement établit que l’infection par Campylobacter jejuni est une cause du syndrome, celui-‐ci se déclarant 1 à 3 semaines après l’infection [114].
Campylobacter jejuni est une bactérie entrainant de fortes diarrhées chez les humains. Suivant la souche bactérienne, elle exprime à sa surface différents lipo-‐oligosaccharides très semblables aux gangliosides. Ils sont synthétisés par une enzyme : la sialyltrabsferase Cst-‐II. Cette enzyme existe sous deux formes : Thr51 et Asn51. Ces deux formes permettent la formation de différents lipooligosaccharides. Ainsi, suivant le profil de la bactérie infectante, les patients posséderont un profil sérologique différent et une pathologie différente.
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Les lipooligosaccharides de Campylobacter jejuni, semblables aux Figure 35 :gangliosides [176].
Les parties terminales de certains lipooligosaccharides de Campylobacter jejuni sont identiques à celle des gangliosides. Ainsi une réaction croisée est possible et entraine la destruction des gaines de myéline et des neurones. Le polymorphisme génétique de Campylobacter jejuni détermine les différentes formes du syndrome de Guillain-‐Barré. Les bactéries porteuses de l’allèle codant pour la forme Thr51 de l’enzyme (sialyltrabsferase Cst-‐II) expriment les lipooligosaccharides GM1-‐like ou GD1A-‐like à leur surface. L’infection par une telle souche peut donc induire la formation d’anticorps anti-‐
Galac
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gangliosides GM1 ou GD1a chez certains patients. Les auto-‐anticorps se lient aux gangliosides GM1 ou GD1a exprimé au niveau des nerfs moteurs des quatre membres, induisant la neuropathie axonale motrice aiguë (AMAN). En revanche, les bactéries porteuses de l’allèle codant pour la forme Asn51 de l’enzyme expriment les lipooligosaccharides GT1a-‐like ou GD1c-‐like à leur surface. L’infection par une telle souche peut donc induire la formation d’anticorps anti-‐gangliosides GQ1b chez certains patients. Les auto-‐anticorps se lient aux gangliosides GQ1b exprimé au niveau des nerfs oculomoteurs et des fuseaux neuromusculaires, induisant le syndrome de Fisher (MFS).
Ainsi, lors d’une infection par cette bactérie, des anticorps dirigés contre les lipooligosaccharides de la bactérie sont formés en quelques semaines. Une réaction croisée a lieu et entraine la destruction des gaines de myéline et des neurones [114].
Origine et contribution des anticorps anti-‐gangliosides et de Figure 36 :l’infection par Campylobacter jejuni dans la pathogénie du syndrome de
Guillain-‐Barré [114]. La réaction croisée citée précédemment est reconnue par les macrophages et les lymphocytes T. Ceux-‐ci induisent la production d’anticorps anti-‐gangliosides par les lymphocytes B, qui passent la barrière sang-‐nerf et activent le système du complément. Ces anticorps se lient aux gangliosides spécifiques et aux lipooligosaccharides de C. jejuni. Les macrophages activés présents à proximité des nerfs libèrent des cytokines et des radicaux libres (oxyde nitrique), envahissent la myéline et l'espace péri-‐axonal : ils peuvent parfois bloquer la conduction nerveuse ou provoquer une dégénérescence axonale. Les lymphocytes T activés libèrent des cytokines pro-‐inflammatoires, endommagent les cellules de Schwann, et finalement détruisent la myéline.
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Campylobacter jejuni, agent de la PDD ? e.
De nombreux oiseaux peuvent être porteurs sains du bornavirus aviaire [78,88,136]. Ainsi un agent supplémentaire pourrait entrainer l’apparition de la maladie. Actuellement aucune étude n’a été réalisée concernant des oiseaux présentant la PDD mais non infectés par le bornavirus aviaire. Dans certains cas de PDD, le système immunitaire répond en produisant des anticorps contre les gangliosides du soi [143].
Une équipe a mesuré les taux d’anticorps anti-‐gangliosides : sur 505 perroquets testés, 121 avaient un taux d’anticorps détectable. Parmi eux, 86 perroquets positifs présentaient les signes cliniques et les lésions caractéristiques de la maladie, et 35 perroquets positifs présentaient seulement des lésions (stades précoces de la maladie). Tous les perroquets négatifs étaient sains. Cette études suggère donc que les anticorps anti-‐gangliosides sont impliqués dans la pathogénie de la PDD et que leur détection pourrait être un test diagnostique très sensible [144]. Selon une autre étude, la corrélation entre un test ELISA de détection des anticorps anti-‐gangliosides et des lésions de PDD serait de 98,24%[145]. Aussi la corrélation entre l’histologie et les tests ELISA et PCR de détection d’une infection par le bornavirus aviaire était respectivement de 91,22% et 77,19%[145]. Cependant cette étude est basée sur 57 Ara, dont 3 positifs à l’ABV et 2 possédant des anticorps anti-‐gangliosides : étant donné le faible nombre de cas, des conclusions trop radicales ne peuvent pas être tirées. En outre, deux administrations de gangliosides purifiés à un mois d’intervalle par voie intra-‐péritonéale ou orale chez 6 calopsittes ont provoqué l’apparition des signes cliniques et de lésions caractéristiques de la PDD chez 100% des oiseaux pour la voie intra-‐péritonéale et chez 33% des oiseaux pour la voie orale [144]. Cependant ces anticorps ne sont pas spécifiques d’une infection à Campylobacter jejuni. Ainsi, le sérum d’un groupe de perroquets a été testé afin de détecter une infection Campylobacter jejuni. Dans cette étude, 93% des oiseaux atteints de la PDD et possédant des anticorps anti-‐gangliosides étaient aussi infectés par la bactérie. Les contrôles ne présentaient pas d’infection détectable[146]. Néanmoins, la détection de l’infection par Campylobacter jejuni repose sur la détection de lipooligossacharides. Ces composés ne sont pas très spécifiques. Des conclusions trop hâtives ne peuvent donc pas être tirées.
Ainsi, étant donné la similitude de la clinique et de la production d’anticorps entre la PDD et le SGB, Campylobacter jejuni pourrait avoir en rôle dans la pathogénèse des symptômes cliniques des perroquets atteints de PDD, en plus de celui du bornavirus aviaire.
Paramyxovirus 2.
Comme d’écrit précédemment, une infection par un paramyxovirus a longtemps était incriminée. Malgré la découverte du bornavirus aviaire, et la confirmation de son implication dans la maladie de dilatation du proventricule, une partie des chercheurs reste convaincue par cette théorie, du moins par son importance possible dans le cas d’une atteinte multifactorielle.
Résumé : De nombreuses étiologies ont été proposées depuis la découverte de la PDD. Trois théories subsistent à ce jour : l’implication du bornavirus, aujourd’hui démontrée, celle d’un rôle partiel d’une infection à Campylobacter jejuni, et finalement celle d’un paramyxovirus. Une étude de prévalence de ces trois agents chez des groupes non atteints et atteints pourrait être intéressante. Serait-‐il en effet possible que la maladie soit multifactorielle ?
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VI. Démarche diagnostique
A. Diagnostic de présomption
Le diagnostic de présomption repose sur les signes cliniques, les images radiographiques de dysfonctionnement gastrique ainsi que les déficits fonctionnels chez les oiseaux suspectés.
Clinique 1.
Les signes d’alerte sont une perte de poids chronique accompagnée de déshydratation malgré un appétit conservé, des régurgitations et/ou vomissements incontrôlables, la présence dans les fientes de graines non digérées [106,139].
La maladie doit de plus être suspectée chez tout oiseau présentant des signes neurologiques : ataxie (parfois d’un seul membre), tremblements ou mouvements anormaux de la tête, convulsions, cécité.
Tout symptôme décrit précédemment et en particulier la coexistence de plusieurs d’entre eux, pouvant varier en sévérité, doit amener le clinicien à inclure la PDD dans ses hypothèses diagnostiques. Aucun de ces symptômes ne doit être considéré comme pathognomonique.
Diagnostic différentiel 2.
De nombreuses maladies peuvent avoir les mêmes signes cliniques que la PDD [85,130].
Signes cliniques digestifs et neurologiques a.
Le diagnostic différentiel des signes cliniques digestifs et neurologiques généraux est large :
Diagnostic différentiel de la PDD en fonction des signes digestifs et Tableau 13 :neurologiques généraux.
Très fréquent
Intoxication (plomb [17] ou au zinc [165]) Ingestion de corps étrangers [1,154]. Elle peut aussi être la conséquence de la PDD Impaction Traumatisme Infection bactrienne digestive (E Coli,[1] salmonelle) Parasitisme (ascaris [1], trichomonas [6], capillaria [163], Sarcocystis [87]) Autres infections virales (poxvirus, circovirus, herpesvirus [La maladie de Pacheco, papillomatose]) Maladie métabolique Déficit nutritionnel (hypovitaminose A) Chlamydia [90] Candidose digestive [75] Infection par Macrorhabdus ornithogaster [165]
fréquent Néoplasme (carcinome à cellule squameuse) [16] Inflammation du jabot sclérosante Une hypoplasie du pancréas [85] Une entérite, une pancréatite et une allergie alimentaire peuvent entrainer l’émission de graine non digérées dans les fèces [14] Les oiseaux élevés à la main et nourris par gavage à la seringue présente souvent un proventricule dilaté. La taille du proventricule diminue avec le sevrage [14]
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Mort subite b.
Les oiseaux, étant dans la nature des proies potentielles, ne montrent que très tardivement des signes cliniques (pour n’importe quelle maladie) et ceux-‐ci peuvent passer inaperçus pour les propriétaires. Si bien que le diagnostic de mort subite inclut aussi de nombreuses autres maladies.
Diagnostic différentiel de la mort subite chez les oiseaux [155]. Tableau 14 :Affections chroniques Affections aigues Néoplasie, granulome, dépôt viscéral d’urate
Traumatisme
Malnutrition : défaut calorique, défaut de nutriment essentiels, incapacité à digérer/ absorber la nourriture
Hémorragie, thrombus, maladie cardiovasculaire généralisée
Mycobactériose (tuberculose aviaire)
Embolie du jaune chez la femelle pondeuse
Affection hépatique chronique : inflammation, toxines, problèmes nutritionnels.
Affection respiratoire : -‐ Blocage aigue de la trachée ou de la syrinx qui se collabe : inhalation de graine, fausse déglutition, inflammation chronique (souvent d’origine fongique) -‐ Pneumopathie allergique aigue (souvent rapportée chez les Ara ararauna) -‐ Inhalation de gaz ou de vapeur toxique (provoquant des congestions, des hémorragies et un collapsus des voies respiratoires) comme par exemple du tétra-‐fluoroéthylène produit par les poêles et casseroles en téflon
Néoplasie : intestinale, hépatique, pancréatique, gastrique, carcinome du canal biliaire
Pancréatite aigue, en rapport possible avec un régime alimentaire trop riche en graisse Hyperplasie ou dégénérescence des glandes endocrines : -‐ Hypothyroïdie -‐ Hyperplasie ou tumeur des glandes parathyroïdes entrainant une hypocalcémie, particulièrement chez les perroquet Gris du Gabon -‐ lésions des surrénales (entrainant une maladie d’Addison) pouvant avoir plusieurs causes : mycobactériose, stress chronique, maladie auto-‐immune, infection virale Lésions cardiaques : -‐ Myocardite d’origine bactérienne (septicémie) -‐ Myocardite virale (polyomavirus, paramyxovirus) -‐ Myodégénérescence non inflammatoire nutritionnelle (déficit en sélénium/vitamine E), toxique, ou secondaire a de l’athérosclérose -‐ Lésion du système de conduction : myocardite ou dégénérescence Foie : l’herpesvirus et le polyomavirus entrainent une hépatite chronique entrainant une mort subite sans pogrome
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Les oiseaux étant dans la nature des proies potentielles, ils ne montrent que très tardivement des signes et ceux ci peuvent passer inaperçus pour les propriétaires. Si bien que le diagnostic de mort subite inclut aussi de nombreuses autres maladies, notamment les affections chroniques.
Elargissement abdominal c.
Le diagnostic différentiel d’élargissement abdominal est vaste [29].
Diagnostic différentiel lors d’élargissement abdominal. Tableau 15 :Affections courantes
Lipidose hépatique Infection bactérienne ou fongique Mal de ponte Obstruction digestive
Affections plus rares Néoplasie Granulome infectieux (Mycobactériose) Maladie cardiaque chronique Maladie entrainant de l’ascite secondaire à une affection hépatique : -‐ Hémochromatose -‐ Intoxication au fer -‐ Fibrose, cirrhose et néoplasme -‐ Mycobactériose chronique du foie -‐ Polyomavirus
Affection très rare Sérosite virale aviaire
B. Examens complémentaires
1. Les examens complémentaires de base
Pour éliminer les autres suspicions plusieurs examens complémentaires peuvent être réalisés :
- Des cytologies fécales et du jabot ainsi que des coproscopies pour éliminer ou affirmer toutes infections bactériennes, parasitaires ou fongiques. Cependant des changements de la flore normale doivent être interprétés avec prudence, car l’infection peut aussi être secondaire à la PDD [44].
- L’endoscopie par les sacs aériens caudaux gauches peut être utile pour la visualisation du système digestif et l’élimination d’une éventuelle affection granulomateuse ou néoplasique [16], ainsi que l’élimination d’éventuels corps étrangers [154]. Les endoscopies sont réalisables de manière courante dans la plupart des cliniques spécialisées en NAC.
- Les biopsies d’organe sous endoscopie permettent d’éliminer ou d’affirmer les suspicions d’hépatite, de pancréatite ou d’hypoplasie pancréatique [141].
- Un bilan hématologique et biochimique complet permet de repérer une maladie métabolique ou une intoxication [44]. Les modifications sanguines lors de PDD sont non significatives : généralement une anémie non régénérative est présente (de même manière que chez les oiseaux dénutris et dans le cas de syndrome de malabsorption). Une leucocytose et une hétérophilie peuvent être présentes mais sont non consistantes et à mettre en relation avec un stress ou des infections secondaires. Il y a une diminution du taux de protéines et d’albumine [16] ainsi qu’une augmentation des enzymes musculaires (lactate déshydrogénase, créatine kinase, aspartate aminotransferase).
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2. Imagerie
La maladie de dilatation du proventricule cause un iléus fonctionnel. Le tube digestif est donc distendu.
Radiographie standard a.
i. Dilatation
Les changements radiographiques peuvent aller d’une légère distension à une accumulation de gaz marquée. Le proventricule apparaît extrêmement dilaté. Il contient généralement du gaz ou de la nourriture visible à la radiographie. La paroi du ventricule apparaît fine. Le jabot est distendu et contient du liquide [106] (stase ingluviale).
Dilatation du proventricule visible à la radiographie vue de face [44]. Figure 37 :A. Radiographie normale d’un perroquet Gris du Gabon. La silhouette du cœur (1) et du foie
(2) forme un sablier. Les sacs aériens (3) sont symétriques. B. Cas modéré de PDD chez un perroquet Gris du Gabon. Le proventricule s’étend latéralement
au foie et comprime le sac aérien à gauche (flèches blanches). C. Cas sévère de PDD chez un perroquet Gris du Gabon. La silhouette de sablier a totalement
disparue. Le volume des sacs aériens est extrêmement diminué.
ii. Le ratio proventricule / bréchet
Le ratio « proventricule / bréchet » apparaît être une méthode de lecture objective des radiographies, très sensible et très spécifique, pour déterminer la taille normale ou anormale du proventricule chez les Psittaciformes.
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Encadré 5 : Réalisation du ratio « proventricule / bréchet » • Jeûne de 1h et anesthésie générale. • Radiographie profil droit corps entier : superposition totale des coracoïdes et
alignement des articulations coxo-‐fémorales sur toute la largeur de la tête fémorale.
• Mesure du diamètre du proventricule : d’un bord à l’autre de la séreuse, perpendiculairement à l’axe long du proventricule, au niveau de la jonction thoraco-‐sacrale.
• Mesure de la hauteur du bréchet : juste caudalement aux os coracoïdes du sternum, perpendiculairement au bord dorsal du sternum
• Ratio : longueur du proventricule/ longueur du bréchet. • Interprétation :
- ratio <0,48 è normal - ratio > à 0,52 è indicateur d’une affection du proventricule
Si le ratio est anormalement élevé, une biopsie du jabot doit être envisagée.
Le ratio « proventricule / bréchet [132]. Figure 38 :Radiographie profil droit d’un Ara de Spix sain. La ligne du bas permet la mesure du bréchet (B). La ligne du milieu permet la mesure de la largeur du proventricule (A). Ici le rapport est de 0,5.
Variations -‐ D’après une étude [35], il n’y a pas d’effets significatifs de l’anesthésie sur le ratio
(P-‐value = 0,18). L’anesthésie lors de radiographie est donc une bonne option, car même si elle a tendance à diminuer le tonus digestif, elle permet une manipulation sans stress et évite les mouvements ainsi que les rotations.
-‐ En effet les rotations provoquent une diminution de la mesure du bréchet alors que la mesure du proventricule, organe cylindrique, reste la même. Les rotations entrainent une augmentation du ratio, même si cette augmentation n’est pas significative. La rotation rend aussi impossible la détermination du ratio dans certains cas où la limite foie/proventricule est floue. Cet effet n’est pas reproductible chez tous les perroquets, et cet effet n’a aucun lien avec le score corporel de l’oiseau [35].
-‐ La mise à jeun ne semble pas nécessaire pour l’interprétation [35]. -‐ Ce ratio n’a pas été étudié chez les oisillons. Chez les très jeunes oiseaux le
proventricule est naturellement plus large. La validation du ratio proventricule/bréchet est donc indéterminée chez les jeunes [35].
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-‐ Ce ratio peut être utilisé sans distinction entre les espèces [34] (pas de variation significative entre les différentes espèces).
Limite
Cette méthode ne semble pas permettre de corréler le ratio avec la survie de l’oiseau atteint [33]. Ce n’est aussi qu’une indication d’atteinte du proventricule, et pas un test diagnostique de la maladie de dilatation du proventricule.
Radiographies de contraste b.
i. Transit baryté
Il permet d’objectiver les déficits fonctionnels par un retard au remplissage et à la vidange du proventricule et du ventricule. Il est réalisable dans n’importe quelle clinique.
Le transit baryté montre une accélération du transit dans les cas débutants de la maladie, puis un ralentissement dans les cas chroniques accompagnés de distension des intestins, du ventricule et du proventricule [139].
Encadré 6 : Réalisation du transit baryté
Réalisation • mis à jeun plusieurs heures avant l’examen. • Réalisation de clichés radiographiques classiques avant l’administration du
produit. • Administration de produits de contraste, soit seuls soit mélangés à de
l’alimentation, à raison de la moitié du volume de gavage maximal possible (soit 25-‐50ml/kg) : Calopsitte : 1-‐2ml ; Amazone : 5-‐6ml ; Ara : 10–15ml [5] (généralement 10-‐15ml/kg suffisent et réduisent le risque de fausse déglutition).
• L’oiseau doit être placé de manière à avoir la tête surélevée pour éviter une fausse déglutition une fois le produit de contraste administré.
• Sédation (Midazolam 0,1mg/kg IM, 15 minute avant [21]) et contention manuelle (oiseau bloqué dans une boite étroite en plastique ou en carton ; scotché à une plaque de plexiglas) préférables à l’anesthésie qui peut ralentir le transit. Cela permet aussi à l’oiseau de garder la tête surélevée [5].
• Cliché à T0 puis à intervalles de temps réguliers de 15 ou 30 minutes[4] [4]. àLe baryum doit avoir pénétré dans les intestins chez la plupart des patients
sains après 60 minutes [5]. Les produits de contraste :
• Les produits de contraste sont conservés à température ambiante. • Sulfate de baryum ou produits de contraste iodés (comme la Gastrografine®). • Le sulfate de baryum présente l’avantage de procurer un meilleur contraste
plus longtemps. Cependant il est irritant pour l’appareil respiratoire et il ne doit pas être administré en cas de suspicion de perforation digestive. Toute chirurgie du tube digestif doit être retardée en cas de transit baryté [44].
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Radiographie lors de transit baryté d’un cas de PDD [48]. Figure 39 :Radiographie de face (A) et de profil (B) d’un Ara présenté pour dépression sévère et réticence au déplacement survenu de manière très aiguë. L’oiseau était très émacié à l’admission. Les radiographies ont été prises 3 heures après administration du produit de contraste. Une stase du jabot (1) et du proventricule (2) ainsi qu’une forte dilatation sont notables. La PDD a été confirmée par diagnostic histologique.
Utilisation lors de suspicion de PDD :
Dans le cas de la réalisation d’un transit baryté, le produit de contraste peut persister jusqu’à 72h dans le tube digestif chez les oiseaux atteints de troubles du proventricule et du ventricule [106] (rappelons que la durée du transit chez oiseau est généralement de 2h).
Ce transit baryté peut être utilisé lors de l’acquisition d’un nouvel oiseau ou lorsqu’un oiseau est suspecté atteint de PDD : en effet des séries de radiographies permettent de suivre l’évolution [14].
Le transit baryté permet aussi au chirurgien de voir la position des organes avant de réaliser la biopsie du proventricule et du ventricule [14].
Limite
Le transit baryté est moins précis que la fluoroscopie et ne permet pas de faire le diagnostic final.
ii. La fluoroscopie
Elle permet d’objectiver les déficits fonctionnels par analyse de la motilité gastro-‐intestinale. La fluoroscopie est un outil très utile pour la visualisation du transit ainsi que de la motricité digestive. En effet, lors de PDD il y a une baisse de 50% des
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contractions ventriculaires et duodénales [10]. La fluoroscopie est une technique permettant de visualiser en temps réel des images radiographiques : les rayons X sont collectés sur un écran où l’image est intensifiée et affichée sur une vidéo. Cela permet une visualisation en temps réel de la motricité du ventricule et du proventricule [5].
Encadré 7 : réalisation de la fluoroscopie
La mise à jeun ne semble pas nécessaire lors de fluoroscopie pour évaluer la motilité gastro-‐intestinale normale pour les patients suspects de PDD [5].
- mélanger le produit de contraste avec la même quantité de nourriture liquide pour élevage à la main.
- administrer 15-‐20 minutes avant l’examen d’imagerie à la posologie de 5-‐10ml/kg [44].
- placer l’oiseau dans une boite en plastique ou en carton étroite percée avec si possible un perchoir (possible dans une boite en plastique): cela permet de garder l’oiseau calme et sans sédation.
àLe faisceau de rayon X arrive latéralement. Le temps de fluoroscopie est généralement de 15-‐20 minutes mais peut durer 40 à plus de 75 minutes dans les cas de motilité digestive très altérée. L’enregistrement est très intéressant pour pouvoir comparer avec des « cas normaux », ainsi que pour suivre l’évolution [5].
Utilisation lors de suspicion de PDD :
Chez l’oiseau sain, un bolus par minute quitte le jabot pour passer dans le proventricule par l’œsophage. À titre d’exemple, chez des Amazones d'Hispaniola (Amazona ventralis), la fréquence des cycles gastriques varie entre 3.4 et 6.6 cycles par minute [9]. Chez les oiseaux atteints cette motricité est altérée ou inexistante.
Aussi les contractions séquentielles des muscles du ventricule entrainent un effet de « machine à laver » avec le produit de contraste en rotation (sur la vue de profil). Chez les patients atteints de PDD, cette séquence peut être totalement absente ou remplacée par des contractions peu intenses et/ou irrégulières : cette dernière anomalie empêche le broyage des aliments par le ventricule et entraine l’émission de graines non digérées dans les fèces.
L’intestin grêle présente un péristaltisme bidirectionnel chez les Psittaciformes, avec des ondes partant des ceaca vestigiaux et remontant jusqu’au pylore. Chez certains oiseaux atteints de PDD l’activité est très augmentée et erratique, et elle augmente le diamètre du duodénum, tandis que les autres portions du tube digestif présente une motilité diminuée [44].
De nombreux vétérinaires, en cas de suspicion de PDD, réalisent une fluoroscopie. Le traitement anti-‐inflammatoire préconisé dans le traitement de la PDD est mis en place, et la fluoroscopie permet de suivre l’évolution de la maladie au cas par cas. Cette technique permet, une fois le retour de la motricité objectivé, d’arrêter le traitement.
Limite
Les appareils ne sont pas disponibles en routine mais sont disponibles dans certaines grandes structures. Malgré tout, la fluoroscopie ne fournit que des
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informations sur la fréquence et les séquences des contractions gastro-‐intestinales, et ne peut pas fournir d’informations quantitatives au sujet du temps de vidange ou du volume du bolus ingéré dans une région du tube digestif à un certain moment donné. Comme tout les examens d’imagerie, la fluoroscopie permet de soupçonner la PDD mais ne la confirme pas.
C. Diagnostic de certitude avant 2008
1. Diagnostic histologique : biopsie du jabot
L’examen histologique reste encore le "gold standard" du diagnostic de la PDD. En effet un oiseau peut être porteur du bornavirus aviaire et ne jamais déclarer la maladie. La biopsie du jabot est un geste relativement peu invasif, assez simple et rapide. De plus, étant donné la localisation anatomique de celui ci, il y a très peu de risques de complications chirurgicales [44,107].
La technique [107] a.
Les Psittaciformes possèdent un jabot formant un sac qui s’étant transversalement du côté droit du cou vers la gauche. Le jabot se situe juste sous la peau. Il est formé d’une séreuse, d’un muscle externe longitudinal et d’un muscle interne circulaire (les nerfs passent entre les deux couches musculaires), d’une sous-‐muqueuse et d’une muqueuse. Le jabot peut stocker la nourriture non digérée lorsque le ventricule est plein, ce qui permet aux oiseaux d’ingurgiter une grande quantité de nourriture rapidement.
i. Détermination du risque
Les oiseaux atteints de PDD sont souvent en mauvais état général, il est donc important d’effectuer un suivi très précis des paramètres vitaux avant, pendant et après la chirurgie. Le rapport bénéfice-‐risque du diagnostic doit aussi être envisagé.
ii. Temps opératoire
L’oiseau doit être mis à jeun 3-‐4h avant la chirurgie afin que le jabot soit vide pour éviter les risques de régurgitations et de fausse route.
Encadré 8 : Equipement nécessaire à la biopsie du jabot
Une boite de chirurgie basique peut être utilisée. Si possible des instruments de microchirurgie peuvent être utilisés.
- Un champ stérile transparent. - Une sonde de gavage métallique et des cotons tiges. - Du fils PDS® II 5-‐0 (Ethicon) résorbable ou des fils de suture similaires avec
une aiguille fine à section circulaire. - Un porte aiguille classique. - Des ciseaux de Metzenbaum fins. - Des petits ciseaux droits. - Une pince mousse. - Deux pinces à hémostase.
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Encadré 9 : Méthode de biopsie du jabot - Insérer la sonde de gavage métallique de taille appropriée dans l’œsophage en
région cervicale (ne pas passer dans le jabot) : cela permettra plus tard d’identifier le site d’incision et la localisation du jabot. Alternative : un coton tige humidifié ou un tube de gavage (red rubber feeding tube). Cela empêche de surcroît la remontée rétrograde de nourriture du jabot dans la cavité orale et réduit donc le risque de fausse déglutition.
- Plumer et préparer le site d’incision. Mise en place d’un champ stérile. Les champs transparents permettent une meilleure observation du patient.
- Incision cutanée à l’aide des petits ciseaux de Metzembaum ou des petits ciseaux. La taille de l’incision doit être adéquate pour permettre une dissection pour atteindre le jabot.
- Dissection mousse et coupante pour individualiser le jabot. - L’hémostase est contrôlée avec des cotons tiges ou avec la pince à hémostase. - Pose de fils de traction une fois le jabot individualisé. - La zone de prélèvement choisie est une zone contenant des vaisseaux sanguins : les
nerfs leur sont associés. Choisir une zone qui ne sera pas irritée par les futurs gavages et une zone non ventrale : chez les perroquets un prélèvement dans la zone latérale gauche semble appropriée.
- Inciser le jabot avec les ciseaux dans son entière épaisseur : la biopsie doit être ovalaire (12*8mm) pour permettre l’orientation de la pièce. Elle doit contenir un vaisseau sanguin majeur. Une seconde pièce d’exérèse doit être collectée et gardée congelée dans un récipient stérile pour un test virologique RT-‐PCR [44].
- Plusieurs sutures sont possibles : une suture simple, si elle est faite méticuleusement avec un fil et aiguille adéquats ; deux sutures : un surjet simple suivit d’un surjet enfouissant. Attention, l’utilisation de la double suture réduit considérablement la taille du jabot : cela est important à noter chez les oiseaux de petite taille. Une aiguille de petite taille atraumatique et de section circulaire doit être utilisée pour la suture de jabot. Le fil doit être du monofilament résorbable. La taille du fil dépend de la taille de l’oiseau et de la finesse de la paroi du jabot (entre 3-‐0 et 6-‐0).
- Rincer le site chirurgical avec de la solution saline ou nettoyer avec des cotons tiges humidifiés. Infuser de l’air ou de la solution saline dans le jabot afin de vérifier les fuites.
- Replacer le jabot dans sa position d’origine et enlever les fils de tractions. - Pour la peau, réaliser une suture classique : surjet continu avec du fil monofilament
résorbable entre 3-‐0 et 5-‐0 (du fil non résorbable peut aussi être utilisé). - Placer la pièce d’exérèse pendant au moins 2h dans une solution à 10% de formol.
Elaborer 5 coupes minimum, les placer dans des cassettes entourées de papier imbibé de formol et envoyer au laboratoire [44].
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iii. Temps post-‐opératoire
L’oiseau doit être réalimenté rapidement après la chirurgie, dès lors qu’il est rétablit de son anesthésie.
Une antibio-‐prévention est souvent nécessaire et le suivi de l’animal doit être précis et répété. Du méloxicam (0,1-‐0,2mg/kg PO/IM SID) ou du butorphanol (0,5-‐4mg/kg IV/IM q1-‐4h) doivent être utilisés chez les patients douloureux [21].
Les sutures doivent être contrôlées et retirées deux semaines après la chirurgie. La déhiscence de la suture est parfois observable dans certains cas : mauvais repositionnement du jabot, mauvaise suture ou suture inappropriée.
Sensibilité et spécificité b.
La sensibilité des biopsies du jabot est sujette à discussion. Les infiltrations lymphoplasmocytaires au niveau de celui-‐ci se retrouvent seulement chez 22% à 76% des oiseaux atteints de PDD [13,40,52,55,159].
2. Biopsie du proventricule ou du ventricule
Idéalement une biopsie de la surface de la séreuse du proventricule et du ventricule doit être réalisée, car ces sites sont couramment affectés par la PDD. La sensibilité du test histologique est alors augmentée, par rapport à une biopsie de jabot.
Cependant, étant donné le rapport bénéfice/risque, ces biopsies sont très rarement réalisées. En effet il s’agit d’un acte long et d’une chirurgie lourde et risquée, chez un oiseau déjà débilité.
3. Autopsie
L’autopsie permet, par le fait de la macroscopie et par les multiples analyses histologiques possibles (jabot, ventricule, proventricule, duodénum, glandes surrénaliennes) d’établir le diagnostic final.
Pour l’histopathologie, les tissus doivent être d’épaisseur inférieure à 10mm. Ils seront alors placés dans du formol à 10% [41,172].
Aujourd’hui, les organes et le sang pris en intracardiaque peuvent aussi être analysés en virologie et sérologie par RT-‐PCR et test Elisa. Pour l’isolement du virus, la température optimale de congélation est de -‐70°C. Si ce n’est pas possible, les tissus doivent être envoyés rapidement dans des récipients stériles plongés dans un bain la glace [41,172]. Aucune précaution spécifique ne doit être prise pour l’analyse sérologique, si ce n’est le volume (seulement 1µl de sérum sont nécessaire au diagnostic).
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Résumé : -‐ Tout signe clinique digestif ou neurologique doit inclure la PDD dans le
diagnostic différentiel. -‐ Effectuer des cytologies, endoscopies, et bilans hématologiques et
biochimiques pour éliminer certaines affections. Les biopsies d’organes sous endoscopie doivent être réalisées en cas de doute.
-‐ Sur les radiographies, évaluer la distension de l’appareil digestif en plus du bilan complet. Sur la radiographie de profil évaluer le ratio « proventricule / bréchet ». Si celui-‐ci est supérieur à 0,52, suspecter une affection du proventricule.
-‐ Réaliser un transit baryté et si possible une fluoroscopie afin d’objectiver les déficits fonctionnels.
-‐ Une biopsie du jabot peut être réalisée. Cependant, étant donné les risques (anesthésiques surtout) et la sensibilité du test, elle doit être réalisée en dernière instance après les tests diagnostiques d’infection par le bornavirus aviaire.
Si l’animal est mort : -‐ Faire une autopsie et observer les lésions macroscopiques. -‐ Isoler le système nerveux, les glandes surrénales, les reins, le pancréas, le
tube digestif (jabot, proventricule, ventricule, jéjunum) ainsi que le système nerveux (cerveau, cervelet, moelle épinière et si possible des nerfs comme le sciatique et le nerf optique). Si des signes de cécité sont présents prélever aussi la rétine et l’humeur vitrée.
-‐ Fixer une partie des éléments dans du formol pour l’histologie. L’autre partie doit être conservée à -‐70°C si possible sinon à 0°C, et doit être envoyée le plus rapidement possible, pour test virologique.
-‐ Le sang pris en intracardiaque peut aussi être tester (test sérologique).
D. Recherche de nouvelles méthodes diagnostiques depuis 2008
La PCR 1.
La PCR permet le diagnostic de l’infection par le bornavirus aviaire. Cette technique est très sensible et spécifique si les prélèvements contiennent le virus et sont conservés de manière adéquate.
Cependant les laboratoires ne donnent pas d’indications sur les conditions d’acheminement et de conservation, et l’excrétion est intermittente. Les résultats sont donc très variables et la sensibilité du test est réduite, avec une grande proportion de faux négatifs.
De manière générale, les organes dans lesquels le bornavirus aviaire est le plus souvent retrouvé sont par ordre décroissant [130,174] :
- Le système nerveux - les glandes surrénales - Le système urinaire - Le système digestif - Le pancréas - L’humeur vitrée et la rétine - Le cœur
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- La peau et les plumes
La PCR urofécale a.
La RT-‐PCR à partir de fèces a été étudiée dans plusieurs laboratoires. Une grande quantité de virus est excrétée par voie urinaire [167]. Cependant l’excrétion est intermittente : la plupart des oiseaux infectés en bonne
santé excrètent le virus de manière intermittente et certains oiseaux présentant des signes cliniques de PDD confirmée plus tard par histologie peuvent être négatifs par PCR sur « fèces » (partie urinaire et partie fécale). Certains oiseaux sont excréteurs continus. Certains oiseaux peuvent être en bonne santé pendant plusieurs années et être excréteurs du virus sans jamais développer la maladie ou alors après une longue période (plusieurs années).
De plus, les fèces, tout comme les écouvillons cloacaux, possèdent de nombreux inhibiteurs naturels de la PCR : les acides biliaires, les sels et les polysaccharides dans les fèces, l’acide urique dans l’urine. Aussi le taux d’inhibiteurs varie énormément en fonction de l’origine géographique, de l’écosystème, du régime alimentaire, de l’habitat et de l’espèce [26]. Ces inhibiteurs réduisent ou bloquent l’amplification lors de la PCR. Des kits d’extraction d’ARN viral et de blocage des inhibiteurs existent, mais ne semblent pas être efficaces. Ceci limite la sensibilité de la PCR urofécale.
Résumé : Pour tester un oiseau seul, il vaut mieux analyser plusieurs échantillons sur au
moins une semaine, voire plus si possible. Pour tester un élevage le mieux est de prendre des échantillons de plusieurs oiseaux.
La PCR sur plumes b.
L’équipe de Kloet a étudié la RT-‐PCR sur des plumes non irriguées [80]. Cette méthode est avantageuse du fait qu’elle est non invasive et rapide. L’utilisation de plusieurs plumes, aisément prélevables, augmente la fiabilité de ce test.
Les amorces N, permettant l’amplification d’un segment du gène codant pour la protéine P40, et les amorces M, permettant l’amplification d’un segment du gène codant pour la protéine P16, ont été utilisés pour la détection du bornavirus [80]. Les amorces G (amplifiant le segment du gène codant pour la glyceraldehyde 3’-‐phosphate déshydrogénase aviaire) et R (amplifiant le segment du gène codant pour l’ARN ribosomique 18S aviaire) mettent en évidence une bonne extraction de l’ARN, et sont utilisés comme contrôle.
Cette PCR est moins dépendante des conditions de conservation que les fèces. En effet, pour cette étude les plumes ont été stockées à température ambiante pendant 1 mois, afin de tester la sensibilité du test après des conditions limites de conservation. Aussi elle s’affranchit de la présence d’inhibiteurs de la PCR. Le principal inhibiteur présent au niveau des plumes étant la mélanine, celle-‐ci peut être neutralisée par l’albumine de sérum bovin. Cette RT-‐PCR serait de ce fait plus sensible que celle effectuée sur les fèces.
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La PCR sur sang c.
De nombreux laboratoires proposent une PCR sur sang. Certaines équipes ont proposé ce test et le trouvent très sensible [24]. Cependant la virémie n’est pas commune ou faible dans les infections par le virus de Borna et le bornavirus aviaire.
La PCR sur les prélèvements d’autopsie d.
L’ARN du virus peut être détecté sur les prélèvements d’autopsie. Les oiseaux peuvent héberger le virus dans la plupart de leurs organes [88,130,174]. Cependant, dans certains cas, le virus est confiné au système nerveux [174]. Le bornavirus peut aussi être détecté dans l’humeur vitrée de l’œil.
L’immunohistochimie 2.
Etudes a.
En utilisant des anticorps marqués contre l’antigène N du bornavirus, le virus est détectable dans de nombreux tissus du système nerveux (cerveau, cervelet, ganglions entériques, moelle épinière) [118].
Avec la même technique de marquage, le bornavirus aviaire est retrouvé de manière récurrente dans le cerveau, la moelle épinière, les glandes surrénales, le pancréas et les reins. Le virus est aussi retrouvé dans le tube digestif antérieur (jabot, proventricule, ventricule, et duodénum), ainsi que dans le cœur, les testicules, les ovaires, et la thyroïde.
Comparaison avec la PCR b.
Dans l’étude de Raghav, en choisissant l’histopathologie comme test de diagnostic « gold-‐standard » la sensibilité de la RT-‐PCR et la spécificité du test étaient respectivement de 100% et de 87,5%. De même la spécificité et la sensibilité de immunohistochimie était de 100% [130].
Cependant la différence de spécificité entre la PCR et l’immunohistochimie est du au résultat d’un seul oiseau. Cet oiseau a présenté dans le passé des problèmes neurologiques. La PCR était positive pour les deux gènes M et N dans le cerveau, le tronc cérébral, les glandes surrénales, les reins et les muscles, et pour le gène N dans le cervelet. Ainsi cet oiseau serait atteint d’une forme latente ou sub-‐clinique de l’infection. Il ne s’agirait donc pas d’un faux positif.
De plus, les lésions peuvent être présentes en plus ou moins grande quantité, avec une répartition variable. L’utilisation de biopsie pour le diagnostic réduit les chances de découverte des lésions. Ainsi, l’histopathologie et l’immunohistochimie peuvent être à l’origine de faux négatifs.
Ainsi ces différences de spécificité seraient sûrement dues à une plus forte sensibilité de la PCR post-‐mortem en comparaison avec l’immunohistochimie et l’histopathologie.
Les diagnostics sérologiques 3.
Des précautions doivent être prises concernant les tests sérologiques et la conclusion pour le diagnostic de PDD. En effet un oiseau peut être porteur sain et peut ne jamais déclarer la maladie.
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Western Blot [168] a.
En 2009, une étude a validé le Western Blot comme test diagnostique. Les sérums de 117 oiseaux ont été testés. La source d’antigènes utilisée était un
lysat de fibroblastes embryonnaires de canards infectés par l’ABV. Les sérums positifs reconnaissent principalement la nucléoprotéine (P40), qui est immunodominante, malgré le fait que certains oiseaux présentaient aussi des anticorps dirigés contre d’autres antigènes du virus. Trente d’entre eux ont était diagnostiqués atteints de la PDD par biopsie ou par autopsie/histologie, et 87 étaient en bonne santé apparente ou atteints d’autres maladies.
En choisissant l’histologie comme test diagnostique « gold-‐standard », la sensibilité et la spécificité de ce test sont respectivement de 90% et de 84%.
Cette étude n'a par contre pas permis pas de corréler la présence d’anticorps et le pronostic.
Immunofluorescence [65] b.
L’immunofluorescence indirecte a été utilisée pour mesurer le taux d’anticorps dirigés contre l’ABV. L’antigène cible a été produit en infectant des cellules (MDCK) avec une souche de bornavirus équin (BVD H1766). Les cellules ont été ensuite incubées avec du sérum aviaire, et les anticorps dirigés contre l’ABV ont été révélés par des anticorps de chèvres fluorescents dirigés contre les immunoglobulines aviaires.
Les sérums utilisés ont révélé une forte fluorescence granulaire brillante dans les noyaux des cellules MDCK infectés.
Parallèlement des cellules de caille (CEC-‐32) ont été infectées par l’ABV (et présentaient donc des antigènes de l’ABV) et les sérums précédant ont aussi été testés. Les résultats obtenus étaient comparables. Il existe donc bien des réactions croisées entre le BVD et l’ABV.
Chez les oiseaux séropositifs, l’infection par l’ABV a aussi été évaluée par d’autres approches toutes positives : PCR sur cerveau, immunohistochimie et histopathologie.
Ensuite le test fut appliqué chez 77 perroquets issus d’un élevage possédant un historique de PDD mais n’ayant pas de signes cliniques présents pour le moment : 45% des oiseaux présentaient des anticorps spécifiques de l’ABV. Parmi les oiseaux positifs par PCR (36%), 64% présentaient des anticorps spécifiques. Aussi 34% des oiseaux négatifs par PCR présentaient des anticorps spécifiques. Certains oiseaux positifs par PCR ne pressentaient pas d’anticorps spécifiques (13%).
Les oiseaux négatifs par PCR et présentant des anticorps spécifiques montrent les limites de la PCR (génotypes viraux non détectés par PCR à l’époque, non excrétion virale au moment de la prise d’échantillon, virus fragile dans le milieu extérieur, présence d’inhibiteurs naturels). Les oiseaux positifs par PCR mais négatifs pour l’immunofluorescence indirecte étaient sûrement en phase précoce d’infection, et les anticorps n’étaient pas encore formés. Cette étude recommande l’utilisation conjointe de la PCR et de la sérologie pour le diagnostic.
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ELISA (Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay) c.
Exemple de la réponse immunitaire d’un oiseau infecté par le Figure 40 :bornavirus aviaire.
Un test Elisa est réalisé chez un perroquet atteint de PDD et porteur du bornavirus aviaire (1). Le contrôle est présent à droite (2). La production d’anticorps dirigés contre la protéine N (P40), qui est la protéine la plus exprimée par le virus, est la plus importante. Figure fournie par le laboratoire NOIVBD du Dr Dorrestein.
Plusieurs protéines sont immunogènes. Cependant, la production d’anticorps dirigés contre la protéine N (P40) est la plus importante en comparaison avec la phosphoprotéine (P24) ou la protéine matricielle (P16). Cette protéine est la plus exprimée par le virus [80].
À titre d'exemple, le test ELISA pour le dosage des Ac anti-‐P40 développé par le laboratoire NOIVBD est présenté.
1 2
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i. Principe
1. Fixation de l’antigène P40 sur la plaque
2. Fixation spécifique des anticorps anti-‐P40 aux l’antigènes et lavage
3. Ajout des anticorps anti-‐immunoglobuline aviaire marqués
4. Liaison des anticorps anti-‐immunoglobuline aviaire aux anticorps anti-‐P40 et lavage
5. Addition du substrat pour l’enzyme produisant une substance colorée puis mesure de la densité optique sur le multiscan
Principe Elisa. Figure 41 :
Figure fournie par le laboratoire NOIVBD du Dr Dorrestein.
L’avantage de ce test est qu’il ne nécessite qu’une petite quantité de sang total : seulement 1µL de sérum sont requis. Ce test est très spécifique et très sensible si l’immunité est mise en place. Celle-‐ci a lieu deux mois post-‐infection généralement.
ii. Limites
Une infection par le virus ne signifie pas nécessairement que l’animal est malade car il existe beaucoup de porteurs sains et la maladie peut mettre un certain temps avant de se déclarer.
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iii. Les résultats obtenus au laboratoire NOIVBD
Des analyses internationales sont envoyées au laboratoire NOIVBD. Pour les années 2010 et 2011, 4278 échantillons ont été analysés et la proportion
de résultats positifs était 19,6%. Pour les années 2012 et 2013, 4651 échantillons ont été analysés et la proportion
de résultats positifs était 18,9%. Ces deux résultats sont similaires à ceux explicité au chapitre « III. C. » à l’échelle
de la France.
Catégories
Tous les échantillons analysés entre 2010 et 2013 ont été systématiquement classés entre plusieurs catégories suivant l’historique de l’oiseau analysé. Ce premier triage permet de tirer des conclusions en fonction de ces catégories.
Les différentes catégories d’échantillons analysés par le laboratoire Tableau 16 :NOIVBD.
Historique Résultats positifs 2010-‐2011
Résultats positifs 2012-‐2013
0 Aucun historique renseigné 16,4% 25,1% 1a Oiseau maladie, suspect de PDD 58% 40% 1b Oiseau malade, NON suspect de PDD 15% 13% 2a Congénère décédé de PDD 49% 38% 2b Propriétaire/éleveur avec élevage
infecté par l’ABV 22% 27%
3 Check up d’un adulte en bonne santé 14% 7% 4 Jeune entre 3 et 12 mois 0% 1% 5a Sérum/fluide cardiaque issus d’une
autopsie d’un oiseau suspect de PDD 89% 57%
5b Sérum/fluide cardiaque issus d’une autopsie d’un oiseau NON suspect de PDD
25% 27%
6 Test réitéré 2 mois après le premier test
17% 26%
Ce premier triage permet de tirer des conclusions en fonction de ces catégories.
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Analyse des résultats
Analyse des résultats du test Elisa en fonction des catégories Tableau 17 :d’échantillons analysés (laboratoire NOIVBD).
0 Résultat similaire aux données globales. 1a Tous les résultats ne sont pas positifs car le diagnostic clinique et seulement
une indication. Le pourcentage décroit car les vétérinaires sont plus avertis de la maladie et ils pensent à elle plus souvent, même si le diagnostic clinique n’est pas parfait.
1b Certains oiseaux peuvent être infectés par l’ABV sans déclarer la maladie, certains souffrent de signes nerveux et oculaires. La pluparts sont atteints d’autres maladies et sont juste porteurs de l’ABV. Ainsi certains oiseaux sont séropositifs même si ils ne sont pas suspects de PDD.
2a Moins de la moitié des congénères d’un oiseau mort de la PDD sont infectés : - la transmission du virus est lente - la transmission requière un contact direct étroit - l’oiseau doit être re-‐tester 2 mois après la séparation pour exclure une
infection récente. 2b Le pourcentage d’oiseaux infectés dans un même élevage varie entre 7 et 52%
Il est nécessaire de re-‐tester les congénères deux mois après séparation. Le sort des oiseaux positifs doit être discuté avec le propriétaire (voir prévention)
3 Oiseaux en bonne santé : oiseaux de compagnie ou récemment acquis par un éleveur. Le nombre d’oiseaux testés dans cette catégorie a énormément augmenté. Il semble y avoir une réduction des oiseaux infectés sur le marché pour le moment.
4 Les jeunes oiseaux non pas d’anticorps. La question est : est ce que la transmission verticale n’est pas possible ou est ce que le système immunitaire ne reconnaît pas le virus lorsque l’infection à lieu dans l’œuf?
5a La chute du pourcentage est du à l’augmentation de la suspicion de PDD à l’autopsie même si les lésions observées ne sont pas typiques. L’utilisation du fluide cardiaque est aussi efficace que le sérum pour montrer la présence d’anticorps dirigés contre l’ABV
5b Le pourcentage n’est pas nul car : - de nombreux oiseaux sont porteurs du virus - il y a de nombreuses raisons de mourir, même si l’oiseau est infecté par
l’ABV - les oiseaux avec signes nerveux et oculaires ne sont pas suspect des
lésions classiques de PDD, et sont infectés par le virus 6 Les oiseaux suspects sont de nouveau testés 8 semaines après le dernier
contact avec un oiseau infecté. Il s’agit du temps nécessaire à la séroconversion.
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Tests a venir 4.
Western Blot permettant la détection des protéines virales sur plumes a.
La possibilité de tester la présence de protéines virales dans les plumes grâce à la technique western blot est actuellement étudiée [104]. Les protéines virales sont extraites à partir des plumes, déposées sur la bande d’électrophorèse, puis elles subissent une migration. Elles sont ensuite transférées sur un buvard de nitrocellulose. Des antisérums spécifiques sont déposés, se fixent aux protéines, puis sont rincés. Finalement des anticorps anti-‐anticorps aviaires marqués sont déposés et se fixent aux anticorps précédents. L’excédant est rincé et les anticorps marqués sont révélés.
Principe du test Western Blot de détection des protéines virales sur Figure 42 :plumes.
1. Dépôt des protéines virales extraites des plumes sur la bande d’électrophorèse. 2. Application d’un courant électrique et migration des protéines en fonction de leur charge électrique (Electrophorèse). 3. Transfert des protéines sur un buvard de nitrocellulose. 4. Dépôt d’anticorps anti-‐bornavirus aviaire. 5. Rinçage. 6. Dépôt d’anticorps anti-‐anticorps aviaire marqués. 7. Rinçage. 8. Révélation.
Ce test présente un réel intérêt, car ce serait un test fiable et extrêmement sensible, reflétant réellement l’infection. En effet les tests sérologiques reflètent plus l’histoire de l’animal que son statut actuel. Les tests RT-‐PCR actuellement réalisés
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détectent l’ARN viral. Même si les tests actuels sont performants, l’ARN viral est très labile dans l’environnement extérieur : cela affecte la sensibilité de ces tests. De plus les laboratoires effectuant les RT-‐PCR ne donnent pas d’indication sur les méthodes de conservation des fèces et des plumes.
Cette technique permet de détecter les protéines virales dans les plumes en croissance, notamment chez les jeunes oiseaux (âgés de 1 mois), bien avant l’apparition des anticorps anti-‐bornavirus aviaire. De plus, certains oiseaux infectés, comme ceux infectés avant l’éclosion, peuvent être immuno-‐incompétents pour ce virus. Le test sérologique peut alors être négatif alors que l’oiseau est porteur du virus : ce test permet de détecter de tels animaux [130].
Les protéines virales sont très résistantes dans l’environnement. Ainsi cette étude a permis la détection des protéines P40 et P24 dans des plumes séchées 30 min à l’air ambiant puis gardée pendant plusieurs années (jusqu’à 5 ans) à 25°C.
Cependant, certains oiseaux présentent une forte réaction du système immunitaire. Celui ci confine le virus dans le système nerveux : le virus n’est plus détectable dans les fèces, les sécrétions, les plumes et les autres organes.
Ce test, étant donné qu’il repose sur l’acquisition de plumes, acte relativement aisé, et qu’il n’est pas dépendant des conditions de conservation, permettrait d’analyser la prévalence du bornavirus aviaire dans la faune sauvage. Ainsi, ce test est très utile et est amené à se développer, et devra être utilisé conjointement au test sérologique chez les oiseaux domestiques.
Anticorps anti-‐gangliosides b.
La PDD serait due à une réaction auto-‐immune à l’infection virale, correspondant à une production d’anticorps anti-‐gangliosides [143].
En effet, des équipes ont comparé le taux d’anticorps anti-‐gangliosides avec le taux d’anticorps dirigés contre l’ABV, ainsi qu’avec les autres tests diagnostiques de la PDD [122,143,145].
La relation entre les atteintes cliniques de la PDD et le taux d’anticorps anti-‐gangliosides a été recherchée chez 104 perroquets appartenant à des propriétaires privés espagnols et italiens entre 2008 et 2009 : tous les perroquets sains et séronégatifs ont survécu alors que 84% des oiseaux atteints et séropositifs sont morts de PDD [122].
Ce test pourrait donner une valeur pronostique. Cependant il n’est pas disponible en pratique pour le moment.
E. Tests accessibles en France Les tests ne sont pas toujours réalisés par les vétérinaires et les propriétaires, en
raison du coût, de la méconnaissance de la maladie, et du pronostic actuel plutôt sombre. Souvent, les vétérinaires mettent en place un traitement à base d’anti-‐inflammatoires, en se basant sur les renseignements donnés par l’imagerie.
1. Genimal Biotechnologie (France)
En France, le laboratoire Genimal réalise le diagnostic de la PDD : -‐ Test RT-‐PCR sur écouvillon cloacal ou organe. Les délais sont de 3 à 9 jours. Ce
test est moyennement sensible étant donné que l’ARN est labile dans le milieu
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extérieur et que le laboratoire ne donne pas d’indication sur le transport des échantillons.
-‐ Test sérologique ELISA sur prélèvements de sang sur tube sec. Les délais sont de 7 à 15 jours. Ce test est très sensible et très spécifique, mais nécessite la mise en place d’une immunité. Ainsi, si un doute persiste, le test doit être réitéré deux mois plus tard.
2. NOIVBD (Pays Bas)
Le laboratoire NOIVBD réalise : -‐ les tests ELISA détectant les anticorps anti-‐P40. Ce test est très sensible et très
spécifique, mais nécessite la mise en place d’une immunité. Ainsi, si un doute persiste, le test doit être réitéré deux mois plus tard.
-‐ les RT-‐ PCR sur tissus et écouvillon cloacal, testant les gènes M et N ainsi qu’un contrôle interne pour vérifier la présence d’ARN dans l’échantillon. Ce test est plutôt sensible pour l’échantillon cloacal, sensible pour la PCR sur tissus, et très spécifique.
-‐ Les autopsies et l’histopathologie, qui sont les « gold-‐standards ».
3. Laboklin (Allemagne)
Un test RT-‐PCR sur écouvillon cloacal ou de jabot, ou sur tissus (cerveau, tube digestif) sans milieu de transport et proposé par ce laboratoire. Les résultats sont disponibles sous 7 jours.
4. Laboratoire Animal Genetik UK (Angleterre)
Ce laboratoire propose : -‐ le test Elisa détectant les anticorps P40, P24, P29, et P16. Ce test est très sensible
et très spécifique, mais nécessite la mise en place d’une immunité. Ainsi, si un doute persiste, le test doit être réitéré deux mois plus tard.
-‐ Un test RT-‐PCR sur plumes conservées dans des sachets plastiques, testant les gènes M et N, ainsi que deux contrôles internes. Le laboratoire demande 4-‐5 plumes pour cette analyse. Ce test est plutôt sensible et spécifique.
-‐ Un test de détection post-‐mortem de l’ARN du bornavirus sur cerveau, proventricule et jabot. Le laboratoire préconise l’alcool comme milieu de transport.
Résumé : Le test sérologique ELISA est simple et permet de diagnostiquer de nombreux cas. Cependant un animal positif ne déclare pas forcément de signes cliniques et n’en déclarera peut être jamais. Les tests PCR sur fèces et sur plumes semblent plus aléatoires, non pas du fait de la technique mais du fait de la fragilité du virus (virus enveloppé à ARN) et des inhibiteurs naturels de la PCR. Les PCR post-‐mortem sur tissus sont très sensibles et très spécifiques. De nouveaux tests (détection d’Ac anti-‐gangliosides, Western blot détectant les protéines virales sur les plumes) sont en cours de développement.
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VII. Moyens de lutte contre la maladie
A. La prophylaxie médicale
1. Vaccination
Pour le moment il n’y a pas de vaccination possible [69]. La déclaration de maladies dues aux bornavirus chez les mammifères est à
médiation immune. Les immunosuppresseurs et les anti-‐inflammatoires semblent améliorer la maladie, alors que la stimulation immunitaire semble l’aggraver. Les maladies de Borna font partie du groupe des infections pour lesquelles la réponse immunitaire aggrave les signes cliniques et donc la vaccination semble contre indiquée [67].
Les oiseaux souffrant de PDD sont fortement séropositifs, ce qui implique que la protéine N immunodominante est non protectrice. Une étude chez des Callopsittes montre qu’une exposition antérieure au virus ne protège pas les oiseaux réexposés. Pour ces raisons la vaccination semble être contre-‐indiquée.
En outre, il y a des problèmes économiques évidents d’une production commerciale d'un vaccin pour une utilisation sur un marché spécialisé de petite taille [67].
Ainsi il est fort probable que la vaccination ne se développe pas dans le futur.
2. Le dépistage
Les élevages a.
La gestion de la prévention de cette maladie est relativement complexe. Certains élevages présentent régulièrement des cas de PDD, tandis que d’autres
n’en présentent jamais. La PDD peut sévir dans tous les élevages en dépit d’une hygiène excellente et de procédures de quarantaine valides, et en l’absence de toute nouvelle introduction. Dans certains d’entre eux, plusieurs oiseaux affectés par la PDD peuvent mourir en même temps et le problème réapparait seulement quelques années plus tard : l’infection peut être asymptomatique pendant plusieurs années.
Dans d’autres cas un oiseau issu d’un couple peut mourir et son partenaire ne présenter aucun signe, même plusieurs années plus tard. De nombreux oiseaux mis en contact direct ou indirect avec un oiseau affecté peuvent rester sain ou asymptomatiques.
Cette maladie peut être d’incubation relativement longue. Une mise en quarantaine systématique ne permet donc pas de prévenir cette maladie. De même la réalisation de biopsie du jabot systématique ne permet pas d’éradiquer la maladie ou de prévenir son extension dans un élevage.
Ainsi, depuis que l’AVB est mis en cause, une nouvelle prévention est possible. L’utilisation simultanée de tests virologiques et sérologiques, associée à une quarantaine lors d’introduction, ainsi que chez les cas suspects, dans les élevages rencontrant souvent la maladie, permet d’ouvrir de nouveaux espoirs. Compte tenu de l’intermittence de l’émission de l’ABV dans les fèces, des séries de tests oraux et cloacaux doivent être utilisés pour les tests RT-‐PCR. Les biopsies du jabot peuvent aussi être utilisées pour des analyses histologiques ou des RT-‐PCR. Les tests sérologiques
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doivent être associés. Les oiseaux infectés doivent être séparés et isolés des oiseaux non porteurs en fonction de ces résultats [69].
Un suivi régulier du poids des oiseaux, de l’aspect des fèces, ainsi que de l’état général permet de détecter des cas cliniques de PDD dans les élevages dans lesquels la maladie est déjà présente, même si cette technique ne permet pas de détecter des cas débutants ni des porteurs sains.
Dans les cas de morts d’origine indéterminée, des autopsies suivies d’analyses histopathologiques permettent d’identifier la cause de la mort, notamment la PDD.
Cas isolé b.
Si un seul animal est présent, un dépistage systématique ne semble pas nécessaire. Un test virologique et sérologique peut être entrepris si des signes cliniques suspects apparaissent. La radiographie et la fluoroscopie donne de bonne indication. La biopsie de jabot est effectuée en dernière instance.
Résumé : -‐ Dans un élevage ou la PDD est présente, réaliser des tests sérologiques et
virologiques régulièrement (tout les 6 mois). -‐ Dans tout type d’élevage, isoler les nouveaux arrivants pendant une longue
période (2 mois) et réaliser des tests virologiques réguliers et un test sérologique à la fin de la période de quarantaine. Introduire l’animal si tous les tests sont négatifs.
-‐ Chez l’animal vivant seul, ne tester l’animal que si des signes cliniques sont observables. Réaliser des radiographies, une fluoroscopie si possible, des tests sérologique et virologique. La biopsie de jabot est réalisée en dernier recourt.
B. Prophylaxie sanitaire
1. Gestion de l’hygiène
Il n’existe pas de données sur la survie de l’ABV dans l’environnement ou la sensibilité aux désinfectants. Cependant il s’agit d’un virus enveloppé à ARN monobrin négatif de taille et de structure similaires au virus de la maladie de Newcastle (NVD). Pour cela l’ABV est suspecté avoir un profil de sensibilité similaire à celui observé par le virus de la maladie de Newcastle. De plus les bornavirus non aviaires sont connus pour être sensibles à la chaleur, aux solvants organiques, aux détergents, et à l’exposition à un pH inférieur à 4, ainsi qu’aux U.V [91]. Le contrôle de l’ABV inclut une bonne hygiène, un nettoyage en profondeur de toutes les zones susceptibles d’être en contact avec les matières fécales, ainsi que la désinfection. Celle-‐ci peut se faire avec des désinfectants tel que des phénols, des formaldéhydes, et des hypochlorites tel que l’eau de javel [67,69].
La cage de l’oiseau porteur peut être mise à la lumière du soleil et à l’air frais pour diluer la charge virale et inactiver le virus [22].
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2. Gestion d’un cas de PDD dans un élevage
Tout oiseau diagnostiqué ABV positif ou déclarant la maladie de dilatation du proventricule ne doit pas être euthanasié [54,56], contrairement à ce qui a pu être dit dans le passé [14]. Il doit être enlevé de l’élevage si la maladie n’existe pas dans celui ci, et doit être placé hors de situation de transmettre l’infection aux autres oiseaux : bonnes pratiques d’hygiène, isolement strict sans contact direct ou indirect avec les congénères [44,54].
Souvent, seuls quelques individus excrètent le virus en très grande quantité. Si de tel oiseaux sont détectés, il faut les séparer du groupe [69].
Une attention particulière doit être portée pour la réintroduction dans leur milieu naturel d’oiseaux présentant des signes gastro-‐intestinaux [14].
3. Gestion des congénères et de la descendance
Les congénères, la descendance ainsi que la fratrie d’un oiseau atteint de la PDD doivent être considérés comme présentant un risque supplémentaire de développer la maladie [14].
Il est prudent de retirer ces oiseaux des élevages et de les placer seuls : ils ne doivent pas être associés à d’autres oiseaux (risque de portage sain) [14,139].
Il faut retirer ces animaux de la reproduction autant que possible [14,89]. L’incubation artificielle après désinfection des coquilles (peroxyde d'hydrogène à 3%). et l’élevage à la main d’oisillons dont les parents sont atteints de PDD permettrait néanmoins d’éviter la transmission verticale et de baisser l’incidence de la maladie dans les nurseries [14]. Ces oisillons doivent aussi être séparés de leurs congénères sains et un suivi de l’infection par l’ABV doit être effectuée (test ELISA et PCR régulier).
4. Cas de propriétaire isolé
Lorsque l’animal est transféré chez un autre particulier, il convient d’utiliser une cage bien désinfectée, avec des ammoniums quaternaires par exemple (le chlorure de benzalkonium), tel le Virkon® (très utilisé en France), pouvant être associés à des biocides (Biguanide de Polyhexaméthylène) comme le F10® (très utilisé en Angleterre).
Les oiseaux ne doivent pas être mis en contact direct, les manipulateurs doivent se laver les mains entre chaque manipulation ; les serviettes et ustensiles doivent être à usage personnel ou désinfectés lors de changements d’oiseau (transmission indirecte). Les cages doivent être lavées le plus souvent possible et le papier journal (servant de litière au fond de la cage) changé tous les jours (diminution de la charge virale).
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Résumé : Le contrôle du bornavirus aviaire passe par :
-‐ Une bonne hygiène. -‐ Un nettoyage complet et minutieux de toutes les zones susceptibles d’être en
contact avec les matières fécales. -‐ La désinfection : celle-‐ci peut se faire avec des désinfectants tel que des
phénols, et des hypochlorites tel que l’eau de javel. Les ammoniums quaternaires associés ou non avec des biocides (Virkon® et F10®) sont aussi efficaces et sont facilement accessibles.
-‐ Une mise à la lumière du soleil et à l’air frais de la cage (dilution la charge virale et inactivation du virus).
Pour les oiseaux porteurs : -‐ Isolement des oiseaux porteurs. -‐ Interdiction de réintroduction dans leur milieu naturel. -‐ Tester les congénères, la descendance et la fratrie. Le test Elisa doit être réalisé
2 mois après le dernier contact au plus tôt. -‐ Eviter la reproduction, sinon :
• Désinfection des coquilles (peroxyde d'hydrogène à 3%). • Incubation artificielle. • Elevage à la main des oisillons. • Séparation des congénères et suivit jusqu’à l’âge adulte.
Garde d’oiseau : -‐ Désinfection de la cage (Virkon® et F10®). -‐ Pas de contact direct entre oiseaux, lavage de main et effets personnels stricts. -‐ Désinfection et nettoyage journalier de la cage (réduction de la charge virale).
C. Traitement des malades
Concernant le traitement, il n’existe, pour le moment, pas de réel consensus.
1. Traitement hygiénique
a. Environnement
Les oiseaux atteints de PDD doivent être placés dans des endroits calmes, sans stress [56], dans un endroit chauffé pour les cas critiques [16].
Certains oiseaux malades de la PDD ingèrent des corps étrangers, comme du bois, dans l’éventualité de soulager leur douleur digestive. Il faut procurer à ses oiseaux des accessoires ne pouvant pas être ingérés [22].
b. Alimentation
En cas d’ataxie sévère, l’oiseau doit être réhydraté, et être nourri par gavage, à l’aide d’une alimentation hautement digestible sous forme de poudre mélangée à de l’eau [16] : ex = Recovery Formula (Harrison’s bird food®) ou Emeraid Omnivore (Lafeber’s Emeraid®).
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Une alimentation hautement digestible et riche en énergie doit être apportée [56]. L’utilisation d’extrudés hautement digestibles riches en protéines est recommandée pour maximiser l’absorption gastrique des nutriments [16]. À titre d’exemple les extrudés Harrison’s bird food® et Kaytee® sont de très bonne qualité. Ces extrudés absorbent aussi facilement les traitements anti-‐inflammatoires décrits plus loin. La taille des extrudés doit être plus petite que celle normalement préconisée. Par exemple chez un perroquet de taille moyenne nourris normalement avec des extrudés Coarse de Harrison’s bird food®, les extrudés Fine de Harrison’s bird food® doivent être préconisés. Pour les petits perroquets, comme les calopsittes, les extrudés Fine (Harrison’s bird food®) sont remplacé par des superfine (Harrison’s bird food®).
Des supplémentations en enzymes favorisant la digestion sont possibles : proenzyme [134], Avian Enzyme (Harrison’s bird food®).
L’utilisation de probiotiques, comme Avipro Avian de Vetark Professional®, permet d’éviter les infections secondaires.
L’utilisation du complexe de vitamine B (posologie de 1-‐3mg/kg IM q7d [21]) permet de corrigé une anémie [22], affection courante chez les oiseaux atteints de PDD.
D’autres suppléments alimentaires ont été utilisés par le passé mais restent anecdotiques :
• Les légumes présentant un fort taux de fibre sont utiles pour les cas débutants de PDD, par leur stimulation de la motilité digestive [22].
• Les crucifères sont une source de sucres raffinés (riche en oligofructosaccarides) et favorisent donc le développement de la flore digestive, et inhibant ainsi le développement des bactéries gram négatif et des Clostridium [103]. Attention dans les cas avancés l’utilisation des crucifères entraine une fermentation [22].
• Une supplémentation en oméga 3 et oméga 6 est utile. La supplémentation doit atteindre 50-‐250mg/kg en oméga 3 avec un ratio oméga3/omega6 compris entre ½ et 1/6. Les huiles de saumon et de graine de lin sont riches en oméga 3 alors que l’huile de carthame est riche en oméga 6 : si l’oiseau consomme des extrudés, la supplémentation en oméga 3 et 6 doit être plus importante que si il consomme des graines (riches en graisses)[22]. Des produits riches en oméga 3 et 6 existent maintenant sur le marché (Ex = Omega-‐3 Booster de harrison’s bird food®).
2. Traitement médical
Les infections secondaires a.
Les oiseaux atteints de PDD sont plus faibles, l’immunité est moins forte, et le transit est ralenti. Ceci favorise les infections bactériennes, surtout à Clostridium, et fongiques secondaires, qu’il faut alors traiter si elles apparaissent [56].
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Encadré 10 : Clostridium spp
Les clostridies sont des bacilles anaérobies gram positif. Les bactéries retrouvées chez les oiseaux sont [38] :
- Clostridium prefringens types A et C - Clostridium colinum - Clostridium tertium
L’utilisation de métronidazole et de ß-‐lactamates est préconisée[38]. La vaccination contre Clostridium peut être envisagée afin d’éviter les infections secondaires due à ces bactéries. L’administration intramusculaire ou sous cutanée de 0,25-‐1ml de vaccin multivalent bovin est décrite, avec deux injections de primo-‐vaccination à deux semaines d’intervalles puis rappel annuel [22].
Les oiseaux atteints de PDD sont souvent aussi touchés par Macrorhabdus ornithogaster. Ils doivent donc aussi recevoir un traitement contre cette levure, après mise en évidence du pathogène par examen des fèces.
Encadré 11 : Macrorhabdus ornithogaster
Macrorhabdus ornithogaster est une levure ascomycète retrouvée à la jonction entre le ventricule et le proventricule. Elle était autrefois nommée Mégabactérie. Elle est filamenteuse, gram positive et d’environ 1, 5 µm de diamètre sur 20-‐50 µm de long [97]. Cette levure infecte une grande variété d’oiseaux mais l’infection est souvent sub-‐clinique. Les signes cliniques principaux sont des vomissements, des diarrhées, une émaciation chronique. Du méléna et une anémie peuvent être présents. Le diagnostic se fait par observation de l’organisme dans les selles mais ce test est assez peu sensible. Un test PCR est disponible au USA. Le traitement consiste en l’utilisation d’antifongiques :
• Soit l’amphotéricine B 100-‐109mg/kg PO BID pendant 30 jours [21,124]. • Soit la nystatine à la posologie de 300 000-‐600 000U/kg PO BID à TID pendant
7-‐14jours [21,97]. • Soit le fluconazole à la posologie de 100mg/kg PO SID (attention, la mortalité
des perruches ondulées est déjà élevée à 10mg/kg PO SID, et ce dosage est trop faible pour contrer l’infection) [21,124].
• Soit le benzoate de sodium à la posologie de 500mg/L d’eau de boisson pendant 1 mois [96].
• Certaines personnes utilisent aussi du F10® ou du peroxyde d’hydrogène.
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Macrorhabdus ornithogaster [123]. Figure 43 :Marcrorhabdus ornithogaster, fixé par coloration de Gram observé au grossissement 100 (échelle non renseigné). Les bords sont arrondis. La paroi de la cellule est épaisse. La coloration du cytoplasme est variable.
La physiologie du système digestif étant altérée chez les oiseaux atteints, des hépatho-‐protecteurs peuvent être ajoutés afin de protéger le foie de l’arrivée massive de toxines. Ainsi des spécialistes utilisent de la teinture non alcoolique de chardon-‐marie (Silybum marianum) et de pissenlit (Taraxacum officinale) à la posologie de 1ml/kg SID.
Selon le Guide pratique de phyto-‐aromathérapie pour les animaux de compagnie, la posologie préconisée est de 0,2ml/kg d’une solution d’EPS (Extrait de Plantes Standardisée) pour le chardon-‐marie [99] et de 0,3ml/kg d’une solution d’EPS pour le pissenlit [100].
Les anti-‐inflammatoires b.
La cause de la PDD est une réponse immune inflammatoire excessive à un agent viral. Une amélioration ou une résolution clinique semble possible en empêchant cette réaction. Les composés présentant une activité sur le système nerveux central et périphérique ainsi que sur le tractus digestif semblent les plus utiles.
i. Les anti-‐inflammatoire stéroïdiens
Dans les années 1990, les vétérinaires recommandaient l’utilisation d’anti-‐inflammatoires stéroïdiens à dose anti-‐inflammatoire, sensés diminuer les dommages de la réponse immunitaire infiltrant les nerfs splanchniques et le plexus myentérique dans le proventricule et ventricule :
• Prédnisolone 0,05mg/ml d’eau de boisson [134]. • Dexamethasone injectable pour les cas d’ataxies extrêmes [134]. L’utilisation des AIS est risquée chez les oiseaux : ce traitement n’est donc pas
approprié sur le long terme [23].
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ii. Les anti-‐inflammatoires non stéroïdiens
Les AINS sélectifs COX2 semblent les plus appropriés. Malgré cela, les effets secondaires possibles sont des hémorragies digestives, du prurit, ainsi que des insuffisances rénales [22].
Célécoxib : L’utilisation à la posologie de 10mg/kg PO SID pendant une période de 6 à 24 semaines, sous forme de suspension aqueuse de 10mg/ml réfrigéré remplacée tout les 15 jours, avec arrêt du traitement lorsque le poids normal est retrouvé semble être approprié [23]. Certains vétérinaires spécialisés augmentent la dose à 15-‐30mg/kg BID PO. Les améliorations cliniques sont généralement visibles lors des 2 premières semaines de traitement, avec une résolution des signes cliniques et un retour au poids normal. Un suivie hématologique et biochimique des animaux traités ne montrent pas d’effets secondaires. Après arrêt du traitement, il n’y a généralement pas de rechute si le traitement n’a pas été cessé trop tôt. Apres le traitement, la plupart des oiseaux ne montrent plus de problème lors de radiographies de contraste et les biopsies de jabot sont négatives [23].
Selon une étude la dose de 40mg/kg SID versée sur l’alimentation (extrudés) est efficace [22]. Le nom déposé du produit est Celebrex®.
Robénacoxib
Le robénacoxib est un anti-‐inflammatoire non stéroïdien (AINS) de la classe des coxibs. C’est un puissant inhibiteur sélectif de l’enzyme cyclo-‐oxygénase 2 (COX-‐2). Il est assez similaire au célécoxib.
Cette molécule peut être utilisée dans les cas avancés et neurologiques pour lesquels la voie orale n’est pas possible et donc la voie injectable est requise. Le relais peut ensuite être pris avec le célécoxib ou le robénacoxib par voie orale.
La difficulté avec cette molécule est qu’elle n’est pas répertoriée dans le livre de référence pour les molécules et les doses utilisables chez les animaux exotiques : Exotic animal formula de James W. Carpenter. La posologie chez le chien et le chat est de 2mg/kg SID par voie injectable et 1-‐2mg/kg SID per os. Cependant de nombreux vétérinaires spécialisés l’utilisent à la posologie de 5mg/kg SID PO/IM/IV (Onsior®).
Tepoxalin [22].
Le tepoxalin est un AINS inhibiteur COX1, COX2, et inhibiteur de la 5-‐lipoxygénase (LOX). Il représente une nouvelle classe d’AINS semblant avoir moins d’effets secondaires gastro-‐intestinaux [2,77]. Selon une étude la dose de 40mg/kg SID versée sur l’alimentation (extrudés) est efficace [22].
Méloxicam
Le temps de demi vie du méloxicam est plus court chez l’oiseau que chez le chien, une administration deux fois par jour semble donc plus adaptée. Les doses utilisées sont plus fortes que la dose normale (0,3mg/kg SID), et varie entre 0,3-‐1,0mg/kg PO BID [16,19].
Lors d’une étude, après injection d’ABV4 (souche M24), toutes les calopsittes traitées avec du méloxicam, à la posologie de 0,5mg/kg BID pendant 130 jours, montraient des signes pathologiques évidents de PDD (avec 100% des oiseaux de ce groupe présentant de l’ABV détectable dans leurs organes). Chez celles non traitées, seulement deux ont montré un élargissement du tube digestif (avec 75% des oiseaux de
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ce groupe présentant de l’ABV détectable dans leurs organes). Les animaux traités seulement avec du méloxicam ne présentaient pas de lésions significatives [68].
Ainsi le méloxicam peut aggraver les signes cliniques d’une infection par l’ABV. En effet le ralentissement du transit entraine une stase du méloxicam, altérant la pharmacocinétique de la dose administrée, sachant que le méloxicam est absorbé par l’intestin : cela entraine une irritation gastrique pouvant aboutir à des hémorragies digestives. Aussi le méloxicam empêche la synthèse de prostaglandines utiles à la motilité gastrique. Cela peut aggraver les symptômes. De plus le méloxicam réduit la réponse immunitaire innée par inhibition de l’activité des leucotriènes et peut permettre à l’ABV de se répliquer plus vite. Ceci peut accélérer le développement de la maladie.
Il est donc conseillé d’être prudent lors de l’utilisation de méloxicam lors du traitement de calopsittes atteintes de PDD.
Cependant la taille de l’échantillon lors de cette étude préliminaire était réduite (3 groupes de quatre oiseaux). Des études supplémentaires doivent donc être effectuées pour évaluer à la fois la sécurité du méloxicam chez les oiseaux infecté par l’ABV et de l'efficacité du méloxicam dans le traitement de PDD.
Des immunomodulateurs c.
i. La cyclosporine [69]
La cyclosporine est inhibiteur sélectif des lymphocytes T. Des études sur l'infection par le BDV chez les rongeurs de laboratoire ont indiqué
que la maladie est médiée par les lymphocytes T cytotoxiques et le début de la maladie peut être évitée par un traitement approprié avec la cyclosporine immunosuppressive.
Cependant à l’heure actuelle peu de tests ont été réalisés avec cette molécule chez les oiseaux. Son utilisation reste donc anecdotique.
ii. Phytothérapie
De nombreux spécialistes utilisent le gingembre (100 mg/kg BID) et le curcuma afin de réduire la réponse immunitaire exagérée de lymphocyte T [117]. Le curcuma (partie utilisée : rhizome) est la plante la plus utilisée en phytothérapie. Chez les NAC la posologie préconisée est de 0,2ml/kg d’une solution d’EPS (Extrait de Plantes Standardisée) SID [101]. Il possède de très nombreuses propriétés pharmaceutiques [101] :
- Protecteur hépatique. - Action digestive : augmentation des sécrétions et inhibition de la formation
d’ulcères induit par les AINS. - Anti-‐inflammatoire et anti-‐oxydant : inhibition des prostaglandines, de la
trypsine, de la hyaluronidase, des leucotriènes et thromboxanes, des élastases et des collagénases.
- Antimicrobien, antifongique, antiparasitaire. - Action antiagrégante plaquettaire et anti-‐thrombique. - Action antimutagène, anti-‐angiogènique, protecteur des acides nucléiques et pro-‐
apoptotique.
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iii. Une nouvelle approche
Un nouveau protocole immuno-‐modulateur actuellement à l’étude est très prometteur. Celui ci repose sur deux principes visant à rééduquer le système immunitaire (G. Rossi, communications personnelles) :
-‐ La réduction de la production de prostaglandines au niveau des sites d’inflammation, favorisant ainsi l’activité de phagocytose des macrophages et notamment l’élimination des auto-‐antigènes. Cela permet aussi de diminuer le recrutement des lymphocytes au niveau des lésions. Ainsi un anti-‐inflammatoire non stéroïdien est indiqué : Robénacoxib.
-‐ L’amélioration de la réponse immunitaire cellulaire locale, diminuant le recrutement des lymphocytes T CD4+ sensibilisés par les gangliosides au niveau des lésions. Pour cela des extraits de Mycobacterium bovis ont été utilisés.
Les recherches actuelles s’intéressent beaucoup à l’utilisation de vaccins contenant
l’adjuvant Complet de Freund (CFA) pour le traitement des maladies neuro-‐dégénératives à médiation immune. Cet adjuvant est utilisé dans le vaccin antituberculeux BCG (Bacille de Calmette et Guérin) et son principal composant immunogène est Mycobacterium tuberculosis [3,175].
L’utilisation d’antigènes de Mycobacterium permet de rediriger la réponse immunitaire en dehors du système nerveux. Les lymphocytes T CD4+ spécifiques sont redirigés au niveau des sites locaux d’inflammation induit par l’injection de mycobactérie. Effectivement, une grande quantité de lymphocytes T CD4+ spécifiques des gangliosides a été retrouvée dans les granulomes retrouvés au niveau des sites d’injection de Mycobacterium bovis. Le mécanisme d’action exacte reste cependant complexe (G. Rossi, communications personnelles).
Stimulation de la motricité gastro-‐intestinale d.
Le métoclopramide appartient à la famille des orthopramides. Il est connu pour ses effets antiémétiques et prokinétiques. Il peut être utilisé à la posologie de 0,5mg/kg PO, IM, IV, BID à TID. La voie injectable est d’abord favorisée puis dès lors que la motilité reprend le relais oral est suivi [22]. Il présente peu d’effets secondaires (un cas rapporté : Ara bleu (Ara ararauna) : ataxie, torticolis, et opisthotonos [98]). L’utilisation de gingembre et de cisapride favorise aussi la motricité gastro-‐intestinale. Le cisapride est un agent gastroprokinétique pouvant être utilisé à la posologie de 0,5-‐1mg/kg PO BID[21], cependant il est difficilement accessible.
Les antiviraux e.
i. Ribavirine
La ribavirine est un analogue de nucléoside. C’est un antiviral à large spectre qui est actif sur une grande variété de virus à ARN et à ADN à la fois in vitro et in vivo [51]. Cette molécule inhibe la transcription du virus de la maladie de Borna [74,109].
Une étude a été présentée lors du congrès ICARE 2015 (Paris) concernant ce sujet, ayant pour but de vérifier si la ribavirine peut inhiber la réplication du bornavirus aviaire dans les fibroblastes embryonnaires de canards (DEF) nouvellement ou chroniquement infectés [42].
Les DEF infectés par l’ABV ont été incubés pendant 24h, puis de la ribavirine a été ajoutée. Un test d’immunohistochimie indirect de détection de la nucléoprotéine (p40)
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du bornavirus aviaire, ainsi qu’une qRT-‐PCR spécifique de détection du gène codant pour la phosphoprotéine (p24) ont été utilisés dans cette étude. Ainsi la ribavirine à la dose de 2,5 à 25μg/ml inhibe la réplication virale : elle fait chuter la quantité de mRNA et de protéine p24. Des cellules infectées ont été incubées pendant 5 jours avec la ribavirine à la dose de 10μg/ml, puis ont été incubées sans la molécule pendant 0, 10, 14 et 21 jours. La qRT-‐PCR a alors montré une baisse de 80, 50, 35, et 30% de l’expression virale, en comparaison avec des cellules non traitées. Ainsi la ribavirine pourrait être utile pour le traitement de l’infection, mais des études supplémentaires doivent être entreprises in vivo.
ii. Amantadine
Des vétérinaires utilisent aussi l’amantadine avec d'excellents résultats. L'amantadine a été initialement utilisé pour le traitement de la grippe (chez l'homme), mais s’est également révélé bénéfique dans le traitement de la maladie de Parkinson, des traumatismes crâniens, de la démence, de la sclérose en plaques, et du sevrage de la cocaïne. Il s’agit d'une substance dopaminergique non adrénergique et sérotoninergique. Elle sert comme un antidépresseur. La combinaison du célécoxib à la posologie étudiée précédemment et l'amantadine, à la posologie de 10 mg/kg par voie orale SID, ou 20 mg/kg sur la nourriture SID, est très bénéfique chez les oiseaux présentant des signes nerveux ou une dilatation gastro-‐intestinale sévère. Il s’agit d’un long traitement (supérieur à un an) [22].
iii. Interférons (IFN) Les interférons sont des protéines et des glycoprotéines de petite taille naturellement produite par le système immunitaire suite à une infection ou à une vaccination. Ces interférons protègent l’oiseau en supprimant la prolifération cellulaire, en inhibant la réplication du virus, et en augmentant l’activité phagocytaire des macrophages ainsi que la cytotoxicité spécifique des lymphocytes pour les cellules cibles. Il existe des interférons aviaires.
Certains cliniciens notent une amélioration de l’état clinique avec un traitement d’interférons de type alpha 2 aviaires [21,139] :
• 30 unités SID pendant 5 jours. • 30 unités deux fois par semaine pendant deux semaines. • 30 unités une fois par semaine pendant deux semaines.
Selon une étude, le bornavirus aviaire serait très sensible aux IFN de type 1 [133]. L’infection de lignées cellulaires QM7 et CEC32 est efficacement inhibée par des interférons alpha de poulet. Cependant il se pourrait qu’il utilise une voie d’échappement similaire à celle du virus de la maladie de Borna [133]. En effet le virus de la maladie de Borna utilise une voie spéciale de réplication, en enlevant le groupe triphosphate au niveau du terminus 5’ de l’ARN viral. Cela permet au virus d’empêcher l’activation du récepteur de type RIG-‐I et d’autres récepteurs permettant une réponse de l’immunité innée. Ainsi, dans les cellules CEC32 infectées de manière chronique par le bornavirus aviaire et contenant une charge virale très élevée, le surnageant ne contient pas de taux détectable d’interférons de type 1 biologiquement actifs. De plus l'ARN provenant de cellules infectées par le bornavirus aviaire ne permet pas l’induction de l’ IFN-‐ β lorsqu’il est transféré dans des cellules humaines (cellule 293T). Aussi l’ARN du bornavirus aviaire est sensible à l’ARNase spécifique « 5’-‐monophosphate », suggérant une absence du segment 5’-‐triphosphate
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comme dans le cas du BVD. Ceci permettrait un échappement à la réponse immunitaire de l’hôte, à la fois pour le BVD et pour le bornavirus aviaire. Les recherches doivent donc continuer à ce sujet.
Médicaments empêchant l’inconfort intestinal f.
La formation et la rétention de gaz dans le tube digestif provoquent de l’inconfort chez les oiseaux atteints de PDD. L’usage de composés tensio-‐actifs (surfactants) est donc approprié.
Les oiseaux présentant du gaz gastro-‐intestinal ainsi que des vomissements répondent au traitement à Helicobacter pylori chez les humains, même si l’infection par celui ci n’est pas confirmé chez les oiseaux [22] :
-‐ Clarithromycine 60mg/kg PO SID pendant 5-‐10 jours [21] -‐ Metronidazole 10mg/kg PO BID pendant 10 jours [21] -‐ Sucralfate 25 mg/kg PO TID, à donner 1h avant la nourriture et les autres
médicaments [21]
Traitement des atteintes nerveuses g.
En cas de signes nerveux le pronostic est réservé. Un suivi des paramètres vitaux ainsi que de la pression artérielle est nécessaire. L’utilisation de gabapentine (40-‐ 100 mg/kg ou plus SID) et de phénobarbital (1-‐5mg/kg IV en bolus lors de crise convulsive, 2-‐7mg/kg PO BID en entretien [21]) est préconisé dans le traitement des crises convulsives (et la réduction de leur apparition), des chutes du perchoir et de l’amaurose.
La gabapentine est un analogue du neurotransmetteur GABA. C‘est un antiépileptique, un antalgique, un analgésique. Elle aurait aussi un effet anxiolytique. En humaine elle est utilisée pour la prise en charge des douleurs neuropathiques, des douleurs post-‐zostérienne (dermatose virale fréquente appelée zona, due au virus de l'herpès Varicella-‐Zoster) ainsi que pour le traitement des épilepsies. Ainsi elle peut aussi être utilisée en cas de picage excessif et de comportement anormaux.
Le phénobarbital est un barbiturique utilisé pour le traitement des crises convulsives et des troubles du sommeil.
Traitements adjuvants anecdotiques h.
i. Des anabolisants et stimulants immunitaires
Une étude décrit l’injection de stanozolol (Winstrol®) de Pep-‐E, ainsi que de sirop d’Echinacée (Echinacea purpurea)en cas d’affaiblissement [134].
Le stanozolol est un stéroïde anabolisant synthétique dérivé de la testostérone. L’utilisation d’anabolisant doit se faire en fonction du cas.
L’échinacée est une plante possédant des très grandes propriétés immunostimulantes et anti-‐infectieuses [102]. Cependant une trop forte stimulation de l’immunité pouvant être délétère concernant la PDD, cette plante doit être utilisée avec parcimonie.
ii. Traitement des signes nerveux
Le traitement conseillé par certains est : -‐ injection de méloxicam dans le corps à glycogène : c’est une structure ovale situé
au niveau de la section centrale du synsacrum dans la moelle épinière des
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oiseaux constitué de cellules spécialisées qui contiennent de grandes quantités de glycogène. Les doses à administrer ne sont pas renseignées. Ce traitement permet une rémission temporaire des symptômes [22] . Certains compléments alimentaires présenteraient une utilité dans les cas
d’atteinte nerveuse [22] : -‐ ginkgo biloba -‐ vitamine E -‐ l'acide alpha-‐lipoïque -‐ acetyl-‐L-‐carnitine -‐ complexe des vitamines B
3. Suivi du traitement
Le traitement doit être suivi régulièrement par : -‐ Un examen physique. -‐ Un suivi de l’évolution du poids. -‐ Des radiographies, contrastées ou non, répétés : il faut prendre en considération
l’alimentation. En effet les oiseaux nourris avec des extrudés présentent un tube digestif plus dilaté de manière générale.
-‐ Des suivis par fluoroscopie. -‐ Des biopsies de jabot : la complication potentielle est la rémanence des sutures
créant une inflammation qui peut être difficile à différencier de celle présente lors de la maladie. Elles ne sont donc pas réalisées en pratique de manière courante.
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4. Conclusion : traitement utilisé en pratique
Traitement préconisé de la PDD. Tableau 18 :
Facteurs extérieurs
Environnement propice
endroit calme sans stress et chaud, accessoires non ingérables
Appareil digestif
Alimentation Animal critique : - Réhydratation par voie IV ou SC - Gavage avec Recovery Formula ®
(harrison’s bird food) ou Emeraid Omnivore ® (Lafeber’s Emeraid).
Animal « stable » : - Harrison’s bird food et Kaytee. Utilisation
d’extrudés de taille inferieure à celle préconisée normalement.
- Supplémentation en enzymes favorisant la digestion Avian Enzyme ® (Harrison’s bird food)
- Supplémentation en probiotiques : Avipro Avian ® (Vetark).
Détection, traitement des infections secondaires
- Recherche par coproscopie - Traitement antibactérien, fongique et
parasitaire au cas par cas. - Chardon-‐marie (Silybum marianum)
0,2ml/kg d’une solution d’EPS SID. - Pissenlit (Taraxacum officinale) 0,3ml/kg
d’une solution d’EPS SID. Prokinétique Métoclopramide 0,5mg/kg PO, IM, IV, BID à TID
- Cas critiques : IV/IM - Cas « stabilisé » : PO
Si grave inconfort intestinal
Traitement à Helicobacter pylori
Immunité Traitement anti-‐inflammatoire
Cas critique : Robenacoxib 5mg/kg SID IM/IV (Onsior®). Cas « stabilisé » : relais oral
- Robénacoxib : 5mg/kg SID PO (Onsior®). - Tepoxalin : 40mg/kg SID versée sur
l’alimentation (extrudés). - Célécoxib : 10mg/kg PO SID pendant une
période de 6 à 24 semaines ou 40mg/kg SID versée sur l’alimentation (extrudés).
Traitement immuno-‐modulateur facultatif
- Gingembre 100 mg/kg BID. - Curcuma 0,2ml/kg d’une solution d’EPS SID.
Système nerveux
En cas d’atteinte nerveuse, picage, altération du comportement, cécité
- Gabapentine : 40-‐ 100 mg/kg ou plus SID. - Phénobarbital : 1-‐5mg/kg IV en bolus lors
de crise convulsive, 2-‐7mg/kg PO BID en entretien.
Suivi Contrôle radiographique/ état générale
- Etat général, poids. - Radiographie de contraste ou fluoroscopie.
Si amélioration clinique arrêt du traitement et suivit méticuleux.
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Conclusion La maladie de la dilatation du proventricule (PDD) chez les oiseaux est connue depuis plus de quarante ans. C’est une maladie affectant les Psittaciformes, souvent fatale, et entrainant des signes digestifs et/ou neurologiques marqués. Elle a tendance à s’étendre géographiquement et pourrait toucher d’autres ordres d'oiseaux. Son agent étiologique principal, le bornavirus aviaire, a été identifié en 2008. La découverte des modes de transmission horizontale (par contact étroit et effraction cutanée) et verticale (via les coquilles et le nourrissage par les parents) permet d'envisager une éradication de la maladie dans les élevages et chez les oiseaux sauvages, souvent atteints. Les radiographies permettent de suspecter une dilatation du proventricule, par appréciation subjective et par calcul du rapport « proventricule/bréchet » (>0,52 = suspicion forte). La fluoroscopie permet d’objectiver les déficits fonctionnels de la motilité gastro-intestinale. Chez l’oiseau vivant, une biopsie du jabot contenant au moins un vaisseau sanguin majeur (les trajets nerveux et sanguins sont parallèles), suivie d’une analyse histologique, permet le diagnostic. Lors de l’autopsie, l’animal atteint est émacié, le proventricule est extrêmement dilaté et les muscles de la paroi du tube digestif sont amincis. Le diagnostic final repose sur l’examen de certains organes (proventricule, ventricule, jabot, cerveau, cervelet, nerfs, glandes surrénales, cœur). Les principales lésions histologiques sont une infiltration lymphoplasmocytaire des nerfs et des muscles du système digestif et du cœur, la formation de manchons lymphoplasmocytaires périvasculaires, une gliose, une dégénérescence des neurones et des cellules de soutien, des démyélinisations et une infiltration lymphoplasmocytaire de la médulla des glandes surrénaliennes. Depuis la découverte du bornavirus, de nouveaux tests de diagnostic plus fiables que la biopsie du jabot ont étés développés. Un test sérologique ELISA permet de détecter de nombreux cas. Les tests PCR sur fèces et sur plumes semblent plus aléatoires, en raison de la fragilité du virus. Cependant un animal positif à ces tests ne déclare pas forcément de signes cliniques. De nouveaux tests sont en cours de développement. Un test de détection d’Ac anti-gangliosides, aboutissant à la destruction des nerfs et présents en grande quantité lors des cas graves, permettrait d’établir un pronostic. Un test Western blot détectant les protéines virales sur plumes grâce à des antisérums spécifiques, plus stables dans le milieu extérieur que l’ARN viral, serait un test fiable et extrêmement sensible, reflétant réellement l’infection. Les PCR post-mortem sur tissus (système nerveux/urinaire/digestif, glandes surrénales, pancréas, humeur vitrée et rétine, cœur) sont quant à elles très sensibles et très spécifiques. Il n'existe pas à l'heure actuelle de réel consensus pour le traitement presque exclusivement symptomatique. L’oiseau, placé dans un endroit calme et chauffé, doit être réhydraté, gavé si nécessaire, et nourri avec des extrudés, supplémentés en enzymes digestives et en probiotiques. Du métoclopramide peut être utilisé pour favoriser la motilité digestive. Le traitement anti-inflammatoire, crucial, repose sur l’utilisation d'un anti-inflammatoire non stéroïdien (AINS): robénacoxib, tépoxalin, célécoxib. L’amantadine, molécule antivirale, peut être combinée aux anti-inflammatoires. En cas de signes nerveux, l’utilisation de gabapentine et de phénobarbital semble utile. Un suivi régulier de l’oiseau doit être réalisé et le traitement peut être arrêté lors du retour à la normale de la motilité (visible par fluoroscopie). En ce moment, de nouveaux traitements antiviraux sont testés (ribavirine, interférons). Un nouveau traitement immuno-modulateur très prometteur (associant le robenacoxib et des injections d’extraits de Mycobacterium bovis), visant à réduire la formation d’anticorps anti-gangliosides et l’activation des lymphocytes T CD4 spécifiques, est aussi étudié. Au final, malgré l'identification du bornavirus, une origine multifactorielle de la PDD n’est pas exclue. Au bornavirus, agent causal principal, pourraient s'ajouter deux facteurs aggravants : les infections par la bactérie Campylobacter jejuni et par un paramyxovirus. Il serait ainsi intéressant de tester la prévalence des 3 agents pathogènes dans les populations atteintes et non atteintes de PDD.
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NOM PRENOM : GOTTIS ADELINE TITRE : UN BORNAVIRUS À L’ORIGINE DE LA MALADIE DE DILATATION DU PROVENTRICULE CHEZ LES OISEAUX Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 17 juillet 2015 RESUME : La maladie de dilatation du proventricule est apparue en Bolivie dans les années 1970, chez les Psittaciformes. Aujourd’hui elle est à répartition mondiale, et touche aussi d’autres espèces aviaires. Fatale, elle provoque des signes gastro-intestinaux et neurologiques. Son agent étiologique principal, le bornavirus aviaire, a été identifié en 2008, bien que certains scientifiques n’excluent pas une origine multifactorielle. La suspicion repose sur les signes cliniques, ainsi que sur des examens d’imagerie (radiographies standard avec calcul du rapport « proventricule/bréchet », radiographies de contrastes, fluoroscopie). Chez l’oiseau vivant, une biopsie du jabot contenant au moins un vaisseau sanguin majeur, suivie d’une analyse histologique, permet le diagnostic. Lors de l’autopsie, l’animal atteint est émacié, le proventricule est extrêmement dilaté et les muscles de la paroi du tube digestif sont amincis. Le diagnostic final repose sur l’examen histologique de certains organes (proventricule, ventricule, jabot, cerveau, cervelet, nerfs, glandes surrénales, cœur), mettant en évidence une infiltration lymphoplasmocytaire et une dégénérescence neuronale. De nouveaux tests ont été développés depuis la découverte de l’agent étiologique : test ELISA sur sang ; PCR sur tissus, fèces, et plume. D’autres tests sont en développement : un test Western blot détectant les protéines virales sur plumes facilitant le diagnostic; un test de détection d’Ac anti-gangliosides permettant d’établir un pronostic. Actuellement le traitement est presque exclusivement symptomatique. L’oiseau, placé dans un endroit calme et chauffé, doit être réhydraté, gavé si nécessaire, et nourri avec des extrudés, supplémentés en enzymes digestives et en probiotiques. Le traitement anti-inflammatoire, crucial, repose sur l’utilisation d'un anti-inflammatoire non stéroïdien : robénacoxib, tépoxalin, célécoxib. D’autres molécules sont testées en ce moment (traitements antiviraux et immunomodulateurs). MOTS CLES : - Nouveaux animaux de compagnie - Oiseaux - Bornavirus - Dilatation - Estomac JURY : Président : Monsieur le Professeur Stéphane NANCEY 1er Assesseur : Monsieur le Professeur Michel PEPIN 2ème Assesseur : Madame le Professeur Caroline BOULOCHER DATE DE SOUTENANCE : 17/07/2015 ADRESSE DE L’AUTEUR : Adeline Gottis 5 avenue de Cassan 34320 Roujan, France
