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Valorisation des algues vertes

de l’étang de Berre

Morgane Dhainaut

Nisrina Laïssouf

Lycée Jean Lurçat de Martigues

Professeur : Claire Dominique

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Résumé

Sensibilisées aux problèmes environnementaux nous avons voulu savoir si les algues vertes, connues

essentiellement pour leurs nuisances, pourraient présenter un intérêt et offrir des opportunités en matière de

développement durable.

Nous avons donc décidé d’expérimenter la fabrication de bioéthanol et d’un biopolymère, à partir des

algues vertes présentes dans l’étang de Berre. Pour cela, nous avons utilisé et adapté des protocoles déjà existants

et ayant déjà fait leurs preuves. Ainsi nous avons pu déterminer à notre niveau quelles conditions étaient

nécessaires à la fermentation des algues vertes, pour qu’elle soit la plus productive dans nos conditions

expérimentales. Nous avons également produit des films supposés biopolymères.

Notre travail et nos expériences nous ont permis d’approcher de loin les aléas de la recherche, avec ses

réussites et ses déceptions.

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Sommaire

Introduction

I.L’Ulve : ses caractéristiques, ses dangers et son potentiel

1- Les caractéristiques des ulves

2- Les risques sanitaires

II. Les voies de valorisation

1-Production de bioéthanol

A- Les raisons de ce choix.

B- La fermentation alcoolique.

C- Procédés

1- Première fermentation test

2- Fermentation avec prétraitement thermique

3- Fermentation avec prétraitement chimique

4- Fermentation avec traitements enzymatiques

5- Fermentation sur algues sèches

D- Bilan

2-Production d’un biopolymère

A- Les raisons de ce choix

B- Les polymères à base d’algues

1- Traitement des algues avant formulation

2- Formulation

3- Mise en évidence de quelques propriétés physiques

Conclusion

Bibliographie

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Introduction

Bien que les algues vertes aient toujours été présentes sur les côtes françaises, ce n’est qu’à partir des années 1970

que l'on a pu observer progressivement leur prolifération à grande échelle. Un lien fut alors établi entre la pratique

de l'agriculture intensive, impliquant l'utilisation massive d'engrais chimiques, et l'envahissement de nos côtes par ces algues.

Au fil du temps, l’invasion de ces algues vertes s'est accentuée sur les rivages bretons où elles s’échouent sur les

plages et s’y décomposent, générant ainsi des nuisances visuelles et olfactives.

Ce n’est qu’en 2009, suite à la mort d’un cheval sur les côtes bretonnes, qu’il y a eu une véritable prise de conscience

de la part de la population et des autorités publiques, que ce phénomène pouvait présenter de grands risques sanitaires. En effet, du sulfure d’hydrogène apparaissait lors de la décomposition de ces algues. Ce phénomène

touche également les rives de l’Etang de Berre

Pour éviter qu’un grave accident ne se reproduise, les communes procèdent à un ramassage des algues. Par

exemple, pour l’année 2015, la commune de Martigues a collecté 400,1 tonnes d’algues pour un coût de 60000€.

La valorisation des algues de types Ulves n’est qu’à son début. Nous avons pu constater pendant nos recherches que beaucoup de projets de développements régionaux, notamment bretons, mais aussi européens voient le jour. Le

projet ULVANS en est un exemple, il associe des organismes de recherches à de nouvelles sociétés. Que cela soit en

Bretagne, en Italie, en Norvège ou encore au Danemark, plusieurs entreprises utilisant les algues comme matière

première ont vu le jour. Des premières utilisations sont déjà mis en place.

Par exemple, en Bretagne l’épandage consiste à étaler en fines couches les algues encore humides sur des parcelles

afin d’enrichir les sols. C’est donc une alternative à l’utilisation des engrais. De même, l’IUT de Saint Brieux, en

collaboration avec CEVA (Centre d’Etude et de Valorisation des Algues), a créé des godets pour l’horticulture capables

de fertiliser le terreau et de se biodégrader. Pour cela ils se sont inspirés du procédé de la cellulose moulée.

A Martigues, actuellement, une fois que les algues vertes sont échouées en quantité assez conséquente, elles sont

ramassées dans les 48h afin d’éviter leur putréfaction. La plupart du temps, ces algues sont évacuées dans un centre de traitement (à Martigues le Vallon du Fou) et sont ensuite transformées en compost (50% d’algues, 50% de déchets

verts) ou bien elles sont épandues encore fraîches.

D’autres solutions de valorisation encore peu utilisées ont aussi vu le jour. La société française Olmix, en partenariat

avec l’organisme CEVA, a créé une nouvelle substance à base d’argile et d’algues (surtout les sucres qu’elles

contiennent). Ce nouveau matériau, appelé AmadéÏte, aurait différentes applications dans différents domaines

comme celui de l’alimentation animale où elle permet d’améliorer la santé des animaux en stimulant leur système

immunitaire.

Tout comme la betterave ou la canne à sucres, les algues peuvent servir à la production de bioéthanol ou de biodiesel. Le Danemark compte exploiter la riche composition de ces algues pour produire ces précieux fluides.

De plus, la valorisation des algues vertes dans la production de bioplastique semble être une piste intéressante. En

effet, l’entreprise française Algopack produit « une matière rigide 100% fabriquée à base de déchets Industriels

d'Algues brunes » qui comme elle le précise sur son site est vouée à réduire les pollutions par les plastiques en mer

et sur terre.

La méthanisation de ces algues n’est pour l’instant pas la valorisation privilégiée car ce processus était très couteux

du fait de la forte teneur en eau des algues (environ 80 % de la masse humide).

Sensibilisées aux problèmes environnementaux nous avons voulu savoir si ces algues vertes, connues

essentiellement pour leurs nuisances, pourraient présenter un intérêt et offrir des opportunités en matière de développement durable.

Nous avons donc décidé d’expérimenter la fabrication de bioéthanol et d’un biopolymère.

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I. L’Ulve : ses caractéristiques, ses dangers et son potentiel

1- Les caractéristiques des ulves

Les algues vertes collectées dans l’étang de Berre sont de la variété ulva rigida, plus

connues sous le nom d’ulve ou de laitue de mer. Ces organismes chlorophylliens se

développent dans les endroits lumineux, peu profonds comme les baies et les lagunes. Leur prolifération est

importante quand le milieu apporte en grande quantité les nutriments comme l’azote, les nitrates ou bien le

phosphore. De plus, les ulves s’adaptent à différentes conditions d’éclairement, de salinité et de température. Les

ulves sont ainsi capables de supporter des températures négatives ou une obscurité durant plusieurs semaines et de

reprendre ensuite leur croissance. En revanche si elles s'échouent, perdant leur eau, elles vont blanchir en raison de

la destruction des pigments chlorophylliens par les rayons ultraviolets. Dans l’étang de Berre, leur prolifération est

importante durant la période hivernale du fait de l’activité accrue de la centrale électrique qui rejette l’eau de

refroidissement provenant du canal de la Durance riche en nitrates (d’après les informations du GIPREB).

Les tableaux ci-dessous donnent la composition générale des ulves.

Composition chimique

Matière sèche (sur poids frais) :

10 - 20 %

Matière minérale (sur M.S) : 17 -

35 %

Glucides (sur M.S) : 41 - 62 %

Protéines (sur M.S) : 7 - 30 %

Lipides (sur M.S) : 1 - 3 %

La composition chimique de l’algue s’exprimant en fonction de la masse sèche, nous avons voulu tout d’abord

estimer la teneur en eau des ulves de la variété « rigida » présente dans l’étang de Berre et déterminer ainsi la

matière sèche MS de ces algues.

Protocole

Une masse initiale d’algues essorées a été pesée puis placée à l’étuve à 105 °C jusqu’à obtention d’une masse

d’échantillon constante.

Les résultats sont récapitulés dans le tableau suivant.

Eprouvettes

Cristallisoirs

Masse à vide

(g)

Masse

d’ulves

humides et

essorées (g)

Cristallisoirs +

masse

d’ulves

séchées (g)

Matière

sèche (g)

%

1 96,62 10,01 98,38 1,76 17,58

2 90,81 10,02 92,52 1,71 17,07

3 99,82 10,02 101,57 1,75 17.47

On obtient une masse moyenne de matière sèche MS de 17.4%

La teneur en glucides pour 100g d’algues fraiches serait donc comprise entre 7et 11g de glucides.

Cette valeur nous sera utile pour la suite afin d’établir un rendement de production de bioéthanol.

Remarque : une étude menée au CEVA par Jennifer Champenois a montré qu’il était possible d’orienter la

composition chimique de ces algues mises en culture en les soumettant à un stress. En effet si les ulves se retrouvent

dans un milieu pauvre en nutriments tel que les nitrates en particulier, leur teneur en glucose ainsi qu’en amidon

augmente au sein de leur tissu.

Matières minérales (moyenne

en % sur M.S)

Magnésium : 6,5

Soufre : 6,5

Sodium : 3,5

Calcium : 3,2

Potassium : 2,5

Phosphore : 0,2

Oligo-éléments (moyenne en

mg/kg sur M.S)

Fer : 870

Iode : 160

Cuivre : 65

Manganèse : 62

Zinc : 58

Bore : 18

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2- Les risques sanitaires

Les ulves s’échouent généralement en quantité assez importante. Les algues situées au-dessus de ces amas se

dessèchent sous l’action du soleil, formant ainsi une croute d’algues blanche imperméable à l’air. Les algues encore

humides situées au centre de l’amas sont donc isolées du dioxygène de l’air et commencent alors à être dégradées

par des bactéries sulfato-réductrices.

Ces bactéries anaérobies, comme les Desulfovibrio, ont la capacité de réduire les sulfates présents dans l’eau, ou

bien le soufre présent dans l’algue, en H2S. Le sulfure d’hydrogène est un gaz irritant, voire nocif à forte dose pour

l’Homme et les animaux, ou lors d’une trop longue exposition. De nombreux incidents ont déjà été recensés, nous

avons donc pris des mesures afin de détecter l’H2S durant nos expériences, de le piéger si possible ou bien d’en

éviter l’apparition (par un traitement thermique des algues). Le travail de manipulation a été effectué sous hotte.

II- Les voies de valorisation

1- Production de bioéthanol

A- Les raisons de ce choix.

Plusieurs éléments nous ont poussées à préférer la production de bioéthanol à celle du bio-ester. Le premier est que

40 à 60% de la matière sèche des ulves, est composée de glucides. Le taux de lipides qu’elles contiennent est lui très faible, il représente seulement 1 à 3% de la composition. Or pour la production de biodiesel une importante quantité

de lipides est nécessaire. De plus, la politique actuelle de l’état français vise à réduire le nombre de véhicules diesel

sur son territoire. Ainsi la production de bioéthanol est donc plus adaptée à ce type d’algues, de par leur composition

riche en sucres et les nouvelles directives gouvernementales. Le bioéthanol, un carburant d’origine végétale, est

fabriqué à partir de sucres fermentescibles. Il est utilisé dans les moteurs à essence mélangé à un carburant fossile.

En France, dans l’essence sans plomb, il y a généralement 5 à 10% d’éthanol ; contrairement au Brésil où ce taux

s’élève à presque 100%.

B- La fermentation alcoolique.

Afin de produire du bioéthanol, nous avons utilisé le processus de fermentation alcoolique, proche de celui effectué pour la production de bière. Pour cela, nous avons donc utilisé des levures de boulanger. Ces levures sont

des organismes microscopiques unicellulaires qui appartiennent au genre Saccharomyces de l’espèce cerevisiae. Ces

micro-organismes ont la particularité de pouvoir survivre en présence ou en absence d’oxygène. Ces deux processus

s’appellent la respiration et la fermentation. En anaérobie, ces levures dégradent dans un premier temps les chaînes

de polysaccharides en sucres simples tel que le glucose grâce à leurs enzymes. Puis elles utilisent ces sucres simples

pour former de l’éthanol. Ce métabolisme produit du dioxyde de carbone, de l’éthanol et produit moins d’énergie

que la respiration mais permet à la cellule de survivre. L’action des levures est meilleure si la température est proche

de 30°C, le pH voisin de 6 et la concentration en ions est faible.

Ce processus de fermentation peut se traduire par le bilan suivant :

C6H12O6 → 2 C02 + 2 C2H5OH

Les ulves, en plus de l’amidon, du glucose, de la cellulose et d’autres substances susceptibles de fermenter,

contiennent des sucres polysaccharides anioniques sulfatés solubles, aussi connus sous le nom d’ulvanes, qui

peuvent être également extraits. Nous ne savons pas dans quelle mesure ils sont fermentiscibles ni si ils

interviennent dans la synthèse d’amidon quand les algues sont placées en situation de stress.

Ces sucres sont composés de motifs qui se répètent dont les principaux sont :

acide ulvanobiouronique 3-sulfate type A acide ulvanobiuronique 3-sulfate type B

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acide ulvanobiose 3-sulfate acide ulvanobiose 2',3-disulfate

Source images : http://www.google.fr/patents/WO2005094588A1?hl=fr&cl=fr

C- Procédés

Pour nos essais de fermentations, nous avons travaillé sur les algues sauvages collectées essentiellement en deux

points de prélèvements, qui sont des zones d’échouage pauvres en sels nutritifs (nitrates et phosphates pour

l’essentiel (mesures effectuées par la société SUEZ). Ainsi nous espérions avoir des algues avec une teneur en

amidon et en glucose significative.

Etape 1 : Collecte des algues

Nous avons récupéré les ulves nécessaires à nos expériences principalement dans l’anse de Ferrières mais aussi près

de la base de voile de Martigues. Les algues ont été prélevées fraiches encore dans leur milieu (non échouées) ou

fraichement échouées, afin que leur composition ne soit pas altérée par un début de décomposition.

Etape 2 : Stockage et traitement

Du fait de la dégradation rapide des ulves, il était important d’agir dans les 48h, ainsi une partie de ces algues a été

mise dans un aquarium avec de l’eau de l’étang. Le reste des algues a été rincé minutieusement à l’eau douce afin

d’éliminer les sulfates et de diminuer la teneur en sel. En effet, cette eau chargée en sulfate participe à la prolifération de bactéries se développant en anaérobie, à l’origine d’hydrogène sulfuré, H2S.

Etape 3 : Fermentation

Avant chaque fermentation les algues ont été broyées à l’aide d’un mixeur afin de faciliter l’action des levures.

Cependant cette variété d’ulve possède une double paroi cellulaire qui est très résistante. C’est la difficulté majeure à

laquelle nous avons été confrontées tout au long de nos essais. Nous avons testé plusieurs traitements afin de

rompre cette paroi.

Remarque 1 : Les conditions de fermentation n’étaient pas optimales, car nous n’avons pas pu maintenir une

température constante. Les températures favorables au développement des levures sont en effet proches de 29°C –

32°C. Nous avons donc joué sur la durée de la fermentation.

Remarque 2 : Pour chaque fermentation nous avons fait un test préalable afin de vérifier la présence d’amidon (avec

la solution de Lugol) ou de sucres réducteurs (Liqueur de Fehling et bandelettes de test du glucose dans un second

temps)

1- Première fermentation test

Lors de la première fermentation, nous avons mixé 300g d’algues égouttées, avant d’y ajouter 700 mL d’eau et 10 g

de levure de boulanger dans un grand erlenmeyer. Nous avons bouché celui-ci en laissant un tube de dégagement

que nous avons glissé dans une éprouvette à gaz.

Montage de la fermentation avec mise en évidence du dégagement gazeux

1. agitateur

2. algues broyées + levures

3. erlenmeyer

4. bouchon percé

5. tube à dégagement

6. cristallisoir 7. eau

8. éprouvette à gaz

9. gaz dégagé

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Conditions physico-chimiques :

• Température : température ambiante (variable entre 18 et 20°C)

• pH = 6

• Agitation magnétique

• Absence de sucres réducteurs et d’amidon

Au cours de la fermentation, nous avons observé une production de CO2 la nuit, mise en évidence par de l’eau de chaux, et de O2 le jour. Nous en avons donc déduit que cela correspondait à la respiration des algues et donc que

celles-ci étaient toujours le siège de la photosynthèse. On a donc isolé de la lumière l’erlenmeyer afin d’améliorer

notre montage.

Cinq jours plus tard, nous avons mis en évidence l’éthanol à l’aide d’un éthylotest.

Nous avons stoppé l’expérience après cinq jours quand la présence de sulfure d’hydrogène a

été détectée par un tampon imbibé d’une solution d’acétate de plomb (seuil de détection :

5ppm, couleur noire).

Nous avons filtré le mélange d’algues et de levures, puis nous avons conservé le filtrat. Nous avons effectué une

distillation simple d’une partie du filtrat (100mL) afin d’en extraire l’éthanol. Nous avons alors réalisé le montage

suivant :

Lors de la distillation, nous avons observé un premier plateau de température à 78°C, ce qui correspond à la

température d’ébullition de l’éthanol. Cependant, nous n’avons pas pu recueillir la fraction correspondante du fait de

son très faible volume. Aussi, nous avons poursuivi la distillation jusqu’à obtenir un volume de 2mL. La température

était alors de 95°C. Nous avons fait deux autres prélèvements de 5mL chacun, à une température comprise entre

95°C et 98°C. Nous avons fait ensuite analyser par chromatographie gazeuse à l’IUT de St Jérôme les échantillons

obtenus afin de confirmer la présence d’éthanol et de la quantifier.

Illustration : Montage de la distillation

simple

Illustration : tampon acétate de plomb

1èrefermentation

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Commentaire de l’expérience

Le dégagement de CO2, malgré qu’il n’ait pas pu être quantifié, était bien révélateur du processus de fermentation.

Cependant au bout du cinquième jour, nous avons pu constater une baisse de ce dégagement de CO2. Nous avons

donc pensé que le milieu était peut être devenu nocif pour les levures ou que d’autres micro-organismes s’y étaient

développés.

Résultats La chromatographie gazeuse (protocole en annexe), nous a permis d’identifier le pic de l’éthanol grâce au dopage

avec un étalon, puis dans une deuxième injection de quantifier la quantité produite. Nous avons ainsi obtenu les

résultats présentés sur le document suivant :

Le premier et le plus grand pic correspond à de l’eau. L’éthanol est lui représenté par le second pic, beaucoup plus

petit.

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Tableau récapitulatif des résultats : Fermentation 1, 300 g d’algues fraîches, soit 52 g de matière sèche.

FRACTION

VOLUME

en mL

TEMPERATURE

en °C

% MASSIQUE ETHANOL

1 2 78 - 95 1.60

2 5 95 – 98 0.75

3 5 95 - 98 0.16

Calcul de la masse m1 d’éthanol produite pour 100 g d’algues fraiches :

En rassemblant le pourcentage massique d’éthanol des différentes fractions on détermine la masse mi d’éthanol pour

100 mL de filtrat :

�� =1.60 ∗ 2

100+0.75 ∗ 5

100+0.16 ∗ 5

100= . ����pour100mLdefiltrat

Pour le volume total de filtrat récupéré après fermentation de 300 g d’algues fraiches, égal à 700 mL, cela conduit à

une masse totale mt d’éthanol estimée à: mt = mi x 7

Soit une masse m1 d’éthanol produite pour 100 g d’algues fraiches égale à � =!"#$

%

Ce calcul donne une masse de 181mg d’éthanol pour 100g d’algues fraiches équivalent à 17 g de matière sèche.

On peut exprimer ce résultat sous forme de rapport massique, que nous appellerons par la suite « rendement » de la

fermentation :!&''(é)*+,-.

!&''(/+)"è012é3*1= 1,1%

Comparaison avec le volume d’éthanol produit à partir d’autres bio-ressources

Afin d’effectuer cette comparaison, il faut estimer le volume d’éthanol produit, exprimé en litre par tonne de matière

sèche.

Pour 17 g de matière sèche le volume d’éthanol obtenu est 6 =!7

8é)*+,-.

Soit pour 1 tonne de matière sèche un volume total 69 =!7

8é)*+,-.×

;<

$ =

;, = × ;>?× ;<

;,$=@× $= 13 L

TABLEAU COMPARATIF DES RENDEMENTS

Matières Premières Rendement par L/tonne

Betteraves 92

Cannes à sucres 85

Blé (grain) 370

Mais (grain) 400

Orge (grain) 320

Ulves (matière sèche) 13

Pour l’année 2015, avec la collecte sur l’anse de Ferrières à Martigues de 400,1 tonnes, on aurait pu produire environ

720 kg d’éthanol soit 916 L.

Le comparatif montre que cette première production est loin des meilleurs résultats obtenus avec le blé ce qui nous a

incités à améliorer le protocole.

2- Fermentation avec prétraitement thermique

Afin de retarder, ou bien même de réduire la production d’hydrogène sulfuré, nocive pour les levures, et de faciliter

le broyage des algues, nous avons décidé de changer quelques paramètres de notre expérience. Nous avons

entrepris de chauffer ou de faire bouillir les ulves pendant des durées variables. Par cette méthode nous voulions tuer les bactéries sulfato-réductrices et pensions améliorer l’extraction des glucides et donc le rendement de la

fermentation.

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Le dégagement de dioxyde de carbone était toujours présent, par contre la production d’hydrogène sulfuré s’en est

trouvée ralentie comme souhaité. En effet, son dégagement est apparu plus tard par rapport à la première

fermentation, et sa concentration était elle aussi moins importante. Le tampon d’acétate de plomb était beaucoup

moins noir.

Cependant cette fermentation ne s’avéra pas fructueuse, car nous avons obtenu une quantité infime d’éthanol, non

quantifiable par chromatographie gazeuse. Ceci correspond à la fermentation 2 du tableau de synthèse.

Commentaire de l’expérience : Aux vues des résultats, nous avons émis l’hypothèse que les bactéries anaérobiques endogènes, tuées par le chauffage, auraient peut-être un rôle dans le processus de fermentation.

3- Fermentation avec prétraitement chimique Nous avons donc décidé pour la fermentation suivante (fermentation 3 du tableau de synthèse), de préalablement

broyer les algues et de les plonger dans une solution d’acide chlorhydrique à 1.5 mol.L-1, pendant quelques jours.

Cette manipulation avait pour objectif de faciliter l’extraction des glucides de la paroi des cellules des algues puis de

briser les chaines d’amidon et d’ulvanes pour obtenir des sucres de plus petite taille tels que le rhamnose le

galactose, le glucose et le xylose.

Nous avons broyé en tout 38.37g d’algues fraîches.

N’ayant pas de plus fort grossissement, nous n’avons pas pu mettre en évidence par observation microscopique l’effet de l’acide sur les parois des cellules.

Par contre, nous avons réalisé un test à liqueur de Fehling, afin de mettre en évidence les

sucres réducteurs (dont le glucose) contenus dans le surnageant. Le test s’est avéré positif

contrairement au test amidon qui lui était négatif. Nous avons donc procédé à la

fermentation.

1. Test surnageant algues

2. Test témoin

3. Liqueur de Fehling

Nous avons neutralisé la solution à fermenter avec de la soude (basique) afin d’obtenir un pH favorable au

développement des levures (5-6). Nous avons laissé la fermentation se faire pendant une quinzaine de jours. Nous avons ensuite filtré le tout puis

effectué un second test à la liqueur de Fehling. Cette fois-ci le test s’est révélé négatif, ce qui nous a laissé penser que

les levures avaient bien utilisé les sucres réducteurs afin de produire de l’éthanol. Pour vérifier cela, nous avons

réalisé une autre distillation simple. Nous avons donc distillé le filtrat de notre fermentation. Durant ces distillations

nous avons recueilli trois fractions à 95°C -98°C, de 10 mL chacune.

Observation microscopique d’une coupe

d’algue non traitée X 60 /0.85

Observation microscopique d’une

coupe d’algues après traitement acide

X 60 /0.85 (peu exploitable)

1. 2. 3.

Algues après traitement [ H3O+(aq)

+Cl-(

aq)] (1.5mol/L) (droite) durant

20s (gauche), algues fraîches

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Commentaire de l’expérience

A l’issu de la fermentation, nous avons fait les tests pour mettre en évidence les sucres réducteurs et l’amidon qui se

sont avérés négatifs. Cela peut s’expliquer par la consommation de ceux-ci par les levures. Nous avons ensuite voulu

vérifier la présence d’éthanol grâce à l’éthylotest, qui s’est révélé positif. Malheureusement, les résultats de

chromatographie ne donnent que 0,3% de rendement. Ceci peut en partie être dû à la faible masse initiale d’algues

mises à fermenter par rapport aux autres essais réalisés. Bien que la concentration des solutions acide et basique

utilisées ne soit pas trop élevée, la présence d’ions a pu nuire à l’efficacité des levures (pression osmotique trop

élevée).

4- Fermentations avec traitements enzymatiques

1- Action de l’amylase

Pour s’affranchir du risque de production de sulfure d’hydrogène, nous avons décidé de maintenir la décoction

préalable des algues mais ajouter de l’amylase (sous forme de comprimé, vendu en pharmacie) dans le but de

raccourcir les glucides à longues chaînes (comme l’amidon) en unités plus petites en brisant les liaisons glycosidiques

et faciliter ainsi le travail des levures. L’amylase a une action optimale pour une température proche de 60°C et un pH

voisin de 6. Ce traitement aurait facilité l’action des levures. De plus, pour améliorer l’action des levures nous les

avons affamées en les agitant dans une solution aqueuse en l’absence de nutriment. Afin, nous avons choisi de

congeler les algues pour faciliter l’éclatement des cellules. Cette fermentation est désignée par le numéro 4 dans le

tableau récapitulatif. Avant la mise en fermentation les tests au Lugol et à la liqueur de Fehling ont confirmé la présence d’amidon et de

cellulose ainsi que de sucres réducteurs. De plus le test du glucose à la bandelette s’est avéré positif.

Résultat : La chromatographie n’a révélé que des traces non quantifiables d’éthanol.

2- Action supplémentaire de la cellulase et de la pectinase.

Constatant que l’amidon, malgré tous les traitements thermiques et mécaniques, restait piégé majoritairement dans

les cellules, nous avons donc cherché un moyen plus efficace pour casser les parois cellulaires.

Pour cela, nous avons utilisé d’autres enzymes, telles que la cellulase et la pectinase. Ces enzymes avaient pour objectif de dégrader les parois rigides des algues et de perméabiliser celles-ci afin de libérer non seulement l’amidon

mais aussi la cellulose et la pectine, présents dans la paroi cellulaire de l’algue, et de décomposer ces dernières. Leur

action est optimale pour une température de 50°C et un pH voisin de 6. Elles sont dégradées si la température

devient trop élevée.

Ceci correspond à la fermentation 5 du tableau.

Résultat : le rendement obtenu est de 1,4 %.

5- Fermentation à partir d’algues séchées

Nous avons tenté de faire une fermentation à partir d’algues que nous avions laissées sécher à l’air en les étalant,

puis que nous avons réduites en une poudre très fine par broyages successifs.

Par la suite nous avons mis cette poudre dans de l’eau puis avons fait subir à la solution obtenue le traitement

enzymatique complet.

Résultat : le rendement obtenu est de 3,4 %.

D- Bilan

Nous avons répertorié nos différentes fermentations dans le tableau en page 14.

Nos différents essais de fermentation nous conduisent à proposer, à ce stade de notre recherche, les protocoles qui

ont permis d’obtenir les meilleurs rendements.

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Sur algues fraîches :

• Mise en condition de stress des algues dans un milieu pauvre en sels nutritifs (Mois de 48h pour éviter la

décomposition)

• Rinçage

• Broyage

• Congélation-décongélation

• Ajout d’eau pour couvrir les algues et mélange porté à ébullition (2heures)

• Refroidissement jusqu’à 50°C et contrôle du pH (=6)

• Ajout de cellulase et pectinase, agitation (2heures) à 50°C

• Ajout d’amylase, agitation (2 heures) toujours à 50°C (pour ne pas dégrader les deux autres enzymes)

• Refroidissement à 30°C et ajout de levures affamées pendant 24 H

• Agitation dans le noir dans un récipient bouché pendant 6 jours

Sur algues sèches :

• Rinçage

• Broyage double

• Mise en eau

• Ajout de cellulase et pectinase, agitation (2heures) à 50°C

• Ajout d’amylase, agitation (2 heures) toujours à 50°C (pour ne pas dégrader les deux autres enzymes)

• Refroidissement à 30°C et ajout de levures affamées pendant 24 H

• Agitation dans le noir dans un récipient bouché pendant 6 jours

A l’issue de nos différentes distillations, nous avons voulu calculer le rendement qu’auraient nos fermentations à

grande échelle. Pour cela nous avons effectué plusieurs calculs par conjecture, comme ceux effectués pour la

fermentation 1.

Estimation de la quantité potentielle d’éthanol Lors de la fermentation 5 pour laquelle nous avions entrepris un prétraitement thermique et enzymatique nous

avions produit, d’après nos calculs, 230 mg d’éthanol pour 100 g d’algues fraiches.

On obtiendrait ainsi 17 L d’éthanol par tonne de matière sèche d’ulves.

Pour la fermentation 6, cela produirait 43 L d’éthanol par tonne de matière sèche d’ulves.

Ces deux taux de production restent inférieurs au rendement obtenu avec la canne à sucre de 85 L/tonne. Cependant

notre production est artisanale mais un avantage majeur est que cette bio-ressource n’utilise pas de surface agricole

contrairement à celles utilisées industriellement dans la production de bioéthanol.

Conclusion, difficultés et limites

Comme pour l’épandage et les autres modes de valorisation, il semblerait qu’il faille traiter les algues dès leur

ramassage, avant qu’elles n’aient eu le temps de se dégrader. Egalement nous n’avons pas pu, pour des raisons de

matériel, garantir à nos levures une température optimale, comprise entre 29°C et 30°C. L’extraction des

macromolécules nécessite de nombreux traitements, notamment enzymatiques. Selon des études du CEVA, il est possible de favoriser la production de sucres en « stressant » les algues. Cependant il ne faut pas oublier que la

composition en sucres peut varier selon la saison et les conditions de prolifération.

14

Tableau récapitulatif des fermentations

Condition/traitement Fermentation 1 Fermentation 2 Fermentation 3 Fermentation 4 Fermentation 5 Fermentation 6

Condition de ramassage

Lieu :

Date :

Masse d’algues traitées

Algues fraiches /pleine eau Anse de Ferrières

Jan-16

300g

Algues fraiches /pleine eau Anse de Ferrières

Jan-16

250g

Algues conservées en

aquarium Anse de Ferrières

Jan-16 38g

Algues fraiches /pleine eau Anse de Ferrières

Jan-16

490g

Algues fraiches / échouées Anse de Ferrières

nov-16 250g

Algues séchées Anse de Ferrières

oct-16

21g

Prétraitement

Rinçage et essorage

Broyage simple Double broyage

oui oui

-

oui oui

-

oui oui

-

oui oui

oui

oui oui

oui

oui oui

oui

Traitement thermique

Congélation Chauffage

non

-- --

oui

-- Bouillies 15mn

Non

-- --

oui

oui (-18°C) bouillies 1 heure

oui

- bouillies 2heures

Séchage à l’air

température ambiante

Traitement chimique

Hydrolyse acide non non

oui HCl à 1.5mol/L et

neutralisation par NaOH

non non non

Traitement enzymatique

Amylase Cellulase/ pectinase

non non non

oui 1 comprimé

--

oui 1 comprimé

--

0.5g/0.5g

oui 1 comprimé

--

0.5g/0.5g

Masse de levure Conditionnement de levure

10g non

20g non

5g non

20g oui

20g oui

15g oui

Volume d’eau 700mL 700mL 250mL 1.7L 900mL 700mL

Agitation oui oui non oui oui oui

obscurité oui oui oui oui oui oui

température 18/20°C 15/18°C 15/18°C 18/20°C 18/20°C 18/20°C

durée 5 jours 7 jours 15 jours 5 jours 6 jours 7 jours

Présence de H2S oui traces non non non non

pH initial test glucose début fermentation test amidon début fermentation

6 négatif

négatif

6 négatif

négatif

5 positif négatif

6 positif positif

6 positif positif

6 négatif positif

Résultats chromatographiques :

m éthanol/100g algues fraiches

% : m (éthanol)/m (matière sèche)

181 mg

1.1%

Trace non quantifiable

--

54 mg

0.3 %

Trace non quantifiable

--

230mg

1.4 %

Sans objet (algues sèches)

3.4%

15

2- Production d’un biopolymère

A. Les raisons de ce choix

Le nombre importants d’ulves sur nos côtes pourrait s’avérer être une agro-ressource intéressante pour le

développement d’agro matériaux biodégradables ayant un faible impact sur l’environnement.

En effet, les algues pourraient être à l’origine de biopolymère de nouvelles générations, qui ne rentrent pas en

compétition avec l’alimentation humaine, car ils ne nécessitent pas de culture de terres agricoles. De plus, la culture

des algues, qui ne demande que très peu d’entretien, ne nécessite pas l’emploi d’engrais, bien au contraire celles-ci

utilisent les nutriments présents dans leur milieu, tel que les apports en azote, issus de pollution afin de se

développer. La croissance rapide des ulves ainsi que leur ramassage facile sont d’autres arguments en faveur des

algues. Cela pourrait donc être une solution d’avenir pour la substitution des produits pétrochimiques, notamment

des bio-polymères.

A notre niveau, nous avons fait quelques expériences pour tester la faisabilité d’un film plastique à base d’algues.

Pour cela nous nous sommes donc inspirées d’un procédé utilisant de l’amidon pour faire du bioplastique.

B. Biopolymère à base d’algues

Nous avons effectué plusieurs essais afin de créer un film polymère à partir d’algues en utilisant un procédé analogue

à celui utilisé pour les polymères à base d’amidon de riz ou de maïs. Il faut savoir que l’amidon, qui se trouve dans la plupart des plantes, est un polymère biobasé, c’est-à-dire une

macromolécule issue de la biomasse. C’est un polysaccharide d’origine végétale composé de deux fractions

polysaccharidiques : l’amylose et l’amylopectine (se colore en bleu en présence d’iode). Ces deux derniers sont des

polymères de glucose.

Structure de l’amidon

" Principes de Biochimie" - Horton et al. (1994) -

Ed. DeBoeck Universités

Cependant, il faut savoir que les bioplastiques ou biopolymères à base d’algues commencent à peine à être

commercialisés. Seules quelques entreprises ont mis au point des matériaux utilisant des algues comme matière

première. Les entreprises telles qu’Algopack ont développé des bioplastiques à base d’algues biodégradables. Les

informations portant sur ce sujet sont donc très bien gardées, nous avons donc dû improviser et nous adapter.

Pour produire du bioplastique nous avons donc suivi le protocole suivant.

1- Traitement des algues avant formulation

Nous avons traité de différentes manières nos algues avant de réaliser nos expériences :

• Traitement thermique

Nous avons fait subir aux algues différents traitements thermiques. Nous en avons laissé une partie à

température ambiante, et avons congelé l’autre partie. Dans l’optique de fragiliser encore plus la paroi des

cellules végétales (pour libérer un maximum de substances), nous les avons fait bouillir.

• Traitement enzymatique

Nous avons utilisé les mêmes enzymes que lors de nos fermentations (cellulase, pectinase), toujours dans

l’objectif de faciliter « l’extraction » des polysaccharides.

16

• Filtration

Une fois les traitements préalables effectués, nous avons réalisé une filtration à chaud dans une gaze. En effet,

l’amidon est soluble dans l’eau à température élevée, ainsi cela nous permettrait de bien séparer l’amidon des

algues. Sont certainement extraites aussi les ulvanes, la cellulose et d’autres substances solubles à chaud dans l’eau. Le résidu de filtration, après rinçage à chaud, a été pressé pour obtenir le plus de substance possible.

2- Formulation

La principale difficulté a été de ne pas connaitre la composition du filtrat en macromolécules susceptibles de

polymériser, ni leurs concentrations.

Nous avons toutefois constaté la nécessité de concentrer le filtrat avant de réaliser les formulations de bio-

polymères. La quantité d’algues initiales est d’environ 500 g.

Protocole :

1- Après traitements initiaux, Concentration d’un filtrat jusqu’à un volume de 50 mL. 2- Ajout de 2mL de glycérol à 50%

3- Ajout de 3mL de solution aqueuse d’acide chlorhydrique C=0,1 mol.L-1

4- Agitation sur plaque chauffante pour porter le mélange à ébullition pendant 30 min

5- Préparation coulée dans une boite de Pétri

6- Mise à l’étuve à 60°C pour séchage pendant la durée nécessaire.

Nous avons utilisé une solution aqueuse d’acide chlorhydrique afin de déstructurer le grain d’amidon, et peut être

les autres macromolécules extraites. Cette hydrolyse chimique nous a permis de séparer notamment l’amylose et

l’amylopectine.

Le glycérol sert ici de plastifiant. En effet, il n’agit pas directement, il permet juste d’augmenter le volume libre entre

les chaînes. Ainsi, il diminue leurs interactions et favorise leur mouvement les unes par rapport aux autres. Le film

plastique sera donc plus résistant aux flexions et à la tension. Le chauffage aide à l’hydrolyse et à la mise en forme.

3- Mise en évidence de quelques propriétés physiques

Les films obtenus par ce procédé, sont plus ou moins souples et étirables, mais tous sont fins, colorés et de texture

hétérogène. Nous avons essayé de les caractériser par différentes mesures.

a) Elongation et comparaison avec d’autres films polymères

Afin de caractériser la résistance à une force de traction des biopolymères produits, nous avons effectué des mesures

d’élongation à l’aide du montage présenté ci-après. Nous l’avons comparé à d’autres films polymères disponibles sur le marché et à des films polymères produits au laboratoire à partir d’amidon de maïs.

Les films avaient tous une longueur de 7,5 cm et une largeur de 1,5 cm. L’épaisseur en revanche est variable d’un film

à l’autre, inférieure ou égale au millimètre. L’étude comparative est présentée sur les graphiques suivants.

L’expérience menée sur les 3 films polymères d’algue, montre que ceux-ci sont comparativement assez étirables,

mais la rupture n’intervient pas pour la même force appliquée ni la même élongation relative d’un film d’algue à

l’autre. Pour le film 1, la rupture s’est produite pour une force appliquée de 2,5 N et une élongation relative de 34 %

alors que le film 3 est plus étirable puisque la rupture est intervenue pour une force appliquée de 5,2 N à une

élongation relative de 100 %. Le film 2 est beaucoup moins étirable que les deux autres mais beaucoup plus résistant

puisque même pour une force appliquée de 10 N le film ne s’est pas rompu ; son comportement se rapproche du film

produit à partir d’amidon de maïs. La quantité relative de glycérol par rapport à la quantité de macromolécules polymérisables qui est variable d’un film à l’autre, semble avoir une incidence sur les propriétés mécaniques du film

produit.

Toutefois ces mesures ne sont qu’indicatives, car elles n’ont pu être réalisées qu’une seule fois par film. En effet, nous

manquons de matière première pour produire des films à base d’algues en grande quantité. Un plus grand nombre

de mesures aurait permis d’affiner ces premiers résultats.

17

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0 1 2 3

Elo

ng

ati

on

re

lati

ve

(%

)

Force (N)

Film algues n°1

0

2

4

6

8

10

12

0 5 10 15

Elo

ng

ati

on

re

lati

ve

(%

)

Force (N)

Film algues n°2

Montage pour la mesure d’élongation Film biopolymère après rupture

0

20

40

60

80

100

120

0 2 4 6

Elo

ng

ati

on

re

lati

ve

(%

)

Force (N)

Film algue n°3

0

2

4

6

8

10

12

14

0 2 4 6 8

Elo

ng

ati

on

re

lati

ve

(%

)

Force (N)

Bioplastique d'amidon

0

20

40

60

80

100

0 2 4 6 8

Elo

ng

ati

on

re

lati

ve

(%

)

Force (N)

Sachet en "amidon"

rupture

0

50

100

150

200

250

300

350

0 1 2 3 4

Elo

ng

ati

on

re

lati

ve

(%

)

Force (N)

Film alimentaire

rupture

rupture

rupture

18

b) Solubilité Dans l’eau : Les tests de solubilité dans l’eau ont été réalisés à température ambiante et à 60°C, sous une forte

agitation. Nous avons effectué cette expérience sur les polymères suivants : Amidon de maïs (sac du commerce), film

alimentaire, plastique hydrosoluble, film d’amidon et d’algues (issus de nos expériences).

Nous avons découpé en petite lamelles l’équivalent de 0,5 g pour tous les polymères testés. Nous les avons mis dans

30 mL d’eau déminéralisée. Nous avons regroupé nos observations dans le tableau suivant :

Polymères Eau à température ambiante Eau à 60°C

Observations

Papier hydrosoluble Dissolution totale au bout de 3min30

Solution devenue opaque

Mêmes observations au bout de 2min 15

Film d’algues Gonflement au bout de 3min30

Dissolution totale au bout de 15min

Gonflement au bout de 2min30

Dissolution partielle au bout de 7min30

Dissolution totale au bout de 10min

Film d’amidon (maïs) Dissolution totale au bout de 42h

Solution opaque

Solution opaque 7min30

Fragmentation au bout de 15min

Dissolution totale au bout de 42min

Amidon de maïs (sac) insoluble insoluble

Film alimentaire insoluble insoluble Dans un solvant apolaire : Nous avons effectué un second test de solubilité dans un solvant apolaire, afin de pouvoir,

par la suite, déterminer la masse volumique de notre matériau. En effet, nous avions besoin d’un solvant qui n’avait

aucun effet sur les biopolymères produits. Nous avons effectué cette expérience avec du cyclohexane.

Polymères Cyclohexane à température ambiante Cyclohexane à 81°C (montage à reflux)

Observations

Film d’algues En contact pendant 48h

Aucun changement notable

En contact pendant 2h30

Aucun changement notable

c) Mesure de masse volumique

Par la suite, nous avons voulu déterminer la masse volumique des biopolymères. Pour cela, nous avons utilisé un

vase à trop plein de 250 mL, une éprouvette de 10 mL et du cyclohexane afin de mesurer le volume de notre

échantillon. Nous avons choisi ce solvant car, comme indiqué précédemment, les bioploymères produits y sont

insolubles à chaud et à froid et ne gonflent pas.

Nous avons utilisé un morceau de biopolymère ayant les dimensions approximatives suivantes : longueur 5,8 cm,

largeur 2,2 cm et une épaisseur comprise entre 2 et 3 mm.

� Mesure de la masse : 3.07 g ± 0.06 g

� Mesure du volume :

L’expérience a été réalisée 3 fois, en voici les résultats : Déplacement de 2,0 mL ± 0,2 mL de cyclohexane

� Détermination de la masse volumique du polymère : 1,5 g/cm3 ± 0,2 g/cm3

On peut comparer la masse volumique du biopolymère produit à celle des polymères disponibles sur le marché :

Caoutchouc naturel : 0.92-0.99 g/cm3 ; PVC : 1.4g/cm3 ; Silicone : 1.3 g/cm3

Conclusion Le procédé de synthèse de biopolymères, à partir d’algues, reste encore confidentiel. Ainsi, nous avons expérimenté

la production d’un biopolymère à partir des macromolécules extraites par actions cumulées des traitements

thermique, mécaniques et enzymatiques. La composition de ce film reste inconnue, la composition en

macromolécules polymérisables non maitrisée par faute de pouvoir faire les analyses nécessaires et donc la

formulation reste hasardeuse. Nous avons pu mettre en évidence quelques premiers éléments de caractérisation

physique : il peut être étirable et se dissout bien dans l’eau.

19

Conclusion Depuis plusieurs années, des recherches sont menées pour valoriser ces algues responsables de marées vertes

gigantesques qui défigurent le littoral et nous incommodent.

Ces algues offrent en fait un large potentiel tant par la diversité de leurs constituants, par leur remarquable capacité

d’adaptation et leur robustesse que par leur abondance et la réserve inépuisable en biomasse qu’elles représentent.

De plus, leur culture est très aisée et leur croissance excessivement rapide (153T/ha/an pour l’ulva armoricana).

Leur mode de développement fait objet d’étude en particulier pour optimiser la teneur en sucres fermentescibles et

accroire leurs réserves en amidon afin de pouvoir les exploiter pour le bioéthanol et les bio-polymères. Mais ces algues présentent aussi d’autres ressources intéressantes car elles renferment des molécules qui intéressent

l’industrie pharmaceutique et cosmétique. On pourrait aussi parler de la formidable réserve en cellulose qu’elle

représente pour l’industrie du papier.

Cependant, il nous est apparu, lors de nos expériences, que la principale difficulté était justement de rompre les

parois cellulaires très résistantes de l’algue pour en extraire les macromolécules intéressantes.

Une seconde difficulté sera d’apprécier le moment opportun de collecter les algues fraichement échouées pour

qu’elles recèlent des concentrations en substances exploitables les plus élevées. En effet les taux de glucose et

d’amidon, par exemple, sont moindres si l’algue est collectée en pleine eau ou si elle est échouée depuis trop

longtemps, car elle aura consommé tous ses sucres de réserve. Ces deux contraintes sont à prendre en compte quelle

que soit la valorisation envisagée. Dans la perspective du développement durable, on pourrait alors imaginer la mise en place d’une économie circulaire

centrée sur les ulves qui sont des ressources renouvelables par excellence. Avec 300 000 tonnes d’algues par an, une

culture en bassin pourrait être envisageable. Les bassins seraient alors alimentés en CO2 par des unités de

méthanisation des lisiers, les algues seraient nourries par l’apport de nitrates qui en découle. Ainsi, les ulves

pourraient fournir à la demande, par extraction sélective, des molécules telles que l’amidon, la cellulose et les

ulvanes. Les résidus des extractions pourraient eux être utilisés comme engrais, azote et le phosphore seraient ainsi

« recyclés », la cellulose pourrait-elle être utilisée dans la méthanisation ou dans les usines de papier. Quant au

problème du sulfure d’hydrogène, il serait piégé par des sels de fer sous forme de sulfure de fer. Il serait envisageable

de récupérer le soufre pour l’industrie des pneumatiques.

En ce qui concerne l’étang de Berre, il est très peu probable que les ulves soient valorisées autrement qu’en compost.

En fait, le problème majeur est l’apport d’eau douce chargée en nitrate. Des associations se battent pour la

réhabilitation de cet étang et ne sont donc pas favorables à la valorisation de ces algues invasives. Si à terme nous

réussissons à diminuer cette quantité d’eau douce, les algues diminueront elles aussi et l’étang retrouvera une

salinité plus importante, permettant le retour d’un écosystème marin plus varié.

20

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SeaBioPlas Project Video / News / ALGUES PRODUITS / PRODUITS & SERVICES / CEVA - Centre d&apos;Etude et de Valorisation

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