VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2016 - Thèse n°116

SUIVI DE LA DENSITE ET DE L’OSMOLALITE URINAIRES

CHEZ LE CHAT SOUS FLUIDOTHERAPIES

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 16 Décembre 2016

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

Anthony BOUR

Né le 07 Mai 1990

à Cluses (74)

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2016 - Thèse n°116

SUIVI DE LA DENSITE ET DE L’OSMOLALITE URINAIRES

CHEZ LE CHAT SOUS FLUIDOTHERAPIES

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I

(Médecine - Pharmacie)

et soutenue publiquement le 16 Décembre 2016

pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

Anthony BOUR

Né le 07 Mai 1990

à Cluses (74)

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LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE DE LYON Mise à jour le 09 juin 2015

Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade

M. ALOGNINOUWA Théodore UP Pathologie du bétail Professeur

M. ALVES-DE-OLIVEIRA Laurent UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme ARCANGIOLI Marie-Anne UP Pathologie du bétail Maître de conférences

M. ARTOIS Marc UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BARTHELEMY Anthony UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel

Mme BECKER Claire UP Pathologie du bétail Maître de conférences

Mme BELLUCO Sara UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme BENAMOU-SMITH Agnès UP Equine Maître de conférences

M. BENOIT Etienne UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. BERNY Philippe UP Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BERTHELET Marie-Anne UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme BONNET-GARIN Jeanne-Marie UP Biologie fonctionnelle Professeur

Mme BOULOCHER Caroline UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. BOURDOISEAU Gilles UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. BOURGOIN Gilles UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. BRUYERE Pierre UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences

M. BUFF Samuel UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences

M. BURONFOSSE Thierry UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. CACHON Thibaut UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. CADORE Jean-Luc UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur

Mme CALLAIT-CARDINAL Marie-Pierre UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. CAROZZO Claude UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. CHABANNE Luc UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur

Mme CHALVET-MONFRAY Karine UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. COMMUN Loic UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DE BOYER DES ROCHES Alice UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme DELIGNETTE-MULLER Marie-Laure UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. DEMONT Pierre UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme DESJARDINS PESSON Isabelle UP Equine Maître de conférences Contractuel

Mme DJELOUADJI Zorée UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme ESCRIOU Catherine UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

M. FAU Didier UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme FOURNEL Corinne UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur

M. FREYBURGER Ludovic UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. FRIKHA Mohamed-Ridha UP Pathologie du bétail Maître de conférences

Mme GILOT-FROMONT Emmanuelle UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. GONTHIER Alain UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme GRAIN Françoise UP Gestion des élevages Professeur

M. GRANCHER Denis UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme GREZEL Delphine UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. GUERIN Pierre UP Biotechnologies et pathologie de la reproduction Professeur

Mme HUGONNARD Marine UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

M. JUNOT Stéphane UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. KECK Gérard UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. KODJO Angeli UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAABERKI Maria-Halima UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

M. LACHERETZ Antoine UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LAMBERT Véronique UP Gestion des élevages Maître de conférences

Mme LATTARD Virginie UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

Mme LE GRAND Dominique UP Pathologie du bétail Professeur

Mme LEBLOND Agnès UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

Mme LEFRANC-POHL Anne-Cécile UP Equine Maître de conférences

M. LEPAGE Olivier UP Equine Professeur

Mme LOUZIER Vanessa UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. MARCHAL Thierry UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Professeur

M. MOUNIER Luc UP Gestion des élevages Maître de conférences

M. PEPIN Michel UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

M. PIN Didier UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme PONCE Frédérique UP Pathologie médicale des animaux de compagnie Maître de conférences

Mme PORTIER Karine UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme POUZOT-NEVORET Céline UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

Mme PROUILLAC Caroline UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

Mme REMY Denise UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme RENE MARTELLET Magalie UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences stagiaire

M. ROGER Thierry UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

M. SABATIER Philippe UP Biologie fonctionnelle Professeur

M. SAWAYA Serge UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences

M. SCHRAMME Serge UP Equine Professeur associé

Mme SEGARD Emilie UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel

Mme SERGENTET Delphine UP Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences

Mme SONET Juliette UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Contractuel

M. THIEBAULT Jean-Jacques UP Biologie fonctionnelle Maître de conférences

M. TORTEREAU Antonin UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences stagiaire

M. VIGUIER Eric UP Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur

Mme VIRIEUX-WATRELOT Dorothée UP Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie Maître de conférences Contractuel

M. ZENNER Lionel UP Santé Publique et Vétérinaire Professeur

- 4 -

- 5 -

Remerciements :

A monsieur le professeur Olivier MONNEUSE

De la faculté de médecine de Lyon

Merci d’avoir accepté la présidence de ce jury de thèse

Hommages respectueux

A monsieur le professeur Jean-Luc CADORÉ

Du campus vétérinaire de Lyon

Qui nous a fait l’honneur de soutenir et d’encadrer ce travail

Pour votre calme et votre patience

A madame le professeur Jeanne-Marie BONNET-GARIN

Du campus vétérinaire de Lyon

Qui nous a fait l’honneur de participer à ce jury de thèse

Au docteur Tarek BOUZOURAA

Du campus vétérinaire de Lyon

Pour nous avoir guidé et aidé dans ce travail

Pour sa disponibilité et sa sympathie

Sincères remerciements

- 6 -

- 7 -

Table des matières

INDEX DES FIGURES .................................................................................................................... - 11 -

INDEX DES TABLEAUX ............................................................................................................... - 12 -

LISTE DES ABREVIATIONS ......................................................................................................... - 13 -

INTRODUCTION ............................................................................................................................. - 15 -

PARTIE I : PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE .................................................................................... - 17 -

I. HOMEOSTASIE RENALE ...................................................................................................... - 19 -

A. DENSITÉ ET OSMOLALITÉ URINAIRES ........................................................................ - 19 -

1. Définitions ......................................................................................................................... - 19 -

a) Osmolalités plasmatique et urinaire .............................................................................. - 19 -

b) Densité urinaire ............................................................................................................. - 21 -

i. Définition................................................................................................................... - 21 -

ii. Variations .................................................................................................................. - 22 -

(a) DU augmentée ................................................................................................... - 22 -

(b) DU diminuée ..................................................................................................... - 23 -

2. Données chez l’homme ..................................................................................................... - 23 -

a) Osmolalité et densité urinaires : état des lieux .............................................................. - 23 -

b) Variation des paramètres urinaires en contexte pathologique ....................................... - 24 -

3. Données chez le chien ....................................................................................................... - 24 -

4. Données chez le chat ......................................................................................................... - 24 -

B. HISTOLOGIE RÉNALE ...................................................................................................... - 25 -

1. Le néphron, une unité fonctionnelle .................................................................................. - 25 -

a) Le corpuscule de Malpighi ............................................................................................ - 25 -

i. Le glomérule .............................................................................................................. - 25 -

ii. La capsule de Bowman .............................................................................................. - 26 -

b) Le tube proximal (TP) ................................................................................................... - 26 -

c) L’anse de Henlé (AH) ................................................................................................... - 27 -

d) Le tube distal (TD) ........................................................................................................ - 27 -

e) Le tube collecteur (TC) ................................................................................................. - 28 -

2. L’appareil juxta-glomérulaire ............................................................................................ - 28 -

3. Néphrons juxtaglomérulaires et corticaux ......................................................................... - 29 -

- 8 -

C. FORMATION DE L’URINE ................................................................................................ - 29 -

1. La filtration glomérulaire : formation de l’urine primitive................................................ - 29 -

a) Une filtration sélective .................................................................................................. - 29 -

b) La pression de filtration nette ........................................................................................ - 30 -

c) Le débit de filtration glomérulaire (DFG) ..................................................................... - 31 -

d) Facteurs de régulation du DFG ...................................................................................... - 32 -

i. Facteurs intrinsèques ................................................................................................. - 32 -

ii. Facteurs systémiques ................................................................................................. - 32 -

2. Balance hydrique ............................................................................................................... - 34 -

a) Physiologie des fluides .................................................................................................. - 34 -

i. L’eau .......................................................................................................................... - 35 -

ii. Les solutés ................................................................................................................. - 36 -

b) La régulation hydrique .................................................................................................. - 38 -

i. Les pertes en eau ....................................................................................................... - 38 -

ii. La soif et la consommation d’eau .............................................................................. - 39 -

iii. Mise en évidence de la réabsorption d’eau rénale ................................................. - 41 -

(a) Maintenir le milieu interstitiel hypertonique ..................................................... - 42 -

(b) Perméabilité du TC à l’eau et ADH .................................................................. - 44 -

(c) La dilution des urines ........................................................................................ - 46 -

3. Sécrétions tubulaires et équilibre acido-basique ............................................................... - 46 -

II. ADAPTATIONS RÉNALES A LA FLUIDOTHÉRAPIE ....................................................... - 47 -

A. FLUIDOTHÉRAPIE : INTÉRÊTS ET OBJECTIFS ............................................................ - 47 -

1. Principe de la fluidothérapie .............................................................................................. - 47 -

2. Les fluides ......................................................................................................................... - 47 -

a) NaCl 0,9% ..................................................................................................................... - 48 -

b) Solution de Ringer Lactate ............................................................................................ - 49 -

3. Voies d’administration ...................................................................................................... - 49 -

a) Voie intraveineuse ......................................................................................................... - 50 -

b) Voie sous-cutanée .......................................................................................................... - 50 -

c) Voie orale ...................................................................................................................... - 51 -

d) Voie intra-osseuse ......................................................................................................... - 51 -

4. Evaluation du statut d’hydratation et réhydratation .......................................................... - 51 -

a) Examen clinique et recueil d’informations .................................................................... - 51 -

b) Examens complémentaires ............................................................................................ - 53 -

- 9 -

c) Réhydratation ................................................................................................................ - 53 -

i. Volume à perfuser ..................................................................................................... - 53 -

ii. Débit de perfusion ..................................................................................................... - 54 -

iii. Monitorage ............................................................................................................ - 54 -

5. Correction volémique ........................................................................................................ - 55 -

6. Restauration du gradient cortico-médullaire ..................................................................... - 56 -

B. REGULATION DE L’HOMEOSTASIE LORS DE L’APPORT DE FLUIDES ................. - 57 -

1. Conséquences biologiques et biochimiques directes de l’apport de fluides cristalloïdes de

type RL ou NaCl 0,9% .............................................................................................................. - 57 -

2. L’intervention du SRAA ................................................................................................... - 57 -

3. Les osmorécepteurs centraux ............................................................................................ - 59 -

C. EXEMPLE DE CONTEXTE PATHOLOGIQUE : L'INSUFFISANCE RENALE

CHRONIQUE DU CHAT ............................................................................................................. - 60 -

1. Définition .......................................................................................................................... - 60 -

2. Physiopathologie ............................................................................................................... - 60 -

3. Traitement ......................................................................................................................... - 61 -

PARTIE II : PARTIE EXPÉRIMENTALE ...................................................................................... - 65 -

I. ANIMAUX, MATÉRIEL ET MÉTHODE ............................................................................... - 68 -

A. RECRUTEMENT DES SUJETS .......................................................................................... - 68 -

B. MATÉRIEL ET MÉTHODE ................................................................................................ - 69 -

1. Préparation de l’animal et matériel .................................................................................... - 69 -

2. Protocole ............................................................................................................................ - 69 -

3. Nombre d’échantillons et méthodes de lecture ................................................................. - 70 -

C. ANALYSES BIOSTATISTIQUES....................................................................................... - 72 -

II. RÉSULTATS ............................................................................................................................ - 73 -

A. VARIABILITÉS INTER- ET INTRA-INDIVIDUELLE DANS LA LECTURE DE LA

DENSITE URINAIRE PAR REFRACTOMETRIE ..................................................................... - 73 -

B. VARIATIONS DE L’OSMOLALITE URINAIRE .............................................................. - 74 -

1. Effet du soluté ................................................................................................................... - 74 -

2. Effet du temps de perfusion ............................................................................................... - 75 -

C. VARIATIONS DE DENSITE URINAIRE ........................................................................... - 76 -

1. Effet du type de soluté ....................................................................................................... - 76 -

2. Effet du temps de perfusion ............................................................................................... - 77 -

D. COMPARAISON DES DISTRIBUTIONS .......................................................................... - 78 -

- 10 -

III. DISCUSSION ....................................................................................................................... - 80 -

A. CRITERES DE RECRUTEMENT ....................................................................................... - 80 -

1. Espèce ................................................................................................................................ - 80 -

2. Âge et sexe ........................................................................................................................ - 80 -

3. Examen clinique d’admission ........................................................................................... - 80 -

B. CHOIX DU MATÉRIEL, DE LA TECHNIQUE DE PRELEVEMENT ............................. - 81 -

1. Cystocentèse ...................................................................................................................... - 81 -

2. Réfractométrie optique ...................................................................................................... - 82 -

3. Osmomètrie par méthode d’abaissement du point de congélation .................................... - 82 -

C. VARIABLES ET RÉSULTATS ........................................................................................... - 82 -

1. Fluides de perfusion .......................................................................................................... - 82 -

2. Résultats ............................................................................................................................ - 83 -

CONCLUSION ................................................................................................................................. - 85 -

BIBLIOGRAPHIE ............................................................................................................................ - 87 -

ANNEXES ........................................................................................................................................ - 93 -

- 11 -

INDEX DES FIGURES

Figure 1: Corpuscule rénal de rat en MEB, d’après Verlander (2007) ............................................. - 26 -

Figure 2 : Paroi d’un TP de rat en MEB, d’après Verlander (2007). ................................................ - 27 -

Figure 3: Corpuscule rénal et appareil juxta-glomérulaire ................................................................ - 28 -

Figure 4: Fonctionnement du SRAA dans le cas d’une hypovolémie, d’après Bartges et Polzin (2011) -

34 -

Figure 5 : Compartimentation des fluides corporels chez le chat, d’après Wellman, DiBartola et Kohn

(2006) ................................................................................................................................................ - 35 -

Figure 6 : Valeurs moyennes des concentrations électrolytiques au sein des CEC et CIC, d’après

Wellman, DiBartola et Kohn (2006) ................................................................................................. - 37 -

Figure 7 : Bilan des entrées et des sorties d’eau chez le chat ............................................................ - 41 -

Figure 8 : Le vasa recta ..................................................................................................................... - 43 -

Figure 9 : Mécanisme d’action de l’ADH ......................................................................................... - 45 -

Figure 10 : Le SRAA lors d’une perfusion, d’après Bartges et Polzin (2011) .................................. - 58 -

Figure 11 : Cystocentèse échoguidée (cliché personnel)................................................................... - 70 -

Figure 12 : Mesure de la DU par réfractométrie optique (réfractomètre à main à échelle de Brix) .. - 71 -

Figure 13 : Osmomètre cryoscopique utilisé dans l’évaluation de l’osmolalité ................................ - 71 -

Figure 14 : Variabilité inter-opérateur des moyennes de DU mesurées ............................................ - 73 -

Figure 15 : Osmolalité urinaire en fonction du temps de perfusion et du type de soluté .................. - 74 -

Figure 16 : Densité urinaire en fonction du temps de perfusion et du type de soluté ....................... - 76 -

Figure 17 : Régression linéaire de l’osmolalité par la densité urinaire ............................................. - 78 -

Figure 18 : Calcul du coefficient de corrélation de Pearson.............................................................. - 78 -

- 12 -

INDEX DES TABLEAUX

Tableau 1 : Variations de la DU en fonction des solutés .................................................................. - 22 -

Tableau 2 : Différentiels de pressions hydrostatique et oncotique chez le chat ................................ - 30 -

Tableau 3 : Les différents types de pertes de fluides et leurs conséquences ..................................... - 37 -

Tableau 4 : Evaluation clinique de la déshydratation ........................................................................ - 52 -

- 13 -

LISTE DES ABREVIATIONS

AH= Anse de Henlé

CEC= Compartiment extracellulaire

CIC= Compartiment intracellulaire

CIV= Compartiment intraveineux

DFG= Débit de filtration glomérulaire

DSR= Débit sanguin rénal

DU= Densité urinaire

FI= Fluide interstitiel

MEB= Microscopie électronique à balayage

MRC= Maladie rénale chronique

OsmU= Osmolalité urinaire

PA= Pression artérielle

PG= Prostaglandines

TCD= Tube contourné distal

TCP= Tube contourné proximal

TD= Tube distal

TP= Tube proximal

TC= Tube collecteur

SRAA= Système rénine-angiotensine-aldostérone

- 14 -

- 15 -

INTRODUCTION

L’osmolalité urinaire demeure à l’heure actuelle la méthode de référence pour l’estimation

de la concentration urinaire. Utilisée principalement en médecine humaine, elle permet

d’évaluer la fonction rénale et plus particulièrement ses capacités de réabsorption et d’excrétion

d’eau et de solutés. Une alternative peu onéreuse, rapide et facile à utiliser permet de s’en

approcher et demeure la méthode d’évaluation standard de la concentration urinaire en

médecine vétérinaire : la mesure de densité urinaire par réfractométrie optique.

Des études menées chez l’homme et chez le chien ont déjà démontré la forte corrélation

entre l’osmolalité et la densité urinaires dans l’estimation de la concentration urinaire.

Chez le chat, seules deux études se sont attachées à démontrer cette corrélation, avec un nombre

trop limité de sujets ou un ensemble trop restreint de valeurs de concentration urinaire.

L’objectif de notre étude est donc de réévaluer la corrélation entre osmolalité et densité urinaires

chez le chat pour un large panel de concentrations (notamment les basses concentrations

urinaires). Nous utiliserons à ce titre la fluidothérapie, qui consiste en un apport parentéral de

fluide destiné à abaisser progressivement la concentration urinaire chez nos sujets.

Par ailleurs, notre protocole permettra également d’évaluer la cinétique et l’amplitude des

variations de la concentration urinaire chez le chat soumis à un apport de fluide par perfusion.

Nous rappellerons dans un premier temps les définitions d’osmolalité et de densité urinaires

ainsi que les bases d’histologie et de physiologie rénales indispensables à la compréhension des

variations de la concentration urinaire chez le chat, puis nous traiterons les mécanismes entre

autres rénaux d’adaptation à l’apport intraveineux de fluides. Enfin, nous détaillerons l’étude

prospective qui a été menée en terminant par une discussion incluant les perspectives ouvertes

par cette étude.

- 16 -

- 17 -

PARTIE I : PARTIE

BIBLIOGRAPHIQUE

- 18 -

- 19 -

I. HOMEOSTASIE RENALE

A. DENSITÉ ET OSMOLALITÉ URINAIRES

La densité urinaire (DU) et l’osmolalité urinaire (OsmU) sont les deux paramètres utilisés

à l’heure actuelle respectivement en médecine vétérinaire et humaine pour évaluer la

concentration des urines. Ils permettent indirectement d’évaluer la fonction rénale.

1. Définitions

a) Osmolalités plasmatique et urinaire

Indépendamment de son poids, une mole (mol) d’une substance contient toujours le même

nombre de particules : 6,023*1023 (Loi d’Avogadro).

Une osmole (osm) est définie comme étant une mole d’une substance composée d’éléments non

dissociables en solution.

Par exemple, pour le glucose qui est non dissociable en solution, 1 mole est équivalente à 1

osmole. Pour une substance comme le NaCl qui se dissocie en solution, le nombre d’osmoles

est égal au nombre de particules issues de la dissociation : si la dissociation est complète (NaCl

= Na++ 𝐶𝑙−), chaque millimole de NaCl fournit 2 milliosmoles, dont 1 milliosmole de Na+ et

1 milliosmole de 𝐶𝑙−.

Par définition, l’osmolarité plasmatique désigne la somme des concentrations molaires de

toutes les particules osmotiques actives et inactives (osmoles) présentes dans 1L de plasma

(Kaneko, Harvey, et Bruss 1997; Watson 1998).

L’osmolalité plasmatique représente quant à elle la même concentration mais ramenée à 1kg

d’eau.

En se rapportant à 1kg d’eau plasmatique (=1 kg d’eau sérique), l’osmolalité permet de

s’affranchir des protéines et triglycérides plasmatiques qui pourraient fausser la valeur de

l’osmolarité lorsque ces derniers sont présents en excès (ces sont les éléments les plus lourds

du plasma). Pour rappel, le sérum désigne le plasma sans les protéines de la coagulation.

Dans le sérum, les ions Na+, Cl-, 𝐾+, HCO3−, le glucose et l’urée sont présents en quantité

suffisante pour affecter individuellement l’osmolalité : ils participent à générer 95% de

l’osmolalité totale (Wellman, DiBartola, et Kohn 2006). Le sodium est l’électrolyte ayant le

plus fort potentiel osmotique quand le glucose et l’urée sont parfois considérés comme

osmotiquement peu actifs voire inactifs. D’autres auteurs (Stockham et Scott 2008) affirment

quant à eux que le sodium, l’urée et le glucose sont les plus gros contributeurs à l’osmolalité

plasmatique.

- 20 -

Le sodium est d’autre part le principal cation présent dans le compartiment extracellulaire

(CEC), et sa concentration s’équilibre avec celles de plusieurs anions dont les ions chlorure,

bicarbonate, et sulfate entre autres. La concentration sodique multipliée par 2 donne donc une

estimation de la concentration sérique en électrolytes.

Remarque : le calcul de l’osmolalité plasmatique implique de se rapporter à 1kg d’eau

sérique, or la teneur en eau du sérum est de 94% : osmolalité et osmolarité ne devraient

théoriquement pas être égales. Il est cependant inutile de recourir à une correction : en effet, le

chlorure de sodium a un coefficient osmotique de 0,93 qui implique une dissociation incomplète

dans le sérum, et cela agit comme un système de correction fortuit. L’osmolalité est ainsi

équivalente à l’osmolarité.

L’osmolalité plasmatique peut donc être calculée de la manière suivante :

𝒎𝑶𝒔𝒎𝒑/kg 𝐇𝟐𝐎 = 𝟐 ∗ ([𝐍𝐚+] + [K+]) + [𝐠𝐥𝐮𝐜𝐨𝐬𝐞] + [𝐮𝐫é𝐞]

Où [𝑁𝑎+] est la concentration molaire en sodium sérique, exprimée en mmol/L

[K+] est la concentration molaire en potassium sérique, exprimée en mmol/L

[Glucose] est la concentration molaire en glucose sérique, exprimée en mmol/L

[Urée] est la concentration en urée sérique, exprimée en mmol/L

(B. D. Rose 1984)

Remarque n°1 : la contribution des ions 𝐶𝑙− et HCO3− est modélisée en multipliant le cation

principal Na+ par 2.

Remarque n°2 : une conversion de mg/dL à mmol/L nécessite une division par 18.

Remarque n°3 : DiBartola et Autran de Morais (2006) suggèrent de négliger la concentration

potassique dans le calcul de l’osmolalité plasmatique, la concentration en Na+ étant 30 à 40

fois plus importante.

La définition de l’osmolalité adaptée aux urines est similaire : seuls quelques éléments

diffèrent dont la présence de glucose dans les urines qui est systématiquement pathologique.

Par conséquent, la mesure d’osmolalité urinaire implique l’absence de glycosurie (vérifiable à

la bandelette urinaire).

D’autre part, la concentration urinaire en ion K+ étant environ 20 fois plus importante que sa

concentration plasmatique, elle doit être prise en compte dans le calcul de l’osmolalité urinaire :

𝐦𝐎𝐬𝐦𝐮/kg 𝐇𝟐𝐎 = 𝟐 ∗ ([𝐍𝐚+] + [𝐊+]) + [𝐮𝐫é𝐞]

Des urines dont l’osmolalité est supérieure à celle du plasma sont qualifiées d’isosthénurique.

Elles sont hyposthénuriques lorsque leur osmolalité sera inférieure à celle du plasma.

- 21 -

Qu’il s’agisse d’urine ou de plasma, on peut également définir l’osmolalité effective d’une

solution que l’on appelle aussi tonicité. En l’occurrence, l’osmomètre qui utilise la méthode

d’abaissement du point de congélation mesure la tonicité des solutions, il prend par conséquent

uniquement en compte les molécules osmotiques actives.

Le pouvoir osmotique (actif ou inactif) d’une particule est en grande partie déterminé par

sa capacité à traverser les membranes. Lorsqu’elle circule librement d’un compartiment à

l’autre, les concentrations s’équilibrent de part et d’autre de la membrane. Dans le cas contraire

où une membrane lui est moins perméable voire imperméable, un gradient de concentration

s’installe entre les deux compartiments, favorisant les mouvements d’eau par le phénomène

d’osmose.

Dans la littérature, l’intervention de certaines particules dans la tonicité des fluides corporels

est parfois discutée. Wellman, DiBartola et Kohn (2006) ne tiennent pas compte de l’urée qui

est une substance d’osmolalité non-effective passant les membranes passivement; de la même

manière, la contribution du glucose est elle aussi jugée négligeable chez l’animal sain. Enfin,

Rose (1984) considère que l’ion K+ est une particule osmotique inactive qui diffuse librement

dans la plupart des membranes cellulaires.

En prenant en compte ces diverses observations, 2*[𝐍𝐚+] demeure une bonne approximation

de la tonicité des fluides (Wellman, DiBartola, et Kohn 2006).

b) Densité urinaire

i. Définition

La densité urinaire (DU) est un indice de concentration des urines qui est relevé en pratique

vétérinaire courante à température constante et par un réfractomètre optique, depuis leur

commercialisation dans les années 1960 (George 2001). Elle dépend du nombre de particules

présentes dans la solution et de leur masse moléculaire (à la différence de l’osmolalité urinaire).

La DU diminue lorsque la température augmente (Stokol 2016), ce qui implique que la lecture

doit toujours être réalisée à température constante/ ambiante.

Dans des urines normales, les molécules retrouvées en majorité sont de faible poids

moléculaire (NaCl, urée) ; les molécules de haut poids moléculaire (glucose, albumine) y sont

absentes. Il faut donc être vigilant quant à d’éventuelles glycosurie ou protéinurie pathologiques

qui fausseraient aussi bien la mesure de l’osmolalité que de la densité urinaire, les augmentant

toutes deux artéfactuellement, mais de manière non proportionnelle (la densité étant affectée

par le nombre et la nature des particules, notamment leur poids moléculaire).

- 22 -

En effet, Stokol (2016) avance qu’une augmentation de la concentration urinaire de 1 mg/L

des éléments suivants entraine une augmentation de la DU comme suit :

Substance Augmentation de DU

NaCl 0.006-0.007

Urée 0.002-0.003

Glucose 0.003-0.005

Protéine 0.003-0.005

Albumine 0.002-0.003

Tableau 1 : Variations de la DU en fonction des solutés

La réfractométrie optique consiste à mesurer l'indice de réfraction de l'urine qui dépend du

nombre et de la nature des molécules dissoutes en solution. Quelques gouttes suffisent pour

permettre la mesure. L'instrument est étalonné avec de l’eau distillée de façon à donner

directement le poids spécifique de l'urine.

ii. Variations

Plusieurs facteurs sont susceptibles d’induire des variations parfois physiologiques de la DU:

(Deschamps 2001)

La valeur de la DU doit toujours être interprétée à la lumière du statut d’hydratation de

l’individu : elle est faible lorsque l’animal vient de boire, et plus élevée en cas de diète hydrique.

L’interprétation de la DU nécessiterait donc en théorie de réaliser plusieurs prélèvements.

L’âge de l’animal doit également être pris en compte : la DU d’un jeune est

physiologiquement plus basse. La capacité à concentrer les urines s’acquiert avec l’âge.

Les diurétiques, corticoïdes et autres molécules à visée thérapeutique peuvent également

modifier artificiellement la DU.

(a) DU augmentée

Une DU normale à augmentée traduit la capacité des reins à concentrer les urines. Dans ce

contexte-là, même si une urémie est décelée, il ne s’agit pas de la phase d’état d’une maladie

rénale chronique (MRC) ou de toute autre affection rénale pathologique.

Une DU augmentée traduit une baisse du débit sanguin rénal (DSR). Dans le cas d’une

déshydratation ou d’une hypovolémie vraie ou relative, l’animal doit conserver ses réserves

d’eau en éliminant le moins de fluide possible et reconstituer son volume sanguin circulant :

cela passe par la concentration des urines.

- 23 -

Dans le cas d’une hypovolémie consécutive à une insuffisance cardiaque par exemple, il

faut traiter la cause primaire en plus d’administrer la perfusion qui demeure la principale

thérapeutique de remplissage.

(b) DU diminuée

Chez un animal sain, une DU basse traduit un statut d’hyperhydratation. Dans le cas d’un

animal arrivant en consultation, il faut prendre en compte une prise de boisson récente

éventuelle avant d’interpréter, bien que de basses DU ne soient rarement retrouvées dans ce

contexte.

Pour la plupart de nos espèces domestiques, une DU inférieure à 1.015 traduit le plus

souvent un état pathologique. Une DU basse sera quasiment systématiquement associée à un

tableau clinique de polyuro-polydipsie (PUPD).

2. Données chez l’homme

a) Osmolalité et densité urinaires : état des lieux

Chez l’homme sain bien hydraté, l’OsmU se situe entre 400 et 1400 mOsm/kg H2O et la

DU entre 1.003 et 1.030 (Noe et Rock 1994).

Une forte corrélation entre ces deux paramètres a déjà été démontrée dans de nombreuses études

chez l’homme : l’étude de Armstrong et al. (1994) a notamment montré que l’OsmU et la DU

sont significativement liées dans l’estimation de la concentration des urines et du statut

d’hydratation d’un individu.

Voinescu et al. (2002) ont montré en revanche qu’il était impossible d’utiliser la DU comme

estimation clinique fiable de l’osmolalité urinaire, ce qui implique que l’évaluation de la

fonction rénale devrait communément et directement se baser sur la valeur de l’OsmU mesurée

par un osmomètre. Or il s’agit bien actuellement de la méthode de référence de l’évaluation de

la concentration des urines chez l’homme.

L’étude de Chadha, Garg et Alon (2001) montre que la mesure de la DU par réfractométrie

reste l’estimation la plus précise de l’osmolalité urinaire, que l’on peut utiliser en théorie dans

des conditions qui ne nécessitent ou ne permettent pas une précision telle que celle donnée par

l’osmomètre.

Cette même étude montre également que les estimations de la DU par des méthodes

colorimétriques telles que la bandelette urinaire ne sont pas fiables en pratique étant donné

qu’elles ne sont précises que dans un intervalle de pH situé entre 7.0 et 7.5. Ces résultats sont

applicables aux carnivores domestiques dont les urines sont acides. En outre, aucune corrélation

n’existe entre la DU et l’OsmU lorsque les mesures de la DU sont réalisées avec des bandelettes

urinaires sur des urines acides, ce que confirment Dörner, Campos et Börnsen (1984).

- 24 -

b) Variation des paramètres urinaires en contexte pathologique

La corrélation existant entre les DU et OsmU est bien plus faible sur des urines provenant

d’un individu malade que des urines provenant d’un individu sain (Imran et al. 2010).

3. Données chez le chien

Chez le chien, les urines sont plus concentrées que chez l’Homme.

En effet, la DU peut varier de 1.015 à 1.045 (Kaneko, Harvey, et Bruss 1997) et même atteindre

des valeurs supérieures à 1.050 d’après Hardy et Osborne (1979). L’OsmU peut s’étendre de

1200 à 2300 mOsm/kg H2O (Hardy et Osborne 1979 ; O’Connor et Potts 1988).

L’étude de Dossin, Germain et Braun (2003) montre que l’évaluation de la DU par

réfractométrie est la meilleure technique réalisable en routine, permettant d’évaluer les

capacités de concentration/dilution des urines quand l’osmomètre n’est pas disponible. Cela

correspond aux résultats obtenus chez l’homme.

L’estimation de l’osmolalité chez le chien au moyen de bandelettes urinaires est très imprécise,

tout comme chez l’homme.

4. Données chez le chat

Chez le chat en bonne santé et bien hydraté, les valeurs de DU sont comprises entre 1.035

et 1.060 (Deschamps 2001).

L’OsmU est comprise entre 1900 et 2500 mOsm/kg H2O mais peut atteindre jusqu’à 4000

mOsm/kg H2O ( L. A. Ross et Finco 1981; Di Bella et al. 2012). Les valeurs maximales d’OsmU

varient beaucoup en fonction de l’étude.

A titre de comparaison, l’osmolalité plasmatique est de 310 mOsm/kg H2O en moyenne (D. J.

Chew, Leonard, et Muir 1991).

Ces données attestent que les chats sont dotés d’une forte capacité à concentrer leurs urines.

L’étude de Rubini et Wolf (1957) avait déjà mis en évidence que la DU chez le chat était plus

élevée que chez l’homme et le chien. Elle avait également montré que l’utilisation d’un

réfractomètre optique d’humaine entrainait une sous-évaluation de la DU lorsque les

échantillons d’urine provenaient d’un chat. Aucune étude n’a à notre connaissance réévalué ces

informations par la suite.

Pour toute espèce confondue, les indices urinaires tels que la DU et l’OsmU sont

globalement plus sensibles que les paramètres plasmatiques dans l’évaluation du statut

d’hydratation. Cela s’explique notamment par la fonction excrétrice fondamentale du rein et

par ses capacités à réguler les pertes en eau en fonction de l’hydratation corporelle.

- 25 -

B. HISTOLOGIE RÉNALE

Nous allons étudier les caractéristiques histologiques et physiologiques rénales permettant

d’assurer de telles fonctions.

1. Le néphron, une unité fonctionnelle

a) Le corpuscule de Malpighi

i. Le glomérule

Le rein du chat compte environ 200 000 néphrons (Verlander 2007).

Chaque néphron débute par un petit plexus sphérique constitué de touffes de capillaires

anastomosés, le glomérule. Celui-ci prend forme à partir d’une artériole glomérulaire afférente

qui vient distribuer le sang vicié, et prend fin par une artériole glomérulaire efférente à vocation

de drainage.

La paroi glomérulaire est constituée de trois feuillets superposés qui vont lui conférer sa

sélectivité si particulière :

la première est l’endothélium capillaire, qui limite la lumière centrale capillaire

glomérulaire. Il est associé à des cellules mésangiales dont le rôle se limite à ses fonctions

phagocytaires (on retrouvera également ces cellules en position extra-glomérulaire). Les

extensions cytoplasmiques des cellules endothéliales sont percées de fenêtres qui autorisent le

passage à l’eau ainsi qu’à certains composants non-cellulaires sanguins vers les deux autres

barrières que sont la membrane basale glomérulaire et l’épithélium viscéral,

la membrane basale est acellulaire et composée de glycoprotéines comme le collagène

de type IV et V, les protéoglycanes, la fibronectine ou les laminines,

l’épithélium viscéral est constitué de podocytes intimement liés les uns aux autres par

le biais de longs processus fins et étriqués qui s’interdigitent entre eux, les pédicelles. De petites

fentes à diaphragme sont localisées au niveau des sites d’interdigitation, elles jouent un rôle

majeur de résistance à la filtration de l’eau et interdisent le passage à des macromolécules telles

que l’albumine.

Cette succession de trois barrières semi-étanches confère au glomérule ses propriétés filtrantes.

En effet celles-ci vont contribuer à retenir les cellules sanguines ainsi que les protéines allant

de moyen à haut poids moléculaire, et laisser passer un fluide quasiment identique au sérum

constitué d’eau et d’électrolytes : le filtrat glomérulaire (Verlander 2007).

- 26 -

ii. La capsule de Bowman

Chaque glomérule est entouré d’une enveloppe périphérique appelée capsule de Bowman,

dans laquelle est recueillie l’urine primitive ou ultrafiltrat glomérulaire. Elle consiste en une

dilatation de la portion débutante du tube proximal (TP).

Le feuillet viscéral de la capsule formée par les podocytes est lié directement au réseau

capillaire glomérulaire et en contact avec l’espace urinaire sur l’autre face. Le feuillet pariétal

est quant à lui composé d’une couche libre de cellules squameuses qui a vocation à retenir le

filtrat plasmatique issu du glomérule. Les feuillets pariétal et viscéral délimitent un volume

appelé espace ou chambre de Bowman.

Le glomérule et sa capsule forment le corpuscule rénal ou corpuscule de Malpighi (cf figure

1).

Figure 1: Corpuscule rénal de rat en MEB, d’après Verlander (2007)

L’ultrafiltrat glomérulaire recueilli dans l’espace urinaire est directement déversé dans le

tubule rénal où il va être acheminé, modifié et excrété sous forme d’urine.

b) Le tube proximal (TP)

Le tube contourné proximal (TCP) est la première partie du TP et constitue un élément clé

du tubule rénal. La paroi est formée d’une couche unicellulaire de cellules cuboïdes à pôle

luminal en brosse, dont les microvillosités témoignent d’une très importante activité de

transport, notamment d’eau par réabsorption passive et de NaCl par réabsorption active (cf.

figure 2). 90% du glucose filtré y est également réabsorbé à via des transports actifs et passifs

(Lee et Han 2007).

BC= Capsule de Bowman

P= Podocyte

*= Espace de Bowman

P

- 27 -

Figure 2 : Paroi d’un TP de rat en MEB, d’après Verlander (2007).

C’est en entrant dans la portion médullaire rénale que le TCP devient la branche

descendante épaisse de l’anse de Henlé (AH) (Samuelson 2007).

c) L’anse de Henlé (AH)

Les cellules pariétales de la première partie de l’AH ne possèdent pas une bordure en brosse

telle que celles rencontrées au niveau du TCP, on ne retrouvera donc pas les mêmes facultés de

réabsorption.

A mesure que le tubule progresse dans l’aire médullaire rénale, celui-ci devient plus étroit,

prenant le nom de branche descendante grêle de l’AH. Jusque-là, la paroi reste perméable à

l’eau, mais plus faiblement au sel. Son trajet suit ensuite un angle à 180°C qui le redirige vers

le cortex rénal. On appellera cette partie la branche ascendante de l’AH. Dans cette partie, la

paroi devient imperméable à l’eau mais reste perméable au sel.

L’aptitude à concentrer les urines est directement liée à la longueur de l’AH.

d) Le tube distal (TD)

Faisant suite à la branche ascendante de l’AH, la partie droite du tube distal remonte vers

le cortex et obéit aux mêmes caractéristiques que la portion précédente : elle est imperméable

à l’eau mais perméable au sel. La réabsorption de sel est sous le contrôle hormonal de

l’aldostérone.

Voisine proche au contact du corpuscule rénal, l’extrémité du TD porte le nom de tube

contourné distal (TCD).

BB= Bordure en brosse

L= Lumière du TP

B= Membrane basale

*= Processus

d’interdigitation

- 28 -

e) Le tube collecteur (TC)

Le contenu de chaque néphron se déverse dans un tube collecteur (TC). Son axe suit celui

des branches ascendantes et descendantes de l’AH vers la médulla, en augmentant

progressivement de diamètre. Au terme de leur trajet, les tubes collecteurs voisins fusionnent

pour former un canal papillaire qui débouchera enfin dans la lumière du bassinet au niveau de

l’aire criblée du rein.

L’épithélium bordant leur paroi est composé de cellules cuboïdes liées entre elles par des

jonctions très étroites qui le rendent imperméable à l’eau : il s’agit des cellules principales et

intercalaires, qui sont en outre impliquées dans la balance acido-cétosique.

A noter que le TC est avec le TCD l’un des seuls sites d’action de la vasopressine, aussi appelée

hormone antidiurétique (ADH) au niveau du néphron, où elle va moduler la perméabilité à l’eau

en fonction du statut d’hydratation de l’individu, par le biais de l’osmolalité plasmatique.

2. L’appareil juxta-glomérulaire

La région anatomique où le TD revient au contact direct du corpuscule rénal forme

l’appareil juxta-glomérulaire (cf. figure 3). Il réunit trois groupes cellulaires spécialisés : la

macula densa regroupant les cellules pariétales du TCD impliquées dans cette structure, les

cellules mésangiales extra-glomérulaires, et les cellules juxtaglomérulaires (cellules

musculaires lisses remaniées bordant l’artériole glomérulaire afférente).

Figure 3: Corpuscule rénal et appareil juxta-glomérulaire

- 29 -

Les cellules juxtaglomérulaires contiennent des grains de rénine qu’elles relarguent en

réponse aux signaux générés par la macula densa, par le biais d’une communication paracrine.

Le signal est généré en fonction des changements de concentration en ions chlorure perçus dans

la lumière du tubule (Samuelson 2007).

Cet appareil intervient dans la régulation de la pression artérielle (PA).

3. Néphrons juxtaglomérulaires et corticaux

On peut distinguer deux types de néphrons selon la position du glomérule. Celle-ci peut

être corticale avec une anse de Henlé courte qui s’étend jusqu’à la médulla externe, on parlera

dans ce cas de néphrons corticaux ; elle peut aussi se situer en périphérie de la zone juxta-

médullaire avec une anse de Henlé longue qui s’étend profondément dans la médulla interne,

on qualifiera alors le néphron de juxta-médullaire.

Les néphrons juxta-médullaires sont en grande partie responsables des capacités de

concentration des urines, or ils représentent le type de néphron majoritaire chez le chat.

Le néphron forme une unité fonctionnelle. L’histologie du corpuscule rénal et des différents

segments tubulaires rénaux permettent d’expliquer en partie les propriétés du néphron à

maintenir l’homéostasie hydrique et électrolytique. Le produit final du néphron est l’urine, un

mélange complexe d’eau (95%) et d’électrolytes (<5%) qui servent de milieu de transport aux

déchets parfois toxiques du métabolisme tels que l’urée et la créatinine.

C. FORMATION DE L’URINE

1. La filtration glomérulaire : formation de l’urine primitive

a) Une filtration sélective

Pour rappel, la barrière filtrante glomérulaire est composée de trois éléments qui se

succèdent : l’endothélium fenêtré, la membrane basale et les podocytes.

La concentration moyenne en protéines plasmatiques chez le chat est d’environ 60 à 80 g/L

quand celle du filtrat glomérulaire excède rarement 100 mg/L (soit 60 à 600 fois moins). Cela

témoigne d’une filtration effective au niveau glomérulaire.

Les protéines dont le poids moléculaire dépasse 70 MDa telles que l’albumine sont piégées

par la membrane basale et n’accèdent donc pas à l’espace urinaire du corpuscule : la pression

oncotique résultante est donc si faible qu’elle sera négligée dans les processus de filtration.

- 30 -

De manière générale, les particules dont le diamètre est supérieur à 4 nm ne sont pas filtrées

tandis que celles dont le diamètre est inférieur ou égal à 2 nm passent le filtre sans restriction.

La charge électrique moléculaire est une autre composante de sélectivité du filtre. En effet,

les glycoprotéines de la membrane basale étant chargées négativement, elles freinent le passage

des molécules à charge plutôt négative et favorisent celles à charge plutôt positive.

b) La pression de filtration nette

L’élément moteur du processus de filtration glomérulaire est la pression hydrostatique du

capillaire glomérulaire, à laquelle s’opposent la pression oncotique plasmatique et la pression

hydrostatique de l’espace de Bowman. On en déduit une pression de filtration nette 𝑃𝑓, que l’on

exprime de la façon suivante :

𝑷𝒇 = 𝚫𝐏 − 𝚫𝛑 = (𝑷𝒄𝒈 − 𝑷𝒆𝑩) − ( 𝝅𝒑 − 𝛑𝒆𝑩)

Où 𝑃𝑐𝑔 : Pression hydrostatique du capillaire glomérulaire,

𝑃𝑒𝐵 : Pression dans l’espace de Bowman,

𝜋𝑝 : Pression oncotique plasmatique,

π𝑒𝐵 : Pression oncotique de l’espace de Bowman

(Verlander 2007)

Brown et Brown (1995) ont associé chez le chat sain des données mesurées moyennes à ces

variables :

ΔP = 41 mmHg 𝑃𝑐𝑔 59 mmHg

𝑃𝑒𝐵 18 mmHg

Δπ = 22 mmHg π𝑝 22 mmHg

π𝑒𝐵 0 mmHg

Tableau 2 : Différentiels de pressions hydrostatique et oncotique chez le chat

Les valeurs du tableau 2 nous permettent de calculer la pression de filtration nette 𝑃𝑓 chez le chat :

𝑷𝒇 = 𝚫𝐏 − 𝚫𝛑 = 𝟒𝟏 − 𝟐𝟐 = 𝟏𝟗 𝐦𝐦𝐇𝐠

La 𝑃𝑐𝑔est le paramètre majeur de la 𝑃𝑓. Elle est trois à quatre fois plus forte à l’entrée du

rein que dans tous les autres organes ; cela permet de maintenir la filtration tout au long du

capillaire glomérulaire, sans qu’une baisse progressive n’induise une réabsorption en fin de

course (principe de la loi de Starling).

- 31 -

La 𝑃𝑓 est contrôlée par la résistance relative des artérioles afférentes et efférentes

glomérulaires : la constriction de l’artériole afférente tend à réduire la pression hydrostatique

du capillaire glomérulaire et par conséquent le DFG, quand la constriction de l’artériole

efférente tend à les augmenter (Bartges et Polzin 2011). Ces variations de vasomotricité sont

capables d’induire une baisse de 80 à 90% de la 𝑃𝑓, et ce indépendamment de la PA (Valtin et

Schafer 1995).

A mesure que le sang circule le long du capillaire glomérulaire, la pression oncotique

plasmatique 𝜋𝑝 augmente et la pression hydrostatique 𝑃𝑐𝑔 diminue : cela s’explique par les

mouvements d’eau qui ont lieu au travers de la barrière glomérulaire et par le fait que la plupart

des protéines plasmatiques restent bloquées dans les capillaires. En somme, la pression de

filtration nette 𝑃𝑓 tend donc à décroitre lors de la traversée du capillaire glomérulaire, sans

jamais atteindre des valeurs limites permettant la réabsorption.

c) Le débit de filtration glomérulaire (DFG)

Par définition, le DFG est le produit de la pression de filtration nette 𝑃𝑓, de la perméabilité

du filtre et de la surface disponible de filtration. On nommera coefficient d’ultrafiltration le

facteur 𝐾𝑓, produit de la perméabilité et de la surface disponible du filtre glomérulaire.

En découle la relation suivante :

𝐃𝐅𝐆 = 𝑷𝒇 ∗ 𝑲𝒇

Les études de Ross et Finco (1981) et de Fettman et al. (1985) utilisant une technique de

clairance de molécules radioactives ont estimé le DFG du chat entre 2,5 et 3,5 mL/mn/kg et le

DSR pour cette même espèce à 10-12 mL/kg/mn.

La fraction moyenne de plasma filtré à l’échelle rénale est calculée en divisant le DFG moyen

par le DSR. D’après Fettman et al. (1985), il se situe autour de 35% chez les chiens et les chats.

Le DSR définit le volume de sang apporté au glomérule. Sachant que le DSR est en grande

partie dépendant de la PA, on peut en déduire par association que la PA affecte indirectement

le DFG : lorsque la PA augmente, le DFG augmente à son tour, et vice-versa.

Bien que la relation entre le tonus artériolaire et la fraction de filtration soit complexe, la

plupart des facteurs qui affectent le DSR ou le DFG agissent par le biais du tonus artériolaire.

On en déduit donc que la PA et le tonus artérielle sont deux paramètres majeurs influençant la

valeur du DFG.

- 32 -

d) Facteurs de régulation du DFG

Malgré les variations possibles des pressions artérielles systémique ou rénale, le DFG est

maintenu entre des valeurs stables physiologiques via des facteurs de régulation intrinsèques et

généraux. En effet, le DFG et le DSR ont tendance à rester constants tant que la PA systémique

reste stable entre 75 et 160 mmHg. Cela s’explique par les capacités d’autorégulation du rein

déjà décrites avec précision par Brown et Brown (1995).

i. Facteurs intrinsèques

Parmi ces facteurs intrinsèques, on trouve deux systèmes d’autorégulation qui contrôlent

la résistance à l’écoulement au sein des artérioles glomérulaires afférentes et efférentes : le

réflexe myogénique et le rétrocontrôle tubuloglomérulaire.

Le réflexe myogénique consiste en une constriction réflexe de l’artériole afférente

quasiment immédiatement après l’augmentation de la tension de la paroi capillaire

(conséquence d’une augmentation de la pression artérielle par exemple), et inversement d’une

dilatation quasi-immédiate après diminution de la tension (diminution de la PA). Ce réflexe est

totalement indépendant de l’innervation rénale mais peut être influencé par des médiateurs

endocrines tels que l’oxyde nitrique (NO).

Le rétrocontrôle tubuloglomérulaire fait intervenir l’appareil juxtaglomérulaire

(cf. figure 3).

Lorsque le débit en NaCl au sein du fluide tubulaire augmente subitement, cela augmente la

concentration en NaCl au sein de la macula densa. Cela provoque la libération de facteurs

paracrines tels que le NO, l’adénosine ou encore l’adénosine triphosphate (ATP) qui vont

entrainer : une vasoconstriction de l’artériole glomérulaire afférente, une diminution de la

pression de perfusion glomérulaire, une contraction des cellules mésangiales (réduisant la

surface disponible de filtration) et enfin une réduction de la perméabilité de filtration qui

aboutissent finalement à une diminution du DFG et un retour à sa valeur initiale (Schnermann

1998) : cela limite les pertes en NaCl.

Ce rétrocontrôle a vocation à maintenir des valeurs stables de NaCl excrété. Il intervient

majoritairement sur le tonus vasculaire de l’artériole afférente glomérulaire lors de variations

évoluant sur le court-terme, et plus particulièrement sur la sécrétion de rénine pour les variations

au long-terme (Schnermann 1998).

ii. Facteurs systémiques

Le système rénine-angiotensine-aldostérone (SRAA) est un important régulateur du DSR

et du DFG (cf. figure 4).

- 33 -

La rénine est une hormone produite par les cellules juxtaglomérulaires, stockée

initialement sous forme de grains. Sa libération est stimulée par une diminution du DSR, la

plupart du temps engendrée par une hypotension systémique. La rénine catalyse la

transformation de l’angiotensinogène produit par le foie en angiotensine I. Celle-ci est ensuite

convertie par l’enzyme de conversion de l’angiotensine (ECA) en une forme active,

l’angiotensine II, que l’on retrouve entre autres dans les endothélia vasculaires pulmonaire et

rénal.

L’angiotensine II est un puissant vasoconstricteur qui permet :

d’augmenter la pression sanguine et par conséquent le DFG de manière directe (par

vasoconstriction en aval du glomérule) et indirecte,

d’activer directement la réabsorption du Na+au niveau du TP, de la branche ascendante

de l’AH et du TC. L’angiotensine II stimule également la sécrétion de vasopressine (ADH) par

l’hypophyse, dont l’intervention dans la régulation hydrique sera détaillée plus tard,

de stimuler la libération d’aldostérone par la zone glomérulée surrénale. L’aldostérone

se fixe sur des récepteurs localisés dans la portion terminale du TCD et la portion proximale du

TC, entrainant une activation des aldosteron induced protein (AIP) qui vont augmenter la

perméabilité membranaire tubulaire au sodium, ainsi qu’une élimination de potassium et de

protons.

Un rétrocontrôle négatif sur la libération de rénine permet de maintenir la perfusion rénale et le

DFG dans les normes physiologiques.

de stimuler la production et la libération des prostaglandines rénales PG𝐼2 et PG𝐹2 à

rôle vasodilatateur (en amont du glomérule) qui agissent comme des modérateurs du SRAA.

Leur effet vient contrer en partie la vasoconstriction intra-rénale provoquée par l’angiotensine

II. Sans elles, une vasoconstriction généralisée diminuerait le DSR et le DFG malgré une

augmentation de la pression artérielle systémique. Cela limite les risques d’hypoxie rénale.

Les facteurs affectant le tonus vasculaire affectent indirectement la pression artérielle

systémique, le DSR et le DFG : l’ADH et les catécholamines peuvent engendrer une

vasoconstriction systémique et augmenter la pression artérielle, une stimulation β-adrénergique

peut activer le SRAA et une stimulation α-adrénergique peut causer une vasoconstriction rénale.

Les vasoconstricteurs agissent aussi sur le 𝐾𝑓 en stimulant la contraction des cellules

mésangiales intraglomérulaires, déjà évoquée.

- 34 -

Figure 4: Fonctionnement du SRAA dans le cas d’une hypovolémie, d’après Bartges et

Polzin (2011)

La filtration glomérulaire est communément évaluée par le DFG qui permet de quantifier

le volume d’ultrafiltrat formé par unité de masse et de temps. Plusieurs paramètres interviennent

dans la régulation de ce débit, de manière plus ou moins liée.

La PA influe directement sur le DSR qui détermine la quantité de sang parvenant aux reins (les

reins reçoivent approximativement 25% du débit cardiaque). De plus, nous avons montré que

la pression sanguine du capillaire glomérulaire (ou 𝑃𝑐𝑔) était l’élément déterminant du DFG.

Sachant que cette pression 𝑃𝑐𝑔 est directement liée à la PA, on peut par association déduire que

la PA détermine indirectement le DFG : les variations de la PA induisent des variations de la

diurèse (Dzau 1987).

2. Balance hydrique

a) Physiologie des fluides

Si comparés à d’autres espèces, les chats ont un taux de renouvellement hydrique par unité

de poids corporel plus lent, leur ratio « eau totale corporelle/solide corporel » reste toutefois

similaire (Seefeldt et Chapman 1979).

- 35 -

i. L’eau

Chez un animal en bonne santé, l’eau représente approximativement 60% de sa masse

corporelle. Des variations inter-espèces et individuelles existent, mais l’eau reste constamment

le composant majeur de tous les fluides corporels, répartis sous forme de compartiments

délimités physiquement (cf. figure 5) :

le compartiment intracellulaire (CIC), strictement limité aux cellules, représente

approximativement 40% de la masse corporelle,

le compartiment extracellulaire (CEC) limité à l’extérieur des cellules représente quant

à lui environ 20% environ de la masse corporelle. L’estimation la plus précise du CEC chez un

animal adulte est de 27% de la masse totale sèche, bien que globalement les volumes reportés

dans la majorité des cas varient de 15 à 30% de la masse corporelle.

La composition de ces deux compartiments diffère largement.

Lors d’une modification du statut d’hydratation d’un individu, le CEC est le premier

compartiment à subir des modifications de volume et de composition. Par conséquent, la perte

de fluides sera traitée par un apport parentéral visant le CEC en premier lieu. Aucun indicateur

précis ne permet de distinguer les pertes du CEC ou du CIC.

Figure 5 : Compartimentation des fluides corporels chez le chat, d’après Wellman,

DiBartola et Kohn (2006)

Le CEC peut être distingué en deux sous-compartiments : le fluide interstitiel (FI) qui

désigne l’espace péri-cellulaire, représentant les ¾ de ce volume, et le compartiment

- 36 -

intravasculaire (CIV) contenu dans les vaisseaux représentant ¼ du CEC soit 5% de la masse

corporelle.

Peu de données sont connues à ce jour en la matière mais on estime le volume plasmatique d’un

chat à 37 à 49 mL/kg. Le volume sanguin total est quant à lui estimé à 62-66 mL/kg,

représentant 7% environ de la masse corporelle totale.

Notons que chez le chaton comme chez le chiot, le taux d’eau corporelle est

progressivement réduit durant les six premiers mois de vie (DiBartola 2006).

ii. Les solutés

En plus de l’eau, les fluides corporels contiennent diverses concentrations de solutés.

Pour rappel, les électrolytes (Na+, 𝐶𝑙−, 𝐾+, et HCO3−), le glucose et l’urée sont tous présents

en quantité suffisante pour affecter individuellement l’osmolalité, ils participent notamment à

générer 95% de l’osmolalité totale sérique.

Les solutés sont répartis de manière hétérogène d’un compartiment à un autre.

Comme décrit précédemment, l’endothélium vasculaire ainsi que les membranes cellulaires ont

différentes perméabilités relatives aux solutés. L’endothélium vasculaire est imperméable aux

éléments figurés du sang et à la plupart des protéines plasmatiques, mais perméable aux

électrolytes. Les concentrations à l’équilibre en cations et anions de part et d’autre de

l’endothélium vasculaire sont par ailleurs déterminées par l’effet Gibbs-Donnan : les protéines

chargées négativement et non diffusibles affectent la distribution des petites molécules

électrolytiques.

Cet effet est négligé en pratique et les concentrations plasmatiques en solutés sont considérées

comme étant le reflet des concentrations du CEC.

Bien que les cations et les anions ne soient pas globalement répartis de manière homogène

entre les CEC et CIC, leur nombre total au sein des fluides corporels est équivalent de manière

à préserver l’électroneutralité.

C’est le nombre de particules osmotiques actives présentes dans les compartiments qui

détermine le volume de fluide dans les CEC et CIC. Un gradient de concentration en particules

osmotiques actives formé de part et d’autre d’une membrane semi-perméable induit un

mouvement d’eau par un phénomène appelé osmose, déjà décrit précédemment.

L’ion Na+ représente la majorité des particules osmotiques actives du CEC. Il traverse la

plupart des membranes cellulaires au moyen d’un transport actif, associé à un anion.

Au niveau du CIC, c’est l’ion 𝐾+ qui maintient l’équilibre osmotique intracellulaire car il est

l’ion majoritaire.

- 37 -

La membrane cellulaire maintient les solutés intracellulaires à des concentrations très

différentes de celles retrouvées dans le CEC :

Figure 6 : Valeurs moyennes des concentrations électrolytiques au sein des CEC et CIC,

d’après Wellman, DiBartola et Kohn (2006)

Le sérum du chat a une osmolalité de 310 mOsm/kg H2O environ. Ainsi, tout fluide dont

l’osmolalité effective (=tonicité) est supérieure à 310 mOsm/kg H2O sera hypertonique vis-à-

vis du plasma. Ceux dont la tonicité est inférieure à 310 mOsm/kg H2O seront considérés

comme hypotoniques et enfin ceux dont la tonicité sera équivalente seront qualifiés

d’isotoniques.

La plupart du temps, si des pertes hydriques ont lieu, ce sont les fluides et solutés du CEC qui

sont perdus en premier.

Trois types de pertes de fluide et de solutés peuvent se produire :

Perte Fluide du CEC Fluide de compensation

théorique à prodiguer

Hypotonique Hypertonique Hypotonique

Isotonique Isotonique Isotonique

Hypertonique Hypotonique Iso/hypertonique

Tableau 3 : Les différents types de pertes de fluides et leurs conséquences

Dans l’exemple d’une brûlure, les pertes hydriques sont des pertes hypertoniques (solutés

présents en grande quantité) sous la forme de suintements cutanés. Ces pertes ont tendance à

- 38 -

diminuer l’osmolalité du CEC par rapport au CIC, vu que les premières pertes sont issues du

CEC. Par mouvement d’osmose, l’eau du CEC passe les membranes cellulaires vers le CIC afin

d’équilibrer l’osmolalité de part et d’autre de cette membrane et ce en diluant le CIC, diminuant

par conséquent son osmolalité; certaines études (Del Greco et De Wardener 1956) ont par

ailleurs démontré que la concentration urinaire pouvait diminuer dans de telles conditions, de

par la diminution de la quantité d’électrolytes plasmatiques. Ces changements liés à

l’homéostasie des fluides induisent finalement une diminution du volume du CEC, voire du

volume sanguin circulant. Nous développerons plus tard l’intérêt de la fluidothérapie face à de

telles situations.

Le type de pertes (composition en eau et électrolytes) détermine les variations de

composition des fluides EC et IC ainsi que les transferts d’eau entre compartiments induits par

les mouvements d’osmose.

b) La régulation hydrique

Le volume d’eau total apporté par les aliments, la boisson et le métabolisme vient s’ajouter

aux fluides corporels pour former un équilibre avec les pertes représentées par les urines, les

fèces, la salive, l’évaporation cutanée et les pertes respiratoires. C’est cet équilibre entre apports

et pertes, aussi appelé équilibre hydrique qui permet de maintenir l’homéostasie.

i. Les pertes en eau

Les pertes en eau peuvent être distinguées selon les modalités d’élimination : on parle d’eau

liée pour l’excrétion quotidienne de la charge de soluté, et d’eau libre lorsque l’excrétion a lieu

indépendamment des solutés, sous contrôle de l’ADH et de la soif.

La clairance de l’eau libre n’est pas constante ; elle augmente par exemple dans des

contextes d’hyperhydratation, protégeant l’animal des conséquences de l’hypotonicité

plasmatique, et diminue dans des contextes de déshydratation pour en limiter l’hypertonicité.

La perte d’eau liée est en revanche obligatoire dans le sens où même dans des cas de

déshydratation, les solutés doivent être dilués dans les urines pour être éliminées.

Osborne (2003) indique dans son article que le chat adulte produit en moyenne 28 mL/kg/j

d’urine, et rapporte d’autre part que les chatons et les jeunes individus en général ont des

besoins en eau beaucoup plus élevés et en éliminent proportionnellement de plus grandes

quantités.

De la même manière, la perte d’eau fécale est obligatoire même si de moindre importance.

Celle-ci augmente lorsque la charge fécale en soluté augmente, en particulier à cause des ions

𝐶𝑎2+ 𝑒𝑡 𝑀𝑔2+ qui sont faiblement absorbés par voie digestive.

- 39 -

Ainsi l’apport d’eau quotidien de maintenance doit être capable d’assurer l’excrétion rénale et

fécale des solutés.

En médecine vétérinaire, les fèces, la salive, les pertes cutanées et respiratoires forment ce que

l’on appelle les pertes insensibles, les urines représentant les pertes sensibles.

Les pertes insensibles sont relativement faibles et plutôt liées à l’évaporation d’origine

respiratoire. En effet, la thermorégulation ne fait pas intervenir l’évaporation cutanée chez le

chat comme cela est observé chez l’homme (de rares glandes sudoripares eccrines assurent une

faible évaporation d’eau au niveau des coussinets). D’autre part, l’étude de Chew (1965) a

montré que les pertes d’eau par évaporation respiratoire chez des individus dont la température

corporelle est de 41°C sont significativement plus faibles chez le chat que chez le chien (469

g/j pour le chien contre 41,2 g/j chez le chat). D’après ces observations, les pertes cutanées et

respiratoires sont toutes deux minimes chez le chat.

Par conséquent et de manière générale, les pertes quotidiennes obligatoires chez le chat sain en

contexte de neutralité thermique se manifestent principalement par la production d’urines.

On peut définir les besoins de maintenance comme le volume d’eau requis quotidiennement

permettant de maintenir l’équilibre hydrique. Chez le chat, Osborne (2003) rappelle que les

besoins quotidien en eau BQ se calculent selon la formule :

𝐁𝐐(mL) = 𝟖𝟎 ∗ 𝐏𝐕𝟎,𝟕𝟓

D’autre part, il précise que l’eau consommée n’excède pas les 45 mL/kg/j pour cette espèce.

Lorsque le chat consommera d’avantage, on parlera de polydipsie.

ii. La soif et la consommation d’eau

La sensation de soif constitue la composante sensorielle du complexe physiologique visant

à entrainer la prise de boisson. C’est l’hyperosmolalité plasmatique qui stimule le centre de la

soif, une aire bien délimitée anatomiquement ; elle est un stimulus reproductible de la sensation

de soif. Celle-ci s’étanche quasiment immédiatement suite à la prise de boisson, de par la

présence d’osmorécepteurs présents dans la sphère gastro-intestinale notamment au niveau de

la muqueuse buccale, de la langue et de l’œsophage : cela agit comme un système

d’autorégulation.

Les études de O’Connor (1975) et O’Connor et Potts (1988) chez le chien ont montré qu’une

augmentation de l’osmolalité plasmatique de 1 à 3% stimulait la sensation de soif .

Comme déjà mentionné, l’eau volontairement bue dépend de la composition et de la quantité

d’aliment ingérée. Anderson, Burger et Holme (1982) ont montré que les taux de protéines et

- 40 -

de sel de l’aliment étaient notamment des facteurs influençant directement la prise de boisson :

le sel absorbé augmente l’hypertonicité plasmatique qui stimule le centre de la soif.

Les chiens augmentent leur prise de boisson lorsque l’eau est apportée de manière

insuffisante par les aliments, mais cela n’est pas toujours le cas des chats. En effet, certaines

études dans cette espèce (M. R. Chew 1965) montrent que les aliments secs n’induisent pas

toujours une prise de boisson suffisante pour couvrir les besoins hydriques quotidiens

minimum, même si les chats boivent plus lorsqu’ils sont sous alimentation sèche que sous

alimentation humide.

L’étude de Seefeldt et Chapman (1979) montre en particulier que les chats nourris à

l’alimentation humide peuvent survivre sans prise de boisson en trouvant toute l’eau nécessaire

dans l’aliment. Cela ne vaut pas pour le chien.

Rappelons qu’en général, les aliments humides sont constitués de plus de 70% d’eau, et les

aliments secs de moins de 10%.

Les apports d’eau par le métabolisme sont difficiles à prévoir : Anderson (1983) les estime

à 10-20% des apports totaux, à évaluer en fonction des apports alimentaires.

Chez les individus malades, les apports et pertes de fluides sont susceptibles de varier de

manière plus ou moins importante. L’anorexie par exemple aura pour conséquence une

diminution de la consommation d’eau ; les diarrhées et vomissements ou la PUPD entraineront

une augmentation des pertes en eau.

La balance hydrique dépend donc également du statut de santé individuel. En fonction de la

pathologie, il est également de rigueur d’analyser au moyen de données théoriques voire

d’examens complémentaires les désordres électrolytiques occasionnés : par exemple, des

vomissements entrainent une perte en ions H+, K+, Cl−, et Na+ aboutissant à une alcalose

métabolique, à corriger en plus des déficits éventuels en eau.

La figure 7 illustre le bilan des apports et des pertes en eau chez le chat sain hydraté.

- 41 -

* Données d’après Osborne (2003)

** Evaporations cutanées et respiratoires, d’après Hamlin et Tashjian (1964) et Thrall et

Miller (1976)

*** Eau fécale et salive, d’après Thrall et Miller (1976) et Jackson et Tovey (1977)

**** Données d’après Osborne (2003)

Figure 7 : Bilan des entrées et des sorties d’eau chez le chat

iii. Mise en évidence de la réabsorption d’eau rénale

Dans des conditions de vie « normales », un beagle de 10 kg qui produit 53,3L d’ultrafiltrat

glomérulaire par jour va réabsorber plus de 99% de l’eau, excrétant seulement 0,2 à 0,25L

d’urine ; par ailleurs, en situation de privation d’eau, un chien sain est capable de produire une

urine dont l’osmolalité est 7 à 8 fois supérieure à l’osmolalité plasmatique et inversement en

cas de surcharge d’eau il peut produire des urines dont l’osmolalité est 3 fois plus faible que

l’osmolalité plasmatique (Verlander 2007).

D’après les données préalablement citées relatives au DFG, on estime qu’un chat de 4kg

produit environ 17,2 L d’ultrafiltrat par jour. Or, diverses études estiment le volume de miction

du chat à 1-2 mL/kg/h, ce qui représente environ 144 mL d’urine par jour dans notre exemple.

- 42 -

En calculant le rapport entre ultrafiltrat et urines définitives, on en déduit qu’il réabsorbe lui

aussi plus de 99% de son eau en situation normale.

Le TP réabsorbe notamment plus de 60% d’eau de l’ultrafiltrat glomérulaire, ce qui représente

la valeur de réabsorption la plus importante pour une portion limitée du néphron.

La faculté des reins à concentrer ou à diluer les urines est conférée par un système qui fait

intervenir trois composantes :

la génération d’un milieu interstitiel hypertonique,

une dilution du contenu tubulaire au niveau de la branche ascendante épaisse de l’AH

et du TCD,

une variation de la perméabilité de la paroi du TC sous influence hormonale (ADH).

(a) Maintenir le milieu interstitiel hypertonique

(i) Réabsorption de particules osmotiques

actives par la branche ascendante grêle de l’AH

et le TC

Les particules ayant le plus fort pouvoir osmotique sont le Na+et le Cl−dans le CEC et le

𝐾+ dans le CIC.

La branche ascendante grêle de l’AH réabsorbe le NaCl via un transport actif mais est

imperméable à l’eau. Par conséquent, ce segment génère un milieu interstitiel hypertonique et

un gradient osmotique.

La partie médullaire profonde du TC réabsorbe également activement du NaCl, mais ce sont

ses capacités à réabsorber l’urée qui contribueront le plus fortement à l’hypertonicité du milieu

interstitiel et à cette efficacité de concentration des urines.

La réabsorption d’urée est sous le contrôle de l’ADH, par conséquent elle sera stimulée en cas

de déshydratation. Notons que les portions plus corticales du TC sont imperméables à l’urée.

(ii) Les systèmes à contre-courant

(a) L’anse de Henlé (AH)

L’osmolalité du fluide tubulaire est de 300 mOsm/kg 𝐻2O lorsqu’il quitte le TP. Or, au fur

et à mesure que le fluide progresse au sein du tube, le milieu interstitiel gagne en tonicité.

De par l’imperméabilité de la branche descendante grêle de l’AH au Na+, le gradient qui existe

entre le fluide tubulaire et le milieu interstitiel va être réduit par diffusion d’eau via des

transporteurs de type aquaporines vers le milieu interstitiel, augmentant progressivement

l’osmolalité du fluide tubulaire.

- 43 -

C’est au niveau du virage à 180° qui lie les branches descendantes et ascendantes de l’AH que

l’osmolalité du fluide tubulaire est la plus élevée, avoisinant les 1200 mOsm/kg 𝐻2O. Et plus

le fluide remonte vers la corticale, plus le milieu interstitiel périphérique perd en tonicité, tout

comme le fluide tubulaire par réabsorption de Na+.

(b) Le vasa recta

Les vasa recta aussi appelés vaisseaux droits naissent des artérioles efférentes des

glomérules situés près de la jonction cortico-médullaire. Ils s’enfoncent linéairement dans l’aire

médullaire rénale puis reviennent à leur point de départ en formant un virage à 180° similaire à

l’AH, avant de se drainer dans des veines situées à la jonction cortico-médullaire (Wheater,

Young, et Heath 2001).

Le vasa recta est un système à contre-courant qui permet d’amplifier l’hypertonicité du milieu

interstitiel initiée par la réabsorption active de soluté au niveau de la branche ascendante large

de l'AH et de la portion médullaire profonde de l’AH. Il permet également d’éviter une dilution

progressive du milieu interstitiel, en absorbant l’eau provenant de la réabsorption par la branche

descendante grêle de l’AH (cf. figure 8).

Sa paroi est perméable à l’eau, au Na+, au Cl−, au 𝐾+, au glucose et à l’urée. Sa pression

oncotique élevée et sa relativement faible pression hydrostatique favorisent les mouvements

d’eau provenant du milieu interstitiel tandis que l’urée et le NaCl s’équilibrent de part et d’autre.

Figure 8 : Le vasa recta

- 44 -

Lorsque le vasa recta pénètre la médulla, le plasma a une osmolalité d’environ 300

mOsm/kg 𝐻2O, qui augmente à mesure qu’il progresse dans les couches médullaires profondes

à la tonicité de plus en plus élevée. Sur le trajet du vasa recta, le gradient entre plasma et liquide

interstitiel est réduit par des mouvements d’eau, de NaCl et d’urée.

A l’inverse, après le virage à 180°, l’osmolalité plasmatique va progressivement diminuer à

mesure que le vaisseau se réoriente en direction corticale, dans un compartiment interstitiel à

l’osmolalité progressivement réduite.

La génération et la stabilité du gradient cortico-médullaire sont l’un des points clés

fondamentaux de la physiologie rénale.

(b) Perméabilité du TC à l’eau et ADH

La perméabilité à l’eau du TC détermine l’osmolalité finale des urines excrétées. Elle est

régulée par l’ADH ou vasopressine.

Plus largement, cette puissante hormone joue un rôle primordial dans la régulation de

l’osmolalité de tous les fluides corporels.

Synthétisée dans les noyaux supraoptique et paraventriculaire l’hypothalamus, elle est

stockée dans la neurohypophyse et libérée en fonction des variations de l’osmolalité

plasmatique. L’augmentation de l’osmolalité plasmatique est détectée par des récepteurs

hypothalamiques qui vont entrainer la sensation de soif et stimuler la réabsorption d’eau.

La concentration sodique est l’élément déterminant de l’osmolalité plasmatique, la libération

d’ADH est par conséquent étroitement corrélée à la concentration plasmatique en sodium.

L’ADH se fixe sur les récepteurs V2 localisés le long du TD et du TC. La fixation entraine

un signal permettant la relocalisation des aquaporines-2 (AQP2) disposées au sein de vésicules

cytoplasmiques vers la membrane apicale ou en activant directement celles qui y sont déjà

présentes (cf. Figure 9).

Cette réponse efficace et très rapide s’explique par le stockage préalable de l’hormone au niveau

de la glande pituitaire.

Par ailleurs, l’étude de Quillen et Cowley (1983) a montré que les variations du volume sanguin

circulant modifiaient la réactivité et l’intensité de la libération de vasopressine liée aux

variations d’osmolalité. En effet, il a été observé sur des chiens ayant expérimentalement subi

une hémorragie (perte isotonique) ou une transfusion (gain isotonique) que pour toute valeur

d’osmolalité : d’une part, l’hémorragie était associée à des concentrations plus hautes en

vasopressine et d’autre part que la transfusion était associée à de plus faibles concentration en

vasopressine, comparativement à des conditions normovolémiques. Ces observations

- 45 -

s’expliquent par l’existence de barorécepteurs artériels qui, par le biais des nerfs crâniaux IX et

X, communiquent avec l’hypothalamus et modifient les caractéristiques de libération de l’ADH.

Dans les deux cas de gain ou de pertes de fluides occasionnant respectivement une

augmentation et une diminution du volume sanguin circulant, on remarque une amplification

de la sensibilité à l’ADH de manière à ce que quelle que soit la valeur d’osmolalité plasmatique,

l’osmolalité urinaire sera plus grande, comme optimisée.

Figure 9 : Mécanisme d’action de l’ADH

Dans le cas d’une déshydratation ou d’une hypovolémie, l’ADH est libérée par

l’hypophyse et vient se fixer sur les récepteurs V2 des TD et TC.

Il suffit d’une augmentation de 3 à 5 mOsm/kg 𝐻2O pour la déclencher (Verlander 2007).

Chez l’homme, une diminution de 1 à 2% de l’osmolalité plasmatique inhibe la sécrétion

hypophysaire d’ADH et fait disparaitre la sensation de soif, et inversement une augmentation

de 1 à 2% est suffisante pour induire une sécrétion maximale d’ADH (Robertson, Shelton, et

Athar 1976), (Robertson 1983).

Dans le cas d’une surcharge hydrique, la neurohypophyse ne libère pas d’ADH, ce qui rend

le TC plutôt imperméable à l’eau. Or, le fluide tubulaire issu du TCD est hypotonique et le reste

jusqu’au TC : cela implique qu’en absence d’ADH, les urines seront excrétées en excès et sous

forme diluée.

- 46 -

(c) La dilution des urines

Au niveau des TP et TD, la réabsorption de NaCl est rendue possible par des transports

actifs tels que les pompes à 𝑁𝑎+, 𝐾+- ATPasiques. En plus de l’entretien de l’hypertonicité du

milieu interstitiel, cela créé un gradient de 𝑁𝑎+. Cela permet d’obtenir des urines dont

l’osmolalité a été considérablement réduite, jusqu’à 100 mOsm/kg 𝐻2𝑂 lors de leur

déversement dans le TC, et inférieur aux 300 mOsm/kg 𝐻2O du plasma.

Cette réabsorption massive de soluté sans réabsorption d’eau simultanée permet de diluer

les urines qui deviennent par conséquent hypotoniques.

Et inversement, cette faculté de dilution des urines permet au rein d’excréter l’eau en excès

avec peu de sels, maintenant les réserves électrolytiques corporelles.

3. Sécrétions tubulaires et équilibre acido-basique

Le pH sanguin se situe autour d’une valeur physiologique de 7,4. L’activité cellulaire

requiert qu’il soit maintenu autour de cette valeur pour ne pas être altérée.

Le rein fait partie des trois principaux acteurs de l’homéostasie acido-basique, avec les poumons

et les tampons extra/intracellulaires.

Les TP et TC sont les deux principaux acteurs du néphron impliqués dans la balance acido-

cétosique rénale.

Le TP est capable de sécréter les protons (𝐻+) présents en excès et de réabsorber 80 à 90 % du

bicarbonate (𝐻𝐶𝑂3−) filtré. Les tampons présents dans le fluide tubulaire permettent de limiter

les variations du pH induites par la sécrétion des protons.

Les segments situés entre le TD et le TC ont de très faibles capacités de sécrétion des protons.

Les urines arrivant au TC ont un pH proche du pH plasmatique donc voisin de 7,4, or les urines

des carnivores ayant un pH acide (entre 5,5 et 7,5), cela signifie que le TC est le segment qui

détermine la valeur finale du pH des urines excrétées, parfois très différent du pH plasmatique.

Les néphrons ont vocation à produire des urines concentrées ou diluées en fonction du

statut d’hydratation de l’individu. Le corpuscule rénal filtre le plasma et ne laisse passer qu’un

mélange d’eau et d’électrolytes ainsi que des molécules de petite taille telles que le glucose,

l’urée et quelques petites protéines, donnant forme à un ultrafiltrat. Le tubule rénal, long et

coudé, transforme cet ultrafiltrat plasmatique via des mécanismes de réabsorption et de

sécrétion en une solution concentrée de produits du catabolisme (notamment des produits azotés

tels que l’urée et la créatinine), d’électrolytes (𝐾+et 𝐻+en excès), et d’eau.

- 47 -

La maladie rénale chronique (MRC) est une des maladies les plus fréquentes du chat âgé.

Lors de l’installation de l’insuffisance rénale chronique, le chat présente très rapidement une

dysorexie voire une anorexie liée à l’installation du syndrome urémique. La déshydratation est

la première conséquence de ce syndrome, et la fluidothérapie la première thérapeutique mise

en place pour la corriger. Il est en effet très difficile de forcer la prise de boisson à un animal et

particulièrement le chat, c’est pourquoi cette procédure est tant utilisée en routine.

Nous allons étudier les fluides de perfusion les plus utilisés en médecine vétérinaire dans la

thérapeutique de réhydratation, et nous pencher sur les adaptations rénales à de tels apports.

II. ADAPTATIONS RÉNALES A LA FLUIDOTHÉRAPIE

A. FLUIDOTHÉRAPIE : INTÉRÊTS ET OBJECTIFS

1. Principe de la fluidothérapie

La fluidothérapie consiste en l’administration parentérale de solutions électrolytiques mise

en place à titre curatif ou préventif en situation d’urgence ou de soins intensifs. Elle répond à

trois grands objectifs thérapeutiques : rétablir ou maintenir une volémie adéquate dans le

secteur vasculaire (assurer la perfusion tissulaire), rétablir ou maintenir la teneur hydrique des

CEC et CIC (dans le cadre de pertes de fluides) et rétablir ou maintenir les équilibres

électrolytiques et acido-basiques de l’organisme.

L’administration de tels fluides implique des mouvements d’eau entre compartiments orientés

par des mécanismes de transport et les lois d’osmose.

2. Les fluides

Les fluides majoritairement utilisés dans le traitement des maladies rénales du chat et même

plus généralement en thérapeutique vétérinaire sont les solutions cristalloïdes isotoniques. Ce

sont des solutions aqueuses contenant des solutés électrolytiques et non-électrolytiques

capables de se disperser dans tous les compartiments de l’organisme. On les appelle également

les fluides de remplacement car leur composition est globalement proche de celle du plasma.

Ce type de fluide a plusieurs vocations :

compenser les pertes volumiques aiguës légères ou chroniques légères à modérées,

assurer le remplacement voire la correction électrolytique,

assurer la diurèse forcée dans les cas d’intoxication,

- 48 -

assurer un apport d’entretien en prévention de déshydratation chez les sujets à risque,

participer à traiter les états de chocs hypovolémiques (avec fluides hypertoniques voire

transfusion sanguine au besoin).

Parmi les fluides cristalloïdes, on peut encore distinguer ceux qui sont « balancés », c’est-

à-dire de composition très proche de celle du CEC (RL) et ceux qui sont « non balancés » et

donc un peu moins proche du plasma (NaCl 0,9%).

Les fluides cristalloïdes exercent leurs effets principalement sur les milieux interstitiels et

intracellulaires car ils sont principalement distribués à ces compartiments.

Remarque : il existe également des fluides d’entretien qui sont hypotoniques (à faibles

concentrations en 𝐶𝑙−𝑒𝑡 𝑁𝑎+ par rapport au CEC, mais à plus hautes concentrations en 𝐾+ et

d'osmolalité globalement plus basse que le plasma) et des fluides hypertoniques utilisés

généralement pour augmenter le volume du CIV. Obtenir des isotoniques un effet de

remplissage aussi efficace que celui conféré par les colloïdes nécessite un volume trois fois plus

important (les colloïdes restent strictement dans le CIV).

Les fluides de perfusion les plus utilisés en routine sont les solutions cristalloïdes

isotoniques telles que le RL, et le NaCl 0,9%.

a) NaCl 0,9%

La solution isotonique de NaCl est dosée à 0,9%. Les concentrations en ions sont les

suivantes :

𝐶𝑁𝑎+ = 𝐶𝐶𝑙− = 154 𝑚𝐸𝑞/𝐿

𝐶𝐾+ = 𝐶𝐶𝑎2+ = 𝐶𝑀𝑔2+ = 0 𝑚𝐸𝑞/𝐿

L’osmolalité de la solution de NaCl 0,9% est de 308 mOsm/kg 𝐇𝟐𝐎, avec un pH=5,0

(Anastasio, Fletcher, et Rosanski 2014).

Cette solution saline a d’une part une concentration plus élevée en 𝐶𝑙− que le plasma (154

contre 120 mEq/l), et d’autre part une différence des ions forts (DIF) différente.

La DIF est définie de la manière suivante :

𝐷𝐼𝐹 = (𝐶𝑁𝑎+ + 𝐶𝑀𝑔2+ + 𝐶𝐾+) − (𝐶𝐶𝑙− + 𝐶𝐿),

En outre, il représente la différence entre les principaux cations et les principaux anions.

D’après le modèle physico-chimique de Stewart, le pH plasmatique est en partie déterminé par

la DIF : la DIF des fluides extracellulaires est de 40 mEq/L environ alors que la DIF de la

- 49 -

solution saline à 0,9% est de 0 mEq/L. La conséquence directe de l’administration IV de cette

solution implique une nette dégradation de la DIF plasmatique et donc une acidose métabolique

(Reddy, Weinberg, et Young 2016).

b) Solution de Ringer Lactate

Historiquement, c’est Alexis Hartmann qui a modifié la solution initiale de Sydney Ringer,

en y ajoutant du lactate, et ce dans le but de combattre l’acidose qui se développe chez les

individus déshydratés, notamment les jeunes. En somme, le lactate agit comme un tampon

physiologique permettant de générer du bicarbonate.

De plus, la solution de RL contient à la différence du NaCl à 0,9% une quantité quasi identique

d’ions 𝐶𝑙− par rapport à la quantité plasmatique.

L’avantage de cette solution par rapport à celle de NaCl à 0,9% est de prodiguer un fluide

mimant le plasma humain, même si aucune solution parfaitement identique n’a été formulée à

ce jour.

Voici les concentrations en soluté de la solution de Ringer Lactate (RL) :

𝐶𝑁𝑎+ = 130 𝑚𝐸𝑞/𝐿

𝐶𝐶𝑙− = 109 𝑚𝐸𝑞/𝐿

𝐶𝐾+ = 4 𝑚𝐸𝑞/𝐿

𝐶𝐶𝑎2+ = 3 𝑚𝐸𝑞/𝐿

𝐶𝑀𝑔2+ = 0 𝑚𝐸𝑞/𝐿

𝐶𝑇𝑎𝑚𝑝𝑜𝑛 = 𝐶𝐿𝑎𝑐𝑡𝑎𝑡𝑒𝑠 = 28 𝑚𝐸𝑞/𝐿

D’où une osmolalité de la solution de RL de 272 mOsm/kg 𝐇𝟐𝐎, avec un pH=6,5 (Anastasio,

Fletcher, et Rosanski 2014).

Théoriquement, le clinicien doit corriger les pertes par un fluide dont la composition et le

volume se rapprochent le plus possible du fluide perdu.

3. Voies d’administration

Chez les carnivores domestiques, deux principales voies d’administration sont utilisées pour les

fluides isotoniques : la voie sous-cutanée (SC) et la voie intraveineuse (IV).

- 50 -

a) Voie intraveineuse

La voie IV reste le premier choix en ce qui concerne les animaux malades hospitalisés ou

en situation d’urgence qui ont subi de sévères pertes de fluides. Elle est également utilisée

durant l’anesthésie pour assurer le maintien de la perfusion rénale et permettre l’accès veineux

au besoin.

Il s’agit de la voie la plus efficace, la plus précise et la plus fiable qui permet une dispersion

rapide de l’eau et des électrolytes ; de plus, de grandes quantités peuvent être administrées très

rapidement. Cette voie requiert néanmoins un suivi rigoureux durant la perfusion, notamment

pour éviter les risques de surcharge hydrique mais également les risques inhérents à la voie

intraveineuse telles que les risques infectieux, les thromboses, les phlébites ou les embolies.

Certaines précautions sont donc à prendre en matière d’asepsie : poches stériles, cathéters

disposés sur une surface propre voire désinfectée quand c’est possible, nettoyage de la zone

lorsque le cathéter reste en place sur une longue durée, etc…

D’autre part, il est important d’irriguer quotidiennement un cathéter non utilisé avec un volume

de 1 mL d’une solution contenant 1-5 U d’héparine/mL de NaCl 0,9%, pour éviter qu’il ne se

bouche et pour limiter la prolifération bactérienne susceptible de s’y développer.

Les accès veineux principalement utilisés chez le chat sont les veines céphaliques pour un

prélèvement sanguin ou la mise en place d’une perfusion de fluides cristalloïdes (limitée parfois

par la flexion du coude qui arrête instantanément l’écoulement), mais également les veines

jugulaires et saphènes latérales pour le prélèvement d’échantillons veineux et les injections de

produits irritants ou de fluides hypertoniques.

Seulement 20% du volume administré par voie IV reste dans le compartiment IV après 30

à 60 mn de perfusion.

b) Voie sous-cutanée

La voie SC peut être pratique sur des animaux de petit gabarit déshydratés ou à risque de

déshydratation, comme par exemple les chats à MRC. En outre, on l’utilise pour des thérapies

de maintenance.

La rapidité d’absorption du fluide dépend du volume injecté et du statut d’hydratation de

l’animal entre autres.

Cette voie est recommandée pour les traitements à domicile, évitant les problèmes liés à la

propreté et aux complications susceptibles d’intervenir au site d’implantation d’un cathéter, au

stress du transport, aux frais d’hospitalisation, etc… Les risques de surinfection au site

d’injection restent très rares.

- 51 -

Même si cette voie est strictement réservée aux fluides isotoniques, il est possible de

supplémenter en KCl et à hauteur de 30 à 35 mEq/l, les risques d’irritation étant faibles (Finco

1977).

En revanche, elle n’est pas adaptée aux déshydratations sévères, ni aux animaux en statut

d’hypothermie de par la vasoconstriction périphérique susceptible de limiter l’absorption et la

dispersion du fluide.

c) Voie orale

Cette voie est très utile pour l’administration de fluides hypertoniques ou à forte densité

calorique, ou encore pour une réhydratation progressive chez des individus anorexiques sans

problème gastro-intestinaux sous-jacents. Les fluides sont administrés par voie orale au moyen

de sonde nasogastrique, de sonde d’oesophagostomie, ou encore de sonde de gastrotomie.

Elle ne peut être envisagée dans les cas de maladies gastro-intestinales, ni dans les cas de pertes

aiguës et/ou sévères car l’absorption et la dispersion des fluides n’est pas assez rapide par cette

voie.

d) Voie intra-osseuse

Très utile pour les animaux de petits gabarits ou les jeunes pour lesquels la voie veineuse

est difficilement accessible, la voie intra-osseuse permet une absorption et une dispersion

rapides par le biais des sinus veineux de la moelle osseuse.

La mise en place d’un cathéter intra-osseux nécessite de travailler dans des conditions stériles,

l’emplacement doit être maintenu propre et le retrait doit également se faire dans les conditions

les plus propres possibles si ce n’est stériles. Des risques d’ostéomyélite et de douleur à

l’injection des fluides existent.

On procède par l’insertion d’une aiguille dont le diamètre sera adapté au débit attendu ;

plusieurs emplacements sont possibles : la tubérosité tibiale, l’aile de l’ilium, la fosse

trochantérique du fémur ou encore la grande tubérosité humérale.

4. Evaluation du statut d’hydratation et réhydratation

a) Examen clinique et recueil d’informations

Le statut d’hydratation de l’animal prend en compte les commémoratifs et l’anamnèse,

l’examen clinique, et parfois les examens complémentaires de biochimie et de numération-

formule sanguine.

- 52 -

Les informations concernant l’alimentation, la prise de boisson, les éventuelles pertes gastro-

intestinales (diarrhée, vomissements), les pertes urinaires anormales (polyurie) et les pertes

liées à un traumatisme (hémorragies, brûlures, fractures, etc…) sont de première importance.

D’autre part, il ne faut pas omettre la considération des pertes insensibles anormales qui se

produisent dans des états de fièvre, en cas d’halètement prolongé entre autres.

Lorsqu’une maladie est suspectée, cela peut aider le clinicien à déterminer le type de pertes

occasionnées : des vomissements dus à une obstruction pylorique induisent une perte

particulière en ions 𝑁𝑎+, 𝐻+, 𝐶𝑙− et 𝐾+ à l’origine d’une alcalose métabolique alors qu’une

diarrhée de l’intestin grêle mène à des pertes de 𝐻𝐶𝑂3−, 𝐶𝑙−, 𝑁𝑎+ et 𝐾+, à l’origine d’une

acidose métabolique.

D’autre part, des symptômes tels que l’anorexie peuvent expliquer une baisse de production

urinaire de par le fait qu’une moindre quantité de soluté est absorbée via l’alimentation et

nécessite par conséquent moins d’eau pour être excrétée. Enfin, répertorier les commémoratifs

et l’anamnèse permet également de s’assurer que l’animal n’a pas reçu de traitement

médicamenteux susceptible d’altérer les facultés du rein à concentrer les urines, tels que les

corticostéroïdes ou le furosémide par exemple.

De 5 à 15% de déshydratation, la clinique varie de changements difficilement détectables

(5%) à des signes de choc hypovolémique (à partir de 12%). L’évaluation prend en compte la

persistance du pli de peau, la position de l’œil dans les orbites et l’hydratation des muqueuses

pour définir les pertes liées au secteur extravasculaire, et la fréquence cardiaque, la qualité du

pouls, la température, l’état mental et le temps de remplissage capillaire (TRC) pour définir les

pertes du secteur vasculaire.

% de déshydratation

Signes cliniques associés

<5 % Non détectable

5-6 % Légère perte d’élasticité cutanée

6-8 %

Persistance du pli de peau <1-2s

TRC=2s

Légère enophtalmie

Muqueuses buccales légèrement sèches

10-12 %

TRC>2s

Persistance du pli de peau >2-3s

Enophtalmie prononcée

Muqueuses buccales sèches

Parfois signes de choc (tachycardie, extrémités froides, etc…)

12-15 % Signes de choc définitivement installés, mort imminente

Tableau 4 : Evaluation clinique de la déshydratation

- 53 -

L’évaluation de la persistance du pli de peau reste subjective et dépendante de plusieurs

paramètres, notamment la quantité de graisse et d’élastine sous-cutanée ainsi que le volume du

compartiment interstitiel. Par exemple, un animal obèse déshydraté apparaitra bien hydraté de

par la quantité de graisse sous-cutanée qui faussera l’évaluation du pli de peau et inversement,

on aura tendance à surévaluer la déshydratation chez un animal vieux ou émacié.

Un autre paramètre à relever au cours de l’examen clinique est le taux de réplétion vésical ; en

effet, une vessie doit être de petite taille chez un individu déshydraté, de par les mécanismes de

réabsorption d’eau mis en place. Si une vessie pleine est détectée chez un individu déshydraté,

il faut s’interroger sur la fonctionnalité des reins, en outre leur capacité à concentrer les urines.

b) Examens complémentaires

L’hématocrite, la concentration en protéines plasmatiques, et les paramètres urinaires tels

que la DU ou l’OsmU sont des analyses complémentaires simples qui permettent d’objectiver

les suspicions de déshydratation décelées à l’examen clinique. L’hématocrite et le taux de

protéines plasmatiques augmentent avec tous les types de pertes de fluides exceptées les

hémorragies.

Les concentrations plasmatiques en électrolytes, principalement le sodium, permettent

d’orienter le type de pertes (hypo/iso/hypertonique) et d’évaluer si la déshydratation est plutôt

intra ou extracellulaire. Dans le cas d’une hypernatrémie entrainée par exemple par une perte

de fluide hypotonique, on observera une déshydratation intracellulaire par mouvement

d’osmose vers le secteur intravasculaire, qui pourra entrainer des symptômes principalement

neurologiques étant donné la sensibilité des cellules nerveuses à la déshydratation. Dans le cas

contraire de l’hyponatrémie, le risque est une hyperhydratation cellulaire qui entraine

également une symptomatologie nerveuse par la formation d’un œdème cérébral.

Il apparait donc fondamental de se baser d’une part sur la clinique, mais également de profiter

des examens sanguins pour évaluer le type de perte subie par l’animal et le type de

déshydratation occasionnée.

c) Réhydratation

Le type de déshydratation se distingue en fonction de la tonicité plasmatique issue de la

déshydratation.

i. Volume à perfuser

En cas d’absence de signes d’hypovolémie, le pourcentage de déshydratation et les besoins

de maintenance doivent tous deux être pris en compte dans la correction du déficit hydrique et

ce dans les 24h.

- 54 -

Dans le cadre d’un protocole de réhydratation, le volume total de cristalloïdes isotoniques à

perfuser est donné par la formule suivante :

𝑉𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒 à 𝑝𝑒𝑟𝑓𝑢𝑠𝑒𝑟 =𝐵𝑒𝑠𝑜𝑖𝑛𝑠 𝑑′𝑒𝑛𝑡𝑟𝑒𝑡𝑖𝑒𝑛 + % 𝑑𝑒 𝑑é𝑠ℎ𝑦𝑑𝑟𝑎𝑡𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 + 𝑃𝑒𝑟𝑡𝑒𝑠 𝑒𝑛 𝑐𝑜𝑢𝑟𝑠

24 ℎ𝑒𝑢𝑟𝑒𝑠

(Anastasio, Fletcher, et Rosanski 2014)

Les besoins d’entretien représentent environ 40 à 60 mL/kg/j, à adapter au format de l’animal

(les plus petits formats nécessitent un volume plus important par kg).

ii. Débit de perfusion

Le débit de la perfusion est à adapter en fonction de l’importance des pertes en termes de

volume, et également de la rapidité avec laquelle elles se sont produites. L’étude de Bjorling et

Rawlings (1983) a montré que jusqu’à 90 mL/kg/h au moins, aucun chat sain anesthésié (sous-

entendu, « capable de concentrer/diluer ses urines ») ne manifeste d’œdème pulmonaire ou

d’autres signes de surcharge hydrique. Chez le chien, d’autres études ont montré que des signes

cliniques de surcharge hydrique sont observés pour un débit supérieur ou égal à 90 mL/kg/h :

cela laisse à penser que le chat est moins sensible à la surcharge hydrique que le chien.

Le débit de perfusion recommandé au cours d’une chirurgie nécessitant une anesthésie

générale est de 5 à 10 mL/kg/h, à adapter aux risques hémorragiques.

Afin de contrôler au mieux le débit de perfusion, des pompes à perfusion sont disponibles.

Elles possèdent un système d’alarme alertant le personnel au moyen de signaux sonores lorsque

des troubles viendraient altérer le cours de la perfusion, telle que la formation d’un caillot qui

viendrait obstruer le cathéter ou la tubulure.

iii. Monitorage

D’une manière générale, la fluidothérapie doit être régulièrement réévaluée et adaptée aux

besoins de l’animal, cela inclut : la réalisation d’un examen clinique avec relevé de la fréquence

cardiaque et de la courbe respiratoire, la surveillance des productions urinaires, la vigilance de

l’animal, le poids au long-terme et enfin les indices de déshydratation.

Chez un individu déshydraté, la DU et l’OsmU à priori hautes initialement diminuent

progressivement pour atteindre des valeurs isosthénuriques lorsque le processus de

réhydratation est achevé (les osmolalités plasmatique et urinaire s’équilibrent), et l’oligurie

mise en place physiologiquement pour se préserver des pertes d’eau doit cesser. Le clinicien a

- 55 -

pour rôle de surveiller les productions d’urines d’un animal dès lors qu’il est sujet à perfusion,

en particulier lorsqu’une affection rénale est suspectée.

Rappelons que la production d’urines moyenne chez le chat varie de 1 à 2 mL/kg/h.

Dans le cas où l’oligurie persiste, il est de mise d’augmenter l’apport quotidien de fluide à

hauteur de 5% de la masse corporelle de l’animal, dans l’hypothèse que les estimations liées à

la déshydratation de départ étaient imprécises.

Dans le cas où un animal concentre correctement ses urines, et si celles-ci sont produites

en trop grandes quantités et diluées, une administration excessive de fluide peut en être la cause.

On retrouvera par ailleurs une variété de signes cliniques liés à la surcharge de fluide tels que :

l’encombrement nasal, un chemosis, de la nervosité, des frissons, une tachycardie, de la toux,

une tachypnée, un œdème pulmonaire, de l’ascite, une polyurie, une exophtalmie, voire de la

diarrhée et des vomissements.

Enfin, lorsque des doutes persistent quant à la capacité de l’animal à s’abreuver seul et

suffisamment (lors d’atteinte rénale par exemple), il est conseillé de baisser progressivement le

débit de la perfusion sur 24 à 48h, en étant attentif à l’évolution de la clinique. Une fois que

l’animal est capable de maintenir sa balance hydrique par lui-même via l’alimentation et la prise

de boisson, la fluidothérapie peut alors être stoppée.

5. Correction volémique

Un autre intérêt déjà évoqué des fluides isotoniques est d’apporter du volume à la

circulation systémique, notamment en cas d’hypovolémie. Dans un contexte de choc

hypovolémique, un fluide hypertonique sera envisagé voire privilégié (le cas d’IR étant

cependant exclu de par l’élimination des macromolécules par voie rénale), voire un recours à

la transfusion sanguine. Le recours à des fluides isotoniques seuls reste très rare dans ce

contexte.

Dans le cas d’un choc hypovolémique, l’animal doit d’abord être réanimé via une

correction volémique avant d’être réhydraté. Si les pertes sont estimables comme au cours d’une

hémorragie chirurgicale, 3 mL de fluides cristalloïdes isotoniques doivent être donnés par

millilitre perdu (Moss et al. 1981).

La dose de choc pour les chats est de 10 à 15 mL/kg de colloïde + 40 à 60 mL/kg de soluté

isotonique (RL ou NaCl 0,9% par exemple).

Un autre type d’hypovolémie consiste en la formation d’un 3ème secteur. Dans ce cas, le

volume circulant sanguin est effectivement déprimé, mais les fluides perdus sont toujours

présents dans l’organisme (comme l’ascite dans la cavité abdominale par exemple).

- 56 -

6. Restauration du gradient cortico-médullaire

La longueur des anses de Henlé détermine l’importance du gradient médullaire et la

capacité du rein à produire une urine concentrée.

Lorsqu’elle est entretenue sur le long terme, la fluidothérapie a tendance à diluer la médulla

rénale physiologiquement hypertonique dont le rôle est fondamental dans la capacité des reins

à concentrer les urines. Le débit de la perfusion doit alors être diminué progressivement, jusqu’à

un arrêt total. Un animal perfusé sur le long terme à haut débit et à qui l’on arrêterait brutalement

la perfusion continuerait à se déshydrater par la suite à cause du phénomène de « washout » de

la médulla (Silverstein 2009).

Exceptés les cas de vomissement avec contenu alimentaire, la solution de RL reste la première

option de choix en matière de fluidothérapie. La solution de NaCl apparait en effet moins

adaptée du fait qu’elle ne soit pas une solution dite balancée. Elle contient notamment des ions

𝐶𝑙− en concentration plus importante que dans le CEC : 154 mEq/l contre 120 mEq/l chez le

chat, et induit en plus de cela une acidose métabolique modérée, ce qui n’est pas le cas de la

solution de RL.

- 57 -

B. REGULATION DE L’HOMEOSTASIE LORS DE L’APPORT DE

FLUIDES

1. Conséquences biologiques et biochimiques directes de l’apport de fluides

cristalloïdes de type RL ou NaCl 0,9%

L’étude de Rose (1979) sur des chiens non anesthésiés montre que l’administration de NaCl

ou de RL chauffés à 37°C à un débit de 76 mL/kg/h n’entraine aucune baisse de température

après 1h de perfusion. Cependant, une augmentation du rythme cardiaque et de la pression

veineuse centrale a été signalée, ainsi qu’une baisse significative de l’hématocrite, du taux de

protéines plasmatiques liée à la dilution plasmatique. Les examens biochimiques ont révélé une

baisse de la concentration sérique en ions 𝐾+pouvant être expliquée par une augmentation

importante du débit d’excrétion urinaire de 𝐾+ liée à la dilution urinaire et à l’augmentation

du DFG qui augmente le débit urinaire au niveau du TD. La solution de NaCl 0,9% a entrainé

une baisse du pH sanguin et de la concentration en bicarbonate sérique comme déjà évoqué plus

haut. Cette étude étant basée sur des chiens, elle donne une idée des processus

physiologiquement mis en place en réponse à une fluidothérapie, cela est éventuellement

extrapolable aux chats.

Les concentrations sodiques restent similaires indépendamment du type de soluté et en dépit

des différences de concentrations en 𝑁𝑎+. Cela démontre l’existence d’une activité

natriurétique efficace chez ces chiens soumis à perfusion de solutions cristalloïdes chargées en

sels. La concentration en ions 𝐶𝑙−augmente, qu’il s’agisse d’une perfusion de RL ou de NaCl

0,9%.

En résumé, la seule vraie différence entre les deux solutés réside dans le fait qu’une acidose

métabolique s’installe avec la solution de NaCl 0,9% mais pas avec celle de RL.

2. L’intervention du SRAA

Lors de la mise en place d’une perfusion intraveineuse, du fluide est injecté directement

dans une veine au moyen d’un cathéter (veineux ou central) ou d’une aiguille, au choix de

l’opérateur. Cet apport de fluide vient augmenter le volume sanguin circulant de l’animal,

augmentant sa PA et par conséquent le DSR.

Cela a pour effet d’inhiber la libération de rénine ; les effets sont résumés dans la figure 10.

Une augmentation du DSR entraine par l’intermédiaire du SRAA une cascade

endocrinienne qui a pour rôle final prépondérant le retour à une valeur de PA physiologique.

La figure 10 montre que le SRAA réagit à l’apport de fluide par perfusion en augmentant le

- 58 -

volume urinaire (via la baisse de sécrétions d’ADH et d’aldostérone), soulageant

l’hypervolémie et par la même occasion la PA. Il permet d’augmenter l’osmolalité plasmatique

qui avait baissé suite à l’apport de fluide.

En absence d’ADH, les AQP2 sont endocytées et dégradées par le biais de lysosomes,

conférant des propriétés d’imperméabilité à l’eau à la membrane apicale des cellules du TD et

TC : cela optimise l’excrétion d’eau qui dilue les urines en empêchant la réabsorption, d’où la

baisse d’osmolalité.

Figure 10 : Le SRAA lors d’une perfusion, d’après Bartges et Polzin (2011)

C’est par le biais d’osmorécepteurs sensibles aux variations de l’osmolalité plasmatique

que la sécrétion d’ADH et la sensation de soif sont régulés. Il en existe plusieurs types en

fonction de leur localisation périphérique ou centrale. Nous nous focaliserons sur les

osmorécepteurs centraux.

- 59 -

3. Les osmorécepteurs centraux

L’altération de l’homéostasie hydrique perturbe la fonction et le volume cellulaires. Les

neurones sont des cellules particulièrement sensibles à la déshydratation et contrairement à de

nombreux autres types cellulaires, ils ne peuvent réguler leur volume que d’une manière limitée

en réponse à un stress osmotique (Danziger et Zeidel 2015). Cela est dû à une restriction

importante du volume environnant (boite crânienne étant non déformable) et un fonctionnement

cellulaire très particulier.

Le cerveau est un organe particulièrement vascularisé.

Les capillaires sont encapsulés par des cellules à la morphologie particulière, les astrocytes :

leur « association » forme une interface entre les vaisseaux et les tissus environnants. Des

aquaporines (AQP4) sont présentes dans la membrane des astrocytes, et rendent cette interface

perméable à l’eau : elles jouent un rôle clé dans le contrôle des entrées et des sorties d’eau. Par

ces mécanismes d’influx-efflux, elles contrôlent à la fois le volume et la composition de l’eau

contenue dans le cerveau.

Celui-ci a développé de complexes mécanismes d’osmorégulation permettant de s’adapter aux

variations de l’osmolalité plasmatique. En quelques minutes, les neurones sont capables

d’éliminer ou d’accumuler des électrolytes de façon à retrouver un volume cellulaire normal.

Les neurones spécialisés capables de détecter les changements d’osmolalité plasmatique

sont localisés dans l’organum vasculosum laminae terminalis ainsi que dans les noyaux

supraoptique et paraventriculaire de l’hypothalamus.

Même si de récentes études ont montré que l’hyperosmolalité impliquait l’activation des

osmorécepteurs par l’intermédiaire de canaux calciques voltage-dépendants, on ne connait pas

encore à l’heure actuelle le mécanisme exact mis en jeu.

Le rôle fondamental des variations du volume neuronal dans l’activation des osmorécepteurs

explique pourquoi le glucose et l’urée n’ont qu’un rôle très limité dans ces mécanismes : il

s’agit de particules au potentiel osmotique faible.

L’étude de Ciura et al. (2011) révèle une autre de leur caractéristique : la diminution du volume

neuronal n’activerait les osmorécepteurs que d’une manière très limitée ; cela aurait pour effet

de maintenir la contraction cellulaire induite par l’hyperosmolalité, qui elle-même permet une

stimulation continue de la soif et de la libération d’ADH, et ce tant que le volume neuronal et

donc l’osmolalité plasmatique ne sont pas revenus dans les normes.

Le volume neuronal agit donc de manière fondamentale dans les mécanismes de la soif et

la libération d’ADH par la neurohypophyse en passant par l’activation des osmorécepteurs. En

cas d’hyperhydratation, ils seront inhibés.

- 60 -

C. EXEMPLE DE CONTEXTE PATHOLOGIQUE : L'INSUFFISANCE

RENALE CHRONIQUE DU CHAT

La MRC est l’une des plus importantes causes de morbidité et de mortalité chez le chat

(Elliot et Brown 2009), elle induit une perte des facultés des reins à concentrer les urines.

1. Définition

La maladie rénale chronique se définit comme toute anomalie rénale structurelle ou

fonctionnelle présente en permanence sur une durée de trois mois au moins, au niveau d’un seul

ou des deux reins.

Le rein d’un animal atteint de MRC est caractérisé par une réduction irréversible du nombre

de néphrons fonctionnels, et la clinique est corrélée plus à la perte fonctionnelle qu’au défaut

structural. Par conséquent, la MRC n’est pas une pathologie curable.

Parfois, la MRC peut être compliquée par une maladie pré et/ou post rénale possiblement

réversible ; cependant, même dans le cas où ces maladies « rajoutées » sont réversibles, une

amélioration de la fonction rénale n’est pas toujours possible pour autant et ce en raison des

remodelages compensatoires destinés à soutenir la fonction rénale.

D’après Bartges et Polzin (2011), 30% des chats de plus de 15 ans sont diagnostiqués MRC.

Une étude rétrospective a également montré que 53% de chats avec MRC avaient plus de 7 ans.

Bien qu’aucun traitement ne parvienne à corriger les lésions histologiques irréversibles, les

conséquences cliniques et biochimiques peuvent être allégées via des thérapeutiques

symptomatiques et de soutien.

2. Physiopathologie

La perte progressive du nombre de néphrons fonctionnels occasionnée par la MRC serait

dû à une maladie contractée préalablement à la MRC. Or, une fois que le nombre de néphrons

altérés dépasse une valeur seuil critique, les néphrons encore fonctionnels continuent à s’altérer

même si la maladie contractée à l’origine a disparu, en d’autres termes indépendamment de

cette maladie initiale : on parle de progression spontanée de la MRC.

A terme, une néphrite interstitielle et une fibrose s’installent.

Devant la perte progressive de la fonction rénale, une vasodilatation de l’artériole afférente

glomérulaire associée à une perte d’autorégulation des néphrons survivants sont observées et

aboutissent à une augmentation du DFG, on parle alors d’hyperfiltration glomérulaire qui agit

comme un mécanisme compensatoire ; au long terme, cela devient délétère pour la fonction

rénale.

- 61 -

D’autre part, une augmentation de la surface et du volume du glomérule se produit avec

hypertrophie (et non hyperplasie) des podocytes : la baisse conséquente de densité cellulaire

contribue à l’altération du glomérule et de ses propriétés de barrière filtrante, et enfin à de la

protéinurie (Bartges et Polzin 2011).

L’apparition des signes cliniques liés à l’installation de l’insuffisance rénale chronique

(IRC) se produit lors d’une baisse de 75% au moins de la fonction rénale, ce qui équivaut à une

perte de plus de 75% du nombre initial de néphrons fonctionnels.

Au fur et à mesure de la perte de fonctionnalité rénale, et de l’installation d’une insuffisance

rénale, la clinique sera dominée par un syndrome urémique qui résulte de la rétention de déchets

métaboliques toxiques, d’une variation de volume et de composition des fluides corporels ainsi

que d’un excès ou d’une déficience hormonale, tous occasionnés de manière confondue par

l’altération des fonctions glomérulaire et tubulaire.

3. Traitement

Le traitement prend en compte l’ensemble des paramètres associés à l’état de l’animal et

au diagnostic (stade IRIS, complications/troubles associés, facteurs de risque d’évolution de la

maladie).

Il est important de retenir que l’utilisation thérapeutique de molécules à élimination rénale doit

être limitée au mieux, surtout pour les stades IRIS III et IV de la MRC, de par les risques

augmentés de néphrotoxicité.

Les traitements suivants doivent être envisagés :

Traitement spécifique, dans le cas où une maladie sous-jacente est diagnostiquée, le

traitement approprié doit être entrepris en premier lieu, il sert à ralentir voire à stopper

la progression des lésions rénales.

Prévention ou traitement des complications liées à l’IRC dont l’hyperphosphatémie,

l’azotémie, l’hypokaliémie (en stades IRIS II/III) ou hyperkaliémie (stade IV), l’acidose

métabolique, l’hypo/hypercalcémie, l’hypermagnésémie, l’anémie : les anomalies

inhérentes à la MRC sont nombreuses.

Mesures diététiques : Un régime alimentaire rigoureux doit être mis en place le plus

précocement possible, dont l’objectif principal est de maintenir la phosphatémie dans

les valeurs usuelles basses. Elle permet de diminuer significativement le risque de crise

urémique et de mortalité liée aux reins (S. J. Ross et al. 2006), augmentant

significativement la durée de vie avec une médiane de survie à 264 jours chez les sujets

de l’étude sous une alimentation rénale (Plantinga et al. 2005).

- 62 -

Prise en charge de l’hypertension, en plus des mesures diététiques visant notamment à

limiter les apports sodés, il est possible de recourir à des agents médicamenteux.

Prise en charge des troubles gastro-intestinaux, Les troubles gastro-intestinaux liés à

l’urémie sont courants chez le chat en stade IRIS 3 ou 4. Le traitement est

symptomatique.

Et enfin la réhydratation, l’un des points clés de la thérapeutique liée à l’IRC : la

polyurie est habituellement compensée par une polydipsie quand elle est encore possible

pour l’animal. Mais chez la plupart des chats à MRC manifestant une IRC, les signes

gastro-intestinaux entrainés par l’urémie les en empêche : en résulte une déshydratation.

Celle-ci peut être aggravée par des vomissements ou de la diarrhée.

La réhydratation est l’un des points clés du traitement de la MRC, et ce indépendamment

du stade IRIS du fait de la perte de plus en plus marquée des capacités de concentration des

urines.

Plusieurs modes de réhydratation existent dont les voies intraveineuse (IV) et sous-cutanée

(SC), sélectionnées selon la sévérité de la clinique.

- 63 -

Bilan de la partie bibliographique :

Le rein est l’un des principaux organes impliqués dans l’homéostasie hydrique et

électrolytique de l’organisme. Il est constitué d’une unité fonctionnelle, le néphron.

Celui-ci débute par un glomérule où a lieu la filtration sanguine qui ne laisse passer que l’eau,

les électrolytes et quelques molécules de faible poids moléculaire. L’ultrafiltrat glomérulaire

est remanié ensuite au cours de son passage dans différentes portions tubulaires qui se

distinguent histologiquement et fonctionnellement. Le produit de cette diversité fonctionnelle

qui fait intervenir des processus de filtration, de réabsorption, de sécrétion et d’excrétion est

l’urine.

Le volume, la couleur, la composition et la concentration des urines sont différents indices

qui permettent d’évaluer la fonctionnalité rénale et l’état d’hydratation et de santé d’un individu.

Il est possible pour les praticiens d’estimer la concentration urinaire par le biais de deux

paramètres : l’osmolalité et la densité urinaires. Différentes sources ont montré que l’osmolalité

urinaire s’étendait chez le chat de 1900 à 3000 mOsm/kg H2O, quand l’osmolalité plasmatique

dans cette même espèce est maintenue autour de 310 mOsm/kg H2O : cela témoigne d’une

grande capacité de concentration des urines.

Divers mécanismes permettent de maintenir l’hydratation et l’osmolalité plasmatique dans

des valeurs constantes mais il demeure des conditions où ceux-ci ne suffisent plus et nécessitent

l’intervention extérieure du vétérinaire. La principale option thérapeutique dans un tel contexte

est la fluidothérapie, qui désigne un apport parentéral de fluides. La qualité du fluide injecté

doit être adaptée au type de déshydratation (hypo-iso-hypertonique) et au contexte clinique

(perte aiguë/chronique de fluide). La mesure de l’osmolalité et/ou de la densité urinaire permet

d’estimer la concentration des urines et d’évaluer la fonction rénale.

Lorsque l’apport de fluide est trop important, cela provoque une hypervolémie qui a pour

conséquence une augmentation du volume des urines et une dilution qui permettent de rétablir

l’osmolalité plasmatique dans les normes.

- 64 -

- 65 -

PARTIE II : PARTIE

EXPÉRIMENTALE

66

- 67 -

En médecine vétérinaire, la densité urinaire mesurée par réfractométrie optique est utilisée

au profit de l’osmolalité pour des raisons économiques et pratiques. Or, la mesure de

l’osmolalité urinaire est le moyen le plus précis et le plus fiable d’approcher la concentration

urinaire. Certaines études ont déjà démontré qu’une corrélation existait entre ces deux

paramètres, la plupart du temps dans l’espèce humaine. Seules deux études se sont attachées à

l’étudier chez le chat jusque maintenant ( Ross et Finco 1981; Di Bella et al. 2012).

L’étude rétrospective de Di Bella et al. (2012) réalisée sur 31 chats a déjà montré qu’une

telle corrélation existait dans cette espèce. La principale limite de cette étude est de ne pas avoir

pris en compte les basses concentrations urinaires que l’on peut rencontrer chez les chats

insuffisants rénaux ou faisant l’objet d’une quelconque pathologie entrainant une dilution des

urines (comme le diabète insipide). Une autre faiblesse réside dans l’attribution de valeurs

aléatoires de densité urinaire pour les échantillons trop concentrés (DU > 1.050) puisque le

refractomètre utilisé dans cette étude ne permettait pas d’évaluer la densité urinaire au-delà de

cette valeur.

Notre étude prospective a donc pour principal objectif de démontrer que la corrélation

mise en évidence notamment par Di Bella et al. (2012) reste valable à de faibles concentrations

urinaires. Cette étude évalue également l’impact de la fluidothérapie intraveineuse sur les

variations respectives de la densité et de l’osmolalité urinaire ainsi que sur leur corrélation.

- 68 -

I. ANIMAUX, MATÉRIEL ET MÉTHODE

A. RECRUTEMENT DES SUJETS

Notre étude prospective regroupe 16 chats de race européenne dont 6 femelles et 10 mâles

stérilisés appartenant à des étudiants du campus vétérinaire de VetAgro Sup à Marcy l’Etoile.

Les chats sont âgés de 6 mois à 3 ans, avec un âge moyen de 24 mois.

Le poids moyen du groupe est de 4,1 kg.

Tous les chats proposés à l’étude devaient répondre aux critères d’inclusions suivants :

être de race européenne,

âgé de moins de 5 ans,

avoir un tempérament calme et docile,

Les critères d’exclusion de l’étude sont les suivants :

est agressif au cours de l’examen clinique d’admission et/ou au cours des premières

manipulations,

présente une (des) anomalie(s) à l’examen clinique d’admission,

a déjà contracté une maladie rénale ou toute autre affection impliquant une altération de

la fonctionnalité rénale,

présente une (des) anomalie(s) à la bandelette urinaire sur les premières urines récoltées

(protéinurie ou glycosurie).

Les chats proposés à l’étude sont amenés par leur propriétaire le matin même du début de

l’expérimentation dans les hôpitaux de médecine du CHEVAC de VetAgro sup.

Un examen clinique complet est réalisé avec le recueil des commémoratifs, l’animal est

également pesé. Aucune restriction hydrique ou alimentaire n’est exigée avant le début de

l’étude.

Pour chaque sujet, un test à la bandelette urinaire et une analyse de culot sont réalisés sur des

urines prélevées par cystocentèse. Cela permet d’éliminer les chats sujets à une maladie rénale

même sub-clinique.

Un consentement éclairé des propriétaires est requis pour intégrer leur(s) chat(s) à l’étude (cf.

annexe 7).

- 69 -

B. MATÉRIEL ET MÉTHODE

1. Préparation de l’animal et matériel

Les sujets sont cathétérisés dans un premier temps au moyen d’un cathéter de 22 G, posé

sur une des veines céphaliques après tonte, nettoyage et désinfection de la zone. Une poche de

fluide isotonique de 250 mL (RL ou NaCl) est reliée au cathéter par le biais d’une tubulure. Si

nécessaire, la poche de perfusion est remplacée.

Les chats sont placés dans des cages individuelles avec une litière classique non absorbante,

sans gamelle d’eau et avec de l’alimentation sèche de type croquettes afin de limiter au mieux

les apports d’eau d’origine alimentaire.

En effet, Anderson, Burger et Holme (1982) ont montré que le type d’aliment (humide ou sec),

et particulièrement sa composition en sel affectait significativement le volume total d’eau

consommée (bue et ingérée). C’est pourquoi tous les chats inclus dans l’étude ont été nourris

durant les 24h avec un même aliment sec.

2. Protocole

Les chats sont placés sous perfusion intraveineuse durant 24 heures.

Les fluides de perfusion intraveineuse utilisés sont les fluides isotoniques présentés en seconde

partie de l’étude bibliographique : il s’agit des solutions de NaCl 0.9% et de RL.

Au total, 8 chats sont placés sous NaCl 0.9% et 8 autres sous RL.

Une pompe à perfusion (Infusomat space B. Braun) est utilisée pour maitriser le débit de

perfusion tout au long de l’étude : le débit est maintenu à 4mL/kg/h, ce qui est équivalent au

double de l’apport hydrique de maintenance pour des chats détenus dans de telles conditions.

Nous avons défini le temps 𝑇0 de mise sous perfusion des sujets.

Les urines sont collectées à 𝑇0+2ℎ, 𝑇0+6ℎ, 𝑇0+12ℎ et 𝑇0+24ℎ par cystocentèse sous

échographie (Toshiba Aplio 500), via une contention physique sans sédation préalable (cf.

figure 11). Une tonte de l’abdomen est effectuée afin de préparer le site de ponction de la

cystocentèse.

Cette technique de prélèvement nécessite l’intervention de trois opérateurs, deux dans la

contention et le troisième réalisant la ponction. Les échantillons sont prélevés à l’aide d’une

seringue de 5 mL montée d’une aiguille de 22 G, puis conservés dans des tubes secs. Le volume

d’urine prélevée varie de 2 à 3 mL.

- 70 -

Figure 11 : Cystocentèse échoguidée (cliché personnel)

Au terme de l’élaboration de notre protocole d’étude, celui-ci a été soumis à un comité

d’éthique. L’attestation de validation par ce comité est consultable en annexe 8.

3. Nombre d’échantillons et méthodes de lecture

Le nombre d'échantillons nécessaires pour objectiver une différence de DU de 0.010 avec

une puissance statistique de 90% a été évalué à 60 par l’intermédiaire d’un test de Student (soit

12 chats échantillonnés 5 fois).

Au total, 69 échantillons d’urine ont été analysés dans notre étude, ce qui répond aux conditions

citées ci-dessus.

Les mesures de DU ont été réalisées directement après le prélèvement à l’aide d’un premier

réfractomètre optique manuel dont l’échelle est plafonnée à 1.050 (réfractomètre à main à

échelle de Brix) pour les 11 premiers animaux (cf. figure 12).

Un second réfractomètre optique (réfractomètre à 3 échelles 1080 SPG) capable de lire la DU

jusqu’à une valeur de 1,080 a été utilisé pour les cinq derniers animaux.

[Le changement de réfractomètre au cours de l’étude est dû à problème de disponibilité de

matériel].

- 71 -

Figure 12 : Mesure de la DU par réfractométrie optique (réfractomètre à main à échelle

de Brix)

Lecture sur la colonne de droite : ici, DU>1.050 chez un chat inclus dans l’étude

D’autre part, la DU a été mesurée dans un ordre aléatoire prédéfini par l'auteur, à deux

occasions séparées et par trois observateurs indépendants (trois étudiants vétérinaires) ne

connaissant ni les valeurs des autres observateurs, ni l'ordre aléatoire préétabli.

Les mesures de l’osmolalité urinaire ont été menées ultérieurement pour des raisons

d’organisation à l’aide d’un osmomètre cryoscopique (Roebling Osmometer, Giessen) par la

méthode d’abaissement du point de congélation. Elles ont toutes été effectuées par le

responsable actuel du service de dialyse de VetAgro Sup. En attendant d’être analysés, les

échantillons sont placés au réfrigérateur à 4°C.

Figure 13 : Osmomètre cryoscopique utilisé dans l’évaluation de l’osmolalité

- 72 -

C. ANALYSES BIOSTATISTIQUES

Nous avons étudié dans un premier temps la variabilité résultant des lectures de DU

d’un opérateur à l’autre (variabilité inter-individuelle) et pour un même opérateur (variabilité

intra-individuelle) par un calcul des coefficients de corrélation intra-classe (CCI) et de Pearson.

Une première matrice ergonomique a ensuite été créée pour permettre une utilisation

optimale des données (cf. annexe 2). Celle-ci fonctionne par colonne, avec une colonne associée

à un chat et une ligne associée au temps de prélèvement de l’échantillon.

Les chats sont séparés en deux groupes : l’un est placé sous solution de RL et l’autre sous

solution de NaCl 0,9%.

Cette première matrice a permis d’étudier les variations respectives de DU et d’OsmU en

fonction du type de fluide (NaCl 0,9% ou RL) et de la durée de mise sous perfusion par

application du test non paramétrique de Wilcoxon-Mann-Whitney.

Une seconde matrice de correspondance entre valeurs mesurées de DU et d’OsmU a été

créée dans le but d’étudier leur corrélation, au moyen des box plot et d’une régression linéaire

avec calcul du coefficient de corrélation.

- 73 -

II. RÉSULTATS

Notre étude regroupe un total de 69 échantillons d’urines prélevés sur 16 chats européens âgés

de 6 mois à 3 ans.

A. VARIABILITÉS INTER- ET INTRA-INDIVIDUELLE DANS LA

LECTURE DE LA DENSITE URINAIRE PAR REFRACTOMETRIE

Aucune différence significative n’a été mise en évidence autour de quelque comparaison

que ce soit (p < 0,0001 dans tous les cas). Ces faibles variations inter- et intra-individuelles

confirment la grande précision analytique de la réfractométrie optique.

Op. 1 2 3

1 0.993 (0.905; 1.000) 0.995 (0.910; 1.000)

2 0.996 (0.916; 1.000)

3

Figure 14 : Variabilité inter-opérateur des moyennes de DU mesurées

(coefficients de corrélation intra-classe)

Nous pouvons en conclure que la répétabilité de la lecture de densité urinaire par

réfractométrie optique est excellente lors de l’intervention de plusieurs opérateurs. Cela

s’explique notamment par la netteté de l’interface visible lors de la lecture au réfractomètre

optique (cf. Figure 9)

- 74 -

B. VARIATIONS DE L’OSMOLALITE URINAIRE

Les variations de l’osmolalité urinaire en fonction du temps de perfusion sont illustrées en

figure 14.

La distribution semble plus dispersée pour les chats sous RL que chez les chats sous NaCl 0,9%.

Figure 15 : Osmolalité urinaire en fonction du temps de perfusion et du type de soluté

1. Effet du soluté

Une application du test de Wilcoxon signé nous a permis de comparer l’OsmU prélevée

sur les deux groupes de chats respectivement sous perfusion de RL et de NaCl 0,9% à 𝑇0+2ℎ,

𝑇0+6ℎ, 𝑇0+12ℎ et 𝑇0+24ℎ.

Aucune différence significative entre les deux groupes n’a été démontrée à T0+6h, à T0+12h ou

à T0+24h. Le type de soluté, RL ou NaCl 0,9%, ne semble pas avoir d’effet sur les valeurs de

l’OsmU.

RL

NaCl 0,9%

- 75 -

2. Effet du temps de perfusion

Les mêmes tests ont été appliqués afin de comparer les valeurs d’OsmU selon le moment

du prélèvement lié au temps de perfusion.

Une différence significative a été mise en évidence entre les valeurs à 𝑇0 et à 𝑇0+6ℎ

(p=0,002), entre les valeurs à 𝑇0 et à T0+12h (p=0,001), entre les valeurs à 𝑇0 et à T0+24h

(p=0,001), et enfin entre les valeurs à T0+6h, et à 𝑇0+12ℎ (p=0,001)

Aucune différence significative n’a été mise en évidence entre les valeurs à 𝑇0+12ℎ et à

𝑇0+24ℎ (p=0,142)

Ainsi, l’OsmU varie de manière significative sur les six premières heures de perfusion, sans

que l’on sache à partir de quand exactement une variation significative est observée en

comparaison avec 𝑇0. En effet, on ne peut déduire de ces résultats le temps exact de perfusion

à partir duquel celle-ci a un impact significatif sur la valeur d’OsmU.

- 76 -

C. VARIATIONS DE DENSITE URINAIRE

La variation de la DU en fonction du temps de perfusion est illustrée en figure 15.

De la même manière les valeurs pour le groupe sous RL semblent plus dispersées que celles du

groupe sous NaCl.

Figure 16 : Densité urinaire en fonction du temps de perfusion et du type de soluté

1. Effet du type de soluté

Une application identique du test de Wilcoxon signé nous a permis de comparer les valeurs

de DU provenant des deux mêmes groupes de chats respectivement sous perfusion de RL et de

NaCl 0,9% à 𝑇0+2ℎ, 𝑇0+6ℎ, 𝑇0+12ℎ et 𝑇0+24ℎ.

Aucune différence significative entre les deux groupes n’a été démontrée à T0+6h, à T0+12h ou

à T0+24h. Le type de soluté, RL ou NaCl, ne semble pas impacter non plus les valeurs de DU.

RL

NaCl 0,9%

- 77 -

2. Effet du temps de perfusion

Les mêmes tests ont été appliqués afin de comparer les valeurs d’osmolalité d’un temps à

l’autre :

aucune différence significative n’a été mise en évidence entre les valeurs à 𝑇0 et à 𝑇0+6ℎ

(p=0,149), ni entre les valeurs à 𝑇0+12ℎ et à 𝑇0+24ℎ (p=0,619),

une différence significative a été mise en évidence entre les valeurs à 𝑇0 et à T0+12h

(p=0,008), entre les valeurs à 𝑇0 et à T0+24h (p=0,006), et enfin entre les valeurs à T0+6h

et à 𝑇0+12ℎ (p=0,008).

A la différence de l’OsmU, aucune différence significative n’existe entre les valeurs de DU

entre les temps 𝑇0 𝑒𝑡 T0+6h. Les résultats montrent qu’une variation significative de la densité

est relevée à partir de 12h de perfusion. Cela signifie que la perfusion n’a aucun impact sur la

valeur mesurée de DU durant les six premières heures de perfusion. C’est entre 6 et 12h de

perfusion que des variations significatives se produisent.

- 78 -

D. COMPARAISON DES DISTRIBUTIONS

L’utilisation du tableau de correspondance entre les valeurs d’OsmU et de DU (cf. annexe

3) nous a permis entre autres de réaliser une régression linéaire entre ces deux paramètres :

Figure 17 : Régression linéaire de l’osmolalité par la densité urinaire

Ce graphique démontre la tendance nettement linéaire de la distribution, avec une plutôt

faible variabilité autour de la droite de régression.

Nous avons ensuite construit la matrice suivante :

Paramètre Observations Min. Max. Moyenne Ecart-type

USG 68 1.008 1.090 1.046 0.027

OsmU 68 352.0 3418.0 1663.7 954.5

Référence Coefficient de Pearson Ecart-type t Pr > |t| 95%, CI

OsmU 0.981 0.024 41.011 < 0,0001 (0.933; 1.029)

Figure 18 : Calcul du coefficient de corrélation de Pearson

-500

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

1 1,02 1,04 1,06 1,08 1,1

Osm

ola

lité

uri

nai

re e

n O

sm/l

Densité urinaire

Régression de Osmolalité par Densité (R²=0.962)

Actives

Modèle

Int. de conf.(Moyenne 95%)

- 79 -

Ces éléments nous ont permis de calculer le coefficient de corrélation R de Pearson liant

l’OsmU et la DU chez le chat sain pour des valeurs de DU allant de 1.008 à 1.090 et des valeurs

d’OsmU allant de 352.0 à 3418.0 :

R= 0,981

De plus, l’intervalle de confiance à 95% étant très étroit, cela renforce encore la très forte

corrélation entre ces deux paramètres.

Ainsi, la mise sous perfusion d’un chat qui entraine une baisse significative de la

concentration urinaire après quelques heures ne semble pas altérer l’existence de la corrélation

entre OsmU et DU déjà mise en évidence dans d’autres articles.

- 80 -

III. DISCUSSION

A. CRITERES DE RECRUTEMENT

1. Espèce

À l’heure actuelle, aucune étude n’a entrepris de démontrer que la corrélation existant entre

l’OsmU et la DU par Di Bella et al. (2012) restait spécifiquement valable à de faibles

concentrations urinaires, comme c’est le cas chez des chats perfusés ou faisant l’objet de

troubles de la fonction rénale.

Notre étude se focalise donc sur cette espèce car aucune donnée n’existe dans la littérature

concernant la corrélation entre densité et osmolalité urinaire chez le chat soumis à

fluidothérapie.

Il en est de même chez le chien, il serait donc intéressant que celui-ci fasse l’objet d’une étude

similaire à l’avenir.

2. Âge et sexe

L’étude de Van vonderen, Kooistra et Rijnberk (1997) a montré qu’en dépit des variations

extrêmement larges des valeurs physiologiques d’OsmU d’un chien à un autre, la concentration

urinaire diminuait avec l’âge. Cela est extrapolable au chat : Di Bella et al. (2012) évoquent

une tendance des urines à être moins concentrées avec l’âge, sans pour autant en démontrer

l’association significative.

De plus, étant donné l’apparition relativement fréquente d’anomalies fonctionnelles rénales

liées à l’âge chez le chat, en particulier la MRC, il a été décidé de ne soumettre à l’étude que

des individus de moins de 5 ans afin de minimiser le risque d’obtenir des concentrations

urinaires anormalement basses.

Le sexe n’a en revanche aucune influence sur la capacité d’un rein à concentrer les urines.

3. Examen clinique d’admission

L’examen clinique d’admission permet de contrôler l’absence de signes compatibles avec

une pathologie rénale susceptible d’interférer avec les objectifs de l’étude.

Même si les sujets recrutés sont jeunes (< 3 ans), on ne peut exclure une maladie rénale,

notamment les affections congénitales qui affectent considérablement les capacités du rein à

concentrer/diluer les urines telles que l’amyloïdose, la polykystose, la dysplasie et les

- 81 -

glomérulopathies entre autres. Ces affections touchent moins fréquemment le chat européen

que des races telles que le persan ou l’abyssin, ce qui justifie de ne sélectionner que des sujets

de race européenne dans notre étude.

Ces différentes affections peuvent se manifester par une insuffisance rénale, il est donc

important de vérifier l’absence de lésions buccales ou d’halitose compatibles avec un syndrome

urémique, de palper les reins, ou encore de récupérer au mieux les commémoratifs de façon à

s’assurer que le chat n’a jamais présenté aucun signe en relation avec une affection susceptible

d’altérer la fonction rénale. Un test à la bandelette urinaire permet de s’assurer que le sujet ne

fait pas l’objet de protéinurie ou de glycosurie. Une analyse du culot est également réalisée.

B. CHOIX DU MATÉRIEL, DE LA TECHNIQUE DE PRELEVEMENT

1. Cystocentèse

Des tests préliminaires utilisant la méthode de vidange manuelle (en réalisant une pression

sur la vessie) nous ont montré d’une part que les animaux étaient douloureux après la première

manipulation et réticents par la suite à renouveler l’acte, et d’autre part que les urines récoltées

étaient teintées de sang après plusieurs manipulations, ce qui n’est souhaitable ni pour l’animal,

ni pour l’étude : en effet, la présence d’érythrocytes dans l’urine peut altérer la valeur de la DU.

La cystocentèse est une technique de prélèvement permettant l’obtention d’échantillons

d’urine non contaminés par le passage dans les voies urinaires basses. D’une manière générale,

c’est la technique de choix de prélèvement des urines, notamment pour la réalisation d’un

examen cytobactériologique.

Il est clair que cette méthode de prélèvement reste la plus adaptée à nos exigences si on la

compare aux autres :

elle est à priori non douloureuse (très rares réactions de l’animal à l’introduction de

l’aiguille dans l’abdomen),

elle ne nécessite pas d’anesthésier l’animal,

elle évite les contaminations par les voies naturelles dans le cas d’un sondage urétral, et

celles liées l’environnement dans le cas de l’utilisation d’une litière non absorbante.

L’étude de Hugonnard et al. (2013) révèle qu’un tiers des chats cathétérisés par sondage

urétral développent une bactériurie, ce qui n’est pas souhaitable.

- 82 -

2. Réfractométrie optique

Le réfractomètre utilisé au cours de l’étude sur les onze premiers sujets était un

réfractomètre à main à échelle de Brix, dont la fenêtre maximale de mesure est fixée à 1,050.

Celui utilisé pour les cinq autres sujets était un réfractomètre à 3 échelles 1080 SPG dont la

fenêtre maximale de mesure est fixée à 1,080.

Ce dernier était indisponible au début de notre étude. Nous avons donc pris la décision de

générer des valeurs aléatoires de DU (allant de 1,050 à 1,080) sur les onze premiers sujets et ce

pour toutes les valeurs supérieures à 1,050. La distribution à partir de laquelle les nombres

aléatoires ont été générés était uniforme. Cela représente un biais de mesure à prendre en

compte.

L’étude de Tvedten et al. (2015) montre que les vétérinaires en pratique courante ne

devraient pas se limiter aux valeurs limites basses de DU citées précédemment (1,035) pour

déterminer une altération de la faculté des reins à concentrer les urines et qu’ils devraient plutôt

intégrer dans l’interprétation les possibles variations qui existent dans la lecture en

réfractométrie optique.

Cette dernière affirmation va à l’encontre de nos observations. Cette technique de mesure de la

DU nous semble au contraire très précise, nous avons évalué les variations de lecture inter- et

intra-individuelles et les avons jugées non significatives.

3. Osmomètrie par méthode d’abaissement du point de congélation

L’osmométrie par la méthode d’abaissement du point de congélation reste la méthode

d’évaluation de l’OsmU la plus précise à l’heure actuelle en matière d’osmométrie, par rapport

à la méthode de détermination de la pression de vapeur.

Une osmole d’un soluté dans 1kg d’eau diminue le point de congélation d’eau de 1,86°C

(Wellman, DiBartola, et Kohn 2006).

C. VARIABLES ET RÉSULTATS

1. Fluides de perfusion

Les fluides isotoniques restent de loin les plus utilisés en médecine vétérinaire, notamment

les solutions de NaCl 0,9% et de RL, ce qui justifie leur utilisation dans notre étude.

Aucune différence significative n’a été mise en évidence dans les variations d’OsmU et de

DU selon que les chats étaient perfusés au NaCl 0,9% ou au RL. L’interprétation du praticien

est donc « simplifiée » s’il utilise l’un ou l’autre ces deux fluides car les variations de la

- 83 -

concentration urinaire ne sont affectées que par la durée de perfusion. Ces résultats s’expliquent

notamment par la composition proche des deux fluides : 308 mOsm/L pour le NaCl 0,9% et

272 mOsm/L pour le RL.

Le débit de perfusion fixé à 4 mL/kg/h par notre protocole représente l’équivalent du

double du débit d’entretien recommandé. En effet, des chats sains disposés dans des conditions

telles que celles imposées par notre étude, c’est-à-dire isolés en cage et dans un contexte de

neutralité thermique, éliminent l’eau quasiment exclusivement par les urines à hauteur de 1 à 2

mL/kg/h. Cela signifie qu’un apport de 2 mL/kg/h est équivalent à un apport d’entretien.

En multipliant cet apport par 2, nous nous assurions d’obtenir une dilution physiologique des

urines visant à corriger l’hypervolémie induite.

2. Résultats

En résumé, notre étude nous a permis de mettre en évidence les informations suivantes :

- la corrélation entre OsmU et DU existe aussi bien au début de l’étude alors que

la perfusion n’a encore eu que peu d’effets, qu’après 12 à 24h de perfusion lorsque les urines

sont alors très diluées.

Cette corrélation déjà étudiée chez le chat sain non perfusé reste donc valable chez le chat

perfusé voire de manière générale sur des urines faiblement concentrées.

Reproduire ce type d’étude sur des chats présentant une MRC pourrait être intéressant pour

d’une part étudier la corrélation entre l’OsmU et la DU en fonction du stade IRIS et d’autre part

anticiper le point au-delà duquel la fluidothérapie a un impact significatif sur la dilution des

urines toujours en fonction du stade IRIS de la maladie.

- la perfusion d’un fluide isotonique a un débit de 4 mL/kg/h diminue

significativement la DU d’urines prélevées après 12h de perfusion, et l’OsmU après 6h de

perfusion.

Cela signifie qu’à partir de 12h de perfusion, l’interprétation d’une valeur de DU devient

difficile voire impossible de par la dilution significative des urines par le fluide isotonique

perfusé. Ainsi, du moment où le chat est placé sous perfusion, le clinicien peut interpréter des

urines prélevées jusqu’à 6h sans que celles-ci ne soient significativement diluées.

Une des limites de notre étude est la précision des informations tirées de nos résultats. En effet,

il nous est impossible de cerner à l’heure près les durées de perfusion à partir desquelles les

valeurs de DU et d’OsmU ne sont plus interprétables. Nous ne pouvons que supposer que ce

moment se situe entre 6 et 12h pour la DU, et entre 0 et 6h pour l’OsmU, ce qui reste assez

imprécis. Il serait donc intéressant de s’attacher à mener une étude similaire, mais avec des

prélèvements aux heures, voire aux 2h.

- 84 -

- étant donné qu’aucune différence significative n’a été mise en évidence entre les

échantillons issus d’une perfusion au NaCl 0,9% ou au RL, l’interprétation d’une DU ou de

l’OsmU dépendra uniquement du temps de perfusion imposé au chat et non du type de fluide

cristalloïde isotonique utilisé.

Au cours de notre étude, les urines à T0 ont été prélevées le matin : cela peut représenter un

biais de mesure. En effet, si l’on se réfère à l’étude de Van Vonderen et al. (1997) sur le chien,

les urines prélevées le matin sont plus concentrées que le soir et les valeurs physiologiques de

concentration urinaire d’un individu peuvent varier de manière imprévisible. Si l’on extrapole

ces données au chat, les concentrations urinaires à T0 sont susceptibles d’avoir été surévaluées.

Bilan de la partie expérimentale :

Chez le chat :

- notre étude justifie l’utilisation de la densité urinaire dans l’estimation de

la concentration urinaire, comme l’ont fait Di Bella et al. (2012) ;

- l’administration de fluides par voie IV à un débit de 4mL/kg/h affecte

significativement l’osmolalité urinaire dans les six premières heures de

perfusion, et la densité urinaire entre 6h et 12h de perfusion ;

- l’utilisation respective de solutions de RL ou de NaCl 0,9% n’interfère pas

significativement dans la cinétique ou l’intensité de la dilution des urines.

- 85 -

CONCLUSION

- 86 -

- 87 -

BIBLIOGRAPHIE

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- 93 -

ANNEXES

Annexe 1 : Informations générales sur les sujets de l’expérimentation

Sexe Âge Poids Stérilisé Soluté

Femelle 3 3 O RL

Mâle 2 5,6 O RL

Femelle 1,5 3,4 O RL

Mâle 2 4,17 O RL

Mâle 2 3,8 O RL

Mâle 3,5 5,2 O RL

Mâle 2,5 5,1 O RL

Mâle 0,5 4 O RL

Mâle 1,5 4,3 O NaCl

Mâle 2 4,17 O NaCl

Mâle 2 4,5 O NaCl

Femelle 2 3,1 O NaCl

Femelle 0,8 3,3 O NaCl

Mâle 2 4,2 O NaCl

Femelle 1 3,6 O NaCl Femelle 1,5 3,6 O NaCl

Annexe 2 : matrice des valeurs d’osmolalité et de densité urinaire mesurées chez des

chats sous fluidothérapie en fonction du temps

- 94 -

Annexe 3 : matrice de correspondance des valeurs de densité et d’osmolalité urinaires

Densité Osmolalité Densité Osmolalité

1,06 2300 1,055 2020

1,058 2178 1,058 1952

1,068 2591 1,017 888

1,065 2588 1,015 714

1,076 3063 1,009 438

1,076 3080 1,089 3012

1,073 2835 1,032 1065

1,073 2773 1,014 437

1,065 2593 1,066 2329

1,073 2744 1,044 1248

1,082 3219 1,046 1574

1,056 1934 1,017 620

1,061 2406 1,038 1345

1,075 2878 1,022 880

1,075 2600 1,024 921

1,052 1836 1,008 410

1,06 1986 1,01 422

1,075 2416 1,024 922

1,075 2230 1,016 696

1,06 2682 1,03 1257

1,022 853 1,026 1083

1,034 1333 1,09 2876

1,008 352 1,017 559

1,088 3418 1,017 390

1,039 1344 1,017 570

1,089 3003 1,012 556

1,075 2684 1,02 630

1,05 1758 1,018 485

1,064 2056 1,022 689

1,075 2722 1,016 594

1,09 2802 1,01 418

1,026 1007 1,016 692

1,058 1950 1,032 1360

1,068 2448 1,01 420

- 95 -

Annexe 4 : Moyennes des mesures de DU selon l’opérateur

Op.

Temps 1 2 3

DUT0 (Mean ± SD)

(Min; Max)

1.069 ± 0.008

(1.056; 1.082)

1.070 ± 0.008

(1.056; 1.080)

1.069 ± 0.008

(1.056; 1.080)

ICCT0 (95%, CI) 0.995 (0.910; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (9.965; 1.000)

DUT2 (Mean ± SD)

(Min; Max)

1.062 ± 0.010

(1.052; 1.075)

1.063 ± 0.010

(1.052; 1.076)

1.062 ± 0.010

(1.052; 1.075)

ICCT2 0.997 (0.925; 1.000) 0.998 (0.951; 1.000) 0.998 (9.951; 1.000)

DUT6 (Mean ± SD)

(Min; Max)

1.056 ± 0.025

(1.008; 1.090)

1.056 ± 0.025

(1.008; 1.090)

1.056 ± 0.025

(1.008; 1.090)

ICCT6 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000)

DUT12 (Mean ± SD)

(Min; Max)

1.030 ± 0.022

(1.008; 1.089)

1.030 ± 0.022

(1.008; 1.089)

1.030 ± 0.022

(1.008; 1.089)

ICCT12 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000)

DUT24 (Mean ± SD)

(Min; Max)

1.023 ± 0.019

(1.010; 1.090)

1.023 ± 0.019

(1.010; 1.090)

1.023 ± 0.019

(1.010; 1.090)

ICCT24 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000) 1.000 (0.965; 1.000)

Op.= Opérateur; Mean= moyenne ; SD = Ecart-type ; ICC = Coefficient de corrélation intraclasse;

95% CI = Intervalle de confiance 95%.

- 96 -

Annexe 5 : Box plot des variations de DU (gauche) et d’OsmU (droite) en fonction du

temps de perfusion

- 97 -

Annexe 6 : Consentement éclairé des propriétaires

Protocole de thèse de M. Anthony Bour

Les travaux initiés dans le cadre de cette thèse serviront à confirmer ou infirmer le lien évoqué

(mais jamais prouvé) entre l’osmolalité urinaire et la densité mesurée au refractomètre chez des

chats sains.

Ce travail est réalisé au sein de l’unité de médecine et encadré par le Professeur Jean-Luc

Cadoré.

Seront inclus tous les chat sains, âgés de 1 à 5 ans, dont l’analyse urinaire témoigne d’aucune

anomalie significative.

En acceptant l’inclusion de votre chat, vous acceptez et prenez conscience qu’il sera réalisé une

cystocentèse échoguidée dans le but d’obtenir un volume minimal de 0.5 mL d’urines. Cet acte

est couramment réalisé en pratique quotidienne et parfaitement maîtrisé par le résident qui

collabore dans ce travail.

Les résultats de l’analyse urinaire vous seront communiqués et les urines stockées pour une

durée indéterminée ce-jour.

Les risques inhérents à la réalisation de cet acte sont les suivants :

- inconfort modéré ponctuel et transitoire engendré par la procédure.

- intolérance du décubitus dorsal et/ou de la contention.

Dans les cas les plus délicats, si une vessie de grande taille est identifiée à l’échographie, le

chat sera exclu par principe ou le prélèvement sera différé afin d’éviter un éventuel désagrément

lié à une fragilisation de la paroi vésicale voire une rupture favorisée par un état de remplissage

avancé et une pression intra-vésicale majorée.

Tous chat témoignant son impatience ou l’intolérance de la contention inhérente à la réalisation

du prélèvement ne sera pas inclus par mesure de précaution et par respect des règles de bien-

être animal.

Pour toute question complémentaire veuillez contacter :

tarek.bouzouraa@vetagro-sup.fr

Merci pour votre collaboration.

Par la présente, j’accepte la réalisation d’un prélèvement urinaire par cystocentèse échoguidée

sur mon chat au service de médecine de VetAgro Sup Lyon.

Fait à : signature :

- 98 -

Annexe 7 : Validation du protocole par le comité d’éthique

Revue Ethique d’un Projet d’utilisation d’animaux à des fins scientifiques

Comité d’Ethique de VetAgro Sup n°18

Numéro Comité d’Ethique : 1526– RECHERCHE CLINIQUE Titre du Projet :

Évaluation comparative de la densité urinaire et l’osmolalité urinaire chez le chat

Demandeur : Pr Jean-Luc Cadoré

Responsable de la mise en œuvre en conformité avec l’autorisation : Anthony Bour Etablissement Utilisateur : Centre Hospitalier d’Enseignement Vétérinaire

Date de l’avis : 19 juin 2015

Avis Favorable Avis Favorable sous réserve de modification de la version proposée (version 2)

Avis Favorable sous condition d’apporter des réponses aux questions posées Avis Non Favorable en l’état

Commentaires / Recommandations :

Date limite de réception des réponses :

Signature du Président : p.o.

Attention : Dès réception de votre dosser en provenance du MESR, il vous sera demandé de faire parvenir au Ministère de la Recherche une version modifiée de votre projet, qui tiendra compte des demandes de modifications qui vous ont été demandées : précisions sur le nombre d’animaux, en particulier.

- 99 -

BOUR Anthony

SUIVI DE LA DENSITE ET DE L'OSMOLALITE URINAIRES CHEZ LE

CHAT SOUS FLUIDOTHERAPIES

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, le 16 Décembre 2016

RESUME :

En médecine vétérinaire, la densité urinaire mesurée par réfractométrie optique est la

méthode standard d’évaluation de la concentration urinaire, devant l’osmolalité urinaire mesurée

par osmométrie avec la méthode de variation du point de congélation qui demeure d’une part le

standard en médecine humaine et d’autre part la manière la plus précise d’approcher la

concentration urinaire.

Notre travail a consisté à démontrer que les variations de densité et d’osmolalité urinaires

sont corrélées chez le chat et pour une large fenêtre de concentrations urinaires. Nous avons

généré des urines de faible concentration chez 16 chats européens tous stérilisés et âgés de 6 mois

à 3 ans, par le biais d’une fluidothérapie IV aux solutions de RL et de NaCl 0,9% sur 24h et à un

débit de 4mL/kg/h.

Les résultats ont montré que ces deux paramètres sont très fortement corrélés avec un

coefficient de corrélation R= 0,981. D’autre part, nous avons montré que le type de fluide

isotonique utilisé (RL ou NaCl 0,9%) n’avait aucun effet significatif sur leurs variations. Enfin,

nous avons remarqué que la perfusion affectait significativement l’osmolalité urinaire au bout de

6h de perfusion, et la densité urinaire au bout de 12h de perfusion.

De nouvelles perspectives d’études ont été évoquées, dont la mise en place d’un protocole

similaire chez le chien, ou chez des chats présentant une MRC.

MOTS CLES : - densité - osmolalité

- chat domestique - urine

- perfusion

JURY :

Président : Monsieur le Professeur Olivier MONNEUSE

1er Assesseur : Monsieur le Professeur Jean-Luc CADORE

2ème Assesseur : Madame le Professeur Jeanne-Marie BONNET

Membre invité : Monsieur le docteur Tarek BOUZOURAA

DATE DE SOUTENANCE : 16 Décembre 2016

ADRESSE DE L’AUTEUR : Villa n°15, Route de Lourmarin, 84160 CADENET